Présenté par: Mademoiselle BENSAADA Fatima ZohraExaminateur: Mr. Taleb M. Z. Examinateur : Mr Abi Encadreur : Mr Bensahla Talet A. Co- encadreur: Mlle Dalouche F. ésenté pour l’obtention

Mémoire pr

Laboratoire D’

Contribution à l’étude de la biologie du

Trachurus mediterraneus

gamétogenèse, période de ponte, indice de condition, fécondité et lecture des otolithes

Mademoiselle BENSAADA Fatima Zohra

Membres du jury :

Président : Mr Baba-

Examinateur: Mr. Taleb M. Z.

Examinateur : Mr Abi

Encadreur : Mr Bensahla Talet A.

Co- encadreur : Mlle Dalouche F.

moire présenté pour l’obtention du diplôme de

MAGISTER

Laboratoire D’aquaculture et Bioremediation – Aquabior

Intitulé :

Contribution à l’étude de la biologie du Chinchard

(Steindachner, 1868) pêché dans la baie d’Oran


Présenté par:

Mademoiselle BENSAADA Fatima Zohra

Soutenu le 08/05/2012

-Hamed. M. B Professeur Université d’Oran

Taleb M. Z. Maître de conférences

Mr Abi-Ayad S.-M. E.-A. Professeur

Mr Bensahla Talet A. Professeur

: Mlle Dalouche F. Maître-assistante A

Année Universitaire : 2011/2012

Aquabior

pêché dans la baie d’Oran : étude de la


Université d’Oran

Maître de conférences Université d’Oran


rofesseur Université d’Oran


Remerciements

Je souhaite tout d’abord remercier mon promoteur Mr Bensahla Talet .A et mon co-

promoteur Melle Dalouche .F, leur relectures attentives, leur conseils et leur correction m’ont

permis tout au long de ce travail d’écriture de faire évaluer fortement ma réflexion et mon

manuscrit.

Je remercie également les membres du jury président Mr Baba-Hamed d’avoir

accepté de rapporter sur mon manuscrit, ainsi que les examinateurs Mr Abi-Ayad S.-

M. E.-A et Mr Taléb. Z.

Je remercie particulièrement l’ensemble de l’équipe AQUABIOR avec lesquels ce fut

toujours un plaisir de travailler. Un grand merci à Gherram .M et Tahari .F Z pour les conseils

qui m’ont donnés, leur chaleur humaine et toute leur qualité de travail, qui m’ont permis

d’initier ce travail de mémoire.

Je remercie Nassima pour sa disposition et sa gentillesse, Mr Bensahla .L pour les

connaissances qu’il m’a apportées dans les statistiques (la pratique des logiciels), ainsi que

Guendouz .M, et tous mes collègues biologistes.

Pour terminer j’embrasse chaleureusement ma famille, en particulier mes parents pour leur

patience et leur inconditionnel soutien, ma sœur et mon frère (qui se connaissent).

Résumé

Résumé

Cette étude a été réalisée sur la biologie d'une espèce de carangidés de la baie d’Oran:

Trachurus mediterraneus (Steindachner, 1868). 1251 individus ont échantillonnés de juillet

2010 à juin 2011. La longueur moyenne totale a été estimée à 20,16cm pour les femelles et

20,42 cm pour les mâles. Les longueurs totales obtenues à partir des échantillons étudiés sont

comprise entre 13,2cm et 29,4cm et un intervalle plus large de poids compris entre 13,2g et

29,4g.

Nous avons examiné la sexe ratio, la taille et l'âge à la première maturité, la fécondité, la

période de reproduction, l'âge et croissance chez cette espèce. La sexe ratio globale chez les

femelles et les mâles est de 0,36 et 0,42 respectivement. Il varie d'un mois à l'autre. La taille à

la première maturité est de15 cm chez les mâles et les femelles soit 1 ans.

La reproduction a lieu pendant la période printemps-été avec une forte activité

reproductrice d’avril à juin. Une étude histologique des gonades et une analyse statistique des

variables biométriques (RGS, RHS, Kc) ont été aussi utilisées pour étudier la biologie du

chinchard, Trachurus mediterraneus. Cinq stades de maturité sexuelle peuvent être décrite

dans les deux sexes mâles et femelles. L'indice gonado-somatic, atteint sa valeur maximale

en mai-juin.

La fécondité varie entre 2063 et 18854 ovocytes. Les diamètres ovocytaires varient entre

38.4μm et704μm avec une moyenne de 262,19μm.

Les paramètres de croissance de Van Bertalanffy pour les deux sexes sont:

Femelles : L∞ =22cm, to = -4,57ans et K = 0,625an

Mâles : L∞ =24cm, to = -5,249 ans et K = 0,625an

Le taux d’allométrie b de l'équation conduit à la valeur 4,64, ce qui indique que la

croissance du poids est allométrique majorante.

Mots clés: Trachurus mediterraneus, Baie d’Oran, sex-ratio, reproduction, fécondité,croissance.

Abstract

Abstract

This study was achieved on the biology of a species of Carangidae fished in the Bay of

Oran: Trachurus mediterraneus (Steindachner, 1868). 1251 individuals were sampled from

July 2010 to june 2011.

The total average length was estimated at 20.16 cm for females and 20.42 cm for males;

the total length obtained from the samples studied are between 13.2 cm and 29.4 cm and a

broader range of weight from 1.7g to 174.1 g. We examined the sex ratio, size and age at first

maturity, fecundity, reproductive period, age and growth in this species.

The overall sex ratio for females and males is 0.36 and 0.42 respectively. It varies from a

month to another. The size at first maturity is 15 cm in males and females which corresponds

to one year of age. Spawning occurs during spring and summer with high reproductive

activity in April-June, a histological study of gonads and a statistical analysis of the biometric

variables (RGS, RHS, Kc) were also used to study the biology of horse mackerel, Trachurus

mediterraneus.

Six stages of sexual maturity can be described in both male and female sexes. Gonado-

somatic index, reaches its maximum value in May-June.

Fertility varies between 2063 and 18,854 eggs. The oocyte diameters ranging from 38.4μm

et704μm with an average of 262.19 μm.

Growth parameters of Von Bertalanffy for both sexes are:

Females: L ∞ = 22 cm, to = -4.57 years, K = 0.625 year

Males: L ∞ = 24 cm, to = -5.249 years, K = 0.625 year

The rate of allometry b of the equation leads to the value 4.64, indicating that growth is

allometric majorant weight.

Keywords: Trachurus mediterraneus, Oran Bay, sex ratio, reproduction, fertility, growth.

الملخص

الملخص

,Trachurus mediterraneus اجریت ھذه الدراسة على نوع من االسماك صید في حوض وھران السكوداالصفر

.2011ویونیو 2010فردمابین یولیو 1251اخذت عینات من (Steindachner, 1868)

مجموع االطوال المحصل علیھامن خالل الدراسة .سم للذكور20,42سم لالناث 20,16یقدر متوسط الطول االجمالي ب

الحجم ,النسبة الجنسیة درسنا. غ174,1غ و 1,7سم ومجموعة من الكتل تتراوح ما بین29,4سم و13,2یتراوح مابین

.ربسن و نمو ھذا الض,فترةالوضع ,والسن اثناء اول نضج جنسي

سم 15طول اول نضج یقدرب ,تتغیرمن شھرالخر,على ھذاالترتیب 0,42, 0,36النسبة الجنسیة الشاملة للذكورواالناث

, الدراسة النسیجیة لالعضاء التناسلیة. فترة الوضع تحدث ما بین فصلي الربیع و الصیف, لدىالجنسین مایوافق سنة واحدة

ومعمل الشرط استعملت ایضا , متوسط النضج الكبدي, متوسط النضج الجنسي, یةالتحلیل االحصائي للمتغیرات البیومتر

یبلغ متوسط النضج الجنسي اعلى , نستطیع وصف ستة مراحل نضج للذكور و لالناث. لدراسة بیولوجیا السكود االصفر

.قیمة لھ خالل شھري مایو ویولیو

میكرومتر اما القیمة 704میكرومتر و 38,4یتراوح قطرھا ما بین, بویضة 18854و 2063الخصوبة تتراوح مابین

.میكرومتر 262,19المتوسطة لالقطار فتقدر ب

: فون برتاالنفي معامالت النمو لدى الجنسین حسب معادلة

∞ L= 22 سنة , سم -4,57= to, سنة 0,625=K : االناث

5,249-سم، ∞ L = 24 سنة = to, 0,625 = K الذكور:

4,64 قیمة یؤدي إلى من المعادلة قیاس التنامي ب معدل الحد األعلى قیاس التنامي لھا زیادة الوزنمشیرا إلى أن

مفتاحیةالكلمات ال

Trachurus mediterraneus ,الخصوبة، النمو, ،التكاثرنسبة الجنس، وھران خلیج

Tables des matières

IntroductionIntroduction

Etude bibliographiqueI. Présentation de l’espèce

1. Présentation des carangidés.2. Espéces de Trachurus abondantes en méditerranée.

2.1. Chinchard commun Trachurus trachurus2.2. Chinchard bleu Trachurus picturatus2.3. Chinchard à queue jaune Trachurs mediterraneus

2.3.1. Caractères morphologiques2.3.2. Distribution géographique2.3.3. Migration et bathymétrie2.3.4. Systématique, synonymie2.3.5. Régime alimentaire du Trachurus mediterraneus

3. Zone de pêcheII. Etude de la reproduction

1. Introduction sur la reproduction2. Ovogenèse et folliculogenèse3. Fécondité4. Développement ovocytaire5. Spermatogenèse et spermiation

5.1. Spermatogenèse5.2. Spermiation

6. Sexe ratio7. Taille à la première maturité sexuelle8. La période de ponte : RGS, RHS

8.1 Rapport gonado-somatique8.2. Rapport hépato-somatique

9. Coefficient de condition KC

III. Matériel et méthodes1. Identification des espèces2. Mesure des paramètres biologiques3. Sexe et stades de maturité4. Fécondité

4.1. Méthode de comptage5. Etude histologique

5.1. Fixation5.2. Inclusion

5.3. Réalisation des coupes

5.4. Coloration

5.5. Déparaffinage

5.6. Réhydratation

5.7. Eclaircissement

01

030303030303040404050607070808080909101011111111111212131313131313141414141415151515

5.8. Montage

5.9. Lecture des lames

IV. Résultats et discussion

IV.1.Résultats

1.1Distribution des trois espèces1.2 Taille à la première reproduction1.3 Sex-ratio

1.3.1 Sex-ratio globale1.3.2 Evolution du sexe ratio en fonction des saisons

1.3.3 Evolution du taux de féminité et de masculinité et du sexe ratio en

fonction des saisons

1.3.4 Evolution de la sex-ratio en fonction des tailles

1.4 Répartition des tailles et calcul de la taille moyenne

1.5 Période de reproduction

1.5.1 Evolution mensuelle du RGS

1.5.2 Evolution mensuelle du RHS

1.5.3 Comparaison entre le RGS et le RHS

1.6 Evolution de l’indice de condition (Kc)1.7 Stades de maturité sexuelle

1.7.1 Maturation des gonades

1.7.2 Répartition des diamètres ovocytaires

1.8 Fécondité

1.9 Etude histologique1.9.1. Histologie des ovaires1.9.2. Histologie des testicules

IV.2 Discussion2.1. Distribution des trois espèces2.2. Taille à la première reproduction2.3. Répartition des tailles et calcul de la taille moyenne2.4. Sex-ratio2.5. Période de ponte2.6. Stades de maturité2.7. Fécondité2.8. Conclusion sur la reproduction

V. Croissance1. Introduction

2. Définition des otolithes3. Description de l’oreille interne4. Composition chimique des otolithes4.1. Sagitta

4.2. Astiriscus

4.3. Lapilli

4.4. Description des otolithes du chinchard à queue jaune

5. Composition chimique des otolithes

6. Intérêt des otolithes

VI. Matériel et méthodes

1. Croissance

16161717172022222323

23242525252627282829292930323239454545454646474849495050505151515151525252535353

1.1. Paramètres de croissance

1.2. Les relations longueurs-poids

1.3. Analyse statistique

VII. Résultats et Discussion

1. Résultats

1.1. Les longueurs

1.1.1 Distribution des fréquences de longueurs

1.1.2 Relation longueurs totales et longueurs à la fourche

1.2. Otolithométrie

1.2.1 Relation avec le poids des otolithes

1.3. Croissance de Trachurus mediterraneus

1.3.1 Paramètres de l’équation de Von Bertalanffy

1.4. Relations longueurs-poids

2. Discussion

3. Conclusion sur la croissance

VIII. Conclusion

Références bibliographiques

Annexe

5455565656565757575762626870707070707275767891

Liste des figures

Figure 01 : Répartition géographique (mondiale, méditerranéenne).

Figure 02 : Distribution mensuelle des proportions de Trachurus mediterraneus,

Trachurus trachurus, Trachurus picturatus.

Figure 03 : répartition des proportions de Trachurus mediterraneus, Trachurus.

trachurus, Trachurus picturatus échantillonnés.

Figure 04 : Les trois espèces de Trachurus échantillonnées, a) : Trachurus.

mediterraneus, b) : Trachurus picturatus, c) : Trachurus trachurus. d) : Scutelles.

Figure 05 : Détermination de la taille de première maturité sexuelle chez les femelles de

Trachurus mediterraneus.

Figure 06 : Détermination de la taille de première maturité sexuelle chez les mâles de


Figure 07 : Evolution mensuelles du sex-ratio chez le Trachurus mediterraneus.

Figure 08 : Evolution mensuelle du taux de féminité et de masculinité chez


Figure 09: Variation du taux de féminité et du taux de masculinité en fonction de la taille

chez le Trachurus mediterraneus.

Figure 10 : Courbe d’abondance des mâles et des femelles chez le Trachurus

Mediterraneus.

Figure 11: Evolution mensuelle du RGS moyen chez le Trachurus mediterraneus

femelles et mâles.

Figure 12 : Evolution mensuelle du RHS moyen chez les Trachurus mediterraneus

Mâles.

Figure 13 : Evolution mensuelle du RGS et RHS moyen chez les femelles de Trachurus

Mediterraneus.

Figure 14 : Evolution mensuelle du RGS et RHS moyen chez les mâles de Trachurus

Mediterraneus.

Figure 15: Evolution mensuelle de l’indice de condition des femelles et des mâles de


Figure 16 : Evolution mensuelle des pourcentages des stades de maturité sexuelle

de Trachurus mediterraneus femelles observés à l’échelle macroscopique.

Figure 17 : Distributions mensuelles des diamètres ovocytaires (µm) Chez les femelles

05

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de Trachurus mediterraneus.

Figure 18 : Relation fécondité totale Ŕ longueur à la fourche.

Figure 19 : Relation fécondité relative par gramme de gonade et la longueur à la fourche.

Figure 20 : Variation de la fécondité relative par 100g de poids corporel en fonction de la

longueur à la fourche.

Figure 21 : Relation poids gonade-poids total Chez le Trachurus mediterraneus.

Figure 22: Coupes histologiques des ovaires de Trachurus mediterraneus en début de

maturation coloré à l’hématoxyline.

Figure 23 : Coupe histologique des ovaires matures colorés au trichrome à froid.

Figure 24 : Coupes histologique des ovaires matures colorés au Trichrome à froid.

Figure 25: Coupes histologique des ovaires matures colorés au Trichrome de Masson

(poisson pêché le mois d’Avril). Les flèches représentent les nucléoles surnuméraires.

Figure 26 : Coupes histologique des ovocytes hyalins et atrétiques colorés au

Trichrome de masson (poisson pêché le mois d’Avril).

Figure 27 : Coupes histologiques de testicules prélevés sur un mâle pêché au mois de

juillet.

Figure 28: Coupes histologiques de testicules prélevés sur un mâle pêché au mois d’avril.

Figure 29 : Coupes histologiques de testicules prélevés sur un mâle pêché au mois

d’avril.

Figure 30 : Coupes histologiques colorées au Trichrome à chaud de testicules prélevés

d’un mâle pêché le mois d’avril.

Figure 31: Coupes histologiques colorées à l’hématoxyline de testicules prélevés d’un

mâle pêché le mois de septembre.

Figure 32 : Fréquences mensuelles des T. mediterraneus mâles en fonction des centres

de classe de taille.

Figure 33 : Fréquences mensuelles des T. mediterraneus femelles en fonction des centres

de classe de taille.

Figure 34: Fréquences mensuelles (novembre, avril) des T. mediterraneus indéterminés

en fonction des centres de classe de taille.

Figure 35 : Fréquences mensuelles des T. mediterraneus femelles et mâles en fonction

des centres de classe de taille.

Figure 36 : Otolithe d’un Trachurus mediterraneus mâle (classe 16cm, âge II) ans)

(Gx100).

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Figure 37 : Variations des tailles moyennes de Trachurus mediterraneus en fonction

des âges lus par otolithométrie. 70

Liste des tableaux

Tableau 01 : Synonymie.

Tableau 02 : Effectif et pourcentages des différents stades de maturité des

femelles de Trachurus mediterraneus.

Tableau 03 : Effectif et pourcentages des différents stades de maturité des mâles

De Trachurus mediterraneus.

Tableau 04 : Sexe ratio global chez le Trachurus mediterraneus.

Tableau 05 : Récapitulatif des résultats obtenus sur la fécondité.

Tableau 06: La relation longueur totale et longueur à la fourche utilisée est de la forme.

Tableau 07 : a) Clé âge-longueur totale des femelles de Trachurus mediterraneus.

b) Clé âge-longueur totale des mâles de Trachurus mediterraneus.

c) Clé âge-longueur totale des indéterminés de Trachurus mediterraneus.

d) Clé âge-longueur totale des sexes confondus de Trachurus mediterraneus.

e) Récapitulatif des longueurs moyennes obtenues par lecture des otolithes.

chez Trachurus mediterraneus.

Tableau 08 : relation poids total-poids de l’otolithe.

Tableau 09 : relation longueur total-poids de l’otolithe.

Tableau 10: relation entre poids de l’otolithe et l’âge.

Tableau 11 : récapitulatif des paramètres obtenus de l’équation de Von Bertalanffy.

Tableau 12 : relation mensuelles taille-poids, PT= a LTb.

Tableau 13 : Récapitulatif des paramètres de la relation taille-poids, PT= a LTb.

Tableau 14 : Comparaison de paramètres de croissance de Trachurus mediterraneus.

Tableau 15 : Paramètres de la relation taille-poids (a, b) dans la présente étude et

les autres régions.

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Liste des abréviations

cm: Centimètre.

K : Taux de croissance.

Kc: Indice de condition.

Lf: Longueur à la fourche.

LS : Longueur standard.

Lt: Longueur totale.

mm: millimètre.

Pf: Poids du foie.

Pg: Poids des gonades.

PT : Poids total de l’individu.

RGS: Rapport gonado-somatique.

RHS: Rapport hépato-somatique.

SG: spermatogonie.

SGA: Spermatogonie A.

SGB: Spermatogonie B.

SPC I: Spermatocyte I.

SPC II: Spermatocyte II.

SPC: spermatocyte.

SPD: spermatide.

SZ: spermatozoïde.

T : Trachurus.

T : tonne

Tm : Trachurus mediterraneus.

TM : taille moyenneTp: Trachurus picturatus.

Tt : Trachurus trachurus.

μm: micromètre.

Introduction

1

Introduction générale

Au niveau du port de pêche d’Oran, les petits pélagiques sont parmi les principales

ressources vivantes exploitées.

Le président de la fédération algérienne de la pêche, a affirmé que la production nationale

de poissons a enregistré une baisse alarmante estimée à 69,5% en 2010 par rapport aux années

précédentes. A ce titre, il a expliqué que la production est passée de 187000 tonnes de

poissons en 2009 à 130000 tonnes en 2010, (Bellout, 2010).

La situation devient de plus en plus préoccupante, car en l’espace d’une année, les secteurs

de la pêche et des ressources halieutiques ont été consolidés par plus d’une centaine de

bateaux de pêche, dont plus d’une vingtaine de sardiniers et autres moyens inhérents au

secteur,( Aït Ouakli ,2011).

Dans cette étude nous nous intéressons au genre Trachurus, précisément le chinchard à

queue jaune, classé dans la famille des carangidés (perciformes), représenté par 33 genres et

140 espèces (Froese et Pauly, 2001), à présent 15 espèces du genre Trachurus sont connues

dans le monde.

Dans le but de contribuer à la connaissance des fonctions biologiques du Trachurus

mediterraneus pêché dans la baie d’Oran, nous nous sommes proposé d’étudier la croissance

et la reproduction de cette espèce. Nous avons fait des coupes histologiques de gonades des

Trachurus mediterraneus afin de tenter de décrire le processus de reproduction et à

développer une gamme de maturité, l’observation microscopique aide à identifier les états de

maturation de cette espèce.

La présente étude contribue aussi à l’étude de l'âge faite par lecture des otolithes, car la

détermination du taux de croissance et l'âge constituent une enquête ichtyologique très

importante pour le poisson ; la croissance est l'un des principaux facteurs qui déterminent les

conditions des stocks (Prodanov et Mikhailov, 1983).

L'analyse statistique des variables biométriques a été utilisée pour étudier les paramètres

suivants : le rapport gonado-somatique (RGS), le rapport hépato-somatique (RHS), l’indice de

condition (Kc), le calcul des paramètres de croissance de Von Bertalanffy et la relation taille

poids.

Introduction

2

Les résultats obtenus sont consignés dans le présent mémoire qui comporte 3 parties

principales. La première partie est consacrée aux généralités sur l’espèce, la deuxième partie

porte sur le cadre de l’étude et la méthodologie et la troisième partie est consacrée aux

résultats obtenus et la discussion de ces derniers.

Ce travail s’intègre dans l’étude de l’ichtyofaune de la baie d’Oran, zone d’une très grande

richesse où plus de 50 espèces de Téléostéens et de Sélaciens sont pêchées et aire de

reproduction de nombreux poissons côtiers (Dalouche, 1980).

Reproduction Etude bibliographique

3

I Présentation de l’espèce

1. Présentation de la famille des carangidés

Les carangidés sont des poissons perciformes à l’aspect extérieur assez variable. La forme

de leur corps varie modérément allongé à haut et fortement compressé. La forme de la tête

varie aussi de façon considérable de longue et basse à courte et haute. Les yeux sont

habituellement protégés par une paupière « adipeuse » transparente immobile, mais non

grasse. Le museau peut être pointu ou arrondi. Les dents sont rangées de petites villiformes, à

grande coniques et sont situées différemment sur le prémaxillaire, le dentaire, le vomer, les

palatins, la langue ou le pharynx (Gunn, 1990). Les membres de cette famille sont aussi

caractérisés par une nageoire anale avec deux épines antérieures séparées du reste de la

nageoire, mais qui s’enfoncent souvent avec l’âge, et la nageoire caudale est profondément

déviée. La nageoire dorsale est généralement divisée en une portion antérieure avec 4 à 8

épines et de 17 à 44 rayons mous. Chez de nombreux carangidés les derniers rayons de la

nageoire dorsale et anale sont détachés et forment 1 à 9 petites pinnules. La nageoire pectorale

est souvent longue et falciforme.

Les carangidés sont principalement marins, mais peuvent aussi se rencontrer en eaux

saumâtres. Certaines espèces pénètrent, de manière opportuniste, en eaux douces ou dans les

lacs. Ils se reproduisent surtout en été, pondent des œufs pélagiques et sont des carnivores

rapides (Smith-Vaniz, 1986). Certains d’entre eux sont d’importants poissons de

consommation.

Dans cette famille il y’a 32 genres connus, comprenant environ 140 espèces selon (Smith-

Vaniz, 2007).

2. Espèces de Trachurus abondantes en méditerranée

2.1. Chinchard commun Trachurus trachurus (LINNE, 1758)

Les chinchards présentent tout le long de leur ligne latérale des scutelles, c’est-à-dire des

écailles hypertrophiées. Chez le chinchard commun, ces scutelles sont presque aussi

développées de part et d’autre de la courbe que dessine la ligne latérale vers la moitié du

corps, la ligne latérale accessoire dépasse la moitié de la seconde dorsale (Smith-Vaniz 1986 ;

Quéro et al.,2003).

2.2. Chinchard bleu Trachurus picturatus (BOWDICH, 1825)

Les chinchards se ressemblent fort entre eux. Les différentes espèces sont souvent l’objet

de confusions. Le chinchard bleu a comme particularité d’avoir le rayon postérieur de ses

nageoires dorsale et anale séparé du précédent par une distance moitié plus grande que celle

des autres rayons entre eux (Guichet, 1966).


4

2.3. Chinchard à queue jaune : Trachurus mediterraneus (STEINDACHNER, 1868)

2.3.1 Caractères morphologiques

Corps allongé et légèrement comprimé, grands yeux avec une paupière adipeuse bien

développée; mâchoire supérieure modérément large et s’étendant jusque sous le bord

antérieur de l’œil; dents petites en une seule rangée aux deux mâchoires; branchiospines

(rudiments compris) 13-17 supérieures, 36-41 inférieures sur le premier arc branchial. Deux

nageoires dorsales, la première à 8 épines, la seconde à une épine et 29-35 rayons mous; anale

à 2 épines séparées du reste de la nageoire, suivies d’une épine et 26-39 rayons mous; rayon

mou terminal de la dorsale et de l’anale relié par une membrane au reste de la nageoire mais

séparé de l’avant dernier rayon par une distance au plus égale à 1,5 fois celle qui sépare les

précédents; pectorales à peu près égales à la longueur de la tête. Ecailles modérément petites

et cycloïdes (lisses au toucher) sur tout le corps sauf sur une petite surface située en arrière

des pectorales; écailles de la partie antérieure de la ligne latérale grandes et semblables aux

scutelles de la partie postérieure, leur hauteur maximum atteint 3,3-4,3% de la longueur

standard; écailles et scutelles de la ligne latérale 75-89 dont 35-44 scutelles sur la partie

rectiligne. Ligne latérale accessoire se terminant entre la huitième épine et le troisième rayon

mou de la dorsale. Pas de marques distinctives pour la coloration sauf une petite tache noire

sur le bord de l’opercule près de son angle supérieur. Partie supérieure du corps et de la tête

foncée à noire ou grise à vert bleuâtre, les deux tiers inférieurs du corps et de la tête

généralement plus pâles, blanchâtres à argentés (FAO, 1987).

Cette espèce se différencie de la précédente par les scutelles antérieures à la courbe de la

ligne latérale nettement moins développées que les postérieures et par la ligne latérale

accessoire ne dépassant pas le début de la seconde dorsale (Quéro et al, 2003).

2.3.2 Distribution géographique

Le chinchard à queue jaune est une espèce pélagique, marine et saumâtre, fréquente dans

les eaux subtropicales de l’atlantique de l’est, en méditerranée et en mer noire, vivant à des

profondeurs de 0 à 500m. En mer Noire mer de Marmara et mer d’Azov, a été cité comme

une sous espèce Trachurus mediterraneus ponticus. (Aleev, 1956) d’origine méditerranéenne

(Banarescu, 1964) mais n’est plus reconnue comme valide. Le golfe de Gascogne est la limite

nord de son aire de répartition (Smith-Vaniz, 1986). Elle y est plus est abondante au sud des

pertuis charentais que dans la moitié du golfe (Quéro et al., 1989).


5

Figure 1 : Répartition géographique (mondiale, méditerranéenne), (Cardenas et al ., 2004).

2.3.3 Migration et bathymétrie

Le chinchard vit prés du fond, mais aussi dans toute la colonne d’eau. Au printemps, il

migre du sud de la mer noire vers le nord pour se nourrir et se reproduire, et il redescend au

sud en automne. Le chinchard de la cote roumaine de la mer noire passe l’hiver en mer de

Marmara (Maximov et al., 2002).

Le temps minimum de doublement de ses populations est de 1,4-4,4 ans. C’est une espèce

commerciale, importante pour les pêcheurs (Berg et al., 1949), qui a été surexploitée en mer

Noire. Les captures ont drastiquement diminué sur la côte roumaine en peu de temps ; 2660

tonnes en 1988, 165 tonnes en 1990 et de 0-3 tonnes depuis 1997.


6

2.3.4 Systématique, synonymie

Phylum : Chordés

Embranchement : Vertébrés

Sous embranchement : Gnathostomes

Super classe : Poissons

Classe : Ostéichtyens

Sous classe : Actinoptérygiens

Super ordre : Téléostéens

Ordre : Perciformes

Sous ordre : Percoïdes

Famille : Carangidés

Genre : Trachurus

Espèce : mediterraneus

Tableau 1: Synonymie

Trachurus mediterraneus (STEINDACHNER, 1868).

Nom commun langue pays

Chinchard à queue jaune Français France

Chourou Arabe Tunisie

Jurel mediterraneo Espagnol Espagne

Sari Turque Turquie

Sugrella Italien Italie

Troûboûles Arabe Liban


7

Autres synonymes

Khourir Arabe Algérie

Sekoud asfar Arabe

2.3.5. Régime alimentaire du Trachurus mediterraneus

Le chinchard est un poisson prédateur qui se nourrit de petits poissons et de crustacés

(zooplancton) (Smith-Vaniz, 1986, Bensalem, 1988, Santic et al., 2003). Dans le nord-ouest

de la mer Noire, il consomme principalement des poissons (60-91% sprat, anchois, gobie,

mulet), secondairement des crustacés (7-33% crevettes, copépodes, mysidacés) et

accidentellement des polychètes, diatomées, macrophytes (Bauchot, 1987).

3. Zone de pêche

Les chinchards utilisés dans notre étude ont été péchés dans la baie d’Oran, situé sur la

côte ouest algérienne entre le golfe d’Arzew et la baie des andalouses (Leclaire, 1972), est

compris entre le cap de l’aiguille à l’est et le cap Falcon à l’ouest. La baie d’Oran est baignée

par les eaux d’origine atlantique ; la circulation apparait turbulente le long du continent

africain (Remili et al., 2009).


8

II. Reproduction

1. Introduction sur la reproduction

La connaissance de la biologie de la reproduction des poissons est essentielle pour une

bonne gestion des ressources halieutiques. Certains paramètres tels que la taille de

première maturité, la fécondité, le diamètre des œufs et la variation des indices gonado-

somatique et hépato-somatique permettent de mieux caractériser la reproduction ; le stade

de maturation sexuelle et la stratégie de ponte (Heins et al., 2004).

2. Ovogenèse et folliculogenèse

L’ovogenèse est la transformation de l’ovogonie en ovocytes (Selman et Wallace, 1989).

Ce processus regroupe toutes les transformations subies par la cellule germinale primordiale

pour devenir un ovocyte prêt à être fécondé, avec son vitellus, son enveloppe primaire ou

Zona radiata et ses granules corticaux (Mellinger, 2002).

Les ovogonies, issues des cellules germinales primordiales ou gonocytes, pendant

l’embryogenèse, prolifèrent par mitoses (Nagahama, 1983 ; Higashino et al., 2002) ; Patino

et Sullivan, 2002 ; Thiry et Poncin, 2005). Chez les poissons osseux et les amphibiens, à

l’inverse de tous les autres vertébrés, elles continuent à se diviser dans l’ovaire des adultes

(Tyler et Sumpter, 1996; Wallace et Selman, 1990; Jalabert, 2005). Les ovogonies se divisent

par mitoses, certaines maintiennent la population dans l’épithélium germinal, d’autres entrent

en méiose pour devenir des ovocytes qui migrent dans la lumière de l’ovaire. Le processus de

folliculogenèse commence à l’initiation (Grier, 2000 ; Grier et Lo Nostro, 2000).

Les ovocytes primaires, recrutés parmi les ovogonies entrent en méiose (Ravaglia et

Maggese, 2003) mais restent bloqués en prophase de la division réductionnelle, au stade

diplotène (Nagahama, 1983 ; Patino et Sullivan, 2002). Ils subissent alors une phase

d’accroissement cytoplasmique et une différenciation sans division (Wallace et Selman,

1990).

Pendant cette phase, l’ovocyte accumule des réserves nutritives et s’entoure d’une

enveloppe folliculaire composées de deux assises de cellules, les cellules folliculaires formant

la granulosa et les cellules théquales formant la thèque, cette enveloppe cellulaire est séparée

de l’ovocyte d’une couche acellulaire : la zona radiata. L’ovocyte et ses enveloppes forment

un follicule ovarien.


9

A la fin de cette longue période d’accroissement, un signal hormonal provoque la reprise

de la méiose, le noyau se brise et la moitié du matériel chromosomique est perdu par

l’expulsion du premier globule polaire. L’ovocyte secondaire ainsi formé est bloqué en

métaphase de la division équationnelle (Wallace et Selman, 1990). La maturation ovocytaire

finale, processus hormonodépendant, permettra l’ovulation, rendra l’ovocyte fertilisable

(Wallace et al., 1993) puis le développement embryonnaire possible (Saat, 1993). La fin de la

deuxième division de la méiose et l’expulsion du deuxième globule polaire se produisent

après la fécondation (Patino et Sullivan, 2002).

3. Fécondité

Plusieurs définitions de la fécondité ont été proposées par plusieurs auteurs ; (Bagenal,

1978) distingue :

Fécondité absolue : qui correspond au nombre d’œufs mûrs prêts à être pondus. Fécondité de

la population globale qui tient compte de la fécondité par classe de taille, de la sex-ratio par

taille et de la taille à la première maturité sexuelle ; et aussi le nombre d’ovules en fonction de

la taille de l’individu (Lt en cm) (Oosthuizen et Daan, 1974).

Fécondité relative : définie comme le nombre d’œufs par gramme de poissons (Nikolsky,

1963).

Fécondité relative moyenne : Correspond d’après (Oosthuizen et Daan, 1974), au nombre

d’ovules par gramme de poids corporel Pen (g).

4. Développement ovocytaire

Ce processus est découpé en six stades en fonction de la croissance ovocytaire. Le premier

stade est l’ovogenèse qui, pour ces auteurs, est la transformation de l’ovogonie en ovocyte

primaire. Le second est celui de la croissance primaire de l’ovocyte, Il est caractérisé par une

synthèse intense d’ARN, une augmentation importante de la taille de l’ovocyte, l’apparition

dans le cytoplasme du noyau de Balbiani et la formation de la zona radiata. C’est à la fin de

cette deuxième période que l’ovocyte quitte les nids où il côtoyait les ovogonies.

Le stade des alvéoles corticales se caractérise par l’apparition de ces inclusions

cytoplasmiques dans l’ovocyte. Ces alvéoles corticales finissent par occuper entièrement

l’ovoplasme, leur contenu a une origine endogène.

Le stade suivant est celui de l’apparition des inclusions lipidiques. Il est suivi par le stade

de vitellogenèse qui, d’après ces auteurs, représente la période de grossissement de l’ovocyte

où des protéines extraovariennes en particulier la vitellogénine, sont séquestrées, transformées

en protéines vitellines et stockées dans l’ovocyte (Rinchard et al., 1998) . Le dernier stade est


10

celui de la maturation pendant, lequel la vésicule germinale se rompt, et chez certains

téléostéens, l’œuf s’hydrate ce qui peut considérablement augmenter sa taille (Tyler et

Sumpter, 1996).

5. Spermatogenèse et spermiation

5.1. Spermatogenèse

La spermatogenèse est la succession des divisions cellulaires et des transformations, au

sein du testicule d’une cellule germinale peu différenciée, la spermatogonie en une cellule

germinale fonctionnelle, le spermatozoïde (Billard, 1979) ; (Barnabe, 1991). Les cellules

germinales évoluent toujours au contact des cellules somatiques de soutien appelées cellules

de Sertoli (Billard et al, 1972). Au début du cycle seules les spermatogonies A (SGA) sont

présentes, chaque (SGA) est collée à une ou plusieurs cellules de (Sertoli Grier et al., 1980).

Les multiplications des spermatogonies par mitose, la méiose puis la spermatogenèse se

déroulent à l’intérieur même d’une enveloppe formée par les extensions des cellules de

Sertoli, l’ensemble constitue un spermatocyste ou cyste. Les cellules d’un même cyste sont au

même stade de développement (Turner, 1919); (Billard et al., 1972) ; (Grier et al., 1980);

(Pudney , 1995) ; (Grier et Tylor, 1998) ; (Gusmao et al, 1999).

(Mattei et al., 1993) qualifient la spermatogenèse "cystique " lorsqu’elle se déroule

entièrement à l’intérieur des spermatocystes, et "semi cystique" lorsque ceux ci s’ouvrent

avant la formation des spermatozoïdes. Dans ce cas des cellules germinales à différents stades

de maturation peuvent être présentes dans la lumière des lobules où se terminent la

différenciation (Mattei et al., 1993) ; (Manni et Rasotto, 1997) ; (Yoneda et al., 2001). Les

SGA donnent par mitose les SGB qui restent groupées par deux puis quatre, ce qui initie la

formation d’un cyste. La division des SGB produit des spermatocytes de premier ordre

(SPCI). Les SPCI après une première division de méiose vont se transformer en spermatocyte

de second ordre SPCII (Pudney, 1995 ; Dziewulska et Domagala, 2003).

Les SPCII deviennent des spermatides SPD après la deuxième division de la méiose

(Nagahama, 1986) ; (Dziewulska et Domagala, 2003). Même si les spermatides ont un jeu de

chromosomes haploïdes ce ne sont pas des gamètes mâles. Elles doivent entrer dans une phase

de transformations biochimiques et morphologiques, nommée spermiogenèse, conduisant à

une cellule germinale hautement différenciée, le spermatozoïde (Nagahama, 1986).


11

5.2. Spermiation

A la fin de la spermiogenèse la paroi sertolienne des cystes devenue de plus en plus mince

s’ouvre et les spermatozoïdes sont libérés dans la lumière du lobule, c’est la spermiation

(Pudney, 1995) ; (Schulz et al., 2005). Ils se concentrent dans la lumière des lobules

séminifères d’où ils gagnent le système évacuateur. La spermiation correspond à l’émission

du sperme au niveau de l’orifice urogénital après pression abdominale. Elle est généralement

accompagnée d’une hydratation de gonades et du sperme. Lors de l’émission du sperme les

spermatozoïdes sont libres dans le plasma séminal chez les espèces à fécondation externe

(Legendre et Jalabert, 1988). La période de spermiation peut se poursuivre plusieurs mois

mais la qualité du sperme diminue fortement dans le temps du fait des phénomènes de

vieillissement des spermatozoïdes (Billard, 1979).

6. Sexe ratio

Les proportions numériques des sexes sont exprimées en pourcentage respectif des

mâles et des femelles et ont été étudiées en fonction des mois. Nous avons calculé le taux de

masculinité (% mâles = nombre des mâles x 100/ nombre total des mâles et des femelles) et

le taux de féminité (% femelles = nombre des femelles x 100/ nombre total des mâles et

des femelles).

7. Taille à la première maturité sexuelle

La taille de la première maturité sexuelle est la longueur pour laquelle 50% des individus

sont mûrs (Fontana, 1969). Pour l’établissement de la courbe du pourcentage des femelles ou

des mâles mûrs par classe de taille, nous avons compté durant la période de ponte le nombre

de femelles ou de mâles ayant atteint ou dépassé le stade III (début de la vitellogenèse) par

rapport au nombre total des femelles ou des mâles par classe de taille.

8. Période de ponte : RGS, RHS

8.1. Rapport gonado-somatique (RGS)

La détermination de la période de ponte a été réalisée en calculant le rapport gonado-

somatique RGS (Bougis, 1952), basé sur la variation de la masse des gonades au cours du

cycle sexuel.

RGS= Poids de la gonade x 100/poids somatique du poisson


12

8.2. Rapport hépato-somatique (RHS)

Les variations pondérales hépatiques, influencées par les conditions génitales, permettent

de définir les périodes de ponte chez les téléostéens ; en effet, l’élaboration des produits

sexuels est en étroite relation avec les phénomènes physiologiques qui ont lieu au niveau du

foie (Thiam, 1980). Le RHS est défini par la relation :

RHS= Poids du foie x 100/ poids somatique du poisson

9. Coefficient de condition Kc

Le coefficient de condition de (Beckman, 1948) permet de comparer les suites d’une même

espèce. La relation allométrique longueur-poids variant peu au cours de la croissance, ce

coefficient permet de suivre les variations physiologiques d’un poisson par rapport à sa valeur

spécifique normale, pour la détermination du facteur de condition Kc, qui correspond au

rapport de la masse réelle observée Mo d’un poisson par la masse théorique Mt (Mo/Mt),

plusieurs expressions sont habituellement employées (Bauchot et Bauchot, 1978) :

Kc= 100 * Pt/Lt3 (M (g) et Lt (mm))

Reproduction Matériel et méthodes

13

III. Matériel et méthodes

L’échantillonnage aléatoire du chinchard provenant des captures des sardiniers et/ou des

chalutiers, effectué au niveau de la baie d’Oran a été réalisé une fois par mois, de juillet 2010

à juin 2011, soit 12 mois, dans le but d’avoir une large gamme de taille de spécimens.

1. Identification des espèces

Regroupées par espèces, les poissons furent identifiés selon la clé de détermination

(FAO, 1987).

2. Mesure des paramètres biologiques

Les individus capturés ont été transférés au laboratoire de biologie marine pour la

dissection. Cet échantillonnage a couvert presque l’ensemble des gammes de taille de

chinchards allant de 130mm à 290mm ; pour chaque poisson, la longueur totale et la longueur

à la fourche ont été mesurées au mm prés, la masse totale a été mesurée à l’aide d’une balance

ayant une précision de 0,1g et de portée de 7000g

Les poissons sont disséqués, les masses des gonades et du foie ont été déterminées à l’aide

d’une balance ayant une précision de 0,1mg et de 82g de portée.

3. Sexe et stades de maturité

Après ouverture de la cavité générale (en partant de l’anus jusqu’au niveau des nageoires

pectorales), le sexe est déterminé par l’examen macroscopique des gonades. La détermination

des stades de maturité sexuelle (Tableau1, Annexe2) a été établie selon l’échelle proposée par

(CNRDPA, 2009).

4. Fécondité

4.1. Méthode de comptage

Les gonades femelles en maturité avancée (stade : IV, V) sont pesées, placées dans des

piluliers contenant le liquide de Gilson sont ensuite agitées quotidiennement pendant 15 à 30

jours ; après cette période d’agitation, le stroma ovarien se dissout et les ovocytes se détachent

facilement les uns des autres.

Pour éviter les comptages longs et fastidieux, nous avons eu recours à un sous

échantillonnage en diluant le contenu de chaque pilulier dans 250 ml d’eau distillée, ensuite

nous prélèvons à l’aide d’une pipette deux ml de la solution, ceux–ci sont placés dans une

cuve de Dollfus à fond quadrillé et examinons au microscope stéréoscopique en lumière

réfléchie. Nous mesurons à l’aide d’un micromètre oculaire (0-12μm) les diamètres des œufs

pour obtenir la distribution de fréquence.


14

La fécondité est ensuite calculée selon la formule :

f = n × Pg / Pech

5. Etude histologique

5.1. Fixation

Elle a pour but de conserver au mieux les constituants cellulaires, et de prévenir la

décomposition post-mortem. Etape essentielle elle doit se faire, idéalement, juste après la mort

de l’animal par immersion de l’organe dans un grand volume de fixateur. La fixation peut être

réalisée à l’aide d’agents chimiques pris isolément (éthanol, formol, acide picrique…) ou

mélangés en proportions adéquates comme dans le liquide de Bouin utilisé dans cette étude

(annexe 4).

5.2. Inclusion

Elle donne aux pièces (gonades) la consistance nécessaire à leur débitage en coupes sans

déformer l’architecture cellulaire. La substance utilisée dans le cas présent est la paraffine. Vu

le caractère hydrophobe de celle-ci l’ensemble du processus d’inclusion comporte tout

d’abord la déshydratation des pièces fixées à l’aide de l’acétone (4 bains, ½ heure pour

chacun), et leur imprégnation au moyen d’un solvant de la paraffine (butanol ou hydrocarbure

benzénique, tel que : le xylène et le toluène) (deux bains successifs, 1heure pour chacun),

cette étape intermédiaire est garante d’une bonne pénétration du tissu par la paraffine, non

miscible aux cétones.

Le prélèvement est ensuite placé dans deux bains de paraffine fondue (étuve à 58-60°C, 1

heure pour chaque bain) qui infiltre tout l’échantillon et remplace totalement le solvant. Le

coulage du bloc a lieu à température ambiante entre deux barres de Leuckart juxtaposées pour

obtenir, après refroidissement, un bloc de paraffine solidifiée, de consistance homogène, à

l’intérieur duquel est incluse la pièce à étudier. La conservation des blocs est excellente

(plusieurs dizaines d’années) et se fait à la température du laboratoire.

5.3. Réalisation des coupes

Le bloc de paraffine est débité en coupe mince (5-8 μm) à l’aide d’un microtome à main.

Les coupes sont prélevées puis étalées sur une lame en verre (côté brillant) placée sur une

plaque chauffante (60°C, 4min), dés le lendemain, les préparations peuvent être colorées ou

rangées (plusieurs mois dans une boite opaque).


15

5.4. Coloration

L’observation microscopique de gonades femelles et males est basée sur la coloration, le

but est d’accentuer les contrastes afin de distinguer et reconnaitre les différents constituants

de la préparation (coupes transversales des gonades).

5.5. Déparaffinage

Avant toute coloration, de par la nature aqueuse des colorants, les coupes doivent être

déparaffinées (par du toluène ou équivalent).

5.6. Réhydratation :

Par des alcools (méthanol, éthanol) de degrés décroissants (100°, 95°, 70°), suivis d’un

rinçage à l’eau courante. Les temps de coloration peuvent varier en fonction de l’épaisseur de

la coupe.

Les colorants utilisés sont : Hématoxyline- éosine : c’est la technique la plus couramment

utilisée en histologie animale, le colorant basique hématoxyline, colore les structure acides en

bleu violacé, les noyaux, les ribosomes, le réticulum endoplasmique rugueux ont une forte

affinité pour ce colorant vu leur richesse en ADN et en ARN, en revanche l’éosine est un

colorant acide qui colore les structures basiques en rouge et en rose, la plupart des protéines

cytoplasmiques sont basiques, le cytoplasme des cellules apparait donc habituellement coloré

en rose ou en rouge, en général lorsque la coloration avec l’HE est appliquée à des cellules

animales, les noyaux sont colorés en bleu violet et les cytoplasmes en rouge rose.

Les trichromes sont des colorations topographiques impliquant l’emploi de trois colorants,

(l’hémalun, phloxine, vert lumière pour le trichrome à froid, et l’hématoxyline de Régaud à la

place de l’hémalun dans le trichrome à chaud), qui ont l’avantage de donner trois teintes

particulières aux diverses structures permettant ainsi de différencier aisément, par exemple,

cytoplasme et noyaux, tissus musculaires et conjonctifs…etc. Après coloration les

préparations sont déshydratées dans des bains d’alcools croissants (70°, 95°, 100°)

5.7. Éclaircissement

Les préparations sont imprégnées et éclaircies par un hydrocarbure bénzénique (xylène,

toluène) ou équivalent (2-3 bains, 3 à 5min) miscible à une résine de synthèse (de type

Eukitt).


16

5.8. Montage

Les coupes colorées sont recouvertes d’une lamelle en verre collée à l’Eukitt, qui permettra

une conservation permanente, vu son indice de réfraction très élevé (n= 1,74) de préférence à

l’abri de la lumière. Le montage des préparations a un triple objectif, à savoir la protection

mécanique, une longue période de conservation et l’obtention d’un bon degré de transparence

essentiel du point de vue de l’observation microscopique.

5.9. Lecture des lames

La lecture des lames au microscope optique se fait aux faibles grossissements (10) pour

avoir une bonne vue d'ensemble des tissus. Nous avons pris des photos à l’aide d’une caméra

(Image Driving soft ware MDCE-5C(E) G108005809).

Reproduction Résultats

17

IV.1. Résultats

1.1 Distribution des trois espèces

A partir d’un échantillonnage mensuel aléatoire nous avons obtenu les résultats suivants :

Au cours de notre sélection nous notons la présence d’une espèce, deux ou les trois en

même temps.

La figure ci-dessus représente les différents pourcentages des trois espèces obtenus chaque

mois:

Au mois de juillet nous soulignons la présence de Trachurus mediterraneus et Trachurus

trachurus, par contre le Trachurus picturatus n’apparait pas.

Au mois de septembre l’échantillonnage a été fait deux fois à cause de l’absence du

chinchard au mois d’aout vu la limitation de sa pêche (période de reproduction).

Le Trachurus picturatus n’apparait qu’au mois de septembre avec un pourcentage faible

(2,33%).

Au mois d’octobre et novembre nous ne retrouvons que le Trachurus mediterraneus, en

revanche les deux autres espèces sont absentes.

Au mois de décembre, janvier et février le Trachurus trachurus prédomine les deux autres

espèces alors qu’au mois de mars nous observons uniquement sa présence.

Au cours de la période printanière le Trachurus mediterraneus présente des pourcentages

plus élevés que les deux autres espèces respectivement au mois d’avril et mais (55% et 57%).

Au mois de juin le Trachurus trachurus est de 69% alors que celui de Trachurus

mediterraneus est seulement de 10%.

Pour conclure, nous remarquons la présence des trois espèces de chinchard (Trachurus

trachurus, Trachurus mediterraneus, Trachurus picturatus) dont les pourcentages présentent

des variations mensuelles.

Reproduction Résul

Figure 2: Distribution mensuelle des proportions de

Trois espèces de chinchard se rencontrent dans la Baie d’Oran.

Durant les échantillonnages, nous avons identifié trois espèces de

proportions annuelles sont comme suit

54,24%, Trachurus mediterraneus

de 0,362%.

Figure3: répartition des proportions de

Trachurus picturatus

0

20

40

60

80

100

Po

urc

enta

ge

0

10

20

30

40

50

60

Trachurusmediterraneus

Pou

rcen

tage

Reproduction Résul

Distribution mensuelle des proportions de Trachurus mediterraneus, Trachurus

trachurus, Trachurus picturatus.

Trois espèces de chinchard se rencontrent dans la Baie d’Oran.

Durant les échantillonnages, nous avons identifié trois espèces de

proportions annuelles sont comme suit : Trachurus trachurus présente un pourcentage de

Trachurus mediterraneus est de 45,39% et le Trachurus picturatus

répartition des proportions de Trachurus mediterraneus, Trachurus trachurus,

Trachurus picturatus échantillonnés.

Temps (mois)

Tm

Tt

Tp

Trachurusmediterraneus

Trachurustrachurus

Trachuruspicturatus


18

erraneus, Trachurus

Durant les échantillonnages, nous avons identifié trois espèces de Trachrus dont les

présente un pourcentage de

Trachurus picturatus avec une minorité

Trachurus mediterraneus, Trachurus trachurus,

Tm

Tt

Tp

Reproduction Résul

a) Trachurus mediterraneus

Figure

19 cm

Reproduction Résul

Trachurus mediterraneus b) Trachurus picturatus

c)Trachurus trachurus

b) Scutelles

Figure 4: Espèces de Trachurus échantillonnés.

20 cm

BENSAADA F Z, 2011

BENSAADA F Z, 2011

18 cm

BENSAADA F Z,


19

Trachurus picturatus


20

1.2 Taille à la première reproduction

Le critère de maturité sexuelle retenu est le passage du stade III (en voie de maturation) au

stade IV (pré-ponte) par référence à l’échelle de Fontana (1969). Pour chaque intervalle de

taille (classe de un centimètre), nous avons calculé pendant chaque période de reproduction, le

pourcentage de femelles et des mâles aux stades (I-V) par rapport au nombre total de femelles

et mâles observées. Puis, nous avons calculé l'équation de la droite située entre 0 et 100% afin

de calculer L50 pour les différentes zones et périodes, c'est-à-dire la longueur pour laquelle on

considère que 50% des femelles se reproduisent. La plus petite femelle mesure 13 cm de

longueur totale ainsi que le plus petit mâle. La taille de première maturité sexuelle (LT50) est

de 15cm de longueur totale chez les femelles ce qui correspond à l'âge d’un an qui est valable

aussi bien chez les mâles que chez les femelles.

Tableau n° 2 : Effectifs et pourcentages des différents stades de maturité des femelles deTrachurus mediterraneus.

CL detaille

N de f enstade I

N de f enstade II

àV

N Total % de FMatures

13-14 0 0 0 014-15 0 0 0 015-16 3 2 5 4016-17 11 8 19 4217-18 11 56 67 8418-19 0 34 34 10019-20 1 25 26 9620-21 0 21 21 10021-22 0 24 24 10022-23 0 25 25 10023-24 0 5 5 10024-25 0 7 7 10025-26 1 1 2 5026-27 1 2 3 6727-28 0 1 1 10028-29 0 1 1 10029-30 1 0 1 0

CL : classe de tailleN : nombre


21

12 14 16 18 20 22 24 26 28 30

LT(cm)

0

20

40

60

80

100

Po

urc

enta

ge

Figure 5: Détermination de la taille de première maturité sexuelle chez les femelles de


Tableau n°3 : Effectif et pourcentages des différents stades de maturité des mâles deTrachurus mediterraneus.

CL detaille N de men

stade I

N de men stadeII

àV N Total% De mMatures

13-14 0 0 0 014-15 0 0 0 015-16 0 0 0 016-17 1 5 6 8317-18 2 7 9 7818-19 0 7 7 10019-20 1 18 19 9520-21 1 16 17 9421-22 0 23 23 10022-23 0 12 12 10023-24 0 5 5 10024-25 0 9 9 10025-26 0 1 1 10026-27 0 0 0 027-28 0 0 0 028-29 0 1 1 10029-30 0 0 0 0

Pourcentage

LT (cm)15


22

12 14 16 18 20 22 24 26 28 30

LT(cm)

0

20

40

60

80

100

Po

urc

enta

ge

Figure 6 : Détermination de la taille de première maturité sexuelle chez les mâles deTrachurus mediterraneus.

1.3 Sexe ratio

1.3.1 Sexe ratio globale

Ce tableau représente la sex-ratio globale (tableau n°5) obtenu sur l’ensemble de

l’échantillonnage de la saison 2010-2011 réalisé sur la période de reproduction effectuée

durant huit mois.

Tableau n° 4 : Sex-ratio globale chez le Trachurus mediterraneus.

N total Nfemelles

N mâles %F %M Sex-ratio(M/F)

1211 705 506 58 ± 0,36 42 ± 0,42 0,72

N : nombre M : mâlesIC : intervalle de confiance F : femelles

Pourcentage

LT (cm)15

Reproduction Résul

1.3.2 Evolution de la sex-ratio en fonction desLa sex-ratio globale est 2,39

(X2 = 1,17, P<0,05).

Figure 7: Evolution mensuelle de la sex

1.3.3 Evolution du taux de féminité et de masculinité etLe taux de féminité (figure

les échantillons de juillet, octobre, novembre et mai où elles

58.36, 88.24, 64.91% correspondant aux sexes ratio de 0.76, 0.71, 0.13, 0.54. Les

revanche plus nombreux dans les échantillons de septembre (66,11%), avril

Figure 8: Evolution mensuelle du t

1.3.4 Evolution de la sex-ratio en fonction des tailles

Le taux de féminité est inversement proportionnel au taux de masculinité.

de tailles 13 cm la sexe ratio est de

0

0,2

0,4

0,6

0,8

1

1,2

1,4

Fré

qu

ence

s

0

20

40

60

80

100

Pou

rcen

tage

Reproduction Résul

atio en fonction des saisonsratio globale est 2,39 :0,72 (mâle : femelle), la différence est significative

Evolution mensuelle de la sex-ratio chez le Trachurus

Evolution du taux de féminité et de masculinité et de la sexe ratio en fonction des saisons: 9) varie d’un mois à l’autre ; les femelles sont plus nombreuses dans

les échantillons de juillet, octobre, novembre et mai où elles représentent respectivement

58.36, 88.24, 64.91% correspondant aux sexes ratio de 0.76, 0.71, 0.13, 0.54. Les

revanche plus nombreux dans les échantillons de septembre (66,11%), avril

Evolution mensuelle du taux de féminité et de masculinitéchez Trachurus mediterraneus.

ratio en fonction des tailles

Le taux de féminité est inversement proportionnel au taux de masculinité.

ratio est de 2.

Temps (mois)

Temps (mois)

%mâles

%femelles


23

), la différence est significative


e ratio en fonction des saisons; les femelles sont plus nombreuses dans

représentent respectivement : 56.81,

58.36, 88.24, 64.91% correspondant aux sexes ratio de 0.76, 0.71, 0.13, 0.54. Les mâles sont en

revanche plus nombreux dans les échantillons de septembre (66,11%), avril (46,67%).

aux de féminité et de masculinité

Le taux de féminité est inversement proportionnel au taux de masculinité. Pour la classe

Temps (mois)

%mâles

%femelles


24

Au niveau des classes plus âgées nous remarquons de légères fluctuations des tailles

de la sexe ratio en fonction de la taille soit à dominance mâles ou femelles, dans toutes les

classes de taille la dominance est notable pour les femelles sauf pour la classe de taille

28cm qui est un cas particulier dont on a rencontré que 3 femelles et 1 seul mâle.

Figure 9: Variation du taux de féminité et du taux de masculinité enfonction de la taille chez le Trachurus mediterraneus.

1.4 Répartition des tailles et calcul de la taille moyenne

Nous remarquons que les mâles et les femelles dont la classe de taille est entre 17et 20cm

représentent des pourcentages plus élevés par rapport aux autres spécimens. Les tailles moyennes

estimées dans nos échantillons pour les femelles et les mâles sont respectivement 20,16 et 20,42cm.

Figure 10 : Courbe d’abondance des mâles et des femelleschez le Trachurus mediterraneus.

0

20

40

60

80

100

120

13 14 15 16 17 18 19 20 21 22 23 24 25 26 27 28 29

Po

urc

enta

ge

% F + IC

% M + IC

LT(cm)

0

5

10

15

20

25

30

13 15 17 19 21 23 25 27 29

Po

urc

enta

ges

LT(cm)

% Mâles

% Femelles


25

1.5 Période de reproduction1.5.1 Evolution mensuelle du RGSNous observons une chute brutale du RGS moyen femelle en juillet qui continue jusqu’au mois

de novembre, la valeur minimale du RGS moyen se situe en décembre (0,287) puis elle augmenteprogressivement jusqu’en juin où elle atteint sa valeur maximale (3,389), la variation la plussignificative est notée entre mai et juin.

La courbe du RGS moyen des mâles est au plus bas entre juillet et novembre avec une valeur

minimale de (0,239). Elle oscille ensuite autour de (0,63) jusqu’en avril où on note une

augmentation brutale et le maximum est atteint en mai (3,544).

Figure11: Evolution mensuelle du RGS moyen chez le Trachurus mediterraneusfemelles et mâles, (p< 0,05) la différence est significative.

1.5.2 Evolution mensuelle du RHS

La courbe du RHS moyen des mâles est au plus bas en juillet avec une valeur de (0,936).Elle

augmente jusqu’en novembre où la valeur est maximale (1,06) puis elle diminue jusqu’en juin où le

RHS minimal est atteint (0,523).

Deux diminutions sont notées la première de juillet à septembre et la valeur minimale chez les

femelles est atteinte en octobre (0,57), la valeur maximale se situe juste après en novembre(1,115),

une deuxième diminution est observée de décembre à avril, nous soulignons ensuite une légère

augmentation entre mai et juin.

0

1

2

3

4

5

juil

.-1

0

aoû

t-1

0

sep

t.-1

0

oct

.-1

0

no

v.-1

0

déc

.-1

0

jan

v.-1

1

févr

.-1

1

mar

s-1

1

avr.

-11

mai

-11

juin

-11

Fré

qu

ence

s

Temps (mois)

RGS (mâle)

RGS(femelle)


26

Figure 12: Evolution mensuelle du RHS moyen chez les Trachurus mediterraneusmâles, (p< 0,05) la différence est significative.

1.5.3 Comparaison entre le RGS et le RHS :La valeur maximale du RHS observée en novembre chez les femelles correspond à une chute

du RGS.

Figure 13 : Evolution mensuelle du RGS et RHS moyen chez lesfemelles de Trachurus mediterraneus, (p< 0,05) la différence est significative.

La valeur maximale du RHS observée en novembre chez les mâles coïncide avec la valeur

minimale du RGS moyen.

0

0,2

0,4

0,6

0,8

1

1,2

1,4

1,6

juil

.-1

0

aoû

t-1

0

sep

t.-1

0

oct.

-10

nov

.-1

0

déc

.-1

0

jan

v.-1

1

févr

.-1

1

mar

s-1

1

avr.

-11

mai

-11

juin

-11

Fré

qu

ces

Temps (mois)

(RHS) mâle

(RHS) femelle

00,5

11,5

22,5

33,5

44,5

5

juil

.-1

0

aoû

t-1

0

sep

t.-1

0

oct.

-10

nov

.-1

0

déc

.-1

0

jan

v.-1

1

févr

.-1

1

mar

s-1

1

avr.

-11

mai

-11

juin

-11

Fré

qu

ence

s

Temps (mois)

(RHS) femelle

RGS(femelle)


27

Figure 14 : Evolution mensuelle du RGS et RHS moyen chez lesmâles de Trachurus mediterraneus, (p< 0,05) la différence est significative.

1.6 Evolution de l’indice de condition (Kc)L’indice de condition des femelles est très variable mais les écarts sont faibles d’un mois à

l’autre, nous notons sa valeur maximale en juillet (0,0082) puis sa diminution jusqu’en septembre

puis il augmente légèrement en octobre. La valeur minimale du Kc chez les femelles est observée

en décembre (0,007), elle augmente jusqu’en avril(0,00795) puis elle se stabilise en mai et juin. En

juillet la valeur maximale du Kc des mâles est de(0,0082) (Fig.15), la valeur minimale se situe en

novembre (0,007). Elle augmente en décembre où il atteint (0,0073) puis diminue jusqu'en avril

(0,00787) valeur autour de laquelle elle s’équilibre jusqu'en juin(0,0076). Nous déduisons qu’il n’y

a pas une différence significative entre l’indice de condition des femelles et des mâles.

Figure 15 : Evolution mensuelle de l’indice de condition des femelles etdes mâles de Trachurus mediterraneus, (p< 0,05) la différence est significative.

00,5

11,5

22,5

33,5

44,5

5

juil

.-1

0

aoû

t-1

0

sep

t.-1

0

oct

.-1

0

no

v.-1

0

déc

.-1

0

jan

v.-1

1

févr

.-1

1

mar

s-1

1

avr.

-11

mai

-11

juin

-11

Fré

qu

ence

s

Temps (mois)

(RHS) mâle

RGS (mâle)

00,0010,0020,0030,0040,0050,0060,0070,0080,009

0,01

juil

.-1

0

aoû

t-1

0

sep

t.-1

0

oct.

-10

nov

.-1

0

déc

.-1

0

jan

v.-1

1

févr

.-1

1

mar

s-1

1

avr.

-11

mai

-11

juin

-11

Fré

qu

ence

s

Temps (mois)

Kc(Mâle)

Kc(femelle)

Reproduction Résul

1.7 Stades de maturité sexuelle


L’évolution mensuelle de différents stades de maturité (Fig

I sont présentes aux mois d’octobre (24%), mai (23%), avril (9%), juillet (2%). Les femelles de

stade II sont présentes aux mois d’octobre (71%), mai (11%) et avril (5%). Les feme

et IV ont été observées toute l'année à l'exception

stades et juin pour le stade III. Le stade V n’apparait qu’aux mois d’avril (11%), mai (27%) et juin

(13%). Les femelles au stade

représentent 100 % de la population en

Figure 16: Evolution mensuelle des pourcentages des stades de maturité sexuellede Trachurus mediterraneus

1.7.2 Répartition des diamètres ovocytaires

L’analyse des graphes de diamètres ovocytaires

(figure : 18) .Les diamètres ovocytaires varient entre38.4

262,19μm.

0

20

40

60

80

100

po

urc

enta

ges

Reproduction Résul

1.7 Stades de maturité sexuelle


de différents stades de maturité (Fig :17) montre que les femelles au stade


stade II sont présentes aux mois d’octobre (71%), mai (11%) et avril (5%). Les feme

ont été observées toute l'année à l'exception d’octobre, novembre et décembre pour les deux


Les femelles au stade VI sont observées toute l'année à l'exception d

% de la population en novembre et décembre.

Evolution mensuelle des pourcentages des stades de maturité sexuellemediterraneus femelles observés à l’échelle macroscopique.

ition des diamètres ovocytaires

L’analyse des graphes de diamètres ovocytaires a révélé l’existence de plusieurs modes

: 18) .Les diamètres ovocytaires varient entre38.4μm et704μm avec une moyenne de

Temps (mois)


28

:17) montre que les femelles au stade


stade II sont présentes aux mois d’octobre (71%), mai (11%) et avril (5%). Les femelles au stade III

d’octobre, novembre et décembre pour les deux


servées toute l'année à l'exception du mois de juin ; elles

Evolution mensuelle des pourcentages des stades de maturité sexuellefemelles observés à l’échelle macroscopique.

a révélé l’existence de plusieurs modes

04μm avec une moyenne de

I

II

III

IV

V

VI


29

Figure 17: Distributions mensuelles des diamètres ovocytaires (µm)chez les femelles de Trachurus mediterraneus.

1.8 Fécondité

La fécondité absolue moyenne oscille de 2063 à 18854 ovocytes pour des individus de

poids et taille compris entre 41,9g (16,9cm, LT) et 70g (20,8cm, LT) de poids total ; on

déduit que la fécondité varie d’une classe de taille à l’autre.

La fécondité relative par gramme de gonade est comprise entre 2298 et 11651ovocytes.

La fécondité relative par100g de poids corporel varie entre 6348 et 16977 ovocytes.

Tableau 5: Récaputilatif des résultats obtenus sur la fécondité

Fécondité m ± ε LF a b r Relation de typelinéaire

Féconditétotale(FT)

9442±3751 14 ≤LF ≤ 19

1871 2919 0,941 FT = a LF + b

Féconditérelative / gr degonade (FR)

6715±2221 14 ≤LF ≤ 19

632,4 8817 0,859 FR= a LF + b

Féconditérelative/100gde poids corporel

16977±6348

14 ≤LF ≤ 19

1008 12516 0,538 FR/100g= a LF + b

g: gramme

0

0,2

0,4

0,6

0,8

1

1,2

5-2

5

25

-75

75

-12

5

12

5-1

75

17

5-2

25

22

5-2

75

27

5-3

25

32

5-3

75

37

5-4

25

42

5-4

75

47

5-5

25

52

5-5

75

57

5-6

25

62

5-6

75

67

5-7

25

I I II II III III IV IV V V V V V V V

Fré

qu

ence

s juillet

septembre

octobre

novembre

décembre

avril

mai

juin


30

Figure 18 : Relation fécondité totale Ŕ longueur à la fourche.

Figure 19 : Relation fécondité relative par gramme de gonadeet la longueur à la fourche.

Figure 20 : Variation de la fécondité relative par 100g de poids corporelen fonction de la longueur à la fourche.

y = 1871,x + 2919,R² = 0,886

0

2000

4000

6000

8000

10000

12000

14000

16000

18000

20000

140 150 160 170 180 190

NB

d'œ

ufs

FT

LF(mm)

y = -632,4x + 8817,R² = 0,738

0100020003000400050006000700080009000

10000

140 150 160 170 180 190

NB

d'œ

ufs

FEC/g de gonade

LF

y = 1008,x + 12516R² = 0,290

0

5000

10000

15000

20000

25000

30000

140 150 160 170 180 190

NB

d'œ

ufs

FR/100g de poids

LF


31

Figure 21 : Relation poids gonade-poids totalchez le Trachurus mediterraneus.

1.9 Etude histologique

Une échelle macroscopique de développement sexuel est basée sur des caractères externes

de la gonade, sur lesquels il peut y avoir ambiguïté. Une échelle microscopique est un moyen

plus sûr de suivre l’évolution du développement testiculaire et ovarien.

1.9.1. Histologie des ovaires

Au mois de septembre, octobre et novembre les ovogonies peuvent être isolées (figure23-A

et B) tandis qu’au mois de mai elles sont regroupées le long du bord interne de la lamelle

ovarienne (figure23-C et D) près de l'épithélium germinal. Elles présentent un noyau bien

développé contenant un nucléole généralement central.

Au mois d’avril et mai, par accroissement de leur cytoplasme, les ovogonies se

transforment en ovocytes qui après la méiose entrent en vitellogenèse. Les ovocytes au stade 1

ont une taille comprise entre 25 et 125μm ; leur cytoplasme homogène est fortement

basophile. Le noyau sphérique contient plusieurs nucléoles au centre (figure25-A et B). Ceux-

ci migrent ensuite vers la périphérie du noyau tandis que l'ovocyte continue sa croissance

cytoplasmique (stade 2) et atteint un diamètre compris entre125 et 175μm. Les cellules sont

entourées de fibres conjonctives (thèque folliculaire) et d'un épithélium folliculaire constitué

de cellules à noyaux allongés.

y = 0,051x - 1,355R² = 0,933

0

0,5

1

1,5

2

2,5

3

3,5

0 20 40 60 80 100

PT(g)

pG(g)


32

Les ovocytes de stade 3 de diamètre compris entre (175 et 275μm) observés au mois de

mai peuvent être considérés comme entrant en début de maturation; les cellules subissent

d'importantes transformations qui concernent le noyau, le nucléoplasme et les membranes. Le

cytoplasme devient moins basophile.

La membrane nucléaire perd sa régularité et forme des villosités dans lesquelles s'insèrent

les nucléoles; autour du noyau apparaît une plage concentrique transitoire dans laquelle se

forment des vacuoles lipidiques (le stade 3 est souvent décrit comme une phase de

vacuolisation) (figure26-A, B et D). Le cytoplasme à la périphérie (cytoplasme cortical) prend

un aspect radié dû à la présence de microvillosités. L'enveloppe continue formée autour de

l'ovocyte par les cellules de l'épithélium folliculaire devient nette à ce stade et atteint sa taille

maximale; elle est appelée granulosa. Entre cette enveloppe et la membrane cytoplasmique se

développe une zone riche en mucopolysaccharides acides appelée membrane pellucide ou

zona radiata. Elle est en effet traversée de stries radiaires par où passent les microvillosités du

cytoplasme et les prolongements des cellules folliculaires.

Au mois de mai, le stade 4 des ovocytes peut être identifié à une phase de vitellogenèse.

Une couronne de globules vitellins apparaît à la périphérie tandis que les vacuoles lipidiques

restent concentrées autour du noyau. Cet envahissement de l'espace cytoplasmique par les

globules vitellins entraîne un accroissement des ovocytes dont le diamètre atteint 275 à

375μm (figure24-A, B et C). La zona radiata s'épaissie (17,4μm) et la granulosa est entourée

d'une thèque conjonctive.

Au stade 5, les ovocytes d'un diamètre de 380 à plus de 475μm présentent, entre l'étroite

bande de cytoplasme cortical et le noyau, une distribution uniforme de vacuoles lipidiques et

de globules vitellins séparés par quelques travées cytoplasmiques. La zona radiata continue de

s'épaissir (25,6μm) par addition de lamelles concentriques. Le noyau central finit par être

repoussé vers la périphérie tandis que les globules vitellins d'une part et les gouttelettes

lipidiques d'autre part confluent en gouttes et masses de plus en plus grandes. Le stade 6

précède la ponte; ce stade d'accroissement rapide est caractérisé par l'aspect transparent que

prennent les ovules qui est dû à une absorption d'eau favorisant l'éclatement des follicules

(figure 27-A, B, C et D). Les ovocytes observés à ce stade ont un diamètre compris entre 480

et 725μm. Certains follicules matures subissent l’atrésie (figure27-E et F)

Reproduction Résul

Figure 22: Coupes histologique

maturation colorés à l’hématoxyline, A et B (pêché le mois de septembre), Cet D (poisson

pêché le mois de mai), LO

Hématoxyline éosine ((Ax100), (Bx100)), et le Trichrome à froid ((

A et B : Lot d’ovogonies, (poisson pêché en septembre 2010).

C et D : Lamelles ovigères, (poisson pêché en mai 2011).

A

C

Reproduction Résul

histologiques des ovaires de Trachurus mediterraneus

ation colorés à l’hématoxyline, A et B (pêché le mois de septembre), Cet D (poisson

pêché le mois de mai), LO : lamelles ovigères.

Hématoxyline éosine ((Ax100), (Bx100)), et le Trichrome à froid ((Cx100), (Dx100))

, (poisson pêché en septembre 2010).

: Lamelles ovigères, (poisson pêché en mai 2011).

B

LO

D


33

Trachurus mediterraneus en début de

ation colorés à l’hématoxyline, A et B (pêché le mois de septembre), Cet D (poisson

Cx100), (Dx100))

Reproduction Résul


A. (GX100)Ovocyte I en vitellogenèse endogène (

B. (GX100) Ovocyte I en vitellogenèse exogène (

C. (GX100) Ovocyte I en maturation finale (

N : Noyau, VL : Vacuoles lipidiques

N

A

C

294,4μm

Reproduction Résul

histologiques des ovaires matures colorés au trichrome à froid.

vitellogenèse endogène (pêché le mois de mai).

vitellogenèse exogène (pêché en mai 2011).

I en maturation finale (pêché en mai 2011).

VL : Vacuoles lipidiques, Th : Thèque

VL

B 281,6μm 217,6

371,2μm


34

des ovaires matures colorés au trichrome à froid.

217,6 μm

Reproduction Résul


A. et B. (Gx100) Ovocytes au début de la vitellogenèse.C. (Gx100) Ovocytes en vitellogenèse avancée.D. (Gx100) Ovocyte en maturation finale.E. (Gx400), enveloppes (granulo

A

C

G

E

Th

Reproduction Résul

histologiques des ovaires matures colorés au trichrome à froidmois de mai).

Ovocytes au début de la vitellogenèse.Ovocytes en vitellogenèse avancée.Ovocyte en maturation finale.nveloppes (granulosa zona radiata et thèques) d’un ovocyte I en vitellogenèse

B

D

ZR

PV


35

au trichrome à froid (pêché le

hèques) d’un ovocyte I en vitellogenèse.

Reproduction Résul

Figure 25: Coupes histologiquele mois d’Avril

A, B, D

C) Ovocytes immatures et ovocytes en accroissement (Gx100).

A

C

307,2 μm

Reproduction Résul

histologiques des ovaires matures colorés au trichrome de Massonmois d’Avril). Les flèches représentent les nucléoles.

A, B, D (Gx100), ovocytes en maturation finale.

C) Ovocytes immatures et ovocytes en accroissement (Gx100).

B

D

371,2 μm


36

au trichrome de Masson (pêchéLes flèches représentent les nucléoles.

Reproduction Résul


de Masson

A, B, C, D : Ovocytes hyalins (Gx100).

E, F : Ovocytes atrétiques (Gx100).

A

C

E

512 μm

Reproduction Résul

histologiques des ovocytes hyalins et atrétiques colorés

de Masson (pêché le mois d’Avril).

: Ovocytes hyalins (Gx100).

: Ovocytes atrétiques (Gx100).

B

D

F


37

colorés au trichrome


38

1.9.2. Histologie des testicules

La description histologique des stades de la gamétogenèse est plus difficile à établir chez

les mâles que chez les femelles car les différents stades d'évolution des cellules reproductrices

sont présents presque toute l'année dans les testicules. Toutefois il est possible de dégager des

tendances en fonction des stades dominants.

Au mois de septembre nous observons des individus immatures (stade 1) ou au repos

surtout caractérisés par la présence de cellules germinales et de spermatogonies. Durant la

phase de repos, les cellules germinales constituent une couche entourant la lumière de chaque

lobule; durant la phase de maturation, elles sont isolées dans les tissus conjonctifs entourant

les lobules. L'activité mitotique entraîne la formation de cystes de spermatogonies (figure :

28-A), de plus en plus nombreux au fur et à mesure de la maturation des gonades.

Au mois d’octobre et novembre, les testicules renferment essentiellement des

spermatogonies et des spermatocytes (stade 2) de diamètre plus petits et également regroupés

par cystes (figure : 28-C), toutes les cellules d'un cyste étant aux mêmes stades. Les

spermatocytes résultent de la méiose subie par les spermatogonies; des changements

intracellulaires entraînant une nouvelle diminution du diamètre des cellules les amènent au

stade de spermatides.

Le mois de juillet correspond d’une part à la présence de tous les stades de la

spermatogenèse (stade 3), y compris, dans la lumière centrale des lobules, des

spermatozoïdes formés à partir des spermatides et qui sont libérés par éclatement des cystes.

En fin de maturation, au mois d’avril et mai (stade 4), les spermatogonies sont rares et les

spermatozoïdes ont envahi les canaux collecteurs (figure : 31). L'émission des gamètes

correspond au stade 5 ; les testicules contiennent presque exclusivement des spermatozoïdes

et des cellules germinales. Au mois de juillet, le stade 6, fin de maturation, les testicules

présentent quelques spermatozoïdes résiduels, les lobules sont vides bien distincts, séparés par

les cellules de Leydig et le tissu conjonctif se développe.

Reproduction Résul

Figure 27 : Coupes histologiques de testicules

un mâle pêché au mois de juillet, (AX100), (BX250),

SG : spermatogonies, SC: spermatocytes, les flèches

pointillés des lobules.

A

C

Reproduction Résul

Coupes histologiques de testicules colorées à l’hématoxyline-éosine

mâle pêché au mois de juillet, (AX100), (BX250), (CX400).

: spermatocytes, les flèches : cellules de Leydig, les cercles en

SG

SG

B

SC


39

éosine prélevés sur

(CX400).

: cellules de Leydig, les cercles en

SG

Reproduction Résul

Figure 28: Coupes histologiques de testicules

un mâle pêché au mois d’avril,

SG : spermatogonies, SC: spermatocytes, les flèches

pointillés : un lobule.

A

C

Reproduction Résul

Coupes histologiques de testicules, colorées au trichrome à chaud,

mâle pêché au mois d’avril, (AX100), (BX250), (CX 250), (DX400).

: spermatocytes, les flèches : spermatozoïdes, les cercles en

B

D

SG


40

, colorées au trichrome à chaud, prélevés sur

(AX100), (BX250), (CX 250), (DX400).

: spermatozoïdes, les cercles en

SZ

Reproduction Résul

Figure 29: Coupes histologiques de testicules

un mâle pêché au mois d’avril, (AX100), (BX400), (CX 400), (DX400).

SG : spermatogonies, SC: spermatocytes, SZ

cercles en pointillés : un lobule.

A

C

Reproduction Résul

Coupes histologiques de testicules colorées au trichrome à chaud,


: spermatocytes, SZ : spermatozoïdes, les flèches

: un lobule.

B

D


41

colorées au trichrome à chaud, prélevés sur


les flèches (flagelles) les

Reproduction Résul

Figure 30 : Coupes histologiques

mâle pêché le mois d’avril,

SPC : spermatocyte, SPD : spermatide,

SPD

SPC

A

C

Reproduction Résul

Coupes histologiques colorées au trichrome à chaud de testicules prélevés d’un

le mois d’avril, (A- 400 X), (B – 400 X), (CX400), (DX400)

SPD : spermatide, les flèches : flagelles de spermatozoïde

B

D


42

de testicules prélevés d’un

(DX400).

spermatozoïdes.

Reproduction Résul

Figure 31 : Coupes histologiques

(A- 100 X), (B – 250 X), (CX

A

C

Reproduction Résul

Coupes histologiques colorées à l’hématoxiline de testicules prélevés d’un mâle

pêché le mois de septembre.

0 X), (CX100), (DX250), cercle : cyste(s)

B

D


43

de testicules prélevés d’un mâle

Reproduction Discussion

44

IV.2. Discussion

2.1. Distribution des trois espèces

Durant notre échantillonnage annuel nous avons trouvé une grande proportion de

Trachurus trachurus (54,24%), un pourcentage de (45,39%) de Trachurus mediterraneus et

une très faible concentration de Trachurus picturatus (0,362%). Ces résultats contredisent

ceux de (Gherram, 2009) qui a travaillé dans la même zone d’étude et a échantillonné en

grande concentration les Trachurus mediterraneus 56%, une proportion de 33% des

Trachurus trachurus, et 11 % de Trachurus picturatus ;et divergent aussi de ceux de

(Dardignac, 1963) dans le golfe du Lion où le Trachurus mediterraneus, est l’espèce

dominante pour 80% de chinchards issus de chaque pêche.

Cette répartition est similaire à celle de (Korichi, 1988) dans la Baie de Bou Ismail où le

Trachurus trachurus est le plus fréquent.

Selon (Dardignac, 1963), l’aire de distribution de Trachurus mediterraneus est limitée par

l’isohaline 38%0 dans le golfe du Lion.

D’après (Viette et al., 1997) T.mediterraneus, T.trachurus, T. picturatus et T.ponticus

sont répartis simultanément dans la Méditerranée et la mer Noire ainsi que le long des côtes

de l'Atlantique de la Manche jusqu’au Maroc.

Dans la Baie d’Oran nous avons rencontré une minorité de Trachurus picturatus ce qui

rejoint la description de (Dardignac, 1963) sur cette espèce de haute mer qui ne fut rencontrée

qu’à des exceptions prés, sur les fonds supérieurs à 100 m.

2.2. Taille à la première reproductionLa taille de première maturité sexuelle est très variable chez les téléostéens, elle n’est pas

statistiquement différente en fonction du sexe. Toutefois, les mâles atteignent la maturité

sexuelle au même moment que les femelles.

Le Trachurus mediterraneus mûr le plus petit était de 10.4 cm, (Genç et al., 1998). Nous

avons trouvé dans notre étude une taille de 15cm pour les deux sexes cette valeur s’approche

de celle trouvée par (Soliman et al., 1982) dans la Baie d’Aboukir.

La taille minimale de première maturité calculée par (Arnéri, 1983) en adriatique est de

16cm cette valeur ne s’éloigne pas de celle trouvée par (Ben Salem, 1977) qui proposent des

tailles totales de 17 à 18cm dans les eaux tunisienne (Ben Salem et Ktari, 1981). En revanche


45

notre résultat ne se concorde pas avec celui de (Bini, 1968) et (Fisher et al., 1987), qui

suggèrent que la première reproduction intervient à 23cm et un âge de 3 et 4 ans

respectivement.

2.3. Répartition des tailles et calcul de la taille moyenneSelon (Korichi, 1988), les tailles moyennes du Trachurus mediterraneus pêché dans la baie

de Bou Ismail est de (13.87, 12,96) pour les femelles et les mâles. En revanche les tailles

moyennes estimées dans nos échantillons sont supérieures (20,16 et 20,42cm) femelles et

mâles respéctivement.

Suivant (Korichi, 1988) les tailles moyennes de Trachurus trachurus sont supérieures à

celles de Trachurus mediterraneus, plus côtier. Au contraire des Trachurus de la baie d’Oran

dont les tailles moyennes de notre espèce sont supérieures à celle trouvée par (Gherram, 2009)

sur le Trachurus trachurus de la même région.

D’après (Korichi, 1988), à 20 m les Trachurus mediterraneus sont dominants alors qu’à

70m ce sont les Trachurus trachurus qui sont dominants.

2.4. Sexe ratioLa sexe ratio des téléostéens a fait l’objet de nombreux travaux chez diverses espèces de

poissons de différentes familles. Chez le Trachurus mediterraneus sa valeur de 0.72, montre

qu’il y’a une dominance d’un sexe par rapport à l’autre; globalement les pourcentages sont

comme suit : 58% femelles 42% mâles, nous déduisons que les femelles sont observées plus

fréquemment que les mâles dans toutes les classes de taille.

En revanche le sex-ratio est légèrement en faveur des mâles dans les eaux

britanniques (Kerstan, 1985 in Korichi, 1988).

Selon (Aka et al., 2004), la variation de la sex- ratio dépend de l’état physiologique des

poissons. En général, chez les téléostéens, les mâles sont prédominants en période de

reproduction, dans notre région nous remarquons que le sex-ratio s’approche de 1 au mois

d’avril, alors qu’en période de repos sexuel, ce sont les femelles qui sont prédominantes

(Paugy, 1980 ; Santos et al., 2007).

Plusieurs facteurs tels que la migration pour la recherche de nourriture, la croissance

différentielle et le taux de mortalité par sexe influencent également le sex–ratio chez les

poissons (Mellinger, 2002).

Nos résultats sont similaires à ceux de (Şahin et al., 2008) dans la partie EST de la mer

noire dont les femelles représentent 68% de la population et les mâles 31%.


46

2.5. Période de ponte

Dans la présente étude, le suivi de la variation du RGS femelle indique un maximum de

(3,39 ± 1,16) au mois de juin, et celle des mâles (3,544± 1,058) au mois de mai, donc la

période de ponte s’étend d’avril à juin chez le Trachurus mediterraneus, ce dernier se

reproduit une seule fois par ans avec une forte activité de reproduction pendant la période

(printemps-été).

D’après (Şahin et al., 2008) dans la mer noire, le RGS et les valeurs de l’indice de

condition indiquent que la période de frai a commencé au début de Juillet et s'est poursuivie

jusqu'au début Septembre, la femelle a atteint une valeur de RGS 2,368 ±0.890 en août et

0.987 ± 0.326. Les périodes de frai ont été très proches les unes des autres.

Dans d'autres études réalisées dans la même région la période de frai s’étale du 15 Mai au

15 août (Slastenenko, 1956; Ivanov et Beverton, 1985) et de Juin à Septembre (Genç et al.,

1998).

Le maximum des valeurs de RGS des femelles ont été 4,90 en Juillet, 3,29 en août, et 1,04

en Septembre (Genç et al., 1998) dans la mer noire.

Selon Viette, (1997) dans le golfe de Trieste, la période de reproduction s’étend de mai à

aout, qui rejoint celle de (Demir, 1961;Cautis, 1979; Arneri and Tangerini, 1983; Arneri,

1984; Fisher et al., 1987).

Le RGS atteint des valeurs plus élevées chez les mâles que chez les femelles, ce qui

confirme les résultats cités précédemment et contredit ce qui est considéré comme la norme

(Macer, 1974; Treasurer et Holliday, 1981).

La période de reproduction des mâles s’étale d’avril à juin comme chez les femelles avec

un seul pic en fin de mai, nous pouvons dire qu’il y a une synchronisation de maturation

gonadique entre les deux sexes et donc une concordance de la période de ponte entre

les femelles et les mâles de Trachurus mediterraneus.

Il est maintenant largement admis chez les poissons téléostéens que les réserves vitellines

élaborées par les hépatocytes sont accumulées dans les ovocytes pendant la vitellogenèse

(Thiaw, 1993 ; Diaye, 1995 ; Wallace & Selman, 1985). Dans ces conditions, la baisse du

RHS d’avril à juin expliquerait la croissance du RGS dans la période correspondante. La

croissance rapide du RGS en un mois s'expliquant par une entrée massive d'eau dans l'ovaire à

la fin de la maturation. S’il ya une croissance du RHS à cette période elle est dû à la synthèse

de réserve vitelline ce qui est contradictoire, chez les espèces qui ont un cycle de reproduction

comme c’est le cas de notre espèce. Les valeurs mensuelles du coefficient de condition Kc


47

ne présentent pas de variations remarquables d’un mois à l’autre chez les mâles et les

femelles.

2.6. Stades de maturité

Un pourcentage élevé du stade I, s’observe pour les mois de septembre, octobre et

novembre 2010 avec 100%, ce pourcentage diminue encore plus au mois de décembre

2010 à 20% et disparaît brutalement au mois d’avril 2011.

Le satde II est observé jusqu’au cours du mois d’avril ainsi que le stade III le Trachurus

mediterraneus est en phase de préparation à la ponte qui vient par la suite au mois de mai et

juin où nous remarquons l’apparition des stades IV et V, le stade VI apparait pendant toute

l’année sauf au mois de juin et il représente 100% de la population en post ponte.

Ces résultats ne concordent pas avec ceux de (Mellinger, 2002) in (Sylla et al., 2009) où nous

remarquons une hétérogénéité de distribution des diamètres ovocytaires indiquent un

recrutement continu d’ovocytes vitellogéniques, qui ne sont pas tous émis en même temps. La

reproduction est donc asynchrone, fractionnée avec une émission des ovocytes mûrs en petites

quantités durant un long intervalle de temps suivies d’une récupération très rapide de l’ovaire.

Cette reproduction asynchrone, typique des reproducteurs multiples a été rapportée chez

d’autres espèces de Carangidés, Alectis indicus et Caranx ignobilis (Von Westernhagen,

1974), Trachurus trachurus (Karlou-Riga et Economidis, 1997), Parastromateus niger

(Dadzie & al., 2008).

2.7. Fécondité

La fécondité absolue présente une grande variation entre les femelles, elle varie de 2063 à

18854ovocytes pour des femelles de longueur à la fourche comprise entre 151 et 183 mm.

Elle augmente avec la taille des femelles.

En général, la fécondité est très élevée chez les Carangidés. (Dadzie & al., 2008).et

(Dadzie et al., 2008) ont rapporté chez Parastromateus niger des fécondités comprises entre

71 305 et 3 895 449 ovocytes pour des femelles de taille (LS) comprise entre 398 mm et 490

mm. Ces auteurs attribuent cette forte fécondité à une stratégie visant à maximiser la survie de

la progéniture chez les espèces qui ne pratiquent pas la protection parentale comme c’est le

cas chez Trachinotus teraia. La relation taille-fécondité des femelles de poissons n’est pas

absolument générale, surtout chez les téléostéens, où la fécondité peut plafonner à un âge

avancé (Mellinger, 2002). En milieu naturel, la température de l’eau, la disponibilité de proies

influenceraient le processus de maturation des ovocytes, par conséquent, la fécondité des

poissons (Pörtner et al., 2001).


48

La fécondité relative est liée à la taille du poisson, il existe une relation linéaire (figure 21),

nous observons que les poissons de petites tailles pondent plus d’œufs que les poissons de

grandes tailles 20 et 21cm, cette diminution est dû à une incapacité du poisson à produire de

grandes quantités d’œufs, nous pouvons expliquer cette faiblesse par un vieillissement du

poisson qui n’est plus capable de se reproduire.

2.8. Conclusion sur la reproduction

Une seule période de ponte a été mise en évidence chez Trachurus mediterraneus

de la baie d’Oran, elle s'étend d’avril à juillet. Les femelles de cette espèce

comportent une bonne proportion d'individus matures pendant la saison estivale.

Les tailles et poids de première maturité sexuelle sont différents selon les

sexes et les saisons de reproduction. La maturité intervient plus tôt chez les

mâles.

Croissance Etude bibliographique

49

V. Croissance

1. Introduction : Estimation de l’âge

L’âge des téléostéens est d’une façon générale appréhendé par trois types de méthodes

classiques : la scalimétrie, l’otolithométrie et l’ostéochronologie. Les pièces calcifiées les plus

utilisées pour l’estimation de l’âge sont les écailles, les otolithes et divers éléments du

squelette (Meunier, 1988; Loubens et Panfili, 1992). Le genre Trachurus est dépourvu

d’écailles c’est pourquoi beaucoup d’auteurs ont utilisé les otolithes pour déterminer l’âge.

2. Définition des otolithes

Les otolithes sont des concrétions calcaires situées dans l’oreille interne des poissons

utilisées pour la spatialisation ; ils résultent d’un processus d’accrétion permanant fortement

influencé par les conditions environnementales. Elles sont lues en routine pour les estimations

d’âge et de croissance, la gestion des stocks ou pour divers problèmes écologiques (Anatole

al., 2008).

3. Description et fonction de l’oreille interne

L’oreille interne qui existe chez tous les vertébrés gnathostomes, fonctionne à la fois

comme un système auditif qui détecte les ondes sonores et comme un système vestibulaire qui

détecte les accélérations linéaires et angulaires, permettant aux organismes de maintenir leur

équilibre.

Chez les poissons l’oreille interne est une structure paire noyée dans le crâne, à chaque côté

de la tête, prés de l’encéphale moyen. Chaque oreille est un ensemble complexe de canaux et

de sacs remplis d’endolymphe, un liquide visqueux, l’anatomie de ces labyrinthes et la

structure de mécanorécepteurs labyrinthiques sont connues chez de nombreuses espèces de

poissons (Louverstein, 1971).

Les téléostéens ont trois canaux semi circulaires en position orthogonale les uns par rapport

aux autres ce qui permet la détection des accélérations angulaires. Les canaux s’ouvrent dans

une série de grandes chambres d’interconnexion ou sacs optiques qui contiennent un tissu

sensoriel, la macula qui détecte les accélérations linéaires et les sons.

4. Description des otolithes

Les otolithes des trois paires de sacs otiques différents en taille et en forme. Les différences

morphologiques des otolithes tendent à refléter leur phylogénie et leur développement, bien

qu’il y’ait une variation considérable inter et intra- spécifique de la forme apparaissant être

dues à des influences génétiques et environnementales (Lombarte et Lleonart, 1993 ; Nolf,


50

1995 ; Torres et al., 2000). Chez les ostéichthyens, il y’a trois otolithes par oreille, la sagitta,

le lapillus et l’asteriscus, renfermés dans trois sacs otiques (Ostacs) remplis d’un liquide aux

propriétés spéciales, l’endolymphe. Les otolithes des trois paires diffèrent en taille et en forme

pour chaque espèce mais sont symétriques (droite-gauche), excepté les poissons plats. Chez la

plupart des espèces, la sagitta est le plus grand des otolithes et c’est donc le plus utilisé dans

les études de sclérochronologie (Wright et al., 2001).

4.1. Sagitta

C’est l’une des trois paires trouvées dans le labyrinthe membraneux des poissons osseux.

Elle se trouve en dessous du succulus (petit sac) des paires inférieures. Elle est habituellement

compressée latéralement et de forme elliptique. Cependant la forme de sagitta varie

considérablement selon les espèces. La sagitta est plus large que l’asteriscus et le lapillus, La

sagitta est l’otolithe la plus fréquemment utilisée pour l’otolithométrie.

4.2. Asteriscus

L’une des trois otolithes trouvées dans le labyrinthe membraneux des poissons osseux, elle

se trouve en dessous du lagena « flask » des paires inférieures chez les poissons non

ostariophysians. L’asteriscus est petite et formée comme un hémisphère aplati ou un quart de

lune. En ostariophysi asteriscus est rudement circulaire et latéralement compressée et

considérablement large que la sagitta.

4.3. Lapilli

L’une des trois otolithes trouvées dans le labyrinthe membraneux des poissons osseux. La

majorité de la partie dorsale de l’otolithe se trouve en dessous de l’utriculus petite poche) des

paires supérieures. Dans la plupart des poissons, les lapilli sont sous forme d’une sphère

aplatie aux pôles et elle est plus petite que la sagitta.

4.4. Description des otolithes du chinchard à queue jaune

L’espèce étudiée se caractérise par ses otolithes robustes et épaisses, pourvues d’un suculus

assez large leur area dorsale est un peu plus étendue que chez la plupart des espèces du genre

Trachurus, elles présentent des annuli (un annulus est formé d’une zone étroite et hyaline qui

correspond à une croissance lente et une zone large et opaque qui correspond à une croissance

rapide).

5. Composition chimique des otolithes

Trente éléments chimiques ont été détectés au total dans les otolithes d’un large éventail

d’espèces, mais à des concentrations très variables (Campana, 1999). Les otolithes sont

composées à plus de 99% de CaCO3, et quatre grandes familles d’éléments se distinguent en


51

fonction de leur concentration : les éléments majeurs (Ca, C, O), les éléments mineurs ayant

des concentrations supérieures à 100 ppm (Na, Sr, K, S, N, Cl, P), les éléments de traces ayant

des concentrations inférieures à 100 ppm (Mg, Si, Zn, B, Fe, Hg, Mn, Ba, Cu, Al, Br., Li ), et

enfin les éléments ultra-traces ayant des concentrations inférieures à 1ppm (Pb, As…).

6. Intérêt des otolithes

Les otolithes se sont avérées utiles en taxonomie (Hecht, 1979), permettant par exemple,

l’étude de la ration alimentaire à partir des contenus stomacaux partiellement digérés (Suter et

Morel, 1996 ; Olsson et North, 1997 ; Watanabe et Saito, 1998 ; Alonso et al., 1999).

De même, les otolithes, issues de sites archéologiques et paléontologiques permettent de

reconstruire les paléo-environnements et les paléo-faunes (Nolf, 1995).

La morphométrie des otolithes a aussi été utilisé pour l’identification et l’étude des

variations géographiques des populations et des stocks de poissons (Messieh et al., 1989 ;

Castonguay et al., 1991 ; Campana et Casselman, 1993 ; Friedland et Reddin, 1994).

Croissance Matériel et méthodes

52

VII. Matériel et méthodes

L’étude de la croissance a été réalisée à partir de la lecture de 705 paires d’otolithes

prélevées au fil des échantillonnages de telle sorte que toutes les tailles des captures ont été

représentées. Après leur extraction les paires d’otolithes rincées à l’eau du robinet ont été

placées dans des sachets répertoriés. Ensuite les otolithes sont pesés à l’aide d’une balance de

précision puis mesuré à l’aide d’une règle graduée de l’oculaire du microscope utilisé.

La lecture de l’âge du Chinchard à queue jaune a porté sur l’observation sous microscope

stéréoscopique en lumière réfléchie (WILD Type 327616) de stries de croissance de paires de

sagitta entières imprégnées dans l’eau distillée.

En vue de réaliser la meilleure estimation possible de l’âge et réduire les éventuelles erreurs

d’analyse d’otolithes, trois lectures ont été effectuées par trois observateurs différents, l’âge

adopté est celui qui présente une meilleure cordonance entre les différentes lectures.

La lecture se fait sous microscope stéréoscopique en lumière réfléchie, l’otolithe posée sur

fond noir est immergées dans du méthanol 70%, tous les anneaux observés sont comptés ; on

considère qu’il n’ y’a pas de « faux anneaux » chez le chinchard, bien que l’interprétation du

1er anneau reste discutable. Cette méthode présente cependant des inconvénients, notamment

son coût et la toxicité de l’alcool utilisé, c’est pourquoi la lecture est faite sur des otolithes

immergée dans de l’eau distillée. Les deux techniques ont donné le même nombre d’anneaux

pour les paires lues.

1. La Croissance

Elle est considérée comme une résultante des actions simultanées de facteurs anaboliques

proportionnels à la surface et des facteurs cataboliques proportionnels au volume du corps

(Bouaziz., 1992).

Les paramètres de la croissance sont :

• La longueur asymptotique L∞ : C’est la longueur moyenne qu’atteindrait un poisson qui

vivrait indéfiniment

• L’âge au temps t0 : C’est l’âge théorique qu’aurait un poisson de longueur nulle s’il avait

grandit de tout temps selon l’équation en question.

Le plus souvent, t0 prend des valeurs négatives car les jeunes poissons grandissant plus

rapidement que prédit par l’équation de Von Bertallanfy. Dans notre cas, nous avons

emprunté le modèle empirique de (Pauly, 1980).

En effet, il a été démontré que le paramètre K représentant le coefficient de

catabolisme dans la courbe de croissance de (Von Bertalanffy, 1938) est étroitement

lié avec la longévité du poisson (Beverton et Holt, 1959), cette loi, dérivée en fait des

Croissance Matériel et méthodes

53

données de croissance en liaison avec la courbe de croissance de Von Bertalanffy est

plutôt applicable aux poissons de petite et moyenne taille (Pauly 1980) .

1.1. Paramètres de croissance

Le modèle retenu pour décrire la croissance linéaire est celui de Von Bertalanffy, (1938),

son expression est: Lt = L∞ [1– exp (–K(t–to)]

Les paramètres du modèle de croissance absolue de l’équation de Von Bertalanffy :

où L∞ est la longueur maximale théorique, K est le taux avec lequel l’animal évolue à L∞,

et to le temps de recrutement à la population ont été estimés à partir de l’analyse de la

distribution des fréquences de taille en utilisant Excel.

1.2. Les relations longueurs-poidsPour comprendre la relation entre le poids du poisson et sa taille, nous avons établi une

relation du type y= axb où y est le poids P (pour Poids) et x la taille LT. Une relation

d’allométrie du type P= a Lb lie le poids d’un poisson à sa longueur totale ; dans cette

équation :

P : est le poids du poisson

L : est sa longueur

a : est une constante

b : est le coefficient d’allométrie (coefficient de croissance relative entre le poids et la

longueur). Sa valeur est voisine de trois car le poids est assimilé à un volume et il est élevé à

la puissance trois puisque le volume est le cube de trois longueurs. Quand b = 3 il y a

isométrie de croissance (et la densité spécifique de l’animal ne change pas). Si b>3,

l’allométrie est majorante, le poisson grossit plus vite qu’il ne grandit. Si b<3, l’allométrie est

minorante, le poisson grandit plus vite qu’il ne grossit.

1.3. Analyse statistique

Pour l’étude statistique des paramètres de croissance et de reproduction, nous avons utilisé

l’Excel et STATISTICA (version 6) à l’aide de ce dernier nous avons fait la courbe sigmoïde

et les tests Non-paramétrique.

Croissance Discussion

54

VII. Résultats et Discussion

1. Résultats

1.1 Les longueurs

1.1.1 Distribution des fréquences de longueurs

Nous présentons ci-dessous, les distributions de fréquences de taille pour les femelles, les

mâles et les individus à sexes indéterminés. Formés par les sommets des histogrammes, nous

observons des modes en forme de cloche caractéristique de la loi normale.

Chez les mâles, nous remarquons en juillet, un seul mode à 17cm ; en septembre nous

observons deux modes, le premier à 17cm et le second plus important à 18 et19cm ; en

octobre la répartition est bimodale 18 et19cm dominent, au mois de novembre la répartition

est monomodale la classe 21cm domine.

Le mois de décembre est particulier, nous n’avons rencontré qu’un seul individu de taille

29cm. Au mois d’avril la répartition est plurimodale, nous avons observé la dominance de la

classe 17cm, plus loin 20 et21cm. Au mois de mai nous remarquons que la classe 18cm

domine puis 19et 20cm. En juin la répartition est plurimodale, les classes dominantes par

ordre sont : 18,19cm âgés de I à II ans, 20cm et 17cm.


55

Figure 32: Fréquences mensuelles des T. mediterraneus mâles en fonctiondes centres de classe de taille.

0

20

40

60

80

100

13 15 17 19 21 23 25 27 29

No

mb

red

'in

div

idu

s

LT(cm)

juil-10

0

5

10

15

20

25

30

13 15 17 19 21 23 25 27 29

No

mb

red

'in

div

idu

s

LT(cm)

sep-10

0

10

20

30

40

50

60

13 15 17 19 21 23 25 27 29

No

mb

red

'in

div

idu

s

LT(cm)

oct-10

0

1

2

3

4

5

6

13 15 17 19 21 23 25 27 29N

om

bre

d'i

nd

ivid

us

LT(cm)

nov-10

0

0,2

0,4

0,6

0,8

1

1,2

13 15 17 19 21 23 25 27 29No

mb

red

'in

div

idu

s

LT(cm)

dec-10

0

5

10

15

20

13 15 17 19 21 23 25 27 29

No

mb

red

'in

div

idu

s

LT(cm)

avr-11

012345678

13 15 17 19 21 23 25 27 29

No

mb

red

'in

div

idu

s

LT(cm)

mai-11

0

2

4

6

8

10

12

13 15 17 19 21 23 25 27 29

No

mb

red

'ind

ivid

us

LT(cm)

jun-11


56

Chez les femelles du mois de juillet nous soulignons la dominance de la classe 17cm. Au

mois de septembre la répartition est bimodale, la classe 20cm suivie par 17cm. En octobre ce

sont les classes 18 et 19cm qui dominent, en novembre les classes 19,20 et 21cm âgés de I à

IV ans prédominent. Le mois de décembre est particulier, nous notons la présence de 3

individus 25, 26 et 29cm. Au mois d’avril nous observons un seul mode la classe 20cm qui

domine. En mai la répartition est plurimodale 15/16cm puis 17/18 cm ,au mois de juin nous

notons deux modes 20cm et 18/19cm.


57

Figure 33: Fréquences mensuelles des T. mediterraneus femelles en fonctiondes centres de classe de taille.

0

20

40

60

80

100

13 15 17 19 21 23 25 27 29

No

mb

red

'in

div

idu

s

LT(cm)

juil-10

05

101520253035

13 15 17 19 21 23 25 27 29

No

mb

red

'in

div

idu

s

LT(cm)

sep-10

01020304050607080

13 15 17 19 21 23 25 27 29

No

mb

red

'in

div

idu

s

LT(cm)

oct-10

0

5

10

15

20

25

30

13 15 17 19 21 23 25 27 29N

om

bre

d'i

nd

ivid

us

LT(cm)

nov-10

00,20,40,60,8

11,2

13 15 17 19 21 23 25 27 29No

mb

red

'in

div

idu

s

LT(cm)

déc-10

0

5

10

15

20

13 15 17 19 21 23 25 27 29

No

mb

red

'in

div

idu

s

LT(cm)

avr-11

0

5

10

15

20

25

13 15 17 19 21 23 25 27 29

No

mb

red

'in

div

idu

s

LT(cm)

mai-11

0

1

2

3

4

5

6

7

13 15 17 19 21 23 25 27 29

No

mb

red

'in

div

idu

s

LT(cm)

jun-11


58

Chez les individus à sexe indéterminé, en novembre la répartition est plurimodale, les classes

14,15et13 cm âgés de I à II ans prédominent; au mois d’avril elle est monomodale, la classe 15cm

est fortement représentée.

Figure 34: Fréquences mensuelles (novembre, avril) des T. mediterraneusindéterminés en fonction des centres de classe de taille.

Chez les deux sexes, nous remarquons en juillet, un seul mode à 17cm ; en septembre nous

observons deux modes, le premier 18/19cm et le second plus important 18cm; en octobre la

répartition est bimodale 18 et19/20cm dominent, au mois de novembre la répartition est plurimodale

la classe 20cm domine ensuite c’est la 21et22cm. Au mois d’avril la répartition est plurimodale,

nous observons la prédominance des classes 21/22cm, plus loin 20cm ainsi qu’au mois de mai nous

remarquons que les classes 15/16cm dominent puis les 18/19cm. En juin la répartition est

plurimodale, les classes prédominantes par ordre sont les 18 et 20cm.

012345678

13 15 17 19 21 23 25 27 29

No

mb

red

'in

div

idu

s

LT(cm)

0123456789

13 15 17 19 21 23 25 27 29

No

mb

red

'in

div

idu

s

LT(cm)

avr-11nov-10


59

Figure 35: Fréquences mensuelles des T. mediterraneus femelles et mâles en fonction descentres de classe de taille.

0102030405060708090

13 16 19 22 25 28 14 17 20 23 26 29

No

mb

red

'in

div

idu

s

LT(cm)

juil-10

0

5

10

15

20

25

30

35

13 16 19 22 25 28 14 17 20 23 26 29

No

mb

red

'in

div

idu

s

LT(cm)

sep-10

01020304050607080

13 16 19 22 25 28 14 17 20 23 26 29

No

mb

red

'in

div

idu

s

LT(cm)

oct-10

0

5

10

15

20

25

30

13 16 19 22 25 28 14 17 20 23 26 29N

om

bre

d'i

nd

ivid

us

LT(cm)

nov-10

0

0,2

0,4

0,6

0,8

1

1,2

13 16 19 22 25 28 14 17 20 23 26 29

No

mb

red

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div

idu

s

LT(cm)

déc-10

02468

1012141618

13 16 19 22 25 28 14 17 20 23 26 29

No

mb

red

'in

div

idu

s

LT(cm)

avr-11

0

5

10

15

20

25

13 16 19 22 25 28 14 17 20 23 26 29

No

mb

red

'in

div

idu

s

LT(cm)

mai-11

012345678

13 16 19 22 25 28 14 17 20 23 26 29

No

mb

red

'in

div

idu

s

LT(cm)

jun-11


60

1.1.2 Relation longueurs totales et longueurs à la fourche

Tableau 6: La relation longueur totale et longueur à la fourche utilisée est de la forme

LT= a LF+b (LT et LF en millimètres) :

Les résultats indiquent par leur coefficients de corrélation supérieur à 0,9 que ces des longueurs

augmentent proportionnellement.

a b r

Femelles 0,868 3,247 0,9999

Mâles 0,862 4,221 0,9999

Indéterminés 0,872 2,528 0,9899

Sexes confondus 0,864 3,827 0,9999

1.2. Otolithométrie

En général, les otolithes du chinchard méditerranéen (Trachurus mediterraneus) sont très

difficiles à lire chez les poissons plus âgés, car elles deviennent épaisses avec l'âge (Macer,

1974; Alegria Hernandez, 1984; Kerstan, 1985; Eltink et Kuiter, 1989; Karlou-Riga et Sinis,

1997). En raison des difficultés de vieillissement de plusieurs programmes d'échange

d'otolithes, des ateliers ont eu lieu ces dernières années dans une tentative de parvenir à un

accord sur une manière commune d'interprétation des anneaux (Eltink, 1985 ; Marecos et al.,

1986 ; Borges et al., 1989 ; CIEM, 1991). Bien que l'interprétation de l'âge pour le chinchard

été beaucoup améliorée, pour le chinchard méditerranéen, elle semble avoir de nombreux

problèmes lors du vieillissement.

Un ensemble de 705 paires d’otolithes ont été examinées, dont quelques unes se sont

révélées douteuses ou illisibles. L’estimation des âges a été effectuée sur presque l’ensemble

des classes de taille, sont réalisées au moins trois lectures d’âge du même otolithe, qui

s’effectuent sur des otolithes provenant d’individus différents ; ceci nous a permis d’établir

une clé âge-taille. Les longueurs moyennes estimées par groupe d’âge ont été utilisées pour

connaitre les paramètres de la relation de croissance linéaire :

LT= L∞ (1-e (-k(t-t0

)).

Croissance

Figure36: Otolithe d’un Trachurus mediterraneus

Les tableaux : 8 (a, b, c, e) représentent les résultats des

les différentes tailles de poissons, classées par demi

indéterminés et sexes confondus. Pour chaque groupe d’âges on a calculé la taille moyenne

TM.

Chez les femelles sur 372 otolithes nous avons lu des âges de zéro à quatre pour des tailles

allant respectivement de 16,04 à 22cm, avec un maximum d’

Trachurus mediterraneus mâle (classe 16cm, âge II ans) (Gx100),

o : centre du nucleus.

: 8 (a, b, c, e) représentent les résultats des âges lus par otolithométrie, pour

les différentes tailles de poissons, classées par demi-centimètre, pour les femelles,



allant respectivement de 16,04 à 22cm, avec un maximum d’individus d’âge II.

O

Discussion

61

mâle (classe 16cm, âge II ans) (Gx100),

âges lus par otolithométrie, pour

centimètre, pour les femelles, mâles,



individus d’âge II.


62

Tableau 7a : Clé âge-longueur totale des femelles de Trachurus mediterraneus.

Centres de classes 0,5cm

Ages

0 I II III IV Total

12,7513,25 1 113,7514,25 6 614,75 2 215,25 2 14 1615,75 2 216,25 1 12 6 1916,75 1 3 2 617,25 1 13 17 1 3217,75 7 5 2 1418,25 15 37 1 5318,75 3 5 819,25 35 20 5519,75 3 5 820,25 15 27 7 1 5020,75 2 3 2 721,25 5 18 6 2 3121,75 3 322,25 4 16 8 1 2922,7523,25 1 7 4 1223,75 1 1

24,25 1 5 2 824,75 1 125,25 1 1 225,7526,25 4 426,7527,25 1 127,7528,2528,7529,25 1 1

Total 8 140 176 41 7 372

TM des Tm femelles 16,04 18,5 20,64 21,52 22


63

Chez les mâles sur 293 otolithes nous avons lu des âges de zéro à quatre pour des tailles allant

respectivement de 15,39 à 24,25cm, avec un maximum d’individus d’âge I.

Tableau 7b: Clé âge-longueur totale des mâles de Trachurus mediterraneus.


Ages

0 I II III IV Total

12,7513,25 1 113,75 1 114,25 2 214,75 1 115,25 2 9 1115,7516,25 3 9 4 1616,75 2 2

17,25 4 17 4 2517,75 1 8 9 1818,25 30 9 3918,75 7 2 919,25 22 9 3119,75 12 1 1320,25 32 15 2 4920,75 3 321,25 5 18 6 2921,75 1 2 322,25 8 4 1222,75 4 4

23,25 3 2 5 1023,7524,25 4 2 1 724,75 2 225,25 2 225,7526,2526,7527,2527,75 1 128,25 2 228,7529,25

Total 14 159 93 26 1 293

TM des Tm mâles 15,3928571 18,89 19,98 24,14 24,25


64

Chez les indéterminés sur 40 otolithes nous avons lu des âges de zéro à deux pour des tailles

allant respectivement de 14,25 à 17,75cm, avec un maximum d’individus d’âge I.

Tableau 7c: Clé âge-longueur totale des indéterminés de Trachurus mediterraneus.

Centres de classes 0,5cm Ages

0 I II III IV Total

12,7513,25 3 313,75 2 214,25 8 1 914,75 1 1 215,25 4 9 1315,7516,25 1 116,75 1 117,25 1 117,75 2 218,25 1 1 218,7519,25 4 419,7520,2520,7521,2521,7522,2522,7523,25

23,7524,2524,7525,2525,7526,2526,7527,2527,7528,2528,7529,25

Total 18 20 2 40

TM des Tm indéterminés 14,25 16,56 17,75


65

Chez les sexes confondus sur 705 otolithes nous avons lu des âges de zéro à quatre pour des

tailles allant respectivement de 15,5 à 23,85cm, avec un maximum d’individus d’âge I.

Tableau 7d: Clé âge-longueur totale des sexes confondus de Trachurus mediterraneus.


Ages

0 I II III IV Total12,7513,25 5 513,75 3 314,25 10 7 1714,75 1 4 515,25 8 32 4015,75 2 216,25 4 22 10 3616,75 1 4 4 917,25 5 30 22 1 5817,75 1 17 14 2 3418,25 46 47 1 9418,75 10 7 1719,25 61 29 9019,75 15 6 2120,25 47 42 9 9820,75 5 3 2 1 1121,25 10 36 12 5821,75 1 5 2 822,25 4 24 12 4022,75 4 1 523,25 4 9 9 2223,75 1 124,25 5 7 1224,75 1 2 3 625,25 1 3 425,7526,25 4 426,7527,25 1 127,75 1 128,25 2 228,7529,25 1 1

Totaux 40 319 271 67 8 705TM des Tm Sexes

confondus 15,5 18,6911765 20,75 22 23,85


66

Tableau7e: Récapitulatif des longueurs moyennes obtenues par lecture des otolitheschez Trachurus mediterraneus.

Sexes Paramètres 0 I II III IV

Femelles n8 140 176 41 7

TM 16,04 18,5 20,64 21,52 22mâles n 14 159 93 26 1

TM 15,39 18,89 19,98 24,14 24,25Indéterminés

n 18 20 2

TM 14,25 16,56 17,75Sexe

confondu n 40 319 271 67 8

TM 15,5 18,6911765 27,25 21,7916667 23,85n : nombre d’individus. TM : Taille moyenne obtenue par otolithométrie.

1.2.1 Relation avec le poids des otolithes

Nous avons établi les relations qui pouvaient exister entre les poids des otolithes (Po) et les

poids totaux (pt) des poissons ; nous avons à chaque fois, adapté une courbe de tendance

linéaire, au nuage de points obtenu.

Les relations linéaires de type Po= a PT+b sont exprimées pour les sexes séparément puis

pour les individus tout sexe confondu. Avec un coefficient de corrélation r (tableau), a étant la

pente et b l’intersection avec l’axe des ordonnées ce qui confirme le fait que les otolithes

existent dés la phase embryonnaire du poisson. Les coefficients de corrélation sont inférieurs

à 0,9 chez les deux sexes ce qui confirme l’existence d’une relation négative entre le poids des

otolithes et la taille du poisson.

Tableau 8: relation poids total-poids de l’otolithe

a b r

Femelles 1446 0 0,84

mâles 430 41,78 0,45

Indéterminés 127,7 -0,056 0,88


Nous avons effectué le même travail pour visualiser la relation qui existe entre le poids des

otolithes et la longueur totale. Nous présentons ci-dessous les résultats obtenus . Nous

observons que le coefficient de corrélation est inférieur à 0,9 sauf pour les indéterminés.


67

Tableau 9 : relation longueur total-poids de l’otolithe

a b r

Femelles 166,7 12,69 0,88

mâles 51,26 17,47 0,48

Indéterminés 227,3 10,10 0,91


Puis nous avons établi la relation entre le poids des otolithes et l’âge lu. Les résultats sont

présentés dans le tableau ci-dessous. Nous avons obtenu de faibles coefficients de corrélation,

nous déduisons qu’il n’y a pas une relation entre le poids des otolithes et l’âge de cette espèce.

Tableau 10: relation entre poids de l’otolithe et l’âge.

a b r

Femelles 0,08 0,026 0,47

mâles 0,08 0,026 0,29

Indéterminés 0,005 0,021 0,45



68

1.3. La croissance de Trachurus mediterraneus

La figure ci-dessous représente la relation entre les longueurs moyennes (TM) obtenues par

lecture des otolithes et les âges lus. Nous avons choisi d’ajuster des courbes logarithmiques,

les coefficients de corrélation obtenus sont supérieurs à 0,9.

Figure 37: Variations des tailles moyennes de Trachurus mediterraneus en fonction des âges

lus par otolithométrie.

1.3.1 Les paramètres de l’équation de Von Bertalanffy

Il est possible de situer la valeur de la longueur asymptotique par la relation empirique de

(Pauly ,1985) : L∞= Lmax/0,95

Tableau11 : récapitulatif des paramètres obtenus de l’équation de Von Bertalanffy.

L∞ : Pauly (1985) L∞ k t0

F M F M F M F M

30,95 29,79 22 24 0, 625 0,625 -4,57 ans -5,249 ans

y = 5,724ln(x) + 15,05r= 0,970

y = 5,031ln(x) + 15,34r = 0,995

y = 3,202ln(x) + 14,27r= 0,998

y = 3,862ln(x) + 16,04R² = 0,989

0

5

10

15

20

25

30

0 2 4 6

TM

(cm

)

Age

mâles

Indéterminés

Sexe confondus

femelles


69

1.4. Les relations longueurs-poids

Nous obtenons ainsi les paramètres a et b de l’équation qui relie le poids (PT) du poisson à

sa longueur totale (LT) avec les coefficients de corrélation r correspondants comme indiqué

dans les tableaux 13 et 14.

Tableau12: relation mensuelles taille-poids, PT= a LTb

Période Femelles r Mâles r

juil-10 P = 1,80.LT4,13 0,78 P = -0,297.LT

4,46 0,92

sep-10 P = 2,29.LT4,90 0,97 P = 2,17.LT

4,73 0,96

oct-10 P = 1,79.LT4,14 0,77 P = 1,99.LT

7,31 0,89

nov-10 P = -1,26. LT4,94 0,37 P = 5,27.LT

3,78 0,47

dec-10 P = 2,65.LT5,49 0,999 P = 4,9.LT

4,67 1

avr-11 P = 2,15.LT4,66 0,99 P =2,25.LT

4,82 0,98

mai-11 P = 2,06.LT4,52 0,98 P =2,18.LT

4,72 0,98

jun-11 P = 2,06.LT4,58 0,93 P = 1,99.LT

4,47 0,94

Tous les mois P = 1,98.LT4,42 0,83 P = 2,15.LT

4,69 0,901

P T: Poids total du poisson, LT : longueur totale du poisson, r : coefficient de corrélation.Pour

les femelles et les mâles, nous avons obtenu des allométries de croissance majorante (b>3)

pour tous les mois.

Tableau13 : Récapitulatif des paramètres de la relation taille-poids, PT= a LTb

Sexe N LT et P a b r

Femelles 704 13,7<LT<29,4

21,2<P<174,1

1,98 4,42 0,83

Mâles 507 13,4<LT<28,30

1,7<P<167,2

2,15 4,69 0,901

Femelles +

Mâles

1211 13,4<LT<29,4

1,7<P<174,1

2,05 4,54 0,88147603

Indéterminés 40 13,2<LT<19,7

5,39<P<1,66

-0,57 1,75 0,97

Femelles+

Mâles+ et

Indéterminés

1251 13,2<LT<29,4

1,7<P<174,1

2,10 4,64 0,87464278

P : Poids total du poisson, LT : longueur totale du poisson, r : coefficient de corrélation.


70

Pour les individus à sexes indéterminés, nous avons obtenu une allométrie de croissance

minorante. Pour les mâles et les femelles, nous remarquons une tendance générale à

l’allométrie de croissance majorante ; nous déduisons déduit que le poids croit plus vite que la

taille chez Trachurus mediterraneus.

2. Discussion

Les longueurs totales notées à partir des échantillons étudiés sont comprises entre 13,2cm

et 29,4cm par contre sur la côte bulgare de la mer noire elles varient de 10,5 à 17cm, (Raykov

,2008), cette gamme se distingue de celle de la côte turque de la mer noire, rapportée par

(Şahin et al., 1997), dans la côte turque de la mer noire sont 7,4 et 14,5cm. Dans la même

année (Viette, 1997) observe que la longueur totale de spécimens capturés dans le golfe de

Trieste (9,8 à 38,3 cm) ne correspond pas avec la limite maximale de 10-50 cm proposé par

Fischer et al. (1987) pour la gamme de taille de T. mediterraneus. Le manque de gros

spécimens pourrait être une caractéristique de la section locale de population ou pourrait être

dû à la surpêche, ou à la tendance à de plus gros spécimens se trouvant dans une eau plus que

celle du golfe de Trieste, (Karlovac ,1971). (Genç et al., 1999) pour les populations de

chinchard de la côte Est de la mer noire qui est comprise entre 7,4 à 14,5cm et 6,5à 19cm. Ces

études montrent qu’il y’a une très grande variabilité de longueurs entre les chinchards de la

mer noire, du golfe de Trieste et ceux étudiés dans la baie d’Oran (présente étude).

D’après (Şahin, 2008), dans l’Est de la mer noire les longueurs des poissons variaient entre

9,2cm et 19cm alors que les poids oscillaient entre7, 263 g et 60,812g par contre nous avons

obtenu un intervalle plus large de poids compris entre 1,7g et 174,1g.

Selon (Özaydin et al., 2000), dans le nord de Chypre, l'Est de la mer Méditerranée., ces

différences peuvent être attribuées à la stratégie d’échantillonnage utilisée, tels que la période

ainsi que des variations de température et probable différence entre le potentiel trophique et

diverses localités.

Dans la présente étude les spécimens de Trachurus mediterraneus ont été répartis entre le

groupe d’âge 0 à IV ans, (Sahin et al., 1997) les a classés entre 0 et VI ans, de même le

chinchard de la côte bulgare est compris entre le groupe d’âge 0 à VI ans,( Raykov, 2008) ;

ces résultats concordent avec ceux de (Viette, 1997) où l’âge 0 à VI ans à partir de la lecture

des otolithes et de 0 à V à partir de la lecture des écailles.

Nos observations sur l'âge et la longueur totale à la maturité sexuelle (15cm, I an), ne

confirment pas ceux d’Arneri et al., (1983), et ceux de (Viette, 1997) qui observent que

l’âge et la taille de maturité sexuelle est (16 cm, II ans) .


71

Ces dernières ne rejoignent pas ceux de (Bini, 1968) et (Fischer et al., 1987), qui notent

une longueur totale de 23 cm et un âge de III et IV ans respectivement. Pour la côte turque de

la mer noire (Uçkun et al., 2000) ont indiqué que la plus large gamme d’âge est dûe à des

différences de taille des échantillons. Les valeurs de L∞ que nous avons obtenues sont

30,95cm, 29,79cm pour les femelles et les mâles respectivement, en revanche (Raykov, 2008)

souligne que les valeurs de la longueur asymptotique est de 19,66, 18,78 et 19,6cm pour les

femelles, mâles et les deux sexes combinés respectivement, (Prodanov et al., 1997) ont

calculé une valeur de L∞=19,25cm, (Yankova et Raykov, 2006) ont estimé la valeur de

L∞=17,55cm, ces résultats ne s’accordent pas avec ceux que nous avons obtenus et que la

valeur de L∞ des femelles est supérieure à celle des mâles ce que confirme (Raykov, 2008)

qui a estimé la croissance pour les mâles et les femelles séparément (tableau :15).

(Weatherley, 1972) a indiqué que cela pourrait être dû au taux de croissance plus rapide des

femelles et que leur durée de vie est plus longue que celle des mâles.

Le taux de croissance K obtenu est le même chez les deux sexes, il est supérieur à celui

trouvé par (Raykov, 2008) k=0,294. (Şahin et al., 1997) ont déterminé que le coefficient de

croissance est une caractéristique qui est déterminée génétiquement et que L∞ est

phénotypique. Les paramètres de croissance de Trachurus mediterraneus ont été comparés

avec les résultats d’autres recherches (tableau 15).

Tableau 14. Comparaison de paramètres de croissance de Trachurus mediterraneus

Paramètres de croissance

Recherches de

différentes régions

L∞ k t0

F M F M F M

Kayali (1998)

Mer noire

39.54 38.96 0.099 0.087 –2.294 –2.713

Genç et al. (1998)

Mer noire

20.62 19. 88 0.356 0.396 –1.110 –1.024

Sahin et al. (1997)

Mer noire

28.19 24.00 0.105 0.150 –4.524 –3.607

Korichi, (1988)

Baie de Bou-Ismail

29,48 29,92 0,2838 0,2277 -1,36 -1,64

Présente étude (2011) 22 24 0, 625 0,625 -4,57 -5,249


72

La pente (valeur b) de la relation taille poids était semblable pour les mâles (4,69) et les

femelles (4,42) indiquant que le poids augmente plus vite que la longueur, il y a allométrie

majorante, par contre, (Raykov, 2008) trouve que le b chez les mâles (3,3123) et les femelles

(3,3029) des valeurs qui dénotent que le poids s’est accru avec la longueur donc il y a une

isométrie. Pour la même espèce les valeurs de b dans les eaux turques (mer noire) a été

signalé 3,2188 par (Şahin et al., 1997) et 1,7170 allométrie minorante dans les eaux bulgares

par (Prodanov et al., 1997).

Selon (Sinovčič, 2003) dans l’Est de la mer adriatique le coefficient de la relation longueur-

poids a changé selon les saisons de l’année, l’état physiologique du poisson et la longueur de

la période d’analyse.

La croissance allométrique indique que la croissance en longueur diffère de la croissance en

poids. Les changements dans la forme du corps, physiologie, facteurs environnementaux,

l’approvisionnement alimentaire, sa disponibilité, ainsi que les fluctuations de croissance ou

stagnation du facteur allométrique dans le lac de Windermere, (Frost, 1945) et (Le Green,

1951).

Tableau 15. Paramètres de la relation taille-poids (a, b) dans la présente étude et les autres

régions.

Etude zone N a b Lmax-Lmin

(cm)

Présente

étude

(2011)

Baie d’Oran 705 2,10 4,64 13,2-29,4

Yankova,

(2008)

Cote Bulgare

Mer noire

1995 0.0035 3.3046 10.5-17.00

Şahin et

al. (1997)

Turquie

mer noire

600 0.0048 3.2188 7.4-14.5

Prodanov

et al. (1997)

Cote Bulgare

Mer noire

_ 0.3220 1.7170 _

Genç et

al. (1999)

L’Est de

la mer noire

_ 0.0075 3.017 6.5-19


73

3. Conclusion sur la croissance

Dans la présente étude nous avons utilisé la lecture des otolithes pour déterminer l'âge.

Les classes d'âge ont été réparties de 0 à 4. Le taux d’allométrie b de l'équation conduit à la

valeur 4,64, ce qui indique que la croissance du poids est allométrique majorante. Les

paramètres de croissance de l'équation de Von Bertalanffy ont été évaluées séparément pour

les femelles et les mâles comme suit: L ∞ = 22, K = 0, 625, t0= -4,57ans, et L ∞ = 24, K =

0,625, t0= -5,249ans, l'âge maximum chez les mâles et les femelles est 4 ans. Les mâles sont

caractérisés par des taux de croissance supérieurs à ceux des femelles.

Conclusion

74

Conclusion générale

La présente étude a permis de préciser un certain nombre de points de la biologie de

Trachurus mediterraneus pêché dans la baie d’Oran.

La sex-ratio globale est comprise entre 0,36 et 0,42 (mâles: femelles). Les femelles sont

plus nombreuses pendant la période intense de reproduction (mai -juin) et pendant les mois

d’octobre et novembre. Les mâles sont plus nombreux aux mois de septembre et avril.

La reproduction a lieu pendant la période printemps-été avec une forte activité

reproductrice d’avril à juin. Une étude histologique des gonades et une analyse statistique des

variables biométriques (RGS, RHS, Kc) ont été réalisées pour étudier la biologie du

chinchard. Cinq stades de maturité sexuelle peuvent être décrits dans les deux sexes mâles et

femelles. L'indice gonado-somatique atteint sa valeur maximale en mai et juin.

La taille de première maturité sexuelle se situe à 15 cm de longueur totale chez les mâles et

les femelles ce qui correspond à une année d’âge. L'étude de la fécondité a montré que

Trachurus mediterraneus a une fécondité absolue faible; en effet elle oscille entre 2063 et

18854 ovocytes pour des femelles de 17 cm (148 g) à 31 cm (698 g). Le diamètre ovocytaire

est compris entre 38.4μm et704μm avec une moyenne de 262,19μm.

L'étude de l'âge et de la croissance a été réalisée par otolithométrie, l'estimation de l'âge,

nous a permis de distinguer 5 groupes d'âge pour les deux sexes. Les longueurs obtenues par

le modèle de Von Bertalanffy montrent que les mâles ont une longueur asymptotique

légèrement supérieures à celles des femelles. Les valeurs de ces paramètres de croissance

retenues pour les deux sexes sont:

Femelles : L∞ =22cm, to = -4,57ans et K = 0,625an

Mâles : L∞ =24cm, to = -5,249 ans et K = 0,625an

Le taux d’allométrie b de l'équation à la valeur de 4,64 donc majorant, ce qui indique que

la croissance du poids est plus rapide que celle de la taille.

A priori, la différence de croissance entre les deux sexes peut être due au fait que

les femelles se nourrissent plus que les mâles étant donné leur besoin élevé en énergie

indispensable pour le bon déroulement de leurs fonctions métaboliques reproductives.

La variation peut être due aussi à différents stades ontogénétiques de développement, ainsi

que les différences dans les conditions environnementales, la longueur, l’âge, le sexe, le

développement

Conclusion

75

des gonades, la taille, la quantité et la qualité de nourriture, ainsi que la température de l’eau

sont étroitement liés à des paramètres de croissance, (Ricker, 1975).

Au terme de ce travail il semble que la pêche du chinchard à queue jaune du genre

Trachurus en baie d’Oran cible essentiellement des jeunes individus ayant des tailles

comprises entre 130 mm et 290 mm. L’étude de la biologie de la reproduction et de la

croissance du Trachurus mediterraneus, laisse comprendre une situation de surexploitation de

cette espèce dans la zone étudiée. L’augmentation de l’effort de pêche et la capacité motrice

des chalutiers ne font qu’aggraver la situation de cette ressource. Ainsi, le transfert partiel de

l’activité de pêche vers le large, au-delà de 12 milles (1mille=1852m), est recommandé ainsi

que l’effort de pêche de cette ressource côtière devrait être réduit. Cette mesure permettra

certainement une augmentation de la biomasse, une amélioration du niveau de recrutement et

une croissance de la productivité de la ressource.


76

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Aït Ouakli W.2011. l’expression le Quotidien actualité.

Annexes

89

Annexe 1Fiche d’échantillonnage de poissonDate d’échantillonnageNom de l’espèceDate de pêcheLieu de pêcheSexe

N° LT LF PT PG PF Stadesde

maturité

Otolithe Estomac Muscle

01

02

03

04

05

06

07

08

09

10

11

12

13

Annexes

90

Annexe 2Tableau 1. Clé de maturité pour de petits pélagiques, CNRDPA, (2009)

STADE ÉTAT DESCRIPTION

1 Non mûr Ovaires et testiculesinvisibles ou très petits,translucides.

2 Endéveloppement

Gonades plus grandes quedans 1, opaques.Ovaires jaunâtres ou rosacéssans ovocytes visibles.Testicules blanchâtres.

3 Développées Ovaires de couleur jaune àorange avec ovocytesvisibles.Testicules volumineux, blancnacré.

4 Ponte Ovaires avec ovocytestranslucides (hydratés)Testicules avec sperme quicoule sous pression.

5 Post-ponte Ovaire de couleur rose-vin.Occasionnellement zoneslégèrement hémorragiquesgonade sera flasque.Dès qu'on voit des œufs elleva vers le repos.

6 Repos Gonades plus grandes quedans 1 plus négligentes etopaques. Testiculesblanchâtres, ovairesjaunâtres, tousles deux avec vascularisation.

Annexes

91

Annexe 3Liquide de Gilson

solution Volume et quantité

Alcool 60° 100 ml

Eau distillée 888 ml

Acide nitrique 15 ml

Chlorure de mercure 20 g

Acide acétique glacial 18 ml

Annexe 4Composition des solutions utilisées dans l’histologie

Bouin : solution mère (1L)Solution Volume et quantité Conservation

Alcool 95° 1L illimité

Acide picrique cristallisé10 g

Bouin alcoolique (100ml)

Solution mère 45 ml 2 Semaines

Formol 26 ml

Eau distillée 22 ml

Acide acétique glacial 7 ml

Annexes

92

Annexe 5Hématoxyline (100ml)

solution Volume et quantité conservation

Solution (a) :

Hématoxyline 0,5 g

Ethanol absolu 5 ml

Solution (b) :

Alun de K 10 g

Eau distillée 100 mlOxyde de mercure 0,25 g

Acide acétique 2 ml

Solution (a) +(b) Ajout de 2 % d’acideacétique pour conserver

Eosine B (100 ml)

solution Volume et quantité

Eosine B 1g

Ethanol 70° 100 ml

Annexe 6Solution albumineuseComposants Quantités

Albumine d’œuf 1g

Eau distillée 100ml

Annexes

93

Annexe 7

Technique :

Tableau I : présentation des différentes étapes de déshydratation et inclusion (Leclercq-

Smekens, 1998).

Etape Solution Durée

I- la fixation Bouin alcoolique 15 jours

II- Déshydratation :

4 bains d’acétone : Acétone 1Acétone 2Acétone 3Acétone 4

30 min30 min30 min30 min

2 bains de toluéne : Toluéne 1Toluéne 2

30 min30 min

III- inclusion et mise enbloc :

2 bains de paraffine Paraffine 1Paraffine 2

1 h1h

Annexes

94

Annexe 8Technique:Tableau: présentation des différentes étapes de coloration à l’hématoxyline éosine(Guillermo, 1998).Etapes Bains Durée

Déparaffinage 2 bains de xylène10 mn chacun

Rinçage 1 bain d'alcool absolu1 bain d'alcool à 95°

3 mn3 mn

Hydratation Eau courante 6 mn

Coloration Hématoxyline 1 mn

Rinçage Eau de robinet 6 mn

Coloration Eosine 10 secondesRinçage Eau courante 6 mn

Déshydratation 3 bains d’alcool1 bain alcool 70°1 bain d’alcool absolu1bain d’alcool 95°

1 mn 30 secondes2 mn2 mn

Eclaircissement 2 bains de xylène 5mn chacun

Montage milieu de montage (Eukitt)Pose d'un couvre objet(lamelle)

Annexe 9Trichrome à froid : hémalun-phloxine-vert lumière (Langeron, 1942).

Mode opératoire :Déparaffinage Toluol (2 à 3 minutes)

Méthanol absolue (2 à 3 minutes)

Méthanol 95 % (3 minutes)

Méthanol 70 % (3 minutes)

Eau courante (10 minutes) pour blanchir

ColorationHémalun (10 minutes)Eau couranteEthanol-HCl (2 minutes) pour différencier

Annexes

95

Eau courante (20 minutes) pour bleuirPhloxine (5 minutes)Eau acétifiée à 1% (3 bains successifs)Acide phosphotungstique (1 minute) pour différencierEau courante (5 minutes) pour rincerVert lumiere (30 secondes)Eau acétifiée à 1% (3 bains successifs) pour rincerEau acétifiée à 1% (3 bains successifs) pour rincer

DéshydraterIsopropanol (3 bains successifs)Toluol (3 bains successifs)Monter la préparation au DPX.

Préparation des différentes solutions de colorationHémalun :

Porter à ébullition un litre d’une solution saturée d’alun de potassium (Merck 1047)

dans l’eau distillée ; Retirer de la source de chaleur et ajouter lentement (et par petite dosesurtout au début) 3g d’Hématein Standard Fluka ;Laisser bouillir ;Refroidir ;Filtrer et ajouter 20 ml d’acide acétique glacial (Merck 60) ;Toujours filtrer avant l’emploiNe pas conserver la solution plus de deux moisEthanol-HClAlcool éthylique 95° dénaturé à l’éther 100ml ;HCL fumant (Merck 317) 0,4 mlPhloxinePhloxine B à 5% dans de l’eau distillée.Acide phosphotungstique (Mecrk) 5g ;Eau distillée 100 mlVert lumièreDissoudre 1g de light green SF yellowish (National Aniline Division) dans 100 ml d’eauacitifiée à 1% ;A l’emploi, diluer 10 fois cette solution.Eau acétifiée à 1%

1 ml d’acide acétique dans 99 ml eau distillée.

Annexes

96

Annexe 10Trichrome à chaud

Présentation des différentes étapes de coloration à l’hématoxyline de Régaud-phloxine-vert lumiere (Langeron, 1942).Etape Solution utilisée Durée

Déparaffinage 1 bain de Toluène 2 à 3 minutesRéhydratation 3 bains de Méthanol absolu

Méthanol 95 %Méthanol 70 %

2 à 3 minutes3 minutes3 minutes

Rinçage Eau courante 10 minutes

Coloration Alun de fer 5% à 57°Eau distilléeHématoxyline de Régaud à57°Eau distilléeAlcool picriqueEau courantePhloxineEau acétifiée à 1% (3bainssuccessifs)Acide phosphotungstiqueEau couranteVert lumiereEau acétifiée à 1% (3bains successifs)

5 minutes1 minute5 minutes5 minutes5 minutes10 minutes5 minutes3 minutes

1 minute

5 minutes30 secondes3 minutes3 minutes

Déshydratation3 bains3 bains

IsopropanolToluol

3 minutes3 minutes

Préparation des différentes solutions de coloration

Hématoxyline de Régaud

Dissoudre 10 g d’hématoxyline dans 800 ml d’eau en chauffant légèrement .Ajouter

100ml d’éthanol 95° et 100 ml de glycérine. Laisser murir une dizaine de jours. Filtrer avant

usage.

Phloxine

Phloxine B à 5% dans 100 ml d’eau distillée.

Acide phosphotungstique (Merck) 5g ; dans 100 ml d’eau distillée.

Vert lumière

Annexes

97

Dissoudre 1g de light green SF yellowish (National Aniline Division) dans 100 ml d’eau

acétifiée à 1% .A l’emploi, diluer 10 fois cette solution.

Eau acétifiée à 1%

1 ml d’acide acétique dans 99 ml eau distillée.

Annexe 11Trichrome de Masson

1) Coloration des noyaux

Premier temps : Temps de mordançage dans une solution d’Alun de fer 15mn à une

heure

Deuxième temps : Sans laver allonger les lames dans l’hématoxiline de Régaud, de

15mn à 1 heure.

Laver à l’eau courante

2) Différenciation

Un bain d’alcool à 95° de quelques minutes

Un bain d’alcool picrique de 10mn

Un bain d’alcool à 95°

Lavage à l’eau courante pendant 2 à 3 mn

3) Bleuissement des noyaux

Un bain de solution de carbonate de lithiumLavage à l’eau courante

4) Coloration des cytoplasmes

Fuchsine acide + ponceau de xylidine 5mnRinçage rapide à l’eau courante (obligatoire)

5) Différenciation

6) Acide phosphomolybidique 5mn

Pas de rinçage

7) Coloration du tissu conjonctif

Vert lumière 6mn

Lavage à l’eau du robinet

8) Différenciation du vert lumière

Un bain d’eau acétifiée

Un bain d’alcool à 75°

Deux bains d’alcool à 100°

Trois bains de toluène

Montage au DPX

Résume Cette étude a été réalisée sur la biologie d'une espèce de carangidés de la baie d’Oran: Trachurus mediterraneus (Steindachner, 1868). 1251 individus ont échantillonnés de juillet 2010 à juin 2011. La longueur moyenne totale a été estimée à 20,16cm pour les femelles et 20,42 cm pour les mâles.Les longueurs totales obtenues à partir des échantillons étudiés sont comprise entre 13,2cm et 29,4cm et un intervalle plus large de poids compris entre 13,2g et 29,4g.Nous avons examiné la sexe ratio, la taille et l'âge à la première maturité, la fécondité, la période de reproduction, l'âge et croissance chez cette espèce. La sexe ratio globale chez les femelles et les mâles est de 0,36 et 0,42 respectivement. Il varie d'un mois à l'autre. La taille à la première maturité est de15 cm chez les mâles et les femelles soit 1 ans. La reproduction a lieu pendant la période printemps-été avec une forte activité reproductrice d’avril à juin. Une étude histologique des gonades et une analyse statistique des variables biométriques (RGS, RHS, Kc) ont été aussi utilisées pour étudier la biologie du chinchard, Trachurus mediterraneus. Cinq stades de maturité sexuelle peuvent être décrite dans les deux sexes mâles et femelles.L'indice gonado-somatic, atteint sa valeur maximale en mai-juin. La fécondité varie entre 2063 et 18854 ovocytes. Les diamètres ovocytaires varient entre 38.4 Micro m et704Micro m avec une moyenne de 262,19 Micro m.Les paramètres

de croissance de Van Bertalanffy pour les deux sexes sont: Femelles : L Infini =22cm, to

= -4,57ans et K = 0,625an Mâles : L Infini =24cm, to = -5,249 ans et K =

0,625an Le taux d’allométrie b de l'équation conduit à la valeur 4,64, ce qui indique que la croissance du poids est allométrique majorante.

Mots clés: Trachurus mediterraneus; Baie d’Oran; Sex-ratio; Reproduction; Fécondité; Croissance; RGS; RHS; Kc.

Documents

Présenté par: Mademoiselle BENSAADA Fatima ZohraExaminateur: Mr. Taleb M. Z. Examinateur : Mr Abi Encadreur : Mr Bensahla Talet A. Co- encadreur: Mlle Dalouche F. ésenté pour l’obtention