Skriptum - Helmholtz Zentrum München€¦ · ergibt sich ein besserer Zusammenhang zwischen Aufbau und Funktion. Material: Mikroskop, Objektträger, Deckglas, Rasierk linge, Styropor,

Praktikum zur Photosynthese für Oberstufe Skriptum

Skriptversion: 28.06.2005

Name: ________________________________ Datum: ________________________________

Die Photosynthese ist einer der bedeutendsten Stoffwechselprozesse überhaupt. Wir verdanken ihm die Regeneration des Sauerstoffs, die Energiespeicherung in Kohlenhydraten als Basis unserer Nahrungsmittel und die Energiereserven in Form von Kohle, Erdöl und Erdgas. Die Photosynthese gehört daher zur Basis, die unseren Alltag in der heutigen Form erst möglich macht. Experimente 1. Mikroskopieren eines Laubblattes 2. Elektronenmikroskopie 3. Isolierung und Identikation der Blattfarbstoffe 4. Kohlenstoffdioxidabhängigkeit der Photosynthese 5. Temperaturabhängigkeit der Photosynthese 6. Lichtintensitätsabhängigkeit der Photosynthese 7. Sauerstoffnachweis als Photosyntheseprodukt 8. Glucosenachweis in Blättern 9. Stärkenachweis in Blättern Inhalte: Markus Förg, Dirk Stiebler Copyrights 2005: GSF-Forschungszentrum für Umwelt und Gesundheit GmbH, Neuherberg

Photosynthese Versuch 1 � Mikroskopieren eines Laubblattes

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Mikroskopieren eines Laubblattes Die Photosynthese findet in den grünen Pflanzentei len, also überwiegend in den Blättern statt. Diese sind durch ihren Aufbau gut angepasst an diesen Vorgang. Durch Erstellen einer detai llierten Zeichnung des Blattquerschnittes ergibt sich ein besserer Zusammenhang zwischen Aufbau und Funktion.

Material: Mikroskop, Objektträger, Deckglas, Rasierk linge, Styropor, Pinzette, Tropfpipette, Becherglas grüne Blätter

Chemik alien: Wasser

Versuchsablauf Bemerkungen

1. Klemmen Sie das Laubblatt zwischen zwei Objektträgern und

schneiden Sie zuerst das überstehende Ende genau an der Kante ab.

Erleichtert besonders dünne Schnitte

2. Ziehen Sie jetzt den oberen Objektträger um haaresbreite zurück und schneiden einen hauchdünnen Streifen ab.

3. Wiederholen Sie dies noch dreimal!

4. Legen Sie die Blattquerschnitt nebeneinander in einen Wassertropfen auf einem freien Objektträger und bedecken dies dann mit dem Deckgläschen (evtl. noch etwas Wasser hinzufügen).

Verhindert das Austrocknen des Präparats

5. Spannen Sie das Präparat (Objektträger mit den in Wasser eingelegten Blattquerschnitten) auf dem Objekttisch ein.

Verhindert das Verrutschen des Objektträgers

6. Schalten Sie am Beleuchtungsschalter die Beleuchtung ein.

7. Die Okulare an den Augenabstand anpassen:

8. Am Helligkeitsregler die Hell igkeit so einstel len, dass es angenehm für

die Augen ist. 9. Bild scharf stellen. Dafür wird nur der Feintrieb gebraucht.

Welche Seite ist die obere, dem Licht zugewandte Seite?

TIPP!! Wenn man in das Mikroskop schaut, soll te man nicht zwei Bilder nebeneinander sehen, sondern ein einziges. Wenn das nicht gelingt, einfach nur mit einem Auge hineinschauen und das andere schließen.

10. Ordnen Sie folgende Begriffe den zu sehenden Strukturen zu: Chloroplast, Schließzelle, Epidermis, Schwammparenchym, Spaltöffnung, Palisadenparenchym, Interzellularraum, Cuticula (Wachsschicht), Leitbündel, Zellwand, Zellkern, Zellmembran, evtl. Plasmodesmen, usw�.

Vergleiche Linder „Biologie, Seite 47

Auswertung: 1. Fertigen Sie zwei detailgenaue Zeichnungen an: (Benutzen Sie dazu nur Bleisti ft, Papier und Radiergummi!)

a) von einem kleinen Ausschnitt (Blattoberseite bis Blattunterseite) des Blattquerschnittes und

b) von einer Zelle der Epidermis an. 2. Beschriften Sie die Skizze mit den angegebenen Begriffen!


4

Zeichnungen:


5

Frage: Welche Aufgaben erfüllen die einzelnen Blatt- und Zellbestandteile? Bezeichnung: Funktion:

Photosynthese Versuch 2 � Elektronenmikroskopie

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Elektronenmikroskopie Für die exakte Aufklärung der Struktur der Chloroplasten und anderer Zellorganellen reicht das Auflösungsvermögen des Lichtmikroskops nicht aus. Erkennbar sind bei höchster Vergrößerung lediglich die ovalen, grünen Körperchen, die Chloroplasten. Zunächst musste die Elektronenmikroskopie mit einem bis zu 1000 x größeren Auflösungsvermögen erfunden werden, bis der Feinbau der Chloroplasten aufgeklärt werden konnte.

Material: Elektronenmi kros kopische Aufnahmen, Reinz eichnungen, Pergamentpapier, Bl eistift


1. Informieren Sie sich über den Ablauf der Elektronenmikroskopie (Linder

�Biologie�, Seite 19-21) und den Chloroplastenfeinbau (Linder �Biologie�, Seite 126)

2. Notieren Sie stichpunktartig den Ablauf einer elektronenmikroskopischen

Aufnahme.

3. Ordnen Sie die Chloroplastenbestandtei le der EM-Aufnahme auf Tafel

32c (Gunning, Steer, �Bildatlas zur Biologie der Pflanzenzelle�) zu.

4. Kontrollieren Sie Ihre Zuordnung anhand des Textes auf Seite 68

(Gunning, Steer, �Bildatlas zur Biologie der Pflanzenzelle�).

Auswertung: 1. Pausen Sie den Chloroplasten auf Tafel 32c auf Pergamentpapier ab und beschriften Sie die wesentlichen

Details. Fragen: Wie erklärt man sich die Doppelmembran der Chloroplasten (Stichwort Endosymbiontenhypothese)? Antworten:

Photosynthese Versuch 2 � Elektronenmikroskopie

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Photosynthese Versuch 3 � Blattfarbstoffe

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Isolierung und Identifikation der Blattfarbstoffe In diesem Versuch werden die Blattfarbstoffe aus grünen Blättern extrahiert und anschließend chromatographisch getrennt. Sowohl von den einzelnen Blattfarbstoffen als auch von allen gemeinsam werden Absorptionsspektren aufgenommen. Zusätzlich kann die Frage untersucht werden, ob die im Sommer roten Blätter mancher Pflanzen oder Blütenblätter Photosynthese betreiben können. Jede Gruppe soll te mindestens zwei verschiedene Blattsorten untersuchen! Beim gesamten Versuch ist zu beachten, dass die Blattfarbstoffe ex vivo lichtempfindlich sind. Vorgehen: A, Extraktion der Blattfarbstoffe B, Bestimmung des Gesamtabsorptionsspektrums C, Dünnschichtchromatographische Trennung D, Identifikation durch Bestimmung der einzelnen Absorptionsspektren Da die einzelne Arbeitsschritte längere Zeit in Anspruch nehmen, wird diese Reihung nicht strikt eingehalten.

Geräte: Chromatographiekammer, Messz ylinder 50 ml, Waage, 2 Scheren, 2 x kleiner Mörser und Pistill, Ständer für Eppendorfgefäße, Mi kroliterpipetten, Glas pasteurpipette, Eppendorfz entrifuge, Geodreiec k, 3B-Bleistift , Vortexer, Photometer mit Computer, 2 Skal pelle, Abdunklungs karton für Chromatographi ekammer

Verbrauc hs material:Petrischal en, Eppendorfgefäße, Pipettens pitzen, 0,5µl-Glas kapillaren

Chemi kalien: Fließmittel mittel (Petrolbenzin(140):2-Propanol:Wasser=100:10:0,25), Seesand, Calciumcarbonat, Aceton, Petrolbenzin( 140), 10%NaCl-Lösung


Vorbereitung für C) 1. Bereiten Sie die Chromatographiekammer vor, indem Sie 15 ml

Fl ießmittel in eine (!) Seite der Chromatographiekammer füllen und diese verschließen.

Der Luftraum soll mit Lösungsmitteldämpfen gesättigt sein.

2. Schneiden Sie eine Kieselgelplatte (im Folgenden: DC-Platte) von 13x10 cm zurecht. Dabei die Kieselgelschicht nicht beschädigen.

3. Ziehen Sie am unteren Rand der DC-Platte in 1,5 cm Entfernung vorsichtig einen Bleisti ftstrich: die �Startlinie�. Kieselgelplatte nicht beschädigen!

A, Extraktion der Blattfarbstoffe 1. 3 g grüne Blätter abwiegen und mit der Schere in feine Streifen

schneiden.

Für jedes Gruppenmitglied einzeln!

2. Blattstreifen mit einer Spatelspitze Seesand und einer kleinen Prise Calciumcarbonat in eine Reibschale geben und 4 ml Aceton zufügen. Mikroli terpipette vor der ersten Benutzung von einem Kursbetreuer erklären lassen!

Der Seesand unterstützt das Aufbrechen der Zellwände.


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3. Mit dem Pistil l solange verreiben, bis ein einheitlicher Brei entstanden ist.

4. Gießen Sie die Lösung in ein Eppendorfgefäß ab. Schieben Sie dazu den Blattbrei auf einen Haufen und drücken Sie ihn mit dem Pistill aus. Sollte weniger als 1 ml Lösung entstanden sein, so geben Sie einen weiteren ml Aceton zum ausgedrückten Brei, verreiben gründlich und drücken wieder aus.

Sand/Blattreste erschweren weitere Arbeitsschritte.

5. Füllen Sie ein weiteres Eppendorfgefäß mit der gleichen Menge Aceton. Zentrifugieren Sie den Sand und die Blattbruchstücke ab. Zentrifuge vor der ersten Benutzung von einem Kursbetreuer erklären lassen!

Gegengewicht für die Zentri fuge, da sonst eine Unwucht entsteht. „Impulszentri fugation“

6. Geben Sie den Überstand in ein frisches, beschriftetes Eppendorf-Röhrchen.

C, Dünnschichtchromatographische Trennung 4. Die Blattfarbstofflösung soll in Punkten auf die Startlinie

aufgetragen werden. Diese soll ten zum Rand einen Abstand von 1,5 cm und zueinander von 1 cm haben. Hierzu wird eine Glaskapillare verwendet. Taucht man sie mit dem unteren Ende in die Lösung, so füll t sie sich ohne weiteres Zutun (Genau beobachten!). Nach dem gleichen Prinzip wird die Kapillare auf der DC-Platte geleert: Nur aufsetzen, ev. leicht (10°) zur Seite neigen und ausfliesen lassen. Möglichst nicht die ganze Kapillare auf einmal ausfliesen lassen, sondern den Punkt zwischendurch trocknen lassen. 5-10 Kapillarenfüllungen pro Punkt. Mehrere Punkte von jeder Lösung!

Die Qualität der chromatographischen Trennung wird wesentlich durch die Größe der Punkte bestimmt! Ferner soll te auf dem möglichst kleinen Punkt möglichst viel Blattfarbstoff sein. Die Kapillare niemals aufdrücken, da sie sonst verstopft und die Kieselgeloberfläche beschädigt wird!

5. DC-Platte in die leere (!) Seite der Kammer stellen: Kieselgelseite nach außen! Deckel aufsetzen und mindestens 5 min geschlossen stehen lassen. Abdunkeln mit Karton!

Der Luftraum soll mit Lösungsmitteldämpfen gesättigt sein.

B, Bestimmung des Gesamtabsorptionsspektrums 1. In einem weiteren Eppendorfgefäß je 0,5 ml Blattfarbstofflösung,

NaCl-Lösung und Petrolbenzin zusammengeben und mit dem Vortexer gründlich mischen.

Einige UV-absorbierende, wasserlösliche Verunreinigungen müssen vor der Messung entfernt werden.

C, Dünnschichtchromatographische Trennung

7. Die Kammer kippen, so dass das Fließmittel in die Nachbarvertiefung hinüber lauft. Uhrzeit beachten: Mindestens 30 min Dauer! Kammer wieder abdunkeln.

Regelmäßig beobachten: Die Fließmittelfront darf keinesfal lls die Oberkante erreichen!


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B, Bestimmung des Gesamtabsorptionsspektrums 2. Mit geeignetem Gegengewicht kurz zentri fugieren.

3. Mit einer Glaspasteurpipette die obere Benzinphase in ein weiteres Eppendorfgefäß überführen.

Die Blattfarbstoffe sind jetzt im Benzin gelöst.

4. 4. und 5. können entfallen, wenn die Vorgänger am Photometer ebenfalls mit Benzin gearbeitet haben! Sobald das Photometer frei ist eine Küvette mit 150 µl Petrolbenzin füllen. Zügig arbeiten: Benzin löst den Kunststoff der Küvette!

Nie die unteren, klaren Flächen der Küvette berühren: Hier soll das Licht durch!

5. Benzinküvette in Schacht B stellen (Strahlengang beachten!), Deckel schließen und im Programm �Basislinie� wählen. Nach Beendigung (ca. 1 Minute: Programmmeldung beachten!) Küvette entfernen und entsorgen.

Das Photometer misst die Absorption von Benzin und Küvette als 0-Wert.

6. Eine Küvette mit 150 µl der Blattfarbstofflösung befüllen und in Schacht 1 stellen. �Messen� anklicken und geeigneten Namen wählen. (Eigener Name, Art des Blattes)

7. Eventuell ist die Lösung zu konzentriert. Dies erkennt man an im Wesentlichen konstanten, nur wenig schwankenden Werten über 1,0. In diesem Fall einen Teil der Lösung mit Petrolbenzin auf geeignete Weise verdünnen und in neuer Küvette erneut messen. Mehrere Spektren können über → Menü → Spektrum laden gleichzeitig angezeigt werden. Absorptiosmaxima bestimmen: 1. Funktion l inks wählen 2. in Legende Klick auf betreffendes Spektrum 3. Peaksuche wählen Spektren ausdrucken!

Größere Verdünnungen als 1:100 sind in der Regel nicht sinnvoll . Verdünnungen von 1:10 bis 1:50 haben sich als sinnvoll erwiesen.

C, Dünnschichtchromatographische Trennung 8. Wenn die Fließmittelfront noch ca. 2 cm von der Oberkante

entfernt ist: DC-Platte herausnahmen und sofort mit dem Bleisti ft die Fl ießmittelfront markieren.

Ursache für die verschiedenen Wandergeschwindigkeiten der Farbstoffe sind deren unterschiedlichen Wechsel-wirkungen mit der stationären und mobilen Phase.

9. Maximale Laufstrecken und Farbe der einzelnen Fraktionen notieren. Zügig weiterarbeiten!

Trockene Blattfarbstoffe sind noch empfindlicher!


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D, Identif ikat ion durch Bestimmung der einzelnen Absorptionsspektren 1. Alle klar unterscheidbaren Fraktionen einzeln mit einem Skalpell

vollständig von der DC-Platte kratzen und in je ein beschriftetes Eppendorfgefäß überführen. Sauber arbeiten!´

2. Mit je 200 µl Aceton versetzen, gründlich mischen und kurz zentri fugieren.

Blattfarbstoffe lösen sich gut, auch wenn die Lösung nicht sichtbar gefärbt ist!

3. �Basisl inie� mit einer Acetongefüll ten Küvette messen. Aceton greift die Küvette nicht an, verdunstet aber recht schnell.

4. Bestimmen Sie die Spektren aller Einzelfarbstoffe. Entnehmen Sie dazu immer 150µl vom Überstand der zentri fugierten Farbstofflösung.

5. Bestücken Sie die Halterungen 1 bis 5 und führen Sie die Messungen durch: �Messen� kl icken und Namen für alle Proben vergeben. Vorgang mit restlichen Proben wiederholen.

5. Ggf weitere Spektren laden. Maxima bestimmen und ausdrucken. Auswertung: 1. Messen Sie die Fliessmittelfront aus!

2. Berechnen Sie die Rf-Werte nach folgender Formel: lfrontFließmitteWegstrecke

FarbstoffWegstreckeR f __

=

Retensi onsfaktor Rf- Wert: Der Rf-Wert gibt das Verhältnis der Substanzlaufstrec ke zur Laufstrec ke des Fliess mittels an. Wenn ei n Stoff nur halb so sc hnell läuft wi e das Fliessmittel hat er ei nen Rf von 0,5. 3. Skizzieren Sie möglichst schnell das Ergebnis der Dünnschichtchromatographie und benennen Sie die

einzelnen Blattfarbstoffe! 4. Interpretieren Sie das Gesamt-Absorptionsspektrum hinsichtlich aufgenommenem und durchgelassenem

Licht, sowie der Blattfarbe grün! 5. Vergleichen Sie das Gesamt-Absorptionsspektrum mit den Absorptionsspektren der einzelnen Blattfarbstoffe!

6. Identifizieren Sie die einzelnen Blattfarbstoffe anhand der Lage ihrer Absorptionsmaxima! (Die genaue Lage der Maxima ist vom Lösungsmittel abhängig!) Benutzen sie dazu die folgende Tabelle

Blattfarbstoff Farbe Rf-Wert auf

Kieselgelplatten Absorptionsmaxima λ in

nm Carotinoide: α-Carotin goldgelb 0,953 446, 476 β-Carotin goldgelb 0,9375 454, 480

Pheophytin olivgrün 0,325 408, 664 Chlorophyll a blaugrün 0,25 432, 664 Chlorophyll b dunkelgrün 0,2125 464, 648

Lutein gelb 0,175 447, 476 Violaxanthin (Xanthophyll) gelb 0,1375 442, 472, (416) Neoxanthin (Xanthophyll) gelb 0,0875 412, 439, 467


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Dünnschichtchromatographie:

Bandennummer Rf-Wert

1

2

3

4

5

6

7

Antworten:

Abnehmende Laufstrecke


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Spektren:

Photosynthese Versuch 4 – CO2 - Abhängigkeit

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CO2-Abhängigkeit der Photosynthese Der Bruttogleichung der Photosynthese kann man die qualitative Beteiligung des Kohlenstoffdioxids entnehmen. Interessant ist weiterhin der quantitative Zusammenhang zwischen Photosyntheserate und Kohlenstoffdioxidgehalt der Umgebung.

Material: Diaprojektor, Reagenzglas, Büroklammer, Wasserpest, pH-Papier

Chemi kalien: Wasser pest-Wasser, Wasserpes t-Wasser (c(CO2)=0,01 mol/L), -Wasser (cCO2=0,05 mol/L)


1. Füllen Sie drei Reagenzgläser zu zweidrittel mit a) abgekochtem

Wasserpest-Wasser, b) Wasserpest-Wasser (cCO2=0,01 mol/L) und c) Wasserpest-Wasser (cCO2=0,05 mol/L).

Erstellen eines CO2-Gradienten

2. Beschweren Sie einen frisch abgeschnittenen Spross (ca. 10 �

12 cm lang) der Wasserpest an der Spitze mit einer Büroklammer und geben Sie diesen mit der Spitze voran, ohne ihn zu knicken, in das Reagenzglas. Beachten Sie: Schnittstelle des Sprosses muss unterhalb der Wasseroberfläche liegen.

Bei zu wenig Wasser über dem Sprossende ist die Gefahr, Blasen zu übersehen, sehr groß.

3. Verschließen Sie das befüllte Reagenzglas kurz mit einem

Stopfen und stellen Sie es mehrmals auf den Kopf bis Sie keine Gasblasen mehr aufsteigen sehen. Öffnen sie das Reagenzglas wieder.

4. Belichten Sie die Reagenzgläser a � c nacheinander mit einem

Diaprojektor im vorgegebenen Abstand (Aufsetzmarken beachten!).

Lichtstärke muss konstant bleiben Beginnen sie mit dem Ansatz c

5. Zählen Sie die an der Schnittstelle austretenden Blasen pro

Minute und Reagenzglas. Sollten keine Blasen aufsteigen, verwenden Sie bitte einen neuen Wasserpestspross.

6. Leiten Sie etwas CO2 aus der Gasflasche in ein Reagenzglas mit

Wasser ein, vermischen sie es gut und überprüfen Sie den pH-Wert.

Auswertung: 1. Stellen Sie Abhängigkeit der Sauerstoffproduktion von der CO2-Konzentration graphisch dar!

2. Formulieren Sie den Zusammenhang zwischen Photosyntheseaktivität in Abhängigkeit von der CO2-Konzentration in einem Satz. Diskutieren Sie dabei auch den Kurvenverlauf!

Fragen: Nennen Sie die unmittelbare Veränderung, wenn sich Kohlenstoffdioxid im Plasma anreichert und leiten sie daraus mögliche Folgen ab!

Photosynthese Versuch 4 – CO2 - Abhängigkeit

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Diagramm: Antw orten:

Photosynthese Versuch 5 – Temperaturabhängigkeit

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Temperaturabhängigkeit der Photosynthese Die Photosynthese ist ein chemischer Vorgang unter Beteilung von Enzymen. Deshalb sollte theoretisch die RGT-Regel (Temperaturerhöhung um 10°C verdoppelt die Reaktionsgeschwindigkeit) gelten.

Material: Diaprojektor, Reagenzglas, Büroklammer, Wasserpest, T her mometer

Chemi kalien: gekühltes Wasserpes t-Wasser, Eiswasserbad, Wasserbad (ca.45°C)


Vorversuch zum Testen der Wasserpestaktivität:

1. Füllen Sie ein Reagenzglas zu zweidrittel mit Wasserpest-Wasser (Raumtemperatur).

2. Beschweren Sie einen frisch abgeschnittenen Spross (ca. 10 � 12 cm lang) der Wasserpest an der Spitze mit einer Büroklammer und geben Sie diesen mit der Spitze voran, ohne ihn zu knicken, in das Reagenzglas. Beachten Sie: Schnittstelle des Sprosses muss unterhalb der Wasseroberfläche liegen.

3. Verschließen Sie das befüllte Reagenzglas kurz mit einem Stopfen und stellen Sie es mehrmals auf den Kopf bis Sie keine Gasblasen mehr aufsteigen sehen. Öffnen sie das Reagenzglas wieder.

4. Belichten Sie das Reagenzglas mit einem Diaprojektor im vorgegebenen Abstand (Aufsetzmarken beachten!).

5. Zählen Sie die an der Schnittstelle austretenden Blasen pro Minute und Reagenzglas. Sollten keine Blasen aufsteigen, verwenden Sie bitte einen neuen Wasserpestspross.


Wenn Blasen aufsteigen, notieren sie sich diesen Wert und fahren wie unter 1-5 beschrieben fort. Durch Mischen der temperierten Wasserpestwasser-Ansätze können Sie ausgehend von Raumtemperatur die Aktivität der Wasserpest im Temperaturbereich von 5-45°C in Schritten von ca. 5°C bestimmen.

Temperatur in °C Anzahl der Gasblasen/Minute

Photosynthese Versuch 5 – Temperaturabhängigkeit

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Auswertung: 1. Stellen Sie die Temperaturabhängigkeit der Sauerstoffproduktion graphisch dar! 2. Formulieren Sie den Zusammenhang zwischen Photosyntheseaktivität in Abhängigkeit von der

Temperatur in einem Satz. Diskutieren Sie dabei den Kurvenverlauf!

Fragen: Was enthält das Wasserpest-Wasser? Diagramm: Antw orten:

Photosynthese Versuch 6 – Lichtintensitätsabhängigkeit

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Lichtintensitätsabhängigkeit der Photosynthese Der Name Photosynthese besagt ja schon, dass Stoffe mittels Lichtenergie hergestellt werden. Der quantitative Zusammenhang wird in diesem Versuch ermittelt.

Material: Diapr ojektor, Reagenzglas, Büroklamm er, Wasserpest, wassergefüllte Küv etten

Chemik alien: Wasserpest-Wasser (c(CO2)=0,01mol/L)


1. Füllen Sie ein großes Reagenzglas mit Wasserpest-Wasser. 2. Beschweren Sie einen frisch abgeschnittenen Spross (ca. 10 �

12 cm lang) der Wasserpest an der Spitze mit einer Büroklammer und geben Sie diesen mit der Spitze voran, ohne ihn zu knicken, in das Reagenzglas. Beachten Sie: Schnittstelle des Sprosses muss unterhalb der Wasseroberfläche liegen.


3. Verschließen Sie das befüllte Reagenzglas kurz mit einem

Stopfen und stellen Sie es mehrmals auf den Kopf bis Sie keine Gasblasen mehr aufsteigen sehen. Öffnen sie das Reagenzglas wieder.

4. Geben Sie das offene Reagenzglas in die runde obere Öffnung

der Black-Box und positionieren Sie den Diaprojektor im vorgegebenen Abstand (Aufsetzmarken beachten!) vor dem Belichtungsschlitz.

5. Stellen Sie den Diaprojektor an und justieren sie den

Strahlengang so, damit das Reagenzglas in der Black-Box maximal belichtet wird.

6. Messen Sie die Lichtintensität mit dem Luxmeter. Dazu nehmen

Sie die Schutzkappe vom externen Belichtungssensor und führen ihn von der Seite in die Black-Box ein. Ermitteln Sie dazu den maximalen Belichtungswert und notieren Sie diesen.

Durch viermaliges Drücken der Taste „SELECT“ auf dem Messgerät können Sie den Messbereich auf X10 (Faktor 10) einstellen. Maximalwerte können während der Messung durch Drücken der Taste „MAX“ festgehalten werden.

7. Belichten Sie den Versuchsansatz mit dem Diaprojektor bei voller

Lichtintensität und warten Sie ca. 3 Minuten. Zum Erfassen der Messwerte zählen sie zweimal eine Minute lang die Gasblasen Mittelwert bilden!

Pflanze muss sich an neue Lichtverhältnisse gewöhnen Sollten keine Blasen aufsteigen, verwenden Sie bitte einen neuen Wasserpestspross.

8. Zum Herabsetzen der Lichtintensität verwenden Sie die

vorgefertigten Pergamentpapierstreifen, die sie vor den Belichtungsschlitz justieren.

9. Wiederholen sie die Schritte 5 bis 7.


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Anzahl Pergament-

papierstreifen Belichtungsstärke

(Lux) Anzahl der Gasblasen/Minute

0

1

2

3

4

5

Auswertung: 1. Stellen sie die Abhängigkeit der Sauerstoffproduktion von der Lichtintensität graphisch dar! 2. Formulieren sie eine passende Definition des Begriffes �Lichtkompensationspunkt�!

Antw orten:


20

Photosynthese Versuch 7 – Sauerstoffnachweis

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Sauerstoffnachweis Lässt man eine Wasserpflanze (hier die Wasserpest) unter Belichtung eine längere Zeit lang stehen, kann man beobachten, dass sich kleine Gasbläschen an der Pflanze bilden. In diesem Versuch soll dieses entstehende Gas mittels einfachen Nachweismethoden nachgewiesen werden.

Material: Pneumatische Wanne, Becherglas, Trichter, Reagenzglas, Wasserpest, Glimmspan, RG-Stopfen

Chemi kalien: Wasser ( kohlenstoffdioxi dhaltig), Sauerstoff , Kohlenstoffdioxi d

Planen Sie das Experiment zum Nachweis des entstehenden Gases! a) Führen Sie zunächst mit Sauerstoff, Kohlenstoffdioxid und Stickstoff aus der Gasflasche, das Sie

jeweils in ein Reagenzglas abfüllen und mit einem Stopfen verschliessen, eine Blindprobe zur Prüfung der Methode durch. Erst v ollständig planen, in Stichpunkten notieren, dann durchführen!

geplanter Versuchsablauf / Versuchsskizze: Erwartungen: An dieser Stelle wird das Experiment durchgeführt... Beobachtung: Auswertung: Erstellen Sie die Bruttogleichung der Photosynthese!

Photosynthese Versuch 7 – Sauerstoffnachweis

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b) Planen Sie nun den Versuch zur Bestimmung des farblosen Gases, das die Wasserpest innerhalb v on 24 Stunden abgibt! Erst v ollständig planen, in Stichpunkten notieren, dann durchführen!

geplanter Versuchsablauf / Versuchsskizze: Erwartungen: An dieser Stelle wird das Experiment durchgeführt... Beobachtung: Auswertung: Identifizieren Sie das durch die Photosynthese produzierte Gas!

Nicht Vergessen!!!! Aufbau eines neuen Reaktionsansatzes für den nächsten Tag Ein Reagenzglas in der pneumatischen Wanne mit Wasser füllen, auf den Hals eines Trichters stülpen und die Wasserpest in die Trichteröffnung legen. Es dürfen sich keine Gasblasen im Reagenzglas befinden! Fragen: 1. Warum darf keine Frischluft in das Reagenzglas eindringen? 2. Warum sind Wasserpflanzen hervorragend geeignet, das gasförmige Produkt zu identifizieren? Antworten:

Photosynthese Versuch 8 – Glucosenachweis

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Glucosenachweis Eines der Primärprodukte der Photosynthese ist die Glucose. Da sie ausgezeichnet wasserlöslich ist, kann sie den Blättern durch Auskochen entzogen und durch eine Nachweisreaktion identifiziert werden.

Material: Reagenzgläser, Reagenzglasklammer, Gl asstab, Bunsenbrenner, Trichter, Filterpapier, Blätter von Schnittlauch

Chemi kalien: Fehlingsche Lösung I und II , Stärkelösung

Planen Sie ein Experiment, mit dem Sie nachweisen können, dass Glucose tatsächlich in Pflanzenblättern enthalten ist. a) Führen Sie zunächst Blindproben mit verschiedenen Lösungen zum Kennen lernen der Methode

durch.


1. Herstellen der Probelösungen: a, Eine Spatelspitze Glucose wird in ca. 6 ml Wasser gelöst. b, Ein Reagenzglas wird mit dest. Wasser gefüllt. c, Ein Reagenzglas wird mit Stärkelösung gefüllt.

2. In einem anderen Reagenzglas je 3 ml Fehling I und Fehling II

vermischen. Achtung: Fehling II ist eine ätzende Flüssigkeit!

Lösung muss frisch hergestellt werden.

3. Je 2 ml des Fehling-Reagenz zu jedem Versuchsansatz geben

und vorsichtig erwärmen. Reagenzglas dabei immer leicht schütteln. Vorsicht! Sehr leicht Siedeverzug! Die Reagenzglasmündung NIEMALS auf Menschen richten!!!

Größte Gefahrenquelle im Kurs!!

Beobachtung:

Glucose-Lösung dest. Wasser Stärkelösung

+ Fehling-Reagenz

Auswertung:

Photosynthese Versuch 8 – Glucosenachweis

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b) Führen Sie nun den experimentellen Nachweiß, dass Glucose in Pflanzenblättern enthalten ist! Erst v ollständig planen, in Stichpunkten notieren, dann durchführen!

geplanter Versuchsablauf: (Tipps und Tricks: Glucose in flüssiger Lösung aus Schnittlauchblättern extrahieren!) Erwartungen: An dieser Stelle wird das Experiment durchgeführt... Beobachtung: Auswertung: Für ALLE, nicht nur für Chemiker: Erstellen Sie die Redoxgleichung für den Fehling-Nachweis! (Tipp: Es entsteht eine Polyhydroxycarbonsäure) Fragen: Da Glucose stark osmotisch wirksam ist und somit schnell zur Plasmolyse der photosynthetisch aktiven Zelle führen würde, wird Glucose in einer osmotisch unwirksamen Form in der Pflanzenzelle gespeichert. Um welche Kohlenhydratform handelt es sich hier? Wo wird diese gespeichert? Antworten:

Photosynthese Versuch 9 – Stärkenachweis

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Stärkenachweis in Blättern Da Glucose stark osmotisch wirksam ist und somit schnell zur Plasmolyse der photosynthetisch aktiven Zelle führen würde, wird Glucose in einer osmotisch unwirksamen Form in der Pflanzenzelle gespeichert. Diese soll in diesem Versuch nachgewiesen werden.

Material: Wasser kocher, Bechergläser, Gl asstab, Pinzette, Tiegelzange, Heizplat te, gut belichtete, Schattenblätter von Ahorn und panaschierte Blätter von Ficus oder Geranie

Chemi kalien: Lugol´sche Lösung (Iod-Kaliumiodi d-Lösung), Ethanol

Planen Sie ein Experiment, mit dem Sie nachweisen können, dass Stärke tatsächlich in photosynthetisch aktiven Pflanzenzellen enthalten ist. a) Führen Sie zunächst Blindproben mit verschiedenen Substanzen zum Kennen lernen der

Methode durch.


1. Tropfen sie Lugol´sche Lösung auf reine Stärke in einer

Petrischale.

2. Tropfen sie Lugol´sche Lösung auf reine Glucose in einer

Petrischale.

Lösung muss frisch hergestellt werden.

Beobachtung:

Stärke Glucose

+ Lugol´sche-Lösung

Auswertung: Erklären Sie die Farbv eränderung!

Photosynthese Versuch 9 – Stärkenachweis

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b) Führen Sie nun den experimentellen Nachweiß, dass Stärke tatsächlich in photosynthetisch aktiven Pflanzenzellen enthalten ist! Erst v ollständig planen, in Stichpunkten notieren, dann durchführen!

geplanter Versuchsablauf: (Tipps und Tricks: Verwenden Sie zwei verschiedene Blattsorten. Eine davon sollte auch photosynthetisch inaktive Bereiche aufweisen. Entfernen Sie vor dem Stärkenachweis das Chlorophyll mit siedendem Alhohol (Vorsicht abdecken, da sonst Entzündungsgefahr!) und waschen sie anschließend die Blätter mit kaltem Wasser.) Erwartungen: An dieser Stelle wird das Experiment durchgeführt... Beobachtung: Auswertung: Fragen: Wie könnte man zeigen, dass die Chloroplasten der Ort der Stärkeproduktion sind?

Photosynthese Notizen

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>Das GSF-Forschungszentrum für Umwelt und Gesundheit Die GSF konzentriert ihre Forschungsarbeiten auf eine der wichtigsten Fragen unserer Gesellschaft, die Gesundheit des Menschen in seiner Umwelt. Ziel ist es, Risiken für die menschliche Gesundheit durch Umweltfaktoren zu erkennen, Mechanismen der Krankheitsentstehung zu entschlüsseln sowie Konzepte zu entwickeln, um die Gesundheit des Menschen und seine natürlichen Lebensgrundlagen auch für die Zukunft zu schützen. Als Forschungseinrichtung des Bundes und des Freistaats Bayern mit Sitz in Neuherberg, im Norden Münchens, sind wir Mitglied der Helmholtz-Gemeinschaft, der größten öffentlichen Forschungsorganisation Deutschlands. > Über das Gläserne Labor Das Gläserne Labor wurde speziell für Schülerinnen und Schüler eingerichtet. Hier sollen sie zu bestimmten naturwissenschaftlichen Themen möglichst eigenständig, aber natürlich nach Anleitung, experimentieren und dabei entdecken, wie faszinierend naturwissenschaftliche Phänomene sind und Spaß haben an der Experimentier- und Forschertätigkeit. Zusätzlich sollen die Schülerinnen und Schüler die GSF als Forschungseinrichtung kennen lernen und verstehen, wie Grundlagenforschung funktioniert und warum sie wichtig bzw. nötig ist. Je nach Thema werden aktuelle Forschungsprojekte der GSF vorgestellt. Das GSF-Forschungszentrum für Umwelt und Gesundheit übernimmt als Mitglied der Helmholtz-Gemeinschaft Verantwortung für die Qualität der naturwissenschaftlich-technischen Bildung unserer Kinder. Das Gläserne Labor dient als Institution, um dieser Anforderung durch unterrichtsergänzende Angebote gerecht zu werden. Es wurde am GSF � Forschungszentrum für Umwelt und Gesundheit mit großzügiger finanzieller Unterstützung der Helmholtz-Gemeinschaft eingerichtet. > Weitere Informationen Besuchen Sie uns im Internet. Dort finden sie aktuelle Informationen und das Anmeldeformular: www.gsf.de/gsf-lab Bei Fragen stehen wir telefonisch unter 089. 3178 � 2725 zur Verfügung. Auf ein baldiges Wiedersehen freut sich ihr Team vom Gläsernen Labor! Gläsernes Labor Abteilung Öffentlichkeitsarbeit GSF � Forschungszentrum für Umwelt und Gesundheit Ingolstädter Landstrasse 1 85764 Neuherberg

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