Gewinnung von fettreduziertem Erbsenprotein auf der Basis eines nasstechnischen Verfahrens zur Stärkeherstellung

Gewinnung von fettreduziertemErbsenprotein auf der Basis einesnasstechnischen Verfahrens zurStärkeherstellungChristian Benecke*, Alain Graf, Sascha Beutel, Martin Lotzund Thomas Scheper

Hohe Fettgehalte in Erbsenproteinprodukten führen zu einem raschen Verderb durch

Autooxidation der enthaltenen Fettsäuren. Um den Fettgehalt in Erbsenprotein zu reduzie-

ren, wurden drei Strategien evaluiert: Extraktion von Fett aus Erbsenmehl vor dem eigent-

lichen Gewinnungsprozess mit organischen Lösemitteln, thermische Vorbehandlung der

getrockneten Erbsen und der Einsatz von Membranadsorbersystemen zur direkten Abtren-

nung des Proteins aus dem Prozesswasser der Stärkeherstellung. Durch Extraktion mit

organischen Lösemitteln konnte der Fettgehalt im Erbsenprotein um 70 % gesenkt werden.

Eine thermische Behandlung der Erbsen vor der Proteingewinnung führte dagegen nur zu

einer minimalen Verringerung des Fettgehaltes um ca. 10 %. Der Einsatz von Membran-

adsorbern ist dazu geeignet, Erbsenprotein mit einem um 85 % verringerten Fettgehalt

gegenüber herkömmlichen Methoden zu gewinnen. Im Unterschied zu dem gefällten

Erbsenprotein ist das durch Membranadsorber gewonnene Protein vollständig wasserlös-

lich.

Schlagwörter: Ionenaustauscher, Membranadsorbersysteme, Erbsenprotein,Downstreaming

Eingegangen: 29. September 2009; revidiert: 18. Februar 2010; akzeptiert: 24. Februar 2010

1 Problemstellung

Vor dem Hintergrund einer stetig wachsendenStärkeproduktion (EU 2008: 9,4 Millionen Ton-nen [1]) rücken neben den klassischen Stärke-lieferanten Mais, Weizen und Kartoffelnzunehmend auch Erbsen aufgrund ihrer Stär-kezusammensetzung ins Interesse der Indus-trie. Bei der Produktion von Stärke ausproteinreichen Palerbsen fallen nach der Ab-trennung von Fasern und Stärke große Men-gen proteinhaltiges Prozesswasser an, ausdem die enthaltenen Erbsenproteine durchverschiedene Isolierungsmethoden, in dreiFraktionen aufgetrennt werden:– 25 % in Wasser unlösliches Protein,– 50 % hitze-/säurekoaguliertes Protein,– 25 % durch Ultrafiltration abgetrenntes Pro-

tein.Die drei Proteinfraktionen werden vereinigt

und als Proteinprodukt in Lebensmittelqualitätvermarktet. Während die unlösliche und dieultrafiltrierte Proteinfraktion nur einen gerin-gen Rohfettgehalt aufweisen, beträgt der Roh-fettgehalt des koagulierten Proteins je nach

Erbsensorte zwischen 6 und 15 %. Im End-produkt führt dies zu einem Rohfettgehalt von3 – 8 %. Dieser hohe Fettgehalt ist problema-tisch, da der Verderb der Fette durch Auto-oxidation die Haltbarkeit und damit die Lager-dauer des Proteinproduktes verkürzt. DieChancen auf eine Vermarktung sind dadurcheingeschränkt. Als Ursache für den hohenFettgehalt der koagulierten Proteinfraktionwerden hydrophobe Domänen des Proteinsvermutet, die bei der Auffaltung des Proteinswährend der Koagulation freigelegt werdenkönnen [2]. Möglicherweise kann im Prozess-wasser suspendiertes Fett an diese binden undmit dem Protein ausgefällt werden.

Ziel dieser Arbeit ist die Untersuchungunterschiedlicher Methoden zur Gewinnungvon Erbsenprotein mit deutlich reduziertemFettgehalt. Neben einer Vorbehandlung desErbsenmehles mit organischen Lösemittelnbzw. einer thermischen Vorbehandlung derErbsen sollte der Einsatz der innovativenMembranadsorbertechnologie zur Abtrennungvon fettfreiem Protein aus dem Prozesswassergetestet werden. Mit dieser Technologie konn-

Neben den klassi-schen Stärkeliefe-ranten Mais, Weizenund Kartoffelnrücken zunehmendauch Erbsen auf-grund ihrer Stärke-zusammensetzungins Interesse derIndustrie.

Der Verderb derFette durch Auto-oxidation verkürztdie Haltbarkeit unddamit die Lager-dauer des Protein-produktes.

Downstreaming 711ChemieIngenieurTechnik

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DOI: 10.1002/cite.200900125

ten durch Kombination von Membranadsor-bern [3] bereits Proteine aus industriellen Rest-stoffströmen wie Kartoffelfruchtwasser [3, 4]und Molke [5], aber auch aus tierischen Zell-kulturen [6] gewonnen werden.

2 Membranadsorber

Membranen sind feste Materialien unterschied-lichster Bauform, die von einer Flüssigkeitdurchströmt werden können, aber aufgrundihrer Struktur oder Oberflächenbeschaffenheitverschiedenste Substanzen je nach Art derMembran durch Größenausschluss oder durchphysikalisch-chemische Wechselwirkungen zu-rückhalten können. Durch die Aktivierung derOberfläche einer Membran durch funktionelleGruppen sowie die Konfektionierung derMembranen zu z. B. Wickel- oder Plattenmodu-len können diese zu Membranadsorbersyste-men umgestaltet werden.

Die Membranadsorbertechnologie stellt eineattraktive Alternative zur Gewinnung von inwässrigen Lösungen enthaltenen Proteinendar. Durch die Verwendung entsprechendfunktionalisierter Membranen können z. B.geladene Proteine durch ionische Wechselwir-kungen an dieser reversibel gebunden werdenund durch Verwendung eines Salz- oder pH-Gradienten wieder eluiert werden. Durch dieWahl geeigneter Elutionsgradienten ist es mitdieser Technologie auch möglich, die enthal-ten Proteine von der Membran direkt fraktio-niert zu eluieren [7]. Anders als bei der Pro-teinfällung durch Koagulation behält dasProtein durch Adsorption und Elution weitge-hend seinen nativen Zustand und damit auchseine biologische Aktivität.

Das gelöste Erbsenprotein liegt im Prozess-wasser aufgrund seines isoelektrischen Punk-tes (pI) von 4 – 5 [8] als Anion vor und solltesich daher durch Membranadsorber des TypsSartobind© Q100 (Sartorius Stedim BiotechS.A., Aubagne) abtrennen lassen. Diese Memb-ranadsorber haben eine mit quartären Ammo-niumgruppen funktionalisierte Oberfläche vonca. 100 cm2. Die statische Bindekapazität derSartobind© Q-Module wurde in früherenArbeiten mit 537 lg/cm2 Protein bestimmt [9].

3 Experimentelles

3.1 Gewinnung von wasserlöslichemErbsenprotein durch Hitze-koagulation

Die Herstellung von wasserlöslichem Proteinaus Erbsenmehl im Labor erfolgte in Anleh-

nung an den Stärkegewinnungsprozess derFirma Emsland-Stärke GmbH, Emlichheimsowie an bisher in der Literatur beschriebenenMethoden [8]. Wenn nicht anders angegeben,wurde von der Firma Emsland-Stärke GmbHzur Verfügung gestelltes Erbsenmehl (Erbsen-mehl 2006, Emsland- Stärke GmbH & Co. KG)verwendet.

Das Erbsenmehl wurde im Verhältnis 1:4(m/v) in zweifach deionisiertem Wasser (Ari-um, Sartorius Stedim Biotech S.A., Aubagne)gequollen. Dazu wurde es zunächst kräftig auf-geschüttelt, um das Mehl vollständig zu sus-pendieren. Unter kontinuierlichem Schwen-ken wurde das Quellen 30 min langfortgesetzt. Nach Ende der Quellzeit wurdendie Suspension 10 min lanf bei 3000·g zentri-fugiert (Heraeus Multifuge, Hanau). Der Bo-densatz mit Stärke, Fasern und unlöslichemProtein wurde verworfen. Der Überstand wur-de zur Entfernung verbliebener Schalenresteund Erbsenstroh filtriert. Anschließend wurdedas Filtrat auf ca. 90 °C erhitzt und derpH-Wert mit 1 M HCl von ca. pH 6,5 aufpH 4,3 abgesenkt und das gelöste Protein aus-gefällt. Das gefällte Rohprotein wurde im An-schluss bei 3000·g 10 min lang zentrifugiert.Der nun vollkommen klare, leicht gelb ge-färbte Überstand wurde verworfen. Das ausge-fällte Rohprotein wurde in Wasser resuspen-diert und in einem Gefriertrockner (ChristAlpha 1-4 LSC, Osterode) lyophilisiert.

3.1.1 Entfettung mit organischenLösungsmitteln

Um das Erbsenmehl vor der Proteingewin-nung zu entfetten, wurden Proben von jeweils10 g Erbsenmehl eingewogen und jede Probemit 40 mL eines organischen Lösemittels ver-setzt. Verwendet wurden hierzu Aceton,Ethanol, 85 % aq. Ethanol, Petrolether (Siede-bereich: 40 – 60 °C) und n-Hexan (alle purissp.a., Sigma-Aldrich GmbH). Das Erbsenmehlwurde im Lösemittel suspendiert und 30 minunter Schwenken extrahiert. Anschließendwurde die Suspension 10 min bei 3000·g zen-trifugiert, der Lösemittelüberstand dekantiertund das entfettete Erbsenmehl über Nachtzum Trocknen bei Raumtemperatur gelagert.Die Gewinnung des Proteins erfolgte wie inAbschn 3.1 beschrieben.

3.1.2 Thermische Vorbehandlung derErbsen

Zur thermischen Vorbehandlung wurden gan-ze Palerbsen (Emsland-Stärke GmbH & Co.KG, Emlichheim) 15 min lang in siedendesWasser gegeben, anschließend mit kaltem

Anders als bei derProteinfällungdurch Koagulationbehält das Proteindurch Membran-adsorption undElution weitgehendseinen nativenZustand und damitauch seine biolo-gische Aktivität.

712 C. Benecke et al.Kurzmitteilungen

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Wasser abgeschreckt und wieder getrocknet.Die Erbsen wurden danach in einer handels-üblichen Kaffeemühle auf der feinsten Stufevermahlen. Als Referenz wurde aus unblan-chierten Palerbsen der gleichen Charge einMehl hergestellt und in den Versuch mit ein-bezogen. Der Fettgehalt in Erbsen schwanktsortenbedingt zwischen 1 – 2 % Gew.-% [11].Da nicht sichergestellt war, dass die zur Ver-fügung gestellten Erbsen und das Erbsenmehl2006 (siehe auch Abschn. 3.1) von der selbenErbsensorte stammen, wurde für diese Ver-suche selbst hergestelltes Mehl verwendet. DieGewinnung des Proteins erfolgte wie unterAbschn. 3.1 beschrieben.

3.1.3 Gewinnung von wasserlöslichemErbsenprotein mit Membran-adsorbersystemen

Aus Erbsenmehl wurde wie in Abschn. 3.1 be-schrieben das lösliche Protein extrahiert unddie unlöslichen Bestandteile abfiltriert.

Die anschließende Proteingewinnung durchMembranadsorber vom Typ Sartobind© Q100erfolgt in den folgenden Schritten (s. auch Pro-tokoll in Tab. 1):1. Mikrofiltration (0,2 lm) der wässrigen Pro-

teinlösung2. Isolierung der Proteinfraktion durch Memb-

ranadsorbera. Äquilibrierung der Membran mit 20 mM

TRIS-Puffer pH 8,3b. Auftrag der mikrofiltrierten Proteinlö-

sung auf die Membranc. Entfernung von nicht gebundenen Be-

standteilen durch Waschen mit Pufferlö-sung

d. Elution des gebundenen Proteins mit1 M NaCl in 20 mM TRIS-Puffer pH 8,3,

3. Aufkonzentrierung und Entsalzung durchUltra-/Diafiltration

4. Trocknung des Rohproteins.Alle Schritte wurden mit einer FPLC-(Fast-Pro-tein-Liquid-Chromatography)-Anlage (DuoLab,Bio-Rad Laboratories GmbH, München) mitangeschlossenem Probensammler und Leit-fähigkeits- bzw. UV-Detektor durchgeführt. Eswurden jeweils 3 mL Erbsenproteinlösung aufdie Membran aufgetragen, das entspricht einerProteinmenge von ca. 40 mg. Durch die be-zogen auf die Bindekapazität des Membran-adsorbermoduls geringe Proteinmenge solltesichergestellt werden, dass das gesamtebindungsfähige Protein an die Membran bin-det und keine Limitierungen aufgrund einereventuellen Überladung der Membran auftre-ten.

3.2 Bestimmung des Rohfettgehaltes inErbsenprotein

Der Fettgehalt des Erbsenproteins wurde pho-tometrisch durch einen Trübungsassay be-stimmt, der ursprünglich zur Bestimmungdes Rohfettgehaltes in Getreide entwickeltwurde [12]. Zur Bestimmung wurde das Fettmit Aceton aus dem Protein extrahiert. Dazuwurden, je nach erwartetem Fettgehalt,50 bzw. 100 mg Proteinprobe mit 1 mL Acetonunter Schütteln bei 1000 min–1 30 min extra-hiert. Die Probe wurde anschließend bei7000·g zentrifugiert.

Zur Messung wurden 30 lL des Überstan-des in einem 96-Well-Microplate (UV-Transpa-rent, BD Biosciences, Erembodegem, Belgien)mit 300 lL einer 1,5 % (m/v) Sulfosalicylsäure-lösung (Sigma-Aldrich GmbH) versetzt undvermischt. Nach einer Inkubationszeit von30 min wurde die Trübung bei einer Wellen-länge von k= 440 nm gemessen. Der Fettgehaltjeder Probe wurde dreifach bestimmt. ZurKalibrierung wurde eine Standardreihe von0 – 2 mg/L mit zuvor extrahiertem Erbsenfettangesetzt und eine Kalibrationsgerade erstellt.

3.3 Bestimmung der Protein-konzentration

Die Konzentration des gelösten Erbsenpro-teins wurde photometrisch mit dem Protein-assay nach Bradford [13] bestimmt. Dazu wur-den 10 lL Probe mit 300 lL Reagenzlösungversetzt und die Absorption bei k= 595 nmnach 10 min gemessen. Der Proteingehaltjeder Probe wurde dreifach bestimmt. ZurKalibrierung wurde eine Standardreihe von0 – 2 mg/mL BSA (bovine serum albumin) inzweifach deionisiertem Wasser verwendet.

4 Ergebnisse und Diskussion

4.1 Entfettung des Erbsenmehls

In Tab. 2 sind die Proteinausbeuten in Bezugauf das eingesetzte Erbsenmehl sowie auf den

Tabelle 1. Protokoll des Proteinauftrags bzw. der Elution.

Schritt LaufmittelDauer[min]

Flussrate[mL/min]

Volumen[mL]

Äquilibrierung 20 mM TRIS 3 2 6

Probenauftrag 20 mM TRIS 15 1 15

Elution 20 mM TRIS+ 1M NaCl 7,5 2 15

Spülen 20 mM TRIS 4 2 8

Durch die geringeProteinmenge solltesichergestellt wer-den, dass das ge-samte bindungs-fähige Protein andie Membran bindetund keine Limitie-rungen aufgrundeiner eventuellenÜberladung derMembran auftreten.



Proteingehalt des wässrigen Extrakts wiederge-geben.

Die Ausbeute gelöstes Protein bezieht sichauf den photometrisch nach Abschn. 3.3 be-stimmten Proteingehalt. Berücksichtigt wurdeferner, dass der Proteingehalt im Koagulatbei den gewählten Reaktionsbedingungen ca.70 % beträgt [8]. Dabei fällt besonders die sehrgeringe Ausbeute bei der Verwendung von85 % aq. Ethanol auf. Das zeigt, dass sich selbstbei geringen Wassergehalten schon beträchtli-che Anteile des wasserlöslichen Proteins lösenund mit dem Extraktionsmittel verloren gehen.

Weiterhin lässt sich nach den Werten derTab. 2 vermuten, dass die Extraktion mitEthanol und Aceton positive Auswirkungenauf die Wasserlöslichkeit der Proteine zu ha-ben scheint. Möglicherweise sind diese Extrak-tionsmittel in der Lage, die hydrophoben Restevon Lipoproteinen zu lösen und das Proteindadurch wasserlöslicher zu machen.

Die Fettgehalte der einzelnen Proteinfraktio-nen wurden mit dem Rohfett-Assay entspre-chend Abschn. 3.2 bestimmt und sind inAbb. 1 wiedergegeben:

Wie Abb. 1 zeigt, ist der Rohfettgehalt desProteins aus dem entfetteten Erbsenmehl er-wartungsgemäß deutlich geringer, als der desauf herkömmliche Weise hergestellten Pro-teins. Im Zusammenhang mit den Proteinaus-beuten (s. Tab. 2) bieten sich Aceton undEthanol als wirkungsvolle Extraktionsmittelan, um fettarme Proteine aus Erbsen zu ge-winnen. Allerdings müssen hierbei auch derdamit verbundene technische Aufwand sowiedie mit organischen Lösemitteln verbundeneBrandgefahr berücksichtigt werden. Ob sichdieser Aufwand für die Gewinnung eines de-naturierten Proteins am Ende wirtschaftlichlohnt, bleibt fraglich.

4.2 Thermische Vorbehandlung derErbsen

Bei der Versuchsdurchführung fiel insbeson-dere auf, dass es bei der Hitzekoagulation desProteins aus dem blanchierten Erbsenmehl zunahezu keiner Fällung kam. Dies spricht füreine vorherige Koagulation des Proteinsbereits beim Blanchieren. Dabei scheint dasProtein bereits im Samenkorn der Erbse zudenaturieren und bei der anschließendenQuellung bzw. Extraktion nicht mehr inLösung zu gehen. Erst bei Verringerung despH-Wertes auf pH 4,3 war eine Präzipitationzu beobachten. Die Ergebnisse der Protein-und Fettbestimmung sind in Tab. 3 darge-stellt.

Die Daten in Tab. 3 spiegeln die Beobach-tungen, die während der Versuchsdurchfüh-rung gemacht wurden, wider. So lag die Pro-teinausbeute bei den blanchierten Erbsen beiweniger als 50 % der Ausbeute bei den unbe-handelten Erbsen. Die Ergebnisse deuten dar-auf hin, dass durch das Blanchieren der Erb-sen auch große Teile des löslichen Proteinsbereits denaturieren/koagulieren und somitbei der Extraktion aus dem Erbsenmehl garnicht mehr in Lösung gehen, sondern nachdem Zentrifugieren im Pellet zusammen mitden anderen unlöslichen Bestandteilen verblei-ben. Der Fettgehalt des so gewonnenen Pro-teins betrug jeweils ca. 1,1 Gew.-%. Das Blan-chieren hat demzufolge keine Auswirkung aufden Fettgehalt des Erbsenproteins.

4.3 Proteingewinnung durch Membran-adsorbersysteme

Um eine ausreichende Menge Protein zu ge-winnen, wurde der Versuch nach dem Proto-koll aus Abschn. 3.1.3 mehrmals nacheinanderdurchgeführt. Bei jedem Versuch wurde der

Tabelle 2. Proteinausbeuten aus extrahierten Erbsenmehlen unter Variation desExtraktionsmittels (Mittelwerte aus Dreifachbestimmung)

Extraktionsmittel Proteinausbeute[mg]

Ausbeute[Gew.-% TMErbsenmehl]

Ausbeute[Gew.-% gelöstes

Protein]

Ohne Extraktion 525 5,9 76

Aceton 620 6,8 84

Ethanol 665 7,3 83

85 %-Ethanol 330 2,9 48

Petrolether 563 6,2 66

n-Hexan 526 5,8 55

Abbildung 1. Rohfettgehalte gefällter Erbsenproteinfraktionen aus entfettetemErbsenmehl im Vergleich zu Erbsenprotein aus unbehandeltem Erbsenmehl (Mittler-weile aus Dreifachbestimmung).

Selbst bei geringenWassergehalten imorganischenLösungsmittelgehen schon be-trächtliche Anteiledes wasserlöslichenProteins lösen undmit dem Extrak-tionsmittel verloren.



Proteingehalt des Durchbruchs (nicht gebun-denes Protein) sowie der Gehalt in der eluier-ten Proteinfraktion (gebundenes Protein) be-stimmt. Aus den Ergebnissen lassen sichRückschlüsse über die pro Durchlauf gebun-dene Proteinmenge ziehen und evtl. auftreten-de Verblockungen der Membran feststellen.Die ermittelten Werte sind in Abb. 2 dar-gestellt:

Pro Durchlauf wurden im Durchschnitt ca.24 mg Protein an die Membran gebunden undeluiert, das entspricht ca. 60 % des eingesetz-ten Proteins. Bezogen auf die dynamische Bin-dekapazität der Membran entspricht dies ca.240 lg/cm2 oder ca. 45 % der statischen Binde-kapazität [9]. Diese Abweichung resultiert ausder Abhängigkeit der dynamischen Bindekapa-zität von der Anströmgeschwindigkeit auf dieMembran [10] und lässt sich daher durch Ver-ringerung der Beladungsgeschwindigkeit oderVergrößerung der Anströmfläche noch opti-mieren. Bei der durchgeführten Anzahl anVersuchen waren keine Anzeichen erkennbar,dass Bindungsplätze auf der Membran irrever-sibel blockiert wurden oder die Membran me-chanisch verstopfte. Der beobachtete Anstiegder Proteinkonzentration im Durchbruch isteher ein Anzeichen für eine unzureichendeElution des Proteins im vorhergehenden Ver-suchslauf. Bei folgenden Versuchen muss derElutionsschritt deutlich verlängert werden, umeine vollständige Elution des Proteins zu errei-chen. Abb. 2 zeigt außerdem einen Vergleichzwischen der Menge des ursprünglich im Erb-sensextrakt enthaltenen Proteins und derSumme des im Durchbruch und im Eluat ent-haltenen Proteins. Dabei ist festzustellen, dasssich nur 90 % des eingesetzten Proteins imDurchbruch und im Eluat wiederfinden. Diese

Differenz wird in der Subjektivität der Metho-de nach Bradford durch unspezifische Bin-dung des Farbstoffes an kationische und unpo-lare Seitenketten des Proteins vermutet. Zurqualitativen Beurteilung der Vorgänge ist dieverwendete Methode jedoch ausreichend.

Im Gegensatz zu den vorhergehen Versu-chen war die über Membranadsorber gewon-nene Proteinfraktion nahezu vollständig was-serlöslich. Der Proteingehalt des Rohproteinswurde durch die Methode nach Bradford be-stimmt und betrug deutlich über 80 %. Dabeiist zu berücksichtigen, dass das Protein immernoch eine geringe Menge Salz enthält unddurch weitergehende Entsalzung der Protein-gehalt noch gesteigert werden kann.

Der Fettgehalt der durch Membranadsorbergewonnenen Proteinfraktion ist in Abb. 3 dar-gestellt:

Im Bezug auf einen niedrigen Fettgehalt imEndprodukt scheint die Proteingewinnungdurch Membranadsorbersysteme am effektiv-sten. Der Fettgehalt der so gewonnenen Pro-teinfraktion beträgt mit 0,26 ± 0,1 % etwa 15 %des Fettgehaltes des nach der herkömmlichenMethode (s. Abschn. 3.1) gewonnenen Pro-teins.

Tabelle 3. Proteinausbeute aus blanchierten und unbehandelten Erbsen (Mittelwer-te aus Dreifachbestimmung).

Proteinausbeute[mg]

Ausbeute[% m/m TMErbsenmehl]

Ausbeute[% m/m gelöstem

Protein]

Mehl ausunbehandelten Erbsen 977 9,5 85

Mehl aus zuvorblanchierten Erbsen 336 4,0 74

Abbildung 2. Bilanz von ge-bundenem und eluiertem Erb-senprotein (Mittlerweile ausDreifachbestimmung).

Es waren keineAnzeichen erkenn-bar, dass Bindungs-plätze auf derMembran irre-versibel blockiertwurden oder dieMembran mecha-nisch verstopfte.

Die über Membran-adsorber gewon-nene Proteinfrak-tion war nahezuvollständigwasserlöslich.



5 Zusammenfassung und Ausblick

Es wurden verschiedene Ansätze untersucht,fettarmes Erbsenprotein aus einem wässrigenErbsenextrakt, wie es bei der Stärkeherstellungaus Erbsen anfällt, zu gewinnen. Durch dieEntfettung mit verschiedenen Lösungsmittelnvor der eigentlichen Extraktion konnte derFettgehalt des gewonnenen Proteins auf 30 %des normalen Fettgehaltes gesenkt werden.Diese Möglichkeit der Fettreduktion erfordertallerdings den Einsatz von feuergefährlichenund gesundheitsschädlichen Lösemitteln ingrößerem Maßstab, was den Nutzen der Me-thode deutlich einschränkt.

Der Versuch, eine Fettreduzierung durchBlanchieren der Erbsen zu erzielen, zeigte kei-nen Erfolg. Die minimale Verringerung desFettgehalts um ca. 10 % rechtfertigt nicht denzum Blanchieren benötigten energetischenund damit auch finanziellen Aufwand.

Der Einsatz von Membranadsorbern über-traf dagegen die Erwartungen bezüglich Ab-trennungsvermögen und Fettgehalt des ge-wonnenen Proteins deutlich. Durch denEinsatz dieser innovativen Technologie war esim Labormaßstab möglich, bis zu 60 % desgelösten Proteins mit nur einem kationischenMembranadsorber direkt aus dem wässrigenErbsenextrakt abzutrennen und in nahezunativer Form zu gewinnen. Durch die Verwen-dung eines weiteren, anionischen Membran-adsorbers sollte sich die Ausbeute noch weitersteigern lassen. Der Fettgehalt des auf diesemWege gewonnenen Proteins lag mit 0,26 % um

über 85 % unter dem des auf herkömmlicheWeise hergestellten Proteins. Dadurch zeich-net sich die Membranadsorbertechnologie alsleistungsfähiges Instrument zur Gewinnungnativer, fettarmer Erbsenproteine aus.

Neben der einfachen Gewinnung von Pro-teinfraktionen durch isokratische Elution bie-tet diese Technologie ferner die Möglichkeitdurch Variation der Beladungs- und Elutions-bedingungen einzelne Proteinfraktionen diffe-renziert von der Membran zu eluieren undaufzureinigen. Da Membranadsorber vomkleinsten Labormaßstab über Zwischengrößenbis hin zu Wickelmodulen mit ca. 100 m2

Fläche für industrielle Prozesse mit annä-hernd gleichen Adsorbereigenschaften verfüg-bar sind, ist ein Scale-Up in den industriellenMaßstab im Vergleich zur Chromatographierecht einfach. Screening-Ergebnisse, die mitkleinsten Einheiten im Labor gewonnen wer-den [14], lassen sich leicht in den größerenMaßstab übertragen.

C. Benecke([email protected]),A. Graf,S. Beutel,T. Scheper,Institut für Technische Chemie,Leibniz Universität Hannover,Callinstraße 5,D-30167 Hannover, Germany;M. Lotz,Emsland-Stärke GmbH,Emslandstraße 58,D-49824 Emlichheim, Germany.

Literatur

[1] Fachverband der Stärkeindustrie e.V.: http://www.staerkeverband.de/html/zahlen_eu.html

[2] J. R. Wagner, J. Food. Sci. 1990, 55, 765.[3] S. Barbe et al., Desalination 2006, 200, 480.[4] F. Menzel et al., BioSpektrum 2005, 1, 105.[5] K. Plate et al., Chem. Ing. Tech. 2001, 73, 7, 898.[6] K. Suck et al., J. Biotechnol. 2006, 121, 361–367.[7] K. Plate et al., J. Chromatogr. A 2006, 1117, 81.[8] H. Fuhrmeister, Dissertation, TU Berlin, 2000.[9] D. Harkensee et al., Eng. Life. Sci. 2007, 7 (4),

388.[10] J. Schwarz, Dissertation, Universität Hannover,

2006.[11] G. Kröner, Dissertation, TU Berlin, 1996.[12] G. Drochioiu, J. Food Lipids 2005, 12, 12.[13] M. Bradford, Anal. Biochem. 1976, 72, 248.[14] Ö. Kökpinar et al., Biotechnol. Prog. 2006, 22,

1215.

Abbildung 3. Vergleich des Rohfettgehalts von Erbsenprotein verschiedener Herstel-lungswege (Mittelwerte aus Dreifachbestimmung).

Der Einsatz vonMembranadsorbernübertraf die Erwar-tungen bezüglichAbtrennungsver-mögen und Fett-gehalt des gewon-nenen Proteinsdeutlich.

Ein Scale-Up in denindustriellen Maß-stab ist im Vergleichzur Chromato-graphie rechteinfach.



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