Aus dem Zentralinstitut fur Ernahrung in Potsdam-Rehbrucke (Direktor : Prof. Dr. H. HAENEL), Forschungszentrum fur Molekularbiologie und Medizin, Akademie der Wissenschaft der DDR

Papierchromatographische und polarographische Bestimmung von Athylenthioharnstoff-Ruckstanden

in Lebensmittelnl

R. ENGST und W. SCHNAAK

Fur die Bestimmung von Athylenthioharnstoff-Ruckstanden in pflanzlichen und tierischen Lebensmitteln wird eine kombinierte papierchromatographisch-polarographische Methode beschrieben. Die quantitative Auswertung erfolgt wahlweise durch visuellen Fleckenvergleich des papierchromatographisch abgetrennten Athylenthioharnstoffs oder, genauer, durch im- pulspolarographische Messung der vom Papierchromatogramm eluierten und anschlie5end nitrosierten Substanz. Nach der gegebenen Vorschrift lassen sich in Abhangigkeit vom unter- suchten Material noch 0.05 - 0 , ~ ppm Athylenthioharnstoff quantitativ erniitteln. Die durch- schnittliche Wiederauffindungsquote liegt bei 75 "/o. Die Methode wurde an Kartoffeln, Toma- ten, Fleisch und Leber erprobt.

Athylenthioharnstoff ist ein Abbauprodukt der fungiziden Pflanzenschutzmittel auf der Basis von bthylen-bis-dithiocarbamaten (Maneb, Zineb, Mancozeb, Nabam). Die Substanz ist als technische Verunreinigung bereits in den zur Anwendung gelangenden Wirkstoffen vorhanden [I, 21 ; sie bildet sich daruber hinaus im Verlaufe des Metabolismus im pflanzlichen [3, 41 und tierischen Organismus [5 ] . Damit besteht die Moglichkeit, daB sich dthylenthioharnstoff auf oder in Lebensmitteln findet.

Das Vorkommen der Ruckstande von Pflanzenschutz- und Schadlingsbekampfungsmitteln ist durch Toleranzfestlegungen eingeschrankt [6], deren Einhaltung kontrolliert werden muJ3. Dies ist besonders von Bedeutung, wenn - wie bei den Dithiocarbamaten - der Metabolit (khylenthio- harnstoff) eine bedenklichere saugetiertoxische Wirkung entwickelt als die ursprunglich eingesetzten Wirkstoffe.

Dithiocarbamate und in besonderem MaBe dthylenthioharnstoff zeigen, wie Thioharnstoff selbst. ausgepragte thyreotoxische Eigenschaften, die sich in einer Hemmung der Schilddriisenfunktion infolge Storung des Jodstoffwechsels und einer dadurch bedingten Zunahme des Driisengewichtes au5ern [7, 81. Mit Athylenthioharnstoff behandelte Versuchstiere zeigen im Vergleich zur Kontroll- gruppe eine verringerte Gewichtsentwicklung [7. 81. Bei Thioharnstoff, der fruher bisweilen zur Oberflachenkonservierung von Citrusfruchten verwendet wurde, wurden neben thyreotoxischen auch cancerogene Eigenschaften festgestellt. Seine Verwendung fur Konservierungszwecke ist deshalb abgelehnt bzw. verboten worden [g]. uber cancerogene Wirkungen des Athylenthioharnstoffs bei Mausen haben INNES u. a. [IO] berichtet. Wirkungsanalogien bieten sich an. Besondere Aufmerk- samkeit ist deshalb geboten, um zu vermeiden, daJ3 uber Dithiocarbamat-Ruckstande nennenswerte Mengen von Thioharnstoff-Derivaten in die Nahrung gelangen.

Ruckstande von Athylenthioharnstoff in pflanzlichen Materialien und Milchprodukten lassen sich nach ONLEY u. a. [I I] dunnschicht- und gaschromatographisch bestimmen. Bei diesen Verfahren wird die Lebensmittelprobe mit Chloroform-Athanol extrahiert und durch Zusatz von Natrium- chlorid-Losung eine Trennung der athylenthioharnstoffhaltigen organischen Phase von der waJ3rigen

1 Herrn Prof. Dr . U. FREIMUTH anlaalich der Vollendung seines 60. Lebensjahres freundlichst zu- geeignet

598 ENGSTISCHNAAK

Phase herbeigefiihrt. Nach saulenchromatographischer Reinigung an Cellulose und Aluminiumoxid wird der Extrakt dunnschichtchromatographisch auf Aluminiumoxid-Platten aufgetrennt und Athylenthioharnstoff mit GRoTEs-Reagenz nachgewiesen. Zur gaschromatographischen Analyse wird der Athylenthioharnstoff rnit I-Brombutan alkyliert und das Reaktionsprodukt bestimmt. Ein ahnliches gaschromatographisches Verfahren fur pflanzliche Produkte, bei dem der Athylenthio- harnstoff vor der Bestimmung ebenfalls mit I-Brombutan alkyliert wird, haben HAINES u. a. [12] beschrieben. Ein demgegenuber bei der Extraktion und Reinigung vereinfachtes gaschromatogra- phisches Verfahren zur Untersuchung von Apfeln hat NEWSOME [I 31 vorgeschlagen. Dauach wird Athylenthioharnstoff mit Methanol extrahiert und in dem so erhaltenen ungereinigten Extrakt rnit Benzylchlorid umgesetzt. Das gebildete S-Benzyl-Thioharnstoff-Derivat ist im Gegensatz zum Athylenthioharnstoff im Benzol loslich und kann auf diese Weise einfach abgetrennt werdeu. An- schliel3end wird mit Trifluoressigsaureanhydrid umgesetzt und der gebildete N-Trifluoracetyl-S- Benzylathylenthioharnstoff durch Gas-Fliissig-Chromatographie bestimmt.

Zielsetzung

Zur Bestimmung kleinster Mengen von Pestiziden sind auch wiederholt polaro- graphische Methoden verwendet worden. Sie bieten sich besonders dann an, wenn die zu bestimmende Substanz polarographisch aktiv ist bzw. durch eine einfache Derivat- Bildung in eine polarographisch aktive Form gebracht werden kann. Da dies auch bei Thioharnstoffderivaten moglich ist, setzten wir uns das Ziel, eine Methode zur Be- stimmung von Athylenthioharnstoff zu erarbeiten, die eine hohe Empfindlichkeit aufweist und zur Untersuchung pflanzlichen und tierischen Materials geeignet ist.

Exfierimenteller T e i l

I. Zum fiolarografihischen. Verhalten von A'thylenthioharnstof f

Thioharnstoffe bilden rnit Quecksilber schwerlosliche Komplexe. Diese Komplex- bildung ist Ursache fur das Auftreten einer anodischen polarographischen Stufe, die in geeigneten Grundlosungen von einer Adsorptionsvorstufe begleitet ist [14]. Die anodische Stufe des Athylenthioharnstoffs ist nach unseren Erfahrungen zur Spuren- analyse wegen zu geringer Empfindlichkeit ungeeignet. Eine Empfindlichkeitssteige- rung laBt sich erzielen, wenn die Messung nach der voltammetrischen Methode am hangenden Tropfen durchgefuhrt wird. BERGE u. a. [IS] erfaoten bei voller Apparate- empfindlichkeit und einer Anreicherungszeit von 5 -6 min Konzentrationen bis 10-8 M Thioharnstoff. Der bei dieser Arbeitsweise auftretende analytisch anwendbare katho- dische Peak entspricht der Auflosung von Quecksilbersulfid, das sich bei dem positi- veren Potential wahrend der Anreicherung an der Tropfenoberflache gebildet hat. Die direkte polarographische Reduktion von Athylenthioharnstoff ist nach unseren Feststellungen innerhalb des bei Anwendung waBriger Losungen zur Verfiigung ste- henden Potentialbereiches nicht moglich.

Eine Empfindlichkeitssteigerung lie13 sich jedoch auch erzielen, wenn die Bestim- mung des Athylenthioharnstoffs uber das Nitroso-Derivat rnit Hilfe eines Kathoden- strahlpolarographen vorgenommen wurde. Diese Arbeitsweise hat zudem den Vorteil, da13 Storungen durch oberflachenaktive Substanzen, wie sie in biologischen Materia- lien naturgemao vorkommen, weitgehend vermieden werden. Die Nitrosierung selbst verlauft im Konzentrationsbereich von O,I - 10 pg/ml in saurer Losung innerhalb von 10 min quantitativ. uberschussige freie salpetrige Saure ist ebenfalls polarographisch

Bthylenthioharnstoff-Ruckstande in Lebensniitteln 599

Abb. I. Impulspolarogramm von nitrosiertem Athylenthio- harnstoff. C = 0,5 pg/ml; Start-Potential: -0,40 V; Peak-

Potential: -0.74 V

aktiv und fuhrt wie Luftsauerstoff zu einem erhohten und unregelmaBigen Verlauf des Grundstromes. Deshalb haben wir vor der Messung rnit Natriumacetat abge- stumpft und die Losung danach rnit Stickstoff entluftet. Die so vorbereitete Losung ergab bei der kathodischen Messung einen gut auswertbaren Peak des nitrosierten Athylenthioharnstoffs (Abb. I). Das Peakpotential betragt -0,75 V (Bodenqueck- silber als Bezug).

2. Extraktion und Reinigung der Extrakte

Infolge der relativ hohen Loslichkeit in Wasser (etwa 13%) la& sich Athylenthio- harnstoff rnit den gebrauchlichen organischen Losungsmitteln durch Verteilungs- vorgange nicht quantitativ aus der waorigen Phase des Untersuchungsgutes extra- hieren. Nach dem von ONLEY u. a. [11] beschriebenen Extraktionsverfahren (Vertei- lung zwischen Chloroform-Athanol und der mit Natriumchlorid versetzten wa8rigen Phase) konnten nur etwa 70% der bei Modellanalysen zugesetzten Substanzmenge wiedergefunden werden. Eine nahezu vollstandige Ausbeute erhielten wir dagegen durch mehrmaliges Extrahieren rnit Athanol.

Bei der dunnschicht- und papierchromatographischen Trennung der ungereinigten Extrakte zeigten sich jedoch starke Storungen, die hauptsachlich von Chlorophyllen bzw. bei tierischem Material von schwefelhaltigen Inhaltsstoffen herruhrten. Als geeignet fur die Reinigung der Extrakte erwies sich schliel3lich die Chromatographie an einer Aluminiumoxid-Saule. Ein Teil der Chlorophylle sowie Fettspuren lassen sich namlich rnit Benzol als Vorlauf auswaschen. Bei der anschliel3enden Elution rnit Benzol-Athanol 95 : 5 werden neben dem Athylenthioharnstoff restliche Chlorophylle bzw. bei tierischem Material farblose Inhaltsstoffe entfernt. Stark polare Substanzen, die teilweise an einer schmutzig braunen Farbe der Extrakte erkennbar sind, ver- bleiben in der Saule. Bei Leberextrakten ist wegen des besonders hohen Gehaltes an schwefelhaltigen Substanzen nach unseren Erfahrungen eine zusatzliche Reinigung uber eine Sephadexa LH zo-Saule erforderlich.

Nach diesen Vorbereitungen konnten wir den Ruckstandsgehalt in den Extrakten papierchromatographisch anhand einer Vergleichsreihe des reinen Athylenthioharn- stoffs semiquantitativ ermitteln. Die dunnschichtchromatographische Analyse der Extrakte ergab, dal3 der Athylenthioharnstoff-Nachweis in Abhangigkeit vom unter- suchten Material durch noch vorhandene Extraktivstoffe, hauptsachlich Chlorophylle,

600 ENGSTISCHNAAK

mehr oder weniger stark gestort werden kann. Bei den fur die Papierchromatographie gewahlten Bedingungen befinden sich die noch vorhandenen Reste von Chlorophyllen an der Losungsmittelfront, wahrend sich die schwefelhaltigen Inhaltsstoffe zwischen dem Startpunkt und Rf = 0,5 verteilen. Der Rf-Wert des Athylenthioharnstoffs betraigt 0,6-0,7.

3. Arbeitsvorschrift

Arbeitsvorschrift . Am den vorstehenden Uberlegungen und Untersuchungen resultierte die folgende

3.1. Extraktion und Extraktreinigung

3 .I. I. pflanzliche Produkte

25 g Ausgangsmaterial werden nach Zugabe von 50 ml Athano12 rnit einem Mixgerat (z. B. Ultra- Turrax) unter Stickstoffatmosphare homogenisiert uud anschlieljend 5 min bei etwa 6000 U miu-1 zentrifugiert. Der Uberstand wird abgetrennt und der Riickstand noch einmal in der gleichen Weise extrahiert. Die vereinigten Extrakte werden bis auf ein Restvolumen von 0,5- 1.0 ml eingeengta. Man versetzt den Riickstand rnit 80 ml einer Mischung von Chloroform-Athanol g + I und schiittelt kraftig bis zur Emulsionsbildung. Danach wird, um restliches Wasser zu binden, mit 5-10 g ge- trocknetem, feinpulverisiertem Natriumsulfat versetzt. Man filtriert, wascht rnit etwa 10-20 ml Chloroform-Athanol g + I nach und dampft den Extrakt bis zur Trockne ein. Der Riickstand wird mit etwa z ml Benzol-Chloroform I + I aufgenommen und auf eine Aluminiumoxid-Saule4 gegeben. Danach wird die Saule bis zu einer Eluatmenge von 30 ml rnit dem eben verwendeten Losungsmittel- gemisch gewaschen. Dieses Eluat, das nur storende Pflanzeninhaltsstoffe enthalt, wird verworfen und der Athylenthioharnstoff anschlieljend mit 50 ml Benzol-Athanol 95 + 5 eluiert. Nach dem Eindampfen bis zur Trockne wird rnit I ml Benzol-Athanol I + I aufgenommen.

3.1.2. tierisches Gewebe

25 g Material werden wie unter 3.1.1. beschrieben rnit Athanol extrahiert. Der rohe Extrakt wird rnit zoo ml Chloroform versetzt, bis zur Emulsionsbildung kraftig geschiittelt und durch Zugabe von wasserfreiem Natriumsulfat getrocknet. Nach der Filtration wird zur Trockne eingeengt und der Ruckstand mit ca. 10 ml Benzol aufgelost. Man gibt die Losung uber eine Aluminiumoxid-Saule4 und wascht zur Beseitigung der Fettspuren bis zu einer Eluatmenge von 50 ml rnit Benzol nach. An- schlie5end wird der Athylenthioharnstoff wie unter 3.1.1. beschrieben rnit 50 ml Benzol-Athanol 95 + 5 eluiert und nach dem Abdampfen des Losungsmittels rnit I ml Benzol-Athanol I + I auf- genommen.

Bei Leber wird der Abdampfriickstand des Eluates aus der Aluminiumoxid-Saule mit etwa z ml Athano1 gelost und iiber eine Sephadexo LH 20 -Saule5 gegeben. Als Elutionsmittel dient ebenfalls Athanol. Die Tropfzeit wird auf etwa z s eingestellt und die Eluat-Fraktion von 20-35 ml auf- gefangen. Nach dem Abdampfen des Losungsmittels wird der Riickstand rnit I ml Athanol gelost.

durch Einleiten von Stickstoff entliiftet. Das Abdampfen von Losungsmitteln erfolgt im Vakuumrotationsverdampfer bei 40 "C.

4 6 g Aluminiumoxid nach BROCKMANN (mit Methanol gewaschen und bei 130 "C aktiviert) werden zur Analyse pflanzlicher Produkte rnit Benzol-Chloroform I + I, zur Analyse tierischen Materials rnit Benzol angeriihrt und in ein Chromatographierohr (innerer Durchmesser 1,5 mm) eingefiillt. Der Lbsungsmittel-uberstand wird bis zur Hohe der Aluminiumoxid-Fiillung abgelassen.

5 g SephadexB LH 20 werden rnit dthanol versetzt und zur Quellung 2 h stehen gelassen. Da- nach fiillt man in das Chromatographierohr (innerer Durchmesser 1,5 cm) und laljt den Alkohol- uberstand bis zur Hohe der Sephadex-Fiillung ab.

Athylenthioharnstoff-Riickstande in Lebensmitteln 601

3.2. Pafiierchromatografihische Bestimmung Papiersorte : normales Chromatographiepapier (z. B. 2043 b, SCHLEICHER &

Gr6Be der Chromatogramme: aufgetragene Extraktmenge : Vergleichsreihe : o,~/ I ,o /z ,o /~ ,o pg Athylenthioharnstoff FlieBmittel : Chromatographie : absteigend Sprtihmittel :

Rf-Wert des Athylenthioharn- stoffs :

3.3. Polarographische Bestimmung

3.3. I.

SCHULL) 20 cm breit, 40 cm lang maximal o , ~ ml

Butanol-Athanol-Wasser 120 + 33 + 57 [16]

Mischung aus 20 ml O,OI yo p-Nitrosodimethylanilin in Methanol + 5 ml Palladiumchloridlosung (0,5 mg/ml 0, I N HCl) + 5 ml Wasser 0,6-0,7 ; gelbe Flecke auf rotem Untergrund.

Pafiierchromatogra$hische Abtrennung des A'thylenthioharnsto f f s Der gem. 3.1. I. bzw. 3.1.2. erhaltene vorgereinigte Extrakt (I ml) wird in Form eines 6 cm breiteu

Streifens 6 cm von dem seitlichen Rand des Papierchromatogrammsa entfernt aufgetragen. Im Ab- stand von 2,5 cm vom anderen Rand des Chromatogramms wird ein khylenthioharnstoff-vergleichs- fleck (etwa 2 pg) aufgetiipfelt. Nach dem Entwickeln (20-30 cm) und Trocknen des Chromato- gramms wird der den Vergleichsfleck enthaltende Streifen am Rand in einer Breite von 5 cm parallel zur Chromatographierrichtung abgeschnitten und bespriiht. Anhand des Rf-Wertes kann die Lage des Athylenthioharnstoff-Streifens (Untersuchungsprobe) auf dem restlichen Teil des Chromato- gramms festgestellt werden. Dieser Streifen wird quer zur Chromatographierrichtung in einer Breite von 6-7 cm herausgetrennt und am kurzen Ende spitz zugeschnitten. Mit dem anderen Ende hangt man den Streifen in eine Chromatographiewanne und entwickelt rnit Wasser auf Durchlauf. Von dem an der Spitze des Streifens abtropfenden Eluat werden etwa 5 ml aufgefangen.

3.3.2. Nitrosierung des Athylenthioharnstoffs und polarographische Messung Das nach 3.3.1. gewonnene Eluat wird in einem 15 ml-Schliffkolbchen zu etwa 10 ml verdiinnt und

rnit I ml I%iger Natriumnitrit-Losung und I ml 0.5 N Salzsaure versetzt. Man verschlieBt mit einem Stopfen und 1aBt 10 min stehen. AnschlieBend wird die Losung rnit 2 ml Ioyoiger Natrium- acetat-Losung versetzt und zu 15 ml aufgefiillt. Nach dem Einfiillen in eine polarographische Zelle wird rnit Stickstoff (5 min) entliiftet und mit Hilfe eines Kathodenstrahl-Polarographen (single-sweep- Methode) kathodisch bei einem Startpotential von - 0,40 V (Bodenquecksilber als Bezug) gemessen. Die Auswertung der Peakhohen erfolgt anhand einer Eichkurve.

Zur Festlegung der Eichkurve werden 1,5 bis 25 pg &hylenthioharnstoff in jeweils 10 ml Wasser wie beschrieben nitrosiert und polarographisch gemessen.

4. Bemerkungen zur Methode Die beschriebene kombinierte papierchromatographisch-polarographische Methode

wurde rnit Hilfe von je 5 Beleganalysen fur Fleisch, fur Leber, fur Kartoffeln und fur Tomaten uberpruft. Zugesetzte Athylenthioharnstoff-Mengen wurden im Bereich von O,I - I ,O ppm zu durchschnittlich 77% rnit einer Standardabweichung von +IS% wiedergefunden. Mengen bis zu 0,05 ppm sind ohne weiteres erfaBbar.

Dunnschichtchromatographische Kontrollen von rohen Apfelextrakten, die rnit Athylenthioharnstoff versetzt wurden, ergaben, da13 in Apfelextrakten eine schnelle Zersetzung des Athylenthioharnstoffs stattfindet.

Wegen der leichten Zersetzlichkeit des Athylenthioharnstoffs ist allgemein darauf zu achten, da13 die Extraktions- und Reinigungsoperationen zugig und weitgehend unter Ausschaltung von Oxydationseinflussen (besonders Licht) durchgefuhrt werden.

Abmessungen des Chromatogramms und benutzte Reagenzien wie unter 3.2. beschrieben.

Bei Apfeln war die Methode nicht anwendbar.

602 ENGST/SCHNAAK

Die polarographische Methode wird als objektives Verfahren neben der fur Routine- analysen (Marktkontrolle) geeigneten semiquantitativen, mit grooeren Streuungen behafteten Papierchromatographie (Wiederauffindung 75 +zI%) zur Anwendung in der Riickstandsanalytik empfohlen.

S u m m a r y

R. ENGST and W. SCHNAAK : Chromatographic-polarographic determination of ethylene thiourea residues in foods

The authors describe a combined paper chromatographic-polarographic method for the determina- tion of ethylene thiourea residues in vegetable and animal foods. The quantitative evaluation is performed either by visual spot comparison or, which is more accurate, by impulse polarographic determination of the eluated and nitrosated substance. The present method permits to determine quantitatively ethylene thiourea concentrations as low as 0.05 - 0.2 p.p.m., according to the material under investigation. The mean recovery rate is 70%. The method was tested on potatoes, tomatoes, flesh and liver.

P e a m ~ e P. 3 H r c T M B. I L I H ~ ~ K : XpoMaTorpa+mecKo-nomporpa@mecKoe onpepeneme ocTaTKoB 3THJleHTMOM09eBMHbI B IIMWeBbIX IIpOayKTaX

Ol lHCaH HOM6HHHpOBaHHbIfi HMeTOg C IIpMMeHeHHeM XpOMaTOrpa@HH H a 6 y ~ a r e M IlOJIsIpO- rpa@HM, IIO3BOJlHWIUH8 IIpOBeCTH OIIpeAeJIeHMe OCTaTKOB 3TMJIeHTHOMOYeBMHbI B IIHIIleBbIX IIpOHYKTaX paCTMTeJIbHOr0 H XMBOTHOrO IIpOMCXOX~eHMH. KOJlWleCTBeHHOe O I I p e n e n e H H e IIPOBOAHTCII HJIU IIyTeM BH3YaJIbHOrO CpaBHeHMH IIHTeH BbIAeJIeHHOfi IIyTeM XpOMaTO- rpa@MH H a 6 y ~ a r e 3TMJlt?HTMOMOYeBHHbI MJIM, TOYHee, IIyTeM MMIIyJrbC-IIOJIHpOrpa~MYeC- HOT0 OIIpeneJIeHHH H30JIkIpOBaHHOrO 113 XpOMaTOrpaMM BeIzleCTBa IIOCJIe er0 HMTpO8HpO- BaHHII. no IIpMBeAeHHOMy OIIMCaHHH) MeTOHa B 3aBHCMMOCTM OT MCCJIeHyeMOrO MaTepHaJIa MOXHO KOJIHYeCTBeHHO OIIpeAeJIMTb 0,05-0,2 H. M. 3THJIeHTHOMOYeB11HbI. C p e n H e e 3HaYe- H H e IIpOueHTa 0 6 H a p y X e H M H BeWeCTBa PaBHfieTCH 70%. OIIMCaHHblfi MeTOH OIIpO60BaH H a I E a p T o a e n e , n o M H H o p a x , iwce M neqeme.

L i t e r a t u r

[I] CZEGLkDI-JANK6, G., U. A. H O L L ~ , J. Chromatogr. [Amsterdam] 31, 89 (1967). [2] BONTOYAN, W. R., u. J. B. LOOKER, J. agric. Food Chem. 21, 338 (1973). [3] SATO, F., u. C. TOMIZAWA, Bull. nat. Inst. agric. Sci. [Chiba, Japan], Ser. C, 12, 181 (1960). [4] VONK, J. W., u. A. Kaars SIJPESTEIJN, Ann. appl. Biol. 65. 489 (1970). [ 5 ] WHO/FAO, 1970 Evaluations of some pesticide residues in food, S. 407, Rome 1971. [6] Gesetzbl. d. DDR T1. I, Nr. 3, 1974. [7] GRAHAM, S. L., u. W. H. HANSEN, Bull. Environm. Contam. Toxicol. 7. 19 (1972). [8 ] GRAHAM, S. L., K. J. DAVIS u. C. H. PERRY, J. agric. Food Chem. 21, 324 (1973). [9] DIEMAR, W., u. W. POSTEL, in: Handbuch der Lebensmittelchemie, Bd. I, S. 1125, Springer-

Verlag, Berlin-Heidelberg-New York 1965. [IO] INNES, J. R. M., B. B. ULLAND, M. G. VALERIO, L. PETRUCELLI, L. FISHBEI~, E. R. HART,

A . J. PALLOTTA, R. R. BATES, H. C. FALK, J. J. GART, M. KLEIN, J. MITCHELL u. J. PETER, J. nat. Cancer Inst. 42, 1101 (1969).

[II] ONLEY, J. H., u. G. YIP, J. Assoc. official Anal. Chemists 54, 165 (1971). [12] HAINES, L. D., u. I. R. ADLER, J. Assoc. off. analyt. Chemists 56, 333 (1973). [13] NEWSOME, W. H., J. agric. Food Chem. 20, 967 (1972). [14] BREZINA, &I., u. P. ZUMAN, Die Polarographie in der Medizin, Biochemie und Pharmazie, S. 469,

Akademische Verlagsgesellschaft Geest und Portig R.-G., Leipzig 1956. [IS] BERGE, H., u. P. JEROSCHEWSKI, Z. analyt. Chem. 212, 278 (1965). [16] THORN, G. D., u. R. A. LUDWIG, Recueil Trav. chim. Pays-Bas 79, 160 (196 ).

Prof. Dr. R. ENGST und Dip1.-Chem. W. SCHNAAK, Zentralinstitut fur Ernahrung, Bereich Fremd- stoffe in Nahrung und Erniihrung, DDR-1505 Bergholz-Rehbrucke, ,Arthur-Scheunert-Allee I 14- I 16

Eingegangen 6. 3. 1974