Erarbeitung und Anwendung eines analytischen Verfahrens ...€¦ · (DEA), Triethanolamin (TEA), 2-(2-Aminoethoxy)ethanol (DGA), Morpholin und 2-Amino-2-ethyl-1,3-propandiol (AEPD)

Erarbeitung und Anwendung eines analytischen

Verfahrens zur Bestimmung von Aminoalkoholen in

Humanurin im Rahmen der arbeits- und

umweltmedizinischen Diagnostik

Den Naturwissenschaftlichen Fakultäten der

Friedrich-Alexander-Universität Erlangen-Nürnberg

zur

Erlangung des Doktorgrades

vorgelegt von

O l i v e r M i d a s c h

aus Stuttgart

Als Dissertation genehmigt

von den Naturwissenschaftlichen Fakultäten

der Universität Erlangen-Nürnberg

Tag der mündlichen Prüfung: 15. Januar 2010

Vorsitzender der Promotionskommission: Prof. Dr. E. Bänsch

Erstberichterstatterin: Prof. Dr. M. Pischetsrieder

Zweitberichterstatter: Prof. Dr. J. Angerer

Lebenslauf

Lebenslauf

Persönliche Daten

Oliver Midasch

Franz-Wolter-Straße 52

81925 München

Geboren am 01.04.1978

in Stuttgart

Ledig

Beruflicher Werdegang

ab 04/2008 Chromsystems GmbH, München

Einstellung als Chemiker in der Abteilung Forschung &

Entwicklung

03/2004 – 02/2008 Institut und Poliklinik für Arbeits-, Sozial- und Umweltmedizin

der Universität Erlangen-Nürnberg

Arbeitsgruppe Prof. Dr. J. Angerer

Wissenschaftlicher Mitarbeiter im Rahmen der Promotion

seit 09/2006 Wissenschaftlicher Sekretär der Arbeitsgruppe „Analytische

Chemie“ der „Senatskommission zur Prüfung

gesundheitsschädlicher Arbeitsstoffe“ (Deutsche

Forschungsgemeinschaft)

Lebenslauf

Studium und Ausbildung

02/2003 – 01/2004 Bayerisches Landesamt für Gesundheit und

Lebensmittelsicherheit (LGL Bayern) in Oberschleißheim

Praktikum in der Abteilung „Spezielle Analytik“

Praktikum in der Abteilung „Stabile Isotope“

Abschluss 2. Staatsprüfung für Lebensmittelchemiker

Abschlussbezeichnung

„Staatlich geprüfter Lebensmittelchemiker“

10/1998 – 11/2002 Technische Universität München

Studium der Lebensmittelchemie

Abschluss 1. Staatsprüfung für Lebensmittelchemiker

Wehrdienst

09/1997 – 06/1998 Grundwehrdienst in Mittenwald und Murnau

Schule

02/1990 – 06/1997 Holbein-Gymnasium Augsburg

Abschluss Allgemeine Hochschulreife

09/1988 – 02/1990 Staufer-Gymnasium Waiblingen

09/1984 – 07/1988 Wolfgang-Zacher-Grundschule Waiblingen

Veröffentlichungen und Vorträge

Veröffentlichungen und Vorträge während der Bearbeitung dieser Dissertation

Publikationen

Wilhelm, M., Hölzer, J., Dobler, L., Rauchfuss, K., Midasch, O., Kraft, M., Angerer, J.,

Wiesmüller, G., 2009. Preliminary observations on perfluorinated compounds in

plasma samples (1977-2004) of young German adults from an area with

perfluorooctanoate-contaminated drinking water. Int J Hyg Environ Health 212(2),

142-145.

Hölzer, J., Midasch, O., Rauchfuss, K., Kraft, M., Reupert, R., Angerer, J.,

Kleeschulte, P., Marschall, N., Wilhelm, M., 2008. Biomonitoring of Perfluorinated

Compounds in Children and Adults Exposed to Perfluorooctanoate (PFOA)-

contaminated Drinking Water. Envir Health Persp 116(5), 651-657.

Midasch, O., Angerer, J., 2007. Perfluorierte Tenside – Human-Biomonitoring.

Umweltmedizin in Forschung und Praxis 12(2), 87-94.

Midasch, O., Drexler, H., Hart, N., Beckmann, M.W., Angerer, J., 2007.

Transplacental exposure of neonates to perfluorooctanesulfonate and

perfluorooctanoate: a pilot study. Int Arch Occup Environ Health, 80(7), 643-648.

Fromme, H., Midasch, O., Twardella, D., Angerer, J., Boehmer, S., Liebl, B., 2007.

Occurrence of perfluorinated substances in an adult German population in southern

Bavaria. Int Arch Occup Environ Health 80(4), 313-319.

Korinth, G., Schmid, K., Midasch, O., Boettcher, M.I., Angerer, J., Drexler, H., 2007.

Investigations on permeation of mitomycin C through double layers of natural rubber

gloves. Ann Occup Hyg 51(7), 593-600.

Midasch, O., Schettgen, T., Angerer, J., 2006. Pilot study on the

perfluorooctanesulfonate and perfluorooctanoate exposure of the German general

population. Int J Hyg Environ Health 209, 489-496.


Vorträge (Vortragender unterstrichen)

Midasch, O., Göen, T., Drexler, H., Angerer, J., 2008. Aktuelle Gefahrstoffe:

Alkoholamine. Forumsveranstaltung der Arbeitsgruppe Gefahrstoffe der DGAUM

anlässlich der Jahrestagung der DGAUM 2008, Hamburg.

Midasch, O., Göen, T., Drexler, H., Angerer, J., 2008. Biologisches

Belastungsmonitoring von Beschäftigten mit dermaler Exposition gegenüber

Kühlschmierstoffen. Jahrestagung der DGAUM 2008, Hamburg.

Midasch, O., Fromme, H., Angerer, J., 2006. Zum Vorkommen von perfluorierten

Substanzen im Blut der bayerischen Bevölkerung. Workshop 2006 der Gesellschaft

für Hygiene, Umweltmedizin und Präventivmedizin (GHUP), Bad Nauheim.

Midasch, O., Angerer, J., 2006. Determination of perfluorooctanesulfonate and

perfluorooctanoic acid in maternal and cord blood samples. ISEA/ISEE 2006,

International Conference on Environmental Epidemiology & Exposure, Paris.

Midasch, O., Drexler, H., Hart, N., Beckmann, M.W., Angerer, J., 2006.

Transplacental exposure of neonates to perfluorooctanesulfonate and

perfluorooctanoate. DIOXIN 2006, 26th International Symposium on Halogenated

Persistent Organic Pollutants, Oslo.

Midasch, O., Schettgen, T., Angerer, J., 2005. Perfluoroctansulfonsäure (PFOS) und

Perfluoroctansäure (PFOA) im Serum der Allgemeinbevölkerung. 13. Konferenz der

Gesellschaft für Hygiene und Umweltmedizin (GHU) und 9. Konferenz der

International Society of Environmental Medicine (ISEM), Erlangen.


Poster

Midasch, O., Schettgen, T., Angerer, J., 2006. Pilot study on the PFOS and PFOA

exposure of the general population. ISEA/ISEE 2006, International Conference on

Environmental Epidemiology & Exposure, Paris.

Midasch, O., Angerer, J., 2006. Pilot study on the diethanolamine and

triethanolamine exposure of the general population. ISEA/ISEE 2006, International

Conference on Environmental Epidemiology & Exposure, Paris.

Danksagung

Danksagung

Die vorliegende Arbeit wurde im Zeitraum von März 2004 bis Februar 2008 am

Institut für Arbeits-, Sozial- und Umweltmedizin der Friedrich-Alexander-Universität

Erlangen-Nürnberg unter Anleitung von Herrn Prof. Dr. J. Angerer angefertigt.

Besonders bedanken möchte ich mich bei Herrn Prof. Dr. J. Angerer für die

wissenschaftliche Betreuung der Arbeit und das stets entgegengebrachte Vertrauen,

sowie für seine kontinuierliche Unterstützung während meiner gesamten Zeit am

Institut.

Frau Prof. Dr. M. Pischetsrieder vom Henriette Burghardt-Lehrstuhl für

Lebensmittelchemie danke ich herzlich für die Betreuung der Arbeit seitens der

Naturwissenschaftlichen Fakultäten und für die Begutachtung meiner Dissertation.

Weiterhin möchte ich mich bei meinen lieben Freunden und Kollegen insbesondere

aus der Universitätsstraße für die hervorragende Zusammenarbeit, die anregenden

wissenschaftlichen Diskussionen und die Unterstützung bei dieser Arbeit bedanken.

Mein Dank gebührt weiterhin Herrn Johannes Müller für seine kompetente Hilfe bei

allen instrumentellen und analytischen Problemen.

Ein liebes Dankeschön geht an meine Lebensgefährtin Susanne Zehelein, die es

während der Bearbeitung der Dissertation immer wieder geschafft hat, mich

aufzumuntern.

Nicht zuletzt bedanke ich mich bei meinen Eltern, die mich auf meinem bisherigen

Lebensweg stets nach Kräften unterstützt haben.

Abkürzungsverzeichnis


AA Aminoalkohole

AEPD 2-Amino-2-ethyl-1,3-propandiol

AGS Ausschuss für Gefahrstoffe

AGW Arbeitsplatzgrenzwert

AM Air Monitoring

BAT-Wert Biologische Arbeitsstofftoleranz-Wert

BM Biological Monitoring

BLW Biologischer Leitwert

BSG Bestimmungsgrenze

BUA Beratergremium für umweltrelevante Altstoffe

DEA Diethanolamin

DFG Deutsche Forschungsgemeinschaft

DGA Diglykolamin, 2-(2-Aminoethoxy)ethanol

EI Elektronenstoßionisation

GC Gaschromatographie

GC/MS Gaschromatographie / Massenspektrometrie

GT Gestationstag

HPLC Hochleistungsflüssigkeitschromatographie (high performance liquid chromatography)

HPV Produktionsvolumen > 1.000 t/Jahr in mindestens einem OECD-Mitgliedsstaat

(high production volume)

ISTD Interner Standard

KG Körpergewicht

KOH Kaliumhydroxid

KSM Kühlschmiermittel

LC/MS Flüssigkeitschromatographie / Massenspektrometrie

LD50 Letale Dosis, bei der 50 % der Versuchstiere sterben

LOAEL Lowest observed adverse effect level

m/z Verhältnis Masse / Ladung

MAK Maximale Arbeitsplatz-Konzentration

MEA Monoethanolamin, 2-Aminoethanol

MS Massenspektrometrie

NCI Negative Chemische Ionisation

NDELA N-Nitroso-Diethanolamin

NOAEL No observed adverse effect level

NOEL No observed effect level

NTP National Toxicology Program


OECD Organisation für wirtschaftliche Zusammenarbeit und Entwicklung

(Organisation for Economic Co-operation and Development)

p Korrelationskoeffizient

PFB- Pentafluorbenzoyl-

PFBCl Pentafluorbenzoylchlorid

SHE Embryonale Zellen des Syrischen Hamsters (Syrian hamster embryo cells)

SPE Festphasenextraktion (solid phase extraction)

TEA Triethanolamin

TRGS Technische Regeln für Gefahrstoffe

Inhaltsverzeichnis

Inhaltsverzeichnis

1. Einleitung und Aufgabenstellung _________________________________ 1

2. Theoretische Grundlagen ________________________________________ 4

2.1 Aminoalkohole ______________________________________________ 4

2.1.1 Substanzauswahl __________________________________________ 4

2.1.2 Physikalische und chemische Eigenschaften _____________________ 5

2.1.3 Produktion und Verwendung _________________________________ 6

2.1.3.1 Expositionsquellen für die Allgemeinbevölkerung _________________________ 8

2.1.3.2 Vorkommen am Arbeitsplatz __________________________________________ 9

2.1.4 Aufnahme und Metabolismus ________________________________ 10

2.1.5 Toxikologie ______________________________________________ 16

2.1.5.1 Akute Toxizität ____________________________________________________ 16

2.1.5.2 Subakute, subchronische und chronische Toxizität _______________________ 17

2.1.5.3 Wirkung auf Haut und Schleimhäute __________________________________ 19

2.1.5.4 Allergene Wirkung _________________________________________________ 19

2.1.5.5 Reproduktionstoxizität ______________________________________________ 22

2.1.5.6 Genotoxizität _____________________________________________________ 23

2.1.5.7 Kanzerogenität ___________________________________________________ 24

2.1.6 Einstufung durch die MAK-Kommission ________________________ 26

2.2 Expositionskontrolle und Gesundheitsschutz ______________________ 26

2.2.1 Ambient Monitoring ________________________________________ 27

2.2.2 Ambient Monitoring von Aminoalkoholen _______________________ 28

2.2.3 Biological Monitoring _______________________________________ 29

2.2.4 Biological Monitoring von Aminoalkoholen ______________________ 31

2.2.4.1 Untersuchungsmaterial und -parameter ________________________________ 32

2.2.4.2 Status quo der Analytik von Aminoalkoholen ____________________________ 33

2.3 Synthese und Charakterisierung der internen Standards _____________ 35

3. Methode zur Bestimmung von Aminoalkoholen im Urin ______________ 38

3.1 Grundlage des Verfahrens ____________________________________ 38

3.2 Geräte, Chemikalien und Lösungen _____________________________ 38

3.2.1 Geräte __________________________________________________ 38

3.2.2 Chemikalien _____________________________________________ 40

3.2.3 Lösungen _______________________________________________ 41

3.2.4 Vergleichsstandards _______________________________________ 41

3.2.5 Interne Standards _________________________________________ 42

3.3 Probenahme und Probenvorbereitung ___________________________ 43

3.3.1 Probenahme und Lagerung _________________________________ 43

3.3.2 Konditionierung der Festphasenextraktionssäulen ________________ 44

3.3.3 Probenaufbereitung _______________________________________ 44

3.4 Gaschromatographisch-massenspektrometrische Arbeitsbedingungen __ 46

3.5 Analytische Bestimmung _____________________________________ 48

3.6 Kalibrierung _______________________________________________ 53

3.7 Berechnung des Analysenergebnisses __________________________ 53

3.8 Standardisierung der Messergebnisse und Qualitätssicherung ________ 54

Inhaltsverzeichnis

3.9 Beurteilung des Verfahrens ___________________________________ 54

3.9.1 Präzision ________________________________________________ 54

3.9.2 Richtigkeit _______________________________________________ 56

3.9.3 Nachweisgrenzen _________________________________________ 57

3.9.4 Störeinflüsse _____________________________________________ 58

3.10 Diskussion der Methode ______________________________________ 59

3.10.1 Festphasenextraktion ______________________________________ 60

3.10.2 Derivatisierung und Flüssig/flüssig-Extraktion ___________________ 62

3.10.3 Gaschromatographie ______________________________________ 67

3.10.4 Massenspektrometrie ______________________________________ 67

3.10.5 Kalibrierung _____________________________________________ 69

3.10.6 Weitere Parameter ________________________________________ 69

3.10.7 Vergleich mit existierenden Verfahren _________________________ 70

4. Biological Monitoring von Aminoalkoholen ________________________ 72

4.1 Umweltbedingte Hintergrundbelastung der Allgemeinbevölkerung durch Aminoalkohole __________________________________________________ 72

4.1.1 Hintergrund ______________________________________________ 72

4.1.2 Kollektivbeschreibung ______________________________________ 72

4.1.3 Methode ________________________________________________ 73

4.1.4 Ergebnisse ______________________________________________ 74

4.1.5 Diskussion ______________________________________________ 75

4.1.5.1 Toxikologische Bewertung der Befunde ________________________________ 80

4.1.5.2 Referenzwerte ____________________________________________________ 82

4.2 Berufliche Belastung durch Aminoalkohole _______________________ 83

4.2.1 Hintergrund ______________________________________________ 83

4.2.2 Kollektivbeschreibung ______________________________________ 84

4.2.3 Methode ________________________________________________ 85

4.2.4 Ergebnisse ______________________________________________ 85

4.2.5 Diskussion ______________________________________________ 87

4.2.5.1 Toxikologische Bewertung der Befunde ________________________________ 96

4.2.5.2 Schlussfolgerungen aus den Ergebnissen ______________________________ 97

5. Zusammenfassung ____________________________________________ 99

6. Summary ___________________________________________________ 102

7. Literatur ____________________________________________________ 105

8. Anhang _____________________________________________________ 114

Einleitung und Aufgabenstellung 1

1. Einleitung und Aufgabenstellung

Aminoalkohole sind Kohlenwasserstoffe, die mindestens eine Hydroxy- und

Aminogruppe enthalten. Es handelt sich dabei um weit verbreitete und industriell

vielfältig einsetzbare Stoffe, die weltweit in großen Mengen produziert werden. Sie

werden hauptsächlich in der metallverarbeitenden Industrie als Kühlschmiermittel-

Komponenten oder auch zur industriellen Gaswäsche eingesetzt. Einige Vertreter

der Aminoalkohole sind bis in die privaten Haushalte verbreitet. Sie kommen dort in

freier oder veresterter Form als Tenside oder pH-Regulatoren in Wasch- und

Reinigungsmitteln sowie in verschiedensten Körperpflegemitteln zum Einsatz. Die

Verbreitung der Aminoalkohole am Arbeitsplatz und ihre Anwendung im alltäglichen

Leben wirft die Frage auf, ob es unter diesen Bedingungen zu einer Beeinträchtigung

der Gesundheit von Beschäftigten und der Allgemeinbevölkerung durch diese

Substanzen kommen kann.

Gegenstand dieser Arbeit sind die Stoffe 2-Aminoethanol (MEA), Diethanolamin

(DEA), Triethanolamin (TEA), 2-(2-Aminoethoxy)ethanol (DGA), Morpholin und

2-Amino-2-ethyl-1,3-propandiol (AEPD). Diese Aminoalkohole sind aus

toxikologischer Sicht bedenklich: Ein Teil dieser Stoffe ist hinsichtlich potentieller

Gesundheitsgefahren durch eine chronische Exposition unzureichend untersucht, die

restlichen verursachten im Tierversuch bei Verabreichung über einen längeren

Zeitraum Schädigungen der Leber und der Nieren. Zwei der am häufigsten

eingesetzten Aminoalkohole, DEA und TEA, lösten im Versuchstier Krebs aus.

Die im Rahmen dieser Arbeit behandelten Aminoalkohole wurden bereits von der

Senatskommission zur Prüfung gesundheitsschädlicher Arbeitsstoffe (MAK-

Kommission) der Deutschen Forschungsgemeinschaft (DFG) beurteilt (siehe Tabelle

1). Jedoch konnte lediglich für MEA, DEA und Morpholin ein MAK-Wert (Maximale

Arbeitsplatzkonzentration) aufgestellt werden. Für DGA und AEPD war die Datenlage

für die Ableitung eines MAK-Wertes nicht ausreichend. Im Falle von DEA hat die

Senatskommission eine Einstufung in die Kategorie 3B der Arbeitsstoffe

vorgenommen, für die Anhaltspunkte für ein krebserzeugendes Potential vorliegen.

MEA und DEA wurden zusätzlich als hautsensibilisierend (Sh) eingestuft, eine

2 Einleitung und Aufgabenstellung

Eigenschaft, die möglicherweise für die gesamte Stoffgruppe zutreffend ist, wie

einige Studien zeigten. Neben einer inhalativen Aufnahme durch

Kühlschmiermitteldämpfe oder -aerosole im Arbeitsumfeld stellt es ein zusätzliches

Problem dar, dass die Aminoalkohole über die Haut aufgenommen werden können.

Dies bedeutet, dass sowohl im Arbeits- als auch im Umweltbereich eine dermale

Aufnahme von Aminoalkoholen wahrscheinlich ist. DEA wurde bereits von der MAK-

Kommission als hautresorptiv (H) eingestuft.

Tab. 1. Einstufung der Aminoalkohole durch die MAK-Kommission (DFG, 1995a, 1995b, 2000, 2001,

2007a, 2007b, 2008).

Um Aussagen über mögliche gesundheitliche Auswirkungen, die durch die Aufnahme

von Aminoalkoholen verursacht werden, treffen zu können, muss aufgeklärt werden,

welche Mengen aufgenommen werden. Für die Erfassung der inneren Belastung

kommt nur ein Biologisches Monitoring in Frage, da eine Abschätzung über die

Erfassung der äußeren Belastung mittels Luftmessungen die dermale Aufnahme

nicht berücksichtigen würde.

Da gesundheitlich unbedenkliche Schwellenwerte bislang nicht angegeben werden

können, erschwert dies eine sachgerechte Prävention möglicher

Gesundheitsschäden. Schließlich fehlen Referenzwerte anhand derer sich die innere

MAK-Wert

[mg/m³]

Spitzen-

begrenzung

H; S Krebs-

erzeugend

Schwangerschaft

Gruppe

MEA 5,1 I (2) Sh C

DEA 1 E I (1) H; Sh 3B C

TEA n.b. n.b. * n.b. n.b.

DGA - - - - -

Morpholin 36 I (2) D

AEPD - - - - -

„-“: Diese Aminoalkohole wurden behandelt, Eingruppierungen und Wertfestsetzungen konnten

aufgrund mangelnder Daten aber nicht getroffen werden; H: Gefahr der Hautresorption; Sh: Gefahr

der Sensibilisierung der Haut; E: gemessen als einatembare Fraktion; n.b.: nicht bearbeitet.

* TEA wurde bislang nur hinsichtlich der sensibilisierenden Wirkung untersucht; eine Markierung mit

Sh wurde 2006 wieder gestrichen.

Einleitung und Aufgabenstellung 3

Belastung durch Aminoalkohole bewerten lässt. Solche Werte könnten evaluiert

werden auf der Basis der Untersuchung von Personengruppen, die keiner

beruflichen Aminoalkohol-Belastung ausgesetzt sind. Bei solchen Untersuchungen

könnten darüber hinaus Erkenntnisse zum Metabolismus und zur Toxikokinetik der

Aminoalkohole beim Menschen gewonnen werden.

Die Aufgabe soll daher sein, ein analytisches Verfahren zu entwickeln, das es

ermöglicht, die Aminoalkohole bzw. deren Metabolite im Urin von Personen

nachzuweisen und zu quantifizieren. Diese Methode soll angewandt werden auf zwei

Personengruppen, zum einen auf die Allgemeinbevölkerung, um festzustellen, ob

und in welcher Höhe eine Aufnahme von Aminoalkoholen durch die Anwendung von

aminoalkoholhaltigen Reinigungs- oder Körperpflegemitteln erfolgt. Zum anderen soll

die Methode auf ein Kollektiv von Arbeitnehmern aus der metallverarbeitenden

Industrie angewandt werden, um herauszufinden, ob die Beschäftigung an

Arbeitsplätzen, an denen aminoalkoholhaltige Kühlschmiermittel eingesetzt werden,

zu einer zusätzlichen Belastung führt.

Diese Pilotstudien sollen erste Einschätzungen ermöglichen, ob die im Rahmen

dieser Arbeit untersuchten Aminoalkohole geeignete Parameter für eine Ermittlung

einer Exposition gegenüber diesen Stoffen darstellen. Auf Basis der gewonnenen

Erkenntnisse könnte die Ableitung von Referenzwerten für die Allgemeinbevölkerung

im umweltmedizinischen Bereich und von Biologische Arbeitsstofftoleranz (BAT)-

Werten im arbeitsmedizinischen Bereich ermöglicht werden.

Letztendliches Ziel ist die Prävention von Gesundheitsschäden durch Aminoalkohole

bei Menschen, die an ihrem Arbeitsplatz und/oder aus ihrer Lebensumwelt diese

Substanzen aufnehmen.

4 Theoretische Grundlagen

2. Theoretische Grundlagen

2.1 Aminoalkohole

„Aminoalkohole“ (AA) sind Kohlenwasserstoffe, die sowohl mindestens eine

Aminogruppe als auch mindestens eine Alkoholfunktion enthalten. Diese

Bifunktionalität macht sie vielfältig einsetzbar in einer Reihe industrieller

Anwendungen. In der Metallindustrie werden AA als Bestandteile so genannter

Kühlschmiermittel (KSM) eingesetzt, in denen sie als Korrosionshemmer und zur

Einstellung des pH-Wertes dienen. Manche AA werden auch als Detergentien und

Hilfsstoffe in Wasch-, Reinigungs- und Körperpflegemitteln angewandt.

2.1.1 Substanzauswahl

Die Auswahl der AA als Parameter für die Feststellung einer umwelt- und

arbeitsbedingten Belastung orientierte sich an deren Verwendungshäufigkeit und

-mengen als Bestandteile von KSM einerseits und von Wasch- und

Reinigungsmitteln sowie Kosmetika andererseits. Auf die spezifischen

Einsatzgebiete der einzelnen AA wird in Abschnitt 2.1.3 genauer eingegangen.

Bestandteil dieser Arbeit sind die drei Ethanolamine 2-Aminoethanol (MEA),

Diethanolamin (DEA) und Triethanolamin (TEA), der Ether 2-(2-Aminoethoxy)ethanol

(Diglykolamin, DGA), 2-Amino-2-ethyl-1,3-propandiol (AEPD), sowie der

Heterozyklus Morpholin, bei welchem es sich streng genommen nicht um ein

Aminoalkohol handelt. Aus Gründen der Übersichtlichkeit wird jedoch für alle im

Rahmen dieser Arbeit untersuchten Stoffe die Sammelbezeichnung „Aminoalkohole“

verwendet. Abbildung 1 zeigt deren Strukturformeln.

Theoretische Grundlagen 5

Abb. 1. Strukturformeln der Aminoalkohole, die Bestandteil dieser Arbeit sind.

2.1.2 Physikalische und chemische Eigenschaften

Bei den AA handelt es sich durchweg um sehr polare und hydrophile Substanzen.

MEA, DEA, TEA, DGA und Morpholin sind bei Raumtemperatur farblose, ölige

Flüssigkeiten und besitzen einen mehr oder weniger stark ausgeprägten ammoniak-

oder aminartigen Geruch. AEPD ist ein bei Raumtemperatur weißes kristallines

Pulver. Folgende Tabelle soll einen Überblick über die physikalischen und

chemischen Eigenschaften der AA geben:


Tab. 2. Physikalische und chemische Eigenschaften ausgewählter Aminoalkohole (DFG, 1995a,

1995b, 2000, 2001, 2007a, 2007b).

MEA DEA TEA DGA Morpholin AEPD

Summenformel C2H7NO C4H11NO2 C6H15NO3 C4H11NO2 C4H9NO C5H13NO2

Molekulargewicht [g/mol]

61,08 105,14 149,19 105,14 87,10 119,16

Dichte bei 20 °C [g/cm³]

1,02 1,10 1,13 1,06 1,00 1,10

Schmelzpunkt [°C] 10 28 21 -11 -5 37,5-38,5

Siedepunkt [°C] 172 269 360 223-224 128-130 152-153

Dampfdruck [mbar]

0,3 bei 20 °C

< 0,01 bei 20 °C

0,00005 bei 40 °C

<0,1 bei 20 °C

10 bei 20 °C

n.v.

Wasserlöslichkeit mischbar 954 g/L bei 20 °C

mischbar mischbar mischbar mischbar

n.v. = Informationen nicht verfügbar.

2.1.3 Produktion und Verwendung

Die Herstellung von AA erfolgt auf unterschiedlichen Wegen. Die Ethanolamine MEA,

DEA und TEA werden durch Reaktion von Ethylenoxid mit Ammoniak bei hohen

Temperaturen und Drücken hergestellt. Das Produktgemisch wird anschließend

destillativ getrennt (BUA, 1995, 1997). DGA und Morpholin werden durch

katalytische Umsetzung von Diethylenglykol mit Ammoniak hergestellt. Die Trennung

erfolgt durch Destillation (DFG, 1995b). Die Herstellung von AEPD erfolgt durch

Umsetzung von 1-Nitropropan und Formaldehyd. Der entstehende Nitroalkohol wird

zum Aminoalkohol reduziert (DFG, 1995a).

AA werden in großem Maßstab produziert: Von Europas größtem Hersteller für

Ethanolamine, der BASF AG, werden jährlich mehr als 230.000 Tonnen

Ethanolamine (MEA, DEA und TEA) an 2 Standorten hergestellt (Stand 2005)

(BASF, 2009). Ein großer Hersteller dieser Ethanolamine aus den USA (Huntsman

Corporation) berichtet von einer Jahresproduktion von etwa 186.000 Tonnen

(Huntsman, 2009). Morpholin wird weltweit in Größenordnungen von über


25.000 Tonnen hergestellt (IPCS, 1995). Die BASF AG stellt derzeit 30.000 Tonnen

pro Jahr DGA und Morpholin her (Chemie.de, 2009). Genaue Produktionszahlen von

AEPD sind nicht verfügbar, es handelt sich aber um einen high production volume-

(HPV) Stoff. Das bedeutet, dieser wird zu mehr als 1.000 Tonnen pro Jahr in

mindestens einem Mitgliedsland der OECD (Organisation for Economic Co-operation

and Development) produziert (ESIS, 2009).

In der Metallindustrie werden alle hier behandelten AA als Bestandteile von

wassermischbaren KSM eingesetzt, in welchen sie in Anteilen von bis über 50 %

(bezogen auf die unverdünnten Konzentrate) vorkommen können (Breuer et al.,

2004). AA dienen in KSM zur Einstellung des pH-Werts und fungieren als

Korrosionsinhibitoren, Entrostungsmittel und Entschäumer. KSM werden in

Metallbearbeitungsprozessen zur Abfuhr der entstehenden Verformungs- und

Reibungswärme zwischen Werkzeug und bearbeitetem Werkstück und zum

Abtransport der entstehenden Späne angewandt. Des Weiteren kommen MEA, DEA,

TEA, DGA und Morpholin bei der industriellen Gaswäsche zum Einsatz. Hierbei

dienen sie der Entfernung von Kohlendioxid, Schwefelwasserstoff und anderer

saurer Gasbestandteile aus Gasgemischen. Der zu reinigende Gasstrom wird hierfür

durch eine Wirbelschicht der wässrigen AA-Lösung geleitet. Die Ethanolamine MEA,

DEA und TEA werden als Detergentien und Hilfsstoffe in Wasch-, Reinigungs- und

Körperpflegemitteln angewandt, unverändert oder in Form von Fettsäure-Seifen oder

-Amiden (BASF, 2009; DFG, 2001, 2007a, 2007b; Knaak et al., 1997). Außerdem

kommen manche AA noch in der Textil- und Lederindustrie zum Einsatz (BASF,

2009; IPCS, 1995). Die Produktionsmengen und die beiden wichtigsten

Anwendungsgebiete fasst Tabelle 3 zusammen.


Tab.3. Verwendung und Produktionsmengen der Aminoalkohole.

Substanz Kühlschmiermittel-

Komponente

Wasch- und

Reinigungsmittel,

Kosmetika

Produktions-

menge

Literatur

MEA + + > 230.000 t/a

in Europa

(BASF, 2009;

Knaak et al., 1997) DEA + +

TEA + +

DGA + - > 30.000 t/a

in Deutschland

(Chemie.de, 2009;

DFG, 1995b, 2000;

IPCS, 1995) Morpholin + -

AEPD + - > 1.000 t/a in

Europa

(DFG, 1995a;

ESIS, 2009)

2.1.3.1 Expositionsquellen für die Allgemeinbevölkerung

Von umweltmedizinischer Relevanz dürften vor allem diejenigen Stoffe sein, die in

den Produkten für den häuslichen Gebrauch vorhanden sind, mit denen der

Endverbraucher also direkt in Kontakt kommt. Dies trifft für die Ethanolamine MEA,

DEA und TEA zu, die in Wasch- und Reinigungsmitteln, sowie in Kosmetika zum

Einsatz kommen. Dass diese nicht nur verestert oder amidiert, sondern auch in freier

Form in solchen Mitteln vorkommen, konnte am Beispiel DEA gezeigt werden (Chou,

2005), auch wenn von Herstellerseite Gegenteiliges behauptet wird (Bailey, 2007). In

einer Untersuchung an 20 Shampoos, die laut Hersteller Fettsäure-DEA enthielten,

konnte in 19 der 20 Proben freies DEA in Konzentrationen zwischen 140 und

15.200 mg/kg festgestellt werden (Chou, 2005). Auch TEA kann freies DEA als

Verunreinigung enthalten. TEA selbst wird in Verbindung mit Fettsäuren als

Emulgator und zur Einstellung des pH-Wertes in Kosmetika verwendet (Kraeling et

al., 2004).

Die Anwendung von Ethanolaminen in kosmetischen Mitteln ist in Deutschland durch

die Kosmetikverordnung geregelt (KosmetikV, Stand 2008). Gemäß §1 in

Verbindung mit Anlage 1 der Kosmetikverordnung darf DEA nicht „bei dem

gewerbsmäßigen Herstellen oder Behandeln von kosmetischen Mitteln“ verwendet

werden. Des Weiteren dürfen die durch §2 der Kosmetikverordnung gesetzlich

geregelten Höchstmengen an sekundären Aminen (z.B. DEA) als Verunreinigung

von Monoalkanolaminen und deren Salze (Höchstgehalt an sekundärem Amin:


0,5 %), Dialkanolamiden (0,5 %), sowie von Trialkanolaminen und deren Salze

(2,5 % in Mitteln, die nicht ausgespült werden) in den Fertigprodukten nicht

überschritten werden. Außerdem ist der Höchstgehalt an sekundärem Amin (z.B.

DEA) in diesen Rohstoffen gesetzlich geregelt (zwischen 0,5 und 5 %, je nach

Rohstoff). MEA und TEA, sowie deren Salze unterliegen neben den

Reinheitsanforderungen lediglich der Einschränkung, dass sie nicht zusammen mit

nitrosierenden Systemen verwendet werden dürfen.

Bei den ethanolaminhaltigen Körperpflegemitteln kann es sich sowohl um rinse off-

(z.B. Shampoo, Duschgel und Rasierschaum) als auch um leave on-Produkte (z.B.

Creme oder Bodylotion) handeln. Erstere Produkte werden nach kurzer Einwirkzeit

wieder aus- bzw. abgespült, während bei letzteren Produkten eine lange

Verweildauer auf der Haut gegeben ist. Dies ist insofern problematisch, da eine

Hautgängigkeit von MEA, DEA und TEA bereits in mehreren Studien belegt werden

konnte (siehe auch Abschnitt 2.1.4). Somit ist durch die Anwendung ethanolamin-

haltiger Körperpflegemittel eine dermale Aufnahme von Ethanolaminen zu erwarten.

Auch durch das Tragen von Wäsche, die mit ethanolaminhaltigen Waschmitteln

gereinigt wurde, oder durch Anwendung ethanolaminhaltiger Reinigungsmittel ist

eine Exposition denkbar. In welchem Maße die Ethanolamine tatsächlich vom Körper

aufgenommen werden und somit systemisch wirken können, ist bislang nicht

abschließend geklärt.

2.1.3.2 Vorkommen am Arbeitsplatz

Bei der industriellen Bearbeitung metallischer Werkstücke, seien es Dreh-, Fräs-,

oder Bohrarbeiten, werden zur Kühlung und zur Schmierung sowie zum Abtransport

entstehender Metallspäne in großem Maßstab KSM eingesetzt. Hierfür kommen je

nach Anwendung unterschiedliche Zusammensetzungen zum Einsatz. Eine große

Gruppe innerhalb der KSM bilden die so genannten wassermischbaren KSM. Diese

enthalten üblicherweise AA in verschiedenen Anteilen, welche jeweils für die

einzelnen Stoffe teilweise bis über 50 % in den unverdünnten Konzentraten betragen

können. Diese KSM-Konzentrate werden vor dem Einsatz mit Wasser verdünnt (in

der Regel mindestens 1:10).


Gemäß den Technischen Regeln für Gefahrstoffe (TRGS) des Ausschusses für

Gefahrstoffe (AGS) dürfen von den hier behandelten AA DEA und Morpholin

zumindest in Deutschland nicht mehr in wassermischbaren KSM als Komponente

enthalten sein, da die Gefahr besteht, dass diese mit nitrosierenden Agenzien

krebserzeugende N-Nitrosamine bilden (AGS, 2002). DEA ist aber immer noch in

einigen KSM nachweisbar, wie in einem kürzlich durchgeführten Untersuchungs-

programm gezeigt werden konnte. In dessen Rahmen wurden 49 KSM auf ihren

Gehalt an 10 gängigen AA analysiert. Bei den vier am häufigsten gefundenen AA

handelte es sich um MEA, DEA, TEA und DGA (Breuer et al., 2004). AEPD wird

ebenfalls häufig in KSM eingesetzt (Angus, 2009). Auch Morpholin ist immer noch

Bestandteil einiger KSM-Konzentrate (z.B. CIMCOOL CIMFREE® 990).

Bei der Bearbeitung von metallischen Werkstücken unter Einsatz von KSM kann es

zur Bildung von KSM-Dämpfen und -Aerosolen kommen, die durch Arbeitnehmer

inhalativ aufgenommen werden können. Durch manuell durchgeführte Schritte

während der Metallverarbeitung ist außerdem eine dermale Exposition gegenüber

KSM wahrscheinlich. Dies ist problematisch, da die AA hautgängig sind. In der Praxis

werden bei solchen Tätigkeiten oftmals keine Handschuhe getragen, bzw. dürfen aus

Sicherheitsgründen nicht verwendet werden. Zur Höhe der äußeren Belastung von

Metallarbeitern gegenüber Ethanolaminen wurde jüngst eine Studie veröffentlicht

(Henriks-Eckerman et al., 2007). In dieser wurde neben Luftmessungen auch eine

Analyse von rinse-off-Proben der Hände der Arbeitnehmer durchgeführt. Hierfür

wurden die Hände nach zwei Stunden Arbeit mit einem Lösungsmittel abgewaschen,

um die anhaftenden AA zu extrahieren. Die Autoren kamen zu dem Schluss, dass

die an den Händen haftende Menge an Ethanolaminen die der inhalierten Luft im

Median um das 9- bis 170-fache übersteigt.

2.1.4 Aufnahme und Metabolismus

Für MEA, DEA, TEA und Morpholin ist bekannt, dass sie im Tierversuch unabhängig

von der Art der Applikation sehr gut und weitestgehend vollständig resorbiert werden,

für DGA und AEPD sind hierzu keine Informationen verfügbar (DFG, 1995a, 1995b,

2000, 2001, 2007a, 2007b).


Die Hautgängigkeit von MEA, DEA, TEA, DGA und Morpholin wird in zahlreichen

Studien belegt (Brain et al., 2005; Breslin et al., 1991, 1992; DePass et al., 1995;

IPCS, 1995; Klain et al., 1985; Kraeling et al., 2004; Liberacki et al., 1996; Marty et

al., 1999; Mathews et al., 1995; Mathews et al., 1997; Melnick, 1992; Melnick et al.,

1994a, 1994b; Neeper-Bradley, 1992; Neeper-Bradley und Kubena, 1993; NTP,

1999a, 1999b, 2004; Smyth Jr et al., 1951; Stott et al., 2000b; Sun et al., 1996;

Waechter und Rick, 1988; Waechter et al., 1995). Für AEPD ist aufgrund der

Strukturähnlichkeiten zu den anderen AA ebenfalls von hautpenetrativen

Eigenschaften auszugehen.

Die in vitro Humanhautpenetration von DEA ist Gegenstand einer Studie von 2004.

Um die DEA-Absorption unter realistischen Anwendungsbedingungen zu ermitteln,

wurden unterschiedliche Shampoos, Haarfärbemittel und Body Lotions mit 14C-DEA

versetzt und diese auf menschliche Haut in Durchfluss-Diffusionszellen aufgetragen.

Nach der dem jeweiligen Produkt entsprechenden Einwirkzeit wurde die

Radioaktivität in der Rezeptorflüssigkeit sowie in den verschiedenen Hautschichten

gemessen. Nach 24 Stunden wurde in allen Fällen ein Teil der DEA-Dosis in der

Haut gefunden: 2,8 % bei den Shampoos, 2,9 % bei den Haarfärbemittel und 10,0 %

bei den Body Lotions, jedoch nur wenig in den Rezeptorflüssigkeiten (0,08 %, 0,09 %

bzw. 0,9 %). Das DEA war unterschiedlich innerhalb der Hautschichten verteilt. Im

Falle der Lotions (Leave-on-Produkt) drang DEA tiefer in die Haut ein als bei den

Shampoos (Rinse-off-Produkt). In einem erweiterten Test über 72 Stunden mit einer

Body Lotion zeigte sich, dass DEA in der Haut akkumuliert, aber nur sehr wenig in

die Rezeptorflüssigkeit gelangt. Die Autoren schlossen aus den Ergebnissen, dass in

der Haut gebundenes DEA systemisch nicht verfügbar ist (Kraeling et al., 2004).

Diese Folgerung steht jedoch im Widerspruch zu mehreren Tierstudien, in denen

DEA nach dermaler Applikation toxische Effekte zeigte, die nur mit einer

systemischen Verfügbarkeit des DEA zu erklären sind (Marty et al., 1999; Melnick,

1992; Melnick et al., 1994a; Melnick et al., 1994b; NTP 1999b). Wahrscheinlich

besteht ein Zusammenhang zwischen der systemisch verfügbaren Menge an DEA

und der Verabreichungshäufigkeit. Die Tierstudien wurden längerfristig angelegt über

Zeiträume von bis zu zwei Jahren bei fünfmaliger Applikation pro Woche. Die Studie

von Kraeling et al. (2004) hingegen berücksichtigt nur die einmalige Anwendung

DEA-haltiger Kosmetika.


Nach Aufnahme und Resorption der AA erfolgt im Körper eine Verteilung und

Verstoffwechselung. Letztere läuft für die verschiedenen AA recht unterschiedlich ab:

MEA

MEA ist ein natürlicher Bestandteil der in allen biologischen Membranen

vorkommenden strukturbildenden Phospholipide. Es wird nach Aufnahme in den

Lipidstoffwechsel in die phospholipidhaltigen Zellmembranen integriert (siehe

Abbildung 2). Das im Phospholipid-Metabolismus gebildete Phosphatidylethanolamin

(Cephalin) wird zum Teil an der Aminogruppe dreifach methyliert, es entsteht

Phosphatidylcholin (Lecithin) (Styrer, 1994). MEA wird im Zuge der

Verstoffwechselung teilweise über die Ausatemluft eliminiert. In einer Studie an

Mäusen konnte 30 Minuten nach dermaler Applikation von 14C-markiertem MEA in

einer Natriumhydroxidlösung, über die die Ausatemluft geleitet wurde, Radioaktivität

festgestellt werden. Die Autoren schlossen hieraus, dass MEA zu CO2 oxidiert

wurde. Aufgrund der hohen Wasserlöslichkeit von MEA wäre jedoch wahrscheinlich

auch unverändertes MEA in dieser Lösung nachweisbar. In einem Parallelversuch

erfolgte eine dermale Verabreichung von MEA auch auf Menschenhaut, die vorab

Mäusen transplantiert wurde. Nach 24 Stunden war in beiden Versuchen über 18 %

der verabreichten Dosis über die Ausatemluft eliminiert. 24 Stunden nach dermaler

Verabreichung wurde die Verteilung der Radioaktivität im Gewebe und in Urin und

Faeces untersucht: Der größte Teil des verabreichten MEA verblieb im Körper, so

enthielt die Leber etwa 25 % der verabreichten Dosis, gefolgt von den Nieren

(< 3 %), der Lunge (< 1 %) und dem Gehirn (< 1%). Dies lässt sich mit der

Umsetzung des MEA im Lipidstoffwechsel erklären. Ein großer Teil der Radioaktivität

verblieb in der Applikationsstelle (ca. 18 % im Transplantat bzw. ca. 12 % in der

Mäusehaut). Über den Urin wurden ca. 5 % der verabreichten Dosis ausgeschieden.

Bei den im Urin ausgeschiedenen Metaboliten handelte es sich zum größten Teil um

Harnstoff (ca. 40 %), Glycin (ca. 20 %), sowie um unverändertes MEA (ca. 10 %)

(Klain et al., 1985).

MEA ist aufgrund dieser endogenen Bildung auch ein natürlicher Bestandteil des

humanen Urins. Für Frauen und Männer wurden durchschnittliche

Urinkonzentrationen zwischen 3,3 und 50,7 mg/L ermittelt (Luck und Wilcox, 1953).


DEA

Für DEA ist kein endogener Bildungsmechanismus bekannt. DEA wird unabhängig

vom Aufnahmeweg im Phospholipid-Metabolismus umgesetzt und als DEA,

N-Methyl-DEA und N,N-Dimethyl-DEA zum Teil anstelle von Cholin und Ethanolamin

in die Phospholipide eingebaut. Die gebildeten „falschen“ Phospholipide werden

langsamer metabolisiert als die „natürlichen“. Es kommt daher bei Ratten und

Mäusen zu einer Anreicherung im Körper, hauptsächlich in der Leber und den

Nieren. Die Ausscheidung erfolgt zum größten Teil als unverändertes DEA über den

Urin. Eine Eliminierung über die Ausatemluft wie beim MEA erfolgt nur in sehr

geringem Maße (Mathews et al., 1997). In einer Studie wurde Ratten 10 mg bzw.

100 mg 14C-markiertes DEA/kg KG intravenös verabreicht. Nach 24 Stunden wurden

12 % bzw. 26 % der verabreichten Dosis über den Urin ausgeschieden; nach

96 Stunden betrug der Anteil 25 % bzw. 36 %. Durchschnittlich 64 % bzw. 52 % der

verabreichten Dosis konnte 96 Stunden nach der Injektion im Gewebe der Tiere

nachgewiesen werden. Der größte Teil der verabreichten Radioaktivität konnte in der

Leber (21 % bzw. 17 %) und den Nieren (7 % bzw. 5 %) nachgewiesen werden. Die

Eliminierung aus dem Plasma verlief zweiphasig mit Halbwertszeiten von

9,2 Stunden für die initiale Phase und 258 Stunden (> 10 Tage) für die terminale

Phase bei einer verabreichten Dosis von 10 mg/kg. Eine Anreicherung erfolgte auch

in den Erythrozyten im Zeitraum von 6 bis 96 Stunden nach der Verabreichung

(Mendrala et al., 2001).

TEA

Der Metabolismus von TEA in Mäusen und Ratten unterscheidet sich von dem der

verwandten Substanzen MEA und DEA erheblich. TEA wird nicht wie diese im

Phospholipid-Stoffwechsel umgesetzt, sondern wird nach Aufnahme zum größten

Teil über den Urin unverändert wieder ausgeschieden. Es erfolgt kein Abbau zu MEA

und DEA (Stott et al., 2000b). Zur Untersuchung des Metabolismus und der Kinetik

wurde Mäusen 14C-markiertes TEA dermal und intravenös verabreicht. Die

Halbwertszeit für die dermale Absorption des radioaktiven TEA wurde auf

1,3 Stunden geschätzt. Das intravenös verabreichte TEA wurde zweiphasig

eliminiert. Die Halbwertszeit der initialen Phase betrug 0,3 Stunden, gefolgt von einer

langsameren terminalen Phase mit einer Halbwertszeit von 10 Stunden. Die

radioaktive Dosis wurde applikationsunabhängig in erster Linie als unmetabolisiertes


TEA über den Urin wieder ausgeschieden (49 % bis 69 %). Die Körperbelastung

nach dem Töten der Tiere betrug zwischen 3 % und 6 % der Dosis (Summe aus

deren Leber, Nieren, Karkasse und demjenigen Teil der Haut, auf dem keine

Verabreichung stattfand). Daraus wurde geschlossen, dass TEA nach dermaler

Applikation von Dosen, die für eine toxikologische Bewertung relevant sind,

weitgehend absorbiert wird (Stott et al., 2000b).

Morpholin

Morpholin wird im Tierversuch nach oraler oder dermaler Aufnahme gut absorbiert.

Die höchsten Gewebekonzentrationen fanden sich bei der Ratte im Muskel und beim

Kaninchen in den Nieren. In Maus, Ratte, Hamster, Meerschweinchen und

Kaninchen wird nahezu die gesamte Menge an oral, intravenös oder intraperitoneal

appliziertem Morpholin wieder unverändert über den Urin ausgeschieden. In

Meerschweinchen konnte der Metabolit N-Methylmorpholin-N-oxid identifiziert

werden. Nur 0,5 % wurden als CO2 eliminiert (IPCS, 1995).

DGA / AEPD

Für DGA und AEPD ist nicht bekannt, wie sie im Körper metabolisiert werden (DFG,

1995a, 1995b). Aufgrund der hohen Wasserlöslichkeit und der Strukturähnlichkeiten

zu den anderen AA ist aber davon auszugehen, dass zumindest ein Teil ebenfalls

unverändert über den Urin ausgeschieden wird.


Abb. 2. Aufnahme von MEA und DEA in den Phospholipidmetabolismus und die Ausscheidung von

MEA, DEA, TEA, Morpholin, DGA und AEPD im Tierversuch (24 Stunden-Werte) (DFG, 1995a,

1995b; IPCS, 1995; Klain et al., 1985; Mendrala et al., 2001; Stott et al., 2000b).

R = H (MEA) bzw. CH2CH2OH (DEA); R1/2 = Kohlenwasserstoffkette einer Fettsäure;

ATP = Adenosin-5‘-triphosphat; ADP = Adenosin-5‘-diphosphat; PP = Pyrophosphat;

CTP = Cytidin-5’-triphosphat; CDP = Cytidin-5’-diphosphat; CMP = Cytidin-5’-monophosphat;

n.v. = Informationen nicht verfügbar.


2.1.5 Toxikologie

Die Toxizität der AA im Tierversuch und im Menschen ist zusammengefasst in den

jeweiligen MAK-Begründungen der Senatskommission zur Prüfung

gesundheitsschädlicher Arbeitsstoffe der DFG (DFG, 1995a, 1995b, 2000, 2001,

2007a, 2007b). Die Toxizität der Ethanolamine (MEA, DEA und TEA) ist Gegenstand

einer ausführlichen Monographie (Knaak et al., 1997) und der Stoffberichte des

Beratergremiums für umweltrelevante Altstoffe der Gesellschaft Deutscher Chemiker

(BUA, 1995, 1997), die allerdings noch nicht die Erkenntnisse hinsichtlich des

kanzerogenen Potentials von DEA und TEA berücksichtigen (NTP, 1999a, 1999b,

2004). Ein BUA-Bericht existiert auch für Morpholin (BUA, 1990).

2.1.5.1 Akute Toxizität

Die akute Toxizität der AA im Tierversuch ist generell als mäßig zu beurteilen. Die

niedrigsten gefundenen LD50-Werte bei oraler Verabreichung an Ratten liegen im

Bereich von 0,7 g/kg KG beim DEA bis 5,2 g/kg KG beim TEA (siehe Tabelle 4)

(DFG, 1995a, 1995b, 2000; Knaak et al., 1997). Die Zielorgane sind in den meisten

Fällen die Leber und die Nieren, sowie der Verdauungstrakt.

Zur akuten Toxizität der AA am Menschen sind kaum Informationen verfügbar.

MEA führte bei einmaliger Exposition eines Arbeitnehmers zu akuter

Leberschädigung und chronischer Hepatitis (Jindrichovà und Urban, 1971).


Tab. 4. Akute Toxizität der Aminoalkohole im Tierversuch.

Substanz Akute Toxizität Literatur

LD50 bei oraler

Verabreichung an Ratten Zielorgane

MEA 1,1 – 20 g/kg KG Leber, Magen-Darm-Trakt (DFG, 2001;

Knaak et al., 1997)

DEA 0,7 – 3,5 g/kg KG Leber (DFG, 2007a;

Knaak et al., 1997)

TEA 5,2 – 11,3 g/kg KG innere Organe, Leber, Niere

und Milz

(DFG, 2007b;

Knaak et al., 1997)

DGA 2,3 – 5,7 g/kg KG Magen-Darm-Trakt (DFG, 1995b)

Morpholin 1,1 – 1,9 g/kg KG Magen-Darm-Trakt (DFG, 2000; IPCS, 1995)

AEPD 3,9 – 4,6 g/kg KG Magen-Darm-Trakt (DFG, 1995a)

2.1.5.2 Subakute, subchronische und chronische Toxizität

Bei Verabreichung von MEA, DEA, TEA und Morpholin im Tierversuch über einen

längeren Zeitraum standen toxische Effekte auf Leber und Nieren der Versuchstiere

im Vordergrund (siehe Tabelle 5). Zur subakuten, subchronischen und chronischen

Toxizität von DGA und AEPD liegen keinerlei Informationen vor.

Für MEA wurde an der Ratte in einer Fütterungsstudie über 90 Tage ein NOEL von

320 mg/kg KG/d ermittelt. Höhere Konzentrationen führten zu histopathologischen

Veränderungen in Leber, Niere, Milz und Hoden (Anonym, 1983; Smyth Jr et al.,

1951).

In einer Studie an Ratten führte DEA bereits ab einer Dosis von 170 mg/kg KG/d zu

Todesfällen und histologischen Veränderungen der Leber, Nieren und Milz (Smyth Jr

et al., 1951). Die toxische Wirkung des DEA scheint auf dem Einbau von DEA-

haltigen unphysiologischen Phospholipiden (siehe Abschnitt 2.1.4) in die

Zellmembranen zu beruhen. Dies kann zu einer Störung der zellulären Funktionen

führen (Barbee und Hartung, 1979a, 1979b; Mathews et al., 1995). So konnten z.B.

die Hemmung mikrosomaler Enzymsysteme oder eine Beeinträchtigung


mitochondrialer Funktionen durch DEA gezeigt werden (Barbee und Hartung, 1979a;

Knaak et al., 1997). Zusätzlich verringert DEA die in vitro-Syntheserate von

Phosphatidylethanolamin und Phosphatidylcholin im Lebergewebe (Knaak et al.,

1997). Letztendlich äußern sich die Störungen in der beobachteten Organtoxizität auf

Leber, Niere und Milz (Mathews et al., 1995), sowie in Veränderungen im Blutbild

(Knaak et al., 1997).

Auch beim TEA stellten sich nach wiederholter oraler Applikation im Tierversuch die

Nieren und die Leber als die empfindlichsten Organe heraus. Die chronische orale

Verabreichung von TEA an Ratten führte ab einer Dosis von 730 mg/kg KG/d zu

histologischen Veränderungen in diesen Geweben (BUA, 1995; Smyth Jr et al.,

1951).

Morpholin führte nach wiederholter oraler Applikation an Ratten ab Konzentrationen

von 700 mg/kg KG/d zu systemisch toxischen Effekten in Form von Leber- und

Nierenschädigungen. Anhand einer chronischen Inhalationsstudie an Ratten kann

ein NOEL von 10 mL/m³ abgeleitet werden (DFG, 2000).


Tab. 5. Subakute, subchronische und chronische Toxizität der Aminoalkohole im Tierversuch.

Substanz

Subakute, subchronische und chronische Toxizität

Literatur Spezies, Art der Applikation,

Zeitraum: effect level

Zielorgane

MEA Ratte, oral, 90 Tage:

NOEL 320 mg/kg KG/d

Leber, Niere, Milz und

Hoden

(Anonym, 1983;

DFG, 2001;

Knaak et al., 1997;

Smyth Jr et al., 1951)

DEA Ratte, oral, 90 Tage:

LOAEL 170 mg/kg KG/d

Leber, Niere und Milz (DFG, 2007a;

Knaak et al., 1997;


TEA Ratte, oral, 90 Tage:

NOAEL 80 mg/kg KG/d

Leber und Niere (BUA, 1995;

DFG, 2007b;


DGA Datenlage unzureichend ? (DFG, 1995b)

Morpholin Ratte, inhalativ, 2 Jahre:

NOEL 10 mL/m³

Leber, Niere (DFG, 2000;

IPCS, 1995)

AEPD Datenlage unzureichend ? (DFG, 1995a)

2.1.5.3 Wirkung auf Haut und Schleimhäute

Den im Rahmen dieser Arbeit untersuchten AA ist gemein, dass sowohl im

Tierversuch als auch an menschlicher Haut nach dem Auftragen relativ

konzentrierter Lösungen reizende bis ätzende Wirkungen mit Rötungen, Ödemen,

bis hin zu Nekrotisierungen des Hautgewebes festgestellt wurden, die auf die

Alkalität der AA zurückzuführen sind. An den Augen können AA ebenfalls zu

Reizungen und Verätzungen führen (DFG, 1995a, 1995b, 2000, 2001, 2007a,

2007b).

2.1.5.4 Allergene Wirkung

MEA, DEA, TEA und DGA wirken hautsensibilisierend beim Menschen (Blum und

Lischka, 1997; Geier et al., 2002; Geier et al., 2003; Geier et al., 2004; IVDK, 2000,

2001). Beim AEPD sind diesbezüglich Hinweise vorhanden, es löste bei einem von


160 Patienten eine positive Hautreaktion aus (Geier et al., 2003). MEA und DEA

wurden von der Senatskommission zur Prüfung gesundheitsschädlicher Arbeitsstoffe

der DFG als hautsensibilisierend „Sh“ eingestuft (DFG, 2001, 2007a).

In einigen Studien zeigten die Ethanolamine sensibilisierende Wirkung auf die

Atemwege. So konnte bei einigen Personen, die berufsbedingt mit MEA-haltigen

Haarpflegemittteln in Kontakt gekommen waren, Asthma beobachtet werden

(Gelfand, 1963). Piipari et al. (1998) konnten in einem Fallbericht an einem

Arbeitnehmer mit beruflich bedingtem Kontakt zu DEA zeigen, dass dieses in

Konzentrationen unterhalb 2 mg/m³ Asthma auslösen kann. Savonius et al. (1994)

berichten von drei Fällen beruflich bedingten Asthmas, verursacht durch MEA bzw.

TEA. Diese Befunde wurden durch Provokationstest abgesichert, die mittels

Erhitzung des jeweiligen Ethanolamins durchgeführt wurden.


Tab. 6. Hautgängigkeit und hautsensibilisierende Wirkung der Aminoalkohole am Menschen.

Für MEA und DEA wurden hinsichtlich der sensibilisierenden Wirkung ein Teil der Studien aufgeführt,

die zur Einstufung „Sh“ durch die Senatskommission zur Prüfung gesundheitsschädlicher Arbeitsstoffe

der Deutschen Forschungsgemeinschaft geführt haben. Weiterhin wurden diejenigen Studien

ausgewählt, die die größte Zahl an Patienten aufweisen.

AA Einstufung

durch MAK-

Kommission

H; Sh

Ausgewählte Studien zur

hautsensibilisierenden Wirkung am Mensch

Literatur

MEA Sh Von 1.052 getesteten Patienten reagierten

21 positiv auf 2 % MEA in Vaseline.

Aufgeschlüsselt nach aktueller Tätigkeit:

Patienten mit Metallberufen:

1.779, davon 98 positiv.

Patienten mit spanenden Tätigkeiten:

308, davon 45 positiv.

(DFG, 2001;

IVDK, 2000)

DEA H; Sh Von 4.701 getesteten Patienten reagierten

77 positiv auf 2 % DEA in Vaseline.






(DFG, 2007a;

IVDK, 2000)

TEA * Von 43.191 getesteten Patienten reagierten

169 positiv auf 2,5 % TEA in Vaseline.






(DFG, 2007b;

IVDK, 2000)

DGA - Von 228 getesteten Patienten reagierten

5 positiv auf 1 % DGA in Vaseline.

(DFG, 1995b;

Geier et al., 2003)

Morpholin Wurde bisher nicht getestet. (DFG, 2000)

AEPD - Von 160 getesteten Patienten reagierte

1 positiv auf 1 % AEPD in Wasser.

(DFG, 1995a;

Geier et al., 2003)

„-“: Diese Aminoalkohole wurden behandelt, Eingruppierungen konnten aufgrund mangelnder Daten

nicht getroffen werden; H: Gefahr der Hautresorption; Sh: Gefahr der Sensibilisierung der Haut.

* Eine Markierung mit Sh wurde 2006 wieder gestrichen.


2.1.5.5 Reproduktionstoxizität

Hinsichtlich reproduktionstoxischer Wirkungen sind lediglich die Ethanolamine MEA,

DEA und TEA überhaupt untersucht. Die Informationen zu DGA, Morpholin und

AEPD sind für eine Beurteilung völlig unzureichend (DFG, 1995a, 1995b, 2000). Eine

Zusammenfassung der wichtigsten Studien zeigt Tabelle 7.

MEA wurde hinsichtlich reproduktionstoxischer Wirkungen mehrfach untersucht.

Dabei verursachten die jeweils höchsten Dosierungen von 75 mg/kg KG/d

(Kaninchen, dermal) (CMA, 1993), 225 mg/kg KG/d (Ratte, dermal) (Breslin et al.,

1992) und 500 mg/kg KG/d (Ratte, oral) (BASF, 1992) zwar maternaltoxische, jedoch

keine reproduktionstoxischen Effekte. Lediglich eine Screening-Studie an Mäusen

berichtet von einer Verringerung der Anzahl von Weibchen mit lebenden Würfen

(bezogen auf die Gesamtzahl trächtiger Weibchen) bei deutlich maternaltoxischen

Effekten nach oraler Verabreichung von MEA in Höhe der LD10 während der Phase

der Embryogenese (DFG, 2001). In einer anderen Studie führte die orale Vergabe

von 500 mg MEA/kg KG/d an trächtige Ratten zu vermehrtem Auftreten von

anatomischen Veränderungen der Föten und bei maternaltoxischen Konzentrationen

zu einer verringerten Anzahl lebender Nachkommen (Mankes, 1986).

DEA wurde ebenfalls mehrfach hinsichtlich reproduktionstoxischer Wirkungen

untersucht (BUA, 1995; EHRT, 1987; Marty et al., 1999; Neeper-Bradley, 1992; NTP,

1987, 1990; Price et al., 2005; York et al., 1988). Unabhängig vom Aufnahmeweg

führte DEA in systemisch-toxisch wirksamen Konzentrationen bei wiederholter Gabe

zu Schädigungen der Hoden und Nebenhoden an der Ratte und somit zu einer

Beeinträchtigung der Fertilität (DFG, 2007a). In einer weiteren Studie führte die orale

Verabreichung von DEA an schwangere Ratten in Dosen ab 125 mg/kg zu einer

dreifach erhöhten frühen postnatalen Sterblichkeit der Nachkommen im Vergleich zur

Kontrollgruppe. Bei dieser Dosis war die Futteraufnahme der Muttertiere nicht

beeinflusst. Ein Einfluss von Mangelernährung kann somit weitgehend

ausgeschlossen werden (Price et al., 2005). Auch bei Mäusen konnten

reproduktionstoxische Effekte durch DEA (Schlundsonde, 450 mg/kg KG) gezeigt

werden (Knaak et al., 1997), nicht jedoch bei Kaninchen und DEA-Dosen bis

350 mg/kg KG (dermal) (Marty et al., 1999).


Für TEA sind hinsichtlich einer reproduktionstoxischen Wirkung nur unzureichende

Informationen verfügbar. In einigen wenigen Studien an Ratten oder Mäusen zeigte

TEA jedoch keine solche Eigenschaften in Dosen bis zu 500 bzw. 2.000 mg/kg KG

(dermal) (Knaak et al., 1997).

Tab. 7. Reproduktionstoxische Effekte der Aminoalkohole im Tierversuch.

Substanz

Reproduktionstoxizität

Literatur Spezies, Art der Applikation,

Zeitfenster: effect level

Effekte

MEA Ratte, oral, GT 6 – 15:

LOAEL 500 mg/kg KG/d

Missbildungen und erhöhte

Sterblichkeit der Embryos bei

maternaltoxischen Effekten*

(Knaak et al., 1997;

Mankes, 1986)

DEA Ratte, oral, GT 6 – 19:

LOAEL 125 mg/kg KG/d für

maternaltoxische und

entwicklungstoxische Effekte

Erhöhte postnatale

Sterblichkeit

(Knaak et al., 1997;

Price et al., 2005)

TEA keine Wirkung – (Knaak et al., 1997)

DGA Datenlage unzureichend ? (DFG, 1995b)

Morpholin Datenlage unzureichend ? (DFG, 2000)

AEPD Datenlage unzureichend ? (DFG, 1995a)

GT = Gestationstag.

* MEA führte nur in einer Studie zu reproduktionstoxischen Effekten bei Ratten, ähnlich angelegte

Studien zeigten keine adversen Effekte auf die Nachkommen.

2.1.5.6 Genotoxizität

MEA, DEA, TEA, DGA und Morpholin wurden hinsichtlich einer genotoxischen

Aktivität in verschiedensten in vitro- und in vivo-Tests untersucht. Dabei sind die

Befunde überwiegend negativ (siehe Tabelle 8). Lediglich DEA führte in einer Studie

in einem Zelltransformationstest mit SHE-Zellen (Syrian hamster embryo cells) zu

vermehrten morphologisch transformierten Kolonien, jedoch ohne

Konzentrationsabhängigkeit (DFG, 2007a). Zur Genotoxizität von AEPD liegen

keinerlei Informationen vor (DFG, 1995a).


2.1.5.7 Kanzerogenität

Tabelle 8 gibt einen kurzen Überblick über wichtige Studien zur Kanzerogenität

der AA.

MEA wurde in einer Studie an Mäusen als nicht kanzerogen, aber eindeutig

tumorpromovierend eingestuft (DFG, 2001).

DEA zeigte in einer Langzeitstudie des National Toxicology Program (NTP) über

zwei Jahre ab Konzentrationen von 40 mg/kg KG/d bei Mäusen karzinogenes

Potential (NTP, 1999b). Es erwies sich als eindeutig kanzerogen in der Leber. Das

Ergebnis der Studie „clear evidence for carcinogenic activity“ führte zur Einstufung in

die Kategorie 3B der krebserzeugenden Stoffe durch die Senatskommission zur

Prüfung gesundheitsschädlicher Arbeitsstoffe der Deutschen Forschungs-

gemeinschaft (DFG, 2007a, 2008a). Dies bedeutet, dass aus in vitro- oder aus

Tierversuchen Anhaltspunkte für eine krebserzeugende Wirkung vorliegen, die

jedoch zur Einordnung in eine andere Kategorie nicht ausreichen. DEA kann als

sekundäres Amin mit nitrosierenden Verbindungen in vivo N-Nitroso-Diethanolamin

(NDELA) bilden (Preussmann et al., 1981), welches nachgewiesenermaßen

kanzerogen wirkt (Lijinsky et al., 1980; Preussmann et al., 1982). Eine mögliche

Bildung von NDELA bei DEA-Dosen, wie sie in der NTP-Studie appliziert wurden,

konnte jedoch durch eine weitere Studie ausgeschlossen werden (Stott et al.,

2000a). Infolgedessen wurde DEA hinsichtlich des Mechanismus der

Krebsentstehung untersucht, der auf einem durch DEA-Gabe verursachten

Cholinmangel zu beruhen scheint (Lehman-McKeeman und Gamsky, 1999, 2000;

Lehman-McKeeman et al., 2002; Mellert et al., 2004; Newberne, 2002; Stott et al.,

2000a).

TEA verursachte in einer Langzeitstudie des National Toxicology Program (NTP)

über zwei Jahre ab Konzentrationen von 100 mg/kg KG/d bei Mäusen Leberzellen-

Adenomen. Die Ergebnisse der Studie wurden als „some evidence for carcinogenic

activity“ bei den weiblichen und „equivocal evidence for carcinogenic activity“ bei den

männlichen Versuchstieren gewertet (NTP, 1999a, 2004). Stott et al. (2004) erklärten


diesen Befund mit einem Cholinmangel-Mechanismus, der auf eine Hemmung der

Cholin-Aufnahme durch TEA zurückzuführen ist.

Morpholin führte in einer Langzeitstudie an Ratten zu Leberkrebs bei oral applizierten

Dosen von 1.000 mg/kg KG/d (IPCS, 1995). Dieser Befund wird jedoch auf die

Bildung von krebserzeugendem N-Nitrosomorpholin zurückgeführt. Dieses kann aus

Morpholin in Anwesenheit von Stickoxiden oder anderen nitrosierenden

Verbindungen in vivo entstehen.

DGA und AEPD wurden hinsichtlich möglicher kanzerogener Effekte bisher nicht

untersucht.

Tab. 8. Kanzerogene Effekte der Aminoalkohole im Tierversuch und genotoxische Eigenschaften in

vitro.

Substanz Kanzerogenität Genotoxizität in vitro Literatur

Spezies, Art der

Applikation, Zeitraum,

effect level

Effekte

MEA keine Wirkung - keine Wirkung (Knaak et al.,

1997; Mankes,

1986)

DEA Maus, dermal, 2 Jahre,

LOAEL 40 mg/kg KG/d

Leberkrebs positiver

Zelltransformationstest

mit SHE-Zellen,

Salmonella-

Mutagenitätstests negativ

(DFG, 2007a;

Knaak et al.,

1997; NTP,

1999b)

TEA Maus, dermal, 2 Jahre,

LOAEL 100 mg/kg

KG/d

Leber-

adenomen

keine Wirkung (Knaak et al.,

1997; NTP,

1999a)

DGA Datenlage

unzureichend

? keine Wirkung, jedoch

nur 3 Tests

(DFG, 1995b)

Morpholin Ratte, oral, long term

study, 1000 mg/kg

KG/d

Leberkrebs* keine Wirkung mit

neutralisiertem Morpholin

(IPCS, 1995)

AEPD Datenlage

unzureichend

? Datenlage unzureichend (DFG, 1995a)

* Die Krebsentstehung wird auf entstandenes N-Nitroso-Morpholin zurückgeführt.


2.1.6 Einstufung durch die MAK-Kommission

Die Senatskommission zur Prüfung gesundheitsschädlicher Arbeitsstoffe (MAK-

Kommission) der Deutschen Forschungsgemeinschaft (DFG) prüft und bewertet

Arbeitsstoffe unter anderem im Hinblick auf ihre krebserzeugende,

keimzellverändernde, fruchtschädigende und sensibilisierende Wirkung. Sie stellt

Grenzwerte für gesundheitsgefährdende Arbeitsstoffe auf und erarbeitet analytische

Methoden zu deren Kontrolle (DFG, 2008c).

Die Einstufung der AA durch die MAK-Kommission ist in Tabelle 1

zusammengefasst.

Es konnten bislang lediglich für MEA, DEA und Morpholin MAK-Werte (Maximale

Arbeitsplatzkonzentration) abgeleitet werden. DEA wurde von der Senatskommission

in die Kategorie 3B der Arbeitsstoffe eingestuft, für die Anhaltspunkte für ein

krebserzeugendes Potential vorliegen. MEA und DEA wurden als

hautsensibilisierend (Sh) eingestuft und DEA außerdem als hautresorptiv (H). Für

DGA und AEPD war die Ableitung eines MAK-Wertes bislang nicht möglich, „weil

weder aus Erfahrung am Menschen noch aus Tierversuchen hinreichende

Informationen vorliegen“. TEA wurde bisher nur hinsichtlich einer möglichen

sensibilisierenden Wirkung untersucht (DFG, 1995a, 1995b, 2000, 2001, 2007a,

2007b, 2008a).

2.2 Expositionskontrolle und Gesundheitsschutz

Die Umwelt- und Arbeitsmedizin haben das gemeinsame Ziel, den Menschen vor

Gefahren aus dem Umwelt- bzw. Arbeitsumfeld zu schützen. Solche Gefahren

können von einer Belastung durch gesundheitsschädliche Chemikalien ausgehen.

Um eine solche Belastung quantifizieren und gegebenenfalls senken zu können,

bedienen sich die Umwelt- und Arbeitsmedizin vor allem zweier Werkzeuge:

Das sogenannte Ambient Monitoring erlaubt eine Messung der äußeren Belastung

im Umfeld einer Person, sei es am Arbeitsplatz oder im häuslichen Bereich.

Das sogenannte Biological Monitoring lässt eine Erfassung der inneren Belastung

bzw. Beanspruchung einer Person zu. Die unterschiedlichen prädiktiven

Bedeutungen der Mess- und Kontrollstrategien in der Umwelt- und Arbeitsmedizin

hinsichtlich möglicher gesundheitlicher Beeinträchtigungen zeigt folgende Abbildung:


Abb. 3. Mess- und Kontrollstrategien in der Umwelt- und Arbeitsmedizin (Angerer, 2002).

2.2.1 Ambient Monitoring

Ambient Monitoring bedeutet eine Überwachung der Schadstoffkonzentration im

Umfeld (Luft, Boden, Wasser etc.) von Personen. Im umweltmedizinischen Bereich

werden hierfür eine Vielzahl von Materialien wie Hausstaub aus Staubsaugerbeuteln,

Holz, Baumaterialien etc. hinsichtlich ihres Schadstoffgehaltes untersucht. Das vor

allem im Arbeitsumfeld praktizierte Air Monitoring (Luftmessung) erlaubt die

Quantifizierung der äußeren Belastung gegenüber Schadstoffen, die inhalativ

aufgenommen werden. Air Monitoring kann personengebunden (personal air

monitoring) oder ortsgebunden (stationary air monitoring) erfolgen, beispielsweise

am Arbeitsplatz.

Die Bewertung der Analysenergebnisse im arbeitsmedizinischen Bereich erfolgt auf

Basis der Arbeitsplatzgrenzwerte (AGW), die im Rahmen der TRGS 900 vom

Ausschuss für Gefahrstoffe (AGS) aufgestellt und vom Bundesministerium für Arbeit

und Soziales bekanntgegeben werden. Die Grundlage für die Aufstellung von AGW

bilden unter anderem die MAK-Werte (Maximale Arbeitsplatzkonzentration), die von

der Senatskommission zur Prüfung gesundheitsschädlicher Arbeitsstoffe (MAK-

Kommission) der Deutschen Forschungsgemeinschaft (DFG) abgeleitet werden.


Der MAK-Wert ist definiert als die „höchstzulässige Konzentration eines

Arbeitsstoffes als Gas, Dampf oder Schwebstoff in der Luft am Arbeitsplatz, die nach

dem gegenwärtigen Stand der Kenntnis auch bei wiederholter und langfristiger, in

der Regel täglich 8-stündiger Exposition, jedoch bei Einhaltung einer

durchschnittlichen Wochenarbeitszeit von 40 Stunden im Allgemeinen die

Gesundheit der Beschäftigten nicht beeinträchtigt und diese nicht unangemessen

belästigt (z.B. durch ekelerregenden Geruch).“ Der MAK-Wert wird hierbei als

Durchschnittswert für einen Arbeitstag bzw. eine Arbeitsschicht angegeben (DFG,

2008a). Die Konzentrationen der Arbeitsstoffe in der Luft am Arbeitsplatz weisen

jedoch häufig erhebliche Schwankungen auf. Die MAK-Kommission hat daher zur

Begrenzung von Expositionsspitzen stoffspezifische Überschreitungsfaktoren

festgelegt. Dieser in der MAK-Liste als „Spitzenbegrenzung“ bezeichnete Ziffernwert

entspricht dem Verhältnis von kurzzeitig erlaubter Konzentrationsspitze zum MAK-

Wert.

2.2.2 Ambient Monitoring von Aminoalkoholen

Ein Nachteil des Ambient Monitoring für die Überwachung von AA-Konzentrationen

am Arbeitsplatz ist vor allem darin zu sehen, dass eine dermale Exposition, wie sie

sehr wahrscheinlich bei metallverarbeitenden Tätigkeiten auftritt, unberücksichtigt

bleibt. Rückschlüsse auf die Gesamtaufnahme von AA durch Arbeitnehmer sind

daher nicht möglich, bzw. würden zu einer massiven Unterschätzung führen. Somit

ist für den einzelnen Beschäftigten auch keine Aussage über ein mögliches

Gesundheitsrisiko möglich. Trotzdem stellt das Ambient Monitoring ein wichtiges

Hilfsmittel dar, um an Arbeitsplätzen eine Belastung durch primär inhalativ

aufgenommene Stoffe zu erfassen.

Es wurden mehrere Möglichkeiten für eine Luftüberwachung der AA-Konzentrationen

am Arbeitsplatz in der Literatur beschrieben. So konnten AA mittels Impinger mit

angesäuertem Wasser (NIOSH, 1994; Serbin und Birkholz, 1995), auf Silikagel-

Sorbentien (Giachetti, 1998; Serbin und Birkholz, 1995) oder auf beschichteten

XAD-2 Chemosorbentien (OSHA, 1987, 1988) gesammelt werden. Die Detektion

erfolgte mittels LC-FD nach Derivatisierung mit Fluorenylmethylchloroformiat (Serbin

und Birkholz, 1995) oder mittels UV-Detektion nach in situ-Derivatisierung mit


Naphthylisothiocyanat auf XAD-2-Adsorbentien (OSHA, 1987, 1988). Eine weitere

Methode bestand darin, die primären und sekundären AA als Dansylderivate nach

Probenahme mittels verdünnter Schwefelsäure nachzuweisen (Henriks-Eckerman

und Laijoki, 1985). Tertiäre AA wie das TEA konnten nach Silylierung

gaschromatographisch-massenspektrometrisch erfasst werden (Giachetti, 1998).

Alle im Rahmen dieser Arbeit untersuchten AA wurden bereits von der MAK-

Kommission behandelt (siehe Tabelle 1). Es konnten dabei MAK-Werte für MEA,

DEA und Morpholin abgleitet werden, Eingruppierungen und Wertfestsetzungen für

DGA und AEPD konnten aufgrund mangelnder Daten nicht getroffen werden. TEA

wurde von der MAK-Kommission bisher nur hinsichtlich der sensibilisierenden

Wirkung untersucht.

2.2.3 Biological Monitoring

Neben dem Ambient Monitoring (AM) verfügt die Arbeits- und Umweltmedizin über

das Werkzeug des Biological Monitoring (BM), welches im Vergleich eine Reihe von

Vorteilen aufweist:

Im Gegensatz zum AM, bei dem die Belastungssituation lediglich auf Kollektivbasis

beschrieben werden kann, eröffnet das BM die Möglichkeit, die tatsächliche innere

Schadstoffbelastung einer Person unabhängig von der Art der Aufnahme (inhalativ,

dermal oder oral) festzustellen und daraus die resultierende gesundheitliche

Beanspruchung abzuschätzen. Außerdem werden durch das BM eine Reihe von

Einflussgrößen auf die innere Belastung berücksichtigt, so z.B. die physische

Belastung, einhergehend mit Veränderung des Atemvolumens, persönliche Sorgfalt

und Hygiene, Alter, Geschlecht, Enzympolymorphismen und die interindividuelle

Suszeptibilität gegenüber Schadstoffen. Das BM stellt somit eine ausgezeichnete

Maßnahme der Individualprävention dar. Innerhalb des BM unterscheidet man

zwischen dem Dosismonitoring, dem biochemischen Effektmonitoring und dem

biologischen Effektmonitoring (siehe auch Abbildung 3).

Das Dosismonitoring beschreibt die Bestimmung von Schadstoffen bzw. deren

Metabolite in Körperflüssigkeiten. Heutzutage ist man in der Lage mit Hilfe des

Dosismonitorings Schadstoffbelastungen bis in den umweltmedizinisch relevanten


Bereich zu messen. So können beispielsweise praktisch alle relevanten Metalle in

den entsprechenden Körperflüssigkeiten nachgewiesen werden.

Mit Hilfe des Biochemischen Effektmonitorings können Reaktionsprodukte

reaktiver Substanzen mit der Erbsubstanz und mit Proteinen im Körper quantifiziert

werden. Von besonderer Bedeutung sind hierbei Reaktionsprodukte mutagener

Substanzen mit der DNA. Als Surrogat für DNA-Addukte werden Hämoglobinaddukte

betrachtet. So können heutzutage beispielsweise im umweltmedizinischen Bereich

Hb-Addukte von Acrylamid und dessen oxidativen Metaboliten Glycidamid

quantifiziert werden.

Beim Biologischen Effektmonitoring werden Reaktionen des Körpers auf die

Schadstoffbelastung gemessen, beispielsweise durch den Schadstoffeinfluss

entstandene Veränderung von Enzymaktivitäten oder von genetischen Parametern.

Zur Beurteilung der Bedenklichkeit oder Unbedenklichkeit vom Organismus

aufgenommener Arbeitsstoffmengen können die so genannten BAT-Werte

(Biologische Arbeitsstoff-Toleranz-Werte) herangezogen werden. BAT-Werte werden

von der Arbeitsgruppe Aufstellung von Grenzwerten in biologischem Material der

Senatskommission zur Prüfung gesundheitsschädlicher Arbeitsstoffe der Deutschen

Forschungsgemeinschaft abgeleitet. Diese dienen im Rahmen spezieller ärztlicher

Vorsorgeuntersuchungen dem Schutz der Gesundheit am Arbeitsplatz. Der BAT-

Wert beschreibt „die arbeitsmedizinisch-toxikologisch abgeleitete Konzentration

eines Arbeitsstoffes, seiner Metaboliten oder eines Beanspruchungsindikators im

entsprechenden biologischen Material, bei dem im Allgemeinen die Gesundheit eines

Beschäftigten, auch bei wiederholter und langfristiger Exposition, nicht beeinträchtigt

wird“. Die Ableitung des BAT-Wertes orientiert sich an den mittleren inneren

Expositionen. Der BAT-Wert ist überschritten, wenn bei mehreren Untersuchungen

einer Person die mittlere Konzentration des Parameters oberhalb des BAT-Wertes

liegt. Eine Überschreitung hat nicht notwendigerweise eine gesundheitliche

Beeinträchtigung zur Folge, muss aber eine arbeitsmedizinisch-toxikologische

Bewertung zur Folge haben.

Für krebserzeugende Arbeitsstoffe, die durch die MAK-Kommission in die Kategorien

1 und 2 eingestuft wurden, kann kein MAK- und BAT-Wert abgeleitet werden, ebenso

nicht für Stoffe der Kategorie 3, sofern ein genotoxischer Wirkmechanismus

zugrunde liegt, da es für deren krebserzeugende Wirkung keinen „Schwellenwert“


gibt. Für solche Stoffe werden von der MAK-Kommission zwischen der

Stoffkonzentration in der Luft am Arbeitsplatz und der Stoff- bzw.

Metabolitenkonzentration im biologischen Material Beziehungen aufgestellt, die so

genannten Expositionsäquivalente für krebserzeugende Arbeitsstoffe (EKA). Aus

ihnen kann entnommen werden, welche innere Belastung sich bei ausschließlich

inhalativer Aufnahme ergeben würde.

Eine weitere Möglichkeit zur Beurteilung einer inneren Belastung / Beanspruchung

durch Arbeitsstoffe, für die kein MAK- und BAT-Wert aufgestellt werden kann, z.B. für

krebserzeugende oder -verdächtige Stoffe der Kategorien 1 bis 3, bietet der

Biologische Leitwert (BLW). Dieser ist definiert als „die Quantität eines Arbeitsstoffes

bzw. Arbeitsstoffmetaboliten oder die dadurch ausgelöste Abweichung eines

biologischen Indikators von seiner Norm beim Menschen, die als Anhalt für die zu

treffenden Schutzmaßnahmen heranzuziehen ist“. Auch bei Einhaltung des BLW ist

jedoch eine Beeinträchtigung der Gesundheit nicht auszuschließen.

Für die Beurteilung einer inneren Belastung im umweltmedizinischen Bereich ist der

Referenzwert geeignet. Dieser wird aus einer Reihe von Messwerten einer

Stichprobe aus einer definierten Bevölkerungsgruppe nach einem vorgegebenen

statistischen Verfahren abgeleitet. Er ist in der Regel innerhalb des

95 %-Konfidenzintervalls das gerundete 95ste Perzentil der Messwerte einer

Stoffkonzentration in dem entsprechenden Körpermedium einer Referenzpopulation.

Der Referenzwert ist eine rein statistische Größe und beschreibt lediglich die

unvermeidliche umweltbedingte Hintergrundbelastung durch eine Substanz.

Aussagen über eine mögliche Beeinträchtigung der Gesundheit lassen

Referenzwerte nicht zu, da es sich nicht um toxikologisch begründete

Schwellenwerte handelt. Referenzwerte können auch für den arbeitsmedizinischen

Bereich als Vergleichsgrundlage dienen, da sie Aussagen darüber zulassen, ob ein

potentiell arbeitsbedingt belastetes Kollektiv über das normale (umweltbedingte) Maß

hinaus belastet ist.

2.2.4 Biological Monitoring von Aminoalkoholen

Bisher gab es keine Möglichkeit AA oder deren Metabolite mit ausreichender

Empfindlichkeit in menschlichen Körperflüssigkeiten nachzuweisen. Derzeit kann


also auch keine Aussage über eine mögliche innere Belastung von Personengruppen

getroffen werden. Zunächst muss man sich im Rahmen des Biological Monitoring

von AA auf ein Dosismonitoring beschränken, da AA mit hoher Wahrscheinlichkeit

nicht mutagen wirken und nicht an die DNA oder an andere Proteine binden, was die

Voraussetzung für ein Biochemisches Effektmonitoring darstellen würde. Biologische

Effekte im Menschen sind derzeit keine bekannt, so dass auch kein gezieltes

biologisches Effektmonitoring betrieben werden kann.

Für ein Dosismonitoring von AA stellt sich die Frage, ob unveränderte AA oder deren

Stoffwechselprodukte gemessen und ob diese in Blut oder Urin nachgewiesen

werden können.

2.2.4.1 Untersuchungsmaterial und -parameter

Die vorhandene Literatur gibt nur lückenhaft Aufschluss über Aufnahme, Verteilung,

Metabolismus und Elimination der AA (siehe Abschnitt 2.1.4). Die vorhandenen

Erkenntnisse beruhen ausschließlich auf Tierversuchen. Es ist bekannt, dass alle im

Rahmen dieser Arbeit behandelten AA in toxikologisch relevanten Mengen absorbiert

werden können und das unabhängig von der Art der Applikation des jeweiligen

Stoffes. Lediglich die Ethanolamine MEA, DEA und TEA wurden hinsichtlich der

Verteilung und des Metabolismus einschließlich der Eliminationskinetik überhaupt

untersucht. Von diesen Stoffen und von Morpholin ist bekannt in welchem Maße sie

im Versuchstier via Urin wieder ausgeschieden werden. Die Ausscheidung in

unveränderter, also unmetabolisierter Form variiert von 0,5 % der applizierten Dosis

beim MEA bis zu nahezu 100 % im Falle des Morpholin. Aufgrund der

Strukturähnlichkeiten bzw. des hydrophilen, wasserlöslichen Charakters der Stoffe

DGA und AEPD muss zunächst davon ausgegangen werden, dass diese ebenfalls

zumindest teilweise unverändert ausgeschieden werden. Somit bot sich eine

Untersuchung der unveränderten AA an, da in diesen Fällen nicht bekannt ist, ob und

zu welchen Stoffwechselprodukten sie metabolisiert werden.

Aufgrund der hohen Wasserlöslichkeit der AA ist nach schneller Verteilung mit einer

raschen Ausscheidung und somit auch raschen Konzentrationsabnahme der AA im

Blut zu rechnen. Dies konnte für DEA und TEA auch bereits im Tierversuch gezeigt


werden (Mendrala et al., 2001; Stott et al., 2000b). Im Falle des DEA betrug die

Halbwertszeit der initialen Phase im Blut nach intravenöser Applikation

dosisabhängig zwischen 6 und 35 Minuten (Mendrala et al., 2001), für TEA betrug

diese etwa 20 Minuten (Stott et al., 2000b). Somit war aufgrund der zu erwartenden

kurzen Halbwertszeiten der AA im Blut, der non-invasiven Probenahme und der

besseren Verfügbarkeit des Probenmaterials in dieser Arbeit Urin als

Untersuchungsmaterial der Vorzug gegenüber Blut zu geben.

Bisher wurden keine Methoden für die Bestimmung von AA in Human-Urin publiziert.

Die Entwicklung einer analytischen Methode für das Dosismonitoring von AA muss

also auf Basis der derzeit verfügbaren Literatur zur Thematik des Nachweises von

kleinen polaren Molekülen mit Hydroxy- und/oder Aminogruppen in komplexen

Matrizes erfolgen.

2.2.4.2 Status quo der Analytik von Aminoalkoholen

Folgende zwei Punkte waren für die Erarbeitung einer analytischen Methode zur

Bestimmung von AA in Urin von entscheidender Bedeutung:

• AA sind polar und sehr gut wasserlöslich.

• Die wässrige Urinmatrix ist sehr komplex und enthält viele Bestandteile, die

sich störend auf die Analytik der AA auswirken können.

Daher war eine Probenvorbereitung anzustreben, die es ermöglicht, die AA selektiv

von der Urinmatrix abzutrennen, um eine spezifische und störungsfreie Analyse zu

ermöglichen. Eine weitere Trennung der Analyte von Störsubstanzen und

untereinander sollte chromatographisch erfolgen, um eine zuverlässige Detektion zu

erlauben. Diese sollte mittels Massenspektrometrie erfolgen. Nur auf diesem Weg

erschien ein spezifischer und ausreichend empfindlicher Nachweis möglich, da sehr

viele strukturähnliche Komponenten im Urin vorliegen, die sich im Zuge der

Probenvorbereitung und der chromatographischen Trennung kaum quantitativ von

den Analyten abtrennen lassen. Koeluierende Störsubstanzen würden

möglicherweise bei einer unspezifischeren Detektion falsch-positive Ergebnisse

erzeugen.


Es boten sich grundsätzlich zwei analytische Ansätze an: Zum einen der direkte

Nachweis nach flüssigkeitschromatographischer Trennung mittels MS-Detektion

(LC/MS), zum anderen der Weg über eine Derivatisierung der Analyte gefolgt von

einer gaschromatographischen Trennung und MS-Detektion (GC/MS).

Mittels LC/MS konnten bereits AA (MEA, DEA und TEA) in Pflanzenextrakten

nachgewiesen werden. Jedoch sind hierbei die Bestimmungsgrenzen unzureichend

(MEA: 200 µg/kg homogenisierter Pflanzenextrakt, DEA: 61 µg/kg, TEA: 5,2 µg/kg),

vor allem wenn man berücksichtigt, dass dieses Verfahren auf die noch sehr viel

komplexere Urinmatrix angewandt würde und sich die Bestimmungsgrenzen

wahrscheinlich noch weiter verschlechtern würden. Trotz des

massenspektrometrischen Nachweises erscheint eine Detektion der

(underivatisierten) AA vor dem Hintergrund der niedrigen Molekulargewichte und

dem Fehlen spezifischer Zerfallsprodukte problematisch, da in der Urinmatrix sehr

viele Substanzen in diesem Molekulargewichtsbereich vorhanden sind, die mit den

Analyten koeluieren und den Nachweis dieser empfindlich stören könnten, sei es

durch Störpeaks oder durch eine Verminderung der Ionenausbeute aufgrund von

Konkurrenzreaktionen in der Ionenquelle („Quenching“ oder „Ionensuppression“).

Voraussetzung für die Anwendung der massenspektrometrischen Detektion ist

daher eine ausreichende Abtrennung von Matrixbestandteilen. Aber allein durch eine

flüssigkeitschromatographische Trennung kann dieses Ziel nur schwer erreicht

werden, eben aufgrund der Vielzahl niedermolekularer Substanzen in der Urinmatrix.

Eine weitere Möglichkeit stellt die gaschromatographische Trennung dar.

Voraussetzung hierfür ist aber eine Derivatisierung der AA, um deren Flüchtigkeit zu

erhöhen. In einigen Studien konnten bereits AA derivatisiert und

gaschromatographisch / massenspektrometrisch nachgewiesen werden.

In diesem Zusammenhang berichtet eine Forschergruppe von der Derivatisierung

von hydrophilen Substanzen, u. a. von MEA direkt im wässrigen Milieu. Zu diesem

Zweck wurden als Derivatisierungsreagenzien n-Hexylchloroformiat oder

Octafluoropentylchloroformiat in Anwesenheit eines Katalysators eingesetzt. Die

entstandenen Derivate wurden mittels GC-MS detektiert (Angelino et al., 1998;

Maurino et al., 1999; Vincenti et al., 2005).


Ein weiterer Ansatz beruht auf dem Prinzip einer Schotten-Baumann-Reaktion, d.h.

einer Acylierung von Aminen oder Alkoholen mit Carbonsäurechloriden in wässriger,

alkalischer Lösung an der Phasengrenze von Wasser zu einem unpolaren

Lösungsmittel.

Auf diesem Weg haben zwei Forschergruppen bereits DEA in Urin und Blut von

Versuchstieren nachweisen können (Mendrala et al., 2001; Stott et al., 2000a). Als

Acylierungsmittel kam in beiden Fällen Pentafluorbenzoylchlorid zum Einsatz. Die

Nachweisgrenze wird von Mendrala et al. (2001) mit 0,082 µg DEA/g Urin (entspricht

ca. 82 µg DEA/L) angegeben. Da dieses Derivatisierungsreagenz sowohl mit Amino-

als auch Hydroxygruppen reagiert, ist es prinzipiell für das komplette

Parameterspektrum geeignet.

Ausgangspunkt für die Entwicklung einer Methode zur Bestimmung von AA in

Humanurin war das Verfahren der Schotten-Baumann-Reaktion gefolgt von einer

gaschromatographischen Trennung der acylierten Analyte und

massenspektrometrischer Detektion: Es wurde bereits erfolgreich zur Quantifizierung

von DEA in biologischem Material eingesetzt und ist prinzipiell auch für andere AA

geeignet.

2.3 Synthese und Charakterisierung der internen Standards

Bei der Anwendung von GC/MS-Techniken im Ultraspurenbereich ist der Einsatz

isotopenmarkierter Referenzsubstanzen als interne Standards (ISTD) Stand der

Technik. Dies ermöglicht eine deutliche Steigerung der Zuverlässigkeit der

analytischen Methode. Im Rahmen dieser Arbeit soll deshalb mit deuterierten

Standardsubstanzen als ISTD gearbeitet werden. Diese weisen den Vorteil auf, dass

sie dieselben chemischen Eigenschaften wie die zu bestimmenden Analyte besitzen,

so dass mit ihrer Hilfe Matrixeffekte und aufbereitungsbedingte Verluste

ausgeglichen werden können.

Die deuterierten Analoga von MEA, DEA und Morpholin sind kommerziell erhältlich

(siehe Abschnitt 3.2.2). Zumindest für TEA und DGA, zwei der am häufigsten in KSM

eingesetzten Stoffe, mussten aber die entsprechenden deuterierten Substanzen

hergestellt werden.


Die Synthese von 1,1,2,2-d4-Triethanolaminhydrochlorid (d4-TEA) wurde als

Syntheseauftrag an die Firma KADEM CUSTOM CHEM vergeben. Eine

massenspektrometrische Analyse der Substanz ergab eine Isotopenreinheit von

> 99 % und dass keine messbaren Mengen an unmarkiertem TEA enthalten sind.

2-(2-Aminoethoxy)-d4-ethanol wurde mittels Williamson Ether-Synthese aus

Bromethylamin und d4-Ethylenglykol synthetisiert (Becker et al., 2004). Ein Schema

der einzelnen Reaktionsschritte zeigt Abbildung 4. Für die Synthese wurden 100 mg

Natrium (99 %, Sigma-Aldrich) unter Rühren und Eiskühlung komplett in 1 mL

d4-Ethylenglykol (> 99 %, Ehrenstorfer) gelöst. Anschließend wurden 730 mg

2-Bromethylaminhydrobromid (99 %, Sigma-Aldrich) und eine Spatelspitze

Kaliumjodid (p.A., VWR) hinzugefügt und die Mischung unter Rühren und

Rückflusskühlung fünf Stunden mittels Ölbad auf 200 °C erhitzt. Nach dem Abkühlen

wurde die Lösung mit Wasser verdünnt und ohne weitere Aufreinigung als d4-DGA-

Lösung eingesetzt. Die Konzentration der Lösung wurde abgeschätzt, indem sie

parallel zu einer DGA-Vergleichstandardlösung bekannter Konzentration in Wasser

aufbereitet und entsprechend der Methode in Abschnitt 3 analysiert wurde. Durch

einen Vergleich der erhaltenen Peakflächen konnte die Konzentration der d4-DGA-

Lösung durch weitere Verdünnung mit Wasser so eingestellt werden, dass sie als

ISTD-Lösung verwendet werden konnte. Eine massenspektrometrische Analyse der

Substanz ergab, dass keine messbaren Mengen an unmarkiertem DGA und auch

nicht der anderen relevanten AA enthalten sind. Die Isotopenreinheit war > 99 %.


Abb. 4. Syntheseweg zur Herstellung von d4-DGA.

38 Methode zur Bestimmung von Aminoalkoholen im Urin

3. Methode zur Bestimmung von Aminoalkoholen im Urin

3.1 Grundlage des Verfahrens

Die Aminoalkohole MEA, DEA, TEA, DGA, Morpholin und AEPD werden mittels

Festphasenextraktion von Matrixbestandteilen abgetrennt und im Wässrigen mit

Pentafluorbenzoylchlorid derivatisiert (Schotten-Baumann Reaktion). Die Derivate

werden anschließend mittels Toluol flüssig/flüssig-extrahiert. Die Messung erfolgt

nach kapillargaschromatographischer Trennung mit einem massenselektiven

Detektor und Elektronenstoßionisation (EI).

Die quantitative Auswertung erfolgt an Kalibriergeraden mittels

Vergleichsstandardlösungen, die in gepooltem Urin hergestellt werden. Diese

Standardlösungen werden in gleicher Weise behandelt wie die zu untersuchenden

Urinproben. Als interne Standards wird den Urinproben d4-MEA, d8-DEA, d4-TEA,

d8-Morpholin und d4-DGA zugesetzt. Die Nachweisgrenze der Methode liegt für die

einzelnen AA zwischen 1,5 und 30 µg/L.

3.2 Geräte, Chemikalien und Lösungen

3.2.1 Geräte

Gaschromatograph HP 5890 S II mit Split/Splitless-Injektor

Automatischer Probengeber HP 7673

Massenselektiver Detektor HP 5989 A

Datenverarbeitungssystem HP ChemStation

Kapillargaschromatographische Säule Agilent DB 35-MS

Länge: 60 m; innerer Durchmesser: 0,25 mm; stationäre Phase: (35 % Phenyl)-

methylpolysiloxan; Filmdicke: 0,25 µm

Methode zur Bestimmung von Aminoalkoholen im Urin 39

10-µL-Spritze für die Gaschromatographie (Hamilton)

250-mL-Polyethylengefäß (Sarstedt Nr. 77.577)

Festphasenextraktionssäulen mit Polystyrol-Divinylbenzolcopolymer (IST Isolute®

101, 1 mL, 25 mg, Nr. 101-0002-A)

Vakuumstation zur Festphasenextraktion (Supelco)

Labor-Zentrifuge

Vakuumpumpe

Vortex-Mixer

Vorrichtung zum Eindampfen unter Stickstoffstrom (Pierce)

15-mL-Enghals-Zentrifugengläser mit Schraubverschluss und PTFE-kaschiertem

Innenseptum

13-mL-Polypropylenröhrchen (Sarstedt Nr. 55.518)

Pasteur-Pipetten

100- und 200-mL-Messkolben

1,8-mL-Autosamplergläschen mit 250-µL-Mikrovialeinsätzen und Schraubverschluss

Mikroliterpipetten variabel einstellbar zwischen 10 und 100, sowie 100 und 1000 µL

(Eppendorf Research)

Manueller Handdispenser mit Pipettenspitzen 0,5 mL, 5 mL und 10 mL (Eppendorf

Multipette)


2-mL-Reaktionsgefäße aus Polypropylen (Sarstedt Nr. 72.695)

3.2.2 Chemikalien

2-Aminoethanol p.A. (MEA) (VWR Nr. 1.00845.1000)

Diethanolamin 99 % (DEA) (VWR Nr. ALFAA13389.30)

Triethanolamin p.A. (TEA) (VWR Nr. 1.08379.0250)

Morpholin 99 % (VWR Nr. ALFAA10355.36)

2-Amino-2-ethyl-1,3-propandiol 97 % (AEPD) (VWR Nr. ALFAB24509.22)

2-(2-Aminoethoxy)ethanol ≥ 98 % (DGA) (Fluka Nr. 06659)

Ethanol-1,1,2,2-d4-amin (d4-MEA) (Dr. Ehrenstorfer Nr. D-2321/1)

Bis(2-hydroxyethyl)-d8-amin (d8-DEA) (Dr. Ehrenstorfer Nr. D-5308/0.5)

1,1,2,2-d4-Triethanolamin-hydrochlorid (d4-TEA) (Auftragssynthese, KADEM

CUSTOM CHEM, Göttingen, siehe Abschnitt 2.3)

Morpholin-2,2,3,3,5,5,6,6-d8 (d8-Morpholin) (Dr. Ehrenstorfer Nr. D-1895/0.5)

2-(2-Aminoethoxy)-d4-ethanol (d4-DGA) (Williamson Ether-Synthese aus

Bromethylamin und d4-Ethylenglykol, siehe Abschnitt 2.3)

Deionisiertes Wasser (z.B. über Millipore®-Technik)

Toluol SupraSolv® (VWR Nr. 1.08389.2500)

Kaliumhydroxid-Plättchen p.A. (VWR Nr. 1.05033.1000)


Pentafluorbenzoylchlorid ≥ 99 % (Fluka Nr. 76733)

Acetonitril für LC/MS ≥ 99,9 % (Fluka Nr. 34967)

Natriumsulfat, wasserfrei, p.A. (VWR Nr. 1.06649.1000)

3.2.3 Lösungen

2,5 N Kaliumhydroxidlösung:

14 g Kaliumhydroxid-Plättchen werden in einen 100-mL-Messkolben eingewogen.

Die Plättchen werden nachfolgend in etwa 50 mL deionisiertem Wasser gelöst. Der

Kolben wird anschließend bis zur Marke mit deionisiertem Wasser aufgefüllt.

Die Kaliumhydroxidlösung kann in einem verschlossenen Gefäß bei Raumtemperatur

gelagert werden und ist unter diesen Bedingungen mindestens drei Monate haltbar.

3.2.4 Vergleichsstandards

Ausgangslösungen:

Es wird ca. 1 g MEA in einen 100-mL-Messkolben genau eingewogen. Der Kolben

wird anschließend mit deionisiertem Wasser bis zur Eichmarke aufgefüllt. Die

Konzentration dieser Lösung beträgt 10 g/L.

Je ca. 100 mg der Substanzen DEA, TEA, Morpholin, AEPD und DGA werden in je

einen 100-mL-Messkolben genau eingewogen. Die Kolben werden anschließend mit

Wasser bis zur Eichmarke aufgefüllt. Die Konzentrationen dieser Lösungen betragen

1 g/L.

Diese Ausgangslösungen sind in Polypropylenröhrchen aliquotiert und bei -18 °C

aufbewahrt mindestens zwölf Monate haltbar.

Stammlösung der Vergleichsstandards:

4 mL (MEA) bzw. 400 µL (DEA, TEA, Morpholin, AEPD und DGA) der

Ausgangslösungen der Vergleichsstandards werden in einen 200-mL-Messkolben

pipettiert. Der Kolben wird anschließend mit Poolurin bis zur Marke aufgefüllt.


Die Konzentrationen dieser Lösung betragen 200 mg/L (MEA) bzw. 2 mg/L (DEA,

TEA, Morpholin, AEPD und DGA).

Diese Stammlösung ist in Polypropylenröhrchen aliquotiert und bei -18 °C

aufbewahrt mindestens sechs Monate haltbar.

Die zur Kalibrierung verwendeten Vergleichsstandardlösungen werden durch

Dotierung von Poolurin in je einem 100-mL-Messkolben hergestellt (hierzu siehe

Abschnitt 3.9.4). Das Pipettierschema ist Tabelle 9 zu entnehmen. Diese

Vergleichsstandardlösungen sind in Polypropylenröhrchen aliquotiert und bei -18 °C

aufbewahrt mindestens sechs Monate haltbar.

Tab. 9. Pipettierschema zur Herstellung der Vergleichsstandardlösungen in gepooltem Humanurin.

Nr. Volumen der

Stammlösung

Volumen des

Poolurins

Dotierte Konzentration

MEA

DEA, TEA, Morpholin,

AEPD und DGA

[mL] [mL] [mg/L] [µg/L]

LW - 100 - -

1 0,25 99,75 0,5 5

2 0,5 99,5 1 10

3 5 95 10 100

4 10 90 20 200

5 25 75 50 500

6 50 50 100 1.000

3.2.5 Interne Standards

Ausgangslösungen der ISTD:

Es werden jeweils 100 mg d4-MEA, d8-DEA, d4-TEA und d8-Morpholin in jeweils

einen 100-mL-Messkolben eingewogen. Die Kolben werden anschließend mit

deionisiertem Wasser bis zur Marke aufgefüllt (Konzentration jeweils 1 g/L).

Die selbst synthetisierte Lösung des d4-DGA wird durch Verdünnung mit

deionisiertem Wasser auf eine Konzentration von ca. 1 g/L eingestellt und dann als

Ausgangslösung verwendet (siehe Abschnitt 2.3).


Arbeitslösung des ISTD:

Die Ausgangslösungen der ISTD werden gemäß dem folgenden Pipettierschema in

einen 100-mL-Messkolben pipettiert (Tabelle 10). Der Kolben wird anschließend mit

deionisiertem Wasser bis zur Marke aufgefüllt.

Tab. 10. Pipettierschema zur Herstellung der Arbeitslösung des internen Standards (ISTD) in einem

100-mL-Messkolben; der Kolben wird anschließend ad 100 mL mit deionisiertem Wasser aufgefüllt.

Substanz Volumen der

Ausgangslösung

des ISTD

(c ~ 1 g/L)

Konzentration

in der

Arbeitslösung

des ISTD

resultierende

Konzentration

des ISTD im

Probenurin *

[mL] [mg/L] [mg/L]

d4-MEA 10 100 10

d8-DEA 0,2 2 0,2

d4-TEA 0,4 4 0,4

d8-Morpholin 0,2 2 0,2

d4-DGA 0,2 2 0,2

* Die Arbeitslösung des ISTD wird während der Probenaufbereitung 1:10 (v/v) verdünnt.

Die so hergestellten Ausgangs- und Arbeitslösungen des ISTD sind in

Polypropylenröhrchen aliquotiert und bei -18 °C aufbewahrt mindestens zwölf

Monate haltbar.

3.3 Probenahme und Probenvorbereitung

3.3.1 Probenahme und Lagerung

Die Urinabgabe erfolgt direkt in ein 250-mL-Polyethylengefäß. Es sollte während der

Probenahme darauf geachtet werden, dass der Urin nicht durch AA kontaminiert

wird, beispielsweise durch Handseife oder an den Händen anhaftende Reste von

KSM.

Der Urin kann vor der Analyse maximal einen Tag bei +4 bis +6 °C im Kühlschrank

aufbewahrt werden. Für eine längere Lagerung empfiehlt es sich den Urin

tiefgefroren bei -18 °C aufzubewahren.


3.3.2 Konditionierung der Festphasenextraktionssäulen

Die Kartuschen werden auf der Vakuumstation zur Festphasenextraktion positioniert.

Es sind keine Hähne notwendig, da die Kartuschen trocken laufen dürfen. Zur

Konditionierung des Säulenmaterials werden nacheinander 1 mL Acetonitril und

zweimal 1 mL deionisiertes Wasser in jede Kartusche gegeben und nach jedem

Schritt gewartet bis das Acetonitril bzw. das Wasser durchgesickert ist. Es kann auch

ein leichtes Vakuum angelegt werden, um diesen Vorgang zu beschleunigen. Nach

dem letzten Schritt kann ebenfalls kurz ein Vakuum angelegt werden, um die

Kartuschen vom restlichen Wasser zu befreien.

3.3.3 Probenaufbereitung

Es werden 1 mL Probenurin und 100 µL der Arbeitslösung des ISTD in ein

Reaktionsgefäß pipettiert. Das Reaktionsgefäß wird verschlossen und auf einem

Vortex-Mixer 20 Sekunden gut durchgemischt. In die Festphasenextraktionsstation

wird ein mit entsprechender Anzahl beschrifteter 15-mL-Enghals-Zentrifugengläser

bestücktes Rack gestellt. 1 mL der Probenlösung wird auf eine gemäß Abschnitt

3.3.2 konditionierte Festphasenextraktionskartusche aufgegeben. Zur Elution in die

Zentrifugengläser kann ein leichtes Vakuum angelegt werden, eine maximale

Tropfgeschwindigkeit von 1 Tropfen pro Sekunde sollte jedoch eingehalten werden.

Wenn die Probenlösung komplett abgelaufen ist, legt man kurz ein Vakuum an.

Anschließend wird die Kartusche zweimal mit 0,25 mL deionisiertem Wasser gespült,

auch hier sollte man nicht schneller als 1 Tropfen pro Sekunde eluieren. Danach legt

man wieder kurz ein Vakuum an, um die Reste des Wassers aus den Kartuschen zu

entfernen.

In den Zentrifugengläsern sollte sich jetzt jeweils etwa 1,5 mL von unpolaren

Matrixbestandteilen befreite Probenlösung befinden. Die die Analyte enthaltende

Probenlösung wird mit 0,75 mL 2,5 N Kaliumhydroxidlösung versetzt und das

Zentrifugenglas kurz von Hand geschwenkt.

Für die Derivatisierung der AA wird die Probenlösung mit Pentafluorbenzoylchlorid

(PFBCl) versetzt, welches in Wasser nicht löslich ist. Bei Zugabe bilden sich zwei

Phasen, an deren Grenze die Derivatisierung der AA stattfindet. Hierfür wird

nacheinander in jeweils höchstens zwei Zentrifugengläser 40 µL PFBCl pipettiert und


unmittelbar danach mit dem gleichzeitigen Schütteln der beiden offenen Gläsern auf

zwei Vortex-Mixern (höchste Stufe) begonnen. Die Dauer des Schüttelns sollte

60 Sekunden betragen. Die beiden Gläser werden danach zugeschraubt und in ein

Rack gestellt. Man verfährt auf diese Weise bis die Derivatisierung für alle Proben

einer Serie (z.B. n=20) abgeschlossen ist. Anschließend werden alle Gläser in einen

Laborschüttler eingespannt und 10 Minuten automatisch gemischt. Zur Extraktion der

entstandenen wasserunlöslichen Derivate wird nachfolgend zu jeder Probe jeweils

0,8 mL Toluol pipettiert, das Probenglas verschlossen und erneut 10 Minuten

automatisch gemischt. Zur Unterstützung der Phasentrennung wird die Probenlösung

15 Minuten bei 3.000 g zentrifugiert. Die obere organische Phase, die die

derivatisierten AA enthält, wird mittels Pasteur-Pipette in ein HPLC-Schraubglas

überführt. Hierbei muss darauf geachtet werden, dass nichts von der wässrigen

Phase mit überführt wird. Sollte dies dennoch geschehen, muss eine Spatelspitze

Natriumsulfat, wasserfrei, in das Vial gegeben werden und nach kurzem Mischen

mittels Vortex-Mixer, die organische Phase in ein neues Vial überführt werden. Die

Flüssig/flüssig-Extraktion der wässrigen Probenlösung wird mit erneut 0,8 mL Toluol

wie beschrieben wiederholt, anschließend zentrifugiert und die organische Phase mit

der des ersten Extraktionsvorgangs vereinigt. In jedem Vial sollten sich jetzt jeweils

etwa 1,6 mL der Toluolphase befinden. Diese wird anschließend im Stickstoffstrom

bis zur Trockne eingeengt. Der Rückstand wird mit 250 µL Toluol aufgenommen und

auf dem Vortex-Mixer in Lösung gebracht. Sollte sich der Rückstand nicht komplett

lösen, so muss vor dem nächsten Schritt 10 Minuten bei 3.000 g zentrifugiert

werden. 100 µL der Toluolphase werden in ein 250 µL-Microvialeinsatz pipettiert.

1 µL dieser Lösung wird zur Analyse in ein GC-MS-System injiziert.


Abb. 5. Kurzschema der Probenaufbereitung.

AA = Aminoalkohole; ISTD = Interner Standard; PFBCl = Pentafluorbenzoylchlorid;

PFB-AA-Derivate = Pentafluorbenzoylderivate der Aminoalkohole; Fl./fl. = Flüssig/flüssig;

KOH = Kaliumhydroxidlösung.

3.4 Gaschromatographisch-massenspektrometrische

Arbeitsbedingungen

Kapillarsäule: Material: Fused Silica

Stationäre Phase: DB 35-MS

Länge: 60 m

Innerer Durchmesser: 0,25 mm

Filmdicke: 0,25 µm


Detektor: Massenselektiver Detektor (MSD)

Temperaturen: Säule: 1 Minute bei 95 °C; dann

Anstieg mit 25 °C/Minute bis

120 °C, 1 Minute isotherm;

dann Anstieg mit

10 °C/Minute bis 250 °C;

dann Anstieg mit 3 °C/Minute

bis 310 °C, 15 Minuten bei

Endtemperatur.

Injektor: 260 °C

Transfer Line: 300 °C

Trägergas: Helium 5.0 mit konstantem Fluss von 1,0 mL/

Minute

Split: splitless, split on nach 1 Minute (split 1:50)

Probenmenge: 1 µL

Ionisationsart: Elektronenstoßionisation (EI)

Ionisationsenergie: 70 eV

Ionenquellentemperatur: 200 °C

Quadrupoltemperatur: 100 °C

Elektronenmultiplier: Autotune-optimiert (ca. 2.300 V)

Alle anderen Parameter sind nach Herstellerangaben zu optimieren.


3.5 Analytische Bestimmung

Die angegebenen Geräteparameter werden eingestellt und je 1 µL der

Analysenprobe wird in den Gaschromatographen injiziert.

Bei jeder Analysenserie werden eine Qualitätskontrollprobe (siehe Abschnitt 3.8)

sowie ein Reagenzienblindwert, bestehend aus 1 mL deionisiertem Wasser,

entsprechend Abschnitt 3.3.3 mitaufgearbeitet und mitanalysiert.

Es werden die zeitlichen Verläufe der in Tabelle 11 aufgeführten Massenspuren

registriert.

Tab. 11. Retentionszeiten und registrierte Massen.

Analyt Retentionszeit

[Minuten]

Dwell time

[ms]

Registrierte Massen

[m/z]

d8-Morpholin 13,10 50 289

Morpholin 13,15 50 281*

266

AEPD 17,86 50 264*

248

d4-MEA 19,03 50 434

MEA 19,12 50 431*

643

d4-DGA 23,75 50 243*

286

DGA 23,79 50 239*

282

d8-DEA 26,65 150 468

DEA 26,77 150 462*

427

d4-TEA 31,16 150 510

TEA 31,21 150 506*

519

Die mit *

gekennzeichneten Massen werden zur quantitativen Auswertung herangezogen. Eine

zweite Massenspur wird zur Kontrolle mitgemessen.


Folgende Abbildungen zeigen Chromatogramme aufbereiteter Vergleichsstandard-

lösungen in Urin:

Abb. 6. GC-EI-MS-SIM-Chromatogramme aufbereiteter Urinproben:

MEA: 12.375 µg/L (A), DEA: 90 µg/L (B), TEA: 105 µg/L (C).


Abb. 7. GC-EI-MS-SIM-Chromatogramme aufbereiteter Urinproben:

DGA: 96 µg/L (D), Morpholin: 211 µg/L (E), AEPD: 215 µg/L (F).


Folgende Abbildungen zeigen die Massenspektren und Fragmentierungen der

einzelnen Analyten im EI-Modus:

Abb. 8. Massenspektren von MEA (A), DEA (B) und TEA (C) im EI-Modus und postulierte Fragmente.


Abb. 9. Massenspektren von DGA (D), Morpholin (E) und AEPD (F) im EI-Modus und postulierte Fragmente.


3.6 Kalibrierung

Die nach Abschnitt 3.2.4 hergestellten Vergleichsstandardlösungen werden wie die

Proben nach Abschnitt 3.3.3 aufgearbeitet und entsprechend Abschnitt 3.4 und 3.5

gaschromatographisch-massenspektrometrisch analysiert.

Man erstellt die Kalibrierfunktionen, indem man die Quotienten der Peakflächen

jedes Analyten und des jeweiligen markierten ISTD gegen die eingesetzten

Konzentrationen aufträgt (AEPD kann auf d8-Morpholin bezogen werden). Steigung

und Achsenabschnitt der Kalibriergerade werden mittels linearer Regression

berechnet. Der zur Herstellung der Vergleichsstandardlösungen eingesetzte Poolurin

weist in der Regel Hintergrundbelastungen durch AA (vor allem MEA, DEA und TEA)

auf. Daher ist die resultierende Kalibriergerade parallel so zu verschieben, dass sie

durch den Koordinatenursprung verläuft. Die Konzentrationen der

Hintergrundbelastung können jeweils am Achsenabschnitt vor der

Parallelverschiebung abgelesen werden.

Es ist nicht notwendig bei jeder Analysenserie eine vollständige Kalibrierkurve

aufzunehmen. Es genügt bei jedem Analysengang eine mittlere

Vergleichsstandardlösung mitzumessen. Die Werte, die für diesen Standard ermittelt

wurden, setzt man dann zu demjenigen Wert ins Verhältnis, der aus der

vollständigen Kalibrierkurve für diesen Standard ermittelt wurde. Mit dem Quotienten

korrigiert man jedes Messergebnis, das durch Ablesung an der Kalibrierkurve

erhalten wurde (Einpunktkalibrierung). Neue Kalibriergeraden sollten erstellt werden,

wenn die Ergebnisse der Qualitätssicherung systematische Abweichungen erkennen

lassen.

Die Kalibrierfunktionen der AA sind jeweils im Konzentrationsbereich zwischen 5 und

1.000 µg/L Urin (für MEA zwischen 0,5 mg und 100 mg/L Urin) linear.

3.7 Berechnung des Analysenergebnisses

Die Berechnung der AA-Konzentration in den Urinproben erfolgt auf der Basis einer

Kalibriergeraden (vgl. Abschnitt 3.6). Mit den ermittelten Quotienten der Peakflächen

des Analyten und des internen Standards geht man in die entsprechende


Kalibriergerade ein und ermittelt die dazugehörige Konzentration des AA in µg pro

Liter Urin.

Eventuell ermittelte Reagenzienleerwerte sind von den Analysenergebnissen der

Realproben zu subtrahieren.

3.8 Standardisierung der Messergebnisse und

Qualitätssicherung

Zur Sicherung der Qualität der Analysenergebnisse wird gemäß den Richtlinien der

Bundesärztekammer (Bundesärztekammer, 2001, 2003) und den speziellen

Vorbemerkungen der Methodensammlung „Analytische Methoden zur Prüfung

gesundheitsschädlicher Arbeitsstoffe, Band 2: Analysen in biologischem Material“

(DFG, 2008b) verfahren. Zur Präzisionskontrolle werden pro Serie zwei

unterschiedliche Kontrollproben mituntersucht, die jeweils konstante Konzentrationen

der einzelnen AA aufweisen. Da käufliches Material nicht zur Verfügung steht, muss

das Kontrollmaterial selbst hergestellt werden. Dazu versetzt man gepoolten

Humanurin mit einer definierten Menge der einzelnen AA. Die Konzentrationen an

AA sollten hierbei einmal im unteren (z.B. zehnfache Bestimmungsgrenze) und

einmal im mittleren Konzentrationsbereich der zur Messung gelangenden Proben

angesiedelt sein. Vom Kontrollmaterial wird jeweils ein Halbjahresbedarf hergestellt,

in Polypropylenröhrchen aliquotiert, verschlossen und bei -18 °C aufbewahrt. Das

Kontrollmaterial wird alle sechs Monate frisch angesetzt.

Der Sollwert und die Toleranzbereiche des Qualitätskontrollmaterials werden im

Rahmen einer Vorperiode (an 20 Tagen je eine Analyse des Kontrollmaterials)

ermittelt (Angerer und Lehnert, 1997; Angerer et al., 1998; Lehnert et al., 1998).

3.9 Beurteilung des Verfahrens

3.9.1 Präzision

Zur Bestimmung der Präzision in der Serie wurde gepoolter Humanurin mit

definierten Mengen der AA dotiert, aufgearbeitet und analysiert. Die Bestimmung der

Präzision in Serie erfolgt anhand zweier Kontrollurine, denen unterschiedliche


Mengen an AA zudotiert wurden. Bei der jeweils sechsfachen Bestimmung der AA

ergaben sich die in Tabelle 12 dokumentierten Präzisionen in der Serie.

Tab. 12. Präzisionen in der Serie für die Bestimmung von Aminoalkoholen in dotiertem Poolurin (n=6).

Analyt Dotierte Konzentration

[µg/L]

Standardabweichung (rel.)

[%]

Streubereich

[%]

MEA 4.000 4,9 12,0

40.000 2,8 6,9

DEA 40 3,9 9,5

400 1,7 4,2

TEA 40 4,6 11,3

400 3,1 7,6

Morpholin 40 10,4 25,4

400 1,3 3,2

AEPD 40 4,6 11,3

400 7,7 18,8

DGA 40 2,1 5,1

400 0,7 1,7

Darüber hinaus wurde die Präzision von Tag zu Tag bestimmt. Hierzu wurde

dasselbe Material wie zur Bestimmung der Präzision der Serie an sieben

verschiedenen Tagen aufgearbeitet und analysiert. Die so ermittelten Präzisionen

von Tag zu Tag sind Tabelle 13 zu entnehmen.


Tab. 13. Präzisionen von Tag zu Tag für die Bestimmung von Aminoalkoholen in Poolurin (n=7).


[µg/L]


[%]

Streubereich

[%]

MEA 4.000 5,5 13,0

40.000 4,5 10,6

DEA 40 11,6 27,4

400 3,8 9,0

TEA 40 12,1 28,6

400 9,1 21,5

Morpholin 40 7,8 18,4

400 4,1 9,7

AEPD 40 8,3 19,6

400 7,4 17,5

DGA 40 8,4 19,9

400 5,6 13,2

3.9.2 Richtigkeit

Zur Überprüfung der Richtigkeit der Methode wurden Wiederfindungsversuche

durchgeführt. Hierfür wurden sechs Individualurine (Kreatiningehalt zwischen

0,33 und 3,27 g/L) mit zwei unterschiedlichen Konzentrationen an AA dotiert. Die

Urine wurden daraufhin aufbereitet und analysiert. Der jeweilige Leerwert der

undotierten Urine wurde abgezogen. Es ergaben sich folgende relative

Wiederfindungsraten:


Tab. 14. Relative Wiederfindungsraten für die Bestimmung von Aminoalkoholen in Individualurinen

(n=6).


[µg/L]

Mittlere relative Wiederfindung

[%]

Bereich

[%]

MEA 10.000 118 95-139

50.000 111 97-137

DEA 100 99 87-110

500 95 89-104

TEA 100 95 77-115

500 96 76-110

Morpholin 100 102 97-112

500 97 90-108

AEPD 100 87 66-138

500 100 81-153

DGA 100 89 83-96

500 92 85-101

3.9.3 Nachweisgrenzen

Die Nachweisgrenzen für die einzelnen Analyten wurden aus dem dreifachen

Signal/Rauschverhältnis des analytischen Störuntergrundes in der zeitlichen

Umgebung des Analytsignals ermittelt. Die Bestimmungsgrenzen entsprechen dem

zehnfachen Signal/Rauschverhältnis. Die Nachweis- und Bestimmungsgrenzen für

die mit diesem Verfahren bestimmbaren Parameter sind Tabelle 15 zu entnehmen.


Tab.15. Nachweis- und Bestimmungsgrenzen des Verfahrens.

Analyt Nachweisgrenze

[µg/L Urin]

Bestimmungsgrenze

[µg/L Urin]

MEA 30 100

DEA 1,5 5

TEA 3 10

Morpholin 1,5 5

AEPD 3 10

DGA 1,5 5

3.9.4 Störeinflüsse

Es sollte bei der Wahl des Poolurins zur Herstellung der Vergleichsstandardlösungen

für die Kalibrierung darauf geachtet werden, dass das verwendete Material möglichst

geringe Gehalte an AA aufweist. Es sollte nur Urin von beruflich nicht gegenüber AA

exponierten Personen zur Herstellung des Poolurins verwendet werden. Darüber

hinaus sollte darauf geachtet werden, dass die Personen keinen Rasierschaum für

die Nassrasur verwenden, da dieser in der Regel TEA enthält und somit zu einer

Belastung der Personen beiträgt. Außerdem ist zu empfehlen, dass man die zur

Zusammenstellung des Poolurins verwendeten Urine zuvor auf die individuellen AA-

Gehalte hin untersucht und im Falle einzelner hoher Belastungen diese Urine

entsprechend nicht verwendet.

Ein störanfälliger Schritt bei der Probenaufbereitung ist die Derivatisierung der AA mit

Pentafluorbenzoylchlorid (PFBCl) im Wässrigen. PFBCl ist nicht mit Wasser

mischbar, reagiert aber sehr schnell mit Wasser unter Abspaltung von HCl. Nach

Zugabe des Reagenz muss daher darauf geachtet werden, dass die Oberfläche der

PFBCl-Phase durch Schütteln auf einem Vortex-Mixer möglichst schnell stark

vergrößert wird, um die Ausbeute der Derivatisierung zu maximieren. Vergeht zu viel

Zeit zwischen Zugabe des PFBCl und dem Schütteln, reagiert PFBCl bevorzugt an

der Phasengrenze mit dem Wasser ab und die Nachweisstärke des Verfahrens sinkt.

Es hat sich in der Praxis das unter Abschnitt 3.3.3 beschriebene Verfahren bewährt.

Man arbeitet dabei mit zwei nebeneinander platzierten Vortex-Mixern. Es werden in


jeweils zwei Zentrifugenröhrchen mit Probenlösung kurz nacheinander 40 µL PFBCl

pipettiert. Die beiden Röhrchen werden anschließend sofort offen auf den Vortex-

Mixern (höchste Stufe) geschüttelt. Die PFBCl-Phase verteilt sich dabei schlagartig in

der gesamten Probenlösung und die „aktive“ Oberfläche wird vervielfacht, so dass

eine maximale Ausbeute erreicht werden kann. Andere Vorgehensweisen

(konventioneller Laborschüttler, manuelles Schütteln oder auf einem Vortex-Mixer mit

geschlossenen Röhrchen) führten zu einer Verringerung der Ausbeute.

Generell ist zu beobachten, dass mit steigendem Kreatiningehalt und damit in der

Regel ebenfalls steigendem Gehalt an störenden Matrixkomponenten die Ausbeute

der Derivatisierung sinkt, also die Peakflächen bei gleichem AA-Gehalt kleiner

werden. Dieser Effekt wird durch die Verwendung von markierten ISTD kompensiert.

Auch bei Urinen mit einem Kreatiningehalt von über 3 g/L konnte das Verfahren noch

erfolgreich angewandt werden.

3.10 Diskussion der Methode

Das hier beschriebene Verfahren erlaubt die simultane Bestimmung von sechs AA im

umwelt- als auch arbeitsmedizinisch relevanten Konzentrationsbereich in einem

Analysenlauf. Die Bestimmungsgrenzen liegen je nach Parameter zwischen 5 µg/L

(DEA, DGA und Morpholin) und 100 µg/L (MEA).

Die Präzision in Serie mit Variationskoeffizienten von 2,1 bis 10,4 % im unteren

Konzentrationsbereich und von 0,7 bis 7,7 % für den mittleren Bereich ist als sehr gut

bis gut zu bezeichnen. Dies gilt auch für die Präzision von Tag zu Tag, welche im

unteren Konzentrationsbereich zwischen 5,5 und 12,1 % variiert, im mittleren Bereich

zwischen 3,8 und 9,1 %. Die mittleren relativen Wiederfindungsraten bei der

Bestimmung der Richtigkeit liegen im unteren Konzentrationsbereich zwischen

87 und 118 %, im mittleren Bereich zwischen 92 und 111 %. Betrachtet man die

Bereiche der relativen Wiederfindungsraten für die einzelnen Parameter fällt

Folgendes auf:

Für MEA sind die relativen Wiederfindungen bei beiden Konzentrationen tendenziell

größer als 100 % bis hin zu maximal 139 bzw. 137 %. Eine ähnliche Tendenz konnte

bereits in einer früher durchgeführten Validierung beobachtet werden. Die dotierte


MEA-Konzentration lag dabei bei rund 20 mg/L. Es wurde anhand sechs

verschiedener Individualurine die relativen Wiederfindungsraten wie in Abschnitt

3.9.2 beschrieben bestimmt. Diese lagen zwischen 103 und 116 % bei einer mittleren

Wiederfindung von 109 %. Dies ist möglicherweise auf die hohen physiologisch

bedingten Gehalte an MEA im Urin unbelasteter Personen (siehe Abschnitt 4.1)

zurückzuführen. So enthielt der für die Kalibrierung verwendete Poolurin MEA in

einer Konzentration von etwa 21 mg/L. Durch diesen hohen Basislevel ist die

Kalibrierung naturgemäß ungenauer. Möglicherweise führt dies zu den beobachteten

zu hohen Werten.

Für AEPD schwanken die relativen Wiederfindungsraten zwischen 66 und 153 %.

Derart hohe Schwankungen sind für eine analytische Methode nicht akzeptabel.

AEPD wurde mittels des internen Standards d8-Morpholin quantifiziert. Eine höhere

Richtigkeit der Analysenergebnisse kann sicher durch den Einsatz von deuteriertem

AEPD als internen Standard erzielt werden. Dieser ist jedoch kommerziell nicht

erhältlich. Da im Rahmen der Methodenanwendung bei den untersuchten Kollektiven

keine AEPD-Belastung vermutet wurde, ist auf die Synthese des deuterierten AEPD

verzichtet worden und müsste im Falle einer vermuteten Belastung entsprechend

synthetisiert werden, um zuverlässigere Ergebnisse zu erzielen.

Die Routinetauglichkeit der angewandten Methode konnte in zwei Pilotstudien

gezeigt werden. Hierbei wurden in einer umweltmedizinisch orientierten Studie

98 Personen der Allgemeinbevölkerung und daneben in einer zweiten Studie

52 Arbeitnehmer mit möglicher AA-Belastung untersucht (siehe Abschnitt 4).

Pro Analysentag können von einer Laborkraft 20 Proben aufgearbeitet werden, die

über Nacht gaschromatographisch / massenspektrometrisch analysiert werden.

3.10.1 Festphasenextraktion

Die Aufreinigung der Probenurine an einer Festphase mit quervernetztem Polystyrol-

Divinylbenzol-Harz erwies sich als ideal zur Abtrennung von mittel- bis unpolaren

Matrixbestandteilen, die (oder deren Derivate) zum Teil während der

Gaschromatographie mit den Analytderivaten koeluieren und die Chromatographie

stören („Störpeaks“). Des Weiteren zeigte die dadurch erreichte Matrixabtrennung

positive Auswirkungen auf die Derivatisierungsausbeute und die Routinetauglichkeit


der Methode. Das angewandte Verfahren ist auch als „Stripping“-Verfahren bekannt.

Bei dieser Art der Festphasenextraktion werden die Analyte durch das verwendete

Sorbensmaterial nicht oder nur minimal retiniert, sie eluieren mit dem Totvolumen.

Unpolarere Matrixbestandteile werden jedoch durch das Sorbens zurückgehalten

und finden sich somit nicht mehr in der weiterverwendeten Probenlösung.

Es wurde getestet, ob die sechs AA quantitativ durch den Waschschritt von der

Festphasenextraktionssäule eluiert werden können, oder anders ausgedrückt: Es

wurden die Analytverluste bestimmt, die durch die Festphasenextraktion entstehen.

Hierfür wurde ein Poolurin mit einer bestimmten Menge an AA dotiert. Dieser Urin

wurde im Rahmen der Probenaufbereitung zur Festphasenextraktion eingesetzt.

Diese wurde durchgeführt wie unter 3.3.3 beschrieben. Zur Kontrolle wurde parallel

dazu mit demselben Urin eine Festphasenextraktion durchgeführt, doch wurde

hierbei die Lösung des internen Standards erst nach der Festphasenextraktion

zudotiert, also direkt in das Eluat. Sollten Analyte auf der Festphase zurückgehalten

worden sein, beträfe dies nicht die internen Standards, da diese erst danach

zugegeben wurden. Ein Analytverlust durch die Festphasenextraktion würde sich bei

dem Kontrollversuch durch vergleichsweise höhere Konzentrationen der Analyte

bemerkbar machen. Folgende Tabelle zeigt die relativen Analytverluste während der

Festphasenextraktion:

Tab.16. Relative Analytverluste während der Festphasenextraktion.

Parameter MEA DEA TEA DGA Morpholin AEPD

Dotierte Analyt-

konzentration [µg/L] 5.000 500 500 500 500 500

Analytverlust [%] 4,9 -0,7 5,6 7,5 8,9 3,8

Da sich bei diesem Versuch die Analytverluste innerhalb der Grenzen des

Streubereichs der Präzision in der Serie bewegen, kann nicht mit Sicherheit

geschlossen werden, dass es sich um tatsächliche Verluste handelt. Selbst wenn

dies der Fall wäre, sind SPE-bedingte Verluste von weniger als 9 % durchaus

vertretbar, vor allem vor dem Hintergrund der durch die Abtrennung von Matrix


erreichten Vorteile, wie der verbesserten Chromatographie und der verbesserten

Routinetauglichkeit durch längere Reinigungsintervalle des GC/MS.

Es wurden im Rahmen der Methodenentwicklung noch eine Reihe weiterer

Festphasenmaterialien getestet (hydroxiliertes Polystyrol-Divinylbenzol-Harz,

C18-Material und Kationentauscher):

• ISOLUTE ENV+

• Strata C18

• Waters Oasis® MCX

Alle diese Phasen erwiesen sich als weniger geeignet, d.h. es konnte eine weniger

effektive Matrixabtrennung erreicht werden oder es kam zu teilweiser Retention eines

oder mehrerer Analyten. Eine vollständige Retention der Analyten auf dem Sorbens

konnte aber mit keiner der getesteten Phasen erreicht werden, so dass auch keine

Festphasenextraktion im herkömmlichen Sinne durchgeführt werden konnte

(Retention der Analyte an der Phase, Abtrennung von Matrixbestandteilen durch

Waschschritt, Elution der Analyte).

Bei „dünnen“ Probenurinen und einer geringen Probenanzahl kann unter Umständen

auf diesen Aufreinigungsschritt verzichtet werden. Dies führt jedoch zwangsläufig zu

einer schnelleren Verschmutzung des Injektors, zu einer Belegung des GC-

Säulenanfangs und macht häufigere Reinigungsintervalle der Ionenquelle notwendig.

3.10.2 Derivatisierung und Flüssig/flüssig-Extraktion

Da die Analyte nicht aus der wässrigen Urinmatrix abgetrennt werden konnten (siehe

vorheriger Abschnitt), kam nur eine Derivatisierung direkt in der wässrigen

Probelösung in Frage. Nur einige wenige Derivatisierungsmittel eignen sich für

diesen Zweck. So sind beispielsweise Silylierungsmittel insofern ungeeignet, da

diese unmittelbar mit dem Wasser abreagieren und nicht mehr zur Derivatisierung

der Analyten zur Verfügung stehen oder da die gebildeten Silylether

hydrolyseempfindlich sind. Ohnehin würden Silylierungsmittel nur mit den

Hydroxygruppen der AA reagieren, nicht aber mit den Aminogruppen, die in einer

zweiten Reaktion derivatisiert werden müssten.


Im Rahmen der Methodenentwicklung wurden verschiedene Derivatisierungsmittel

getestet, die grundsätzlich im wässrigen Milieu verwendet werden können:

• n-Hexylchlorformiat

• Chlorameisensäure-2,2,2-trichlorethylester

• Pentafluorbenzylbromid

• Pentafluorbenzoylchlorid

Lediglich mit Pentafluorbenzoylchlorid (PFBCl) gelang es, die Hydroxy- sowie die

primären und sekundären Aminogruppen der AA im Wässrigen zu derivatisieren. Die

Derivatisierung der AA mit PFBCl beruht auf dem Prinzip einer Schotten-Baumann-

Reaktion. Hierbei werden Amine oder Alkohole in wässriger, alkalischer Lösung an

der Phasengrenze von Wasser zu einem unpolarem Lösungsmittel mit

Carbonsäurechloriden acyliert. Die entstehenden Derivate gehen dann in das

unpolarere Lösungsmittel über. In diesem Fall diente das in Wasser unlösliche

PFBCl bzw. die während der Derivatisierung entstehende Pentafluorbenzoesäure als

Lösungsmittel für die entstandenen PFB-Derivate.


Abb. 10. Reaktionen von Alkoholen, primären und sekundären Aminen mit Pentafluorbenzoylchlorid.

+ OH R

OR

OF

F

F

F

F

Cl

OF

F

F

F

F

+ NH2 R2

PFBCl

PFBCl

Alkohol

primäres Amin

Cl

OF

F

F

F

F

+

PFBCl sekundäres Amin

R1

NH

R2

R2

NR1

OF

F

F

F

F

OH-

- HCl

OH-

- 2HCl

OH-

-HCl

F

Cl

O

F

F

F

F

F

F

NR

O

O

F

F

F

F

F

F

F

F


Im Zuge der Derivatisierung der AA mit PFBCl entstehen folgende Derivate:

Abb. 11. Pentafluorbenzoyl-Derivate der Aminoalkohole.


Es war notwendig, die Derivatisierungsprozedur hinsichtlich der Maximierung der

Ausbeute und der Routinetauglichkeit zu optimieren. Im Rahmen der

Methodenoptimierung wurden dabei mehrere Parameter verändert. So wurden die

Menge des PFBCl (10 bis 100 µL), die Menge und Konzentration an KOH-Lösung

(0,25 mL 2,5 N, 0,5 mL 1 N, 0,5 ml 2,5 N, 0,75 mL 2,5 N), die Derivatisierungsdauer

(30 Sekunden bis 10 Minuten) und -prozedur (manuelles und automatisches

Schütteln, Vortex-Mixer), der Zeitpunkt der Zugabe des Extraktionsmittels (zeitgleich

mit dem PFBCl oder nach der Derivatisierung), sowie die Gefäße (Glas,

Polypropylen) variiert. Hierbei ergab sich die unter 3.3.3 geschilderte optimierte

Vorgehensweise der Probenaufbereitung. Auf die Notwendigkeit der Einhaltung

dieser Vorgehensweise wurde bereits unter Abschnitt 3.9.4 eingegangen. Trotzdem

sind im Zuge der Derivatisierung und der anschließenden Extraktion Analytverluste

nicht zu vermeiden. Die Derivatisierung ist als Konkurrenzreaktion zu verstehen, da

das als Derivatisierungsreagenz verwendete PFBCl unspezifisch mit Molekülen

reagiert, die Hydroxy- und/oder primäre und sekundäre Aminogruppen besitzen. Da

in menschlichem Urin eine Vielzahl von wasserlöslichen Stoffen vorliegen, die diese

funktionellen Gruppen tragen, werden nicht ausschließlich die AA derivatisiert,

sondern es kommt auch zu unerwünschten Nebenreaktionen des PFBCl mit

Matrixbestandteilen (z.B. mit Proteinen). Die Ausbeute der Derivatisierung ist somit

abhängig von der Zusammensetzung der Urinmatrix. Bei der anschließenden

Flüssig/flüssig-Extraktion mit Toluol werden nur derivatisierte AA in die Toluolphase

überführt, die underivatisierten AA verbleiben in der wässrigen Phase. Dadurch

kommt es zu aufarbeitungsbedingten Verlusten, die jedoch weitgehend von den

verwendeten deuterierten internen Standards ausgeglichen werden, da diese im

gleichen Maße mit dem PFBCl reagieren wie die unmarkierten Analyte. Die PFB-

Derivate der AA waren nicht als Standardsubstanzen verfügbar. Es konnte somit

keine Vergleichslösung definierter Konzentration hergestellt werden, die eine

Quantifizierung der aufarbeitungsbedingten Verluste erlaubt hätte.

Während der Methodenentwicklung wurde neben Toluol versuchsweise auch Hexan

als Extraktionsmittel eingesetzt, dieses zeigte aber erheblich schlechtere

Extraktionseigenschaften. Toluol hingegen erlaubt eine beinahe quantitative

Extraktion der Derivate schon im ersten Extraktionsschritt. Da jedoch das Toluol nicht

vollständig von der wässrigen Probelösung abgehoben werden kann, wird noch eine


zweite Extraktion durchgeführt. Die vereinigten Toluolextrakte werden anschließend

zur Trockne eingeengt. Ein Analytverlust durch Verdampfen tritt hierbei nicht auf.

Beim anschließenden Aufnehmen des Rückstandes kann es vorkommen, dass ein

Teil des Rückstandes nicht in Lösung geht. Ungelöste Bestandteile sollten durch

Zentrifugation abgetrennt werden. Der klare Überstand kann direkt zur

gaschromatographisch-massenspektrometrischen Bestimmung eingesetzt werden.

3.10.3 Gaschromatographie

Die gaschromatographische Trennung der Analyte erfolgt an einer J&W DB 35-MS-

Säule (60 m Länge, 0,25 mm innerer Durchmesser, 0,25 µm Filmdicke). Diese Säule

erlaubt eine störungsfreie Trennung nicht nur der Analyte untereinander, sondern

auch von Matrixbestandteilen (siehe Chromatogramme, Abbildungen 6 und 7). Die

Retentionszeiten unter Anwendung des in der folgenden Abbildung dargestellten

Temperaturprogramms und einem konstanten Gasfluss von 1,0 mL Helium 5.0 pro

Minute liegen zwischen 13,10 und 31,21 Minuten (siehe Tabelle 11).

Abb. 12. Temperaturprogramm des Gaschromatographen.

3.10.4 Massenspektrometrie

Während der positiven Elektronenstoßionisierung (EI) kommt es zu einer

Fragmentierung der ionisierten Analytmoleküle. Detektiert werden die entstehenden

geladenen Fragmente. Deren Massenbereich liegt zwischen m/z = 239 und 643.


Durch diese relativ hohen Massen sind die Massenspuren in Verbindung mit der

Retentionszeit der GC sehr spezifisch. Des Weiteren resultiert daraus ein sehr

niedriges Grundrauschen. Eine sichere Peakzuordnung ist somit leicht möglich.

Dass die Derivate thermisch unzersetzt die Ionenquelle des Massenspektrometers

erreichen, konnte durch Einsatz der negativen chemischen Ionisierung (NCI) gezeigt

werden. Durch diese im Vergleich zur EI schonendere Ionisierung kommt es nicht zu

einer Fragmentierung der ionisierten Analytmoleküle. Es konnten damit unter

denselben chromatographischen Bedingungen bei etwa denselben Retentionszeiten

(es wurde an einem anderen Gaschromatographen mit gleichem Säulentyp

gemessen) jeweils die Molekülionen der Analyten nachgewiesen werden (mit

Ausnahme des AEPD, bei dem es in der Ionenquelle zur Abspaltung von einem

Molekül Wasser kommt). Folgende Tabelle zeigt die Retentionszeiten und die

jeweiligen Molekülionen der Analyten im GC-NCI-MS. Die Massenspektren der AA

im NCI-Modus finden sich in Abbildung 13 und 14 im Anhang:

Tab. 17. Retentionszeiten und registrierte Massen im GC-NCI-MS.

Analyt Retentionszeit

[Minuten]

Molekülion

[m/z]

d8-Morpholin 12,98 289

Morpholin 13,02 281

AEPD 17,63 489*

d4-MEA 18,82 647

MEA 18,92 643

DGA 23,63 687

d8-DEA 26,47 695

DEA 26,61 687

d4-TEA 31,00 735

TEA 31,07 731

* Das AEPD-Derivat spaltet in der Ionenquelle ein Molekül Wasser ab (M-18).

Gegen einen routinemäßigen Einsatz der NCI sprach eine nicht mehr gegebene

Linearität im höheren Konzentrationsbereich der Kalibrierung. Vor allem beim MEA


flachte die Kalibrierkurve sehr schnell ab, da in diesem Fall bis 100 mg/L kalibriert

wird, was aufgrund der physiologisch bedingten Hintergrundlevel im Urin auch

notwendig ist (siehe Abschnitt 4.1).

3.10.5 Kalibrierung

Das Kalibriermaterial sollte unbedingt in Poolurin angesetzt werden

(Kreatininkonzentration um die 1,0 g/L, siehe auch Abschnitt 3.9.4). Eine Kalibrierung

in Wasser ist nicht möglich, da die Derivatisierungsausbeute wässriger

Vergleichsstandardlösungen sehr viel geringer ist als von Lösungen in Urin. Dies

liegt wahrscheinlich an Urinmatrixbestandteilen, die die Reaktion des PFBCl mit den

AA begünstigen bzw. katalysieren. Versuche mit Kochsalzlösungen,

Harnstofflösungen oder synthetischen Urinen (nach Gustafsson und Uzqueda,

(1978)) als Urinsurrogate brachten keinen Erfolg.

3.10.6 Weitere Parameter

Grundsätzlich kann die Methode auf andere polare AA erweitert werden, so z.B. für

Monoisopropanolamin, 4-Aminobutanol und 5-Aminopentanol. Jedoch ist es

aufgrund der matrixbedingten Schwankung der Derivatisierungsausbeute zwingend

notwendig zur Quantifizierung ein markiertes Analogon als internen Standard

einzusetzen. Ein Bezug auf andere strukturähnliche Stoffe stellte sich als ungeeignet

heraus. Nur ein markiertes Analogon ist durch das nahezu gleiche chemische

Verhalten befähigt die auftretenden aufarbeitungsbedingten Verluste auszugleichen.

Handelt es sich nur um Einzelproben ist ein Standardadditionsverfahren zur

Quantifizierung ebenfalls denkbar. Die Methode wurde versuchsweise angewandt,

um die Eignung für die AA Dieethylethanolamin (DEEA) und 2-Amino-2-methyl-1-

propanol (AMP) sowie das Biozid Protectol® HT (N,N',N'-Tris(b-hydroxyethyl)-

hexahydro-1,3,5-triazin) zu prüfen. In den ersten beiden Fällen scheiterte es an der

Derivatisierungsreaktion und letzteres zerfiel während der Derivatisierung zu MEA,

so dass kein spezifischer Parameter vorlag. Es sollte aber berücksichtigt werden,

dass scheinbar arbeitsbedingt erhöhte MEA-Level möglicherweise auch auf eine

Aufnahme dieses in KSM häufig eingesetzten Biozids herrühren könnten.


3.10.7 Vergleich mit existierenden Verfahren

Die hier beschriebene Methode erlaubt erstmals die simultane Bestimmung von

sechs AA in menschlichem Urin. In der Literatur finden sich bereits Verfahren zur

Bestimmung einzelner AA in unterschiedlichen Matrizes. Diese Verfahren werden im

Folgenden hinsichtlich der dieser Arbeit zugrunde liegenden Fragestellung diskutiert

und mit der hier beschriebenen Methode verglichen.

Peru et al. (2004) gelang die Bestimmung von MEA, DEA und TEA in stark

verdünnten Pflanzenextrakten nach flüssigkeitschromatographischer Trennung an

einer starken Kationentauchersäule und tandem-massenspektrometrischer Detektion

(LC-MS/MS). Eine Anwendung dieser Technik wurde von vornherein

ausgeschlossen, da die erreichten Bestimmungsgrenzen für einen Einsatz im

umweltmedizinisch relevanten Konzentrationsbereich nicht ausreichend waren.

Zudem waren massive Störungen durch die komplexe Urinmatrix zu erwarten.

Eine Forschergruppe um Vincenti et al. derivatisierte hydrophile Substanzen, u.a.

MEA direkt im wässrigen Milieu mit n-Hexylchloroformiat oder

Octafluoropentylchloroformiat in Anwesenheit eines Katalysators. Die entstandenen

Derivate wurden gaschromatographisch-massenspektrometrisch nachgewiesen

(Angelino et al., 1998; Maurino et al., 1999; Vincenti et al., 2005).

N-Hexylchloroformiat wurde im Zuge der Methodenentwicklung als

Derivatisierungsmittel für die hier behandelten AA getestet. Lediglich MEA und DEA

ließen sich in wässriger Lösung damit derivatisieren, die übrigen AA reagierten unter

den gegebenen Bedingungen nicht mit dem Derivatisierungsmittel.

Octafluoropentylchloroformiat ist nicht kommerziell erhältlich und muss selbst

synthetisiert werden. Es ist nur relativ kurz haltbar und kam daher für eine

routinetaugliche Methode als Derivatisierungsmittel nicht in Frage.

Zwei Forschergruppen gelang bereits die Bestimmung von DEA in Blut und Urin von

Versuchstieren (Mendrala et al., 2001; Stott et al., 2000a). Deren Verfahren beruhten

ebenfalls auf dem Prinzip einer Schotten-Baumann-Reaktion mit PFBCl als

Derivatisierungsmittel und anschließender GC-MS-Analyse. Die erreichte

Nachweisgrenze wird von Mendrala et al. (2001) mit ca. 82 µg/L angegeben. Bei


Stott et al. (2000a) finden sich dazu keine Informationen. Diese Arbeiten wurden als

Basis für die Entwicklung der hier beschriebenen Methode herangezogen. Die dort

angewandte Derivatisierung wurde im Zuge der Methodenentwicklung hinsichtlich

einer möglichst hohen Ausbeute optimiert (siehe auch Abschnitt 3.10.2) und brachte

in Verbindung mit einer vorangeschalteten Festphasenextraktion letztendlich eine

Verbesserung der Nachweisgrenze des Parameters DEA um mehr als den Faktor 50

(1,5 µg/L mit der hier beschriebenen Methode im Vergleich zu 82 µg/L bei Stott et al.

(2000a)).

72 Biological Monitoring von Aminoalkoholen

4. Biological Monitoring von Aminoalkoholen

Im Rahmen dieser Arbeit wurde erstmals ein Biological Monitoring von AA

durchgeführt, um die tatsächliche innere Belastung der Allgemeinbevölkerung und

von potentiell AA-exponierten Arbeitnehmern zu erfassen.

4.1 Umweltbedingte Hintergrundbelastung der

Allgemeinbevölkerung durch Aminoalkohole

4.1.1 Hintergrund

In Anbetracht der vielfältigen Verwendung von AA im privaten Bereich ist von einer

Exposition der Allgemeinbevölkerung gegenüber AA auszugehen. Von den in dieser

Arbeit behandelten AA kommen MEA, DEA und TEA in Wasch- und

Reinigungsmitteln sowie als Bestandteile von Körperpflegemitteln vor. Sie werden in

freier Form und als Fettsäureester oder Amide eingesetzt, die jedoch häufig auch die

freien Ethanolamine als Nebenbestandteile enthalten. DEA und Morpholin dürfen

aufgrund der Gefahr einer möglichen Nitrosaminbildung gemäß Kosmetikverordnung

nicht mehr in Körperpflegemitteln eingesetzt werden. DEA kann jedoch als

herstellungsbedingte Verunreinigung von MEA und TEA bis zu einem zulässigen

Gehalt von maximal 0,5 % im Fertigprodukt enthalten sein (KosmetikV, Stand 2008).

AEPD oder DGA werden nicht in Reinigungs- und kosmetischen Mitteln eingesetzt.

Somit erscheint eine Hintergrundbelastung der Allgemeinbevölkerung vor allem

durch MEA, DEA und TEA möglich und wahrscheinlich. Die Erfassung der inneren

Belastung mit Ethanolaminen bildet die Basis für weitergehende Maßnahmen

hinsichtlich der Prävention von Gesundheitsschäden, die möglicherweise durch die

Aufnahme dieser Substanzen verursacht werden.

4.1.2 Kollektivbeschreibung

Das untersuchte Kollektiv besteht aus 98 Personen der Allgemeinbevölkerung aus

Süddeutschland ohne bekannte berufliche Exposition gegen AA. Die Probanden

Biological Monitoring von Aminoalkoholen 73

wurden so ausgewählt, dass eine gleichmäßige Alters- und Geschlechtsverteilung

innerhalb des Kollektivs vorlag. Hierfür wurden sieben etwa gleich große

Altersgruppen gebildet (bis 10; 11 bis 20; 21 bis 30; 31 bis 40; 41 bis 50; 51 bis 60;

61 und mehr Jahre), die innerhalb jeder Gruppe je etwa zur Hälfte mit männlichen

und weiblichen Probanden belegt sind. Insgesamt besteht das Kollektiv aus 49

männlichen und 49 weiblichen Probanden. Der Altersmedian beträgt 36,0 Jahre

(Bereich 6 bis 80 Jahre). Weiterhin waren alle Probanden Nichtraucher.

Eine Auswahl wurde aus dem Grund getroffen, möglichst aussagekräftige

Analysenergebnisse zu erhalten und um Confounder zu vermeiden. Untersucht

wurden ausschließlich Spoturinproben. Die Urinproben wurden bis zur Analyse bei

-18 °C gelagert.

Obwohl das untersuchte Kollektiv nicht als repräsentativ für die

Allgemeinbevölkerung gewertet werden kann, sollten die Ergebnisse doch eine erste

Aussage über die Höhe der inneren AA-Belastung der Bevölkerung in Deutschland

zulassen.

4.1.3 Methode

Für die Untersuchung der Urinproben dieses Kollektivs wurde ein analytisches

Verfahren angewandt, das sich in einigen Punkten von dem unter Abschnitt 3

beschriebenen unterscheidet. So wurde bei der eingesetzten Methode auf eine

Festphasenextraktion zur Matrixabtrennung verzichtet. Der Urin (1,0 mL) wurde nach

Alkalisierung mit wässriger KOH-Lösung (0,75 mL 2,5 N) direkt zur Derivatisierung

eingesetzt. Diese Verfahrensweise besitzt den Nachteil, dass es zu einer schnelleren

Verschmutzung des GC-MS-Systems kommt, da durch die Flüssig/flüssig-Extraktion

der Derivate mittels Toluol auch unerwünschte unpolare Matrixbestandteile extrahiert

werden. Auch ist der analytische Störhintergrund teilweise höher, insbesondere für

den Parameter DEA. Daraus resultiert auch eine etwas höhere Bestimmungsgrenze

von 10 µg/L statt 5 µg/L wie unter 3.9.3 beschrieben. Insgesamt kann diese

vereinfachte Methode aus den genannten Gründen nicht als Routinemethode für

größere Probenzahlen empfohlen werden. Als weiterer Unterschied wurde nur auf

die Parameter MEA, DEA, TEA, DGA und AEPD hin untersucht, nicht jedoch auf

Morpholin, welches erst später in die Methode integriert wurde. Als interne


Standardsubstanzen wurden d4-MEA, d8-DEA und d4-TEA verwendet. d4-DGA und

d8-Morpholin waren zu dem Zeitpunkt noch nicht verfügbar. Die Methode wurde vor

der Anwendung auf das Umweltkollektiv validiert. Hierfür wurde die Präzision in Serie

und von Tag zu Tag sowie die Richtigkeit der Analysenergebnisse anhand von

Wiederfindungsversuchen ermittelt. Es wurde dabei prinzipiell so verfahren wie unter

3.9.1 und 3.9.2 beschrieben, jedoch wurde nur jeweils anhand einer Konzentration

geprüft. Eine Zusammenfassung der Zuverlässigkeitskriterien findet sich im Anhang

(Tabelle 18 bis 20).

Da sich das hier angewandte analytische Verfahren von dem unter Abschnitt 3

beschriebenen im Wesentlichen nur durch das Fehlen einer zusätzlichen

Matrixabtrennung unterscheidet, sind die Analysenergebnisse beider Verfahren

direkt vergleichbar. Dies wird durch die im Rahmen der Validierung durchgeführten

Bestimmungen der Richtigkeit der Methoden bestätigt. Weiterhin wurde gezeigt, dass

durch die Festphasenextraktion als Bestandteil der Probenvorbereitung der unter

Abschnitt 3 beschriebenen Methode keine signifikanten aufarbeitungsbedingten

Verluste entstehen.

Der Kreatiningehalt der Urinproben wurde basierend auf der Jaffé-Reaktion

photometrisch bestimmt (Larsen, 1972).

Die statistische Auswertung der Ergebnisse erfolgte mit Microsoft Excel 2002

(deskriptive Statistik, lineare Regression). Messergebnisse unterhalb der

Bestimmungsgrenze gingen als halbe Bestimmungsgrenze in die statistischen

Betrachtungen ein.

4.1.4 Ergebnisse

Die Einzelergebnisse der Untersuchung des Normalkollektivs können Tabelle 21 im

Anhang entnommen werden. Folgende Tabelle zeigt die Ergebnisse in Form einer

Minimalstatistik:


Tab. 22. Deskriptive Statistik der Analysenergebnisse des Kollektivs der Allgemeinbevölkerung

(n=98).

MEA DEA TEA DGA AEPD

> BSG [%] 100 81,6* 35,7 0 0

[µg/L]

Median 23.157 23,2 < BSG < BSG < BSG

95. Perzentil 62.432 74,6 102,9 < BSG < BSG

Min 322 < BSG* < BSG < BSG < BSG

Max 82.415 110,1 653,2 < BSG < BSG

[µg/g Kreatinin]

Median 27.210 24,2 < BSG < BSG < BSG

95. Perzentil 44.684 69,9 106,4 < BSG < BSG

Min 251 < BSG* < BSG < BSG < BSG

Max 58.040 179,1 371,1 < BSG < BSG

BSG = Bestimmungsgrenze; Min = Minimalwert; Max = Maximalwert.

* Die BSG für DEA ist methodisch bedingt 10 µg/L wie unter Abschnitt 4.1.3 beschrieben.

4.1.5 Diskussion

Es konnten erstmals die drei Ethanolamine MEA, DEA und TEA im Urin von

Personen aus der Allgemeinbevölkerung ohne bekannte berufliche AA-Belastung

nachgewiesen werden.

MEA

MEA konnte in jeder untersuchten Urinprobe gefunden werden, die Konzentrationen

erscheinen auf den ersten Blick sehr hoch. Wie in Abschnitt 2.1.4 ausführlich

beschrieben, wird MEA innerhalb des Phospholipidstoffwechsels endogen gebildet

und über den Urin ausgeschieden. Die gefundenen Konzentrationen sind dabei in

der gleichen Größenordnung wie früher berichtete Ausscheidungsmengen in Höhe

von 3,3 bis 50,7 mg/L (Luck und Wilcox, 1953). Ob ein Teil der ausgeschiedenen

Mengen auf die Aufnahme von MEA durch die Anwendung MEA-haltiger

Körperpflegemittel zurückzuführen ist, kann anhand dieser Ergebnisse nicht

abschließend beurteilt werden. Gegen eine relevante umweltbedingte

Zusatzbelastung spricht jedoch folgende Beobachtung: Die MEA-Mengen im Urin

stehen in gutem Zusammenhang mit den Ausscheidungsmengen von Kreatinin, wie

folgende Abbildung sehr deutlich zeigt:


Abb. 15. Zusammenhang zwischen der Ausscheidung von MEA und Kreatinin.

y = 3E-05x + 0,2077

R = 0,87476

p < 0,01

n=98

0,00

0,50

1,00

1,50

2,00

2,50

3,00

0 10.000 20.000 30.000 40.000 50.000 60.000 70.000 80.000 90.000

Konzentration MEA [µg/L]

Ko

nzen

trati

on

Kre

ati

nin

[g

/L]

Ein solcher Zusammenhang zwischen den MEA- und den Kreatininkonzentrationen

im Urin ist plausibel, wenn man annimmt, dass MEA nur aus dem körpereigenen

Pool bei konstanter Ausscheidungsrate über den Urin ausgeschieden wird, nachdem

es wie Kreatinin in der Niere glomerulär gefiltert wurde. Im Falle einer merklichen

Zusatzbelastung wäre keine derart straffe Korrelation zu erkennen, sondern eine

weitgehend Kreatinin-unabhängige Streuung der MEA-Konzentrationen.

Bei derart hohen physiologischen Ausscheidungen erscheint es fragwürdig, ob durch

eine umweltbedingte zusätzliche Aufnahme von MEA eine sichtbare Erhöhung dieser

Konzentrationen erfolgen kann. Legt man den Stoffwechsel der Ratte zugrunde,

würden 0,5 % einer einmalig aufgenommenen Dosis von MEA innerhalb von

24 Stunden im Urin wieder ausgeschieden. Um einen physiologischen Level von

23 mg/L (mediane MEA-Konzentration des untersuchten Kollektivs) um

beispielsweise 10 %, also 2,3 mg/L zu erhöhen, müssten, bei einer angenommenen

durchschnittlichen Ausscheidungsmenge von 1 Liter Urin, 460 mg MEA durch die

Haut aufgenommen werden. Eine solche Erhöhung erwartet man am ehesten noch

im arbeitsmedizinischen Bereich bei massiver MEA-Belastung. Für die

umweltmedizinische Diagnostik scheint MEA kein geeigneter Parameter zu sein.


DEA

DEA konnte in rund 82 % der untersuchten Urinproben oberhalb der

Bestimmungsgrenze von 10 µg/L nachgewiesen werden. Ein endogener

Bildungsmechanismus von DEA ist nicht bekannt. Es handelt sich somit mit hoher

Wahrscheinlichkeit um eine umweltbedingte Exposition der Allgemeinbevölkerung

gegen DEA bedingt durch die weite Verbreitung von DEA in Produkten des täglichen

Bedarfs, insbesondere in Wasch- und Reinigungsmitteln. In kosmetischen Produkten

darf DEA wegen einer möglichen Nitrosaminbildung gemäß Kosmetikverordnung

nicht eingesetzt werden und als herstellungsbedingte Verunreinigung von MEA und

TEA die Höchstgrenze von 0,5 % im Fertigprodukt nicht überschreiten (KosmetikV,

Stand 2008). Die Verwendung in Wasch- und Reinigungsmitteln ist hingegen nicht

reglementiert. DEA kommt in einem Großteil der Anwendungen in Form von

Fettsäureestern oder -amiden zum Einsatz. Diese Derivate werden metabolisch nicht

zum DEA abgebaut, können DEA jedoch als Verunreinigung enthalten (Chou et al.,

2005; NTP, 1999c, 1999d, 2001).

Folgende Graphik zeigt, dass zwischen der Ausscheidung von DEA und TEA ein

Zusammenhang besteht. Urine mit hohen TEA-Konzentrationen weisen auch erhöhte

DEA-Konzentrationen auf. Hingegen ist in Urinproben mit hohen DEA-

Konzentrationen nicht unbedingt TEA nachweisbar. Ursache hierfür ist vermutlich,

dass technisches TEA herstellungsbedingt als Nebenprodukt DEA enthalten kann.

Eine Quelle für die Aufnahme von DEA aus der Umwelt scheint demzufolge die

Anwendung TEA-haltiger Kosmetika zu sein.


Abb. 16. Korrelation zwischen DEA- und TEA-Konzentrationen in den Urinproben des

Normalkollektivs (n=98).

y = 1,908x - 24,97R = 0,5558p < 0,0001

n=98

0,0

100,0

200,0

300,0

400,0

500,0

600,0

700,0

0,0 20,0 40,0 60,0 80,0 100,0 120,0

Ko

nzen

trati

on

TE

A [

µg

/L]

Konzentration DEA [µg/L]

TEA

In rund 36 % der untersuchten Urinproben konnte TEA in Konzentrationen oberhalb

der Bestimmungsgrenze von 10 µg/L nachgewiesen werden. Ein endogener

Bildungsmechanismus von TEA ist nicht bekannt. Die Ausscheidung von TEA bei der

Allgemeinbevölkerung ist somit wahrscheinlich auf eine Hintergrundbelastung durch

die Anwendung von TEA-haltigen Wasch-, Reinigungs- und kosmetischen Mitteln

zurückzuführen. TEA konnte weniger häufig, dafür aber in höheren Konzentrationen

als DEA nachgewiesen werden. Dies lässt sich mit den verschiedenen

Anwendungsformen und den unterschiedlichen Eliminationskinetiken von DEA und

TEA begründen. Zum einen wird TEA im Gegensatz zu DEA auch häufig in freier

Form in kosmetischen Mitteln, z.B. in Body Lotions oder Rasierschäumen,

eingesetzt. Nur bei Anwendung solcher Mittel würde eine Exposition stattfinden, was

erklären würde, warum nur rund ein Drittel der Probanden TEA ausscheidet. Zum

anderen wird TEA im Vergleich zu DEA schneller und vollständiger via Urin

eliminiert.


Die Plausibilität einer umweltbedingten Belastung mit TEA ließ sich in einem

Experiment leicht belegen:

Um zu prüfen, ob, wie schnell und in welchen Konzentrationen TEA nach der

Anwendung TEA-haltiger Kosmetika im Urin zu finden ist, wandte ein männlicher

Proband (Alter 27 Jahre) einen handelsüblichen Rasierschaum mit dem deklarierten

Inhaltsstoff „Triethanolamine“ während einer Nassrasur an. Vor diesem Versuch

wurde eine Woche auf eine Anwendung dieses Schaumes und anderer TEA-haltiger

Körperpflegemittel verzichtet. Die Urinproben wurden kurz vor der Rasur und

innerhalb von 24 Stunden danach in Plastikgefäßen gesammelt und gemäß der in

Abschnitt 4.1.3 beschriebenen Methode analysiert. Abbildung 17 zeigt den zeitlichen

Verlauf der Kreatinin-korrigierten TEA-Konzentrationen im Urin des Probanden.

Abb. 17. Zeitlicher Verlauf der TEA-Ausscheidung nach der Anwendung eines TEA-haltigen

Rasierschaumes durch einen Probanden. Die gestrichelte Linie markiert den Zeitpunkt der Nassrasur.

Mit diesem Versuch konnte zum einen gezeigt werden, dass TEA, wie schon im

Tierversuch beschrieben, als solches im Urin ausgeschieden wird. Schon bei

einmaliger Rasur können die Konzentrationen dabei bis in den dreistelligen µg/g

Kreatinin-Bereich steigen. Da nicht bekannt ist, wie viel TEA im Schaum enthalten

war, können jedoch keine Aussagen darüber getroffen werden, wie viel TEA durch


die Haut penetriert. Zum anderen konnte gezeigt werden, dass nach 24 Stunden

nicht die gesamte Menge an aufgenommenem TEA wieder ausgeschieden ist. Somit

ist bei Anwendung eines TEA-haltigen Schaumes im Rahmen der täglichen

Nassrasur mit einer Anreicherung von TEA im Körper zu rechnen.

DGA / AEPD

DGA und AEPD konnten erwartungsgemäß in keinem Urin der Probanden gefunden

werden. Dies überrascht kaum, da beide Stoffe nicht im privaten Bereich zum

Einsatz kommen. Deren Einsatz ist vor allem auf die Anwendung in KSM beschränkt,

so dass Belastungen eher im arbeitsmedizinischen Bereich zu erwarten sind.

4.1.5.1 Toxikologische Bewertung der Befunde

Für die Umweltmedizin sind die durch das Biomonitoring gewonnenen Daten von

großer Bedeutung. Es konnte gezeigt werden, dass in Urinproben der

Allgemeinbevölkerung MEA, DEA und TEA zu finden sind. Eine toxikologische

Bewertung dieser Befunde erweist sich jedoch als schwierig.

MEA

MEA ist aufgrund eines endogenen Bildungsmechanismus ein natürlicher Bestandteil

des menschlichen Urins. Dies konnte anhand des durchgeführten Biomonitorings

bestätigt werden. In welchem Maße eine Zusatzbelastung durch die Anwendung

MEA-haltiger Kosmetika eine Rolle spielt, kann letztlich nicht beurteilt werden.

Aufgrund der im vorigen Abschnitt diskutierten Kreatinin-Abhängigkeit der MEA-

Konzentrationen kann jedoch von einer untergeordneten Bedeutung ausgegangen

werden.

DEA

Ausgangspunkt für eine toxikologische Bewertung der umweltbedingten

Hintergrundbelastung durch DEA ist die Abschätzung der entsprechenden

aufgenommenen Dosis, da die bislang durchgeführten Studien zur Toxizität von DEA

die am Tier aufgetretenen Effekte auf die jeweils applizierte Dosis beziehen. Die

tatsächliche innere Belastung oder die resultierenden Urinkonzentrationen wurden in

diesen Tierstudien nicht bestimmt.


Basierend auf einer Pharmakokinetik-Studie von Mendrala et al. (2001) kann eine

grobe Abschätzung der durch die Allgemeinbevölkerung täglich aufgenommenen

Dosis an DEA erfolgen. In dieser Studie wurde DEA Ratten intravenös verabreicht

und die im Urin ausgeschiedene Menge an DEA analysiert. Innerhalb eines

Zeitraums von 24 Stunden wurden etwa 12 % einer 10 mg-Dosis unverändert via

Urin eliminiert. Legt man das 95ste Perzentil der DEA-Konzentrationen in den

Urinproben des untersuchten Kollektivs von etwa 75 µg/L und ein tägliches

Urinvolumen von 1 Liter zugrunde, ergibt sich eine tägliche Dosis von etwa 625 µg.

Dies entspräche bei einem 70 kg schweren Menschen einer Dosis von etwa

9 µg/kg KG/d. Diese Dosis ist um Größenordnungen geringer als die in der NTP-

Studie kanzerogen wirksame Dosis von 40 mg/kg KG/d (NTP, 1999b). Diese

Dosisabschätzung ist jedoch aus mehreren Gründen sehr ungenau. Zum einen ist im

Falle einer dermalen Applikation von DEA über einen längeren Zeitraum nicht

bekannt, in welchem Maße DEA die Haut penetriert und systemisch wirken kann.

Zum anderen wird DEA bei chronischer Applikation in den Lipidstoffwechsel integriert

und reichert sich im Körper an bis ein Gleichgewichtszustand erreicht ist.

Existierende Pharmakokinetik-Studien, auch oben genannte Studie von Mendrala et

al. (2001), basieren jedoch auf einer einmaligen Gabe von DEA und erlauben somit

keine Rückschlüsse auf die Ausscheidung nach chronischer Applikation. Zudem ist

eine Übertragung der Daten aus dem Tierversuch auf den Menschen problematisch,

da hinsichtlich der Aufnahme, der Verteilung, des Metabolismus und der

Ausscheidung von DEA beim Menschen keinerlei Kenntnisse vorhanden sind. Aus

diesem Mangel an Daten muss eine kritische Betrachtung der umweltbedingten

Belastung der Allgemeinbevölkerung durch DEA resultieren.

DEA verursachte in oben genannter NTP-Studie bei dermaler Applikation hoher

Dosen eindeutig Leberkrebs in Mäusen (NTP, 1999b). Weiterhin kann DEA

nachgewiesenermaßen in vivo mit nitrosierenden Agenzien mutagenes

N-Nitrosodiethanolamin (NDELA) bilden (Preussmann et al., 1981). Dies ist aus

umweltmedizinischer Sicht überaus problematisch, da solche Substanzen, deren

kanzerogenes Potential auf einem genotoxischen Mechanismus beruht, schon in

geringsten Mengen zu Veränderungen der Erbsubstanz und damit möglicherweise

zu Krebs führen können. Aus diesem Grund können für genotoxische Stoffe auch

keine gesundheitlich unbedenklichen Schwellenwerte angegeben werden. Inwieweit

aus der Umwelt aufgenommenes DEA letztendlich zu NDELA umgesetzt wird, kann


nicht vorhergesagt werden, da dies abhängig von der Gegenwart nitrosierender

Stoffe ist. Um hier weitergehende Aussagen treffen zu können, wären idealerweise

ein biochemisches Effektmonitoring (Hämoglobin- oder DNA-Addukte), mindestens

jedoch ein Dosismonitoring von NDELA notwendig.

TEA

Die umweltbedingten Hintergrundbelastungen durch TEA toxikologisch zu bewerten

ist ebenso problematisch wie im Falle des DEA. Auch hier kann nur grob abgeschätzt

werden wie hoch die tatsächlich aufgenommene Dosis an TEA ist. In einer

Pharmakokinetikstudie von Stott et al. (2000b) an Mäusen wurden etwa 60 % einer

dermal applizierten TEA-Dosis innerhalb von 24 Stunden unverändert via Urin

eliminiert. Legt man das 95ste Perzentil der gemessenen TEA-Konzentrationen in

den Urinproben des untersuchten Kollektivs von etwa 100 µg/L zugrunde, ergibt sich

bei einer angenommenen täglichen Urinmenge von 1 Liter eine tägliche Dosis von

etwa 170 µg. Bei einem Menschen mit einem Körpergewicht von 70 kg entspräche

dies einer Dosis von etwa 2,4 µg/kg KG/d. Dies erscheint gering verglichen mit der

um Größenordnungen höheren TEA-Dosis von 100 mg/kg KG/d, die in einer

2-Jahres-Studie an Mäusen dermal appliziert Leberzellen-Adenomen verursachte

(NTP, 2004).

Trotzdem muss auch in diesem Fall eine kritische Betrachtung der

Hintergrundbelastung durch TEA erfolgen, da die Dosisabschätzung wie im Falle des

DEA sehr viele Unsicherheiten birgt. Vor allem sind hier die fehlenden Daten zum

Metabolismus und zur Toxizität beim Menschen zu nennen.

Für weitergehende Aussagen hinsichtlich möglicher Gesundheitsschäden durch die

Aufnahme von AA aus der Umwelt sind Studien notwendig, die sowohl eine

medizinische Untersuchung der Probanden als auch ein Monitoring der inneren

AA-Belastung beinhalten.

4.1.5.2 Referenzwerte

Die Kommission Human-Biomonitoring des Umweltbundesamtes definiert den

Referenzwert als das 95ste Perzentil der Messwerte einer Stoffkonzentration in dem

entsprechenden Körpermedium einer Referenzpopulation. Er beschreibt die


unvermeidliche umweltbedingte Hintergrundbelastung durch einen Stoff, lässt aber

keine Aussage über eine mögliche Beeinträchtigung der Gesundheit zu, da es sich

nicht um einen toxikologisch begründeten Schwellenwert handelt. Werte unterhalb

des Referenzwertes sind in der Regel als unauffällig einzustufen.

Referenzwerte werden in der Regel anhand einer möglichst repräsentativen

Stichprobe der Allgemeinbevölkerung abgeleitet. Das im Rahmen dieser Arbeit

untersuchte Kollektiv der Allgemeinbevölkerung ist jedoch nicht als repräsentativ für

die deutsche Allgemeinbevölkerung zu bewerten, da die Probanden nur im

süddeutschen Raum ansässig sind, es sich ausschließlich um Nichtraucher handelt

und nicht zuletzt, da die Probanden so ausgewählt wurden, dass das Kollektiv

gleichmäßig altersverteilt ist. Somit können die gewonnen Daten nur als Basis für die

Ableitung von provisorischen Referenzwerten dienen. Legt man die unter Abschnitt

4.1.4 beschriebenen Daten zugrunde, ergeben sich also folgende provisorische

Referenzwerte (gerundet):

MEA: 62.000 µg/L bzw. 62 mg/L

DEA: 75 µg/L

TEA: 100 µg/L

Referenzwerte für die Stoffe DGA und AEPD können an dieser Stelle nicht abgeleitet

werden, da diese in keiner der untersuchten 98 Proben nachgewiesen werden

konnten.

4.2 Berufliche Belastung durch Aminoalkohole

4.2.1 Hintergrund

AA sind als Korrosionsinhibitoren, Entrostungsmittel und Entschäumer sowie zur

pH-Wert-Einstellung in wassermischbaren KSM enthalten. Diese KSM werden z.B.

bei bohrenden, fräsenden und drehenden Tätigkeiten in der metallverarbeitenden

Industrie angewandt, um zu bearbeitende Werkstücke zu kühlen, zu schmieren und

um entstehende Metallspäne abzuführen. Da bei der Bearbeitung der Werkstücke


hohe Reibungskräfte wirken und die KSM die dadurch entstehende Hitze

aufnehmen, kann es zur Bildung von Dämpfen kommen. Die hohen Drehzahlen der

Maschinen führen außerdem zur Aerosolbildung. Eine inhalative Exposition der

Arbeitnehmer ist also möglich. Eine dermale Belastung kann ebenfalls auftreten, zum

Beispiel beim Wechseln der Werkstücke oder bei Wartungsarbeiten mit

unzureichender Schutzbekleidung. Betriebsbesichtigungen zeigten, dass

Schutzmaßnahmen nicht immer Akzeptanz seitens der Arbeitnehmer finden, so wird

beispielsweise oft auf Handschuhe verzichtet. Aus arbeitsmedizinischer Sicht

erscheinen alle mit dieser Methode erfassbaren AA interessant, da diese in großem

Umfang als Bestandteile wassermischbarer KSM eingesetzt werden.

4.2.2 Kollektivbeschreibung

Untersucht wurden 52 Arbeitnehmer eines metallverarbeitenden Industriebetriebs. Es

handelt sich dabei ausschließlich um Männer. Das Alter der Probanden lag zwischen

21 und 57 Jahren, mit einem Altersmedian von 42,5 Jahren. Untersucht wurden

Spoturinproben. Die Urinproben wurden bis zur Analyse bei -18 °C gelagert. Die

Arbeitnehmer waren an verschiedenen Maschinen tätig, hauptsächlich an CNC-

Fräsen, Bohrern und Schleifmaschinen. Die Sicherheitsdatenblätter der KSM, die in

dem Betrieb angewendet werden, geben rein qualitativ Aufschluss über deren

Zusammensetzung. Demnach enthalten diese KSM MEA, TEA und DGA, jedoch in

nicht bekannten Mengen. Je nach Art der Anwendung der KSM, Verhalten der

Arbeitnehmer, Schutzmaßnahmen etc. können die Expositionshöhe und -dauer an

den verschiedenen Arbeitsplätzen erheblich schwanken und anhand der abgefragten

Daten für den jeweiligen Arbeitsplatz nicht abgeschätzt oder vorhergesagt werden.

Raumluftmessungen, die eine Abschätzung der inhalativen AA-Aufnahme ermöglicht

hätten, wurden nicht durchgeführt. Auf Kollektivbasis ist aufgrund der Angaben in

den Sicherheitsdatenblättern eine Belastung mit MEA, TEA und DGA zu erwarten.

Weiterhin ist eine DEA-Belastung möglich, da DEA aufgrund des

Herstellungsprozesses als Verunreinigung bzw. als Nebenprodukt bis zu einem

Anteil von 15 % in technischem TEA vorkommen kann (AGS, 2002).


Als Kontrolle dient ein Subkollektiv des unter Abschnitt 4.1.2 beschriebenen

Kollektivs der Allgemeinbevölkerung. Es handelt sich dabei um 30 männliche

Probanden (Alter 22 bis 59 Jahre, Median 40,0 Jahre). Diese Auswahl wurde

getroffen, da es sich bei den Arbeitnehmern ebenfalls nur um männliche Probanden

mit einem Alter zwischen rund 20 und 60 Jahren handelt. Somit ist eine direktere

Vergleichbarkeit der beiden Kollektive gegeben.

4.2.3 Methode

Für die Untersuchung der Urinproben der Arbeitnehmer wurde die in Abschnitt 3

beschriebene analytische Methode angewandt.

Auf das angewandte Verfahren zur Untersuchung der Urinproben der Kontrollen

wurde in Abschnitt 4.1.3 eingegangen.

Der Kreatiningehalt der Urinproben wurde basierend auf der Jaffé-Reaktion

photometrisch bestimmt (Larsen, 1972).

Die statistische Auswertung der Ergebnisse erfolgte mit Microsoft Excel 2002

(deskriptive Statistik, lineare Regression) sowie mit Microcal Origin 6.0

(Häufigkeitsverteilungen, statistische Tests, Boxplot-Darstellungen). Bei der Prüfung

auf statistische Signifikanz eines Unterschiedes (Student’s t-test, 2 unabhängige

Stichproben) wurde ein Signifikanzniveau von p<0,05 zugrunde gelegt.

Messergebnisse unterhalb der Bestimmungsgrenze gingen als halbe

Bestimmungsgrenze in die statistischen Betrachtungen ein.

4.2.4 Ergebnisse

Die Einzelergebnisse der Untersuchung des Beschäftigtenkollektivs aus der

Metallindustrie, sowie die des Kontrollkollektivs können Tabelle 23a und 23b im

Anhang entnommen werden. Folgende Tabelle zeigt die Ergebnisse in Form einer

Minimalstatistik:


Tab. 24. Zusammenfassung der Ergebnisse des Biomonitorings bei Probanden mit vermuteter

beruflicher Belastung gegenüber Aminoalkoholen (n=52).


> BSG [%] 100 100 76,9 59,6 78,8 0

[µg/L]

Median 33.445 24,5 28,0 8,5 17,5 < BSG

95. Perzentil 71.697 210,2 436,8 278,4 31,8 < BSG

Min 5.362 7,0 < BSG < BSG < BSG < BSG

Max 80.286 2.389,6 1.569,9 388,1 39,5 < BSG

[µg/g Kreatinin]

Median 31.412 21,0 27,7 10,4 13,7 < BSG

95. Perzentil 46.413 105,6 308,3 210,5 61,4 < BSG

Min 12.703 7,5 < BSG < BSG < BSG < BSG

Max 57.178 4.192,3 1.154,4 396,1 73,1 < BSG

BSG = Bestimmungsgrenze; Min = Minimalwert; Max = Maximalwert.

Folgende Tabelle zeigt die Minimalstatistik der Ergebnisse des Biomonitorings des

Kontrollkollektivs:

Tab. 25. Zusammenfassung der Ergebnisse des Biomonitorings bei Probanden des beruflich nicht

gegen Aminoalkohole exponierten Kontrollkollektivs (n=30).


> BSG [%] 100 90,0* 40,0 0 n.b. 0

[µg/L]

Median 33.301 24,1 < BSG < BSG n.b. < BSG

95. Perzentil 64.045 93,3 195,6 < BSG n.b. < BSG

Min 322 < BSG* < BSG < BSG n.b. < BSG

Max 82.415 110,1 653,2 < BSG n.b. < BSG

[µg/g Kreatinin]

Median 26.141 19,9 < BSG < BSG n.b. < BSG

95. Perzentil 37.174 58,4 144,6 < BSG n.b. < BSG

Min 252 < BSG* < BSG < BSG n.b. < BSG

Max 42.046 85,4 371,1 < BSG n.b. < BSG

BSG = Bestimmungsgrenze; Min = Minimalwert; Max = Maximalwert; n.b. = nicht bestimmt.

* Die BSG für DEA ist methodisch bedingt 10 µg/L wie unter Abschnitt 4.1.3 beschrieben.

Ein Vergleich der Kreatininkonzentrationen in den Urinproben beider Kollektive kann

folgender Tabelle entnommen werden:


Tab. 26. Konzentrationen an Kreatinin in den Urinproben beider Kollektive.

Kreatinin [g/L]

Arbeitnehmerkollektiv (n=52) Kontrollkollektiv (n=30)

Median 1,17 1,21

95. Perzentil 2,47 2,23

Min 0,24 0,28

Max 3,37 2,68

Min = Minimalwert; Max = Maximalwert.

4.2.5 Diskussion

Die Analysenergebnisse zeigen, dass auch in dem Arbeitnehmerkollektiv die

Substanzen MEA, DEA und TEA nachgewiesen werden können, so wie das auch bei

dem unter Abschnitt 4.1 behandelten Kollektiv der Allgemeinbevölkerung der Fall

war. Im Gegensatz dazu kann bei den Arbeitnehmern auch DGA im Urin festgestellt

werden. Weiterhin wurde Morpholin in den Urinproben der Arbeitnehmer

nachgewiesen, auf diesen Parameter wurde im Kontrollkollektiv jedoch nicht

getestet.

Die Ergebnisse der Untersuchungen des Kreatiningehaltes in den Urinproben der

Arbeitnehmer und der Kontrollen zeigen, dass sich die beiden Kollektive hinsichtlich

der Kreatininausscheidung nicht signifikant unterscheiden (t-test: p=0,9061).

Folgende Abbildung der Verteilung der relativen Summenhäufigkeiten verdeutlicht

dies graphisch:


Abb. 18. Relative Summenhäufigkeiten des Arbeitnehmerkollektivs (n=52) und des Kontrollkollektivs

(n=30) hinsichtlich der Ausscheidung von Kreatinin (t-test: p=0,9061).

0,2 0,3 0,4 0,5 0,6 0,7 0,80,9 1 2 30,1

1

510

25

50

75

9095

99

99,9

Rel

ativ

e S

umm

enh

äufig

keit

[%]

Kreatinin-Konzentration [g/L]

Arbeiter Kontrolle

Man erkennt in dieser Abbildung, dass sich die Kreatininkonzentrationen der beiden

Kollektive über den gesamten Bereich überlappen. Man kann also davon ausgehen,

dass kein nennenswerter Verdünnungseffekt der Urinproben, beispielsweise bedingt

durch eine verminderte Flüssigkeitszufuhr der Arbeitnehmer, vorliegt. Als Basis für

den Vergleich zwischen dem Arbeitnehmer- und dem Kontrollkollektiv sollen daher

die AA-Konzentrationen dienen und nicht die Kreatinin-korrigierten Werte.

MEA

Die beiden Kollektive unterscheiden sich hinsichtlich der Urinkonzentrationen von

MEA statistisch nicht (t-test: p=0,2155). Folgende Abbildung zeigt die Verteilung der

relativen Summenhäufigkeiten beider Kollektive:


Abb. 19. Relative Summenhäufigkeiten der MEA-Konzentrationen in den Urinproben des

Arbeitnehmerkollektivs (n=52) und des Kontrollkollektivs (n=30) (t-test: p=0,2155).

4.000 6.000 8.00010.000 20.000 40.000 60.000 80.0000,1

1

510

25

50

75

9095

99

99,9

Rel

ativ

e S

umm

enhä

ufig

keit

[%]

MEA-Konzentration [µg/L]

Arbeiter Kontrolle

In dieser Abbildung ist gut zu erkennen, dass sich die MEA-Konzentrationen in den

Urinproben der Arbeitnehmer weitestgehend mit denen der Kontrollen decken. Eine

zusätzliche berufsbedingte Belastung der Arbeitnehmer ist nicht erkennbar, auch

wenn die Sicherheitsdatenblätter der in dem Betrieb verwendeten KSM Hinweise auf

einen Einsatz von MEA enthalten. Bei dieser Betrachtung muss jedoch berücksichtigt

werden, dass im Tierversuch nur 0,5 % des aufgenommenen MEA als solches im

Urin wieder eliminiert werden. Vor diesem Hintergrund und unter Berücksichtigung

der physiologisch bedingten hohen MEA-Ausscheidung wäre es auch denkbar, dass

eine berufsbedingte Zusatzbelastung nur zu einem vernachlässigbaren Anteil zur

Gesamtausscheidung beitragen würde und daher als solche gar nicht erkennbar

wäre. Es stellt sich daher die Frage nach der diagnostischen Aussagekraft des

Parameters MEA für die Umwelt- und Arbeitsmedizin. Diese kann anhand der im

Rahmen dieser Arbeit durchgeführten Untersuchungen zur inneren Belastung nicht


abschließend beantwortet werden. Hierfür sind zukünftig entweder groß angelegte

Biomonitoring-Studien auch an sicher MEA-exponierten Personen oder Studien zum

Metabolismus und der Eliminationskinetik am Menschen notwendig.

Auf Basis der vorliegenden Daten wären Urinkonzentrationen oberhalb des 95sten

Perzentils des Normalkollektivs von rund 62 mg/L als auffällig zu bewerten. Dies trifft

in dem untersuchten Arbeitnehmerkollektiv für acht Probanden zu.

DEA

Die beiden Kollektive unterscheiden sich nicht statistisch signifikant (t-test: p=0,3271)

hinsichtlich der DEA-Konzentrationen in den Urinproben. Folgende Abbildung zeigt

die Ergebnisse in der Boxplotdarstellung:

Abb. 20. Boxplotdarstellung der DEA-Konzentrationen in den Urinproben des Arbeitnehmerkollektivs

und des Kontrollkollektivs (t-test: p=0,3271).

In dieser Darstellung ist gut zu erkennen, dass die medianen DEA-Konzentrationen

beider Kollektive nahezu gleich sind, während das 75ste und das 95ste Perzentil


beim Arbeitnehmerkollektiv deutlich höher sind. In folgender Abbildung der relativen

Summenhäufigkeiten wird dieser Sachverhalt noch deutlicher:


(n=30) hinsichtlich der DEA-Ausscheidung (t-test: p=0,3271).

10 100 1.0000,1

1

510

25

50

75

9095

99

99,9

Rel

ativ

e S

umm

enhä

ufig

keit

[%]

DEA-Konzentration [µg/L]

Arbeiter Kontrolle

In dieser Darstellung wird deutlich, dass sich die beiden Graphen nach zunächst

ähnlichem Verlauf etwa ab dem 75sten Perzentil auseinander bewegen. Das

bedeutet, dass ein Teil der Arbeitnehmer im Vergleich zu den Kontrollen deutlich

mehr DEA ausscheidet. DEA-Ausscheidungen über 110 µg/L können bei den

Kontrollen nicht mehr beobachtet werden, aber bei rund 12 % der Arbeitnehmer.

Dies spiegelt sich auch im 95sten Perzentil wieder, welches bei den Arbeitnehmern

rund 210 µg/L beträgt, bei den Kontrollen nur 93 µg/L.

Als mögliche Quelle für die zusätzliche Belastung mit DEA am Arbeitsplatz kommt

der Einsatz von technischem TEA in den dort verwendeten KSM in Betracht. Bei der

Herstellung von Ethanolaminen aus Ethylenoxid und Ammoniak entsteht ein

Gemisch aus MEA, DEA und TEA, welches destillativ getrennt wird. Technisches


TEA kann bei unzureichender Trennung DEA als Verunreinigung enthalten.

Folgende Abbildung zeigt den Zusammenhang zwischen den DEA- und TEA-

Konzentrationen in den Urinproben der Arbeitnehmer:

Abb. 22. Korrelation zwischen DEA- und TEA-Konzentrationen in den Urinproben der Arbeitnehmer

(n=51, ohne 1 Ausreißer).

y = 4,2896x - 63,497R = 0,90995p < 0,0001

n=51

0

200

400

600

800

1.000

1.200

1.400

1.600

0 50 100 150 200 250 300 350

Ko

nzen

trati

on

TE

A [

µg

/L]

Konzentration DEA [µg/L]

Ein statistisch hochsignifikanter Zusammenhang (p<0,0001) mit einem

Korrelationskoeffizienten von rund 0,91 unterstützt oben genannte Annahme.

Technisches TEA scheint am Arbeitsplatz die Hauptquelle für eine zusätzliche DEA-

Belastung zu sein. In dieser Quellenbetrachtung und in Abbildung 22 wurde ein

Ausreißer nicht berücksichtigt: Eine Urinprobe enthielt DEA in einer Konzentration

von fast 2.400 µg/L. Dies entspricht ca. dem 22-fachen des Maximalwertes der

Kontrollen. Die zugehörige TEA-Konzentration betrug dabei nur 59,1 µg/L.

Über das Zustandekommen einer derart hohen DEA-Konzentration kann nur

spekuliert werden: Möglich wäre eine massive Exposition bedingt durch den Einsatz

eines DEA-haltigen KSM am Arbeitsplatz, obwohl DEA gemäß TRGS 611 nicht mehr

in KSM eingesetzt werden darf (AGS, 2002). Es konnte jedoch bereits gezeigt

werden, dass vereinzelt immer noch DEA-haltige KSM eingesetzt werden (Breuer et

al., 2004).


TEA

Die mittleren TEA-Konzentrationen in den Urinproben der untersuchten Kollektive

unterscheiden sich statistisch nicht (t-test: p=0,1243). Folgende Abbildung zeigt die

Ergebnisse in der Boxplotdarstellung:

Abb. 23. Boxplotdarstellung der TEA-Konzentrationen in den Urinproben des Arbeitnehmerkollektivs

und des Kontrollkollektivs (t-test: p=0,1243).

In dieser Darstellungsweise scheinen die TEA-Konzentrationen im Kollektiv der

Arbeitnehmer dennoch insgesamt höher zu sein. Folgende Abbildung der relativen

Summenhäufigkeiten zeigt den Unterschied klarer:



(n=30) hinsichtlich der TEA-Ausscheidung (t-test: p=0,1243).

10 100 1.0000,1

1

510

25

50

75

9095

99

99,9

Rel

ativ

e S

umm

enhä

ufig

keit

[%]

TEA-Konzentration [µg/L]

Arbeiter Kontrollen

In dieser Abbildung ist ersichtlich, dass die TEA-Konzentrationen in den Urinproben

des Arbeitnehmerkollektivs über alle Ränge hin zu höheren TEA-Konzentrationen

verschoben sind. Diese Verschiebung zu höheren Werten hin ist darauf

zurückzuführen, dass TEA einen gängigen Bestandteil von KSM darstellt und auch in

den in diesem Betrieb verwendeten KSM gemäß den Sicherheitsdatenblättern

vorhanden ist. Somit sind arbeitsbedingte Belastungen anzunehmen. Die gute

Hautgängigkeit von TEA konnte durch den in Abschnitt 4.1.5 beschriebenen Versuch

bereits bestätigt werden. Die diagnostische Aussagekraft dieses Parameters für die

Arbeitsmedizin wird jedoch durch die umweltbedingte Hintergrundbelastung

geschmälert. Erst bei deutlich höheren Belastungen als den hier vorliegenden könnte

die TEA-Konzentration im Urin mit Vorteil für arbeitsmedizinische

Überwachungsuntersuchungen eingesetzt werden.


DGA

Am eindeutigsten ist die Situation beim DGA. Es konnte in 59,6 % der Probenurine

der Beschäftigten nachgewiesen werden, jedoch in keiner Probe des

Kontrollkollektivs. Dies ist insofern plausibel, da DGA ein deklarierter Bestandteil der

in diesem metallverarbeitenden Betrieb verwendeten KSM ist und in zunehmendem

Maße als Ersatzstoff für das früher sehr häufig eingesetzte DEA zur Anwendung

kommt. DGA ist nicht wie die Ethanolamine bis in die privaten Haushalte verbreitet.

Somit ist dieser Parameter von besonders hoher diagnostischer Zuverlässigkeit für

die Arbeitsmedizin, da er eine arbeitsbedingte Belastung unzweifelhaft anzeigt.

Morpholin

Morpholin konnte in 78,8 % der Proben des Arbeitnehmerkollektivs nachgewiesen

werden. Die gefundenen Konzentrationen liegen durchweg unter 40 µg/L. Das

Kontrollkollektiv wurde hinsichtlich dieses Parameters nicht untersucht. Eine

Aussage, inwieweit sich diese Werte von denen eines beruflich nicht gegen AA

exponierten Kollektivs unterscheiden, kann also nicht getroffen werden. Somit kann

auch nicht eingeschätzt werden, ob die gefundenen Morpholinausscheidungen

Resultat einer arbeitsplatzbedingten Belastung sind oder ob es sich um eine

umweltbedingte Hintergrundbelastung handelt. In keinem der in dem

metallverarbeitenden Betrieb verwendeten KSM war gemäß den jeweiligen

Sicherheitsdatenblättern ein Hinweis auf das Vorhandensein von Morpholin zu

finden. Morpholin darf wie DEA gemäß TRGS 611 nicht in KSM eingesetzt werden

wegen der Gefahr einer möglichen Nitrosaminbildung in Anwesenheit nitrosierender

Agenzien.

AEPD

AEPD konnte in keiner der 52 Urinproben des Arbeitnehmerkollektivs in

Konzentrationen oberhalb der Bestimmungsgrenze von 10 µg/L nachgewiesen

werden. In einer Probe fand sich AEPD in einer Konzentration von etwa 7 µg/L, also

zwischen der Nachweis- und der Bestimmungsgrenze.

In keinem der Sicherheitsdatenblätter für die in diesem Betrieb eingesetzten KSM

war ein Hinweis auf den Einsatz von AEPD zu finden. Somit war auch nicht von einer

Exposition der untersuchten Arbeitnehmer gegen AEPD auszugehen. Um

festzustellen, ob die Bestimmung von AEPD im Urin ein geeignetes Mittel zur


Quantifizierung einer entsprechenden Belastung mit AEPD darstellt, sind entweder

Biomonitoring-Studien auch an sicher AEPD-exponierten Personen oder Studien

zum Metabolismus und der Eliminationskinetik notwendig.

4.2.5.1 Toxikologische Bewertung der Befunde

Vor dem Hintergrund der unzureichenden Datenlage zu den humantoxikologischen

Eigenschaften von DEA, TEA und DGA erscheint die Belastungssituation der

Probanden aus arbeitsmedizinischer Sicht als bedenklich. Vor allem derart hohe

DEA-Ausscheidungen bis zu über 2 mg/L geben in Anbetracht der im Tierversuch

krebserzeugenden Wirkung und einer möglichen N-Nitrosodiethanolamin-Bildung in

vivo Anlass zur Sorge. DEA ist auf Grundlage der TRGS 611 aus eben diesem

Grund der Nitrosaminbildung nicht mehr für den Gebrauch in KSM zugelassen.

Jedoch fanden auch schon Breuer et al. (2004) im Rahmen eines

Untersuchungsprogramms heraus, dass immer noch vereinzelte KSM-Gemische

DEA in nicht unerheblichen Mengen enthalten. Dasselbe Problem betrifft auch den

Stoff Morpholin, der in fast 80 % der Urinproben der Arbeitnehmer nachgewiesen

werden konnte. Auch hier besteht die Möglichkeit einer Bildung von

N-Nitrosomorpholin in vivo. Ob eine umweltbedingte Hintergrundbelastung mit

Morpholin vorhanden ist, ist nicht bekannt, da die Urinproben des Kollektivs der

Allgemeinbevölkerung diesbezüglich nicht untersucht wurden.

N-Nitroso-DEA und N-Nitroso-Morpholin sind durch die Senatskommission zur

Prüfung gesundheitsschädlicher Arbeitsstoffe in die Kategorie 2 der

krebserzeugenden Wirkung eingestuft worden (DFG, 2008a). Sie sind somit als

krebserzeugend für den Menschen anzusehen.

Leider ist den Sicherheitsdatenblättern der KSM in der Regel nicht klar zu

entnehmen, welche AA überhaupt Bestandteil sind. Angaben über die quantitative

Zusammensetzung fehlen gänzlich, so dass eine Abschätzung der Expositionshöhe

nur basierend auf den Urinkonzentrationen möglich ist. Analog der unter Abschnitt

4.1.5.1 für das Normalkollektiv durchgeführten Dosisabschätzung können unter

Berücksichtigung von Pharmakokinetikstudien am Tier für DEA, TEA und Morpholin

die täglichen Aufnahmemengen der Arbeitnehmer grob abgeschätzt werden. Den

folgenden Berechnungen werden eine tägliche Ausscheidungsmenge von 1 Liter


Urin und ein durchschnittliches Körpergewicht der ausschließlich männlichen

Probanden von 80 kg zugrunde gelegt, weiterhin wird mit den entsprechenden

Urinkonzentrationen in Höhe des 95sten Perzentils der untersuchten Arbeitnehmer

gerechnet.

Geht man davon aus, dass DEA innerhalb von 24 Stunden zu 12 % unverändert mit

dem Urin ausgeschieden wird (Mendrala et al., 2001), sollte eine Urinkonzentration

von 210 µg/L einer täglichen DEA-Dosis von etwa 1,8 mg bzw. 22 µg/kg KG/d

entsprechen. Dies ist um Größenordnungen geringer als eine DEA-Dosis von

40 mg/kg KG/d, die im Tierversuch bei Mäusen zu Krebs führte (NTP, 1999b).

Eine noch höhere Spanne ergibt sich für TEA: Basierend auf der Konzentration von

440 µg/L und unter Berücksichtigung einer Ausscheidungsrate von etwa 60 %

innerhalb von 24 Stunden (Stott et al., 2000b) ergibt sich eine tägliche Dosis von

rund 730 µg TEA bzw. 9 µg/kg KG/d. Im Tierversuch führte eine TEA-Dosis von

100 mg/kg KG/d zu Leberzellen-Adenomen bei Mäusen (NTP, 2004).

Morpholin wird in Tierversuchen zu fast 100 % unverändert über den Urin

ausgeschieden. Nimmt man an, dass dies auch für die Elimination beim Menschen

zutrifft, entspräche eine Urinkonzentration von 32 µg/L einer Aufnahmemenge von

etwa 0,4 µg Morpholin/kg KG/d.

Für DGA liegen keine Pharmakokinetikstudien vor, so dass lediglich angenommen

werden kann, dass auch DGA zu 100 % unverändert über den Urin wieder

ausgeschieden wird. Eine Urinkonzentration von 280 µg/L würde demnach einer

Aufnahme von etwa 3,5 µg DGA/kg KG/d entsprechen.

In allen Fällen unterliegt die Abschätzung der täglichen Aufnahmemenge einer hohen

Unsicherheit, da von keinem dieser Stoffe bekannt ist, wie sie vom Menschen

aufgenommen, verteilt, metabolisiert und eliminiert werden.

4.2.5.2 Schlussfolgerungen aus den Ergebnissen

Vor allem mit den Parametern DEA, TEA und DGA, möglicherweise auch mit MEA,

Morpholin und AEPD, sollte es zukünftig möglich sein, Aussagen über die

Belastungssituation von Arbeitnehmern der metallverarbeitenden Industrie treffen zu

können. Dies gilt einerseits für die entsprechenden AA, andererseits aber auch für

die Exposition gegenüber wasserlöslichen KSM im Allgemeinen, für deren Erfassung

der Arbeitsmedizin bislang keine geeigneten Werkzeuge zur Verfügung standen. Die


äußere Belastung gegenüber KSM konnte bislang nur anhand eines Air Monitorings

gemessen werden. Daraus kann aber nicht auf die innere Belastung geschlossen

werden, weil die Raumluftmessung nur den Anteil an der Gesamtaufnahme

berücksichtigt, der inhalativ aufgenommen wird. Henriks-Eckerman et al. (2007)

konnten jedoch in einer Studie zeigen, dass die an den Händen von Beschäftigten in

der Metallindustrie haftende Menge an Ethanolaminen die der inhalierten Luft im

Median um das 9- bis 170-fache übersteigen kann. Damit wäre der dermale

Aufnahmepfad der Wichtigere. Dies muss bei einer Risikoabschätzung berücksichtigt

werden.

Ein Humanbiomonitoring von Arbeitnehmern zur Erfassung einer Belastung

gegenüber KSM-Bestandteilen war bislang nicht möglich, zum einen aufgrund

fehlender geeigneter Parameter und zum anderen, da bislang keine analytischen

Methoden für diese Fragestellung entwickelt wurden. Mit der im Rahmen dieser

Arbeit neu entwickelten Methode zur Bestimmung der Belastung gegen die vor allem

in der metallverarbeitenden Industrie weitverbreiteten und toxikologisch bedenklichen

AA sollte es zukünftig gelingen, Aussagen über die Belastungssituation von

Arbeitnehmern zu treffen. Mit diesen Informationen wird die Möglichkeit eröffnet,

vorhandene Schutzmaßnahmen prüfen und gegebenenfalls verbessern zu können.

Mit Hilfe noch zu erarbeitender Daten zum Metabolismus und zur Toxikologie beim

Menschen könnten weiterführend Schwellenwerte abgeleitet werden, mit denen die

Arbeitssicherheit im Umgang mit AA bzw. KSM erhöht würde. Bislang konnten solche

gesundheitlich unbedenklichen Schwellenwerte, wie MAK- oder BAT-Werte, für die

meisten der hier behandelten Substanzen mangels ausreichender Informationen

nicht abgeleitet werden. Die entwickelte Methode bildet somit ein Fundament für

künftige Maßnahmen der Individualprävention von Gesundheitsschäden, die

Arbeitnehmer durch den Umgang mit KSM erleiden könnten.

Zusammenfassung 99

5. Zusammenfassung

Im Fokus der Arbeit standen die Aminoalkohole 2-Aminoethanol (MEA),

Diethanolamin (DEA), Triethanolamin (TEA), 2-(2-Aminoethoxy)ethanol

(Diglykolamin, DGA), Morpholin und 2-Amino-2-ethyl-1,3-propandiol (AEPD). Bei

diesen Stoffen handelt es sich um sogenannte high production volume-Chemikalien,

die in Europa in Mengen von mehr als 1.000 Tonnen pro Jahr hergestellt werden.

Aminoalkohole kommen sowohl im privaten als auch im industriellen Bereich zur

Anwendung. Im Haushalt treten sie als Bestandteile von Wasch- und

Reinigungsmitteln und Kosmetika auf. In der metallverarbeitenden Industrie werden

sie als korrosionshemmende und entschäumende Bestandteile Kühlschmiermitteln

zugesetzt. Kühlschmiermittel werden bei der Bearbeitung von Metallwerkstoffen zur

Kühlung und Schmierung eingesetzt.

Die weitverbreitete Anwendung von Aminoalkoholen stellt ein arbeits- und

umweltmedizinisches Problem dar. DEA und TEA erzeugen im Tierversuch Krebs.

DEA und Morpholin können N-Nitrosamine bilden, die beim Menschen Krebs

auszulösen vermögen. Bei den übrigen Aminoalkoholen ist die Datenlage so

spärlich, dass gegenwärtig keine Prognose zu potentiellen Gesundheitsgefahren

gegeben werden kann und damit ein wirksamer Gesundheitsschutz nicht möglich ist.

Zwar wurden die Aminoalkohole bereits von der Senatskommission zur Prüfung

gesundheitsschädlicher Arbeitsstoffe behandelt, jedoch konnten nur für MEA, DEA

und Morpholin MAK-Werte abgeleitet werden, da für die restlichen Aminoalkohole die

Daten nicht ausreichen, um eine Einstufung zu rechtfertigen.

Präventivmedizinisch ist es deshalb von großer Bedeutung die Aminoalkohol-

Mengen abschätzen zu können, die der Mensch am Arbeitsplatz oder aus seiner

Umwelt aufnimmt. Aus diesem Grund war es ein Ziel der Arbeit, eine analytische

Methode zu entwickeln, die es ermöglicht, die genannten Aminoalkohole in

Körperflüssigkeiten nachzuweisen, um damit Rückschlüsse auf die

Belastungssituation ziehen zu können. Da die Elimination der Aminoalkohole über

den Urin erfolgt, bietet sich dieser als Untersuchungsmaterial an.

Die im Rahmen dieser Arbeit entwickelte analytische Methode basiert, nach

Abtrennung von störenden Matrixkomponenten mittels Festphasenextraktion, auf

einer Derivatisierung der Aminoalkohole im wässrigen Medium gefolgt von einer

100 Zusammenfassung

Flüssig/flüssig-Extraktion der Derivate. Die Derivate werden anschließend

kapillargaschromatographisch getrennt und massenspektrometrisch detektiert. Die

Bestimmungsgrenzen des Verfahrens liegen bei 5 µg/L für DEA, DGA und Morpholin,

bei 10 µg/L für AEPD und TEA und bei 100 µg/L für MEA. Die Variationskoeffizienten

für die Präzision von Tag zu Tag liegen zwischen 3,8 und 12,1 %, die mittleren

relativen Wiederfindungsraten zwischen 87 und 118 %.

Es wurden zwei Kollektive untersucht. Zum einen ein Kollektiv von 98 Personen der

Allgemeinbevölkerung ohne bekannten beruflichen Umgang mit Aminoalkoholen.

Zum anderen wurde ein Kollektiv von 52 Arbeitnehmern der metallverarbeitenden

Industrie untersucht, die mit Kühlschmiermitteln umgingen, die verschiedene

Aminoalkohole enthielten. Zum Vergleich mit den Arbeitnehmern wurde ein

Subkollektiv (n=30) aus den 98 Personen der Allgemeinbevölkerung gebildet, das

hinsichtlich des Alters und des Geschlechts in Übereinstimmung mit dem

Arbeitnehmerkollektiv gebracht wurde.

In den Proben des Kollektivs der Allgemeinbevölkerung konnten die Aminoalkohole

MEA (in 100 % der Proben), DEA (81,6 %) und TEA (35,7 %) nachgewiesen werden.

Nicht gefunden wurden die Stoffe DGA und AEPD. Die angewandte Methode ließ

eine Untersuchung auf den Parameter Morpholin nicht zu. Die Medianwerte der

Konzentrationen lagen für MEA bei rund 23 mg/L, für DEA bei 23,2 µg/L und für TEA

bei < 10 µg/L. Die MEA-Ausscheidung ist in erster Linie auf das natürliche

Vorkommen von MEA in der Phospholipidfraktion von Zellmembranen

zurückzuführen und nicht auf eine umweltbedingte Belastung. Anders stellt sich die

Situation beim DEA und TEA dar. Für beide ist kein endogener

Bildungsmechanismus bekannt, so dass es sich hierbei sehr wahrscheinlich um eine

Hintergrundbelastung durch die Anwendung ethanolaminhaltiger Körperpflegemittel

handelt.

Im Arbeitnehmerkollektiv konnten ebenfalls die drei Ethanolamine MEA (in 100 % der

Proben), DEA (100 %) und TEA (76,9 %) gefunden werden, zusätzlich jedoch auch

noch die Stoffe Morpholin (78,8 %) und DGA (59,6 %). Die Median-Konzentrationen

lagen für MEA bei rund 33 mg/L, für DEA bei 24,5 µg/L, für TEA bei 28,0 µg/L, für

DGA bei 8,5 µg/L und für Morpholin bei 17,5 µg/L. Die DEA- und TEA-

Konzentrationen in den Urinproben der Allgemeinbevölkerung und in denen der

Zusammenfassung 101

Arbeitnehmer überlappen sich in einem sehr weiten Bereich. Doch sind die TEA-

Konzentrationen in den Urinproben der Arbeitnehmer systematisch hin zu höheren

Konzentrationen verschoben. Im Falle des DEA macht sich diese Verschiebung erst

ab dem 75sten Perzentil bemerkbar. DGA konnte ausschließlich bei den

Arbeitnehmern und nicht bei den Kontrollen gefunden werden.

Mit dieser Arbeit ist es gelungen ein Instrument zu schaffen, mit dem die Arbeits- und

die Umweltmedizin künftig in der Lage sein wird, die Mengen an Aminoalkoholen

abzuschätzen, die der Mensch aufnimmt. Darauf aufbauend wird es gelingen, die

toxikologische Datenbasis dieser Stoffe zu verbessern, um schließlich auch

gesundheitlich unbedenkliche Schwellenwerte, wie z.B. MAK- oder BAT-Werte,

ableiten zu können. Dies alles wird dazu beitragen, den Schutz der Gesundheit vor

den Wirkungen dieser Substanzen entscheidend zu verbessern.

102 Summary

6. Summary

The amino alcohols 2-aminoethanol (MEA), diethanolamine (DEA), triethanolamine

(TEA), 2-(2-aminethoxy)ethanol (diglycolamine, DGA), morpholine, and 2-amino-2-

ethyl-1,3-propanediol (AEPD) were in the focus of the work in hand. These

substances are so called “high production volume” chemicals which are produced in

quantities of more than 1000 tons per year Europe-wide.

Amino alcohols are applied both in the domestic and the occupational field. In

households they are present as components of detergents and cosmetics. In the

metal working industry they are used as anti-corrosive and defoaming agents in

metal working fluids, which are applied during processing of metal parts for cooling

and lubrication.

The widespread application of amino alcohols is an issue of occupational and

environmental medicine. DEA and TEA cause cancer in animal studies. DEA and

morpholine are capable of forming N-nitrosamines which can cause cancer in

humans. For the rest of the amino alcohols the data are inadequate for the

assessment of potential health risks and, therefore, effective health protection is not

possible at present. Although the amino alcohols have been discussed by the

“Senate Commission for the Investigation of Health Hazard of Chemical Compounds

in the Work Area” (MAK-Commission), MAK (maximum concentration at the

workplace)-values have been evaluated only for MEA, DEA and morpholine. For the

other amino alcohols the data were insufficient to justify a classification.

For preventive medicine it is of great importance to assess the quantities of amino

alcohols assimilated by humans at the workplace or through the environment. For

that reason it was aim of the work to develop an analytical method that allows the

quantification of the said amino alcohols in body fluids and, furthermore, to be able to

draw conclusions regarding the body burden situation. The elimination of the amino

alcohols takes place via urine, so this material was selected to be analysed.

The analytical method developed within the scope of the work is based on a

derivatisation of the amino alcohols in aqueous medium after they have been

separated from interfering matrix compounds by solid phase extraction.

Subsequently, the derivatised amino alcohols are extracted by liquid-liquid-extraction.

Separation of the derivatives takes place using capillary gas chromatography

Summary 103

followed by detection via mass spectrometry. The limits of detection of the method

are 5 µg/L for DEA, DGA, and morpholine, 10 µg/L for AEPD and TEA, and 100 µg/L

for MEA, respectively. The coefficients of variation for the inter-assay precision are

between 3.8 and 12.1 %. Mean relative recoveries are between 87 and 118 %.

Two populations have been examined: On the one hand a population of 98 persons

of the general population without a known occupational exposure to amino alcohols,

and on the other hand a population of 52 employees of the metal industry handling

with metal working fluids that contained various amino alcohols have been examined.

For comparative purposes a sub-population (n=30) has been formed out of the

98 persons of the general population and matched regarding age and gender.

In the specimens of the general population the amino alcohols MEA (in 100 % of the

samples), DEA (81.6 %), and TEA (35.7 %) have been detected, but not the

substances DGA and AEPD. The applied method did not allow the determination of

morpholine. Median values of the concentrations were approximately 23 mg/L,

23.2 µg/L, and below 10 µg/L for MEA, DEA, and TEA, respectively. MEA excretion is

mainly due to natural occurrence of MEA in the phospholipid fraction of cell

membranes and is not a result of environmental exposure. However, DEA and TEA

are not known to be formed endogenously, thus, a background exposure due to the

application of ethanolamine containing cosmetics is probable.

In the specimens of the employees the three ethanol amines MEA (in 100 % of the

samples), DEA (100%), and TEA (76.9 %) could be found as well. Additionally,

morpholine (78.8 %) and DGA (59.6 %) could be detected. Median concentrations

were approximately 33 mg/l (MEA), 25.5 µg/L (DEA), 28.0 µg/L (TEA), 8.5 µg/L

(DGA), and 17.5 µg/L (morpholine). DEA and TEA concentrations in the specimens

of both populations overlap for the most part. However, the TEA concentrations in the

urine samples of the employees are systematically shifted to higher values. In the

case of DEA a shift is noticeable from the 75th percentile on. DGA could be detected

exclusively in specimens of the employees but not of the controls.

In this work it has been succeeded to create an instrument that allows both the

environmental and the occupational medicine to estimate the quantities of amino

alcohols assimilated by humans. Based on those results it will be possible to improve

104 Summary

the toxicological database, ultimately allowing the evaluation of threshold values

linked to the avoidance of human health hazards like MAK and BAT values.

Altogether, this will decisively contribute to improve the health protection against the

effects of these substances.

Literatur 105

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114 Anhang

8. Anhang

Abb. 13. Massenspektren von MEA (A), DEA (B) und TEA (C) im NCI-Modus.

Anhang 115

Abb. 14. Massenspektren von DGA (D), Morpholin (E) und AEPD (F) im NCI-Modus.

116 Anhang

Tab. 18. Präzisionen in der Serie für die Bestimmung von Aminoalkoholen in Poolurin (n=6).


[µg/L]


[%]

Streubereich

[%]

MEA 10.230 5,8 14,2

DEA 121,0 3,3 8,1

TEA 118,0 4,6 11,3

AEPD 1.057 5,1 12,5

DGA 1.111 7,8 19,1

Tab. 19. Präzisionen von Tag zu Tag für die Bestimmung von Aminoalkoholen in Poolurin (n=6).


[µg/L]


[%]

Streubereich

[%]

MEA 10.230 7,8 19,1

DEA 121,0 5,9 14,5

TEA 118,0 5,2 12,7

AEPD 1.057 5,1 12,5

DGA 1.111 5,8 14,2

Tab. 20. Relative Wiederfindungsraten für die Bestimmung von Aminoalkoholen in Individualurinen

(n=8).


[µg/L]

Mittlere, relative Wiederfindung

[%]

Bereich

[%]

MEA 10.230 102 91-114

DEA 121,0 104 84-123

TEA 118,0 96 85-107

AEPD* 1.057 109 89-143

DGA* 1.111 109 91-132

* AEPD wurde mittels Bezug auf d8-DEA quantifiziert, DGA auf d4-MEA.

Anhang 117

Tab. 21. Einzeldaten des Kollektivs der Allgemeinbevölkerung (n=98).

Nr. Alter Geschlecht Kreatinin MEA DEA TEA DGA

[Jahre] [g/L] [µg/L] [µg/L] [µg/L] [µg/L]

13 55 ♂ 0,52 14.348 19,4 10,3 < BSG 24 77 ♂ 0,86 25.736 32,0 < BSG < BSG 28 55 ♀ 0,74 34.315 22,1 15,9 < BSG 30 18 ♂ 1,03 28.026 25,0 15,7 < BSG 43 65 ♂ 0,97 28.600 20,8 5,0 < BSG 59 32 ♀ 0,11 2.034 < BSG < BSG < BSG 61 52 ♀ 0,45 3.368 20,6 11,2 < BSG 83 13 ♂ 1,37 47.555 24,7 < BSG < BSG 89 44 ♀ 0,57 6.433 12,5 20,6 < BSG 94 80 ♂ 1,05 25.363 23,0 < BSG < BSG 100 45 ♀ 1,22 37.358 24,2 25,0 < BSG 112 22 ♀ 0,15 3.532 < BSG < BSG < BSG 113 45 ♂ 1,38 32.685 34,5 < BSG < BSG 117 48 ♂ 2,11 61.826 37,1 < BSG < BSG 147 63 ♀ 0,98 22.215 23,7 14,4 < BSG 161 22 ♂ 1,28 322 11,0 < BSG < BSG 162 29 ♀ 0,23 5.288 < BSG 12,6 < BSG 169 16 ♀ 0,74 19.980 15,3 < BSG < BSG 175 71 ♀ 1,21 773 20,9 < BSG < BSG 183 22 ♂ 1,64 44.527 28,7 < BSG < BSG 188 27 ♂ 0,49 8.254 9,7 < BSG < BSG 197 13 ♀ 0,30 12.083 < BSG < BSG < BSG 198 9 ♀ 0,33 9.433 < BSG < BSG < BSG 200 56 ♂ 1,69 44.263 23,9 < BSG < BSG 209 39 ♀ 0,52 24.094 33,4 32,8 < BSG 215 33 ♀ 2,04 48.279 32,8 < BSG < BSG 217 41 ♀ 0,67 22.333 11,3 < BSG < BSG 226 39 ♂ 1,13 35.690 16,9 < BSG < BSG 227 76 ♀ 0,77 20.468 58,3 85,9 < BSG 228 47 ♂ 0,35 12.941 10,6 < BSG < BSG 248 59 ♂ 0,72 20.420 25,1 15,1 < BSG 253 8 ♂ 1,50 58.990 74,2 < BSG < BSG 257 10 ♀ 0,77 44.691 28,9 53,4 < BSG 259 48 ♀ 2,07 65.908 41,0 < BSG < BSG 261 41 ♂ 1,75 49.144 35,0 43,0 < BSG 271 42 ♀ 0,41 10.741 15,9 < BSG < BSG 286 14 ♀ 0,68 16.456 < BSG 12,6 < BSG 290 44 ♂ 1,49 41.726 95,6 263,7 < BSG 298 70 ♂ n.a. 5.785 < BSG < BSG < BSG 299 37 ♀ 0,16 4.199 < BSG < BSG < BSG 303 26 ♂ 0,84 17.668 24,4 < BSG < BSG 324 47 ♀ 0,13 5.783 < BSG < BSG < BSG 340 35 ♀ 0,71 29.926 16,9 14,4 < BSG 356 27 ♀ 0,84 27.750 24,1 < BSG < BSG 361 55 ♀ 0,21 4.864 < BSG < BSG < BSG 371 58 ♀ 1,23 42.270 23,6 < BSG < BSG 378 51 ♂ 2,28 38.070 < BSG 44,0 < BSG 389 56 ♀ 0,24 8.568 < BSG < BSG < BSG 405 34 ♀ 0,44 8.517 < BSG < BSG < BSG 407 28 ♀ 1,67 38.794 27,0 < BSG < BSG

118 Anhang

Fortsetzung Tabelle 21

Nr. Alter Geschlecht Kreatinin MEA DEA TEA DGA

[Jahre] [g/L] [µg/L] [µg/L] [µg/L] [µg/L]

409 28 ♂ 1,12 31.398 31,4 65,2 < BSG 414 71 ♂ 1,03 28.086 42,8 < BSG < BSG 424 6 ♂ 0,45 9.449 12,0 < BSG < BSG 426 12 ♀ 1,72 69.335 64,0 102,0 < BSG 433 72 ♀ 0,24 10.915 43,0 < BSG < BSG 440 54 ♂ 1,11 46.671 23,4 < BSG < BSG 447 35 ♂ 1,29 48.164 110,1 < BSG < BSG 451 11 ♀ 1,30 43.312 28,3 < BSG < BSG 461 51 ♀ 0,23 6.865 16,6 < BSG < BSG 464 25 ♀ 0,32 8.731 17,1 44,0 < BSG 478 36 ♂ 0,39 10.861 < BSG < BSG < BSG 500 69 ♂ 1,41 37.447 10,2 < BSG < BSG 503 7 ♀ 1,87 73.901 54,2 24,9 < BSG 504 11 ♂ 0,80 36.695 16,8 < BSG < BSG 505 6 ♀ 0,86 31.316 23,1 < BSG < BSG 515 33 ♂ 2,17 49.929 44,2 44,5 < BSG 530 12 ♂ 0,56 15.417 < BSG < BSG < BSG 550 58 ♂ 1,60 39.667 25,2 < BSG < BSG 553 24 ♂ 1,76 39.992 90,6 653,2 < BSG 554 56 ♂ 2,04 65.861 31,6 < BSG < BSG 558 37 ♂ 2,68 82.415 50,0 14,0 < BSG 612 15 ♂ 1,31 41.223 36,6 < BSG < BSG 620 49 ♀ 0,44 9.806 34,0 < BSG < BSG 626 24 ♂ 0,57 13.905 14,0 < BSG < BSG 647 15 ♀ 2,29 58.597 22,3 < BSG < BSG 669 52 ♂ 0,75 17.768 12,0 30,0 < BSG 692 46 ♂ 1,30 33.918 15,8 < BSG < BSG 736 8 ♀ 0,62 25.149 25,2 < BSG < BSG 756 7 ♂ 0,69 21.247 33,3 31,8 < BSG 759 21 ♀ 0,86 22.323 14,9 < BSG < BSG 768 34 ♂ 0,28 5.415 < BSG < BSG < BSG 776 42 ♂ 0,60 14.804 9,9 < BSG < BSG 780 32 ♂ 1,07 23.980 52,2 112,4 < BSG 794 36 ♂ 0,63 14.503 17,0 17,8 < BSG 806 46 ♀ 0,84 17.000 21,7 26,9 < BSG 823 73 ♂ 0,58 8.735 36,6 47,2 < BSG 827 31 ♀ 0,15 3.253 < BSG < BSG < BSG 834 62 ♀ 0,74 29.308 26,6 < BSG < BSG 837 8 ♀ 0,58 398 17,9 9,8 < BSG 839 6 ♀ 1,37 44.172 95,0 178,8 < BSG 847 69 ♂ 0,69 747 42,5 < BSG < BSG 856 16 ♂ 1,65 43.167 76,8 108,0 < BSG 857 10 ♂ 0,45 18.153 25,6 < BSG < BSG 861 18 ♀ 2,24 56.555 48,0 16,0 < BSG 921 73 ♀ 0,73 21.100 35,0 < BSG < BSG 931 8 ♂ 0,70 29.922 46,0 22,0 < BSG 936 53 ♀ 0,87 20.746 12,7 < BSG < BSG 937 26 ♀ 0,21 3.825 < BSG < BSG < BSG

BSG = Bestimmungsgrenze; n.a. = nicht analysiert.

Anhang 119

Tab. 23a. Einzeldaten der potentiell beruflich belasteten Personen (n=52, alle männlich).

Nr. Alter Kreatinin MEA DEA TEA DGA Morpholin

[Jahre] [g/L] [µg/L] [µg/L] [µg/L] [µg/L] [µg/L]

5001 42 0,96 27.445 20,4 18,0 22,2 27,1 5002 52 0,98 30.043 100,8 245,6 388,1 7,9 5005 49 0,39 12.749 8,6 < BSG 5,0 20,2 5007 51 1,13 33.164 116,6 344,1 < BSG 29,2 5008 47 0,58 15.147 54,8 176,2 < BSG 17,1 5010 42 1,36 43.348 311,0 1569,9 321,8 19,6 5011 24 1,56 38.404 66,4 186,0 8,8 7,5 5012 31 2,46 80.286 27,4 13,8 7,3 < BSG 5013 57 2,25 79.101 244,2 450,6 < BSG < BSG 5019 46 2,24 61.260 33,6 55,4 < BSG 22,3 5021 54 2,08 71.514 47,2 23,5 152,3 13,8 5022 44 0,59 25.361 8,0 29,4 17,6 19,1 5023 41 1,20 36.804 15,8 < BSG 65,5 < BSG 5024 54 0,55 20.525 11,8 < BSG < BSG < BSG 5025 51 0,55 25.069 31,1 < BSG < BSG 28,1 5028 30 1,86 33.314 27,0 < BSG 8,3 < BSG 5030 41 1,22 29.562 17,4 31,3 17,3 17,9 5034 30 0,97 26.322 15,4 26,6 < BSG 7,2 5036 35 1,43 33.575 13,1 < BSG < BSG 5,7 5037 31 0,38 12.138 8,2 13,5 < BSG 17,8 5038 39 1,67 45.339 25,7 < BSG < BSG 17,5 5040 26 2,54 71.921 182,3 1153,9 < BSG < BSG 5041 50 0,34 7.973 7,0 10,9 14,0 22,0 5044 57 1,74 37.799 33,3 50,0 43,7 7,2 5045 43 1,60 54.700 83,0 344,9 368,6 27,7 5046 43 0,34 10.845 11,5 37,1 < BSG 18,1 5047 32 1,86 25.685 13,9 13,1 173,5 24,0 5048 48 1,25 30.315 18,7 < BSG 242,8 < BSG 5049 53 0,24 5.362 11,5 60,0 < BSG 17,5 5050 24 1,41 36.023 71,1 279,9 5,8 22,2 5051 39 0,80 18.485 25,7 15,5 7,2 20,4 5052 43 0,24 13.723 10,1 44,3 < BSG 17,5 5053 44 0,62 20.301 13,3 < BSG 18,8 36,3 5054 37 0,97 45.458 19,7 41,2 168,9 27,0 5056 40 0,79 30.700 38,5 132,4 < BSG 16,2 5057 53 1,02 41.557 92,3 276,3 10,7 21,9 5061 43 1,87 57.878 16,6 24,0 9,1 < BSG 5064 35 1,87 63.617 32,5 < BSG < BSG 14,4 5065 52 1,36 29.380 128,5 425,5 134,1 < BSG 5066 24 1,68 62.131 27,2 151,2 34,5 < BSG 5067 52 2,54 62.683 36,6 23,5 < BSG 8,3 5069 43 0,57 30.338 2389,6 59,1 9,0 30,2 5074 48 1,89 52.940 38,8 93,8 56,9 < BSG 5076 21 1,39 55.372 51,0 134,4 < BSG 24,6 5077 27 1,62 20.579 19,0 32,1 < BSG 18,9 5078 29 1,46 47.866 15,3 12,0 17,8 11,2 5079 21 1,78 62.623 22,3 24,5 216,5 39,5 5080 29 0,74 18.193 18,1 20,7 29,5 19,7 5081 43 1,40 54.534 23,3 25,8 14,5 5,5 5082 44 0,71 24.253 14,7 < BSG 15,0 20,3

120 Anhang

Fortsetzung Tabelle 23a



5084 42 1,04 34.417 12,4 < BSG < BSG 33,7 5086 41 0,99 45.584 11,1 32,0 < BSG 7,5

BSG = Bestimmungsgrenze.

Tab. 23b. Einzeldaten des Kontrollkollektivs (n=30; Subkollektiv des Kollektivs der Allgemeinbevölkerung; alle männlich).



13 55 0,52 14.348 19,4 10,3 < BSG n.a. 113 45 1,38 32.685 34,5 < BSG < BSG n.a. 117 48 2,11 61.826 37,1 < BSG < BSG n.a. 161 22 1,28 322 11,0 < BSG < BSG n.a. 183 22 1,64 44.527 28,7 < BSG < BSG n.a. 188 27 0,49 8.254 9,7 < BSG < BSG n.a. 200 56 1,69 44.263 23,9 < BSG < BSG n.a. 226 39 1,13 35.690 16,9 < BSG < BSG n.a. 228 47 0,35 12.941 10,6 < BSG < BSG n.a. 248 59 0,72 20.420 25,1 15,1 < BSG n.a. 261 41 1,75 49.144 35,0 43,0 < BSG n.a. 290 44 1,49 41.726 95,6 263,7 < BSG n.a. 303 26 0,84 17.668 24,4 < BSG < BSG n.a. 378 51 2,28 38.070 < BSG 44,0 < BSG n.a. 409 28 1,12 31.398 31,4 65,2 < BSG n.a. 440 54 1,11 46.671 23,4 < BSG < BSG n.a. 447 35 1,29 48.164 110,1 < BSG < BSG n.a. 478 36 0,39 10.861 < BSG < BSG < BSG n.a. 515 33 2,17 49.929 44,2 44,5 < BSG n.a. 550 58 1,60 39.667 25,2 < BSG < BSG n.a. 553 24 1,76 39.992 90,6 653,2 < BSG n.a. 554 56 2,04 65.861 31,6 < BSG < BSG n.a. 558 37 2,68 82.415 50,0 14,0 < BSG n.a. 626 24 0,57 13.905 14,0 < BSG < BSG n.a. 669 52 0,75 17.768 12,0 30,0 < BSG n.a. 692 46 1,30 33.918 15,8 < BSG < BSG n.a. 768 34 0,28 5.415 < BSG < BSG < BSG n.a. 776 42 0,60 14.804 9,9 < BSG < BSG n.a. 780 32 1,07 23.980 52,2 112,4 < BSG n.a. 794 36 0,63 14.503 17,0 17,8 < BSG n.a.

BSG = Bestimmungsgrenze; n.a. = nicht analysiert.

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Erarbeitung und Anwendung eines analytischen Verfahrens ...€¦ · (DEA), Triethanolamin (TEA), 2-(2-Aminoethoxy)ethanol (DGA), Morpholin und 2-Amino-2-ethyl-1,3-propandiol (AEPD)