Grundzüge der Sensorik Höherer Pflanzen

Pflanzenbiochemie

Grundz¸ge der Sensorik Hˆherer PflanzenElmar W. Weiler*

Professor Meinhart H. Zenk zum 70. Geburtstag gewidmet

AngewandteChemie

Stichwˆrter:Gentechnik ¥ Hormone ¥Membranproteine ¥ Rezeptoren ¥Signalwege

E. W. WeilerAufs‰tze

406 ¹ 2003 Wiley-VCH Verlag GmbH & Co. KGaA, Weinheim 0044-8249/03/11504-0406 $ 20.00+.50/0 Angew. Chem. 2003, 115, Nr. 4

1. Einleitung

Die Evolution vielzelliger Organismen aus einfachen,einzelligen Vorfahren f¸hrte zur Perfektionierung zweierbemerkenswert unterschiedlicher Baupl‰ne: zu den freibeweglichen Tieren (und zum Menschen) einerseits und zuden sessilen Pflanzen andererseits. Um im Leben zurecht zukommen, ist ein hochentwickeltes Tier, z.B. ein Wirbeltier,zum einen mit einer F¸lle von Sinnesorganen ausgestattet, diedarauf ausgerichtet sind, Information aus dem Kˆrperinnerenund mehr noch aus der Umgebung aufzunehmen, zumanderen hat es ein Gehirn von faszinierender Komplexit‰t,das dazu dient, aus diesen eingehenden Signalen ein Abbildder ‰u˚eren Welt im Bewu˚tsein zu erzeugen und ein Bild desIndividuums in dieser Welt, das es ihm ermˆglicht, sich in ihrzu orientieren und angemessen zu verhalten.

Im Gegensatz zu den frei beweglichen Tieren sindPflanzen im Boden verwurzelt und erscheinen uns eherpassiv: Sind sie nicht lediglich Chemiefabriken, nur dazu da,CO2 und einige weitere anorganische Verbindungen mit Hilfevon Lichtenergie in Kohlenhydrate und andere organischeMolek¸le umzuwandeln, die Tiere als Nahrung benˆtigen?

Tats‰chlich kˆnnte keine Aussage irref¸h-render sein! Gerade weil Pflanzen se˚haft

sind, sind sie einem viel st‰rkeren Wechsel der auf sieeinwirkenden Umweltbedingungen ± einschlie˚lich oft ex-tremer Situationen ± ausgesetzt als Tiere: Pflanzen kˆnnennicht einfach eine unwirtliche oder gefahrvolle Umgebungverlassen und sich eine g¸nstigere suchen. Um zu gedeihen,schon um zu ¸berleben, mu˚ eine Pflanze wahrscheinlichgenauso viel Information aus der Umgebung verarbeiten wieein Tier, und mit Ausnahme von Schall kˆnnen Pflanzentats‰chlich die gleichen Reizqualit‰ten aufnehmen wie derMensch (Abbildung 1).

Die sensorische Peripherie einer Pflanze, die daranbeteiligten molekularen Strukturen und die Reaktionen, dieausgelˆst werden, waren lange Zeit unbekannt, und viele sindes noch heute. Die letzten Jahre brachten jedoch einenungeheuren Wissenszuwachs hinsichtlich der molekularenAbl‰ufe vieler sensorischer Prozesse in Hˆheren Pflanzen.Das heutige Bild zeigt zweierlei: Die sensorischen Prozessebei Pflanzen unterscheiden sich wesentlich von denen beiTieren, und die Sensorik der Pflanzen ist nicht wenigerkomplex, leistungsf‰hig und empfindlich als die von Tieren.Sie erlaubt es Pflanzen, ihre Wachstums- und Differenzie-rungsmuster und die Ausrichtung ihrer Organe in Bezug aufsubtile endogene oder umweltbedingte ænderungen anzu-passen; sie ermˆglicht es der Pflanze, eine riesige Zahlpotentieller Pathogene und Herbivore abzuwehren. Aufrudiment‰re Weise kˆnnen Pflanzen sogar Signale unterein-ander austauschen, und sie kommunizieren sicherlich ± durchchemische Interaktionen ± mit anderen Organismen beim

Pflanzen reagieren auf eine Vielzahl unterschiedlicher Reize ausihrem Kˆrperinneren und ihrer Umgebung. Unser Wissen um diesensorischen F‰higkeiten von Pflanzen hat gerade in den letztenzehn Jahren enorm zugenommen. Dies liegt einerseits an demkonsequenten Einsatz molekulargenetischer Verfahren, an-dererseits daran, da˚ weltweit viele Kr‰fte auf eine einzige, re-pr‰sentative Hˆhere Pflanze konzentriert werden, auf Arabi-dopsis thaliana, die Acker-Schmalwand. Dieser Aufsatz kon-zentriert sich eher auf die Prinzipien als auf Details und be-schr‰nkt sich auf solche Systeme, die funktional eindeutig iden-tifiziert sind. Hˆhere Pflanzen sind hinsichtlich ihrersensorischen F‰higkeiten um nichts weniger faszinierend, nichtweniger komplex, nicht weniger empfindlich als Tiere oder sogarder Mensch. Pflanzen ¸berwachen dauernd ihre Umgebung undden Zustand in ihrem Inneren mit Hilfe eines erstaunlichenAufgebots sensorischer Systeme, die sich von denen der Tiereoder des Menschen unterscheiden.

Aus dem Inhalt

1. Einleitung 407

2. Aufnahme und Verarbeitungendogener Signale 408

3. Sensorik f¸r die abiotische Umgebung 412

4. LRR-Rezeptorkinasen inPathogenabwehr und Entwicklung 420

5. Cyclo-Oxylipine: Signalmolek¸le ausPflanzenmembranen 421

6. Sensorikmodulierte Pflanzen: neueChancen f¸r Pflanzenz¸chtung undPflanzenschutz 424

Abbildung 1. Vergleich der menschlichen Sinne und ihrer zugeordnetenReize mit den sensorischen F‰higkeiten einer Hˆheren Pflanze.

[*] Prof. Dr. E. W. WeilerLehrstuhl f¸r PflanzenphysiologieFakult‰t f¸r BiologieRuhr-Universit‰t44780 Bochum (Deutschland)Fax: (þ 49)234-322-4291E-mail: [email protected]

PflanzenbiochemieAngewandte

Chemie

407Angew. Chem. 2003, 115, 406 ± 427 ¹ 2003 Wiley-VCH Verlag GmbH & Co. KGaA, Weinheim 0044-8249/03/11504-0407 $ 20.00+.50/0

Aufbau assoziativer oder symbiotischer Beziehungen, und siesenden chemische Alarmsignale aus, wenn sie angegriffenwerden.

Dieser Aufsatz soll in die Welt sensorischer Prozesse inHˆheren Pflanzen einf¸hren, wobei das Augenmerk st‰rkerauf die Prinzipien als auf die Einzelheiten gelenkt wird. EinVerst‰ndnis daf¸r, wie Pflanzen interne und externe Fakto-ren, darunter abiotische und biotische Reize, aufnehmen undauf sie reagieren, wird weitreichende Konsequenzen f¸r allehaben, die sich mit angewandten Pflanzenwissenschaftenbefassen: Pflanzenz¸chter wie Pflanzenschutzchemiker undLandwirte.

2. Aufnahme und Verarbeitung endogener Signale

Intraorganismische Kommunikation in Hˆheren Pflanzengeschieht zum gro˚en Teil ± in vielen F‰llen sogar ausschlie˚-lich ± auf chemischem Weg und dient nicht nur dazu,Wachstum zu koordinieren, sondern auch die Orientierungvon Organen, den Massenflu˚ von Wasser, N‰hrstoffen undAssimilaten innerhalb des Organismus, den Stoffwechsel undden molekularen Austausch auf der Pflanzenoberfl‰che.

Einige der dabei beteiligten Signalmolek¸le sind inSchema 1 dargestellt; sie gehˆren zur Gruppe der endogenenWachstumsregulatoren und werden Phytohormone genannt.Diese, wie z. B. die Auxine, kˆnnen ¸ber Entfernungen vonnur einigen Zellen wirken, etwa in Meristemen oder in sichentwickelnden Embryonen, einige kˆnnen aber auch mit demXylem- oder Phloemstrom transportiert werden und gro˚eStrecken in der Pflanze zur¸cklegen, um Organfunktionen zukoordinieren. Beispielsweise wird in einem Wurzelsystem beiWassermangel Abscisins‰ure (ABA) produziert und mit demTranspirationsstrom in die Bl‰tter zu den epidermalenSchlie˚zellen befˆrdert. In diesen bewirkt ABA eine Ab-senkung des osmotischen Drucks. Dadurch nimmt dasVolumen der Schlie˚zellen ab, was zum Schlie˚en derstomat‰ren Poren und damit zu einer drastischen Reduktionder Verdunstung f¸hrt. In diesem Beispiel verh‰lt sich dasPhytohormon wie ein typisches Hormon bei Tieren, dasStoffwechselfunktionen eines entwickelten Organismus regu-liert. In der Regel kontrollieren Phytohormone jedochWachstum und Differenzierung, also den Entwicklungspro-ze˚ selbst, sie verhalten sich also wie z.B. tierische Wachs-

tumsfaktoren. Das weist darauf hin, da˚ deutliche Unter-schiede in der Wirkungsweise und im Wirkungsmechanismusvon Phytohormonen im Vergleich zu tierischen Hormonen zuerwarten sind, was sich bereits durch die fehlenden Struktur-‰hnlichkeiten zwischen Tier- und Pflanzenhormonen ank¸n-digt.

Entscheidende Fortschritte bei der Aufkl‰rung der Wirk-mechanismen von Phytohormonen wurden erst in den ver-gangenen Jahren erzielt. Sie sind haupts‰chlich der Verwen-dung von Mutanten und dem Fortschritt bei der Genom-analyse der wichtigsten Modellpflanze der Pflanzenentwick-lungsbiologie, Arabidopsis thaliana (L.) Heynh. (Acker-Schmalwand, ein Mitglied der Brassicaceen-Familie, Abbil-dung 2) zuzuschreiben. Die drei Genome (Nucleom, Plastomund Chondriom) dieser Pflanze sind vollst‰ndig sequen-ziert,[1] und die Nucleotidsequenzen ihrer etwa 25500 an-notierten Gene sind allgemein zug‰nglich, ebenso umfang-reiche Sammlungen von Mutanten, Genen, cDNAs, ESTs(Expressed Sequence Tag) und anderen Hilfsmitteln (TAIR,The Arabidopsis Information Resource: http://www.arabi-dopsis.org/).

Viele, vielleicht die meisten Phytohormonwirkungenschlie˚en eine Kontrolle der Aktivit‰ten von bestimmtenGruppen hormonresponsiver Gene ein. Gerade auf diesemGebiet wurden auch die grˆ˚ten Erkenntnisfortschritteerzielt, wodurch einem rationalen Zugang zur Pflanzenwachs-tumskontrolle der Weg bereitet wurde.

trans-Zeatin, ein Cytokinin,fördert die Zellteilung,hemmt die Seneszenz

N

N

N

N

N

HCH2OH

H

Indol-3-essigsäure,ein Auxin,

fördert die Zellstreckungund die Apikaldominanz

NH

CH2 COOH

Gibberellin A1fördert die Internodien-

streckung

Abscisinsäurereguliert die Öffnung

der Stomata

Ethylenfördert die Seneszenzund die Fruchtreifung

CH

CH

H

H

HO

COOH

CH2CH3

C O

O

OH

OH

OCOOH

H

HO

HO

O

O

OH

OH

Brassinolid,ein allgemeinerWachstumsfaktor

Schema 1. Beispiele f¸r Phytohormone Hˆherer Pflanzen und f¸r phy-siologische Vorg‰nge, die unter ihrer Kontrolle stehen. Die Auflistungder physiologischen Funktionen ist keineswegs vollst‰ndig.

Elmar W. Weiler, geboren 1949. Studiumder Biologie und Chemie, 1977 Promotionbei Prof. Dr. M. H. Zenk an der Ruhr-Uni-versit‰t, 1982 Habilitation im Fach Botanik.1985±1988 an der Universit‰t Osnabr¸ck,seit 1988 Inhaber des Lehrstuhls Pflanzen-physiologie an der Ruhr-Universit‰t. 1995Gottfried-Wilhelm-Leibniz-Preis der DFG.Nach Arbeiten an Naturstoffen und der im-munologischen Analyse niedermolekularerPflanzenstoffe sind entwicklungsbiologischeFragestellungen, Untersuchungen pflanzli-cher Membranfunktionen und die Biosyn-these der Phytohormone Schwerpunktelaufender Forschungsarbeiten.


408 Angew. Chem. 2003, 115, 406 ± 427

2.1. Phosphorelais-Regulatoren und Signalwege derPhytohormone

Die prim‰ren molekularen Ziele der Phytohormonwir-kung lie˚en sich durch klassische biochemische Vorgehens-weisen nicht identifizieren. Der Weg zu ihrer Aufkl‰rung warerst geebnet, als hormoninsensitive Mutanten, haupts‰chlichvon Arabidopsis thaliana, zur Verf¸gung standen[2] undTechniken zum Positionsklonieren so weit entwickelt waren,da˚ das mutierte Gene tats‰chlich auch isoliert werdenkonnte. Bis zum heutigen Tag wurden die Rezeptoren sowieweitere Komponenten des Signalwegs jedoch nur f¸r zwei derHormonklassen ± das die Seneszenz fˆrdernde Ethylen unddie den Zellzyklus aktivierenden und Alterungsprozesseverzˆgernden Cytokinine ± eindeutig identifiziert.

Die Ergebnisse waren ¸berraschend, denn sie legtenoffen, da˚ die Ethylen- und die Cytokininrezeptoren Homo-loge der bakteriellen Histidinkinase-Phosphorelais-Systemesind, die auch als Zwei-Komponenten-Regulatoren bezeich-

net werden, da der einfachste (πklassische™) Typ aus nur zweiProteinen besteht, einem Sensorprotein mit Histidinkinase-Aktivit‰t (dieser Rezeptor ist typischerweise ein dimeresTransmembranprotein, doch es gibt auch Ausnahmen, sieheAbschnitt 3.1.1) und einem Antwortregulator, auf den diePhosphatgruppe vom Phosphohistidin des Sensorproteins¸bertragen wird.[3] Der Antwortregulator wird an einemspezifischen Aspartylrest phosphoryliert und ist in dieserphosphorylierten Form in der Regel ein aktiver Transkrip-tionsfaktor, der direkt mit DNA-Promotorelementen inter-agiert, um die Transkriptionsaktivit‰t der entsprechendenGene zu ‰ndern. In den meisten F‰llen ist es nicht bekannt,welches der beiden isomeren Histidinphosphate, 1-Phospho-histidin oder 3-Phosphohistidin, durch die Histidinkinase-Aktivit‰t des Sensorproteins gebildet wird. Durch 31P-NMR-Spektroskopie[4] lie˚ sich zeigen, da˚ im Fall der an derbakteriellen Chemotaxis beteiligten Histidinkinase CheA dasthermodynamisch stabilere 3-Phosphohistidin entsteht (Sche-ma 2). Nur wenige Histidinkinase-Inhibitoren sind beschrie-ben worden.[3a] Sie sind zwei Klassen zuzuordnen, Salicylani-liden wie Dichlordiiodsalicylanilid und hydrophoben Tyrami-nen wie RWJ-49815. Diese Inhibitoren weisen IC50-Werte imniedermikromolaren Bereich auf (Schema 3).[3a]

Phosphorelais-Regulatoren sind modular aufgebaut undsowohl bei Prokaryoten weitverbreitet (Escherichia colihat 30 Sensorhistidinkinase-Gene sowie 32 Gene, die Ant-wortregulatoren codieren, 25 davon sind Transkriptionsfak-

3-Phosphohistidin

PO

NN

O

N

N

HH

Phosphoaspartat

C O

N

N

HH

OP

O

O

1-Phosphohistidin

NN

O

N

N

HH

PO

HO–

O–

O–

O–

O–

O–

Schema 2. An Phosphorelais-Signalwegen beteiligte Phosphoamino-s‰uren. Gezeigt sind lediglich Ausschnitte aus Polypeptidketten. F¸rdie meisten der Histidinkinase-Reaktionen ist nicht bekannt, welchesder beiden Phosphohistidin-Isomere gebildet wird.

Dichlordiiodsalicylanilid

OH O

Cl

Cl

I

I

N

H

RWJ-49815

O

N

H

NH2

NH

Schema 3. Beispiele f¸r Histidinkinase-Inhibitoren (‹bersicht inLit. [3a]).

Abbildung 2. Habitus von 8 Wochen alten bl¸henden Arabidopsis thalia-na. A. thaliana ist die einzige Hˆhere Pflanze, deren Genom komplettsequenziert und allgemein zug‰nglich gemacht worden ist. Das Kern-genom umfa˚t 125 Mbp DNA, auf f¸nf Chromosomen (1n) verteilt. Esenth‰lt ungef‰hr 25500 Gene, von denen bislang nur 10% eindeutigzugewiesene Funktionen codieren, w‰hrend mˆgliche Funktionen wei-terer 50% anhand von bekannten Genen anderer Organismen vermu-tet werden kˆnnen. F¸r die restlichen 40% der Gene geben die Nucleo-tidsequenzen bisher keinerlei Hinweise auf die Funktionen der codier-ten Genprodukte.


Chemie

409Angew. Chem. 2003, 115, 406 ± 427

toren[3a,d]), als auch bei Pilzen und Pflanzen.[3g] In denkomplett sequenzierten Genomen von Drosophila melano-gaster, Caenorhabditis elegans und Mensch wurden sie dage-gen nicht gefunden, sie scheinen somit bei Tieren nichtvorzukommen.

Mehrere Arten von Phosphorelais-Systemen sind bekannt(Abbildung 3), die sich von den πklassischen™ Zwei-Kompo-nenten-Regulatoren entweder durch das Vorkommen vonSensorhistidin-Hybridkinasen mit einer integrierten Ant-wortregulatordom‰ne (und manchmal einer zweiten Phos-phohistidindom‰ne) unterscheiden oder durch die Beteili-

gung von zus‰tzlichen Phosphorelais-Proteinen zwischen derSensorkinase und dem Antwortregulator gekennzeichnetsind. Phosphorelais-Systeme aus mehreren Modulen erlaubeneine feinere regulatorische Abstimmung, sie kˆnnen imUnterschied zu einfachen Zwei-Komponenten-Systemen ver-schiedene Signale verarbeiten und lassen sich somit besser indas regulatorische Netzwerk der Zelle integrieren.

Mit zwei Ausnahmen (n‰mlich den EthylenrezeptorenERS1 und ERS2) bestehen die bislang bekannten eukaryo-tischen Phophorelais-Systeme (Abbildung 4) aus Sensorhy-bridkinasen mit einer integrierten Antwortregulatordom‰ne,was in Prokaryoten selten vorkommt. Die phylogenetischeAnalyse zeigt, da˚ die pflanzlichen Sensorhybridkinasen miteiner einzigen Gruppe bakterieller Sensorhybridkinasen,repr‰sentiert durch ArcB, BarA und ResC,[3f] verwandt sind.Demnach stammen wohl alle eukaryotischen Sensorhistidin-kinasen von einem einzigen prokaryotischen Vorfahren ab,vermutlich von dem cyanobakteriellen Endosymbionten, ausdem die Plastidenorganellen hervorgegangen sind. Auchweist die Anwesenheit strukturell ‰hnlicher Phosphorelais-Systeme bei Pilzen und Pflanzen und ihr vollst‰ndiges Fehlenbei Tieren darauf hin, da˚ dieses Sensorsystem w‰hrend derEvolution bereits vor der Trennung der Entwicklungslinienvon Pilzen und Pflanzen entstanden ist.[3b]

Drei Beispiele f¸r eukaryotische Phosphorelais-Signalwe-ge sind in Abbildung 4 gegen¸bergestellt, um æhnlichkeitenund Unterschiede deutlich zu machen: die beiden bislangbekannten Phytohormon-Signalwege und der Osmoregula-tions-Signalweg der Hefe. Alle Sensorhistidinkinasen dieserSignalwege sind membrangebunden und haben entwederzwei oder drei N-terminale Transmembrandom‰nen. In allendrei F‰llen liegen die Rezeptoren in der Membran als Dimerevor, wie das f¸r membrangebundene Sensorkinasen vonPhosphorelais-Systemen ¸blich ist. F¸r Cytokinine wie f¸rEthylen empf‰ngt eine Rezeptorfamilie das eingehendeSignal.

Bei Arabidopsis thaliana wurden 5 Ethylenrezeptorenidentifiziert (die Sensorhybridkinasen ETR1, ETR2 undEIN4 sowie ERS1 und ERS2, wobei den beiden letztgenann-ten eine integrierte Antwortregulatordom‰ne fehlt).[5] Ethy-len bindet im Bereich der Transmembrandom‰nen.[6] An derEthylenbindung sind Cuþ-Ionen beteiligt, die durch Histidin-und Cysteinliganden koordiniert werden, und zwar eines proMonomer.[7] Der Mechanismus der Olefin-Metall-Wechsel-wirkung ist noch unklar.[3a] Die Ethylenrezeptoren interagie-ren mit der CTR1-Kinase, einem negativen Regulator desnachgeschalteten Signalwegs. Die reprimierende Funktionder CTR1-Kinase ist dadurch belegt, da˚ Mutationen, dieeinen Verlust der CTR1-Funktion zur Folge haben, beiAbwesenheit von Ethylen zu einer konstitutiven Ethylenant-wort f¸hren. Die meisten Hinweise sprechen f¸r folgendeHypothese: In der Abwesenheit von Ethylen interagieren dieEthylenrezeptoren mit der CTR1-Kinase, halten sie dadurchin aktivem Zustand und reprimieren so die nachgeschaltetenSchritte. Nach diesem Modell[8] w¸rde Ethylenbindung dieRezeptor-CTR1-Interaktion unterbrechen und somit denWeg unterhalb von CTR1 dereprimieren.

CTR1 ist ein Raf-Kinase-Homolog und entspricht somitdem MAPKKK-Mitglied einer MAP-Kinase-Kaskade. Die-

H

D

H

D

P

P

P

P

H

C

H

C

PP

C C

D P

BD

AD

H P

+1

D P

BD

AD

+1

Plasmamembran

einfachesZwei-Komponenten-

System

mehrstufigesPhosphorelais-

System

Sensor-histidin-kinase

Antwort-regulator

Gene

Rezeptor-domäne

Histidin-kinase-domäne

Aspartyl-phosphat-domäne

Histidin-Phospho-transfer-protein

Aspartyl-phosphat-domäne

DNA-Bindungs-domäne

Aktivierungs-domäne

N N N N

Abbildung 3. Zwei-Komponenten-Regulatoren: πKlassische™ Zwei-Kom-ponenten-Systeme bestehen aus einer Sensorhistidinkinase (meistmembrangebunden mit zwei oder mehreren Transmembransegmen-ten) und einem cytoplasmatischen Antwortregulator, auf den der Phos-phatrest vom Phosphohistidin der Sensorhistidinkinase unter Phos-phorylierung eines konservierten Aspartats ¸bertragen wird. Die mei-sten ± aber nicht alle ± Antwortregulatoren sind Transkriptionsfaktoren.Mehrstufige Phosphorelais-Systeme bestehen in der Regel aus einerHistidin-Hybridkinase mit einer daran fusionierten Antwortregulatordo-m‰ne und einem Histidin-Phosphotransferprotein, das zwischen derSensorkinase und dem am Ende der Signalleitung stehenden Antwort-regulator vermittelt. Gekr¸mmte Pfeile mit offenen Pfeilspitzen zeigenPhosphotransfer an. Die Sensorkinasen sind Homodimere, die dasHistidin des jeweils gegen¸berliegenden Monomers mit Hilfe von ATPphosphorylieren. Die mehrstufigen Phosphorelais-Systeme ermˆgli-chen eine flexiblere Regulation und vernetztes Zusammenwirken. Eskˆnnen z.B. mehrere Sensorkinasen auf das gleiche Phosphotransfer-protein oder ein Phosphotransferprotein kann auf mehr als einen Ant-wortregulator wirken. Ein Beispiel f¸r ein πklassisches™ Zwei-Kompo-nenten-System ist das EnvZ!OmpR-System von E. coli, das an derOsmoregulation beteiligt ist. Abk¸rzungen: H, Histidin; D, Aspartat;P, Phosphat; BD, DNA-Bindungsdom‰ne; AD, Aktivierungsdom‰ne;þ 1, Nucleotid eins, markiert den Transkriptionsstart eines Gens.


410 Angew. Chem. 2003, 115, 406 ± 427

ses Merkmal erinnert an den Osmoregulationsweg der Hefeunterhalb des Antwortregulators SSK1, dessen Komponentens‰mtlich identifiziert werden konnten; sie bilden eine typi-sche MAP-Kinase-Kaskade (SSK2/22!PBS2!HOG1).[3b]

Au˚er CTR1 wurden jedoch bislang keine weiteren Mit-glieder einer solchen Kaskade im Ethylen-Signalweg ent-deckt.

F¸r die ethylenabh‰ngige Derepression des CTR1 nach-geschalteten Signalwegs ist die Aktivit‰t des Transmembran-proteins EIN2 notwendig. Die N-terminale Dom‰ne vonEIN2 weist æhnlichkeit zu Transportern f¸r divalente Katio-nen der Nramp-Familie auf, die in Pilzen und Tieren gefundenwurden, w‰hrend die C-terminale Dom‰ne nur bei EIN2vorkommt. EIN2 kˆnnte ein Metallsensor sein. Wie er nachAufhebung der Hemmung durch CTR1 wirkt, ist unbekannt.Aktivit‰t von EIN2 bewirkt jedoch die Aktivierung einerGruppe kernlokalisierter dimerer Transkriptionsfaktoren wieEIN3, EIL1 und EIL2. Diese aktivieren ihrerseits die Trans-

kription des Gens, das den Ethylenantwort-Faktor ERF1codiert, sowie weiterer Transkriptionsregulator-Gene. Diegebildeten Transkriptionsfaktoren wiederum binden an ihreZielsequenzen (Ethylenantwort-Elemente) in einer Vielzahlvon Promotoren und aktivieren so die Transkription zahlrei-cher indirekt ethylenregulierter Zielgene.

Die Phosphorelais-Signalleitung der Cytokininrezepto-ren[9] erinnert sogar noch mehr an die bakteriellen Phospho-relais-Signalwege als der Ethylen-Signalweg, in dem, wie imOsmoregulations-Signalweg der Hefe, neue Elemente imLauf der Evolution rekrutiert und zwischen den Antwort-regulator und die Promotoren der regulierten Gene ein-geschoben worden sind (Abbildung 4). An der Cytokinin-Signalgebung sind wenigstens zwei transmembrane Sensor-histidinkinasen vom Typ der Hybridkinasen beteiligt (CKI1[10]

und CRE1,[11] weitere Kandidaten sind AHK2, AHK3 undAHK4[12]). CKI1 ist wahrscheinlich in Abwesenheit vonCytokininen aktiv und wird durch Cytokinine inaktiviert,

PCTR1 H P

H

D

H

D

P

P

P

P

H

D

H

D

P

P

P

P

CKI1(AHK2?AHK3?AHK4?)

CRE1

Plasma-membran

Cytokinin

AHP1AHP2

H

D

H

D

P

P

P

P

H HPETR1ETR2EIN4

ERS1ERS2

Ethylen

EIN2

(MAPKK?MAPK?)

N

C

P

MAPKKK

?

BD

Zellkern

ARR1,2,10

ARR4,5,6,7

+1

Beendigungder Antwort

Cytokinin-antworten

EIN3EIL3, EIL 2

+1

Ethylenantworten

ERF1

Gene

Gene

SLN1

niedrigeOsmolarität

H

D

H

D

P

P

P

P

Cyto-plasma

H

D

PSSK2/22

PBS2 P

HOG1 P

P

PYPD1

SSK1

MAPKKK

MAPKK

MAPK

Osmoregulation

Arabidopsis thalianaSaccharomyces cerevisiae

D

AD

P

Arabidopsis thaliana

Abbildung 4. Aufbau des Ethylen- und des Cytokinin-Signalwegs im Vergleich zum Osmoregulationsweg der Hefe.[3bc, 7,8] Phosphorelais-Komponen-ten sind in Rot und Gr¸n dargestellt, Komponenten von MAP-Kinase-Wegen in Blau, die Akronyme f¸r Transkriptionsfaktoren in Magenta. Die ge-kr¸mmten Pfeile mit den offenen Pfeilspitzen bezeichnen Phosphotransfer-Reaktionen, graue Pfeile DNA-Bindung, T-Pfeile (? ) bedeuten Inhibiti-on oder Repression. MAPK, mitogenaktivierte Proteinkinase; MAPKK, MAPK-Kinase; MAPKKK, MAPKK-Kinase; H, Histidin; D, Aspartat; P, Phos-phat; AHP, Arabidopsis-Histidin-Phosphotransferprotein; ARR, Arabidopsis-Antwortregulator; ETR, ethylenresistent; EIN, ethyleninsensitiv; ERF,Ethylenantwort-Faktor; CKI, cytokinininsensitiv; CRE, cytokininresistent; die anderen Akronyme sind in der zitierten Literatur erkl‰rt. Die schwarzenPunkte in den Ethylenrezeptoren repr‰sentieren Cuþ-Ionen.


Chemie

411Angew. Chem. 2003, 115, 406 ± 427

w‰hrend Cytokininbindung CRE1 aktiviert. Die Signallei-tung verl‰uft ¸ber die Histidinkinasedom‰nen zu den in dieRezeptoren integrierten Antwortregulatordom‰nen unterBildung des charakteristischen Aspartylphosphats. Von dortwird die Phosphatgruppe auf die Histidin-Phosphorelais-Proteine AHP1 und AHP2 ¸bertragen. Im phosphoryliertenZustand wandern diese in den Zellkern und interagieren dortmit mehreren konstitutiv vorhandenen Antwortregulatoren(ARR1, ARR10 und besonders ARR2). Die Interaktion mitAHP aktiviert die ARR-Proteine, wahrscheinlich durchEntfernen eines noch nicht identifizierten Repressorproteins.Aktive (phosphorylierte) ARR-Proteine binden schlie˚lichan Zielsequenzen in den Promotoren zahlreicher cytokinin-regulierter Gene, deren Genprodukte an der Transkriptions-kontrolle, am Zellzyklus, an der Spro˚bildung und derSeneszenzverzˆgerung beteiligt sind. Phosphorylierte ARR-Proteine aktivieren zus‰tzlich eine zweite Gengruppe, die f¸rweitere Antwortregulatoren (ARR4, 5, 6, 7) codiert. Dieseletztgenannte Gruppe von Transkriptionsregulatoren bewirktdie Beendigung der Cytokininantwort an multiplen Regula-tionsorten. Der gesamte Cytokinin-Signalweg besteht dem-nach aus einer Phosphorelais-Schaltung, wie sie f¸r pro-karyotische Systeme typisch ist.

Nahezu nichts ist dar¸ber bekannt, wie die ¸brigenPflanzenhormone, z. B. die Auxine, Gibberelline, Abscisin-s‰ure oder die Jasmonate wirken. Im Genom von Arabidopsisthaliana wurden bisher ¸ber 40 Gene gefunden, die Sensorhis-tidinkinasen, Phosphorelais-Proteine und Antwortregulato-ren codieren;[1, 3g] dies l‰˚t viel Raum f¸r weitere Entde-ckungen. Zus‰tzlich zu den Phosphorelais-Systemen wurdejedoch vor wenigen Jahren in Pflanzen eine zweite gro˚eFamilie von Chemosensoren von vollst‰ndig anderer Strukturund Funktionsweise entdeckt, und diese werden zur Zeitintensiv im Hinblick auf ihre vielf‰ltigen Rollen in derPathogenerkennung, der Brassinosteroidwirkung und ihreRolle bei Entwicklungsprozessen untersucht. Diesen rezep-tor‰hnlichen Kinasen mit leucinreichen Sequenzwiederho-lungen ist Abschnitt 4 gewidmet.

3. Sensorik f¸r die abiotische Umgebung

Die physikalischen und die chemischen Faktoren in derUmgebung einer Pflanze kˆnnen sich schnell und unvor-hersehbar ver‰ndern; sich dem anzupassen erfordert womˆg-lich sofortiges Reagieren. Beispiele daf¸r sind Schattierungdurch ein Bl‰tterdach, mechanische Belastung durch Wind-kr‰fte oder eine Verlagerung der Wachstumsachse aus ihrernormalen Position. Hinzu kommen in den meisten Regionender Erde regelm‰˚ige jahreszeitliche Ver‰nderungen derKlimabedingungen, und ung¸nstige Phasen wie D¸rreperio-den oder kalte Winter erfordern eine Anpassung des Ent-wicklungsprogramms. Beispielsweise m¸ssen Bl¸hen oderFruchten, der Blattfall oder das Auff¸llen der vegetativenSpeichergewebe mit Assimilatreserven zeitlich koordiniertwerden. Physikochemische Reize, die Anpassungen beiPflanzen hervorrufen, sind u.a. Licht, Temperatur, Feuch-tigkeit, sogar das N‰hrstoffangebot, dar¸ber hinaus mecha-nische Kr‰fte und die Massenbeschleunigung im Gravita-

tionsfeld der Erde. In vielen F‰llen kennt man die sensori-schen Mechanismen noch nicht. Eine bemerkenswerte Aus-nahme ist die Lichtperzeption, die bei Pflanzen au˚erordent-lich komplex ist: Eine Hˆhere Pflanze hat eine grˆ˚ereAnzahl an Photorezeptoren als der Mensch.

3.1. Pflanzliche Photorezeptoren und ihre Evolution

Drei Klassen von Photorezeptoren wurden bei HˆherenPflanzen mit Hilfe von physiologischen, biochemischen,photochemischen sowie genetischen Methoden identifiziert:die Phytochrome, die Cryptochrome und die Phototropine.Die typischen Retinyliden-Photorezeptoren[13] der Tiere unddes Menschen (z.B. Rhodopsin) kommen bei Pflanzen nichtvor, abgesehen von einigen begei˚elten Niederen Algen, beidenen Sensorrhodopsine als Phototaxisrezeptoren die-nen.[13,14] Der evolution‰re Ursprung dieser letztgenanntenKlasse von Photorezeptoren ist bei Vorfahren der heutigenArchaeen zu suchen. Zu den Retinyliden-Photorezeptorengehˆren die lichtgetriebenen Ionenpumpen Bakteriorhodop-sin und Halorhodopsin sowie Sensorrhodopsin und Phobo-rhodopsin, die Phototaxisrezeptoren der heutigen Halobak-terien.[13, 15] Da Arabidopsis thaliana die am besten unter-suchte Hˆhere Pflanze ist, basiert die folgende Diskussion dermolekularen Eigenschaften von Photorezeptoren HˆhererPflanzen und die verwendete Klassifizierung auf Ergebnissenan dieser Species. Es sei aber darauf hingewiesen, da˚ geradedie Physiologie der Photoperzeption in den Pflanzenwissen-schaften eine lange Tradition hat und viele Species sehreingehend untersucht worden sind.

Phytochrome sind rotabsorbierende, Phototropine blau-absorbierende und Cryptochrome blau- und UV-A-absorbie-rende Chromoproteine. Sie bewirken entweder allein oder imVerbund die Regulation einer gro˚en Anzahl physiologischerProzesse (Tabelle 1). A. thaliana hat f¸nf Phytochrome(phyA, B, C, D, E), zwei Cryptochrome (cry1, 2) und zweiPhototropine (phot 1, 2). Innerhalb jeder Photorezeptorklas-se sind die Chromophore identisch, die Apoproteine unter-scheiden sich hingegen, sind aber eindeutig zueinanderhomolog. Auch wenn die Anzahl der Photorezeptorisoformeninnerhalb jeder Klasse bei den einzelnen Species etwasunterschiedlich sein kann, so ist wohl nach heutigem Kennt-nisstand die Situation, wie sie bei A. thaliana vorgefundenwird, typisch f¸r die Angiospermen. Obwohl erheblichefunktionale Redundanz bei den Photorezeptorisoformeninnerhalb einer Gruppe besteht, spielt doch jeder derPhotorezeptoren auch eine eigene Rolle beim Auslˆsenbestimmter pflanzlicher Antworten. Ein weiteres Charakte-ristikum pflanzlicher Photosensorik ist der hohe Grad anKooperation zwischen den verschiedenen Photorezeptoren(Tabelle 1).

3.1.1. Die Phytochrome

Phytochrome, von denen man zun‰chst dachte, da˚ sienur in Pflanzen vork‰men, sind mittlerweile bei allenphotoautotrophen Eukaryoten und Prokaryoten und auchbei einigen nichtphototrophen Bakterien wie Deinococcus


412 Angew. Chem. 2003, 115, 406 ± 427

radiourans und Pseudomonas aeruginosa gefunden wor-den.[16] Phytochrome sind relativ gro˚e Proteine aus ¸ber1000 Aminos‰uren und weisen eine zweiteilige Struktur auf:eine N-terminale Photoperzeptionsdom‰ne und eine C-ter-minale Reaktionsdom‰ne (Abbildung 5).[16,17] Alle Phyto-chrome tragen als chromophore Gruppe ein kovalent ge-bundenes lineares Tetrapyrrol, das aus H‰m synthetisiertwird, und sind demnach Biliproteine. Die Bindung desChromophors erfolgt autokatalytisch durch die Bilinlyase-Aktivit‰t der N-terminalen Dom‰nen der Phytochrom-Apo-proteine. Pflanzen verwenden Phytochromobilin (PfB) alsChromophor, cyanobakterielle Phytochrome Phycocyanobi-lin (PCB), und die Bakteriophytochrome der nichtphototro-phen Bakterien nutzen Biliverdin (Schema 4).[18] Bei Pflanzenund Cyanobakterien reagieren die (3E)-Isomere von PfBbzw. PCB mit der Thiolgruppe eines konservierten Cysteins,

Bakteriophytochromen dagegen fehlt dieses Acceptor-Cys-tein. Die Biliverdin-Chromophore werden an einen Histidin-rest addiert (vermutlich eine Schiff-Base-Reaktion), der amC-Terminus direkt neben dem f¸r die Chromophorbindungverwendeten Cystein der pflanzlichen und cyanobakteriellenPhytochrome liegt (Abbildung 6).[18] Sequenzvergleiche lie-ferten k¸rzlich Anhaltspunkte f¸r das Vorkommen bakterio-phytochromartiger Polypeptide bei vielen anderen Artennichtphototropher Bakterien, Cyanobakterien und sogarPilzen (Abbildung 6).[18] Ihre physiologischen Funktionenm¸ssen noch aufgekl‰rt werden.

Phytochrome und Bakteriophytochrome sind reversible,rotlichtbetriebene Schalter (Schema 5). Im Dunkeln gebilde-te Apophytochrome binden ihre Chromophore als (15Z)-Isomere. Dieses Isomer absorbiert rotes Licht (die Absorp-tionsmaxima der Chromoproteine liegen im Bereich zwischen

Tabelle 1: Allgemeine und physiologische Charakteristika lichtregulierter Vorg‰nge in Hˆheren Pflanzen und daran beteiligte Photorezeptoren. DieRezeptorterminologie gilt f¸r Arabidopsis thaliana. Die Auflistung physiologischer Antworten ist lediglich beispielhaft und die der beteiligtenPhotorezeptoren vereinfacht. Hauptreaktionspartner sind unterstrichen.

Photorezeptor(en) Chromophor(e) Beispiele f¸r beeinflu˚tephysiologische Vorg‰nge

weitere beteiligtePhotorezeptoren

Phytochrome :Klasse I (phyA) Phytochromobilin * Photomorphogenese des etiolierten Keimlings cry1, cry2

* Kontrolle der circadianen Uhr im Schwachlicht cry1Klasse II (phyB, C, D, E) Phytochromobilin * photomorphogenetische Prozesse im Licht

* Lichtinduktion der Samenkeimung* photoperiodische Vorg‰nge (z.B. Bl¸hinduktion) cry2, cry1* Schattenvermeidungsreaktion und πNachbarerkennung™* Photomodulationen (z.B. Blattbewegungen)

Cryptochrome :cry1 (Starklichtrezeptor) Pterin, FAD * Kontrolle der circadianen Uhr phyA (im Schwach-

licht)* Photomorphogenese des etiolierten Keimlings phyA, cry2

cry2 (Schwachlichtrezeptor) Pterin, FAD * photoperiodische Vorg‰nge phyB, cry1Phototropine :phot1 (Schwachlichtrezeptor) FMN * Phototropismus bei niedrigen Lichtintensit‰ten

* Chloroplastenbewegung im Schwachlicht* blaulichtabh‰ngige Stomataˆffnung

phot2 (Starklichtrezeptor) FMN * wie phot1, vermittelt jedoch Starklichtantworten

H2N COOHpflanzlichesPhytochrom

cyanobakteriellesPhytochrom

aminoterminaleErweiterung

Bilin-Lyase und Chromophorbindung PAS-ähnliche Domänen histidinkinaseähnlicheDomäne

PAS1 PAS2PΦB

PCB

C H

C

BV

H2N COOH

Bakteriophytochrom

Histidinkinasedomäne

Photoaktivierung Reaktionsdomäne

H

Abbildung 5. Vergleich des modularen Aufbaus von Bakteriophytochrom mit den Phytochromen von Cyanobakterien und Pflanzen. BV, Biliverdin; PCB, Phy-cocyanobilin; PfB, Phytochromobilin; C, Cystein; H, Histidin.


Chemie

413Angew. Chem. 2003, 115, 406 ± 427

660 und 667 nm) und isomerisiert dabei zum E-Isomer, dasdurch Bestrahlung mit dunkelrotem Licht wieder in das(15Z)-Isomer ¸berf¸hrt werden kann (Absorptionsmaximavon (15E)-Phytochromen liegen im Bereich von 730 nm). Inden weitaus meisten F‰llen ± aber nicht in allen ± sind die(15E)-Phytochrome (wegen ihrer Absorptionsmaxima imDunkelroten, engl. far red, auch als Pfr bezeichnet) dieaktiven Photorezeptoren und die (15Z)-Isomere (Pr-Formen)sind inaktiv. Photoreversibilit‰t ist ein charakteristischesMerkmal aller Phytochrome. Wegen der betr‰chtlichen ‹ber-lappung der Absorptionsspektren von Pr und Pfr wird immerein Photogleichgewicht zwischen den beiden Formen aufge-baut, das von der spektralen Qualit‰t des auf die Pflanzeeinwirkenden Lichts abh‰ngt. Das hat mehrere physiologi-

sche Auswirkungen: 1. Einige Prozesse (z. B. die Samenkei-mung verschiedener Species) erfordern nur eine sehr geringeMenge an aktivem Pfr, sie werden somit bereits durchVerwendung von dunkelrotem Licht ausgelˆst (im Photo-gleichgewicht liegen ungef‰hr 2.5% Pfr vor). Diese Prozessekˆnnen nicht durch Dunkelrotbestrahlung nach einem Hell-rotpuls revertiert werden. 2. Ver‰nderungen im Hellrot/Dunkelrot-Verh‰ltnis haben drastische Auswirkungen aufden Aktivierungszustand von Phytochrom. Solche Ver‰nde-rungen kommen in der nat¸rlichen Umgebung einer Pflanzevor: bei Sonnenuntergang und Tagesanbruch (das Verh‰ltnisnimmt ab, d.h., gegen¸ber voller Sonneneinstrahlung gibt esmehr dunkelrotes Licht), im Schatten eines Laubdaches (dasVerh‰ltnis nimmt infolge der gro˚en ‹berlappung der Ab-

-Phycocyanobilin

N

H

O

HH3C

N

H

N

H

N O

HO2C CO2H

N

H

O

HH3C S

...Cys...

N

H

N

H

N O

HO2C CO2H

Holophytochrom

N

H

O N

H

N

H

N O

HO2C CO2H

Biliverdin

3E-Phytochromobilin

N

H

O

HH3C

N

H

N

H

N O

HO2C CO2H

153

N

H

O

HH3C S

...Cys...

N

H

N

H

N O

HO2C CO2H

15

Holophytochrom

NADP+, H2O

NADPH + H+, O2

Häm

Fe3+Häm-Oxidase

NICHTPHOTOTROPHEBAKTERIEN

Bakteriophytochrom-Apoprotein

Bakteriophytochrom-Holoprotein

autokatalytisch(mit Histidin verknüpft)

Apophytochromautokatalytisch

CYANOBAKTERIEN

Phytochromobilin-Synthase

(3Z -Phytochromobilin

Phytochromobilin-Isomerase

Apophytochromautokatalytisch

HÖHERE PFLANZEN

)

(3E)

Schema 4. Strukturen und Bindung der chromophoren Gruppen an die Bakteriophytochrom- oder Phytochrom-Apoproteine.


414 Angew. Chem. 2003, 115, 406 ± 427

sorption der Phytochrome und des Chlorophylls drastisch ab)und ± aus demselben Grund ± im Licht, das von einer nahengr¸nen Pflanze reflektiert wird. Somit ist Phytochrom einidealer Photorezeptor, um die Tagesl‰nge, Gr¸nschatten,Pflanzennachbarn und ± in Verbindung mit der circadianenUhr ± sogar Jahreszeiten (durch Ermittlung von Ver‰nderun-gen in der L‰nge der Photoperiode) zu bestimmen.

Auch die Bakteriophytochrome sind reversible Hellrot-Dunkelrot-Schalter, aber ihre Absorptionsspektren weisen,im Vergleich zu den Phytochromen der Photoautotrophen,

eine deutliche Rotverschiebung auf (Schema 5). Sie w¸rdenunter den soeben beschriebenen Umgebungsbedingungennicht optimal funktionieren. Das mag der Grund sein f¸r dieEvolution der πblauverschobenen™ Phytochrome in denphotoautotrophen Organismen, deren Spektren sich mitdenen der Chlorophylle deutlich ¸berschneiden. Somit sindPhytochrome mˆglicherweise urspr¸nglich entstanden, umphotoautotrophen Organismen zu helfen, optimale Photo-synthesebedingungen zu finden (als Chemotaxisrezeptorenund/oder um bei Licht¸berschu˚ Schutzreaktionen wie dieSynthese von Schattenpigmenten auszulˆsen).[19] Im Verlaufder Evolution der Landpflanzen ¸bernahmen die Phytochro-me dann sp‰ter zus‰tzliche Aufgaben. Die letzte Erweiterungdes Funktionsumfangs der Phytochrome fand w‰hrend derEvolution der Angiospermen statt. Diese Gruppe verf¸gtzus‰tzlich zu den bei allen photoautotrophen Organismenvorkommenden Klasse-II-Phytochromen noch ¸ber Klasse-I-Phytochrom.[17] Klasse-I-Phytochrom (in A. thaliana durcheine einzige Isoform, phyA, vertreten) wird, im Unterschiedzu den lichtstabilen Klasse-II-Photorezeptoren, im Lichtschnell durch das Ubiquitin-Proteasom-System abgebaut.Hinzu kommt, da˚ die Transkriptionsaktivit‰t des PHYA-Gens im Licht stark reduziert wird. An dieser Transkriptions-kontrolle ist neben phyA auch das Klasse-II-PhytochromphyB beteiligt.

Die Evolution von Klasse-I-Phytochrom fand bei denAngiospermen in Verbindung mit der Evolution der Skoto-morphogenese statt, eines charakteristischen Entwicklungs-programms dieser Pflanzengruppe, bei dem die normaleEntwicklung von Keimlingen in Abwesenheit von Lichtreprimiert wird. Im Dunkeln angezogene Angiospermen-keimlinge unterscheiden sich sehr von im Licht gewachsenen(man denke an Kartoffeltriebe, die im Dunkeln oder aber imLicht herangezogen wurden): ihnen fehlt Chlorophyll, dieBlattexpansion bleibt aus und sie zeigen ein stark beschleu-nigtes L‰ngenwachstum ± alles Vorg‰nge, die dem im Bodenbei Abwesenheit von Licht heranwachsenden Keimlinghelfen, das Tageslicht so schnell und effektiv wie mˆglich zuerreichen, bevor seine Speicherreserven aufgebraucht sind.Licht bewirkt ¸ber phyA (das bei dieser Hochintensit‰ts-reaktion zusammen mit dem Blaulichtrezeptor Cryptochromwirkt, Tabelle 1) die Beseitigung des Repressorkomplexesund induziert so die Transkription der dereprimierten Gene.Damit kann die Photomorphogenese beginnen, z. B. dieDifferenzierung der Chloroplasten, um die Photosynthesezu ermˆglichen. Im Licht wird phyA rasch abgebaut und dieTranskription des PHYA-Gens wird herunterreguliert, so da˚die phyA-Menge auf unter 10 % der Menge im Dunkelnabnimmt. Die Klasse-II-Phytochrome ¸bernehmen nun in derim Licht wachsenden Pflanze die Regulation der meistenphytochromabh‰ngigen Prozesse. phyA ist im Licht aberimmer noch aktiv, z.B. um zusammen mit dem Blaulichtre-zeptor cry1 ein Hellrotsignal geringer Intensit‰t auf diecircadiane Uhr zu ¸bertragen. Dabei komplementiert esphyB, das, zusammen mit cry2, die circadiane Uhr bei hoherLichtintensit‰t reguliert.

Die Darstellung des modularen Aufbaus der Phytochro-me und der Bakteriophytochrome (Abbildung 5) zeigt, da˚w‰hrend der Evolution dieser Photorezeptorklasse die Reak-

Deinococcus radioduransPseudomonas aeruginosa

Agrobacterium tumefaciens-1Rhizobium leguminosarium

Rhodobacter sphaeroidesOscillatoria 7821

Nostoc 8009Neurospora crassa-1Aspergillus fumigatus

Arabidopsis thaliana PHYASynechocystis Cph1

Chromophorbindung

Chromophorbindung

Abbildung 6. Vergleich von Aminos‰uresequenzen in der N‰he derChromophor-Bindestellen (Pfeile), Cystein(C)-Reste bei den Phytochro-men und Histidin(H)-Reste bei den Bakteriophytochromen. Aufgrundvon Sequenzanalysen wurden Polypeptide mit Sequenz‰hnlichkeitenzu Bakteriophytochromen in vielen weiteren nichtphototrophen Orga-nismen einschlie˚lich der Pilze, aber auch in Cyanobakterien identifi-ziert.[18]

N

H

O

HH3C S

...Cys...

N

H

N

H

N O

HO2C CO2H

15

N

H

O

HH3C S

...Cys...

N

H

N

H

N O

HO2C CO2H

15

Dunkelrot(730 nm)

Hellrot(660-667 nm)

A)

-Phytochrom(Pr, inaktiv)

-Phytochrom(Pfr, aktiv)

Biliverdin-Bakteriophytochrom (BPr)

Biliverdin-Bakteriophytochrom (BPfr)

750 nm 698 nm

B)

(15Z )

(15E)

Schema 5. Photoreversible Isomerisierung von Phytochromobilin (A)und Bakteriophytochrom (B) mit Biliverdin als chromophorer Grup-pe.[18]


Chemie

415Angew. Chem. 2003, 115, 406 ± 427

tionsdom‰nen (und somit wahrscheinlich auch der Phyto-chrom-Signalweg) signifikante Ver‰nderungen durchlaufenhaben. Die cyanobakteriellen Phytochrome und die Bakte-riophytochrome sind typische, aber cytoplasmatische, alsolˆsliche Komponenten eines Zwei-Komponenten-Phospho-relais-Systems (Abbildung 3); ihre Reaktionsdom‰nen ent-halten die Histidinkinase-Funktion (Abbildung 5). In einigenF‰llen sind die Antwortregulatoren dieser direkt lichtregu-lierten Sensorhistidinkinasen identifiziert worden (z. B. Rcpim Fall des cyanobakteriellen Phytochroms Cph1).[20] Pflan-zenphytochrome haben dagegen eine zweigeteilte Reaktions-dom‰ne aus einem C-terminalen Abschnitt mit nur schwacherSequenz‰hnlichkeit zu Histidinkinasedom‰nen aber ohnenachweisbare Histidinkinase-Aktivit‰t und einem zweitenAbschnitt, der zwei charakteristische PAS-‰hnliche Sequenz-motive enth‰lt. PAS-Dom‰nen kˆnnen verschiedene Funk-tionen haben und vermitteln z.B. Protein-Protein-Wechsel-wirkungen; sie kˆnnten an der Phytochrom-Dimerisierungbeteiligt sein. Die Bezeichnung PAS ist ein Akronym, das vonden Namen dreier Proteine, die solche Dom‰nen tragen,abgeleitet ist: 1. dem bei Drosophila an der circadianen Uhrbeteiligten Protein PERIOD (PER), 2. dem Vertebratenpro-tein ARNT (aryl hydrocarbon receptor nuclear translocator)und 3. dem Drosophila-Protein SINGLE-MINDED (SIM).Pflanzenphytochrome sind keine Histidinkinasen, sondernzeigen Ser-/Thr-Kinase-Aktivit‰t, und sie ¸bertragen ihrSignal nicht ¸ber einen Phosphorelais-Mechanismus. Statt-dessen greifen sie direkt in die Transkriptionskontrolle ein,wie k¸rzlich f¸r phyB bei A. thaliana gezeigt wurde (Abbil-dung 7).[21] Die Pr-Form von phyB ist im Cytoplasma lokali-siert, die Pfr-Form dagegen wird schnell in den Zellkerntransportiert, wo sie mit dem G-Box-bindenden Protein PIF3(phytochrominteragierender Faktor 3) interagiert, was zurAktivierung der Transkription der entsprechenden Genef¸hrt. Es gibt Hinweise darauf, da˚ auch phyA nach Belich-tung in den Kern transportiert wird, wo es entweder allein

oder zusammen mit den kernlokalisierten Cryptochromenwirkt. Denkbar ist, da˚ auch die Interaktion von phyB mitCryptochromen (z.B. bei der Kontrolle der circadianenProzesse, Tabelle 1) ¸ber eine physikalische Wechselwirkungder beiden Photorezeptoren verl‰uft.[17] Cryptochrome sindjedenfalls in vitro Substrate der Ser-/Thr-Kinase-Aktivit‰t derPhytochrome. Es ist somit vorstellbar, da˚ die Phytochrom-Cryptochrom-Interaktion unter Phosphorylierung von Cryp-tochrom durch lichtaktiviertes Phytochrom verl‰uft. Phyto-chrome (und Cryptochrome) kˆnnen somit als direkt licht-geschaltete Transkriptionsregulatoren bezeichnet werden, dieeine sehr direkte Weiterleitung eines Lichtsignals in denZellkern gew‰hrleisten, um die Aktivit‰t lichtregulierterGene zu ‰ndern.

Nicht alle phytochromabh‰ngigen Antworten erfolgenjedoch ¸ber eine Genregulation. Vollkommen reversible,photomodulierte Prozesse, wie die phytochromabh‰ngigenVer‰nderungen der Blattposition (Tag-/Nachtstellung) oderaber Chloroplastenbewegungen bei einigen Niederen Pflan-zen (Schwachlicht- bzw. Starklichtstellung einiger Algen-Chloroplasten, z. B. bei der Gattung Mougeotia) treten inner-halb von Minuten ein und verweisen auf wahrscheinlichandere ± unbekannte ± Wirkmechanismen der Phytochrome.

3.1.2. Die Cryptochrome

Die Evolution der Cryptochrom-Photorezeptoren kannbis zu den Vorfahren der prokaryotischen DNA-Reparatur-enzyme, den Photolyasen (Desoxyribocyclobutadipyrimidin-Pyrimidin-Lyase, EC 4.1.99.3), zur¸ckverfolgt werden, die beiden Archaea, Bacteria und bei Eukaryoten zu finden sind.Photolyasen katalysieren die blau-/UV-A-abh‰ngige Repara-tur UV-B-gesch‰digter DNA. Die Klasse-I- und Klasse-II-Photolyasen reparieren Cyclobutan-Pyrimidin-Dimere, w‰h-rend die (6-4)-Photolyasen die Reparatur von Pyrimidin-(6-4)-Pyrimidon-Addukten katalysieren.[22] Lichtenergie wird, jenach Enzym, entweder von einem 5,10-Methenyltetrahydro-folatpoly(n¼ 3±8)glutamat (MTHF) oder einem 8-Hydroxy-7,8-didesmethyl-5-desazariboflavin absorbiert (Schema 6).Diese Chromophore sind fest, aber nicht kovalent an ihrejeweiligen Apoenzyme gebunden. Die absorbierte Lichten-ergie (im Blau-/UV-A-Bereich) wird auf einen zweitenCofaktor, halbreduziertes Flavinadenindinucleotid(FADH�), ¸bertragen, das ebenfalls nicht kovalent, abersehr fest (KD < 10�11

m) an das Apoprotein gebunden ist.Angeregtes FADH� (*FADH�) ¸bertr‰gt dann ein Elektronauf das Pyrimidin-Dimer (pyr-pyr), was die Spaltung der 5-5-und 6-6-Bindungen des Cyclobutanrings unter Bildung vonpyr þ pyr�C zur Folge hat. Durch die R¸ck¸bertragung einesElektrons von pyr�C auf das Flavin wird FADH� im Grund-zustand regeneriert, und das Enzym dissoziiert von der DNA(Schema 7).[22]

Cryptochrome[23, 24] sind mittlerweile in allen Gruppengr¸ner Pflanzen gefunden worden, von den Algen bis hin zuden Angiospermen. Erst danach wurden sie auch bei Tierenund dem Menschen nachgewiesen. Die Apoproteine derTier-/Mensch-Cryptochrome haben mehr æhnlichkeit mitden (6-4)-Photolyasen, die pflanzlichen Cryptochrome sindden Photolyasen der Klasse-I ‰hnlicher. Cryptochrome sind

PfrB

PIK

+1

+1TATAG-Box

G-Box TATA

PIF3 PIF3

PfrB PrB

PIF3PIF3

PrB

PfrB

DR HR

ZELLKERN

CYTOPLASMA

DR

Abbildung 7. Kontrolle der Genaktivit‰t durch phyB. PfrB, Dunkelrot-ab-sorbierende, aktive Form von phyB; PrB, Hellrot-absorbierende, inakti-ve Form von phyB; PIF3, phytochrominteragierender Faktor 3, ein mitPfrB interagierendes G-Box-Bindeprotein. Diese Interaktion bewirkt dieAktivierung der von den entsprechenden Promotoren kontrollierten Ge-ne. PIK, transkriptioneller Pr‰initiationskomplex; TATA, TATA-Box, dieNucleotidsequenz, an der der Pr‰initiationskomplex assembliert wird;þ 1, Nucleotid, an dem die Transkription beginnt.


416 Angew. Chem. 2003, 115, 406 ± 427

somit im Tier- und im Pflanzenreich unabh‰ngig voneinanderaus verschiedenen Photolyase-Vorl‰ufern entstanden.

Keines der bislang analysierten Pflanzen- wie Tier-Cryp-tochrome hat me˚bare Photolyase-Aktivit‰t, alle dagegenweisen eine den Photolyasen fehlende, zus‰tzliche C-termi-nale Dom‰ne auf, die zur Auslˆsung der physiologischenAntworten erforderlich ist (Abbildung 8). Ihre N-terminalen,photolyaseverwandten Dom‰nen binden ± wie die Photolya-sen ± in vitro zwei Chromophore: MTHF und FADH�. Auchwenn die meisten Experimente mit rekombinanten, inEscherichia coli exprimierten Apoproteinen durchgef¸hrtworden sind, so weisen die Aktionsspektren der cryptochrom-abh‰ngigen physiologischen Antworten der Pflanzen dochdarauf hin, da˚ dieses Cofaktor-Komplement auch f¸r die In-vivo-Situation charakteristisch ist.

Arabidopsis thaliana hat zwei Cryptochrome, cry1 undcry2, mit einem beachtlichen ‹berlappungsbereich in ihrenphysiologischen Aufgaben, aber auch jeweils eigenen Funk-tionen in der Pflanze (Tabelle 1). W‰hrend die N-terminalenphotolyase‰hnlichen Chromophorbindungsdom‰nen voncry1 und cry2 homolog sind, unterscheiden sich ihre C-terminalen Effektordom‰nen (CLR-Dom‰nen, Abbildung 8)

sehr deutlich voneinander, kˆnnen sich aber trotzdem funk-tional vertreten. Werden sie in Abwesenheit der photolya-se‰hnlichen Dom‰ne in der Pflanze exprimiert, leiten beideCLR-Dom‰nen eine konstitutive Antwort auf Licht (consti-tutive light response) ein.[25] Somit scheint die N-terminalephotolyase‰hnliche Dom‰ne im Dunkeln die Wirkung derCLR-Dom‰ne der Cryptochrome zu blockieren. Die Absorp-tion eines Photons f¸hrt dann ± wahrscheinlich durch eineintramolekulare Redoxreaktion unter Beteiligung desFADH�-Cofaktors vermittelt ± vermutlich zu einer Kon-formations‰nderung des Apoproteins, wodurch die CLR-Dom‰ne aus der intramolekularen Repression befreitwird.[25,26] Die C-terminalen Extensionen der Tier-Crypto-chrome geben, in Pflanzen exprimiert, keine physiologischeAntwort, was vermuten l‰˚t, da˚ sie eine zu den pflanzlichenCLR-Dom‰nen nicht verwandte Wirkungsweise haben. Um-so ¸berraschender ist es, da˚ Tier-Cryptochrome ± obwohlunabh‰ngig entstanden ± genauso wie das pflanzliche cry1Lichtsignale an die circadiane Uhr weiterleiten (Tabelle 1).[27]

Die molekularen Grundlagen der funktionalen Redun-danz der beiden Cryptochrome bei der cryptochromvermit-telten Blaulichtregulation der Photomorphogenese vonKeimlingen wurden k¸rzlich aufgekl‰rt (Abbildung 9).[26] Eszeigte sich, da˚ Cryptochrome ± wie Phytochrome ± licht-kontrollierte Schalter sind, die die Transkription auf sehrdirektem Weg regulieren, allerdings auf andere Weise als diePhytochrome (siehe Abbildung 7). Beide Cryptochrome be-einflussen die Struktur und/oder die Aktivit‰t eines zentralenRegulators der Photomorphogenese, der E3-Ubiquitin-Liga-se COP1, indem sie im photoaktivierten Zustand an COP1binden. Dadurch wird COP1 inaktiviert, was es dem Trans-kriptionsregulator HY5 ermˆglicht, an die Ziel-Promotorse-quenzen einer Reihe lichtregulierter Gene zu binden, ihreTranskription zu aktivieren und so die Photomorphogeneseeinzuleiten. COP1 wirkt als Repressor der Photomorpho-genese, der die Akkumulation des Transkriptionsfaktors HY5im Kern verhindert, indem er dessen Ubiquitinierung unddamit dessen Abbau durch das 26S-Proteasom induziert

8-HDF

O

NHO N

HN

O

CH2

CH2OH

(CHOH)3

H2N

NH

N+

N

N

H

5,10-MTHF

O

C

O

N

H

CH

CO2H

(CH2)2

C

O

CO2H

C

O

CH

(CH2)2

N

H

N

H

CH

CO2H

(CH2)2

CO2H

2γ

1-5α

FADH

O

H3C N

H

NH3C N

HN

O

CH2 (CHOH)3 CH2 P

O

OO P

O

O CH2

N

N

N

NH2

N

O

OH

OH

O O

Schema 6. Strukturen von Photolyase-Cofaktoren.[22] Alle Photolyasenenthalten FADH� als Elektronendonor und entweder 8-HDF (8-Hyd-roxy-7,8-didesmethyl-5-desazariboflavin) oder 5,10-Methenyltetrahydro-folatpolyglutamat (5,10-MTHF) als lichtabsorbierende Gruppe.

MTHF FAD

MTHF FAD

MTHF FAD

1 472

1 681

1 612

H2N E. coli Photolyase ICOOH

H2N COOH A. thaliana cry 1CLR-Domäne

H2N A. thaliana cry 2CLR-Domäne

COOH

Abbildung 8. Dom‰nenstruktur der A.-thaliana-Cryptochrome im Ver-gleich zur Photolyase I von E. coli. Offener Balken: lichtabsorbierendeDom‰ne; die Position der beiden nichtkovalent gebundenen Cofakto-ren, MTHF und FAD (Abk¸rzungen siehe Schema 6) ist angegeben.Die CLR-Dom‰ne f¸r sich genommen bewirkt eine konstitutive Licht-antwort. Im Dunkeln reprimiert jedoch die lichtabsorbierende Dom‰nedie Aktivit‰t der CLR-Dom‰ne (? ).[22,26] Die Ziffern bezeichnen die An-zahl der Aminos‰uren.


Chemie

417Angew. Chem. 2003, 115, 406 ± 427

(Abbildung 9). Pflanzen mit Mutationen in COP1, die zueinem Verlust der COP1-Funktion f¸hren, zeigen konstitu-tive Photomorphogenese (constitutive photomorphogenesis,daher der spezielle Name dieser E3-Ubiquitin-Ligase, dieeine zentrale Rolle in der Photomorphogenese der Angio-spermen spielt).[26]

Sowohl cry1 als auch cry2 sind im Zellkern lokalisiert.[24,28]

W‰hrend cry2 ¸berwiegend im Kern zu finden ist, gilt dies nurf¸r einen geringen Anteil von cry1: ‹berwiegend kommtdieser Photorezeptor im Cytoplasma vor, was wahrscheinlichmit den Cryptochromwirkungen zusammenh‰ngt, in denensich die beiden Photorezeptoren unterscheiden. Interessan-terweise postulieren viele Modelle zur circadianen UhrTranskriptionsregulatoren, die periodisch zwischen Kernund Cytoplasma hin und her wandern;[29] cry1, das diecircadiane Uhr der Pflanzen reguliert,[30] kˆnnte auf ‰hnlicheWeise funktionieren. Im einfachsten, noch hypothetischenModell w¸rde cry1 selbst ± lichtabh‰ngig ± langsam zwischenKern und Cytoplasma hin und her wandern.

3.1.3. Die Phototropine

Der Cryptochrommutante cry1 (vorherige Bezeichnunghy4)[31] fehlt zwar die f¸r den Wildtyp charakteristischeblaulichtabh‰ngige Hemmung des Hypokotylwachstums, siezeigt jedoch normales phototropes Verhalten (Wachstum des

Sprosses in Richtung einer einseitigen Blaulichtquelle).[24,31]

Dagegen fehlt der Mutante nph1 phototropes Verhalten (nph,non phototropic hypocotyl), sie zeigt jedoch die normaleblaulichtinduzierte Hemmung der Hypokotylelongation.[32]

Dieser genetische Befund war der erste eindeutige Beweisf¸r die Existenz eines zweiten, sich von Cryptochrom unter-scheidenden Blaulichtrezeptors in Hˆheren Pflanzen.

Durch Klonieren des nph1-Locus lie˚ sich NPH1 imGenom von A. thaliana identifizieren,[33] und bald darauf einzweites NPH1-‰hnliches Gen (NPL1).[34] Die beiden Gene(inzwischen umbenannt in PHOT1 und PHOT2) codiereneine weitere Photorezeptorklasse, die Phototropine, licht-regulierte Ser-/Thr-Proteinkinasen, die weder in ihrer Struk-tur noch in ihrer Funktion mit den Cryptochromen verwandtsind.[24,33, 34]

Die auff‰lligsten Eigenschaften, die sich aus der Amino-s‰uresequenz der beiden homologen Phototropine PHOT1und PHOT2 ergeben, sind das Vorhandensein eines C-terminalen, 11 Aminos‰uren umfassenden Ser-/Thr-Protein-kinase-Motivs und von zwei LOV-Dom‰nen, LOV1 undLOV2, die sich jede ¸ber einen Bereich von ungef‰hr 110Aminos‰uren erstrecken (Abbildung 10). LOV-Dom‰nenstellen eine Untergruppe von PAS-Dom‰nen dar (Abschnitt3.1.1), die f¸r eukaryotische und prokaryotische licht-, sauer-stoff- oder stromspannungsempfindliche (light, oxygen, vol-tage) Sensorproteine charakteristisch sind.[33] Bei den Photo-

O

H3C N

H

N

FADH•

H3CR

N

HN

O

•+

O

H3C N

H

N

FADH

H3CR

N

HN

O

O

H3C N

H

N

*FADH

H3CR

N

HN

O

*

e

O

N

NH

O

O

N

NH

O

P

O

N

NH

O

O

N

NH

O

P

1

2

3

4

O

H2N

NH

N

H

+N

N

(Glu)n

MTHF

O

C

O

H2N

NH

N

H

+N

N

*MTHF

*(Glu)n

O

C

O

N

NH

O

O

N

NH

O

P

•

O

N

NH

O

O

N

NH

O

P

•

O

N

NH

O

O

N

NH

O

P O

•

Schema 7. Reaktionsmechanismus der Photolyasen.[22] 1 Absorption eines Photons durch den Chromophor, hier MTHF; 2 Energie¸bertragungvom angeregten MTHF (*MTHF) auf den FADH�-Elektronendonor; 3 ‹bertragung eines Elektrons vom angeregten FADH� (*FADH�) auf das Pyr-imidin-Dimer und Katalyse der Cycloreversion; 4 Regeneration von FADH� durch R¸ck¸bertragung eines Elektrons von pyr�C.


418 Angew. Chem. 2003, 115, 406 ± 427

tropinen bindet jede LOV-Dom‰ne ein Molek¸l FMN nicht-kovalent.[35] Rekombinante, isolierte LOV-Dom‰nen sind inder Lage, die FMN-Chromophore zu binden und dann einencharakteristischen Photozyklus zu durchlaufen. Spektrosko-pische Untersuchungen solcher isolierter, rekonstituierterDom‰nen wiesen ein reversibles, kovalentes Photoadduktzwischen dem C(4a) des Flavins und einem Cysteinyl-Restder Polypeptidkette nach.[35,36] Dies wurde durch die Kristall-struktur einer isolierten LOV-Dom‰ne[36a] und dar¸ber hinausdurch NMR-spektroskopische Untersuchung der rekombi-nanten LOV2-Dom‰ne des Phototropins 1 von Avena sativa,die mit verschiedenen 13C/15N-markierten Isotopomeren desCofaktors FMN rekonstituiert war, best‰tigt (Schema 8).[37]

Bestrahlung mit Blaulicht induziert die Bildung des FMN-C(4a)-Cysteinyladdukts, das im Dunkeln spontan, aber lang-sam, wieder zerf‰llt. Adduktbildung f¸hrt zu einer Kon-formations‰nderung der LOV-Dom‰ne. LOV-Dom‰nen stel-len optomechanische Transduktoren dar, die Struktur‰nde-rungen im Phototropin-Apoprotein initiieren, dabei dessen

autokatalytische Kinase aktivieren und so einen Phospho-transfer auf (noch unidentifizierte) Zielproteine bewir-ken.[24,37] Da Bestrahlung mit Blaulicht zu einer Zunahmedes cytosolischen Ca2þ-Spiegels der Schlie˚zellen f¸hrt unddiese Zunahme in den nph1-Mutanten ausbleibt, kˆnntenCa2þ-Influx-Kan‰le die Angriffspunkte bei der Regulationder blaulichtinduzierten Stomataˆffnung durch die Phototro-pinkinase sein.[24] Tats‰chlich sind Phototropine membranas-soziierte, wenn auch nicht transmembrane, Proteine.[32]

Da sich die isolierten LOV-Dom‰nen LOV1 und LOV2sehr in ihrer Lichtempfindlichkeit unterscheiden, und phot1und phot2 ebenfalls (phot1 wird durch viel geringere Lichtin-tensit‰ten aktiviert als phot2), tr‰gt das Zusammenwirken derbeiden Photorezeptoren dazu bei, da˚ die Pflanze mit einembreiten Bereich verschiedener Lichtintensit‰ten zurecht-kommt. Beide Phototropine wirken gemeinsam an derstrukturellen Optimierung der Photosynthese mit. Sie regu-lieren: 1) den Phototropismus, der den Spro˚ zur Sonne bzw.zur Lichtquelle hin orientiert, 2) den Mechanismus derChloroplastenbewegung, die die Chloroplasten in der Zelleje nach Lichtintensit‰t unterschiedlich positioniert (Stark-lichtstellung, Schwachlichtstellung) und 3) die ÷ffnungsbe-wegungen der Stomata, die den Zustrom des Photosynthese-substrats CO2 in das Blatt regulieren.[24, 38] Bis jetzt wurdenkeine prokaryotischen Verwandten der Phototropine gefun-den, aber das ist womˆglich nur eine Frage der Zeit.

HY5

COP1

HY5

HY5

COP1

HY5

U

U

U

E2

E2

n

n

26S-Proteasom

n

HY5-Abbau

HY5-regulierte Gene inaktiv

+1

Synthese

+1

cry1/2 cry1/2

e

IM DUNKELN IM LICHT

E3-Ubiquitin-Ligase

n

HY5-regulierte Gene aktiv

Synthese

Abbildung 9. Modell f¸r die Regulation der Photomorphogenese durchCryptochrome.[26] Der zum bZIP-Typ z‰hlende Transkriptionsfaktor HY5ist urspr¸nglich durch Positionsklonierung aus einer A.-thaliana-Mu-tante isoliert worden, die keine Hemmung der Hypokotylelongationdurch Blaulichtbestrahlung mehr zeigte. Die blaulichtinduzierte Hem-mung der Hypokotylstreckung ist eine typische photomorphogeneti-sche Antwort etiolierter Angiospermenkeimlinge. U, Ubiquitin; E2, ubi-quitinierendes Enzym.

FMN FMN

FMN FMN

LOV1 LOV2 Kinase

H2N phot 1COOH

H2N phot 2COOH

9961

9151

LOV1 LOV2 Kinase

Abbildung 10. Dom‰nenstruktur der Phototropine von A. thaliana.[24]

LOV: Licht-, Sauerstoff-, Stromspannungs-Dom‰ne (light-, oxygen-, vol-tage-domain). Die Ziffern bezeichnen die Anzahl der Aminos‰uren.

P O

O

O

N

O

N

N

O

H3C

H3C

S

Cys

H

NH

C

C OHH

HH

C OHH

C OHH

C HH

O

B

phot S390

P O

O

O

N

O

N

N

O

H3C

H3C

NH

C

C OHH

HH

C OHH

C OHH

C HH

O

SCys

BH+

photD447

1’

2’

3’

4’

5’

23

44a10a

5a9a 10

56

78 9

7α

8α 1

P O

O

O

N

O

N

N

O

H3C

H3C

SCys

NH

C

C OHH

HH

C OHH

C OHH

C HH

O

δ

BH+

δ+

phot L660

langsam (s)

schnell (µs)

imDunkeln

Schema 8. Phototropin-Photozyklus. Die Indices bezeichnen die Ab-sorptionsmaxima der Intermediate; phot, Phototropin; D, im Dunkelnvorliegende Form; L, lichtaktivierter Zustand; S, Signalzustand desPhototropins. Die Experimente wurden mit gereinigten rekombinantenLOV2-Dom‰nen aus A. sativa durchgef¸hrt, die mit FMN rekonstituiertworden waren.[36b]


Chemie

419Angew. Chem. 2003, 115, 406 ± 427

4. LRR-Rezeptorkinasen in Pathogenabwehr undEntwicklung

Die Verf¸gbarkeit riesiger Mengen an Nucleotidsequen-zen f¸r verschiedene Organismen macht es heutzutagemˆglich, Einblicke in die Evolution vieler Sensormechanis-men zu erhalten. Eine der Herausforderungen ist es, dieEvolution und die funktionale Diversifizierung der sehrgro˚en Superfamilie der eukaryotischen Rezeptorkinasenmit Tausenden von Mitgliedern ± allein im Genom vonArabidopsis thaliana wurden bislang 610 Gene gefunden ± zuverstehen.[39]

Die ‹bertragung eines Signalereignisses von der Peri-pherie in die Zelle durch Ver‰nderungen des Phosphorylie-rungszustandes der Rezeptoren und nachgeschalteter Signal-¸bertr‰ger hat sich als so anpassungsf‰hig herausgestellt, da˚sich im Verlauf der Evolution eine gro˚e Anzahl anSignalwegen, die Proteinphosphorylierungen einbeziehen,entwickelt hat. Einige Beispiele daf¸r wurden bereits vorge-stellt (Abbildung 3 und Abbildung 4): die auf bakteriellePhosphorelais-Systeme zur¸ckgehenden Ethylen- und Cyto-kinin-Signalwege.

Eine Rezeptorfamilie, die f¸r Tiere und den Menschentypisch ist (und die bei Pflanzen nicht vorkommt) ist die derRezeptor-Tyrosinkinasen (RTK); sie sind in der Zellmem-bran lokalisiert und reagieren auf das Vorhandensein oderFehlen vieler verschiedener Signale. Beispiele sind dieRezeptoren f¸r den Nerven-Wachstumsfaktor, f¸r den Blut-pl‰ttchen-, den Fibroblasten- und den epidermalen Wachs-tumsfaktor sowie der Insulinrezeptor. Diese Rezeptorenbestehen aus einer extrazellul‰ren Sensor- und einer cyto-plasmatischen Tyrosinkinasedom‰ne, die durch eine einzigeTransmembrandom‰ne verbunden sind. Diese Grundstruktur(extrazellul‰re Sensor-, cytoplasmatische Kinase- und eineeinzige Transmembrandom‰ne) kennzeichnet auch eine gro-˚e Gruppe von Pflanzenkinasen, die LRR-Rezeptorkinasen(LRR, leucine-rich repeat), die im Genom von Arabidopsisthaliana durch 216 Gene repr‰sentiert sind.[39] Diese Gruppeist durch das Vorkommen mehrfach wiederholter leucinrei-cher Aminos‰uremotive, die vermutlich Protein-Protein-Wechselwirkungen vermitteln, charakterisiert. Erst f¸r weni-ge dieser LRR-Rezeptorkinasen (LRR-RK) konnten inletzter Zeit die Funktionen und/oder Liganden aufgekl‰rtwerden. Zu den funktionell charakterisierten LRR-Kinasengehˆren: der Rezeptor f¸r den Steroid-WachstumsfaktorBrassinolid (Abbildung 1), BRI1,[40] der Rezeptor f¸r dasCLAVATA3-Peptid, CLAVATA1 (CLV1), der an der Ent-wicklung des Spro˚meristems beteiligt ist,[41] und die Rezep-toren f¸r die bakteriellen Peptidelicitoren Xa21[42] undFLS2,[43] die Pathogenabwehr-Antworten vermitteln (Abbil-dung 11).[44] Wie k¸rzlich erst gezeigt werden konnte, gehˆrenauch der Rezeptor f¸r das Octadecapeptid der Tomate,Systemin,[45a] welches die Herbivorabwehr auslˆst, der Re-zeptor f¸r die Nod-Faktoren von Rhizobium, NORK,[45b] undder Rezeptor SYMRK,[45c] der f¸r das Zustandekommensowohl bakterieller als auch pilzlicher Symbiosen bei Lotusessentiell ist, zur Familie der LRR-Rezeptorkinasen.

Diese beiden Kinaseklassen, die bei Tieren vorkommen-den RTKs und die bei Pflanzen vorkommenden LRR-RKs,

entspringen innerhalb der Superfamilie der eukaryotischenRezeptorkinasen als ein monophyletischer Stamm. Zu dieserAbstammungsgruppe gehˆren zwei weitere Familien vonKinasen, n‰mlich die Raf-Kinasen ± Mitglieder dieser Familielˆslicher Kinasen sind bei Tieren wie Pflanzen zu finden(CTR1 gehˆrt hierher, siehe Abschnitt 2.1, Abbildung 4) ±sowie eine zweite Klasse lˆslicher Kinasen, zu denen dieDrosophila-Kinase Pelle, die bei S‰ugetieren vorkommendeInterleukin-1-Rezeptor assoziierte Kinase (IRAK) und diePto-Kinase der Tomate gehˆren, die alle an der Auslˆsungvon Pathogenabwehrreaktionen beteiligt sind.[39,44b]

Sequenzvergleiche erlauben es heute, die Evolutionsge-schichte der Rezeptorkinase-Familien von einem Gen f¸reine urspr¸ngliche, lˆsliche Kinase, aus dem durch ein fr¸hesGenduplikationsereignis einerseits die zu den RTK/Raf-Kinasen f¸hrende Entwicklungslinie, andererseits der sowohlzu den rezeptor‰hnlichen Kinasen der Pflanzen und zur Pelle/IRAK-Gruppe f¸hrende Entwicklungszweig entstand, imGroben nachzuvollziehen. Da Raf-Kinasen bei Pflanzen(z. B. CTR1) und Tieren gefunden werden, mu˚ die evolutio-n‰re Trennung der RTK-Gruppe von der Raf-Gruppe bereitsvor der Trennung von Tier- und Pflanzenreich stattgefundenhaben. Mit der Trennung der zu den Tieren bzw. Pflanzen

Abbildung 11. Modularer Aufbau und Verwandtschaftsverh‰ltnisse[39a]

der Rezeptorkinasen von Tieren und Pflanzen. 1, 2 Genduplikations-ereignisse bei den gemeinsamen Vorfahren der Tiere und Pflanzen, diezur Abspaltung der Gruppen der RLK- þ Pelle/IRAK-Kinasen von denRTK- þ Raf-Kinasen (1) einerseits und der RTK-Kinasen von den Raf-Kinasen andererseits f¸hrten (2). 3 Beim Aufspalten des Tier- undPflanzenreichs wurden Vorl‰ufergene getrennt, die sich zu den Genenf¸r die heute existierenden Kinasefamilien weiterentwickelten.


420 Angew. Chem. 2003, 115, 406 ± 427

f¸hrenden Evolutionslinien begann dann auch die getrennteweitere Evolution der beiden Gruppen von Raf-Kinaseneinerseits und andererseits die getrennte Evolution der Pelle/IRAK-artigen Kinasen und der pflanzlichen rezeptorartigenKinasen. Diese letztgenannte Gruppe entwickelte sich dann ±einhergehend mit einer betr‰chtlichen Zunahme der Zahl derGene ± zu den einzelnen pflanzlichen RLK-Familien (Abbil-dung 11).

Im Verlauf der Evolution kam es durch wiederholteGenfusionsereignisse zur Rekrutierung verschiedener extra-zellul‰rer Sensordom‰nen, was zum Entstehen der LRR-Rezeptorkinase-Familie, der Selbstinkompatibilit‰ts-Rezep-torkinase SRK[46] und, bei den Tieren, zur RTK-Familief¸hrte. Andere Rezeptorkinasen haben die ± vermutlichevolution‰r ‰ltere ± Trennung der Kinase von einer Sensor-komponente beibehalten, wie es bei Pelle (Interaktion mitdem transmembranen Peptidrezeptor Toll) und IRAK (In-teraktion mit TLR4) der Fall ist (Abbildung 11). In derpflanzlichen LRK-Familie besteht eine ‰hnliche Situation f¸rdie Rezeptorkinase Pto, die nichtkovalent mit dem cytoplas-matischen LRR-Protein Prf beim ‹bermitteln der zellul‰renAntwort gegen den Pseudomonas syringae pv. tomato ElicitorAvrPto interagiert.[44b,47] Toll wie auch TLR4 gehˆren zurGruppe der LRR-Proteine, was zeigt, da˚ die Interaktion vonKinasen vom Pelle/IRAK/Pto-Typ mit LRR-Dom‰nenpro-teinen entwicklungsgeschichtlich sehr alt ist und in Zeiten vorder Trennung von Pflanzen- und Tierreich zur¸ckweist. DieGenfusionsereignisse, die bei Pflanzen zu den LRR-Rezep-torkinasen f¸hrten, fanden demnach zu einem sp‰terenZeitpunkt im Laufe der Evolution statt.[39]

Die regulatorische Komplexit‰t, auf die das Vorhanden-sein von 610 Genen schlie˚en l‰˚t, die in Arabidopsis thalianaf¸r rezeptor‰hnliche Kinasen codieren, wird heute noch nichteinmal ansatzweise ¸berblickt. Allein 216 Mitglieder dieserGruppe sind von ihrer Struktur her Rezeptorkinasen. Diewenigen Rezeptoren, die funktionell zumindest einigerma˚endetailliert charakterisiert worden sind, haben als Ligandensteroidale Wachstumsfaktoren (BRI1: Brassinolide),[40] Lipo-chitooligosaccharide (NORK: Nod-Faktoren[45b]), regulatori-sche Peptide (Phytosulfokine,[54d] CLV1: CLAVATA3,[48]

SR160: Systemin[45a]), Peptidelicitoren aus Bakterienzellen(FLS2: ein 22 Aminos‰uren langes Fragment des bakteriellenFlagellins)[43] oder kleine Proteine (Pto: AvrPto,[44b] SRK:cysteinreiche S-locus-Proteine aus Pollen (SCRs)[49]). Noch¸berraschender als die Tatsache, da˚ betr‰chtliche æhnlich-

keit zwischen den Signalwegen der Pathogenabwehr vonTieren und Pflanzen bestehen kann,[44b, 50] ist die sich ab-zeichnende gro˚e Bedeutung von regulatorischen Peptiden inHˆheren Pflanzen. Lange Zeit wurden Peptide als f¸rPflanzen ungeeignete Regulatoren betrachtet, teilweise we-gen der durch die pflanzlichen Zellw‰nde gegebenen Diffu-sionsbarrieren. Mittlerweile wurde jedoch eine ganze Anzahlregulatorisch wirksamer Peptide, zus‰tzlich zu den bereitserw‰hnten, entdeckt (Tabelle 2), und diese Liste wird zwei-fellos noch wachsen.[51]

Die Signalwege tierischer Rezeptoren vom LRR-Typ ±bei S‰ugetieren der vom IRAK-abh‰ngigen TLR4-Rezeptorund bei Drosophila der vom Pelle-abh‰ngigen Toll-Rezeptorausgehende ± bestehen aus MAP-Kinase-Kaskaden, dieschlie˚lich die Aktivit‰t von Transkriptionsfaktoren regulie-ren (Jun/Fos und NF-kB bei den IRAK-abh‰ngigen Signal-wegen). K¸rzlich wurde entdeckt, da˚ eine typische MAP-Kinase-Kaskade auch zwischen der pflanzlichen LRR-Re-zeptorkinase FLS2 und den Transkriptionsfaktoren WRKY22und WRKY29 vermittelt.[52a] Somit besteht eine erstaunlicheKonservierung von LRR-Rezeptor-abh‰ngigen Signalwegen,die Pathogenabwehrreaktionen bei Tieren und HˆherenPflanzen auslˆsen. Eine MAP-Kinase ist mittlerweile auchim Signalweg des Brassinolidrezeptors BRI1 gefunden wor-den,[52b] ein weiterer Hinweis auf eine einheitliche Wirkweisevon LRR-Rezeptorkinasen.

5. Cyclo-Oxylipine: Signalmolek¸le aus Pflanzen-membranen

Viele der ung¸nstigen Bedingungen, denen eine Pflanzeausgesetzt sein kann, gehen mit einer Zerstˆrung derzellul‰ren Unversehrtheit einher. Sch‰digungen kˆnnen me-chanisch, durch Herbivorbefall, aber auch durch eindringen-de Pathogene verursacht werden. In solchen Situationen ist esf¸r eine Pflanze lebenswichtig, wirksame ± lokale wie syste-mische ± Abwehrmechanismen aufzubauen. Das Zusammen-brechen der Kompartimentstruktur f¸hrt zur Sch‰digungzellul‰rer Membranen und somit zum Vermischen vonKomponenten, die in der intakten Zelle voneinander getrenntvorliegen. In den letzten Jahren wurde deutlich, da˚ anWundstellen lokale und systemische Signale produziertwerden, die drastische und komplexe Abwehrreaktionender Pflanze initiieren. Wegbereitende Arbeiten wurden an

Tabelle 2: Regulatorische Peptide Hˆherer Pflanzen.

Peptid Grˆ˚e Rezeptor Funktion Vorkommen Lit.

Systemine 18 AS[a] SR160[45a],[e] systemische Wundantwort Lycopersicon, Solanum, Capsicum, Nicotiana[b] [45a,53a±53c]RALF[c] 49 AS unbekannt Hemmung der Entwicklung, des

WurzelwachstumsNicotiana, weitere Arten [53d]

CLAVATA 3 96 AS CLV1[e] Organisation des Spro˚meristems Arabidopsis [48]Phytosulfokine 4, 5 AS[d] PSK-

RK[54d],[e]

Zellzykluskontrolle Arabidopsis, Asparagus, Oryza [54]

cysteinreiche S-Locus-Proteine (SCRs)

<8 kDa SRK[e] Selbstinkompatibilit‰t Brassicaceae [49]

ENOD 40 13, 27 AS unbekannt Wurzelknˆllchenbildung Leguminosen, Oryza [55]

[a] AS, Aminos‰uren. [b] Nicotiana-Systemine sind glykosyliert. [c] rapid alkalinization factor. [d] enthalten Sulfotyrosin. [e] Mitglieder der LRR-Rezeptorkinase-Familie.


Chemie

421Angew. Chem. 2003, 115, 406 ± 427

der Tomate durchgef¸hrt;[56] das Signalsystem, das bei dieserPflanze aufgekl‰rt wurde, ist jedoch ± bisweilen in abgewan-delter Form ± f¸r alle Hˆheren Pflanzen relevant.

Bei Tomatenpflanzen f¸hrt Verwundung (mechanischeebenso wie durch Insektenfra˚ verursachte) zur Bildung undAkkumulation mehrerer Proteinaseinhibitoren, die ± mit derNahrung aufgenommen ± f¸r Insekten hochtoxisch sind.[56,57]

Die Bildung der Proteinaseinhibitoren wird lokal durchOligogalacturonide, Abbauprodukte von Pflanzenzellw‰n-den, induziert, und systemisch durch das phloemmobileOctadecapeptid Systemin, das proteolytisch von einem Vor-l‰uferprotein, dem Prosystemin, abgespalten wird (Abbil-dung 12).[58] Sowohl Oligogalacturonide als auch Systemininduzieren die Akkumulation von Proteinaseinhibitoren mit-tels des von Membranlipiden abgeleiteten Signalstoffs Jas-mons‰ure (JA, Schema 9). Schon bevor die JA-Biosynthesedurch diese Elicitoren in umliegenden Geweben induziertwird, entstehen in den zerstˆrten Zellen selbst durch denZerfall der Membranen freie Fetts‰uren, darunter a-Lino-lens‰ure, aus der JA innerhalb von Minuten synthetisiertwird, da die Enzyme des Biosynthesewegs in geringer Mengekonstitutiv in der Zelle vorhanden sind. Die Beteiligung vonJA an der Herbivorabwehr ist offensichtlich, denn Tomaten-mutanten, die JA nicht akkumulieren kˆnnen, produzierenbei Verwundung keine Proteinaseinhibitoren mehr und sindgegen¸ber Herbivoren wehrlos (engl.: defenseless) ± daherdie Mutantenbezeichnung def1.[59] Zuvor war bereits in einerbahnbrechenden Arbeit nachgewiesen worden, da˚ ¸ber dieLuft einwirkendes Methyljasmonat bei unverwundeten Pflan-zen die Akkumulation von Proteinaseinhibitoren induzier-

te.[60] Verwundung f¸hrt zu einem drastischen Anstieg des JA-Spiegels in verwundetem Gewebe.[61] Pflanzen mit Mutatio-nen im Jasmonat-Biosyntheseweg oder jasmonatinsensitiveMutanten sind also sehr anf‰llig gegen den Angriff durchHerbivore, sie zeigen zudem geringere Resistenz gegen¸bervielen Pathogenen.[62] Jasmons‰ure ist somit ein wichtigerAuslˆser pflanzlicher Abwehrreaktionen.

Die JA-Biosynthese wurde in den fr¸hen 80er Jahrenaufgekl‰rt,[63] und die Enzyme des Synthesewegs liegenkloniert vor ± mit Ausnahme des letzten Schritts, von demman annimmt, da˚ er vom Fetts‰ure-b-Oxidationssystemausgef¸hrt wird.[64] Es ist mittlerweile klar, da˚ JA keinhochbewegliches Molek¸l ist, sondern am Bildungs- oderApplikationsort lokal wirkt. Beispielsweise bleibt die JA-induzierte Gentranskription auf den Applikationsort der JAbegrenzt.[65] In Arabidopsis thaliana ist JA f¸r die Pollenrei-fung, das ÷ffnen der Bl¸te sowie f¸r den Abwurf seneszenterBl¸tenorgane notwendig, und diese Vorg‰nge gehen mit einerlokalen Akkumulation von JA-Biosyntheseenzymen in Pollenund Abscissionszonen einher.[65, 66] JA kann somit als πsecondmessenger™ aufgefasst werden.

In der intakten Zelle wird die JA-Biosynthese vermutlichdurch die Substratverf¸gbarkeit limitiert. Dekompartimen-tierung setzt durch die Einwirkung von Lipasen und Estera-sen a-Linolens‰ure aus Membranlipiden frei und initiiert soeinen fr¸hen ersten Gipfel der JA-Akkumulation. Au˚erdemsind Schl¸sselenzyme der JA-Biosynthese, haupts‰chlichAllenoxidsynthase (AOS) und 12-Oxophytodienoatredukta-se 3 (OPR3), der Transkriptionskontrolle durch eine Anzahlregulatorischer Prozesse unterworfen, von denen die meistendazu dienen, die Biosynthesekapazit‰t des Signalwegs zuerhˆhen ± vorausgesetzt, es steht gen¸gend Substrat zurVerf¸gung. Substrat wird unter diesen Bedingungen wahr-scheinlich von Lipasen produziert, die mit den Enzymen derJA-Biosynthese coreguliert werden (Schema 10).

Zwei Befunde erhˆhen die Komplexit‰t des Jasmonat-Signalsystems noch weiter, tragen aber womˆglich dazu bei,letztendlich zu verstehen, auf welche Weise dieses Signal-stoffsystem eine gro˚e Vielfalt physiologischer Antwortensteuern kann, die so unterschiedlich sind wie z.B. Mechano-

Systemin

PINJA

Phloemtransportdes Systemins

PIN = ProteaseinhibitorenJA = JasmonsäureOG = Oligogalacturonide

SysteminPIN

JA

JA

COOHH2N

2001

Prosystemin

Systemin

proteolytische Spaltung

179 196

AVQSKPPSKRDPPKMQTD

OG

Abbildung 12. Lokale und systemische Induktion der Bildung von Pro-teinaseinhibitoren bei der Tomate. Systemin wird durch proteolytischeProzessierung aus Prosystemin freigesetzt, wie im oberen Teil der Ab-bildung dargestellt.[58b]

-Jasmonsäure(JA)

O

CO2H

12-Oxophytodiensäure(OPDA)

O

CO2H

OH2C C

O

OHC

O

OH

OH

OOHCH2

HO CH2

C

O

O

sn1-O-(9S,13S-12-Oxophytodienoyl)-sn2-O-(7Z,10Z,13Z-hexadecatrienoyl)-sn3-O-(β-D-galactopyranosyl)glycerin(MGDG-O)

(3R,7S) (9S,13S)-

Schema 9. Cyclische Oxylipine Hˆherer Pflanzen.


422 Angew. Chem. 2003, 115, 406 ± 427

transduktion, Pollenreifung, Pathogen- und Herbivorabwehr-reaktionen.[67]

1. JA ist nicht die einzige aktive Verbindung in dieserSignalstoffgruppe. Tats‰chlich gibt es mittlerweile zwin-gende Beweise daf¸r, da˚ 12-Oxophytodiens‰ure (OP-

DA) selbst ein Signalmolek¸l ist. OPDA, und nicht JA,wirkt an der Mechanotransduktion mit, wie detaillierteStruktur-Wirkungs-Analysen ergaben.[68] An Arabidopsis-thaliana-Mutanten, die durch ein defektes OPR3-Gennicht in der Lage sind, JA zu produzieren, wurde gezeigt,da˚ JA oder OPDA Gengruppen induzieren, die sich zwarpartiell ¸berlappen, aber nicht identisch sind.[69] Obgleichdie Mutante sogar hˆhere als normale OPDA-Spiegelaufweist, ist sie m‰nnlich steril.[62] Somit ist also JA, nichtaber OPDA, f¸r die m‰nnliche Fertilit‰t notwendig.Andererseits zeigt die Mutante gegen¸ber dem Wildtypkeine verringerte Herbivorabwehr, was darauf hinweist,da˚ OPDA in diesem physiologischen Kontext viele derJA-Antworten ¸bernehmen kann.

2. Einen entscheidenden Hinweis zum besseren Verst‰ndnisder physiologischen Funktionen von Jasmonaten in derZelle kann womˆglich die vor kurzem erfolgte Entde-ckung eines neuartigen Membranlipids in Plastiden,MGDG-O, geben. Bei diesem Membranlipid ist die sn1-Fetts‰ure durch (9S,13S)-OPDA ersetzt, und die An-wesenheit einer 16:3-Fetts‰ure in der sn2-Position weistauf eine plastid‰re Biosynthese dieses Galactolipidshin.[70] MGDG-O ist in Pflanzen weitverbreitet (M.Dettenberg und E. W. Weiler, unverˆffentlichte Beob-achtung). Das Auffinden dieser Substanz erfordert eineNeubewertung des Ablaufs der OPDA-Biosynthese invivo. Es gibt dazu mehrere Mˆglichkeiten (Abbil-dung 13). Am wahrscheinlichsten ist, da˚ MGDG-Odirekt aus Monogalactosyldiglycerid (MGDG), einemtypischen Plastidenlipid, durch Umwandlung von a-Lino-lens‰ure in der sn1-Position in OPDA synthetisiert wird.Dies w¸rde auch erkl‰ren, warum Allenoxid-Synthase(AOS) in Plastiden membrangebunden vorliegt.[71] Wenndas so ist, dann kˆnnte es einen sehr direkten Zuganggeben, um Abwehr-Signalwege zu initiieren ± mittelsdirekt aus der Membran freigesetzter OPDA. Interessan-terweise stammen die Lipasen, die OPDA am wirksams-ten aus den Lipid-Vorl‰ufern freisetzen, aus den phyto-pathogenen Pilzen Mucor javanicus und Rhizopus arrhi-zus.[70] Somit kˆnnte das Freisetzen eines OPDA-Signals(oder des JA-Vorl‰ufers) eine unmittelbare Antwort derPflanze auf den Angriff von Pilzen sein. Wie hier deutlichwird, fehlt uns noch ein grundlegendes Verst‰ndnis vielerEinzelheiten der Oxylipin-Signalwege in Pflanzen, und

Membran

PLA

ST

IDE

PE

RO

XIS

OM

,G

LYO

XIS

OM

Ethylen

H2O Lipasen

O2 Lipoxygenase

NADP+

NADPH + H+

Wundfaktoren

OPR3

MechanischeBelastung

Brassinolide

H2O AOS

CO2H

O

AOC

AOC

CO2HCH33x

(3R,7S)-Jasmonsäure

O

CO2H

(9S,13S)-12-Oxophytodiensäure (OPDA)

O

CO2H

3-Oxo-2-(2’Z-pentenyl)cyclopentan-1-octansäure (OPC-8:0)

O

CO2H

α-Linolensäure((9Z,12Z,15Z)-Octadecatriensäure)

CO2H

(13S)-Hydroperoxo-(9Z,11Z,15Z)-octadecatriensäure

CO2H

OOH12

13

12,13-Epoxy-octadecatriensäure

CO2H

O

12 13

(9Z,11Z,15Z)-

Schema 10. Verlauf, Kompartimentierung und Regulation der Jasmon-s‰urebiosynthese aus a-Linolens‰ure. AOC, Allenoxidcyclase; AOS, Al-lenoxidsynthase; OPR3, Isoform 3 der 12-Oxophytodienoatreduktase.

Membranlipide MGDG-O MGDGTransacylierung Biosynthese

in situ?

α-Linolensäure

12-Oxophytodiensäure

H2OLipase H2O

Lipase

MEMBRAN

OPC-8:0 Jasmonsäure

??

Abbildung 13. Mˆgliche Beziehungen zwischen freier und lipidgebun-dener 12-Oxophytodiens‰ure in Chloroplasten. MGDG, Monogalacto-syldiglycerid; O, 12-Oxophytodienoylrest; OPC-8:0, 3-Oxo-2-(2’Z-pen-tenyl)cyclopentan-1-octans‰ure.


Chemie

423Angew. Chem. 2003, 115, 406 ± 427

die molekularen Mechanismen, die die Synthese dieserhochwirksamen Signalstoffe regulieren sowie deren Wirk-mechanismen bei der Transkriptionskontrolle, sind fastvollkommen unbekannt.Ein Aspekt der Oxylipinwirkungen, der hier nicht im

Detail diskutiert werden kann, ist die herbivorinduzierteFreisetzung fl¸chtiger Pflanzenstoffe;[72a] die Produktionvieler dieser Stoffe kann auch durch Behandlung der Pflanzenmit JA ausgelˆst werden.[72b] Diese fl¸chtigen Substanzenlocken Carnivoren zu ihrer herbivoren Beute: eine einzig-artige Form von Pflanzen-Carnivoren-Mutualismus in einemtritrophen Interaktionsgef¸ge.[73] Solche tritrophen Interak-tionen d¸rften weiter in der Natur verbreitet sein als bisherangenommen. Es konnte, z. B. bei der Lima-Bohne, gezeigtwerden, da˚ durch Herbivorie induzierte fl¸chtige Pflanzen-stoffe die Aktivierung von Abwehrgenen auslˆsen[74] undsomit wenigstens einige dieser Verbindungen auf die Pflanzeselbst wirken. Folglich mu˚ es in Pflanzen einen Perzeptions-mechanismus f¸r solche fl¸chtigen Stoffe geben. Ob aller-dings herbivorinduzierte fl¸chtige Stoffe als πPhytopheromo-ne™ wirken und dazu dienen, einer Pflanzengesellschaftanzuzeigen, da˚ einige ihrer Mitglieder von Herbivorenbefallen wurden, ist eine noch offene Frage.[75] Die Kontrolleder Abwehrgen-Aktivit‰t in Pflanzen durch Applikationsynthetischer ± von nat¸rlichen Leitstrukturen abgeleiteter± Wirkstoffe ist eine vielversprechende Strategie im Pflanzen-schutz.

6. Sensorikmodulierte Pflanzen: neue Chancen f¸rPflanzenz¸chtung und Pflanzenschutz

Die sensorischen F‰higkeiten einer Hˆheren Pflanze sinderstaunlich und von unerwarteter Komplexit‰t. Bislang sindjedoch nur einige wenige Abl‰ufe einigerma˚en detailliertbekannt. Die verbl¸ffende Anzahl rezeptor‰hnlicher Kinasenund die Vielzahl an Phosphorelais-Komponenten ± nureinigen wenigen davon konnte bisher eine Funktion zuge-wiesen werden ±, das Auftreten von regulatorischen Peptiden± zweifellos nur die Spitze eines Eisbergs ± zusammen mitHinweisen auf eine gro˚e Genfamilie, die f¸r peptidtrans-porter‰hnliche Proteine codiert,[1, 76] sind nur einige wenigeHinweise auf die physiologische und entwicklungsbiologischeEigenst‰ndigkeit Hˆherer Pflanzen. Als weiteres Beispielsind die Transkriptionsregulatoren zu nennen: Von den 26bisher bekannten Transkriptionsregulator-Familien kommen19 ausschlie˚lich in Pflanzen vor.[1] Dar¸ber hinaus gibt esHinweise, da˚ Arabidopsis thaliana viel mehr Zellzyklus-Gene hat als sogar der Mensch.[77] Ein anderes Gebiet, aufdem Pflanzen Experten sind, ist die regulatorische Proteolyse,ablesbar an der gro˚en Zahl von Ubiquitin-Protein-Ligasenvom E3-Typ in Arabidopsis.[1] Regulierte Proteolyse scheintbei Hˆheren Pflanzen eng in die Transkriptionskontrolleeinbezogen zu sein, z.B. im Proze˚ der lichtreguliertenEntwicklung, aber auch bei der hormonellen Regulation derTranskription.[73]

Andererseits fehlen viele, bei Tieren und dem Menschenverbreitete, Rezeptorsysteme den Pflanzen vˆllig oder nahe-zu vˆllig: Im Arabidopsis-thaliana-Genom sind keine Rezep-

tor-Tyrosinkinasen und nur sehr wenige und zudem hˆchstabweichende ± zu den tierischen 7-Transmembranrezeptorenund zu G-Protein-Untereinheiten ‰hnliche ± Proteine codiert,und es gibt keine Retinyliden-Photorezeptoren bei HˆherenPflanzen, um nur einige Beispiele zu nennen.[1]

Die lang gehegte Ansicht, es w¸rde gen¸gen, die Zellbio-logie von Tieren und Hefe zu verstehen, um auch die derPflanzen zu kennen, l‰˚t sich nicht l‰nger aufrechterhalten.Die physiologische Eigenst‰ndigkeit von Hˆheren Pflanzenist mittlerweile un¸bersehbar geworden, selbst bei so grund-legenden Mechanismen wie der Zellzyklusregulation und derTranskriptionskontrolle.[39a] Dies gilt sogar noch mehr f¸r diepflanzliche Sensorik, die sich fast vollst‰ndig von der vonTieren und sehr weitgehend von der der Pilze unterscheidet.Diese Eigenst‰ndigkeit der Pflanze erzwingt einerseits eineintensive und genuine Erforschung der Physiologie derPflanzenzelle und des vielzelligen Pflanzenorganismus aufpraktisch allen Ebenen, sie bietet andererseits auch Chancen,viele Abl‰ufe, sei es chemisch und/oder genetisch, in pflan-zenselektiver Weise zu beeinflussen.

Es ist leicht vorherzusehen, da˚ die Pflanzenz¸chtung ihrAugenmerk in Zukunft verst‰rkt auf die sensorischen Mecha-nismen von Pflanzen richten wird, um Wachstum, Produk-tivit‰t und Widerstandsf‰higkeit zu verbessern; und auch derPflanzenschutz wird von der genaueren Kenntnis um senso-rische Abl‰ufe profitieren.

Als Beispiel kann die konstitutive Expression von phyAim Tabak angef¸hrt werden, die zur Erzeugung von Pflanzenmit verringerter Wuchshˆhe verwendet wurde.[78] Im Unter-schied zu phyB, das, aktiviert, die Internodienl‰nge erhˆht(Schattenvermeidungsreaktion, Tabelle 1), induziert phyAden umgekehrten Effekt (Reduktion des Spro˚achsenwachs-tums im Licht). Tabakpflanzen, die PHYA konstitutiv undstark gegen¸ber einem normalen Expressionsniveau vonPHYB exprimieren, zeigen tats‰chlich reduziertes Wachstumim Licht, hervorgerufen von einer physiologischen Dominanzvon phyA gegen¸ber phyB.[78] In einem interessanten Experi-ment, wiederum am Tabak, haben Gan und Amasino[79]

Pflanzen mit dem vom seneszenzaktivierten Promotor desSAG12-Gens (pSAG12) kontrollierten ipt-Gen von Agrobac-terium transformiert. Der Beginn der Seneszenz aktiviert dieTranskription des ipt-Gens; dessen Genprodukt, Isopentenyl-Transferase, katalysiert den ersten Schritt der Cytokininbio-synthese, n‰mlich die ‹bertragung des Prenyl-Rests vonIsopentenylpyrophosphat auf 5’-AMP, wobei Isopentenyl-adenosin-5’-monophosphat entsteht. Cytokinine (Schema 2)sind Phytohormone, die pflanzliche Seneszenzprozesse ver-langsamen. Die Akkumulation von Cytokininen als Resultatder ipt-Aktivit‰t bremst den Alterungsprozess, was wiederumdie Transkription von pSAG12-kontrolliertem ipt herunter-reguliert. Pflanzen, die diesen sich selbst regelnden Kreislaufzur Verzˆgerung des Alterungsprozesses exprimieren, zeigentats‰chlich eine dramatisch verlangsamte Blattseneszenz, diemit einer viel l‰ngeren produktiven photosynthetischen CO2-Fixierung einhergeht, sie bl¸hen und fruchten jedoch nor-mal.[79] Da Phytohormone umfassend an der Regulation derEntwicklung von Pflanzen beteiligt sind, kˆnnte eine zeit-und gewebekontrollierte Modulation der Hormonhomˆosta-se vielversprechende Ans‰tze f¸r die Z¸chtung verbesserter


424 Angew. Chem. 2003, 115, 406 ± 427

landwirtschaftlicher Sorten bieten, wie z. B. Getreidesortenvon k¸rzerem Wuchs, die weniger anf‰llig gegen Lagern sind.

Sind die einzelnen Funktionen der vielen Hundert LRR-Rezeptorkinasen einer Hˆheren Pflanze aufgekl‰rt, so erge-ben sich zweifellos neue Mˆglichkeiten der z¸chterischenBearbeitung pflanzlicher Entwicklungsprozesse und der Pa-thogenresistenz, etwa durch gezielte Kombinationen vonResistenzgenen mit ausgesprochen breitem Wirkungsspek-trum. Es kˆnnte sogar eine neue æra der chemischenSch‰dlingsbek‰mpfung in Sicht kommen, die mehr daraufzielt, die Pflanzenresistenz zu aktivieren als darauf, dieSch‰dlinge auszurotten. Solche Vorgehensweisen d¸rftenzudem ein hˆheres Ma˚ an Selektivit‰t f¸r die Pflanze mitweniger Nebenwirkungen auf andere Organismen, den Men-schen eingeschlossen, verbinden und kˆnnten zu einerwirksamen Erg‰nzung heutiger Pflanzenschutzma˚nahmenwerden.

Das Jasmonat-Signalsystem kommt als mˆglicher Ansatz-punkt f¸r die planm‰˚ige Auslˆsung induzierbarer Pflanzen-resistenz infrage. Jasmonat selbst oder Methyljasmonat sindwegen ihrer Fl¸chtigkeit und wegen ung¸nstiger Neben-wirkungen (Reduktion der Transpiration, Wachstumshem-mung, Fˆrderung von Seneszenz) als Wirkstoffe in derLandwirtschaft ungeeignet. Es war daher wichtig heraus-zufinden, ob sich durch gezieltes chemisches Design derJasmonat-Leitstruktur ung¸nstige Nebeneffekte unter Erhal-tung der gew¸nschten biologischen Wirkung w¸rden redu-zieren oder beseitigen lassen. Unter Verwendung der Elici-tierung von antimikrobiellen Benzophenanthridin-Alkaloi-den in einem Gewebekultur-Biotestsystem des kalifornischenKappen-Mohns (Eschscholzia californica) haben Blechertund Kollegen tats‰chlich eindeutige Beweise f¸r die Richtig-keit dieser Vorstellung erbracht. Sie beschrieben synthetischeJasmonate mit stark elicitierender Wirkung, die gleichzeitigbetr‰chtlich reduzierte seneszenzauslˆsende Eigenschaftenzeigten, die Transpiration nicht beeintr‰chtigten und nahezukeine wachstumshemmenden Nebenwirkungen aufwiesen.[68]

Hˆhere Pflanzen sind also nicht lediglich lichtbetriebenechemische Fabriken, die langsam wachsen und passiv denStandortgegebenheiten ausgeliefert sind. Vielmehr ¸berwa-chen Pflanzen st‰ndig ihre Umgebung unter Verwendungeiner riesigen Vielfalt spezifischer, hochsensitiver und perfektauf die Erfordernisse abgestimmter Sensoren. In all dem sindsie genauso hoch entwickelt wie Tiere und der Mensch, nichtweniger komplex, nicht weniger faszinierend, und sie ver-stehen zu lernen ist nicht weniger wichtig. Die (im Grundeeinfache) F‰higkeit von Tier und Mensch, sich anders als dieortsgebundene Pflanze bewegen zu kˆnnen, wurde oft(intuitiv) als ein Zeichen besonderer evolution‰rer Vollen-dung betrachtet; mittlerweile sind wir jedoch gut beraten,diese Ansicht aufzugeben.

Die Arbeiten aus dem Labor des Autors wurden von derDeutschen Forschungsgemeinschaft und vom Fonds der Che-mischen Industrie unterst¸tzt. Der Verfasser bedauert, da˚ ernicht alle wichtigen Arbeiten zitieren oder diskutieren konnte,zum einen aus Platzgr¸nden, zum anderen, weil ein umfas-sender ‹berblick ¸ber das inzwischen hˆchst diversifizierteGebiet der Pflanzensensorik gegeben werden sollte, auf dem

eine sehr gro˚e Zahl an wichtigen Verˆffentlichungen alleinw‰hrend der letzten Jahre zu verzeichnen ist. Deswegenwurden auch, wann immer mˆglich, neuere ‹bersichtsarbeitenzitiert. Mein besonderer Dank gilt Inga Eicken, Stuttgart, f¸rdie hervorragende ‹bersetzung des im Original in englischerSprache verfa˚ten Aufsatzes.

Eingegangen am 12. M‰rz 2002 [A525]

[1] The Arabidopsis Genome Initiative, Nature 2000, 408, 796 ± 815.[2] K. A. Feldmann, R. L. Malenberg, C. Dean in Arabidopsis

(Hrsg.: E. M. Meyerowitz, C. R. Somerville), Cold SpringHarbor Laboratory Press, Cold Spring Harbor, 1994, S. 137 ±172.

[3] a) M. C. Pirrung, Chem. Biol. 1999, 6, R167 ± R175; b) P.Thomason, R. Kay, J. Cell Sci. 2000, 113, 3141 ± 3150; c) G. E.Schaller, Adv. Bot. Res. 2000, 32, 109 ± 148; d) A. M. Stock, V. L.Robinson, P. N. Goudreau, Annu. Rev. Biochem. 2000, 69, 183 ±215; e) T. Urao, K. Yamaguchi-Shinozaki, K. Shinozaki, TrendsPlant Sci. 2000, 5, 67 ± 74; f) G. M. Pao, M. H. Saier, Jr., J. Mol.Evol. 1997, 44, 605 ± 613; g) I. Hwang, H.-C. Chen, J. Sheen,Plant Physiol. 2002, 129, 500 ± 515.

[4] M. G. Surette, M. Levit, Y. Liu, G. Lukat, E. G. Ninfa, A. Ninfa,J. B. Stock, J. Biol. Chem. 1996, 271, 939 ± 945.

[5] a) C. Chang, S. F. Kwok, A. B. Bleecker, E. M. Meyerowitz,Science 1993, 262, 539 ± 544; b) J. Hua, C. Chang, Q. Sun, E. M.Meyerowitz, Science 1995, 269, 1712 ± 1714; c) J. Hua, H. Sakai,S. Nourizadeh, Q. G. Chen, A. B. Bleecker, J. R. Ecker, E. M.Meyerowitz, Plant Cell 1998, 10, 1321 ± 1332; d) H. Sakai, J. Hua,Q. G. Chen, C. Chang, L. J. Medrano, A. B. Bleecker, E. M.Meyerowitz, Proc. Natl. Acad. Sci. USA 1998, 95, 5812 ± 5817.

[6] G. E. Schaller, A. B. Bleecker, Science 1995, 270, 1809 ± 1811.[7] a) T. Hirayama, J. M. Alonso, Plant Cell Physiol. 2000, 41, 548 ±

555; b) F. I. Rodriguez, J. J. Esch, A. E. Hall, B. M. Binder, G. E.Schaller, A. B. Bleecker, Science 1999, 283, 996 ± 998.

[8] C. Chang, J. A. Shockey, Curr. Opin. Plant Biol. 1999, 2, 352 ±358.

[9] a) J. Hwang, J. Sheen, Nature 2001, 413, 383 ± 389; b) C.Fankhauser, Trends Plant Sci. 2002, 7, 143 ± 145.

[10] T. Kakimoto, Science 1996, 274, 982 ± 985.[11] T. Inoue, M. Higuchi, Y. Hashimoto, M. Seki, M. Kobayashi, T.

Kato, S. Tabata, K. Shinozaki, T. Kakimoto, Nature 2001, 409,1060 ± 1063.

[12] C. Ueguchi, S. Sato, T. Kato, S. Tabata, Plant Cell Physiol. 2001,42, 751 ± 755.

[13] a) J. L. Spudich, C.-S. Yang, K.-H. Jung, E. N. Spudich, Annu.Rev. Cell Dev. Biol. 2000, 16, 365 ± 392; b) O. A. Sineshchekov,K.-H. Jung, J. L. Spudich, Proc. Natl. Acad. Sci. USA 2002, 99,8689 ± 869.

[14] a) P. Hegemann, W. Gartner, R. Uhl, Biophys. J. 1991, 60, 1477 ±1489; b) P. Hegemann, Planta 1997, 203, 265 ± 274; c) G. Nagel,D. Ollig, M. Fuhrmann, S. Kateriya, A. M. Musti, E. Bamberg, P.Hegemann, Science 2002, 296, 2395-2398.

[15] H. Kandori, K. Shimono, Y. Sudo, M. Iwamoto, Y. Shichida, N.Kamo, Biochemistry 2001, 40, 9238 ± 9246, zit. Lit.

[16] a) C. Fankhauser, J. Chory, Annu. Rev. Cell Dev. Biol. 1997, 13,203 ± 229; b) S. J. Davies, A. V. Vener, R. D. Vierstra, Science1999, 286, 2517 ± 2520.

[17] a) C. Fankhauser, J. Biol. Chem. 2001, 276, 11453 ± 11456; b) P.Mµs, P. F. Devlin, S. Panda, S. A. Kay, Nature 2000, 408, 207 ±211.

[18] S.-H. Bhoo, S. J. Davies, J. Walker, B. Karniol, R. D. Vierstra,Nature 2001, 414, 776 ± 779.

[19] C. W. Mullineaux, Mol. Microbiol. 2001, 41, 965 ± 971.


Chemie

425Angew. Chem. 2003, 115, 406 ± 427

[20] K. C. Yeh, S. H. Wu, J. T. Murphy, J. C. Lagarias, Science 1997,277, 1505 ± 1508.

[21] J. F. Martinez-Garcia, E. Huq, P. H. Quail, Science 2000, 288,859 ± 863.

[22] A. Sancar, Biochemistry 1994, 33, 2 ± 9.[23] a) W. R. Briggs, E. Huala, Annu. Rev. Cell Dev. Biol. 1999, 15,

33 ± 62; b) C. Lin, Trends Plant Sci. 2000, 8, 337 ± 342; M. Ahmad,Curr. Opin. Plant Biol. 1999, 2, 230 ± 235; W. Marwan, BIO-spektrum 1999, 5, 443 ± 448.

[24] a) J. M. Christie, W. R. Briggs, J. Biol. Chem. 2001, 276, 11457 ±11460; W. R. Briggs, J. M. Christie, Trends Plant Sci. 2002, 7,204 ± 210.

[25] H.-Q. Yang, Y.-J. Wu, R.-H. Tang, D. Liu, Y. Liu, A. R.Cashmore, Cell 2000, 103, 815 ± 827.

[26] H. Wang, L.-G. Ma, J.-M. Li, H.-Y. Zhao, X. W. Deng, Science2001, 294, 154 ± 158.

[27] G. T. J. van der Horst, M. Muijtjens, K. Kobayashi, R. Takano,S.-I. Kanno, M. Takao, J. de Wit, A. Verkerk, A. P. M. Eker, D.van Leenen, R. Buijs, D. Bootsma, J. H. J. Hoeijmakers, A.Yasui, Nature 1999, 398, 627 ± 630.

[28] a) O. Kleiner, S. Kircher, K. Harter, A. Batschauer, Plant J. 1999,19, 289 ± 296; b) H. Go, H. Duong, N. Ma, C. Lin, Plant J. 1999,19, 279 ± 287.

[29] T. Kondo, M. Ishiura, Trends Plant Sci. 1999, 4, 171 ± 176.[30] D. E. Somers, P. F. Devlin, S. A. Kay, Science 1998, 282, 1488 ±

1490.[31] M. Ahmad, A. R. Cashmore, Nature 1993, 366, 162 ± 166.[32] E. Liscum, W. R. Briggs, Plant Cell 1995, 7, 473 ± 485.[33] E. Huala, P. W. Oeller, E. Liscum, I.-S. Han, E. Larsen, W. R.

Briggs, Science 1997, 278, 2120 ± 2130.[34] J. A. Jarillo, M. Ahmad, A. R. Cashmore, Plant Physiol. 1998,

117, 719.[35] M. Salomon, J. M. Christie, E. Knieb, U. Lempert, W. R. Briggs,

Biochemistry 2000, 39, 9401 ± 9410.[36] a) S. Crosson, K. Moffat, Proc. Natl. Acad. Sci. USA 2001, 98,

2995 ± 3000; b) T. E. Swartz, S. B. Corchnoy, J. M. Christie, J. W.Lewis, J. Szundi, W. R. Briggs, R. A. Bogomolni, J. Biol. Chem.2001, 276, 36 493 ± 36500.

[37] M. Salomon, W. Eisenreich, H. D¸rr, E. Schleicher, E. Knieb, V.Massey, W. R¸diger, F. M¸ller, A. Bacher, G. Richter, Proc. Natl.Acad. Sci. USA 2001, 98, 12357 ± 12 361.

[38] a) J. A. Jarillo, H. Gabrys, J. Capel, J. M. Alonso, J. R. Ecker,A. R. Cashmore, Nature 2001, 410, 952 ± 954; b) T. Kagawa, T.Sakai, N. Suetsugu, K. Oikawa, S. Ishiguro, T. Kato, S. Tabata, K.Okada, M. Wada, Science 2001, 291, 2138 ± 2141; c) T. Sakai, T.Kagawa, M. Kasakava, T. E. Swartz, J. M. Christie, W. R. Briggs,M. Wada, K. Okada, Proc. Natl. Acad. Sci. USA 2001, 98, 6969 ±6974; d) T. Kinoshita, M. Doi, N. Suetsugu, T. Kayawa, M. Wada,K.-J. Shimazaki, Nature 2001, 414, 656 ± 660.

[39] a) E. Meyerowitz, Science 2002, 294, 1482 ± 1485; b) S.-H. Shiu,A. B. Bleecker, Proc. Natl. Acad. Sci. USA 2001, 98, 10763 ±10768.

[40] a) K. Schumacher, J. Chory, Curr. Opin. Plant Biol. 2000, 3, 79 ±84; b) J. Li, J. Chory, Cell 1997, 90, 929 ± 938; c) Z.-Y. Wang, H.Seto, S. Fujioka, S. Yoshida, J. Chory, Nature 2001, 410, 380 ± 383.

[41] S. E. Clark, R. W. Williams, E. M. Meyerowitz, Cell 1997, 89,575 ± 585.

[42] W.-Y. Song, G.-L. Wang, L.-L. Chen, H.-S. Kim, T. Holsten, J.Gardner, B. Wang, W.-X. Zhai, L.-H. Zhu, Science 1995, 270,1804 ± 1806.

[43] L. Gomez-Gomez, T. Boller, Mol. Cell 2000, 5, 1003 ± 1011.[44] a) K. U. Torii, Curr. Opin. Plant Biol. 2000, 3, 361 ± 367; b) T.

N¸rnberger, D. Scheel, Trends Plant Sci. 2001, 6, 372 ± 379.[45] a) J. M. Scheer, C. A. Ryan, Jr., Proc. Natl. Acad. Sci. USA 2002,

99, 9585 ± 9590; b) G. Ender, A. Kereszt, Z. Kevei, S. Mihacea, P.Kalo, G. B. Kiss, Nature 2002, 417, 962 ± 966; c) S. Stracke, C.Kistner, S. Yoshida, L. Mulder, S. Sato, T. Kaneko, S. Tabata, N.

Sandal, J. Stougaard, K. Szczyglowski, M. Parniska, Nature 2002,417, 959 ± 962.

[46] J. Nasrallah, M. Nasrallah, Plant Cell 1993, 5, 1325 ± 1335.[47] T. Romeis, Curr. Opin. Plant Biol. 2001, 4, 407 ± 414.[48] a) J. C. Fletcher, U. Brand, M. P. Running, R. Simon, E. M.

Meyerowitz, Science 1999, 283, 1911 ± 1914; b) A. E. Troto-chaud, T. Hao, G. Wu, Z. Yang, S. E. Clark, Plant Cell 1999, 11,393 ± 405.

[49] a) C. Schopfer, M. Nasrallah, J. Nasrallah, Science 1999, 286,1697 ± 1700; b) S. Takayama, H. Shiba, M. Iwano, H. Shimosato,F.-S. Che, N. Kai, M. Watanabe, G. Suzuki, K. Hinata, A. Isogai,Proc. Natl. Acad. Sci. USA 2000, 97, 1920 ± 1925.

[50] M. Zasloff, Nature 2002, 415, 389 ± 395.[51] a) K. Lindsey, S. Casson, P. Chilley, Trends Plant Sci. 2002, 7, 78 ±

83; b) C. A. Ryan, G. Pearce, Plant Physiol. 2001, 125, 65 ± 68;b) J. M. Cock, S. McCormick, Plant Physiol. 2001, 126, 939 ± 942.

[52] a) T. Asai, G. Tena, J. Plotnikova, M. R. Willmann, W.-L. Chiu,L. Gomez-Gomez, T. Boller, F. M. Ausubel, J. Sheen, Nature2002, 415, 977 ± 983; b) A. Sharma, M. Matsuoka, H. Tanaka, S.Komatsu, FEBS Lett. 2001, 507, 346 ± 350.

[53] a) G. Pearce, D. Strydom, S. Johnson, C. A. Ryan, Science 1991,253, 895 ± 897; b) C. P. Constabel, L. Yip, C. A. Ryan, Plant Mol.Biol. 1998, 26, 55 ± 62; c) G. Pearce, D. S. Moura, J. Stratmann,C. A. Ryan, Nature 2001, 411, 817 ± 820; d) G. Pearce, D. S.Moura, J. Stratmann, C. A. Ryan, Proc. Natl. Acad. Sci. USA2001, 98, 12843 ± 12 847.

[54] a) Y. Matsubayashi, Y. Sakagami, Proc. Natl. Acad. Sci. USA1996, 93, 7623 ± 7627; b) Y. Matsubayashi, A. Morita, E.Matsunaga, A. Furuya, N. Hanai, Y. Sakagami, Planta 1999,207, 559 ± 565; c) T. Kobayashi, C. H. Eun, H. Hanai, Y.Matsubayashi, Y. Sakagami, H. Kamada, J. Exp. Bot. 1999, 50,1123 ± 1128; d) Y. Matsubayashi, M. Ogawa, A. Morita, Y.Sakagami, Science 2002, 296, 1470 ± 1472.

[55] H. Rˆhrig, J. Schmidt, E. Miklashevichs, J. Schell, M. John, Proc.Natl. Acad. Sci. USA 2002, 99, 1915 ± 1920.

[56] C. A. Ryan, Plant Mol. Biol. 1992, 19, 123 ± 133.[57] C. A. Ryan, Annu. Rev. Plant Physiol. 1973, 24, 173 ± 196.[58] a) C. A. Ryan, G. Pearce, Annu. Rev. Cell Dev. Biol. 1998, 14, 1 ±

17; b) A. Schaller, C. A. Ryan, BioEssays 1995, 18, 27 ± 33.[59] G. A. Howe, J. Lightner, J. Browse, C. A. Ryan, Plant Cell 1996,

8, 2067 ± 2077.[60] E. E. Farmer, C. A. Ryan, Proc. Natl. Acad. Sci. USA 1990, 87,

7713 ± 7716.[61] T. Albrecht, A. Kehlen, K. Stahl, H.-D. Knˆfel, G. Sembdner,

E. W. Weiler, Planta 1993, 191, 86 ± 94.[62] a) P. M. Sanders, P. Y. Lee, C. Biesgen, J. D. Boone, T. P. Beals,

E. W. Weiler, R. B. Goldberg, Plant Cell 2000, 12, 1041 ± 1061;b) A. Stintzi, J. Browse, Proc. Natl. Acad. Sci. USA 2000, 97,10625 ± 10 630.

[63] B. A. Vick, D. C. Zimmermann, Plant Physiol. 1984, 75, 458 ±461.

[64] F. Schaller, J. Exp. Bot. 2001, 52, 11 ± 23.[65] I. Kubigsteltig, D. Laudert, E. W. Weiler, Planta 1999, 208, 463 ±

471.[66] S. Ishiguro, K.-O. Akido, J. Ueda, I. Nishida, K. Okada, Plant

Cell 2001, 13, 2191 ± 2209.[67] a) E. W. Weiler, Naturwissenschaften 1997, 84, 340 ± 349; b) E. W.

Weiler, D. Laudert, B. A. Stelmach, P. Hennig, C. Biesgen, I.Kubigsteltig in Insect-Plant Interactions and Induced PlantDefence (Hrsg.: J. A. Pickett), Wiley, Chichester, 1999, S. 191 ±204.

[68] a) S. Blechert, O. Br¸mmer, M. F¸sslein, S. Hˆlder, C. Bok-kelmann, T. Kutchan, E. W. Weiler, M. H. Zenk, J. Chem. Soc.Perkin 1 1997, 3549 ± 3559; b) S. Blechert, C. Bockelmann, M.F¸sslein, T. von Schrader, B. A. Stelmach, U. Niesel, E. W.Weiler, Planta 1999, 207, 470 ± 479.


426 Angew. Chem. 2003, 115, 406 ± 427

[69] A. Stintzi, H. Weber, P. Reymond, J. Browse, E. E. Farmer, Proc.Natl. Acad. Sci. USA 2001, 98, 12837 ± 12842.

[70] B. A. Stelmach, A. M¸ller, P. Hennig, S. Gebhardt, M. Schubert-Zsilavecz, E. W. Weiler, J. Biol. Chem. 2001, 276, 12832 ± 12838.

[71] W. Song, C. D. Funk, A. R. Brash, Proc. Natl. Acad. Sci. USA1993, 90, 8519 ± 8523.

[72] a) E. E. Farmer, Nature 2001, 411, 854 ± 856; b) W. Boland, J.Hopke, J. Donath, J. N¸ske, F. Bublitz, Angew. Chem. 1995, 107,1715 ± 1717; Angew. Chem. Int. Ed. Engl. 1995, 34, 1600 ± 1602.

[73] J. Takabayashi, M. Dicke, Trends Plant Sci. 1996, 1, 109 ± 113.[74] G. Arimura, R. Ozawa, T. Shimoda, T. Nishioka, W. Boland, J.

Takabayashi, Nature 2000, 406, 512 ± 515.[75] J. A. Pickett, G. M. Poppy, Trends Plant Sci. 2001, 6, 137 ± 139.[76] a) F. F. Assaad, Curr. Opin. Plant Biol. 2001, 4, 478 ± 487; b) H.

Schoof, H. W. Mewes, BIOspektrum 2001, 7, 234 ± 238; c) G.

Stacey, S. Koh, C. Granger, J. M. Becker, Trends Plant Sci. 2002,7, 257 ± 263.

[77] a) A. Bachmair, M. Novatchkova, T. Potuschak, F. Eisenhaber,Trends Plant Sci. 2001, 6, 463 ± 470; b) A. Ciechanover, A. Orian,A. L. Schwartz, BioEssays 2000, 22, 442 ± 451; c) O. Leyser, Curr.Opin. Plant Biol. 2001, 4, 382 ± 386; d) J. C. del Pozo, M. Estelle,Trends Plant Sci. 1999, 4, 107 ± 112; e) C. Schwechheimer, G.Serino, J. Callis, W. L. Crosby, S. Lyapina, R. J. Deshaies, W. M.Gray, M. Estelle, X.-W. Deng, Science 2001, 292, 1379 ± 1382;f) C. Schwechheimer, X.-W. Deng, Trends Cell Biol. 2001, 11,420 ± 426.

[78] P. R. H. Robson, A. C. MacCormac, A. S. Irvine, H. Smith,BioTechnology 1996, 14, 995 ± 998.

[79] S. Gan, R. M. Amasino, Science 1995, 270, 1986 ± 1988.


Chemie

427Angew. Chem. 2003, 115, 406 ± 427

Documents

Grundzüge der Sensorik Höherer Pflanzen