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Eine Memory-freie Methode zur Hypobromitoxidation von lSNH4+ fiir die Emissionsspektrometrie K. Vilsmeier 1 und R. Medina 2 1 Institut ftir Pflanzenemfihrung und z Institut fiir Chemie, TU Mfinchen, D-8050 Freising-Weihenstephan, Bundesrepublik Deutschland A Memory-Free Routine Analysis for Hypobromite Oxidation of lSNH~ by Emission Spectrometry Summary. A method for routine emission spectrometric ~SN-determination after hypobromite oxidation is sug- gested. Disposable Eppendorf reaction tubes Containing samples of dried ammonium sulphate after vapour distilla- tion are connected directly to the capillary system of a vacuum device with attached gas ionization tubes. The samples are oxidized with LiOBr to N2 and enclosed by fusing the tubes. By disposable plastic vials this method is free of memory effects. The minimum amount of sample is 60gg nitrogen with a time consumption of about 5min/ sample. Standard deviation over a range of 0.37-8.00% ~SN is between _+0.006 and 0.029. Zusammenfassung. Eine Methode zur routinem/iBigen emis- sionsspektrometrischen t SN-Bestimmung nach Hypobro- mitoxidation wird vorgeschlagen. Die nach der Wasser- dampfdestillation in Einweg-Eppendorf-Reaktionsgef/iBen eingetrockneten Ammoniumsulfatproben wurden direkt mit dem Capillarsystem einer Vakuumapparatur mit angesetz- tern Gasentlader6hrchen verbunden, mit LiOBr zu N2 oxi- diert und im Entlader6hrchen eingeschmolzen. Infolge der Verwendung von Einweg-Geffil3en aus Kunststoff ist die Methode Memory-Effekt-frei. Die minimale Probenmenge betr/igt 60 gg Stickstoff mit einem Zeitbedarf von ca. 5 min je Probe. Die Standardabweichung lag fiber einen Bereich von 0,37-8,00% 15N zwischen _+0,006 und 0,029. 1. Einleitung Die massenspektrometrische oder emissionsspektrographi- sche Stickstoff-Isotopenanalyse setzt eine quantitative Uberffihrung des Stickstoffs der Analysenprobe in Nz-Gas voraus [3-5,10]. Als AufschluBverfahren stehen die Kjel- dahlmethode mit nachfolgender Oxidation des Ammonium und die direkte Oxidation nach Dumas zur Verffigung. Die zuletzt genannte Methode ist in Kombination mit der emis- sionsspektrographischen Messung bereits automatisiert worden [7, 9]. Das Arbeitsverfahren setzt jedoch sehr kleine Proben voraus, und es eignet sich nicht ffir die Isotopenana- lyse in B6den und/ilterem Pflanzenmaterial. Solche Proben weisen selbst nach intensiver Vermahlung eine nicht aus- reichende Homogenit~it auf, so dab zu gr613eren Einwaagen Offprint requests to: K. Vilsmeier mit anschliel3endem Kjeldahlaufschlul3 und Oxidation des NH2 fibergegangen werden muB. Da andererseits die Aufarbeitung grol3er Probenmengen zeitraubend ist und die Gefahr der Memory-Effekte bedingt, haben wir zur Optimierung die frfiher beschriebene Appa- ratur [8] ffir die Hypobromitoxidation mit der Emmissions- spektralanalyse kombiniert. 2. Apparatur und Methode 2.1. Kjeldahl. Der Aufschlul3 von B6den und Planzen erfolgt in einem Aluminiumblock mit anschliel3ender Mikrodestil- lation. Als Vorlage wird bis zu einem N-Gehalt von 2 rag/ Destillation Austauscherwasser verwendet, das automatisch mit 0,005 M H2SO4 titriert wird [6]. 2.2. Apparatur. Die von Medina u.a. ffir die Hypobromitoxi- dation in Verbindung mit Massenspektrometrie vorgeschla- gene Apparatur [8] wurde ffir die Kombination mit der emissionsspektrometrischen Isotopenbestimmung, wie in Abb. 1 gezeigt, abge/indert. Die Glasapparatur wurde fiber den Schliff $5 mit einer Vakuumpumpe verbunden. Ober den Schliff $3 wurde eine Vakuummel3r6hre angeschlossen. Am unver/inderten Mittelteil wurde links yon H1 eine kleine Kfihlfalle F:t angebracht, an deren oberen Ausgang die Ent- lader6hrchen mittels Picein angesetzt werden. 2.3. Oxidation. Die nach der Wasserdampfdestillation zur Trockene eingedampften Proben werden mit Wasser auf- genommen; ein aliquoter Teil zur Erreichung eines Nz- Druckes von 3 - 5 mbar (ca. 60 gg N2) wird abpipettiert und dann bei 90~ eingetrocknet; in diesem Zustand k6nnen die Proben beliebig lange aufbewahrt werden. Die Gef~Be werden bei $1 an die Apparatur angesteckt, die Kiihlfalle F2 mit flfissigem Stickstoff gektihlt und die Apparatur evakuiert. Daraufhin wird auch die Kfihlfalle F1 mit flfissigem N2 gekfihlt. Nach Erreichen eines Vakuums von 10 -4 mbar werden die H/ihne HI und//2 geschlossen. Durch kurzes ()ffnen von V2 werden ca. 0,5 ml Hypobromit- 16sung zum eingetrockneten (NH4)2SO 4 gegeben. Nach be- endeter Reaktion wird H1 ge6ffnet. Die Gasffillung wird mit einem Hochfrequenz-Vakuumprfifer getestet, dann wird das Entlader6hrchen abgeschmolzen. 2.4. Vergleich der Ergebnisse. Wir haben 7 verschiedene Am- moniumchloridstandards jeweils mit Rittenbergk61bchen bzw. mit der neuen Apparatur oxidiert, gemessen und die Standardabweichung von 4 unabh/ingigen NH,wOxidatio- nen berechnet (Tabelle 1). In beiden F~illen haben wir nahezu Fresenius Z Anal Chem (1984) 318:597-598 Springer-Verlag 1984

Eine Memory-freie Methode zur Hypobromitoxidation von 15NH 4+ für die Emissionsspektrometrie

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Eine Memory-freie Methode zur Hypobromitoxidation von lSNH4+ fiir die Emissionsspektrometrie K. Vilsmeier 1 und R. Medina 2

1 Institut ftir Pflanzenemfihrung und z Institut fiir Chemie, TU Mfinchen, D-8050 Freising-Weihenstephan, Bundesrepublik Deutschland

A Memory-Free Routine Analysis for Hypobromite Oxidation of lSNH~ by Emission Spectrometry

Summary. A method for routine emission spectrometric ~SN-determination after hypobromite oxidation is sug- gested. Disposable Eppendorf reaction tubes Containing samples of dried ammonium sulphate after vapour distilla- tion are connected directly to the capillary system of a vacuum device with attached gas ionization tubes. The samples are oxidized with LiOBr to N2 and enclosed by fusing the tubes. By disposable plastic vials this method is free of memory effects. The minimum amount of sample is 60gg nitrogen with a time consumption of about 5min/ sample. Standard deviation over a range of 0 .37-8.00% ~SN is between _+ 0.006 and 0.029.

Zusammenfassung. Eine Methode zur routinem/iBigen emis- sionsspektrometrischen t SN-Bestimmung nach Hypobro- mitoxidation wird vorgeschlagen. Die nach der Wasser- dampfdestillation in Einweg-Eppendorf-Reaktionsgef/iBen eingetrockneten Ammoniumsulfatproben wurden direkt mit dem Capillarsystem einer Vakuumapparatur mit angesetz- tern Gasentlader6hrchen verbunden, mit LiOBr zu N2 oxi- diert und im Entlader6hrchen eingeschmolzen. Infolge der Verwendung von Einweg-Geffil3en aus Kunststoff ist die Methode Memory-Effekt-frei. Die minimale Probenmenge betr/igt 60 gg Stickstoff mit einem Zeitbedarf von ca. 5 min je Probe. Die Standardabweichung lag fiber einen Bereich von 0,37-8,00% 15N zwischen _+ 0,006 und 0,029.

1. Einleitung

Die massenspektrometrische oder emissionsspektrographi- sche Stickstoff-Isotopenanalyse setzt eine quantitative Uberffihrung des Stickstoffs der Analysenprobe in Nz-Gas voraus [3-5,10]. Als AufschluBverfahren stehen die Kjel- dahlmethode mit nachfolgender Oxidation des Ammonium und die direkte Oxidation nach Dumas zur Verffigung. Die zuletzt genannte Methode ist in Kombination mit der emis- sionsspektrographischen Messung bereits automatisiert worden [7, 9]. Das Arbeitsverfahren setzt jedoch sehr kleine Proben voraus, und es eignet sich nicht ffir die Isotopenana- lyse in B6den und/ilterem Pflanzenmaterial. Solche Proben weisen selbst nach intensiver Vermahlung eine nicht aus- reichende Homogenit~it auf, so dab zu gr613eren Einwaagen

Offprint requests to: K. Vilsmeier

mit anschliel3endem Kjeldahlaufschlul3 und Oxidation des NH2 fibergegangen werden muB.

Da andererseits die Aufarbeitung grol3er Probenmengen zeitraubend ist und die Gefahr der Memory-Effekte bedingt, haben wir zur Optimierung die frfiher beschriebene Appa- ratur [8] ffir die Hypobromitoxidation mit der Emmissions- spektralanalyse kombiniert.

2. Apparatur und Methode

2.1. Kjeldahl. Der Aufschlul3 von B6den und Planzen erfolgt in einem Aluminiumblock mit anschliel3ender Mikrodestil- lation. Als Vorlage wird bis zu einem N-Gehalt von 2 rag/ Destillation Austauscherwasser verwendet, das automatisch mit 0,005 M H2SO4 titriert wird [6].

2.2. Apparatur. Die von Medina u.a. ffir die Hypobromitoxi- dation in Verbindung mit Massenspektrometrie vorgeschla- gene Apparatur [8] wurde ffir die Kombination mit der emissionsspektrometrischen Isotopenbestimmung, wie in Abb. 1 gezeigt, abge/indert. Die Glasapparatur wurde fiber den Schliff $5 mit einer Vakuumpumpe verbunden. Ober den Schliff $3 wurde eine Vakuummel3r6hre angeschlossen. Am unver/inderten Mittelteil wurde links yon H1 eine kleine Kfihlfalle F:t angebracht, an deren oberen Ausgang die Ent- lader6hrchen mittels Picein angesetzt werden.

2.3. Oxidation. Die nach der Wasserdampfdestillation zur Trockene eingedampften Proben werden mit Wasser auf- genommen; ein aliquoter Teil zur Erreichung eines Nz- Druckes von 3 - 5 mbar (ca. 60 gg N2) wird abpipettiert und dann bei 90~ eingetrocknet; in diesem Zustand k6nnen die Proben beliebig lange aufbewahrt werden.

Die Gef~Be werden bei $1 an die Apparatur angesteckt, die Kiihlfalle F2 mit flfissigem Stickstoff gektihlt und die Apparatur evakuiert. Daraufhin wird auch die Kfihlfalle F1 mit flfissigem N2 gekfihlt. Nach Erreichen eines Vakuums von 10 -4 mbar werden die H/ihne HI und / /2 geschlossen. Durch kurzes ()ffnen von V2 werden ca. 0,5 ml Hypobromit- 16sung zum eingetrockneten (NH4)2SO 4 gegeben. Nach be- endeter Reaktion wird H1 ge6ffnet. Die Gasffillung wird mit einem Hochfrequenz-Vakuumprfifer getestet, dann wird das Entlader6hrchen abgeschmolzen.

2.4. Vergleich der Ergebnisse. Wir haben 7 verschiedene Am- moniumchloridstandards jeweils mit Rittenbergk61bchen bzw. mit der neuen Apparatur oxidiert, gemessen und die Standardabweichung von 4 unabh/ingigen NH,wOxidatio- nen berechnet (Tabelle 1). In beiden F~illen haben wir nahezu

Fresenius Z Anal Chem (1984) 318:597-598 �9 Springer-Verlag 1984

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Abb. 1 Glasapparatur zur Oxidation von Ammonium. F: K~hlfalle; H: Hahn; S: Schliff; V: Vent• Duranglascapillaren D 50, Innendurchmesser 1,5 mm; Hochvakuumventile Rotaflo TF 2/C t / 13 (Quickfit Laborglas GmbH); $2: Kugelschliff NS 13; $1: Normschliff 14,5; $3 : Normschliff 45/ 40; $4 und $5: Normschliff29/32; Hfihne H1 und //2 Normschliff 12, 5; Funktionsbeschreibung im Text

Tabelle 1. lSN-Gehalt von NH~C1-Standards. 1. Re• Methode nach Rittenberg; 2. Re• Methode nach Vilsmeier u. Medina

Standard" 15N-Gehalt (Atom%) X

Rittenberg Vilsmeier u. Medina Y Y

0,37 0,34 ~ • 0,008) 0,33 ~ • 0,008) 0,48 0,48 ~ • 0,006) 0,48 ~ • 0,005) 0,71 0,71 ~ • 0,010) 0,71 ~ • 0,009) 1,00 1,00 (s • 0,014) 1,01 ~ • 0,010) 1,80 1,81 (s • 0,029) 1,81 ~ • 0,022) 4,09 4,11 (s • 0,022) 4,10 ~ • 0,019) 8,00 7,98 (s• 7,99~•

a Isocommerz b = 0,2044 b = 0,2017 m = 1,0053 m = 1,0051 r = 0,999979 r = 0,999978

die gleichen Ergebnisse erzielt mit unwesentlichen Unter- schieden in der Reproduzierbarkeit, d.h., die mit der neuen Apparatur erhaltenen Werte sind vergleichbar mit denen nach Rittenberg, wobei einige Vorteile ffir erstere sprechen.

Verschlossen sind die eingetrockneten Proben fiber Monate hinweg mit geringem Platzbedarf gut zu lagern und k6nnen jederzeit direkt analysiert werdela. Somit entf/illt das Abpipettieren der Probe in die Rittenberggef~iBe, das Eintrocknen an der Vakuumapparatur, das Einpipettieren der LiOBr-L6sung ulad die Reinigung der Rittenbergk61b- chela.

Damit kann die Oxidation des Ammonium ffir die 1SN.Analyse vereinfacht werden, zudem der Zeitbedarf zum Abffillen einer Probe nur ca. 5 min betr/igt.

Die beobachteten Memory-Effekte liegen offenbar in einem Bereich, in dem sie mit der Emissionsspektroskopie

nicht bzw. kaum nachgewiesen werden k6nnen. Sie dfirften jedoch in jedem Fall geringer sein als be• Verwendung der Rittenbergk61bchen.

In zahlreichen Bebrfitungs- und GeffiBversuchen zur Stickstoffbilanz von tSN-markiertem Harnstoff und Am- monsulfatsalpeter unter verschiedenen Bedingungen hat sich diese Methode be• fiber 3 000 abgeffillten Proben sehr gut bewfihrt [1, 2, 11]. In allen diesen Untersuchungen betrug der gesamte Analysenfehler nur maximal +_ 3 %.

Literatur

1. Amberger A, Vilsmeier K (1982) Z Pflanzenerniihr Bodenk 145: 550- 556

2. Amberger A, Vilsmeier K (1983) Z Pflanzenern/ihr Bodenk 146:438 -448

3. Faust H (1965) Isotopenpraxis 1 :62- 65 4. Faust H, Reinhardt R (1977) Stable isotopes in the life science.

Proc. of the IAEA/CMEA Technical Committee Meeting on Modern Trends in the Biological Application of Stable Isotopes. Leipzig, 14.- 18. Februar 1977. IAEA Vienna 179-187

5. Fiedler R, Proksch G (1975) Anal Chim Acta 78 : 1 6. Hentschel GM (1979) M/indliche Mitteilung 7, Hentschel GM (1981) Vortrag 4. Intern. Conference on Stable

Isotopes, 23.-27. 1981 Jiilich 8. Medina R, Hoppe W, Schmidt H-L (1978) Fresenius Z Anal

Chem 292: 403 - 407 9. Miiller H (1981) Fresenius Z Anal Chem 307:385-388

10. Schmidt H-L (1974) Analyse von stabil-isotop markierten Ver- bindungen. In: Simon H. (Hrsg): Messung von radioaktiven und stabilen Isotopen. Springer Berlin Heidelberg New York, S. 296

11. Vilsmeier K, Amberger A (1982) Z Pflanzenernfihr Bodenk 145 : 557- 560

Eingegangen am 22. Oktober 1983

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