Halbfeste Arzneiformen 2 - chemie.uni-hamburg.de · 1 Universität Hamburg Fachbereich Chemie Institut für Pharmazie Abt. Pharmazeutische Technologie Bundesstraße 45 20146 Hamburg

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Universität Hamburg Fachbereich Chemie

Institut für Pharmazie Abt. Pharmazeutische Technologie

Bundesstraße 45 20146 Hamburg

Praktikumsskript

Pharmazeutische Technologie

einschließlich Medizinprodukte

Halbfeste Arzneiformen

Sommersemester 2007

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Inhaltsverzeichnis

I Herstellung und Beurteilung von Emulsionen .......................................................................... 3

IIa Gezielte Flockung von Suspensionen I ................................................................................. 6

IIb Gezielte Flockung von Suspensionen II .............................................................................. 10

III Herstellung und Prüfung von Dermatika ............................................................................. 14

IV Charakterisierung organischer Makromoleküle: Molgewichtsbestimmung ........................ 24

V Spezielle physikalisch-chemische Untersuchungen an halbfesten Arzneiformen ................ 26

VI Prüfung von wasserfreien Gelen .......................................................................................... 27

VII Beurteilung einer pulverförmigen Substanz bezüglich ihrer Korngrößenverteilung durch

Sedimentationsanalyse nach Andreasen ................................................................................... 28

VIII Rheologische Untersuchungen an Salben und Salbengrundlagen .................................... 34

IX Kapillarviskosimeter nach Ubbelohde ................................................................................. 39

X 3-Komponeneten-Dreieck ..................................................................................................... 41

XI Prüfung von Absorptionsgrundlagen (Typ W/O) - Wasserzahl .......................................... 45

XII Physikalisch-chemische Untersuchungen von Suppositorien ............................................ 47

XIIIa Bestimmung des Verdrängungsfaktors von Arzneistoffen in Suppositoriengrundmassen

................................................................................................................................................... 49

XIIIb Einfluß des Verdrängungsfaktors auf die Dosierungsgenauigkeit bei medikamentösen

Suppositorien ............................................................................................................................ 51

XIIIc Einfluß des Herstellungsverfahrens auf die Dosierungsgenauigkeit bei medikamentösen

Suppositorien ............................................................................................................................ 53

XIIId Einfluß der Teilchengröße des Arzneistoffes in medikamentösen Suppositorien und

anderer Faktoren auf die Dosierungsgenauigkeit ...................................................................... 54

Anhang: Leitfäden für die einzelnen Untergruppen ab Seite 56

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I Herstellung und Beurteilung von Emulsionen 1. Einführung Als Emulsionen bezeichnet man disperse Systeme zweier nicht miteinander mischbarerer Flüssigkeiten. Dabei unterscheidet man zwischen der dispersen inneren Phase und der kohärenten äußeren Phase. Man unterscheidet je nach Phasenlage Öl-in-Wasser-(O/W) und Wasser-in-Öl-(W/O)-Emulsionen. Da Emulsionen zu Instabilitäten neigen, müssen sie in geeigneter Weise stabilisiert werden. Dies kann in einfacher Weise durch die Zugabe eines geeigneten Emulgators oder Emulgatorgemisches erfolgen. 2. Geräte und Substanzen Mikroskop Ultra-Turrax Neutralöl dickflüssiges Paraffin Tween 20, 40, 60, 80, 85 (PEG-900-sorbitanmonolaurat, -palmitat, -stearat, -oleat, -trioleat) Span 20, 40, 85 (Sorbitanmonolaurat, -palmitat, trioleat) Natriumlaurylsulfat Cetylstearylalkohol Cetylalkohol Glycerolmomostearat Brji 96 Wollwachsalkohole Aracel 83 (Sorbitansesquioleat) Tagat S (PEG-20-glycerolmonooleat) Tagat S2(PEG-20-glycerolmonostearat) Tagat O (PEG-30-glycerolmonooleat) Methylenblau-Lösung 1 % Na-laurylsulfat-Lösung NaCl-Lösung 1 % Sudan III, Sudan III-Lösung ölig 3. Aufgabenstellung Für ein Emulgator-Gemisch sind 3 HLB-Werte von 7-12 zu berechnen (siehe Anhang) und folgendermaßen die Emulsionen herzustellen (zügig arbeiten!): Je 10 g Paraffin werden in Erlenmeierkolben mit der berechneten Menge des Emulgatorgemisches versetzt und das Ganze bis zum Schmelzen des Emulgators erwärmt (cave: Na-laurylsulfat). Nach Zusatz des Wassers (ca. 60 °C!) wird der Inhalt mit dem Ultra-Turrax 30 Sekunden dispergiert. Ggf. Lagerung von Proben der Emulsion (5 ml) in Reagenzgläsern auch bei 30 °C, 37 °C und 50 °C Ggf. Variation des Phasenvolumenverhältnisses bei konstantem HLB-Wert

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Ggf. Vergleich von Paraffin- und Neutralölemulsionen Es sind die entsprechenden Prüfungen (s. unten) durchzuführen. Herstellung einer Emulsion und Ermittlung der optimalen Emulgatorgemische Rp. dickflüssiges Paraffin, ggf. Neutralöl 10,0 g Emulgatorgemisch 1,0 g demin. Wasser ad 40,0 g Als Emulgatorgemische sind zu kombinieren (Rücksprache mit Assistenten)

(1) Polyethylenglykol-900-Sorbitanmonooleat (Tween 80) mit Sorbitanmono-stearat (Span 80)

(2) Polyethylenglykol-900-Sorbitanmonostearat (Tween 60) mit Sorbitanmonopalmitat (Span 40)

(3) Na-Laurylsulfat mit Sorbitanmonopalmitat (Span 40) (4) Polyethylenglykol-900-sorbitanmonopalmitat (Tween 40) mit Sorbitanmonopalmitat

(Span 40) (5) Wollwachsalkohole mit Polyethylenglykol-900-Sorbitanmonooleat (Tween 80) (6) Polyethylenglykol-Glycerol-monostearat (Tagat S2) mit Glycerinmonostearat (7) Polyethylenglykol-Glycerinricinoleat (Tagat R) mit Glycerinmonostearatpalmitat

(8) ggf. Abweichende Kombinationen durch die Assistenz Alternativaufgabe Experimentelle Bestimmung des HLB-Wertes durch die Emulsionsvergleichsmethode

Für manche nichtionische und alle ionischen Emulgatoren kann der HLB-Wert nicht berechnet werden. Die HLB-Werte dieser Stoffe sind experimentell zu bestimmen. Hierzu wird ein Öl mit einem bekannten "erforderlichen HLB-Wert" (im Versuch Paraffinum subliquidum mit dem erforderlichen HLB-Wert 10 bzw. perliquidum mit erforderlichem HLB-Wert 11 mit einer Kombination von zwei Emulgatoren emulgiert, wobei der HLB-Wert des einen Emulgators bekannt sein muß (Rücksprache). Als zweiter wird der Emulgator mit dem zu bestimmenden HLB-Wert eingesetzt. Es wird eine Emulsionsreihe analog zu obiger Aufgabe jedoch mit 7,5 g lipophiler Phase bei verschiedenen prozentualen Anteilen der einzelnen Emulgatoren mit vier der folgenden Mischungsverhältnissen hergestellt (Absprache mit der Assistenz): 10 : 90; 20 : 80; 30 : 70; 40 : 60; 50 : 50; 60 : 40; 70 : 30; 80 : 20. Die fertigen Emulsionen werden mehrere Male mit dem Ultra Turrax behandelt. Anschließend werden die Emulsionen in gleich großen Rollrandgläsern aufbewahrt, so dass das Aufrahmen leicht beobachtet werden kann.

Der HLB-Wert des unbekannten Emulgators errechnet sich nach der Formel:

HLBN

= R - (H x S)

R = der erforderliche HLB-Wert des Öls (hier 11) H = der HLB-Wert des bekannten Emulgators S = Gewichtsprozent des bekannten Emulgators, ausgedrückt als Dezimalzahl

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z.B. 45 % = 0,45 N = Gewichtsprozent des Emulgators, dessen HLB ermittelt werden soll, ausgedrückt als Dezimalzahl 4. Protokoll 1. Bestimmung der Phasenverteilung (alle Emulsionen) (Abwasch- bzw. Verdünnungstest oder Farbstoffmethode) 2. Charakterisierung des Emulgators bzw. der Emulgatoren 3. Mikroskopische Bestimmung der Dispersität für die hergestellten Emulsionen (vor jeder Probennahme ist durch 3maliges Kippen um 180° für Gleichmäßigkeit des Ansatzes zu sorgen!), repräsentativen Ausschnitt wählen. Die Bestimmungen sind direkt nach Herstellung durchzuführen. Vergleich der Histogramme. In jedem Fall ist ohne und mit Mikroskop auf einzelne größere Öltropfen zu prüfen, entsprechende Registrierung! a) Einteilung der Partikelgrößen in ca. 5 Klassen (sinnvolle Klassengrenzen wählen!); Anfertigung einer Tabelle (Beispiel s. unten): Größenklasse (z.B.) absolute Häufigkeit relative Häufigkeit (µm) (%) ___________________________________________________________ < 5 5 - 10 II 3,6 10 - 20 IIII IIII IIII IIII IIII IIII IIII IIII 70,9 20 - 40 IIII IIII II 21,8 40 - 80 I 1,8 > 80 I 1,8 ___________________________________________________________ Gesamtzahl der ausgezählten Teilchen: 55 (= 100 %) Mindestzahl der auszumessenden Partikel: 50 pro Stichprobe Mindestzahl der untersuchten Stichproben: 3 b) Angabe des größten Tröpfchens c) Darstellung als Histogramm: Auftragung von rel. Häufigkeit (%) auf der Ordinate gegen die Klassenbreiten (µm) auf der Abszisse, Rechteckbildung d) Berechnung des prozentualen Volumenanteils der inneren Phase aus den einzelnen Klassenmitten (Volumen eines Emulsionstropfens: V = 4/3 π r3 und wiederum Auftragung gegen die Klassenbreiten bei einem Ansatz; Vergleich mit a)

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IIa Gezielte Flockung von Suspensionen I 1. Einleitung Suspensionen sind grobdisperse Systeme vom Typ „fest in flüssig“. Diese sind thermodynamisch instabil: es kann Flotation und im Laufe der Lagerzeit auch Flockung und/oder Sedimentation auftreten. Pharmazeutische Suspensionen werden durch geeignete Maßnahmen kinetisch stabilisiert, um eine ausreichend genaue Dosierbarkeit sicherzustellen. Besonders wichtig ist, daß ein sich evtl. bildendes Sediment redispergierbar bleibt. Dies ist insbesondere bei geflockten Suspensionen gewährleistet. Aus diesem Grund wird eine gezielte Flockung gerne als Stabilisierungsmaßnahme für Suspensionen eingesetzt. Dabei wird der Flockungsgrad von Suspensionen unter anderem vom Zetapotential der suspendierten Partikel beeinflußt. 2. Geräte Reibschale mit Pistill, Bechergläser, Messkolben, Messpipette, Messzylinder mit Schliff 3. Aufgabenstellung In diesem Versuch soll der Einfluß des Zetapotentials auf den Flockungsgrad, auf das daraus resultierende Sedimentationsverhalten und auf die Redispergierbarkeit von verschiedenen Suspensionen untersucht werden. Dafür werden wäßrige Suspensionen von Zinkoxid hergestellt. Durch Zusatz steigender Konzentrationen eines Elektrolyten (Kaliumdihydrogenphosphat) wird das Zetapotential in unterschiedlichem Ausmaß beeinflußt. Nach der Herstellung wird das Sedimentvolumen der Suspensionen zu verschiedenen Zeiten bestimmt und am folgenden Praktikumstag die Redispergierbarkeit der Suspensionen geprüft. Am Vortag werden 2,0 g Tylose MH 300 (Methylcellulose) auf 798,0 g Aqua demineralisata aufgestreut und über Nacht quellen gelassen (Tara!). Am Versuchstag wird die Tylose-Lösung umgerührt, verdunstetes Wasser ergänzt und die Lösung mit etwa fünf Tropfen Methylenblau-Lösung angefärbt. Bereitstellung der verschiedenen Elektrolytlösungen:

Lsg.1: 100 ml Tyloselösung Lsg.2: 100 mg KH2PO4 Lsg.3: 500 mg KH2PO4 Lsg.4: 750 mg KH2PO4 werden mit Tyloselösung im Meßkolben zu 100 ml Lsg.5: 1000 mg KH2PO4 gelöst Lsg.6: 2200 mg KH2PO4

a) Herstellung der Tensidlösung:

3,75 g Natriumlaurylsulfat werden unter Erwärmen auf einer Heizplatte in 147 g Aqua dem. Wasser gelöst.

b) Herstellung der Suspensionen: Jeweils 4,0 g Zinkoxid werden mit 20,0 g der Tensidlösung in der Reibschale angerieben und anschließend mit der entsprechenden Tylose- bzw. Elektrolytlösung in einen 100 ml Standzylinder überführt und zu 100 ml aufgefüllt.

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Nach Herstellung aller sechs Suspensionen werden diese gleichzeitig kräftig geschüttelt (=Start des Versuches) und zur weiteren Untersuchung erschütterungsfrei aufgestellt. Machen Sie sich bitte vorher mit der Ablesung der Sedimentvolumina bei auf-stockender und absetzender Sedimentation vertraut!

c) Die Sedimentvolumina werden nach 1, 2, 5, 10, 15, 30, 45, 60, 120 min und nach 24 h abgelesen und auf den Arbeitsblättern notiert.

2. Tag: d) Bestimmung der Redispergierbarkeit:

Jede Suspension wird auf folgende Weise geprüft: Der mit einem Stopfen verschlossene Standzylinder wird kurz auf den Kopf gedreht und wieder zurück auf den Boden gestellt, dann wird auf die Abwesenheit eines Sedimentes geprüft. Dies wird solange im Abstand von 15 Sekunden wiederholt bis kein Sediment mehr sichtbar ist. Die Anzahl der dafür erforderlichen Drehungen wird notiert.

e) Die Standzylinder werden gründlich mit einer Bürste gereinigt. Harnäckige Zinkoxidreste werden mit conc. HCl (Schutzbrille, Handschuhe, Abzug) gelöst.

4. Protokoll a) Tabelle aller Suspensionen mit den gemessenen Sedimentvolumina zu den vorgegebenen

Zeiten b) Beurteilung der Redispergierbarkeit c) Graphische Darstellungen:

- Sedimentvolumen gegen die Zeit für alle Suspensionen - Sedimentvolumen nach 120 Minuten gegen die KH2PO4 –Konzentrationen

d) Kurze Erklärung der Beobachtungen: Wie verändert sich das Zetapotenial durch Zugabe von Elektrolyt und was ist die optimale KH2PO4-Konzentration?

e) Antwort auf folgende Fragen: - Was für eine Sedimentationsart liegt bei den einzelnen Suspensionen vor? - Welche weiteren Stabilisierungsmaßnahmen beinhaltet die Rezeptur?

5. Literatur - Stricker (Hrsg.), Martin, Swarbrick, Cammarata, „Physikalische Pharmazie“

Kapitel: Die elektrische Doppelschicht; Nernst-Potential und Zeta-Potential; Flüssige Suspensionen

- Voigt, „Pharmazeutische Technologie“ – Kapitel: Suspensionen - Artikel aus der Pharmazeutischen Zeitung: „Gesichtspunkte zur Optimierung arzneilicher

Suspensionen“ - Rupprecht, PZ 35, 1265-1273 (1975)

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Arbeitsblatt Suspensionen I Gruppe: ............................ Namen: ................................................................................. 1. Herstellung des Tyloselösung Vorschrift: ......................................

Substanz Ch.-B. Soll-Menge Ist-Menge gewogen von

Durchführung: .................................................................................................................................................................................................................................. .................................................................................................................................................................................................................................................................................................................................................................................................................................................................... ................................................................................................................. Charge: ................................................................... 2. Herstellung der Tensidlösung Vorschrift: ......................................


Durchführung: ....................................................................................................................................................................................................................................................................................................................................................................................................................................................................................................................................................................................................................................................................................................................................................................................................................... Charge: ...................................................................

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Fortsetzung Arbeitsblatt Suspensionen I 3. Herstellung der Suspension Rezeptur................


Durchführung siehe Arbeitsanweisungen. Zusätzliche Bemerkungen: ..................................................................................................................................................................................................................................................................................................................................................................................................................................................................................................................................................................................... Chargenbezeichnung: ................................................................... Sedimentvolumina:

Zeit [h]

Sedimentvolumen [ml]

abgelesen von

Zeit [h]


abgelesen von

Aufschüttelbarkeit nach .......................[d]: Notwendige Anzahl Kippbewegungen: War das Sediment anschließend vollständig aufgeschüttelt? Bemerkungen: Halbsetzzeit (graphisch ermittelt): Datum: ................................................. Unterschrift: ...........................................................

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IIb Gezielte Flockung von Suspensionen II 1. Einleitung Suspensionen sind grobdisperse Systeme vom Typ „fest in flüssig“. Diese sind thermodynamisch instabil: es kann Flotation und im Laufe der Lagerzeit auch Flockung und/oder Sedimentation auftreten. Pharmazeutische Suspensionen werden durch geeignete Maßnahmen kinetisch stabilisiert, um eine ausreichend genaue Dosierbarkeit sicherzustellen. Besonders wichtig ist, daß ein sich evtl. bildendes Sediment redispergierbar bleibt. Dies ist insbesondere bei geflockten Suspensionen gewährleistet. Aus diesem Grund wird eine gezielte Flockung gerne als Stabilisierungsmaßnahme für Suspensionen eingesetzt. 2.Geräte 250ml Bechergläser, Magnetrührer, Reibschale mit Pistill, Ultra-Turrax, Messzylinder mit Schliff 3. Aufgabenstellung Es werden Suspensionen von Schwefel in wäßrigem Dispersionsmittel hergestellt. Durch Einsatz verschiedener Hilfsstoffe werden ungeflockte und geflockte Suspensionen hergestellt, die miteinander verglichen werden sollen. Rezepturen: Rezeptur A Rezeptur B Rezeptur C Rezeptur D Schwefel 5,0 5,0 5,0 5,0 Tylopur C30 0,2 1,0 0,2 1,0 Aqua conservata DAC 59,6 58 59,6 58 Polysorbat 85 0,15 0,15 0,15 0,15 Zuckersirup DAB 25,0 25,0 25,0 25,0 Tannin 0,25 0,25 Aqua conservata DAC ad 100 ml ad 100 ml ad 100 ml ad 100 ml In einem 250 ml Becherglas, bei dem vorher die 90 ml Füllhöhe markiert wurde, wird die Natriumcarboxymethylcellulose langsam auf das konservierte Wasser aufgestreut (Magnetrührer!) und durch Erwärmen auf ca. 50°C gelöst. Nach vollständiger Lösung wird unter vorsichtigem Rühren und Vermeidung von Schaumbildung das Tensid (Polysorbat 85) zugesetzt. Anschließend wird der Zuckersirup zugegeben und mit konserviertem Wasser bis zur 90 ml-Markierung aufgefüllt. Lösung abkühlen lassen. In einer Reibschale (Abzug! Handschuhe!) werden evtl. vorhandene grobe Klumpen im gepulverten Schwefel durch Zerreiben entfernt. Der Schwefel wird unter Rühren langsam in das Dispersionsmittel eingestreut. 5 min rührern lassen. Die Suspension anschließend ca. 3 min mit dem Ultra-Turrax behandeln (nicht zu schnell – Luftblasen!). Die Rezepturen A und B werden unter Rühren langsam mit der Lösung des Tannins in 5 ml konserviertem Wasser versetzt.

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Die fertigen Suspensionen werden in Standzylinder gefüllt, mit konserviertem Wasser auf 100ml aufgefüllt, verschlossen, gleichzeitig umgeschüttelt (= Start des Versuches) und zur weiteren Untersuchung erschütterungsfrei aufgestellt. Machen Sie sich bitte vorher mit der Ablesung der Sedimentvolumina bei aufstockender und absetzender Sedimentation vertraut! Die Sedimentvolumina werden sofort nach dem Umschütteln und nach 1, 2, 5, 10, 15, 30, 60, 120 min und 24 h abgelesen und auf den Arbeitsblättern notiert. Am 2. Tag wird die Redispergierbarkeit des Sediments bestimmt: Jede Suspension wird auf folgende Weise geprüft: Der mit einem Stopfen verschlossene Standzylinder wird kurz auf den Kopf gedreht und wieder zurück auf den Boden gestellt, dann wird auf die Abwesenheit eines Sedimentes geprüft. Dies wird solange im Abstand von 15 Sekunden wiederholt bis kein Sediment mehr sichtbar ist. Die Anzahl der dafür erforderlichen Drehungen wird notiert. Die Standzylinder werden gründlich mit einer Bürste gereinigt. 4. Protokoll a) Tabelle aller Suspensionen mit den gemessenen Sedimentvolumina zu den vorgegebenen

Zeiten b) Beurteilung der Redispergierbarkeit c) Graphische Darstellungen: Sedimentvolumen gegen die Zeit für alle vier Suspensionen d) Graphische Ermittlung der Halbsetzzeit e) Kurze Erklärung der Beobachtungen und Antwort auf folgende Fragen:

Welche Suspensionen sind geflockt, welche ungeflockt? Wie wurde die gezielte Flockung erreicht? Welche weiteren Stabilisierungsmaßnahmen beinhalten die Rezepturen?

5.Literatur - Stricker (Hrsg.), Martin, Swarbrick, Cammarata, „Physikalische Pharmazie“

Kapitel: Die elektrische Doppelschicht; Nernst-Potential und Zeta-Potential; Flüssige Suspensionen

- Voigt, „Pharmazeutische Technologie“ – Kapitel: Suspensionen - Artikel aus der Pharmazeutischen Zeitung: „Gesichtspunkte zur Optimierung arzneilicher

Suspensionen“ - Rupprecht, PZ 35, 1265-1273 (1975)

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Arbeitsblatt Suspensionen II Gruppe: ............................ Namen: ...................................................................................... 1. Herstellung des Zuckersirups Vorschrift: ......................................


Durchführung: ............................................................................................................................................................................................................................................................................................................................................................................................................................................................................................................................................................................................... Charge: ................................................................... 2. Herstellung von konserviertem Wasser Vorschrift: ......................................


Durchführung: ............................................................................................................................................................................................................................................................................................................................................................................................................................................................................................................................................................................................... Charge: ................................................................... Datum: ................................ Unterschrift: ........................................................

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Fortsetzung Arbeitsblatt Suspensionen II Gruppe: ............................ Namen: ...................................................................................... 3. Herstellung der Suspension Rezeptur................


Durchführung siehe Arbeitsanweisungen. Zusätzliche Bemerkungen: ................................................................................................................................................................................................................................................................................................................................................... Chargenbezeichnung: ................................................................... Sedimentvolumina:

Zeit [h]


abgelesen von Zeit [h]


abgelesen von

Aufschüttelbarkeit nach .......................[d]: Notwendige Anzahl Kippbewegungen: War das Sediment anschließend vollständig aufgeschüttelt? Bemerkungen: Halbsetzzeit (graphisch ermittelt): Datum: ................................................. Unterschrift: ...........................................................

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III Herstellung und Prüfung von Dermatika 1. Einführung: Dermatika sind streichbare Zubereitungen, die zur Anwendung auf der Haut oder einigen Schleimhäuten bestimmt sind. Salben (im engeren Sinne) sind wasserfreie Zubereitungen. Creme ist die Bezeichnung für wasserhaltige, mehrphasige Dermatika. Pasten sind Salben, in denen pulverförmige Bestandteile in größerer Menge verteilt sind. Gele sind Systeme, bei denen Flüssigkeiten durch Gelgerüstbilder verfestigt werden. Die bis heute erarbeiteten Strukturmodelle für Dermatika (siehe Seite (1), (6), (7) und (8)) leiten sich aus einer physikalischen Betrachtungsweise ab. Hiernach sind streichbare Zubereitungen grundsätzlich Gele, in deren kolloidem Gerüst mit flüssigem Anteil weitere Komponenten bzw. Phasen dispergiert sein können. 2. Aufgabenstellung: Im Praktikumsabschnitt Dermatika werden Grundlagen für Dermatika nach DAB und DAC, sowie weitere pharmazeutische Rezepturbeispiele hergestellt und untersucht. Besondere Lernziele sind: - Technologie der Salbenherstellung - Strukturmodelle von Salbengrundlagen - Chemie der Hilfs- und Wirkstoffe (inkl. möglicher Wechselwirkungen und

Unverträglichkeiten) - Rheologische Untersuchungen - Anforderungen an die mikrobiologische Qualität, Konservierung, Wasserqualitäten - Dermatologische Aspekte Beachten Sie für die Durchführung ihrer Aufgaben insbesonders den jeweiligen Praktikumsplan für Ihren Block und den Leitfaden für das Praktikum „Halbfeste AF“, der Ihnen zu Beginn dieses Praktikumsteils ausgehändigt wird. 3. Literatur: 1) H.E. Junginger, Kristalline Gelstrukturen in Cremes, DAZ 131,1933-1941 (1991) 2) H.Asche, D.Essig, P.C.Schmidt, Technologie von Salben, Suspensionen und Emul-

sionen, Wissenschaftliche Verlagsgesellschaft mbH, Stuttgart 1984 (Technologie der Salbenherstellung)

3) Ph.Eur. 1997, Deutscher Apotheker Verlag, Stuttgart 1997 (Zusammensetzung von Salbengrundlagen)

4) DAC 1986, Deutscher Apotheker Verlag, Stuttgart 1986 (Zusammensetzung von Salbengrundlagen; NRF; Aufbrauchfristen)

5) P.Fiedler, Lexikon der Hilfsstoffe für Pharmazie, Kosmetik und angrenzende Gebiete, Editio Cantor, Aulendorf 1981 (Nachschlagewerk)

6) Hagers Handbuch der Pharmazeutischen Praxis, 5. Auflage, Bd. 2 Methoden, Springer Verlag, Berlin 1991

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(Strukturmodelle von Dermatika) 7) O.P.Hornstein, E.Nürnberg, Externe Therapie von Hautkrankheiten, Georg Thieme

Verlag, Stuttgart 1985 (Inkompatibilitäten, Therapeutische Aspekte)

8) R.Niedner, J.Ziegenmeyer, Dermatika, Wissenschafliche Verlagsgesellschaft mbH, Stuttgart 1985 (Strukturmodelle, Inkompatibiliäten)

9) H.Sucker, P.Fuchs, P.Speiser, Pharmazeutische Technologie, 2. Auflage, Georg Thieme Verlag, Stuttgart 1991) (Dermatologische und technologische Aspekte)

10) K.Thoma, Apothekenrezeptur und –defektur; Deutscher Apotheker Verlag, Stutt-gart 1989 (Praktische Aspekte der Herstellung, Inkompatibilitäten, Muster für Doku-mentation)

11) K.Thoma, Dermatika, Werbe- und Vertriebsgesellschaft Deutscher Apotheker, Frankfurt a.M. 1976 (Inkompatibilitäten)

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Arbeitsblatt: Herstellung von Dermatika Gruppe: .................. Namen: .................................................................................................. Rezeptur:...........................................................................................Charge:...........................

Lfd.Nr. Bestandteil Ch.B. Einwaage Soll Ist

Unterschrift

Durchführung: ____________________________________________________________ ______________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________ Abfüllung: _______________________ Besondere Beobachtungen: __________________________________________________ ____________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________ _________________________________________________________________________

Institut für Pharmazie Abt.f.Pharm.Technolgie

Verwendbar bis:

Datum: ............................................... Unterschrift: ................................................................

Muster- Etikett: Bitte ergänzen!

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Unterschrift



Verwendbar bis:



18



Unterschrift



Verwendbar bis:



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Arbeitsblatt Strukturuntersuchungen an Dermatika – Seite 1 Gruppe:...................... Namen: .................................................................................................................................... 1. Wasseraufnahmevermögen (wasserhaltige und wasserfreie Grundlage) : Verwendeter Elektrolytzusatz: .................................................... Stromfluss des verwendeten Wassers mit Elektrolyt (Blindwert): ................................................. A) Wasserhaltige Grundlage: .......................................... B) Wasserfreie Grundlage:................................................ Eingesetzte Menge:.................................................... Eingesetzte Menge: .....................................................

Wasserzusatz [ml]

Stromfluss [µA]

Beobachtungen(Homogenität,

Konsistenz)

Wasserzusatz [ml]

Stromfluss [µA]

Beobachtungen (Homogenität,

Konsistenz)

Wasserhaltige Grundlage Wasserfreie Grundlage

Maximal aufgenommene Menge an Wasser in ml

Herstellung eines Rückstellmusters mit maximal aufnehmbarer Menge Wasser:

aus der wasserhaltigen Grundlage (=Rezeptur A)

aus der wasserfreien Grundlage (=Rezeptur B)

Gesamtanteil Wasser (in %) im Rückstellmuster

Datum: ................................................ Unterschrift: ...................................................... Ergebniskontrolle:

Rezeptur A Rezeptur B Beobachtungen nach 1 Tag: Datum:

Beobachtungen nach 3 Tagen Datum:

Unterschrift: .........................................................................................

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Arbeitsblatt Strukturuntersuchungen an Dermatika – Seite 2 2. Aufnahmevermögen an Paraffin (wasserhaltige Grundlage):

Rezeptur: ............................................................................... Eingesetzte Menge: ...............................................................

Zusatz an Paraffin

[ml] Stromfluss

[µA] Beobachtungen

(Homogenität, Konsistenz)

Maximal aufnehmbare Menge an Paraffin in ml: ................... Herstellung eines Rückstellmuster mit maximal aufnehmbarer Menge an Paraffin:

Einwaage in [g] Rezeptur Paraffin

Datum: ........................................................... Unterschrift: ................................................................. Ergebniskontrolle:

Beobachtungen nach 1 Tag: Datum:

Beobachtungen nach 3 Tagen Datum:

Unterschrift: .........................................................................................

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Arbeitsblatt: Inkompatibilitäten (Dermatika) Gruppe: ............................. Namen: ....................................................................................... Rezeptur: .................................................................................................................................

Bestandteil Chargen- Nr. Einwaage Soll Ist

Herstellungsverfahren:

Beobachtung:

Erklärung:

Vorschlag zur Behebung der beobachteten Inkompatibilitäten:

Datum: ........................ Unterschrift: ......................................................................

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Beobachtung:

Erklärung:



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Beobachtung:

Erklärung:



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IV Charakterisierung organischer Makromoleküle: Molgewichtsbestimmung 1.Einführung Eine Möglichkeit die Molmasse von Kolloiden zu bestimmen ist die Messung der Viskosität, unterschiedlich konzentrierter kolloidaler Lösungen. Einstein entwickelte hierzu eine Gleichung über das Fließverhalten verdünnter kolloidaler Lösungen.

( )Φ+= 5,210ηη η0 = η des Lösungsmittels Φ = Volumenanteil der Kolloidteilchen Aus der von Einstein gefundenen Gleichung lassen sich verschiedene Viskositätskoeffizienten definieren, wie die relative Viskosität ηrel, die spezifische Viskosität ηspez die reduzierte Viskosität ηred und die Grenzviskosität [η].

Φ+== 5,210ηηηrel (dimensionslos)

Φ=−

= 5,20

0

ηηη

η spez (dimensionslos)

Cspez

red

ηη = [ml/g]

2.Geräte Kappilaviskosimeter nach Ubbelohde Wasserstrahlpumpe 3.Aufgabenstellung Bestimmung der Viskosität in Abhängigkeit von der Konzentration sowie Bestimmung des Molekulargewichts über die Grenzviskositätszahl [η] Untersucht wird 1 PVP- bzw. PEG-Typ in folgenden Konzentrationen: 0; 1; 2; 4, 6 und 8 g/100 ml in Wasser (PVP) bzw. 0, 5, 10, 15, 20 und 50 g / 100 ml (PEG) (Dichten der PEG-Lösungen: siehe Anhang). Mittels Kapillar-Viskosimeter nach Ubbelohde wird die Viskosität der Lösungen bestimmt. Aus der Viskosität der Lösung (η) und der Viskosität des reinen Lösungsmittels (η0) erfolgt Berechnung der relativen (ηrel), spezifischen (ηsp) und reduzierten (ηred) Viskosität.

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4. Protokoll Auftragung von ηsp und ηred gegen c. Bestimmung der Grenzviskositätszahl [η] (idealviskoses Verhalten vorausgesetzt) [η] = K . MGα * Achtung: der K-Wert in dieser Formel entspricht nicht dem nominalen K-Wert (auf Gefäß angegeben) des PVP bzw. PEG. Molekulargewichte PVP: PVP K 17: 9300 g/mol PVP K 30: 42500 g/mol PVP K 90: 1100000 g/mol _______________ *Literaturwerte: PVP: K = 5,65 . 10-2 ml.g-1; α = 0,55 PEG: K = 2,40 . 10-2 ml.g-1; α = 0,73 Bestimmung der Grenzviskositätszahl [η] und des Molekulargewichts eines unbekannten PVPs bzw. PEGs. 5.Literatur AB (Reagenzien-Monographie „Polydimethylsiloxan“); Martin et al.: Physikalische Pharmazie

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V Spezielle physikalisch-chemische Untersuchungen an halbfesten Arzneiformen 1. Geräte und Substanzen Kunstvaselin A (Esma M 25%, Paraffin subliqu. 75%), 1 N-HCl, Neutralfett, Neutralöl, Nicotinsäurebenzylester, Nicotinsäurebenzylester 0,5% in Vaselin und Hydrophobes Basisgel, dickflüssiges Paraffin, gelbes und weißes Vaselin 2. Aufgabenstellung Freisetzung von Nicotinsäurebenzylester aus lipophilen Gelen (Vaselin, Hydrophobes Basisgel und Vaselin/dickflüss. Paraffin-Mischungen) In einem geschlossenen 600 ml-Becherglas werden 200 ml (für Hydrophobes Basisgel 500 ml) Akzeptorphase (0,1 N - HCl) auf 32 °C temperiert. Die zu unter-suchenden Salben sind in das Aufnahmegefäß (Petrischale, Öffnungsfläche bestimmen) möglichst luftblasenfrei einzufüllen, die Oberfläche ist glatt zu streichen, der Rand zu säubern und mit einem Sieb zu bedecken. Die Salbenprobe wird unverzüglich in den Akzeptor eingebracht, indem man die Petrischale mit Hilfe eines Messerspatels vorsichtig auf den Boden des Becherglases gleiten läßt. Der Flügelrührer soll in ca. 3 cm Abstand über der Salbenoberfläche auf 50 Umdrehungen in der Minute eingestellt werden. Spektralphotometrische Bestimmung der freigesetzten Arzneistoffmenge 2, 5, 20, 40, 60, 90, 120, und 150 Minuten nach Versuchsbeginn. Das Entnahmevolumen von ca. 3 ml wird jeweils wieder in den Akzeptor zurückgegeben. Arzneistoff: Nicotinsäurebenzylester λmax = 262 nm; A 1 %/1 cm = 152 Ausgangskonzentration: co = 0,5 g/100 ml 3. Protokoll Auftragen der freigesetzten AS-Menge Q (mg) gegen t (min) und t( )min nach der Gleichung für die Arzneistoffliberation aus Lösungssalben (Matrixfreisetzung, √t-Gesetz nach Higuchi): Q = 2 F c D / to⋅ ⋅ ⋅π

(y = b . x) Berechnung des Diffusionskoeffizienten D (cm²/s) aus der Steigung b; Polarisa-tionsmikroskopische Untersuchung der verwendeten Grundlagen. 4. Literatur Polarisationsmikroskopie allgemein Nürnberg, E. et al., DAZ 123, 1993 f. (1983)

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VI Prüfung von wasserfreien Gelen 1. Einführung Das Arzneibuch sieht viele unterschiedliche Prüfungen für Vaselin und andere Lipogele vor, die diese in ihren physikochemischen Eigenschaften charakterisieren. Das AB sieht zur Prüfung von Vaselin beispielsweise die Bestimmung des Ölfaktors vor. Weitere Prüfungen des Arzneibuches wie Bestimmung des Tropfpunktes, der Erstarrungstemperatur am rotierenden Thermometer oder dem Steigschmelzpunkt geben für sich oder auch zusammen betrachten einen Einblick in die Eigenschaften, der Stoffe. 2. Substanzen Hydrophobes Basisgel DAC, Dibutylphthalat, Kieselsäure-Paraffin-Gel (Kolloidale Kieselsäure 7 % in dickflüssigem Paraffin), Kühlsalbe ohne Wasser, Kunstvaselin A und B (Isoparaffin Esma M bzw. Hartparaffin je 25 % in dickflüssigem Paraffin), PEG-Salbe, Hydrophile Salbe, weißes und gelbes Vaselin, Wollwachsalkoholsalbe 3. Aufgabenstellung Ölzahl von KW-Gelen geschert und ungeschert (Rücksprache); Vorschrift: s. Ölfaktor Vaselin DAB Ausführung: Die Prüfung erfolgt unter Verwendung von Chromatographiepapier R. Das Papier wird in seiner Laufrichtung (durch Pfeil gekennzeichnet) in Streifen einer Länge von 110 mm und einer Breite von 15 mm verwendet. Die Probenvorbereitung erfolgt bei Raumtemperatur. Gescherter Ansatz: Etwa 160 g Kohlenwasserstoff (KW)-Gel werden in einer Reibschale 1 min lang mit einem Pistill intensiv geschert. Ungescherter Ansatz: KW-Gel wird aus dem Salbentopf entnommen und verwendet. Die KW-Gele (jeweils ungeschert und geschert) werden in je 2 Petrischalen (Doppelbestimmungen) aus Glas mit einem Innendurchmesser von etwa 52 mm und einer Höhe von etwa 15 mm glatt eingestrichen. In das KW-Gel wird bis zum Boden der Petrischale ein Streifen Chromatographie- papier R senkrecht gesteckt. Der Papierstreifen wird senkrecht über der Ein-steckstelle am oberen Ende in die Haltevorrichtung gesteckt. Die Proben werden in einem auf 35 ± 1 °C eingestellten Brutschrank stehengelassen. Die Proben werden nach 4 und 24 h geprüft. Die Einhaltung der Prüftemperatur ist auf der Probenebene zu überprüfen. Nach der angegebenen Zeit wird die Steighöhe des "Öles" von der Oberfläche des KW-Gel bis zur Ölfront gemessen: Der Mittelwert aus 2 Bestimmungen, ausgedrückt in mm, ergibt die Ölzahl.

Alternativ: Schmelzverhalten 1. Bestimmung des Tropfpunktes mit dem Tropfpunktthermometer nach Ubbelohde AB (2 x) 2. Bestimmung der Erstarrungstemperatur am rotierenden Thermometer (AB) (2 x) 3. Bestimmung des Steigschmelzpunktes (AB) (2 x)

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VII Beurteilung einer pulverförmigen Substanz bezüglich ihrer Korngrößenverteilung durch Sedimentationsanalyse nach Andreasen 1.Einführung Korngrößenverteilungen lassen sich durch Siebanalyse (trocken) nur bis hinab zu etwa 40 µm bestimmen. Kleinere Partikel neigen auf Grund von elektrostatischen Kräften zur Agglomera-tion und zum Haften am Siebmaterial. Die Sedimentationsanalyse eignet sich für den Untersiebbereich aus der Siebanalyse bis hinab zu Partikelgrößen von etwa 5 µm. Auf deutlich kleinere Partikel beginnt sich der Einfluss der Brownschen Molekularbewegung auszuwirken. Sedimentation Die Sedimentationsanalyse nutzt aus, dass in einer Suspension große Partikel schneller sedimentieren als kleine. Hierzu ist eine Suspension des zu untersuchenden Pulvers in einem Dispersionsmittel anzufertigen, in dem die Substanz praktisch nicht löslich ist. Ist die Dichte der Partikel größer als die Dichte der Flüssigkeit, kann Sedimentation beobachtet werden (im umgekehrten Fall: Flotation). Die Sinkgeschwindigkeit eines Partikels ist nach kurzer Beschleunigungsphase konstant und wird in Form eines Gleichgewichtes durch drei Kräfte bestimmt. Gewicht G Auftrieb A Strömungswiderstand W Für den Zustand konstanter Geschwindigkeit gilt: G – A = W Nach Stokes lässt sich die Sinkgeschwindigkeit eines Partikels nach Umformen dieser Beziehung beschreiben:

η

ρρ gdsV⋅⋅−

⋅=2)1(

181

V = Sinkgeschwindigkeit [m . s-1] sρ = Dichte der aussuspendierten Partikel [kg . m-3] 1ρ = Dichte der Flüssigkeit [kg . m-3] d = Partikeldurchmesser [m] g = Erdbeschleunigung [m . s-2] η = dynamische Viskosität [Pa . s]

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Das Stokes`sche Gesetz geht von folgenden Voraussetzungen aus:

1. Die Partikel sind Kugeln. 2. Die Strömung der Flüssigkeit an den Partikeln ist laminar. 3. Die Partikel behindern sich nicht gegenseitig beim Absinken. 4. Alle Partikel besitzen die gleiche Dichte. 5. Das Pulver ist unlöslich in dem Dispersionsmittel. 6. Es bestehen keine Wechselwirkungen zwischen dem Pulver und dem Dispersions- mittel (wie z.B. Quellen).

Diskussion: zu 1. Ist in der Praxis nicht zu erfüllen. Jede Form, die von der einer Kugel abweicht, führt zu einem erhöhten Strömungswiderstand, so dass zu der berechneten Zeit Partikel erfasst werden, die dieselbe Strömungsgeschwindigkeit wie die der Berechnung zugrunde gelegten Kugel haben. d ist ein Sinkgeschwindigkeits- Äquivalent oder kurz Stokes- Durchmesser zu 2. Wird nur bei langsamer Sinkgeschwindigkeit erfüllt (Reynoldszahl < 0,5) zu 3. Kann nie erfüllt werden. Sedimentationsanalysen müssen mit Feststoffkonzentrationen durchgeführt werden, die ein ungestörtes freies Absinken der Partikel nicht erlauben.

Charakterisierung des Sedimentationsvorganges Ausgehend von einer homogenen Suspension vor Beginn des Sedimentierens sind die einzelnen Partikel in allen Querschnitten des Gefäßes gleich verteilt. Die Konzentration jeder einzelnen Partikelgrößenklasse ist an jeder Stelle des Gefäßes gleich, wobei als Beispiel eine Suspension eines Pulvers, bestehend aus Partikeln dreier Größen betrachtet wird: to

Die nach Partikelgrößen verschiedenen Sedimentationsgeschwindigkeiten führen zu Konzentrationsänderungen - zunächst nur in den oberen Flüssigkeitsschichten - später auch in tieferen.

t1 t2

30

Die ursprünglich an allen Stellen des Gefäßes gleiche Konzentration nimmt zur Flüssig-keitsoberfläche hin nach Beginn der Sedimentation ab. Andreasenpipette Die Andreasenpipette gestattet es, diese Konzentrationsänderungen in einer bestimmten Messebene in der Nähe des Behälterbodens über die Zeit zu verfolgen. Hierzu wird nach einem vorher festgelegten Probenplan zu bestimmten Zeiten jeweils ein definiertes Volumen Suspension von der Messebene abgesaugt und der Trockenrückstand bestimmt. Der Trockenrückstand wird von Probe zu Probe kleiner. Die Andreasenpipette besteht aus einem Glaszylinder (Durchmesser = 6 cm, Höhe 27 bis 30 cm, Volumen ca. 550cm3) und einem koaxial befestigtem Pipettenrohr, dessen Spitze ca. 5 cm über dem Zylinderboden endet (Ausreichender Abstand zum Sediment). Diese Öffnung befindet sich 20 cm unterhalb des Flüssigkeitsspiegels. Mit Hilfe eines Mehr- Wege- Hahnes kann die Suspension von der Messebene in einen oberhalb des Zylinders befindlichen Behälter mit 10 cm3 – Markierung überführt werden und nach Umlegen des Hahnes in eine tarierte Abdampfschale abgelassen werden. So können Proben gezogen werden, ohne die Pipette aus dem Zylinder heben zu müssen. Probenziehplan Sedimentationsanalysen sind nur auf Grundlage von Probenziehplänen durchzuführen. Anhand des Stokes`schen Gesetzes lassen sich bei Kenntnis der Dichten die Sedimen-tationszeiten berechnen, die Partikel eines bestimmten Durchmessers benötigen, um bis zur Ebene der Öffnung der Pipette (Messebene) zu sedimentieren. Hierbei wird die Kugel-gestalt der Partikel der Berechnung zugrunde gelegt. Durch Umformen des Stokes`schen Gesetzes und Ersetzen von v durch

th ⎟

⎠⎞

⎜⎝⎛

ZeitStrecke ⎥⎦

⎤⎢⎣⎡

sm ergeben sich die Sedimentationszeiten nach:

gt 18= . ( ) 2

1 dh

s

i

⋅−⋅ρρ

η (3)

d ist die maximale Korngröße, die in der abgesaugten Probe gerade noch enthalten sein kann. Für den Probenzeitplan werden die Partikelgröße (Durchmesser) vorgeben (z.B. jeweils im Abstand von 5 µm) und die entsprechenden Zeiten berechnet, zu denen bei der Analyse die Proben zu ziehen sind. In der Probe können dann nur Partikel mit genau dem berechneten oder mit kleinerem als dem berechneten Durchmesser sein. Größere Partikel haben zu diesem Zeitpunkt bereits eine größere Strecke zurückgelegt. Bei der Berechnung der Fallzeiten ist zu beachten, dass sich die Fallhöhe mit jeder Proben-entnahme entsprechend dem Volumen von 10 cm3 verringert. In die Berechnung muss eine Korrektur der Fallhöhe eingehen (jeweils Fallhöhe hi). Sie wird in einem Vorversuch mit Wasser ermittelt: Es werden n Proben gezogen und der Abstand der Flüssigkeitsspiegel vor Ziehen der ers-ten Probe (20 cm- Marke) und nach Ziehen der letzten Probe bestimmt (ho und hn).

31

Nach jedem Probenziehen sinkt der Flüssigkeitsspiegel:

Δ h = n

hh no − (4)

Für eine Probe, gezogen zur Zeit ti ergibt sich eine Fallhöhe hi = ho – ( i - Δ h) (5) 1. Durchführung der Sedimentationsanalyse nach Andreasen Damit bei der Sedimentation eine laminare Strömung der Flüssigkeit an den Partikeln ge-sichert ist, muss die Korngröße des zu untersuchenden Pulvers nach oben hin entsprechend begrenzt sein. Die Reynoldszahl mit

Re =ηρ1⋅⋅ dv

(6)

Soll kleiner als 0,5 sein. Die kritische Partikelgröße, ab der turbulente Strömung zu erwarten ist, wird berechnet, indem (6) nach v aufgelöst wird und der Ausdruck für v in das Stokes`sche Gesetz ein-gesetzt wird. Auflösen nach d ergibt den kritischen Durchmesser. 5,00 g des Pulvers werden mit ca. 500 cm3 einer geeigneten Flüssigkeit (Rücksprache, Netzmittel?) in einem Becherglas mittels Ultra- Turrax 30 sec lang dispergiert. Die Tempe-ratur der Suspension soll 20°C betragen (alle Arbeiten in thermostatisiertem Wasserbad). Sie wird in den Zylinder überführt, der mit Dispergiermittel bis zur 20 cm- Marke aufgefüllt wird. Durch das Einsetzen der Pipette steigt der Flüssigkeitsspiegel, so dass nach kräftigem Auf-schütteln Flüssigkeit über das Pipettensystem abgelassen werden muss. Anschließend wird erneut homogenisiert und sofort die Nullprobe (zur Zeit t0, also vor Sedimentation) gezogen. Dazu wird die Suspension bis zur 10 ml- Marke in den oberen Teil der Pipette gedrückt und dann in eine tarierte Abdampfschale abgelassen. Zurückgebliebene Suspensionspartikel werden durch nachspülen mit etwas Dispergier-mittel in die Abdampfschale überführt. Nach dem Ziehen der Nullprobe wird erneut aufge-schüttelt. Mit dem Absetzen tritt der Probenziehplan in Kraft. Beim Ziehen der Proben ist darauf zu achten, dass mit der Pipette angesaugte Flüssigkeit nicht zurück in den Zylinder abgelassen werden wird. Als Entnahmezeit einer Probe gilt der mittlere Zeitpunkt zwischen Beginn und Ende eines Ansaugvorganges. Die Partikelmassen der Proben ergeben sich nach dem Abdampfen des Dispersionsmittels im Umlufttrockenschrank durch Wägen der Schälchen mit b Trockenrückstand abzüglich der jeweiligen Tara. Die Auswaage muss eine Präzision von 1 mg besitzen.

32

Auswertung Die Partikelmasse einer Probe G auf einem Abdampfschälchen ist mit dem Siebdurchgang eines Siebes bei der Siebanalyse zu vergleichen. Im Siebdurchgang befinden sich nur Partikel, deren Korngröße der Maschenweite des Sie-bes entspricht, oder aber kleiner ist. In einer Probe der Sedimentationsanalyse befinden sich nur Partikelgrößen, die in der be-rechneten Zeit genau die Sedimentationsstrecke Flüssigkeitsoberfläche- Pipettenspitze zurückgelegt haben oder aber langsamer sedimentieren , also kleiner sind. Die Zeit übernimmt hier die Funktion, die bei der Siebanalyse der Maschenweite zu-kommt. Bei der Siebanalyse werden die Rückstandsteilmengen oder – summen als prozentualer Anteil der Gesamtaufgabemenge angegeben. Bei der Sedimentationsanalyse wird die Differenz aufeinander folgender Durchgangs-mengen (Massen) gebildet, wobei der Teilrückstand bezogen auf die kleinere Korngröße di erhalten wir: Gi-1 – Gi = Fi (7) z.B. t2 t3 G2 (d2 ≤ 30 µm) – G3 (d3 ≤ 10 µm) = F3(10 µm ≤ dF3 ≤ 30 µm), wobei F3 der Teilrückstand bezogen auf die kleinere Korngröße mit Partikeln zwischen 10 und30µm ist. Siebturm einer entsprechenden Siebanalyse:

50 30 10 μm

d2 ≤ 30 μm alle Partikel sind feiner oder genau

30 μm

50 30 10 μm

d3 ≤ 10 μm alle Partikel sind feiner oder genau

10 μm

Masse G2 Masse G3

33

≥ 50mm

≥ 30mm

≥ 10mm

≥ usw. Die Teilrückstände werden auf die Nullprobe G0 zum Zeitpunkt t0 bezogen (homogene Suspension vor Sedimentation):

ii R

GF

Δ=100.0

(8)

wobei Δ Ri der Teilrückstand in % für die jeweilige Korngrößenklasse ist. 4.Aufgabe Führen Sie eine Sedimentationsanalyse nach Andreasen mit dem von der Assistenz ausge-gebenen Pulver durch:

- die dichte des Pulvers entnehmen Sie der ausliegenden Literatur - wählen Sie ein geeignetes Dispersionsmittel (Löslichkeit und Dichte beachten-

Rücksprache) - entwickeln Sie einen Probenzeitplan:

geben Sie in sinnvoller Weise Partikelgrößen vor und berechnen Sie die entspre-chenden Sedimentationszeiten, nachdem Sie im Vorversuch ermittelt haben, um wie viel die Fallhöhe sich je Probenziehung verringert

- berechnen Sie die kritische Partikelgröße und isolieren Sie Sie zu grobes Korn - führen Sie die Sedimentationsanalyse nach Andreasen entsprechend Ihrem Proben-

zeitplan durch - die Auswertung ist wie beschrieben analog der Siebanalyse durchzuführen - stellen Sie Ihre Ergebnisse graphisch dar:

durch Darstellung der differentiellen und integralen Massenverteilung im RRSB- Papier und im Wahrscheinlichkeitsnetz

- wie beurteilen Sie Ihren Versuchsablauf und die Ergebnisse? - Protokoll

F3, der Teilrückstand bezogen auf die kleinere Partikelgröße

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VIII Rheologische Untersuchungen an Salben und Salbengrundlagen 1. Konsistenz von Salben, gemessen mit dem Penetrometer

Durchführung: Die zu untersuchenden Salbenproben werden im geeigneten Messgefäß abgefüllt, glatt gestrichen und mindestens einen Tag bei konstanter Temperatur im Messgefäß aufbewahrt, ohne bearbeitet zu werden.

Beim vorsichtigen Aufsetzen der Konusspitze auf die Salbenoberfläche beobachtet man den Schatten der Spitze als Aufsetzhilfe. Man läßt den Konus 5 Sekunden frei fallen und liest die Skalenteile in 1/10 mm ab. Es ist zu beachten, dass die verwendeten Messgefäße eine ausreichende Füllhöhe gewährleisten, um die Bestimmung der Eindringtiefe zu ermöglichen. An fünf aufeinanderfolgenden Messtagen soll jeweils mit der Probe einmalig die Eindringtiefe bestimmt werden.

Aufgabenstellung: Es sollen die wasserhaltigen mit den wasserfreien Salbengrundlagen verglichen

werden. Der Mittelwert aus mindestens 5 Messungen, die Standardabweichung und der Vertrau-ensbereich des Mittelwertes werden angegeben. Beobachtete Unterschiede werden mit dem t- Test auf Signifikanz geprüft. (α = 0,05)

2. Scherverhalten von Salben und Salbengrundlagen

Aufgabenstellung:

Es werden Rheogramme der im Leitfaden angegebenen Salbengrundlagen und Rezepturen des Salbenpraktikums mit der geeigneten Versuchsanordnung (Rotations-viskosimeter, Spindel) aufgenommen. Die Darstellung der Rheogramme erfolgt in den Koordinatensystemen D [s-1] gegen τ [Pa] und Upm gegen Skalenteile Skt (siehe Musterblatt) zur exakten Bestimmung des theoretischen Fließpunktes τf bzw. Sf. Vorbehandlung der Salbe, Ermittlung der optimalen Spindel und sonstige Beobach-tungen werden protokolliert. Die Werte für den praktischen Fließpunkt Sp und den Fließpunkt Sf (Schnittpunkt mit der x- Achse) werden dem Diagramm Upm gegen Skalenteile entnommen und als τp und τf in SI- Einheiten angegeben. Die „plastische Viskosität“ einer Salbe wird für ein der Anwendung auf der Haut ent-sprechendes Schergefälle von 100 B.R.U. in Pa • s angegeben. Es wird die Abwärts-kurve des Rheogramms ausgewertet. Als Hilfe für die Durchführung der Untersuchungen sollte Literatur 4) benutzt werden. Die Ergebnisse werden im Rahmen eines Kurzvortrages dargestellt und diskutiert.

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Arbeitsblatt für rheologische Untersuchungen Gruppe: ............................. Namen: .............................................................................

1. Rezepturvorschrift: ..............................................................................................

Substanzen Charge Einwaage

Soll Einwaage

Ist gewogen von

Bemerkungen:

2. Konsistenzmessungen Gerät: Penetrometer

Versuch Nr. wasserhaltig Eintauchtiefe [Skalenteile]

wasserfrei Eintauchtiefe [Skalenteile]

1

2

3

4

5

ξ = ξ = s = s = VB95%= VB95%=

Ergebnis F- Test: ..............................

Ergebnis t - Test: .............................. Datum: ................................ Unterschrift: .......................................................

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Anleitung zum Rotationsviskosimeter Scherverhalten von Salben und Salbengrundlagen, gemessen mit dem Brookfield- Rotationsviskosimeter Durchführung: Die zu untersuchenden Salbenproben werden nach der Herstellung bzw. nach dem Aufschmelzen mindestens einen Tag bei konstanter Temperatur im Messgefäß aufbe-wahrt, ohne bearbeitet zu werden. Die Messwerte werden mit dem Rotationsviskosimeter wie folgt aufgenommen: Die gewünschte Spindel wird zusammen mit den Gewichten angeschraubt (Linksgewinde!). Die Skala wird durch kurzes Einschalten des Gerätes so eingestellt, dass 75 Skalenteile sich etwa in der Mitte des Gesichtsfeldes befinden. Dann wird das Gerät durch Drehen der Stativhalterung langsam abgesenkt, bis die Spindel 1 cm tief in die Salbe eintaucht. Die Stellschraube am Stativ wird mit einem Schraubenzieher angezogen. Beginn der Messung: 1. Gerät mit 0,5 Umdrehungen pro Minute (Upm) einschalten, Maximalausschlag

ablesen, Stoppuhr einschalten und Gerät auf 10 Upm umschalten. Den bei 0,5 Upm abgelesenen Wert als praktischen Fließpunkt Sp notieren. Der praktische Fließpunkt sollte zwischen 20 und 50 Skalenteilen liegen, sonst

muss eine andere Spindel gewählt werden. 2. Nach 60 sec Skalenwert S für 10 Upm ablesen und notieren (evtl. nach Arretierung

des Zeigers) und umschalten auf 20 Upm. 3. Nach weiteren 60 sec wie unter 2. Wert ablesen und auf 50 Upm umschalten. 4. Nach 60 sec wie unter 2. Wert ablesen nach Arretieren des Zeigers und kurzem

Ausschalten des Motors. Auf 100 Upm umschalten. 5. Nach 60, 120 und 180 sec wie unter 4. Werte ablesen, ohne jedoch die Ge-

schwindigkeit zu ändern. Nach Ablesen des dritten Wertes umschalten auf 50 Upm. 6. Nach 30 sec Wert ablesen und umschalten auf 20 Upm. 7. Nach 30 sec Wert ablesen und umschalten auf 10 Upm. 8. Nach 30 sec Wert ablesen und umschalten auf 5 Upm. 9. Nach 30 sec Wert ablesen und umschalten auf 2,5 Upm. 10. Nach 30 sec Wert ablesen und umschalten auf 1 Upm. 11. Nach 30 sec Wert ablesen und umschalten auf 0,5 Upm. 12. Nach 30 sec Wert ablesen und Gerät sowie Stoppuhr ausschalten. 13. Mit Schraubenzieher Stellschraube am Stativ lösen und Gerät hochdrehen.

Spindel säubern.

Wenn alle abgelesenen Skalenwerte unter 20 liegen, wird die Messreihe mit einer größeren Spindel wiederholt.

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Zur Umrechnung der Geräte- Einheiten S und Upm in metrische Maße bedarf es einer exakten physikalischen und mathematischen Beschreibung der rheologischen Vorgänge in der Probe und der geometrischen Verhältnisse der verschiedenen Spindeln.

Nach Fryklöf (3) gilt unter bestimmten Bedingungen :

1 B.R.U. (Brookfield Rate of Shear Units) = 1 s-1

1 B.S.U. (Brookfield Shearing Stress Units) = 1 cmdyn

2 = 0,1 Pa (4)

und ein Vergleich der B.R.U. mit D (Schergefälle) und den B.S.U. mit τ (Schub-spannung) ist unter diesen Bedingungen erlaubt.(3). Zur Berechnung von Upm in B.R.U. und von Skalenteilen S in B.S.U. dienen folgende Tabellen nach (3):

Tab.1 D in B.R.U.

Spindel Upm

0,5 1 2,5 5 10 20 50 100 A 1,39 2,77 6,93 13,9 27,7 55,4 139 277 B 1,15 2,30 5,75 11,5 23,0 46,0 115 230 C 0,94 1,87 4,67 9,35 18,7 37,4 93,5 187 D 0,78 1,55 3,87 7,75 15,5 31,0 77,5 155 E 0,64 1,27 3,17 6,35 12,7 25,4 63,5 127 F 0,49 0,98 2,45 4,90 9,80 19,6 49,0 98

Tab.2 τ in B.S.U. (Skalenteile S x Faktor = τ) Spindel Faktor

A 444 B 782 C 1500 D 2480 E 4370 F 7840

Die plastische Viskosität läßt sich für eine bestimmte Spindel und eine bestimmte Umdre-hungszahl wie folgt berechnen:

ηx = ;Dx

fx ττ −

ηx = plastische Viskosität in Pa s am Messpunkt τx = Schubspannung in Pa am Messpunkt τf = Schubspannung in Pa am theoretischen Fließpunkt Dx =Schergefälle in s-1 am Messpunkt D = 100 s-1

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Aufgabenstellung: Es werden Rheogramme verschiedener Salbengrundlagen oder Rezepturen des Salben-praktikums mit der geeigneten Versuchsanordnung (Rotationsviskosimeter, Spindel) auf-genommen. Die Darstellung der Rheogramme erfolgt in den Koordinatensystemen D [s-1] gegen τ [Pa] und Upm gegen Skalenteile S (siehe Musterblatt) zur exakten Bestimmung des theoretischen Fließpunktes Sf . Vorbehandlung der Salbe, Ermittlung der optimalen Spindel und sonstige Beobachtungen werden protokolliert. Die Werte für den praktischen Fließpunkt Sp und den theoretischen Fließpunkt Sf werden dem Diagramm Upm gegen Skalenteile entnommen und als τp und als τf in SI- Einheiten angegeben. Die plastische Viskosität einer Salbe wird für ein , der Anwendung auf der Haut ent-sprechendes Schergefälle von 100 s-1 in Pa · s angegeben. Die Ergebnisse werden im Rahmen eines Kurzvortrages dargestellt und diskutiert Literatur: 1) Diskussion der geeigneten Viskosimeter in: Sucker, Fuchs, Speiser, Pharmazeutische

Technologie, Georg Thieme Verlag, Stuttgart 1978 S. 93 ff. 2) Anwendung des Brookfield Viskosimeters in: H. Schmidt und H. Sucker, „Der Einfluss

chemischer und physikalischer Messdaten auf die Gebrauchseigenschaften von Vaseline, 4. Mitteilung: Physikalische Bestimmungen“, Fette, Seifen, Anstrichmittel 74, 416 (1972).

3) Mathematische Behandlung des Brookfield Viskosimeters mit verschiedenen Messkörpern in: L.E. Fryklöf, „Rheological Investigations of Pharmaceutical Pre-parations“, Svensk. farmac. Tidskr. 65, 753 (1961)

4) Ph.Eur. 1997 V.5.8.1., „Prüfung der Konsistenz durch Penetrometrie“

39

IX Kapillarviskosimeter nach Ubbelohde 1.Einführung Das Kapillarviskosimeter nach Ubbelohde ist zur Bestimmung der Viskosität idealviskoser Flüssigkeiten geeignet.

Messprinzip: Die Auslaufgeschwindigkeit einer Flüssigkeit aus einer Kapillare ist umgekehrt proportional zur Viskosität.

Hagen-Poiseuillesches Gesetz:

lrp

tV

⋅⋅⋅⋅Δ

=ηπ

8

4

V, t:das in der Zeit t durch die Kapillare fließende Volumen V Δp:Druckdifferenz zwischen Anfang und Ende der Kapillare l:Länge der Kapillare

r:Radius der Kapillare η:Viskosität der Flüssigkeit

Umformung nach η

lVtrp

⋅⋅⋅⋅⋅Δ

=8

4πη

Hydrostatischer Druck:

phydr. = h g ρ

lV

trgh⋅⋅

⋅⋅⋅⋅=

8

4πρη tk ⋅⋅= ρη

k: Gerätekonstante, die vom Hersteller angegeben wird oder mit Flüssigkeiten bekannter Viskosität bestimmt wird

2. Geräte Kapillarviskosimeter nach Ubbelohde Wassersstrahlpumpe Pyknometer

40

3. Aufgabenstellung Die zu untersuchende Flüssigkeit wird in das Vorratsgefäß eingefüllt, dann durch die Kapillare bis zur Füllung der beiden Vorratskugeln hoch gesaugt. Es wird dann die Zeit gemessen, die der Meniskus der Flüssigkeit benötigt, um von der oberen zur unteren Messmarke abzufallen. Die Gerätekonstante wird mit einer Flüssigkeit bekannter Viskosität ermittelt. Die Dichten der Substanzen werden mit einem Flüssigkeitspyknometer bestimmt. Die Messungen werden für jede Flüssigkeit drei Mal durchgeführt. 4. Protokoll Es sollen die Viskositäten der verschiedenen Flüssigkeiten nach Absprache mit der Assistenz errechnet werden. Aus den Mittelwerten der drei Messungen erfolgt die Berechnung der Viskosität und der Gerätekonstante. 5. Literatur H.Sucker, P.Fuchs, P.Speiser, Pharmazeutische Technologie, 2. Auflage, Georg Thieme Verlag, Stuttgart 1991)

41

X 3-Komponeneten-Dreieck 1. Einführung Mischungen der drei flüssigen Komponenten Wasser, lipophiler Stoff und Tensid bauen in Abhängigkeit von den Konzentrationsverhältnissen verschiedenartige kolloidchemische Strukturen auf. Diese verleihen den in der Pharmazie gebräuchlichen Arzneiformen Salbe, Creme, Gel, Emulsion und Solubilisat ihre typischen Strukturmerkmale und Eigenschaften. Die Zusammensetzung und die resultierenden Strukturen eines Drei-Komponenten-Systems lassen sich für eine gegebene Temperatur mit Hilfe eines gleichseitigen Dreiecks, dem sogenannten „Phasendreieck“, darstellen. Innerhalb des Phasendreiecks liegen neben Ein-Phasengebieten (Bereiche homogener Mischungen) auch Gebiete mit Mischungslücken (Zwei- und Mehrphasengebiete). In der Praxis kann das Phasendreieck verwendet werden, um für eine Arzneiform die Mischung mit den jeweils günstigsten Eigenschaften auszusuchen. In diesem Praktikumsversuch sollen die wichtigsten unter den möglichen Bereichen eines Phasendreiecks am Beispiel ausgewählter Mischungen aus dickflüssigem Paraffin, Wasser und Polyoxyethylenoleylether (Brij ® 96) demonstriert werden. Es soll untersucht werden, welchen Einfluß die Änderung von Konzentrationsverhältnissen auf die kolloidchemische Struktur des Systems haben kann. 2. Geräte - Weithalsgläser 50 ml mit Schraubverschluß - Wasserbad - Phasendreieck - Polarisationsmikroskop

42

3.Aufgabenstellung Nach der Aufgabenstellung im Leitfaden werden Mischungen aus den verschiedenen Bereichen des Phasendreiecks gewählt und mit der Assistenz besprochen (vgl. Arbeitsblatt). Jeweils 30 g der Substanzen werden direkt in die 50 ml Weithalsgläser präzise eingewogen. Im fest verschlossenen Glas werden die Mischungen auf dem Wasserbad (95 0C) ge-schmolzen und im flüssigen Zustand gut geschüttelt. Da sich einige der Mischungen schon bei geringer Abkühlung verfestigen, muß so oft erneut geschmolzen und geschüttelt werden, bis einwandfrei homogene Mischungen erzielt worden sind. Die Gläser werden nach dem Erstarren der Mischungen zum Abkühlen stehen gelassen. 4. Protokoll - Aufstellen der Gläser auf dem Phasendreieck - Betrachtung der Eigenschaften (Aussehen, rheologische Eigenschaften, Verhalten bei

mechanischen Einflüssen) der Proben. - Eintragung der Probeneigenschaften in das Arbeitsblatt. - Aus dem Gebiet der Hexagonal- und Lamellarphase, sowie aus drei weiteren Gebieten,

werden Präparate hergestellt und unter dem Polarisationsmikroskop betrachtet. - Zuordnung der Proben zu den entsprechenden kolloidchemischen Gebieten im Phasen-

dreieck (siehe Arbeitsunterlagen) - Die Ergebnisse werden mit der Assistenz diskutiert und mit theoretischer Erklärung in

einem Protokoll zusammengefaßt. - Bitte zeichnen Sie ein Phasendreieck, zeichnen die verschiedenen Mischungen ein und

markieren Sie die unterschiedlichen Gebiete. 5. Literatur H. Junginger, Kolloidchemische Betrachtungen an Mehrphasensystemen, APV-Skriptum zum Fortbildungslehrgang Dermatica S. 19-46 (Mainz 1980) E. Nürnberg, N. Pöllinger, Tenside Detergents 23, 25 (1986) A.N. Martin, J. Swarbrick, A. Cammarata, Physikalische Pharmazie, 3. Auflage S. 38-41 (1987) R.H. Müller, G.E. Hildebrand, Pharmazeutische Technologie: Moderne Arzneiformen, 2. Auflage S. 121-132 (1998) Anlagen I Arbeitsblatt II Erklärungen zum Umgang mit dem Phasendreieck

� 43

Anlage I: Arbeitsblatt Phasendreieck

Nr. % W

% T

% O

stark schütteln

Eigenschaften Gebiet

1 90 10 - -

2 70 25 5 -

3 70 10 20 -

4 60 30 10 !

5 60 20 20 -

6 50 48 2 !

7 50 30 20 !

8 50 - 50 -

9 47 52 1 !

10 46 50 4 !

11 40 10 50 -

12 30 40 30 !

13 30 30 40 !

14 30 10 60 !

15 25 70 5 !

16 20 80 - !

17 20 60 20 !

18 20 20 60 -

19 20 10 70 -

20 15 55 30 -

21 5 90 5 -

22 - 80 20 -

23 - 30 70 -

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Anlage II : Erklärungen zum Umgang mit dem Phasendreieck Die Eckpunkte entsprechen den reinen Komponenten:

W = 100% Wasser bzw. wässrige Lösung

T = 100% Tensid bzw. Mischung von Tensiden O = 100% lipophile Komponente Zwei-Komponenten-Gemische liegen vor auf den Strecken: WT = Mischungsachse Wasser / Tensid, die Konzenration an Tensid nimmt von W nach T zu (entsprechend nimmt die Konzentration von W ab)

TO = Mischungsachse Tensid / lipophile Komponente, die Konzentration von O nimmt von

T nach O zu

OW = Mischungsachse lipophile Komponente / Wasser, die Konzentration von W nimmt von O nach W zu Drei- Komponenten-Gemische stellen alle Punkte im Inneren des Phasendreiecks dar. Um die Konzentrationen CT, CW, CO eines Punktes P aus dem Inneren des Phasendreiecks zu ermitteln, geht man folgendermaßen vor:

CT = Durch den Punkt P wird eine Gerade gelegt, die parallel verläuft zu der Achse, die dem Eckpunkt gegenüber liegt (d.h. die OW- Achse) CO und CW werden analog ermittelt: Um festzustellen, aus welchem Bereich des Phasendreiecks eine Mischung bekannter Zu-sammensetzung stammt, geht man den Weg entsprechend umgekehrt, d.h.:

CT, CW, CO werden auf den Achsen aufgesucht, der Schnittpunkt der durch diese Punkte gelegten Parallelen ist der gesuchte Punkt im Phasendreieck.

0

W T

0

W T

C0

CT

CW

CT

P

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XI Prüfung von Absorptionsgrundlagen (Typ W/O) - Wasserzahl 1. Einführung Lipophile Salbengrundlagen, die durch den Zusatz eines oder mehrerer Emulgatoren zur Aufnahme von Wasser befähigt sind werden nach AB als wasseraufnehmende Salben bezeichnet. Je nach Art der Grundlage und des Emulgators können solche Salben ein gewisses Maß an Wasser Aufnehmen. Eine Konventionsmethode zur Charakterisierung der Wasseraufnahmefähigkeit einer halbfesten Zubereitung ist die Bestimmung der Wasserzahl. 2. Substanzen Grundlagen: Erdnußöl, dickflüssiges Paraffin, gelbes Vaselin, weißes Vaselin, künstliches Wachs Emulgatoren: Cetylstearylalkohol, Cholesterol, Glycerinmonostearat, Sorbitanmonopalmitat, Wollwachs, Wollwachsalkohole Sonstige: Methylenblau, Seesand, I. Untersuchung des Einflusses der Emulgatorkonzentration:

Zusammenschmelzen von 2 verschiedenen Mengen eines der Emulgatoren mit weißem Vaselin Alternativ: II. Untersuchung des Einflusses des Emulgatortyps:

Zusammenschmelzen von mindestens zwei der oben genannten Emulgatoren (6 %) jeweils mit weißem Vaselin (Rücksprache)

3. Aufgabenstellung Bestimmung der Wasserzahl (Konventionsmethode für Salben). Mit Hilfe der WZ lassen sich Salben hinsichtlich ihrer maximalen Wasseraufnahmefähigkeit charakterisieren 1. Ausgangsmenge ca. 20 g Salbengrundlage

2. Auf dem Wasserbad Grundlage und Emulgator klarschmelzen und bis zum beginnenden Erstarren abkühlen lassen. Gelegentlich mit Pistill umrühren

3. Wasser, das etwa die Erstarrungstemperatur der Salbengrundlage (40 - 50 °C)

hat, in Mengen von je 5 ml vorsichtig mit Pistill einarbeiten 4. Sättigung ist erreicht, wenn die Salbe auch nach 3 Minuten Rühren kein Wasser

mehr aufnimmt (Rutschen an der Gefäßwand) 5. Salbe in Kruken abfüllen und 24 Std. in Wasserdampfatmosphäre stehen lassen,

(mit Wasser gefüllter Exsiccator) 6. Ausgetretenes Wasser abgießen 7. Mit Hilfe der Seesandmethode (vgl. Lanolin DAB 8, Trocknungsverlust) Seesand ½ Stunde bei

105 °C vortrocknen, 1 g der Salbe in ein mit ca. 3 g Seesand gefülltes Becherglas einfüllen und

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mit Glasstab verreiben; (Trockengefäß + Sand + Glasstab genau wiegen = Tara). Bei 105 °C 3 Stunden trocknen.

4. Protokoll Berechnung der Wasserzahl: WZ a

b a= ⋅−

100

a = Gewichtsverlust in g b = Einwaage der wasserhaltigen Salbe in g Berechnung des Wassergehaltes: Gewichtsverlust (a) bezogen auf wasserhaltige Salbe (b) Auftragung der Wasserzahl gegen Konzentration des Emulgators bzw. in Abhängigkeit vom Emulgatortyp (Stabdiagramm) und Erläuterung der Ergebnisse Besonderer Hinweis Die Trockentemperatur darf 105 °C nicht übersteigen, da sonst die wasserhaltigen Salben verspritzen (Siedeverzug!)

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XII Physikalisch-chemische Untersuchungen von Suppositorien 1. Einführung Prüfung von Grundmassen und medikamentösen Suppositorien auf Schmelzverhalten, Bruchfestigkeit, Wasseraufnahme 2. Substanzen Chloralhydrat, Hartfett (Witepsol H 15, W 25, E 76, S 58), Kampfer, Methylenblau-Lösung, dünnfl. Paraffin, PEG 2000, Sudan-III-Lösung, ZnO 3. Aufgabenstellung

I. Einfluß des Arzneistoffes Arzneistoffe: Kampfer, Chloralhydrat, Zinkoxid. Es werden Suppositorien mit 0 - 0,1 - 0,2 - 0,3 - 0,4 - 0,5 g eines Arzneistoffes (Rücksprache) und Hartfett (H 15 oder W 25) gegossen. Nach Lagerung erfolgt die Untersuchung des Steigschmelzpunktes, der Durchschmelzzeit sowie der Bruchfestigkeit der Zäpfchen.

Alternativ:

II. Einfluß des Verschnittes Es werden Witepsol H 15 bzw. W 25 / E 76-Mischungen (25, 50, 75 und 100 % E 76) hergestellt und mit der höchsten Arzneistoffmenge verarbeitet, die in A I noch feste Zäpfchen geliefert hat. Steigschmelzpunkt, Durchschmelzzeit sowie Bruchfestigkeit werden nach Lagerung bestimmt und miteinander verglichen.

Alternativ: III. Einfluß des Wassergehaltes in Suppositoriengrundlagen

In eine reine Grundmasse (Rücksprache) werden 0, 5, 10, 20 und 30 % Wasser im Cremeschmelzverfahren eingearbeitet und Zäpfchen gegossen. Nach Lagerung werden die Bruchfestigkeit und Steigschmelzpunkt sowie Durchschmelzzeit bestimmt.

Alternativ: IV. Vergleich der Wasseraufnahmefähigkeit

Qualitativ: Je 10 g der ausstehenden Grundlagen werden geschmolzen, mit gleicher Menge warmen Wassers versetzt, kalt gerührt und dabei beobachtet. Bei Emulsionsbildung: Emulsionstyp bestimmen (in einen Teil Methylenblau-Lösung, in den zweiten Teil Sudan-III-Lösung einarbeiten).

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Vorschriften zur Durchführung der einzelen Untersuchungen I. Herstellung medikamentöser Suppositorien

Es sind jeweils mindestens 5 Zäpfchen von jeder Charge herzustellen. Hierbei soll das Cremeschmelzverfahren gewählt werden! Herstellung nach Münzel: Vorschrift DAC: Anlage F Ansatz von (n + 1) Zäpfchen!

II. Ermittlung des Steigschmelzpunktes (je 1 Kapillare)

III. Prüfung des Durchschmelzverhaltens (je 1 Suppositorium prüfen) in Krowczynski-Gerät:

mit 5 ml auf 37 °C erwärmten Wasser beschicken. Die Durchschmelzzeit ist die Zeit zwischen Zäpfcheneinsetzen und Durchfallen des Metallstabes (Stoppuhr). Siehe dazu auch Durchschmelzzeit nach AB und Erweka - Suppositorien - Schmelzprüfer SSP. Achtung: Zulauf vom Thermostat zum Krowczynski-Gerät mit Schlauchklemme reduzieren und Gerät hochhängen.

IV. Prüfung der Bruchfestigkeit (je 1 Suppositorium prüfen)

Die Bestimmung im Bruchfestigkeitstester erfolgt bei RT. In einem Vorversuch kann das ungefähre Gewicht, das zum Bruch führt, durch schnelle Auflagefolge ermittelt werden! Ein Zäpfchen wird mit der Spitze nach oben in die Haltevorrichtung eingesetzt und das Gehänge vorsichtig aufgesetzt, die Prüf-kammer anschließend durch die Glasscheibe verschlossen. Nach einer vollen Minute fügt man der Anfangslast (gegeben durch das gesamte Gehänge = 600 g) ein Scheibengewicht von 200 g hinzu. In Minutenabständen werden so lange weitere Gewichte aufgelegt, bis das Suppositorium unter der Belastung bricht. Dabei ist folgendes zu berücksichtigen: a) bei Bruch innerhalb von weniger als 20 Sekunden nach der letzten Gewichtsauflage

wird diese nicht mehr berücksichtigt b) bei Bruch innerhalb von 20 - 40 Sekunden wird das letzte Gewicht zur Hälfte

berücksichtigt (100 g) c) bei Bruch nach mehr als 40 Sekunden wird das letzte Gewicht voll gezählt.

4. Protokoll

Alle Versuchsergebnisse werden in Tabellen aufgelistet und anschließend graphisch dargestellt (Beispiel A I.: Steigschmelzpunkt = y-Achse, Arzneistoffgehalt = x-Achse)

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XIIIa Bestimmung des Verdrängungsfaktors von Arzneistoffen in Suppositoriengrundmassen 1. Einführung Bestimmung des Verdrängungsfaktors und Beurteilung der Auswirkung unterschiedlicher Grundmassen (Hartfett, PEG) auf den Verdrängungsfaktor 2. Substanzen Hartfett, PEG 2000 Acetylsalicylsäure, Metamizol-Na, NaCl, Paracetamol, Theophyllin, ZnO Sonstige: Ethanol 96 %, Ethanol-Wasser-Mischung, dünnfl. Paraffin, Petrolether 3. Aufgabenstellung Bestimmung der Verdrängungsfaktoren von Arzneistoffen in Hartfett und PEG-Grundlage

1. Ermittlung des Eichwertes (siehe DAC, Anlage F)

2. Experimentelle Ermittlung des Verdrängungsfaktors (DAC, Anlage F); klassierten Arzneistoff verwenden (< 100 µm)

3. Berechnung des Verdrängungsfaktors und Vergleich mit experimentellen Werten (Punkt 2)

Die Berechnung erfolgt nach: f = Dichte der Grundmasse/ Dichte des Arzneistoffes a) Bestimmung der Dichte von Hartfett (siehe AB entsprechend der Dichtebestimmung für

Wachs). Die Ethanol-Wassermischung wird in einen 500 ml-Meßzylinder eingefüllt, kleine Stücke der Grundmasse eingebracht. Je nach Verhalten (Schwimmen oder Absinken) wird Wasser bzw. Ethanol zugegeben (Rühren), bis die Stücke schweben (Vorsicht bei anhaftender Luft), dann Dichtebestimmung mit Aräometer.

b) Bestimmung der Dichte von Arzneistoffen und PEG (vereinfachtes Verfahren)

In einen 25 ml Meßkolben gibt man 2 - 3 g (genau gewogen) der Substanz. Das Restvolumen wird mit Petrolether titrimetrisch bestimmt. Für die Dichte gilt dann: Einwaage [g] / (25 - Restvolumen [ml])

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Alternativ: Herstellung genau dosierter Zäpfchen im Rezepturmaßstab (1 hochdosierter Arzneistoff, 1 Grundlage, Rücksprache) mit Hilfe des Verdrängungsfaktors (Vergleich selbstermittelter Wert und DAC, Anlage F) Herstellung von je 10 Zäpfchen Berechnung der nötigen Grundmasse für 11 Zäpfchen MN _ MN = N ( E - f A) MN : Grundmasse für n Zäpfchen f : Verdrängungsfaktor A : Arzneistoffgehalt in Gramm pro Zäpfchen _ E : Eichwert

4. Protokoll Die hergestellten Suppositorien sind hinsichtlich Gleichförmigkeit der Masse zu beurteilen (Verwendung des entsprechenden Musterblattes), Vergleich der Mittel-werte mit dem Sollwert, Reihenfolge des Ausgießens berücksichtigen!

Graphische Darstellung: positive und negative Abweichung vom Mittelwert in % (Ordinate) gegen Nr. des Suppositoriums (Abszisse)

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XIIIb Einfluß des Verdrängungsfaktors auf die Dosierungsgenauigkeit bei medikamentösen Suppositorien 1. Einführung Neben dem zeitaufwendigen Verfahren nach Münzel zur Herstellung medikamentöser Suppositorien, gibt es die noch Methode nach DAC mitels Verdrrängungsfaktoren. Diese Methode wird oft in der Apotheke angewendet. Welche Folgen eine Nichtbeachtung hat soll im Versuch verdeutlicht werden. 2. Substanzen Hartfett, PEG 2000 Acetylsalicylsäure, Metamizol-Na, NaCl, Paracetamol, Theophyllin, ZnO Sonstige: Ethanol 96 %, Ethanol-Wasser-Mischung, dünnfl. Paraffin, Petrolether 3. Aufgabenstellung Arzneistoffbeispiele f Natriumchlorid 0,44 Acetylsalicylsäure 0,67 I. Ermittlung des Eichwertes (siehe DAC, Anlage F) II. Herstellung (Cremeschmelzverfahren) von je 10 Suppositorien mit 0,1 bzw. 0,2 bzw. 0,4 bzw.

0,6 bzw. 0,8 g eines Wirkstoffes pro Zäpfchen (Wirkstoff < 100 µm klassieren!)

1. unter Berücksichtigung des Verdrängungsfaktors (DAC) (Ansatz für n = 11)

2. ohne Berücksichtigung des Verdrängungsfaktors (f sei 1) (Ansatz für n = 15) III. Beurteilung der Gleichförmigkeit der Masse (AB)

Graphische Darstellung: prozentuale Abweichung vom Sollgewicht gegen Zäpfchennummer für jeden Sollgehalt (Balkendiagramm)

IV. Bestimmung des Wirkstoffgehaltes

Das Suppositorium wird mit Petrolether (ggf. Wasser) behandelt, ggf. auf dem Wasserbad erwärmen, dabei geht die Grundlage in Lösung. Den Rückstand mit Petrolether (ggf. Wasser) nachwaschen und nach kurzem Trocknen auswiegen (das 3. und 6. Zäpfchen ist zu bestimmen).

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4. Protokoll Vergleich von gefundenem Gehalt und Sollgehalt in den nach I. 1 und 2 herge-stellten Suppositorien, Berechnung der jeweiligen prozentualen positiven und negativen Abweichung vom Sollgehalt. Tabellarische Gegenüberstellung. Graphische Darstellung: Auftragen im x/y-Koordinatensystem: % Abweichung vom Sollgewicht und Sollgehalt (positive und negative y-Achse) gegen zugehörigen Sollgehalt des Arzneistoffes (x-Achse) Vergleich mit den Anforderungen "Gleichförmigkeit des Gehaltes" (AB)

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XIIIc Einfluß des Herstellungsverfahrens auf die Dosierungsgenauigkeit bei medikamentösen Suppositorien 1. Einführung Beurteilung der Dosierungsgenauigkeit des Arzneistoffes in Abhängigkeit vom Gießverfahren und vom Zusatz von Suspensionsstabilisatoren 2. Substanzen Arzneistoffmodelle: Acetylsalicylsäure (f = 0,67) NaCl (f = 0,44) Grundmasse: Hartfett Hilfsstoffe: a) Al-Monostearat b) koll. Kieselsäure

3. Aufgabenstellung I. Herstellung von je 10 Suspensionssuppositorien, Wirkstoffgehalt 1,0 g / Supp. (Berechnung

und Ansatz der erforderlichen Mengen an Wirkstoff und Grundmasse für 11 Zäpfchen unter Berücksichtigung des Verdrängungsfaktors, nach experimenteller Ermittlung des Eichfaktors E (siehe DAC, Anlage F); Substanz vorher zerkleinern, sieben.

1. Klarschmelzverfahren

2. Klarschmelzverfahren nach Zusatz von (bezogen auf eingesetztes Hartfett)

NaCl: a) koll. Kieselsäure 0,25 - 0,5 - 0,75 und 1 % b) 2 % Al-Monostearat

ASS: c) andere Zusätze (z.B. Lecithin) Rücksprache Assistent)

Der Verdrängungsfaktor des Hilfsstoffes wird f = 1 gesetzt.

3. Cremeschmelzverfahren 4. Protokoll

1. Auswiegen der nach verschiedenen Verfahren hergestellten Suppositorien jeweils in der Reihenfolge des Ausgießens

2. Beurteilung der Gleichförmigkeit der Masse, Vergleich Mittelwert/Sollwert (vollständiges Ausfüllen des Formblattes nur bei einer Charge, Berechnung von Mittelwert und Standardabweichung für alle Chargen)

3. Graphische Darstellung a) Ordinate: % positive und negative Abweichung vom Mittelwert, Abszisse: Nr. des Supp.

b) Rel. Standardabweichung bei den einzelnen Zusätzen (Blockdiagramm)

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XIIId Einfluß der Teilchengröße des Arzneistoffes in medikamentösen Suppositorien und anderer Faktoren auf die Dosierungsgenauigkeit 1. Einführung Beurteilung von Dosierungsgenauigkeit und Verteilung des Arzneistoffes in Abhängigkeit von dessen Teilchengröße und von Herstellungsparametern 2. Substanzen Arzneistoffmodell: NaHCO3 (f = 0,44) (Fraktionen < 100 µm, 140-200 µm) Substanzen: Al-monostearat, Cetylstearylalkohol, Hartfett, koll. Kieselsäure 3. Aufgabenstellung I. Herstellung von Suspensionssuppositorien

Arzneistoffgehalt 0,5 g pro Suppositorium Schmelzen der Grundmasse für 25 Zäpfchen der Fantaschale Suspendieren der berechneten Menge klassierten Arzneistoffes unter Rühren und kontinuierliches Ausgießen der Masse in die Suppositorienformen. Reihenfolge des Ausgießens notieren. Berechnung der erforderlichen Grundmasse für 25 Suppositorien (s. DAC): MN = Grundmasse für n Zäpfchen N = Zahl der Zäpfchen (= 25) _ E = Durchschnittsgewicht eines Zäpfchens aus reiner Grundmasse vorher experimentell bestimmen (für die Bestimmung der Dosierungsgenauigkeit 2 Formen mit ähnlichem Eichwert verwenden) A = Arzneistoffmenge pro Zäpfchen (= 0,5 g) Eines der folgenden Verfahren ist durchzuführen (Rücksprache, 3 Ansätze): 1. Arzneistoff unterschiedlicher Teilchengröße (2 Fraktionen) verwenden Alternativen: 2. Bei unterschiedlichen Gießtemperaturen (z.B. 40 u. 60 °C) ausgießen 3. Zusätze von Suspensionsstabilisatoren (z.B. koll. Kieselsäure)

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4. Protokoll

1. Statistische Beurteilung der Gleichförmigkeit der Masse einzeldosierter Arzneiformen. Vergleich Mittelwert und Sollwert; AB Anforderungen, graphische Auftragung

2. Quantitative titrimetrische Bestimmung der Arzneistoffmasse in zwei verschiedenen Zonen

des jeweils 7. und 14. Zäpfchens (Suppositorienhals und -spitze) mit 0,1 N HCl nach Aufschmelzen der Suppositorien bei 50°C (Vorschrift s. Praktikum Arzneiformenlehre). Berechnung des Arzneistoffgehaltes und der prozentualen Abweichung vom theoretischen Gehalt a) in jeder der 2 Zonen, bezogen auf den theoretischen Gehalt der entsprechenden Zone b) im ganzen Suppositorium, bezogen auf den theoretischen Gesamtwirkstoffgehalt (unter

Berücksichtigung der beim Zerteilen verlorengegangenen Anteile) graphische Darstellung von a) und b) in Blockdiagrammen

Berechnungsbeispiel Sollgehalt Suppositorium z.B. 0,5 g Sollgewicht Suppositorium z.B. 2,5 g ad 2a) Der theoretische Arzneistoffgehalt in jeder Zone wird berechnet aus Sollgehalt und Sollgewicht des Zäpfchens und dem Gewicht der betreffenden Zone. Nach Zerteilen eines Suppositoriums ermittelt man z.B.: Zone Gewicht AS-Masse 1 1,3 g 0,21 g 2 1,1 g 0,25 g

Daraus ergibt sich: ad 2b) theoretischer Gehalt gesamtes Suppositorium

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Leitfaden für das Praktikum HALBFESTE AF Gruppe(A) Wichtig: • Die Reihenfolge der Praktikumstage ist nicht unbedingt chronologisch. • Achten Sie bitte auf den Ablaufplan. • Bitte besprechen Sie die Ergebnisse eines Praktikumstages noch am selben Tag mit dem

betreuenden Assistenten. Anschließend sprechen Sie mit ihm bitte über die Aufgaben des folgenden Praktikumstages.

• Im Leitfaden gestellte Fragen sind im Protokoll zu beantworten! 1. Aufgabe: Emulsionen Beachten Sie das Arbeitsblatt "Herstellung und Beurteilung von Emulsionen" und folgen Sie den Anweisungen des Assistenten. 2. Aufgabe: Suspensionen Beachten Sie das Arbeitsblatt "Suspensionen" und folgen Sie den Anweisungen des Assistenten. 3. Aufgabe: Salbenherstellung • Sie werden sich im Rahmen des Praktikumsabschnitts "Salben" näher mit der

WASSERHALTIGEN HYDROPHILEN SALBE DAB auseinandersetzen. Am Ende dieses Praktikumsteils werden Sie die dabei weitgehend selbständig erarbeiteten Erkenntnisse Ihren Kommilitonen zugänglich machen.

• Informieren sie sich im Arbeitsblatt "Herstellung und Prüfung von Dermatika" über die

Grundlagen der Salbenherstellung. Machen Sie sich dann Gedanken über Konservierung, Verpackung und Haltbarkeit der Salbe. Führen Sie diese (mit Begründung) im Protokoll auf.

• Stellen Sie dann 450g Salbe her. • Stellen Sie darüber hinaus 300.0g der wasserfreien Grundlage her! • Dokumentieren Sie alle Herstellungsschritte auf dem Arbeitsblatt „Herstellung von

Dermatika“. Stellen Sie von beiden Rezepturen je ein geeignetes Prüfmuster für weitergehende Untersuchungen her.

4. Aufgabe: Strukturuntersuchungen • Führen Sie eigene Untersuchungen zur Struktur durch: • Untersuchen Sie Abwaschbarkeit, Anfärbbarkeit (mit hydrophilem und lipophilem Farbstoff).

Zeichnen Sie das mikroskopische Bild (gefärbt/ungefärbt, mit/ohne Polarisationsfilter). Ziehen Sie zum Vergleich auch die wasserfreie Grundlage heran.

• Untersuchen Sie anhand der entsprechenden Arbeitsblätter, wieviel Wasser die Salbe insgesamt aufnehmen kann. Klären Sie die gleiche Frage mit flüssigem Paraffin. Ändert sich beim Einarbeiten von Wasser (bzw. flüssigem Paraffin) die Leitfähigkeit?

• Kontrollieren Sie das Ergebnis nach einem und nach 3 Tagen! • Erläutern Sie kurz die theoretischen Strukturvorstellungen über diese Salbe (mit

Quellenangaben!) und zeichnen Sie sowohl vom wasserhaltigen als auch vom wasserfreien System ein Strukturmodell ( DIN A 4 ).

5. Aufgabe: Suspensionssalben

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• Klären Sie die Frage, was das AB bei der Einarbeitung von fast unlöslichen Substanzen in eine Salbengrundlage empfiehlt. Wie soll eine Suspensionssalbe beschaffen sein ?

• Stellen Sie je 50.0g folgender Paste her (Dokumentation auf dem Arbeitsblatt "Herstellung von

Dermatika"): Zinkoxid 20 Teile Weißes Vaselin 60 Teile

• mit nicht geschmolzenem Vaselin • entsprechend der Vorschrift des Arzneibuchs für die ZINKPASTE DAB • entsprechend der Vorschrift des Arzneibuchs. Geben Sie anschließend das Produkt durch den

Dreiwalzenstuhl. • mit Hilfe des Unguators (nach Absprache mit der Assistenz) • Überlegen Sie, wie Sie die Qualität Ihrer Zubereitungen (insbesondere Partikel-

größenverteilung, Partikelform und Agglomeratbildung) sinnvoll beurteilen können. Geben Sie Ihren makroskopischen und mikroskopischen Eindruck an.

• Stellen Sie je 1 Rückstellmuster Ihrer Proben her! • Ca. 8 Tage später: • Beurteilen Sie die Qualität Ihrer Rückstellmuster. Können Sie Veränderungen beobachten?

Begründen und beurteilen Sie die Herstellungsvorschrift des DAB 10. • Ist es denkbar, diese Vorschrift grundsätzlich für die Herstellung von Pasten zu verwenden oder

ist diese Vorschrift eher als Sonderfall einzustufen? Begründen Sie Ihre Meinung! • Geben Sie die Rezeptur einer Paste an, die nach einer anderen Vorschrift hergestellt wird.

Nennen und beurteilen Sie diese Vorschrift. 6. Aufgabe: Makromoleküle Beachten Sie das Arbeitsblatt "Charakterisierung organischer Makromoleküle: Molgewichtsbestimmung" und folgen Sie den Anweisungen des Assistenten. 7. Aufgabe: Spezielle physikalisch-chemische Untersuchungen an halbfesten Arzneiformen 8.Aufgabe: Ölzahl Beachten Sie das Arbeitsblatt "Prüfung von wasserfreien Gelen" und folgen Sie den Anweisungen des Assistenten. 9. Aufgabe: Inkompatibilitäten • Stellen Sie bitte folgende Rezepturen her: Rp. Ethacridinlactat 0.2 Carbomer 0.1 NaOH 5% 0.6 Aqua purificata ad 20.0

Rp. Ethacridinlactat 0.3 Unguent. emuls. aquos. ad 20.0

Rp. Sulfacetamid-Na monohydrat 0.5 Carbomer 0.1 NaOH 5% 0.6 Aqua purificata ad 20.0

Rp. Parfenac Salbe Ung. Emuls. Aquosum aa ad 20.0

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Rp. Resorcin 1.0 Hydroxyethyl- cellulosegel DAB 10 19.8

• Verwenden Sie das Arbeitsblatt "Inkompatibilitäten" (Dermatika)! • Begründen Sie Ihre beobachteten (oder vermuteten) Inkompatibilitäten. • Machen Sie sinnvolle Vorschläge zur Behebung der Inkompatibilitäten und probieren Sie diese

aus. Protokollieren Sie auch fehlgeschlagene Versuche. • Nennen und erläutern Sie noch drei weitere Typen von Inkompatibilitäten. 10. Aufgabe: Sedimentationsanalyse nach Andreasen Befolgen Sie das zugehörige Arbeitsblatt. 11. Aufgabe: Rheologische Untersuchungen • Bestimmen Sie die rheologischen Eigenschaften der "Wasserhaltigen hydrophilen Salbe" nach

Absprache mit dem Assistenten. Ziehen Sie zum Vergleich die wasserfreie Grundlage heran. Beachten Sie das dazugehörige Arbeitsblatt. Zeichnen Sie die Ergebnisse in zwei Rheogramme (Upm/Skt und D/τ). Beschreiben Sie die verwendete Methode und kommentieren Sie die Ergebnisse.

• Messen Sie an fünf aufeinander folgenden Tagen die Eintauchtiefe mit Hilfe ei-nes Penetrometers. Ist es für die Charakterisierung Ihrer Salbe überhaupt geeignet? Führen Sie die Untersuchung auch mit Ihrer wasserfreien Grundlage durch. Denken Sie daran, daß vor allen rheologischen Prüfungen die Probe mindestens einen Tag im Meßgefäß ruhen muß (warum?).(Da im Allgemeinen nicht genug Salbe für zwei Meßgefäße zur Verfügung steht, können Sie diese Prüfung um einen Tag verschieben.)

• + Kugelfallviskosimeter 12. Aufgabe: 3 - Komponentendreieck Führen Sie den Versuch "3-Komponentendreieck" entsprechend dem Arbeitsblatt mit "Brij 96" durch. Stellen Sie dazu die Mischungen Nr. 1, 3, 5, 7, 9, 10, 12, 13, 15, 17, 18, 19, 20, 22 und 23 her. Diskutieren Sie Ihr Vorgehen vor Beginn Ihrer praktischen Tätigkeiten mit dem Assistenten. 13. Aufgabe: Wasserzahl Beachten Sie das Arbeitsblatt "Prüfung von Absorptionsgrundlagen (Typ W/O) - Wasserzahl" und folgen Sie den Anweisungen des Assistenten 14. Aufgabe: Physikochemische Untersuchungen von Suuppositorien Folgen Sie nach Absprache mit dem Assistenten dem entsprechenden Arbeitsblatt 15. Abschlußbesprechung mit Kurzvortrag 16. Kolloquium

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Leitfaden für das Praktikum Halbfeste AF Gruppe (B) Wichtig: Die Reihenfolge der Aufgaben ist nicht unbedingt chronologisch. Achten Sie bitte

auf den Ablaufplan. Bitte besprechen Sie die Ergebnisse eines Praktikumstages noch am selben Tag mit dem betreuenden Assistenten. Anschließend sprechen Sie mit ihm bitte über die Aufgaben des folgenden Praktikumstages. Im Leitfaden gestellte Fragen sind im Protokoll zu beantworten!

1. Aufgabe: Emulsionen Beachten Sie das Arbeitsblatt "Herstellung und Beurteilung von Emulsionen" und folgen Sie den Anweisungen des Assistenten. 2. Aufgabe: Suspensionen Beachten Sie das Arbeitsblatt "Suspensionen" und folgen Sie den Anweisungen des Assistenten. 3. Aufgabe: Salbenherstellung Sie werden sich im Rahmen des Praktikumsabschnitts "Salben" näher mit der Nicht-IONISCHEN HYDROPHILEN CREME DAB 10 auseinandersetzen. Am Ende dieses Praktikumsteils werden Sie die dabei weitgehend selbständig erarbeiteten Erkenntnisse Ihren Kommilitonen zugänglich machen. Informieren sie sich im Arbeitsblatt "Herstellung und Prüfung von Dermatika" über die Grundlagen der Salbenherstellung. Machen Sie sich dann Gedanken über Konservierung, Verpackung und Haltbarkeit der Salbe. Führen Sie diese (mit Begründung) im Protokoll auf. Stellen Sie dann 450g der Creme und darüberhinaus 300.0g der wasserfreien Grundlage (lassen Sie hierbei auch das Glycerol weg) her! Dokumentieren Sie alle Herstellungsschritte auf dem Arbeitsblatt „Herstellung von Dermatika“. Stellen Sie von beiden Rezepturen je ein geeignetes Prüfmuster für weitergehende Untersuchungen her. 4. Aufgabe: Strukturuntersuchungen Führen Sie eigene Untersuchungen zur Struktur durch: Untersuchen Sie Abwaschbarkeit, Anfärbbarkeit (mit hydrophilem und lipophilem Farbstoff). Zeichnen Sie das mikroskopische Bild (gefärbt/ungefärbt, mit/ohne Polarisationsfilter). Ziehen Sie zum Vergleich auch die wasserfreie Grundlage heran. Untersuchen Sie anhand der entsprechenden Arbeitsblätter, wieviel Wasser die Salbe insgesamt aufnehmen kann. Klären Sie die gleiche Frage mit flüssigem Paraffin. Ändert sich beim Einarbeiten von Wasser (bzw. flüssigem Paraffin) die Leitfähigkeit? Kontrollieren Sie das Ergebnis nach einem und nach 3 Tagen! Erläutern Sie kurz die theoretischen Strukturvorstellungen über diese Salbe (mit Quellenangaben!) und zeichnen Sie sowohl vom wasserhaltigen als auch vom wasserfreien System ein Strukturmodell ( DIN A 4 ). 5. Aufgabe: Suspensionssalben Klären Sie die Frage, was das DAB 10 bei der Einarbeitung von fast unlöslichen Substanzen in eine Salbengrundlage empfiehlt. Wie soll eine Suspensionssalbe beschaffen sein? Bearbeiten Sie folgende Rezeptur:

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Rp. Lidocain HCl 10.0 Vaselin alb. ad 50.0 Stellen Sie je 50.0g der Rezeptur her a) durch Verreiben der beiden Substanzen ohne Erwärmen b) durch Einarbeiten des Lidocain-HCls in geschmolzenes Vaselin c) Lidocain-HCl zunächst mit Paraff. subl. anreiben, dann mit Vaselin ohne Anwendung von Wärme verarbeiten d) Lidocain-HCl zunächst in kleinstmöglicher Menge Ethanol (an-)lösen, dann in geschmolzenes Vaselin einarbeiten e) mit Hilfe des Unguators (nach Absprache mit der Assistenz) Dokumentieren Sie alle Herstellungsschritte auf dem Arbeitsblatt "Herstellung von Dermatika". Überlegen Sie, wie Sie die Qualität Ihrer Zubereitungen (insbesondere Partikel-größenverteilung, Partikelform, Agglomeratbildung) sinnvoll beurteilen können. Geben Sie Ihren makroskopischen und mikroskopischen Eindruck an. Stellen Sie je 1 Rückstellmuster Ihrer Proben her ! Ca. 8 Tage später: Beurteilen Sie die Qualität Ihrer Rückstellmuster. Können Sie Veränderungen beobachten? Beschreiben und begründen Sie, wie die Suspensions-salbe am sinnvollsten hergestellt wird. Nehmen Sie Stellung zu folgenden Fragen: • In welchen Fällen ist es möglich, Suspensionssalben unter Anwendung von Wärme herzustellen

? • Wann ist es sinnvoll, den Wirkstoff vor Einarbeitung in die Grundlage in einem geeigneten

Lösungsmittel zu lösen? Welche Eigenschaften muß dieses Lösungsmittel aufweisen ? Begründen Sie Ihre Antworten ! 6. Aufgabe: Makromoleküle Beachten Sie das Arbeitsblatt "Charakterisierung organischer Makromoleküle: Molgewichtsbestimmung" und folgen Sie den Anweisungen des Assistenten. 7. Aufgabe: Spezielle physikalisch-chemische Untersuchungen an halbfesten Arzneiformen 8.Aufgabe: Ölzahl Beachten Sie das Arbeitsblatt "Prüfung von waserfreien Gelen" und folgen Sie den Anweisungen des Assistenten. 9. Aufgabe: Inkompatibilitäten Stellen Sie bitte folgende Rezepturen her: Rp. Chlorkresol 1.0 Nichtionische wasserhaltige hydroph. Salbe ad 20.0 Rp. Sulfacetamid-Na Monohydrat 0.5 Carbomer 0.1 NaOH 5% 0.6 Aqua pur. ad 20.0

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Rp. Acidum Salicylicum 1.0

Polyacrylatgel ad 20.0 Rp. Thesit 1.0 Eucerin cum aqua ad 20.0 Rp. Tannin 0.5 Hydroxyethylcellulosegel Ph. Eur. ad 20.0 Verwenden Sie das Arbeitsblatt "Inkompatibilitäten" (Dermatika)! Begründen Sie Ihre beobachteten (oder vermuteten) Inkompatibilitäten. Machen Sie sinnvolle Vorschläge zur Behebung der Inkompatibilitäten und probieren Sie diese aus. Protokollieren Sie auch fehlgeschlagene Versuche. Nennen und erläutern Sie noch drei weitere Typen von Inkompatibilitäten. 10. Aufgabe: Sedimentationsanalyse nach Andreasen Befolgen Sie das zugehörige Arbeitsblatt. 11. Aufgabe: Rheologische Untersuchungen Bestimmen Sie die rheologischen Eigenschaften der „nichtionischen hydrophilen Creme“ nach Absprache mit dem Assistenten. Ziehen Sie zum Vergleich die wasserfreie Grundlage heran. Beachten Sie das dazugehörige Arbeitsblatt. Zeichnen Sie die Ergebnisse in zwei Rheogramme (Upm/Skt und D/τ). Beschreiben Sie verwendete Methoden und kommentieren Sie die Ergebnisse. Messen Sie die an fünf aufeinander folgenden Tagen die Eintauchtiefe mit Hilfe ei-nes Penetrometers. Ist es für die Charakterisierung Ihrer Salbe überhaupt geeignet? Führen Sie die Untersuchung auch mit Ihrer wasserfreien Grundlage durch. Denken Sie daran, daß vor allen rheologischen Prüfungen die Probe mindestens einen Tag im Meßgefäß ruhen muß (warum?).(Da im allgemeinen nicht genug Salbe für zwei Meßgefäße zur Verfügung steht, können Sie diese Prüfung um einen Tag verschieben.) + Kugelfallviskosimeter 12. Aufgabe: 3 - Komponentendreieck Führen Sie den Versuch "3-Komponentendreieck" entsprechend dem Arbeitsblatt mit "Brij 96" durch. Stellen Sie dazu die Mischungen Nr. 1, 3, 5, 7, 9, 10, 12, 13, 15, 17, 18, 19, 20, 22 und 23 her. Diskutieren Sie Ihr Vorgehen vor Beginn Ihrer praktischen Tätigkeiten mit dem Assistenten. 13. Aufgabe: Wasserzahl Beachten Sie das Arbeitsblatt "Prüfung von Absorptionsgrundlagen (Typ W/O) - Wasserzahl" und folgen Sie den Anweisungen des Assistenten 14. Aufgabe: Physikochemische Untersuchungen von Suuppositorien Folgen Sie nach Absprache mit dem Asistenten dem entsprechenden Arbeitsblatt 15. Abschlußbesprechung mit Kurzvortrag 16. Kolloquium

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Leitfaden für das Praktikum Halbfeste AF Gruppe (C) Wichtig: Die Reihenfolge der Praktikumstage ist nicht unbedingt chronologisch. Achten Sie

bitte auf den Ablaufplan. Bitte besprechen Sie die Ergebnisse eines Praktikumstages noch am selben Tag mit dem betreuenden Assistenten. Anschließend sprechen Sie mit ihm bitte über die Aufgaben des folgenden Praktikumstages. Im Leitfaden gestellte Fragen sind im Protokoll zu beantworten!

1. Aufgabe: Emulsionen Beachten Sie das Arbeitsblatt "Herstellung und Beurteilung von Emulsionen" und folgen Sie den Anweisungen des Assistenten. 2. Aufgabe: Suspensionen Beachten Sie das Arbeitsblatt "Suspensionen" und folgen Sie den Anweisungen des Assistenten. 3. Aufgabe: Salbenherstellung Sie werden sich im Rahmen des Praktikumsabschnitts "Salben" näher mit der BASISCREME DAC auseinandersetzen. Am Ende dieses Praktikumsteils werden Sie die dabei weitgehend selbständig erarbeiteten Erkenntnisse Ihren Kommilitonen zugänglich machen. Informieren sie sich im Arbeitsblatt "Herstellung und Prüfung von Dermatika" über die Grundlagen der Salbenherstellung. Machen Sie sich dann Gedanken über Konservierung, Verpackung und Haltbarkeit der Salbe. Führen Sie diese (mit Begründung) im Protokoll auf. Stellen Sie dann 350.0g Basiscreme und darüberhinaus 300.0g der wasserfreien Grundlage her! Ersetzen sie bei der wasserfreien Grundlage Propylenglykol durch mittelkettige Triglyceride. Dokumentieren Sie alle Herstellungsschritte auf dem Arbeitsblatt „Herstellung von Dermatika“. Stellen Sie von beiden Rezepturen je ein geeignetes Prüfmuster für weitergehende Untersuchungen her. 4. Aufgabe: Strukturuntersuchungen Führen Sie eigene Untersuchungen zur Struktur der Basiscreme durch: Untersuchen Sie Abwaschbarkeit, Anfärbbarkeit (mit hydrophilem und lipophilem Farbstoff). Zeichnen Sie das mikroskopische Bild (gefärbt/ungefärbt, mit/ohne Polarisationsfilter). Ziehen Sie zum Vergleich auch die wasserfreie Grundlage heran. Untersuchen Sie anhand der entsprechenden Arbeitsblätter, wieviel Wasser die Salbe insgesamt aufnehmen kann. Klären Sie die gleiche Frage mit flüssigem Paraffin. Ändert sich beim Einarbeiten von Wasser (bzw. flüssigem Paraffin) die Leitfähigkeit? Kontrollieren Sie das Ergebnis nach einem und nach 3 Tagen! Erläutern Sie kurz die theoretischen Strukturvorstellungen über diese Salbe (mit Quellenangaben!) und zeichnen Sie sowohl vom wasserhaltigen als auch vom wasserfreien System ein Strukturmodell ( DIN A 4 ). 5. Aufgabe: Suspensionssalben Klären Sie die Frage, was das DAB 10 bei der Einarbeitung von fast unlöslichen Substanzen in eine Salbengrundlage empfiehlt. Wie soll eine Suspensionssalbe beschaffen sein ? Bearbeiten Sie folgende Rezeptur: Rp. Acid. sal. 3.0 Vaselin. alb. ad 50.0

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Stellen Sie je 50.0g der Rezeptur her 1. durch Verreiben der beiden Substanzen ohne Erwärmen 2. durch Verreiben der beiden Substanzen ohne Erwärmen. Geben Sie an-schließend das Produkt

durch den Dreiwalzenstuhl 3. durch Einarbeiten der Salicylsäure in geschmolzenes Vaselin 4. durch Verreiben der Salicylsäure mit der kleinstmöglichen Menge Parrafin subl., dann Zusatz

von Vaselin 5. Salicylsäure zunächst in kleinstmöglicher Menge Ethanol (an-)lösen, dann in geschmolzenes

Vaselin einarbeiten. Dokumentieren Sie alle Herstellungsschritte auf dem Arbeitsblatt "Herstellung von Dermatika". Überlegen Sie, wie Sie die Qualität Ihrer Zubereitungen (insbesondere Partikel-größenverteilung, Partikelform, Agglomeratbildung) sinnvoll beurteilen können. Geben Sie Ihren makroskopischen und mikroskopischen Eindruck an. Stellen Sie je 1 Rückstellmuster Ihrer Proben her! Ca. 8 Tage später: Beurteilen Sie die Qualität Ihrer Rückstellmuster. Können Sie Veränderungen beobachten? Beschreiben und begründen Sie, wie die Suspensionssalbe am sinnvollsten hergestellt wird. Nehmen Sie Stellung zu folgenden Fragen: • In welchen Fällen ist es möglich, Suspensionssalben unter Anwendung von Wärme

herzustellen? • Wann ist es sinnvoll, den Wirkstoff vor Einarbeitung in die Grundlage in einem geeigneten

Lösungsmittel zu lösen? Welche Eigenschaften muß dieses Lösungsmittel aufweisen? Begründen Sie Ihre Antworten!

6. Aufgabe: Makromoleküle Beachten Sie das Arbeitsblatt "Charakterisierung organischer Makromoleküle: Molgewichtsbestimmung" und folgen Sie den Anweisungen des Assistenten. 7. Aufgabe: Spezielle physikalisch-chemische Untersuchungen an halbfesten Arzneiformen 8.Aufgabe: Ölzahl Beachten Sie das Arbeitsblatt "Prüfung von wasserfreien Gelen" und folgen Sie den Anweisungen des Assistenten. 9. Aufgabe: Inkompatibilitäten Stellen Sie bitte folgende Rezepturen her: Rp. Chlorkresol 1.0 Hydroxyethylcellulosegel Ph. Eur. ad 20.0 Rp. Chlorhexidindigluconat 0.2 Ungt. emuls. aquos. ad 20.0 Rp. Ethacridinlactat 0.2 Carboxymethylcellulosegel ad 20.0

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Rp. Urea pura 2.0 Unguent. emuls. aquos. Eucerin c. aqua aa ad 20.0 Rp. Parfenac Creme 10.0 Eucerin c. aqua ad 20.0 Rp. Diphenhydramin-HCl 0.2 Carbomergel ad 20.0 Rp. Kaliumiodid 2.0 Macrogol Ointment BP 88 ad 20.0 Verwenden Sie das Arbeitsblatt "Inkompatibilitäten" (Dermatika)! Begründen Sie Ihre beobachteten (oder vermuteten) Inkompatibilitäten. Machen Sie sinnvolle Vorschläge zur Behebung der Inkompatibilitäten und probieren Sie diese aus. Protokollieren Sie auch fehlgeschlagene Versuche. Nennen und erläutern Sie noch drei weitere Typen von Inkompatibilitäten. 10. Aufgabe: Sedimentationsanalyse nach Andreasen Befolgen Sie das zugehörige Arbeitsblatt. 11. Aufgabe: Rheologische Untersuchungen Bestimmen Sie die Viskosität der Basiscreme DAC nach Absprache mit dem Assistenten. Vergleichen Sie die Ergebnisse mit einer weiteren Salbengrundlage. Zeichnen Sie Ihre Werte in zwei Rheogramme (Upm/Skt und D/τ). Beschreiben Sie die verwendete Methode und kommentieren Sie die Ergebnisse. Messen Sie an fünf aufeinander folgenden Tagen die Eintauchtiefe mit Hilfe ei-nes Penetrometers. Ist es für die Charakterisierung Ihrer Salbe überhaupt geeignet? Führen Sie die Untersuchung auch mit Ihrer wasserfreien Grundlage durch. Denken Sie daran, daß vor allen rheologischen Prüfungen die Probe mindestens einen Tag im Meßgefäß ruhen muß (warum?).(Da im allgemeinen nicht genug Salbe für zwei Meßgefäße zur Verfügung steht, können Sie diese Prüfung um einen Tag verschieben.) + Kugelfallviskosimeter 12. Aufgabe: 3 - Komponentendreieck Führen Sie den Versuch "Phasendreieck" entsprechend dem Arbeitsblatt mit "Brij 96" durch. Stellen Sie dazu die Mischungen Nr. 1, 3, 5, 7, 9, 10, 12, 13, 15, 17, 18, 19, 20, 22 und 23 her. Diskutieren Sie Ihr Vorgehen vor Beginn Ihrer praktischen Tätigkeiten mit dem Assistenten. 13. Aufgabe: Wasserzahl Beachten Sie das Arbeitsblatt "Prüfung von Absorptionsgrundlagen (Typ W/O) - Wasserzahl" und folgen Sie den Anweisungen des Assistenten 14. Aufgabe: Physikochemische Untersuchungen von Suppositorien Folgen Sie nach Absprache mit dem Assistenten dem entsprechenden Arbeitsblatt 15. Abschlußbesprechung mit Kurzvortrag 16. Kolloquium

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Leitfaden für das Praktikum Halbfeste AF Gruppe (D) Wichtig: Die Reihenfolge der Aufgaben ist nicht unbedingt chronologisch. Achten Sie bitte


1. Aufgabe: Emulsionen Beachten Sie das Arbeitsblatt "Herstellung und Beurteilung von Emulsionen" und folgen Sie den Anweisungen des Assistenten. 2. Aufgabe: Suspensionen Beachten Sie das Arbeitsblatt "Suspensionen" und folgen Sie den Anweisungen des Assistenten. 3. Aufgabe: Salbenherstellung Sie werden sich im Rahmen des Praktikumsabschnitts "Salben" näher mit der WASSERHALTIGEN WOLLWACHSALKOHOLSALBE DAB 10 auseinandersetzen. Am Ende dieses Praktikumsteils werden Sie die dabei weitgehend selbständig erarbeiteten Erkenntnisse Ihren Kommilitonen zugänglich machen. Informieren sie sich im Arbeitsblatt "Herstellung und Prüfung von Dermatika" über die Grundlagen der Salbenherstellung. Machen Sie sich dann Gedanken über Konservierung, Verpackung und Haltbarkeit der Salbe. Führen Sie diese (mit Begründung) im Protokoll auf. Stellen Sie dann 550.0g der Salbe und darüberhinaus 350g der wasserfreien Grundlage her! Dokumentieren Sie alle Herstellungsschritte auf dem Arbeitsblatt „Herstellung von Dermatika“. Stellen Sie von beiden Rezepturen je ein geeignetes Prüfmuster für weitergehende Untersuchungen her. 4. Aufgabe: Strukturuntersuchungen Führen Sie eigene Untersuchungen zur Struktur der Wasserhaltigen Wollwachsalkoholsalbe durch: Untersuchen Sie Abwaschbarkeit, Anfärbbarkeit (mit hydrophilem und lipophilem Farbstoff). Zeichnen Sie das mikroskopische Bild (gefärbt/ungefärbt, mit/ohne Polarisationsfilter). Ziehen Sie zum Vergleich auch die wasserfreie Grundlage heran. Untersuchen Sie anhand der entsprechenden Arbeitsblätter, wieviel Wasser die Salbe insgesamt aufnehmen kann. Klären Sie die gleiche Frage mit flüssigem Paraffin. Ändert sich beim Einarbeiten von Wasser (bzw. flüssigem Paraffin) die Leitfähigkeit? Kontrollieren Sie das Ergebnis nach einem und nach 3 Tagen! Erläutern Sie kurz die theoretischen Strukturvorstellungen über diese Salbe (mit Quellenangaben!) und zeichnen Sie sowohl vom wasserhaltigen als auch vom wasserfreien System ein Strukturmodell ( DIN A 4 ). 5. Aufgabe: Suspensionssalben Klären Sie die Frage, was das DAB 10 bei der Einarbeitung von fast unlöslichen Substanzen in eine Salbengrundlage empfiehlt. Wie soll eine Suspensionssalbe beschaffen sein ? Bearbeiten Sie folgende Rezeptur: Rp. Urea pura 3.0 Euc. c. aqua ad 30.0

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Stellen Sie je 50.0g der Rezeptur her a) durch Verreiben der beiden Substanzen ohne Erwärmen b) durch Lösen des Harnstoffs im Wasseranteil, dann Zusatz der entsprechenden Menge Eucerin anhydricum c) durch Lösen des Harnstoffs im geschmolzenen Eucerin cum aqua d) mit Hilfe des Unguators (nach Rücksprache mit der Assistenz) Dokumentieren Sie alle Herstellungsschritte auf dem Arbeitsblatt "Herstellung von Dermatika". Protokollieren Sie auffällige Beobachtungen während der Salbenherstellung. Überlegen Sie, wie Sie die Qualität Ihrer Zubereitungen (insbesondere Partikelgrößenverteilung, Partikelform, Agglomeratbildung) sinnvoll beurteilen können. Geben Sie Ihren makroskopischen und mikroskopischen Eindruck an. Stellen Sie je 1 Rückstellmuster Ihrer Proben her! Ca. 8 Tage später: Beurteilen Sie die Qualität Ihrer Rückstellmuster. Können Sie Veränderungen beobachten? Beschreiben und begründen Sie, wie die die Suspensionssalbe am sinnvollsten hergestellt wird. Nehmen Sie Stellung zu folgenden Fragen: • In welchen Fällen ist es möglich, Suspensionssalben unter Anwendung von Wärme

herzustellen? • Wann ist es sinnvoll, den Wirkstoff vor Einarbeitung in die Grundlage in einem geeigneten

Lösungsmittel zu lösen? Welche Eigenschaften muß dieses Lösungsmittel aufweisen? Begründen Sie Ihre Antworten!

6. Aufgabe: Makromoleküle Beachten Sie das Arbeitsblatt "Charakterisierung organischer Makromoleküle: Molgewichtsbestimmung" und folgen Sie den Anweisungen des Assistenten. 7. Aufgabe: Spezielle physikalisch-chemische Untersuchungen an halbfesten Arzneiformen 8.Aufgabe: Ölzahl Beachten Sie das Arbeitsblatt "Prüfung von waserfreien Gelen" und folgen Sie den Anweisungen des Assistenten. 9. Aufgabe: Inkompatibilitäten Stellen Sie bitte folgende Rezepturen her: Rp. Acidum salicylicum 0.8 Neribas Creme 5.0 Eucerin cum aqua ad 20.0

Rp. Thesit 2.0 Eucerin cum aqua ad 20.0 Rp. Perubalsam 2.0 Eucerin cum aqua ad 20.0 Rp. Ethacridinlactat 0.2 Unguent. emulsificans aquosum ad 20.0

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Rp. Zinksulfat 0.4 Carbomer 0.1 NaOH 5% 0.6 Aqua pur. ad 20.0 Rp. Chlorhexidindigluconat 0.3 Carboxymethylcellulosegel ad 20.0 Verwenden Sie das Arbeitsblatt "Inkompatibilitäten" (Dermatika)! Begründen Sie Ihre beobachteten (oder vermuteten Inkompatibilitäten. Machen Sie sinnvolle Vorschläge zur Behebung der Inkompatibilitäten und probieren Sie diese aus. Protokollieren Sie auch fehlgeschlagene Versuche. Nennen und erläutern Sie noch drei weitere Typen von Inkompatibilitäten. 10. Aufgabe: Sedimentationsanalyse nach Andreasen Befolgen Sie das zugehörige Arbeitsblatt. 11. Aufgabe: Rheologische Untersuchungen Bestimmen Sie die Viskosität der "Wasserhaltigen Wollwachsalkoholsalbe DAB 10" nach Absprache mit dem Assistenten. Ziehen Sie zum Vergleich die wasserfreie Grundlage heran. Zeichnen Sie die Ergebnisse in zwei Rheogramme (Upm/Skt und D/τ). Beschreiben Sie die verwendete Methode und kommentieren Sie die Ergebnisse. Messen Sie an fünf aufeinander folgenden Tagen die Eintauchtiefe mit Hilfe ei-nes Penetrometers. Ist es für die Charakterisierung Ihrer Salbe überhaupt geeignet? Führen Sie die Untersuchung auch mit Ihrer wasserfreien Grundlage durch. Denken Sie daran, daß vor allen rheologischen Prüfungen die Probe mindestens einen Tag im Meßgefäß ruhen muß (warum?).(Da im allgemeinen nicht genug Salbe für zwei Meßgefäße zur Verfügung steht, können Sie diese Prüfung um einen Tag verschieben.) + Kugelfallviskosimeter 12. Aufgabe: 3 - Komponentendreieck Führen Sie den Versuch "3-Komponentendreieck" entsprechend dem Arbeitsblatt mit "Brij 96" durch. Stellen Sie dazu die Mischungen Nr. 1, 3, 5, 7, 9, 10, 12, 13, 15, 17, 18, 19, 20, 22 und 23 her. Diskutieren Sie Ihr Vorgehen vor Beginn Ihrer praktischen Tätigkeiten mit dem Assistenten. 13. Aufgabe: Wasserzahl Beachten Sie das Arbeitsblatt "Prüfung von Absorptionsgrundlagen (Typ W/O) - Wasserzahl" und folgen Sie den Anweisungen des Assistenten 14. Aufgabe: Physikochemische Untersuchungen von Suuppositorien Folgen Sie nach Absprache mit dem Asistenten dem entsprechenden Arbeitsblatt 15. Abschlußbesprechung mit Kurzvortrag 16. Kolloquium

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Leitfaden für das Praktikum HALBFESTE AF Gruppe (E) Wichtig: Die Reihenfolge der Aufgaben ist nicht unbedingt chronologisch. Achten Sie bitte


1. Aufgabe: Emulsionen Beachten Sie das Arbeitsblatt "Herstellung und Beurteilung von Emulsionen" und folgen Sie den Anweisungen des Assistenten. 2. Aufgabe: Suspensionen Beachten Sie das Arbeitsblatt "Suspensionen" und folgen Sie den Anweisungen des Assistenten. 3. Aufgabe: Salbenherstellung Sie werden sich im Rahmen des Praktikumsabschnitts "Salben" näher mit einer abgewandelten Rezeptur der Wasserhaltigen Hydrophilen Salbe nach AB auseinandersetzen. Ersetzen Sie hierbei das Na-Cetylstearylsulfat durch den gleichen Anteil Cetrimid. Das Produkt soll als Kationische Creme, die wasserfreie Form als Kationische Salbe bezeichnet werden. Am Ende dieses Praktikumsteils werden Sie die dabei weitgehend selbständig erarbeiteten Erkenntnisse Ihren Kommilitonen zugänglich machen. Informieren sie sich im Arbeitsblatt "Herstellung und Prüfung von Dermatika" über die Grundlagen der Salbenherstellung. Machen Sie sich dann Gedanken über Konservierung, Verpackung und Haltbarkeit der Salbe. Führen Sie diese (mit Begründung) im Protokoll auf. Stellen Sie dann je 300g Kationische Creme und Salbe her. Dokumentieren Sie alle Herstellungsschritte auf dem Arbeitsblatt „Herstellung von Dermatika“. Stellen Sie von beiden Rezepturen je ein geeignetes Prüfmuster für weitergehende Untersuchungen her. 4. Aufgabe: Strukturuntersuchungen Führen Sie eigene Untersuchungen zur Struktur durch: Untersuchen Sie Abwaschbarkeit, Anfärbbarkeit (mit hydrophilem und lipophilem Farbstoff). Zeichnen Sie das mikroskopische Bild (gefärbt/ungefärbt, mit/ohne Polarisationsfilter). Ziehen Sie zum Vergleich auch die wasserfreie Grundlage heran. Untersuchen Sie anhand der entsprechenden Arbeitsblätter, wieviel Wasser die Salbe insgesamt aufnehmen kann. Klären Sie die gleiche Frage mit flüssigem Paraffin. Ändert sich beim Einarbeiten von Wasser (bzw. flüssigem Paraffin) die Leitfähigkeit? Kontrollieren Sie das Ergebnis nach einem und nach 3 Tagen! Erläutern Sie kurz die theoretischen Strukturvorstellungen über diese Salbe (mit Quellenangaben!) und zeichnen Sie sowohl vom wasserhaltigen als auch vom wasserfreien System ein Strukturmodell ( DIN A 4 ).

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5. Aufgabe: Suspensionssalben Klären Sie die Frage, was das DAB 10 bei der Einarbeitung von fast unlöslichen Substanzen in eine Salbengrundlage empfiehlt. Wie soll eine Suspensionssalbe beschaffen sein ? Stellen Sie je 50g WEICHE ZINKPASTE DAB 10 her: Rp. Zinkoxid 15.0 Dickfl. Paraffin 20.0 Weißes Vaselin 10.0 gebleichtes Wachs 5.0 a) Entsprechend der Vorschrift des Arzneibuches. b) Entsprechen der Vorschrift des Arzneibuches. Geben Sie das Produkt anschließend über den

Dreiwalzenstuhl. c) Lipophile Bestandteile zusammen aufschmelzen und kaltrühren. Zinkoxid (250) mit einem Teil

der kalten Grundlage anreiben, dann den Rest der Grundlage einarbeiten. d) Lipophile Bestandteile zusammen aufschmelzen und kaltrühren. Zinkoxid (250) mit dem

Unguator (nach Absprache mit der Assistenz) einarbeiten. Dokumentieren Sie alle Herstellungsschritte auf dem Arbeitsblatt "Herstellung von Dermatika". Überlegen Sie, wie Sie die Qualität Ihrer Zubereitungen (insbesondere Partikel-größenverteilung, Partikelform, Agglomeratbildung) sinnvoll beurteilen können. Geben Sie Ihren makroskopischen und mikroskopischen Eindruck an. Stellen Sie je 1 Rückstellmuster Ihrer Proben her! Ca. 8 Tage später: Beurteilen Sie die Qualität Ihrer Rückstellmuster. Können Sie Veränderungen beobachten? Begründen und beurteilen Sie die Herstellungsvorschrift des DAB 10. Ist es denkbar, diese Vorschrift grundsätzlich für die Herstellung von Pasten zu verwenden oder ist diese Vorschrift eher als Sonderfall einzustufen? Begründen Sie Ihre Meinung! Geben Sie die Rezeptur einer Paste an, die nach einer anderen Vorschrift hergestellt wird. Beurteilen Sie diese Vorschrift. 6. Aufgabe: Makromoleküle Beachten Sie das Arbeitsblatt "Charakterisierung organischer Makromoleküle: Molgewichtsbestimmung" und folgen Sie den Anweisungen des Assistenten. 7. Aufgabe: Spezielle physikalisch-chemische Untersuchungen an halbfesten Arzneiformen 8.Aufgabe: Ölzahl Beachten Sie das Arbeitsblatt "Prüfung von waserfreien Gelen" und folgen Sie den Anweisungen des Assistenten. 9. Aufgabe: Inkompatibilitäten Stellen Sie bitte folgende Rezepturen her: Rp. Sulfacetamid-Na. 2.0 Carbomergel ad 20.0 Rp. Kaliumiodid 3.0 Unguent.polyeth. ad 20.0

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Rp. Urea pura 1.0 Ung. Emul. Aqu. Neribas Salbe aa ad 20.0 Rp. Zinksulfat 0.6 Carbomer 0.1 NaOH 5% 0.6 Aqua pur. ad 20.0 Rp. Ethacridinlactat 0.4 Unguent.emulsif.aquos. ad 20.0 Verwenden Sie das Arbeitsblatt "Inkompatibilitäten" (Dermatika)! Begründen Sie Ihre beobachteten (oder vermuteten) Inkompatibilitäten. Machen Sie sinnvolle Vorschläge zur Behebung der Inkompatibilitäten und probieren Sie diese aus. Protokollieren Sie auch fehlgeschlagene Versuche. Nennen und erläutern Sie noch drei weitere Typen von Inkompatibilitäten. 10. Aufgabe: Sedimentationsanalyse nach Andreasen Befolgen Sie das zugehörige Arbeitsblatt. 11. Aufgabe Rheologische Untersuchungen Bestimmen Sie die Viskosität der kationischen Creme und der kationischen Salbe. Zeichnen Sie die Ergebnisse sowohl einzeln als auch zusammen in Rheogramme (Upm/Skt und D/τ). Kommentieren Sie die Ergebnisse. Messen Sie an fünf aufeinander folgenden Tagen die Eintauchtiefe mit Hilfe eines Penetrometers. Ist es für die Charakterisierung Ihrer Salbe überhaupt geeignet? Führen Sie die Untersuchung auch mit Ihrer wasserfreien Grundlage durch. Denken Sie daran, daß vor allen rheologischen Prüfungen die Probe mindestens einen Tag im Meßgefäß ruhen muß (warum?).(Da im Allgemeinen nicht genug Salbe für zwei Meßgefäße zur Verfügung steht, können Sie diese Prüfung um einen Tag verschieben.) + Kugelfallviskosimeter 12. Aufgabe: 3 - Komponentendreieck Führen Sie den Versuch "3 - Komponentendreieck " entsprechend dem Arbeitsblatt mit "Brij 96" durch. Stellen Sie dazu die Mischungen Nr. 1, 3, 5, 7, 9, 10, 12, 13, 15, 17, 18, 19, 20, 22 und 23 her. Diskutieren Sie Ihr Vorgehen vor Beginn Ihrer praktischen Tätigkeiten mit dem Assistenten. 13. Aufgabe: Wasserzahl Beachten Sie das Arbeitsblatt "Prüfung von Absorptionsgrundlagen (Typ W/O) - Wasserzahl" und folgen Sie den Anweisungen des Assistenten 14. Aufgabe: Physikochemische Untersuchungen von Suppositorien Folgen Sie nach Absprache mit dem Assistenten dem entsprechenden Arbeitsblatt 15. Abschlußbesprechung mit Kurzvortrag 16. Kolloquium

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