PsaL PsaM PsaI PsaK - webdoc.sub.gwdg.dewebdoc.sub.gwdg.de/ebook/diss/2003/fu-berlin/2001/229/kap7.pdf63 7 Die p eripheren mem branständigen Un tereinheiten 7.1 Ein Üb erblic k PsaL

63

7 Die peripheren membranständigen Untereinheiten

7.1 Ein Überblick

PsaL

PsaIPsaM

PsaK

PsaX

PsaF

PsaJ

Abbildung 7.1: Die peripheren membranständigen Untereinheiten. Die transmembranen Helices von

PsaA und PsaB sind als Zylinder dargestellt, die peripheren Untereinheiten als Spiralen. Chlorophylle,

die von PsaA und PsaB koordiniert werden, sind hellgrau dargestellt, während die übrigen Chlorophylle

in der Farbe der sie ligandierenden Untereinheit eingefärbt sind.

Die membranintegralen Untereinheiten PsaF, PsaI, PsaJ, PsaK, PsaL, PsaM und PsaX

be�nden sich auÿen an den beiden Untereinheiten PsaA und PsaB an der Peripherie des

Komplexes (siehe Abbildung 7.1). Diese Untereinheiten lassen sich grob in zwei Gruppen

einteilen: PsaI, PsaL und PsaM be�nden sich auf der der Trimerachse zugewandten Seite

(proximal) des PsaA/PsaB Heterodimers, während sich PsaF, PsaJ und PsaX an der der

Trimerachse abgewandten Seite (distal) be�nden. Eine besondere Stellung nimmt PsaK

ein, da sich diese Untereinheit an der seitlichen Kontakt�äche zwischen zwei Monome-

ren be�ndet. Die peripheren Untereinheiten koordinieren selbst nur wenige Chlorophylle,

scheinen jedoch z.T. den Chlorophyllgürtel und die Karotine zur Lipidmembran hin ab-

zugrenzen. Interessant ist, daÿ neben den elf als gesichert angenommen Untereinheiten

von PS I auch die bisher umstrittene Untereinheit PsaX in der Elektronendichteverteilung

64 7 DIE PERIPHEREN MEMBRANSTÄNDIGEN UNTEREINHEITEN

gefunden wurde.

7.2 PsaF

Die Untereinheit PsaF be�ndet sich an der distalen Seite des Komplexes in der Nach-

barschaft zu PsaJ, PsaA, PsaB und PsaE. PsaF bildet das Gegenstück zu PsaL auf der

distalen Seite. Mit den beiden Helices F-h und F-i erreicht der Proteinkomplex die gröÿte

radiale Ausdehnung (gröÿter Abstand zur dreizähligen Achse).

In Synechococcus el. entspricht das Gen von PsaF eine Länge von 161 Aminosäuren, wobei

die ersten 23 Aminosäuren als Signalsequenz dienen und beim Einbau der Untereinheit

in die Thylakoidmembran entfernt werden (Mühlenho� et al., 1993). Folgerichtig ist die

erste N-terminal modellierbare Aminosäure Aspartat F24.

80

82

87

25 3133

35 42

59

6566

53

27

3029

112

158

156

126

138

148

139

119

122

a b c

de

f

g

hi

j

β1a

β2a

N

N

CC

S-S

(24)a) b)

PsaJ

Abbildung 7.2: a) Untereinheit PsaF mit Umgebung. Rechts neben PsaF be�ndet sich die Untereinheit

PsaJ. Gut zu erkennen ist die Nähe von PsaF und PsaJ auf der lumenalen Seite. b) Die Topographie der

Untereinheit PsaF. Die Disul�dbrücke zwischen CysF31 und CysF66 ist als gestrichelte Linie eingezeich-

net.

PsaF stellt von der Topographie her die ungewöhnlichste Untereinheit dar (siehe Ab-

bildung 7.2). Der N-Terminus be�ndet sich auf der lumenalen Seite der Membran. Die

beiden �-Helices F-c und F-d sind an der lumenalen Seite des Komplexes angeordnet

7.2 PsaF 65

und verlaufen parallel zur Membranebene, ungefähr im rechten Winkel zu den �-Helices

A/B-ij(2). Diese beiden Helices bilden den am weitesten im Lumen des Komplexes gele-

genen Bereich. PsaF besitzt nur eine transmembrane �-Helix (F-f). Daran schlieÿt sich

ein ungewöhnliches strukturelles Element an. Die beiden �-Helices F-h und F-i tauchen

in entgegengesetzter Richtung mit einem Winkel von ca. 45° in das stromale Drittel der

Membran ein, so daÿ sie gemeinsam die Form eines �V� ergeben. Die �-Helix F-h ist

zwischen den Aminosäuren F135 und F138 in Form einer 310-Helix verzerrt. Der sich an-

schlieÿende C-Terminus be�ndet sich zwischen den Untereinheiten PsaA, PsaB und PsaE.

Die Elektronendichteverteilung von PsaF ist in den transmembranen und helicalen Be-

reichen gut und an der lumenalen Seite des Komplexes schlechter de�niert. Dies führt da-

zu, daÿ in der lumenalen Region zwischen den Helices F-a und F-e die langen Seitenketten

der geladenen Aminosäuren z. T. nicht zu modellieren sind oder hohe Temperaturfaktoren

erhalten. Die Schlaufe c-d am schlechtesten de�niert (B=69Å2).

Tabelle 7.1: Mögliche ionische Wechselwirkungen und Wassersto�brückenbindungen von PsaF. Links

oben sind die ionischen Wechselwirkungen auf der lumenalen Seite eingetragen, rechts oben die Wechsel-

wirkungen der Helices F-h und F-i (die ersten beiden Wechselwirkungen sind vermutlich ionischer Natur).

Der untere Teil zeigt Wechselwirkungen im stromalen Bereich C-terminal der Helix F-i.

ionische WW lumenal Abstand (Å) WW F-h/F-i Abstand (Å)

F57 Arg N�2 B453 Glu O�1 2,8 F105 Arg N�2 F146 Glu O�2 3,2

F57 Arg N�1 J35 Asp OÆ2 2,8 F120 Lys N� F125 Asp OÆ2 3,4

F73 His N B459 Glu O�2 2,4 F95 Tyr O� F137 Phe O 3,0

F73 His N F69 Asp OÆ2 2,7 F99 Trp N�1 F133 Met O 3,4

(F125 Asp N F107 Tyr O� 3,0)

F136 Gly O F139 Trp N 2,7

F139 Trp N�1 F95 Tyr O 2,7

WW stromal Abstand (Å) Abstand (Å)

F151 Glu O A712 Lys N� 3,1 F160 Thr O 1 B551 Lys N� 3,2

F154 Ala N A710 Lys O 3,0 F162 Ser O B418 Lys N� 2,5

F156 Asp OÆ2 A710 Lys N� 2,7 F164 Arg N�2 B416 Gln O 3,0

F157 Asn O E8 Lys N� 3,0 F164 Arg N�2 B419 Glu O�1 2,6

F159 Ile O E18 Asn NÆ1 3,2 F164 Arg O B548 Arg N�1 2,9

F160 Thr O 1 E17 Tyr O 2,9

Die beiden Cysteinyl-Reste F31 und F66 bilden die einzige im PS I-Komplex vorhande-


ne Disul�dbrücke aus. Sie trägt dazu bei, die lumenale Schlaufe zu stabilisieren. In dieser

Schlaufe gibt es vier mögliche ionische Wechselwirkungen (s. Tab. 7.1). Arginin F57 be-

�ndet sich in der Nähe von Glutamat B453 und Aspartat J35. Dies kann den äuÿeren

Teil der lumenalen Schlaufe stabilisieren (rechts unten in Abb. 7.2). Histidin F73 liegt be-

nachbart zu Glutamat B459 und Aspartat F69. Wahrscheinlich ist das Histidin protoniert

und kann so in ionische Wechselwirkung zu den beiden negativ geladenen Resten treten,

wodurch auch der innere Teil der Schlaufe stabilisiert würde.

Die Aminosäuren der beiden �-Helices F-h und F-i gehen hauptsächlich Wechselwirkun-

gen mit der dahinter liegenden transmembranen Helix F-f ein (Tabelle 7.1). Dabei scheint

den H-Brücken zwischen TyrF95, TrpF99 und TrpF139 eine groÿe Bedeutung zuzukom-

men, da diese sich sämtlich an der Spitze des �V� be�nden. Neben diesen Wechselwirkun-

gen bestehen noch zwei ionische Interaktionen am C-terminalen und am N-terminalen

Ende von F-i.

Die Wassersto�brückenbindung zwischen F136 und F139 sorgt für eine Stabilisierung der

relativen Orientierung der beiden Helices F-h und F-i. Mittels Quervernetzungsuntersu-

chungen konnte auf die räumliche Nähe von PsaF zu PsaE geschlossen werden (Armbrust

et al., 1996). Tatsächlich �nden sich im stromalen Bereich von PsaF, im Anschluÿ an Helix

F-i einige Wechselwirkungen mit PsaA, PsaB und PsaE (s. Tabelle 7.1). Die C-terminale

Aminosäure von PsaF, Arginin F164, bildet eine ionische Wechselwirkung mit Glutamat

B419 aus, wodurch der C-Terminus auf der stromalen Seite �xiert wird.

Über die Funktion von PsaF herrschte lange Zeit Uneinigkeit. So konnte in Cyanobakte-

rien Cytochrom c6 mit PsaF quervernetzt werden (Wynn et al., 1989b). Dies ist analog zu

Versuchen an Mais, bei denen PsaF mit Plastocyanin quervernetzt wurde (Wynn et al.,

1989a). In Spinat konnte beobachtet werden, daÿ mit dem Herauslösen von PsaF aus

PS I gleichzeitig die P700+� Reduktion durch Plastocyanin abnahm (Bengis & Nelson,

1977). Versuche an Synechocystis PCC6803 zeigten hingegen, daÿ die Entfernung von

PsaF aus dem PS I Komplex keinen Ein�uÿ auf das Wachstum und auf die Rereduktion

des primären Donors hatte (Chitnis et al., 1991). Dieser Widerspruch wurde 1997 aufge-

löst, als Hippler et al. (Hippler et al., 1997) zeigen konnten, daÿ der Unterschied auf der

N-terminalen Verlängerung der Aminosäuresequenz in höheren P�anzen und Algen be-

ruht. Dies konnte durch Austausch der N-terminalen Sequenz von PsaF aus Synechococcus

el. bestätigt werden. Nach der Insertion des N-Terminus von PsaF aus Chlamydomonas

reinhardtii in die Sequenz von Synechococcus el. zeigten die cyanobakteriellen Hybridmu-

tanten ein ähnliches Bindungsverhalten für Plastocyanin und Cytochrom c6 aus Algen,

7.2 PsaF 67

wie die Chlamydomonas reinhardtii Organismen. Betrachtet man die Überlagerung der

Aminosäuresequenzen verschiedener Organismen (Abbildung 7.3 auf Seite 69), so �ndet

man neben der erwähnten Verlängerung des N-Terminus auch eine zwanzig Aminosäuren

lange Insertion in höheren P�anzen und Algen. Diese Insertion läÿt sich am besten in

der Nähe der ersten gröÿeren lumenalen Helix F-c positionieren, da sich bei dieser An-

ordnung möglichst viele konservierte Aminosäuren vor und nach der Insertion be�nden.

Am N-terminalen Beginn von Helix F-c be�ndet sich Prolin F35. Dies sorgt für einen

scharfen Knick im Hauptkettenverlauf und dreht die Helix senkrecht zu den �-Helices

A/B-ij(2). Die Helix F-c liegt an der Innenseite des Komplexes und ist der vermutli-

chen Cytochrom c6-Bindungstasche zugewandt. Der Bereich N-terminal vor Helix F-c

und um den �-Strang �2a ist unter allen Organismen gut konserviert. Insbesondere sind

die beiden an der Disul�dbrücke beteiligten Cysteine in allen Organismen vorhanden. Die-

se Vielzahl von Übereinstimmungen an strukturell wichtigen Positionen deutet auf eine

ähnliche Faltung dieses Bereiches in allen Organismen hin. Damit könnte die Hauptkette

für die, in höheren P�anzen gefundene, Insertion hinter Helix F-c nur in Richtung der

Bindungstasche verlaufen und insbesondere die in diesem Sequenzabschnitt zahlreichen

positiv geladenen Aminosäuren näher an die Bindungstasche heranführen, wodurch die

stärkere Bindung von p�anzlichem Plastocyanin an den Komplex erklärt würde.

Da sich die stärksten Wechselwirkungen von PsaF und PsaJ zwischen dem C-Terminus

von PsaJ und Helix F-d be�nden, könnte eine Entfernung von PsaJ den N-Terminus von

PsaF derangieren und für eine schlechtere Plastocyanin-Oxidation verantwortlich sein.

Dies wird auch durch Mutationsstudien an Chlamydomonas reinhardtii unterstützt (Fi-

scher et al., 1999).

In PsaF �ndet sich keine Aminosäure, die ein Chlorophyll axial ligandiert. Dies steht im

Widerspruch zu Arbeiten, die eine Bindung von Antennenchlorophyllen an diese Unter-

einheit vorhersagen (Preiss et al., 1993). Allerdings schirmt PsaF einen Teil der Antennen-

pigmente von der Lipidphase ab und tritt mit einigen Chlorophyllen in Wechselwirkung.

So bildet Tryptophan F99 eine Wassersto�brücke mit der 131-Ketogruppe von aC-J1 aus.

Phenylalanin F93 be�ndet sich nur 3,0Å von aC-B29 entfernt. Die Ringsysteme beider

Partner sind in etwa parallel ausgerichtet und könnten in �-� Wechselwirkung treten.

Ferner liegen in der Nähe von PsaF einige Phytylseitenketten von Antennenchlorophyl-

len, und die Hälfte der Karotinoide von Cluster (6) wird von PsaF durch hydrophobe

Wechselwirkungen gebunden. Daher hat PsaF einen groÿen Ein�uÿ auf die Stabilität des

Antennensystems an der distalen Seite des Komplexes, obwohl es selbst keine axialen


Liganden stellt.

7.2 PsaF 69

HORVU SPIOL CHLRE

SYNY3 SYNEN

.M A A L A A S I A T S T A F A A K P R L S R P P A R L S V S C S A S S G D N N N S T A T P S L S A S I K TM S F T I P T N L Y K P L A T K P K H L S S S S F A P R S K I V C Q Q E N D Q Q Q P K K L E L A K V G A N- - - - - - - - - - - - - - - M A L T M R N P A V K A S S R V A P S S R R A L R V A C Q A Q K N E T A S K

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HORVU SPIOL CHLRE

SYNY3 SYNEN

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HORVU SPIOL CHLRE

SYNY3 SYNEN

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SYNY3 SYNEN

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HORVU SPIOL CHLRE

SYNY3 SYNEN

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G G F L W P L A A V G E Y T S G K L V M K D S E I P T S P RT G F A W P L A A L K E L A S G E L T A K D N E I T V S P R

385353

43

44

91106106

8182

144155155

134135

197208208

164165

227231235

i

hf

b c

d e

a

g

j

β1a

β2a

Abbildung 7.3: Überlagerung der Aminosäuresequenzen der Untereinheit PsaF aus verschiedenen Or-

ganismen. SYNEN Synechococcus el. (Mühlenho� et al., 1993), SYNY3 Synechocystis sp. PCC 6803

(Chitnis et al., 1991), CHLRE Chlamydomonas reinhardtii (Franzen et al., 1989a), SPIOL Spinacia

oleracea (Steppuhn et al., 1988), HORVU Hordeum vulgare (Anandan et al., 1989). Jede zehnte Ami-

nosäure ist fett gedruckt. Für eine Erklärung der verwendeten Symbole s. Abschnitt 5.1.


7.3 PsaI

Die Untereinheit PsaI be�ndet sich an der Monomer-Monomer-Kontakt�äche neben PsaB.

Entlang der Kontakt�äche ist PsaI zwischen PsaM und PsaL positioniert. Ähnlich wie

PsaM besteht auch PsaI im wesentlichen nur aus einer transmembranen �-Helix. Diese

Helix weist in Höhe von I20 einen Knick auf, so daÿ im Zuge einer Sekundärstruktur-

analyse statt einer zwei Helices gefunden werden. Da diese Verkippung jedoch schwach

ausfällt, zeigen die Abbildungen in dieser Arbeit nur eine transmembrane �-Helix für PsaI,

die von I10 bis I35 reicht. Der N-Terminus von PsaI be�ndet sich auf der lumenalen, der

C-Terminus auf der stromalen Seite.

Die Aminosäuresequenz von PsaI aus Syn. el. besitzt eine Länge von 38 Aminosäu-

ren (Mühlenho� et al., 1993). Die Sequenz ist unter den Cyanobakterien und z.T. auch

SPIOL HORVU SYNP2 SYNY3 SYNEN

* * * . * * * ** . . * .M N F - - - - - - - P S I F V P L V G L V F P A I - - - - - - - - - - - - - - -M T D L N - - - - L P S I F V P L V G L V F P A I A M T S L F L Y V Q K K K I VM N G A Y A A S F L P V I L V P L A G V V F P A L A M G L L F N Y I E S D A - -M D G S Y A A S Y L P W I L I P M V G W L F P A V T M G L L F I H I E S E G E GM M G S Y A A S F L P W I F I P V V C W L M P T V V M G L L F L Y I E G E A - - 38

40383618

Abbildung 7.4: Überlagerung der Aminosäuresequenzen der Untereinheit PsaI aus verschiedenen Or-

ganismen. SYNEN Synechococcus el. (Mühlenho� et al., 1993), SYNY3 Synechocystis sp. PCC 6803

(Xu et al., 1995), SYNP2 Synechococcus sp. PCC 7002 (Schluchter et al., 1996), HORVU Hordeum

vulgare (Scheller et al., 1989), SPIOL Spinacia oleracea (Ikeuchi et al., 1990). Die Sequenz von PsaI aus

Spinacia oleracea liegt nicht vollständig vor, so daÿ über die Länge der Sequenz keine Aussage getro�en

werden kann. Jede zehnte Aminosäure ist fett gedruckt. Für eine Erklärung der verwendeten Symbole s.

Abschnitt 5.1.

höheren P�anzen gut konserviert (s. Abbildung 7.4). Am N-Terminus der cyanobakte-

riellen Untereinheiten be�nden sich zwei bis drei potentiell negativ geladene Aminosäu-

ren (GluI35 und GluI37). GluI35 ist 3,9Å von Arginin B19 (N�2) und 3,4Å von Lysin

B700(N�) entfernt. GluI37 ist 2,7Å vom terminalen Sticksto�atom N� von Lysin B700

entfernt und 4,5Å von Lysin L203. Obwohl diese Paare von Aminosäuren weit voneinander

entfernt sind, könnte diese neben den in Tabelle 7.2 angegebenen Wassersto�brückenbin-

dungen eine Rolle bei der Anbindung des C-Terminus an den Komplex spielen. Mit einem

Abstand von 2,5Å kommen sich die Kopfgruppen von Aspartat I35 und Aspartat B701

sehr nah. Da sie aber nur im ungeladenen Zustand eine Wassersto�brücke ausbilden kön-

nen, scheint dies aufgrund der benachbarten positiv geladenen Aminosäuren in diesem

Fall unmöglich.

Der deutlichste Unterschied zwischen PsaI aus prokaryontischen und eukaryontischen

7.3 PsaI 71

Tabelle 7.2: Mögliche ionische Wechselwirkungen und Wassersto�brückenbindungen zwischen PsaI und

anderen Untereinheiten.

Donor Akzeptor Abstand (Å)

B69 Trp N�1 I6 Ala O 2,7

I7 Ala N M5 Asp OÆ1 2,8

I12 Trp N�1 L146 Asp OÆ1 2,8

B19 Arg N�2 I34 Ile O 2,7

B700 Lys N� I35 GLu O 2,8

B3 Lys N I36 Gly O 2,9

I37 Glu N L102 Gln O�1 2,6

I38 Ala N B1 Ala O 2,7

Organismen liegt in eben diesen geladenen C-terminalen Aminosäuren. An Stelle der sau-

ren Aminosäuren in Cyanobakterien liegen in höheren P�anzen basische Aminosäuren vor

(s. Abbildung 7.4). Ist PsaI in höheren P�anzen in der gleichen Richtung in den Komplex

integriert wie in Cyanobakterien, so be�nden sich die drei Lysine (I32 bis I34 in Hordeum

vulgare) in einer ohnehin schon sehr basischen Region (s. o.), die zwischen allen Organis-

men stark konserviert ist. Über die Auswirkungen dieser Wechselwirkung auf die Bindung

von PsaI an den Komplex kann auch anhand des Strukturmodells keine Aussage getro�en

werden.

Funktionell ist wenig über PsaI bekannt. Untersuchungen an mutierten Synechocystis

PCC 6803-Organismen zeigten, daÿ eine Entfernung von PsaI den Anteil der Trimere

gegenüber dem der Monomere herabsetzt und zu einer Destabilisierung von PsaL in den

monomeren Komplexen führt (Xu et al., 1995). Im Strukturmodell ist nur eine Wasser-

sto�brückenbindung (zwischen GluI37 und GlnL102) und eventuell eine ionische Wech-

selwirkung (zwischen LysL103 und GluI37) zwischen PsaI und PsaL zu erkennen. Da die

transmembrane Helix von PsaI nicht parallel zur Helix L-e verläuft, kommen sich diese

beiden Helices nur an der stromalen Seite nahe genug, um wenige van der Waals Kon-

takte auszubilden. Das Karotinoid Car19 be�ndet sich sowohl mit PsaI als auch PsaL

in van der Waals Kontakt. Dadurch könnte ein weiterer indirekter Ein�uÿ von PsaI auf

die Stabilität von PsaL erklärt werden. Zusätzlich be�ndet sich PsaI in van der Waals

Kontakt zu den zwei Karotinoiden Car18 und Car20. Antennenchlorophylle werden von

PsaI nicht koordiniert, wohl be�nden sich aber einige Atome von Phytylseitenketten der

Antennenchlorophylle in van der Waals Kontakt zu PsaI. PsaI scheint somit ähnlich wie


PsaM eine indirekte Rolle bei der Stabilisierung des Komplexes zu spielen.

7.4 PsaJ 73

7.4 PsaJ

Die Untereinheit PsaJ besitzt in Synechococcus el. eine Länge von 41 Aminosäuren, deren

Sequenzen zwischen den in Abbildung 7.6 angegeben Organismen zum Teil konserviert

sind. PsaJ ist an der distalen (der Trimererisierungsdomäne abgewandten) Auÿenseite des

Komplexes neben PsaF lokalisiert. Der N-Terminus be�ndet sich an der stromalen Seite,

der C-Terminus im Lumen (s. Abbildung 7.5), wobei das N-terminale Methionin nicht in

die Elektronendichte modelliert werden konnte.

Die Sekundärstruktur wird hauptsächlich von einer transmembranen �-Helix (J-b) be-

stimmt, die von Alanin J11 bis Phenylalanin J32 verläuft. N-terminal davor be�ndet sich

noch eine weitere �-Helix(J-a), die von Lysin J2 bis Tyrosin J7 verläuft.

N

C

aC-J1

aC-J3

aC-J2

Abbildung 7.5: Die Untereinheit PsaJ mit Umgebung. Links neben PsaJ be�ndet sich die Untereinheit

PsaF (graue Spiralen). Gut zu erkennen ist die Nähe von PsaJ und PsaF auf der lumenalen Seite (im

Bild unten). Die drei von PsaJ gebundenen Chlorophylle sind in grün eingezeichnet.

Die Elektronendichteverteilung von PsaJ ist nicht besonders gut de�niert; der durch-

schnittlichen Temperaturfaktor beträgt 66,35Å2. Dabei ist die transmembrane Helix der


am besten geordnete Teil von PsaJ. Die C-terminale Schlaufe, die annähernd parallel zur

Helix F-d verläuft, ist der am schlechtesten de�nierte Teil.

Die Untereinheit koordiniert axial drei Chlorophylle des Antennensystems: aC-J1 über

ein Wassermolekül an ThrJ22, aC-J2 über das Glutamat J28 und eC-J3 über das Histidin

J39. Aufgrund der Flexibilität des Proteins an der Auÿenseite sind die Elektronendichten

der Chlorophylle aC-J2 und aC-J3 schlecht de�niert. Daher läÿt sich deren exakte Orien-

tierung nicht mit letzter Gewiÿheit bestimmen. Von den die Chlorophylle koordinierenden

Aminosäuren ist nur GluJ28 streng unter allen Spezies konserviert. Die anderen beiden

Chlorophyll koordinierenden Aminosäuren existieren hingegen in höheren P�anzen nicht

und sind auch nicht durch Aminosäuren ausgetauscht, die potentielle Koordinationspart-

ner für Chlorophyllmoleküle darstellen. Das Glutamat J28 be�ndet sich in direkter Nähe

(2,8Å) zu ArgJ31, wahrscheinlich liegt es daher deprotoniert vor. Die Nähe der geladenen

Aminosäuren könnte einen Ein�uÿ auf die spektralen Eigenschaften von Chlorophyll aC-

J2 haben (s. Abschnitt 10.1.1). Die Ringebene von Tryptophan J18 ist ungefähr senkrecht

zur Porphyrinebene von aC-J1 orientiert. Auf der anderen Seite von aC-J1 be�ndet sich

das Tryptophan F76. Über die Auswirkungen dieser ungewöhnlichen Umgebung des Chlo-

rophylls auf dessen spektrale Eigenschaften kann jedoch keine Aussage getro�en werden.

Tabelle 7.3: Mögliche Wassersto�brückenbindungen zwischen PsaJ und anderen Untereinheiten.


Ile F124 N Ser J9 O 3,0

Ala J11 N Ile F122 O 2,7

Tyr F61 OH Asp J35 O 2,6

His J39 N Gly F61 O 2,6

Gln F63 N�2 Pro J40 O 2,9

Mit den umliegenden Untereinheiten PsaF und PsaB bilden die Aminosäuren von PsaJ

nur wenige Wassersto�brückenbindungen und ionische Wechselwirkungen aus (siehe Ta-

belle 7.3). So be�ndet sich Aspartat J35 2,8Å entfernt von Arginin F57 und 3,1Å entfernt

von Lysin B454. Im C-terminalen Bereich können noch drei Wassersto�brückenbindungen

ausgebildet werden. Am N-terminalen Ende werden ausgehend von Serin J9 und Alanin

J11 zwei weitere Wassersto�brücken zwischen PsaF und PsaJ ausgebildet. Die Unterein-

heit formt im Verlauf der transmembranen Helix kaum hydrophobe Wechselwirkungen

mit benachbarten Untereinheiten. Allerdings be�nden sich zwei Karotinoide von Clu-

ster (5) (s. Abschnitt 10.2), nämlich Car13 (verläuft parallel zur transmembranen Helix)

7.4 PsaJ 75

und Car12 in van der Waals Kontakt zu PsaJ. Auÿerdem be�nden sich einige Phytyl-

seitenketten von Chlorophyllen im van der Waals Abstand zum Protein. Dies wird zur

Verankerung der Untereinheit im Komplex beitragen. Die Wassersto�brückenbindungen

am C-Terminus (ab J35) und am N-Terminus (J11, J9) �xieren PsaJ zusätzlich an den


Funktionell kann PsaJ in Synechococcus el. deshalb als Antennenchlorophyll-bindende

Untereinheit bezeichnet werden. Neben der direkten Bindung der Antennenchlorophylle

schirmt es teilweise auch weitere Chlorophylle (aC-A7, aC-B30, aC-A1) von der Thylako-

idmembran ab und trägt dadurch zur Stabilität des Antennensystems bei.

SPIOL

CHLVU SYNY3 SYNVU SYNEN

* . * * * * * * ** ** * * * * * ** *.M R D F K T Y L S V A P V L X - - - - -- - - - - - - - - - - - - -T - - - - -

- - - -

- - - -

- - -

- - -M K D F T T Y L S T A P V L T L V S L T A V A G L L I E I N R F F P D A L T A A FM D G L K S F L S T A P V M I M A L L T F T A G I L I E F N R F Y P D L L F H PM K H F L T Y L S T A P V L A L - - - - - - A G L L I E I N R F F P D A L T F P F F S FM K H F L T Y L S T A P V L A A I W M T I T A G I L I E F N R F Y P D L L F H P L 41

384041

16

MARPO M Q D V K T Y L S T A P V L A T L W F DF L A G L L I E I N R F F PG A L V P F F - - - 41

a b

Abbildung 7.6: Überlagerung der Aminosäuresequenzen der Untereinheit PsaJ aus verschiedenen Orga-

nismen. SYNEN Synechococcus el. (Mühlenho� et al., 1993), SYNVU Synechococcus vulcanus (Koike

et al., 1989), SYNY3 Synechocystis sp. PCC 6803 (Kaneko et al., 1996), CHLVU Chlorella vulgaris

(Wakasugi et al., 1997), MARPO Marchantia polymorpha (Leberblümchen) (Fukuzawa et al., 1988),

SPIOL Spinacia oleracea (Ikeuchi et al., 1990). PsaJ aus Spinacia oleracea wurde nur N-terminal anse-

quenziert, so daÿ die genaue Länge nicht bekannt ist. Jede zehnte Aminosäure ist fett gedruckt. Für eine

Erklärung der verwendeten Symbole s. Abschnitt 5.1.


7.5 PsaK

HORVU SPIOL CHLRE

SYNY3 SYNVU SYNEN

. ***** * ** ** **

.. *

*

**** ********* * **

*

M A S Q L S A M T S V P Q F H G L R T Y S S P R S M A T L P S L R R R R S Q G I R C D Y I G S S T N L I M- - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - G D F I G S S T N L I M- - - - - - - - - - - - - - M Q A L A T - R P S A I R P T K A A R R S S V V V R A D G F I G S S T N L I M

- - - - - - - - - - - - M H S F L L A T A V P A T L S - - - - - - - - - - - - - - - - W S - P K V A G V M- - - - - - - - - - - - - - - M V L A T T L P D T T - - - - - - - - - - - - - - - - - W T - P S V G L V V- - - - - - - - - - - - - - - M V L A T - L P D T T - - - - - - - - - - - - - - - - - W T - P S V G L V V

HORVU SPIOL CHLRE

SYNY3 SYNVU SYNEN

* * * ** . * * * * * * ** * * * ** ********

* ** ** * ** * * * *.

V T T T T L M L F A G R F G L A P S A N R K A T A G L K L E A - - R E S G L Q T G D P A G F T L A D T L AV T S T T L M L F A G R F G L X P - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - -V A S T T A T L A A A R F G L A P T V K K N T T A G L K L V D S K N S A G V I S N D P A G F T I V D V L A

I A C N I L A I A F G K L T I K Q - - - Q N V G - - T P M P S S - - - - - - - - N F F G G F G L G A V L GI L S N L F A I A L G R Y A I Q S - - - R G K G P G L P I A L P A - - - - - - - - L F E G F G L P E L L AI L C N L F A I A L G R Y A I Q S - - - R G K G P G L P I A L P A - - - - - - - - L F E G F G L P E L L A

HORVU SPIOL CHLRE

SYNY3 SYNVU SYNEN

C G A V G H I M G V G I V L G - L K T G V L D Q I I G- - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - -M G A A G H G L G V G I V L G - L K G I G A L - - - - -

T A S F G H I L G A G V I L G - L A N M G V L - - - - -T T S F G H L L A A G V V S V G L Q Y A G A L - - - - -T T S F G H L L A A G V V S G - L Q Y A G A L - - - - -

* * *********** **N

** * *** *

192024

381253

616264

9129

104

838586

113

131

b

a

Abbildung 7.7: Überlagerung der Aminosäuresequenzen der Untereinheit PsaK aus verschiedenen Orga-

nismen. SYNEN Synechococcus el. (Mühlenho� et al., 1993), SYNVU Synechococcus vulcanus (Koike

et al., 1989), SYNY3 Synechocystis sp. PCC 6803 (Kaneko et al., 1996), CHLRE Chlamydomonas

reinhardtii (Franzen et al., 1989b), SPIOL Spinacia oleracea (Hoshina et al., 1989), HORVU Horde-

um vulgare (Kjaerul� et al., 1993). Jede zehnte Aminosäure ist fett gedruckt. Für eine Erklärung der

verwendeten Symbole s. Abschnitt 5.1.

Die Untereinheit PsaK be�ndet sich am Rand des Komplexes neben PsaA (s. Abb.

7.1). Aufgrund der Lage am äuÿeren Rand des Komplexes bildet PsaK trotz der Nähe

zu einem benachbarten Monomer im PS I-Trimer keine Wechselwirkung mit dessen PsaB

aus. Deshalb sollte PsaK sowohl in monomeren als auch in trimeren Komplexen gut für

Solvensmoleküle zugänglich sein. Die Frage, warum sich PsaK nur aus monomeren und

nicht aus trimeren Komplexen herauslösen läÿt (Jekow et al., 1995) kann vor diesem Hin-

tergrund nicht beantwortet werden.

Von den zwölf Untereinheiten des PS I-Komplexes ist PsaK die einzige, deren Sequenz

nicht vollständig modelliert werden konnte. Aufgrund der Position am Rande des Kom-

plexes ist diese Untereinheit �exibel und die Elektronendichteverteilung dadurch schlech-

7.5 PsaK 77

ter de�niert als in anderen Bereichen der Struktur. Die Seitenketten der Aminosäuren

konnten daher zumeist nicht modelliert werden, weshalb nur ein Polyalaninmodell der

Untereinheit erzeugt wurde. Der Hauptkettenverlauf ist in den meisten Bereichen gut

zu erkennen. Ausnahmen bilden der N-Terminus, der erst ab K20 zu erkennen ist, eine

stromale Schlaufe, die ungefähr zwischen K32 und K55 verläuft, sowie das C-terminale

Ende ca. ab K80, das zwar zu erkennen ist, bei der jedoch keine eindeutige Zuweisung

der C� Positionen möglich war. Der Verlauf der Hauptkette entlang der beiden möglichen

transmembranen Helices ist hingegen gut zu erkennen und läÿt teilweise (insbesondere bei

Aminosäuren mit aromatischen Seitenketten) eine Zuordnung der Sequenz zu. Trotz der

schlecht de�nierten Elektronendichteverteilung in diesem Bereich kann die Zuordnung zu

PsaK als sicher erachtet werden, da eine Vielzahl von Argumenten für diese Zuordnung

sprechen.

Hydrophobizitätsanalysen von PsaK verschiedener Organismen zeigen, daÿ PsaK zwei

hydrophobe Bereiche besitzt, die transmembrane �-Helices ausbilden können (Golbeck,

1994). Diese liegen im Bereich von K10-K30 und K59-K77. Da man an der Peripherie des

Proteins Elektronendichteverteilungen �ndet, die mit zwei benachbarten transmembra-

nen Helices erklärt, aber keiner anderen Untereinheit zugeordnet werden können, liegt es

nahe, diese PsaK zuzuordnen. Eine Positionierung an der Peripherie des Komplexes wird

auch dadurch gestützt, das man PsaK in höheren P�anzen mit keiner anderen der kleinen

Untereinheiten quervernetzen kann (Armbrust et al., 1996; Jansson et al., 1996).

Eine Analyse der Elektronendichteverteilungen dieser Region zeigt, daÿ sich auf halber

Höhe neben einer der beiden transmembranen �-Helices (K-b) ein Chlorophyll (aC-K1)

be�ndet. Als axialer Ligand für aC-K1 kommt Histidin K67 in Frage. In stromaler Rich-

tung dieser Helix �ndet sich neben der C� Position der nächsten Aminosäure keine und an

der übernächsten eine gröÿere Elektronendichte. Dies steht in Einklang mit dem Sequenz-

motiv PheK65/GlyK66/HisK67. Am lumenalen Ende dieser Helix �nden sich zwei weitere

voluminöse Elektronendichteverteilungen die den Aminosäuren GlnK78 und TyrK79 zu-

geordnet werden können. Auf Basis dieser Zuordnung muÿ sich die Verbindung zwischen

dieser und der benachbarten Helix (K-a) auf der stromalen Seite be�nden und somit der

N-Terminus am Ende der zweiten Helix (K-a) auf der lumenalen Seite liegen. Dies deckt

sich mit folgenden biochemischen Überlegungen: aufgrund einer sieben Aminosäure lan-

gen N-terminalen Präsequenz wurde angenommen, daÿ sich der N-Terminus im Lumen

be�ndet (Golbeck, 1994). Zu dem gleichen Ergebnis kommt man, wenn man die Positiv-

Innen-Regel (von Heijne, 1986) anwendet (Chitnis et al., 1995).


Benachbart zu der Helix K-a �ndet man auf der lumenalen Seite eine Quecksilberlage.

Als einzig möglicher Ligand für das Quecksilberatom kommt in dieser Region nur das

Cystein K22 in Frage. Diese Zuordnung erlaubt es auch, der Seitenkette der Aminosäure

Phenylalanin K25 eine entsprechend groÿe Elektronendichte zuzuordnen. Daher kann si-

cher gefolgert werden, daÿ es sich bei Helix K-a um die erste Helix von K10-K30 und bei

Helix K-b um die zweite Helix K59-K77 handelt.

Aufgrund der nicht modellierten Aminosäuresequenz lassen sich keine detaillierten An-

geben über die Wechselwirkungen zwischen PsaK und PsaA angeben. Dennoch ist zu

erkennen, daÿ sich die stromale Schlaufe zwischen K-a und K-b benachbart zu den

Aminosäuren A319 bis A322 (Schlaufe A-d�de(1)) be�ndet. PsaK scheint hauptsäch-

lich durch hydrophobe Wechselwirkungen zwischen der Helix K-b und benachbarten Pig-

menten (Car1, aC-A20, Phytylseitenketten von aC-a15 und aC-A18) an den Komplex

gebunden zu werden.

Bezüglich der Funktion von PsaK läÿt sich nur wenig aus der Struktur ableiten. PsaK

selbst ligandiert axial das Chlorophyll aC-K1 über Histidin K67 (s. o.). Dieses Histidin

ist in allen verglichenen Spezies konserviert (s. Abbildung 7.7), so daÿ davon ausgegan-

gen werden kann, daÿ sich dieses Antennenchlorophyll auch in den anderen Organismen

�ndet. Ein weiteres Chlorophyll (aC-K2) be�ndet sich am C-Terminus von PsaK (in der

Nähe von K72). Es ist jedoch kein Partner für eine axiale Ligandierung des zentralen

Magnesiumions zu erkennen. PsaK be�ndet sich in der Nähe des Carotin-Clusters (1)

(Wechselwirkung mit Carotin Car1) und einiger Chlorophylle des Antennensystems und

schirmt diese zur Lipidschicht hin ab. PsaK kann also eine Funktion bei der Stabilisie-

rung des Antennensystems in dieser Region spielen. Die Entfernung von PsaK aus dem

Organismus Synechococcus PCC7002 zeigte jedoch keinen Ein�uÿ auf das Wachstum des

Organismus unter verschiedenen Bedingungen (W.M. Schluchter, D.A. Bryant pers. Mit-

teilung, zitiert in (Golbeck, 1994) und (Nakamoto & Hasegawa, 1999)). Der stabilisierende

Ein�uÿ scheint sich somit auf einen weniger essentiellen Teil des Antennensystems zu be-

schränken.

Im eukaryontischen PS I existiert eine Untereinheit PsaG, die eine starke Homologie zu

PsaK aufweist (Kjaerul� et al., 1993) und möglicherweise auf der zu PsaK symmetrischen

gegenüberliegenden Seite des Komplexes positioniert ist. Wendet man die Rotationsma-

trix, die PsaA in PsaB überführt, auf PsaK an, so liegt die so generierte Untereinheit

direkt gegenüber von PsaK zwischen zwei Monomeren. Aufgrund der pseudozweizähligen

Symmetrie würde die stromale Schlaufe der so generierten Untereinheit auch von den zu

7.5 PsaK 79

A319 bis A322 homologen Aminosäuren B294 bis B297 gebunden. Weniger detailliert be-

trachtet, sind in diesem Bereich sowohl die Sequenzen als auch die Hauptkettenverläufe

von PsaA und PsaB sehr ähnlich, so daÿ es auch von diesem Gesichtspunkt aus möglich

wäre, daÿ es sich bei PsaG um die pseudosymmetrische Entsprechung von PsaK handelt.

Ist PsaG tatsächlich zu PsaK pseudosymmetrisch, so stellt man fest, daÿ dies nicht der

Grund für das ausschlieÿliche Vorliegen von monomeren Komplexen in höheren P�anzen

sein kann. PsaG befände sich so weit an der Auÿenseite des Komplexes, daÿ es die Trimer-

bildung räumlich nicht stören würde. Quervernetzungsexperimente an höheren P�anzen

zeigen allerdings, daÿ sich PsaK und PsaG mit dem Lichtsammelkomplex LHC I quer-

vernetzen (Jansson et al., 1996) lassen. Es besteht also die Möglichkeit, daÿ die Bindung

des Lichtsammelkomplexes für die Ausbildung der Monomere verantwortlich ist, da für

dessen Anbindung im trimeren Komplex kein Raum besteht.


7.6 PsaL

Die Untereinheit PsaL ist eng mit der Frage nach dem Vorliegen trimerer und monomerer

PS I Komplexe verknüpft (s. Abschnitt 7.9). Nach Hladik & Sofrova ist der trimere Kom-

plex vermutlich das in vivo vorliegende Oligomer von PS I aus Syn. el. (Hladik & Sofrova,

1991), während in den Membranen von Eukaryonten nur monomere Komplexe vorliegen

(für eine Übersicht s. Jansson, 1996). Bereits in der Kristallstruktur bei 6,0Å Au�ösung

wurden transmembrane Helices in der Trimerisierungsdomäne gefunden. Diese wurden

seinerzeit der Untereinheit PsaK zugeordnet (Krauÿ et al., 1993). Durch Untersuchungen

an einer Mutante aus Synechocystis PCC6803, der die Untereinheit PsaL fehlte, konnte

eindeutig gezeigt werden, daÿ nicht PsaK, sondern PsaL für die Bildung des trimeren

Komplexes verantwortlich ist (Chitnis et al., 1993; Chitnis & Chitnis, 1993). Demzufolge

wurden die zunächst PsaK zugerechneten Helices nun PsaL zugeordnet.

Abbildung 7.8 zeigt die Überlagerungen der Aminosäuresequenzen von PsaL aus ver-

schiedenen Organismen. Die Primärstruktur von PsaL aus Cyanobakterien unterscheidet

sich von der in höheren P�anzen durch einen wesentlich kürzeren N-Terminus und das

Fehlen einer ca. 13 Aminosäuren langen Insertion von L102 bis L103.

Eine Besonderheit betri�t den C-Terminus von PsaL. Die verö�entlichte, aus der Gense-

quenz abgeleitete Aminosäuresequenz von PsaL endet mit Alanin L147 (Mühlenho� et al.,

1993). Nach der erfolgreichen Modellierung dieser Aminosäuren in die Elektronendichte-

verteilung verblieb am C-Terminus eine gut de�nierte positive Di�erenzelektronendichte

mit einer Länge von ca. sieben Aminosäuren, die sich prinzipiell durch die letzten sieben

Aminosäuren von PsaL aus Synechocystis PCC7002 erklären lieÿ. Eine erste Analyse der

Gensequenz von PsaL aus Syn. el. zeigte, daÿ sich unter Berücksichtigung eines einfa-

chen �frame shifts� eine Aminosäuresequenz ergibt, die sieben Aminosäuren länger ist als

die ursprüngliche Sequenz und die die Di�erenzelektronendichte gut erklären kann. Nach

Rücksprache mit U. Mühlenho� wurde von diesem die Gensequenz von PsaL erneut be-

stimmt, und tatsächlich wurde ein �frame shift� an der vermuteten Stelle gefunden. Die

aus der Gensequenz abgeleitete Sequenz stimmt nun in der Länge und in der Abfolge

der letzten sieben Aminosäuren mit der aus der Röntgenstruktur abgeleiteten Sequenz

überein.

Gemäÿ ihrer Funktion bei der Ausbildung des PS I Trimers liegt die Untereinheit

nahe der dreizähligen Achse des Komplexes. Der N-Terminus von PsaL be�ndet sich im

Stroma, der C-Terminus im Lumen (s. Abbildung 7.9). Die wesentlichen strukturellen

Elemente bilden drei transmembrane �-Helices. Diese sind so angeordnet, daÿ Helix L-d

7.6 PsaL 81

HORVU SPIOL

SYNY3 SYNP2 SYNEN

- - - - - - - M A T A Y A P P M A S Q V M K S G L A C S K P R G M S G A S L T R R P R F V V K A V K S D KM A A T T S P M A S Q L K S G F T T K A L V V P K G I S G P A L R G F P S P R R H T S F T V R A I K T E K

- - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - M A- - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - -- - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - -

HORVU SPIOL

SYNY3 SYNP2 SYNEN

. .. ** * * *** * * ** ** * * * * * * * * * ** * * ** * * * * * * * * * * ** * ** . * * * *P T Y Q V V Q P I N G D P F I G S L E T P V T S S P L V A W Y L S N L P A Y R T A V S P L L R G I E V G LP T Y Q V I Q P L N G D P F I G G L E T P V T S S P L I A W Y L S N L P A Y R T A V N P L L R G V E V G L

E S N Q V V Q A Y N G D P F V G H L S T P I S D S A F T R T F I G N L P A Y R K G L S P I L R G L E V G M- - - M D I I Q H G G D P Q V G N L A T P I N A S A F S K A F I N N L P G Y R Q G L S A Q R R G L E V G M- A E E L V K P Y N G D P F V G H L S T P I S D S G L V K T F I G N L P A Y R Q G L S P I L R G L E V G M

HORVU SPIOL

SYNY3 SYNP2 SYNEN

* * * . ** ** * * * * * * * * ** * . * ** * * * * * ** * * * * ** ** *A H G Y L L V G P F A L T G P L R N T P V H G Q A G T L G A I G L V S I L S V C L T M Y G V A S F N E G EA H G F L L V G P F V K A G P L R N T E Y A G A A G S L A A A G L V V I L S M C L T M Y G I A S F K E G E

A H G Y F L I G P W T L L G P L R D S E Y Q Y I G G L I G A L A L I L V A T A A L S S Y G L V T F Q - - -A H G Y F L Y G P F A L L G P L R N A D F A G V A G L L G T V G L I S L L T L A L S L Y G S V G V S T - -A H G Y F L I G P W V K L G P L R D S D V A N L G G L I S G I A L I L V A T A C L A A Y G L V S F Q - - -

HORVU SPIOL

SYNY3 SYNP2 SYNEN

* * * . ** * * ** * ** * ** *** * * ** * * * * * * * * * ** * * * * *** *P S T A P V L T L T G R K K E A D K L Q T A E G W S Q F T G G F F F G G V S G A V W A Y F L L Y V L D L PP S I A P A L T L T G R K K Q P D Q L Q S A D G W A K F T G G F F F G G V S G V T W A C F L M Y V L D L P

- - - - - - - - - - G E Q G S G D T L Q T A D G W S Q F A A G F F V G G M G G A F V A Y F L L E N L S V V- - - - P T A T L T T - P N P P E N L G T K E G W S E F A A G F L I G G C G G A L V A Y G L C I A L P M M- - - - - - - - - - K G G S S S D P L K T S E G W S Q F T A G F F V G A M G S A F V A F F L L E N F S V V

HORVU SPIOL

SYNY3 SYNP2 SYNEN

Y F F K - - - - -Y Y F K - - - - -

D G I F R G L F NY T I - - - - - -D G I M T G L F N

2

5346

525055

10699

102101105

159152

145149148

212205

154152157

216209

. * * * * * * * * * . * . . * * * * * . * * * * * * * * * * *

* * * * * * * * . * * * * * . . . * * . . . * * . * . * * * *

. * * . * * * * * * * . * . . * * * * . *

* * *

*

β1 β2a b c d

e

f g h

Abbildung 7.8: Überlagerung der Aminosäuresequenzen der Untereinheit PsaL aus verschiedenen Or-

ganismen. SYNEN Synechococcus el. (Mühlenho� et al., 1993), SYNP2 Synechococcus sp. PCC 7002

(Schluchter et al., 1996), SYNY3 Synechocystis sp. PCC 6803 (Chitnis et al., 1993), SPIOL Spinacia

oleracea (Flieger et al., 1993), HORVU Hordeum vulgare (Okkels et al., 1991). Jede zehnte Aminosäure

ist fett gedruckt. Für eine Erklärung der verwendeten Symbole s. Abschnitt 5.1. Der in der Sequenz

von Synechococcus el. markierte Bereich von Aminosäure 143-154 entspricht dem Sequenzabschnitt, der

aufgrund der Elektronendichteverteilung neu sequenziert wurde (siehe Text).


108

6

71817

a

b c

d

g

e

f

h

β2aβ1a

a) b)

N

N

C

3/10

3/10

43

6574

99

140

114

110112

C

150

142

20 23 25 32

aC-L1

aC-L2

aC-L3

d

eg

Abbildung 7.9: a) Die Untereinheit PsaL(braun) mit Umgebung. Im Hintergrund ist die Untereinheit

PsaA(blau) zu erkennnen. Bei den roten Helices im Hintergrund handelt es sich um die �-Helix B-

jk(1) und die 310-Helix B-jk(2). b) Die Topographie der Untereinheit PsaL. �-Helix L-d ist gestrichelt

eingezeichnet, um zu verdeutlichen, daÿ sie hinter den beiden anderen transmembranen Helices liegt.

nur innerhalb des �eigenen� Monomers Kontakte ausbildet, während Helix L-e mit ei-

nem benachbarten Monomer und Helix L-g mit beiden Monomeren in Kontakt kommt.

Die ersten drei Aminosäuren von PsaL konnten in der Elektronendichteverteilung nicht

modelliert werden. Da die massenspektroskopischen Untersuchungen jedoch kein Maxi-

mum bei der Masse einer um drei Aminosäuren verkürzten Untereinheit PsaL zeigen (s.

Abschnitt 4.1), kann davon ausgegangen werden, daÿ die ersten drei Aminosäuren fehl-

geordnet sind.

An der stromalen Seite bildet PsaL eine von Aspartat L11 bis Histidin L16 verlaufende

Schlaufe aus, an deren Spitze Phenylalanin L13 und Glycin L15 zwei Wassersto�brücken

mit PsaD ausbilden (s. Tabelle 7.4 und Abschnitt 8.2). Die Faltung der Schlaufe wird

durch die beiden am Beginn und am Ende der Schlaufe be�ndlichen kurzen Faltblatt-

stränge �1a und �2a stabilisiert.

C-terminal der Helix L-c be�ndet sich die Aminosäure Tyrosin L37, die eine Wassersto�-

brückenbindung mit Leucin B693 ausbildet. Der Hauptkettenverlauf von PsaB weicht in

7.6 PsaL 83

diesem Bereich von dem in PsaA ab. Diese Abweichung könnte die Ursache in eben dieser

Wechselwirkung haben, die eine spezi�sche Bindung von PsaL ermöglicht.

Auf der lumenalen Seite des Komplexes, in der Schlaufe, die die transmembranen �-

Helices L-d und L-e verbindet, be�ndet sich das Arginin L69. 2,2Å entfernt be�ndet sich

Tabelle 7.4: Mögliche ionische Wechselwirkungen und Wassersto�brückenbindungen zwischen PsaL und



L4 Leu N A335 Pro O 3,2

D17 Leu N L13 Phe O 3,0

L15 Gly N D17 Leu O 2,7

B686 Trp N�1 L15 Gly O 2,9

B690 Arg N� L15 Gly O 3,1

B693 Leu N L37 Tyr O� 2,9

L69 Arg N�2 A473 Asp OÆ1 2,2

B698 Arg N L96 Tyr O� 2,8

L96 Tyr O� B698 Arg O 3,4

I37 Glu N L102 Gln O�1 2,6

das Aspartat A473. Die Wechselwirkung zwischen den beiden geladenen Aminosäuren

stabilisiert zusätzlich die Position der transmembranen Helices von PsaL auf der lumena-

len Seite.

Die beiden Wassersto�brückenbindungen von Tyr L96 und Gln L102 stabilisieren vermut-

lich die Helix L-e auf der stromalen Seite.

Wie in der Einleitung zu diesem Abschnitt geschildert, besteht eine der Funktionen von

PsaL in Cyanobakterien in der Bildung und Stabilisierung des trimeren Proteinkomplexes.

Diese Funktion zeigt sich im Strukturmodell daran, daÿ PsaL nicht nur Wechselwirkungen

innerhalb des eigenen Monomers, sondern auch mit benachbarten Monomeren ausbildet.

Dieser Aspekt der Funktion von PsaL wird gesondert in Abschnitt 7.9 beschrieben.

Neben der Beteiligung von PsaL bei der Bildung bzw. Stabilisierung des Trimers be-

steht eine weitere Funktion der Untereinheit in der Bindung von Antennenpigmenten.

Die in Helix L-d von PsaL be�ndlichen Aminosäuren Glutamat L49, Histidin L54 und

Phenylalanin L57 stellen die axialen Liganden für die drei Antennenchlorophylle aC-L1

bis aC-L3. Es ist zu bemerken, daÿ PheL57 das Chlorophyll nicht über die Seitenket-

te, sondern mit dem Peptidsauersto�atom über ein Wassermolekül koordiniert. Neben


den Antennenchlorophyllen be�nden sich auch die Karotine Car19, Car20 und Car22 in

van-der-Waals-Kontakt zu PsaL.

7.7 PsaM 85

7.7 PsaM

Die Untereinheit PsaM ist mit einer Länge von 31 Aminosäuren die kleinste Untereinheit

des Proteinkomplexes. PsaM konnte bisher nur in trimeren PS I-Komplexen aus Cya-

PsaM

PsaM

C

N

aC-M1

PsaI

PsaI

B-b

B-b

B-a

a) b)

B-a

PsaL a

PsaL b

Abbildung 7.10: (a) Untereinheit PsaM mit Umgebung. Links neben PsaM be�ndet sich die Unterein-

heit PsaI. Rechts daneben die beiden transmembranen Helices B-a und B-b von PsaB. (b) Blick von der

stromalen Seite auf die Monomer-Monomer-Kontakt�äche in der Nähe von PsaM. PsaL a und PsaL b be-

zeichnen die zum gleichen Monomer wie PsaM bzw. zum benachbarten Monomer gehörende Untereinheit

PsaL.

nobakterien nachgewiesen werden, obwohl man eine entsprechende Gensequenz auch im

Genom von Algen und höheren P�anzen �ndet (Wakasugi et al., 1994; Wakasugi et al.,

1997).

PsaM besteht im wesentlichen aus einer transmembranen �-Helix, die von M5 bis M25

reicht (s. Abbildung 7.10 a). Der N-Terminus be�ndet sich auf der lumenalen, der C-

Terminus auf der stromalen Seite des Komplexes. PsaM ist auf halbem Radius des tri-

meren Komplexes zwischen zwei Monomeren neben der Untereinheit PsaB lokalisiert (s.

Abbildung 7.10 b). Dabei gibt es jedoch keinerlei Wechselwirkung zwischen PsaM und

dem benachbarten Monomer. Die transmembrane �-Helix von PsaM bildet auch nur we-

nige Kontakte zu anderen Untereinheiten desselben Monomers aus. So be�ndet sich PsaM

benachbart zu den transmembranen Helices B-a und B-b und der transmembranen Helix

von PsaI. Wassersto�brückenbindungen mit diesen Untereinheiten werden nur am N- und

C-Terminus von PsaM ausgebildet (s. Tabelle 7.5). Die meisten hydrophoben Wechsel-

wirkungen bildet PsaM mit dem Karotinoid Car21 aus, das zum Karotinoid Cluster (6)


gehört.

Tabelle 7.5: Mögliche Wassersto�brückenbindungen zwischen PsaM und anderen Untereinheiten.


M1 Met N B74 Glu O�1 2,6

B131 Asn NÆ2 M1 Met O 3,0

I7 Ala N M5 Asp OÆ1 2,8

B135 Tyr O� M7 Gln O 2,5

B157 Gln N�2 M28 Glu O�1 3,0

B44 Lys N� M29 Leu O 3,2

I33 Tyr O� M31 Lys O 2,4

Im Bereich zwischen zwei Monomeren nahe zu PsaM �nden sich einige nicht zu erklären-

de Elektronendichtebereiche, die evtl. durch Detergenzmoleküle modelliert werden kön-

nen. In der Thylakoidmembran könnte deren Stelle wiederum durch Lipide eingenommen

werden. Da PsaM sonst nur wenige bindende Wechselwirkungen eingeht, könnte die Un-

tereinheit vorwiegend durch die Trimerbildung stabilisiert werden. Dies könnte erklären,

warum in höheren P�anzen kein an monomeres PS I gebundenes PsaM beobachtet wird.

Entweder ist PsaM in höheren P�anzen nicht vorhanden, was aufgrund der vorhandenen

Gensequenz unwahrscheinlich erscheint, oder die Untereinheit wird bei der Präparation

des Proteins herausgelöst.

Aus dem Strukturmodell lassen sich nur wenige Rückschlüsse auf die Funktion von

PsaM ableiten. Arginin M24 koordiniert über ein oder zwei Wassermoleküle das Anten-

nenchlorophyll aC-M1. Allerdings ist diese Koordination nicht ganz sicher, da sich dort

einige Restelektronendichten be�nden, die auf diese Art nicht vollständig zu erklären

sind. Die Nähe von PsaM zum Karotinoid Cluster (6) und aC-B28, sowie die Bindung

von aC-M1 deuten auf eine zumindest das Antennensystem stabilisierende Rolle dieser

Untereinheit hin.

7.7 PsaM 87

PINTH CHLVU PORPU SYNY3 SYNEN

. . * * . * . * * *- - M V E L K F L I A F F L A F T A G I L A I K L G Q A L Y D CM P I A D S Q V F I A L F L A L A T G I F A V R L G V A L Y K- -

-

--

M I D D S Q I F V A L L F A L V S A V L A I R L G K E L Y QM A L S D T Q I L A A L V V A L L P A F L A F R L S T E L Y KM A L T D T Q V Y V A L V I A L L P A V L A F R L S T E L Y K 31

31303130

Abbildung 7.11: Überlagerung der Aminosäuresequenzen der Untereinheit PsaM aus verschiedenen

Organismen. SYNEN Synechococcus el. (Mühlenho� et al., 1993), SYNY3 Synechocystis sp. PCC 6803

(Kaneko et al., 1996), PORPU Porphyra purpurea (Reith & Munholland, 1995), CHLVU Chlorella vul-

garis (Wakasugi et al., 1997), PINTH Pinus thunbergii (Wakasugi et al., 1994). Jede zehnte Aminosäure

ist fett gedruckt. Für eine Erklärung der verwendeten Symbole s. Abschnitt 5.1.


7.8 PsaX

Bereits Ende der achtziger Jahre �ndet man in der Literatur Hinweise auf eine PsaX

genannte Untereinheit. Diese konnte allerdings nur in den Organismen Synechococcus vul-

canus (Koike et al., 1989) und Anabaena variabilis gefunden werden (Ikeuchi et al., 1991).

Die Aminosäuresequenz dieser Untereinheit konnte durch N-terminale Ansequenzierung

des Proteins teilweise bestimmt werden (s. Abbildung 7.12). Im Gegensatz zu anderen

SYNEN SYNVU ANAVA

* ** * ** * * * * . * * * * * ** * ** * . .* * *.

- - - - - - - - A T K S A K P T Y A F R T F X A V L L L A I N F L V A A Y - - -A K A K T P A V A N T G A K P P Y T F R T A X A L L L L G V N F L V A A Y Y F - 39

2935- - - - - - - - - - - - - - P T Y A F R T F W A V L L L A I N F L V A A Y Y F A

--

A--

A--

AAnseq - - - - - - - - A W K S A K P X X X F - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - -

Abbildung 7.12: Überlagerung der Aminosäuresequenzen der Untereinheit PsaX aus verschiedenen

Organismen.ANAVA Anabena variabilis (Ikeuchi et al., 1991), SYNVU Synechococcus vulcanus (Koike

et al., 1989), SYNEN Synechococcus el.. Die in der Zeile �SYNEN� angegeben Sequenz entspricht dem

in die Elektronendichteverteilung eingepaÿten Modell. In der Zeile �Anseq� ist die von W. Schröder

bestimmte Sequenz einer in aufgelösten Kristallen gefundenen, bisher nicht sequenzierten Untereinheit

angegeben. Jede zehnte Aminosäure ist fett gedruckt. Für eine Erklärung der verwendeten Symbole s.

Abschnitt 5.1.

Untereinheiten wurde bisher noch keine zur Aminosäuresequenz passende Gensequenz

ermittelt. Als Beispiel sei an dieser Stelle das vollständig sequenzierte Genom von Syn-

echocystis PCC6803 genannt, in dem sich keine zu PsaX korrespondierende Sequenz �ndet

(Kaneko et al., 1996; Nakamura et al., 1998).

Nach der Modellierung aller aus der Gensequenz bekannten Untereinheiten von PS I aus

Synechococcus el. (Mühlenho� et al., 1993) verblieb in der Struktur eine Di�erenzelektro-

nendichte, die im wesentlichen in einer transmembranen �-Helix bestand. Diese befand

sich in der Nähe der Untereinheiten PsaF und PsaB. Aufgrund der Güte der Elektro-

nendichteverteilung konnten Position und Typ einiger aromatischer Aminosäuren in der

Helix bestimmt werden. Ein Vergleich mit den o. g. Aminosäuresequenzen zeigte, daÿ die

aus der Elektronendichteverteilung abgeleitete Sequenz der Helix groÿe Ähnlichkeit mit

den Sequenzen von PsaX besaÿ. Folgerichtig wurde die Elektronendichteverteilung auf

Basis der beiden Sequenzen modelliert und die modellierte Helix als Untereinheit PsaX

bezeichnet. Unterstützt wird diese Annahme auÿerdem dadurch, daÿ beim Ansequenzie-

ren der Proteine aus aufgelösten Kristallen ein N-terminaler Sequenzabschnitt gefunden

wurde, der dem von PsaX aus Synechococcus vulcanus sehr ähnlich ist (W. Schröder, per-

7.8 PsaX 89

sönliche Mitteilung, s. Abbildung 7.12). Unglücklicherweise scheint der N-terminale Teil

der Untereinheit fehlgeordnet zu sein, so daÿ von der ermittelten Sequenz nur die letzten

fünf Aminosäuren in der Elektronendichteverteilung zu erkennen sind. Insgesamt konn-

ten 29 Aminosäuren der Untereinheit modelliert werden, deren Abfolge weitgehend der

Aminosäuresequenz von PsaX aus Synechococcus vulcanus (s. Abbildung 7.12) entspricht.

Der N-Terminus der Untereinheit be�ndet sich auf der stromalen, der C-Terminus auf der

lumenalen Seite der Membran.

Über die Funktion von PsaX innerhalb des PS I Komplexes ist aus biochemischen Ar-

beiten nichts bekannt. Allerdings zeigt das Strukturmodell, daÿ PsaX über Asparagin X23

das Antennenchlorophyll aC-X1 koordiniert. Das C-terminale Ende der Helix be�ndet sich

in der Nähe des Chlorophyll-Trimers aC-B31/ac-B32/aC-B33 (s. Abschnitt 10.1.1). Somit

kann PsaX auch eine Rolle bei der Stabilisierung des Chlorophyll-Trimers zukommen.


7.9 Die Kontakte zwischen den Monomeren

7.9.1 Die Trimerisierungsdomäne

Die Positionen, an denen die Monomere innerhalb des trimeren Komplexes miteinander

wechselwirken, lassen sich grob in zwei Bereiche unterteilen: Wechselwirkungen in direkter

Nähe zur dreizähligen Achse und Wechselwirkungen entfernt von der dreizähligen Achse

(s. Abschnitt 7.9.2). Neben den direkten Wechselwirkungen zwischen den Proteinatomen

unterschiedlicher Monomere �nden sich auch einige Wechselwirkungen zwischen Kofaktor-

und Proteinatomen, die verschiedenen Monomeren zugeordnet wurden. Auÿerdem wurde

überraschenderweise eine Metallbindungsstelle gefunden, die zwei verschiedene Monomere

einbindet (s. Abschnitt 7.9.3).

Die Wechselwirkungen in direkter Nähe zur dreizähligen kristallographischen Achse sind

vorwiegend hydrophober Natur (s. Abbildung 7.13a). Die Umgebung der dreizähligen

Achse wird im wesentlichen von Aminosäuren gebildet, die sich (mit der Ausnahme von

Ile L44) in der transmembranen �-Helix L-g be�nden. Neben den Atomen der Aminosäu-

ren Phenylalanin L133, Valin 126, Isoleucin L44 und Glutamin L119 kommen sich an der

dreizähligen Achse auch die drei symmetrieäquivalenten Karotinoide Car22 bis auf den

van der Waals-Abstand nahe. In der Nähe der Achse fanden sich auÿerdem einige FO-FC-

Di�erenzelektronendichten, die durch Wassermoleküle modelliert wurden. Mit Ausnahme

von W136 können alle Wassermoleküle Wassersto�brückenbindungen zu benachbarten

Molekülen ausbilden. Insbesondere ist hier die Umgebung des Wassermoleküls W148 in-

teressant. Nach der Verfeinerung des Modells mit dem Wassermolekül W148 verblieb

um das Molekül herum eine FO-FC-Di�erenzelektronendichte von ca. 4-5 � oberhalb des

Mittelwerts. Ein Blick auf die Umgebung zeigt, daÿ die Koordinationszahl für ein Wasser-

molekül an dieser Stelle mit ca. 9 Liganden zu groÿ ist. Daher wurde in einem nächsten

Verfeinerungsschritt das Wassermolekül durch ein Ca2+-Ion ersetzt. Einem Ca2+-Ion wur-

de gegenüber einem Mg2+-Ion der Vorzug gegeben, da letzteres ebenfalls zu klein für die

Koordination durch 9 Liganden wäre. Gegen ein Metallion an dieser Stelle spricht jedoch

das Vorhandensein dreier Glutamine, denn zur Kompensation der Ladung des Metallions

werden stattdessen eher drei negativ geladene Aminosäuren wie z. B. Glutamate erwartet.

Aufgrund der Ununterscheidbarkeit beider Aminosäuren anhand der Elektronendichtever-

teilung ist jedoch nicht eindeutig zu klären, ob an dieser Stelle tatsächlich ein Glutamin

oder doch ein Glutamat vorliegt. Die Sequenzüberlagerung zeigt, daÿ es sich bei der äqui-

valenten Aminosäure in Synechocystis PCC 6002 tatsächlich um ein Glutamat handelt.

7.9 Die Kontakte zwischen den Monomeren 91

W136

W136

L133

L133

Car 22

Car 22

L126

L126

L44

L44

W181W37

W181

W148

W181

L119

L119

L119

2,95 Å

4,0 Å (dCε2-Cε1)

4,0 Å (dC32-C33)

3,7 Å (dCγ1-Cγ2)

4,1 Å (dCδ1-Cγ1)

4,1 Å (dNε2-Nε2)

W185

W185

W148

W185

2,0 Å

3,0 Å2,8 Å

3,2 Å

2,1 Å3,6 Å

2,8 Å

2,6 Å

3,5 Å

3,9 Å

( )

Lumen

Stroma

W136

Phe L133

Car 22

Val L126

Ile L44

W181

Gln L119

W185

W37

W73

W376,2 Å

a)

b)

Abbildung 7.13: (a) Schematische Ansicht der Aminosäuren, Kofaktoren und Wassermoleküle in der

Nähe der dreizähligen kristallographischen Achse. Für Aminosäuren und Karotine ist jeweils der kürzeste

Abstand zwischen Atomen der gleichnamigen Moleküle angegeben. Wassermoleküle werden mit einem

vorangestellten �W� bezeichnet. Die Wechselwirkung zwischen den Wassermolekülen W185 ist zweifelhaft,

da der Abstand zwischen ihnen zu gering ist (s. Text). (b) Detailansicht des vermeindlichen Wassermo-

leküls W148 (graue Kugel). In (a) angegebene Abstände zwischen symmetrieäquivalenten Atomen sind

als durchgezogene graue Linien eingezeichnet. Gestrichelte Linien geben Abstände zwischen den übrigen

Atomen an. Die schwarze Linie entspricht der dreizähligen kristallographischen Achse.


Da allerdings auch nach der erneuten Sequenzierung des PsaL Gens aus Syn. el. das

Glutamin in Position 119 bestätigt wurde, ist das Vorliegen eines Glutamats an dieser

Stelle sehr unwahrscheinlich. Nach der Verfeinerung des Ca2+-Ions fand sich an dessen

Position nun überraschenderweise eine FO-FC-Di�erenzelektronendichte von ca. 6 � un-

terhalb der mittleren Elektronendichte. Damit ist die Modellierung der Elektronendichte

durch ein Ca2+-Ion an dieser Stelle genauso fragwürdig wie die Modellierung durch ein

Wassermolekül. Die Schwierigkeiten bei der Verfeinerung sind wahrscheinlich durch die

spezielle Lage des Atoms auf der dreizähligen Achse begründet. Die Verfeinerung von

Atomen auf speziellen Lagen ist naturgemäÿ ein schwieriges Problem für die Verfeine-

rungsprogramme, so daÿ die schlechte Interpretierbarkeit der Elektronendichte in dieser

Region durchaus auf ein tiefgreifendes technisches Problem zurückzuführen sein könnte.

Zusätzlich ist auch die Modellierung der Wassermoleküle W181 und W185 mit Unsicher-

heiten behaftet. Wie in Abbildung 7.13(a) zu erkennen, kommen sich die symmetrie-

äquivalenten Wassermoleküle W185 mit einem Abstand von 2,0Å näher als theoretisch

sinnvoll erscheint. Dennoch wird die Elektronendichteverteilung durch diese Wassermo-

leküle gut erklärt. Ebenso ist auch das Vorhandensein der Wassermoleküle W181 nicht

mit letzter Sicherheit zu klären. FO-FC-Di�erenzelektronendichten zeigen an dieser Stelle

Maxima von ca. 3�, die auf Wassermoleküle hindeuten. Bezieht man die Wassermoleküle

in die Verfeinerung mit ein, so �ndet man an der Position der Wassermoleküle jedoch

keine ausgeprägte 2FO-FC-Elektronendichte.

Abschlieÿend kann demzufolge keine eindeutige Erklärung der Elektronendichte in die-

ser Region gegeben werden. Einen Hinweis auf die tatsächliche Natur des als Wasser W148

modellierten Atoms könnten eventuell Mutationsstudien an Aminosäure L119 geben. So

sollte der Austausch des Glutamins gegen ein Glutamat oder ein Lysin im Falle eines dort

vorhandenen Me2+-Ions die Trimerbildung entweder begünstigen oder vermindern.

7.9.2 Andere Kontakte zwischen den Monomeren

Neben den vorwiegend hydrophoben Kontakten in der Nähe der dreizähligen Achse �n-

den sich auch an anderen Stellen hydrophobe Kontakte und Wassersto�brückenbindungen

zwischen verschiedenen Monomeren. Da an solchen Wechselwirkungen beteiligte Was-

sermoleküle nicht eindeutig zu einem bestimmten Monomer zuzuordnen sind, wurde in

solchen Fällen das Wassermolekül willkürlich einem Monomer zugeordnet.

Abbildung 7.14 zeigt die an den Kontakten zwischen einzelnen Monomeren beteiligten

Bereiche der Struktur. Der gröÿte Teil der hydrophoben Wechselwirkungen und Wasser-


PsaIPsaI

PsaI

PsaM

PsaM

PsaM

L-h

L-c

L-c

L-cL-d

L-d

L-e

L-e

L-e

L-g

L-g

L-g

L-d

L-h

L-h

aC-PG1

aC-B7 aC-L3

aC-M1

aC-L1

A470-A475

B90-B97

-X+Y, -X, Z

-Y, X-Y, Z

X, Y, Z

Abbildung 7.14: Die Monomer-Monomer-Kontaktstellen innerhalb des PS I Trimers. Dargestellt sind

das �Ausgangs�-Monomer (rot; X,Y,Z) und die beiden gemäÿ der Raumgruppensymmetrie aus diesem

generierten Monomere �-Y, X-Y, Z� (hellblau) und �-X+Y, -X, Z� (grün). Die dreizählige kristallogra-

phische Achse wird durch das schwarze Dreieck symbolisiert. Die Metall-Bindungsstelle ist mit einem

unterbrochenen Kreis markiert. An der dreizähligen Achse sind die drei symmetrieäquivalenten Karo-

tine Car22 eingezeichnet. Von den Chlorophyllen an den Monomer-Monomer-Kontakt�ächen sind aus

Gründen der Übersichtlichkeit nur die mit dem �Ausgangs�-Monomer wechselwirkenden Chlorphylle ein-

gezeichnet. Die dem �Ausgangs�-Monomer zugeordneten Chlorphylle sind in blau, daÿ zum hellblauen

Monomer gehörende Chlorophyll aC-PG1 in gelb dargestellt.


sto�brückenbindungen geht von den Untereinheiten PsaI und PsaL aus. Dabei kommen

sich die Untereinheiten der verschiedenen Monomere nicht nur nahe, sondern sind mitein-

ander eng verzahnt. So ragt die �-Helix L-h zwischen die transmembrane Helix von PsaI

und die transmembrane Helix L-e von PsaL eines benachbarten Monomers. Aufgrund der

besonderen Position dieser Helix kann diese auch van-der-Waals-Wechselwirkungen mit

den Aminosäuren B90-B97 und A470 und A472 des benachbarten Monomers ausbilden.

Eine Metallbindungsstelle (s. Abschnitt 7.9.3) am Ende der �-Helix L-h trägt zu einer

zusätzlichen Stabilisierung der Struktur in dieser Region bei.

Die Wassersto�brückenbindungen zwischen verschiedenen Monomeren sind in Tabel-

le 7.6 auf Seite 96 aufgelistet. Abgesehen von den Protein-Protein Wechselwirkungen in

der Nähe der Metallbindungsstelle gibt es noch weitere Wassersto�brücken zwischen den

Aminosäuren benachbarter Monomere. Hervorzuheben sind hierbei die beiden Wasser-

sto�brückenbindungen auf der stromalen Seite des Komplexes zwischen den N-terminalen

Enden der Helices L-d und L-g (s. Tabelle 7.6). Der Tabelle kann man auÿerdem entneh-

men, daÿ Wassersto�brückenbindungen nicht nur direkt zwischen den Aminosäuren der

benachbarten Monomere ausgebildet werden, sondern daÿ auch einige Wassersto�brücken

über Wassermoleküle vermittelt werden.

So kann das Wassermolekül W60 zum einen eine Wassersto�brückenbindung mit dem

Hauptkettensauersto�atom von L94 ausbilden (dO�O=2,8Å) und zum anderen mit dem

Wassermolekül W134 wechselwirken. W134 be�ndet sich 2,9Å entfernt zum N� von Ar-

ginin L38 eines benachbarten Monomers. Die dritte mögliche Wassersto�brückenbindung

kann W134 zu dem Wassermolekül W33 ausbilden, welches wiederum 2,8Å von O�1 von

L49 eines benachbarten Monomers bzw. 3,1Å vom Methoxysauersto� der Ring V Keto-

gruppe von aC-L1 eines benachbarten Monomers entfernt ist.

Auf ähnliche Weise wird auch über die Wassermoleküle W14 und W62 eine Verbindung

zwischen zwei Monomeren erreicht.

Neben den o. g. Wechselwirkungen zwischen Protein und Wassermolekülen �nden sich

an den Monomer-Monomer-Kontakt�ächen auch einige Kofaktoren. Wie bereits im voran-

gegangenen Abschnitt gezeigt, kommen sich die drei symmetrieäquivalenten Karotinoide

Car22 an der dreizähligen Achse bis auf 4,0Å nahe. Es handelt sich bei diesem Karotinoid

um das einzige, das mit zwei verschiedenen Monomeren hydrophobe Wechselwirkungen

eingeht. Im Gegensatz dazu �nden sich jedoch fünf Chlorophylle, die in Nachbarschaft zu

Aminosäuren oder Kofaktoren anderer Monomere liegen (gelbes und blaue Chlorophyl-

le in Abbildung 7.14). Es sind das von PsaM koordinierte Chlorophyll aC-M1, aC-B7,


aC-PG1, sowie die beiden Chlorophylle aC-L1 und aC-L3. Diese Chlorophylle bilden eine

Vielzahl von (mehrheitlich hydrophoben) Wechselwirkungen mit den anderen Monomeren

aus. Im Hinblick auf die Funktion innerhalb des Antennensystems ist hier aC-B7 beson-

ders interessant, da es vermutlich zu den roten Chlorophyllen zählt, die beim Übergang

von trimeren in monomere Komplexe verloren gehen (s. Abschnitt 10.1.1).


Tabelle 7.6: Mögliche Wassersto�brückenbindungen zwischen verschiedenen Monomeren innerhalb eines

Trimers. In der ersten Spalte sind die Aminosäuren des Ausgangsmonomers eingetragen. In der zweiten

Spalte sind die Aminosäuren des in Wechselwirkung stehenden symmetrieäquivalenten Monomers einge-

tragen. Die Symmetrieoperation, die das Monomer der ersten Spalte in das der zweiten Spalte überführt

ist in der letzten Spalte angegeben. Mit (y) bezeichnete Wechselwirkungen be�nden sich in der Nähe zur

Metall-Bindungsstelle (s. Abschnitt 7.9.3).

Donor/Akzeptor Donor/Akzeptor Abst. (Å) Monomer

472A Gln N�2 154L Asn O y 3.0 1: -Y, X-Y, Z

12I Trp N�1 146L Asp OÆ1 2.8 1: -Y, X-Y, Z

40L Gly O 114L Ser O 2.7 2: -X+Y, -X, Z

42L Ser N 118L Ser O 2.9 2: -X+Y, -X, Z

49L Glu O�1 W33 O1 2.8 2: -X+Y, -X, Z

114L Ser O 40L Gly O 2.7 1: -Y, X-Y, Z

118L Ser O 42L Ser N 2.9 1: -Y, X-Y, Z

146L Asp OÆ1 12I Trp N�1 2.8 2: -X+Y, -X, Z

153L Phe O 67L Pro O y 3.5 2: -X+Y, -X, Z

W179 O y 2.9 2: -X+Y, -X, Z

W177 O y 3.1 2: -X+Y, -X, Z

Ca2+ y 2.4 2: -X+Y, -X, Z

W180 O y 3.2 2: -X+Y, -X, Z

154L Asn O 472A Gln N�2 y 3.0 2: -X+Y, -X, Z

154L Asn O W180 O y 3.0 2: -X+Y, -X, Z

W14 O W62 O 2.7 1: -Y, X-Y, Z

W33 O W134 O 2.9 1: -Y, X-Y, Z

aC-L1 Chl O2D 3.1 1: -Y, X-Y, Z

W60 O W134 O 2.7 1: -Y, X-Y, Z

W177 O 153L Phe O y 3.1 1: -Y, X-Y, Z

154L Asn OÆ1 y 3.3 1: -Y, X-Y, Z

W179 O 153L Phe O y 2.9 1: -Y, X-Y, Z

W180 O 153L Phe O y 3.2 1: -Y, X-Y, Z

154L Asn NÆ2 y 3.0 1: -Y, X-Y, Z

W69 O L94 Ala O 2,8 1: X, Y, Z

W134 O L38 Arg N� 2,9 1: X, Y, Z


7.9.3 Eine Metallionen-Bindungsstelle

Nach der Modellierung aller Aminosäuren verblieb am C-terminalen Ende von PsaL eine

sehr ausgeprägte kugelförmige FO-FC-Di�erenzelektronendichte. Diese war von einigen

kleineren Di�erenzelektronendichten umgeben. Ca. 3,0Å bis 5,0Å entfernt von dieser

Elektronendichte fanden sich auÿerdem das Aspartat A473 aus PsaA des gleichen Mono-

mers und Aspartat L70 von PsaL eines benachbarten Monomers. Aufgrund des Vorhan-

denseins zweier potentiell negativ geladener Aminosäuren in der Nähe der Di�erenzelek-

tronendichte wurde diese durch ein Metallion erklärt. Da die einzige wissentlich bei der

Präparation des Proteins verwendete ionische Verbindung MgSO4 war, lag es zunächst na-

he, die Elektronendichte durch ein Magnesium-Ion zu modellieren. In der Literatur �ndet

sich hingegen ein Hinweis darauf, daÿ in PS I-Präparationen aus Synechocystis PCC 6803

bei Abwesenheit von Ca2+-Ionen mehr monomere als trimere Komplexe vorliegen. Dar-

überhinaus konnten nur in trimeren Komplexen Ca2+-Ionen nachgewiesen werden (pers.

Mitteilung, zitiert in Chitnis, 1996). Die Elektronendichteverteilung in der Nähe des ver-

mutlichen Metallions wurde mit vier Wassermolekülen modelliert, so daÿ sich in der Nähe

des Ions insgesamt sieben mögliche Liganden �nden (s. Abbildung 7.15 und Tabelle 7.7).

Die Liganden sind um das Ca2+-Ion in Form einer pentagonalen Bipyramide angeordnet.

Betrachtet man die in Tabelle 7.7 angegebenen Abstände zwischen dem Metallion und

Tabelle 7.7: Die Liganden des vermutlichen Ca2+ Ions. Das Phenylalanin L153 entstammt einem an-

deren Monomer (-Y, X-Y, Z) als die anderen an der Koordination beteiligten Aminosäuren. Der den

Liganden vorangestellte Buchstabe bezieht sich auf die in Abbildung 7.15 eingezeichneten Wassersto�-

brückenbindungen.

Donor Abstand (Å)

a) Wasser W180 2,7

b) L153 Phe O 2,4

c) Wasser W177 2,6

d) Wasser W178 2,4

e) L70 Asp OD1 2,6

f) Wasser W179 2,3

g) L67 Pro O 2,3

den Liganden, so �ndet man keinen Abstand unter 2,2Å. Tatsächlich betragen die mei-

sten Abstände 2,3Å bis 2,6Å. Damit sind diese für ein Mg2+-Ion zu groÿ und deuten auf

das Vorhandensein eines Ca2+-Ions hin (Harding, 1999). Ferner wäre die Koordinations-


AspA473

AspL70

ProL67

AsnL154PheL153

2,6 Å

3,2 Å

3,3 Å

3,7 Å

2,6 Å

ab

c

de

f

g

W180

W179

W178

W177

PsaL (-Y, X-Y, Z)

PsaL (X, Y, Z)

PsaA (X, Y, Z)

Abbildung 7.15: Die Ca2+-Ionen Bindungsstelle. Das Ca2+-Ion wird als graue Kugel, die Wassermolekü-

le als rote Kugeln dargestellt. Wiedergegeben sind ferner die die Bindungsstelle umgebenen Aminosäuren

von PsaL und PsaA des gleichen Monomers (gelb) und die Aminosäuren von PsaL des benachbarten

Monomers. Wassersto�brückenbindungen sind als schwarze gestrichelte Linien eingezeichnet. Die Längen

der mit den Buchstaben a-g bezeichneten Wassersto�brückenbindungen, die direkt zum Ca2+-Ion führen,

sind Tabelle 7.7 zu entnehmen.

zahl von 7 für ein Mg2+-Ion ungewöhnlich, was daher ebenfalls für das Vorliegen eines

Ca2+-Ions spricht. Deshalb wurde die Elektronendichteverteilung in der abschlieÿenden

Verfeinerung mit einem Ca2+-Ion modelliert. Der Temperaturfaktor des Ca2+-Ions liegt

mit 29Å2 in der gleichen Gröÿenordnung wie die Temperaturfaktoren benachbarter Ato-

me. Damit ist die Existenz eines Ca2+-Ions an dieser Stelle unzweifelhaft, da im Falle des

Vorliegens eines Mg2+-Ions ein ungewöhnlich groÿer Temperaturfaktor für das modellierte

Ca2+-Ion resultieren müÿte.

7.9.4 Gründe für das Ausbilden trimerer PS I-Komplexe

Wie in der Einleitung zu Abschnitt 7.6 erwähnt, ist die oligomere Form des PS I von

der Art des Organismus abhängig. Die in vivo überwiegend vorliegende Form von cya-

nobakteriellem PS I ist vermutlich das Trimer (Hladik & Sofrova, 1991). Abhängig von

der Präparation kann jedoch auch monomeres PS I aus Cyanobakterien isoliert werden


(Fromme & Witt, 1998; Chitnis & Chitnis, 1993; Kruip et al., 1999). Um die Gründe

für dieses Verhalten zu �nden, soll auf die Unterschiede in den Aminosäuresequenzen der

verschiedenen Organismen an den vermutlich für die Trimerisierung wichtigen Stellen ein-

gegangen werden.

Die Ca2+-Bindungsstelle scheint eine wichtige Funktion bei der Ausbildung der Trimere

zu spielen. Die Sequenzüberlagerung von PsaA verschiedener Organismen in dieser Regi-

on zeigt, daÿ Aspartat A473 zwischen allen betrachteten Organismen konserviert ist.

Unterschiede �nden sich hingegen in der Sequenzüberlagerung von PsaL (Abbildung 7.8).

Die Aminosäuren von PsaL, die direkt oder indirekt an der Koordination des Ca2+-Ions

beteiligt sind, sind zwischen Syn. el. und Synechocystis PCC6803 konserviert. Bei der

zu Aspartat L70 analogen Aminosäure in Synechococcus PCC7002 und höheren P�anzen

handelt es sich hingegen um das ungeladene Asparagin. Alle anderen Aminosäuren von

PsaL in dieser Region sind hingegen identisch. Au�ällig ist ferner, daÿ die Sequenzen

von PsaL aus Synechococcus el. und Synechocystis PCC6803 am C-Terminus fünf Ami-

nosäuren länger ist als die in höheren P�anzen. Abbildung 7.15 zeigt deutlich, daÿ diese

letzten fünf Aminosäuren einen unverzichtbaren Teil der Ca2+-Bindungsstelle darstellen.

Somit ist es möglich, daÿ dieser Teil der Struktur einen Ein�uÿ auf das Vorliegen mono-

merer und trimerer Komplexe hat. Dies ist insbesondere deshalb wahrscheinlich, da die

Aminosäuresequenzen von Syn. el. und Synechocystis PCC6803 in dieser Region nahezu

identisch sind und für letzteren Organismus die Auswirkungen von Ca2+-Ionen auf die

Trimerstabilisierung bereits gezeigt wurden (Chitnis, 1996).

An dieser Stelle sei nochmals darauf hingewiesen, daÿ die Entfernung von PsaI aus

dem PS I-Komplex das Verhältnis von monomeren zu trimeren PS I Komplexen aus Syn-

echocystis PCC6803 zugunsten der Monomere erhöht und PsaL destabilisiert (Xu et al.,

1995). Trotz der geringen Zahl von Wechselwirkungen zwischen PsaI und PsaL �ndet sich

eine Wassersto�brückenbindung zwischen diesen beiden Untereinheiten zwischen TrpI12

und AspL146 (s. Tabelle 7.6). Diese Wassersto�brücke liegt in der Sequenz kurz vor der

Ca2+-Bindungsstelle. Eine Entfernung von PsaI könnte also einen Ein�uÿ auf die Faltung

in diesem strukturell wichtigen Bereich haben. Der Vergleich der N-terminalen Amino-

säuren von PsaI zwischen Cyanobakterien und höheren P�anzen (s. Abbildung 7.4) zeigt,

daÿ das Tryptophan nur in Syn. el. und Synechocystis PCC6803 existiert. Auÿerdem ist

der N-Terminus in höheren P�anzen kürzer als in allen Cyanobakterien. Die Unterschiede

zwischen den PsaI-Sequenzen sind somit ein weiteres Indiz für das Vorliegen monomerer

PS I Komplexe in höheren P�anzen. Als alleinige Ursache für diesen Sachverhalt dürften


die Unterschiede in PsaI jedoch nicht ausreichen. Vielmehr wird der Grund für die Ausbil-

dung monomerer Komplexe im Zusammenspiel einer Vielzahl von kleineren Änderungen

(s. o.) zwischen höheren P�anzen und Cyanobakterien liegen.

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