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Aus dem Institut für Pharmakologie, Toxikologie und Pharmazie der Tierärztlichen Hochschule Hannover __________________________________________________________ Untersuchung zur Dexamethasonverteilung im Katzenauge nach lokaler Applikation INAUGURAL-DISSERTATION Zur Erlangung des Grades einer Doktorin der Veterinärmedizin (Dr. med. vet.) durch die Tierärztliche Hochschule Hannover Vorgelegt von Julia Bessonova aus Uchta, Russland Hannover 2006

Aus dem Institut für Pharmakologie, Toxikologie und Pharmazie · stellt die Orbita einen umschlossenen Raum dar, in dem sich der Bulbus oculi, N. opticus und andere Nerven, die extraokulären

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Aus dem Institut für Pharmakologie, Toxikologie und Pharmazie der Tierärztlichen Hochschule Hannover

__________________________________________________________

Untersuchung zur Dexamethasonverteilung im Katzenauge nach lokaler Applikation

INAUGURAL-DISSERTATION

Zur Erlangung des Grades einer

Doktorin der Veterinärmedizin

(Dr. med. vet.)

durch die Tierärztliche Hochschule Hannover

Vorgelegt von

Julia Bessonova aus Uchta, Russland

Hannover 2006

Wissenschaftliche Betreuung: Univ.-Prof. Dr. M. Kietzmann

1. Gutachter: Univ.-Prof. Dr. M. Kietzmann

2. Gutachter: Prof. Dr. M. H. Boevé

Tag der mündlichen Prüfung: 08.11.2006

Meinen Eltern und meinem Mann

1 EINLEITUNG 11

2 LITERATURÜBERSICHT 12

2.1 Aufbau des Katzenauges 12

2.1.1 Augenhöhle, Orbita 12

2.1.2 Augenlider 13

2.1.3 Augapfel, Bulbus oculi 15

2.1.4 Sclera und Cornea 15

2.1.5 Netzhaut, Retina 19

2.1.5.1 Pars optica retinae 19

2.1.5.2 Pars ceca retinae 22

2.1.6 Tränenapparat, Apparatus lacrimalis 23

2.1.7 Augenkammern und Kammerflüssigkeit 25

2.1.7.1 Kammerwasserbildung 25

2.1.7.2 Kammerwasserabfluss 28

2.1.8 Glaskörper, Corpus vitreum 29

2.1.9 Regenbogenhaut (Iris) 29

2.1.10 Linse, Lens 31

2.2 Corticosteroide 34

2.2.1 Glucocorticoide 34

2.2.2. Synthese und Sekretion 35

2.2.3 Wirkung der Glucocorticoide 36

2.2.3.1 Allgemeine Wirkmechanismen 37

2.2.3.2 Wirkungen auf den Stoffwechsel 39

2.2.3.3 Wirkungen auf den Wasser- und Elektrolythaushalt 40

2.2.3.4 Wirkungen über den Mineralocorticoidrezeptor 40

2.2.3.5 Wirkungen über den Glucocorticoidrezeptor 41

2.2.3.6 Wirkungen auf das cardiovaskuläre System 41

2.2.3.7 Wirkungen am ZNS 42

2.2.3.8 Wirkungen auf das Blut, die Skelettmuskulatur und das

Wachstum 43

2.2.3.9 Antiinflammatorische und immunsuppressive Wirkungen 43

2.2.4 Nebenwirkungen der Glucocorticoide 44

2.2.5 Cortisol und seine synthetischen Derivate 46

2.2.6 Pharmakokinetik von Ophtalmica 49

3 MATERIAL UND METHODE 52

3.1 Geräte 52

3.2 Verbrauchsmaterialien 52

3.3 Medikament 53

3.4 Chemikalien und Reagenzien 54

3.5 Patientengut 54

3.5.1 Klinische Untersuchung 57

3.5.2 Spezielle ophthalmologische Untersuchung 57

3.6 Probengewinnung und Lagerung 58

3.7 Versuchsaufbau 58

3.7.1 Enukleation der Bulbi oculi 59

3.7.2 Entnahme des Kammerwassers 60

3.7.3 Entnahme von 3. Augenlid, Cornea, Iris und Linse 61

3.7.4 Entnahme von Glaskörperanteilen und der Retina (Choroidea) 61

3.8 Probenaufarbeitung 61

3.9 Radioimunassay (RIA) 62

3.9.1 Prinzip 62

3.9.2 Spezifität des Antiserums 64

3.9.3 Puffer und Lösungen 64

3.9.3.1 Gelatine-Phosphat-Puffer (GPP) 65

3.9.3.2 Dextran-Aktivkohle-Suspension 65

3.9.3.3 Dexamethason-Standardreihe 65

3.9.3.4 3H-Dexamethason-Lösung 65

3.10 Untersuchung der Proben 66

3.11 Kalibrationskurve und Berechnung 68

3.12 Statistische Auswertung 68

3.13 Wiederholbarkeit und Nachweisgrenzen 69

4 ERGEBNISSE 72

4.1 Dexamethasonkonzentrationen in den einzelnen Kompartimenten

des Katzenauges 71

5 DISKUSSION 82 5.1 Fragestellung und Patientengut 82

5.2 Lokale Behandlung des Auges 83

5.3 Glucocorticoide am Auge 84

5.3.1 Dexamethason in der Cornea und im 3. Augenlid 86

5.3.2 Dexamethason im Kammerwasser 86

5.3.3 Dexamethason in der Iris 87

5.3.4 Dexamethason in der Linse, dem Glaskörper und der Retina 89

5.4 Therapeutisch wirksame Konzentration 91

6 ZUSAMMENFASSUNG 93 7 SUMMARY 95 8 LITERATURVERZEICHNIS 97 9 ANHANG 116 Verzeichnis der Abbildungen 116

Verzeichnis der Tabellen 119

DANKSAGUNG 122

Abkürzungen A, Aa. Arteria, Arteriae

Abb. Abbildung

ACTH Adrenocorticotropes Hormon

Ag Antigen

Ag* markiertes Antigen (3H-Dexamethason)

Ak Antikörper

cAMP zyklisches Adenosinmonophosphat

cpm counts per minute

CRH Corticotropin-Releasing-Hormon

DNA Desoxyribonukleinsäure

d.h. das heisst

DHEA Dehydroepiandrosteron

DXM Dexamethason

EEG Elektroenzaphalogramm

EKH Europäsche Kurzhaar (Katzenrasse)

ENaC epitheliale Natriumkanal

et al. et alii

Fa. Firma

FeLV Felines Leukämie Virus (Katzenleukose)

FIP Feline Infektiöse Peritonitis" (ansteckende

Bauchfellentzündung)

FIV Felines Immundefizienz-Virus

g Gramm

GC Glucocorticoide

GCR Glucocorticoid-Rezeptor

GPP Gelatine–Phosphat –Puffer

GRE Glucocorticoid-responsiven Elemente

HPA Hypothalamisch-hypophysär-adrenale Achse

HSP Hitzeschockprotein

kg Kilogramm

Konz. Konzentration

Lsg. Lösung

mg Milligramm

ml Milliliter

MR Mineralocorticoidrezeptor

mRNA messenger Ribonukleinsäure

ng Nanogramm

N. Nervus

NPE nicht pigmentierte Epithelium

NG Nachweisgrenze

NNR Nebennierenrinde

NSB Non-specific binding (unspez. Bindung)

PE pigmentierte Epithelium

pg Picogramm

Procc. Processus (Plural)

RIA Radioimunassay

SGK-Kinase Serum-and glucocorticoid-induced kinase

TC Total count (Gesamtradioaktivität)

u. und

U Umdrehungen

v.a. vor allem

Vk Verteilungskoeffizient

z.B. zum Beispiel

ZNS Zentralnervensystem

z.T. zum Teil

µg Mikrogramm

µl Mikroliter

Einleitung

11

1 Einleitung Entzündete und tränende Augen sind häufige Beschwerden, mit welchen vor allem

jüngere Katzen zu kämpfen haben. Die Konjunktivitis (Bindehautentzündung) ist bei

der Katze niemals eine Bagatellerkrankung, und häufig sind gleichzeitig andere

Symptome wie Schnupfen vorhanden. Es lohnt sich in solchen Fällen die Ursache

der Augenentzündung abzuklären und eine spezifische Therapie einzuleiten, damit

keine Langzeitschäden entstehen können. Ursächlich kommen für eine Entzündung

am Auge z.B. Fremdkörper, einwachsende Haare oder Allergien in Frage. In dieser

Übersicht wird aber auf die weitaus häufigeren infektiösen Ursachen und die

diagnostischen Möglichkeiten eingegangen.

Glucocorticoide stellen eine in der Behandlung des Auges häufig zum Einsatz

gelangende Stoffgruppe dar. Bei entzündlichen Erkrankungen kann ihr Einsatz

aufgrund ihrer starken antiinflammatorischen und imunsuppressiven Wirkung von

großem Nutzen sein, er sollte jedoch nicht ohne gründliche Abwägung der Risiken

geschehen.

Das Ziel der Arbeit ist die Untersuchung der Verteilung von Dexamethason in den

Kompartimenten des Auges nach Anwendung einer handelsüblichen Augensalbe

(Isopto®-Dex) und einer Augentropfsuspension (Isopto-Dex ®). Die diesbezüglichen

Kenntnisse sind noch unzureichend. Durch die Untersuchung soll die Anwendung bei

verschiedenen Erkrankungen des Auges abgesichert werden.

Literaturübersicht

12

2 Literaturübersicht 2.1 Aufbau des Katzenauges 2.1.1 Augenhöhle, Orbita Die knöcherne Wand der Orbita, die den Augapfel medial, dorsal und medioventral

umschließt, wird von den Ossa lacrimale, zygomaticum, frontale, praesphenoidale,

palatinum und maxillare gebildet. Temporal ist die Orbita nur bindegewebig

umschlossen. Caudal steht sie mit der Schläfengrube und der Fossa pterygopalatina

in direkter Verbindung. Der Augenhöhleneingang ist nicht völlig knöchern, sondern

wird zwischen Stirnbein und Jochbogen durch eine straffe Bandverbindung, das

Ligamentum orbitale, begrenzt. Dieses Band kann aber auch verknöchern (ULMER

et al. 1971). Abgesehen von den verschiedenen Durchtritten für Nerven und Gefäße

stellt die Orbita einen umschlossenen Raum dar, in dem sich der Bulbus oculi, N.

opticus und andere Nerven, die extraokulären Muskeln, Blutgefäße, Gl. lacrimalis, Gl.

zygomatica, Fasciae orbitales und das Corpus adiposum orbitae befinden. Bei einer

Größenzunahme einer dieser Strukturen kann es zu einer Verlagerung des Bulbus

oculi kommen, wobei sich der Augapfel aufgrund der anatomischen Gegebenheiten

entweder nach dorsolateral, ventral oder rostral verlagert.

Bei Hunden und Katzen weichen die Augenachsen lediglich um 10º – 20º von einer

senkrecht geradeaus gehenden Nullachse nach rostrolateral ab (PRINCE et al. 1960,

BÖHME 1992).

Literaturübersicht

13

2.1.2 Augenlider Neben dem oberen und dem unteren Augenlid, Palpebra superior und Palpebra

inferior, kommt bei den Säugetieren noch 3.Augenlid, Palpebra tetria, vor. Die

Augenlider sind bewegliche Hautfalten, die zum Schutz des Auges dienen.

Das obere und das untere Augenlid schmiegen sich der freien Bulbusvorderfläche

dicht an und begrenzen mit ihrem Rand die Lidspalte, Rima palpebrarum, die sich

dank der Beweglichkeit, namentlich des oberen Augenlides, mehr oder weniger weit

öffnen oder reflektorisch schließen lässt. Die Wischbewegungen des oberen

Augenlides reinigen die Bulbusvorderfläche von Fremdkörpern. Der Lidschlußreflex

stellt einen Schutzmechanismus dar. Die Bewegungen der Augenlider tragen auch

wesentlich zum mimischen Ausdrucksvermögen der Tiere bei (BÖHME 1992).

Vom 3. Augenlid (Nickhaut), erkennt man bei geöffneter Lidspalte nur einen

schmalen, halbmondförmigen Saum, der am medialen Augenwinkel in die Rima

palpebrarum vorragt. Es wird von einer nahezu senkrecht stehenden Bindehautfalte,

Plica semilunaris conjunctivae, gebildet, die von einem Knorpel, dem Blinzknorpel,

Cartilago palpebrae tertia, gestützt wird und der Bulbusvorderfläche dicht aufliegt.

Bei Druck auf den Augapfel oder, wenn dieser durch Kontraktion des M. retractor

bulbi in die Orbita zurückgezogen wird, fällt das dritte Augenlid über die Cornea

hinweg passiv vor (BERG 1995).

Bei der Katze geht ein glatter Muskel aus der Fascienscheide des M. rectus bulbi

ventralis hervor. Eine Lamelle dieses Muskels zieht ins untere Augenlid, eine zweite

in den unteren Teil der Membrana nictitans. In ähnlicher Weise verhält sich ein

glatter Muskel, der mit dem M. rectus bulbi medialis in Verbindung steht und zum

oberen Augenlid bzw. in den dorsomedialen Teil der Membrana nictitans zieht.

Keiner der Muskeln dringt weit in das dritte Augenlid ein. Die Muskeln sind

sympathisch innerviert und bewirken eine Retraktion der Nickhaut (KÖNIG 1992).

Literaturübersicht

14

Abb. 2.1 Schematische Darstellung des Katzenauges mit Bezeichnung der Strukturen (KÖNIG 1992).

1. Bindehaut 10. Sehnerv (N. opticus)

2. Oberes Lid 11. Glaskörper

3. Regenbogenhaut (Iris) 12. Netzhaut (Retina)

4. Hornhaut (Cornea) 13. Mittlere Augenhaut (Uvea)

5. Linse 14. Weiße Augenhaut (Sclera)

6. Vordere Augenkammer

7. Unteres Lid

8. Aufhängeapparat der Linse (Zonulafasern)

9. M. rectus ventralis

Literaturübersicht

15

2.1.3 Augapfel, Bulbus oculi Der Augapfel stellt eine Hohlkugel dar, deren Wand aus drei konzentrischen Häuten

aufgebaut ist:

1. Die äußere Augenhaut, Tunica fibrosa bulbi (Sklera und Cornea)

2. Die mittlere Augenhaut, Tunica vasculosa bulbi (Choroidea, Ziliarkörper und

Iris)

3. Die äußerst zarte innere Augenhaut, Tunica interna bulbi (Retina)

Den Inhalt des Bulbus oculi bilden der Glaskörper, die Linse mit ihrem

Aufhängeapparat und das Kammerwasser in der vorderen und hinteren

Augenkammer (BÖHME 1992).

Im Verhältnis zur Körpergröße besitzt die Katze einen sehr großen Bulbus, dann

folgen der Hund, das Schaf, das Pferd, das Rind und das Schwein. Er wiegt ca. 4,7 g

und hat ein Volumen von 4,5 ml (FATH EL BAB et al. 1981).

Das Verhältnis von mittlerem Längsdurchmesser (= Länge der äußeren Augenachse,

Verbindungslinie zwischen vorderem und hinterem Augenpol) zum mittleren

Querdurchmesser (in Höhe des Bulbusäquators) zum mittleren Vertikaldurchmesser

(Verbindungslinie zwischen proximalem und distalem Augenpol) beträgt bei der

Katze 21,3: 20,1: 20,2 mm (KÖNIG 1992).

2.1.4 Sclera und Cornea

Die äußere Augenhaut (Tunica fibrosa bulbi) stellt eine formgebende, fibröse Hülle

dar. Sie teilt sich in dem Verhältnis 4:1 in die proximale, undurchsichtige Sclera,

sowie die distale durchsichtige Cornea auf.

Die weiße Sclera ist eine dicke, vorwiegend aus kollagenen Fasern aufgebaute

dehnungsfeste Bindegewebskapsel, die unterstützt durch den Augeninnendruck die

Literaturübersicht

16

Form des Bulbus aufrechterhält (LIEBICH 2004). Ihr liegt außen die gefäßreiche

Lamina episcleralis auf.

Die Sclera besteht hauptsächlich aus drei Schichten: der Episclera, dem Stroma und

der Lamina fusca (KOMAI und USHIKI 1991).

Im Übergangsbereich zur Cornea wird die Sclera außen von der Tunica conjunctiva

bulbi, einem Abschnitt der Bindehaut (Konjunktiva), überzogen. Im Grenzbereich

zwischen Cornea und Sclera, dem sogenannten Limbus, überdeckt die Sclera die

Hornhaut dachziegelartig (Corneoskleralfalz). Die Sclera ist an dieser Stelle durch

einen innen anliegenden Bindegewebsring (Anulus sclerae) zum Scleralwulst

verdickt, wo auch der Musculus ciliaris verankert ist (HUBEL 1989)

Eine Besonderheit bei Hund und Katze stellt das Vorhandensein eines intraskleralen

Plexus dar. Dieser repräsentiert ein venöses Netzwerk im äußeren Stromabereich,

welches die Drainage von Kammerwasser im iridokornealen Winkel unterstützt.

Die lichtdurchlässige Cornea umgibt den distalen Augenpol. Ihre Dicke ist am

zentralen Vertex corneae etwas geringer (0,4 – 0,5 mm) als am peripheren Limbus

corneae (0,5 – 0,65 mm) (GILGER et al. 1993). Die Cornea hat die Form eines

Uhrschälchens und ist mit ihrem scharfen Rand in den Scleralfalz eingelassen. Die

gesunde Cornea ist klar, hat keine Gefäße und bricht das einfallende Licht mit einer

Brechkraft von 40 – 42 Dioptrien.

Die Vorderfläche der Cornea ist von einem mehrschichtigen nichtverhornenden

Plattenepithel überzogen. Bei Hund und Katze ist diese Epithelschicht 25 bis 40 µm

dick.

Literaturübersicht

17

Abb. 2.2 Aufbau der Cornea (OHRLOFF 1987)

Die äußere lipophile Schicht der Hornhaut bildet das Epithel (Abb. 2), welchen aus

einem unverhornten, geschichteten Plattenepithel mit fünf bis sechs Zellschichten

besteht. Zwischenräume sind sehr eng, so dass für Substanzen mit einer relativen

Molekülmasse > 1000 kaum eine Chance besteht, in das Epithel einzudringen.

Bevorzugt lipophile Substanzen mit einem hohen VK können durch das Epithel

diffundieren (LEIBOWITZ et al. 1972, LEIBOWITZ und KUPFERMANN 1974).

Die subepitheliale, sehr starke Basalmembran, Bowman-Membran, ist homogen und

azellulär. Sie trennt das Epithel vom Stroma. Die Substantia propria (Stroma) macht

neun Zehntel der Dicke der Hornhaut aus und besteht überwiegend aus Fibroblasten

und kollagenen Fasern, die in Form sich überkreuzender Lamellen angeordnet sind.

Die regelmäßige Anordnung der kollagenen Fasern, die in eine

mucopolysaccharidreiche Kittsubstanz eingelagert sind, sowie das Fehlen von

Blutgefäßen bedingen die Durchsichtigkeit des Gewebes (ALVERDES 1974). Ein

Wassergehalt von 70% bewirkt den hydrophilen Charakter des Stromas als

elastische und mikroporöse Schicht. Eine rasche Diffusion durch diese Schicht setzt

eine nicht zu geringe Wasserlöslichkeit des Wirkstoffs voraus. Daher penetrieren

Wirkstoffe dann besonders gut durch die Cornea, wenn sie neben lipophilen

(Epitheltransport) in gewissem Umfang auch hydrophile Eigenschaften besitzen

(KISHIDA 1973).

Literaturübersicht

18

Die Descemet-Membran stellt ebenfalls eine kräftige Basalmembran dar, die sich

endothelseitig zum Stroma befindet. Sie weist eine außerordentlich hohe Elastizität

auf und bleibt selbst dann noch intakt, wenn die darüberliegenden Schichten zerstört

sind. Das Endothel schließt die Cornea nach innen ab und besteht lediglich aus einer

Schicht relativ weit auseinanderstehender, abgeflachter, epithelähnlicher Zellen,

deren Hauptaufgabe darin besteht, das Stroma zu dehydrieren und damit die Dicke

und Transparenz der Cornea sicherzustellen. Außerdem spielt das Endothel eine

wichtige Rolle bei aktiven Transportprozessen (HUBEL 1989) und ist als gut

durchlässige Membran wesentlich für den Stoffaustausch mit anderen Geweben

verantwortlich. Das Endothel weist, genau wie das Epithel, lipophile Eigenschaften

auf, d.h. es ist leichter für lipophile Stoffe passierbar, jedoch ist die Barrierefunktion

des Epithels als wesentlich bedeutsamer einzuschätzen. Die Hornhaut wird durch

Diffusion von Substanzen aus dem Kammerwasser, der Tränenflüssigkeit und

arteriellen Gefäßen am Hornhautrand (Sclera) ernährt (HUBEL 1989).

Die Tunica vasculosa bulbi setzt sich aus der Aderhaut (Chorioidea), dem

Ziliarkörper (Corpus ciliare) und der Regenbogenhaut (Iris) zusammen. Den

hintersten Abschnitt bildet die Chorioidea. Sie ist intensiv vaskularisiert und

pigmentiert. Etwa die obere Hälfte des Augenhintergrundes (Fundus) nimmt ein

halbmondförmiges lichtreflektierendes Feld, das Tapetum lucidum, ein. Es ist eine

besondere Vorrichtung der Haussäugetiere zur optimalen Ausnutzung des

einfallenden Lichtes durch die Photorezeptoren der inneren Augenhaut. Der

Ziliarkörper mit enthaltenem M. ciliaris ist die vordere Fortsetzung der Chorioidea. Er

reicht bis zum Ansatz der Iris und umgibt die Linse ringförmig. Die Oberfläche des

Ziliarkörpers ist durch Falten (Plicae ciliares) vergrößert, die mit den abgehenden

Zonulafasern die Verbindung zur Augenlinse herstellen. Der Ziliarmuskel dient zur

Akkomodation der Linse. Bei seiner Kontraktion entspannt sich der Aufhängeapparat

der Linse und diese wölbt sich aufgrund ihrer Elastizität (Nahsehen). Wenn der

Muskel entspannt ist, sind die Zonulafasern angespannt und die Linse wird flacher

(BÖHME 1992).

Literaturübersicht

19

2.1.5 Netzhaut, Retina

Die innere Augenhaut (Tunica interna bulbi), die auch Netzhaut oder Retina genannt

wird, kleidet die innere Oberfläche des Augapfels vom Pupillarrand der Iris bis zum

Sehnervenaustritt aus und ist entwicklungsgeschichtlich als eine spezielle

Modifikation der embryonalen Vorderhirnwand aufzufassen (BÖHME 1992). Retinale

sowie choroidalen Kapillargefäßen versorgte die Retina, die eine der höchsten

Metabolismusgeschwindigkeit aller Gewebe des Gesamtorganismus hat. Bei der

Katze strahlen die retinalen Gefäße, kräftig entwickelt, radiär vom blinden Fleck aus

(KÖNIG und LIEBICH 2005).

In der Netzhaut wird das auftreffende Licht, nachdem es die Hornhaut, die Linse und

den Glaskörper durchquert hat, in Nervenimpulse umgewandelt. Diese Impulse

werden von den Retinazellen an die Nervenzellen des Sehnervs, der im Thalamus

des Gehirns endet. Es lassen sich eine lichtempfindlicher Teil, die Pars optica retinae

von einen lichtunempfindliche Pars caeca retinae unterscheiden (WISSDORF et al.

1998). Infolge der beschriebenen Embryonalentwicklung bestehen die beiden Teile

aus einem Außen- und einem Innenblatt (LIEBICH 1993).

2.1.5.1 Pars optica retinae

SAMUELSON (1991) unterscheidet histologisch zehn Sichten beim Aufbau des Pars

optica retinae.

Das Stratum pigmentosum, ist das einschichtige, stark pigmentierte Außenblatt der

Pars optica retinae. Dieses retinale Pigmentepithel hat sich aus dem Außenblatt des

embryonalen Augenbechers entwickelt (LIEBICH 1993). Die Zellen der

Pigmentzellschicht sind mit der Choroidea über die Bruchmembrann (MÄTZ-

RENSING 1993) stärker in Verbindung als andere retinale Zellschichten, was ihre

besondere Bedeutung für die Ernährung der inneren Retinazellagen verdeutlicht.

Zahlreiche Einfältelungen der Zellularmembranen erleichtern den Nährstofftransport

(SAMUELSON 1991).

Literaturübersicht

20

Das Stratum nervosum, ein neunschichtiges Innennervenblatt der Pars optica

retinae, ist spezifisch umgebauter Teil der embryonalen Hirnwand (Innenwand des

Augenbechers). Von außen (choroidaseitig) nach innen (glaskörperseitig) wird das

Innenblatt durch die folgenden Schichten dargestellt (Abb. 3) (BÖHME 1992,

WISSDORF et al. 1998):

1. Stäbchen- und Zapfenschicht, Stratum neuroepitheliale,

2. äußere Grenzschicht, Stratum limitans externum, aus Gliafortsätzen bestehend,

3. äußere Körnerschicht (kernhaltige Zellkörper der Stäbchen- u. Zapfenzellen),

Stratum nucleare externum,

4. äußere retikuläre Schicht (Neuriten der Stäbchen- und Zapfenschicht),

Stratum plexiforme externum,

5. innere Körnerschicht (Kerne der Ganglienzellen, Müller-Stützzellen und amakrinen

Zellen), Stratum nucleare internum,

6. innere retikuläre Schicht, Stratum plexiforme internum,

7. Ganglienzellschicht, Stratum ganglionare n. optici,

8. Nervenfaserschicht, Stratum neurofibrarum,

9. innere Grenzschicht (Gliazellen, Müller-Stützzellen), Stratum limitans internum.

Literaturübersicht

21

Abb. 2.3 Schematische Darstellung der Schichten der Netzhaut (LIEBICH 1993)

Lichtimpulse durchdringen zunächst das gesamte Stratum nervosum, um die äußere

Photorezeptorenschicht zu erregen.

Die Photorezeptoren (Stäbchen und Zapfen) gewährleisten die Anpassung an die

unterschiedlichen Beleuchtungsbedingungen der Umwelt. Die Stäbchen ermöglichen

skotopisches Sehen, bei dem Helligkeitsunterschiede und Bewegungen

wahrgenommen werden. Beim photopischen Sehen lassen sich mit Hilfe der Zapfen

Farben und Hell-Dunkelwerte (das scharfe, kontrastreiche Sehen) unterscheiden

(GRÜSSER und GRÜSSER-CORNEHLS 1995).

Literaturübersicht

22

Katzen verfügen über eine reflektierende Schicht, Tapetum lucidum, denen Zellen

Guaninkristallen haben, hinter der Netzhaut im Auge, die jene Lichtanteile, die die

Netzhaut durchdrungen haben, zurückspiegelt, so dass diese noch ein zweites Mal

auf die Netzhaut treffen (OLIPHANT et al. 1992). Bei blauäugigen Katzen mit

weißem Fell fehlt das Tapetum lucidum (DYCE et al. 1991). Außerdem verschafft ein

weiterer Unterschied in der Anatomie der Augen den Katzen gegenüber Menschen

einen Vorteil in der Dämmerung: Ihre Pupille kann den Lichteintritt wesentlich stärker

regulieren (FREWEIN und VOLLMEHRHAUS 1994). Das Stäbchen/Zapfenverhältnis

der Netzhautrezeptoren liegt bei etwa 63:1 (beim Mensch: 20:1), variiert jedoch sehr

stark zwischen Zentrum der Netzhaut (10:1) und der Peripherie (200:1) (KOCH und

RUBIN 1972, STEINBERG et al. 1973). Im Vergleich zum Menschen reicht

Katzenaugen eine etwa siebenmal geringere Lichtintensität, um überhaupt etwas

wahrzunehmen.

Im Wesentlichen hält der Glaskörper, der durch den Augeninnendruck gegen die

Retina gepresst wird, das Innenblatt der Retina in dessen Lage, denn nur im Bereich

der Sehnervenpapille (Discus n. optici) und des Orbiculus ciliaris sind Außen- und

Innenblatt fest miteinander verbunden (BRATTON et al. 1988, WISSDORF et al.

1998). Der Discus n. optici (blinder Fleck) ist der im ventrotemporalen Bereich des

Auges gelegene Nervenfaseraustritt aus dem Auge (BRATTON et al. 1988). Dieser

Bereich besitzt keine Rezeptoren. Über die Aa. und Vv. ciliares posteriores breves

erfolgt eine direkte Versorgung des Discus n. optici. Diese radiär um die Sehnerven

austretenden Gefäße zeigen ein tierartspezifisches Muster und reichen bei Katzen

nur wenige Millimeter in die Retina (ULMER et al. 1971, BÖHME 1992).

2.1.5.2 Pars ceca retinae

Die Pars ceca retinae schließt sich der Pars optica retinae an und überzieht als

zweischichtige Epithellage, an der Ora serrata beginnend, die innere Fläche der

Procc. ciliares (Pars ciliares retinae) und der Iris (Pars iridica retinae).

Literaturübersicht

23

2.1.6 Tränenapparat, Apparatus lacrimalis Der Tränenapparat besteht aus den die Tränenflüssigkeit liefernden Drüsen (Gl.

lacrimalis, Gl. superficialis palpebrae tertiae) und einem Gangsystem, das die

Tränenflüssigkeit, nachdem sie das Auge umspült hat, in die Nasenhöhle befördert,

wo sie verdunstet (Abb. 4). Die Tränendrüse, Gl. lacrimalis, liegt bei der Katze unter

dem Ligamentum orbitale, dorsolateral auf dem Bulbus in der Orbita (BORBE 1989,

DYCE et al. 1991).

Durch die Bewegungen der Augenlider wird Tränenflüssigkeit über den exponierten

Anteilen des Auges verteilt. So wird die Cornea feucht gehalten und zusätzlich

werden Fremdkörper weggespült und die Cornea mit Nährstoffen versorgt. Die

Ausführungsgänge der Tränendrüse münden lateral in den Bindehautsack des

oberen Augenlides. Die Gl. lacrimalis wird von Nervenvasern der Äste des N.

trigeminus und des N. sympathicus versorgt (BRATTON et al. 1988). Ihre

Blutversorgung erfolgt durch die A. lacrimalis, einen Ast der A. ophtalmica externa

(BORBE 1989). Die Tränendrüse ist in der Lage, den Ausfall der Nickhautdrüse

annähernd zu kompensieren, dagegen kann der Ausfall der Tränendrüse nicht durch

die Nickhautdrüse ausgeglichen werden (BORBE 1989).

Die Tränenflüssigkeit sammelt sich im medialen Augenwinkel und wird über die zwei

schlitzförmigen Tränenpünktchen, die sich jeweils am Rande des oberen und unteren

Augenlides befinden, abgeleitet. Über die Tränenkanälchen, Canaliculi lacrimales

(Abb. 4), gelangt sie in den Tränensack, Saccus lacrimalis, der den Anfang des

Tränennasenkanals, Ductus nasolacrimalis, darstellt.

Literaturübersicht

24

Abb. 2.4 Tränenapparat der Katze (ULMER 1971)

Der zunächst knöcherne Ductus nasolacrimalis verläuft im Os lacrimale, setzt sich im

Sulcus lacrimalis des Os maxillare fort und endet bei der Katze an der Nasenöffnung

ventral im Nasenvorhof (ULMER 1971).

Die Tränenflüssigkeit ist wasserklar und reagiert alkalisch. Sie enthält neben 1%

Kochsalz Spuren anderer Salze und etwas Eiweiß. Die Tränenflüssigkeit enthält ein

Enzym, das Mucopolysaccharide hydrolysiert und bakterizide Wirkung hat

(Lysozym). Das Enzym Lysozym fehlt bei der Katze (SCHEUNERT und

TRAUTMANN 1987).

Der Tränenfilm, der das Auge benetzt, besteht aus drei Anteilen. Die äußere

Lipidschicht entstammt dem Sekret der Tarsaldrüsen; sie hilft, die Tränen

gleichmäßig zu verteilen, und verzögert das Abreißen des Tränenfilms. Die dicke,

wässerige Mittelschicht kommt von den Tränendrüsen; sie befeuchtet und ernährt die

Literaturübersicht

25

Cornea. Die innere, muköse Schicht wird von den Becherzellen der Conjunctiva

geliefert und sorgt für ein enges Anhaften des Tränenfilms an der Cornea (DYCE et

al. 1991).

2.1.7 Augenkammern und Kammerflüssigkeit

Zu den Binnenräumen des Auges gehören die beiden mit einer klaren, wäßrigen

Flüssigkeit, dem Kammerwasser, Humor aquosus, gefüllten Augenkammern, von

denen die vordere, Camera anteriror bulbi, zwischen Cornea, Iriswinkel und

Irisvorderfläche liegt, während die hintere, Camera posterior bulbi, zwischen

Irishinterfläche, Ziliarkörper, Zonula ciliaris und Linse eingeschoben ist. Die vordere

Augenkammer ist relativ geräumig und ophthalmoskopisch übersehbar, die hintere

stellt dagegen nur einen ringförmigen Spaltraum dar. Beide Kammern

kommunizieren durch die Pupille miteinander. Vom Füllungsgrad der Augenkammern

wird der Innendruck des Bulbus maßgeblich bestimmt.

2.1.7.1 Kammerwasserbildung

Bei der Katze enthält die vordere Augenkammer ca. 0,6-0,8 ml Kammerwasser und

die ist nach einer operativen Eröffnung innerhalb von ca. 1 Stunde wieder

vollständich gefüllt.

Die Bildung des Kammerwassers ist ein komplexer Vorgang, in dem die Blut-

Kammerwasser-Schranke eine besondere Rolle übernimmt. Diese Schranke ist im

Bereich der Ziliarfortsätze zwischen den Kapillarwänden und dem Ziliarepithel

entwickelt. Der aktive Transport von Natriumionen über das Ziliarepithel und der

osmotische Flüssigkeitstransport in die hintere Augenkammer sind die

Hauptmechanismen der Neubildung des Kammerwassers. Von dort fließt das

Kammerwasser durch das Sehloch in die vordere Kammer und tritt im

Kammerwinkel, Angulus iridocornealis, durch die tierartlich unterschiedlichen

spaltenförmigen Öffnungen des Ligamentum pectinatum und durch das trabekuläre

Literaturübersicht

26

Maschenwerk in den Plexus venosus sclerae über. Bestimmte Plasmaproteine

werden auch durch Diffusion durch die Kapillarwände reabsorbiert. Das

Kammerwasser dient der Ernährung der gefäßfreien Strukturen des Auges, der

Kornea und der Linse (LIEBICH 2003).

Beim Ziliarkörper handelt es sich um den verdickten, radiärstrahlig gegliederten Teil

der mittleren Aderhaut, der, bedeckt von Ziliarkörperepithel (Pars ciliaris retinae), von

der Ora serrata (Pars plana) bis zur Basis der Iris (Pars plicata) reicht. Die Pars

plicata bildet etwa 70 villiforme Ziliarkörperfortsätze aus, deren Stroma sich aus einer

Grundsubstanz (Mukopolysaccharide, Proteine und gelöste Plasmaanteile),

kollagenen Bindegewebsfasern sowie wandernden Zellen aus Bindegewebe und Blut

zusammensetzt. Das Stroma enthält ein netzartiges Kapillarsystem sowie freie

Nervenendigungen (postsynaptische sympathische und parasympathische Fasern)

für Ziliarmuskel, Gefäßsystem und/oder Ziliarkörperepithel. Das bedeckende Epithel

weist 2 Zelllagen auf, die dem inneren und äußeren Blatt des Augenbechers

entsprechen: eine äußere pigmentierte Epithelschicht und eine innere nicht

pigmentierte Epithelschicht, die an der Ora serrata in sensorische Retina und

retinales Pigmentepithel übergehen. Aufgund der embryologischen Invagination des

Augenbechers stehen die beiden Zelllagen mit ihren apikalen Seiten zueinander. Die

basolaterale Seite des pigmentierten Ziliarkörperepithels (PE) weist zum Stroma hin,

die des nicht pigmentierten Epithels (NPE) zur hinteren Augenkammer. Beide

Schichten sind untereinander und miteinander eng über ``gap junctions`` verbunden,

die es erlauben, dass elektrisches Potenzial und Ionenzusammensetzung annähernd

identisch sind und PE und NPE als Synzytium fungieren. NPE-Zellen verfügen

weiterhin über ``tight junctions``, die das Epithel zur hinteren Augenkammer hin

abdichten.

Die Kammerwasserbildung, deren Ort der Ziliarkörper ist, erfolgt in 3 Schritten:

1. über den Blutfluss zu den Ziliarkörperfortsätzen,

2. durch den Übertritt von Plasma in das Ziliarkörperstroma und

3. über aktive und passive Transportprozesse in die hintere Augenkammer.

Literaturübersicht

27

Die Blutversorgung des Ziliarkörpers erfolgt über die Aa. ciliares anteriores und

Aa. ciliares posteriores longae, Äste der A. ophthalmica, die nahe der Iriswurzel

anastomisieren und den Circulus arteriosus major der Iris aufbauen, der Iris,

Ziliarkörper und Choroidea versorgt. Kollateralkreisläufe ergänzen das Gefäßsystem.

Die Ziliarkörperfortsätze werden durch 2 verschiedene Äste aus dem Circulus

arteriosus major versorgt: die anterioren und posterioren Arteriolen, die über

Anastomosen miteinander verbunden sind. Der venöse Blutabstrom erfolgt über die

Aderhautvenen. Die Kapillaren, die als dichtes Netzwerk jeden Ziliarkörperfortsatz

durchziehen, besitzen ein dünnes, gefenstertes Endothel, durch das Plasma in den

umgebenden interstitiellen Raum gelangen kann (FREWEIN und VOLLMERHAUS

1994). Der durchschnittliche Blutfluss im Processus ciliaris liegt bei etwa 115–

154 µl/min. Etwa 4% des Plasmas treten durch die falschen Poren des

Kapillarendothels in das Stroma über. Dies entspricht einer Filtrationsrate von etwa

2,7 µl/min. Ein Teil des Filtrates gelangt nicht in das Kammerwasser, sondern

verlässt das Stroma direkt über einen uveoskleralen Abflussweg. Die

Kammerwasserproduktion erfolgt überwiegend in den vorderen Anteilen der Pars

plicata. Der Prozess der aktiven Sekretion erfolgt über die ca. 4 Mio. nicht

pigmentierte Epithelzellen, die zusammen ein Zellvolumen von etwa 8 µl aufweisen.

Die Sekretionsmenge des Kammerwassers beträgt ungefähr 2 µl/min.

Der Intraokulardruck ist das Ergebnis von Kammerwasserbildung und

Kammerwasserabfluss. Der Prozess der Kammerwasserbildung ist letztlich das

Resultat aus schneller unidirektionaler Sekretion und langsamer kontradirektionaler

Reabsorption. Die Regulation der Kammerwasserbildung erfolgt sowohl über die

Beeinflussung der Sekretion als auch der Reabsorption. Dass die

Kammerwasserbildung einem endogenen regulativen Prozess untergeordnet ist,

macht sich anhand der zirkadianen Rhythmik deutlich. Die durchschnittliche,

unbeeinflusste Sekretionsmenge des Kammerwassers liegt bei etwa 2,0–2,4 µl/min.

Während des Schlafes kommt es zu einer deutlichen Absenkung der

Kammerwassersekretionsrate von bis zu 45±20%. Änderungen des endogenen

Adrenalinspiegels werden für die tageszeitlichen Schwankungen verantwortlich

gemacht. Aufgrund von Veränderungen in der Ultrastruktur der Epithelzellen nimmt

Literaturübersicht

28

die Kammerwasserproduktion mit zunehmendem Alter ab. Pro Lebensdekade sinkt

die Sekretionsrate um etwa 2,4–3,2%. Entgegen früherer Meinung muss heute

davon ausgegangen werden, dass die Kammerwassersekretionsmenge relativ

augendruckunabhängig ist, da das als Pseudofazilität beschriebene Phänomen nur

von kurzer Dauer und meist nur gering ausgeprägt ist (FREWEIN und

VOLLMERHAUS 1994).

2.1.7.2 Kammerwasserabfluss

Der Kammerwasserabfluss erfolgt über 2 Wege: die konventionellen und die

unkonventionellen Abflusswege.

Konventionelle Abflusswege

Unter dem konventionellen Abflussweg versteht man den Kammerwasserabfluss

über das Trabekelmaschenwerk und Schlemm-Kanal. Es wird angenommen, dass

83–96% des Kammerwassers über die konventionellen Wege abfließen und sich mit

dem venösen Blut der episkleralen oder konjunktivalen Venen vermischen.

Unkonventionelle Abflusswege

Unter den unkonventionellen Abflusswegen versteht man den uveoskleralen Abfluss

und den Uveovortexabfluss, bis zu 25–50% des Kammerwassers abfließen können.

Beim uveoskleralen Abfluss fließt das Kammerwasser über die Iriswurzel und die

interstitiellen Räume des Ziliarmuskels in den Suprachoroidalraum. Den

Hauptwiderstand bildet der Ziliarmuskel. Vom Suprachoroidalraum gelangt es

entweder über Gewebsräume neben den Emissarien der Sklera zu den episkleralen

Geweben, oder es fließt entlang spezieller Kollagenstrukturen der Sklera bzw.

entlang der Blutgefäße der Optikusscheiden ab. Als treibende Kraft wird die

Druckdifferenz zwischen dem Kammerwasser und dem Suprachoroidalraum

angenommen. Beim Uveovortexabfluss gelangt das Kammerwasser über einen nicht

energieabhängigen vesikulären Transport in die venösen Gefäße der Iris, des

Literaturübersicht

29

Ziliarmuskels und der anterioren Choroidea und fließt über die Vortexvenen ab

(GRÜB und MIELKE 2004).

2.1.8 Glaskörper, Corpus vitreum

Der Glaskörper, Corpus vitreum, füllt den zwischen Linse, Zonula ciliaris, Ziliarkörper

und dem Sehteil der Netzhaut gelegenen Glaskörperraum, Camera vitrea bulbi

vollständig aus. Er besteht aus einer gallertartigen, wasserreichen und klar

durchsichtigen Masse (mit einem Wassergehalt von 99%), deren Stroma aus einem

Gerüstwerk sich durchflechtender, zartester Fibrillen aufgebaut ist, die sich an der

Glaskörperoberfläche zur Membrana vitrea verdichten. Das Maschenwerk dieses

durchsichtigen Fasergeflechtes ist mit einer wässerigen Flüssigkeit, dem Humor

vitreus, gefüllt. Die Vorderfläche des Glaskörpers wird durch die Linse zur

Linsengrube oder Fossa Hyaloidea eingedellt (BÖHME 1992).

Der Glaskörper zählt zu den dioptrischen Medien des Auges und dient dem

Metabolismus und der Homöostase der Retina. Durch Steuerung des intraokulären

Drucks hält der Glaskörper die Netzhaut in ihrer Position zum Pigmentepithel. Sinkt

der Binnendruck, so kann die Retina sich in den hinteren Bereichen ablösen,

während sie am Ziliarepithel stets mit der Pigmentschicht verbunden bleibt (LIEBICH

1993).

2.1.9 Regenbogenhaut (Iris) Die Regenbogenhaut bildet den vordersten, in das Augeninnere ziehenden Abschnitt

der mittleren Augenhaut. Sie entspringt dem Corpus ciliare, bedeckt teilweise die

Linse und begrenzt mit ihrem freien Rand Margo pupillaris das Sehloch, die Pupille.

Die Iris unterteilt als ein undurchsichtiges Diaphragma den vorderen Hohlraum des

Auges in eine vordere Augenkammer Camera anterior bulbi und eine hintere

Augenkammer Camera posterior bulbi, die über das Sehloch in Verbindung stehen

(NICKEL et al. 1992).

Literaturübersicht

30

Das Irisstroma besteht aus einem lockeren, äußerst zarten Geflecht kollagener

Faserbündel in einer amorphen Matrix mit Gefäßen, glatten Muskelzellen,

Pigmentzellen und Nervenfasern (MAURICE 1980). Die Kollagenbündel sind

bogengitterartig angeordnet. Sie können sämtlichen Größenveränderungen der Iris

während der Verengung (Miosis) oder Erweiterung (Mydriasis) folgen. Eng mit dem

Bindegewebsgerüst verbunden ist im Stroma der Iris ein ausgeprägtes Gefäßnetz

entwickelt, das neben nutritiven Aufgaben auch mechanisch-stabilisierende Funktion

übernimmt. Das Irisstroma schließt zwei glatte Muskelbündel ein, die die Größe der

Pupille regulieren, den M. sphincter pupillae und den M. dilatator pupillae (NICKEL et

al. 1992, LIEBICH 1993)

Die Iris schließt Pigmentzellen ein, die sich als Stromamelanozyten aus der

Neuralleiste und als Pigmentepithelien aus dem Neuroektoderm ableiten.

Melaninpigmente schützen die Retina vor übermäßiger Lichtstrahlung und vor

Streulicht, in dem sie in der Iris einen neutralen Dichtefilter aufbauen. Der Grad der

Pigmentierung (Größe und Anzahl der Melanosomen) bestimmt die Farbe der Iris

und damit die „Farbe der Augen“.

Die Farbe der Iris, die dem Ausdruck des Auges seinen besonderen Charakter

verleiht, schwankt nach Tierart und Rasse, aber auch individuell, beträchtlich. Je

dichter die Pigmentzellen liegen, umso dunkler braun ist sie gefärbt. Die hell-braune

und gelbliche Irisfarbe, wie sie vor allem bei Hund vorkommt, beruht im Wesentlichen

auf einem geringeren Pigmentgehalt. Die schillernd gelbe oder gelbgrüne Farbe der

Regenbogenhaut der Katze wird auf gelöstes Pigment in den Stromazellen

zurückgeführt. Einer Blau- oder Graublaufärbung der Iris begegnet man oft bei rein

weißen Katzen. In solchen Fällen fehlt das Stromapigment vollständig, während das

Pigment der Pars iridica retinae durch die farblosen Schichten der Stromas

hindurchschimmern (KÖNIG 1992). Im albinotischen Auge fehlt das Pigment auch in

der Pars iridica retinae so wie in den Schichten des Augenhintergrundes mehr oder

weniger vollständig, womit dann infolge der durchschimmernden Blutgefäße die

Literaturübersicht

31

bekannte Rotfärbung zustande kommt. In der Regel besitzen beide Augen die

gleiche Irisfarbe (LIEBICH 1993, WILCOCK 1993).

2.1.10 Linse, Lens Das sich vom Ektoderm abschnürende Linsenbläschen wird zur kompakten,

bikonvexen Linse, Lens, von nahezu kreisrundem Umriss (Abb. 5). Die glasklare,

durchsichtige Linsensubstanz, Substantia lentis, besteht aus einer weicheren Rinde,

Cortex lentis, und einem konsistenteren Kern, Nucleus lentis, der dank seiner

Elastizität die Tendenz hat, die Linse zur Kugelform abzurunden. Der vordere, der

Pupille zugekehrte Pol der Linse, Polus anterior lentis, ist flacher, der hintere, dem

Glaskörper zugewandte Linsenpol, Polus posterior lentis, stärker gewölbt. Der

Linsendurchmesser beträgt bei der Hauskatze bis zu 14 mm, die Längsachse bis zu

9 mm (FATH EL BAB et al. 1981, FREEWEIN und VOLLMERHAUS 1994)

Abb. 2.5 Schematische Darstellung des Augenvordergrundes (LIEBICH 1993)

Literaturübersicht

32

Die vom Kammerwasser bespülte vordere Linsenfläche, Facies anterior lentis, liegt

direkt hinter der Pupille und wird von den Pupillarränder der Iris berührt. Die hintere

Linsenfläche, Facies posterior lentis, dagegen liegt in die Linsengrube des

Glaskörpers eingebettet. In der Linse kommen weder Blutgefäße noch Nerven vor

(FATH El BAB et al. 1981). Sie ist das einzige Organ des gesamten Organismus, das

nur aus Epitelgewebe besteht. Die Ernährung des Linsengewebes erfolgt über das

Kammerwasser (BÖHME 1992).

Die Akkomodation auf kurze Distanz der auf Fernsicht eingestellten Linse wird durch

Kontraktion des in die Grundplatte des Ziliarkörpers eingebauten M. ciliaris

bewerkstelligt, dessen Muskelfasern teils zirkulär, teils meridional verlaufen. Die

Kontraktion des M. ciliaris bewirkt eine Verlagerung des Ziliarkörpers gegen die

vordere Augenkammer, wodurch der Durchmesser des Aufhängeapparates

verkleinert, dieser der Augenachse genähert wird und die Zonulafasern entspannt

werden. Die Linse rundet sich daraufhin dank ihrer Elastizität ab, ein Vorgang, der

funktionell die Akkomodation bedeutet.

Gut entwickelt ist der M. ciliaris bei den Fleischfressern, bei denen ein scharfes

Sehen auf kurze Distanz vor allem beim Beutefang wichtig ist.

Besondere Strukturen der Linse sind Linsenkapsel (Capsula lentis), Linsenepithel

(Epithelium lentis) und Linsenfasern (Fibrae lentis) (KÖNIG 1992).

Die Linse wird von einer lichtbrechenden, in der Regel sehr dehnungsfähigen Kapsel

umgeben, die aus Sekreten des Linsenepithels entsteht. Am äußeren Rand

inserieren die Zonulafasern des Aufhängeapparates der Linse und verbinden sich mit

den Filamentbündeln der Linsenkapsel. Die Linsenkapsel ist eine semipermeable

Grenzschicht, durch die metabolisch aktive Stoffe penetrieren (LIEBICH 1993)

Das Linsenepithel liegt an der Vorderfläche der Linse unter der Linsenkapsel, es ist

einschichtig isoprismatisch. Die Epithelzellen der Linse sind die einzigen

teilungsfähigen Zellen dieses Organs, die sich verlängern und zu Linsenfasern

differenzieren. Vorzugsweise am Linsenäquator teilen sich die Linsenepithelzellen

Literaturübersicht

33

und lagern sich als neue Linsenfasern appositionell dem vorhandenen Linsenkörper

auf. Die Linse wächst zeitlebens. Das Wachstum ist eng mit dem Alter des Tieres

verbunden (WISSDORF et al. 1998; LIEBICH 1993).

Die Linsenfasern sind lang gestreckte, prismatische Zellen, die die Hauptmasse der

Linse bilden. Die einzelnen Linsenfasern stehen durch reißverschlußähnliche

Verzahnungen untereinander in Verbindung. Dieser Bau ermöglicht bei der

Akkomodation der Linse die Plastizität des gesamten Organs.

Die Linsenfasern schließen Wasser (70%) und im Wesentlichen 35%

Membranproteine, Zytoskelettproteine, Enzyme, Kristalline und Elektrolyte ein (GUM

1991). Die Form der Linse wird entscheidend von der Struktur ihres Zytoskeletts

geprägt, dazu tragen Mikrofilamente und Mikrotubuli bei (FATH El BAB et al. 1981).

Die geordnete Struktur und der Metabolismus der Linsenfasern sind für die

Aufrechterhaltung der Transparenz von entscheidender Bedeutung. Jede Änderung

führt zur Trübung der Linse.

Literaturübersicht

34

2.2 Corticosteroide Corticosteroide sind Hormone, die im ganzen Organismus wichtige physiologische,

biochemische und pathologische Prozesse beeinflussen (ESTLER 1995).

Unter Corticosteroiden versteht man Steroidhormone der Nebennierenrinde

einschließlich ihrer synthetischen Derivate. Nach ihrer biologischen Wirkung lassen

sich die Nebennierenrindenhormone in drei Gruppen einteilen:

1. Glucocorticoide, mit bevorzugter Wirkung auf den Kohlenhydratstoffwechsel,

2. Mineralocorticoide, mit bevorzugter Wirkung auf den Elektrolythaushalt, und

3. Androgene wie Androstendion, Dehydroepiandrosteron (DHEA) und sein

Sulfat (KNEPEL 2005).

2.2.1 Glucocorticoide Glucocorticoide (GC) sind seit ihrer erstmaligen klinischen Anwendung 1948 durch

HENCH et al. (1949) zu einem unverzichtbaren Bestandteil der medikamentösen

Therapie in der modernen Medizin geworden.

Sie werden wie alle Steroidhormone aus Cholesterin synthetisiert. Die wichtigsten

physiologischen Vertreter sind Cortisol, Corticosteron und Cortison, eine Vorstufe

des Cortisols (KAISER und KLEY 1992). Synthetisch hergestellte GC leiten sich

überwiegend vom Prednisolon ab. Ein wichtiger Vertreter ist Dexamethason. Es ist

lang wirksam und hat eine sehr starke entzündungshemmende Wirkung aller GC

(KAISER und KLEY 1992).

Synthetische GC zeigen prinzipiell das gleiche Wirkspektrum wie endogene GC,

jedoch sind die meist unerwünschten Effekte auf den Wasser- und Elektrolythaushalt

reduziert oder wie bei Dexamethason fast vollständig eliminiert (ROHDEWALD et al.

1986).

Literaturübersicht

35

Glucocorticoide sind Steroidhormone, welche in der Zona fasciculata der

Nebennierenrinde aus Cholesterol synthetisiert und grundsätzlich als katabole

Stoffwechselhormone betrachtet werden (SHARPE et al. 1986). Daneben wirken sie

in pharmakologischen Dosierungen immunsuppressiv und entzündungshemmend, so

daß sie therapeutisch bei allergischen und besonders chronisch entzündlichen

Prozessen eingesetzt werden (THUN und SCHWARTZ-PORSCHE 1994).

2.2.2. Synthese und Sekretion

Die Glucocorticoide werden überwiegend in der Zona fasciculata der

Nebennierenrinde gebildet.

Die Sekretion der Glucocorticoide erfolgt auf hypothalamisch-hypophysärer Achse

über Stimulation durch das Corticotropin-releasing Hormon (CRH) und das

Adrenocorticotrope Hormon (ACTH). Die Glucocorticoide selbst hemmen die

Freisetzung von CRH und ACTH. Für die Sekretion der Glucocorticoide wurde beim

Menschen sowie bei verschiedenen Tierarten eine circadiane Rhythmik gefunden,

mit höchsten Konzentrationen in den frühen Morgenstunden und niedrigsten in den

Abendstunden (JANNING 1993, THUN und SCHWARTZ-PORSCHE 1994).

ACTH bindet an Rezeptoren von Nebennierenzellen der Zona fasciculata und

aktiviert (über Erhöhung der Konzentration von cAMP) die Synthese der

Glucocorticoide Cortisol, Cortison und Corticosteron aus Cholesterin und die

Proliferation der aktivierten Zellen. Glucocorticoide wirken über spezifische

cytosolische Rezeptoren, die in nahezu allen Geweben nachgewiesen werden

konnten. Der bedeutendste Teil des Glucocorticoid-Rezeptors (GCR) wurde erst

kürzlich sequenziert (GUTSCHER et al. 2001). Nach Rezeptorbindung erfolgt die

Translokation in den Zellkern, wo Interaktionen auf Gen-Ebene die Transkription

verschiedenster Faktoren modulieren und so auch in die Regulation der meisten

Hormone eingreifen. Glucocorticoide können zusätzlich die Stabilität der mRNA über

Enzyme und Bindungsproteine verändern (GELEY et al. 1997).

Literaturübersicht

36

Die NNR ist nicht imstande, ihre Sekretionsprodukte zu speichern und erst bei Bedarf

auszuschütten. Glucocorticoide diffundieren nach der Synthese aus der Zelle. Im Blut

werden sie an das α-Globulin Transcortin gebunden transportiert. Die Konzentration

liegt bei 200-500ng/ml. Die Halbwertszeiten betragen 1,5-2 Stunden für Cortisol und

etwa 1 Stunde für Corticosteron. Diesem Sekretionstyp ist ein circadianer Rhythmus

überlagert (LABHART und MÜLLER 1978, HERRTAGE 1996).

Bei der Abnahme der Konzentrationen an freiem Cortisol im Blut wird im

Hypothalamus CRH abgegeben, das in der Hypophyse die Freisetzung von ACTH

bewirkt. Auch beim Hund werden Maximalkonzentrationen morgens und

Minimalkonzentrationen abends beachtet, bei der Katze ist es dagegen umgekehrt

(FREY 1996). Bei der Katze treten Maximalwerte abends auf (UNGEMACH 1999).

Über eine negative Rückkopplung (negatives Feedback) wirken die Glucocorticoide

sowohl auf den Hypothalamus als auch auf die Hypophyse. Die negative

Rückkopplung besitzt zwei Phasen. Die schnelle Phase erfolgt beim Anfluten der

Glucocorticoide, wahrscheinlich durch Sekretionshemmung von CRH und ACTH. Die

Synthesehemmung von ACTH erfolgt in der langsameren Phase (OETTEL 1996).

Neben der Steuerung durch negative Rückkopplung beeinflussen auch Stress und

ein circadianer Rhythmus die Konzentration der Glucocorticoide im Blut (OETTEL

1996). HEUSER (1995) beobachtet eine Schwächung der Glucocorticoid–

Rückkopplung bei jungen Tieren unter Stressbedingungen. Der circadiane Rhythmus

überlagert die episodische Sekretion von CRH, ACTH und von Glucocorticoiden

(THUN et al.1990).

2.2.3 Wirkung der Glucocorticoide

Die glucocorticoiden Wirkungen treten erst nach einer Latenzzeit auf und bleiben

über die Elimination aus der Blutbahn hinaus erhalten. Auch wenn sich keine

Literaturübersicht

37

Glucocorticoid-Rezeptor-Komplexe mehr im Zellkern befinden, kann noch eine

Wirkung bestehen (JUSKO et al. 1980, GUSTAFSSON et al. 1989).

2.2.3.1 Allgemeine Wirkmechanismen

Alle Glucocorticoide binden an den spezifischen Glucocorticoidrezeptor, der im

Cytosol in inaktiver Form an das Hitzeschockprotein HSP 90 gebunden ist. Nach

Hormonbindung kommt es nach Dissoziation von diesem Protein zu einer

Dimerisierung, und der Rezeptor-Glucocorticoid-Komplex transloziert in den Zellkern,

wo er an die Glucocorticoid-responsiven Elemente (GRE) der DNA bindet. Durch

diese Elemente wird die Transkriptionsrate von zahlreichen Proteinen verändert.

Neben der erhöhten Synthese vor allem von Enzymproteinen kann die Synthese

anderer Proteine abgeschaltet werden (KNEPEL 2005).

Literaturübersicht

38

Abb. 2.6 Wirkungsmechanismus der Steroidhormon-Rezeptoren (KLINKE und

SILBERNAGEL 2001).

Die Wirkungen der Glukokortikoide innerhalb des Gesamtorganismus sind vielfältig.

Neben ihrer hauptsächlich katabolen Wirkung auf den Kohlenhydrat-, Eiweiß- und

Fettstoffwechsel zeichnen sie sich durch antiinflammatorische, immunsuppressive,

antiexsudative, antiallergische Eigenschaften aus (FLOWER 1989).

Literaturübersicht

39

2.2.3.2 Wirkungen auf den Stoffwechsel

Glucocorticoide fördern die Gluconeogenese aus Aminosäuren, die durch Abbau von

Proteinen frei werden. Die neu gebildete Glucose wird z.T. als Glukogen in der

Leber gespeichert. Der Glucoseumsatz wird gesteigert, die Glucosetoleranz und die

Insulinempfindlichkeit nehmen ab (KNEPEL 2005, GELEY et al. 1996). Durch

Glucocorticoide kann ein Prädiabetes in einen latenten oder klinisch manifesten

Diabetes überführt werden – Steroiddiabetes (BENKER 1995). Im Gegensatz zum

Diabetes mellitus ist der Steroiddiabetes nach Absetzen der Glucocorticoide

reversibel (OETTEL 1996).

Glucocorticoide fördern den Proteinabbau und führen zu einer negativen

Stickstoffbilanz, z.T. auch bedingt durch vermehrte Ausscheidung von Aminosäuren

und Harnsäure (KNEPEL 2005). Die katabole Wirkung zeigt sich vor allem in der

Muskulatur, der Haut (OETTEL 1996) und dem Skelett. Sie führt beim Jungtier zu

einer Wachstumshemmung (THUN und SCHWARTZ-PORSCHE 1994).

Glucocorticoide beeinflussen den Fettstoffwechsel, indem sie die lipolytische

Wirkung von Katecholaminen und Wachstumshormon fördern. Andererseits führen

hohe Konzentrationen von Glucocorticoiden zu einer Umverteilung von Fettgewebe.

Es kommt zur Steigerung der zirkulierenden Triglyceride (KÖBBERLING und

ROTENBERGER 1993). Durch Glucocorticoide wird Fettgewebe mobilisiert

(Lipolyse), gleichzeitig wird die Fettsäuresynthese in der Leber gehemmt (MÖSTL

2000). Es tritt Fettverlust an den Extremitäten und Fettzunahme am Stamm sowie im

Nacken und Gesicht auf. Dies führt zum typischen Bild der Stammfettsucht beim

Cushing-Syndrom (OETTEL 1996, KNEPEL 2005).

Literaturübersicht

40

2.2.3.3 Wirkungen auf den Wasser- und Elektrolythaushalt

Die Effekte der Corticoide auf Wasser- und Elektrolythaushalt werden durch zwei

homologe Steroidrezeptoren vermittelt: den Mineralocorticoidrezeptor (MR) und den

Glucocorticoidrezeptor (GR) (DE KLOET et al. 1986). Beide Rezeptoren gehören zu

der Familie der ligandenabhängigen Transkriptionsfaktoren (MANGELSDORF et al.

1995). Der MR wird vor allem in limbischen Strukturen, wie dem Hippocampus, dem

cerebralen Septum, und den Amygdala exprimiert und trägt wesentlich zur

Regulation der basalen Aktivität der Hypothalamus-Hypophysen-Nebennierenrinden-

Achse (HPA-Achse) bei (DE KLOET et al. 1993, DEUSCHLE et al. 1998). Der GR

hingegen wird in weiten Bereichen des Gehirns exprimiert, vor allem im limbischen

System, in parvozellulären Neuronen des paraventriculären Kerns und im

Hirnstamm. Aber auch in anderen Organen, wie der Lunge, der Leber, dem

Knochenmark und dem Immunsystem, ist der GR an wichtigen, physiologischen

Prozessen beteiligt (EVANS-STORMS und CIDLOWSKI 1995, SCHMID et al. 1995).

2.2.3.4 Wirkungen über den Mineralocorticoidrezeptor

Die natürlichen Glucocorticoide sowie einige synthetische Analoga besitzen

mineralocorticoide Wirkung. Sie steigern im distalen Tubulus und an den

Sammelrohren der Niere die Reabsorption von Natrium; gleichzeitig steigern sie die

renale Ausscheidung von K+ und H+. Dieser Wirkung liegt wahrscheinlich die über

den Mineralocorticoidrezeptor vermittelte schnelle Steigerung der Transkription des

Gens der SGK-Kinase (serum- and glucocorticoid-induced kinase) zu Grunde. Diese

phosphoryliert und aktiviert einen amiloridsensitiven epithelialen Natriumkanal

(ENaC) (DE KLOET et al. 1986, MC EWEN et al. 1986).

Langsamer (über Stunden) erfolgt auch eine Synthese von Untereinheiten des

Natriumkanals und der Na+-K+-ATPase. Durch Förderung der Natrium- und damit

Wasserretention nimmt das Volumen des Extrazellularraums zu, durch vermehrte

Literaturübersicht

41

Kaliumausscheidung kommt es zu Hypokaliämie und metabolischer Alkalose. Auch

die Magnesiumausscheidung wird durch Mineralocorticoide gesteigert (KNEPEL

2005).

2.2.3.5 Wirkungen über den Glucocorticoidrezeptor

Der bedeutendere Rezeptor ist jedoch der Glucocorticoid-Rezeptor (DE KLOET et al.

1986, MC EWEN et al. 1986). Über ihn werden die meisten Glucocorticoid-Effekte

vermittelt. Dies sind die Wirkungen auf den Stoffwechsel wie die Förderung der

Gluconeogenese, die Steigerung des Glucoseumsatzes, die Senkung der

Glucoseutilisation und der Glucosetoleranz, sowie letztendlich die Steigerung der

Glucosekonzentration im Plasma. Auf den Proteinstoffwechsel wirken

Glucocorticoide katabol. Sie fördern die lipolytische Wirkung von Katecholaminen

und bewirken eine Fettumverteilung von den Extremitäten zum Körperstamm.

Von einigen Wirkungen der Corticosteroide auf Wasser- und Elektrolythaushalt muss

angenommen werden, dass sie über den Glucocorticoidrezeptor vermittelt werden.

Unter Cortisol ist die glomeruläre Filtration gesteigert und wird die renale

Ausscheidung von Wasser über Vasopressinabhängige und –unabhängige

Mechanismen erhöht. Glucocorticoide hemmen auch die Resorption von Calcium

über die Nieren. Diese Mechanismen sowie die erhöhte Phosphatclearance bewirken

eine vermehrte Calcium- und Phosphatausscheidung und fördern die Entwicklung

einer Osteoporose. Die hypocalcämie Wirkung wird beim Gesunden kompensiert,

kann aber therapeutisch bei Hypercalcämien genutzt werden (OETTEL 1996,

KNEPEL 2005).

2.2.3.6 Wirkungen auf das cardiovaskuläre System

Die Effekte von Glucocorticoiden auf das cardiovaskuläre System beruhen zum Teil

auf mineralocorticoiden und zum Teil auf glucocorticoiden Wirkungen.

Literaturübersicht

42

Glucocorticoide wirken positiv inotrop, erhöhen die Ansprechbarkeit der

Mikrozirkulation auf Noradrenalin und verbessern dadurch die lokale Durchblutung

(FREY 2002).

Auf das Herz üben die Glucocorticoide einen positiven inotropen Effekt aus. Unter

Einwirkung der Glucocorticoide nehmen Herz-Zeit-Volumen und arterieller Blutdruck

zu, der periphere und pulmonale Gefäßwiderstand sinken. Glucocorticoide

reduzieren die Kapillarpermeabilität. Die Ansprechbarkeit der kleinen Gefäße auf

Catecholamine (permissive Wirkung) wird gesteigert, so dass es zu einer

verbesserten Mikrozirkulation beim anaphylaktischen Schock kommt (OETTEL

1996).

2.2.3.7 Wirkungen am ZNS

Am ZNS wirken Glucocorticoide euphorisierend und lösen ein subjektives Gefühl des

Wohlbefindens aus. Als Folge kommt es bei Tieren, insbesondere bei Rindern, im

Zusammenwirken mit der Steigerung des Blutzuckerspiegels zu einer

Appetitanregung, und es beginnen auch schwerkranke Tiere wieder zu fressen, ohne

dass sich die Grundkrankheit gebessert hat. Diese Wirkung wird häufig als

scheinbare Besserung fehlinterpretiert. Verschiedentlich kommt es zu

Erregbarkeitssteigerungen und bei Hunden zu Bösartigkeit. Hunde und Katzen

können vereinzelt auch mit Depression reagieren (UNGEMACH et al 2002).

Unabhängig von der indirekten Beeinflussung des ZNS durch Effekte auf

Stoffwechsel, Elektrolythaushalt und Zirkulation scheinen Glucocorticoide auch

direkte Effekte zu haben. Sie steigern die Erregbarkeit des Gehirns, die Reizschwelle

für eine Reihe von Stimuli wird gesenkt; EEG-Veränderungen werden beobachtet

(OETTEL 1996).

Zu den Wirkungen im Gehirn zählt auch die Hemmung der Synthese und Sekretion

von CRH im Hypothalamus im Rahmen der negativen Rückkopplung durch

Literaturübersicht

43

Glucocorticoide. Dabei scheinen sowohl Mineralocorticoid- als auch

Glucocorticoidrezeptoren im Hippocampus beteiligt zu sein.

2.2.3.8 Wirkungen auf das Blut, die Skelettmuskulatur und das Wachstum

Glucocorticoide können die Zunahme der Erythrocytenzahl und der

Hämoglobinkonzentration bewirken, vermutlich durch Verzögerung des

Erythrocytenabbaus (THUN und SCHWARTZ-PORSCHE 1994).

Die Zahl der Thrombocyten und neutrophilen Granulocyten im Blut nimmt unter

Glucocorticoiden zu. Dagegen nimmt die Zahl der Lymphocyten, Monocyten,

eosinophilen und basophilen Granulocyten als Folge einer Umverteilung ab. Die

Skelettmuskulatur wird durch Glucocorticoide indirekt durch Beeinflussung der

Zirkulation und des Stoffwechsels, aber auch direkt beeeinflusst. Wachstum und

Zellteilung werden durch Glucocorticoide beeinflusst.

Die DNA-Synthese und die Zellteilung in einer Reihe von Geweben, z.B.

Fibroblasten, Magenschleimhaut, Epidermis, Thymocyten u.a., werden durch

Glucocorticoide gehemmt. Dieser Effekt scheint selektiv zu sein, da andere Gewebe

wie Knochenmark und Darmschleimhaut nicht betroffen sind (KNEPEL 2005).

2.2.3.9 Antiinflammatorische und immunsuppressive Wirkungen

Glucocorticoide wirken antiinflammatorisch und immunsuppressiv. Sie beeinflussen

zahlreiche andere endokrine Systeme wie die Schilddrüse, das Reproduktionssystem

sowie das Wachstum (CHARMANDARI et al. 2003). Speziell auf diesen Wirkungen

beruht die breite therapeutische Anwendung der Glucocorticoide. Obwohl sie nicht

die zu Grunde liegende Ursache einer Erkrankung beiseitigen, besitzt die potente

entzündungshemmende und immunsupressive Wirkung der Glucocorticoide einen

enormen Klinischen Wert.

Literaturübersicht

44

2.2.4 Nebenwirkungen der Glucocorticoide

Unter hochdosierter Langzeittherapie werden Cushing-ähnliche Effekte beobachtet

(FELDMANN und NELSON 1996, FERGUSON und HOENIG 2001). Katzen können

schneller eine Glukoseintoleranz entwickeln als Hunde. Mehr als 95% der Katzen mit

einem spontanen Cushing Syndrom leiden gleichzeitig an Diabetes mellitus (IMMNIK

et al. 1992, NELSON et al. 1988); unter der Glucocorticoid -Therapie wurde eine

Hyperglykämie bereits mit einer Dosierung von 2 mg/kg Prednisolon während 8

Tagen festgestellt (MIDDLETON und WATSON 1985, MIDDLETON et al. 1987,

SCOTT et al. 1979).

Typische unerwünschte Wirkungen bei der Katze: Polyurie, Polydipsie, Polyphagie

mit Gewichtszunahme, Durchfall, Depression.Glucocorticoide wirken am Auge

infektionsbegünstigend. Zubereitungen ohne antibiotischen Zusatz bergen die Gefahr

der Infektion, teilweise mit Penetration der Keime in die Cornea. Glucocorticoide

verhindern die Heilung von Ulzera und vor allem beim Vorliegen von Epithelläsionen

kann es zur Entwicklung von Ulzera kommen. Des Weiteren erhöhen sie den

Augeninnendruck, was insbesondere bei Langzeitanwendung zum Glaukom führen

kann (UNGEMACH 1999); die durch Glucocorticoide induziererten morphologische

Veränderungen im trabekulären Netzwerk werden hauptsächlich für die Entstehung

eines Glaukoms verantwortlich gemacht (TRIPATHI et al. 1999). Bei lokaler Therapie

tritt diese Komplikation häufiger auf als bei langer systemischer Behandlung. Vor

allem die Dauer der Therapie ist entscheidend (STRAUB 1992). Die Druckerhöhung

ist in etwa 30 % der Fälle reversibel, solange noch keine morphologischen

Veränderungen des Kammerwinkels eingetreten sind (ROHEN 1973). Auch die

Katarakt ist eine mögliche Folge der Glucocorticoide Anwendung (HUNTER et al.

1973, UNGEMACH 1999, SMEETH et al. 2003). Linsentrübungen wurden auch nach

systemischer Anwendung von Steroiden beschrieben (BLACK et al. 1960). In Tabelle

1 sind die häufigsten Nebenwirkungen zusammengefasst.

Literaturübersicht

45

Tab. 2.1: Nebenwirkungen der Glucocorticoide

(ROCHE LEXIKON MEDIZIN 2003)

Euphorie Schlaflosigkeit

Zentrales Nervensystem

Psychose Kaliumverlust Natriumretention Ödem

Elektrolytregulation

Herzinsuffizienz

akut

Glucosestoffwechsel manifester Diabetes Habitus Cushingoid, Fettsucht, Mondgesicht

Erythem Striae Elastizitätsverlust Purpura Ekchymosen

Haut

Hirsutismus, Akne Osteoporose (Rippen, Wirbelkörper, distaler Radius)

Knochen

aseptische Knochennekrosen (Femurkopf) Hemmung des Längenwachstums Wachstum vorzeitiger Epiphysenschluss Katarakt Augen Erhöhung des intraokulären Drucks, Glaukom

Muskulatur Myopathie Magenulkus Pankreatitis Dünndarmulzera

Gastrointestinaltrakt

Kolonulzera? Manifestation latenter Infektionen Mykobakterien, Pilz-, Virusinfektionen

Hemmung der zellulären

Immunität Toxoplasmose, Pneumocystis Hypogonadismus Gonaden Zyklusschwankung

chronisch

Steroidentzugssyndrom Fieber, Anorexie, Übelkeit, Lethargie, Arthralgie

Literaturübersicht

46

2.2.5 Cortisol und seine synthetischen Derivate

Bald nach der Entdeckung der klinischen Effekte des Cortisons bemühte man die

Substanz so abzuwandeln, dass die Wirkung erhalten blieb, die unerwünschten

Nebenwirkungen aber gemindert wurden. Dabei sollten die mineralocorticoiden

"Nebenwirkungen" von den erwünschten glucocorticoiden Effekten getrennt werden

(BETTENDORF 1995). Ein erster Schritt bei der Synthese neuer Glucocorticoide war

die Einführung einer Doppelbindung zwischen Position 1 und 2. Prednison und

Prednisolon waren als Produkt dieser Molekularveränderung um den Faktor 4-5

wirksamere Glucocorticoide. Ihre mineralocorticoide Wirkung war auf etwa die Hälfte

reduziert. Eine wichtige Epoche begann mit der Halogenierung des Steroidmoleküls

in Position 6,7 und/oder 9. Mit den halogenierten Glucocorticoiden wurde eine

erhebliche Wirkungssteigerung bei nahezu völligem Fehlen der Mineralcorticoid-

Wirkung erreicht (z.B. Dexamethason und Triamcinolon) (FREY 1996).

Literaturübersicht

47

Abb. 2.7 Chemische Struktur des Cortisol und einiger synthetischer Derivate

(FREY 1996).

Dexamethason ist 9-Fluor-16α-methylprednisolon, ein Glukokortikoid, welches

entzündungshemmend und dämpfend auf das Immunsystem wirkt. Es gehört zu den

langwirkenden Glukokortikoiden, wirkt ca. 30x stärker als die körpereigenen Produkte

und besitzt keine relevante mineralkortikoide Wirkung.

Die folgende Tabelle gibt eine Übersicht einiger häufig eingesetzter Glucocorticoide

bezüglich Wirkungsdauer, antiinflammatorischer (glucocorticoider) und

mineralokortikoider Aktivität sowie der Äquivalenzdosis, d.h. jene Dosis, die mit der

O

CH3

HO

CH 3

OH

F

CH 3 C O

CH 2 OH

Dexamethason

HO

O

CH 3 C

CH 3

O

OH

2

Cortisol

OH

F

O

C CH 3 HO

CH 3

O

CH 2 OH

Prednisolon

CH OH

Literaturübersicht

48

entsprechenden Substanz die selbe pharmakologische Wirkung wie die

Vergleichssubstanz erzielt (BEHREND und CRECO 1995).

Tab. 2.2: Übersicht einiger häufig eingesetzter Glucocorticoide (UNGEMACH 1999)

Wirkstoff Wirkungs-

dauer [h]

Glucocorticoide

Aktivität *

Äquivalenz-

dosis** [mg]

Mineralokortikoide

Aktivität *

Hydrocortison <12 1 4 1

Prednison 12-36 4 1 0,3

Prednisolon 12-36 4 1 0,3

Methylprednisolon 12-36 5 0,8 0

Triamcinolon 12-36

(<48)

5 0,8 0

Flumethason >48 15 0,3 0

Dexamethason >48 30 0,15 0

Betamethason >48 35 0,12 0

*relativ zu Hydrocortison (= 1).

**relativ zu Prednison/Prednisolon (= 1).

Literaturübersicht

49

2.2.6 Pharmakokinetik von Ophthalmica

Bei Behandlung von Augenerkrankungen bestehen lokale so wie auch systemische

Applikationsmöglichkeiten. Die systemische Applikation, wie z.B. intravenös oder

oral, hat den Nachteil, dass die Medikamente nicht nur lokale Wirkungen, sondern

auch systemische Nebenwirkungen zeigen (SCHOENWALD 1993), die noch

verstärkt werden, weil zur Überwindung der Diffusionsbarrieren im Auge

Blut/Netzhaut und Blut/Kammerwasser- sowie die Blut/Glaskörper-Schranke

(RAVIOLA 1977) sehr hohe Blutwirkstoffspiegel nötig sind. Ziel der medikamentösen

Therapie von Augenerkrankungen ist eine hohe Bioverfügbarkeit im Auge bei

möglichst geringen systemischen Nebenwirkungen. Neben dem geringen

Vorhandensein oder dem vollständigen Fehlen von Blutgefäßen in verschiedenen

Abschnitten des Auges bedingt die aktive Sekretion von intraokulären Flüssigkeiten

allgemein einen nur geringen Übertritt von Komponenten aus dem Blutplasma in

intraokuläre Bereiche (BINKHORST 1987).

Aus diesen Gründen ist die lokale Therapie der systemischen oft vorzuziehen

(MAUGER 1994). Die lokalen Applikationsarten umfassen die topische Anwendung

sowie die subkonjunktivale oder retrobulbäre Injektion (CLERC und KRÄHENMANN

1990). Die am häufigsten angewendete lokale Anwendung in der Augenheilkunde ist

die topische Applikation von Augentropfen und Augensalben (COX et al 1972).

Die physiologischen und anatomischen Besonderheiten des Auges müssen bei der

medikamentellen Therapie bedacht werden, um einen ausreichend hohen

Arzneimittelspiegel in den Kompartimenten des Auges zu bekommen. Die inneren

Strukturen des Auges zählen zu den am besten geschützten Regionen des Körpers.

Es ist bekannt, dass die auf Untersuchungen systemisch applizierter Wirkstoffe

beruhende klassische Pharmakokinetik sich nicht direkt auf ophthalmologisch

angewandte Wirkstoffe übertragen lässt (SCHOENWALD 1993). Die Wirkstoffe

topischer Arzneiformen zur Anwendung am Auge sollen nach ihrer Liberation

entweder direkt an der Konjunktiva angreifen oder sollten durch die Cornea oder

Literaturübersicht

50

Konjunktiva penetrieren, um dann in der vorderen oder hinteren Augenkammer und

an den Rezeptoren des mittleren und hinteren Auges ihre Wirkung zu bringen.

Zur topischen Anwendungin stehen wässrige Lösungen, Suspensionen, Emulsionen

sowie Salben zur Verfügung. Die Auswahl der Formulierung hat dabei besonders

durch die unterschiedliche Viskosität Einfluss auf die Verweildauer des

Medikamentes am Auge (SCHOENWALD 1985).

Glucocorticoide penetrieren nach lokaler Applikation gut in die vorderen

Augenabschnitte und erreichen die Kammerflüssigkeit. Sie zeichnen sich somit durch

eine gute Hornhautpenetration aus und sind in der Lage Gefäßeinsprossung,

Zellinfiltration und Ödem zu reduzieren (MATTHEWS et al. 1983). (COX et al. 1972)

konnte allerdings zeigen, dass Dexamethasonacetat aus einer Salbe trotz der

verlängerten Kontaktzeit weniger gut in die Kornea übertritt als aus einer Lösung.

Den Grund dafür liegt in der großen Affinität von Dexamethasonacetat für den

Salbenträger, der nur wenig Wirkstoff in den präkornealen Tränenfilm übertreten ließ

(COX et al. 1972).

Ein Nachteil wässriger Augentropfen ist deren rascher Abtransport über den Tränen-

Nasenkanal. Weiterhin kommt es durch den Reiz bei der Applikation wässriger

Augentropfen häufig zur vermehrten Tränenproduktion und damit zur Steigerung der

Drainagerate. Auf Grund dessen sind weniger als 10% des ursprünglich applizierten

Arzneistoffs in der Lage, das Hornhautepithel zu durchdringen und einen

therapeutischen Effekt im Auge zu entfalten. Bis zu 90% der Arzneistoffmenge

können durch die conjunktivalen und nasalen Blutgefäße zur systemischen

Zirkulation gelangen (KEIPERT 1997) und zu unerwünschten Effekten führen.

LEOPOLD und MAYLATH (1952), die topische, subkonjunktivale und systemische

Applikation von Cortisonacetat beim Menschen verglichen, haben festgestellt, dass

Erkrankungen der vorderen Segmente des Auges mit gleichem Erfolg lokal,

subkonjunktival oder systemisch behandelt werden können. Eine Behandlung der

Literaturübersicht

51

tieferen Strukturen ist nach ihrer Meinung lediglich durch eine systemische Therapie

sowie durch subkonjunktivale Injektion möglich.

Arbeiten von REICHENBECKER (2002) und KAISER (2003) beschäftigen sich mit

Untersuchungen zur Verteilung von Dexamethason im Auge des Pferdes und im

Hundeauge. KAISER (2003) konnte feststellen, dass sich Dexamethason bereits

nach einer einmaligen lokalen Behandlung des Hundeauges mit einer

Dexamethason-Augensalbe in der Cornea, Iris und im dritten Augenlid, sowie in

geringerem Ausmaß auch in der Retina / Choroidea nachweisen lässt. Für die Katze

lassen sich aus der zurzeit vorhandenen Literatur keine Daten für die Verteilung

pharmakologischer Substanzen in den Kompartimenten des Auges finden. Die

vorliegende Arbeit beschäftigt sich daher mit dieser bisher nur wenig behandelten

Fragestellung.

Material und Methode

52

3 MATERIAL UND METHODE In der vorliegenden Arbeit sollte das Verteilungsverhalten von Dexamethason (DXM)

nach einmaliger lokaler Anwendung am Katzenauge untersucht werden. 20 Katzen

wurden dazu jeweils 3 und 6 Stunden vor Euthanasie und Probengewinnung mit

einer Dexamethason-Augensalbe oder Dexamethason-Augentropfsuspension

behandelt. Die benötigten Materialien und Geräte werden im folgenden Abschnitt,

ebenso wie Versuchsaufbau und Messmethoden aufgelistet.

3.1 Geräte Dispensette II® (Brand, Deutschland)

Kühlzentrifuge, Typ 5403 Eppendorf

Magnetrührer mit Heizplatte (Heidolf MR 3001K)

pH-Meter, Typ pH 320 (WTW, Weilheim)

Pipetten: einstellbar von 10-100 µl, 100-1000 µl, 500-2500 µl (Eppendorf, Hamburg)

Präparierbesteck (VWR International GmbH, Deutschland)

Rüttler, Typ Reax Top (Heidolph, Deutschland)

Überkopfschwenker,Typ PFAX 2 (Heidolph, Deutschland)

Ultra Turrax TP 18/10 (IKA-Werk, Deutschland)

Wärmeschrank (Memmert, Schwarbach)

β- Counter: LS-5000-TA (Beckmann, Deutschland)

Vibrax VXR (IKA Werk, Deutschland)

TCS- Metallblock- Thermostat (Labor Technik, Barkey)

3.2 Verbrauchsmaterialien Einmalkanülen 23Gx1“ (Terumo Europe N.V., 3001 Leuven, Belgium)

Pasteurpipetten, 150 mm Glas, Nr. 747715 (Brand GmbH&Co., Wertheim)

Pipettenspitzen: blau, Nr. 686290 (Greiner BIO-ONE GmbH, Frickenhausen)

Pipettenspitzen: gelb, Nr. 685290 (Greiner BIO-ONE GmbH, Frickenhausen)

Material und Methode

53

Pipettenspitzen: weis, Nr. 0030000.978 (Eppendorf, Hamburg)

PP-Reaktionsgefäße 1,5 ml (Greiner, Frickenhausen)

Spritzen 2,0 ml (BRAUN Melsungen AG)

3.3 Medikament Dexamethasonhaltige Augentropfsuspension Isopto-Dex® und Augensalbe Isopto-

Dex® (Alkon-Pharma GmbH, Freiburg) enthalten jeweils 1 mg Dexamethason / ml

Suspension oder / g Salbe.

Folgende arzneilich nicht wirksame Bestandteile sind in der Augentropfsuspension

enthalten:

• Benzalkoniumchlorid

• Citronensäure und/oder Natriumhydroxid zur pH-Einstellung

• Dinatriumedetat 2H2O

• gereinigtes Wasser

• Hypromellose

• Natriumchlorid

• Natriummonohydrogenphosphat wasserfrei

• Polysorbat 80

Folgende arzneilich nicht wirksame Bestandteile sind in der Augensalbe enthalten:

• flüssiges Wollwachs Wasser-frei

• Methyl-4-Hydroxybenzoat (E218)

• Propyl-4-Hydroxybenzoat (E216)

• weiße Vaseline

Dosierungsanleitung:

Isopto-Dex Augentropfsuspension: 1 Tropfen zwei- bis sechsmal täglich einträufeln.

Isopto-Dex Augensalbe sollte drei- bis viermal pro Tag in den unteren Bindehautsack

des Auges gestrichen werden.

Material und Methode

54

3.4 Chemikalien und Reagenzien Aquasafe 300 Plus Szintillator (Zinsser Analytic, U.K.)

[1, 2, 3, 4-3H] Dexamethason Lösung in Ethanol, (Amersham Pharmacia Biotech,

U.K.)

Spezifische Aktivität: 1,44 TBq/mmol; 39,0 Ci/mmol

Aktivkohle zur Analyse (E. Merck, Darmstadt)

Dexamethason (Sigma, München)

Dextran T 70 (Carl Roth GmbH & Co., Karlsruhe)

Di-Natriumhydrogencarbonat-Dihydrat (E. Merck, Darmstadt)

Ethanol (absolut) (Riedel-de Haen, Seetze)

Ethylacetat (LAB-SCAN, Dublin)

Gelatine (SIGMA, Steinheim)

Natriumchlorid (NaCl) (E. Merck, Darmstadt)

Salzsäure (HCl) (E. Merck, Darmstadt)

Stickstoff (Westfalen AG, Göttingen)

3.5 Patientengut Die im Rahmen dieser Arbeit untersuchten Proben stammen von 20 Katzen. Alle

Katzen wurden in 4 Gruppen aufgeteilt und einmal lokal mit der Augensalbe oder

Augentropfsuspension behandelt. Es handelt sich bei diesen Katzen um Patienten

der Kleintierklinik der Tierärztlichen Hochschule Hannover, die in der Zeit von

Oktober 2004 bis Juni 2006 behandelt und wegen anderer Erkrankungen

euthanasiert wurden. Die Patienten der 1 Gruppe und 2 Gruppe wurden 6 Stunden,

die Patienten der 3 Gruppe und 4 Gruppe 3 Stunden, nach der Salben- und

Tropfenapplikation euthanasiert (Tab. 4). Klinische Befunde sind den Tabellen 3.1 bis

3.4 zu entnehmen.

Material und Methode

55

Tab. 3.1: Klinische Besonderheiten bei Patienten der 1.Gruppe (Euthanasie und Probengewinnung 6 Stunden nach der Behandlung mit der Isopto-Dex® Augensalbe).

Patient №

Rasse

Alter in Jahren

Klinische Besonderheiten

1

Europäisch Kurzhaar

10

Azotämie, Katzenschnupfen

2

Hauskatze

-

Unterkieferfraktur, FIV (+)

3

Hauskatze

4

Niereninsuffizienz

4

Ragdoll Katze

1

Gaumenspalte

5

Europäisch Kurzhaar

1

Unterkiefer- und Zahnfrakturen

Tab. 3.2: Klinische Besonderheiten bei Patienten der 2.Gruppe (Euthanasie und Probengewinnung 6 Stunden nach der Behandlung mit der Isopto-Dex® Augentropfsuspension).

Patient №

Rasse

Alter in Jahren

Klinische Besonderheiten

1

Europäisch Kurzhaar

-

Exsikkose, Abmagerung, Muskelatrophie,

Urämie, FIV (+)

2

Europäisch Kurzhaar

3

Femurfraktur, Azotämie, Leukopenie,

FeLV (+)

3

Hauskatze

2

FIP (+)

4

Europäisch Kurzhaar

3

FIP (+)

5

Hauskatze

5

FIP (+)

Material und Methode

56

Tab. 3.3: Klinische Besonderheiten bei Patienten der 3.Gruppe (Euthanasie und Probengewinnung 3 Stunden nach der Behandlung mit der Isopto-Dex® Augensalbe).

Patient №

Rasse

Alter in Jahren

Klinische Besonderheiten

1

Hauskatze

10

Mammatumor, Lungenmetastasen

2

Hauskatze

4

Autounfall

3

Europäisch Kurzhaar

8

Dyspnoe, Liquidothorax, Kardiomyopathie

4

Europäisch Kurzhaar

-

Kopf-Trauma

5

Europäisch Kurzhaar

9

Peritonitis, Azotämie, Bilirubinämie,

Vomitus, Apathie, Exsikkose

Tab. 3.4: Klinische Besonderheiten bei Patienten der 4.Gruppe (Euthanasie und Probengewinnung 3 Stunden nach der Behandlung mit der Isopto-Dex® Augentropfsuspension).

Patient №

Rasse

Alter in Jahren

Klinische Besonderheiten

1

Hauskatze

-

Katzenschnupfen

2

Hauskatze

12

Katzenschnupfen

3

Europäisch Kurzhaar

10

Thoraxerguss, Thorakotomie

4

Perserkatze

2

Neuropathie, Aszitis, Konjunktivitis

purulenta beiderseits

5

Europäisch Kurzhaar

9

Urämie

Material und Methode

57

Tab. 3.5: Bechandlungsschema

Gruppe

Katze

Behandlung mit

Probengewinnung nach Bechandlung

1

1 - 5

Isopto-Dex® Augensalbe

6 Stunden

2

6 - 10

Isopto-Dex®

Augentropfsuspension

6 Stunden

3

11 - 15

Isopto-Dex® Augensalbe

3 Stunden

4

16 - 20

Isopto-Dex®

Augentropfsuspension

3 Stunden

3.5.1 Klinische Untersuchung Die Katzen dieser Studie wurden aufgrund verschiedener Erkrankungen

euthanasiert. Unmittelbar vor dem Eintritt eines Patienten in die Studie erfolgte eine

Untersuchung. Hierbei wurden neben der Körpertemperatur, die Atmung, der

Zustand der Schleimhäute und die Mandibularlymphknoten untersucht. Die

Auskultation des Herzens und der Lunge schloss die klinische Untersuchung ab. Ein

Großteil der Patienten wurde vor dem Eintritt in die Studie über einen unterschiedlich

langen Zeitraum bis zur Euthanasie mit verschiedenen Arzneimitteln therapiert. Es

gelangten keine Patienten in die Studie, die mit Dexamethason vorbehandelt waren.

3.5.2 Spezielle ophthalmologische Untersuchung

Vor Auswahl eines Patienten erfolgte eine spezielle ophthalmologische

Untersuchung zur Feststellung des Status praesens der Augengesundheit des

Material und Methode

58

Tieres. Die Untersuchung erfolgte in einem abgedunkelten Raum am nicht

narkotisierten Tier. Es wurde die Umgebung des Auges kontrolliert, dabei wurde auf

Entzündungserscheinungen, die Lidstellung, Spuren eines übermäßigen oder

verminderten Tränenflusses sowie Veränderungen des 3. Augenlides (soweit ohne

Anästhesie möglich) geachtet.

Die Untersuchung wurde mit einem Ophthalmoskop bei jedem zur Untersuchung

anstehenden Tier vorgenommen. Sie erfolgte im darauffallenden, seitlichen und im

durchfallenden Licht. Auf diese Weise wurde Cornea, vordere Augenkammer, Linse,

hintere Augenkammer und der vordere Glaskörper untersucht. Ein Patient der 4.

Gruppe (3 Stunden nach der Tropfenapplikation) wies eine Konjunktivitis purulenta

beiderseits auf. Alle weiteren Patienten waren unauffällig. 3.6 Probengewinnung und Lagerung Die Entnahme und Präparation der Augen erfolgte in unmittelbarem Anschluß an die

Euthanasie der Patienten. Zur Etablierung der Entnahmetechnik der einzelnen

Proben wurde die Entnahmetechnik vorab in der Tierärztlichen Klinik Dr. S. Kaiser /

Dr. H. Lindenstruth (Werl / Westfalen) und im Institut für Pathologie der Tierärztlichen

Hochschule Hannover erprobt. Dabei wurden die Proben von 3. Augenlid, Kornea,

Kammerwasser, Iris, Linse, Glaskörper und Retina entnommen. Die Aufbewahrung

erfolgte bei -20°C.

3.7 Versuchsaufbau Die in den Tabellen 3.1 bis 3.4 aufgeführten Tiere erhielten einmalig eine Gabe von

0,05 ml eines dexamethasonhaltigen Medikament Isopto® Dex je nach der

Patientengruppe in Form einer Augensalbe oder Augentropfsuspension in den

Konjunktivalsack eingegeben. Die Menge entspricht 0,05 mg Dexamethason. Die

Medikamentgabe erfolgte am wachen Tier unter Praxisbedingungen. 6 Stunden

Material und Methode

59

(Gruppe 1 und 2) und 3 Stunden (Gruppe 3 und 4) nach der Applikation wurden die

Tiere euthanasiert.

3.7.1 Enukleation der Bulbi oculi

Die Enukleation beider Bulbi erfolgte unmittelbar im Anschluß an die Euthanasie des

Patienten. Der Augapfel wird möglichst weit freigelegt und gleich eine Kanthotomie

vorgenommen, um die Lidspalte zu erweitern. Die Durchtrennung der Bindehaut

erfolgt zirkulär dem Limbus entlang, wobei die Tenonsche Kapsel ebenfalls losgelöst

wird (1). Nun werden die Augenmuskeln sichtbar. Die 4 geraden und die 2 schrägen

Muskeln werden in der nähe ihres Sehnenansatzes an der Lederhaut abgesetzt (2).

Es verbleibt indessen noch ein Muskelkranz rund um die Hülle des Sehnervs. Die

Muskeln werden durchschnitten, so dass nur noch der Nervenstrang den Bulbus in

der Orbitalhöhle zurückhält (3). Zur Vermeidung einer Blutung wird der gesamte

Nervenstrang mit einer gebogenen und stumpfen Klemme erfasst und oberhalb

dieser durchtrennt (4). Die Nickhaut samt Nickhautdrüse wird entfernt.

Material und Methode

60

Abb. 3.1 Entfernung des Augapfels (CLERC und KRÄHENMANN 1990).

3.7.2 Entnahme des Kammerwassers Mittels einer Kanüle (23G x 1“) und einer 2 ml Spritze wurde im ersten Sektionsschritt

Kammerwasser entnommen. Dazu wurde im medialen Augenwinkel im

Übergangsbereich von Sclera und Kornea in flachem Winkel in die vordere

Augenkammer eingegangen und zwischen 0,7 und 1,5 ml Kammerwasser

gewonnen. Das so gewonnene Kammerwasser wurde dann 5 Minuten bei 3000 g

zentrifugiert und der zellfreie Überstand bis zur Probenaufarbeitung gelagert.

Material und Methode

61

3.7.3 Entnahme von 3. Augenlid, Cornea, Iris und Linse Nach Entnahme des Kammerwassers wurde das 3. Augenlid mit einer Augenpinzette

und einer spitzen Schere in toto inklusive der Nickhautdrüse vorgelagert und

entnommen. Durch die Inzision im Bereich der Einstichstelle für die

Kammerwasserentnahme wurde anschließend die vordere Augenkammer eröffnet.

Die Cornea wurde nun zirkulär am Limbus abpräpariert. In gleicher Weise wurde die

Iris entnommen. Die so zugängliche Linse wurde vorsichtig aus ihrem Halteapparat

gelöst.

3.7.4 Entnahme von Glaskörperanteilen und der Retina (Choroidea) Durch den nach der Entnahme der Linse entstandenen Zugang zur hinteren

Augenkammer wurden mittels einer Spritze Anteile des Glaskörpers aufgenommen.

Die Menge lag bei 1,2 bis 2,2 ml. Nach Zentrifugation (5 Minuten bei 3000 g) wurde

etwa 1 ml zellfreier Überstand abpipettiert und gemäß Angaben unter bei –20 °C

aufbewahrt. Mit einer feinen Pinzette konnte nun die Retina in Verbund mit der

Choroidea vom Ziliarkörper bis zum Sehnervenkopf, welcher mit einer feinen Schere

umschnitten wurde, in toto gelöst werden.

3.8 Probenaufarbeitung Die Einwaage von Kornea, Linse sowie Retina / Choroidea erfolgte in gefrorenem

Zustand. Die durchschnittlichen Mengen der eingewogenen Proben betrugen: 0,21 g

für die Cornea, 0,61 g für das 3. Augenlid, 0,07 g für die Iris, 0,78 g für die Linse

sowie 0,47 g für Retina / Choroidea. Nach Zerkleinerung der Proben mittels eines

feinen Präparierbestecks wurden alle festen Proben (ausschließlich Kammerwasser

und Glaskörper) in einem Reaktionsgefäß mit 1 ml GPP versetzt und homogenisiert

(Ultra-Turrax, 8.000 U/Minute). Kammerwasser und Glaskörper wurden bei

Material und Methode

62

Zimmertemperatur aufgetaut und Aliquote von 500 µl in ein Reaktionsgefäß pipettiert.

Alle Proben wurden mit 2 ml Ethylacetat versetzt und 12 Minuten geschüttelt

(Überkopfschwenker). Danach erfolgte eine Zentrifugation (3.000 g, 10 Minuten). Die

Überstände wurden unter Stickstoff eingedampft. Die Lagerung der eingedampften

Proben erfolgte bei –80 °C.

Vor der radioimmunologischen Messung von DXM wurden die Proben bei

Raumtemperatur aufgetaut und anschließend in 210 µl GPP gelöst. Hierzu wurden

alle Proben fünf Minuten in das Ultraschallbad verbracht und unmittelbar vor der

Messung geschüttelt. Für die nachfolgende Messung wurden 200 µl der so gelösten

Probe verwendet.

3.9 Radioimunassay (RIA) 3.9.1 Prinzip Der RIA beruht auf einer Antigen-Antikörperreaktion (BERSON und YALOW 1964).

Der zu bestimmenden Substanz, dem Antigen Dexamethason (Ag), stehen eine

bekannte Menge Antikörper (Ak) sowie eine ebenfalls bekannte Menge des

markierten Antigens 3H-Dexamethason (Ag*) gegenüber.

Die Antigen-Antikörperreaktion läuft bei der RIA in einem geeigneten

Reaktionsmedium ab, dem unmarkiertes und markiertes Antigen zugesetzt sind.

Dabei sollte die Menge des markierten Antigens in etwa der zu bestimmenden

Menge Antigen entsprechen. Im anschließenden Schritt wird soviel Antiserum

hinzugegeben, dass etwa die Hälfte des markierten Antigens gebunden wird.

Material und Methode

63

In einer definierten Inkubationszeit stellt sich ein Gleichgewicht zwischen den

Komplexen A und B ein:

Komplex A: Komplex B:

Ag + Ak ↔ [ Ag Ak] Ag* + Ak ↔ [ Ag* Ak]

Ag + Ag* + Ak ↔ [ Ag Ak] + [ Ag* Ak]

Ag = unmarkiertes Antigen (zu bestimmendes Dexamethason in der Probe)

Ag* = markiertes Antigen (3H-Dexamethason)

Ak = Antikörper

Im Meßansatz wird nach der Inkubationszeit freies Antigen durch die Zugabe der

Dextran-Aktivkohle-Suspension gebunden und abgetrennt. Das freie Antigen wird

von der Aktivkohle adsorbiert und anschließend abzentrifugiert. Der großmolekulare

Antigen-Antikörper-Komplex verbleibt im Überstand. Die gemessene Radioaktivität

entspricht der Menge der verbliebenen Antigen*-Antikörper-Komplexe und damit

auch der Menge des zu bestimmenden Antigens. Je mehr Antigen also in der

untersuchten Probe vorliegt, desto weniger radioaktives Antigen (3H-Dexamethason)

wird vom Antikörper gebunden.

Für die Konzentrationsbestimmung in unbekannten Proben wird eine

Kalibrationskurve erstellt, anhand welcher die Konzentration der Proben abgelesen

werden kann. Zu diesem Zweck wird dem Inkubationsmedium unmarkiertes Antigen

in bekannten Konzentrationen zugesetzt. Dadurch wird das Gleichgewicht in

Abhängigkeit zur Konzentration zu Gunsten des nichtmarkierten Komplex A

verschoben. Über die Messung der Gesamtradioaktivität in den jeweiligen

Versuchsansätzen kann somit auf die Konzentration von unmarkiertem Antigen

rückgeschlossen werden.

Material und Methode

64

3.9.2 Spezifität des Antiserums Bei dem im vorliegenden Versuchsansatz verwendeten Antikörper handelt es sich

um einen polyklonalen Antikörper gegen Dexamethason-21-hemisuccinat vom Schaf.

Tabelle 3.6 zeigt die Kreuzreaktivität des Antikörpers gemäß den Angaben des

Herstellers (Biogenesis Ltd., Poole UK).

Tab. 3.6: Angaben zur Kreuzreaktivität des verwendeten Dexamethason- Antiserums (Angaben von Biogenesis Ltd., Poole UK).

Substanz Reaktivität (in %)

Dexamethason 100

Cortisol 1,6

11-Deoxycortisol 0,5

6-Hydrocortisol 0,3

Corticosteron 0,5

Testosteron 0,1

Estriol < 0,1

Progesteron < 0,1

Cholesterol < 0,1

Cortison < 0,1

Das Antiserum wurde gemäß der Herstellerempfehlung mit GPP auf einen Titer von

1:3200 eingestellt. Anschließend wurde das Antiserum in Portionen zur Verwendung

bei jeweils 25 Proben bei –20 °C eingefroren.

3.9.3 Puffer und Lösungen Die Herstellung aller während der Probenaufarbeitung sowie Messung verwendeter

Puffer und Lösungen erfolgte mit destilliertem Wasser (Aqua dest.). Die

Aufbewahrung der Puffer und Lösungen erfolgte bei 4°C.

Material und Methode

65

3.9.3.1 Gelatine-Phosphat-Puffer (GPP) Ein Liter einer 0,01 molaren Di-Natriumhydrogenphosphat-Lösung wird unter Zugabe

von 0,01 molarer Natriumdihydrogenphosphat-Lösung auf einen pH-Wert von 7,8

eingestellt. In einem Liter dieser Lösung werden 8,77 g NaCl gelöst. Es erfolgt eine

Korrektur des pH-Wertes der Lösung auf 7,6 unter Zugabe von Natriumhydroxid oder

Salzsäure. 200 mg Gelatine werden abschließend in 200 ml dieser Pufferlösung

gelöst.

3.9.3.2 Dextran-Aktivkohle-Suspension In 100 ml Gelatine-Phoshat-Puffer werden 500 mg Aktivkohle und 50 mg Dextran 70

gelöst.

3.9.3.3 Dexamethason-Standardreihe Zur Herstellung einer Stammlösung werden 10 mg Dexamethason in 10 ml Ethanol

gelöst. Diese Lösung wird soweit mit GPP verdünnt, dass am Ende Lösungen mit

16.000, 8.000, 4.000, 2.000, 1.000, 500, 250, 125 pg DXM/200 µl vorliegen.

3.9.3.4 3H-Dexamethason-Lösung Die 3H-Dexamethason-Lösung wurde mit Ethanol auf 7.500 - 8.000 CPM / 100 µl

eingestellt.

Material und Methode

66

3.10 Untersuchung der Proben In Reaktionsgefäße (1,5 ml) wurden 100 µl 3H-Dexamethason-Ethanol-Lösung

gegeben und unter Stickstoff eingedampft. Nun wurden zu jedem Ansatz 200 µl der

zuvor in 210 µl GPP gelösten Probe sowie 100 µl der Antikörperlösung gegeben. Es

folgte eine Inkubation über eine Stunde bei 30 °C. Unmittelbar anschließend wurden

alle Proben 15 Minuten bei 4°C gekühlt. Nach der Zugabe von 500 µl Dextran-

Aktivkohle-Suspension wurden alle Probenansätze weitere 17 Minuten bei 4 °C

inkubiert. Nach zehnminütiger Zentrifugation (3000 g, 4 °C) wurden die Überstände

abpipettiert und in 5 ml Szintillator (Aquasafe 300 Plus) gegeben. Die Messung der

enthaltenen Radioaktivität erfolgte mittels β-Counter. Tabelle 3.7 fasst die Methode

zusammen.

Material und Methode

67

Tab. 3.7: Durchführung der Dexamethason - RIA, tabellarische Auflistung, Standardreihe (1-22) sowie Probenmessung (23ff).

Röh

rche

n N

r.

Dex

amet

haso

n-

Kon

zent

ratio

n pr

o

Ansa

tz

³H-D

exam

etha

son

[µl]

GP

P[µ

l]

Sta

ndar

d-Lö

sung

(Rei

he) [µl

]

Ant

ikör

per-

Lösu

ng

[µl]

Inku

batio

n

Akt

ivko

hle-

Susp

ensi

on [µ

l]

Inku

batio

n

Szi

nt. L

sg. [

ml]

1 100 800 - - - 5

2

Gesamt-

radioaktivität 100 800 - - - 5

3 100 300 - - 500 5

4

unspez.

Bindung 100 300 - - 500 5

5 100 200 - 100 500 5

6

spez.

Bindung 100 200 - 100 500 5

7 100 - 200 100 500 5

8

16000pg 100 - 200 100 500 5

9 100 - 200 100 500 5

10

8000pg 100 - 200 100 500 5

11 100 - 200 100 500 5

12

4000pg 100 - 200 100 500 5

13 100 - 200 100 500 5

14

2000pg 100 - 200 100 500 5

15 100 - 200 100 500 5

16

1000pg 100 - 200 100 500 5

17 100 - 200 100 500 5

18

500pg 100 - 200 100 500 5

19 100 - 200 100 500 5

20

250pg 100 - 200 100 500 5

21 100 - 200 100 500 5

22

125pg 100 - 200 100 500 5

23 Probe 1 100 - 200 100 500 5

24 Probe 2 100 - 200 100 500 5

ff. Probe 3 100

- Eim

dam

pfen

unt

er N

²- A

tmos

phär

e bi

s zu

r Tro

knun

g -

- 200 100

- 60

Min

uten

bei

30

°C, d

anac

h 15

Min

uten

bei

4 °

C -

500

- 17

Min

uten

bei

4°C

, dan

n 10

Min

uten

zen

trifu

gier

en (4

00U

/Min

ute)

, flü

ssig

en Ü

bers

tand

in

Szi

ntill.

-Röh

rche

n -

5

Material und Methode

68

3.11 Kalibrationskurve und Berechnung

Bei der Messung liefert der β-Counter ein Ergebnis in CPM / Probe. Es werden bei

jeder

Messung erfaßt:

• Gesamtradioaktivität (Total count TC)

• Unspezifische Bindung (non-specific binding NSB)

• Spezifische Bindung (maximum specific binding MSB)

• Blanc (Leerwert)

• Dexamethason DXM-Standardreihe

Zur Berechnung der Dexamethasonkonzentration der einzelnen Proben wird die in

Prozent errechnete Bindungsrate (in Bezug auf die Gesamtradioaktivität TC) nach

Probit-Transformation mit Hilfe einer mit linearer Regression errechneten Funktion in

die Dexamethasonkonzentration je Ansatz umgerechnet. Anschließend erfolgt die

Korrektur der Werte mit Hilfe der für die jeweilige Probenmatrix ermittelten

Widerfindungsrate. Die endgültige Umrechnung in ng DXM / g Probe bzw. ng DXM /

ml Probe erfolgt unter Berücksichtigung der Probeneinwaage und aller

Verdünnungsstufen.

3.12 Statistische Auswertung Die statistische Auswertung der Ergebnisse erfolgte mit Hilfe des Programms

GraphPad Prism 4.02®. Für die statistische Auswertung wurden die mit der

Wiederfindungsrate korrigierten und die in DXM/g Probe bzw. DXM/ml Probe

umgerechneten Werte verwendet. Der statistische Vergleich der Gruppen erfolgte mit

dem Mann-Whitney-Test für unabhängige, nicht normalverteilte Proben. Für alle

Material und Methode

69

statistischen Verfahren wurden die in Tabelle 3.8 dargestellten Signifikanzstufen in

Abhängigkeit von der Irrtumswahrscheinlichkeit p ≤ 0,05 festgelegt.

Tab. 3.8: Signifikanzstufen in Abhängigkeit von der Irrtumswahrscheinlichkeit p ≤ 0,05

p- Wert

Signifikanzstufe

Symbol

≤ 0,001

hoch signifikant

***

≤ 0,01

signifikant

**

≤ 0,05

schwach signifikant

*

≥ 0,05

nicht signifikant

3.13 Wiederholbarkeit und Nachweisgrenzen Tabelle 3.9 verdeutlicht die gute Wiederholbarkeit mit dem durchgeführten

radioimmunologischen Verfahren.

Material und Methode

70

Tab. 3.9: Angaben zur Wiederholbarkeit (Total count = 100 %).

Bindungsrate in Relation zur Gesamtradioaktivität (TC) in Prozent

125 ng

DXM/200 ml

250 ng

DXM/200 ml

2000 ng

DXM/200 ml

Mittelwert

33,5

24,4

9,25

Standardabweichung

1,4

0,8

0,6

Für Kornea, Iris, 3. Augenlid, Linse und Retina (Tab. 3.9), sowie Kammerwasser und

Glaskörperflüssigkeit ergeben sich unter Berücksichtigung der entsprechenden

Wiederfindungsraten die in der Tabelle 3.10 aufgeführten Nachweisgrenzen. Die

Wiederfindung liegt für die Kornea bei im Mittel 79 %, für das Kammerwasser bei 90

%, für die Iris bei 83 %, für die Linse bei 76 %, für den Glaskörper bei 90 % sowie für

Retina bei 81 %.

Material und Methode

71

Tab. 3.10: Nachweisgrenzen (NG) für Dexamethason (DXM) in den verschiedenen Kompartimenten des Katzenauges.

Gewebe

Nachweisgrenzen (ng DXM/g bzw. ng DXM/ml)

3. Augenlid

2,5

Cornea

3,3

Kammerwasser

0,7

Iris

5,5

Linse

1,7

Glaskörper

0,7

Retina

1,8

Ergebnisse

72

4 ERGEBNISSE 4.1 Dexamethasonkonzentrationen in den einzelnen Kompartimenten des

Katzenauges Die Tabellen 4.1 bis 4.4 enthalten Angaben der Einzelwerte sowie von Mittelwert,

Standardabweichung und Median der ermittelten Dexamethasonkonzentrationen in

den einzelnen Augenkompartimenten. Die Abbildungen 4.1 bis 4.7 zeigen die

Ergebnisse in Form von Median-Boxen.

Ergebnisse

73

Tab. 4.1 Dexamethasonkonzentrationen in Cornea, 3. Augenlid, Iris, Linse und Retina (ng/g) sowie Kammerwasser und Glaskörper (ng/ml); Angabe der Einzelwerte sowie von Mittelwert, Standardabweichung und Median, von 5 Katzen (6 Stunden nach Behandlung mit Isopto-Dex® Salbe).

Kompartiment

Katze Auge 3. Augenlid

Cornea

Kammer-wasser

Iris

Linse

Glas-körper

Retina

re

60,7

105,0

12,4

162,5

2,3

2,1

2,3

1 li

<2,5

98,7

13,0

284,9

1,8

1,3

<1,8

re

214,7

182,7

2,6

186,8

<1,7

<0,7

15,7

2 li

91,3

50,7

16,8

111,6

2,6

<0,7

14,0

re

33,9

86,5

14,0

30,3

<1,7

<0,7

14,7

3 li

36,8

70,9

9,3

33,7

<1,7

<0,7

6,1

re

3,7

19,1

2,5

7,2

<1,7

<0,7

11,8

4 li

<2,5

9,9

1,7

8,7

<1,7

<0,7

5,0

re

6,0

15,7

2,9

10,6

<1,7

<0,7

4,0

5 li

33,7

45,3

2,1

7,5

<1,7

<0,7

5,0

Mittelwert

48,3

68,5

7,7

84,4

7,9

Standard- abweichung

65,4

52,8

5,7

97,8

5,6

Median

33,8

60,8

6,1

32,0

5,5

Ergebnisse

74

Tab. 4.2 Dexamethasonkonzentrationen in Cornea, 3. Augenlid, Iris, Linse und Retina (ng/g) sowie Kammerwasser und Glaskörper (ng/ml); Angabe der Einzelwerte sowie von Mittelwert, Standardabweichung und Median, von 5 Katzen (6 Stunden nach Behandlung mit Isopto-Dex® Tropfen).

Kompartiment

Katze Auge 3. Augenlid

Cornea

Kammer-wasser

Iris

Linse

Glas-körper

Retina

re

<2,5

8,5

1,7

13,7 <1,7 <0,7 <1,8

1

li

<2,5

5,4

0,9

10,2 <1,7 <0,7 <1,8

re

4,9

35,2

10,1

17,4 <1,7 <0,7 6,0

2

li

6,4

24,9

13,5

56,1 <1,7 <0,7 5,2

re

<2,5

<3,3

<0,7

<5,5 <1,7 <0,7 <1,8

3

li

<2,5

<3,3

<0,7

<5,5 <1,7 <0,7 <1,8

re

<2,5

19,5

3,1

29,6 1,8 1,4 3,5

4

li

5,7

27,5

4,0

23,3 1,8 0,9 2,9

re

<2,5

14,8

3,3

12,6 <1,7 <0,7 2,7

5

li

<2,5

5,3

1,1 7,7 <1,7 1,3 <1,8

Mittelwert

14,4

3,8 17,2 2,4

Standard- abweichung

11,9

4,4 16,4 2,0

Median

11,6

2,4 13,1 2,2

Ergebnisse

75

Tab. 4.3 Dexamethasonkonzentrationen in Cornea, 3. Augenlid, Iris, Linse und Retina (ng/g) sowie Kammerwasser und Glaskörper (ng/ml); Angabe der Einzelwerte sowie von Mittelwert, Standardabweichung und Median, von 5 Katzen (3 Stunden nach Behandlung mit Isopto-Dex® Salbe).

Kompartiment

Katze Auge 3. Augenlid

Cornea

Kammer-wasser

Iris

Linse

Glas-körper

Retina

re

6,1

11,6

8,3

18,1

<1,7

<0,7

2,8

1 li

7,0

20,1

4,8

26,7

<1,7

<0,7

4,1

re

5,7

17,8

4,4

19,1

<1,7

<0,7

2,5

2 li

5,2

9,3

2,8

18,8

<1,7

<0,7

2,0

re

11,9

62,9

3,7

10,9

<1,7

<0,7

6,1

3 li

54,5

27,4

0,8

<5,5

<1,7

<0,7

6,4

re

14,4

124,7

11,5

19,3

<1,7

0,9

16,3

4 li

59,9

24,3

38,1

30,9

<1,7

<0,7

2,5

re

<2,5

<3,3

<0,7

<5,5

<1,7

<0,7

2,7

5 li

<2,5

4,6

0,7

<5,5

<1,7

<0,7

<1,8

Mittelwert

16,6

30,6

7,6

15,2

4,6

Standard- abweichung

21,8

37,2

11,3

10,1

4,4

Median

6,5

18,9

4,1

18,4

2,7

Ergebnisse

76

Tab. 4.4 Dexamethasonkonzentrationen in Cornea, 3. Augenlid, Iris, Linse und Retina (ng/g) sowie Kammerwasser und Glaskörper (ng/ml); Angabe der Einzelwerte sowie von Mittelwert, Standardabweichung und Median, von 5 Katzen (3 Stunden nach Behandlung mit Isopto-Dex® Tropfen).

Kompartiment

Katze Auge 3. Augenlid

Cornea

Kammer-wasser

Iris

Linse

Glas-körper

Retina

re

46,5

16,4

5,7

18,0

<1,7

<0,7

2,1

1 li

235,5

12,6

2,5

12,7

<1,7

<0,7

2,2

re

3,3

16,4

3,7

48,0

<1,7

<0,7

1,8

2 li

6,7

61,6

12,7

38,3

<1,7

<0,7

<1,8

re

<2,5

15,8

1,5

<5,5

<1,7

<0,7

4,3

3 li

<2,5

12,5

<0,7

<5,5

<1,7

<0,7

3,8

re

19,7

62,0

37,1

113,9

2,1

1,3

27,5

4 li

22,8

107,9

13,3

27,2

4,2

<0,7

8,2

re

27,1

68,3

3,4

<5,5

<1,7

<0,7

5,6

5

li

<2,5

66,8

2,7

21,3

<1,7

<0,7

<1,8

Mittelwert

14,3

44,0

8,3

28,7

5,7

Standard- abweichung

15,9

33,5

11,0

33,7

8,0

Median

13,2

39,0

3,5

19,6

3,0

Ergebnisse

77

Salbe 3

Stunden

Salbe 6

Stunden

Tropfen

3 Stunden

Tropfen

6 Stunden

0255075

100125150175200225250

*

ng/g

Abb. 4.1 Dexamethasonkonzentrationen im 3. Augenlid (ng Dexamethason/ g 3.Augenlid) 3 und 6 Stunden nach Behandlung mit Isopto-Dex® Salbe sowie 3 und 6 Stunden nach Behandlung mit Isopto-Dex® Tropfen.

Die maximale Konzentration von Dexamethason lässt sich im 3. Augenlid 6 Stunden

nach Salbenapplikation messen. Nach 3 Stunden finden sich im Median

vergleichbare Konzentrationen nach der Salben- sowie Tropfenapplikation. Im

Gegensatz zur Salbe sieht man einen deutlichen Abfall 6 Stunden nach

Tropfenapplikation.

Ergebnisse

78

Salbe 3

Stunden

Salbe 6

Stunden

Tropfen

3 Stunden

Tropfen

6 Stunden

0255075

100125150175200

***

ng/g

Abb. 4.2 Dexamethasonkonzentrationen in der Cornea

(ng Dexamethason/ g Cornea) 3 und 6 Stunden nach Behandlung mit Isopto-Dex® Salbe sowie 3 und 6 Stunden nach Behandlung mit Isopto-Dex® Tropfen.

Die maximale Konzentration von Dexamethason lässt sich in der Cornea 6 Stunden

nach Salbenapplikation messen. Im Gegensatz zur Salbe sieht man einen

signifikanten Abfall 6 Stunden nach Tropfenapplikation.

Ergebnisse

79

Salbe 3

Stunden

Salbe 6

Stunden

Tropfen

3 Stunden

Tropfen

6 Stunden

0

10

20

30

40

ng/m

l

Abb. 4.3 Dexamethasonkonzentrationen im Kammerwasser (ng Dexamethason/ ml Kammerwasser) 3 und 6 Stunden nach Behandlung mit Isopto-Dex® Salbe sowie 3 und 6 Stunden nach Behandlung mit Isopto-Dex® Tropfen.

Im Kammerwasser bewegen sich die Werte auf deutlich niedrigerem Niveau als in

der Cornea und im 3. Augenlid. Die maximale Konzentration von Dexamethason

lässt sich im Kammerwasser 3 Stunden nach Tropfenapplikation und 6 Stunden

nach Salbenapplikation messen. Im Gegensatz zur Salbe sieht man einen

tendenziellen Abfall 6 Stunden nach Tropfenapplikation.

Ergebnisse

80

Salbe 3

Stunden

Salbe 6

Stunden

Tropfen

3 Stunden

Tropfen

6 Stunden

0

50

100

150

200

250

300

ng/g

Abb. 4.4 Dexamethasonkonzentrationen in der Iris

(ng Dexamethason/ g Iris) 3 und 6 Stunden nach Behandlung mit Isopto-Dex® Salbe sowie 3 und 6 Stunden nach Behandlung mit Isopto-Dex® Tropfen.

Die maximale Konzentration von Dexamethason lässt sich in der Iris 6 Stunden nach

Salbenapplikation messen. Während die Konzentration 6 Stunden nach

Salbenapplikation deutlich ansteigt, fällt die Konzentration nach Tropfenapplikation

tendenziell ab.

In der Linse und dem Glaskörper wurden die Konzentrationen von Dexamethason

unter der Nachweisgrenze gemessen.

Ergebnisse

81

Salbe 3

Stunden

Salbe 6

Stunden

Tropfen

3 Stunden

Tropfen

6 Stunden

0

5

10

15

20

25

30

*

ng/g

Abb. 4.5 Dexamethasonkonzentrationen in der Retina

(ng Dexamethason/ g Retina) 3 und 6 Stunden nach Behandlung mit Isopto-Dex® Salbe sowie 3 und 6 Stunden nach Behandlung mit Isopto-Dex® Tropfen.

Die gemessenen Dexamethasonkonzentrationen in der Retina liegen niedriger als in

den Kompartimenten der vorderen Augenkammer. Die maximale Konzentration von

Dexamethason lässt sich in der Retina 6 Stunden nach Salbenapplikation messen. 6

Stunden nach Salbenapplikation finden sich im Vergleich zur Tropfenapplikation

signifikant höhere Dexamethasonkonzentrationen in der Retina.

Diskussion

82

5 DISKUSSION 5.1 Fragestellung und Patientengut In der Veterinärmedizin werden oft Glucocorticoide in Form von Augentropfen,

Augensalben oder einer subkonjunktivahlen Injektion bei der Behandlung von

entzündlichen Erkrankungen des Auges sowie verschiedener Nebenorgane des

Auges eingesetzt.

Eine genaue Feststellung der Wirkstoffkonzentrationen in einzelnen Augenstrukturen

des Katzenauges wurde bislang im Gegensatz zu Untersuchungen am Hund

(KAISER 2003), am Pferd (REICHENBECKER 2002) oder Kaninchen (JANES und

STILES 1963, HAMASHIGE und POTTS 1955) nicht durchgeführt. Es war aus

diesem Grund das Ziel dieser Arbeit festzustellen, welche Konzentrationen in

einzelnen Kompartimenten des Auges nach Verabreichung einer

dexamethasonhaltigen Salbe im Vergleich zu dexamethasonhaltigen Tropfen erreicht

werden.

Im Rahmen dieser Arbeit wurden 20 Katzen vor der Euthanasie mit einer

Dexamethason-Augensalbe oder Dexamethason-Augentropfen lokal behandelt. Die

Katzen wurden aufgrund verschiedener Erkrankungen eingeschläfert. Alle Katzen

wurden in 4 Gruppen aufgeteilt. Die versuchsbedingte Einteilung erfolgte unabhängig

von Alter und Geschlecht sowie Rasse der Tiere (siehe Tab. 5.1). Das Alter der Tiere

lag zwischen 1 und 12 Jahren. Es handelt sich bei diesen Katzen um Patienten der

Kleintierklinik der Tierärztlichen Hochschule Hannover, die in der Zeit von Oktober

2004 bis Juni 2006 behandelt wurden.

Der in der vorliegenden Studie verwendete Radioimmunoassay (RIA) hat sich

hinsichtlich der Detektion verschiedener Arzneimittel in biologischen Strukturen

bereits in der Vergangenheit bewährt (KAEMMERER et al. 1984, REICHENBECKER

2002, KAISER 2003).

Diskussion

83

5.2 Lokale Behandlung des Auges

Die lokale Behandlung des Auges ist im Vergleich zur systemischen Behandlung

aufgrund der einfachen Anwendung, niedriger Kosten sowie des selteneren

Vorkommens systemischer Nebenwirkungen generell vorteilhaft (PAPPA 1994).

Weiterer wichtiger Vorteil der lokalen Applikation von Ophthalmica ist die Umgehung

der physiologischen Barrieren zwischen der Blutbahn und Augenstrukturen

(MAUGER 1994, SCHMIDT 1988).

Für diesen Versuch wurde gezielt die lokale Applikation in den Konjunktivalsack

gewählt, da diese Art der Applikation eine starke Praxisrelevanz besitzt, da sie sicher

zu den am meisten durchgeführten Maßnahmen am Auge zählt. Für den lokalen

Einsatz am Auge werden zumeist wässrige und ölige Lösungen, Salben und seltener

auch Augentabletten verwendet. Dabei ist es wichtig, dass sich die Ophthalmika in

der Tränenflüssigkeit lösen und so ihre gleichmäßige Verteilung auf allen cornealen

und konjunktivalen Oberflächen erreicht wird (MATHIS 1999). Die Bewegung der

Augenlider während des Lidschlags führt zu einer stetigen Vermischung von

Tränenflüssigkeit und Arzneimittel innerhalb des präcornealen Tränenfilms. Es ist zu

berücksichtigen, dass die Tränenflüssigkeit das applizierte Arzneimittel verdünnt und

auch die Kontaktzeit am Wirkort verkürzt.

Augentropfen sollen, um gute lokale Verträglichkeit zu gewährleisten, chemisch-

physikalisch der Tränenflüssigkeit weitestgehend entsprechen (HAMACHER 1976,

CAMPELL 1979, LIST et al. 1982). Normale Tränenflüssigkeit enthält etwa 0,15 bis

0,17 % Protein, 0,8 % Natriumchlorid und 0,2 % Natriumbicarbonat. Der

verdünnende Effekt der Tränenflüssigkeit erlaubt es, Lösungen mit einem

Natriumchloridgehalt von 0,6 bis 1,5 % als augenverträglich einzustufen

(HAMACHER 1976). CO2-gesättigt weist die Tränenflüssigkeit einen pH von 7,4 auf.

Aufgrund der Pufferkapazität der Tränenflüssigkeit werden Augentropfen in einem

pH-Bereich von etwa 7,3 bis 9,7 meistens gut vertragen, wohingegen Lösungen mit

einem pH-Wert von mehr als 11,4 und weniger als 5,8 am Auge immer schmerzhaft

und lokal stark reizend sind (HAMACHER 1976, SCHMIDT 1988).

Diskussion

84

Eine Augensalbe gewährleistet einen längeren Kontakt des enthaltenen Wirkstoffes

mit der cornealen und konjunktivalen Oberfläche (CAMPELL 1979). Die Grundlagen

der Augensalben dürfen das Auge nicht reizen und müssen geschmeidig und

sterilisierbar sein. Außerdem soll eine ausreichende Wirkstofffreisetzung erfolgen

(LIST et al. 1982). In Anbetracht dieser Eigenschaften kommen für Augensalben in

erster Linie Kohlenwasserstoffgele (z.B. Vaselin, eventuell mit Zusatz von flüssigem

Paraffin, Wollwachs oder Wollwachsalkohol) in Frage (LIST et al. 1982). Ein Nachteil

der Augensalben ist eine mögliche Verstopfung der tränenableitenden Wege

(CAMPELL 1979, SCHMIDT 1988), was aber relativ selten vorkommt.

5.3 Glucocorticoide am Auge Studien zu der Verteilung verschiedener Glucocorticoide im Kaninchenauge bei

lokaler Applikation wurden bereits mit radioaktiv markiertem Cortisonacetat

(HAMASHIGE und POTTS 1955) und mit radioaktiv markiertem Cortison (JANES

und STILES 1963) durchgeführt. HAMASHIGE und POTTS (1955) konnten nach

wenigen Minuten verschiedene Konzentrationen von Cortison sowie seinen

Metaboliten Hydrocortison im Auge feststellen. Die höchsten Konzentrationen

wurden in der Cornea und im Kammerwasser nachgewiesen, geringere Werte

fanden sich in der Iris. In Linse, Glaskörper und Netzhaut konnte kein Cortison

gefunden werden. JANES und STILES (1963) berichten, dass nach einer lokalen

Behandlung von Kaninchenaugen mit radioaktiv markiertem Cortison nach 30

Minuten bis 2% applizierter Wirkstoff im Auge gemessen werden konnte. Die Autoren

konnten in allen Augenstrukturen Cortison mit Hilfe einer Radioaktivitätsmessung

nachweisen. So ließen sich in der Cornea 0,7 %, in der Iris 0,3 %, in Sklera 0,2 %, in

der Retina 0,16 %, in der Linse 0,04 % und im Glaskörper 0,01 % des applizierten

Wirkstoffs nachweisen.

TCHERNITCHIV et al. (1980) und HERNANDEZ et al. (1981) haben Untersuchungen

am Kaninchen zum Nachweis von Dexamethason im Auge durchgeführt, wobei

TCHERNITCHIV et al. (1980) Dexamethason systemisch und HERNANDEZ et al.

Diskussion

85

(1981) lokal am Auge applizierten. In beiden Untersuchungen wurde Dexamethason

nicht quantitativ in Cornea, Retina und Sklera mittels Autoradiographie

nachgewiesen.

REICHENBECKER (2002) hat eine Studie zur Pharmakokinetik von Dexamethason

am Auge des Pferdes bei lokaler Applikationen dexamethasonhaltiger Augensalbe

durchgeführt. Eine Gruppe des Pferdes erhielt diese Salbe 3x täglich, die andere 7x

täglich über 6 Tage. Dabei konnte er auswertbare Konzentrationen von

Dexamethason mittels Radioimmunoassay (RIA) in der Cornea, dem Kammerwasser

und der Iris nachweisen. Im Gegensatz zur Cornea und dem Kammerwasser, wo

beide Gruppen keine Unterschiede in Konzentration gezeigt haben, wiesen die

Pferde, die 7x täglich behandelt waren signifikant höhere Dexametasonkonzentration

in der Iris auf.

KAISER (2003) untersuchte die Verteilung von Dexamethason im Auge des Hundes

nach lokaler Applikationen tropffähiger dexamethasonhaltiger Augensalbe in

unterschiedlichem Zeitabstand (6, 11 und 16 Stunden) nach der Behandlung. Die

höchste Konzentration von Dexamethason im 3. Augenlid (11 Stunden nach

Applikation), Cornea und Iris (6 Stunden nach Applikation) gemessen werden. Die

Konzentrationen von Dexamethason waren im Kammerwasser, Glaskörper und

Retina nachgewiesen unter den Nachweisgrenzen.

Die Tendenz solcher Verteilung innerhalb des Auges wird auch durch die Daten der

vorgelegten Arbeit bestätigt: die höchsten Dexamethasonkonzentrationen wurden in

der Cornea und der Iris gemessen, weniger im 3. Augenlied und der Retina. Die

Mengen von Dexamethason in Linse und Glasskörper lagen unter der

Nachweisgrenze und konnten nicht quantifiziert werden.

Diskussion

86

5.3.1 Dexamethason in der Cornea und im 3. Augenlid Die Menge von Dexamethason, die in die Cornea und das 3. Augenlid gelangt, ist

von der Verweildauer des Arzneistoffes auf diesen Augenstrukturen abhängig, die

sich aus den unterschiedlichen Arzneiformen ergibt (Salbe, Tropfen).

Die Studie von JANES u. STILES (1963) bestätigt, dass Augentropfen sich gut mit

Tränenflüssigkeit vermischen und auch schnell resorbiert werden können.

Augentropfen fließen generell schnell über die beiden Tränenpunkte in den Ductus

nasolacrimalis aus dem Conjunktivalsack ab. Die Autoren zeigten, dass 30 Minuten

nach lokaler Augenbehandlung mit radioaktiv markiertem Cortison bis zu 0,5 % des

verabreichten Cortisons aus Waschproben der Nase gewonnen werden können. So

zeigte sich in eigenen Untersuchungen, dass beispielsweise nach der

Tropfenapplikation im Augenlid die mittlere Dexamethasonkonzentration in den

vorderen Augenkompartimenten von 14,3 ng/g (3 Stunden) auf 2,4 ng/g (6 Stunden)

abfällt und in der Cornea von 44 ng/g (3 Stunden) auf 14,4 ng/g (6 Stunden).

Bei der Salbenapplikation hingegen kommt es zu einem Anstieg über die Zeit: So

werden, vergleichbar zu Tropfengruppe, nach 3 Stunden im 3.Augenlid 16,6 ng/g

gemessen, und nach 6 Stunden eine Konzentration von 48,3 ng/g erreicht. Für die

Cornea kann ein Anstieg von 30,6 ng/g (3 Stunden) auf 68,5 ng/g (6 Stunden)

gemessen werden. Diesen Unterschied kann nur auf der galenischen Formulierung

beruhen, da in beiden Fällen die gleiche Menge Dexamethason verabreicht worden

ist. Ansammlungen von Salbenresten in Spalträumen um das 3. Augenlid entziehen

sich mit zunehmender Konsistenz der Drainage über den Tränen-Nasengang, und

können so eine Rolle für den beobachteten Depoteffekt spielen (CAMPELL 1979).

5.3.2 Dexamethason im Kammerwasser

Es fällt auf, dass die Konzentrationen von Dexamethason im Kammerwasser im

Vergleich zu denen im 3. Augenlid und in der Cornea stark abfallen. Während bei der

Salbenapplikation die mittlere Dexamethasonkonzentration nahezu konstant bleibt

Diskussion

87

(7,6 ng/ml 3 Stunden zu 7,7 ng/ml 6 Stunden), fällt die Konzentration nach

Tropfenapplikation von 8,3 ng/ml (3 Stunden) auf 3,8 ng/ml (6 Stunden) ab. Dieser

Abfall korreliert mit dem Abfall, der auch beim 3.Augenlid und der Cornea beobachtet

werden konnte. Es zeigt sich, dass die Bioverfügbarkeit auch für ein tieferes

Kompartiment höher nach Salbenapplikation ist.

Die im Vergleich zur Cornea niedrigeren Konzentrationen im Kammerwasser erklären

LEOPOLD und KROMAN (1960) damit, dass die höchste Konzentration des

Wirkstoffs hier eventuell deutlich früher (ca. 1 Stunde nach Applikation) vorliegt. Sie

haben gezeigt, dass die lokale Applikation von Dexamethason, Methylprednisolon

und Triamcinolon schon nach 20 Minuten zu messbaren Konzentrationen von

Methylprednisolon und Dexamethason im Kammerwasser des Kaninchenauges führt

(LEOPOLD und KROMAN 1960 und KROMAN und LEOPOLD 1961).

CIVIALE et al. (2004) konnten an Kaninchen feststellen, dass nach einer einmaligen

lokalen Applikation von dexamethasonhaltigen Augentropfen die Konzentration von

Dexamethason im Kammerwasser schon nach 60 Minuten ihr Maximum erreichte

und danach stetig abfiel, so dass sie nach 3 Stunden die Nachweisgrenze erreichte.

Das Kammerwasser wird ständig vom nicht pigmentierten Epithel der Procc. ciliares

aktiv sekretiert (NAUMANN 1997) und in die Augenkammern abgegeben.

Anschließend gelangt es über den Angulus iridocornealis oder die Iriswurzel bzw.

den Ziliarkörper (sekundärer Kammerwasserabfluss) in die Blutbahn. So wird das

Kammerwasser innerhalb von ca. 1 Stunde wieder vollständig erneut (LIEBICH,

2003). Diesem Fluss unterliegt auch das im Kammerwasser befindliche

Dexamethason, so dass es zu einer ständigen Auswaschung von Dexamethason

kommt und so generell nur niedrige Werte zu messen sind.

5.3.3 Dexamethason in der Iris Dexamethason wird in die Iris durch Diffusion über Cornea und Kammerwasser

transportiert (SCHOENWALD 1993). Die Konzentrationsveränderungen von

Dexamethason in der Iris ähneln grundsätzlich denen im Kammerwasser und der

Cornea bei den entsprechenden Gruppen von Tieren.

Diskussion

88

Wie in dem vorher beschriebenen Kompartimenten zeigt sich bei der

Tropfenapplikation erneut ein Abfall (28,7 ng/g (3 Stunden) zu 17,2 ng/g (6

Stunden)), völlig anders zeigt sich Situation bei der Salbenapplikation. Hier kommt es

zu einem massiven Anstieg der mittleren Dexamethasonkonzentration von 15,2 ng/g

nach 3 Stunden auf 84,4 ng/g nach 6 Stunden. Es muss jedoch einschränkend

hinzugefügt werden, dass der massive Anstieg in zwei Katzen beobachtet worden ist

und dadurch eine erhebliche Streuung der Ergebnisse vorliegt. Doch auch beim

Vergleich des für Ausreißer weniger anfälligen Medianes fällt ein Einstieg von 18,4

ng/g auf 32 ng/g auf. So bestätigt sich auch für dieses Kompartiment eine länger

anhaltende und zuverlässige Anflutung des Dexamethason aus der

Salbenformulierung.

Die Mediankonzentrationen in der Iris von Hunden 6 Stunden nach Applikation mit

Tropffähiger Corti Biciron® Salbe (14,2 ng/g) (Abb. 5.2) entsprechen der

Mediankonzentrationen den Katzen 6 Stunden nach Applikation mit Isopto-Dex®

Tropfen (13,1 ng/g) (Abb. 5.1).

3. Augen

lid

Cornea

Kammerw

asse

rIris

Linse

Glaskö

rper

Retina

0

15

30

45

60

75

90 Katze

ng/g

; ng/

ml

3. Augen

lid

Cornea

Kammerw

asse

rIris

Linse

Glaskö

rper

Retina

0

15

30

45

60

75

90 Hund

ng/g

; ng/

ml

Abb. 5.1 Dexamethasonkonzentrationen in Cornea, Abb. 5.2 Dexamethasonkonzentrationen in Cornea, 3. Augenlid, Iris, Linse und Retina (ng/g) sowie 3. Augenlid, Iris, Linse und Retina (ng/g) sowie Kammerwasser und Glaskörper (ng/ml) von 5 Kammerwasser und Glaskörper (ng/ml) von 10 Katzen (6 Stunden nach Behandlung mit Hunden (6 Stunden nach Behandlung mit Isopto-Dex® Tropfen). Corti Biciron® Tropffähiger Salbe) nach Kaiser (2003).

Diskussion

89

5.3.4 Dexamethason in der Linse, dem Glaskörper und der Retina In drei hinteren Strukturen des Auges (Linse, Glaskörper und Retina) nehmen die

Konzentrationen von Dexamethason im Vergleich zu den Konzentrationen in den

vorderen Strukturen deutlich ab.

Bei allen 4 Gruppen lagen die Werte in der Linse und im Glaskörper unter den

entsprechenden Nachweisgrenzen (siehe Tab. … Nachweisgrenzen)

Dexamethason könnte durch Diffusion aus dem Kammerwasser auch in die Linse

gelangen. Die Linsenkapsel aber umhüllt als strukturlose, elastische Membran die

Linse und besitzt nach GUM (1991) die Funktion einer semipermeablen Membran.

Das kann ein Grund dafür sein, dass alle Konzentrationen von Dexamethason in der

Linse deutlich unter der Nachweisgrenze liegen.

Eine Reihe von Autoren, wie JANES und STILES (1963), TCHERNITCHIV et al.

(1980) und HERNANDEZ et al. (1981), haben am Kaninchenauge und KAISER

(2003) am Hundeauge festgestellt, dass sich innerhalb der drei hinteren Strukturen

des Auges (Linse, Glaskörper und Retina) die höchsten Konzentrationen von

Dexamethason genau so wie in der vorgelegten Arbeit in der Retina messen lassen.

Auch in der Retina zeigen sich die schon vorgeschriebenen kinetischen Unterschiede

nach Salben- bzw. Tropfenapplikation. Während nach 3 Stunden etwa vergleichbare

mittlere Konzentrationen zu messen sind (4,7 ng/g Salbe zu 5,7 ng/g Tropfen). Zeigt

sich 6 Stunden nach Tropfenapplikation wieder ein Abfall der Konzentration (2,4

ng/g) und ein Anstieg 6 Stunden nach Salbenapplikation (7,9 ng/g). Die mittlere

Dexamethasonkonzentration, die nach 6 Stunden in der Retina des Hundes

gemessen worden ist, liegt mit durchschnittlich 4,9 ng/g im Bereich der in eigenen

Untersuchungen gemessenen Konzentrationen.

Da es einen Stoffaustausch zwischen Retina und dem Glaskörper gibt, kann

Dexamethason auch in den Glaskörper eindringen. Als sicher kann man nur

annehmen, dass aufgrund seiner anatomischen Lage eine mögliche Diffusion von

Dexamethason in den Glaskörper nur von der Retina bzw. Choroidea ausgehen

kann.

Diskussion

90

Die Dexamethasonwerte im Glaskörper liegen im Vergleich zur Retina und auch zu

Linse deutlich niedriger (niedriger als die Nachweisgrenze) und lassen sich nicht

quantitativ auswerten.

Auf den Abbildungen 5.3 - 5.6 ist zu sehen, dass die Dexamethasonkonzentration 6

Stunden nach Salbenapplikation (Abb. 5.6) deutlich höhere Werte im 3. Augenlid, in

der Cornea und in der Iris aufweist als nach 3 Stunden Salbenapplikation. Im

Gegensatz zur Salbe beobachtet man einen starken Konzentrationsabfall von

Dexamethason 6 Stunden nach Tropfenapplikation (Abb. 5.5). Die gemessene

Dexamethasonkonzentrationen 3 Stunden nach Tropfenapplikation (Abb. 5.3) und 3

Stunden nach Salbenapplikation (Abb. 5.4) liegen nah beieinander.

3.

Augenlid

Cornea

Kammerw

asse

rIris

Linse

Glaskö

rper

Retina

0

25

50

75

100

125

150

ng/g

; ng/

ml

Abb. 5.3 Dexamethasonkonzentrationen in Cornea, Abb.5.4 Dexamethasonkonzentrationen in Cornea, 3. Augenlid, Iris, Linse und Retina (ng/g) sowie 3. Augenlid, Iris, Linse und Retina (ng/g) sowie Kammerwasser und Glaskörper (ng/ml) von 5 Kammerwasser und Glaskörper (ng/ml) von 5 Katzen (3 Stunden nach Behandlung mit Katzen (3 Stunden nach Behandlung mit

Isopto-Dex® Tropfen). Isopto-Dex® Salbe).

3. Augen

lid

Cornea

Kammerw

asse

rIris

Linse

Glaskö

rper

Retina

0

25

50

75

100

125

150

ng/g

; ng/

ml

Diskussion

91

3. Augen

lid

Cornea

Kammerw

asse

rIris

Linse

Glaskö

rper

Retina

0

50

100

150

200

250

300

ng/g

; ng/

ml

Abb. 5.5 Dexamethasonkonzentrationen in Cornea, Abb. 5.6 Dexamethasonkonzentrationen in Cornea, 3. Augenlid, Iris, Linse und Retina (ng/g) sowie 3. Augenlid, Iris, Linse und Retina (ng/g) sowie Kammerwasser und Glaskörper (ng/ml) von 5 Kammerwasser und Glaskörper (ng/ml) von 5 Katzen (6 Stunden nach Behandlung mit Katzen (6 Stunden nach Behandlung mit Isopto-Dex® Tropfen). Isopto-Dex® Salbe).

5.4 Therapeutisch wirksame Konzentration

Nach der Messung der Dexamethasonkonzentrationen innerhalb verschiedener

Strukturen des Katzenauges stellt sich die Frage, ob die gemessenen

Konzentrationen therapeutisch wirksam sein können.

Die Angaben über wirksame Konzentrationen von Dexamethason variieren erheblich:

SAREEN et al. (1981) zeigte an humanen neutrophilen Granulozyten, dass

Dexamethasonkonzentrationen erst ab ca. 390 bis 3.900 ng /ml einen messbaren

Abfall der Zellaktivität verursacht haben. Niedrigere Konzentrationen (um 40 ng/ml)

waren unwirksam. SHEPARD et al. (2001) konnten Effekte an humanen Zellen aus

3. Augen

lid

Cornea

Kammerw

asse

rIris

Linse

Glaskö

rper

Retina

0

50

100

150

200

250

300

ng/g

; ng/

ml

Diskussion

92

dem trabekulären Netzwerk des iridocornealen Winkels bei

Dexamethasonkonzentrationen um 40 ng/ml nachweisen.

BOURCIER et al. (1999/2000) beobachteten verstärkten Zelluntergang von humanen

cornealen Keratozyten und Epithelzellen bei Dexamethasonkonzentrationen

zwischen 3,9 und 39 ng/ml.

Beim In-vitro-Versuch von BÄUMER (2006) an Mäusekeratinozyten mit

Dexamethason wurde ein signifikanter Abfall der Prostaglandin E2–Synthese im

Konzentrationsbereich um 1 – 10 ng/ml nachgewiesen.

Eine In-Vitro-Studie von FUKOMOTO et. al (1992) an Zellkulturen aus Osteoblasten

und Osteosarkomzellen von Ratten zeigte, dass auch deutlich niedrigere

Dexamethasonkonzentrationen (ca. 0,4 ng/ml) die Zellaktivität unterdrücken.

In der vorgelegten Arbeit wurden Dexamethasonkonzentrationen von bis zu 68,5

ng/g Gewebe in den vorderen Strukturen (Cornea), 84,4 ng/g (Iris), bzw. 7,9 ng/g

Gewebe in den hinteren Strukturen (Retina) gemessen. Die erreichte

Konzentrationen sind nach einer einzigen lokalen Behandlung des Auges gemessen

und nicht nach wiederholten Verabreichungen in kurzen Zeitintervallen (3-4-mal

täglich alle 2 bis 3 Stunden), was der Gebrauchsinformation des Arzneimittels

entspricht. Die mehrfache lokale Applikationen führen zur Akkumulation des

Wirkstoffs und höheren Konzentrationen in Kompartimenten des Auges

(REICHENBECKER 2002). In seinen Untersuchungen zeigt sich zumindest in der Iris

eine signifikante Steigerung der Dexamethasonkonzentrationen nach 7-maliger Gabe

im Vergleich zur 3-maligen Verabreichung.

Zusammenfassung

93

6 ZUSAMMENFASSUNG Julia Bessonova (2006): Untersuchung zur Dexamethasonverteilung im Katzenauge nach lokaler Applikation

Das Ziel der Arbeit war es, festzustellen, welche Konzentrationen von Dexamethason

nach einmaliger lokaler Anwendung einer handelsüblichen Augensalbe (Isopto-

Dex®) und einer Augentropfsuspension (Isopto-Dex®) in den Konjunktivalsack in

verschiedenen Kompartimenten des Katzenauges nachweisbar sind.

In die Studie wurden 20 Katzen einbezogen. Für die Versuchsdurchführung erfolgte

eine Einteilung in vier Gruppen zu je 5 Katzen. Alle Tiere wurden einmal mit 0,05 ml

einer 1 % dexamethasonhaltigen Augentropfsuspension Isopto-Dex® oder 0,05 g 1

% dexamethasonhaltigen Augensalbe Isopto-Dex® behandelt (die Menge entspricht

0,05 mg Dexamethason). Es wurden grundsätzlich beide Augen jedes Tieres

behandelt. Die Tropfen- oder Salbenapplikation erfolgte in den temporalen unteren

Teil des Konjunktivalsackes. Die Tiere wurden 3 oder 6 Stunden nach der

Behandlung euthanasiert. In den aus allen Augen entnommenen Proben von

Cornea, Kammerwasser, Iris, Linse, Glaskörper, Retina / Choroidea sowie drittem

Augenlid wurde die Konzentration von Dexamethason mittels Radioimmunoassay

ermittelt.

Ein Ergebnis der Studie war, dass 3 Stunden nach Salben- oder Tropfenapplikation

die Dexamethasonkonzentrationen nah beieinander lagen. Die höchsten

Konzentrationen wurden in den vorderen Augenkompartimenten bzw. in dem 3.

Augenlid (48,3 ng/g), der Cornea (68,5 ng/g) und der Iris (84,4 ng/g) nachgewiesen.

In den hinteren Kompartimenten des Auges sind deutlich niedrigere

Dexamethasonkonzentrationen beobachtet worden. Im Vergleich zur 3-stündigen

Behandlung waren die Konzentrationen von Dexamethason nach 6-stündiger

Salben- und Tropfenapplikation unterschiedlich. So zeigte sich in allen

Zusammenfassung

94

Kompartimenten ein tendenzieller signifikanter Anstieg der gemessenen

Konzentrationen 6 Stunden nach der Behandlung mit der Isopto-Dex® Salbe. Im

Gegensatz zur Salbe wurde nach 6-stündiger Tropfenapplikation ein starker Abfall

der Dexamethasonkonzentrationen nachgewiesen.

Während die Konzentrationen im Glaskörper und Linse größtenteils unterhalb der

Nachweisgrenze lagen, waren die Dexamethasonkonzentrationen in der Retina noch

quantifizierbar (7,9 ng/g).

Die Ergebnisse dieser Arbeit lassen den Schluss zu, dass eine Salbenapplikation ein

verlängertes Applikationsintervall ermöglicht und insgesamt im Vergleich zur

Tropfenapplikation zu höheren Dexamethasonkonzentrationen führt.

Summary

95

7 SUMMARY Julia Bessonova (2006): Examinations of the distribution of dexamethasone in the feline eye after local administration

The goal of this study was to measure the detectable dexamethasone concentration

in the different compartments of the cat eye after a single topical application of an

eye-ointment or eyedrops into the conjuctival sac.

The study was conducted on 20 cats. The animals were divided into 4 groups of 5

cats each. All animals were treated once with either 0,05 ml of an 1%

dexamethasone eyedropsuspension (Isopto-Dex® Augentropfsuspension) or 0,05 g

of an 1% dexamethasone ointment (Isopto-Dex® Augensalbe) (the amount equals

0,05 mg dexamethasone). Both eyes of each animal were treated. The drug was

applied into temporal canthus of the ventral conjuctival sac. The cats were

euthanized 3 or 6 hours, respectively, after the treatment. The dexamethasone

concentration was evaluated by radioimmunoassay in the cornea, aqueous humor,

iris, lens, vitreous, retina/choroidea and third eyelid.

The result of this study was that 3 hours after the ointment and eyedrop treatment the

dexamethasone concentration was in a similar range regardless of the galenic

formulation. The highest concentration was measured in the anterior compartments

of the eye i.e. the third eyelid (48,3 ng/g), the cornea (68,5 ng/g) and the iris (84,4

ng/g). In the posterior compartments of the eye the dexamethasone concentrations

were markedly lower. Compared to the 3 hour treatment the dexamethasone

concentration 6 hours after application differed within the structures of the eye. The

measured concentrations were significantly higher after treatment with Isopto-Dex®

ointment. Contrary to the ointment, the treatment with eyedrops for 6 hours led to a

strong decrease in dexamethasone concentration. While the concentrations for the

Summary

96

vitreous and lens were generally below the threshold/level of detection, the

dexamethasone concentration for the retina was still quantifiable (7,9 ng/g).

The results of this study lead to the conclusion that the use of ointment results in a

longer application interval and a generally higher concentration of dexamethasone

compared to the use of eyedrops.

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Anhang

116

9 ANHANG

Verzeichnis der Abbildungen

Abbildung 2.1: Schematische Darstellung des Katzenauges mit

Bezeichnung der Strukturen (WISSDORF und KAPITZKE).

Abbildung 2.2: Aufbau der Cornea (OHRLOFF 1987).

Abbildung 2.3: Schematische Darstellung der Schichten der Netzhaut

(LIEBICH 1993).

Abbildung 2.4: Tränenapparat der Katze (ULMER 1971).

Abbildung 2.5: Schematische Darstellung des Augenvordergrundes

(LIEBICH 1993).

Abbildung 2.6: Wirkungsmechanismus der Steroidhormon-Rezeptoren

(KLINKE und SILBERNAGEL 2001).

Abbildung 2.7: Chemische Struktur des Cortisol und einiger synthetischer

Derivate (FREY 1996).

Abbildung 3.1: Entfernung des Augapfels (CLERC und KRÄHENMANN 1990).

Abbildung 4.1: Dexamethasonkonzentrationen im 3. Augenlid

(ng Dexamethason/ g 3.Augenlid) 3 und 6 Stunden nach

Behandlung mit Isopto-Dex® Salbe sowie 3 und 6 Stunden

nach Behandlung mit Isopto-Dex® Tropfen.

Anhang

117

Abbildung 4.2: Dexamethasonkonzentrationen in der Cornea

(ng Dexamethason/ g Cornea) 3 und 6 Stunden nach

Behandlung mit Isopto-Dex® Salbe sowie 3 und 6 Stunden

nach Behandlung mit Isopto-Dex® Tropfen.

Abbildung 4.3: Dexamethasonkonzentrationen im Kammerwasser

(ng Dexamethason/ ml Kammerwasser) 3 und 6 Stunden

nach Behandlung mit Isopto-Dex® Salbe sowie 3 und

6 Stunden nach Behandlung mit Isopto-Dex® Tropfen.

Abbildung 4.4: Dexamethasonkonzentrationen in der Iris

(ng Dexamethason/ g Iris) 3 und 6 Stunden nach

Behandlung mit Isopto-Dex® Salbe sowie 3 und

6 Stunden nach Behandlung mit Isopto-Dex® Tropfen.

Abbildung 4.5: Dexamethasonkonzentrationen in der Retina

(ng Dexamethason/ g Retina) 3 und 6 Stunden nach

Behandlung mit Isopto-Dex® Salbe sowie 3 und

6 Stunden nach Behandlung mit Isopto-Dex® Tropfen.

Abbildung 5.1: Dexamethasonkonzentrationen in Cornea,

3. Augenlid, Iris, Linse und Retina (ng/g) sowie

Kammerwasser und Glaskörper (ng/ml) von 5

Katzen (6 Stunden nach Behandlung mit

Isopto-Dex® Tropfen).

Abbildung 5.2: Dexamethasonkonzentrationen in Cornea,

3. Augenlid, Iris, Linse und Retina (ng/g) sowie

Kammerwasser und Glaskörper (ng/ml) von 10

Hunden (6 Stunden nach Behandlung mit

Corti Biciron® Tropffähiger Salbe) nach Kaiser (2003).

Anhang

118

Abbildung 5.3: Dexamethasonkonzentrationen in Cornea,

3. Augenlid, Iris, Linse und Retina (ng/g) sowie

Kammerwasser und Glaskörper (ng/ml) von 5

Katzen (3 Stunden nach Behandlung mit

Is opto-Dex® Tropfen).

Abbildung 5.4: Dexamethasonkonzentrationen in Cornea,

3. Augenlid, Iris, Linse und Retina (ng/g) sowie

Kammerwasser und Glaskörper (ng/ml) von 5

Katzen (3 Stunden nach Behandlung mit

Isopto-Dex® Salbe).

Abbildung 5.5: Dexamethasonkonzentrationen in Cornea,

3. Augenlid, Iris, Linse und Retina (ng/g) sowie

Kammerwasser und Glaskörper (ng/ml) von 5

Katzen (6 Stunden nach Behandlung mit

Isopto-Dex® Tropfen). Abbildung 5.6: Dexamethasonkonzentrationen in Cornea,

3. Augenlid, Iris, Linse und Retina (ng/g) sowie

Kammerwasser und Glaskörper (ng/ml) von 5

Katzen (6 Stunden nach Behandlung mit

Isopto-Dex® Salbe).

Anhang

119

Verzeichnis der Tabellen

Tabelle 2.1: Nebenwirkungen der Glucocorticoide (URBAN und

FISCHER 2003).

Tabelle 2.2: Übersicht einiger häufig eingesetzter Glucocorticoide

Tabelle 3.1: Klinische Besonderheiten bei Patienten der 1.Gruppe

(Euthanasie und Probengewinnung 6 Stunden nach

der Behandlung mit der Isopto-Dex® Augensalbe).

Tabelle 3.2: Klinische Besonderheiten bei Patienten der 2.Gruppe

(Euthanasie und Probengewinnung 6 Stunden nach

der Behandlung mit der Isopto-Dex® Augentropfsuspension).

Tabelle 3.3: Klinische Besonderheiten bei Patienten der 3.Gruppe

(Euthanasie und Probengewinnung 3 Stunden nach

der Behandlung mit der Isopto-Dex® Augensalbe).

Tabelle 3.4: Klinische Besonderheiten bei Patienten der 4.Gruppe

(Euthanasie und Probengewinnung 3 Stunden nach

der Behandlung mit der Isopto-Dex® Augentropfsuspension).

Tabelle 3.5: Bechandlungsschema.

Tabelle 3.6: Angaben zur Kreuzreaktivität des verwendeten

Dexamethason- Antiserums (Angaben von Biogenesis

Ltd., Poole UK).

Tabelle 3.7: Durchführung der Dexamethason - RIA, tabellarische

Auflistung, Standardreihe (1-22) sowie Probenmessung (23ff).

Anhang

120

Tabelle 3.8: Signifikanzstufen in Abhängigkeit von der

Irrtumswahrscheinlichkeit p ≤ 0,05.

Tabelle 3.9: Angaben zur Wiederholbarkeit (Total count = 100 %).

Tabelle 3.10: Nachweisgrenzen (NG) für Dexamethason (DXM) in den

Verschiedenen Kompartimenten des Katzenauges.

Tabelle 4.1: Dexamethasonkonzentrationen in Cornea, 3. Augenlid, Iris,

Linse und Retina (ng/g) sowie Kammerwasser und Glaskörper

(ng/ml); Angabe der Einzelwerte sowie von Mittelwert,

Standardabweichung und Median, von 5 Katzen (6 Stunden

nach Behandlung mit Isopto-Dex® Salbe).

Tabelle 4.2: Dexamethasonkonzentrationen in Cornea, 3. Augenlid, Iris,

Linse und Retina (ng/g) sowie Kammerwasser und Glaskörper

(ng/ml); Angabe der Einzelwerte sowie von Mittelwert,

Standardabweichung und Median, von 5 Katzen (6 Stunden

nach Behandlung mit Isopto-Dex® Tropfen).

Tabelle 4.3: Dexamethasonkonzentrationen in Cornea, 3. Augenlid, Iris,

Linse und Retina (ng/g) sowie Kammerwasser und Glaskörper

(ng/ml); Angabe der Einzelwerte sowie von Mittelwert,

Standardabweichung und Median, von 5 Katzen (3 Stunden

nach Behandlung mit Isopto-Dex® Salbe).

Tabelle 4.4: Dexamethasonkonzentrationen in Cornea, 3. Augenlid, Iris,

Linse und Retina (ng/g) sowie Kammerwasser und Glaskörper

(ng/ml); Angabe der Einzelwerte sowie von Mittelwert,

Standardabweichung und Median, von 5 Katzen (3 Stunden

nach Behandlung mit Isopto-Dex® Tropfen).

121

Hiermit erkläre ich, dass ich die Dissertation „Untersuchung zur Dexamethasonverteilung im Katzenauge nach lokaler Applikation“ selbständig

verfasst habe. Bei der Anfertigung wurde keine Hilfe Dritter in Anspruch genommen.

Ich habe keine entgeltliche Hilfe von Vermittlungs- bzw. Beratungsdiensten

(Promotionsberater oder andere Personen) in Anspruch genommen. Niemand hat

von mir unmittelbar oder mittelbar entgeltlich Leistungen für Arbeiten erhalten, die im

Zusammenhang mit dem Inhalt der vorgelegten Dissertation stehen.

Ich habe die Dissertation am folgenden Institut angefertigt:

Institut für Pharmakologie, Toxikologie und Pharmazie

der Stiftung Tierärztliche Hochschule Hannover

Bünteweg 17, 30559 Hannover.

Die Dissertation wurde bisher nicht für eine Prüfung oder eine Promotion oder für

einen ähnlichen Zweck zur Beurteilung eingereicht.

Ich versichere, dass ich die vorstehenden Angaben nach bestem Wissen vollständig

und der Wahrheit entsprechend gemacht habe.

Julia Bessonova

Danksagung

122

DANKSAGUNG Ich bedanke mich bei meinem Doktorvater Herrn Univ.-Prof. Dr. M. Kietzmann für die

Überlassung des interessanten Themas meiner Dissertation, die fachliche Betreuung

und die freundliche Unterstützung.

Ein großes Dankeschön gilt allen Mitarbeitern der Abteilung Pharmakologie, Toxikologie und Pharmazie der Tierärztlichen Hochschule Hannover. W. Bäumer, M.

Braun, F. Niedorf, J. Stahl, A. Werner, K. Hünermann und S. Krekeler möchte ich

hierbei besonders hervorheben, ebenso wie G. Ludwig und H.-H. Bohr, die mich in

die Geheimnisse der Labortechniken mit großem Engagement und Engelsgeduld

eingewiesen haben.

Weiterhin möchte ich mich bei Frau Univ.-Prof. Dr. A. Meyer-Lindenberg und Frau M.

Fork aus der Klinik für kleine Haustiere der Tierärztlichen Hochschule Hannover für

die Hilfe mit den Katzen bedanken.

Ebenfalls herzlich bedanken möchte ich mich bei Familie Klug für die persönliche

Unterstützung und Begleitung seit meinem Aufenthalt in Deutschland.

Allen meinen Freunden aus Deutschland und Russland gilt ein herzliches

Dankeschön.

Einen besonders lieben Dank möchte ich an meinen Mann Dmitry und meine Eltern

für die liebe Unterstützung und den Rückhalt aussprechen.