Modulhandbuch für Biochemie und Molekularbiologie Master ...€¦ · Redoxproteine in der Regulation von Proliferation und Migration [bcmb289-02a] 74 Zell- und Molekularbiologische

Mathematisch-Naturwissenschaftliche Fakultät

Modulhandbuch

für Biochemie und Molekularbiologie Master, 1-Fach Version 2016

Stand: 06. Februar 2019 Christian-Albrechts-Universität zu Kiel Seite 2 von 109

Inhaltsverzeichnis

Prolog 4Biochemie und Molekularbiologie 5

BCM I "Die Zelle" [bcmb201] 6

BCM II "Organismen" [bcmb202] 8

BCM III "Funktion" [bcmb203] 10

Strukturbiologie [bcmb206] 12

Wahlpflichtbereich FS-1 [bcmb221] 15

Wahlpflichtbereich FS-2 [bcmb223] 16

Wahlpflichtbereich FS-3 [bcmb224] 17Klinische Genetik / Humangenetik [bcmb251] 18Tumorgenetik [bcmb252] 21Klinische Chemie / Medizinische Chemie für Biochemie und Chemie [bcmb254] 23Molekulare Biologie der Zytokine [bcmb258] 25Molekularbiologie der Zytokine [bcmb259] 27Untersuchung zur Suppresson der T-Zellaktivierung [bcmb260] 29Molecular Modelling [bcmb261] 31Strukturbestimmung von Proteinen, CD-, NMR-Spektroskopie [bcmb262] 33Immunologie [bcmb263] 35Molekulare Analyse des Pflanzengenoms [bcmb266] 37Pharmazeutische Instrumentelle Analytik [bcmb269] 39Evaluation von Wirkstofftargets für Biochemie und Chemie [bcmb270] 41Indikator Proteine [bcmb271] 43Proteinkristallographie [bcmb272] 45Molekulare Biologie der Vitamine [bcmb273] 47Neurobiochemie [bcmb274] 49Molekulare Zellbiologie der Lysosomen [bcmb275] 51Molekulare Funktionsanalyse von Proteasen und proteolytischen Prozessen [bcmb276] 53Membrantransport [bcmb277] 55Proteinbiochemie [bcmb278] 57Zelluläre Redox-Prozesse, ROS und Antioxidantien [bcmb280] 59Funktionelle Charakterisierung von programmierter Nekrose (PN) [bcmb281] 61Industriepraktikum / Berufspraktikum [bcmb282] 63Proteinchemie: Insektenzellen zur Expression komplexer Proteine [bcmb283] 65Schülerlabor [bcmb285] 67Forschungsmodul [bcmb286] 70Grundlagen der Neurowissenschaften: Anatomie, Physiologie, Biochemie mit Bezug zu Klinik und aktueller Forschung [bcmb288] 72Redoxproteine in der Regulation von Proliferation und Migration [bcmb289-02a] 74Zell- und Molekularbiologische Analyse von extrazellulären Disulfid-Switch [bcmb290-01a] 76Antimikrobielle Proteine: Expressionsanalyse und rekombinante Herstellung [bcmb291-01a] 78Proteinanalytik, Proteomics und Peptidomics [bcmb292-02a] 80


Bio-Analytische Chemie [bcmb293-02a] 82Regulation der Glykosylierung im Golgi-Apparat [bcmb293-02a] 84

Wahlpflichtbereich AF (Wahl aus der ganzen CAU) [bcmb207] 86

Wahlpflichtbereich FS-C [bcmb222] 87Mathematik für Chemiker 2 [chem0202] 88Einführung in die Computerchemie [chem0503] 90Anorganische Reaktionsmechanismen [chem1001] 93Fortgeschrittene Methoden der Strukturaufklärung in der Organischen Chemie [chem1002] 95Spektroskopie-Praktikum für Biochemiker [chem1020] 97Stereochemie und Naturstoffe für Biochemiker [chem0010] 99

Masterarbeit [bcmb210] 101

Anhang: Wahlmodule aus der medizinischen Fakultät Molekulare Infektionsbiologie: Molekulare Virologie [med-mib001-01a] 102Onkologie I [med-oncol01-01a] 104Onkologie II [med-oncol02-01a] 106Toxikologie für Naturwissenschaftler [med-tox001] 108


Prolog

Lehrplan

Für die Wahlmodule bcmb221, bcmb223 und bcmb224 stehen zur Vertiefung der Kenntnisse in den Teilgebieten der Biologie, Chemie und Biochemie/Molekularbiologie die unter dem Wahlmodul bcmb224 aufgeführten Module des Studienganges Biochemie/Molekularbiologie zur Verfügung. Aus den Teilbereichen Biologie und Chemie können die folgenden Module belegt werden: Teilbereich Biologie: biol215, biol218, biol220, biol226, biol230, biol232, biol233,biol234, biol235, biol236, biol237, biol237, biol238, biol239, biol246, biol249, biol256, biol264, biol265 Teilbereich Chemie : chem1004A, chem1004B, chem1004C, chem1004D, chem2004A, chem2004B, chem2004D, chem5007.

Aus der medizinischen Fakultät stehen die folgenden Module zur Verfügung: med-mib001-01a, med-oncol01-01a, med-oncol02-01a, med-tox001. Die entsprechenden Beschreibungen der Module sind im Anhang aufgeführt.

Im Bereich des Wahlmoduls bcmb207 können die Studierenden aus allen Modulen der CAU beliebige, auch fachfremde Lehrveranstaltungen im Gesamtumfang von bis zu 15 LP wählen. Dabei sollte auf einen berufsspezifischen Zusammenhang mit der Biochemie geachtet werden. Die gewählten Module müssen mit Note ausgewiesen werden!

Es gilt generell das Verbot der Doppelbelegung (das gewählte Modul darf nicht zweimal angerechnet werden und darf nicht mit einem Pflichtmodul des Studiengangs identisch sein).


Titel Kennzeichen/Code

Biochemie und Molekularbiologie 85|025|-|H|2016|1200

Veranstalter

Fakultät


Prüfungsamt

Leistungspunkte 120

Bewertung Benotet

Verwendung Pflicht/Wahl Fachsemester

Master, 1-Fach, Biochemie und Molekularbiologie, (Version 2016)

Pflicht -


Modultitel Modulcode

BCM I "Die Zelle" bcmb201

Modulverantwortliche(r)

Prof. Dr. Axel Scheidig

Veranstalter

Zentrum für Biochemie und Molekularbiologie

Fakultät


Prüfungsamt

Prüfungsamt Biologie

Leistungspunkte 5

Bewertung Benotet

Dauer ein Semester

Angebotshäufigkeit Findet nur im Wintersemester statt

Arbeitsaufwand pro Leistungspunkt 30 Stunden

Arbeitsaufwand insgesamt 150 Stunden

Präsenzstudium 36 Stunden

Selbststudium 114 Stunden

Lehrsprache Deutsch

Näheres zur Lehrsprache

Die Seminarleistung kann auf Englisch gehalten werden

Zugangsvoraussetzung laut Prüfungsordnung

Bachelor of Science oder Äquivalentleistung in Biochemie, Biologie oder Chemie. Englischkenntnisse sind erforderlich.

Empfohlene Voraussetzung

Modulveranstaltung(en)

Veranstaltungsart Lehrveranstaltungstitel Pflicht/Wahl SWS

Vorlesung BCM I "Die Zelle" Pflicht 2

Praktische Übung BCM I "Die Zelle" Pflicht 2

Weitere Bemerkungen zu den Lehrveranstaltungen

Stellvertretender Modulverantwortlicher: Axel J. Scheidig Zahl der Plätze: Vorlesung 20, Seminar 20 Lehrende: Dozenten der Fachbereiche Biologie, Chemie, Medizin, Pharmazie und Agrarwissenschaften.


Prüfung(en)

Prüfungstitel Prüfungsform Bewertung Pflicht/Wahl Gewicht

Seminarleistung: BCM I: "Die Zelle" Seminarleistung Benotet Pflicht 100

Weitere Bemerkungen zu der/den Prüfung(en)

Modulnote geht mit LP Zahl gewichtet in die Endnote ein.

Lehrinhalte

• Organisation des Genoms • DNA Transkription und Translation • Transkriptionelle Regulation & Chromatin • Protein Faltung • Protein Sortierung • Endozytose • Proteolytische Regulation • Cytoskelett • Membran-Transport • Extrazelluläre Matrix, Mucine • Rezeptor & Ligand • Autophagie • Signaltransduktion • Metabolische Steuerung

Lernziele

Die Studierenden haben ein vertieftes Verständnis über verschiedene Organisationsformen von Zellen in verschiedenen Spezies. Die Studierenden haben vertiefte Kenntnisse von Stoffwechselvorgängen und intrazellulären Prozessen im Allgemeinen. Die Studierenden können anhand einer vorgegebenen, aktuellen Primärliteratur eine Präsentation zu dieser Publikation ausarbeiten, einen Kurzvortrag (in Deutsch oder Englisch) zu dem Themengebiet der Publikation halten und die Aussagen der Publikation kritisch bewerten. Die Studierenden haben einen Überblick über die aktuellen Forschungsprojekte der Arbeitsgruppen des Biochemischen Institutes.

Literatur

• Primärliteratur u.a. aus Science, Nature und Cell • Alberts et al. „Molekularbiologie der Zelle“ , Wiley-VCH • Löffler, Petrides, Heinrich „Biochemie & Pathobiochemie“,



Pflicht 1. oder 3. Fachsemester



BCM II "Organismen" bcmb202


Prof. Dr. Stefan Rose-John

Veranstalter


Fakultät


Prüfungsamt


Leistungspunkte 5

Bewertung Unbenotet

Dauer ein Semester

Angebotshäufigkeit Findet nur im Sommersemester statt





Lehrsprache Deutsch


Bachelor of Science oder Äquivalentleistung in Biochemie, Biologie und Chemie. Englischkenntnissse sind erforderlich.



Vorlesung BCM II "Organismen" Pflicht 2

Praktische Übung BCM II "Organismen" Pflicht 2



Prüfung(en)


Seminarleistung: BCM II: "Organismen" Seminarleistung Unbenotet Pflicht 100


Lehrinhalte

• Hormonelle und neuronale Steuerung • Moderne molekulare Medizin • Entwicklungsbiologie • Immunologie • Ernährung • Modellorganismen • Neurobiochemie

Lernziele

Die Studierenden haben vertiefte Kenntnisse zu den Mechanismen der Signaltransduktion. Die Studierenden haben ein vertieftes Verständnis über die biochemischen und molekularen Steuerungs- prozesse des Organismus. Die Studierenden haben vertiefte Kenntnisse über die aktuellen Modellorganismen für die zellbiologische und biochemische Untersuchung von Vorgängen in menschlichen Zellen. Die Studierenden können anhand einer vorgegebenen, aktuellen Primärliteratur eine Präsentation zu dieser Publikation ausarbeiten, einen Kurzvortrag (in Deutsch oder Englisch) zu dem Themengebiet der Publika- tion halten und die Aussagen der Publikation kritisch bewerten.

Literatur

• Primärliteratur u. a. aus Science, Nature, EMBO J., J Biol. Chem., Immunity und Cell • Alberts et al. „Molecular Biology of the Cell“ • Lodish et al. „Molecular Cell Biology“ • Löffler, Petrides, Heinrich „Biochemie und Pathobiochemie“ • Müller-Esterl „Biochemie“ • Lehninger, Nelson, Cox „Biochemistry“ • Berg, Tymoczko, Stryer „Biochemistry“ • Devlin „Textbook of Biochemistry“



Pflicht 2.


Pflicht 2.



BCM III "Funktion" bcmb203


Prof. Dr. Christoph Becker-Pauly

Veranstalter


Fakultät


Prüfungsamt


Leistungspunkte 5

Bewertung Unbenotet

Dauer ein Semester






Lehrsprache Deutsch


Bachelor of Science oder Äquivalentleistung in Biochemie, Biologie und Chemie. Englischkenntnissse sind erforderlich.



Vorlesung Vorlesung BCM III "Funktion" Pflicht 2

Praktische Übung BCM III "Funktion" Pflicht 2



Prüfung(en)


Seminarleistung: BCM III: "Funktion" Seminarleistung Unbenotet Pflicht 100


Lehrinhalte

Angeborene Immunität

Antigen-Prozessierung und Präsentation

Idiotypisches Netzwerk

Interaktion komplementärer Proteine

Apoptose

Zellteilung, Zellzyklus

Photosynthese (Photosysteme, Hydrogenase, N-Assimilation, Chloro-Mito-Kopplung, ROS)

Differenzierung

Energiestoffwechsel

Lernziele

Die Studierenden haben vertiefte Kenntnisse über die aktuellen Fragestellungen der Biochemie und Mole- kularbiologie des Menschen. Die Studierenden sind auf dem aktuellsten Stand moderner Untersuchungsmethoden und Techniken zur Charakterisierung biochemischer Prozesse auf der Ebene von Molekülen, einzelnen Zellen oder des gesamten Organismus. Die Studierenden können nach spezifischer Fachliteratur recherchieren und deren Qualität und Relevanz in der Aussage kritisch bewerten. Die Studierenden können ihre eigenständig durchgeführte Literaturrecherche in einem Kurzvortrag (vor- zugsweise in Englisch) auf hohem Niveau präsentieren.

Literatur

Das Vorlesungsskript und die aktuelle Primärliteratur (Artikel in Fachzeitschriften) wird als PDF Datei zur Verfügung gestellt.

G. Löffler, P.E. Petrides, P.C. Heinrich „Biochemie und Pathobiochemie“

W. Müller-Esterl „Biochemie“

C. Janeway, P. Travers, M. Walport, M. Shlomchik, “Immunobiology”



Pflicht 3.


Pflicht 3.



Strukturbiologie bcmb206



Veranstalter


Fakultät


Prüfungsamt


Leistungspunkte 10

Bewertung Benotet

Dauer ein Semester






Lehrsprache Deutsch


Ein Bachelor of Science oder Vergleichbares in Biochemie, Biologie, Chemie oder Physik.


Englischkenntnisse sind erforderlich. Grundlagen der Biochemie und Molekularbiologie.



Vorlesung Vorlesung Strukturbiologie Pflicht 3

Übung Strukturbiologie Pflicht 2

Seminar Strukturbiologie Pflicht 1

Praktikum Strukturbiologie Pflicht 5


Zahl der Plätze: Vorlesung: 20; Übung: 20; Seminar: 20; Praktikum: 20

Voraussetzungen für die Zulassung zu der/den Prüfung(en) (Vorleistungen)

Regelmäßige Teilnahme an Seminar, Übung und Praktikum.


Prüfung(en)


Kolloquium: Strukturbiologie Kolloquium Benotet Pflicht 50

Praktikumsprotokoll: Strukturbiologie Protokoll Benotet Pflicht 50


Am Ende des Sommersemesters oder zu Beginn des folgenden Wintersemesters findet ein Kolloquium für alle TeilnehmerInnen des Moduls statt, welches den Rahmen der mündlichen Prüfung bildet. Die Prüfungsleistung setzt sich, mit gleicher Gewichtung aus der mündlichen Prüfung und dem Protokoll zusammen (zusammengesetzte Prüfung). Modulnote geht mit LP-Zahl gewichtet in die Endnote ein.

Lehrinhalte

Röntgenkristallographie Mit der Röntgenkristallographie können die Strukturen von biologischen Makro-molekülen bis auf Atome- bene aufgelöst (bestimmt) werden. Im Seminar werden die Grundlagen dieser Methoden mit besonderem Schwerpunkt auf der Biokristallographie behandelt. Einzelne Themen sind: Kristallisation, Kristalle, Symmetrie und Raumgruppen, Röntgenquellen und -detektoren, Datensammlung, Streuung von Röntgenstrahlen und Neutronen, Phasenproblem, Phasenbestimmung und Phasenverfeine- rung, Strukturbestimmung kleiner Verbindungen mit Hilfe der Patterson-Funktion und direkter Methoden, Strukturbestimmung von Biomolekülen mit Molekularem Ersatz, Schweratomersatz und anomaler Disper- sion, Modellbau und Visualisierung von Strukturen, Struktur-verfeinerung, Analyse, Bewertung und Interpre- tation, graphische Darstellung von Strukturen, Vergleich mit Daten von NMR und cryo-EM Praktikum (Teil Röntgenkristallographie): Der/Die Student/in wird lernen Protein in E.coli zu exprimieren und aufzureinigen; die verschiedenen Tech- niken der Proteinkristallisation werden angewandt; Daten-sammlung und Phasierung mit anormalen Daten; eigenständige Interpretation von Elektronendichte, Modellverfeinerung und Abschätzung der (Daten)Quali- tät wird vermittelt. Falls möglich wird eine Exkursion an das Synchrotron DESY in Hamburg Teil des Kurses sein. NMR In der Vorlesung werden die theoretischen Grundlagen der mehrdimensionalen NMR Spektroskopie (Pro- duktoperatorformalismus, Kohärenztransfer, zwei- und höher dimensionale Spektroskopie, homonukleare Korrelationsspektroskopie und sequentielle Zuordnung, Tripelresonanzexperimente und Strukturinformation aus NMR Daten (NOE, skalare Kopplungen, Relaxation)) behandelt. In den Übungen wird der Vorlesungs- stoff an exemplarischen Aufgaben vertieft. Im Praktikum werden mehrdimensionale NMR Experimente zur strukturellen Charakterisierung durchgeführt und ausgewertet. EM Es werden die zwei generellen Aufnahmetechniken TEM und SEM vorgestellt. Schwerpunkt liegt auf Metho- den zur Abbildung molekularer Strukturen.


Lernziele

Nach Abschluss dieses Moduls hat der/die Student/in: • einen tieferen Einblick in die Prinzipien, Möglichkeiten und Limitationen der verschiedenen Methoden

in der Strukturbiologie bekommen; • das Wissen, welche Art und Menge an Material für Proteinkristallograhpie, NMR und cryo-EM benö-

tigt wird; • die Fähigkeit, Kristallisationsexperimente zu planen, durchzuführen und auszuwerten.

Nach Abschluss dieses Moduls kennt der/die Student/in: • die Grundlagen experimenteller Strukturbestimmung von biologisch aktiven Makromolekülen; • die Vor- und Nachteile der verschiedenen Diffraktionsmethoden zur Aufklärung von Biomakromole-

külen; • Datenbanken, um nach bekannten Strukturen von Biomolekülen zu suchen. • Programme und Datenbanken zur Evaluation der Qualität und zur Interpretation von Biomakromole-

külstrukturen für eigene Forschungsthemen nutzen; • die Qualität einer Strukturpublikation beurteilen; • graphische Darstellungen von Strukturen erstellen.

Literatur

• G. Rhodes "Crystallography Made Crystal Clear. A Guide for Users of Macromolecular Models", • D. Blow "Outline of Crystallography for Biologists" , Oxford University Pres



Pflicht 2.


Pflicht 2.



Wahlpflichtbereich FS-1 bcmb221

Veranstalter


Fakultät


Prüfungsamt


Leistungspunkte 10

Bewertung Benotet



Pflicht 1.




Veranstalter


Fakultät


Prüfungsamt


Leistungspunkte 15

Bewertung Benotet



Pflicht 2.




Veranstalter


Fakultät


Prüfungsamt


Leistungspunkte 10

Bewertung Benotet



Pflicht 4.



Klinische Genetik / Humangenetik bcmb251


Dr. med. Almuth Barbara Euphrosyne Caliebe

Veranstalter


Fakultät


Prüfungsamt


Leistungspunkte 10

Bewertung Benotet

Dauer ein Semester






Lehrsprache Deutsch


Bachelor of Science



Vorlesung Vorlesung Klinische Genetik / Humangenetik Pflicht 2

Seminar Seminar Klinische Genetik / Humangenetik Pflicht 1

Laborpraktikum Laborpraktikum Klinische Genetik / Humangenetik Pflicht 17


Lehrende: Priv.-Doz. Dr. rer. nat. Eva Maria Murga Penas, Dr. rer. nat. Inga Vater Zahl der Plätze: Vorlesung 2, Seminar 2, Praktikum 2

Prüfung(en)


Seminarleistung: Klinische Genetik / Humangene-tik I

Seminarleistung Benotet Pflicht 50

Seminarleistung: Klinische Genetik / Humangene-tik II



Die Prüfungsleistung setzt sich aus zwei Seminarleistungen zusammen (zusammengesetzte Prüfung). Modulnote geht mit LP-Zahl gewichtet in die Endnote ein.


Lehrinhalte

• Durchführung konventioneller molekulargenetischer Methoden zum Nachweis monogen erblicher Erkrankungen beim Menschen wie z.B. DNAExtraktion, PCR, Gelelektrophorese, Southern Blot, PCR • Interphase- und Metaphase- FISH (Painting-, Vielfarben-, und locusspezifische FISH) einschließlich Generierung von nicht-radioaktiv markierten DNA-Sonden, Präparation von BAC/PAC/Cosmid-Klonen - Nachweis epigenetischer Störungen z.B. bei Imprinting-Syndromen mittels methylierungsspezifischer PCR und Bisulfitsequenzierung • GeneScan-Analysen zum Nachweis von uniparentalen Disomien und zur indirekten Gendiagnostik • Durchführung von Mikroarray-Analysen, z.B. Array-CGH • Spezielle Probleme der molekulargenetischen Pränataldiagnostik wie z.B. • Trinukleotidblock-Expansionserkrankungen • Chromosomenanalyse zum Nachweis konstitutioneller Chromosomenveränderungen an verschiedenen Zellsystemen einschließlich Zellkultivierung • Interpretation von Ergebnissen molekulargenetischer Untersuchungen im Hinblick auf deren praktische Bedeutung für den Patienten und dessen Familie • Einführung in verschiedene genetische Datenbanken (z.B. NCBI); Durchsuchen von Datenbanken; Sequenz-Alignments und –Vergleiche • In Abhängigkeit vom Thema der problemorientierten Laborarbeit zusätzlich: RNA-Präparation; PCR-RFLP; Klonierung von PCRFragmenten; Southern-blot- Analysen und weitere Chip-Technologien wie Me-DIP, CHIP on CHIP, SNPCHIP

Lernziele

Die Studierenden erwerben einen umfassenden Einblick in die Anwendung verschiedener zytogenetischer, molekularzytogenetischer und molekulargenetischer Methoden in der klinisch-genetischen Diagnostik incl. klassischer und moderner Methoden zum Nachweis konstitutioneller Chromosomenveränderungen. Die Studierenden sollen außerdem Anwendungsbereiche der genetischen Diagnostik in der klinischen Genetik, der pränatalen Diagnostik und der somatischen Genetik verstehen und interpretieren können. Dazu gehört auch die formalgenetische Einordnung von Befunden. Im Praktikum werden u.a. wesentliche Arbeitsmethoden der humangenetischen Diagnostik und Forschung (z.B. verschiedene PCRTechniken, Sequenzierung, Labeling-Techniken, GeneScan-Analysen, Chromosomenanalyse, Fluoreszenz-insitu- Hybridisierung (FISH), Methylierungsanalysen, Array-CGH, Stammbaumanalyse) erlernt und z.T. selbständig, z.T. unter Anleitung durchgeführt.

Literatur

• Murken,Grimm & Holinski „Humangenetik“, (2006) Thieme-Verlag • Tariverdian & Buselmaier „Humangenetik“, (2006) Springer-Verlag • Strachan & Read „Molekulare Humangenetik“, (2004) Spektrum-Verlag

Weitere Angaben

Vermittelte Kompetenzen: Grundlagen humangenetischer Fachkompetenz sowie zytogenetischer, molekular-zytogenetischer und molekulargenetischer Methodenkompetenz, grundlegende Kenntnisse der im Internet zugänglichen Datenbanken und ihre Nutzung in der Humangenetik, Kenntnis über pathogene Mutationen und deren Diagnostik




Wahl -


Wahl -



Tumorgenetik bcmb252


Priv.-Doz. Dr. rer. nat. Eva Maria Murga Penas

Veranstalter


Fakultät


Prüfungsamt


Leistungspunkte 10

Bewertung Benotet

Dauer ein Semester






Lehrsprache Deutsch


Bachelor of Science



Vorlesung Vorlesung Tumorgenetik Pflicht 2

Seminar Seminar Tumorgenetik Pflicht 1

Laborpraktikum Laborpraktikum Tumorgenetik Pflicht 17


Lehrende: Priv.-Doz. Dr. rer. nat. Eva Maria Murga Penas, Dr. rer. nat. Inga Vater Zahl der Plätze: Vorlesung 2, Seminar 2, Praktikum 2


Prüfung(en)


Seminarleistung: Tumorgenetik I Seminarleistung Benotet Pflicht 50

Seminarleistung: Tumorgenetik II Seminarleistung Benotet Pflicht 50



Lehrinhalte

• unstimulierte und stimulierte Kurzzeitkultivierung verschiedener Tumorgewebe • Chromosomenanalyse zum Nachweis tumorspezifischer Chromosomenveränderungen nach R-Bänderung • Interphase- und Metaphase- FISH (Painting-, Vielfarben-, und locusspezifische FISH) einschließlich Generierung von nicht-radioaktiv markierten DNA-Sonden; • Nachweis tumorspezifischergenetischer Veränderungen mittels PCR und Array- Technologien (Array-CGH; SNP-CHIP-Analysen, Methylierungs-Profiling) • epigenetische Untersuchungen bei Tumoren

Lernziele

Die Studierenden erwerben einen umfassenden Einblick in klassische zytogenetische sowie moderne molekularzytogenetische und molekulargenetische Methoden in der Tumorgenetik. Ihnen wird aktuelles Wissen zu den genetischen Grundlagen von Tumorentstehung und Tumorprogression vermittelt. Die Studierenden sollen außerdem Anwendungsbereiche wie die genetische Diagnostik bei Leukämien/Lymphomen und Tumordispositionssyndromen verstehen und erhobene Befunde interpretieren können. Dazu gehört auch die formalgenetische Einordnung.

Im Praktikum werden u.a. wesentliche zytogenetische, molekularzytogenetische und molekulargenetische Arbeitsmethoden (z.B. Chromosomenanalyse an Tumorzellen, Fluoreszenzin-situ-Hybridisierung (FISH), Stammbaumanalyse, PCR, SNP-CHIPAnalyse, Array-CGH) erlernt und unter Anleitung durchgeführt.

Literatur

• Murken,Grimm & Holinski „Humangenetik“, (2006) Thieme-Verlag • Tariverdian & Buselmaier „Humangenetik“, (2006) Springer-Verlag • Strachan & Read „Molekulare Humangenetik“, (2004) Spektrum-Verlag

Weitere Angaben

Vermittelte Kompetenzen: umfassendes Verständnis von genetischen und epigenetischen Mechanismen der Tumorentstehung und der Tumorprogression, methodenübergreifende Fachkompetenz in der Tumordiagnostik



Wahl -


Wahl -



Klinische Chemie / Medizinische Chemie für Biochemie und Chemie bcmb254


Prof. Dr. rer. nat. Dennis Schade

Veranstalter


Fakultät


Prüfungsamt


Leistungspunkte 10

Bewertung Benotet

Dauer ein Semester




Präsenzstudium 75,6 Stunden

Selbststudium 224,4 Stunden

Lehrsprache Deutsch


Bachelor of Science in Biochemistry or Chemistry


Grundlagenkenntnisse in Organischer Chemie und Biochemie



Praktikum Praktikum Klinische Chemie / Medizinische Chemie für Biochemie und Chemie

Pflicht 7

Vorlesung Vorlesung Klinische Chemie / Medizinische Chemie für Biochemie und Chemie

Pflicht 3

Seminar Seminar Klinische Chemie / Medizinische Chemie für Biochemie und Chemie

Pflicht 2


Lehrende: Prof. Dr. Eric Beitz, Prof. Thomas Kunze, Prof. Dr. Christian Peifer, Prof. Dr. Dennis Schade


Prüfung(en)


Mündliche Prüfung: Klinische Chemie / Medizini- sche Chemie für Biochemiker und Chemiker

Mündlich Benotet Pflicht 50

Seminarleistung: Klinische Chemie / Medizinische Chemie für Biochemiker und Chemiker


Praktikumsprotokoll: Klinische Chemie / Medizini- sche Chemie für Biochemiker und Chemiker

Protokoll Benotet Pflicht 25



Lehrinhalte

• Es werden grundlegende Kenntnisse der Pharmazeutischen/Medizinischen sowie der Klinischen Chemie vermittelt. Im Vordergrund des pharmazeutisch/medizinisch Teils steht das Verständnis der Wirkung von Arzneistoffen auf molekularer Ebene und der Metabolismus der Wirkstoffe.

• Biochemische Arbeitstechniken einschließlich des molekular-biologischen Arbeitens werden erlernt.

• Im klinisch-chemischen Teil werden sowohl die Erhebung der klinischen Parameter als auch die Bedeutung einzelner Werte für die jeweiligen Krankheitsbilder vermittelt.

• Die Vorlesung stellt die wichtigsten Grundlagen der Arzneistoffindung (drug discovery) und Arzneistoffentwicklung sowie pharmakokinetischen Aspekte der Arzneistoffwirkung vor. Die Biotransformation der Arznei- und Wirkstoffe wird im Detail besprochen.

Lernziele

Der Studierende erlangt grundlegende Kenntnisse und praktische Fertigkeiten in der Pharmazeutischen/Medizinischen bzw. Klinischen Chemie. Die Studierenden werden in der Lage sein, Forschungsprojekte zu planen, durchzuführen, zu interpretieren sowie schriftlich darzustellen und zu präsentieren. Des Weiteren werden die Studierenden in der Lage sein, klinische Parameter qualitätsgesichert zu bestimmen und zu bewerten. Grundlagen und Probleme der Arzneistoffentwicklung können erkannt und gelöst werden.

Literatur

• Dörner, Klaus: Taschenlehrbuch Klinische Chemie und Hämatologie. • Bruhn, Hans D., Ulrich, R. & Fölsch: Lehrbuch der Labormedizin. • Mutschler, Ernst, Geisslinger, Gerd, Kroemer, Heyo K.: Arzneimittelwirkungen.



Wahl -


Wahl -



Molekulare Biologie der Zytokine bcmb258



Veranstalter


Fakultät


Prüfungsamt


Leistungspunkte 5

Bewertung Benotet

Dauer ein Semester

Angebotshäufigkeit Findet in jedem Semester statt





Lehrsprache Deutsch


Bachelor of Science


Grundlagenkenntnisse in Zellbiologie und Biochemie



Praktikum Praktikum Molekulare Biologie der Zytokine Pflicht 6

Seminar Seminar Molekulare Biologie der Zytokine Pflicht 2


Zahl der Plätze: Praktikum 4, Seminar 4

Prüfung(en)


Praktikumsprotokoll: Molekulare Biologie der Zytokine


Mündliche Prüfung: Molekulare Biologie der Zyto- kine



Die Prüfungsleistung setzt sich, mit gleicher Gewichtung, aus der mündlichen Prüfung und dem Protokoll zusammen (zusammengesetzte Prüfung). Modulnote geht mit LP-Zahl gewichtet in die Endnote ein.


Lehrinhalte

Die Studierenden erwerben einen umfassenden Einblick in die molekulare Biochemie, insbesondere der Zytokine. Die Studierenden sollen außerdem Anwendungsbereiche wie Gentechnologie und Biotechnologie verstehen und einordnen können. Im Praktikum werden u.a. wesentliche moderne Arbeitsmethoden (z.B. Klonierung und PCR; Expression rekombinanter Proteine) erlernt und selbstständig geplant und angewendet.

Lernziele

Einführung in die Struktur-Funktionsbeziehungen von Zytokinen, Erarbeitung von Methoden der molekularen Biochemie Verständnis und Darstellung von Originalliteratur, Planung und Durchführung von Experimenten in der molekularen Biochemie (Hypothesen, Kontrollen, statistische Auswertung, Darstellung)

Literatur

Sambrook und andere einschlägige Lehrbücher, per-review Originalliteratur (Paper, Review)



Wahl -


Wahl -



Molekularbiologie der Zytokine bcmb259



Veranstalter


Fakultät


Prüfungsamt


Leistungspunkte 5

Bewertung Benotet

Dauer ein Semester






Lehrsprache Deutsch


Bachelor of Science


Grundlagenkenntnisse in Zellbiologie und Biochemie



Praktikum Praktikum Molekularbiologie der Zytokine Pflicht 6

Seminar Seminar Molekularbiologie der Zytokine Pflicht 2



Prüfung(en)


Praktikumsprotokoll: Molekularbiologie der Zyto- kine


Mündliche Prüfung: Molekuarbiologie der Zytokine Mündlich Benotet Pflicht 50




Lehrinhalte

Die Studierenden erwerben einen umfassenden Einblick in die Molekularbiologie von Zytokinen und deren Rezeptorinteraktion. Die Interaktionen sollen durch Verände-rung der einzelnen Proteine untersucht werden und hierbei verschiedene molekular-biologische Methoden wie Immunpräzipitation, ELISA und eventl. FRET angewendet werden.

Lernziele

Einführung in die Molekularbiologie von Zytokinen und deren Rezeptoren, Verständnis des modularen Zusammenspiels der Rezeptorkomponenten Die Studierenden sollen nach Abschluss dieses Moduls in der Lage sein, Vor- und Nachteile verschiedener Methoden beurteilen zu können, die sie während des praktischen Teils angewendet haben. Sie sollen während des Moduls Originalliteratur verstehen und darstellen können, die eigenen Experimente planen und die eigenständige Einteilung ihrer Zeit für die einzelnene Schritte erlernen. An Hand der Beobachtungen aus den verschiedenen Experimenten sollen sie eine Modellvorstellung von der Interaktion zwischen dem Zytokin und den einzelnen Komponenten des Rezeptorkomplexes entwickeln können.

Literatur

Lehrbücher und weiterführende per-review Originalliteratur (Originalarbeiten, Review)



Wahl -


Wahl -



Untersuchung zur Suppresson der T-Zellaktivierung bcmb260


Prof. Dr. rer. nat. Stefan Krautwald

Veranstalter


Fakultät


Prüfungsamt


Leistungspunkte 10

Bewertung Benotet

Dauer ein Semester






Lehrsprache Deutsch


Bachelor of Science



Laborpraktikum Laborpraktikum Untersuchung zur Suppression der T- Zellaktivierung

Pflicht 8

Prüfung(en)


Praktikumsprotokoll: Untersuchung zur Suppres- sion der T-Zellaktivierung


Mündliche Prüfung: Untersuchung zur Suppres- sion der T-Zellaktivierung



Modulnote geht mit LP-Zahl gewichtet in die Endnote ein.


Lehrinhalte

Im Rahmen des Moduls soll zunächst theoretisch als dann auch praktisch der Aufbau molekularer Expressionssysteme und deren spezifische Anwendung vermittelt werden. Die Studierenden lernen, wie man sich in einem gentechnischen Sicherheitsbereich (S1) verhalten muss und wie man darin arbeitet. Neben dem Erstellen eines eigenständigen Forschungsplans sollen die Studierenden vermittelt bekommen, wie man sich wissenschaftlichen Fragestellungen annähert, sie experimentell untersuchen und aufklären kann.

Lernziele

Die Studierenden sollen einen umfassenden Einblick in klassische Arbeitsmethoden und Techniken der Molekularbiologie vermittelt bekommen. Sie sollen dabei unterschiedliche Anreicherungs- und Aufreinigungsmethoden von RNA/DNA und Proteinen verstehen, einordnen und auch anwenden können. Im Praktikum sind Techniken wie die Klonierung und Expression rekombinanter Proteine selbständig erlernbar. Immunologisch relevante Primärzellen werden isoliert, aufgetrennt (MACS) und charakterisiert (FACS). Diese Zellen werden nachfolgend in verschiedenen Bio- Assays eingesetzt. Übergreifendes Methodenspektrum sowie soziale Kompetenz durch Integrierung in das bestehende Laborteam.

Literatur

• Stryer “Biochemie” • CURRENT PROTOCOLS IN MOLECULAR BIOLOGY • CURRENT PROTOCOLS IN IMMUNOLOGY, Wiley

Weitere Angaben

Zahl der Plätze: Praktikum 6



Wahl -


Wahl -



Molecular Modelling bcmb261


Dipl.-Chem. Prof. Dr. Joachim Grötzinger

Veranstalter


Fakultät


Prüfungsamt


Leistungspunkte 5

Bewertung Benotet

Dauer ein Semester






Lehrsprache Deutsch


Bachelor of Science


Grundlagenkenntnisse in Biochemie und Proteinchemie



Praktikum Praktikum Molecular Modelling Pflicht 6

Seminar Seminar Molecular Modelling Pflicht 2






Prüfung(en)


Praktikumsprotokoll: Molecular Modelling Protokoll Benotet Pflicht 50

Mündliche Prüfung: Molecular Modelling Mündlich Benotet Pflicht 50

Lehrinhalte

Die Studierenden erwerben einen umfassenden Einblick in die Strukur von Proteinen und deren Theoriebasierte Generierung

Lernziele

Einführung in die Struktur der Proteine, Einführung in die theoretische Methoden des molecular modelings Verständnis und Darstellung von Originalliteratur, Planung und Durchführung eines Molekularen Modellbaus, Generierung einer dreidimensionalen Proteinstruktur

Literatur




Wahl -


Wahl -



Strukturbestimmung von Proteinen, CD-, NMR-Spektroskopie bcmb262


Dipl.-Chem. Prof. Dr. Joachim Grötzinger

Veranstalter


Fakultät


Prüfungsamt


Leistungspunkte 5

Bewertung Benotet

Dauer ein Semester






Lehrsprache Deutsch


Bachelor of Science


Grundlagenkenntnisse in Biochemie, Physik und Proteinchemie.



Praktikum Praktikum Strukturbestimmung von Proteinen, CD-, NMR-Spektroskopie

Pflicht 6

Seminar Seminar Strukturbestimmung von Proteinen, CD-, NMR-Spektroskopie

Pflicht 2




Prüfung(en)


Praktikumsprotokoll: Strukturbestimmung von Proteinen, CD-, NMR-Spektroskopie


Mündliche Prüfung: Strukturbestimmung von Pro- teinen, CD-, NMR-Spektroskopie




Lehrinhalte

Die Studierenden erwerben einen umfassenden Einblick in die Struktur von Proteinen und deren spektroskopische Untersuchung

Lernziele

Einführung in die Strukturuntersuchung von Proteinen, Einführung in die spektroskopischen Methoden zur Strukturuntersuchung von Proteinen

Verständnis und Darstellung von Originalliteratur, Planung und Durchführung eines spektroskopischen Experimentes, Auswertung von mehrdimensionalen NMR-Spektren

Literatur




Wahl -


Wahl -



Immunologie bcmb263


Prof. Dr. rer. nat. Dieter Adam

Veranstalter


Fakultät


Prüfungsamt


Leistungspunkte 10

Bewertung Benotet

Dauer ein Semester






Lehrsprache Deutsch


Bachelor of Science


Grundlagenkenntnisse in Biochemie, Molekularbiologie und Zellbiologie.



Praktikum Immunologie Fortgeschrittenenpraktikum II Pflicht 8

Vorlesung Vorlesung Allgemeine Immunologie Pflicht 2

Vorlesung Vorlesung Molekulare Immunologie Pflicht 2

Praktikum Praktikum Molekulare Immunologie Pflicht 6


Prüfung(en)


Mündliche Prüfung: Immunologie Mündlich Benotet Pflicht 50

Praktikumsprotokoll: Molekulare Immunologie Protokoll Benotet Pflicht 25

Praktikumsprotokoll: Immunologie Fortgeschritte- nenpraktikum




Lehrinhalte

Allgemeine Immunologie: Angeborene Immunität, T-Zellen, Antigenpräsentation & Dendritische Zellen, Antikörper und B-Zellen, Allergie, Autoimmunität, Tumorimmunologie, Immundefekte. Molekulare Immunologie: Evolution des Immunsystems, Zellwachstum und programmierter Zelltod, Transkriptionsfaktor NF-kappaB, Phospholipase A2, Zytokine und Zytokinrezeptoren, T-Zell-Rezeptoren und Durchflusszytometrie, Kompartimentierung von Signalwegen am Beispiel der TNF- und CD95-induzierten Signaltransduktion, Signaltransduktion der Lymphozytenaktivierung, Dynamik der Aktivierung und Zytotoxizität. Praktika: selbständige Bearbeitung eines Teilaspekts der aktuellen Forschungsarbeiten im Labor des jeweiligen Betreuers nach Absprache. Weitere Informationen unter www.immunologie-kiel.uk-sh.de

Lernziele

Kenntnis, Verständnis der Allgemeinen und Molekularen Immunologie, Fähigkeiten zur praktischen Anwendung aktuellster Technologien der Molekularen Immunologie • Umfassendes Verständnis der Immunologie auf allgemeiner Ebene • Vertieftes Verständnis ausgewählter Aspekte der molekularen Immunologie • Erwerb der Fähigkeit zur selbständigen Planung, Durchführung und Auswertung von Experimenten, Darstellung der erzielten Ergebnisse und Gewichtung/Diskussion gegen Daten aus der Originalliteratur.

Literatur

• Janeway „Immunologie“, 7. Auflage, Spektrum Verlag • Goldsby, Kindt, Osborne, Kuby “Immunology”, 6. Auflage, Palgrave McMillan • Folien/Skripten zu den Vorlesungen, Originalpublikationen



Wahl -


Wahl -



Molekulare Analyse des Pflanzengenoms bcmb266


Prof. Dr. Christian Jung

Veranstalter


Fakultät


Prüfungsamt


Bewertung Benotet

Dauer ein Semester






Lehrsprache Deutsch


Bachelor of Science


je nach Modul




Lerninhalt, Lernziele, Literatur und Prüfungsform sowie Gewichtung richten sich nach dem aktuell angebotenen Modul. Für Informationen über das aktuell angebotenen Modul steht der Modulverantwortliche zur Verfügung. Zahl der Plätze: je nach Modul

Prüfung(en)



Die Prüfung wird insgesamt drei Mal angeboten: Im ersten und im zweiten Prüfungszeitraum des laufenden Semesters und im ersten Prüfungszeitraum des Folgesemesters. Modulnote geht mit LP-Zahl gewichtet in die Endnote ein.


Lehrinhalte

Fachspezifische Vertiefung (FSV) Aktuelle Fragestellungen von agrarwissenschaftlicher Relevanz.

Lernziele

Die Studierenden erweitern ihre fachlichen Grundlagen und erlernen komplexe Zusammenhänge mit inter- disziplinären Konzepten zu bearbeiten. Die praktischen Fähigkeiten in der Pflanzengenomforschung und der Anwendung in der agrarwissenschaftlichen Forschung und Entwicklung werden vertieft und die Selbstständigkeit in der Projektbearbeitung erweitert

Literatur

Weitere Angaben

Die Studierenden wählen aus dem Nebenfachangebot der Fachabteilung Pflanzenzüchtung der Agrar- und Ernährungswissenschaftlichen Fakultät für Studierende im Studiengang Biologie bzw. Biochemie und Molekularbiologie mit dem Abschluss Master of Science. Die jeweils aktuelle Liste der angebotenen Wahlmodule ist auf der Internet-Seite der Agrar- und Ernährungswissenschaftlichen Fakultät unter der Rubrik „Nebenfachstudierende“ zu finden.



Wahl -


Wahl -



Pharmazeutische Instrumentelle Analytik bcmb269


Prof. Dr. Eric Beitz

Veranstalter


Fakultät


Prüfungsamt


Leistungspunkte 10

Bewertung Benotet

Dauer ein Semester






Lehrsprache Deutsch




Grundlagenkenntnisse in Organischer Chemie, chemischer Analytik und Biochemie



Praktikum Praktikum Pharmazeutische Instrumentelle Analytik Pflicht 7

Seminar Seminar Pharmazeutische Instrumentelle Analytik Pflicht 2

Vorlesung Vorlesung Pharmazeutische Instrumentelle Analytik Pflicht 3


Zahl der Plätze: Vorlesung 12, Seminar 12, Praktikum 12


Prüfung(en)


Praktikumsprotokoll: Pharmazeutische Instrumen-telle Analytik


Mündliche Prüfung: Pharmazeutische Instrumen- telle Analytik




Lehrinhalte

Es werden grundlegende Kenntnisse der Pharmazeutischen Instrumentellen Analytik vermittelt. Im Vordergrund stehen das Verständnis der physikalisch-chemischen Grundlagen der instrumentellen Analytik und Grundlagen der Qualitätssicherung bei der Arzneistoffanalytik. Instrumentell analytische Arbeitstechniken aus den Bereichen der Elektrochemie, Spektroskopie und Chromatographie werden erlernt.

Lernziele

Grundlegende Kenntnisse und praktische Fertigkeiten in der Pharmazeutischen Instrumentellen Analytik. Die Studierenden sollen in der Lage sein, Forschungsprojekte zu planen, durchzuführen, zu interpretieren sowie schriftlich darzustellen und zu präsentieren. Des weiteren sollen die Studierenden in der Lage sein, Analysenergebnisse qualitätsgesichert zu bestimmen und zu bewerten. Grundlagen und Probleme der Arzneistoffanalytik sollen erkannt und gelöst werden.

Literatur

• G. Rücker, M. Neugebauer, G.G. Willems „Pharmazeutische Instrumentelle Analytik“ • D.A. Skoog, J.J. Leary „Instrumentelle Analytik“ weitere Angaben



Wahl -


Wahl -



Evaluation von Wirkstofftargets für Biochemie und Chemie bcmb270


Prof. Dr. Eric Beitz

Veranstalter


Fakultät


Prüfungsamt


Leistungspunkte 10

Bewertung Benotet

Dauer ein Semester






Lehrsprache Deutsch


Grundlagenkenntnisse in Organischer Chemie und Biochemie



Seminar Seminar Evaluation von Wirkstofftargets für Bioche- mie und Chemie Veranstaltung

Pflicht 1

Praktikum Praktikum Evaluation von Wirkstofftargets für Bioche- mie und Chemie Veranstaltung

Pflicht 10

Vorlesung Vorlesung Pharmazeutische/Medizinische Chemie Pflicht 3


Zahl der Plätze: Vorlesung 12, Seminar 12, Praktikum 12 Lehrende: Prof. Dr. Eric Beitz, Prof. Dr. Dennis Schade, Prof. Dr. Thomas Kunze, Prof. Dr. Christian Peifer

Prüfung(en)


Seminarleistung: Evaluation von Wirkstofftargets für Biochemie und Chemie


Praktikumsprotokoll: Evaluation von Wirkstofftar- gets für Biochemie und Chemie





Lehrinhalte

Es werden grundlegende Kenntnisse der Evaluation von Wirkstofftargets vermittelt. Im Vordergrund stehen das Verständnis der nötigen Eigenschaften eines Proteins zur Eignung als Wirkstoffziel sowie die Herstellung von Proteinen zur Wirkstofftestung. Arbeitstechniken aus den Bereichen der Molekularbiologie, Proteinchemie und funktioneller Assays zum Wirkstoffscreening werden erlernt.

Lernziele

Grundlegende Kenntnisse und praktische Fertigkeiten in der Evaluation von Wirkstofftargets werden vermittelt. Die Studierenden sollen in der Lage sein, Forschungsprojekte zu planen, durchzuführen, zu interpretieren sowie schriftlich darzustellen und zu präsentieren. Des weiteren sollen die Studierenden in der Lage sein, Analysenergebnisse qualitätsgesichert zu bestimmen und zu bewerten. Grundlagen und Probleme der Proteinherstellung und Proteintestung sollen erkannt und gelöst werden.

Literatur

• E. Mutschler, G. Geisslinger, H.K. Kroemer & M. Schäfer-Korting „Arzneimittelwirkungen“ • L. Stryer „Biochemie“ • W. Müller-Esterl „Biochemie“



Wahl -


Wahl -



Indikator Proteine bcmb271


Priv.-Doz. Dr. Christoph Plieth

Veranstalter


Fakultät


Prüfungsamt


Leistungspunkte 10

Bewertung Benotet

Dauer ein Semester






Lehrsprache Deutsch


Bachelor of Science


Vertiefte Kenntnisse in Biochemie, Biophysik und Molekularbiologie.



Seminar Seminar Indikator Proteine Pflicht 2

Praktikum Praktikum Indikator Proteine Pflicht 8



Prüfung(en)


Praktikumsprotokoll: Indikator Proteine Protokoll Benotet Pflicht 50

Seminarleistung: Indikator Proteine Seminarleistung Benotet Pflicht 50




Lehrinhalte

Die Studierenden erwerben einen umfassenden Einblick in das Design, den Gebrauch und die Limitierungen fluoreszierender und lumineszierender Reporterproteine.

Grundzüge der zellulären Signaltransduktion, des subzellulären 'Cross- Talks' und des Membrantransportes.

Lernziele

Einführung in den Gebrauch von Indikatorproteinen Verständnis und Darstellung von Originalliteratur, soziale und fachliche Kompetenzen durch Einbeziehung in die bestehende Labor-Arbeitsgruppe.

Stark übergreifendes Methodenspektrum: Eigenständige Planung und Durchführung eines Projektes zur Konzeption und/oder zur Optimierung eines neuartigen Reporterproteins beginnend von der Entwicklung einer Klonierstrategie, über Klonierung, Proteinexpression, Proteinaufreinigung, spektroskopische In-Vitro- Charakterisierung, transiente Transfektion von eukaryontischen Zellen, bis hin zu physiologischen Experimenten zur Charakterisierung der In-Vivo-Performance des neuen Indikators und kinetischen Analysen der gewonnenen Datenreihen.

Literatur

Primärliteratur: Reviews and peer-reviewed original articles Sekundärliteratur: Chalfie & Kain "Green Fluorescent Protein"



Wahl -


Wahl -



Proteinkristallographie bcmb272


Veranstalter


Fakultät


Prüfungsamt


Leistungspunkte 5

Bewertung Benotet

Dauer ein Semester






Lehrsprache Deutsch


Bachelor of Science


Vertiefte Kenntnisse in Biophysik, erfolgreiche Teilnahme am Modul bcmb206.



Seminar Seminar Proteinkristallographie Pflicht 2

Seminar Praktikum Proteinkristallographie Pflicht 4


Zahl der Plätze: Seminar 4

Prüfung(en)


Praktikumsprotokoll: Proteinkristallographie Protokoll Benotet Pflicht 50

Seminarleistung; Proteinkristallographie Seminarleistung Benotet Pflicht 50




Lehrinhalte

Die Schritte Proteinexpression, Reinigung, Kristallisation, Röntgendiffraktion und Auswertung werden in den Grundzügen vermittelt und praktisch durchgeführt.

Anhand von aktuellen Fachpublikationen werden die erworbenen Kenntnisse für die kritische Bewertung erprobt.

Lernziele

Die Studierenden erwerben einen umfassenden Einblick in die Expression, Reinigung und Kristallisation von Proteinen. Sie werden die entsprechenden Experimente eigenständig planen und durchführen können. Es werden verschiedene Techniken der Proteinkristallisation praktisch erlernt. Weiterhin erlangen die Studierenden die Fähigkeit Datenmessungen und Auswertung sowie einfache Verfeinerungen durchzuführen.

Literatur

Primärliteratur: Reviews und begutachtete Orginalarbeiten Sekundärliteratur: D. Blow “Outline of Crystallography for Biologists”



Wahl -


Wahl -



Molekulare Biologie der Vitamine bcmb273


Priv.-Doz. Dr. rer. nat. Rainer Schindler

Veranstalter


Fakultät


Prüfungsamt


Leistungspunkte 5

Bewertung Benotet

Dauer ein Semester






Lehrsprache Deutsch


Bachelor of Science; d.h. Kenntnisse der Grundlagen der Zoologie, Chemie, Biochemie, Human – und Ernährungsbiologie sowie der Labortechnik


Kenntnisse der Grundlagen der Zoologie, Chemie, Biochemie, Human – und Ernährungsbiologie sowie der Labortechnik.



Vorlesung Vorlesung Vitamine Pflicht 2

Übung Übungen zu Vorlesung Vitamine Pflicht 1


Zahl der Plätze: Vorlesung 20, Übungen 20

Prüfung(en)


Klausur: Molekulare Biologie der Vitamine Klausur Benotet Pflicht 100

Teilnahme: Molekulare Biologie der Vitamine Teilnahme Unbenotet Pflicht -




Lehrinhalte

Molekulare Wirkungsmechanismen, Stoffwechsel, Wirkungsweise von Antagonisten und Synergisten sowie Bestimmungsmethoden der Vitamine; Nahrungsquellen und deren Beitrag zur Bedarfssicherung sowie praktische Aspekte bei der Vitaminversorgung, insbesondere in Verbindung mit entsprechend exponierten Personen; Vorkommen, Symptomatologie, Diagnostik und Therapie von Vitaminmangelkrankheiten

Lernziele

Die Studierenden -überblicken, welchen Beitrag Pflanzen, Mikroorganismen und Tiere zur Entstehung von Vitaminen leisten -kennen Struktur, molekulare Wirkmechanismen, Stoffwechsel und Bestimmungsmethoden der Vitamine -verfügen über Grundlagenwissen bezogen auf Wechselwirkungen zwischen Vitaminen einerseits und Pharmaka, Schadstoffen, ess. Elementen sowie Nähr – und Begleitstoffen andererseits. -sind in der Lage den Vitamin –Versorgungsgrad des Menschen zu beurteilen, das Auftreten erster Mangelsymptome zu erkennen bzw. Empfehlungen zu deren Vermeidung auszusprechen.

Literatur

• M. E. Shils, J. A. Olson u. M. Shike „Modern Nutrition in Health and • Disease ” (1994), Lea and Febiger • K.H. Bässler, I. Golly, D. Loew u. K. Pietrzik „Vitamin-Lexikon“, (2002), Urban und Fischer • C. E. Bowell u. J. W. Erdman „Nutrient Interactions“, (1988) Marcel Dekker • J. I. Boullata u. V. T. Armenti „Handbook of Drug-Nutrient Interactions“, (2004) Humana Press • Graedon u. T. Graedon „Dangerous Drug Interaction“, St. Martin’s • Paperbacks • weitere Lehrbücher werden zu Beginn der Vorlesung vorgestellt. • Kopien der in den Vorlesungen gezeigten Folien werden teilweise zur Verfügung gestellt.



Wahl -


Wahl -

Master, 1-Fach, Biologie, (Version 2011) Wahl -

Master, 1-Fach, Biologie, (Version 2007) Wahl -



Neurobiochemie bcmb274


Prof. Dr. Dr. Janka Held-Feindt

Veranstalter


Fakultät


Prüfungsamt


Leistungspunkte 5

Bewertung Benotet

Dauer ein Semester






Lehrsprache Deutsch


Bachelor of Science, Biochemie


Grundlagenkenntnisse in der Molekularbiologie, Biochemie und Zellbiologie; solide Kenntnisse im experimentellen Arbeiten und Protokollieren.



Vorlesung Vorlesung Neurobiochemie Pflicht 2

Praktikum Praktikum Neurobiochemie Pflicht 8


Zahl der Plätze: Praktikum 4, Vorlesung 4 Angebotshäufigkeit: Vorlesung - jährlich jeweils im Sommersemester (alle 4 Studierende) Praktikum - Studierende werden aufgeteilt auf das Winter- bzw. Sommersemester eines Jahres (2+2 Stu- dierende)


Prüfung(en)


Praktikumsprotokolle der Praktikumstage Neuro- biochemie




Lehrinhalte

Vorlesung: • Morphologischer / Anatomischer Aufbau des ZNS einschließlich Hirnhäute, Liquorsystem, Schrankensysteme und funktionellen Aspekten • Zellen des ZNS und PNS einschließlich ihrer Funktion • Relevante / häufige Erkrankungen des ZNS mit klinischen Beispielen, speziell Tumoren • Elektrische Erregbarkeit und Ionenkanäle • Aufbau von Plasmamembranen und des Myelins • Neurotransmitter, ihre Inaktivierung, Rezeptoren und Signaltransduktion • Grundlagen der Neuropharmakologie Praktikum: • Einführung in die gute zell- und molekularbiologische Laborpraxis • Zellkultur, Herstellung von Primärkulturen • DNA-, RNA-Isolation, cDNA Synthese, qRT-PCR • Immunhisto-/cytochemie einschließlich Fluoreszenzmikroskopie • Western Blot • ELISA Alternativ: Bearbeitung eines Projektes im Rahmen der laufenden Forschungsarbeiten

Lernziele

Den Studierenden sollen die morphologischen, zellulären und biochemischen Grundlagen des zentralen und peripheren Nervensystems sowie von Transmittern und Rezeptoren vermittelt werden. Darüber hinaus erhalten sie Einblicke in Grundlagen wichtiger Erkrankungen des ZNS. Sie sollen ein Projekt im Rahmen der aktuellen Forschungsarbeiten durchführen / relevante neurobiochemische Methoden erlernen, ein Protokoll erstellen und ihre erzielten Ergebnisse im Abschlussgespräch darstellen. Damit haben die Studierenden die Kompetenz erworben, die sie zur Anfertigung einer experimentellen Masterarbeit befähigt.

Literatur

• M. Schünke, E. Schulte, U. Schuhmacher, M. Voll, K, Wesker „Prometheus- Lernatlas der Anatomie: Kopf und Neuroanatomie“ Georg Thieme Verlag, • M. Trepel „Neuroanatomie: Struktur und Funktion“, Urban & Fischer • G.J. Siegel, B.W. Agranoff, R.W. Albers, P.B. Molinoff „Basic Neurochemistry“ Raven Press • Fachspezifische Übersichtsartikel und Originalpublikationen



Wahl -


Wahl -



Molekulare Zellbiologie der Lysosomen bcmb275


Prof. Dr. Paul Josef Saftig

Veranstalter


Fakultät


Prüfungsamt


Leistungspunkte 5

Bewertung Benotet

Dauer ein Semester






Lehrsprache Deutsch


Bachelor of Science



Seminar Seminar Molekulare Zellbiologie der Lysosomen Pflicht 2

Praktikum Praktikum Molekulare Zellbiologie der Lysosomen Pflicht 6



Prüfung(en)


Praktikumsprotokoll: Molekulare Zellbiologie der Lysosomen


Mündliche Prüfung: Molekulare Zellbiologie der Lysosomen





Lehrinhalte

Lysosomale Funktionen sind von erheblicher Bedeutung für die Biologie des Säugerorganismus. Mit Hilfe gendefizienter Mäuse und daraus abgeleiteter Zellen sollen Funktionen ausgewählter lysosomaler Proteine näher untersucht werden. Mit „state-of-the-art“ Techniken der molekularen Zellbiologie sollen intrazelluläre Prozesse, wie z.B. Autophagozytose und Phagozytose näher beleuchtet werden.

Lernziele

Verständnis und Darstellung der komplexen Funktion des lysosomalen Komparti-mentes; Übertragung von in vitro Befunden auf in vivo Funktionen; kritische Evaluierung von Stand des Wissens in der Literatur bezo-gen auf eigene durchgeführte Experimente, Planung und möglichst eigenständige Durchführung von zellbiologischen Experimenten.

Literatur

• „Lysosomes“, Editor Saftig, Springer Verlag Primärliteratur (eigene Arbeiten und Arbeiten aus dem Forschungsfeld)



Wahl -


Wahl -



Molekulare Funktionsanalyse von Proteasen und proteolytischen Prozes- sen

bcmb276


Prof. Dr. Paul Josef Saftig

Veranstalter


Fakultät


Prüfungsamt


Leistungspunkte 5

Bewertung Benotet

Dauer ein Semester






Lehrsprache Deutsch


Bachelor of Science


Grundlagenkenntnisse in Biochemie und Zellbiologie.



Seminar Seminar Molekulare Funktionsanalyse von Proteasen und proteolytischen Prozessen

Pflicht 2

Praktikum Praktikum Molekulare Funktionsanalyse von Pro- teasen und proteolytischen Prozessen

Pflicht 6




Prüfung(en)


Praktikumsprotokoll: Molekulare Funktionsanalyse von Proteasen und proteolytischen Prozessen


Mündliche Prüfung: Molekulare Funktionsanalyse von Proteasen und proteolytischen Prozessen



Modulnote geht mit LP-Zahl gewichtet in die Endnote ein

Lehrinhalte

Proteolysevorgänge in der Zelle, an und in der Zellmembran und im Extrazellulärraum sind von steigendem Interesse für das Verständnis von regulatorischen Zellprozessen. Mit Hilfe von pharmakologischen Modu- lierungen, aber auch durch die Analyse von Knockoutmäusen und Zelllinien soll die Funktion der Proteasen (z.B: ADAM-Proteasen, Signal Peptid Peptidasen, Cathepsine) besser verstanden werden.

Lernziele

Verständnis und Darstellung von proteolytischen Ereignissen im Kontext der Zellphysiologie und möglichen pathologischen Veränderungen.

Kritische Evaluierung von Stand des Wissens in der Literatur bezogen auf eigene durchgeführte Experi- mente, Planung und möglichst eigenständige Durchführung von zellbiologischen Experimenten.

Literatur

Stryer und andere einschlägige Lehrbücher, Reviews, Originalliteratur (aktuelle Veröffentlichungen)

Primärliteratur (eigene Arbeiten und Arbeiten aus dem Forschungsfeld)



Wahl -


Wahl -



Membrantransport bcmb277



Veranstalter


Fakultät


Prüfungsamt


Leistungspunkte 10

Bewertung Benotet

Dauer ein Semester






Lehrsprache Deutsch


Bachelor of Science


Grundlagenkenntnisse in der Molekularbiologie, Biochemie, Biophysik und Zellbiologie.



Praktikum Praktikum Membrantransport Pflicht 8

Seminar Seminar Membrantransport Pflicht 2



Prüfung(en)


Praktikumsprotokoll: Membrantransport Protokoll Benotet Pflicht 50

Seminarleistung: Membrantransport Seminarleistung Benotet Pflicht 50




Lehrinhalte

Neben Grundzügen der zellulären Signaltransduktion erwerben die Studierenden einen umfassenden Ein- blick in die Mechanismen transmembraner Transportprozesse, und deren Charakterisierung mittels elektrophysiologischer und fluo- reszenzoptischer Methoden.

Lernziele

Verständnis der Funktion von Transportproteinen Verständnis und Darstellung von Originalliteratur, Soziale und fachliche Kompetenzen durch Einbeziehung in die bestehende Labor- Arbeitsgruppe.

Stark übergreifendes Methodenspektrum: Eigenständige Planung und Durchführung eines Projektes zur Charakterisierung eines Transporterproteins beginnend von der Entwicklung einer Klonierstrategie, über Klonierung, Proteinexpression, Proteinaufreinigung, transiente Transfektion von eukaryontischen Zellen, bis hin zu zell- und elektrophysiologischen Experimenten zur Charakterisierung der In-Vivo- Performance des Transporters und kinetischen Analysen der gewonnenen Datenreihen.

Literatur

Primärliteratur: Reviews and peer-reviewed original articles



Wahl -


Wahl -



Proteinbiochemie bcmb278



Veranstalter


Fakultät


Prüfungsamt


Leistungspunkte 10

Bewertung Benotet

Dauer ein Semester






Lehrsprache Deutsch


Bachelor of Science


Grundlagenkenntnisse in der Molekularbiologie, Biochemie und Biophysik.



Seminar Seminar Expression und Reinigung von Proteinen Pflicht 2

Praktikum Praktikum Expression und Reinigung von Proteinen Pflicht 8


Beratung zum Modul/ Lehrende: Prof. Dr. Axel J. Scheidig, Prof. Dr. Joachim Grötzinger, Prof. Dr. Matthias Leippe, Prof. Dr. Eric Beitz; PD Dr. Inken Lorenzen Zahl der Plätze: Seminar: 10, Praktikum: je nach Arbeitsgruppe 2-4 (bevorzugt in Zweier-Gruppen)


Prüfung(en)


Praktikumsprotokoll: Proteinbiochemie Protokoll Benotet Pflicht 50

Seminarleistung: Proteinbiochemie Seminarleistung Benotet Pflicht 50



Lehrinhalte

Planung und Konstruktion von Expressionsplasmiden Expressionstests und Expressionsoptimierung Proteinreinigung

Lernziele

Die Teilnehmer erlangen einen Überblick über die wichtigsten Expressionssysteme und Proteinreinigungstechniken. Sie können unter Vorgabe der cDNA und Nutzung von Internet-Programmen geeignete Proteinkonstrukte für die Expression auswählen. Sie erlangen die Fähigkeit, das Design von entsprechenden Expressionsplasmiden sowie die zugehörigen molekularbiologischen Arbeitsschritte durchzuführen. Sie können eigenständig die Expression und Reinigung von Proteinen planen und durchführen. Problemsituationen wie ‚codon usage‘, Fehlfaltung und posttranslationale Modifizierung können analysiert und Strategien für die Problemlösung erarbeitet werden.

Literatur

Mülhardt – Der Experimentator: Molekularbiologie / Genomics. Rehm – Der Experimentator: Proteinbiochemie / Proteomics Schrimpf – Gentechnische Methoden



Wahl -


Wahl -



Zelluläre Redox-Prozesse, ROS und Antioxidantien bcmb280



Veranstalter


Fakultät


Prüfungsamt


Leistungspunkte 10

Bewertung Benotet

Dauer ein Semester






Lehrsprache Deutsch


Bachelor of Science


Grundlagenkenntnisse in der Molekularbiologie, Biochemie und Biophysik.



Praktikum Praktikum Zelluläre Redox-Prozesse, ROS und Antio- xidantien

Pflicht 8

Seminar Seminar Zelluläre Redox-Prozesse, ROS und Antioxi- dantien

Pflicht 2




Prüfung(en)


Seminarleistung: Zelluläre Redox-Prozesse, ROS und Antioxidantien


Praktikumsprotokoll / Laborbuch: Zelluläre Redox-Prozesse, ROS und Antioxidantien




Lehrinhalte

1) Einblick in die Vielfalt zellulärer Redoxprozesse und in die Grundzüge der zellulären Signaltransduktion, des subzellulären 'Cross-Talks' und des Membrantransportes. 2) Überblick über die Vielfalt der Methoden, mit denen sich zelluläre Redoxprozesse untersuchen und quan-tifizieren lassen. 3) 'Experimental Design': Von einer naturwissenschaftlichen Fragestellung über Hypothesen zu Experimen- ten, die in der Lage sind, die aufgestellten Hypothesen zu veri- oder zu falsifizieren.

Lernziele

1) Einführung in zelluläre Redoxprozesse, enzymatische Redoxketten, Entstehung von reaktiven Sauerstoffspezies (ROS) und deren Scavenging durch Antioxidantien. 2) Verständnis und Darstellung von Originalliteratur, 3) Verständnis und Anwendung molekularbiologischer, zellbiologischer und biophysikalischer Methoden. 4) Eingehende Analysen der gewonnenen Datensätze.

Literatur

Primärliteratur: Reviews and peer-reviewed original articles Logan DC 2007 "Plant Mitochondria" Blackwell Publ. Banerjee, R 2008 "Redox Biochemistry" Wiley Publ.

Weitere Angaben

Vermittelte Kompetenzen: 1) Soziale und fachliche Kompetenzen durch Einbeziehung in die bestehende Labor-Arbeitsgruppe. 2) Eigenständigkeit in praktischer Laborarbeit und in der Durchführung eines Projektes zur Untersuchung von zellulären Redoxprozessen auf der Basis einesvorgegebenen Methodenspektrums, wie z.B. O2-Elek- troden, Pulsamplitudenchlorophyllfluoreszenzmodulation (PAM), Quantifizierung antioxidativer Aktivitäten und ROS-Scavenger, und in-vivo-Monitoring von Redoxprozessen mit Hilfe Fluoreszenz-Ratio-Imaging.

Wählbar als Wahlmodul für bcmb-205, bcmb-207, bcmb-208 und bcmb-209.



Wahl -


Wahl -



Funktionelle Charakterisierung von programmierter Nekrose (PN) bcmb281


Prof. Dr. rer. nat. Stefan Krautwald

Veranstalter


Fakultät


Prüfungsamt


Leistungspunkte 10

Bewertung Benotet

Dauer ein Semester






Lehrsprache Deutsch


Bachelor of Science


Biochemische Kenntnisse; Basisverständnis der Immunologie



Laborpraktikum Praktikum Funktionelle Charakterisierung von programmierter Nekrose (PN)

Pflicht 10


Zahl der Plätze: Praktikum 6

Prüfung(en)


Mündliche Prüfung: Funktionelle Charakterisie- rung von programmierter Nekrose (PN)


Laborjournal / Protokoll zum Praktikum: Funk- tionelle Charakterisierung von programmierter Nekrose (PN)





Lehrinhalte

Im Rahmen dieses Moduls soll der Stellenwert von programmiertem Zelltod (Apoptose und programmierte Nekrose) theoretisch vermittelt als auch praktisch untersucht werden. Mechanismen der signalweg-übergreifenden Inhibierung von PN sollen analysiert werden. Ein Schwerpunkt des Arbeitsprogramms ist die therapeutische Anwendung selbstgenerierter rekombinanter Proteine. Der Aufbau molekularer Expressionssysteme und deren spezifische Anwendung werden vermittelt. Die Studierenden lernen, wie man in einem gentechnischen Sicherheitsbereich (S1) arbeitet. Neben dem Erstellen eines eigenständigen Forschungsplans sollen die Studierenden vermittelt bekommen, wie man sich wissenschaftlichen Fragestellungen annähert, sie experimentell untersuchen und aufklären kann.

Lernziele

Die Studierenden sollen einen umfassenden Einblick in klassische Arbeitsmethoden und Techniken der Molekularbiologie vermittelt bekommen. In unterschiedlichen Signalwegen miteinander interagierende Pro- teine sollen zunächst in vitro analysiert werden. Ihr spezifischer Anteil bei der Vermittlung einzelner programmierter Zelltod-Mechanismen (PCD) soll u.a. mittels Ko-Immunpräzipitationen ermittelt werden. Zur Verifizierung der Ergebnisse wird der Einsatz spezifischer siRNAs (shRNAs) erfolgen. Im Praktikum sind darüber hinaus Techniken wie die Klonierung und Expression rekombinanter Proteine selbständig erlernbar. Zur Anwendung kommen zellgängige, transduzierfähige TAT-Proteine, die nach säu- lenchromatographischer Aufreinigung in verschiedenen, klinisch relevanten Tiermodellen eingesetzt und analysiert werden. Bei Interesse können die Studierenden bei Untersuchungen zum PCD in unterschiedlichen Mausmodellen assistieren.

Literatur

- Stryer, Biochemie - CURRENT PROTOCOLS IN MOLECULAR BIOLOGY - CURRENT PROTOCOLS IN IMMUNOLOGY (Wiley) - aktuelle Primärliteratur (Nutzen von Datenbanken wie PubMed)

Weitere Angaben

Vermittelte Kompetenzen: - im Rahmen des angebotenen Moduls wird ein generelles, übergreifendes Methodenspektrum der Molekularbiologie vermittelt werden - gängige Methoden wie PCR, reverse Transkription, Klonierung, DNAPräparation, SDS-PAGE, Western-Blot werden angewandt - die säulenchromatographische Aufreinigung von rekombinanten Proteinen und deren Verwendung in vitro als auch in vivo wird erlernt; Optimierungsmöglichkeiten werden erarbeitet - steriles Arbeiten unter S1-Bedingungen wird erlernt - ein Transfer der gewonnen Daten von der „Zelllinie“ in entsprechende Tiermodelle soll eigenständig erarbeitet werden Schlüsselqualifikationen: Vermittlung molekularbiologischer Techniken, Assistenz bei verschiedenen Tiermodellen



Wahl -


Wahl -



Industriepraktikum / Berufspraktikum bcmb282



Veranstalter


Fakultät


Prüfungsamt


Leistungspunkte 10

Bewertung Benotet

Dauer sieben bis zehn Wochen






Lehrsprache Deutsch


• Bachelor of Science • Abhängig vom gewählten Betrieb • Verpflichtende vorherige Absprache mit einem Betreuungsdozenten aus der Biochemie und Molekularbio- logie • Betreuung während des Praktikums durch den Betreuungsdozenten • Genehmigung für MSc Biochemie und Molekularbiologie 1-Fach durch Prüfungsausschussvorsitzenden erforderlich


Vertiefte Kenntnisse im Fachgebiet des Praktikums.



Praktikum Industriepraktikum Pflicht 20


Beratung zum Modul: Prüfungsausschussvorsitzende(r) für den M.Sc. Studiengang Zahl der Plätze und Lehrende(r): Abhängig vom gewählten Betrieb


Prüfung(en)


Seminarleistung: Industriepraktikum / Berufsprak- tikum


Praktikumsprotokoll: Industriepraktikum / Berufs- praktikum



• Verpflichtende vorherige Absprache mit einem Betreuungsdozenten aus der Chemie, • Betreuung während des Praktikums durch den Betreuungsdozenten; • Praktikumszeugnis des betreffenden chemischen Betriebes; • Schriftlicher Bericht und Vortrag in der Gruppe des Betreuungsdozenten.

• Modulnote geht mit LP-Zahl gewichtet in die Endnote ein.

Lehrinhalte

• Berufspraxis in einem chemischen Betrieb

Lernziele

• Die Studierenden sollen Querschnitts- und Praxiskompetenzen entsprechend dem von ihnen gewähltem Profil erwerben. • Ziel des Industrie-/Berufspraktikums ist es, den Studierenden einen Einblick in mögliche Berufs- und Tätigkeitsfelder zu eröffnen. Es vermittelt fachbezogene Kenntnisse und Erfahrungen aus der beruflichen Praxis, die dem besseren Verständnis des Lehrangebotes dienen. • Ein nicht-chemisches Berufspraktikum dient dem Erwerb zusätzlicher, nichtbiochemischer Fachkompetenzen und Erfahrungen aus der beruflichen Praxis, die mit den im Wahlmodulbereich zu erwerbenden Kompetenzen vergleichbar sind. In beiden Fällen soll das Berufspraktikum die Motivation für das Studium fördern, individuelle Schwerpunkte im Studium zu setzen helfen und den Berufsübergang erleichtern.

Literatur

Abhängig vom gewählten Betrieb

Weitere Angaben

• Vermittelte Kompetenzen: Abhängig vom gewählten Betrieb / Forschungsinstitut • Schlüsselqualifikationen: Praxiserfahrung in einem Industriebetrieb bzw. Forschungsinstitut, Sozial- und Selbstkompetenz

• Für dieses Modul gilt die Praktikumsordnung der CAU in ihrer jeweils gültigen Fassung. • Für die Anerkennung der vorgesehenen 10 LP für ein Industriepraktikums in einem biotechnologischen/medizinischen Betrieb ist eine vorherige Abstimmung mit einem Betreuungsdo- zenten aus der Biochemie und Molekularbiologie erforderlich. • Es besteht kein Anspruch auf Vermittlung eines Praktikumsplatzes. • Das Modul kann nur von Hörern des oben genannten Studiengangs belegt werden.



Wahl -


Wahl -



Proteinchemie: Insektenzellen zur Expression komplexer Proteine bcmb283


Prof. Dr. Christoph Becker-Pauly

Veranstalter


Fakultät


Prüfungsamt


Leistungspunkte 10

Bewertung Benotet

Dauer ein Semester






Lehrsprache Deutsch


Bachelor of Science


Grundlagenkenntnisse in Biochemie und Zellbiologie.



Seminar Seminar Heterologe Expression humaner Metallopro- teasen in Insektenzellen

Pflicht 2

Praktikum Praktikum Heterologe Expression humaner Metallo- proteasen in Insektenzellen

Pflicht 8


Die Teilnehmer werden an einem etablierten System erlernen rekombinante Proteine für biochemische und physiologische Analysen zu produzieren. Dabei wird von der Generierung der cDNA, über die Herstellung der rekombinanten Baculoviren, bis hin zur Gewinnung des gewünschten Proteins aus Insektenzellen der gesamte Ablauf des Bac-To-Bac-Expressionsystems vermittelt. Zudem werden die Teilnehmer die gereinigten proteolytischen Enzyme biochemisch charakterisieren und deren Aktivität in FRET-Assays und Inhibitionsversuchen analysieren.


Prüfung(en)


Laborjournal / Protokoll zum Praktikum: Protein- chemie: Insektenzellen zur Expression komplexer Proteine


Mündliche Prüfung: Proteinchemie: Insektenzellen zur Expression komplexer Proteine




Lehrinhalte

Bac-to-Bac Expressionssystem, Affinitätschromatographie zur Proteinreinigung, Enzymaktivitätsassays, Inhibitionsstudien, Western Blot, SDS-PAGE, PCR

Lernziele

Den Teilnehmern wird das Baculovirus-Expressionssystem zur Herstellung rekombinanter Proteine in Insektenzellen vermittelt. Inhaltlich wird die Klonierung der gewünschten cDNA, die Generierung rekombinanter Viren, die Infektion der Insektenzellen, sowie die affinitätschromatographische Reinigung des gewünschten Proteins behandelt. Die Herstellung zielt auf humane Metalloproteasen, die nach der Reinigung auch proteolytisch aktiviert und funktionell charakterisiert werden. Ziel ist es, diese Enzyme für biochemische Analysen und zur Überprüfung bestimmter Hypothesen hinsicht-lich pathophysiologischer Konditionen zu nutzen.

Literatur

http://tools.invitrogen.com/content/sfs/manuals/bactobac_topo_exp_system_man.pdf Rehm – Der Experimentator: Proteinbiochemie / Proteomics Schrimpf – Gentechnische Methoden Mülhardt – Der Experimentator: Molekularbiologie / Genomics.

Weitere Angaben

Zahl der Plätze: Seminar 4 Praktikum: Einer- oder Zweier-Gruppen



Wahl -


Wahl -



Schülerlabor bcmb285



Veranstalter


Fakultät


Prüfungsamt


Leistungspunkte 5

Bewertung Benotet

Dauer ein Semester




Präsenzstudium 30 Stunden (2,5 Tage Betreuung der Schüler*innen im Labor), 40 Stunden Vorbereitung und Testen der Praktikumsversuche

Selbststudium 80 Stunden (Organisation und Planung)

Lehrsprache Deutsch


• Bachelor of Science • Grundpraktikum Biochemie bzw. umfangreiche Laborerfahrung


Grundprinzipien der Transkription und Translation; einfache molekularbiologische Methoden (PCR, Restriktionsverdau, Transformation, Proteinreinigung).



Projekt Schriftliche Ausarbeitung / Organisation: Schülerlabor Pflicht 3

Seminar Schülerlabor Pflicht 0,5

Praktikum Schülerlabor Pflicht 1,5



• Zahl der Plätze: 10 (Organisation: 3-4; Seminar & Praktikum: 10) • Angebotshäufigkeit: Start im Sommersemester und Durchführung im Wintersemester • Lehrende: Prof. Dr. Axel Scheidig, PD Dr. Christoph Plieth, Studierende der Biochemie und Mole-

kularbiologie • Das Modul muss über mehrere Semester durchgeführt werden (mindestens zweifache Teilnahme),

um geforderten Arbeitsaufwand zu erfüllen (siehe Fußnote 1) *1 Bonus-System: Im Bachelor-Studiengang können durch Beteiligung Bonuspunkte erworben werden, die dann im Master angerechnet werden. Das Modul umfasst grob eine zweimalige Beteiligung am Schülerlabor, wobei beim zweiten Mal organisato- rische Aufgaben übernommen werden sollten (die meisten Punkte verteilen sich auf die Organisation).

Prüfung(en)


Praktikumsprotokoll: Schülerlabor Protokoll Benotet Pflicht 100


Bescheinigung der erfolgreichen Teilnahme durch Modulverantwortlichen. Modulnote geht mit LP-Zahl gewichtet in die Endnote ein.

Lehrinhalte

• geeignete molekularbiologische Experimente wie PCR, Restriktionsverdau und Transformation planen und optimieren

• Proteinreinigungsprotokolle etablieren • Kommunikation mit Schulen, Firmen und Presse • Erstellen zielgruppenorientierter Präsentationen • Betreuung und Hilfestellung bei der selbständigen Durchführung molekularbiologischer Experimente • Interesse und Begeisterung am Studium wecken • Aufklärung über Voraussetzungen und Inhalte des Studiengangs • Erläuterung komplexer Zusammenhänge auf einfache Art und Weise • Übernahme von Verantwortung • Problemlösung

Lernziele

Die Studierenden erwerben im Rahmen der Organisation eines Schülerlabors die Fähigkeiten, • zielgruppenorientierte Experimente zu planen, die theoretischen Grundlagen zu lehren und im Labor

deren Durchführung zu betreuen; • notwendige Fördermittel aus der Wirtschaft durch Kontaktaufnahme mit Unternehmen und Projekt-

präsentation zu akquirieren; • Interessenten für das Studienfach „Biochemie und Molekularbiologie“ zu werben und zu beraten.

Die Studierenden lernen, wie man komplizierte Experimente so optimiert, dass eine erfolgreiche Durchfüh- rung durch Fachunkundige unter entsprechender Betreuung gewährleistet werden kann. Sie sind weiterhin dazu befähigt, grundlegende für die Experimente notwendige biochemische Kenntnisse publikumsorientiert in Form von Seminaren weiterzugeben, Arbeitstechniken zu vermitteln sowie Ergebnisse fachdidaktisch auszuwerten und zu diskutieren.

Literatur


Weitere Angaben

Schlüsselqualifikationen: Durch die Beteiligung am Modul erlangt der/die Studierende

• Lehrkompetenz • Methodenkompetenz • Organisationserfahrung

Nach Abschluss dieses Moduls ist der/die Student/In in der Lage: Organisation:

• Planung zielgruppenorientierter Experimente durchzuführen • Interessenten anzuwerben • Kontakte zu Firmen aufzubauen und durch Präsentation des Projektes entsprechende Fördermittel

zu akquirieren • Experimente zu optimiere, um eine erfolgreiche Durchführung selbst durch Fachunkundige zu

gewährleisten Seminar:

• Vermittlung grundlegender biochemischer Kenntnisse durch geeignete Präsentation. Praktikum:

• Praktikanten intensiv zu betreuen und zu unterstützen • Arbeitstechniken zu vermitteln • Seminarinhalte zu vertiefen • Rückfragen detailliert aber leicht verständlich zu beantworten • Praktikanten hinsichtlich eines Biochemie-Studiums zu beraten • Ergebnisse entsprechend auszuwerten und zu diskutieren • angemessenes Verhalten und Sicherheitsregeln im Labor zu vermitteln



Wahl -


Wahl -



Forschungsmodul bcmb286



Veranstalter


Fakultät


Prüfungsamt


Leistungspunkte 10

Bewertung Benotet

Dauer ein Semester






Lehrsprache Deutsch


Bachelor of Science Internes Auswahlverfahren


Vertiefte Kenntnisse im gewählten Fachgebiet und hervorragende Methodenkompetenz.



Praktikum Forschungsmodul Pflicht


Zahl der Plätze: zwei Studiengruppen mit je 3-5 Studierenden Lehrende(r): Dozenten des Studiengangs

Prüfung(en)


Praktikums Protokoll: Forschungslabor Protokoll Benotet Pflicht 100



Als Prüfungsleistung wird für die gesamte Gruppe das Abschlussprotokoll gewertet. Bescheinigung durch Modulverantwortlichen. Modulnote geht mit LP-Zahl gewichtet in die Endnote ein.

Lehrinhalte

Im Rahmen dieses Forschungsmoduls bilden 3-5 StudentInnen eine Studiengruppe zur Bearbeitung einer Forschungsaufgabe. Ausgehend von einem grob formulierten Thema (vorgegeben von einer betreuenden Gruppe von Dozenten oder bevorzugt durch Eigeninteresse gegeben) wird in einer ersten Phase ein "Antrag" für ein Forschungsprojekt ausgearbeitet (schriftlicher Antrag, der von den Dozenten bewertet wird). Im Anschluss wird dieses Projekt vorwiegend eigenständig von der Studiengruppe durchgeführt (unter Nutzung unterschiedlicher Labors; Dozenten wirken als Berater). Zum Ende der Projektphase werden die Ergebnisse und Erkenntnisse in Form einer "Publikation" zusammengefasst à Kompetenz der wissenschaft-lichen Dokumentation. Die Studiengruppe sollen in der Vorbereitung der Durchführung dieses Moduls eigenständig Mittel akquirieren (z.B. bei Dozenten, in der Industrie, bei privaten Sponsoren) à Kompetenz der Drittmitteleinwerbung. Die Studiengruppe sollte sich aus unterschiedlichen 'Experten' zusammensetzen: Bachelorarbeit in unterschiedlichen Labors, Know-How für unterschiedliche Methoden à Kompetenz zu interdisziplinärem Handeln und Kommunizieren.

Lernziele

Die Studierenden erwerben die Fähigkeit, sich selber zu organisieren, um eine Forschungsprojekt in seiner Gesamtheit zu konzipieren. Die Studierenden bearbeiten in einer selbstdefinierten Kleingruppe (3-5 Studierende) eine sich selbst gestellte Forschungsaufgabe.

Literatur

Weitere Angaben

Den Studierenden wird Eigenverantwortung über Methodik, Planung, Durchführung und Budget für ein For- schungsprojekt gegeben. Sie müssen sich selber organisieren, müssen aber auch Rechenschaft ablegen. Sie haben die Möglichkeit, interdisziplinär zwischen verschiedenen Fachrichtungen aber auch Studiengän- gen zu arbeiten. Durch diese Vorgaben wird das kritische und vorausschauende Planen im Team trainiert.

Nach Erstellung eines „Antrages“ durch die Studenten liegt die komplette Durchführung des „beantragten“ Forschungsprojektes in den Händen der Studierenden. Schlüsselqualifikationen: Durch die Beteiligung am Modul erlangt der/die Studierende

• Forschungskompetenz • Methodenkompetenz • Organisationserfahrung



Wahl -


Wahl -



Grundlagen der Neurowissenschaften: Anatomie, Physiologie, Biochemie mit Bezug zu Klinik und aktueller Forschung

bcmb288


Prof. Dr. Dr. Janka Held-Feindt

Veranstalter


Fakultät


Prüfungsamt


Leistungspunkte 5

Bewertung Unbenotet

Dauer ein Semester






Lehrsprache Deutsch


Bachelor of Science


Grundlagenkenntnisse in der Molekularbiologie, Biochemie und Zellbiologie.



Vorlesung Neuro-Anatomie,-Physiologie,-Biochemie Pflicht 2

Seminar Neurowissenschaftliche Forschung Pflicht 2


Durch Teilnahme an diesem Model ist die Teilnahme am Modul bcmb274 (Neurobiochemie) - und umge- kehrt - ausgeschlossen!


Prüfung(en)


Seminarleistung: Grundlagen der Neurowissen- schaften: Anatomie, Physiologie, Biochemie mit Bezug zu Klinik und aktueller Forschung




Lehrinhalte

Vorlesung: • Makroskopischer Aufbau der Nervensystems (Hirnhäute, Liquor, Liquorräume, Schrankensysteme,

morphologischen Bestandteile des Gehirns und ihre Funktionen) • Aufbau und Funktion des Rückenmarks • Zellen des Nervensystems einschließlich ihrer biochemischen und physiologischen Funktionen (Neu-

rone einschließlich Signalleitung und Synapsen, zentrales und peripheres Myelin, Astrozyten, Mikro- glia)

• Signalmoleküle und ihre Rezeptoren (biogene Amine, Aminosäuren, Neuropeptide – Synthese, Abbau, Vorkommen, Funktion)

• Relevante Krankheitsbilder des Nervensystems Seminar:

• Studium der aktuellen neurowissenschaftlichen Forschungs-Literatur (Originalpublikationen, Übersichtsartikel)

• Präsentation, Analyse und Bewertung dieser im wissenschaftlichen Kontext

Lernziele

Die Studierenden sollen die makroskopischen und mikroskopischen Grundlagen des Nervensystems erlernen. Hierbei soll vornehmlich das Verständnis für den Aufbau und die Funktion des zentralen Nervensy- stems (Gehirn und Rückenmark) vermittelt werden. Sie sollen Einblicke in die biochemischen und physiologischen Funktionen verschiedener Zelltypen des Nervensystems erhalten und Mechanismen der Signallei- tung u.a. anhand des Studiums von Aufbau und Funktion der wichtigsten neuronalen Signalmoleküle erlernen. Anhand klinischer Beispiele soll der Bezug zu relevanten Krankheitsbildern hergestellt werden. Parallel sollen die Studierenden aktuelle neurowissenschaftliche Forschung anhand entsprechender Originalliteratur analysieren, präsentieren und im wissenschaftlichen Kontext bewerten.

Literatur

M. Schünke, E. Schulte, U. Schuhmacher, M. Voll, K, Wesker „Prometheus-Lernatlas der Anatomie: Kopf und Neuroanatomie“ Georg Thieme Verlag M. Trepel „Neuroanatomie: Struktur und Funktion“, Urban & Fischer G.J. Siegel, B.W. Agranoff, R.W. Albers, P.B. Molinoff „Basic Neurochemistry“ Raven Press Fachspezifische Übersichtsartikel und Originalpublikationen



Wahl -


Wahl -



Redoxproteine in der Regulation von Proliferation und Migration bcmb289-02a


Dr. rer. nat. Inken Lorenzen

Veranstalter


Fakultät


Prüfungsamt


Leistungspunkte 5

Bewertung Benotet

Dauer ein Semester






Lehrsprache Deutsch


Bachelor of Science


Grundlagenkenntnisse in der Molekularbiologie, Proteinbiochemie und Zellbiologie.



Seminar Redoxproteine in der Regulation von Proliferation und Migration

Pflicht 1

Praktikum Redoxproteine in der Regulation von Proliferation und Migration Veranstaltung

Pflicht 4


Zahl der Plätze: Praktikum 4 (auch in Zweier-Gruppen), Seminar 4


Prüfung(en)


Protokoll/Seminarleistung: Redoxproteine in der Regulation von Proliferation und Migration

Sonstiges Benotet Pflicht 100



Lehrinhalte

Es erfolgt zunächst die Herstellung von hoch reinen, rekombinanten Redox-sensitiven Proteinen, welche im Laufe des Moduls biophysikalisch und proteinchemisch analysiert werden. Dabei liegt ein Fokus auf der Identifikation von Interaktionspartner, deren Affinitäten und Redox-Verhalten. Enzymatisch katalysierten Redox-Reaktionen werden mittels RP-HPLC Analysiert und ausgewertet. Im Verlaufe des Moduls wird ein zunehmend selbständiges wissenschaftliches Arbeiten erlernt.

Lernziele

Der Einfluss von Redoxprozessen in der physiologischen und pathophysiologischen Regulation von biologi-schen Prozessen und dessen Signaltransduktion wird zunehmend deutlicher. Diese Vorgänge werden von intra- und extrazellulären Redox-sensitiven Proteinen der Thioredoxin Familie vermittelt, reguliert und kon- trolliert. Um die Funktion von extrazellulären Redox-sensitiven Proteinen und dessen Zusammenspiel zu verstehen werden sie in diesem Modul molekularbiologisch und proteinbiochemisch analysiert. Dabei werden die Fähigkeiten zur selbständigen Planung und Durchführung der Experimente sowie dessen Proto- kollierung, und Evaluierung erlernt und gefestigt. Dies erfolgt im Kontext von wissenschaftlicher Diskussion innerhalb der Arbeitsgruppe und Seminaren.

Literatur

Original Publikationen und Übersichtsartikel

Weitere Angaben

Vermittelte Kompetenzen: Die Teilnehmer schulen und vertiefen ihr molekularbiologisches und proteinbiochemisches Methodenspek- trum. Die Studierenden erhalten eine Übersicht, wie Redox-Prozesse auf molekularer Ebene untersucht werden können und wo die experimentellen Herausforderungen liegen. Dies umfasst eine kritische Evalua- tion der Ergebnisse und reflektierende Planung folgender Experimenten.



Wahl -


Wahl -



Zell- und Molekularbiologische Analyse von extrazellulären Disulfid-Switch bcmb290-01a


Dr. rer. nat. Inken Lorenzen

Veranstalter


Fakultät


Prüfungsamt


Leistungspunkte 10

Bewertung Benotet

Dauer ein Semester






Lehrsprache Deutsch


Bachelor of Science


Grundlagenkenntnisse in der Molekularbiologie, Proteinbiochemie und Zellbiologie.



Seminar Zell- und Molekularbiologische Analyse von extrazel- lulären Disulfid-Switch Veranstaltung

Pflicht 2

Vorlesung Zell- und Molekularbiologische Analyse von extrazel- lulären Disulfid-Switch Veranstaltung

Pflicht 8




Prüfung(en)


Seminarleistung: Zell- und Molekularbiologische Analyse von extrazellulären Disulfid-Switch


Praktikumsprotokoll: Zell- und Molekularbiologi- sche Analyse von extrazellulären Disulfid-Switch




Lehrinhalte

Es werden die vielfältigen zell- und molekularbiologische Methoden erlernt. Hierzu zählen Durchflusszyto- metrie, Oberflächen-Biotinylierung, Co-Immunopräzipitationen und Western Blots, oder enzymatische Akti- vitätsassays sowie die Charakterisierung von Zelllinien. Dabei werden gegebene Fragestellungen hinsichtlich des zeitlichen Verlaufes und des Effektes verschiedener Einflüsse analysiert. Dadurch ist es möglich eine zunächst begrenzte Fragestellung im Kontext der studierenden und betreuenden Person, im Verlaufe des Moduls zunehmend auszubauen. Hierbei wird besonders die retrospektive Betrachtung der erhaltenden Daten und ihre Kombination mit aktueller Literaturrecherche gefördert. Zudem selbständigen Planen, auswerten und evaluieren der Ergebnisse ist wird die kritische Diskussion innerhalb einer wissenschaftlichen Gruppe erworben.

Lernziele

Disulfid Switch sind posttranslationale Modifikationen, welche die Aktivitäten von Proteinen schnell ändern. Hierbei werden geschlossenen Disulfidbrücken durch die Aktivität von Proteindisulfidisomerasen geöff- net. Es erfolgt eine strukturelle Umordnung im Zielprotein, dies führt zur Änderung seiner Eigenschaften. In diesem Modul werden die Grundlagen und Regulationsmechanismen dieses wenig beschriebenen Schal- ters analysiert. Hierzu dienen molekular- und zellbiologischen Ansätzen, dessen Planung und Durchfüh- rung anfänglich eng abgestimmt werden, jedoch zunehmend selbständiger erfolgen. So das letztendlich ein eigenständiges Arbeiten erreicht wird. Die wissenschaftliche Diskussion und Präsentation der Arbeit wird in den ersten Schritten im Rahmen des Seminars erworben.

Literatur

Original Publikationen und Übersichtsartikel

Weitere Angaben

Vermittelte Kompetenzen: Die Studierenden erlernen und vertiefen die Anwendung von zell- und molekularbiologischen Methoden. Sie lernen die Vor- und Nachteile verschiedener Methoden kennen und lernen es abzuschätzen für welche Fra- gestellung, welche Methode die besten Ergebnisse bringen. Kompetenzen in der Darstellung und Diskussion von Daten innerhalb einer wissenschaftlichen Arbeits- gruppe werden geschult.



Wahl -


Wahl -



Antimikrobielle Proteine: Expressionsanalyse und rekombinante Herstellung bcmb291-01a


Prof. Dr. Jürgen Harder

Veranstalter


Fakultät


Prüfungsamt


Leistungspunkte 10

Bewertung Benotet

Dauer ein Semester




Präsenzstudium 160

Selbststudium 140

Lehrsprache Deutsch


Bacheolor of Science


Grundlagenkenntnisse in der Molekularbiologie, Zellbiologie und Proteinbiochemie.



Seminar Antimikrobielle Proteine: Expressionsanalyse und rekombinante Herstellung

Pflicht 2

Praktikum Antimikrobielle Proteine: Expressionsanalyse und rekombinante Herstellung

Pflicht 8


Zahl der Plätze: Seminar 2, Praktikum 2


Prüfung(en)


Praktikum/Laborbuch/Seminarleistung: Antimikro- bielle Proteine: Expressionsanalyse und rekombinante Herstellung




Lehrinhalte

Erlernung von Zellkulturtechniken (steriles Arbeiten, Passagierung und Stimulation von Epithelzellen) und nachfolgende Durchführung von Expressionsanalysen (insbesondere „Real-Time“-PCR und ELISA). Rekombinante Expression, Aufreinigung und antimikrobielle Funktionsanalyse von antimikrobiellen Protei- nen. Die theroretischen Hintergründe der durchgeführten Experimente werden erlernt und diskutiert.

Lernziele

Die Teilnehmer erlernen am Beispiel von Epithelzellen (insbesondere Keratinozyten) wie die Expression von antimikrobiellen Proteinen analysiert wird. Hierzu wird zunächst die selbstständige Kultivierung und Sti- mulation von Epithelzellen erlernt. Dann werden verschiedene Methoden zur Expressionsanalyse erlernt, mit dem Ziel diese selbstständig durchführen zu können. Ein weiteres Lernziel besteht darin, unter Verwendung eines vorgegebenen E. coli-Expressionsstamms, antimikrobielle Proteine in E. coli selbständig exprimieren zu können und anschließend mittels chromatographischer Methoden zu reinigen. Durch das Erlernen von antimikrobiellen Tests soll die Funktionsfähigkeit des gereinigten antimikrobiellen Proteins analysiert werden. Eine wissenschaftliche Diskussion der durchgeführten Experimente im Rahmen des Seminars rundet die praktischen Arbeiten ab.

Literatur

- Originalpublikationen und Übersichtsartikel. - Antimicrobial Peptides- Methods and Protocols (in Methods in Molecular Biology, 618, 2010)

Weitere Angaben

Vermittelte Kompetenzen: Die Teilnehmer erlernen die selbstständige Durchführung von Zellkulturtechniken und erlernen Kenntnisse zur Gen- und Proteinexpressionsanalyse. Die Teilnehmer erlernen theoretisch und praktisch, wie man antimikrobielle Proteine in Bakterien herstellen kann. Selbständiges experimentelles Arbeiten und die kritische wissenschaftliche Diskussion der erlangten experimentellen Daten wird geschult. Strategien zur experimentellen Problemlösung werden vermittelt.



Wahl -



Proteinanalytik, Proteomics und Peptidomics bcmb292-02a


Prof. Dr. Andreas Tholey

Veranstalter


Fakultät


Prüfungsamt


Leistungspunkte 10

Bewertung Benotet

Dauer ein Semester






Lehrsprache Deutsch/ Englisch


Bachelor of Science


Grundlagenkenntnisse der Analytischen Chemie, Proteinchemie und Organischen Chemie.

Empfohlen wird die Teilname am Modul bcmb293 Bio-Analytische Chemie



Seminar Methoden und Anwendungen der Poteinanalytik und Proteomics

Pflicht 2

Praktikum Aktuelle Probleme aus dem Bereich der LC-MS basierten Proteinanalytik

Pflicht 8


Zahl der Plätze: Seminar 3, Praktikum 3


Prüfung(en)


Protokoll zum Praktikum/Seminarleistung: Prote- inanalytik und Proteomics




Lehrinhalte

Es werden Methoden der Probenvorbereitung (Reduktion/Alkylierung, labeling), der Trennung (LC, CE, verwandte Methoden) sowie der Elektrospray- bzw. der MALDI Massenspektrometrie behandelt. Grundlagen der bioinformatischen Auswertung von Proteomdaten wie die datenbankgestützte Proteinidentifizierung sowie manuelle und automatisierte Auswertung von Massenspektren von Peptiden/Proteinen werden erlernt. Projektabhängig können die genannten Methoden auch für die Analytik von Metaboliten/Metabolomen angewandt werden.

Lernziele

Die Teilnehmer lernen aktuelle Trends und Grundlagen der modernen Protein- Peptid- und Proteomanalytik mittels Methoden der Flüssigchromatographie-Massenspektrometrie (LC-MS) bzw. anderer Trenntechnologien (wie der Kapillarelektrophorese oder verwandter Methoden) kennen. Essentielle Schritte der Probengewinnung und Vorbereitung (Derivatisierung, labeling) sowie grundlegende Schritte der Auswertung von Massenspektrometrie-Daten sowie der bioinformatischen Auswertung von Proteomics Daten werden vermittelt. Ein Bezug zur Metaboliten- und Metabolomanalytik wird hergestellt.

Lernziele im Einzelnen sind

- Kenntnis von Methoden der Probenvorbereitung, die Studenten sollen in der lage sein, die Methoden gezielte auf wissenschaftliche Fragestellungen anzupassen.

- Kenntnis der Theorie der Flüssigchromatographie und der Kapillarelektrophorese; die Studenten sollen in der lage sein, die Vor- und Nachteile der Methoden einzuschätzen und die methoden auf Anwendungen anpassen zu können

- Kenntnis der Theorie der MALDI und der Elektrospray Massenspektrometrie

- Kenntnis der Prinzipien der bottom-up und der top-down Proteomics.

Literatur

Lottspeich/Engels: Bioanalytik, Springer Verlag Original Publikationen und Übersichtsartikel

Weitere Angaben

Vermittelte Kompetenzen: Die Teilnehmer schulen und vertiefen ihr proteinbiochemisches Methodenspektrum. Die Studierenden erhalten eine Übersicht über Arbeitsschritte der Probengewinnung, der Probenvorbereitung, der Analytik mittels Methoden der LC-MS sowie der manuellen oder bioinformatischen Auswertung der LC-MS Daten. Dies umfasst auch eine kritische Evaluation der Ergebnisse und reflektierende Planung folgender Experi- mente. Schlüsselqualifikationen: sichere Kenntnisse der Chemie von Proteinen



Wahl -



Bio-Analytische Chemie bcmb293-01a


Prof. Dr. Andreas Tholey

Veranstalter


Fakultät


Prüfungsamt


Leistungspunkte 5

Bewertung Benotet

Dauer ein Semester

Angebotshäufigkeit Findet im Wintersemester statt





Lehrsprache Deutsch/ Englisch


Bachelor of Science


Grundlagenkenntnisse der Analytischen Chemie, Proteinchemie und Organischen Chemie.



Vorlesung Bio-Analytische Chemie Pflicht 2

Seminar Bio-Analytische Chemiek Pflicht 2


Zahl der Plätze: Vorlesung: 25; Seminar: 25

Prüfung(en)


Seminarvortrag: aktuelle Publikationen oder Grundlagen einzelner Methoden





Lehrinhalte

Definition Proteom/Metabolom; Omics und Einzelmolekülanalytik; Methoden der Probenvorbereitung (Reduktion/Alkylierung, labeling), der Trennung (LC, CE, verwandte Methoden) sowie der Elektrospray- bzw. der MALDI Massenspektrometrie; .Methoden der Massenanalyse (time of flight, Ionenfallen, Quadrupole, Orbitrap Massenanalysatoren); Proteinsequenzbestimmung mit chemischen und Massenspektrometrischen Methoden, MS/MS für die Analytik posttranslationaler Modifikationen; Identifikation und Quantifizierung von Proteinen mittels Massenspektrometrie; Grundlagen der bioinformatischen Auswertung von Proteomdaten wie die datenbankgestützte Proteinidentifizierung sowie manuelle und automatisierte Auswertung von Massenspektren von Peptiden/Proteinen.

Lernziele

Die Teilnehmer lernen die Grundlagen der modernen Bio-Analytischen Chemie, inklusive der instrumentellen Analytik, mit Schwerpunkt Peptid- und Proteinanalytik, aber auch Metabolitenanalytik.

Es sollen physikalisch-/chemische Prinzipien von Methoden der Probenvorbereitung, der Proteinsequenzbestimmung, sowie von Trennmethoden (nano-Flüssigchromatographie, Kapillarelektrophorese) sowie der Massenspektrometrie (Elektrospray- und MALDI Massenspektrometrie) erlernt werden. Die Teilnehmer sollen darüber Hinaus Methoden zur Identifizierung, Quantifizierung und molekularen Charakterisierung von Proteinen (z.B. Aufklärung posttranslationaler Modifikationen) und Metaboliten sowie Anwendungen der Technologien kennenlernen und beschreiben können.

Lernziele im Einzelnen sind

- Kenntnis der Theorie der Flüssigchromatographie und der Kapillarelektrophorese; die Studenten sollen in der Lage sein, die Vor- und Nachteile der Methoden einzuschätzen und die Methoden auf Anwendungen anpassen zu können

- Kenntnis der Theorie der MALDI und der Elektrospray Massenspektrometrie

- Kenntnis der Prinzipien der bottom-up und der top-down Proteomics

Literatur

Lottspeich/Engels: Bioanalytik, Springer Verlag Original Publikationen und Übersichtsartikel

Weitere Angaben



Wahl -



Regulation der Glykosylierung im Golgi-Apparat bcmb294-01a


Prof. Dr. Stefan Rose-John , Dr. Matthias Voss

Veranstalter


Fakultät


Prüfungsamt


Leistungspunkte 10

Bewertung benotet

Dauer ein Semester






Lehrsprache Deutsch


Bachelor of Science


Grundlagenkenntnisse in Biochemie und Zellbiologie



Seminar Regulation der Glykosylierung in Golgi-Apparat Pflicht 2

Praktikum Regulation der Glykosylierung in Golgi-Apparat Pflicht 8


Zahl der Plätze: 2

Zur genaueren Absprache melden sich interessierte Studierende bitte bei Dr. Voss.

Prüfung(en)


Praktikumsprotokoll schriftlich benotet Pflicht 50

Mündliche Prüfung mündlich benotet Pflicht 50




Lehrinhalte

In diesem Modul werden Kenntnisse über die Funktion und Organisation des sekretorischen Wegs und insbesondere der Glykosylierungsmaschinerie im Golgi-Apparat vermittelt. Mittels rekombinanter DNA-Technologie sowie modernen genome editing-Techniken werden im praktischen Teil molekulare Werkzeuge generiert und in Zellkulturmodellen angewendet, um dadurch im Folgenden mit zellbiologisch-biochemischen Methoden die proteolytische Prozessierung und anschließende Sekretion und/oder lysosomale Degradation von eigentlich im Golgi-Apparat ansässigen Glykosylierungsenzymen zu untersuchen.

Lernziele

Die Studierenden erhalten einen umfassenden Einblick in die Methodenentwicklung/-optimierung im Forschungsumfeld. Neben grundlegenden molekularbiologisch-zellbiologischen Arbeitstechniken (z.B. steriles Arbeiten unter S1-Bedingungen, verschiedenste PCR-Applikationen, Klonierungen mittels Restriktionsendonukleasen), deren Kenntnisse in diesem Modul vertieft werden, können die Studierenden moderne Klonierungsverfahren sowie CRISPR/Cas9-vermitteltes endogenous tagging anwenden. Darüber hinaus sollen die Studierenden eigenständiges wissenschaftliches Arbeiten erlernen und dieses bei der Planung Ihrer Versuche und der eigenen Datenanalyse anwenden.

Literatur

Lehrbücher der Biochemie und Zellbiologie Reinard, Thomas: Molekularbiologische Methoden 2.0, UTB. 2. Auflage Varki et al. (Hrsg.): Essentials of Glycobiology, Cold Spring Harbor Laboratory Press, 3. Auflage (https://www.ncbi.nlm.nih.gov/books/NBK310274/) Primärliteratur



Wahl -


Wahl -



Wahlpflichtbereich AF (Wahl aus der ganzen CAU) bcmb207

Veranstalter


Fakultät


Prüfungsamt


Leistungspunkte 15

Bewertung Benotet



Pflicht 2.


Pflicht 2.



Wahlpflichtbereich FS-C bcmb222

Veranstalter


Fakultät


Prüfungsamt

Leistungspunkte 15

Bewertung Benotet



Pflicht 1.



Mathematik für Chemiker 2 chem0202


Prof. Dr. Bernd Hartke

Veranstalter

Sektion Chemie

Fakultät


Prüfungsamt

Prüfungsamt Chemie

Leistungspunkte 6

Bewertung Benotet

Dauer ein Semester






Lehrsprache Deutsch


Erfolgreiche Teilnahme am Modul MNF-chem0102 „Mathematik für Chemiker“.



Vorlesung Mathematik für Chemiker 2 Pflicht 3

Übung Übungen zur Vorlesung Mathematik für Chemiker 2 Pflicht 2


Teilnahme an der Übung zur Vorlesung.

Prüfung(en)


Mischprüfung: Mathematik für Chemiker 2 Sonstiges Benotet Pflicht 100


Prüfungsleistungen: • Zwischentests zu den einzelnen Stoffkapiteln während den Übungen, • 0.4*(%Zwischentests) = Bonusprozentpunkte für die Abschlussklausur, • Klausur am Ende der Vorlesungszeit; bestanden bei # 50% (inkl. Bonus).

Die Klausur wird insgesamt drei Mal angeboten: Im ersten und im zweiten Prüfungszeitraum des laufenden Semesters und im zweiten Prüfungszeitraum des Folgesemesters.


Lehrinhalte

• Integralrechnung von Funktionen mehrerer Veränderlicher: Kurvenintegrale (insbes. Wegunabhän- gigkeit), Flächen-, Bereichs- und Volumenintegrale, Skalar- und Vektorfelder, Divergenz und Rota- tion, Integralsätze von Gauß und Stokes,

• Lineare Algebra: lineare Vektorräume, vollständige Orthonormalbasen, Operatoren, Matrixalgebra, Determinanten, Basistransformation, analytische und numerische Lösung von linearen Gleichungs- systemen und Eigenwertproblemen,

• Funktionenreihen: Analogie Vektoren-Funktionen, Fourierreihen, Fouriertransformation, Entwicklung in Basisfunktionen, Variationsrechnung,

• Modellierung von Daten: Interpolation, allgemeine lineare Regression, nichtlineare Regression, • Differentialgleichungen und deren Klassifikation; analytische Lösungsverfahren für gewöhnliche Dif-

ferentialgleichungen: Separation der Variablen, Variation der Konstanten, Potenzreihenansatz, cha- rakteristisches Polynom und Störgliedansatz, integrierender Faktor,

• numerische Lösungsverfahren für Differentialgleichungen: Euler und Runge-Kutta für einzelne DGLs, DGL-Systeme und DGLs höherer Ordnung,

• partielle Differentialgleichungen: finite Differenzen, Entwicklung in Basisfunktionen.

Lernziele

Die Studierenden lernen weitere in der Chemie angewendete elementare mathematische Methoden kennen und vertiefen die Fähigkeit, mathematischen Herleitungen physikalisch-chemischer Zusammenhänge in Vorlesungen und Lehrbüchern zu folgen. Zudem kennen sie die wichtigsten in der Chemie angewendeten numerischen Methoden und können diese verwenden. Die erlernten Methoden werden an Beispielen und Fragestellungen aus der Chemie vertieft und in Übungsaufgaben geübt. Außerdem wird strukturiertes, logi- sches und analytisches Denkvermögen geschult..

Literatur

• H. G. Zachmann, Mathematik für Chemiker, VCH, Weinheim, • G. Brunner, Mathematik für Chemiker, Spektrum Akademischer Verlag, • M. L. Boas, Mathematical Methods in the Physical Sciences, Wiley, New York, • Press/Flannery/Teukolsky/Vetterling, Numerical Recipes, Cambridge, • Vorlesungsskripte des Dozenten.


Bachelor, 1-Fach, Biochemie und Molekularbiologie, (Version 2016)

Wahl -

Bachelor, 1-Fach, Chemie, (Version 2016) Pflicht -


Bachelor, 1-Fach, Wirtschaftschemie, (Version 2014) Wahl -



Wahl -



Einführung in die Computerchemie chem0503


Prof. Dr. Bernd Hartke

Veranstalter

Sektion Chemie

Fakultät


Prüfungsamt

Prüfungsamt Chemie

Leistungspunkte 4

Bewertung Benotet

Dauer ein Semester






Lehrsprache Deutsch


Erfolgreiche Teilnahme an den Modulen MNF-chem0102, MNF-chem0202 und MNF-chem0304.



Vorlesung Einführung in die Computerchemie Pflicht 2

Übung Übungen zur Vorlesung Einführung in die Computer- chemie

Pflicht 1



Prüfung(en)


Mischprüfung: Einführung in die Computerchemie Sonstiges Benotet Pflicht 100



• Zwischentests zu den einzelnen Stoffkapiteln; 0.4*(%Zwischentests) = Bonusprozentpunkte für die Abschlussklausur,

• Klausur am Ende der Vorlesungszeit; bestanden bei # 50% (inkl. Bonus). Die Klausur wird insgesamt drei Mal angeboten: Im ersten und im zweiten Prüfungszeitraum des laufenden Semesters und im zweiten Prüfungszeitraum des Folgesemesters. Klausursprache: Deutsch oder Englisch (nach Wunsch des Studierenden).

Lehrinhalte

• Grundlagen: klassische Mechanik, Quantenmechanik, Born-Oppenheimer-Separation, Potential- energieflächen, Genauigkeitsanforderung, Skalenprobleme,

• Molekülmechanik/-dynamik: Kraftfelder, Trajektorien, Verlet-Algorithmus, großskalige MD-Simulatio- nen, Diskussion der Resultate,

• allgemeine Methoden: Eigenwertproblem, Entwicklung in Basisfunktionen, • SCF-Verfahren: molekularer Hamiltonoperator, Orbitale, Slaterdeterminanten, Hartree-Fock als

effektive 1-Teilchen-Theorie, iterativer SCF-Zyklus, Computeranforderungen, Genauigkeit der Resultate, methodische Fehler, Dichtefunktionaltheorie mit Resultaten,

• Strukturoptimierung, Frequenzrechnung, Übergangszustandssuche, Reaktionswege, Populations- analyse,

• Elektronenkorrelationsmethoden: full-CI und seine praktische Unmöglichkeit, coupled-cluster (Grundprinzip, Resultate), MP2-Störungstheorie (Grundprinzip, Resultate),

• quantenmechanische Kerndynamik: stationäre Eigenzustände in generischen Potentialformen, Zeit- abhängigkeit durch Eigenzustandssuperposition, zeitliches Verhalten von Wellenpaketen, Spektren- simulation, direkte Berechnung von k(T),

• Übungen: exemplarische Molekülmechanik- und –dynamikrechnungen, Einführung in die wichtigsten Quantenchemiepakete, mit Anwendungen und Vergleich der Resultate mit experimentellen Daten.

Lernziele

Die Studierenden erhalten unter weitestgehender Umgehung mathematischer Details einen exemplarischen aber gleichwohl realistischen Eindruck davon, was mit modernen molekülmechanischen und quantenchemi-schen Verfahren berechenbar ist, wie hoch der Rechenaufwand dafür ist, welche prinzipiellen Näherungen man dabei macht und wie genau die Resultate sind. Sie sind in der Lage, Eigenschaften kleinerer Moleküle vorherzusagen, sowie Reaktionen und Energiehyperflächen mit einfachen Standardmethoden selbststän- dig zu berechnen. Sie können die erlernten theoretischen Methoden problemspezifisch anwenden und die Resultate kritisch auswerten.

Literatur

• Koch/Holthausen, A Chemist’s Guide to Density Functional Theory, Wiley, • F. Jensen, Introduction to Computational Chemistry, Wiley, • C. J. Cramer, Computational Chemistry – Theories and Models, Wiley, 2004, • E. G. Lewars, Computational Chemistry, Springer, 2011, • J. H. Jensen, Molecular Modeling Basics, CRC Press, 2010, • Vorlesungsskripte der Dozenten.




Wahl -

Bachelor, 1-Fach, Chemie, (Version 2016) Wahl -




Bachelor, 2-Fächer, Profil Lehramt an Gymnasien, Chemie, (Ver-sion 2007)

Wahl -


Wahl -

Master, 2-Fächer, Profil Lehramt an Gymnasien, Chemie, (Ver- sion 2007)

Wahl -

Master, 2-Fächer, Profil Lehramt an Gymnasien und Gemein- schaftsschulen, Chemie, (Version 2017)

Wahl -



Anorganische Reaktionsmechanismen chem1001


Prof. Dr. Felix Tuczek

Veranstalter

Sektion Chemie

Fakultät


Prüfungsamt

Prüfungsamt Chemie

Leistungspunkte 5

Bewertung Benotet

Dauer ein Semester






Lehrsprache Deutsch



Vorlesung Anorganische Reaktionsmechanismen Pflicht 2

Seminar Seminar zur Vorlesung Anorganische Reaktionsme- chanismen

Pflicht 1

Prüfung(en)




Lehrinhalte


• Assoziative, dissoziative und interchange Ligandenaustauschreaktionen, • Redoxreaktionen (Innensphären und Außensphären Mechanismus, Marcus-Theorie), • Zusammenhang der Konzentrationen, Temperatur und Druck mit dem Reaktionsmechanismus, • Techniken zur Bestimmung von Reaktionsmechanismen, • Grundlagen der Polymorphie, • Dünnfilmreaktionen, • Substitutionsreaktionen in Untergittern, • Chemische Transportreaktionen, • Keramische Methoden.

Lernziele

Die Studierenden erlernen • die wichtigsten Aspekte von anorganischen Reaktionsmechanismen, • unterschiedliche Typen chemischer Reaktionen (Ligandensubstitution und Elektronenübertragung), • Grundlagen der anorganischen Photochemie, • vertiefte Kenntnisse über die Aufklärung von Reaktionsmechanismen in der anorganischen Chemie, • Konzepte zur Steuerung von Morphologien, • Thermodynamische und kinetische Kontrolle über die Produktbildung, • Grundlegende Kenntnisse über geeignete in-situ Methoden, • Mechanismen von Festkörperreaktionen.

Schlüsselqualifikationen: • Überblick über moderne und aktuelle Forschungsfelder der Anorganischen Chemie.

Literatur

• R. Tilley, Understanding Solids, Wiley VCH, • Huheey Keiter Keiter, Anorganische Chemie: Prinzipien von Struktur und Reaktivität, • Vorlesungsskripte der Dozenten.



Wahl -


Pflicht -

Master, 1-Fach, Chemie, (Version 2016) Pflicht -


Master, 1-Fach, Wirtschaftschemie, (Version 2014) Pflicht -



Wahl -


Wahl -



Fortgeschrittene Methoden der Strukturaufklärung in der Organischen Che- mie

chem1002


Dr. Frank Sönnichsen

Veranstalter

Sektion Chemie

Fakultät


Prüfungsamt

Prüfungsamt Chemie

Leistungspunkte 5

Bewertung Benotet

Dauer ein Semester






Lehrsprache Deutsch



Vorlesung Fortgeschrittene Methoden der Strukturaufklärung in der Organischen Chemie

Pflicht 1

Übung Übungen zur Vorlesung Fortgeschrittene Methoden der Strukturaufklärung in der Organischen Chemie

Pflicht 2



Prüfung(en)





Lehrinhalte

• 2D-NMR-Spektroskopie, heteronuclear und homonuclear, NOE, • Spektrenordnung, Kopplung in NMR Spektren, • Produktoperatoren, • ESI-, MALDI-Massenspektroskopie, • Lösung von Übungsaufgaben und Kurzfragen.

Lernziele

Die Studierenden erlernen die Strukturaufklärung organischer Moleküle mit Hilfe spektroskopischer Metho- den. Nach Absolvieren des Moduls können die Studierenden geeignete spektroskopische Methoden zur Strukturaufklärung unbekannter Verbindungen auswählen, die mit diesen Methoden erhaltenden Informa- tionen auswerten und zu einem Strukturvorschlag kommen. Sie erhalten die Fähigkeit zum Erkennen und Lösen komplexer Probleme und die Kompetenz das Erlernte auf praktische Fragestellungen anzuwenden.

Literatur

• Hesse/Meier/Zeeh, Spektroskopische Methoden der Organischen Chemie.



Wahl -


Pflicht -






Wahl -


Wahl -



Spektroskopie-Praktikum für Biochemiker chem1020


Prof. Dr. Gernot Friedrichs

Veranstalter

Sektion Chemie

Fakultät


Prüfungsamt

Prüfungsamt Chemie

Leistungspunkte 5

Bewertung Benotet

Dauer ein Semester






Lehrsprache Deutsch


Grundlegende Kenntnisse der formalen Reaktionskinetik und der quantenchemischen Behandlung des Atom- und Molekülbaus.



Laborpraktikum Spektroskopie-Praktikum für Biochemiker Pflicht 4

Seminar Seminar zum Spektroskopie-Praktikum für Biochemi- ker

Pflicht 1

Prüfung(en)


Praktikumstestate und Vortrag: Spektrosko- pie-Praktikum für Biochemie

Testate Benotet Pflicht 100


• Praktikumstestate (Ausführung der Praktikumsaufgaben, Versuchskolloquien, Protokolle), • Seminarvortrag.

Endnote: 30% Versuchskolloquien, 30% Protokolle, 40% Seminarvortrag.


Lehrinhalte

Praktikum: 6 Versuche zu folgenden Themen: • FTIR-Spektroskopie, • UV/VIS-Spektroskopie, • MALDI-Massenspektrometrie eines Proteins, • ESR-Spektroskopie/Reaktionskinetik, • Blitzlichtphotolyse/Relaxationskinetik, • Dynamische Lichtstreuung an (Bio)Polymeren, • Rastertunnelmikroskopie.

Im Praktikum wird ein Schwerpunkt auf die Grundprinzipien der Methoden gelegt, die die Studierenden zu diesem Zeitpunkt noch nicht kennen gelernt haben. Seminar:

• Zu jedem Versuch findet ein in der Regel dreiteiliges Seminar statt, in dem der Bogen von (1) den theoretischen Grundlagen der verschiedenen Methoden über (2) ihre praktische Realisierung in modernen Geräten bis hin zu (3) Anwendungen in der Biochemie und Molekularbiologie gespannt wird.

Lernziele

Die Studierenden erfahren fortgeschrittene physikalisch-chemische Prinzipien aus eigener Anschauung im Experiment. Sie können anspruchsvolle physikalisch-chemische Messungen zur Spektroskopie und Reakti- onskinetik ausführen, auswerten und diskutieren, sowie Fehlerquellen der Messungen anhand ihrer eigenen Ergebnisse erkennen und kritisch beurteilen. Sie sind in der Lage, ein selbst vorbereitetes fortgeschrittenes wissenschaftliches Thema im Vortrag zu präsentieren und zu diskutieren sowie die Anwendbarkeit physikalisch-chemischer Messmethoden für biochemische Fragestellungen einzuschätzen.

Literatur

• P. W. Atkins, J. de Paula, Physikalische Chemie, Wiley/VCH, Weinheim, • G. Wedler, H.-J. Freund, Lehrbuch der Physikalischen Chemie, Wiley/VCH, Weinheim, • P. W. Atkins, J. de Paula, Physical Chemistry, Freeman, New York, • Vorlesungsskripte, • Versuchsanleitungen.



Wahl -


Pflicht -



Stereochemie und Naturstoffe für Biochemiker chem0010


Prof. Dr. Thisbe Lindhorst

Veranstalter

Sektion Chemie

Fakultät


Prüfungsamt

Prüfungsamt Chemie

Leistungspunkte 5

Bewertung Benotet

Dauer ein Semester






Lehrsprache Deutsch


MNF-chem0303



Seminar Seminar zur Vorlesung Organische Chemie 2: Stereo- chemie und Naturstoffe

Pflicht 1

Vorlesung Organische Chemie 2: Stereochemie und Naturstoffe Pflicht 2

Prüfung(en)


Vortrag: Stereochemie und Naturstoffe für Bioche-miker

Vortrag Benotet Pflicht 100

Klausur: Stereochemie und Naturstoffe für Studie-rende der Biochemie

Klausur Benotet Pflicht 100


Prüfungstermin: nach Vereinbarung 1. Wiederholungstermin: nach Vereinbarung 2. Wiederholungstermin: nach Vereinbarung


Lehrinhalte

• Schwerpunkt Biopolymere (Nukleinsäuren, Proteine, Kohlenhydrate) und beispielhaft Lipide, Alka- loide, Vitamine, Steroide, Terpene, Polyketide Sekundärmetaboliten: - Naturstoffstrukturen und - funktionen,

• Metabolismus: Prinzipien und Begriffe, Biosynthesen, enzymatische Synthese biomimetische Syn- thesekonzepte,

• Naturstoffsynthesen: Schwerpunkt Biopolymere, Festphasensynthese, • Bedeutung molekularer Diversität; Grundlagen molekularer Erkennung, • Exemplarische instruktive Totalsynthesen und Totalsynthesekonzepte, • Verständnis von Überstrukturbildung, Kompartimentierung, Zellgeschehen, • Chiralität: strukturelle Ursachen von Chiralität, Chiralitätselemente, • Biochemische und chemische Konsequenzen von Chiralität, • Grundprinzipien stereoselektiver Synthese, chiral pool-Bausteine.

Lernziele

Die Studierenden sollen zu einem dreidimensionalen Denken über Molekülstrukturen, Synthesekonzepte, Nutzungsmöglichkeiten und funktionale Implikationen kommen auf der Grundlage eines fundierten Über- blicks über die molekulare Vielfalt der Naturstoffchemie. Ein freier denkerischer Umgang mit den drei wichtigsten Biopolymermolekülen soll erreicht werden. Schlüsselqualifikationen:

• Kenntnis grundlegender Naturstoffstrukturen und –funktionen im Zusammenhang mit Asymmetrie in der Natur,

• Grundlegende Planung von Naturstoffsynthesen, freier Umgang mit Synthesekonzepten und Start- materialauswahl,

• Selbstkompetenter Umgang mit Struktur-Wirkungsbeziehungen undbewusster Umgang mit dem Begriffsfeld ‚Molekulare Diversität’.

Literatur

• P. Nuhn, Naturstoffchemie, Hirzel, Stuttgart, • J. McMurry, T. Begley, Organische Chemie der biologischen Stoffwechselwege, Spektrum, Mün-

chen, • Th, K. Lindhorst, Essentials of Carbohydrate Chemistry and Biochemistry, 3rd ed., Wiley/VCH, Wein-

heim, • S. Hauptmann, G. Mann, Stereochemie, Spektrum, Heidelberg, • A. Gossauer, Struktur und Reaktivität der Biomoleküle, Wiley/VCH, Weinheim, • Ausgegebene Originalliteratur, • Material der Dozentin.



Pflicht -


Pflicht -


Wahl -



Masterarbeit bcmb210



Veranstalter


Fakultät


Prüfungsamt


Leistungspunkte 30

Bewertung Benotet

Dauer 6 Monate




Lehrsprache Deutsch

Prüfung(en)


Masterarbeit Schriftlich Benotet Pflicht -


Die Prüfungsleistung setzt sich aus der schriftlichen Masterarbeit (80%) und dem Vortrag (20 %) zur Masterarbeit zusammen (zusammengesetzte Prüfung). Modulnote geht mit LP-Zahl gewichtet in die Endnote ein.

Kurzzusammenfassung

Selbstständige Laborarbeit (Projekt) unter Anleitung eines Fachwissenschaftlers.

Lehrinhalte

Abhängig von der gewählten Fachrichtung findet eine Bearbeitung eines wissenschaftlichen Teilproblems statt.

Lernziele

Die Studierenden sind in der Lage, selbstständig ein wissenschaftliches Problem zu bearbeiten, schriftlich abzufassen und im wissenschaftlichen Kontext einzuordnen.

Literatur



Pflicht -


Zur Masterarbeit kann zugelassen werden, wer durch Modulprüfungen in Pflicht- und Wahlpflichtbereichen mindestens 60 Leistungspunkte erworben hat.

Biochemie und Molekularbiologie, Master, 1-Fach, Version 2016

Wahlmodule aus der medizinischen FakultätAnhang

Stand: 06. Februar 2019 Christian-Albrechts-Universität zu Kiel Anhang Seite 102 von Seite 109

Anhang


Molekulare Infektionsbiologie: Molekulare Virologie " med-mib001-01a


Prof. Dr. Helmut Fickenscher

Veranstalter


Fakultät

Medizinische Fakultät

Prüfungsamt


Leistungspunkte 10

Bewertung Benotet

Dauer ein Semester






Lehrsprache Deutsch, Englisch


Bachelor of Science oder Äquivalentleistung in Biochemie, Biologie und Chemie..


Vertiefte Kenntnisse in Biochemie, Molekularbiologie und Zellbiologie



Vorlesung Virologie " Pflicht 2

Seminar Virologie " Pflicht 2

Praktikum Virologie Pflicht 11



Lehrende: Prof. Dr. H. Fickenscher, Prof. Dr. P. Rautenberg, PD Dr. T. Harder, PD Dr. M. Winkler Alte Modulbezeichnung war bcmb268.




Prüfung(en)


Mündliche Prüfung: Molekulare Infektionsbiologie: Virologie

Mündliche Prüfung

Benotet Pflicht 50

Seminarleistung: Molekulare Infektionsbiologie: Virologie

Seminarvortrag Benotet Pflicht 25

Protokoll: Molekulare Infektionsbiologie: Virologie Protokoll Benotet Pflicht 25



Lehrinhalte

Virusaufbau und Virusgenome, Viruseintritt, RNA-Virus-Replikation, Reverse Transkription und Rekombi¬nation, DNA-Virus-Replikation, Genexpression, RNA-Prozessierung, Transla¬tionsstrategien, Reifung und Freisetzung von Viren, Latenz und Re¬aktivierung, Transforma¬tion und Onko¬genese, Pathogene¬se, Antivirale Therapie, Impfungen; Grundlagen diagnosti¬scher Ver¬fahren, Methoden der molekularen Virologie am Beispiel therapieresistenter Cytomegalo¬viren und der Rekonstitution replikationsfähiger Viren aus bacterial artificial chromosomes.

Lernziele

Die Studierenden kennen die Mechanismen der Molekularen Virologie und die Grundzüge der virologischen Systematik. Die Studierenden beherrschen grundlegende Methoden der Molekularen Biologie, der bakteriellen Genetik und der Virologie, sowie des Arbeitens mit infektiösen Materialien.

Literatur

Vorlesungsskript, Original-Publikationen, Praktikumsskript

Flint et al. “Principles of Virology”, (2009), 3. Auflage ASM press Modrow et al.“Molekulare Virologie“, (2010), 3. Auflage, Spektrum Akademischer Verlag





Onkologie I med-oncol01-01a


Prof. Dr. rer. nat. Susanne Sebens

Veranstalter

Institut für Experimentelle Tumorforschung

Fakultät


Prüfungsamt


Leistungspunkte 15

Bewertung Benotet

Dauer zwei Semester

Angebotshäufigkeit Findet jährlich im Winter- und im Sommersemester statt





Lehrsprache Deutsch (Praktikum), Englisch (Vorlesung und Seminare


Bachelor of Science


Vertiefte Kenntnisse in Biochemie, Genetik und Zellbiologie



Vorlesung Vertiefungsbereich Onkologie I (WS) Pflicht 2

Seminar Molekularen Onkologie (SS) Pflicht 2

Seminar Experimentelle Tumorforschung (WS und SS) Pflicht 1

Laborpraktikum Experimentelle Tumorforschung (WS oder SS) Pflicht 9


Lehrende: Prof. Dr. Susanne Sebens, Prof. Dr. Anna Trauzold, PD Dr. Eva Murga, Prof. Dr. Heiner Schäfer, Dr. Christian Röder, Dr. Sanjay Tiwari, Prof. Dr. Matthias Peipp, Prof. Dr. Thomas Valerius


nur alternativ zu med-oncol02 wählbar

weitere Informationen unter: http://www.iet.uni-kiel.de/de/lehre




Prüfung(en)


Seminarvortrag: Molekulare Onkologie Seminarvortrag Benotet Pflicht 50

Protokoll: Experimentelle Tumorforschung Protokoll Benotet Pflicht 50



Lehrinhalte

Apoptoseresistenzmechanismen, Tumorevasion, Entzündung & Krebs, Maligne Progression & Metastasierung, Angiogenese, Metabolismus von Tumorzellen, Tumorevolution, Krebsstammzellen, Tumordiagnostik, Molekulare Bildgebung, Onkologische Therapieverfahren, methodische Aspekte zellbiologischer und molekular-onkologischer Forschung

Lernziele

Vertiefte Kenntnis, Verständnis und praktische Fähigkeiten in der Molekularen Onkologie und Zellbiologie unter besonderer Berücksichtigung naturwissenschaftlicher Aspekte der klinisch-onkologischen Forschung, Themenschwerpunkte sind: Ursachen der Krebsentstehung, Tumorsuppressor-/Onkogene, Dysregulation von Zellteilung, Epigenetik/Mikro-RNA, Formen des Zelltodes.

Literatur

Lehrbücher, Originalpublikationen, Vorlesungsskript, Versuchsanleitungen

Weitere Angaben

Vermittelte Kompetenzen: Verständnis und Darstellung von onkologischer Primärliteratur, Planung und Durchführung von Experimenten in der Tumorforschung (Modelle, Hypothesen, Kontrollen, statistische Auswertung, Darstellung) inkl. Beschreibung und kritische Diskussion von wissenschaftlichen Texten





Onkologie II med-oncol02-01a


Prof. Dr. rer. nat. Susanne Sebens

Veranstalter

Institut für Experimentelle Tumorforschung

Fakultät


Prüfungsamt


Leistungspunkte 5

Bewertung Benotet

Dauer ein Semester






Lehrsprache Englisch




Vertiefte Kenntnisse in Biochemie, Genetik und Zellbiologie



Seminar Molekulare Onkologie (SS) Pflicht 2

Praktikum Experimentelle Tumorforschung (WS oder SS) Pflicht 4


Zahl der Plätze: Seminar 12; Praktikum 12

Lehrende: Prof. Dr. Susanne Sebens, Prof. Dr. Anna Trauzold, PD Dr. Eva Murga, Prof. Dr. Heiner Schäfer, Dr. Christian Röder, Dr. Sanjay Tiwari, Prof. Dr. Matthias Peipp, Prof. Dr. Thomas Valerius

nur alternativ zu med-oncol01 wählbar

weitere Informationen unter: http://www.iet.uni-kiel.de/de/lehre




Prüfung(en)


Seminarvortrag: Molekulare Onkologie Seminarvortrag Benotet Pflicht 100

Protokoll: Experimentelle Tumorforschung Protokoll unbenotet Pflicht ‐

Weitere Bemerkungen zu der/den Prüfung(en)Modulnote geht mit LP-Zahl gewichtet in die Endnote ein.

Lehrinhalte

Resistenzmechanismen, Tumorevasion, Entzündung & Krebs, Maligne Progression & Metastasierung, Angiogenese, Tumorevolution, Krebsstammzellen, Metabolismus von Tumorzellen, Tumordiagnostik, Molekulare Bildgebung, Onkologische Therapieverfahren, methodische Aspekte zellbiologischer und molekular-onkologischer Forschung.

Lernziele

Grundlegende Kenntnis, Verständnis und praktische Fähigkeiten in der Molekularen Onkologie und Zellbiologie unter besonderer Berücksichtigung naturwissenschaftlicher Aspekte der klinisch-onkologischen Forschung, Themenschwerpunkte sind: Ursachen der Krebsentstehung, Tumorsuppressor- /Onkogene, Dysregulation von Zellteilung, Epigenetik/Mikro-RNA, Formen des Zelltodes, Apoptose..

Literatur

• Lehrbücher, Originalpublikationen, Vorlesungsskript, Versuchsanleitungen.

Weitere Angaben

Vermittelte Kompetenzen: Grundlagen zum Verständnis und Darstellung von onkologischer Primärliteratur, Planung und Durchführung von Experimenten in der Tumorforschung (Modelle, Hypothesen, Kontrollen, statistische Auswertung, Darstellung) inkl. Beschreibung und kritische Diskussion von wissenschaftlichen Texten

•





Toxikologie für Naturwissenschaftler med-tox001


Prof. Dr. Edmund Maser

Veranstalter

Institut für Toxikologie und Pharmakologie für Naturwissenschaftler

Fakultät


Prüfungsamt


Leistungspunkte 15

Bewertung Benotet

Dauer zwei Semester

Angebotshäufigkeit Findet im Winter- und im Sommersemester statt





Lehrsprache Deutsch


Bachelor of Science



Vorlesung Grundlagen der Toxikologie für Naturwissenschaftler Pflicht 1

Vorlesung Einführung in die Umwelttoxikologie Pflicht 2

Vorlesung Spezielle Toxikologie für Naturwissenschaftler Pflicht 2

Seminar Ausgewählte Kapitel der Toxikologie Pflicht 2

Seminar Toxikologische Chemikalienbewertung und Risiko‐ abschätzung

Pflicht 1

Praktikum Grundlagen der Toxikologie für Naturwissenschaftler Pflicht 7






Prüfung(en)


Klausur: Grundlagen der Toxikologie Klausur unbenotet Pflicht ‐

Mündliche Prüfung: Spezielle Toxikologie Mündliche Prüfung

Benotet Pflicht 100

Praktikumsprotokoll: Toxikologisches Praktikum für Naturwissenschaftler

Protokoll Unbenotet Pflicht ‐

Seminarvortrag: Ausgewählte Kapitel der Toxikologie

Seminarvortrag Unbenotet Pflicht ‐



Lehrinhalte

• Vorlesung Grundlagen der Toxikologie: Toxikokinetik, Mechanismen toxischer Wirkungen, toxikologische Prüfverfahren und Chemikalienbewertung, Kanzerogenese Vorlesung Spezielle Toxikologie: Natürliche Gifte, regulatorische Toxikologie, Toxikologie relevanter Umweltschadstoffe, Schadstoffanalytik, Innenraumluft, Lebensmitteltoxikologie

• Vorlesung Umweltttoxikologie: Schadstoffkreislaufe, Akkumulationen, toxische Effekte auf Ökosysteme, aktuelle Themen der Umwelttoxikologie, Bewertungen;

• Seminar Chemikalienbewertung: Methoden und Konzepte der toxikologischen Chemikalienbewertung, Sicherheitsbeurteilung und Risikoabschätzung

• Praktikum mit Seminar: Spurenanalytik, Vermittlung molekular-biologischer Methoden, Einführung in die Zellkultur und Zell-toxikologie, Fremdstoffmetabolismus.

Lernziele

Die Studierenden können die toxische Wirkung und die toxikologische Relevanz verschiedener Schadstoffgruppen für Mensch und Umwelt abschätzen; sie sind fähig, toxikologische Risikoabschätzungen zu beurteilen; sie können verschiedenste Methoden für toxikologische Untersuchungen anwenden.

Literatur

Praktikumsskript, Vorlesungsunterlagen; Lehrbücher: • H. Greim, E. Deml (Hrsg.), Toxikologie: Eine Einführung für Naturwissenschaftler und Mediziner, VCH

VerlagsgesellschaftmbH, Weinheim; • H. Marquardt, S. Schäfer (Hrsg.), Lehrbuch derToxikologie, Wissenschaftliche Verlagsgesellschaft

mbH,Stuttgart; • F.-X. Reichel (Hrsg.), Taschenatlas der Toxikologie:Substanzen, Wirkungen, Umwelt, Georg Thieme

Verlag, Stuttgart; • K. Fent, Ökotoxikologie – Umweltchemie, Toxikologie, Ökologie, Thieme Verlag, Stuttgart..

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Modulhandbuch für Biochemie und Molekularbiologie Master ...€¦ · Redoxproteine in der Regulation von Proliferation und Migration [bcmb289-02a] 74 Zell- und Molekularbiologische