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Présenté par: Mademoiselle BENSAADA Fatima ZohraExaminateur: Mr. Taleb M. Z. Examinateur : Mr Abi Encadreur : Mr Bensahla Talet A. Co- encadreur: Mlle Dalouche F. ésenté pour l’obtention

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Text of Présenté par: Mademoiselle BENSAADA Fatima ZohraExaminateur: Mr. Taleb M. Z. Examinateur : Mr Abi...

  • Mémoire pr

    Laboratoire D’

    Contribution à l’étude de la biologie du

    Trachurus mediterraneus

    gamétogenèse, période de ponte, indice de condition, fécondité et lecture des otolithes

    Mademoiselle BENSAADA Fatima Zohra

    Membres du jury :

    Président : Mr Baba-

    Examinateur: Mr. Taleb M. Z.

    Examinateur : Mr Abi

    Encadreur : Mr Bensahla Talet A.

    Co- encadreur : Mlle Dalouche F.

    moire présenté pour l’obtention du diplôme de

    MAGISTER

    Laboratoire D’aquaculture et Bioremediation – Aquabior

    Intitulé :

    Contribution à l’étude de la biologie du Chinchard

    (Steindachner, 1868) pêché dans la baie d’Oran

    gamétogenèse, période de ponte, indice de condition, fécondité et lecture des otolithes

    Présenté par:

    Mademoiselle BENSAADA Fatima Zohra

    Soutenu le 08/05/2012

    -Hamed. M. B Professeur Université d’Oran

    Taleb M. Z. Maître de conférences

    Mr Abi-Ayad S.-M. E.-A. Professeur

    Mr Bensahla Talet A. Professeur

    : Mlle Dalouche F. Maître-assistante A

    Année Universitaire : 2011/2012

    Aquabior

    pêché dans la baie d’Oran : étude de la

    gamétogenèse, période de ponte, indice de condition, fécondité et lecture des otolithes

    Université d’Oran

    Maître de conférences Université d’Oran

    Université d’Oran

    rofesseur Université d’Oran

    Université d’Oran

  • Remerciements

    Je souhaite tout d’abord remercier mon promoteur Mr Bensahla Talet .A et mon co-

    promoteur Melle Dalouche .F, leur relectures attentives, leur conseils et leur correction m’ont

    permis tout au long de ce travail d’écriture de faire évaluer fortement ma réflexion et mon

    manuscrit.

    Je remercie également les membres du jury président Mr Baba-Hamed d’avoir

    accepté de rapporter sur mon manuscrit, ainsi que les examinateurs Mr Abi-Ayad S.-

    M. E.-A et Mr Taléb. Z.

    Je remercie particulièrement l’ensemble de l’équipe AQUABIOR avec lesquels ce fut

    toujours un plaisir de travailler. Un grand merci à Gherram .M et Tahari .F Z pour les conseils

    qui m’ont donnés, leur chaleur humaine et toute leur qualité de travail, qui m’ont permis

    d’initier ce travail de mémoire.

    Je remercie Nassima pour sa disposition et sa gentillesse, Mr Bensahla .L pour les

    connaissances qu’il m’a apportées dans les statistiques (la pratique des logiciels), ainsi que

    Guendouz .M, et tous mes collègues biologistes.

    Pour terminer j’embrasse chaleureusement ma famille, en particulier mes parents pour leur

    patience et leur inconditionnel soutien, ma sœur et mon frère (qui se connaissent).

  • Résumé

    Résumé

    Cette étude a été réalisée sur la biologie d'une espèce de carangidés de la baie d’Oran:

    Trachurus mediterraneus (Steindachner, 1868). 1251 individus ont échantillonnés de juillet

    2010 à juin 2011. La longueur moyenne totale a été estimée à 20,16cm pour les femelles et

    20,42 cm pour les mâles. Les longueurs totales obtenues à partir des échantillons étudiés sont

    comprise entre 13,2cm et 29,4cm et un intervalle plus large de poids compris entre 13,2g et

    29,4g.

    Nous avons examiné la sexe ratio, la taille et l'âge à la première maturité, la fécondité, la

    période de reproduction, l'âge et croissance chez cette espèce. La sexe ratio globale chez les

    femelles et les mâles est de 0,36 et 0,42 respectivement. Il varie d'un mois à l'autre. La taille à

    la première maturité est de15 cm chez les mâles et les femelles soit 1 ans.

    La reproduction a lieu pendant la période printemps-été avec une forte activité

    reproductrice d’avril à juin. Une étude histologique des gonades et une analyse statistique des

    variables biométriques (RGS, RHS, Kc) ont été aussi utilisées pour étudier la biologie du

    chinchard, Trachurus mediterraneus. Cinq stades de maturité sexuelle peuvent être décrite

    dans les deux sexes mâles et femelles. L'indice gonado-somatic, atteint sa valeur maximale

    en mai-juin.

    La fécondité varie entre 2063 et 18854 ovocytes. Les diamètres ovocytaires varient entre

    38.4μm et704μm avec une moyenne de 262,19μm.

    Les paramètres de croissance de Van Bertalanffy pour les deux sexes sont:

    Femelles : L∞ =22cm, to = -4,57ans et K = 0,625an

    Mâles : L∞ =24cm, to = -5,249 ans et K = 0,625an

    Le taux d’allométrie b de l'équation conduit à la valeur 4,64, ce qui indique que la

    croissance du poids est allométrique majorante.

    Mots clés: Trachurus mediterraneus, Baie d’Oran, sex-ratio, reproduction, fécondité,croissance.

  • Abstract

    Abstract

    This study was achieved on the biology of a species of Carangidae fished in the Bay of

    Oran: Trachurus mediterraneus (Steindachner, 1868). 1251 individuals were sampled from

    July 2010 to june 2011.

    The total average length was estimated at 20.16 cm for females and 20.42 cm for males;

    the total length obtained from the samples studied are between 13.2 cm and 29.4 cm and a

    broader range of weight from 1.7g to 174.1 g. We examined the sex ratio, size and age at first

    maturity, fecundity, reproductive period, age and growth in this species.

    The overall sex ratio for females and males is 0.36 and 0.42 respectively. It varies from a

    month to another. The size at first maturity is 15 cm in males and females which corresponds

    to one year of age. Spawning occurs during spring and summer with high reproductive

    activity in April-June, a histological study of gonads and a statistical analysis of the biometric

    variables (RGS, RHS, Kc) were also used to study the biology of horse mackerel, Trachurus

    mediterraneus.

    Six stages of sexual maturity can be described in both male and female sexes. Gonado-

    somatic index, reaches its maximum value in May-June.

    Fertility varies between 2063 and 18,854 eggs. The oocyte diameters ranging from 38.4μm

    et704μm with an average of 262.19 μm.

    Growth parameters of Von Bertalanffy for both sexes are:

    Females: L ∞ = 22 cm, to = -4.57 years, K = 0.625 year

    Males: L ∞ = 24 cm, to = -5.249 years, K = 0.625 year

    The rate of allometry b of the equation leads to the value 4.64, indicating that growth is

    allometric majorant weight.

    Keywords: Trachurus mediterraneus, Oran Bay, sex ratio, reproduction, fertility, growth.

  • الملخص

    الملخص

    ,Trachurus mediterraneus اجریت ھذه الدراسة على نوع من االسماك صید في حوض وھران السكوداالصفر

    .2011ویونیو 2010فردمابین یولیو 1251اخذت عینات من (Steindachner, 1868)

    مجموع االطوال المحصل علیھامن خالل الدراسة .سم للذكور20,42سم لالناث 20,16یقدر متوسط الطول االجمالي ب

    الحجم ,النسبة الجنسیة درسنا. غ174,1غ و 1,7سم ومجموعة من الكتل تتراوح ما بین29,4سم و13,2یتراوح مابین

    .ربسن و نمو ھذا الض,فترةالوضع ,والسن اثناء اول نضج جنسي

    سم 15طول اول نضج یقدرب ,تتغیرمن شھرالخر,على ھذاالترتیب 0,42, 0,36النسبة الجنسیة الشاملة للذكورواالناث

    , الدراسة النسیجیة لالعضاء التناسلیة. فترة الوضع تحدث ما بین فصلي الربیع و الصیف, لدىالجنسین مایوافق سنة واحدة

    ومعمل الشرط استعملت ایضا , متوسط النضج الكبدي, متوسط النضج الجنسي, یةالتحلیل االحصائي للمتغیرات البیومتر

    یبلغ متوسط النضج الجنسي اعلى , نستطیع وصف ستة مراحل نضج للذكور و لالناث. لدراسة بیولوجیا السكود االصفر

    .قیمة لھ خالل شھري مایو ویولیو

    میكرومتر اما القیمة 704میكرومتر و 38,4یتراوح قطرھا ما بین, بویضة 18854و 2063الخصوبة تتراوح مابین

    .میكرومتر 262,19المتوسطة لالقطار فتقدر ب

    : فون برتاالنفي معامالت النمو لدى الجنسین حسب معادلة

    ∞ L= 22 سنة , سم -4,57= to, سنة 0,625=K : االناث

    5,249-سم، ∞ L = 24 سنة = to, 0,625 = K الذكور:

    4,64 قیمة یؤدي إلى من المعادلة قیاس التنامي ب معدل الحد األعلى قیاس التنامي لھا زیادة الوزنمشیرا إلى أن

    مفتاحیةالكلمات ال

    Trachurus mediterraneus ,الخصوبة، النمو, ،التكاثرنسبة الجنس، وھران خلیج

  • Tables des matières

    IntroductionIntroduction

    Etude bibliographiqueI. Présentation de l’espèce

    1. Présentation des carangidés.2. Espéces de Trachurus abondantes en méditerranée.

    2.1. Chinchard commun Trachurus trachurus2.2. Chinchard bleu Trachurus picturatus2.3. Chinchard à queue jaune Trachurs mediterraneus

    2.3.1. Caractères morphologiques2.3.2. Distribution géographique2.3.3. Migration et bathymétrie2.3.4. Systématique, synonymie2.3.5. Régime alimentaire du Trachurus mediterraneus

    3. Zone de pêcheII. Etude de la reproduction

    1. Introduction sur la reproduction2. Ovogenèse et folliculogenèse3. Fécondité4. Développement ovocytaire5. Spermatogenèse et spermiation

    5.1. Spermatogenèse5.2. Spermiation

    6. Sexe ratio7. Taille à la première maturité sexuelle8. La période de ponte : RGS, RHS

    8.1 Rapport gonado-somatique8.2. Rapport hépato-somatique

    9. Coefficient de condition KCIII. Matériel et méthodes

    1. Identification des espèces2. Mesure des paramètres biologiques3. Sexe et stades de maturité4. Fécondité

    4.1. Méthode de comptage5. Etude histologique

    5.1. Fixation5.2. Inclusion

    5.3. Réalisation des coupes

    5.4. Coloration

    5.5. Déparaffinage

    5.6. Réhydratation

    5.7. Eclaircissement

    01

    030303030303040404050607070808080909101011111111111212131313131313141414141415151515

  • 5.8. Montage

    5.9. Lecture des lames

    IV. Résultats et discussion

    IV.1.Résultats

    1.1Distribution des trois espèces1.2 Taille à la première reproduction1.3 Sex-ratio

    1.3.1 Sex-ratio globale1.3.2 Evolution du sexe ratio en fonction des saisons

    1.3.3 Evolution du taux de féminité et de masculinité et du sexe ratio en

    fonction des saisons

    1.3.4 Evolution de la sex-ratio en fonction des tailles

    1.4 Répartition des tailles et calcul de la taille moyenne

    1.5 Période de reproduction

    1.5.1 Evolution mensuelle du RGS

    1.5.2 Evolution mensuelle du RHS

    1.5.3 Comparaison entre le RGS et le RHS

    1.6 Evolution de l’indice de condition (Kc)1.7 Stades de maturité sexuelle

    1.7.1 Maturation des gonades

    1.7.2 Répartition des diamètres ovocytaires

    1.8 Fécondité

    1.9 Etude histologique1.9.1. Histologie des ovaires1.9.2. Histologie des testicules

    IV.2 Discussion2.1. Distribution des trois espèces2.2. Taille à la première reproduction2.3. Répartition des tailles et calcul de la taille moyenne2.4. Sex-ratio2.5. Période de ponte2.6. Stades de maturité2.7. Fécondité2.8. Conclusion sur la reproduction

    V. Croissance1. Introduction

    2. Définition des otolithes3. Description de l’oreille interne4. Composition chimique des otolithes4.1. Sagitta

    4.2. Astiriscus

    4.3. Lapilli

    4.4. Description des otolithes du chinchard à queue jaune

    5. Composition chimique des otolithes

    6. Intérêt des otolithes

    VI. Matériel et méthodes

    1. Croissance

    16161717172022222323

    23242525252627282829292930323239454545454646474849495050505151515151525252535353

  • 1.1. Paramètres de croissance

    1.2. Les relations longueurs-poids

    1.3. Analyse statistique

    VII. Résultats et Discussion

    1. Résultats

    1.1. Les longueurs

    1.1.1 Distribution des fréquences de longueurs

    1.1.2 Relation longueurs totales et longueurs à la fourche

    1.2. Otolithométrie

    1.2.1 Relation avec le poids des otolithes

    1.3. Croissance de Trachurus mediterraneus

    1.3.1 Paramètres de l’équation de Von Bertalanffy

    1.4. Relations longueurs-poids

    2. Discussion

    3. Conclusion sur la croissance

    VIII. Conclusion

    Références bibliographiques

    Annexe

    5455565656565757575762626870707070707275767891

  • Liste des figures

    Figure 01 : Répartition géographique (mondiale, méditerranéenne).

    Figure 02 : Distribution mensuelle des proportions de Trachurus mediterraneus,

    Trachurus trachurus, Trachurus picturatus.

    Figure 03 : répartition des proportions de Trachurus mediterraneus, Trachurus.

    trachurus, Trachurus picturatus échantillonnés.

    Figure 04 : Les trois espèces de Trachurus échantillonnées, a) : Trachurus.

    mediterraneus, b) : Trachurus picturatus, c) : Trachurus trachurus. d) : Scutelles.

    Figure 05 : Détermination de la taille de première maturité sexuelle chez les femelles de

    Trachurus mediterraneus.

    Figure 06 : Détermination de la taille de première maturité sexuelle chez les mâles de

    Trachurus mediterraneus.

    Figure 07 : Evolution mensuelles du sex-ratio chez le Trachurus mediterraneus.

    Figure 08 : Evolution mensuelle du taux de féminité et de masculinité chez

    Trachurus mediterraneus.

    Figure 09: Variation du taux de féminité et du taux de masculinité en fonction de la taille

    chez le Trachurus mediterraneus.

    Figure 10 : Courbe d’abondance des mâles et des femelles chez le Trachurus

    Mediterraneus.

    Figure 11: Evolution mensuelle du RGS moyen chez le Trachurus mediterraneus

    femelles et mâles.

    Figure 12 : Evolution mensuelle du RHS moyen chez les Trachurus mediterraneus

    Mâles.

    Figure 13 : Evolution mensuelle du RGS et RHS moyen chez les femelles de Trachurus

    Mediterraneus.

    Figure 14 : Evolution mensuelle du RGS et RHS moyen chez les mâles de Trachurus

    Mediterraneus.

    Figure 15: Evolution mensuelle de l’indice de condition des femelles et des mâles de

    Trachurus mediterraneus.

    Figure 16 : Evolution mensuelle des pourcentages des stades de maturité sexuelle

    de Trachurus mediterraneus femelles observés à l’échelle macroscopique.

    Figure 17 : Distributions mensuelles des diamètres ovocytaires (µm) Chez les femelles

    05

    18

    18

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    26

    27

    27

    28

    29

  • de Trachurus mediterraneus.

    Figure 18 : Relation fécondité totale Ŕ longueur à la fourche.

    Figure 19 : Relation fécondité relative par gramme de gonade et la longueur à la fourche.

    Figure 20 : Variation de la fécondité relative par 100g de poids corporel en fonction de la

    longueur à la fourche.

    Figure 21 : Relation poids gonade-poids total Chez le Trachurus mediterraneus.

    Figure 22: Coupes histologiques des ovaires de Trachurus mediterraneus en début de

    maturation coloré à l’hématoxyline.

    Figure 23 : Coupe histologique des ovaires matures colorés au trichrome à froid.

    Figure 24 : Coupes histologique des ovaires matures colorés au Trichrome à froid.

    Figure 25: Coupes histologique des ovaires matures colorés au Trichrome de Masson

    (poisson pêché le mois d’Avril). Les flèches représentent les nucléoles surnuméraires.

    Figure 26 : Coupes histologique des ovocytes hyalins et atrétiques colorés au

    Trichrome de masson (poisson pêché le mois d’Avril).

    Figure 27 : Coupes histologiques de testicules prélevés sur un mâle pêché au mois de

    juillet.

    Figure 28: Coupes histologiques de testicules prélevés sur un mâle pêché au mois d’avril.

    Figure 29 : Coupes histologiques de testicules prélevés sur un mâle pêché au mois

    d’avril.

    Figure 30 : Coupes histologiques colorées au Trichrome à chaud de testicules prélevés

    d’un mâle pêché le mois d’avril.

    Figure 31: Coupes histologiques colorées à l’hématoxyline de testicules prélevés d’un

    mâle pêché le mois de septembre.

    Figure 32 : Fréquences mensuelles des T. mediterraneus mâles en fonction des centres

    de classe de taille.

    Figure 33 : Fréquences mensuelles des T. mediterraneus femelles en fonction des centres

    de classe de taille.

    Figure 34: Fréquences mensuelles (novembre, avril) des T. mediterraneus indéterminés

    en fonction des centres de classe de taille.

    Figure 35 : Fréquences mensuelles des T. mediterraneus femelles et mâles en fonction

    des centres de classe de taille.

    Figure 36 : Otolithe d’un Trachurus mediterraneus mâle (classe 16cm, âge II) ans)

    (Gx100).

    30

    31

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    62

  • Figure 37 : Variations des tailles moyennes de Trachurus mediterraneus en fonction

    des âges lus par otolithométrie. 70

  • Liste des tableaux

    Tableau 01 : Synonymie.

    Tableau 02 : Effectif et pourcentages des différents stades de maturité des

    femelles de Trachurus mediterraneus.

    Tableau 03 : Effectif et pourcentages des différents stades de maturité des mâles

    De Trachurus mediterraneus.

    Tableau 04 : Sexe ratio global chez le Trachurus mediterraneus.

    Tableau 05 : Récapitulatif des résultats obtenus sur la fécondité.

    Tableau 06: La relation longueur totale et longueur à la fourche utilisée est de la forme.

    Tableau 07 : a) Clé âge-longueur totale des femelles de Trachurus mediterraneus.

    b) Clé âge-longueur totale des mâles de Trachurus mediterraneus.

    c) Clé âge-longueur totale des indéterminés de Trachurus mediterraneus.

    d) Clé âge-longueur totale des sexes confondus de Trachurus mediterraneus.

    e) Récapitulatif des longueurs moyennes obtenues par lecture des otolithes.

    chez Trachurus mediterraneus.

    Tableau 08 : relation poids total-poids de l’otolithe.

    Tableau 09 : relation longueur total-poids de l’otolithe.

    Tableau 10: relation entre poids de l’otolithe et l’âge.

    Tableau 11 : récapitulatif des paramètres obtenus de l’équation de Von Bertalanffy.

    Tableau 12 : relation mensuelles taille-poids, PT= a LTb.

    Tableau 13 : Récapitulatif des paramètres de la relation taille-poids, PT= a LTb.

    Tableau 14 : Comparaison de paramètres de croissance de Trachurus mediterraneus.

    Tableau 15 : Paramètres de la relation taille-poids (a, b) dans la présente étude et

    les autres régions.

    06

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    21

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    69

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    71

    74

    75

  • Liste des abréviations

    cm: Centimètre.

    K : Taux de croissance.

    Kc: Indice de condition.

    Lf: Longueur à la fourche.

    LS : Longueur standard.

    Lt: Longueur totale.

    mm: millimètre.

    Pf: Poids du foie.

    Pg: Poids des gonades.

    PT : Poids total de l’individu.

    RGS: Rapport gonado-somatique.

    RHS: Rapport hépato-somatique.

    SG: spermatogonie.

    SGA: Spermatogonie A.

    SGB: Spermatogonie B.

    SPC I: Spermatocyte I.

    SPC II: Spermatocyte II.

    SPC: spermatocyte.

    SPD: spermatide.

    SZ: spermatozoïde.

    T : Trachurus.

    T : tonne

    Tm : Trachurus mediterraneus.

    TM : taille moyenneTp: Trachurus picturatus.

    Tt : Trachurus trachurus.

    μm: micromètre.

  • Introduction

    1

    Introduction générale

    Au niveau du port de pêche d’Oran, les petits pélagiques sont parmi les principales

    ressources vivantes exploitées.

    Le président de la fédération algérienne de la pêche, a affirmé que la production nationale

    de poissons a enregistré une baisse alarmante estimée à 69,5% en 2010 par rapport aux années

    précédentes. A ce titre, il a expliqué que la production est passée de 187000 tonnes de

    poissons en 2009 à 130000 tonnes en 2010, (Bellout, 2010).

    La situation devient de plus en plus préoccupante, car en l’espace d’une année, les secteurs

    de la pêche et des ressources halieutiques ont été consolidés par plus d’une centaine de

    bateaux de pêche, dont plus d’une vingtaine de sardiniers et autres moyens inhérents au

    secteur,( Aït Ouakli ,2011).

    Dans cette étude nous nous intéressons au genre Trachurus, précisément le chinchard à

    queue jaune, classé dans la famille des carangidés (perciformes), représenté par 33 genres et

    140 espèces (Froese et Pauly, 2001), à présent 15 espèces du genre Trachurus sont connues

    dans le monde.

    Dans le but de contribuer à la connaissance des fonctions biologiques du Trachurus

    mediterraneus pêché dans la baie d’Oran, nous nous sommes proposé d’étudier la croissance

    et la reproduction de cette espèce. Nous avons fait des coupes histologiques de gonades des

    Trachurus mediterraneus afin de tenter de décrire le processus de reproduction et à

    développer une gamme de maturité, l’observation microscopique aide à identifier les états de

    maturation de cette espèce.

    La présente étude contribue aussi à l’étude de l'âge faite par lecture des otolithes, car la

    détermination du taux de croissance et l'âge constituent une enquête ichtyologique très

    importante pour le poisson ; la croissance est l'un des principaux facteurs qui déterminent les

    conditions des stocks (Prodanov et Mikhailov, 1983).

    L'analyse statistique des variables biométriques a été utilisée pour étudier les paramètres

    suivants : le rapport gonado-somatique (RGS), le rapport hépato-somatique (RHS), l’indice de

    condition (Kc), le calcul des paramètres de croissance de Von Bertalanffy et la relation taille

    poids.

  • Introduction

    2

    Les résultats obtenus sont consignés dans le présent mémoire qui comporte 3 parties

    principales. La première partie est consacrée aux généralités sur l’espèce, la deuxième partie

    porte sur le cadre de l’étude et la méthodologie et la troisième partie est consacrée aux

    résultats obtenus et la discussion de ces derniers.

    Ce travail s’intègre dans l’étude de l’ichtyofaune de la baie d’Oran, zone d’une très grande

    richesse où plus de 50 espèces de Téléostéens et de Sélaciens sont pêchées et aire de

    reproduction de nombreux poissons côtiers (Dalouche, 1980).

  • Reproduction Etude bibliographique

    3

    I Présentation de l’espèce

    1. Présentation de la famille des carangidés

    Les carangidés sont des poissons perciformes à l’aspect extérieur assez variable. La forme

    de leur corps varie modérément allongé à haut et fortement compressé. La forme de la tête

    varie aussi de façon considérable de longue et basse à courte et haute. Les yeux sont

    habituellement protégés par une paupière « adipeuse » transparente immobile, mais non

    grasse. Le museau peut être pointu ou arrondi. Les dents sont rangées de petites villiformes, à

    grande coniques et sont situées différemment sur le prémaxillaire, le dentaire, le vomer, les

    palatins, la langue ou le pharynx (Gunn, 1990). Les membres de cette famille sont aussi

    caractérisés par une nageoire anale avec deux épines antérieures séparées du reste de la

    nageoire, mais qui s’enfoncent souvent avec l’âge, et la nageoire caudale est profondément

    déviée. La nageoire dorsale est généralement divisée en une portion antérieure avec 4 à 8

    épines et de 17 à 44 rayons mous. Chez de nombreux carangidés les derniers rayons de la

    nageoire dorsale et anale sont détachés et forment 1 à 9 petites pinnules. La nageoire pectorale

    est souvent longue et falciforme.

    Les carangidés sont principalement marins, mais peuvent aussi se rencontrer en eaux

    saumâtres. Certaines espèces pénètrent, de manière opportuniste, en eaux douces ou dans les

    lacs. Ils se reproduisent surtout en été, pondent des œufs pélagiques et sont des carnivores

    rapides (Smith-Vaniz, 1986). Certains d’entre eux sont d’importants poissons de

    consommation.

    Dans cette famille il y’a 32 genres connus, comprenant environ 140 espèces selon (Smith-

    Vaniz, 2007).

    2. Espèces de Trachurus abondantes en méditerranée

    2.1. Chinchard commun Trachurus trachurus (LINNE, 1758)

    Les chinchards présentent tout le long de leur ligne latérale des scutelles, c’est-à-dire des

    écailles hypertrophiées. Chez le chinchard commun, ces scutelles sont presque aussi

    développées de part et d’autre de la courbe que dessine la ligne latérale vers la moitié du

    corps, la ligne latérale accessoire dépasse la moitié de la seconde dorsale (Smith-Vaniz 1986 ;

    Quéro et al.,2003).

    2.2. Chinchard bleu Trachurus picturatus (BOWDICH, 1825)

    Les chinchards se ressemblent fort entre eux. Les différentes espèces sont souvent l’objet

    de confusions. Le chinchard bleu a comme particularité d’avoir le rayon postérieur de ses

    nageoires dorsale et anale séparé du précédent par une distance moitié plus grande que celle

    des autres rayons entre eux (Guichet, 1966).

  • Reproduction Etude bibliographique

    4

    2.3. Chinchard à queue jaune : Trachurus mediterraneus (STEINDACHNER, 1868)

    2.3.1 Caractères morphologiques

    Corps allongé et légèrement comprimé, grands yeux avec une paupière adipeuse bien

    développée; mâchoire supérieure modérément large et s’étendant jusque sous le bord

    antérieur de l’œil; dents petites en une seule rangée aux deux mâchoires; branchiospines

    (rudiments compris) 13-17 supérieures, 36-41 inférieures sur le premier arc branchial. Deux

    nageoires dorsales, la première à 8 épines, la seconde à une épine et 29-35 rayons mous; anale

    à 2 épines séparées du reste de la nageoire, suivies d’une épine et 26-39 rayons mous; rayon

    mou terminal de la dorsale et de l’anale relié par une membrane au reste de la nageoire mais

    séparé de l’avant dernier rayon par une distance au plus égale à 1,5 fois celle qui sépare les

    précédents; pectorales à peu près égales à la longueur de la tête. Ecailles modérément petites

    et cycloïdes (lisses au toucher) sur tout le corps sauf sur une petite surface située en arrière

    des pectorales; écailles de la partie antérieure de la ligne latérale grandes et semblables aux

    scutelles de la partie postérieure, leur hauteur maximum atteint 3,3-4,3% de la longueur

    standard; écailles et scutelles de la ligne latérale 75-89 dont 35-44 scutelles sur la partie

    rectiligne. Ligne latérale accessoire se terminant entre la huitième épine et le troisième rayon

    mou de la dorsale. Pas de marques distinctives pour la coloration sauf une petite tache noire

    sur le bord de l’opercule près de son angle supérieur. Partie supérieure du corps et de la tête

    foncée à noire ou grise à vert bleuâtre, les deux tiers inférieurs du corps et de la tête

    généralement plus pâles, blanchâtres à argentés (FAO, 1987).

    Cette espèce se différencie de la précédente par les scutelles antérieures à la courbe de la

    ligne latérale nettement moins développées que les postérieures et par la ligne latérale

    accessoire ne dépassant pas le début de la seconde dorsale (Quéro et al, 2003).

    2.3.2 Distribution géographique

    Le chinchard à queue jaune est une espèce pélagique, marine et saumâtre, fréquente dans

    les eaux subtropicales de l’atlantique de l’est, en méditerranée et en mer noire, vivant à des

    profondeurs de 0 à 500m. En mer Noire mer de Marmara et mer d’Azov, a été cité comme

    une sous espèce Trachurus mediterraneus ponticus. (Aleev, 1956) d’origine méditerranéenne

    (Banarescu, 1964) mais n’est plus reconnue comme valide. Le golfe de Gascogne est la limite

    nord de son aire de répartition (Smith-Vaniz, 1986). Elle y est plus est abondante au sud des

    pertuis charentais que dans la moitié du golfe (Quéro et al., 1989).

  • Reproduction Etude bibliographique

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    Figure 1 : Répartition géographique (mondiale, méditerranéenne), (Cardenas et al ., 2004).

    2.3.3 Migration et bathymétrie

    Le chinchard vit prés du fond, mais aussi dans toute la colonne d’eau. Au printemps, il

    migre du sud de la mer noire vers le nord pour se nourrir et se reproduire, et il redescend au

    sud en automne. Le chinchard de la cote roumaine de la mer noire passe l’hiver en mer de

    Marmara (Maximov et al., 2002).

    Le temps minimum de doublement de ses populations est de 1,4-4,4 ans. C’est une espèce

    commerciale, importante pour les pêcheurs (Berg et al., 1949), qui a été surexploitée en mer

    Noire. Les captures ont drastiquement diminué sur la côte roumaine en peu de temps ; 2660

    tonnes en 1988, 165 tonnes en 1990 et de 0-3 tonnes depuis 1997.

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    2.3.4 Systématique, synonymie

    Phylum : Chordés

    Embranchement : Vertébrés

    Sous embranchement : Gnathostomes

    Super classe : Poissons

    Classe : Ostéichtyens

    Sous classe : Actinoptérygiens

    Super ordre : Téléostéens

    Ordre : Perciformes

    Sous ordre : Percoïdes

    Famille : Carangidés

    Genre : Trachurus

    Espèce : mediterraneus

    Tableau 1: Synonymie

    Trachurus mediterraneus (STEINDACHNER, 1868).

    Nom commun langue pays

    Chinchard à queue jaune Français France

    Chourou Arabe Tunisie

    Jurel mediterraneo Espagnol Espagne

    Sari Turque Turquie

    Sugrella Italien Italie

    Troûboûles Arabe Liban

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    Autres synonymes

    Khourir Arabe Algérie

    Sekoud asfar Arabe

    2.3.5. Régime alimentaire du Trachurus mediterraneus

    Le chinchard est un poisson prédateur qui se nourrit de petits poissons et de crustacés

    (zooplancton) (Smith-Vaniz, 1986, Bensalem, 1988, Santic et al., 2003). Dans le nord-ouest

    de la mer Noire, il consomme principalement des poissons (60-91% sprat, anchois, gobie,

    mulet), secondairement des crustacés (7-33% crevettes, copépodes, mysidacés) et

    accidentellement des polychètes, diatomées, macrophytes (Bauchot, 1987).

    3. Zone de pêche

    Les chinchards utilisés dans notre étude ont été péchés dans la baie d’Oran, situé sur la

    côte ouest algérienne entre le golfe d’Arzew et la baie des andalouses (Leclaire, 1972), est

    compris entre le cap de l’aiguille à l’est et le cap Falcon à l’ouest. La baie d’Oran est baignée

    par les eaux d’origine atlantique ; la circulation apparait turbulente le long du continent

    africain (Remili et al., 2009).

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    II. Reproduction

    1. Introduction sur la reproduction

    La connaissance de la biologie de la reproduction des poissons est essentielle pour une

    bonne gestion des ressources halieutiques. Certains paramètres tels que la taille de

    première maturité, la fécondité, le diamètre des œufs et la variation des indices gonado-

    somatique et hépato-somatique permettent de mieux caractériser la reproduction ; le stade

    de maturation sexuelle et la stratégie de ponte (Heins et al., 2004).

    2. Ovogenèse et folliculogenèse

    L’ovogenèse est la transformation de l’ovogonie en ovocytes (Selman et Wallace, 1989).

    Ce processus regroupe toutes les transformations subies par la cellule germinale primordiale

    pour devenir un ovocyte prêt à être fécondé, avec son vitellus, son enveloppe primaire ou

    Zona radiata et ses granules corticaux (Mellinger, 2002).

    Les ovogonies, issues des cellules germinales primordiales ou gonocytes, pendant

    l’embryogenèse, prolifèrent par mitoses (Nagahama, 1983 ; Higashino et al., 2002) ; Patino

    et Sullivan, 2002 ; Thiry et Poncin, 2005). Chez les poissons osseux et les amphibiens, à

    l’inverse de tous les autres vertébrés, elles continuent à se diviser dans l’ovaire des adultes

    (Tyler et Sumpter, 1996; Wallace et Selman, 1990; Jalabert, 2005). Les ovogonies se divisent

    par mitoses, certaines maintiennent la population dans l’épithélium germinal, d’autres entrent

    en méiose pour devenir des ovocytes qui migrent dans la lumière de l’ovaire. Le processus de

    folliculogenèse commence à l’initiation (Grier, 2000 ; Grier et Lo Nostro, 2000).

    Les ovocytes primaires, recrutés parmi les ovogonies entrent en méiose (Ravaglia et

    Maggese, 2003) mais restent bloqués en prophase de la division réductionnelle, au stade

    diplotène (Nagahama, 1983 ; Patino et Sullivan, 2002). Ils subissent alors une phase

    d’accroissement cytoplasmique et une différenciation sans division (Wallace et Selman,

    1990).

    Pendant cette phase, l’ovocyte accumule des réserves nutritives et s’entoure d’une

    enveloppe folliculaire composées de deux assises de cellules, les cellules folliculaires formant

    la granulosa et les cellules théquales formant la thèque, cette enveloppe cellulaire est séparée

    de l’ovocyte d’une couche acellulaire : la zona radiata. L’ovocyte et ses enveloppes forment

    un follicule ovarien.

  • Reproduction Etude bibliographique

    9

    A la fin de cette longue période d’accroissement, un signal hormonal provoque la reprise

    de la méiose, le noyau se brise et la moitié du matériel chromosomique est perdu par

    l’expulsion du premier globule polaire. L’ovocyte secondaire ainsi formé est bloqué en

    métaphase de la division équationnelle (Wallace et Selman, 1990). La maturation ovocytaire

    finale, processus hormonodépendant, permettra l’ovulation, rendra l’ovocyte fertilisable

    (Wallace et al., 1993) puis le développement embryonnaire possible (Saat, 1993). La fin de la

    deuxième division de la méiose et l’expulsion du deuxième globule polaire se produisent

    après la fécondation (Patino et Sullivan, 2002).

    3. Fécondité

    Plusieurs définitions de la fécondité ont été proposées par plusieurs auteurs ; (Bagenal,

    1978) distingue :

    Fécondité absolue : qui correspond au nombre d’œufs mûrs prêts à être pondus. Fécondité de

    la population globale qui tient compte de la fécondité par classe de taille, de la sex-ratio par

    taille et de la taille à la première maturité sexuelle ; et aussi le nombre d’ovules en fonction de

    la taille de l’individu (Lt en cm) (Oosthuizen et Daan, 1974).

    Fécondité relative : définie comme le nombre d’œufs par gramme de poissons (Nikolsky,

    1963).

    Fécondité relative moyenne : Correspond d’après (Oosthuizen et Daan, 1974), au nombre

    d’ovules par gramme de poids corporel Pen (g).

    4. Développement ovocytaire

    Ce processus est découpé en six stades en fonction de la croissance ovocytaire. Le premier

    stade est l’ovogenèse qui, pour ces auteurs, est la transformation de l’ovogonie en ovocyte

    primaire. Le second est celui de la croissance primaire de l’ovocyte, Il est caractérisé par une

    synthèse intense d’ARN, une augmentation importante de la taille de l’ovocyte, l’apparition

    dans le cytoplasme du noyau de Balbiani et la formation de la zona radiata. C’est à la fin de

    cette deuxième période que l’ovocyte quitte les nids où il côtoyait les ovogonies.

    Le stade des alvéoles corticales se caractérise par l’apparition de ces inclusions

    cytoplasmiques dans l’ovocyte. Ces alvéoles corticales finissent par occuper entièrement

    l’ovoplasme, leur contenu a une origine endogène.

    Le stade suivant est celui de l’apparition des inclusions lipidiques. Il est suivi par le stade

    de vitellogenèse qui, d’après ces auteurs, représente la période de grossissement de l’ovocyte

    où des protéines extraovariennes en particulier la vitellogénine, sont séquestrées, transformées

    en protéines vitellines et stockées dans l’ovocyte (Rinchard et al., 1998) . Le dernier stade est

  • Reproduction Etude bibliographique

    10

    celui de la maturation pendant, lequel la vésicule germinale se rompt, et chez certains

    téléostéens, l’œuf s’hydrate ce qui peut considérablement augmenter sa taille (Tyler et

    Sumpter, 1996).

    5. Spermatogenèse et spermiation

    5.1. Spermatogenèse

    La spermatogenèse est la succession des divisions cellulaires et des transformations, au

    sein du testicule d’une cellule germinale peu différenciée, la spermatogonie en une cellule

    germinale fonctionnelle, le spermatozoïde (Billard, 1979) ; (Barnabe, 1991). Les cellules

    germinales évoluent toujours au contact des cellules somatiques de soutien appelées cellules

    de Sertoli (Billard et al, 1972). Au début du cycle seules les spermatogonies A (SGA) sont

    présentes, chaque (SGA) est collée à une ou plusieurs cellules de (Sertoli Grier et al., 1980).

    Les multiplications des spermatogonies par mitose, la méiose puis la spermatogenèse se

    déroulent à l’intérieur même d’une enveloppe formée par les extensions des cellules de

    Sertoli, l’ensemble constitue un spermatocyste ou cyste. Les cellules d’un même cyste sont au

    même stade de développement (Turner, 1919); (Billard et al., 1972) ; (Grier et al., 1980);

    (Pudney , 1995) ; (Grier et Tylor, 1998) ; (Gusmao et al, 1999).

    (Mattei et al., 1993) qualifient la spermatogenèse "cystique " lorsqu’elle se déroule

    entièrement à l’intérieur des spermatocystes, et "semi cystique" lorsque ceux ci s’ouvrent

    avant la formation des spermatozoïdes. Dans ce cas des cellules germinales à différents stades

    de maturation peuvent être présentes dans la lumière des lobules où se terminent la

    différenciation (Mattei et al., 1993) ; (Manni et Rasotto, 1997) ; (Yoneda et al., 2001). Les

    SGA donnent par mitose les SGB qui restent groupées par deux puis quatre, ce qui initie la

    formation d’un cyste. La division des SGB produit des spermatocytes de premier ordre

    (SPCI). Les SPCI après une première division de méiose vont se transformer en spermatocyte

    de second ordre SPCII (Pudney, 1995 ; Dziewulska et Domagala, 2003).

    Les SPCII deviennent des spermatides SPD après la deuxième division de la méiose

    (Nagahama, 1986) ; (Dziewulska et Domagala, 2003). Même si les spermatides ont un jeu de

    chromosomes haploïdes ce ne sont pas des gamètes mâles. Elles doivent entrer dans une phase

    de transformations biochimiques et morphologiques, nommée spermiogenèse, conduisant à

    une cellule germinale hautement différenciée, le spermatozoïde (Nagahama, 1986).

  • Reproduction Etude bibliographique

    11

    5.2. Spermiation

    A la fin de la spermiogenèse la paroi sertolienne des cystes devenue de plus en plus mince

    s’ouvre et les spermatozoïdes sont libérés dans la lumière du lobule, c’est la spermiation

    (Pudney, 1995) ; (Schulz et al., 2005). Ils se concentrent dans la lumière des lobules

    séminifères d’où ils gagnent le système évacuateur. La spermiation correspond à l’émission

    du sperme au niveau de l’orifice urogénital après pression abdominale. Elle est généralement

    accompagnée d’une hydratation de gonades et du sperme. Lors de l’émission du sperme les

    spermatozoïdes sont libres dans le plasma séminal chez les espèces à fécondation externe

    (Legendre et Jalabert, 1988). La période de spermiation peut se poursuivre plusieurs mois

    mais la qualité du sperme diminue fortement dans le temps du fait des phénomènes de

    vieillissement des spermatozoïdes (Billard, 1979).

    6. Sexe ratio

    Les proportions numériques des sexes sont exprimées en pourcentage respectif des

    mâles et des femelles et ont été étudiées en fonction des mois. Nous avons calculé le taux de

    masculinité (% mâles = nombre des mâles x 100/ nombre total des mâles et des femelles) et

    le taux de féminité (% femelles = nombre des femelles x 100/ nombre total des mâles et

    des femelles).

    7. Taille à la première maturité sexuelle

    La taille de la première maturité sexuelle est la longueur pour laquelle 50% des individus

    sont mûrs (Fontana, 1969). Pour l’établissement de la courbe du pourcentage des femelles ou

    des mâles mûrs par classe de taille, nous avons compté durant la période de ponte le nombre

    de femelles ou de mâles ayant atteint ou dépassé le stade III (début de la vitellogenèse) par

    rapport au nombre total des femelles ou des mâles par classe de taille.

    8. Période de ponte : RGS, RHS

    8.1. Rapport gonado-somatique (RGS)

    La détermination de la période de ponte a été réalisée en calculant le rapport gonado-

    somatique RGS (Bougis, 1952), basé sur la variation de la masse des gonades au cours du

    cycle sexuel.

    RGS= Poids de la gonade x 100/poids somatique du poisson

  • Reproduction Etude bibliographique

    12

    8.2. Rapport hépato-somatique (RHS)

    Les variations pondérales hépatiques, influencées par les conditions génitales, permettent

    de définir les périodes de ponte chez les téléostéens ; en effet, l’élaboration des produits

    sexuels est en étroite relation avec les phénomènes physiologiques qui ont lieu au niveau du

    foie (Thiam, 1980). Le RHS est défini par la relation :

    RHS= Poids du foie x 100/ poids somatique du poisson

    9. Coefficient de condition Kc

    Le coefficient de condition de (Beckman, 1948) permet de comparer les suites d’une même

    espèce. La relation allométrique longueur-poids variant peu au cours de la croissance, ce

    coefficient permet de suivre les variations physiologiques d’un poisson par rapport à sa valeur

    spécifique normale, pour la détermination du facteur de condition Kc, qui correspond au

    rapport de la masse réelle observée Mo d’un poisson par la masse théorique Mt (Mo/Mt),

    plusieurs expressions sont habituellement employées (Bauchot et Bauchot, 1978) :

    Kc= 100 * Pt/Lt3 (M (g) et Lt (mm))

  • Reproduction Matériel et méthodes

    13

    III. Matériel et méthodes

    L’échantillonnage aléatoire du chinchard provenant des captures des sardiniers et/ou des

    chalutiers, effectué au niveau de la baie d’Oran a été réalisé une fois par mois, de juillet 2010

    à juin 2011, soit 12 mois, dans le but d’avoir une large gamme de taille de spécimens.

    1. Identification des espèces

    Regroupées par espèces, les poissons furent identifiés selon la clé de détermination

    (FAO, 1987).

    2. Mesure des paramètres biologiques

    Les individus capturés ont été transférés au laboratoire de biologie marine pour la

    dissection. Cet échantillonnage a couvert presque l’ensemble des gammes de taille de

    chinchards allant de 130mm à 290mm ; pour chaque poisson, la longueur totale et la longueur

    à la fourche ont été mesurées au mm prés, la masse totale a été mesurée à l’aide d’une balance

    ayant une précision de 0,1g et de portée de 7000g

    Les poissons sont disséqués, les masses des gonades et du foie ont été déterminées à l’aide

    d’une balance ayant une précision de 0,1mg et de 82g de portée.

    3. Sexe et stades de maturité

    Après ouverture de la cavité générale (en partant de l’anus jusqu’au niveau des nageoires

    pectorales), le sexe est déterminé par l’examen macroscopique des gonades. La détermination

    des stades de maturité sexuelle (Tableau1, Annexe2) a été établie selon l’échelle proposée par

    (CNRDPA, 2009).

    4. Fécondité

    4.1. Méthode de comptage

    Les gonades femelles en maturité avancée (stade : IV, V) sont pesées, placées dans des

    piluliers contenant le liquide de Gilson sont ensuite agitées quotidiennement pendant 15 à 30

    jours ; après cette période d’agitation, le stroma ovarien se dissout et les ovocytes se détachent

    facilement les uns des autres.

    Pour éviter les comptages longs et fastidieux, nous avons eu recours à un sous

    échantillonnage en diluant le contenu de chaque pilulier dans 250 ml d’eau distillée, ensuite

    nous prélèvons à l’aide d’une pipette deux ml de la solution, ceux–ci sont placés dans une

    cuve de Dollfus à fond quadrillé et examinons au microscope stéréoscopique en lumière

    réfléchie. Nous mesurons à l’aide d’un micromètre oculaire (0-12μm) les diamètres des œufs

    pour obtenir la distribution de fréquence.

  • Reproduction Matériel et méthodes

    14

    La fécondité est ensuite calculée selon la formule :

    f = n × Pg / Pech

    5. Etude histologique

    5.1. Fixation

    Elle a pour but de conserver au mieux les constituants cellulaires, et de prévenir la

    décomposition post-mortem. Etape essentielle elle doit se faire, idéalement, juste après la mort

    de l’animal par immersion de l’organe dans un grand volume de fixateur. La fixation peut être

    réalisée à l’aide d’agents chimiques pris isolément (éthanol, formol, acide picrique…) ou

    mélangés en proportions adéquates comme dans le liquide de Bouin utilisé dans cette étude

    (annexe 4).

    5.2. Inclusion

    Elle donne aux pièces (gonades) la consistance nécessaire à leur débitage en coupes sans

    déformer l’architecture cellulaire. La substance utilisée dans le cas présent est la paraffine. Vu

    le caractère hydrophobe de celle-ci l’ensemble du processus d’inclusion comporte tout

    d’abord la déshydratation des pièces fixées à l’aide de l’acétone (4 bains, ½ heure pour

    chacun), et leur imprégnation au moyen d’un solvant de la paraffine (butanol ou hydrocarbure

    benzénique, tel que : le xylène et le toluène) (deux bains successifs, 1heure pour chacun),

    cette étape intermédiaire est garante d’une bonne pénétration du tissu par la paraffine, non

    miscible aux cétones.

    Le prélèvement est ensuite placé dans deux bains de paraffine fondue (étuve à 58-60°C, 1

    heure pour chaque bain) qui infiltre tout l’échantillon et remplace totalement le solvant. Le

    coulage du bloc a lieu à température ambiante entre deux barres de Leuckart juxtaposées pour

    obtenir, après refroidissement, un bloc de paraffine solidifiée, de consistance homogène, à

    l’intérieur duquel est incluse la pièce à étudier. La conservation des blocs est excellente

    (plusieurs dizaines d’années) et se fait à la température du laboratoire.

    5.3. Réalisation des coupes

    Le bloc de paraffine est débité en coupe mince (5-8 μm) à l’aide d’un microtome à main.

    Les coupes sont prélevées puis étalées sur une lame en verre (côté brillant) placée sur une

    plaque chauffante (60°C, 4min), dés le lendemain, les préparations peuvent être colorées ou

    rangées (plusieurs mois dans une boite opaque).

  • Reproduction Matériel et méthodes

    15

    5.4. Coloration

    L’observation microscopique de gonades femelles et males est basée sur la coloration, le

    but est d’accentuer les contrastes afin de distinguer et reconnaitre les différents constituants

    de la préparation (coupes transversales des gonades).

    5.5. Déparaffinage

    Avant toute coloration, de par la nature aqueuse des colorants, les coupes doivent être

    déparaffinées (par du toluène ou équivalent).

    5.6. Réhydratation :

    Par des alcools (méthanol, éthanol) de degrés décroissants (100°, 95°, 70°), suivis d’un

    rinçage à l’eau courante. Les temps de coloration peuvent varier en fonction de l’épaisseur de

    la coupe.

    Les colorants utilisés sont : Hématoxyline- éosine : c’est la technique la plus couramment

    utilisée en histologie animale, le colorant basique hématoxyline, colore les structure acides en

    bleu violacé, les noyaux, les ribosomes, le réticulum endoplasmique rugueux ont une forte

    affinité pour ce colorant vu leur richesse en ADN et en ARN, en revanche l’éosine est un

    colorant acide qui colore les structures basiques en rouge et en rose, la plupart des protéines

    cytoplasmiques sont basiques, le cytoplasme des cellules apparait donc habituellement coloré

    en rose ou en rouge, en général lorsque la coloration avec l’HE est appliquée à des cellules

    animales, les noyaux sont colorés en bleu violet et les cytoplasmes en rouge rose.

    Les trichromes sont des colorations topographiques impliquant l’emploi de trois colorants,

    (l’hémalun, phloxine, vert lumière pour le trichrome à froid, et l’hématoxyline de Régaud à la

    place de l’hémalun dans le trichrome à chaud), qui ont l’avantage de donner trois teintes

    particulières aux diverses structures permettant ainsi de différencier aisément, par exemple,

    cytoplasme et noyaux, tissus musculaires et conjonctifs…etc. Après coloration les

    préparations sont déshydratées dans des bains d’alcools croissants (70°, 95°, 100°)

    5.7. Éclaircissement

    Les préparations sont imprégnées et éclaircies par un hydrocarbure bénzénique (xylène,

    toluène) ou équivalent (2-3 bains, 3 à 5min) miscible à une résine de synthèse (de type

    Eukitt).

  • Reproduction Matériel et méthodes

    16

    5.8. Montage

    Les coupes colorées sont recouvertes d’une lamelle en verre collée à l’Eukitt, qui permettra

    une conservation permanente, vu son indice de réfraction très élevé (n= 1,74) de préférence à

    l’abri de la lumière. Le montage des préparations a un triple objectif, à savoir la protection

    mécanique, une longue période de conservation et l’obtention d’un bon degré de transparence

    essentiel du point de vue de l’observation microscopique.

    5.9. Lecture des lames

    La lecture des lames au microscope optique se fait aux faibles grossissements (10) pour

    avoir une bonne vue d'ensemble des tissus. Nous avons pris des photos à l’aide d’une caméra

    (Image Driving soft ware MDCE-5C(E) G108005809).

  • Reproduction Résultats

    17

    IV.1. Résultats

    1.1 Distribution des trois espèces

    A partir d’un échantillonnage mensuel aléatoire nous avons obtenu les résultats suivants :

    Au cours de notre sélection nous notons la présence d’une espèce, deux ou les trois en

    même temps.

    La figure ci-dessus représente les différents pourcentages des trois espèces obtenus chaque

    mois:

    Au mois de juillet nous soulignons la présence de Trachurus mediterraneus et Trachurus

    trachurus, par contre le Trachurus picturatus n’apparait pas.

    Au mois de septembre l’échantillonnage a été fait deux fois à cause de l’absence du

    chinchard au mois d’aout vu la limitation de sa pêche (période de reproduction).

    Le Trachurus picturatus n’apparait qu’au mois de septembre avec un pourcentage faible

    (2,33%).

    Au mois d’octobre et novembre nous ne retrouvons que le Trachurus mediterraneus, en

    revanche les deux autres espèces sont absentes.

    Au mois de décembre, janvier et février le Trachurus trachurus prédomine les deux autres

    espèces alors qu’au mois de mars nous observons uniquement sa présence.

    Au cours de la période printanière le Trachurus mediterraneus présente des pourcentages

    plus élevés que les deux autres espèces respectivement au mois d’avril et mais (55% et 57%).

    Au mois de juin le Trachurus trachurus est de 69% alors que celui de Trachurus

    mediterraneus est seulement de 10%.

    Pour conclure, nous remarquons la présence des trois espèces de chinchard (Trachurus

    trachurus, Trachurus mediterraneus, Trachurus picturatus) dont les pourcentages présentent

    des variations mensuelles.

  • Reproduction Résul

    Figure 2: Distribution mensuelle des proportions de

    Trois espèces de chinchard se rencontrent dans la Baie d’Oran.

    Durant les échantillonnages, nous avons identifié trois espèces de

    proportions annuelles sont comme suit

    54,24%, Trachurus mediterraneus

    de 0,362%.

    Figure3: répartition des proportions de

    Trachurus picturatus

    0

    20

    40

    60

    80

    100

    Po

    urc

    enta

    ge

    0

    10

    20

    30

    40

    50

    60

    Trachurusmediterraneus

    Pou

    rcen

    tage

    Reproduction Résul

    Distribution mensuelle des proportions de Trachurus mediterraneus, Trachurus

    trachurus, Trachurus picturatus.

    Trois espèces de chinchard se rencontrent dans la Baie d’Oran.

    Durant les échantillonnages, nous avons identifié trois espèces de

    proportions annuelles sont comme suit : Trachurus trachurus présente un pourcentage de

    Trachurus mediterraneus est de 45,39% et le Trachurus picturatus

    répartition des proportions de Trachurus mediterraneus, Trachurus trachurus,

    Trachurus picturatus échantillonnés.

    Temps (mois)

    Tm

    Tt

    Tp

    Trachurusmediterraneus

    Trachurustrachurus

    Trachuruspicturatus

    Reproduction Résultats

    18

    erraneus, Trachurus

    Durant les échantillonnages, nous avons identifié trois espèces de Trachrus dont les

    présente un pourcentage de

    Trachurus picturatus avec une minorité

    Trachurus mediterraneus, Trachurus trachurus,

    Tm

    Tt

    Tp

  • Reproduction Résul

    a) Trachurus mediterraneus

    Figure

    19 cm

    Reproduction Résul

    Trachurus mediterraneus b) Trachurus picturatus

    c)Trachurus trachurus

    b) Scutelles

    Figure 4: Espèces de Trachurus échantillonnés.

    20 cm

    BENSAADA F Z, 2011

    BENSAADA F Z, 2011

    18 cm

    BENSAADA F Z,

    Reproduction Résultats

    19

    Trachurus picturatus

  • Reproduction Résultats

    20

    1.2 Taille à la première reproduction

    Le critère de maturité sexuelle retenu est le passage du stade III (en voie de maturation) au

    stade IV (pré-ponte) par référence à l’échelle de Fontana (1969). Pour chaque intervalle de

    taille (classe de un centimètre), nous avons calculé pendant chaque période de reproduction, le

    pourcentage de femelles et des mâles aux stades (I-V) par rapport au nombre total de femelles

    et mâles observées. Puis, nous avons calculé l'équation de la droite située entre 0 et 100% afin

    de calculer L50 pour les différentes zones et périodes, c'est-à-dire la longueur pour laquelle on

    considère que 50% des femelles se reproduisent. La plus petite femelle mesure 13 cm de

    longueur totale ainsi que le plus petit mâle. La taille de première maturité sexuelle (LT50) est

    de 15cm de longueur totale chez les femelles ce qui correspond à l'âge d’un an qui est valable

    aussi bien chez les mâles que chez les femelles.

    Tableau n° 2 : Effectifs et pourcentages des différents stades de maturité des femelles deTrachurus mediterraneus.

    CL detaille

    N de f enstade I

    N de f enstade II

    àV

    N Total % de FMatures

    13-14 0 0 0 014-15 0 0 0 015-16 3 2 5 4016-17 11 8 19 4217-18 11 56 67 8418-19 0 34 34 10019-20 1 25 26 9620-21 0 21 21 10021-22 0 24 24 10022-23 0 25 25 10023-24 0 5 5 10024-25 0 7 7 10025-26 1 1 2 5026-27 1 2 3 6727-28 0 1 1 10028-29 0 1 1 10029-30 1 0 1 0

    CL : classe de tailleN : nombre

  • Reproduction Résultats

    21

    12 14 16 18 20 22 24 26 28 30

    LT(cm)

    0

    20

    40

    60

    80

    100

    Po

    urc

    enta

    ge

    Figure 5: Détermination de la taille de première maturité sexuelle chez les femelles de

    Trachurus mediterraneus.

    Tableau n°3 : Effectif et pourcentages des différents stades de maturité des mâles deTrachurus mediterraneus.

    CL detaille N de men

    stade I

    N de men stadeII

    àV N Total% De mMatures

    13-14 0 0 0 014-15 0 0 0 015-16 0 0 0 016-17 1 5 6 8317-18 2 7 9 7818-19 0 7 7 10019-20 1 18 19 9520-21 1 16 17 9421-22 0 23 23 10022-23 0 12 12 10023-24 0 5 5 10024-25 0 9 9 10025-26 0 1 1 10026-27 0 0 0 027-28 0 0 0 028-29 0 1 1 10029-30 0 0 0 0

    Pourcentage

    LT (cm)15

  • Reproduction Résultats

    22

    12 14 16 18 20 22 24 26 28 30

    LT(cm)

    0

    20

    40

    60

    80

    100

    Po

    urc

    enta

    ge

    Figure 6 : Détermination de la taille de première maturité sexuelle chez les mâles deTrachurus mediterraneus.

    1.3 Sexe ratio

    1.3.1 Sexe ratio globale

    Ce tableau représente la sex-ratio globale (tableau n°5) obtenu sur l’ensemble de

    l’échantillonnage de la saison 2010-2011 réalisé sur la période de reproduction effectuée

    durant huit mois.

    Tableau n° 4 : Sex-ratio globale chez le Trachurus mediterraneus.

    N total Nfemelles

    N mâles %F %M Sex-ratio(M/F)

    1211 705 506 58 ± 0,36 42 ± 0,42 0,72

    N : nombre M : mâlesIC : intervalle de confiance F : femelles

    Pourcentage

    LT (cm)15

  • Reproduction Résul

    1.3.2 Evolution de la sex-ratio en fonction desLa sex-ratio globale est 2,39

    (X2 = 1,17, P

  • Reproduction Résultats

    24

    Au niveau des classes plus âgées nous remarquons de légères fluctuations des tailles

    de la sexe ratio en fonction de la taille soit à dominance mâles ou femelles, dans toutes les

    classes de taille la dominance est notable pour les femelles sauf pour la classe de taille

    28cm qui est un cas particulier dont on a rencontré que 3 femelles et 1 seul mâle.

    Figure 9: Variation du taux de féminité et du taux de masculinité enfonction de la taille chez le Trachurus mediterraneus.

    1.4 Répartition des tailles et calcul de la taille moyenne

    Nous remarquons que les mâles et les femelles dont la classe de taille est entre 17et 20cm

    représentent des pourcentages plus élevés par rapport aux autres spécimens. Les tailles moyennes

    estimées dans nos échantillons pour les femelles et les mâles sont respectivement 20,16 et 20,42cm.

    Figure 10 : Courbe d’abondance des mâles et des femelleschez le Trachurus mediterraneus.

    0

    20

    40

    60

    80

    100

    120

    13 14 15 16 17 18 19 20 21 22 23 24 25 26 27 28 29

    Po

    urc

    enta

    ge

    % F + IC

    % M + IC

    LT(cm)

    0

    5

    10

    15

    20

    25

    30

    13 15 17 19 21 23 25 27 29

    Po

    urc

    enta

    ges

    LT(cm)

    % Mâles

    % Femelles

  • Reproduction Résultats

    25

    1.5 Période de reproduction1.5.1 Evolution mensuelle du RGSNous observons une chute brutale du RGS moyen femelle en juillet qui continue jusqu’au mois

    de novembre, la valeur minimale du RGS moyen se situe en décembre (0,287) puis elle augmenteprogressivement jusqu’en juin où elle atteint sa valeur maximale (3,389), la variation la plussignificative est notée entre mai et juin.

    La courbe du RGS moyen des mâles est au plus bas entre juillet et novembre avec une valeur

    minimale de (0,239). Elle oscille ensuite autour de (0,63) jusqu’en avril où on note une

    augmentation brutale et le maximum est atteint en mai (3,544).

    Figure11: Evolution mensuelle du RGS moyen chez le Trachurus mediterraneusfemelles et mâles, (p< 0,05) la différence est significative.

    1.5.2 Evolution mensuelle du RHS

    La courbe du RHS moyen des mâles est au plus bas en juillet avec une valeur de (0,936).Elle

    augmente jusqu’en novembre où la valeur est maximale (1,06) puis elle diminue jusqu’en juin où le

    RHS minimal est atteint (0,523).

    Deux diminutions sont notées la première de juillet à septembre et la valeur minimale chez les

    femelles est atteinte en octobre (0,57), la valeur maximale se situe juste après en novembre(1,115),

    une deuxième diminution est observée de décembre à avril, nous soulignons ensuite une légère

    augmentation entre mai et juin.

    0

    1

    2

    3

    4

    5

    juil

    .-1

    0

    aoû

    t-1

    0

    sep

    t.-1

    0

    oct

    .-1

    0

    no

    v.-1

    0

    déc

    .-1

    0

    jan

    v.-1

    1

    févr

    .-1

    1

    mar

    s-1

    1

    avr.

    -11

    mai

    -11

    juin

    -11

    Fré

    qu

    ence

    s

    Temps (mois)

    RGS (mâle)

    RGS(femelle)

  • Reproduction Résultats

    26

    Figure 12: Evolution mensuelle du RHS moyen chez les Trachurus mediterraneusmâles, (p< 0,05) la différence est significative.

    1.5.3 Comparaison entre le RGS et le RHS :La valeur maximale du RHS observée en novembre chez les femelles correspond à une chute

    du RGS.

    Figure 13 : Evolution mensuelle du RGS et RHS moyen chez lesfemelles de Trachurus mediterraneus, (p< 0,05) la différence est significative.

    La valeur maximale du RHS observée en novembre chez les mâles coïncide avec la valeur

    minimale du RGS moyen.

    0

    0,2

    0,4

    0,6

    0,8

    1

    1,2

    1,4

    1,6

    juil

    .-1

    0

    aoû

    t-1

    0

    sep

    t.-1

    0

    oct.

    -10

    nov

    .-1

    0

    déc

    .-1

    0

    jan

    v.-1

    1

    févr

    .-1

    1

    mar

    s-1

    1

    avr.

    -11

    mai

    -11

    juin

    -11

    Fré

    qu

    ces

    Temps (mois)

    (RHS) mâle

    (RHS) femelle

    00,5

    11,5

    22,5

    33,5

    44,5

    5

    juil

    .-1

    0

    aoû

    t-1

    0

    sep

    t.-1

    0

    oct.

    -10

    nov

    .-1

    0

    déc

    .-1

    0

    jan

    v.-1

    1

    févr

    .-1

    1

    mar

    s-1

    1

    avr.

    -11

    mai

    -11

    juin

    -11

    Fré

    qu

    ence

    s

    Temps (mois)

    (RHS) femelle

    RGS(femelle)

  • Reproduction Résultats

    27

    Figure 14 : Evolution mensuelle du RGS et RHS moyen chez lesmâles de Trachurus mediterraneus, (p< 0,05) la différence est significative.

    1.6 Evolution de l’indice de condition (Kc)L’indice de condition des femelles est très variable mais les écarts sont faibles d’un mois à

    l’autre, nous notons sa valeur maximale en juillet (0,0082) puis sa diminution jusqu’en septembre

    puis il augmente légèrement en octobre. La valeur minimale du Kc chez les femelles est observée

    en décembre (0,007), elle augmente jusqu’en avril(0,00795) puis elle se stabilise en mai et juin. En

    juillet la valeur maximale du Kc des mâles est de(0,0082) (Fig.15), la valeur minimale se situe en

    novembre (0,007). Elle augmente en décembre où il atteint (0,0073) puis diminue jusqu'en avril

    (0,00787) valeur autour de laquelle elle s’équilibre jusqu'en juin(0,0076). Nous déduisons qu’il n’y

    a pas une différence significative entre l’indice de condition des femelles et des mâles.

    Figure 15 : Evolution mensuelle de l’indice de condition des femelles etdes mâles de Trachurus mediterraneus, (p< 0,05) la différence est significative.

    00,5

    11,5

    22,5

    33,5

    44,5

    5

    juil

    .-1

    0

    aoû

    t-1

    0

    sep

    t.-1

    0

    oct

    .-1

    0

    no

    v.-1

    0

    déc

    .-1

    0

    jan

    v.-1

    1

    févr

    .-1

    1

    mar

    s-1

    1

    avr.

    -11

    mai

    -11

    juin

    -11

    Fré

    qu

    ence

    s

    Temps (mois)

    (RHS) mâle

    RGS (mâle)

    00,0010,0020,0030,0040,0050,0060,0070,0080,009

    0,01

    juil

    .-1

    0

    aoû

    t-1

    0

    sep

    t.-1

    0

    oct.

    -10

    nov

    .-1

    0

    déc

    .-1

    0

    jan

    v.-1

    1

    févr

    .-1

    1

    mar

    s-1

    1

    avr.

    -11

    mai

    -11

    juin

    -11

    Fré

    qu

    ence

    s

    Temps (mois)

    Kc(Mâle)

    Kc(femelle)

  • Reproduction Résul

    1.7 Stades de maturité sexuelle

    1.7.1 Maturation des gonades

    L’évolution mensuelle de différents stades de maturité (Fig

    I sont présentes aux mois d’octobre (24%), mai (23%), avril (9%), juillet (2%). Les femelles de

    stade II sont présentes aux mois d’octobre (71%), mai (11%) et avril (5%). Les feme

    et IV ont été observées toute l'année à l'exception

    stades et juin pour le stade III. Le stade V n’apparait qu’aux mois d’avril (11%), mai (27%) et juin

    (13%). Les femelles au stade

    représentent 100 % de la population en

    Figure 16: Evolution mensuelle des pourcentages des stades de maturité sexuellede Trachurus mediterraneus

    1.7.2 Répartition des diamètres ovocytaires

    L’analyse des graphes de diamètres ovocytaires

    (figure : 18) .Les diamètres ovocytaires varient entre38.4

    262,19μm.

    0

    20

    40

    60

    80

    100

    po

    urc

    enta

    ges

    Reproduction Résul

    1.7 Stades de maturité sexuelle

    1.7.1 Maturation des gonades

    de différents stades de maturité (Fig :17) montre que les femelles au stade

    I sont présentes aux mois d’octobre (24%), mai (23%), avril (9%), juillet (2%). Les femelles de

    stade II sont présentes aux mois d’octobre (71%), mai (11%) et avril (5%). Les feme

    ont été observées toute l'année à l'exception d’octobre, novembre et décembre pour les deux

    stades et juin pour le stade III. Le stade V n’apparait qu’aux mois d’avril (11%), mai (27%) et juin

    Les femelles au stade VI sont observées toute l'année à l'exception d

    % de la population en novembre et décembre.

    Evolution mensuelle des pourcentages des stades de maturité sexuellemediterraneus femelles observés à l’échelle macroscopique.

    ition des diamètres ovocytaires

    L’analyse des graphes de diamètres ovocytaires a révélé l’existence de plusieurs modes

    : 18) .Les diamètres ovocytaires varient entre38.4μm et704μm avec une moyenne de

    Temps (mois)

    Reproduction Résultats

    28

    :17) montre que les femelles au stade

    I sont présentes aux mois d’octobre (24%), mai (23%), avril (9%), juillet (2%). Les femelles de

    stade II sont présentes aux mois d’octobre (71%), mai (11%) et avril (5%). Les femelles au stade III

    d’octobre, novembre et décembre pour les deux

    stades et juin pour le stade III. Le stade V n’apparait qu’aux mois d’avril (11%), mai (27%) et juin

    servées toute l'année à l'exception du mois de juin ; elles

    Evolution mensuelle des pourcentages des stades de maturité sexuellefemelles observés à l’échelle macroscopique.

    a révélé l’existence de plusieurs modes

    04μm avec une moyenne de

    I

    II

    III

    IV

    V

    VI

  • Reproduction Résultats

    29

    Figure 17: Distributions mensuelles des diamètres ovocytaires (µm)chez les femelles de Trachurus mediterraneus.

    1.8 Fécondité

    La fécondité absolue moyenne oscille de 2063 à 18854 ovocytes pour des individus de

    poids et taille compris entre 41,9g (16,9cm, LT) et 70g (20,8cm, LT) de poids total ; on

    déduit que la fécondité varie d’une classe de taille à l’autre.

    La fécondité relative par gramme de gonade est comprise entre 2298 et 11651ovocytes.

    La fécondité relative par100g de poids corporel varie entre 6348 et 16977 ovocytes.

    Tableau 5: Récaputilatif des résultats obtenus sur la fécondité

    Fécondité m ± ε LF a b r Relation de typelinéaire

    Féconditétotale(FT)

    9442±3751 14 ≤LF ≤ 19

    1871 2919 0,941 FT = a LF + b

    Féconditérelative / gr degonade (FR)

    6715±2221 14 ≤LF ≤ 19

    632,4 8817 0,859 FR= a LF + b

    Féconditérelative/100gde poids corporel

    16977±6348

    14 ≤LF ≤ 19

    1008 12516 0,538 FR/100g= a LF + b

    g: gramme

    0

    0,2

    0,4

    0,6

    0,8

    1

    1,2

    5-2

    5

    25

    -75

    75

    -12

    5

    12

    5-1

    75

    17

    5-2

    25

    22

    5-2

    75

    27

    5-3

    25

    32

    5-3

    75

    37

    5-4

    25

    42

    5-4

    75

    47

    5-5

    25

    52

    5-5

    75

    57

    5-6

    25

    62

    5-6

    75

    67

    5-7

    25

    I I II II III III IV IV V V V V V V V

    Fré

    qu

    ence

    s juillet

    septembre

    octobre

    novembre

    décembre

    avril

    mai

    juin

  • Reproduction Résultats

    30

    Figure 18 : Relation fécondité totale Ŕ longueur à la fourche.

    Figure 19 : Relation fécondité relative par gramme de gonadeet la longueur à la fourche.

    Figure 20 : Variation de la fécondité relative par 100g de poids corporelen fonction de la longueur à la fourche.

    y = 1871,x + 2919,R² = 0,886

    0

    2000

    4000

    6000

    8000

    10000

    12000

    14000

    16000

    18000

    20000

    140 150 160 170 180 190

    NB

    d'œ

    ufs

    FT

    LF(mm)

    y = -632,4x + 8817,R² = 0,738

    0100020003000400050006000700080009000

    10000

    140 150 160 170 180 190

    NB

    d'œ

    ufs

    FEC/g de gonade

    LF

    y = 1008,x + 12516R² = 0,290

    0

    5000

    10000

    15000

    20000

    25000

    30000

    140 150 160 170 180 190

    NB

    d'œ

    ufs

    FR/100g de poids

    LF

  • Reproduction Résultats

    31

    Figure 21 : Relation poids gonade-poids totalchez le Trachurus mediterraneus.

    1.9 Etude histologique

    Une échelle macroscopique de développement sexuel est basée sur des caractères externes

    de la gonade, sur lesquels il peut y avoir ambiguïté. Une échelle microscopique est un moyen

    plus sûr de suivre l’évolution du développement testiculaire et ovarien.

    1.9.1. Histologie des ovaires

    Au mois de septembre, octobre et novembre les ovogonies peuvent être isolées (figure23-A

    et B) tandis qu’au mois de mai elles sont regroupées le long du bord interne de la lamelle

    ovarienne (figure23-C et D) près de l'épithélium germinal. Elles présentent un noyau bien

    développé contenant un nucléole généralement central.

    Au mois d’avril et mai, par accroissement de leur cytoplasme, les ovogonies se

    transforment en ovocytes qui après la méiose entrent en vitellogenèse. Les ovocytes au stade 1

    ont une taille comprise entre 25 et 125μm ; leur cytoplasme homogène est fortement

    basophile. Le noyau sphérique contient plusieurs nucléoles au centre (figure25-A et B). Ceux-

    ci migrent ensuite vers la périphérie du noyau tandis que l'ovocyte continue sa croissance

    cytoplasmique (stade 2) et atteint un diamètre compris entre125 et 175μm. Les cellules sont

    entourées de fibres conjonctives (thèque folliculaire) et d'un épithélium folliculaire constitué

    de cellules à noyaux allongés.

    y = 0,051x - 1,355R² = 0,933

    0

    0,5

    1

    1,5

    2

    2,5

    3

    3,5

    0 20 40 60 80 100

    PT(g)

    pG(g)

  • Reproduction Résultats

    32

    Les ovocytes de stade 3 de diamètre compris entre (175 et 275μm) observés au mois de

    mai peuvent être considérés comme entrant en début de maturation; les cellules subissent

    d'importantes transformations qui concernent le noyau, le nucléoplasme et les membranes. Le

    cytoplasme devient moins basophile.

    La membrane nucléaire perd sa régularité et forme des villosités dans lesquelles s'insèrent

    les nucléoles; autour du noyau apparaît une plage concentrique transitoire dans laquelle se

    forment des vacuoles lipidiques (le stade 3 est souvent décrit comme une phase de

    vacuolisation) (figure26-A, B et D). Le cytoplasme à la périphérie (cytoplasme cortical) prend

    un aspect radié dû à la présence de microvillosités. L'enveloppe continue formée autour de

    l'ovocyte par les cellules de l'épithélium folliculaire devient nette à ce stade et atteint sa taille

    maximale; elle est appelée granulosa. Entre cette enveloppe et la membrane cytoplasmique se

    développe une zone riche en mucopolysaccharides acides appelée membrane pellucide ou

    zona radiata. Elle est en effet traversée de stries radiaires par où passent les microvillosités du

    cytoplasme et les prolongements des cellules folliculaires.

    Au mois de mai, le stade 4 des ovocytes peut être identifié à une phase de vitellogenèse.

    Une couronne de globules vitellins apparaît à la périphérie tandis que les vacuoles lipidiques

    restent concentrées autour du noyau. Cet envahissement de l'espace cytoplasmique par les

    globules vitellins entraîne un accroissement des ovocytes dont le diamètre atteint 275 à

    375μm (figure24-A, B et C). La zona radiata s'épaissie (17,4μm) et la granulosa est entourée

    d'une thèque conjonctive.

    Au stade 5, les ovocytes d'un diamètre de 380 à plus de 475μm présentent, entre l'étroite

    bande de cytoplasme cortical et le noyau, une distribution uniforme de vacuoles lipidiques et

    de globules vitellins séparés par quelques travées cytoplasmiques. La zona radiata continue de

    s'épaissir (25,6μm) par addition de lamelles concentriques. Le noyau central finit par être

    repoussé vers la périphérie tandis que les globules vitellins d'une part et les gouttelettes

    lipidiques d'autre part confluent en gouttes et masses de plus en plus grandes. Le stade 6

    précède la ponte; ce stade d'accroissement rapide est caractérisé par l'aspect transparent que

    prennent les ovules qui est dû à une absorption d'eau favorisant l'éclatement des follicules

    (figure 27-A, B, C et D). Les ovocytes observés à ce stade ont un diamètre compris entre 480

    et 725μm. Certains follicules matures subissent l’atrésie (figure27-E et F)

  • Reproduction Résul

    Figure 22: Coupes histologique

    maturation colorés à l’hématoxyline, A et B (pêché le mois de septembre), Cet D (poisson

    pêché le mois de mai), LO

    Hématoxyline éosine ((Ax100), (Bx100)), et le Trichrome à froid ((

    A et B : Lot d’ovogonies, (poisson pêché en septembre 2010).

    C et D : Lamelles ovigères, (poisson pêché en mai 2011).

    A

    C

    Reproduction Résul

    histologiques des ovaires de Trachurus mediterraneus

    ation colorés à l’hématoxyline, A et B (pêché le mois de septembre), Cet D (poisson

    pêché le mois de mai), LO : lamelles ovigères.

    Hématoxyline éosine ((Ax100), (Bx100)), et le Trichrome à froid ((Cx100), (Dx100))

    , (poisson pêché en septembre 2010).

    : Lamelles ovigères, (poisson pêché en mai 2011).

    B

    LO

    D

    Reproduction Résultats

    33

    Trachurus mediterraneus en début de

    ation colorés à l’hématoxyline, A et B (pêché le mois de septembre), Cet D (poisson

    Cx100), (Dx100))

  • Reproduction Résul

    Figure 23: Coupes histologique

    A. (GX100)Ovocyte I en vitellogenèse endogène (

    B. (GX100) Ovocyte I en vitellogenèse exogène (

    C. (GX100) Ovocyte I en maturation finale (

    N : Noyau, VL : Vacuoles lipidiques

    N

    A

    C

    294,4μm

    Reproduction Résul

    histologiques des ovaires matures colorés au trichrome à froid.

    vitellogenèse endogène (pêché le mois de mai).

    vitellogenèse exogène (pêché en mai 2011).

    I en maturation finale (pêché en mai 2011).

    VL : Vacuoles lipidiques, Th : Thèque

    VL

    B 281,6μm 217,6

    371,2μm

    Reproduction Résultats

    34

    des ovaires matures colorés au trichrome à froid.

    217,6 μm

  • Reproduction Résul

    Figure 24: Coupes histologique

    A. et B. (Gx100) Ovocytes au début de la vitellogenèse.C. (Gx100) Ovocytes en vitellogenèse avancée.D. (Gx100) Ovocyte en maturation finale.E. (Gx400), enveloppes (granulo

    A

    C

    G

    E

    Th

    Reproduction Résul

    histologiques des ovaires matures colorés au trichrome à froidmois de mai).

    Ovocytes au début de la vitellogenèse.Ovocytes en vitellogenèse avancée.Ovocyte en maturation finale.nveloppes (granulosa zona radiata et thèques) d’un ovocyte I en vitellogenèse

    B

    D

    ZR

    PV

    Reproduction Résultats

    35

    au trichrome à froid (pêché le

    hèques) d’un ovocyte I en vitellogenèse.

  • Reproduction Résul

    Figure 25: Coupes histologiquele mois d’Avril

    A, B, D

    C) Ovocytes immatures et ovocytes en accroissement (Gx100).

    A

    C

    307,2 μm

    Reproduction Résul

    histologiques des ovaires matures colorés au trichrome de Massonmois d’Avril). Les flèches représentent les nucléoles.

    A, B, D (Gx100), ovocytes en maturation finale.

    C) Ovocytes immatures et ovocytes en accroissement (Gx100).

    B

    D

    371,2 μm

    Reproduction Résultats

    36

    au trichrome de Masson (pêchéLes flèches représentent les nucléoles.

  • Reproduction Résul

    Figure 26: Coupes histologique

    de Masson

    A, B, C, D : Ovocytes hyalins (Gx100).

    E, F : Ovocytes atrétiques (Gx100).

    A

    C

    E

    512 μm

    Reproduction Résul

    histologiques des ovocytes hyalins et atrétiques colorés

    de Masson (pêché le mois d’Avril).

    : Ovocytes hyalins (Gx100).

    : Ovocytes atrétiques (Gx100).

    B

    D

    F

    Reproduction Résultats

    37

    colorés au trichrome

  • Reproduction Résultats

    38

    1.9.2. Histologie des testicules

    La description histologique des stades de la gamétogenèse est plus difficile à établir chez

    les mâles que chez les femelles car les différents stades d'évolution des cellules reproductrices

    sont présents presque toute l'année dans les testicules. Toutefois il est possible de dégager des

    tendances en fonction des stades dominants.

    Au mois de septembre nous observons des individus immatures (stade 1) ou au repos

    surtout caractérisés par la présence de cellules germinales et de spermatogonies. Durant la

    phase de repos, les cellules germinales constituent une couche entourant la lumière de chaque

    lobule; durant la phase de maturation, elles sont isolées dans les tissus conjonctifs entourant

    les lobules. L'activité mitotique entraîne la formation de cystes de spermatogonies (figure :

    28-A), de plus en plus nombreux au fur et à mesure de la maturation des gonades.

    Au mois d’octobre et novembre, les testicules renferment essentiellement des

    spermatogonies et des spermatocytes (stade 2) de diamètre plus petits et également regroupés

    par cystes (figure : 28-C), toutes les cellules d'un cyste étant aux mêmes stades. Les

    spermatocytes résultent de la méiose subie par les spermatogonies; des changements

    intracellulaires entraînant une nouvelle diminution du diamètre des cellules les amènent au

    stade de spermatides.

    Le mois de juillet correspond d’une part à la présence de tous les stades de la

    spermatogenèse (stade 3), y compris, dans la lumière centrale des lobules, des

    spermatozoïdes formés à partir des spermatides et qui sont libérés par éclatement des cystes.

    En fin de maturation, au mois d’avril et mai (stade 4), les spermatogonies sont rares et les

    spermatozoïdes ont envahi les canaux collecteurs (figure : 31). L'émission des gamètes

    correspond au stade 5 ; les testicules contiennent presque exclusivement des spermatozoïdes

    et des cellules germinales. Au mois de juillet, le stade 6, fin de maturation, les testicules

    présentent quelques spermatozoïdes résiduels, les lobules sont vides bien distincts, séparés par

    les cellules de Leydig et le tissu conjonctif se développe.

  • Reproduction Résul

    Figure 27 : Coupes histologiques de testicules

    un mâle pêché au mois de juillet, (AX100), (BX250),

    SG : spermatogonies, SC: spermatocytes, les flèches

    pointillés des lobules.

    A

    C

    Reproduction Résul

    Coupes histologiques de testicules colorées à l’hématoxyline-éosine

    mâle pêché au mois de juillet, (AX100), (BX250), (CX400).

    : spermatocytes, les flèches : cellules de Leydig, les cercles en

    SG

    SG

    B

    SC

    Reproduction Résultats

    39

    éosine prélevés sur

    (CX400).

    : cellules de Leydig, les cercles en

    SG

  • Reproduction Résul

    Figure 28: Coupes histologiques de testicules

    un mâle pêché au mois d’avril,

    SG : spermatogonies, SC: spermatocytes, les flèches

    pointillés : un lobule.

    A

    C

    Reproduction Résul

    Coupes histologiques de testicules, colorées au trichrome à chaud,

    mâle pêché au mois d’avril, (AX100), (BX250), (CX 250), (DX400).

    : spermatocytes, les flèches : spermatozoïdes, les cercles en

    B

    D

    SG

    Reproduction Résultats

    40

    , colorées au trichrome à chaud, prélevés sur

    (AX100), (BX250), (CX 250), (DX400).

    : spermatozoïdes, les cercles en

    SZ

  • Reproduction Résul

    Figure 29: Coupes histologiques de testicules

    un mâle pêché au mois d’avril, (AX100), (BX400), (CX 400), (DX400).

    SG : spermatogonies, SC: spermatocytes, SZ

    cercles en pointillés : un lobule.

    A

    C

    Reproduction Résul

    Coupes histologiques de testicules colorées au trichrome à chaud,

    mâle pêché au mois d’avril, (AX100), (BX400), (CX 400), (DX400).

    : spermatocytes, SZ : spermatozoïdes, les flèches

    : un lobule.

    B

    D

    Reproduction Résultats

    41

    colorées au trichrome à chaud, prélevés sur

    mâle pêché au mois d’avril, (AX100), (BX400), (CX 400), (DX400).

    les flèches (flagelles) les

  • Reproduction Résul

    Figure 30 : Coupes histologiques

    mâle pêché le mois d’avril,

    SPC : spermatocyte, SPD : spermatide,

    SPD

    SPC

    A

    C

    Reproduction Résul

    Coupes histologiques colorées au trichrome à chaud de testicules prélevés d’un

    le mois d’avril, (A- 400 X), (B – 400 X), (CX400), (DX400)

    SPD : spermatide, les flèches : flagelles de spermatozoïde

    B

    D

    Reproduction Résultats

    42

    de testicules prélevés d’un

    (DX400).

    spermatozoïdes.

  • Reproduction Résul

    Figure 31 : Coupes histologiques

    (A- 100 X), (B – 250 X), (CX

    A

    C

    Reproduction Résul

    Coupes histologiques colorées à l’hématoxiline de testicules prélevés d’un mâle

    pêché le mois de septembre.

    0 X), (CX100), (DX250), cercle : cyste(s)

    B

    D

    Reproduction Résultats

    43

    de testicules prélevés d’un mâle

  • Reproduction Discussion

    44

    IV.2. Discussion

    2.1. Distribution des trois espèces

    Durant notre échantillonnage annuel nous avons trouvé une grande proportion de

    Trachurus trachurus (54,24%), un pourcentage de (45,39%) de Trachurus mediterraneus et

    une très faible concentration de Trachurus picturatus (0,362%). Ces résultats contredisent

    ceux de (Gherram, 2009) qui a travaillé dans la même zone d’étude et a échantillonné en

    grande concentration les Trachurus mediterraneus 56%, une proportion de 33% des

    Trachurus trachurus, et 11 % de Trachurus picturatus ;et divergent aussi de ceux de

    (Dardignac, 1963) dans le golfe du Lion où le Trachurus mediterraneus, est l’espèce

    dominante pour 80% de chinchards issus de chaque pêche.

    Cette répartition est similaire à celle de (Korichi, 1988) dans la Baie de Bou Ismail où le

    Trachurus trachurus est le plus fréquent.

    Selon (Dardignac, 1963), l’aire de distribution de Trachurus mediterraneus est limitée par

    l’isohaline 38%0 dans le golfe du Lion.

    D’après (Viette et al., 1997) T.mediterraneus, T.trachurus, T. picturatus et T.ponticus

    sont répartis simultanément dans la Méditerranée et la mer Noire ainsi que le long des côtes

    de l'Atlantique de la Manche jusqu’au Maroc.

    Dans la Baie d’Oran nous avons rencontré une minorité de Trachurus picturatus ce qui

    rejoint la description de (Dardignac, 1963) sur cette espèce de haute mer qui ne fut rencontrée

    qu’à des exceptions prés, sur les fonds supérieurs à 100 m.

    2.2. Taille à la première reproductionLa taille de première maturité sexuelle est très variable chez les téléostéens, elle n’est pas

    statistiquement différente en fonction du sexe. Toutefois, les mâles atteignent la maturité

    sexuelle au même moment que les femelles.

    Le Trachurus mediterraneus mûr le plus petit était de 10.4 cm, (Genç et al., 1998). Nous

    avons trouvé dans notre étude une taille de 15cm pour les deux sexes cette valeur s’approche

    de celle trouvée par (Soliman et al., 1982) dans la Baie d’Aboukir.

    La taille minimale de première maturité calculée par (Arnéri, 1983) en adriatique est de

    16cm cette valeur ne s’éloigne pas de celle trouvée par (Ben Salem, 1977) qui proposent des

    tailles totales de 17 à 18cm dans les eaux tunisienne (Ben Salem et Ktari, 1981). En revanche

  • Reproduction Discussion

    45

    notre résultat ne se concorde pas avec celui de (Bini, 1968) et (Fisher et al., 1987), qui

    suggèrent que la première reproduction int