Untersuchungen zur infragenerischen Variabilität von ...€¦ · 3.2.3 Bestimmung der Carotinoid-Gehalte 35 3.2.4 Bestimmung der Trockenmasse 35 . ... HPLC-Chromatogramm eines unverseiften

Wissenschaftliche Hausarbeit

zur Ersten Staatsprüfung für das Lehramt an

Gymnasien

im Fach Biologie

Untersuchungen zur infragenerischen Variabilität von Carotinoiden in der Gattung Rosa

vorgelegt von:

Hänniger, Sabine

geb. am 09.07.1980

in Heilbad Heiligenstadt

Gutachter:

1. PD Dr. Volker Böhm

2. Prof. Dr. Volker Wissemann

Danksagung

Mein persönlicher Dank

Ich möchte mich bei meinen Betreuern Dr. Böhm und Dr. Wissemann für die

Vergabe und Betreuung dieses interessanten Themas bedanken. Sicher komme

ich in meiner weiteren Lehramtsausbildung und Lehrer-Dasein nicht mehr in den

Genuss, forschend tätig zu sein. Die Arbeit stellte eine tolle Möglichkeit dar, etwas

völlig Neues kennen zu lernen und etwas zu tun, für das sich nicht so bald wieder

eine Möglichkeit bieten wird. So war ich einmal dabei, wenn Wissen entsteht,

bevor ich „nur noch“ Wissen vermittele.

Herrn Wissemann möchte ich darüber hinaus für das Sammeln der Hagebutten,

die Bereitstellung der Literatur und die große Hilfe bei der phylogenetischen

Auswertung danken.

Ein besonderer Dank gilt auch Juliane Hohbein. Sie hast mich in die Methoden

eingewiesen, hat viel Geduld bewiesen (besonders an den ersten Tagen im Labor)

und hatte auf jede meiner Fragen eine Antwort. Einige meiner Proben wurden von

ihr aufbereitet und gemessen und alle Chromatogramme von ihr integriert. Ohne

sie hätte es nicht funktioniert! Vielen vielen Dank!

Auch einen herzlichen Dank an die fleißigen Hände aus der AG Bioaktive

Pflanzenstoffe, die die Proben entkernt und enthaart haben und immer ein offenes

Ohr und ein Lächeln für mich hatten.

Für das Bereitstellen der Hagebutten bedanke ich mich beim Europa-Rosarium

Sangerhausen, dem Neuen Botanischen Garten in Göttingen und dem

Botanischen Garten in Jena.

Großen Dank möchte ich auch an meine Eltern Christa und Peter Hänniger

richten. Vielen Dank für Eure Unterstützung mit Rat, Tat und Finanzierung, ohne

die mein Studium und diese Examensarbeit nicht möglich gewesen wären!! Auch

möchte ich Euch für die Liebe zur Natur und zur Biologie danken, die in Eurer

Erziehung Ihren Anfang nahm.

Meinem Freund Steffen möchte ich sehr danken, dass er mir den Rücken

freigehalten hat, während ich an dieser Arbeit schrieb. Danke fürs Bekochen,

Trösten und Korrekturlesen und natürlich auch für das Ansagen endlos

scheinender Zahlenkolonnen. Ohne Dich wäre mir Vieles schwerer gefallen.

Inhaltsverzeichnis I

Inhaltsverzeichnis

Inhaltsverzeichnis I

Tabellenverzeichnis III

Abbildungsverzeichnis IV

Abkürzungsverzeichnis VI

1 Einleitung 1

2 Theoretische Grundlagen 2

2.1 Die Wildrosen 2

2.1.1 Allgemeines 2

2.1.2 Die analysierten Arten im Einzelnen 5

2.1.2.1 Subgenus Hulthemia 5

2.1.2.2 Subgenus Rosa 6

2.1.2.2.1 Sektion Pimpinellifoliae 6

2.1.2.2.2 Sektion Caninae 7

2.1.2.2.3 Sektion Carolinae 13

2.1.2.2.4 Sektion Cinnamomeae 14

2.1.2.2.3 Sektion Synstylae 20

2.1.2.3 Subgenus Platyrhodon 23

2.1.2.4 Subgenus Hesperhodos 24

2.2 Die Carotinoide 26

2.2.1 Vorkommen und Funktion 26

2.2.2 Chemie und Struktur 27

2.2.3 Die Carotinoide im Einzelnen 28

2.2.3.1 Carotine 28

2.2.3.2 Xanthophylle 30

3 Material und Methoden 32

3.1 Vorbereitung der Proben 32

3.2 Analytische Methoden 32

3.2.1 Extraktion der Carotinoide aus den Hagebutten 32

3.2.2 Verseifung der Hagebuttenextrakte 33

3.2.3 Bestimmung der Carotinoid-Gehalte 35

3.2.4 Bestimmung der Trockenmasse 35

Inhaltsverzeichnis II

3.2.5 Statistische Auswertung 36

4 Ergebnisse 37

4.1 Trockenmasse 37

4.2 Carotinoide 37

4.3 Clusteranalyse 41

5 Diskussion 48

5.1 Gehalte der Carotinoide 48

5.2 Untersuchung auf Phylogenetische Informationen 49

5.2.1 Gruppierungen nach Einzelkomponenten 50

5.2.2 Gruppierung nach Gehalten aller Carotinoide 53

5.2 Phylogenetische Diskussion 53

5.3 Fazit 57

Anhang VII

Literaturverzeichnis XXXIX

Erklärung

Tabellenverzeichnis III

Tabellenverzeichnis

Tabelle 1: Überblick über die analysierten Arten VII

Tabelle 2: Überblick Anzahl Bestimmungen VIII

Tabelle 3: Trockenmasse der einzelnen Proben X

Tabelle 4: Gehalte an Lycopin der verschiedenen Hagebuttensorten XI

Tabelle 5: Gehalte an β- und α-Carotin der Hagebuttensorten XII

Tabelle 6: Gehalte an (all-E)-Lutein, (all-E)-Zeaxanthin,

(all-E)-β-Cryptoxanthin und (all-E)-Rubixanthin XIII

Tabelle 7:Gesamt-Gehalte von Lycopin und β-Carotin XIV

Abbildungsverzeichnis IV

Abbildungsverzeichnis Abbildung 1: Hagebutten von R. canina 8

Abbildung 2: Hagebutten von R. jundzillii 9

Abbildung 3: Hagebutten von R. rubiginosa 11

Abbildung 4: Hagebutten von R. micrantha 12

Abbildung 5: Hagebutten von R. agrestis 12

Abbildung 6: Hagebutten von R. elliptica 12

Abbildung 7: Blüte von R. beggeriana 15

Abbildung 8: Hagebutten von R. rugosa 16

Abbildung 9: Blüte von R. majalis 17

Abbildung 10: Hagebutten von R. pendulina 18

Abbildung 11: Hagebutten von R. arkansana 19

Abbildung 12: Hagebutte von R. arvensis 20

Abbildung 13: Hagebutten von R. multiflora 22

Abbildung 14: Hagebutten von R. stellata “Myrifica” 24

Abbildung 15: Strukturformeln des (all-E)–Lycopins

und ausgewählter (Z)-Lycopin-Isomere 28

Abbildung 16: (all-E) – β – Carotin 29

Abbildung 17: (all-E) – α – Carotin 29

Abbildung 18: (all-E) – Lutein 30

Abbildung 19: (all-E) – Zeaxanthin 30

Abbildung 20: (all-E) – β – Cryptoxanthin 31

Abbildung 21: (all-E) – Rubixanthin 31

Abbildung 22: HPLC-Chromatogramm eines unverseiften

und eines verseiften Hagebuttenextraktes 34

Abbildung 23: Überblick über den Gehalt an Carotinoiden

in den einzelnen Arten 38

Abbildung 24 : Dendrogramm für den Gehalt an allen Carotinoiden 41

Abbildung 25: Überblick über den (all-E)-Lycopin – Gehalt XV

Abbildung 26 : Dendrogramm (all-E)-Lycopin- Gehalt XVI

Abbildung 27: Überblick über den (Z)-Lycopin-Isomer I-Gehalt XVII

Abbildung 28 : Dendrogramm (Z)-Lycopin-Isomer I- Gehalt XVIII

Abbildungsverzeichnis V

Abbildung 29: Überblick über den (Z)-Lycopin-Isomer I-Gehalt XIX

Abbildung 30 : Dendrogramm (Z)-Lycopin-Isomer II- Gehalt XX

Abbildung 31: Überblick über den (Z)-Lycopin-Isomeren-Gruppe–Gehalt XXI

Abbildung 32: Dendrogramm Gehalt (Z)-Lycopin-Isomeren-Gruppe XXII

Abbildung 33: Überblick über den (all-E)-β-Carotin – Gehalt XXIII

Abbildung 34 : Dendrogramm (all-E)-β-Carotin- Gehalt XXIV

Abbildung 35: Überblick über den (13Z)-β-Carotin-Gehalt XXV

Abbildung 36 : Dendrogramm (13Z)-β-Carotin- Gehalt XXVI

Abbildung 37: Überblick über den (9Z)-β-Carotin – Gehalt XXVII

Abbildung 38 : Dendrogramm (9Z)-β-Carotin- Gehalt XXVIII

Abbildung 39: Überblick über den (all-E)-α-Carotin – Gehalt XXIX

Abbildung 40 : Dendrogramm (all-E)-α-Carotin- Gehalt XXX

Abbildung 41: Überblick über den (all-E)-Lutein – Gehalt XXXI

Abbildung 42 : Dendrogramm (all-E)-Lutein- Gehalt XXXII

Abbildung 43: Überblick über den (all-E)-Zeaxanthin – Gehalt XXXIII

Abbildung 44 : Dendrogramm (all-E)-Zeaxanthin- Gehalt XXXIV

Abbildung 45: Überblick über den (all-E)-β-Crypthoxanthin – Gehalt XXXV

Abbildung 46 : Dendrogramm (all-E)-β-Cryptoxanthin- Gehalt XXXVI

Abbildung 47: Überblick über den (all-E)-Rubixanthin - Gehalt XXXVII

Abbildung 48 : Dendrogramm (all-E)-Rubixanthin- Gehalt XXXVIII

Abkürzungsverzeichnis VI

Abkürzungsverzeichnis

BGJ Botanischer Garten Jena

BHT 2,6-Di-tert.-butyl-4-methylpenol

cpDNA Chloroplast DNA

EW Einwaage

FM Frischmasse

HPLC High Performance Liquid Chromatography

(Hochleistungsflüssigkeitschromatographie)

H2O Wasser

KOH Kaliumhydroxid

LG Leergewicht

MeOH Methanol

MgO Magnesiumoxid

MtBE tert. Butyl-methyl-ether

MW Mittelwert

NBG Neuer Botanischer Garten Göttingen

n.n. nicht nachweisbar

nrITS nuclear ribosomal internal transcribed spacer

Q Quelle

ROS Reaktive Sauerstoffspezies

RW Rückwaage

SGH Europa-Rosarium Sangerhausen

STABW Standardabweichung

THF Tetrahydrofuran

TM Trockenmasse

U/min Umdrehungen pro Minute

VK Variationskoeffizient

VW Sammlung Volker Wissemann

Einleitung 1

1. Einleitung

Die Systematik der Wildrosen stellte Rhodologen schon immer vor einige

Probleme. Die etwa 200 Arten sind für eine Gattung sehr viele, ihr

Formenreichtum ist gewaltig. Hinzu kommen die komplizierte

Reproduktionsbiologie der Rosen und der nicht unerhebliche Eingriff des

Menschen in die Evolution der Rosen durch Züchtung.

Bemühungen, die Rosen zu klassifizieren, reichen bis ins 16. Jahrhundert zurück,

in dem sie in „wilde“ und „vornehme“ Arten eingeteilt und nach der Farbe ihrer

Blüten weiter unterschieden wurden. Der erste Versuch, ein System der Rosen zu

entwerfen, wurde in der Mitte des 18. Jh. von Linnaeus unternommen. Er legte

seiner Klassifizierung hauptsächlich die Form der Hagebutten zugrunde

(WISSEMANN, 2003).

Aktuelle Klassifizierungsbemühungen bedienen sich Merkmalen, die objektiver

messbar und weniger anfällig für Veränderungen durch Individualentwicklung und

Umwelteinflüsse sind. Phytochemikalien wie Farbstoffe und Duftstoffe stellen eine

direktere Reflektion der genetischen Ausstattung dar, als die Größe oder Form

von Pflanzenorganen. Weit weniger Zwischenschritte liegen zwischen dem

Ablesen der DNA und der Synthese solcher Inhaltsstoffe als sie für den

komplexen morphologischen Aufbau einer Pflanze nötig sind

(FIASSON et. al., 2003).

Ziel dieser Arbeit ist es, die Carotinoid-Gehalte der Hagebutten verschiedener

Rosenarten zu ermitteln. Die Rosen werden außerdem aufgrund der Gehalte an

einzelnen Carotinoiden per Clusteranalyse Gruppen zugeordnet, die auf

phylegenetische Informationen hin untersucht werden.

Theoretische Grundlagen 2

2. Theoretische Grundlagen 2.1 Die Wildrosen 2.1.1 Allgemeines

Zur Gattung Rosa gehören ca. 200 Arten und sehr viele Bastarde. Sie gehören zur

großen Familie der Rosaceae und werden in vier Untergattungen eingeteilt, von

denen drei monotypisch sind oder nur zwei Arten enthalten: Die Hulthemia,

Platyrhodon und Hesperhodos. Die vierte Subgattung Rosa ist die bei weitem

artenreichste (mehr als 95% der Gattung) und demnach auch die variabelste. Sie

wird in zehn Sektionen geteilt: Pimpinellifoliae, Rosa, Caninae, Carolinae,

Cinnamomeae, Synstylae, Indicae, Banksianae, Laevigatae und Bracteatae

(WISSEMANN & RITZ, 2005).

Natürlich verbreitet sind Rosen heute auf der Nordhalbkugel zwischen 20. und 70.

Breitengrad: in Europa, Asien und Nordamerika (exklusive der arktischen und

tropischen Gebiete), im Nordwesten Afrikas und in Äthiopien. In der südlichen

Hemisphäre gab es ursprünglich keine Rosenarten. Als Entwicklungszentrum der

Gattung gelten Mittel- und Südwestasien. Kultiviert werden Rosen heutzutage

jedoch in allen (klimatisch in Betracht kommenden) Ländern der Erde (BLASCHEK

et al., 1998).

Die meisten Rosen sind aufrechte oder buschförmige Sträucher und erreichen

eine Höhe bis zu 3 m. Es gibt auch einige Kletterrosen, die meisten davon in der

Sektion Synstylae (BEAN, 1980).

Alle Rosen tragen die typischen „Dornen“, die morphologisch jedoch Stacheln

sind. Meist sind diese hakig oder gebogen, können aber auch gerade sein und

senkrecht abstehen. Die Bewehrung kann sehr stark sein, variiert aber innerhalb

der Gattung so sehr wie sie an einzelnen Individuen von Pflanzenteil zu


Pflanzenteil variieren kann. Normalerweise sind die blütentragenden Zweige am

wenigsten bewehrt (ebd.).

Die Blätter sind (außer bei R. persica) unpaarig gefiedert. Die Anzahl der

Fiederblätter variiert stark innerhalb der Gattung, zwischen den Individuen einer

Spezies und sogar an unterschiedlichen Teilen einer Pflanze. Ebenso variabel ist

die Form der Blättchen. Die Zahnung kann einfach oder zusammengesetzt sein,

wobei letzteres meist mit Drüsen an der Spitze der Hauptzähne einhergeht.

Drüsen können auch auf den Blattunterseiten auftreten. Alle Arten außer

R. persica besitzen Stipeln (ebd.).

Die Blüten entspringen meist an Seitentrieben aus vorjährigem Holz, einige Arten

bringen aber auch an neuen Trieben Blüten hervor. Sie sind meist Einzelblüten

oder sitzen zu wenigen in Doldenrispen. Die Farbe der Petalen variiert in

Schattierungen von weiß bis rot, wenige Arten haben gelbe Blüten. Die normale

Anzahl der alternierenden Kelch- und Kronblätter ist je 5, nur R. serica hat 4. Sehr

zahlreich sind die Staubgefäße, selten treten weniger als 30 auf. Die Blütenstiele

sind meist ohne Haare, tragen allerdings oft Stieldrüsen oder Drüsenhaare, was

sie behaart erscheinen lässt. Die Stiele sind so eng mit dem Hypanthium

verbunden, dass eine Bedrüsung oft auf dieses übergeht. Die inneren Wände des

Hypanthiums werden (in der Untergattung Rosa) von den Samenanlagen

gesäumt. Es wird im Fruchtstadium fleischig und bildet die Hagebutte (ebd.).

Die „Frucht“ der Rosen, die Hagebutte, ist eine Sammelnussfrucht. Die

becherförmige, fleischige Blütenachse (Hypanthium) umschließt die im Inneren

liegenden eigentlichen Früchte, die Nüsschen. Blütenachse und Nüsschen bilden

eine Ausbreitungseinheit, die endochor verbreitet wird. Verbreitende Tiere sind

meist Vögel, seltener Säugetiere wie Feldhase und Wildkaninchen.

Vögel bevorzugen hauptsächlich rote Früchte oder Scheinfrüchte, wie neben den

Hagebutten zum Beispiel an den ähnlich gefärbten „Vogelbeeren“ der Eberesche

(Sorbus aucuparia) deutlich wird. Nach LÜTTIG und KASTEN (2003) werden

Wildrosen von 27 verschiedenen Vogelarten endochor verbreitet. Noch mehr

Vogelarten verbreiten Weißdorn (Crataegus spec.), Rote Johannisbeere


(Ribes rubrum), Faulbaum (Frangula alnus), Süßkirsche (Prunus avium),

Wacholder (Juniperus communis), Traubenholunder (Sambucus racemosa),

Schwarzen Holunder (Sambucus nigra) und schließlich mit 63 Vogelarten die

erwähnte Gemeine Eberesche. Vögel benötigen als Reiz primär Sichtbares, da ihr

Riechvermögen schwach oder gar nicht ausgebildet ist. Leuchtend gefärbte

Früchte, die im Herbst, zur Zeit der Vogelzüge, weithin aus dem herbstlichen Grau

und Braun herausstechen, stellen also bezüglich der Samenverbreitung einen

deutlichen (Selektions-) Vorteil dar.

Der Mensch weiß seit langer Zeit, die Rosen für sich zu nutzen. Schon in der

Jungsteinzeit dienten die Hagebutten der Ernährung. Am Anfang des 20. Jh. galt

die Hagebutte in Deutschland als wichtigster Vitamin-C-Lieferant und wurde von

wilden Sträuchern geerntet (LÜTTIG & KASTEN, 2003).

Besonders die Hagebutten von Rosa canina wurden in der Volksmedizin genutzt

und werden heute wieder genutzt. Das Öl der Nüsschen wird zur Behandlung

atrophischer Haut, zur Narbenbehandlung sowie zur Reduktion von Falten

eingesetzt. Ein Tee aus den Nüsschen wird in der Volksmedizin als harntreibend

gegen Harnwegserkrankungen und gegen rheumatische Beschwerden

verabreicht. Ein Tee aus den Schalen oder den ganzen Scheinfrüchten wird

wegen des hohen Gehaltes an Vitamin C vorbeugend oder behandelnd bei

Erkältungskrankheiten getrunken. Der „Schlafapfel“, die durch den Stich und die

Eiablage der Gallwespe (Cynips Rosae) verursachte Wucherung, wird in der

Volksheilkunde als Adstringens verwendet. Dies ist auf den Gehalt von Tanninen

zurückzuführen (LEXIKON DER ARZNEIPFLANZEN UND DROGEN, 2006).

Rosen haben also seit der Jungsteinzeit eine große Bedeutung für den Menschen.

Neben ihren wertvollen Inhaltsstoffen spielt gerade ihre Schönheit eine große

Rolle. Im westlichen Kulturraum gilt sie als „Königin der Blumen“, fehlt in wenigen

Gärten und ist als Symbol der Liebe als Geschenk für Nahestehende nicht

wegzudenken.


2.1.2 Die analysierten Arten im Einzelnen

Alle im Rahmen dieser Arbeit analysierten Rosenarten werden auf den folgenden

Seiten den Subgenera und Sektionen zugeordnet und nach ihrer Herkunft sortiert.

Außerdem werden die morphologischen Merkmale der Arten und der Subgenera

und Sektionen vorgestellt. Die klassische Phylogenie basiert auf der Analyse

morphologischer und anatomischer Merkmale, weshalb eine Vorstellung dieser

wichtig erscheint.

Die Zuordnung der Arten zu den einzelnen Gruppen orientiert sich an

WISSEMANN, (2003), wo das klassische System von REHDER aktualisiert wurde.

Die verwendeten Bilder stammen entweder von der CD-Rom „Rosen“

(Q:B&D = BRUMME & DIETZE, 2002) oder wurden mit Genehmigung der Online-

Datenbank „Botanik im Bild“ (Q:Bot = HORAK et al., 2007) entnommen.

2.1.2.1 Subgenus Hulthemia

Dies ist, einigen Lehrmeinungen zufolge, entwicklungsgeschichtlich eventuell die

älteste der vier Untergattungen. Diese Ansicht ist umstritten. Hulthemia wird von

einigen Autoren nicht zur Gattung Rosa gezählt, obwohl sie mit Vertretern der

Gattung hybridisiert (BEAN, 1980; HAEHNCHNEN, 1980).

Die Gruppe enthält nur eine Art. Die Merkmale sind also unter R. persica

beschrieben, die sich maßgeblich von allen anderen Arten der Gattung

unterscheidet.

Aus Asien:

Rosa persica MICHX. ex JUSS Dieser einzige Vertreter seiner Untergattung ist ein wuchernder Busch mit

schlanken, drahtigen, flaumhaarigen Stämmen, der 0,6 bis 0,9 m hoch wird. Die

Stämme sind mit vielen hakigen, schlanken Stacheln bekleidet.

Die Blätter sind ungeteilt, ungestielt und ohne Nebenblätter. Sie werden zwischen

1,3 und 3,2 cm lang und sind verkehrteiförmig oder oval. Zur Spitze hin sind sie

gezähnt und mit feinen Härchen bedeckt.


Die Blüten haben einen Durchmesser von ca. 2,5 cm und sitzen einzeln am Ende

der Triebe auf einem schlanken, stacheligen Stiel. Die Petalen sind tiefgelb mit

einem karmesinroten Fleck an der Basis. Die Kelchblätter sind lanzettlich, flaumig

behaart und mehr oder weniger stachelig. Sie bleiben an den Butten haften. Die

Hagebutten bleiben grünlich, sind dicht mit Stacheln besetzt und kugelig

(BEAN, 1980; HAEHNCHNEN, 1980).

2.1.2.2 Subgenus Rosa

2.1.2.2.1 Sektion Pimpinellifoliae Diese Gruppe umfasst Sträucher von mannigfaltigem Habitus. Der Wuchs ist

meist aufrecht und zwischen 1 und 4 m. Ihre vielen Stacheln sind gerade oder

gebogen, manchmal abgeflacht, auch dünn, knorpelig oder flügelähnlich und oft

mit Nadelstacheln und Borsten vermischt. Die Blätter haben gewöhnlich mehr als

sieben, bis zu siebzehn Blättchen. Die Einzelblüten sind weiß oder gelb und haben

meist 5 Petalen. Sie sitzen an kurzen Trieben. Die Kelchblätter sind ganzrandig

oder mit wenigen Anhängseln und krönen aufgerichtet auch noch die reife

Hagebutte. Die Hagebutten sind oval bis rundlich, einige glatt, andere borstig und

ihre Farben variieren von Art zu Art von leuchtend rot bis schwarz. Die Griffel sind

nicht verwachsen, aber umschlossen. Alle wenigen Arten kommen aus der Alten

Welt1 (BEAN, 1980; HAEHNCHNEN, 1980).

Aus Europa:

Rosa spinosissima L. (Rosa pimpinellifolia L.) Diese einzige europäische Art der Pimpinellifoliae ist ein niedriger Busch (selten

höher als 1,2 m) mit kriechenden Wurzeln und aufrechten, kurz verzweigten

Stämmen, die mit schlanken Stacheln und kräftigen Borsten bedeckt sind. Die

Blätter sitzen dich an den Zweigen an, sind 2,5 bis 6,4 cm lang und aus fünf,

1 „Alte Welt“ meint die Kontinente, die den Europäern vor der Entdeckung Amerikas bekannt waren: Europa, Afrika und Asien. Dem gegenüber wird Nord- und Südamerika als „Neue Welt“ bezeichnet.


sieben oder neun Blättchen zusammengesetzt. Diese sind 0,6 bis 1,3 cm lang und

rund, oval oder verkehrteiförmig. Sie sind tiefgrün, einfach gezähnt und,

abgesehen vom flaumigen Hauptnerv, unbehaart.

Die Einzelblüten öffnen sich im Mai, sind weiß, cremeweiß oder blaßrosa und bis

5,1 cm breit. Blütenstiele und Hypanthium sind manchmal drüsenlos, manchmal

borstig oder stachelig. Die Kelchblätter sind gewöhnlich ungezahnt und am Rand

wollig behaart; ihr Rücken ist drüsen- und haarlos.

Die Hagebutten sind dunkelbraun und später schwärzlich, von kugeliger Form und

haben einen Durchmesser von 1,3 bis 1,9 cm (BEAN, 1980).

Die analysierten Proben stammen aus dem Europa-Rosarium Sangerhausen

(R. spinosissima “Grandiflora”) und aus der Sammlung Volker Wissemanns

(R spinosissima).

2.1.2.2.2 Sektion Caninae Diese Sektion umfasst die meisten Rosenarten Europas und weist eine

komplizierte Variabilität auf. Es ist die Gruppe, mit der sich die Rhodologen der

Gegenwart am meisten beschäftigen. Ihre Hauptmerkmale sind die folgenden: Die

Stämme sind aufrecht oder bogig überhängend und mit hakigen Stacheln besetzt.

Die Blätter sind aus fünf bis neun Blättchen zusammengesetzt, mittelgroß und

meist gräulich-grün. Der Blütenstand ist eine Doldentraube mit wenigen weißen

oder hellrosa Blüten. Die Kelchblätter tragen auffallende seitliche Anhängsel und

bleiben meist bis zur Reife der Hagebutte. Diese ist oval bis rund.

Die Caninae werden in sechs Subsektionen unterteilt.

Aus Europa:

Subsektion Caninae:

Rosa canina L. Die Rosa canina ist ein kräftiger Strauch bis zu 3,7 m Höhe oder sogar höher. Ihre

Stämme sind mit zerstreuten, gleichartigen hakigen Stacheln besetzt. Die Blätter

bestehen aus fünf oder sieben elliptischen, breitelliptischen oder eiförmigen


Blättchen, die 2,5 bis 3,8 cm lang sind. Sie sind spitz, unbehaart oder sehr wenig

behaart, unterseits auf

den Nerven manchmal

drüsig. Die Randzähne

sind meist einfach und

ohne Drüsen, seltener

zusammengesetzt und

drüsig. Die oberen Stipeln

sind breit. Die 3,8 bis 5,1

cm breiten Blüten sind

weiß oder rosa, öffnen

sich etwa ab Mittsommer

als Einzelblüte oder in

Büscheln und verströmen

einen angenehmen Duft. Sie sitzen auf unbehaarten, 2,5 cm langen Blütenstielen,

die wie der Hypanthium meist drüsenlos sind.

Abbildung 1: Hagebutten von R. canina; Q:B&D

Die Kelchblätter sind ganz besonders gestaltet: die äußeren beiden überlappen

ihre Nachbarn an beiden Seiten und sind beidseitig fiederteilig; das nächste

überlappt nur an einer Seite, die ebenfalls fiederteilig ist, die überlappte Seite ist

ganzrandig; die beiden übrigen Kelchblätter werden an beiden Seiten überlappt

und sind rundherum ganzrandig.

Die Hagebutten sind eiförmig oder rundlich und leuchtend rot. Die Kelchblätter

fallen ab oder verbleiben bis zum Verfärben der Hagebutten (BEAN, 1980).

Die analysierte Probe stammt vom Napoleonstein bei Cospeda.

Rosa caesia SM. Diese Art ist der R. canina sehr ähnlich und wurde einst als eine „Gebirgsrasse“

dieser angesehen. Der Strauch wird ca. 1,8 m hoch. Seine Stacheln sind kürzer

als die der R. canina. Die Blätter sind unterseits wenigstens auf den Nerven

flaumig behaart und meist stumpf.

Die Blüten sitzen auf sehr kurzen Stielen. Das Hypanthium hat eine weitere

Griffelöffnung als R. canina, der Diskus wird beinahe vom breiten, wolligen


Narbenköpfchen bedeckt. Die Kelchblätter sind aufgerichtet oder ausgebreitet und

bleiben oft bis zur Reife der Hagebutte oder länger (BEAN, 1980).

Die analysierte Probe stammt vom Napoleonstein bei Cospeda.

Subsection Tomentellae

Rosa tomentella LÉMAN Die Stämme dieses Strauches sind von stark hakigen Stacheln bekleidet.

Die Blätter sind relativ breit, an der Spitze oft abgestumpft und von

zusammengesetzten Zähnen umrandet. Die Unterseite ist wenigstens auf den

Nerven flaumig behaart.

Die Blüten sind gewöhnlich weiß und haben ziemlich kurze Kelchblätter

(BEAN, 1980).

Die analysierte Probe wurde im NBG gesammelt.

Subsektion Trachyphyllae

Rosa jundzillii BESSER Die rosa blühende Rose begegnet

uns meist als Strauch bis 1,5 m

Höhe, kann aber bis zu 2,4 m hoch

werden und bildet Ausläufer. Ihr

Stämme und Zweige sind mit

zerstreuten, geraden oder etwas

gebogenen Stacheln besetzt. Selten

mischen sich Nadeln und Borsten

darunter. Die Blätter sind aus fünf

oder sieben, selten neun festen

Blättchen zusammengesetzt, die 2,5

bis 4,5 cm lang sind und elliptisch

oder breitelliptisch geformt. Die

Blattoberseite ist unbehaart, die

Unterseite drüsig und manchmal Abbildung 2: Hagebutten von R. jundzillii; Q:Bot


flaumhaarig. Bis zu 30 zusammengesetzte, drüsige Zähne je Seite umranden die

Blättchen. Rhachis und Blattstiel sind drüsig und können feine Härchen haben.

Die Blüten öffnen sich im Juni oder Juli, können hell- bis sattrosa sein und haben

bis zu 7,6 cm Durchmesser. Sie erblühen einzeln oder zu zweit oder dritt,

manchmal auch in Doldentrauben von bis zu 8 Blüten. Ihre Stiele sind bis zu 3,8

cm lang und mir drüsigen Borsten oder Haaren bekleidet, die manchmal bis auf

die Hyphantien übergreifen. Die Kelchblätter sind auf dem Rücken drüsig, die

äußeren mit langen Anhängseln. Die Narben sind behaart und in einem großen

kugeligen Köpfchen vereinigt.

Die Hagebutten sind kugelig oder eiförmig, leuchtend rot und werfen im reifen

Zustand die Kelchblätter ab (BEAN, 1980).

Die analysierten Hagebutten stammen von einem Strauch aus dem Neuen

Botanischen Garten in Göttingen.

Subsection Rubrifoliae

Rosa mollis SM. Diese Rose erreicht in der freien Natur bis zu 1,8 m Höhe und breitet sich

manchmal durch Ausläufer aus und bildet dann große Bestände. Die Stämme sind

mit schlanken, geraden Stacheln besetzt und die Zweige in der Jugend bereift.

Die Blätter bestehen aus fünf, sieben oder neun ovalen bis länglich-eiförmigen

Blättchen, welche bis 3,8 cm lang sind. Sie sind oberseits bläulich-grün, beidseitig

behaart und auf der Unterseite mit nach Harz duftenden Drüsen bekleidet. Der

Rand ist mit drüsigen, zusammengesetzten Zähnen gesäumt.

Die tiefrosa Blüten sitzen auf leicht borstigen, kurzen Stielen einzeln oder zu dritt

in Büscheln. Sie haben einen Durchmesser von 3,8 bis 6,4 cm. Das Hypanthium

ist ebenfalls leicht borstig. Die Kelchblätter sind an der Basis fleischig, auf dem

Rücken drüsig und lang geschwänzt. Sie sind an der Basis nicht

zusammengezogen und haben ein paar seitliche Anhängsel. Die Griffelmündung

ist weit. Die Hagebutten sind dunkelrot, mehr oder weniger borstig und von den

aufrechten Kelchblättern gekrönt. Sie sind kugelig bis birnenförmig und zwischen

2, 5 und 3,8 cm lang (BEAN, 1980)

Die analysierte Probe stammt aus Volker Wissemanns Sammlung.


Rosa sherardii DAVIS Diese Rose ist ein kompakter Strauch mit kräftigen, geraden Stacheln. Ihre

Zweige sind in der Jugend bereift.

Die fünf oder sieben elliptischen oder eiförmigen Blättchen sind oberseits

graugrün, beiderseits dicht behaart und von zusammengesetzten Zähnen

umrandet.

Die rosa oder weißen Blüten duften und sitzen einzeln oder zu wenigen in einer

Doldentraube auf langen Stielen. Sie erreichen eine Breite von bis zu 5,7 cm. Ihre

Stiele sind drüsig, borstig behaart. Die Kelchblätter sind 1 bis 2,2 cm lang und

haben fiederteilige Anhängsel. Sie sind drüsig-borstig und bleiben bis zur Vollreife

an der Hagebutte. Diese ist mehr oder weniger kugelig (BEAN, 1980).

Die analysierte Art wurde im NBG gesammelt.

Subsektion Rubiginae

Rosa rubiginosa L. Die aufrechten Büsche mit

bogenförmig überhängenden

Zweigen werden 1,8 bis 2,4 m

hoch. Stämme und Zweige sind mit

vielen zerstreuten, hakigen

Stacheln besetzt. Nebenzweige

tragen nadelförmige Stacheln. Die

eiförmigen Blättchen setzen zu

fünft, siebt oder neunt die Blätter

zusammen und sind

zusammengesetzt gezähnt. Die

Oberseite ist drüsenlos, die

Unterseite mit lieblich duftenden

Drüsen bedeckt. Abbildung 3: Hagebutten von R. rubiginosa; Q:Bot Die blassrosa Blüten sind 3,8 cm

breit und sitzen allein oder bis zu siebt oder mehr zusammen. Die Blütenstiele und

Kelchblätter sind borstig-drüsig. Die Griffel sind behaart.


Die Kelchblätter krönen auch noch in der Reife die leuchtend roten und

glänzenden, eiförmigen Hagebutten (BEAN, 1980).

Die untersuchte Probe stammt vom Napoleonstein in der Nähe von Cospeda.

Rosa micrantha SM. Diese Rose ist der R. rubiginosa

sehr ähnlich. Sie weicht durch

stärker gebogene Zweige, das

Fehlen nadelförmiger Stacheln an

den Nebenzweigen, weniger stark

duftenden Blättern, unbehaarten

Griffeln, einem engeren

Griffelkanal und früher

abfallenden Kelchblättern von

dieser ab (BEAN, 1980). Abbildung 4: Hagebutten von R. micrantha; Q:Bot

Die analysierte Probe dieser Art wurde in Groß Schneen gesammelt.

Rosa agrestis SAVI und Rosa elliptica TAUSCH sind zwei weitere Verwandte

der R. rubiginosa, die dieser sehr ähnlich sind (BEAN, 1980). Erstere stammt aus

der Sammlung von Volker Wissemann, letztere wurde am Napoleonstein in der

Nähe von Cospeda gesammelt.

Abbildung 5: Hagebutten von R. agrestis (links), Q:Bot

Abbildung 6: Hagebutten von R. elliptica (rechts); Q:Bot


Rosa sicula TRATT. Der dichtverzweigte Strauch wird 0,6 bis 1,5 m hoch und ist von abgerundetem

Wuchs. Die Zweige sind mit schlanken, gebogenen Stacheln bis zu 9,6 cm Länge

bewehrt, unter die sich gelegentlich Nadeln und drüsige Borsten mischen. Die

Blätter setzen sich aus fünf bis sieben Blättchen zusammen und sind bis zu

5,1 cm lang. Die Blättchen sind zwischen 0,6 und 1,9 cm lang, breit eiförmig oder

rund und zusammengesetzt und drüsig gezähnt. Drüsen finden sich auch auf

Rhachis, Blattunterseite und Nebenblättern.

Die Blüten sind bis zu 3,2 cm breit und leuchtend rosa. Gewöhnlich sind es

Einzelblüten. Sie sitzen auf meist drüsenlosen, kurzen Stielen. Die Kelchblätter

sind lanzettlich mit seitlichen Anhängseln und drüsig gewimperten Rändern. Die

Griffel sind flaumig behaart.

Die Hagebutten sind erbsengroß, rot, schwarz werdend und von den Kelchblättern

gekrönt (BEAN, 1980).

Aus dem Europa-Rosarium in Sangerhausen stammt die analysierte Probe.

2.1.2.2.3 Sektion Carolinae

Dies ist eine kleine, auf den östlichen und südöstlichen Teil Nordamerikas

beschränkte Gruppe, nah verwandt mit den Cinnamomeae, aber mit in der Reife

abfallenden Kelchblättern.

Der Wuchs ist niedrig, aber aufrecht. Die Bewehrung besteht aus kurzen, meist

paarigen, hakigen Stacheln.

Die Blätter sind aus sieben oder neun Blättchen zusammengesetzt und stellen

schönes Herbstlaub dar.

Die Blüten sitzen meist allein an kurzen Stielen.

Die Hagebutten sind rundlich und die Kelchblätter fallen in der Reife von ihnen ab



Aus Nordamerika:

Rosa nitida WILD Diese Rose ist ein niedriger Busch bis 60 cm Höhe, der reichlich Ausläufer treibt.

Die aufrechten rötlichen Stämme sind dicht mit stacheligen Borsten bewehrt. Die 5

bis 7,6 cm langen Blätter färben sich im Herbst purpur, sind sonst sehr glänzend

grün. Die Nebenblätter haben drüsig-gezähnte Ränder. Die 5 bis 9 Blättchen sind

schmal-länglich, verjüngen sich an beiden Enden und sind bis 3,2 cm lang. Sie

sind fein und scharf gezähnt, unbehaart und fest.

Die Blüten sind leuchtend rosarot und 5,1 bis 6,4 cm im Durchmesser. Sie sitzen

gewöhnlich einzeln, evtl. 2 bis 3 zusammen. Die Blütenstiele und Kelchblätter sind

borstig oder drüsig, letztere ganzrandig, lanzettlich und zurückgeschlagen.

Die Butten sind kugelig, 0,9 cm breit, scharlachrot, borstig und mit den

Kelchblättern abfallend (BEAN, 1980).

Die Probe stammt aus dem Europa-Rosarium in Sangerhausen.

2.1.2.2.4 Sektion Cinnamomeae Diese Sektion umfasst Ausläufer bildende, aufrechte Sträucher von 1 bis 4 m

Höhe. Falls Stacheln vorhanden sind, stehen sie paarweise oder in Büscheln an

den Nodien. Nadelstacheln und Borsten sind bei einigen Arten die vorherrschende

Form der Bewehrung, generell sind sie oft, besonders an stark wachsenden

jungen Trieben, vorhanden. Blätter bestehen meist aus fünf oder sieben (bis elf)

Blättchen.

Blüten kommen in Schattierungen von rosa und rot, einzeln, zu wenigen oder

meist in einem doldentraubigen Büschel vor. Die Kelchblätter sind ganzrandig

oder mit wenigen schlanken Anhängseln. Die Griffel sind umschlossen.

Die Hagebutten sind meist groß und verlieren die Kelchblätter meist nicht



Aus Asien:

Rosa beggeriana SCHRENK ex FISCH. & MEY. Diese Rose kommt als Strauch von 1,8 bis 8 m Höhe vor. Ihre Stämme und

Zweige sind mit hellen, hakigen Stacheln bewehrt.

Die Fiederblätter haben 7

oder 9 Blättchen, die 1 bis

3,2 cm lang und oval bis

leicht verkehrteiförmig

sind. Ihre Oberseite ist

graugrün und unbehaart,

die Unterseite meist

drüsig und manchmal

flaumig behaart. Sie sind

von zehn bis zwanzig

einfachen oder

zusammengesetzten

Zähnen umsäumt. Abbildung 7: Blüte von R. beggeriana; Q:B&D

Die Blütenknospen sind länglich und spitz und bringen ab Mittsommer weiße

Blüten mit 2,5 bis 3,8 cm Durchmesser hervor. Diese sitzen am Ende der neuen

Triebe in Büscheln zu neun oder mehr auf schlanken Blütenstielen. Die meist

unbehaarten oder flaumhaarigen Blütenstiele sind bis etwa 2,5 cm lang und

manchmal drüsig.

Die Hagebutten sind kugelig und glatt, 0,6 bis 1 cm lang, erst rot, schließlich

purpur und werfen ihre Spitze zusammen mit den Kelchblättern ab (BEAN, 1980).

Beide analysierten Proben stammen aus dem Europa-Rosarium Sangerhausen.

Rosa sweginzowii KOEHNE Diese Rose ist ein Strauch von bis zu 3,7 m Höhe und festem Wuchs, dessen

Zweige meist und Stämme immer mit abgeflachten, dreieckigen Stacheln bewehrt

sind. Die Blätter haben 7 bis 13 eiförmige bis rundlich-ovale Blättchen, die länger

als 3,8 cm sein können und zusammengesetzt gezähnt sind. Ihre Unterseite ist

unbehaart (außer Hauptnerv) und blass, die Oberseite dunkelgrün.


Die rosa Blüten sind einzeln, zu zweit, zu dritt oder in Büscheln zu sechst oder

mehr. Sie sind 3,8 bis 5,1 cm breit.

Die Hagebutten sind glänzend rot, krugförmig und 3,8 cm oder länger. Sie sind

von den aufrechten Kelchblättern gekrönt und mindestens an der Basis von

drüsigen Haaren besetzt (BEAN, 1980).

Die analysierte Probe stammt aus dem Neuen Botanischen Garten in Göttingen.

Rosa rugosa THUNB. Diese sehr robuste Rose

wächst als Strauch von

1,2 bis 1,8 m Höhe. Ihre

Stämme sind kräftig und

dicht von Stacheln

ungleicher Größe besetzt;

Stämme und Stacheln

sind flaumhaarig.

Die 7,6 bis 17,8 cm

langen Blätter bestehen

aus 5 bis 9 Blättchen und

haben große flaumhaarige Nebenblätter. Die länglichen Blättchen sind 2,5 bis 5

cm lang, außer zur Basis hin leicht gezähnt und unterseits flaumhaarig. Die

auffälligen Nerven geben Ihnen das „runzlige“ Aussehen und der Pflanze den

deutschen Trivialnamen „Runzelrose“.

Abbildung 8: Hagebutten von R. rugosa, Q:B&D

Die großen (9 cm) Blüten sind stark duftend und erblühen vom Frühsommer an in

purpurrosa. Sie sind Einzelblüten oder zu wenigen an einem Blütenstand. Ihre

Petalen überlappen einander. Das Hypanthium ist unbehaart, aber die Blütenstiele

und Kelchblätter flaumhaarig. Die Kelchblätter sind bis zu 3 cm lang.

Die Hagebutten sind kräftig leuchtend rot und tomatenförmig. Sie sind sehr groß,

2,5 cm oder mehr im Durchmesser, und von den Kelchblättern gekrönt

(BEAN, 1980).

Die analysierte Probe (Rosa rugosa f. regeliana) stammt aus dem NBG.


Aus Europa:

Rosa majalis J. HERRM. Die Rosa majalis wächst als starker Busch bis zu 2,7 m hoch und breitet sich

durch Ausläufer aus. Die aufrechten, rötlichen Stämme sind in der Nähe der

Spitze stark verzweigt und tragen an den Nodien gewöhnlich ein Paar oder ein

Büschel hakige Stacheln. Weitere Stacheln sind auf dem Stamm verteilt und

bewehren ihn besonders in Bodennähe. Gewöhnlich sind die Blätter aus 5 oder 7

Blättchen

zusammengesetzt. Diese

sind elliptisch, länglich

oder verkehrteiförmig,

können stumpf,

abgerundet oder

zugespitzt sein und sind

2,5 bis 4,8 cm lang. Das

untere Drittel oder Viertel

ist ganzrandig, der Rest

einfach gezähnt.

Während die Oberseite

meist unbehaart und

grün oder graugrün ist, erscheint die Unterseite gräulich und flaumig behaart. Die

Stipeln sind breit, an kräftigen Trieben einwärts gerollt.

Abbildung 9: Blüte von R. majalis; Q:Bot

Die Blüten öffnen sich im Mai in verschiedenen rosa Schattierungen, sind gefüllt

oder mit zusätzlichen Blütenblättern. Sie sitzen einzeln oder in kleinen Gruppen

auf unbewehrten Seitenzweigen und sind etwa 5 cm breit. Ihre Blütenstiele sind

kurz, nicht mehr als doppelt so lang wie das Hypanthium, unbehaart und

drüsenlos. Die Kelchblätter sind ganzrandig, an der Spitze verbreitert und tragen

am Rand wollige Haare und auf dem Rücken manchmal Haare.

Die Hagebutten sind rot, kugelig oder etwas verlängert, 1,3 cm breit und werden

von den aufgerichteten Kelchblättern gekrönt (BEAN, 1980).

Die analysierte Probe dieser Art stammt aus der Sammlung Wissemann.


Rosa pendulina L. Der Wuchs dieser Art ist sehr variabel: von 0,6 m oder niedriger bis zu 3,1 m

Höhe. Die Stämme und Zweige sind rötlichbraun, manchmal mit schlanken

Stacheln. Selten sind Stämme, Zweige und Nebenzweige dicht mit Nadeln und

Borsten bekleidet.

Die Blätter, 5 bis ca. 15 cm lang, sind aus sieben oder neun Blättchen

zusammengesetzt. Deren Form variiert von elliptisch bis breitelliptisch mit spitzer

Spitze. Sie sind oberseits kahl, unterseits manchmal flaumhaarig und können

drüsig oder drüsenlos sein. Die Zähne sind zusammengesetzt und oft drüsig. Die

Rhachis ist meist unbehaart und drüsig. Die Nebenblätter sind mehr oder weniger

drüsig; der angeheftete Teil ist meist nach oben verbreitert.

Die tiefrosa oder purpurnen Blüten öffnen sich im Mai allein, zu zweit oder zu dritt.

Ihr Durchmesser beträgt zwischen 3,8 und 6,4 cm. Die Stiele und das Hypanthium

sind drüsenlos oder mit

nach Terpentin duftenden

Borsten besetzt. Die

Kelchblätter sind

ganzrandig, an der Spitze

mehr oder weniger

verbreitert, drüsenlos

oder drüsig auf dem

Rücken und

unterschiedlich lang. Die

Narben sind behaart.

Die Hagebutten sind rot,

krugförmig bis rundlich, an der Spitze zusammengezogen, drüsenlos oder borstig.

Sie sind bis zu 3,2 cm lang, oft hängend und von den Kelchblättern gekrönt

(BEAN, 1980).

Abbildung 10: Hagebutten von R. pendulina; Q:B&D

Die analysierten Proben stammen aus dem Rosarium Sangerhausen

(“Bourgogne” Interplant 1983, Auslese aus R. pendulina) und aus der Sammlung

von Volker Wissemann (Rosa pendulina).


Aus Nordamerika:

Rosa arkansana PORTER

Diese rosa blühende Rose erreicht als Strauch eine Höhe von 0,9 bis 1,2 m. Ihr

Stamm ist mit schlanken,

geraden Borsten und

Stacheln bekleidet. Die

Fiederblätter bestehen

aus 7 bis 11 Blättchen,

diese sind 2,5 bis 5,1 cm

lang und elliptisch oder

verkehrteiförmig. Sie

haben eine glänzende

Oberfläche, sind,

abgesehen von den

manchmal flaumig

behaarten Nerven auf der

Unterseite, unbehaart und gesäumt von tiefen, drüsenlosen Zähnen.

Abbildung 11: Hagebutten von R. arkansana; Q:B&D

Die rosa Blüten haben einen Durchmesser von etwa 3,8 cm und erblühen in der

Mitte des Sommers in seitlichen Büscheln oder später an den Enden von kräftigen

Bodentrieben. Blütenstiele und -böden sowie die Kelchblätter sind meist

drüsenlos, manchmal (Kelchblätter auf dem Rücken) schwach drüsig. Die Sepalen

sind schlank zugespitzt und schmal. Es bilden sich kugelige bis birnenförmige, bis

zu 1,8 cm breite Hagebutten, die meist glatt sind und auch in der Reife meist von

den ausgebreiteten Kelchblättern gekrönt werden (BEAN, 1980).

Die beiden analysierten Proben stammten aus dem NBG und dem

Europa-Rosarium Sangerhausen.


2.1.2.2.3 Sektion Synstylae

Diese Sektion fasst Rosen zusammen, die als kletternde, sich ausbreitende oder

niederliegende Sträucher wachsen und eine gleichartige Bewehrung von hakigen

Stacheln aufweisen. Einige Arten tragen wenige oder keine Stacheln. Die

Fiederblätter haben 3 bis 9 Blättchen und die Nebenblätter sind auf fast der

ganzen Länge am Blattstiel angeheftet, bleibend und ganzrandig, gezähnt oder

gefranst. Die Blütenstände sind meist stark verzweigte Rispen oder Doldentrauben

mit zahlreichen Blüten, manchmal auch wenigblütig. Die Petalen sind gewöhnlich

weiß. Die Kelchblätter mit einigen wenigen Anhängseln fallen von der reifen

Hagebutte ab. Die Hagebutten sind meist klein und oval oder rund. Die Griffel

kleben mehr oder weniger zusammen und bilden eine herausragende Säule.

Außer der amerikanischen R. setigera sind alle Arten in der Alten Welt beheimatet


Aus Europa:

Rosa arvensis HUDS. Diese weiß blühende

Rose kriecht oder

klettert als Strauch mit

sehr schlanken

Zweigen, die mit

zerstreuten, kurzen

Stacheln bewehrt sind.

Die Blättchen zählen

fünf oder sieben,

variieren in der Form

von kreisrund bis

elliptisch oder schmal-

bis breiteiförmig und sind zwischen 1,3 und 3,8 cm lang. Sie sind unbehaart oder

auf der Unterseite auf den Nerven flaumhaarig. Die unterseits oft grau-blaugrünen

Abbildung 12: Hagebutte von R. arvensis, Q:B&D


Blätter sind einfach gezähnt, die Zähne drüsenlos. Die Nebenblätter sind schmal

mit divergierenden Öhrchen.

Die weißen Blüten duften schwach oder gar nicht und sind einzeln oder zu acht in

einer Doldentraube angeordnet. Sie sitzen auf schlanken, 1,8 bis 5,1 cm langen

Stielen. Diese und das kugelige oder eiförmige Hypanthium sind glatt oder etwas

drüsig. Die Sepalen sind lang zugespitzt, haben einige schlanke Anhängsel und

sind auf dem Rücken meist drüsenlos und unbehaart. Die unbehaarten Griffel

treten hervor und sind in einer Säule vereinigt.

Die 0,6 bis 2,2 cm langen, roten Hagebutten werfen die Sepalen zur Reifezeit ab.

Sie sind in der Form sehr variabel (BEAN, 1980).

Die analysierte Probe stammt aus der Sammlung von Volker Wissemann.

Aus Asien:

Rosa moschata HERRM. Diese Rose ist ein lockerer, nicht kletternder Strauch. Die Blätter sind aus fünf bis

sieben Blättchen zusammengesetzt und oberseits dunkelgrün, unterseits weißlich.

Der Mittelnerv ist flaumig behaart, der Rest der Blätter unbehaart. Die eiförmigen

bis lanzettlichen Blättchen werden nicht länger als 5,1 cm und sind sehr fein

gezähnt. Die Blattspindel ist bestachelt und drüsig. Die Stipeln sind schmal,

haben gespreizte Spitzen und am Rand gewöhnlich Drüsen und Haare.

Die in den Knospen gelblichen Blüten erblühen im August bis zum ersten Frost

weiß. Sie duften nach Moschus, sind größer als 4,5 cm im Durchmesser und

sitzen in lockeren Doldentrauben. Die Kronblätter sind etwas konvex und

zugespitzt. Die Blüten sitzen auf ca. 4 cm langen, schwach drüsigen Stielen mit

zarten, angedrückten Haaren. Auch das Hypanthium hat diese zarte Behaarung

und ist elliptisch oder eiförmig. Die Kelchblätter sind schlank zugespitzt, haben

einige wenige seitliche Anhänge und sind auf dem Rücken behaart. Sie fallen bald

nach der Blüte ab. Die Griffel sind in einer hervortretenden Säule vereinigt.

Die Hagebutten sind klein und eiförmig (BEAN, 1980).

Die analysierte Probe stammt aus dem Europa-Rosarium Sangerhausen.


Rosa multiflora THUNB. Die ‘Vielblütige Rose’ ist ein ausladender Busch, höchstens 3,1 bis 4,6 m hoch,

der jedes Jahr vom Hauptteil aus lange, bogenförmig überhängende Stämme

bildet, die im folgenden Jahr dicht mit Blüten besetzt sind. Die Zweige sind mit

kleinen gebogenen Stacheln bewehrt und unbehaart. Die 7,6 bis 15,2 cm langen

Blätter sind aus sieben oder neun Blättchen zusammengesetzt, die ihrerseits 2,5

bis 5,1 cm lang sind und elliptisch oder verkehrteiförmig geformt, an der Spitze

spitz oder zugespitzt, an der Basis

keilförmig. Die Blattunterseite ist meist

flaumig behaart, manchmal fast

unbehaart. Der Rand ist einfach

gezähnt. Die Nebenblätter sind tief

ausgefranst und mit drüsigen Zähnen.

Die weißen Blüten sind ca. 2,5 cm breit

und stehen im Juni zahlreich in

verzweigten Schirmrispen von 10 bis

15 cm Durchmesser und Höhe. Die

Blütenstiele und das Hypanthium sind

behaart, die Stiele manchmal

zusätzlich drüsig. Die Kelchblätter sind

stets kürzer als die Petalen und haben

bis zu 3 schmale seitliche Anhängsel.

Die Kronblätter sind schmal und

überlappen nur wenig. Die Staubblätter sind goldgelb. Die Griffel ragen heraus

und sind zu einer unbehaarten Säule vereinigt.

Abbildung 13: Hagebutten von R. multiflora; Q:Bot

Die Hagebutten sind eiförmig bis rund, 0,6 cm lang und rot.

Diese Rose ist eine der sehr schönen Wildrosen, jeder der Zweige ist im Juni mit

Blüten geschmückt (BEAN, 1980).

Die analysierte Probe stammt aus dem Neuen Botanischen Garten in Göttingen.


Rosa filipes REHD. & WILS. Diese Rose ist ein sehr großer, rankender Strauch mir bis zu 9 m Höhe. Ihre

Triebe hängen bogenförmig über, sind unbehaart und mit hakigen, etwa 1 cm

langen Stacheln bewehrt. Die Blätter haben fünf oder sieben elliptische oder

elliptisch-lanzettliche Blättchen von bis zu 8,9 cm Länge und bis zu 5 cm Breite

und sind in der Jugend kupferfarben, später grün. Rhachis und Blattstiel sind

unbehaart, spärlich stachelig und manchmal drüsig. Die Blätter sind oberseits

unbehaart, unterseits meist unbehaart und etwas drüsig. Die Nebenblätter sind

schlank und mit Drüsen gefranst.

Die duftenden weißen Blüten erblühen Ende Juni oder im Juli aus cremfarbenen

Knospen in mehreren doldentraubigen Schirmrispen am Ende der Seitenzweige.

Sie sind etwa 2,5 cm breit, die endständigen Rispen erreichen zusammen aber bis

zu 30 cm Durchmesser. Die Blütenstiele sind schlank, drüsig und nicht flaumig

behaart, zwischen 2,5 bis 3,8 cm lang. Die Kelchblätter haben schlanke, etwas

verbreiterte Spitzen und schlanke seitliche Anhängsel und sind auf dem Rücken

etwas drüsig und flaumhaarig. Die Kronblätter sind verkehrteiförmig und

überlappen nur wenig. Die zahlreichen Staubblätter haben goldgelbe Antheren.

Die Griffel sind zu einer leicht behaarten Säule vereinigt und herausragend.

Die Hagebutten sind breit ellipsoid bis kugelig und färben sich von orange zu

karmesin-scharlachrot (BEAN, 1980).

Die analysierte Probe stammt aus dem Europa-Rosarium Sangerhausen.

2.1.2.3 Subgenus Platyrhodon Diese Gruppe enthält nur eine Art. Sie zeichnet sich durch schuppige,

abblätternde Rinde, borstige Hagebutten und kleine Blätter aus.

Das Hypanthium hat einen Blütenboden an der Basis, in dem die Samenanlagen

eingefügt sind. Das unterscheidet sie von Rosa, bei denen die Samenanlagen am

Boden und an den Wänden des Hypanthiums liegen.

Die einzige Art R. roxburghii wird gelegentlich auch zur Untergattung Rosa gezählt



Aus Asien:

Rosa roxburghii TRATT. Dieser Busch ist sehr robust und wird bis zu 3 m hoch und breit. Die abblätternde

Rinde ist rehbraun. Die Zweige sind steif und mit wenigen, kräftigen Stacheln

paarweise besetzt. Die 5 bis 10 cm langen Blätter setzen sich aus vielen (neun bis

neunzehn) Blättchen zusammen. Diese sind elliptisch, eiförmig oder länglich-

eiförmig, bis zu 2,5 cm lang und meist unbehaart, evtl. unterseits flaumig. Sie sind

einfach gesägt. Die Rhachis ist flaumhaarig und mit wenigen Stacheln besetzt.

Die zartrosa Einzelblüten sind bis 7,5 cm breit und duften angenehm. Blütenstiele

und Hypanthium sind stachelig. Die Kelchblätter sind breiteiförmig, fiederteilig und

flaumhaarig.

Die Hagebutten sind sehr stachelig, gelblich-grün und duftend. Sie sind abgeflacht

tomatenförmig und mit 3,8 cm Durchmesser recht groß (BEAN, 1980).

Die analysierten Hagebutten wurden im BGJ gesammelt.

2.1.2.4 Subgenus Hesperhodos

Diese Untergattung enthält zwei nordamerikanische Arten. Wichtige Merkmale

sind das Hypanthium ohne Diskus und die kugeligen, stacheligen Hagebutten. Die

Pflanzen haben viele kleine Stacheln und kleine Blätter


Aus Nordamerika

Rosa stellata WOOTON Der Strauch erreicht eine Höhe von 0,6 m, hat schlanke grüne Triebe und einen

lockeren Wuchs. Junge Triebe sind dicht mit feinen Härchen bedeckt und mit

geraden, schlanken, blassen Stacheln bewehrt. Unter diese mischen sich winzige

Stacheln und gestielte Drüsen.


Die Blätter sind bis zu 3,8 cm lang und aus drei oder fünf Blättchen

zusammengesetzt. Diese sind dreieckig oder keilförmig und hauptsächlich oder

nur am breiten Ende mit großen Zähnen gesäumt. Sie sind derb und bis 1,3 cm

lang. Die Oberseite ist glatt und mattgrün, die Unterseite gräulich und leicht

behaart. Die Rhachis ist

drüsig-flaumhaarig.

Die Einzelblüten sind bis zu

6,4 cm im Durchmesser und

zartrosa. Die Petalen sind

verkehrt-herzförmig und tief

und grob gekerbt. Die

Antheren sind gelb. Das

kugelige Hypanthium ist von

blassen Stacheln bedeckt.

Die Kelchblätter sind 1,3 cm

lang und lanzettförmig. Zwei

von ihnen sind fiederteilig ge

Außenseite ist drüsig und stachelig, die Ränder sind wollig behaart.

Die Hagebutten sind halbkugelig mit abge

Abbildung 14: Hagebutten von R. stellata “Myrifica”; Q:B&D

lappt und haben eine löffelähnliche Spitze. Die

flachter Spitze und nicht fleischig. Sie

R. stellata “Myrifica” wurden im

sind stachelig und bräunlich rot. Die bleibenden Kelchblätter krönen die Spitze der

1,3 cm breiten Butten (BEAN, 1980).

Die analysierten Hagebutten von

Europa-Rosarium Sangerhausen gesammelt.


2.2 Die Carotinoide 2.2.1 Vorkommen und Funktion

Carotinoide sind fettlösliche farbige Pigmente, die im Pflanzenreich sowohl in allen

grünen Blättern als auch in gelben, orangen und roten Früchten (also ubiquitär)

enthalten sind. Ihr Name leitet sich von der Karotte (Daucus carota) ab, aus der

die ersten Carotinoide extrahiert wurden. Mit ca. 600 verschiedenen natürlich

vorkommenden Vertretern stellen sie die größte Gruppe natürlicher Pigmente dar.

In den Blättern sind sie akzessorische Pigmente des Fotosyntheseapparates. Sie

erweitern das Spektrum des eingefangen Lichtes. Zusätzlich haben sie eine

wichtige Schutzfunktion: Sie „quenchen“ (engl. to quench: löschen, unschädlich

machen) Reaktive Sauerstoffspezies (ROS), z.B. Singulett-Sauerstoff 1O2, die bei

der Fotosynthese entstehen. Dadurch wird eine Fotooxidation des Chlorophylls

verhindert und auch andere Moleküle geschützt.

In Früchten kommt Carotinoiden hauptsächlich Signalfunktion zu. Die leuchtende

Farbe der Früchte lockt Tiere, die als Verbreiter der Samen dienen (siehe

Abschnitt zu den Hagebutten).

Tiere und Menschen können Carotinoide nicht selbst synthetisieren, sind aber in

der Lage, die mit der Nahrung aufgenommenen Carotinoide im eigenen

Stoffwechsel in eigene Metabolite umzuwandeln. Die wichtigste Funktion kommt

im Rahmen dessen den Carotinoiden als Vorstufen zum Vitamin A zu. Darüber

hinaus agieren Carotinoide auch im menschlichen Körper als Antioxidantien,

indem sie ROS binden und so Zellschädigungen vermeiden helfen. Sie verhindern

durch Binden von freien Radikalen die oxidative Degeneration der Lipide in

Zellmembranen und im Blut. Dadurch beugen sie Herz- und Gefäß-Krankheiten

vor (BÖHM, 2007).


2.2.2 Chemie und Struktur

Chemisch sind Carotinoide Terpene. Die Terpene gehören zur großen Gruppe der

sekundären Pflanzenstoffe; sind also Metabolite, die nicht direkt dem Wachstum

und der Entwicklung der Pflanzen dienen und nicht in jeder Zelle vorhanden sind.

Oft haben sekundäre Pflanzenstoffe aber große Bedeutung für den Menschen, sei

es als Duft- oder Arzneistoffe oder in einer anderen Verwendung.

Terpene bestehen immer aus C5-Einheiten (Isoprenoid-Einheiten), alle Carotinoide

aus 8 von diesen. Sie besitzen also immer 40 Kohlenstoffatome und werden

Tetraterpene genannt.

Die konjugierten Doppelbindungen der Carotinoide sind verantwortlich für ihre

Farben. Der Bereich der Moleküle, der diese alternierenden Doppel- und

Einfachbindungen aufweist, absorbiert bestimmte Bereiche des Lichtes und gibt

diese wieder ab.

Die meisten Carotinoide kommen in verschiedenen (geometrischen)

Konfigurationen vor. Dargestellt wird hier, mit Ausnahme des Lycopins, die (all-E)-

Konfiguration. Es lassen sich zwei Gruppen von Carotinoiden unterscheiden: die

Carotine, reine Kohlenwasserstoffe, und deren sauerstoffhaltigen Derivate, die

Xanthophylle.

Folgend werden die für diese Arbeit relevanten, in den Hagebutten

nachgewiesenen Carotinoide kurz vorgestellt.


2.2.3 Die Carotinoide im Einzelnen

2.2.3.1 Carotine

Das Lycopin stellt die Grundstruktur (auch in der Bio-Synthese) der Carotinoide

dar, eine Kette von 40 Kohlenstoffatomen mit alternierenden Einzel- und

Doppelbindungen und assoziierten Wasserstoffatomen (in der Strukturformel nicht

dargestellt). Das Molekül ist im Grunde symmetrisch, eine Seite allerdings „auf

den Kopf gestellt“.

(all-E) - Lycopin

(15Z) - Lycopin

(13Z) - Lycopin

(9Z) - Lycopin

(5Z) - Lycopin

Abbildung 15: Strukturformeln des (all-E)–Lycopins und ausgewählter (Z)-Lycopin-Isomere


Lycopin ist das charakteristischste Carotinoid in Tomatenfrüchten, es kommt aber

auch in vielen anderen roten Früchten vor (BRITTON er al, 2002). Eine gute

Quelle stellt auch die Hagebutte dar (LASKE et al., 2006).

GIOVANNUCCI (1999) beschreibt, dass das Risiko, an verschiedenen Krebsarten

zu erkranken, durch die Aufnahme von Lycopin verringert wird. Besonders stark ist

die vorbeugende Wirkung bei Prostata-, Lungen- und Magenkrebs. Aber auch

Krebserkrankungen von Pankreas, Dickdarm und Rektum, Speiseröhre,

Mundhöhle, Brust und Muttermund werden eventuell weniger wahrscheinlich.

Die Lycopin-Struktur kann an einem oder beiden Enden zu Ringstrukturen

umgebildet werden und so weitere Carotine formen. Das β-Carotin weißt an

beiden Enden den so genannten ‚β-Ring’ auf und ist wie das Lycopin symmetrisch.

Es ist das am weitesten verbreitete Carotin und wichtiges Pro-Vitamin A. Durch

die symmetrische Struktur entstehen aus einem β-Carotin-Molekül zwei Moleküle

Vitamin A. Es gehört zu den akzessorischen Pigmenten im Fotosyntheseapparat

und ist somit in allen grünen Blättern zu finden. Blattgemüse, aber auch Möhren,

sind gute β-Carotin-Quellen (BRITTON et al., 2002).

Abbildung 16: (all-E) – β – Carotin

Abbildung 17: (all-E) – α – Carotin

Das α-Carotin unterscheidet sich vom β-Carotin nur durch die Lage einer

Doppelbindung. Einer der beiden Ringe wird dadurch zu einem so genannten

‚ε-Ring’; das α-Carotin wird unsymmetrisch. Dieses Carotin fungiert ebenfalls als

Pro-Vitamin A, bildet aber nur ein Molekül des Vitamins. Es ist im Pflanzenreich


weit verbreitet, kommt oft zusammen mit β-Carotin vor, allerdings meist in relativ

geringen Mengen. α-Carotin-reiche Nahrungsmittel sind Blattgemüse und Karotten

(BRITTON et al., 2002).

2.2.3.2 Xanthophylle

Xanthophylle entstehen durch Assoziation von Carbonyl- oder Hydroxylgruppen

an Carotin-Strukturen.

Lutein ist eines der Hauptcarotinoide in Chloroplasten, kann also über jedes

grüne Blattgemüse aufgenommen werden. Es ist asymmetrisch, mit einem β- und

einem ε- Ring. An beiden Ringen ist eine OH-Gruppe assoziiert (BRITTON et al.,

2002).

Zeaxanthin wurde in Zea mays zuerst isoliert und stellt eines der

Hauptcarotinoide dieser Pflanze dar, ist aber auch in anderen Pflanzen, besonders

Früchten, zu finden. Mit zwei β-Ringen zählt es zu den symmetrischen

Xanthophyllen (BRITTON et al., 2002).

Beide Carotinoide findet man in der Netzhaut des menschlichen Auges. Dort

tragen sie durch ihre antioxidativen Fähigkeiten möglicherweise zum Schutz vor

Schädigungen durch kurzwelliges Licht bei (KRINSKY, 2002).

HO

OH

Abbildung 18: (all-E) – Lutein

HO

OH

Abbildung 19: (all-E) – Zeaxanthin


Das β-Cryptoxanthin unterscheidet sich vom Zeaxanthin durch das Fehlen einer

OH-Gruppe an einem Ring, ist also nicht symmetrisch. Es kommt in vielen

Früchten in geringen Mengen vor (BRITTON et al., 2002).

HO

Abbildung 20: (all-E) – β – Cryptoxanthin

Rubixanthin weist nur einen geschlossenen β-Ring auf und nur eine OH-Gruppe.

Es entspricht der Struktur von β-Cryptoxanthin bis auf einen nicht geschlossenen

Ring. Es kommt nach BRITTON et al. (2002) als Hauptcarotinoid in den

Hagebutten der Rosen vor, besonders in Rosa rubiginosa, wie der Name des

Xanthophylls schon sagt. Außerhalb der Rosaceae wurde das Xanthophyll noch

nicht extrahiert (BRITTON et a., 2002).

HOAbbildung 21: (all-E) – Rubixanthin

Material und Methoden 32

3. Material und Methoden 3.1 Vorbereitung der Proben

Aus dem Europa-Rosarium Sangerhausen, dem Neuen Botanischen Garten in

Göttingen, der Sammlung Volker Wissemanns in Göttingen und aus dem

Botanischen Garten in Jena wurden Hagebutten von insgesamt 70 verschiedenen

Rosen zusammengetragen.

Die Hagebutten wurden nach dem Sammeln entkernt, von Härchen befreit und bei

-30°C eingefroren. Im gefrorenen Zustand wurden die Proben mit einem Mixer

homogenisiert und bis zur Aufarbeitung wieder eingefroren.

3.2. Analytische Methoden 3.2.1 Extraktion der Carotinoide aus den Hagebutten

Die Proben wurden bei wenig Licht meist dreifach1 aufgearbeitet. Dazu wurde die

homogenisierte Probe aufgetaut und jeweils ca. 1 Gramm in einen

Erlenmeyerkolben mit Schliff (50 ml) eingewogen. Der Probe wurde dann im

Kolben etwas Magnesiumoxid zugesetzt, um Wasser und organische Säuren zu

binden. Als interner Standard wurden 500 μl (all-E)-β-apo-8`-Carotinal-Lösung

hinzugegeben. Die Probe wurde darauf in 35 ml eines Lösungsmittelgemischs

(MeOH/THF (1+1, v/v mit 0,1 % BHT)) 5 min mit Hilfe eines UltraTurrax extrahiert.

Der UltraTurrax homogenisierte die Probe mit sehr hoher Drehzahl nochmals. Die

Probe befand sich während dieser Zeit auf Eis, um eine zu starke Erwärmung

durch das Mixen zu verhindern.

Im Anschluss an die Extraktion wurde die Probe 5 min stehen gelassen und

danach der Überstand über einen Büchnertrichter unter Vakuum filtriert. Extraktion

und Filtrierung wurden 2 Mal wiederholt, um alle Carotinoide aus dem

Probenmaterial herauszulösen. Die vereinigten Filtrate wurden in einen Braunglas-

1 Meist dreifach, in Einzelfällen aus Mangel an Probenmaterial zweifach; eine entsprechende Aufstellung findet sich im Anhang in Tabelle 2.


Rundkolben überführt und darin mittels eines Rotationsverdampfers im 30 bis

35°C warmen Wasserbad auf ca. 10 ml eingeengt. Darauf wurde der Extrakt in

einen 50 ml Spitzkolben aus Braunglas überführt und darin bis zur Trockne

eingedampft. Der Rückstand wurde in 5 min mit wenig

MeOH/THF (1+1, v/v mit 0,1 % BHT) im Ultraschallbad gelöst und in einem

10ml-Braunglas-Messkolben mit MeOH/THF (1+1, v/v mit 0,1 % BHT) auf 10 ml

aufgefüllt.

Die Proben wurden 5 min mit 5000 U/min zentrifugiert, um eventuelle Hagebutten-

und MgO-Rückstände abzutrennen. Zusätzlich wurden sie mit einem Spritzenfilter

filtriert. Danach wurde je ca. 1 ml in Braunglas-Vials überführt und mittels HPLC

analysiert. Jede Probe wurde außerdem verseift (siehe 3.2.2).

3.2.2 Verseifung der Hagebutten-Extrakte

Xanthophyllesther überlagern sich im HPLC-Chromatogramm mit

(Z)-Lycopin-Isomeren, so dass die Auswertung dessen schwer bis unmöglich wird.

Um die Xanthophyllesther zu spalten, wurden die Proben nach dem folgend

beschriebenem Verfahren verseift. Allerdings wurden andere Carotinoide dabei

teilweise abgebaut.

2 ml jedes wie unter 3.2.1 hergestellten Hagebuttenextraktes wurden mit 1 ml

10%-iger methanolischer KOH in einem verschraubbaren Reagenzglas unter

ständigem Schütteln und unter Lichtausschluss 1 h verseift. Anschließend wurden

0,5 ml HPLC-Wasser und 2 ml Petrolether hinzugegeben und 1 min geschüttelt.

Nach dem Zentrifugieren für 1 min bei 5000 U/min, welches eine Phasentrennung

bewirkt, wurde die obere Phase mit einer Pasteurpipette abgenommen und in ein

neues Reagenzglas überführt. Die Extraktion mit 2 ml Petrolether wurde so oft

wiederholt, bis die obere Phase farblos ist. Die vereinigten Extrakte wurden darauf

mit HPLC-Wasser neutral gewaschen. Der pH-Wert wurde mit pH-Test-Papier

überprüft.

Die neutral gewaschene Petroletherphase wurde in einen Braunglas-Spitzkolben

überführt und am Rotationsverdampfer (30 bis 35°C Wasserbadtemperatur) bis

zur Trockne eingedampft. Der Rückstand wurde in

MeOH/THF (1+1, v/v mit 0,1 % BHT) im Ultraschallbad gelöst. Die Lösung wurde


im 2-ml-Messkolben mit MeOH/THF (1+1, v/v mit 0,1 % BHT) auf 2 ml aufgefüllt.

Nach fünfminütigem Zentrifugieren bei 5000 U/min und filtern mit Spritzenfiltern

wurde ca. 1 ml der Probenlösungen in Vials abgefüllt und mittels HPLC analysiert.

m

Abbildung 22: HPLC-Chromatogramm eines unverseiften (oben) und eines verseiften (unten) Hagebuttenextraktes; a = (all-E)-Lutein, b = (all-E)-Zeaxanthin, c = β-apo-8`-Carotinal, d = (all-E)- β-Cryptoxanthin, e = (13Z)-β-Carotin, f = (all-E)-Rubixanthin, g = (all-E)-β-Carotin, h = (9Z)-β-Carotin, i = (Z)-Lycopin-Isomer I, j = (Z)-Lycopin-Isomeren-Gruppe, k = (Z)-Lycopin-Isomer II, l = (all-E)-Lycopin, m = Xanthophyllesther überlagern (Z)-Lycopin-Isomere

Die Abbildung 22 zeigt die Überlagerung von Xanthophyllesther und

(Z)-Lycopin-Isomeren in der unverseiften Probe und die Auftrennung der Esther in


der verseiften Probe. Gut erkennbar ist auch der Abbau des internen Standards

(all-E)-β-apo-8`-Carotinal und von (9Z)-β-Carotin durch das Verseifen.

3.2.3 Bestimmung der Carotinoid-Gehalte

Die wie beschrieben hergestellten Extrakte wurden flüssigchromatographisch auf

einer C30 -Säule in die einzelnen enthaltenen Verbindungen aufgetrennt. Die

Detektion erfolgte durch einen Diode Array Detector.

Um die Retentionszeiten einzelnen Substanzen zuordnen zu können, wurden zu

Beginn jeder Analyse Standards gemessen, mit deren Retentionszeiten die der

Probensubstanzen verglichen wurden. Die Bestimmung der Quantität der

einzelnen Carotinoide erfolgte durch Auswerten der Peak-Flächen. Dabei wurde

die Wiederfindungsrate des internen Standards (all-E)-β-apo-8`-Carotinal

einbezogen.

Die genauen HPLC-Daten sind im Anhang aufgeführt.

3.2.4 Bestimmung der Trockenmassen

Da Hagebutten unterschiedliche Wassergehalte haben, wurde zur besseren

Vergleichbarkeit der Daten die Trockenmasse (TM) der einzelnen Proben

bestimmt. Die Bestimmung wurde meist (bei genügend vorhandenem

Probenmaterial) zweifach2 wie folgend dargestellt durchgeführt. Aus Mangel an

Probenmaterial konnten nicht mehr als zwei Messungen vorgenommen werden.

Ca. 30 g Seesand wurden in ein Porzellangefäß eingewogen und 1 h bei

103 ± 2 °C im Trockenschrank vorgetrocknet. Die Gefäße kühlten im Ekksikator

aus und wurden dann mit einem Glasstab gewogen. Darauf wurden ca. 2 g der

Probe eingewogen und mit dem Glasstab gut mit dem Sand verrührt, um eine

möglichst große Oberfläche der Probe zu erreichen. Nun wurden die Gefäße für 4

h in den Trockenschrank (103 ± 2 °C) gestellt und nach etwa der Hälfte der Zeit

nochmals gut mit dem Glasstab verrührt. Nach den 4 h wurde die Probe im

Ekksikator abgekühlt und gewogen. Die Trocknung wurde über Nacht fortgesetzt

2 Eine Tabelle zur Anzahl der Bestimmungen befindet sich im Anhang.


und die Proben am nächsten Morgen nach Abkühlen im Ekksikator ein letztes Mal

gewogen (RW).

Aus dem Leergewicht (LG, in g), der Einwaage (EW, in g) und der Rückwaage

(RW, in g) wurde die Trockenmasse (TM, g/g FM) berechnet:

RW – LG EW TM =

Alle Carotinoid-Gehalte werden in mg/100 g TM angegeben.

3.2.5 Statistische Auswertung

Aus den Peak-Flächen der Chromatogramme wurden die Gehalte an den

einzelnen Carotinoiden für jede Probe ermittelt. Für die Gehaltbestimmung der

Xanthophylle ((all-E)-Lutein, (all-E)-Rubixanthin), (all-E)-Zeaxanthin und

(all-E)-β-Cryptoxanthin) und der (Z)-Lycopin-Isomere wurden die Peak-Flächen

der Chromatogramme der verseiften Proben verwendet; für die restlichen Carotine

((all-E)-Lycopin), (13Z)-β-Carotin, (all-E)-β-Carotin, (9Z)-β-Carotin und

(all- E)-α-Carotin) wurden die Chromatogramme der unverseiften Proben

ausgewertet.

Eine Ausnahme bildet die R. moschata. Diese Probe enthielt keine Esther und

wurde ganz unverseift ausgewertet.

Aus den Daten wurde mit Hilfe von Microsoft Excel 2003 der Mittelwert (MW), die

Standardabweichung (STABW) und der Variationskoeffizient (VK) für jeden Gehalt

errechnet. Überschritt der Variationskoeffizient 15 %, wurde die Analyse

wiederholt.

Mit dem Statistikprogramm SPSS 13.0 for Windows wurden die Proben aufgrund

ihrer Carotinoid-Gehalte in Gruppen aufgeteilt. Dazu wurden Clusteranalysen nach

der Ward’s Method durchgeführt. „Mit dieser Methode werden zuerst die

Mittelwerte für jede Variable innerhalb der einzelnen Cluster berechnet.

Anschließend wird für jeden Fall die Quadrierte Euklidische Distanz zu den

Cluster-Mittelwerten berechnet. Diese Distanzen werden für alle Fälle summiert.

Bei jedem Schritt sind die beiden zusammengeführten Cluster diejenigen, die die

geringste Zunahme in der Gesamtsumme der quadrierten Distanzen innerhalb der

Gruppen ergeben.“ (RAUCH, 2007)

Ergebnisse 37

4 Ergebnisse 4.1 Trockenmasse

Von zwei Proben, R. beggeriana und R. beggeriana var. glabrata, konnte die

Trockenmassebestimmung nur einfach durchgeführt werden. Die

Standardabweichung wird für diese also nicht aufgeführt.

In Tabelle 3 im Anhang sind die ermittelten Trockenmassen zusammengestellt. Es

wurden TM zwischen 0,22 und 0,40 g/g FM gemessen.

4.2 Carotinoide

In den Proben konnten im unverseiften Zustand (13Z)-β-Carotin, (all-E)-β-Carotin,

(9Z)-β-Carotin, (all-E)-α-Carotin und (all-E)-Lycopin nachgewiesen werden.

Nach dem Verseifen konnten (all-E)-Lutein, (all-E)-Zeaxanthin,

(all-E)-β-Cryptoxanthin, (all-E)-Rubixanthin und verschiedene (Z)-Lycopin-Isomere

quantifiziert werden. Im Rahmen dieser Examensarbeit war eine eindeutige

Identifizierung der einzelnen (Z)-Lycopin-Isomere leider noch nicht möglich. Beim

hier als „(Z)-Lycopin-Isomer I“ bezeichneten Isomer handelt es sich entweder um

das (13Z)- oder das (15Z)-Lycopin. Das „(Z)-Lycopin-Isomer II“ genannte Isomer

war zum Zeitpunkt der Analyse im Rahmen dieser Arbeit noch nicht identifiziert.

Die „(Z)-Lycopin-Isomeren-Gruppe“ setzt sich aus dem (5Z, 9´Z)-Lycopin,

(9Z)-Lycopin und (5Z, 9Z)-Lycopin zusammen. Diese drei Isomere liegen im

Chromatogramm stets sehr nah beieinander und/oder überlappen einander und

sind nur als Gruppe auswertbar (Abbildung 22, j).

In der unverseiften Probe betrug die Wiederfindungsrate des internen Standards

β-apo-8`-Carotinal zwischen 92,3 % und 128,1 %.

Ergebnisse 38

0 50 100 150 200 250

R. persica

R. micrantha

R. arkansana NBG

R. rugosa

R. sherardii

R. beggeriana var. glab.

R. beggeriana

R. agrestis

R. pendulina

R. canina

R. rubiginosa

R. mollis

R. majalis

R. elliptica

R. arvensis

R. spinosissima

R. roxburghii

R. spinosissima Grand

R. stellata

R. arkansana SGH

R. multiflora

R. sweginzowii

R. tomentella

R. jundzillii

R. sicula

R. moschata

R. caesia

R. nitida

R. filipes

“Bourgogne” Interplant

Carotinoidgehalt [mg/100gTM]

(all-E)-Lutein*

(all-E)-Zeaxanthin *

(all-E)-β-Crypto-xanthin *

(13Z)-β-Carotin

(all-E)-α-Carotin

(all-E)-β-Carotin

(9Z)-β-Carotin

(all-E)-Rubixanthin*

(Z)-Lycopin-Isomer I *

(Z)-Lycopin-Isomeren-Gruppe *

(Z)-Lycopin-Isomer II *

(all-E)-Lycopin

Abbildung 23: Überblick über den Gehalt [mg/100gTM] an Carotinoiden in den einzelnen Arten

Ergebnisse 39

Auffällig ist, dass die meisten Carotinoide, wenn sie nachweisbar sind, auch in

allen oder den meisten Proben nachweisbar sind. Varianzen ergeben sich eher in

den nachweisbaren Mengen. Alle ermittelten Gehalte sind im Anhang in den

Tabellen 4 bis7 dargestellt. Zusätzlich wurden die Gehalte der Carotinoide in den

einzelnen Proben für jedes untersuchte Carotinoid als Balkendiagramm graphisch

dargestellt. Diese Diagramme finden sich im Anhang in den Abbildungen 25 bis

48, abwechselnd mit den zugehörigen Dendrogrammen. Eine graphische

Darstellung aller Carotinoid-Gehalte für alle Rosenarten zeigt die Abbildung 23 auf

Seite 38.

Der höchste Gehalt an (Gesamt)-Lycopin wurde mit 175,21 ± 16,14 mg/100 g TM

aus R. multiflora extrahiert, obwohl die Probe kein (Z)-Lycopin-Isomer II enthielt.

Die R. beggeriana var. glabrata enthielt alle Lycopin-Isomere und insgesamt

143,06 ± 46,12 mg/100 g/TM Lycopin. Mit 17,45 ± 0,37 mg/100 g TM wurde bei R.

canina der geringste (Gesamt)-Lycopin-Gehalt unter den Proben ermittelt, die alle

Lycopin-Isomere enthielten. R. stellata “Myrifica”, R. spinosissima “Grandiflora”,

R. spinosissima, R. roxburghii und R. persica enthielten keinerlei nachweisbare

Lycopin-Isomere. Bei R. moschata konnten 0,32 ± 0,02 mg /100 g TM

(all-E)-Lycopin nachgewiesen werden, aber keine (Z)-Lycopin-Isomere. R. filipes

enthielt insgesamt 9,27 ± 0,61 mg/100 g TM Lycopin, das sich aus

(Z)-Lycopin-Isomer I und (all-E)-Lycopin zusammensetzte. Den größten Anteil am

(Gesamt)-Lycopin-Gehalt hatte stets das (all-E)-Lycopin, wie es auch das

mengenmäßig auffälligste unter allen Carotinoiden war.

Der Gehalt an (all-E)-Lycopin lag zwischen 0,32 ± 0,02 mg/100 g TM

(R. moschata) und 164,19 ± 15,66 mg/100 g TM (R. multiflora). (Z)-Lycopin-

Isomer I konnte im Bereich von 0,74 ± 0,08 mg/100 g TM (R. agrestis) bis

17,16 ± 0,92 mg/100 g TM (R. pendulina) nachgewiesen werden. Die Gehalte der

(Z)-Lycopin-Isomeren-Gruppe lagen im Bereich von 0,38 ± 0,04 mg/100 g TM

(R. agrestis) bis 5,71 ± 0,38 mg/100 g TM (R. pendulina). Von

(Z)-Lycopin-Isomer II wurden Gehalte zwischen 0,21 ± 0,04 mg/100 g TM

(R. arvensis) und 17,12 ± 1,37 mg/100 g TM (R. beggeriana var. glabrata)

nachgewiesen.

Ergebnisse 40

Die verschiedenen β-Carotin-Isomere konnten mit Ausnahme des

(13Z)-β-Carotins aus allen Proben isoliert werden. R. persica und

R.arkansana SGH enthielten dieses Isomer nicht. Der geringste

(Gesamt)-β-Carotin-Gehalt wurde mit 1,11 ± 0,05 mg/100 g TM bei R. persica

ermittelt, der höchste mit 47,07 ± 2,16 mg/100 g TM bei R. beggeriana.

Ausschlaggebend für den (Gesamt)-β-Carotin-Gehalt war das (all-E)-β-Carotin. Es

hatte stets den größten Anteil daran und ist in allen Proben enthalten. Der größte

und geringste Wert fallen auch hier mit 40,93 ± 1,76 mg/100 g TM auf

R. beggeriana und mit 0,91 ± 0,04 mg/100 g TM auf R. persica. Der geringste

Gehalt an (13Z)-β-Carotin beträgt 0,24 ± 0,03 mg/100 g TM (R. roxburghii), der

höchste 5,27 ± 0,20 mg/100 g TM (R. beggeriana). Ähnlich sind die Werte des

(9Z)-β-Carotin: der höchste ermittelte liegt bei 6,62 ± 0,34 g/100 g TM

(R. spinosissima “Grandiflora”), der niedrigste bei 0,21 ± 0,01 g/100 g TM

(R. persica).

Das (all-E)-α-Carotin war nur in 4 Proben nachzuweisen: in R. canina,

R. roxburghii, R. arvensis und R. multiflora, wobei der geringste Gehalt

0,21 ± 0,04 mg/100 g TM, der höchste Gehalt 2,08 ± 0,09 mg/100 g TM betrug.

Sowohl (all-E)-Lutein als auch (all-E)-Zeaxanthin wurden in allen Proben

nachgewiesen. Der geringste Gehalt an (all-E)-Lutein betrug

0,46 ± 0,05 mg/100 g TM (R. sweginzowii), der höchste gemessene war

6,49 ± 0,18 mg/100 g TM (R multiflora). Die Spanne beim (all-E)-Zeaxanthin ist

deutlich größer: sie reicht von 0,30 ± 0,04 mg/100 g TM (R. stellata “Myrifica”) bis

80,89 ± 11,11 mg/100 g (R. beggeriana).

(all-E)-β-Cryptoxanthin konnte in R. arvensis, R. moschata und

R. stellata “Myrifica” nicht nachgewiesen werden. Die ermittelten Werte der

anderen Proben bewegen sich im Bereich von 0,08 ± 0,01 mg/100 g (R. persica)

bis 16,82 ± 0,40 mg/100 g (R. rugosa f. regeliana).

In fünf der Proben wurde kein (all-E)-Rubixanthin nachgewiesen: R. persica,

R spinosissima, R. spinosissima “Grandiflora“, R stellata “Myrifica” und

R. multiflora. R. roxburghii hatte mit 0,27 ± 0,95 mg/100 g den geringsten Gehalt.

Den höchsten Gehalt hatte mit 42,00 ± 1,59 mg/100 g die R. rugosa f. regeliana.

Ergebnisse 41

4.3 Clusteranalyse

Die Ergebnisse der Clusteranalyse wurden als Dendrogramme dargestellt. Die

Dendrogramme für die einzelnen Carotinoide sind im Anhang in den Abbildungen

25 bis 48 (alternierend mit den zugehörigen Diagrammen) zu finden. Das

Dendrogramm für alle Carotinoide ist hier zu sehen:

C A S E 0 5 10 15 20 25 Label Num +---------+---------+---------+---------+---------+ roxburghii 17 òø

stellata 19 òú

persica 1 òú

moschata 26 òôòòòòòòòø

agrestis 8 òú ó

canina 10 òú ó

spinos. g. 18 ò÷ ó

sherardii 5 òø ó

caesia 27 òú ùòòòòòø

pendul. b 30 òú ó ó

elliptica 14 òú ó ó

rubiginosa 11 òú ó ó

tomentella 23 òôòø ó ó

arvensis 15 ò÷ ó ó ó

micrantha 2 òø ùòòòòò÷ ó

jundzillii 24 òú ó ùòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòø

majalis 13 òôò÷ ó ó

mollis 12 ò÷ ó ó

arkansa nbg 3 òûòø ó ó

nitida 28 ò÷ ùòòòø ó ó

pendulina 9 òø ó ó ó ó

arkansa sgh 20 òôò÷ ó ó ó

rugosa rege 4 ò÷ ùòòòòòòò÷ ó

spinosi 16 òø ó ó

filipes 29 òôòø ó ó

sweginzowii 22 ò÷ ùòòò÷ ó

beggeria 7 òòò÷ ó

begger. g. 6 òûòòòø ó

sicula 25 ò÷ ùòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòò÷

multiflora 21 òòòòò÷

Abbildung 24 : Dendrogramm der Clusteranalyse für den Gehalt an allen Carotinoiden

Ergebnisse 42

SPSS hat die Proben nach der “Ward Methode“ in neun Cluster unterteilt. Die

kleinsten Cluster beinhalten nur eine Art, die größten sieben Arten.

Die Gruppen setzen sich wie folgt zusammen (Gruppen auf unterschiedlichen

Splits sind durch Leerzeile getrennt:

Gruppe 1: R. roxburghii, R. stellata „Myrifica“, R. persica, R. moschata,

R. agrestis, R. canina und R. spinosissima „Grandiflora“

Gruppe 2: R. sherardii, R. caesia, R. pendulina “Bourgogne”, R. elliptica,

R. rubiginosa, R. tomentella und R. arvensis

Gruppe 3: R. micrantha, R. jundzillii, R. majalis und R. mollis

Gruppe 4: R. arkansa NBG und R. nitida

Gruppe 5: R. pendulina, R. arkansa SGH und R. rugosa f. regeliana

Gruppe 6: R. spinosissima, R. filipes und R. sweginzowii

Gruppe 7: R. beggeriana

Gruppe 8: R. beggeriana glabrata und R. sicula

Gruppe 9: R. multiflora

Bei der Clusterung der Proben anhand ihres (all-E)-Lycopin-Gehalts entstanden

fünf Gruppen, die zwischen einer und dreizehn Arten enthielten. Die

Gruppenzusammensetzung ist wie folgt, wobei die Gruppen folgend immer

aufsteigend vom geringsten zum höchsten Gehalt sortiert sind:

Gruppe 1: R. spinosissima „Grandiflora“, R. stellata „Myrifica“, R. persica,

R. roxburghii, R. moschata, R. spinosissima, R. agrestis und

R. filipes

Gruppe 2: R. canina, R. beggeriana , R. arkansa SGH, R. rubiginosa,

R. elliptica, R. rugosa f. regeliana, R. sherardii, R. arvensis,

R. pendulina “Bourgogne”, R. sweginzowii, R. caesia,

R. tomentella und R. pendulina

Gruppe 3: R. arkansa NBG, R. mollis , R. micrantha, R. nitida, R. majalis und

R. jundzillii

Ergebnisse 43

Gruppe 4: R. beggeriana glabrata und R. sicula


Es ergeben sich die folgenden vier Gruppen nach Gruppierung bezüglich

(Z)-Lycopin-Isomer I- Gehalt:

Gruppe 1: R. stellata „Myrifica“, R. moschata, R. persica, R. roxburghii,

R. spinosissima, R. spinosissima „Grandiflora“und R. agrestis

Gruppe 2: R. canina, R. pendulina “Bourgogne”, R. arkansa SGH, R. caesia,

R. elliptica, R. sherardii, R. arvensis, R. micrantha, R. tomentella,

R. rubiginosa, R. filipes, R. mollis, R. sweginzowii und R. jundzillii

Gruppe 3: R. rugosa f. regeliana, R. majalis , R. sicula und R. multiflora

Gruppe 4: R. beggeriana glabrata, R. beggeriana, R. arkansa NBG, R. nitida

und R. pendulina

Nach dem Gehalt an (Z)-Lycopin-Isomer II lassen sie die Rosen in 3 Gruppen

aufteilen:

Gruppe 1: R. canina, R. pendulina “Bourgogne”, R. arkansa SGH, R. arvensis,

R. tomentella, R. moschata, R. filipes, R. persica,

R. stellata „Myrifica“,R. multiflora, R. roxburghii,

R. spinosissima „Grandiflora“,R. agrestis, R. spinosissima,

R. jundzillii, R. caesia und R. mollis

Gruppe 2: R. micrantha, R. rubiginosa, R. sherardii, R. sicula, R. elliptica,

R. beggeriana, R. sweginzowii und R. rugosa f. regeliana

Gruppe 3: R. beggeriana glabrata, R. nitida, R. arkansa NBG, R. majalis und

R. pendulina

Die Clusterung nach dem Gehalt an der (Z)-Lycopin-Isomeren-Gruppe ergab die

folgenden vier Gruppen:

Gruppe 1: R. moschata, R. filipes, R. persica, R. spinosissima „Grandiflora“,

R. stellata „Myrifica“, R. spinosissima und R. roxburghii

Ergebnisse 44

Gruppe 2: R. rubiginosa, R. multiflora, R. majalis , R. jundzillii, R. sweginzowii,

R. mollis, R. elliptica, R. caesia, R. tomentella, R. sherardii,

R. pendulina “Bourgogne”, R. arkansa SGH, R. canina, R. arvensis,

R. micrantha und R. agrestis

Gruppe 3: R. beggeriana und R. pendulina

Gruppe 4: R. arkansa NBG, R. nitida, R. beggeriana glabrata, R. sicula und

R. rugosa f. regeliana

Gruppiert nach dem (all-E)-β-Carotin- Gehalt ergeben sich diese fünf Gruppen:

Gruppe 1: R. micrantha, R. sweginzowii, R. multiflora, R. canina, R. agrestis,

R. pendulina “Bourgogne”, R. arvensis, R. rubiginosa , R. mollis und

R. spinosissima „Grandiflora“

Gruppe 2: R. roxburghii, R. stellata „Myrifica“, R. moschata und R. persica

Gruppe 3: R. filipes und R. beggeriana

Gruppe 4: R. beggeriana glabrata, R. caesia, R. jundzillii, R. majalis,

R. sherardii, R. pendulina, R. rugosa f. regeliana, R. elliptica und

R. spinosissima

Gruppe 5: R. arkansa SGH, R. arkansa NBG, R. tomentella, R. sicula und

R. nitida

Nach (13Z)-β-Carotin- Gehalt geclustert entstehen folgende fünf Gruppierungen:

Gruppe 1: R. elliptica, R. arkansa SGH, R. persica, R. roxburghii,

R. stellata „Myrifica“,R. moschata, R. agrestis und R. arvensis

Gruppe 2: R. mollis, R. caesia, R. rubiginosa, R. micrantha, R. jundzillii,

R. spinosissima, R. canina, R. pendulina “Bourgogne”, R. tomentella,

R. rugosa f. regeliana, R. pendulina und R. sweginzowii

Gruppe 3: R. sherardii, R. spinosissima „Grandiflora“, R. multiflora und

R. majalis

Gruppe 4: R. arkansa NBG, R. nitida, R. beggeriana glabrata und R. sicula

Gruppe 5: R. filipes und R. beggeriana

Ergebnisse 45

Aus dem (9Z)-β-Carotin-Gehalt ergibt sich diese Gruppierung:

Gruppe 1: R. arvensis, R. jundzillii, R. micrantha, R. caesia, R. mollis,

R. stellata „Myrifica“, R. moschata, R. rubiginosa, R. persica,

R. sweginzowii, R. roxburghii, R. agrestis, R. pendulina “Bourgogne”,

R. beggeriana, R. canina, R. elliptica, R. tomentella und R. sherardii

Gruppe 2: R. spinosissima und R. spinosissima „Grandiflora“

Gruppe 3: R. rugosa f. regeliana, R. filipes und R. multiflora

Gruppe 4: R. beggeriana glabrata, R. pendulina, R. majalis , R. sicula R. nitida,

R. arkansa NBG und R. arkansa SGH

Die Proben lassen sich nach ihrem (all-E)-α-Carotin-Gehalt in die folgenden drei

Gruppen einteilen, wobei die erste Gruppe kein (all-E)-α-Carotin enthält:

Gruppe 1: R. jundzillii, R. micrantha, R. caesia, R. mollis, R. majalis , R. sicula,

R. stellata „Myrifica“, R. moschata, R. rubiginosa, R. persica,

R. sweginzowii, , R. agrestis, R. pendulina “Bourgogne”,

R. beggeriana, R. elliptica, R. tomentella, R. sherardii,

R. spinosissima, R. spinosissima „Grandiflora“, R. nitida,

R. rugosa f. regeliana, R. filipes, R. beggeriana glabrata,

R. pendulina, R. arkansa NBG und R. arkansa SGH

Gruppe 2: R. roxburghii, R. arvensis und R. canina,


Diese vier Gruppen entstehen beim clustern bezüglich des (all-E)-Lutein-Gehalts:

Gruppe 1: R. elliptica, R. caesia, R. rubiginosa, R. roxburghii, R. mollis,

R. stellata „Myrifica“,R. pendulina, R. pendulina “Bourgogne”,

R. spinosissima „Grandiflora“,R. nitida, R. sherardii, R. canina,

R. spinosissima und R. sweginzowii

Gruppe 2: R. beggeriana glabrata, R. sicula, R. micrantha, R. beggeriana,

R. filipes R. majalis , R. persica, R. rugosa f. regeliana, R. tomentella

Ergebnisse 46

Gruppe 3: R. arvensis, R. multiflora und R. moschata

Gruppe 4: R. arkansa NBG, R. agrestis, R. arkansa SGH und R. jundzillii

Nach dem Gehalt an (all-E)-Zeaxanthin gruppiert, arrangieren sich die Proben

wie folgt:

Gruppe 1: R. canina, R. rubiginosa, R. micrantha, R. jundzillii, R. sicula,

R. mollis, R. tomentella, R. agrestis, R. elliptica, R. caesia,

R. spinosissima „Grandiflora“, R. pendulina “Bourgogne”,

R. sherardii, R. majalis , R. multiflora, R. persica, R. moschata,

R. roxburghii, R. arvensis und R. stellata „Myrifica“

Gruppe 2: R. arkansa NBG, R. nitida, R. sweginzowii

Gruppe 3: R. beggeriana glabrata, R. filipes, R. pendulina, R. arkansa SGH,

R. spinosissima und R. rugosa f. regeliana,

Gruppe 4: R. beggeriana

Folgende vier Gruppen entstehen beim Clustern in Bezug auf den Gehalt an

(all-E)-β-Cryptoxanthin:

Gruppe 1: R. canina, R. rubiginosa, R. micrantha, R. jundzillii, R. sicula,

R. mollis, R. tomentella, R. agrestis, R. elliptica, R. caesia,

R. spinosissima „Grandiflora“, R. pendulina “Bourgogne”, R. filipes

R. sherardii, R. majalis , R. multiflora, R. persica, R. moschata,

R. roxburghii, R. arvensis, R. stellata „Myrifica“ und R. sweginzowii

Gruppe 2: R. pendulina, R. arkansa SGH und R. beggeriana glabrata

Gruppe 3: R. arkansa NBG, R. nitida, R. spinosissima und R. beggeriana

Gruppe 4: R. rugosa f. regeliana

Ergebnisse 47

Auch beim Gruppieren der Proben nach (all-E)-Rubixanthin-Gehalt entstehen

vier Gruppen:

Gruppe 1: R. stellata „Myrifica“, R. multiflora, R. persica, R. spinosissima,

R. spinosissima „Grandiflora“,R. roxburghii, R. arvensis,

R. moschata, R. agrestis und R. filipes

Gruppe 2: R. canina, R. majalis, R. tomentella und R. elliptica

Gruppe 3: R. arkansa NBG, R. mollis, R. rugosa f. regeliana,

R. beggeriana glabrata, R. pendulina und R. arkansa SGH

Gruppe 4: R. rubiginosa, R. micrantha, R. jundzillii, R. sicula, R. caesia,

R. pendulina “Bourgogne”, R. sherardii, R. sweginzowii, R. nitida und

R. beggeriana

Die phylogenetische Relevanz dieser Ergebnisse wird im folgenden Kapitel

diskutiert.

Diskussion 48

5. Diskussion

5.1 Gehalte der Carotinoide Zu den Gehalten der Carotinoide liegt zum Vergleich die Arbeit von HOHBEIN

(2007) vor. Sie untersuchte u.a. R. canina, R. rugosa, R. sherardii, R. caesia und

R. pendulina, die 2005 gesammelt wurden. Die im Rahmen dieser Arbeit

ermittelten Werte unterscheiden sich zum Teil sehr von denen von HOHBEIN

ermittelten. Die Methoden dieser Arbeit gleichen denen von HOHBEIN, so dass

dies als Varianz-Faktor ausgeschlossen werden kann.

Die R.canina (von einem anderen Standort: Varel) enthält bei HOHBEIN mehr als

das Dreifache an (Z)-Lycopin-Isomer I (7,76 ± 0,19 gegenüber

2,31 ± 0,12 mg/100 g TM), mehr als das Doppelte an (Z)-Lycopin-Isomeren-

Gruppe (1,16 ± 0,08 gegenüber 0,48 ± 0,04 mg/100 g TM) und annähernd das

Doppelte an (Z)-Lycopin-Isomer I (0,74 ± 0,05 gegen 0,38 ± 0,02 mg/100 g TM).

Auch enthält die Probe von HOHBEIN mehr als doppelt so viel (all-E)-Lycopin

(36,71 ± 2,03 gegenüber 14,28 ± 0,20 mg/100 g TM). Die β-Carotin-Werte

hingegen sind sich eher ähnlich (1,24 ± 0,14 gegenüber 1,16 ± 0,05 mg/100 g TM

beim (13Z)-β-Carotin; 18,80 ± 0,27 gegenüber 11,17 ± 0,52 mg/100 g TM beim

(all-E)-β-Carotin; 1,07 ± 0,11 gegenüber 0,86 ± 0,06 mg/100 g TM (9Z)-β-Carotin).

Die Werte der Xanthophylle weichen wiederum sehr ab: HOHBEINs Probe enthielt

annähernd das Dreifache (5,55 ± 0,10 gegenüber 1,88 ± 0,10 mg/100 g TM) an

(all-E)-Lutein, über das Doppelte an (all-E)-β-Cryptoxanthin (1,20 ± 0,03

gegenüber 0,50 ± 0,02 mg/100 g TM) und (all-E)-Rubixanthin (13,06 ± 0,23

gegenüber 5,84 ± 0,35 mg/100 g TM). Der (all-E)-Zeaxanthin-Gehalt ist annähernd

gleich (7,38 ± 0,07 gegenüber 5,74 ± 0,33 mg/100 g TM).

Die Gehalte der beiden R. rugosa (bezogen auf die Rose aus Varel bei HOHBEIN)

unterscheiden sich jedoch im Ganzen relativ wenig voneinander.

Die beiden R. sherardii unterscheiden sich vor allem in ihren Gehalten an

(all-E)-Lycopin, (Z)-Lycopin-Isomer I, (Z)-Lycopin-Isomeren-Gruppe,

(9Z)-β-Carotin, (all-E)-Lutein und (all-E)-β-Cryptoxanthin. HOHBEINs Werte sind

bei diesen Carotinoiden deutlich höher. Bei den nicht genannten sind die Werte

annähernd gleich.

Diskussion 49

Die R. caesia unterscheiden sich in den Gehalten an: (Z)-Lycopin-Isomer I,

(Z)-Lycopin-Isomer II, (all-E)-Lycopin, (13Z)-β-Carotin und (all-E)-Lutein, wobei

beim (Z)-Lycopin-Isomer II in der vorliegenden Arbeit deutlich mehr ermittelt

wurde, bei den anderen Carotinoiden deutliche weniger.

Diese großen Unterschiede lassen den Schluss zu, dass neben der genetischen

Konstitution andere Bedingungen ausschlaggebend für die Quantität der

Carotinoide in Hagebutten sind.

5.2 Untersuchung auf Phylogenetische Informationen Aufgrund der ubiquitären Verbreitung von Carotinoiden im Pflanzenreich ist keine

große Variabilitätsbreite in der Gattung zu erwarten. Auch war die Evolutionszeit

der Rosen relativ kurz, so dass zeitintensive Mechanismen wie Selektion und

Nischenbildung kaum zur Entstehung von eigenen Stoffklassen in den

Untergruppen geführt haben können.

Der Reifegrad der Hagebutten hat nach LASKE et al. (2006) einen erheblichen

Einfluss auf den Gehalt der Carotinoide. Während der Gehalt von (all-E)-Lycopin,

den (Z)-Lycopin-Isomeren, (all-E)-β-Carotin, (9Z)-β-Carotin und

(all-E)-β-Cryptoxanthin mit zunehmendem Reifegrad zunimmt, nimmt der Gehalt

an (all-E)-Lutein ab. Ein genau gleicher Reifegrad aller untersuchten Hagebutten

kann jedoch nicht gewährleistet werden, ist im Gegenteil sogar eher

unwahrscheinlich. Zudem begegneten schon frühere Bemühungen, sekundäre

Pflanzenstoffe zur Taxonomie von Rosa zu nutzen, Schwierigkeiten. Die

Varianzen der Inhaltsstoffe waren entweder sehr gering oder spiegelten zu viele

unbekannte Faktoren wieder (FIASSON, 2003).

Auch der Vergleich mit anderen Werten (siehe 5.1) legt nahe, dass viele Faktoren

neben der genetischen Ausstattung einer Pflanze bei der Ausprägung der

Carotinoid-Gehalte eine Rolle spielen.

Dementsprechend ist auch hier kein klares Bild zu erwarten. Die Gruppierungen

werden vermutlich zum Teil phylogenetischen Zusammenhängen folgen, jedoch

zu einem nicht unbeträchtlichen Teil auch die Standorte und deren

Umweltbedingungen widerspiegeln. Viele der analysierten Pflanzen stammen

Diskussion 50

allerdings von mehr oder weniger gleichen Standorten. Der Variabilität sollten also

eher genetische Konstitutionen zu Grunde liegen als äußere Faktoren.

5.2.1 Gruppierungen nach Einzelkomponenten

(all-E)-Lycopin

Obwohl einige Rosen sehr hohe Gehalte, andere sehr geringe oder gar keinen

Gehalt haben, geben die Strukturen keine Anhaltspunkte für phylogenetische oder

geographische Gruppierungen.

(Z)-Lycopin-Isomer I Die basale Gruppe 4 besteht nur aus Cinnamomeae und Carolinae, die zum

selben Ast gehörende Gruppe 3 enthält zwei weitere Cinnamomeae, eine Caninae

(R. sicula) und eine Synstylae (R. multiflora). Gruppe 2 enthält fast ausschließlich

Caninae, die Gruppe 1 mit dem niedrigsten Gehalt setzt sich aus den übrigen

Gruppen zusammen.

Es zeigt sich also in der Tendenz eine Art Gefälle von den hoch dosierten

Cinnamomeae und Carolinae, über die mittleren Gehalte bei den Caninae bis zu

den niedrigen Gehalten beim Rest.

(Z)-Lycopin-Isomer II Die Struktur ähnelt der des (Z)-Lycopin-Isomer I. Die Gruppe mit dem höchsten

Gehalt setzt sich aus Cinnamomeae und Carolinae zusammen. Die mittlere

Gruppe besteht aus Caninae und zwei Cinnamomeae (R. rugosa, R. sweginzowii).

Die erste, niedrig dosierte Gruppe setzt sich aus dem Rest zusammen.

Besonders hinsichtlich der Zusammengruppierung der Cinnamomeae und

Carolinae erinnert die Struktur beider (Z)-Lycopin-Isomere stark an die

phylogenetische Rekonstruktion anhand von nrITS-1-Daten von WISSEMANN &

RITZ (2005). Die Caninae sind bei WISSEMANN & RITZ deutlicher als Gruppe

abgesetzt, es findet sich aber auch eine bunt gemischte Gruppe mit dem Rest der

Sektionen und Subgenera.

Diskussion 51

(Z)-Lycopin-Isomeren-Gruppe Der basale Ast (Gruppen 3 und 4) besteht (abgesehen von R. sicula, die sich in

allen Dendrogrammen für eine Canina merkwürdig verhält) aus Cinnamomeae

und Carolinae. Die Gruppe 2 besteht überwiegend aus europäischen und

amerikanischen Arten, während die Gruppe mit dem geringsten Gehalt aus

europäischen und asiatischen Arten besteht.

Neben einer geringen geographischen Tendenz ist die erneute

Zusammengruppierung von Cinnamomeae und Carolinae auffällig.

(all-E)-β-Carotin Die Gruppierung zeigt keinerlei phylogenetische oder geographische Muster.

Dieses Carotin scheint ein Beispiel für einen zwar grundlegend vorhandenen aber

individuell ausgeprägten Inhaltsstoff zu sein.

(13Z)-β-Carotin Sowohl geographische als auch phylogenetische Gruppen sind bei diesem

Inhaltsstoff in allen Gruppierungen zusammenhangslos verteilt.

Erwähnenswert ist die Zusammengruppierung von R. stellata, R. persica und

R. roxburghii.

(9Z)-β-Carotin

Auffällig ist, dass fast alle europäischen Arten (Ausnahmen sind R. sicula und

R. majalis), darunter alle Caninae, sich auf dem oberen Ast (Gruppe 1) befinden.

Der untere Ast mit den höheren Gehalten (Gruppen 2 bis 4) besteht aus den

Carolinae, Cinnamomeae und Pimpinellifoliae sowie einer Caninae (R. sicula).

Geographische Bezüge lassen sich nur in sehr geringem Masse feststellen.

Tendenziell enthalten die Caninae (außer der R. sicula) wenig (9Z)-β-Carotin,

während die Carolinae und Cinnamomeae zu höheren Gehalten neigen.

(all-E)-α-Carotin

Dieses Carotin wurde nur viel Mal nachgewiesen. Die Rosen, die es enthalten

(R. canina, R. arvensis, R. roxburghii, R. multiflora) lassen sich aber keiner

gemeinsamen Gruppe, weder phylogenetisch noch geographisch, zuordnen.

Diskussion 52

(all-E)-Lutein Die Gruppierungen folgen keinem phylogenetischen oder geographischen Muster.

Das Carotinoid ist in allen Proben vorhanden. Es gehört möglicherweise zu den

Stoffen, die zur Grundausstattung einer jeden Rose bzw. Hagebutte zählen.

(all-E)-Zeaxanthin Die Struktur des Dendrogrammes ähnelt der der phylogenetischen Rekonstruktion

anhand von cpDNA von WISSEMANN & RITZ (2005). Allerdings gruppierten sich

dort die R. persica und die R. stellata eher basal in die Nähe von R. spinosissima

und R. arkansana, während sie hier im oberen Ast unter den Caninae zu finden

sind.

Der obere Ast mit geringen (all-E)-Zeaxanthin - Gehalten (Gruppe 1) setzt sich

überwiegend aus europäisch verbreiteten Arten zusammen. Der untere Ast

(Gruppen 2 bis 4) enthält außer R. pendulina nur amerikanische und asiatische

Arten. Zwar gehören die amerikanische R. stellata und die asiatische R. multiflora

zur Gruppe mit wenig (all-E)-Zeaxanthin, dennoch haben die amerikanischen und

asiatischen Arten in der Tendenz einen eher hohen (all-E)-Zeaxanthin – Gehalt.

Möglicherweise stellt das Besitzen von (all-E)-Zeaxanthin in Europa einen

Selektionsnachteil dar.

(all-E)-β-Cryptoxanthin Der basale Ast (Gruppen 2 bis 4) mit hohem Gehalt setzt sich bis auf die

R. spinosissima (Pimpinellifoliae) aus Arten der Sektionen Carolinae und

Cinnamomeae zusammen. Eine Ausnahme bildet die R. majalis mit relativ

geringem Gehalt.

Ein hoher Gehalt an (all-E)-Cryptoxanthin scheint also typisch für Carolinae und

Cinnamomeae zu sein.

(all-E)-Rubixanthin

Die Struktur erinnert mit der bunt gemischten Gruppe 1 an die Struktur der beiden

(Z)-Lycopin-Isomere. Die Gruppierungen sind aber zu unscharf, um wirklich

Tendenzen ablesen zu können. Interessant ist, dass nicht alle Rosen dieses nach

BRITTON et al. (2002) Hauptcarotinoid der Rosen enthalten.

Diskussion 53

5.2.2 Gruppierung nach Gehalten aller Carotinoide

Der basale Ast (Gruppe 8 und 9; R. beggeriana glabrata, R. sicula, R. multiflora)

entsteht durch die hohen Gehalte an (all-E)-Lycopin. Der untere Ast des oberen

Splits (Gruppe 6 und 7) ist ein europäisch-asiatischer Ast. Der aus den Gruppen 4

und 5 bestehende Ast beinhaltet nur die europäisch-amerikanisch verbreiteten

Cinnamomeae und Carolinae.

Die oberen Gruppen enthalten überwiegend europäisch-asiatische Sippen. Die

Gruppen 2 und 3 setzen sich insbesondere ausschließlich aus europäischen Arten

der Sektionen Caninae und Cinnamomeae und der einzigen europäischen

Synstylae (R. arvensis) zusammen.

Interessant am oberen, gering dosierten Ast ist, dass auch hier in der Summe die

R. persica, R. stellata und R. roxburghii zusammen gruppiert werden.

5.3 Phylogenetische Diskussion

Subgenus Hulthemia Die einzige Art R. persica tritt hier niemals isoliert auf. Ihre Zugehörigkeit zu einer

eigenen Untergattung ist seit dem diese 1824 von DUMORTIER beschrieben

wurde, umstritten. Die isolierte Stellung wird mit der Reduktion des Fiederblattes

zu einem einzelnen Blättchen ohne Stipeln begründet. Die Anzahl der Blättchen ist

innerhalb der Rosen aber ohnehin sehr variabel. Die Annahme, die Reduktion sei

Folge von Anpassung an heißes Klima in Zentral Asien wird u.a. von

WISSEMANN & RITZ (2005) vertreten. Auch für eine Zugehörigkeit der R. persica

zu Rosa spricht die Tatsache, dass sie mit Rosa-Arten hybridisiert. Die

vorliegenden Daten unterstützen wie auch die molekularen Daten von

WISSEMANN & RITZ (2005) eine Zugehörigkeit zum Genus Rosa und geben der

Abspaltung hiervon keine Berechtigung. Allerdings lassen die Daten keine

genauere Zuordnung zu.

Auffällig ist die beständige Nähe von R. persica, R. stellata und R. roxburghii

(Allerdings war dies bei den relativ gleichen, nicht reifenden Hagebutten mit sehr

geringen Carotinoid-Gehalten auch zu erwarten.). Alle drei Arten haben

Samenanlagen im fleischigen Blütenboden, was sie von Rosa, deren

Diskussion 54

Samenanlagen am Rand und Boden des Hypanthiums eingefügt sind,

unterscheidet und eine Verwandtschaft nahe legt. Die molekularen Daten von

WISSEMANN & RITZ zeigen eine Stellung der R. persica als Schwester aller

anderen untersuchten Arten an (cpDNA) oder ordnet sie zusammen mit R. stellata

(Sungenus Hesperhodos) in eine große Gruppe gemischter Sektionen der Rosa

ein (nrITS).

Subgenus Hesperhodos

Auch die einzige Art dieses Subgenus, R. stellata, tritt niemals isoliert auf einem

Ast auf. Es lässt sich kein Hinweis darauf finden, dass die Rose eine von der

Gattung Rosa isolierte Stellung einnimmt. Dies folgt auch den molekularen Daten

von WISSEMANN & RITZ (2005), die eine Behandlung von Hesperhodos als

Sektion anstelle eines Subgenus vorschlagen.

Über die Feststellung, dass die Stellung nicht isoliert ist, hinaus, lässt sich keine

Aussage über eine Einordnung machen. Einer Verwandtschaft mit R. roxburghii

und R. persica würden die Daten jedoch wenigstens nicht widersprechen.

Subgenus Platyrhodon

Für R. roxburghii ist praktisch keine Aussage möglich. Diese Gruppe ist auch

morphologisch und nach molekularen Daten schwer einzuordnen. WISSEMANN &

RISS schlagen eine Einordnung in den Subgenus Rosa als eigene Sektion vor.

Dies zumindest kann aufgrund der immer wieder mitten in Rosa liegenden

Stellung in den Dendrogrammen unterstützt werden.

Die Nähe der R. roxburghii zur R. stellata und R. persica in den Gehalten bleibt

interessant, sollte aber auch nicht überbewertet werden. Die Hagebutten aller drei

Arten reifen nicht, enthalten also natürlich sehr wenige Carotinoide. Unreife Butten

der anderen Arten hätten wahrscheinlich zu ähnlichen Ergebnisses geführt. Dies

legt die R. moschata nahe: sie wies bei den ebenfalls grünen Hagebutten ebenso

sehr geringe Carotinoid-Gehalte auf. LASKE et al. (2005) zeigten ja auch, dass die

Gehalte an Carotinoiden vom Reifegrad der Hagebutten abhängen.

Diskussion 55

Subgenus Rosa Sektion Pimpinellifoliae

Die beiden untersuchten R. spinosissima und R. spinosissima “Grandiflora”

verhalten sich bemerkenswert. Bei allen Lycopin-Isomeren sind sie in

gemeinsamen Gruppen zu finden. Beim (all-E)-β-Carotin jedoch findet sich die

“Grandiflora” in der Gruppe mit den geringsten Gehalten, während die

R. spinosissima in die Gruppe mit den zweithöchsten Gehalten eingeordnet

wurde. Auch beim (13Z)-β-Carotin sind beide auf unterschiedlichen Ästen zu

finden. Beim (9Z)-β-Carotin bilden sie zusammen allein eine Gruppe auf dem

unteren Ast und beide enthalten kein (all-E)-α-Carotin. Der (all-E)-Lutein-Gehalt ist

bei beiden Pflanzen ähnlich. Der (all-E)-Zeaxanthin-Gehalt jedoch führt zu einer

Lage auf unterschiedlichen Ästen. Auch beim (all-E)-β-Cryptoxanthin ist dies so.

Beim (all-E)-Rubixanthin wiederum finden sich die beiden Rosen wieder in einer

Gruppe. Interessant ist dies, weil es die R. spinosissima “Grandiflora” auch als

R. altaica geführt wird und evtl. gar keine spinosissima ist. Eine Klärung dessen

wäre vor allem aus Gründen des Naturschutzes wichtig. Oft werden sterbende

Bestände der R. spinosissima durch Nachplanzungen mit R. altaica ersetzt, die

aber wohl keine richtige R. spinosissima ist. Die Carotinoid-Daten lassen keine

definitive Zuordnung zu, unterstützen aber durch die teilweise sehr abweichenden

Werte die Ansicht, die beiden Pflanzen als zwei verschiedene Arten zu behandeln.

Des Weiteren ist eine Trennung der Pimpinellifoliae von den Cinnamomeae und

Carolinae nicht deutlich. Beim (all-E)-β-Cryptoxanthin zum Beispiel findet sich die

R. spinosissima mitten in einer ansonsten reinen Cinnamomeae/Caroliae-Gruppe.

Dies deckt sich mit den Ergebnissen aus molekularen Daten (WISSEMANN &

RITZ, 2005) und den biochemischen Daten von GROSSI et al. (1998). Allerdings

steht die R. spinosissima bei anderen Dendrogrammen zusammen mit Synstylae

auf einem Ast. Diesen Tendenzen sollte man weiter nachgehen, indem man

weitere Arten aus der Sektion, darunter unbedingt auch außereuropäische Arten,

untersucht.

Diskussion 56

Sektion Caninae

Diese Sektion zeigt sich in den Dendrogrammen relativ einheitlich als Gruppe. Das

die Arten alle europäisch verbreitet sind, kann dies allerdings auch

geographischen Hintergrund haben. Dies ist ähnlich wie bei den nrITS-Daten von

WISSEMANN & RITZ. Eine Aufschlüsselung in die einzelnen Subsektionen ist mit

den vorliegenden Daten nicht möglich. Auch eine Verwandtschaftseinordnung ist

nicht vornehmbar .

Sektion Carolinae:

Vertreten durch Rosa nitida nimmt diese Sektion nie eine separate Stellung von

den Cinnamomeae ein. Bereits molekulare Daten bei WISSEMANN & RITZ (2005)

und biochemische Daten bei GROSSI et al. (1998) deuteten darauf hin, dass

Cinnamomeae und Carolinae zusammen gehören. Die Carotinoid-Daten

unterstützen die Annahme einer gemeinsamen Gruppe.

Sektion Cinnamomeae

Die Trennung von Cinnamomeae (incl. Carolinae) und Pimpinellifoliae ist hier nicht

deutlich. Im Gegenteil zeigt sich eine Zusammengruppierung der drei Sektionen

zum Beispiel beim (all-E)-β-Cryptoxanthin (siehe unter Sektion Pimpinellifoliae).

Dies zeigen auch andere phytochemische Daten (GROSSI et al., 1998) und die

molekularen Daten von WISSEMANN & RITZ (2005).

Sektion Synstylae

Obwohl beim (all-E)-Lutein-Dendrogramm die drei Synstylae zusammen gruppiert

werden, ist insgesamt das Bild nicht so einheitlich wie bei GROSSI et al. (1998).

Interessant ist, das R. arvensis, die die einzige europäische Synstylae ist, häufig

eher mit den europäischen Rosen als mit den ihr phylogenetisch näher stehenden

Arten zusammen gruppiert wird.

Dies ist ein Hinweis darauf, dass Carotinoid-Daten wohl eher Muster lokaler

Adaption als phylogenetische Muster enthalten.

Die Sektionen Rosa, Indicae, Banksianae, Laevigatae und Bracteatae wurden

nicht untersucht.

Diskussion 57

5.4 Fazit

Wie erwartet lieferte keines der Dendrogramme eindeutige Aussagen zur

Phylogenie. Es scheint sich die Vermutung zu bestätigen, dass Carotinoide zwar

natürlich eine genetische Konstitution widerspiegeln, in ihrer tatsächlichen

Ausprägung aber von vielen weiteren Faktoren abhängig sind.

Tendenzen, die auf anderem Wege erzielte Erkenntnisse unterstützen, liefern die

Daten aber allemal. Besonders interessant in dieser Hinsicht ist die Einordnung

der Carolinae in die Cinnamomeae, die durch die vorliegenden Daten unterstützt

wird. Auch, dass die drei umstrittenen Subgenera so eng beieinander liegen, aber

nie eine separate Stellung außerhalb der Rosa einnehmen, ist interessant und

unterstützt die Überlegungen zur Einordnung dieser in die Rosa.

Eine Analyse weiterer Arten und auch eine Analyse von Varianzen innerhalb

einzelner Arten und an einzelnen Standorten über mehrere Jahre können sicher

dazu beitragen, die ermittelten Muster besser interpretieren zu können - als

tatsächlich phylogenetische oder als zufällige, von der individuellen Expression

einzelner Pflanzen abhängige Muster. Auch kann eine breite Datenbasis helfen,

Schlüsse aus Daten anderer Methoden (molekulargenetischer Natur zum Beispiel)

zu untermauern und/oder bestehende Zweifel zu vertiefen.

Anhang VII

Anhang

Zu 2.1.2 Die analysierten Arten im Einzelnen

Nr. Artname Gesammelt inGesammelt

am Bemerkungen 1 R. persica NBG Sommer 06 2 R. micrantha Groß Schneen Sommer 06 Autogamie

3 R. arkansana NBG 408/98 Loc 1 Sommer 06 im Text R.arkansana NBG

4 R. rugosa f. regeliana NBG Sommer 06

5 R. sherardii NBG Sommer 06

6 R. beggeriana var. glabrata SGH 28.09.2006

7 R. beggeriana SGH H4 28.09.2006 8 R. agrestis VW 07.09.2006 Mutterpflanze: Lübeck, Dummersdorfer Ufer 9 R. pendulina VW 07.09.2006 Mutterpflanze: Dürrenwald

10 R. canina Cospeda, Napoleonstein 07.09.2006

11 R. rubiginosa Cospeda, Napoleonstein 07.09.2006

12 R. mollis VW 07.09.2006 Mutterpflanze: Geltinger Bucht 13 R. majalis VW 07.09.2006 Mutterpflanze: Schlatt

14 R. elliptica Cospeda, Napoleonstein 07.09.2006

15 R. arvensis VW 07.09.2006 Mutterpflanze: Starkenberg 16 R. spinosissima VW 07.09.2006 Mutterpflanze: Starkenberg 17 R. roxburghii BGJ 07.09.2006

18 R. spinosissima “Grandiflora” SGH H14 28.09.2006

19 R. stellata “Myrifica” SGH H1 28.09.2006

20 R. arkansana SGH H17 28.09.2006 im Text R.arkansana SGH 21 R. multiflora NBG Sommer 06 22 R. sweginzowii NBG Sommer 06 23 R. tomentella NBG Sommer 06 24 R. jundzillii NBG Sommer 06 25 R. sicula SGH H8 28.09.2006 26 R. moschata SGH H13 28.09.2006

27 R. caesia Cospeda, Napoleonstein 07.09.2006

28 R. nitida SGH H15 28.09.2006 29 R. filipes SGH H3 28.09.2006

30 R. pendulina "Bourgogne" SGH H16 28.09.2006

“Bourgogne” Interplant 1983, Auslese aus R. pendulina

Tabelle 1: Überblick über die analysierten Arten

Anhang VIII

Zu 3. Material und Methoden Verwendete Geräte: Analysenwaage Büchnertrichter mit Filterpapier Exsikkator Mühle Reagenzglasschüttler Trockenschrank Ultraschallbad Ultra Turrax Vakuum-Rotationsverdampfer Wasserbad Vakuumpumpe Zentrifuge für Zentrifugengläser 3.2. Analytische Methoden 3.2.1 Extraktion der Carotinoide aus den Hagebutten

Nr. Artname Anzahl TM-

Bestimmungen Anzahl Carotinoid-

Bestimmungen 1 R. persica 2 2 2 R. micrantha 2 3 3 R. arkansana 2 3 4 R. rugosa f. regeliana 2 3 5 R. sherardii 2 3 6 R. beggeriana var. glabrata 1 2 7 R. beggeriana 1 2 8 R. agrestis 2 3 9 R. pendulina 2 3 10 R. canina 2 3 11 R. rubiginosa 2 3 12 R. mollis 2 3 13 R. majalis 2 3 14 R. elliptica 2 3 15 R. arvensis 2 2 16 R. spinosissima 2 3 17 R. roxburghii 2 3 18 R. spinosissima “Grandiflora” 2 3 19 R. stellata “Myrifica” 2 3 20 R. arkansana 2 3 21 R. multiflora 2 3 22 R. sweginzowii 2 3 23 R. tomentella 2 3 24 R. jundzillii 2 3 25 R. sicula 2 2 26 R. moschata 2 2 27 R. caesia 2 3 28 R. nitida 2 3 29 R. filipes 2 2 30 Rosa pendulina "Bourgogne" 2 3

Tabelle 2: Überblick über die Anzahl der Durchgeführten Bestimmungen je Art

Anhang IX

3.2.2 Verseifung der Hagebutten-Extrakte Chemikalien: • 10-%ige methanolische KOH (5 g KOH/50 ml Methanol) • Petrolether • HPLC-Wasser • THF/MeOH mit 0,1% BHT (1 + 1, v/v) 3.2.3 Bestimmung der Carotinoid-Gehalte Chemikalien: • Tetrahydrofuran/Methanol (1 + 1, v/v) mit 0,1% BHT • MgO (Magensiumhydroxidcarbonat) • Standards (1:50-Verdünnung der Stammlösung)

o (all-E)-Lutein o (all-E)-

Zeaxanthin o (all-E)-α-Carotin o (all-E)-β-Carotin o (9Z)-β-Carotin o (13Z)-β-Carotin

o (15Z)-β-Carotin o (all-E)-Rubixanthin o (all-E)-β-Cryptoxanthin o (all-E)-Lycopin o (all-E)-β-apo-8`-Carotinal

HPLC-Bedingungen: • HPLC-Säule: C30-Analysensäule Trentec, 5 µm, 250 x 4,6 mm, (Trentec,

Gerlingen) • Vorsäule: C18 ProntoSil 120-5-C18H 5 µm/10 x 4,0 mm (Bischoff, Leonberg) • Mobile Phase: Tert. Butyl-methyl-ether/Methanol, Gradientenmethode • Gradient: 0 min (MtBE) 10 % (MeOH) 90

% 35 min 45 % 55 % 45 min 55 % 45 % 60 min 55 % 45 % 70 min 10 % 90 %

• Flussrate: 1,3 ml/min • Stoppzeit: 70 min • Säulentemperatur: 17 ± 1° C • Injektionsvolumen: 50 µl • Detektor: Diode Array Detector L-7450 Merck HITACHI, Darmstadt) • Pumpe: HPLC-Pumpe L-7100 (Merk HITACHI, Darmstadt) • Autosampler: L-7200 (Merk HITACHI, Darmstadt) • Säulenthermostat: Jetstream plus

Anhang X

Zu 4 Ergebnisse 4.1 Trockenmasse

Probe Trockenmasse R. persica 0,3878 ± 0,0037 R. micrantha 0,4565 ± 0,0031 R. arkansana NBG 0,2910 ± 0,0067 R. rugosa f. regeliana 0,2417 ± 0,0046 R. sherardii 0,3256 ± 0,0019 R. beggeriana var. glabrata 0,2150 * R. beggeriana 0,2389 * R. agrestis 0,3524 ± 0,0120 R. pendulina 0,3193 ± 0,0064 R. canina 0,4000 ± 0,0000 R. rubiginosa 0,3813 ± 0,1800 R. mollis 0,2878 ± 0,0037 R. majalis 0,2702 ± 0,0006 R. elliptica 0,3614 ± 0,0062 R. arvensis 0,3679 ± 0,0067 R. spinosissima 0,2634 ± 0,0057 R. roxburghii 0,2702 ± 0,0014 R. spinosissima “Grandiflora” 0,3756 ± 0,0080 R. stellata “Myrifica” 0,2912 ± 0,0018 R. arkansana SGH 0,2817 ± 0,0019 R. multiflora 0,3153 ± 0,0014 R. sweginzowii 0,3354 ± 0,0006 R. tomentella 0,3801 ± 0,0018 R. jundzillii 0,3152 ± 0,0009 R. sicula 0,3070 ± 0,0097 R. moschata 0,2606 ± 0,0021 R. caesia 0,3925 ± 0,0004 R. nitida 0,3673 ± 0,0061 R. filipes 0,3650 ± 0,0045 “Bourgogne” Interplant 0,3317 ± 0,0049

Tabelle 3: Trockenmasse [Mittelwert ± Standardabweichung]der einzelnen Proben in g/g FM; * Einfachbestimmung 4.2 Carotinoide Tabellen auf den folgenden Seiten

Anhang XI

Probe (Z)-Lycopin-Isomer I *

(Z)-Lycopin-Isomeren-Gruppe *

(Z)-Lycopin-Isomer II *

(all-E)-Lycopin

R. persica n.n n.n. n.n. n.n.

R. micrantha 3,30 ± 0,10 0,57 ± 0,06 2,96 ± 0,09 40,10 ±0,86

R. arkansana NBG 15,90 ± 0,78 3,15 ± 0,28 12,35 ± 0,92 56,77± 3,30 R. rugosa f. regeliana 7,10 ± 0,22 1,84 ± 0,17 4,02 ± 0,17 32,14 ± 2,43

R. sherardii 3,74 ± 0,38 0,76 ± 0,11 2,09 ± 0,13 23,96 ± 0,60 R. beggeriana var. glabrata 13,50 ± 1,11 2,47 ± 0,29 17,12 ± 1,37 94,60 ± 9,4

R. beggeriana 12,51 ± 2,00 4,46 ± 0,59 4,70 ± 0,40 17,03 ± 1,82

R. agrestis 0,74 ± 0,08 0,38 ± 0,04 n.n. 3,96 ± 0,14

R. pendulina 17,16 ± 0,92 5,71 ± 0,38 11,94 ± 0,88 20,84 ± 2,33

R. canina 2,31 ± 0,12 0,48 ± 0,04 0,38 ± 0,02 14,28 ± 0,20

R. rubiginosa 3,55 ± 0,26 0,95 ± 0,03 3,03 ± 0,23 31,27 ± 2,16

R. mollis 4,28 ± 0,63 1,37 ± 0,17 1,57 ± 0,06 64,11 ± 5,32

R. majalis 7,07 ± 0,77 1,05 ± 0,08 13,19 ± 2,46 48,30 ± 2,11

R. elliptica 2,96 ± 0,10 0,66 ± 0,01 2,57 ± 0,12 28,81 ± 1,55

R. arvensis 3,88 ± 0,09 0,51 ± 0,06 0,21 ± 0,04 25,12 ± 0,91

R. spinosissima n.n. n.n. n.n. n.n.

R. roxburghii n.n. n.n. n.n. n.n. R. spinosissima “Grandiflora” n.n. n.n. n.n. n.n.

R. stellata “Myrifica” n.n. n.n. n.n. n.n.

R. arkansana SGH 2,67 ± 0,07 0,84 ± 0,07 0,44 ± 0,07 15,69 ± 1,26

R. multiflora 10,09 ± 0,47 0,93 ± 0,14 n.n. 164,19 ± 15,66

R. sweginzowii 4,41 ± 0,10 1,08 ± 0,06 5,20 ± 0,08 23,05 ± 0,04

R. tomentella 3,31 ± 0,30 0,68 ± 0,07 0,69 ± 0,07 24,68 ± 1,40

R. jundzillii 5,12 ± 0,33 1,04 ± 0,04 1,08 ± 0,03 45,16 ± 2,01

R. sicula 8,33 ± 0,01 2,18 ± 0,09 2,30 ± 0,07 118,32 ± 4,38

R. moschata n.n. n.n. n.n. 0,32 ± 0,02

R. caesia 2,60± 0,17 0,64 ± 0,02 1,14 ± 0,10 22,27 ± 0,66

R. nitida 15,29 ± 1,41 3,17 ± 0,10 16,49 ± 0,32 41,48 ± 1,52

R. filipes 3,48 ± 0,27 n.n. n.n. 5,80 ± 0,35 “Bourgogne” Interplant 2,07 ± 0,27 0,75 ± 0,10 0,38 ± 0,04 24,17 ± 2,89

Tabelle 4: Gehalte an Lycopin [Mittelwert ± Standardabweichung] der verschiedenen Hagebuttensorten in mg/100 g TM; * verseift;

Anhang XII

Probe

(13Z)-β-Carotin

(all-E)-β-Carotin

(9Z)-β-Carotin

(all-E)-α-Carotin

R. persica n.n. 0,91 ± 0,04 0,21 ± 0,01 n.n.

R. micrantha 0,83 ± 0,06 10,80 ± 0,20 0,58 ± 0,08 n.n.

R. arkansana NBG 2,30 ± 0,05 22,81 ± 1,13 2,22 ± 0,11 n.n. R. rugosa f. regeliana 1,28 ± 0,03 18,33 ± 0,39 3,81 ± 0,32 n.n.

R. sherardii 1,73 ± 0,14 17,96 ± 0,59 1,27 ± 0,19 n.n. R. beggeriana var. glabrata 2,42 ± 0,27 15,55 ± 1,50 1,78 ± 0,09 n.n.

R. beggeriana 5,27 ± 0,20 40,93 ± 1,76 0,87 ± 0,20 n.n.

R. agrestis 0,59 ± 0,05 13,64 ± 0,15 0,81 ± 0,14 n.n.

R. pendulina 1,25 ± 0,05 18 ± 0,53 1,68 ± 0,06 n.n.

R. canina 1,16 ± 0,05 11,17 ± 0,52 0,86 ± 0,06 0,21 ± 0,04

R. rubiginosa 0,79 ± 0,06 8,25 ± 0,10 0,42 ± 0,03 n.n.

R. mollis 0,78 ± 0,06 9,28 ± 0,75 0,52 ± 0,01 n.n.

R. majalis 1,95 ± 0,23 16,50 ± 0,81 1,93 ± 0,10 n.n.

R. elliptica n.n. 17,42 ± 0,68 0,90 ± 0,09 n.n.

R. arvensis 0,50 ± 0,05 7,70 ± 0,22 0,68 ± 0,03 0,22 ± 0,02

R. spinosissima 0,92 ± 0,04 19,82 ± 0,74 5,34 ± 0,17 n.n.

R. roxburghii 0,24 ± 0,03 3,74 ± 0,07 0,27 ± 0,01 0,34 ± 0,02 R. spinosissima “Grandiflora” 1,78 ± 0,23 7,79 ± 0,36 6,62 ± 0,34 n.n.

R. stellata “Myrifica” 0,29 ± 0,01 4,30 ± 0,13 0,51 ± 0,06 n.n.

R. arkansana SGH n.n. 21,62 ± 0,24 2,50 ± 0,33 n.n.

R. multiflora 1,64 ± 0,11 10,51 ± 0,39 3,66 ± 0,27 2,08 ± 0,09

R. sweginzowii 1,41 ± 0,10 10,78 ± 0,23 0,22 ± 0,03 n.n.

R. tomentella 1,10 ± 0,03 27,09 ± 1,56 0,99 ± 0,08 n.n.

R. jundzillii 0,85 ± 0,08 15,76 ± 0,38 0,69 ± 0,12 n.n.

R. sicula 2,73 ± 0,19 24,71 ± 0,31 2,80 ± 0,15 n.n.

R. moschata 0,31 ± 0,03 2,94 ± 0,10 0,49 ± 0,06 n.n.

R. caesia 0,77 ± 0,04 15,62 ± 0,79 0,61 ± 0,06 n.n.

R. nitida 2,23 ± 0,45 29,84 ± 0,54 2,76 ± 0,14 n.n.

R. filipes 3,13 ± 0,08 35,93 ± 1,81 3,93 ± 0,07 n.n. “Bourgogne” Interplant 1,18 ± 0,14 12,76 ± 1,09 0,77 ± 9,07 n.n.

Tabelle 5: Gehalte an β- und α-Carotin [Mittelwert ± Standardabweichung] der verschiedenen Hagebuttensorten in mg/100 g TM

Anhang XIII

Probe (all-E)-Lutein *

(all-E)-Zeaxanthin *

(all-E)-β-Cryptoxanthin

*

(all-E)-Rubixanthin

* R. persica 2,55 ± 0,12 0,59 ± 0,00 0,08 ± 0,01 n.n.

R. micrantha 2,21 ± 0,12 6,12 ± 0,32 1,37 ± 0,17 19,44± 0,59

R. arkansana NBG 4,47 ± 0,17 41,55 ± 1,45 13,11 ± 0,82 39,84 ± 1,79R. rugosa f. regeliana 2,80 ± 0,14 18,90 ± 0,68 16,82 ± 0,40 42,00 ± 1,59

R. sherardii 1,64 ± 0,12 11,04 ± 0,80 3,29 ± 0,43 19,88 ± 1,79R. beggeriana var. glabrata 2,10 ± 0,08 35,28 ± 1,50 8,08 ± 0,77 36,36 ± 3,09

R. beggeriana 2,36 ± 0,38 80,89 ± 11,11 10,42 ± 1,59 16,93 ± 2,71

R. agrestis 4,41 ± 0,08 4,84 ± 0,19 0,48 ± 0,02 3,51 ± 0,10

R. pendulina 1,17 ± 0,08 24,43 ± 1,94 6,26 ± 0,42 35,56 ± 1,01

R. canina 1,88 ± 0,10 5,74 ± 0,33 0,50 ± 0,02 5,84 ± 0,35

R. rubiginosa 1,47 ± 0,14 5,76 ± 0,44 1.03 ± 0,15 18,17 ± 1,03

R. mollis 1,30 ± 0,17 10,87 ± 1,05 2,55 ± 0,l6 37,85 ± 3,39

R. majalis 2,38 ± 0,05 10,43 ± 0,26 1,06 ± 0,07 7,28 ± 0,58

R. elliptica 1,52 ± 0,05 7,87 ± 0,09 1,56 ± 0,18 12,11 ± 0,08

R. arvensis 6,34± 0,18 2,38 ± 0,37 n.n. 1,31 ± 0,07

R. spinosissima 0,80 ± 0,05 26,02 ± 2,47 11,08 ± 0,80 n.n.

R. roxburghii 1,45 ± 0,05 0,38 ± 0,02 1,71 ± 0,07 0,27 ± 0,95 R. spinosissima “Grandiflora” 1,79 ± 0,27 12,33 ± 1,08 2,01 ± 0,13 n.n.

R. stellata “Myrifica” 1,37 ± 0,07 0,30 ± 0,04 n.n. n.n.

R. arkansana SGH 4,26 ± 0,10 24,98 ± 0,39 5,66 ± 0,31 31,04 ± 0,87

R. multiflora 6,49 ± 0,18 9,49 ± 0,21 0,76 ± 9,19 n.n.

R. sweginzowii 0,46 ± 0,05 51,25 ± 1,00 2,26 ± 0,19 15,28 ± 0,31

R. tomentella 2,97 ± 0,24 6,33 ± 0,51 0,76 ± 0,04 8,75 ± 0,63

R. jundzillii 5,13 ± 0,37 6,18 ± 0,43 1,26 ± 0,12 17,23 ± 0,99

R. sicula 2,13 ± 0,12 3,59 ± 0,20 2,21 ± 0,13 27,45 ± 0,25R. moschata 5,82 ± 0,30 0,51 ± 0,02 n.n. 0,79 ± 0,03 R. caesia 1,50 ± 0,18 7,69 ± 0,39 1,09 ± 0,07 19,17 ± 1,05R. nitida 1,72 ± 0,02 42,07 ± 0,48 9,73 ± 0,16 24,59 ± 0,18R. filipes 3,37 ± 0,33 31,74 ± 2,16 3,07 ± 0,33 2,88 ± 0,31 “Bourgogne” Interplant 1,02 ± 0,04 11,57 ± 1,21 1,80 ± 0,22 17,54 ± 1,40

Tabelle 6: Gehalte an (all-E)-Lutein, (all-E)-Zeaxanthin, (all-E)-β-Cryptoxanthin und (all-E)-Rubixanthin [Mittelwert ± Standardabweichung] der verschiedenen Hagebuttensorten in mg/100 g TM; * verseift

Anhang XIV

Probe (Gesamt-Z)-Lycopin * (Gesamt)-Lycopin (Gesamt)-β-

Carotin R. persica n.n. n.n. 1,11 ± 0,05 R. micrantha 6,83 ± 0,24 46,93 ± 1,09 15,86 ± 0,41 R. arkansana NBG 31,39 ± 1,94 90,70 ± 5,31 27,32 ± 1,25 R. rugosa f. regeliana 12,96 ± 0,22 45,10 ± 2,65 23,43 ± 0,66

R. sherardii 6,60 ± 0,60 30,56 ± 1,18 20,95 ± 0,90 R. beggeriana var. glabrata 33,09 ± 2,77 143,06 ± 46,12 19,75 ± 1,85

R. beggeriana 21,15 ± 3,66 32,28 ± 10,62 47,07 ± 2,16 R. agrestis 1,07 ± 0,12 5,02 ± 0,07 15,05 ± 0,22 R. pendulina 34,81 ± 1,58 55,66 ± 3,15 20,93 ± 0,56 R. canina 3,17 ± 0,17 17,45 ± 0,37 13,19 ± 0,56 R. rubiginosa 7,53 ± 0,49 38,80 ± 2,65 9,46 ± 0,19 R. mollis 7,21 ± 0,84 71,33± 6,16 10,59 ± 0,80 R. majalis 21,31 ± 3,23 69,60 ± 3,40 20,37 ± 0,86 R. elliptica 6,19 ± 0,20 35,00 ± 1,70 18,32 ± 0,77 R. arvensis 4,60 ± 0,01 35, 41 ± 13,25 8,88 ± 0,24 R. spinosissima n.n. n.n. 26,08 ± 0,84 R. roxburghii n.n. n.n. 4,25 ± 0,10 R. spinosissima “Grandiflora” n.n. n.n. 16,19 ± 0,74

R. stellata “Myrifica” n.n. n.n. 5,10 ± 0,20

R. arkansana SGH 3,95 ± 0,08 19,64 ± 1,19 24,11 ± 0,58 R. multiflora 11,02 ± 0,54 175,21 ± 16,14 15,81 ± 0,55 R. sweginzowii 10,70 ± 0,16 33,74 ± 0,13 12,41 ± 0,31 R. tomentella 4,67 ± 0,42 29,35 ± 1,77 29,18 ± 1,63 R. jundzillii 7,23 ± 0,38 52,39 ± 2,36 17,30 ± 0,25 R. sicula 12,82 ± 0,16 131, 13 ± 4,55 30,24 ± 0,27 R. moschata n.n. 0,32 ± 0,02 3,74 ± 0,12 R. caesia 4,39 ± 0,23 26,66 ± 0,88 17,01 ± 0,74 R. nitida 34,95 ± 1,67 76,43 ± 1,77 34,83 ± 0,99 R. filipes 3,48 ± 0,27 9,27 ± 0,61 42,98 ± 1,82 “Bourgogne” Interplant 3,19 ± 0,38 27,37 ± 3,27 14,71 ± 1,28

Tabelle 7: Gesamt-Gehalte von Lycopin und β-Carotin [Mittelwert ± Standardabweichung] der verschiedenen Hagebuttensorten in mg/100 g TM; * verseift

Anhang XV

4.3 Clusteranalyse


0 20 40 60 80 100 120 140 160 180

R. persica

R. micrantha

R. arkansana NBG

R. rugosa

R. sherardii


R. beggeriana

R. agrestis

R. pendulina

R. canina

R. rubiginosa

R. mollis

R. majalis

R. elliptica

R. arvensis

R. spinosissima

R. roxburghii


R. stellata

R. arkansana SGH

R. multiflora

R. sweginzowii

R. tomentella

R. jundzillii

R. sicula

R. moschata

R. caesia

R. nitida

R. filipes


Abbildung 25: Überblick über den (all-E)-Lycopin - Gehalt [mg/100gTM] in den einzelnen Arten

Anhang XVI

* * * * * * H I E R A R C H I C A L C L U S T E R A N A L Y S I S * * * * * *

(all-E)-Lycopin

Dendrogram using Ward Method

Rescaled Distance Cluster Combine C A S E 0 5 10 15 20 25 Label Num +---------+---------+---------+---------+---------+ spinos. g. 18 òø

stellata 19 òú

persica 1 òú

spinosi 16 òú

roxburghii 17 òôòòòø

moschata 26 òú ó

agrestis 8 òú ó

filipes 29 ò÷ ùòòòø

beggeria 7 òø ó ó

arkansa sgh 20 òú ó ó

canina 10 òú ó ó

rugosa rege 4 òôòòò÷ ó

rubiginosa 11 òú ó

elliptica 14 òú ó

sherardii 5 òú ùòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòø

pendul. b. 30 òú ó ó

arvensis 15 òú ó ó

tomentella 23 òú ó ó

sweginzowii 22 òú ó ó

caesia 27 òú ó ó

pendulina 9 ò÷ ó ó

arkansa nbg 3 òø ó ó

mollis 12 òôòòòòòòò÷ ó

micrantha 2 òú ó

nitida 28 òú ó

majalis 13 òú ó

jundzillii 24 ò÷ ó

begger. g. 6 òûòø ó

sicula 25 ò÷ ùòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòò÷

multiflora 21 òòò÷

Abbildung 26 : Dendrogramm der Clusteranalyse für (all-E)-Lycopin- Gehalt

Anhang XVII


0 2 4 6 8 10 12 14 16 18 20

R. persica

R. micrantha

R. arkansana NBG

R. rugosa

R. sherardii


R. beggeriana

R. agrestis

R. pendulina

R. canina

R. rubiginosa

R. mollis

R. majalis

R. elliptica

R. arvensis

R. spinosissima

R. roxburghii


R. stellata

R. arkansana SGH

R. multiflora

R. sweginzowii

R. tomentella

R. jundzillii

R. sicula

R. moschata

R. caesia

R. nitida

R. filipes


Abbildung 27: Überblick über den (Z)-Lycopin-Isomer I-Gehalt [mg/100gTM] in den einzelnen Arten

Anhang XVIII


Lycopin-Isomer I


Rescaled Distance Cluster Combine C A S E 0 5 10 15 20 25 Label Num +---------+---------+---------+---------+---------+ stellata 19 òø

moschata 26 òú

persica 1 òú

roxburghii 17 òú

spinos. g. 18 òôòòòø

spinosi 16 òú ó

agrestis 8 ò÷ ó

canina 10 òø ó

pendul. b 30 òú ùòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòø

arkansa sgh 20 òú ó ó



sherardii 5 òôòòò÷ ó

arvensis 15 òú ó

micrantha 2 òú ó

tomentella 23 òú ó


filipes 29 òú ó

mollis 12 òú ó

sweginzowii 22 òú ó

jundzillii 24 ò÷ ó

rugosa rege 4 òø ó

majalis 13 òú ó

sicula 25 òôòòòòòòòø ó

multiflora 21 ò÷ ùòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòò÷

begger. g. 6 òø ó

beggeria 7 òôòòòòòòò÷

arkansa nbg 3 òú

nitida 28 òú

pendulina 9 ò÷

Abbildung 28 : Dendrogramm der Clusteranalyse für (Z)-Lycopin-Isomer I- Gehalt

Anhang XIX


0 2 4 6 8 10 12 14 16 18

R. persica

R. micrantha

R. arkansana NBG

R. rugosa

R. sherardii


R. beggeriana

R. agrestis

R. pendulina

R. canina

R. rubiginosa

R. mollis

R. majalis

R. elliptica

R. arvensis

R. spinosissima

R. roxburghii


R. stellata

R. arkansana SGH

R. multiflora

R. sweginzowii

R. tomentella

R. jundzillii

R. sicula

R. moschata

R. caesia

R. nitida

R. filipes


Abbildung 29: Überblick über den (Z)-Lycopin-Isomer I-Gehalt [mg/100gTM] in den einzelnen Arten

Anhang XX


Lycopin-Isomer II


Rescaled Distance Cluster Combine C A S E 0 5 10 15 20 25 Label Num +---------+---------+---------+---------+---------+ canina 10 òø

pendul. b 30 òú

arkansa sgh 20 òú

arvensis 15 òú

tomentella 23 òú

moschata 26 òú

filipes 29 òú

persica 1 òú

stellata 19 òú

multiflora 21 òú

roxburghii 17 òôòø

spinos. g. 18 òú ó

agrestis 8 òú ó

spinosi 16 òú ó

jundzillii 24 òú ó

caesia 27 òú ùòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòø


micrantha 2 òø ó ó


sherardii 5 òú ó ó

sicula 25 òôò÷ ó


beggeria 7 òú ó


rugosa rege 4 ò÷ ó

begger. g. 6 òø ó

nitida 28 òôòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòò÷

arkansa nbg 3 òú

pendulina 9 òú

majalis 13 ò÷

Abbildung 30 : Dendrogramm der Clusteranalyse für (Z)-Lycopin-Isomer II- Gehalt

Anhang XXI


0 1 2 3 4 5 6

R. persica

R. micrantha

R. arkansana NBG

R. rugosa

R. sherardii


R. beggeriana

R. agrestis

R. pendulina

R. canina

R. rubiginosa

R. mollis

R. majalis

R. elliptica

R. arvensis

R. spinosissima

R. roxburghii


R. stellata

R. arkansana SGH

R. multiflora

R. sweginzowii

R. tomentella

R. jundzillii

R. sicula

R. moschata

R. caesia

R. nitida

R. filipes


Abbildung 31: Überblick über den (Z)-Lycopin-Isomeren-Gruppe - Gehalt [mg/100gTM] in den einzelnen Arten

Anhang XXII


Lycopin-Isomeren-Gruppe


Rescaled Distance Cluster Combine C A S E 0 5 10 15 20 25 Label Num +---------+---------+---------+---------+---------+ moschata 26 òø

filipes 29 òú

persica 1 òú

spinos. g. 18 òôòø

stellata 19 òú ó

spinosi 16 òú ó

roxburghii 17 ò÷ ó

rubiginosa 11 òø ó

multiflora 21 òú ùòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòø

majalis 13 òú ó ó

jundzillii 24 òú ó ó

sweginzowii 22 òú ó ó

mollis 12 òú ó ó


caesia 27 òôò÷ ó


sherardii 5 òú ó

pendul. b 30 òú ó

arkansa sgh 20 òú ó

canina 10 òú ó

arvensis 15 òú ó

micrantha 2 òú ó

agrestis 8 ò÷ ó

beggeria 7 òûòòòòòòòòòø ó

pendulina 9 ò÷ ùòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòò÷

arkansa nbg 3 òø ó

nitida 28 òôòòòòòòòòò÷

begger. g. 6 òú

sicula 25 òú

rugosa rege 4 ò÷

Abbildung 32: Dendrogramm der Clusteranalyse für Gehalt an der (Z)-Lycopin-Isomeren-Gruppe

Anhang XXIII


0 5 10 15 20 25 30 35 40 45

R. persica

R. micrantha

R. arkansana NBG

R. rugosa

R. sherardii


R. beggeriana

R. agrestis

R. pendulina

R. canina

R. rubiginosa

R. mollis

R. majalis

R. elliptica

R. arvensis

R. spinosissima

R. roxburghii


R. stellata

R. arkansana SGH

R. multiflora

R. sweginzowii

R. tomentella

R. jundzillii

R. sicula

R. moschata

R. caesia

R. nitida

R. filipes


Abbildung 33: Überblick über den (all-E)-β-Carotin - Gehalt [mg/100gTM] in den einzelnen Arten

Anhang XXIV


(all-E)-β-Carotin


Rescaled Distance Cluster Combine C A S E 0 5 10 15 20 25 Label Num +---------+---------+---------+---------+---------+ micrantha 2 òø

sweginzowii 22 òú

multiflora 21 òú

canina 10 òú

agrestis 8 òú

pendul. b 30 òôòòòø

arvensis 15 òú ó


rubiginosa 11 òú ùòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòø


roxburghii 17 òø ó ó

stellata 19 òú ó ó

moschata 26 òôòòò÷ ó

persica 1 ò÷ ó

beggeria 7 òûòòòòòòòòòòòòòòòòòø ó

filipes 29 ò÷ ó ó

begger. g. 6 òø ó ó


jundzillii 24 òú ùòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòò÷

majalis 13 òú ó

sherardii 5 òôòòòòòø ó

pendulina 9 òú ó ó

rugosa rege 4 òú ó ó

elliptica 14 òú ùòòòòòòòòòòò÷

spinosi 16 ò÷ ó


arkansa sgh 20 òôòòòòò÷

tomentella 23 òú

sicula 25 òú

nitida 28 ò÷

Abbildung 34 : Dendrogramm der Clusteranalyse für (all-E)-β-Carotin- Gehalt

Anhang XXV


0 1 2 3 4 5 6

R. persica

R. micrantha

R. arkansana NBG

R. rugosa

R. sherardii


R. beggeriana

R. agrestis

R. pendulina

R. canina

R. rubiginosa

R. mollis

R. majalis

R. elliptica

R. arvensis

R. spinosissima

R. roxburghii


R. stellata

R. arkansana SGH

R. multiflora

R. sweginzowii

R. tomentella

R. jundzillii

R. sicula

R. moschata

R. caesia

R. nitida

R. filipes


Abbildung 35: Überblick über den (13Z)-β-Carotin-Gehalt [mg/100gTM] in den einzelnen Arten

Anhang XXVI


(13Z)-β-Carotin


Rescaled Distance Cluster Combine C A S E 0 5 10 15 20 25 Label Num +---------+---------+---------+---------+---------+ elliptica 14 òø

arkansa sgh 20 òú

persica 1 òú

stellata 19 òôòòòòòø

moschata 26 òú ó

roxburghii 17 òú ó

agrestis 8 òú ó

arvensis 15 ò÷ ó

mollis 12 òø ùòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòø



micrantha 2 òú ó ó

jundzillii 24 òú ó ó

spinosi 16 òôòòòòò÷ ó

canina 10 òú ó



rugosa rege 4 òú ó

pendulina 9 òú ó

sweginzowii 22 ò÷ ó

sherardii 5 òø ó


multiflora 21 òôòø ó

majalis 13 ò÷ ó ó

arkansa nbg 3 òø ùòòòòòòòòòòòòòòòø ó

nitida 28 òú ó ó ó

begger. g. 6 òôò÷ ùòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòò÷

sicula 25 òú ó

filipes 29 ò÷ ó

beggeria 7 òòòòòòòòòòòòòòòòòòò÷

Abbildung 36 : Dendrogramm der Clusteranalyse für (13Z)-β-Carotin- Gehalt

Anhang XXVII


0 1 2 3 4 5 6

R. persica

R. micrantha

R. arkansana NBG

R. rugosa

R. sherardii


R. beggeriana

R. agrestis

R. pendulina

R. canina

R. rubiginosa

R. mollis

R. majalis

R. elliptica

R. arvensis

R. spinosissima

R. roxburghii


R. stellata

R. arkansana SGH

R. multiflora

R. sweginzowii

R. tomentella

R. jundzillii

R. sicula

R. moschata

R. caesia

R. nitida

R. filipes


7

Abbildung 37: Überblick über den (9Z)-β-Carotin - Gehalt [mg/100gTM] in den einzelnen Arten

Anhang XXVIII


(9Z)-β-Carotin


Rescaled Distance Cluster Combine C A S E 0 5 10 15 20 25 Label Num +---------+---------+---------+---------+---------+ arvensis 15 òø

jundzillii 24 òú

micrantha 2 òú

caesia 27 òú

mollis 12 òú

stellata 19 òú

moschata 26 òú

rubiginosa 11 òú

persica 1 òú

sweginzowii 22 òú

roxburghii 17 òôòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòø

agrestis 8 òú ó


beggeria 7 òú ó

canina 10 òú ó



sherardii 5 ò÷ ó

spinosi 16 òûòòòòòòòòòòòòòòòòòø ó

spinos. g. 18 ò÷ ó ó

rugosa rege 4 òø ùòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòò÷

filipes 29 òôòòòø ó

multiflora 21 ò÷ ó ó

begger. g. 6 òø ùòòòòòòòòòòòòò÷

pendulina 9 òú ó

majalis 13 òôòòò÷

sicula 25 òú

nitida 28 òú

arkansa nbg 3 òú

arkansa sgh 20 ò÷

Abbildung 38 : Dendrogramm der Clusteranalyse für (9Z)-β-Carotin- Gehalt

Anhang XXIX


0 0,5 1 1,5 2 2,5

R. persica

R. micrantha

R. arkansana NBG

R. rugosa

R. sherardii


R. beggeriana

R. agrestis

R. pendulina

R. canina

R. rubiginosa

R. mollis

R. majalis

R. elliptica

R. arvensis

R. spinosissima

R. roxburghii


R. stellata

R. arkansana SGH

R. multiflora

R. sweginzowii

R. tomentella

R. jundzillii

R. sicula

R. moschata

R. caesia

R. nitida

R. filipes


Abbildung 39: Überblick über den (all-E)-α-Carotin - Gehalt [mg/100gTM] in den einzelnen Arten

Anhang XXX


(all-E)-α-Carotin


Rescaled Distance Cluster Combine C A S E 0 5 10 15 20 25 Label Num +---------+---------+---------+---------+---------+ filipes 29 òø

pendul. b 30 òú

persica 1 òú

caesia 27 òú

nitida 28 òú

sicula 25 òú

moschata 26 òú

tomentella 23 òú

jundzillii 24 òú

arkansa sgh 20 òú

sweginzowii 22 òú

spinos. g. 18 òú

stellata 19 òú

elliptica 14 òú

spinosi 16 òú

mollis 12 òú

majalis 13 òú

pendulina 9 òú

rubiginosa 11 òú

beggeria 7 òú

agrestis 8 òú

sherardii 5 òú

begger. g. 6 òú

arkansa nbg 3 òôòø


micrantha 2 ò÷ ùòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòø

canina 10 òø ó ó

arvensis 15 òôò÷ ó

roxburghii 17 ò÷ ó

multiflora 21 òòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòò÷

Abbildung 40 : Dendrogramm der Clusteranalyse für (all-E)-α-Carotin- Gehalt

Anhang XXXI


0 1 2 3 4 5 6 7

R. persica

R. micrantha

R. arkansana NBG

R. rugosa

R. sherardii


R. beggeriana

R. agrestis

R. pendulina

R. canina

R. rubiginosa

R. mollis

R. majalis

R. elliptica

R. arvensis

R. spinosissima

R. roxburghii


R. stellata

R. arkansana SGH

R. multiflora

R. sweginzowii

R. tomentella

R. jundzillii

R. sicula

R. moschata

R. caesia

R. nitida

R. filipes


Abbildung 41: Überblick über den (all-E)-Lutein - Gehalt [mg/100gTM] in den einzelnen Arten

Anhang XXXII


(all-E)-Lutein


Rescaled Distance Cluster Combine C A S E 0 5 10 15 20 25 Label Num +---------+---------+---------+---------+---------+ elliptica 14 òø

caesia 27 òú

rubiginosa 11 òú

roxburghii 17 òú

mollis 12 òú

stellata 19 òú

pendulina 9 òú

pendul. B 30 òú

spinos. G. 18 òú

nitida 28 òôòòòø

sherardii 5 òú ó

canina 10 òú ó

spinosi 16 òú ó

sweginzowii 22 ò÷ ùòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòø

begger g. 6 òø ó ó

sicula 25 òú ó ó

micrantha 2 òú ó ó

beggeria 7 òú ó ó

majalis 13 òôòòò÷ ó

persica 1 òú ó



filipes 29 ò÷ ó

arvensis 15 òø ó

multiflora 21 òôòø ó

moschata 26 ò÷ ó ó

arkansa nbg 3 òø ùòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòò÷

agrestis 8 òú ó

arkansa sgh 20 òôò÷

jundzillii 24 ò÷

Abbildung 42 : Dendrogramm der Clusteranalyse für (all-E)-Lutein- Gehalt

Anhang XXXIII


0 10 20 30 40 50 60 70 80 9

R. persica

R. micrantha

R. arkansana NBG

R. rugosa

R. sherardii


R. beggeriana

R. agrestis

R. pendulina

R. canina

R. rubiginosa

R. mollis

R. majalis

R. elliptica

R. arvensis

R. spinosissima

R. roxburghii


R. stellata

R. arkansana SGH

R. multiflora

R. sweginzowii

R. tomentella

R. jundzillii

R. sicula

R. moschata

R. caesia

R. nitida

R. filipes


0

Abbildung 43: Überblick über den (all-E)-Zeaxanthin - Gehalt [mg/100gTM] in den einzelnen Arten

Anhang XXXIV


(all-E)-Zeaxanthin


Rescaled Distance Cluster Combine C A S E 0 5 10 15 20 25 Label Num +---------+---------+---------+---------+---------+ canina 10 òø

rubiginosa 11 òú

micrantha 2 òú

jundzillii 24 òú

tomentella 23 òú

agrestis 8 òú

elliptica 14 òú

caesia 27 òú

spinos. g. 18 òú

pendul. b 30 òú

sherardii 5 òú

mollis 12 òôòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòø

majalis 13 òú ó

multiflora 21 òú ó

persica 1 òú ó

moschata 26 òú ó

roxburghii 17 òú ó

stellata 19 òú ó

arvensis 15 òú ó

sicula 25 ò÷ ó


nitida 28 òôòòòø ó

sweginzowii 22 ò÷ ó ó

begger. g. 6 òø ùòòòòòòòòòø ó

filipes 29 òú ó ó ó

pendulina 9 òôòòò÷ ó ó

arkansa sgh 20 òú ùòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòò÷

spinosi 16 òú ó

rugosa rege 4 ò÷ ó

beggeria 7 òòòòòòòòòòòòòòò÷

Abbildung 44 : Dendrogramm der Clusteranalyse für (all-E)-Zeaxanthin- Gehalt

Anhang XXXV


0 2 4 6 8 10 12 14 16 18

R. persica

R. micrantha

R. arkansana NBG

R. rugosa

R. sherardii


R. beggeriana

R. agrestis

R. pendulina

R. canina

R. rubiginosa

R. mollis

R. majalis

R. elliptica

R. arvensis

R. spinosissima

R. roxburghii


R. stellata

R. arkansana SGH

R. multiflora

R. sweginzowii

R. tomentella

R. jundzillii

R. sicula

R. moschata

R. caesia

R. nitida

R. filipes


Abbildung 45: Überblick über den (all-E)-β-Crypthoxanthin - Gehalt [mg/100gTM]

in den einzelnen Arten

Anhang XXXVI


(all-E)-β-Cryptoxanthin



moschata 26 òú

arvensis 15 òú

persica 1 òú

multiflora 21 òú

tomentella 23 òú

agrestis 8 òú

canina 10 òú

roxburghii 17 òú

pendul. b 30 òú

elliptica 14 òú

majalis 13 òú

caesia 27 òôòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòø


micrantha 2 òú ó

jundzillii 24 òú ó

sherardii 5 òú ó

filipes 29 òú ó


sicula 25 òú ó


mollis 12 ò÷ ó

pendulina 9 òø ó

arkansa sgh 20 òôòòòòòø ó

begger. g. 6 ò÷ ó ó

beggeria 7 òø ùòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòò÷

spinosi 16 òú ó

nitida 28 òôòø ó

arkansa nbg 3 ò÷ ùòòò÷

rugosa rege. 4 òòò÷

Abbildung 46 : Dendrogramm der Clusteranalyse für (all-E)-β-Cryptoxanthin- Gehalt

Anlage XXXVII


0 5 10 15 20 25 30 35 40 45

R. persica

R. micrantha

R. arkansana NBG

R. rugosa

R. sherardii


R. beggeriana

R. agrestis

R. pendulina

R. canina

R. rubiginosa

R. mollis

R. majalis

R. elliptica

R. arvensis

R. spinosissima

R. roxburghii


R. stellata

R. arkansana SGH

R. multiflora

R. sweginzowii

R. tomentella

R. jundzillii

R. sicula

R. moschata

R. caesia

R. nitida

R. filipes


Abbildung 47: Überblick über den (all-E)-Rubixanthin - Gehalt [mg/100gTM] in den einzelnen Arten

Anhang XXXVIII


(all-E)-Rubixanthin



multiflora 21 òú

persica 1 òú

spinosi 16 òú

spinos. g. 18 òú

roxburghii 17 òú

arvensis 15 òôòø

moschata 26 òú ó

agrestis 8 òú ó

filipes 29 ò÷ ùòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòø

canina 10 òø ó ó

majalis 13 òú ó ó

tomentella 23 òôò÷ ó

elliptica 14 ò÷ ó


mollis 12 òú ó

rugosa rege 4 òôòòòòòòòòòòòòòø ó

begger. g. 6 òú ó ó

pendulina 9 òú ó ó

arkansa sgh 20 ò÷ ùòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòò÷

sicula 25 òø ó

nitida 28 òú ó

micrantha 2 òôòòòòòòòòòòòòò÷

caesia 27 òú

sherardii 5 òú

beggeria 7 òú

jundzillii 24 òú

pendul. b 30 òú

rubiginosa 11 òú

sweginzowii 22 ò÷

Abbildung 48 : Dendrogramm der Clusteranalyse für (all-E)-Rubixanthin- Gehalt

Literaturverzeichnis XXXIX

Literaturverzeichnis Bean W.J.: Trees and Shrubs Hardy in the British Isles, rev. 8th edit., Vol. 4 Ri - Z.

Verlag John Murray, London 1980

Blaschek W. et al. (Hrsg.): Hagers Handbuch der Pharmazeutischen Praxis.

Folgeband 3: Drogen L - Z. 5. Auflage. Springer-Verlag, Berlin 1998: 444-465

Böhm V., Lycopene and Cardiovascular Diseases.

http://www.lycocard.com/index.php/lyco_pub/disease/. 20.04.2007; 4 Seiten

Britton, G., Overview of Carotenoid Biosynthesis. In: Carotenoids, Vol. 3:

Biosynthesis and Metabolism. Britton, G.; Leeaen-Jensen, S.; Pfander, H. Eds.

Birkhauser Verlag Basel – Boston – Berlin 2004; 13-147.

Britton, G., Liaaen-Jensen, S., Pfander, H. (ed.): Carotenoids. Handbook.

Birkhäuser Verlag Basel – Boston – Berlin 2004

Brumme H., Dietze P., Hrsg. in Zusammenarbeit m. d. Europa-Rosarium

Sangerhausen: PlantaPro Datenbank. Rosen. (CD-ROM) Verlag Ulmer, Stuttgart

2002

Fiasson J-L., Raymond O., Piola F., Sanlaville-Boisson C., Jay M.:

Chemotaxonomy and Molecular Taxonomy. In: Roberts A., Gudin S. (Hrsg.):

Encyclopedia of Rose Science. Verlag Elsevier, London 2003: 127-135

Friedrich G., Schuricht W.: Seltenes Kern-, Stein- und Beerenobst. Neumann

Verlag, Leipzig - Radebeul 1985

Giovannucci E.: Tomatoes, Tomato-Based Products, Lycopene, and Cancer -

Review of the Epidemiologic Literature. Journal of the National Cancer Institute,

Vol. 91, No. 4; 1999: 317-331

http://www.lycocard.com/index.php/lyco_pub/disease/

Literaturverzeichnis XL

Grossi C, Raymond O, Jay M.: Flavonoid and enzyme polymorphisms and

taxonomic organisation of Rosa sections: Carolinae, Cinnamomeae,

Pimpinellifoliae and Synstylae. Biochemical Systematics and Ecology, Vol. 26;

1998: 857-871.

Haenchen E., Haenchen F.: Das neue Rosenbuch. VED Deutscher

Landwirtschaftsverlag, Berlin 1980

Hohbein, Juliane: Einfluss der Sorte auf Carotinoidgehalt und Isomerenmuster

von Hagebutten, Friedrich-Schiller-Universität Jena, Diplomarbeit 2007

Horak E., Horak S., Mrkvicka A., Witek E., Würth W., Schneider J., Wagner H.,

Schön H.: Botanik im Bild. Bilddatenbank der Wildpflanzen Österreichs.

http://flora.nhm-wien.ac.at/ . letztes Update am12.05.2007

Krinsky N. I.: Possible Biologic Mechanisms for a Protective Role of Xanthophylls.

Journal of the National Cancer Institute, Vol. 132, No. 3; 2002: 540S-542S

Laske G., Fröhlich K., Böhm V.: Rosehips - Renaissance of a long-known wild fruit

with new impact. Wellness Foods Europe, No. 1, 2006: 38-42

Lexikon der Arzneipflanzen und Drogen. Sonderausgabe für area verlag, Erftstadt

2006

Krüssmann G.: Rosen, Rosen, Rosen: unser Wissen über die Rosen. Verlag Paul

Parey, Berlin - Hamburg 1986

Lüttig A., Kasten J.: Hagebutten & Co. Blüten, Früchte und Ausbreitung

europäischer Pflanzen. Fauna Verlag, Nottuln 2003

Rauch W.: Hierarchische Clusteranalyse.

http://user.uni-frankfurt.de/~rauchw/kapitel/Hierarchische_Clusteranalyse.pdf;

10.03.2007; 5 Seiten

http://flora.nhm-wien.ac.at/

http://user.uni-frankfurt.de/%7Erauchw/kapitel/Hierarchische_Clusteranalyse.pdf

Literaturverzeichnis XLI

Wissemann V.: Conventional taxonomy of wild roses. In: Roberts A., Gudin S.

(Hrsg.): Encyclopedia of Rose Science. Verlag Elsevier, London 2003: 111-117

Wissemann V. & Ritz C.M.: The genus Rosa (Rosoideae, Rosaceae) revisited:

molecular analysis of nrITS-1 and atpB-rbcL intergenic spacer (IGS) versus

conventional taxonomy. Botanical Journal of the Linnean Society, Vol. 147; 2005:

275-290.

Erklärung

Ich erkläre, dass ich die vorliegende Arbeit selbstständig und nur unter

Verwendung der angegebenen Literatur und Hilfsmittel verfasst habe.

Sämtliche Stellen, die anderen Werken entnommen sind, wurden unter Angabe

der Quellen als Entlehnung kenntlich gemacht.

Jena, den 4. Juni 2007 ……...…………………………………

Sabine Hänniger

Documents

Untersuchungen zur infragenerischen Variabilität von ...€¦ · 3.2.3 Bestimmung der Carotinoid-Gehalte 35 3.2.4 Bestimmung der Trockenmasse 35 . ... HPLC-Chromatogramm eines unverseiften