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Aus dem Institut für Tierernährung
der Tierärztlichen Hochschule Hannover
Kurz- und mittelfristige Effekte
der intermittierenden Applikation
von humanem Parathormon hPTH (1-37)
auf den Calcium-, Phosphor- und Knochenstoffwechsel
beim Pferd
INAUGURAL-DISSERTATION
zur Erlangung des Grades einer
DOKTORIN DER VETERINÄRMEDIZIN
(Dr. med. vet.)
durch die Tierärztliche Hochschule Hannover
Vorgelegt von
KRISTINA VON SCHEIDT aus Neunkirchen / Saar
Hannover 2004
Wissenschaftliche Betreuung: Univ.-Prof. Dr. M. Coenen
1. Gutachter: Univ.-Prof. Dr. med. vet. M. Coenen
2. Gutachter: Prof. Dr. sc. agr. Dr. habil. Dr. h.c. F. Ellendorff
Tag der mündlichen Prüfung: 25.Mai 2004
Meiner Familie
und Lars
Inhaltsverzeichnis
Kapitel Seite
I. Einleitung 13
II. Schrifttum 14
1 Funktion des Knochens 14
2 Arten des Knochengewebes 16
3 Struktur des Knochengewebes 17
4 Zusammensetzung des Knochens 18
5 Entwicklung des Knochens 23
6 Untersuchungsmethoden des Knochenstoffwechsels 27
6.1 Bildgebende Verfahren 27
6.2 Biochemische Verfahren 28
6.2.1 Marker der Knochenformation 28
6.2.2 Marker der Knochenresorption 31
6.3 Einflussfaktoren auf die Knochenmarker beim Pferd 34
6.3.1 Circadianrhythmik 34
6.3.2 Alter 34
6.3.3 Rasse und Typ 35
6.3.4 Geschlecht 35
6.3.5 Training 36
7 Calcium-Homöostase 39
7.1 Verteilung von Calcium im Körper 39
7.2 Rolle von Phosphor im Organismus 43
7.3 Parathormon 44
7.3.1 Biosynthese und Sekretion 44
7.3.2 Wirkungsmechanismus 45
7.3.3 Parathormon beim Pferd 50
7.4 Einflussfaktoren auf die Parathormonkonzentrationen beim Pferd 53
8 Erfahrungen in der PTH-Applikation 59
9 Zusammenfassung 65
III. Material und Methoden 66
1 Ziel des Versuches 66
2 Aufbau des Versuches 66
2.1 Überprüfung der Circadianrhythmik 66
2.2 Verträglichkeit der Applikation von hPTH 67
2.3 Kurz- und mittelfristige Effekte der täglichen hPTH-Applikation 67
3 Versuchstiere 68
3.1 Versuch zur Circadiarhythmik 68
3.2 Überprüfung der Verträglichkeit 69
3.3 Untersuchung der kurz- und mittelfristigen Effekte der hPTH-Gabe 70
4 Durchführung des Versuches 74
4.1 Versuch zur Circadianrhythmik 74
4.2 Versuch zur Verträglichkeit 75
4.3 Kurz- und mittelfristige Effekte der hPTH-Applikation 76
5 Probenaufbereitung 79
5.1 Blutproben 79
5.2 Harnproben 79
5.3 Kotproben 79
5.4 Futtermittelproben 80
6 Analyse biochemischer und endokrinologischer Parameter 81
6.1 pH-Wert 82
6.2 Ionisiertes Calcium 82
6.3 Gesamtcalcium 82
6.4 Anorganisches Phosphat/ Phosphor 83
6.5 Intaktes Parathormon 84
6.6 Carboxyterminales Telopeptid des Typ I-Kollagens (ICTP) 85
6.7 Carboxyterminales Propeptid des Typ I-Prokollagens (PICP) 86
6.8 Osteocalcin (OC) 87
7 Statistische Auswertung 89
8 Darstellung der Ergebnisse 90
IV. Ergebnisse 91
1 Circadiane Rhythmik und postprandiale Effekte 91
1.1 Intaktes Parathormon 91
1.2 Osteocalcin 92
1.3 Carboxyterminales Propeptid des Typ I-Prokollagens (PICP) 93
1.4 Carboxyterminales Telopeptid des Typ I-Kollagens (ICTP) 94
1.5 Gesamtcalcium 95
1.6 Ionisiertes Calcium 96
1.7 Anorganisches Phosphat 97
2 Untersuchung zur Verträglichkeit von hPTH (1-37) 98
2.1 Verträglichkeit von hPTH (1-37) in Bezug auf Veränderungen im
Allgemeinbefinden und lokale Reaktionen auf die Injektion 98
2.2 Intaktes Parathormon 98
2.3 Osteocalcin 100
2.4 Carboxyterminales Propeptid des Typ I-Prokollagens (PICP) 101
2.5 Carboxyterminales Telopeptid des Typ I-Kollagens (ICTP) 102
2.6 Gesamtcalcium 103
2.7 Ionisiertes Calcium 104
2.8 Anorganisches Phosphat 105
3 Kurz- und mittelfristige Effekte der hPTH-Applikation 106
3.1 Intaktes Parathormon 106
3.2 Osteocalcin 108
3.3 Carboxyterminales Propeptid des Typ I-Prokollagens (PICP) 110
3.4 Carboxyterminales Telopeptid des Typ I-Kollagens (ICTP) 113
3.5 Gesamtcalcium 116
3.6 Ionisiertes Calcium 119
3.7 Anorganisches Phosphat 124
3.8 Calcium-Bilanz 126
3.9 Phosphor-Bilanz 128
3.10 Übersicht über die behandlungsbedingten Veränderungen
der gemessenen Parameter im Blut 131
V. Diskussion 133
1 Kritik der Methoden 133
1.1 Pferde, Fütterung, Haltung 133
1.2 Versuchsdurchführung 138
1.3 Auswahl der Untersuchungsparameter 142
2 Diskussion der Ergebnisse 144
2.1 Circadiane Rhythmik und postprandiale Kinetik 144
2.2 Regulation des Ca-P-Haushaltes unter PTH-Applikation 149
2.3 Einfluss der hPTH-Gabe auf Ca, P, PTH und Knochenmarker im Blut als
Indikatoren für den Knochenstoffwechsel 154
3 Abschließende Betrachtungen 163
VI. Zusammenfassung 164
VII. Summary 168
VIII. Literaturverzeichnis 171
IX. Anhang 210
Abkürzungsverzeichnis
AP Alkalische Phosphatase
ATP Adenosin-Triphosphat
ATPase Adenosin-Triphosphatase
BAP Bone-specific Alkaline Phosphatase
Ca Calcium
Cae2+ extrazelluläre Calciumionen
Cai2+ intrazelluläre Calciumionen
CaR Calcium-sensitive Rezeptoren
Cbfa1 Core binding factor alpha
Cl- Chlorid-Anionen
CTx C-terminales Desoxypyridinolin
DE Digestable Energy
D-Pyr Desoxypyridinoline
EDTA Ethyldiamintetracetat
ELISA Enzyme-Linked Immun-Sorbent-Assay
FGF Fibroblast Growth Factor
GABA Gamma-Amino-Buttersäure
GH Wachstumshormon
H+ Wasserstoff-Ionen
HPLC High Pressure Liquid Chromatography
HPTH humanes Parathormon
I Jod
ICTP Carboxyterminales Telopeptid des Typ I-Kollagens
IGF1 Insulin-like Growth Factor 1
IGF2 Insulin-like Growth Factor 2
IGF-BP Insulin-like Growth Factor-Binding Proteins
IgG Immunglobulin G
IL-1 Interleukin 1
IL-6 Interleukin 6
IL-11 Interleukin 11
K Kalium
KM Körpermasse
m Männlich
M-CSF Macrophage-Colony Stimulating Factor
Mg Magnesium
Mge2+ extrazelluläre Magnesiumionen
MJ Megajoule (106 Joule)
MMP Matrix-Metalloproteinase
Na Natrium
NaCl Natriumchlorid (=Kochsalz)
NF-κB Nuclear Factor kappaB
Npt2 Natrium-Phosphat-Cotransporter
NTx N-terminales Desoxypyridinolin
OB Osteoblast
OC Osteocalcin
OK Osteoklast
OPG Osteoprotegerin
P Phosphor
PDGF Platelet-Derived Growth Factor
PGE2 Prostaglandin E2
PICP carboxyterminales Propeptid des Typ I-Kollagens
PINP aminoterminales Propeptid des Typ I-Kollagens
PTH Parathormon
PTHrP Parathyroid Hormone-related Protein
PTH1R PTH-Rezeptor 1
PTH2R PTH-Rezeptor 2
PTH3R PTH-Rezeptor 3
RANK Rezeptor Aktivator NF-κB
RANKL Rezeptor Aktivator des NF-κB-Liganden
RIA Radio-Immuno-Assay
TGFα Transforming growth Factor alphaa
TGFβ Transforming growth Factor beta
TH Schilddrüsenhormon
TNF Tumor Nekrose Faktor
TRAP Tartratresistente saure Phosphatase
TS Trockensubstanz
U Units (=Einheiten)
uS ursprüngliche Substanz
VEGF Vascular Endothelial Growth Factor
vRp verdauliches Rohprotein
w Weiblich
I Einleitung
13
I Einleitung
In der Humanmedizin werden bereits seit einiger Zeit erfolgreich synthetisch hergestellte
Fragmente von Parathormon eingesetzt, um eine Verbesserung der Knochendichte und
eine erhöhte Stabilität des Knochens zu erlangen. Eine anabole Wirkung der
intermittierenden Applikation dieser Hormonfragmente auf den Knochenstoffwechsel
wurde bislang in zahlreichen Studien an Ratten, Mäusen, Hunden, Affen und Menschen
nachgewiesen (PODBESEK et al. 1983, DEMPSTER et al. 1993, SHEN et al. 1993,
MENG et al. 1996, LANE et al. 1998, BROMMAGE et al. 1999, ZHOU et al. 2001).
Pferde, die nach einer Krankheit oder einer Erholungsphase wieder antrainiert werden,
erfahren eine beachtliche Beanspruchung des passiven wie auch des aktiven
Bewegungsapparates, die zunächst mit einer transienten Abnahme der Knochendichte
einhergeht (NIELSEN et al. 1997). Eine Abnahme der Knochendichte kann auch nach
einer längerfristigen Corticosteroidgabe beobachtet werden (CANALIS 1996,
WEINSTEIN et al. 1998). Mit einer lokalisierten verminderten Knochendichte
einhergehend, sind bei Pferden die Podotrochlose sowie die Sesamoidose nicht selten als
Lahmheitsursache diagnostizierbar. Zum heutigen Zeitpunkt kann ein Abbau des
Knochens nur teilweise pro- bzw. metaphylaktisch durch den Einsatz von Biphosphonaten
vermieden bzw. therapiert werden, wobei die Wirksamkeit von Biphosphonaten auf den
Knochenstoffwechsel bisher in nur wenigen Studien beschrieben wird (DENOIX et al.
2003).
Ziel dieser Studie war es daher, zu überprüfen, inwieweit eine Anwendbarkeit dieser
Hormonapplikation auch beim Pferd möglich ist. Untersucht wurde neben der allgemeinen
Verträglichkeit der täglichen subcutanen Injektion von hPTH (1-37) auch die Reaktion des
Knochenstoffwechsels auf die Hormongabe. Dabei wurden einerseits die kurzfristigen
Effekte der hPTH-Applikation beleuchtet, andererseits wurden auch die mittelfristigen
Effekte beobachtet. Ein Einfluss auf die Calcium- und Phosphorbilanz wurde im Rahmen
der Untersuchung der mittelfristigen Effekte der Hormongabe berücksichtigt.
II Schrifttum
14
II Schrifttum
In diesem Abschnitt werden die bisherigen Erfahrungen der Applikation von humanem PTH
(hPTH 1-34) in der Humanmedizin beschrieben. Verschiedene endogene und exogene
Faktoren, die eine Wirkung beeinflussen können, werden näher erläutert. Um die Funktion
von Parathormon als Hormon besser zu veranschaulichen, wird zunächst ein Überblick über
den Knochenaufbau, den Knochenstoffwechsel und die Calcium- und Phosphor- Homöostase
gegeben.
1 Funktion des Knochens
Der Knochen hat eine schützende wie auch stützende Funktion im Körper. Er dient zum
Schutz lebenswichtiger innerer Organe, als Quelle für anorganische Ionen und nimmt
dabei aktiv am Calcium-Stoffwechsel teil.
Die Hauptbedeutung des Knochens liegt in der Funktion als passive Komponente des
Bewegungsapparates in Form einer mechanischen Unterstützung der Muskelaktivität. Auf
ihn wirken durch Ansatz von Sehnen und Bändern, aber auch durch die Belastung
während der Bewegung, mechanische Kräfte. Auf diese Beanspruchung reagiert der
Knochen mit einem komplexen Mechanismus. Knochengewebe ist aus physiologischer
Sicht ein dynamisches Gewebe. Am Knochen finden permanent aufbauende und
resorptive Prozesse zur Ausreifung des Skeletts und Anpassung an die mechanischen
Belastungen statt. Hormone und verschiedenen Faktoren ermöglichen eine Abstimmung
von Knochenaufbau und –abbau. Dies bezeichnet man als Coupling.
Eine große Bedeutung kommt dem Skelett auch bei der Regulation des
Calciumstoffwechsels und der Hämatopoese zu, die u.a. von den Auf- und
Abbauprozessen beeinflusst werden (DUCY et al. 2000).
Ein Überblick über die Wechselbeziehungen des Knochengewebes als mechanisches
Stützorgan und metabolisches Stoffwechselorgan gibt Abbildung 1.
II Schrifttum
15
Coupling
: exogene und metabolische Einflüsse auf den Knochenbau
: fördernde Wirkung hormoneller Substanzen
: Regulation des Calciumspiegels im Blut
Abb. 1: Schema der Wechselbeziehungen des Knochengewebes als mechanisches Stütz-
und metabolisches Stoffwechselorgan
Knochengewebe
Mechanisches Stützorgan
Metabolisches Stoffwechselorgan
Knochenbau
Knochenaufbau Knochenabbau
Regulation des Calciumspiegels im Blut
Resorption von Calcium im Darm
Regulation des Calciumspiegels durch diverse Faktoren, u.a. Parathormon, Calcitriol und Calcitonin
Exkretion von Calcium über Niere
Vitamin D (Calcitriol)
Parathormon
Calcitonin
II Schrifttum
16
2 Arten des Knochengewebes
Zwei Arten von Knochengewebe können histologisch unterschieden werden. Sie weisen
eine qualitativ gleichwertige zelluläre, kollagenfaserige und mineralisierte
Zusammensetzung auf, divergieren aber in der Quantität dieser Bestandteile.
Geflechtknochen (Faserknochen)
Der Geflecht- oder Faserknochen kann vereinfacht als verknöchertes Bindegewebe
angesehen werden, das überall dort auftritt, wo über längere Zeit durch Zug und Druck
mechanische Kräfte einwirken.
Der Geflechtknochen zeichnet sich durch eine locker organisierte, schwammartige
Struktur aus. Eine Anordnung der Osteozyten in der knöchernen Matrix ist nicht
ersichtlich. Die fein- und grobfibrillären Kollagenfaserbündel durchziehen ohne eine
besondere Verlaufsrichtung in einem unregelmäßigen Geflecht die geformte
Grundsubstanz (LIEBICH 1993).
Lamellenknochen
Dicht gepackte Kollagenfibrillen formen regelmäßig geschichtete, konzentrische oder
parallele Lamellen, die streng nach statisch-funktionellen Gesichtspunkten orientiert sind.
Die strukturelle Grundlage des Lamellenknochens ist das Osteon (Havers-System).
Ein mit mesenchymalem Bindegewebe gefüllter Zentralkanal (Havers-Kanal), der ein
kleines Gefäß und vegetative Nerven beinhaltet, sowie eine unterschiedliche Anzahl
konzentrischer Knochenlamellen (Havers-Lamellen) bilden ein Osteon. Diese Lamellen
werden von parallel angeordneten kollagenen Fasern und einer mineralisierten
Knochenmatrix gebildet. Dabei ändert sich von Lamelle zu Lamelle die Verlaufsrichtung
der Kollagenfasern, so dass eine scherengitterartige Struktur entsteht. Anliegende
Lamellensysteme treten durch Querverbindungen untereinander in Verbindung (LIEBICH
1993).
II Schrifttum
17
3 Struktur des Knochengewebes
Morphologisch kann man zwei Knochenschichten, die außen liegende Substantia
compacta bzw. Substantia corticalis und die innere Substantia spongiosa, unterscheiden,
beide divergieren in Aufbau und Funktion.
Die Metaphyse bei Röhrenknochen besteht nur aus der die Markhöhle umschließenden
starken Substantia compacta, während die Knochenenden von einem dünnen
Knochenmantel (Substantia corticalis) überzogen werden. Darunter befindet sich eine an
einen feinporigen Schwamm erinnernde Substanz, die Substantia spongiosa. Das in ihr
befindliche Hohlraumsystem stellt sekundäre Markhöhlen dar und kommuniziert mit der
Markhöhle des Mittelstücks. Die Spongiosastruktur entspricht in allen Knochen der
jeweiligen Beanspruchung des betreffenden Knochens und zeigt trajektoriellen Aufbau.
Die Hauptaufgabe des Substantia spongiosa liegt in der Funktion als Reservoir für
Calcium-Ionen. Die Substantia compacta besitzt vorwiegend mechanische und schützende
Funktion im Organismus, nimmt aber auch an der Regulation des Calciumstoffwechsels
als Speicher für Calcium-Ionen teil.
Der Knochen wird mit Ausnahme der Gelenkknorpel und vieler Muskelansätze
vollständig von der Knochenhaut (Periost) umgeben.
Das Periost ist eine bindegewebige Hülle, die sensible Nervenfasern und ein dichtes Netz
an Blut- und Lymphgefäßen zur metabolischen Versorgung des Knochens enthält. Sie ist
aus zwei Schichten, der äußeren Faserhaut (Stratum fibrosum) und der inneren zellreichen
Kambiumschicht (Stratum cambium) aufgebaut. Das Stratum cambium beherbergt
pluripotente mesenchymale Stammzellen, die innerhalb von sechs Wochen neues
Knochengewebe bilden können. Dies passiert z.B. beim Knochenwachstum, bei
sämtlichen physiologischen Umbauvorgängen und nach Knochenbrüchen (LIEBICH
1993).
II Schrifttum
18
4 Zusammensetzung des Knochens
Extrazelluläre Matrix
Der Knochen besteht zu 30 % aus einer organischen Grundsubstanz, die durch
Einlagerung von Calciumsalzen stabilisiert wird. Von den kristallinen Salzen werden
vorrangig Calcium und Phosphor als Hydroxylapatit im Knochen unter zellulärer
Kontrolle eingelagert, zum Teil wird das Calcium auch durch Natrium oder Magnesium
ersetzt. Diese Fraktion der anorganischen Bestandteile stellt 70 % der extrazellulären
Matrix. Diese nadelförmigen Kristalle lagern sich entlang der scherengitterartig
angeordneten Kollagenfibrillen an und bedingen so die Härte des Knochens.
95% der organischen Grundsubstanz wird von Typ I-Kollagen gestellt, die restlichen 5 %
bestehen aus Proteoglykanen und einigen nicht-kollagenen Proteinen wie z.B.
Osteocalcin, Osteonektin, oder anderen Proteinen. Diese Glykoproteine und
Proteoglykane weisen einen anionischen Charakter auf und besitzen eine hohe
Bindungskapazität, was für die Kalzifizierung des Knochens und die Fixierung der
Hydroxylapatitkristalle an den Kollagenfasern von sehr großer Bedeutung ist. Diese
organischen Bestandteile werden auch als Osteoid bezeichnet.
Osteoblasten
Osteoblasten sind vollständig ausdifferenzierte Zellen, die aus pluripotenten
mesenchymalen Stammzellen entstehen. Ihre Differenzierung erfolgt innerhalb kurzer Zeit
und unterliegt komplexen, z.T. noch unbekannten Steuerungsmechanismen, wobei der
Core binding factor alpha (Cbfa1) als Transkriptionsfaktor in Untersuchungen an
humanen Zellkulturen eine wichtige Stellung in der Proliferation einnimmt (LEE et al.
1999, WANG et al. 1999). Eine Beteiligung an ihrer Bildung ist bisher den osteotropen
Hormonen wie Parathormon und Vitamin D-Hormon, aber auch anderen Faktoren, von
denen einige in Tabelle 1 dargestellt sind, nachgewiesen worden.
II Schrifttum
19
Tabelle 1: Übersicht über wichtige regulierende Faktoren der Osteoblastogenese
Faktoren Untersuchte
Spezies
Art der Beeinflussung Literaturquelle
Wachstumsfaktoren
(z. B. PDGF, FGF,
TGFβ, VEGF, Cbfa-1)
Mensch
Osteoblastogenese ↑
LEE et al. (1999)
KHAN et al. (2000)
RODAN (1998)
Interferon α Mensch Osteoprogenitorzellen ↓ OREFFO et al.
(1998)
Glukokortikoide
(z. B. Dexamethason,
Prednisolon, etc.)
Maus
Osteoblastogenese ↓
WEINSTEIN et al.
(1999)
Prostaglandin E2
Mensch
Rekrutierung
mesenchymaler
Stammzellen zu
Osteoblasten-
Vorläuferzellen ↑
SCUTT und
BERTRAM (1995)
Parathormon Ratte, Maus
ständige Exposition:
Osteoblastogenese ↓
Intermittierende Exposition:
Osteoblastogenese ↑
BELLOWS et al.
(1990)
CALVI et al. (2001)
↑: Steigerung der Aktivität
↓: Senkung der Aktivität
PDGF: Platelet-derived growth factor FGF: Fibroblast growth factor
TGFβ: Transforming growth factor beta VEGF: Vascular endothelial growth factor
Cbfa-1: Core binding factor alpha
II Schrifttum
20
Die Entwicklung von humanen Osteoblasten ist in drei Phasen gegliedert. Die erste Phase
ist die Proliferationsphase und durch die Synthese von Prokollagen vom Typ I
gekennzeichnet. Während der folgenden etwa zehntägigen Reifungsphase ist die Aktivität
der membrangebundenen alkalischen Phosphatase deutlich erhöht. Die abschließende
Mineralisationsphase ist durch eine erhöhte Exkretion an calciumbindenden Proteinen,
wie z.B. Osteocalcin, charakterisiert (STEIN et al. 1990). Nach Beendigung der
Entwicklung wandeln sie sich zu Osteozyten um.
Osteoblasten sind verantwortlich für die Bildung der extrazellulären Matrix, indem sie
Vorstufen von Typ I-Kollagen und nicht-kollagene Proteine sezernieren. Weiterhin dienen
sie der Regulation der Mineralisierung des Knochens, wobei hier der Mechanismus noch
nicht vollständig bekannt ist.
Zellen der Osteoblastogenese nehmen auch eine wichtige Stellung in der Differenzierung
von Osteoklasten ein. Die Kontrolle der Synthese von Osteoprotegerin (OPG) und des
Rezeptor-Aktivators des NF-κB Liganden (RANKL) ermöglicht hierbei bei Mäusen und
Menschen eine Steuerung der Osteoklastendifferenzierung (HORWOOD et al. 1998,
SUDA et al. 1999, KANZAWA et al. 2000), da sich beide kompetitiv an den
aktivierenden Rezeptor Nuclear factor kappaB (NF-κB) der Osteoklasten binden.
Osteozyten
Diese Knochenzellen entstehen durch Ausreifung von Osteoblasten und befinden sich
eingeschlossen in der Knochenmatrix. Ihr Verantwortungsbereich liegt im Fortbestehen
des Knochens. Ihr Potential umfasst nicht nur die Produktion von Knochensubstanz,
sondern sie können auch in begrenztem Umfang resorbieren.
Die funktionale Kapazität der Osteozyten kann leicht von ihrer Struktur abgeleitet werden.
Matrix-produzierende Osteozyten haben die Osteoblasten-typischen Organellen.
Osteolytische Osteozyten enthalten lysosomale Vakuolen und andere Phagozytose-
typische Einrichtungen.
II Schrifttum
21
Bei den Säugetieren besetzt jeder Osteozyt einen Platz in der Knochenstruktur, der als
Lakune bezeichnet wird. Er sendet filopodiale Fortsätze durch Canaliculi aus, um mit
benachbarten Zellen in Form von gap junctions in Kontakt zu treten.
Wegen der begrenzten Nährstoff- und Metaboliten-Diffusion durch die Matrix erlauben
die filopodialen Verbindungen die Kommunikation zwischen benachbarten Osteozyten,
internen und externen Oberflächen des Knochens und mit Blutgefäßen, die die Matrix
durchqueren (DOTY 1981, LIEBICH 1993).
Durch ihre Lokalisation erfüllen die Osteozyten mit ihrem kanalikulären System
Aufgaben, die dem Aufspüren von Umwandlungen des Knochenbaus, die durch Einfluss
mechanischer Kräfte verursacht worden sind, dienen. Eine Wahrnehmung dieser
Änderungen führt zu einer Veränderung in der Knochenstärke. Gleichfalls können
Osteozyten bei Mäusen auch stressinduzierte Mikroschäden des Knochens wahrnehmen
(PARFITT et al. 1996), und ihr Zelltod kann bei Ratten durch lagespezifische Signale ihre
Reparatur veranlassen (VERBORGT et al. 2000).
Osteoklasten
Mammale Osteoklasten sind große, vielkernige Zellen, die durch Zusammenschluss
mehrerer Vorläuferzellen der Monozyten-Makrophagen-Linie entstehen. Diese
Verschmelzung erfolgt als Reaktion auf Anwesenheit von
knochenresorptionsinduzierenden Faktoren, wie 1,25-dihydroxy-Vitamin D3 (TAKEDA et
al. 1999), Parathormon (PTH) (LIU et al.1998), Prostaglandin E2 (PGE2) (SAKUMA et al.
2000) und Interleukin 11 (IL-11). Zur Differenzierung der Osteoklasten ist ein Zell-zu-
Zell-Kontakt zwischen Osteoblasten und den Osteoklastenvorläuferzellen erforderlich
(UDAGAWA et al. 1999). In Studien mit murinen Zellkulturen wurde nachgewiesen, dass
an den Osteoklasten selbst keine PTH-Rezeptoren vorhanden sind, sondern dass eine
Aktivierung dieser Zellen nur über Osteoblasten möglich ist (LIU et al. 1998, OKADA et
al. 2002).
II Schrifttum
22
Der morphologische Aufbau aktiver Osteoklasten von Ratten und Hühnern weist drei
spezifische Membranzonen auf. Die an das zu resorbierende Material angrenzende
Membran weist eine Vielzahl an Ausstülpungen der Oberfläche auf und wird als
Resorptionszone bezeichnet. Umschlossen wird diese durch eine sogenannte Siegelzone,
die den engen Kontakt zum Untergrund herstellt. Die dritte Zone ist der Bereich der
Basalmembran (LAKKAKORPI et al. 1989).
Zur Erfüllung ihrer Hauptaufgabe, dem Abbau von Knochensubstanz, besitzen die
Osteoklasten mit Enzymen gefüllte Vakuolen. Als Enzyme sind dabei u.a. tartratresistente
saure Phosphatase (TRAP), Matrix-Metalloproteinase (MMP) und Kathepsine (v.a.
Kathepsin B, Kathepsin K und Kathepsin L) bei Ratten, Kaninchen und Menschen
vorhanden (GOTO et al. 1994, INAOKA et al. 1995, SATO et al. 1997, HALLEEN et al.
1999).
In der Resorptionszone der Osteoklasten wurden in Untersuchungen von BLAIR et al.
(1989), BEKKER und GAY (1990a) und VÄÄNÄNEN et al. (1990) an Zellkulturen
verschiedener Säugetiere Protonenpumpen, die hauptsächlich vom vakuolären ATPase-
Typ waren, nachgewiesen. Diese Protonenpumpen sind für die Senkung des pH-Wertes in
den Resorptionslakunen zuständig. Durch den sauren pH-Wert werden die Mineralstoffe
im Knochen gelöst und eine Resorption kann stattfinden (SUNDQUIST und MARKS
1995).
II Schrifttum
23
5 Entwicklung des Knochens
Wachstum und Knochenaufbau (Modeling)
Zwei verschiedene Typen der Knochenbildung werden unterschieden, die desmale
Ossifikation und die chondrale Ossifikation.
Die Bildung des Knochens erfolgt bei der desmalen Ossifikation durch direkte
Differenzierung der mesenchymalen Stammzellen zu Osteoblasten, welche dann Typ I-
Kollagen und nicht-kollagene Proteine absondern und zu Osteozyten transformieren.
Diese Form ist nur bei der Entstehung von Geflechtknochen bedeutend.
Im Zuge der chondralen Ossifikation werden zunächst Chondroblasten aktiv, die sich
ebenfalls aus mesenchymalen Stammzellen entwickeln. Diese bilden knorpelige
Vorstrukturen, die später durch Knochen ersetzt werden. Um den Osteoblasten die
Knochenbildung zu ermöglichen, muss der Knorpel vorher durch Chondroklasten
abgebaut werden (LIEBICH 1993).
Im Wachstum erfolgt die chondrale Ossifikation in bestimmten Wachstumszonen, der
Diaphyse, Epiphyse und Epiphysenfuge, um bereits die Aufgaben des Knochens zu
übernehmen, aber noch flexibel in Längen- und Dickenzunahme zu sein. Nach Abschluss
des Wachstums schließen sich diese Zonen durch Verknöcherung.
Knochenformation findet primär durch die matrix-produzierenden Osteoblasten statt.
Nach Synthese von Prokollagen und dessen Aktivierung zu Typ-I-Kollagen sowie Abgabe
von nicht kollagenen Proteinen wird diese neuentstandene Matrix durch Einlagerung von
kristallinen Salzen stabilisiert. Der Knochen reift aus und übernimmt mechanische und
metabolische Funktion (LIEBICH 1993).
Eine Vielzahl an Hormonen und hormonähnlichen Substanzen ist an der
Knochenformation beteiligt. Eine Übersicht über bedeutende Faktoren mit ihrer
entsprechenden Wirkung gibt Tabelle 2.
II Schrifttum
24
Tabelle 2: Übersicht über Signalstoffe des Knochenaufbaus mit ihrer Wirkung
Substanz Untersuchte
Spezies Bedeutung Literaturquelle
PTH, PTHrP Ratte
Bei intermittierender
Einwirkung
Knochenformationsrate ↑
DEMPSTER et al.
(1993), MORLEY
et al. (1997)
Calcitonin Mensch Osteolyserate ↓
Knochenformationsrate ↑
BAUD und
BOIVIN (1978)
GH, IGF1 Maus,
Mensch
Längenwachstum der
Knochen ↑
LARON et al.
(1966),
ROSENFELD et al.
(1994), ZHOU et al.
(1997), SJOGREN
et al. (2000)
TH Mensch
Direkte Wirkung und
durch Freisetzung von GH
und IGF1:
Knochenformationsrate ↑
WEISS und
REFETOFF (1996)
Östrogene Mensch Erhaltung der
Knochenmasse
RICKARD et al.
(1999)
Vitamin D Mensch Mineralisation
extrazellulärer Matrix ↑
BOYAN et al.
(1989)
↑: Förderung des Prozesses
↓: Verlangsamung des Prozesses
PTH: Parathormon PTHrP: Parathyroid Hormone-related Protein
GH: Wachstumshormon IGF1: Insulin-like growth factor 1
TH: Schilddrüsenhormon
II Schrifttum
25
Knochenabbau
Knochenresorption findet in mehreren Schritten statt. Zuerst kommt es zu einer lokalen
Ansäuerung der Knochensubstanz durch Abgabe von Wasserstoff-Protonen (H+), Chlorid-
Anionen (Cl-) und lysosomalen Enzymen, wie z.B. der tartratresistenten sauren
Phosphatase und Proteinen, wobei sich das kristalline Hydroxyapatit löst und
abtransportiert wird (FALLON et al. 1984, BARON et al. 1985). Im Anschluss daran wird
das organische Material mittels Proteasen abgebaut, wobei hier Kathepsin K und Matrix-
Metalloproteinase 9 (MMP-9) als wichtigste Enzyme zu nennen sind (TEZUKA et al.
1994, INAOKA et al. 1995, DRAKE et al. 1996, LITTLEWOOD-EVANS et al. 1997).
Die wichtigsten der am Knochenabbau beteiligten Signalstoffe sind in Tabelle 3
dargestellt.
Tabelle 3: Übersicht über einige Signalstoffe des Knochenabbaus mit ihrer Wirkung
Substanz Untersuchte
Spezies Bedeutung Literaturquelle
PTH Ratte
Bei permanenter
Einwirkung
Knochenresorptionsrate ↑
DEMPSTER et al.
(1993), MORLEY
et al. (1997)
Glukokortikoide Maus,
Mensch
Knochenformationsrate ↓
Osteoblastogenese ↓
Osteoblasten- und
Osteozytenapoptose ↑
CANALIS (1996),
WEINSTEIN et al.
(1998)
TGFβ Maus Knochenformationsrate ↓ SERRA et al.
(1999)
↑: Förderung des Prozesses
↓: Verlangsamung des Prozesses
PTH: Parathormon TGFβ: Transforming growth factor beta
II Schrifttum
26
Knochenumbau (Remodeling)
Das Remodeling findet hauptsächlich von den Oberflächen (Periost und Endost) her statt.
Knochenabbau und Knochenaufbau sind über Hormone und Kopplungsfaktoren
aufeinander abgestimmt, was man als Coupling bezeichnet. Ein schematischer Überblick
über den Knochenumbau mit den daran beteiligten Zellen und Signalen wird in Abbildung
2 gegeben.
OKOB
H+ Proteasen
CalciumOsteocalcinHydroxyprolin
IGF-1IGF-2IGF-BPs
OsteocalcinBAPPICPMatrix
TGF-B
AktivierungGH, IL-1, PTH, IL-6
OPGRANK
RANKL
M-CSFIL-1, IL-6, IL-11
TNF, TGF-BNTx Ctx
D-Pyr
Kollagen
Abbildung 2: Schematischer Überblick über das Remodeling mit den Signalen
D-Pyr: Desoxypyridinoline OB: Osteoblast NTx: N-terminales Desoxypyridinolin OK: Osteoklast CTx: C-terminales Desoxypyridinolin OPG: Osteoprotegerin IGF-1: Insulin-like growth factor 1 GH: Growth Hormone IGF-2: Insulin-like growth factor 2 IL-1: Interleukin 1 IGF-BP: Insulin-like growth factor binding proteins IL-6: Interleukin 6 RANK: Rezeptor-Aktivator NF-κB IL-11: Interleukin 11 RANKL: Rezeptor-Aktivator des NF-κB Liganden PTH: Parathormon TGF-B: Transcription growth factor TNF: Tumor-Nekrose-Faktor M-CSF: Macrophage-colony stimulating factor BAP: bone-specific alkaline phosphatase PICP: carboxyterminales Propeptid des Typ I-Kollagens
II Schrifttum
27
6 Untersuchungsmethoden des Knochenstoffwechsels
Da Knochen ein zeitlebens dynamisches Gewebe ist, finden ständig Auf- und
Abbauprozesse statt, welche durch verschiedene endogene und exogene Faktoren
gesteuert werden. Da mit der Abnahme des Knochenmineralgehaltes beim Pferd - ähnlich
wie beim Menschen- auch ein Verlust der Stabilität des Knochens einhergeht, kommt
diesem Zustand auch hier besondere Bedeutung zu (LAWRENCE et al. 1994).
Invasive wie auch nicht-invasive Verfahren ermöglichen es, einen Überblick über die
Qualität eines Knochens zu erhalten.
Bei den nicht-invasiven Verfahren kommen bildgebende Verfahren und die Analyse
biochemischer Knochenstoffwechsel-Parameter zum Einsatz.
6.1 Bildgebende Verfahren
Um Aussagen über die Knochenmineraldichte (BMD, bone mineral density) und den
Knochenmineralgehalt treffen zu können, werden diverse bildgebende diagnostische
Verfahren eingesetzt.
In der Humanmedizin finden dabei radiographische Photometrie, digitale Lumineszenz-
Radiographie, Szintigraphie, Photonen-Absorptiometrie, Magnetspinresonanz,
quantitative Computertomographie, konventionelles und digitales Röntgen, Messung der
Ultraschalltransmissionsgeschwindigkeit und Single- oder Dual-Röntgen-Absorptiometrie
Anwendung.
Beim Pferd steht vor allem das konventionelle bzw. digitale Röntgen im Vordergrund,
aber auch die Ultrasonographie wird häufig in der Diagnostik angewendet.
II Schrifttum
28
6.2 Biochemische Verfahren
Durch die ständigen Umbauvorgänge am und im Knochen kommt es zur Ausschüttung
der als Knochenmarker bezeichneten Substanzen. Dies sind u.a. Enzyme der im Knochen
befindlichen Zellen und Matrixkomponenten, die während der Umbauvorgänge in den
Blutkreislauf abgegeben werden (PRICE 1998). Bei diesen biologischen Prozessen
nehmen die sich in den Knochen befindlichen Osteoblasten, Osteozyten und Osteoklasten
eine zentrale Stellung ein (SEIBEL et al. 1993).
Unterschieden wird bei den Knochenmarkern in charakteristische Marker des
Knochenaufbaus, sogenannte Formationsmarker, und Marker des Knochenabbaus, die
sogenannten Resorptionsmarker. Da sie die momentane Stoffwechsellage des Knochens
widerspiegeln, kann ihre Kombination Auskunft über derzeit am Knochen ablaufende
Vorgänge geben (DELMAS 1995).
Der Knochenstoffwechsel lässt sich einfach und nicht-invasiv durch Messung von
Knochenmarkern verfolgen (DELMAS 1995), was ein steigendes Interesse für den
Einsatz von Knochenmarkern bei Pferden weckt.
Seit einiger Zeit hat sich in der Forschung die Anwendung der Messung von
Knochenmarkern in Blut und Urin bei Pferden etabliert. Dazu wurde die Verwendbarkeit
von vielen primär humanmedizinisch angewandten Assays bei Pferden überprüft und
bestätigt (PRICE 1998). Es existieren aber noch keine pferdespezifischen Tests mit
entsprechend homologen Antikörpern.
6.2.1 Marker der Knochenformation
• Osteocalcin (bone gla protein)
Osteocalcin ist ein nicht-kollagenes Protein der Knochenmatrix, welches aus 49
Aminosäureresten aufgebaut ist und ein Molekulargewicht von 5800 Dalton besitzt. Die
Bildung von Osteocalcin durch Osteoblasten wird durch 1,25-Dihydroxy-Vitamin D
kontrolliert und seine posttranslationale Modifikation ist Vitamin K-abhängig (SEIBEL et
al. 1993).
II Schrifttum
29
Osteocalcin vermag nach Modifikation an drei Stellen durch die Aminosäure γ-
Carboxyglutaminsäure Hydroxylapatit in der extrazellulären Matrix zu binden, wodurch
ihm eine wichtige Rolle bei der Mineralisation der Knochenmatrix zukommt (SEIBEL et
al. 1997b).
Die Synthese von Osteocalcin erfolgt ausschließlich von Osteoblasten in der Phase der
Matrixmineralisation, und aus diesem Grund dient es als spezifischer Marker für die
osteoblastische Aktivität und Ossifikationsstörungen. Etwa 80% des neu synthetisierten
Osteocalcins werden direkt nach der Freisetzung in die Knochenmatrix eingebaut, das
verbleibende Osteocalcin gelangt in die Blutzirkulation und ist dort immunoquantitativ
nachweisbar (SEIBEL et al. 1993). Osteocalcin unterliegt im Blut zum Teil einer
Proteolyse, so dass intaktes Osteocalcin wie auch verschiedene Fragmente von
Osteocalcin auftreten (GUNDBERG und WEINSTEIN 1986). Zusätzlich vermuten
GUNDBERG et al. (2000) auch Osteoblasten selbst als Quelle für Osteocalcin-
Fragmente.
Die Plasma-Halbwertszeit von Osteocalcin beträgt beim Menschen etwa 20 Minuten. Die
Hauptausscheidung findet in der Niere durch glomeruläre Filtration und Degradation statt.
• Propeptide des Typ-I-Kollagens
Von den Osteoblasten wird eine Vorstufe des Typ-I-Kollagens, das sogenannte
Prokollagen vom Typ I, synthetisiert. Diese Vorstufe verhindert durch Verlängerung des
eigentlichen Typ-I-Kollagens mit sogenannten Propeptiden am carboxyterminalen (PICP)
sowie am aminoterminalen Ende (PINP) eine vorzeitige Aggregation zu
Kollagenfibrillen. Zur Aktivierung des Prokollagens zu Kollagen werden die an den
Enden befindlichen Propeptide durch spezifische extrazelluläre Endoproteinasen
abgespalten und in die Zirkulation freigesetzt. Diese Propeptide können zur quantitativen
Bestimmung der Kollagen-Typ-I-Synthese herangezogen werden, da sie in direktem
Verhältnis (1:1) zu dem neugebildeten Typ-I-Kollagen stehen (SEIBEL et al. 1993).
II Schrifttum
30
Carboxyterminales Propeptid vom Typ-I-Kollagen (PICP)
PICP ist ein globuläres Glykoprotein aus drei Polypeptidketten, das durch Disulfid-
Brücken stabilisiert wird und ein Molekulargewicht von etwa 100000 Dalton besitzt. Es
hat eine Halbwertszeit von 6-8 Minuten und wird in den Endothelzellen der Leber durch
eine Mannose-6-Phophatase-Rezeptor-vermittelte Endozytose aufgenommen
(SMEDSRØD et al. 1990). Ist PICP einmal sezerniert, kann es nicht mehr für den
weiteren Knochenaufbau genutzt werden.
Aminoterminales Propeptid vom Typ-I-Kollagen (PINP)
PINP ist ein teils globuläres, teils tripel-helikales Protein mit einem Molekulargewicht
von ungefähr 35000 Dalton. Es zirkuliert hauptsächlich als intaktes trimeres Molekül,
aber vereinzelt können auch Monomere auftreten (BRANDT et al. 1999). Das intakte
Molekül wird durch Vermittlung über Rezeptoren in den Endothelzellen der Leber
aufgenommen (KIVIRRIKO und MYLLYLA 1980).
Da PINP zum Teil wieder in die Knochenstruktur eingebaut wird, ist es als Marker nicht
so zuverlässig wie PICP.
Beim Pferd ist PINP als Knochenformationsmarker nicht etabliert.
• Alkalische Phosphatase (AP)
Die AP gehört zu einer Gruppe von membranständigen Enzymen (LOW und SALTIEL
1988) und ist ubiquitär verteilt, wobei aber die Kohlenhydrat-Seitenketten des Enzyms
jeweils gewebsspezifische Unterschiede aufweisen (WEISS et al. 1988). Durch
kommerzielle Testkits ist eine selektive Messung der jeweiligen Isoenzyme möglich. Der
größte Teil der AP ist in der Leber und im Knochen zu finden.
II Schrifttum
31
Die knochenspezifische alkalische Phosphatase wird von den Osteoblasten produziert und
ist auf deren Plasmamembran verankert. Durch Spaltung kristallisationshemmender
Pyrophosphate kann sie wahrscheinlich eine Störung der Calciumphosphat-Anlagerung
unterbinden und somit die Matrixmineralisation fördern (RISTELI und RISTELI 1993).
Nach einer gewissen Zeit wird das Enzym von der Plasmamembran abgelöst und in die
Blutzirkulation freigesetzt (CHRISTENSON 1997), wo es nach einer Halbwertszeit von
einer Stunde bis 7 Tagen durch die Leber eliminiert wird (DELMAS 1988).
6.2.2 Marker der Knochenresorption
• Carboxyterminales Telopeptid des Typ-I-Kollagens (ICTP)
Das quervernetzte, aus reifen Typ-I-Kollagenfasern stammende Peptid ICTP enthält eine
mehrwertige Kollagen-Quervernetzung und daran angrenzende Peptidstücke aus drei
Polypeptidketten. Das Molekulargewicht von ICTP beträgt 12000 Dalton.
Es wird als immunologisch intaktes Fragment beim Abbau von Knochen-Kollagen vom
Typ I in die Zirkulation abgegeben und kann als Serumvorläufer der urinären Kollagen-
Crosslinks angesehen werden (ERIKSEN et al. 1993). Gegenüber dieser Crosslinks
besitzt ICTP jedoch einen Vorteil bezüglich der Peptidstruktur, da diese noch
Informationen über den herkünftlichen Kollagentyp trägt (ELOMAA et al. 1992). Der
Marker ist demzufolge knochenspezifisch. Die Elimination des Markers erfolgt über die
Niere, wobei vermutlich ein Teil der Substanz rückresorbiert wird (ERIKSEN et al.
1993). Liegt in einem Organismus ein veränderter Knochenumsatz vor, so korreliert die
Serumkonzentration von ICTP mit der histomorphometrisch gemessenen
Resorptionsgeschwindigkeit (ERIKSEN et al. 1993). Dabei steht die molare Menge der
abgebauten Typ-I-Kollagen in einem direkten Verhältnis von 1:1 zu der molaren Menge
des freigesetzten ICTP-Antigens.
II Schrifttum
32
• Kollagen-Crosslinks (Pyridinolin und Desoxypyridinolin)
Während der Kollagenreifung werden Pyridinolin und Desoxypyridinolin als
Querverbindungen (Crosslinks) gebildet. Sie sind ringförmige 3-Hydroxy-Pyridinium-
derivate und sorgen für die Stabilität und Elastizität der Kollagenstruktur. Ihre
Lokalisation ist intermolekular zwischen den tripelhelikalen Bereichen der
Kollagenmoleküle, und sie sind mit den helikalen Bereichen anderer Kollagenmoleküle
verbunden (FUJIMOTO et al. 1978).
Bei der Knochenmatrixresorption werden die Kollagenmoleküle proteolytisch gespalten,
so dass im Zuge der Abbauvorgänge die Quervernetzungen in die Zirkulation freigesetzt
werden. Da Pyridinolin und Desoxypyridinolin nicht metabolisiert werden, sondern zu
40% frei und zu 60% peptidgebunden in der Niere filtriert und ausgeschieden werden,
können sie im Urin nachgewiesen werden (ROBINS et al. 1995). Der Nachweis erfolgt
mittels einer HPLC oder Enzymimmunoassays (ELISA) (RISTELI und RISTELI 1993).
Diese Marker sind spezifisch für reifes Kollagen, ihre Konzentration kann also nicht durch
die Kollagensynthesevorgänge beeinflusst werden. Obwohl Pyridinolin und
Desoxypyridinolin nicht nur im Kollagen des Knochens, sondern auch in den Kollagenen
verschiedener anderer Gewebearten zu finden sind, scheint ihre Urinexkretion
vornehmlich die Knochenresorption widerzuspiegeln (RISTELI und RISTELI 1993).
• Hydroxyprolin
Hydroxyprolin ist eine Aminosäure, die etwa 13% des gesamten Aminosäure-Gehaltes des
ausgereiften Kollagens darstellt (PROCKOP et al. 1979). Sie entsteht intrazellulär durch
posttranslationale Hydroxylierung von Prolin, kann aber auch durch den Darm aus der
Nahrung resorbiert werden (RISTELI und RISTELI 1993).
Ihre Freisetzung in die Zirkulation erfolgt während des Abbaus von Kollagen. In der
Leber werden 90% des freigesetzten Hydroxyprolins zu Harnstoff und Kohlendioxid
umgewandelt, die restlichen peptidgebundenen 10% werden in der Niere glomerulär
filtriert und über den Harn ausgeschieden. Dabei stammt ein nicht unwesentlicher Anteil
auch aus dem Abbau neusynthetisierter Kollagene (LOWRY et al. 1985).
II Schrifttum
33
Hydroxyprolin ist aufgrund seiner verschiedenen Quellen und Stoffwechselwege ein
relativ unspezifischer Knochenmarker und kann nur als ungenauer Parameter zur
Bestimmung der Knochenresorptionsrate herangezogen werden (DELMAS 1993).
• Hydroxylysinglykoside
Dem Hydroxyprolin bezüglich der Herkunft ähnliche Aminosäuren sind die
Hydroxylysine, die meist als Glykosid-Derivate (Glukosyl-Galaktosyl-, bzw. Galaktosyl-
Hydroxylysin) vorliegen (CUNNINGHAM et al. 1967). Auch sie werden bei der
posttranslationalen Phase der Kollagensynthese gebildet und als Bestandteil des
Kollagenmoleküls in die Knochenmatrix eingebaut. Beide werden wie Hydroxyprolin
nach Degradation des Kollagens nicht wieder für dessen Neusynthese verwendet, sondern
in die Zirkulation abgegeben und über die Niere eliminiert (KRANE et al. 1977). Sie
können im Urin mittels HPLC quantitativ bestimmt werden, haben sich aber bis heute
wenig als Knochenresorptionsmarker etablieren können.
• Tartratresistente Saure Phosphatase (TRAP)
Im Plasma vorkommende saure Phosphatase stammt vorwiegend aus dem Knochen, der
Prostata und den blutbildenden Organen. Sechs Isoenzyme der sauren Phosphatase wurden
mittels Elektrophorese im menschlichen Körper identifiziert (YAM 1974), wobei für den
Knochen das tartratresistente Isoenzym charakteristisch ist. Die TRAP ist ein lysosomales
Enzym der Osteoklasten (KRAENZLIN et al. 1990). Während der Resorption von
Knochen und bei der Ablösung der Osteoklasten von der Oberfläche wird es in die
Zirkulation abgegeben. Eine Induktion der Ausschüttung geschieht durch Parathormon
und 1α,25-dihydroxyvitamin D3 (MINKIN 1982).
Die TRAP-Aktivität im Blut spiegelt die Knochenresorptionsrate wider (YAM 1974).
Gemessen werden kann diese Aktivität kolorimetrisch und neuerdings mittels
Immunoassays, in denen aus einem Knochenextrakt gewonnene TRAP-Antikörper
verwendet werden (HALLEEN et al. 2000).
II Schrifttum
34
6.3 Einflussfaktoren auf die Knochenmarker beim Pferd
6.3.1 Circadianrhythmik
LEPAGE et al. (1991) untersuchten die Circadianrhythmik von Osteocalcin bei neun
Warmblutpferden im Alter zwischen zwei und siebzehn Jahren, die dem natürlichen
Tageslicht ausgesetzt waren und denen stündlich Blutproben entnommen wurden. Dabei
zeigte sich ein diurnaler Verlauf von Osteocalcin mit einem Peak gegen 5:00 Uhr und
einem Tiefpunkt um 20:00 Uhr, während die Werte im Laufe des Tages relativ konstant
waren. Diesen biphasischen Verlauf bestätigten BLACK et al. (1999) in ihren
Untersuchungen. HOPE et al. (1993) und GEOR et al. (1995) konnten in ihrer Studie an
Pferden, die bei künstlicher Beleuchtung gehalten wurden, keinen tageszeitlichen Verlauf
erkennen. In einer Studie beim Pferd wurden diurnale Schwankungen bei den Kollagen-
Crosslinks mit maximalen Werten in den frühen Morgenstunden beobachtet (BLACK et
al. 1999).
6.3.2 Alter
Die Osteocalcin-Konzentration nimmt bei Pferden mit dem Alter ab, was LEPAGE et al.
(1998) in einer Untersuchung zeigten. Auch bei der Untersuchung der
knochenspezifischen alkalischen Phosphatase (BAP) konnten altersabhängige
Unterschiede beobachtet werden. Bei Jährlingen wurden dabei die höchsten BAP-Werte
gemessen. Sie machten hier etwa 60% der Gesamtaktivität der AP aus, während sie ab
dem fünften Lebensjahr nur noch ein Fünftel der AP-Aktivität ausmachten.
Ähnliche Daten zur AP ermittelten auch BREIDENBACH et al. (1998), LEPAGE et al.
(1990) und KANK et al. (1993) in ihren Studien. Bei Pyridinolin und Desoxypyridinolin
wurde in weiteren Untersuchungen (PRICE et al.1992, BLACK et al. 1999) eine
umgekehrte Abhängigkeit zwischen dem Alter der Tiere und den Serumkonzentrationen
II Schrifttum
35
der Knochenmarker entdeckt. Dies wurde seitens der Autoren als Reduktion der
Knochenformationsrate interpretiert. Am deutlichsten waren die Veränderungen im
Verlauf der ersten 24 Lebensmonate festzustellen (LEPAGE et al. 1990).
6.3.3 Rasse und Typ
Rassebedingte Unterschiede konnten LEPAGE et al. (1998) bei der Konzentration von
Osteocalcin und ICTP zwischen Warmblütern (Schweizer und Belgisches Warmblut) und
Kaltblütern (Freiberger und Ardenner) nicht ermitteln, wohl aber Unterschiede bezüglich
des Typs. Die Warmblüter hatten gegenüber den Kaltblütern einen höheren Osteocalcin-
Spiegel, wohingegen sich in Bezug auf ICTP ein gegensätzliches Verhalten zeigte.
LEPAGE et al. stellten im Rahmen ihrer Studien (1992, 1997, 1998) fest, dass das
Verhältnis von Osteocalcin zu ICTP (OC:ICTP) ein besserer Indikator für subklinische
pathologische Vorgänge zu sein scheint, da das Verhältnis unabhängig von Alter und
Geschlecht ist.
6.3.4 Geschlecht
LEPAGE et al. (1992, 1998) konnten keinen Einfluss des Geschlechts auf die
Osteocalcinkonzentrationen nachweisen, während CHIAPPE et al. (1999) einen
signifikanten Unterschied der Osteocalcin-Konzentrationen von männlichen und
weiblichen Vollblutpferden nach der Geschlechtsreife bemerkt haben. Die ICTP-
Konzentration erwies sich als geschlechtsunabhängig (LEPAGE et al. 1998).
II Schrifttum
36
6.3.5 Training
Unterschiedliche Trainingsintensität beeinflussten ebenfalls die Osteocalcin-Werte.
NIELSEN et al. (1998) untersuchten den Einfluss des Trainingsbeginns bei jungen
Rennpferden auf den Knochenstoffwechsel und stellten verminderte Osteocalcin-
Konzentrationen bis 42 Tage nach Trainingsbeginn fest, die dann bis zum Tag 112 der
Studie wieder deutlich anstiegen.
Tabelle 4 gibt einen Überblick über die Konzentrationen verschiedener
Knochenformations- und -resorptionsmarker beim Pferd in Relation zu Alter und
Geschlecht.
Tabelle 4a: Konzentration verschiedener Knochenmarker in Abhängigkeit von Alter
und Geschlecht beim Pferd
Marker Alter
(Jahre) Geschlecht Werte Literaturquelle
< 1
1,5–2,5
3,5-20
w
w
w
47,3
35,7
6,7
±
±
±
10,1
14,2
3,9
LEPAGE et al.
(1990)
< 0,5
0,5-1,5
1,5-2
2-3
3-5
w/m
52,9
36,9
33,6
25,5
15,8
±
±
±
±
±
7,6
6,8
7,3
6,4
4,2
LEPAGE et al.
(1992)
2-9 w/m 13,38 ± 7,72 LENSING (1998)
0,5
1,5
m
m
40,6
12,8
±
±
5,9
2,0
BLACK et al.
(1999)
2 w/m 52 ± 8 WEDEMEYER
(2000)
Osteocalcin
(ng/ml) im
Plasma/
Serum
2 w/m 27 ± 6 ZAMHÖFER
(2002)
II Schrifttum
37
Tabelle 4b: Konzentration verschiedener Knochenmarker in Abhängigkeit
von Alter und Geschlecht beim Pferd
Marker Alter
(Jahre) Geschlecht Werte Literaturquelle
<1
1-2
3-4
5-20
w
w
w
w
223
134
101
91
-
-
-
-
498
238
203
352
PRICE et al.
(1995a) PICP (µg/l)
im Plasma/
Serum
2-9 w/m 492,64 ± 172,23 LENSING 1998
<1
1-2
3-4
5-20
w
w
w
w
134
32,7
25,1
13,0
-
-
-
-
288
125
70,0
46,9
PRICE et al.
(1995a)
(Monate)
0,5
2,0
3,5
24
m
w
w
w
214,3
294,5
102,7
48,4
±
±
±
±
9,8
9
7,8
0,8
HOYT und
SICILIANO (1999)
BAP (U/l)
im Plasma/
Serum
2-9 w/m 30,85 ± 6,65 LENSING (1998)
<1
1-2
3-4
5-20
w
w
w
w
13,7
7,9
5,6
0,0
-
-
-
-
26,7
22,8
15,3
9,1
PRICE et al.
(1995a)
2-9 w/m 14,44 ± 6,22 LENSING (1998)
4
5-14
5,39
3,23
-
-
14
12,6
LEPAGE et al.
(1998)
2 w/m 13,2 ± 1,6 WEDEMEYER
(2000)
ICTP (µg/l)
im Plasma/
Serum
2 w/m 12,1 ± 0,7 ZAMHÖFER
(2002)
II Schrifttum
38
Tabelle 4c: Konzentration verschiedener Knochenmarker in Abhängigkeit von
Alter und Geschlecht beim Pferd
Marker Alter
(Jahre) Geschlecht Werte Literaturquelle
Pyd
(nmol/mmol
Crea) im
Harn
2-9
w/m
521 ± 236 LENSING (1998)
0,5
1,5
m
m
148,0
15,5
±
±
14,3
2,0
BLACK et al.
(1999)
Dpyd
(nmol/mmol
Crea) im
Harn
0,5
1,5
m
m
29,1
3,2
±
±
3,4
0,5
BLACK et al.
(1999)
II Schrifttum
39
7 Calcium-Homöostase
Der Spiegel an extrazellulären Calciumionen (Cae2+) wird in Säugetieren von
homöostatischen Mechanismen, welche die Nebenschilddrüsen, die Calcitonin-
sezernierenden C-Zellen der Schilddrüse, die Nieren, den Knochen und das Intestinum
einschließen, überwacht und reguliert (BROWN 1991, BRINGHURST et al. 1998). Ein
Schlüsselelement dieses Systems sind Zellen, die eine geringe Abweichung des Cae2+-
Gehalts wahrnehmen und eine Gegenregulation veranlassen können (BROWN 1991).
Diese Zellen sind die sogenannten Calcium-Rezeptoren (CaR).
7.1 Verteilung von Calcium im Körper
Calcium ist im Organismus extrazellulär wie auch intrazellulär zu finden. Bei Säugetieren
wird der Spiegel an extrazellulärem ionisiertem Calcium (Cae2+) in einem relativ engen
Rahmen gehalten (BROWN 1991, BRINGHURST et al. 1998). Dies garantiert eine
ständige Verfügbarkeit von Calciumionen zur Erfüllung ihrer extrazellulären Aufgaben,
wie z. B. die Funktion als Co-Faktor für Gerinnungsfaktoren, Adhäsionsmoleküle und
andere Proteine sowie die Kontrolle der neuronalen Erregbarkeit (BROWN 1991).
Vielmehr formen die Calcium- und Phosphor-Salze die Mineralkomponente des
Knochens, die ein stabiles Gerüst, das die inneren Organe schützt und Bewegungen
ermöglicht, bildet. Das Knochengerüst agiert zusätzlich im Falle einer unzureichenden
nutritiven Zufuhr als Reservoir dieser Ionen (BRINGHURST et al. 1998).
Im Gegensatz zu extrazellulären Calciumionen wird der Spiegel an intrazellulären
Calciumionen (Cai2+) in einem wesentlich größeren Bereich reguliert (POZZAN et al.
1994).
Der Cae2+-Spiegel in der unmittelbaren Umgebung des Knochens variiert mit den
Umbauprozessen des Knochens durch die abbauenden Vorgänge der Osteoklasten und die
wiederherstellende Funktion der Osteoblasten (BRINGHURST et al. 1998).
II Schrifttum
40
In vitro wurde Cae2+ eine große Wirkungsvielfalt auf die Knochenzellen zugeordnet. Ein
hoher Cae2+-Gehalt stimuliert die Parameter osteoblastischer Vorgänge, was ihre
beschleunigte Bereitstellung an Orten zukünftigen Knochenaufbaus zur Folge hat
(QUARLES 1997, YAMAGUCHI et al. 1999). Zusätzlich unterdrückt ein hoher Cae2+-
Gehalt die Bildung und Aktivität von Osteoklasten in vitro (KANATANI et al. 1999,
ZAIDI et al. 1999). Gleichzeitig stimuliert eine erhöhte Calcium-Konzentration die
Sekretion von Calcitonin (CT) (BROWN 1991, MC GEHEE et al. 1997, BRINGHURST
et al. 1998).
Die physiologische Konzentration an ionisiertem Calcium im Vollblut variiert beim Pferd
zwischen 1,4 bis 1,9 mmol/l, die physiologische Konzentration an Gesamtcalcium
befindet sich in einem Referenzbereich zwischen 2,5 und 3,4 mmol/l (KRAFT und DÜRR
1999).
Funktion und Aufgaben von Calciumionen
Cai2+ nimmt eine zentrale Position in der Regulation zellulärer Vorgänge, wie zum
Beispiel von Muskelkontraktion, Zellbeweglichkeit, -differenzierung und –proliferation,
Sekretion von Hormonen und der Apoptose ein (PIETROBON et al. 1990).
Die extrazellulären Calciumionen im Blut erfüllen die Aufgaben eines vielseitigen first
messenger und wirken in vielen Fällen über den Calcium-sensitiven Rezeptor (CaR)
(BROWN et al. 1999).
Knorpelzellen (Chondrozyten) nehmen nicht aktiv am Calcium-Stoffwechsel teil, haben
aber große Bedeutung durch die Bildung eine Knorpelmodells des künftigen Knochens,
das progressiv durch Knochensubstanz ersetzt wird. Die Verfügbarkeit von Calcium ist
dabei zur Sicherstellung eines korrekten Wachstums und der Differenzierung der
Chondrozyten und somit auch des Knochenwachstums essentiell (REGINATO et al. 1993,
JACENKO u. TUAN 1995).
II Schrifttum
41
Aufnahme von Calcium Das Intestinum besetzt beim Menschen eine Schlüsselposition in der Calcium-Homöostase durch die Wirksamkeit der Kapazität für die kontrollierte Aufnahme von Calcium aus der Nahrung. Diese Aufnahme wird von 1,25-dihydroxy-Vitamin D3
(1,25(OH)2D3, Calcitriol, Vitamin D-Hormon), dem am häufigsten natürlich vorkommenden Metaboliten von Vitamin D (BROWN 1991, BRINGHURST et al. 1998), gesteuert. Das Duodenum ist hierbei der Hauptort für 1,25(OH)2D3-vermittelte Calciumionen-Absorption durch aktive Transzytose, die durch das Vitamin D-abhängige calciumbindende Protein Calbindin gefördert wird. Jejunum und Ileum absorbieren weitaus weniger Calciumionen als der Zwölffingerdarm, sezernieren gleichzeitig aber auch Calciumionen, wobei Fettsäuren und Gallensäuren unter Bildung von unlöslichen „Calcium-Seifen“ gebunden werden. Damit sollen mögliche schädliche Einflüsse der freien Fettsäuren und der Gallensäuren auf die Colon-Epithelzellen abgeschwächt werden (BROWN 2002). HARMEYER et al. (2001) vermuten, dass bei Equiden die aktive Absorption von Calciumionen aus den Ingesta im Vordergrund steht, da zwischen Blut-Calcium-Konzentration und Konzentration der Calciumionen in den Darmabschnitten ein starkes Gefälle in Richtung Darmlumen existiert. Bei Pferden und Kaninchen wurde nachgewiesen, dass diese Tierarten auch in der Lage sind, einen Calcium-Überschuss aufzunehmen, wobei eine Regulation des Calciumgehaltes im Blut dann über die Niere erfolgt (CUDDEFORD et al. 1990, NORRIS et al. 2001). Andere Tierarten und der Mensch scheiden das überschüssige Calcium mit dem Kot aus. Speicherung von Calcium Erhöht sich der Calciumionenspiegel im Blut, wird in der Schilddrüse Calcitonin sezerniert (COPP et al. 1962). Calcitonin verfügt u.a. über Rezeptoren im Magen-Darm-Trakt, Knochen und der Niere, so dass alle für den Calciummetabolismus wichtigen Organe direkt von Calcitonin beeinflusst werden können. Zur Verhinderung einer Hypercalcämie bewirkt Calcitonin die verstärkte Einlagerung von Calcium in die Knochensubstanz und eine erhöhte renale Exkretion von Calcium, um so den extrazellulären Calciumspiegel zu senken (WARSHAWSKY et al. 1980).
II Schrifttum
42
Ausscheidung von Calcium
Der Hauptausscheidungsweg von Calcium ist beim Menschen und Säugetieren renal, was
durch direkte Wirkung von Calcitonin auf die Niere gesteuert wird (WARSHAWSKY et
al. 1980). Die Rückresorption von Calciumionen in den Tubuluszellen wird verringert, so
dass vermehrt Calcium über den Harn ausgeschieden werden kann.
Eine Übersicht über den Calciummetabolismus beim Pferd gibt Abbildung 3.
Calciumaufnahme:34g
Ausscheidung mit Kot:18,5g
Darm
Absorption:23,5g
Fäcale endogeneAusscheidung:
8g
Ca Pool(Plasmacalcium)
110-130 mg/lMuskel Knochen
Deposition:41,5g
Resorption:31,5g
Niere
Ausscheidung mit dem Harn:5,5g
Abbildung 3: Calciummetabolismus eines jungen Pferdes (Gewicht 500 kg,
Mengenangaben pro Tag) (modifiziert nach SCHRYVER et al. 1978
und BRONNER 1993)
II Schrifttum
43
7.2 Rolle von Phosphor im Organismus
Phosphor nimmt eine wichtige Position in der Zellphysiologie und in der
Skelettmineralisierung ein. Es dient als Baustein der Nukleinsäuren und von
Hydroxyapatit, ist Quelle des hoch-energetischen Phosphates in Adenosintriphosphates
(ATP), ein essentielles Element der Phospholipide in Zellmembranen und ein Faktor, der
eine Reihe enzymatischer Reaktionen und Proteinfunktionen beeinflusst. Der größte
Anteil des im Körper enthaltenen Phosphors befindet sich im Knochen, weniger als 1% ist
in der extrazellulären Flüssigkeit zu finden. Seine Regulation bewegt sich in einem
äußerst engen Rahmen und hängt hauptsächlich von der gastrointestinalen Absorption und
der renalen Exkretion ab. Der Großteil des mit der Nahrung aufgenommenen Phosphors
wird im vorderen Darmabschnitt, vorwiegend im Jejunum und Ileum, als anorganisches
Phosphat absorbiert (WALLING 1977). Absorbierter Phosphor wird durch komplexe
Regulationsmechanismen als organische Verbindung in proliferierende Zellen
inkorporiert, als Bestandteil des Knochenminerals in Form von Hydroxyapatit eingelagert
oder zum größten Teil über die Niere ausgeschieden. Die Phosphor-Homöostase hängt
hauptsächlich von renalen Mechanismen, die den tubulären Phosphattransport regulieren,
ab. Die Niere ist für Veränderungen des Serumgehaltes oder der ernährungsbedingten
Aufnahme direkt zugänglich. Die renale Anpassung wird von dem Gleichgewicht
zwischen der glomerulären Filtrationsrate und der tubulären Reabsorptionsrate bestimmt
(MIZGALA und QUAMME 1985) und durch verschiedene Hormone und
Stoffwechselprodukte gesteuert. Unter diesen befinden sich PTH, PTH related protein
(PTHrP), Calcitonin, TGF α, Glukokortikoide und Phosphatüberschuss, die allesamt eine
Retention behindern. Im Gegensatz dazu stimulieren u.a. IGF-1, Thyroid Hormon und
Phosphatmangel eine Reabsorption. Zielzellen dieser Steuerungsmechanismen sind
vorwiegend die proximalen Tubuluszellen (DREZNER 2002).
In der Literatur wird der Referenzbereich für anorganisches Phosphat im Blutserum
gesunder Pferde zwischen 0,7 – 1,5 mmol/l angegeben (KRAFT und DÜRR 1999).
II Schrifttum
44
7.3 Parathormon
7.3.1 Biosynthese und Sekretion
Parathormon (PTH) wird in den Hauptzellen der Nebenschilddrüse in seiner Vorstufe als
Prä-Pro-Parathormon, welches aus 115 Aminosäuren aufgebaut ist, synthetisiert. Die
Sekretion erfolgt größtenteils in Form des intakten, biologisch aktiven Hormons, das aus
84 Aminosäuren besteht (PTH (1-84)). Die Aminosäuren an Position 25-34 sind für die
Bindung an die amino-terminalen extrazellulären Rezeptorbereiche der Zielzellen von
Bedeutung, während die Aminosäuren 1-7 für die Aktivierung eines second messengers
der Zielzellen verantwortlich sind (ERDMAN et al. 1998, LUCK et al. 1999,
GRAUSCHOPF et al. 2000, GREENBERG et al. 2000). Demnach enthält das Fragment
PTH (1-34) alle für die biologische Wirkung wichtigen Abschnitte. Zwischen humanem
Parathormon (hPTH (1-84)) und hPTH (1-34) konnten in vivo keine Unterschiede
bezüglich der Wirkung auf den Knochen und auf molekularer Ebene festgestellt werden
(COSMAN und LINDSAY 1998, STANISLAUS et al. 2000). Zu einem geringen
Prozentsatz werden auch Fragmente des Parathormons mit carboxyterminaler Sequenz
(PTH (53-84)) bereits in der Nebenschilddrüse ausgeschüttet. Proteolytische Spaltung
innerhalb der Hauptzellen der Parathyreoidea erlaubt es einem calcium-empfindlichen
Mechanismus den intrazellulären Parathormongehalt zu regulieren und die Formen des
sezernierten Parathormons zu bestimmen. Unter normalen Umständen besteht 70-95% des
zirkulierenden Parathormons aus inaktiven carboxyterminalen Fragmenten, intaktes PTH
(1-84) stellt nur 5-30% der Moleküle. Der absolute Gehalt an inaktiviertem Hormon (u.a.
PTH 53-84) nimmt mit einer Senkung des Calciumionengehaltes im Blut ab, so dass
vermehrt biologisch aktives PTH (1-84) sezerniert wird. Umgekehrt führt eine hohe
Calciumionen-Konzentration im Blut zu einer vermehrten Ausschüttung von inaktivem
PTH (MAC GREGOR et al. 1979, MAYER et al. 1979) und somit einem vermehrten
Anwesenheit von mittregionalen (44-68) und carboxyterminalen PTH-Fragmenten (53-
84) im Vergleich zu intaktem PTH (1-84) (D’AMOUR et al. 1986, KUBLER et al. 1987).
Das zirkulierende Hormon, welches im Blutkreislauf eine Halbwertszeit von weniger als
drei Minuten hat, wird zum größten Teil in den Kupfferschen Sternzellen und
Hepatozyten der Leber (60-70%), den Tubuluszellen der Niere (20-30%), aber auch in
II Schrifttum
45
einem geringen Anteil in anderen Organen abgebaut (BRINGHURST et al. 1988). Dabei
kommt es aufgrund einer längeren Halbwertzeit zu einer Anreicherung der biologisch
inaktiven carboxyterminalen Fragmente (53-84).
Die Sekretion von Parathormon in der Nebenschilddrüse wird über einen negativen
Feedback-Mechanismus, an dem PTH und Calcium beteiligt sind, gesteuert. Eine hohe
Calciumionen-Konzentration im Blut hemmt, eine niedrige fördert die PTH-Sekretion.
Der schnelle Metabolismus von PTH gewährleistet, dass das für die Rezeptor-Bindung zu
Verfügung stehende Parathormon von der Sekretionsrate der Nebenschilddrüse als
Antwort auf kurzfristige Veränderungen der Calciumionen-Konzentration gesteuert wird.
Neben der klassischen katabolen Wirkung von Parathormon ist dem Peptidhormon in
verschiedenen Untersuchungen auch eine anabole Wirkung auf die Knochenformation
nachgewiesen worden (CANALIS et al. 1989, HOCK und FONSECA 1990, DEMPSTER
et al. 1993, OXLUND et al. 1993, COSMAN und LINDSAY 1998).
7.3.2 Wirkungsmechanismus
Zum heutigen Zeitpunkt ist der Wirkungsmechanismus von PTH noch nicht vollständig
geklärt. Durch verschiedene Studien sind aber bereits einzelne Elemente der
Wirkungskaskade aufgedeckt worden.
Die Höhe der PTH-Konzentration bestimmt dabei, welcher Signalübertragungsweg
eingeschlagen wird. Hohe PTH-Konzentrationen bewirken eine Freisetzung von Calcium
und Proteinkinase C (PKC), während niedrige Konzentrationen die cAMP-gekoppelte
Proteinkinase A aktivieren. Anhand einiger in vitro Studien wird dadurch die These
aufgestellt, dass cAMP die Grundlage der anabolen Wirkung von PTH ist (CIVITELLI et
al. 1990, POTTS et al. 1995).
Untersuchungen von LIU et al. (1998) und OKADA et al. (2002) an murinen Zellkulturen
zeigten, dass an Osteoklasten selbst keine PTH-Rezeptoren vorhanden sind, während
Osteoblasten PTH-Rezeptoren besitzen und eine Parathormon-Wirkung im Knochen
ermöglichen. Bis zum heutigen Zeitpunkt konnten drei verschiedene PTH-Rezeptoren
II Schrifttum
46
(PTH1R, PTH2R, PTH3R) klassifiziert werden, wobei noch diverse weitere
unbedeutendere Rezeptoren, die auf PTH-Einfluss reagieren, existieren. Dabei kommt
PTH1R die größte Bedeutung zu, da er sehr stark an Knochen und Niere exprimiert wird
und somit die Wirkungen von PTH an den jeweiligen Zielorganen übermittelt, was in
Studien an Mäusen beobachtet wurde (KARAPLIS et al. 1994, LANSKE et al. 1996,
VORTKAMP et al. 1996).
Dieser Rezeptor ist G-Protein gekoppelt und besteht aus sieben transmembranen
Domänen, die zur Ligandenbindung und Signalübermittlung wichtig sind. Die Bindung
der carboxyterminalen Abschnitte von hPTH (1-34) an die aminoterminalen
extrazellulären Rezeptorbereiche (N-Domänen) der Zielzellen führt zu einer durch
Veränderung der Konformation des Rezeptors und/oder G-Protein gekoppelten
Rezeptoraktivierung, die in einer Endozytose der Rezeptor-Liganden-Verbindung
resultiert (HUANG et al. 1999). Ein intakter N-terminaler Bereich des PTH ist für die
anabole Wirkung notwendig. Dies haben ARMENTO-VILLAREAL et al. (1997) in einer
Studie an ovariektomierten Ratten bestätigt.
Wirkung auf die Calcium-Homöostase:
Parathormon reguliert in seiner Hauptfunktion die Serumkonzentrationen von Calcium
und Phosphor, welche wiederum die Synthese und Sekretion von PTH steuern.
Durch Ca-sensible Rezeptoren an der Nebenschilddrüse wird die PTH-Sekretion in
Abhängigkeit von der Calcium-Blutserumkonzentration gesteuert. Der Grad der CaR-
Expression in den Hauptzellen der Nebenschilddrüse (Glandula parathyreoidea) ist sehr
hoch. Es gibt Hinweise, die eine Bedeutung von CaR als Hauptvermittler der hemmenden
Wirkung eines erhöhten Cae2+-Spiegels auf die PTH-Sekretion belegen (DIAZ et al.
1999).
In verschiedenen in-vitro Studien konnten Calcium-sensitive Rezeptoren bisher zumindest
in einigen Vertretern der Osteoblasten- und Osteoklasten-Zelllinie lokalisiert werden
(KAMEDA et al. 1998, YAMAGUCHI et al. 1998, CHANG et al. 1999, KANATANI et
al. 1999, PI et al. 2000).
II Schrifttum
47
QUARLES (1997) und ZAIDI et al. (1999) vermuten die Existenz weiterer Cae2+-
Sensoren neben CaR an den Osteoblasten und Osteoklasten. Diese Vermutung nehmen
KUBO et al. (1998) auf und beschreiben eine Empfindlichkeit von metabotrophischen
Glutamatrezeptoren (mGluR) gegenüber Cae2+.
Eine andere Studie zeigt, dass Veränderungen in der Cae2+-Konzentration die Funktion
aktivierter GABAB-Rezeptoren modulieren (WISE et al. 1999), wobei Cae2+ in
Abwesenheit von GABA keinen Einfluss auf die Rezeptoren hat.
Calcium-sensitive Rezeptoren sind auch entlang des gesamten Nephrons innerhalb des
Nierengewebes von Ratten vorhanden, wobei die stärkste Präsenz im basolateralen
Bereich der Epithelzellen des kortikalen dicken Mittelstücks des Nephrons ist
(RICCARDI et al. 1998). In diesem Bereich wird, ähnlich wie in den distalen gewundenen
Abschnitten der Nierenkanälchen, die Calcium-Reabsorption durch Parathormon
gesteuert. Dieser Abschnitt hat auch Einfluss auf die Magnesium-Reabsorption und auf
den Nierenstoffwechsel von Natrium-, Kalium- und Chloridionen (HEBERT et al. 1997).
Neben extrazellulären Calciumionen sind extrazelluläre Magnesiumionen (Mge2+)
vermeintliche CaR-Agonisten (QUINN et al. 1997). QUINN et al. (1998) beschreiben die
Ionenstärke per se (z.B. Veränderungen in der NaCl-Konzentration) als Faktor, der die
Wirkung von Cae2+ an CaR verändern kann. Eine Steigerung der Ionenstärke verursacht
einen Abfall der Sensitivität von CaR gegenüber Cae2+ bzw. Mge
2+ und umgekehrt.
Ist der Calciumspiegel niedrig, so wird vermehrt PTH in seiner biologisch aktiven Form
sezerniert. Dieses hat zwei Hauptwirkungsorte: Den Knochen und die Niere.
Abbildung 4 gibt einen vereinfachten Überblick über die Calcium- und Phosphor-
Homöostase mit ihren Regulatoren.
II Schrifttum
48
KnochenNiere
Intestinum
Intestinum Niere
Schilddrüse
Nebenschilddrüse+
--
-
+
+
+ ++
++
++
Hormonwirkung : Erhöhung
Substratwirkung : Erniedrigung
Abbildung 4: Vereinfachter, schematischer Überblick über die Calcium- und Phosphor-
Homöostase
An der Niere steigert PTH die Rückresorption von Calcium im Tubulus und beeinflusst
zusätzlich noch die glomeruläre Filtrationsrate, indem weniger Calcium in den Primärharn
ausgeschieden wird. Anhand einer Stimulation der renalen Calcitriol-Synthese bewirkt
PTH beim Menschen indirekt auch eine Steigerung der intestinalen Absorptionsrate.
Ebenso ist Calcitriol bei bovinen und humanen Parathyreoidea-Zellkulturen und in vivo
bei Ratten im Stande, die Transkriptionsrate des PTH-Gens, und somit die Sekretionsrate
von PTH in der Parathyreoidea zu senken (RUSSELL et al. 1984, CANTLEY et al. 1985,
SILVER et al. 1985, CHAN et al. 1986, SILVER et al. 1986, KARMALI et al. 1989).
Diese Vorgänge führen zu einer Absenkung der Ca-Serumkonzentration bis in den
+-
II Schrifttum
49
Normalbereich. Ist dieser erreicht, wird die PTH-Sekretion in der Nebenschilddrüse
angepasst. Ein niedriger Calcium-Spiegel steigert die PTH-Sekretion, während ein
niedriger Phosphor-Gehalt die Sekretionsrate senkt.
1,25-dihydroxy-Vitamin D3 und Calcitriol haben beim Menschen und vielen Haustieren
unabhängig von der PTH-Regulation ebenfalls Einfluss auf den Calcium- und Phosphor-
Blutspiegel und nehmen auch an einem Mechanismus mit Calcitriol und PTH teil. Es wird
vermutet, dass Vitamin D im Gegensatz zu anderen Haustieren bei Pferden nur eine
untergeordnete Rolle einnimmt und keinen großen Einfluss auf die Calcium- und
Phosphor-Homöostase hat (BREIDENBACH et al. 1998). Diese Vermutung wird auch
durch die Untersuchung von EL SHORAFA et al. (1979) bestätigt. Sie stellten fest, dass
Ponies, die ohne Sonnenlicht gehalten und nicht mit Vitamin D supplementiert wurden,
bei ausreichender alimentärer Calcium- und Phosphorversorgung keine signifikanten
Veränderungen im Calcium- und Phosphorstoffwechsel im Vergleich zu Vitamin D-
supplementierten und/oder mit Sonnenlicht gehaltenen Tieren aufwiesen.
Katabole Wirkungen auf den Knochenstoffwechsel:
Parathormon hat durch die an den Osteoblasten vorhandenen PTH-Rezeptoren eine
direkte Wirkung auf den Knochenstoffwechsel. PTH spielt eine entscheidende Rolle in
der Regulation der Osteoblastenanzahl und -größe, hat aber auch einen indirekten Einfluss
auf die Osteoklastogenese, indem es die Osteoprotegerin-Synthese in den Osteoblasten
reduziert (KANZAWA et al. 2000). An Osteoklasten per se konnten bisher keine PTH-
Rezeptoren nachgewiesen werden, so dass eine Osteoklastenaktivierung lediglich über
Osteoblasten möglich ist, die wiederum die Osteoklastenbildung und –funktion durch
Sekretion von Osteoprotegerin (OPG) und RANKL beeinflussen können (LIU et al. 1998,
OKADA et al. 2002).
In in-vitro-Studien wurde eine hemmende Wirkung von PTH auf die Synthese und
Abgabe von Matrix-Proteinen, wie z.B. Typ-I-Kollagen, Osteocalcin und alkalische
II Schrifttum
50
Phosphatase der Osteoblasten festgestellt (HOWARD et al. 1980, BOGDANOVIC et al.
2000). In vivo konnte lediglich initial eine erhöhte Osteoblastenapoptoserate
(STANISLAUS et al. 2000) sowie gesteigertes Vorhandensein von Matrix-
Metalloproteinase in den Osteoblasten von Ratten und Mäusen (McCLELLAND et al.
1998, ZHAO et al., 1999) nachgewiesen werden.
Anabole Wirkungen auf den Knochenstoffwechsel:
Bereits in den 30er Jahren sind anabole Wirkungen von PTH auf den
Knochenstoffwechsel von jungen Ratten, Meerschweinchen, Katzen und Kaninchen
beschrieben worden.
Die Untersuchungen des letzten Jahrzehntes ergaben, dass Osteoblasten und ihre
Vorläuferzellen die Hauptangriffspunkte von PTH sind. Die Stimulation der
Knochenneubildung in endocorticalen Bereichen ist das Kennzeichen des anabolen
Effektes von PTH (DEMPSTER et al. 1993, OXLUND et al. 1993, COSMAN und
LINDSAY 1998). Das Vorhandensein von Wachstumshormon (GH) sowie von IGF-1 ist
für die aufbauende Wirkung von PTH bei heranwachsenden Ratten essentiell (CANALIS
et al. 1989, HOCK und FONSECA 1990), während bei adulten Ratten auch in
Abwesenheit von GH eine Steigerung der Osteoblastenzahl und Erhöhung des
trabekulären Knochenvolumens beobachtet wurde (SCHMIDT et al. 1995).
CALVI et al. (2001) stellten fest, dass die Osteoblastenfunktion in den trabekulären und
endostealen Kompartimenten des Knochens unter PTH-Einfluss gesteigert war, im
Bereich des Periost die Aktivität aber vermindert war.
7.3.3 Parathormon beim Pferd
In der Literatur werden in Studien, die mit unterschiedlichen Nachweismethoden
gearbeitet haben, unterschiedliche Werte für die gemessenen Parathormon-
Konzentrationen bei Pferden angegeben. Tabelle 5 gibt einen Überblick über diese Werte.
II Schrifttum
51
Tabelle 5a: Parathormon-Ruhekonzentrationen beim Pferd (pg/ml), gemessen mit
unterschiedlichen Nachweismethoden
Nachweis-
methode
Alter der
Pferde (Jahre)
Parathormon-Konzentration
(pg/ml) Literaturquelle
Intaktes PTH
1 Woche
4 Monate
11 Monate
149
132
132
±
±
±
5
7
6
SLOET VAN
OLDTRUITEN-
BORGH-
OOSTERBAAN et
al. (1999)
Intaktes PTH 1-22 55,2 ± 54,3 TORIBIO et al.
(2001)
Intaktes PTH 2 45,0 ± 7,5 ZAMHÖFER
(2002)
Intaktes PTH 2 10,3 ± 5,0 WEDEMEYER
(2000)
Intaktes PTH 2-14 31,3 ± 4,1 ESTEPA et al.
(1998)
Intaktes PTH 7-14 A: 59
B: 137
±
±
8
19
MARTIN et al.
(1996)
Intaktes PTH 6-18 218 ± 181 BREIDENBACH et
al. (1998)
Intaktes PTH k. A. Präprandial: 218
Postprandial: 27
±
±
78
14
SCHULZE et al.
(2001)
Intaktes PTH k. A. 54,5 ± 13,8
AGUILERA-
TEJERO et al.
(1998)
Intaktes PTH k. A. 49,9 ± 30,1
AGUILERA-
TEJERO et al.
(2001)
II Schrifttum
52
Tabelle 5b: Parathormon-Ruhekonzentrationen beim Pferd (pg/ml), gemessen mit
unterschiedlichen Nachweismethoden
Nachweis-
methode
Alter der
Pferde (Jahre)
Parathormon-Konzentration
(pg/ml) Literaturquelle
C-terminal 0,5 13 ± 2 COOPER et al.
(1995)
C-terminal 1-2 Weide: 127
Training: 90
±
±
45
39
ENBERGS et al.
(1996)
C-terminal 2-9 144,6 ± 53,0 LENSING (1998)
C-terminal 2 53 ± 6 NIELSEN et al.
(1998)
C-terminal 4-15
Adulte Stuten: 55
Adulte Wallache: 56
Hengstfohlen: 91
±
±
±
17
22
22
ROUSSEL et al.
(1987)
N-terminal 3-9 68,3 GAWDA (1995)
Mittregional 3-9 40,5 GAWDA (1995)
ESTEPA et al. (1998) befassten sich in einer Studie mit der Präzision, Spezifität und
Sensitivität eines humanen immunoradiometrischen Assays zur Messung von intaktem
Parathormon und eines immunoradiometrischen Assays zur Bestimmung von
aminoterminalen Parathormon-Fragmenten bei Ratten. Beide Assays wiesen eine
Empfindlichkeit gegenüber equinem Parathormon auf und können zur quantitativen
Erfassung von PTH im Blut von Pferden genutzt werden. Die Autoren zweifelten in ihrer
Untersuchung eine Genauigkeit und Reproduzierbarkeit der Messergebnisse von
carboxyterminalen Assays an, da bei diesem Test nicht nur die PTH-Moleküle, sondern
auch eine Reihe inaktiver Fragmente erfasst werden. Dies führt zu fälschlicherweise
erhöhten Messergebnissen.
II Schrifttum
53
7.4 Einflussfaktoren auf die PTH-Konzentration beim Pferd
Alter, Geschlecht, Fütterung:
In einer Studie an 43 Fohlen zeigte sich innerhalb der ersten vier Lebensmonate ein
signifikanter Abfall der Plasmakonzentration an intaktem PTH, wobei keine
haltungsbedingten Unterschiede (Boxenhaltung, Boxenhaltung mit täglicher Bewegung,
Weidehaltung) aufgefallen sind (SLOET VAN OLDTRUITENBORGH-OOSTERBAAN
et al. 1999).
ROUSSEL et al. (1987) haben in ihrer Studie einen durchschnittlichen Gehalt an c-
terminalem PTH von 56 ±22 pg/ml im Blutserum acht klinisch gesunder Wallache im
Alter von 4 bis 15 Jahren gemessen. Bei zwei Pferden der Studie lagen die PTH-Gehalte
unterhalb des Messbereiches. Dabei ist ein erwarteter Anstieg bzw. Abfall der im Vollblut
mittels RIA gemessenen PTH-Werten bei diesen gesunden Pferden, die nach einer
initialen Bestimmung des c-terminalen PTH-Gehaltes im Blutserum mit einer Natrium-
EDTA-Lösung bzw. Calciumchlorid-Lösung infundiert worden sind, eingetreten. Des
Weiteren wurden keine statistisch signifikanten Unterschiede in den PTH-Werten von
Wallachen und Stuten, die mit dem selben Futtermittel gefüttert wurden, gemessen, wohl
aber sind Unterschiede zwischen heranwachsenden Hengsten (1-3 Jahre), die mit Getreide
gefüttert wurden, und den mit Rauhfutter gefütterten adulten Tieren gemessen worden.
Vermutet wurde dabei ein ernährungsbedingter Effekt durch den hohen Phosphorgehalt
des Getreides, da bei zwei heranwachsenden Hengsten, die mit Rauhfutter gefüttert
wurden, kein Unterschied zu den bei den ausgewachsenen Tieren gemessenen Werten
aufgetreten ist.
LENSING (1998) hat in einer Studie zum Einfluss der Fütterung auf Knochenmarker
beim Pferd festgestellt, dass eine übermäßige nutritive Calcium- und Phosphor-
Versorgung zu einer Erhöhung der c-terminalen PTH-Konzentration im Blut führt. Dies
steht bezüglich der beobachteten Korrelation zwischen einem hohen Calciumspiegel im
Blut und einer hohen Konzentration an c-terminalem PTH im Blut im Widerspruch zu den
Ergebnissen vieler anderer Studien.
II Schrifttum
54
SCHULZE et al. (2001) untersuchten die Calcium-Homöostase in Abhängigkeit von der
Fütterung an vier Stuten. Sie stellten einen stetigen Anstieg der Plasmakonzentration an
ionisiertem Calcium in den ersten drei Stunden nach der Fütterung fest. In den folgenden
acht Stunden zeigte sich eine Tendenz zur Konzentrationserniedrigung. Die Konzentration
an intaktem PTH im Plasma sank innerhalb von 45 Minuten nach der Fütterung von 218
±78 pg/ml auf 141 ±40 pg/ml signifikant ab. Nach einer weiteren Stunde kam es zu einem
erneuten signifikanten Abfall der PTH-Konzentration auf 27 ±14 pg/ml. Im weiteren
Tagesverlauf konnten keine signifikanten Veränderungen beobachtet werden, und die
PTH-Konzentration pendelte sich zwischen 4 und 56 pg/ml ein.
Geburt:
Peripartal (bis zwei Tage nach Abfohlen) nimmt bei Pferden die Konzentration an
ionisiertem Calcium und Gesamtcalcium im Blut ab und die PTH-Konzentration (intaktes
PTH) ist deutlich gesteigert, was eine Untersuchung von MARTIN et al. (1995) ergab.
Auch hier konnte ein reziprokes Verhältnis zwischen Calcium und intaktem PTH ermittelt
werden. SCHULZE et al (2001) führten an 15 Stuten Untersuchungen zur Calcium-
Homöostase während des peripartalen Zeitraumes durch und entdeckten bei ihren
Probanden bezüglich des zeitlichen Verlaufes unterschiedliche PTH-Reaktionen vor,
während und nach der Geburt, so dass die Stuten in vier Gruppen eingeteilt wurden. Sie
unterschieden Stuten mit PTH-response sub partu (Gruppe I, 7 Stuten), Stuten mit PTH-
response postpartal (Gruppe II, 6 Stuten), eine Stute mit PTH-response präpartal (Gruppe
III) und eine Stute ohne nennenswerten PTH-response (Gruppe IV). Imbalancen in der
Calciumhomöostase konnten sub partu und in der Zeit vom sechsten bis 21.Tag post
partum festgestellt werden, klinisch in Erscheinung tretende Hypocalcämien wurden
während des gesamten Untersuchungszeitraumes nicht beobachtet.
II Schrifttum
55
Krankheit:
In einer Studie, die vergleichend die Calcium-Homöostase von gesunden Pferden und
Pferden mit Enterocolitis betrachtet, wiesen Pferde mit einer Enterocolitis, bedingt durch
eine Hypocalcämie, die dieses Krankheitsbild begleitet, einen deutlich höheren
Parathormonspiegel im Blut auf als die gesunden Pferde (TORIBIO et al. 2001). In ihrer
Studie an Fohlen haben SLOET VAN OLDTRUITENBORGH-OOSTERBAAN et al.
(1999) festgestellt, dass Osteochondrose-positive Fohlen im Alter von vier Monaten einen
signifikant höheren Plasmaspiegel an intaktem Parathormon haben als Osteochondrose-
negative Fohlen des gleichen Alters.
ELFERS et al. (1986) untersuchten in ihrer Studie Veränderungen des Calcium-,
Phosphor- und Parathormongehaltes während akuter Nierenerkrankungen bei vier Ponies.
Eine leichte Hypercalcämie, Hypophosphatämie und erhöhte Werte an c-terminalem PTH
konnten während der Oligurie beobachtet werden. Im fortgeschrittenen Stadium der
Oligurie nahm die tägliche Ausscheidungsmenge von Calcium und Phosphor mit dem
Harn ab, während der Gehalt an c-terminalem PTH im Serum bei allen vier Tieren erhöht
war, was auf eine Unfähigkeit der renalen Elimination der c-terminalen PTH-Fragmente
zurückgeführt wurde.
Belastung:
AGUILERA-TEJERO et al. (1998) haben in einer Studie den Einfluss von körperlicher
Belastung (Springturnier) und EDTA-Gabe auf den Calciummetabolismus und den PTH-
Spiegel (intaktes PTH) bei Springpferden untersucht. Dabei stellten sie fest, dass eine
Belastung bei einigen Pferden zu einem signifikanten Abfall der
Calciumionenkonzentration und zu einem signifikanten Anstieg der PTH-Konzentration
im Plasma geführt hat (High Responder). Weitere Pferde der Studie reagierten mit einer
nur mäßigen Ausschüttung von Parathormon (Moderate Responder), während wiederum
andere Pferde, die an der Untersuchung teilnahmen, keine Veränderung der Parathormon-
Konzentration aufzeigten (Nonresponder). AGUILERA-TEJERO et al. wiesen in dieser
II Schrifttum
56
Studie auch eine Korrelation des Blut-Calcium-Spiegels mit der PTH-Plasma-
Konzentration nach. Die Administration von EDTA, welches ebenfalls eine
Hypocalcämie induziert, führte zu identischen Ergebnissen.
Folgend fand eine Untersuchung zur Konzentration an Calciumionen und Parathormon im
Plasma an Pferden nach einem Distanzritt von 80 km statt (AGUILERA-TEJERO et al.
2001). Nach Absolvierung dieser Distanz wurde bei 20 der 28 Probanden ein verminderter
Gehalt an ionisiertem Calcium im Plasma und eine gesteigerter Parathormonwert im
Blutplasma festgestellt, wobei beide Parameter miteinander korrelierten.
WEDEMEYER (2000) hat in einer Laufbandstudie mit Trabern eine deutliche Erhöhung
der Parathormon-Konzentration (intaktes PTH) während einer halbstündigen, sich
steigernden Laufleistung (Stufentest) der Pferde ermittelt. Auch bei durchgeführten
Kurzzeitbelastungen der Pferde war ein deutlicher Anstieg der Parathormon-
Konzentration zu beobachten, dagegen zeigten sich bei Langzeitbelastungen keine
Veränderungen der PTH-Konzentration im Blut. Die Konzentration an ionisiertem
Calcium im Vollblut fiel während des Stufentestes und der Kurzzeitbelastungen
hochsignifikant ab. Vier Stunden nach Belastung stieg die Konzentration wieder deutlich
an und lag über den Ausgangskonzentrationen, die 24 Stunden nach den Belastungen
wieder annähernd erreicht wurden. Bei der Langzeitbelastung konnten keine signifikanten
Veränderungen der Konzentration festgestellt werden. Der Verlauf der Konzentration des
Gesamtcalciums im Plasma zeigte während beider Stufenteste keine statistisch
abzusichernden Veränderungen. Bei der Kurzzeitbelastung kam es zu einem
Konzentrationsabfall zum Belastungsende und einem signifikanten Anstieg nach vier
Stunden. Nach 24 Stunden erreichten die Gesamtcalcium-Werte wieder die
Ausgangskonzentration. Während der Langzeitbelastung konnten keine
belastungsbedingten Veränderungen festgestellt werden.
II Schrifttum
57
Training:
Die Auswirkungen des Trainingbeginns (112 Tage) auf den Mineralstoffhaushalt und den
Knochenstoffwechsel haben NIELSEN et al. (1998) bei jungen, zuvor untrainierten
Quarterhorse-Wallachen untersucht. Dabei fanden sie heraus, dass in den ersten sechs
Trainingswochen die Blutserum-Konzentration an Gesamtcalcium stark angestiegen ist,
um dann nach einem kurzzeitigen Plateau im weiteren Trainingsverlauf bis zum 84. Tag
wieder leicht abzufallen. Bis zum Ende der Trainingsphase (112. Tag) konnte wieder ein
Anstieg der Gesamtcalciumkonzentration im Serum beobachtet werden. Der Verlauf des
Gehaltes an c-terminalem PTH im Serum wies über die gesamte Versuchsdauer keine
signifikanten Unterschiede auf. Röntgenologisch wurde am 56. Tag der niedrigste
Mineralgehalt des Knochens festgestellt, ein Einfluss des Trainings auf den Phosphor- und
Magnesium-Haushalt konnte nicht beobachtet werden. Zusammengefasst konnte während
der ersten 8 Wochen der Studie ein gesteigerter Knochenabbau und während der
folgenden 8 Wochen ein Steigerung der Knochenformation nachgewiesen werden.
Bei Rennpferden mit Frakturen der langen Knochen ist vor der Fraktur kein erhöhter
PTH-Gehalt im Blutserum festgestellt worden, wohl aber bei Rennpferden, die eine
Fraktur im Bereich der Sesambeine erlitten haben (CHIBA et al. 2000). Der Calcitonin-
Gehalt dieser Pferde ist vor der Fraktur im Vergleich zu den Werten bei gesunden Pferden
erhöht gewesen. Begründet liegen diese erhöhten Werte in einer beschleunigten
Knochenumbaurate, die durch die starke mechanische Beanspruchung eines Rennpferdes
stimuliert wird. Dieser Zustand zeichnet sich durch einen erhöhten PTH-Wert aus,
welcher wiederum eine gesteigerte Freisetzung von Calciumionen aus dem Knochen
bewirkt. Der Organismus reagiert auf die vorübergehende Hypercalcämie mit einer
vermehrten Calcitonin-Ausschüttung.
Bei einer 12-wöchigen Dekonditionierung konnten PORR et al. (1998) keine signifikanten
Veränderungen von intaktem PTH feststellen, obwohl es zu einem Anstieg der
Konzentrationen des ionisierten und des gesamten Calciums im Serum bzw. Plasma kam.
ENBERGS et al. (1996) stellten in ihrer Studie fest, dass ein- bzw. zweijährige
Vollblutpferde, die im Winter in Boxen gehalten werden und sich im Training befinden,
II Schrifttum
58
einen deutlich niedrigeren durchschnittlichen Parathormongehalt im Plasma haben als die
selben Tiere während der sommerlichen Weidehaltung. Die Gesamtcalciumkonzentration
im Plasma war während der Weidesaison (3,03 ±0,23 mmol/l) im Mittel geringfügig
niedriger als während der Stallhaltungs- und Trainingsphase (3,14 ±0,14 mmol/l).
II Schrifttum
59
8 Erfahrungen in der PTH-Applikation
PODBESEK et al. (1983, 1984) haben in Untersuchungen an Hunden nachweisen können,
dass es unter intermittierender hPTH (1-34)-Applikation zu einer Stimulation der
Knochenformation und Erhöhung der intestinalen Calcium-Absorption kommt. Bei der
Untersuchung wurde hPTH (1-34) in Dosierungen von 0,5 µg/kg KM/Tag als Infusion,
bzw. 1,7 µg/kg KM/Tag als einmalige Injektion verwendet. Bei den Tieren, denen täglich
hPTH (1-34) injiziert wurde, konnte ein Anstieg der intestinalen Calciumresorption wie
auch eine transiente Reaktion des Blutcalciumspiegels beobachtet werden, während dies
bei den hPTH (1-34)-infundierten Hunden nicht eingetreten ist. Werden Osteoblasten
chronisch PTH ausgesetzt, so bewirkt das Hormon eine reversible Hemmung der
Osteoblastogenese zu einem späten präosteoblastischen Stadium (BELLOWS et al.
1990b). Bei Versuchen mit ovariektomierten Ratten unter Verwendung von subcutanen,
mit Parathormon und/oder 17-β-Östradiol versehenen Implantaten, bestätigten ZHOU et
al. (2001) bei einer kontinuierlichen PTH-Freisetzung von täglich 30 µg/kg KM katabole
Effekte der chronischen PTH-Administration.
Eine intermittierende Gabe von Parathormon steigert bei ovariektomierten Ratten die
Knochenmasse aufgrund einer Erhöhung der Osteoblastenzahl und der
Knochenumbaurate (DEMPSTER et al. 1993).
SHEN et al. (1993, 1995) applizierten ovariektomierten Ratten humanes Parathormon (1-
34) in einer Dosierung von 30 bzw. 40 µg/kg KM/Tag subcutan separat oder in
Kombination mit β-Östradiol. Östrogene alleine zeigten dabei eine antiresorptive
Wirkung, in Kombination mit Parathormon konnte jedoch eine gesteigerter
Knochenaufbau beobachtet werden.
In einer Folgestudie verabreichten SHEN et al. (1998) 80 µg/kg KM/Tag hPTH (1-34) an
Ratten, beginnend zwei Wochen vor ihrer Ovariektomie. Es konnte ein Anstieg der
Knochenmineraldichte und der mechanischen Belastbarkeit des Knochens festgestellt
werden. Selbst vier Wochen nach Absetzen der Applikation war noch eine positive
Beeinflussung des Knochenstoffwechsels in Form einer erhöhten Knochendichte und
II Schrifttum
60
-belastbarkeit zu beobachten. Nach 14 Wochen konnte nur noch eine erhöhte
Knochenmasse registriert werden. Aus diesen Ergebnissen schlossen die Autoren, dass die
positiven Effekte einer hPTH-Behandlung mindestens dreimal so lange andauern wie die
Dauer der Behandlungsphase.
MENG et al. (1996) bestätigten in ihrer Studie an ovariektomierten Ratten eine Steigerung
der Knochenformatiosrate, wobei die größten Effekte innerhalb der ersten
Applikationswoche von 20 µg/kg KM/Tag hPTH (1-34), das einmal täglich subcutan
appliziert wurde, eingetreten sind. RIOND et al. (1998) beobachteten in einem Versuch an
Ratten, denen ein-, zwei- oder dreimal täglich hPTH (1-38) in einer Dosierung von 50
µg/kg KM oder ein Placebo subcutan appliziert wurde, dass nicht nur die Dichte des 5.
Lendenwirbels unter der Parathormongabe zunimmt, sondern auch die intestinale
Absorptionsrate von Calcium, Magnesium und Phosphor erhöht ist. Mit zunehmender
Frequenz der täglichen Behandlung nahm die Knochendichte des Lendenwirbels im
Vergleich zur Kontrollgruppe deutlich zu.
BROMMAGE et al. (1999) bestätigten in ihrer Untersuchung einen anabolen Effekt einer
täglichen subcutanen hPTH (1-34)-Applikation in einer Dosierung von 1 bzw. 5 µg/kg
KM über den Zeitraum von einem Jahr auf den Knochenstoffwechsel von
ovariektomierten Affen. Die Autoren beobachteten während des Versuches eine
Suppression der endogenen PTH-Ausschüttung bei einem gleichzeitigen Anstieg der
Serum-Calcitriol-Konzentration. Unter Gabe der höheren Dosis hPTH konnten im
Vergleich zu den Effekten der niedrigeren hPTH-Dosis deutlichere Erhöhungen der
Knochendichte, besonders im Bereich der Wirbelkörper festgestellt werden.
Jedoch beobachteten STANISLAUS et al. (2000) eine vorübergehend gesteigerte
Apoptoserate von Knochenvorläuferzellen und Osteozyten in den Metaphysen junger
Ratten während der initialen Reaktion auf eine PTH-Gabe.
NAKAJIMA et al. (2002) applizierten in einer Studie Ratten, die eine unilaterale
Femurfraktur hatten, täglich 10 µg hPTH (1-34)/kg KM subcutan über einen Zeitraum von
42 Tagen. Gleichzeitig existierte eine Kontrollgruppe (ohne PTH-Applikation) mit
ebenfalls frakturiertem Femur. Die Auswertung der Studie ergab, dass bei den Tieren, die
hPTH (1-34) erhielten, im Vergleich zu der Kontrollgruppe am 28. und 42. Tag nach der
Fraktur eine signifikant erhöhte Knochenmasse und Knochendichte vorlag.
II Schrifttum
61
HODSMAN et al. (1993) stellten in ihrer Studie fest, dass es bei einer 24-Stunden
Dauerinfusion von hPTH (1-34) (0,0313µg/kg KM*h) zu einer Steigerung der resorptiven
Vorgänge am Knochen kommt, während bei einer täglichen subcutanen Injektion (50
µg/Frau entspricht ca. 0,8 µg/kg KM) über 28 Tage die aufbauenden Prozesse am
Knochen Überhand nahmen.
Eine anabole Wirkung auf den Knochen stellten auch DEMPSTER et al. (1993) in ihrer
Studie an Menschen, die an Osteoporose erkrankt waren, fest. Dabei wurde diesen
Probanden über einen Zeitraum von mindestens 6 Monaten und maximal 2 Jahren täglich
subcutan hPTH (1-34) in einer Dosierung von 25-30 µg/Frau (entspricht ca. 0,5 µg/kg
KM) in Kombination mit Vitamin D3, Calcium, Östrogen bzw. Nandrolon oder Calcitonin
verabreicht. Es existierte zusätzlich eine Kontrollgruppe, der kein Parathormon appliziert
wurde. Bei allen mit hPTH (1-34) behandelten Patienten ist ein deutlicher Anstieg der
Knochendichte der Wirbelkörper festgestellt worden, während bei der Kontrollgruppe
keine Veränderungen eingetreten sind.
Eine Erhöhung der Knochendichte der Wirbelkörper beobachteten FINKELSTEIN et al.
(1994), die in ihrer Studie postmenopausalen Frauen täglich 40 µg/Frau hPTH (entspricht
ca. 0,67 µg/kg KM) subcutan verabreichten. Zu dem gleichen Ergebnis kamen auch
NEER et al. (2001) in ihrer Untersuchung an 1637 postmenopausalen Frauen sowie
LINDSAY et al. (1997) an einer dreijährigen Studie mit insgesamt 34 Frauen. Sie
beobachteten zusätzlich noch ein vermindertes Frakturrisiko bei den Parathormon-
behandelten Patientinnen. Den Frauen wurde hPTH (1-34) in einer Dosierung von 20,
bzw. 40 µg/Frau/Tag (entspricht ca. 0,33 bzw. 0,67 µg/kg KM) (NEER et al. 2001), bzw.
25 µg/Frau/Tag (entspricht ca. 0,4 µg/kg KM) subcutan verabreicht (LINDSAY et al.
1997). Die Möglichkeit, Osteoblastenapoptose zu verhindern gibt eine rationale Erklärung
für die intermittierende Gabe von hPTH (25 µg/Frau/Tag) zur Reduktion
glukokortikoidinduziertem Knochenschwunds und gesteigertem Frakturrisikos beim
Menschen (LANE et al. 1998, JILKA et al. 1999).
In einer Studie ist postmenopausalen Frauen, die aufgrund nichtinfizierter
inflammatorischer Prozesse mindestens über ein Jahr Corticosteroide nahmen und
gleichzeitig an Osteoporose litten, über einen Zeitraum von einem Jahr täglich
II Schrifttum
62
hPTH (1-34) in einer Dosierung von 25 µg/Frau in Kombination mit Östrogen bzw.
Östrogen alleine verabreicht worden. Bei den abschließenden Untersuchungen stellte sich
heraus, dass die Knochenmasse je nach Lokalisation gleichblieb oder sogar zunahm und
dass die Marker Osteocalcin und knochenspezifische alkalische Phosphatase deutlich
erhöht waren (LANE et al. 1998). Eine positive Wirkung einer intermittierenden Gabe
von hPTH (1-84) auf die Heilung von bilateral frakturierten Tibia-Schäften bei
ovariektomierten Ratten stellten JAHNG und KIM (2000 fest, wobei eine zusätzliche
Versorgung mit Östrogenen keinen Vorteil bietet.
KURLAND et al. (2000) untersuchten den Einsatz von hPTH (1-34) bei Männern
mittleren Alters, die an einer idiopathischen Osteoporose erkrankt sind. Es konnte eine
Verbesserung der Knochendichte im Lendenwirbelbereich und der Femurkopf-
Knochenmineraldichte festgestellt werden. In dieser Studie waren die Werte der
Knochenmarker Osteocalcin, knochenspezifische alkalische Phosphatase und PICP unter
hPTH-Applikation erhöht, in der Gesamtcalcium-Konzentration im Serum sind keine
Veränderungen aufgetreten.
Ältere Studien geben Anlass zu der Vermutung, dass eine divergierende Wirkung von
PTH auf kortikale und spongiöse Knochenstrukturen existiert. So wurde in einigen
Studien an Menschen und Ratten eine Abnahme der Knochendichte von kortikalen
Strukturen beobachtet, während eine deutliche Zunahme der spongiösen Strukturen
festgestellt werden konnte (HESP et al. 1981). REEVE et al. (1981) stellten sogar die
Theorie auf, dass spongiöse Knochenstrukturen auf Kosten der kortikalen Strukturen
aufgebaut werden, da im Rahmen ihrer Studie weder eine gesteigerte Calciumabsorption
noch Calciumretention beobachtet werden konnte. Diesen Beobachtungen wurde aber in
neueren Studien widersprochen (BROMMAGE et al. 1999, FINKELSTEIN et al. 1994,
LINDSAY et al. 1997, NEER et al. 2001, SLOVIK et al. 1986). Neben einer Steigerung
der Mineraldichte der Substantia spongiosa der Lendenwirbelkörper wurden keine bzw.
positive Veränderungen der kortikalen Knochendichte im Radius registriert. Alle
Probanden nahmen täglich Calcium mindestens in bedarfsdeckender Menge auf, zum Teil
erfolgte in einigen Studien eine definierte Calciumzufuhr, die den individuellen Bedarf
der Probanden gedeckt hat.
II Schrifttum
63
Einen Überblick über die Ergebnisse einiger Studien, in denen hPTH appliziert wurde,
gibt Tabelle 6.
Tabelle 6a: Überblick über die Ergebnisse einiger hPTH-Studien
Versuchsaufbau Probanden Effekte Literaturquelle
25 µg hPTH (1-34)/Tag
(= 0,4 µg/kg KM) +
Calcitriol
8 Frauen
(Durchschnittsalter 50
Jahre)
Erhöhung der
Lendenwirbeldichte
um 9,8 %
SLOVIK et al.
(1986)
65 µg hPTH (1-34)/Tag
(= 1 µg/kg KM) +
Calcitonin
39 postmenopausale
Frauen
(durchschnittlich 67
Jahre)
Erhöhung der
Lendenwirbeldichte um
10,2 % und der
Knochendichte des
Femurkopfes um 2,4 %
HODSMAN et
al. (1997)
40 µg hPTH (1-34)/Tag
(= 0,67 µg/kg KM)
subcutan über 12
Monate + Östrogene
51 postmenopausale
Osteoporose-erkrankte
Frauen (50-82 Jahre),
Hormonersatztherapie
sowie Glukokortikoide
Erhöhung der
Knochendichte im
Lendenwirbelbereich um
9,8 %
LANE et al.
(1998)
3,125 µg bzw. 6,25 µg
bzw. 12,5 µg hPTH (1-
34)/Woche subcutan
über 48 Wochen
220 Osteoporose-
erkrankte Frauen (45-
95 Jahre)
Erhöhung der
Knochendichte im
Lendenwirbelbereich um
0,6 % (3,125 µg) bzw. 3,6
% (6,25 µg) bzw. 8,1 %
(12,5 µg)
FUJITA et al.
(1999)
400 IU (= 25 µg) hPTH
(1-34)/Tag subcutan
über 18 Monate
23 Osteoporose-
erkrankte Männer (30-
68 Jahre)
Erhöhung der
Knochendichte im
Lendenwirbelbereich um
13,5 ±3 % und am
Femurkopf um 2,9 ±1,5 %
KURLAND et
al. (2000)
II Schrifttum
64
Tabelle 6b: Überblick über die Ergebnisse einiger hPTH-Studien
Versuchsaufbau Probanden Effekte Literaturquelle
400 IU (= 25 µg) hPTH
(1-34)/Tag subcutan
(= 0,4 µg/kg KM) +
Hormonersatztherapie
(Östrogene)
52 Osteoporose-
erkrankte Frauen (58-
63 Jahre)
Erhöhung der
Knochendichte im
Lendenwirbelbereich um
13,4 ±1,4 %
COSMAN et al.
(2001)
20 bzw. 40 µg hPTH
(1-34)/Tag subcutan
über durchschnittlichen
Zeitraum von 16
Monaten (= 0,33 bzw.
0,67 µg/kg KM)
1637 postmenopausale
Frauen (69-70 Jahre)
mit früheren
vertebralen Frakturen
Erhöhung der
Knochendichte des
Femurkopfes um
2,8 ±5,7 % (20 µg) bzw.
5,1 ±6,7 % (40 µg)
NEER et al.
(2001)
II Schrifttum
65
9 Zusammenfassung
Zahlreiche Studien belegen, dass die intermittierende hPTH-Applikation in der
Humanmedizin zur Erhöhung der Knochendichte sowie Prävention von Frakturen bei
postmenopausalen Frauen etabliert ist.
Da auch beim Pferd Zustände mit verringerter Knochenformationsrate bzw. erhöhter
Knochenresorptionsrate, wie z.B. Trainingsbeginn, Glukokortikoid-Therapie, Narkosen,
etc. bekannt sind, sollen anabole Effekte auf den Knochenstoffwechsel des Pferdes
untersucht werden.
Ziel dieser Studie ist es, die Wirksamkeit von hPTH (1-37) auf den Knochenstoffwechsel
auch beim Pferd zu überprüfen. Als Parameter zur Festsellung des Knochenstoffwechsels
dienen die Knochenformationsmarker Osteocalcin und PICP, der Knochen-
resorptionsmarker ICTP sowie Calcium und Phosphor. Des Weiteren erfolgt eine
Bilanzierung des Calcium- und Phosphorhaushaltes unter Kontrollbedingungen und
während einer 28-tägigen hPTH (1-37)-Applikation.
III Material und Methoden
66
III Material und Methoden
1 Ziel des Versuches
In der vorliegenden Studie wurde die Wirkung der Applikation von humanem Parathormon
(hPTH 1-37) auf den Knochen- und Calciumstoffwechsel von Pferden untersucht.
Eine Auswirkung der hPTH-Applikation auf den Calcium-/Phosphorstoffwechsel wurde
mittels Bilanzierung der Mengenelemente Calcium und Phosphor ohne und unter hPTH-
Applikation überprüft. Darüber hinaus erfolgte eine Überprüfung der Wirkung auf den
Knochen mittels Messung der Konzentration der Knochenmarker, die im Blut sowohl
anabole, wie auch katabole Aktivität des Knochens darstellen. Gemessen werden dabei als
Markersubstanzen des Knochenaufbaus Osteocalcin und PICP, als Marker der
Knochenresorption ICTP. Als Parameter des Calciumstoffwechsels und seiner Regulation
wurde Parathormon, Gesamtcalcium, ionisiertes Calcium (pH-korrigiert), anorganisches
Phosphat und der pH-Wert bestimmt.
2 Aufbau des Versuches
Der Versuch ist in seiner Gesamtheit aus der Bearbeitung von drei Teilaspekten aufgebaut.
2.1 Überprüfung der Circadianrhythmik
In einem 24-Stunden-Versuch wurde die circadiane Rhythmik der endogenen Ausschüttung
von körpereigenem Parathormon (PTH), der Knochenmarker (Osteocalcin, PICP, ICTP),
ionisiertem Calcium (pH-korrigert), Gesamtcalcium und anorganischem Phosphat im Blut
untersucht.
Den Pferden wurden dazu in stündlichem Abstand Blutproben entnommen. Die Fütterung der
Tiere erfolgte zu definierten Zeitpunkten, um gegebenenfalls postprandiale Effekte ermitteln
zu können.
III Material und Methoden
67
2.2 Verträglichkeit der täglichen Applikation von hPTH
Über einen Zeitraum von vier Tagen ist den Pferden täglich zu einem determinierten
Zeitpunkt eine gleichbleibende Dosis humanes Parathormon (0,23 mg hPTH pro Pferd, IPF
Pharmaceuticals, Hannover) subcutan injiziert worden. Es wurde beobachtet, ob sich lokale
Reaktionen im Bereich der Injektionsstelle, aber auch Veränderungen im Allgemeinbefinden
der Pferde unter der Applikation einstellten. Begleitend zu den Beobachtungen ist den
Pferden zweimal täglich Blut entnommen worden, um die Parameter des
Knochenstoffwechsels und des Calcium-Metabolismus im Hinblick auf kurzfristige Effekte
der Hormongabe zu untersuchen.
2.3 Kurz- und mittelfristige Effekte der täglichen hPTH-Applikation
In diesem Teil des Versuches sind die Auswirkungen der täglichen Applikation von hPTH
über einen Zeitraum von 28 Tagen überprüft worden. Der Applikationsphase vorausgehend ist
eine 28-tägige Kontrollphase vorgeschaltet worden. Die Beprobungen zur Untersuchung der
Knochenmarker und der Calcium-/Phosphor-Homöostase fanden in beiden Versuchsphasen
zu definierten Zeitpunkten in jeweils identischen Abständen statt.
Durch Ermittlung der täglichen Calcium- und Phosphorversorgung und der Ausscheidung
dieser beiden Mengenelemente im Kot und Harn während der Versuchsphasen können des
Weiteren Rückschlüsse auf eine Beeinflussung der Calcium-/Phosphorbilanz der Pferde durch
eine hPTH-Gabe gezogen werden.
III Material und Methoden
68
3 Versuchstiere
3.1 Versuch zur Circadianrhythmik
Bei dem 24-Stunden-Versuch kamen vier Pferde (I, III, IV und VI) zum Einsatz, die sich im
Besitz des Institutes für Tierernährung der Tierärztlichen Hochschule Hannover befanden. Es
handelte sich hierbei um vier männlich-kastrierte Traber im Alter zwischen fünf und elf
Jahren. Das mittlere Körpergewicht der Tiere lag bei 473 ± 45,5 kg. Die Pferde wurden in
Einzelboxen mit Stroheinstreu in einem geschlossenem Stallgebäude gehalten. Die Fütterung
mit jeweils 1,0 kg Müsli-Futter (Marstall Pferdefutter, Typ -Pelletfrei-) und 2,5 kg Heu
erfolgte zweimal täglich im Abstand von zwölf Stunden (8.00 Uhr, 20.00 Uhr), wobei die
Futteraufnahmezeit gemessen und dokumentiert wurde. Wasser wurde den Tieren ad libitum
mittels Selbsttränken bereitgestellt. Alle Tiere hatten freien Zugang zu einem Salzleckstein.
Tabelle 7: Angaben über Alter, Rasse, Körpergewicht und Geschlecht der in dieser
Versuchsphase eingesetzten Pferde
Pferd Alter (Jahre) Rasse Körpergewicht (kg) Geschlecht
I 11 Traber 460 Wallach
III 8 Traber 538 Wallach
IV 8 Traber 432 Wallach
VI 5 Traber 462 Wallach
Ø 8 ± 2,45 Ø 473 ± 45,5
Eine genaue Angabe der Futterration, sowie Informationen zur täglichen Energie-, Protein-
und Mineralstoffversorgung mit der aufgenommenen Ration ist der folgenden Tabelle 8 zu
entnehmen.
III Material und Methoden
69
Die Nährstoffaufnahme der Pferde ist dabei aus den Werten einer durchgeführten Weender-
Analyse und Mengenelementbestimmung der eingesetzten Futtermittel errechnet worden.
Der Nährstoffbedarf der Tiere wurde auf der Grundlage der Empfehlungen zur Energie- und
Nährstoffversorgung der Pferde (GESELLSCHAFT FÜR ERNÄHRUNGSPHYSIOLOGIE
DER HAUSTIERE 1994) ermittelt.
Die Kalkulation des Gehaltes an verdaulicher Energie erfolgte anhand der Berechnungsformel
nach ZEYNER (2003).
Tabelle 8: Energie- und Nährstoffgehalte der verwendeten Futtermittel und Bedarf der im
Versuch eingesetzten Pferde
Futtermittel uS TS DE vRp Ca P Na Mg K
(kg) (MJ) (g)
Heu 5,0 4,6 30,6 394 17,4 8,3 3,2 5,8 61,3
Müslifutter 2,0 1,8 19,2 209 19,6 10,5 8,7 5,4 25,7
Gesamt 7,0 6,4 49,8 603 37,1 18,9 11,9 11,0 87,0
Bedarf Pferd I 54,6 298 23,0 13,8 9,2 9,2 23,0
Bedarf Pferd III 61,4 335 26,9 16,1 10,8 10,8 26,9
Bedarf Pferd IV 52,1 284 21,6 13,0 8,6 8,6 21,6
Bedarf Pferd VI 54,8 299 23,1 13,9 9,2 9,2 23,1
3.2 Überprüfung der Verträglichkeit
Die Verträglichkeit des hPTHs wurde an vier Stuten, die sich im Besitz der Klinik für Pferde
der Tierärztlichen Hochschule Hannover befanden, überprüft. Die Tiere waren in zum Teil
überdachten Außenpaddocks, die mit Stroh eingestreut waren, untergebracht. Die Pferde
wurden zweimal täglich mit Heu ad libitum gefüttert und Wasser stand aus Selbsttränken zur
freien Verfügung.
III Material und Methoden
70
Tabelle 9: Angaben über Alter, Rasse, Körpergewicht und Geschlecht der in dieser
Versuchsphase eingesetzten Pferde
Pferd Alter (Jahre) Rasse Geschlecht
VII 14 Warmblut Stute
VIII 15 Warmblut Stute
IX 2 Warmblut Stute
X 9 Warmblut Stute
Ø 10 ± 5,9
3.3 Untersuchung der kurz- und mittelfristigen Effekte der hPTH-Gabe
Im Rahmen dieses Versuchsabschnitts wurde fünf Pferden hPTH (1-37) subcutan appliziert.
Die Pferde hatten zu Beginn dieser Versuchsphase ein mittleres Körpergewicht von
459 ±35,23 kg.
Tabelle 10: Angaben über Alter, Rasse und Geschlecht der in dieser Versuchsphase
eingesetzten Pferde
Pferd Alter (Jahre) Rasse Gewicht (kg) Geschlecht
I 11 Traber 445 Wallach
II 2 Traber 451 Wallach
III 8 Traber 515 Wallach
IV 8 Traber 420 Wallach
V 21 Traber 466 Wallach
Ø 10 ± 7,0 459 ± 35,2
III Material und Methoden
71
Außer Pferd V wurden alle Tiere in einem geschlossenen Stall in Einzelboxen (10,5 m2 groß)
auf Sägespänen gehalten. Pferd V befand sich in einem betonierten Auslauf, dem eine mit
Gummimatten ausgelegte Liegefläche angehörte. Ein Teil des Auslaufes (die Liegefläche)
befand sich in einem Stallgebäude, der andere Teil im Freien, wobei das Tier jederzeit freien
Zugang zu der Liegefläche hatte. Alle Pferde wurden aus Eimern ad libitum getränkt.
Die Tiere sind dreimal täglich zu definierten Zeitpunkten gefüttert worden (7.00, 15.00 und
23.00 Uhr), zu denen jeweils ein Drittel der Tagesration gefüttert wurde. Die Tagesration
wurde bei jedem Pferd individuell an dessen Bedarf angepasst und berechnet. Zugrundegelegt
wurde für die Berechnung dabei der Erhaltungsbedarf der Pferde (GfE 1994).
Die Haltung der Pferde erfolgte unter natürlicher Beleuchtung, bei Bedarf wurde nur zu den
Fütterungs- und Beprobungszeiten eine künstliche Beleuchtung eingesetzt.
Die Pferde wurden während der Kontrollperiode mit expandierten Trockenschnitzeln (jeweils
0,5 kg TS/ 100 kg KM) in Kombination mit Heu (0,5 kg TS/ 100 kg KM) gefüttert.
Während der Applikationsphase erhielten die Pferde lose Trockenschnitzel (0,5 kg TS/100 kg
KM) zusammen mit Heu (0,5 kg TS/ 100 kg KM). Eine Übersicht über den Energie- und
Nährstoffgehalt und den individuellen Bedarf der Pferde ist in Tabelle 4 dargestellt.
Die Kalkulation der Nährstoffaufnahme der Pferde erfolgte aus den Werten einer
durchgeführten Weender-Analyse und Mengenelementbestimmung.
Auf der Grundlage der Empfehlungen zur Energie- und Nährstoffversorgung der Pferde
wurde der Nährstoffbedarf der Tiere (GESELLSCHAFT FÜR
ERNÄHRUNGSPHYSIOLOGIE DER HAUSTIERE 1994) ermittelt.
Der Gehalt an verdaulicher Energie ist mittels der Formel nach ZEYNER (2003) berechnet
worden.
III Material und Methoden
72
Tabelle 11a: Körpergewicht, Energie- und Nährstoffgehalte der verwendeten
Futtermittel und Bedarf der Pferde I, II und III
Pferd Versuchs-
periode
Futter-
mittel uS TS DE vRp Ca P
(kg) (MJ) (g)
Expandat 3,2 3,1 36,1 180 24,5 1,9
Heu 3,3 2,9 23,1 92,2 8,7 4,1
gesamt 59,2 272 33,2 6,1 K
Bedarf 55,3 301 23,3 14,0
lose TS 3,2 3,0 36,0 187 19,7 2,2
Heu 3,3 2,9 23,6 92,0 8,2 4,7
gesamt 59,6 279 28,0 6,9
I
A
Bedarf 53,3 290 23,0 13,4
Expandat 3,1 2,9 34,5 177 22,9 1,8
Heu 3,2 2,8 23,0 75,1 8,0 4,6
gesamt 57,4 252 30,9 6,3 K
Bedarf 53,7 292 22,5 13,5
lose TS 3,1 3,0 35,0 184 22,9 1,9
Heu 3,2 2,8 23,1 73,8 9,1 4,9
gesamt 58,2 258 32,0 6,8
II
A
Bedarf 53,8 293 22,6 13,5
Expandat 3,8 3,7 42,9 259 29,1 2,3
Heu 3,9 3,4 27,3 99,5 10,3 4,9
gesamt 70,2 358 39,4 7,2 K
Bedarf 62,8 342 27,7 16,6
lose TS 3,8 3,6 42,8 239 23,4 2,6
Heu 3,9 3,4 28,0 99,3 9,8 5,6
gesamt 70,7 338 33,2 8,1
III
A
Bedarf 59,5 324 25,8 15,5
III Material und Methoden
73
Tabelle 11b: Körpergewicht, Energie- und Nährstoffgehalte der verwendeten
Futtermittel und Bedarf der Pferde IV und V
Pferd Versuchs-
periode
Futter-
mittel uS TS DE vRp Ca P
(kg) (MJ) (g)
Expandat 3,1 3,0 34,9 181 23,7 1,9
Heu 3,1 2,7 21,7 101 8,2 3,9
gesamt 56,6 282 31,9 5,8 K
Bedarf 53,1 289 22,2 13,3
Expandat 3,1 3,0 35,0 151 22,9 1,9
Heu 3,1 2,7 22,4 85,8 8,8 4,7
gesamt 57,4 237 31,7 6,7
IV
A
Bedarf 51,0 278 21,0 12,6
Expandat 3,3 3,1 36,7 197 24,4 1,9
Heu 3,4 3,0 24,4 110 8,5 4,8
gesamt 61,1 307 32,9 6,7 K
Bedarf 52,8 288 22,0 13,2
lose TS 3,3 3,2 37,3 206 24,4 2,1
Heu 3,4 3,0 24,6 108 9,6 5,2
gesamt 61,9 315 34,0 7,2
V
A
Bedarf 55,2 300 23,3 14,0
K = Kontrollperiode Expandat = expandierte Trockenschnitzel
A = hPTH-Applikation lose TS = lose Trockenschnitzel
III Material und Methoden
74
4 Durchführung des Versuches
4.1 Versuch zur Circadianrhythmik
Zur Überprüfung der circadianen Rhythmik wurde den Pferden (n=4) in stündlichen
Abständen über einen Venenverweilkatheter Blut entnommen. Das Blut wurde direkt nach
Entnahme, sowie nach Messung der direkt nach Blutentnahme zu messenden Parameter
weiterverarbeitet und gefrierkonserviert.
Eine Blutprobenentnahme fand jeweils unmittelbar vor der morgendlichen (8.00 Uhr), bzw.
abendlichen Fütterung (20.00 Uhr) statt. Die darauffolgende Probenentnahmen fanden in
einem stündlichen Rhythmus nach Gabe des Futters statt. Insgesamt sind den Pferden 25
Blutproben entnommen worden.
Während der Beprobungsdauer sind die Tiere permanent bei künstlicher Beleuchtung
gehalten worden.
Probenentnahme:
Bei den Pferden wurde nach gründlicher Rasur und Desinfektion der Haut der Punktionsstelle
ein Venenverweilkatheter mit entfernbarer Punktionskanüle (Cavafix® Certo® Splittocan®
355; 1,1x1,7 mm/16G; 45 cm; 36ml/min; Braunüle 1,8x2,35mm/14G; 5cm; Fa. B. Braun,
Melsungen) in die gestaute linke Vena jugularis externa geschoben und dort mittels eines
Einzelknopfheftes mit einem Faden aus geflochtener Naturseide (Silkam®, 4 metric / USP 1,
Art.-Nr. 01124162, Fa. B. Braun, Melsungen) an der Haut fixiert.
An den Konus wurde ein Verlängerungsschlauch (1,50m, 3,0 x 4,1mm Durchmesser, Art.-Nr.
25315, Fa. Lock) angeschlossen, welcher am Pferdehals gesichert wurde. Der
Verlängerungskatheter wurde mit einem Absperrhahn (Luer-Lock®; Art.-Nr. 872.10, Fa.
Vygon, Aachen) verschlossen bzw. geöffnet.
Bei der Probenentnahme wurde zunächst die Entnahmevorrichtung mit 10 ml einer 0,9 %igen
Kochsalzlösung (Isotonische NaCl-Lösung, 0,9%ig, Fa. B. Braun, Melsungen) gespült. Im
Anschluss wurden 20 ml Vollblut entnommen, die direkt verworfen wurden. Den Pferden
wurde mittels einer Ethyldiamintetracetat-Monovette (Monovette®, EDTA KE/9 ml; Art.-Nr.
02Fa. Sarstedt, Nümbrecht) und einer Lithium-Heparinat-Monovette (Monovette®, Lithium-
III Material und Methoden
75
Heparin 15 I.E. Heparin/ml Blut; Art.-Nr. 02.265, Fa. Sarstedt, Nümbrecht) jeweils 9 ml Blut
entnommen, welches sofort weiterverarbeitet wurde. Es sind die sofort nach Entnahme zu
bestimmenden Parameter im Vollblut gemessen worden und anschließend wurde das Vollblut
zentrifugiert. Das Plasma wurde abpipettiert und bei –20°C konserviert. Aus den gewonnen
Plasmaproben wurde zu einem späteren Zeitpunkt der Gehalt an Osteocalcin, ICTP, PICP,
Gesamtcalcium, ionisiertem Calcium (pH-korrigiert), anorganischem Phosphat und der pH-
Wert bestimmt.
4.2 Versuch zur Verträglichkeit
Den Pferden (n=4) wurde über vier Tage Dauer morgens direkt vor der Fütterung zunächst
Blut entnommen. Im Anschluss an die Entnahme wurde den Tieren humanes Parathormon
(hPTH 1-37; IPF Pharmaceuticals, Hannover) subcutan im Bereich der Regio praesternalis
injiziert. Es erfolgte ein täglicher Wechsel der Injektionsstelle, so dass das Hormon
alternierend auf der rechten bzw. linken Seite verabreicht wurde.
Die Injektionsstelle wurde regelmäßig adspektorisch und palpatorisch kontrolliert.
Nach der Injektion des Medikaments sind die Pferde jeweils gegen 8.00 Uhr morgens,
gefüttert worden. Eine weitere Fütterung fand nachmittags um 16.00 Uhr statt. Eine zweite
Blutprobe ist den Pferden zwölf Stunden nach Injektion des Hormons um 20.00 Uhr abends
entnommen worden.
Applikation:
Die Injektionsstelle im Bereich der Regio praesternalis ist vor Applikation des Hormons mit
einer alkoholischen Desinfektionslösung gereinigt worden. Das Hormon ist anschließend nach
Aspiration streng subkutan appliziert worden. Verwendet wurden hierbei Einmalkanülen
(Neolus 0,6 x 30 mm, Nr.14, Luer; Fa. Terumo, Leuven, Belgien) sowie Einmalspritzen
(5 ml; Fa. Henke-Sass, Wolf GmbH, Tuttlingen).
Dosierung:
Jedem Pferd wurden 0,23 mg/Tier in 2,3 ml isotonischer Kochsalzlösung gelöstes
hPTH (1-37) injiziert. Dies entspricht einer Dosierung von 0,5 µg/ kg KM.
III Material und Methoden
76
Probenentnahme:
Nach Desinfektion der Punktionsstelle der rechten, bzw. linken Vena jugularis externa ist den
Pferden nach Anstauung der jeweiligen Vene eine Blutprobe entnommen worden.
Verwendet wurde hierzu das Vacutainer System (BD Vacutainer® LH 143 I.U., bzw. K3E
15% 0,084 ml; Fa. Becton Dickinson, Plymouth, England). Bei jeder Probenentnahme wurden
jeweils zwei Röhrchen mit 7 ml Fassungsvermögen, die mit EDTA, bzw. Lithium-Heparinat
zur Gerinnungshemmung präpariert waren, benutzt. Die Venenpunktion erfolgte mit den zum
Entnahmesystem gehörenden Kanülen.
Die sofort nach Entnahme zu bestimmenden Parameter im Vollblut, wie der Gehalt an
ionisiertem Calcium und der pH-Wert, sind ermittelt worden. Im Anschluss wurde das
Vollblut zentrifugiert, das Plasma wurde abpipettiert und bei –20°C konserviert. Zu einem
späteren Zeitpunkt wurde der Gehalt an Osteocalcin, ICTP, PICP, Gesamtcalcium und
anorganischem Phosphat bestimmt.
4.3 Kurz- und mittelfristige Effekte der hPTH-Applikation
Die Durchführung dieser Versuchsphase erstreckte sich über einen Zeitraum von 56 Tagen.
Die gesamte Versuchsdauer war in zwei Perioden à 28 Tage gegliedert, wobei in der ersten
Periode den Tieren kein hPTH (= Kontrolle) verabreicht wurde, während in der zweiten
Versuchsperiode über die gesamte Dauer (28 Tage) eine tägliche hPTH-Applikation erfolgte.
Diese Zeitabschnitte wurden jeweils wieder in zwei Phasen à 14 Tage unterteilt. Die erste
dieser Phasen bestand aus einer Adaptation der Pferde an die verwendeten Futtermittel. Die
zweite Phase, die sogenannte Bilanzphase, bestand aus der Entnahme von Blut-, Harn- und
Kotproben über zweimal fünf Tage. Zwischen diesen beiden fünftägigen
Beprobungsintervallen wurde eine viertägige Bilanzpause geschaltet.
Blutproben wurden jeweils am 1. Tag der Adaptionsphase sowie am 1. und 5. Tag jeder
Bilanzhälfte entnommen. Dies führt zu einer Gesamtzahl von fünf Proben je Tier und
Versuchsperiode (1. Tag, 15.Tag, 19.Tag, 24.Tag und 28.Tag einer Versuchsperiode).
Die Probenentnahme erfolgte jeweils um 6.00 Uhr, 14.00 Uhr, 22.00 Uhr und 6.00 Uhr des
Folgetages.
III Material und Methoden
77
Eine Übersicht über den Versuchsaufbau und die Zeitpunkte der Beprobungen gibt folgende
Abbildung 5.
V e r s u c h s p e r i o d e2 8 T a g e
Bilanzphase14 Tage
Adaptationsphase14 Tage
Adaptation14 Tage
2.Bilanz-hälfte5 Tage
1.Bilanz-hälfte5 Tage
Bilanz-pause4 Tage
Proben-entnahme am 1. Tag(nur Blut)
Probenent-nahme (Blut)
am 1. und 5. Tag,Harn- und Kot-proben täglich
Probenent-nahme (Blut)
am 1. und 5. Tag,Harn- und Kot-proben täglich
Abbildung 5: Aufbau einer Versuchsperiode
Zum Auffangen der Kot- und Harnproben sind Kot- und Harnauffanggeschirre (Fa.
Stablemaid Horse Hygiene & Waste Management, Melbourne, Australien) verwendet
worden, die den Pferden während der Bilanzphasen angelegt worden sind.
Kot ist als Sammelkotprobe von fünf Tagen gesammelt worden. Somit existiert jeweils eine
Kotprobe für die 1. Bilanzhälfte sowie eine Kotprobe für die 2. Bilanzhälfte jeder
Versuchsperiode.
Kontrolle bzw. hPTH-Applikation
III Material und Methoden
78
Applikation:
Die Applikation des Hormons erfolgte analog der Applikation der Verträglichkeitsstudie.
Nach vorhergehender Desinfektion der Injektionsstelle ist den Pferden während der
entsprechenden Beprobungsphase täglich morgens um 6.00 Uhr subkutan über 28 Tage
humanes Parathormon verabreicht worden. Die Applikation erfolgte alternierend in der
rechten bzw. linken Regio praesternalis. Dies geschah mittels Einmalkanülen (Neolus 0,6 x
30 mm, Nr.14, Luer; Fa. Terumo, Leuven, Belgien) in Kombination mit Einmalspritzen
(Norm-Ject 2 ml; Fa. Henke-Sass, Wolf GmbH, Tuttlingen).
Dosierung:
Den Pferden wurde hPTH (1-37) in einer Dosierung von 0,5 µg/ kg KGW verabreicht, dies
entspricht einer mittleren Dosis von 0,23 ±0,02 mg hPTH (1-37)/Pferd/Tag.
Probenentnahme:
Die Entnahme der Blutproben erfolgte durch Punktion der Vena jugularis externa dextra bzw.
sinistra. Die Blutproben wurden nach dem gleichen Prinzip wie es auch schon in der
Verträglichkeitsstudie angewandt wurde, entnommen. Es kamen die gleichen
Entnahmematerialien zum Einsatz.
Die Harnproben sind in dem Harnauffanggeschirr über je acht Stunden gesammelt worden.
Der gesammelte Harn wurde über eine Öffnung im Auffangbehälter in einen Eimer
abgelassen und anschließend mit einem Sieb von groben Verunreinigungen, wie z.B. Haare,
Hautschuppen, Smegma etc., gesäubert. Dem Harn wurden nach gründlichem Durchmischen
2 x 10 ml entnommen, die direkt bei –20°C bis zur weiteren Analyse eingefroren worden
sind. Der restliche Harn ist in mit einem Deckel verschließbaren Eimern über 24 Stunden
gesammelt worden, um die Tagesharnmenge und die entsprechende Harndichte bestimmen zu
können.
Die Sammelvorrichtung für den Kot der Tiere wurde ebenfalls alle acht Stunden entleert und
gewogen und der Kot wurde über 24 Stunden gesammelt. Die gemessenen Einzelgewichte der
Kotproben wurden am Ende des Versuchstages zu der Tageskotmenge aufaddiert. Nach 24
Stunden wurde die Sammelprobe vermischt und gleichmäßig zerkleinert. Zehn Prozent der
Tageskotmenge wurde eingefroren.
III Material und Methoden
79
5 Probenaufbereitung
5.1 Blutproben
Direkt nach Entnahme wurde in dem Lithium-Heparinat-Vollblut der molare Gehalt an
Calcium (ionisiert und pH-korrigiert) und der pH-Wert gemessen.
Sämtliche gewonnenen Proben sind nach Bestimmung dieser Blutparameter zur
Plasmagewinnung bei 3000 g zehn Minuten lang zentrifugiert worden (Hermle Z200A®; Fa.
Hermle, Wehingen). Das so gewonnene Plasma ist abpipettiert und in 1 ml-Portionen in
Eppendorfgefäßen (Reagiergefäß 2 ml, PP; Art.-Nr. 72.689, Fa. Sarstedt, Nümbrecht) bei
-20°C bis zur weiteren Analyse gelagert worden.
5.2 Harnproben
Der zur Analyse der Mengenelemente vorgesehene Harn ist mit der Mikrowelle (Milestone
mls 1200 mega high performance microwave digestion unit; Fa. MLS microwave laboratory
systems, Sorisole, Italien) unter Zugabe von 65%-iger Salpetersäure (im Verhältnis 3:20) nass
verascht und mit destilliertem Wasser verdünnt worden.
5.3 Kotproben
Sammelkot von 24 Stunden wurde mit einer Bohrmaschine mit aufgesetztem Betonrührstab
homogenisiert und zehn Prozent der Tageskotmenge wurden entnommen und bei –20°C
konserviert. Vor der Durchführung der weiteren Analysen wurde der Kot in gefrorenem
Zustand zu Sammelproben, die aus den Einzelproben von je fünf Tagen bestanden, vermischt
und in einem Trockenschrank stufenweise getrocknet. Der Kot wurde zunächst für
24 Stunden bei 60 °C angetrocknet und manuell zerkleinert und gut vermengt. Anschließend
erfolgte eine zweitägige Trocknung bei 103 °C bis zur Gewichtskonstanz. Die getrockneten
Kotproben wurden schließlich mit einer Mühle fein zermahlen und in verschließbaren
Plastikbehältern bis zur weiteren Analyse bei Raumtemperatur gelagert.
III Material und Methoden
80
5.4 Futtermittelproben
Repräsentative Stichproben der im Versuch verwendeten Futtermittel sind nach Trocknung
bei 103 °C bis zur Gewichtskonstanz bis zu der Bestimmung ihrer Inhaltsstoffe fein
zermahlen in verschließbaren Plastikbehältern aufbewahrt worden.
III Material und Methoden
81
6 Analyse biochemischer und endokrinologischer Parameter
Aus den während des Versuches gewonnenen Proben sind die folgenden, Tabelle 12 zu
entnehmenden Parameter mit den für sie aufgeführten, entsprechend etablierten
Bestimmungsmethoden bestimmt worden. Die Futtermittel, Kot- und Harnproben sind für die
Bestimmung der Mengenelemente zunächst mit konzentrierter Salpetersäure in der
Mikrowelle nass verascht worden. Die Analyse erfolgte aus der gewonnenen
Veraschungslösung.
Tabelle 12: Untersuchungsparameter, Probenmaterial und Analyseverfahren
Versuchs-
abschnitt
Parameter Probenmaterial Bestimmungsmethode
A, B, C pH-Wert Vollblut ionensensitiv
A, B, C Calcium (ionisiert) Vollblut ionensensitiv
A, B, C Calcium (gesamt) Heparin-Plasma AAS
A, B, C anorganisches Phosphat Heparin-Plasma photometrisch
A, B, C Parathormon EDTA-Plasma RIA
A, B, C ICTP Heparin-Plasma RIA
A, B, C PICP Heparin-Plasma RIA
A, B, C Osteocalcin Heparin-Plasma ELISA
C Calcium (gesamt) Kot, Harn,
Futtermittel AAS
C Phosphor Kot, Harn,
Futtermittel photometrisch
C Creatinin Harn photometrisch
A = Versuch zur Circadianrhythmik
B = Versuch zur Verträglichkeit der hPTH-Applikation
C = Kurz- und mittelfristige Effekte der hPTH-Applikation
III Material und Methoden
82
6.1 pH-Wert
Die Messung des pH-Wertes im Vollblut wurde mit einer ionenselektiven Elektrode (AVL
988-4®; Fa. AVL,Graz, Österreich) durchgeführt.
6.2 Ionisiertes Calcium
Die Konzentration an ionisiertem Calcium im Vollblut ist mittels einer ionensensitiven
Elektrolytanalyse (AVL 988-4®; Fa. AVL, Graz, Österreich) bestimmt worden.
Da eine pH-Abhängigkeit der Konzentration besteht, ist gleichzeitig mit der Analyse der pH-
Wert zur Normierung der Calciumwerte bestimmt worden. Die Konzentration des ionisierten
Calciums ist auf den pH-Wert 7,4 korrigiert und in mmol/l angegeben worden.
Zur Korrektur des ionisierten Calciumgehaltes auf den pH-Wert 7,4 fand folgende Formel
Verwendung:
Cae2+ (pH = 7,4) = Cae
2+ x 10x ∆pH
(∆pH = 7,4 – gemessener pH-Wert)
Cae2+: extrazelluläre Calciumionen
6.3 Gesamtcalcium
Der Gehalt an Gesamtcalcium wurde im Plasma sowie auch nach vorheriger Veraschung im
Kot, Harn und in den Futtermitteln mittels Atomabsorptionsspektroskopie (Unicam Solaar
969; Fa. Unicam, Offenbach) bestimmt. Die Angabe erfolgte im Blut in mmol/l, im Kot und
in den Futtermitteln in mg/kg.
Messprinzip:
Die Probenlösung wurde feinzerstäubt durch eine Azetylen-Luft-Flamme gesaugt und die
darin enthaltenen Elemente wurden in einen atomaren Zustand überführt.
III Material und Methoden
83
Diese Atome absorbieren Strahlung jeweils charakteristischer Wellenlängen. Ausgeprägt ist
diese Absorption bei solchen Wellenlängen, die energetisch gleichwertig mit Übergängen aus
dem Grundzustand der Elektronen der äußeren Schale in den angeregten Zustand sind. Bei
dieser Absorption entstehen charakteristische Resonanzlinien. Im
Atomabsorptionsspektrometer vorhandene Hohlkathodenlampen enthalten das zu
analysierende Element und emittieren das für sie spezifische Linienspektrum. Nach
Absorption der Strahlung durch die Probe wird durch ein Empfängersystem mit
Sekundärvervielfacher die Extinktion gemessen. Diese ist der Konzentration des jeweiligen
Elementes in der Probe direkt proportional.
6.4 Anorganisches Phosphat/ Phosphor
Die in den gewonnenen Plasma- und Harnproben vorhandene Menge an anorganischem
Phosphat wurde mittels eines UV-Tests (NobiFlow Phosphor-UV; Fa. Nobis
Labordiagnostica GmbH, Endingen) in mg/dl gemessen und in mmol/l umgerechnet.
Messprinzip:
Dieser Test basiert auf einer Komplexbildung des Phosphats mit Ammoniummolybdat zu
einem Ammoniummolybdat-Phosphor-Komplex in schwefelsaurer Lösung. Dieser Komplex
absorbiert Strahlung im Wellenlängenbereich von UV-Licht. Die dabei zu messende
Extinktion dient über eine Standardmessung zur Berechnung der Konzentration des
Phosphats.
Die quantitative Bestimmung des Phosporgehaltes (mg/kg) in dem Kot und den Futtermitteln
erfolgte photomerisch.
III Material und Methoden
84
Messprinzip:
Die Bestimmung des P-Gehaltes im Kot und in den Futtermitteln erfolgte colorimetrisch mit
einem Spektralphotometer (CADAS 100, Fa. Dr. Lange). Diese Bestimmung beruht ebenfalls
auf einer Komplexbildung aus 10 ml Reaktionsgemisch, das aus Ammoniummolybdat und
Ammoniumvanadat bestand, und bis zu 5 ml Aschelösung. Der entstandene Komplex
absorbiert Strahlung in einem Wellenlängenbereich von 365 nm und die gemessene
Extinktion wird zur Berechnung der Phosphatkonzentration in den Probelösungen verwendet.
6.5 Intaktes Parathormon (PTH)
Die Konzentration an intaktem Parathormon im Plasma ist mit einem Radioimmuniassay
gemessen worden (Allégro Intakt PTH Immunoassay System, Fa. Nichols Institute, Bad
Nauheim). ESTEPA et al. (1998) und AGUILERA-TEJERO et al. (1998) überprüften und
bestätigten die Übertragbarkeit auf das Pferd.
Messprinzip:
Hierbei handelt es sich um einen zweiseitigen immun-radiometrischen Assay, der zur
Detektion der biologisch aktiven 84-Aminosäurenkette des Parathormons dient. Zum Einsatz
kommen zwei verschiedene polyklonale Ziegenantikörper, die jeweils spezifisch an
verschiedene Bereiche des intakten PTH-Moleküls binden. Der eine Antikörper, der auf
Kugeln fixiert ist, bindet am C-terminalen Ende (PTH 39-84), der andere, radioaktiv
markierte Antikörper am N-terminalen Ende (PTH 1-34) des Parathormonmoleküls. Die zu
analysierende Probe wird nun gleichzeitig mit beiden Antikörpern inkubiert, so dass bei
Vorhandensein von intaktem PTH ein „Sandwich-Komplex“ entsteht.
Kugel-Anti-PTH (39-84) – Intaktes PTH (1-84) – 125I-Anti-PTH (1-34)
Nach Ablauf der Inkubationszeit wird die Kugel gewaschen, um nicht fixierte Bestandteile
der Probenlösung zu entfernen. Im Anschluss wird die auf der festen Platte gebundene
Radioaktivität, die direkt proportional zur Konzentration an intaktem PTH ist, mit einem
Gammazähler gemessen.
III Material und Methoden
85
Durchführung des Assays:
Es werden je 200 µl der Plasmaproben, testeigenen Kontrollen und Standards und 100 µl 125I-
PTH-Antikörperlösung in Polypropylenröhrchen pipettiert. Eine mit Antikörper beschichtete
Kugel wurde in jedes Röhrchen hinzugefügt und bei Raumtemperatur für 22 Stunden
inkubiert. Folgend wurden die Kügelchen durch zweimalige Zugabe von je 2 ml Waschlösung
in die Röhrchen und anschließendem Absaugen gewaschen. Es folgte eine einminütige
Zählung der Strahlung aus den Teströhrchen im Gamma-Szintillationszähler.
Auswertung des Assays:
Mit Hilfe von gebrauchsfertigen PTH-Standardlösungen wurde eine Messkurve ermittelt.
Anhand dieser Standardkurve konnten die Konzentrationen der Proben errechnet werden. Der
gemessene PTH-Gehalt wird in pg/ml angegeben. Bei den mit diesem Assay gemessenen
Werten wurde ein mittlerer Variationskoeffizient von 6,05 % ermittelt.
6.6 Carboxyterminales Telopeptid des Typ I-Kollagen (ICTP)
Zur Bestimmung des Knochenstoffwechselparameters ICTP im Plasma ist ein
Radioimmunassay (Orion Diagnostica ICTP radioimmunoassay kit, Art.-No. 68601; Fa.
Orion Diagnostica, Espoo, Finnland) verwendet worden. Aus Untersuchung von PRICE et al.
(1995a) und LEPAGE et al. (1998) geht hervor, dass dieses Verfahren beim Pferd anwendbar
ist.
Messprinzip:
Dieser Radioimmunoassay ist ein einseitiger monoklonaler kompetitiver Assay. 125I-
markiertes ICTP konkurriert mit dem ICTP der Proben um die Bindungsstellen an den ICTP-
Antikörpern. Ein zweiter, proteinfällender Antikörper dient zum Nachweis des 125I-markierten
ICTPs. Es besteht eine umgekehrte Proportionalität der gemessenen radioaktiven Strahlung
des verbliebenen Niederschlags zu der ICTP-Konzentration der Proben.
III Material und Methoden
86
Durchführung des Assays:
100 µl der Plasmaproben, testeigenen Kontrollen und Standards, 200 µl ICTP-Antiserum und
200 µl 125I-gebundenes ICTP wurden in Polypropylenröhrchen gemischt und zwei Stunden
bei 37°C inkubiert. Danach wurde ein Separationslösung zugefügt, die einen zweiten,
proteindenaturierenden Antikörper enthält, und die Röhrchen wurden nach 30minütiger
Inkubationszeit bei 2000 g zentrifugiert. Nach Abpipettieren des Überstandes wurde mittels
eines Gamma-Szintillationszählers die Radioaktivität des im Röhrchen verbliebenen
Sedimentes gemessen. Die dabei gemessene Strahlung war dabei umgekehrt proportional zu
der ICTP-Plasmakonzentration.
Auswertung des Assays:
Es wurde mit Hilfe von sechs gebrauchsfertigen Standardlösungen eine Eichkurve erstellt, aus
der die ICTP-Gehalte der Plasmaproben extrapoliert werden konnten. Die Angabe der ICTP-
Konzentration erfolgt in µg/l. Der mittlere Variationskoeffizient der mit diesem Testverfahren
gemessenen Werte betrug 5,01 %.
6.7 Carboxyterminales Propeptid des Typ I-Prokollagens (PICP)
Der Gehalt des Aufbaumarkers PICP im Plasma wurde ebenfalls mit einem
Radioimmunoassay (Orion Diagnostica PICP Radioimmunoassay kit, Art.-Nr.68569; Fa.
Orion Diagnostica, Espoo, Finnland) bestimmt. Eine Überprüfung der Spezifität und
Sensitivität dieses Testverfahrens beim Pferd führten PRICE et al. (1995a) in ihrer Studie
durch.
Messprinzip, Durchführung und Auswertung des Assays:
Der hier verwendete Test beruht auf dem gleichen Prinzip wie der bereits bei der Bestimmung
des Carboxyterminalen Telopeptid des Typ I-Kollagen beschriebene Test. Die Angabe der
Konzentration an PICP im Plasma erfolgt in µg/l. Der Variationskoeffizient der gemessenen
PICP-Konzentrationen besitzt einen mittleren Wert von 6,06 %.
III Material und Methoden
87
6.8 Osteocalcin (OC)
Für die Messung des Knochenmarkers OC in den Heparin-Plasmaproben ist ein Enzyme-
Linked-Immun-Sorbent-Assay (ELISA) (METRA™ Osteocalcin EIA kit; Fa. Quidel
Corporation, San Diego, USA) durchgeführt worden.
Messprinzip:
Dieser ELISA beruht auf dem Prinzip der Antigen-Antikörper-Bindung. Es handelt sich in
diesem Falle um einen kompetitiven Immunoassay. Verwendet werden hierbei monoklonale
Mäuse-Anti-Osteocalcin-Antikörper sowie Ziegen-Anti-Mäuse-IgG-Antikörper, an denen
alkalische Phosphatase gebunden ist.
In den Vertiefungen der Testplatten ist gereinigtes humanes Osteocalcin gebunden. Die zu
bestimmenden Proben bzw. die Kontroll- oder Standardlösungen werden zusammen mit den
Mäuse-Anti-Osteocalcin-Antikörpern in die Kavitäten der Testplatten pipettiert und inkubiert.
So kann in den Proben vorhandenes Osteocalcin mit dem an der Testplatte gebundenem
Osteocalcin um die Bindungsstellen an den Antikörpern konkurrieren. Nach Auswaschen der
Testplatten mit einer Waschlösung werden die an alkalischer Phosphatase gebundenen
Ziegen-Anti-Mäuse-IgG-Antikörper zugegeben und binden sich während der Inkubationszeit
an vorhandene Mäuseantikörper. Danach werden die Testplatten erneut gewaschen und
p-Nitrophenylphosphat-Lösung in die Vertiefungen gegeben und inkubiert. Nach Ablauf
dieser Inkubationszeit wird mittels Zugabe einer Lösung die Reaktion gestoppt und die
Platten werden bezüglich ihrer optischen Dichte bei 405 nm ausgelesen. Diese ist indirekt
proportional zur Osteocalcin-Konzentration in der Probe, da in der Probe vorhandenes
Osteocalcin die Mäuse-Anti-Osteocalcin-Antikörper bindet und so eine Abschwächung der
enzymatischen Reaktion der alkalischen Phosphatase mit dem p-Nitrophenylphosphat
bewirkt. Damit ist die optische Dichte bei der Auswertung geringer je mehr Osteocalcin in der
zu messenden Probe vorhanden ist. HOYT und SICILICANO (1999) bestätigten in ihrer
Untersuchung eine Anwendbarkeit dieses Testverfahrens beim Pferd.
III Material und Methoden
88
Durchführung des Assays:
In die Kavitäten der Testplatten wurden zunächst 25 µl Proben- bzw. Standard- oder
Kontrolllösung sowie je 125 µl Anti-Osteocalcin-Antikörperlösung pipettiert. Es folgte eine
zweistündige Inkubationszeit bei Raumtemperatur. Die Platten wurden dreimal mit
Waschlösung ausgewaschen. Im Anschluss daran ist in jede Vertiefung 150 µl der
enzymhaltigen Ziegen-Anti-Mäuse-IgG-Antikörper-Lösung gegeben und eine Stunde bei
Raumtemperatur inkubiert worden. Die Platten wurden anschließend erneut dreimal
gewaschen und 150 µl der p-Nitrophenylphosphat-Lösung wurde in jede Öffnung pipettiert.
Nach 35 bis 40 Minuten Inkubationszeit ist je 50 µl der reaktionshemmenden Lösung
beigegeben worden und die optische Dichte der einzelnen Testfelder ist bei einer Wellenlänge
von 405 nm gemessen worden.
Auswertung des Assays:
Anhand der mit dem Testkit mitgelieferten Standardlösungen wurde eine Standard-Messkurve
erstellt. Mittels dieser Messkurve konnten die Osteocalcin-Konzentrationen der Plasmaproben
errechnet werden. Der Gehalt an Osteocalcin im Plasma wird in ng/ml angegeben. Es konnte
bei der Anwendung dieses Assays ein mittlerer Variationskoeffizient von 5,20 % errechnet
werden.
III Material und Methoden
89
7 Statistische Auswertung
Die Auswertung der gewonnenen Werte erfolgte mit Hilfe des Statistikprogrammes
STATISTICA® (Version 5) und Excel (Microsoft Office 2000).
Es wurden folgende statistische Methoden angewendet:
- Mittelwertbestimmung (Mw) bei der Zusammenfassung mehrerer Einzelwerte
- Berechnung der Standardabweichung (SD) als Maß der Streuung
- Überprüfung der Werte auf Normalverteilung mittels des Kolmogorov-Smirnov-
Testes
- Ein- (Circadianrhythmik, Verträglichkeitsstudie) bzw. zweifaktorielle (Kurz- und
mittelfristige Effekte der hPTH-Applikation) Varianzanalyse mit Messwiederholung
für den Vergleich der Varianz der Mittelwerte
- bei signifikanten Effekten: als post-hoc-Test der Least Significant Difference-Test
(LSD-Test)
Die Darstellung von Mittelwert und Standardabweichung erfolgt im Text und den Tabellen
folgendermaßen: Mw ± SD
III Material und Methoden
90
8 Darstellung der Ergebnisse
Die gemessenen Gehalte an Osteocalcin, ICTP, PICP, PTH, Gesamtcalcium, ionisiertem
Calcium, anorganischem Phosphat und der pH-Wert werden graphisch über jeweils alle
Messzeitpunkte der drei Versuchsphasen dargestellt.
Die ermittelten Konzentrationen der verschiedenen Parameter im Verlauf der Untersuchung
der Circadianrhythmik werden einzeln dargestellt.
In den Abbildungen werden die jeweiligen mittleren Werte der Konzentrationen zu den
verschiedenen Zeitpunkten angegeben. Die Tabellen enthalten die Mittelwerte
±Standardabweichung der einzelnen Parameter zu den verschiedenen Zeitpunkten.
In den Anhangstabellen (Kapitel IX) werden die Messergebnisse der Einzelpferde sowie die
Mittelwerte ±Standardabweichung zu allen Messzeitpunkten in den gesamten Versuchsphasen
aufgeführt.
Zeitgleich zu der Durchführung des dritten Versuchsteils sind die Pferde in einer Studie zur
Akzeptanz und Verdaulichkeit von Trockenschnitzeln unterschiedlicher Konfektionierung
(BARSNICK 2003) eingesetzt worden.
IV Ergebnisse
91
IV Ergebnisse
1 Circadiane Rhythmik und postprandiale Effekte
1.1 Intaktes Parathormon
Die mittlere Plasma-Konzentration an PTH bewegte sich während der 24-stündigen
Beprobungsdauer in einem Bereich von 11,4 ±8,37 bis 55,4 ±32,54 pg/ml. Der Gehalt an
intaktem Parathormon der einzelnen Pferde variierte stark. Die niedrigste Konzentration
wurde mit 4,27 pg/ml bei Pferd VI zwei Stunden nach der morgendlichen Fütterung
gemessen, während die Maximalkonzentration von 98,4 pg/ml bei Pferd IV unmittelbar vor
der morgendlichen Fütterung gemessen wurde. Die Konzentrationsänderungen der PTH-
Konzentration lassen keine circadiane Rhythmik oder fütterungsbedingte Abhängigkeit
erkennen (s. Abbildung 6, Einzelwerte siehe Anhang Tabelle I a).
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
100
110
0 4 8 12 16 20 24Zeit (h)
Inta
ktes
Par
atho
rmon
(pg/
ml)n
n
Pferd IPferd IIIPferd IVPferd VI
Fütterung Fütterung
Abbildung 6: Verlauf der Konzentrationen an intaktem PTH im Plasma (pg/ml)
innerhalb von 24 Stunden
IV Ergebnisse
92
1.2 Osteocalcin
Die Osteocalcin-Konzentration im Plasma umfasste während des Beprobungszeitraumes
einen Bereich von 25,8 ±8,18 bis 32,8 ±8,18 ng/ml. Die Pferde zeigten große individuelle
Unterschiede mit einem Minimalwert von 14 ng/ml (Pferd IV) und einem Maximalwert von
41 ng/ml (Pferd I). Während der gesamten Versuchsdauer konnte bei Pferd IV eine geringere
Osteocalcin-Konzentration als bei den restlichen drei Pferden gemessen werden. Eine
gerichtete circadiane Rhythmik oder postprandiale Kinetik lässt sich statistisch nicht
absichern (s. Abbildung 7, Einzelwerte siehe Anhang Tabelle I b).
0
5
10
15
20
25
30
35
40
45
0 4 8 12 16 20 24Zeit (h)
Ost
eoca
lcin
(ng/
ml)
Pferd IPferd IIIPferd IVPferd VI
Fütterung Fütterung
Abbildung 7: Verlauf der Konzentrationen an Osteocalcin im Plasma (ng/ml) innerhalb
von 24 Stunden
IV Ergebnisse
93
1.3 Carboxyterminales Propeptid des Typ I-Prokollagen (PICP)
Der PICP-Gehalt im Plasma befand sich während der Beprobungsdauer in einem Bereich von
331 ±115 bis 396 ±133 µg/l. Die PICP-Konzentration der einzelnen Pferde zeigte einen
annähernd konstanten Verlauf, jedoch variierten die gemessenen PICP-Plasmagehalte der
Pferde deutlich in ihrem Niveau. Es wurde eine Minimalkonzentration von 232 µg/l (Pferd
VI) und eine Maximalkonzentration von 610 µg/l (Pferd I) gemessen. Pferd I zeigte während
der Versuchsdauer kontinuierlich ein höheres PICP-Niveau als die verbleibenden Probanden.
Fütterungsbedingte Effekte oder ein diurnaler Verlauf sind nicht mit p<0,05 abzusichern (s.
Abbildung 8, Einzelwerte siehe Anhang Tabelle Ic).
200
250
300
350
400
450
500
550
600
650
0 4 8 12 16 20 24Zeit (h)
PIC
P (µ
g/l) Pferd I
Pferd IIIPferd IVPferd VI
Abbildung 8: Verlauf der Konzentrationen an PICP im Plasma (µg/l) innerhalb von 24
Stunden
Fütterung Fütterung
IV Ergebnisse
94
1.4 Carboxyterminales Telopeptid des Typ I-Kollagen (ICTP)
Während des Untersuchungszeitraumes bewegte sich die mittlere ICTP-Plasmakonzentration
in einem Bereich von 8,23 ±1,75 bis 9,92 ±1,80 µg/l. Die niedrigste ICTP-Konzentration
wurde mit 6,60 µg/l neun Stunden nach Fütterung bei Pferd IV gemessen, während Pferd VI
mit 12,14 µg/l 16 Stunden nach Fütterung die höchste Plasmakonzentration aufwies. Die
individuellen Unterschiede der einzelnen Tiere waren geringer als bei den Parametern
Osteocalcin, intaktes PTH und PICP, eine circadiane Rhythmik oder postprandiale Effekte
sind auch hier nicht feststellbar (p>0,05) (s. Abbildung 9, Werte siehe Anhang Tabelle I d).
0
2
4
6
8
10
12
14
0 4 8 12 16 20 24Zeit (h)
ICT
P (µ
g/l) Pferd I
Pferd IIIPferd IVPferd VI
Fütterung Fütterung
Abbildung 9: Verlauf der Konzentrationen an ICTP im Plasma (µg/l) innerhalb von
24 Stunden
IV Ergebnisse
95
1.5 Gesamtcalcium
Die mittlere Gesamtcalcium-Konzentration im Plasma zeigte während der Versuchsdauer
Werte zwischen 2,88 ±0,24 und 3,46 ±0,33 mmol/l. Ein zeitlicher Verlauf konnte statistisch
nicht mit p<0,05 abgesichert werden. Postprandiale Effekte wurden nicht beobachtet (p>0,05)
(s. Abbildung 10, Werte siehe Anhang Tabelle I e).
2,00
2,20
2,40
2,60
2,80
3,00
3,20
3,40
3,60
3,80
4,00
0 4 8 12 16 20 24Zeit (h)
Ges
amtc
alci
um (m
mol
/l)
Pferd IPferd IIIPferd IVPferd VI
Fütterung Fütterung
Abbildung 10: Verlauf der Konzentrationen an Gesamtcalcium im Plasma (mmol/l)
innerhalb von 24 Stunden
IV Ergebnisse
96
1.6 Ionisiertes Calcium (pH 7,4-korrigiert)
Während der ersten vier Stunden des Untersuchungszeitraums ist ein Anstieg des Gehaltes an
ionisiertem Calcium (pH-korrigiert) von 1,70 ±0,08 mmol/l (unmittelbar vor der Fütterung)
auf 1,80 ±0,04 mmol/l (vier Stunden nach der Fütterung) im Vollblut zu beobachten (p<0,05).
Im Zeitraum bis zur folgenden Fütterung bewegt sich der Gehalt an ionisiertem Calcium
konstant in einem Bereich von 1,76 bis 1,79 mmol/l. Eine Stunde nach der zweiten Fütterung
wurde ein Tief von 1,70 ±0,07 mmol/l erreicht, wobei der Wert zwei Stunden nach Fütterung
auf 1,76 ±0,07 mmol/l und vier Stunden nach Fütterung bis auf 1,81 ±0,06 mmol/l signifikant
anstieg. In den letzten Stunden der Beprobungsdauer fiel die mittlere Konzentration an
ionisiertem Calcium im Blut stetig auf einen Wert von 1,75 ±0,05 mmol/l ab (s. Abbildung
11, Werte siehe Anhang Tabelle I f).
1,55
1,60
1,65
1,70
1,75
1,80
1,85
1,90
1,95
0 4 8 12 16 20 24
Zeit (h)
Ioni
sier
tes C
alci
um (m
mol
/l)
Pferd IPferd IIIPferd IVPferd VI
Fütterungh Fütterungh
Abbildung 11: Verlauf der Konzentrationen an ionisiertem Calcium im Vollblut
(mmol/l) innerhalb von 24 Stunden
IV Ergebnisse
97
1.7 Anorganisches Phosphat
Die mittlere Plasma-Konzentration an anorganischem Phosphat verlief während des
Untersuchungszeitraumes konstant (0,77 ±0,09 mmol/l bis 1,19 ±0,28 mmol/l). Signifikante
Veränderungen im zeitlichen Verlauf der Konzentration konnten nicht festgestellt werden.
Statistisch mit p<0,05 abzusichernde postprandiale Effekte oder eine circadiane Rhythmik
sind nicht zu ermitteln (p>0,05) (s. Abbildung 12, Werte siehe Anhang Tabelle I g).
0,00
0,20
0,40
0,60
0,80
1,00
1,20
1,40
1,60
1,80
0 4 8 12 16 20 24
Zeit (h)
Ano
rgan
sich
es P
hosp
hat (
mm
ol/l)
Pferd IPferd IIIPferd IVPferd VI
Fütterung Fütterung
Abbildung 12: Verlauf der Konzentrationen an anorganischem Phosphat im Plasma
(mmol/l) innerhalb von 24 Stunden
IV Ergebnisse
98
2 Untersuchung zur Verträglichkeit von hPTH (1-37)
Ziel dieser Untersuchung war es, die allgemeine und lokale Verträglichkeit der hPTH-
Applikation beim Pferd zu überprüfen sowie kurzfristige Effekte der hPTH (1-37)-Gabe auf
den Knochenstoffwechsel aufzudecken.
2.1 Verträglichkeit von hPTH (1-37) in Bezug auf Veränderungen im
Allgemeinbefinden und lokale Reaktion auf die Injektion
Während des gesamten Applikationszeitraums von vier Tagen zeigten die Pferde keine
Veränderungen in ihrem allgemeinen Befinden. Der Bereich der Injektionsstelle wies keine
auffälligen Reaktionen auf die Injektion auf. Weder Haut noch das darunterliegende Gewebe
wichen in Form, Temperatur, Konsistenz und Sensibilität von der physiologischen Norm ab.
2.2 Intaktes Parathormon
Am ersten Tag konnte nach Applikation keine Veränderung der PTH-Konzentration
beobachtet werden (p>0,05). Der am zweiten Tag vor der Injektion von hPTH (1-37)
gemessene Gehalt an intaktem PTH im Plasma (41,79 ±18,91 pg/ml) wies im Vergleich zu
der am gleichen Tag abends gemessenen PTH-Konzentration von 12,79 ±9,56 pg/ml und den
am Vortag gemessenen Werten einen signifikanten Anstieg auf. Die PTH-Konzentrationen
des dritten und vierten Applikationstages befanden sich auf einem ähnlichen Niveau wie die
PTH-Werte des ersten Beprobungtages (Zeit n.s.) (s. Abbildung 13, Einzelwerte s. Anhang
Tabelle II a).
IV Ergebnisse
99
0
10
20
30
40
50
60
70
1.Tag 2.Tag 3.Tag 4.TagApplikationstag
Inta
ktes
Par
atho
rmon
(pg/
ml)
8.00 Uhr20.00 Uhr
a
a
a
a
a
aa
b
Abbildung 13: Veränderungen der Konzentration an intaktem PTH im Plasma (pg/ml,
n=4, Mw ±SD) im Verlauf des Applikationszeitraumes von hPTH
↑ gibt den Zeitpunkt der Applikation von hPTH (1-37) an
unterschiedliche Kleinbuchstaben kennzeichnen signifikante Effekte
IV Ergebnisse
100
2.3 Osteocalcin
Am ersten Applikationstag konnte zur morgendlichen Messung eine Osteocalcin-
Konzentration von 27,3 ±16,1 ng/ml gemessen werden. In den Folgetagen konnte keine
signifikante Änderung des Osteocalcingehaltes im Plasma festgestellt werden (Abbildung 14,
Einzelwerte s. Anhang Tabelle II b).
0
10
20
30
40
50
60
70
1.Tag 2.Tag 3.Tag 4.Tag
Applikationstag
Ost
eoca
lcin
(ng/
ml)
8.00 Uhr20.00 Uhr
a
aa
a
a
aaa
Abbildung 14: Veränderungen der Konzentration an Osteocalcin im Plasma (ng/ml,
n=4, Mw ±SD) im Verlauf des Applikationszeitraumes von hPTH
↑ gibt den Zeitpunkt der Applikation von hPTH (1-37) an
unterschiedliche Kleinbuchstaben kennzeichnen signifikante Effekte
IV Ergebnisse
101
2.4 Carboxyterminales Propeptid des Typ-I-Kollagens (PICP)
Die mittlere Plasma-Konzentration an PICP in Höhe von 268 ±145 µg/l am Morgen des ersten
Applikationstages (8.00 Uhr) war im Vergleich zu der am gleichen Tag abends (20.00 Uhr)
gemessenen Konzentration von 237,79 ±136,10 µg/l nur marginal höher (p>0,05). Im Verlauf
des zweiten und dritten Versuchstages fiel die morgens gemessene mittlere PICP-
Konzentration signifikant ab (1. Tag: 8.00 Uhr 273 ±164 µg/l, 20.00 Uhr 191 ±60,5 µg/l, 2.
Tag: 8.00 Uhr 249 ±115 µg/l, 20.00 Uhr 215 ±103 µg/l). Am vierten Beprobungstag konnten
keine Veränderungen der PICP-Konzentration beobachtet werden (s. Abbildung 15,
Einzelwerte s. Anhang Tabelle II c).
0
50
100
150
200
250
300
350
400
450
500
1.Tag 2.Tag 3.Tag 4.TagApplikationstag
PIC
P (µ
g/l)
8.00 Uhr20.00 Uhra
bab a
aa
a
a
Abbildung 15: Veränderungen der Konzentration an PICP im Plasma (µg/l, n=3, Mw
±SD) im Verlauf des Applikationszeitraumes von hPTH
↑ gibt den Zeitpunkt der Applikation von hPTH (1-37) an
unterschiedliche Kleinbuchstaben kennzeichnen signifikante Effekte
IV Ergebnisse
102
2.5 Carboxyterminales Telopeptid des Typ-I-Kollagen (ICTP)
Während der vier Applikationstage bewegte sich die ICTP-Konzentration von 8,05 ±4,40 (1.
Tag 8.00 Uhr) bis 7,80 ±3,66 µg/l (4. Tag 20.00 Uhr). Am dritten Tag der Applikation wurde
mit 7,60 ±3,69 µg/l (20.00 Uhr) ein signifikant geringerer ICTP-Gehalt im Plasma gemessen
(s. Abbildung 16, Einzelwerte s. Anhang Tabelle II d).
0
2
4
6
8
10
12
14
1.Tag 2.Tag 3.Tag 4.TagApplikationstag
ICT
P (µ
g/l)
8.00 Uhr20.00 Uhra
ab
aaa
b
a
ab
Abbildung 16: Veränderungen der Konzentration an ICTP im Plasma (µg/l, n=4, Mw
±SD) im Verlauf des Applikationszeitraumes von hPTH
↑ gibt den Zeitpunkt der Applikation von hPTH (1-37) an
unterschiedliche Kleinbuchstaben kennzeichnen signifikante Effekte
IV Ergebnisse
103
2.6 Gesamtcalcium
Der mittlere Gesamtcalcium-Gehalt im Plasma wies während des gesamten
Versuchsabschnittes keine signifikanten Unterschiede auf. Die mittleren Plasma-
Konzentrationen an Gesamtcalcium verhalten sich während der vier Versuchstage
unregelmäßig schwankend und befinden sich in einem Bereich von 3,20 ±0,16 bis 3,44 ±0,38
mmol/l (s. Abbildung 17, Einzelwerte s. Anhang Tabelle II e).
2.80
2.90
3.00
3.10
3.20
3.30
3.40
3.50
3.60
3.70
3.80
3.90
1.Tag 2.Tag 3.Tag 4.Tag
Applikationstag
Ges
amtc
alci
um (m
mol
/l)
8.00 Uhr20.00 Uhr
a a
aaa
a
a
a
Abbildung 17: Veränderungen der Konzentration an Gesamtcalcium im Plasma
(mmol/l, n=4, Mw ±SD) im Verlauf des Applikationszeitraumes von
hPTH
↑ gibt den Zeitpunkt der Applikation von hPTH (1-37) an
unterschiedliche Kleinbuchstaben kennzeichnen signifikante Effekte
IV Ergebnisse
104
2.7 Ionisiertes Calcium (pH 7,4-korrigiert)
Im Verlauf des ersten Versuchstages zeigte die Konzentration an ionisiertem Calcium im
Vollblut mit Werten von 1,75 ±0,06 mmol/l (8.00 Uhr) und 1,75 ±0,04 mmol/l (20.00 Uhr)
ein konstantes Niveau. Zu Beginn des zweiten Versuchstages konnte ein Ruhewert der
Calciumionenkonzentration von 1,70± 0,02 mmol/l analysiert werden. Im Laufe des Tages
stieg der Calciumgehalt wieder auf einen Wert von 1,77 ±0,07 mmol/l an (p<0,05). Am
dritten Applikationstag erhöhte sich die mittlere Konzentration von 1,74 ±0,03 mmol/l auf
1,78 ±0,06 mmol/l, wobei diese Veränderung statistisch nicht signifikant war. Bei der
morgendlichen Messung (8.00 Uhr) des vierten Applikationstages konnte ein signifikanter
Abfall der mittleren Calciumionenkonzentration auf 1,66 ±0,05 mmol/l beobachtet werden.
Innerhalb der folgenden zwölf Stunden erfolgte ein Anstieg auf 1,75 ±0,03 mmol/l
(s. Abbildung 18, Einzelwerte s. Anhang Tabelle II f).
1.55
1.6
1.65
1.7
1.75
1.8
1.85
1.9
1.Tag 2.Tag 3.Tag 4.Tag
Applikationstag
Ioni
sier
tes C
alci
um (m
mol
/l)xx
y
8.00 Uhr20.00 Uhr
aa
aa
a
b
ab
b
Abbildung 18: Veränderungen der Konzentration an ionisiertem Calcium im Vollblut
(mmol/l, n=4, Mw ±SD) im Verlauf des Applikationszeitraumes von hPTH
↑ gibt den Zeitpunkt der Applikation von hPTH (1-37) an
unterschiedliche Kleinbuchstaben kennzeichnen signifikante Effekte
IV Ergebnisse
105
2.8 Anorganisches Phosphat
Während der viertägigen Applikations- und Beprobungsdauer befand sich die mittlere
Konzentration an anorganischem Phosphat im Plasma in einem Bereich von 0,87 ±0,10 und
1,10 ±0,16 mmol/l. Der Verlauf der Konzentration über diesen Zeitraum zeigte keine
signifikante Charakteristik (s. Abbildung 19, Einzelwerte s. Anhang Tabelle II g).
0
2
4
6
8
10
12
14
1.Tag 2.Tag 3.Tag 4.Tag
Applikationstag
Ano
rgan
isch
es P
hosp
aht (
mm
ol/l)
ha
l
8.00 Uhr20.00 Uhr
a
aa
a
aa
aa
Abbildung 19: Veränderungen der Konzentration an anorganischem Phosphat im
Plasma (mmol/l, n=4, Mw ±SD) im Verlauf des Applikationszeitraumes
von hPTH
↑ gibt den Zeitpunkt der Applikation von hPTH (1-37) an
unterschiedliche Kleinbuchstaben kennzeichnen signifikante Effekte
IV Ergebnisse
106
3 Kurz- und Mittelfristige Effekte der hPTH-Applikation
3.1 Intaktes Parathormon
1. Tag der hPTH-Applikation bzw. Kontrolle Am ersten Tag der hPTH-Gabe konnte unmittelbar vor der Applikation eine PTH-
Konzentration im Plasma von 18,5 ±9,9 pg/ml bestimmt werden (s. Abb. 20 und Tab. 13), die PTH-Konzentration unter Kontrollbedingungen betrug zu diesem Zeitpunkt
21,6 ±8,1 pg/ml. Statistisch ergaben sich zu diesem Zeitpunkt keine signifikanten Unterschiede zwischen Kontrolle bzw. Hormongabe. Ein tendenzieller Abfall der PTH-Konzentration konnte acht Stunden nach der ersten Beprobung unter Kontrollbedingungen festgestellt werden (p>0,05), ein ähnlicher Verlauf zeichnet sich auch acht Stunden nach erstmaliger hPTH-Gabe ab, dieser Abfall war jedoch mit p<0,05 statistisch abzusichern. Anschließend stieg bei beiden Gruppen die PTH-Konzentration im Plasma wieder an (hPTH-Applikation: p<0,05, Kontrolle: n.s.), wobei nach 24 h wieder
Ausgangskonzentrationen von 21,4 ±23,3 pg/ml (Kontrolle) und 20,8 ±5,1 pg/ml (hPTH-Applikation) gemessen wurden. Behandlungsbedingte Unterschiede konnten nicht ermittelt werden. 14. Tag der hPTH-Applikation bzw. Kontrolle Nach 14-tägiger Beprobungsdauer bzw. 14 Tagen kontinuierlicher täglicher Hormongabe
konnten im Vergleich zur Kontrolle (10,1 ±4,8 pg/ml) höhere PTH-Konzentrationen im
Plasma mit 18,3 ±8,5 pg/ml unmittelbar vor der hPTH-Gabe (24 h post inj.) festgestellt werden (Behandlung n.s.). Unter Kontrollbedingungen verlief die PTH-Konzentration über den Tag nahezu konstant (Zeit n.s.), wohingegen ein Anstieg der PTH-Werte 16 h post inj. gemessen wurde (p=0,074, Behandlung p<0,05). Nach 24 h erfolgte in dieser Gruppe ein signifikanter Abfall der PTH-Konzentration im Plasma (p<0,05), so dass annähernd wieder Ausgangskonzentrationen beobachtet werden konnten. Behandlungsbedingte Unterschiede wurden zu diesem Zeitpunkt nicht mehr analysiert. 18., 24. und 28. Tag der hPTH-Applikation bzw. Kontrolle An diesen Versuchstagen konnte kein einheitlicher Verlauf der PTH-Konzentration im Plasma festgestellt werden. Behandlungsbedingte Unterschiede ließen sich statistisch nicht mit p<0,05 absichern (s. Abbildung 20 und Tabelle 13).
IV Ergebnisse
107
0
5
10
15
20
25
30
35
40
45
0 8 16 24 0 8 16 24 0 8 16 24 0 8 16 24 0 8 16 24
1.Tag 14.Tag 18.Tag 24.Tag 28.TagZeitpunkt nach Applikation (h)
Inta
ktes
Par
atho
rmon
(pg/
ml)
Kontrolle PTH-Applikation
Abbildung 20: Verlauf des mittleren Gehaltes an intaktem Parathormon (pg/ml, n=5)
im Plasma zu den verschiedenen Probenentnahmezeitpunkten
↑ gibt den Zeitpunkt der Applikation von hPTH (1-37) an
Tabelle 13: Mittlere Plasmakonzentrationen an intaktem Parathormon (pg/ml, n=5,
Mw ±SD) zu den verschiedenen Probenentnahmezeitpunkten
PTH im Plasma (pg/ml), h post inj. bzw. Kontrolle Versuchstag Behandlung
0 8 16 24
Kontrolle 21,6 ± 8,1a 12,6 ± 4,2a 14,1 ± 8,6a 21,4 ± 23,3a 1.Tag
PTH 18,5 ± 9,9a 5,1 ± 4,2b 17,3 ± 9,2a 20,8 ± 5,1a
Kontrolle 10,1 ± 4,8a 11,2 ± 5,8a 13,9 ± 9,5a* 12,5 ± 3,6a 14.Tag
PTH 18,3 ± 8,5ab 21,8 ± 18,0ab 30,1 ± 21,6b* 14,7 ± 6,2a
Kontrolle 16,6 ± 8,2a 19,8 ± 12,1a 12,6 ± 11,3a 8,5 ± 3,2a 18.Tag
PTH 27,5 ± 16,3a 16,2 ± 7,1ab 24,1 ± 7,5a 11,8 ± 2,4b
Kontrolle 27,0 ± 22,1a 13,7 ± 5,0a 26,9 ± 25,8a 23,3 ± 11,7a 24.Tag
PTH 37,5 ± 22,6a 14,1 ± 10,0a 26,5 ± 26,5a 16,7 ± 10,0a
Kontrolle 16,1 ± 19,2a 16,0 ± 11,5a 13,0 ± 5,3a 12,9 ± 6,9a 28.Tag
PTH 17,8 ± 9,1ab 7,9 ± 11,0a 14,4 ± 9,7ab 25,9 ± 20,6b
Unterschiedliche Kleinbuchstaben innerhalb einer Zeile kennzeichnen signifikante Effekte
innerhalb eines Behandlungstages, * kennzeichnet signifikante Effekte zwischen den
Behandlungen (Kontrolle vs. PTH-Applikation) im Verlauf eines Behandlungstages
IV Ergebnisse
108
3.2 Osteocalcin
1. und 14. Tag der PTH-Applikation bzw. Kontrolle
In beiden Gruppen war während der Versuchstage die Osteocalcin-Konzentration
annähernd konstant (Zeit n.s.), wobei die Osteocalcin-Konzentration unter Gabe des
Hormons tendenziell auf einem höheren Niveau war. Am ersten Beprobungstag konnte
unmittelbar vor der Applikation von hPTH (1-37) wie auch 24 h post inj. ein signifikant
höherer Osteocalcin-Gehalt gemessen werden als zum gleichen Zeitpunkt der Kontrolle.
Dies ließ sich aber statistisch nicht mit p<0,05 absichern.
18. Tag der PTH-Applikation bzw. Kontrolle
Im Gegensatz zu den ersten beiden Beprobungstagen konnte an diesem Tag bei der
Kontrollgruppe ein signifikanter Anstieg der Osteocalcin-Konzentration 16 Stunden nach
Beprobungsbeginn (p<0,05) ermittelt werden. Unter PTH-Gabe konnte ebenfalls 16 h
nach Injektion ein signifikanter Anstieg des Osteocalcin-Gehaltes im Plasma von 26,8
±11,0 auf 36,0 ±12,2 ng/ml beobachtet werden (p<0,05). In den folgenden acht Stunden
fand keine Konzentrationsänderung statt. Behandlungbedingte Unterschiede zwischen der
Kontrollphase und der PTH-Behandlung konnten am 18. Applikationstag nicht
nachgewiesen werden (p>0,05, s. Abbildung 21 und Tabelle 14).
24. und 28. Tag der PTH-Applikation bzw. Kontrolle
Wie schon an den ersten beiden Beprobungstagen der Kontroll- bzw. Applikationsphase
zeigte die Osteocalcin-Konzentration im Plasma auch während dieser Versuchstage in
beiden Gruppen keine statistisch mit p<0,05 abzusichernden, zeitlichen Veränderungen.
Signifikant höhere Osteocalcin-Konzentrationen konnten an beiden Tagen unmittelbar vor
der erneuten Hormongabe (24 h post inj.) im Vergleich zur Kontrollgruppe gemessen
werden. Behandlungsbedingte Unterschiede ließen sich zu den restlichen Zeitpunkten
dieser Tage nicht analysieren.
IV Ergebnisse
109
15
20
25
30
35
400 8 16 24 0 8 16 24 0 8 16 24 0 8 16 24 0 8 16 24
1.Tag 14.Tag 18.Tag 24.Tag 28.TagEntnahmezeitpunkt
Ost
eoca
lcin
(ng/
ml)
Kontrolle PTH-Applikation
Abbildung 21: Verlauf des mittleren Gehaltes an Osteocalcin (ng/ml, n=5 bzw. am 14.
und 18. Tag zum Zeitpunkt 16 h nach Applikation/ Kontrollbeginn n=3)
im Plasma zu den verschiedenen Probenentnahmezeitpunkten
↑ gibt den Zeitpunkt der Applikation von hPTH (1-37) an
IV Ergebnisse
110
Tabelle 14: Mittlere Plasmakonzentrationen an Osteocalcin (ng/ml, n=5, Mw ±SD)
zu den verschiedenen Probenentnahmezeitpunkten
Osteocalcin im Plasma (ng/ml), h post inj. bzw. Kontrolle Versuchstag Behandlung
0 8 16 24
Kontrolle 19,8 ± 3,8a* 21,6 ± 7,2a 23,4 ± 8,6a 21,0 ± 4,9a* 1.Tag
PTH 28,4 ± 14,0a* 23,8 ± 7,3a 24,0 ± 9,2a 26,8 ± 11,7a*
Kontrolle 27,8 ± 11,0a 32,0 ± 13,8a 33,7 ± 8,5a 25,6 ± 9,6a 14.Tag
PTH 37,2 ± 8,0a 26,4 ± 7,3b 33,7 ± 9,2ab 29,8 ± 14,0ab
Kontrolle 30,2 ± 15,4ab 28,6 ± 11,3a 37,3 ± 12,7b 27,8 ± 13,2a 18.Tag
PTH 33,0 ± 15,4ab 26,8 ± 11,0a 36,0 ± 12,2b 30,4 ± 12,4ab
Kontrolle 29,0 ± 15,1a 26,8 ± 12,4a 28,6 ± 13,4a 26,2 ± 14,4a* 24.Tag
PTH 33,2 ± 14,1a 28,2 ± 5,3a 27,2 ± 12,6b 33,8 ± 15,2a*
Kontrolle 28,0 ± 18,1a 30,0 ± 13,6a 29,2 ± 11,1a 27,0 ± 13,7a* 28.Tag
PTH 33,6 ± 16,6a 28,8 ± 28,8a 28,2 ± 28,2a 34,2 ± 34,2a*
Unterschiedliche Kleinbuchstaben innerhalb einer Zeile kennzeichnen signifikante Effekte innerhalb eines Behandlungstages, * kennzeichnet signifikante Effekte zwischen den Behandlungen (Kontrolle vs. PTH-Applikation) im Verlauf eines Behandlungstages
3.3 Carboxyterminales Propeptid des Typ-I-Kollagens (PICP) 1. Tag der hPTH-Applikation bzw. Kontrolle Zum Zeitpunkt 0 h des ersten Kontrolltages wurde eine PICP-Konzentration im Plasma
von 265 ±56 µg/l gemessen. Unmittelbar vor der erstmaligen Applikation konnte ein
PICP-Gehalt von 301 ±131 µg/l im Plasma ermittelt werden, der im Vergleich zum gleichen Zeitpunkt der Kontrollphase signifikant erhöht war (p<0,05). Verglichen mit dem
analogen Zeitpunkt der Kontrollgruppe (292 ±70 µg/l) war die PICP-Konzentration 16
Stunden nach PTH-Applikation (237 ±134 µg/l) war signifikant niedriger. In der Kontrollgruppe ist zwischen 16 und 24 Stunden nach der initialen Probenentnahme ein
Anstieg der PICP-Konzentration von 292 ±70 auf 338 ±69 µg/l gemessen worden. Unter hPTH-Applikation konnte zwischen acht und 16 Stunden nach Applikation ein
signifikanter Abfall der PICP-Plasmakonzentration von 275 ±133 µg/l auf 237 ±134 µg/l beobachtet werden, wobei 24 Stunden nach Applikation mit einem PICP-Gehalt von 309
±142 µg/l die Ausgangskonzentration wieder erreicht wurde.
IV Ergebnisse
111
14. Tag der hPTH-Applikation bzw. Kontrolle
Im Gegensatz zum ersten Kontroll- bzw. Applikationstag wurden am 14. Tag der
Applikations- und Kontrollphase keine statistisch mit p<0,05 abzusichernden
behandlungsbedingten Unterschiede zwischen den einzelnen Gruppen analysiert.
Signifikante Veränderungen innerhalb der einzelnen Gruppen zwischen den einzelnen
Entnahmezeitpunkten waren nicht vorhanden.
18. Tag der hPTH-Applikation bzw. Kontrolle
Vor der ersten Beprobung und 16 Stunden nach Applikation von hPTH (1-37) waren die
PICP-Werte im Plasma im Vergleich zur Kontrollgruppe signifikant erhöht (s. Abb. 22
und Tab. 15). Acht Stunden nach der hPTH-Injektion konnte ein im Vergleich zur
Kontrollgruppe niedrigerer Wert (Kontrolle 335 ±128 µg/l, Applikation 289 ±64 µg/l)
gemessen werden (p<0,05). Behandlungsbedingte Unterschiede konnten zwischen den
Gruppen 24 Stunden nach Behandlung nicht festgestellt werden.
24. Tag der hPTH-Applikation bzw. Kontrolle
In der Kontrollgruppe konnten während des gesamten Versuchstages keine signifikanten
Veränderungen der PICP-Konzentration analysiert werden. Eine im Vergleich zur
Kontrolle (330 ±111 µg/l) signifikant erhöhte PICP-Konzentration im Plasma konnte mit
409 ±108 µg/l unmittelbar vor der Applikation von hPTH (1-37) am 24. Versuchstag
ermittelt werden. Weitere behandlungsbedingten Unterschiede ließen sich an diesem
Versuchstag statistisch nicht mit p<0,05 absichern. Acht Stunden nach Applikation ist der
PICP-Gehalt im Plasma auf 335 ±76 µg/l abgefallen und blieb über den Tag annähernd
konstant (Zeit n.s.).
28. Tag der hPTH-Applikation bzw. Kontrolle
Im Plasma konnten zwischen der Kontroll- und der Applikationsgruppe am 28. Tag
höhere PICP-Konzentrationen der Applikationsgruppe (p<0,05) unmittelbar vor der
erneuten Applikation, sowie 16 und 24 Stunden danach festgestellt werden (s. Abbildung
22 und Tabelle 15), wohingegen acht Stunden nach Applikation ein behandlungsbedingter
IV Ergebnisse
112
Unterschied zwischen den Gruppen statistisch nicht abzusichern war. Unter
Kontrollbedingungen verlief die PICP-Konzentration relativ konstant (Zeit n.s.), während
ein signifikanter Abfall der Konzentration acht Stunden post injectionem beobachtet
werden konnte. Im Verlauf des restlichen Tages blieb die PICP-Konzentration auf einem
gleichbleibenden Niveau (Zeit n.s.).
150
200
250
300
350
400
450
0 8 16 24 0 8 16 24 0 8 16 24 0 8 16 24 0 8 16 241.Tag 14.Tag 18.Tag 24.Tag 28.Tag
Zeitpunkt nach Applikation (h)
PIC
P (µ
g/l)
Kontrolle PTH-Applikation
Abbildung 22: Verlauf des mittleren Gehaltes an PICP (µg/l, n=5) im Plasma zu den
verschiedenen Probenentnahmezeitpunkten
↑ gibt den Zeitpunkt der Applikation von hPTH (1-37) an
IV Ergebnisse
113
Tabelle 15: Mittlere Plasmakonzentrationen an PICP (µg/l, n=5, Mw ±SD) zu den
verschiedenen Probenentnahmezeitpunkten
PICP im Plasma (µg/l), h post inj. bzw. Kontrolle Versuchstag Behandlung
0 8 16 24
Kontrolle 265 ± 56a* 269 ± 38a 292 ± 70a* 338 ± 69b 1.Tag
PTH 301 ± 131a* 275 ± 133a 237 ± 134b* 309 ± 142a
Kontrolle 365 ± 164a 382 ± 169a 348 ± 159a 313 ± 218a 14.Tag
PTH 373 ± 87a 382 ± 135a 350 ± 88a 368 ± 70a
Kontrolle 325 ± 149a* 335 ± 128a* 284 ± 126b* 323 ± 149a 18.Tag
PTH 349 ± 61a* 289 ± 64b* 319 ± 91c* 333 ± 77ac
Kontrolle 330 ± 111a* 342 ± 117a 305 ± 125a 337 ± 130a 24.Tag
PTH 409 ± 108 a* 335 ± 76 b 317 ± 89 b 338 ± 60 b
Kontrolle 274 ± 132 a* 281 ± 128 a 270 ± 115 a* 278 ± 116 b* 28.Tag
PTH 376 ± 128 a* 320 ± 79 b 317 ± 75 b* 333 ± 83 b*
Unterschiedliche Kleinbuchstaben innerhalb einer Zeile kennzeichnen signifikante Effekte
innerhalb eines Behandlungstages, * kennzeichnet signifikante Effekte zwischen den
Behandlungen (Kontrolle vs. PTH-Applikation) im Verlauf eines Behandlungstages
3.4 Carboxyterminales Telopeptid des Typ-I-Kollagens (ICTP)
1. Tag der hPTH-Applikation bzw. Kontrolle
An diesem Beobachtungstag konnten zwischen der Kontrollperiode und der
Applikationsphase keine behandlungsbedingten Unterschiede mit p<0,05 festgestellt
werden (s. Abbildung 23 und Tabelle 16). Die ICTP-Konzentration war an dem
Versuchstag sowohl in der Kontrollgruppe als auch unter Gabe von hPTH (1-37) auf
einem relativ konstanten Niveau (Zeit n.s.).
IV Ergebnisse
114
14. Tag der hPTH-Applikation bzw. Kontrolle
Unter Kontrollbedingungen war in dem Zeitraum von acht Stunden (7,98 ±4,04 µg/l) bis
24 Stunden (9,39 ±5,59 µg/l) nach der initialen Beprobung des Versuchstages ein stetiger
Anstieg der ICTP-Konzentration im Plasma zu beobachten, der statistisch mit p<0,05
abzusichern war. Bei Gabe von hPTH (1-37) konnte mit 8,69 ±4,43 µg/l unmittelbar vor
der Applikation im Vergleich zu dem acht Stunden später gemessenen Wert von 8,14
±3,84 µg/l zunächst eine Erniedrigung der ICTP-Konzentration festgestellt werden
(p>0,05). Es folgte 16 Stunden nach Applikation ein signifikanter Anstieg der
Konzentration auf 9,39 ±4,74 µg/l, der sich bis 24 Stunden nach Applikation auf 9,83
±4,93 µg/l fortsetzte, wobei diese Erhöhung statistisch nicht abzusichern war.
Behandlungsbedingte Unterschiede konnten an diesem Beprobungstag nicht analysiert
werden (p>0,05).
18. Tag der hPTH-Applikation bzw. Kontrolle
Unter Kontrollbedingungen war zwischen der ersten Beprobung (9,17 ±4,94 µg/l) und
acht Stunden später (7,66 ±3,68 µg/l) ein Abfall der ICTP-Konzentration zu beobachten
(p<0,05). Im Verlauf des restlichen Beprobungstages zeigte die Konzentration keine
statistisch mit p<0,05 belegbare Differenzen. Signifikante Unterschiede zwischen der
hPTH-Applikation und der Kontrolle konnten an diesem Versuchstag 16 Stunden und 24
Stunden nach der Applikation beobachtet werden, die sich in einer erhöhten ICTP-
Konzentration im Plasma unter Applikation darstellten (s. Abbildung 23 und Tabelle 16).
Zu den übrigen Zeitpunkten ließen sich keine behandlungsbedingten Unterschiede
statistisch mit p<0,05 belegen. Unmittelbar vor der Applikation wurde eine ICTP-
Konzentration von 8,88 ±5,15 µg/l gemessen, die acht Stunden nach Applikation auf 8,44
±4,66 µg/l absank ( Zeit n.s.). Ein signifikanter Anstieg des ICTP-Gehaltes im Plasma auf
9,61 ±5,42 µg/l erfolgte 16 Stunden nach Applikation. Anschließend stieg die
Konzentration auf 10,5 ±6,12 µg/l, wobei dieser Anstieg nicht signifikant war.
24. und 28. Tag der hPTH-Applikation bzw. Kontrolle
Analog zu dem ersten Kontroll- bzw. Behandlungstag ist an diesen Versuchstagen kein
einheitlicher Verlauf der ICTP-Konzentration beobachtet worden. Behandlungsbedingte
Unterschiede ließen sich statistisch nicht nachweisen (s.Abbildung 23 und Tabelle 16).
IV Ergebnisse
115
66,5
77,5
88,5
99,510
10,511
0 8 16 24 0 8 16 24 0 8 16 24 0 8 16 24 0 8 16 24
1.Tag 14.Tag 18.Tag 24.Tag 28.TagZeitpunkt nach Applikation (h)
ICT
P (µ
g/l)
Kontrolle PTH-Applikation
Abbildung 23: Verlauf des mittleren Gehaltes an ICTP (µg/l, n=5) im Plasma zu den
verschiedenen Probenentnahmezeitpunkten
↑ gibt den Zeitpunkt der Applikation von hPTH (1-37) an
Tabelle 16: Mittlere Plasmakonzentrationen an ICTP (µg/l, n=5, Mw ±SD) zu den
verschiedenen Probenentnahmezeitpunkten
ICTP im Plasma (µg/l), h post inj. bzw. Kontrolle Versuchstag Behandlung
0 8 16 24
Kontrolle 7,56 ± 3,12a 8,33 ± 5,81a 7,91 ± 5,20a 8,47 ± 4,96a 1.Tag
PTH 8,55 ± 3,55a 8,81 ± 4,22a 9,23 ± 5,10a 8,14 ± 4,82a
Kontrolle 7,97 ± 4,38a 7,98 ± 4,04a 8,44 ± 4,54 ab 9,39 ± 5,59b 14.Tag
PTH 8,69 ± 4,43ab 8,14 ± 3,84a 9,39 ± 4,74bc 9,83 ± 4,93b
Kontrolle 9,17 ± 4,94a 7,66 ± 3,68b 7,64 ± 3,92b* 8,63 ± 5,06ab* 18.Tag
PTH 8,88 ± 5,15ab 8,44 ± 4,66a 9,61 ± 5,42bc* 10,5 ± 6,12c*
Kontrolle 8,17 ± 3,50a 7,65 ± 4,37a 9,10 ± 5,96a 9,24 ± 6,20a 24.Tag
PTH 8,23 ± 4,70a 8,25 ± 4,04a 9,09 ± 4,76ab 10,2 ± 6,12b
Kontrolle 8,70 ± 5,56a 7,59 ± 4,46b 8,27 ± 5,43ab 9,10 ± 5,60a 28.Tag
PTH 9,05 ± 4,77ab 8,31 ± 4,24a 8,88 ± 4,75ab 9,37 ± 5,36b
Unterschiedliche Kleinbuchstaben innerhalb einer Zeile kennzeichnen signifikante Effekte
innerhalb eines Behandlungstages, * kennzeichnet signifikante Effekte zwischen den
Behandlungen (Kontrolle vs. PTH-Applikation) im Verlauf eines Behandlungstages
IV Ergebnisse
116
3.5 Gesamtcalcium
1. - 28. Tag der hPTH-Applikation bzw. Kontrolle
Die mittlere Gesamtcalciumkonzentration im Plasma zeigte im Verlauf der gesamten
Beprobungsdauer sowohl während der Kontrollphase als auch während der
Applikationsperiode keine signifikanten Veränderungen im zeitlichen Verlauf. Im
Vergleich zwischen Kontrollperiode mit 2,86 ±0,18 mmol/l und Applikationsphase mit
3,10 ±0,34 mmol/l konnte am 14. Versuchstag unmittelbar vor der hPTH-Applikation eine
signifikant höhere Gesamtcalciumkonzentration im Plasma beobachtet werden. Zu
sämtlichen anderen Beprobungszeitpunkten konnte während der Versuchsdauer kein
behandlungsbedingter Unterschied mit p<0,05 nachgewiesen werden (s. Abbildung 24
und Tabelle 17).
2,60
2,70
2,80
2,90
3,00
3,10
3,20
3,30
0 8 16 24 0 8 16 24 0 8 16 24 0 8 16 24 0 8 16 24
1.Tag 14.Tag 18.Tag 24.Tag 28.TagZeitpunkt nach Applikation (h)
Ges
amtc
alci
um (m
mol
/l)
Kontrolle hPTH-Applikation
Abbildung 24: Verlauf des mittleren Gehaltes an Gesamtcalcium (mmol/l, n=5) im
Plasma zu den verschiedenen Probenentnahmezeitpunkten
↑ gibt den Zeitpunkt der Applikation von hPTH (1-37) an
IV Ergebnisse
117
Tabelle 17: Mittlere Plasmakonzentrationen an Gesamtcalcium (mmol/l, n=5, Mw
±SD) zu den verschiedenen Probenentnahmezeitpunkten
Gesamtcalcium im Plasma (mmol/l), h post inj. bzw. Versuchstag Behandlung
0 8 16 24
Kontrolle 3,03 ± 0,16a 3,04 ± 0,11a 3,00 ± 0,08a 3,17 ± 0,14a 1.Tag
PTH 3,10 ± 0,24a 3,11 ± 0,27a 3,10 ± 0,33a 3,15 ± 0,37a
Kontrolle 2,86 ± 0,18a* 3,03 ± 0,23a 2,97 ± 0,18ab 3,08 ± 0,21b 14.Tag
PTH 3,10 ± 0,34a* 3,07 ± 0,35a 3,00 ± 0,26a 3,05 ± 0,21a
Kontrolle 3,09 ± 0,09a 3,01 ± 0,16a 3,00 ± 0,37a 2,99 ± 0,04a 18.Tag
PTH 3,07 ± 0,15a 3,03 ± 0,22a 3,06 ± 0,23a 3,13 ± 0,15a
Kontrolle 3,00 ± 0,25a 3,05 ± 0,19a 3,01 ± 0,23a 3,00 ± 0,39a 24.Tag
PTH 3,04 ± 0,20a 3,05 ± 0,45a 3,15 ± 0,19a 3,08 ± 0,10a
Kontrolle 3,14 ± 0,30a 3,11 ± 0,21a 3,15 ± 0,21a 3,14 ± 0,23a 28.Tag
PTH 3,04 ± 0,22a 3,22 ± 0,08b 3,14 ± 0,15ab 3,18 ± 0,19ab
Unterschiedliche Kleinbuchstaben innerhalb einer Zeile kennzeichnen signifikante Effekte
innerhalb eines Behandlungstages, * kennzeichnet signifikante Effekte zwischen den
Behandlungen (Kontrolle vs. PTH-Applikation) im Verlauf eines Behandlungstages
Zwischen der Konzentration des Gesamtcalciums im Plasma und der Konzentration an
intakten PTH im Plasma bestand während der Kontrollphase wie auch unter der hPTH-
Applikation eine positive Korrelation (Kontrolle: y= 13,281x – 24,233, R2= 0,3317,
p<0,05, n= 5 Pferde zu t= 20 Messzeitpunkten, wobei y= Intaktes PTH (pg/ml) und x=
Gesamtcalcium (mmol/l), PTH-Behandlung: y= 12,189x – 18,374, R2= 0,3403, p<0,05,
n= 5 Pferde zu t= 20 Messzeitpunkten).
IV Ergebnisse
118
0
10
20
30
40
50
60
70
80
2,50 2,70 2,90 3,10 3,30 3,50 3,70
Gesamtcalcium (mmol/l)
Inta
ktes
PT
H (p
g/m
l)KontrollePTH-Gabe
Abbildung 25: Beziehung der Gesamtcalcium- (mmol/l) und PTH-Konzentration im
Plasma (jeweils n= 5 Pferde zu t= 20 Messzeitpunkten)
IV Ergebnisse
119
3.6 Ionisiertes Calcium (pH 7,4-korrigiert)
1. Tag der hPTH-Applikation bzw. Beprobung
Während unter Kontrollbedingungen die Konzentration an ionisiertem Calcium im
Vollblut über den Tag annähernd konstant verlief (Zeit n.s.), fand unter hPTH-Applikation
ein signifikanter Anstieg der Konzentration an ionisiertem Calcium innerhalb der ersten
acht Stunden des Beprobungstages (1,71 ±0,03 auf 1,95 ±0,13 mmol/l) statt. 16 Stunden
nach Applikation ist mit einem Gehalt von 1,75 ±0,09 bzw. 1,80 ±0,14 mmol/l ein
signifikanter Abfall der Konzentration beobachtet worden. An diesem Beprobungstag
konnte acht Stunden nach erstmaliger Gabe von hPTH (1-37) eine signifikante Erhöhung
des Gehaltes an ionisiertem Calcium im Vollblut mit einem Wert von 1,95 ±0,13 mmol/l
im Vergleich zur Kontrollgruppe (1,75 ±0,03 mmol/l) festgestellt werden. Zu den
restlichen Zeitpunkten dieses Versuchstages gab es keine behandlungsbedingten
Unterschiede (Behandlung n.s).
14. Tag der hPTH-Applikation bzw. Beprobung
Zeitliche Veränderungen konnten auch an diesem Versuchstag unter Kontrollbedingungen
nicht analysiert werden, wohingegen unter hPTH-Gabe zunächst eine nicht signifikante
Erhöhung der Konzentration acht Stunden nach Applikation auf 1,75 ±0,07 mmol/l
beobachtet worden ist. Ein signifikanter Abfall der Konzentration erfolgte 16 Stunden
nach Applikation 1,67 ±0,04 mmol/l. Bei der folgenden Beprobung 24 Stunden nach
Applikation ist ein signifikanter Anstieg der Konzentration auf 1,78 ±0,14 mmol/l
ermittelt worden. Niedrigere Calciumionenkonzentrationen konnten mit 1,69 ±0,08
mmol/l unmittelbar vor der hPTH-Applikation und mit 1,67 ±0,04 mmol/l 16 Stunden
nach Applikation im Vergleich zur Kontrolle mit Werten von 1,79 ±0,06 (vor hPTH-
Gabe) bzw. 1,78 ±0,06 mmol/l (16 Stunden post inj.) an diesem Beprobungstag statistisch
belegt werden. Weitere behandlungsbedingten Unterschiede konnten an diesem Tag nicht
ermittelt werden.
IV Ergebnisse
120
18. und 24. Tag der hPTH-Applikation bzw. Beprobung
Am 24. Versuchstag konnte unmittelbar vor der Applikation eine signifikante
Erniedrigung der Konzentration an ionisiertem Calcium im Vollblut mit einem Wert von
1,62 ±0,12 mmol/l verglichen mit der Kontrollgruppe (1,76 ±0,06 mmol/l) beobachtet
werden. Zu den übrigen Zeitpunkten konnten keine behandlungsbedingten Unterschiede
verifiziert werden.
28. Tag der hPTH-Applikation bzw. Beprobung
Eine signifikant höhere Calciumionenkonzentration wurde an diesem Beprobungstag acht
Stunden nach Applikation des Hormon mit einem Gehalt im Vollblut von 1,87 ±1,71
mmol/l im Vergleich zu der Kontrollgruppe (1,71 ±0,06 mmol/l) gemessen. Zu den
weiteren Zeitpunkten konnten keine durch die Applikation bedingten Divergenzen mit
p<0,05 abgesichert werden. Acht Stunden nach Hormongabe ist die Konzentration auch
im Vergleich zur Ausgangskonzentration unmittelbar vor der Applikation (1,71 ±0,04
mmol/l) signifikant angestiegen. Es erfolgte 16 und 24 Stunden nach Applikation ein
Konzentrationsabfall auf 1,71 ±0,06 (16 h post inj.) und 1,74 ±0,05 mmol/l (24 h post
inj.). Unter Kontrollbedingungen blieben die Werte annähernd konstant (s. Abbildung 26
und Tabelle 18).
IV Ergebnisse
121
1,50
1,60
1,70
1,80
1,90
2,00
0 8 16 24 0 8 16 24 0 8 16 24 0 8 16 24 0 8 16 24
1.Tag 14.Tag 18.Tag 24.Tag 28.Tag
Zeit nach Applikation (h)
Ioni
sier
tes C
alci
um (m
mol
/l)
Kontrolle hPTH-Applikation
Abbildung 26: Verlauf des mittleren Gehaltes an ionisiertem Calcium (mmol/l, n=5
bzw. am 24. Tag zum Zeitpunkt 0 h nach Applikation/ Kontrolle n=4)
im Vollblut zu den verschiedenen Probenentnahmezeitpunkten
↑ gibt den Zeitpunkt der Applikation von hPTH (1-37) an
IV Ergebnisse
122
Tabelle 18: Mittlere Konzentrationen an ionisiertem Calcium im Vollblut (mmol/l,
n=5, Mw ±SD) zu den verschiedenen Probenentnahmezeitpunkten
Ion. Calcium im Vollblut (mmol/l), h post inj. bzw. Versuchstag Behandlung
0 8 16 24
Kontrolle 1,73 ± 0,03a 1,75 ± 0,03a 1,78 ± 0,04a 1,79 ± 0,03a
1.Tag PTH 1,71 ± 0,03a 1,95 ± 0,13b 1,75 ± 0,09ac 1,80 ± 0,14c
Kontrolle 1,79 ± 0,06a* 1,77 ± 0,07a 1,78 ± 0,06a* 1,77 ± 0,06a
14.Tag PTH 1,69 ± 0,08ab* 1,75 ± 0,07ac 1,67 ± 0,04b* 1,78 ± 0,14c
Kontrolle 1,76 ± 0,04a 1,73 ± 0,07a 1,79 ± 0,05a 1,78 ± 0,04a
18.Tag PTH 1,70 ± 0,07a 1,71 ± 0,09a 1,72 ± 0,05a 1,77 ± 0,07a
Kontrolle 1,76 ± 0,06a* 1,72 ± 0,11a 1,76 ± 0,06a 1,80 ± 0,13a
24.Tag PTH 1,62 ± 0,12a* 1,66 ± 0,26a 1,68 ± 0,05a 1,69 ± 0,05a
Kontrolle 1,77 ± 0,05a 1,71 ± 0,06ab 1,67 ± 0,08b 1,71 ± 0,06a
28.Tag PTH 1,71 ± 0,04a 1,87 ± 0,10b 1,71 ± 0,06a 1,74 ± 0,05a
Unterschiedliche Kleinbuchstaben innerhalb einer Zeile kennzeichnen signifikante Effekte
innerhalb eines Behandlungstages, * kennzeichnet signifikante Effekte zwischen den
Behandlungen (Kontrolle vs. PTH-Applikation) im Verlauf eines Behandlungstages
Betrachtet man den Verlauf der Konzentration an ionisiertem Calcium (mmol/l) im
Vollblut und der Konzentration an intaktem PTH (pg/ml) im Plasma (Abbildung 30), so
konnte eine deutliche Korrelation der beiden Parameter weder unter Kontrollbedingungen
noch unter der hPTH (1-37)-Applikation ermittelt werden (Kontrolle: y= 16,414x –
12,66, R2=0,0077, p> 0,05 , n= 5 Pferde zu t= 20 Messzeitpunkten, wobei y= Intaktes
PTH (pg/ml) und x= Ionisiertes Calcium (mmol/l), PTH-Behandlung: y= -19,333x +
53,005, R2= 0,0253, p> 0,05 , n= 5 Pferde zu t= 20 Messzeitpunkten).
IV Ergebnisse
123
0
10
20
30
40
50
60
70
80
1,50 1,60 1,70 1,80 1,90 2,00
Ionisiertes Calcium (mmol/l)
Inta
ktes
PT
H (p
g/m
l)KontrolleApplikation
Abbildung 27: Beziehung der Ca2+- (mmol/l) und PTH-Konzentration (pg/ml) im
Vollblut (jeweils n= 5 Pferde zu t= 20 Messzeitpunkten)
IV Ergebnisse
124
3.7 Anorganisches Phosphat
1. Tag der hPTH-Applikation bzw. Kontrolle
Im zeitlichen Verlauf war acht Stunden nach Versuchsbeginn bei der Kontrollgruppe ein
signifikanter Abfall der Phosphatkonzentration im Plasma auf 0,76 ±0,10 mmol/l zu
beobachten, wobei die Konzentration über den restlichen Tag relativ konstant blieb. Bei
der Applikationsgruppe erfolgte acht Stunden nach der ersten Beprobung ein Anstieg
(p<0,05) der Konzentration auf 1,06 ±0,30 mmol/l. Im Verlauf des verbleibenden
Versuchtages konnten keine weiteren signifikanten Veränderungen des Phosphatgehaltes
festgestellt werden. Unmittelbar vor der erstmaligen Hormongabe konnte ein signifikanter
Unterschied zwischen Behandlung und Kontrolle nicht statistisch abgesichert werden,
wohingegen acht, 16 und 24 Stunden nach Applikation der Phosphatgehalt im Vergleich
zur Kontrollgruppe signifikant erhöht war (s. Abbildung 28 und Tabelle 19).
14., 18., 24. und 28. Tag der hPTH-Applikation bzw. Kontrolle
Am 18. Tag der Kontrollphase wurde 16 Stunden nach der ersten Probenentnahme ein
Anstieg der Phosphatkonzentration im Plasma beobachtet, der mit p<0,05 statistisch
abgesichert werden konnte. In den folgenden acht Stunden fiel die Plasmakonzentration
auf das Ausgangsniveau ab. Unter hPTH-Applikation konnte am 24. und 28. Tag des
Untersuchungzeitraumes zwischen dem Phosphatgehalt unmittelbar bevor der Applikation
und der Plasmakonzentration acht Stunden nach Hormongabe ein Anstieg beobachtet
werden, der im Verlauf der folgenden acht Stunden wieder auf das Ausgangsniveau abfiel
(p<0,05). An den übrigen Beprobungszeitpunkten dieser Beobachtungstage konnte kein
einheitlicher zeitlicher Verlauf der Phosphatkonzentrationen im Plasma festgestellt
werden (Zeit n.s.). An diesen Versuchstagen konnte acht Stunden nach Applikation von
hPTH (1-37) eine erhöhte Plasmakonzentration an anorganischem Phosphat im Vergleich
zur Kontrollgruppe ermittelt werden (s. Abbildung 28 und Tabelle 19). Die restlichen
Beprobungszeitpunkte an diesen Tagen wiesen keine behandlungsbedingten Unterschiede
mit p<0,05 auf.
IV Ergebnisse
125
0,60
0,70
0,80
0,90
1,00
1,10
1,20
1,30
0 8 16 24 0 8 16 24 0 8 16 24 0 8 16 24 0 8 16 24
1.Tag 14.Tag 18.Tag 24.Tag 28.TagZeit nach Applikation (h)
Ano
rgan
isch
es P
hosp
hat (
mm
ol/l)
Kontrolle hPTH-Applikation
Abbildung 28: Verlauf des mittleren Gehaltes an anorganischem Phosphat (mmol/l,
n=5) im Plasma zu den verschiedenen Probenentnahmezeitpunkten
↑ gibt den Zeitpunkt der Applikation von hPTH (1-37) an
Tabelle 19: Mittlere Plasmakonzentrationen an anorganischem Phosphat (mmol/l,
n=5, Mw ±SD) zu den verschiedenen Probenentnahmezeitpunkten
Phosphat im Plasma (mmol/l), h post inj. bzw. Kontrolle Versuchstag Behandlung
0 8 16 24
Kontrolle 0,90 ± 0,19a 0,76 ± 0,10b* 0,83 ± 0,13ab* 0,72 ± 0,12b* 1.Tag
PTH 0,87 ± 0,21a 1,06 ± 0,30b* 1,15 ± 0,30b* 1,07 ± 0,27b*
Kontrolle 0,77 ± 0,07a 0,78 ± 0,17a* 0,85 ± 0,11a 0,87 ± 0,23a 14.Tag
PTH 0,89 ± 0,22a 0,96 ± 0,12a* 0,96 ± 0,12a 0,94 ± 0,17a
Kontrolle 0,88 ± 0,03ab 0,86 ± 0,13a* 0,97 ± 0,11b 0,87 ± 0,20a 18.Tag
PTH 0,96 ± 0,17a 0,98 ± 0,17a* 0,99 ± 0,10a 0,93 ± 0,14a
Kontrolle 0,92 ± 0,19a 0,84 ± 0,20a* 0,90 ± 0,21a 0,87 ± 0,26a 24.Tag
PTH 0,93 ± 0,15a 1,18 ± 0,24b* 0,87 ± 0,20a 0,89 ± 0,17a
Kontrolle 0,87 ± 0,20a 0,86 ± 0,16a* 0,89 ± 0,15a 0,85 ± 0,15a 28.Tag
PTH 0,91 ± 0,24a 1,15 ± 0,26b* 0,91 ± 0,21a 0,92 ± 0,22a
Unterschiedliche Kleinbuchstaben innerhalb einer Zeile kennzeichnen signifikante Effekte
innerhalb eines Behandlungstages, * kennzeichnet signifikante Effekte zwischen den
Behandlungen (Kontrolle vs. PTH-Applikation) im Verlauf eines Behandlungstages
IV Ergebnisse
126
Bei einem Vergleich der Beziehung zwischen der Konzentration an anorganischem
Phosphat im Plasma und der Konzentration an intaktem PTH im Plasma unter
Kontrollbedingungen und unter Hormongabe, korrelierten die beiden Parameter sowohl
unter Kontrollbedingungen als auch unter der hPTH-Gabe (Kontrolle:
y= -12,778x + 27,085, R2= 0,3317, p< 0,05, n= 100, wobei y= Intaktes PTH (pg/ml) und
x= Anorganisches Phosphat (mmol/l), PTH-Behandlung: y= -17,033x + 35,596,
R2= 0,3403, p< 0,05, n= 100).
3.8 Calcium-Bilanz
Vergleicht man die renale Calcium-Ausscheidung der beiden Versuchsphasen
miteinander, so haben die Pferde unter Applikation von hPTH (1-37) zwischen dem 14.
und 18. Versuchstag eine signifikant höhere Ausscheidungsrate. Zwischen dem 24. und
28. Versuchstag konnte in der Applikationsphase eine tendenziell höhere renale Calcium-
Ausscheidung im Vergleich zur Kontrollphase festgestellt werden, die aber nicht mit
p<0,05 abzusichern war.
Die Calcium-Retention war innerhalb Applikationsphase niedriger als während der
Kontrollphase, was sich im Vergleich des 14. bis 18. Tages der Kontrollphase mit dem 14.
bis 18. Tag der Applikation statistisch mit p<0,05 absichern ließ. Die mittlere Calcium-
Retention zwischen Tag 24 und 28 der Applikationsphase war bezogen auf den gleichen
Zeitraum der Kontrollphase erniedrigt (Behandlung n.s.).
IV Ergebnisse
127
Tabelle 20: Bilanzierung der Calciumaufnahme, -ausscheidung und -retention
(mg/kg KM/Tag, Mw ±SD, n = 5 Pferde) während der Versuchsphasen
Kontrolle
14.-18.Tag
Kontrolle
24.-28.Tag
Applikation
14.-18.Tag
Applikation
24.-28.Tag
Ca-Aufnahme 71,55 ± 2,07a 72,75 ± 3,57a 69,35 ± 5,49a 69,36 ± 5,48a
Fäkal 33,48 ± 5,60a 30,52 ± 6,54a 35,52 ± 5,33a 32,91 ± 7,96a
Renal 20,71 ± 4,87a 21,31 ± 5,96a 29,59 ± 6,49b 26,59 ± 7,02ab
Ca-
Abg
abe
Quotient
Ca/Crea
in Harn
1,08 ± 0,25a 1,08 ± 0,27a 1,36 ± 0,23b 1,31 ± 0,25ab
Ca-Retention
(mg/
kg K
M/T
ag)
17,36 ± 8,99a 20,92 ± 9,79ac 4,24 ± 7,42b 9,86 ± 11,38ab
Ca-Retention (%) 24,26 28,76 6,11 14,22
Unterschiedliche Kleinbuchstaben kennzeichnen signifikante Unterschiede (p<0,05)
innerhalb einer Zeile
die Angabe der prozentualen Ca-Retention bezieht sich auf die tägliche Ca-Aufnahme
Weder unter Kontroll- (y=-0,3435x + 45,788, R2=0,0356, n= 5 Pferde mit je 2
Sammelproben, n.s.) noch unter Applikationsbedingungen (y=-0,2185x + 43,246,
R2=0,0296, n= 5 Pferde mit je 2 Sammelproben, n.s.) konnte eine Beziehung zwischen der
Ca-Aufnahme und der renalen Ca-Ausscheidung ermittelt werden.
IV Ergebnisse
128
10
15
20
25
30
35
40
60 65 70 75 80 85Ca-Aufnahme (mg/kg KM/Tag)
rena
le C
a-A
ussc
heid
ung
(mg/
kg K
M/T
ag)
KontrolleApplikation
Abbildung 29: Beziehung zwischen Calcium-Aufnahme und renaler Calcium-
Ausscheidung (mg/kg KM/Tag)
3.9 Phosphor-Bilanz
Die Phosphoraufnahme der Pferde war während der Kontrollphase signifikant niedriger
als während der Applikationsphase. Die renale Phosphor-Elimination während der
Applikationsphase war im Vergleich zur Kontrollphase signifikant niedriger (p<0,05),
wohingegen aber die fäkale Elimination tendenziell erhöht war, wobei in der ersten
Applikationswoche dieser Unterschied auch statistisch mit p<0,05 abzusichern war. In der
Phosphor-Retention konnten keine signifikanten Unterschiede bezüglich der beiden
Versuchsgruppen festgestellt werden. Innerhalb der Applikationsphase konnte aber ein
signifikanter Anstieg der Phosphor-Retention zwischen den mittleren Werten des 14. bis
18.Applikationstages und des 24. bis 28.Applikationstages ermittelt werden.
IV Ergebnisse
129
Tabelle 21: Bilanzierung der Phosphoraufnahme, -ausscheidung und -retention
(mg/kg KM/Tag, Mw ±SD, n = 5) während der Versuchsphasen
Kontrolle
14.-18.Tag
Kontrolle
24.-28.Tag
Applikation
14.-18.Tag
Applikation
24.-28.Tag
P-Aufnahme 13,65 ± 0,97a 14,22 ± 1,28a 15,52 ± 0,30b 15,52 ± 0,30b
Fäkal 15,50 ± 0,94a 15,94 ± 0,69a 19,52 ± 2,67b 16,25 ± 0,89a
P-A
bgab
e
Renal 0,74 ± 0,17a 0,78 ± 0,19a 0,03 ± 0,02*b 0,04 ± 0,03*b
P-Retention
(mg/
kg K
M/T
ag)
-1,87 ± 1,61ab -1,73 ± 1,77ab -4,00 ± 2,80a -0,72 ± 0,85b
P-Retention (%) -13,70 -12,17 -25,77 -4,64
Unterschiedliche Kleinbuchstaben kennzeichnen signifikante Unterschiede (p<0,05)
innerhalb einer Zeile
* kennzeichnet signifikante Unterschiede p<0,05 innerhalb einer Zeile
die Angabe der prozentualen P-Retention bezieht sich auf die tägliche P-Aufnahme
Zwischen der Phosphor-Aufnahme und der renalen Phosphor-Ausscheidung bestand während
der Kontrollphase eine positive Korrelation (y= 0,0002x – 0,001, R2= 0,4988, n= 5 Pferde
mit je 2 Sammelproben, p< 0,05, wobei y= renale P-Ausscheidung, x= P-Aufnahme). Im
Gegensatz dazu bestand während der Kontrollphase eine solche Beziehung nicht
(y= -0,000005x + 0,0039, R2= 0,001, n= 5 Pferde mit je 2 Sammelproben, n.s.).
IV Ergebnisse
130
0
0,0005
0,001
0,0015
0,002
0,0025
0,003
0,0035
0,004
0,0045
0,005
5 5,5 6 6,5 7 7,5 8 8,5
P-Aufnahme (mg/kg KM/Tag)
rena
le P
-Aus
sche
idun
g (m
g/kg
KM
/Tag
)
KontrolleApplikation
Abbildung 30: Beziehung zwischen P-Aufnahme und renaler P-Ausscheidung (mg/kg
KM/Tag)
IV Ergebnisse
131
3.11 Übersicht über die behandlungsbedingten Veränderungen der gemessenen
Parameter im Blut
Zur Übersicht werden exemplarisch die signifikanten behandlungsbedingten
Konzentrationsänderungen der einzelnen Parameter während der Untersuchung der kurz- und
mittelfristigen Effekte des ersten und 28.Behandlungstages tabellarisch aufgeführt (s. Tabelle
22 und 23).
Tabelle 22: Behandlungsbedingte Konzentrationsänderungen der einzelnen Parameter
während des Applikationszeitraumes im Vergleich zur Kontrollphase am 1.
Tag der Behandlung bzw. Kontrolle
Zeit (h) post injectionem bzw. Kontrolle Parameter
0 8 16 24
Intaktes PTH ↔ ↔ ↔ ↔
Osteocalcin ↑ ↔ ↔ ↑
PICP ↑ ↔ ↓ ↔
ICTP ↔ ↔ ↔ ↔
Gesamtcalcium ↔ ↔ ↔ ↔
Ionisiertes Calcium ↔ ↑ ↔ ↔
Anorganisches Phosphat ↔ ↑ ↑ ↑
pH-Wert ↔ ↔ ↔ ↓
↑ Konzentration höher im Vergleich zur Kontrolle (p<0,05)
↓ Konzentration niedriger im Vergleich zur Kontrolle (p<0,05)
↔ kein signifikanter Unterschied zur Kontrolle
IV Ergebnisse
132
Tabelle 23: Behandlungsbedingte Konzentrationsänderungen der einzelnen Parameter
während des Applikationszeitraumes im Vergleich zur Kontrollphase am 28.
Tag der Behandlung bzw. Kontrolle
Zeit (h) post injectionem bzw. Kontrolle Parameter
0 8 16 24
Intaktes PTH ↔ ↔ ↔ ↔
Osteocalcin ↑ ↔ ↔ ↔
PICP ↑ ↔ ↑ ↑
ICTP ↔ ↔ ↔ ↔
Gesamtcalcium ↔ ↔ ↔ ↔
Ionisiertes Calcium ↔ ↑ ↔ ↔
Anorganisches Phosphat ↔ ↑ ↔ ↔
pH-Wert ↔ ↔ ↔ ↔
↑ Konzentration höher im Vergleich zur Kontrolle (p<0,05)
↓ Konzentration niedriger im Vergleich zur Kontrolle (p<0,05)
↔ kein signifikanter Unterschied zur Kontrolle
V Diskussion
133
V Diskussion
In der Humanmedizin hat sich der intermittierende Einsatz von hPTH (1-34) zur Prävention
und Therapie hormonell bedingter Osteoporose etabliert, was durch zahlreiche Studien belegt
wurde (HODSMAN et al. 1993, LANE et al. 1998, MARCUS et al. 2003,
ORWOLL et al. 2003). Parathormon zeigte jedoch auch einen anabolen Effekt auf den
Knochenstoffwechsel bei gesunden Menschen (KURLAND et al. 2000). In weiteren Studien
an Ratten wurde hPTH (1-34) erfolgreich zur Beschleunigung von Frakturheilungen
eingesetzt (ANDREASSEN et al. 2001, NAKAJIMA et al. 2002). Verabreicht man an
Osteoporose erkrankten Menschen hPTH (1-34) in der gleichen Dosierung wie bei einer
einmaligen subcutanen Injektion in Form einer Dauerinfusion, so ist ein unmittelbarer Abfall
der Knochenformationsmarker zu beobachten, während sich die Konzentration der
Knochenformationsmarker unter einer täglichen subcutanen Injektion fast verdoppelte
(HODSMAN et al. 1993). Beruhend auf den aus der Humanmedizin gewonnenen Erkenntnisse sollen in der hier
durchgeführten Studie die Effekte der Applikation von humanem Parathormon (hPTH 1-37)
auf den Calcium- und Knochenstoffwechsel von Pferden überprüft werden.
Bis zum heutigen Zeitpunkt ist der Wirkungsmechanismus von PTH am Knochen zum Teil
noch unklar. Von großer Bedeutung für die Wirkung scheinen jedoch Osteoblasten zu sein.
An diesen Zellen konnten bislang drei verschiedene PTH-Rezeptoren (PTH1R, PTH2R,
PTH3R) bestimmt werden, während an Osteoklasten keine PTH-Rezeptoren nachgewiesen
werden konnten (LIU et al. 1998, OKADA et al. 2002).
1 Kritik der Methoden
1.1 Pferde, Fütterung, Haltung
Für die Durchführung des ersten Versuchsabschnittes, der Untersuchung der
Circadianrhythmik, standen vier Traberwallache zur Verfügung. Die Pferde waren im Alter
V Diskussion
134
zwischen fünf und elf Jahren. Die vier Tiere waren unterschiedlicher Herkunft und
Abstammung. Aufgrund des noch nicht abgeschlossenen Wachstums junger Pferde und einer
unterschiedlichen Knochenstoffwechselrate zwischen alten und jungen Pferden können
zwischen den Tieren erhebliche Variationen in Bezug auf die Konzentration der
Knochenmarker festgestellt werden (LEPAGE et al. 1990, LEPAGE et al. 1998). Durch eine
wesentlich größere Knochenumbaurate bei juvenilen Equiden liegen die Konzentrationen der
Knochenmarker in einem höheren Bereich als bei adulten, ausgewachsenen Pferden. Diese
stärkeren Auf- und Umbauprozesse am Knochen sind bedingt durch Wachstumsvörgange und
Anpassung des knöchernen Skeletts an sich ändernde Belastungen (NIELSEN et al. 1998,
SLOET VAN OLDTRUITENBORGH-OOSTERBAHN et al. 1999). So zeigte auch im
Rahmen der eigenen Untersuchungen das jüngste Pferd die höchsten PICP- und ICTP-Gehalte
im Plasma, was auf eine höhere Knochenstoffwechselrate im Vergleich zu den anderen
Pferden schließen lässt. LEPAGE et al. (1998) beobachteten mit dem Alter abnehmende
Osteocalcin-Gehalte, wobei diese Veränderung am deutlichsten innerhalb der ersten 24
Lebensmonate zu beobachten waren. Des Weiteren konnten die Autoren eine altersabhängige
Ausprägung der Circadianrhythmik von Osteocalcin feststellen. Jüngere Pferde (< 5 Jahre)
zeigten deutlichere tageszeitlich bedingte Schwankungen als ältere Pferde. Es wird
angenommen, dass die reziproke Abhängigkeit zwischem dem Alter der Tiere und den
Serumkonzentrationen der Knochenmarker auf eine Reduktion der Knochenformationsrate
mit steigendem Alter zurückzuführen ist (PRICE et al. 1992, BLACK et al. 1999).
In zukünftigen Studien zur Circadianrhythmik wäre es ratsam, mit einer größeren Gruppe
gleichaltriger Pferde bzw. mit jeweils mehreren Tieren verschiedener Altersgruppen zu
arbeiten, um so eine detailliertere Auswertung der Ergebnisse zu ermöglichen.
Zur Untersuchung der Verträglichkeit der Applikation von hPTH (1-37) wurden vier Stuten
im Alter von 2 bis 15 Jahren eingesetzt. Die Herkunft, Rasse, Abstammung und bisherige
Nutzung der Tiere war unbekannt. Für die Verträglichkeitsstudie stellt die Heterogenität kein
Problem dar, da nicht zu erwarten ist, dass rasse-, alters- oder nutzungsbedingte Unterschiede
in der lokalen und allgemeinen Verträglichkeit der Hormongabe eintreten.
V Diskussion
135
Bei der Studie der kurz- und mittelfristigen Effekte der hPTH (1-37)-Applikation kamen fünf
Traberwallache zum Einsatz. Zum Teil wurden diese Pferde zuvor bei der Untersuchung der
Circadianrhythmik eingesetzt. Die Tiere waren zwischen zwei und 21 Jahre alt und
entstammten unterschiedlichen Betrieben. Eine direkte Verwandtschaft der Pferde bezüglich
der Abstammung lag nicht vor. Rassebedingte Unterschiede in der Konzentration bestimmter
Knochenmarker, die LEPAGE et al. (1997) in einer Studie ermittelten, können im Rahmen
der eigenen Untersuchung somit ausgeschlossen werden. Die einzige Studie über eine
geschlechtsabhängige Varianz bestimmter Knochenmarker zeigte keine Unterschiede
zwischen männlichen und weiblichen Pferden (LEPAGE et al. 1997), jedoch ist es sicher
vorteilhaft, Tiere des gleichen Geschlechts einzusetzen. Da in der Humanmedizin, begleitend
zu der hPTH-Therapie, Östrogenpräparate zu einer weiteren Verbesserung der Knochendichte
verabreicht werden, wäre es von Interesse, in zukünftigen Studien zur Gabe von PTH-
Fragmenten, Stuten unter Berücksichtigung ihres Östrogenstatus einzusetzen.
Im Rahmen der eigenen Untersuchung wurde eine Bilanzierung der Calcium- und Phosphor-
Homöostase unter Verwendung von Kot- und Harnauffangschürzen durchgeführt. Die sichere
getrennte Kot- und Harnsammlung ist bei männlichen Pferden wesentlich einfacher zu
gestalten als bei weiblichen Tieren, weshalb in dieser Studie Wallache zum Einsatz kamen.
Da jedes Pferd sowohl in der Kontroll- wie auch in der Applikationsphase eingesetzt worden
ist, konnten die individuellen Effekte der hPTH-Applikation ausgewertet werden. Wie bereirs
erwähnt, wurden bei Pferden altersbedingte Unterschiede in der Höhe der
Serumkonzentration der Knochenmarker festgestellt (LEPAGE et al. 1990, PRICE et al.
1995a, LEPAGE et al. 1998, BLACK et al. 1999, CHIAPPE et al. 1999), was zu einem unter
den Pferden divergierenden Niveau der Konzentration der Knochenmarker führt.
Altersbedingte Unterschiede im Stoffwechsel, der Verdaulichkeit der organischen Nährstoffe
und der Mineralstoffe können ebenfalls einen Einfluss auf die Knochenstoffwechsellage und
die Konzentration der Knochenmarker ausüben. Darüber hinaus ist es möglich, dass eine
Veränderung der Ansprechbarkeit der PTH-Rezeptoren mit variierendem Alter der Pferde
existiert. Dies gilt es in weiterführenden Untersuchungen abzuklären.
Die Pferde wurden in den einzelnen Versuchsabschnitten unter jeweils unterschiedlichen
Bedingungen gehalten. So wurden die Pferde, die zur Untersuchung der Circadianrhythmik
eingesetzt wurden, in Einzelboxen mit Stroheinstreu in einem geschlossenen Stallgebäude
V Diskussion
136
unter permanenter künstlicher Beleuchtung gehalten. Bei der Untersuchung der kurz- und
mittelfristigen Effekte der hPTH (1-37)-Gabe waren vier der fünf Pferde in mit Sägespänen
eingestreuten Einzelboxen in einem geschlossenen Stallgebäude unter vorwiegend
natürlichem Lichteinfluss untergebracht. Ein Pferd dieser Versuchsgruppe wurde in einem
betonierten, unbedachten Auslauf gehalten, dem eine mit Gummimatten ausgelegte
Liegefläche angeschlossen war, die sich in einem Stallgebäude befand. Zur Standardisierung
der Ergebnisse wäre eine einheitliche Haltungsform vorteilhaft, da sowohl die
Beleuchtungsart und -länge der Tiere Einfluss auf den Knochenstoffwechsel, aber auch auf
die Circadianrhythmik haben kann (LEPAGE et al. 1991, HOPE et al. 1993, GEOR et al.
1995).
Innerhalb der jeweiligen Versuchsphasen sind die Pferde einheitlich gefüttert worden. Die
Pferde der ersten Versuchsphase (circadiane Rhythmik und postprandiale Kinetik) wurden
zweimal täglich mit Heu und Mischfutter gefüttert, wobei die tägliche Futtermenge für jedes
Pferd identisch war. Die Calcium-Versorgung in dieser Versuchsphase betrug 37,1 g/Tier/Tag
bei einem täglichen durchschnittlichen Bedarf der Pferde von 23,7 g/Tier/Tag, was einer
Versorgung von 56,9 % über dem Bedarf der Tiere entspricht. Zur Untersuchung der kurz-
und mittelfristigen Effekte der Hormongabe wurden Trockenschnitzel und Heu eingesetzt.
Die Rationen wurden bei dieser Versuchsphase abhängig vom Gewicht der einzelnen Pferde
berechnet und über den Tag verteilt in drei gleichgroßen Portionen gefüttert. Dabei sind die
Tiere durchschnittlich mit 32,72 g/Tier/Tag Calcium versorgt worden. Der durchschnittliche
Calcium-Bedarf der Pferde in dieser Versuchsphase betrug 23,34 g/Tier/Tag, demzufolge sind
die Pferde 40,2 % über den Bedarf hinaus mit Calcium versorgt worden. Diese über den
individuellen Bedarf der Pferde hinausreichende Ca-Versorgung ist als günstig zu beurteilen,
da bei der Mineralisierung von Knochensubstanz Calcium unbedingt erforderlich ist und
somit eine Knochenneubildung möglicherweise alimentär unterstützt wird. Als eher ungünstig
ist die P-Versorgung der Pferde im Rahmen der Untersuchung der kurz- und mittelfristigen
Effekte zu betrachten. Während der P-Bedarf von durchschnittlich 14,2 g/Tier/Tag innerhalb
des ersten Versuchsabschnittes ausreichend über die Futtermittel mit einem Gehalt von 18,9
g/Tag abgedeckt wurde, waren die Tiere im dritten Versuchsabschnitt mit einem
durchschnittlichen P-Bedarf von 14,0 g/Tier/Tag mit einer mittleren Versorgung von 6,78
g/Tag deutlich unterversorgt. Dies ist auf einen sich bei der Analyse zeigenden niedrigen
V Diskussion
137
Gehalt der Futtermittel, insbesondere des Heus, zurückzuführen. Bei der Bedarfskalkulation
wurden die Werte der aktuellen DLG-Futterwerttabellen (3. Auflage, DLG-Verlag,
Frankfurt/Main, 1995) zugrundegelegt, die mit den Inhaltsstoffen der verwendeten
Futtermittel aber zum Teil nicht übereingestimmt haben.
Die marginale Versorgung mit Phosphor kann die Wirkung der hPTH-Gabe beeinflusst
haben, so dass in weiteren Studien eine bedarfsabdeckende P-Versorgung zu empfehlen ist.
V Diskussion
138
1.2 Versuchsdurchführung
Dosierung:
In der zweiten und dritten Versuchsphase wurde den Pferden einmal täglich über einen
Zeitraum von vier (Verträglichkeitsstudie) bzw. 28 Tagen (Untersuchung der kurz- und
mittelfristigen Effekte der hPTH-Gabe) subkutan 0,5 µg hPTH (1-37)/kg KM/Tag injiziert.
Bis zum heutigen Zeitpunkt gibt es noch keine Studie, in der Pferden Parathormon in
jeglicher Form (N-terminale Fragmente, C-terminale Fragmente oder natives Parathormon)
appliziert wurde. Zur Therapie der Osteoporose wurde beim Menschen in den meisten
Untersuchungen das hPTH (1-34)-Fragment in einer Dosierung zwischen 25 und 50
µg/Mensch/Tag eingesetzt. Dies entspricht einer ungefähren Dosis von 0,4 bis 0,8 µg/kg
KM/Tag. In Studien an Ratten wurde den Tieren eine tägliche Dosis zwischen 40 und 160 µg
hPTH/kg KM/Tag verabreicht. Es fanden Untersuchungen an Menschen zur Dosis-Wirkungs-
Beziehung statt, bei denen sich herausstellte, dass auch bei einer niedrigeren Dosierung (1,25
µg/Mensch/Tag über einen Zeitraum von 6 Monaten) von hPTH (1-34) eine Zunahme der
Knochendichte an Wirbelkörpern um 3,5 % erfolgt (SONE et al. 1995), jedoch mit einer
höheren Dosierung (40 µg/Mensch/Tag) ein stärkerer anaboler Effekt an der Knochendichte
der Wirbelkörper (Zunahme um 13,5%) durch die hPTH-Gabe erzielt werden kann
(KURLAND et al. 2000). LANE et al. (1998, 2000) konnten in zwei Studien an
osteoporotischen Frauen eine Entwicklung einer leichten Hypercalcämie nachweisen, die sich
aber bei einer Reduzierung der täglichen hPTH (1-34)-Dosis von 40 µg/Frau/Tag auf 30
µg/Frau/Tag, bzw. von 25 µg/Frau/Tag auf 20 µg/Frau/Tag bei gleichzeitiger Verringerung
der täglichen Calciumaufnahme, wieder einstellte.
In der eigenen Untersuchung handelt es sich um eine Pilotstudie. Weitere Untersuchungen
über die Dosis-Wirkungs-Beziehung müssen folgen. Die Bestimmung der Dosis von hPTH
(1-37) beim Pferd erfolgte in Anlehnung an die Dosierung beim Menschen.
V Diskussion
139
Ein weiteres Problem stellt sich in der Applikation eines heterologen Fragments an Pferde.
RAULAIS et al. (1981) konnten allerdings in ihrer Untersuchung nachweisen, dass equines
Parathormon mit humanem Parathormon eng verwandt ist und sich nur in dem C-terminalen
Bereich (im Aminosäurensequenzbereich 53-84) unterscheidet. Daher ist davon auszugehen,
dass hPTH (1-34) bzw. hPTH (1-37) auch an equinen PTH-Rezeptoren kompatibel ist. Eine
Studie zum molekularen Aufbau von equinem Parathormon sollte aber in Zukunft
durchgeführt werden, um Differenzen in der Aminosäurensequenz zwischen equinem und
humanem Parathormon aufzudecken und zu lokalisieren, um die für das Pferd geeignetste
Form des zu applizierenden Parathormons zu finden. Stehen molekularbiologische Techniken
nicht zur Verfügung, sollte die Applikation von equinem PTH Anwendung finden.
Zeitpunkt der Applikation:
Beim Menschen erfolgt die Applikation einmal täglich, wobei durch eine hochfrequente
pulsatile endogene PTH-Ausschüttung der Zeitpunkt relativ frei gewählt werden kann. In
einer Studie über den Einfluss des Applikationszeitpunkts auf den anabolen Effekt von hPTH
(1-34) an Ratten konnten RIOND et al. (1993) keine Unterschiede zwischen einer Applikation
vormittags und einer Applikation nachmittags feststellen. Dieses Ergebnis zeigt auf, dass auch
bei Ratten der Applikationszeitpunkt unabhängig von der endogenen PTH-Freisetzung frei
gewählt werden kann. In der eigenen Untersuchung konnte keine circadiane Rhythmik
bezüglich der endogenen PTH-Sekretion gemessen werden, es bleibt allerdings zu
berücksichtigen, dass die Blutprobenentnahme stündlich erfolgte, so dass nicht jede
Schwankung erfasst werden konnte. In diesem Zusammenhang ist aber auch der Hinweis
wichtig, dass die Pferde eine starke individuelle Variation des intakten PTH aufweisen, so
dass bislang noch Unsicherheiten bezüglich der endogenen PTH-Sekretion bestehen.
Unter der Berücksichtigung der eigenen Ergebnisse zur circadianen PTH-Sekretion scheint
der Zeitpunkt der PTH-Applikation frei wählbar zu sein. Darauf basierend wurde
standardisiert jeweils um 6.00 Uhr morgens, zwei Stunden vor der Fütterung, PTH appliziert.
V Diskussion
140
RIOND et al. (1993) führten eine Untersuchung mit variierender Applikationsfrequenz durch.
Die Autoren fanden heraus, dass bei Ratten, denen einmal, zweimal bzw. dreimal täglich bei
äquivalenter Tagesdosis hPTH (1-34) appliziert wurde, ein signifikanter Anstieg in der
intestinalen Calcium-Absorption und im Calcium-Haushalt im Vergleich zu den Tieren,
denen in zwei- bzw. dreitägigem Abstand hPTH (1-34) verabreicht wurde, vorhanden war.
Des Weiteren konnte sie einen linearen, aber nicht signifikanten Anstieg der intestinalen
Calcium-Absorption und des Calcium-Haushaltes bei steigender täglicher
Applikationsfrequenz feststellen. Diese Beobachtung sollte in Folgestudien auch beim Pferd
untersucht werden.
Zeitpunkt der Blutprobenentnahme nach Applikation:
Während der Verträglichkeitsstudie erfolgte die Applikation unmittelbar nach einer
Blutprobenentnahme morgens zu einem jeweils gleichen Zeitpunkt über einen Zeitraum von
vier Tagen. Eine zweite Blutprobenentnahme wurde jeweils zwölf Stunden nach Hormongabe
durchgeführt. In der dritten Versuchsphase fand die hPTH-Applikation morgens ebenfalls zu
einem definierten Zeitpunkt statt. Blutprobenentnahmen wurden hier viermal pro
Beprobungstag in einem achtstündigen Abstand durchgeführt, wobei die erste Entnahme
jeweils unmittelbar vor der täglichen Hormonapplikation stattfand. Studien von LINDSAY et
al. (1993) zeigten einen ausgeprägten kurzzeitigen Effekt der hPTH-Gabe auf die
Mineralstoffhomöostase der Probanden. Vier Stunden nach der subkutanen Applikation
konnte ein signifkanter Anstieg der Serumkonzentration an ionisiertem Calcium und
Gesamtcalcium beobachtet werden, während zwei Stunden post applicationem die
Phosphorkonzentration im Serum signifikant abfiel. Die höchste Konzentration an hPTH (1-
34) konnte 30 Minuten nach der Applikation gemessen werden, wobei für das
Hormonfragment eine Halbwertszeit im Blut von 75 Minuten ermittelt wurde. Im Plasma von
Hunden, denen hPTH (1-34) appliziert wurde, konnten PODBESEK et al. (1983) einen
Anstieg des hPTH-Gehalts nur bis vier Stunden post applicationem nachweisen. Auch beim
Pferd sollten in zukünftigen Untersuchungen kürzere Beprobungsabstände gewählt werden.
Darüber hinaus sollte das applizierte Fragment in der Untersuchung miterfasst werden, um
den Metabolismus des Fragmentes zu erforschen und kurzfristige Effekte der hPTH-Gabe
sicher detektieren zu können.
V Diskussion
141
Verträglichkeit der Applikation
Vergleichbare Untersuchungen zur Applikation von hPTH (1-37) beim Pferd existieren nicht,
so dass zunächst die allgemeine Verträglichkeit der Hormongabe überprüft wurde. Weder
lokale noch anaphylaktische Reaktionen sind während des viertägigen Applikationszeitraums
beobachtet worden.
In einigen der zahlreichen Studien, in denen N-terminale Fragmente, C-terminale Fragmente
oder biologisch aktives Parathormon Labortieren oder Menschen appliziert
wurden, konnte bei den Probanden eine kurzzeitige milde Hypercalcämie festgestellt werden,
wobei die Calcium-Werte meist noch im oberen Referenzbereich lagen (FINKELSTEIN et al.
1994, HODSMAN et al. 1997, LANE et al. 1998, HODSMAN et al. 2000, LANE et al. 2000,
COSMAN et al. 2001, NEER et al. 2001). HODSMAN et al. (1997), LINDSAY et al. (1997)
sowie KURLAND et al. (2000) konnten in ihren Untersuchungen bei einigen Probanden
lokale Entzündungserscheinungen im Bereich der Injektionsstelle beobachten. Eine
gesteigerte renale Calcium-Ausscheidung trat in einigen Studien als unerwünschter
Nebeneffekt auf (FINKELSTEIN et al. 1994, HODSMAN et al. 1997, LANE et al. 1998), die
sich aber in den meisten Fällen bei der Verabreichung einer niedrigeren hPTH-Dosis
normalisierte. Bei Ratten, denen man über einen Zeitraum von zwei Jahren täglich 0, 5, 30
bzw. 75 µg/kg KM hPTH (1-34) subcutan injiziert hat, traten in den Gruppen mit höherer
Dosierung (30 bzw. 75 µg/kg KM/Tag) gehäuft Osteosarkome auf (VAHLE et al. 2002).
Jedoch konnte diese Beobachtung beim Menschen und bei Primaten bisher nicht bestätigt
werden, was eventuell auf die niedrigere Dosierung bei diesen Spezies zurückzuführen ist.
Sicherlich sollte ein mögliches Auftreten dieser unerwünschten Nebenwirkung bei dem
routinemäßigen Einsatz von Parathormon und seinen Fragmenten weiterverfolgt werden.
V Diskussion
142
1.3 Auswahl der Untersuchungsparameter
Zur Untersuchung der kurz- und mittelfristigen Effekte der hPTH-Gabe erfolgte eine Analyse
der Knochenmarker und der Konzentration an intaktem PTH (1-84), wobei auch
Veränderungen in der Phosphat-, Gesamtcalcium- und Ca2+-Konzentration im Blut mit
einbezogen worden sind. Des Weiteren ist eine Bilanzierung von Calcium und Phosphor im
Rahmen dieser Untersuchung durchgeführt worden.
Knochenmarker reflektieren auf- und abbauende Vorgänge am Knochen. In der
Humanmedizin werden sie zu einer Überwachung der anabolen und katabolen Effekte der
hPTH-Injektion bzw. Infusion eingesetzt, um Verschiebungen in dem Knochenstoffwechsel
wahrzunehmen. So beobachteten HODSMAN et al. (1993) unter der hPTH (1-34)-Therapie
einen Anstieg der Osteocalcin-Konzentration um 259% im Serum osteoporotischer Frauen bei
einem gleichzeitigen Anstieg der PICP-Konzentration um 140%, was den anabolen Effekt der
PTH-Gabe widerspiegelt. Da beim Pferd in der heutigen Zeit die Messung von
Knochenmarkern etabliert ist, erscheint sie als sinnvolle Methode zur Überwachung des
Knochenstoffwechsels. Ein Rückschluss auf die Knochendichte, die Knochenmasse, die
mechanische Belastbarkeit und den Mineralstoffgehalt im Knochen kann aber anhand der
Konzentration der Knochenmarker nicht gezogen werden.
Statische Knochenmasse und dynamischer Knochenumsatz sind nach SEIBEL et al. (1993)
zwei komplementäre Größen, die sich in der Beurteilung der skelettalen Homöostase
ergänzen und zusammen gemessen werden sollten. Eine Illustration der Entwicklung der
Knochendichte anhand von bildgebenden Verfahren erscheint in Anbetracht der nur kurzen
Applikationsdauer als nicht sinnvoll, da die tatsächliche Knochenmasse eine in der Regel sich
nur langsam verändernde Größe ist und somit nach einer 28-tägigen hPTH-Gabe keine
deutlichen Veränderungen in der Knochendichte zu erwarten sind. Zwar konnten
TOROMANOFF et al. (1998) bei Ratten schon nach einer 10-tägigen PTH-Applikation eine
signifikante Steigerung der Knochenmasse, -dichte und des Mineralgehaltes der Knochen
beobachten, jedoch sind bei Menschen Steigerungen der Knochendichte und Knochenmasse
erst nach einer 3-monatigen (Lendenwirbelsäule) bzw. 18-monatigen (Femurkopf)
Applikation beobachtet worden (KURLAND et al. 2000, ORWOLL et al. 2003).
V Diskussion
143
Der Plasmagehalt an intaktem PTH wurde im Rahmen dieser Studie analysiert, um einen
Effekt der exogenen PTH-Applikation auf die endogene PTH-Ausschüttung zu detektieren.
Eine Veränderung der gemessenen PTH-Werte durch die Applikation von hPTH (1-37) als
Fragment ist dabei weitestgehend auszuschließen, da bei dem in der eigenen Studie
eingesetzten RIA das biologisch intakte PTH (1-84) erfasst wird. Es wäre in zukünftigen
Studien von Interesse, neben der Quantifizierung des Plasmagehalts an intaktem PTH, eine
gleichzeitige Messung des N-terminalen Fragments durchzuführen, um mehr Informationen
über die Kinetik von hPTH (1-37) beim Pferd zu erhalten.
Die Bestimmung der Gehalte an anorganischem Phosphat, ionisiertem Calcium und
Gesamtcalcium im Blut erlaubte einen Einblick in die direkte Wirkung von hPTH auf den
Calcium- und Phosphorstoffwechsel. Werden die PTH-Rezeptoren der Osteoblasten
stimuliert, kommt es zu einer kurzzeitigen Mobilisation von Calcium und Phosphor aus dem
Knochen, was sich in erhöhten Plasma- bzw. Vollblut-Konzentrationen dieser Parameter
widerspiegeln kann. Bei einem Anstieg der Calcium- und Phosphor-Konzentration im Blut
kann es sich jedoch auch um einen PTH-bedingten direkten renalen oder indirekten
intestinalen Effekt handeln. Darüberhinaus kann die gefürchtete Komplikation der
Hypercalcämie kontrolliert werden.
Durch die Bilanzierung der Calcium- und Phosphorhomöostase konnten Rückschlüsse auf die
Wirkung der hPTH-Gabe auf die Niere und indirekt auf den Darm gezogen werden. Die
Bilanzierung von Calcium und Phosphor hat den Vorteil, dass Effekte der PTH-Applikation
auf den Calcium- und Phosphor-Haushalt aufgedeckt werden können. Bedauerlicherweise
gibt es zum heutigen Zeitpunkt noch keine ausführlichen Untersuchungen der Bilanzierung
von Calcium und Phosphor unter exogenem PTH-Einfluss bei Mensch und Ratte, so dass dies
einen interessanten Ansatzpunkt für weitere Studien auch beim Menschen darstellt.
Die Untersuchung des Magnesium-Stoffwechsels beim Pferd wäre in zukünftigen Studien zu
einer umfassenderen Darstellung der Vorgänge im Knochenstoffwechsel ebenfalls zu
berücksichtigen, da TOROMANOFF et al. (1998) in ihrer Untersuchung an Ratten einen
erhöhten Magnesiumanteil in den Femurknochen wie auch eine erhöhte intestinale Absorption
und renale Rückresorption von Magnesium aufzeigen konnten.
V Diskussion
144
2 Diskussion der Ergebnisse
2.1 Circadiane Rhythmik und postprandiale Kinetik
Betrachtet man den mittleren PTH-Gehalt (intaktes PTH) im Plasma, so konnten keine
diurnalen Schwankungen festgestellt werden. Tendenziell ließ sich in den ersten drei bzw.
vier Stunden nach Fütterung ein Abfall der Plasmakonzentration an intaktem Parathormon bei
Pferd I und IV erkennen, die beiden anderen Pferden zeigten jedoch keine Veränderungen der
PTH-Konzentration. In den folgenden Stunden bis zur erneuten Fütterung konnten keine
weitere Veränderungen der PTH-Konzentration bei den Pferden beobachtet werden. Der
Zeitpunkt der Fütterung kann laut SCHULZE et al. (2001) die Konzentration an PTH
beeinflussen, wobei im Rahmen dieser Untersuchung keine postprandiale Kinetik von
Parathormon beobachtet werden konnte. Bei einem Vergleich der PTH-Werte der einzelnen
Pferde untereinander ist eine breite individuelle Varianz auffällig (s. Abb. 31). Die Pferde
weisen zu unterschiedlichen Zeitpunkten hohe Konzentrationen an PTH im Plasma auf. Diese
Beobachtung spricht für das Vorhandensein einer pulsatilen PTH-Ausschüttung ähnlich der
von Menschen. Diese Ausschüttung scheint nicht an eine circadiane Rhythmik gebunden zu
sein.
Der Gehalt an ionisiertem Calcium wies in den ersten vier Stunden postprandial einen
Anstieg auf, fiel anschließend leicht ab und sistierte auf einem Niveau bis zwölf Stunden nach
der vorausgegangenen Fütterung. Berücksichtigt man die Korrelation zwischen Parathormon
und ionisiertem Calcium, so kann kein Zusammenhang zwischen diesen Parametern unter
Ruhebedingungen abgesichert werden. Zu dem gleichen Ergebnis kam auch ZAMHÖFER
(2001) in ihrer Untersuchung, SCHULZE (1998) dagegen beschreibt in seiner Studie einen
Zusammenhang zwischen den Parametern, jedoch erfolgt keine Darstellung der Korrelation
(s. Abb. 33).
Die Gesamtcalcium-Konzentration im Plasma zeigte weder zeitlich bedingte noch
postprandiale signifikante Veränderungen.
V Diskussion
145
0
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+ (m
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PTH Ca++
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Ca+
+ (m
mol
/l)vv
PTH Ca++
Abbildung 31: Konzentration an PTH (pg/ml) im Plasma und ionisiertem Calcium
(mmol/l) im Vollblut der Einzelpferde im Verlauf von 24 Stunden bei
stündlicher Beprobung, ↑ gibt den Zeitpunkt der Fütterung an
V Diskussion
146
MARTIN et al. (1996) ermittelten bei Stuten, die mit einer calciumreichen Ration (45
g/Pferd/Tag) gefüttert wurden, niedrigere PTH-Werte (intaktes PTH) als bei Stuten, die
bedarfsangepasst mit Calcium in ihrer Ration (23 g/Pferd/Tag) versorgt wurden. Diese
Feststellung bestätigten SCHULZE et al. (2001) anhand eines PTH-Abfalls innerhalb der
ersten zwei Stunden nach Futteraufnahme bei vier Stuten. Die Höhe der täglichen Calcium-
Versorgung bzw. die Calcium-Bilanz der Pferde wurde jedoch in dieser Studie nicht ermittelt.
ZAMHÖFER (2002) beobachtete in ihrer Untersuchung bei zwei Pferden drei Stunden
postprandial einen Anstieg der PTH-Konzentration, während bei einem Pferd die
Konzentration deutlich abgenommen hat. Eine ausreichende Versorgung der Pferde mit 35 g
Calcium bei einem Bedarf von 25 g/Tag war sichergestellt.
In der eigenen Studie erhielten die Pferde eine Calciumzufuhr von 37,1 g/Tag bei einem
mittleren Bedarf von 23,7 g/Tag. Alle Pferde waren 40,2 % über den Bedarf mit Calcium
versorgt. Die Bestimmung der täglichen alimentären Calcium-Versorgung der Pferde ist für
die postprandialen Effekte der PTH-Konzentration insoweit von Bedeutung, da Calcium die
PTH-Sekretionsrate beeinflusst. Ist die Calcium-Versorgung der Tiere sehr hoch, so dass
innerhalb weniger Stunden postprandial ein starker Anstieg der Konzentration an Calcium im
Blut zu erwarten ist, ist gleichzeitig zu diesem Anstieg mit einem Abfall der PTH-Sekretion
zu rechnen, da zwischen diesen beiden Parametern ein negativer Rückkopplungsmechanismus
besteht.
SCHULZE et al. (2001) stellten, mit dem PTH-Abfall einhergehend, einen Anstieg des
ionisierten Calciums fest. ZAMHÖFER (2002) erfasste in ihrer Studie nur den Verlauf des
Gesamtcalciumspiegels und ermittelte bei zwei Pferden innerhalb der ersten drei Stunden
postprandial einen Anstieg der Gesamtcalciumkonzentration. Die Autorin vermutete
daraufhin einen gleichzeitigen Anstieg der Konzentration an ionisiertem Calcium, da bei
einem der beiden Pferde zudem ein Abfall der PTH-Konzentration zu beobachten war. Ein
Pferd zeigte einen PTH-Anstieg bei parallelem Anstieg des Gesamtcalciumgehaltes. Als
mögliche Ursache für den in dieser Untersuchung bei einigen Pferden beobachteten PTH-
Anstieg bei einem erhöhten Ca2+-Gehalt im Vollblut könnte eine Stressreaktion der Pferde auf
die Venenpunktion in Betracht gezogen werden. Durch Stress wird das sympathoadrenerge
System stimuliert und damit einhergehend die PTH-Sekretion erhöht.
V Diskussion
147
Es fällt auf, dass die Reaktion des PTHs in den unterschiedlichen Studien sehr variabel ist.
Dies wird auch durch die sehr große individuelle Variation des PTHs deutlich. So variierten
die in der eigenen Untersuchung gemessenen PTH-Werte zwischen 4,27 pg/ml (Pferd VI,
zwei Stunden postprandial) und 98,37 pg/ml (Pferd IV, unmittelbar vor der Fütterung). Auch
TORIBIO et al. (2001) beobachteten in ihrer Studie eine große Variationsbreite der PTH-
Werte bei Pferden. Die Autoren teilten anhand der Reaktion des PTH-Spiegels auf einen
Abfall der Calciumionenkonzentration ihre Probanden in Gruppen ein: Pferde mit einem
signifikanten Anstieg der PTH-Konzentration (High Responder). Pferde mit nur mäßigem
Anstieg der PTH-Konzentration (Moderate Responder) und Pferde ohne eine Veränderung
des PTH-Gehalts (Non Responder). Daraus lässt sich schließen, dass bei Pferden der
Feedback-Mechanismus zwischen Calcium und Parathormon individuell verschieden ist und
zwischen enger Kopplung und annähernder Unabhängigkeit der beiden Parameter
voneinander variiert.
Nicht nur die gemessenen PTH-Werte, auch die Plasmakonzentrationen von Osteocalcin,
PICP und ICTP zeigten große individuelle Unterschiede.
Eine Stunde nach Fütterung konnte bei drei (nach der ersten Fütterung) bzw. allen vier
Pferden (nach der zweiten Fütterung) ein Anstieg der Osteocalcinkonzentration im Plasma
beobachtet werden.
In der Literatur existieren nur wenige Angaben über das Auftreten fütterungsbedingter
Reaktionen des Osteocalcin-Gehaltes. Postprandiale Veränderungen der
Osteocalcinkonzentration konnten weder von LEPAGE et al. (1991) noch von ZAMHÖFER
(2002) eindeutig aufgedeckt werden. Die Fütterung scheint im Rahmen der eigenen
Untersuchung einen kurzfristigen Effekt in Form eines Anstiegs der Osteocalcinkonzentration
zu haben.
LEPAGE et al. (1991) und BLACK et al. (1999) berichten von diurnalen Schwankungen des
Osteocalcins mit Minimalwerten um 20.00 Uhr und Maximalwerten um 5.00 Uhr, wobei die
Pferde während dieser Studie bei Sonnenlicht gehalten wurden und somit die
Beleuchtungsdauer der Tageslänge entsprach.
V Diskussion
148
Die Beobachtungen der Autoren können nur bedingt im Rahmen dieser Untersuchung
bestätigt werden. Morgens um 6.00 Uhr wurde bei allen vier Pferden eine hohe
Osteocalcinkonzentration gemessen. Niedrige Werte konnten zu keinem einheitlichen
Zeitpunkt bei den Pferden festgestellt werden. HOPE et al. (1993) und GEOR et al. (1995)
stellten in ihren Untersuchungen jeweils keine Unterschiede in der Osteocalcinkonzentration
zur Tag- oder Nachtzeit fest. Die Autoren hielten die Pferde jedoch permanent bei künstlicher
Beleuchtung.
Eine postprandiale Kinetik von ICTP konnte in der Studie von ZAMHÖFER (2002) nicht
ermittelt werden, während Studien zu fütterungsbedingten Veränderungen von PICP beim
Pferd nicht existieren. Bei der Auswertung des Verlaufes der ICTP- und PICP-Konzentration
im Plasma ist ein postprandialer Effekt bei keinem der beiden Parameter zu erkennen. Bislang
ist keine Untersuchung zur Circadianrhythmik von ICTP oder PICP beim Pferd durchgeführt
worden. Im Rahmen der eigenen Untersuchung konnten keine tageszeitlich bedingten
Veränderungen der ICTP- und PICP-Konzentration ermittelt werden.
V Diskussion
149
2.2 Regulation des Ca-P-Haushaltes unter PTH-Applikation
Ca-P-Bilanz
Vom 14. bis zum 18. Applikationstag konnte im Vergleich zur Kontrollgruppe eine erhöhte
renale Elimination von Calcium beobachtet werden, die tendenziell auch noch vom 24. bis
zum 28. Applikationstag vorhanden war. Eine Veränderung der intestinalen Calcium-
Resorption
wie auch der fäkalen Calcium-Elimination war nicht festzustellen, so dass zwischen Tag 14
und 18 sowie Tag 24 und 28 der Applikationsphase eine reduzierte Calcium-Retention zu
verzeichnen war. Unter der hPTH (1-37)-Applikation wäre eine erhöhte intestinale
Absorptionsrate zu erwarten gewesen, da PTH beim Menschen und anderen Spezies indirekt
über Vitamin D eine vermehrte Resorption von Calcium im Darm bewirkt (SLOVIK et al.
1981, SUDA et al. 1990, TOROMANOFF et al. 1997). HARMEYER et al. (1992)
untersuchten in ihrer Studie die Bedeutung des Vitamin D-Stoffwechsels beim Pferd. Sie
applizierten drei Pferden einmalig Vitamin D (26 µmol/Tier) und konnten keine reaktiven
Veränderungen der intestinalen Calciumabsorption feststellen. Des Weiteren zeigte die
Vitamin-Applikation keinen Effekt auf die Konzentration von 1,25-Dihydroxy-Vitamin D
(1,25-(OH)2D) und 25-Hydroxy-Vitamin D und auf die renale 1-Hydroxylase-Aktivität. Die
Autoren beobachteten insgesamt eine per se sehr niedrige 1-Hydroxylase-Aktivität. In
verschiedenen Studien an Ratten konnte eine gesteigerte Retention von Calcium und
Phosphor unter Applikation von hPTH (1-34), die vor allem auf einer gesteigerten intestinalen
Absorptionsrate beruhte, beobachtet werden (SLOVIK et al. 1981, TOROMANOFF et al.
1997, RIOND et al. 1998, STEINER et al. 2001). Dies konnte bei Vitamin D-
supplementierten wie auch bei Vitamin D-unterversorgten Tieren beobachtet werden, so dass
eine Abhängigkeit von der nutritiven Versorgung mit Vitamin D bei ausreichender
Mineralstoffzufuhr ausgeschlossen wurde (TOROMANOFF et al. 1997). Bis vor einigen
Jahren wurde eine palliative Versorgung mit Vitamin D und dessen Metaboliten gefordert, da
eine der nachgewiesenen Hauptwirkungen der Applikation von Parathormon und dessen
synthetischen Fragmenten die Förderung der 1α-Hydroxylierung von 25-Hydroxy-Vitamin D
zu 1,25-Dihydroxy-Vitamin D (1,25-(OH)2D, Calcitriol) ist.
V Diskussion
150
Beruhend auf diesen Beobachtungen und den Ergebnissen der Studien von EL SHORAFA et
al. (1979) und BREIDENBACH et al. (1998) lässt sich vermuten, dass unter normalen
Bedingungen bei Pferden Vitamin D eine geringere Bedeutung als bei anderen
Haussäugetieren besitzt. So konnten EL SHORAFA et al. (1979) beobachten, das selbst bei
einem negativem Vitamin D-Haushalt und nicht vorhandener natürlicher Beleuchtung der
Pferde zwar rachitischen Veränderungen im Bereich des skelettalen System auftraten, diese
aber nicht stark ausgeprägt waren.
Da eine der Hauptwirkungen von Parathormon die Stimulation der 1α-Hydroxylierung von
25-Hydroxy-Vitamin D zu 1,25-Dihydroxy-Vitamin D (1,25-(OH)2D) ist, dies beim Pferd
aufgrund der geringen Bedeutung von Vitamin D aber keine Auswirkungen auf das
Absorptionsverhalten des Darmes hat, verändert sich die intestinale Calcium-Absorption
nicht. Mit diesen Feststellungen würde sich erklären lassen, warum in der vorliegenden Studie
keine Verbesserung der intestinalen Calciumabsorption unter hPTH (1-37)-Gabe eingetreten
ist.
Widersprüchlich erscheint die bei dieser Untersuchung ermittelte hochsignifikant erniedrigte
renale Elimination von Phosphor und die verstärkte Ausscheidung von Calcium über die
Niere unter hPTH (1-37)-Einfluss. Nicht nur in der Nebenschilddrüse, sondern auch entlang
des gesamten Nephrons von Ratten, besonders im basolateralen Bereich der Epithelzellen des
kortikalen Mittelstücks, konnten neben PTH-Rezeptoren auch Calcium-sensible Rezeptoren
lokalisiert werden (RICCARDI et al. 1998). Die renale Calcium-Reabsorption kann in diesem
Bereich, ähnlich wie in den distalen gewundenen Abschnitten der Nierenkanälchen, durch
Parathormon wie auch durch die extrazelluläre Calciumkonzentration gesteuert werden. PTH
generell steigert die tubuläre Rückresorption von Calcium und senkt die glomeruläre
Filtrationsrate (GFR) von Calcium, so dass ein Anstieg der extrazellulären Ca2+-
Konzentration erreicht wird. Chronisch hohe PTH-Konzentration führt jedoch zu einer
gesteigerten renalen Ausscheidung von Calcium. Dies widerspricht der in der eigenen
Untersuchung beobachteten erhöhten Ca-Ausscheidung über die Niere.
Hohe extrazelluläre Calciumionenkonzentrationen bewirken jedoch durch Bindung an CaR
und verschiedene second-messenger-Systeme eine erhöhte Ausscheidung von Calcium. Es ist
zu vermuten, dass bei Pferden die CaR für Calciumionen eine bessere Ansprechbarkeit und
somit einen stärkeren Einfluss auf die Ausscheidungsrate besitzen als die PTH-Rezeptoren.
V Diskussion
151
Folglich könnte trotz einer exogenen Hormongabe und somit einer hohen PTH-Konzentration
eine erhöhte renale Elimination von Calcium stattfinden.
Desgleichen kann als mögliche Ursache für diese gesteigerte renale Elimination eine zu hohe
Dosierung von hPTH (1-37) in Betracht gezogen werden, die indirekt über eine Aktivierung
von Osteoklasten zu einer Hypercalcämie führen könnte und somit die Ausscheidung von
Calcium zur Regulation der Ca-Homöostase begünstigen würde. Bei den in der eigenen
Studie eingesetzten Pferden konnte während der Applikationsdauer jeweils acht Stunden post
applicationem ein Anstieg der Konzentration an ionisiertem Calcium im Vollblut beobachtet
werden. Gegen eine vorliegende Osteoklastenaktivierung sprechen die im Plasma der Pferde
gemessenen Konzentrationen des Knochenabbaumarkers ICTP.
Ein weiterer Grund der erhöhten renalen Ca-Elimination könnte in einer alimentären Ca-
Überversorgung der Tiere liegen. TOROMANOFF et al. (1997) postulieren bei Ratten, dass
bei einer ausreichenden alimentären Versorgung genügend Calcium und Phosphor auf para-
bzw. transzellulärem Weg im Darm absorbiert und dem Knochenstoffwechsel zur Verfügung
gestellt werden kann. Untersuchungen beim Pferd zeigten, dass vorwiegend der Gehalt an
Calcium im Futter für die Absorption maßgeblich ist (CUDDEFORD et al. 1990). So können
Pferde selbst überschüssiges Calcium aus der Nahrung aufnehmen, wobei eine Regulation der
Calcium-Homöostase anschließend durch renale Elimination erfolgt. Im Rahmen der eigenen
Untersuchung sind die Pferde sowohl in der Kontroll- wie auch der Applikationsphase
konstant mit Calcium bedarfsüberschreitend versorgt worden. Es stellt sich allerdings die
Frage, inwieweit der Bedarf an Calcium gegebenenfalls bei der PTH-Applikation erhöht wird.
Die große Bedeutung einer ausreichenden Calcium- und Phosphor-Versorgung bestätigten
auch STEINER et al. (2001) in ihren Untersuchungen über den Einfluss einer niedrigen
Calcium- und Phosphor-Versorgung auf den anabolen Effekt der hPTH (1-38)-Gabe bei
weiblichen Ratten. Tiere, die nur unzureichend mit Calcium versorgt wurden, hatten zwar
verglichen mit den Kontrolltieren eine anabole Knochenstoffwechsellage, wiesen jedoch im
Vergleich mit ausreichend versorgten Tieren eine niedrigere Knochendichte und geringere
mechanische Belastbarkeit unter Hormongabe auf.
V Diskussion
152
RIOND et al. (1998) zeigten an Ratten eine von der Applikationsfrequenz und Dosis
abhängige renale Calcium- und Phosphor-Ausscheidung auf. Bei Ratten, denen innerhalb von
neun Stunden zwei- oder dreimal jeweils 50 µg/kg KM hPTH (1-38) appliziert wurde, konnte
im Vergleich zu einer einmaligen Hormongabe (50 µg/kg KM hPTH (1-38)) eine tendenziell
erhöhte renale Elimination von Calcium und Phosphor festgestellt werden, wobei die
intestinale Absorption dieser Parameter in dieser Studie bei allen drei Applikationsfrequenzen
signifikant erhöht war. Eine Dosisabhängigkeit der Calcium-Bilanz konnte von SLOVIK et
al. (1981) bestätigt werden. Die Autoren verabreichten Menschen in einer jeweils 18-tägigen
Studie hPTH (1-34) in unterschiedlichen Dosierungen. Dabei stellte sich heraus, dass die
Patientengruppe mit der höheren Dosis an hPTH (1-34) eine verbesserte Calcium-Retention
hatte, während die Gruppe mit der geringeren Dosis eine Erniedrigung der Calcium-Retention
aufzeigte.
Eine im Rahmen der eigenen Studie unter Applikationsbedingungen signifkant erniedrigte P-
Bilanz, die sich zum Teil im negativen Bereich befindet, ist vorwiegend auf eine signifikant
erhöhte fäkale Elimination zurückzuführen. Ein Ansatz zur Erklärung dieser unter hPTH (1-
37)-Applikation aufgetretenen Erhöhung der P-Ausscheidung mit dem Kot konnte in der
Literatur nicht gefunden werden, da der Effekt einer PTH-Gabe auf die intestinale P-
Absorption bisher kaum untersucht wurde.
PTH hat einen maßgeblichen Einfluss auf die renale Phosphor-Ausscheidung. Unter normalen
Bedingungen findet die Phosphor-Reabsorption aktiv entgegen eines elektrochemischen
Gradienten in den proximalen Tubuli der Niere unabhängig von PTH statt (HOCK et al.
2002). Die Reabsorption erfolgt zumeist auf transzellulärem Weg und ist abhängig von einer
niedrigen intrazellulären Calciumionenkonzentration, die von der basolateralen Na-K-ATPase
aufrechterhalten wird. Der Transport in die Zelle geschieht durch einen membrangebundenen
Natrium-Phosphat-Cotransporter (Npt2). PTH hat eine einschränkende Wirkung auf die
bereits begrenzte Phosphat-Rückresorptionskapazität der Niere (AGUS et al. 1981), deren
Ausprägung abhängig von der PTH-Rezeptordichte in diesen Bereichen ist.
PTH hat die Eigenschaft, über entsprechende second messenger die P-Ausscheidungsrate der
Niere zu erhöhen (PFISTER et al. 1998). Jedoch ist ebenfalls eine PTH-unabhängige
Regulation der renalen P-Ausscheidung durch die alimentäre Phosphor-Zufuhr nachgewiesen
V Diskussion
153
worden (TAKAHASHI et al. 1998). Der Phosphorgehalt im Futter bzw. die
Phosphoraufnahme hat einen direkten Einfluss auf die renale P-Elimination, die im
physiologischen Zustand unabhängig von Veränderungen der PTH- und Calcium-
Konzentration im Serum ist (HOCK et al. 2002). Eine hohe Phosphor-Zufuhr bewirkt eine
verminderte P-Reabsorption in der Niere und somit eine höhere renale P-Elimination. Wie
bereits diskutiert, ist in der eigenen Untersuchung die P-Versorgung nur unzureichend, so
dass der Einfluss der sehr niedrigen P-Zufuhr nicht abschließend eingeschätzt werden kann.
Im Gegensatz zu dieser klassischen Wirkung von PTH auf die Niere stehen die
Beobachtungen während der eigenen Untersuchung. Unter Applikation von hPTH (1-37)
konnte eine signifikante erniedrigte renale Elimination von Phosphor festgestellt werden. Als
Ursache hierfür kann eine nur sehr geringe PTH-Rezeptordichte in den betreffenden
Nierenabschnitten angenommen werden. Jedoch ist diese Erniedrigung der renalen P-
Ausscheidung sehr kritisch zu betrachten, da die renale P-Elimination auch unter
Kontrollbedingungen sehr niedrig war und es sich somit um ein Artefakt handeln könnte.
Im Rahmen dieser Studie konnte eine Ansprechbarkeit der Pferde auf die Hormongabe
nachgewiesen werden, jedoch gilt es in zukünftigen Studien, die Wirkung der hPTH-
Applikation zu optimieren. In folgenden Studien sollte ein für Pferde wirkungsoptimierter
Dosierungsbereich sowie eine Applikationsfrequenz ermittelt werden. Von großer Bedeutung
erscheint dabei eine Ermittlung der Relevanz der Calcium- und Phosphor-Versorgung sowie
des Vitamin D-Haushaltes begleitend zu der PTH-Applikation.
V Diskussion
154
2.3 Einfluss der hPTH-Gabe auf Ca, P, PTH und Knochenmarker im Blut als
Indikatoren für den Knochenstoffwechsel
Betrachtet man die während der 28-tägigen Applikationsdauer gemessenen Konzentration an
ionisiertem Calcium im Vollblut, so ist jeweils acht Stunden nach der Injektion ein Anstieg
der Calciumionenkonzentration im Vollblut während der gesamten Versuchsdauer zu
beobachten, der zum Teil auch statistisch abgesichert werden konnte.
Eine gefürchtete Komplikation bei der PTH-Gabe ist das Eintreten einer Hypercalcämie als
Folge der Applikation. In einigen humanmedizinischen Studien konnte unter einer
intermittierenden subcutanen hPTH-Applikation eine leichte vorübergehende Hypercalcämie
beobachtet werden, die aber in fast allen Fällen relativ schnell vom Organismus
gegenreguliert wurde (FINKELSTEIN et al. 1994, LANE et al. 2000, HODSMAN et al.
2000, NEER et al. 2001). Lediglich in zwei Studien normalisierte sich die Calcium-
Homöostase erst nach einer Reduktion der PTH-Dosis wieder (LANE et al. 1998, KURLAND
et al. 2000). In einer Studie an jungen männlichen Ratten infundierten HOCK und GERA
(1992) den Tieren hPTH (1-34) in einer Dosierung von 80 µg/kg KM. Die Tiere entwickelten
eine Hypercalcämie und verstarben. Eine Entgleisung der Calcium-Homöostase konnte in der
eigenen Untersuchung nicht festgestellt werden. Die temporär erhöhte Ca2+-Konzentration
normalisierte sich durch körpereigene Regulationsmechanismen kurzfristig, z.B. durch eine
erhöhte renale Elimination. Diese kurzfristige Erhöhung der Calciumionenkonzentration
deutet tendenziell auf katabole Vorgänge am Knochen, da bei einem Abbau von
Knochensubstanz Calciumionen in die Blutbahn freigesetzt werden. Der auf den
Knochenstoffwechsel katabole Effekt von PTH, der sich in Form einer Hypercalcämie bzw.
Erhöhung der Calciumionenkonzentration darstellte, wurde in einigen Studien beschrieben
(FINKELSTEIN et al. 1994, LANE et al. 1998, LANE et al. 2000).
Gegen einen knochenabbauenden Effekt der hPTH (1-37)-Applikation im Rahmen der
eigenen Untersuchung spricht jedoch die Gesamtcalciumkonzentration im Plasma. Betrachtet
man diese, so kann innerhalb der Applikationsphase wie auch im Vergleich zwischen
Applikations- und Kontrollphase keine signifikante Veränderung festgestellt werden.
Lediglich acht Stunden nach hPTH (1-37)-Applikation ist ein leicht erhöhter
Gesamtcalciumgehalt im Plasma vorhanden. Eine Veränderung der Gesamtcalcium-
V Diskussion
155
Konzentration unter der Hormonbehandlung ist trotz eines Anstiegs oder Abfalls der
Konzentration an ionisiertem Calcium im Vollblut nicht unbedingt zu erwarten, da das
ionisierte Calcium im Blut an Proteine und Salze gebunden oder entbunden werden kann,
ohne den Gesamtcalciumspiegel zu beeinflussen. Verdeutlicht wird dies auch durch eine
Betrachtung der Verteilung Ca2+/Gesamtcalcium, die in Abbildung 32 graphisch zum
Zeitpunkt 8 Stunden post injectionem bzw. gleicher Kontrollzeitpunkt am jeweils ersten
Beprobungstag der beiden Versuchphasen dargestellt ist.
50,00
52,00
54,00
56,00
58,00
60,00
62,00
64,00
66,00
68,00
70,00
Kontrolle PTH
Ver
teilu
ng C
a++/
Ges
amtc
alci
umvv
vm
Ca++ Gesamtcalcium
57,57 %
62,70 %
Abbildung 32: Verhältnis der mittleren Ca2+-Konzentration im Vollblut zu der
mittleren Gesamtcalciumkonzentration im Plasma 8 h post injectionem
am jeweils ersten Beprobungstag (n= 5 Pferde)
V Diskussion
156
In vielen bisher durchgeführten Untersuchungen zum anabolen Effekt einer PTH-Applikation
wurde die Ca2+-Konzentration bisher nicht berücksichtigt. Eine Intensivierung der
Einbeziehung dieses Parameters in folgenden Studien sollte überdacht werden.
Die Konzentration an anorganischem Phosphat im Plasma weist während des
Applikationszeitraums des Hormonfragments im Vergleich zur Kontrollphase ein leicht
erhöhtes Niveau auf. Dies ist als Auswirkung der Fragmentgabe auf den Knochenstoffwechsel
zu werten. Durch die Freisetzung von Calcium aus dem Knochen würde gleichzeitig auch
eine Mobilisation von Phosphat verursacht, da diese beiden Elemente als Salz gebunden im
Knochen gespeichert werden. Dies würde durch die signifikant erhöhte Konzentration an
anorganischem Phosphat im Plasma jeweils acht Stunden nach Applikation manifestiert
werden. Unmittelbar vor, 16 und 24 Stunden nach der Applikation befand sich die
Phosphatkonzentration auf einem konstanten Niveau, welches im Vergleich zu den
gemessenen Konzentrationen acht Stunden post applicationem signifikant niedriger war.
Da das Verhältnis des Ca-Anstiegs zu dem P-Anstieg nicht gleich ist, lässt sich schließen,
dass der dem Organismus zu Verfügung stehende Phosphor nicht aus der Knochensubstanz
mobilisiert wurde. Diese erscheint eher inaktiv.
Die tendenziell verringerte Konzentration des intakten Parathormons im Plasma acht Stunden
nach Applikation kann auf eine direkte wie auch indirekte Hemmung der endogenen PTH-
Freisetzung durch die Gabe des exogenen PTH-Fragments zurückgeführt werden.
COSMAN et al. (1998) ermittelten, dass selbst während einer dreijährigen intermittierenden
hPTH (1-34)-Gabe an postmenopausale Frauen keine dauerhafte Suppression der endogenen
PTH-Produktion vorlag, sondern lediglich eine kurzfristige Hemmung der endogenen PTH-
Sekretion eintrat. Da sich in einer Studie von LINDSAY et al. (1993) zehn bis zwölf Stunden
nach der täglichen hPTH-Applikation die Konzentration an exogenem hPTH (1-34) wieder
auf dem Ausgangsniveau befand, gingen die Autoren davon aus, dass dieser rapide Abfall des
zirkulierenden exogenen PTHs eine Erholung der Nebenschilddrüse zulässt. Anhand der
Ergebnisse ihrer Untersuchung gehen COSMAN et al. (1998) davon aus, dass eine
längerfristige intermittierende Gabe von PTH-Fragmenten keine Abschwächung der Wirkung
von einer hohen endogenen PTH-Konzentration auf die Zielorgane, wie die renale 1,25-
Dihydroxy-Vitamin D-Produktion und die renale Regulation des Phosphathaushaltes, bewirkt.
V Diskussion
157
Vielmehr lässt sich vermuten, dass die geringe Suppression der endogenen PTH-Sekretion für
die anabole Wirkung von hPTH von Bedeutung sein könnte. Durch eine kurzfristige
Suppression der endogenen PTH-Sekretion fällt dessen Blutkonzentration ab und demzufolge
würde auch die für PTH klassische, katabole Wirkung auf den Knochen aussetzen. Daraus
könnte ein Überwiegen der anabolen Prozesse im Knochenstoffwechsel resultieren.
Anhand der in dieser Studie aufgetretenen Veränderungen im Calcium- und Phosphor-
Haushalt liegt die Vermutung nahe, dass unter der Applikation von hPTH (1-37) katabole
Effekte auf den Knochenstoffwechsel stattfanden. Die „Entkopplungs-These“ wird durch die
nur geringen Veränderungen der Konzentration des Knochenresorptionsmarkers ICTP nicht
unterstützt, da keine signifikanten Veränderungen der ICTP-Konzentration im Plasma im
Vergleich der beiden Versuchsphasen eingetreten sind. Vergleichbare Daten zur Veränderung
des Knochenmarkers ICTP aus vorangegangenen Untersuchungen über die Effekte der hPTH-
Applikation konnten in der Literatur nicht gefunden werden, da sowohl bei Menschen wie
auch bei Ratten der Nachweis von Kollagen-Crosslinks (Pyridinolin und Desoxypyridinolin)
und Hydroxyprolin als Methode der Wahl zur biochemischen Bestimmung der
Knochenresorption anzusehen ist. Unter Applikation von hPTH konnte in verschiedenen
Studien ein Anstieg der Konzentrationen von Pyridinolin, Desoxypyridinolin und N-
Telopeptiden im Harn beobachtet werden (FINKELSTEIN et al. 1994, FINKELSTEIN et al.
1998, HODSMAN et al. 1997, LANE et al. 1998, LINDSAY et al. 1997, RITTMASTER et
al. 2000, KURLAND et al. 2000). Bei Betrachtung der Veränderungen des
Hydroxyprolingehaltes im Harn unter exogenem PTH-Einfluss zeigten sich in
vorangegangenen Untersuchungen kontroverse Ergebnisse. In einer Studie konnte ein Abfall
der Hydroxyprolin-Konzentration beobachtet werden (FUJITA et al. 1999), während sich in
drei Studien an Frauen mit Endometriose ein Anstieg der Konzentration eingestellt hat
(FINKELSTEIN et al. 1994, HODSMAN et al. 1997, FINKELSTEIN et al. 1998).
HODSMAN et al. (1990) konnten unter alleiniger PTH-Administration keine Veränderungen
der Hydroxyprolinausscheidung feststellen, wohingegen bei einer Kombinationstherapie von
PTH mit Calcitonin ein leichter Abfall des urinären Hydroxyprolingehalts eingetreten war.
Die Veränderungen der Konzentrationen der Knochenformationsmarker Osteocalcin und
PICP deuten dagegen auf das Eintreten anaboler Effekte der hPTH (1-37)-Gabe auf den
Knochenmetabolismus hin.
V Diskussion
158
Während der 28-tägigen Applikationsphase konnte am 1., 18., 24. und 28. Applikationstag
jeweils unmittelbar vor der Applikation eine signifikant erhöhte PICP-Konzentration im
Plasma analysiert werden. Jedoch haben die Veränderungen des PICPs nur eingeschränkte
Aussagekraft, da hier nur drei Pferde aufgrund fehlender Messdaten in die statistische
Auswertung einbezogen werden konnten.
In der Humanmedizin sind in Studien deutliche Veränderungen der PICP-Konzentration unter
einer intermittierenden PTH-Gabe beobachtet worden. So konnten HODSMAN et al. (1993)
nach 28 Tagen intermittierender Gabe des Hormonfragments PTH (1-34) bei 20 Frauen einen
Anstieg der mittleren PICP-Konzentration um 140% ermitteln. Eine Erhöhung in diesem
Ausmaß konnte in der eigenen Untersuchung nicht festgestellt werden, so dass, aller
Wahrscheinlichkeit nach, lediglich eine geringfügige Stimulation der knochenformativen
Prozesse stattgefunden hat, was in Übereinstimmung mit den Veränderungen der
Osteocalcinkonzentration steht.
Die Osteocalcin-Gehalte im Plasma waren während der 28-tägigen hPTH-Applikation jeweils
24 Stunden nach der Applikation bzw. auch unmittelbar vor der Applikation meist signifikant
erhöht. Daher ist anzunehmen, dass ein anaboler Effekt der Hormongabe auf den Knochen
eingetreten ist. Dies wird auch prinzipiell in der Literatur bestätigt, in der in zahlreichen
Studien ein deutlicher Anstieg der Osteocalcinkonzentration unter einer intermittierenden
Gabe von N-terminalen Parathormonfragmenten beschrieben wurde (FINKELSTEIN et al.
1994, COSMAN et al. 1998, LANE et al. 1998, KURLAND et al. 2000). In einer
Untersuchung an Osteoporose-erkrankten Frauen (n=20) beobachteten HODSMAN et al.
(1993) einen hochsignifikanten Anstieg des Serum-Osteocalcin-Gehaltes am Ende einer 28-
tägigen intermittierenden Applikationsphase von PTH (1-34) um 259%. Manifestiert wurde
diese biochemisch festgestellte Verbesserung der knochenaufbauenden Prozesse durch eine
histomorphometrisch gemessene fünffache Erhöhung der Knochendichte im Bereich des
Hüftknochens der Probandinnen. Osteocalcin war in dieser Studie der
Knochenformationsmarker, der am deutlichsten auf die PTH-Behandlung reagierte. Die
Autoren empfehlen die Bestimmung von Osteocalcin als die Methode der Wahl zur
Überprüfung von formativen Prozessen am Knochen, um Veränderungen im
Knochenstoffwechsel bei Osteoporose zu überwachen.
V Diskussion
159
Jedoch konnte in der eigenen Untersuchung ein Osteocalcinanstieg in einer solchen
Dimension nicht beobachtet werden (s. Abbildung 33). Betrachtet man die folgende
Abbildung 33, so zeigen alle Wertepaare, die oberhalb der Winkelhalbierenden liegen, eine
Erhöhung der Osteocalcinkonzentration unter der PTH-Applikation auf. Liegen die
Wertepaare auf der Linie, ist die gemessene Osteocalcinkonzentration während der PTH-Gabe
im Vergleich zur Kontrolle unverändert. Befindet sich das Wertepaar unterhalb der Linie, so
konnte unter Kontrollbedingungen eine höhere Osteocalcinkonzentration als zum gleichen
Zeitpunkt der Applikation gemessen werden.
0
10
20
30
40
50
60
70
80
0 10 20 30 40 50 60 70 80
OC-Kontrolle (ng/ml)
OC
-App
likat
ion
(ng/
ml)
cc
Abbildung 33: Wertepaare, gebildet aus Osteocalcinkonzentrationen zum selben
Zeitpunkt der Kontrolle bzw. Applikation der einzelnen Pferde (ng/ml,
n= 4 Pferde zu jeweils 20 Zeitpunkten und 1 Pferd zu 19 Zeitpunkten)
V Diskussion
160
LEPAGE et al. (1998) berechneten in einer Studie das Verhältnis von OC : ICTP zur besseren
Beurteilung des Knochenmetabolismus. Den Autoren erschien dieses Verhältnis ein besserer
Indikator für subklinische pathologische Vorgänge am Knochen zu sein, da das Verhältnis
unabhängig vom Alter und Geschlecht ist.
Bei einem Vergleich der Quotienten aus ICTP und Osteocalcin unter Kontroll- und
Applikationsbedingungen ist kein signifikanter Unterschied zu ermitteln (s. Abbildung 36).
Dies lässt erkennen, dass sich der Knochenstoffwechsel weder zugunsten von formativen
Prozessen noch in Richtung verstärkter resorptiver Vorgänge verschoben hat.
0
1
2
3
4
5
6
7
8
9
0 1 2 3 4 5 6 7 8 9
Quotient ICTP/OC Kontrolle
Quo
tient
ICT
P/O
C P
TH
-Gab
elll
Abbildung 34: Wertepaare, gebildet aus den ICTP/OC-Quotienten zum selben Zeitpunkt
der Kontrolle bzw. Applikation der einzelnen Pferde (ng/ml, n= 5 Pferde zu
jeweils 20 Zeitpunkten)
V Diskussion
161
Fasst man die in dieser Untersuchung festgestellten Veränderungen in der
Plasmakonzentration der Knochenformations- und -resorptionsmarker zusammen, so kann
man eine schwach ausgeprägte Stimulation der Knochenformation annehmen. Zwar sind in
Untersuchungen an Ratten schon nach einer zehntägigen Applikation von hPTH anabole
Veränderungen des Knochenstoffwechsels zu beobachten (TOROMANOFF et al. 1998), bei
Menschen und Hunden aber wurden erst nach einer längeren Applikationsdauer (28 Tage
bzw. drei Monate) signifikante Änderungen der Knochenmarkerkonzentrationen detektiert
(HODSMAN et al. 1993, LANE et al. 1998). Es ist durchaus denkbar, dass Pferde erst nach
einer längerfristigen Hormongabe deutliche Modifikationen im Knochenstoffwechsel, die
anhand von Konzentrationsänderungen der Knochenmarker aufgedeckt werden können,
aufweisen. Um dies abklären zu können, sollte in einer künftigen Studie ein längerfristiger
Applikationszeitraum in Erwägung gezogen werden.
In der eigenen Untersuchung wurde den Pferden ein heterologes, humanes PTH-Fragment
appliziert, so dass sich die Frage stellt, inwieweit dieses Fragment an equinen PTH-
Rezeptoren kompatibel und somit wirksam ist. Des Weiteren wurde die bei Menschen
angewandte Dosierung verabreicht, so dass weitere Untersuchungen, insbesondere Dosis-
Wirkungsstudien erfolgen müssen, um abschließend die Effekte der intermittierenden PTH-
Applikation beim Pferd beurteilen zu können.
Einen Überblick über die in der eigenen Untersuchung unter PTH-Gabe gemessenen
Konzentrationsänderungen der verschiedenen Parameter gibt Abbildung 35.
V Diskussion
162
Blut: Ca ↑, P ↑, intaktes PTH ↔
Abbildung 35: Konzentrationsänderungen der verschiedenen Parameter unter PTH-
Applikation,
fettgedruckte Veränderungen sind in Folgestudien wieder zu erwarten,
↑ gibt einen Konzentrationsanstieg an, ↓ stellt einen Konzentrationsabfall dar,
↔ spiegelt keine Konzentrationsveränderungen wider
Darm ↔
Blut: Ca ↑, P ↑, intaktes PTH ↔
Knochen: OC ↑, PICP ↑, ICTP ↑
Niere: Ca ↑, P ↓
V Diskussion
163
3 Abschließende Betrachtungen
Diese Untersuchung konnte keine klare Aussage über das Einsetzen von katabolen oder
anabolen Effekten bei einer täglichen intermittierenden subcutanen Injektion von hPTH (1-
37) in einer Dosierung von 0,5 µg/kg KM/Tag beim Pferd geben.
Allerdings bietet diese Untersuchung einen interessanten Ansatzpunkt für weitere Studien
über die Effekte und Einsatzmöglichkeiten von hPTH (1-37) oder anderen
Parathormonfragmenten, wie z.B. hPTH (1-34) oder ePTH-Fragment. Es gilt in einer künftig
durchzuführenden Sequenzierung von equinem PTH zu klären, welches Fragment mit dem
equinen, homologen PTH nahezu identisch ist und somit die höchstmögliche Wirkung
erzielen kann. Vergleichende Untersuchungen zwischen der Wirksamkeit von heterologen
und homologen PTH-Fragmenten beim Pferd stellen zukünftig zu untersuchende Aspekte dar.
Auch Studien über die Supplementierung verschiedener Ca- und P-haltigen Rationen während
der PTH-Applikation müssen in Folgeuntersuchungen berücksichtigt werden. Eventuell
vorliegende Unterschiede der Wirksamkeit von PTH-Fragmenten an gesundem und krankem
Knochen ist ein ebenfalls künftig zu klärender Gesichtspunkt.
Bei einer Ausreifung und Optimierung der anabolen Effekte der PTH-Gabe beim Pferd ist es
durchaus denkbar, PTH zur beschleunigten Heilung von Frakturen und Fissuren einzusetzen.
Eine palliative PTH-Therapie von Erkrankungen, die mit osteolytischen Prozessen verbunden
sind, wie z.B. Sesamoidose oder Podotrochleose, wäre ein ebenfalls möglicher Einsatzbereich
für die Anwendung von PTH in der Pferdemedizin.
Diese Studie stellt eine Pilotstudie zur Anwendbarkeit und Wirkung von PTH-Fragmenten bei
Pferden dar, die zu einer weiteren Erforschung dieses Gebietes anregen soll.
VI Zusammenfassung
164
VI Zusammenfassung
Kristina von Scheidt
Kurz- und mittelfristige Effekte der intermittierenden Applikation von humanem
Parathormon hPTH (1-37) auf den Calcium- Phosphor- und Knochenstoffwechsel
beim Pferd
Ziel dieser Studie war es, die kurz- und mittelfristigen Auswirkungen einer intermittierenden hPTH (1-37)-Gabe auf den Knochenstoffwechsel und den Calcium- und Phosphor-Haushalt beim Pferd zu untersuchen. Ein weiterer Aspekt dieser Studie war die Überprüfung des diurnalen Verlaufs und der postprandialen Kinetik der Parameter intaktes Parathormon, Osteocalcin, PICP, ICTP, ionisiertes Calcium, Gesamtcalcium und anorganisches Phosphat. Bei der Untersuchung der Circadianrhythmik und der postprandialen Effekte wurden vier Pferde mit einem Durchschnittsalter von 8 ±2,45 Jahre eingesetzt. Über einen Zeitraum von 24 Stunden erfolgte stündlich eine Blutprobenentnahme bei den Pferden. Zur Untersuchung der Verträglichkeit und der kurzfristigen Effekte der Applikation wurde vier Stuten zwischen zwei und 15 Jahren einmal täglich über einen Zeitraum von vier Tagen hPTH (1-37) in einer Dosierung von 0,5 µg/ kg KM subcutan appliziert. Den Pferden wurden zweimal täglich, in einem je zwölfstündigen Abstand, Blutproben entnommen. Das Hormonfragment wurde direkt im Anschluss an die erste täglich Probenentnahme appliziert. Fünf Traberwallachen im Alter zwischen zwei und 21 Jahren (Durchschnittsalter: 10 ±7,0 Jahre) wurde täglich 0,5 µg/ kg KM hPTH (1-37) über einen Zeitraum von 28 Tagen subcutan injiziert. Den Pferden ist im Verlauf dieser Applikationsphase an fünf Beprobungstagen (Tag 1, 14, 18, 24 und 28 der Applikation) jeweils viermal täglich in einem achtstündigen Intervall Blut entnommen worden, wobei die erste Blutentnahme des jeweiligen Beprobungstages unmittelbar vor der Injektion des Hormonfragments stattfand. Dem Applikationszeitraum wurde eine 28-tägige Kontrollperiode vorausgeschaltet, in der den Pferden zu den gleichen Zeitpunkten wie während der Applikationsphase Blutproben entnommen wurden. Zum Auffangen des von den Tieren abgesetzten Kots und Harns zur Ermittlung der Calcium- und Phosphor-Bilanz trugen die Pferde während der zweiten Hälfte der beiden Untersuchungsphasen Sammelgeschirre.
VI Zusammenfassung
165
Folgende Parameter wurden bestimmt: - Blut: Intaktes Parathormon, Osteocalcin, PICP, ICTP, ionisiertes Calcium, Gesamtcalcium, anorganisches Phosphat, pH-Wert (in allen Versuchsphasen) - Kot und Harn: Calcium, Phosphor (nur 2.Hälfte der Untersuchung der mittelfristigen Effekte) Folgende Ergebnisse wurden erzielt: Circadianrhythmik
1. Die mittlere Konzentration an ionisertem Calcium im Vollblut stieg innerhalb von vier Stunden nach den Fütterungen signifikant an (p<0,05).
2. Weder die mittlere Plasmakonzentration an intaktem Parathormon noch die mittleren Konzentrationen von Osteocalcin, PICP, ICTP, Gesamtcalcium und anorganischem Phosphat im Plasma sowie der mittlere pH-Wert wiesen eine circadiane Rhythmik oder postprandiale Kinetik auf (Zeit n.s).
Mittelfristige Effekte der hPTH (1-37)-Applikation:
1. Die mittlere Calciumretention war mit 4,24 ±7,42 mg/kg KM/Tag zwischen Tag 14 und Tag 18 der Applikationsphase verglichen zum gleichen Zeitraum der Kontrollphase mit 17,36 ±8,99 mg/kg KM/Tag signifikant (p<0,05) niedriger. Im Vergleich zur Kontrollgruppe konnte der Abfall der Calciumbilanz im Untersuchungszeitraum zwischen dem 24. und 28. Applikationstag statistisch nicht mit p<0,05 abgesichert werden. Veränderungen der Calciumaufnahme oder der fäkalen Elimination von Calcium konnten nicht beobachtet werden.
2. Unter der Gabe von hPTH (1-37) konnte zwischen Tag 14 und 18 sowie zwischen Tag 24 und 28 eine signifikante Erhöhung der Phosphorretention festgestellt werden (p<0,05). Gleichzeitig konnte eine signifikante Einschränkung der renalen Phosphorelimination beobachtet werden (p<0,05). Durch eine vermehrte fäkale Elimination von Phosphor zwischen Tag 14 und 18 der Applikation (p<0,05) erniedrigte sich die Phosphorretention in diesem Zeitraum signifikant im Vergleich zur Kontrollgruppe.
VI Zusammenfassung
166
3. Zu den einzelnen Beprobungszeitpunkten konnten keine signifikanten
behandlungsbedingten Unterschiede der intakten PTH-Konzentration ermittelt werden.
4. Am ersten und 28. Applikationstag konnte acht Stunden post injectionem ein Anstieg der Konzentration an ionisiertem Calcium im Vollblut festgestellt werden (Behandlung p<0,05, Zeit p<0,05). Dieser Anstieg war innerhalb der Applikationsgruppe auch an den anderen Beprobungstagen zu diesem Zeitpunkt tendenziell zu erkennen, konnte aber statistisch nicht abgesichert werden. Eine im Vergleich zur Kontrollphase erniedrigte Ca2+-Konzentration konnte am 14. und 24. Behandlungstag unmittelbar vor der Applikation beobachtet werden (Behandlung p<0,05, Zeit n.s.).
5. Die Gesamtcalciumkonzentration im Plasma zeigte während der Versuchsphase keine signifikanten Veränderungen zwischen der Kontroll- und Versuchsgruppe auf (Behandlung n.s.).
6. Jeweils acht Stunden nach der hPTH (1-37)-Applikation konnte eine signifikante behandlungsbedingte Erhöhung der Plasmakonzentration an anorganischem Phosphat beobachtet werden (p<0,05). Während des ersten Applikationstages war während der drei Beprobungszeitpunkte nach der PTH-Applikation die P-Konzentration im Vergleich zur Kontrollgruppe mit p<0,05 signifikant erhöht.
7. Im Verlauf der 28-tägigen Applikationsphase konnte jeweils 24 Stunden nach Applikation sowie an den Applikationstagen 14 und 18 auch unmittelbar vor der Injektion, verglichen mit der Kontrollgruppe, eine erhöhte Osteocalcinkonzentration ermittelt werden (p<0,05).
8. Unmittelbar vor der erneuten Applikation von hPTH (1-37) konnte eine erhöhte PICP-Konzentration an den Beprobungstagen 1, 18, 24 und 28 ermittelt werden. Am 18. und 28. Applikationstag wiesen die 16 Stunden post injectionem gemessenen PICP-Konzentrationen im Vergleich zur Kontrollgruppe ebenfalls signifikant erhöhte Werte auf. Acht Stunden nach Applikation konnte an drei Applikationstagen (Tag 14, 24 und 28) ein signifikanter Abfall der Konzentration beobachtet werden, der auch an den beiden anderen Beprobungstagen festgestellt, jedoch an diesen Tagen statistisch nicht abgesichert werden konnte.
9. Ein behandlungsbedingter Unterschied mit p<0,05 konnte nur am 18. Applikationstag 16 und 24 Stunden nach der Injektion in Form eines Anstieges der ICTP-Konzentration im Plasma beobachtet werden.
VI Zusammenfassung
167
Die Ca-P-Bilanz sowie der Knochenstoffwechsel werden durch eine intermittierende Gabe von hPTH (1-37) beim Pferd stimuliert, wobei keine eindeutige Aussage über katabole bzw. anabole Effekte zu treffen ist.
VII Summary
168
VII Summary
Kristina von Scheidt
Short- and medium-term effects of intermittent human parathyroid hormone (1-37)
administration on calcium, phosphorus and bone metabolism in horses
The aim of this study was to investigate the influence of an intermittent administration of
human parathyroid hormone (1-37) on bone metabolism, calcium and phosphorus
homeostasis in horses under standardized conditions. Another aspect of this study was the
determination of diurnal variation and postprandial kinetic of the following parameters: intact
parathyroid hormone, osteocalcin, PICP, ICTP, ionized blood calcium, total plasma calcium
and inorganic phosphorus.
To investigate diurnal variation four Standardbred trotter geldings (average age: 8 ±2.45
years) were used. Over a duration of 24 hours blood was collected every hour.
Further on hPTH (1-37) in a dosage of 0.5 µg/kg body mass/day was applicated subcutaneous
daily to four two- to 15-year-old studs (average age: 10 ±5.9 years) over a period of four days
to investigate tolerance and short-term effects of the administration. Blood samples were
collected twice a day during this application period.
Five Standardbred trotter geldings at the age of two to 21 years (average age: 10 ±7.0 years)
got a daily subcutaneous injection of 0.5 µg hPTH (1-37)/kg body weight over a period of 28
days. Blood samples were collected four times a day every 8 hours on day 1, 14, 18, 24 and
28 of the application period. The first sample collection of each day was directly prior to
hPTH (1-37)-application. Previous to the application period a control period with the same
provocal length has been carried out. To collect the faeces and urine the horses wore a
collecting harness during the second half of both testing periods.
VII Summary
169
Following parameters were analyzed:
- blood: intact parathyroid hormone, osteocalcin, PICP, ICTP, ionized calcium,
total plasma calcium, inorganic phosphorus, pH (all testing periods)
- urine and faeces: calcium, phosphorus (only 2nd half of examination of medium-term
effects)
The following results were obtained:
Diurnal variations and postprandial kinetics:
1. An increase of mean ionized blood calcium concentration could be observed within
four hours after feeding (p<0.05).
2. There were no alterations in mean plasma concentration of intact PTH, osteocalcin,
PICP, ICTP, total plasma calcium and anorganic phosphate.
Medium-term effects of hPTH (1-37) application:
1. A significant decrease of mean calcium retention compared with control period could
be observed on day 14 till 18 of application period. Renal calcium elimination was
significantly increased at the same time, but there were no differences in faecal
elimination or calcium intake coming along with.
2. Between day 14 and 18 and also day 24 and 28 of application, the phosphorus
retention was increased (p<0.05). Simultaneously, a significant decrease of renal
phosphorus elimination was detected. Based on an increased faecal phosphorus
elimination the phosphorus retention was significantly lower between day 14 till 18 of
application period compared with day 14 to 18 of control period.
3. During the entire testing period of 28 days, no significant changes in intact PTH
concentration could be determined.
4. On the first and 28th application day a significant increase of ionized blood calcium
could be found eight hours after administration. In comparison with control group a
lowered (p<0.05) ionized blood calcium concentration could be seen under application
on day 14 and 24 just before administration of hPTH (1-37).
5. Total plasma calcium concentration did not show up any significant differences
between control and application group during the whole testing period.
VII Summary
170
6. On each day of application eight hours post injectionem a significant increase of
inorganic phosphorus plasma concentration was noticed. Also on every sample time
of the first day of application a significant increase of inorganic phosphorus could be
determined.
7. Osteocalcin plasma concentration was increased significantly 24 hours post
injectionem on every application day. On day 14 and 18 of application this increase
was also present just before hPTH administration.
8. In the course of the 28 days of administration, PICP plasma concentration was
increased immediately before hPTH injection on each testing day. At application day
18 and 28 an increase of PICP plasma concentration could be observed 16 hours post
injectionem whereas on days 14, 24 and 28 of administration PICP plasma
concentration was lowered in comparison with control period (p<0.05).
9. Only at the 18th administration day a significant increase of plasma ICTP
concentration was detected 16 and 24 hours after application.
A moderate medium-term effect of hPTH (1-37) administration on bone metabolism and
Ca-P-balance could be observed although the conclusions about anabolic or catabolic
processes remained open.
VIII Literaturverzeichnis
171
VIII. Literaturverzeichnis
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IX Anhang
211
1 Circadiane Rhythmik und postprandiale Effekte
Tabelle I a-h: Circadiane Rhythmik
Tabelle I a: Intaktes PTH im Plasma (pg/ml, Einzelwerte, Mw ±SD) im Verlauf von 24
Stunden
Zeit (h)
Pferd I (11-jähr.)
Pferd III (8-jähr.)
Pferd IV (8-jähr.)
Pferd VI (5-jähr.) Mw ± SD
0 59,98 22,29 98,37 40,80 55,36 ± 32,54 a 1 7,36 44,42 21,04 12,49 21,33 ± 16,39 b 2 23,43 10,10 7,77 4,27 11,39 ± 8,37 b 3 12,07 14,99 10,01 11,75 12,21 ± 2,07 b 4 63,08 53,77 10,80 15,70 35,84 ± 26,43 a 5 41,06 12,63 22,54 4,41 20,16 ± 15,78 b 6 16,97 13,29 11,17 7,00 12,11 ± 4,16 b 7 14,87 13,72 32,62 10,16 17,84 ± 10,05 b 8 36,50 20,79 61,75 10,70 32,43 ± 22,24 ab 9 15,14 11,93 18,28 7,23 13,14 ± 4,72 b 10 10,43 17,39 47,36 10,37 21,39 ± 17,62 b 11 23,59 14,18 18,72 29,32 21,45 ± 6,50 b 12 24,12 12,96 84,93 11,87 33,47 ± 34,75 b 13 17,38 36,97 26,86 22,36 25,89 ± 8,34 b 14 11,19 11,89 14,36 15,90 13,34 ± 2,18 b 15 46,71 9,08 26,82 39,19 30,45 ± 16,44 b 16 38,75 6,38 23,21 23,26 22,90 ± 13,22 b 17 8,93 23,87 24,35 13,55 17,67 ± 7,67 b 18 56,25 16,61 27,42 12,31 28,15 ± 19,78 b 19 30,30 10,83 22,01 14,32 19,36 ± 8,66 b 20 56,42 9,25 27,69 11,27 26,16 ± 21,80 b 21 54,45 12,78 17,69 34,51 29,86 ± 18,85 b 22 40,75 22,12 42,62 91,87 49,34 ± 29,83 a 23 49,88 15,08 44,40 23,93 33,32 ± 16,51 ab 24 10,53 11,55 44,44 7,85 18,59 ± 17,30 b
Unterschiedliche Kleinbuchstaben kennzeichnen signifikante Zeiteffekte (p<0,05)
Fütterung
Fütterung
212
Tabelle I b: Osteocalcin im Plasma (ng/ml, Einzelwerte, Mw ±SD) im Verlauf von 24
Stunden
Zeit (h) Pferd I (11-jähr.)
Pferd III (8-jähr.)
Pferd IV (8-jähr.)
Pferd VI (5-jähr.) Mw ±SD
0 30,00 30,00 22,00 32,00 28,50 ±4,43 a 1 38,00 32,00 19,00 38,00 31,75 ±8,96 a 2 33,00 35,00 21,00 32,00 30,25 ±6,29 a 3 31,00 31,00 22,00 32,00 29,00 ±4,69 a 4 31,00 30,00 17,00 29,00 26,75 ±6,55 a 5 30,00 30,00 16,00 33,00 27,25 ±7,63 a 6 31,00 29,00 15,00 31,00 26,50 ±7,72 a 7 34,00 28,00 14,00 32,00 27,00 ±9,02 a 8 32,00 26,00 16,00 33,00 26,75 ±7,80 a 9 30,00 28,00 18,00 29,00 26,25 ±5,56 a 10 31,00 26,00 15,00 36,00 27,00 ±8,98 a 11 35,00 29,00 18,00 28,00 27,50 ±7,05 a 12 32,00 30,00 19,00 36,00 29,25 ±7,27 a 13 35,00 35,00 21,00 40,00 32,75 ±8,18 b 14 38,00 32,00 17,00 32,00 29,75 ±8,96 a 15 30,00 29,00 19,00 31,00 27,25 ±5,56 a 16 33,00 28,00 14,00 28,00 25,75 ±8,18 a 17 32,00 35,00 16,00 34,00 29,25 ±8,92 a 18 31,00 30,00 18,00 31,00 27,50 ±6,35 a 19 32,00 27,00 21,00 32,00 28,00 ±5,23 a 20 36,00 33,00 18,00 30,00 29,25 ±7,89 a 21 33,00 33,00 22,00 35,00 30,75 ±5,91 a 22 38,00 34,00 21,00 34,00 31,75 ±7,41 b 23 41,00 32,00 14,00 31,00 29,50 ±11,27 a 24 32,00 35,00 19,00 32,00 29,50 ±7,14 a
Unterschiedliche Kleinbuchstaben kennzeichnen signifikante Zeiteffekte (p<0,05)
Fütterung
Fütterung
IX Anhang
213
Tabelle I c: PICP im Plasma (µg/l, Einzelwerte, Mw ±SD) im Verlauf von 24 Stunden
Zeit (h)
Pferd I (11-jähr.)
Pferd III (8-jähr.)
Pferd IV (8-jähr.)
Pferd VI (5-jähr.) Mw ±SD
0 259,34 278,47 285,73 503,88 331,86 ±115,22 a 1 280,35 278,35 348,96 590,38 374,51 ±147,61 b
2 275,00 297,07 328,67 538,80 359,89 ±121,29 ab 3 248,25 300,48 352,65 610,11 377,87 ±160,59 b 4 274,14 280,61 333,33 532,41 355,12 ±121,13 a 5 254,67 301,63 299,41 534,62 347,58 ±126,55 a 6 250,71 321,69 354,38 524,49 362,82 ±116,14 a 7 267,53 282,87 326,26 523,87 350,13 ±118,47 a 8 274,14 302,10 363,45 533,99 368,42 ±116,51 b 9 264,62 289,79 367,04 486,19 351,91 ±99,56 a 10 289,20 299,88 327,57 487,82 351,12 ±92,56 a 11 246,87 300,35 311,64 535,83 348,67 ±127,93 a 12 251,73 333,33 329,63 540,77 363,86 ±123,80 a 13 281,29 315,64 354,30 524,21 368,86 ±107,78 b
14 265,27 286,14 367,28 548,41 366,77 ±128,84 b 15 264,32 300,11 350,05 533,01 361,87 ±119,39 a 16 260,03 292,79 322,99 555,52 357,83 ±134,28 a 17 245,65 288,69 324,22 542,26 350,20 ±132,00 a 18 255,19 284,52 330,00 533,01 350,68 ±125,39 b 19 266,10 337,83 320,11 585,55 377,40 ±142,08 a 20 232,79 285,28 303,66 524,01 336,44 ±128,61 a 21 261,38 310,32 299,74 515,16 346,65 ±114,29 ab 22 237,00 281,35 302,17 535,54 339,01 ±133,81 a 23 379,37 304,13 313,88 590,38 396,94 ±133,22 c 24 255,76 330,22 306,25 565,43 364,41 ±137,56 ab
Unterschiedliche Kleinbuchstaben kennzeichnen signifikante Zeiteffekte (p<0,05)
Fütterung
Fütterung
214
Tabelle I d: ICTP im Plasma (µg/l, Einzelwerte, Mw ±SD) im Verlauf von 24 Stunden
Zeit (h)
Pferd I (11-jähr.)
Pferd III (8-jähr.)
Pferd IV (8-jähr.)
Pferd VI (5-jähr.) Mw ±SD
0 11,17 9,42 7,87 10,07 9,63 ±1,38 ab 1 10,86 9,15 7,81 11,86 9,92 ±1,80 a 2 9,12 8,91 7,64 10,23 8,98 ±1,06 abc 3 8,95 9,90 7,69 10,17 9,18 ±1,12 abc 4 8,30 8,11 7,98 10,20 8,65 ±1,04 bc 5 8,41 9,12 8,06 10,18 8,94 ±0,94 abc 6 8,69 8,94 8,05 10,09 8,94 ±0,85 abc 7 7,79 10,07 7,67 9,70 8,81 ±1,25 bc 8 7,49 8,10 8,37 10,94 8,73 ±1,52 bc 9 8,14 7,50 6,60 10,69 8,23 ±1,75 c 10 8,90 7,67 6,97 11,53 8,77 ±2,01 bc 11 8,39 8,57 7,88 11,87 9,18 ±1,82 abc 12 8,31 8,84 7,67 10,81 8,91 ±1,35 abc 13 9,55 8,13 7,96 11,21 9,21 ±1,51 abc 14 9,36 8,54 7,48 12,02 9,35 ±1,94 ab 15 10,85 8,30 8,75 11,62 9,88 ±1,60 ac 16 9,53 8,81 8,69 12,14 9,79 ±1,61 ac 17 9,58 9,04 9,14 11,88 9,91 ±1,34 ac 18 9,09 9,27 8,50 11,87 9,68 ±1,49 ab 19 9,13 9,32 8,11 11,76 9,58 ±1,54 ab 20 8,81 9,06 8,19 11,39 9,36 ±1,40 ab 21 9,16 9,31 7,29 11,17 9,23 ±1,58 abc 22 11,01 8,65 7,62 8,50 8,95 ±1,45 abc 23 9,08 7,72 7,21 10,10 8,53 ±1,31 c 24 9,23 8,07 7,48 11,31 9,02 ±1,69 abc
Unterschiedliche Kleinbuchstaben kennzeichnen signifikante Zeiteffekte (p<0,05)
Fütterung
Fütterung
IX Anhang
215
Tabelle I e: Gesamtcalcium im Plasma (mmol/l, Einzelwerte, Mw ±SD) im Verlauf von 24
Stunden
Zeit (h)
Pferd I (11-jähr.)
Pferd III (8-jähr.)
Pferd IV (8-jähr.)
Pferd VI (5-jähr.) Mw ±SD
0 2,90 3,07 2,68 3,34 3,00 ±0,28 ab 1 2,72 3,35 2,87 3,05 3,00 ±0,27 ab 2 2,58 2,83 2,83 3,28 2,88 ±0,29 a 3 2,76 3,44 3,35 3,41 3,24 ±0,32 bc 4 2,74 3,61 3,48 3,48 3,33 ±0,40 ac 5 2,55 3,54 3,49 3,56 3,28 ±0,49 bc 6 2,35 3,53 3,04 3,40 3,08 ±0,53 ab 7 2,68 3,80 3,25 3,30 3,26 ±0,46 bc 8 3,03 3,57 3,01 3,47 3,27 ±0,29 bc 9 3,44 3,25 2,73 3,54 3,24 ±0,36 bc 10 2,62 3,52 3,17 3,05 3,09 ±0,37 ab 11 2,57 3,11 3,13 3,53 3,09 ±0,39 ab 12 2,97 3,37 3,81 3,62 3,44 ±0,36 ab 13 2,78 3,44 3,12 3,26 3,15 ±0,28 abc
14 2,74 3,56 3,10 3,58 3,24 ±0,40 bc 15 2,71 3,53 3,12 3,96 3,33 ±0,54 bc 16 2,69 3,67 2,59 3,34 3,07 ±0,52 ab 17 2,93 3,20 2,85 3,55 3,14 ±0,32 abc
18 2,88 2,62 3,28 3,05 2,96 ±0,28 ab 19 2,53 3,19 3,12 3,01 2,97 ±0,30 ab 20 2,82 3,23 3,04 3,62 3,18 ±0,34 abc
21 3,01 3,39 3,71 3,71 3,46 ±0,33 c 22 2,92 3,69 3,17 3,21 3,25 ±0,32 bc 23 2,90 3,21 2,75 2,67 2,88 ±0,24 a 24 3,13 3,33 3,27 3,58 3,33 ±0,19 bc
Unterschiedliche Kleinbuchstaben kennzeichnen signifikante Zeiteffekte (p<0,05)
Fütterung
Fütterung
216
Tabelle I f: Ionisiertes Calcium im Vollblut (mmol/l, Einzelwerte, Mw ±SD) im Verlauf von
24 Stunden
Zeit (h)
Pferd I (11-jähr.)
Pferd III (8-jähr.)
Pferd IV (8-jähr.)
Pferd VI (5-jähr.) Mw ±SD
0 1,75 1,78 1,59 1,68 1,70 ±0,08 a 1 1,83 1,72 1,71 1,68 1,74 ±0,07 a 2 1,75 1,81 1,70 1,80 1,77 ±0,05 b 3 1,76 1,84 1,78 1,74 1,78 ±0,04 b 4 1,82 1,84 1,77 1,76 1,80 ±0,04 b 5 1,72 1,85 1,75 1,78 1,78 ±0,06 b 6 1,76 1,82 1,76 1,78 1,78 ±0,03 b 7 1,72 1,83 1,76 1,74 1,76 ±0,05 b 8 1,79 1,81 1,74 1,82 1,79 ±0,04 b 9 1,68 1,82 1,82 1,79 1,78 ±0,07 b 10 1,79 1,83 1,77 1,76 1,79 ±0,03 b 11 1,81 1,84 1,74 1,74 1,78 ±0,05 b 12 1,78 1,83 1,73 1,72 1,77 ±0,05 b 13 1,75 1,70 1,75 1,61 1,70 ±0,07 a 14 1,72 1,86 1,75 1,72 1,76 ±0,07 b 15 1,69 1,86 1,82 1,68 1,76 ±0,09 b 16 1,79 1,89 1,78 1,77 1,81 ±0,06 b 17 1,79 1,88 1,78 1,78 1,81 ±0,05 b 18 1,80 1,83 1,75 1,79 1,79 ±0,03 b 19 1,76 1,90 1,77 1,78 1,80 ±0,07 b 20 1,71 1,85 1,74 1,75 1,76 ±0,06 b 21 1,73 1,83 1,80 1,79 1,79 ±0,04 b 22 1,71 1,86 1,72 1,74 1,76 ±0,07 ab 23 1,68 1,83 1,74 1,73 1,75 ±0,06 ab 24 1,75 1,75 1,70 1,81 1,75 ±0,05 ab
Unterschiedliche Kleinbuchstaben kennzeichnen signifikante Zeiteffekte (p<0,05)
Fütterung
Fütterung
IX Anhang
217
Tabelle I g: Anorganisches Phosphat im Plasma (mmol/l, Einzelwerte, Mw ±SD) im Verlauf
von 24 Stunden
Zeit (h)
Pferd I (11-jähr.)
Pferd III (8-jähr.)
Pferd IV (8-jähr.)
Pferd VI (5-jähr.) Mw ± SD
0 0,84 0,92 1,40 0,66 0,95 ± 0,32 a 1 1,09 1,10 1,17 0,69 1,01 ± 0,22 ab 2 0,83 0,92 1,13 0,54 0,85 ± 0,24 a 3 0,84 0,83 1,39 0,64 0,92 ± 0,32 a 4 1,25 0,91 1,53 0,62 1,08 ± 0,40 ab 5 0,76 1,06 0,96 0,66 0,86 ± 0,18 a 6 0,87 0,85 1,18 0,55 0,86 ± 0,26 a 7 1,26 0,86 0,92 0,62 0,92 ± 0,26 a 8 0,89 0,88 1,13 0,66 0,89 ± 0,19 a 9 0,75 0,94 0,81 0,63 0,78 ± 0,13 ac 10 0,66 0,83 0,85 0,73 0,77 ± 0,09 ac 11 0,64 1,01 1,37 0,87 0,97 ± 0,30 abc 12 0,77 1,13 0,95 0,52 0,84 ± 0,26 ac 13 1,52 1,10 1,28 0,85 1,19 ± 0,28 a 14 0,55 1,10 1,25 0,77 0,92 ± 0,32 a 15 0,62 1,26 0,98 0,70 0,89 ± 0,29 a 16 0,66 1,10 1,04 0,71 0,88 ± 0,23 a 17 1,05 0,98 1,13 0,81 0,99 ± 0,14 a 18 0,62 0,89 0,98 0,74 0,81 ± 0,16 a 19 0,64 0,96 1,11 0,79 0,87 ± 0,21 a 20 0,82 1,20 1,04 0,75 0,95 ± 0,21 a 21 0,85 0,85 1,25 0,77 0,93 ± 0,22 a 22 0,95 0,72 1,18 0,81 0,92 ± 0,20 a 23 1,00 0,93 1,14 0,83 0,97 ± 0,13 abc 24 0,94 0,96 1,20 0,83 0,98 ± 0,16 abc
Unterschiedliche Kleinbuchstaben kennzeichnen signifikante Zeiteffekte (p<0,05)
Fütterung
Fütterung
218
Tabelle I h: pH-Werte im Vollblut (Einzelwerte, Mw ±SD) im Verlauf von 24 Stunden
Zeit (h)
Pferd I (11-jähr.)
Pferd III (8-jähr.)
Pferd IV (8-jähr.)
Pferd VI (5-jähr.) Mw ± SD
0 7,47 7,45 7,43 7,47 7,46 ± 0,02 a 1 7,45 7,42 7,45 7,39 7,43 ± 0,03 ab 2 7,44 7,41 7,45 7,44 7,44 ± 0,02 ab 3 7,43 7,45 7,42 7,37 7,42 ± 0,03 b 4 7,46 7,44 7,44 7,40 7,44 ± 0,03 ab 5 7,44 7,44 7,42 7,40 7,43 ± 0,02 b 6 7,43 7,44 7,39 7,42 7,42 ± 0,02 b 7 7,42 7,45 7,41 7,40 7,42 ± 0,02 b 8 7,45 7,43 7,41 7,42 7,43 ± 0,02 ab 9 7,40 7,41 7,46 7,43 7,43 ± 0,03 b 10 7,44 7,44 7,45 7,43 7,44 ± 0,01 ab 11 7,43 7,44 7,44 7,46 7,44 ± 0,01 ab 12 7,43 7,44 7,43 7,43 7,43 ± 0,00 ab 13 7,44 7,42 7,46 7,37 7,42 ± 0,04 b 14 7,39 7,45 7,44 7,41 7,42 ± 0,03 b 15 7,41 7,42 7,44 7,42 7,42 ± 0,01 b 16 7,40 7,45 7,42 7,41 7,42 ± 0,02 b 17 7,39 7,45 7,44 7,40 7,42 ± 0,03 b 18 7,42 7,44 7,42 7,43 7,43 ± 0,01 ab 19 7,39 7,46 7,42 7,45 7,43 ± 0,03 ab 20 7,40 7,45 7,44 7,42 7,43 ± 0,02 a 21 7,44 7,46 7,47 7,45 7,46 ± 0,01 a 22 7,43 7,46 7,42 7,43 7,44 ± 0,02 a 23 7,43 7,44 7,45 7,45 7,44 ± 0,01 ab 24 7,46 7,42 7,44 7,45 7,44 ± 0,02 ab
Unterschiedliche Kleinbuchstaben kennzeichnen signifikante Zeiteffekte (p<0,05)
Fütterung
Fütterung
IX Anhang
219
2 Untersuchung zur Verträglichkeit von hPTH (1-37)
Tabelle II a-h:
Tabelle II a: Intaktes Parathormon im Plasma (pg/ml, Einzelwerte, Mw ±SD), Verträglichkeit
1.Tag 2.Tag 3.Tag 4.Tag 08.00 20.00 08.00 20.00 08.00 20.00 08.00 20.00
Uhr Pferd VII 10,09 4,29 40,27 2,29 11,90 2,22 7,74 5,42 Pferd VIII 9,78 10,98 68,79 7,98 15,31 50,51 12,44 8,96 Pferd IX 8,31 9,25 26,11 17,03 15,53 2,60 13,52 3,26 Pferd X 24,74 27,20 32,00 23,87 36,41 32,15 19,95 8,46 Mw 13,23 12,93 41,79 12,79 19,79 21,87 13,41 6,52 SD 7,71 9,92 18,91 9,56 11,20 23,69 5,03 2,68
Tabelle II b: Osteocalcin im Plasma (ng/ml, Einzelwerte, Mw ±SD), Verträglichkeit
1.Tag 2.Tag 3.Tag 4.Tag 08.00 20.00 08.00 20.00 08.00 20.00 08.00 20.00
Uhr Pferd VII 11,00 11,00 15,00 11,00 15,00 9,00 14,00 11,00 Pferd VIII 18,00 14,00 17,00 13,00 13,00 14,00 16,00 11,00 Pferd IX 47,00 40,00 56,00 52,00 62,00 44,00 66,00 71,00 Pferd X 33,00 49,00 32,00 22,00 32,00 27,00 29,00 26,00 Mw 27,25 28,50 30,00 24,50 30,50 23,50 31,25 29,75 SD 16,05 18,88 18,92 18,95 22,66 15,63 24,10 28,39
Zeitpunkt
Pferd
Pferd
Zeitpunkt
220
Tabelle II c: PICP im Plasma (µg/l, Einzelwerte, Mw ±SD), Verträglichkeit
1.Tag 2.Tag 3.Tag 4.Tag 08.00 20.00 08.00 20.00 08.00 20.00 08.00 20.00
Pferd Uhr Pferd VII 178,89 159,71 178,77 160,44 175,17 160,14 188,39 170,46 Pferd VIII 189,27 158,72 179,16 151,04 190,45 152,52 186,40 167,22 Pferd X 435,72 394,94 462,17 260,27 381,50 332,96 367,04 340,33 Mw 267,96 237,79 273,36 190,58 249,04 215,21 247,27 226,00 SD 145,37 136,10 163,51 60,53 114,97 102,05 103,72 99,03
Tabelle II d: ICTP im Plasma (µg/l, Einzelwerte, Mw ±SD) , Verträglichkeit
1.Tag 2.Tag 3.Tag 4.Tag 08.00 20.00 08.00 20.00 08.00 20.00 08.00 20.00
Uhr Pferd VII 4,96 5,34 5,36 4,83 5,09 3,94 4,84 4,65 Pferd VIII 4,74 5,34 4,90 5,35 5,62 5,53 5,39 5,40 Pferd IX 14,17 14,82 13,75 14,04 13,50 12,83 12,66 12,71 Pferd X 8,31 8,08 8,34 8,26 9,57 8,10 8,06 8,43 Mw 8,05 8,40 8,09 8,12 8,44 7,60 7,74 7,80 SD 4,40 4,47 4,46 4,22 3,92 3,89 3,57 3,66
Tabelle II e: Ionisiertes Calcium im Vollblut (mmol/l, Einzelwerte, Mw ±SD), Verträglichkeit
1.Tag 2.Tag 3.Tag 4.Tag 08.00 20.00 08.00 20.00 08.00 20.00 08.00 20.00
Uhr Pferd VII 1,77 1,80 1,72 1,86 1,78 1,86 1,70 1,78 Pferd VIII 1,68 1,76 1,71 1,75 1,71 1,75 1,68 1,73 Pferd IX 1,72 1,72 1,69 1,68 1,74 1,80 1,65 1,72 Pferd X 1,81 1,70 1,67 1,77 1,71 1,71 1,59 1,76 Mw 1,75 1,75 1,70 1,77 1,74 1,78 1,66 1,75 SD 0,06 0,04 0,02 0,07 0,03 0,06 0,05 0,03
Zeitpunkt
Pferd
Pferd
Zeitpunkt
Zeitpunkt
IX Anhang
221
Tabelle II f: Gesamtcalcium im Plasma (mmol/l, Einzelwerte, Mw ±SD), Verträglichkeit
1.Tag 2.Tag 3.Tag 4.Tag 08.00 20.00 08.00 20.00 08.00 20.00 08.00 20.00
Uhr Pferd VII 3,13 3,35 3,05 3,36 3,15 3,28 3,15 3,22 Pferd VIII 3,42 3,95 3,05 3,42 3,12 3,00 3,20 3,20 Pferd IX 3,64 3,43 3,82 3,13 3,44 3,36 3,67 3,35 Pferd X 3,24 3,05 2,91 2,99 3,26 3,16 3,36 3,19 Mw 3,36 3,44 3,21 3,23 3,24 3,20 3,34 3,24 SD 0,22 0,38 0,41 0,20 0,15 0,16 0,24 0,08
Tabelle II g: Anorganisches Phosphat im Plasma (mmol/l, Einzelwerte, Mw ±SD),
Verträglichkeit
1.Tag 2.Tag 3.Tag 4.Tag 08.00 20.00 08.00 20.00 08.00 20.00 08.00 20.00
Uhr Pferd VII 0,97 1,01 0,98 1,19 0,99 0,92 1,05 0,92 Pferd VIII 0,81 0,87 0,97 0,68 1,16 0,91 1,05 0,92 Pferd IX 1,18 1,13 1,33 1,33 1,38 1,22 1,02 1,06 Pferd X 1,05 0,92 0,97 1,35 1,14 0,96 0,80 0,82 Mw 1,00 0,98 1,06 1,14 1,17 1,01 0,98 0,93 SD 0,15 0,11 0,18 0,31 0,16 0,15 0,12 0,10
1.Tag 2.Tag 3.Tag 4.Tag 08.00 20.00 08.00 20.00 08.00 20.00 08.00 20.00
Uhr Pferd VII 7,45 7,40 7,45 7,42 7,47 7,43 7,46 7,42 Pferd VIII 7,44 7,42 7,45 7,44 7,45 7,40 7,43 7,41 Pferd IX 7,45 7,45 7,44 7,45 7,44 7,44 7,42 7,43 Pferd X 7,43 7,44 7,42 7,46 7,45 7,40 7,40 7,41 Mw 7,44 7,43 7,44 7,44 7,45 7,42 7,43 7,42 SD 0,01 0,02 0,01 0,02 0,01 0,02 0,02 0,01
Zeitpunkt
Pferd
Pferd
Zeitpunkt
Zeitpunkt
Pferd
Tabelle II h : pH-Werte im Vollblut (Einzelwerte, Mw ±SD), Verträglichkeit
222
3 Kurz- und Mittelfristige Effekte der hPTH-Applikation
Tabelle III a-e: Konzentrationen an intaktem Parathormon (pg/ml) im Plasma während
der Untersuchung der kurz- und mittelfristigen Effekte der
hPTH (1-37)-Applikation
Tabelle III a: PTH im Plasma an Tag 1 der Kontrolle bzw. Applikation (pg/ml, Einzelwerte,
Mw ±SD)
0 h 8 h 16 h 24 h Pferd Kontr. Applik. Kontr. Applik. Kontr. Applik. Kontr. Applik.Pferd I 11,10 23,21 9,47 1,03 3,61 4,11 10,33 22,05 Pferd II 21,33 6,51 8,51 3,76 6,04 22,04 5,24 24,32 Pferd III 19,81 20,29 11,09 1,93 23,02 21,55 24,32 25,77 Pferd IV 33,70 31,55 15,68 7,94 18,57 26,94 60,90 13,03 Pferd V 22,23 11,16 18,14 10,83 18,99 11,70 6,35 18,59 Mw 21,63 18,54 12,58 5,10 14,05 17,27 21,43 20,75 SD 8,07 9,92 4,15 4,16 8,64 9,20 23,34 5,10
Tabelle III b: PTH im Plasma an Tag 14 der Kontrolle bzw. Applikation (pg/ml, Einzelwerte,
Mw ±SD)
0 h 8 h 16 h 24 h Pferd Kontr. Applik. Kontr. Applik. Kontr. Applik. Kontr. Applik.Pferd I 7,65 19,58 6,53 8,13 28,11 16,79 13,90 9,04 Pferd II 4,50 13,22 4,60 5,08 6,29 10,53 7,10 9,18 Pferd III 17,47 30,84 13,79 13,95 11,08 16,07 15,10 21,59 Pferd IV 10,07 8,08 19,21 45,34 18,33 51,96 10,85 20,90 Pferd V 10,99 19,67 11,69 36,35 5,49 55,29 15,77 12,62 Mw 10,13 18,28 11,16 21,77 13,86 30,13 12,54 14,67 SD 4,81 8,53 5,84 17,99 9,46 21,62 3,58 6,18
Zeitpunkt
Zeitpunkt
IX Anhang
223
Tabelle III c: PTH im Plasma an Tag 18 der Kontrolle bzw. Applikation (pg/ml, Einzelwerte,
Mw ±SD)
0 h 8 h 16 h 24 h Pferd Kontr. Applik. Kontr. Applik. Kontr. Applik. Kontr. Applik.Pferd I 14,99 38,46 16,13 11,20 10,13 23,55 8,91 12,63 Pferd II 4,50 22,36 8,68 23,08 3,80 14,54 5,41 13,47 Pferd III 23,40 49,96 24,84 12,83 31,94 19,36 13,42 12,31 Pferd IV 25,03 15,14 10,79 9,08 5,30 31,16 8,75 7,68 Pferd V 15,15 11,55 38,34 24,40 11,63 32,06 5,77 13,00 Mw 16,61 27,49 19,76 16,12 12,56 24,13 8,45 11,82 SD 8,19 16,27 12,11 7,10 11,31 7,54 3,22 2,35
Tabelle III d: PTH im Plasma an Tag 24 der Kontrolle bzw. Applikation (pg/ml, Einzelwerte,
Mw ±SD)
0 h 8 h 16 h 24 h Pferd Kontr. Applik. Kontr. Applik. Kontr. Applik. Kontr. Applik.Pferd I 63,79 71,05 17,65 1,35 5,05 25,37 11,77 12,23 Pferd II 9,40 12,22 7,31 6,53 12,85 3,75 11,32 5,56 Pferd III 30,91 36,38 11,57 23,69 69,86 11,04 26,29 19,48 Pferd IV 16,75 22,54 12,38 23,26 30,88 20,76 28,96 32,26 Pferd V 14,24 45,29 19,72 15,50 15,97 71,35 38,39 13,74 Mw 27,02 37,49 13,73 14,06 26,92 26,45 23,34 16,65 SD 22,06 22,64 4,97 9,97 25,77 26,47 11,67 10,03
Tabelle III e: PTH im Plasma an Tag 28 der Kontrolle bzw. Applikation (pg/ml, Einzelwerte,
Mw ±SD)
0 h 8 h 16 h 24 h Pferd Kontr. Applik. Kontr. Applik. Kontr. Applik. Kontr. Applik.Pferd I 3,67 4,85 32,08 0,25 20,86 15,02 17,11 18,15 Pferd II 4,96 21,57 1,99 2,01 10,03 5,53 5,76 5,96 Pferd III 10,14 26,02 22,15 0,10 7,45 4,60 13,60 16,85 Pferd IV 50,01 11,90 9,99 11,43 15,54 18,94 6,30 28,79 Pferd V 11,92 24,51 13,86 25,76 11,14 27,92 21,59 59,90 Mw 16,14 17,77 16,02 7,91 13,00 14,40 12,87 25,93 SD 19,24 9,08 11,54 11,01 5,27 9,73 6,86 20,64
Zeitpunkt
Zeitpunkt
Zeitpunkt
224
Tabelle IV a-e: Konzentrationen an Osteocalcin (ng/ml) im Plasma während der
Untersuchung der kurz- und mittelfristigen Effekte der hPTH (1-37)-
Applikation
Tabelle IV a: Osteocalcin im Plasma an Tag 1 der Kontrolle bzw. Applikation (ng/ml,
Einzelwerte, Mw ±SD)
0 h 8 h 16 h 24 h Pferd Kontr. Applik. Kontr. Applik. Kontr. Applik. Kontr. Applik.Pferd I 17,00 24,00 13,00 23,00 21,00 24,00 18,00 29,00 Pferd II 26,00 50,00 32,00 33,00 37,00 38,00 26,00 45,00 Pferd III 21,00 34,00 22,00 29,00 25,00 26,00 26,00 26,00 Pferd IV 17,00 18,00 17,00 19,00 14,00 14,00 15,00 20,00 Pferd V 18,00 16,00 24,00 15,00 20,00 18,00 20,00 14,00 Mw 19,80 28,40 21,60 23,80 23,40 24,00 21,00 26,80 SD 3,83 13,96 7,23 7,29 8,56 9,17 4,90 11,69
Tabelle IV b: Osteocalcin im Plasma an Tag 14 der Kontrolle bzw. Applikation (ng/ml,
Einzelwerte, Mw ±SD)
0 h 8 h 16 h 24 h Pferd Kontr. Applik. Kontr. Applik. Kontr. Applik. Kontr. Applik.Pferd I 26,00 29,00 22,00 24,00 24,00 23,00 24,00 22,00 Pferd II 44,00 43,00 41,00 34,00 40,00 39,00 37,00 52,00 Pferd III 33,00 43,00 31,00 34,00 37,00 39,00 34,00 35,00 Pferd IV 19,00 28,00 50,00 22,00 (22,00) 17,00 23,00 Pferd V 17,00 43,00 16,00 18,00 (17,00) 16,00 17,00 Mw 27,80 37,20 32,00 26,40 33,67 33,67 25,60 29,80 SD 11,03 7,95 13,80 7,27 8,50 9,24 9,61 14,06 Werte in Klammern werden wegen fehlender Messwerte unter PTH-Behandlung nicht in die
Berechnung von Mw ±SD miteinbezogen
Zeitpunkt
Zeitpunkt
IX Anhang
225
Tabelle IV c: Osteocalcin im Plasma an Tag 18 der Kontrolle bzw. Applikation (ng/ml,
Einzelwerte, Mw ±SD)
0 h 8 h 16 h 24 h Pferd Kontr. Applik. Kontr. Applik. Kontr. Applik. Kontr. Applik.Pferd I 29,00 31,00 28,00 22,00 29,00 28,00 25,00 27,00 Pferd II 55,00 54,00 44,00 45,00 49,00 50,00 48,00 50,00 Pferd III 32,00 42,00 35,00 29,00 34,00 30,00 33,00 32,00 Pferd IV 18,00 23,00 20,00 20,00 (20,00) 16,00 27,00 Pferd V 17,00 15,00 16,00 18,00 (17,00) 17,00 16,00 Mw 30,20 33,00 28,60 26,80 37,33 36,00 27,80 30,40 SD 15,35 15,41 11,30 10,99 10,41 12,17 13,22 12,42 Werte in Klammern werden wegen fehlender Messwerte unter PTH-Behandlung nicht in die
Berechnung von Mw ±SD miteinbezogen
Tabelle IV d: Osteocalcin im Plasma an Tag 24 der Kontrolle bzw. Applikation (ng/ml,
Einzelwerte, Mw ±SD)
0 h 8 h 16 h 24 h Pferd Kontr. Applik. Kontr. Applik. Kontr. Applik. Kontr. Applik.Pferd I 29,00 31,00 24,00 25,00 28,00 28,00 24,00 32,00 Pferd II 52,00 55,00 47,00 35,00 49,00 47,00 50,00 58,00 Pferd III 33,00 37,00 29,00 32,00 32,00 24,00 27,00 36,00 Pferd IV 14,00 25,00 18,00 22,00 20,00 25,00 17,00 25,00 Pferd V 17,00 18,00 16,00 27,00 14,00 12,00 13,00 18,00 Mw 29,00 33,20 26,80 28,20 28,60 27,20 26,20 33,80 SD 15,12 14,08 12,40 5,26 13,37 12,64 14,41 15,17
Tabelle IV e: Osteocalcin im Plasma an Tag 28 der Kontrolle bzw. Applikation (ng/ml,
Einzelwerte, Mw ±SD)
0 h 8 h 16 h 24 h Pferd Kontr. Applik. Kontr. Applik. Kontr. Applik. Kontr. Applik.Pferd I 22,00 37,00 25,00 27,00 28,00 26,00 24,00 29,00 Pferd II 58,00 59,00 53,00 41,00 46,00 49,00 47,00 66,00 Pferd III 31,00 34,00 31,00 37,00 33,00 35,00 34,00 37,00 Pferd IV 13,00 22,00 22,00 18,00 18,00 22,00 15,00 23,00 Pferd V 16,00 16,00 19,00 21,00 21,00 9,00 15,00 16,00 Mw 28,00 33,60 30,00 28,80 29,20 28,20 27,00 34,20 SD 18,12 16,59 13,60 9,96 11,08 14,92 13,66 19,38
Zeitpunkt
Zeitpunkt
Zeitpunkt
226
Tabelle V a-e: Konzentrationen an PICP (µg/l) im Plasma während der Untersuchung der
kurz- und mittelfristigen Effekte der hPTH (1-37)-Applikation
Tabelle V a: PICP im Plasma an Tag 1 der Kontrolle bzw. Applikation (µg/l, Einzelwerte,
Mw ±SD)
0 h 8 h 16 h 24 h Pferd Kontr. Applik. Kontr. Applik. Kontr. Applik. Kontr. Applik.
Pferd I 228,65 238,60 260,73 208,65 283,95 200,56 311,40 210,65 Pferd II 260,73 534,37 248,87 512,56 273,59 476,31 331,36 556,30 Pferd III 244,34 239,46 260,91 227,32 272,19 171,78 409,40 278,93 Pferd IV 230,66 239,46 241,23 227,32 221,53 171,78 240,59 284,92 Pferd V 362,88 253,65 335,73 199,45 410,68 166,63 399,11 214,76 Mw 265,45 301,11 269,49 275,06 292,39 237,41 338,37 309,11 SD 55,96 130,55 37,95 133,32 70,44 134,21 69,05 142,47
Tabelle V b: PICP im Plasma an Tag 14 der Kontrolle bzw. Applikation (µg/l, Einzelwerte,
Mw ±SD)
0 h 8 h 16 h 24 h Pferd Kontr. Applik. Kontr. Applik. Kontr. Applik. Kontr. Applik.Pferd I 202,87 329,55 234,57 292,13 179,97 307,55 229,09 321,44 Pferd II 590,18 489,35 622,60 391,08 563,91 451,46 634,90 411,18 Pferd III 401,56 394,92 428,58 511,36 416,97 385,57 (408,19)Pferd IV 306,32 394,92 308,59 511,36 315,55 385,57 148,84 431,46 Pferd V 361,82 253,76 363,61 206,48 331,55 221,23 240,05 267,48 Mw 372,55 372,50 391,59 382,48 361,59 350,28 313,22 367,95 SD 142,74 87,47 147,53 134,57 141,43 88,33 218,27 70,32 Werte in Klammern werden wegen fehlender Messwerte unter PTH-Behandlung nicht in die
Berechnung von Mw ±SD miteinbezogen
Zeitpunkt
Zeitpunkt
IX Anhang
227
Tabelle V c: PICP im Plasma an Tag 18 der Kontrolle bzw. Applikation (µg/l, Einzelwerte,
Mw ±SD)
0 h 8 h 16 h 24 h Pferd Kontr. Applik. Kontr. Applik. Kontr. Applik. Kontr. Applik.Pferd I 235,68 315,50 253,14 243,84 205,90 273,41 234,06 282,60 Pferd II 563,76 457,24 517,76 402,51 476,41 480,79 531,24 469,29 Pferd III 330,66 328,03 382,35 265,80 330,01 288,28 381,36 299,76 Pferd IV 172,01 328,03 182,07 265,80 152,35 288,28 139,37 299,76 Pferd V 321,76 318,40 340,49 265,10 254,79 264,97 327,72 311,67 Mw 324,77 349,44 335,16 288,61 283,89 319,15 322,75 332,62 SD 148,69 60,53 128,22 64,36 125,92 90,91 148,68 77,10
Tabelle V d: PICP im Plasma an Tag 24 der Kontrolle bzw. Applikation (µg/l, Einzelwerte,
Mw ±SD)
0 h 8 h 16 h 24 h Pferd Kontr. Applik. Kontr. Applik. Kontr. Applik. Kontr. Applik.Pferd I 310,39 267,36 337,53 270,97 277,23 213,67 299,64 305,93 Pferd II 520,68 503,36 534,57 432,52 518,85 456,73 563,30 445,23 Pferd III 298,70 477,73 316,98 362,72 287,79 318,98 286,44 311,65 Pferd IV 230,92 477,73 216,52 362,72 247,28 318,98 230,97 311,65 Pferd V 287,98 318,40 304,20 246,24 195,11 276,55 306,18 313,91 Mw 329,73 408,92 341,96 335,03 305,25 316,98 337,30 337,67 SD 111,02 107,96 117,16 75,87 124,71 89,23 129,76 60,20
Tabelle V e: PICP im Plasma an Tag 28 der Kontrolle bzw. Applikation (µg/l, Einzelwerte,
Mw ±SD)
0 h 8 h 16 h 24 h Pferd Kontr. Applik. Kontr. Applik. Kontr. Applik. Kontr. Applik.Pferd I 200,11 289,72 267,59 237,53 283,00 296,01 270,24 292,49 Pferd II 505,73 589,41 500,63 424,20 460,52 442,48 469,25 442,00 Pferd III 253,19 368,07 245,65 347,79 238,97 302,34 269,82 295,35 Pferd IV 192,19 368,07 165,71 347,79 168,59 302,34 157,78 395,39 Pferd V 217,59 265,03 225,95 243,79 198,68 242,21 223,88 238,76 Mw 273,76 376,06 281,11 320,22 269,95 317,08 278,19 332,80 SD 131,78 127,89 128,44 79,07 114,89 74,51 116,28 83,24
Zeitpunkt
Zeitpunkt
Zeitpunkt
228
Tabelle VI a-e: Konzentrationen an ICTP (µg/l) im Plasma während der Untersuchung
der kurz- und mittelfristigen Effekte der hPTH (1-37)-Applikation
Tabelle VI a: ICTP an Tag 1 der Kontrolle bzw. Applikation (µg/l, Einzelwerte, Mw ±SD)
0 h 8 h 16 h 24 h Pferd Kontr. Applik. Kontr. Applik. Kontr. Applik. Kontr. Applik.Pferd I 6,38 6,65 5,09 7,22 5,36 6,20 6,76 6,87 Pferd II 12,82 14,55 18,70 15,80 17,08 18,07 17,11 17,58 Pferd III 6,53 7,38 6,10 9,29 6,59 7,93 7,96 7,74 Pferd IV 7,45 8,66 5,76 6,98 6,18 8,52 5,27 8,01 Pferd V 4,61 5,50 6,02 4,78 4,32 5,41 5,28 5,47 Mw 7,56 8,55 8,33 8,81 7,91 9,23 8,47 9,14 SD 3,12 3,55 5,81 4,22 5,20 5,10 4,96 4,82
Tabelle VI b: ICTP an Tag 14 der Kontrolle bzw. Applikation (µg/l, Einzelwerte, Mw ±SD)
0 h 8 h 16 h 24 h Pferd Kontr. Applik. Kontr. Applik. Kontr. Applik. Kontr. Applik.Pferd I 5,56 6,59 6,20 5,42 6,32 5,95 7,20 6,94 Pferd II 15,70 16,32 15,07 14,77 16,49 17,39 19,26 18,22 Pferd III 7,10 6,82 7,47 7,77 7,25 8,51 8,15 9,73 Pferd IV 6,28 8,60 5,97 7,13 6,54 9,36 6,54 8,55 Pferd V 5,23 5,14 5,20 5,61 5,59 5,76 5,80 5,74 Mw 7,97 8,69 7,98 8,14 8,44 9,39 9,39 9,83 SD 4,38 4,43 4,04 3,84 4,54 4,74 5,59 4,93
Zeitpunkt
Zeitpunkt
IX Anhang
229
Tabelle VI c: ICTP an Tag 18 der Kontrolle bzw. Applikation (µg/l, Einzelwerte, Mw ±SD)
0 h 8 h 16 h 24 h Pferd Kontr. Applik. Kontr. Applik. Kontr. Applik. Kontr. Applik.Pferd I 6,94 6,04 5,91 5,45 6,07 5,00 7,08 6,67 Pferd II 17,57 17,88 13,96 16,52 14,33 18,74 17,41 20,99 Pferd III 8,68 7,02 7,36 7,42 7,28 8,62 7,63 9,89 Pferd IV 8,02 8,18 6,61 7,67 6,49 9,52 6,65 9,46 Pferd V 4,63 5,27 4,46 5,14 4,06 6,19 4,38 5,62 Mw 9,17 8,88 7,66 8,44 7,64 9,61 8,63 10,53 SD 4,94 5,15 3,68 4,66 3,92 5,42 5,06 6,12
Tabelle VI d: ICTP an Tag 24 der Kontrolle bzw. Applikation (µg/l, Einzelwerte, Mw ±SD)
0 h 8 h 16 h 24 h Pferd Kontr. Applik. Kontr. Applik. Kontr. Applik. Kontr. Applik.Pferd I 6,06 5,92 5,59 6,10 6,61 6,11 5,81 7,81 Pferd II 14,25 16,19 15,39 14,99 19,76 17,01 20,16 20,94 Pferd III 7,96 7,04 6,69 8,46 6,69 9,08 7,68 8,47 Pferd IV 6,75 8,08 5,47 7,15 6,34 8,48 7,46 8,58 Pferd V 5,84 3,95 5,12 4,52 6,13 4,78 5,09 5,39 Mw 8,17 8,23 7,65 8,25 9,10 9,09 9,24 10,24 SD 3,50 4,70 4,37 4,04 5,96 4,76 6,20 6,12
Tabelle VI e: ICTP an Tag 28 der Kontrolle bzw. Applikation (µg/l, Einzelwerte, Mw ±SD)
0 h 8 h 16 h 24 h Pferd Kontr. Applik. Kontr. Applik. Kontr. Applik. Kontr. Applik.Pferd I 6,28 7,03 5,61 6,29 5,96 6,44 6,61 6,75 Pferd II 18,53 17,24 15,20 15,58 17,70 17,19 18,69 18,62 Pferd III 6,72 7,59 7,82 7,16 7,48 7,85 8,09 8,21 Pferd IV 7,07 8,47 5,09 7,84 6,30 7,61 7,96 8,38 Pferd V 4,89 4,90 4,21 4,66 3,91 5,33 4,13 4,88 Mw 8,70 9,05 7,59 8,31 8,27 8,88 9,10 9,37 SD 5,56 4,77 4,46 4,24 5,43 4,75 5,60 5,36
Zeitpunkt
Zeitpunkt
Zeitpunkt
230
Tabelle VII a-e: Konzentrationen an Gesamtcalcium (mmol/l) im Plasma während der
Untersuchung der kurz- und mittelfristigen Effekte der hPTH (1-37)-
Applikation
Tabelle VII a: Gesamtcalcium im Plasma an Tag 1 der Kontrolle bzw. Applikation (mmol/l,
Einzelwerte, Mw ±SD)
0 h 8 h 16 h 24 h
Kontr. Applik. Kontr. Applik. Kontr. Applik. Kontr. Applik.Pferd I 2,91 3,13 3,20 3,40 3,00 3,14 3,18 3,34 Pferd II 3,07 2,77 3,01 2,94 3,12 2,70 3,16 2,58 Pferd III 3,22 3,24 3,09 3,89 2,90 3,75 3,07 3,31 Pferd IV 3,11 3,49 3,02 3,96 2,98 3,51 3,05 3,74 Pferd V 2,82 2,99 2,90 3,63 2,99 2,83 3,58 3,00 Mw 3,03 3,12 3,04 3,56 3,00 3,19 3,21 3,19 SD 0,16 0,27 0,11 0,41 0,08 0,45 0,22 0,43
Tabelle VII b: Gesamtcalcium im Plasma an Tag 14 der Kontrolle bzw. Applikation (mmol/l,
Einzelwerte, Mw ±SD)
0 h 8 h 16 h 24 h Pferd Kontr. Applik. Kontr. Applik. Kontr. Applik. Kontr. Applik.Pferd I 2,95 2,98 2,96 3,06 2,90 3,66 3,28 3,01 Pferd II 2,63 2,70 2,85 2,74 2,75 2,69 2,81 2,74 Pferd III 3,12 3,40 3,23 3,73 4,45 3,28 3,14 3,31 Pferd IV 2,80 3,50 3,31 3,59 3,11 3,24 3,26 3,13 Pferd V 2,79 2,94 2,80 3,17 2,91 2,93 2,89 3,05 Mw 2,86 3,10 3,03 3,26 3,22 3,16 3,08 3,05 SD 0,18 0,34 0,23 0,40 0,70 0,37 0,21 0,21
Zeitpunkt
Pferd
Zeitpunkt
IX Anhang
231
Tabelle VII c: Gesamtcalcium im Plasma an Tag 18 der Kontrolle bzw. Applikation (mmol/l,
Einzelwerte, Mw ±SD)
0 h 8 h 16 h 24 h Pferd Kontr. Applik. Kontr. Applik. Kontr. Applik. Kontr. Applik.Pferd I 2,97 3,15 2,95 3,17 3,22 3,28 3,04 3,18 Pferd II 3,06 2,88 2,81 2,64 2,45 2,77 2,96 2,97 Pferd III 3,19 3,26 3,48 3,15 3,69 3,22 3,50 3,17 Pferd IV 3,07 3,07 3,12 3,15 3,32 3,18 2,96 3,33 Pferd V 3,18 3,00 3,22 3,06 3,22 2,86 3,03 2,99 Mw 3,09 3,07 3,11 3,03 3,18 3,06 3,10 3,13 SD 0,09 0,15 0,26 0,22 0,45 0,23 0,23 0,15
Tabelle VII d: Gesamtcalcium im Plasma an Tag 24 der Kontrolle bzw. Applikation (mmol/l,
Einzelwerte, Mw ±SD)
0 h 8 h 16 h 24 h Pferd Kontr. Applik. Kontr. Applik. Kontr. Applik. Kontr. Applik.Pferd I 2,79 3,19 3,21 3,65 3,57 3,31 2,58 3,23 Pferd II 2,81 2,74 2,75 2,77 2,84 3,02 2,61 3,01 Pferd III 3,26 3,17 4,01 3,35 3,23 3,23 3,41 3,10 Pferd IV 3,29 3,16 3,13 3,55 3,16 3,32 3,30 3,00 Pferd V 2,85 2,94 2,99 3,26 3,14 2,89 3,13 3,03 Mw 3,00 3,04 3,22 3,32 3,19 3,15 3,00 3,08 SD 0,25 0,20 0,47 0,34 0,26 0,19 0,39 0,10
Tabelle VII e: Gesamtcalcium im Plasma an Tag der Kontrolle bzw. Applikation (mmol/l,
Einzelwerte, Mw ±SD)
0 h 8 h 16 h 24 h Pferd Kontr. Applik. Kontr. Applik. Kontr. Applik. Kontr. Applik.Pferd I 3,50 3,63 3,41 3,74 3,34 4,69 4,07 3,20 Pferd II 2,83 2,90 3,67 3,15 2,84 3,11 2,85 2,90 Pferd III 5,49 3,42 3,17 3,29 3,15 3,35 3,13 3,44 Pferd IV 3,39 3,03 3,12 3,28 3,34 3,18 4,37 3,14 Pferd V 3,33 2,99 3,03 3,25 3,06 3,13 2,97 3,19 Mw 3,71 3,19 3,28 3,34 3,15 3,49 3,48 3,18 SD 1,03 0,31 0,26 0,23 0,21 0,68 0,69 0,19
Zeitpunkt
Zeitpunkt
Zeitpunkt
232
Tabelle VIII a-e: Konzentrationen an ionisiertem Calcium (mmol/l) im Vollblut während
der Untersuchung der kurz- und mittelfristigen Effekte der hPTH (1-
37)-Applikation
Tabelle VIII a: Ionisiertes Calcium im Vollblut an Tag 1 der Kontrolle bzw.
Applikation (mmol/l, Einzelwerte, Mw ±SD)
0 h 8 h 16 h 24 h Pferd Kontr. Applik. Kontr. Applik. Kontr. Applik. Kontr. Applik.Pferd I 1,75 1,71 1,73 1,93 1,83 1,84 1,76 1,79 Pferd II 1,71 1,71 1,71 1,80 1,74 1,64 1,79 1,61 Pferd III 1,72 1,67 1,79 2,16 1,79 1,83 1,76 1,77 Pferd IV 1,78 1,70 1,76 1,93 1,75 1,70 1,80 1,82 Pferd V 1,71 1,74 1,78 1,95 1,77 1,73 1,82 1,99 Mw 1,73 1,71 1,75 1,95 1,78 1,75 1,79 1,80 SD 0,03 0,03 0,03 0,13 0,04 0,09 0,03 0,14
Tabelle VIII b: Ionisiertes Calcium im Vollblut an Tag 14 der Kontrolle bzw.
Applikation (mmol/l, Einzelwerte, Mw ±SD)
0 h 8 h 16 h 24 h Pferd Kontr. Applik. Kontr. Applik. Kontr. Applik. Kontr. Applik.Pferd I 1,85 1,64 1,76 1,70 1,81 1,67 1,79 1,64 Pferd II 1,69 1,59 1,66 1,66 1,70 1,60 1,68 1,68 Pferd III 1,81 1,76 1,83 1,74 1,86 1,69 1,83 1,72 Pferd IV 1,83 1,73 1,82 1,82 1,78 1,69 1,81 1,96 Pferd V 1,79 1,75 1,79 1,82 1,75 1,68 1,74 1,88 Mw 1,79 1,69 1,77 1,75 1,78 1,67 1,77 1,78 SD 0,06 0,08 0,07 0,07 0,06 0,04 0,06 0,14
Zeitpunkt
Zeitpunkt
IX Anhang
233
Tabelle VIII c: Ionisiertes Calcium im Vollblut an Tag 18 der Kontrolle bzw.
Applikation (mmol/l, Einzelwerte, Mw ±SD)
0 h 8 h 16 h 24 h Pferd Kontr. Applik. Kontr. Applik. Kontr. Applik. Kontr. Applik.Pferd I 1,82 1,66 1,74 1,74 1,83 1,69 1,82 1,73 Pferd II 1,71 1,67 1,61 1,56 1,73 1,73 1,72 1,86 Pferd III 1,77 1,64 1,80 1,72 1,80 1,78 1,76 1,73 Pferd IV 1,79 1,73 1,75 1,76 1,85 1,66 1,81 1,70 Pferd V 1,73 1,80 1,76 1,79 1,74 1,75 1,80 1,83 Mw 1,76 1,70 1,73 1,71 1,79 1,72 1,78 1,77 SD 0,04 0,07 0,07 0,09 0,05 0,05 0,04 0,07
Tabelle VIII d: Ionisiertes Calcium im Vollblut an Tag 24 der Kontrolle bzw.
Applikation (mmol/l, Einzelwerte, Mw ±SD)
0 h 8 h 16 h 24 h Pferd Kontr. Applik. Kontr. Applik. Kontr. Applik. Kontr. Applik.Pferd I 1,76 1,71 1,68 1,96 1,76 1,68 1,87 1,71 Pferd II 1,68 1,52 1,65 1,30 1,68 1,66 1,66 1,74 Pferd III 1,82 1,73 1,86 1,80 1,76 1,74 1,76 1,72 Pferd IV 1,78 1,52 1,61 1,74 1,77 1,61 1,98 1,63 Pferd V (1,81) 1,81 1,48 1,84 1,73 1,73 1,63 Mw 1,76 1,62 1,72 1,66 1,76 1,68 1,80 1,69 SD 0,06 0,12 0,11 0,26 0,06 0,05 0,13 0,05 Werte in Klammern werden wegen fehlender Messwerte unter PTH-Behandlung nicht in die
Berechnung von Mw ±SD miteinbezogen
Tabelle VIII e: Ionisiertes Calcium im Vollblut an Tag 28 der Kontrolle bzw.
Applikation (mmol/l, Einzelwerte, Mw ±SD)
0 h 8 h 16 h 24 h Pferd Kontr. Applik. Kontr. Applik. Kontr. Applik. Kontr. Applik.Pferd I 1,79 1,70 1,68 2,02 1,63 1,70 1,64 1,77 Pferd II 1,74 1,65 1,68 1,81 1,67 1,61 1,71 1,65 Pferd III 1,83 1,73 1,65 1,93 1,61 1,79 1,67 1,74 Pferd IV 1,70 1,72 1,74 1,78 1,63 1,71 1,75 1,76 Pferd V 1,80 1,77 1,79 1,83 1,81 1,73 1,80 1,77 Mw 1,77 1,71 1,71 1,87 1,67 1,71 1,71 1,74 SD 0,05 0,04 0,06 0,10 0,08 0,06 0,06 0,05
Zeitpunkt
Zeitpunkt
Zeitpunkt
234
Tabelle IX a-e: Konzentrationen an anorganischem Phosphat (mmol/l) im Plasma
während der Untersuchung der kurz- und mittelfristigen Effekte der hPTH
(1-37)-Applikation
Tabelle IX a: Anorganisches Phosphat im Plasma an Tag 1 der Kontrolle bzw.
Applikation (mmol/l, Einzelwerte, Mw ±SD)
0 h 8 h 16 h 24 h Pferd Kontr. Applik. Kontr. Applik. Kontr. Applik. Kontr. Applik.Pferd I 0,67 0,73 0,87 0,94 0,90 0,99 0,78 0,79 Pferd II 1,01 1,15 0,75 1,49 0,99 1,64 0,76 1,43 Pferd III 0,99 0,76 0,79 1,00 0,78 0,98 0,74 0,93 Pferd IV 1,10 1,02 0,80 1,18 0,87 1,22 0,82 1,27 Pferd V 0,72 0,68 0,60 0,67 0,64 0,90 0,52 0,93 Mw 0,90 0,87 0,76 1,06 0,83 1,15 0,72 1,07 SD 0,19 0,21 0,10 0,30 0,13 0,30 0,12 0,27
Tabelle IX b: Anorganisches Phosphat im Plasma an Tag 14 der Kontrolle bzw.
Applikation (mmol/l, Einzelwerte, Mw ±SD)
0 h 8 h 16 h 24 h Pferd Kontr. Applik. Kontr. Applik. Kontr. Applik. Kontr. Applik.Pferd I 0,73 0,84 0,87 0,99 0,96 1,02 0,77 0,93 Pferd II 0,77 1,27 0,97 1,15 0,98 1,13 1,17 1,23 Pferd III 0,82 0,76 0,61 0,82 0,79 0,84 0,71 0,85 Pferd IV 0,87 0,80 0,84 0,95 0,79 0,87 1,05 0,81 Pferd V 0,69 0,78 0,59 0,90 0,75 0,94 0,63 0,87 Mw 0,77 0,89 0,78 0,96 0,85 0,96 0,87 0,94 SD 0,07 0,22 0,17 0,12 0,11 0,12 0,23 0,17
Zeitpunkt
Zeitpunkt
IX Anhang
235
Tabelle IX c: Anorganisches Phosphat im Plasma an Tag 18 der Kontrolle bzw. Applikation
(mmol/l, Einzelwerte, Mw ±SD)
0 h 8 h 16 h 24 h Pferd Kontr. Applik. Kontr. Applik. Kontr. Applik. Kontr. Applik.Pferd I 0,88 0,81 0,80 0,93 0,93 0,88 0,70 0,77 Pferd II 0,91 1,22 1,08 1,25 1,13 1,13 1,22 1,13 Pferd III 0,91 0,99 0,84 0,85 0,91 0,95 0,82 0,95 Pferd IV 0,84 0,97 0,86 1,03 1,03 1,05 0,86 0,93 Pferd V 0,84 0,79 0,73 0,85 0,85 0,94 0,77 0,85 Mw 0,88 0,96 0,86 0,98 0,97 0,99 0,87 0,93 SD 0,03 0,17 0,13 0,17 0,11 0,10 0,20 0,14
Tabelle IX d: Anorganisches Phosphat im Plasma an Tag 24 der Kontrolle bzw.
Applikation (mmol/l, Einzelwerte, Mw ±SD)
0 h 8 h 16 h 24 h Pferd Kontr. Applik. Kontr. Applik. Kontr. Applik. Kontr. Applik.Pferd I 0,78 0,99 1,03 1,11 0,82 0,59 0,71 0,81 Pferd II 1,13 1,11 1,05 1,38 1,25 1,15 1,31 1,18 Pferd III 0,80 1,01 0,61 0,82 0,70 0,88 0,68 0,87 Pferd IV 1,13 0,84 0,71 1,20 0,90 0,84 0,78 0,83 Pferd V 0,76 0,72 0,79 1,39 0,80 0,88 0,88 0,75 Mw 0,92 0,93 0,84 1,18 0,90 0,87 0,87 0,89 SD 0,19 0,15 0,20 0,24 0,21 0,20 0,26 0,17
Tabelle IX e: Anorganisches Phosphat im Plasma an Tag 28 der Kontrolle bzw.
Applikation (mmol/l, Einzelwerte, Mw ±SD)
0 h 8 h 16 h 24 h Pferd Kontr. Applik. Kontr. Applik. Kontr. Applik. Kontr. Applik.Pferd I 0,87 0,85 0,96 1,16 1,00 0,70 0,80 0,75 Pferd II 1,20 1,24 1,01 1,46 1,04 1,25 1,10 1,30 Pferd III 0,80 1,02 0,90 1,03 0,90 0,81 0,81 0,82 Pferd IV 0,77 0,87 0,81 1,31 0,82 0,94 0,81 0,91 Pferd V 0,71 0,60 0,61 0,79 0,67 0,85 0,71 0,80 Mw 0,87 0,91 0,86 1,15 0,89 0,91 0,85 0,92 SD 0,20 0,24 0,16 0,26 0,15 0,21 0,15 0,22
Zeitpunkt
Zeitpunkt
Zeitpunkt
236
Tabelle X a-e: pH-Werte im Vollblut während der Untersuchung der kurz- und
mittelfristigen Effekte der hPTH (1-37)-Applikation
Tabelle X a: pH-Werte im Vollblut an Tag 1 der Kontrolle bzw. Applikation
(Einzelwerte, Mw ±SD)
0 h 8 h 16 h 24 h Pferd Kontr. Applik. Kontr. Applik. Kontr. Applik. Kontr. Applik.Pferd I 7,46 7,42 7,46 7,46 7,45 7,43 7,48 7,42 Pferd II 7,43 7,48 7,45 7,47 7,40 7,48 7,45 7,46 Pferd III 7,46 7,34 7,47 7,45 7,47 7,42 7,47 7,42 Pferd IV 7,45 7,44 7,48 7,44 7,47 7,42 7,47 7,41 Pferd V 7,42 7,46 7,44 7,45 7,42 7,41 7,43 7,43 Mw 7,44 7,43 7,46 7,45 7,44 7,43 7,46 7,43 SD 0,02 0,05 0,02 0,01 0,03 0,03 0,02 0,02
Tabelle X b: pH-Werte im Vollblut an Tag 14 der Kontrolle bzw. Applikation
(Einzelwerte, Mw ±SD)
0 h 8 h 16 h 24 h Pferd Kontr. Applik. Kontr. Applik. Kontr. Applik. Kontr. Applik.Pferd I 7,52 7,49 7,46 7,47 7,47 7,49 7,44 7,47 Pferd II 7,50 7,44 7,52 7,46 7,49 7,47 7,47 7,48 Pferd III 7,45 7,52 7,49 7,49 7,47 7,44 7,46 7,50 Pferd IV 7,47 7,43 7,49 7,48 7,48 7,46 7,48 7,44 Pferd V 7,49 7,43 7,52 7,48 7,48 7,47 7,51 7,42 Mw 7,49 7,46 7,50 7,48 7,48 7,47 7,47 7,46 SD 0,03 0,04 0,03 0,01 0,01 0,02 0,03 0,03
Zeitpunkt
Zeitpunkt
IX Anhang
237
Tabelle X c: pH-Werte im Vollblut an Tag 18 der Kontrolle bzw. Applikation (Einzelwerte,
Mw ±SD)
0 h 8 h 16 h 24 h Pferd Kontr. Applik. Kontr. Applik. Kontr. Applik. Kontr. Applik.Pferd I 7,50 7,48 7,45 7,44 7,46 7,45 7,49 7,49 Pferd II 7,48 7,45 7,44 7,42 7,46 7,46 7,46 7,45 Pferd III 7,47 7,46 7,46 7,47 7,44 7,51 7,43 7,45 Pferd IV 7,52 7,44 7,50 7,47 7,46 7,43 7,48 7,47 Pferd V 7,46 7,44 7,47 7,44 7,44 7,44 7,48 7,49 Mw 7,49 7,45 7,46 7,45 7,45 7,46 7,47 7,47 SD 0,02 0,02 0,02 0,02 0,01 0,03 0,02 0,02
Tabelle X d: pH-Werte im Vollblut an Tag 24 der Kontrolle bzw. Applikation
(Einzelwerte, Mw ±SD)
0 h 8 h 16 h 24 h Pferd Kontr. Applik. Kontr. Applik. Kontr. Applik. Kontr. Applik.Pferd I 7,49 7,46 7,49 7,48 7,43 7,43 7,44 7,47 Pferd II 7,48 7,45 7,44 7,48 7,47 7,41 7,46 7,46 Pferd III 7,46 7,45 7,41 7,44 7,44 7,47 7,50 7,48 Pferd IV 7,46 7,48 7,52 7,45 7,46 7,47 7,48 7,45 Pferd V 7,45 7,52 7,46 7,51 7,46 7,47 7,44 7,49 Mw 7,47 7,47 7,46 7,47 7,45 7,45 7,46 7,47 SD 0,02 0,03 0,04 0,03 0,02 0,03 0,03 0,02
Tabelle X e: pH-Werte im Vollblut an Tag 28 der Kontrolle bzw. Applikation
(Einzelwerte, Mw ±SD)
0 h 8 h 16 h 24 h Pferd Kontr. Applik. Kontr. Applik. Kontr. Applik. Kontr. Applik.Pferd I 7,42 7,45 7,41 7,44 7,47 7,45 7,47 7,48 Pferd II 7,48 7,43 7,45 7,44 7,49 7,43 7,48 7,43 Pferd III 7,43 7,45 7,41 7,49 7,46 7,46 7,34 7,48 Pferd IV 7,42 7,41 7,44 7,42 7,46 7,46 7,42 7,45 Pferd V 7,47 7,46 7,46 7,47 7,44 7,46 7,47 7,43 Mw 7,44 7,44 7,43 7,45 7,46 7,45 7,44 7,45 SD 0,03 0,02 0,02 0,03 0,02 0,01 0,06 0,03
Zeitpunkt
Zeitpunkt
Zeitpunkt
238
Tabelle XI a-c: Calciumaufnahme, -ausscheidung und –Bilanz während der Kontroll-
und Applikationsphase
Tabelle XI a: Calciumaufnahme während der Kontroll- und Applikationsphase
Ca-Aufnahme (g/Tag)
Pferd Behandlung Zeitpunkt Heu Trocken-schnitzel Total
14. – 18. Tag 8,71 24,50 33,22 Kontrolle 24. – 28. Tag 8,70 24,50 33,21 14. – 18. Tag 8,22 19,74 27,96
I Applikation
24. – 28. Tag 8,23 19,74 27,97 14. – 18. Tag 7,99 22,92 30,92 Kontrolle 24. – 28. Tag 8,00 22,92 30,92 14. – 18. Tag 9,09 22,92 32,00
II Applikation
24. – 28. Tag 9,09 22,92 32,01 14. – 18. Tag 10,31 29,10 39,40 Kontrolle 24. – 28. Tag 10,31 29,10 39,41 14. – 18. Tag 9,74 23,44 33,18
III Applikation
24. – 28. Tag 9,75 23,44 33,19 14. – 18. Tag 8,18 23,74 31,91 Kontrolle 24. – 28. Tag 10,78 23,74 34,51 14. – 18. Tag 8,80 22,92 31,71
IV Applikation
24. – 28. Tag 8,80 22,92 31,72 14. – 18. Tag 8,42 24,40 32,82 Kontrolle 24. – 28. Tag 8,48 24,40 32,88 14. – 18. Tag 9,63 24,40 34,03
V Applikation
24. – 28. Tag 9,62 24,40 34,01 14. – 18. Tag 8,72 24,93 33,65 Kontrolle 24. – 28. Tag 9,25 24,93 34,19 14. – 18. Tag 9,10 22,68 31,78
Mw Applikation
24. – 28. Tag 9,10 22,68 31,78 14. – 18. Tag 0,93 2,41 3,33 Kontrolle 24. – 28. Tag 1,22 2,41 3,19 14. – 18. Tag 0,63 1,75 2,33
SD Applikation
24. – 28. Tag 0,62 1,75 2,32
IX Anhang
239
Tabelle XI b: Calciumausscheidung während der Kontroll- und Applikationsphase
Harn Kot Ca-Ausscheidung (g/Tag)
Pferd Behand-lung Tag Menge
(kg/Tag)Dichte
(g/l) Volumen (l/Tag)
Ca-Gehalt (mg/l)
Menge (kg uS)
Menge (kg TS)
Ca-Gehalt (g/kg TS) Harn Kot Total
14 - 18 7,99 1,03 7,77 1436 12,12 2,35 5,63 11,16 13,22 24,38 Kon- trolle 24 - 28 7,43 1,03 7,21 2031 11,29 2,25 5,90 14,64 13,28 27,92
14 - 18 9,37 1,02 9,16 1817 11,36 2,39 5,11 16,64 12,20 28,84 I
Appli-kation 24 - 28 8,00 1,03 7,79 2119 10,44 2,16 5,51 16,51 11,90 28,41
14 - 18 10,01 1,02 9,77 1256 12,93 2,68 6,16 12,28 16,50 28,77 Kon- trolle 24 - 28 8,14 1,02 7,97 978 12,07 2,46 5,14 7,79 12,65 20,44
14 - 18 8,74 1,02 8,56 1276 14,19 2,80 5,72 10,91 16,04 26,95 II
Appli-kation 24 - 28 6,23 1,03 6,07 1742 14,18 2,75 4,44 10,58 12,20 22,78
14 - 18 6,83 1,03 6,61 1457 12,40 2,79 8,29 9,63 23,11 32,74 Kon- trolle 24 - 28 5,76 1,03 5,57 1880 13,18 2,88 8,10 10,47 23,31 33,78
14 - 18 8,01 1,03 7,78 1652 12,64 2,71 7,46 12,86 20,22 33,08 III
Appli-kation 24 - 28 7,09 1,03 6,90 1539 15,37 3,05 7,69 10,62 23,44 34,06
14 - 18 3,77 1,04 3,62 1887 10,78 2,07 6,55 6,83 13,54 20,37 Kon- trolle 24 - 28 4,48 1,04 4,32 2257 13,02 2,48 5,02 9,75 12,44 22,19
14 - 18 7,42 1,03 7,24 2085 13,09 2,56 6,76 15,09 17,29 32,38 IV
Appli-kation 24 - 28 6,72 1,03 6,53 1952 13,21 2,54 5,95 12,75 15,09 27,84
14 - 18 7,16 1,03 6,97 1231 8,51 1,91 6,93 8,57 13,23 21,81 Kon- trolle 24 - 28 8,11 1,03 7,89 944 8,01 1,78 6,39 7,45 11,37 18,82
14 - 18 13,31 1,02 13,07 908 10,30 2,28 6,99 11,87 15,93 27,81 V
Appli-kation 24 - 28 7,24 1,02 7,07 1412 7,61 1,90 7,18 9,98 13,65 23,63
14 - 18 7,15 1,03 6,95 1453 11,35 2,36 6,71 9,70 15,92 25,62 Kon- trolle 24 - 28 6,78 1,03 6,59 1618 11,51 2,37 6,11 10,02 14,61 24,63
14 - 18 9,37 1,02 9,16 1548 12,32 2,55 6,41 13,48 16,34 29,81 Mw
Appli-kation 24 - 28 7,05 1,03 6,87 1753 12,16 2,48 6,15 12,09 15,26 27,34
14 - 18 2,26 0,01 2,23 263 1,77 0,38 1,00 2,14 4,25 5,11 Kon- trolle 24 - 28 1,61 0,01 1,59 615 2,10 0,40 1,25 2,88 4,91 6,16
14 - 18 2,32 0,00 2,31 462 1,52 0,22 0,97 2,35 2,89 2,76 SD
Appli-kation 24 - 28 0,65 0,00 0,64 290 3,13 0,46 1,30 2,69 4,75 4,50
240
Tabelle XI c: Calcium-Bilanz während der Kontroll- und Applikationsphase
Ca-Aufnahme
(g/Tag)
Ca-Ausscheidung (g/Tag)
Ca-Bilanz (g/Tag)
Pferd Behand-lung Tag Total Harn Kot Total Auf-
nahme Exkre-
tion Total
14 - 18 33,22 11,16 13,22 24,38 33,22 24,38 8,83 Kontrolle 24 - 28 33,21 14,64 13,28 27,92 33,21 27,92 5,29 14 - 18 27,96 16,64 12,20 28,84 27,96 28,84 -0,88
I Applikation
24 - 28 27,97 16,51 11,90 28,41 27,97 28,41 -0,44 14 - 18 30,92 12,28 16,50 28,77 30,92 28,77 2,15 Kontrolle 24 - 28 30,92 7,79 12,65 20,44 30,92 20,44 10,48 14 - 18 32,00 10,91 16,04 26,95 32,00 26,95 5,05
II Applikation
24 - 28 32,01 10,58 12,20 22,78 32,01 22,78 9,23 14 - 18 39,40 9,63 23,11 32,74 39,40 32,74 6,66 Kontrolle 24 - 28 39,41 10,47 23,31 33,78 39,41 33,78 5,63 14 - 18 33,18 12,86 20,22 33,08 33,18 33,08 0,11
III Applikation
24 - 28 33,19 10,62 23,44 34,06 33,19 34,06 -0,87 14 - 18 31,91 6,83 13,54 20,37 31,91 20,37 11,54 Kontrolle 24 - 28 34,51 9,75 12,44 22,19 34,51 22,19 12,32 14 - 18 31,71 15,09 17,29 32,38 31,71 32,38 -0,67
IV Applikation
24 - 28 31,72 12,75 15,09 27,84 31,72 27,84 3,88 14 - 18 32,82 8,57 13,23 21,81 32,82 21,81 11,01 Kontrolle 24 - 28 32,88 7,45 11,37 18,82 32,88 18,82 14,06 14 - 18 34,03 11,87 15,93 27,81 34,03 27,81 6,22
V Applikation
24 - 28 34,01 9,98 13,65 23,63 34,01 23,63 10,38 14 - 18 33,65 9,70 15,92 25,62 33,65 25,62 8,04 Kontrolle 24 - 28 34,19 10,02 14,61 24,63 34,19 24,63 9,56 14 - 18 31,78 13,48 16,34 29,81 31,78 29,81 1,97
Mw Applikation
24 - 28 31,78 12,09 15,26 27,34 31,78 27,34 4,43 14 - 18 3,33 2,14 4,25 5,11 3,33 5,11 3,82 Kontrolle 24 - 28 3,19 2,88 4,91 6,16 3,19 6,16 3,95 14 - 18 2,33 2,35 2,89 2,76 2,33 2,76 3,39
SD Applikation
24 - 28 2,32 2,69 4,75 4,50 2,32 4,50 5,26
IX Anhang
241
Tabelle XII a-c: Phosphoraufnahme, -ausscheidung und –Bilanz während der Kontroll-
und Applikationsphase
Tabelle XII a: Phosphoraufnahme während der Kontroll- und Applikationsphase
P-Aufnahme (g/Tag)
Pferd Behandlung Zeitpunkt Heu Trocken-schnitzel Total
14. – 18.Tag 4,14 1,93 6,07 Kontrolle 24. – 28.Tag 4,14 1,93 6,07 14. – 18. Tag 4,69 2,15 6,84
I Applikation
24. – 28.Tag 4,70 2,15 6,85 14. – 18. Tag 4,56 1,76 6,32 Kontrolle 24.- 28. Tag 4,56 1,76 6,32 14. – 18. Tag 4,87 1,94 6,81
II Applikation
24. – 28. Tag 4,87 1,94 6,81 14. – 18. Tag 4,90 2,30 7,19 Kontrolle 24. – 28. Tag 4,90 2,30 7,19 14. – 18. Tag 5,56 2,56 8,11
III Applikation
24. – 28. Tag 5,56 2,56 8,12 14. – 18.Tag 3,88 1,87 5,76 Kontrolle 24. – 28.Tag 5,12 1,87 6,99 14. – 18. Tag 4,71 1,94 6,66
IV Applikation
24. – 28.Tag 4,72 1,94 6,66 14. – 18. Tag 4,80 1,87 6,68 Kontrolle 24.- 28. Tag 4,84 1,87 6,71 14. – 18. Tag 5,16 2,07 7,23
V Applikation
24. – 28. Tag 5,15 2,07 7,22 14. – 18. Tag 4,46 1,95 6,40 Kontrolle 24. – 28. Tag 4,71 1,95 6,66 14. – 18. Tag 5,00 2,13 7,13
Mw Applikation
24. – 28. Tag 5,00 2,13 7,13 14. – 18. Tag 0,43 0,21 0,55 Kontrolle 24. – 28. Tag 0,38 0,21 0,46 14. – 18. Tag 0,36 0,25 0,59
SD Applikation
24. – 28. Tag 0,36 0,25 0,59
242
Tabelle XII b: Phosphorausscheidung während der Kontroll- und Applikationsphase
Harn Kot P-Ausscheidung (g/Tag)
Pferd Behand-lung Tag Menge
(kg/Tag)Dichte
(g/l) Volumen (l/Tag)
P-Gehalt (mg/l)
Menge (kg uS)
Menge (kg TS)
P-Gehalt (g/kgTS) Harn Kot Total
14 - 18 7,99 1,03 7,77 0,05 12,12 2,35 3,06 0,05 7,18 7,19Kon- trolle 24 - 28 7,43 1,03 7,21 0,05 11,29 2,25 3,27 0,05 7,36 7,37
14 - 18 9,37 1,02 9,16 0,00 11,36 2,39 3,17 0,00 7,57 7,57I
Appli-kation 24 - 28 8,00 1,03 7,79 0,00 10,44 2,16 3,28 0,00 7,08 7,09
14 - 18 10,01 1,02 9,77 0,04 12,93 2,68 2,69 0,04 7,20 7,21Kon- trolle 24 - 28 8,14 1,02 7,97 0,05 12,07 2,46 2,83 0,05 6,96 6,97
14 - 18 8,74 1,02 8,56 0,00 14,19 2,80 3,57 0,00 10,01 10,01II
Appli-kation 24 - 28 6,23 1,03 6,07 0,00 14,18 2,75 2,62 0,00 7,20 7,20
14 - 18 6,83 1,03 6,61 0,05 12,40 2,79 3,34 0,05 9,31 9,31Kon- trolle 24 - 28 5,76 1,03 5,57 0,06 13,18 2,88 3,30 0,06 9,49 9,50
14 - 18 8,01 1,03 7,78 0,00 12,64 2,71 3,12 0,00 8,46 8,46III
Appli-kation 24 - 28 7,09 1,03 6,90 0,00 15,37 3,05 3,01 0,00 9,17 9,17
14 - 18 3,77 1,04 3,62 0,06 10,78 2,07 3,16 0,06 6,53 6,54Kon- trolle 24 - 28 4,48 1,04 4,32 0,06 13,02 2,48 2,76 0,06 6,84 6,84
14 - 18 7,42 1,03 7,24 0,00 13,09 2,56 3,33 0,00 8,52 8,52IV
Appli-kation 24 - 28 6,72 1,03 6,53 0,00 13,21 2,54 2,58 0,00 6,54 6,54
14 - 18 7,16 1,03 6,97 0,05 8,51 1,91 3,35 0,05 6,40 6,40Kon- trolle 24 - 28 8,11 1,03 7,89 0,05 8,01 1,78 3,92 0,05 6,98 6,98
14 - 18 13,31 1,02 13,07 0,00 10,30 2,28 4,44 0,00 10,12 10,12V
Appli-kation 24 - 28 7,24 1,02 7,07 0,00 7,61 1,90 3,91 0,00 7,44 7,44
14 - 18 7,15 1,03 6,95 0,05 11,35 2,36 3,12 0,05 7,33 7,33Kon- trolle 24 - 28 6,78 1,03 6,59 0,06 11,51 2,37 3,22 0,06 7,53 7,53
14 - 18 9,37 1,02 9,16 0,00 12,32 2,55 3,53 0,00 8,93 8,93Mw
Appli-kation 24 - 28 7,05 1,03 6,87 0,00 12,16 2,48 3,08 0,00 7,49 7,49
14 - 18 2,26 0,01 2,23 0,01 1,77 0,38 0,27 0,01 1,17 1,17Kon- trolle 24 - 28 1,61 0,01 1,59 0,00 2,10 0,40 0,46 0,00 1,12 1,12
14 - 18 2,32 0,00 2,31 0,00 1,52 0,22 0,54 0,00 1,10 1,10SD
Appli-kation 24 - 28 0,65 0,00 0,64 0,00 3,13 0,46 0,55 0,00 1,00 1,00
IX Anhang
243
Tabelle XII c: Phosphor-Bilanz während der Kontroll- und Applikationsphase
P-Aufnahme(g/Tag)
P-Ausscheidung (g/Tag)
P-Bilanz (g/Tag)
Pferd Behand-lung Tag Total Harn Kot Total Auf-
nahmeExkre-
tion Total
14 - 18 6,07 0,05 7,18 7,19 6,07 7,19 -1,11 Kontrolle 24 - 28 6,07 0,05 7,36 7,37 6,07 7,37 -1,30 14 - 18 6,84 0,00 7,57 7,57 6,84 7,57 -0,72
I Applikation
24 - 28 6,85 0,00 7,08 7,09 6,85 7,09 -0,24 14 - 18 6,32 0,04 7,20 7,21 6,32 7,21 -0,89 Kontrolle 24 - 28 6,32 0,05 6,96 6,97 6,32 6,97 -0,65 14 - 18 6,81 0,00 10,01 10,01 6,81 10,01 -3,20
II Applikation
24 - 28 6,81 0,00 7,20 7,20 6,81 7,20 -0,39 14 - 18 7,19 0,05 9,31 9,31 7,19 9,31 -2,12 Kontrolle 24 - 28 7,19 0,06 9,49 9,50 7,19 9,50 -2,30 14 - 18 8,11 0,00 8,46 8,46 8,11 8,46 -0,34 III
Applikation 24 - 28 8,12 0,00 9,17 9,17 8,12 9,17 -1,06 14 - 18 5,76 0,06 6,53 6,54 5,76 6,54 -0,78 Kontrolle 24 - 28 6,99 0,06 6,84 6,84 6,99 6,84 0,15 14 - 18 6,66 0,00 8,52 8,52 6,66 8,52 -1,86
IV Applikation
24 - 28 6,66 0,00 6,54 6,54 6,66 6,54 0,12 14 - 18 6,68 0,05 6,40 6,40 6,68 6,40 0,27
Kontrolle 24 - 28 6,71 0,05 6,98 6,98 6,71 6,98 -0,27 14 - 18 7,23 0,00 10,12 10,12 7,23 10,12 -2,89
V Applikation
24 - 28 7,22 0,00 7,44 7,44 7,22 7,44 -0,21 14 - 18 6,40 0,05 7,33 7,33 6,40 7,33 -0,93 Kontrolle 24 - 28 6,66 0,06 7,53 7,53 6,66 7,53 -0,87 14 - 18 7,13 0,00 8,93 8,93 7,13 8,93 -1,80
Mw Applikation
24 - 28 7,13 0,00 7,49 7,49 7,13 7,49 -0,36 14 - 18 0,55 0,01 1,17 1,17 0,55 1,17 0,86 Kontrolle 24 - 28 0,46 0,00 1,12 1,12 0,46 1,12 0,96 14 - 18 0,59 0,00 1,10 1,10 0,59 1,10 1,27
SD Applikation
24 - 28 0,59 0,00 1,00 1,00 0,59 1,00 0,43
Danksagung
Herzlich bedanken möchte ich mich bei Herrn Prof. Dr. M. Coenen für die Überlassung
des Themas und die freundliche und tatkräftige Unterstützung sowohl bei der Klärung
wissenschaftlicher Fragen als auch bei der Lösung praktischer Probleme.
Mein besonderer Dank gilt Frau Dr. Ingrid Vervuert, die mir jederzeit fachkundige
Hilfestellung geboten hat, aber auch bei der praktischen Durchführung der Versuche
immer zur Seite stand und mich immer wieder motiviert hat. Ingrid, Du bist klasse!
Frau Rosa Barsnick möchte ich für die bewegte, aber auch sehr lustige Zeit danken. Es hat
mit Dir echt Spaß gemacht!!
Bei Frau Sarah Winkelsett sowie Herrn Peter Rust und seinem Laborteam möchte ich für
die Unterstützung bei der Analyse meiner Proben bedanken.
Vielen Dank auch der Pfleger-Mannschaft aus dem Tierhaus, vor allem Frau U. Liedtke
und Herrn M. Patzer, und den Ruthe-Angestellten um Herrn Dr. C. Sürie für die
Betreuung der Pferde.
Herrn Prof. Forssmann (IPF Hannover) möchte ich für die großzügige Bereitstellung des
hPTH (1-37) danken.
Ein großes Dankeschön auch an alle Leute, die mich während dieser turbulenten Zeit
begleitet haben und mich immer wieder motiviert und unterstützt haben. Besonders
möchte ich mich bei meinen Stallzicken Bianca, Birte, Hilli und Birgit (incl. Anhang),
sowie bei Astrid, Sandra, Betje und Hans bedanken. Ihr seid spitze!
Meinem Larsemann möchte ich ganz herzlich für seine Unterstützung und seinen
geduldigen Zuspruch und die Aufmunterungen danken. Danke, dass es Dich gibt!
Meinen Eltern, meinem Bruder und meinem Ömchen gilt der größte Dank. Danke, dass
Ihr das alles ermöglicht habt.