BIODIESELPRODUKTION AUS MIKROALGEN

BIODIESELPRODUKTION AUS

MIKROALGEN

vorgelegt vonDr. rer. nat. Dipl.-Ing. Niels Hempel

aus Dresden

Von der Fakultät III - Prozesswissenschaftender Technischen Universität Berlin

zur Erlangung des akademischen Grades

Doktor der Ingenieurwissenschaften- Dr.-Ing. -

genehmigte Dissertation

Promotionsausschuss

Vorsitzender: Prof. Dr.-Ing. Jürgen MethnerGutachter: Prof. Dr. rer. nat. Frank BehrendtGutachter: Prof. Dr. rer. nat. Dr. h.c. Otto Pulz

Tag der wissenschaftlichen Aussprache: 06.06.2013

Berlin 2013D 83

Vorwort

Die vorliegende Arbeit entstand während meiner Tätigkeit als akademischer Mitar-beiter und Leiter der Arbeitsgruppe "Phototrophe Biotechnologie" der Fakultät fürNaturwissenschaften der Hochschule Lausitz in Senftenberg. Ganz herzlich bedankeich mich bei allen, die in irgendeiner Form zum Gelingen dieser Arbeit beigetragenhaben.

Mein besonderer Dank gilt Herrn Prof. Dr. rer. nat. Dr. h.c. Pulz für die großarti-ge Unterstützung in allen fachlichen Fragen, die ausgezeichnete Betreuung und dieFörderung der Teilnahme an internationalen Konferenzen.

Dank auch an Herrn Prof. Dr. rer. nat. Behrendt dafür, dass er sich als Gutach-ter für diese Arbeit zur Verfügung gestellt hat und mir jederzeit mit Rat und Tatzur Verfügung stand.

Allen Mitarbeiterinnen und Mitarbeitern der Arbeitsgruppe danke ich für die sehrgute Zusammenarbeit und die vielfache Hilfe und ihr Interesse an meiner Arbeit.

Herrn Dipl.-Ing. Kieseler danke ich besonders für die Durchführung von Analysender Algenbiomasse an der TU Berlin und die vielen hilfreichen Diskussionen.

Ganz besonderer Dank gilt meinen Eltern und meiner Familie für ihre Geduld undUnterstützung in allen Lebenslagen.

Die finanzielle Unterstützung, die für das Gelingen der Arbeit unabdingbar war,erfolgte im Rahmen einer Projektförderung durch die EU, kofinanziert durch dasLand Brandenburg.

INHALTSVERZEICHNIS I

Inhaltsverzeichnis

Inhaltsverzeichnis I

Abbildungsverzeichnis V

Tabellenverzeichnis X

Abkürzungsverzeichnis XII

Symbolverzeichnis XIV

Abstract XV

Zusammenfassung XVI

1 Einleitung 1

1.1 Zielsetzung der Arbeit . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 31.2 Gliederung der Arbeit . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 3

2 Bioenergien in Deutschland 5

2.1 Nutzung von Biomasse . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 52.2 Biodiesel aus Pflanzenölen . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 72.3 Biodiesel aus Mikroalgen . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 10

2.3.1 Algenarten . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 112.3.2 Kultivierungssysteme . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 112.3.3 Prozess der Biodieselherstellung . . . . . . . . . . . . . . . . . 13

2.4 Biowasserstoff, Bioethanol und biogenes Methan . . . . . . . . . . . . 18

3 Material und Methoden 20

3.1 Mikroalgenstämme . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 203.2 Kulturmedien, Stammhaltung und Zellzüchtung . . . . . . . . . . . . 223.3 Kultivierungsstufen . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 23

INHALTSVERZEICHNIS II

3.3.1 Standzylinder-Reaktoren . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 233.3.2 Photobioreaktor PBR30 . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 243.3.3 Photobioreaktor PBR500 . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 25

3.4 Beleuchtungssysteme . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 273.4.1 System LWS-05 . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 273.4.2 System VA-1 . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 283.4.3 System ASB12/400 . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 28

3.5 Aufkonzentrierung der Biomasse . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 283.6 Trocknung der Biomasse . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 293.7 Zellaufschluss . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 303.8 Extraktion . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 303.9 Umesterung und Abtrennung von Glycerol . . . . . . . . . . . . . . . 323.10 Analytik . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 32

3.10.1 Trockensubstanz und Biomasseproduktivität . . . . . . . . . . 323.10.2 Lipidgehalt . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 333.10.3 Fettsäuregehalt . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 343.10.4 Aminosäuregehalt . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 35

3.11 Statistik . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 353.12 Bilanzierungen . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 36

4 Ergebnisse der Screeningversuche 37

4.1 Biomassezuwachs . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 374.2 Analytik . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 39

4.2.1 Lipidgehalt . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 394.2.2 Fettsäuregehalt . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 404.2.3 Aminosäuregehalt . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 45

4.3 Produktivität . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 474.3.1 Lipidproduktivität . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 474.3.2 Fettsäureproduktivität . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 484.3.3 Aminosäureproduktivität . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 49

4.4 Einflussfaktoren . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 504.5 Auswahl der Algen . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 53

5 Optimierungen 55

5.1 Einfluss des Lichtfaktors . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 555.1.1 Einfluss auf den Biomassezuwachs . . . . . . . . . . . . . . . . 55

INHALTSVERZEICHNIS III

5.1.2 Einfluss auf den Lipidgehalt sowie den Fett- und Aminosäu-regehalt . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 57

5.2 Einfluss des Kultivierungstemperatur . . . . . . . . . . . . . . . . . . 595.2.1 Einfluss auf den Biomassezuwachs . . . . . . . . . . . . . . . . 595.2.2 Einfluss auf den Lipidgehalt sowie den Fett- und Aminosäu-

regehalt . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 595.3 Einfluss des CO2-Konzentration . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 67

5.3.1 Einfluss auf den Biomassezuwachs . . . . . . . . . . . . . . . . 675.3.2 Einfluss auf den Lipidgehalt sowie den Fett- und Aminosäu-

regehalt . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 685.4 Einflussfaktoren auf die Lipidproduktivität sowie den Fett- und Ami-

nosäureproduktivität . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 705.4.1 Einfluss der Lichtstärke . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 705.4.2 Einfluss der Temperatur . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 715.4.3 Einfluss der CO2-Konzentration . . . . . . . . . . . . . . . . . 74

6 Upscaling und Aufarbeitung 76

6.1 Upscaling erfolgreich gescreenter Stämme . . . . . . . . . . . . . . . . 766.1.1 Lichtverteilung im PBR500 . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 766.1.2 Biomassezuwachs . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 776.1.3 Aminosäure- und Fettsäurespektrum . . . . . . . . . . . . . . 80

6.2 Aufkonzentrierung der Algenbiomasse . . . . . . . . . . . . . . . . . . 836.3 Zellaufschluss . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 856.4 Extraktion . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 896.5 Umesterung . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 92

7 Bilanzierungen 94

7.1 Systemgrenzen des Gesamtprozesses . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 947.2 Massenbilanz . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 957.3 Energieverbrauch . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 100

7.3.1 Kultivierung . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 1007.3.2 Verarbeitung der Biomasse . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 101

7.4 Energetische Nutzung . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 1037.5 Energiebilanz . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 107

7.5.1 Standardbedingungen . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 1077.5.2 Optimierte Kultivierung und Extraktion aus feuchter Biomasse 109

INHALTSVERZEICHNIS IV

7.5.3 Besonderheiten des Energieträgers Algenbiomasse . . . . . . . 1167.6 CO2-Bilanz . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 1197.7 Sonstige ökologische Auswirkungen . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 1237.8 Ökonomische Betrachtung . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 124

8 Zusammenfassung und Ausblick 125

A Berechnungen für die Massenbilanz 127

B Berechnungen für die Energiebilanz bei Standardbedingungen 132

C Berechnungen für die Energiebilanz bei optimierten Bedingungen

oder Extraktion aus feuchter Biomasse 135

D Berechnungen für die CO2-Bilanz 141

Literaturverzeichnis 142

Veröffentlichungen 152

Abbildungsverzeichnis

2.1 Umesterung von Triglyceriden mit Methanol zu Glycerol und denFettsäuremethylestern. R = Fettsäurerest . . . . . . . . . . . . . . . . 17

3.1 Photobioreaktor PBR30 zur Kultivierung von 30 l - Algensuspensio-nen. 1=zentrale Steuereinheit, 2=Glasröhrenmodul, 3=Lichtwand . . 25

3.2 Photobioreaktor PBR500 zur Kultivierung von 500 l - Algensuspen-sionen. 1=Lichtwand, 2=Glasröhrenmodule, 3=zentrale Steuereinheit,4=Systempumpe, 5=Erntebehälter, 6=Systembehälter, 7=transpor-tabler Grundrahmen . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 27

3.3 Farbspektrum der Lampen des Beleuchtungssystems ASB12/400 (aus:Firmenbroschüre der Osram AG, München, Deutschland) . . . . . . . 29

3.4 Ultraschallgerät UIP1000hd für den kontinuierlichen Zellaufschlussunter erhöhtem Druck. 1=Prozessor, 2=Booster, 3=Rezirkulationssetmit Vorlagenbehälter, 4=Aufschlusszelle mit Blocksonotrode, 5=Mo-nopumpe . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 31

4.1 Postulierte Wege für die Synthese der Fettsäuren in der StandardalgeChlorella vulgaris 132. Die Dicke der Pfeile entspricht den vermutetenEnzymaktivitäten . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 42

4.2 Postulierte Delta-6-Desaturase-Aktivität der gescreenten Algenstämme 434.3 Zusammenhang zwischen Fettsäuregehalt und Gesamtlipidgehalt bei

Mikroalgen . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 454.4 Positive Korrelation zwischen Lipidproduktivität und Biomassepro-

duktivität bei Mikroalgen . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 514.5 Positive Korrelation zwischen Fettsäureproduktivität und Biomasse-

produktivität bei Mikroalgen . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 524.6 Positive Korrelation zwischen Aminosäureproduktivität und Biomas-

seproduktivität bei Mikroalgen . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 52

V

ABBILDUNGSVERZEICHNIS VI

5.1 Einfluss der Lichtstärke auf das Wachstum von Mikroalgen . . . . . . 565.2 Einfluss der Beleuchtungsdauer auf das Wachstum von Mikroalgen . . 575.3 Einfluss der Lichtstärke auf den Fettsäuregehalt von Mikroalgen . . . 585.4 Einfluss der Kultivierungstemperatur auf das Wachstum von Mikroal-

gen . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 605.5 Einfluss der Kultivierungstemperatur auf den Fettsäuregehalt von Mi-

kroalgen . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 615.6 Einfluss der Kultivierungstemperatur auf das Fettsäurespektrum von

Mikroalgen. 1-3=Chlorella miniata, 5-7=Chlorella vulgaris 132, 1,5=15°C, 2,6=25 °C, 3,7=35 °C . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 62

5.7 Einfluss der Kultivierungstemperatur auf die Kettenlänge der synthe-tisierten Fettsäuren bei Mikroalgen . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 63

5.8 Einfluss der Kultivierungstemperatur auf die Anzahl der Doppelbin-dungen der synthetisierten Fettsäuren bei Mikroalgen . . . . . . . . . 64

5.9 Einfluss der Kultivierungstemperatur auf den Aminosäuregehalt vonMikroalgen . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 65

5.10 Einfluss der Kultivierungstemperatur auf das Aminosäurespektrumvon Mikroalgen. 1-3=Chlorella miniata, 5-7=Chlorella vulgaris 132,1,5=15 °C, 2,6=25 °C und 3,7=35 °C . . . . . . . . . . . . . . . . . . 66

5.11 Einfluss der Kultivierungstemperatur auf das Aminosäurespektrumvon Mikroalgen. 1-3=Chlorella miniata, 5-7=Chlorella vulgaris 132,1,5=15 °C, 2,6=25 °C und 3,7=35 °C . . . . . . . . . . . . . . . . . . 66

5.12 Einfluss der CO2-Konzentration auf den pH-Wert des Kultivierungs-mediums beim Erntezeitpunkt von Chlorella miniata in Standzylinder-Reaktoren . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 68

5.13 Einfluss der CO2-Konzentration auf den Fettsäuregehalt von Chlorellaminiata bei zwei unterschiedlichen Lichtstärken . . . . . . . . . . . . 69

5.14 Einfluss der Lichtstärke auf die Fettsäureproduktivität von Mikroalgen 725.15 Einfluss der Kultivierungstemperatur auf die Fettsäureproduktivität

von Mikroalgen . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 735.16 Einfluss der Kultivierungstemperatur auf die Aminosäureproduktivi-

tät von Mikroalgen . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 735.17 Einfluss der CO2-Konzentration auf die Aminosäureproduktivität von

Mikroalgen . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 75

ABBILDUNGSVERZEICHNIS VII

6.1 Relative Biomasseproduktivität im PBR500 bei zwei verschiedenenLichtwänden . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 78

6.2 Scaling up verschiedener Algenstämme. 1=Selenastrum rinoi, 2=Chlo-rella sp. 11, 3=Chlorella fusca, 4=Chlorella sp. 459, 5=Chlorella sp.800 . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 79

6.3 Scaling up verschiedener Algenstämme. 1=Chlorella miniata, 2=Chlo-rella sp. 17-1, 3=Chlorella vulgaris 132, 4=Scenedesmus obliquusGMB, 5=Chlorella sp. 444 . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 79

6.4 Fettsäurespektrum von Selenastrum rinoi beim Scaling up. 1=Stand-zylinder, 2=PBR500 . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 81

6.5 Aminosäurespektrum von Selenastrum rinoi beim Scaling up. 1=Stand-zylinder, 2=PBR500 . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 82

6.6 Aminosäurespektrum von Selenastrum rinoi beim Scaling up. 1=Stand-zylinder, 2=PBR500 . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 82

6.7 Ultraschallaufschluss nach unterschiedlicher Zeitdauer. Alge: Scotiel-lopsis terrestris. 1=unbehandelte Kontrolle, 2=15 min, 3=30 min . . 87

6.8 Mikrowellenzellaufschluss nach unterschiedlicher Zeitdauer und un-terschiedlicher Temperatur. Alge: Scotiellopsis terrestris. 1=unbehan-delte Kontrolle, 2-4=30 min, 5-7=60 min, 2,5=40 °C, 3,6=60 °C,4,7=80 °C . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 88

6.9 Saurer Zellaufschluss nach unterschiedlicher Zeitdauer. Alge: Scoti-ellopsis terrestris. 1=unbehandelte Kontrolle, 2=30 min, 3=60 min,4=2 h, 5=4 h . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 89

6.10 Versuche zur Extraktion mit unterschiedlichen Lösemitteln an derASE350 . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 90

6.11 Fettsäurespektrum nach Extraktion mit verschiedenen Lösemitteln ander ASE350. 1=Methanol, 2=Ethanol, 3=Butanol, 4=Chloroform/Methanol(2:1) . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 91

7.1 Prozesse (schwarz), Stoffströme (blau) und Bilanzgrenzen (orange)der Biodieselherstellung aus Algenbiomasse sowie der energetischenNutzung des Biodiesels und der Restbiomasse . . . . . . . . . . . . . 95

7.2 elementare Zusammensetzung der Biomasse von Chlorella vulgaris132: 42,9 %TS Kohlenstoff; 42,8 %TS Sauerstoff; 6,2 %TS Wasser-stoff; 7,4 %TS Stickstoff; 0,3 %TS Phosphor; 0,4 %TS Schwefel (alleAngaben in Masse%) . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 97

ABBILDUNGSVERZEICHNIS VIII

7.3 Übersicht der Massenbilanz des Gesamtprozesses der Herstellung von1 kg Biodiesel aus 26,9 kg Biomasse von Chlorella vulgaris 132 . . . 99

7.4 Prozess (schwarz), Stoffströme (blau), Energieströme (rot) und Bi-lanzgrenzen (orange) bei der Herstellung von Algenbiomasse . . . . . 100

7.5 Prozesse (schwarz), Energieströme (rot) und Stoffströme (blau) beider Verarbeitung von Algenbiomasse mit dem Ziel der energetischenNutzung . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 102

7.6 Einfluss verschiedener Optimierungsstrategien auf das Verhältnis zwi-schen Stomverbrauch und Stromgewinn (blaue Balken) sowie das Ver-hältnis zwischen Wärmeverbrauch und Wärmegewinn (rote Balken).StV = Standard-Verfahren mit Verbrennung des Biodiesels und Ver-gasung der Restbiomasse; opK = optimierte Kultivierung; dBP =doppelte Biomasseproduktivität; dFs = doppelter Fettsäuregehalt;dLi = doppelter Lipidgehalt; kBD = kein Biodiesel; StH = StandardHTC-Behandlung; fEx = feuchte Extraktion (Erläuterungen siehe Text)111

7.7 Einfluss verschiedener Optimierungsstrategien auf den Stromverbrauchrelevanter Prozesse zur Erzeugung der Algenbiomasse (blau = Kulti-vierung; gelb = Aufkonzentrierung) und auf den Stromgewinn bei derenergetischen Nutzung der Produkte (grün = Biodiesel; rot = Rest-biomasse). StV = Standard-Verfahren mit Verbrennung des Biodie-sels und Vergasung der Restbiomasse; opK = optimierte Kultivierung;dBP = doppelte Biomasseproduktivität; dFs = doppelter Fettsäure-gehalt; dLi = doppelter Lipidgehalt; kBD = kein Biodiesel; StH =Standard-HTC-Behandlung; fEx = feuchte Extraktion . . . . . . . . . 114

7.8 Einfluss verschiedener Optimierungsstrategien auf denWärmeverbrauchrelevanter Prozesse zur Erzeugung der Algenbiomasse (blau = Trock-nung; gelb = Umesterung) und auf den Wärmegewinn bei der energe-tischen Nutzung der Produkte (grün = Biodiesel; rot = Restbiomas-se). StV = Standard-Verfahren mit Verbrennung des Biodiesels undVergasung der Restbiomasse; opK = optimierte Kultivierung; dBP= doppelte Biomasseproduktivität; dFs = doppelter Fettsäuregehalt;dLi = doppelter Lipidgehalt; kBD = kein Biodiesel; StH = Standard-HTC-Behandlung; fEx = feuchte Extraktion . . . . . . . . . . . . . . 115

ABBILDUNGSVERZEICHNIS IX

7.9 Einfluss verschiedener Szenarien auf die CO2-Emission, bedingt durch:gelb = direkte Injektion während der Kultivierung; blau = den Ver-brauch bzw. die Erzeugung von Strom; rot = den Verbrauch bzw. dieErzeugung von Wärme. StV = Standard-Verfahren mit Verbrennungdes Biodiesels und Vergasung der Restbiomasse; opK = optimierteKultivierung; regEt = regenerative Energieträger. Erläuterungen sie-he Text. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 121

Tabellenverzeichnis

3.1 Zusammenstellung der in dieser Arbeit verwendeten Stämme, derKultivierungsmedien und der Stammsammlungen . . . . . . . . . . . 21

4.1 Zusammenstellung der Algenstämme mit einer relativen Biomasse-produktivität > 1,00 oder einer absoluten Biomasseproduktivität >0,4 g l−1 d−1 . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 38

4.2 Zusammenstellung der Algenstämme mit einem relativen Gesamtli-pidgehalt > 1,00 oder einem absoluten Gesamtlipidgehalt > 23 %TS . 40

4.3 Zusammenstellung der Algenstämme mit einem relativen Fettsäure-gehalt > 1,30 und dem zugehörigen absoluten Fettsäuregehalt . . . . 44

4.4 Mittlere relative Aminosäuregehalte (%TS) von gescreenten Mikroal-genstämmen. Der 100%-Wert war der jeweilige summierte Aminosäu-regehalt der entsprechenden Algenstämme . . . . . . . . . . . . . . . 46

4.5 Zusammenstellung der Algenstämme mit einem relativen Aminosäu-regehalt > 0,9 und einem absoluten Aminosäuregehalt von > 40 %TS 47

4.6 Zusammenstellung der Algenstämme mit einer relativen Lipidproduk-tivität > 0,8 oder einer absoluten Lipidproduktivität von > 75 mgl−1 d−1 . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 48

4.7 Zusammenstellung der Algenstämme mit einer relativen Fettsäure-produktivität > 1,0 und der zugehörigen absoluten Fettsäureproduk-tivität . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 49

4.8 Zusammenstellung der Algenstämme mit einer relativen Aminosäure-produktivität > 0,8 und der zugehörigen absoluten Aminosäurepro-duktivität . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 50

6.1 Lichtverteilung im PBR500 in Abhängigkeit des Abstandes zur Licht-quelle VA-1 oder ASB12/400. Alle Werte in µE m−2 s−1. In Klam-mern: Mittelwert . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 77

X

TABELLENVERZEICHNIS XI

6.2 Sedimentationsverhalten ausgewählter repräsentativer Algenstämme.++ : Trennung innerhalb von 30 min, + : Trennung innerhalb von 24h, - : keine Trennung innerhalb von 24 h . . . . . . . . . . . . . . . . 84

7.1 Massenbilanz der Herstellung von 1 kg Biodiesel aus 26,9 kg Biomassevon Chlorella vulgaris 132 (alle Angaben in kg) . . . . . . . . . . . . 98

7.2 Energieverbrauch bei der Verarbeitung von 26,9 kg Algenbiomasse(Chlorella vulgaris) zu 1 kg Biodiesel . . . . . . . . . . . . . . . . . . 103

7.3 Summenformel und mittlerer Energiegehalt von Proteinen, Kohlen-hydraten und Lipiden als Hauptkomponenten von Biomasse nach [1] . 104

7.4 zu Grunde gelegte Wirkungsgrade sowie Energiegutschriften bei derenergetischen Nutzung von 1 kg Biodiesel oder 25,9 kg Restbiomassevon Chlorella vulgaris . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 105

7.5 Energiebilanz der Herstellung von 1 kg Biodiesel sowie der energe-tischen Nutzung des Biodiesels und 25,9 kg Restbiomasse bei Stan-dardbedingungen . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 108

7.6 Energiebilanz der Herstellung von 1 kg Biodiesel sowie der energeti-schen Nutzung des Biodiesels und 25,9 kg Restbiomasse bei optimier-ter Kultivierung . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 111

7.7 Einfluss verschiedener Szenarien auf die Strombilanz der Herstellungvon 1 kg Biodiesel sowie der energetischen Nutzung des Biodieselsund der Restbiomasse . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 112

7.8 Einfluss verschiedener Szenarien auf die Wärmebilanz der Herstellungvon 1 kg Biodiesel sowie der energetischen Nutzung des Biodiesels undder Restbiomasse . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 113

7.9 Einfluss verminderter Nitratgehalte im Kultivierungsmedium auf dasWachstum und die Zusammensetzung von Chlorella vulgaris 132 . . 118

7.10 CO2-Bilanz der Herstellung von 1 kg Biodiesel sowie der energetischenNutzung des Biodiesels und der Restbiomasse (alle Angaben in kgCO2-eq) . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 120

Abkürzungsverzeichnis XII

Abkürzungsverzeichnis

Zeichen Bedeutung

A.dest. destilliertes WasserAbb. AbbildungASE accelerated solvent extraction (beschleunigte Lösemittelex-

traktion)B BG11-MediumBD BiodieselBHKW BlockheizkraftwerkBM BiomasseBtL biomass to liquid (Biomasseverflüssigung)D Dunaliella-Medium(CO2)-eq (CO2)-ÄquivalenteFACS fluorescence activated cell sortingFAME FettsäuremethylesterGC GaschromatographieHPLC HochleistungsflüssigchromatographieHTC hydrothermal carbonisation (hydrothermale Carbonisierung)IPPAS russische Algenstammsammlung in Moskauk.A. keine AngabeKWS KohlenwasserstoffeMACC ungarische Algenstammsammlung in MosonmagyarovarMW MittelwertORC organic rankine cycle (organischer Rankine Kreisprozess)P ProduktivitätPBR PhotobioreaktorOD optische Dichterpm rounds per minute (Umdrehungen pro Minute)S Spirulina-MediumSAG Algenstammsammlung der Universität GöttingenSAS Algenstammsammlung der Hochschule Lausitz in Senftenbergsc supercritical (superkritisch)SD StandardabweichungSZ Standzylinder

Abkürzungsverzeichnis XIII

T Tamiya-MediumTHG TreibhausgasTS TrockensubstanzUTEX Algenstammsammlung der Universität Austin (Texas, USA)v/v volume per volume (Volumen pro Volumen)w/v weight per volume (Gewicht pro Volumen)z.T. zum Teil

Symbolverzeichnis XIV

Symbolverzeichnis

Zeichen Bedeutung SI-Einheit

∆ Differenzη Viskosität der Flüssigkeit m2 s−1

η Wirkungsgrad %ρ Dichte g cm−3

ρF Dichte der Flüssigkeit g cm−3

ρp Dichte des Partikels g cm−3

vp Sedimentationsgeschwindigkeit mm min−1

Vp Volumen des Partikels mm3

ω Winkelgeschwindigkeit rad s−1

a Beschleunigung m s-2c spezifische Wärmekapazität KJ kg−1 K−1

cf Konzentration zum Erntezeitpunkt % TSm Masse mg, g, kgFA Auftrieb NFG Schwerkraft NFR Reibungskraft Ng Erdbeschleunigung m s−2

n Drehzahl min-1r Abstand von der Drehachse cmrv spezifische Verdampfungsenthalpie von Was-

serKJ kg−1

Wa Aktivenergie MJ, KWh

Abstract XV

AbstractThe production of biodiesel from microalgae has various advantages compared to theusage of traditional crops. Carbon dioxide emissions of power plants can be used forcultivation process of microalgae. In this manner carbon dioxide can be fixed and willnot be released into the atmosphere. In addition microalgae reach higher biomassproductivities on an area basis than traditional crops. For economical productionof biodiesel from microalgae optimisation and a more efficient organisation of allprocess steps are needed.In the following dissertation investigations of single steps of production process areshown. The main topic was the identification of algae strains suitable for commercialbiodiesel production. 64 strains were tested under laboratory standard conditions.By variation of various influencing parameters optimal cultivation conditions weredefined. In this way further increase of the pace of growth of biomass and of pro-ductivity of lipids, fatty acids and amino acids was reached. The laboratory resultscould not obligatory be transferred into the industrial scale. In context of upscalingexperiments the growth of successfully screened strains were analysed in volumes of30 liters and 500 liters.The algae biomass must be processed for production of biodiesel. The single produc-tion steps biomass concentration, cell disruption, extraction and transesterificationhad been investigated and optimised. The optimisation effects for the whole processwere shown by various balances. The influence to the mass flow and to the energyflow and the influence to ecological effects were estimated. At the end of the fol-lowing dissertation calculation of emissions of CO2 and other greenhouse gases andeconomical considerations are given.

Zusammenfassung XVI

ZusammenfassungDie Biodieselherstellung aus Mikroalgen hat bedeutende Vorteile gegenüber der Nut-zung von Landpflanzen. Für die Kultivierung von Mikroalgen können CO2-haltigeKraftwerksabgase genutzt werden. Auf diese Art und Weise wird CO2 fixiert undnicht in die Atmosphäre freigesetzt. Außerdem erreichen Mikroalgen wesentlich hö-her flächenbezogene Biomassezuwächse als Landpflanzen. Für eine wirtschaftlicheHerstellung von Biodiesel aus Mikroalgen müssen die einzelnen Verfahrensschrittejedoch noch optimiert und effizienter gestaltet werden.In der vorliegenden Dissertation erfolgte die Untersuchung von Teilschritten desProduktionsprozesses. Der Schwerpunkt lag auf der Identifikation von geeignetenAlgenarten für die Biodieselproduktion. 64 Stämme wurden unter standardisiertenLaborbedingungen getestet. Durch die Variation von unterschiedlichen Einflussfak-toren wurden optimale Kultivierungsbedingungen definiert. Die Folge war eine Stei-gerung der Wachstumsgeschwindigkeit sowie der Produktivität für Lipide sowie fürFett- und Aminosäuren. Die Ergebnisse von Laborversuchen lassen sich nicht unbe-dingt auf den großtechnischen Maßstab übertragen. Im Rahmen von Upscalingver-suchen wurde deshalb das Wachstum erfolgreich gescreenter Stämme in Voluminavon 30 Litern und 500 Litern analysiert.Die Algenbiomasse wird für die Biodieselgewinnung weiter aufgearbeitet. Die ein-zelnen Verfahrensschritte Aufkonzentrierung, Zellaufschluss, Extraktion und Umes-terung wurden untersucht und optimiert. Die Auswirkung der Optimierungen aufden Gesamtprozess wurde durch verschiedene Bilanzierungen dargestellt. Das bein-haltete Untersuchungen zum Einfluss auf die Stoff- und Energieflüsse sowie auf dieökologischen Auswirkungen. Die Berechnung der Emissionen an CO2 und anderenTreibhausgasen sowie ökonomische Betrachtungen bildeten den Abschluss der vor-liegenden Dissertation.

1

Kapitel 1

Einleitung

Um eine irreversible Änderung des Weltklimas zu vermeiden, darf die globale Durch-schnittstemperatur um höchstens 2 °C gegenüber dem vorindustriellen Niveau stei-gen. Deutschland hat sich deshalb verpflichtet, bis zum Jahr 2020 40 % wenigerCO2 als 1990 freizusetzen. Bis heute ist jedoch unklar, ob dieses Ziel tatsächlicherreicht wird. In Deutschland wurden 2011 insgesamt 800 Millionen Tonnen CO2

emittiert. Ein Großteil der CO2-Emission entstammt der Energiewirtschaft und demVerkehrssektor [2]. CO2 entsteht durch Verbrennungsprozesse (z.B. in Kraftwerkenoder Fahrzeugmotoren) und gelangt über den Abgasstrom in die Atmosphäre. Tech-nologien zur Abtrennung von CO2 aus diesen Abgasen (wie z.B. die Fixierung durchAlgen) sind noch in der Entwicklungsphase. Das gilt auch für die CCS-Technologie.Hierbei wird CO2 aus großtechnischen Anlagen abgeschieden und in unterirdischenSpeicherräumen langfristig gelagert.Nach Meinung vieler Wissenschaftler spielt in Zukunft ein Energiemix aus Kern-kraft, Solarenergie, Wasserstoff, Windenergie und Biomassenutzung eine entschei-dende Rolle [3, 4, 5]. Die Energieerzeugung aus erneuerbaren Energieträgern wird inDeutschland im Rahmen der Energiewende besonders gefördert. Nach dem „Erneuerbare-Energie-Gesetz“ werden erhöhte Einspeisevergütungen in das deutsche Stromnetzgarantiert, wenn die Stromerzeugung aus Biomasse (z.B. Phytomasse nach der ak-tuell gültigen Biomasseverordnung vom 21.6.2001, letzte Änderung am 24.2.2012)erfolgte. Die Photosynthese betreibenden Mikroalgen sind ebenfalls zur Phytomassezu rechnen. Mit Algenbiomasse existiert deshalb ein interessanter Energieträger mithohem Zukunftspotential aber auch mit einem hohen Forschungsbedarf.Neben der Gewinnung von Strom und Wärme aus Biomasse rückt die Produktionvon Kraftstoffen aus Biomasse zunehmend in den Mittelpunkt des öffentlichen Inter-esses. Aktuell ist der Anteil von Biokraftstoffen am Verkehrsaufkommen in Deutsch-

KAPITEL 1. EINLEITUNG 2

land mit 5,8 % [2] noch sehr gering. Der Vorteil von Biokraftstoffen besteht darin,dass diese prinzipiell bei einer Annahme von günstigen Rahmenbedingungen er-neuerbar und CO2-neutral sind. Deshalb können diese Energieträger zukünftig ent-scheidend sein für eine nachhaltige und ökonomische Entwicklung der Welt [6]. ZurHerstellung von Biokraftstoffen werden gegenwärtig hauptsächlich Landpflanzen ge-nutzt. Die Konkurrenz zur Nahrungsmittelproduktion führt aktuell zu Konflikten:Die Erzeugung von Nahrungsmitteln sinkt und in der Folge steigen deren Preise[3, 7, 8].Bis zu 30 % der globalen Energienachfrage kann zukünftig durch Biokraftstoffe ge-deckt werden kann, ohne gleichzeitig die Nahrungsmittelproduktion negativ zu be-einflussen [9]. Die Verarbeitung von Zellulose-haltigen Ernterückstände sowie vonAlgenbiomasse zu Biokraftstoffen rückt gegenwärtig in den Fokus von Forschungs-bemühungen [10, 11, 12, 13]. Algenbiomasse bietet zahlreiche Vorteile: Die Pho-tosynthese läuft gegenüber Landpflanzen wesentlich effizienter ab [14, 15]. Die flä-chenbezogene Ölproduktivität ist in der Folge um bis zu 300 Mal höher [10, 16]. Mi-kroalgen können kontinuierlich geerntet und bei Anzucht im Gewächshaus sogar inwachstumsfeindlichen Jahreszeiten produziert werden. Der höhere Biomassezuwachsvon Mikroalgen gegenüber Landpflanzen wird allerdings nur deshalb erreicht, weilderen Anzucht in künstlichen Kultivierungssystemen, den sogenannten Photobiore-aktoren, erfolgt. Hier existieren zwar optimale Wachstumsbedingungen. Allerdingssind mit dem Betrieb derartiger Anlagen hohe Strom- sowie hohe Anschaffungskos-ten verbunden, die weitere Optimierungsmaßnahmen notwendig machen.Die Fähigkeit zur CO2-Fixierung ist ein unbestreitbarer Vorteil der Anzucht vonMikroalgen. Auf diese Weise können Algen in beträchtlichem Ausmaß zur Reduk-tion von Treibhausgasen beitragen [17]. Kraftwerksabgase können direkt oder nachVorreinigung in Algenanzuchtanlagen geleitet werden. Algen bauen CO2 in ihre Bio-masse ein und dienen somit theoretisch als Abgasfilter. Die Emission von CO2 in dieAtmosphäre würde dadurch vermindert. Algen sind ebenso prinzipiell in der Lage,häusliche Abwässer zu reinigen, indem die hier enthaltenen Salze in der Biomassefixiert werden [18, 19, 20].Für die Anzucht von Mikroalgen sind keine landwirtschaftlich nutzbaren Flächennotwendig. Im Gegenteil: Unfruchtbare, trockene oder sonstige extreme Standortekönnen genutzt und dadurch aufgewertet werden. Unter ökonomischen Gesichts-punkten spielt die Nutzung der Restbiomasse nach Verwertung der Fettsäurefraktioneine große Rolle. Sekundäre Algeninhaltsstoffe, wie z.B. Carbonsäuren, Kohlenhy-drate und Aminosäuren stehen für anderweitige Verwertungspfade zur Verfügung


[21]. Eine Nutzung als Futtermittel oder für pharmazeutische Produkte ist denkbar.Daneben kann die Restbiomasse energetisch verwertet werden. Beispiele hierfür sinddie Verbrennung, Vergasung oder die HTC-Behandlung der Restbiomasse.Der erste Schritt für die Etablierung eines derartigen wirtschaftlichen Nutzungs-prozesses von Mikroalgenbiomasse ist die Identifizierung von geeigneten Algenarten[22]. Danach erfolgt die Optimierung von Produktionsbedingungen, um einen mög-lichst effizienten Herstellungsprozess zu ermöglichen. Die vorliegende Arbeit leistetin diesem Sinne einen wichtigen Schritt zur Etablierung einer Biodieselproduktionaus Algenbiomasse.

1.1 Zielsetzung der Arbeit

Biokraftstoffe haben als erneuerbare Energieträger das Potenzial, dringende ökologi-sche Probleme der Gegenwart zu lösen. Als Ausgangsbiomasse für deren Herstellungdienen zur Zeit verschiedene Landpflanzen. Um eine direkte Konkurrenz zur Nah-rungsmittelproduktion zu vermeiden, wird aktuell nach Alternativen gesucht. Dievielversprechendste Biomassequelle in diesem Sinne sind Mikroalgen.Das Ziel der vorliegenden Arbeit ist deshalb die Etablierung und Optimierung derBiodieselherstellung aus Mikroalgen. Einzelne Teilschritte bei der Herstellung vonBiodiesel sollen hinsichtlich Effizienz und Praxistauglichkeit verbessert werden, wo-bei der Schwerpunkt auf der Züchtung der Mikroalgen liegt. Die Ergebnisse sollengenutzt werden, um einen weiteren Schritt in Richtung wirtschaftlich und energe-tisch sinnvoller Produktion von Biodiesel aus Mikroalgen zu gelangen.Neben praktischen Versuchen ist der Gesamtprozess zu bilanzieren, um auf diese Artund Weise Ansatzpunkte für weitere Verbesserungsmöglichkeiten aufzuzeigen. DerLeser soll für alle Einflussfaktoren auf die Prozesskette sensibilisiert und für diesezukunftsträchtige Technologie begeistert werden.

1.2 Gliederung der Arbeit

Die vorliegende Arbeit beginnt mit der Einleitung. Im folgenden Kapitel 2 erfolgtdie Darstellung der energetischen Nutzungsmöglichkeiten von Biomasse. Die Herstel-lungswege verschiedener Biokraftstoffe werden dargestellt. Besonderes Augenmerkwird auf die einzelnen Verfahrensschritte der Biodieselherstellung aus Mikroalgen ge-legt. Im Kapitel 3 werden alle angewendeten Methoden und genutzten Materialien


dargestellt. Danach erfolgt im Kapitel 4 die Darstellung der Ergebnisse der Scree-ningversuche. 64 Algenarten wurden unter Standardbedingungen kultiviert und derBiomassezuwachs sowie die für die Biodieselherstellung wichtigen Inhaltsstoffe ana-lysiert. Kapitel 5 beschäftigt sich mit der Optimierung der Anzucht ausgewählterAlgenstämme. Kapitel 6 beschreibt das Upscaling von Stämmen. Im Labormaßstaberfolgreich getestete Stämme wurden schrittweise in industrielle Kultivierungsvolu-mina überführt und das Wachstum analysiert. Außerdem erfolgt in diesem Kapiteldie Darstellung von Experimenten zur Verarbeitung der Algenbiomasse. Kapitel 7zeigt die Massen- und die Energiebilanz des Gesamtprozesses und quantifiziert denEinfluss der Optimierungsstrategien aus Kapitel 5. Im Kapitel 8 folgen die Zusam-menfassung der erzielten Ergebnisse und das Aufzeigen zukünftiger Entwicklungen.

5

Kapitel 2

Bioenergien in Deutschland

Unter dem Begriff "Bioenergie"wird im weitesten Sinne die energetische Nutzungvon Biomasse verstanden. Bioenergie wird aus nachwachsenden Rohstoffen gewon-nen und ist deshalb erneuerbar und CO2-neutral. Durch photosynthetische Prozessewird CO2 der Atmosphäre entzogen und in Biomasse eingebaut. Die Sonne lieferthierfür die notwendige Energie. Bei der energetischen Nutzung von pflanzlicher Bio-masse wird zwar wieder CO2 freigesetzt. Jedoch maximal soviel, wie vorher gebundenwurde. Deshalb erfolgt keine langfristige Beeinflussung des CO2-Gehaltes der Atmo-sphäre.Im Folgenden werden Nutzungsmöglichkeiten von Biomasse dargestellt. Historischbedingt hatte die Verbrennung von Holz zur Wärme- bzw. Stromgewinnung langeZeit die größte Bedeutung. Aktuell rückt allerdings die Produktion von Biokraftstof-fen aus Pflanzen in den Vordergrund. Die Gewinnung von Biodiesel wird in diesemKapitel sowohl für Biomasse aus Landpflanzen als auch für Algenbiomasse darge-stellt. Möglichkeiten der Erzeugung von Biowasserstoff, Bioethanol oder biogenemMethan vervollständigen das Kapitel.

2.1 Nutzung von Biomasse

Nahezu die Hälfte der Fläche der Bundesrepublik Deutschland wird gegenwärtiglandwirtschaftlich genutzt, vorwiegend für den Anbau von Getreide. 2010 dienten2,1 Millionen Hektar davon dem Anbau von Energiepflanzen [23]. Das entsprach 18% der Ackerflächen, wobei nur die Hälfte der landwirtschaftlichen Nutzfläche alsAckerfläche dient. Der Anteil ist in den vergangenen Jahren deutlich angestiegen.Die stoffliche Nutzung von Ackerpflanzen ist dagegen gesunken.In Abhängigkeit der Pflanzenart können verschiedene Verwertungswege genutzt wer-

KAPITEL 2. BIOENERGIEN IN DEUTSCHLAND 6

den. Holz kann beispielsweise direkt verbrannt, andere Pflanzen dagegen durch Gä-rung verwertet werden. Bei der Gärung bauen verschiedene Mikroorganismen ineiner sauerstoffarmen oder -freien Umgebung Biomasse zu energetisch wertvollenSubstanzen ab. Bei der Methangärung erfolgt die Umwandlung zu Biogas, bei derethanolischen Gärung zu Bioethanol und bei der Buttersäuregärung zu Biobuta-nol. Biomasse kann daneben thermochemisch verarbeitet werden: Durch Pyrolyseerfolgt die Umwandlung von Stroh, Holz sowie Energiepflanzen bei hohen Drückenund hohen Temperaturen zu Synthesegas und nachfolgend zu Biokraftstoffen. ImErgebnis entstehen Biomass-to-Liquid- (BtL-) Kraftstoffe. Eine weitere Möglichkeitder Nutzung von Biomasse ist die Biodieselherstellung: In Biomasse enthaltene Ölewerden isoliert und nachfolgend umgeestert. Eine Übersicht über aktuell produzierteBiokraftstoffe ist in Tabelle 2.1 dargestellt. Energieträger aus nachwachsenden Roh-stoffen können wie fossile Energieträger in konventionellen Anlagen (Dampfkessel,Gasturbinen, Verbrennungsmotoren) verwendet werden.Je nach Verwertungsgrad der Biomasse unterscheidet man Biokraftstoffe der ersten,Biokraftstoffe der zweiten sowie Biokraftstoffe der dritten Generation. Bei Biokraft-stoffen der ersten Generation wird nur ein Teil der Pflanze, jedoch nicht die gesamtePflanze genutzt. Hierzu gehören aus dem Zucker- bzw. dem Stärkeanteil der Bio-masse produzierter Bioethanol oder aus dem Fettsäureanteil hergestellter Biodieselbzw. Pflanzenölkraftstoff. Die Restbiomasse enthält nach Entfernung der genutz-ten Komponenten noch andere Bestandteile, die entsorgt oder anderweitig genutztwerden. Kann dagegen die gesamte Pflanze verwertet werden, spricht man von Bio-kraftstoffen der zweiten Generation. Zu dieser Gruppe gehören die BtL-Kraftstoffe.Pflanzliche Abfälle aus Holz, Stroh oder Ganzpflanzen werden durch Vergasungspro-zesse aufgespalten. Nach Reinigung des Gases erfolgt via Fischer-Tropsch-Synthesedie Umwandlung in Kohlenwasserstoffe [24]. Die im Gegensatz zu den Biokraft-stoffen der ersten Generation fehlende Konkurrenz zur Nahrungsmittelproduktionist ein großer Vorteil von Biokraftstoffen der zweiten Generation. Die verwendetenPflanzenteile sind nicht für die menschliche Ernährung geeignet. Insbesondere imHinblick auf eine Häufung internationaler Hungerkatastrophen und einen Anstiegder weltweiten Nahrungsmittelpreise lässt sich ein Anbau von Energiepflanzen inZukunft ethisch nicht mehr rechtfertigen.Die Wachstumsgeschwindigkeit von Landpflanzen wird durch die CO2-Konzentrationin der Atmosphäre am stärksten limitiert. Bei der Anzucht von Mikroalgen in ge-schlossenen Systemen entfällt diese Limitierung. Hier erfolgt eine künstliche Steige-rung der CO2-Konzentration, sodass ein wesentlich höherer flächenbezogener Bio-


massezuwachs erreicht wird. Neben der Möglichkeit, eine hohe CO2-Konzentrationfür das Wachstum nutzen zu können, verfügen Mikroalgen über einen weiteren Vor-teil gegenüber Landpflanzen: Bedingt durch die aquatische Lebensweise benötigenMikroalgen kein Wurzel- oder Stützgewebe. Als einzellige Organismen können siedeshalb mit der gesamten Biomasse Photosynthese betreiben. Aufgrund des dar-aus resultierenden schnellen Wachstums von Mikroalgen werden Biokraftstoffe ausdieser Quelle zur dritten Generation gerechnet.

2.2 Biodiesel aus Pflanzenölen

Aus Pflanzenölen hergestellter Biodiesel oder auch die Pflanzenöle selbst gehören zuden biogenen Treibstoffen. Alternativ dienen Öle tierischer Herkunft oder Öle ausMikroalgen als Basis. In Deutschland werden die Öle vorwiegend aus Raps gewonnen,in Amerika meistens aus Sonnenblumen oder Soja. Bei direkter Nutzung der Öle isteine Umrüstung von Motoren notwendig. Der Grund liegt hauptsächlich in der hohenViskosität von Pflanzenölen. Durch Umesterung zu Biodiesel kann diese zwar deut-lich gesenkt werden. Dennoch ist der entstandene Biodiesel dickflüssiger als fossilerDiesel. Deshalb ist bei Verwendung von Biodiesel in konventionellen Dieselmotorenmit Abnutzungserscheinungen zu rechnen. Die feinen Schmierkanäle stellen hierbeiein größeres Hindernis dar, sodass die Einspritzpumpe trocken laufen kann. Zudemkann qualitativ minderwertiger oder überlagerter Biodiesel zu Schäden führen. DieUrsache liegt in der oxidativen Abbaubarkeit von Biodiesel. Biodiesel besitzt jedochviele Vorteile [25]: die vergleichsweise hohe biologische Abbaubarkeit, die vergleichs-weise geringen Gehalte an Schwefel, Schwermetallen, Benzol und anderen Aromaten.Außerdem gehört Biodiesel zu den erneuerbaren Energieträgern. Pflanzenöle werdenals flüssige Lipide im Rahmen von anabolen Stoffwechselprozessen synthetisiert. Siesind eine Speicherform der Sonnenenergie. Die Energiedichte ist vergleichsweise hoch(9,2 KWh je Liter). Die Öle bestehen aus Kohlenstoff, Wasserstoff und in geringemUmfang Sauerstoff. Das Verhältnis wird durch die durchschnittliche SummenformelC60H120O6 charakterisiert. Der mittlere Ölgehalt in Rapssamen beträgt 40 - 44 %[26]. Im Folgenden werden die einzelnen Aufarbeitungsschritte erläutert.Nach der Ernte werden die Pflanzen zu Ölmühlen geliefert [27]. Hier wird die Saatzerkleinert und konditioniert, d.h. Feuchte und Temperatur dem nachfolgendenPressschritt angepasst. Das Auspressen erfolgt in Schneckenpressen. Im Ergebniswerden zwei Fraktionen erhalten. Das Rohöl und der Rapskuchen. Das Rohöl enthältnoch Verunreinigungen (z.B. kleine Saatteilchen), die in Filteranlagen entfernt wer-


den. Der Rapskuchen (Restbiomasse) kann mit bis zu 20 % trotz Auspressens immernoch beträchtliche Ölgehalte aufweisen. Diese Anteile werden durch Extraktion mitHexan gewonnen. Der Rapskuchen wird hierfür auf Flockierwalzen aufgelockert unddanach in Form von festen Blättchen in einen geschlossenen Extraktionsraum gege-ben. Das Extraktionsmittel wird nachfolgend abgetrennt und steht für den Prozesserneut zur Verfügung [28]. Nach dem Auspressen von Öl aus der Rapssaat und derExtraktion von Öl aus dem Rapskuchen werden beide Ölfraktionen vereinigt. Stö-rende Begleitstoffe machen weitere Aufarbeitungsschritte notwendig, die unter demBegriff Raffination zusammengefasst werden [29, 30, 31, 32]: Im Rohöl enthalteneSchleimstoffe (z.B. Phospholipide) beeinflussen die Haltbarkeit von Kraftstoffen ne-gativ und fördern die Fettspaltung. Deshalb werden sie durch Entschleimen entfernt.Hierzu wird dem Rohöl Wasser und Phosphorsäure zugegeben. Die Schleimstoffequellen auf und bilden höhermolekulare ölunlösliche Komplexe, die nun abgetrenntwerden können. Freie Fettsäuren sind ebenso unerwünscht und werden durch Neutra-lisation (meist mit Natronlauge) abgetrennt. Dadurch entsteht ein Seifenstock. DerSeifenstock enthält zusätzlich störende Farbstoffe und Schwermetalle, die durch dieNatronlauge mit entfernt werden. Die Seifenlösung wird durch Zentrifugation oderDekantieren abgetrennt. Der Rest wird mit Wasser ausgewaschen. Die Zugabe vonBleicherde bewirkt danach die Adsorption von Farbstoffen sowie Resten an Schleim-stoffen, Spurenmetallen und Oxidationsprodukten und somit das Entfärben und dieAufreinigung des Rohöls. Anschließend erfolgt die Entfernung von Ketonen, Aldehy-den sowie von Resten freier Fettsäuren und an Kohlenwasserstoffen. Diese geruchs-und geschmacksintensiven Begleitstoffe werden durch Wasserdampfdestillation ent-fernt. Voraussetzung für diesen finalen Reinigungsschritt ist die Verwendung vongut vorgereinigtem Öl. Proteine, Kohlenhydrate, Phosphatide und Seifen sind ther-misch zersetzbar. Die Abbauprodukte schädigen den Verbrennungsmotor. Deshalbmüssen diese Bestandteile entfernt werden. Die dargestellte chemische Raffinationbesteht aus den Schritten Entschleimung, Entsäuerung, Entfärbung und Dämpfung.Bei der physikalischen Raffination erfolgt dagegen die Entsäuerung durch Destillati-on [27]. Die destillativen Verfahrensschritte Entsäuerung und Dämpfung werden beider physikalischen Raffination vereinigt, ebenso Bleichung und Entschleimung.Für die Herstellung von Biokraftstoffen wird Energie benötigt. Im Verhältnis zumEnergiegehalt des Endproduktes macht dies bei Pflanzenölen circa 15 % und beiBiodiesel aus Pflanzenölen circa 32 % aus. Für die Weiterverarbeitung der Öle zuBiodiesel sind eine Umesterung sowie verschiedene Reinigungsschritte notwendig.Bei der Umesterung entstehen aus Pflanzenölen durch Zugabe von Alkohol (meist


Methanol oder Ethanol) und einem Katalysator (z.B. Kalilauge) Biodiesel. Als Ne-benprodukt wird Glycerol gebildet. In kommerziellen Umesterungsanlagen werdendie erforderlichen Substanzen gemischt und mehrere Stunden bei 50 °C - 70 °C inku-biert. Alkohol wird über das stöchiometrische Verhältnis hinaus zugegeben, um dasReaktionsgleichgewicht auf die Seite des Esters zu verschieben. Dadurch steigt dieAusbeute auf 90 - 92 % [27], durch kontinuierliche Entfernung von Glycerol sogarauf 98 % [27]. Freie Fettsäuren und Wasser stören durch unerwünschtes Versei-fen und folgender Emulsionsbildung. Entsprechende Gehalte werden deshalb vorherabgetrennt. Am Ende des Umesterungsprozesses liegen zwei Phasen vor: In der obe-ren Phase befindet sich der Biodiesel sowie Reste an Kalilauge. In der schwerenPhase sind Glycerol, Methanolreste und Nebenprodukte des Prozesses vorhanden.Nach der Phasentrennung erfolgt deshalb die Neutralisation des Katalysators (z.B.durch Zitronensäure). Methanol wird durch Abdampfen wieder gewonnen. WeitereReinigungsschritte folgen: Die Rohbiodieselphase wird mit Wasser gewaschen undgetrocknet. Die Rohglycerolphase wird einer Seifenfällung mit Kalziumhydroxid so-wie nachfolgend einer Filtration, Neutralisation und Wasserabdampfung unterzogen.Bei der Umesterung im überkritischen Prozess wird kein Katalysator benutzt [33].Überkritisches Methanol bildet mit Öl eine homogene Phase. Die Reaktion verläufthier spontan und schnell. Geringe Wassermengen stören den Prozess nicht. Ebensowenig freie Fettsäuren, die in diesem Fall direkt zu Biodiesel verestert werden.Im gesamten Herstellungsprozess entstehen viele Nebenprodukte. Die Restbiomasse(Presskuchen, Schrot) wird aufgrund der hohen Proteingehalte oft als Tierfutter ver-wendet. Alternativ besteht die Möglichkeit der stofflichen Nutzung beziehungswei-se energetischen Nutzung als Festbrennstoff oder Düngemittel [34]. Glycerol kannim chemisch-technischen Sektor verwertet oder verbrannt werden. Allerdings sindin letzter Zeit die erzielbaren Erlöse aus der Glycerolproduktion rapide gesunken.Die Ursache liegt in der Überschwemmung der Weltmärkte aufgrund der Biodie-selproduktion. Eine wirtschaftlich sinnvolle Nutzung des Nebenproduktes Glycerolist deshalb derzeit nicht möglich. Fettsäuren, Schleimstoffe bzw. Phosphatide fallennur in relativ geringen Mengen an und werden getrennt vermarktet. Im Vergleich zukonventionellem Diesel haben sowohl Pflanzenöl als auch Biodiesel weitere Vorteile:Transport und Lagerung sind unter ökologischen Gesichtspunkten wesentlich wenigerproblematisch. Pflanzenöl schneidet sogar noch besser ab als Biodiesel. Die Grün-de liegen in geringerer Brennbarkeit, geringerer Wassergefährdung und geringererhumaner Giftigkeit sowie der besseren biologischen Abbaubarkeit der pflanzlichenÖle. Bei Betrachtung des Gefährdungspotentials durch terroristische Anschläge, der


benötigten Transportwege, der logistischen Herausforderungen sowie der regionalenWertschöpfung bestehen weitere Vorteile beim Pflanzenöl.Unter finanziellen Aspekten spielen verschiedene Punkte eine Rolle: Die Verwendungvon Pflanzenöl als Treibstoff setzt eine Umrüstung heutiger Dieselmotoren zwingendvoraus. Die Ursache liegt in der hohen Viskosität und der hohen Zündtemperaturvon Pflanzenölen. Deshalb muss Pflanzenöl vor der Einspritzung erwärmt werden.Die höheren Temperaturen bewirken eine Entlastung der Einspritzpumpe, eine fei-nere Zerstäubung, eine leichtere Zündung sowie eine vollständige Verbrennung. DieKosten für eine einzelne Umrüstung liegen zwischen 1500 Euro und 4500 Euro. BeiSerienfertigung können jedoch die Kosten wesentlich geringer ausfallen. Bei den rei-nen Treibstoffkosten sind naturgemäß die Pflanzenöle im Vorteil. Biodiesel setztdie chemische Umwandlung der Pflanzenöle voraus. Durch den Einsatz zusätzlicherChemikalien für den Umesterungsprozess und weitere Herstellungsschritte wird derTreibstoffpreis erhöht. Der Preisunterschied liegt heute bei 0,15 Euro - 0,20 Euro proLiter. Zukünftig ist jedoch mit einer Erhöhung des Preisunterschiedes zu rechnen.Einerseits wird die Herstellung von Methanol teurer. Der Prozess ist an die Förde-rung von Erdöl und Erdgas gekoppelt. Bei zunehmender Verknappung der fossilenEnergieträger ist von einem Preisanstieg auszugehen. Andererseits führte die stei-gende Glycerolproduktion bereits zur Sättigung des Marktes mit der Folge sinkenderErlöse.In Deutschland wird Biodiesel aus Raps hergestellt. Weltweit werden auch anderePflanzen genutzt: Sojabohnen [35, 36], Ölpalmen [37, 38, 39] und Sonnenblumen[40, 41]. Die Zusammensetzung von Algenölen entspricht weitestgehend der Zusam-mensetzung der Pflanzenöle. Die Herstellungswege sind mit Ausnahme der Pflanzen-zucht bzw. Algenkultivierung ebenfalls prinzipiell gleich und werden im folgendenAbschnitt dargestellt.

2.3 Biodiesel aus Mikroalgen

In diesem Abschnitt erfolgt zunächst die Darstellung von Mikroalgen, deren prin-zipieller Aufbau sowie taxonomische und morphologische Einteilungsmöglichkeiten.Die für die Biodieselherstellung notwendige Biomasse wird durch Kultivierung ge-wonnen. Dabei vermehren sich Mikroalgen aufgrund ihrer Stoffwechselaktivität. DieAlgenkultivierungssysteme werden ebenso dargestellt wie der Ablauf der gesamtenProzesskette der Biodieselherstellung. Einflussmöglichkeiten zur Optimierung ein-zelner Aufarbeitungsschritte werden am Ende dieses Abschnittes aufgezeigt.


2.3.1 Algenarten

Algen gehören zu den ältesten Organismen der Erde. Die Existenz von Algen führ-te erstmals in der Erdgeschichte überhaupt zur Anreicherung von Sauerstoff in derAtmosphäre und ermöglichte die Entstehung höheren Lebens. Fossile Spuren ausdem Präkambrium belegen das Vorhandensein von Algen seit 2,5 Milliarden Jahren[42]. Algen spielen heute eine wichtige Rolle als CO2-Konsument, als Sauerstoff- undBiomasseproduzent sowie als Grundlage von Nahrungsnetzen in den Ozeanen.Unter dem Begriff „Algen“ werden Organismen zusammengefasst, die sich durch ge-meinsame physiologische Eigenschaften auszeichnen. Da die Systematik nicht aufverwandtschaftlichen Beziehungen beruht, bilden Algen eine paraphyletische Grup-pe. Algen sind aquatische und pflanzenähnliche Organismen, die zur autotrophenLebensweise befähigt sind. Algen benötigen zwar zumindest temporär Wasser. Al-lerdings können Algen auch längere Trockenphasen überstehen. Sie kommen sogarin Wüsten und Halbwüsten vor. Die Gruppe der Algen ist sehr heterogen. Organis-men mit oder ohne echten Zellkern, d.h. sowohl Prokaryoten (sogenannte Blaualgenoder Cyanobakterien) als auch Eukaryoten werden innerhalb dieser Gruppe zusam-mengefasst. Die Eukaryoten umfassen die Algengruppen Grün-, Rot-, Braun- undKieselalgen sowie Gold- und gelbgrüne Algen sowie weitere Gruppen. Eine exaktesystematische Einteilung von Algen nach dem klassischen System Reich-Stamm-Klasse-Ordnung-Familie-Gattung ist aus den dargelegten Gründen bislang nicht ge-lungen. Allerdings wird eine zukünftige Taxonomie auf genetischen Sequenzen be-ruhen und somit verwandtschaftliche Abstammungen zeigen.Aktuell sind über 100.000 Algenarten bekannt. Nach allgemeinen Schätzungen kom-men jedoch rund 400.000 Algenarten weltweit vor. Algen besiedeln nahezu alle be-kannten Lebensräume. Selbst extreme Habitate, wie Eis oder heiße Quellen, stellenkein Hindernis dar. Prinzipiell wachsen Algen planktonisch. Sie sind in diesem Fallfrei beweglich. Andererseits ist aber auch eine sessile Lebensweise möglich. Dabeiwachsen Algen auf festen Oberflächen in Form von Biofilmen. Anhand der Zellgrößeist eine Einteilung von Algen möglich (z.B. Makroalgen, Mikroalgen), allerdings sindauch diese Taxa botanisch nicht definiert.

2.3.2 Kultivierungssysteme

Mikroalgen benötigen für ihr Wachstum als Energiequelle Licht, als Kohlenstoff-quelle CO2, optimale artspezifische Temperaturen sowie Nährsalze in gelöster Form.Obligatorisch sind eine Stickstoff- und eine Phosphorquelle. Ebenso muss Schwe-


fel verfügbar sein. Außerdem werden verschiedene Spurenelemente für das Algen-wachstum gebraucht. Im Verlauf der Kultivierung entsteht durch die Einwirkungder oben genannten Faktoren im Zusammenspiel mit den speziellen Enzymen derjeweiligen Spezies Mikroalgenbiomasse. Als durchschnittliche Summenformel giltCO0,48H1,83N0,11P0,01 [10]. Die Kultivierung von Mikroalgen kann prinzipiell in offe-nen oder in geschlossenen Systemen erfolgen [43, 44, 45]. Zu den offenen Systemengehören natürliche Teiche, flache Flussmündungen, Seen oder auch die Weltmeere.Künstlich angelegte Gewässer oder sogenannte open Ponds komplettieren die offe-nen Systeme. Open Ponds sind circa 20 cm tiefe Becken, in denen die Algenkulturpermanent durch Paddelmischer bewegt wird. Die offenen Systeme sind einfach zuhandhaben und können kostengünstig produziert werden. Diesem Vorteilen stehenjedoch gravierende Nachteile gegenüber: Eine geringe Eindringtiefe des Sonnenlich-tes führt zur Limitierung des Wachstums. Weitere Nachteile sind Verdunstungs-verluste, die Inanspruchnahme großer Flächen sowie Kontaminationsge fahren. UmBakterien- oder Zooplanktonbefall zu verhindern, bleiben derartige Konstruktionenauf die Kultivierung extremophiler Algenarten beschränkt. Durch die offene Bau-weise ist außerdem eine Erhöhung der CO2-Konzentration nicht möglich, sodass dasMikroalgenwachstum ebenso wie das Wachstum von Landpflanzen durch die ver-gleichsweise geringe CO2-Konzentration in der Atmosphäre limitiert ist.Demgegenüber gehören die Photobioreaktoren (PBR) zu den geschlossenen Syste-men. Die Kultivierung erfolgt in Röhren, Schläuchen, Platten oder Tanks. PBRhaben einige Vorteile, die die hohen Anschaffungskosten rechtfertigen [46, 47]. Einegeregelte, den jeweiligen Bedingungen angepasste Prozessführung ermöglicht einenreproduzierbaren Produktionsprozess. Aufgrund der Sterilisierbarkeit des Mediumsund der geschlossenen Bauweise dieser Systeme ist das Kontaminationsrisiko gering.Eine zusätzliche CO2-Zufuhr führt zur erhöhten Konzentrationen der Kohlenstoff-quelle im Reaktor und somit zu schnellerem Algenwachstum. Außerdem kann durchentsprechende Sensor- und Steuerungstechnik der pH-Wert der Suspension stets kon-stant gehalten werden. Ein stoffwechselbedingter Anstieg des pH-Wertes und einedamit verbundene Wachstumshemmung treten nicht auf. Weiterhin ist die Kultivie-rung von Mikroalgen in Gebieten möglich, die für die landwirtschaftliche Nutzungnicht geeignet sind. Somit entfällt der Widerspruch zur Nahrungsmittelproduktion.Durch geringere Verdunstungsverluste senkt die geschlossene Kreislaufführung inPBR außerdem den Wasserverbrauch. Im Sinne einer nachhaltigen Nutzung kanndas Wasser sogar für eine erneute Kultivierung verwendet werden, indem nur die ver-brauchten Nährsalze wieder zugegeben werden. Die flächenbezogene Biomassepro-


duktivität unterscheidet sich sehr stark bei den verschiedenen Kultivierungssystemen[48]. Offene Systeme erzielen eine Produktivität von 10 - 20 g m−2 d−1, geschlos-sene Systemen von 35 - 40 g m−2 d−1 und 3D-Matrix-Systeme von 80 - 100 g m−2

d−1. Die 3D-Matrix-Systeme bestehen aus durchscheinenden Platten. Der Abstandzwischen beiden Platten beträgt ein bis drei Millimeter. Dadurch wird die gegensei-tige Beschattung der Algen vermindert. Eine optimale Lichtverteilung bewirkt eineOptimierung des Wachstums.

2.3.3 Prozess der Biodieselherstellung

Der erste Schritt bei der Herstellung von Biodiesel aus Mikroalgen ist deren Kul-tivierung. Durch Zellteilung vermehren sich die Mikroalgen, sodass in relativ kur-zen Zeiträumen Biomasse zur Verfügung steht. Die speziellen Kultivierungssyste-me erfordern z.T. hohe Anfangsinvestitionskosten. Dafür erzielen Mikroalgen jedochwesentlich höhere flächenbezogene Biomassezuwächse als Landpflanzen. Mikroalgenbetreiben Photosynthese und speichern die Sonnenenergie in Form von Öltröpfchenim Cytosol. Unter Standardbedingungen kann der Ölgehalt Werte von über 50 %TSerreichen [49]. Wie hoch der konkrete Gehalte ist, hängt vorrangig von der Algenartselbst ab. Je nach individueller Enzymausstattung können die Stämme Öle unter-schiedlich schnell synthetisieren. Daneben spielen aber auch andere Faktoren eineRolle: Spoehr und Milner berichteten über Lipidgehalte von bis zu 85 %TS in derBiomasse von Chlorella pyrenoidosa in Abhängigkeit der Umweltbedingungen [50].Durch verschiedene Maßnahmen kann die Geschwindigkeit der Lipidsynthese erhöhtwerden: Die gentechnische Veränderung führt zur gesteigerten Expression oder hö-herer Aktivität der am Stoffwechsel beteiligten Enzyme. Ohne gentechnische Verän-derung kann der Nitratgehalt im Kultivierungsmedium verringert werden. Dadurchkommt es zum Erliegen der Aminosäuresynthese. In der Folge läuft zunächst dieKohlenhydrat- und nach Auffüllung der internen Kohlenhydratspeicher die Lipid-synthese verstärkt ab. Eine Zellteilung findet in diesem Fall nicht mehr statt. DieBiomasse nimmt nicht mehr zu. Bei Phosphatmangel im Kultivierungsmedium wirddie Phospholipidsynthese zugunsten der Triglyceridsynthese gedrosselt. Auch dieserEffekt erhöht die Anteile der Ausgangsstoffe für die Biodieselgewinnung. Außerdemführt Silizium-Mangel zu einer Steigerung der Fettsäureproduktion bei Kieselalgen.Neben den genannten Mangelsituationen können verschiedene andere Faktoren, wiez.B. Lichtstärke, Lichtspektrum, Beleuchtungsdauer oder CO2-Gehalt die Geschwin-digkeit der Fettsäuresynthese beeinflussen.


Nach der Kultivierung erfolgt die Ernte der Mikroalgen. Der Erntezeitpunkt hängtvom jeweiligen Kultivierungssystem ab. In der vorliegenden Arbeit wurde dieser auf3 g l−1 festgelegt. Nach der Ernte wird die Algenbiomasse aufkonzentriert. GeeigneteVerfahren, wie z.B. Zentrifugation oder Filtration werden nachfolgend erläutert: DieZentrifugation nutzt Unterschiede in der Masseträgheit zwischen den Algenzellenund dem wässrigen Medium aus. Durch den Rotor einer Zentrifuge wird die Algen-suspension in eine gleichförmige Drehbewegung versetzt. Die einwirkenden Zentrifu-galkräfte bewirken, dass sich die schweren Algenzellen außen ablagern, während dielöslichen Bestandteile des Kultivierungsmediums aufgrund geringerer Trägheit nachinnen wandern. Die Zentrifugation wird durch folgende Gleichung beschrieben:

a = r ω2 = 4 π2 r n2 (2.1)

Die Dauer des Trennprozesses wird im Wesentlichen vom Dichteunterschied der zutrennenden Komponenten bestimmt. Diese ist wiederum abhängig vom Abstand r,der Winkelgeschwindigkeit ω und der Drehzahl. Die Beschleunigung steigt quadra-tisch mit der Winkelgeschwindigkeit und linear mit r und n. In der Praxis lässt sichdie Trennleistung am besten durch Erhöhung der Drehzahl verbessern. Allerdingslimitiert die Zentrifuge selbst häufig die maximale Drehzahl. Da steigende Drehzah-len mit überproportionalen Kostensteigerungen bei der Herstellung der Zentrifugenverbunden sind, muss ein Mittelweg zwischen Kosteneffizienz und Dauer der Zentri-fugation gefunden werden.Separatoren nutzen ebenso wie Zentrifugen das Prinzip der Trennung durch Zen-trifugalkräfte. Das Trenngut wird in die Separatorentrommel gegeben. Die Algenlagern sich direkt an der Trommelwand ab, während die Reste des Mediums nachinnen fließen. Dieser sogenannte Klarlauf kann kontinuierlich dem Prozess entzogenwerden, sodass eine semikontinuierliche Trennung erfolgt. Ein kontinuierlicher Fest-stoffaustrag ist bei Düsenseparatoren technisch möglich. In der Praxis wird aberhäufig die Trommel während des Prozesses geöffnet und auf diese Art und Weise derFeststoffanteil entfernt.Bei der Filtration werden die Algen durch spezielle Eigenschaften des Filters (z.B.Porengröße) zurückgehalten, während die flüssigen Bestandteile den Filter passierenkönnen. Im Verlauf der Filtration bildet sich allerdings ein Filterkuchen. Das führtzu Druckverlusten und macht eine Erhöhung des Druckunterschiedes oder eine Un-terbrechung des Filtrationsvorgangs mit folgender Reinigung des Filters notwendig.In Algensystemen wirkt sich außerdem das Zusammenpressen vor dem Filter negativaus. Es kommt durch die schleimige Konsistenz zu nicht akzeptierbaren Widerstän-


den. Sowohl Filtration als auch Zentrifugation sind sehr energieaufwendige Prozesse.Im Hinblick auf einen wirtschaftlichen Prozess rücken deshalb andere Verfahren inden Mittelpunkt. Hierzu gehört die Sedimentation, d.h. das Absinken der Algen ineiner Flüssigkeit. Die Sedimentation dauert zwar einerseits länger. Andererseits istjedoch keine externe Energiezufuhr notwendig. Die Dichte der Algenzellen ρA mussfür eine Sedimentation größer sein als die Dichte des Mediums ρM. Die ReibungskraftFR, der Auftrieb FA und die Schwerkraft FG sind die Haupteinflussfaktoren:

FG = mA g (2.2)

FA = mM g (2.3)

FR = 6π r v (2.4)

Daraus ist die Sinkgeschwindigkeit einer Algenzelle im flüssigen Medium ableitbar:

vP =2 r2 g ρP − ρF

9η(2.5)

Für eine natürliche Sedimentation sind längere Zeiträume erforderlich. Der Grundliegt in den geringen Dichteunterschieden zwischen Algenzellen und Kultivierungs-medium. Die einzelne Algenzelle ist schlicht zu leicht. Um die Sedimentation zubeschleunigen, kann der pH-Wert erhöht oder Salze bzw. Detergentien zugegebenwerden. Durch die resultierende Zusammenlagerung von Algenzellen steigt das Ge-wicht und das Absinken wird beschleunigt.Im Ergebnis des Trennvorganges entsteht aufkonzentrierte Mikroalgenbiomasse. Ty-pischerweise liegen die Trockensubstanzgehalte nach Zentrifugation bei circa 10 %(w/v), keinesfalls jedoch über 20 % (w/v). Im Hinblick auf die nachfolgende Extrak-tion sind jedoch höher Trocknungsgrade erforderlich. Für die Standardextraktion(Abschnitt 3.8) wird eine nahezu vollständige Trocknung angestrebt, die an derHochschule Lausitz durch Gefriertrocknung erreicht wird. Bei der Gefriertrocknungwird eine niedrige Temperatur mit Unterdruck kombiniert. Im Ergebnis entstehtLyophylisat, das nur noch eine Restfeuchte von circa 5 % aufweist. Weitere Trock-nungsmöglichkeiten sind die Sprühtrocknung, die Cross-Flow-Trocknung oder dienatürliche Trocknung mit Sonne oder Wind.Nach der Trocknung folgt der Zellaufschluss. Mit Ausnahme von Cyanobakterienbesitzen nahezu alle Mikroalgen zusätzlich zur Zellmembran eine Zellwand. Für eineeffektive Extraktion muss diese zerstört werden. Die Zellwände der Mikroalgen sindkomplex aufgebaut, Hauptbestandteil ist Zellulose. Zellulosefibrillen verleihen derZellwand ihre mechanische Stabilität. Die Zellulose liegt hierbei vorwiegend kris-


tallin vor und bildet geordnete Bereiche aus. Bei Grünalgen liegen jedoch unter-schiedliche Schichten in der Zellwand vor. Kristalline Schichten wechseln sich mitamorphen und weniger geordneten Zelluloseschichten ab. Neben Zellulose kommenandere Bestandteile in Algenzellwänden vor: Mannane (bei marinen Grün- und ei-nigen Rotalgen), Xylane (bei einigen Grün- und Rotalgen) und Alginate (bei Brau-nalgen). Sulfonierte Polysaccharide wurden in vielen marinen Algenarten nachgewie-sen. Weitere Bestandteile können Agarose (bei Rotalgen), Silizium (bei Kieselalgen),Sporopollenin (bei einigen Grünalgen) sowie Calcium (bei einigen Grün- und Rotal-gen) sein. Bei Anwendung verschiedener Aufschlussverfahren steht die Zerstörungder Zellwand im Mittelpunkt. Prinzipiell können auch Stämme genutzt werden, dieihre Öle in das Umgebungsmedium ausscheiden. Eine kontinuierliche Ölernte ohneZellwachstum und ohne einen notwendigen Zellaufschluss wäre in diesem Fall mög-lich. Derartige Systeme wurden für Botryococcus braunii bereits beschrieben [51].Eine Kultivierung in der Arbeitsgruppe "Phototrophe Biotechnologie" der Hoch-schule Lausitz war aber bislang nicht erfolgreich. Der Zellaufschluss auf zwei Wegenerfolgen: mechanisch oder nicht-mechanisch. Mechanische Verfahren beruhen aufhohen Drücken bzw. schnell wechselnden Druckunterschieden (zum Beispiel beimUltraschall-, Homogenisator-, French Press- oder Kugelmühlenaufschluss). Der Auf-schluss durch die Kugelmühle ist die Standardvariante beim Algenaufschluss. DieAlgenmasse wird hierbei in ein Stahlgefäß gegeben, mit Stahlkugeln versetzt undgeschüttelt. Durch die Prall- und Stossbewegung der Stahlkugeln erfolgt die Zer-störung der Algenzellen. Allerdings ist dieses Verfahren nur im Labormaßstab an-wendbar, größere Algenmengen können nicht verarbeitet werden. Hierfür bieten sichUltraschallanlagen an. Ultraschall bewirkt das Aneinanderstoßen von Algenzellensowie deren nachfolgende Zerstörung durch Kavitationskräfte. Eine Erhöhung desAnteils an zerstörten Zellen ist durch Kombination mit hohem Druck möglich. Zuden nicht-mechanischen Verfahren gehören der Wechsel von Gefrieren und Auftau-en oder die Inkubation der Algenzellen in hypoosmotischen Flüssigkeiten. In beidenFällen erfolgt ein Platzen der Algenzellen bedingt durch den intrazellulären Druckan-stieg. Der enzymatische Abbau von Zellwandbestandteilen oder die Autolyse durchChemikalien bewirkt zwar keinen Zellaufschluss, dennoch kommt es zum Austrittcytosolischer Substanzen.Nachdem die Zellwand zerstört wurde, erfolgt die Abtrennung von lipophilen Ver-bindungen von der Restbiomasse (Zelltrümmer, Kohlenhydrate, Proteine) durch Ex-traktion. Für die Ölausbeute sind hierbei die Löseeigenschaften der Extraktionsmit-tel entscheidend. Es gibt polare und unpolare Lösemittel. Unpolare Lösemittel bil-


den nur geringe Elektronegativitätsunterschiede innerhalb ihrer Moleküle aus. Hier-zu gehören Kohlenwasserstoffe (KWS; z.B. Alkane), Carbonsäureester, Ether oderauch Chemikalien wie Tetramethylsilan oder superkritisches CO2 (scCO2). Die An-wesenheit funktioneller Gruppen führt in polaren Lösemitteln zur Ausbildung vonDipolmomenten. Intermolekulare elektrostatische Wechselwirkungen sind die Folge.Zu dieser Gruppe zählen Lactone, Ketone oder Nitrile. Bei der Biodieselherstellungwird standardmäßig mit einem Chloroform / Methanol - Gemisch extrahiert. Inder Chloroformphase lösen sich die Neutrallipide besonders gut und in der metha-nolischen Phase die Phospholipide. Reststoffe werden über Filtration entfernt. DasLösemittel wird im nächsten Schritt durch einen Rotationsverdampfer bei höhererTemperatur und Unterdruck abgedampft. Nach der Extraktion folgt die Umeste-rung (Abb. 2.1) der Öle durch Zugabe von Methanol. Katalysiert wird der Prozessmeist durch Basen, möglich ist jedoch auch die säurekatalysierte Umesterung. DurchZugabe von Methanol im Überschuss lässt sich das Gleichgewicht auf die Seite desEsters verschieben und somit die Ausbeute erhöhen. Im Ergebnis entstehen zweiPhasen: die Rohbiodieselphase und die Rohglycerinphase. Aufgrund der grundsätz-lichen Übereinstimmung der Zusammensetzung von Algenölen mit denen aus Rapssind die nachfolgenden Verarbeitungsschritte identisch (Abschnitt 2.2) und werdendeshalb an dieser Stelle nicht nochmals ausgeführt.

Abbildung 2.1: Umesterung von Triglyceriden mit Methanol zu Glycerol und denFettsäuremethylestern. R = Fettsäurerest

Bei zu hohen Gehalten an ungesättigten Fettsäuren sind weitere Aufarbeitungs-schritte (z.B. eine Hydrierung) notwendig. Fettsäurereste mit Doppelbindungen rea-gieren durch Polymerisationsreaktionen miteinander und beeinträchtigen da-durchdie Lagerstabilität von Biodiesel. In der Folge kommt zu unerwünschten Ablagerun-gen.


2.4 Biowasserstoff, Bioethanol und biogenes Methan

Unter Biowasserstoff wird im Allgemeinen Wasserstoff verstanden, der entweder ausBiomasse hergestellt wurde oder direkt durch Biomasse entstanden ist. Wenn abge-storbene Biomasse als Ausgangssubstrat dient, wird diese durch thermochemischeVerfahren verarbeitet. Hierfür kommen Holz, Stroh, Grünschnitt oder Algenbiomas-se in Frage. Die Biomasse wird durch Pyrolyse oder Vergasung sowie anschließenderDampfreformierung verarbeitet. Die Pyrolyse läuft unter Sauerstoffabschluss undbei hohen Temperaturen (500 °C - 900 °C) ab. Bei diesem thermochemischen Pro-zess kommt es zu innermolekularen Brüchen. Folgende Gleichung beschreibt denProzess:

Biomasse −→ Koks + Gas + Flüssigkeit, ∆RH = +172, 5 kJ/mol (2.6)

Bei der Vergasung entsteht Synthesegas, welches je nach verwendeter Ausgangs-biomasse unterschiedliche Anteile an CO2, Kohlenmonoxid (CO), Methan (CH4),Wasserstoff und andere Komponenten aufweist. Der Prozess wird durch folgendeGleichungen (für das Vergasungsmittel CO2) beschrieben:

C + CO2 −→ 2CO, ∆RH = +159, 9 kJ/mol (2.7)

Die Dampfreformierung bewirkt eine Anreicherung von Wasserstoff. Hierbei reagiertWasserdampf mit den Bestandteilen vom Synthesegas [52].

CH4 + H2O −→ CO + 3H2, ∆RH = +206, 2 kJ/mol (2.8)

CO + H2O −→ CO2 + H2, ∆RH = −41, 2 kJ/mol (2.9)

Lebende Biomasse kann ebenfalls Wasserstoff synthetisieren. Hierbei spielen insbe-sondere Mikroalgen eine Rolle. Durch spezielle Enzyme der Photosynthese (Hydro-genasen) oder der Stickstofffixierung (Nitrogenasen) kann Wasserstoff als Reakti-onsprodukt entstehen und freigesetzt werden. Grünalgen produzieren bei Schwefel-mangel Wasserstoff. Die entsprechenden Hydrogenasen sind nur unter anoxischenBedingungen aktiv und katalysieren die Reaktion von Protonen und Elektronen zumolekularem Wasserstoff.Cyanobakterien können Luftstickstoff fixieren. Die beteiligten Nitrogenasen wandelnStickstoff, Protonen und Elektronen enzymatisch in Ammoniak und molekularenWasserstoff um. Diese Prozesse laufen im Rahmen der oxygenen Photosynthese ab.Bei der anoxygenen Photosynthese kann allerdings ebenfalls Wasserstoff gebildet


werden: Unter Verwendung von Sonnenlicht wandeln phototrophe Bakterien orga-nische Substrate oder reduzierte Schwefelverbindungen in molekularen Wasserstoffund CO2 um. Vorteilhaft wirkt sich hier die direkte Umwandlung von Sonnenenergiein Endenergie aus. Umwandlungsverluste entfallen. Nachteilig ist die Empfindlich-keit der Prozesse gegenüber Sauerstoff, wodurch Investitionen in die Prozessführungnötig werden.Bioethanol entsteht aus Biomasse durch Fermentation von Glucose bzw. von gluco-sehaltigen polymeren Substanzen. Als Ausgangsbiomasse dienen Zuckerrohr, Mais,Zuckerrüben oder Weizen. Zellulosehaltige Ernteabfälle (Stroh, Holzreste, Grün-schnitt) rücken zum aktuellen Zeitpunkt zunehmend in den Fokus des Interesses.Zunächst muss Glucose aus höhermolekularen Verbindungen freigesetzt werden. Beistärkehaltiger Biomasse (z.B. Getreide) erfolgt das Vermahlen mit der anschließen-den enzymatischen Freisetzung von Glucose aus Stärke. Die Reaktionen werdendurch Amylasen katalysiert. Zellulosehaltige Biomasse wird durch Säuren und En-zyme (Zellulasen, Hemizellulasen) in Glucose umgewandelt. Zuckerhaltige Rohstoffe(z.B. Melasse) werden direkt fermentiert. Bei diesem Prozess erfolgt durch Saccha-romyces cerevisiae die Umwandlung von Glucose in Ethanol. Im Ergebnis entstehtMaische mit circa 12 % Ethanolgehalt. Durch Destillation bzw. Rektifikation er-folgt im nächsten Verfahrensschritt die Erhöhung des Ethanolgehaltes auf 95 %. Dierestlichen 5 % Wasser werden durch Absorption mittels Molekularsieb entfernt. DasProdukt enthält 99,95 % Ethanol. Für eine Beimischung zum Benzin ist ein geringerWassergehalt erforderlich. Bei höheren Gehalten würde sich das Wasser absetzen.Biogenes Methan kann prinzipiell auf zwei Wegen gewonnen werden. Zum Einenkann Biomasse zu Synthesegas umgewandelt werden. Das Synthesegas wird gereinigtund anschließend bei hohen Temperaturen und hohen Drücken methanisiert. Bioge-nes Methan wird heute jedoch häufiger in Biogasanlagen produziert. Hierbei werdenEnergiepflanzen, Gülle oder organische Abfälle unter Sauerstoffabschluss mikrobiellzersetzt. In der ersten Phase erfolgt der Abbau der polymeren Makromoleküle durchhydrolytische Enzyme zu niedermolekularen Verbindungen. Es entstehen Glycerol,Fettsäuren, Aminosäuren und Zucker. In der zweiten Phase bauen acetogene Mi-kroorganismen die Verbindungen um. Als Reaktionsprodukte sind Carbonsäuren,Alkohole, Schwefelwasserstoff, Ammoniak, Essigsäure, Wasserstoff und CO2 im Ge-misch enthalten. Acetogene Mikroorganismen verwerten anschließend die Alkoholezu Acetat, welches schließlich durch anaerobe Bakterien in Methan umgewandeltwird. Wasser, CO2 und Schwefelwasserstoff werden aus dem Rohgas entfernt. Vorder Einspeisung in das Erdgasnetz wird das Biogas konditioniert und verdichtet.

20

Kapitel 3

Material und Methoden

Da im Rahmen dieser Arbeit sehr viele experimentelle Testreihen durchgeführt wur-den, erfolgt in diesem Kapitel die Darstellung der praktischen Arbeiten. Die Bezeich-nung und Herkunft der untersuchten Mikroalgenstämme, sowie die Kultivierungs-medien werden zuerst aufgeführt. Danach folgt eine Beschreibung der Kultivierungs-und Beleuchtungssysteme. Methoden zur Aufarbeitung der Algenbiomasse schließensich an. Die Vorgehensweise zur Bestimmung der Wachstumsgeschwindigkeit sowiedes Gehaltes an Lipiden, Fettsäuren und Aminosäuren mit den zugehörigen Aus-werteverfahren wird am Ende des Kapitels dargestellt.

3.1 Mikroalgenstämme

Für die Untersuchungen im Rahmen dieser Arbeit wurden verschiedene Mikroalgen-stämme verwendet. Die Bezeichnung der jeweiligen Stämme sowie deren Herkunftund die zur Anzucht verwendeten Nährmedien sind in der nachfolgenden Tabelle 3.1aufgeführt. Die Zusammensetzung der Nährmedien ist in Abschnitt 3.2 angegeben.Die Mikroalgen stammten aus folgenden Stammsammlungen: UTEX Culture Collec-tion of Algae at the University of Texas, Austin; SAG Culture Collection of Algae,Göttingen; SAS Culture Collection of Algae, Senftenberg; MACC Algal CultureCollection, Mosonmagyarovar; IPPAS Culture Collection of Microalgae, Moscow.

KAPITEL 3. MATERIAL UND METHODEN 21

Tabelle 3.1: Zusammenstellung der in dieser Arbeit verwendeten Stämme, der Kul-tivierungsmedien und der Stammsammlungen

Stamm Kultivierungs- Stamm-medium* sammlung

Chlorella fusca T UTEXChlorella minutissima 357, 358, 386, 444, 452, 494 T MACCChlorella sachararophyla 341, 363, 477, 520 T MACCChlorella sp. 03, 04, 11, 17-1, 18 T SASChlorella sp. 4, 313, 318, 355, 383, 385, 391, 392,418, 438, 459, 472, 474, 488, 550, 552, 555, 568, 572,589, 620, 722, 723, 732, 800

T MACC

Chlorella vulgaris 125, 132 T SASChlorella vulgaris 211-1b, 211-11f, 211-11j T SAGChlorella vulgaris 755 T MACCChlorella vulgaris C1 T IPPASChlorella zofingiensis T SASChlorococcum ellipsoideum B MACCCosmarium sp. B SASDunaliella salina D SASNeochloris oleoabundans T SASNeochloris sp. T MACCOocystis sp. T MACCPediastrum boryanum B SASPhaeodactylum tricornutum B SAGScenedesmus obliquus GMB T externScenedesmus rubescens T SAGScotiellopsis terrestris B MACCSelenastrum rinoi B MACCSpirulina laxissima S SAGSpirulina maxima S SASSpirulina platensis S SAG

*: B=BG11-Medium, D=Dunaliella-Medium, S=Spirulina-Medium,T=Tamiya-Medium


3.2 Kulturmedien, Stammhaltung und Zellzüchtung

Zur Kultivierung wurden Nährmedien verwendet, die 20 min bei 121 °C autoklaviertwurden. Für feste Nährböden wurde 1,5 % (w/v) Agar vor dem Autoklavieren zuge-geben. Vitamine wurden nach dem Autoklavieren zugesetzt. Die Mikroalgenstämmewurden grundsätzlich auf ihren Standardnährmedien (Tabelle 3.1) kultiviert:

Tamiya-Medium nach [53]:

• 2,5 g/l KNO3, 1,25 g/l MgSO4 x 7H2O, 0,625 g/l KH2PO4, 0,0186 g/l Na2EDTA,0,0045 g/l FeSO4 x 7H2O, 0,5 ml/l Mikroelemente-Lösung für Tamiya-Medium

Mikroelemente-Lösung für Tamiya-Medium:

• 2,86 g/l H3BO3, 0,222 g/l ZnSO4 x 7H2O, 1,81 g/l MnCl2 x 4H2O, 0,023 g/lNH4VO3, 0,018 g/l MoO3

BG11-Medium nach [54]:

• 1,5 g/l NaNO3, 0,075 g/l MgSO4 x 7H2O, 0,040 g/l K2HPO4 x 3H2O, 0,036g/l CaCl2 x 2H2O, 0,02 g/l Na2CO3, 0,006 g/l C6H8O7nFenH3N, 0,006 g/lZitronensäure, 0,001 g/l Na2EDTA, 1,0 ml/l Mikroelemente-Lösung für BG11-Medium

Mikroelemente-Lösung für BG11-Medium:

• 0,061 g/l H3BO3, 0,169 g/l MnSO4 x H2O, 0,287 g/l ZnSO4 x 7H2O, 0,0025g/l CuSO4 x 5H2O, 0,0125 g/l (NH4)6Mo7O24 x 4H2O

Dunaliella-Medium nach [55]:

• 0,2 g/l NaNO3, 0,02 g/l K2HPO4, 30 ml/l Erdextrakt, 55,8 g/l NaCl, 9,3 g/lMgSO4 x 7H2O, 1,4 g/l KCl, 1,86 g/l CaSO4

Spirulina-Medium nach [56]:

• 6,8 g/l NaHCO3, 2,0 g/l Na2CO3, 0,25 g/l K2HPO4, 1,25 g/l NaNO3, 0,5 g/lK2SO4, 0,5 g/l NaCl, 0,1 g/l MgSO4 x 7H2O, 0,02 g/l CaCl2 x 2H2O, 0,005g/l FeSO4 x 7H2O, 0,04 g/l Na2EDTA, 0,005 mg/l Cyanocobalamin, 5 ml/lMikroelemente-Lösung für Spirulina-Medium


Mikroelemente-Lösung für Spirulina-Medium:

• 1 mg/l ZnSO4 x 7H2O, 2 mg/l MnSO4 x 4H2O, 10 mg/l H3BO3, 1 mg/lCo(NO3)2 x 6H2O, 1 mg/l Na2MoO4 x 2H2O, 0,001 mg/l CuSO4 x 5H2O, 0,7g/l FeSO4 x 7H2O, 0,8 g/l Na2EDTA

Die Stammhaltung erfolgte in Schrägagarröhrchen bei einer kontinuierlichen Be-leuchtung von 25 µE m−2 s−1 und einer konstanter Temperatur von 18 °C. DieKulturen wurden halbjährlich auf frisches Medium überimpft.Die Kultivierung erfolgte zuerst in sterilisierten Erlenmeyerkolben. Aus der Stamm-sammlung wurde mit einer Impföse etwas Algenmaterial entnommen und in 50 mlKulturmedium gegeben. Die Erlenmeyerkolben wurden bei Raumtemperatur schüt-telnd bei 80 rpm inkubiert. Die Mikroalgen wurden in kontinuierlichen Kulturen inder logarithmischen Wachstumsphase gehalten, indem sie bei Erreichen hoher Zell-zahlen 1:10 (v/v) mit frischem Medium verdünnt wurden. Zur Herstellung großerMengen Mikroalgenbiomasse wurden verschiedene Kultivierungsstufen durchlaufen:Nach Anzucht im Erlenmeyerkolben folgte die Kultivierung im Standzylinder-Reaktor,danach im PBR30 und letztendlich im PBR500. Eine Überführung der vorgezüch-teten Algenbiomasse in die jeweils nächste folgende Kultivierungsstufe erfolgte inVerdünnungsschritten von 1:10. In die Standzylinder-Reaktoren wurde beispielswei-se 1,8 l Kulturmedium vorgelegt und 0,2 l Algenkultur mit einem Trockensubstanz-(TS-) Gehalt von 2 g l−1 aus den Erlenmeyerkolben zugegeben. In Analogie erfolgtedas Animpfen der nächsten Stufen.

3.3 Kultivierungsstufen

3.3.1 Standzylinder-Reaktoren

Standzylinder-Reaktoren sind doppelwandige Glasgefäße, die aus den EinzelteilenKüvettenkopf, Küvettenhals, Küvettenrumpf mit Kühlmantel und Küvettenfuß be-stehen. Das jeweilige Reaktorgefäß hatte einen Durchmesser von acht Zentimeternund umfasste ein Kultivierungsvolumen von zwei Litern. Eine Öffnung für den Ga-seintritt und eine Öffnung für den Gasaustritt stellten den Gasaustausch sicher.Außerdem hatten die Glasgefäße einen Probennahmeanschluss. An alle Anschlüssewurden Kunststoffschläuche mit einem regelbaren Hahn befestigt. Die Zuluft wurdedurch einen Sterilfilter geleitet. Innerhalb des Kultivierungsgefässes befanden sich


ein kurzer Glasstab für die Probennahme und ein langer Glasstab für die Begasung.Die Begasung erfolgte über Druckgasflaschen für CO2 sowie für Luft. Das exakteMischungsverhältnis sowie die Begasungsrate wurden über Rotameter eingestellt.Die Zuluft gelangte durch den Sterilfilter über den geöffneten Zulufthahn und demdaran befestigten Glasstab in die Algenkultur. Die Abluft wurde über den geöffne-ten Ablufthahn in ein H2O2 (2 % v/v)-Bad zur Desinfektion geleitet. Die Stand-zylinder enthielten zusätzlich einen Rührfisch, der durch Magnetrührer angetriebenwurde. Die Algenkulturen wurden auf diese Art und Weise ständig in Bewegunggehalten und ein schneller Gasaustausch gewährleistet. Am Ablauf und am Zulaufdes Kühlmantels konnten zusätzliche Kunstoffschläuche angeschlossen und entspre-chend temperiertes Wasser in den Kühlmantel gepumpt werden.Nach dem Beimpfen der Standzylinder erfolgte eine Standard-Kultivierung bei einerTemperatur von 25 °C (Raumtemperatur, Kühlmantel außer Betrieb), einer sterilenBelüftung mit einem CO2-Luft-Gemisch (2 % CO2 v/v) und einer Begasungsratevon 0,33 l min−1. Eine kontinuierliche und definierte Belichtung von 200 µE m−2

s−1 wurde durch die Lichtwände LWS-05 sichergestellt. Diese bestanden aus meh-reren horizontal angebrachten Leuchtstoffröhren (L30W/640, Osram AG, München,Deutschland) und befanden sich hinter den Standzylindern. Die exakte Lichtstärkewurde über die Abstände zu den Lichtwänden eingestellt und durch Messung mitdem Lichtmessgerät LI-250A (LI-Cor Bioscience GmbH, Bad Homburg, Deutsch-land) kontrolliert. Die Screeningversuche dieser Arbeit wurden unter den dargestell-ten Standardbedingungen durchgeführt. Für Optimierungsversuche wurden einzelneParameter geändert. Folgende Spannbreiten waren einstellbar: Temperatur 15 °C -45 °C, CO2-Anteil in der Begasung 1 % (v/v) - 8 % (v/v), Lichtstärke: 200 µE m−2

s−1 - 500 µE m−2 s−1, Beleuchtungsdauer: variabel.

3.3.2 Photobioreaktor PBR30

Der Photobioreaktor PBR30 (IGV GmbH, Nuthetal, Deutschland) bestand aus ei-ner Lichteinheit, einem Glasröhrenmodul, einer Kreiselpumpe sowie der zentralenSteuereinheit (Abb. 3.1). Für die Kultivierung wurden die Nährsalze für das Kulti-vierungsvolumen von 26 l in einem Volumen von 5 l konzentriert und autoklaviert.Nach Eichung der pH-Elektrode wurde der für die jeweilige Algenart spezifischeSollwert eingestellt.Der Reaktor wurde mit vier Litern Algensuspension aus Standzylindern, dem Nähr-medienkonzentrat und Leitungswasser befüllt. Die für die Kultivierung optimale


Abbildung 3.1: Photobioreaktor PBR30 zur Kultivierung von 30 l - Algensuspensio-nen. 1=zentrale Steuereinheit, 2=Glasröhrenmodul, 3=Lichtwand

Umdrehungszahl der Kreiselpumpe wurde eingestellt und die Lichteinheit ange-schaltet. Die Lichtstärke betrug 100 µE m−2 s−1. Durch die angeschlossene CO2-Druckgasflasche wurde dem System zur Aufrechterhaltung eines konstanten pH-Wertes definiert CO2 zugeführt. An der zentralen Steuereinheit wurden außerdemdie optische Dichte (OD) und die Temperatur automatisch erfasst. Nach Beendi-gung der Kultivierung wurde im Reaktor Leitungswasser sowie H2O2 (2 % v/v) zurDesinfektion bei geringer Pumpendrehzahl im Kreislauf gepumpt. Nach drei bis fünfTagen wurde der Reaktor entleert und mit Leitungswasser und Zitronensäure (0,2% w/v) gespült. Das Gemisch zirkulierte für einen weiteren Tag. Nach erneutemAblassen erfolgte das mehrmalige Spülen mit Leitungswasser.

3.3.3 Photobioreaktor PBR500

Der Photobioreaktor PBR500 (IGV GmbH, Nuthetal, Deutschland) bestand ausdrei Teilanlagen, die auf einem transportablen Grundrahmen aufgebracht waren:der Steuereinheit, den Glasröhrenmodulen und der Ernteeinrichtung (Abb. 3.2). Dievier Glasröhrenmodule wurden jeweils einzeln befüllt. Die Kultivierung wurde mit


einem Inokulat von 170 l gestartet und modulweise erweitert. Die Gesamtmaße desPBR500 betrugen 2,30 m x 3,90 m x 2,20 m. Der Reaktor nahm eine Grundflächevon 10 m2 ein.Der Kultivationskreislauf startete im Systembehälter. Nach einer Ansaugstrecke ausKunststoffrohrleitungen und einer Klappe folgte die Systempumpe, die für eine stän-dige Bewegung der Kultur sorgte. Danach gelangte das Medium von unten in dieGlasröhrenmodule. Die Lichtversorgung wurde durch eine über den Glasröhrenmo-dulen befindliche Lichtwand sichergestellt (Abschnitt 3.4.2 und 3.4.3). Nach Durch-strömen der Module von unten nach oben wurde die jeweilige Kultursuspension übereine zentrale Rücklaufleitung wieder dem Systembehälter zugeführt. ÜberschüssigerSauerstoff konnte hier entweichen, da einerseits strömungsbedingt starke Turbulen-zen vorlagen und andererseits der Behälter über eine offene Verbindung zur Umweltverfügte. Die Ernte der Algensuspension erfolgte über einen Erntebehälter mit derzugehörigen Erntepumpe. Die Algensuspension wurde über die Ernteleitung im frei-en Auslauf in den Erntebehälter abgefüllt und durch entsprechende Schlauchverbin-dungen der weiteren Aufarbeitung durch den Separator zugeführt.Für Kultivierungen im PBR500 wurde folgendermaßen vorgegangen: Der Systembe-hälter wurde mit Wasser gefüllt und die zugehörige Klappe geschlossen. Das Systemwurde zu zwei Dritteln mit Frischwasser gefüllt und gleichzeitig entlüftet. Danachwurden die Kugelhähne und die Klappen des Kultivierungskreislaufes geöffnet unddie Pumpe mit 32 Hz angefahren. Nach Entleerung des Systembehälters wurde diePumpe abgeschaltet und die entsprechende Klappe geschlossen. Der Vorgang wurdewiederholt bis das ganze System gefüllt war. Die entsprechenden Salzkonzentratio-nen wurden eingewogen und über den Systembehälter zudosiert. Wenn die Nährsalzeausreichend gelöst waren, wurde das Inokulum in den Systembehälter gegeben unddie Kultivierung wurde durch Einschalten der Systempumpe gestartet.Die zentrale Steuereinheit des PBR500 ermöglichte die permanente Messung derOD, der Temperatur und des pH-Wertes. Die Messelektroden befanden sich amBypass des Systems. In Abhängigkeit des zuvor definierten Zielwertes für den mitt-leren pH-Wert wurde CO2 bei Überschreiten eines festgelegten Grenzwertes überein Magnetventil automatisch in die Kultursuspension injiziert. Die Einstellung desSollwertes erfolgte manuell in Abhängigkeit des pH-Optimums für die jeweilige Al-genart.Der Betrieb erfolgte mit Normalstrom (220 V, 16 A). Die Systempumpe ermöglichteFliessgeschwindigkeiten zwischen 0,6 m s−1 und 1,2 m s−1 (Frequenz zwischen 20Hz und 40 Hz einstellbar). Eine Standardkultivierung erfolgte mit 0,96 m s−1 bei


Abbildung 3.2: Photobioreaktor PBR500 zur Kultivierung von 500 l - Algensuspen-sionen. 1=Lichtwand, 2=Glasröhrenmodule, 3=zentrale Steuereinheit, 4=System-pumpe, 5=Erntebehälter, 6=Systembehälter, 7=transportabler Grundrahmen

32 Hz. Die Desinfektion der Anlage erfolgte nach jeder Kultivierung. Als Desinfekti-onsmittel diente H2O2 in einer Konzentration von 2 % (v/v). Die Lösung wurde mit0,6 m s−1 im Kreislauf gepumpt. Nachdem alles H2O2 abgebaut wurde, erfolgte dieSpülung der Anlage mit Frischwasser. Reinigungsgranulat (Hostalen GC7260, AlbisPlastic GmbH, Hamburg, Deutschland) wurde sowohl beim Kultivierungsprozess alsauch beim Reinigen zugegeben, um Ablagerungen zu vermeiden.

3.4 Beleuchtungssysteme

3.4.1 System LWS-05

Das Beleuchtungssystem LWS-05 (IGV GmbH, Nuthetal, Deutschland) bestand ausacht horizontal angebrachten Leuchtstofflampen (L30W/640, Osram AG, München,


Deutschland). Die nominelle Leistung betrug 30 W pro Leuchtstoffröhre, die gemes-sene Leistungsaufnahme des Beleuchtungssystems betrug 208 W. Das Spektrum desausgestrahlten Lichtes war neutral-weiß. Die Lampen waren dimmbar und konntenzeitlich geschaltet werden.

3.4.2 System VA-1

Das Beleuchtungssystem VA-1 (VA-Technik und Design GmbH, Griesstätt, Deutsch-land) bestand aus zehn Halogen-Metalldampflampen (PowerStar HQI-TS 400W/D,Osram AG, München, Deutschland). Das Farbspektrum war tageslichtähnlich. DieLeistungsaufnahme betrug 4 KW.

3.4.3 System ASB12/400

Das Assimilationsbeleuchtungssystem ASB12/400 (Franc Optic Products GmbH,Berlin, Deutschland) bestand aus 11 Natriumdampf-Hochdrucklampen (Osram-Planta-Star 400W, Osram AG, München, Deutschland). Neun der Lampen wur-den ober-halb des PBR500 installiert, zwei Lampen seitlich. Die beiden seitlichen Lampenwurden bei Bedarf zugeschaltet. Das Farbspektrum lag hauptsächlich im roten undgelben Bereich (Abb. 3.3). Der Photonenstrom lag bei >90 %. Die Leistungsaufnah-me betrug 4 KW.Das System war in der Höhe variierbar. Nach der Erstinstallation wurde jedoch keineÄnderung der Höhe mehr vorgenommen.

3.5 Aufkonzentrierung der Biomasse

Die Biomasse aus den Standzylinder-Reaktoren und dem PBR30 wurde durch Zen-trifugation für 10 min bei 5000 g aufkonzentriert. Für die Aufkonzentrierung derAlgenbiomasse aus dem PBR500 wurde aufgrund der großen anfallenden Menge derSeparator SD1 verwendet (GEA Westfalia Separator Group GmbH, Oelde, Deutsch-land). Dieser Tellerseparator bestand aus dem Gestell, der Trommel, den Ventilenund dem Motor. In der Mitte der Trommel befand sich der Zulauf, in den die Al-genbiomasse aus dem PBR500 drucklos eingeleitet wurde. Die Trennung der Algenvom Medium erfolgte durch die Rotation der Trommel. Die schwere Biomasse sam-melte sich am Rand der Trommel und wurde über den Ablauf diskontinuierlichdurch Öffnen der entsprechenden Ventile ausgetragen. Die Durchflussrate und dasEntleerungsintervall waren regelbar. Standardmäßig wurde der Separator mit einer


Abbildung 3.3: Farbspektrum der Lampen des Beleuchtungssystems ASB12/400(aus: Firmenbroschüre der Osram AG, München, Deutschland)

Durchflussrate von 120 l h−1 und einem Entleerungsintervall von 3000 Sekundenbetrieben. Für die Aufkonzentrierung der gesamten Suspension aus dem PBR500wurden durchschnittlich acht Entleerungen benötigt. Im Ergebnis wurde eine pastö-se Algensuspension (circa 10 l und circa 10 %TS)erhalten.

3.6 Trocknung der Biomasse

Nach der Aufkonzentrierung der Algensuspensionen erfolgte die Trocknung der Bio-masse entweder durch eine Inkubation für 24 Stunden im Trockenschrank bei 105°C. Nach zweimaligem Waschen mit A. dest. wurde die Algenbiomasse im Trocken-schrank bis zur Gewichtskonstanz getrocknet, im Exsikkator auf Raumtemperaturabgekühlt und danach gewogen. Das Verfahren diente zur TS-Bestimmung im Rah-men der Aufnahme von Wachstumsdaten. Oder aber die Trocknung der aufkon-zentrierten Biomasse erfolgte durch Lyophylisierung in der GefriertrocknungsanlageALPHA 1-4 LSC (Martin Christ Gefriertrocknungsanlagenbau GmbH, Osterode,Deutschland). Die auf diese Art und Weise getrockneten Proben wurden in Poly-propylengefässen gelagert und der weiteren Analyse des Lipid-, des Fettsäure- unddes Aminosäuregehaltes zugeführt.


3.7 Zellaufschluss

Der Zellaufschluss von Proben zur analytischen Bestimmung des Lipid-, des Fettsäure-oder des Aminosäuregehaltes erfolgte mit der Schwingkugelmühle (MM 301, RetschGmbH, Haan, Deutschland) und wird im Abschnitt 3.10.2 beschrieben. Andere Auf-schlussmethoden wurden auf Eignung getestet (Abschnitt 6.3). Der Zellaufschlussder Algenbiomasse aus dem PBR500 erfolgte aufgrund der großen Menge durchUltraschall. Hierbei wurde auf den Trocknungsschritt verzichtet. Die Biomasse wur-de direkt nach der Aufkonzentrierung durch den Separator verwendet und auf einenTS-Gehalt von 10 % definiert verdünnt. Das verwendete Ultraschallgerät UIP1000hd(Hielscher Ultrasonics GmbH, Teltow, Deutschland) bestand aus folgen Einzelteilen(Abb. 3.4): Prozessor, Blocksonotrode, Booster, O-Ringflansch, Durchflusszelle undEdelstahlstativ. Mit einem Strommessgerät wurde die Aufnahme der elektrischenLeistung dokumentiert. Außerdem gehörte ein Rezirkulationsset mit einer Mono-pumpe für Pumpgeschwindigkeiten von bis zu 10 l min−1 und einem Druck von biszu 10 bar zum Gerät. Ein Vorlagenbehälter mit entsprechenden Schlauchverbindun-gen ermöglichte einen kontinuierlichen Betrieb.Alle Einstellungen wurden am Generator vorgenommen. Es wurde nach den Vor-gaben des Herstellers vorgegangen. Standardmäßig erfolgte der Zellaufschluss mitfolgenden Parametern: konstante Amplitude (80 %), Druck: 3 bar, eingesetzte Al-genmenge: 1400 ml mit einem TS-Gehalt von 10 % (w/v), Dauer der Ultraschallbe-handlung: 60 Minuten.

3.8 Extraktion

Die Extraktion der Lipidfraktion aus den Algenproben zur Analyse des Lipid- oderdes Fettsäuregehaltes erfolgte in Analogie zu [57]. Die Beschreibung erfolgt in Ab-schnitt 3.10.2. Zur Extraktion aus einer größeren Menge an Algenbiomasse wurdenVersuche mit dem Durchfluss-Flüssigextraktionssystem ASE350 (ASE350, DIONEXGmbH, Idstein, Deutschland) bzw. mit der Hochdruckextraktionsanlage für scCO2

(scCO2-Extraktionsanlage, Uhde GmbH, Dortmund, Deutschland) durchgeführt.Die ASE350 bestand aus 60 ml-Vials, Stofffiltern und 34 ml-Metallzellen. Durchdrei Lösemittelflaschen konnte das Extraktionsmittelgemisch zugegeben werden. DieASE350 ermöglichte das mehrmalige Extrahieren unter erhöhtem Druck. Die Algen-biomasse wurde gleichmäßig auf den Stofffilter der trockenen Metallzellen verteiltund diese anschließend fest verschlossen. Danach erfolgte die Zugabe des Extrakti-


Abbildung 3.4: Ultraschallgerät UIP1000hd für den kontinuierlichen Zellaufschlussunter erhöhtem Druck. 1=Prozessor, 2=Booster, 3=Rezirkulationsset mit Vorlagen-behälter, 4=Aufschlusszelle mit Blocksonotrode, 5=Monopumpe

onsmittels unter definierten Bedingungen. Die Lösemittel wurden mit einer Pumpein die vorgewärmte und nach unten geschlossene Zelle gefördert. Der Druck wurdeauf 100 bar erhöht. Sobald die eingestellte Extraktionszeit erreicht wurde, wurde dieExtraktlösung in das Vial abgelassen und im Rotationsverdampfer (Laborota 4002bzw. 4003 control, Heidolph Instruments GmbH & Co. KG, Schwabach, Deutsch-land) bei 42 °C eingeengt und der weiteren Analytik zugeführt. Die Extraktionenan der ASE350 wurden unter folgenden Standardbedingungen durchgeführt: 100 °CExtraktionstemperatur, 7 min Extraktionszeit pro Zyklus, drei Zyklen, 25 Vol.-%Lösemittelspülmenge bezogen auf die Metallzellengröße, 1 g eingesetztes trockenesAlgenpulver, 50 ml Lösemittelmenge. Die Extraktion mit scCO2 erfolgte an derHochdruckextraktionsanlage von der Uhde GmbH, Dortmund, Deutschland. Da imRahmen dieser Arbeit lediglich erste Vorversuche durchgeführt wurden, erfolgt hier


nur eine kurze Beschreibung. Zunächst wurde die Extraktionshülse mit 1,5 kg tro-ckene Algenbiomasse gefüllt, in den Extraktor gestellt und fest verschlossen. Wurdendie festgelegten Parameter erreicht, erfolgte der Start der Extraktion. Das scCO2 ge-langte aus einer Steigrohrflasche in den Kompressor, wo es verdichtet wurde. Übereine Kolbenpumpe gelangte das CO2 im superkritischen Zustand in den Extraktorund löste unter bestimmten Bedingungen die lipophilen Bestandteile aus der Probeheraus und transportierte diese in den Separator. Aufgrund des hier herrschendengeringeren Druckes fiel das Extraktionsgut aus und konnte entnommen werden.

3.9 Umesterung und Abtrennung von Glycerol

Nach dem Zellaufschluss durch die Retschmühle und der anschließenden Extraktionlagen die Fettsäuren gebunden in unterschiedlichen Lipiden vor. Die Umesterung zuFettsäuremethylestern (FAME) erfolgte durch eine Kaltverseifung. Die extrahierteLipipdfraktion wurde in 10 ml n-Heptan aufgenommen und mit 10 ml einer 0,5 Nmethanolischen KOH-Lösung versetzt. Die Reaktion erfolgte unter ständigem Rüh-ren für 30 min bei Raumtemperatur. Danach wurde das Gemisch stehen gelassenund die Phasentrennung abgewartet. Nach 15 min war diese beendet. Für eine bes-sere Trennung der Phasen erfolgte die Zugabe einer Spatelspitze NaCl. Die oberen-Heptanphase mit den enthaltenen FAME wurde abgenommen, in ein Reagenzglasüberführt und mit Natriumsulfat getrocknet. Zur Analyse des Fettsäurespektrumserfolgte die Injektion eines Aliquots dieser Lösung in den Gaschromatographen (GC).Glycerol befand sich in der hydrophilen Methanolphase und wurde verworfen.

3.10 Analytik

3.10.1 Trockensubstanz und Biomasseproduktivität

Das Wachstumsverhalten verschiedener Algenarten wurde in allen drei Kultivie-rungsstufen (Abschnitt 3.3) bestimmt. Über den gesamten Kultivierungszeitraumwurde die TS in Anlehnung an [58] alle zwei bis drei Tage ermittelt und in Formvon Wachstumskurven grafisch aufgetragen. Aus dem jeweiligen Kultivierungsgefässwurden zwei Mal 10 ml Algensuspension entnommen, für 10 min bei 5000 g zentri-fugiert, zwei Mal mit A. dest. gewaschen und im Trockenschrank für 24 Stunden bei105 °C bis zur Gewichtskonstanz getrocknet. Danach wurde die Probe im Exsikatorabgekühlt und gewogen. Wachstumsversuche wurden bei einem Biomassegehalt von


0,2 - 0,3 g TS l−1 als Parallelversuch aus dem gleichem Inokulum gestartet. NachErreichen eines Biomassegehaltes von 3,0 g TS l−1 erfolgte die Beendigung des Ver-suches. Stagnierte das Algenwachstum vor dem festgelegten Erntezeitpunkt, wurdeder Versuch vorzeitig abgebrochen. Ebenso bei eintretenden Kontaminationen mitanderen Algenarten oder Zooplankton. Da die Menge an Biomasse bei allen Ver-suchen nahezu linear zunahm und somit die Wachstumsgeschwindigkeit konstantwar, wurde die Biomasseproduktivität PBM über den gesamten Versuchszeitraumbestimmt und gemittelt. Zum Start der Kultivierungsversuche wurden logrithmischwachsende Algenkulturen mit dem gleichen Medium wie im Hauptversuch verwen-det. Deshalb war auch in keinem Fall eine Anpassungsphase in Form einer lag-Phasesichtbar. Das Wachstum wurde übergangslos fortgesetzt.

Berechnung der mittleren Biomasseproduktivität PBM (mg l−1 d−1):

PBM = (BM2 - BM1) (t2 − t1)−1 (3.1)

BM1: Biomasse (g l−1) zum Zeitpunkt t1BM2: Biomasse (g l−1) zum Zeitpunkt t2t1: Zeitpunkt (d) des Erreichens einer Biomassekonzentration von 0,3 g l−1

t2: Zeitpunkt (d) des Erreichens einer Biomassekonzentration von 3,0 g l−1

Bei den Probennahmen erfolgte gleichzeitig die Bestimmung der OD680 und derOD750 durch photometrische Messung bei 680 nm bzw. 750 nm sowie des pH-Wertesund der Temperatur der Probe. Es wurde nach den Vorgaben der jeweiligen Her-steller der Messgeräte vorgegangen. Im Verlauf einer Kultivierung und am Endeerfolgte die Bestimmung des Nitrat- und des Phosphatgehaltes im Medium. Auchhier wurde nach Vorgaben des Herstellers der Testkits (Quantofix-Phosphate undQuantofix-Nitrate von MACHERY-NAGEL GmbH & Co. KG, Düren, Deutschland)vorgegangen. Wurde ein Aufbrauch an Phosphat oder Nitrat festgestellt, erfolgte einNachdüngen des entsprechenden Nährsalzes. Die Anfangsmenge an Phosphat oderNitrat wurde in diesem Fall dem Ansatz erneut zugegeben.

3.10.2 Lipidgehalt

Die Bestimmung des Gehaltes an lipophilen Verbindungen in der trockenen Al-genbiomasse erfolgte nach [56]: 1 g lyophilisierte Biomasse wurde mit 4 g Edel-stahlkugeln und 6 ml Chloroform / Methanol (2:1 v/v) versetzt und in Mahlgefäße


überführt. Der Zellaufschluss erfolgte in einer Schwingkugelmühle (MM 301, RetschGmbH, Haan, Deutschland) bei einer Frequenz von 30 s−1 für 25 min. Der Rohex-trakt wurde für 10 min bei 5000 g zentrifugiert, filtriert und im Rotationsverdampfereingeengt. Die Ermittlung des Gesamtlipidgehaltes der Probe erfolgte gravimetrischals Doppelbestimmung und wurde gewichtsbezogen in %TS angegeben.

3.10.3 Fettsäuregehalt

Die quantitative Fettsäurebestimmung in der TS der Algenbiomasse wurde in Anleh-nung an [59], [60] durchgeführt. Die sichere Identifizierung von 37 Fettsäuren sowiederen Quantifizierung ermöglichte die Aufnahme des Fettsäurespektrums. Durch dieSummierung der einzelnen Fettsäuregehalte konnte der Gesamtfettsäuregehalt ange-geben werden. Der Nachweis erfolgte über die entsprechenden FAME. Die Analytikwurde an einem GC durchgeführt. Der getrocknete Lipidextrakt (Abschnitt 3.10.2)wurde mit 10 ml n-Heptan und 10 ml 0,5 N methanolischer KOH versetzt. DasGemisch wurde 30 min gerührt und anschließend die Phasentrennung abgewartet.Wenn keine Phasentrennung erfolgte, wurde eine Spatelspitze NaCl dem Ansatz zu-gegeben. Die obere Phase mit den enthaltenen FAME wurde danach entnommen,mit 1-2 g Na2SO4 versetzt, gut geschüttelt und kurz stehen gelassen. Die überste-hende Lösung wurde in das GC-System (7820A, Agilent Technologies, Böblingen,Deutschland) injiziert. Als Trennsäule diente eine Kapillarsäule (100 m x 0,25 mm x0,2 µm; SPTM-2560; Supelco, USA). Die Probenanalytik erfolgte durch den zugehö-rigen Flammenionisationsdetektor. Wasserstoff wurde als Trägergas (35 ml min−1)verwendet. Das Temperaturprogramm wurde folgendermaßen festgelegt: Nach ei-nem anfänglichen Temperaturanstieg von 50 °C auf 65 °C (2 °C min−1) folgte einAufheizen auf 180 °C (30 °C min−1) und schließlich auf 220 °C (15 °C min−1).Die quantitative Bestimmung der einzelnen FAME erfolgte durch Vergleich mit ei-nem Standard (Supelco 37 Component FAME Mix, Sigma-Aldrich Chemie GmbH,Steinheim, Deutschland). Zur Auswertung wurden die jeweiligen Peakflächen her-angezogen. Folgende Fettsäuren waren quantifizierbar, da sie im Standard enthaltenwaren: C4:0, C6:0, C8:0, C10:0, C11:0, C12:0, C13:0, C14:0, C14:1, C15:0, C15:1,C16:0, C16:1, C17:0, C17:1, C18:0, C18:1w7, C18:1w9, C18:2n6c, C18:2n6t, C18:3n6,C18:3n3, C20:0, C20:1, C20:2, C20:3n3, C20:3n6, C20:4w6; C20:5n3, C21:0, C22:0,C22:1, C22:2, C22:6w3, C22:6n3, C23:0, C24:0 und C24:1. Die Analysen wurdenjeweils als Doppelbestimmung durchgeführt. Die Fettsäuregehalte wurden gewichts-bezogen in %TS angegeben. Ausgewertet wurden nur sicher identifizierbare Peaks.


3.10.4 Aminosäuregehalt

Die quantitative Aminosäurebestimmung erfolgte nach [61]. Die Analysen wurdenmit dem HPLC-System S433 (Sykam GmbH , München, Deutschland) durchgeführt.100 mg lyophilisierte Biomasse wurde in 5 ml 1N HCl mit 1 % (w/v) Phenol ver-setzt und mit Stickstoff für eine Minute begast. Die Lösungen wurden bei 110 °Cfür 24 h getrocknet und anschließend filtriert. Das Filtrat wurde im Rundkolben aufeinem Kocher getrocknet und in 1 ml Pufferlösung resuspendiert. 100 µl dieser Lö-sung wurden 1:10 verdünnt auf eine Kationenaustauschersäule (4,6 x 150 mm, LCAK06/Na, Sykam GmbH, München, Deutschland) gegeben. Die Detektion erfolgte bei440 nm und bei 570 nm. Ein Analysenzyklus dauerte 60 min. Die Flussrate für denPuffer wurde auf 0,45 ml min−1 und für Ninhydrin auf 0,25 ml min−1 festgelegt. DieGehalte an Aminosäuren wurden bestimmt für Alanin, Asparagin, Asparaginsäu-re, Arginin, Cystein, Glutamin, Glutaminsäure, Glycin, Histidin, Isoleucin, Leucin,Lysin, Methionin, Phenylalanin, Prolin, Serin, Threonin, Tyrosin und Valin. Die Be-stimmung erfolgte als Doppelbestimmung. Die Gehalte wurden gewichtsbezogen in%TS angegeben. Methodenbedingt erfolgte die Angabe der Gehalte an Asparaginund Asparaginsäure summiert als Asparaginsäure sowie der Gehalte an Glutaminund Glutaminsäure summiert als Glutaminsäure. Die quantitative Tryptophanbe-stimmung war nicht möglich.

3.11 Statistik

Aus dem jeweiligen Gehalt an Lipiden, Fettsäuren und Aminosäuren wurde dieLipid-, die Fettsäure- und die Aminosäureproduktivität berechnet. Dadurch wareine Aussage zu der pro Kultivierungstag und pro Kultivierungsvolumen gebildetenMenge an Lipiden sowie an Fett- und Aminosäuren möglich. Die Berechnung erfolgtenach Gleichung 3.11:

PL,F,A (mg l−1 d−1) = PBM cf,L,F,A (3.2)

Die Lipidproduktivität PL, die Fettsäureproduktivität PF und die Aminosäurepro-duktivtiät PA, wurden durch Multiplikation der Biomasseproduktivität PBM mit denentsprechenden Gesamtgehalten an Lipiden cf,L, an Fettsäuren cf,F oder an Amino-säuren cf,A zum Erntezeitpunkt bestimmt. Zur Identifizierung von Haupteinfluss-faktoren auf die genannten Produktivitäten wurden Korrelationsanalysen durchge-führt. Der Einfluss der absoluten Gehalte an Lipiden, Fettsäuren und Aminosäuren


auf die resultierenden Produktivitäten wurde bestimmt sowie der Einfluss der Bio-masseproduktivität. Das jeweilige Bestimmtheitsmaß r2 wurde ermittelt. Ein hoherZusammenhang lag bei Bestimmtheitsmaßen von r2 > 0,9 vor.

3.12 Bilanzierungen

Biodiesel aus Mikroalgen soll zukünftig fossile und somit erschöpfliche Energieträ-ger ersetzen. In diesem Zusammenhang sind verschiedene Fragestellungen zu klären:Einerseits soll die Biodieselherstellung aus Algenbiomasse energetisch sinnvoll sein.Das bedeutet, dass die durch die energetische Nutzung des Biodiesels sowie derRestalgenbiomasse gewonnene Energiemenge höher sein sollte als die bei der Her-stellung der Algenbiomasse verbrauchte Energiemenge. Hierfür wurde eine Energie-bilanz erstellt. Die Menge an Strom oder Wärme, die für die Algenzucht und denAufarbeitungsprozess notwendig ist wurde der gewonnenen Menge an Strom undWärme bei energetischer Nutzung in Energieerzeugungsanlagen gegenüber gestellt.Unter ökologischen Gesichtspunkten ist die Biodieselherstellung nur sinnvoll, wennim Vergleich zur Gewinnung anderer Energieträger weniger treibhausrelevante Gasein die Atmosphäre emittiert werden. Der Nachweis erfolgt in einer CO2-Bilanz. AlsGrundlage dient die Massenbilanz, bei der sämtliche Masseströme dargestellt wer-den.Für diese Bilanzierungen wurde nach [62] zuerst der Untersuchungsrahmen festge-legt. Alle Input- und Outputströme wurden im zweiten Schritt erstellt. Im drittenSchritt erfolgte deren Wirkungsabschätzung. Im Rahmen dieser Arbeit wurden nurdie unmittelbaren Stoff- und Energieströme betrachtet. Nicht berücksichtigt wurdender Bau von Gebäuden und der sonstigen Infrastruktur sowie die Produktion vonGeräten (z.B. PBR, Separator, Umesterungsanlage) und von den benötigten Chemi-kalien. Außerdem wurde der Energieverbrauch bzw. die Emission an treibhausrele-vanten Gasen für den Transport des Biodiesels bzw. der Restalgenbiomasse zur na-heliegendsten Energieerzeugungsanlage nicht in die Bilanzierung aufgenommen. Dienotwendigen Reinigungsschritte, um aus Rohbiodiesel den gebrauchsfertigen Biodie-sel zu erhalten, wurden ebenso nicht berücksichtigt. Um ein vollständiges Bild derBiodieselherstellung aus Algenbiomasse zu erzeugen, erfolgte im Rahmen der vor-liegenden Arbeit zusätzlich zu den oben genannten Bilanzierungen die Abschätzungder Gefahr einer Eutrophierung in der Umgebung von Algenzuchtanlagen sowie dieEinschätzung der Human- und Ökotoxizität, der globalen Flächeninanspruchnahmesowie der Wirtschaftlichkeit des Gesamtprozesses.

37

Kapitel 4

Ergebnisse der Screeningversuche

In diesem Kapitel werden die Ergebnisse der Screeningversuche von 64 Mikroalgen-stämmen dargestellt. Zunächst werden die Biomasseproduktivität sowie der abso-lute Gehalt an Lipiden, Fettsäuren und Aminosäuren dargestellt und ausgewertet.Danach erfolgt die Diskussion der entsprechenden Produktivitäten. Am Ende desAbschnitts werden anhand statistischer Analysen die Haupteinflussfaktoren auf dieProduktivitäten von Lipiden sowie Fett- und Aminosäuren bestimmt.

4.1 Biomassezuwachs

Für die Screeningversuche wurde die absolute Biomasseproduktivität der einzelnenStämme bei Kultivierung im Standzylinder-Reaktor bestimmt. Die entsprechendeBiomasseproduktivität wurde aus zwei Parallelversuchen gemittelt. Der Referenz-stamm Chlorella vulgaris 132 wurde in regelmäßigen Abständen circa alle drei Mo-nate getestet. Die Biomasseproduktivität eines Teststammes wurde mit der zeitlichnaheliegendsten Biomasseproduktivität des Referenzstammes ins Verhältnis gesetzt.Durch die Bestimmung dieser relativen Biomasseproduktivität wurde der Einflussvon Faktoren minimiert, die nicht durch die Stämme selbst verursacht wurden. Hier-zu zählten beispielsweise Tageslichtstärke und -dauer oder unterschiedliche Raum-temperaturen. Der Referenzstamm erreichte über den gesamten Testzeitraum eineBiomasseproduktivität zwischen 0,380 g l−1 d−1 und 0,435 g l−1 d−1.In der nachfolgenden Tabelle 4.1 sind alle Algenarten aufgeführt, die eine höhe-re relative Biomasseproduktivität als 1,0 erreichten. Getestet wurden insgesamt 64Stämme. Außerdem ist die jeweilige absolute Biomasseproduktivität angegeben. DieStämme Neochloris oleoabundans und Oocystis sp. konnten nicht kultiviert werden.Die Standzylinder wurden vor Erreichen des Erntezeitpunktes mit anderen Algen-

KAPITEL 4. ERGEBNISSE DER SCREENINGVERSUCHE 38

arten kontaminiert, sodass die Versuche ohne Analytik beendet wurden. Folgen-de Screeningstämme erreichten nicht den vorher definierten Erntezeitpunkt: DasWachstum von Dunaliella salina (1,3 g l−1), Phaodactylum tricornutum (1,0 g l−1),Spirulina maxima (2,2 g l−1) und Spirulina platensis (2,0 g l−1) stagnierte. Deshalbwurden die Kulturen zu den in den Klammern angegebenen Zeitpunkten geerntet.Für den Stamm Spirulina laxissima gelang überhaupt kein Biomassezuwachs, derVersuch wurde nach fünf Tagen beendet.

Tabelle 4.1: Zusammenstellung der Algenstämme mit einer relativen Biomassepro-duktivität > 1,00 oder einer absoluten Biomasseproduktivität > 0,4 g l−1 d−1

Algenstamm relative Biomassepro- absolute Biomasse-duktivität im Vergleich produktivitätzum Referenzstamm (g l−1 d−1)

Chlorella sp. 800 1,30 0,495Chlorella sp. 313 1,19 0,451Chlorella sp. 620 1,08 0,471Scotiellopsis terrestris 1,03 0,449Chlorella minutissima 358 1,01 0,383Chlorella vulgaris 132 1,00 0,380-0,435Chlorella sp. 383 0,98 0,425Chlorella sp. 472 0,93 0,405Chlorella sp. 722 0,92 0,401

Die Chlorella sp. - Stämme 313, 620 und 800 erzielten eine höhere relative Biomas-seproduktivität als der Referenzstamm. Im Falle von Chlorella sp. 800 wurde eineum 30 % höhere relative Biomasseproduktivität erreicht. Scotiellopsis terrestris so-wie Chlorella minutissima 358 wuchsen ebenfalls schneller als der Referenzstamm.Allerdings war bei diesen Stämmen der Unterschied zur Referenz nur gering. DieZuwächse der Biomasseproduktivität lagen zwischen 0,8 % und 3,0 %. Auch bei derabsoluten Biomasseproduktivität lagen die Chlorella sp.- Stämme 313, 620 und 800vorn. Diese Stämme erreichten Werte von über 0,450 g l−1 d−1. Die Übereinstimmungder absolut produktivsten Stämme mit den relativ produktivsten Stämmen zeigtedie gute Vergleichbarkeit beider Auswertemethoden. Wie in Tabelle 4.1 ersichtlichist, erzielte der Referenzstamm Chlorella vulgaris 132 bereits eine hohe Biomasse-produktivität. Einzelne Stämme übertrafen die Produktivität jedoch. Ein schnellesWachstum ist für eine wirtschaftliche Biodieselproduktion wichtig, da dadurch ei-


ne signifikante Senkung von Kultivierungskosten möglich wird. Insgesamt lag dieerzielte Biomasseproduktivität aller getesteten Stämme in dieser Arbeit zwischen0,06 g l−1 d−1 und 0,495 g l−1 d−1. Damit wurde eine gute Übereinstimmung undVergleichbarkeit mit Literaturdaten erzielt. Nach [63] lag die Biomasseproduktivitätnach einem Screening von 30 Mikroalgenstämmen zwischen 0,04 g l−1 d−1 und 0,37g l−1 d−1.

4.2 Analytik

4.2.1 Lipidgehalt

Nach Durchführung der Screeningversuche wurde jeweils aus dem ersten der bei-den parallel betriebenen Standzylindern eine Doppelbestimmung des Lipidgehaltesbei 44 ausgewählten Arten durchgeführt. Neben dem absoluten Lipidgehalt wurdeder relative Lipidgehalt ermittelt. Hierfür wurde der Lipidgehalt eines Stammes mitdem zeitlich naheliegendsten Lipidgehalt des Referenzstammes ins Verhältnis ge-setzt. Durch die Bestimmung des relativen Lipidgehaltes wurde der Einfluss nicht-stammspezifischer Faktoren minimiert. Bei den gescreenten Algenarten enthieltenfünf Stämme einen höheren relativen und absoluten Lipidgehalt als der Refernz-stamm Chlorella vulgaris 132 (Tabelle 4.2). Der höchste relative Gehalt im Vergleichzur Referenz war bei Chlorella sp. 589 (+30%) und Chlorella sacchararophyla 477(+19%) nachweisbar.Die gleiche Reihenfolge bestand bei Betrachtung des absoluten Lipidgehaltes. Chlo-rella sp. 589 erreichte einen Lipidgehalt von 30,2 %TS, Chlorella sacchararophyla477 von 27,6 %TS und Chlorella sp. 800 von 24,4 %TS. Auch in den Biomassenvon Chlorella sacchararophyla 363 und Neochloris oleoabundans wurde ein sehr ho-her Lipidanteil von über 23 %TS nachgewiesen. Der vergleichbare Lipidgehalt desReferenzstammes lag im gesamten Testzeitraum zwischen 18,5 %TS und 23,3 %TS.Der in dieser Arbeit bestimmte Lipidgehalt erreichte für alle Teststämme Werte zwi-schen 8,2 %TS und 30,2 %TS. Die Spanne der Lipidgehalte von Mikroalgen unterScreeningbedingungen reichte nach [49] von 5 %TS bis 55 %TS. Der mittlere Lipid-gehalt von 55 Algenstämmen betrug in dieser Publikation 23 %TS, basierend aufAuswertung von Ergebnissen verschiedener Studien. Der im Vergleich zur vorliegen-den Arbeit in der genannten Publikation etwas höhere mittlere Lipidgehalt beruhteauf neun Stämmen mit besonders hohen Lipidanteilen. Im Rahmen dieser Arbeitbestand jedoch keine Möglichkeit, diese Stämme zu testen.


Tabelle 4.2: Zusammenstellung der Algenstämme mit einem relativen Gesamtlipid-gehalt > 1,00 oder einem absoluten Gesamtlipidgehalt > 23 %TS

Algenstamm relativer Gesamtlipid- absoluter Ge-gehalt im Vergleich samtlipidgehaltzum Referenzstamm (%TS)

Chlorella sp. 589 1,30 30,2Chlorella sacchararophyla 477 1,19 27,6Chlorella sp. 800 1,05 24,4Chlorella sacchararophyla 363 1,02 23,9Neochloris oleoabundans 1,02 23,7Chlorella vulgaris 132 1,00 18,5-23,3

4.2.2 Fettsäuregehalt

Da nicht alle lipophilen Verbindungen in Biodiesel umgewandelt werden können,erfolgte in der vorliegenden Arbeit die quantitative Analyse von Fettsäuren. NurFettsäuren stehen für eine direkte Veresterung zu Biodiesel zur Verfügung. Für dieQualität des hergestellten Biodiesels ist das Fettsäurespektrum entscheidend. NachDurchführung der Screeningversuche wurde jeweils aus dem ersten der beiden paral-lel angesetzten Standzylindern eine Doppelbestimmung des Gehaltes an Fettsäurenbei 54 ausgewählten Arten durchgeführt. Neben dem absoluten Fettsäuregehalt wur-de der relative Gehalt ermittelt. Hierfür wurde der Gehalt an Fettsäuren mit demzeitlich naheliegendsten Fettsäuregehalt des Referenzstammes ins Verhältnis gesetzt.Dadurch wurde der Einfluss nicht nicht-stammspezifische Faktoren minimiert. Bei87 % der gescreenten Algenstämme bestand der Hauptanteil der identifizierten Fett-säuren aus Palmitinsäure (C16:0), Palmitoleinsäure (C16:1), Stearinsäure (C18:0),Ölsäure (C18:1ω9), Linolsäure (C18:2ω6) und α-Linolensäure (C18:3ω3). Der sum-mierte Anteil dieser Fettsäuren betrug in den genannten Fällen über 90 % des Ge-samtgehaltes. Bei folgenden sieben gescreenten Algenstämmen lag dieser Gehalt al-lerdings unter 90 %: Chlorella sp. 391 (89 %), Chlorella zofingiensis (89 %), Spirulinaplatensis (88 %), Cosmarium sp. (88 %), Chlorococcum ellipsoideum (81 %), Du-naliella salina (79 %) sowie Phaeodactylum tricornutum (66 %). Die Ursache lag ineinem überproportional hohen oder aber in einem besonders niedrigen Gehalt eineranderen Fettsäure. Das Fettsäurespektrum unterschied sich folglich vom typischenFettsäurespektrum. In der Biomasse von Chlorella sp. 391 waren mit 0,17 %TS ein


hoher Gehalt der transkonfigurierten Fettsäure Octadecadiensäure (C18:2n6t) undmit 0,13 %TS ein geringer Gehalt an Linolsäure (C18:2ω6) nachweisbar. Bei Chlo-rella zofingiensis war ein geringer Anteil an Linolsäure (C18:2ω6; 0,09 %TS) dieUrsache für das Missverhältnis. Chlorococcum ellipsoideum hatte mit jeweils 0,17%TS einen hohen Gehalt an Octadecadiensäure (C18:2n6t) und einen hohen Gehaltan γ-Linolensäure (C18:3ω6). Beide Fettsäuren waren auch in Cosmarium sp. über-proportional vertreten: Der Gehalt an Octadecadiensäure betrug 0,13 %TS und anγ-Linolensäure 0,12 %TS. Dunaliella salina hatte mit 0,73 %TS Octadecadiensäureund 0,26 %TS gamma-Linolensäure einen erhöhten Anteil an diesen Fettsäuren. ImFettsäurespektrum von Phaeodactylum tricornutum war mit 1,7 %TS ein extremhoher Gehalt an Eicosapentaensäure (C20:5n3) nachweisbar, bei Spirulina platensismit 0,29 %TS ein hoher Anteil an γ-Linolensäure.Die Abweichung vom überwiegenden Fettsäurespektrum der gescreenten Algen be-ruhte vermutlich auf der unterschiedlichen Genausstattung der verschiedenen Algen-arten und der damit verbundenen unterschiedlich starken Expression von Enzymen.Die meisten der identifizierten Fettsäuren hatten eine geradzahlige Anzahl an Koh-lenstoffatomen und lagen entweder ungesättigt oder einfach, zweifach bzw. dreifachgesättigt vor. Das Ergebnis war in Übereinstimmung mit publizierten Literatur-daten: Nach [64, 65] bestand das Fettsäurespektrum von Mikroalgen vorwiegendaus C16- und C18-Fettsäuren. In Chlorophyceae wurden Palmitinsäure (C16:0) undÖlsäure (C18:1ω9) als Hauptkomponenten identifiziert [43]. Unter standardisiertenScreeningbedingungen synthetisieren Mikroalgen vorwiegend Lipide für den Aufbauvon Membranlipiden [64, 66]. Hierzu gehören Glycosylglyceride und Phosphoglyceri-de. Palmitinsäure (C16:0) fungiert als Vorläufersubstanz. Die Synthesewege werdendurch Einbringung von Doppelbindungen oder durch Kettenverlängerungen fortge-führt [67]. Für die Standardalge Chlorella vulgaris 132 wurde anhand der quanti-fizierten Fettsäuren das in Abb. 4.1 dargestellte Syntheseschema postuliert. HoheEnzymaktivitäten wurden anhand von hohen Konzentrationen an Reaktionspro-dukten für diejenigen Desaturasen festgestellt, die Stearinsäure (C18:0) in Ölsäure(C18:1ω9) sowie Ölsäure (C18:1ω9) in Linolsäure (C18:2ω6) umwandeln. Zwischenden einzelnen Algenarten bestanden erhebliche Unterschiede bei der Aktivität fürdie Delta-6-Desaturase. Das Enzym wandelt durch Einführung einer DoppelbindungÖlsäure in Linolsäure um. Zur Charakterisierung der entsprechenden Enzymaktivi-tät in den Screeningstämmen wurde der Quotient aus Ölsäuregehalt und Linolsäu-regehalt gebildet und in Abb. 4.2 dargestellt. Bei den meisten Stämmen war einQuotient zwischen eins und zehn nachweisbar. Das war gleichbedeutend mit niedri-


Abbildung 4.1: Postulierte Wege für die Synthese der Fettsäuren in der StandardalgeChlorella vulgaris 132. Die Dicke der Pfeile entspricht den vermuteten Enzymakti-vitäten

gen oder moderaten Enzymaktivitäten für die Delta-6-Desaturase. Ein Quotient vonüber zehn, also eine hohe Enzymaktivität, wurde nur von wenigen Algenstämmenerreicht. Die höchste Aktivität (Quotient=27) wies Chlorella sp. 723 auf. Außerdemkonnte in der vorliegenden Arbeit ein signifikanter Gehalt an folgenden Fettsäu-ren mit ungeradzahliger Kettenlänge sowie transkonfigurierten Fettsäuren nachge-wiesen werden: Pentadecanoinsäure (C15:0), Margarinsäure (C17:0) sowie Octade-cadiensäure (C18:2n6t). Das Ergebnis stimmte mit Literaturdaten für Neochlorisoleoabundans überein [68]. In der Biomasse von Chlorella sp. 17-1, 313, 418 undScenedesmus rubescens gelang außerdem der Nachweis der transkonfigurierten Fett-säure Vacceninsäure (C18:1t).Für quantitative Aussagen zum Gehalt an Fettsäuren wurden die mittels GC (Ab-schnitt 3.10.3) identifizierbaren Fettsäuren genutzt. Das betraf die 37 Fettsäuren desmitgeführten Standards. Wie vorher dargestellt wurde, umfasste die Hauptfraktionim Wesentlichen sechs Fettsäuren. Außerdem konnten andere Fettsäuren mit gerin-geren Gehalten durch Vergleich mit dem Standardmix sicher nachgewiesen werden.Neben den eindeutig identifizierbaren Fettsäuren enthielten die Proben jedoch stetsauch signifikante Anteile von anderen Fettsäuren, die keiner Standardkomponentezuzuordnen waren. Das betraf Peaks, die zwar im Chromatogramm zu sehen wa-ren, jedoch nach einer anderen Retentionszeit als die 37 Fettsäuren des Standards


Abbildung 4.2: Postulierte Delta-6-Desaturase-Aktivität der gescreenten Algenstäm-me

den Detektor erreichten. Diese Fettsäuren wurden als nicht eindeutig identifizierbareFettsäuren im Rahmen der vorliegenden Arbeit nicht weiter berücksichtigt.Der Fettsäuregehalt der Screeningstämme ist in Tabelle 4.3 dargestellt. Insgesamtkonnten 18 Algenstämme identifiziert werden, die einen höheren Fettsäureanteil alsdie Standardalge Chlorella vulgaris 132 aufwiesen. Die höchsten relativen Gehaltean Fettsäuren waren bei Chlorella sp. 355, 800 sowie Chlorella sacchararophyla 477nachweisbar. Im Vergleich zur Referenz erreichten die Stämme einen doppelt so ho-hen Gehalt an Fettsäuren. Um 40 - 70 % höhere Fettsäuregehalte wurden für Chlorel-la sacchararophyla 341, Phaeodactylum tricornutum und Dunaliella salina errechnet.Die relativen Gehalte korrelierten gut mit den absoluten Gehalten Chlorella saccha-rarophyla 477 hatte mit 8,1 %TS den höchsten absoluten Fettsäuregehalt. Chlorellasp. 800 und Phaeodactylum tricornutum hatten einen entsprechenden Gehalt vonüber 7 %TS. Neben den in Tabelle 4.3 aufgeführten Arten konnten Scendesmus ru-bescens (4,7 %TS), Cosmarium sp. (4,5 %TS) und Chlorella sp. 722 (4,0 %TS) alsStämme mit einem hohen Fettsäuregehalt identifiziert werden. Die absoluten Fett-säuregehalte aller gescreenten Stämmen lagen zwischen 1,6 %TS und 8,1 %TS. DasErgebnis war sehr gut vergleichbar mit publizierten Daten. Nach [69] lag der Fett-säuregehalt von Mikroalgen zwischen 1,8 %TS und 10,5 %TS. Die hier dargestellten


Tabelle 4.3: Zusammenstellung der Algenstämme mit einem relativen Fettsäurege-halt > 1,30 und dem zugehörigen absoluten Fettsäuregehalt

Algenstamm relativer Fettsäure- absoluter Fett-gehalt im Vergleich säuregehaltzum Referenzstamm (%TS)

Chlorella sp. 355 2,18 6,8Chlorella sacchararophyla 477 1,98 8,1Chlorella sp. 800 1,90 7,8Chlorella sacchararophyla 341 1,76 5,4Phaeodactylum tricornutum 1,75 7,2Dunaliella salina 1,48 6,1Chlorella sp. 438 1,43 4,4Selenastrum rinoi 1,36 4,2Chlorella sp. 722 1,31 4,0Chlorella vulgaris 132 1,00 3,1-4,1

Werte wurden unter standardisierten Laborbedingungen erreicht. In der Literatur[70, 71, 72] wurden unter anderen Bedingungen teilweise extrem hohe Fettsäurege-halte beschrieben. Zum Beispiel bei Kultivierung unter Nitratmangelverhältnissenbei gleichzeitiger Verfügbarkeit von CO2 und Licht. Ebenso führte ein Mangel anPhosphat oder Sulfat im Kultivierungsmedium zu einem sehr hohen Fettsäureanteilin Algen [73, 74].Um einen möglichen Zusammenhang zwischen Fettsäure- und Lipidgehalt bei Mi-kroalgen nachzuweisen, wurden beide Größen miteinander korreliert. Für 42 Stäm-me lagen sowohl deren Lipid- als auch deren Fettsäuregehalt vor. Ein mäßiger Zu-sammenhang konnte ermittelt werden. Das Bestimmtheitsmaß r2 lag bei 0,306. ImDurchschnitt aller Proben betrug der Fettsäureanteil 20,9 % +/- 6,4 % des berechne-ten Lipidgehaltes. Die Diskrepanz zwischen beiden Werten lag in der Aufarbeitungs-bzw. Nachweismethode begründet: Die Fettsäuren waren gaschromatographisch ein-deutig nachweisbar. Eine Unbekannte waren hier lediglich Fettsäuren, die nicht durchden Vergleich mit dem Standard identifizierbar waren. Bei der Gesamtlipidbestim-mung wurden dagegen sämtliche im Extraktionsmittel lösliche lipophile Substanzenausgewogen. Dazu gehörten Neutralfette, polare Fette, Wachsester, Sterole, Kohlen-wasserstoffe und Prenylderivate [63].


Abbildung 4.3: Zusammenhang zwischen Fettsäuregehalt und Gesamtlipidgehalt beiMikroalgen

4.2.3 Aminosäuregehalt

Während die Fettsäuren für die Biodieselproduktion verwendet werden, spielen Ami-nosäuren eine Rolle bei der Herstellung von Futtermitteln oder als Rohstoffe für diepharmazeutische Industrie. Deshalb wurde in der vorliegenden Arbeit der Gehaltan 18 Aminosäuren quantifiziert. Nach Durchführung der Screeningversuche wurdejeweils aus dem ersten der beiden parallel angesetzten Standzylindern eine Dop-pelbestimmung des Aminosäuregehaltes für 54 ausgewählte Stämme durchgeführt.Neben dem absoluten Aminosäuregehalt wurde der relative Aminosäuregehalt er-mittelt. Hierfür wurde der Aminosäuregehalt eines Stammes mit dem zeitlich nahe-liegendsten Aminosäuregehalt des Referenzstammes ins Verhältnis gesetzt. Dadurchwurde der Einfluss von nicht stammspezifischen Faktoren minimiert.Für das Aminosäurespektum wurde der Gehalt der einzelnen Aminosäuren auf denjeweiligen Gesamtgehalt an Aminosäuren bezogen. Der auf diese Art und Weise er-mittelte relative Anteil einer Aminosäure wurde zwischen den Arten verglichen. DieErgebnisse sind in Tabelle 4.4 zu sehen. Die relativ geringen Standardabweichun-gen zeigten die geringen artspezifischen Unterschiede im Aminosäurespektrum. Diezu Grunde liegenden Synthesewege liefen folglich bei den gescreenten Algenartenähnlich ab. Während bei den Fettsäurespektren enzymaktivitätsbedingt deutlicheUnterschiede bestanden, waren diese Unterschiede bei der Synthese von Aminosäu-ren nicht nachweisbar. Glutaminsäure, Leucin, Asparaginsäure und Alanin erreich-


ten mit über 9 % relativem Aminosäureanteil die höchsten Werte. Die höchsten

Tabelle 4.4: Mittlere relative Aminosäuregehalte (%TS) von gescreenten Mikroal-genstämmen. Der 100%-Wert war der jeweilige summierte Aminosäuregehalt derentsprechenden Algenstämme

Aminosäure MW +/- SD Aminosäure MW +/- SD

Alanin 9,3 +/- 0,9 Lysin 6,7 +/- 1,3Asparaginsäure 9,3 +/- 1,6 Methionin 1,2 +/- 0,4Arginin 7,0 +/- 2,0 Phenylalanin 5,4 +/- 0,4Cystin 0,4 +/- 0,5 Prolin 5,4 +/- 0,7Glutaminsäure 12,1 +/- 1,5 Serin 4,6 +/- 0,5Glycin 6,2 +/- 0,3 Threonin 5,0 +/- 0,7Histidin 3,7 +/- 1,2 Tyrosin 3,6 +/- 0,5Isoleucin 4,5 +/- 1,2 Valin 6,3 +/- 0,4Leucin 9,4 +/- 0,8

relativen Aminosäuregehalte wurden für Chlorella sp. 550 und Spirulina platensisnachgewiesen (Tabelle 4.5). Im Vergleich zum Referenzstamm Chlorella vulgaris 132lag der jeweilige Gehalt um 2 - 10 % höher. Andere gescreente Algenstämme erreich-ten den hohen Gehalt des Referenzstammes nicht. Das bestätigte den mit circa 40% sehr hohen Aminosäureanteil in der Biomasse von Chlorella vulgaris 132. Derhöchste absolute Aminosäuregehalt wurde mit 46,8 %TS von Spirulina platensis er-reicht. Der Aminosäureanteil aller gescreenten Algenarten erreichte Werte zwischen13,0 %TS (Pediastrum boryanum) und 46,8 %TS. Damit lagen die ermittelten An-teile im nahezu identischen Bereich von publizierten Daten: Die Autoren berichtetenvon einem Gehalt zwischen 11 %TS und 46 %TS [75]. In einer anderen Publikation[69] lag der Aminosäuregehalt von Mikroalgenstämmen zwischen 20 %TS und 67%TS und war damit etwas höher als in der vorliegenden Arbeit. Als Ursache hierfürkamen entweder die hier fehlende Möglichkeit zur Quantifizierung von Tryptophanoder aber das Beleuchtungsregime in Frage. Eine kontinuierliche Beleuchtung (wiebei den Screeningversuchen) führte nach [76] zu einer Abnahme des Proteingehaltesim Vergleich zu einer täglichen Beleuchtung von nur 12 h. Auf jeden Fall eignen sichProteine als Hauptfraktion der Algenbiomasse hervorragend für die Nutzung zu Er-nährungszwecken [77, 78]. Auch die Aminosäurespektren stimmten mit publiziertenDaten für Chlorella- und Nanochloropsis-Stämme überein [78].


Tabelle 4.5: Zusammenstellung der Algenstämme mit einem relativen Aminosäure-gehalt > 0,9 und einem absoluten Aminosäuregehalt von > 40 %TS

Algenstamm relativer Aminosäure- absoluter Amino-gehalt im Vergleich säuregehaltzum Referenzstamm (%TS)

Chlorella sp. 550 1,09 38,8Spirulina platensis 1,02 46,8Spirulina maxima 0,98 44,9Chlorella minutissima 358 0,97 44,3Chlorella sacchararophyla 363 0,93 42,4Chlorella vulgaris 132 1,00 35,7-45,7

4.3 Produktivität

4.3.1 Lipidproduktivität

Für eine wirtschaftliche Biodieselherstellung ist weniger die alleinige Betrachtungder Biomasseproduktivität oder des absoluten Lipidgehaltes entscheidend, sondernvielmehr die Lipidproduktivität. Diese gibt an, wieviel Lipid pro Kultivierungstagund pro Liter Medium gebildet wurde.Im Ergebnis der Screeningversuche wurde der Gesamtlipidgehalt von 42 Arten be-stimmt (Abschnitt 4.2.1). Durch Multiplikation mit der Biomasseproduktivität wur-de die resultierende Lipidproduktivität berechnet. Das Ergebnis ist in Tabelle 4.6ersichtlich. Die höchste Lipidproduktivität erreichte Chlorella sp. 800. Mit 124,7 mgl−1 d−1 lag diese um 33 % über der Lipidproduktivität des Referenzstammes Chlo-rella vulgaris 132. Eine höhere Lipidproduktivität als die Referenz wurde mit 105,6mg l−1 d−1 auch für Chlorella sp. 589 nachgewiesen. Das entsprach einer um 12% höheren Lipidproduktivität. Von den gescreenten Stämmen waren neben den ge-nannten Algen keine weiteren Stämme produktiver als die Referenz. Die AlgenartenChlorella sacchararophyla 363 und Chlorella sp. 313 erreichten als dritt- bzw. viert-produktivste Stämme eine Lipidproduktivität von circa 80 % der Lipidproduktivitätdes Referenzstammes. Die absolute Lipidproduktivität aller gescreenten Mikroalgen-arten lag zwischen 11,2 mg l−1 d−1 und den bereits erwähnten 124,7 mg l−1 d−1. Inder Fachliteratur beschriebene Lipidproduktivitäten lagen für Mikroalgen zwischen2 mg l−1 d−1 und 23 mg l−1 d−1 [79] beziehungsweise zwischen 17 mg l−1 d−1 und


61 mg l−1 d−1 [62]. Diese publizierten Ergebnisse wurden bei einer Lichtstärke von

Tabelle 4.6: Zusammenstellung der Algenstämme mit einer relativen Lipidproduk-tivität > 0,8 oder einer absoluten Lipidproduktivität von > 75 mg l−1 d−1

Algenstamm relative Lipidproduk- absolute Lipid-tivität im Vergleich produktivitätzum Referenzstamm (mg l−1 d−1)

Chlorella sp. 800 1,33 124,7Chlorella sp. 589 1,12 105,6Chlorella sacchararophyla 363 0,81 76,5Chlorella sp. 313 0,80 75,0Chlorella vulgaris 132 1,00 82,7-94,0

100 µE m−2 s−1 erzielt. Bei den Experimenten im Rahmen der vorliegenden Arbeitwar die Lichtstärke mit 200 µE m−2 s−1 doppelt so hoch. Entsprechend höher ist dieerzielte Lipidproduktivität, da die jeweilige Biomasseproduktivität höher war. DerLipidgehalt von Algenbiomasse wurde dagegen nicht von der Beleuchtungsstärke be-einflußt (Abschnitt 5.1.2). Eine Steigerung der Lichtstärke führte deshalb direkt übereine Wachstumssteigerung zu einer Erhöhung der Lipidproduktivität. Deshalb sinddie im Rahmen der vorliegenden Arbeit erzielten Lipidproduktivitäten mit denenaus der Literatur vergleichbar.

4.3.2 Fettsäureproduktivität

Für eine effektive Umesterung zu Biodiesel ist ein hoher Gehalt an geeigneten Fett-säuren entscheidend. Die Bestimmung der FS-Produktivität von gescreenten Mi-kroalgenarten erfolgte über die Multiplikation der Biomasseproduktivität mit demabsoluten FS-Gehalt. Im Ergebnis wurde die Menge an pro Kultivierungstag undpro Liter Kulturmedium produzierten Fettsäuren erhalten. Nach den Screeningver-suchen erfolgte die Bestimmung des Fettsäuregehaltes bei 56 ausgewählten Arten.Die höchste Fettsäureproduktivität erreichte der Stamm Chlorella sp. 800 mit 38,7mg l−1 d−1. Damit wurde die 2,48 fache Fettsäureproduktivität des Referenzstammesnachgewiesen. Eine höhere Fettsäureproduktivität als der Referenzstamm erzieltenauch die Stämme Chlorella sp. 355, 438, 474, 488, 722, 723 und Chlorella sachararo-phyla 477. Mit Chlorella minutissima 494 (15,1 mg l−1 d−1) und Chlorella vulgarisC1 (14,2 mg l−1 d−1) konnten zusätzlich zwei Stämme identifiziert werden, die zwar


Tabelle 4.7: Zusammenstellung der Algenstämme mit einer relativen Fettsäurepro-duktivität > 1,0 und der zugehörigen absoluten Fettsäureproduktivität

Algenstamm relative Fettsäurepro- absolute Fettsäure-duktivität im Vergleich produktivitätzum Referenzstamm (mg l−1 d−1)

Chlorella sp. 800 2,48 38,7Chlorella sp. 355 1,95 26,2Chlorella sp. 722 1,21 16,2Chlorella sachararophyla 477 1,11 17,3Chlorella sp. 474 1,11 14,9Chlorella sp. 438 1,11 14,9Chlorella sp. 723 1,07 14,4Chlorella sp. 488 1,00 13,5Chlorella vulgaris 132 1,00 13,4-15,6

im Vergleich zur jeweiligen Referenz eine geringere relative, jedoch eine hohe abso-lute Fettsäureproduktivität erreichten. Die Fettsäureproduktivität aller gescreentenStämme lag zwischen 2,5 mg l−1 d−1 (Chlorella minutissima 357) und den genann-ten 38,7 mg l−1 d−1. Die erzielten Ergebnisse waren vergleichbar mit publiziertenLiteraturdaten [80],[81].

4.3.3 Aminosäureproduktivität

Für die Verwertung der Restbiomasse spielen Aminosäuren eine entscheidende Rolle.Die Bestimmung der Produktivität an Aminosäure der gescreenten Mikroalgenar-ten erfolgte analog der Ermittlung der Fettsäureproduktivität über die Multiplika-tion der Biomasseproduktivität mit dem absoluten Aminosäuregehalt. Im Ergeb-nis wurde die Menge an pro Kultivierungstag und pro Liter Medium produziertenAminosäuren erhalten. Nach den Screeningversuchen erfolgte die Bestimmung desAminosäuregehaltes von 54 ausgewählten Stämmen. Die Ergebnisse für die entspre-chende Aminosäureproduktivität sind in der folgenden Tabelle 4.8 dargestellt. Vonden gescreenten Algenarten erreichte kein Stamm eine höhere Aminosäureprodukti-vität als der Referenzstamm. Die nachfolgend höchsten Aminosäureproduktivitätenwurde für die Stämme Chlorella minutissima 358 (170 mg l−1 d−1), Chlorella sp.620 (142 mg l−1 d−1), Chlorella sp. 472 (132 mg l−1 d−1), Chlorella sp. 313 (145


Tabelle 4.8: Zusammenstellung der Algenstämme mit einer relativen Aminosäure-produktivität > 0,8 und der zugehörigen absoluten Aminosäureproduktivität

Algenstamm relative Aminosäurepro- absolute Amino-duktivität im Vergleich säureproduktivitätzum Referenzstamm (mg l−1 d−1)

Chlorella minutissima 358 0,98 170Chlorella sp. 620 0,92 142Chlorella sp. 472 0,85 132Chlorella sp. 313 0,84 145Chlorella sp. 550 0,84 131Chlorella vulgaris 132 1,00 155-174

mg l−1 d−1) und Chlorella sp. 550 (131 mg l−1 d−1) bestimmt. Im Vergleich zumReferenzstamm lag die erzielte Aminosäureproduktivität zwischen 80 % und 98 %.Insgesamt wurden bei allen Screeningversuchen eine Aminosäureproduktivität zwi-schen 16,1 mg l−1 d−1 bei Phaeodactylum tricornutum und den genannten 174 mgl−1 d−1 erreicht. Die Werte sind mit publizierten Daten vergleichbar [82].

4.4 Einflussfaktoren

Die Produktivität für Lipide, Fettsäuren und Aminosäuren spielt eine entscheidendeRolle bei der Beurteilung der Eignung einer Algenart für die industrielle Biodiesel-produktion. Im folgenden Abschnitt wurden durch Korrelationsanalysen und Er-mittlung des Bestimmtheitsmaßes r2 (Abschnitt 3.11) Einflussfaktoren auf die je-weilige Produktivität identifiziert. Der Einfluss der Biomasseproduktivität wurdeebenso untersucht wie der Einfluss des absoluten Gehaltes an Lipiden, Fettsäurenoder Aminosäuren. Die Ergebnisse sind in den folgenden Abbildungen 4.4, 4.5 und4.6 dargestellt. Die Lipidproduktivität wurde hauptsächlich von der Biomassepro-duktivität beeinflusst. Das entsprechende Bestimmtheitsmaß r2 betrug 0,693 (Abb.4.4). Je größer die Biomasseproduktivität war, desto höher war auch die Lipidpro-duktivität der gescreenten Arten.Ein positiver Zusammenhang bestand auch zwischen dem Lipidgehalt und der Lipid-produktivität (r2 = 0,554, Daten nicht gezeigt). Kein Zusammenhang war zwischendem Lipidgehalt und der Biomasseproduktivität nachweisbar (r2 = 0,084, Datennicht gezeigt). Das Ergebnis stand im Widerspruch zu publizierten Daten. Nach


Abbildung 4.4: Positive Korrelation zwischen Lipidproduktivität und Biomassepro-duktivität bei Mikroalgen

[63] bestand eine deutliche negative Korrelation zwischen Biomasseproduktivitätund Lipidgehalt bei Mikroalgen. Aufgrund der hohen metabolischen Kosten der Li-pidsynthese bestünde nur die Möglichkeit, entweder schnell zu wachsen oder hoheLipidgehalte aufzuweisen. In der vorliegenden Arbeit war ein solcher Zusammenhangnicht nachweisbar. Im Gegenteil, ein hoher Lipidgehalt war trotz hoher Biomasse-produktivität möglich und ebenso ein niedriger Lipidgehalt bei geringer Biomasse-produktivität. Die Situation bezüglich der Fettsäureproduktivität der gescreentenMikroalgenstämme stellte sich ähnlich dar (Abb. 4.5). Die Fettsäureproduktivitätwurde hauptsächlich durch die Biomasseproduktivität beeinflusst. Das entsprechen-de Bestimmtheitsmaß r2 lag bei 0,460 (Abb. 4.5).Je größer die durchschnittliche Biomasseproduktivität war, desto höher war auch diedurchschnittliche Fettsäureproduktivität der gescreenten Stämme. Ein positiver Zu-sammenhang bestand auch zwischen absolutem Fettsäuregehalt und der Fettsäure-produktivität (r2 = 0,305, Daten nicht gezeigt). Kein Zusammenhang war zwischendem absoluten Fettsäuregehalt und der Biomasseproduktivität nachweisbar (r2 =0,0003, Daten nicht gezeigt). Bei der Aminosäureproduktivität der gescreenten Mi-kroalgenarten war die Situation ähnlich (Abb. 4.6). Die Aminosäureproduktivitätwurde hauptsächlich durch die Biomasseproduktivität beeinflusst. Das entsprechen-


Abbildung 4.5: Positive Korrelation zwischen Fettsäureproduktivität und Biomas-seproduktivität bei Mikroalgen

Abbildung 4.6: Positive Korrelation zwischen Aminosäureproduktivität und Biomas-seproduktivität bei Mikroalgen

de Bestimmtheitsmaß r2 betrug 0,663 (Abb. 4.6). Je größer die Biomasseproduktivi-tät war, desto höher war auch die Aminosäureproduktivität der gescreenten Arten.


Ein positiver Zusammenhang bestand auch zwischen absolutem Aminosäuregehaltsowie der Aminosäureproduktivität (r2 = 0,223, Daten nicht gezeigt). Kein Zusam-menhang war zwischen dem absoluten Aminosäuregehalt und der Biomasseproduk-tivität nachweisbar (r2 = 0,058, Daten nicht gezeigt). Die Biomasseproduktivitätbeeinflusste sowohl die Lipid- als auch die Fettsäure- und Aminosäureproduktivitätstärker als der jeweilige absolute Gehalt. Das entsprechende Bestimmtheitsmaß zwi-schen der Biomasseproduktivität und der Produktivität für Lipide, Fettsäuren undAminosäuren war stets höher als das Bestimmtheitsmaß zwischen dem absolutenLipid-, Fettsäure- oder Aminosäuregehalt und deren Produktivität. Folglich kannanhand der Biomasseproduktivität bereits zuverlässig die Eignung einer Algenartfür die Biodieselproduktion abgeschätzt werden. Außerdem kann an dieser Stel-le festgehalten werden, dass in keinem Fall ein negativer Zusammenhang zwischenBiomasseproduktivität und dem absoluten Lipid-, Fettsäure- oder Aminosäuregehaltbestand.

4.5 Auswahl der Algen

Im Rahmen der vorliegenden Arbeit sollten Bedingungen für eine sinnvolle Biodiesel-produktion aus Algenbiomasse definiert werden. Möglichst große Mengen an Biodie-sel sollten in möglichst kurzer Zeit herstellbar sein. Die Fettsäureproduktivität einesAlgenstammes ist hierfür ein geeigneter Indikator. Sie gibt an, wie hoch die pro Kul-tivierungstag und pro Kultivierungsvolumen gebildete Menge an Fettsäuren ist. 64Stämme wurden unter definierten Standardbedingungen im Rahmen der Screening-versuche getestet. Anhand der Fettsäureproduktivität wurde folgende Reihenfolgeder Eignung eines Algenstammes für die Biodieselproduktion definiert:

• Chlorella sp. 800 mit 38 mg l−1 d−1 Fettsäureproduktivität,

• Chlorella sp. 355 mit 26 mg l−1 d−1 Fettsäureproduktivität,

• Chlorella sp. 722 mit 16 mg l−1 d−1 Fettsäureproduktivität.

In den Optimierungsversuchen des folgenden Kapitels 5 wurden deshalb die Kultivie-rungsbedingungen für Chlorella sp. 800 und Chlorella vulgaris 132 (Referenzstamm)sowie für weitere ausgewählte Stämme variiert, um eine weitere Steigerung der Fett-säureproduktivität zu erzielen.Die Lipidproduktivität ist für die Abschätzung der Eignung einer Algenart für dieBiodieselgewinnung nicht geeignet. Wie im Abschnitt 4.2.2 beschrieben, kommen


neben Fettsäuren (durchschnittlich 20,9 % der Lipidfraktion) auch noch viele ande-re lipophile Verbindungen in Algenbiomasse vor. Diese werden methodenbedingt mitextrahiert und bei der gravimetrischen Lipidbestimmung mit ausgewogen. Ebensobesteht nur ein mäßiger Zusammenhang zwischen Fettsäure- und Lipidgehalt beiAlgen (r2 = 0,29, siehe Abschnitt 4.2.2).

55

Kapitel 5

Optimierungen

In diesem Abschnitt werden die Ergebnisse von Optimierungsversuchen dargestellt.Die Einflussfaktoren Licht, Temperatur und CO2-Konzentration wurden variiert undder Einfluss auf die Wachstumsparameter sowie auf den Gehalt an Lipiden, Fettsäu-ren und Aminosäuren bestimmt. Zum Abschluss wurden die wichtigsten Einfluss-faktoren auf die entsprechenden Produktivitäten identifiziert.

5.1 Einfluss des Lichtfaktors

In diesem Abschnitt wurde sowohl der Einfluss der Lichtintensität als auch der Ein-fluss der Beleuchtungsdauer auf die Biomasseproduktivität ausgewählter Algenartensowie deren Gehalte an Lipiden, Fettsäuren und Aminosäuren untersucht.

5.1.1 Einfluss auf den Biomassezuwachs

Um den Einfluss der Lichtstärke auf die Biomasseproduktivität von Mikroalgen zuuntersuchen, wurden die Stämme Chlorella sp. 800, Scotiellopsis terrestris, Chlorel-la miniata, Selenastrum rinoi sowie Chlorella vulgaris 132 getestet. Die Lichtstärkewurde zwischen 200 µE m−2 s−1 und 500 µE m−2 s−1 variiert. Die Ergebnisse sindin der folgenden Abb. 5.1 ersichtlich.Eine Erhöhung der Lichtstärke führte bei allen getesteten Algenarten zu einem An-stieg der Wachstumsgeschwindigkeit. Die höchsten Zuwächse erzielte der StammChlorella sp. 800. Aus einer Erhöhung der Lichtintensität von 200 µE m−2 s−1 auf500 µE m−2 s−1 resultierte eine Zunahme der Biomasseproduktivität von 0,423 g l−1

d−1 auf 0,707 g l−1 d−1. Das entsprach einer Steigerung um 67 %. Eine ähnlich ho-he Steigerung der Biomasseproduktivität wurde mit dem Stamm Chlorella miniata

KAPITEL 5. OPTIMIERUNGEN 56

Abbildung 5.1: Einfluss der Lichtstärke auf das Wachstum von Mikroalgen

(von 0,443 g l−1 d−1 auf 0,651 g l−1 d−1) und mit dem Referenzstamm Chlorellavulgaris 132 (von 0,329 g l−1 d−1 auf 0,626 g l−1 d−1) erzielt. Die Stämme warenfolglich gut geeignet, an Sommertagen hohe Lichtintensitäten zu tolerieren und ineinen schnellen Biomassezuwachs umzusetzen. Für eine Kultivierung im Winter wa-ren Selenastrum rinoi und Scotiellopsis terrestris eher geeignet. Bei einer geringenLichtstärke wuchsen beide Stämme mit einer hohen Biomasseproduktivität. EineSteigerung der Lichtintensität führte allerdings nur zu einem geringen Produktivi-tätszuwachs. Vermutlich setzte bereits bei relativ niedrigen Beleuchtungsstärken eineLichtsättigung ein. Der Photosynthesapparat konnte nicht mehr effizient arbeiten.Ein Teil des zusätzlich zur Verfügung gestellten Lichtes konnte von beiden Stämmennicht mehr effektiv genutzt werden.Auch die Beleuchtungsdauer beeinflusste die Biomasseproduktivität der getestetenStämme direkt (Abb. 5.2). Bei Chlorella miniata konnte eine Steigerung der Biomas-seproduktivität von 0,174 g l−1 d−1 bei einer täglichen Beleuchtungsdauer von achtStunden über 0,259 g l−1 d−1 bei einer täglichen Beleuchtungsdauer von 16 Stundenauf 0,493 g l−1 d−1 bei kontinuierlicher Beleuchtung beobachtet werden. Die Biomas-seproduktivität von Chlorella vulgaris 132 stieg in der gleichen Weise von 0,282 gl−1 d−1 bei einer täglichen Beleuchtungsdauer von 16 Stunden auf 0,58 g l−1 d−1 beikontinuierlicher Beleuchtung an. Eine Steigerung der täglichen Beleuchtungsdauer


Abbildung 5.2: Einfluss der Beleuchtungsdauer auf das Wachstum von Mikroalgen

von 16 Stunden auf 24 Stunden führte zu stärkeren Effekten als die Erhöhung dertäglichen Beleuchtungsdauer von acht Stunden auf 16 Stunden. Die entsprechendenZuwächse der Biomasseproduktivität lagen für Chlorella miniata bei 90 % und 48%.

5.1.2 Einfluss auf den Lipidgehalt sowie den Fett- und Ami-

nosäuregehalt

Der Einfluss der Lichtstärke auf den Lipidgehalt von Mikroalgen wurde für Selen-astrum rinoi und Chlorella vulgaris 132 untersucht. Im Ergebnis der Versuche warkein Einfluss nachweisbar (Daten nicht gezeigt). Bei beiden Stämmen schwankte derLipidgehalt geringfügig und unabhängig von der Lichtstärke.Der Lipidgehalt in der Biomasse von Selenastrum rinoi betrug 23,2 %TS bei 200µE m−2 s−1, 23,0 %TS bei 300 µE m−2 s−1, 24,1 %TS bei 400 µE m−2 s−1 und 21,3%TS bei 500 µE m−2 s−1. Für Chlorella vulgaris 132 wurde ein Lipidgehalt von 21,0%TS bei 200 µE m−2 s−1, 20,9 %TS bei 300 µE m−2 s−1, 21,2 %TS bei 400 µEm−2 s−1 und 19,7 %TS bei 500 µE m−2 s−1 ermittelt. Somit war auch für den Re-ferenzstamm kein Trend zu einer Änderung des Lipidgehaltes bei unterschiedlicherLichtstärke zu erkennen. Wenn beide Teststämme kombiniert betrachtet wurden,ergab sich allerdings die Tendenz, dass bei der höchsten Lichtstärke der geringste


Lipidgehalt erzielt wurde. Der Effekt war aber nur gering ausgeprägt und war auchnicht statistisch abgesichert.Der Einfluss der Lichtstärke auf den Fettsäuregehalt von Mikroalgen wurden für dieStämme Selenastrum rinoi, Chlorella vulgaris 132, Chlorella sp. 800 und Chlorellaminiata getestet (Abb. 5.3). Hohe Lichtstärken führten bei Selenastrum rinoi zu ei-

Abbildung 5.3: Einfluss der Lichtstärke auf den Fettsäuregehalt von Mikroalgen

ner geringfügigen Abnahme des Fettsäuregehaltes von 7,1 %TS bei 200 µE m−2 s−1

auf 6,2 %TS bei 500 µE m−2 s−1. Das entsprach einem Absinken um 13 %. Bei Chlo-rella miniata und Chlorella vulgaris 132 waren keine signifikanten Änderungen desFettsäuregehaltes bei unterschiedlichen Lichtstärken nachweisbar. Der entsprechen-de Fettsäureanteil schwankte zwischen 3,3 %TS und 3,5 %TS bei Chlorella vulgaris132 und zwischen 4,7 %TS und 4,8 %TS bei Chlorella miniata. Bei Chlorella sp.800 führte eine Erhöhung der Lichtstärke zu einer Verminderung des Fettsäurege-haltes: Der Gehalt sank von 6,1 %TS (200 µE m−2 s−1) über 4,9 %TS (300 µE m−2

s−1) und 4,4 %TS (400 µE m−2 s−1) auf 4,6 %TS (500 µE m−2 s−1). Ein Einflussder Lichtstärke auf das Fettsäurespektrum war bei den genannten Algenarten nichtnachweisbar.Der Einfluss der Lichtintensität auf den Aminosäuregehalt wurde exemplarisch fürChlorella miniata untersucht (Daten nicht gezeigt). Ein Einfluss unterschiedlicherLichtstärken auf den Aminosäuregehalt konnte im untersuchten Bereich zwischen


200 µE m−2 s−1 und 500 µE m−2 s−1 nicht nachgewiesen werden. Der Aminosäure-gehalt lag bei Chlorella miniata zwischen 34,2 %TS und 38,5 %TS und schwankteunabhängig von der Lichtstärke geringfügig. Das Aminosäurespektrum blieb eben-falls gleich. Der relative Anteil einzelner Aminosäuren änderte sich nicht.

5.2 Einfluss des Kultivierungstemperatur


Der Einfluss der Kultivierungstemperatur auf die Biomasseproduktivität von Mi-kroalgen wurde für die Stämme Selenastrum rinoi, Chlorella vulgaris 132, Scotiel-lopsis terrestris, Chlorella sp. 800 und Chlorella miniata untersucht.Im Ergebnis der Experimente (Abb. 5.4) wurde jeweils ein Temperaturoptimum von25 °C für die getesteten Stämme identifiziert. Eine Ausnahme bildete der StammChlorella miniata. Der Stamm wuchs am schnellsten bei 35 °C. Beim Temperatu-roptimum der Teststämme war die jeweilige Biomasseproduktivität höher als dieBiomasseproduktivität bei einer niedrigeren oder höheren Temperatur. Die maxi-male Biomasseproduktivität betrug 0,238 g l−1 d−1 (Selenastrum rinoi), 0,441 g l−1

d−1 (Chlorella vulgaris 132), 0,437 g l−1 d−1 (Scotiellopsis terrestris) und 0,538 g l−1

d−1 (Chlorella sp. 800). Chlorella miniata wuchs mit einer maximalen Produktivitätvon 0,415 g l−1 d−1 bei 35 °C, eine weitere Erhöhung der Kultivierungstemperaturauf 40 °C führte wieder zur Absenkung der Biomasseproduktivität. Für den Einsatzunter Praxisbedingungen eignete sich folglich Chlorella miniata eher für den Einsatzim Sommer, während die Stämme Selenastrum rinoi, Chlorella vulgaris 132, Scotiel-lopsis terrestris und Chlorella sp. 800 eher bei niedrigeren Temperaturen gezüchtetwerden sollten. Allerdings sei an dieser Stelle darauf hingewiesen, dass bei geringenTesttemperaturen von 15 °C alle Stämme auch die geringste Biomasseproduktivitäterzielten. Die Tatsache beschränkte die Kultivierung der genannten Arten im Winterauf beheizbare Flächen (z.B. Gewächshäuser).


nosäuregehalt

Um den Einfluss verschiedener Kultivierungstemperaturen auf den Lipidgehalt vonMikroalgen zu testen, wurden Versuchsreihen mit Selenastrum rinoi und Chlorellaminata durchgeführt (Daten nicht gezeigt). Der Gesamtlipidgehalt war bei beiden


Abbildung 5.4: Einfluss der Kultivierungstemperatur auf das Wachstum von Mi-kroalgen

Stämmen bei 25 °C am höchsten. Bei Selenastrum rinoi entsprach die Temperaturder optimalen Wachstumstemperatur. Chlorella miniata wuchs dagegen am schnells-ten bei 35 °C. Im Einzelnen wurden für Selenastrum rinoi folgende Lipidgehaltegemessen: 15,2 %TS bei 15 °C, 22,8 %TS bei 25 °C und 19,8 %TS bei 35 °C. BeiChlorella miniata betrugen die Lipidgehalte 21,1 %TS bei 15 °C, 25,4 %TS bei 25°C und 20,9 %TS bei 35 °C.Bei 40 °C folgte ein starker Abfall des Lipidgehaltes auf 10,9 %TS. Bei den StämmenSelenastrum rinoi, Chlorella vulgaris 132, Chlorella sp. 800 und Scotiellopsis terrest-ris wurde der Einfluss der Kultivierungstemperatur auf den Fettsäuregehalt geprüft.Die Ergebnisse dieser Versuche (Abb. 5.5) fielen unterschiedlich aus. Geringe Un-terschiede im Fettsäuregehalt wurden für die Stämme Chlorella miniata (Gehaltezwischen 4,5 %TS und 5,3 %TS) und Chlorella vulgaris 132 (Gehalte zwischen 3,3%TS und 3,6 %TS) nachgewiesen. Selenastrum rinoi erreichte einen Fettsäureanteilzwischen 3,5 %TS und 5,8 %TS. Der höchste Gehalt wurde wie bei Chlorella sp.800 bei 25 °C erzielt. Die konkreten Gehalte betrugen für Chlorella sp. 800 in dieserVersuchsreihe 3,7 %TS (15 °C), 5,1 %TS (25 °C) und 2,3 %TS (35 °C).Bei Scotiellopsis terrestris dagegen war ein stetiger Abfall des Fettsäuregehaltesmit steigender Kultivierungstemperatur zu beobachten: Der Gehalt sank von 6,0


Abbildung 5.5: Einfluss der Kultivierungstemperatur auf den Fettsäuregehalt vonMikroalgen

%TS bei 15 °C über 3,7 %TS bei 25 °C auf 2,0 %TS bei 35 °C. Überproportionalvom Rückgang bei höheren Temperaturen waren hier die Fettsäuren C17:0, C18:1,C18:3n3 betroffen. Um den Einfluss der Kultivierungstemperatur auf das Fettsäu-respektrum von Mikroalgen zu untersuchen, wurden Testreihen mit verschiedenenStämmen bei 15 °C, 25 °C und 35 °C durchgeführt. Die quantitativ bedeutsamstenFettsäuren (C16:0, C16:1, C18:0, C18:1ω9, C18:2ω6 und C18:3ω3) wurden quantifi-ziert. Das Ergebnis ist beispielhaft für Chlorella miniata und Chlorella vulgaris 132in Abb. 5.6 dargestellt. Allgemeine Zusammenhänge zwischen Kultivierungstempe-ratur und Struktur der synthetisierten Fettsäuren bei den getesteten Stämmen sindin den folgenden Abb. 5.7 und 5.8 zu sehen. Die Kultivierungstemperatur übte einenstarken Einfluss auf das Spektrum der synthetisierten Fettsäuren aus. Mit anstei-gender Temperatur erhöhte sich der relative Anteil an synthetisierter Palmitinsäure(C16:0).Bei Chlorella miniata stieg der Anteil von 19,5 % bei 15 °C über 20,2 % bei 25 °C auf22,1 % bei 35 °C. Bei Chlorella vulgaris 132 erhöhte sich der Anteil von 23,2 % bei15 °C über 31,8 % bei 25 °C auf 32,5 % bei 35 °C. In umgekehrter Weise verringertesich der Anteil an α-Linolensäure (C18:3ω3) mit ansteigenden Temperaturen: beiChlorella miniata sank der Gehalt von 43,5 % bei 15 °C über 11,4 % bei 25 °C auf


Abbildung 5.6: Einfluss der Kultivierungstemperatur auf das Fettsäurespektrum vonMikroalgen. 1-3=Chlorella miniata, 5-7=Chlorella vulgaris 132, 1,5=15 °C, 2,6=25°C, 3,7=35 °C

5,1 % bei 35 °C sowie bei Chlorella vulgaris 132 von 48,6 % bei 15 °C über 17,5 %bei 25 °C auf 7,2 % bei 35 °C. Eine Änderung der Kultivierungstemperatur führteauch bei den Stämmen Selenastrum rinoi und Scotiellopsis terrestris zu ähnlichenVeränderungen im Fettsäurespektrum.Mit zunehmender Kultivierungstemperatur konnte bei allen Teststämmen (Chlorel-la miniata, Selenastrum rinoi, Chlorella vulgaris 132 und Scotiellopsis terrestris)ein Anstieg des Quotienten aus dem summierten Gehalt an C16-Fettsäuren unddem summierten Gehalt an C18-Fettsäuren ermittelt werden. Folglich bestand dieTendenz zur Verkürzung der Kettenlängen bei steigenden Temperaturen. Bei Selen-astrum rinoi wurde im Vergleich zu den anderen Teststämmen der höchste Quo-tient gemessen. Der Anteil kurzkettiger Fettsäuren war hier folglich am größten.Der Quotient aus dem summierten C16-Fettsäuregehalt und dem summierten C18-Fettsäuregehalt stieg bei Selenastrum rinoi von 0,646 bei 15 °C auf 0,822 bei 25 °Cund sank bei 35 °C geringfügig auf 0,804. Bei Chlorella vulgaris 132 erhöhte sich derQuotient von 0,323 bei 15 °C über 0,492 bei 25 °C auf 0,510 bei 35 °C. Für Scoti-ellopsis terrestris folgte einem Abfall des Quotienten von 0,170 bei 15 °C auf 0,120bei 25 °C ein Anstieg auf 0,338 bei 35 °C. Bei Chlorella miniata stieg der Quotient


Abbildung 5.7: Einfluss der Kultivierungstemperatur auf die Kettenlänge der syn-thetisierten Fettsäuren bei Mikroalgen

von 0,256 (15 °C) über 0,271 (25 °C) auf 0,309 (35 °C) und bei Chlorella sp. 800 von0,343 (15 °C) über 0,357 (25 °C) auf 0,718 (35 °C).Der bei den Experimenten nachgewiesene Trend zur Kettenverkürzung der gebilde-ten Fettsäuren bei steigenden Temperaturen stand im Gegensatz zur Lehrmeinung.Bei steigenden Temperaturen nimmt im Allgemeinen die Kettenlänge von Fettsäu-ren in Zellmembranen zu. Mit zunehmender Kettenlänge steigt der Schmelzpunkteiner Fettsäure, sodass ein Mikroorganismus auch über die Kettenlänge der synthe-tisierten Fettsäuren die Konsistenz der Zellmembran steuert. Auch bei der Speicher-form der Lipide im Cytosol wird der flüssige Zustand von Organismen bevorzugt.Warum der Trend bei den getesteten Mikroalgenstämmen entgegengesetzt ausfiel,war unbekannt. Der Unterschied bei den Kettenlängen war gering. Die zugehöri-gen Schmelzpunkte lagen für die Palmitinsäure (C16:0) bei 63 °C für und für dieStearinsäure (C18:0) bei 70°C. Bei Raumtemperatur lagen beide Fettsäuren folglichim festen Zustand vor. Deshalb war der Gehalt dieser beiden Fettsäuren in der Al-genbiomasse auch gering. Mehr noch als die Kettenlänge beeinflusst die Anzahl anDoppelbindungen den Schmelzpunkt einer Fettsäure. Die Einführung einer Doppel-bindung führt bei der Palmitoleinsäure (C16:1) zur Absenkung des Schmelzpunktesauf 1 °C und bei der Ölsäure (C18:1) auf 16 °C. Wie in Abb. 5.8 ersichtlich ist,


Abbildung 5.8: Einfluss der Kultivierungstemperatur auf die Anzahl der Doppelbin-dungen der synthetisierten Fettsäuren bei Mikroalgen

sank mit steigender Kultivierungstemperatur die Anzahl der Doppelbindungen dergebildeten Fettsäuren bei Chlorella miniata, Chlorella vulgaris 132 und Scotiellopsisterrestris. Bei Selenastrum rinoi war kein derartiger Effekt ersichtlich. Die Anzahlder Doppelbindungen pro Molekül schwankte hier unabhängig von der Kultivierung-stemperatur zwischen 1,12 und 1,19. Bei Chlorella miniata sank die Anzahl von 2,01bei 15 °C über 1,65 bei 25 °C auf 1,49 bei 35 °C. Bei Chlorella vulgaris 132 lag dergleiche Trend vor: Die Anzahl der Doppelbindungen pro Molekül betrug 1,94 bei 15°C, 1,48 bei 25 °C und 1,34 bei 35 °C. Bei Scotiellopsis terrestris änderte sich dieAnzahl der Doppelbindungen erst bei höherer Temperatur. Hier lag die Anzahl derDoppelbindungen bei 1,92 (15 °C), bei 1,89 (25 °C) sowie bei 1,52 (35 °C).Der hier gefundene Trend wird auch in der Fachliteratur beschrieben. Nach [82]erhöhte sich die Anzahl der Doppelbindungen in den synthetisierten Fettsäuren inAnabaena variabilis und Anacystis nidulans mit sinkenden Kultivierungstempera-turen. Durch den dargestellten Mechanismus stellen Organismen sicher, dass dieZellmembran unabhängig von der Kultivierungstemperatur eine flüssige Konsistenzzur Aufrechterhaltung von Transportprozessen beibehält. Eine feste Konsistenz mussdeshalb auf jeden Fall vermieden werden. Der Schmelzpunkt einer Fettsäure sinktmit einer zunehmenden Anzahl an Doppelbindungen.


Der Einfluss der Kultivierungstemperatur auf den Aminosäuregehalt von Mikroal-

Abbildung 5.9: Einfluss der Kultivierungstemperatur auf den Aminosäuregehalt vonMikroalgen

gen wurde für Chlorella miniata, Selenastrum rinoi, Chlorella vulgaris 132 und Sco-tiellopsis terrestris untersucht (Abb. 5.9). Die Ergebnisse fielen unterschiedlich aus:Bei Chlorella vulgaris 132 schwankte der Aminosäuregehalt unabhängig von derKultivierungstemperatur nur geringfügig zwischen 33,9 %TS und 37,0 %TS. BeiChlorella miniata sank dagegen der Aminosäuregehalt mit steigender Temperaturkontinuierlich. Von 37,6 %TS bei 15 °C fiel der Aminosäuregehalt über 33,1 %TSbei 25 °C auf 27,3 %TS bei 35 °C. In der Biomasse von Selenastrum rinoi warbei 25 °C der höchste Gehalt an Aminosäuren (41,9 %TS) nachweisbar. Dagegenenthielt die Biomasse von Scotiellopsis terrestris bei 25 °C den geringsten Anteil(10,2 %TS) an Aminosäuren im Vergleich mit den anderen getesteten Temperatu-ren. Die Ergebnisse zeigten, dass unterschiedliche Stämme auch unterschiedlich aufsich ändernde Umgebungstemperaturen reagierten. Vermutlich existieren verschiede-ne Anpassungsstrategien. Das Aminosäurespektrum von Chlorella miniata und vonChlorella vulgaris 132 bei unterschiedlichen Kultivierungstemperaturen ist in denAbb. 5.10 und 5.11 dargestellt. Eine Beeinflussung der relativen Anteile einzelnerAminosäuren war bei beiden Stämmen nicht nachweisbar.


Abbildung 5.10: Einfluss der Kultivierungstemperatur auf das Aminosäurespek-trum von Mikroalgen. 1-3=Chlorella miniata, 5-7=Chlorella vulgaris 132, 1,5=15°C, 2,6=25 °C und 3,7=35 °C

Abbildung 5.11: Einfluss der Kultivierungstemperatur auf das Aminosäurespek-trum von Mikroalgen. 1-3=Chlorella miniata, 5-7=Chlorella vulgaris 132, 1,5=15°C, 2,6=25 °C und 3,7=35 °C


5.3 Einfluss des CO2-Konzentration


Um einen möglichen Einfluss der CO2-Konzentration auf das Wachstum von Mi-kroalgen zu prüfen, wurden die Stämme Chlorella miniata und Selenastrum rinoibei unterschiedlichem CO2-Eintrag kultiviert. Die Biomasseproduktivität schwank-te bei Chlorella miniata nur geringfügig und unabhängig von der jeweiligen CO2-Konzentration zwischen 0,328 g l−1 d−1 und 0,36 g l−1 d−1. Folglich beeinflusste derCO2-Gehalt das Wachstum hier nicht. Bei Selenastrum rinoi sank die Biomasse-produktivität sogar mit steigender CO2-Konzentration: von 0,201 g l−1 d−1 bei 2 %(v/v) über 0,131 g l−1 d−1 bei 4 % (v/v) auf 0,134 g l−1 d−1 bei 8 %.Im Labormaßstab war ein wachstumsfördernder Effekt hoher CO2-Konzentrationenbei den Standzylinderversuchen nicht nachweisbar. Im großtechnischen Maßstabstellt sich die Situation jedoch durchaus anders dar: Zum Einen erfolgte die Be-gasung der Standzylinder mit dem CO2 / Luftgemisch kontinuierlich mit einer Ratevon 0,33 l min−1. Im großtechnischen Maßstab (30 l und 500 l Kultivierungsvo-lumen) erfolgte in den entsprechenden PBR die CO2-Zufuhr dagegen nur zeitwei-se und diente hier nicht zur Bewegung der Algen sondern nur zur Aufrechterhal-tung eines konstanten pH-Wertes. Beide Systeme waren folglich nicht miteinandervergleichbar. In den Standzylinder-Reaktoren lag die CO2-Konzentration vermut-lich bereits im Sättigungsbereich für den jeweiligen Algenstamm. Eine Steigerungder CO2-Zufuhr im großtechnischen Maßstab kann dagegen durchaus die Wachs-tumsgeschwindigkeit erhöhen, senkt jedoch gleichzeitig den pH-Wert der Lösung(Abb. 5.12). Zwischen dem pH-Wert des Kultivierungsmediums und der zugeführ-ten CO2-Menge bestand beispielsweise bei Chlorella miniata zum Erntezeitpunktin den Standzylinder-Reaktoren ein eindeutiger Zusammenhang (r2 = 0,931). Folg-lich bestand sogar für die Standzylinder-Reaktoren die Möglichkeit, dass eine Erhö-hung der CO2-Konzentration zu einer Wachstumssteigerung bei Mikroalgen führt, je-doch die gleichzeitige Senkung des pH-Wertes den gegenteiligen Effekt bewirkt. ZumNachweis eines wachstumsfördernden Effektes von CO2 unabhängig vom pH-Wertkönnten weitere Untersuchungen beitragen. Bei Erhöhung der CO2-Konzentrationkönnten konstante pH-Werte beispielsweise durch verbesserte Puffersysteme im Kul-tivierungsmedium oder durch externe Zugabe basischer Chemikalien (z.B. NaOH)sichergestellt werden.


Abbildung 5.12: Einfluss der CO2-Konzentration auf den pH-Wert des Kultivierungs-mediums beim Erntezeitpunkt von Chlorella miniata in Standzylinder-Reaktoren


nosäuregehalt

Der Einfluss der CO2-Konzentration auf den Fettsäuregehalt von Chlorella miniatawurde bei zwei unterschiedlichen Lichtstärken untersucht. Die Ergebnisse sind inAbb. 5.13 dargestellt. Bei einer Lichtstärke von 200 µE m−2 s−1 wurde stets einhöherer Fettsäuregehalt erzielt als bei einer Lichtstärke von 400 µE m−2 s−1. Beibeiden Lichtstärken war außerdem ein Trend zur Verminderung des Fettsäuregehal-tes bei steigender CO2-Konzentration feststellbar. Bei einer CO2-Konzentration von2 % (v/v) wurde allerdings ein jeweils abweichender Fettsäuregehalt analysiert. ImEinzelnen verhielten sich die Ergebnisse folgendermaßen: Bei einer Lichtstärke von200 µE m−2 s−1 stieg der Fettsäuregehalt von 5,8 %TS bei 1 % (v/v) CO2 auf 6,2%TS bei 2 % (v/v) CO2, um dann auf 5,8 %TS bei 4 % (v/v) CO2 bzw. auf 5,3%TS bei 8 % (v/v) CO2 abzufallen. Bei einer Lichtstärke von 400 µE m−2 s−1 fielder Fettsäuregehalt von 4,9 %TS bei 1 % (v/v) CO2 zunächst auf 4,1 %TS bei 2 %(v/v) CO2, um dann erneut auf 4,9 %TS bei 4 % (v/v) CO2 anzusteigen. Bei 8 %(v/v) CO2 wurde ein Fettsäuregehalt von 4,4 %TS gemessen.Der Einfluss der CO2-Konzentration auf den Aminosäuregehalt von Mikroalgen wur-de für Chlorella miniata und Selenastrum rinoi untersucht. Bei einer Lichtstärke


Abbildung 5.13: Einfluss der CO2-Konzentration auf den Fettsäuregehalt von Chlo-rella miniata bei zwei unterschiedlichen Lichtstärken

von 200 µE m−2 s−1 bestand für Chlorella miniata die Tendenz zur Abnahme desAminosäuregehaltes mit ansteigender CO2-Konzentration. Von 35,5 %TS bei 1 %(v/v) CO2 sank der Aminosäuregehalt über 33,6 %TS bei 2 % (v/v) CO2 auf 32,3%TS bei 4 % (v/v) CO2 auf letztendlich 31,9 %TS bei 8 % (v/v) CO2. Bei 400µE m−2 s−1 betrug dagegen der Aminosäuregehalt für Chlorella miniata 38,7 %TSbei 1 % (v/v) CO2, 36,6 %TS bei 2 % (v/v) CO2, 40,1 %TS bei 4 % (v/v) CO2

und 39,1 %TS bei 8 % (v/v) CO2. Eine Abhängigkeit des Aminosäuregehaltes vonder CO2-Konzentration bestand nicht. Bei Gesamtbetrachtung der Versuchsreihenvon Chlorella miniata konnte allerdings festgestellt werden, dass bei einer hohenBeleuchtungsstärke von 400 µE m−2 s−1 auch der Aminosäuregehalt stets höher warals bei 200 µE m−2 s−1, und zwar unabhängig von der CO2-Konzentration. Da-mit veränderte sich der Aminosäureanteil genau umgekehrt wie der Fettsäureanteil.Möglicherweise erfolgte bei höherer Lichtstärke eine Verschiebung anaboler Stoff-wechselaktivitäten von der Fettsäuresynthese in Richtung Aminosäuresynthese. Fürein schnelleres Wachstum (wie bei höheren Lichtstärken der Fall) werden im Allge-meinen mehr Proteine benötigt. Die Proteine erfüllen in diesem Fall wichtige Funk-tionen als Enzyme.Bei der Algenart Selenastrum rinoi bestand keine eindeutige Abhängigkeit des Ami-


nosäuregehaltes von der CO2-Konzentration. Der Gehalt an Aminosäuren betrug33,3 %TS bei 2 % (v/v) CO2, 39,5 %TS bei 4 % (v/v) CO2 und 36,4 %TS bei 8 %(v/v) CO2.

5.4 Einflussfaktoren auf die Lipidproduktivität so-

wie den Fett- und Aminosäureproduktivität

In den vorangegangenen Abschnitten wurde der Einfluss von Umweltbedingungenauf den absoluten Gehalt an Lipiden sowie Fett- und Aminosäuren untersucht. Imfolgenden Abschnitt erfolgt die Darstellung von Versuchen zum Einfluss auf diejeweilige Produktivität.

5.4.1 Einfluss der Lichtstärke

Zum Nachweis eines möglichen Zusammenhanges zwischen Lichtstärke und Lipid-produktivität von Mikroalgen wurden die Stämme Chlorella vulgaris 132 und Selen-astrum rinoi bei unterschiedlichen Beleuchtungsstärken gezüchtet und die entspre-chenden Parameter bestimmt.Für beide Stämme wurde bei einer Lichtstärke von 400 µE m−2 s−1 das jeweiligeMaximum der Lipidproduktivität bestimmt: 127 mg l−1 d−1 für Chlorella vulgaris132 und 86 mg l−1 d−1 für Selenastrum rinoi. Im Rahmen der vorliegenden Arbeitwurde die Biomasseproduktivität als Haupteinflussfaktor auf die Lipidproduktivitätgescreenter Stämme identifiziert. Wurde die Lichtstärke variiert, war auch hier derEinfluss der Biomasseproduktivität hoch. Bedingt durch eine geringe Biomassepro-duktivität bei geringen Lichtstärken war auch die resultierende Lipidproduktivitätgering und lag unterhalb der jeweiligen maximalen Lipidproduktivät. Chlorella vul-garis 132 erreichte eine Lipidproduktivität von 89 mg l−1 d−1 bei 300 µE m−2 s−1

und von 69 mg l−1 d−1 bei 200 µE m−2 s−1. Bei Selenastrum rinoi lag die Lipidpro-duktivitäten bei 82 mg l−1 d−1 (300 µE m−2 s−1) und bei 62 mg l−1 d−1 (200 µEm−2 s−1). Bei einer maximalen Lichtstärke von 500 µE m−2 s−1 sank der Lipidgehaltbei beiden Stämmen (Abschnitt 5.1.2). Deshalb wurde bei dieser Lichtstärke trotzgestiegener Biomasseproduktivität eine geringere Lipidproduktivität erreicht als bei400 µE m−2 s−1. Bei Chlorella vulgaris 132 erreichte diese 123 mg l−1 d−1 und beiSelenastrum rinoi 83 mg l−1 d−1.Die Abhängigkeit der Fettsäureproduktivität von der Lichtstärke wurde für dieStämme Chlorella miniata, Chlorella sp. 800, Chlorella vulgaris 132 sowie Selen-


astrum rinoi untersucht. Die Ergebnisse sind in Abb. 5.14 dargestellt. Da bei Chlo-rella miniata und bei Chlorella vulgaris 132 der Fettsäuregehalt trotz steigenderLichtstärke nahezu unverändert blieb (Abschnitt 5.1.2), übte die Biomasseprodukti-vität auch hier den Haupteinfluss auf die Fettsäureproduktivität aus. Die Biomasse-produktivität stieg mit zunehmender Lichtstärke an. Die Maxima der Fettsäurepro-duktivität wurden folglich bei einer Lichtstärke von 500 µE m−2 s−1 erreicht: 30,3mg l−1 d−1 bei Chlorella miniata und 21,2 mg l−1 d−1 bei Chlorella vulgaris 132. Beigeringeren Lichtstärken sank auch die Fettsäureproduktivität: Für Chlorella miniatawurden 27,7 mg l−1 d−1 bei 400 µE m−2 s−1, 23,3 mg l−1 d−1 bei 300 µE m−2 s−1

und 21,2 mg l−1 d−1 bei 200 µE m−2 s−1 erzielt. Für Chlorella vulgaris 132 wurden21,0 mg l−1 d−1 bei 400 µE m−2 s−1, 13,9 mg l−1 d−1 bei 300 µE m−2 s−1 und 11,4mg l−1 d−1 bei 200 µE m−2 s−1 erzielt.Mit steigenden Beleuchtungsstärken fiel zwar der Fettsäuregehalt für Chlorella sp.800 ab. Die Zunahme der Biomasseproduktivität überwog jedoch, sodass die re-sultierenden Fettsäureproduktivitäten ebenfalls anstiegen: Von 25,8 mg l−1 d−1 bei200 µE m−2 s−1 über 23,5 mg l−1 d−1 bei 300 µE m−2 s−1 und 27,2 mg l−1 d−1

bei 400 µE m−2 s−1 auf 32,4 mg l−1 d−1 bei 500 µE m−2 s−1. Bei Selenastrum rinoikompensierten sich ein mit ansteigender Lichtstärke abfallender Fettsäuregehalt undeine zunehmende Biomasseproduktivität annähernd, sodass die resultierende Fett-säureproduktivität konstant blieb. Die insgesamt höchste Fettsäureproduktivität al-ler Teststämme wurde von Chlorella sp. 800 bei maximaler Beleuchtung erreicht.Untersuchungen zum Einfluss der Lichtstärke auf die Aminosäureproduktivität vonChlorella miniata ergab folgende Resultate: Bei 200 µE m−2 s−1 betrug die Amino-säureproduktivität 163 mg l−1 d−1, bei 300 µE m−2 s−1 192 mg l−1 d−1, bei 400 µEm−2 s−1 218 mg l−1 d−1 und bei 500 µE m−2 s−1 223 mg l−1 d−1. Bedingt durch eineSteigerung der Wachstumsgeschwindigkeit bei höheren Lichtstärken und gleichzeitigkonstanter Aminosäuregehalte war die resultierende Aminosäureproduktivität ma-ximal bei der höchsten Lichtstärke. Ein Sättigungseffekt des Lichtes war nicht zubeobachten.

5.4.2 Einfluss der Temperatur

Der Einfluss der Kultivierungstemperatur auf die Lipidproduktivität von Selen-astrum rinoi und Chlorella miniata ergab folgende Resultate: Beim jeweiligen Tem-peraturoptimum von 25 °C wurde für beide Teststämme die höchste Lipidproduk-tivität gemessen: 54,2 mg l−1 d−1 für Selenastrum rinoi und 88,2 mg l−1 d−1 für


Abbildung 5.14: Einfluss der Lichtstärke auf die Fettsäureproduktivität von Mikroal-gen

Chlorella miniata. Bei den anderen getesteten Temperaturen erreichte die Lipidpro-duktivität niedrigere Werte. Für Selenastrum rinoi wurde bei 15 °C eine Lipidpro-duktivität von 14,5 mg l−1 d−1 und bei 35 °C von 42,9 mg l−1 d−1 erreicht. BeiChlorella miniata betrug die Lipidproduktivität bei 15 °C 56,1 mg l−1 d−1 und bei35 °C 86,6 mg l−1 d−1.Der Einfluss der Kultivierungstemperatur auf die Fettsäureproduktivität wurde fürChlorella miniata, Selenastrum rinoi, Chlorella vulgaris 132, Chlorella sp. 800 undScotiellopsis terrestris geprüft. Die Ergebnisse sind in Abb. 5.15 ersichtlich. Bei dengetesteten Algenarten wurde die maximale Fettsäureproduktivität beim jeweiligenTemperaturoptimum erreicht: Bei Chlorella miniata bei 35 °C und bei den anderengetesteten Algen bei 25 °C. Die erzielte maximale Fettsäureproduktivität lag bei19,9 mg l−1 d−1 (Chlorella miniata), bei 16,3 mg l−1 d−1 (Scotiellopsis terrestris),bei 14,8 mg l−1 d−1 (Chlorella vulgaris 132), bei 27,4 mg l−1 d−1 und bei 13,7 mg l−1

d−1 (Selenastrum rinoi). Die Fettsäureproduktivität bei anderen Temperaturen warstets niedriger. Mit Ausnahme von Scotiellopsis terrestris und Chlorella sp. 800 warhierbei die Fettsäureproduktivität bei 15 °C geringer als bei 35 °C. Bei Scotiellopsisterrestris und Chlorella sp. 800 war die Fettsäureproduktivität bei 35 °C niedrigerals bei 15 °C. Dies sprach dafür, dass beide Stämme bei hohen Temperaturen bereits


Abbildung 5.15: Einfluss der Kultivierungstemperatur auf die Fettsäureproduktivi-tät von Mikroalgen

gestresst sind und mit einer Verminderung der Fettsäuresynthese reagieren. DieseStämme sind folglich für eine Kultivierung im Winter besser geeignet als für eineKultivierung im Sommer. Der Einfluss der Kultivierungstemperatur auf die Amino-

Abbildung 5.16: Einfluss der Kultivierungstemperatur auf die Aminosäureprodukti-vität von Mikroalgen


säureproduktivität von Mikroalgen wurde an Chlorella miniata, Selenastrum rinoi,Chlorella vulgaris 132, Chlorella sp. 800 und Scotiellopsis terrestris untersucht (Abb.5.16): Im getesteten Temperaturbereich zwischen 15 °C und 35 °C wurde die Produk-tivität für Chlorella miniata (100 mg l−1 d−1 - 113 mg l−1 d−1) und für Scotiellopsisterrestris (50 mg l−1 d−1 - 57 mg l−1 d−1) nur wenig von der Kultivierungstempera-tur beeinflusst. Dagegen erzielten die Stämme Selenastrum rinoi (100 mg l−1 d−1),Chlorella vulgaris 132 (163 mg l−1 d−1) und Chlorella sp. 800 (150 mg l−1 d−1),ihre jeweils höchste Aminosäureproduktivität beim Temperaturoptimum von 25 °C.Bei den anderen Temperaturen lag die erzielte Aminosäureproduktivität niedriger,wobei bei beiden Teststämmen die erzielte Produktivität bei 15 °C noch geringerwar als bei 35 °C.

5.4.3 Einfluss der CO2-Konzentration

Der Einfluss unterschiedlicher CO2-Konzentrationen auf die Fettsäureproduktivitätvon Chlorella miniata wurde bei zwei unterschiedlichen Lichtstärken getestet (Datennicht gezeigt). Folgende Resultate wurden erzielt: Mit Ausnahme der Fettsäurepro-duktivität bei einer CO2-Konzentrationn von 2 % (v/v) lag die Fettsäureprodukti-vität bei 400 µE m−2 s−1 über derjenigen bei 200 µE m−2 s−1. Außerdem konnte beibeiden Lichtstärken eine Abnahme der Fettsäureproduktivität bei steigenden CO2-Gehalten festgestellt werden. Aus dieser Reihe fielen nur die Werte bei 2 % (v/v)CO2 heraus. Möglicherweise lag hier ein experimenteller Fehler vor.Im Einzelnen betrug die Fettsäureproduktivität (außer bei 2 % v/v CO2) bei einerLichtstärke von 400 µE m−2 s−1: 24,7 mg l−1 d−1 bei 1 % (v/v) CO2, 25,2 mg l−1

d−1 bei 4 % (v/v) CO2 und 21,4 mg l−1 d−1 bei 8 % (v/v) CO2. Bei 200 µE m−2 s−1

sank die Fettsäureproduktivität von 20,0 mg l−1 d−1 bei 1 % (v/v) CO2, über 19,0mg l−1 d−1 bei 4 % (v/v) CO2 auf 17,4 mg l−1 d−1 bei 8 % (v/v) CO2. Der Ein-fluss der CO2-Konzentration auf die Aminosäureproduktivität wurde bei den ArtenChlorella miniata (hier wieder bei zwei Lichtstärken) und Selenastrum rinoi getes-tet. Die Ergebnisse sind in Abb. 5.17 zu sehen. Bei einer Lichtstärke von 400 µEm−2 s−1 wurde für Chlorella miniata stets eine höhere Aminosäureproduktivität er-zielt als bei 200 µE m−2 s−1. Die Ursache lag in der höheren Biomasseproduktivitätbei 400 µE m−2 s−1 im Vergleich zu der Biomasseproduktivität bei 200 µE m−2 s−1.Der Aminosäuregehalt war bei verschiedenen Lichtstärken konstant und beeinflusstefolglich die hier betrachtete Aminosäureproduktivität nicht. Eine Abhängigkeit derAminosäureproduktivität von der CO2-Konzentration bestand bei einer Lichtstärke


von 400 µE m−2 s−1 nicht. Hier schwankte die Aminosäureproduktivität unabhängigvom CO2-Gehalt zwischen 187 mg l−1 d−1 und 206 mg l−1 d−1. Bei einer Lichtstärkevon 200 µE m−2 s−1 konnte mit steigender CO2-Konzentration die Tendenz zu einergeringeren Aminsäureproduktivität beobachtet werden: Für Chlorella miniata sankdie Aminosäureproduktivität von 122 mg l−1 d−1 bei 1 % (v/v) CO2 über 121 mgl−1 d−1 bei 2 % (v/v) CO2 über 106 mg l−1 d−1 bei 4 % (v/v) CO2 auf 105 mg l−1

d−1 bei 8 % (v/v) CO2. Bei Selenastrum rinoi sank die Aminosäureproduktivitätvon 67 mg l−1 d−1 bei 2 % (v/v) CO2 über 52 mg l−1 d−1 bei 4 % (v/v) CO2 auf 49mg l−1 d−1 bei 8 % (v/v) CO2.

Abbildung 5.17: Einfluss der CO2-Konzentration auf die Aminosäureproduktivitätvon Mikroalgen

76

Kapitel 6

Upscaling und Aufarbeitung

Die Laborversuche mit verschiedenen Algenstämmen bildeten eine wichtige Grundla-ge für die erste Beurteilung der Eignung einer Algenart für die Biodieselproduktion.Allerdings müssen erfolgreich gescreente Stämme auch beim Scaling up günstigeEigenschaften aufweisen, da nur eine Produktion im großtechnischen Maßstab wirt-schaftlich sinnvoll ist. Zuerst wird in diesem Abschnitt untersucht, welchen Einflussunterschiedliche Lichtwände auf die Lichtverteilung im PBR500 haben. Danach er-folgt die Darstellung von Wachstumsdaten sowie Aminosäure- und Fettsäurespek-tren von Algenarten, die im PBR500 gezüchtet wurden. Der Abschnitt wird kom-plettiert durch Untersuchungen zur Aufkonzentrierung der Algenbiomasse. Am Endedes Abschnitts werden Ergebnisse des Zellaufschlusses, der Extraktion und der Um-esterung im großtechnischen Maßstab aufgeführt.

6.1 Upscaling erfolgreich gescreenter Stämme

6.1.1 Lichtverteilung im PBR500

Der Lichtfaktor spielte eine entscheidende Rolle beim Wachstum von Mikroalgen(Abschnitt 5.1.1). Deshalb wurden im großtechnischen Maßstab (PBR500 mit 500Litern Kultivierungsvolumen) zunächst Untersuchungen zur Lichtverteilung durch-geführt. Getestet wurden die Lichtwände VA-1 und ASB12/400. Die Ergebnissesind in Tabelle 6.1 dargestellt. Es wurden die Lichtstärken an den Längsröhren desPBR500 gemessen. Die oberen Röhren 1-5 wurden in der Tabelle als oben,die Röh-ren 6-9 als mittig und die Röhren 10-14 als unten zusammengefasst. Wie in Tabelle6.1 ersichtlich ist, existierten zum Teil erhebliche Unterschiede zwischen den beidenLichtwänden. Das betraf sowohl die Lichtverteilung als auch die mittlere Lichtstärke.

KAPITEL 6. UPSCALING UND AUFARBEITUNG 77

Tabelle 6.1: Lichtverteilung im PBR500 in Abhängigkeit des Abstandes zur Licht-quelle VA-1 oder ASB12/400. Alle Werte in µE m−2 s−1. In Klammern: Mittelwert

Position der Röhren VA-1 ASB12/400

oben 50-2550 (1300) 330-1620 (975)mittig 40-2000 (1020) 240-950 (595)unten 30-1000 (515) 155-530 (340)Durchschnitt 945 640

Die Lichtintensität schwankte bei der Lichtwand VA-1 zwischen 30 µE m−2 s−1 und2550 µE m−2 s−1 und bei der Lichtwand ASB12/400 zwischen 155 µE m−2 s−1 und1620 µE m−2 s−1. Das durchschnittliche Beleuchtungsoptimum für Algen liegt beicirca 200 µE m−2 s−1. Sowohl höhere als auch niedrigere Lichtintensitäten führenin Mikroalgen zu Stressreaktionen. Aufgrund geringerer Schwankung der Lichtin-tensität bei der Lichtwand ASB12/400 gegenüber der Lichtwand VA-1 sollte derStressfaktor hier geringer sein und somit die erzielbare Biomasseproduktivität höherausfallen. Außerdem war die mittlere Lichtintensität bei der Lichtwand ASB12/400mit 640 µE m−2 s−1 geringer und damit weniger weit vom Optimum entfernt, alsbei der Lichtwand VA-1 mit 945 µE m−2 s−1.Um zu prüfen, ob die Unterschiede in der Wachstumsgeschwindigkeit tatsächlichbestanden, wurde die Referenzalge Chlorella vulgaris 132 sowohl mit der LichtwandASB12/400 als auch mit der Lichtwand VA-1 im PBR500 kultiviert. Die resultie-rende Biomasseproduktivität betrug mit der Lichtwand VA-1 0,128 g l−1 d−1 undmit der Lichtwand ASB12/400 0,354 g l−1 d−1. Damit wurde eine 2,8-fach höhereBiomasseproduktivität erreicht. Die Ursachen dürften sowohl in der beschriebenenbesseren Verteilung der Lichtintensitäten gelegen haben als auch im günstigerenLichtspektrum (Abschnitt 3.3.3).

6.1.2 Biomassezuwachs

Zur Beurteilung des Biomassezuwachses im PBR500 wurde die Biomasseproduk-tivität von Teststämmen bestimmt. Da im Verlauf der vorliegenden Arbeit zweiunterschiedliche Lichtwände verwendet wurden, erfolgte die Beurteilung des Biomas-sezuwachses anhand der relativen Biomasseproduktivität (Abb. 6.1). Die absoluteBiomasseproduktivität des Teststammes wurde hierfür mit der absoluten Biomasse-produktivität des Referenzstammes ins Verhältnis gesetzt. Für die Beurteilung des


Scaling up von Algenstämmen wurden die absoluten Biomasseproduktivitäten in denunterschiedlichen Kultivierungsstufen Standzylinder, PBR30 und PBR500 herange-zogen (Abb. 6.2 und Abb. 6.3). Die Stämme Chlorella vulgaris C1 und Selenastrum

Abbildung 6.1: Relative Biomasseproduktivität im PBR500 bei zwei verschiedenenLichtwänden

rinoi erzielten bei Kultivierung in einem Volumen von 500 Litern die höchste rela-tive Biomasseproduktivität. Im Vergleich zur Referenz war die Produktivität um 95% bei Chlorella vulgaris C1 und um 86 % bei Selenastrum rinoi erhöht. Eine hö-here Biomasseproduktivität als der Referenzstamm erzielten auch Chlorella miniata(+50 %), Chlorella fusca (+56 %) und Scotiellopsis terrestris (+29 %). Unter denspäter getesteten Stämmen (mit der Lichtwand ASB12/400) wuchs der Referenz-stamm Chlorella vulgaris 132 am schnellsten. Kein anderer Stamm erreichte unterdiesen Bedingungen eine höhere Biomasseproduktivität.Die Upscalingversuche erbrachten unterschiedliche Resultate. Zunächst wurden

Stämme identifiziert, bei denen die Biomasseproduktivität unabhängig von der Kul-tivierungsstufe war. Diese Stämme erreichten im großtechnischen Maßstab eine ähn-lich hohe Biomasseproduktivität wie im Labor. Hierzu gehörten Chlorella fusca undChlorella miniata. Bei allen anderen Teststämmen traten teilweise deutliche Unter-schiede auf. Insbesondere bei Kultivierung im PBR30 wurden gravierende Einbußenbei der Biomasseproduktivität im Vergleich zur Kultivierung im Standzylinder oder


Abbildung 6.2: Scaling up verschiedener Algenstämme. 1=Selenastrum rinoi,2=Chlorella sp. 11, 3=Chlorella fusca, 4=Chlorella sp. 459, 5=Chlorella sp. 800

Abbildung 6.3: Scaling up verschiedener Algenstämme. 1=Chlorella miniata,2=Chlorella sp. 17-1, 3=Chlorella vulgaris 132, 4=Scenedesmus obliquus GMB,5=Chlorella sp. 444

im PBR500 registriert. Für die kommerzielle Biodieselproduktion ist dies allerdingsohne Bedeutung, da einerseits die 30 l-Stufe lediglich zur Bereitstellung von Start-biomasse für die 500 l-Stufe dient. Auf der anderen Seite ist unter realen Produk-


tionsbedingungen mit einer kontinuierlichen Kultivierung im industriellen Maßstabzu rechnen, sodass der PBR30 hier keine weitere Rolle spielt. Über die Ursachender geringen Biomasseproduktivität im PBR30 kann an dieser Stelle nur spekuliertwerden. Bauartbedingt lagen die Bögen zwischen den geraden Rohrstücken beimPBR30 näher zusammen als beim PBR500. An den Bögen erfolgte der Wechsel derFliessrichtung der Algensuspension. In Abhängigkeit des Abstandes zum Kurvenmit-telpunkt kam es in der Folge zu unterschiedlichen Fliessgeschwindigkeiten verbundenmit Scherstress sowie der Tendenz zur Ablagerung von Algenzellen an den Röhren-wänden. Beide Effekte trugen zur Verminderung der Biomasseproduktivität bei.Außerdem waren die geraden Rohrstücke mit den Bögen durch lichtundurchlässigeschwarze Plastefolie verklebt worden. Die damit verbundenen Beschattungsphasengestalteten sich aufgrund der kürzeren geraden Rohrstücke beim PBR30 hier zeitlichlänger als beim PBR500. Auch diese Tatsache dürfte zum geringen Wachstum imPBR30 beigetragen haben.Die Stämme Selenastrum rinoi, Chlorella sp. 17-1, Chlorella vulgaris 132, Scenedes-mus obliquus GMB sowie Chlorella sp. 444 erzielten im PBR500 eine ähnlich hoheBiomasseproduktivität wie im Labormaßstab. Die Stämme Chlorella sp. 11, Chlo-rella sp. 459 und Chlorella sp. 800 erreichten dagegen unter den optimalen Labor-bedingungen eine deutlich bessere Biomasseproduktivität. Diese Stämme wuchsenim Standzylinder extrem schnell, konnten die hohe Biomasseproduktivität aber im500 l-Maßstab nicht erreichen.

6.1.3 Aminosäure- und Fettsäurespektrum

Das Fettsäurespektrum wurde von Selenastrum rinoi nach Kultivierung im Stand-zylinder und nach Kultivierung im PBR500 aufgenommen. Der summierte Gehaltan identifizierten Fettsäuren betrugen 2,7 %TS im Standzylinder und 2,95 %TS imPBR500. Beide Werte waren folglich vergleichbar. Ein Einfluss des Kultivierungs-volumens auf den Gehalt einzelner Fettsäuren war nicht nachweisbar. Das Fettsäu-respektrum der wichtigsten Fettsäuren ist in Abb. 6.4 dargestellt. In beiden Kulti-vierungsstufen existierten nur geringfügige Unterschiede im Fettsäurespektrum. Amdeutlichsten unterschieden sich noch die Gehalte an Palmitinsäure (C16:0). Währendbei Kultivierung unter Laborbedingungen der entsprechende Gehalt lediglich bei 38% lag, stieg dieser nach Kultivierung im PBR500 auf 54 %. Dementsprechend höherlagen im Standzylinder die Gehalte der ungesättigten Fettsäuren C18:1w9 (Ölsäure)und C18:3w3 (α-Linolensäure). Das sprach für eine höhere Aktivität der entspre-


Abbildung 6.4: Fettsäurespektrum von Selenastrum rinoi beim Scaling up. 1=Stand-zylinder, 2=PBR500

chenden Desaturasen im Standzylinder. Im PBR500 wurden die Enzyme möglicher-weise gehemmt. Im Sinn der Biodieselproduktion ist dies erwünscht, da der Gehaltan ungesättigten Fettsäuren gering sein soll. Ungesättigte Fettsäuren sind instabilund unterliegen einer Weiterreaktion mit Luftsauerstoff.Das Aminosäurespektrum wurde von Selenastrum rinoi nach Kultivierung im Stand-zylinder und nach Kultivierung im PBR500 aufgenommen. Der summierte Amino-säuregehalt war für beide Systeme nahezu identisch: 40,1 %TS im Standzylinder und40,6 %TS im PBR500. Das Aminosäurespektrum der beiden Kultivierungsstufen istin den Abb. 6.5 und 6.6 zu sehen. Zwischen beiden Systemen war kein Unterschiedim Aminosäurespektrum nachweisbar. Die relativen Aminosäuregehalte waren na-hezu identisch. Eine Ausnahme bildete lediglich Prolin. Nach Kultivierung im 500l-Maßstab war Prolin nicht mehr nachweisbar. Allerdings befand sich der Prolinge-halt auch bei anderen Analysen stets im niedrigen Konzentrationsbereich und warhäufig nur knapp über der Bestimmungsgrenze. Wenn methodenbedingt Prolin nichtnachweisbar war, bedeutete dies nicht zwangsläufig, dass auch tatsächlich kein Prolinvorhanden war. Vielmehr war der geringe Gehalt nicht mehr sicher zu quantifizierenund wurde deshalb nicht angegeben. Prolin beeinflusst in erheblichen Maß die Fal-tung von Proteinen in der Zelle. Deshalb war ein völliges Fehlen dieser Aminosäure


Abbildung 6.5: Aminosäurespektrum von Selenastrum rinoi beim Scaling up.1=Standzylinder, 2=PBR500

Abbildung 6.6: Aminosäurespektrum von Selenastrum rinoi beim Scaling up.1=Standzylinder, 2=PBR500

unwahrscheinlich.


6.2 Aufkonzentrierung der Algenbiomasse

Um Algenbiomasse kosteneffizient aufkonzentrieren zu können, wurden verschiedeneMethoden getestet: die natürliche Sedimentation, die Sedimentation durch Erhöhungdes pH-Wertes, die Sedimentation durch Al2(SO4)3 und die Zentrifugation. Außer-dem erfolgte eine Bewertung der Trennleistung des Separators. Als entscheidendesKriterium wurde diejenige Zeitspanne herangezogen, nach der eine deutliche Tren-nung zwischen sedimentierten Algenzellen und Überstand eintrat. Der Überstandmußte klar sein. Die jeweilige Algensuspension wurde maximal 24 Stunden getestet.Bei der natürlichen Sedimentation wurden 50 ml Algensuspension bei Raumtempe-ratur stehen gelassen. Bei der pH-bedingten Sedimentation wurden die pH-Stufen10,0; 10,5; 11,0; 11,5 und 12,0 getestet und mit der Trennleistung der Referenzlö-sung (pH=7,84) verglichen. Die Einstellung des pH-Wertes erfolgte durch Zugabevon KOH und NaOH. Für die Al2(SO4)3-bedingte Sedimentation wurde das Salz ineinem Konzentrationsbereich von 1,5 x 10−4 mol l−1 bis 8,8 x 10−4 mol l−1 getestet.Das Sedimentationsverhalten wurde an 27 ausgewählten repräsentativen Arten ge-prüft (Tabelle 6.2). Die salzbedingte Sedimentation erbrachte die besten Ergebnissehinsichtlich der Trennleistung. Zehn der 27 getesteten Stämme waren bei diesemVerfahren bereits nach 30 Minuten sedimentiert. Weitere 11 Stämme sedimentier-ten innerhalb eines Tages vollständig. Allerdings zeigten sechs Stämme auch nach24 Stunden keinerlei Sedimentation. Eine Anhebung des pH-Wertes war für eini-ge Stämme mit einem positiven Trennergebnis verbunden. Hervorhebenswert warenhierbei die Stämme Spirulina laxissima, Spirulina maxima und Spirulina platensis.Diese Stämme sedimentierten pH-bedingt innerhalb eines Tages, wobei bei diesenStämmen die salzbedingte und die natürliche Sedimentation zu keinem positivenErgebnis führte. Bei den Spirulina-Stämmen stellte die Erhöhung des pH-Wertesdie einzige Alternative zu den wirkungslosen anderen möglichen Sedimentationsver-fahren dar. Spirulina-Algen sind fadenförmige Cyanobakterien, die natürlicherweisein Gewässern mit hohen pH-Werten vorkommen. Möglicherweise rührte das Sedi-mentationsverhalten daher.Die natürliche Sedimentation stellte nur bedingt eine Möglichkeit zur Aufkonzentrie-rung dar. Pediastrum boryanum sedimentierte als einzige getestete Algenart inner-halb von 30 Minuten auf natürliche Art und Weise. Eine Sedimentation als kosten-günstige Alternative zu etablierten Verfahren kann leider nicht für alle Teststämmeangewendet werden. Die Algenarten Chlorella sp. 18, Chlorella sp. 318, Chlorellavulgaris 211-1b und Chlorella vulgaris 211-11f konnten weder natürlich, noch pH-


Tabelle 6.2: Sedimentationsverhalten ausgewählter repräsentativer Algenstämme.++ : Trennung innerhalb von 30 min, + : Trennung innerhalb von 24 h, - : kei-ne Trennung innerhalb von 24 h

Stamm natürliche pH-bedingte Al2(SO4)3-bedingteSedimentation Sedimentation Sedimentation

Pediastrum boryanum ++ ++ ++Chlorococcum ellipsoideum + ++ ++Cosmarium sp. + ++ ++Chlorella sp. 418 + ++ ++Chlorella fusca + + ++Chlorella vulgaris 211-11j + + ++Chlorella zofingiensis + + ++Chlorella sp. 04, 4 + + ++Neochloris sp. + + ++Chlorella vulgaris C1 + + +Chlorella minutissima 444, 452 + + +Chlorella sp. 459,732 + + +Dunaliella salina + + +Scenedesmus rubescens + + +Chlorella sp. 03, 17-1 - + +Chlorella vulgaris 125 - + +Spirulina laxissima, maxima - + -Spirulina platensis - + -Chlorella sp. 11 - - +Chlorella sp. 18, 318 - - -Chlorella vulgaris 211-11f - - -Chlorella vulgaris 211-1b - - -


oder salzinduziert zufriedenstellend getrennt werden.Hier blieb nur die Zentrifugation, bei der nach zehnminütiger Dauer bei allen geteste-ten Algenarten eine deutliche Trennung erzielt wurde. Die TS-Gehalte der Biomasselagen nach Zentrifugation ungefähr bei 20 % (w/v). Ähnlich hohe TS-Gehalte lieferteder Separator. In der Regel wurden Trockensubstanzgehalte von 10 % (w/v) bis 18% (w/v) erreicht. Im Vergleich zum finalen TS-Gehalt im PBR500 von circa 0,2 %(w/v) konnte zwar 50fach angereichert werden. Von einer vollständigen Trocknung,wie sie für die nachfolgende Extraktion benötigt wird, war das Ergebnis jedoch nochweit entfernt. Deshalb wurde im Rahmen der vorliegenden Arbeit das Restwasserdurch eine nachfolgende Gefriertrocknung entfernt. Allerdings führen sowohl eineZentrifugation oder auch eine Separation als auch eine Gefriertrocknung zu einemhohen Energieverbrauch. Im Hinblick auf eine energetische Bewertung des Gesamt-prozesses ist diese Tatsache mit deutlichen Nachteilen verbunden. Die Suche nachkostengünstigen und geringe Energiemengen verbrauchenden alternativen Verfahrenspielt künftig eine zunehmende Rolle. Auch eine Extraktion aus feuchter Biomasseist denkbar und würde den Energieeintrag signifikant vermindern.

6.3 Zellaufschluss

Die Zellwand vieler Algenarten ist sehr robust aufgebaut [83],[84]. Für eine erfolg-reiche Extraktion ist deshalb ein vollständiger Zellaufschluss notwendig [85],[86].Der Zellaufschluss geringer Volumina erfolgte im Labormaßstab durch Behandlungmit einer Kugelmühle. Im Rahmen dieser Arbeit wurden zusätzlich Zellaufschlüssedurch Ultraschall, durch French Press, durch Inkubation mit zellwandabbauendenEnzymen, durch Inkubation in flüssigem Stickstoff, durch Mikrowelle und durchSäurebehandlung durchgeführt. Die Beurteilung der Eignung einer Methode für denZellaufschluss erfolgte durch mikroskopisches Auszählen der intakten Zellen in derThoma-Zählkammer, durch Messung des Anteils an zerstörten Zellen im FACS oderdurch Bestimmung der freigesetzten Proteinmenge. Im Folgenden werden die Me-thoden kurz beschrieben:Für den Ultraschallaufschluss wurde Algenbiomasse verwendet, die durch Zentrifu-gieren aufkonzentriert wurde und aus einer Kultivierung im PBR500 stammte. DieEinstellung einer Endkonzentration von 10 %TS erfolgte durch Verdünnen mit 450ml Zitratpuffer (pH=5,0). Die Suspension wurde in das Ultraschallgerät UIP1000hd(Hielscher Ultrasonics GmbH, Teltow, Deutschland) gegeben. Die Geräteeinstellun-gen betrugen standardmäßig: 80 % Amplitude, 50 % Motorleistung der Pumpe und


3 bar Druck. Die Behandlung dauerte bis zu einer Stunde. Die auf gleiche Art vor-behandelte Algenbiomasse wurde mit einer French Press aufgeschlossen. Es wurdenach Angaben des Herstellers vorgegangen.Für den Enzymassay wurden die zellwandabbauenden Enzyme Pektinase, Zellulaseund Hemizellulase verwendet. Die Enzyme wurden freundlicherweise von der Ar-beitsgruppe Scheibner der Hochschule Lausitz bereitgestellt und entstammten ausderen eigener Gewinnung. Circa 250 ml Algensuspension (mit Zitratpuffer, pH=5,0versetzt; 10 %TS) wurden mit 6 ml Enzymlösung gemischt und bei Temperaturenvon 40 °C oder 50 °C mit 180 rpm bis zu 24 Stunden schüttelnd inkubiert.Für die Behandlung mit flüssigem Stickstoff wurden jeweils 5 ml unverdünnte Algen-biomasse (Scotiellopsis terrestris ; 16,1 %TS) bis zu viermal mit flüssigem Stickstoffversetzt, gemörsert und wieder aufgetaut. Der Mikrowellenaufschluss erfolgte mit100 ml Algenbiomasse (mit Zitratpuffer, pH=5,0 versetzt; 10 %TS) bei 500 W. DieBehandlungsdauer betrug 30 - 60 min bei Temperaturen von 40 - 80 °C. Für die Säu-rebehandlung wurden 20 ml Algenbiomasse (Scotiellopsis terrestris ; 16,1 %TS) mit 5M HCl versetzt und bis zu vier Stunden inkubiert. Das Auszählen unter der Thoma-Zählkammer erfolgte nach Vorgaben des Herstellers. Die FACS-Analyse wurde nach[87] durchgeführt. Die quantitative Proteinbestimmung erfolgte nach Bradford [88].Die Ergebnisse der Versuche sind in den folgenden Abbildungen und im nachfolgen-den Text dargestellt. Durch Ultraschallbehandlung wurde ein Großteil der Zellenaufgeschlossen. Der Anteil an intakten Zellen sank von 59 % in der Ausgangsprobeauf 3 - 6 % nach Ultraschallbehandlung sowie Auswertung per FACS (Abb. 6.7). DerEffekt trat bereits nach fünf Minuten ein und konnte durch eine Erhöhung der Be-schallungszeit nicht weiter gesteigert werden. Der positive Effekt konnte auch für dieStämme Chlorella vulgaris C1, Chlorella miniata und für die Rotalge Galderia sp.bestätigt werden. Das gleiche Resultat wurde durch Auszählung der intakten Zellenper Thoma-Zählkammer und durch Bestimmung des freigesetzten Proteins (Datennicht gezeigt) erhalten. Eine Vorbehandlung mit den zellwandabbauenden EnzymenPektinase, Zellulase und Hemizellulase erbrachte auch in Kombination keine weitereSteigerung des Anteils an zerstörten Zellen. Eine drucklose Ultraschallbehandlungführte ebenso wenig zum Erfolg. Ein Mindestdruck von 3 bar war für einen erfolg-reichen Zellaufschluss notwendig. Insgesamt konnten 95 % der intakten Zellen durchUltraschallbehandlung zerstört werden.Ein deutlicher Effekt war auch beim Zellaufschluss durch die French Press nach-weisbar. Bei Scotiellopsis terrestris konnten 88 % der vorher intakten Zellen zerstörtwerden. Der Anteil intakter Zellen sank von 56 % vor der Behandlung mittels French


Abbildung 6.7: Ultraschallaufschluss nach unterschiedlicher Zeitdauer. Alge: Scoti-ellopsis terrestris. 1=unbehandelte Kontrolle, 2=15 min, 3=30 min

Press auf 7 % nach der Behandlung. Auch hier erbrachte eine vorhergehende Pek-tinasebehandlung keine Steigerung der Aufschlussquote. Die Auswertung erfolgtedurch die Thoma-Zählkammer und durch das FACS. Wurde die Auswertung durchden Bradfordtest vorgenommen, war nach French Press - Behandlung eine Zunahmeder Proteinkonzentration in der Suspension um 30 % nachweisbar. Das sprach füreine Freisetzung von Proteinen durch eine Zerstörung von Zellen.Die Behandlung mit flüssigem Stickstoff erbrachte keine erfolgreichen Ergebnisse.Die Anzahl der intakten Zellen war nahezu identisch in der unbehandelten sowie inder zwei Mal oder vier Mal behandelten Probe. Getestet wurde Algenbiomasse vonScotiellopsis terrestris. Die Ergebnisse des Mikrowellenaufschlusses sind in Abb. 6.8zu sehen. Durch eine Behandlung mit Mikrowellen konnte eine signifikante Zellzahlder Algenart Scotiellopsis terrestris aufgeschlossen werden. Der Anteil der intaktenZellen sank von 56 % bei der unbehandelten Kontrollgruppe auf 32,3 % bis 39,9 %in den mikrowellenbehandelten Proben. Damit wurden 29 % bis 42 % der vorherintakten Zellen zerstört. Die speziellen Bedingungen bei Temperatur und Behand-lungsdauer beeinflussten den Aufschlussgrad wenig. Beim geringsten energetischenAufwand von 30 Minuten Behandlungsdauer und einer Temperatur von 40 °C wur-den 36,1 % der Algenzellen aufgeschlossen. Das entsprach der mittleren Aufschluss-


Abbildung 6.8: Mikrowellenzellaufschluss nach unterschiedlicher Zeitdauer und un-terschiedlicher Temperatur. Alge: Scotiellopsis terrestris. 1=unbehandelte Kontrolle,2-4=30 min, 5-7=60 min, 2,5=40 °C, 3,6=60 °C, 4,7=80 °C

quote aller getesteten Bedinungen. Die Ergebnisse des sauren Zellaufschlusses sindin Abb. 6.9 ersichtlich. Hierbei konnte lediglich nach einer Behandlungsdauer vonvier Stunden eine akzeptable Aufschlussquote von 51 % erreicht werden. Gegenüberder unbehandelten Kontrollgruppe konnten bei einer Inkubationsdauer zwischen ei-ner halben und zwei Stunden 15 % bis 21 % der intakten Zellen zerstört werden.Die Ultraschallbehandlung war eine sehr gut geeignete Aufschlussmethode für diegetesteten Algenstämme. Bei allen anderen Methoden war der Anteil an zerstörtenZellen geringer. Außerdem sind die anderen getesteten Methoden weniger für denZellaufschluss großer Algenmengen geeignet, sondern vorwiegend für Laborversu-che. Für den Ultraschallaufschluss muss die Algenbiomasse nicht trocken sein [89].Vielmehr wird feuchte Algenbiomasse eingesetzt. Mit 10 % (w/v) TS-Gehalt kön-nen sogar relativ schwach konzentrierte Algensuspensionen aufgeschlossen werden.In Kombination mit einem Lösemittel können die Schritte Ultraschallaufschluss undExtraktion sogar vereinigt werden [88]. Die durch Ultraschall gebildeten Kavitations-blasen zerstören bei ihrem Kollabieren die Zellwand, die freigesetzten Lipide könnensich im Lösemittel anreichern. Denkbar ist eine zusätzliche Kombination mit demUmesterungsschritt. Methanol oder Ethanol reichern nicht nur lipophile Bestand-


Abbildung 6.9: Saurer Zellaufschluss nach unterschiedlicher Zeitdauer. Alge: Sco-tiellopsis terrestris. 1=unbehandelte Kontrolle, 2=30 min, 3=60 min, 4=2 h, 5=4h

teile in der wässrigen Algensuspension an, sondern führen auch unter bestimmtenTemperatur- und Druckverhältnissen zur Bildung der entsprechenden Ester.

6.4 Extraktion

Nach dem Zellaufschluss erfolgte die Isolation der lipophilen Bestandteile bei kleinenVolumina im Labormaßstab durch eine Chloroform/Methanol-Extraktion nach [56].Mit dem Gerät ASE350 und der CO2-Hochdruckextraktionsanlage wurden Versuchemit größeren Volumina durchgeführt. Für die Verwendung der ASE350 wurden dieGeräteparameter standardmässig, wie unter Abschnitt 3.8 beschrieben, eingestellt.Getestet wurden unterschiedliche Lösemittel sowie unterschiedliche Extraktionszei-ten. Die Versuche wurden mit Algenbiomasse von Selenastrum rinoi durchgeführt.Nach Extraktion wurde das Fettsäurespektrum durch GC aufgenommen. Der er-haltene Fettsäuregehalt wurde mit demjenigen Fettsäuregehalt verglichen, der mitder Standardmethode (Aufschluss durch die Kugelmühle, Extraktion mit Chloro-form/Methanol; Abschnitt 3.8) gewonnen wurden. Die Ergebnisse sind in den Abb.6.10 und 6.11 zu sehen.


Für die Extraktion der lipophilen Bestandteile an der ASE350 wurden zunächst un-terschiedliche Extraktionsmittel getestet. Ethanol erzielte hierbei die höchste Wie-derfindungsrate. 86 % der Fettsäuren konnten im Vergleich zur Standardprozedurextrahiert werden. Andere Alkohole wie Methanol, Propanol, Isopropanol und Bu-tanol ergaben ebenfalls sehr gute Wiederfindungsraten von über 60 %. Aceton oderChloroform extrahierten noch 40 % bis 50 % der Fettsäuren. Diethylether, Ethyla-cetat, Hexan, Cyclopentan, Toluol oder Tetrahydrofuran wurden ebenfalls getestetund erbrachten unbefriedigende Wiederfindungsraten von unter 40 %.Bei den Lösemittelgemischen stellte sich die Situation folgendermaßen dar: Getes-tet wurden Chloroform-Methanol-Gemische im Verhältnis 1:2, 1:1, 2:1, 4:1 und 4:3sowie Ethanol-Hexan-Gemische im Verhältnis 1:2, 1:1 und 2:1. In allen getestetenVersuchen (Daten nicht gezeigt) lagen die Wiederfindungsraten über 90 %. Innerhalbder Versuchsreihen waren die Unterschiede bei den Wiederfindungsraten gering. Allegetesteten Gemische waren folglich für die Extraktion von Fettsäuren sehr gut ge-eignet. Das Spektrum der extrahierten Fettsäuren unterschied sich bei Verwendung

Abbildung 6.10: Versuche zur Extraktion mit unterschiedlichen Lösemitteln an derASE350

unterschiedlicher Lösemittel in der ASE350 nicht. Wie in Abb. 6.11 zu sehen ist, wa-ren die Anteile der mengenmäßig bedeutsamsten Fettsäuren C16:0, C18:1w9, C18:2und C18:3n3 nahezu identisch. Eine Änderung der Extraktionszeit hatte ebenfalls


keine Auswirkungen auf das Fettsäurespektrum oder die Wiederfindungsraten. EineSteigerung der Zeitdauer eines Extraktionszykluses von vier Minuten auf 20 Minu-ten ergab nur eine Steigerung der Wiederfindungsrate um 4 % (Daten nicht gezeigt).Die Versuche mit scCO2 wurden an der Hochdruckextraktionsanlage von der Uh-de GmbH aus Dortmund mit getrockneter Algenbiomasse von Spirulina platensisdurchgeführt. Das Versuchsdesign wurde in Anlehnung an [90] festgelegt. Der Druckwurde variiert sowie entweder mit Ethanol als Schleppmittel oder ohne Schlepp-mittel extrahiert. Außerdem wurde die Algenbiomasse in einem weiteren Versuchmit Ethanol vorinkubiert und dann extrahiert. Der mittels Standardverfahren (Ab-

Abbildung 6.11: Fettsäurespektrum nach Extraktion mit verschiedenen Lösemit-teln an der ASE350. 1=Methanol, 2=Ethanol, 3=Butanol, 4=Chloroform/Methanol(2:1)

schnitt 3.10.3) analysierte Fettsäuregehalt lag für Biomasse von Spirulina platensisbei 1,7 %TS. Nach Extraktion mit scCO2 konnten maximal 8,4 % davon gefundenwerden. Das entsprach einem ermittelten Fettsäuregehalt von 0,14 %TS. Dieses Er-gebnis wurde beim Maximaldruck von 350 bar erzielt. Bei einem geringerem Druck(250 bar) sank der ermittelte Fettsäuregehalt weiter ab. Bei Einsatz von 300 mlEthanol pro 1,5 kg trockener Algenbiomasse wurden mit dem Ansatz bei 350 barvergleichbare Wiederfindungsraten erzielt. Die Ergebnisse wurden unabhängig davonerzielt, ob Ethanol als Schleppmittel oder zur Vorinkubation eingesetzt wurde. Bei


größeren oder geringeren Mengen an zugesetztem Ethanol fiel die Wiederfindungs-rate allerdings wieder. Ethanol hatte folglich keinen positiven Effekt und übte beiungünstigen Konditionen sogar einen negativen Effekt auf das Ergebnis der scCO2-Extraktion aus.Möglicherweise erzielt ein anderes Schleppmittel bessere Ergebnisse. In der einschlä-gigen Fachliteratur wurden positive Beispiele beschrieben: Der Einsatz von Hexanoder Aceton ergab die besten Resultate für Biomasse von Chlorella vulgaris [91].Hohe Wiederfindungsraten wurden ebenso für Ethanol- sowie Hexan-Isopropanol-Gemische beschrieben [92, 93, 94, 95]. Ein vorheriger Zellaufschluss verbesserte dar-über hinaus die Extraktion von Fettsäuren mit scCO2 deutlich [96]. Eine weitereMöglichkeit beschrieben Herrero und Mitarbeiter 2006: Bei Extraktion mit scH2Okonnte durch die Verwendung feuchter Algenbiomasse der energieintensive Trock-nungsschritt bei der Aufarbeitung der Algenbiomasse eingespart werden. Bei diesemVerfahren wurden sogar bei sehr kurzen Extraktionszeiten hohe Wiederfindungs-raten erzielt [97]. Der Extraktionserfolg dürfte auch von der verwendeten Algenartselbst abhängen: Für Chlorella vulgaris [90, 98], Chlorella cohnii [99], Nannochlorop-sis sp. [100], Spirulina platensis [101], Chlorococcum sp. [102] und Spirulina maxima[98] wurden die höchsten Wiederfindungsraten in der Literatur beschrieben.

6.5 Umesterung

Katalysierte Umesterungen werden in sauer und in basisch katalysierte Umeste-rungen eingeteilt. Die basisch katalysierte Umesterung läuft bei pH-Werten ober-halb von sieben ab, der Katalysator (häufig NaOH, KOH oder CH3ONa; nach[103, 104, 105]) dient als Elektronendonor [106]. Im Rahmen der vorliegenden Ar-beit wurde KOH benutzt. In der Praxis wird eine basische Umesterung einer sau-ren Umesterung oft vorgezogen. Die Gründe liegen hauptsächlich in der einfachenDurchführbarkeit und in der hohen Ausbeute an Reaktionsprodukten bei basischkatalysierten Umesterungen. Außerdem laufen basisch katalysierte Umesterungenbei geringeren Temperaturen und bei geringeren Drücken ab als sauer katalysierteUmesterungen [107], was den notwendigen Energieeintrag signifikant senkt.Zur Bestimmung der Umesterungsrate, also derjenigen Menge an lipidgebundenenFettsäuren, die zu Fettsäuremethylestern umgewandelt wurden, wurde im Rahmender vorliegenden Arbeit Tripalmitin verwendet. Die Umesterung erfolgte nach Stan-dardprozedur (Abschnitt 3.9) mit methanolischer KOH-Lösung. Das gebildete Me-thylpalmitat wurde durch die GC quantifiziert und mit dem theoretischen 100 % -


Wert verglichen. Die ermittelte Umesterungseffizienz betrug in diesem Fall 97,7 %.Versuche zur sauren Umesterung wurden mit Methanol und Schwefelsäure durchge-führt. Auf Algentrockensubstanz wurden einige Tropfen konzentrierte Schwefelsäuregegeben und mittels ASE350 extrahiert. Mit Säurezugabe konnte ein um 20 % hö-herer Gehalt an Fettsäuremethylestern erreicht werden als ohne Säurezugabe.Für den quantitativen Nachweis mit der GC müssen die Fettsäuren jedoch metho-denbedingt sowieso umgeestert werden. Deswegen konnte die Umesterungsrate indiesem Fall nicht eindeutig angegeben werden. Der positive Einfluss einer Schwe-felsäurezugabe konnte außerdem auf mehreren Ursachen beruhen: Einerseits kamein verbesserter Zellaufschluss in Frage. Andererseits konnten auch freie Fettsäu-ren mitverestert worden sein. Bei einer sauer katalysierten Umesterung wirken sichallerdings hohe Gehalte an freien Fettsäuren sowie an Wasser nachteilig aus. DerAnteil an freien Fettsäuren sollte 0,5 % (w/w) nicht übersteigen [108, 109]. Höhe-re Gehalte erfordern vorherige Aufreinigungsschritte, da ansonsten die Verseifungbegünstigt und dadurch die Umesterungrate gemindert wird. Das wiederum führtzu einem hohen Aufarbeitungsaufwand [110, 111]. Die Abtrennung des Katalysa-tors nach erfolgter Umesterung stellt ein weiteres Problem dar. Besser geeignet sinddeshalb möglicherweise heterogene Katalysatoren, wie Zeolithe [112], kalziumhal-tige Hydrotalcite [113, 114] oder Magnesium- bzw. Kalziumoxide [115, 116]. SaureUmesterungen haben zusätzlich den Nachteil, die Apparaturen korrosiv anzugreifen.Außerdem läuft der Prozess bis zu 4000 Mal langsamer ab, als eine basisch kataly-sierte Umesterung [37, 110, 117, 118]. Deshalb werden größere Mengen an Alkoholund an Katalysator benötigt: Für eine saure Umesterung wurde in der Literaturein molares Verhältnis von 30 Teilen Methanol zu einem Teil Öl, eine Tempera-tur zwischen 50 °C und 90 °C sowie ein Katalysatorgehalt zwischen 0,5 mol% und1 mol% als optimal beschrieben [117]. Unter diesen Bedingungen wurde nach 50Stunden eine Umesterung von 99 % erreicht [117]. Andere Verfahren nutzen für dieUmesterung Enzyme [119, 120, 121] oder superkritische Alkohole [103, 122, 123]. Imletztgenannten Fall ist sogar eine Umesterung ohne Katalysator möglich.

94

Kapitel 7

Bilanzierungen

In diesem Kapitel erfolgt zunächst die Festlegung der Systemgrenzen für die Bi-lanzierungen. Die Massenbilanz des gesamten Prozesses folgt. Die Stoff- und Ener-gieströme werden für die Herstellung und die Verarbeitung der Algenbiomasse so-wie für die energetische Nutzung des Biodiesels und der Restbiomasse dargestellt.Bei der Aufstellung der Energiebilanz erfolgt die Berechnung des Verhältnisses zwi-schen Energieverbrauch und Energiegutschrift. Der Einfluss von optimierten Kulti-vierungsbedingungen, von einer veränderten Zusammensetzung der Biomasse undvon einer Extraktion aus feuchter Biomasse auf die Energiebilanz wird quantifiziert.Am Ende des Kapitels wird die CO2-Bilanz aufgestellt sowie die sonstigen ökologi-schen Auswirkungen und die Wirtschaftlichkeit des Gesamtprozesses bewertet.

7.1 Systemgrenzen des Gesamtprozesses

Die festgelegten Systemgrenzen sowie die auftretenden Stoffströme bei der Biodiesel-herstellung aus Algenmasse sind in Abb. 7.1 dargestellt. Die Herstellung von Nähr-salzen und Chemikalien wurde ebenso wie die Aufreinigung des Rohbiodiesels sowieder Transport des Biodiesels und der Restbiomasse zur Energieerzeugungsanlagenicht berücksichtigt. Die energetische Verwertung der Restbiomasse erfolgte durchVerbrennung der Pelletts oder durch Vergasung mit nachfolgender Verbrennung desentstandenen Synthesegases in einem angenommenen Blockheizkraftwerk (BHKW)beziehungsweise durch hydrothermale Carbonisierung (HTC) in einem entsprechen-den Reaktor. Biodiesel wurde im angenommenen BHKW verbrannt.

KAPITEL 7. BILANZIERUNGEN 95

Abbildung 7.1: Prozesse (schwarz), Stoffströme (blau) und Bilanzgrenzen (orange)der Biodieselherstellung aus Algenbiomasse sowie der energetischen Nutzung desBiodiesels und der Restbiomasse

7.2 Massenbilanz

In Tabelle 7.1 ist die Bruttomassenbilanz für den Gesamtprozess der Biodieselher-stellung aus Algenbiomasse dargestellt. Ausgehend von 26,9 kg Biomasse (Chlorellavulgaris 132) wurde die Herstellung von 1 kg Biodiesel bilanziert. Die ausführlichenBerechnungen für die Massenbilanz sind in Anhang A aufgeführt. Da Algenbiomas-se hauptsächlich aus Kohlenstoff, Sauerstoff, Wasserstoff, Schwefel und Phosphorbesteht, wurden die entsprechenden Masseanteile berechnet und für jeden Prozess-schritt angegeben. Für die Massenbilanz galten folgende Voraussetzungen:Verdunstungsbedingte Wasserverluste waren im Verlauf der Kultivierung nicht quan-tifizierbar und wurden deshalb nicht bilanziert. Die Biomasse enthielt nur geringeGehalte an Kalium, Magnesium, Natrium, Eisen und anderer Spurenelemente. Des-halb fanden diese Mengen in der Massenbilanz keine Berücksichtigung. Im Nährsalz-


gemisch erreichten diese Elemente jedoch durchaus bedeutende Gehalte. Deshalb er-folgte hier eine Zusammenfassung als Sonstige. Die Kultivierung der Algen erfolgtein einem geschlossenen Röhrenreaktor. In einem derartigen System wird ungefähr 50% der in das System eingebrachten CO2-Menge von Algen fixiert. Der Wert bildetedie Basis für die Abschätzung der in das System eingebrachten CO2-Menge. FolgendeStoffströme traten im Verlauf der Kultivierung auf: Am Kultivierungsbeginn lag dieBiomassekonzentration bei 0,2 g l−1. Zum Erntezeitpunkt erreichte die Algensuspen-sion eine Biomassekonzentration von 3,0 g l−1. Für einen erfolgreichen Start warenfolglich 1,8 kg Biomasse1 notwendig. Für die Ernte von 26,9 kg Algenbiomasse wur-den entsprechend 8981,4 kg Wasser benötigt. Im Rahmen der Photosynthese erfolgtedie Aufspaltung von Wasser. Der entstandene Wasserstoff wurde über NADPH2 inder Biomasse fixiert, der gebildete Sauerstoff wurde teilweise in die Atmosphäre frei-gesetzt. Wasser diente jedoch hauptsächlich als Lösungsvermittler für die Nährsalzeund als Lebensraum für die Algen. Als Kohlenstoffquelle für das Algenwachstumfungierte CO2. Im Rahmen der Dunkelreaktion der Photosynthese und nachfolgen-der Stoffwechselreaktionen erfolgte der Einbau des CO2 in die Biomasse. Die Sonnestellte die hierfür benötigte Energie bereit. In 26,9 kg Biomasse wurden 42,0 kg CO2

fixiert: 39,2 kg CO2 (Tabelle 7.1) von der neu gebildeten Biomasse und 2,8 kg CO22

von der Startbiomasse.Zur Kultivierung diente das Nährmedium Tamiya. Die Hauptbestandteile warenKNO3, MgSO4 x 7H2O, KH2PO4, Na2EDTA und FeSO4 x 7H2O. Stickstoff, Phos-phor und Schwefel wurden in Form der Anionen als Nitrat, Phosphat und Sulfateingebracht. Die im Kultivierungsmedium vorhandenen Nährstoffe wurden nur zueinem geringen Teil in der Biomasse fixiert.Die elementare Zusammensetzung der erhaltenen Biomasse wurde beispielhaft fürChlorella vulgaris 132 in der folgenden Abb. 7.2 dargestellt. Von 39,5 kg Nährsal-zen zu Beginn der Kultivierung waren zum Erntezeitpunkt 2,1 kg Bestandteil derBiomasse geworden. 37,4 kg lagen in gelöster Form noch im Rest-Medium vor. Ei-ne hohe Konzentration an Nährsalzen zum Startzeitpunkt bildet die Grundlage fürein schnelles Wachstum von Algen. Deutliche Konzentrationsunterschiede zwischenNährmedium und Zellinnerem ermöglichen die Nutzung passiver Transportmecha-nismen durch die Algenzellen zur Nährstoffaufnahme. Bei niedrigen Nährstoffkon-zentrationen müssen dagegen spezielle Transportproteine genutzt werden. Die Syn-these dieser Transportproteine verbraucht ebenso Energie wie der Transportvorgang

1mStartbiomasse = 0,2 g l−1 / 3,0 g l−1 x 26,9 kg = 1,8 kg2mCO2,Start = 39,2 kg CO2 x 1,8 kg BM / (26,9 kg BMErnte - 1,8 kg BMStart) = 2,8 kg CO2


selbst. In der Folge würde die Wachstumsgeschwindigkeit von Algen stark abneh-men. Bei einer hohen Konzentration an Nährsalzen verbleiben die nicht von derjeweiligen Algenzelle verstoffwechselten Bestandteile im Kultivierungsmedium. Ei-ne erneute Verwendung des Nährmediums erfordert folglich nur die Auffüllung derverbrauchten Nährstoffe.

Abbildung 7.2: elementare Zusammensetzung der Biomasse von Chlorella vulgaris132: 42,9 %TS Kohlenstoff; 42,8 %TS Sauerstoff; 6,2 %TS Wasserstoff; 7,4 %TSStickstoff; 0,3 %TS Phosphor; 0,4 %TS Schwefel (alle Angaben in Masse%)

Tabe

lle7.1:

Massenb

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132(alle

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278

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onstige:

30,5)

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,0)

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15,2)

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26,9

(C,O

:11,5;

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,S:0,1)

26,9

(C,O

:11,5;

H:1,7;N

:2,0;P

,S:0,1)

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t)-

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,9(H

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5,5)

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ung

H2O

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:26,9;

O:2

15,2)

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26,9

(C,O

:11,5;

H:1,7;N

:2,0;P

,S:0,1)

26,9

(C,O

:11,5;

H:1,7;N

:2,0;P

,S:0,1)

H2O

(abg

etrenn

t)-

242,1(H

:26,9;

O:2

15,2)

Aufschlussun

dExtraktion

Biomasse

26,9

(C,O

:11,5;

H:1,7;N

:2,0;P

,S:0,1)

-Chloroform

159,2

159,2

Metha

nol

42,5

42,5

Restbiomasse

-25

,9(C

:10,7;

O:11,4;

H:1,6;N

:2,0;P

,S:0,1)

Triglycerid

-1,0(C

:0,8;H

,O:0

,1)

Umesterung

Triglycerid

1,0(C

:0,8;H

,O:0

,1)

-Heptan

0,2

0,2

KOH

0,0

0,0

Metha

nol

0,3

0,2

Glycerol

-0,1

Biodiesel

-1,0


Nach der Kultivierung erfolgte die Aufkonzentrierung der Algenbiomasse im Separa-tor auf TS-Gehalte von typischerweise 10 % (w/v). Für die nachfolgende Extraktionunter Standardbedingungen wurde die Algenbiomasse nach der Aufkonzentrierungvollständig getrocknet. Nach Erhalt der trockenen Biomasse erfolgte der Zellauf-schluss in Kombination mit der Extraktion der lipophilen Bestandteile sowie letzt-endlich die Umesterung der Fettsäuren zu Biodiesel. Eine grafische Übersicht überdie Massenbilanz des Gesamtprozesses der Herstellung von 1 kg Biodiesel aus Al-genbiomasse unter standardisierten Bedingungen ist in Abb. 7.3 zu sehen.Aus 78,4 kg CO2, 39,5 kg Nährsalzen, 1,8 kg Startbiomasse, 8981,4 kg H2,O, 159,2

Abbildung 7.3: Übersicht der Massenbilanz des Gesamtprozesses der Herstellung von1 kg Biodiesel aus 26,9 kg Biomasse von Chlorella vulgaris 132

kg Chloroform, 42,8 kg Methanol, 0,2 kg Heptan und 19 g KOH entstanden imRahmen des Gesamtprozesses 39,2 kg CO2, 30,6 kg O2, 37,4 kg Nährsalze, 1,0 kgBiodiesel, 25,9 kg (Rest)-Biomasse, 8967 kg H2O, 159,2 kg Chloroform, 42,7 kg Me-thanol, 0,1 kg Glycerol, 0,2 kg Heptan und 19 g KOH. 9303,3 kg Ausgangsstoffenstanden 9303,3 kg Reaktionsprodukte gegenüber. Bei Betrachtung der Nettomas-senbilanz wurden 39,2 kg CO2, 2,1 kg Nährsalze, 14,4 kg H2,O und 0,1 kg Methanolzu 1,0 kg Biodiesel, 24,1 kg Biomasse, 30,6 kg O2 und 0,1 kg Glycerol umgesetzt.55,8 kg Ausgangsstoffe standen 55,8 kg Reaktionsprodukten gegenüber.


7.3 Energieverbrauch

In diesem Abschnitt wird die für die Herstellung und für die Verarbeitung der Algen-biomasse verbrauchte Energiemenge berechnet. 26,9 kg Algenbiomasse von Chlorellavulgaris 132 wurde in Analogie zur Massenbilanz (Abschnitt 7.2) zu 1 kg Biodieselverarbeitet.

7.3.1 Kultivierung

Die festgelegten Systemgrenzen sowie die im Verlauf der Kultivierung aufgetretenenStoff- und Energieströme sind in Abb. 7.4 zu sehen. Im Ergebnis der Kultivierung

Abbildung 7.4: Prozess (schwarz), Stoffströme (blau), Energieströme (rot) und Bi-lanzgrenzen (orange) bei der Herstellung von Algenbiomasse

entstand die Algenbiomasse. Sonnenlicht stand als Energiequelle kostenlos und quasiunbegrenzt zur Verfügung. Deshalb wurde die von der Sonne bereitgestellte Energienicht berücksichtigt.Bei Kultivierung in geschlossenen PBR wurde CO2 in höherer Dosierung als in derLuft zugeführt, um die Biomasseproduktivität im Vergleich zur Algenkultivierungin open Pond Systemen bzw. zum Anbau von Feldpflanzen entscheidend zu steigern.Bei den hier betrachteten Röhrenreaktoren waren die Durchmesser der Flüssigkeits-rohre und somit der resultierende Wasser-Gegendruck gering. Deshalb konnte CO2

ohne Druck in das Medium gegeben werden. Der Energieverbrauch hierfür war ge-ring und wurde deshalb nicht berücksichtigt. Die Systempumpe des Röhrenreaktorsverursachte folglich den gesamten Energieverbrauch während der Kultivierung. DaWasser und Algen ständig umgewälzt wurden, war der Prozess sehr energieintensiv.


Bei einem Röhrenreaktor ist eine kontinuierliche Bewegung der Algensuspension zurVerhinderung einer Biofilmbildung oder einer gegenseitigen Beschattung unverzicht-bar.Für die Berechnung des Energieverbrauchs während der Kultivierung wurde vonfolgenden Annahmen ausgegangen, die bei der industriellen Algenzucht von Chlo-rella vulgaris bei der Roquette Klötze GmbH & Co KG in der Praxis auftreten (alleAngaben nach Herrn Dr. Ecke, Geschäftsführer der Roquette Klötze GmbH & CoKG, persönliche Mitteilung):

• Für die Anzucht der Algen wurde ein PBR35000-Röhrenreaktor mit einemKultivierungsvolumen von 35000 Litern angenommen. Die Kultivierung erfolg-te in einem Gewächshaus, als Lichtquelle diente ausschließlich Sonnenlicht.

• Die mittlere jährliche Biomasseproduktivität für Chlorella vulgaris lag zwi-schen 0,2 und 0,3 g l−1 d−1. Für die Bilanzierung wurde deshalb in dieserArbeit von einer Biomasseproduktivität von 0,25 g l−1 d−1 ausgegangen.

• Der in Klötze verwendete Chlorella vulgaris-Stamm wurde dem Stamm Chlo-rella vulgaris 132 sowohl hinsichtlich der Wachstumsgeschwindigkeit als auchhinsichtlich der Zusammensetzung der Biomasse gleichgestellt. Der PBR35000wurde mit einer Systempumpe betrieben, deren Maximalleistung 18 kW be-trug. Entsprechend der Daten des PBR500 der Hochschule Lausitz wurde dietatsächliche Leistung im laufenden Betrieb auf 12 kW festgelegt.

Die Biomasse von Chlorella vulgaris 132 bestand laut eigener Analysen aus 3,3 %TSFettsäuren. Folglich wurde für die Herstellung von 1 kg Biodiesel 26,9 kg Algenbio-masse benötigt (Einzelheiten siehe Anhang B), die bei Erreichen eines TS-Gehaltesvon 3,0 g l−1 geerntet wurde. Aus der angenommenen Biomasseproduktivität von0,25 g l−1 d−1 resultierte eine notwendige Kultivierungszeit tKultivierung von 288 h3.Daraus lässt sich eine elektrische Leistung P von 3,1 kW4 und eine elektrische ArbeitW von 885 kWhel

5 ableiten.

7.3.2 Verarbeitung der Biomasse

Die Stoff- und Energieströme für die Verarbeitung der Algenbiomasse sind in 7.5 dar-gestellt. Nach der Kultivierung erfolgte die stromverbrauchende Aufkonzentrierung

3tKultivierung = 3 g l−1 / 0,25 g l−1 d−1 = 12 d = 288 h4P = 8967 l Kultivierungsvolumen x 12 kWel / 35000 l Kultivierungsvolumen = 3,074 kWel5W = 3,074 kWel x 288 h = 885 kWhel


Abbildung 7.5: Prozesse (schwarz), Energieströme (rot) und Stoffströme (blau) beider Verarbeitung von Algenbiomasse mit dem Ziel der energetischen Nutzung

der Algenbiomasse im Separator. Die resultierende Algenpaste wies typischerwei-se einen TS-Gehalt von 10 % (w/v) auf. Eine HTC-Behandlung der Biomasse warbereits bei diesem Trocknungsgrad möglich. Auf eine weitere Trocknung kann in die-sem Fall verzichtet werden. Für die Biodieselherstellung wurde die Algenbiomassejedoch vollständig getrocknet. Für eine angenommene Trocknung im Sprühtrocknerwar ebenso wie für den letzten Prozessschritt der Umesterung Wärme notwendig.Für die Extraktion wurde Strom verbraucht.Der Energieverbrauch bei der Aufkonzentrierung, bei der Extraktion sowie bei derUmesterung wurde der einschlägigen Fachliteratur entnommen und ist in Tabelle7.2 aufgeführt. Die Berechnung des Energieverbrauchs bei der Trocknung erfolgte inAnalogie zu [124] nach folgender Gleichung:

Wa = (mH2O cH2O) + (mBM,tr cBM )∆T + (rv ∆mH2O) (7.1)

Die Aktivenergie Wa für den Trocknungsprozess war abhängig von der eingebrachtenWassermenge mH2O (242 kg), der spezifischen Wärmekapazität des Wassers cH2O (4,2kJ kg−1 K−1), der Masse der trockenen Biomasse mBM,tr (26,9 kg), der spezifischenWärmekapazität der Biomasse cBM (1,34 kJ kg−1 K−1), der Temperaturdifferenz


zwischen Verdampfungstemperatur und Raumtemperatur ∆T (80 K), der spezifi-schen Verdampfungsenthalpie von Wasser bei 60 °C rv (2358 kJ kg−1) und der imVerlauf der Trocknung entzogenen Wassermenge ∆mH2O (242 kg). Der berechne-te Wärmeverbrauch der Trocknung lag bei 181,9 kWhth pro kg Biodiesel bzw. bei6,8 kWhth pro kg Algenbiomasse6. Insgesamt betrachtet resultierte aus der Verar-

Tabelle 7.2: Energieverbrauch bei der Verarbeitung von 26,9 kg Algenbiomasse(Chlorella vulgaris) zu 1 kg Biodiesel

Prozess relativer Energieverbrauch gesamter Energieverbrauch

Aufkonzentrierung 1,0 kWhel kg−1 BM [125] 26,9 kWhel

Trocknung 6,8 kWhth kg−1 BM 181,9 kWhth

Extraktion 0,06 kWhel kg−1 BD [126] 0,06 kWhel

Umesterung 0,9 kWhth kg−1 BD [1] 0,9 kWhth

beitung der Biomasse ein Wärmebedarf von 183,0 kWhth und ein Strombedarf von26,9 kWhel. Zuzüglich zu der bei der Kultivierung benötigten Strommenge von 885kWhel ergab sich ein Gesamtbedarf von 912 kWhel. Bei der Aufkonzentrierung undbei der Trocknung der Algenbiomasse wurde im Vergleich mit den anderen Aufarbei-tungsschritten viel Energie verbraucht. Theoretisch können auch Sonne und Windals kostenlose und unbegrenzt zur Verfügung stehende Energiequellen für die Ent-fernung des Wassers genutzt werden. Allerdings ist unter diesen Bedingungen dieTrocknung größerer Biomassemengen nicht möglich. Der notwendige Energieeintragbei der Extraktion und bei der Umesterung war dagegen gering. Die Restbiomassewar hier bereits abgetrennt. Für die Bilanzierung spielten nur noch die geringenMengen der Biodieselvorprodukte eine Rolle.

7.4 Energetische Nutzung

Zur Bestimmung der Energiegutschrift durch die energetische Nutzung von Algen-biomasse wurde zunächst der Energiegehalt der Restbiomasse berechnet. Die Grund-lage bildeten der experimentell bestimmte Lipid- (23 %TS) und der experimentellbestimmte Proteingehalt (36 %TS) der Chlorella vulgaris - Ausgangsbiomasse. Derzu 100 %TS fehlende Anteil wurde in Näherung als Kohlenhydratgehalt (41 %TS)

6Wa = (242 kg x 4,2 kJ kg−1 K−1 + 26,9 kg x 1,34 kJ kg−1 K−1) x 80 K + 2358 kJ kg−1 x242 kg = 181,9 kWhth für 26,9 kg Biomasse bzw. für 1 kg Biodiesel


definiert. Nach Extraktion des für die Biodieselherstellung notwendigen Fettsäuren-anteils von 3 %TS wurde der entsprechende Gehalt vom ursprünglichen Lipidanteilabgezogen. Folglich bestand die Restbiomasse aus 20 %TS Lipid, 37 %TS Protein7

und 43 %TS Kohlenhydrat8.

Tabelle 7.3: Summenformel und mittlerer Energiegehalt von Proteinen, Kohlenhy-draten und Lipiden als Hauptkomponenten von Biomasse nach [1]

Biomassekomponente Energiegehalt (MJ kg−1)

Proteine (C4,43H7O1,44N1,16) 15,5Kohlenhydrate (C6H12O6) 13,0Lipide (C40H74O5) 38,3

Anhand der in Tabelle 7.3 aufgeführten mittleren Energiegehalte von Lipiden, Pro-teinen und Aminosäuren wurde für die Restalgenbiomasse ein Gesamtenergiegehaltvon 19,0 MJ kg−1 berechnet9. Die nach der Herstellung von 1 kg Biodiesel nochvorhandene Restbiomasse (25,9 kg) enthielt folglich 492 MJ gespeicherte Energie.Der Energiegehalt von Biodiesel wurde nach [12] auf 37,2 MJ kg−1 festgelegt. Auf-grund seines geringen Energiegehaltes wurde Glycerol in der Bilanz energetisch nichtberücksichtigt. Vielmehr wurde eine stoffliche Verwertung unterstellt. Für die ener-getische Nutzung wurde eine Verbrennung von Biodiesel sowie eine Verbrennungbeziehungsweise eine Vergasung oder eine HTC-Behandlung der Restbiomasse an-genommen.Die Berechnung der Energiegutschrift erfolgte durch Multiplikation des Energiege-haltes des jeweiligen Energieträgers mit dem Wirkungsgrad des betrachteten Ver-wertungspfades bzw. der betrachteten Energieerzeugungsanlage. Die Werte wurdenin kWh umgerechnet und sind als Strom- beziehungsweise als Wärmegutschrift inTabelle 7.4 angegeben.

7mProtein = (100 %TS - 20 %TS Lipid) x 36 %TS / (36 %TS + 41 %TS) = 37 %TS8mKohlenhydrat = (100 %TS - 20 %TS Lipid) x 41 %TS / (36 %TS + 41 %TS) = 43 %TS9EnergiegehaltRestbiomasse = 15,5 MJ kg−1 x 0,37 + 13 MJ kg−1 x 0,43 + 38,3 MJ kg−1 x 0,20

= 19,0 MJ kg−1


Tabelle 7.4: zu Grunde gelegte Wirkungsgrade sowie Energiegutschriften bei derenergetischen Nutzung von 1 kg Biodiesel oder 25,9 kg Restbiomasse von Chlorellavulgaris

Prozess Biodiesel Energetische Nutzung derRestbiomasse durch:

Verbrennung Vergasung Verbrennung HTC

ηStrom 30 % [127] 25 % [128] 17 % [129] 33 %* [130]GutschriftStrom 3,1 kWhel 34 kWhel 23 kWhel 45 kWhel

ηWärme 45 % [127] 56 % [128] 80 % [129] 38 % [131]GutschriftWärme 4,7 kWhth 77 kWhth 109 kWhth 52 kWhth

*: Der Gesamtwirkungsgrad setzte sich zusammen aus η = 55 % für die durchschnitt-liche Umwandlungsrate des in Algenbiomasse enthaltenen Kohlenstoffs in das Pro-dukt Biokohle nach [130] sowie aus η = 60 % für eine angenommene Verstromungder Biokohle in einem Kraftwerk.

Da nur ein geringer Teil der Algenbiomasse aus Fettsäuren bestand, war auch dieEnergiegutschrift durch die Verbrennung von 1 kg Biodiesel im BHKW im Vergleichzur Energiegutschrift durch die Restbiomasse gering. Für Strom wurde eine Gut-schrift in Höhe von 3,1 kWhel

10 und für Wärme von 4,7 kWhth11 berechnet. Die

ausführlichen Berechnungen (auch für die nachfolgenden Energiegutschriften für dieenergetische Nutzung der Restbiomasse) sind in Anhang B dargestellt. Stärker fieldie Energiegutschrift bei der zusätzlichen energetischen Nutzung der Restbiomasseins Gewicht: Durch Vergasung von 25,9 kg Restbiomassse konnten 34 kWhel Stromund 77 kWhth Wärme, durch Verbrennung 23 kWhel Strom und 109 kWhth Wär-me und durch HTC-Behandlung 45 kWhel Strom und 52 kWhth Wärme produziertwerden. Wie viel Energie im konkreten Fall tatsächlich erzeugt wurde, hing im ent-scheidenden Maß von der Art der energetischen Nutzung ab. Im Folgenden werdendeshalb die Verwertungspfade für ausgewählte Beispiele näher beschrieben:Biodiesel wird im BHKW in einem Dieselmotor energetisch verwertet. Durch einennachgeschalteten Generator erfolgt die Gewinnung von elektrischem Strom. DieWärme der Abgase wird durch wassergefüllte Abgaswärmetauscher aufgefangen.Durch diese Technologie der Kraft-Wärme-Kopplung lassen sich energetische Ge-samtwirkungsgrade von ungefähr 75 % [141] erreichen. Wird ein Vergaser und nach-

10Gutschrift Strom = 37,2 MJ kg−1 x 0,3 = 11,2 MJ kg−1 = 3,1 kWhel kg−1 = 3,1 kWhel11Gutschrift Wärme = 37,2 MJ kg−1 x 0,45 = 16,7 MJ kg−1 = 4,7 kWhth kg−1 = 4,7 kWhth


folgend ein Gasmotor in einem BHKW genutzt oder wird anstelle von Wasser Ther-moöl zur Abführung von Wärme verwendet, kann eine weitere Steigerung des Wir-kungsgrades erzielt werden: Bei der Vergasung wird getrocknete Biomasse hohenTemperaturen ausgesetzt. Hierbei entsteht Synthesegas. Das enthaltene Methankann (neben der Möglichkeit einer stofflichen Verwertung des Synthesegases zu an-deren Kraftstoffen) in einem Gasmotor verbrannt und auf diese Art und Weise ener-getisch genutzt werden.Im Rahmen der vorliegenden Arbeit wurde deshalb eine Vergasung der Restalgen-biomasse mit nachfolgender Verbrennung des Synthesegases im BiomassekraftwerkGüssing in Österreich [124] angenommen. Als Brennstoff dient in dieser Anlage nor-malerweise Holz, das bei 850 °C unter Zufuhr von Wasserdampf als Vergasungsmittelvergast wird. Als Produkt entsteht bei der Vergasung von Holz ein stickstofffreiesund besonders Teer-armes Produktgas. Die Problematik der hohen Stickstoffgehaltevon Algenbiomasse wird in Kapitel 7.5.3 diskutiert. Über umlaufendes Bettmateri-al mit Sand als Wärmeträger wird ein Teil des verbleibenden Kokses im Verbren-nungsteil verbrannt. Die hierbei abgeführte Wärme dient zur Aufrechterhaltung derVergasungsreaktion. Das Rauchgas wird getrennt abgeleitet. Die im Abgas enthalte-ne Wärme wird zur Auskopplung von Fernwärme genutzt. Um das Synthesegas imGasmotor nutzen zu können, wird das Gas vorher abgekühlt. Die entzogene Wärmewird ebenso wie die Abwärme des Gasmotors zur Erzeugung von Fernwärme genutzt.Diese Maßnahmen zur Kraft-Wärme-Kopplung ermöglichen mit 25 % elektrischemund mit 56 % thermischem Wirkungsgrad einen energetischen Gesamtwirkungsgradvon 81 %. Neuere Vergasungsverfahren nutzen geringere Temperaturen und tolerie-ren höhere Feuchtigkeitsgehalte der Biomasse [132].Die Verbrennung von Algenbiomasse ist sehr interessant für kleine dezentrale Kraft-werksanlagen. Deshalb wurde für diesen Nutzungspfad das Biomasseheizkraftwerkin Admont (Österreich; nachfolgender Abschnitt nach [125]) betrachtet. In diesemKraftwerk wird normalerweise Holz verbrannt. Die Basis des Prozesses bildet dieOrganic Rankine Cycle- (ORC-) Technologie. Hierbei wird zur Wärmeabfuhr einThermoöl anstelle von Wasser verwendet. Ein Thermoöl verfügt bei niedrigen Tem-peraturen und bei geringen Drücken über günstigere Verdampfungseigenschaften alsWasser. Die Anlage in Admont enthält eine Unterschubfeuerung mit nachgeschalte-tem Thermoölkessel. Eine langsam laufende Axialturbine treibt einen direkt (ohneGetriebe) gekoppelten Generator an. Die durch den ORC-Prozess entstandene Wär-me führt zur Verdampfung des organischen Arbeitsmediums. Der Dampf gelangt zurTurbine und wird ins Vakuum entspannt.


Dadurch erfolgt die Umwandlung der geleisteten mechanischen Arbeit in elektrischeEnergie. Die anfallende Wärme wird als Prozess- und als Fernwärme genutzt. Ei-ne Rauchgaskondensationsanlage bewirkt die Rückgewinnung von Wärme aus demRauchgas. Die beschriebene Versuchsanlage in Admont erreicht mit einem elektri-schen Wirkungsgrad von 17 % und einem thermischen Wirkungsgrad von 80 % einenenergetischen Gesamtwirkungsgrad von 97 %.Eine weitere Möglichkeit der energetischen Nutzung der Restalgenbiomasse bestehtin der HTC-Behandlung. Bei diesem Verfahren wird feuchte Algenbiomasse in einemDruckgefäß auf Temperaturen zwischen 180 °C und 220 °C über mehrere Stundenerhitzt. Der Druck steigt auf 10 bar an. Die HTC-Behandlung ist ein exothermerProzess, bei dem sowohl der Sauerstoff- als auch der Wasserstoffgehalt der Biomassegesenkt wird [133]. Im Ergebnis entstehen drei Fraktionen: Die Biokohle, die Flüssig-phase mit Zuckern, Zuckerderivaten, organischen Säuren, Furanoiden und Phenolensowie die Gasphase mit CO2, CH4, CO und Spuren an H2 und Kohlenwasserstoffen.Durch die exotherme Reaktion der HTC-Behandlung werden etwa 3/8 des auf dieTrockenmasse bezogenen Heizwertes der Biomasse als Wärme freigesetzt [127]. Dasentspricht einem thermischen Wirkungsgrad von 38 %. Die entstandene Biokohlekann beispielsweise in einem Kraftwerk verstromt werden.

7.5 Energiebilanz

In diesem Abschnitt wird die Energiebilanz bei Standardbedingungen sowie bei opti-mierter Kultivierung berechnet. Die Beeinflussung der Energiebilanz durch schnellesWachstum der Algen wird mit dem Einfluss einer Extraktion aus feuchter Biomasseoder dem Einfluss einer veränderten Zusammensetzung der Biomasse verglichen. Da-von werden Handlungsempfehlungen für zukünftige Screening- und Optimierungs-strategien abgeleitet. Am Ende des Kapitels wird auf Besonderheiten des Energie-trägers Algenbiomasse eingegangen.

7.5.1 Standardbedingungen

In Tabelle 7.5 ist die Energiebilanz für die in den vorherigen Abschnitten beschrie-benen Verwertungspfade dargestellt: 26,9 kg Algenbiomasse von Chlorella vulgariswurde im Röhrenreaktor PBR35000 kultiviert. Daraus wurde 1 kg Biodiesel herge-stellt und im BHKW verbrannt. Die energetische Nutzung von 25,9 kg Restbiomasseerfolgte durch Vergasung, Verbrennung oder durch HTC-Behandlung. Für die Be-


reitstellung der Algenbiomasse wurden 912 kWhel Strom und 183 kWhth Wärme ver-braucht. Die alleinige energetische Nutzung des hergestellten Biodiesels im BHKWergab unbefriedigende Resultate: Bei einer zu berücksichtigenden Gutschrift von 3kWhel (Tabelle 7.4) wurde über 300 Mal mehr Strom verbraucht als erzeugt wurde.Bei Betrachtung der Wärmemenge ergab sich ein positiveres Bild. 183 kWhth ver-brauchter Wärme standen 5 kWhth erzeugter Wärme gegenüber. In diesem Fallwurde 37 Mal mehr Wärme benötigt als gut geschrieben wurde.

Tabelle 7.5: Energiebilanz der Herstellung von 1 kg Biodiesel sowie der energetischenNutzung des Biodiesels und 25,9 kg Restbiomasse bei Standardbedingungen

Parameter Energetische Nutzung derRestbiomasse durch:

Vergasung Verbrennung HTC

Stromverbrauch 912 kWhel 912 kWhel 912 kWhel

Stromgutschrift* 37 kWhel 26 kWhel 48 kWhel

Stromverbrauch / Stromgutschrift 25 35 19Wärmeverbrauch 183 kWhth 183 kWhth 183 kWhth

Wärmegutschrift* 82 kWhth 114 kWhth 57 kWhth

Wärmeverbrauch / Wärmegutschrift 2,2 1,6 3,2

*: additive Werte aus Tabelle 7.4Die zusätzliche energetische Nutzung der Restalgenbiomasse verbesserte die Ener-giebilanz nachhaltig (Tabelle 7.5): Bei allen betrachteten Verwertungswegen erhöh-ten sich sowohl die Strom- als auch die Wärmegutschrift und in der Folge davonverringerte sich der jeweilige Quotient aus Energieverbrauch und Energieerzeugungdeutlich. Nach einer Vergasung wurde nur noch 25 Mal mehr Strom verbraucht als er-zeugt. Bei einer Verbrennung lag der Faktor bei 35 und nach einer HTC-Behandlungbei 19. Der Stromverbrauch bei der Erzeugung der Algenbiomasse konnte jedochtrotz energetischer Verwertung der Restbiomasse in keinem Fall kompensiert wer-den.Bei der Bilanzierung der Wärmemengen ergab sich folgendes Bild: Nach Vergasungder Restbiomasse wurde nur noch 2,2 Mal mehr Wärme verbraucht als erzeugt. DerFaktor betrug bei der Verbrennung 1,6 und bei der HTC-Behandlung 3,2. Bei al-len drei Verwertungswegen lieferte die Wärmebilanz deutlich bessere Werte als die


Strombilanz. In keinem Fall war die Bilanz jedoch positiv. Optimierungsmaßnahmenkönnen hier jedoch eine entscheidende Wende bewirken. In absehbarer Zukunft kön-nen nur relativ geringe Mengen an Algenbiomasse dezentral produziert werden. Des-halb spielt vermutlich nur die Wärmeerzeugung aus Algenbiomasse zukünftig einebedeutende Rolle. Während die auf fossilen Energieträgern beruhende Stromerzeu-gung in zentralen Kraftwerken stattfindet, erfolgt in Deutschland die Erzeugung vonFernwärme zunehmend in kleinen dezentralen Kraftwerken, die für die energetischeNutzung lokal erzeugter Biomasse gut geeignet sind.

7.5.2 Optimierte Kultivierung und Extraktion aus feuchter

Biomasse

Für die Produktion von 1 kg Biodiesel aus Algenbiomasse wurden 912 kWhel Stromund 183 kWhth Wärme (Tabelle 7.5) benötigt. Im Verlauf der Kultivierung wurdehiervon die größte Energiemenge verbraucht. Auf die Systempumpe des Röhrenre-aktors entfielen 885 kWhel des Stromverbrauchs. Das entsprach 97 % der insgesamtverbrauchten Strommenge. Eine Verkürzung der Kultivierungsdauer führt deshalbzu einer entscheidenden Verbesserung der Energiebilanz:Um den Erntezeitpunkt von 3,0 g l−1 schneller zu erreichen, mussten eine Algenartmit höherer Wachstumsgeschwindigkeit gefunden oder die Kultivierungsbedingun-gen so verändert werden, dass ein schnelleres Wachstum die Folge war. Je höherdie Biomasseproduktivität war, desto kürzer dauerte die Kultivierung und desto ge-ringer war der resultierende Stromverbrauch. Im Rahmen der vorliegenden Arbeitwurden deshalb folgende erfolgversprechende Strategien verfolgt:

• die Suche nach einer schnellwachsenden Algenart

• die Erhöhung der Beleuchtungsstärke und

• die Wellenlängenverschiebung in pflanzennutzbare Bereiche.

Im Ergebnis der Suche nach einer schnellwachsenden Algenart konnte nach einemScreening von 64 Stämmen eine Steigerung der Biomasseproduktivität um 21 %12

im Vergleich zum Standardstamm erreicht werden. In den Screeningversuchen wuchsChlorella sp. 800 als Stamm mit der höchsten Wachstumsgeschwindigkeit mit einerBiomasseproduktivität von 0,494 g l−1 d−1 gegenüber Chlorella vulgaris 132 mit

12Steigerung = (0,494 g l−1 d−1 / 0,408 g l−1 d−1 x 100 %) - 100 % = 21 %


einer Biomasseproduktivität von 0,408 g l−1 d−1. Bei Kultivierung in Standzylin-derreaktoren führte eine Erhöhung der Lichtintensität von 200 µE m−2 s−1 auf 500µE m−2 s−1 zu einer Steigerung der Biomasseproduktivität bei Chlorella vulgaris132 von 0,329 g l−1 d−1 auf 0,626 g l−1 d−1. Das entsprach einer Zunahme um 90%13. Der größte Zuwachs wurde jedoch bei verändertem Lichtspektrum erzielt. BeiNutzung von überwiegend rotem und gelbem Licht (Lichtwand ASB12/400) betrugdie Biomasseproduktivität bei Chlorella vulgaris 132 im PBR500 0,354 g l−1 d−1.Bei tageslichtähnlichem Spektrum (Lichtwand VA-1) lag die Biomasseproduktivitätim PBR500 dagegen nur bei 0,128 g l−1 d−1. Hier wurde eine Steigerung um 177%14 erzielt. Die ausführlichen Berechnungen sind in Anhang C aufgeführt.Ein additiver Einfluss der drei Effekte auf die Wachstumsgeschwindigkeit war anzu-nehmen. Im Vergleich zu einer Kultivierung unter Standardbedingungen wäre eine6,4-fach höhere Biomasseproduktivität15 erreichbar. Die Nutzung einer schnellwach-senden Algenart bei hoher Lichtintensität und optimalem Lichtspektrum würde, eineÜbertragbarkeit der Laborergebnisse auf den betrachteten PBR35000 vorausgesetzt,die Biomasseproduktivität von 0,25 g l−1 d−1 auf 1,6 g l−1 d−1 steigern. Der Strom-verbrauch während der Kultivierung würde im gleichen Umfang von 885 kWhel auf138 kWhel sinken. Die Auswirkung auf das Verhältnis zwischen Stromverbrauch undStromgutschrift ist in Tabelle 7.6 dargestellt. Eine Verkürzung der Kultivierungs-dauer hatte keinen Einfluss auf die Menge an erzeugter oder benötigter Wärme.Deswegen sind die entsprechenden Werte in Tabelle 7.6 nicht aufgeführt.Im Vergleich zur Standardkultivierung konnte eine starke Verbesserung der Strom-bilanz erreicht werden: Während bei normaler Kultivierung noch 19-35 Mal mehrStrom verbraucht als bei der energetischen Nutzung generiert wurde, lag dieser Fak-tor bei optimierter Kultivierung nur noch bei 3,4-6,3.

13Steigerung = (0,626 g l−1 d−1 / 0,329 g l−1 d−1 x 100 %) - 100 % = 90 %14Steigerung = (0,354 g l−1 d−1 / 0,128 g l−1 d−1 x 100 %) - 100 % = 177 %15additive Steigerung = 1,21 x 1,9 x 2,77 = 6,4


Tabelle 7.6: Energiebilanz der Herstellung von 1 kg Biodiesel sowie der energetischenNutzung des Biodiesels und 25,9 kg Restbiomasse bei optimierter Kultivierung

Parameter Energetische Nutzung derRestbiomasse durch:

Vergasung Verbrennung HTC

Stromverbrauch* 165 kWhel 165 kWhel 165 kWhel

Stromgutschrift** 37 kWhel 26 kWhel 48 kWhel

Stromverbrauch / Stromgutschrift 4,5 6,3 3,4

*: entspricht 138 kWhel (Kultivierung) + 27 kWhel (Aufarbeitung)**: Werte aus Tabelle 7.5

Abbildung 7.6: Einfluss verschiedener Optimierungsstrategien auf das Verhältniszwischen Stomverbrauch und Stromgewinn (blaue Balken) sowie das Verhältniszwischen Wärmeverbrauch und Wärmegewinn (rote Balken). StV = Standard-Verfahren mit Verbrennung des Biodiesels und Vergasung der Restbiomasse; opK= optimierte Kultivierung; dBP = doppelte Biomasseproduktivität; dFs = doppel-ter Fettsäuregehalt; dLi = doppelter Lipidgehalt; kBD = kein Biodiesel; StH =Standard HTC-Behandlung; fEx = feuchte Extraktion (Erläuterungen siehe Text)


Die deutliche Senkung des Stromverbrauchs führte zu einer nachhaltigen Verbes-serung der Energiebilanz. Allerdings wurde, selbst im günstigsten Fall einer HTC-Behandlung der Restalgenbiomasse, immer noch mehr Strom verbraucht als gutgeschrieben. Deswegen ist eine weitere Optimierung der gesamten Prozesskette not-wendig. Entscheidend wird zukünftig das Screening von Algenarten sein. Insbeson-dere bei Beachtung von mindestens 100.000 noch nicht charakterisierten Algenartenbesteht ein großes Potential zur deutlichen Kostensenkung durch schnell wachsendeAlgenarten. Neben der Suche nach natürlicherweise vorkommenden Algenarten wirddie gentechnische Veränderung von Stämmen eine große Rolle spielen. In Analogiezu geänderten Kultivierungsbedingungen kann dadurch die Wachstumsgeschwindig-keit gesteigert sowie die Zusammensetzung der Biomasse verändert werden.Welche Maßnahmen diesbezüglich vermutlich am erfolgversprechendsten sein wer-den, ist in den Abb. 7.6, 7.7 und 7.8 sowie in den Tabellen 7.7 und 7.8 dargestellt.Bei der Berechnung der jeweiligen Energiebilanz wurde von fiktiven Änderungenbei der Wachstumsgeschwindigkeit oder der Zusammensetzung der Algenbiomasseausgegangen und der Einfluss auf die Energiebilanz quantifiziert. Eine energetische

Tabelle 7.7: Einfluss verschiedener Szenarien auf die Strombilanz der Herstellung von1 kg Biodiesel sowie der energetischen Nutzung des Biodiesels und der Restbiomasse

Szenarium Strom- Strom- Stromverbrauch /verbrauch gutschrift Stromgutschrift

doppelte BM-Produktivität 469 kWhel 37 kWhel 12,6doppelter Fettsäuregehalt 456 kWhel 19 kWhel 24,0doppelter Lipidgehalt 912 kWhel 47 kWhel 19,4keine Biodieselherstellung 912 kWhel 37 kWhel 24,6Standardszenarium Vergasung* 912 kWhel 37 kWhel 24,6Standardszenarium HTC* 912 kWhel 48 kWhel 19,0feuchte Extraktion und HTC 912 kWhel 48 kWhel 19,0

*: Werte aus Tabelle 7.5

Verwertung der Restbiomasse durch Vergasung wurde angenommen, da bei diesemVerfahren durchschnittliche Wirkungsgrade erzielt wurden. Außerdem wurde derFall einer vollständigen Vergasung der Algenbiomasse ohne vorherige Biodieselge-winnung bilanziert sowie die Biodieselherstellung durch eine angenommene Extrak-tion aus der feuchten Biomasse und nachfolgender HTC-Behandlung der Restbio-masse untersucht.


Die Verdopplung der Biomasseproduktivität führte zur Halbierung des Stromver-brauchs der Systempumpe des Röhrenreaktors. Alle anderen Parameter der Ener-giebilanz blieben unverändert. In der Folge wurde nur noch 12,6 Mal mehr Stromverbraucht als generiert. Im Vergleich zum Standardszenarium (Faktor 25) wurdeeine deutliche Verbesserung der Strombilanz erzielt. Eine Verdopplung der Biomas-seproduktivität hatte keine Auswirkung auf die Wärmebilanz. Bei einer Verdopplung

Tabelle 7.8: Einfluss verschiedener Szenarien auf die Wärmebilanz der Herstellungvon 1 kg Biodiesel sowie der energetischen Nutzung des Biodiesels und der Restbio-masseSzenarium Wärme- Wärme- Wärmeverbrauch /

verbrauch gutschrift Wärmegutschrift

doppelte BM-Produktivität 183 kWhth 82 kWhth 2,2doppelter Fettsäuregehalt 93 kWhth 40 kWhth 2,3doppelter Lipidgehalt 183 kWhth 104 kWhth 1,8keine Biodieselherstellung 182 kWhth 82 kWhth 2,2Standardszenarium Vergasung* 183 kWhth 82 kWhth 2,2Standardszenarium HTC* 183 kWhth 57 kWhth 3,2feuchte Extraktion und HTC 1 kWhth 57 kWhth 0,02

*: Werte aus Tabelle 7.5

des Fettsäuregehaltes der Algenbiomasse verdoppelte sich auch die Biodieselausbeu-te. Für die Herstellung von 1 kg Biodiesel war im betrachteten Szenarium folglichnur noch die halbe Menge an Ausgangsbiomasse notwendig. Der Stromverbrauchder Systempumpe des Röhrenreaktors halbierte sich in der Folge zwar einerseits.Andererseits stand jedoch auch weniger Restbiomasse für die energetische Nutzungzur Verfügung.Statt 26,9 kg Algenbiomasse mit einem Fettsäuregehalt von 3,3 %TS reichten beieinem Fettsäuregehalt von 6,6 %TS bereits 13,45 kg Biomasse aus, um 1 kg Biodieselherzustellen. Bei unverändertem Lipidgehalt der Ausgangsbiomasse wurde nach Ent-fernung der Fettsäuren 12,5 kg Restbiomasse mit 16 %TS Lipid-, 39 %TS Protein-und 45 %TS Kohlenhydratgehalt erhalten. Der massebezogene Energiegehalt betrugunter Beachtung der in Tabelle 7.3 aufgeführten durchschnittlichen Energiegehalteder Biomassebestandteile 18,0 MJ kg−1. In der Restbiomasse waren folglich insge-samt noch 225 MJ gespeichert (Berechnungen siehe Anhang C). Aus der Verbren-nung von Biodiesel resultierte wieder ein Stromgewinn von 3 kWhel und aus der


Vergasung der Restbiomasse in diesem Fall ein Stromgewinn von 16 kWhel. DerWärmegewinn lag bei 5 kWhth (Biodiesel) und bei 35 kWhth (Restbiomasse). Beidoppeltem Fettsäuregehalt der Biomasse verbesserte sich die Strombilanz gegenüberden Standardbedingungen geringfügig. Die Wärmebilanz blieb gleich. Eine Verdopp-

Abbildung 7.7: Einfluss verschiedener Optimierungsstrategien auf den Stromver-brauch relevanter Prozesse zur Erzeugung der Algenbiomasse (blau = Kultivierung;gelb = Aufkonzentrierung) und auf den Stromgewinn bei der energetischen Nutzungder Produkte (grün = Biodiesel; rot = Restbiomasse). StV = Standard-Verfahrenmit Verbrennung des Biodiesels und Vergasung der Restbiomasse; opK = optimierteKultivierung; dBP = doppelte Biomasseproduktivität; dFs = doppelter Fettsäure-gehalt; dLi = doppelter Lipidgehalt; kBD = kein Biodiesel; StH = Standard-HTC-Behandlung; fEx = feuchte Extraktion

lung des Lipidgehaltes der Algenbiomasse führte bei gleichbleibendem Fettsäurege-halt zu einer Erhöhung des Energiegehaltes der Restbiomasse von 19,0 MJ kg−1 beiStandardbedingungen auf 24,6 MJ kg−1. Hierfür wurde ein Lipidgehalt von 43 %TS,ein Proteingehalt von 27 %TS und ein Kohlenhydratgehalt von 30 %TS zu Grundegelegt. In der Restbiomasse waren insgesamt 636 MJ gespeichert. Ein Stromgewinnvon 44 kWhel resultierte aus der Vergasung der Restbiomasse und von 3 kWhel ausder Biodieselverbrennung. Wärmegewinne von 99 kWhth (Restbiomasse) und von 5kWhth (Biodiesel) waren ebenfalls die Folge. Bei verdoppeltem Lipidgehalt verbes-


serte sich die Strombilanz gegenüber dem Standardszenarium deutlich: Statt 25 Malmehr Strom zu verbrauchen als zu generieren, wurde nur noch 19 Mal mehr Stromverbraucht. Die Wärmebilanz verbesserte sich gegenüber dem Standardszenariumebenfalls: Statt wie unter Standardbedingungen 2,2 Mal mehr Wärme zu verbrau-chen als zu generieren wurden bei doppeltem Lipidgehalt der Biomasse nur noch 1,8Mal mehr Wärme verbraucht. Wenn die gesamte Biomasse vergast wurde und keine

Abbildung 7.8: Einfluss verschiedener Optimierungsstrategien auf den Wärmever-brauch relevanter Prozesse zur Erzeugung der Algenbiomasse (blau = Trocknung;gelb = Umesterung) und auf den Wärmegewinn bei der energetischen Nutzung derProdukte (grün = Biodiesel; rot = Restbiomasse). StV = Standard-Verfahren mitVerbrennung des Biodiesels und Vergasung der Restbiomasse; opK = optimierteKultivierung; dBP = doppelte Biomasseproduktivität; dFs = doppelter Fettsäure-gehalt; dLi = doppelter Lipidgehalt; kBD = kein Biodiesel; StH = Standard-HTC-Behandlung; fEx = feuchte Extraktion

vorherige Biodieselherstellung stattfand, wurden keine oder nur geringfügige Aus-wirkungen auf die Energiebilanz festgestellt. Ausgehend von Biomasse von Chlorellavulgaris 132 (mit 23 %TS Lipid-, 36 %TS Protein- und 41 %TS Kohlenhydratgehalt)wurde in diesem Fall ein Energiegehalt der Biomasse von 19,7 MJ kg−1 berechnet.In 26,9 kg Algenbiomasse von Chlorella vulgaris waren folglich 530 MJ enthalten.37 kWhel Strom und 82 kWhth Wärme wurden produziert.


Nach Weglassen des Trocknungsschrittes bei einer Extraktion aus feuchter Biomasseund einer HTC-Behandlung der Restbiomasse blieben Stromverbrauch und Strom-gewinn unverändert. Da aber ein Großteil der benötigten Wärme eingespart werdenkonnte, resultierte bei dieser Kombination erstmal eine positive Wärmebilanz. Eswurde 56 Mal mehr Wärme erzeugt als verbraucht. Allerdings sind Extraktions-verfahren aus der feuchten Biomasse noch nicht routinetauglich, es besteht nochEntwicklungsbedarf.Insgesamt kann an dieser Stelle festgestellt werden, dass die Steigerung der Bio-masseproduktivität die nachhaltigste Verbesserung der Energiebilanz zur Folge hat-te. Allerdings betraf das nur die Strombilanz. Die Wärmebilanz blieb unverändert.Einen starken Einfluss übte auch die Veränderung des Lipidgehaltes der Biomasseaus. Bedingt durch den höheren Energiegehalt der Restbiomasse resultierten er-hebliche Verbesserungen sowohl bei der Strom- als auch bei der Wärmebilanz. DieErhöhung des Fettsäuregehaltes der Biomasse oder die energetische Nutzung derBiomasse ohne Biodieselherstellung erbrachte keine Effekte. Den stärksten Effektauf die Wärmebilanz erbrachte das Weglassen des Trocknungsschrittes durch eineExtraktion aus der feuchten Biomasse. Die nachfolgende HTC-Behandlung setzt so-wieso die Anwesenheit von Wasser voraus, da Wasser als Reaktionspartner selbstan der Reaktion teilnimmt. Eine ideale Kombination wäre mit diesem Szenariumgegeben. Die vollständige Trocknung der Biomasse für die Biodieselherstellung mitnachfolgender Aufschlämmung der Biomasse für die HTC-Behandlung (wie im Stan-dardszenarium der HTC-Behandlung angenommen) macht prozesstechnisch wenigSinn. Neben den untersuchten Maßnahmen wird eine weitere Vergrößerung des Kul-tivierungsvolumens bei der industriellen Nutzung infolge optimierter Anlagenausle-gung zukünftig zusätzliche Verbesserungen zur Folge haben.

7.5.3 Besonderheiten des Energieträgers Algenbiomasse

In Deutschland wir die Nutzung von Biomasse und anderen erneuerbaren Ener-gieträgern im Gesetz für den Vorrang erneuerbaren Energien vom 25.12.2008 (dassogenannte Erneuerbare-Energie-Gesetz) geregelt. Für die erneuerbaren Energieträ-ger gelten seitdem garantierte erhöhte Einspeisevergütungen in das deutsche Strom-netz. Je nach Anlagengröße liegen diese für Biomasse zwischen 6,0 und 14,3 Cent proKWhel. Welche Stoffe unter dem Begriff "Biomasse" zusammengefasst werden, ist inder Biomasseverordnung vom 21.6.2001 (letzte Änderung vom 24.2.2012) definiert.Dazu zählen unter anderem Energieträger aus Phytomasse sowie die resultierenden


Folge- und Nebenprodukte, Rückstände und Abfälle, deren Energiegehalt aus derPhytomasse stammt. Daneben beschreibt das Erneuerbare-Energie-Gesetz explizitdie Einstufung von Pflanzenölmethlyestern. Diese gelten bei Einsatz zur Anfahr-,Zünd- und Stützfeuerung ebenso als Biomasse. Algenmasse und der daraus herge-stellte Biodiesel sind folglich förderfähig im Sinne der Gesetzgebung.Bei der energetischen Verwertung von Energieträgern auf Algenbasis sind allerdingsdie Anforderungen des Bundes-Immissionsschutzgesetz (37. BImSchV) einzuhalten.Die diesbezüglichen Besonderheiten von Algenbiomasse werden nachfolgend disku-tiert. Ungefähr 7 % der Algenbiomasse bestehen aus Stickstoff. Deshalb ist, im Ge-gensatz zu anderen Energieträgern auf Biomassebasis, besonderes Augenmerk aufdie Vermeidung hoher Stickoxid (NOx) - Emissionen zu legen. Zu den Stickoxidenwerden Stickstoffmonoxid (NO) und Stickstoffdioxid (NO2) zusammengefasst. Inder 37. BImSchV sind die Grenzwerte für diese Verbindungen für verschiedene in-dustrielle Anlagen aufgeführt. Die angegebenen Grenzwerte beziehen sich auf einenJahresmittelwert, der auf jeden Fall einzuhalten ist.Stickoxide entstehen entweder durch die hohen Stickstoffgehalte von Luft (wenn Luftim Verbrennungsprozess mit dem Brennstoff in Kontakt kommt) oder vom Brenn-stoff selbst. Zur Vermeidung von Stickoxidemissionen können prinzipiell zwei Wegeunterschieden werden: Zum Einen können Primärmaßnahmen durchgeführt werden.Anlagenbedingt wird hierbei die Entstehung von Stickoxiden von vornherein ver-mindert oder vermieden. Zum Anderen werden durch Sekundärmaßnahmen bereitsgebildete Stickoxide aus dem Abgasstrom entfernt. Die erfolgversprechendste Maß-nahme zur Absenkung des Stickstoffgehaltes der Algenbiomasse ist die Anzucht vonAlgen im Nitratmangelmedium. Dadurch sinken die Proteinanteile in der Biomasseund die Fettsäuregehalte steigen. Beide Effekte sind erwünscht und reduzieren dieMenge an Stickoxiden in starkem Umfang. Die Auswirkungen verminderter Nitrat-gehalte im Kultivierungsmedium auf das Wachstum und die Stickstoffgehalte derBiomasse sind in Tabelle 7.9 zu sehen. Wurde Chlorella vulgaris 132 in einem Kul-tivierungsmedium mit 10 % des ursprünglichen Nitratgehaltes kultiviert, folgte einedeutliche Steigerung der Fettsäureproduktivität. Gleichzeitig sank der Proteinanteilder Biomasse. Die entsprechenden N-Gehalte fielen von 7,4 %TS auf 2,6 %TS. Dasentsprach einer Minderung um 65 %.Bei der Vergasung von Biomasse spielt außerdem das verwendete Vergasungsmit-tel eine entscheidende Rolle (nachfolgender Abschnitt nach [134]): Aufgrund hoherStickstoffgehalte führt Luft als Vergasungsmittel zu einem relativ geringen Heizwertdes entstehenden Generatorgases sowie hohen Gehalten an NOx. Hohe Heizwer-


te und geringe NOx-Konzentrationen werden dagegen bei Einsatz von Sauerstoffoder von Wasser erreicht. Allerdings sind bei beiden Varianten zusätzliche Anlagen-komponenten für die Sauerstoffbereitstellung bzw. für die externe Wärmezufuhr beiVerwendung von Wasser als Vergasungsmittel notwendig. Bei den in dem Fall vorlie-genden reduzierenden Bedingungen (Sauerstoffmangel) entsteht außerdem Ammoni-ak oder im Idealfall molekularer Stickstoff (N2). Ammoniak kann zwar einerseits zukorrosiven Schäden an Anlagenteilen führen. Andererseits wird es jedoch prozessin-tern zur Minderung der NOx-Gehalte im Abgasstrom der Synthesegasverbrennunggenutzt.

Tabelle 7.9: Einfluss verminderter Nitratgehalte im Kultivierungsmedium auf dasWachstum und die Zusammensetzung von Chlorella vulgaris 132

Parameter Kultivierungsmedium mitNitratgehalten von

100 %* 10 %* 1 %*Biomasseproduktivität (g l−1 d−1) 0,43 0,284 0,047Aminosäuregehalt (%TS) 32,5 11,3 11,6entsprechender N-Gehalt (%TS) 7,4 2,6** 2,6***Fettsäuregehalt (%TS) 5,6 22,5 22,3Fettsäureproduktivität (mg l−1 d−1) 24,1 63,9 10,5

*: bezogen auf den Standardnitratgehalt für Tamiya-Medium**: N-Gehalt = 11,3 %TS / 32,5 %TS x 7,4 %TS = 2,6 %TS***: N-Gehalt = 11,6 %TS / 32,5 %TS x 7,4 %TS = 2,6 %TS

Bei der direkten Verbrennung von Pelletts aus Algenbiomasse kommen die Min-derung des Sauerstoffangebotes, die Regelung der Flammen- und Verbrennungstem-peratur bzw. der Verweilzeit im Bereich hoher Temperaturen durch Oxidationsmit-telstufung, Brennstoffstufung oder Abgasrückführung als mögliche Primärmaßnah-men zum Einsatz. Zu den Sekundärmaßnahmen gehört die Installation einer Entsti-ckungsstufe. Üblicherweise kommt das SNCR-Verfahren zum Einsatz, bei dem Am-moniak in den Rauchgasstrom eingedüst wird, wobei sich die NOx-Verbindungenmit Ammoniak zu molekularem Stickstoff und Wasser umsetzen [142]. Wird zusätz-lich ein Katalysator eingesetzt (SCR-Verfahren, selektive katalytische Reduktion),lässt sich die Effektivität des Verfahrens steigern und es treten positive Zusatzeffekte(Quecksilberoxidation, Abbau von möglicherweise entstandenen Dioxinen und Fu-


ranen) auf. Die Entstickungsstufe kann in drei Schaltungsvarianten verbaut werden:vor der Staubfilterung als High-Dust, hinter der Staubfilterung als Low-Dust oderhinter der Entschwefelung als Tail-End. Je näher die Entstickungsstufe am Verbren-nungsort angesiedelt ist, desto höher sind die Temperaturen (die dann direkt fürdie Entstickungsreaktion nutzbar sind) und desto geringer ist allerdings (bedingtdurch die hohe Staubbelastung) die Lebenszeit der Katalysatoren. Durch möglicheTaupunktunterschreitungen können außerdem Ablagerungen und Korrosionen anden Anlagen auftreten. Derartige unerwünschte Sekundärreaktionen betreffen dieBildung von Ammoniumchlorid, Ammoniumhydrogensulfat, Ammoniumsulfat so-wie Alaunen. Das Einhalten eines geeigneten Temperaturfensters ist notwendig, umdie Emissionsgrenzen für Ammoniak und Stickoxide einhalten zu können. Im Feu-erraum muss außerdem eine homogene Verteilung erreicht werden, da eine schlechteDurchmischung zu einem hohen Ammoniakschlupf führt.Mit der SCR-Technik lassen sich Entstickungsgrade im Abgasstrom von über 90% erreichen [135]. In mehreren Modellrechnungen wurde in dieser Publikation über-prüft, wie sich die Nachrüstung einer SCR-Anlage auf ein typisches Braunkohlekraft-werk auswirkt. Selbst bei einer Anordnung in Tail-End und des damit verbundenenzusätzlichen Wärmebedarfs wurde lediglich eine Verminderung des elektrischen Wir-kungsgrades von 42,0 % auf 40,8 % [143] berechnet. Bei einem Gasturbinenkraftwerkerfolgte eine Minderung des elektrischen Wirkungsgrades von 38,5 % auf 37,7 %.Insgesamt kann an dieser Stelle festgehalten werden, dass die Einhaltung der NOx-Grenzwerte der 37. BImSchV trotz im Vergleich zu anderen Energieträgern höhererN-Gehalte möglich ist und auch nicht zu einer Verschlechterung der Energiebilanzführt.

7.6 CO2-Bilanz

In diesem Abschnitt wird die CO2-Bilanz für die Biodieselherstellung aus Algenbio-masse dargestellt. In Analogie zum vorherigen Abschnitt wird die Produktion von1 kg Biodiesel und der energetischen Verwertung des Biodiesels im BHKW sowieder energetischen Nutzung von 25,9 kg Restbiomasse durch Vergasung gegenüberge-stellt. Die entsprechenden Werte sind in Tabelle 7.10 dargestellt. Neben 39,2 kg CO2,welches direkt für die Kultivierung benötigt wird, wird im Gesamtprozess Strom undWärme verbraucht. Die industrielle Bereitstellung von Strom und Wärme ist mit derEmission von Treibhausgasen (THG) verbunden. In der CO2-Bilanz wurden die ausfossilen Quellen stammenden sowie einen Treibhauseffekt verursachenden Gase CO2,


CH4 und N2O entsprechend ihrer individuellen Schadwirkung zu CO2-Äquivalenten(CO2-eq, nach [136]) zusammengefasst. Die Erzeugung von 1 MWhel Strom verur-sachte 2010 in Deutschland eine durchschnittliche Freisetzung von 628 kg CO2-eq[137].Die Bereitstellung von 1 MWhth Wärme war mit einer durchschnittlichen Emissionvon 255 kg CO2-eq [137] verbunden. Entsprechend der verbrauchten Energiemengenaus Tabelle 7.5 bewirkte die Produktion von 1 kg Algenbiodiesel einen Treibhausef-fekt von 573 kg CO2-eq16 durch den Stromverbrauch. Die Bereitstellung der benö-tigten Wärme verursachte eine Freisetzung von 47 kg CO2-eq17. Zuzüglich der beider Kultivierung direkt injizierten CO2-Menge ergibt sich eine THG-Emission von659 kg CO2-eq18. Die ausführlichen Berechnungen sind in Anhang D aufgeführt.Bei der energetischen Nutzung des Algenbiodiesel und der Restbiomasse entsteht

Tabelle 7.10: CO2-Bilanz der Herstellung von 1 kg Biodiesel sowie der energetischenNutzung des Biodiesels und der Restbiomasse (alle Angaben in kg CO2-eq)

Szenarium Quelle Emission Gutschrift Emission /Gutschrift

Standard Kultivierung 39 -Strom 573 23Wärme 47 21gesamt 659 44 15

optimierte Kultivierung 39 -Kultivierung Strom 104 23

Wärme 47 21gesamt 190 44 4,3

regenerative Kultivierung 0 -Energieträger Strom 0 23

Wärme 0 21gesamt 0 44 -

CO2. Die Emission stammt jedoch nicht aus fossilen Quellen. Diese Tatsache stellteinen bedeutenden ökologischen Vorteil dar. Durch die energetische Nutzung vonAlgenbiomasse wird maximal so viel CO2 freigesetzt, wie vorher aus der Atmosphä-

16mCO2,el = 0,912 MWhel x 628 kg CO2-eq MWh−1el = 573 kg CO2-eq

17mCO2,th = 0,183 kWhel x 255 kg CO2-eq kWh−1el = 47 kg CO2-eq

18mCO2,ges = 39 kg CO2-eq + 573 kg CO2-eq +47 kg CO2-eq = 659 kg CO2-eq


re in die Algenbiomasse eingebaut wurde. Auf diese Weise wird der Kohlenstoff-kreislauf kurzfristig geschlossen. Bei der Nutzung fossiler Energieträger stellt sichdie Situation jedoch grundlegend anders dar: Diese Energieträger entstanden zwarauch aus Pflanzenresten. Damit stammte der enthaltene Kohlenstoff letztendlichaus der Atmosphäre. Allerdings wurde der Kohlenstoff beziehungsweise das CO2

vor sehr langen Zeiträumen gebunden und durch Ablagerung und Überdeckung mitGesteinsschichten dauerhaft dem atmosphärischen Kreislauf entzogen. Erst durchdie Kombination von Bergbau und Verbrennung gelangte das CO2 wieder in dieAtmosphäre. Damit führt die Verbrennung von fossilen Energieträgern aktuell zueiner dauerhaften Erhöhung des CO2-Gehaltes in der Atmosphäre. Dagegen hat die

Abbildung 7.9: Einfluss verschiedener Szenarien auf die CO2-Emission, bedingtdurch: gelb = direkte Injektion während der Kultivierung; blau = den Verbrauchbzw. die Erzeugung von Strom; rot = den Verbrauch bzw. die Erzeugung von Wär-me. StV = Standard-Verfahren mit Verbrennung des Biodiesels und Vergasung derRestbiomasse; opK = optimierte Kultivierung; regEt = regenerative Energieträger.Erläuterungen siehe Text.

energetische Nutzung von Algenbiomasse ebenso wie die energetische Nutzung an-derer regenerativer Energieträger keinen langfristigen Einfluss auf den CO2-Gehalt.Deshalb wurden die beim energetischen Verwertungsprozess von Algenbiomasse frei-gesetzten THG in der vorliegenden CO2-Bilanz auf der Seite der Emission nicht be-


rücksichtigt. Da die erzeugte Strom- bzw. Wärmemenge jedoch fossile Energieträgerersetzen kann, erfolgte eine Gutschrift. Aus der energetischen Nutzung von Biodie-sel sowie der Restbiomasse folgte eine Stromgutschrift von 37 kWhel (Tabelle 7.7).Das entsprach nach [137] 23 kg CO2-eq19. Die Wärmegutschrift betrug 82 kWhth

(Tabelle 7.8). Das entsprach der Einsparung von 21 kg CO2-eq20. Insgesamt betrugdie Gutschrift 44 kg CO2-eq21.Beim Standardszenarium wurde, insbesondere bedingt durch den hohen Stromver-brauch bei der Kultivierung, mit 659 kg CO2-eq eine erhebliche Menge an THGfreigesetzt (Tabelle 7.10, Abb. 7.8). Der Tatsache stand eine Gutschrift durch denErsatz fossiler Energieträger in Höhe von 44 kg CO2-eq gegenüber. Folglich wurden15 Mal mehr THG freigesetzt als fixiert. Durch eine optimierte Kultivierung (Ab-schnitt 7.5.2) wurde das Verhältnis nachhaltig verbessert. In diesem Fall wurdennur noch 104 kg CO2-eq22 durch den Strombedarf und 47 kg CO2-eq23 durch denWärmebedarf emittiert. Zuzüglich der 39 kg CO2, die bei der Kultivierung direktbenötigt wurden, ergab sich insgesamt eine THG-Emission von 190 kg CO2-eq24.Damit wurden nur noch 4,3 Mal mehr THG freigesetzt als fixiert.Wurde CO2 aus der Verbrennung regenerativer Energieträger (z.B. aus den Rauch-gasen eines Biomassekraftwerkes) für die Kultivierung genutzt sowie der benötigteelektrische Strom aus regenerativen Energieträgern erzeugt, erfolgte dagegen keineEmission von THG (Tabelle 7.10). In einer Windenergieanlage erfolgt beispielswei-se die Umwandlung der Windenergie über Rotorblätter und einem angeschlossenenGenerator in elektrischen Strom. Da keine Verbrennungsprozesse notwendig sind,entstehen keine THG.Wurden auch zur Wärmeerzeugung regenerative Energieträger (wie beispielsweiseHolz) genutzt, folgte eine Nullemission an THG. Die CO2-Bilanz war in diesemFall negativ. 44 kg CO2-eq wurden durch den Ersatz fossiler Energieträger der At-mosphäre entzogen. Für Aussagen zum globalen Einfluss auf den Treibhauseffektspielen die für die Algenzucht in Anspruch genommenen Gebiete eine große Rolle.Generell wird im Vergleich zur vorherigen Nutzung der Flächen weniger CO2 derAtmosphäre entzogen, wenn für die PBR Standorte genutzt wer-den, die vorher vonPflanzen mit hoher CO2-Fixierungskapazität besiedelt waren. Nach Rodung von Re-

19mCO2,el = 0,037 MWhel x 628 kg CO2-eq MWh−1el = 23,2 kg CO2-eq

20mCO2,th = 0,082 MWhel x 255 kg CO2-eq MWh−1el = 20,9 kg CO2-eq

21mCO2,ges = 23,2 kg CO2-eq + 20,9 kg CO2-eq = 44 kg CO2-eq22mCO2,el = 0,165 MWhel x 628 kg CO2-eq MWh−1

el = 104 kg CO2-eq23mCO2,th = 0,183 MWhel x 255 kg CO2-eq MWh−1

el = 47 kg CO2-eq24mCO2,ges = 39 kg CO2-eq + 104 kg CO2-eq +47 kg CO2-eq = 190 kg CO2-eq


genwaldflächen für den Anbau von Zuckerrohr wurden beispielsweise 248 g CO2-eqMJ−1 und für den Anbau von Sojabohnen 616 g CO2-eq MJ−1 zusätzlich emittiert[138]. Werden derart produktive Standorte für den Anbau von Energiepflanzen ge-nutzt, so ist die Dieselherstellung aus fossilen Quellen ökologisch sinnvoller. Selbstwenn normales Grasland in Deutschland zu Rapsanbauflächen umgewandelt wird,resultiert ein zusätzlicher CO2-Austrag von 76 g CO2-eq MJ−1 [138]. In Deutschlandist der Anbau von Energiepflanzen nur auf wenig produktiven Standorten, wie bei-spielsweise degradierten oder unbewachsenen Flächen, ökologisch sinnvoll. Die hierursprünglich vorhandene Vegetation fixiert wenig CO2, sodass eine Nutzungsände-rung durch den Anbau von Energiepflanzen weniger stark ins Gewicht fällt. DerAnbau von Energiepflanzen ist hier jedoch nur für eine Algenzucht sinnvoll, da dieBiomasseproduktivität von Algen in den künstlichen Kultivierungssystemen weitge-hend standortunabhängig ist. Bei anderen Energiepflanzen ist mit einer deutlichenReduktion der Erträge zu rechnen.Eine umfassende CO2-Bilanz von Algenbiodiesel über den gesamten Lebenszykluswurde bereits publiziert [139]. In dieser Publikation wurde Nannochloropsis in ei-nem PBR kultiviert und daraus Biodiesel hergestellt. Für die Bilanzierung wurdedas Programm GREET in dieser Publikation verwendet. Bei Nutzung von kon-ventionellem Diesel wurde eine Freisetzung von 93,1 g CO2-eq MJ−1, für Biodieselaus Sojabohnen von 5,0 g CO2-eq MJ−1 und für Biodiesel aus Mikroalgen eine Fi-xierung von 1,3 g CO2-eq MJ−1 berechnet [139]. Damit war nur die Nutzung vonAlgenbiodiesel ökologisch sinnvoll.

7.7 Sonstige ökologische Auswirkungen

Bei der Einschätzung von ökologischen Auswirkungen der Algenproduktion spieltder Wasserverbrauch eine entscheidende Rolle. Einerseits wird Wasser als Lösemit-tel für die Nährsalze benötigt. Dieses Wasser kann aber prinzipiell wieder verwendetwerden. Wasserverluste fallen in open Pond - Systemen durch Verdunstung undbei geschlossenen Systemen für eine mögliche Kühlung an. Die Verluste sind jedochgegenüber einer Bewässerung von Landpflanzen vergleichsweise gering. Für die An-zucht mariner Algen ist sogar die Nutzung von Meerwasser denkbar. Theoretischkann diese quasi unbegrenzt zur Verfügung stehende Ressource auch für Süßwas-seralgen verwendet werden. In diesem Fall müsste das Meerwasser jedoch aufbereitetwerden, was den notwendigen Energieaufwand stark erhöht [140]. Die Verfügbarkeitvon Wasser spielt für den Gesamtprozess dahingehend eine entscheidende Rolle, dass


lange Transportwege (wie zum Beispiel in Wüstengebieten denkbar) vermieden wer-den müssen. Pro 100 Meter Entfernung folgt ein Anstieg der Energieaufwendungenum 6 % [141]. Für die Beurteilung der ökologischen Folgen von Algenzuchtanlagenist die Einschätzung des Eutrophierungspotentials sehr wichtig. Nachteilig wäre eineEinleitung des Kulturmediums nach Beendigung der Kultivierung in die Umgebung.Die noch vorhandenen Nährstoffe würden zur Eutrophierung von Gewässern führen.Bei einer erneuten Verwendung des Kultivierungsmediums besteht die Gefahr jedochnicht. Wenn sogar mit Nährstoffen belastetes Abwasser für die Kultivierung genutztwird, resultiert ein positiver Effekt. Die Nährsalze werden dem Abwasser entzogenund dadurch das Eutrophierungspotential gesenkt. Folglich ist das Eutrophierungs-potential von Algenzuchtanlagen gering.Humantoxische Auswirkungen sind ebenfalls kaum zu erwarten. Einige Algenartenkönnen zwar Toxine produzieren. Das spielt jedoch nur eine Rolle, wenn die Pro-dukte in die menschliche Nahrungskette gelangen. Toxin produzierende Algenartensind nach heutigem Wissensstand für die Biodieselproduktion eher ungeeignet. Siesind deshalb nur von Bedeutung, wenn sie Kultivierungssysteme kontaminieren.

7.8 Ökonomische Betrachtung

Die Herstellungskosten für Algenbiomasse liegen bei 4-10 EUR kg−1 bei einer Kulti-vierung in PBR [142]. In open Pond - Systemen fallen geringere Produktionskostenvon 0,4-1,8 EUR kg−1 an. Allerdings ist in open Pond - Systemen die Biomassepro-duktivität stark vermindert. Eine Steigerung der Biomasseproduktivität senkt nach[142] die Produktionskosten um 5 %. Eine stärkere Kostenreduktion ist erreichbar,wenn CO2 (z.B. aus Kraftwerksabgasen), Wasser und Nährstoffe (z.B. aus Abwasser)kostenfrei genutzt werden können. Dadurch ist eine Kostenreduktion um bis zu 50 %möglich [142]. Eine wirtschaftlich sinnvolle Biodieselproduktion aus Mikroalgen istaußerdem nur bei gleichzeitiger Gewinnung hochwertiger und folglich hochpreisigerProdukte aus der Biomasse möglich.

125

Kapitel 8

Zusammenfassung und Ausblick

In der vorliegenden Arbeit wurden die Voraussetzungen für eine Optimierung derBiodieselproduktion aus Mikroalgen geschaffen.Eine entscheidende Senkung der für die Produktion der Algenbiomasse notwendigenEnergiemenge erfolgte durch eine Verkürzung der Kultivierungszeit: Die Erhöhungder Beleuchtungsstärke und die Wellenlängenverschiebung des eingestrahlten Lichtesin pflanzennutzbare Bereiche führten hierbei zu den nachhaltigsten Verbesserungen.Im Rahmen von Screeningversuchen wurden außerdem fünf Stämme identifiziert,die natürlicherweise bereits eine höhere Biomasseproduktivität erreichten als derStandardstamm. Zukünftig wird die Suche nach neuen schnellwachsenden Algen-arten eine zentrale Rolle spielen. Bei insgesamt mindestens 100.000 existierendenAlgenarten besteht ein riesiges und oft noch nicht charakterisiertes Potenzial. Diegentechnische Veränderung erfolgversprechender Stämme führt durch optimal ange-passte Stoffwechselwege zu einer weiteren Verkürzung der Kultivierungsdauer.Die alleinige energetische Nutzung des aus der Algenbiomasse erzeugten Biodie-sels führte zu unbefriedigenden Strom- und Wärmegewinnen. Eine entscheidendeErhöhung wurde durch eine energetische Nutzung der Restbiomasse erreicht: DieHTC-Behandlung der Restbiomasse bewirkte bedeutende Strom- und die Verbren-nung der Restbiomasse entscheidende Wärmegewinne. Eine positive Energiebilanzwurde jedoch in keinem Fall erreicht. Erfolgte dagegen die Extraktion der Biodiesel-vorprodukte aus der feuchten Algenbiomasse unter Wegfall des Trocknungsschrittessowie die Verwertung der feuchten Restbiomasse durch hydrothermale Karbonisie-rung resultierte ein Nettowärmegewinn. Bei dieser Verfahrensvariante wurde mehrWärme erzeugt als für die Biodieselherstellung benötigt wurde.Für eine effektive Biodieselproduktion spielt die Fettsäureproduktivität die entschei-dende Rolle. Im Rahmen der vorliegenden Arbeit wurden acht Stämme identifiziert,

KAPITEL 8. ZUSAMMENFASSUNG UND AUSBLICK 126

die im Vergleich zum Standardstamm eine höhere Fettsäureproduktivität aufwie-sen. Die Anzucht im Kulturmedium mit einem geringen Nitratgehalt führte zu einerweiteren Steigerung der Fettsäureproduktivität. Gleichzeitig wurde der Stickstoffge-halt der Biomasse und in der Folge davon die Menge der entstandenen Stickoxidebei der energetischen Nutzung vermindert. Im Labormaßstab erfolgreich getesteteAlgenstämme wurden bis zum 500 Liter - Maßstab kultiviert. Hierbei ließen sich dieErgebnisse ohne wesentliche Einschränkungen übertragen.Im Ergebnis verschiedener Experimente wurden die derzeit optimalen Bedingungenfür die weitere Verarbeitung der Algenbiomasse definiert: Für viele Stämme sindSedimentationsverfahren eine Alternative für die energieaufwändige Zentrifugation.Die kombinierte Behandlung von Algenzellen mit Ultraschall und hohem Druck er-gab die besten Resultate bei der Zerstörung von Algenzellen. Mit kurzkettigen Alko-holen in Kombination mit Chloroform wurden Lösemittelgemische identifiziert, diehohe Extraktionsraten für die Ausgangsstoffe der Biodieselherstellung sicherstellten.Insbesondere aus Gründen des Klimaschutzes und der fehlenden Inanspruchnahmelandwirtschaftlicher Nutzflächen werden die Erzeugung und die Verwertung von Al-genbiomasse zukünftig an Bedeutung gewinnen. In einem derartigen Prozess werdenCO2 aus Kraftwerksabgasen sowie Phosphat und Nitrat aus kommunalen Abwäs-sern genutzt. Die Extraktion der Fettsäuren erfolgt aus der feuchten Biomasse, dieRestbiomasse wird durch hydrothermale Karbonisierung energetisch verwertet undin Strom und Wärme umgewandelt.

127

Anhang A

Berechnungen für die Massenbilanz

Das Ziel dieses Kapitels ist es, die Vorgehensweise zur Berechnung der Massenbilanznachvollziehbar darzustellen. Aufgeführt sind die jeweils geltenden Voraussetzungenund die Formeln, die zur Berechnung genutzt wurden.

Berechnung der Menge an Wasser zum Erntezeitpunkt:Es gilt: cBiomasse, Ernte = 3,0 g l−1 = 3,0 kg x 1000 l−1

mBiomasse, Ernte = 26,9 kgmH2O,Ernte = 26,9 kg x 1000 l / 3,0 kg = 8967 kg

Berechnung der Menge an Startbiomasse:Es gilt: cBiomasse, Start = 0,2 g l−1

mBiomasse, Start = 0,0002 kg l−1 x 8967 l = 1,8 kg

Zusammensetzung der Biomasse: Es gilt (nach Elementaranalyse TUB für Chlorellaautotroph IGV; alle Angaben in Masse-%): 42,9 %TS C; 6,2 %TS H; 7,4 %TS N;0,45 %TS S; Der P-Gehalt wurde auf 0,3 %TS festgelegt.

Der O-Gehalt wurde aus dem Residualwert der anderen Bestandteile berechnet: mO

= 100 %TS - 42,9 %TSC - 6,2 %TSH - 7,4 %TSN - 0,4 %TSS - 0,3 %TSP = 42,8 %TS

Bei 1,8 kg Startbiomasse entspricht dies: 0,8 kg C; 0,8 kg O; 0,1 kg H; 0,1 kg N; 0,0kg P; 0,0 kg S

Bei 26,9 kg Endbiomasse entspricht dies: 11,5 kg C; 11,5 kg O; 1,7 kg H; 2,0 kg N;0,1 kg P; 0,1 kg S

ANHANG A. BERECHNUNGEN FÜR DIE MASSENBILANZ 128

Berechnung der zugeführten Menge an H bzw. H2O:Es gilt: Es sind 1,7 kg H in der Endbiomasse fixiert. Abzüglich von 0,1 kg fixiertemH in der Startbiomasse ergibt sich eine Zufuhr von 1,6 kg H.

1 kg H2O besteht aus 0,111 kg H und 0,889 kg O. Das heißt für 1,6 kg H werden 1,6kg x 0,889 kg / 0,111 kg = 12,8 kg O = 14,4 kg H2O benötigt.

mH2O, Start= 8967 kg + 14,4 kg = 8981,4 kg

Es gilt: gilt MGH2O = 18 g mol−1; MGH = 1 g mol−1; MGO = 16 g mol−1

mH = 8981,4 kg H2O x 2 g mol−1 / 18 g mol−1 = 997,9 kg HmO = 8981,4 kg H2O x 16 g mol−1 / 18 g mol−1 = 7983,5 kg O

Berechnung der zugeführten Menge an CO2:Es gilt: Es sind 11,5 kg C in der Endbiomasse fixiert. Abzüglich von 0,8 kg C ausder Startbiomasse ergibt sich eine Zufuhr von 10,7 kg C.

Es gilt: MGCO2 = 44 g mol−1; MGC = 12 g mol−1; MGO = 16 g mol−1; mCO2 =10,7 kg x 44 g mol−1 / 12 g mol−1 = 39,2 kg (bestehend aus 10,7 kg C und 28,5 kg O).

Bei 50% Fixierungskapazität in geschlossenen Röhrenreaktoren werden 39,2 kg CO2

x 2 = 78,4 kg CO2 (bestehend aus 21,4 kg C und 57 kg O) zugeführt, wovon 39,2kg CO2 wieder freigesetzt werden.

Berechnung der Menge an freigesetztem O:Es gilt: Aus der CO2-Fixierung resultiert die Freisetzung von 28,5 kg O. In der End-biomasse sind aber nur 11,5 kg O fixiert. Abzüglich von 0,8 kg O der Startbiomasseergibt sich eine Zufuhr von 10,7 kg O. Von den 28,5 kg O aus dem CO2 werdenfolglich 28,5 kg O - 10,7 kg O = 17,8 kg O nicht in Biomasse fixiert. Zuzüglich von12,8 kg O aus der Photolyse ergibt sich eine Freisetzung von 17,8 kg O + 12,8 kg O= 30,6 kg O.

Berechnung der fixierten Menge an N, S und P:Es gilt: Das Nährmedium Tamiya besteht aus 2,5 g l−1 KNO3; 1,25 g l−1 MgSO4

x 7H2O; 0,625 g l−1 KH2PO4; 0,0186 g l−1 Na2EDTA; 0,0045 g l−1 FeSO4 x 7H2O.


Für die benötigten 8981 kg Wasser zum Kultivierungsbeginn entspricht dies: 22,5kg KNO3; 11,2 kg MgSO4 x 7H2O; 5,6 kg KH2PO4; 0,2 kg Na2EDTA; 0,0 kg FeSO4

x 7H2O. In der Summe ergeben sich 39,5 kg Nährsalze.

Berechnung des enthaltenen N:Es gilt: MGN = 28 g mol−1; MGKNO3 = 101,1 g mol−1; mN = 22,5 kg x 28 g mol−1

/ 101,1 g mol−1 = 6,2 kgIn der Endbiomasse sind 2,0 kg N enthalten. Abzüglich von 0,1 kg N aus der Start-biomasse ergibt sich eine Zufuhr von 1,9 kg N. Von den 6,2 kg N der Nährsalzewerden folglich 6,2 kg - 1,9 kg = 4,3 kg nicht fixiert.

Berechnung des enthaltenen S:Es gilt: MGS = 32,1 g mol−1; MGMgSO4x7H2O = 246,5 g mol−1; mS = 11,2 kg x 32,1g mol−1 / 246,5 g mol−1 = 1,5 kgIn der Endbiomasse sind 0,1 kg S enthalten. Von den 1,5 kg S der Nährsalze werdenfolglich 1,5 kg - 0,1 kg = 1,4 kg nicht fixiert.

Berechnung des enthaltenen P:Es gilt: MGP = 31 g mol−1; MGKH2PO4 = 136,1 g mol−1; mP = 5,6 kg x 31 g mol−1

/ 136,1 g mol−1 = 1,3 kgIn der Endbiomasse sind 0,1 kg P enthalten. Von den 1,3 kg P der Nährsalze werdenfolglich 1,3 kg - 0,1 kg = 1,2 kg nicht fixiert.

Berechnung der durch den Separator entfernten Menge an Wasser:Es gilt: Nach Separatorbehandlung liegt der TS-Gehalt der Biomasse bei 10 %.Es gilt: 26,9 kg = 10 %. mges = 26,9 kg x 100 % / 10 % = 269 kg;Das entspricht 242,1 kg H2O + 26,9 kg Biomasse.mentferntes Wasser = 8967 kg - 242,1 kg = 8724,9 kg.

Berechnung der Menge an produziertem Biodiesel:

Berechnung der Masse an Fettsäuren in der Biomasse:Es gilt: Fettsäuregehalt = 3,34 %TS; mBM = 26,9 kgmFettsäuren = 26,9 kg x 0,0334 = 0,898 kg

Berechnung der Masse an Tripalmitat in der Biomasse:


Es gilt: MGTripalmitat = 807,4 g mol−1, MGGlycerin = 92,1 g mol−1

im Tripalmitat: MGFettsäureanteil = 718,4 g mol−1; MGGlycerinanteil = 89 g mol−1

Es gilt: 718,4 g mol−1 / 807,4 g mol−1 = 0,898 kg / mTripalmitat; mTripalmitat = 1,009 kg

Berechnung der Masse an Palmitinsäuremethylester:Es gilt: 3 Mol Methanol + 1 Mol Tripalmitat = 1 Mol Glycerin + 3 Mol Palmitin-säuremethylesterEs gilt: MGMethanol = 32 g mol−1; MGGlycerin = 92,1 g mol−1. Daraus folgt: 96,1 gMethanol + 807,4 g Tripalmitat = 92,1 g Glycerin + 811,4 g Palmitinsäuremethy-lester. Bezogen auf die 1,0 kg Tripalmitat in der Biomasse ergibt sich (Faktor: 1,0kg / 0,8074 = 1,239): 119,1 g Methanol + 1000,4 g Tripalmitat = 114,1 g Glycerol+ 1005,3 g Palmitinsäuremethylester.Bemerkung: Für die Umesterung wird Methanol im Überschuss eingesetzt (statt119,1 g der theoretisch benötigten Menge werden 300 g verwendet).

Berechnung der verwendeten Mengen an Chloroform und Methanol für die Extraktion:Es gilt: Für 1 g Biomasse werden 6 ml Chloroform /Methanol (2:1) verwendet.Es gilt: DichteChloroform = 1,48 g ml−1; DichteMethanol = 0,79 g ml−1.

Berechnung der benötigten Volumina für 26,9 kg Biomasse:VChloroform/Methanol = 26900 g x 6 ml = 161400 ml = 161,4 l. Auf Chloroform entfallenhiervon 2/3 = 107,6 l, auf Methanol 1/3 = 53,8 l.

Berechnung der benötigten Massen:mChloroform = 1,48 kg l−1 x 107,6 l = 159,2 kg. mMethanol = 0,79 kg l−1 x 53,8 l =42,5 kg.

Berechnung der verwendeten Menge an Heptan und Methanol für die Umesterung:Es gilt: Für 30 mg Fettsäuren werden 10 ml Heptan und 10 ml 0,5 N methanolischeKOH benötigt.Es gilt: DichteHeptan = 0,68 g ml−1; MGKOH = 56,1 g mol−1.

Berechnung der benötigten Volumina:1,0 kg Tripalmitat entsprechen dem 33,3 fachen Ansatz (1,0 kg / 30 g = 33,3. Darausfolgt: 33,3 x 10 ml = 333 ml Heptan und 333 ml methanolische KOH.


Berechnung der benötigten Massen:mHeptan = 333 ml x 0,68 g = 226,4 gmMethanol = 333 ml x 0,79 g = 263,1 g Es gilt für KOH: 0,5 mol KOH sind in 1l Methanol gelöst. Das entspricht 56,1 g. mKOH = 56,1 g x 0,333 l / 1 l = 18,7 ggelöst.

132

Anhang B

Berechnungen für die Energiebilanz

bei Standardbedingungen

Das Ziel dieses Kapitels ist es, die Vorgehensweise zur Berechnung der Energiebilanzbei Standardbedingungen nachvollziehbar darzustellen. Aufgeführt sind die jeweilsgeltenden Voraussetzungen und die Formeln, die zur Berechnung genutzt wurden.

Berechnung des Energieverbrauchs der Kultivierung:Es gilt: Die Biomasseproduktivität liegt bei 0,25 g l−1 d−1. Für 1 kg Biodiesel wer-den 26,9 kg Algenbiomasse benötigt. Die Ernte erfolgt bei 3,0 g l−1.

Berechnung der Kultivierungszeit tKultivierung:tKultivierung = 3,0 g l−1 / 0,25 g l−1 d−1 = 12 d = 288 h

Berechnung der elektrischen Leistung P:P = 8967 l Kultivierungsvolumen x 12 kW / 35000 l Kultivierungsvolumen = 3,074kW

Berechnung der elektrischen Arbeit W:W = 3,074 kW x 288 h = 885 kWhel

Berechnung des Energieverbrauchs Wa der Trocknung:Es gilt: Wa = (mH20 x cH20 + mBM,tr x cBM) x ∆T + rv x ∆mH20

Wa = (242 kg x 4,2 kJ kg−1 K−1 + 26,9 kg x 1,34 kJ kg−1 K−1) x 80 K + 2358 kJkg−1 x 242 kg

Anhang B. Berechnungen für die Energiebilanz bei.... 133

Wa = (1016,4 kJ K−1 + 36,046 kJ K−1) x 80 K + 570,6 MJWa = 1052,4 kJ K−1 x 80 K + 570,6 MJ = 84,8 MJ + 570,6 MJ = 655,4 MJ =181,9 kWhth

Das entspricht: 6,8 kWhth kg−1 Biomasse

Berechnung des Energiegehaltes der Restbiomasse:Es gilt: Chlorella vulgaris 132 besteht aus 23 %TS Lipid, 36 %TS Protein, 41 %TSKohlenhydrat. Der Fettsäuregehalt beträgt 3,3 %TS. Nach Entfernung des Fettsäu-reanteils sind noch 23 %TS - 3,3 %TS = 20 %TS Lipid vorhanden.

mProtein = (100 %TS - 20 %TS Lipid) x 36 %TS / (36 %TS + 41 %TS) = 37 %TSmKohlenhydrate = (100 %TS - 20 %TS Lipid) x 41 %TS / (36 %TS + 41 %TS) = 43%TS

Es gilt: EnergiegehaltProteine = 15,5 MJ kg−1; EnergiegehaltKohlenhydrate = 13,0 MJkg−1, EnergiegehaltLipide = 38,3 MJ kg−1

EnergiegehaltRestbiomasse = 15,5 MJ kg−1 x 0,37 + 13 MJ kg−1 x 0,43 + 38,3 MJkg−1 x 0,20 = 19,0 MJ kg−1

Berechnung der gewonnenen Energie aus der Verbrennung des hergestelltenBiodiesels:Es gilt: EnergiegehaltBiodiesel = 37,2 MJ kg−1; η (Strom) = 0,3; η (Wärme) = 0,45Gutschrift Strom = 37,2 MJ kg−1 x 0,3 = 11,2 MJ kg−1 = 3,1 kWhel

Gutschrift Wärme = 37,2 MJ kg−1 x 0,45 = 16,7 MJ kg−1 = 4,7 kWhth

Anhang B. Berechnungen für die Energiebilanz bei.... 134

Berechnung der gewonnenen Energie aus der Vergasung der Restbiomasse:Es gilt: EnergiegehaltRestbiomasse = 19,0 MJ kg−1; η (Strom) = 0,25; η (Wärme) =0,56; mRestbiomasse = 25,9 kg

Gutschrift Strom = 19,0 MJ kg−1 x 0,25 = 4,8 MJ kg−1 = 1,3 kWhel kg−1 = 34,2kWhel

Gutschrift Wärme = 19,0 MJ kg−1 x 0,56 = 10,6 MJ kg−1 = 3,0 kWhth kg−1 = 76,5kWhth

Berechnung der gewonnenen Energie aus der Verbrennung der Restbiomasse:Es gilt: EnergiegehaltRestbiomasse = 19,0 MJ kg−1; η (Strom) = 0,17; η (Wärme) =0,80mRestbiomasse = 25,9 kgGutschrift Strom = 19,0 MJ kg−1 x 0,17 = 3,2 MJ kg−1 = 0,9 kWhel kg−1 = 23,2kWhel

Gutschrift Wärme = 19,0 MJ kg−1 x 0,80 = 15,2 MJ kg−1 = 4,2 kWhth kg−1 =109,4 kWhth

Berechnung der gewonnenen Energie aus der HTC-Behandlung derRestbiomasse:Es gilt: EnergiegehaltRestbiomasse = 19,0 MJ kg−1; η (Strom) = 0,33; η (Wärme) =0,38mRestbiomasse = 25,9 kgGutschriftStrom = 19,0 MJ kg−1 x 0,33 = 6,3 MJ kg−1 = 1,7 kWhel kg−1 = 45,1kWhel

GutschriftWärme = 19 MJ kg−1 x 0,38 = 7,2 MJ kg−1 = 2,0 kWhth kg−1 = 51,9kWhth.

135

Anhang C

Berechnungen für die Energiebilanz

bei optimierten Bedingungen oder

Extraktion aus feuchter Biomasse

Das Ziel dieses Kapitels ist es, die Vorgehensweise zur Berechnung der Energiebi-lanz bei optimierten Bedingungen nachvollziehbar darzustellen. Aufgeführt sind diejeweils geltenden Voraussetzungen und die Formeln, die zur Berechnung genutztwurden.

Berechnung der erzielten Steigerung der Biomasseproduktivität:Es gilt: Durch Variation der Algenart erfolgte eine Steigerung der Biomasseproduk-tivität von 0,408 g l−1 d−1 auf 0,494 g l−1 d−1.Es gilt: Durch eine Steigerung der Lichtintensität erfolgte eine Steigerung der Bio-masseproduktivität von 0,329 g l−1 d−1 auf 0,626 g l−1 d−1.Es gilt: Durch eine Veränderung des Wellenlängenspektrums erfolgte eine Steigerungder Biomasseproduktivität von 0,128 g l−1 d−1 auf 0,354 g l−1 d−1.SteigerungAlgenart = (0,494 g l−1 d−1 / 0,408 g l−1 d−1 x 100 %) - 100 % = 21 %SteigerungLichtintensität = (0,626 g l−1 d−1 / 0,329 g l−1 d−1 x 100 %) - 100 % = 90 %SteigerungWellenlängenspektrum = (0,354 g l−1 d−1 / 0,128 g l−1 d−1 x 100 %) - 100 %= 177 %Steigerungsfaktorgesamt = 1,21 x 1,9 x 2,77 = 6,4

Berechnung der Biomasseproduktivität bei optimierter Kultivierung:BMPopt = 6,4 x 0,25 g l−1 d−1 = 1,6 g l−1 d−1

Anhang C. Berechnungen für die Energiebilanz bei.... 136

Berechnung des Energieverbrauchs bei optimierter Kultivierung:Es gilt: Die Biomasseproduktivität liegt bei 1,6 g l−1 d−1. Für 1 kg Biodiesel werden26,9 kg Algenbiomasse benötigt. Die Ernte erfolgt bei 3,0 g l−1.

Berechnung der Kultivierungszeit tKultivierung:tKultivierung = 3,0 g l−1 / 1,6 g l−1 d−1 = 1,9 d = 45 h



Berechnung der elektrischen Gesamtarbeit Wges:Wges = 138 kWhel (Kultivierung) + 27 kWhel (Aufarbeitung) = 165 kWhel

Berechnung des Energieverbrauchs bei doppelter Biomasseproduktivität:Es gilt: Die Biomasseproduktivität liegt bei 0,5 g l−1 d−1. Für 1 kg Biodiesel werden26,9 kg Algenbiomasse benötigt. Die Ernte erfolgt bei 3,0 g l−1.

Berechnung der Kultivierungszeit tKultivierung:tKultivierung = 3,0 g l−1 / 0,5 g l−1 d−1 = 6 d = 144 h





Berechnung des Energieverbrauchs bei doppeltem Fettsäuregehalt der Biomasse:Es gilt: Die Biomasseproduktivität liegt bei 0,25 g l−1 d−1. Für 1 kg Biodiesel wer-den 26,9 kg Algenbiomasse / 2 = 13,5 kg Algenbiomasse benötigt. Die Ernte erfolgtbei 3,0 g l−1.

Berechnung der Kultivierungszeit tKultivierung:tKultivierung = 3,0 g l−1 / 0,25 g l−1 d−1 = 12 d = 288 h. Es entstehen aber 2 kgBiodiesel. Auf 1 kg Biodiesel bezogen ergeben sich folglich 144 h.


Berechnung der elektrischen Arbeit W der Kultivierung:WKultivierung = 3,07 kW x 144 h = 442 kWhel

Berechnung der elektrischen Arbeit W der Aufkonzentrierung:WAufkonzentrierung = 1,0 kWhel kg−1 BM x 13,5 kg BM (s.u.) = 13,5 kWhel


Berechnung des Wärmeverbrauchs bei der Trocknung:W = 6,8 kWhth kg−1 Biomasse x 13,5 kg Biomasse (s.u.) = 91,8 kWhth

Berechnung des gesamten Wärmeverbrauchs:Wges = 91,8 kWhth, Trocknung + 0,9 kWhth, Umesterung = 92,7 kWhth

Berechnung des Energiegehaltes der Restbiomasse bei doppeltem Fettsäuregehalt:Es gilt: Chlorella vulgaris 132 besteht aus: 23 %TS Lipid, 36 %TS Protein, 41 %TSKohlenhydrat. Der Fettsäuregehalt beträgt 3,3 %TS. Bei doppeltem Fettsäurege-halt (6,6 %TS) liegt der Lipidanteil der Restbiomasse bei 23 %TS - 6,6 %TS = 16%TS. Bei doppeltem Fettsäuregehalt wird nur die halbe Ausgangsbiomasse für 1 kgBiodiesel benötigt:mBiomasse, Ernte = 26,9 kg / 2 = 13,5 kg. Das entspricht 1 kg Fettsäuren und 12,5 kgRestbiomasse.


mProtein = (100 %TS - 16 %TS Lipid) x 36 %TS / (36 %TS + 41 %TS) = 39,3 %TSmKohlenhydrate = (100 %TS - 16 %TS Lipid) x 41 %TS / (36 %TS + 41 %TS) = 44,7%TSEnergiegehaltRestbiomasse = 15,5 MJ kg−1 x 0,39 + 13 MJ kg−1 x 0,45 + 38,3 MJkg−1 x 0,16 = 18,0 MJ kg−1 = 225 MJ

Berechnung der gewonnenen Energie aus der Vergasung der Restbiomassebei doppeltem Fettsäuregehalt:Es gilt: EnergiegehaltRestbiomasse = 18,0 MJ kg−1; η (Strom) = 0,25; η (Wärme) =0,56; mRestbiomasse = 12,5 kgGutschrift Strom = 18,0 MJ kg−1 x 0,25 = 4,5 MJ kg−1 = 1,3 kWhel kg−1 = 15,6Whel

Gutschrift Wärme = 18,0 MJ kg−1 x 0,56 = 10,1 MJ kg−1 = 2,8 kWhth kg−1 = 35,0Wth;zuzüglich der Gutschrift von Biodiesel in Höhe von 3,1 kWhel und 4,7 kWhth ergibtsich: Gutschrift Stromgesamt = 15,6 kWhel + 3,1 kWhel = 18,7 kWel

Gutschrift Wärmegesamt = 35,0 kWhth + 4,7 kWhth = 39,7 kWth

Berechnung des Energieverbrauchs bei doppeltem Lipidgehalt:Der Energieverbrauch ist genauso hoch wie bei Standardbedingungen (912 kWhel

Strom und 183 kWhth Wärme).

Berechnung des Energiegehaltes der Restbiomasse bei doppeltem Lipidgehalt:Es gilt: Chlorella vulgaris 132 besteht aus: 23 %TS Lipid, 36 %TS Protein, 41 %TSKohlenhydrat. Der Fettsäuregehalt beträgt 3,3 %TS. Bei doppeltem Lipidgehaltliegt dieser bei 46 %TS - 3,3 %TS = 43 %TS.

mProtein = (100 %TS - 43 %TS Lipid) x 36 %TS / (36 %TS + 41 %TS) = 26,6 %TSmKohlenhydrate = (100 %TS - 43 %TS Lipid) x 41 %TS / (36 %TS + 41 %TS) = 30,4%TSEnergiegehaltRestbiomasse = 15,5 MJ kg−1 x 0,27 + 13 MJ kg−1 x 0,30 + 38,3 MJkg−1 x 0,43 = 24,6 MJ kg−1 = 636 MJ


Berechnung der gewonnenen Energie aus der Vergasung der Restbiomassebei doppeltem Lipidgehalt:Es gilt: EnergiegehaltRestbiomasse = 24,6 MJ kg−1; η (Strom) = 0,25; η (Wärme) =0,56; mRestbiomasse = 25,9 kgGutschrift Strom = 24,6 MJ kg−1 x 0,25 = 6,2 MJ kg−1 = 1,7 kWhel kg−1 = 44,2kWhel

Gutschrift Wärme = 24,6 MJ kg−1 x 0,56 = 13,8 MJ kg−1 = 3,8 kWhth kg−1 = 99,1kWhth;zuzüglich der Gutschrift von Biodiesel in Höhe von 3,1 kWhel und 4,7 kWhth ergibtsich:Gutschrift Stromgesamt = 44,2 kWhel + 3,1 kWhel = 47,3 kWhel

Gutschrift Wärmegesamt = 99,1 kWhth + 4,7 kWhth = 103,8 kWhth

Berechnung des Energieverbrauchs bei der alleinigen Vergasung derBiomasse ohne Biodieselgewinnung:Der Stromverbrauch ist genauso hoch wie bei Standardbedingungen (912 kWhel

Strom). Der Wärmeverbrauch beträgt 183 kWhth - 0,9 kWhth, Umesterung = 182kWhth.

Berechnung des Energiegehaltes der Biomasse ohne Biodieselherstellung:Es gilt: Chlorella vulgaris 132 besteht aus: 23 %TS Lipid, 36 %TS Protein, 41 %TSKohlenhydrat.

EnergiegehaltBiomasse = 15,5 MJ kg−1 x 0,36 + 13 MJ kg−1 x 0,41 + 38,3 MJ kg−1

x 0,23 = 19,7 MJ kg−1 = 530 MJ

Berechnung der gewonnenen Energie aus der Vergasung der Biomasseohne Biodieselherstellung:Es gilt: EnergiegehaltBiomasse = 19,7 MJ kg−1; η (Strom) = 0,25; η (Wärme) = 0,56mBiomasse = 26,9 kg.Gutschrift Strom = 19,7 MJ kg−1 x 0,25 = 4,9 MJ kg−1 = 1,4 kWhel kg−1 = 36,8kWhel.Gutschrift Wärme = 19,7 MJ kg−1 x 0,56 = 11,0 MJ kg−1 = 3,1 kWhth kg−1 = 82,4kWhth.


Berechnung des Energieverbrauchs bei feuchter Extraktion undHTC-Behandlung der Restbiomasse:Es gilt: Für die Kultivierung (Standardbedingungen) werden 885 kWhel Strom ver-braucht. Für die Aufkonzentrierung werden 26,9 kWhel Strom benötigt. Insgesamtwerden 911,9 kWhel Strom verbraucht. Für die Umesterung werden noch 0,9 kWhth

benötigt. Demgegenüber stehen Gewinne durch die thermische Nutzung des Biodie-sels und der HTC-Behandlung der Restbiomasse von 48 kWhel Strom und 57 kWhth

Wärme.Stromverbrauch / Stromgutschrift = 912 kWhel / 48 kWhel = 19,0 (Standard: 19,0)Wärmeverbrauch / Wärmegutschrift = 0,9 kWhth / 57 kWhth = 0,02 (Standard:3,2)

141

Anhang D

Berechnungen für die CO2-Bilanz

Das Ziel dieses Kapitels ist es, die Vorgehensweise zur Berechnung der CO2-Bilanznachvollziehbar darzustellen. Aufgeführt sind die jeweils geltenden Voraussetzungenund die Formeln, die zur Berechnung genutzt wurden.

Berechnung der CO2-Freisetzung bei Kultivierung unter Standardbedingungen:Es gilt: Es werden 39,2 kg CO2 direkt (für eine beschleunigte Kultivierung) benö-tigt sowie 912 kWhel Strom und 183 kWhth Wärme verbraucht. Die Erzeugung von1 MWhel Strom verursacht 628 kg CO2-eq, von 1 MWhth Wärme 255 kg CO2-eq.mCO2, el = 0,912 MWhel x 628 kg CO2-eq MWh−1

el = 573 kg CO2-eqmCO2, th = 0,183 MWhel x 255 kg CO2-eq MWh−1

el = 47 kg CO2-eqmCO2, ges = 39 kg CO2-eq + 573 kg CO2-eq +47 kg CO2-eq = 659 kg CO2-eq

Berechnung der CO2-Gutschrift bei Kultivierung unter Standardbedingungen:Es gilt: Die Stromgutschrift liegt bei 37 kWhel, die Wärmegutschrift bei 82 kWhth

mCO2, el = 0,037 MWhel x 628 kg CO2-eq MWh−1el = 23,2 kg CO2-eq

mCO2, th = 0,082 MWhel x 255 kg CO2-eq MWh−1el = 20,9 kg CO2-eq

mCO2, ges = 23,2 kg CO2-eq + 20,9 kg CO2-eq = 44 kg CO2-eq

142

Berechnung der CO2-Freisetzung bei optimierter Kultivierung:Es gilt: Für die Kultivierung werden 39,2 kg CO2 direkt benötigt sowie 165 kWhel

Strom und 183 kWhth Wärme. Die Erzeugung von 1 MWhel Strom verursacht 628kg CO2-eq, von 1 MWhth Wärme 255 kg CO2-eq.mCO2, el = 0,165 MWhel x 628 kg CO2-eq MWh−1

el = 104 kg CO2-eqmCO2, th = 0,183 MWhel x 255 kg CO2-eq MWh−1

el = 47 kg CO2-eqmCO2, ges = 39 kg CO2-eq + 104 kg CO2-eq +47 kg CO2-eq = 190 kg CO2-eq

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VeröffentlichungenDie Ergebnisse dieser Arbeit wurden bereits in der folgenden Arbeit veröffentlicht:

Hempel, N., Petrick, I., Behrendt, F.: Biomass productivity and productivity of fattyacids and amino acids of screened microalgae strains as key characteristics of suita-bility for biodiesel production. Journal of Applied Phycology 24(6), 1407-1418 (2012)

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BIODIESELPRODUKTION AUS MIKROALGEN