SKRIPT ZUM PRAKTIKUM Abwassertechnisches Laborpraktikum

Fakultät für Bau- und Umweltingenieurwissenschaften

Lehrstuhl für Siedlungswasserwirtschaft und Umwelttechnik

PROF. DR.-ING. M. WICHERN

SKRIPT ZUM PRAKTIKUM

Abwassertechnisches Laborpraktikum „Forschungspraktikum

Siedlungswasserwirtschaft“

Dr. rer. nat. E. Heinz

Prof. Dr.-Ing. M. Wichern

Stand: 11/2017

Lehrstuhl für Siedlungswasserwirtschaft und Umwelttechnik Prof. Dr. Marc Wichern Laborleitung: Dr. Eva Heinz

I

Inhaltsverzeichnis

1 Allgemeine Informationen .............................................................................................................. 1

2 Forschungspraktikum „Mikrobielle Brennstoffzellen“ .................................................................... 3

2.1 Aufgabenstellung ..................................................................................................................... 3

2.2 Theorie..................................................................................................................................... 3

2.3 Material und Methoden .......................................................................................................... 7

2.3.1 Aufbau der MBZ............................................................................................................... 7

2.3.2 synthetisches Abwasser .................................................................................................. 9

2.4 Analysen .................................................................................................................................. 9

2.5 Arbeitsplan .............................................................................................................................. 9

2.6 Auswertung ........................................................................................................................... 10

3 Forschungspraktikum „Niederschlagswasserbehandlung“ ........................................................... 11

3.1 Aufgabenstellung ................................................................................................................... 11

3.2 Theorie................................................................................................................................... 11

3.3 Material und Methoden ........................................................................................................ 12

3.3.1 Versuchsanlage .............................................................................................................. 12

3.3.2 Sorptionsmaterialien ..................................................................................................... 13

3.3.3 Aufbau Filter .................................................................................................................. 16

3.4 Analysen ................................................................................................................................ 17

3.5 Arbeitsplan ............................................................................................................................ 17

3.6 Auswertung ........................................................................................................................... 19

4 Forschungspraktikum „Aerobe Abwasserbehandlung“ ................................................................ 21


4.2 Theorie................................................................................................................................... 21


4.3.1 Aufbau der Laborkläranlage .......................................................................................... 23

4.3.2 Prinzip der Laborkläranlage ........................................................................................... 24

4.3.3 Voraussetzung für Nitrifikation und Denitrifikation ...................................................... 25

4.3.4 Einflüsse der Einstellmöglichkeiten ............................................................................... 26

4.4 Analysen ................................................................................................................................ 26

4.5 Arbeitsplan ............................................................................................................................ 26

4.6 Auswertung ........................................................................................................................... 28

5 Forschungspraktikum „Anaerobtechnik“ ...................................................................................... 29



II

5.2 Theorie................................................................................................................................... 29

5.2.1 Hydrolyse ....................................................................................................................... 30

5.2.2 Versäuerung .................................................................................................................. 31

5.2.3 Acetogenese .................................................................................................................. 32

5.2.4 Methanogenese ............................................................................................................. 32


5.3.1 Versuchsaufbau ............................................................................................................. 33

5.3.2 Ansetzen der anaeroben Batch-Tests............................................................................ 34

5.3.3 Substrate ....................................................................................................................... 35

5.4 Analysen ................................................................................................................................ 37

5.5 Arbeitsplan ............................................................................................................................ 37

5.6 Auswertung ........................................................................................................................... 38

6 Analyseverfahren .......................................................................................................................... 41

6.1 Filtrationen ............................................................................................................................ 41

6.1.1 Bestimmung der abfiltrierbaren Stoffe DIN 38 409 Teil H 2 ......................................... 41

6.1.2 Bestimmung der Trockensubstanz ehemals nach DIN 38 414-10 Beiblatt 1 Teil S 10 .. 42

6.1.3 Bestimmung des Trockenrückstands und des Wassergehaltes nach DIN EN 12880 Teil S2 ....................................................................................................................................... 43

6.1.4 Bestimmung des Glühverlustes und des Glührück-standes der Trockenmasse nach DIN EN 12879 Teil S3 ..................................................................................................................... 44

6.2 Schlammvolumenanteil und Schlammvolumenindex nach DIN 38 414 (S10) ...................... 45

6.3 Chemischer Sauerstoffbedarf (CSB) ...................................................................................... 45

6.3.1 CSB Küvette ................................................................................................................... 46

6.3.2 CSB nach DIN 38 409 Teil H41 ....................................................................................... 46

6.4 Gesamter organischer Kohlenstoff (TOC) nach EN 1484 ...................................................... 48

6.4.1 DIMATOC 2000 .............................................................................................................. 48

6.4.2 Chemische Grundlagen ................................................................................................. 50

Die Detektion des Kohlendioxids erfolgt mittels der nichtdispersiven-Infrarot-Absorption. Dabei ....................................................................................................................................................... 50

6.5 Bestimmung von Stickstoff .................................................................................................... 50

6.5.1 Messverfahren nach DIN EN 12260: Bestimmung von gebundenem Stickstoff (TNb) nach Oxidation zu Stickstoffoxiden ............................................................................................... 50

6.5.2 Gesamtstickstoff nach DIN 38 409 Teil H28 .................................................................. 52

6.6 Bestimmung von Phosphor Nach DIN EN ISO 6878 .............................................................. 53

6.6.1 ortho-Phosphat ............................................................................................................. 53

6.6.2 Gesamtphosphor ........................................................................................................... 54


III

6.7 Atomabsorptionsspektrometrie Kupfer und Zink ................................................................. 54

6.8 Chromatographische Methoden ........................................................................................... 55

6.8.1 Grundlagen der Chromatographie ................................................................................ 55

6.8.2 Kationen mittels Ionenchromatographie ...................................................................... 58

6.8.3 Anionen mittels Gaschromatographie .......................................................................... 58

6.8.4 Organische Säuren mittels Ionenchromatographie ...................................................... 58

6.8.5 Biogasanalytik mittels Gaschromatographie ................................................................. 58

6.8.6 Mineralölkohlenwasserstoffe mittels Gaschromatographie ......................................... 58

6.9 Stickstoff-Parameter mit Küvettentests ................................................................................ 60

6.9.1 Ammonium .................................................................................................................... 60

6.9.2 Nitrat ............................................................................................................................. 60

6.9.3 Nitrit .............................................................................................................................. 60

6.9.4 Gesamtstickstoff ............................................................................................................ 60

6.10 Online-Analytik ...................................................................................................................... 60

6.10.1 TresCon Analyzer-System .............................................................................................. 60

6.10.2 IQ Sensor Net ................................................................................................................. 61

6.11 pH-Wert nach EN ISO 10523 (C5) .......................................................................................... 61

6.12 Leitfähigkeit nach EN 27888 (C8) .......................................................................................... 62

6.13 Partiklecharakterisierung ...................................................................................................... 62

6.14 Mikroskopische Analyse mikrobieller Lebensgemeinschaften in der Abwasseraufreinigung .. ............................................................................................................................................... 63

6.14.1 Einleitung ....................................................................................................................... 63

6.14.2 Charakteristika des Belebtschlamms ............................................................................. 64

6.14.3 Indikatororganimen ....................................................................................................... 65

6.14.4 Schlammbelastung ........................................................................................................ 65

6.14.5 Mikroskopische Analytik................................................................................................ 66

6.14.6 Lichtmikroskopie - Versuchsdurchführung.................................................................... 68

6.15 FISH-Analytik ......................................................................................................................... 70

6.15.1 Einleitung ....................................................................................................................... 70

6.15.2 Einführung in die Mikroskopie ...................................................................................... 71

6.15.3 Konfokale Laserscanningmikroskopie ........................................................................... 72

6.15.4 Fluoreszenz in Situ Hybridisierung ................................................................................ 73

6.15.5 Durchführung ................................................................................................................ 74

6.16 Biofilmanalytik ....................................................................................................................... 80

6.16.1 Einleitung ....................................................................................................................... 80

6.16.2 einführung in die Mikroskopie ...................................................................................... 81


IV

6.16.3 Durchführung ................................................................................................................ 81

7 Literatur ......................................................................................................................................... 83


V

Abbildungsverzeichnis Abbildung 1: Funktionsweise und schematischer Aufbau einer membranlosen Einkammer-MBZ. ....... 3 Abbildung 2 Leistungsdichte einer MBZ mit einer Kathode und zwei Kathoden im Vergleich während einer Polarisation bei unterschiedlichen externen Widerständen. ........................................................ 6 Abbildung 3 Polarisationskurven (links) und linearer Bereich zur Bestimmung des systeminternen Widerstandes. ......................................................................................................................................... 6 Abbildung 4 Leistungskurven der Polarisation. ....................................................................................... 7 Abbildung 5 Mikrobielle Brennstoffzellen. .............................................................................................. 8 Abbildung 6 Schematischer Aufbau einer Standard FiltaPex® BE 2200. Quelle: Pecher Technik GmbH, 2014. ...................................................................................................................................................... 12 Abbildung 7 Versuchsaufbau der RUB: weitergehende Untersuchungen im halbtechnischen Maßstab. ............................................................................................................................................................... 13 Abbildung 8 Korngrößenverteilung der eingesetzten Materialien. ...................................................... 15 Abbildung 9 Rasterelektronenmikroskopische Aufnahmen der Materialien in zwei Vergrößerungen: a) Aktivkohle F300, b) Braunkohlekoks, c) Eisenschwamm, d) Sorp1 (Fe2O3), e) Sorp1 (Porenbeton) und f) Sorp2 (Al2O3) [verändert nach Vesting et al., 2015] .............................................................................. 16 Abbildung 10 Beispielhafter Aufbau eines modifizierten Filtersystems. .............................................. 17 Abbildung 11 Beispielhafte Auftragung des Quotienten aus Ablauf- und Zulaufkonzentration in Abhängigkeit von dem Beschickungsvolumen. ..................................................................................... 19 Abbildung 12 Beispielhafte Auftragung des Rückhalts verschiedener Schadstoffe bei unterschiedlichen Beschickungsintensitäten. ..................................................................................................................... 20 Abbildung 13 Schematische Darstellung einer kommunalen Kläranlage. Quelle: www.klaeranlage-online.de/ .............................................................................................................................................. 21 Abbildung 14 Schematische Darstellung der Laborkläranlage KLD 4N/SR der Firma behr. Oben: Frontansicht, unten: hintere Ansicht. ................................................................................................... 23 Abbildung 15 Laborkläranlagen mit online-Analysator. ........................................................................ 24 Abbildung 16 Schematische Darstellung der Fließwege der Laborkläranlage KLD 4N/SR der Firma behr. ............................................................................................................................................................... 24 Abbildung 17 Phasen des anaeroben Abbaus, nachgezeichnet nach Gujer & Zehnder (1983). ........... 29 Abbildung 18 Links: Versuchsaufbau der Batchflaschen bestehend aus einem Reaktionsgefäß (Volumen 1 L), dem aufgesetzten Drucktransmitter und zwei Kugelhähnen zur Entnahme der Gasproben. Rechts: Versuchsanordnung der Batch-Versuche im Wasserbad bei 35 °C. ...................................................... 34 Abbildung 19 Gaswege beim DIMATOC 2000. ...................................................................................... 49 Abbildung 20 Gaswege beim an das DIMATOc angeschlossene DIMA-N. ............................................ 51 Abbildung 21 Prinzip eines Atomabsorptionsspektrometers. .............................................................. 55 Abbildung 22 Prinzip des Chromatographen. ....................................................................................... 56 Abbildung 23 Prinzipieller Aufbau eines Gaschromatographen: (1) Trägergas, (2) Injektor, (3) Säule im Säulenofen, (4) Detektor (hier: ein FID, welcher Luft und Wasserstoff-gas zum Betrieb benötigt), (5) Signalaufzeichnung als Chromatogramm. Quelle: GC_ETHZ.pdf. ......................................................... 57 Abbildung 24 Morphologi G3-ID. Quelle: www.malvern.com .............................................................. 62


VI

Abbildung 25 Ausgewählte Bilder von Partikeln einer dispergierten Nasensprayprobe. Quelle: www.malvern.com ................................................................................................................................ 63 Abbildung 26 Ablauf des automatisierten bildgebenden Verfahrens. Quelle: www.malvern.com ..... 63 Abbildung 27 Einteilung der Fädigkeit einer Probe (Quelle: das mikroskopische Bild bei der Abwasserreinigung). .............................................................................................................................. 64 Abbildung 28 (a) Amöbe, (b) Flagellat, (c) Spirillum spp., (d) Tokophrya. ............................................ 65 Abbildung 29 Aeolosoma spec. ............................................................................................................. 66 Abbildung 30 Olympus BH-2 (Quelle: Olympus Microscope Resource Center). ................................... 67 Abbildung 31 Blick durch ein Messokular. (Quelle: unbekannt). .......................................................... 68 Abbildung 32 Herstellung eines Mikroskop-Präparates. (Quelle: unbekannt). .................................... 69 Abbildung 33 Aufbau eines Mikroskops. ((Quelle: Universität Wien; https://www.univie.ac.at/mikroskopie/1_grundlagen/mikroskop/mikroskop/2a_bestandteile.htm) 71 Abbildung 34 Fluoreszenzmikroskopische Aufnahmen. ....................................................................... 72 Abbildung 35 Leica TCS SP8. .................................................................................................................. 72 Abbildung 36 Links: Schema zur Entstehung von Fluoreszenz (Quelle: FluoPedia.org). Rechts: Darstellung des Scanvorganges. Der Lichtfleck des Lasers wird über zwei Spiegel zeilenweise über die gesamte Probe bewegt. Aus den detektierten Signalen für jeden Scanpunkt wird ein mikroskopisches Bild erstellt. ........................................................................................................................................... 73 Abbildung 37 Das konfokale Prinzip. ..................................................................................................... 73 Abbildung 38 Prinzip der in Situ Hybridisierung (FISH) (Quelle: Amann 2002). .................................... 74 Abbildung 39 Stomacherbeutel mit Vollfilter. Mittels Stomacher können Bakterien von Feststoffen abgetrennt werden. .............................................................................................................................. 76 Abbildung 40 Belegungs- und Pipettierplan für die OT-Vertiefungen zur FISH. ................................... 78 Abbildung 41 Mikrobielle Brennstoffzellen (A) und Anoden vor der Probenfixierung (B). .................. 80


VII

Tabellenverzeichnis Tabelle 1 Stundenzettel zum Nachweis der geleisteten Präsenzzeit ...................................................... 2

Tabelle 2 Beschreibung der mikrobiellen Einkammer-Brennstoffzellen. ................................................ 8

Tabelle 3 Arbeitsplan Forschungspraktikum „Mikrobielle Brennstoffzellen“. In Abhängigkeit von der Substratkonzentration wird Arbeitsplan A oder Arbeitsplan B durchgeführt. ..................................... 10

Tabelle 4 Elementaranalysen der eingesetzten Materialien. ................................................................ 14

Tabelle 5 Physikalische Eigenschaften der eingesetzten Materialien. .................................................. 15

Tabelle 6 Charakteristische Korndurchmesser der eingesetzten Materialien. ..................................... 16

Tabelle 7 Beschreibung der Regenspenden. ......................................................................................... 18

Tabelle 8 Arbeitsplan des Forschungspraktikums „Niederschlagswasserbehandlung“. ....................... 18

Tabelle 9 Arbeitsplan Forschungspraktikum „Aerobe Abwasserbehandlung“. .................................... 27

Tabelle 10 Parameterliste für die Laborkläranlagen. ............................................................................ 28

Tabelle 11 Zusammenhang zwischen dem pH-Wert und den entstehenden Säuren in der Versäuerungsphase. .............................................................................................................................. 31

Tabelle 12 Chemische Zusammensetzung von Gras. ............................................................................ 35

Tabelle 13 Chemische Zusammensetzung von Birkenlaub. .................................................................. 36

Tabelle 14 Chemische Zusammensetzung von Pfirsichlaub und Apfellaub. ......................................... 36

Tabelle 15 Auf Frischmasse (FM) bezogene Biogaserträge verschiedener Substrate. ......................... 36

Tabelle 16 Analyse der Trockenrückstände der eingesetzten Substrate Wiesenschnitt und Maissilage. ............................................................................................................................................................... 37

Tabelle 17Arbeitsplan des Forschungspraktikums Anaerobtechnik. .................................................... 38

Tabelle 18 Chemische Zusammensetzung ausgewählter Substrate. .................................................... 40

Tabelle 19 Verdünnungsschema für die CSB-Analyse nach DIN 38409-41 ........................................... 46

Tabelle 20 Verdünnungsfaktoren bei der MKW-Analytik. .................................................................... 59

Tabelle 21 Puffer ................................................................................................................................... 75

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1

1 ALLGEMEINE INFORMATIONEN Im Wintersemester 2017/18 wird das „Abwassertechnische Laborpraktikum“ zum zweiten Mal nach einer kompletten Umstrukturierung durchgeführt. In den Studiengängen „Bauingenieurwesen“ sowie „Umwelttechnik und Ressourcenmanagement“ soll neben der theoretischen und praktischen auch die wissenschaftliche Ausbildung im Vordergrund stehen. Dafür eignen sich die klassischen Lehrveranstaltungen wie Vorlesungen, Übungen und Praktika allerdings nicht ausreichend gut. Aus diesem Grund wurde das „Abwassertechnische Laborpraktikum“ so umzustrukturieren, dass die wissenschaftliche Ausbildung verbessert wird, indem die Studierenden anhand eines eigenen Forschungsprojektes die für diese Veranstaltung notwendigen Inhalte erlernen können. In einem kleineren Umfang und in einer Kleingruppe können Sie als Studierende selber eine Versuchsanlage beitreiben und dabei ein dem gegebenen Zeitraum angepasstes Forschungsproblem erarbeiten. Dabei erlernen Sie neben dem Arbeiten in der Gruppe auch ein methodisches Herangehen auch wissenschaftliche Fragestellungen. Da dies vor dem Beginn der Master-Arbeit geschieht, können Sie als Studierende die durch das Forschende Lernen erlangten Erfahrungen und Kenntnisse in die Planung Ihrer Abschussarbeit mit einbeziehen und somit bessere Ergebnisse erzielen. Ihnen als Studierende wird die Möglichkeit geben, sich mit einem Forschungsthema in den Bereichen Energie, Klima bzw. Gesundheit auseinanderzusetzen. Anhand eines Forschungsprojektes zu einem aktuellen Thema können Sie den Betrieb einer Versuchsanlage, die Analyse der für dieses Projekt essentiellen Parameter, der Auswertung der erhobenen Daten sowie das Verfassen eines Berichtes unter fachkundiger Leitung erlernen. Durch die Änderung der Inhalte des Praktikums wird den Studierenden auch die Möglichkeit gegeben, durch die Abkehr vom vorgeschriebenen wöchentlichen Rhythmus das Forschungsprojekt mit einer größeren zeitlichen Flexibilität durchzuführen. In dieser Lehrveranstaltung werden Sie forschend an aktuelle Gebieten in der Siedlungswasserwirtschaft herangeführt. Es wurden Projekte in den Bereichen aerobe Abwasserreinigung, Anaerobtechnik, Mikrobielle Brennstoffzellen sowie Niederschlagswasserbehandlung gewählt. Sie haben in dieser Lehrveranstaltung die Möglichkeit, nach ihren eigenen Vorlieben sich eines der angebotenen Projekte auszusuchen und mit Ihren Kommilitonen in einer Kleingruppe zu erarbeiten. Bei dem Projekt aeroben Abwasserreinigung können verschiedene Einflüsse (Temperatur, Salzgehalt, o.ä.) auf den Abbau der Abwasserinhaltsstoffe sowie die Veränderung der Biozönose untersucht werden. Das Projekt Anaerobtechnik besteht aus acht verschiedenen Reaktoren, bei denen der Abbau von Abwasserinhaltsstoffen und nachwachsenden Rohstoffen sowie die Biogasbildung untersucht werden soll. Hier sollte neben der Analyse der klassischen Parameter die sich bildenden Biozönosen untersucht werden. Die Mikrobielle Brennstoffzellentechnik erzeugt elektrischen Strom aus der im Abwasser enthaltenen chemischen Energie. Der Einfluss der Abwasserzusammensetzung sowie Unterschiede in den Elektrodenformen und -materialien haben einen Einfluss auf die Stromproduktion. Ferner können die Stromausbeuten bezogen auf den Energiegehalt des Abwassers untersucht werden. Das Projekt Niederschlagswasserbehandlung beschäftigt sich der Aufreinigung von

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Verkehrsflächenabflüssen. In diesen Wässern sind verschiedene Mikroschadstoffe sowie Schwermetallen Kupfer und Zink aus Tropfverlusten und Abrieben vorhanden. Es werden zwei verschiedene Filtersysteme untersucht, indem diese einen synthetisch hergestellten Verkehrsflächenablauf aufreinigen soll. Bei allen Projekten werden die Studierenden nicht nur in den Betrieb der Anlagen bzw. Reaktoren eingewiesen, sondern sie können unter fachlicher Anleitung die für ihr Projekt wichtigen Analysen selbstständig durchführen. Die Lehrveranstaltung „Abwassertechnisches Laborpraktikum“ der Studiengänge Bauingenieurwesen sowie Umwelttechnik und Ressourcenmanagement ist mit 2 SWS, entsprechend 3 Leistungspunkten bewertet. Dies entspricht einer Präsenzzeit von 30 Stunden und einer Vor- und Nachbereitungszeit von 60 Stunden. Die einzelnen Versuchsanlagen sollen über einen Zeitraum von etwa 2 bis 4 Wochen betreut werden. Dies bedeutet, dass nicht jeder Studierende immer anwesend sein muss. Bitte klären Sie innerhalb der Gruppe die Arbeitszeiten ab. Um einen Überblick über die Arbeitszeiten der einzelnen Studierenden zu bekommen, wird jeder Student einen Stundenzettel schreiben (Tabelle 1). Die Summe der gearbeiteten Stunden muss mindestens den 30 Stunden Präsenzzeit entsprechen. Zum Abschluss des Praktikums wird ein Bericht angefertigt. Dieser sollte die Teile Theorie, Material und Methoden, Ergebnisse, Auswertung und Diskussion sowie eine Zusammenfassung enthalten. Ferner sind Deckblatt, Inhaltsverzeichnis, Tabellen- und Abbildungsverzeichnis sowie ein Literaturverzeichnis anzufertigen. Der Bericht soll von der Gruppe gemeinsam geschrieben werden, wobei die einzelnen Kapitel mit den Namen des jeweiligen Autors gekennzeichnet werden müssen. Jeder Gesamtbericht sollte 50 Seiten nicht überschreiten. Die Gesamtnote ergibt sich aus Ihrer praktischen Arbeit und den von Ihnen verfassten Kapiteln des Berichtes. Der Bericht ist spätestens 4 Wochen nach Ende der Versuche in gedruckter abzugeben. Den Studierenden wird mit den Beschreibungen in diesem Skript zumindest eine grobe Richtung vorgegeben, wie die Projekte ablaufen sollen. Eigene Ideen und Vorschläge sind willkommen und werden, wenn möglich, mit Hilfe des Betreuers auch umgesetzt. Tabelle 1 Stundenzettel zum Nachweis der geleisteten Präsenzzeit

Datum Beginn Ende Pause Arbeitszeit

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2 FORSCHUNGSPRAKTIKUM „MIKROBIELLE BRENNSTOFFZELLEN“ 2.1 AUFGABENSTELLUNG In dem Forschungspraktikum Mikrobielle Brennstoffzellen sollen sich die Studierenden mit alternativen Formen der Energiegewinnung in der Abwassertechnik auseinandersetzten. Als beispielhafte Methode wird hier die direkte Stromgewinnung aus Abwasser mit Hilfe mikrobieller Brennstoffzellen untersucht. Im Rahmen dieses Praktikums werden acht dieser Zellen betrieben. Es muss zunächst eine Polarisation durchgeführt werden, um den systeminternen Widerstand jeder einzelnen Zelle zu ermitteln. Im Betrieb sollen für die Coulomb’sche Effizienz sowie die normierte Energierückgewinnung für verschieden betriebene Zellen (verschiedene Anoden-Kathoden-Kombinationen) sowie unterschiedliche Substrat-Konzentrationen ermittelt werden.

2.2 THEORIE In einer mikrobiellen Brennstoffzelle werden die organischen Abwasserinhaltsstoffe von anaeroben, sogenannten exoelektrogenen Bakterien (z.B. Bakterien der Gattungen Geobacter od. Shewanella), welche als Biofilm auf einer Anode wachsen, abgebaut. Die bei dieser Oxidation zu CO2 und Protonen (H+) freiwerdenden Elektronen (e-) werden von den Bakterien nun an die Anode abgegeben, von der aus sie aufgrund einer Potentialdifferenz über einen externen Stromleiter durch einen äußeren Widerstand hin zu einer Kathode fließen. An der Kathode werden diese Elektronen nun auf der dem Medium zugewandten Seite auf Luftsauerstoff, welcher durch die Kathode ins Innere der MBZ diffundiert, übertragen und zusammen mit den Protonen entsteht als Abfallprodukt Wasser.

Abbildung 1: Funktionsweise und schematischer Aufbau einer membranlosen Einkammer-MBZ.

Damit die Sauerstoffreduktion (ORR – Oxygen Reduction Reaction) nun in nennenswerter Geschwindigkeit abläuft und somit höhere Leistungen erzielt werden können ist die Kathode meistens mit einem Katalysator beschichtet, welcher die Aktivierungsenergie der Sauerstoffreduktion herabsetzt. Bis vor kurzem wurde hauptsächlich Platin als Katalysator eingesetzt, da dieser die höchste ORR-Aktivität aufwies. Neuere Forschungen zeigen jedoch,


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dass Aktivkohle eine mindestens genau so hohe ORR-Aktivität aufweist, und das bei einem 100stel der Kosten. Durch den Elektronenfluss kann an dem externen Widerstand Strom abgenommen werden. Die maximale, theoretische Zellspannung die hierbei erreicht werden kann hängt von dem Substrat, dessen Reduktionspotential und der dadurch entstehenden Potentialdifferenz zwischen Anoden- und Kathodenreaktion ab und lässt sich wie folgt berechnen:

𝐸𝐸𝑀𝑀𝑀𝑀𝑀𝑀 = 𝐸𝐸𝐾𝐾𝐾𝐾𝐾𝐾 − 𝐸𝐸𝐴𝐴𝐴𝐴 (1) Im Falle von Acetat als Substrat (E’Ac = -0,3V; E’O2 = 0,805 V), einer Temperatur von 25 °C und einem pH-Wert von 7 läge die theoretisch, maximal erreichbare Zellspannung somit bei 1,1 V. Allerdings werden diese Spannungen aufgrund von verschiedenen Spannungsverlusten in der Realität nicht erreicht und bewegen sich je nach eingesetztem Material und MBZ-Konfiguration im Bereich zwischen 0,3 - 0,7 V. Diese Spannungen entsprechen dann der sogenannten Leerlaufspannung (OCV – Open Circuit Voltage), welche durch einen unendlich großen Widerstand bei unendlich kleinem Stromfluss erreicht werden. Die Arbeitsspannung und die erzielbaren Stromstärken hängen also über das Ohm’sche Gesetz (Gleichung 2) wie folgt vom angelegten Widerstand ab:

𝐸𝐸𝑀𝑀𝑀𝑀𝑀𝑀 = 𝐼𝐼 ∗ 𝑅𝑅𝑒𝑒𝑒𝑒𝐾𝐾 (2) Hierbei ist EMBZ die Zellspannung (V) [entspricht U], I die Stromstärke (A) und Rext (Ω) der angelegte externe Widerstand. Die Leistung einer MBZ kann somit über Gleichung 3 berechnet werden. Um die Ergebnisse unterschiedlicher Materialien bzw. Konfigurationen besser miteinander vergleichen zu können, wird die Leistung meistens auf die Kathodenfläche (Gleichung 4) oder aber das Volumen (Gleichung 5) der MBZ normiert.

𝑃𝑃 = 𝑈𝑈2

𝑅𝑅𝑒𝑒𝑒𝑒𝑒𝑒 (3)


𝑅𝑅𝑒𝑒𝑒𝑒𝑒𝑒∙𝐴𝐴𝐾𝐾𝐾𝐾𝑒𝑒 (4)


𝑅𝑅𝑒𝑒𝑒𝑒𝑒𝑒∙𝑉𝑉𝑀𝑀𝑀𝑀𝑀𝑀 (5)

Im Bereich der Siedlungswasserwirtschaft liegt der Fokus in der MBZ-Forschung neben hohen Leistungsdichten aber auch auf der Effizienz, mit der der Strom generiert werden kann. Neben gewöhnlichen Kennzahlen wie der CSB-Abbaurate (%, Gleichung 6), spielen hierauf basierende elektrobiochemische Kenngrößen wie die Coulomb’sche Effizienz (CE, %, Gleichung 7) und die normierte Energierückgewinnung (NER, kWhel/kgCSB,abb, Gleichung 8) eine bedeutende Rolle. 𝐶𝐶𝐶𝐶𝐶𝐶𝑒𝑒𝑒𝑒𝑒𝑒 = �1 − 𝑐𝑐𝑒𝑒𝑒𝑒𝑒𝑒

𝑐𝑐𝑧𝑧𝑧𝑧� ∙ 100 (6)


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𝐶𝐶𝐸𝐸 =𝑀𝑀∙∫ 𝐼𝐼𝐼𝐼𝐾𝐾𝑒𝑒

0𝐹𝐹∙𝑏𝑏∙𝑉𝑉𝑀𝑀𝑀𝑀𝑀𝑀∙∆𝐶𝐶𝐶𝐶𝑀𝑀

(7)

𝑁𝑁𝐸𝐸𝑅𝑅 = 𝑃𝑃∙𝐾𝐾𝑉𝑉𝑀𝑀𝑀𝑀𝑀𝑀∙∆𝐶𝐶𝐶𝐶𝑀𝑀

(8)

Wobei: Ceff = CSB-Ablaufkonzentration (mg/L) Cin = CSB-Zulaufkonzentration (mg/L) M = Molekulargewicht Sauerstoff = 32 g/mol I = über die Dauer t (s) eines Batch-Zyklus integrierte Strom (A) (Mittelwert) F = Faraday-Konstante = 96.485 C/mol b = Anzahl übertragener Elektronen pro Molekül Sauerstoff (4) VMBZ = Volumen MBZ (L) ΔCSB = innerhalb der Zeit t abgebaute CSB-Konzentration (g/L) P = mittlere Leistung innerhalb eines Zyklus (kW) t = Dauer eines Batch Zyklus (h) Die Coulomb’sche Effizienz CE (Gleichung 7) gibt Auskunft darüber, welcher Anteil des abgebauten Substrates wirklich in Strom umgewandelt wurde, während die normierte Energierückgewinnung NER (Gleichung 8) beziffert, welche elektrische Arbeit pro abgebauter Masse an Substrat von dem MBZ-System geleistet werden kann. Zur Orientierung: typische CE- und NER-Werte von MBZ-Systemen für kommunales Abwasser liegen bei 5 – 25% bzw. 0,1 – 0,36 kWhel/kgCSB,abb. Zum Vergleich: Die CE (entspricht dem elektrischen Wirkungsgrad eines BHKW) und NER eines Faulturmes liegen bei etwa 33 % bzw. 1 kWhel/kgCSB,abb. Der maximale Heizwert vom CSB liegt bei 3,86 kWh/kgCSB. Da es sich bei der MBZ um eine Gleichspannungsquelle handelt wird die maximale Leistung erreicht, sobald der externe Widerstand dem Systeminternen entspricht. Somit steht fest, dass die Leistung eines MBZ-Systems maßgeblich vom systeminternen Widerstand abhängt. Je geringer der Widerstand, desto größer die Leistung. Daher folgt nach der Inokulation einer MBZ (Besiedlung der Anoden mit einem exoelektrogenen Biofilm) eine sogenannte Polarisation um dieses Leistungsoptimum (MPP, Maximum Power Point) der MBZ zu ermitteln. Hierbei wird der externe Widerstand zunächst für etwa 15 – 20 Std komplett entfernt (Rext ∞), so dass die Zellen die maximal erzielbare Spannung, die sogenannte Leerlaufspannung, erreichen. Im Anschluss wird der externe Widerstand schrittweise verringert (1500, 1000, 500, 350, 250, 200, 150, 125, 100, 75, 50, 20 Ω) und nach etwa 15 – 20 Minuten die produzierte Spannung notiert. Mit Hilfe dieser Daten lässt sich der systeminterne Widerstand nun graphisch (Abbildung 2), als auch rechnerisch bestimmen (Abbildung 3). Aus Abbildung 2 wird ersichtlich, dass die MBZ mit einer Kathode ihren MPP bei etwa 100 bis 125 Ohm aufweist, die MBZ mit zwei Kathoden bei etwa 75 Ohm. Um den Widerstand genauer zu bestimmen muss man die Spannung nun gegen den Strom auftragen und erhält somit die sogenannte Polarisationskurve (Abbildung 3, links). Die Steigung des linearen Bereichs dieser


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Kurve stellt laut Gleichung 2 den systeminternen Widerstand dar. Deswegen nimmt man die entsprechenden Daten in diesem Bereich und bestimmt die Steigung der Linie (Abb. 3, rechts).

Abbildung 2 Leistungsdichte einer MBZ mit einer Kathode und zwei Kathoden im Vergleich während einer Polarisation bei unterschiedlichen externen Widerständen.

Abbildung 3 Polarisationskurven (links) und linearer Bereich zur Bestimmung des systeminternen Widerstandes.

Eine weitere Systemgröße, welche durch die Polarisation ermittelt werden kann ist die maximale Leistungsdichte des Systems. Hierzu berechnet man zunächst die auf die Anodenfläche bezogenen Stromstärken bei den unterschiedlichen Widerständen und trägt hiergegen die Leistungsdichten auf und erhält die sogenannte Leistungskurve (Abbildung 4).


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Abbildung 4 Leistungskurven der Polarisation.

2.3 MATERIAL UND METHODEN 2.3.1 AUFBAU DER MBZ Acht mikrobielle Einkammer-Brennstoffzellen stehen bereit. Diese werden mit vier unterschiedlichen Anoden-Kathoden-Kombinationen betrieben, so dass für jede Einstellung zwei Kammern zur Verfügung stehen (Tabelle 2). Die Reaktoren haben ein Volumen von 320 mL. Die effektive Kathodenoberfläche beträgt 64 cm2, wovon allerdings nur 40,72 cm2 (16 Öffnungen mit einem Durchmesser von je 1,8 cm) zur Verfügung stehen. Die Kathoden bestehen aus einem Kohlenstoffgewebe (Quintech). Die Kathoden der Zellen 1, 2, 5 und 6 sind vom Hersteller mit einer PTFE-Beschichtung versehen, die Kathoden der Zellen 3, 4, 7 und 8 nicht. Alle Kathoden sind auf der dem Medium zugewandten Seite mit 0,5 g/cm2 Platin und auf der Luftseite mit vier PTFE-Diffusionslagen beschichtet. Die Zellen sind mit zwei verschiedenen Anoden ausgestattet. Die Zellen 1 bis 4 besitzen Graphitbürsten (The Mill-Rose Co.) als Anoden. Diese bestehen aus einem 0,8 mm Titandraht und haben einen Gesamtdurchmesser von 25 mm. Pro Inch sind laut Hersteller 400.000 Fasern verarbeitet, welche jeweils einen Durchmesser von 7,6 µm haben. Die Anoden der Zellen 5 bis 8 bestehen aus einem Graphitfilz der Größe von 8x8x1,12 cm. Die Oberfläche der Anode beträgt dementsprechend 163,84 cm2 (A = 2*L*H + 4*L*B).

MPP


8

Tabelle 2 Beschreibung der mikrobiellen Einkammer-Brennstoffzellen.

Zelle Anode Kathode

1 Bürste mit PTFE

2 Bürste mit PTFE

3 Bürste ohne PTFE

4 Bürste ohne PTFE

5 Filz mit PTFE

6 Filz mit PTFE

7 Filz ohne PTFE

8 Filz ohne PTFE Die Zellen sind über einen variablen Widerstand mit einer kontinuierlichen Stromstärkemessung verbunden. Der variable Widerstand der Firma Peaktech, Typ 3280 besitzt sieben Widerstands-Dekaden wodurch Widerstände zwischen 1 und 11.111.110 Ω einstellbar sind. Mit Hilfe der Widerstands-Dekade kann die Polarisation durchgeführt werden und somit der optimale Widerstand für die Messphase ermittelt werden. Die kontinuierliche Stommessung erfolgt über ein System der Firma Tinker Forge. Dies ist in der Lage, kontinuierlich Spannungsänderungen mit einer Auflösung von 1 mV aufzuzeichnen.

Abbildung 5 Mikrobielle Brennstoffzellen.


9

2.3.2 SYNTHETISCHES ABWASSER Die MBZ’s sind mit einem synthetischen Abwasser zu betreiben. Dieses Abwasser kann entweder aus ausgelaugtem Hundefutter bestehen oder ein OECD-Medium sein. Für ausgelaugtes Hundefutter werden 50 g zerkleinertes Hundefutter in 10 L warmes Wasser gegeben und über Nacht gerührt. Anschließend wird es mit Hilfe von Sieben von Feststoffen befreit, so dass nur Partikel kleiner 40 µm vorhanden sind. Der CSB liegt bei etwa 1300 mg/L, der Gesamtstickstoff bei etwa 150 mg/L. Die genauen Konzentrationen an Abwasserinhaltsstoffen sind per Analyse zu bestimmen. Das OECD-Medium wird in der DIN EN ISO 11733 (2004) als synthetisches Abwasser 1 bezeichnet. Es hat eine mittlere DOC-Konzentration von etwa 100 mg/L und eine CSB-Konzentration von etwa 300 mg/L. Das Abwasser wird wie folgt zusammengesetzt:

• 160 mg Pepton • 110 mg Fleischextrakt • 30 mg Harnstoff • 28 mg wasserfreies Dikaliumhydrogenphosphat K2HPO4 • 7 mg Natriumchlorid NaCl • 4 mg Calciumchlorid-Dihydrat CaCl2·2H2O • 2 mg Magnesiumsulfat-Heptahydrat MgSO4∙7H2O • 1 L Wasser

Das Abwasser kann in Form eines Konzentrates angesetzt werden, um die Lagerung zu vereinfachen. Das vorbereitete Abwasser ist zu portionieren, im Tiefkühlschrank zu lagern und bei Bedarf aufzutauen.

2.4 ANALYSEN Die entscheidenden Parameter bei diesem Forschungspraktikum sind CSB, TOC, TNb sowie die mikrobiologische Untersuchung der Elektrodenmaterialien (Biofilm-Analytik).

2.5 ARBEITSPLAN Die mikrobiellen Brennstoffzellen werden in Betrieb genommen. Ziel ist es, die Leistung der Zellen in Abhängigkeit der verschiedenen Anoden-Kathoden-Kombinationen sowie in Abhängigkeit von der Substrat-Konzentration in verschiedenen Zyklen zu untersuchen. Für jede Konzentration muss für jede einzelne Zelle nach Einstellung des Gleichgewichtes (konstante Zellspannung) eine Polarisation durchgeführt werden. Dafür wird der externe Widerstand zunächst für etwa 15 bis 20 Stunden komplett entfernt (Rext ∞), so dass die Zellen die maximal erzielbare Spannung, die sogenannte Leerlaufspannung, erreichen. Im Anschluss wird der externe Widerstand schrittweise verringert (1500, 1000, 500, 350, 250, 200, 150, 125, 100, 75, 50, 20 Ω) und nach etwa 15 – 20 Minuten die produzierte Spannung notiert. Mit Hilfe dieser Daten lässt sich der systeminterne Widerstand nun graphisch, als auch rechnerisch bestimmen.


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Tabelle 3 Arbeitsplan Forschungspraktikum „Mikrobielle Brennstoffzellen“. In Abhängigkeit von der Substratkonzentration wird Arbeitsplan A oder Arbeitsplan B durchgeführt.

Woche Tag Arbeitsplan A Arbeitsplan B

1

Montag

Dienstag

Mittwoch Polarisation

Donnerstag Anfang Zyklus 1 Polarisation

Freitag Anfang Zyklus 1

2

Montag Ende Zyklus 1, Anfang Zyklus 2

Dienstag TOC, TNb-Analytik Ende Zyklus 1, Anfang Zyklus 2

Mittwoch Biofilm-Analytik TOC, TNb-Analytik

Donnerstag

Freitag Ende Zyklus 2, Anfang Zyklus 3 Ende Zyklus 2, Anfang Zyklus 3

3

Montag TOC, TNb-Analytik Ende Zyklus 3, Anfang Zyklus 4

Dienstag TOC, TNb-Analytik, CSB-Analytik

Mittwoch Ende Zyklus 3 Biofilm-Analytik

Donnerstag TOC, TNb-Analytik , CSB-Analytik

Ende Zyklus 4, CSB-Analytik

Freitag CSB-Analytik

2.6 AUSWERTUNG Aus der Polarisation sind die systeminternen Widerstände der vier mikrobiellen Brennstoffzellen durch Auswerten der Polarisationskurve zu ermitteln. Ferner sind die Leistungsdichtes der Systeme zu bestimmen. Aus den Zyklen sind Diagramme anzufertigen, die den Verlauf der Spannung über die Zeit zeigen. Ferner sind die Ströme bei den Zyklen zu bestimmen. Aus diesen Analyseergebnissen der einzelnen Zyklenfüllungen lassen sich die CSB-Eliminierungsraten bestimmen. Somit lassen sich die Coulomb’sche Effizienz sowie die normierte Energierückgewinnung ausrechnen. Vergleichen Sie die Effizienz der verschiedenen Anoden-Kathoden-Kombinationen bei den verschiedenen Substrat-Konzentrationen.

Lehrstuhl für Siedlungswasserwirtschaft und Umwelttechnik Prof. Dr. Marc Wichern Laborleitung: Dr. Eva Heinz Forschungspraktikum „Niederschlagswasserbehandlung“

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3 FORSCHUNGSPRAKTIKUM „NIEDERSCHLAGSWASSERBEHANDLUNG“

3.1 AUFGABENSTELLUNG Im Rahmen des Forschungsprojektes Niederschlagswasserbehandlung soll der Fokus auf behandlungspflichtigen Verkehrsflächenabläufen liegen. In den Gesetzen sind mehrere verschiedene Methoden der Aufreinigung erlaubt, im Forschungspraktikum sollen spezielle Filter für den Rückhalt gelöster Stoffe (Schwermetalle Kupfer und Zink, MWK, Pflanzenschutzmittel) genauer untersucht werden. Es werden zwei verschiedene Filter betrieben und mit einem Verfahren analog zur Prüfvorschrift des DIBt behandelt. Anhand der Ergebnisse lassen sich der Schadstoffrückhalt in Abhängigkeit vom Schadstoff sowie von der Beschickungsmenge und das Verhalten der Filter beim Aufbringen einer großen Salzfracht, wie sie beim Winterdienst häufig vorkommt, auswerten. Im Anschluss an die Regenspenden der Prüfvorschrift sollen noch einmal Regenspenden zum Feststoffrückhalt durchgeführt werden. Die Ergebnisse der beiden Filterzusammensetzungen können verglichen werden.

3.2 THEORIE Mit dem Niederschlagswasser und insbesondere mit Verkehrsflächenabflüssen wird ein breites Spektrum an Schadstoffen in die Oberflächengewässer eingetragen. Werden die belasteten Niederschlagsabflüsse versickert, so können die Schadstoffe in das Boden-Grundwassersystem gelangen. Viele der freigesetzten organischen und anorganischen Schadstoffe haben das Potential in der Umwelt zu akkumulieren und so negative Langzeiteffekte auf die aquatische Fauna zu verursachen. Des Weiteren entsteht bei Anreicherung der Schadstoffe im Grundwassersystem eine Gefährdung der Trinkwasserressourcen. Aus diesem Grund hat NRW mit dem Runderlass „Anforderungen an die Niederschlagsentwässerung im Trennverfahren“ [MUNLV, 2004] (nachfolgend Trennerlass genannt) im Mai 2004 Rahmenbedingungen zur Schadstoffminderung bei der Niederschlagsentwässerung über öffentliche und private Kanalisationen im Trennverfahren nach § 57 Abs. 1 Landeswassergesetz (LWG) (1995) als allgemein anerkannte Regeln der Abwassertechnik eingeführt und bekannt gemacht. Der Trennerlass [MUNLV, 2004] regelt, von welchen Einzugsgebietsflächen – in Abhängigkeit von der Bewertung der Verschmutzung – Niederschlagswasser vor der Einleitung in ein Gewässer behandelt werden muss. Dabei beschränkt sich bisher die Behandlung von verschmutztem Niederschlagswasser weitgehend auf sedimentierend bzw. flotierend wirkende Prozesse zur Stofftrennung in Regen(klär)becken. Neben diesen zentralen Behandlungsverfahren werden auch dezentrale sowie semizentrale Behandlungssysteme benannt, wobei die dezentrale Behandlung bevorzugt eingesetzt werden soll. Für einen wirkungsvollen Rückhalt von Schmutz- und Schadstoffen bei weitgehendem Erhalt des lokalen Wasserkreislaufes kommt der Behandlung belasteter Niederschlagsabflüsse in dezentralen Anlagen besondere Bedeutung zu.


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3.3 MATERIAL UND METHODEN 3.3.1 VERSUCHSANLAGE Als Versuchsanlage stehen zwei Filteranlagen im halbtechnischen Maßstab zur Verfügung. Diese sind analog den FiltaPex-Systemen der Dr. Pecher AG aufgebaut. Diese realen Systeme sind Filterschachtsysteme zur Aufreinigung verschmutzter Niederschlagsabflüsse. Mit einem Durchmesser zwischen 2,20 m und 4,00 m können diese die Abflüsse angeschlossene Flächen zwischen 100 und 35.000 m2 aufreinigen. Die Reinigung basiert auf vier verschiedenen Wirkungsweisen, dem Leichtflüssigkeitsrückhalt, der Sedimentation und der Filtration. Durch physikalisch-chemische Prozesse werden zudem gelöste Schadstoffe im Filter zurückgehalten.

Abbildung 6 Schematischer Aufbau einer Standard FiltaPex® BE 2200. Quelle: Pecher Technik GmbH, 2014.

Die Untersuchungen im Rahmen dieses Praktikums beziehen sich nur auf den Rückhalt gelöster Schadstoffe durch Sorptionsprozesse. Für die Versuche wird das Verhältnis der angeschlossenen befestigten (Verkehrs-)Fläche zur Fläche des Filterelements mit 0,4 m2/cm2

Tauchwand

Zulauf

Sedimenta-tionsraum

Strömungs-beruhigungs-element (optional)

Zulaufkammer

Trennwand Ablauf (Gewässer)

Sorp2

Ytong_fein

Ytong_grob


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zugrunde gelegt. Dieses Verhältnis entspricht den Gegebenheiten am Standort Wuppertal, Ronsdorfer Straße, wo eine Fläche von etwa 1 ha an eine Filterfläche von 2,5 m2 angeschlossen ist. Der Durchmesser der Filtersäule beträgt 50 mm, entsprechend beträgt die Filterfläche 19,6 cm2. Aus dem o.g. Fläche- zu Filterfläche-Verhältnis lässt sich eine Anschlussfläche von 7,85 m2 bestimmen. Mit Hilfe dieser Säulen soll eine Filtermaterialkombination hinsichtlich ihres Rückhalts an organischen Schadstoffen (MKW, PBSM) sowie der Schwermetalle Kupfer und Zink untersucht werden. Der Versuchsaufbau der halbtechnischen Anlagen ist in Abbildung 7 dargestellt. Die Säulen werden über zwei Vorlagebehälter (je 28 L), in denen die Regenspenden mit den Schwermetallen enthalten sind, mit einer Pumpe (ecoline Ismatec, Schweiz) von unten nach oben beschickt. Am unteren Ende der Säule ist durch ein Septum die Zugabe der wasserunlöslichen organischen Spurenstoffe möglich. Dies ist notwendig um eine Adsorption der Stoffe im Schlauch oder ein Verdampfen im Vorlagebehälter zu vermeiden.

Abbildung 7 Versuchsaufbau der RUB: weitergehende Untersuchungen im halbtechnischen Maßstab.

3.3.2 SORPTIONSMATERIALIEN Es stehen verschiedene Adsorptionsmaterialien zur Verfügung. Aus diesen werden zwei bzw. zwei Mischungen ausgewählt und für die Versuche eingesetzt. Diese Materialien sind Aktivierter Braunkohlekoks (RWE Power AG, Deutschland), Aktivkohle Filtrasorb 300 (Aktivkohle F300; Chemviron Carbon GmbH, Deutschland), rezyklierte Aktivkohle Cyclecarb 301 (Chemviron Carbon GmbH, Deutschland), Tixosorb (Mischung aus Bentonit und mit tertiären Aminen dotiertem Bentonit) (Süd-Chemie AG, Deutschland), Eisenschwamm (Gongyi Fengtai Refractories Abrasive & Trade Co., Ltd, China) sowie zwei Adsorptionsgemische Sorp1 und Sorp2, die derzeit im Behandlungssystem der Dr. Pecher AG eingesetzt werden. Die Materialien Sorp1 und Sorp2 sind Gemische verschiedener adsorptiv wirksamer Substanzen wie aktiviertes granuliertes Aluminiumoxid (Al2O3), Eisenoxid (Fe2O3) sowie Aktivkohle. Die Materialgemische Sorp1 und Sorp2 unterscheiden sich hierbei im Mischungsverhältnis der jeweiligen Einzelstoffe.


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Braunkohlekoks Aktivkohlen Tixosorb

Eisenschwamm Sorp1 Sorp2 Tabelle 4 und Tabelle 5 zeigen die Analysen der eingesetzten Materialien Braunkohlekoks, Aktivkohle F300, Aktivkohle 301, Eisenschwamm und Tixosorb sowie der zwei untersuchten Adsorptionsgemische Sorp1 und Sorp2. Tabelle 4 Elementaranalysen der eingesetzten Materialien.

Element Einheit Braunkohlekoks Aktivkohle F300 Aktivkohle 301 Eisenschwamm Tixosorb Sorp1

Sorp2 Aluminiumoxid

Sorp2 Aktiv-kohle

C % 88,40 87,88 91,60 0,30 19,28 7,09 - 82,87

H % 0,30 0,30 - <0,1 4,02 1,41 - -

N % 0,30 0,60 - <0,1 0,71 <0,1 - -

S % 0,30 0,70 0,83 - - <0,1 - 0,49

Al mg/kgTR 1.090 1.140 6.300 - - - 206.000 2.220

Ca mg/kgTR 18.800 1.140 3.050 - - - 35.600 625

Fe mg/kgTR 2.330 2.530 3.260 - - - 1.490 1.600

Cu mg/kgTR < 0,169 21,5 458 - - - 6,95 4,20

Na mg/kgTR 4.490 75,9 3.170 - - - 1.220 815

Zn mg/kgTR 0,369 0,490 7,92 - - - 22,5 1,49

Abbildung 8 zeigt die Korngrößenverteilung der eingesetzten Materialien. Die Korngrößenverteilung wurde für die körnigen Materialien durch Trockensiebung bestimmt [DIN 18123, 2011]. Aufgetragen sind die Siebsummenlinien. Das pulverförmige Tixisorp wurde mit einem Partikelgrößenmessgerät des Typs Mastersizer 2000 (Malvern Instruments Ltd., Großbritannien) untersucht.


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Tabelle 5 Physikalische Eigenschaften der eingesetzten Materialien.

Parameter Einheit

Braunkohle- koks

Aktiv- kohle F300

Aktiv- kohle 301

Eisen-schwamm Tixosorb Sorp1

Sorp2 Aluminiumoxid

Sorp2 Aktiv-kohle

BET spezifische Oberfläche m2/g 262 836 896 < 1 5,5 36 263 1.062

Porenvolumen cm3/g 0,2796 0,3874 0,5889 0,0268 - - 0,1591 0,6059

Mittlerer Porendurchmesser,

basierend auf Porenvolumen

nm 312,92 129,4 73,1 4141 - - 15,65 1220,3

Volumen basierend auf Porenweite

< 25 nm

cm3/g

0,031 0,134 0,2538 0,0032 - - 0,0875 0,1752

25-100 nm 0,038 0,050 0,0297 0 - - 0,0233 0,0298

100-200 nm 0,040 0,022 0,0767 0,0001 - - 0,0073 0,0066

> 200 nm 0,171 0,176 0,2287 0,023 - - 0,0410 0,3943

Porosität % 51,22 60,84 42,41 12,36 - - 27,38 47,40

Abbildung 8 Korngrößenverteilung der eingesetzten Materialien.

0102030405060708090

100

0,01 0,1 1 10

Ante

il am

Ges

amtv

olum

en (%

)

Korngrößen (mm)

Braunkohlekoks Aktivkohle F300 EisenschwammSorp1 Sorp2 (Aktivkohle) Sorp2 (Aluminiumoxid)

Schlämmkorn Siebkorn

Schluff Sand Kies

mittel grob fein mittel grob fein


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Tabelle 6 Charakteristische Korndurchmesser der eingesetzten Materialien.

Braunkohle-koks

Aktivkohle F300

Aktivkohle F301

Eisen-schwamm Tixosorp Sorp1

Sorp2 (Aluminium-

oxid)

Sorp2 (Aktivkohle)

d10 µm 1447 1316 558 3 496 668 603

d50 µm 2440 2329 980 31 1786 1458 1276

d90 µm 3487 2990 1717 100 2900 2650 1937

U* - 1,8 1,9 2,0 12,3 4,1 2,5 2,4 * Ungleichförmigkeit Rasterelektronenmikroskopische Untersuchungen (SEM, Zeiss, LEO 1530 Gemini FESEM, Deutschland) zeigen die Oberflächenmorphologie der verschiedenen Materialien (Abbildung 9).

Abbildung 9 Rasterelektronenmikroskopische Aufnahmen der Materialien in zwei Vergrößerungen: a) Aktivkohle F300, b) Braunkohlekoks, c) Eisenschwamm, d) Sorp1 (Fe2O3), e) Sorp1 (Porenbeton) und f) Sorp2 (Al2O3) [verändert nach Vesting et al., 2015]

3.3.3 AUFBAU FILTER Ausgehend von den herkömmlichen kommerziellen Filtern soll der Rückhalt eines modifizierten Filtersystems untersucht werden. Als Beispiel dient der in Abbildung 10 dargestellte Aufbau eines Filtersystems, bei dem zusätzlich zu den jeweils 6 cm Ytong grob, Ytong fein und Sorp2 noch 12 cm dicke Schichten aus Braunkohlekoks und Aktivkohle F300 mit eingebaut wurde.


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Abbildung 10 Beispielhafter Aufbau eines modifizierten Filtersystems.

3.4 ANALYSEN Die entscheidenden Parameter bei diesem Forschungspraktikum sind die Schwermetalle, ortho-Phosphat, Mineralölkohlenwasserstoffe sowie die Partikelcharakterisierung. Nebenbei können der pH-Wert sowie die Leitfähigkeit untersucht.

3.5 ARBEITSPLAN Die Beladung der Filter wird analog zur Prüfvorschrift des DIBt durchgeführt. Zunächst erfolgt das Aufbringen einer Schwermetalljahresfracht, aufgeteilt in drei Regenspenden. Die Auswahl der MKW-Zulaufkonzentration orientiert sich ebenfalls an der Prüfvorschrift des DIBt, jedoch resultiert aus der längeren Dauer der Schwermetallprüfung eine etwa 2,5-fache MKW-Jahresfracht, die parallel mit den Schwermetallen aufgebracht wird. Die Schwermetalllösung in den Vorlagebehältern wird durch Zugabe von Salpetersäure HNO3 auf einen pH-Wert von 4,5 ± 0,5 eingestellt. Dies ist notwendig, um die Schwermetalle in Lösung zu halten. Der Zulauf wird beprobt und auf den pH-Wert sowie die elektrische Leitfähigkeit untersucht. Pro Regenspende werden über die Gesamtzeit verteilt vier Proben vom Ablauf genommen und ebenfalls auf pH-Wert und elektrische Leitfähigkeit untersucht. Die zu untersuchenden Ablaufproben für Schwermetalle, MKW sowie organischer Spurenstoff werden in Glasflaschen mit Glasstopfen entnommen. Für die Schwermetallanalytik werden 250 mL, für die MKW-Analytik 500 mL und für die Analyse des organischen Spurenstoffs 1000 mL benötigt. Es ist darauf zu achten, dass die Probenflaschen eindeutig markiert sind. Nach dem dritten Teilversuch (Regenspende 9) wird die Säule mit Trinkwasser für eine Dauer von 48 min mit einer Regenspende von 25 L/(s·ha), also mit 75 L/h gespült. Nach einer


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Ruhepause werden Versuche zur Remobilisierung der Schwermetalle durch Auftausalze durchgeführt. Im Trinkwasser gelöste Salzmischungen (NaCl/CaCl2 bzw. NaCl/MgCl2) diesen als Regenspenden. Die Probenahme erfolgt analog den ersten Versuchen. Allerdings wird nur auf Schwermetalle, pH-Wert und elektrische Leitfähigkeit analysiert. Zwischen den beiden Regenspenden erfolgt ein Spülregen mit Trinkwasser (Regenspende von von 25 L/(s·ha), also mit 75 L/h). Tabelle 7 fasst die genauen Versuchseinstellungen zusammen. Das jeweilige Volumen der Regenspende lässt sich aus der Anschlussfläche des Filters von 7,85 m2 bestimmen. Die Flüsse von 2,5 L/s·ha, 6,0 L/s·ha und 25 L/s·ha entsprechen Flüssen von 118 mL/min, 283 mL/min und 1176 mL/min. Bei allen drei Regenspenden entspricht das notwendige Gesamtvolumen 56,5 L. Tabelle 7 Beschreibung der Regenspenden.

Regenspende Fluss [L/s∙ha]

Dauer [min]

c(MKW) [mg/L]

c(Cu) [mg/L]

c(Zn) [mg/L]

c(PO4-P) [mg/L]

1 2,5 480 75 0,72 6,25 10,00

2 6,0 200 75 0,72 6,25 10,00

3 25 48 75 0,72 6,25 10,00

4 2,5 480 75 0,072 0,625 1,000

5 6,0 200 75 0,072 0,625 1,000

6 25 48 75 0,072 0,625 1,000

7 2,5 480 75 0,072 0,625 1,000

8 6,0 200 75 0,072 0,625 1,000

9 25 48 75 0,072 0,625 1,000

10 25 48 Trinkwasser

11 6,0 200 NaCl/CaCl2

12 6,0 200 NaCl/MgCl2

13 2,5 480 75 0,072 0,625 1,000

14 6,0 200 75 0,072 0,625 1,000

15 25 48 75 0,072 0,625 1,000

16 25 480

Untersuchungen zum Feststoffrückhalt 17 6,0 200

18 25 48

Tabelle 8 Arbeitsplan des Forschungspraktikums „Niederschlagswasserbehandlung“.

Woche Tag Arbeit

1

Montag Regenspende 1

Dienstag Regenspende 2+3

Mittwoch Regenspende 4


19

Dienstag Analytik Regenspende 16-18

3.6 AUSWERTUNG Für die beiden Filterkombinationen soll die Effektivität des Schadstoffrückhalts der beiden Filter betrachtet und diskutiert werden. Dafür werden die gemittelten Ablaufkonzentrationen jeder einzelnen Regenspende und jedes Schadstoffs als Quotient der Zulaufkonzentration gegen das Beschickungsvolumen aufgetragen. Ferner können der Rückhalt der einzelnen Regenspenden sowie der Rückhalt über die gesamte Versuchsdauer ermittelt werden.

Abbildung 11 Beispielhafte Auftragung des Quotienten aus Ablauf- und Zulaufkonzentration in Abhängigkeit von dem Beschickungsvolumen.

Analytik RS 1-3

Donnerstag Regenspende 5+6

Freitag Regenspende 7 Analytik RS 4-6

2

Montag Regenspende 8+9+10

Dienstag Regenspende 11+12

Mittwoch Regenspende 13 Analytik RS 7-12

Donnerstag Regenspende 14+15

Freitag Regenspende 16 Analytik RS 13-15

3 Montag Regenspende 17+18


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Abbildung 12 Beispielhafte Auftragung des Rückhalts verschiedener Schadstoffe bei unterschiedlichen Beschickungsintensitäten.

Aus den Ergebnissen der Regenspenden mit Salzfracht können Rückschlüsse über das Rücklöseverhalten der Schadstoffe gezogen werden.

Lehrstuhl für Siedlungswasserwirtschaft und Umwelttechnik Prof. Dr. Marc Wichern Laborleitung: Dr. Eva Heinz Forschungspraktikum „Aerobe Abwasserbehandlung“

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4 FORSCHUNGSPRAKTIKUM „AEROBE ABWASSERBEHANDLUNG“ 4.1 AUFGABENSTELLUNG Das Forschungspraktikum Aerobe Abwasserbehandlung beschäftigt sich mit dem in der biologischen Abwasserreinigung, wie sie auch auf kommunalen Kläranlagen durchgeführt wird. Zur Verfügung stehen zwei Laborkläranlagen, die parallel betrieben werden können. Diese sind mit einer vorgeschalteten Denitrifikation, Nitrifikation und Nachklärung ausgestattet. Neben dem Abbau der Abwasserinhaltsstoffe wie CSB, Ammonium, Gesamtstickstoff und Phosphor soll auch der Einfluss einer Salzfracht auf die Prozesse und die Biozönose untersucht werden.

4.2 THEORIE Wasser ist eine unentbehrliche Lebensgrundlage und dient neben seinen zahlreichen Funktionen im Ökosystem vor allem Menschen und Tieren als Trinkwasser. Daneben erfüllt es wichtige Aufgaben als Transportmittel, zur Bewässerung von Feldern, zur Gewinnung von Energie und ist bei zahlreichen Produktionsvorgängen in der Industrie beteiligt. Von dem auf der Erdoberfläche vorhandenen Wasservorkommen ist nur ein verschwindend geringer Teil als Trinkwasser nutzbar, da der Großteil in nicht nutzbarer Form vorliegt (Eis, Meerwasser etc.). Die Nutzung des Wassers ist jedoch fast immer mit einer mehr oder weniger starken Verschmutzung verbunden und schränkt den Gebrauch an anderer Stelle ein. Da sauberes Wasser nicht beliebig vermehrbar ist und eine weitere Nutzung in Zukunft sichergestellt sein muss, ist es notwendig, verschmutztes Wasser möglichst nahe am Entstehungsort wieder zu reinigen. Um die entstehenden Abwässer einer Stadt ohne größere Beeinträchtigungen dem natürlichen Wasserkreislauf wieder zuzuführen, muss es mit einem hohen Aufwand an Technik und Mensch wieder gereinigt werden; dies geschieht in einer Kläranlage.

Abbildung 13 Schematische Darstellung einer kommunalen Kläranlage. Quelle: www.klaeranlage-online.de/


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Aus der Kanalisation der Städte gelangt das Abwasser zur Kläranlage. Dort durchläuft es unterschiedliche Reinigungsstufen, bis es so weit aufgereinigt ist, dass es dem natürlichen Gewässer problemlos wieder zugeführt werden kann. Die Reinigungssysteme der Kläranlage lassen sich grob in zwei unterschiedliche Prozesse einstufen, die mechanische und die biologische Abwasserreinigung. Die Abbildung 13 zeigt vereinfacht die verschiedenen Stufen der Abwasserreinigung und die Einteilung in mechanische und biologische Reinigungsprozesse. Zur mechanischen Reinigung gehören Rechen, Sandfang und Vorklärung (Absetzbecken). Wenn mechanische Methoden nicht mehr weiterhelfen, bedient man sich Methoden der Natur. In den biologischen Reinigungssystemen Belebungsbecken und Nachklärung laufen die Selbstreinigungsvorgänge der Natur in konzentrierter Form ab. Nach der mechanischen Reinigung sind im Abwasser nur noch gelöste Inhaltsstoffe enthalten, die im Folgenden durch biologische Prozesse abgebaut werden. Im Belebungsbecken werden durch die Zufuhr von Sauerstoff optimale Lebensbedingungen für Bakterien uns Kleinstlebewesen, dem sogenannten Belebtschlamm, geschaffen. Dieser Belebtschlamm nimmt organische Stoffe aus dem Abwasser als Nahrung auf und baut diese ab. Um einen optimalen Abbau zu gewährleisten muss ein optimaler Kontakt zwischen Bakterien, Sauerstoff und Schmutzstoffen bestehen. Dies wird über eine bestmögliche Durchmischung erfolgen. Im Nachklärbecken setzen sich die Abbauprodukte, abgestorbene Biomasse sowie der Belebtschlamm ab. Auf diese Weise wird das gereinigte Abwasser von der gesammelten Biomasse getrennt und kann einem natürlichen Gewässer zugeführt werden. Die abgesetzte Biomasse wird zu einem bestimmten Teil ins Belebungsbecken zurückgeführt. Der Rest wird zumeist im Faulturm entsorgt. Einige Länder, u.a. Saudi-Arabien haben nur begrenzte Ressourcen an Trinkwasser. Daher wird z.B. für die Toilettenspülung Meerwasser genutzt, so dass im kommunalen Abwasser hohe Salzkonzentrationen auftreten können. Die Salzkonzentrationen im Abwasser können aber auch durch Eindringen von salzhaltigem Grund-, Deponie- oder Meerwasser oder durch Einleitung von Salzwasser aus Entsalzungsanlagen deutlich erhöht werden. Diese Salzgehalte beeinflussen die Mikroorganismen, die für die biologische Abwasserreinigung verantwortlich sind. So können die Physiologie der Zellen und die Stoffwechselaktivität verändert werden. Auch die Löslichkeit des Sauerstoffs im Wasser wird durch die Salzkonzentration verringert.


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4.3 MATERIAL UND METHODEN 4.3.1 AUFBAU DER LABORKLÄRANLAGE In Abbildung 15 ist der Aufbau der beiden Laborkläranlagen zu erkennen. Die linke Anlage dient als Referenz, die rechte Anlage verfügt über eine Zusatzpumpe, mit welcher die Sole dosiert werden kann. Als Vorlagebehälter dient ein 120 L Fass, welches gekühlt ist und gerührt wird. Damit ist gewährleistet, dass die Zusammensetzung des Zulaufs nicht signifikant ändert. Abbildung 14 zeigt die schematische Darstellung der Laborkläranlagen, Abbildung 16 die Fließwege der Laborkläranlagen inclusive der internen Rezirkulation und der Schlammrückführung.

1. Vorratsbehälter für Zulaufwasser 2. Belüftungsfritte 3. Belebungsgefäß (Fassungsvermögen 4,5L) 4. Denitrifikationsgefäß (Fassungsvermögen 4 L) 5. Durchflussmengenmesser 6. Rührwerk 1 7. Zulaufeingang 8. Ablaufstutzen Denitrifikation 9. Rührwerk 2 10. Ablaufstutzen Nachklärung 11. Bedienfeld Steuergerät 12. Ablauftrichter 13. Nachklärungsgefäß (Fassungsvermögen 2,5L) 14. Absetzrohr 15. 3- Wege-Hahn 16. Vorratsbehälter für geklärtes Ablaufwasser 17. Rolle, arretierbar 18. Netzstecker 19. Hauptschalter rot beleuchtet 20. Schlauchpumpe für Rücklaufschlamm kontinuierlich über Steuergerät 21. Schlauchpumpe für internen Kreislauf Rücklaufschlamm 22. Schlauchpumpe für Zulaufwasser 23. Verteilerleiste

Abbildung 14 Schematische Darstellung der Laborkläranlage KLD 4N/SR der Firma behr. Oben: Frontansicht, unten: hintere Ansicht.


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Abbildung 15 Laborkläranlagen mit online-Analysator.

Abbildung 16 Schematische Darstellung der Fließwege der Laborkläranlage KLD 4N/SR der Firma behr.

4.3.2 PRINZIP DER LABORKLÄRANLAGE Bei den Kläranlagen laufen verschiedene mikrobiologische Prozesse ab, die an der Aufreinigung des Abwassers beteiligt sind. Man unterscheidet zwischen Kohlenstoff-Elimination und Stickstoffelimination. Die Kohlenstoffelimination bezieht sich auf den aeroben Abbau von Kohlenhydraten, Fetten und Proteinen, die Stickstoffelimination mit dem Abbau des im kommunalen Abwassers enthaltenen Ammoniums bzw. organischen Stickstoffverbindungen.

Ablauf Zulauf

Überschussschlamm Rücklaufschlamm

Interne Rezirkulation

Zusatz-dosierung

Denitrifikation Nitrifikation

Nachklärung


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Der aerobe Abbau organischer Substanz ist ein Oxidationsprozess, bei dem energiereiche Substanzen in energiearme Endprodukte umgewandelt werden. Um diese energiearmen Produkte zu erhalten, ist der Einsatz von Sauerstoff als Elektronenakzeptor notwendig. Bei biologischen Vorgängen wir die freiwerdende Energie in Form von ATP (Adenosintriphosphat) gespeichert. Die Abbauprodukte unterscheiden sich bedingt durch das Substrat, Bei Kohlenhydraten und Fetten werden nur Kohlendioxid und Wasser gebildet, bei Proteinen noch zusätzlich Ammoniak bzw. Ammonium und ggf. Schwefelwasserstoff. Die Stickstoffelimination findet in zwei Schritten statt, der Nitrifikation und der Denitrifikation. Bei der Nitrifikation wird Ammonium in Anwesenheit von Sauerstoff über Nitrit zu Nitrat oxidiert. Die Denitrifikation beschreibt die Reduktion des Nitrats zu elementarem Stickstoff, der als Gas der Kläranlage entweicht. Bei der Laborkläranlage handelt es sich um eine Belebungsanlage mit vorgeschalteter Denitrifikation. Im Nitrifikationsbecken läuft die Nitrifikation ab: Nitrosomonas: NH4

+ + 1,5 O2 NO2- + H2O + 2 H+

Nitrobacter: NO2- + 0,5 O2 NO3

- Gesamt: NH4

+ + 2 O2 NO3- + H2O + 2 H+

Im Denitrifikationsbecken läuft der Prozess der Denitrifikation ab: Pseudomonas: 5 C6H12O6 + 24 NO3

- 24 HCO3- + 6 CO2 + 18 H2O + 12 N2

Des Weiteren kann in dem Denitrifikationsbecken in Anwesenheit von Sauerstoff auch ein aerober Abbau organischer Substanz stattfinden: C6H12O6 + 6 O2 6 CO2 + 6 H2O

4.3.3 VORAUSSETZUNG FÜR NITRIFIKATION UND DENITRIFIKATION Damit die beiden Prozesse Nitrifikation und Denitrifikation ablaufen können, müssen jeweils vier Bedingungen gleichzeitig erfüllt sein. Bei der Nitrifikation sind diese

• Ammonium muss vorhanden sein • Gelöster Sauerstoff muss vorhanden sein • Ausreichend Bicarbonat muss vorhanden sein (Puffer) • Biomasse, die Nitrifikanten enthält, muss vorhanden sein

Und bei der Denitrifikation • Organische, biologisch abbaubare Verbindungen müssen vorhanden sein • Gelöster Sauerstoff darf nicht vorhanden sein (<0,1 mg/l) • Nitrat muss vorhanden sein • Heterotrophe Biomasse muss vorhanden sein


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4.3.4 EINFLÜSSE DER EINSTELLMÖGLICHKEITEN Bei den Laborkläranlagen lassen sich der Sauerstoffeintrag, die interne Rezirkulation sowie die Schlammrückführung variieren. Die veränderte Einstellung eines einzelnen Parameters hat nicht nur Auswirkungen auf den Betrieb eines Beckens, sondern auf das gesamte System. Daher muss vor der Veränderung der Einstellmöglichkeiten gut über die verschiedenen Einflüsse diskutiert werden. Für die Belüftung der Nitrifikation gilt:

• Je höher der Sauerstoffgehalt, desto besser die Nitrifikation • Je höher der Sauerstoffgehalt, desto mehr Sauerstoff gelangt durch die interne

Rezirkulation in die Denitrifikation • CSB wird aerob abgebaut, steht nicht mehr für Denitrifikation zur Verfügung • Denitrifikation wird gehemmt, da kein anoxisches Milieu vorliegt • Literatur: 2 mg/l

Für die Interne Rezirkulation gilt: • Je größer die Rezirkulation, desto größer die Denitrifikation • Wenn zu niedrig, dann gelangt Nitrat nicht in die Denitrifikation, sondern in den Ablauf • Wenn zu hoch, dann gelangt zu viel Sauerstoff aus der Nitrifikation in die Denitrifikation • Ideales Verhältnis laut Literatur: interne Rezirkulation: Zulauf etwa 2-3:1

Für die Schlammrückführung gilt: • Rezirkulation der Bakterienmasse • Hohe Schlammrückführung erlaubt hohes Schlammalter und hohen TS-Gehalt • Je höher der TS-Gehalt in der Denitrifikation, desto besser der Denitrifikations-Prozess • Bei zu niedrigem Rücklaufschlamm kann es bei einem Rest-CSB zur Bildung von

Schwimmschlamm kommen. Grund: Denitrifikation in der Nachklärung und Bildung von N2

• Bei zu niedrigem Rücklaufschlamm kann es zu Schlammabtrieb kommen • Ideales Verhältnis laut Literatur: Rücklaufschlamm: Zulauf etwa 1:1

4.4 ANALYSEN Die entscheidenden Parameter bei diesem Forschungspraktikum sind die der chemische Sauerstoffbedarf, Biochemischer Sauerstoffbedarf, Gesamtstickstoff, Gesamtphosphor, Ammonium, Nitrat, Phosphor, TS, ISV sowie lichtmikroskopische Untersuchungen und FISH-Analytik.

4.5 ARBEITSPLAN Anhand einer bereitgestellten Excel-Datei, basierend auf dem DWA Arbeitsblatt DWA-A 131 sollen für die vorhandenen Laborkläranlagen die optimalen Werte für die Betriebsparameter (u. a. Zulauf, TS, interne Rezirkulation, Schlammrückführung, Überschussschlamm-produktion) ermittelt werden. Basierend auf diesen Werten werden die beiden Anlagen dann betrieben. Beide Laborkläranlagen werden mit synthetischem Abwasser in Betrieb genommen. Dem Abwasser einer Anlage wird über eine Zusatzpumpe Kochsalz zugesetzt, so dass ein


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Salzgehalt maximal 10 g/L NaCl (entspricht 6,06 g/L Cl- und 3,94 g/L Na+) erreicht wird. Die beiden Anlagen werden ansonsten parallel betrieben. Die Online-Messtechnik loggt den Konzentrationsverlauf von CSB, Nitrat und Ammonium im Ablauf sowie den TS im Denitrifikationsreaktor. Die Betriebsparameter und Füllstand des Zulaufs müssen täglich kontrolliert und ggf. angepasst werden. Der Überschussschlamm ist bei Bedarf aus dem Denitrifikationsreaktor zu entnehmen. Vom Zulauf und vom Ablauf sind Proben zu entnehmen und zu analysieren. Eine regelmäßige lichtmikroskopische Untersuchung des Belebtschlamms zeigt eine mögliche Veränderung der Biozönose. Tabelle 9 Arbeitsplan Forschungspraktikum „Aerobe Abwasserbehandlung“.

Woche Tag Arbeit

1

Montag Inbetriebnahme

Dienstag Lichtmikroskopische Analyse des Belebtschlamms, ISV

Mittwoch

Donnerstag

Freitag

2

Montag

Dienstag Lichtmikroskopische Analyse des Belebtschlamms, ISV

Mittwoch

Donnerstag

Freitag

3

Montag

Dienstag Lichtmikroskopische Analyse des Belebtschlamms, ISV, FISH

Mittwoch FISH

Donnerstag

Freitag

4

Montag

Dienstag Außerbetriebnahme der Laborkläranlage, Lichtmikroskopische Analyse des Belebtschlamms, ISV

Mittwoch Chemische Analysen

Donnerstag Chemische Analysen

Freitag


28

4.6 AUSWERTUNG Füllen Sie für die Laborkläranlagen Tabelle 10 mit den Anlagenparametern aus. Tabelle 10 Parameterliste für die Laborkläranlagen.

Parameter Wert Einheit Volumen Denitrifikation L Volumen Nitrifikation L Volumen Nachklärung L CSB-Tagesfracht g/d BSB5-Tagesfracht g/d N-Tagesfracht g/d P-Tagesfracht g/d Trockensubstanz g/L Zufluss L/d Hydraulische Belastung Belebungsbecken L/(d*VBB) BSB5-Raumbelastung mgBSB5/(LBB*d) BSB5-Schlammbelastung mgBSB5/(gTS*d) CSB-Raumbelastung mgCSB/(LBB*d) CSB-Schlammbelastung mgCSB/(gTS*d) N-Raumbelastung mgN/(LBB*d) N-Schlammbelastung mgN/(gTS*d) Schlammalter d Verweilzeit Denitrifikation h Verweilzeit Nitrifikation h Verweilzeit Nachklärung h Überschussschlammanfall gTS/d

Diskutieren Sie die Reinigungsleistung der Kläranlagen und das Schlammzusammensetzung und -verhalten. Beziehen Sie bei den Überlegungen auch die unterschiedliche Salzbelastung der beiden Anlagen mit ein.

Lehrstuhl für Siedlungswasserwirtschaft und Umwelttechnik Prof. Dr. Marc Wichern Laborleitung: Dr. Eva Heinz Forschungspraktikum „Anaerobtechnik“

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5 FORSCHUNGSPRAKTIKUM „ANAEROBTECHNIK“ 5.1 AUFGABENSTELLUNG Beim Forschungspraktikum Anaerobtechnik werden acht Biogasreaktoren betrieben. Die theoretische Biogasproduktion ist abhängig vom eingesetzten Substrat und soll mit den real erreichten Werten verglichen werden. Daraus lässt sich eine Ausbeute in Abhängigkeit vom Substrat bestimmen.

5.2 THEORIE Der anaerobe Abbau organischer Substanz findet unter Ausschluss von Sauerstoff statt. Dies ist eine grundlegende Bedingung für diese Abbauwege, da der Energiegewinn beim aeroben Abbau deutlich höher ist. Für einen vollständigen anaeroben Abbau finden vier Abbauschritte nacheinander statt: die Hydrolyse, die Versäuerung, die acetogene und die methanogene Phase.

Abbildung 17 Phasen des anaeroben Abbaus, nachgezeichnet nach Gujer & Zehnder (1983).

Die Abbauprozesse werden durch eine Vielzahl verschiedener Bakterienarten durchgeführt, welche teilweise in Symbiose miteinander leben. Abbildung 17 gibt einen schematischen Überblick über die vier verschiedenen Phasen des anaeroben Abbaus.

Partikuläres organisches MaterialProteine, Kohlenhydrate, Fette

Aminosäuren,Zucker Fettsäuren

Leicht flüchtigeSäuren

Acetat Wasserstoff

Methan

60 % 35 %

34 % 11 %

Hydrolyse Hydrolyse

Fermentation anaerobeOxidation

hydrogeneMethanogenese

acetogeneMethanogenese


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5.2.1 HYDROLYSE Als Hydrolyse wird die enzymatische Überführung von hochmolekularen, oft unlöslichen Substanzen in lösliche Bruchstücke bezeichnet. Kohlenhydrate sind durch die Kondensation von Zuckern entstanden. Die Bindungen können durch die Umkehrreaktion, der Hydrolyse wieder gespalten werden. Die Einfachbausteine sind dann Zuckermoleküle, u. a. Glucose oder Fructose. Bei den Kohlenhydraten sind aber nicht alle Verbindungen gleich gut für die Hydrolyse geeignet. Während Mehrfachzucker als Energieträger natürlich schnell abbaubar sein müssen, haben viele andere Kohlenhydrate auch zellstabilisierende Eigenschaften. Hemicellulose sind Polysaccharide aus verschiedenen Zuckerarten und sind auch gut aufschließbar. Sie befindet sich zwischen den Cellulose-Fasern der Pflanze und dienen dieser als Reservestoff und Gerüstsubstanz. Cellulose, das häufigste und bedeutendste Biopolymer in der Natur, ist ein unverzweigtes Polysaccarid, welches aus mehreren 100 bis 10.000 ß-D-Glucose-Molekülen besteht. Die Cellulosemoleküle lagern sich zu höheren Strukturen zusammen, die als reißfeste Fasern in Pflanzen häufig statische Funktionen haben und dienen daher als Gerüstsubstanz. Cellulose ist nur langsam hydrolysierbar und somit langsam abbaubar. Pektine sind hochmoleklare Polysaccharide, die in Früchten, Wurzeln und Blättern weit verbreitet sind und deren Haupfunktion die von Gerüstsubstanzen und Kittsubstanzen zu sein scheint, welche den Zusammenhalt der Zellen im Gewebsverband gewährleisten. Pektine sind pflanzliche Polysaccharide, genauer Polyuronide. Sie kommen in allen höheren Landpflanzen vor und sind in allen festeren Bestandteilen, beispielsweise den Stängeln, Blüten, Blättern usw. Die Pektine übernehmen dort eine festigende und wasserregulierende Funktion. Ähnlich wie Cellulose sind auch Pektine nur langsam hydrolysierbar und abbaubar. Das durch seine Einlagerung in den Räumen zwischen den Zellmembranen für die Verholzung von Pflanzen verantwortliche Lignin hingegen ist nicht hydrolysierbar und kann somit nicht durch den anaeroben Abbau umgewandelt werden. Es besteht aus verschiedenen Monomerbausteinen die zu phenolischen Makromolekülen zusammengesetzt werden. Es handelt sich um feste Biopolymere, die in die pflanzliche Zellwand eingelagert werden und dadurch die Verholzung der Zelle bewirken (Lignifizierung). Die Hydrolysegeschwindigkeit ist von der Aktivität der entsprechenden Enzyme (Cellulasen, Amylasen, Proteasen und Lipasen), der Mikroorganismenkonzentration, der Reaktordurchmischung, der Temperatur sowie der Art und der Konzentration des Substrates abhängig, wobei die verschiedenen Stoffgruppen unterschiedliche Hydrolysegeschwindigkeiten aufweisen. Im Allgemeinen lässt sich sagen, dass Kohlenhydrate am schnellsten hydrolysiert werden, wobei die Abbauzeit mit zunehmender Kettenlänge und Komplexität der Struktur steigt. Dementsprechend nimmt die Hydrolysegeschwindigkeit von Zuckern über Hemicellulose, Cellulose und Stärkehin zu Pektin zu. Die Hydrolyse von Eiweißen ist deutlich komplexer als die der anderen Stoffe. Dies ist durch die große Anzahl an verschiedenen Aminosäuren zu erklären, die bei der Hydrolyse entstehen können. Der Abbau von Proteinen ist deutlich langsamer als der der Kohlenhydrate, teilweise sogar langsamer als der Abbau von Fetten. Die Problematik der Hydrolyse von Fetten ist die Ausbildung möglichst großer Oberflächenkontakte zwischen den hydrophoben Fetten und dem hydrophilen Wasser. Durch


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eine Emulgierung der Fette kommt es zur Vergrößerung der Oberflächen, wodurch die Abbauraten ansteigen. Bei Temperaturen größer 20 °C kommt es zu einer langsamen, aber vollständigen Hydrolyse der Fette. Durch einen langsamen oder unvollständigen Abbau einiger Verbindungen kann die Hydrolyse zum geschwindigkeitsbestimmenden Schritt der anaeroben Abbaukette werden. Der CSB-Gehalt des zu reinigen Abwassers verringert sich nur um etwa 10 %. Der optimale pH-Wert der Hydrolyse und der Versäuerung liegt im sauren Bereich zwischen pH 4,5 und 6,0. Die Hydrolyse erfolgt durch fermentative Bakterien. Diese scheiden Enzyme, sogenannte Exoenzyme aus, die an der Außenseite der Bakterien haften und für den Abbau von hochmolekularen Substanzen in niedermolekulare, wasserlösliche Stoffe verantwortlich sind. Das Temperaturoptimum der hydrolysierenden Bakterien liegt bei etwa 60 °C (thermophiler Bereich).

5.2.2 VERSÄUERUNG In der Versäuerungsphase, auch Acidogenese genannt, werden die Produkte der Hydrolyse weiter abgebaut. Dieser Abbau findet in der Bakterienzelle statt. Als Endprodukte der Versäuerungsphase können verschiedene organische Säuren wie Essigsäure CH3COOH, Ameisensäure HCOOH, Milchsäure CH3CHOHCOOH, Buttersäure CH3CH2CH2COOH und Propionsäure CH3CH2COOH, Alkohole wie Ethanol CH3CH2OH sowie Gase wie Wasserstoff H2, Kohlendioxid CO2, Schwefelwasserstoff H2S und Ammoniak NH3 identifiziert werden. Im Allgemeinen gilt, dass Kohlenhydrate leichter versäuerbar sind als Proteine. Erstaunlich ist das breite pH-Spektrum, bei welchem die versäuernden Bakterien arbeiten können. Welche Produkte bei der Acidogenese gebildet werden, hängt vor allem von den eingesetzten Substraten, dem Wasserstoffpartialdruck und dem pH-Wert ab. In Tabelle 11 ist zu erkennen, dass der pH-Wert einen direkten Einfluss auf die gebildete organische Säure hat. Eine zu hohe Konzentration an Milchsäure kann daher als Hinweis auf eine Übersäuerung des Systems sein. Tabelle 11 Zusammenhang zwischen dem pH-Wert und den entstehenden Säuren in der Versäuerungsphase.

pH-Wert entstehende Säuren Auswirkungen auf den nachfolgenden Abbau

7 Essigsäure Optimaler Ablauf der nachfolgenden Stufen 5,3 – 6,0 Propionsäure und Buttersäure Hemmung der Methanbakterien < 4,5 Milchsäure Acetogenese bekommt eine höhere Bedeutung

Eine geringe Substratbelastung resultiert in einem geringen Wasserstoffpartialdruck im Reaktor, wodurch der pH-Wert in den neutralen Bereich steigt. In diesem Fall wird bevorzugt Essigsäure, elementarer Wasserstoff sowie Kohlendioxid gebildet. Mit steigender Substratverfügbarkeit steigt der Wasserstoffpartialdruck, wodurch der pH-Wert sinkt. Auch die Zusammensetzung des Substrats ist entscheidend für den pH-Wert. Eine Versäuerung von Proteinen liefert Ionen, welche den pH-Wert des Systems puffern können. Daher liegt der pH-Wert im Bereich von 7,0 bis 7,5 wenn vorwiegend Proteine versäuert werden. Bei der Acidogenese von reinen Kohlenhydraten kann der pH-Wert bis hin zu pH 4,0 absinken.


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Bei den für die Versäuerung verantwortlichen Bakterien handelt es sich um fermentative Mischkulturen. Diese können entweder streng anaerob oder auch fakultativ anaerob sein.

5.2.3 ACETOGENESE In der acetogenen Phase des anaeroben Abbaus organischer Substanz werden die in der Versäuerungsphase gebildeten Carbonsäuren (C3-C8), organischen Säuren und meist langkettigen Fettsäuren in Acetat, Kohlendioxid und Wasser umgewandelt. Bei diesem Prozess werden Kohlenstoffatome oxidiert; Protonen dienen als Elektronenakzeptor. Daher wird dieser Prozess auch als anaerobe Oxidation bezeichnet. Exemplarisch sind im Folgenden die Abbauwege der Acetogenese einiger Substanzen dargestellt:

𝐶𝐶𝐻𝐻3𝐶𝐶𝐻𝐻2𝐶𝐶𝐻𝐻2𝐶𝐶𝐶𝐶𝐶𝐶𝐻𝐻��𝑀𝑀𝐵𝐵𝐾𝐾𝐾𝐾𝑒𝑒𝐵𝐵𝐵𝐵ä𝐵𝐵𝐵𝐵𝑒𝑒

+ 2𝐻𝐻2𝐶𝐶 → 𝐶𝐶𝐻𝐻3𝐶𝐶𝐶𝐶𝐶𝐶𝐻𝐻 + 2𝐻𝐻2

𝐶𝐶𝐻𝐻3𝐶𝐶𝐻𝐻2𝐶𝐶𝐻𝐻��𝐸𝐸𝐾𝐾ℎ𝐾𝐾𝐴𝐴𝑎𝑎𝑒𝑒

+ 𝐻𝐻2𝐶𝐶 → 𝐶𝐶𝐻𝐻3𝐶𝐶𝐶𝐶𝐶𝐶− +𝐻𝐻+ + 2𝐻𝐻2

𝐶𝐶𝐻𝐻3𝐶𝐶𝐶𝐶𝐶𝐶𝐶𝐶𝐶𝐶−��𝑃𝑃𝑃𝑃𝐵𝐵𝐵𝐵𝑃𝑃𝐾𝐾𝐾𝐾

+ 2𝐻𝐻2𝐶𝐶 → 𝐶𝐶𝐻𝐻3𝐶𝐶𝐶𝐶𝐶𝐶− + 𝐻𝐻2𝐶𝐶 + 𝐶𝐶𝐶𝐶2 + 𝐻𝐻2

𝐻𝐻𝐶𝐶𝐶𝐶𝐶𝐶𝐻𝐻��𝐴𝐴𝐴𝐴𝑒𝑒𝑒𝑒𝐵𝐵𝑒𝑒𝐴𝐴𝐵𝐵ä𝐵𝐵𝐵𝐵𝑒𝑒

+ 𝐻𝐻2𝐶𝐶 → 𝐻𝐻2𝐶𝐶 + 𝐶𝐶𝐶𝐶2 + 𝐻𝐻2

Beide Reaktionen haben eine positive Gibbs-Energie was besagt, dass diese Reaktionen unter thermodynamischen Gesichtspunkten nicht freiwillig ablaufen. Die Mikroorganismen können demnach durch die Acetogenese keine Energie gewinnen. Um einen Energiegewinn zu erzielen müssen die acetogenen Mikroorganismen in Symbiose mit den Methanbakterien der Methanogenese eingehen. Die Symbiose besteht darin, dass die acetogenen Bakterien Wasserstoff H2 produzieren, welches jedoch bereit sin geringen Konzentrationen toxisch auf die Mikroorganismen wirkt. Die methanogenen Bakterien verstoffwechseln den Wasserstoff und nutzen diesen zur Reduktion des gebildeten Kohlendioxids CO2 zu Methan CH4. Letztere Reaktion liefert Energie, welche von den Methanogenen an die acetogenen Mikroorganismen abgegeben wird. Der Wasserstoff-Austausch zwischen den verschiedenen Bakteriengruppen wird als „Interspecies-Hydrogen-Transfer“ bezeichnet und findet bei einem Abstand von ca. 1 Bakterienlänge und innerhalb von Bruchteilen von Sekunden statt.

5.2.4 METHANOGENESE In der Methanogenese, dem letzten Schritt des anaeroben Abbaus, werden die Produkte der Acetogenese in Methan CH4, Kohlendioxid CO2 und Wasser H2O umgewandelt. Die Methanbildung kann aus den unterschiedlichen bei der Acetogenese entstehenden Substanzen erfolgen, z.B. aus Wasserstoff, Kohlendioxid, Ameisensäure, Essigsäure oder Methanol. Die Mikroorganismen haben je nach Substrat unterschiedliche Abbauwege. Alle methanogenen Bakterien können durch die Oxidation von Wasserstoff mit Kohlendioxid zu Methan und Wasser Energie gewinnen.

4𝐻𝐻2 + 𝐶𝐶𝐶𝐶2 → 𝐶𝐶𝐻𝐻4 + 2𝐻𝐻2𝐶𝐶


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Wenige Spezies sind auch zur Umsetzung von Ameisensäure oder Essigsäure befähigt:

𝐻𝐻𝐶𝐶𝐶𝐶𝐶𝐶𝐻𝐻��𝐴𝐴𝐴𝐴𝑒𝑒𝑒𝑒𝐵𝐵𝑒𝑒𝐴𝐴𝐵𝐵ä𝐵𝐵𝐵𝐵𝑒𝑒

+ 3𝐻𝐻2 → 2𝐻𝐻2𝐶𝐶 + 𝐶𝐶𝐻𝐻4

𝐶𝐶𝐻𝐻3𝐶𝐶𝐶𝐶𝐶𝐶𝐻𝐻��𝐸𝐸𝐵𝐵𝐵𝐵𝑒𝑒𝐸𝐸𝐵𝐵ä𝐵𝐵𝐵𝐵𝑒𝑒

→ 𝐶𝐶𝐶𝐶2 + 𝐶𝐶𝐻𝐻4

Den Einsatz von Methanol CH3OH für den Energiestoffwechsel nutzen einige Mikroorganisen. Die Abbauprodukte sind dabei Abhängig von dem Vorhandensein von Wasserstoff:

𝐶𝐶𝐻𝐻3𝐶𝐶𝐻𝐻 + 𝐻𝐻2 → 𝐶𝐶𝐻𝐻4 + 2𝐻𝐻2𝐶𝐶 4𝐶𝐶𝐻𝐻3𝐶𝐶𝐻𝐻 +𝐻𝐻2 → 3𝐶𝐶𝐻𝐻4 + 𝐶𝐶𝐶𝐶2 + 2𝐻𝐻2𝐶𝐶

Methanbakterien sind obligat anaerobe Mikroorganismen. Der Luftsauerstoff wirkt toxisch auf sie, da sie nicht die Enzyme Katalase oder Superoxid-Dismutase besitzen, welche für den Abbau von Superoxid-Radikalen notwendig sind. Die Organismen der Methanogenese werden entsprechen ihres Abbauweges in hydrogenothrophe (Verwertung von Wasserstoff H2 und Kohlendioxid CO2) sowie acetoklastische Bakterien (Verwertung von Essigsäure CH3COOH) eingeteilt. Für die Abwasserbehandlung sind die Acetat- oder Essigsäure-verarbeitenden Bakterien die wichtigsten. Verglichen mit der Umsetzung von Wasserstoff haben diese Bakterien aber ein durch den geringeren Energiegewinn langsamere Wachstums- und Umsatzrate. Im Biogas des Faulturms stammen nur 27-30% des Methans aus der energetisch effizientesten reduktiven Methanbildung aus Wasserstoff und Kohlendioxid, wohingegen 70% aus dem Acetat stammen. Der optimale pH-Wert der Methanogenese liegt zwischen 6,8 und 7,2.

5.3 MATERIAL UND METHODEN 5.3.1 VERSUCHSAUFBAU Es können parallel 8 Batch-Versuche betrieben werden, wobei immer Doppelansätze gefahren werden. Der Aufbau der Batch-Versuchsanordnung ist in Abbildung 18 dargestellt. Die druckfesten Flaschen (1,5 bar Überdruck) besitzen ein Volumen von etwa einem Liter. Auf den Flaschen befindet sich ein Deckel mit Loch, zwischen dem Deckel und dem Flaschenhals ist eine Gummidichtung vorhanden. Die Aufsätze auf den Flaschen wurden aus Edelstahl gefertigt und besitzen je zwei Anschlüsse mit ⅛ Zoll Innengewinde und einen Anschluss mit ¼ Zoll Innengewinde. An die beiden ⅛ Zoll Gewinde sind zwei Kugelhähne angeschlossen, durch die Gasproben entnommen werden können. Sie dienen außerdem der Spülung der Flaschen mit Stickstoff zu Beginn eines Batch-Versuch Zyklus. Die beiden Anschüsse sind in einem 90°-Winkel positioniert, so dass es beim Durchspülen der Flasche nicht zu einer Kurzschlussströmung kommen kann und dadurch gewährleistet wird, dass die Flasche möglichst von Sauerstoff befreit wird. An das ¼ Zoll Gewinde ist ein Drucktransmitter angeschlossen (Drucktransmitter DT1, Firma TITEC Temperaturmesstechnik GmbH). Durch


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diesen wird kontinuierlich der Druck in der Flasche mit Hilfe eines 4 – 20 mA-Ausgangsstroms aufgezeichnet. Das Gasvolumen kann mit Hilfe des Druckes berechnet werden. Die Flaschen befinden sich in einem Wasserbad, welches bei einer Temperatur von 35 °C betrieben wird. Der Versuchsaufbau ist in Abbildung 18 dargestellt.

Abbildung 18 Links: Versuchsaufbau der Batchflaschen bestehend aus einem Reaktionsgefäß (Volumen 1 L), dem aufgesetzten Drucktransmitter und zwei Kugelhähnen zur Entnahme der Gasproben. Rechts: Versuchsanordnung der Batch-Versuche im Wasserbad bei 35 °C.

Die Aufzeichnung des Drucks der Batch-Flaschen erfolgte in einer 1-Minuten Taktung über ein Multifunktions-Datenerfassungsgerät (USB-6000, Firma National Instruments) mit acht Analogeingängen. Die Reaktoren werden als Reaktor 1 bis 8 bezeichnet, in den ausgelesenen Daten allerdings nach ihren Anschlüssen AnalogIn0 bis AnalogIn7. Daher entspricht Reaktor 1 dem AnalogIn0-Datensatz, Reaktor 8 dem AnalogIn7-Datensatz.

5.3.2 ANSETZEN DER ANAEROBEN BATCH-TESTS Für die Faulversuche wird als Inokulum Faulschlamm der Kläranlage Bochum-Ölbachtal (Ruhrverband) verwendet. Dieser muss vor Verwendung homogenisiert und über fünf Tage ausgefault sein. Zu Beginn der Batch-Versuche werden 400 mL ausgefaulter Schlamm in die Flaschen gefüllt. Dabei wird der Schlamm mit Hilfe eines Magnetrührers kontinuierlich gerührt, um eine möglichst große Homogenität des Schlamms zu gewährleisten. Die Masse des zugegebenen Substrates hängt von seinem CSB-Gehalt ab. Es sollen immer etwa 13,4 gCSB eingesetzt werden. Zuletzt werden die Flaschen auf ein Volumen von 700 mL mit Wasser aufgefüllt. Zur Verdrängung des Sauerstoffs in der Flasche wird diese vor dem Verschließen etwa 5 Minuten mit Stickstoff gespült. Danach ist der Deckel zügig zu verschließen und die Flasche über die Kugelhähne erneut mit Stickstoff zu spülen.


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5.3.3 SUBSTRATE In Biogasanlagen können viele verschiedene Substrate zur Anwendung kommen. Die Anzahl an Substrate in Deutschland, die zur Erzeugung von Biogas genutzt werden beläuft sich nach einer Einschätzung auf rund 4000 Pflanzen. Hierbei handelt es sich meist um landwirtschaftliche Substrate wie Maissilage, Futtergräser und Getreideganzpflanzen. Da es sich bei den meisten Substraten jedoch um Nahrungsmittel handelt, die für den Anbau eine große Fläche in Anspruch nehmen, wird es in Zukunft immer wichtiger werden, auf alternative Substrate zurückzugreifen, die in ausreichender Menge vorhanden sind. Ein besonders hohes Aufkommen bietet dabei vor allem der in der Landschaftspflege anfallende Grünschnitt. Er ist reichlich vorhanden und wird zwischen Mai und Oktober regelmäßig „geerntet“. Ein weiteres für den Betrieb von Biogasanlagen interessantes Substrat ist das im Herbst anfallende Laub.

5.3.3.1 Grünschnitt/Wiesenschnitt Aufgrund von produktionstechnischer- und züchterischer Fortschritte vor allem bei der Milchviehhaltung sind in einigen Bundesländern der Bundesrepublik Deutschland Überschussgrünlandflächen vorhanden, die nun nicht mehr für den Anbau von Gras für die Tierhaltung genutzt werden. 2006 handelte es sich in Baden-Württemberg nach Angaben des Instituts für Technikfolgenabschätzung und Systemanalyse (ITAS) noch um eine Fläche von ca. 135000 ha, was etwa 21 Prozent der gesamten Grünlandfläche entsprach. Für 2015 wird ein Überschuss von rund 167000 ha (26 Prozent) prognostiziert. Doch auch der in der Landschaftspflege anfallende Grünschnitt bietet ein großes Potential für den Betrieb von Biogasanlagen. Er setzt sich beispielsweise aus Straßenbegleitgrün und dem Grünschnitt von Streuobstwiesen und Naturschutzgebieten zusammen. Doch auch die Verwertung von Wiesenschnitten der extensiven Landschaftspflege wäre denkbar. In der bayrischen Stadt Regen fand 2007 bereits ein erstes Pilotprojekt zur Nutzung von Grünschnitt aus der Landschaftspflege zusammen mit kommunalem und privatem Grünschnitt und NawaRo (Nachwachsende Rohstoffe) in Biogasanlagen statt. Das Grünschnittaufkommen in der Kommune lag dabei bei ca. 55000 t/a (privat/kommunal, Pflegematerial von Streuobstwiesen, Hecken, Naturschutzflächen). Tabelle 12 Chemische Zusammensetzung von Gras.

Zusammensetzung Anteil [%] Cellulose 25 – 40 Hemicellulose 15 – 50 Lignin 10 – 30 Asche 1,5

Gras bzw. Grünschnitt bietet daher ein sehr großes Potential für den Einsatz in Biogasanlagen, da es in ausreichender Menge vorhanden ist, wenig Energie bis keine zur Erzeugung eingesetzt werden muss und es hohe Anteile an organischer Trockensubstanz besitzt.


36

Die Hauptkomponenten von Gras und anderen lignocellulosehaltigen Substraten sind vor allem Cellulose, Hemicellulose und Lignin. Cellulose und Hemicellulose sind Makromoleküle, die aus Kohlenhydraten aufgebaut sind, wohingegen Lignin ein aromatisches Polymer ist. Es ist demnach chemisch gesehen kein Kohlenhydrat. Neben den drei Hauptkomponenten besteht Gras vor allem aus Proteinen, Fetten, Pektin und nicht strukturierten Kohlenhydraten. In Tabelle 12ist die chemische Zusammensetzung von Gras dargestellt, wie sie von mehreren Autoren analysiert wurde.

5.3.3.2 Laub Laub fällt in großen Mengen bei der Landschaftspflege an. So zeigte eine Studie des Landes Berlin (2011) eine Menge von 17 000 t/a an. Der Laubanfall ist jedoch auf die Monate September bis Januar beschränkt, wobei besonders viel Laub im Oktober und November vorhanden ist. In einer Studie von Johansson (1995) wurde die chemische Zusammensetzung von dem Laub einer Weißbirke untersucht. Wie in Tabelle 13 zu erkennen ist, besteht Birkenlaub zu ca. 30 Prozent aus Lignin. Es ist demnach schwer bis gar nicht abbaubar und dadurch nur bedingt für den Einsatz in Biogasanlagen geeignet. Durch eine Vorbehandlung des Laubes, beispielsweise durch eine Alkalibehandlung, kann der Methanertrag jedoch gesteigert werden. Tabelle 13 Chemische Zusammensetzung von Birkenlaub.

Zusammensetzung Anteil [%] Bereich [%] Lignin 28,35 27,50 – 29,17 Cellulose 21,25 19,07 – 23,23 Hemicellulose 21,91 21,03 – 22,76

In Tabelle 14 sind die Untersuchungsergebnisse für das Laub eines Pfirsichbaums und eines Apfelbaums dargestellt. Tabelle 14 Chemische Zusammensetzung von Pfirsichlaub und Apfellaub.

Zusammensetzung Pfirsichlaub [%] Apfellaub [%] Lignin 7,5 7,0 Cellulose 30,7 29,9

Tabelle 15 Auf Frischmasse (FM) bezogene Biogaserträge verschiedener Substrate.

Substrat TS [%]

Biogasertrag [m3/tFM]

CH4-Gehalt [%]

Biotonne 40 – 75 80 – 120 50 – 65 Laubsack 46 25 55 Laub lose (ungefasst) 40 15 55 Grünschnitt (leicht angewelkt) 20 90 60


37

Der Ligninanteil dieser Laubarten liegt in einem deutlich niedrigeren Bereich als der des Birkenlaubs. Das Laub wurde zunächst für sieben Tage mit einer 1 %igen NaOH Lösung vorbehandelt. Da Laub einen relativ hohen Anteil von Lignin aufweist, liegen die Biogaserträge eher in einem niedrigen Bereich. Die Biogaserträge verschiedener Substrate sind in Tabelle 15 dargestellt. Es ist zu erkennen, dass der Biogasertrag von Laub mit 15 bis 25 m3/tFM weit unter dem Potential von beispielsweise Grünschnitt liegt.

5.4 ANALYSEN Die entscheidenden Parameter bei diesem Forschungspraktikum sind die der chemische Sauerstoffbedarf, TR, oTR, Gesamtstickstoff, Ammonium, Nitrat, ein Spurenstoff sowie FISH-Analytik. Von den eingesetzten Materialien Wiesenschnitt und Maissilage wurden Trockenrückstände vorab auf ihre Zusammensetzung analysiert. Die elementanalytischen Ergebnisse sind Tabelle 16 zu entnehmen. Tabelle 16 Analyse der Trockenrückstände der eingesetzten Substrate Wiesenschnitt und Maissilage.

Element Wiesenschnitt Maissilage TR [g/kg] 287 320 C [Gew%] 40,8 44,5 H [Gew%] 5,9 6,7 N [Gew%] 2,8 1,1 S [Gew%] 0,17 0,043 O [Gew%] 26,8 35,9

5.5 ARBEITSPLAN Es stehen acht Batch-Reaktoren zur Verfügung. Zwei davon werden als Blindprobe betrieben, die anderen sechs Flaschen mit zwei unterschiedlichen Substraten als Dreifachbestimmung. Vor der Inbetriebnahme ist das Gesamtvolumen der Flachen durch Wägung genau zu bestimmen. Dadurch kann aus Druck und Volumen die produzierte Biogasmenge bestimmt werden. Die Flaschen sind nur für einen Überdruck von 1,5 bar ausgelegt. Daher muss der Druck täglich kontrolliert und ggf. abgelassen werden. In regelmäßigen Abständen ist das gebildete Biogas zu analysieren. Nach Beendigung der Versuche wird ein letztes Mal Gas entnommen und analysiert. Die Gärreste werden gewogen und analysiert.


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Tabelle 17Arbeitsplan des Forschungspraktikums Anaerobtechnik.

Woche Tag Arbeit

1

Montag Inbetriebnahme

Dienstag

Mittwoch

Donnerstag

Freitag

2

Montag

Dienstag

Mittwoch

Donnerstag

Freitag

3

Montag

Dienstag

Mittwoch

Donnerstag

Freitag

4

Montag

Dienstag Chemische Analysen, FISH

Mittwoch Chemische Analysen, FISH

Donnerstag Chemische Analysen, FISH

Freitag

5.6 AUSWERTUNG Durch die digitale Datenaufzeichnung wurde der Druck in den Flaschen kontinuierlich gemessen. Die Umrechnung des Drucks in ein Volumen erfolgte über das ideale Gasgesetz (Gleichung 9).

𝑝𝑝 ∙ 𝑉𝑉 = 𝑛𝑛 ∙ 𝑅𝑅 ∙ 𝑇𝑇 (9) mit: p: Druck [Pa]


39

V: Volumen [m³] n: Stoffmenge [mol] R: Gaskonstante [J/(mol∙K)] T: Temperatur [K] Zunächst wird der Differenzdruck Δp eines jeden Zeitintervalls (15-Minuten-Werte) ermittelt. Mit Hilfe des Differenzdrucks kann daraufhin die Stoffmengenänderung berechnet werden, indem Gleichung 10 nach n umstellt wird:

∆𝑛𝑛 = ∆𝑝𝑝∙𝑉𝑉𝑅𝑅∙𝑇𝑇

(10) mit: V: Headspace der Flasche [m³] T: Temperatur der Batch-Versuche (35 °C = 308,15 K) Das Volumen, welches das Gas unter Normbedingungen einnehmen würde, kann daraufhin mit der nachfolgenden Gleichung berechnet werden:

𝑉𝑉 = ∆𝐴𝐴∙𝑅𝑅∙𝑇𝑇𝑝𝑝

(11)

mit: T: Temperatur unter Normbedingungen (0 °C = 273,15 K) p: Druck unter Normbedingungen (1,01325 bar = 1,01325 ∙ 105 Pa) Mit Hilfe des maximalen Gasvolumens aus dem Substratabbau (maximales Gasvolumen - maximales Gasvolumen der Blindproben) und des Methananteils aus den gaschromatographischen Untersuchungen, kann der maximale Methanertrag berechnet werden:

𝑌𝑌 = 𝑉𝑉𝐶𝐶𝐶𝐶4𝑎𝑎𝑇𝑇𝑅𝑅

(12) mit: Y: maximaler Methanertrag [N∙m3/(kgoTR)]

VCH4: Gasvolumen aus dem eingesetzten Substrat [N∙m3] oTR: organischer Trockenrückstand des Substrates zu Beginn der Versuche [kgoTR] Zusätzlich zu dem maximalen Methanertrag, der aus den Batch-Versuchen ermittelt wurde, kann ebenfalls der maximale, theoretische Methanertrag mit Hilfe einer Elementaranalyse berechnet. Durch die Elementaranalyse werden die Masseprozentwerte der Elemente Kohlenstoff, Wasserstoff, Sauerstoff, Stickstoff und Schwefel ermittelt. Da das jeweilige Substrat nicht zu 100 % aus diesen Elementen, sondern auch aus anderen Spurenelementen etc. besteht, wird der Masseprozentwert dieser Elemente zunächst auf 100 % umgerechnet. Mit Hilfe der molaren Masse der Elemente kann dann das Molprozent der Elemente berechnet werden, wodurch die Summenformel des Substrates bekannt ist. Um nun die Methan- und


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CO2-Produktion (Stoffmenge) bestimmen zu können, kann die erweiterte Formel nach Buswell herangezogen werden (Boyle, 1977).

𝐶𝐶𝐾𝐾𝐻𝐻𝑏𝑏𝐶𝐶𝑐𝑐𝑁𝑁𝐼𝐼𝐶𝐶𝑒𝑒 + �𝑎𝑎 −𝑏𝑏4−𝑐𝑐2

+3𝑑𝑑4

+𝑒𝑒2� ∙ 𝐻𝐻2𝐶𝐶

→ �𝑎𝑎2−𝑏𝑏8

+𝑐𝑐4

+3𝑑𝑑8

+𝑒𝑒4� ∙ 𝐶𝐶𝐶𝐶2 + �

𝑎𝑎2

+𝑏𝑏8−𝑐𝑐4−

3𝑑𝑑8−𝑒𝑒4� ∙ 𝐶𝐶𝐻𝐻4 + 𝑑𝑑 ∙ 𝑁𝑁𝐻𝐻3 + 𝑒𝑒 ∙ 𝐻𝐻2𝐶𝐶

Tabelle 18 Chemische Zusammensetzung ausgewählter Substrate.

Substrat Chemische Zusammensetzung Esche C3.999H6.181O2.761N0.097S0.006

Bambus C4.261H6.740O2.434N0.194S0.011

Buche C4.124H5.448O2.718N0.096S0.005

Birke C4.660H6.724O2.198N0.133S0.007

Kastanie C4.422H5.564O2.513N0.070S0.003

Wiesenknäuelgras C3.862H5.331O2.832N0.192S0.007

Wiesenkerbel C3.974H5.836O2.715N0.194S0.007

Wiesenbärenklau C3.918H5.882O2.663N0.291S0.010

Ackerkratzdistel C3.840H4.938O2.898N0.139S0.018

Löwenzahn C4.050H5.775O2.529N0.336S0.011

Mehrschnittrasen I C3.904H5.434O2.760N0.220S0.012

Mehrschnittrasen II C3.978H5.863O2.680N0.224S0.009

Mehrschnittrasen III C3.899H6.049O2.732N0.222S0.008

Mehrschnittrasen IV C4.079H5.999O2.653N0.167S0.005

Giersch C3.903H5.244O2.844N0.156S0.005

jap. Staudenknöterich C4.071H5.877O2.526N0.315S0.011

gem. Rainkohl C4.007H5.637O2.767N0.122S0.006

Linde C4.142H5.873O2.661N0.114S0.005

Beifuß C3.972H5.985O2.729N0.172S0.006

gr. Brennnessel C3.763H5.639O2.726N0.330S0.027

Spitzahorn C4.065H5.585O2.779N0.063S0.006

Platane C4.354H5.372O2.542N0.090S0.011

Spitzwegerich C3.961H6.058O2.776N0.113S0.010

Schafgarbe C4.030H5.834O2.750N0.113S0.005

Lehrstuhl für Siedlungswasserwirtschaft und Umwelttechnik Prof. Dr. Marc Wichern Laborleitung: Dr. Eva Heinz Analyseverfahren

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6 ANALYSEVERFAHREN 6.1 FILTRATIONEN 6.1.1 BESTIMMUNG DER ABFILTRIERBAREN STOFFE DIN 38 409 TEIL H 2 Diese Untersuchung wird durchgeführt, um Aufschluss über den Gehalt eines Wassers an ungelösten Stoffen zu erhalten. Der Glührückstand erlaubt eine Aussage über den in der Trockenmasse der abfiltrierten Stoffe enthaltenen Teil der bei der Glühtemperatur nicht flüchtigen Stoffe. Abfiltrierbare Stoffe βA sind die volumenbezogene Masse der im Wasser enthaltenen ungelösten Stoffe, die unter bestimmten Bedingungen abfiltriert und im Anschluss an ein festgelegtes Trocknungsverfahren ausgewogen werden. Solche ungelösten Stoffe können Sink-, Schweb- und Schwimmstoffe organischer und anorganischer Zusammensetzung sein. Abfiltrierbare Stoffe werden auf das Volumen der Wasserprobe, in der sie bestimmt wurden, bezogen und in mg/L angegeben. Der Glührückstand der abfiltrierten Stoffe βGA ist die volumenbezogene, nach einem festen Trocknungs- und Glühverfahren zurückbleibende Masse an abfiltrierbaren Stoffen. Der Glührückstand wird auf das Volumen der filtrierten Wasserprobe bezogen und in mg/l angegeben. Der Glühverlust der abfiltrierten Stoffe βVA ist die Differenz zwischen den abfiltrierbaren Stoffen und dem Glührückstand βVA = βA - βGA und wird in mg/L angegeben. Die organischen Bestandteile der ungelösten Stoffe stellen meist nur einen Teil des Glühverlustes dar. Die Trockenmasse mT ist die nach einem festgelegten Trocknungsverfahren zurückbleibende Masse an abfiltrierten Stoffen. Die Glühmasse mg ist die nach einem festgelegten Trocknungs- und Glühverfahren zurückbleibende Masse an abfiltrierten Stoffen. Das Verfahren beschreibt zwei unterschiedliche quantitative Bestimmungsmethoden: die Verwendung eines Papierfilters oder Membranfilters mit 0,45 µm Porenweite (Teil H 2-2) und die Verwendung eines Glasfaserfilters (Teil H 2-3). Im Rahmen dieses Praktikums werden nur Membranfilter verwendet. Die Membranfilter müssen vor Verwendung bei 105 ±2 °C bis zur Gewichtskonstanz getrocknet werden. Der Filter wird im Exsikkator auf Raumtemperatur abgekühlt und Schale und Filter plus Schale auf 1 mg gewogen. Der Filter wird in Filtrationsapparatur eingelegt. Es wird ein definiertes Volumen der gut durchmischten Probe auf den Filter gegeben. Das Volumen muss so gewählt sein, dass mindestens 20 mg abfiltrierter Stoffe zu erwarten ist. Der Filter und der Filterkuchen werden drei Mal mit je 10 mL dest. Wasser gespült. Im Anschluss daran wird der Filter wird in der Schale im Trockenschrank bei 105 ±2 °C bis zur Gewichtskonstanz getrocknet. Der Filter in der Schale wird erneut im Exsikkator auf Raumtemperatur abgekühlt und auf 1 mg gewogen. Für den Glührückstand bzw. den Glühverlust wird die Schale mit Filter und abfiltrierter Trockenmasse bei 550 °C für mindestens 30 Minuten bis zur Gewichtskonstanz geglüht. Nach dem Abkühlen im Exsikkator auf Raumtemperatur wird die Schale auf 1 mg genau gewogen. Die abfiltrierbaren Stoffe werden nach folgender Gleichung berechnet:


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abT

P

TA

mmm

fVm

−=

⋅=β

Der Glührückstand der abfiltrierten Stoffe ergibt sich aus folgender Gleichung:

tcG

P

GGA

mmm

fVm

−=

⋅=β

Hierbei bedeuten:

βA abfiltrierbare Stoffe in mg/l mT Trockenmasse in g ma Masse der Schale und Papierfilter in g mb Masse der Schale, Papierfilter und abfiltrierter Trockenmasse in g VP Volumen der filtrierten Probe in l f Faktor: f = 1000 mg/g βGA Glührückstand der abfiltrierten Stoffe in mg/l mG Glühmasse in g mt Masse Schale in g mc Masse Schale mit Glühmasse in g

6.1.2 BESTIMMUNG DER TROCKENSUBSTANZ EHEMALS NACH DIN 38 414-10 BEIBLATT 1 TEIL S 10

Die Trockensubstanz des Belebtschlamms ist eine wichtige Kenngröße für die Bemessung und den Betrieb von Abwasserbehandlungsanlagen, die nach dem Belebtschlammverfahren arbeiten und wird nach DIN 38414-10 Beiblatt 1 Teil S10 analysiert. Die Trockensubstanz oder Trockenmassenkonzentration TSG ist die nach einem festgelegten Trocknungsverfahren erhaltene Massenkonzentration der abfiltrierten Stoffe in Gramm pro Liter belebten Schlammes. Ein Papierfilter wird mit etwa 100 mL dest. Wasser ausgewaschen und anschließend im Trockenschrank bei 105 ± 2 °C getrocknet. Der Filter wird im Exsikkator auf Raumtemperatur abgekühlt und Schale und Filter plus Schale auf 1 mg gewogen. Das Filterpapier wird in das Filtriergerät einlegen und mit dest. Wasser angefeuchtet. Ein definiertes Volumen des gut durchmischten Belebtschlamms wird in den Filter gegeben, das Volumen wird dabei so gewählt, dass mindestens 200 mg abfiltrierter Stoff zu erwarten ist, die Probe aber auch innerhalb von 2 Stunden trocken ist. Der Rückstand wird kurz mit dest. Wasser gespült. Der Filter wird in der Schale im Trockenschrank bei 105 ± 2 °C bis zur Gewichtskonstanz getrocknet. Der Filter in der Schale wird erneut im Exsikkator auf Raumtemperatur abgekühlt und auf 1 mg gewogen. Für den Glührückstand bzw. den Glühverlust wird die Schale mit Filter und abfiltrierter Trockenmasse bei 550 °C für mindestens 30 Minuten bis zur


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Gewichtskonstanz geglüht. Nach dem Abkühlen im Exikkator auf Raumtemperatur wird die Schale auf 1 mg genau gewogen. Die Trockensubstanz von Belebtschlamm wird nach folgender Gleichung ermittelt:

𝑇𝑇𝐶𝐶𝐺𝐺 =𝑚𝑚𝑐𝑐 −𝑚𝑚𝐾𝐾

𝑉𝑉𝑏𝑏∙ 𝑘𝑘

TSG Trockensubstanz von Belebtschlamm in g/L mc Masse Schale mit Filter und Trockenmasse in g ma Masse Schale mit Papierfiltern in g Vb Volumen des filtriertes Belebtschlammes k Umrechnungsfaktor, k = 1000 mL/L Die Trockensubstanz wird auf 0,1 g/L gerundet. Glühverlust und Glührückstand berechnen sich nach den folgenden Gleichungen:

𝑇𝑇𝐶𝐶𝐺𝐺𝑅𝑅 =𝑚𝑚𝐼𝐼 −𝑚𝑚𝑏𝑏

𝑉𝑉𝑏𝑏∙ 𝑘𝑘

𝑇𝑇𝐶𝐶𝐺𝐺𝑉𝑉 = 𝑇𝑇𝐶𝐶𝐺𝐺 − 𝑇𝑇𝐶𝐶𝐺𝐺𝑅𝑅

ma Masse Schale in g md Masse Schale mit Glührückstand in g

6.1.3 BESTIMMUNG DES TROCKENRÜCKSTANDS UND DES WASSERGEHALTES NACH DIN EN 12880 TEIL S2

Der Trockenrückstand wdr beschreibt den Massenanteil an fester Substanz von Schlämmen und Schlammprodukten und wird in % oder in g/kg angegeben. Der Wassergehalt ww ist der Massenanteil des Wassers im Schlamm und wird als Massenverlust in % oder g/kg angegeben. Zur Bestimmung von Trockenrückstand und Wassergehalt wird eine Schlammprobe bei 105 ± 5 °C bis zur Massenkonstanz getrocknet. Die Werte werden durch eine Differenzwägung vor und nach dem Trocknen berechnet. Für die Bestimmung von Trockenrückstand und Wassergehalt wird eine Abdampfschale bei 105 ± 5 °C bis zur Gewichtskonstanz getrocknet. Nach dem Abkühlen im Exsikkator auf Raumtemperatur wird sie auf 1 mg genau gewogen (ma). Wird dieselbe Probe auch für die Bestimmung des Glühverlustes verwendet, so muss die Schale mindestens 30 Minuten auf 550 °C erhitzt werden. Anschließend wird eine definierte Menge an homogenisierten Schlamm in die Schale eingewogen (mb), wobei die Menge so gewählt werden muss, dass die erhaltene Trockenmasse mindestens 0,5 g beträgt. Die Schale wird bis zur Gewichtskonstanz bei 105 ± 5 °C getrocknet. Nach dem Abkühlen im Exsikkator wird die Schale mit Inhalt erneut gewogen (mc). Der Trockenrückstand wdr und der Wassergehalt ww werden nach den folgenden Formeln berechnet und in Massenprozent oder in g/kg angegeben.


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𝑤𝑤𝐼𝐼𝐵𝐵 = 𝐴𝐴𝑐𝑐−𝐴𝐴𝐾𝐾

𝐴𝐴𝑏𝑏−𝐴𝐴𝐾𝐾∙ 𝑓𝑓

𝑤𝑤𝑤𝑤 = 𝐴𝐴𝑏𝑏−𝑐𝑐

𝐴𝐴𝑏𝑏−𝐴𝐴𝐾𝐾∙ 𝑓𝑓

wdr Trockenrückstand der Schlammprobe in % oder g/kg ww Wassergehalt der Schlammprobe on % oder g/kg ma Masse leere Schale in g mb Masse Schale mit Schlammprobe in g mc Masse Schale mit Trockenmasse in g f Umrechnungsfaktor, f = 100 bei Angabe des Ergebnisses in %, f = 1000 bei Angabe

des Ergebnisses in g/kg Die Ergebnisse sind auf 0,1 % bzw. 1 g/kg zu runden.

6.1.4 BESTIMMUNG DES GLÜHVERLUSTES UND DES GLÜHRÜCK-STANDES DER TROCKENMASSE NACH DIN EN 12879 TEIL S3

Dieses Verfahren beschreibt eine Methode zur Bestimmung des Glühverlustes der Trockenmasse von Schlämmen und Schlammprodukten bei 550 °C nach der Bestimmung des Trockenrückstandes des Schlamms nach EN 12880. Dabei beschreibt der Glühverlust den Massenanteil, welcher beim Glühen der Trockenmasse eines Schlamms unter definierten Bedingungen als Gas entweicht. Der Glührückstand hingegen ist der Massenanteil des Rückstandes nach dem Glühen der Trockenmasse eines Schlammes unter definierten Bedingungen. Beide Parameter werden auf die Trockenmasse bezogen in % angegeben. Für die Bestimmung des Glührückstandes sowie des Glühverlustes wird die Schale de (ma) mit dem Trockenrückstand (mb, 6.1.3) in einem Muffelofen für mindestens 60 Minuten bei 550 ± 25 °C geglüht. Nach dem Abkühlen in einem Exsikkator auf Raumtemperatur wird die Schale auf 1 mg genau gewogen (mc). Der Glühverlust und der Glührückstand werden nach den folgenden Formeln berechnet und werden als Massenanteil in % angegeben und auf 0,1 % gerundet. 𝑤𝑤𝑉𝑉 = 𝐴𝐴𝑏𝑏−𝑐𝑐

𝐴𝐴𝑏𝑏−𝐴𝐴𝐾𝐾∙ 100

𝑤𝑤𝑅𝑅 = 100−𝑤𝑤𝑉𝑉 wV Glühverlust der Trockenmasse eines Schlamms in % wR Glührückstand der Trockenmasse eines Schlamms in % ma Masse der leeren Schale in g mb Masse der Schale mit Trockenmasse in g mc Masse der Schale mit der geglühten Trockenmasse in g


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6.2 SCHLAMMVOLUMENANTEIL UND SCHLAMMVOLUMENINDEX NACH DIN 38 414 (S10)

Der Schlammvolumenanteil φS beschreibt den Anteil des Volumens, den der Schlamm eines Schlamm-Wasser-Gemisches nach Absetzen innerhalb von 30 Minuten einnimmt. Der Quotient aus dem Schlammvolumenanteil und der Massenkonzentration ρT des Schlamm-Wasser-Gemisches ist der Schlammindex ISV. Für die Bestimmung des Schlammvolumenanteils wird ein 1000 mL Messzylinder bis zur 1000 mL-Markierung mit einem homogenen Schlamm-Wassergemisch befüllt. Nach 30 Minuten wird die Höhe des Schlammspiegels, der Grenzfläche zwischen Schlamm und Überstandswasser, abgelesen. Ist der Schlammvolumenanteil größer als 250 mL, so ist der Versuch mit einer verdünnten Probe zu wiederholen. Die Verdünnung kann im Volumenverhältnis von 1:1, 1:2 oder 1:3 durchgeführt werden. Zur Auswertung muss des abgelesene Schlammvolumen mit dem Verdünnungsfaktor 2, 3 oder 4 multipliziert werden. Zum Verdünnen wird entweder der Überstand des Schlamm-Wasser-Gemisches oder der Ablauf der Nachklärung verwendet. Der Schlammvolumenanteil ergibt sich aus dem Quotienten des Schlammvolumens und dem eingesetzten Volumen des Schlamm-Wasser-Gemisches. Die Trockensubstanz des Belebtschlamms wird nach DIN 38414-10 Beiblatt 1 Teil S10 analysiert. Der Schlammvolumenindex ISV wird nach folgender Gleichung berechnet:

𝐼𝐼𝐶𝐶𝑉𝑉 =𝜑𝜑𝐶𝐶𝜌𝜌𝑇𝑇

ISV Schlammvolumenindex des Schlamm-Wasser-Gemisches in mL/g φS Schlammvolumenanteil in mL/L ρT Massenkonzentration des Belebtschlammes an Trockensubstanz in g/L Das Schlammvolumen wird in mL/L angegeben und auf 10 mL/L gerundet. Musste die Probe verdünnt werden, so ist hinter dem Ergebnis in Klammern das in der verdünnten Probe abgelesene Schlammvolumen sowie der Verdünnungsfaktor anzugeben. Für den Schlammvolumenindex werden die Werte auf 1 mL/g gerundet.

6.3 CHEMISCHER SAUERSTOFFBEDARF (CSB) Unter dem chemischen Sauerstoffbedarf eines Wassers versteht man die volumenbezogene Masse an Sauerstoff, die der Masse an Kaliumdichromat äquivalent ist, die unter den Arbeitsbedingungen des Verfahrens mit den im Wasser enthaltenen oxidierbaren Stoffen reagiert. Dabei entspricht 1 mol K2Cr2O7 1,5 mol O2. Die CSB-Analytik kann mit zwei verschiedenen Methoden durchgeführt werden, entweder mit Küvettentests der Firma Hach Lange oder nach DIN 38 409 Teil H41.


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6.3.1 CSB KÜVETTE Die Analyse des chemischen Sauerstoffbedarfs kann mit Küvettentests der Firma Hach Lange GmbH bestimmt werden. Es stehen Küvettentests in den Konzentrationsbereichen 15 – 150 mg/L, 50 – 300 mg/L sowie 100 – 2.000 mg/L zur Verfügung. Die Ergebnisse werden mit höchstens drei signifikanten Stellen angegeben, aber immer auf ganze mg/L gerundet.

6.3.2 CSB NACH DIN 38 409 TEIL H41 Die Analysenprobe wird mit Kaliumdichromat als Oxidationsmittel und Silbersulfat als Kalatysator in stark schwefelsaurer Lösung unter definierten Bedingungen erhitzt. Die bei der Oxidation nicht verbrauchten Dichromat-Ionen werden mit Eisen(II)-Ionen maßanalytisch bestimmt. Ist der Gehalt an Chlorid-Ionen in der Analyseprobe < 1,0 g/L, so werden diese durch Quecksilber-Ionen in nahezu undissoziierter Form gebunden. Sie würden sonst unter Kaliumdichromat-Verbrauch zu elementarem Chlor oxidiert. Dieses Verfahren ist anwendbar auf Proben, deren chemischer Sauerstoffbedarf zwischen 15 und 300 mg/L liegt. Überschreitet der CSB 300 mg/L, so wird die Wasserprobe mit Wasser auf das doppelte Volumen verdünnt. Erforderlichenfalls wird dieser Verdünnungsschritt so häufig wiederholt, bis der CSB der dann erhaltenen Probe unter 300 mg/L liegt. Tabelle 19 Verdünnungsschema für die CSB-Analyse nach DIN 38409-41

Proben-bezeichnung

Verdünnungs-faktor

Titrierte Menge in mL

CSB-Wert im Reagenzkolben

in mg/L

Ergebnis CSB in mg/L

Abwasser 0 3,70 bis 9,00 48 bis 302 15 bis 300 Abwasser 1 3,70 bis 9,00 48 bis 302 96 bis 600 Abwasser 2 3,70 bis 9,00 48 bis 302 192 bis 1200 Abwasser 3 3,70 bis 9,00 48 bis 302 380 bis 2400 Abwasser 4 3,70 bis 9,00 48 bis 302 760 bis 4800 Abwasser 5 3,70 bis 9,00 48 bis 302 1500 bis 9000 Abwasser 6 3,70 bis 9,00 48 bis 302 3000 bis 19000 Abwasser 7 3,70 bis 9,00 48 bis 302 6000 bis 39000

Die Analyse erfolgt in Doppelbestimmung. 20 mL Analysenprobe werden in einen Aufschlusskolben geben. Als Standard werden 2 Aufschlusskolben mit je 20 mL Kaliumhydrogenphthalat-Lösung (0,170 g getrocknetes Kaliumhydrogenphthalat KHC8H4O4 in dest. Wasser lösen, 5 mL konz. Schwefelsäure zugeben und alles auf 1000 mL verdünnen) befüllt. Als Blindwert werden drei Aufschlusskolben mit je 20 mL dest. Wasser befüllt. Nacheinander werden den Aufschlusskolben 30 mL silbersulfathaltige Schwefelsäure (10 g Silbersulfat Ag2SO4 in 35 mL Wasser unter portionsweiser Zugabe von 965 mL konz. Schwefelsäure lösen) unter Schwenken in einem Wasserbad zugeben sowie 10 mL quecksilbersulfathaltige Kaliumdichromatlösung (80 g Quecksilbersulfat HgSO4 in 800 mL dest. Wasser und 100 mL konz. Schwefelsäure lösen, dann 5,884 g getrocknetes Kaliumdichromat zugeben, alles auf 1000 mL auffüllen) zugegeben. Zwei Siedesteine werden mit einer Pinzette in das Aufschlussgefäß gegeben, dann der Rückflusskühler aufgesetzt. Es


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wird 120 Minuten bei 148 °C gekocht. Nach Abkühlen der Proben unter 60 °C wird der Kühler mit dest. Wasser gespült und abgenommen. Die Probe wird auf 100 mL verdünnt. Mit einer Pinzette wird ein Magnetrührstäbchen in das Aufschlussgefäß gegeben, anschließend wird die Probe mit zwei Hub Ferroin-Indikator versetzt. Die Proben werden mit einer Ammouniumeisen(II)sulfat-Lösung (47,1 g Ammoniumeisen(II)sulfat–Hexahydrat (NH4)2Fe(SO4)2x6H2O in etwas dest. Wasser lösen, 20 mL konz. Schwefelsäure zugeben und mit dest. Wasser auf 1000 mL verdünnen) von blaugrün nach rotbraun titrieren Zur Faktorbestimmung werden 30 mL dest. Wasser im Wasserbad mit 30 mL silbersulfathaltige Schwefelsäure und 10 mL quecksilbersulfathaltige Kaliumdichromatlösung versetzen und alles auf 100 mL auffüllen. Es werden 2 Hub Ferroin-Indikator zugeben, dann wird die Probe mit Ammouniumeisen(II)sulfat-Lösung titrieren. Die Faktor-Bestimmung erfolgt in Doppelbestimmung. Zur Berechnung des CSB muss zunächst der Faktor der Ammoniumeisen(II)sulfat-Lösung bestimmt werden Dies geschieht nach

𝑐𝑐 =𝑉𝑉𝑉𝑉 ∙ 𝑐𝑐𝐷𝐷 ∙ 𝑓𝑓

𝑉𝑉𝑇𝑇

c Konzentration der Ammouniumeisen(II)sulfat-Lösung in mol/L VV vorgelegtes Volumen der Kaliumdichromat-Lösung in mL cD Konzentration der vorgelegten Kaliumdichromat-Lösung in mol/L f Äquivalenzfaktor, hier f=6 VT Volumen der bei der Titration verbrauchten Ammouniumeisen(II)sulfat-Lösung in mL

Die Berechnung des CSB erfolgt über

)( EBP

VVV

fcCSB −⋅⋅

=

CSB Chemischer Sauerstoffbedarf (CSB) des Wassers, ausgedrückt als Sauerstoff in mg/L c Konzentration der Ammouniumeisen(II)sulfat-Lösung in mol/L f Äquivalenzfaktor, hier f=8000 mg/mol VB Volumen der bei der Titration der Blindprobe verbrauchten Ammouniumeisen(II)sulfat-Lösung in mL VE Volumen der bei der Titration der Analyseprobe verbrauchten Ammouniumeisen(II)sulfat-Lösung in mL VP Volumen der bei der Untersuchung eingesetzten Wasserprobe in mL, ggf. unter Berücksichtigung der Anzahl n der Verdünnungsschritte n:

mlV nP 220

=


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6.4 GESAMTER ORGANISCHER KOHLENSTOFF (TOC) NACH EN 1484 Kohlenstoff tritt in Wasser in verschiedenen, analysierbaren Erscheinungsformen auf. Dabei bezeichnet der TC (Total Carbon) die Summe aus den gesamten im Wasser enthaltenen organisch gebundenen und anorganisch gebundenen Kohlenstoff in gelösten und ungelösten Verbindungen. Als TIC (Total Inorganic Carbon), werden die Summe des anorganisch gebundenen Kohlenstoffs in gelösten sowie ungelösten Verbindungen, z. B. das gesamte Kohlenstoffdioxid incl. der Carbonate und Hydrogencarbonate, Kohlenstoffmonoxid, Cyanide, Cyanate und Thiocyanate zusammengefasst. Problematisch ist, dass die meisten käuflich zu erwerbenden TOC-Geräte bei der TIC-Messung hauptsächlich Kohlendioxid aus Carbonaten und Hydrogencarbonaten erfassen. Den TOC bilden alle im Wasser enthaltenen organischen Kohlenstoffverbindungen. Diese Stoffe können entweder gelöst oder suspendiert vorliegen. Häufig werden bei der analytischen Bestimmung des TOC auch die Cyanate, Cyanide, Thiocyanate und der elementare Kohlenstoff erfasst. Die Europäische Norm EN 1484 erläutert ein instrumentelles Verfahren zur Bestimmung der Massenkonzentration von organischem Kohlenstoff in Wasser. Zur Bestimmung des TOC muss sichergestellt werden, dass in der Probe vorhandener anorganisch gebundener Kohlenstoff, also vor allem Carbonate und Hydrogecarbonate, durch Ansäuern aus der Probe entfernt worden sind. Der organische Kohlenstoff wird durch Verbrennung unter Zugabe eines geeigneten Oxidationsmittels zu Kohlendioxid umgesetzt. Dieses wird entweder direkt oder nach Reduktion zu Methan analysiert. Die Analyse kann durch IR-Spektrometrie, Titration, Wärmeleitfähigkeitsdetektion, Leitfähigkeitsmessung, Coulometrie oder mittels Flammenionisationsdetektor erfolgen. Die Ergebnisse können mit bis zu drei signifikanten Stellen angegeben werden.

6.4.1 DIMATOC 2000 Das DIMATOC 2000 der Firma DIMATEC ist zur analytischen Bestimmung des gesamten gebundenen Kohlenstoffs nach der Europäische Norm EN 1484 im Labor konzipiert. Es setzt sich aus den folgenden Hauptkomponenten zusammen: Gasversorgungssystem Probenhomogenisator 2 Kanäle zur Probenanalytik

Als Reaktionsgas und Trägergas wird hochreine, synthetische Luft verwendet. Diese wird durch den TOC-Gasgenerator DIMA-AIR aus Kompressorluft erzeugt. Zunächst wird die Luft im Vorfilter gereinigt, d.h. Partikel, Öl- und Wassertropfen werden abgeschieden. In einem elektrisch geregelten Ofen wird das Gas auf 800 °C erwärmt, so dass in Anwesenheit eines Katalysators Kohlenwasserstoffe zu Kohlendioxid und Wasser verbrennen. Nach einer Feinfiltration wird der Gasstrom über Molekularsiebe geleitet, wodurch ihm Kohlendioxid und Wasser entzogen werden. Zunächst wird die Luft im Vorfilter gereinigt, d.h. Partikel, Öl- und Wassertropfen werden abgeschieden. In einem elektrisch geregelten Ofen wird das Gas auf 800 °C erwärmt, so dass in Anwesenheit eines Katalysators Kohlenwasserstoffe zu Kohlendioxid und Wasser


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verbrennen. Nach einer Feinfiltration wird der Gasstrom über Molekularsiebe geleitet, wodurch ihm Kohlendioxid und Wasser entzogen werden. Der Probenhomogenisator ist eine Rühr- oder Schütteleinrichtung für bis zu 60 Proben. Die Probenanalyse erfolgt nach einem thermisch katalysierten oxidativen Prinzip mit anschließender NDIR-Detektion. Da das Gerät über zwei physikalisch voneinander getrennte Kanäle verfügt, kann mit dem Gerät parallel der TC und der TIC bestimmt werden. Mittels der Differenzmethode kann der gesamte organisch gebundene Kohlenstoff zu ermittelt werden: 𝑇𝑇𝐶𝐶𝐶𝐶 = 𝑇𝑇𝐶𝐶 − 𝑇𝑇𝐼𝐼𝐶𝐶 (9) Die Probe wird aus dem Probengefäß direkt in den Reaktor eingespritzt. Durch den Verzicht auf Schlauchsysteme ist dieses Gerät in der Lage, auch partikelhaltige Proben mit einer Größe von bis zu 500 µm zu analysieren. In den Reaktoren erfolgt zum einen die Umsetzung der in der Probe befindlichen kohlenstoffhaltigen Verbindungen zu Kohlendioxid und zum anderen die Verdampfung des Wassers. Die Reaktortemperatur und die Art des Katalysators entscheiden dabei, ob der TC oder der TIC analysiert wird. Die gasförmige Probe wird nun durch ein Trägergas zum Detektor transportiert. Dabei wird der Durchfluss unter Verwendung einer Druck- und Durchflussregeleinheit konstant gehalten. Bevor die Probe im NDIR-Detektor quantifiziert werden kann, wird die Probe zum Schutz des Detektors durch einen Kühler, (zur Feuchtigkeitseliminierung), Chloridadsorber und einen Feinstaubfilter geleitet.

GA: Gasabschaltung M: Manometer P: Druckregler D: Durchflussregler FL: Durchflussmesser R: Rückschlagventil OF1: Heizen unter Säureeinfluss OF2: Thermisch-katalytische

Oxidation K: 2-Kanal-Kühler A: Chloridadsorber IR: 2 Kanal-IR-Detektor Abbildung 19 Gaswege beim DIMATOC 2000.


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6.4.2 CHEMISCHE GRUNDLAGEN Die Messung des gesamten anorganischen Kohlenstoffs erfolgt in Kanal 1 bei einer Ofentemperatur von 160 °C und in Anwesenheit von Phosphorsäure auf einem porösen Trägermaterial. Dabei zerfällt die beim Ansäuern eines Carbonates mit Phosphorsäure intermediär gebildete Kohlensäure H2CO3 zu Wasser und Kohlendioxid CO2. Ein Hydrogencarbonat reagiert analog zu den gleichen Endprodukten. Na2CO3 + 2 H3PO4 2 NaH2PO4 + H2O + 2 CO2 NaHCO3 + H3PO4 NaH2PO4 + H2O + CO2 Das bei diesen Reaktionen gebildete Kohlendioxid wird in einem NDIR-Detektor (nichtdispersive Infrarot-Detektor) quantitativ analysiert. Der Ofen des Kanals 2, in dem der gesamte gebundene Kohlenstoff gemessen wird, wird bei 850 °C betrieben. Die anorganischen Carbonate und Hydrogencarbonate zerfallen bei diesen Temperaturen in Anwesenheit eines Kombi-Katalysators oder Kugel-Katalysators zu Kohlendioxid und Metalloxid. Organische Substanzen werden durch zugeführten Sauerstoff zu Kohlendioxid und Wasser oxidiert, verdeutlicht anhand des Beispiels Ethanol. Na2CO3 Na2O + CO2 2 NaHCO3 Na2O + H2O + 2 CO2 2 C2H5OH + 12 O2 6 H2O + 4 CO2

6.4.2.1 Detektion DIE DETEKTION DES KOHLENDIOXIDS ERFOLGT MITTELS DER NICHTDISPERSIVEN-INFRAROT-ABSORPTION. DABEI wird die Probe mit einer breitbandigen Infrarot-Strahlung bestrahlt. Das Kohlendioxid absorbiert die substanzspezifischen Wellenlängenbereiche, wobei das Ausmaß der Absorption ein Maß für die Konzentration ist. Am Ende der Gasküvette wird der Lichtstrahl nach Durchgang durch einen schmalbandigen Filter mit einem Detektor gemessen.

6.5 BESTIMMUNG VON STICKSTOFF 6.5.1 MESSVERFAHREN NACH DIN EN 12260: BESTIMMUNG VON

GEBUNDENEM STICKSTOFF (TNB) NACH OXIDATION ZU STICKSTOFFOXIDEN

Die Europäische Norm EN 12260 beschreibt ein instrumentelles Verfahren zur Bestimmung von Stickstoff in Wasser, vorliegend als freier Ammoniak, Ammonium, Nitrat, Nitrit oder in Form organischer Verbindungen. Dabei werden diese Substanzen durch eine katalytische Verbrennung in einer Sauerstoffatmosphäre bei Temperaturen <700 °C in Stickstoffoxide überführt. Die Quantifizierung der Stickstoffkonzentration erfolgt mittels Chemolumineszenzdetektion. Der Anwendungsbereich liegt zwischen 1 und 200 mg/l und kann durch Verdünnung der Wasserprobe noch erhöht werden. Gerätespezifisch kann sogar

T = 160 °C T = 160 °C

T = 850 °C T = 850 °C

T = 850 °C


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der untere Messbereich auf 0,5 mg/l herabgesetzt werden. Einige organische Stickstoffverbindungen sind bei dieser Analysemethode problematisch, da sie nicht quantitativ in Stickstoffoxide überführt werden können. Die Ergebnisse werden mit zwei signifikanten Stellen angegeben.

6.5.1.1 DIMA-N Der DIMA-N ist ein zur Analyse des TNb nach der Europäischen Norm EN 12260 konzipiertes Laboranalysengerät. TNb, also der gesamte gebundene Stickstoff bedeutet, dass organische und anorganische Stickstoffverbindungen, aber kein elementarer Stickstoff analysiert wird. Es kann Stickstoff in den Massenkonzentrationen von 0,1 – 60 mg/l direkt und höhere Konzentrationen nach Verdünnung analysieren. Das DIMA-N Modul ist an den TC-Messausgang des TOC-Analysators angeschlossen. Damit findet die thermisch-katalytische Oxidation im Ofen des TOC-Gerätes statt. Das Probegas wird im Folgenden über einen Konverter geleitet, in dem das Stickstoffdioxid bei 330 °C über einer molybdänhaltigen Verbindung als Katalysator vollständig zu Stickstoffmonoxid umgewandelt wird. Die Anreicherung des Probengases mit Ozon führt zu einer mit einem Photomultiplier quantitativ ermittelbaren Verbindung. Um überschüssiges Ozon aus dem Gas zu entfernen, wird es durch einen Scrubber geleitet.

GA: Gasabschaltung M: Manometer P: Druckregler D: Durchflussregler FL: Durchflussmesser R: Rückschlagventil OF1: Thermisch-katalytische

Oxidation K: Kühler A1: Chloridadsorber PK: Pufferkammer OF2: Konverterofen MK: Mischkammer mit Detektor OG: Ozongenerator A2: Ozonadsorber Abbildung 20 Gaswege beim an das DIMATOc angeschlossene DIMA-N.

6.5.1.2 Chemische Grundlagen Die thermisch-katalytische Oxidation der Stickstoffverbindungen erfolgt bei einer Temperatur von 330 °C und der Verwendung eines Kombi-Katalysators. Nitrate zerfallen zu Stickstoffdioxid, wohingegen Ammonium, bzw. Ammoniak zu Stickstoffmonoxid reagiert. Im


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Konverterofen wird Stickstoffdioxid unter Abspaltung elementaren Sauerstoffs zu Stickstoffmonoxid reduziert. In der Mischkammer reagiert Stickstoffmonoxid mit im Ozongenerator synthetisiertem Ozon zu einem angeregten Stickstoffdioxid-Teilchen, welches unter Abstrahlung von Energie in den Grundzustand zurückfällt. Diese Strahlung ist im roten sowie im nahen infraroten Licht nachweisbar. Thermisch-katalytische Oxidation: 2 KNO3 K2O + 2 NO2 + 0,5 O2 NH4Cl HCl + NH3 4 NH3 + 5 O2 4 NO + 6 H2O Konverterofen: NO2 NO + 0,5 O2 Mischkammer: NO + O3 NO2* + O2 NO2* NO2 + hν

6.5.1.3 Detektion Das Prinzip der Detektion ist die Chemolumineszens. Das angeregte Stickstoffdioxid-Molekül gelangt unter Abgabe eines Lichtquants wieder in den Grundzustand. Die abgestrahlte Energie ist sehr gering, kann aber mittels eines Photomultipliers erfasst werden. Die Lichtquanten treffen dort auf eine Photokathode, die ihrerseits durch den Aufprall Elektronen abgibt. Diese Elektronen werden in einem elektrischen Feld beschleunigt und treffen auf eine Dynode. Aufgrund der hohen kinetischen Energie können einzelne Elektronen mehrere Elektronen aus der Dynode herausschlagen. Die Beschleunigung der Elektronen und das Auftreffen auf eine Dynode wird etwa zehnmal wiederholt, so dass eine große Anzahl an Elektronen freigesetzt werden und somit ein messbarer elektrischer Strom entsteht.

6.5.2 GESAMTSTICKSTOFF NACH DIN 38 409 TEIL H28 Die Analyse des Gesamtstickstoffs erfolgt nach DIN 38 409 Teil H28. Diese Norm beschreibt das Verfahren nach Reduktion mit Devard’scher Legierung und katalytischem Aufschluss. Die verschiedenen anorganischen und organischen Stickstoffverbindungen spielen eine wichtige Rolle in der Abwasserreinigung. Ammonium (NH4

+) wird in Kläranlagen unter Sauerstoffverbrauch abgebaut (Nitrifikation). In einem basischen Milieu liegt nicht Ammonium, sondern Ammoniak (NH3) vor, welches giftig für Fische ist. Ebenfalls giftig für Fische ist Nitrit (NO2

-), Nitrat (NO3-) ist für Trinkwasser Nitrat kann bei der Denitrifikation in elementaren

Stickstoff überführt werden, welcher an die Atmosphäre abgegeben werden kann. In diesem Verfahren kann gebundener Stickstoff aus organischen und anorganischen (NO3

-, NO2

-, NH4+) Verbindungen in einem Konzentrationsbereich von 10 bis 200 mg/l N analysiert

werden. Dazu werden zunächst oxidierte Stickstoffverbindungen (Nitrat, Nitrit, organische Stickstoffverbindungen) zu Ammonium reduziert. Im nächsten Schritt wird die Probe mit Natriumhydroxid versetzt, so das Ammonium (NH4

+) zu Ammoniak (NH3) reagiert. Der

T = 850 °C T = 850 °C

T = 850 °C

T = 330 °C


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gesamte Ammoniak wird dann per Destillation aus der Probe abgetrennt. Zuletzt wird die Menge des Ammoniaks durch Titration mit HCl bestimmt. Zur Analyse werden 50 mL Probe mit einer Vollpipette in einen Aufschlusskolben pipettieren. In einen Aufschlusskolben werden anstatt Probe 25 mL Standard (Standard: Glycin/Nitrat-Standard-Lösung 25 mg/l N) gegeben. In die Aufschlussgefäße werden ein gestrichener Löffel Kaliumsulfat (2.0 g) sowie zwei gestrichene Spatel Devard‘sche Legierung (0.2 g; Massenanteile: Cu 50%, Al 45%, Zn 5%; Reduktionsmittel und Katalysator) zugeben. Die Proben werden mur 5 mL H2SO4 konz versetzt und darf mindestens eine Stunde nach Durchmischung reagieren. Anschließend werden Siedesteine zugeben, der Thermoblock auf 120 °C eingestellt und eingeschaltet. Ebenso wird die Turbosog eingeschaltet. Es wird etwa 2 Stunden gekocht, bis fast nur noch Schwefelsäure (milchig-grüne Farbe verschwunden) vorhanden ist. Dann wird der Thermoblock auf 250 °C eingestellt und es wird 20 Minuten gekocht. Die Turbosog wird gedrosselt, der Thermoblock auf 300 °C erhöhen und es wird 20 Minuten gekocht. Die Turbosog wird ausgeschaltet, der Thermoblock auf 400 °C eingestellt und 30 Minuten weitergekocht. Wenn Probe grünlich gefärbt ist wird der Thermoblock ausschalten und Aufschlussblock herausgenommen. Die Turbosog wird angeschaltet um die SO3-Dämpfe abzusaugen. Wenn die Probe auf Raumtemperatur abgekühlt ist wird der Aufsatz abgenommen (Vorsicht, tropfende Schwefelsäure). Die Probe wird mit 50 mL dest. Wasser versetzen und über Nacht stehen gelassen. Aus der aufgeschlossenen Probe wird das gebildete Ammonium mittels Wasserdampfdestillation in 50 mL Börsäurelösung (20 g Borsäure H3BO3 + 10 mL Methylrot-Indikator + 2 mL Methylenblau auf 1000 mL mit dest. Wasser auffüllen) destilliert. Die entstehende Lösung wird mit 0,02 molarer Salzsäure bis zum Umschlagspunkt (pH 5,3) titriert.

6.6 BESTIMMUNG VON PHOSPHOR NACH DIN EN ISO 6878 Diese Norm beschreibt die Bestimmung von Phosphat nach der Ammoniummolybdat-Methode. Diese Methode kann ortho-Phosphat quantifizieren. Für die Bestimmung des Gesamtphosphors muss dieses durch Oxidation in ortho-Phosphat umgewandelt werden. Ortho-Phosphat bildet in saurer Lösung in Anwesenheit von Molybdat- und Antimon-Ionen einen Antimon-Phosphormolybdat-Komplex, welcher durch Ascorbinsäure zu einem blau gefärbten Molybdänblau-Komplex reagiert.

6.6.1 ORTHO-PHOSPHAT Das Probenvolumen muss so abgeschätzt werden, dass die ortho-Phosphat-Konzentration im 50 mL-Kolben zwischen 0,04 und 0,4 mg/L liegt. Die Probenlösung im 50 mL-Messkolben wird mit Wasser auf 40±2 mL verdünnt. Unter Schütteln wird 1 mL Ascorbinsäure-Lösung (10±0,5 g Ascorbinsäure in 100±5 mL Wasser) hinzugegeben. Nach einer Wartezeit von etwa 1 Minute werden 2 mL saure Molybdat-Lösung I (13±0,5 g Ammoniumheptamolybdat-Tetrahydrat in 100±5 mL Wasser lösen. 0,35±0,05 g Kaliumantimon(III)oxidtartrat-Hemihydrat in 100±5 mL Wasser lösen. Die Molybdat-Lösung unter Rühren zu 300±5 mL Schwefelsäure (9 mol/L) geben, die Tartrat-Lösung zusetzen und gut mischen.) zugesetzt und die Probe wird sofort geschüttelt. Anschließend wird mit Wasser bis zur Markierung aufgefüllt. Nach einer Wartezeit von 20 bis 30 Minuten wird die Lösung photometrisch bei 880 nm analysiert. Als Referenz wird eine Blindprobe verwendet.


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Anmerkung: Beim Projekt „Niederschlagswasser“ kann bei den Regenspenden 1-3 1 mL Probe und bei den restlichen Regenspenden 10 mL Probe eingesetzt werden. Die ortho-Phosphat-Konzentration kann mit nachfolgender Gleichung berechnet werden: 𝜌𝜌𝑃𝑃 = (𝐴𝐴−𝐴𝐴0)∙𝑉𝑉𝑚𝑚𝐾𝐾𝑒𝑒

𝑓𝑓∙𝑉𝑉𝑠𝑠

ρP ortho-Phosphat-Konzentration in mg/L A Extinktion der Analysenteilprobe A0 Extinktion der Blindprobe F Anstieg der Kalibriergeraden in L/mg Vmax Volumen des Messkolbens (50 mL) in mL Vs eingesetzte Probenvolumen in mL Die Massenkonzentration an Phosphor wird mit höchstens 3 signifikanten Stellen angegeben.

6.6.2 GESAMTPHOSPHOR Maximal 10 mL Probe werden in ein Teflon-Mitteldruckausschlussgefäß pipettiert. Ein Teflon-Mitteldruckausschlussgefäß mit 35 ml dest. Wasser als Blindwert befüllen. In jedes Gefäß werden 4 ml Kaliumperoxodisulfat-Lösung (5,0 g auf 100 ml destilliertes Wasser) zugegeben. Nachdem die Gefäße verschlossen wurden, werden sie zum Aufschluss in der Mikrowelle plaziert. Diese erhitzt die Proben für 30 mInuten auf 115-120 °C. Nach dem Abkühlen werden die Proben in 50 mL Messkolben überführt und Deckel und Dichtring mit sehr wenig Wasser abgespült. Nun wird mit den Proben wie bei der ortho-Phosphat-Analytik in 6.6.1 weiter verfahren.

6.7 ATOMABSORPTIONSSPEKTROMETRIE KUPFER UND ZINK Die Analysen der Schwermetalle erfolgen mit einem Atomabsorptionsspektrometer der Firma Perkin Elmer, Typ Aanalyst 800. Zink kann mittels Flammentechnik in einem Konzentrationsbereich von 200 µg/L bis 4000 µg/L analysiert werden. Die Analytik von Kupfer wird mit zwei verschiedenen Atomisationsmethoden, der Flammentechnik und dem Graphitrohr, in unterschiedlichen Konzentrationsbereichen durchgeführt. Bei der Atomabsorptionsspektrometrie (AAS) wird die Probe zunächst in freie überführt. Dies kann mittels Flamme oder Graphitrohr geschehen. Die Atome werden dann mit Licht im UV/VIS-Bereich angeregt, welches durch eine Hohlkathodenlampe erzeugt wird. Zuletzt wird durch einen Monochromator störende Strahlung ausgeblendet und die Detektion kann erfolgen. Hohlkathodenlampen zeichnen sich dadurch aus, dass die 10-3 bis 10-2 nm schmale Atomlinien emittieren, die durch kalte Emission entstehen. Bei Absorption von Strahlung wird die Intensität dieses Emissionslichts deutlich verringert.


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Abbildung 21 Prinzip eines Atomabsorptionsspektrometers.

Die Atomisation der Probe, also die Überführung in Atome, kann auf unterschiedliche Weisen von statten gehen. Die einfachste Methode ist die Verwendung einer Flamme. Dabei wird die Probenlösung über einen Zerstäuber in Form von Flüssigkeitströpfchen in eine Flamme eingebracht. Als Brenngas wird eine Mischung aus Brenngas (Acetylen) und Oxidationsgas (Luft) verwendet. Zunächst werden die Bestandteile der Probenlösung verdampft. Anschließend erfolgt eine Dissoziation und Reduktion vom Metallion zum Metallatom. Alternativ kann die Atomisierung auch elektrothermisch mittels Graphitrohr erfolgen. Dabei werden etwa 10 µL Probe in das Graphitrohr dosiert und durch ein Temperaturprogramm auf eine Temperatur von bis zu 3000 K erhitzt. Bei niedrigeren Temperaturen erfolgt zunächst das Trocknen der Probe, dann folgt eine Veraschung der Matrix. Dissoziation und Reduktion erfolgen in einem Temperaturbereich von 2000 bis 3000 K. Die freien Atome (egal ob durch Flamme oder Graphitrohr erzeugt) werden nun durch das Emissionslicht der Hohlkathodenlampe angeregt. Je mehr entsprechende Metallatome in der Probe vorhanden sind, desto mehr Atome können das Licht absorbieren. Zur Analyse wird der Lichtstrahl durch einen Monochromator in einen Detektor geleitet. Der Monochromator blendet weitere Emissionslinien der Hohlkathodenlampe, störende Molekülbanden sowie Streulicht aus. Als Detektor dient ein Sekundärelektronenvervielfacher (Photomultiplier). Die Photonen schlagen aus deiner Kathode Elektronen heraus, welche auf Dynoden (weitere Elektroden zwischen Anode und Kathode) Sekundärelektronen herausschlagen. Auf diese Weise kann der entstehende Strom verstärkt werden und so ausgewertet werden. Die Schwächung des Lichtstrahls kann über das Lambert-Beer’sche Gesetzt ausgewertet werden.

6.8 CHROMATOGRAPHISCHE METHODEN 6.8.1 GRUNDLAGEN DER CHROMATOGRAPHIE Als Chromatographie werden alle physikalisch-chemischen Trennverfahren bezeichnet, bei denen die Trennung auf der Verteilung von Stoffen zwischen einer mobilen und einer stationären Phase beruhen. Das Trennprinzip der Chromatographie beruht auf unterschiedlichen Verweilzeiten einzelner Stoff ein der stationären Phase. Die mobile Phase übernimmt den Transport der Analyten durch die Säule. Die chemischen und physikalischen Eigenschaften von Säulenmaterial werden so gewählt, dass die Analyten Möglichkeiten zur Wechselwirkung vorfinden, also Adsorptionsstellen, Lösungsmöglichkeiten,

Atomi-sator

Mono-chromator Detektor

Hohl-kathoden-

lampe

Probe


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Ionenaustauschplätze oder andere. Die mobile Phase muss sicherstellen, dass diese Vorgänge an der stationären Phase für jeden zu trennenden Stoff unterschiedlich stark ausgeprägt sind. Die häufigsten Trennmechanismen sind Verteilung, Adsorption und Ionenaustausch. Über die Häufigkeit und Dauer der Wechselwirkungen der einzelnen Stoffe entscheidet die theoretische Gleichgewichtslage. Die Ziele der chromographischen Trennung ist das Auftrennen von komplexen Gemischen, die Identifizierung der einzelnen Verbindungen sowie deren Quantifizierung. Ein Chromatograph besteht aus verschiedenen Bausteinen, die in Abbildung 22 dargestellt sind. Die mobile Phase dient als Transportmedium der Analyten und kann eine Flüssigkeit oder ein Gas sein. Das Fördersystem gewährleistet einen reproduzierbaren, kontinuierlichen aber variabel einstellbaren Transport der mobilen Phase. Bei gasförmigen Eluenten kann dies eine Druckgasflasche mit Druckminderer sein, bei flüssigen Eluenten eine Kolbenpumpe. Das Einbringen der Probe erfolgt in den strömenden Fluss der mobilen Phase. Eine gegebene Reproduzierbarkeit ist entscheidend für die Quantifizierung. Die Probenaufgabe kann vollautomatisch mittels Autosampler erfolgen oder manuell. Das Herzstück aller chromographischen Trennmethoden ist die Trennsäule. Diese enthält die stationäre Phase. Die Trennsäule wird häufig in einem Säulenofen platziert, so dass die Trennung auf der Säule bei verschiedenen Temperaturprofilen stattfinden kann. Der Detektor wandelt die konzentrationsproportionalen chemischen oder physikalischen Substanzeigenschaften wie z.B. Wärmeleitfähigkeit in ein elektrisches Signal um, welches von der Auswerteeinheit visualisiert wird.

Abbildung 22 Prinzip des Chromatographen.

Vorrat an mobiler Phase

Fördersystem

Probenaufgabe

Säule

Detektor

Auswerteeinheit


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Es gibt verschiedene Arten der Chromatographie, die sich nah der Art des Trennvorgangs oder nach dem Aggregatzustand der mobilen und stationären Phase unterscheiden lassen.

6.8.1.1 Gaschromatographie Bei der Gaschromatographie ist die mobile Phase ein Gas. Die Analyten wechselwirken mit der stationären Phase nach dem Prinzip der Verteilung, wenn die stationäre Phase ein Flüssigkeitsfilm ist oder nach dem Prinzip der Adsorption, wenn die stationäre Phase ein Feststoff ist. Damit eine Probe mittels Gaschromatograph analysiert werden kann, müssen die Analyten vollständig und unzersetzt verdampfbar sein. Der typische Aufbau eines Gaschromatographen ist in Abbildung 23 dargestellt.

Abbildung 23 Prinzipieller Aufbau eines Gaschromatographen: (1) Trägergas, (2) Injektor, (3) Säule im Säulenofen, (4) Detektor (hier: ein FID, welcher Luft und Wasserstoff-gas zum Betrieb benötigt), (5) Signalaufzeichnung als Chromatogramm. Quelle: GC_ETHZ.pdf.

Das Trägergas dient dem Transport der Probe durch die Säule. Das Elutionsverhalten der Analyten im Gas hat nahezu keinen Einfluss auf eine Trennung, wohl aber die Fließgeschwindigkeit des Gases. Häufig werden Wasserstoff, Helium oder Stickstoff als mobile Phase verwendet. Als Säule wird heutzutage meist eine Kapillarsäule verwendet. Dabei besteht die stationäre Phase entweder aus einem Flüssigkeitsfilm oder einem Feststoff. Die Polarität der stationären Phase sollte dabei der der Analyten entsprechen, damit es zu Wechselwirkungen zwischen Analyt und der Oberfläche der stationären Phase kommen kann. In diesem Fall werden die Analyten der Probe nach ihren Siedepunkten getrennt. Als stationäre Phase werden zumeist Polymere aus substituierten Siloxanen verwendet, welche durch die Substitution in der Polarität variiert werden können. Der Säule wird in einem sogenannten Säulenofen aufgehängt. Dieser kann auf ein bestimmtes Temperaturprofil programmiert werden. Dieses Temperaturprofil beeinflusst entscheidend die


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Flüchtigkeit der Analyten. Dabei ist es wichtig, dass nicht die Temperatur des Siedepunktes notwendig ist, sondern sich die Analyten auch bei Temperaturen von 100 °C unterhalb des Siedepunktesteilweise verflüchtigen. Dies ist durch das Stören des Verdampfungsgleichgewichtes durch die bewegte mobile Phase zu erklären. Es gibt verschiedene Detektoren, die die konzentrationsproportionalen chemischen oder physikalischen Substanzeigenschaften in ein elektrisches Signal umwandeln. Die häufigsten sind der Wärmeleitfähigkeitsdetektor (WLD), der Flammenionisationsdetektor (FID) sowie das Massenspektrometer (MS). Wärmeleitfähigkeitsdetektoren können universell eingesetzt werden, Flammenionisationsdetektoren sind speziell für oxidierbare Kohlenstoffverbindungen einsetzbar. Bei unbekannten Proben und Proben mit einem stark schwankenden Konzentrationsbereich hat sich die Kopplung an ein Massenspektrometer durchgesetzt. Somit ist auch die Identifizierung von unbekannten Analyten möglich.

6.8.1.2 Ionenchromatographie Die Ionenchromatographie ist eine spezielle Variante der Flüssigchromatographie, welche die Trennung von Ionen ermöglicht. Dazu werden spezielle Säulen und Detektoren benötigt. Besonders häufig werden Leitfähigkeitsdetektoren eingesetzt. Bei diesem Verfahren werden Ionen zwischen der mobilen und stationären Phase ausgetauscht. Die Bindung der Ionen erfolgt über elektrostatische Wechselwirkung und findet in Abhängigkeit von Ionenladung und Ionenradius statt.

6.8.2 KATIONEN MITTELS IONENCHROMATOGRAPHIE

6.8.3 ANIONEN MITTELS GASCHROMATOGRAPHIE

6.8.4 ORGANISCHE SÄUREN MITTELS IONENCHROMATOGRAPHIE

6.8.5 BIOGASANALYTIK MITTELS GASCHROMATOGRAPHIE Zur Biogasanalytik wird ein Gaschromatograph der Firma Perkin Elmer, Typ Arnel Clarus 580 verwendet. Er ist mit einer Säulenschaltung ausgestattet, die es erlaubt, Wasserstoff, Methan, Kohlendioxid, Sauerstoff und Stickstoff zu analysieren. Die Probenschleife benötigt ein Mindestvolumen beträgt 5 mL, welche entweder mittels gasdichter Spritze oder Ansaugung befüllt werden kann. Die Detektion erfolgt durch einen Wärmeleitfähigkeitsdetektor (WLD oder TCD Thermal conductivity detector).

6.8.6 MINERALÖLKOHLENWASSERSTOFFE MITTELS GASCHROMATOGRAPHIE

Stellvertretend für die Stoffgruppe der MKW wurde Heizöl EL [DIN 51603-1, 2011] als Modellschadstoff eingesetzt. Dieses enthält die mit dem Kohlenwasserstoffindex analysierten MKW-Fraktionen der Kettenlänge C10 bis C40. Heizöl EL wird neben der Prüfung von Öl- und Benzinabscheidern ebenfalls im Rahmen des DIBt-Zulassungsverfahrens für


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Niederschlagsbehandlungsanlagen [DIBt, 2015] eingesetzt. Hinsichtlich der in der Realität zu erwartenden Tropfverluste von Kraftfahrzeugen zeigt Heizöl EL aufgrund seiner geringeren Viskosität ein mobileres Verhalten und stellte damit höhere Anforderungen an das Behandlungssystem [Dierkes et al., 2005]. In den Analysen wurde der Kohlenwasserstoff-Index in mg/L bestimmt. Bei der Bestimmung des Kohlenwasserstoff-Index mittels GC-FID handelt es sich um die Summe der Konzentrationen, der mit einem Kohlenwasserstoff-Lösemittel (Siedepunkt zwischen 36 und 69 °C) extrahierbaren Stoffe, die an Florisil nicht adsorbieren und die mit Retentionszeiten zwischen denen von n-Decan (C10H24) und n-Tetracontan (C40H82) chromatographisch bestimmt werden können [DIN EN ISO 9377-2, 2001]. Die Bestimmungsgrenze lag bei 0,1 mg/l. 500 mL Probe werden nach Einstellen des pH-Wertes auf 2 mit 40 g Magnesiumsulfat-Heptahydrat MgSO4∙7H2O sowie 25 mL Extraktionsmittel (Petrolether) versetzt.Die Glasflasche wird verschlossen und 30 Minuten auf einem Magnetrührer gerührt. Es wird ein Mikroseparator aufgesetzt. Die organische Phase wird abgenommen und über eine Clean-up-Säule bestehend aus 1 g Florisil überschichtet mit 1 g Natriumsulfat NaSO4 aufgereinigt. Die Säule wird mit 2 Mal 10 mL Petrolether nachgespült. Bei erwarteten Konzentrationen kleiner 0,1 mg/L wird der Extrakt im Stickstoffstrom auf ein Volumen unter 2 mL eingeengt. Das Vial wird leer und mit dem eingeengten Extrakt gewogen. Bei erwarteten Konzentrationen größer 1 mg/L wird der Extrakt in einem 50 mL Kolben aufgefangen und ggf. verdünnt (Tabelle 20). In diesem Fall wird ein Teilvolumen in ein Vial überführt und analysiert. Tabelle 20 Verdünnungsfaktoren bei der MKW-Analytik.

Probenvolumen [mL]

Ethervolumen [mL]

Kolben Verdünnungsfaktor

500 25 50 80 500 25 100 160 500 25 200 320 500 25 250 400 500 25 500 800 500 25 1000 1600

Der für die Analyse der Mineralölkohlenwasserstoffe verwendete Gaschromatograph ist ein Clarus 580 der Firma Perkin Elmer. Er ist mit einer Phase Elite-1-Säule (Länge: 15 m, Innendurchmesser: 0,53 µm) und einem FID ausgestattet. Es wird mit 5 mL Helium als Trägergas, einer Injektortemperatur von 65 °C und einem Temperaturprofil von 60 auf 320 °C innerhalb von 30 mInuten gearbeitet. Die Injekton erfolgt mit einem 10:2 Split mit Hilfe eines Autosamplers.


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6.9 STICKSTOFF-PARAMETER MIT KÜVETTENTESTS 6.9.1 AMMONIUM Die Analyse des Ammonium-Stickstoffs kann mit Küvettentests der Firma Hach Lange in drei verschiedenen Konzentrationsbereichen durchgeführt werden. Diese Konzentrationsbereiche sind 0,015-2 mg/L, 1-12 mg/L sowie 2-47 mg/L. Das ergebnis wird mit höchstens zwei signifikanten Stellen angegeben.

6.9.2 NITRAT Der Nitrat-Stickstoff kann mit Küvettentests der Firma Hach Lange analysiert werden. Es stehen Küvettentets in den Konzentrationsbereichen 0,23-13,5 sowie 5-35 mg/L zur Verfügung. Der Nitrat-Stickstoff wird mit maximal zwei signifikanten Stellen angegeben.

6.9.3 NITRIT Für die Analyse des Nitrit-Stickstoffs stehen zwei verschiedene Küvettentests der Firma Hach-Lange in den Konzentrationsbereichen 0,015-0,6 mg/L sowie 0,6-6,0 mg/L zur Verfügung. Das Ergebnis wird mit höchstens zwei signnifikanten Stellen angegeben.

6.9.4 GESAMTSTICKSTOFF Zur Analyse des Gesamtstickstoff-Gehaltes können Küvettentests der Firma Hach Lange verwendet werden. Es stehen verschiedene Küvettentests mit den Konzentrationsbereichen 1-16 mg/L, 5-40 mg/L sowie 20-100 mg/L zur Verfügung. Das Ergebnis wird mit zwei signifikanten Stellen angegeben.

6.10 ONLINE-ANALYTIK 6.10.1 TRESCON ANALYZER-SYSTEM Das TresCon Analyzer System der Firma WTW ist ein Online-Analysesystem zur Online-Messung vom Ammonium, Nitrat, SAK sowie Phosphat. Drei verschiedene Analysemodule werden von der zentralen Steuereinheit angesteuert und mit Proben versorgt.

6.10.1.1 Ammonium-Modul OA 110 Das Ammonium-Analysemodul OA 110 erfolgt nach einem potentiometrischem Messprinzip mit einer gassensitiven Ammoniak-Elektrode. Zur Verschiebung des Ammonium-Ammoniak-Gleichgewichtes auf die Seite des undissoziierten Ammoniaks wird der thermostabilisierten Probe solange Natronlauge zudosiert, bis der pH-Wert > 11 ist. Der gebildete gasförmige Ammoniak bewirkt Potentiostatisches Messprinzip bedeutet dabei, dass in Abhängigkeit vom Ammoniak-Partialdruck auf der Innen- und der Außenseite der Membran sich bedingt durch Diffusionsprozesse Potentiale an der Membran aufbauen. Die Potentialdifferenz kann in Form der Membranspannung U gemessen und über das Nernst’sche Gesetz in Konzentrationen umgerechnet werden.


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6.10.1.2 Nitrat- und SAK-Modul OS 210 Das OS 210 der Firma WTW ist für die simultane Messung von Nitrat und SAK konzipiert. Die Probe wird photometrisch analysiert, wobei die Probe durch eine Durchflussküvette geleitet wird. Bei der Nitrat-Messung wird ausgenutzt, dass Nitrat-Ionen Licht bestimmter Wellenlängen adsorbiere. Durch die Abschwächung des Lichtes kann über das Lambert-Beer’sche Gesetz die Konzentration bestimmt werden. Die SAK-Messung entspricht der Messung des spektralen Absorptions-Koeffizienten bei 254 nm und korreliert mit der organischen Belastung der Probe.

6.10.1.3 Phosphat-Modul OP 210 Das Phosphat-Modul OP 210 der Firma WTW nutzt die Vanadat-Molybdat-Methode zur Quantifizierung der Phosphat-Konzentration. Der Probe wird ein Reagenz zugesetzt, welche eine Gelbfärbung bewirkt. Die Intensität der Gelbfärbung ist ein Maß für den Phosphatgehalt der Probe und kann photometrisch erfasst und ausgewertet werden.

6.10.2 IQ SENSOR NET Das modular aufgebaute IQ Sensor Net der Firma WTW ist ein multiparameter-Messsystem zur kontinuierlichen Online-Messung.

6.10.2.1 Ammonium und Nitrat

6.10.2.2 Sauerstoff FDO 701 IQ Das Messung der Sauerstoffsonde FDO 701 IQ der Firma WTW beruht auf einer optischen Methode. Ein Fluoreszenz-Farbstoff, der in der Membran vorhanden ist, wird durch kurzwelliges Licht angeregt. Bei Übergang vom angeregten Zustand in den Grundzustand emittiert dieser Farbstoff längerwelliges Licht, welches als Signal erfasst wird. Hohe Sauerstoffkonzentrationen führen dazu, dass Sauerstoff in die Membrankappe diffundiert und dort mit dem Farbstoff in Kontakt kommt. Dadurch wird die Dauer der Rückstrahlung des Lichtes in Abhängigkeit von der Sauerstoffkonzentration verkürzt.

6.10.2.3 Leitfähigkeit TetraCon 700 IQ

6.10.2.4 pH-Wert SensoLyt 700 IQ

6.10.2.5 Trübungs-/Feststoffsensor VisoTurb 700 IQ

6.10.2.6 Trockensubstanz

6.11 PH-WERT NACH EN ISO 10523 (C5) Der pH-Wert ist ein Maß für die Wasserstoff-Ionen-Aktivität in Lösung. Er ist wichtig für die Beurteilung der korrosiven Eigenschaften von Wässern und hat einen großen Einfluss auf die effektive Durchführung von Wasseraufbereitungsverfahren und deren Kontrolle.


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Die Messung erfolgt mit einem pH-Messgerät der Firma WTW. Wird nicht bei Raumtemperatur gemessen, so ist die Temperatur zu notieren. Der pH-Wert wird auf eine Dezimalstelle gerundet. Da der pH-Wert Temperaturabhängig ist, muss die Messtemperatur mit angegeben werden.

6.12 LEITFÄHIGKEIT NACH EN 27888 (C8) Die elektrische Leitfähigkeit γ ist der reziproke Wert des Widerstandes einer Lösung. Sie ist ein Maß für die Konzentration an ionisierten, gelösten Stoffen in der Probe. Die Messung erfolgt mit einem Leitfähigkeitsmessgerät der Firma WTW und wird auf 25 °C normiert. Das Ergebnis wird mit drei signifikanten Stellen in der Einheit mS/m angegeben.

6.13 PARTIKLECHARAKTERISIERUNG Mit dem Morphologie G3-ID der Firma Malvern können automatisierte Messungen der Morphologie, z. B. Größe und der Form von chemischen Partikeln sowie der chemischen Identität durchgeführt werden.

Abbildung 24 Morphologi G3-ID. Quelle: www.malvern.com

An einer dispergierten oder flüssigen Probe kann eine morphologische Bildanalyse durchgeführt werden. Das Gerät misst und speichert automatisiert verschiedene morphologische Eigenschaften wie Größe und Form von Partikeln im Größenbereich zwischen 1 µm und 1 mm. Abbildung 25 zeigt beispielhaft Bilder von Partikeln aus einer Nasensprayprobe. Die Partikelposition macht es möglich, anschließend eine chemische Identifikation mittels Raman-Spektroskopie durchzuführen.


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Abbildung 25 Ausgewählte Bilder von Partikeln einer dispergierten Nasensprayprobe. Quelle: www.malvern.com

Dabei wird das Verfahren der automatisierten bildgebenden Verfahren verwendet. Dies bedeutet, dass mit Hilfe einer Digitalkamera 2D-Bilder der Partikelprobe aufgenommen werden. Das Bild jedes einzelnen Partikels wird unter Verwendung der digitalen Schwellenwerttechnik identifiziert und auf Größe, Form und andere physikalische Eigenschaften untersucht. Statistische Verteilungen liefern dann Informationen über die Gesamtprobe.

Abbildung 26 Ablauf des automatisierten bildgebenden Verfahrens. Quelle: www.malvern.com

6.14 MIKROSKOPISCHE ANALYSE MIKROBIELLER LEBENSGEMEINSCHAFTEN IN DER ABWASSERAUFREINIGUNG

6.14.1 EINLEITUNG In der biologischen Klärung von Abwasser spielen Mikroorganismen (MOs) die entscheidende Rolle. In aeroben und anaeroben Prozessen setzen sie hochmolekulare organische Verbindungen, wie Kohlenhydrate, Fette, Harnstoff und Proteine schrittweise in anorganische Moleküle und Biomasse um. Dabei dienen die Abbauprodukte der einen Bakteriengruppe einer anderen als Substrat. Optimal eingestellte Bedingungen des Systems sorgen für eine Stabilisierung des Belebtschlamms und somit für gute Abbauleistungen und einen geringen Stoffeintrag in Oberflächengewässer. Mithilfe lichtmikroskopischer Untersuchungen soll der Belebtschlamm der beiden Labor-Kläranlagen charakterisiert werden.


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6.14.2 CHARAKTERISTIKA DES BELEBTSCHLAMMS Im Belebungsbecken erfolgt neben der Nitrifikation im Wesentlichen der aerobe Abbau von Kohlenstoffverbindungen zu Wasser und Kohlendioxid und zur Umsetzung in Biomasse und extrazelluläre polymere Substanzen (EPS), die den Schlamm bilden.

6.14.2.1 Flockenstruktur Die Flockenstruktur wird in erster Linie von den darin enthaltenen Bakterien bestimmt. Die Flockenbildner sorgen für kompakte Strukturen, die durch Sedimentation eine Trennung von Wasser und Schlamm ermöglichen. Die Fadenbildner hingegen sorgen für eine geringere Dichte und führen so zu Blähschlamm, der auf der Wasseroberfläche schwimmt. Die Fädigkeit des Belebtschlamms ist ein Kriterium für dessen Einteilung.

6.14.2.2 Fädigkeit (F): Die Fädigkeit ist das Maß für die Anzahl fadenförmiger MOs. Sie wird bei 100facher Vergrößerung ermittelt.

Abbildung 27 Einteilung der Fädigkeit einer Probe (Quelle: das mikroskopische Bild bei der Abwasserreinigung).

6.14.2.3 Flockengröße Die Größeneinteilung der Flocken erfolgt nach Eikelbloom und van Buijsen (1992) wie folgt: Klein unter 150 µm Mittel 150 µm bis 500 µm Groß über 150 µm.

0 = selten 1 = gering 2 = mäßig 3 = stark 4 = sehr stark


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6.14.3 INDIKATORORGANIMEN Weitergehende Angaben zu den Organismen und deren Lebensbedingungen finden sich in „Das mikroskopische Bild bei der aeroben Abwasserreinigung“. Amöben (Wechseltierchen) kommen massenhaft in hochbelasteten Anlagen oder während der Einlaufphase vor. Ihre Gestalt ist variabel, ihre Größe liegt zwischen 10 µm und 3 mm. Flagellaten (Geißeltierchen) kommen massenhaft in hochbelasteten Anlagen oder während der Einlaufphase vor. Sie sind rundlich bis oval mit einem Ø von 5 – 20 µm. Spirillen sind an einen niedrigen Sauerstoffgehalt angepasst und kommen in belasteten Anlagen vor. Sie sind zwischen 10 und 20 µm lang. Tokophrya (Suktorie) kommt in altem stabilem Belebtschlamm vor. Sie braucht länger zum Wachstum und tritt dementsprechend nur dort auf, wo der Schlamm eine höhere Verweildauer im System hat. Abbildung 28 (a) Amöbe, (b) Flagellat, (c) Spirillum spp., (d) Tokophrya.

6.14.4 SCHLAMMBELASTUNG 6.14.4.1 Hochbelastete Anlagen BSB5 über 0,4 kg Sauerstoffgehalt selten über 0,5 mg/L Flockenstruktur verzweigte Flockenstruktur

(a) (b)

(c) (d)


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Organismen wenige Arten, die aber in großer Anzahl, wie Flagellaten und Amöben, freischwimmende Bakterien in den Zwischenräumen der Flocken

6.14.4.2 Mittelbelastete Anlagen BSB5 0,15 bis 0,4 kg Sauerstoffgehalt 0,5 bis 2,0 mg/L Flockenstruktur lockere Flockenstruktur Organismen viele Wimpertierchen, meist weniger Arten, kaum noch Flagellaten und Amöben

6.14.4.3 Schwachbelastete Anlagen BSB5 > 0,15 kg Schlammalter hohes Schlammalter Sauerstoffgehalt 2,0 mg/L und größer Flockenstruktur kleine, dichte Flocken Organismen wenige Wimpertierchen, aber viele verschiedene Gattungen und Arten,

einige Rädertierchen und Nematoden, gelegentlich auch einige Oligochaeten (Wenigborster), wie Aeolosoma (siehe Abbildung 29), der manchmal in so großen Mengen auftreten kann, dass er für die vollständige Reduzierung des Überschußschlammes verantwortlich ist

Abbildung 29 Aeolosoma spec.

6.14.5 MIKROSKOPISCHE ANALYTIK 6.14.5.1 Aufbau des Lichtmikroskops Die Erfassung der MOs erfolgt mithilfe eines Lichtmikroskops (siehe Abbildung 30). Sein optisches System besteht im Wesentlichen aus dem Objektiv, das ein vergrößertes, seitenverkehrtes Zwischenbild erzeugt, und dem Okular, welches das Zwischenbild zum virtuellen Endbild vergrößert. Die maximale Vergrößerung ergibt sich aus der Multiplikation der Vergrößerung von Okular und Objektiv. Das zu betrachtende Objekt wird auf einem durchsichtigen Träger (Objektträger) fixiert, mit einem Deckglas abgedeckt und auf dem Objekttisch des Mikroskops platziert.


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Die Qualität des mikroskopischen Bildes hängt zum einen von der korrekten Einstellung der Beleuchtung und zum anderen vom Auflösungsvermögen des Mikroskops ab. Das Auflösungsvermögen wird bestimmt durch den kleinstmöglichen Abstand den zwei Punkte des Objekts haben dürfen, um noch als getrennte Punkte wahrgenommen zu werden. Dieser Abstand resultiert aus der Wellenlänge der Beleuchtung und der numerischen Apertur (Auflösungsvermögen) des Objektivs und des Kondensors. Die numerische Apertur des Objektivs kann gesteigert werden, in dem der Abstand zwischen Objekt und Objektivlinse durch ein höher brechendes Medium als Luft (Brechungsindex n = 1) ersetzt wird. In der Praxis wird vor allem bei Betrachtung mit 60x oder 100x Objektiven ein spezielles Immersionsöl verwendet, dessen Brechungsindex von 1,5 ähnlich dem des Linsenglases ist.

Abbildung 30 Olympus BH-2 (Quelle: Olympus Microscope Resource Center).


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6.14.5.2 Größenmessung mittels Okularmikrometer Eine exakte mikroskopische Längenmessung erfolgt durch spezielle Messokulare. Bei derartigen Okularen ist im Bereich der Zwischenbildebenen ein sogenanntes Okularmikrometer auf einem ansonsten völlig transparenten Glasplättchen angebracht. Dadurch erscheinen Mikrometer und Präparat gleichzeitig scharf im mikroskopischen Bild. In Abbildung 31 ist ein Blick durch ein solches Okular dargestellt. Präparat und Mikrometer erscheinen gleichzeitig scharf im mikroskopischen Bild. Die Zelle im linken Bereich des Okularmikrometers besitzt eine Länge von 30 Teilstrichen. Gemäß einer vorherigen Eichung wäre diese Zelle 120 µm lang.

Abbildung 31 Blick durch ein Messokular. (Quelle: unbekannt).

Ergebnisse der Kalibrierung des Okularmikrometers des Lichtmikroskops Olympus BH-2 (Labor): Objektive Anzahl Teilstriche Länge 10x 10 Teilstriche = 80 µm 40x 10 Teilstriche = 20 µm 100x 10 Teilstriche = 8 µm

6.14.6 LICHTMIKROSKOPIE - VERSUCHSDURCHFÜHRUNG 6.14.6.1 Herstellung eines Präparates

• Die Probe aufschütteln • Je Probe werden drei frische Präparate angefertigt (erst nach der mikroskopischen

Analyse des ersten Präparats wird ein weiteres hergestellt usw.): • Je Präparat werden ca. 20 µl der Probe mit der 200 µl-Mikropipette in die Mitte eines

Objektträgers geben (Spitze mit einer Schere abschneiden, da diese sonst verstopfen könnte)

• Das Deckglas schräg auflegen und vorsichtig auf die Probe absenken


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• Überschüssige Flüssigkeit vorsichtig mit Zellstoff absaugen

Abbildung 32 Herstellung eines Mikroskop-Präparates. (Quelle: unbekannt).

6.14.6.2 Mikroskopische Betrachtung • Es werden je Laborkläranlage eine Mischproben von ca. 10-20 ml entnommen und je

Probe 3 Objektträger präpariert und ausgewertet. • Den Objektträger auf den Objekttisch legen und mit den Klemmen befestigen • Das 10x Objektiv wird zunächst für eine erste Übersicht und der Charakterisierung der

Flockenstruktur verwendet (100x Vergrößerung): Die Fokusebene einstellen und das Präparat zeilenweise betrachten und die durchschnittliche Flockenstruktur mittels Bestimmungsbuch („Das mikroskopische Bild bei der aeroben Abwasserreinigung“) charakterisieren sowie deren durchschnittliche Flockengröße mittels Okularmikrometer ermitteln.

• Das 40x Objektiv wird für die Ermittlung der Indikatororganismen verwendet (400x Vergrößerung): Die Fokusebene einstellen und das Präparat zeilenweise betrachten und die Indikatororganismen anhand dem Bestimmungsbuch („Das mikroskopische Bild bei der aeroben Abwasserreinigung“) charakterisieren.

• Mit der Kamera können exemplarisch einige Flocken und Indikatororganismen aufgenommen werden (USB-Stick).

6.14.6.3 Auswertung Betrachten Sie das Präparat hinsichtlich seines Schlammbildes. Bestimmen Sie die sichtbaren Organismen und charakterisieren sie die Flockenstruktur mit Hilfe des Bestimmungsschlüssels aus „Das mikroskopische Bild bei der aeroben Abwasserreinigung“. Ordnen sie die Proben anhand der mikroskopischen Analyse einer Schlammbelastung zu. Stellen sie die ermittelten Daten in Tabellen und Graphiken dar.


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6.14.6.4 Fragen Bei der Auswertung ihrer Daten berücksichtigen sie bitte folgende Fragen:

Wie sieht die Flockenstruktur des Schlammes aus? Wie beurteilen Sie die Fädigkeit und die Flockengröße? Welche Organismen finden Sie im Belebtschlamm? Treten bestimmte Organismen auffällig häufig auf? Oder verschwinden im Laufe des Versuchszeitraums Organismen? Wie würden Sie die Qualität des Schlammes einordnen? Gibt es Unterschieden in der Flockenstruktur und der Zusammensetzung/Anzahl der Protozoa Biozönose zwischen den beiden Laborkläranlagen?

6.15 FISH-ANALYTIK 6.15.1 EINLEITUNG Viele Mikroorganismen ähneln sich in ihrer Morphologie und sind somit im Lichtmikroskop nicht unterscheidbar. Die Fluoreszenz in Situ Hybridisierung (FISH) kann u.a. eingesetzt werden, um spezifische Organismengruppen in einer Umweltprobe zu identifizieren und ggf. auch zu quantifizieren. Im Rahmen des Praktikums sollen die Gruppen Bacteria und Archaea mittels der FISH und der konfokalen Laserscanningmikroskopie (cLSM) in Proben aus Batch-Versuchen nachgewiesen werden.

6.15.1.1 Hinweise zum Praktikum Die Arbeiten finden überwiegend im gentechnischen Labor der Sicherheitsstufe 1 (ICN02-517) statt. Die hier geltenden Betriebsanweisungen, wie sie in der Sicherheitsunterweisung vorgestellt wurden, sind strikt zu beachten. Oberstes Gebot mikrobiologischer Arbeiten ist Sauberkeit und Ordnung im Labor und am Arbeitsplatz. Während des Praktikums ist immer ein Schutzkittel in den Laborräumen zu tragen, während der Probenpräparation zusätzlich eine Schutzbrille und Schutzhandschuhe. Handys sind während des Praktikums auszuschalten und auch nicht zu benutzen, um Schmierkontaminationen zu vermeiden. Technische Geräte sind nur nach vorheriger Einweisung zu benutzen. Optische Geräte mit der größtmöglichen Sorgfalt behandeln. Optische Gläser (Objektträger, Deckgläser) nur am Rand anfassen, da Bruchgefahr besteht. Im Rahmen der Versuche werden Chemikalien verwendet, die zu den Gefahrstoffen zählen. Hierzu zählen die Lösungsmittel Formamid (CH3NO) und Formaldehyd (CH2O). Das Arbeiten mit diesen Stoffen ist nur unter einem Gefahrstoffabzug gestattet.


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Desweiteren werden sie mit DNA-interkalierenden Substanzen arbeiten: DAPI (4,6-Diamidino-2-phenylin) und SYTO60.

6.15.2 EINFÜHRUNG IN DIE MIKROSKOPIE Für die Laserscanningmikroskopie wird ein normales Mikroskop verwendet. Der gesamte Aufbau eines aufrechten Mikroskops ist in Abbildung 33 dargestellt:

Abbildung 33 Aufbau eines Mikroskops. ((Quelle: Universität Wien; https://www.univie.ac.at/mikroskopie/1_grundlagen/mikroskop/mikroskop/2a_bestandteile.htm)

Die Gesamtvergrößerung des Mikroskops ist das Produkt der Vergrößerung des Objektivs und der des Okulars. Die Qualität des mikroskopischen Bildes ist im Wesentlichen abhängig von dem Auflösungsvermögen des Mikroskops, welches durch die Auflösung von Objektiv und Kondensor bestimmt wird. Zur Betrachtung von Bakterien ist ein besonders hohes Auflösungsvermögen erforderlich. Das Auflösungsvermögen ist gegeben durch den kleinstmöglichen Abstand (d) den zwei Punkte des Objektes haben dürfen um noch als getrennte Punkte wahrgenommen zu werden. Dieser resultiert aus der Wellenlänge der Beleuchtung (λ) sowie der numerischen Apertur (A) des Objektivs und des Kondensors. Die numerische Apertur des Objektivs kann gesteigert werden, in dem der Abstand zwischen dem Objekt und der Objektivfrontlinse durch ein höher brechendes Medium als Luft (Brechungsindex n = 1,0) ersetzt wird. Gebräuchlich hierzu ist ein spezielles Immersionsöl mit einem Brechungs-index von 1,5 ähnlich dem des Linsenglases. In der Praxis wird Immersionsöl vorrangig in Kombination mit einem 60x oder 100x vergrößernden Objektiv verwendet. Durch Verwendung von Filtern zwischen Objektiv und Okular kann die vom Objekt ausgehenden Lichtstrahlen selektiv auf Licht bestimmter Wellenlängen beschränkt werden. Auf diese Weise wird eine selektive Detektion von einzelnen Farbstoffen oder

https://www.univie.ac.at/mikroskopie/1_grundlagen/mikroskop/mikroskop/2a_bestandteile.htm


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Zellbestandteilen möglich. Dieses Verfahren wird in der Fluoreszenzmikroskopie eingesetzt (Abbildung 34).

Abbildung 34 Fluoreszenzmikroskopische Aufnahmen.

6.15.3 KONFOKALE LASERSCANNINGMIKROSKOPIE Die cLSM erlaubt es, den Aufbau kompakter biologischer Strukturen (z.B. Biofilme in Brennstoffzellen oder Abwasserkanälen) näher zu untersuchen. Im Praktikum werden die Arbeiten am TCS SP8 System der Firma Leica Microsystems durchgeführt (Abbildung 35).

Abbildung 35 Leica TCS SP8.

Im Unterschied zum konventionellen Lichtmikroskop werden die zu untersuchenden Objekte mit Fluoreszenzfarbstoffen gefärbt. Diese werden dann mit Hilfe von Laserlicht mit entsprechender Wellenlänge angeregt. Dadurch emittieren sie energieärmeres Licht, das von Photomultipliern (PMT) detektiert wird (Abbildung 36 links). Die Probe wird Punkt für Punkt und Zeile für Zeile gescannt und die Pixelinformation rechnerisch zu einem Bild zusammengefügt (Abbildung 36 rechts). Die punktweise Bestrahlung hat den Vorteil, dass reflektierendes Streulicht auf ein Minimum reduziert wird. Dadurch kann die Fokusebene des Präparates präzise ermittelt werden.


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Abbildung 36 Links: Schema zur Entstehung von Fluoreszenz (Quelle: FluoPedia.org). Rechts: Darstellung des Scanvorganges. Der Lichtfleck des Lasers wird über zwei Spiegel zeilenweise über die gesamte Probe bewegt. Aus den detektierten Signalen für jeden Scanpunkt wird ein mikroskopisches Bild erstellt.

Eine weitere Besonderheit ist die eingebaute konfokale Blende (Abbildung 37). Sie sorgt dafür, dass nur Licht, welches direkt aus der Fokusebene stammt, vom Detektor aufgenommen wird. Dies ermöglicht, dünne optische Schnitte in unterschiedlichen Ebenen des Präparats zu erzeugen. Durch Zusammenfügen der Bilder der einzelnen Ebenen können 3-D Strukturen erstellt werden, die die Form des untersuchten Objekts widerspiegeln. Die Auflösung des TCS SP8 Systems beträgt in der z/y-Ebene 250 nm und in der z-Ebene 500 nm.

Abbildung 37 Das konfokale Prinzip.

6.15.4 FLUORESZENZ IN SITU HYBRIDISIERUNG Die Fluoreszenz in Situ Hybridisierung (FISH) wurde ursprünglich für die Medizin entwickelt, z.B. um mögliche Erbgutschäden bei ungeborenen Kindern zu detektieren oder

y

x


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Krankheitserreger nachzuweisen. Sie eignet sich aber genauso gut zur Bestimmung von mikrobiellen Lebensgemeinschaften in Umweltproben. Die Methode beruht darauf, kurze, speziell hergestellte Nucleotidsequenzen (Oligonukleotide) in Zellen einzuschleusen, wo sie an spezifische Zielmoleküle (u.a. an der 16S rRNA der Ribosomen) binden. Sie können an einem oder auch beiden Enden mit ausgewählten Fluoreszenzfarbstoffen markiert und nach der Hybridisierung mit Hilfe eines Fluoreszenzmikroskops sichtbar gemacht werden. Die Abbildung 6 soll das Prinzip der FISH verdeutlichen. Für die Analyse werden die Umweltproben direkt nach der Probenahme in Formaldehyd fixiert, um so ihre biologische Aktivität zum Zeitpunkt der Probenahme „einzufrieren“. In diesem Zustand sind sie bei -20°C über lange Zeit lagerfähig und können jederzeit bearbeitet werden.

Abbildung 38 Prinzip der in Situ Hybridisierung (FISH) (Quelle: Amann 2002).

6.15.5 DURCHFÜHRUNG Die Reinigung von optischen Gläsern (Objektive) erfolgt ausschließlich mit 70- bzw. 96%igen Ethanol und Linsenpapier. Für die Verwendung der Lösungsmittel Formaldehyd und Formamid werden die Arbeiten unter einem Abzug durchgeführt.

6.15.5.1 Probenmaterial und Geräte: Proben aus den Batchversuchen Reinkulturen als Kontrollen von: Escherichia coli


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Methanosarcina mazei vorbereitete fixierte Proben (Fixierung siehe Anhang) Methanospirillum hungatei

Bakteriensonden EUB388-Alexa488 Archaeensonde Arch915-Bodipy630-650 vorbereitete Arbeitslösungen von 50ng/µl Nonsenssonde NonEUB338-Alexa555

Extinktions- und Emissionsmaxima der Fluoreszenzfarbstoffe: Alexa488 max. Extinktion 500nm – max. Emission 520nm Bodipy630/650 max. Extinktion 620nm – max. Emission 640nm Alexa555 max. Extinktion 555nm – max. Emission 570nm

Anmerkung: alle FISH-Sonden werden im Kühlblock während des Gebrauchs gelagert.

DAPI (4,6-Diamidino-2-phenylin) → vorbereitete Arbeitslösung von 20µg/ml

Extinktions- und Emissionsmaximum von DAPI: Max. Extinktion 350nm – max. Emission 460nm

Anmerkung: Während der Verwendung im Kühlblock lagern.

50%, 80% und 96% EtOH jeweils ca. 100ml im Färbetrog 1x PBS Puffer (pH7,4) Steriles Leitungswasser Eiskaltes steriles Leitungswasser

Objektträger (OT) mit 10 beschichteten Vertiefungen Beschichtungslösung: 20 mg Gelatine 2 mg CrK(SO4)2 vorbereitete sterile Lösung 20 ml dest. Wasser

Anmerkung: Die Beschichtungslösung sorgt für eine bessere Haftung der Proben auf dem Objektträger.

Tabelle 21 Puffer

Hybridisierungspuffer (Angaben in µl) Waschpuffer (Angaben in ml): bei 48°C im Wasserbad aufbewahren

Reagenzien 5 M NaCl 180 1 M Tris/HCl 20 ddH2O 299


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Formamid * 500 10% SDS 1

* unter Abzug arbeiten!

Reaktionsgefäße (unterschiedliche Volumina) Pipetten und Pipettenspitzen (unterschiedlicher Volumina) Brutschrank (46°C) - Hybridisierung Hybridisierungskammer - Hybridisierung Wasserbad (48°C) - Waschschritt Kühlblock - Lagerung der FISH-Sonden Dunkelkammer - Schutz der Fluoreszenz-markierten Proben Ethanol und Linsenpapier - Reinigung der Objektive cLSM - Fluoreszenzmikroskopie

6.15.5.2 Fixierung von Probenmaterial für FISH (1. Tag) 6.15.5.2.1 Vorbehandlung der Proben

• Von der Kontrolle und je einen Ansatz der verschiedenen Substrate werden 100 mg Probe abgewogen und in je einen beschrifteten Spezialbeutel für den Homogenisator (Abbildung 39) überführt.

Abbildung 39 Stomacherbeutel mit Vollfilter. Mittels Stomacher können Bakterien von Feststoffen abgetrennt werden.

• Die Probenbeutel werden dann nacheinander in den Stomacher geklemmt und für 1-2 min bearbeitet.

• Ca. 10 mL des Flüssigextraktes werden dem Beutel entnommen und davon 500 µL in 1,5 mL einer 3,7%igen Formaldehydlösung* überführt, gemischt und für 4 Stunden bei 4°C inkubiert.

• Nach der Inkubation werden die fixierten Proben 5 min bei 15.000 x g zentrifugiert. • Der Überstand wird vorsichtig abpipettiert und verworfen. Dabvei ist unter dem Abzug

zu arbeiten! • Das Pellet wird zweimal in 1 ml 1x PBS gewaschen und wiederum 5 min bei 15.000 x

g zentrifugiert. • Der Überstand wird abpipettiert und verworfen*.

Reagenzien 5 M NaCl 0,18 1 M Tris/HCl 1,00 0,5 M EDTA 0,50 ddH2O auf 50 ml


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• Nach dem zweiten Waschschritt wird das Pellet in 250 µl 1x PBS resuspendiert und mit 250 µl 96%igen Ethanol aufgefüllt und gut gemischt.

• Probe kann nun bei -20°C für mehrere Monate gelagert werden. 6.15.5.2.2 Fixierung von Proben ohne Vorbehandlung Neben der Vorbehandlung der Proben mit dem Stomacher sollen auch von jeder Probe Fixierungen ohne vorherige Behandlung durchgeführt werden. Dazu werden von unbehandelten Proben 500 µl wie oben aufgeführt direkt in 1,5 ml einer 3,7%igen Formaldehydlösung fixiert. Weiter wie oben beschrieben.

6.15.5.3 Fluoreszenz in situ Hybridisierung (2. Tag) 6.15.5.3.1 Probenpräparation auf 10-Kammer-Objektträger (OT)

• Der Objektträger (OT) wird wie folgt beschichtet: Es werden in jede Vertiefung jeweils 10 µL der Beschichtungslösung pipettiert und der OT anschließend bei 46 °C ca. 10 Minuten getrocknet.

• Herstellung der „Hybridisierungskammer“: Dazu wird ein 50ml Reaktionsgefäß mit einem gefalteten Zellstofftuch versehen, so dass es eine Auflagefläche für den OT bildet.

• Hybridisierungs- und Waschpuffer herstellen: siehe Tabelle 21 • Das Probenmaterial bereitstellen:

o Reinkulturen als Kontrollen: Ein Mix aus fixierten Reinkulturen der Stämme E.coli, Methanosarcina

mazei und Methanospirillum hungatei herstellen: Reinkulturmix I: besteht aus allen Reinkulturen zu gleichen Anteilen. Es werden für den Reaktionsmix 30 µl Probe angesetzt: je 10 µl von

jeder Reinkultur werden in einem 1,5 ml Reaktionsgefäß vereinigt und vorsichtig gemischt.

Die jeweiligen fixierten Reinkulturen werden bereitgestellt. o Fixierte Proben aus Batchversuchen

Die Proben aus den Batchversuchen werden aus dem Gefrierschrank genommen

Nach einer Zentrifugation von 5 min bei 15.000 x g wird der Überstand verworfen.

Das Pellet wird vorsichtig in 500 µl 1x PBS aufgenommen Von den nicht behandelten Proben wird je eine 1:500 Verdünnung mit

sterilem Leitungswasser hergestellt Von den vorbehandelten Proben wird je eine 1:100 Verdünnung mit

sterilem Leitungswasser hergestellt • Die Proben auf den Objektträger auftragen (bitte Abbildung 40 beachten):

o 10 µl der jeweiligen Proben werden wie in Abb. 7 auf den OT aufgetragen und bei 46°C für ca. 10 min getrocknet.

o Achtung: Vorsichtig pipettieren und verteilen, damit die Beschichtung nicht zerstört wird.


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Abbildung 40 Belegungs- und Pipettierplan für die OT-Vertiefungen zur FISH.

6.15.5.3.2 Dehydrierung der Proben

• Jeweils 100ml einer 50%, 80% und 96% Ethanollösung (EtOH) in Färbetröge füllen. • Dehydrierung der Proben:

o Den getrockneten OT für je 3 min in 50%, 80% und abschließend in 96% EtOH tauchen und anschließend erneut bei 46°C trocknen lassen (ca. 5 min).

6.15.5.3.3 Hybridisierung der Proben

Achtung: Unter dem Abzug arbeiten! • In jede Vertiefung mit einer Reinkultur bzw. Mischprobe werden 10 µl

Hybridisierungspuffer pipettieren (Oberfläche nicht mit Pipettenspitze berühren!). • Anschließend wird 1 µl der jeweiligen Sonde in den vorgelegten Puffertropfen der

entsprechenden Vertiefungen pipettiert und vorsichtig mit der Pipette vermischt. • Der restliche Hybridisierungspuffer wird auf das Zellstofftuch der

Hybridisierungskammer verteilt. • Der OT wird vorsichtig auf das Papier positioniert und die Kammer vorsichtig

geschlossen Achtung: Die Hybridisierungskammer nur noch waagerecht und abgedunkelt transportieren!

• Die aufgetragenen Proben nun bei 46°C für 2 Std. in der Kammer im Dunkeln hybridisieren (Brutschrank).

6.15.5.3.4 Auswertung der Proben mittels konfokalem Laserscannningmikroskop (cLSM)

• Nach der Hybridisierung wird der OT vorsichtig aus der Hybridisierungskammer entnommen und in den Waschpuffer überführt.

• Die Proben werden im Wasserbad bei 48°C für 15 min inkubiert • Der OT wird anschließend für 3 sek. in eiskaltes steriles Leitungswasser getaucht und

dann bei 46°C im Brutschrank getrocknet. • In jede Probenvertiefung werden 5-10 µl Citifluor AF1 (Antifadingreagenz) pipettiert

(Oberfläche nicht mit Pipettenspitze berühren). • In jeden Tropfen Citifluor AF1 werden ca. 0,5 µl DAPI pipettiert.


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• Den OT mit einem Deckglas abdecken. • Die mikroskopische Auswertung erfolgt am cLSM.

Zunächst erfolgt eine praktische Einweisung an dem Gerät: Starten des Systems, Externe Lichtquelle, verschiedene Bedienungsmöglichkeiten des Mikroskops, Auswahl und Einstellung der Laser, verschiedene Scanmodi.

o Für die Auswertung der FISH wird der OT auf dem Objekttisch des cLSM positioniert und mit den Klammern befestigt.

o Bei Durchlicht wird die erste OT-Vertiefung in Position gebracht. o Das Deckglas wird mit einem Tropfen Immersionsöl beschichtet o Für die mikroskopische Auswertung wird das 63x Immersions-Objektiv

ausgewählt o Der OT wird vorsichtig auf dem Objekttisch des Mikroskops befestigt. o Nun folgt zunächst eine direkte Betrachtung des Präparats durch die Okulare

unter Verwendung der externen Lichtquelle. Hierbei wird das Gerät auf eine scharfe Ebene eingestellt.

o Es folgt dann die Erstellung von verschiedenen Aufnahmen der unterschiedlichen Proben.

6.15.5.4 Aufgaben und Fragen • Machen sie sich unter Verwendung der Probe mit der Bedienung des konfokalen

Laserscanningmikroskop vertraut. Unter Anleitung stellen Sie das Konfokale Laserscanningmikroskop (cLSM) auf die erforderlichen Parameter ein.

• Machen Sie sich Notizen zum Einfluss verschiedener Parameter u.a. Verstärkerspannung am PMT („smart gain“) und dem „off set“.

• Betrachten Sie zunächst den Reinkulturmix mit DAPI und dann die Batchproben. • Schauen Sie sich nun die anderen Proben mit den verwendeten Sonden an. Was fällt

auf? • Welche Form haben die einzelnen Mikroorganismen? • Sind Bakterien und Archaeen (anhand der Sonden) eindeutig voneinander zu

unterscheiden? • Mit welchen Lasern werden welche Fluoreszenzfarbstoffe angeregt? • Wie lässt sich die numerische Apertur eines Objektivs steigern? • Was ist beim Arbeiten mit Fluoreszenzfarbstoffen bezgl. des Lichts zu beachten? • Worin unterscheidet sich die konfokale Laserscanningmikroskopie von der

konventionellen Lichtmikroskopie? • Für welche wissenschaftlichen Fragestellungen ist der Einsatz der konfokalen

Laserscanning-mikroskopie besonders geeignet? • Worin bestehen die Vorteile einer konfokalen Laserscanningmikroskopie? Gibt es auch

Nachteile?


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6.16 BIOFILMANALYTIK 6.16.1 EINLEITUNG In mikrobiellen Brennstoffzellen (MBZ, Abbildung 41A) wird chemische Energie in elektrische Energie durch Mikroorganismen umgewandelt. Bislang wurden erst wenige elektroaktive Bakterien (EAB) identifiziert. Hierzu zählen u.a. Vertreter der Bakteriengruppe Geobacter und Shewanella.

Abbildung 41 Mikrobielle Brennstoffzellen (A) und Anoden vor der Probenfixierung (B).

An den Elektroden der MBZ bilden Bakterien Biofilme aus (Abbildung 41B), die aus verschiedenen Substanzen zusammengesetzt sein können. Hauptbestandteile sind neben den Mikroorganismen Wasser und die sogenannten extrazellulären polymeren Substanzen (EPS). Diese setzen sich u.a. aus Glykoproteinen, Lipidverbindungen (z.B. Phospholipide), Kohlenhydratverbindungen und ausgeschiedener DNA zusammen. Biofilmen bringen für die Mikroorganismen viele Vorteile: Schutz vor biotischen und abiotischen Umwelteinflüssen, Nährstoffanreicherung in der Biofilm-Matrix, Schaffung ökologischer Nischen, Syntrophien, etc.

6.16.1.1 Hinweise zum Praktikum Die Arbeiten finden überwiegend im gentechnischen Labor der Sicherheitsstufe 1 (ICN02-517) statt. Die hier geltenden Betriebsanweisungen, wie sie in der Sicherheitsunterweisung vorgestellt wurden, sind strikt zu beachten. Oberstes Gebot mikrobiologischer Arbeiten ist Sauberkeit und Ordnung im Labor und am Arbeitsplatz. Während des Praktikums ist immer ein Schutzkittel in den Laborräumen zu tragen, während der Probenpräparation zusätzlich eine Schutzbrille und Schutzhandschuhe. Handys sind während des Praktikums auszuschalten und auch nicht zu benutzen, um Schmierkontaminationen zu vermeiden. Technische Geräte sind nur nach vorheriger Einweisung zu benutzen. Optische Geräte mit der größtmöglichen Sorgfalt behandeln. Optische Gläser (Objektträger, Deckgläser) nur am Rand anfassen, da Bruchgefahr besteht. Im Rahmen der Versuche werden Chemikalien verwendet, die zu den Gefahrstoffen zählen. Hierzu zählen die DNA-interkalierenden Substanzen: DAPI (4,6-Diamidino-2-phenylin) und SYTO60.


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6.16.2 EINFÜHRUNG IN DIE MIKROSKOPIE Siehe Kapitel 6.14.5, 6.14.6, 6.15.2 und 6.15.3.

6.16.3 DURCHFÜHRUNG Allgemeines: Die Reinigung von optischen Gläsern (Objektive) erfolgt ausschließlich mit 70- bzw. 96%igen Ethanol und Linsenpapier.

6.16.3.1 Probenmaterial und Geräte Anodenmaterial aus einer MBZ, das bereits mit Formaldehyd fixiert und in 50% Ethanol bei -20°C gelagert wurde.

6.16.3.2 Vorbereitung der Färbung von Glykoproteinen – Lectin gelabelt mit AlexaFluor488

• Zur Anfärbung von Glykoproteinen (proteingebundene komplexe Kohlenhydrate) dient das Protein Lectin, das mit dem Fluoreszenzfarbstoff AlexaFluor488 markiert wurde.

• Es sind 10 µl Lectin-AlexaFluor488 in schwarzen Reaktionsgefäßen bei -20°C eingefroren (5.2.14). Zu diesen 10 µl werden 90 µl steriles Leitungswasser gegeben (= ca. 0,24 Mol Endkonzentration).

• Extinktion/Emission/Laser: 488 nm / 490-550 nm / Argon-Laserlinie 488 nm

6.16.3.3 Vorbereitung der DNA-Färbung – SYTO60 • Als Fluoreszenzfarbstoff zur DNA-Färbung dient SYTO60. • Die Endkonzentration soll 20 µM in 1000 µl sein. Aus der Stocklösung [20mM] wird 1 µl

SYTO60 in ein schwarzes Reaktionsgefäß (1,5 ml) überführt und mit 249 µl sterilem Leitungswasser verdünnt.

• Extinktion/Emission/Laser: 633 nm / 635-700 nm / Argon-Laserlinie 633 nm

6.16.3.4 Vorbereitung der fixierten Proben • In die Mitte einer Petrischale (60 mm Durchmesser) wird ein Klecks Silikon gegeben

und ein kleines Kryoschälchen dort befestigt. • In die Kryoschale werden 500 µl steriles Leitungswasser gegeben. • Der folgende Schritt wird vom Laborpersonal durchgeführt: • Das fixierte und in 50% Ethanol gelagerte Probenmaterial mit Biofilm wird vorsichtig

aus dem 100 ml Reaktionsgefäß mit einer sterilen Pinzette entnommen. Mit einer sterilen Schere wird eine Probe der äußeren Fasern abgetrennt und direkt mit einer sterilen Pinzette in steriles Leitungswasser überführt und vorsichtig geschwenkt. Anschließend werden die Fasern in die Kryoschale gelegt und mit sterilem Leitungswasser bedeckt.

• Die Petrischale wird mit dem beschrifteten Deckel verschlossen. • Pro Gruppe wird ein Anodenabschnitt analysiert.


82

6.16.3.5 Färbung Zunächst wird das Wasser aus der Kryoschale mithilfe einer Pipette entfernt. Eventuell noch vorhandenes überschüssiges Wasser auf dem Biofilm wird vorsichtig mit einem dünnen Papiertuch abgesaugt.

1. Färbung: Lectin-AlexaFluor488 • 50 µl der Lectin-Lösung auf den Biofilm verteilen • 20 min im Dunkeln einwirken lassen • 2x mit sterilem Leitungswasser waschen: 500 µl steriles Leitungswasser in die

Kryoschale geben und wieder absaugen. Vorgang wiederholen. Eventuell überschüssiges Wasser auf dem Biofilm mit einem dünnen Papiertuch absaugen.

2. Färbung: SYTO60 • 50 µl der 20 µM SYTO60-Lösung auf dem Biofilm verteilen • 20 min im Dunkeln einwirken lassen • 1x mit sterilem Leitungswasser waschen: 500 µl steriles Leitungswasser in die

Kryoschale geben und wieder absaugen. • Petrischale mit sterilem Leitungswasser auffüllen, so dass der Biofilm gut mit Wasser

bedeckt ist (ca. 5 mm über dem Biofilm).

6.16.3.6 Analyse mittels konfokaler Laserscanningmikroskopie Leica TSC SP8 Laserscanningmikroskop:

• Laser- und PMT-Einstellungen für die einzelnen Farbstoffe siehe oben. • Je Biofilm werden 3-5 zufällig ausgewählte Bereiche analysiert • Es werden von diesen Bereichen z-Stapel erstellt (Konfigurationen je Biofilmdicke und

-konsistenz auswählen wie Schrittdicke, -anzahl, Laserintensität, Auswahl der PMTs etc.).

• Von den z-Stapeln werden 3D-Abbildungen erstellt. Üblicherweise werden die 3D-Aufnahmen mittels geeigneter Software (u.a. ImageJ) ausgewertet (u.a. Ermittlung der Volumina einzelner Strukturen zu deren Quantifizierung, Erkennen von Mikrokonsortia, Biofilm-Rauheit etc.). Die Einführung in diese Software würde aber den Rahmen des Praktikums sprengen. Daher erfolgt in diesem Praktikum nur die Einführung in die konfokale Laserscanningmikroskopie.

Lehrstuhl für Siedlungswasserwirtschaft und Umwelttechnik Prof. Dr. Marc Wichern Laborleitung: Dr. Eva Heinz Literatur

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7 LITERATUR Mudrack, Klaus und Kunst, Sabine. Biologie der Abwasserreinigung, 5.Auflage, Spektrum Akademischer Verlag Heidelberg 2010 Bayrisches Landesamt für Wasserwirtschaft. Das mikroskopische Bild bei der aeroben Abwasserreinigung, 3.Auflage, München 1999 Röske, Isolde und Uhlmann, Dietrich. Biologie der Wasser- und Abwasserbehandlung, Eugen Ulmer Verlag Stuttgart 2005

Molecular Probes Handbook: A Guide to Fluorescent Probes and Labeling Technologies (https://www.thermofisher.com/order/catalog/product/H37126) Fundamentals of Fluorescence Microscopy: Expolring Life with Light, P. P. Mondal und A. Diaspro, Springer Verlag (geht sehr in die physikalischen Grundlagen) Fluorescence in situ Hybridization (FISH) – Protocols and Applications, J. M. Bidger und E. V. Volpi, Humana Press Fluorescence In Situ Hybridization (FISH) – Application Guide, T. Liehr, Springer Verlag Biological Confocal Microscopy, J. B. Pawley (Grundlagen orientiert), Springer Verlag etc.

Internetseiten (05.11.2015): http://www.microscopy-news.com/news/carl-zeiss-microscopy-from-the-very-

beginning.html http://www.mikroskopie.de/pfad/ http://www.leica-microsystems.com/science-lab/topics/confocal-microscopy/ http://www.olympusconfocal.com/java/

http://swehsc.pharmacy.arizona.edu/micro/confocal http://swehsc.pharmacy.arizona.edu/micro/fluorescence http://www.thermofisher.com/de/de/home/life-science/cell-analysis/labeling-chemistry/fluorescence-spectraviewer.html https://www.thermofisher.com/de/de/home/references/molecular-probes-the-handbook/introduction-to-fluorescence-techniques.html#head5

Literatur allgemeine Mikrobiologie, in der einzelne Kapitel über Mikroskopie zu finden sind: Grundlagen der Mikrobiologie, H. Cypionka, Springer Verlag Allgemeine Mikrobiologie, G. Fuchs, Thieme Verlag Mikrobiologisches Grundpraktikum: Ein Farbatlas, S. K. Alexander und D. Strete,

Pearson Studium Literatur Biologie

Biologie der Wasser- und Abwasserbehandlung, I. Röske und D. Uhlmann, UTB Verlag Literatur Arbeiten im Labor

Einführung in die Laborpraxis – Basiskomponenten für Laborneulinge, B.P. Kremer und H. Bannwarth, Springer Verlag

Englischsprachige Literatur:

https://www.thermofisher.com/order/catalog/product/H37126

http://www.microscopy-news.com/news/carl-zeiss-microscopy-from-the-very-beginning.html


http://www.mikroskopie.de/pfad/

http://www.leica-microsystems.com/science-lab/topics/confocal-microscopy/

http://www.olympusconfocal.com/java/

http://swehsc.pharmacy.arizona.edu/micro/confocal

http://swehsc.pharmacy.arizona.edu/micro/fluorescence

http://www.thermofisher.com/de/de/home/life-science/cell-analysis/labeling-chemistry/fluorescence-spectraviewer.html


https://www.thermofisher.com/de/de/home/references/molecular-probes-the-handbook/introduction-to-fluorescence-techniques.html#head5


Lehrstuhl für Siedlungswasserwirtschaft und Umwelttechnik Prof. Dr. Marc Wichern Laborleitung: Dr. Eva Heinz Literatur

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Molecular Probes Handbook: A Guide to Fluorescent Probes and Labeling Technologies (https://www.thermofisher.com/order/catalog/product/H37126) Fundamentals of Fluorescence Microscopy: Expolring Life with Light, P. P. Mondal und A. Diaspro, Springer Verlag (geht sehr in die physikalischen Grundlagen) Fluorescence in situ Hybridization (FISH) – Protocols and Applications, J. M. Bidger und E. V. Volpi, Humana Press Fluorescence In Situ Hybridization (FISH) – Application Guide, T. Liehr, Springer Verlag Biological Confocal Microscopy, J. B. Pawley (Grundlagen orientiert), Springer Verlag etc.

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beginning.html http://www.mikroskopie.de/pfad/ http://www.leica-microsystems.com/science-lab/topics/confocal-microscopy/ http://www.olympusconfocal.com/java/

http://swehsc.pharmacy.arizona.edu/micro/confocal http://swehsc.pharmacy.arizona.edu/micro/fluorescence http://www.thermofisher.com/de/de/home/life-science/cell-analysis/labeling-chemistry/fluorescence-spectraviewer.html https://www.thermofisher.com/de/de/home/references/molecular-probes-the-handbook/introduction-to-fluorescence-techniques.html#head5 https://imagej.nih.gov/ij/ (Auswertesoftware für cLSM Aufnahmen)

Literatur allgemeine Mikrobiologie, in der einzelne Kapitel über Mikroskopie zu finden sind: Grundlagen der Mikrobiologie, H. Cypionka, Springer Verlag Allgemeine Mikrobiologie, G. Fuchs, Thieme Verlag Mikrobiologisches Grundpraktikum: Ein Farbatlas, S. K. Alexander und D. Strete,

Pearson Studium Literatur Biologie

Biologie der Wasser- und Abwasserbehandlung, I. Röske und D. Uhlmann, UTB Verlag Literatur Arbeiten im Labor

Einführung in die Laborpraxis – Basiskomponenten für Laborneulinge, B.P. Kremer und H. Bannwarth, Springer Verlag

https://www.thermofisher.com/order/catalog/product/H37126



http://www.mikroskopie.de/pfad/

http://www.leica-microsystems.com/science-lab/topics/confocal-microscopy/

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http://swehsc.pharmacy.arizona.edu/micro/confocal

http://swehsc.pharmacy.arizona.edu/micro/fluorescence





https://imagej.nih.gov/ij/

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SKRIPT ZUM PRAKTIKUM Abwassertechnisches Laborpraktikum