Einfluss von intravenösem Glucose-dependent Insulinotropic ... · 1.2.1 Glucose-dependent Insulinotropic Polypeptide (GIP) GIP wurde ursprünglich in einer cholezystokininreichen

1

Aus der Medizinischen Klinik I

des St. Josef-Hospitals

Universitätsklinikum

der Ruhr-Universität Bochum

Direktor: Prof. Dr. W. E. Schmidt

Einfluss von intravenösem

Glucose-dependent Insulinotropic Polypeptide auf

die Magenentleerungsgeschwindigkeit beim

Menschen

Inaugural-Dissertation

zur

Erlangung des Doktorgrades der Medizin

einer

Hohen Medizinischen Fakultät

der Ruhr-Universität Bochum

vorgelegt von

Jens Anstipp

aus Herne

2004

2

Dekan: Prof. Dr. med. G.Muhr

Referent: Priv.-Doz. Dr. med. B.Gallwitz

Koreferent: Priv.-Doz. Dr. med. B.Henning

Tag der mündlichen Prüfung: 24.01.2006

3

meinen Eltern

in Dankbarkeit

gewidmet

4

Inhaltsverzeichnis

VERZEICHNIS DER ABBILDUNGEN 7

VERZEICHNIS DER TABELLEN 8

VERZEICHNIS DER ABKÜRZUNGEN 9

1 EINLEITUNG 11

1.1 DER INKRETIN-EFFEKT 11

1.2 INKRETIN-HORMONE 12

1.2.1 Glucose-dependent Insulinotropic Polypeptide (GIP)

13

1.2.2 Metabolisierung von GIP 18

1.2.3 Glucagon-like Peptide-1 (GLP-1) 19

1.3 DIE PHYSIOLOGIE DER MAGENENTLEERUNG 21

1.3.1 Die Motilität des Magens 21

1.3.1.1 Die interdigestive Motilität 22

1.3.1.2 Die digestive Motilität 23

1.3.2 Die Regulation der Motilität 23

1.4 FRAGESTELLUNG DER ARBEIT 25

2 PROBANDEN, MATERIAL UND METHODEN 26

2.1 GENEHMIGUNG DES STUDIENPROTOKOLLES 26

2.2 PROBANDEN 26

2.3 VORUNTERSUCHUNGEN UND AUSSCHLUSSKRITERIEN 27

2.4 VERSUCHSPROTOKOLL/BESCHREIBUNG DER EXPERIMENTE 30

2.4.1 Versuchsaufbau 30

2.4.2 Versuchsdurchführung 30

2.4.3 Infusionslösungen 33

2.4.4 Blutentnahmen 34

5

2.4.5 Atemtest 34

2.4.6 Testfrühstück 37

2.5 LABORBESTIMMUNGEN 37

2.5.1 Plasma-Glukosekonzentration 37

2.5.2 Hormonbestimmungen 38

2.5.2.1 Prinzip des Immunoassays 38

2.5.2.2 Glucose-dependent insulinotropic polypeptide

(GIP) 39

2.5.2.3 Aktives GIP [1-42 Amid] 40

2.5.2.4 Glukagon 41

2.5.2.5 Insulin 42

2.5.2.6 C-Peptid 42

2.5.3 Konzentration der Freien Fettsäuren 43

2.5.4 Triglyceridkonzentration 43

2.6 BERECHNUNGEN 44

2.6.1 Anthropometrische Berechnungen 44

2.6.2 Statistische Methoden 44

3 ERGEBNISSE 46

3.1 PROBANDENCHARAKTERISTIKA 46

3.2 MAGENENTLEERUNG 48

3.3 KONZENTRATIONEN DER GLUKOSE, DES INSULINS UND DES C-

PEPTIDES IM PLASMA 50

3.4 KONZENTRATIONEN DER TRIGLYCERIDE UND FREIEN

FETTSÄUREN IM PLASMA 52

3.5 KONZENTRATIONEN DES GESAMTEN GIP UND DES BIOLOGISCH

AKTIVEN GIP [1-42 AMID] 54

3.6 NEBENWIRKUNGEN DER VERSUCHE UNTER INFUSION VON

PLAZEBO ODER GIP 56

4 DISKUSSION 57

5 ZUSAMMENFASSUNG 62

6

6 LITERATURVERZEICHNIS 64

DANKSAGUNG AN BETEILIGTE 79

LEBENSLAUF 80

7

Verzeichnis der Abbildungen

Abb.1: Aminosäuresequenz (im internationalen ............

3-Buchstaben-Code) von humanem Glucose-dependent

insulinotropic polypeptide [Moody et al. (1984)]... 16

Abb.2: Aminosäuresequenz (im internationalen ............

3-Buchstaben-Code) von humanem Glukagon-like Peptide-1

(PG 78-107 Amid) [Orskov (1992)]................... 20

Abb.3: Zeitverlauf der Magenentleerung einer festen

Mahlzeit (250 kcal.), während der intravenösen Gabe

von GIP oder Plazebo vom Zeitpunkt –45 bis +360

Minuten bei gesunden männlichen Probanden. ........ 49

Abb.4: Plasma-Konzentrationen von Glukose (A), Insulin

(B) und C-Peptid (C), während der intravenösen Gabe


Minuten bei 15 gesunden männlichen Probanden....... 51

Abb.5: Plasma-Konzentrationen von Triglyceriden (A) und

Freien Fettsäuren (B), während der intravenösen Gabe


Minuten bei 15 gesunden männlichen Probanden....... 53

Abb.6: Plasma-Konzentrationen von gesamtem GIP (A) und

von biologisch aktivem GIP [1-42 Amid] (B), während

der intravenösen Gabe von GIP oder Plazebo vom

Zeitpunkt –45 bis +360 Minuten bei gesunden

männlichen Probanden............................... 55

8

Verzeichnis der Tabellen

Tabelle 1: Ein- und Ausschlusskriterien 28

Tabelle 2: Versuchsaufbau 32

Tabelle 3: Charakteristika der untersuchten Probanden 46

Tabelle 4: Ergebnisse der klinisch-chemischen

Untersuchung 47

9

Verzeichnis der Abkürzungen

AP Alkalische Phosphatase

BMI body mass index

cAMP cyclisches Adenosin-monophosphat

CHE Cholinesterase

Chol. Cholesterin

CO2 Kohlendioxid

CRP C-reaktives Protein

DPP IV Dipeptidyl-Peptidase IV

FFS Freie Fettsäuren

GGT Gamma-Glutamyl-Transpeptidase

GIP Glucose-dependent Insulinotropic Polypeptide

GLP-1 Glucagon-like Peptide-1

GLP-2 Glucagon-like Peptide-2

GOT Glutamat-Oxalacetat-Transaminase

GPT Glutamat-Pyruvat-Transaminase

HbA1c glykiertes Hämoglobin

HDL high-density lipoproteins

Hg Quecksilber

i.v. intravenös

IU international units

kcal. Kilokalorien

KIU kilo international units

LDL low-density lipoproteins

MCH mittleres Zellhämoglobin

MCHC mittlere korpuskuläre Hämoglobinkonzentration

MCV mittleres Zellvolumen

Mio. Millionen

mRNA messenger Ribonucleic acid

NaCl Natriumchlorid

NaF Natriumfluorid

RR Riva Rocci

10

SD Standardabweichung

SEM Standardfehler des Mittelwertes

U units

VLDL very low-density lipoproteins

WHR waist to hip ratio

11

1 Einleitung

1.1 Der Inkretin-Effekt

Bereits 1964 entdeckten Elrick et al., dass ein oraler

Glukosestimulus bei stoffwechselgesunden Menschen einen

höheren Anstieg des Plasmainsulins bewirkt als eine

Glukosemenge, die intravenös verabreicht zum identischen

Blutzuckeranstieg führt. Dieses Phänomen wird als

Inkretin-Effekt bezeichnet [Elrick et al. (1964);

Creutzfeldt (1979); Nauck et al. (1986 a); Nauck et al.

(1986 b)].

Hinweise auf dieses Phänomen gab es allerdings schon zu

Beginn des vergangenen Jahrhunderts, als man postulierte,

dass Extrakte der Dünndarmmukosa die Insulinsekretion

stimulieren können [Moore et al. (1906)].

Ca.60 Jahre später, nach Etablierung des

Radioimmunoassays für Insulin, wusste man, dass nach

Applikation von Glukose in den Dünndarm der

Insulinanstieg höher ausfiel als nach intravenöser Gabe.

Aus diesem Grund vermutete man zusätzliche Faktoren neben

der arteriellen Glukosekonzentration, die bei der

Regulation der Plasmainsulinspiegel eine Rolle spielen

[Elrick et al. (1964); McIntyre et al. (1965)].

Nauck et al. zeigten 1986, dass, bei normal- und

übergewichtigen Menschen der Inkretin-Effekt für etwa 60%

der integrierten Insulinanstiege, nach einer oralen

Glukosebelastung verantwortlich ist

[Nauck et al. (1986 a)].

Da neben dem Anstieg der Insulinsekretion durch den

Inkretin-Effekt auch eine verminderte metabolische

Insulinclearance eine Rolle spielen könnte [Nauck et al.

(1986 a); Nauck et al. (1986 b); Shuster et al. (1988)],

12

sollte bei der Berechnung des Inkretin-Effektes, der

Anstieg der C-Peptid-Konzentrationen im Plasma zugrunde

gelegt werden. Der Anteil des Inkretin-Effektes an der

Stimulation der Insulinsekretion schwankt und ist

abhängig von der Glukosemenge, die sich im Dünndarm

befindet. Er trägt mit 20 bis 60% zur Stimulation der

Insulinsekretion bei [Nauck et al. (1986 a); Shuster et

al. (1988)].

1.2 Inkretin-Hormone

Als Inkretine werden Hormone bezeichnet, die im

Gastrointestinaltrakt nach Nahrungsaufnahme sezerniert

werden und die Insulinsekretion stimulieren [Creutzfeldt

(1979)].

Anhand dieser Definition wird der Inkretin-Effekt

maßgeblich durch zwei bekannte Peptidhormone vermittelt,

bei denen es sich um das Gastric Inhibitory Polypeptide

[Creutzfeldt (1979); Kreymann et al. (1987)], auch

Glucose-dependent Insulinotropic Polypeptide (GIP)

genannt, und das Glucagon-like Peptide-1 (GLP-1) handelt

[Kreymann et al. (1987)].

Befindet sich im oberen Dünndarm (Duodenum, Jejunum) ein

adäquater Stimulus (z.B. Glukose), dann sezernieren die

dort befindlichen K-Zellen GIP [Buchan et al. (1978);

Tseng et al. (1996)], während hauptsächlich im Ileum,

Kolon und Rektum die L-Zellen die insulinotrope Form von

GLP-1, GLP-1 [7-36 Amid], sezernieren [Orskov et al.

(1989); Eissele et al. (1992)]. Neuere Studien deuten

darauf hin, dass sowohl K-, als auch L-Zellen, nahezu im

gesamten Gastrointestinaltrakt vorkommen [Mortensen et

al. (2004)].

13

Die höchsten Konzentrationen durch die GIP- bzw. GLP-1-

Sekretion sind ca. 20 min. postprandial erreicht. In

diesem Zeitraum ist ein luminaler Kontakt mit

Nahrungsmitteln im distalen Intestinaltrakt eher

unwahrscheinlich, weshalb man vermutet, dass hormonale

oder neuronale Faktoren einen wichtigen Mechanismus für

die schnelle postprandiale GLP-1-Sekretion darstellen

[Schirra et al. (1996); Morgan (1998); Holst JJ (1999)].

Bezogen auf den Inkretin-Effekt erscheint GIP potenter

als GLP-1 [Nauck et al. (1989); Nauck et al. (1993 b)],

so dass der Anteil von GIP am Inkretin-Effekt des

Menschen mit 60%-75% angegeben wird [Nauck et al. (1986

a); Nauck et al. (1993 b)].

Vilsboll et al. zeigten, dass nach Gabe von GIP der Peak

der Insulinantwort durchschnittlich 62% der

entsprechenden Insulinsekretion nach GLP-1-Injektion

betrug [Vilsboll et al. (2002)].

Die physiologische Wichtigkeit von GIP in der Regulation

der Insulinsekretion übersteigt die von GLP-1 [Meier et

al. (2002)]. Postprandial gemessene Konzentrationen von

GIP lassen schließen, dass GIP das wichtigere Inkretin

ist [Jia et al. (1995)].

Um den Inkretin-Effekt zu gewährleisten, reichen GIP und

GLP-1 zusammen aus [Nauck et al. (1993 b); Morgan

(1998)].

1.2.1 Glucose-dependent Insulinotropic Polypeptide (GIP)

GIP wurde ursprünglich in einer cholezystokininreichen

Fraktion aus Dünndarmmukosa entdeckt [Brown et al.

(1970); Brown (1982)] und ist für zumindest drei Effekte

verantwortlich:

14

1) Es unterdrückt die Säuresekretion im Magen

(Enterogastron-Effekt),

2) setzt Insulin frei (Inkretin-Effekt) [Jörnvall et al.

(1981); Cleator und Gourlay (1975)] und

3) stimuliert die intestinale Sekretion (Enterokrinin-

Effekt) [Cleator und Gourlay (1975)].

Der Enterogastron-Effekt ist nur in Tiermodellen

nachgewiesen worden [Brown et al. (1970); Pederson et al.

(1972)].

Schon 1970 beschrieben Brown et al. den inhibitorischen

Effekt für die Magensäuresekretion und die Magenaktivität

in denervierten Magen-Pouches [Brown et al. (1970)], was

durch Pederson und Brown 1972, anhand ihrer

Untersuchungsergebnisse an Hunden, bestätigt wurde und

zur Namensgebung führte [Pederson und Brown (1972)].

Beim Menschen spielen diese Wirkungen des zirkulierenden

GIP aber nur eine untergeordnete Rolle [Maxwell et al.

(1980); Nauck et al. (1992)].

Die wichtigste Wirkung von GIP im menschlichen Organismus

besteht in der Stimulation der Insulinsekretion [Pederson

und Brown (1978)], die aber nur im hyperglykämischen

Bereich ein signifikantes Niveau erreicht [Dupré et al.

(1973); Ross et al. (1974); Nauck et al. (1986 a); Meier

et al. (2001), (2003)].

Die GIP-Konzentration steigt nicht nur nach einer

Mahlzeit oder isolierter Gabe von oraler Glukose bzw.

einigen Mono- und Disacchariden, sondern auch nach

Verabreichung von Aminosäuren und Triglyceriden deutlich

an, während sie bei Menschen im Nüchternzustand niedrig

ist [Cleator und Gourlay (1975); Krarup et al. (1988)].

GIP war das erste und lange Zeit das einzige Hormon des

Gastrointestinaltraktes, das die Kriterien für ein

insulinotropes Hormon, das durch die Ingestion von

Glukose freigesetzt wird, erfüllt. Anfangs wurde auch

15

Cholezystokinin für ein Inkretin gehalten, dies ist es

aber nur bei Tieren. Daher versuchte man den Anteil von

GIP zum Inkretin-Effekt zu bestimmen, indem man die

Insulinsekretion nach oraler Glukosegabe mit der nach

gleichzeitiger intravenöser Gabe von Glukose und GIP

verglich. Die Folge der intravenösen Verabreichung von

porcinem GIP und Glukose war zwar ein Anstieg der

Plasmaglukosekonzentration, aber der hieraus folgende

Insulinanstieg war nicht annähernd mit dem nach oraler

Glukosegabe zu vergleichen [Sarson et al. (1984)]. Um die

Plasmainsulinwerte nach Ingestion von Glukose zu

erreichen, mussten die Infusionsraten von GIP und Glukose

enorm gesteigert werden.

Daraus leiteten Sarson et al. ab, dass es sich bei dem

insulinotropen Effekt des GIP um einen pharmakologischen

Effekt handeln müsse, und stellten die Beteiligung von

GIP am Inkretin-Effekt in Frage [Sarson et al. (1984)].

Als jedoch entdeckt wurde, dass sich porcines GIP von

humanem GIP der jeweiligen Sequenz in zwei Aminosäuren

unterscheidet (in Position 18 Arg statt His und in

Position 34 Ser statt Asn) [Jörnvall et al. (1981); Moody

et al. (1984)], und zu unterschiedlichen Affinitäten an

Bindungsstellen am Antikörper im vielfach verwendeten

Radioimmunoassay führt [Amland et al. (1984)], wurde

offensichtlich, dass eine falsch niedrige Konzentration

von GIP in menschlichen Proben gemessen worden war, wenn

als Radioimmunoassay-Standard porcines GIP verwendet

wurde.

16

Tyr-Ala-Glu-Gly-Thr-Phe-Ile-Ser-Asp-Tyr-Ser-Ile-Ala-

5 10

Met-Asp-Lys-Ile-His-Gln-Gln-Asp-Phe-Val-Asn-Trp-Leu-

15 20 25

Leu-Ala-Glu-Lys-Gly-Lys-Lys-Asn-Asp-Trp-Lys-His-Asn-

30 35

Ile-Thr-Gln

40

Abb.1: Aminosäuresequenz (im internationalen

3-Buchstaben-Code) von humanem Glucose-dependent

insulinotropic polypeptide [Moody et al. (1984)]

Dies traf auch für die Studien von Sarson et al. [Sarson

et al. (1980); Sarson et al. (1982)] zu. Daher wurden

durch die exogenen Gaben nicht die GIP-Konzentrationen

erreicht, die den natürlichen Konzentrationen nach oraler

Gabe von Glukose entsprechen, so dass eine vermeintlich

geringere Wirkung von exogenem GIP vorgetäuscht wurde.

Um die Wirksamkeit von GIP bei physiologischen

Konzentrationen beim Menschen zu bestimmen, untersuchte

man die insulinotropen Effekte von humanem GIP. Um GIP-

Konzentrationen im Plasma nach Ingestion von Glukose bei

stoffwechselgesunden Probanden durch exogene GIP-Gabe zu

erreichen, musste eine intravenöse Infusion mit

synthetischem GIP der humanen Aminosäuresequenz, mit

einer Dosierung von 1 pmol * kg-1 * min-1 verabreicht

werden [Nauck et al. (1993 b)].

Nauck et al. konnten weder nach einem hyperglykämischen

Clamp-Versuch mit einer konstanten Glukosekonzentration

17

um 8 mmol/l und GIP-Gabe, noch nach einer

“isoglykämischen” intravenösen Infusion mit zusätzlicher

GIP-Infusion, die die physiologischen Plasma-

Glukosekonzentrationsanstiege nach Ingestion von Glukose

imitierte, einen signifikanten Unterschied zur B-Zell-

Sekretion nach oraler Glukosegabe feststellen [Nauck et

al. (1993 a), (1993 b)].

GIP stimuliert dosisabhängig unter euglykämischen

Bedingungen die Sekretion von Glukagon aus dem Pankreas

[Meier et al. (2003 a)]. Allerdings existieren im

Tiermodell Hinweise auf eine Hemmung der

Glukagonsekretion bei Ratten durch GIP [Pederson und

Brown (1978)], die aber bis heute am Menschen nicht

bestätigt werden konnten [Nauck et al. (1993 a)].

Zusammenfassend steht fest, dass beim Menschen GIP ein

glukoseabhängiges insulinotropes Hormon ist, welches zu

einem Anstieg der integrierten Insulin- und C-Peptid-

Antwort führt. Voraussetzung ist eine

Plasmaglukosekonzentration von 8 mmol/l, die mit einer

postprandialen Glukosekonzentration vergleichbar ist

[Nauck et al. (1989)].

18

1.2.2 Metabolisierung von GIP

Die Aktivität der Dipeptidyl-Peptidase IV (DPP IV) wurde

in den Endothelzellen des venösen Abschnittes des

Kapillarbettes und in kleinen Venolen vieler Organe der

Ratte, des Hasen, des Hahnes und des Menschen entdeckt

[Lojda (1979)]. Diese Exopeptidase zeichnet sich durch

die Proteolyse verschiedener Peptide aus [Mentlein et al.

(1993); Kieffer et al. (1995); Pauly et al. (1996)]. Die

DPP IV hydrolysiert Peptide mit der NH2-terminalen

Aminosäuresequenz Xaa-Pro oder Xaa-Ala, somit von GLP-1,

GIP, Pankreatischem Polypeptid (PP), Peptid YY (PYY) und

Neuropeptid Y (NPY) [Pauly et al. (1996)]. Durch die

Spaltung von GIP [1-42 Amid] zu GIP [3-42 Amid] am NH2-

terminalen Ende hat dieses Hydrolysierungsprodukt die

insulinotrope Aktivität verloren [Brown et al. (1981);

Moody et al. (1981)].

Der N- und C-Terminus von GIP sind funktionell sehr

wichtig. Das Carboxyl-Ende des Hormons ist für die

Bindung an den Rezeptor verantwortlich [ein G-Protein

gekoppelter Rezeptor, der funktionell an das

Adenylatcyclase-System gekoppelt ist [Morgan (1998)]],

während durch das NH2-terminale Ende die insulinotrope

Wirkung vermittelt wird [Gallwitz et al. (1990)].

Kieffer et al. infundierten 125J-GIP [1-42 Amid] Ratten

und konnten nachweisen, dass 50% der verabreichten Menge,

in zwei Minuten in die entsprechenden Spaltprodukte durch

die DPP IV hydrolysiert wurden [Kieffer et al. (1995)].

Der weitere Abbau von GIP [3-42 Amid] erfolgt durch

Serum-Aminopeptidasen, welche am NH2-terminalen Ende

angreifen, so dass folgende Spaltprodukte entstehen: GIP

[8-42 Amid], GIP [11-42 Amid], GIP [12-42 Amid], GIP [13-

19

42 Amid], GIP [15-42 Amid], GIP [18-42 Amid], GIP [21-42

Amid] und GIP [22-42 Amid] [Pauly et al. (1996)].

Immunoreaktives GIP hat beim Menschen nach exogener

Infusion eine in-vivo Halbwertszeit von maximal 20 min.

[Elahi et al. (1979); Sarson et al (1982); Kreymann et

al. (1987); Nauck et al. (1993 b)]. Diese t½ wurde jedoch

mit Assays bestimmt, die mit dem COOH-terminalen Ende

reagieren und demzufolge die oben bereits erwähnten

Spaltprodukte messen. Basierend auf neueren Assays für

den NH2-Terminus konnte eine Halbwertszeit von etwa

sieben Minuten für aktives GIP errechnet werden [Deacon

et al. (2000); Meier et al. (2004)].

1.2.3 Glucagon-like Peptide-1 (GLP-1)

GLP-1 (7-36 Amid) wurde im menschlichen Darm entdeckt

[Kreymann et al. 1987)] und ist ein potenter Stimulus der

Insulinsekretion [Gallwitz et al. (1990); Nauck et al.

(1993 a)].

20

His-Ala-Glu-Gly-Thr-Phe-Thr-Ser-Asp-Val-Ser-Ser-Tyr-

5 10

Leu-Glu-Gly-Gln-Ala-Ala-Lys-Glu-Phe-Ile-Ala-Trp-Leu-

15 20 25

Val-Lys-Gly-Arg-NH2

30

Abb.2: Aminosäuresequenz (im internationalen

3-Buchstaben-Code) von humanem Glukagon-like

Peptide-1 (PG 78-107 Amid) [Orskov (1992)]

Im Pankreas sind Glukagon und das Major Proglukagon

Fragment in den alpha-Granula der A-Zellen, in der

Peripherie der Inseln, ko-lokalisiert, während im Darm,

vor allem im distalen Kolon und Rektum, GLP-1 in allen

Teilen der Krypten (L-Zellen), überwiegend aber in den

basalen Abschnitten, vorkommt [Eissele et al. (1992)].

GLP-1 bindet nach postprandialer Sekretion an einen G-

Protein gekoppelten Rezeptor [Gallwitz et al. (1990);

Thorens (1992); Morgan (1998); Holst (1999)], welcher

wiederum das Adenylatcyclase-System aktiviert [Göke et

al. (1989); Gallwitz et al. (1993); Morgan (1998); Holst

(1999)] und einen Anstieg von cAMP vermittelt [Gallwitz

et al. (1993); Holst (1999)]. Die Rezeptoren wurden beim

Menschen unter anderem auf den pankreatischen B-Zellen

exprimiert [Gallwitz et al. (1994); Nauck (1997)].

Der N-Terminus des Peptids wurde als die Domäne

identifiziert, die für die Rezeptorbindung wichtig ist,

während der C-Terminus wichtig für die Auslösung des

21

biologischen Effektes zu sein scheint [Gallwitz et al.

(1990), (1993), (1994), (1995)].

GLP-1 bewirkt im Gastrointestinaltrakt nicht nur eine

Hemmung der Magenentleerung [Orskov (1992); Schirra et

al. (1996); Nauck (1997); Morgan (1998); Meier et al.

(2003)], sondern auch eine Hemmung der Magensekretion

[Kreymann et al. (1987); Orskov (1992); Holst (1999)].

Die Magensäuresekretion wird offenbar nicht bei

physiologischen GLP-1-Konzentrationen gehemmt, sondern in

Kombination mit GIP bzw. bei supraphysiologischen

Konzentrationen von GLP-1 [Nauck et al. (1992)].

Durch GLP-1 wird die Insulinsekretion stimuliert [Schmidt

et al. (1985); Kreymann et al. (1987); Nauck et al.

(1992); Nauck (1997); Holst (1999); Meier et al. (2002),

(2003)]. Ein anderer wichtiger Effekt, den GLP-1 auf das

Pankreas hat, ist die Hemmung der Glukagonsekretion

[Kreymann et al. (1987); Nauck (1997); Morgan (1998);

Holst (1999); Meier et al. (2003)]. Ein weiterer

wichtiger Effekt von GLP-1 ist die Hemmung der

Magenentleerung [Meier et al. (2003)]. Dieser Effekt von

GLP-1 könnte sogar noch wichtiger sein, als der

insulinotrope Effekt diese Peptids [Meier et al. (2003)].

1.3 Die Physiologie der Magenentleerung

1.3.1 Die Motilität des Magens

Der Magen wird bezüglich der Motilität in zwei

funktionelle Abschnitte gegliedert. Der Fundus und der

proximale Korpus bilden den proximalen Teil, während der

distale Teil vom aboralen Korpus und Antrum gebildet

wird. Durch die Änderung des Wandtonus, zum Teil vagal

22

vermittelt, wird der proximale Abschnitt seiner

Reservoirfunktion gerecht, während im distalen Abschnitt

segmentale und retropulsive Kontraktionen vorherrschen,

die die feste Nahrung zerkleinern und durchmischen.

Ungefähr alle 2 Stunden kann man im Antrum einen

Motility-Migration-Complex (MMC) beobachten, der einer

propulsiven Kontraktion entspricht und die nicht

zerkleinerbaren Nahrungsbestandteile aus dem Magen, in

anorektale Richtung, transportiert.

Die phasischen Kontraktionen des aboralen

Magenabschnittes gehen von einem Schrittmacherzentrum

aus, das sich im Bereich der großen Kurvatur befindet und

3 Aktionspotentiale/min. auslöst.

In Bezug auf die Nahrungsaufnahme kann man die

Magenmotilität in eine interdigestive und in eine

digestive Motilität unterteilen [Malagelada et al.

(1986)].

1.3.1.1 Die interdigestive Motilität

Die interdigestive Motilität kann man in folgende drei

Phasen unterteilen:

Phase 1 ist durch einen Ruhezustand ohne wesentliche

Kontraktionen charakterisiert. Diese Phase ist im

Wachzustand nur von kurzer Dauer, während sie im Schlaf

den Großteil des Nüchternzyklus einnimmt.

Phase 2 zeichnet sich durch unregelmäßige Aktionsmuster

mit phasischen Kontraktionen aus und dominiert den

Wachzustand [Layer et al. (1988)].

Für die Phase 3, die etwa 5 – 7 Minuten dauert, sind die

kräftigen phasischen und tonischen Kontraktionen typisch,

23

die der Entleerung des Magens in Richtung Duodenum dienen

[Vantrappen et al. (1979); Depoortere et al (1990)].

1.3.1.2 Die digestive Motilität

Die digestive Motilität setzt unmittelbar nach der

Nahrungsaufnahme bzw. durch Anblick und Geruch von

Speisen ein und unterbricht den Ablauf der

interdigestiven Motilität [Rees et al. (1982); Stern et

al. (1989)]. Sie ist im proximalen Magenabschnitt durch

die Reservoirfunktion des Magens und im distalen

Magenantrum durch unregelmäßige phasische Kontraktionen

gekennzeichnet [Azpiroz et Malagelada (1986); Malagelada

et al. (1986)]. Die Entleerungsgeschwindigkeit des Magens

wird durch den Tonus der Magenwand, sowie den

Strömungswiderstand von Antrum, Pylorus und Duodenum

bestimmt [DePonti et al. (1987); Kumar et al. (1987);

Dooley et Valenzuela (1988); Azpiroz et Malagelada

(1990); Collins et al. (1991)].

1.3.2 Die Regulation der Motilität

Die Kontrolle der Motilität wird durch ein komplexes

neurohumorales Regulationssystem ausgeübt, welches durch

drei Ebenen charakterisiert ist: das intrinsische

enterische System (plexus myentericus und submucosus),

das autonome Nervensystem und das zentrale Nervensystem.

Das wichtigste System ist das intrinsisch enterische,

weil es auf lokaler Ebene komplexe Aufgaben durch

24

Verarbeitung luminaler und zentralnervöser Impulse

durchführt. Es ist eng mit parakrinen Übertragungswegen

und hormonalen Mechanismen verbunden, was zu einer

weiteren Feinabstimmung der Motorik führt.

Das autonome Nervensystem führt als Bindeglied zwischen

dem intrinsisch enterischen und dem zentralen

Nervensystem wichtige reflexgesteuerte Funktionen aus.

Das zentrale Nervensystem ist vermutlich für integrative

Aufgaben von entscheidender Bedeutung [Stanghellini et

al. (1983); O´Brien et al. (1989); Fone et al. (1990)].

Die Magenmotilität wird durch das cholinerge Nervensystem

stimuliert, während dopaminerge Fasern einen hemmenden

Effekt auf die Motilität ausüben.

25

1.4 Fragestellung der Arbeit

Bisher existieren keine Untersuchungen, die belegen, ob

GIP einen Effekt auf die Magenentleerungsgeschwindigkeit

beim Menschen hat.

Der zeitliche Verlauf der Plasmakonzentration von GIP

entspricht der Magenentleerung von Fetten und Proteinen,

während die Plasmainsulinkonzentration mit der

Magenentleerung von Fetten und Proteinen nicht korreliert

[Fried et al. (1989)].

GIP und GLP-1 werden unter ähnlichen physiologischen

Bedingungen freigesetzt [Nauck et al. (1993 b)], wirken

über ähnliche Rezeptortypen, die gleichen

Signaltransduktionswege [Gallwitz et al. (1993)] und

umfassen gleiche Effekte bei der Insulinsekretion [Nauck

et al. (1993 b)], so dass zu erwarten ist, dass beide

Hormone die Magenentleerung verlangsamen. Deshalb war es

das Ziel dieser Arbeit die Magenentleerung bei gesunden

Probanden unter Gabe von intravenösem GIP zu

quantifizieren.

26

2 Probanden, Material und Methoden

2.1 Genehmigung des Studienprotokolles

Das Studienprotokoll wurde durch die Ethikkommission der

Medizinischen Fakultät der Ruhr-Universität Bochum am

29.Januar 2002 mit der Registriernummer 1835 genehmigt.

Alle Probanden wurden vollständig aufgeklärt und

erteilten ihre Einwilligung mittels ihrer Unterschrift

vor den Versuchen.

Um die Wirkung von GIP auf die Magenentleerung näher zu

charakterisieren, sollte im Rahmen der vorliegenden

Untersuchung die Wirkung von intravenösem GIP mit der von

Plazebo bei stoffwechselgesunden jungen Probanden

verglichen werden.

Die Untersuchungen wurden als einfach blinde,

kontrollierte Studie durchgeführt, um Einflüssen durch

die Probanden vorzubeugen.

Die Messung der Magenentleerung erfolgte mittels 13C-

Oktanoat, das bereits für unterschiedliche

wissenschaftliche Untersuchungen eingesetzt wurde [Meier

et al. (2003)].

2.2 Probanden

15 Probanden nahmen an der Studie teil.

Die Charakteristika der Probanden sind in Tabelle 3 auf

der Seite 46 dargestellt. Als Probanden dienten gesunde

männliche Freiwillige.

27

2.3 Voruntersuchungen und Ausschlusskriterien

Im Rahmen einer standardisierten Voruntersuchung wurden

alle Probanden bezüglich Ein- und Ausschlusskriterien

geprüft und untersucht. Zunächst wurde eine vollständige

Anamnese hinsichtlich bestehender Vorerkrankungen und

akuter Krankheiten sowie bereits durchgeführter

Operationen erhoben. Kein Teilnehmer hatte anamnestisch

und bei der körperlichen Untersuchung Hinweise auf eine

Operation am Gastrointestinaltrakt oder eine

gastrointestinale Erkrankung. Bei vier Probanden bestand

eine Allergie (Heuschnupfen, Neurodermitis, Penicillin,

Pollen). Explizite Fragen nach Erkrankungen der

Schilddrüse, der Nieren, des Fettstoffwechsels und nach

einer Hypertonie wurden von allen Probanden verneint. Mit

Ausnahme eines Probanden waren alle Nichtraucher.

Zusätzlich wurde eine genaue Medikamentenanamnese

bezüglich Dauer- und Bedarfsmedikation erhoben und

dokumentiert. Arzneimittel mit bekanntem Effekt auf die

gastrointestinale Motilität wurden von keinem Probanden

eingenommen.

28

Tabelle 1: Ein- und Ausschlusskriterien

Einschlusskriterien Ausschlusskriterien

Alter zwischen 18

und 70 Jahren

Erkrankungen des

Gastro-Intestinal-

Traktes

BMI < 35 kg/m2 größere Operationen

am Gastro-

Intestinal-Trakt;

Ausnahmen:

Appendektomie und

Cholezystektomie

normale Nieren- und

Leberfunktion

(Bilirubin,

Transaminasen und

Cholestaseenzyme

müssen niedriger als

das 2-fache des

oberen

Normalbereichs sein,

Kreatinin<1,5 mg/dl)

Anämie

(Hämoglobin<12 g/dl)

Anschließend wurden die anthropometrischen Daten Gewicht,

Größe, Bauch- und Hüftumfang, sowie der arterielle

Blutdruck der Probanden gemessen und der BMI (body mass

index) und die WHR (waist to hip ratio) errechnet.

Klinisch-Chemisch wurden Blutbild, Parameter der Leber-,

Nieren- und Pankreasfunktion, sowie des

Fettstoffwechsels, der Anteil des glykierten Hämoglobins

und das C-reaktive Protein untersucht.

Die errechneten Mittelwerte der bestimmten Laborparameter

sind in Tabelle 4 auf der Seite 47 wiedergegeben.

29

Ausschlusskriterien waren eine Anämie (Hämoglobin < 12

g/dl), eine Erhöhung der Leberenzyme (GOT, GPT, AP, GGT)

auf eine Aktivität auf das Doppelte des entsprechenden

Normalwertes oder eine erhöhte Kreatininkonzentration

(> 1,5 mg/dl).

30

2.4 Versuchsprotokoll/Beschreibung der Experimente

2.4.1 Versuchsaufbau

Alle Probanden nahmen an einer Voruntersuchung und zwei

Versuchstagen teil:

Voruntersuchung: Hierbei wurde den Probanden, nach einer

mindestens 10-stündigen Nahrungs- und Flüssigkeitskarenz,

Blut entnommen, um die bereits oben erwähnten

Laborparameter zu bestimmen. Es folgte eine klinische

Untersuchung und eine Ermittlung der anthropometrischen

Daten. Sofern die Probanden die Einschlusskriterien

erfüllten, nahmen sie an den beiden Versuchen teil.

Versuche: Die Magenentleerung wurde über 360 min.,

während einer intravenösen Gabe von GIP (2 pmol * kg-1 *

min-1) oder Plazebo (1% humanes Serumalbumin in 0,9%

NaCl) im Zeitraum von –45 bis 360 min., bestimmt. Jeder

Proband erhielt zu zwei Gelegenheiten Plazebo oder GIP.

Die Tests wurden in einer randomisierten Reihenfolge an

unterschiedlichen Tagen durchgeführt. Auf diese Weise

diente jeder Proband als eigene Kontrolle. Frühestens

eine Woche nach dem ersten Versuchstag erfolgte der

zweite, um einen Übertragungseffekt zu vermeiden.

2.4.2 Versuchsdurchführung

Die Versuche wurden morgens mit nüchternen Probanden

(mindestens 10-stündige Nahrungs- und Flüssigkeitskarenz)

durchgeführt.

31

Der Proband saß in einem speziellen Untersuchungssessel

mit einem 30° aufgerichteten Oberkörper und einem

Kniewinkel von 45°. An jedem Unterarm wurde eine

großlumige Vene (unter Bevorzugung der Kubitalvene) mit

einer Teflonkanüle (Moskito 123, 18 gauge, Vygon, Aachen,

Deutschland) punktiert. Eine Venenkanüle diente zur

Infusion der Substanzen, die andere wurde mit

physiologischer Kochsalzlösung (Braun AG, Melsungen)

durchgängig gehalten und diente zum Blutabnehmen.

Beide Ohrläppchen wurden für die Blutzuckerbestimmungen,

die zeitgleich mit den venösen Blutentnahmen stattfanden,

mit Finalgon (Nonivamid 4 mg/g, Nicoboxil 25 mg/g)

hyperämisiert.

Nach der Entnahme der Basalwerte zu den Zeitpunkten –45

min. und –30 min. wurde das Experiment mit der Infusion

von GIP oder Plazebo gestartet. Zum Zeitpunkt 0 min.

wurde zusätzlich zu der Blutentnahme eine basale

Atemprobe genommen, bevor das standardisierte

Testfrühstück serviert wurde.

Vom Zeitpunkt 0 min. bis 180 min. wurden die Atemproben

in 15-minütigen Intervallen entnommen, während von 180

min. bis 360 min. die Intervalle 20 min. betrugen.

Die Blutentnahmen fanden von –45 min. bis 0 min. in einem

15-minütigem Intervall statt, während sie anschließend

kontinuierlich in 30-minütigen Intervallen vorgenommen

wurden.

32

Tabelle 2: Versuchsaufbau

Zeit in min.

-45 B

-30 B G/P

-15 B G/P

0 B G/P A T

15 G/P A

30 B G/P A

45 G/P A

60 B G/P A

75 G/P A

90 B G/P A

105 G/P A

120 B G/P A

135 G/P A

150 B G/P A

165 G/P A

180 B G/P A

200 G/P A

210 B G/P

220 G/P A

240 B G/P A

260 G/P A

270 B G/P

280 G/P A

300 B G/P A

320 G/P A

330 B G/P

340 G/P A

360 B G/P A

B: Blutentnahme ; G: GIP-Infusion ; P: Plazebo-Infusion ;

A: Atemprobe ; T: Testfrühstück

33

2.4.3 Infusionslösungen

Das synthetische GIP wurde von der Firma Polypeptide

Laboratories GmbH, Wolfenbüttel, Deutschland bezogen

(Chargennummer E-0517). Die HPLC-Analyse des Herstellers

belegte eine Reinheit von > 95%. Das Peptid wurde in 0,9%

NaCl/1% Humanalbumin (HSA Behring, salzarm, Marburg,

Deutschland) gelöst. Die GIP-Konzentration der

Stammlösung betrug 20 µg GIP/ml. Anschließend wurde die

Lösung unter einer Sterilbank durch einen 0,2 µm

Nitrozellulosefilter (Sartorius, Göttingen, Deutschland)

filtriert, abgefüllt und bei –28°C gelagert.

Zum Nachweis einer möglichen bakteriellen Kontamination

wurden Standardkulturen der Stammlösung angefertigt.

Sämtliche Kulturen waren steril. Das Labor von Dr.Balfanz

in Münster, Deutschland, führte einen Limulustest zur

Pyrogentestung durch. Die Endotoxinkonzentration lag mit

0,08 IU/ml unter der Nachweisgrenze.

Zur Infusion wurde die Stammlösung aufgetaut und in 0,9%

NaCl mit Humanalbuminzusatz (1%) verdünnt. Mit Hilfe

einer Infusionspumpe (Perfusor Secura, Braun Melsungen

AG, Melsungen) wurde die Infusion durchgeführt.

Zur Qualitätssicherung und abermaligen GIP-

Konzentrationsbestimmung wurde am Ende der

Infusionsperiode eine Probe der Infusionslösung gewonnen.

Der Plazeboversuch wurde mit einer Infusion durchgeführt,

die nur aus 0,9% NaCl mit Humanalbuminzusatz (1%)

bestand.

34

2.4.4 Blutentnahmen

Für die späteren Messungen von Insulin, C-Peptid,

Glukagon, GIP [1-42 Amid], GIP [3-42 Amid], Triglyceride

und Freien Fettsäuren wurde Blut mit 9 ml Monovetten

(EDTA-Zusatz; Firma Sarstedt, Nümbrecht) entnommen, in

die bereits 180 µl Aprotinin als Proteinase-Inhibitor

(Trasylol; 20000 KIU/ml; Bayer AG, Leverkusen,

Deutschland) pipettiert wurde.

Alle Blutproben wurden unmittelbar nach der Abnahme auf

Eis gelagert und umgehend bei 4°C zentrifugiert (10 min.

bei 3600 Umdrehungen/min). Anschließend wurde das Plasma

zu Proben von 0,5 ml bis 1 ml aliquotiert und bei –28°C

eingefroren.

Unmittelbar vor der Messung der Plasma-

Glukosekonzentration wurde hierfür die kapilläre

Blutentnahme (ungefähr 100 µl) in NaF (Microvette CB 300;

Sarstedt, Nümbrecht, Deutschland) durchgeführt.

2.4.5 Atemtest

Den Goldstandard zur Messung der Magenentleerung stellt

die Szintigraphie dar. Diese Methode hat aber auch, im

Vergleich mit dem hier verwendeten 13C-Atemtest,

gravierende Nachteile. Zum Einen handelt es sich um ein

invasives Verfahren und zum Anderen wird der Proband

radioaktiver Strahlung ausgesetzt. Beides trifft für den13C-Atemtest nicht zu [Pohle et Domschke (2003)] und war

unter anderem ausschlaggebend für die Auswahl dieser

Methode. Der 13C-basierende Atemtest ist mit

szintigraphischen Verfahren äquivalent in der Bewertung

35

klinisch relevanter Störungen der Magenentleerung [Braden

et al. (1995); Bromer et al. (2002)]. In unserer Arbeit

wurde 13C-Oktanoat (100 mg, Euriso-top, Saint-Aubin

Cedex, France) als Festmahlzeit in Rührei gemixt und so

als Teil der festen Komponente des Testfrühstücks

verabreicht.

In den o.g. Intervallen wurde jede Atemprobe in je einem

gasdichten Plastikbeutel gesammelt und der 13CO2-Gehalt

innerhalb von 24 Stunden mit einem nicht dispersiven

Infrarotspektrometer (Wagner Analysentechnik, Bremen,

Deutschland) gemessen. Die Ergebnisse wurden als Delta-

Wert (δ) pro Tausend und als delta over baseline (DOB =

δS - δ0) angegeben. Die Definition des δ-Wertes ist:

δS = (RS/RPDB – 1) x 1000

mit dem Isotopenverhältnis RS = 13C/12C im CO2 des Atems

und RPDB = 0,0112372, was der Referenz des

Isotopenverhältnisses entspricht [PDB = PeeDeeBelmnite,

South Carolina; δ0 = Isotopenverhältnis der baseline].

Um das Verhältnis des Substrates zu messen, welches durch

den Mund abgegeben wird, werden die Ergebnisse als sog.

percentage dose of 13C recovered (PDR) heraugegeben, von

welchen wiederum die kumulative PDR (cPDR) gemäß Ghoos et

al. [1993] berechnet wird. Bei der CO2-Produktionsrate

wurde vorausgesetzt, dass sie 300 mmol pro m2

Körperoberfläche pro Stunde beträgt.

Die Bewertung des Oktanoat-Atemtestes für die

Magenentleerung wurde mit Hilfe einer nicht linearen

Regressions-Analyse (Graph PAD Prism, Version 2, San

Diego, Kalifornien) der CO2-Exhalationskurve (PDR) mit

folgender Formel durchgeführt:

PDR(t) = atbe-ct,

36

welche von der Chi-Quadrat Verteilung der Statistik

hergeleitet wurde. In dieser mathematischen Gleichung ist

PDR(t) die prozentuale 13C-Exkretion in der Ausatemluft zu

einem bestimmten Zeitpunkt; t steht für die Zeit in

Minuten, e steht für die Eulersche Konstante und mit a, b

und c werden Konstanten ausgedrückt, die mittels nicht

linearer Regressions-Analyse für jeden einzelnen

Atemtest, unter Verwendung des bereits o.g.

Computerprogramms, bestimmt wurden. Für die Berechnung

dieser Konstanten wurden die jeweiligen prozentualen

Exkretionsmengen pro Stunde benötigt. Der erste Faktor

(atb) beschreibt den Anstieg der 13CO2-Konzentration in

der Ausatemluft und der zweite Faktor steht für die

Auswaschung der Konzentration durch die Atmung

[Nieuwenhoven et al. (1999)]. Diese Gleichung beschreibt

die 13CO2-Exkretionskurve, ausgedrückt in der prozentualen13C-Exkretionsmenge pro Stunde (Dosis/h) sehr zufrieden

stellend.

Der Ausdruck ln a, als Magenentleerungskoeffizient

(gastric emptying coefficient = GEC) ist ein

verlässlicher Parameter um die Rate der Magenentleerung

zu beschreiben [Ghoos et al. (1993)].

Der Prozentsatz der kumulativen CO2-Werte war geeignet

ein Model zu nutzen, welches durch

cPDR(t) = M (1-e-kt)β

beschrieben wurde, in dem y cPDR zur Zeit t in Stunden

ist. M, k und β sind Regressionskonstanten, mit M als

totalem Anstieg der CO2-Exhalation zum unendlichen

Zeitpunkt.

Die halbe Magenentleerungszeit (t1/2) (nur in der

Plazebogruppe erhoben) wurde unter Gleichsetzung von

PDR(t) mit M/2 in der PDR-Gleichung, welche als t1/2 = (-

37

1/k) ln(1-2-1/β) ausgedrückt wird, berechnet [Braden et

al. (1995)].

Die lag-Phase wird abgefasst unter

tlag = 1/klnβ.

Die Magenentleerung wird dargestellt als Prozentsatz des

initialen Mageninhaltes (M = 100%), berechnet durch die

Differenz des initialen Volumens zu jedem Zeitpunkt

entlang der folgenden Formel:

Mageninhalt(t) = [(M – cPDR(t))/M] * 100 [%].

2.4.6 Testfrühstück

Die Testmahlzeit, die zum Zeitpunkt 0 min. serviert wurde

und schnellstmöglich verzehrt werden sollte, bestand aus

einem Rührei (welches mit 100 mg 13C-Oktanoat vermengt

war), zwei Scheiben nicht geröstetem Weißbrot, fünf Gramm

Margarine und 150 ml kohlensäurearmem Mineralwasser. Das

Frühstück hatte einen Nährwert von 250 kcal mit einem

Anteil von 55% Kohlenhydraten, 15% Eiweiß und 30% Fett.

2.5 Laborbestimmungen

2.5.1 Plasma-Glukosekonzentration

Die Plasma-Glukosekonzentration wurde, unter Gebrauch der

Glukose-Oxidase-Methode mit Hilfe eines Beckman Glukose-

Analyser 2 (Beckman Instruments, München, Deutschland),

38

bestimmt. Die Glykolysehemmung in den Proben war durch

NaF-beschichtete Probenröhrchen garantiert. Da die

Bestimmung der Werte unmittelbar nach der Zentrifugation

der Proben (Eppendorf Tischzentrifuge, 30 Sekunden)

erfolgte, lagen zwischen dem Beginn der Blutentnahme und

der Ausgabe des ersten Messwertes etwa 90 Sekunden. Der

Variationskoeffizient lag bei einer wiederholten Messung

einer Blutprobe am selben Tag bei < 2%.

2.5.2 Hormonbestimmungen

2.5.2.1 Prinzip des Immunoassays

Um die Konzentration der Hormone GIP, Insulin, C-Peptid

und Glukagon zu bestimmen, wurden spezifische

Immunoassays verwendet, da nur dieses Verfahren die

nötige Spezifität und Sensitivität für eine

Plasmahormonbestimmung besitzt. Die Methode der

Immunoassays basiert auf einer kompetitiven Konkurrenz

zwischen einer konstanten Menge eines markierten Hormons

mit einer nicht bekannten Konzentration eines nicht-

markierten Hormons (aus der Probe) um eine limitierte

Zahl von Bindungsstellen auf einer konstanten Menge eines

für das Hormon spezifischen Antikörpers. Infolgedessen

bestimmt die Menge des nicht-markierten Hormons den

Anteil des markierten Hormons, der an die Bindungsstellen

koppelt [Thomas (2000)].

Das Antigen kann durch ein radioaktives Isotop oder durch

eine kovalente Bindung an ein Enzym markiert werden,

sodass die markierte Hormonmenge durch Radioaktivitäts-

bzw. Enzymaktivitätsmessungen bestimmt werden kann. Um

das freie vom gebundenen Hormon zu trennen, bedient man

39

sich der Elektrophorese, der Fällung mit einem gegen den

Hormon-Antikörper-Komplex gerichteten zweiten Antikörper

oder der Adsorption des freien Hormons an Aktivkohle oder

Ionenaustauscher.

Für diese Art der Hormonbestimmung spricht ihre einfache

Durchführbarkeit, sowie ihre hohe Empfindlichkeit. Gegen

diese Art der Hormonbestimmung spricht die Möglichkeit

der „Kreuzreaktivität“, bei der sowohl Hormonvorstufen,

als auch Abbauprodukte mit gleicher oder ähnlicher

Affinität an die Bindungsstellen koppeln, sofern sie noch

die dafür benötigte Peptidsequenz enthalten.

2.5.2.2 Glucose-dependent insulinotropic polypeptide

(GIP)

Die Messung der Gesamt-GIP-Konzentration erfolgte mit

einem Radioimmunoassay, dessen wichtigste Charakteristika

durch Deacon et al. beschrieben sind [Deacon et al.

(2000)]. Während in früheren Assays natürliches porcines

GIP als Standard verwendet wurde, wurde für diese

Untersuchung synthetisches humanes GIP (Peninsula

Laboratories Europe, Ltd, St. Helens, Merseyside, UK) als

Standard verwendet, wodurch gewährleistet war, dass in

menschlichen Blutproben GIP-Konzentrationen ohne

Verfälschung durch unterschiedliche Affinität des

Antikörpers zu GIP der humanen (endogenen Sekretion) und

porcinen (frühere Standardkurve) Aminosäuresequenz

[Amland et al. (1984); Jorde et al. (1985)] angegeben

werden konnten. Der synthetische Antikörper R 65, welcher

durch Immunisierung gewonnen wird und mit Albumin

gekoppelt ist, wurde verwendet, da er gegen das C-

terminale Ende des GIP-Moleküls gerichtet ist und mit ihm

40

die Gesamt-GIP-Konzentration gemessen wird, welche sich

aus dem biologisch aktiven GIP [1-42 Amid] und dem GIP

[3-42 Amid], welches durch N-terminale Proteolyse durch

das Enzym Dipeptidyl-Peptidase IV aus dem aktiven Hormon

entsteht, zusammensetzt. 125J-markiertes, synthetisches,

humanes GIP (Amersham Pharmacia Biotech Ltd., Aylesbury,

UK) wurde als Tracer verwendet. Die Koppelung erfolgte

mittels Chloramin-T und die Trennung mittels

isokratischer High-Performance-Liquid-Chromatography

(Nucleosil C-18-Säule, 0,1% Trifluoressigsäure, 20%

Acetonitril). Die Trennung von freiem und

antikörpergebundenem Tracer erfolgte mit

plasmaüberzogener Aktivkohle (Merck, Darmstadt). Die

Nachweisgrenze lag bei < 2 pmol/l. Der Intra- bzw. Inter-

Assay-Variationskoeffizient lag bei < 6% bzw. 8%.

2.5.2.3 Aktives GIP [1-42 Amid]

Um eine Kreuzreaktivität mit dem inaktiven GIP [3-42

Amid] auszuschließen, wurde zusätzlich das biologisch

aktive GIP [1-42 Amid] mittels eines von Deacon et al.

entwickelten Radioimmunoassays gemessen. Zur Durchführung

der Messung wurde der polyklonale Antikörper 98171

verwendet, welcher gegen das Fragment GIP [1-10 Cys]

gerichtet und deshalb spezifisch für den NH2-Terminus des

GIP [1-42 Amid] ist. Erneut wurde 125J-markiertes,

synthetisches, humanes GIP (Amersham Pharmacia Biotech

Ltd., Aylesbury, UK) als Tracer verwendet. Als Standard

diente humanes GIP (Peninsula Laboratories Europe, Ltd,

St Helens, Merseyside, UK). Die freien und

antikörpergebundenen Tracer wurde auch hier unter

Zuhilfenahme von plasmaüberzogener Aktivkohle (Merck,

41

Darmstadt) getrennt. Valin-Pyrolidid, was die Degradation

von GIP [1-42 Amid] während der Inkubationen im Verlaufe

des Assays verhindert, wurde zum Assay-Puffer zu einer

Endkonzentration von 0,01 mmol/l hinzugefügt. Die

Nachweisgrenze lag bei 5 pmol/l. Der Standardbereich

umfasste Konzentrationen von 5-320 pmol/l.

Die Kreuzreaktivitäten des NH2-terminal degradierten GIP

[3-42 Amid], mit GLP-1 [7-36 Amid], GLP-2 [1-33 Amid],

GLP-2 [3-33 Amid] und Glukagon lagen bei < 0,1%. Der

Intra-Assay-Variationskoeffizient lag bei < 6%, während

der Inter-Assay-Variationskoeffizient für die Standards

von 20 bzw. 80 pmol/l annähernd 8% bzw. 12% betrug.

2.5.2.4 Glukagon

Pankreatisches Glukagon wurde unter Verwendung des

Antikörpers 4305 [Holst (1982)] in äthanol-extrahiertem

Plasma untersucht. Dieser Radioimmunoassay ist

hochspezifisch für das pankreatische Glukagon. Porcines

Glukagon (NOVO Research Institute, Kopenhagen, Dänemark)

wurde als Standard und 125J-markiertes Glukagon als Tracer

verwendet. Auch hier wurde mit plasmaüberzogener

Aktivkohle (Merck, Darmstadt) der freie vom

antikörpergebundenen Tracer getrennt.

Die Nachweisgrenze lag bei < 1 pmol/l.

Der Intra- bzw. Inter-Assay-Variationskoeffizient lag bei

6,7% bzw. 16%.

42

2.5.2.5 Insulin

Die IR-Insulinwerte wurden mit einem Mikropartikel-Enzym-

Immunoassay gemessen, dessen Partikel mit monoklonalen

Maus-Antikörpern beschichtet waren (MEIA Abott

IMx®Insulin, Abott Laboratories, Wiesbaden, Deutschland)

und mit humanem Insulin kalibriert wurden. Die errechnete

Empfindlichkeit des Assays war gleich oder besser als 1.0

mU/l. Proben mit Insulinkonzentrationen größer 300 mU/l

mussten manuell verdünnt werden. Kreuzreaktivitäten mit

C-Peptid oder Glukagon traten nicht auf, mit Proinsulin

betrugen sie 0.005%, mit Rinder- oder Schweineinsulin 13%

bzw. 90%. Der Intra- und Inter-Assay-

Variationskoeffizient lag bei unter 4% bzw. unter 7%.

2.5.2.6 C-Peptid

Für die Bestimmung der C-Peptid-Werte wurden mit

polyklonalem C-Peptid Antiserum beschichtete Mikrotiter-

wells benutzt (DAKOP Ltd., Cambrigshire, UK). Hierbei

konkurriert eine definierte Menge an C-Peptid-Konjugat

mit dem C-Peptid aus dem Standard oder der Patientenprobe

um die freien Antikörper-Bindungsstellen auf der

Mikrotiterplatte. In einem zweiten Schritt wird das C-

Peptid-Konjugat von einem Enzymkomplex gebunden.

Anschließend wird durch einen Waschschritt der freie

Enzymkomplex entfernt, Substratlösung hinzugegeben und

nach einer definierten Zeit die Farbentwicklung gestoppt.

Die C-Peptid-Konzentration in der Probe ist umgekehrt

proportional zur gemessenen optischen Dichte. Mit

Ausnahme der Kreuzreaktivität von Proinsulin (0,5%) waren

zu anderen Peptiden keine Kreuzreaktivitäten nachweisbar.

43

Der Intra-Assay-Variationskoeffizient lag bei 3,3% bis

5,7%, während der Inter-Assay-Variationskoeffizient 4,6%

bis 5,7% betrug.

2.5.3 Konzentration der Freien Fettsäuren

Die Freien Fettsäuren wurden mit Hilfe von Reagenzien der

Firma Wako Chemicals, Neuss, Deutschland, durch eine

spektrophotometrische Analyse bestimmt. Dabei handelt es

sich um einen enzymatischen Farbtest zur quantitativen in

vitro Bestimmung der Freien Fettsäuren in Serum und

Plasma. Die Intensität des verwendeten roten Farbstoffes

ist zu der Konzentration der unveresterten Fettsäuren in

der Probe proportional. Das Extinktionsmaximum liegt bei

550 nm.

2.5.4 Triglyceridkonzentration

Die Triglyceride wurden unter Benutzung eines

enzymatischen Farbtestes (Olympus system reagent

triglyceride OSR 6133) gemessen. Die Triglyceride wurden

durch Lipasen gespalten, während Chinonimin, das aus

Wasserstoffperoxid und 4-Aminoantipyrin in Anwesenheit

von 4-Chlorphenol und Peroxidase gebildet wurde, als

Indikator diente.

44

2.6 Berechnungen

2.6.1 Anthropometrische Berechnungen

Aus den Daten für Größe und Gewicht wurde mit Hilfe der

folgenden Formel der body mass index berechnet:

BMI [kg/m2] = Gewicht [kg] / (Größe [m])2

Die waist to hip ratio wurde unter Zuhilfenahme des

Bauch- und Hüftumfanges berechnet, wobei nachstehende

Formel zugrunde lag:

WHR = Bauchumfang [cm] / Hüftumfang [cm]

2.6.2 Statistische Methoden

Die Personencharakteristika sind als Mittelwerte ±

Standardabweichung angegeben, während die experimentellen

Ergebnisse als Mittelwert ergänzt durch Standardfehler

des Mittelwertes angegeben werden. Unter Verwendung des

Programms Statistica Version 5.0 (Statsoft Europe,

Hamburg, Deutschland) wurden alle statistischen

Berechnungen mit einer Varianzanalyse für

Messwiederholungen („repeated measures“-ANOVA)

durchgeführt. Dabei geben drei verschiedene p-Werte

Auskunft über die Signifikanz von Unterschieden zwischen

den Experimenten (A), im Zeitverlauf (B) und hinsichtlich

der „Interaktion“ von Experimenten und Zeitverlauf (AB).

Bei signifikanten Ergebnissen (p < 0.05) wurde eine

einfache Varianzanalyse (ANOVA; ein parametrischer

Signifikanztest für drei oder mehr voneinander

45

unabhängige Wahrscheinlichkeitsverteilungen) für jeden

einzelnen Zeitpunkt durchgeführt. Das

Berechnungsverfahren testet über die Analyse der

einzelnen Varianzen, ob die

Wahrscheinlichkeitsverteilungen, aus denen die

Stichproben stammen, alle den gleichen Erwartungswert

besitzen oder nicht. Ein Wert unterhalb des

Signifikanzniveaus besagt, dass mindestens zwei der

Erwartungswerte der Wahrscheinlichkeitsverteilung

unterschiedlich sind. Ein signifikanter Unterschied wurde

bei einem zweiseitigen p-Wert < 0,05 angenommen. Eine

Korrektur für multiple Vergleiche wurde nicht

durchgeführt.

46

3 Ergebnisse

3.1 Probandencharakteristika

In Bezug auf die Punkte 2.2 Probanden auf der Seite 26

und 2.3 Voruntersuchungen und Ausschlusskriterien auf der

Seite 27 stelle ich hier die entsprechenden Ergebnisse

der Probandencharakteristika vor.

Tabelle 3: Charakteristika der untersuchten Probanden

Parameter [Einheit] Probanden

Anthropometrische Daten

Geschlecht [M/W] 15/0

Alter [Jahre] 23,9 ± 3,3

BMI [kg/m²] 23,7 ± 2,3

WHR 0,96 ± 0,04

RR systolisch [mmHg] 123,1 ± 10,8

RR diastolisch [mmHg] 82,5 ± 4,5

Mittelwerte ± SD

47


Untersuchung

Parameter [Einheit] Probanden Normwerte

Klinische Chemie

GOT [U/l] 11,25 ± 2,79 5 – 18

GPT [U/l] 18,5 ± 9,23 7 – 24

GGT [U/l] 11,5 ± 8,66 4 - 27

CHE [U/l] 5772,1 ± 864,2 2400 – 7900

AP [U/l] 113,88 ± 29,9 44 – 207

Harnstoff [mg/dl] 32,94 ± 5,57 10 – 50

Kreatinin [mg/dl] 1,03 ± 0,1 0,60 – 1,20

Harnsäure [mg/dl] 4,99 ± 0,62 2,3 – 8,2

Bilirubin, gesamt [mg/dl] 0,63 ± 0,23 < 1,00

Pankreas-Amylase [U/l] 35,81 ± 10,33 13 – 64

CRP [mg/dl] < 2 < 5,0

HbA1c [%] 5,46 ± 0,32 4,8 – 6,0

Nüchternglukose [mmol/l] 5,36 ± 0,94 3,05 – 6,1

Hämatologie

Leukozyten [ /µl] 5502,5 ± 1456,5 4600 – 9500

Erythrozyten [Mio./µl] 5,17 ± 0,24 4,20 – 6,20

Hämoglobin [g/dl] 15,49 ± 0,79 12,0 – 18,0

Hämatokrit [%] 46,2 ± 2,22 36,0 – 49,0

MCV [fl] 89,36 ± 3,57 85,0 – 95,0

MCH [pg] 29,94 ± 1,36 27,0 – 33,0

MCHC [g/dl] 33,52 ± 0,69 32,0 – 36,0

Thrombozyten [ /µl] 225813 ± 42664,9 150000-400000

Fortsetzung der Tabelle auf der folgenden Seite.

48

Fortsetzung


Untersuchung

Parameter [Einheit] Probanden Normwerte

Blutfette, Triglyceride,

Gesamtcholesterin

Cholesterin [mg/dl] 176,69 ± 46,66 < 220

HDL-Cholesterin [mg/dl] 40,38 ± 12,43 23,00 – 73,00

VLDL-Cholesterin [mg/dl] 10,06 ± 9,36

LDL-Cholesterin [mg/dl] 125,71 ± 40,99 71,00 – 179,00

LDL-Chol./HDL-Chol. 3,37 ± 1,5 2,50 – 3,50

Triglyceride [mg/dl] 100,44 ± 60,27 < 200

Mittelwerte ± SD

3.2 Magenentleerung

Die Magenentleerung wurde nahezu komplett im Laufe der

360 min. des Experimentes erreicht. 17,5 ± 2,3% bzw. 16,2

± 3,8% (für GIP und Plazebo; p = 0,78; Abb.3) des

initialen Inhaltes verblieben am Ende des Experimentes im

Magen.

Im zeitlichen Verlauf der Magenentleerung wurden keine

Differenzen zwischen dem Experiment mit Infusion von GIP

bzw. mit Infusion von Plazebo festgestellt (p = 0.98).

Die Halbwertzeit der Magenentleerung betrug 120 ± 9 min.

für GIP und 120 ± 18 min. für das Plazebo (p = 1,0).

Die Lag-Phase wurde für GIP mit 78 ± 9 min. und für das

Plazebo mit 77 ± 12 min. (p = 0,94) berechnet, während

der Koeffizient der Magenentleerung 2,5 ± 0,2 bzw. 2,6 ±

0,1 (für GIP bzw. Plazebo; p = 0,75) betrug.

49

Abb.3: Zeitverlauf der Magenentleerung einer festen

Mahlzeit (250 kcal.), während der intravenösen

Gabe von GIP oder Plazebo vom Zeitpunkt –45 bis

+360 Minuten bei gesunden männlichen Probanden.

Die Daten sind als Mittelwerte ±

Standardabweichung dargestellt.

Die p-Werte wurden unter Zuhilfenahme

wiederholter Messungen durch ANOVA ermittelt.

A bezeichnet die Unterschiede zwischen den

Experimenten, B die Unterschiede im zeitlichen

Verlauf und AB die Differenzen abhängig von den

Interaktionen des Experimentes bezüglich der

Zeit.

50

3.3 Konzentrationen der Glukose, des Insulins und des C-

Peptides im Plasma

Während der i.v.-Gabe von GIP (2 pmol * kg-1 * min) oder

Plazebo, stieg nach der Mahlzeit die Konzentration von

Glukose im Plasma in beiden Experimenten signifikant an

(p < 0,0001; Abb.4 A). Dies wurde von einem Anstieg der

Insulinsekretion begleitet (p < 0,0001 für die

Konzentration von Insulin und C-Peptid; Abb.4).

Auch bei diesen drei Parametern konnte zwischen den

beiden Experimenten mit der Infusion von GIP oder Plazebo

kein Unterschied festgestellt werden (p = 0,22, p = 0,13

bzw. p = 0,85 für Glukose, Insulin und C-Peptid).

51

Abb.4: Plasma-Konzentrationen von Glukose (A), Insulin

(B) und C-Peptid (C), während der intravenösen


52

+360 Minuten bei 15 gesunden männlichen

Probanden.









Zeit.

3.4 Konzentrationen der Triglyceride und Freien

Fettsäuren im Plasma

Die Plasma-Konzentration der Triglyceride stieg während

der i.v.-Gabe von GIP (2 pmol * kg-1 * min) oder Plazebo

signifikant nach der Mahlzeit an und kehrte nach 360 min.

zum Ausgangswert zurück (p < 0,0001; Abb.5 A).

Die freien Fettsäuren wurden durch die Mahlzeit gesenkt,

stiegen aber nach 120 min. signifikant an (p < 0,0001;

Abb.5 B).

Zwischen den Experimenten mit der GIP-Gabe und Plazebo-

Gabe konnten keine Unterschiede festgestellt werden (p =

0,96 , bzw. p = 0,82 für die Triglyceride und die Freien

Fettsäuren).

53

Abb.5: Plasma-Konzentrationen von Triglyceriden (A) und

Freien Fettsäuren (B), während der intravenösen


+360 Minuten bei 15 gesunden männlichen

Probanden.





54





Zeit.

3.5 Konzentrationen des gesamten GIP und des biologisch

aktiven GIP [1-42 Amid]

Die Konzentration im Plasma von GIP [1-42 Amid] und GIP

[3-42 Amid] erreichte während der i.v.-Gabe von GIP (2

pmol * kg-1 * min) ein steady state level von 162 ± 15

pmol/l und 7 ± 1 pmol/l, während der Infusion von Plazebo

(Abb.6). Nach der Mahlzeit stiegen die endogenen GIP-

Plasma-Level signifikant an (p < 0,01), waren aber immer

niedriger als während der Infusion des Plazebos (Abb.6).

Die Plasma-Konzentrationen von aktivem GIP [1-42]

erreichten während der GIP-Infusion eine steady state-

Konzentration von 34 ± 4 pmol/l, im Gegensatz zu 7 ± 1

pmol/l während der Infusion von Plazebo. Der mittlere

Anteil von aktivem GIP [1-42] vom gesamten

immunoreaktiven GIP betrug 21 ± 2 %.

55

Abb.6: Plasma-Konzentrationen von gesamtem GIP (A) und

von biologisch aktivem GIP [1-42 Amid] (B),

während der intravenösen Gabe von GIP oder

Plazebo vom Zeitpunkt –45 bis +360 Minuten bei

gesunden männlichen Probanden.

Man beachte die unterschiedlichen Skalen auf der

Ordinate in Abb.6 A und B.

56









Zeit.

3.6 Nebenwirkungen der Versuche unter Infusion von

Plazebo oder GIP

Nach den Versuchen, bei denen GIP infundiert wurde,

traten bei fünf Probanden leichte gastrointestinale

Nebenwirkungen auf, welche sich in vier Fällen als

Flatulenzen, zweimal als Diarrhoe und einmal als

abdomineller Schmerz manifestierten. Im Gegensatz dazu

konnten nach den Versuchen mit Infusion von Plazebo keine

Nebenwirkungen festgestellt werden (p = 0,014).

Die Nebenwirkungen waren leicht und vorübergehend und

bedurften keiner spezifischen medikamentösen Therapie.

57

4 Diskussion

Die Rolle von GIP bei der Regulation der Magenentleerung

beim Menschen war bislang nicht eindeutig

charakterisiert. In der Vergangenheit durchgeführte

Untersuchungen am Menschen sind zum Teil nur begrenzt

aussagefähig, da in Assays zur Messung von GIP häufig

porcines GIP verwendet wurde und der Speziesunterschied

zu humanem GIP nicht berücksichtigt wurde [Amland et al.

(1984)]. Kürzlich wurde der hemmende Effekt des GIP-

ähnlichen Inkretinhormons GLP-1 auf die Magenentleerung

beim Menschen genau charakterisiert [Meier et al. (2003)]

und der hemmende Einfluss von GLP-1 auf die

Magenentleerung gezeigt. GIP stimuliert genau wie GLP-1

die Insulinsekretion [Cleator und Gourlay (1975); Schmidt

et al. (1985); Kreymann et al. (1987); Nauck et al.

(1992); Nauck (1997); Holst (1999); Meier et al. (2002),

(2003)], und hemmt die Magensäuresekretion [Cleator und

Gourlay (1975); Kreymann et al. (1987); Orskov (1992);

Holst (1999)]. Da GIP und GLP-1 auch unter ähnlichen

physiologischen Bedingungen freigesetzt werden [Nauck et

al. (1993 b)], über ähnliche Rezeptortypen und die

gleichen Signaltransduktionswege wirken [Gallwitz et al.

(1993)], ist zu erwarten, dass beide Hormone die

Magenentleerung verlangsamen. Aus diesem Grund wurde in

der vorliegenden Arbeit nach gleichem Protokoll der

Effekt von GIP auf die Magenentleerung bei gesunden

Probanden untersucht.

Während der Versuche wurde sowohl bei Verwendung von GIP,

als auch unter Infusion von Plazebo eine annähernd

komplette Magenentleerung erreicht. Unterschiede in den

Verläufen der Konzentrationen von Glukose, C-Peptid,

Insulin und Triglyceriden fanden sich zwischen GIP- und

Plazebo-Versuchen nicht. Die FFS wurden durch die

58

Mahlzeit gesenkt, stiegen aber nach 120 min. signifikant

an. Auch hier fand sich kein Unterschied zwischen

Versuchen mit Plazebo und GIP.

Wie die hier dargelegten Daten zeigen, wird die

Magenentleerung nicht durch GIP gehemmt.

Das Fehlen eines GIP-Effektes auf die Magenentleerung in

den hier zugrunde liegenden Daten ist nicht durch

Limitationen des Studiendesigns erklärt: GIP wurde in

dieser Studie mit einer Rate infundiert, die zu

supraphysiologischen Plasmaspiegeln von ~100 pmol/l

führt. Daher kommt eine zu niedrige GIP-Dosis als

Erklärung für das Ausbleiben eines Effektes in dieser

Studie nicht in Frage. In anderen Versuchen unserer

Gruppe und fremden Arbeitsgruppen wurden im übrigen

ähnliche GIP-Infusionsraten gewählt, die zu

vergleichbaren GIP-Plasmaspiegeln führten. Ferner liefert

uns die Bestimmung des intakten, biologisch aktiven GIP

[1-42 Amid] mit Hilfe eines hochspezifischen

Immunoassays, einen Hinweis, dass suffiziente

Konzentrationen von biologisch aktivem GIP erreicht

wurden.

Das verwendete GIP war vom selben Hersteller und hatte

dieselbe Charge, wie das in bereits vorangegangenen

Studien verwendete [Meier et al. (2001); (2003 a); (2003

b)].

Der durchgeführte 13C-Oktanoat-Atemtest hat bereits bei

Untersuchungen durch mehrere Gruppen gezeigt, dass er

eine hohe Genauigkeit für die Bestimmung der

Magenentleerungszeit besitzt [Meier et al. (2003); Ghoos

et al. (1993) ; Horowitz et al. (2002)]. In einer bereits

veröffentlichten Studie, in der dieselbe Technik

verwendet wurde, ist eine dosisabhängige Verlangsamung

der Magenentleerung während einer intravenösen Gabe von

GLP-1 bei Patienten mit Diabetes Mellitus Typ 2

59

festgestellt worden [Meier et al. (2003)]. In dieser

Studie, bei der 1,2 pmol GLP-1 * kg-1 * min.-1 verabreicht

wurde, waren noch nach 240 min. 74 ± 9% des initialen

Inhaltes im Magen, während in dieser Arbeit mit

intravenöser Gabe von GIP zum selben Zeitpunkt nur noch

39 ± 3% des ursprünglichen Inhaltes im Magen verblieben

sind.

Endogenes GIP, durch die Testmahlzeit freigesetzt, könnte

bereits die Magenentleerung bei den Versuchen mit GIP und

Plazebo beeinflusst haben. Allerdings gibt es Argumente

gegen diese Hypothese: Die GIP-Plasmaspiegel waren in

beiden Versuchen verschieden (Abb.5). Andere Hormone, die

die Magenentleerung regulieren, wirken strikt

dosisabhängig [Meier et al. (2003); Jin et al. (1994)].

Außerdem wurden schon vor dem Testfrühstück durch die

GIP-Infusion supraphysiologische GIP-

Plasmakonzentrationen erreicht, während die Spitzen der

endogenen GIP-Plasmaspiegel nur 30 min. nach der Mahlzeit

vorzufinden waren. Ein Weg, um die Effekte von endogenem

GIP auf die Magenentleerung zu bewerten, könnte die

Verwendung von Rezeptorantagonisten sein [Lewis et al.

(2000)]. Allerdings sind GIP-Antagonisten bisher, für die

Infusion beim Menschen, nicht erhältlich.

Unsere Daten stimmen gut mit einer älteren Arbeit von

Schirra et al. überein, der das Wechselspiel zwischen der

Magenentleerung und der endogenen Sekretion von GLP-1 und

GIP untersuchte [Schirra et al. (1996)].

Interessanterweise war in dieser Studie die

Magenentleerung mit der Sekretion von GLP-1 assoziiert,

aber nicht mit GIP, was die vorherrschende Rolle von

GLP-1 als Regulator der Magenentleerung unterstützt

[Schirra et al. (1996)]. Während die Entleerung des

Magens unabhängig von GIP reguliert wird, könnte dieses

Inkretinhormon aber in der Regulation der distalen

60

Darmfunktion eine Rolle spielen, besonders in der

Induktion der Motilität des Dünndarms. Solch ein Effekt

würde unter Umständen die signifikant höhere Inzidenz der

Diarrhoe und Flatulenz erklären, welche in diesem

Experiment nach der Infusion von GIP beobachtet wurde.

Diese Beobachtung stimmt mit früheren Experimenten

überein, in denen bei Hunden eine Stimulation der

Motilität des Dünndarms durch GIP gezeigt worden ist

[Thor et al. (1987)]. Deshalb könnte es von Interesse

sein, die Effekte von GIP auf die Motilität des Dünndarms

im Detail zu untersuchen.

Die Tatsache, dass weder die Konzentration von Glukose,

noch von Insulin oder C-Peptid durch die Gabe von GIP

beeinflusst worden sind, steht in guter Übereinstimmung

mit vorherigen Studien an Tiermodellen und am Menschen

und reflektiert die Glukoseabhängigkeit der GIP-Wirkung

auf die Insulinsekretion [Pederson et al. (1978);

Vilsboll et al. (2003)]. Es ist jedoch nicht

ausgeschlossen, dass GIP unter hyperglykämischen

Bedingungen einen Effekt auf die Magenentleerung haben

könnte. Dies kann mit den hier zugrunde liegenden Daten

nicht mit Sicherheit ausgeschlossen werden. Die Tatsache,

dass GLP-1 bei gesunden Menschen und Patienten mit Typ 2

Diabetes die Magenentleerung, unabhängig von

vorherrschenden Glukosekonzentrationen, verlangsamt,

würde diese Hypothese jedoch nicht unterstützen [Nauck et

al. (1997 a); Meier et al. (2003)].

Eine Rolle von GIP im Fettstoffwechsel ist bereits

postuliert worden. Es führt zu einer Reduktion von

Triglyceriden während einer Infusion von Chylus bei

Hunden [Wasada et al. (1981)]. Ferner lässt eine

Immunoneutralisation von GIP die Triglyceride nach einer

Fettgabe bei Ratten ansteigen [Ebert et al. (1991)]. Vor

kurzem wurde von einer Prävention der Adipositas in ob/ob

61

Mäusen durch Blockade der GIP-Rezeptoren berichtet

[Miyawaki et al. (2002)]. Beim Menschen fehlt dagegen

noch der Beweis für einen direkten Effekt von GIP auf den

Fettstoffwechsel [Jorde et al. (1984)]. In dieser Arbeit

war kein Effekt von GIP auf die Konzentrationen von

Triglyceriden oder Freien Fettsäuren während der Infusion

zu erkennen. Eine wesentliche physiologische Rolle von

GIP bei der postprandialen Regulation der Triglyceride

und Freien Fettsäuren beim Menschen ist eher

unwahrscheinlich, obwohl in verschiedenen Tierstudien

eine Rolle von GIP im Fettstoffwechsel vermutet wird

[Wasada et al. (1981); Ebert et al. (1991)].

Zusammenfassend zeigen die erhobenen Daten deutlich, dass

GIP keinen Effekt auf die Magenentleerung beim

normoglykämischen Menschen hat. Zusätzlich wird der

postprandiale Fettstoffwechsel nicht durch GIP

beeinflusst. Letztendlich scheint der Name

„glukoseabhängiges insulinotropes Polypeptid“, der auf

den Effekten von GIP bezüglich der Insulinsekretion

beruht, passender zu sein als die Bezeichnung „gastric

inhibitory polypeptide“ oder „Magen inhibierendes

Polypeptid“.

62

5 Zusammenfassung

Einleitung: Das insulinotrope Hormon GIP, das im Darm

sezerniert wird, hemmt in verschiedenen Tiermodellen die

Säuresekretion des Magens. Ob GIP Effekte auf die

Magenentleerung beim Menschen hat, ist bis heute noch

nicht bekannt. Diese sollten in der vorliegenden Arbeit

untersucht werden.

Patienten und Methoden: Fünfzehn gesunde, männliche

Freiwillige (23,9 ± 3,3 Jahre, BMI 23,7 ± 2,3 kg/m²,

Nüchternglukose 5,36 ± 0,94 mmol/l) wurden mit einer

intravenösen Infusion von GIP (2 pmol * kg KG-1 * min-1)

oder Plazebo untersucht, die je über 390 min. im

nüchternen Zustand verabreicht wurde. Nach 30 min. wurde

ein festes Frühstück (100 mg 13C-Oktanoat; 250 kcal)

eingenommen. Die Rate der Magenentleerung wurde anhand

der Exhalation von 13CO2 über 360 min. bestimmt.

Blutproben wurden für die Bestimmung der Konzentrationen

von Glukose, Insulin, C-Peptid, GIP (total und intakt),

Triglyceriden und Freien Fettsäuren abgenommen.

Statistik: ANOVA.

Ergebnisse: Während der exogenen Infusion erreichte GIP

eine Steady-State-Konzentration von 162 ± 15 und 34 ± 4

pmol/l, verglichen mit 7 ± 1 und 7 ± 1 pmol/l während der

Plazebogabe (jeweils für totales und intaktes GIP; p <

0,001). Nach der Testmahlzeit stieg die

Glukosekonzentration an (p < 0,0001). Begleitet wurde

dies von einem Anstieg der Insulinsekretion (p < 0,0001

für die Insulin- und C-Peptidkonzentration). Nach dem

Testfrühstück stieg auch die Triglyceridkonzentration,

während die Konzentration der Freien Fettsäuren

supprimiert wurde (p < 0,0001). Zwischen den Experimenten

mit der Infusion von GIP oder Plazebo fanden sich keine

Unterschiede bei den Konzentrationen von Glukose,

63

Insulin, C-Peptid, Triglyceriden oder Freien Fettsäuren.

Die Hälfte des Magens war nach 120 ± 9 min. und 120 ± 18

min. entleert (mit GIP und Plazebo; p = 1,0). Das

Zeitmuster der Magenentleerung war in beiden Gruppen

ähnlich (p = 0,98).

Schlussfolgerungen: Diese Daten zeigen, dass GIP nicht in

die Regulation der Magenentleerung beim Menschen

eingreift. Ebenso wird der postprandiale Fettmetabolismus

bei gesunden Menschen nicht durch GIP beeinflusst. Ferner

zeigen diese Daten zusätzliche Unterschiede zwischen GIP

und dem verwandten Inkretinhormon GLP-1.

64

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79

Danksagung an Beteiligte

Herrn Priv.-Doz. Dr. med. B. Gallwitz danke ich für die

freundliche Überlassung des Themas sowie für die

exzellente Unterstützung und Betreuung.

Herrn Dr. med. J.J. Meier danke ich ganz besonders für

die herausragende Hilfe bei der Umsetzung der Arbeit und

die vielen wertvollen unterstützenden Anregungen.

Ebenso danke ich Frau B. Baller, die mir als

medizinisch - technische Assistentin bei der Durchführung

der Arbeit sehr hilfreich zur Seite stand.

Prof. Dr. med. W.E. Schmidt und den Mitarbeitern der

Medizinischen Klinik I danke ich für die Möglichkeit, die

Arbeit in dieser Abteilung durchführen zu können und

danke für die Kooperation und Hilfe.

Ohne die freiwilligen Studienteilnehmer wäre die

Durchführung dieser Arbeit nicht möglich gewesen, Ihnen

gilt mein ganz besonderer Dank.

80

Lebenslauf

Name Jens Anstipp

Geburtstag und

-Ort

27.08.1977 in Herne

Nationalität deutsch

Konfession römisch-katholisch

Familienstand ledig

Eltern Josef Anstipp

Isolde Anstipp geb. Berges

Schulausbildung 1984 – 1988 : Erich - Kästner –

Grundschule, Recklinghausen

1988 – 1997 : Gymnasium Petrinum,

Recklinghausen: Schulabschluß : Abitur

1994: Latinum

Ausbildung 1997 – 1998 : Grundwehrdienst in Dülmen,

anschließend Ausbildung zum

Raketenkanonier in Wesel

1998 – 1999 : Krankenpflegeausbildung,

Knappschaftskrankenhaus Recklinghausen

Studium WS 1999/2000: Studium: Humanmedizin,

Ruhr – Universität Bochum (2001: Physikum;

2002: 1. Staatsexamen;

2004: 2. Staatsexamen)

Famulaturen 31.08.2001 – 07.10.2001 bei

Prof. Dr. med. A. Krödel in der Orthopädie

15.02.2002 – 17.03.2002 beim

Allgemeinmediziner Dr. med. M. Bergmann

18.03.2002 – 08.04.2002 bei

Prof. Dr. med. M. Büsing in der Chirurgie

14.02.2003 – 05.03.2003 beim

Allgemeinmediziner Dr. med. M. Bergmann

31.03.2003 – 14.04.2003 beim Kosmetischen

Chirurg Dr. med. P. Ansari

81

Praktische Jahr 18.10.2004 – 06.02.2005 Innere Medizin im

St.Josef – Hospital, Bochum

07.02.2005 – 29.05.2005 Orthopädie im


30.05.2005 – 18.09.2005 Chirurgie im


zusätzliche

Kenntnisse

1989 – 1998: Leistungssport Schwimmen

01.08.1998 – 30.09.1998: Praktikum im

Prosper - Hospital, Recklinghausen

Recklinghausen, den 23.10.2004

Documents

Einfluss von intravenösem Glucose-dependent Insulinotropic ... · 1.2.1 Glucose-dependent Insulinotropic Polypeptide (GIP) GIP wurde ursprünglich in einer cholezystokininreichen