442 Berieht: Spezielle analytische Methoden

Polarographische Bestimmung yon Jod und Brom im Meerkohl. N . N . ATAYIANENKO und N. I. BV.Lr~SKAZA 1 geben folgende Arbeitsvorsehrift: Der Meer- kohl, als I~ohstoff fiir die Jodproduktion, wird getrocknet, mit Kaliumearbonat gemischt und verascht, bis ein reinweiBes Pulver entsteht, das in 20 ml 1 n Salzs~ure gelSst wird. Als l~fickstand verbleiben schwerlSsliche Sulfate, Silicate und andere Beimengungen. Das Polarogramm der salzsauren LSsung wird mit einem auto- matischen Polarographen mit zugeschMtetem 300 #F-Kondensator aufgenommen. Als Anode dient ein 0,4 mm starker, 28 mm langer, zur Spir~le gedrehter Platin- draht. Als Kathode nimmt man eine gesiitt. Kalomelelektrode. Die Stufe des Broms ist bei stationi~rer Elektrode deutlieher als bei rotierender. Die Jod- und Brom- verluste beim Veraschen des Meerkohls bei 1000 ~ C sind nicht so groB wie yon einer Reihe yon Autoren angenommen wird.

1 Zavodskaja Laborat. 24, 954 (1958) [Russiseh]. Ukrainische Landwirtschafts- akademie. H. NIESWA~D

Zur getrennten Erfassung dcr wcsentlichen Zuckerarten (Saccharose, Glucose, Fructose) in pflanzlichem Material haben E. F. POTT]gl~, und K. T. WILLIAMS ~ die Glucoseoxydase-Methode herangezogen. Das Verfahren "z wird verglichen mit der Jackson-Mathews-Modifikation der Nynschen Methode ~. Glucose wird bestimmt aus der Dffferenz der l~eduktionswerte vor und nach der Oxydation mit Glucose- oxydase. Die dann noch verbleibende Reduktionswirkung wird der Fructose zugeschrieben, wobei dann selhstversti~ndlich auch andere reduzierende Zucker und reduzierende Substanzen in den Fructosewert eingehen. Saccharose wird nach enzymatischer I-Iydrolyse ermittelt. Die nach beiden Verfahren erhaltenen Werte unterscheiden sich nicht wesentlich voneinander. Jedoch wird die Glucoseoxydase- methode insofern vorgezogen, als man bei ihr mit den fiblichen Zuckerreagentien auskommt, w~hrend die offizielle Methode spezielle Reagentien erforderlich macht. Ob zur Kli~rung der LSsungen die Bleif~llung oder eine i~einigung mit Ionen- austauscher dient, ist ~uf die Ergebnisse ohne Einflug.

1 j . Assoc. off. agric. Chemists 4~1,681 --682 (1958). West. Reg. Res. Lab., Albany Calif. (USA). -- 2 WILLIAMS, K. T., u. E. F. POTTER: J. Assoc. off. agric. Chemists 41, 307 (1958). -- 3 Official Methods of Analysis. 8. Aufl. 29.64 u. 29.65 Assoc. Off. Agric. Chemists, Washington, D. C. 1955. L. ACKEt~

Chlorophylltrennungen durch Papierchromatographie und in Cellulosesiiulen beschreiben A. AI~GAPII~ml, H. SILBnRgA~, P. TANTIVATANA und I. I~. KAPLAN t unter Beriicksichtigung der aus der Literatur bekannten Ergebnisse. Die Empfind- liehkeit der Trennung versehiedener Chlorophylle aus natfirliehen Proben (z.B. Sonnenblumenbldittern und Dunaliella parva) oder synthetisehen 5{isehungen wurde gepriift. Die optimalen Bedingungen, unter denen die einzelnen Komponenten getrennt und fiir spektroskopisehe Studien wiedergewonnen werden k6nnen, wurden festgelegt. Die eine Methode bedient sich der Chromatographic mit Phasenumkehr, benutzt Whatman-Papier Nr. 4, das mit ParaffinS1 impr~gniert ist und verwendet Methanol als L6sungsmittel. Das zweite Verfahren ist eine Verbesserung hekannter Arbeitsweisen: es wird die Zirkularehromatographie auf nieht-imprggniertem Papier angewendet. Cellulosesi~ulen werden ebenfalls erfolgreich benutzt. Dutch eine Kombination dieser Methoden ist es mSglieh, die natiirlichen Chlorophylle und einige Carotenoide zu identifizieren und spektroskopiseh rein zu trennen. Bei der Chromatographie mit Phasenumkehr ist die Reihenfolge der t~-Werte: Carotene < ChlorophyU a < Chlorophyll b < Xantophylle. Fiir nicht-impr~gnierbes Papier ergibt sieh: Carotene > Monohydroxy-Xanthophylle > Chlorophyll a > Chloro- phyll b > Dihydroxy-Xanthophylle. Die erste )/[ethode trennt somit im wesentlichen

2.Analyse von Materiatien der lndustrie, des Handels und der Landwirtsehaft 443

nach Gruppen, die zweite differenziert naeh Komponenten in den Gruppen. -- Die verwendeten Gergte und die Arbeitsweisen sind im einzelnen besehrieben.

1 Arch. Bioehem. Biophysics 75, 56--68 (1958). Univ. Sydney nnd Div. Fisheries Oceanography, Cronulla (Australien). D. JE~TZSC~

Die papierchromatographische (p-chr) Auftrennung yon Flavaspidins~inre(I), Filicins~iure(II)~ Albaspidin(III) und Filicinins~iure(IV) aus Extrakten yon Dryopteris Iilix mas ffihrt man n~ch den Angaben yon S. GoDI~ 1 auf folgende Weise durch: Man bringt auf einen, in der Faserrichtung gesehnittenen, 270 • 70 mm groBen Streifen yon Whatman-Papier Nr. 1 nacheinander 1,5 ,ul, 1,0/~l und 0,5 ~1 einer LSsung yon 2 mg des aus Extrakten isolierten Substanzgemisehes in 1 ml Chloroform, indem man den 40 mm vom Sehmalende des Streifens befindlichen Sta.rtpunkt der l~eihe nach mit den ~ngegebenen LSsungsmengen besehiek~ und immer deren Troeknen abwartet. Dann chromatographiert man bei 20 ~ C nach dem tibliehen Verfahren absteigend mit einer 2 n Natriumearbonatlbsung, in der man unmittelbar ve t der Anwendung 0,20/0 Natriumsulfit gelbst hat. Naehdem eine Laufstreeke yon 200 mm erreicht ist, wozu etwa 31/a Std benbtigt werden, nimmt man den Streifen aus der Kammer, troeknet ihn 10 min lang bei 80 ~ C und bespriiht ihn mit folgendem Reagens. Man mischt 1,5 ml einer l~ LSsung yon Sulfanil- amid in 10~ iger Salzs~ure mit 1,5 ml einer 5~ w~Brigen Natriumnitritlbsung, sehiittelt 1 min lang durch, fiigt zur Neutratisation 1 ml 2 n Natriumearbonatlbsung zu und ffillt mit Wasser auf 50 ml auf. Das geagens muff friseh bereitet werden. Die gesuchten Substanzen werden sofort nach dem Besprfihen siehtbar und zeigen folgende Farben und R~-Werte: I br~nnlichgelb, 0,28; I I braun, 0,53; I I I violett- gelb, 0,74; IV orangegelb, 0,84.

1 Experientia (Basel) 14, 209 (1958). State Univ. (Holland). K. S6LLNER

Zur quantitativen Bestimmung yon Gibberellinsiture in (Birmasse wenden B. H. Anlsolv, 0. C. SPET~ und N. R. TRENI\'En 1 die Isotopenverdfinnungsteehnik an mit Deuterium als Tracer-Isotop. %.hnlich wie bei D. K. Fu~:vsJr~A and T. F. GALLAGtIER 2 briugen sic mibtels eines Platinkatalysators und zu 85% deuterierter Essigsi~ure Deuterium in das Gibbereliinsiiuremolekiil. V o n d e r so deuterierten Gibbereltins~ure wird eine bekannte l~Ienge mit der Gi~rmasse vermiseht und dann eine reine Probe der markier~en und unmarkierten S~ure isoliert. Dieses Produkt wird verbrannt und der Deuteriumgehalt des Wassers als MaB fiir die Konzen- tration yon Gibberellins~ure Ut~-spektrometrisch gemessen. -- Ausfiihrung. _Reagentien. GibbereUins~iure (Zersetzungspunkt 218 ~ C). Zu 85~ deuterierte Essig- siiure. (Entsprechende Mengen S~ureanhydrid und D~O werden bei Raumtem- peratur etwa 1 Std kr~ftig gerfihrt, bis die zweite Phase verschwindet.) Kata- lysator a. )/[an 15st 15 g Kaliumchloroplatinat in Wasser mit geniigend Na~C03, gibt 50 g Dareo G 60 zu, r/ihrt fiber einem Wasserbad, ffigt 5 ml Formaldehyd zu nnd rtihrt krgftig welter, bis die Farbe verschwindet. Der Katalysator wird abgefiltert, mehrere Male mit heil3em Wasser gewasehen and im Vakuum getrocknet. -- Tracer. In einem Glaskolben wird die Mischung aus Gibberellinsgure, deuterierter Essigsi~ure und Katalysator im Aceton-Troekeneisbad ausgefroren, der Kolben wird evakuiert und die Mischung 3 Tage lang bei 56 ~ C magnetisch geriihrt. Nach Abkfihlung wird das Reaktionsgemisch filtriert und anschlieBend zuerst bei p~ 5,5, dann bei PH 2,5 mit gleicher lV[enge Athylaeetat extrahiert. Die organische Phase wird zu einer 51igen Masse eingedampft, die dann dureh Kratzen bei Zugabe yon einigen Milli- Htern Athylaeetat gewbhnlich auskristallisiert. Die reine Deutero-Oibberellins~m~e wird nach Behandlung mit Dareo G 60 veto heigen Aeetonitril isoliert, filtriert and konzentriert, um die Auskristallisierung herbeizuffihren. Die Ausbeute liegt bei