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Tierärztliche Hochschule Hannover
Tonometrie und Evaluierung zweier Tränentests bei Bartagamen (Pogona spp.)
INAUGURAL – DISSERTATION-
zur Erlangung des Grades einer Doktorin
der Veterinärmedizin
- Doctor medicinae veterinariae -
( Dr. med. vet. )
vorgelegt von
Eva Julia Schuster
Würzburg
Hannover 2014
Wissenschaftliche Betreuung:
Univ. - Prof. Dr. med. vet. M. Fehr
Klinik für Heimtiere, Reptilien, Zier- und Wildvögel
1. Gutachter: Univ.- Prof. Dr. med. vet. M. Fehr
2. Gutachter: Univ.- Prof. Dr. med. vet. W. Meyer
Tag der mündlichen Prüfung: 05.05.2014
Meiner Familie, mit Dank für alles!
Teile dieser Arbeit wurden bei der folgenden Zeitschrift zur Veröffentlichung eingereicht:
• Journal of Small Animal Practice (eingereicht am 03.04.2014; im Review)
Intraocular pressure measurement in clinically healthy Inland bearded
Dragons (Pogona vitticeps)
Eva J. Schuster D.V.M., Julia Strüve D.V.M., Michael Fehr Dipl. ECZM (Small
mammals), Karina A. Mathes Dipl. ECZM (Herpetology)
Ergebnisse dieser Dissertation wurden auf folgenden Fachtagungen präsentiert:
• 41. Arbeitstagung der DGHT AG ARK „Schwerpunktthema Neurologie“ (Mai
2014)- Vortrag
Augeninnendruckmessung bei Bartagamen (Pogona spp.)
E. Schuster, M. Fehr, K. Mathes, J. Strüve
• 1. Jahrestagung der DVG-Fachgruppe Zier-, Zoo- und Wildvögel, Reptilien und Amphibien (März 2014)- Posterpräsentation
Versuch der Kalibrierung des Rebound-Tonometers Tonovet ® bei
Bartagamen (Pogona spp.)
E. Schuster, J. Strüve, M. Fehr, K. Mathes
Inhaltsverzeichnis
Inhaltsverzeichnis
1. Einleitung ..............................................................................................................1
2. Literaturübersicht .................................................................................................2
2.1 Augenerkrankungen bei Reptilien ................................................................2
2.2. Anatomie relevanter Strukturen des Reptilienauges ..................................5
2.2.1 Allgemeines ...................................................................................................5
2.2.2 Knöcherne Augenhöhle (Orbita) und Anhänge (Adnexe) ............................. 6
2.2.3 Tränenapparat (Apparatus lacrimalis) ........................................................... 8
2.2.4 Augapfel (Bulbus oculi) und Lederhaut (Sklera) ........................................ 10
2.2.4.1 Hornhaut (Cornea) ................................................................................... 10
2.2.4.2 Vordere Augenkammer (Camera anterior bulbi) und mittlere Augenhaut
(Uvea) .................................................................................................................. 11
2.2.4.3 Linse (Lens oculi) ..................................................................................... 13
2.2.4.4 Hintere Augenkammer (Camera posterior bulbi) und Netzhaut (Retina) .14
2.2.5 Sehvermögen ............................................................................................ 15
2.3. Augenuntersuchung bei Reptilien ............................................................. 16
2.4 Augeninnendruck ........................................................................................ 19
2.4.1 Produktion und Verteilung des Kammerwassers ......................................... 19
2.4.2 Regulierung des Augeninnendrucks ............................................................20
2.4.3 Pathologie des Augeninnendrucks und klinische Relevanz bei Reptilien ...21
2.4.4 Potentielle Einflussfaktoren auf den Augeninnendruck in der Klinik ........... 22
2.4.4.1 Alter .........................................................................................................22
2.4.4.2 Geschlecht/ Reproduktionsstatus ............................................................22
2.4.4.3 Tageszeit .................................................................................................23
2.4.4.4 Gewicht und Körpergröße (Schnauzen- Schwanz- Länge) .....................23
2.4.4.5 Umgebungstemperatur und Jahreszeit (Hibernation) .............................24
2.4.4.6 Anästhesie/ Lokalanästhesie (LA) .......................................................... 24
2.4.4.7 Körperhaltung/ Fixation ............................................................................ 25
2.4.4.8 Sonstige Faktoren .................................................................................... 25
Inhaltsverzeichnis
2.5. Messverfahren zur Erhebung des Augeninnendrucks ............................. 25
2.5.1 Manometrie .................................................................................................. 26
2.5.2 Tonometrie .................................................................................................. 26
2.5.2.1 Messwertbeeinflussung durch Hornhauteigenschaften ............................ 28
2.5.2.2 Weitere Fehlerquellen ............................................................................... 29
2.6 Tränenfilm ..................................................................................................... 30
2.6.1. Tränenzusammensetzung und Besonderheiten bei Reptilien ..................... 30
2.6.2 Pathophysiologie der Tränenproduktion und Symptomatik ......................... 31
2.6.3. Erkrankungen des Tränenapparates bei Reptilien ...................................... 31
2.7. Messung der Tränenproduktion ................................................................. 32
2.7.1.Schirmer- Tränen- Test (STT I) ................................................................... 32
2.7.2 Phenolrot- Test (PRT) ................................................................................. 32
2.7.3 Papierspitzen (endodontic absorbent paper points- EAPP) ........................ 33
3. Material und Methoden ....................................................................................... 34
3.1 Zielsetzung ................................................................................................... 35
3.2. Klinische Versuche ...................................................................................... 35
3.2.1 Patientengut und Tierdaten ......................................................................... 35
3.2.2 Feststellung der Klinischen Gesundheit ....................................................... 36
3.2.3 Ophthalmologische Untersuchung ............................................................... 37
3.2.4 Tonometrieversuch ...................................................................................... 39
3.2.4.1 Unterbringung der Tiere ............................................................................ 40
3.2.4.2 Zeitlicher Ablauf der Messungen im Tonometrieversuch .......................... 41
3.2.4.3 Messung mit dem TonoVet® .................................................................... 41
3.2.4.4 Messung mit dem TonoPen® ................................................................... 43
3.2.4.5 Messsequenzen ........................................................................................ 45
3.2.4.5.1 Diurnale Messungen innerhalb der POTZ ............................................. 45
3.2.4.5.2 Messungen unter Lokalanästhetikum (TonoVet®) ................................. 46
3.2.4.5.3 Messungen unter Temperaturabfall ....................................................... 46
3.2.5. Evaluierung der Tränenproduktion.............................................................. 47
3.2.5.1 Tränenproduktionsmessung mit dem Phenolrot- Test (PRT) ................... 48
Inhaltsverzeichnis
3.2.5.2 Tränenproduktionsmessung mit Endodontic Absorbent Paper Points
(EAPP) .................................................................................................................. 49
3.2.5.3 Ergänzende Parameter ............................................................................. 51
3.2.6 Kalibrierung des TonoVet® (Manometrie) .................................................. 52
3.2.6.1 Versuchsmaterial ...................................................................................... 53
3.2.6.2 Versuchsdurchführung .............................................................................. 54
3.2.7 Statistische Auswertung .............................................................................. 56
3.2.7.1 Klinischer Versuch (Tonometrie) .............................................................. 57
3.2.7.2 Messung der Tränenproduktion ................................................................ 57
3.2.7.3 Ergänzende Parameter ............................................................................. 57
3.2.7.4 Manometrie (Kalibrierung des TonoVet®) ................................................ 57
3.3 Genehmigung der Tierversuche .................................................................. 58
4. Ergebnisse .......................................................................................................... 59
4.1 Klinische Allgemeingesundheit, Labor- und Röntgenuntersuchungen .. 59
4.2 Augenuntersuchung ..................................................................................... 60
4.3 Messungen mit dem TonoVet® ................................................................... 63
4.4 Messungen mit dem TonoPen® .................................................................. 63
4.5. Messsequenzen Tonometrie ....................................................................... 64
4.5.1 Diurnale Messungen .................................................................................... 64
4.5.2 Messungen unter Lokalanästhesie .............................................................. 66
4.5.3. Messungen unter Temperaturabfall ............................................................ 67
4.5.3.1 Temperaturaufzeichnung .......................................................................... 67
4.5.3.2 Einfluss der Temperaturabsenkung auf den IOD ...................................... 67
4.5.4 Einflussfaktoren auf den IOD ....................................................................... 68
4.6 Messung der Tränenproduktion .................................................................. 69
4.6.1 Phenolrot- Test ............................................................................................ 69
4.6.2 Endodontic Absorbent Paper Points ............................................................ 70
4.6.3 Güte der Tests zur Messung der Tränenproduktion .................................... 71
4.6.4 Ergänzende Parameter ................................................................................ 72
4.6.4.1 Blinzelfrequenz ......................................................................................... 72
Inhaltsverzeichnis
4.6.4.2 Lidspaltenlänge......................................................................................... 72
4.7 Kalibrierung des TonoVet® ............................................................................. 72
5. Diskussion .......................................................................................................... 75
5.1 Klinische Allgemeingesundheit, Labor- und Röntgenuntersuchungen .. 75
5.2 Augenuntersuchung ..................................................................................... 77
5.3 Messungen mit dem Tonovet® .................................................................... 81
5.4 Messungen mit dem TonoPen® .................................................................. 82
5.5 Messsequenzen Tonometrie ........................................................................ 83
5.5.1 Diurnale Messungen und Tagesdurchschnitt ............................................... 83
5.5.1 Messungen unter Lokalanästhesie .............................................................. 85
5.5.2 Messungen unter Temperaturabfall ............................................................. 87
5.5.3 Einflussfaktoren auf den IOD ....................................................................... 88
5.6 Messung der Tränenproduktion .................................................................. 89
5.6.1 Tränenproduktionsmessung mit dem Phenolrot- Test ................................. 90
5.6.2 Endodontic Absorbent Paper Points ............................................................ 92
5.6.3 Güte der Übereinstimmung .......................................................................... 94
5.6.4 Ergänzende Parameter ................................................................................ 95
5.7 Kalibrierung des TonoVet® ......................................................................... 96
5.8 Klinische Bedeutung und Fazit ................................................................... 99
6. Zusammenfassung ........................................................................................... 102
7. Summary ........................................................................................................... 103
8. Literaturverzeichnis.......................................................................................... 104
9. Anhang .............................................................................................................. 125
9.1 Abbildungsverzeichnis .................................................................................. 126
9.2 Tabellenverzeichnis ...................................................................................... 127
9.3 Originaldaten ............................................................................................... 128
10. Danksagung ....................................................................................................141
Abkürzungsverzeichnis
Abkürzungsverzeichnis
A. Arteria
Abb. Abbildung
BF Blinzelfrequenz
bzw. beziehungsweise
°C Grad Celsius
ca. circa
CCT central corneal thickness (zentrale Hornhautdicke)
CH corneale Hysterese
cm Zentimeter
CRT corneal resistant factor (cornealer Widerstandsfaktor)
D Dioptrin
d.h. das heißt
E Echse
EAPP Endodontic Absorbent Paper Points
et al. und andere
EZ Ernährungszustand
G gauge
ggf. gegebenenfalls
ggr. geringgradig
HH Hornhaut
hgr. hochgradig
IOD/ IOP intraokulärer Druck
i.v. intravenös
KCS Keratokonjunktivitis sicca
kg Kilogramm
KGW Körpergewicht
KI Konfidenzintervall
LA Lokalanästhetikum
LS Lidspaltenlänge
LSK Landschildkröte(n)
Abkürzungsverzeichnis
L. Leptodactylus
M. Musculus
mAS Milliampere-Sekunde
max. maximal/Maximum
Min.- Max. Minimum- Maximum Bereich (range)
mgr. mittelgradig
min. minimal/Minimum bzw. Minute
mmHg Millimeter Quecksilbersäule
o.ä. oder ähnliches
o.g. oben genannt(e)
OD oculus dexter (rechtes Auge)
OS oculus sinister (linkes Auge)
OU Augenuntersuchung/ oculi uterque (beide Augen)
n Stichprobenumfang/ Tierzahl
N. Nervus
NaCl Natriumchlorid
p Irrtumswahrscheinlichkeit
Pog. Pogona
p.m. post mortem
POTZ preferred optimum temperature zone (bevorzugter
Temperaturbereich)
PRT Phenolrot- Test
r Korrelationskoeffizient
S Schlange
s.c. sub cutan
SD standard deviation (Standardabweichung)
spp. species pluralis; mehrere Arten einer Gattung
STT Schirmer- Tränen Test
T. Testudo
Tab. Tabelle
TBUT tear break up time (Tränenaufrisszeit)
Abkürzungsverzeichnis
TT Tränentest
u.a. unter anderem
UV Ultraviolett(licht)
vgl. vergleiche
vitt. vitticeps
WSK Wasserschildkröte
z.B. zum Beispiel
Glossar
Chelonia Schildkröten (Land-, Wasser-, Meeresschildkröten)
Reptilia Klasse der Reptilien
Sauria Echsen
Serpentes Schlangen
Squamata Schuppenkriechtiere (Echsen u. Schlangen)
Einleitung
1
1. Einleitung
Reptilien unterscheiden sich als Wildtiere in vielerlei Hinsicht von Haussäugetieren. Zum einen zeigen sie bei Erkrankungen meist sehr spät, oftmals erst im Endstadium klinische Symptome. Zum anderen ist die Untersuchung dieser Patienten häufig durch Stressanfälligkeit, die geringen Körperdimensionen oder auch durch das Abwehrverhalten einiger Arten eingeschränkt. Nicht zuletzt erschwert die oftmals stoische Art von Reptilien die Interpretation von Verhaltensweisen oder von Reflexen. Gerade in der neurologischen- oder Augenuntersuchung ist deshalb keine direkte Übertragung von Untersuchungsgängen oder Befundinterpretationen von Hund oder Katze möglich.
Da die meisten Reptilien als (Lauer-)Jäger oder Beutegreifer auf ihren Sehsinn angewiesen sind, sollte der Untersuchung der Augen bzw. der Folgenschwere von Erkrankungen dieser eine große Bedeutung in der Praxis eingeräumt werden. Gerade in menschlicher Obhut werden Augenerkrankungen durch Haltungs- oder Fütterungsfehler begünstigt und könnten durch fundiertes Wissen vermieden bzw. schneller erkannt und behandelt werden. Aufgrund fehlender Normparameter, aber auch durch die vielen speziesspezifischen anatomischen Besonderheiten, stellt die Augenheilkunde bei Reptilien leider bisher eines der am wenigsten erforschten Teilgebiete dar. Durch die Begrenzung einiger diagnostischer Möglichkeiten, wie z.B. der Funduskopie, fehlen oftmals Erfahrungswerte, was die Unterscheidung von physiologischen und pathologischen Befunden erschwert. Die Inzidenz der meisten Erkrankungen, die mit den Augen assoziiert sind, ist deshalb nicht bekannt und Symptome oder Symptomkomplexe werden in der Literatur häufig nur anhand von Einzelfällen beschrieben.
Ziel dieser Arbeit war es deshalb an einer häufig in der Praxis vorgestellten Reptilienart, den Bartagamen, diagnostische Mittel im Rahmen der Augen-untersuchung zu evaluieren. Initial sollten die Möglichkeiten bzw. Grenzen der Augenuntersuchung erörtert und ein optimaler Untersuchungsgang erarbeitet werden. Dann wurden Normwerte für den Augeninnendruck sowie für die Tränenproduktionsmessung aufgestellt und die Praktikabilität der verwendeten Tests untersucht. Zusätzlich wurden Einflussparameter geprüft, die in der Klinik ggf. einen signifikanten Effekt auf Augeninnendruck- oder Tränenwerte haben könnten und deshalb bei der Interpretation von Messwerten beachtet werden müssten. Zuletzt sollten die verwendeten Tonometer an der Referenzmethode kalibriert und somit deren Aussagekraft hinsichtlich des tatsächlichen Augeninnendrucks evaluiert werden.
Literaturübersicht
2
2. Literaturübersicht
2.1 Augenerkrankungen bei Reptilien
In der Literatur liegen keine Angaben zur Inzidenz von Augenerkrankungen speziell bei Bartagamen vor, es finden sich lediglich einzelne Fallbeispiele (DARROW, 2013, HANNON et al., 2011). Okuläre Erkrankungen bei Reptilien gelten aber grundsätzlich als ein relativ häufiger Vorstellungsgrund in der Praxis (RIVAL, 2013) und sind oftmals haltungsassoziiert (LAWTON, 2006). So können falsche Fütterung, ungünstige Temperaturen bzw. Luftfeuchtigkeit, unsachgemäßes Handling, Überbesetzung, schlechte Hygiene oder eine ungünstige Gruppenzusammensetzung Auslöser oder Wegbereiter für Augenerkrankungen sein (MAGGS et al., 2008). In Tab. 1 sind die häufigsten Augenerkrankungen bei Reptilien und deren Ätiologie zusammengefasst.
Tab. 1: Gegenüberstellung der häufigsten Augenerkrankungen bei Reptilien
(Landschildkröte= LSK, Wasserschildkröte= WSK, Echse= E, Schlange= S)
Erkrankung
beschrie-
ben bei Ursache Literatur
LID
ER
Blepharitis WSK/
LSK, E
Primär bakteriell/ septikämisch gestreut, Parasiten, Pilze, Fremdkörper
BAYON et al., 2002 MILLICHAMP, 1983
THOMAS et al., 1996
Lidoedem WSK/ LSK
Hypovitaminose A, Herpesvirusinfektion, generalisierte Ödeme (Allg.erkrankung)
BAYON et al., 2002 ELKAN und ZWART, 1967
Lidtumore Krokodile,
E
Virus (Poxvirus), unbekannt
DARROW et al., 2013 HANNON et al., 2011 JACOBSON et al., 1979
Literaturübersicht
3
KO
NJU
NK
TIV
EN
Konjunktivitis WSK/LSK,
E
Bakterien (Mykoplasmen, Chlamydien, Aeromonas), Herpesvirus
BROWN et al., 1999 COOPER et al., 1980 MILLICHAMP, 1983
HO
RN
HA
UT
Keratitis/
Photokerato-
konjunktivitis
LSK, E, S
Frostschäden (Hibernation), UV- Licht- Schäden, Pilze
BAYON et al., 2002 ZWART et al., 1973
Keratokonjunktivi
tis sicca (KCS) LSK
Hypovitaminose A, Tränendefizit
ELKAN und ZWART, 1967 LAWTON, 2006
Hornhauttrübung LSK
Fütterungsbedingte Lipid-, Calcium,- Proteinablagerung
WILLIAMS, 2012
Hornhautulcus alle (S
selten)
Trauma, sekundär bakteriell, Fremdkörper
LAWTON, 2006; WILLIAMS, 2012
VO
RD
ER
E
AU
GE
NK
AM
ME
R
Uveitis/
Hypopyon/
Hyphäma
E, LSK,
Krokodile
Frostschäden (Hibernation), Bakterien (Aeromonas, Pseudomonas, Klebsiella), Trauma
BAYON et al., 2002 BONNEY et al., 1978 MILLICHAMP, 1983 TOMSON et al., 1976
Literaturübersicht
4
Synechie
(anterior) Krokodile
Sekundärinfektion (bakteriell), toxisch bedingt, Traumata
RAINWATER et al., 2011
LIN
SE
Katarakt alle
fütterungsbedingt, frostbedingt, altersbedingt, hereditär, UV- Licht Schäden, unbekannt
BAYON et al., 2002 COLITZ et al., 2002 KELLY et al., 2005 WILLIAMS, 2012
AU
GA
PF
EL
Microphthalmie
Anophthalmie
alle
Angeboren, gene-tisch/-, ernährungs-, toxisch,- umwelt-bedingt, falsche Inkubationsbedin-gungen (Temperatur, Sauerstoff etc.)
SABATER und PÈREZ, 2013
RE
TIN
A
Degeneration E, S,
WSK/ LSK
altersbedingt, hibernationsbedingt (Frost), toxisch
SCHMIDT und TOFT, 1981 LAWTON und STOAKES, 1989
Bei Reptilien mit Spektakel (vornehmlich Schlangen) treten nochmals besondere Augenerkrankungen auf: eine Retention der Brille kann u.a. durch eine generalisierte Häutungsstörung, zu niedrige Luftfeuchtigkeit, Ektoparasitenbefall (Milben oder Zecken) oder durch eine Verletzung der Brille mit nachfolgender Infektion entstehen. Wenn sich diese dann über mehrere Häutungszyklen nicht erneuert, akkumulieren die alten Hautschichten und führen zu einer Seheinschränkung und damit einhergehend zu reduzierter Futteraufnahme (KERN und COLITZ, 2013; WILLIAMS, 2012).
Bei der Bullösen Spektakulopathie (Hydrospectaculum) kommt es zu einem Anschwellen des Auges, wobei oft eine trübe Flüssigkeit im subspektakulären Raum beobachtet werden kann. Durch eine Obstruktion des Tränen- Nasenkanals
Literaturübersicht
5
(angeboren, mechanisch, Stomatitis- assoziiert) kann Tränensekret nicht mehr abgeführt werden und sammelt sich im Raum zwischen Hornhaut und Brille (CULLEN et al., 2000; WILLIAMS, 2012). Die vermeintliche Vergrößerung des Bulbus darf nicht mit einem Glaukom verwechselt werden (BONIUK und LUQUETTE, 1963).
2.2. Anatomie relevanter Strukturen des Reptilienauges
2.2.1 Allgemeines
Kenntnisse zu den anatomischen Besonderheiten der Augen von Reptilien sind unabdingbar für die Erhebung und Interpretation von ophthalmologischen Befunden in der Praxis (GLENWOOD und MACKAY, 2013).
Die Klasse der Reptilien (Reptilia) lässt sich nach heutigem Kenntnisstand in vier Ordnungen (Testudines, Rhynchocephalia, Squamata (u.a. mit Iguania und
Serpentes) und Crocodilia) einteilen (UETZ, 2013). Reptilien und Vögel stammen von den Sauropsiden ab und weisen anatomische Ähnlichkeiten auf (LE MAY, 2001), deshalb wird in der Literatur die Vogelanatomie bzw. – physiologie oft als Grundlage herangezogen, wenn für Reptilien keine Informationen verfügbar sind.
Schlangen nehmen innerhalb der Reptilien eine Sonderstellung ein: durch die Anpassung an eine unterirdische Lebensweise haben diese phylogenetisch die meisten Spezialisierungen verloren und entwickelten sich auch nach „Rückkehr“ in ihr heutiges Habitat separat von den anderen Unterordnungen (MILLICHAMP et al., 1983; WALLS, 1942). Trotzdem beschreibt LAWTON (2006) die Augen innerhalb der Klasse der Reptilien als vorrangig einheitlich und weist lediglich auf kleine Abweichungen zwischen den Ordnungen hin.
Dementsprechend wird die Augenanatomie der Reptilien im Folgenden ordnungsübergreifend dargestellt und nur wenn relevant zwischen Schlangen, Schildkröten und Echsen differenziert. Der Schwerpunkt liegt hierbei auf den Echsen; sofern bekannt, wird speziell auf die Bartagamen eingegangen.
Literaturübersicht
6
2.2.2 Knöcherne Augenhöhle (Orbita) und Anhänge (Adnexe)
Die Orbita als knöcherne Begrenzung des Auges nimmt einen Großteil des Schädels ein und beherbergt die extraokulären Muskeln, die Hardersche Drüse, die Tränendrüse und den Sinus orbitalis, welcher mit der Vena jugularis verbunden ist (WILLIAMS, 2012). Die Orbitae sind entweder durch ein dünnes Septum interorbitale (Krokodile, Brückenechsen, Echsen und Schildkröten) oder aber durch Knorpel und Knochen (Schlangen) voneinander getrennt (KARDONG, 2012; NORTHCUTT, 1992; SCHWAB et al., 2012). Sowohl Orbita als auch Septum sind mit einer periorbitalen Membran ausgekleidet, die sich im weiteren Verlauf mit dem proximalen inneren Anteil des Unter- und Oberlids verbindet.
Die meisten Echsen sowie alle Schildkröten, Tuataras und Krokodile haben Augenlider (NORTHCUTT, 1992). Das Unterlid ist meist beweglicher als das Oberlid, da es im Gegensatz zum Oberlid nur wenige glatte, sondern vornehmlich quergestreifte Muskelfasern aufweist. Öffnen und Schließen der Augen erfolgt deshalb meist durch Bewegung des Unterlids, welches bei Echsen zusätzlich durch eine große Knorpelplatte (Tarsus) verstärkt ist (GAUTHIER et al., 1988; RIEPPEL, 2000; WILLIAMS, 2012). Viele Echsenspezies besitzen modifizierte Lider, welche teilweise oder komplett fusioniert sein können; Chamaeleons weisen z.B. partiell fusionierte Lider auf, welche nur noch eine kleine Öffnung für die Pupille belassen (SCHWAB et al., 2012).
Abb. 1:
Schematische Darstellung des Auges einer Echse (modifiziert)
(WALLS, 1942)
Literaturübersicht
7
Alle Schlangen, aber auch einige Geckoarten sowie u.a. Vertreter der Gattungen Amphisbaenidae, Lacertidae und Teiidae besitzen Lider, welche sich während der Evolution miteinander verbunden haben und heute als transparenter Überzug als Schutz die Hornhaut bedecken. Da die sog. „Brille“ bzw. das Spektakel histologisch aus Zellen der äußeren Haut besteht, weist sie auch Merkmale derselben (u.a. eine eigene Blutgefäßversorgung oder regelmäßige Erneuerung in Form von Häutung) auf, welche in der Klinik von Bedeutung sein können (MEAD, 1976).
In der Literatur finden sich kontroverse Meinungen zum evolutionären Hintergrund der Brille. Es wird u.a. diskutiert, dass die Fusion der Lider bei subterrestrisch lebenden Reptilien zum Schutz der Hornhaut entstand oder dass Schlangen ursprünglich doch von aquatischen Reptilien abstammen und das Spektakel einem exzessivem osmotischen Verlust von Wasser über die Hornhaut in salzhaltigen Gewässern entgegenwirken sollte (WILLIAMS, 2012). Einige Skinke, echte Eidechsen und Leguane haben ein transparentes Unterlid, welches von durchsichtigen Schuppen besetzt ist (LAWTON, 2006). Vermutlich ermöglicht es den Tieren ein (eingeschränktes) Sehen durch geschlossene Lider, wenn diese sich im Sand oder anderem Substrat fortbewegen (DUKE-ELDER, 1958; MILLICHAMP et al., 1983).
Im nasalen Augenwinkel befindet sich die Nickhautmembran (Membrana nicitans), die eine Verlängerung der Konjunktiva darstellt und bei nicht- grabenden Krokodilen und Echsen durch einen Knorpel verstärkt ist (FRANZ-ODENDAAL und VICKARYOUS, 2006; KARDONG, 2012; SCHWAB et al., 2012). Bei Schildkröten und Krokodilen ist sie am stärksten entwickelt, während sie bei Schlangen völlig fehlt. Je nach Spezies bedeckt die Nickhautmembran das Auge vollständig oder nur teilweise und kann pigmentiert sein (SCHWAB et al., 2012; WYNEKEN, 2001). Mit Bewegung durch den M. pyramidalis übernimmt das 3. Augenlid die Befeuchtung und Reinigung der Hornhaut und vor allem den mechanischen Schutz dieser (SCHWAB et al., 2012).
Während die Augen aller Schildkröten, Echsen (exklusiv Heloderma) und Krokodile beweglich sind, sind die der Schlangen weitgehend immobil (UNDERWOOD, 1970). Für die Vorwärts- und Rückwärtsbewegung des Bulbus innerhalb der Orbita sind die Mm. Retractor bulbi und protractor bulbi zuständig (s. Tab. 2), welche nahe dem Sehnerv an der Sklera inserieren (CAPRETTE et al., 2004; COLLIN, 1999; HASSNI et al., 1997). Bei Krokodilen, wenigen Schildkröten und Echsen mit akinetischem Schädel sind diese Muskeln nur schwach ausgebildet, während sie bei den übrigen Echsen, meisten Schildkröten und allen Schlangen stärker ausgeprägt sind (UNDERWOOD, 1970; WALLS, 1942). CAPRETTE et al. (2004) dagegen betonen, dass der M. retractor bulbi bei Schlangen nicht vorhanden ist.
Literaturübersicht
8
Tab. 2: Gegenüberstellung der extrinsischen Augenmuskeln von Reptilien, Vögeln und Säugern nach Angabe in ausgewählter Literatur
Muskel (Reptil)
nach SCHWAB et al (2012)
Äquivalent (Vogel)
nach SLONAKER
(1918)
Äquivalent (Säuger)
nach KÖNIG UND LIEBICH, 2007
Bulbusbewegung (Reptil)
nach SCHWAB et al (2012)
M. rectus medialis M. rectus nasalis M. rectus medials nach nasal
M. rectus lateralis M. rectus temporalis M. rectus lateralis nach temporal
M. rectus superioris M. rectus dorsalis M. rectus dorsalis nach temporal und dorsal
M. rectus inferioris M. rectus ventralis M. rectus ventralis nach nasal und ventral
M. obliquus inferioris M. obliquus ventralis M. obliquus ventralis nach temporal und ventral
M. obliquus superioris M. obliquus dorsalis M. obliquus dorsalis nach nasal und dorsal
Die sechs Muskeln arbeiten je paarweise als Gegenspieler, die schiefen Augenmuskeln sind für Drehbewegungen des Auges zuständig. Der N.
oculomotorius innerviert die Mm. rectus medialis, rectus superioris, rectus inferioris und obliquus inferioris, der N. abducens den M. rectus lateralis und der N. trochlearis den M. obliquus superioris (CHRISMAN et al., 1997; WYNEKEN, 2007)
2.2.3 Tränenapparat (Apparatus lacrimalis)
Die Anatomie des Tränenapparates variiert innerhalb der Klasse der Reptilien (ELKAN und ZWART, 1967). Nach Befeuchtung der Hornhaut bzw. des subspektakulären Raumes läuft das Tränensekret in das Maul und kann dort auch teilweise im Digestionsstrakt bei der Verdauung mitwirken (SCHWAB et al., 2012).
Die meisten Echsen besitzen gut ausgebildete Tränendrüsen, die caudal, dorsal und ventral des Bulbus lokalisiert sind (SCHWAB et al., 2012). Im Einzelnen sind das die orbito-temporal angelegte Tränendrüse (Glandula lacrimalis) (ELKAN und ZWART, 1967) und die akzessorische Hardersche Drüse (Glandula palpebrae tertiae), welche mehr orbito-nasal liegt. Der Ausführungsgang der Harderschen Drüse befindet sich an der Oberfläche der Nickhautmebran. Das Sekret der Harderschen Drüse wird über die Harderschen Gänge an das Gaumendach abgeleitet (SCHWAB et al., 2012).
Obwohl die die 1694 von John Harder erstmals beschriebene Hardersche Drüse allen terrestrischen Säugern gemeinsam ist, ist die genaue Abgrenzung zur Glandula
Literaturübersicht
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lacrimalis bei Reptilien oftmals schwierig, da sich beiden Drüsen histologisch enorm ähnlich sind (ELKAN und ZWART, 1967). Folglich sind Aussagen verschiedener Autoren, die Hardersche Drüse sei bei zahlreichen Chamaeleons, einigen Geckos und allen Schönechsen nicht vorhanden, umstritten (DUKE-ELDER, 1958, MILLICHAMP et al., 1983). DARROW et al. (2013) konnten im Rahmen der Tumordiagnostik bei einer Bartagame mit immunhistochemischen Methoden die Hardersche Drüse nicht von der benachbarten Glandula lacrimalis abgrenzen.
Kleinere konjunktivale, muköse Drüsen befinden sich bei Echsen außerdem am Oberlid (DUKE-ELDER, 1958) bzw. an der Außenfläche der Nickhautmembran, sofern diese vorhanden ist (KARDONG, 2012; SCHWAB et al., 2012).
Bei Schildkröten herrscht eine geteilte Meinung bezüglich der Harderschen Drüse vor, da auch hier aus den o.g. Gründen die Unterscheidung zur Gandula lacrimalis
posterior schwer fällt (PAYNE, 1994). CHIEFFI BACCARI et al. (1992) untersuchten die Tränendrüsenanatomie bei Testudo graeca und Trachemys scripta makroskopisch, histologisch und histochemisch zur Differenzierung der verschiedenen Drüsen. Beide Spezies wiesen eine posterior gelegene Hardersche Drüse sowie eine medial in der Orbita gelegene Glandula lacrimalis nach. Bei verschiedenen Vertretern der Sumpfschildkröten (u.a. Graptemys spp., Pseudemys
spp.) nehmen die prominenten Tränendrüsen etwa die Hälfte der Orbita ein. Die Glandula lacrimalis liegt hier caudotemporal, während die Hardersche Drüse craniomedial nahe des interokularen Septums zu finden ist. Beide Drüsen geben ihr Sekret temporal bzw. medial in den Bindehautsack ab (ELKAN und ZWART, 1967).
Bei Meeresschildkröten sind die Tränendrüsen grundsätzlich stärker entwickelt, sie dienen vermutlich der extrarenalen Salzausscheidung (JACOBSON, 2007; WYNEKEN, 2001) und unterstützen so die Niere beim Ausgleich des hohen Salzgehaltes im Futter bzw. Wasser. Aber auch bei verschiedenen nicht- marinen Spezies konnten Salz- sezernierende Zellen in der Harderschen Drüse nachgewiesen werden, welche vermutlich der Osmoregulation dienen (CHIEFFI BACCARI et al., 1992). Der Tränennasenkanal fehlt bei allen Schildkröten (JACOBSON, 2007), obwohl sich bei einigen Spezies eine knöcherne Öffnung für diesen am Boden der Orbita finden lässt (WYNEKEN, 2001).
Bei Schlangen findet sich ausschließlich die prominente, seromuköse Hardersche Drüse, die zu einem großen Teil hinter dem Bulbus lokalisiert ist (JACOBSON, 2007; MILLICHAMP, 1997; WALLS, 1942). Die Glandula lacrimalis, die bei den meisten anderen Tieren lidassoziiert ist, fehlt bei den Schlangen (JACOBSON, 2007; MILLICHAMP, 1997; WALLS, 1942). Aus dem subspektakulären Raum fließt das Sekret über den Tränennasenkanal zum Jacobsonschen Organ am Gaumendach (JACOBSON, 2007).
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Krokodile besitzen die Glandula lacrimalis, die Hardersche Drüse und ebenfalls kleine konjunktivale Drüsen zur Tränenproduktion (JACOBSON, 2007; REESE, 1915).
2.2.4 Augapfel (Bulbus oculi) und Lederhaut (Sklera)
UNDERWOOD (1970) teilt den Bulbus- in Anlehnung an die Vögel- in einen orbitalen und einen kornealen Teil ein. Ähnlich der Vögel ist der Augapfel bei Reptilien im Verhältnis zur Schädelgröße sehr groß (UNDERWOOD, 1970) und laut WILLIAMS (2012) sphärisch geformt. HALL (2008) vermutet, dass die Form des Augapfels, u.a. Hornhautdiameter und axiale Länge, an die jeweiligen Lichtverhältnisse angepasst ist.
Die Sklera ist dünn und wird durch eine Knorpellamelle unterstützt, die sich vom hinteren Pol bis zum Äquator des Bulbus erstreckt. Cranial davon befindet sich bei Schildkröten und meisten Echsen ein Ring von feinen, sich überlappenden Skleralknöchelchen („Skleralringe“), die die Konvexität des Augapfels stabil halten und die am Rand der Hornhaut als Hebel für den Ziliarkörper dienen, da dort der Ziliarmuskel ansetzt (JACOBSON, 2007). Außerdem spielen sie eine entscheidende Rolle bei der Akkomodation, da sie die Form des Augapfels beeinflussen und somit den Abstand zwischen Hornhaut und Fundus variieren können (DUKE-ELDER, 1958). Während JACOBSON (2007) die Anzahl der Skleralringe allgemein mit 14 angibt, unterscheidet WALLS (1942) zwischen einzelnen Ordnungen (Schildkröten 6 bis 9, Chamaeleons 11, Brückenechsen 16 bis 17 Skleralringe).
Der Bulbus der Schlangen ist leicht entlang der visuellen Achse gedreht und besitzt weder Skleralringe noch eine knorpelige Unterstützung (DUKE-ELDER, 1958). Die sphärische Form wird durch sehnige Anteile der Sklera aufrechterhalten (WALLS, 1942).
Bei Krokodilen fehlen zwar die knöchernen Skleralringe, die Sklera ist hier aber durch knorpelige Ausläufer, die eine Art Kelch formen, unterstützt (DUKE-ELDER, 1958; MILLICHAMP et al., 1983; WALLS, 1942).
2.2.4.1. Hornhaut (Cornea)
Die Hornhaut der Reptilien wird als dünnwandig beschrieben, ist durchsichtig und enthält im Gegensatz zu den Säugern keine Bowmansche Membran (DUKE-ELDER, 1958, SCHWAB et al., 2012). Die Hornhaut ist durch einen ringförmigen Sulcus vom orbitalen Anteil des Bulbus abgesetzt (UNDERWOOD, 1970). Bei den meisten landlebenden Reptilien besteht die Hornhaut aus mehreren dünnen Schichten und übernimmt teilweise die Funktion der Linse, indem sie durch gezieltes Abflachen der Hornhaut den Lichteinfall reguliert (SCHWAB et al., 2012).
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Bei Echsen werden unterschiedliche Dimensionen der Hornhaut beschrieben, da sich tag- und nachtaktive Echsen laut HALL (2008) an die jeweiligen Lichtverhältnisse adaptieren müssen. Nachtaktive Echsen besitzen demnach eine zur axialen Länge des Bulbus proportional größere Hornhautoberfläche, da diese mehr Lichteinfall zulässt. Beim ägyptischen Dornschwanz (Uromastyx aegyptia), der wie die Bartagamen zur Familie der Agamidae gehört, wird die Hornhaut vierschichtig beschrieben: Epithel, Stroma, Descementsche Membran und Endothel (AKHTAR et al., 2013).
Bei Schildkröten unterscheidet sich die Hornhaut von land- und wasserlebenden Spezies. Bei Testudo spp. ist die Hornhaut dick und enthält eine prominente Deszementsche Membran (WALLS, 1942). Bei aquatischen Schildkröten ist die Hornhaut stark gekrümmt, so dass diese über Wasser eine starke dioptrische Wirkung besitzt. Obwohl die Hornhaut unter Wasser „inaktiv“ ist, können Wasserschildkröten dort ausreichend fokussieren, allerdings sind sie hier vermutlich stark weitsichtig (NORTHMORE und GRANDA, 1991).
Bei allen Squamata mit Brille (einschließlich der Schlangen) besteht die Hornhaut nur aus einem einschichtigen Epithel und ist sehr flach. Durch das Vorhandensein des Spektakels spielt die Hornhaut als Schutz des Auges hier eine untergeordnete Rolle (DUKE-ELDER, 1958, KARDONG, 2012; WALLS, 1942).
Bei Krokodilen ist die Hornhaut flach und beteiligt sich kaum an der Lichtbrechung (SCHWAB et al., 2012). REESE (1915) beschreibt die Hornhaut als fünfschichtig. Vermutlich spielt bei Krokodilen das Gehör eine größere Rolle bei der Sinneswahrnehmung als das Sehvermögen (WYNEKEN, 2012).
2.2.4.2. Vordere Augenkammer (Camera anterior bulbi) und mittlere Augenhaut (Uvea)
Die vordere Augenkammer beinhaltet Teile der Uvea (Iris und Ziliarkörper) und wird cranial von der Hornhaut und caudal von der Linse bzw. der Iris begrenzt (BRETZINGER, 1998). Die Uvea posterior (Choroidea) liegt nicht in der vorderen Augenkammer, wird aber in diesem Abschnitt mit erwähnt.
Einige Autoren betonen, dass bei „exotischen Spezies“ die Tiefe der vorderen Augenkammer aufgrund der unterschiedlichen Linsengröße und - form stark variieren kann (KERN und COLITZ, 2013). Der Kammerwinkel ist im Vergleich zu den Säugern nur sehr schwach entwickelt (UNDERWOOD, 1970). Die Ziliarmuskeln, die durch ihre Bewegung Form oder Position der Linse, und den Kammerwasserabfluss regulieren können, sowie die Irismuskulatur sind bei Reptilien quergestreift (CAPRETTE et al., 2004; KARDONG, 2012; SCHWAB et al., 2012). Die ringförmig angeordneten Irisgefäße sind bei Reptilien mit guter Akkomodationsleistung
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(Krokodile, Echsen) stärker ausgebildet als bei jenen mit weniger ausgereifter Akkomodation (Schildkröten) (DUKE-ELDER, 1958).
Bei Echsen sind die gut entwickelten Ziliarmuskeln in das Choroid eingebettet und über die Zonulafasern mit den knöchernen Elementen der Sklera verbunden (s. Abb.1 und 2). Durch die Verbindung der Ziliarmuskeln mit der Linse kann die Form bzw. Position dieser während der Akkomodation (s. Abb. 2) verändert werden (WALLS, 1942). Echsen fehlen die Ziliarfortsätze sie besitzen stattdessen eine „Ziliarwalze“ (JACOBSON, 2007; OFRI, 2002). Generell besitzen tagaktive Echsen runde Pupillen und nachtaktive Echsen bzw. auch Krokodile mehr ellipsoide Pupillen (DUKE-ELDER, 1958). Bei manchen Geckoarten (z.B. Gekko gecko) ist der Irisrand gezackt und enthält perlschnurartig angeordnete feine Löcher. Die Pupille verschließt sich bei hellem Licht vollständig und lässt dann nur noch punktuell Licht einfallen, was – unabhängig von der Distanz des Gegenstandes - ein sehr viel schärferes Bild erzeugt (WALLS, 1942).
Bei Vertretern der Wasserschildkröten (Dermochelys coriacea) ist der Kammerwinkel wie bei allen aquatischen Reptilien eng und tief und der Ziliarkörper wenig entwickelt, aber gut vaskularisiert (BRUDENALL et al., 2008). Die Rückbildung der Muskulatur des Ziliarkörpers wird bei aquatischen Lebewesen grundsätzlich als Adaptionsmechanismus gewertet: der Kammerwasserabfluss wird hier weniger durch eine mechanische Weitstellung des Kammerwinkels, sondern vielmehr durch einen
Abb. 2: Vergleichende schematische Darstellung der Vorderen Augenkammer bei Echsen (A) und Schlangen (B) (nach CAPRETTE et al, 2004) Fokussierung bei Echsen (C): durch Kontraktion der an den Skleralknöchelchen (so) verankerten Ziliarmuskeln (bm, cm) wird über den Ringwulst (ap) Druck gegen die Lateralseite der Linse (ln) ausgeübt Fokussierung bei Schlangen (D): durch Kontraktion der peripheren Irismuskulatur (im) wird Druck auf den Glaskörper (vi) und die Linse so nach vorne gedrückt
Abk: Ringwulst (an), Ziliarmuskeln (bm), Ziliarkörper (cb), Choroidea (ch),Crompton’s Ziliarmuskel (cm), Conus papillaris (cp), Hornhaut (co), Lid (el), Fovea (fv), M. dilatator iris (id),M. sphincter pupillae (is), iris Linse (ln); Retina (re), Skleralknorpel (sc), Sklera (sl), Spektakel (sp), Glaskörper (vi), Zonulafasern (zf)
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erhöhten Abfluss über die intraskleralen- und Ziliarkörpergefäße erreicht (NATIELLO und SAMUELSON, 2005). Es wird vermutet, dass so die Regulation des Augeninnendruckes durch präzisere Kontrolle der Kammerwasserproduktion erleichtert wird, was unter Wasser (variierende osmotischen Bedingungen, äußerliche Druckveränderungen) von Vorteil sein kann.
Bei Schildkröten allgemein reagiert der Irissphinkter sehr viel langsamer auf Lichteinfall als bei den übrigen Reptilien. Bei einigen Schildkrötenarten (u.a. bei Terrapene carolina) kann die Irisfarbe je nach Geschlecht variieren (DUKE-ELDER, 1958, GRANDA und STIRLING, 1965).
Bei Schlangen hat sich im Laufe der Evolution die Akkomodationsmuskulatur weitgehend zurückgebildet, der Ziliarkörper selbst hat sich wie bei Echsen auf einen kleinen Rest („Ziliarwalze“) reduziert. Der M. transversalis als Teil der Linsenmuskulatur ist nicht vorhanden (UNDERWOOD, 1970). Die Iris ist auffallend dick, stark pigmentiert und gut beweglich- durch das Fehlen der Augenlider übernimmt die Iris einen Großteil der Regulierung des Lichteinfalls (DUKE-ELDER, 1958). Bei bestimmten Baumbewohnern (z.B. Dryophis mycterizans) ist die Pupillenöffnung länglich ausgezogen und nach nasal verlängert, so dass durch die parallele Lage zur Fovea das binokulare Sichtfeld erheblich vergrößert wird. Je nach Schlangenart bzw. Lebensweise variiert die Pupillenform von rund bis schlitzförmig (WALLS, 1942).
Die Pupille der Krokodile ist ellipsoid und kontrahiert sich bei Lichteinfall zu einem vertikalen Schlitz (JACOBSON, 2007). Der M. transversalis fehlt hier ebenso wie bei den Schlangen (UNDERWOOD, 1970).
Das Choroid (Choriocapillaris) versorgt bei allen Reptilien die Retina, welche selbst keine eigenen Gefäße besitzt (KARDONG, 2012; REESE, 1915). Ein choroidales Tapetum wie es bei einigen Säugern (Kühe, Schafe, Pferde etc.) vorhanden ist, fehlt bei Reptilien (MAGGS et al., 2008; OLLIVIER et al., 2004).
2.2.4.3 Linse (Lens oculi)
Die Linse trägt bei den meisten Reptilien neben der Hornhaut maßgeblich zur Akkomodation bei (CAPRETTE et al., 2004; COLLIN, 1999; HASSNI et al., 1997). Alle Echsen und Krokodile weisen eine zentrale Verdickung der Linse, den sog. „Ringwulst“, auf, der die Linse durch die Zonulafasern direkt mit dem Ziliarkörper verbindet. Bei Schildkröten ist dieser nur sehr schwach ausgebildet, bei Schlangen fehlt er komplett (DUKE-ELDER, 1958).
Bei Echsen ist der Ringwulst besonders prominent, die Linse steht über die Zonulafasern in breiter Verbindung mit dem Ziliarkörper (DUKE-ELDER, 1958). Die Linse variiert in ihrer Größe und ihrem Aufbau zwischen tag- und nachtaktiven Echsen: bei nachtaktiven Geckos beispielsweise ist sie größer und farblos,
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wohingegen die Linse von tagaktiven Geckos durch gelbliche Kristalle die Farbe derselben annimmt (RÖLL, 2001). Einige Echsen und Schildkröten können die Linse durch den M. transversalis nach nasal bewegen und so binokular sehen (SCHWAB et al., 2012).
Bei Meeresschildkröten ist die Linse rund oder nahezu kugelig und kann durch die gut entwickelten Zonulafasern erheblich deformiert werden (BRUDENALL et al., 2008; DUKE-ELDER, 1958; WALLS, 1942). Die stark ausgeprägte Irismuskulatur kann die vordere Linsenkapsel so stark deformieren, dass die Linse sich durch die Pupille in die vordere Augenkammer wölbt, so dass besser akkomodiert oder auch unter Wasser Licht fokussiert werden kann (BRUDENALL et al., 2008). Landschildkröten dagegen weisen eine flache Linse auf, die Hornhaut übernimmt bei terrestrischen Spezies einen Großteil der Lichtrefraktion (WILLIAMS, 2012).
Schlangen fehlt der Ringwulst, lediglich eine subkapsuläre Verdickung der Linse kann nachgewiesen werden (DUKE-ELDER, 1958). Durch die stark ausgeprägten Irismuskeln wird die Linse vor- und rückwärts bewegt (s. Abb. 2) (CAPRETTE et al., 2004; COLLIN, 1999).
Bei Krokodilen setzen die Zonulafasern am Linsenäquator am Ringwulst an, die Linse ist weich und biegsam (KERN und COLITZ, 2013; WALLS., 1942). Studien über Refraktion und Augenanatomie der Krokodile lassen vermuten, dass diese über Wasser gut fokussieren können, während sie unter Wasser nahezu kein scharfes Bild erzeugen und somit dort auf andere Sinne angewiesen sind (FLEISHMAN et al., 1988) .
2.2.4.4. Hintere Augenkammer (Camera posterior bulbi) und Netzhaut (Retina)
Die avaskuläre Retina aller Reptilien wird wie oben erwähnt durch Gefäße der Choroidea (Choriocapillaris) ernährt (KARDONG, 2012). Es bestehen zwischen den verschiedenen Ordnungen, aber auch innerhalb dieser starke embryologisch bedingte Unterschiede in der Organisation der retinalen Blutversorgung, auf die an dieser Stelle nur bei Echsen näher eingegangen wird.
Reptilien haben wie die Säuger eine Netzhaut mit Stäbchen und Zapfen, jedoch je nach Ordnung in unterschiedlicher Anordnung und Verhältnis (DUKE-ELDER, 1958, ). Durch die vielfältigen ökologischen Veränderungen, z.B. Wechsel von Tagaktivität zu Nachtaktivität, haben sich bei den Fotorezeptoren auch einige Modifizierungen ergeben (Zapfen mit Stäbchenfunktion, Expression von atypischen Photopigmenten etc.) (DAVIES et al., 2009; KAWAMURA und YOKOYAMA, 1997). Eine Fovea ist nur bei Echsen und Brückenechsen vorhanden (KERN und COLITZ, 2013). Vor der photosensitiven Schicht befindet sich eine Lage aus Ganglienzellen, amakrinen Zellen und Interneuronen, die den Zapfen und Stäbchen vorgeschaltet sind (UNDERWOOD, 1970; WALLS, 1942).
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Bei tagaktiven Echsen findet man hauptsächlich Zapfen (nur aktiv bei ausreichender Lichtintensität), während nachtaktive Echsen wiederum vor allem Stäbchen aufweisen („skotopisches“ Sehen, kein Farbsehen). Laut ARMENGOL (1988) findet man bei nokturnen Echsen bei einigen Arten (z.B. Gekko gecko) ausschließlich Stäbchen. Chamaeleons haben eine rein Zapfen- besetzte Retina, die den tagaktiven Lauerjägern ein präzises Schießen ermöglicht. BENNIS et al. (2005) widerlegen diese Theorie, indem sie eine rein morphologische Unterscheidung von Zapfen und Stäbchen für unmöglich halten. Eine Besonderheit ist der Conus papillaris, eine fingerförmige, stark vaskularisierte Ausstülpung ektodermalen Ursprungs, die vom Sehnervenkopf in die Glaskörper hineinragt- äquivalent dem Pecten der Vögel (BRUDENALL et al., 2008; KARDONG, 2012; OLLIVIER et al., 2004).
Schildkröten haben Zapfen und Stäbchen, wobei die Zapfen überwiegen (DUKE-ELDER, 1958). Ein Conus papillaris existiert nur noch rudimentär (BELLHORN, 1997).
Schlangen haben eine Netzhaut bestehend aus Zapfen und Stäbchen, wobei bei einigen Schlangen ausschließlich oder überwiegend Zapfen vorkommen (KERN und COLITZ, 2013). Auch bei den meisten Schlangen bildet sich der Conus papillaris während der embryonalen Entwicklung zurück und ist am Fundus nur noch als eine kleine pigmentlose Erhebung sichtbar. Bei Vipern ist er dagegen noch komplett ausgebildet (BELLHORN, 1997).
Bei Krokodilen überwiegen die Stäbchen, wobei in der Umgebung der Fovea centralis ausschließlich Zapfen gefunden wurden (REESE, 1915). Als Besonderheit befinden sich im Netzhautepithel der Krokodile Guaninkristalle, die ein halbrundes hyperreflektives Tapetum bilden (WALLS, 1942).
2.2.5. Sehvermögen
Bereits die unterschiedliche Anordnung der Augäpfel bei verschiedenen Arten (z.B. Krokodile dorsal, Pythons lateral) und die Breite an unterschiedlichen Verhaltensmustern (tag- und nachtaktiv), lassen stark variierende Akkomodations- und Sehfähigkeiten erahnen (WILLIAMS, 2012). Weiterführende Modifizierungen der Sinnesorgane (Parietalorgan, Grubenorgane) spielen bei der optischen Wahrnehmung auch eine wichtige Rolle, werden hier aber nicht weiter erläutert.
Es wird kontrovers diskutiert, ob Reptilien zu binokularem Sehen befähigt sind (WILLIAMS, 2012). Einige Schildkröten und Echsen sind durch den gut ausgebildeten M. transversalis zu einer medialen Verlagerung der Linse befähigt, was zumindest annähernd zu einem binokularen Bild führt (SCHWAB et al., 2012). Und obwohl durch die laterale Anordnung der Augen Schlangen binokulares Sehen eigentlich unmöglich erscheint, haben Untersuchungen gezeigt, dass die
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Beuteerkennung bei einäugigen Schlangen verzögert war (GRACE und WOODWARD, 2001).
Bei Echsen führen punktuelle Ansammlungen von Zapfen (Foveae) auf der Netzhaut zu einem schärferen Bild (SCHWAB et al., 2012). Sogenannte „Öltröpfchen“ sind bei Schildkröten und Echsen in den Zapfen vorhanden, welche die Sensitivität der Netzhaut modifizieren, indem sie wie kleine Filter agieren und so Gegenstände bzw. Umrisse detailierter erkennen lassen. Es wird außerdem diskutiert, dass diese „oil droplets“ als UV- Schutz dienen (GRANDA und HADEN, 1970; SCHWAB et al., 2012; UNDERWOOD, 1970). Chamaeleons (Chamaeleo dilepis) sind zu einer unvergleichlich guten Fokussierung befähigt: Die Linse hat eine negative Refraktion, wodurch das Bild auf der Netzhaut vergrößert und somit schärfer wird, und zeigt eine sehr schnelle Akkomodation (bis zu 60 Dioptrin pro Sekunde) (OTT und SCHAEFFEL, 1995).
Das Farbensehen bei Reptilien wird kontrovers diskutiert- zwar spricht die Anzahl der Photopigmente in den Zapfen dafür, dass zumindest tagaktive Reptilien Farben unterscheiden können, aber die Interpretation, ab welcher Wellenlänge welche Farben differenziert wahrgenommnen werden, ist durch das oft stoische Verhalten limitiert (KARDONG, 2012; WYNEKEN, 2012).
2.3. Augenuntersuchung bei Reptilien
Die Augen gelten im Allgemeinen als „das Barometer der Allgemeingesundheit“ bei Reptilien, und sollten deshalb stets fester Bestandteil der klinischen Untersuchung sein. Ungünstige Haltungs- oder andere Umweltbedingungen können die Augengesundheit beeinträchtigen, und somit kann ein ophthalmologischer Befund Hinweise auf Haltungsfehler liefern (LAWTON, 2006). Generell ist die Augenuntersuchung bei Reptilien dadurch erschwert, dass physiologische und pathologische Befunde und der klinische Verlauf von Erkrankungen unter den verschiedenen Spezies durch anatomische Besonderheiten stark variieren können (MILLICHAMP, 1997).
Untersuchungsgang
Wie bei anderen Patienten sollte die Augenuntersuchung stets einem festen Schema folgen. Beide Augen sollten vergleichend untersucht werden, wobei möglichst mit dem gesunden Auge begonnen wird. Zunächst werden die Lider soweit einsehbar begutachtet, dann der Tränenfilm und anschließend der Augapfel. Danach erfolgt die detaillierte Untersuchung der Hornhaut, der vorderen Augenkammer, der Iris, der Linse und zuletzt des Fundus (LAWTON, 2006). Da viele Reptilien stressempfindlich reagieren bzw. eine Fixation nicht gewohnt sind, sollte die Augenuntersuchung so ruhig und zügig wie möglich ablaufen (MAGGS et al., 2008).
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Reflexe
Obwohl CHRISMAN et al. (1997) bei Meeresschildkröten in der allgemeinen neurologischen Untersuchung verlässliche Ergebnisse erzielten, sind die Reaktionen der Drohantwort, des Lidreflexes sowie der Pupillarreflexe mit Vorsicht zu interpretieren, da viele Reptilien keine reproduzierbaren Reflexantworten zeigen (CULLEN et al., 2000). In Tab. 3 sind die relevanten Kopfnerven mit den dazugehörigen Reflexen bei Reptilien zusammenfassend dargestellt.
Tab 3: Reflexe im Rahmen der Augenuntersuchung beim Reptil nach MADER (2012) und WYNEKEN (2007)
FUNKTION (AUGE) NERV ZUGEHÖRIGER TEST
Sehnerv, Weiterleitung der Signale von der Retina in das optische Tectum
N. opticus (II) Pupillarreflex (nicht- konsensuell), Drohantwort
Augenbewegung/- fixierung, Akkomodation, Steuerung Ziliar-körper
N. oculomotorius (III)
Pupillarreflex, Prüfen der Koordination der Augenbewegung
Lidbewegung,- koordination N. facialis (VII) Drohantwort
Sensorik (Augenumgebung), Innervation Hornhaut
N. trigeminus (V)
N. facialis (VII) Lidreflex, (Cornealreflex)
Augenbewegung (v.a. M. retractor oculi, Blickbewegung nach caudal)
N. trigeminus (V)
N. facialis (VII)
N. abducens
Retractor Oculi Reflex (Berührung der Hornhaut resultiert in Bulbusretraktion)
Diagnostische optische Hilfsmittel
Eine optische Vergrößerung der orbitalen Strukturen ist bei den meisten Reptilienpatienten aufgrund der geringen Größe der Augen unumgänglich. Bei Echsen und Schlangen kann zur Differenzierung zwischen der vorderen Augenkammer und der Brille (Spektakel) ein Biomikroskop (Spaltlampe, Lupe) hilfreich sein (DAVIDSON, 1985).
Die Untersuchung der vorderen Augenkammer, der Hornhaut, aber auch der umgebenden orbitalen Strukturen sowie des Fundus kann mittels direkter oder indirekter Ophthalmoskopie oder Spaltlampe durchgeführt werden. Verschiedene Autoren schlagen Linsen von 30 bis 90 D für die indirekte Ophthalmoskopie vor (LAWTON, 2006; MAGGS et al., 2008; WILLIAMS, 2012).
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Durch die quergestreifte Irismuskulatur und die meist geringe Größe der Pupillenöffnung im Vergleich zum Augenhintergrund ist die Funduskopie gerade bei kleinen Arten nur bedingt möglich. Herkömmliche topische Mydriatika wie Atropin oder Tropicamid zeigen bei Reptilien wie auch bei den Vögeln keine Wirkung (MADER, 2012). Mydriasis durch intrakamerale Injektion von Curare oder – derivaten ist beschrieben, birgt aber Verletzungs- und Infektionsrisiken bei der Punktion der Augenkammer (MAGGS et al., 2008). Andere nicht- depolarisierende Muskelrelaxantien (z.B. Rocuroniumbromid) wurden erfolgreich zur Mydriasis bei Greifvögeln angewendet (BARSOTTI et al., 2012), aber eine Übertragung der Ergebnisse (z.B. Wirkung, Nebenwirkung, Dosierung) auf Reptilien ohne klinische Evaluierung ist nicht anzuraten (MAGGS et al., 2008). Bei Echsen wird die Beurteilung der Retina bzw. Papille zusätzlich durch den Conus papillaris erschwert, da dieser den Sehnervenkopf verdeckt (DUKE-ELDER, 1958).
Weiterführende Diagnostik
Die Evaluierung der Tränenfilms bei Reptilien stellt sich gerade bei kleinen Spezies schwierig dar: der in der Kleintiermedizin routinemäßig verwendete Schirmer- Tränen -Test (STT) ist bei den meisten Reptilienspezies zu groß für den Lidspalt. Außerdem ist zu erwarten, dass die produzierte Tränenmenge zu gering ist, um ausreichend aufgesaugt zu werden und einen Farbumschlag zu erzeugen (WILLIAMS, 2012). Für kleine Patienten wird der Phenolrot- Test (PRT) empfohlen, da er sehr viel filigraner ist und auch nur 15 Sekunden im Bindehautsack verbleiben muss- er scheint deshalb optimal für stressanfällige Patienten (MAGGS et al., 2008; WILLIAMS, 2012). Für beide genannten Methoden gibt es in der aktuellen Literatur keinerlei Referenzwerte für Reptilien (KERN und COLITZ, 2013; MAGGS et al., 2008). WILLIAMS (2012) empfiehlt ggf. das unveränderte Auge als „Referenz“ zu verwenden bzw. Partnertiere zum Vergleich heranzuziehen.
Auf die Funktionsweise der genannten Tränentests, auf Alternativen und auf deren Anwendung bei Reptilien bzw. anderen Exoten wird im Kapitel 2.7. genauer eingegangen.
Die Messung des Augeninnendrucks ist ähnlich diffizil bei kleinen Spezies: die kleinen Augen und der folglich kleinere Hornhautdurchmesser erschweren den Messvorgang unabhängig vom Messverfahren. Während das Applanationstonometer TonoPen® für kleine Spezies (Hornhautdiameter < 5 mm) nach WILLIAMS (2012) völlig ungeeignet scheint, ist das Reboundtonometer TonoVet® für diese besser geeignet (JEONG et al., 2007). Auch bezüglich des Augeninnendrucks fehlen Normwerte für die meisten Reptilien (MADER, 2012; MAGGS et al., 2008); WILLIAMS (2012) behauptet aber, dass eine gewisse Diagnosefindung (z.B. „Glaukom oder Uveitis“) möglich sei, da der Praktiker zwischen „hoch“ (>20 mmHg) und „niedrig“ (< 10 mmHg) unterscheiden kann. Auch auf die verschiedenen
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Tonometer und deren Anwendung bei Reptilien wird an anderer Stelle näher eingegangen (Kap. 2.5.).
Andere diagnostische Hilfsmittel wie Fluoresceinfärbung, Zytologie, Bakteriologie oder auch Histopathologie können weitgehend vom Kleintier übernommen werden und liefern in vielen Fällen wertvolle Hinweise (LAWTON, 2006; MAGGS et al., 2008). Bei Schlangen kann mittels Zystozentese infektiöses Material zum Erregernachweis aus dem subspektakulären Raum gewonnen werden sowie die Durchgängigkeit des Harderschen Ganges durch Instillation von Fluoreszein geprüft werden (MADER, 2012). Für eine bessere Darstellung des Bulbus bzw. retrobulbärer Prozesse kann außerdem die Sonographie (10 mHz Sonde) hilfreich sein (DARROW et al., 2013; HOLLINGSWORTH et al., 2007; LAWTON, 2006).
2.4. Augeninnendruck
Der Augeninnendruck (intraokulärer Druck, IOD) ist der physikalische Druck, der von Innen auf die Bulbushüllen einwirkt und ist Resultat des (dynamischen) Gleichgewichts zwischen Kammerwasserproduktion und – abfluss (KRUPIN et al., 1985; MILLER, 2008).
Sinn des Augeninnendrucks ist es, die refraktierenden Strukturen im Inneren des Augapfels in ihrer Lage und Form zu stabilisieren und die Fotorezeptoren auf der Netzhaut auszurichten (GLENWOOD und MACKAY, 2013).
Die heute gebräuchliche Einheit für den IOD in der Augeninnendruckmessung ist Millimeter- Quecksilbersäule (mmHg; 1 mmHg = 133,322 Pascal) (RUMBERGER, 2008).
2.4.1 Produktion und Verteilung des Kammerwassers
Das Kammerwasser wird durch die Ziliarfortsätze, bei Schlangen und Echsen durch die „Ziliarwalze“ produziert (DUKE-ELDER, 1958; MILLICHAMP et al., 1983).
Ein Großteil des Kammerwassers ist Blut, das aktiv durch die Kapillaren der Fortsätze des Ziliarkörpers gebildet wurde („Plasmaultrafiltrat“), nur ein kleiner Anteil gelangt durch passive Diffusion und Ultrafiltration in die vordere und hintere Augenkammer. Die Zusammensetzung des Kammerwassers ist grundsätzlich ähnlich der des Serums (Proteine, Immunglobuline, Enzyme, Lipide), wohingegen der Anteil der aktiv transportierten Bestandteile (z.B. Aminosäuren) meist höher ist als im Blutserum. Je nach metabolischen Anforderungen der Hornhaut und Linse variiert diese Zusammensetzung zwischen den Spezies (KARDONG, 2012; OFRI, 2002).
Das Kammerwasser fließt aus der hinteren Augenkammer via Pupille in die vordere Augenkammer, wo es die avaskuläre Linse und Hornhaut ernährt bzw. deren Stoffwechselprodukte entsorgt. Der Abfluss des Kammerwassers kann auf zwei
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verschiedenen Wegen erfolgen: Der konventionelle (corneosklerale) Abfluss erfolgt über den iridocornealen Winkel. Hier wird das Kammerwasser via Schlemm´schen Kanal und Fontana- Räume aus der vorderen Augenkammer über Poren und Kanäle in das venöse System der Sklera abgeleitet. Der unkonventionelle (uveosklerale) Weg erfolgt durch Diffusion des Kammerwassers durch die Ziliarkörper und die Uvea anterior in die suprachorioidalen Räume und dann in die Sklera (OFRI, 2002).
Auch in der Ausprägung des Ziliarkörpers bzw. der Tiefe der vorderen Augenkammer bestehen Unterschiede zwischen den Reptilienspezies, die aus verschiedenen Lebensweisen (nachtaktiv, tagaktiv, herbivore Ernährung etc.) bzw. unterschiedlichen Akkomodationsmechanismen resultieren (OFRI, 2002; SAMUELSON, 1996).
2.4.2 Regulierung des Augeninnendrucks
Physiologischerweise herrscht ein „Steady- State“ des Augeninnendrucks, der durch ein Gleichgewicht zwischen Kammerwasserproduktion und – abfluss aufrecht-erhalten wird. Allerdings kann die Kammerwasserproduktionsrate durch die unterschiedliche Anatomie der vorderen Augenkammer (je tiefer diese, desto mehr Kammerwasser wird produziert) bzw. des Ziliarapparates, aber auch durch sich unterscheidende Stoffwechselvorgänge variieren (KORBEL et al., 1998; OFRI, 2002).
Die Regulation der Kammerwasserproduktion bzw. des- abflusses auf Tierebene erfolgt durch komplexe hormonelle, nervale und mechanische Vorgänge. Beim Säuger sind dies neben zentral, sympathisch bzw. parasympathisch (α2 und β2) gesteuerten Mechanismen vermutlich auch Renin- Angiotensin- assoziierte und andere hormonelle Vorgänge (GRÜB und MIELKE, 2004). Auf enzymatischer Ebene kann man, beispielsweise mittels Carboanhydrase, bei der Glaukomtherapie hemmend in die Kammerwasserproduktion eingreifen (GLENWOOD und MACKAY, 2013) .
Aus physikalischer Sicht hängt die Kammerwasserproduktion vom Blutdruck in den Ziliargefäßen, der Einflussfazilität und dem IOD ab. Umgekehrt ist der Kammerwasserabfluss abhängig vom Druck in den Episkleralgefäßen, der Abflussfazilität und dem IOD (RIVA et al., 2002).
2.4.3. Pathologie des Augeninnendrucks und klinische Relevanz bei Reptilien
Die „Okuläre Hypertension“ ist nicht mit dem „Glaukom“ gleichzusetzen. Während die okuläre Hypertension fast immer eine Druckerhöhung durch einen behinderten Kammerwasserabfluß darstellt, ist das Glaukom vielmehr ein Überbegriff für druckbedingte Erkrankungen des Auges, die mit einer Zerstörung der Retinazellen sowie der Axone des Sehnervs und nicht selten einem Visusverlust einhergehen (FASCHINGER und NELL, 2007). Ein Glaukom muss nicht zwingend eine IOD-
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Erhöhung aufweisen, allerdings sind die meisten Glaukomformen (s. Tab. 4) beim Tier mit einer Hypertension verbunden bzw. diese stellt einen Risikofaktor dar (FASCHINGER und NELL, 2007; OFRI, 2002).
Eine weitere Unterteilung beinhaltet den Kammerwinkel: ist dieser beim vorliegenden Glaukom offen spricht man von einem „Offenwinkelglaukom“, ist er verengt oder gar geschlossen, spricht man von einem „Winkelblockglaukom“ (FASCHINGER und NELL, 2007).
Klinisch zeichnet sich ein Glaukom beim Säuger durch gerötete Bindehäute, eine weite Pupille und (häufig) eine Erhöhung des Augeninnendruckes aus. Besteht dieser Zustand bereits chronisch, können zusätzlich Haab´sche Linien bzw. ein Ödem auf der Hornhaut entstehen, unter Umständen kommt es zu einer Expositionskeratitis. Schmerzen können, müssen aber nicht geäußert werden; wann es zu einer Seheinschränkung oder Erblindung kommt variiert je nach Ursache und Verlauf (FASCHINGER und NELL, 2007).
Tab. 4: Klassische Einteilung des Glaukoms beim Säuger (nach PLUMMER et al., 2013)
Bezeichnung Ursache Auftreten
Primärglaukom Vermutlich vererbte Missbildung (Verengung) des iridokornealen Winkels oder Ablagerungen im Trabekelwerk
fast immer bilateral
Sekundärglaukom (Mechanische) Behinderung des Kammerwasser-abflusses durch eine okuläre Erkrankung (z.B. Uveitis, Linsenluxation, Hyphäma etc.)
Uni- oder bilateral je nach Ursache
Kongenitales Glaukom
Angeborene Missbildung des Trabekelwerks bzw. des iridokornealen Winkels
Uni- oder bilateral
Bei der okulären Hypotension ist der IOD krankhaft erniedrigt und meist Folge bzw. Begleiterscheinung einer akuten oder chronischen Uveitis. Wenn Synechien (Verklebungen der Iris) entstehen, kann der IOD allerdings graduell steigen und so zu einem Sekundärglaukom führen (BJERKÅS, 2013; WILLIAMS et al., 2006).
Bisher wurden weder erworbene (CHITTICK und HARMS, 2001; SELLERI et al., 2012; SELMI et al., 2002, 2003) noch angeborene (SABATER und PÉREZ, 2012) Glaukomfälle bei Reptilien beschrieben, was vermutlich damit zusammenhängt, dass nur wenige Normwerte für Reptilienspezies existieren und der Augeninnendruck so gar nicht erst gemessen bzw. eine Erhöhung diagnostiziert wurde (DELGADO et al., 2013). Aber auch die Fixation des Patienten für den Messvorgang und die geringe Größe vieler Reptilien erschweren die Glaukomdiagnostik (OFRI, 2002). DARROW
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et al. (2013) merken zudem an, dass eine Augeninnendruckerhöhung bei Patienten mit Skleralringen möglicherweise nicht parallel zum klinischen Verlauf fortschreitet, da eine Druckerhöhung durch eben solche verschleiert wird (Formstabilität, Widerstand).
Auch über einen krankhaft erniedrigten IOD, sprich über hypotensive Zustände bei Reptilien, finden sich in der zugänglichen Literatur keine Berichte.
2.4.4. Potentielle Einflussfaktoren auf den Augeninnendruck in der Klinik
Der intraokuläre Druck kann kurz- oder langfristig durch eine Vielzahl von inneren und äußeren Faktoren beeinflusst werden, die sich je nach Messgerät unterschiedlich stark in den gemessenen Werten niederschlagen (TONNU et al., 2005) und bei der Interpretation von Messwerten in der Klinik beachtet werden sollten.
2.4.4.1. Alter
Bei Alligatoren, Lamas sowie Rhesusaffen zeigte sich bei Jungtieren verglichen mit Adulten ein höherer IOD (NUHSBAUM et al., 2000; DE ROUSSEAU und BITO, 1981; WHITTAKER et al., 1995). In der Studie von DE ROSSEAU und BITO (1981) konnte ein stetiger Abfall des IOD in der Entwicklung von juvenilen zu adulten Rhesusaffen festgestellt werden. Hier wurde ein erhöhter Augeninnendruck als möglicherweise notwendige Vorraussetzung für die Augenentwicklung (Aufbau der Augenschichten) diskutiert. Aus anatomischer Sicht wiederum verlieren Hornhaut sowie Sklera mit zunehmendem Alter an Elastizität, was bei Menschen mit einer Erhöhung des IOD mit zunehmendem Alter verknüpft war (PALLIKARIS et al., 2005). REUTER et al. (2011) erklärten sich damit sowie mit einer altersbedingt erhöhten Hornhautdicke (CCT) einen höheren IOD bei verschiedenen adulten Greifvogelarten verglichen mit juvenilen Tieren.
Scheinbar keinerlei Alterseinfluss ließ sich u.a. bei Tonometriestudien mit Löwen (OFRI et al., 1999), Meerschweinchen (COSTER et al., 2008) oder Vogelstraußen (GHAFFARI et al., 2012a) feststellen.
2.4.4.2. Geschlecht/ Reproduktionsstatus
SELMI et al. (2002) halten- basierend auf ihrer Tonometriestudie mit Köhlerschildkröten- einen Effekt des Geschlechts auf den IOD bei Reptilien für unwahrscheinlich. Tatsächlich konnte in den meisten Studien, z.B. bei Kaninchen (PEREIRA et al., 2011), Waldschildkröten (SELMI et al., 2003) oder Alligatoren (WHITTAKER et al., 1995) kein signifikanter Geschlechtseinfluss auf den IOD festgestellt werden. OFRI (1999) dagegen konnte in der lutealen Phase, also unter verstärktem Progesteroneinfluss, einen erhöhten IOD bei Löwinnen feststellen. Bei
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Kaninchen ergaben sich nach exogener, antagonisierbarer Progesteronapplikation gleiche Ergebnisse (KNEPPER et al., 1985).
Letztere Autoren vermuteten eine durch katabole Steroide ausgelöste Steigerung der Synthese von Chondroitinsulfaten, die im iridokornealen Winkel akkumulieren und dort für einen erhöhten Widerstand sorgen (KNEPPER et al., 1985). Allerdings bleibt die Bedeutung assoziierter Faktoren wie Geschlechtsreife, tierartunterschiedlicher Konzentration der Geschlechtshormone bzw. anderer Hormone laut OFRI (2002) weiter unklar.
2.4.4.3. Tageszeit
Bei Greifvögeln konnten über den Tag betrachtet physiologische IOD- Schwankungen bis zu 2 mmHg nachgewiesen werden (REUTER et al., 2011). Viele Autoren stellten zudem mehr phasisch verlaufende diurnale IOD- Veränderungen fest: bei Kaninchen, Hühnern sowie bei Labormäusen konnte morgens ein signifikant niedriger Augeninnendruck festgestellt werden (PEREIRA et al., 2011; PRASHAR et al., 2007; SAEKI et al., 2008). Einige Autoren vermuten eine lichtassoziierte Fluktuation des IOD (Hell- Dunkel Rhythmus) (PEREIRA et al., 2011), womit auch die IOD- Unterschiede zwischen tages- und nachtaktiven Tieren zu erklären wären (JEONG et al., 2007). SUGIMOTO et al. (2006) konnten den biphasischen Verlauf des IOD bei Mäusen durch künstlich verlängerte Hell- und Dunkelphasen ausschalten. PEREIRA et al. (2011) geben grundsätzlich zu bedenken, dass der Effekt der Tageszeit- gerade in den nächtlichen Stunden- schwierig zu evaluieren sei, da solche Studien strengen Bedingungen (genaues Lichtregime, Messvorgang im Dunklen) unterliegen müssen.
Auch wenn diese Studien speziesabhängige, natürliche Verlaufskurven des IOD vermuten, bleiben Licht- bzw. tageszeitliche Einflüsse auf den IOD bei Reptilien noch weitgehend ungeklärt (WHITTAKER et al., 1995).
2.4.4.4. Gewicht und Körpergröße (Schnauzen- Schwanz- Länge)
Die Beeinflussung des IOD durch Körperdimensionen ist bei Reptilien und anderen Tierarten beschrieben (NUHSBAUM et al., 2000; SELLERI et al., 2012; WHITTAKER et al., 1995). Bei griechischen Landschildkröten konnte ein schwacher negativer Zusammenhang zwischen Körpergewicht und IOD nachgewiesen werden (SELLERI et al., 2012). In der Studie von WHITTAKER et al. (1995) war die Schnauzen- Schwanzlänge (S-S) bei Alligatoren (< 120 cm) negativ mit dem IOD korreliert. Da aber gleichzeitig das Alter mit S-S korrelierte, postulierten die Autoren einen Zusammenhang von IOD mit dem Alter, basierend auf dem Körperwachstum.
Bei Igeln sowie Pflanzenfressern konnte dagegen kein Zusammenhang von IOD und Körpergewicht festgestellt werden (GHAFFARI et al., 2012b; OFRI et al., 1998).
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Auch SELMI et al. (2002) fanden bei Köhlerschildkröten keinen Einfluss der Carapaxlänge auf den IOD.
2.4.4.5. Umgebungstemperatur und Jahreszeit (Hibernation)
Da die Außentemperatur bei wechselwarmen Tieren physiologische Vorgänge, u.a. die Aktivität, Wachstumsrate oder Herzfrequenz (ADOLPH und PORTER, 1996; GRIGG et al., 1979; MARVIN, 2003) beeinflusst, wirkt sie sich vermutlich auch auf den Augeninnendruck aus (SELMI et al., 2002; WHITTAKER et al., 1995).
Die Jahres- bzw. Aktivitätszeit kann, da sie eng mit der Umgebungstemperatur verknüpft ist, auch einen Einfluss auf den IOD haben: Bei Leopardgeckos beispielsweise zeigte sich ein signifikant höherer IOD während der Winterruhe (DI GIROLAMO et al., 2013).
Die meisten Tonometriestudien bei Reptilien wurden aus Gründen der Repräsentativität innerhalb der POTZ (Preferred Optimum Temperature Zone) durchgeführt (SELMI et al., 2002; 2003).
2.4.4.6. Anästhesie/ Lokalanästhesie (LA)
Bei Menschen konnte eine Erniedrigung des IOD durch verschiedene Lokalanästhetika nachgewiesen werden (ALMUBRAD und OGBUEHI, 2007). Eine mögliche Erklärung könnte eine Auswirkung des Lokalanästhetikums auf die Hornhauteigenschaften sein- in einer Humanstudie zeigte sich z.B. eine vorübergehende Veränderung der Hornhautdicke (CCT) nach LA- Applikation (NAM et al., 2006). Bei Kaninchen dagegen konnte kein Unterschied zwischen IOD- Werten mit LA und ohne LA gemessen nachgewiesen werden (DINSLAGE et al., 1998).
Da der Augeninnendruck indirekt auch durch den Zug der Augenmuskeln, den Lidschluss und die Tätigkeit des M. retractor bulbi beeinflusst wird, kann eine Allgemeinanästhesie, z.B. durch die Muskelrelaxation, auf den IOD einwirken (GHAFFARI et al., 2012a; OFRI, 2002). Es gibt in der Literatur allerdings keine einheitliche Aussage bezüglich der verschiedenen Narkotika. Das häufig eingesetzte Ketamin beispielsweise hatte bei Löwen keine Wirkung auf den IOD (OFRI et al., 1999), während bei Rotwangenschmuckschildkröten eine Erniedrigung (DELGADO et al., 2013) und bei Katzen eine Erhöhung (HAHNENBERGER, 1976) des IOD unter Ketamineinfluss beobachtet wurde. MOORE et al. (1995) zeigten, dass eine einmalige Inhalationsnarkose mit Isofluran den IOD bei Ratten nicht veränderte, eine wiederholte Inhalation diesen aber erniedrigte.
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2.4.4.7. Körperhaltung/ Fixation
Durch starke manuelle Fixation an Kopf oder Hals kann es zu einem Druck auf die Jugularvene und folglich zu einer IOD- Erhöhung kommen (KLEIN et al., 2011; PAULI et al., 2006). Der Druck auf die Venen im Kopfbereich (Episkleralvenen) erhöht den Widerstand für den Kammerwasserabfluss (TENG et al., 2003). Auch bei Rotwangenschmuckschildkröten stieg der IOD bei Fixation im Nacken, wohingegen die Fixation der Nasenregion keinen Effekt auf den IOD hatte (DELGADO et al., 2013).
Die Körperposition bzw. die Kopfhaltung (über bzw. unter Herzniveau) hat den IOD bei Pferden signifikant beeinflusst (BROADWATER et al., 2008; KOMÁROMY et al., 2006). Bei Greifvögeln zeigten sich ähnliche Ergebnisse- diese erklärten die Autoren mit möglichen anatomischen Unterschieden des Schlemm- Kanals, der bei Vögeln deutlich weiter als bei Säugern ist (effizienterer Kammerwasserabfluss) (REUTER et al., 2011). Meeresschildkröten zeigten einen variierenden IOD je nach Körperposition (CHITTICK und HARMS, 2001).
2.4.4.8. Sonstige Faktoren
Grundsätzlich werden noch eine Reihe weiterer Faktoren diskutiert, die die IOD- Messung beeinflussen können- u.a. Übergewicht, Jahreszeit, Rasse (OFRI et al., 1999), mehrmalige Messungen (MOORE et al., 1995), Stress (PRASHAR et al., 2007) oder der Blutdruck (GLENWOOD und MACKAY, 2013).
Bei Schildkröten kann vermutlich durch Fokussierung des Messkopfes während der Messung der Bulbus leicht verformt und somit der IOD beeinflusst werden (SELLERI et al., 2012).
Der „Tonographieeffekt“ beschreibt die Erhöhung des IOD durch den Messvorgang an sich. Durch die Krafteinwirkung des Messgerätes oder durch eine fixiationsbedingte Kompression der Augenlider können die Bulbushüllen komprimiert werden und der IOD steigt kurzzeitig an. Im Folgenden kommt es zu einem erhöhten Kammerwasserabfluss und somit wiederum zu einer IOD- Erniedrigung. Je nach Dauer des Messvorgangs bzw. eingesetztem Tonometer variiert der Einfluss auf den IOD (WHITACRE und STEIN, 1993).
2.5. Messverfahren zur Erhebung des Augeninnendrucks
Der Augeninnendruck kann entweder direkt invasiv (Manometrie) oder indirekt nicht- invasiv (Tonometrie) erfasst werden. Die veraltete digitale Palpation des Auges wird heute nicht mehr zum Nachweis einer okulären Hypertension verwendet (KNIESTEDT et al., 2008), sie scheint außerdem gerade bei Vögeln und Reptilien aufgrund der Tarsi im Unterlid sowie der Skleralringe ungeeignet (KORBEL, 1995).
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In diesem Abschnitt wird die Auswahl der Tonometer auf die gängigen Tonometer in der Veterinärmedizin beschränkt.
2.5.1. Manometrie
Die Manometrie am Auge misst den tatsächlichen IOD invasiv und präzise und wird deshalb allgemein als Referenzmethode für die Erfassung des Augeninnendrucks angesehen (KNIESTEDT et al., 2008; LÖBLER et al., 2011; PETERSON et al., 1996).
Der Druck im Auge ist höher als der Luftdruck. Platziert man nun per Parazentese eine Nadel in der vorderen Augenkammer, fließt Kammerwasser aus dem Auge in ein angeschlossenes Flüssigkeitsreservoir. Die beiden Drücke (im Auge und in der Luft) wirken nun jeweils auf den anderen Flüssigkeitsspiegel und aus deren Differenz kann der gewünschte Druck kalkuliert werden. Entweder findet der Druckunterschied Ausdruck in einer Quecksilber- oder Wassersäule (Gravitationstonometrie) oder mechanisch durch die Verschiebung eines Kolbens bzw. einer Membran (elastisches Manometer) (KNIESTEDT et al., 2008; RUMBERGER, 2008).
Hauptsächlich wird die Manometrie (in vivo oder ex vivo) zur Kalibrierung von Tonometern verwendet (DELGADO et al., 2013; LÖBLER et al., 2011; REUTER et al., 2010). Im experimentellen Bereich wird sie aber auch für Reihenmessungen, pharmakologische Studien (Einfluss von Medikamenten auf den Augeninnendruck oder die Hornhaut) oder Untersuchungen von physiologischen Vorgängen (z.B. Kammerwasserdynamik) eingesetzt (ELLINGSEN und GRANT, 1971; SAEKI et al., 2008). Im klinischen Bereich wird die invasive Messung mittels Manometer nicht routinemäßig angewendet - sie birgt zu viele Verletzungsrisiken, ist recht aufwendig, und kann u.a. durch Austritt von Kammerwasser die Messergebnisse verfälschen (RUMBERGER, 2008).
2.6.2 Tonometrie
Tonometer sollen den IOD nicht- invasiv messen und benutzen hierbei die einzig zugängliche Verbindung zum Augeninneren: die Hornhaut (KNIESTEDT et al., 2008). Der Druck im Augeninneren als Folge der Hämostase wird zu allen Seiten und in alle Richtungen gleich verteilt (Prinzip von Blaire Pascal 1623-1662). Dem Messprinzip der meisten Tonometer liegt folgende Überlegung zugrunde: Die Kraft, die man an der äußeren Hornhaut anwendet spiegelt den Druck auf der Ebene des Endothels und folglich den Druck in der vorderen Augenkammer bzw. im Glaskörper wider (DE MORAES et al., 2008).
Während viele Tonometer den Druck durch eine indirekte Krafteinwirkung messen (Applanations- und Indentationstonometer), erfassen dynamische Konturtonometer den Druck direkt ohne die Hornhaut zu beeinflussen. Alle Tonometer haben Vor- und Nachteile und keines ist bisher in gleicher Weise ideal bzw. fehlerfrei für alle
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Tierarten (DE MORAES et al., 2008). In Tab. 5 wird ein Überblick über die gängigen Tonometer in der Veterinärmedizin und deren Messprinzip gegeben. Die Funktionsweise und Anwendung der beiden in dieser Dissertation verwendeten Tonometer werden unter Material und Methoden genauer erläutert.
Tab. 5: Überblick über gängige Tonometer (inklusive bisheriger Anwendung bei Reptilien) und deren Vor- und Nachteile (nach DE MORAES et al., 2008)
Tonometer Funktionsweise Anwendung bei Reptilien
Vor-/ Nachteile
ICARE TonoVet®
Reboundverfahren: aus der Rückstoßkraft der Probenspitze (ca. 2 mm) an der Hornhautoberfläche wird der IOD berechnet
LSK (SELLERI et al., 2012)
WSK (DELGADO et al., 2013; LABELLE et al., 2012)
Echsen (DI GIROLAMO, et al., 2013)
+ Kein LA erforderlich, schnell, hygienisch, einfache Hand-habung, geeignet für kleine HH- Diameter
- Beeinflusst durch Hornhaut-eigenschaften (v.a. CCT), Ab-wehrreaktion (DELGADO et al., 2013; LABELLE et al., 2012)
TonoPen®
(AVIA®, XL®, Vet®)
Applanations-Impres-sionsverfahren: der Druck im Augeninneren wird aus der Kraft berechnet, welche zur Abflachung der Hornhaut nötig ist (Imbert- Fick Gesetz)
Alligatoren (WHITTAKER et al., 1995)
LSK (SELMI et al., 2002, 2003)
WSK (CHITTICK UND HARMS, 2001)
Kaimane (ORIÁ et al., 2013)
+ lageunabhängig, auch einsetzbar bei Hornhaut-veränderungen,portabel, hygienisch
- LA benötigt, starke Abweichung in vielen Manometrieversuchen (PASSAGLIA et al., 2004), große Auftrefffläche (KORBEL, 1999)
ICARE TonoLab®
Reboundverfahren Unterschied zu TonoVet: Probenspitze filigraner (1mm)
WSK (DELGADO et al., 2013)
+ s. TonoVet, weniger durch HH- Oberflächeneigen-schaften beeinflusst (PEASE et al., 2006)
- bei Vögeln nur bei HH- Diametern < 9 mm verlässliche Werte (TANDLER, 2013), Kosten
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2.5.2.1. Messwertbeeinflussung durch Hornhauteigenschaften
Die Bedingungen am Messort- sprich die biomechanischen Eigenschaften der Hornhaut- haben einen erheblichen Einfluss auf die Messwerte. Bei der Interpretation dieser müssen diese Faktoren und gleichzeitig das verwendete Messgerät miteinbezogen werden, da die verschiedenen Tonometer unterschiedlich stark von den individuellen Hornhauteigenschaften beeinflusst werden (CHUI et al., 2008; JORGE et al., 2008; DE MORAES et al., 2008). Bei Menschen konnte eine Messwertverfälschung von bis zu 17 mmHg durch variierende Hornhaut-eigenschaften beobachtet werden (LIU und ROBERTS, 2005).
Hornhautdicke (CCT) und Hornhautrigidität- Die Hornhaut besitzt eine Eigensteifigkeit, welche abhängig von Dicke und Struktur der Hornhaut ist. Bei jedem Messvorgang- egal ob Applanations- oder Reboundverfahren- kommt es zu Gewebdeformationen an Hornhaut und Sklera, deren Ausprägung von der Viskoelastizität der Hornhaut abhängt. Je nach Elastizität bzw. Rigidität benötigt es folglich eine stärkere Kraft zum Abflachen (Applanationstonometrie) bzw. entsteht ein größerer oder kleinerer Rückprall an der Hornhautoberfläche (Reboundtonometrie) (DOMKE et al., 2006). Die CCT wird in der Regel mittels Pachymetrie gemessen (LYNCH et al., 2007; RÜFER et al., 2005).
Hornhautkrümmung- Vor allem in der Applanationstonometrie scheint die Krümmung der Hornhaut einen Einfluss auf die Messwerte zu haben: es wird vermutet, dass bei einer stärker gekrümmten Hornhaut mehr Kraft aufgewendet werden müsse, um eine gleiche Applanationsfläche zu erzeugen als bei einer flachen Hornhaut, und somit mehr Flüssigkeit verdrängt wird (WHITACRE und STEIN, 1993). Die Hornhautkrümmung wird in der Keratometrie erfasst (SHIMMYO et al., 2003).
Corneale Hysterese (CH) und Cornealer Widerstandsfaktor (CRF)- CH beschreibt die corneale Trägheit der Verformung nach Krafteinwirkung (Trägheitsgrad), welche durch einen Ocular Response Analyzer (Pneumotonometer) gemessen werden kann
Pneuma-tonometer
(Non- Contact- Tonometer)
Applanations-verfahren ohne Hornhautkontakt: das Abflachen der Hornhaut erfolgt durch einen Luftstoß (Berechnung des IOD aus Applanationskraft durch Messfühler)
+ Kontamination quasi unmöglich, keine Beein-flussung durch Hornhaut-eigenschaften (Krümmung, Rigidität etc.), geeignet für Screenings
- unzuverlässige Glaukomdiagnostik (Abwei-chung vom tatsächlichen IOD), sperrig, aufwendig, Tonographieeffekt (GÖRIG et al., 2006)
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(NESSIM et al., 2013). Augen mit hoher Hysterese brauchen länger, um nach einem Messvorgang in ihren ursprünglichen Zustand zurückzukehren, was eine höhere Rigidität impliziert und- vor allem bei mehrmaliger Hornhautberührung- die Applanationskraft und auch den Rebound beeinflussen kann (BROMAN et al., 2007). Eine andere Verformungseigenschaft der Hornhaut beschreibt der CRF, welcher aus der Hysteresekurve der CH errechnet wird, und den Gesamtwiderstand der Hornhaut beschreiben soll. CH und CRF korrelieren naturgemäß miteinander und sind zumindest beim Menschen zusätzlich mit der CCT verbunden (HAGER et al., 2007).
Die mechanischen (CCT, Rigidität, Krümmung) sowie die viskoelastischen (CH und CRF) Eigenschaften der Hornhaut beeinflussen sich außerdem gegenseitig (BROMAN et al., 2007; HAGER et al., 2007) und können zumindest beim Menschen zusätzlich je nach Alter (DAXER et al., 1998; ORTIZ et al., 2007), Geschlecht (TOMIDOKORO et al., 2007) oder Hornhautunebenheiten (MÉNAGE et al., 1994) variieren.
Bei Reptilien liegen bisher keine Untersuchungen bezüglich der genannten Hornhautparameter vor, es ist aber anzunehmen, dass durch die vom Säuger abweichende Anatomie (dünne Hornhaut, Hornhautkrümmung als Teil des Akkomodationsmechanismus) (DUKE-ELDER, 1958; WILLIAMS, 2012) und vor allem durch die erhöhte corneosklerale Rigidität aufgrund der Skleralringe (DARROW et al., 2013) Einfluss auf den Messmechanismus genommen wird.
2.5.2.2. Weitere Fehlerquellen
Kalibrierung (setting)
Die meisten Tonometer in der Veterinärmedizin sind heute vom Hersteller für eine bestimmte Tierart vorkalibriert (TANDLER, 2013). Einige Hersteller bieten in einem Gerät allerdings mehrere settings an, das ICARE TonoVet®
beispielsweise für die
Tierarten Hund und Katze (d), Pferd (h) oder unbekannte Spezies (p) (BROADWATER et al., 2007). Je nach gewähltem setting können die erzielten Messergebnisse variieren (BROADWATER et al., 2007; LABELLE et al., 2012).
Auftreffwinkel Probenspitze/ Verhältnis Probenspitze- Hornhautdiameter
PRASHAR et al. (2007) zeigten bei Hühnern, dass die Messwerte in der Reboundtonometrie je nach Auftreffwinkel der Probenspitze auf der Hornhaut variierten. Bei der Applanationstonometrie spielt außerdem der Hornhautdiameter eine Rolle: je kleiner das Auge, umso stärker die Hornhautkrümmung. Bei sehr kleinen Hornhautdurchmessern (< 9mm) kann dies dazu führen, dass die Probenspitze nicht mehr plan aufliegen kann und somit keine oder lediglich ungenaue Messwerte erzielt werden (KORBEL, 1999; TANDLER, 2013).
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2.6. Tränenfilm
Der Tränenfilm ist eine komplexe Flüssigkeitsschicht aus mukösen, lipiden und wässrigen Anteilen. Diese werden jeweils von den Becherzellen in den Tarsaldrüsen bzw. den Tränendrüsen produziert. Primäre Aufgabe des Tränenfilms ist die Befeuchtung, Reinigung und Ernährung der Hornhaut und diese durchsichtig zu halten. Zusätzlich stellt der Tränenfilm aber auch die Sauerstoffversorgung der Hornhaut (aerober Metabolismus) sicher und wirkt durch bestimmte Bestandteile, u.a. Betalysin und Lactoferrin, antibakteriell (HOLLY und LEMP, 1977). Die Tränenproduktion wird hauptsächlich durch das parasympathische System gesteuert (GRAHN und STOREY, 2004).
Auf die Anatomie des Tränenapparates und die bisherigen Kenntnisse zum Tränenfluss bei Reptilien wurde bereits unter 2.2.3 eingegangen.
2.6.1 Tränenzusammensetzung und Besonderheiten bei Reptilien
Hinsichtlich der Zusammensetzung der Tränenflüssigkeit bei Reptilien ist noch wenig bekannt. Histologische Untersuchungen von ELKAN und ZWART (1967) sowie von REESE (1915) ergaben, dass die Tränendrüsen bei Schildkröten vom tubulo- azinären Typ sind und – wie bei Säugern auch - seröses Sekret produzieren. Bei Wasserschildkröten konnte mikroskopisch außerdem ein variierender Gehalt an Muzin im Lumen der Ausführungsgänge von Tränendrüsen gefunden werden. Betreffende Autoren betonen, dass das Tränensekret bei Wasserschildkröten nicht- wie unter anderem in der Literatur beschrieben - talgartig oder ölig beschaffen ist, sondern eine rein wässrige, NaCl- haltige Flüssigkeit darstellt (ELKAN und ZWART, 1967). Bei Echsen wird das Sekret der Tränendrüsen als seromukös (PAYNE, 1994) und bei Schlangen wie bereits erwähnt als ölig beschrieben (LAWTON, 2006).
Während die Tränendrüsen ein vornehmlich wässriges Sekret produzieren, sezerniert die Hardersche Drüse mehr öliges Sekret, welches bei Schlangen dann in den subspektakulären Raum abgegeben wird. Da ölige Tränenflüssigkeit eine bessere schmierende Funktion hat als wässriges Sekret, ist die Retention der Harderschen Drüse bei Schlangen als evolutionärer Vorteil zu werten. Ein Anhaften der Hornhaut an das Innere des Spektakels wird so effektiver verhindert (LAWTON, 2006).
Laut WATANABE (1980) enthält das Tränensekret der Reptilien im Gegensatz zu Vögeln und Amphibien keinen Lipidanteil. In der Harderschen Drüse konnten bei Reptilien viele Immunzellen (Plasmazellen) nachgewiesen werden (PAYNE, 1994) – bei Vögeln ist die Hardersche Drüse mit einem ähnlich hohen Gehalt an Immunzellen als ein wichtiger Bestandteil der lokalen Immunabwehr im Kopfbereich anzusehen (MONTGOMERY und MASLIN, 1992). Bei aquatischen Reptilien ist der Tränenfilm vermutlich Teil des refraktiven Apparates (COLLIN und COLLIN, 2000, 2006).
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Bei in der Wüste lebenden ägyptischen Dornschwanzagamen (Uromastyx aegyptia) konnten auffällig große Proteoglykane im Hornhautstroma nachgewiesen werden. Die Autoren vermuten, dass diese in der trockenen Umgebung effizienter die Hydra-tation der Hornhaut aufrechterhalten (AKHTAR et al., 2013).
2.6.2 Pathophysiologie der Tränenproduktion und Symptomatik
Bei den qualitativen und quantitativen Veränderungen des Tränenfilms treten häufig ähnliche Symptome auf: u.a. Blepharospasmus, Epiphora, eine Vaskularisierung oder Pigmentierung der Hornhaut oder ulzerative Keratitiden (GRAHN und STOREY, 2004). Detailierte Erkenntnisse liegen hier zu Reptilien nicht vor, aber es ist zu erwarten, dass bei diesen eine ähnliche Symptomatik vorliegt.
Defizite der mukösen Schicht- Durch eine Insuffizienz der Becherzellen wird nicht mehr genug Muzin produziert. Die Ätiologie ist bei Hund und Katze noch weitgehend ungeklärt, es wird aber ein Zusammenhang mit chronischen entzündlichen Veränderungen im Auge vermutet. Symptome reichen von Konjunktivitis über Hornhautulzera, Keratitiden, Pigmentierung und Vaskularisierung der Hornhaut bis zu Zellinfiltrationen in die Hornhaut (CULLEN et al., 1999; MOORE und COLLIER, 1990).
Defizite der wässrigen Schicht- Immunmediierte Zerstörungen der Tränendrüsen (KASWAN et al., 1985), nicht- angelegte Tränendrüsen oder Tränengänge, eine neurogene KCS oder Suppression (medikamentös) bzw. toxische oder infektiöse Zerstörung der Tränendrüsen und –gänge können zu einer reduzierten Tränenproduktion führen (GIULIANO, 2013). Klinisch manifestiert sich diese ähnlich wie bei einer Insuffizienz der Becherzellen, zusätzlich kann vor allem bei chronischen Formen eine Degeneration der Hornhaut beobachtet werden (GIULIANO, 2013).
Defizite der lipiden Schicht- Diese kommen hauptsächlich bei älteren Hunden vor und äußern sich in einer abnormalen Sekretion der Tarsaldrüse, Auftreten von Chalazionen, degenerativen Veränderungen der Hornhaut und einer verkürzten Tränenaufrisszeit (TBUT) (GIULIANO, 2013).
2.6.3 Erkrankungen des Tränenapparates bei Reptilien
Für fast alle Reptilien fehlen Normwerte für die gängigen Tests zur Evaluierung der Tränenproduktion (WILLIAMS, 2012), deshalb finden sich in der Literatur kaum Berichte über Erkrankungen des Tränenapparates bei Reptilien. Im Kapitel 2.1 wurden Tränenapparat- assoziierte Erkrankungen (v.a. KCS) bereits erläutert.
An dieser Stelle sei noch erwähnt, dass WILLIAMS (2012) eine Dacryocystitis bei Schildkröten, Echsen und Schlangen beschreibt, obwohl bei Schildkröten kein Tränennasenkanal und auch keine Puncta lacrimalia angelegt sind (JACOBSON, 2007; MAGGS et al., 2008). Die Entzündung des Tränennasenkanals äußert sich durch Epiphora, (eitrigen) Augenausfluss und blasige Flüssigkeitsansammlungen am
Literaturübersicht
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medialen Kanthus (WILLIAMS, 2012). Bei Reptilien mit Brille resultiert eine Dacrocystitis der Harderschen Drüse wie bereits geschildert häufig in einer bullösen Spektakulopathie und ist häufig mit Aeromonas spp.- oder Pseudomonas spp. -
Infektionen verbunden (MADER, 2012; WILLIAMS, 2012). Durch eine Spaltlampenuntersuchung und die Spülung des Tränennasenkanals mit Fluoreszein bis zum Austritt aus den Nares kann die Diagnose abgesichert werden (WILLIAMS, 2012).
2.7. Messung der Tränenproduktion
Das Volumen des präcornealen Tränenfilms kann mit verschiedenen subjektiven (Skalierung der Veränderung durch den Untersucher) oder objektiven (kommerzielle, präzisere Tränentests) Mitteln erfolgen (TIFFANY, 2008). Außerdem kann die Diagnostik durch den klinischen Vorbericht, das Aussehen des Tränenfilms (Spaltlampe), die Tränenaufrisszeit (TBUT), spezielle Färbemethoden (Rosa- Bengal z.B.) oder die Überprüfung der Osmolarität der Tränen ergänzt werden (SALEH et al., 2005).
2.7.1. Schirmer- Tränen- Test (STT I)
Dieser am häufigsten eingesetzte Test erfasst das Volumen der wässrigen Phase. Die kommerziell hergestellten sterilen Papierstreifen werden am vorgefertigten abgeknickten Ende für eine Minute in das temporale Drittel des unteren Konjunktivalsacks verbracht und anschließend die Menge der Tränenflüssigkeit – sichtbar durch einen Farbumschlag- an der auf dem Streifen abgedruckten Messskala abgelesen. Der STT I wird ohne Lokalanästhesie durchgeführt und misst somit das Basalvolumen plus ein „standardisiertes“ Reflexvolumen, ausgelöst durch die Irritation des Papierstreifens. Der STT II ist die modifizierte Form und misst durch eine vorherige Applikation von LA angeblich nur das Basalvolumen, da die Irritation durch den Teststreifen entfällt (MORREALE, 2003; SALEH et al., 2005).
Der Schirmer- Tränen- Test ist aufgrund seiner Größe (5 mm Breite, 35 mm Länge) für kleine Augen ungeeignet (BARABINO et al., 2004; KERN und COLITZ, 2013), bei Exoten wurden deshalb bereits diverse Modifizierungen (z.B. halbierte Teststreifen) getestet (LANGE et al., 2012; DA SILVA Et al., 2012; WIESER et al., 2012).
2.7.2. Phenolrot- Test (PRT)
Dieser Test misst ebenfalls die wässrige Tränenphase quantitativ (MORREALE, 2003). Die Baumwollstreifen mit einem Durchmesser von 0,2 bis 0,3 mm sind mit Phenolrot, einem pH- Indikator, getränkt und haben eine vorgefertigte Falz am Ende. Dieser wird analog zum STT in den Konjunktivalsack eingehängt, verbleibt dort allerdings nur 15 Sekunden. Bei diesem Test wird kein LA benötigt. Im Alkalischen
Literaturübersicht
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verfärbt sich der Faden rot und die Tränenmenge kann anschließend an einer Schieblehre oder einem Lineal anhand der verfärbten Strecke abgelesen werden (MORREALE, 2003; SALEH et al., 2005). Dieser Test soll nur das Residualvolumen erfassen, da der Fremdkörperreiz durch die Feinheit des Fadens minimal ist (SAKAMOTO et al., 1993).
Bei (kleinen) Exoten gilt dieser Test als Mittel der Wahl, da die Messzeit kurz und der Fremdkörperreiz gering ist und auch kleine Tränenvolumina erfasst werden können (KERN und COLITZ, 2013; RAJAEI et al., 2013; WILLIAMS, 2012). Hier existieren bereits Referenzwerte für kleinere Arten wie Schwarzbüschelaffen (LANGE et al., 2012), Hamster (RAJAEI et al., 2013), Fledermäuse (BLACKWOOD et al., 2010) oder Papageienvögel (HOLT et al., 2006), jedoch noch nicht für Reptilien (KERN und COLITZ, 2013; WILLIAMS, 2012).
2.7.3. Papierspitzen (endodontic absorbent paper points- EAPP)
Diese aus hochabsorbierendem Papier hergestellten Papierspitzen standardisierter Größe (in verschiedenen Stärken erhältlich) stammen ursprünglich aus dem Dentalbereich und werden dort zur Wurzelkanaltrocknung, Applikation von Medikamenten, mikrobiologischer Probenentnahme und zur Stillung apikaler Blutungen im Alveolarraum verwendet (EDWARDS und BANDYOPADHYAY, 1981). Die 28 mm langen Papierspitzen sind relativ steif, erweichen jedoch bei Befeuchtung und sind frei von Adhäsiven (Herstellerinformation Coltène/Whaledent GmbH + Co. KG, Deutschland).
Die Testzeit beträgt hier analog zum STT eine Minute und das Tränenvolumen lässt sich anschließend durch ein vorsichtiges Andrücken des Papierstreifens auf eine Messlatte dort ablesen, da ausschließlich die befeuchtete Strecke flexibel wurde (LANGE et al., 2012, 2013). LANGE et al. (2013) setzten die EAPP bereits bei Schwarzbüschelaffen, Ziervögeln, Kleinnagern und Rotwangenschmuckschildkröten ein, da diese durch den kleinen Durchmesser leichter in einen kleinen Konjunktivalsack zu platzieren war und die Toleranz damit erheblich stieg. Aber auch bei größeren Reptilien wie Kaimanen wurde dieser Test bereits erfolgreich angewandt (ORIÁ et al., 2013).
Dieser Test findet bisher keine routinemäßige Anwendung, da u.a. keine Referenzwerte vorhanden sind, ist aber nach LANGE et al. (2013) bei Tieren mit einer Lidspaltenlänge von < 5 mm von großem diagnostischen Wert.
Material und Methoden
34
3. Material und Methoden
3.1 Zielsetzung
Das Ziel dieser Arbeit war, die Augeninnendruckmessung bei Bartagamen (Pogona
spp.) mittels zwei verschiedener Tonometer (TonoPen® und TonoVet®) zu testen. Da außerdem für die im Rahmen der Augenuntersuchung durchgeführte Tränenproduktionsmessung keine Normwerte verfügbar waren, wurden zusätzlich zwei Tränentests (TT) evaluiert. Ziele dieser Dissertation waren deshalb wie folgt:
- Untersuchung der Praktikabilität und Durchführbarkeit der Tonometer in der
Anwendung bei kleinen Echsen der Gattung Bartagame
- Die Aufstellung von Normwerten für den Augeninnendruck bei Bartagamen
(Pogona spp.)
- Die Ermittlung von Einflussfaktoren auf die Messwerte
- Die Kalibrierung der Messgeräte im Manometrieversuch an enukleierten Augen
- Die Evaluierung und der Vergleich zweier Tests zur Messung der Tränenproduktion
(der Phenolrot- Test und der EAPP- Test)
- Die Aufstellung von Normwerten für die Tränenproduktion bei Bartagamen je nach
Durchführbarkeit der beiden Tränentests
- Die Erfassung der durchschnittlichen Lidspaltenlänge bzw. Blinzelfrequenz, um
einen möglichen Zusammenhang mit der Durchführbarkeit von Tränentests bzw.
der gemessenen Tränenmenge zu untersuchen.
3.2. Klinische Versuche
3.2.1 Patientengut und Tierdaten
Für die klinischen Versuche (Tonometriemessung, Tränenproduktionsmessung) wurde jeweils dasselbe Patientengut (n= 60) verwendet. Es handelte sich hierbei in etwa gleichen Teilen um Tiere aus privater Haltung und Tiere aus Auffangstationen sowie schulischen Einrichtungen.
Die Studie enthielt zwei verschiedene Arten der Gattung Pogona; die durchschnittlichen Tierdaten aller Probanden aus dem klinischen Versuch sind in Tab. 6 dargestellt. Die relevanten erhobenen Daten zu jedem einzelnen Probanden sind im Anhang gelistet. Alter, Geschlecht, Gewicht (WEDO® Universal Wiege- und Stückzählwaage, Tragkraft 12 kg, Werner Dorsch GmbH, Dieburg) sowie Schnauzen- Schwanzlänge wurden für jeden Probanden des klinischen Versuchs erhoben, wobei das Alter herkunftsbedingt (Auffangstationen, Übernahmetiere) nicht
Material und Methoden
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bei allen Tieren bekannt war (n=44). Ergänzend wurden Tiere < 2 Jahre als juvenil und Tiere > 2 Jahre als adult kategorisiert. Das Geschlecht wurde durch die Untersuchende (ES) durch die übliche Methode der Geschlechtsbestimmung bei Echsen anhand morphologischer Merkmale (Vorhandensein von Hemipenistaschen, Femoralporen, ggf. röntgenologische Befunde wie z.B. Follikel oder Eianbildung) bestimmt (nach PELLETT und COPE, 2013). Alle Untersuchungen fanden im Frühjahr bzw. Sommer (März bis einschließlich Juli 2013) statt, um eine Beeinflussung der Werte durch eine noch bestehende oder anstehende Winterruhe auszuschließen. Die Tiere befanden sich jeweils in unterschiedlichen Reproduktionsphasen, da sich die Messungen über fünf Monate erstreckten.
Tab. 6: Anzahl und durchschnittliche Tierdaten aus dem klinischen Versuch (n=60) zur Ermittlung von Normwerten für den IOD sowie für die Tränenproduktion
ART ANZAHL
ALTER1 [MONATE]
(±SD)
MIN- MAX
GESCHLECHT
GEWICHT [KG]
(±SD)
MIN- MAX
Bartagame
(Pogona vitticeps)
56
54
(±34,925)
3-132
m = 29
f = 27
0,260 (±0,106)
0,050-0,482
Zwergbartagame
(Pogona
henrylawsonii)
4
6,5
(±2,516)
3 - 9
m= 2
f= 2
0,066
(± 0,014) 0,05-0,083
m= männlich, f= weiblich, 1 soweit Alter bekannt (n=44)
3.2.2 Feststellung der Klinischen Gesundheit
Für die Studie wurden ausschließlich klinisch gesunde und Tiere ohne sichtbare Augenerkrankungen verwendet. Zu jedem Tier wurde soweit möglich eine Anamnese (Alter, Herkunft, Partnertiere, Haltungsbedingungen, Fütterung, Vorerkrankungen einschließlich Augenerkrankungen, Hibernationsverhalten, Endoparasitenstatus) erhoben. Zur Feststellung der klinischen Gesundheit wurde jeder Proband einer Allgemeinuntersuchung unterzogen sowie eine blutchemische Untersuchung (Tiere > 100g Körpergewicht) durchgeführt und Röntgenaufnahmen angefertigt.
Material und Methoden
36
Die Allgemeinuntersuchung beinhaltete die Beurteilung des Habitus, die Adspektion der Haut, Körperöffnungen und der Maulhöhle, Beurteilung des Ernährungs-zustandes sowie die Palpation der Coelomhöhle und der Gliedmaßen (nach LAWTON, 2006). Die Beurteilung des Visus erfolgte gesondert im Rahmen der ophthalmologischen Untersuchung. Das Gewicht wurde wie oben erläutert erfasst und die Schnauzen- Schwanzlänge durch Anlegen eines Maßbandes von der Schnauzenspitze bis zum Schwanzende gemessen. Hatte der Proband keinen vollständigen Schwanz bzw. zeigte dieser stärkere Achsenabweichungen, wurde dies ebenfalls notiert.
Die Blutentnahme (Tiere > 100g) erfolgt nach Desinfektion der Hautstelle (Cutasept F® Haut- Desinfiziens, BODE Chemie GmbH, D- 22525 Hamburg) ventral am fixierten Schwanz durch Punktion der Vena coccygea ventralis im Winkel von 50- 60°. Die Kanüle (Sterican®, Einmal- Injektions- Kanüle, 0,7 x 30 mm, 22G x 1 ¼“, B. Braun Melsungen AG, D- 34209 Melsungen) wurde vorsichtig bis zur Schwanzwirbelsäule vorgeschoben, minimal aspiriert und dann die Kanüle langsam zurückgezogen; sobald Blut im Konus zu sehen war wurde weiter aspiriert (Spritze: 1ml DISPOMED® Einmalspritze (PP + PE), Dispomed Witt oHG, Am Spielacker 10 -12, D- 83571 Gelnhausen). Es wurden jeweils ca. 0,5 bis 1 ml Blut entnommen und direkt in ein Lithium- Heparinröhrchen verbracht (Li- Heparin LH/1,3®, Sarstedt Aktiengesellschaft, D- 51588 Nümbrecht). Anschließend wurden die Elektrolyte im Labor der Kleintierklinik der Tierärztlichen Hochschule durch ein Vollautomatisches Blutgas-Elektrolytsystem (Rapidlab 1260, Siemens Healthcare Diagnostics GmbH, Eschborn, Automatic Analyzer Hitachi 912, Firma Roche Diagnostics GmbH, Mannheim) und die Blutchemie mittels Cobas c 311-analyzer (Firma Roche Diagnostics GmbH, Mannheim) bestimmt. So wurden folgende Parameter untersucht: Natrium, Chlorid, anorganisches Phosphor, Gesamtcalcium, ionisiertes Calcium, Alanin-Aminotransferase (ALT), Glutamatdehydrogenase (GLDH), Alkalische Phosphatase (AP), Gesamt-Bilirubin, Aspartat-Aminotransferase (AST), Cholinesterase (CHE), Harnstoff, Harnsäure, Creatinkinase (CK), Cholesterol, Glucose (Gluc), Fructosamin (Fru), Gesamteiweiß (GE), Albumin (Alb), pH-Wert. Durch Zentrifugation einer Mikrohämatokrit-Kapillare (Kapilary Heparynowane TYP 50 (50 mm), MEDLAB®, Gdynia, Polen- 81004) in der hauseigenen Zentrifuge (14753 rpm, 2 min., Sigma 1 -14, Sigma Laborzentrifugen, D- 37520 Osterode am Harz) und anschließender Interpretation des Sediments an der zugehörigen Schablone wurde der Hämatokrit [%] bestimmt.
Anschließend erhielten alle Tiere nach vorheriger Überprüfung der Blutwerte entsprechend ihres Körpergewichts eine einmalige Infusion bestehend aus Glucose 2,5% (Glucose 5%-Infusionslösung® verdünnt mit Sterofundin® ISO-Infusionslösung, B. Braun Melsungen AG), Catosal® (Injektionslösung, Bayer vital GmbH, Leverkusen) und 200mg/ kg Calciumgluconat 10% (Injektionslösung, B. Braun
Material und Methoden
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Melsungen AG). Vitamin B12 (10mg/ kg, Vitamin B-Komplex Injektionslösung®, Serumwerk Bernburg AG) und Vitamin C (200mg/ kg, Injektionslösung, Rotexmedica GmbH, Trittau) wurden per os verabreicht.
Von jedem Patienten wurden zudem digitale Röntgenaufnahmen in zwei Ebenen (dorsoventral und latero- lateral) sowie Schädelaufnahmen in zwei Ebenen (latero- lateral rechts- und linksanliegend, dorso- ventral) via vertikalem Strahlengang angefertigt (Röntgengerät: Gierth HF 400A, high frequency diagnostic x-ray unit, GIERTH X-Ray international GmbH, Riesa, Digitizer: AGFA CR 35-x mit ID-Tablet, AGFA HealthCare GmbH, Bonn). Die Schädelaufnahmen sollten knöcherne Veränderungen der Orbita oder angrenzender Schädelknochen ausschließen sowie die Darstellung der knöchernen Skleralringe ermöglichen. Für die dorso- ventrale Ganzkörperaufnahme durften die Tiere in physiologischer Position auf der Röntgenplatte sitzen bleiben, während für alle anderen Aufnahmen eine Fixation zur adäquaten Positionierung des Tierkörpers bzw. des Schädels nötig war. Für die Ganzkörperaufnahmen wurde ein Filmfokusabstand von 60 cm, 2- 4 Milliampere-Sekunden und 42- 44 Kilovolt und für die Schädelaufnahmen 60 cm, 1-2 Milliampere-Sekunden und 40 Kilovolt gewählt.
Die Auswertung der Röntgenbilder erfolgte durch eine erfahrene Tierärztin (ES) nach einem festen Schema. Tiere mit offensichtlichen Organveränderungen bzw. akuten Erkrankungen des knöchernen Skeletts (metabolische Osteodystrophie) wurden von den Untersuchungen ausgeschlossen. Eine physiologische Follikel- bzw. Eianbildung wurde als Befund, aber nicht als Erkrankung gewertet und solche Tiere folglich in die Studie inkludiert.
3.2.3 Ophthalmologische Untersuchung
Am Tag der Einstellung wurden alle Probanden einer ophthalmologischen Untersuchung (OU) unterzogen. Der Untersuchungsgang sowie das Untersuchungsprotokoll (s. Anhang) wurde in Anlehnung an die Augenuntersuchung beim Vogel (BOHNET, 2007) erstellt. Die OU fand im gleichen klimatisierten (abgedunkelten) Untersuchungsraum (26- 28°C) statt, in welchem die Tiere untergebracht waren. Dort erfolgten auch alle weiteren Messungen.
Zuerst wurde am unfixierten Tier die Kopfhaltung in Ruhe beurteilt und nach Hinweisen auf eine Sehfeldeinschränkung bzw. einseitige Blindheit (unphysiolo-gische Kopfhaltung) überprüft. Die Visusbeurteilung erfolgte dann weiter in der Box bzw. im Terrarium, indem die Beteiligung an der Umwelt (arttypische Kopfhaltung, Augenbewegungen, Exploration der Umgebung) beobachtet wurde. Anschließend wurde die Reaktion auf rasche Annäherung (visuelle Erkennung von potentiellen Feinden, Fluchtverhalten) an das Terrarium beurteilt, wobei die stoische Art, die vielen Reptilien gemeinsam ist, diesen Test nur eingeschränkt interpretierbar
Material und Methoden
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machte. Durch Antippen des Kopfes wurde zuletzt die Reaktion auf subtile taktile Reize geprüft (Optikofazialreflex) (BOHNET, 2007).
Da die Aussagekraft der Reflexe bei Reptilien stark umstritten bzw. die Reflexantwort nicht verlässlich ist (CULLEN et al., 2000), wurden diese für die OU auf die zwei an kleinen Augen gut durchführbaren Reflexe beschränkt: Der Lidreflex wurde durch vorsichtiges Antippen des medialen Lidwinkels mit einem Wattestäbchen durchgeführt. Dieser Reflex gibt Aufschluss über die Sensorik der Augenumgebung (N. trigeminus, N. facialis) (WYNEKEN, 2007). Außerdem wurde der direkte Pupillarreflex durch die Beleuchtung des Auges mit einer fokalen Lichtquelle (SL 15®, Kowa Optimed Inc., Torrance, USA) geprüft. Wie bereits erwähnt ist der Pupillarreflex bei den Reptilien nicht konsensuell, da sich die Fasern des N. opticus im Chiasma opticum vollständig kreuzen (DEARWORTH et al., 2007; WYNEKEN, 2007) und die Verengung der Pupille aufgrund der quergestreiften Irismuskulatur willkürlich steuerbar ist (LAWTON, 2006). Um einen falsch- positiv gedeuteten konsensuellen Pupillarreflex durch Retroillumination in das Gegenauge via dem dünnen Septum zu vermeiden (BOHNET, 2007), wurde dieser Test nur mit 25% der Lichtintensität (Einstellung „1/4“) durchgeführt.
Zuletzt wurde noch der „Drohreflex“, der mehr eine erlernte Antwort auf eine Drohgebärde als einen echten Reflex darstellt, durch eine Drohgebärde mit der Hand (Abstand > 20 cm) in Richtung des betreffenden Auges durchgeführt. Dieser Test diente auch zur Feststellung der Sehfähigkeit und der Beurteilung der Lidbewegung bzw. deren Koordination (WYNEKEN, 2007). Jegliche Reaktion hierauf- Blinzeln, Kopf wegdrehen, Fluchtverhalten, Drohgebärde (Maul öffnen, Kopfnicken)- wurde notiert bzw. als vorhanden, nicht vorhanden oder verzögert eingestuft.
Anschließend erfolgte die eigentliche OU, bei welcher die Tiere in der Regel ohne Fixation in physiologischer Position sitzen bleiben durften (s. Abb. 3). Hierbei wurden wenn nötig Vorsichtsmaßnahmen getroffen (eine Hand am Tier), um eine Verletzungsgefahr durch einen plötzlich auftretenden Fluchtversuch zu vermeiden. Nur wehrhafte bzw. sehr agile Tiere wurden durch eine Hilfsperson fixiert. Eingangs wurde der erste Tränentest durchgeführt, auf diesen wird gesondert eingegangen. Zunächst wurden beide Augen per Adspektion beurteilt und die Bulbi hinsichtlich ihrer Lage, Größe und Form verglichen. Gleichzeitig wurden Hornhaut, Iris und die Pupille vergleichend betrachtet und auf offensichtliche Veränderungen (Asymmetrien, Hornhautauflagerungen, Blutungen etc.) untersucht. Die spezielle ophthalmologische Untersuchung wurde anschließend mit Hilfe einer Handspaltlampe (SL 15®, Kowa Optimed Inc., Torrance, USA) durchgeführt (s. Abb.3). Im fokalen Auflicht bzw. mit dem Spalt wurde der vordere Augenabschnitt einschließlich Hornhaut, vorderer Augenkammer, Iris, Pupille und Linse eingehend untersucht. Gleichzeitig erfolgte auch die genaue Adspektion der Augenumgebung
Material und Methoden
39
(Lider), Nickhaut, Sklera (soweit sichtbar) und des Tränenfilms, da dies ohne Vergrößerung kaum möglich war.
Eine Beurteilung des Augenhintergrundes war in dieser Studie routinemäßig nicht möglich, da mit herkömmlichen topischen Mydriatika keine Mydriasis bei Reptilien erzielt werden kann (MADER, 2012) und eine intrakamerale Injektion aufgrund der Risiken (Infektion, Verletzung okulärer Strukturen) (MAGGS et al., 2008) nicht in Frage kam. Auch eine Allgemeinanästhesie, mit der man bei Reptilien eine verlässliche Weitstellung der Pupillen erreichen kann (MILLICHAMP et al., 1983), wurde aufgrund der Narkoserisiken nicht durchgeführt. Eine Beurteilung des Fundus ohne Weitstellung war aufgrund der im Vergleich zum Augenhintergrund sehr kleinen Pupille (DARROW et al., 2013), selbst mit einer Vielzahl von Linsen (60 bis 90 D), ebenfalls nicht möglich.
Abb. 3 : Spaltlampenuntersuchung am unfixierten Tier
Im Anschluss an die Augenuntersuchung wurde die Hornhaut mit Fluoreszein angefärbt und anschließend mittels Spaltlampe auf Läsionen überprüft. Dieser Test wird routinemäßig nicht ohne Indikation (z.B. offensichtliches Hornhauttrauma) durchgeführt, sollte hier aber zum Ausschluss von ggf. bereits vor den Messungen bestehenden (Mikro)verletzungen der Hornhaut dienen. Der Fluoreszeintest wurde am Ende aller Versuche kurz vor der Entlassung wiederholt um so ein mögliches Trauma der Hornhaut durch die Messungen (Tonometrie und Tränentests) ausschließen zu können.
Material und Methoden
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Abschließend fand ein Fütterungsversuch statt, um im Zusammenhang mit den visuellen Fähigkeiten das Jagdverhalten zu beurteilen. Hierfür wurde jedes Tier einzeln in eine Faunabox gesetzt und ein mittelgroßes lebendes Heimchen dazugegeben. Aus der Entfernung wurde dann die Fokussierung der Beute (vorhanden/ nicht vorhanden/ verzögert/ nicht beurteilbar) und die zielgerichtete Futteraufnahme durch den Probanden bewertet. Dieser Test sollte Aufschluss über das binokulare räumliche Sehen (wichtig für das Greifen von bewegter Beute) geben und zur Beurteilung der Fähigkeit, Bewegungen schnell zu detektieren und dann anzuvisieren, dienen (BOHNET, 2007).
3.2.4 Tonometrieversuch
3.2.4.1 Unterbringung der Tiere
Für den Tonometrieversuch wurden alle Probanden jeweils für drei Tage in die Klinik für Heimtiere, Reptilien, Zier- und Wildvögel stationär aufgenommen. Die eigentlichen Messungen fanden erst am Folgetag der Einstellung und der Voruntersuchungen (einschließlich OU) statt, um den Probanden eine gewisse Akklimatisation zu ermöglichen und um die Umgebungsbedingungen im Terrarium (Luftfeuchte, Umgebungstemperatur) optimal einstellen zu können.
Während des gesamten Aufenthaltes wurden die Tiere jeweils in einem eigenen Terrarium (Maße [B x H x T] 60 x 40 x 55 cm bzw. 50 x 60 x 55 cm) auf einer isolierten Station gehalten und hatten freien Zugang zu Grünfutter und Wasser. Zusätzlich wurde das Futter mit Calcium-Korvimin (vier Anteile Calciumcarbonat Caesar&Loretz GmbH, Hilden + ein Anteil Korvimin® ZVT+Reptil, WDTeG, Garbsen) substituiert. Die Einrichtung des Terrariums war schlicht (Zellstoffpapier als Bodengrund) und enthielt eine Versteckmöglichkeit (Papphäuschen). Die Beleuchtung erfolgte durch Halogenspots (Crystal Sun® Halogen Spot, 75W, Namibia® Terra, D- 47906 Kempen bzw. Rubin Reflektor 40W, Rossmann GmbH, D- 30938 Burgwedel). Die zusätzliche Anbringung einer extra UV- Lampe im Terrarium führte zu einer Überhitzung des Terrariums, auf eine zusätzliche externe UV- Bestrahlung wurde daraufhin jedoch aufgrund des kurzen Zeitraumes des Aufenthaltes verzichtet. Die Beleuchtung wurde via Zeitschaltuhr (täglich von 07:45 -19:00h) geregelt. Die Temperatur im Terrarium wurde morgens und abends mit einem herkömmlichen Thermometer gemessen (Namibia Terra Terrarium Thermometer, Namibia® Terra, D-47906 Kempen) und aufgezeichnet, um eine adäquate Umgebungstemperatur zu garantieren. Durchschnittlich betrug die Temperatur morgens (ca. 9:00 h) 26- 28 °C und abends 33- 35° C, wobei punktuell unter den Halogenspots höhere Temperaturen erzielt wurden. Um Stress bzw. Rivalisierungsverhalten und damit ggf. eine Beeinflussung der Messwerte zu vermeiden, hatten die Tiere keinerlei Sichtkontakt zueinander.
Material und Methoden
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3.2.4.2 Zeitlicher Ablauf der Messungen im Tonometrieversuch
Im Tonometrieversuch sollten nicht nur generell Normwerte mittels beider Tonometer aufgestellt werden, sondern auch tageszeitliche Einflüsse, der Effekt von Lokalanästhetikum auf den IOD sowie der Einfluss einer Temperaturabsenkung untersucht werden. Hieraus ergab sich für jedes Tier folgendes Zeitschema für die Messungen während des stationären Aufenthalts:
Tag 1: Voruntersuchungen, OU (inkl. Fütterungsversuch), Akklimatisierung
Tag 2: Tagesmessungen dreimalig (morgens, mittags, abends) mit beiden Tonome-tern sowie eine zusätzliche Messung nach Applikation von LA (TonoVet®)
Tag 3: Messung des IOD nach längerem (3h) Temperaturabfall (Messungen unter-halb der Preferred Optimal Temperature Zone- POTZ) mit beiden Tonometern
3.2.4.3 Messung mit dem TonoVet®
Der TonoVet® stellte das erste verwendete Gerät zur Augeninnendruckmessung dar. Der im Folgenden geschilderte Messvorgang wurde entsprechend den Herstellerinformationen und für alle unter 3.2.4.2 genannten Messungen gleichermaßen durchgeführt.
Funktionsweise des TonoVet®- Das digitale TonoVet® misst den IOD nach dem Rückprallprinzip (Rebound), sprich der IOD wird durch die Rückprallkraft einer Probenspitze (Probentip) an der Hornhaut berechnet. Das tragbare, leichte (250g) Tonometer wird vor jeder Messung mit einer magnetischen Einmalsonde (s.o.) bestückt, welche aus stahlfreien Metall ist und an der Spitze eine pilzkappenartige Plastikabdeckung (ca. 0,9 mm im Durchmesser) trägt. Die Einmalsonde schnellt beim Messvorgang nach vorne an die Hornhaut und induziert bei einer internen Spule eine Spannungsänderung. Aus dieser wird dann der IOD berechnet und in ein digitales Signal (Anzeige des IOD in mmHg) umgewandelt (KNIESTEDT et al., 2008; KONTIOLA, 2000). Je nach Dauer des Hornhautkontaktes und nach Geschwindigkeit des Rückpralls verändert sich die Spannung und kann so den IOD kalkulieren (KONTIOLA, 2000). Das zugrundeliegende Messprinzip wurde bereits unter 2.6.2 erläutert. Der Benutzer kann bei diesem Gerät zwischen drei verschiedenen internen Kalibrierungen wählen (s.u.) (Herstellerinformation ICare Finland Oy).
Vorbereitung- Vor der Benutzung musste zunächst eine Einmalsonde in den Schaft des Gerätes eingelegt werden (Öffnung des Schaftes zeigt nach oben). Anschließend wurde der TonoVet® vertikal gehalten, um ein Herausfallen des magnetisch im Gerät fixierten Probentips zu verhindern und eingeschaltet, indem man auf den Auslöseknopf drückte. Das Gerät beinhaltet drei verschiedene Kalibrierungen (settings): „d“ (Hund und Katze), „h“ (Pferde) und „p“ (unbekannte Spezies). Für alle Untersuchungen im Rahmen der Dissertation wurde in Anlehnung
Material und Methoden
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an andere Studien, die den TonoVet® bei „undefinierten Spezies“ einsetzten, die Einstellung „d“ verwendet (DELGADO et al., 2013; REUTER, 2010).
Messvorgang- Für die Messungen mit dem TonoVet® wurden die Tiere nicht fixiert, sondern saßen frei auf einem Behandlungstisch (s. Abb. 4). Eine Hand war auch hier immer in der Nähe des Probanden, um plötzlichen Fluchtversuchen vorzubeugen. Zum Messen wurde der TonoVet® horizontal positioniert und im Abstand von ca. 4- 8 mm an die Hornhaut gehalten (s. Abb. 5). Durch Druck auf den Auslöseknopf schnellte die Probenspitze nach vorne und maß so den IOD.
Abb. 4: Messung mit dem TonoVet® am unfixierten Tier (Pog. vitticeps)
Abb. 5: Messvorgang (Reboundverfahren) TonoVet® (Pog. vitticeps)
Material und Methoden
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Das Gerät benötigt sechs gültige Einzelwerte, um hieraus intern den Endwert zu ermitteln- der niedrigste bzw. höchste Wert wird jeweils vom Gerät verworfen und der Endwert aus den verbleibenden vier Werten geräteintern gemittelt. Folglich wurde die Hornhaut für einen Messvorgang mehrmals hintereinander touchiert. Ein Signalton bestätigte sechs gültige Messungen; wichen diese allerdings signifikant voneinander ab (SD > 2,5 mmHg), wurde dies neben einem veränderten Signalton auch auf dem Display angezeigt (hochgestellter Querbalken neben dem „d“). Geringe Messwertabweichungen (SD zwischen 1,8 und 2,5 mmHg) wurden durch einen untergestellten Stich neben dem „d“ angezeigt. Es wurden ausschließlich Werte mit geringer bzw. ohne Standardabweichung und nur solche, bei denen die Hornhaut bei der Messung zentral getroffen wurde, verwendet.
3.2.4.4 Messung mit dem TonoPen®
Das TonoPen® stellte das zweite Messgerät zur Augeninnendruckmessung dar. Auch dieses Gerät wurde gemäß Herstellerhinweise, folglich also unter vorheriger LA- Applikation, (Herstellerinformation Medtronic Solan, USA- 32245) für alle unter 3.2.4.2 genannten Messungen angewandt.
Funktionsweise des TonoPen®- Dieses Gerät funktioniert nach dem Applanations-Indentationsprinzip und hat das ursprüngliche Tonometer dieser Art, das Mackay- Marck Tonometer, abgelöst (DE MORAES et al., 2008). Die drei momentan verfügbaren Modelle (TonoPen-®VET, TonoPen®XL, TonoPen®AVIA) arbeiten alle nach demselben Prinzip und unterscheiden sich jeweils nur in ihrem Design und vor allem in der Größe der Probenspitze. Für diese Studie wurde ausschließlich das TonoPen®VET verwendet. Das digitale Tonometer ist ebenfalls sehr leicht (je nach Modell 59,4 bis 71g), tragbar und batteriebetrieben. Die Probenspitze, die mit einem Einmalschutz aus Latex verkleidet wird, wird zentral und plan auf die lokal betäubte Hornhaut gedrückt bis die Fläche unter der Probenspitze (3 mm) applaniert ist. Zur Messung muss die Hornhaut mehrmals im rechten Winkel touchiert werden. Beim Applanationsvorgang kommt es zu einer Verschiebung des Messkopfes gegen die Tonometerspitze und somit zu einer Spannungsänderung. Diese wird in ein elektrisches Signal transformiert und dann an einen Single Chip Mikroprozessor weitergeleitet, der aus mehreren gültigen Messungen letztendlich den Mittelwert berechnet und anzeigt (KNIESTEDT et al., 2008; TANDLER, 2013). Alle Modelle des TonoPen® sind vom Hersteller vorkalibriert, allerdings sollte vor jedem Messvorgang eine Autokalibration durchgeführt werden (Herstellerinformation
Medtronic Solan, USA- 32245).
Vorbereitung- Vor jedem Messvorgang wurde das Gerät wie empfohlen kalibriert: hierfür wurde das Gerät mit der Probenspitze nach unten gehalten und der Startknopf kurz hintereinander zweimalig gedrückt bis ein Signalton ertönte und das Display „CAL“ anzeigte. Nach einer kurzen Wartezeit (ca. 15 Sekunden) ertönte ein
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zweites Signal und das Display zeigte „UP“ an. Nun musste das Gerät schnell nach oben gedreht werden, so dass die Probenspitze senkrecht zur Decke zeigte. Eine erfolgreiche Autokalibrierung und damit die Inbetriebnahme wurde kurz darauf mit einem „Good“ auf dem Display und einem Signalton angezeigt. Falls „bAd“ angezeigt wurde, musste dieses Procedere wiederholt werden (Herstellerinformation Medtronic Solan, Jacksonville, USA). Erst nach erfolgreicher Kalibrierung war der eigentliche Messvorgang möglich. Vor jeder Messung wurde die Probenspitze mit einer Einmal- Schutzhülle („Ocu-Film“) versehen. Diese schützte den Mikroprozessor vor Verschmutzung und mechanischer Beschädigung, verhinderte eine Keimübertragung zwischen den Patienten und stellte zudem einen Bestandteil des Messsystems dar.
Messvorgang- Initial wurde ein Tropfen Lokalanästhetikum(0.5% Proparacain-POS®, CP Pharma, Burgdorf) in beide Augen appliziert und der Proband dann für zwei Minuten in sein Behältnis zurückgesetzt. Der Proband wurde für den Messvorgang auf die linke Hand einer Hilfsperson gesetzt und von dieser mit der anderen Hand rechts und links am Kiefer fixiert ohne Druck auf die Nacken- oder Halsregion auszuüben. Während des Messvorgangs musste der TonoPen® nicht zwingend horizontal gehalten werden, da der Messvorgang lageunabhängig funktioniert. Dann wurde das Gerät am Starknopf eingeschaltet und wie ein Stift in der Hand gehalten. Wenn das Signal zur Messung (angezeigt durch „====„) ertönte, wurde die verkleidete Probenspitze im Abstand von ca. 1, 5 cm senkrecht vor die Hornhaut gehalten (s. Abb. 6) und diese mit leichtem Druck zentral angetippt. Diese Berührung wurde mehrmals wiederholt und gültige Messungen jeweils mit einem hellen Signalton akustisch bestätigt. Waren vier gültige Applanationen erfolgt, wurde dies vom Gerät durch einen finalen Signalton bestätigt und der Messwert erschien in mmHg auf dem Display.
Der Endmesswert wird beim TonoPen® aus zwei bis zehn gültigen Einzelmessungen berechnet. Gleichzeitig gibt das Display die statistische Zuverlässigkeit (Koeffizient) des Messwertes, gestaffelt in 5, 10, 20 und > 20 % an. Nach Empfehlung des Herstellers wurden ausschließlich Werte akzeptiert, die eine SD von ≤ 20% aufwiesen bzw. solche, bei denen die Hornhaut wirklich zentral getroffen wurde und kein Lidschluss während der Applanation beobachtet werden konnte. Nach Anschalten des Gerätes musste innerhalb von 15 Sekunden gemessen werden, sprich ein Applanationsvorgang erfolgt sein, sonst schaltete sich das Gerät automatisch ab (Handbuch TonoPen®, Medtronic Solan, Jacksonville, USA).
Material und Methoden
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Abb. 6: Ansatz des TonoPen® an der Hornhaut, dargestellt am unfixierten Tier
3.2.4.5 Messsequenzen
Messungen mit beiden Tonometern fanden wie unter 3.2.4.2 erläutert mehrmals (Tag 2 und Tag 3) über die Dauer des stationären Aufenthaltes statt. Bei jeder Messsequenz (morgens, mittags, abends, unter LA und unterhalb der POTZ) wurde mit beiden Tonometern jeweils drei Mal hintereinander gemessen und später der Durchschnitt dieser drei Messungen für die statistischen Berechnungen verwendet. Bei jeder Messung wurde die Reihenfolge der Augen erneut zufällig ausgewählt. Da die Messung mit dem TonoPen® ein Lokalanästhetikum benötigt, wurde diese Messung nach dem TonoVet® durchgeführt und eine Pause zwischen den beiden Messverfahren von mindestens 10 Minuten eingeräumt, um eine gegenseitige Beeinflussung der Ergebnisse durch den vorherigen Messvorgang (Tonographie-effekt) zu vermeiden.
3.2.4.5.1 Diurnale Messungen innerhalb der POTZ
Die diurnalen Messungen wurden einmalig jeweils morgens (9:00- 10:00h), mittags (13:00- 14:00h) und abends (17:00- 19:00h) durchgeführt. Für diese Messungen wurden die Tiere im Untersuchungsraum (gleichzeitig Unterbringungsraum) auf einen Behandlungstisch gesetzt (TonoVet®) bzw. in der Hand fixiert (TonoPen®). Es wurde darauf geachtet, dass hierbei die Umgebungstemperatur annähernd der POTZ entsprach: Die Probanden wurden nur für den Messvorgang aus ihren Terrarien entnommen und die Raumtemperatur wurde durch ständige Raumbeheizung auf 26 bis 28° gehalten. Zusätzlich befand sich bei jedem Messvorgang eine Wärmematte (Thermolux® Wärmeunterlage, 15 Watt, Witte + Sutor GmbH, D- 71540 Murrhardt) unter dem Tier und der Messort wurde beleuchtet. Vor der ersten Messung des
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Tages wurde zudem die Körperinnentemperatur mittels kloakal eingeführtem (ca. 2,5 cm), abgerundeten Messfühler (K-Typ®, OMEGA Engineering, Inc., Stamford, USA) sowie die Körperoberflächentemperatur mittels zentral auf den seitlichen Rumpf gerichtetem Laserthermometer (Voltcraft ® IR 260-85, Infra Red Thermometer, Messbereich 30 bis 260 ° C, Conrad Electronic SE, D- 92240), erfasst. Die Temperaturmessung sollte erstens sicherstellen, dass die Tiere ausreichend warm waren und zudem Vergleichswerte für die Messungen im Kalten (merklicher Temperaturabfall) liefern. Die Messung der Kloakaltemperatur wurde nur einmalig im Rahmen der Tagesmessungen (Messungen innerhalb der POTZ) durchgeführt, um Stress sowie die Verletzungsgefahr durch Abwehrbewegungen des Tieres (Verletzung bzw. Perforation der Kloake durch Messfühler) zu minimieren. Die Umgebungstemperatur während der Messung (Behandlungstisch) sowie die Temperatur in den Terrarien wurden dagegen repräsentativ morgens und abends jeweils vor der betreffenden Messung erfasst.
3.2.4.5.2 Messungen unter Lokalanästhetikum (TonoVet®)
Im Anschluss an die letzte Messung des Tages fand eine weitere Messung mit dem TonoVet® unter LA statt, um potentielle Einflüsse bei einer Messung nach Applikation von LA im Falle von unkooperativen oder schmerzhaften Patienten zu untersuchen. Hierfür wurde dem Probanden ca. eine halbe Stunde Erholungszeit nach der Abendmessung eingeräumt und anschließend ein Tropfen Lokalanästhetikum (0.5% Proparacain-POS®, CP Pharma, D- 31303) in beide Augen instilliert. Nach zwei Minuten Einwirkzeit wurde dann erneut der IOD gemessen, auch hier wieder ohne Fixation. Das Verhalten des Tieres nach der Instillation (Abwehrbewegungen, Hinweise auf systemische Nebenwirkungen, Unwohlsein) sowie auftretende Toleranzveränderungen wurden notiert.
3.2.4.5.3 Messungen unter Temperaturabfall
Am Folgetag wurde die abschließende Messung in kalter Umgebung durchgeführt. Hierfür wurden die Tiere vor Einschalten des Lichtes im Terrarium (ca. 7:45h) in einen Klimaschrank (Ru Med® Rubarth Apparate GmbH Klima- Prüfschränke, Typ 4201, D- 30880), welcher in einem unbeheizten Raum stand, verbracht und dort bei 20° C für drei Stunden belassen. Der vollautomatische Klimaschrank ermöglichte eine exakte und konstante Einstellung der genannten Temperatur und der Luftfeuchtigkeit (40%). Es wurden bis zu vier Tiere gleichzeitig im Schrank belassen, allerdings wiederum ohne jeglichen Sichtkontakt. Nach Ablauf der Kühlungszeit wurden wieder Kloakal- und Körperoberflächentemperatur analog zu den Messungen innerhalb der POTZ gemessen. Um ein „Aufwärmen“ der Probanden vor der letztendlichen Messung zu vermeiden, wurden die Tiere für diesen Messvorgang im
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Klimaschrank belassen. Hierbei saßen die Probanden auf einer Lage Zellstoff im Klimaschrank und der Messvorgang wurde direkt dort vorgenommen.
3.2.5. Evaluierung der Tränenproduktion
Da bisher für keinen Tränentest bei Bartagamen Normwerte vorliegen, wurden im Zuge des stationären Aufenthaltes zwei verschiedene Tests (s. Abb. 7) zur Messung der Tränenproduktion evaluiert, um Normwerte aufstellen zu können. Um eine gegenseitige Beeinflussung der beiden Tests, z.B. ein durch Hornhautirritation erhöhtes Reflexvolumen, zu vermeiden, wurden die beiden Tests jeweils zur gleichen Tageszeit (17:00 h bis 19:00h), aber an zwei verschiedenen Tagen bei allen Tieren durchgeführt. Für diesen Teil der Messungen herrschten die gleichen Umgebungsbedingungen für jeden Probanden wie für die Tonometrieversuche, sprich die Messungen fanden im Untersuchungsraum (abends bei 26- 28°C) statt.
Abb. 7. Verwendete Tränentests
(links der EAPP in Originalverpackung, mittig der PRT, rechts eine einzelne Papierspitze des EAPP zum Größenvergleich)
Beide Tests wurden jeweils beidseits nach Herstellerhinweis bzw. der EAPP- Test in Anlehnung an die Literatur durchgeführt und auch hier die Reihenfolge der Augen jedes Mal zufällig ausgewählt. Für jeden Test wurde neben dem eigentlichen Testergebnis das Toleranzverhalten (eingeteilt in gut, mäßig gut und schlecht) sowie der Zustand der Lider während der Messung (Lider offen, geschlossen, normales Blinzeln oder Blepharospasmus) notiert. Bei beiden Tests wurde jeweils ein und dieselbe Charge für alle Messungen verwendet.
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3.2.5.1 Tränenproduktionsmessung mit dem Phenolrot- Test (PRT)
Der Phenolrot- Test (Zone Quick®; Menicon, Inc., FCI Ophthalmic, USA- 02359) wurde im Zuge der initialen Augenuntersuchung an Tag 1 durchgeführt und fand ganz zu Beginn derselben statt, um eine Messwertbeeinflussung durch Aufregung oder Manipulation am Auge zu minimieren. Die Funktionsweise des Tests wurde bereits unter 2.8.2 erläutert.
Die Tiere wurden analog zur TonoPen®- Messung fixiert (siehe 3.2.4.4) und so zum Untersucher gedreht, dass man seitlich auf den Kopf des Tieres blickte. Es wurde besonders darauf geachtet, dass keine freien Beinbewegungen möglich waren, die ein Herauswischen des Tests möglich gemacht hätten. Vor der Testdurchführung wurden die beiden Baumwollfäden aus ihrer Verpackung entnommen und an der vorgefertigten Falz (3mm Länge) nochmals mit einer anatomischen Pinzette (Henry Schein Medical Austria GmbH, A-1100) stärker abgeknickt, um ein leichteres Einhängen und besseres Verbleiben im Bindehautsack zu ermöglichen. Zum Einlegen des Tests wurde dann das Unterlid vorsichtig mit einer Augenpinzette nach Gräfe (Henry Schein Medical Austria GmbH, A-1100) gefasst und so angehoben, dass der Testfaden an der vorgefertigten Falz so tief wie möglich in das temporale Drittel des unteren Bindehautsacks eingehängt werden konnte (s. Abb. 8). Hierbei wurde darauf geachtet, dass keine Berührung des Fadens oder der Pinzette mit der Hornhaut stattfand. Während der Messdauer von 15 Sekunden war es dem Probanden erlaubt frei zu blinzeln. Nach Ende der Messzeit wurde der Faden vorsichtig mit der Augenpinzette gefasst und aus dem Bindehautsack entnommen. Sollte der Testfaden während der Messung herausgefallen bzw. verrutscht sein oder zeigte der Proband zu starke Abwehrbewegungen, wurde der Test zunächst an der Gegenseite durchgeführt und dann nach frühestens 3 Minuten am betreffenden Auge wiederholt. Da dieser Test eine starke Fixierung des Patienten notwendig machte, weil zusätzlich zu den Abwehrbewegungen ein Herausfallen des Tests durch die geringe Tiefe des Bindehautsacks begünstigt wurde, wurden beide Augen kurz nacheinander und nicht gleichzeitig getestet.
Zur Interpretation des Tests wurde die gesamte rot verfärbte Strecke (ungeachtet der Falz) an einem digitalen Messschieber (Elektronische-Digital-Schieblehre 150 mm M 823-160, Brüder Mannesmann Werkzeuge, D- 42859) abgelesen und die Länge in mm inklusive beider Nachkommastellen notiert. Anschließend wurde der Test analog dazu am Gegenauge durchgeführt.
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Abb. 8: Messung der Tränenproduktion mittels Phenolrot- Test (Pog. vitticeps)
3.2.5.2 Tränenproduktionsmessung mit Endodontic Absorbent Paper Points (EAPP)
An Tag 2 des stationären Aufenthaltes wurde vor der Tonometrie- Abendmessung sowie vor der LA- Applikation der zweite Tränentest durchgeführt. Das „Grundprinzip“ dieses Tests bzw. sein eigentliches Einsatzgebiet wurde bereits unter 2.7.3. erläutert.
Von den konisch zulaufenden Papierspitzen (Roeko Paper Points; Coltène/ Whaledent GmbH + Co. KG, D- 89129) stehen von diesem Hersteller mehrere Stärken zur Verfügung, die sich nur in ihrer Breite (Durchmesser der Spitze) unterscheiden und farblich gekennzeichnet sind. Der Durchmesser der Papierspitzen reicht von 0,15 bis 0,80 mm in Intervallen von 0,05 mm und die Standardlänge beträgt 28 mm. Für diese Studie wurde, analog zum bisherigen Einsatz eines EAPP zur Tränenproduktionsmessung bei Tieren (LANGE et al., 2012, 2013), die an ihrem Ende 0,3 mm breite Papierspitze „Color- Size 30“ gewählt (s. Abb. 6) , da diese im Test mit insgesamt zwölf Wurzelkanaltrocknungs- Spitzen hinsichtlich ihrer Absorbierungsfähigkeit, den Kontrollstandards und der Standardisierbarkeit die besten Ergebnisse erzielt hatte (EDWARDS und BANDYOPADHYAY, 1981).
Die Fixierung des Probanden erfolgte analog zu der für den Phenolrot- Test, so dass eine Abwehrbewegung mit den Vorderbeinen unterbunden wurde und man im rechten Winkel auf das Auge des Probanden blicken konnte. Analog zum PRT wurde das Unterlid mittels Augenpinzette vorsichtig angehoben, der EAPP mit einer
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anatomischen Pinzette am farblich markierten Ende gefasst und mit dem konisch zulaufenden Anteil voran in das temporale Drittel des unteren Bindehautsackes verbracht, ohne die Hornhaut zu berühren. Im Gegensatz zum PRT oder auch zum Schirmer- Tränen- Test hängt dieser Test nicht im unteren Bindehautsack, sondern zeigt aufgrund seiner Eigensteifigkeit vielmehr nach oben (s. Abb. 9). Der Proband durfte während der Messzeit frei blinzeln und das Auge offen halten, wobei bei extensivem Blinzeln der Test „herausgeblinzelt“ werden konnte und der Test daraufhin analog zum PRT wiederholt wurde. Die Messzeit für diesen Test betrug in Anlehnung an die o.g. Literatur eine Minute.
Durch das Aufsaugen der Tränenflüssigkeit wurde derjenige Anteil der vorher mehr steifen Papierspitze aufgeweicht, der den flüssigen Tränenanteil erfasst hatte. So konnte durch vorsichtiges Andrücken des EAPP auf eine harte Unterlage die biegbare Strecke, welche dem aufgesaugten flüssigen Tränenvolumen entsprach, mittels digitalem Messschieber im mm (wieder mit zwei Nachkommastellen) abgelesen werden (s. Abb. 10). Das Ablesen des Tests wurde nicht nur durch die Veränderung der Eigensteifigkeit der Papierspitze, sondern auch durch einen leichten Farbumschlag (vollgesogenes Papier) ermöglicht.
Abb. 9: Messung der Tränenproduktion mit dem EAPP- Papierstreifen
(Pog. vitticeps)
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3.2.5.2 Ergänzende Parameter
Ergänzend zu den beiden Tränentests wurden in Anlehnung an LANGE et al. (2012) anatomische und physiologische Parameter für jedes Tier aufgenommen, die den Tränentest an sich bzw. dessen Durchführbarkeit oder die Verteilung der Tränenflüssigkeit beeinflussen könnten.
Blinzelfrequenz (BF)- Die Verteilung der Tränenflüssigkeit auf der Hornhaut geschieht vor allem durch Blinzeln. Die Blinzelfrequenz wiederum kann u.U. über die Tränenphysiologie (z.B. einen erhöhten Lipidanteil im Tränensekret) und dies wiederum über eventuelle „Wassersparmechanismen“ Aufschluss geben (RAJAEI et al., 2013; TROST et al., 2007). Um die BF zu evaluieren, wurde jedes Tier an Tag 2 des stationären Aufenthaltes vor der Mittagsmessung (Tonometrie) in eine eigene Faunabox verbracht und diese im Untersuchungsraum auf eine Wärmematte gestellt. Aus sicherer Entfernung (ca. 1 m) und unter Vermeidung weiterer störender Bewegung wurde nun die Blinzelfrequenz über fünf Minuten ausgezählt. Durch die überschaubare Größe der Faunabox und da sich die meisten Tiere in dieser sehr ruhig verhielten, hatte der Untersucher fast durchgehend eine uneingeschränkte Sicht auf die Augen des Probanden. Wurde der Kopf für längere Zeit weggedreht oder erfolgten Ausbruchsversuche, wurde das Procedere wiederholt bzw. in seltenen Fällen gestresste Tiere für die Auszählung der BF in ihrem Terrarium belassen.
Abb. 10: Interpretation des
EAPP- Tests Bestimmung der vollgesaug-ten Fraktion des Teststrei-fens durch leichtes An-drücken auf einem Lineal; anschließend genaue Ab-messung dieser Strecke mit einem digitalen Messschie-ber
Material und Methoden
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Lidspaltenlänge (LS)- Die Größe der Lidspalte kann die Durchführbarkeit eines Tränentests bestimmen bzw. diese einschränken (LANGE et al., 2012). Um grundsätzlich die Dimensionen der Lidspalte bei Bartagamen zu evaluieren, wurde im Rahmen der OU die Lidspaltenlänge erfasst. Hierfür wurde das Tier leicht am Kopf fixiert und mittels digitalem Messschieber (Elektronische-Digital-Schieblehre 150 mm M 823-160, Brüder Mannesmann Werkzeuge, D- 42859) die horizontale Länge der Lidspalte (gemessen vom äußeren nasalen Lidwinkel bis zum äußeren temporalen Lidwinkel) in mm- wieder auf zwei Nachkommastellen genau- abgelesen (s. Abb. 10).
3.2.6 Kalibrierung des TonoVet (Manometrie)
Da der TonoVet® nicht für Bartagamenaugen kalibriert ist, wurde parallel zu den klinischen Messungen eine Kalibrierung durchgeführt, um Rückschlüsse auf den wahren IOD zu ermöglichen. Hierbei wurde ein beliebiger Druck am enukleierten Auge manometrisch eingestellt und diese Werte (d.h. der tatsächliche Druck) stufenweise mit den jeweiligen Ergebnissen des TonoVet® verglichen. Ziel der Manometrie war folglich, die Übereinstimmung zwischen den beiden Messverfahren zu bestimmen, wobei die Manometrie die Referenzmethode darstellte.
Da sich der TonoPen® im klinischen Versuch leider als völlig ungeeignet für Bartagamen erwies und aussagekräftige Messungen in der Klinik mit diesem Gerät nahezu unmöglich erscheinen, wurde der Manometrieversuch ausschließlich mit dem TonoVet® durchgeführt.
Abb. 11: Messung der Lidspalten-
länge mittels digitalem
Messschieber (Pog.
vitticeps)
Material und Methoden
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3.2.6.1 Versuchsmaterial
Für die Manometrie wurden frisch enukleierte Augen von Bartagamen genutzt, die im Laufe des stationären Aufenthaltes oder der Routinesprechstunde bzw. im Notdienst der Klinik für Heimtiere, Reptilien, Zier- und Wildvögel euthanasiert werden mussten bzw. akut verstorben waren (s. Tab. 7). Es wurden ausschließlich Tiere verwendet, deren Todesursache in keiner Weise mit den Augen assoziiert war und deren Augen in der vorhergehenden Untersuchung befundfrei waren. So wurden vor der Enukleation alle Tiere einer Augenuntersuchung mittels Spaltlampe unterzogen, um morphologische Veränderungen ausschließen zu können, die den IOD bzw. den Messvorgang an sich beeinflusst hätten.
Tab. 7: Versuchsmaterial des Manometrieversuchs
Art
Alter [Jahre] Todesursache/
Euthanasiegrund
Anzahl verwendeter
Augen
Pogona vitticeps 6 Hgr. Hinterbeingangrän 1
Pogona vitticeps 1 Koprostase, Lungen-blutung
2
Pogona vitticeps 10 Gallenblasenstein 2
Pogona vitticeps 8 Koprostase 2
Pogona vitticeps 4 Mycobakteriose 2
Pogona vitticeps unbekannt (adult)
Gangränöse Schwanzentzündung
2
Pogona vitticeps 10 Lebertumor, Kachexie, Gicht
2
Pogona vitticeps 2 Legenot 2
Pogona vitticeps unbekannt (adult)
Kachexie, Enteritis 2
Pogona vitticeps unbekannt (adult)
MBD, Kachexie, Schwäche 2
Pogona vitticeps unbekannt (adult)
Perikarderguss, Kachexie 2
Gesamt
21
Material und Methoden
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Die Augen wurden umgehend, maximal 3 h post mortem enukleiert und anschließend für höchstens 6 Stunden in 0,9% iger NaCl- Lösung (Isotone Kochsalzlösung 0,9%, Braun Melsungen AG, D- 34212) im Kühlschrank bei 6- 8°C gelagert. Die Enukleation erfolgte über Resektion der Lider und anschließende vorsichtige Enukleation des Bulbus durch zirkumferentes Abpräparieren, wobei das Septum geschont wurde, um nicht den benachbarten Bulbus zu beschädigen.
3.2.6.2 Versuchsdurchführung
Während des gesamten Manometrieversuches wurden die Augen ständig mit 0,9% iger NaCl- Lösung (Isotone Kochsalzlösung 0,9%, Braun Melsungen AG, D- 34212) feucht gehalten und in regelmäßigen Abständen mit der Handspaltlampe auf postmortale Veränderungen bzw. Beschädigungen durch das Messgerät (Hornhautödem, Kollabieren der Hornhaut, Hornhautläsionen etc.) geprüft. Der Versuchsaufbau ist in Abb. 12 dargestellt.
Abb. 12: Versuchsaufbau zur manometrischen Kalibrierung des TonoVet®
Das enukleierte Auge wurde horizontal in einen Sockel aus Modelliermasse (Fimo® soft Indischrot 56 g, Staedtler Mars GmbH & Co. KG, D- 90427) platziert, der die
Material und Methoden
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Orbita nachempfinden sollte. Für die Messungen wurde ein geschlossenes System verwendet, welches vor Kannulation des Auges auf Dichtigkeit und Luftblasen geprüft und vor Anschluss an das Auge komplett mit 0,9% iger NaCl- Lösung gefüllt wurde. Dann wurde vorsichtig transskleral eine Kanüle (24 G, Länge 25 mm, B. Braun Melsungen AG, D- 34209) in das Auge eingestochen, die an einem offenen Dreiwegehahn (Dreiwegehahnsystem "PSU", blau, Fresenius Kabi AG, D- 61346) befestigt war. Mit dem Dreiwegehahn wurde eine Heidelberger Verlängerung (Heidelberger Verlängerung, Länge 140 cm, Braun Melsungen AG, D- 34212) verbunden, die wiederum an ein höhenverstellbares NaCl- Reservoir (Isotone Kochsalzlösung 0,9%, 250 ml, Braun Melsungen AG, D- 34212) koppelte, welches an einen Infusionsständer gehängt wurde. Der dritte Ausgang des Dreiwegehahns wurde über eine weitere Heidelberger Verlängerung (Heidelberger Verlängerung, Länge 140 cm, Braun Melsungen AG, D- 34212) mit dem Manometer (DD-890, ATP Messtechnik GmbH, D- 77955) verbunden. Das Dreiwegehahnsystem und die Schläuche in der Nähe des Auges wurden zusätzlich mit Klebeband fixiert, um bewegungsbedingte Läsionen um den Einstichkanal zu vermeiden. Das Manometer wurde vor den Untersuchungen vom Landesamt für Mess- und Eichwesen Niedersachsen überprüft und geeicht.
Am Display des Manometers konnte nun der Druck im System abgelesen und durch Höhenverstellung des NaCl- Reservoirs dieser beliebig variiert werden. Nun wurde der Druck in Schritten von jeweils 5 mmHg von 5 bis 60 mmHg erhöht und pro Druckstufe eine Wartezeit von zwei Minuten eingeräumt, damit sich der Druck im Auge verteilen konnte. Dann wurde pro Stufe der Druck mittels TonoVet® gemessen (s. Abb. 13), wobei wieder drei gültige Durchschnittswerte ermittelt wurden.
Abb. 13. Messung mit dem TonoVet® am enukleierten Bartagamenauge im Rahmen des Manometrieversuchs
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Eine Einstellung des Manometers war durch die nur relativ groben Bewegungen des NaCl- Reservoirs (Höhenverstellung am Infusionsständer) nicht immer auf exakt 5 mmHg möglich, so dass der Druck in einem Toleranzbereich von ± 0,3 mmHg pro Druckstufe eingestellt wurde. Leckagen an der Einstichstelle wurden makroskopisch nicht beobachtet, deshalb wurde auf eine routinemäßige Versiegelung mittels Sekunden- oder Gewebekleber verzichtet, um die Elastizität der Hornhaut bzw. Sklera nicht zu beeinflussen. Kleine, nicht mit dem bloßen Auge sichtbare Leckagen wurden in der Regel durch das Manometer angezeigt (Druckabfall), wurden aber durch das stetig offene System ausgeglichen.
3.2.7 Statistische Auswertung
3.2.7.1 Klinischer Versuch (Tonometrie)
Die Messwerte des Augeninnendrucks morgens, mittags und abends sowie unter Einfluss von Lokalanästhetika oder Kälte wurden als quantitative Größen anhand von Mittelwert und Standardabweichung, Minimum und Maximum sowie den Quartilen inkl. Median deskriptiv dargestellt und mittels Kolmogorov-Smirnov-Test oder bei kleinen Fallzahlen (Pogona henrylawsonii) mit dem Shapiro-Wilk-Test auf Normalverteilung geprüft. Da die Werte nicht normalverteilt waren, erfolgte die Analyse mittels nicht-parametrischer Methoden. Um Richtwerte angeben zu können, wurde daher auch der Median als zentrales Lagemaß gewählt; um die Genauigkeit der Schätzung wiederzugeben, wurden zudem das 95%-Konfidenzintervall genannt.
Die Messungen am linken und rechten Auge wurden als abhängige Beobachtungen mittels Wilcoxon-Test für Paardifferenzen miteinander verglichen. Da bei keinem der Tiere ein signifikanter Seitenunterschied nachweisbar war, wurden die Werte der beiden Seiten gemittelt und im Folgenden zusammen analysiert. So wurden die beiden hier untersuchten Arten mittels U-Test verglichen, wie auch die männlichen mit den weiblichen Tieren. Inwieweit Alter und Gewicht Einfluss auf die gemessenen Werte nahmen, wurde mittels Korrelationsanalyse nach Spearman untersucht. Die graphische Darstellung erfolgte mittels Boxplots.
Es wurde stets zweiseitig getestet und ein Signifikanzniveau von 5% zugrunde gelegt. Die statistische Auswertung der Ergebnisse des Tonometrieversuches erfolgte in Zusammenarbeit mit Medistat GmbH Kiel, unter Nutzung des Statistikprogrammes SPSS® Statistics 21 (SPSS Inc. an IBM Company, Chicago, IL).
Material und Methoden
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3.2.7.2 Messung der Tränenproduktion
Die Normalverteilung wurde durch den Kolmogorov- Smirnov Test geprüft. Da für beide Tests keine Normalverteilung vorlag, wurden rechtes und linkes Auge mit gepaartem t- Test miteinander verglichen. Zur Bestimmung von Normbereichen wurde die deskriptive Statistik (Median, 95% CI, Min- Max, für nicht- normal verteilte Werte) für alle gemessenen Tränenwerte zunächst für beide Augen einzeln und dann für beide Augen kollektiv (OU) berechnet (Microsoft Excel 2010, Microsoft Corporation, Redmond WA, USA). Für letztgenanntes Procedere wurde aus jedem Augenpaar jeweils ein Auge nach dem statistisch zulässigen Würfelprinzip randomisiert und mit diesem gerechnet. Um eine mögliche Korrelation der Tränenwerte mit den quantitativen Parametern Gewicht, Alter, Blinzelfrequenz und Lidspaltenlänge zu ermitteln, wurde eine Rangkorrelation nach Spearman gerechnet. Der Zusammenhang zwischen den Tränenwerten und qualitativen Parametern wie Geschlecht und Art wurde mit dem ungepaarten t- Test untersucht.
Um die beiden Tests hinsichtlich der Streuung ihrer Werte miteinander zu vergleichen, wurde die durchschnittliche Abweichung vom Median je Test herangezogen (gepaarter t- Test).
Für die statistische Auswertung der Tränenproduktionsmessung wurde SigmaStat 2.03 (Systat Software GmbH, Erkrath, Deutschland) verwendet.
3.2.7.3 Ergänzende Parameter
Lidspaltenlänge und Blinzelfrequenz wurden mittels deskripitiver Statistik (Mittelwert, SD, Min- Max) ausgewertet (Microsoft Excel 2010, Microsoft Corporation, Redmond WA, USA).
3.2.7.4 Manometrie (Kalibrierung des TonoVet®)
Für die Übereinstimmungsanalyse zweier Messverfahren sind unabhängige Beobachtungen erforderlich, so dass zunächst jeweils ein Auge aus den zehn Augenpaaren zufällig ausgewählt wurde. Inklusive dem einzelnen Auge wurde im Manometrieversuch so mit 11 Augen gerechnet. Für beide Verfahren, Manometer und Tonometer, wurde die deskriptive Statistik für die Messungen und die erzielten Differenzen zwischen den beiden Verfahren berechnet (Mittelwert und Standardabweichung, Minimum und Maximum sowie Quartile inkl. Median).
Da eine notwendige Bedingung für die Übereinstimmung zweier Messverfahren eine hohe Korrelation ist, wurde zunächst eine Korrelationsanalyse nach Pearson je Druckstufe durchgeführt. Dann wurde mittels t- Test für verbundene Stichproben geprüft, ob sich die beiden Verfahren signifikant in ihren Messungen unterscheiden. Veranschaulicht wurden die Ergebnisse anhand eines Streudiagramms (Scatterplot).
Material und Methoden
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Es wurde zweiseitig getestet und ein Signifikanzniveau von 5% zugrunde gelegt. Eine Alpha-Adjustierung für multiples Testen fand nicht statt, die Ergebnisse haben demnach explorativen und beschreibenden Charakter. Für die Durchführung der statistischen Berechnungen wurde wiederum IBM SPSS® Statistics 21 (SPSS Inc. an IBM Company, Chicago, IL) und BiAS für Windows, Version 10.04 (Epsilon Verlag, D- 25785) eingesetzt.
3.3 Genehmigung der Tierversuche
Die im Rahmen dieser Arbeit erfolgten Untersuchungen und invasiven Eingriffe (Blutentnahme) wurden vom Niedersächsischen Landesamt für Verbraucherschutz und Lebensmittelsicherheit als Tierversuchsvorhaben (Aktenzeichen 33.9-42502-05-13A299) genehmigt.
Ergebnisse
59
4. Ergebnisse
4.1. Klinische Allgemeingesundheit, Labor- und Röntgenuntersuchungen
Insgesamt waren 60 Tiere der Gattung Bartagame in die Studie inkludiert, wobei 56 streifenförmige Bartagamen (Pogona vitticeps) und vier Zwergbartagamen (Pogona
henrylawsonii) verwendet wurden. Die Tierdaten wurden bereits in Tab. 6 dargestellt. Anteilig beinhaltete die Studie 48 adulte (> 2 Jahre) und 8 juvenile Tiere. Keiner der Probanden befand sich zum Zeitpunkt der Untersuchungen in der Hibernationsphase oder in Vorbereitung auf diese.
Im Rahmen der Studie wurden drei Tiere mit akutem Krankheitsgeschehen vorgestellt (Tumorverdacht, Kachexie, akute metabolische Knochendystrophie), welche nach Erhebung dieser Befunde in der Allgemeinuntersuchung bzw. in der Röntgenuntersuchung aus der Studie ausgeschlossen wurden. Alle weiteren inkludierten Tiere waren in der Allgemeinuntersuchung frei von klinisch relevanten Erkrankungen.
Bei 11 der 60 Tiere (18,33%) war der Ernährungszustand (EZ) als gut bis sehr gut einzustufen. Bei 3 Bartagamen (5%) waren Eier palpierbar bzw. röntgenologisch darstellbar; diese Tiere befanden sich nicht in der akuten Legephase bzw. hatten noch keine Grabeaktivität gezeigt. Bei 6 Tieren (10%) konnte zum Zeitpunkt der Untersuchung eine Follikelanbildung nachgewiesen werden. 5 Bartagamen (8,33%) waren Farbzuchten (Leatherback bzw. Hypo Trans oder Hybride aus diesen).
Der Großteil der Tiere hatte einen kompletten Schwanz ohne Achsenabweichungen (n= 40, 66,66%). 14 Bartagamen (23,33 %) zeigten einen Verlust des caudalen Schwanzendes in unterschiedlicher Ausprägung, eine Achsenabweichung lag bei 6 Tieren vor (10,00%). Eines der letztgenannten Tiere wies eine angeborene Schwanzanomalie (Weichteileinschnürung, partielle Fusionierung der Schwanz-wirbel) auf.
Bei einem geringen Teil der Probanden (n=7, 11,66%) war keine Blutentnahme möglich, da diese weniger als 100g wogen bzw. in einem Fall die o.g. Schwanzanomalie dazu führte, dass kein Blut aus der ventralen Schwanzvene genommen werden konnte. Bei allen anderen Tiere zeigte die Blutchemie keine (n=15, 28,30 %) bzw. nur ganz ggr. Abweichungen (n= 38, 71,69%).
Die röntgenologische Untersuchung ergab bei dem größten Teil der Tiere keine abweichenden Befunde. Eine Ei- bzw. Follikelanbildung wurde als radiologischer Befund, aber nicht als Erkrankung eingestuft. Bei den Schädelröntgenaufnahmen waren bei allen Probanden in den latero- lateralen Projektionen die Skleralringe darstellbar (s. Abb. 14). Bezüglich des Schädels konnten ansonsten keine relevanten, die Orbita betreffenden Befunde erhoben werden.
Ergebnisse
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Abb. 14: Linksanliegende Schädelaufnahme, latero- laterale Projektion, Schädel um ca. 45° verkippt. Pfeil: Skleralring des linken Bulbus
4.2 Augenuntersuchung
Die Adnexen, die Hornhaut bzw. Sklera und das gesamte vordere Augensegment konnten mittels Spaltlampe bei allen Tieren gut dargestellt werden. Die Augenuntersuchung wurde von allen Probanden gut toleriert und konnte in der Regel ohne Fixation durchgeführt werden. Lediglich die Applikation des Fluoreszeins erforderte eine leichte Fixation des Kopfes. Wie bereits geschildert war eine Fundusbeurteilung nicht möglich.
Alle in diese Studie inkludierten Tiere waren frei von Erkrankungen des vorderen Augensegmentes und zeigten ein unauffälliges Sehvermögen. Die einzigen abweichenden Befunde betrafen die Lider: Bei 26 Tieren schien das Unterlid beidseits ggr. herabzuhängen (43,3%), wobei dies nur schwach und ohne gleichzeitige Drehung ausgeprägt war. Deshalb wurden diese Befunde nicht als Ektropium, sondern als Makroblepharon eingestuft (s. Abb. 15). Hier war im Gegensatz zu den anderen Probanden jeweils ein Teil der Sklera sichtbar. Betreffende Probanden waren alle über 4 Jahre alt. Bei je einem Tier (n=1, 1,66%) konnte außerdem eine einseitige Hyperpigmentierung des Unterlides, ein Substanzverlust am Unterlid (s. Abb. 16) und eine kleine Zubildung, ebenfalls am Unterlid, festgestellt werden. Letzt genannte Befunde beeinträchtigten das Sehvermögen bzw. die inneren Strukturen des Auges nicht, führten in einzelnen Fällen aber zum Ausschluss von der Messung der Tränenproduktion.
Ergebnisse
61
Bei den Farbzuchten waren die Lider deutlich prominenter und die Iris durchweg dunkelbraun gefärbt (s. Abb. 17). Die Ergebnisse und das zugehörige Beurteilungsschema der einzelnen Tests im Rahmen der OU sind in Tab. 8 dargestellt. Die Augen der Zwergbartagamen unterschieden sich von denen der Bartagamen lediglich in ihrer Größe, nicht aber in ihrer Morphologie.
Abb. 15: Herabhängendes
Lid bei Pog. vitticeps (männlich, 10 Jahre alt), eingestuft als Makroblepharon, da keine gleichzeitige Drehung des Unterlids vorhanden. Teile der Sklera sind sichtbar (Pfeil)
Abb. 16: Einseitiger partieller Lidrandverlust (Pog. vitticeps)
Abb. 17: Hypo Trans Farbform mit deutlich wulstigen und stachellosen Lidern und auffallend dunkler Iris (Pog. vitticeps)
Ergebnisse
62
Tab. 8: Ergebnisse der Tests im Rahmen der Augenuntersuchung (n= 60 Tiere)
Test Bewertungsschlüssel n
Lidreflex OD vorhanden 59
nicht vorhanden 1
Lidreflex OS vorhanden 59
nicht vorhanden 1
Direkter Pupillarreflex OD
< 3 Sekunden (prompt) 20
> 3 Sekunden* (verzögert) 3
nicht vorhanden° 37
Direkter Pupillarreflex OS
< 3 Sekunden (prompt) 31
> 3 Sekunden* (verzögert) 3
nicht vorhanden° 26
°davon Pupillarreflex einseitig abwesend 16
*davon Pupillarreflex einseitig verzögert 6
Teilnahme an Umwelt vorhanden 60
nicht vorhanden 0
Reaktion auf taktile Reize
vorhanden 38
nicht vorhanden 17
verzögert 5
Reaktion auf rasche Annäherung
vorhanden 51
nicht vorhanden 4
verzögert 5
Fütterungsversuch (Anvisieren und Greifen der Beute)
prompt 50
verzögert 6
nicht erfolgt 4
Kopfhaltung physiologisch 60
abnormal 0
Fluoreszeintest* positiv 0
negativ 60
* Fluoreszeintest (sowohl vorher als auch nachher), OD= rechtes Auge, OS= linkes Auge
Ergebnisse
63
Im Rahmen der Augenuntersuchung wurde außerdem die Irisfarbe der einzelnen Probanden erfasst, um ggf. eine Geschlechtsassoziation nachzuweisen. Es konnte kein Zusammenhang von Geschlecht und Irisfarbe gefunden werden (p= 0,901).
4.3 Messungen mit dem Tonovet®
Bei allen 60 Probanden konnten die geplanten Messungen mit dem TonoVet® durchgeführt und pro Messvorgang die benötigten drei gültigen Messwerte erzielt werden. Auch bei sehr kleinen Hornhautdurchmessern (Pogona henrylawsonii, Jungtiere) war die Anwendung des TonoVet® problemlos möglich.
Der Messvorgang wurde von allen Probanden gut toleriert. Nur in einzelnen Fällen war eine Fixation nötig, wobei die Tiere hier lediglich am Weglaufen gehindert werden mussten; in diesen Fällen reichte eine Bewegungseinschränkung mit einer Hand aus. Bei 12 Tieren (20%) konnte allerdings eine deutliche Toleranzänderung im Laufe der wiederholten Messungen beobachtet werden, diese reagierten zunehmend mit Lidschluss und Abwehrverhalten auf den Messvorgang. Die Messungen konnten in diesen Fällen aber trotzdem ungehindert durchgeführt werden.
Auffallend war, dass bei nahezu allen Tieren ein mehr oder weniger starker Rückprall des Kopfes bei Berührung der Hornhaut durch den Messkopf zu beobachten war. Direkt nach Zurückschleudern des Kopfes wurde dieser wieder in physiologische Position gebracht und die darauffolgende Messung unverändert gut toleriert. Nach dem Rückprall des Kopfes wurden keine Hinweise von Unwohlsein wie beispielsweise Blepharospasmus, Fluchtversuche oder Abwehrreaktionen beobachtet.
4.4 Messungen mit dem TonoPen®
Es war nicht möglich, auswertbare Messergebnisse mit dem TonoPen® zu erzielen. Selbst unter der vom Hersteller empfohlenen Anwendung von Lokalanästhetikum und mit starker Fixierung des Kopfes wurde die Berührung der Hornhaut durch die relativ große Probenspitze (s. Abb.18) nicht toleriert. Ein Großteil der Tiere reagierte bereits bei Annäherung des Messgerätes an die Hornhaut mit starken Abwehrbewegungen oder einem dauerhaften Lidschluss. Am häufigsten jedoch konnte der Applanationsvorgang an sich nicht durchgeführt werden, da bei der ersten Berührung der Hornhaut mit dem verhältnismäßig großen Messkopf eine starke Abwehr bzw. ein dauerhafter Lidschluss erfolgte. So konnte nicht adäquat Kraft auf die Hornhaut ausgewirkt werden. Auch die starke Fixation, die notwendig war, um die Hornhaut im richtigen Winkel zu treffen und um Verletzungen durch ruckartige Abwehrbewegungen zu vermeiden, wurde durch einen Großteil der Tiere schlecht toleriert.
Ergebnisse
64
Bei den Zwergbartagamen bzw. bei Jungtieren konnte das Messgerät von vornherein nicht richtig angesetzt werden, da der Messkopf annähernd die Größe der gesamten Lidspalte hatte.
Abb. 18: Relation Messkopf TonoPen® zu Hornhautoberfläche bei einer
Bartagame (Pog. vitticeps)
4.5. Messsequenzen Tonometrie
Es konnte bei keiner der Messungen ein signifikanter Unterschied zwischen rechtem und linken Auge nachgewiesen werden (p> 0,05), deshalb wurden alle Ergebnisse der unterschiedlichen Messungen des linken und rechten Auges auch zusammen berechnet und werden hier aus Gründen der Praktikabilität in IOD OU (IOD beidseits) angegeben.
Es konnte ein signifikanter Unterschied zwischen den beiden Arten festgestellt werden (p= 0,023), wobei der durchschnittliche IOD bei den vier Zwergbartagamen höher lag (s. Tab. 9). Aufgrund der unzureichenden statistischen Teststärke bei dieser geringen Fallzahl wurden alle zusätzlichen Berechnungen (Einfluss von Tageszeit, Geschlecht, Alter, Körpergewicht, LA, Temperaturabfall) nur mit den Bartagamen (Pogona vitticeps, n=56) durchgeführt.
4.5.1. Diurnale Messungen
Die Messergebnisse der Tagesverlaufsmessungen waren nicht normal verteilt (p< 0,05). Die Ergebnisse der diurnalen Messungen inklusive des Tagesdurchschnitts für beide Arten sind in Tab. 9 dargestellt.
Ergebnisse
65
Insgesamt zeigten sich signifikant höhere IOD Werte am Morgen (p< 0,001). In Abb. 19 ist die Verteilung der durchschnittlichen Tageswerte graphisch gegenübergestellt.
Obwohl es signifikante Unterschiede zwischen den diurnalen Messwerten gab, wurde aus Gründen der Praktikabilität auch ein Tagesdurchschnitt aus allen drei Tageszeiten berechnet. Die Mediane unterscheiden sich statistisch ausschließlich im Nachkommastellenbereich (s. Tab. 9), welcher durch das Messgerät nicht auf dem Display angezeigt wird.
Tab. 9: Ergebnisse der diurnalen Messungen (Tagesverlauf), n=60
IOD OU Min- Max [mmHg]
Median [mmHg]
CI 95% [mmHg]
Po
go
na
vit
tic
ep
s (
n=
56)
Tagesdurchschnitt 4,89 – 7,72 6,16 5,61 - 6,44
morgens 5,00 – 8,17 6,50 6,17 – 6,83
mittags 4,50 – 7,67 6,08 5,83 - 6,33
abends 3,5 – 7,83 6,17 6,00- 6,50
Po
go
na
he
nry
lws
on
ii (
n=
4)
Tagesdurchschnitt 6,22- 7,94 7,11 *
morgens 6,33- 8,50 7,16 *
mittags 6,00- 8,00 7,41 *
abends 6,33- 7,33 6,83 *
* aufgrund der kleinen Fallzahl (n=4) ist das Konfidenzintervall als zentrales Lagemaß nicht zu berechnen
Ergebnisse
66
Abb. 19: Verteilung der durchschnittlichen Tageswerte (Pog.vitticeps) im Boxplot
Dargestellt sind die signifikant höheren Messergebnisse für den Morgen. Obere und untere Linie geben je den Min- Max Bereich an, das Rechteck beinhaltet das untere Quartil (unterhalb schwarzen Linie), den Median (schwarze Linie) sowie das obere Quartil. Bei den Abendmessungen finden sich vereinzelt sog. Ausreißer (Punkte).
4.5.1. Messungen unter Lokalanästhesie
Der durchschnittliche IOD OU nach Applikation von Lokalanästhesie betrug 6,33 (CI 95%: 6,00- 6,50) mmHg.
Die Gabe von LA hatte keinen signifikanten Effekt auf den IOD (p= 0,799). Als Stichprobe wurde der Wert der Abendmessung herangezogen, da die Messung unter LA zeitnah zu dieser durchgeführt wurde und so ein tageszeitlicher Einfluss ausgeschlossen werden konnte.
Die Applikation war ohne Fixation möglich, da die Tiere ruhig in der Box sitzen blieben und so von oben einen Tropfen in die Lidspalte appliziert werden konnte. Es konnte allgemein eine deutliche Toleranzsteigerung mit Lokalanästhetikum beobachtet werden. Der bei einigen Tieren erfolgte Rückprall des Kopfes war merklich reduziert, es erfolgte kein Lidschluss zwischen den einzelnen Hornhautberührungen und die Tiere blieben ruhiger sitzen.
10 Tiere (16,66 %) zeigten eine deutliche sofortige Irritation (Kopfschütteln, Weglaufen, Blepharospasmus) auf die LA- Gabe, zwei Tiere (3,33%) reagierten mit Tachypnoe bzw. deutlicher Mattheit. Nach Ablauf der Einwirkzeit (2 Min.) wiesen aber alle Tiere wieder ein normales Verhalten auf.
Ergebnisse
67
4.5.2. Messungen unter Temperaturabfall
4.5.2.1 Temperaturaufzeichnung
Der Messzeitpunkt konnte morgens durch den Klinikablauf ggr. variieren (von 9:00- 10:00h), und die Terrarien unterschieden sich je nach Tiergröße und Unterbringungskapazitäten, deshalb waren diese zum Zeitpunkt der ersten Messung unterschiedlich stark „aufgeheizt“. In den Terrarien wurden so morgens durchschnittliche Werte von 26-33°C (29,0±2,52°C) erreicht, gemessen kurz vor Herausnahme des Tieres. Abends wurden in den Terrarien Temperaturen von 29-35 °C (31,89±2,79°C) erfasst. Die Temperatur im Untersuchungsraum am Ort der Versuchsdurchführung lag durchschnittlich bei 26 bis 29°C (26,91±0,88°C). Die Körperoberflächentemperatur betrug bei den Messungen innerhalb der POTZ 24,7- 34,3 °C (30,17±2,56°C), die Kloakaltemperatur 25,1-36,5 °C (29.35±2,60°C).
Alle Messungen unter Temperaturabfall wurden bei 20° C Umgebungstemperatur durchgeführt. Die Körperoberflächentemperatur betrug hier kurz vor der Messung 20,5-27,3 °C (24,10±1,28°C) und die Kloakaltemperatur 20,4-28,6 °C (24,09±1,54°C). Der Temperaturunterschied im Vergleich zu den Messungen innerhalb der POTZ betrug folglich an der Körperoberfläche 1,6-14,9 °C (6,16±2,76°C) und kloakal 1,6-11,3 °C (5,30±2,54°C).
4.5.2.2 Einfluss der Temperaturabsenkung auf den IOD
Der durchschnittliche IOD OU unter Temperaturabfall lag bei 6, 54 (CI 95%: 6,17- 6,67) mmHg.
Die IOD- Messungen nach Temperaturabsenkung fanden aufgrund der Akklimatisierungszeit von drei Stunden zwischen 11:30h und 12:00h statt. Deshalb war die Wahl der Stichprobe für den Vergleich mit den Messwerten innerhalb der POTZ schwieriger als bei der Berechnung des Effekts von LA auf den IOD, wofür jeweils die unmittelbar vorhergehende Abendmessung als statistische Vergleichsgröße (Stichprobe) herangezogen wurde. Es wurden nun zunächst die Morgenwerte als Stichprobe ausgewählt: hier wurde kein Unterschied zu den Messwerten unter Temperaturabfall gefunden (p= 0,402).
Beschränkt auf den Aspekt der Temperatur ist der Vergleich mit den Mittagswerten aussagekräftiger, da hier sowohl Terrarien als auch die Probanden vollständig aufgewärmt waren. Deshalb wurden zusätzlich die Mittagswerte mit den IOD- Werten unterhalb der POTZ verglichen. Hier fand sich ein signifikanter Unterschied (p< 0,001), wobei der IOD bei 22° C Umgebungstemperatur höher war als innerhalb der Optimaltemperatur. Auch verglichen mit den Tagesdurchschnittswerten zeigte sich ein signifikant höherer IOD bei Temperaturabfall (p= 0,006) (s. Boxplot Abb. 20).
Ergebnisse
68
Abb. 20: Verteilung der Werte unterhalb und innerhalb der POTZ (OU mean= Tagesdurchschnitt) bei Pogona vitticeps
4.5.3 Einflussfaktoren auf den IOD
Verschiedene Einflussfaktoren auf den IOD wurden untersucht. Da sich die IOD- Werte der verschiedenen Tageszeiten statistisch signifikant unterschieden, mussten diese Zusammenhänge gesondert für jeden Tageszeitpunkt untersucht werden.
Geschlechtseinfluss
Es konnte zu keinem Zeitpunkt ein Unterschied zwischen männlichen und weiblichen Tieren festgestellt werden (p> 0,197).
Körpergewicht
Auch hinsichtlich des Körpergewichts gab es keinen Einfluss auf den IOD (p> 0,083).
Alter
Das Alter korrelierte lediglich schwach negativ und nur mit dem IOD abends (r = - 0,379, p= 0,016), wobei die Korrelation hier, ersichtlich am niedrigen Korrelationskoeffizienten, nicht klinisch relevant zu sein scheint.
Körperlänge (S-S)
Da mehrere Probanden einen inkompletten Schwanz (23,33%) bzw. eine Achsenabweichung des Schwanzes (10%) aufwiesen und die Repräsentativität dieses Parameters bei in menschlicher Obhut gehaltenen Echsen fraglich ist, wurde dieser Parameter von den Berechnungen ausgeschlossen.
Ergebnisse
69
4.6 Messung der Tränenproduktion
Die Tränenproduktion konnte mit beiden Tränentests bei nahezu allen Probanden gemessen werden. In Tab. 10 sind die Messergebnisse beider Tränentests gegenübergestellt.
Tab.10: Gegenüberstellung der Messergebnisse beider Tränentests (Pogona
vitticeps und Pogona henrylawsonii)
Tränentest
Median [mm]
CI 95% [mm]
Min.- Max. [mm]
Phenolrot- Test
(n=58)
OD 9,03 8,75 - 11,04 2,98 - 20,02
OS 10,00 8,76- 10,85 3,58 - 20,01
OU 9,19 8,73 - 10,90 3,12 - 20,02
EAPP Test
(n=59)
OD 4,28 4,34 - 5,34 1,92 - 11,03
OS 4,55 4,44 - 5,18 2,06 - 9,13
OU 4,20 4,25 - 5,00 1,92 -9,13
OD= rechtes Auge, OS= linkes Auge, OU= kollektiv
4.6.1 Phenolrot- Test
Der Phenolrotfaden wurde in der Regel gut toleriert. Der Test konnte bei allen Probanden durchgeführt werden, außer bei einem Tier mit einseitigem Lidrandverlust (vgl. Abb. 16) sowie einer Zwergbartagame (50 g KGW), bei welcher das Einhängen des Fadens aufgrund des zu kleinen Bindehautsacks nicht möglich war. Der Farbumschlag war ansonsten bei allen Probanden deutlich genug, um die befeuchtete Strecke mühelos ablesen zu können.
Es konnte kein Unterschied zwischen rechtem und linkem Auge nachgewiesen werden (p= 0,960) Die beiden Arten unterschieden sich nicht hinsichtlich der gemessenen Tränenproduktion (p=0,169). Die Ergebnisse des PRT sind in Tab. 10 angegeben.
Problematisch war allerdings das Einlegen des Tests in den verhältnismäßig flachen Bindehautsack, welcher das Einhängen des Fadens bis zum vorgefertigten Knick
Ergebnisse
70
oftmals erschwerte. Viele Tiere tolerierten das Fassen des Lids bis zur richtigen Platzierung des Tests weniger gut als den Test selbst.
Während der 15 Sekunden Testzeit hielten die Probanden die Augen geschlossen, Blinzeln oder Blepharospasmus konnte nicht beobachtet werden. Es war eine relativ starke Fixation der Vorderbeine notwendig, da in den Vorversuchen bei wehrhaften Tieren oftmals ein Herauswischen des verhältnismäßig langen Fadens erfolgte. In der abschließenden Augenuntersuchung konnten keine Schäden durch das Greifen der Lider bzw. Läsionen an der Hornhaut durch den Faden selbst nachgewiesen werden.
Bei diesem Test konnte ein Unterschied zwischen männlichen und weiblichen Tieren festgestellt werden (p=0,007). Das Körpergewicht hatte keinen Einfluss auf die gemessene Tränenmenge (p= 0,185), gleiches gilt für das Alter (p=0,657).
4.6.2 Endodontic Absorbent Paper Points
Dieser Test konnte bei allen Probanden- auch bei kleinen Tieren (Zwergbartagamen, Jungtieren)- durchgeführt werden, außer bei dem o.g. Tier mit einseitigem Lidrandverlust, da das Lid hier nicht richtig zu fassen war. Die befeuchtete Strecke ließ sich mühelos ablesen, wenn man den Test direkt nach der Testdurchführung auf die planare Fläche eines Lineals drückte. Der Papierstreifen erlangte jedoch relativ schnell nach Entnahme aus dem Bindehautsack wieder seine ursprüngliche Rigidität, so dass für ein eindeutiges Testergebnis ein zügiges Andrücken erfolgen musste. Rechtes und linkes Auge unterschieden sich bei diesem Test nicht (p= 0,968) und es konnte ebenfalls kein Artunterschied festgestellt werden (p= 0,679). Auch hier erfolgte die Auswahl der Augen für die deskriptive Statistik nach einem Zufallsverfahren. Die Ergebnisse des EAPP- Tests sind in Tab. 10 dargestellt.
Die richtige Platzierung im lateralen Drittel des Bindehautsackes war deutlich einfacher und zügiger möglich als beim Phenolrot- Test. Da der Test bis auf den Boden des Bindehautsackes geschoben und das Unterlid weit aufgehalten wurde, fand in der Regel keine Berührung der Hornhaut und daraus resultierende Irritation statt. Der Streifen verlor beim ersten Kontakt mit dem Tränensee seine Eigenrigidität, so dass keine Reizung der Hornhaut durch Berührung stattfand. Extensives Blinzeln wurde während der Messzeit nicht beobachtet.
Problematisch gestaltete sich allerdings das Verbleiben des Streifens an der ursprünglichen Stelle während der Messzeit (1 Min.). Obwohl der Großteil der Tiere die Lider während des Tests geschlossen hielt, kippte der Test in vielen Fällen nach nasal weg (s. Abb. 21) und musste vorsichtig mittels Pinzette korrigiert werden. Bei 10 Tieren (16,94%) war keine Korrektur möglich (starke Abwehrversuche, Irritation) bzw. verkippte der Test so stark, dass eine Wiederholung notwendig war.
Ergebnisse
71
Das Geschlecht hatte beim EAPP Test keinen Einfluss auf das Testergebnis (p= 0,119). Auch gab es keinen eindeutigen Zusammenhang zwischen Tränenwert und Körpergewicht (r= -0,103, p= 0,431). Das Alter hatte ebenfalls keinen relevanten Einfluss auf die gemessene Tränenmenge (r= -0,032, p= 0,837).
Abb. 21: Nach nasal verkippter EAPP- Test (der Testsstreifen befindet sich nicht mehr im temporalen Drittel der Lidspalte)
4.63 Güte der Tests zur Messung der Tränenproduktion
Ein direkter Vergleich beider Messverfahren im Sinne einer Wertung der Verfahren (Messgenauigkeit) war nicht möglich.
Jeder Test wurde aber auf seine Variabilität (Schwankungsbreite) untersucht. Hierfür wurde die Streuung der jeweiligen Messwerte verglichen, indem pro Test die durchschnittliche Abweichung dieser vom Median herangezogen wurde (gepaarter t- Test). Die relative Abweichung der einzelnen Werte bezogen auf den Median unterschied sich hierbei signifikant (p= 0,02).
Während beim PRT die durchschnittliche Abweichung im Verhältnis zum Mittelwert bei 27% lag, wichen die Werte beim EAPP in Beziehung zum Mittelwert durchschnittlich nur um 19,5% ab.
Ergebnisse
72
4.6.4 Ergänzende Parameter
4.6.4.1 Blinzelfrequenz
Bei allen Probanden konnte die Blinzelfrequenz ohne Fixierung ausgezählt werden. Über den gewählten Zeitraum von fünf Minuten war die mittlere Blinzelfrequenz 3,41(±2,34) und reichte von 0- 13. Es konnte kein Geschlechtsunterschied festgestellt werden (p= 0,655). Die Blinzelfrequenz korrelierte bei beiden Tests nicht mit der gemessenen Tränenmenge (PRT p= 0,758; EAPP p= 0,810).
4.6.4.2 Lidspaltenlänge
Die Lidspaltenlänge konnte bei 59 Probanden unter Fixation ausgemessen werden. Das Tier mit einseitigem partiellen Lidrandverlust (s. Abb. 16) wurde ausgeschlossen. Die Lidspaltenlänge reichte von 1,99 bis 8,88 mm mit einer mittleren Länge von 5,74 (±1,28). Die Lidspaltenlänge beeinflusste das Testergebnis des EAPP Tests nicht (p= 0,6903), während beim Phenolrot- Test ein schwacher bis mäßig positiver Zusammenhang zwischen Lidspaltenlänge und gemessenem Tränenwert nachgewiesen werden konnte (r= 0,323, p= 0,014).
4.7 Kalibrierung des TonoVet®
Die Manometrie konnte bei allen 21 Augen durchgeführt werden, ohne dass makroskopisch Leckagen beobachtet werden konnten. Erst ab dem Druckbereich von > 60 mmHg wurden regelmäßig Leckagen durch das Manometer (Druckabfall) bzw. das offene System (Tröpfeln in der Tropfkammer) angezeigt. Die regelmäßige Überprüfung der Augen mittels Spaltlampe ergab keine signifikanten postmortalen Veränderungen über die Dauer der Manometrie (ca. ¾ Stunde). Über den gesamte Druckbereich (5- 60 mmHg) unterschieden sich die Messwerte des Tonometers signifikant von denen des Manometers (p<0001), wobei das Tonometer durchgehend niedrigere Werte als den manometrisch vorgegebenen Druck anzeigte (s. Tab. 11). In der graphischen Darstellung der manometrisch und tonometrisch gemessenen Werte im Streudiagramm (Scatterplot) wird deutlich, dass das Tonometer den manometrisch vorgegebenen Druck kontinuierlich unterschätzte. Hier wurden die Messwerte der beiden Verfahren gegeneinander aufgetragen, wobei jedes Werte-paar einen Punkt im Koordinatensystem darstellt (Abb. 22).
Ergebnisse
73
In Tab. 11 sind die Ergebnisse (durchschnittlich angezeigte Druckwerte durch Manometer bzw. Tonometer) der beiden Messverfahren pro Druckstufe einander gegenübergestellt. Tab. 11: Gegenüberstellung beider Messverfahren pro Druckstufe (n= 11 Augen)
Manometer1 TonoVet®2 (±SD) Range (Min- Max)
TonoVet®
Mes
sstu
fe
5 mmHg 3,00 (0, 2582) mmHg 2,3 – 3,3 mmHg
10 mmHg 4,81 (0, 4311) mmHg 4,0 – 5,3 mmHg
15 mmHg 5,84 (1,241) mmHg 4,0 – 7,7 mmHg
20 mmHg 8,90 (0,6846) mmHg 8,0 – 10,0 mmHg
25 mmHg 10,39 (1,245) mmHg 8,3 – 11,7 mmHg
30 mmHg 12,48 (0,765) mmHg 11,7 – 13,7 mmHg
35 mmHg 14,66 (1,299) mmHg 13,0 – 16,7 mmHg
40 mmHg 16,30 (1,545) mmHg 14,0 – 19,3 mmHg
45 mmHg 18,21 (1,293) mmHg 16,7 – 20,3 mmHg
50 mmHg 19,45 (1,558) mmHg 17,7 – 20,7 mmHg
55 mmHg 21,00 (1,558) mmHg 18,7 – 25,0 mmHg
60 mmHg 23,06 (1,848) mmHg 20,7 – 27,0 mmHg 1 Messstufen, durch Manometer mit einer Genauigkeit von ±0,3 mmHg vorgegeben 2 Mittelwerte (±SD) pro Druckstufe gemessen durch den TonoVet®
Abb. 22: Vergleich der Messwerte im Streu-diagramm (n=11 Augen). Bei einem linearen Zusammenhang der bei-den Messverfahren wür-den sich die Punkte-wolken um die Regres-sionsgerade (Linie mit-tig) konzentrieren.
Ergebnisse
74
Anhand der Range beim TonoVet® wird deutlich, dass die Spannweite der tonometrisch gemessenen Druckwerte mit wachsendem manometrisch eingestelltem Druck zunahm, was auf eine unterschiedliche Druckverteilung in den verschiedenen Augen hindeutet. Zudem stieg die Diskrepanz zwischen den beiden Verfahren je höher der manometrisch eingestellte Druck wurde. In Tab. 12 wird die steigende Diskrepanz zwischen Manometer und Tonometer anhand der Druckdifferenzen ersichtlich.
Tab. 12: Übereinstimmung (Korrelationsanalyse) der beiden Messverfahren pro Druckstufe (n= 11 Augen)
Messstufe1 Korrelationskoeffizient (r)2 Differenz zwischen den Verfahren3
5 mmHg 0,66 2,00 mmHg
10 mmHg 0,63 5,33 mmHg
15 mmHg 0,14 8,96 mmHg
20 mmHg - 0,23 11,30 mmHg
25 mmHg - 0,26 14,33 mmHg
30 mmHg - 0,14 17,66 mmHg
35 mmHg - 0,09 20,33 mmHg
40 mmHg - 0,13 23,86 mmHg
45 mmHg - 0,12 26,66 mmHg
50 mmHg - 0,12 30,43 mmHg
55 mmHg - 0,09 52,00 mmHg
60 mmHg 0,02 37,00 mmHg 1 jeweils durch das Manometer vorgegeben 2 Nur die Korrelationskoeffizienten auf den Druckstufen 5 und 10 mmHg zeigen einen schwachen linearen Zusammenhang (r > 0,5) 3 mediane Differenz zwischen den beiden Verfahren pro Messstufe Es konnte nur auf den ersten beiden Druckstufen ein (schwacher) linearer Zusammenhang zwischen den beiden Verfahren nachgewiesen werden (r< 0,66, p< 0,039). An den wechselnden Vorzeichen der Korrelationskoeffizienten wird ersichtlich, dass der Zusammenhang zwischen den beiden Messverfahren keiner linearen Beziehung folgt. Somit war es aufgrund der fehlenden durchgängigen linearen Übereinstimmung der beiden Verfahren nicht möglich, eine Regressions-formel zur korrekten Umrechnung der IOD- Werte zu erstellen.
Diskussion
75
5. Diskussion
In der vorliegenden Arbeit wurden zwei Messgeräte für den Einsatz zur Augeninnen-druckmessung bei Pogona spp. evaluiert. Hierfür wurden sowohl klinische Messungen als auch post mortem Messungen zur Kalibrierung durchgeführt. Die Tonometrie stellt einen wichtigen Bestandteil der Augenuntersuchung dar, da dieses Diagnostikum u.a. Hinweise auf ein Glaukom oder eine Uveitis liefern kann (KNIESTEDT et al., 2008; REUTER et al., 2011). In der tierärztlichen Praxis werden heute vor allem das Applanationstonometer (z.B. TonoPen®) und neuere Reboundtonometer (z.B. TonoVet®/ TonoLab®) eingesetzt. Die bisherigen Tonometriestudien bei Reptilien wurden meist mit dem TonoPen® durchgeführt (CHITTICK und HARMS, 2001; SELMI et al., 2002, 2003; WHITTAKER et al., 1995), da dieses Messgerät das am häufigsten verfügbare Tonometer in der Praxis darstellt. Aus diesem Grund wurde es auch für die vorliegende Studie ausgewählt. Das TonoVet® stellte eine gute Alternative zum TonoPen® dar, da der Messvorgang schnell und einfach durchführbar und hier kein Lokalanästhetikum erforderlich ist (GOLDBLUM et al., 2002; GÖRIG et al., 2006; KNIESTEDT et al., 2008). Nicht zuletzt scheint dieses Messgerät aufgrund der geringen Größe der Probenspitze vor allem für kleine Tierarten gut geeignet zu sein (BLACKWOOD et al., 2010; LABELLE et al., 2012; PRASHAR et al., 2007).
In der vorliegenden Arbeit wurden Mehrfachmessungen an klinisch gesunden Bartagamen durchgeführt, um Referenzbereiche für diese Tierart mit einem bestimmten Tonometer aufzustellen. Dabei wurden Einflussgrößen wie Alter, Geschlecht und Gewicht berücksichtigt und zusätzlich in einem separaten Versuch der Effekt eines Temperaturabfalls auf den IOD der wechselwarmen Echsen untersucht. Da der Einsatz von Lokalanästhetikum bei unkooperativen Patienten u.U. hilfreich sein kann, wurde außerdem eine weitere Messung unter Lokalanästhetikum durchgeführt und hier ebenfalls die Beeinflussung der Messwerte, aber auch des Toleranzverhaltens untersucht. Letztendlich wurden aus den Mehrfachmessungen potentielle tageszeitliche Schwankungen berechnet.
Da im Rahmen der Augenuntersuchung in der Regel auch die Tränenproduktion gemessen wird, hierfür aber für diese Spezies keine Normwerte vorhanden waren, wurden zusätzlich zwei verschiedene Tests zur Messung der Tränenproduktion evaluiert und auch hier potentielle Einflussfaktoren untersucht sowie Referenz-bereiche festgelegt.
5.1.Klinische Allgemeingesundheit, Labor- und Röntgenuntersuchungen
Alle in die Studie inkludierten Tiere wurden basierend auf den o.g. Untersuchungen als klinisch gesund eingestuft. Tiere mit schweren röntgenologischen Befunden wie z.B. Tumorverdacht oder einer akuten metabolischen Osteodystrophie wurden aus
Diskussion
76
der Studie ausgeschlossen, um Verfälschungen der Messwerte, z.B. eine Kompression der Bulbushüllen (BLACKWOOD et al., 2010) durch eine verformte Orbita, auszuschließen. Alle Tiere wurden in ihrer Aktivitätsphase vorgestellt, um Messwertbeeinflussungen durch einen herunterregulierten Stoffwechsel bzw. Abfall der Körpertemperatur während der Hibernationsphase oder in Vorbereitung auf diese zu vermeiden.
In der Blutuntersuchung fanden sich lediglich bei einem kleinen Teil der Probanden Abweichungen, die aufgrund des unauffälligen Allgemeinbefindens nicht als klinisch relevant befunden wurden. Ein Großteil dieser Abweichungen (Hypocalcämie, verschobenes Ca- P Verhältnis, Hypercholesterinämie) wurde, auch weil diese nur ggr bis mgr. ausgeprägt waren, als fütterungsbedingt eingestuft. Lediglich bei zwei Tieren konnte eine moderat erhöhte GLDH festgestellt werden. Diese Probanden zeigten allerdings keinerlei klinische Symptome. Eine stark erhöhte GLDH deutet allgemein auf eine akut auftretende Leberstauung und folglich hypoxämische Leberzellschädigung hin. Oft ist begleitend auch die AST erhöht, da auch dieses Enzym bei einer Schädigung der Hepatozyten in das Blut austritt (BALDUS, 2009). Eine AST- Erhöhung war in beiden Fällen nicht nachweisbar und eine ursächliche Intoxikation oder ein Trauma konnten vorberichtlich ausgeschlossen werden. Allgemein sind Referenzwerte bei Reptilien kritisch zu interpretieren, da die Blutwerte je nach Fütterung, Saison, Blutentnahmetechnik oder auch Analysemethodik variieren können (BALDUS, 2009).
Bei einigen Tieren (n=11, 18,33%) wurde der Ernährungszustand als gut bis sehr gut eingestuft. Diese Tiere zeigten alle ein unauffälliges Allgemeinbefinden und keine signifikanten Abweichungen der Laborwerte. Adipositas ist ein häufiger Befund bei Tieren aus Terrarienhaltung, da oftmals ein Überangebot an Futter verbunden mit zu kleinen Terrarien zu einem Bewegungsmangel führt (BALDUS, 2009). Bei insgesamt 15 % der Tiere waren palpatorisch oder röntgenologisch Eier bzw. Follikel nachweisbar, diese Befunde führten allerdings nicht zum Ausschluss aus der Studie, da diese Tiere sich nicht in der akuten Legephase befanden. OFRI et al. (1999) zeigten bei Löwen allerdings, dass der Augeninnendruck sowohl von Übergewicht als auch vom Reproduktionsstatus beeinflusst werden kann, so dass solche Befunde bei Interpretation von IOD- Werten in praxi nicht völlig außer Acht gelassen werden sollten.
Fünf Bartagamen waren Farbzuchten, die sich in der Morphologie ihrer Augen von den übrigen Probanden unterschieden (s. Abb. 17). Hier war die Iris deutlich dunkler und die Lider waren nicht bestachelt. Grundsätzlich beeinflusst diese anatomische Besonderheit den Augeninnendruck nicht, sollte aber im Rahmen der Augenuntersuchung bedacht werden, da die Irisfarbe bzw. die Dichte ihrer Farbpigmente den Lichteinfall durch die Pupille mitbestimmt (FREWEIN und SINOWATZ, 2004) und die Iris zudem je nach eingelagerten Stoffen (v.a. Melanin)
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auch mehr oder weniger stark reflektiert (OEHME, 1969). Nicht zuletzt sollte der Untersucher deshalb stets mit der (variierenden) Morphologie der Iris vertraut sein, um Fehldiagnosen (z.B. Uveitis) zu vermeiden (BRETZINGER, 1998).
13 Bartagamen (21,66%) zeigten einen Verlust des caudalen Schwanzendes in unterschiedlicher Ausprägung, während sechs Tiere eine Achsenabweichung (10,00%) des Schwanzes aufwiesen. Ein Tier hatte außerdem eine vermutlich angeborene Schwanzanomalie (Weichteileinschnürung, partielle Fusionierung der Schwanzwirbel). Ein partieller Schwanzverlust wird bei Echsen in menschlicher Obhut häufiger beobachtet, da ungünstige Gruppenkonstellationen bzw. fehlende Rückzugsmöglichkeiten Kannibalismus begünstigen. Achsenabweichungen des Schwanzes sind häufig Folgen einer mangelhaften Kalzifizierung bzw. einer vorhergegangenen metabolischen Osteodystrophie (RAITI, 2012; STAHL, 2003). Auch diese Befunde beeinträchtigten das Allgemeinbefinden nicht, mussten aber bei der Berechnung der Einflussparameter einkalkuliert werden bzw. führten in einem Fall zum Ausschluss von der Blutentnahme.
Knöcherne Skleralringe konnten auf allen Schädelaufnahmen dargestellt werden. Optimale Resultate wurden jedoch in den um 45° nach lateral verkippten Aufnahmen mit latero- lateralem Strahlengang erzielt. Röntgenologisch zeichneten sich diese in Form einer hyperdensen Struktur ab, bei welcher man die Kontinuität des Skleralringes, aber nicht seine einzelnen, überlappenden Knochenplatten nachvollziehen konnte. Dieses Ergebnis deckt sich mit Untersuchungen zur Augenanatomie bei Lederschildkröten, bei welchen die einzelnen Knochenplatten des Skleralringes ebenfalls nicht separat darstellbar waren (BRUDENALL et al., 2008). Eine detaillierte Schädelaufnahme kann nach einem Trauma zum Nachweis von Schäden an der Orbita oder den angrenzenden Knochen erste Hinweise liefern. So konnten LINDLEY et al. (1988) bei einem Rotschwanzbussard in der rostro- caudalen Schädelröntgenaufnahme eine Fraktur des Skleralringes nachweisen. Zur detaillierten Darstellung der knöchernen Strukturen des Schädels bzw. der Skleralringe im Falle eines Traumas scheint allerdings das CT am besten geeignet (GUMPENBERGER und KOLM, 2006).
5.2 Augenuntersuchung
Alle in die Studie inkludierten Tiere waren vorberichtlich frei von okulären Befunden. Auch bei allen Tieren, die nicht aus privater Hand, sondern aus Auffangstationen oder öffentlichen Einrichtungen stammten, waren sowohl das Sehvermögen als auch die Augen vorberichtlich unauffällig. Augenerkrankungen bei Reptilien sind ein relativ häufiger Vorstellungsgrund in der Praxis. RIVAL (2013) spricht von einer Inzidenz der okulären Erkrankungen bei Reptilien von ca. 14,3%. Einen ähnlichen Anteil an Patienten mit Augenerkrankungen gibt HAUSMANN (2012) bei Schlangen an: hier
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wiesen 67 von 508 vorgestellten Tiere okuläre Veränderungen auf. Im Rahmen der vorliegenden Studie wurde lediglich ein Tier vorgestellt, welches eine für die Tonometrie relevante Augenveränderung aufwies, die als signifikant eingestuft wurde und somit zum Ausschluss aus der Studie führte (s. Abb. 23). Dieses Tier zeigte eine Zubildung der Iris (Iriszyste), welche in der vorderen Augenkammer frei beweglich war und somit durch Verlegung des Kammerwasserabflusses zu einem Sekundärglaukom hätte führen können (KUCHENBECKER et al., 2000). Differentialdiagnostisch konnte ein Tumor ausgehend von der Iris oder dem Ziliarkörper ausgeschlossen werden, da die pigmentierte Masse zum einen keine Verbindung zu diesen Strukturen hatte und zum anderen seit dem ersten Auftreten laut Besitzer nicht gewachsen war. Bei diesem Tier wurde unabhängig von der Studie der IOD überprüft, um ein akutes Winkelblockglaukom auszuschließen (Werte waren im Normbereich). Grundsätzlich sollten solche Patienten hinsichtlich einer plötzlich auftretenden Hypertension intensiv vom Besitzer beobachtet werden.
Alle letztendlich in die Studie eingegangenen Probanden wiesen lediglich Veränderungen der Lider auf (vgl. Abb. 15 und 16), welche weder den intraokulären Druck noch die Tränenproduktion beeinflussten. Da Augenerkrankungen bei Reptilien häufig mit Allgemeinerkrankungen einhergehen (MILLICHAMP et al., 1983), für diese Studie aber gezielt nach klinisch gesunden Probanden gesucht wurde, ist die hier verhältnismäßig niedrige Inzidenz von Augenveränderungen nicht unerwartet.
Abb. 23: Linksseitige, frei bewegliche Iriszyste bei Pog. vitticeps (adult, genaues Alter unbekannt, männlich)
Zyste sichtbar als dunkles Pigment ventral der Pupille. Dieses Tier zeigte gleichzeitig beidseits ein hängendes Unterlid bzw. ein Makroblepharon (Teile der
Sklera sind ventral sichtbar).
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Die Beurteilung des hinteren Augensegments war in dieser Studie nicht möglich, da zum einen die Pupille im Vergleich zum Augenhintergrund bei Bartagamen sehr klein ist (DARROW et al., 2013) und bei Reptilien außerdem herkömmliche topische Mydriatika aufgrund der quergestreiften Irismuskulatur keine Wirkung zeigen (MADER, 2012; WILLIAMS, 2012). Für eine effektive Mydriasis bei Reptilien muss bisher entweder ein Curarederivat direkt in die vordere Augenkammer appliziert oder eine Allgemeinnarkose durchgeführt werden (MAGGS et al., 2008; MILLICHAMP et al., 1983). Da bei einer intrakameralen Injektion von Mydriatika ein großes Verletzungsrisiko besteht, und hier außerdem bereits bei topischer Anwendung systemische Nebenwirkungen beschrieben wurden (BARSOTTI et al., 2012), wurde keine Parazentese der vorderen Augenkammer durchgeführt. Auf eine Allgemeinnarkose wurde aufgrund des Narkoserisikos sowie zur Stressminimierung verzichtet. Nicht zuletzt sollte auch eine potentielle Beeinflussung des Augeninnendrucks durch eine Muskelrelaxation (GHAFFARI et al., 2012a; OFRI, 2002) und damit eine Verfälschung der folgenden Messwerte vermieden werden.
Das hängende Unterlid bei einem Großteil der Tiere (n= 26, 43, 3%, s. Abb. 15) wurde nicht als Ektropium eingestuft, da keine gleichzeitige Drehung des Lides vorhanden und deshalb auch keine Reizung der Hornhaut durch eingerollte Stacheln oder Schuppen ersichtlich war. Ein Makroblepharon, sprich eine vergrößerte Lidspalte wie bei bestimmten Hunderassen beschrieben (WALDE und NELL, 2006), findet sich in der Literatur beim Reptil nicht. Bei Amphibien existiert allerdings ein Ochsenfrosch (Leptodactylus pentadactylus), dessen ursprünglicher Name (L.
macroblepharus) auf eine physiologisch verbreiterte Lidspalte hindeutet (DE MIRANDA-RIBEIRO, 1926). Es ist deshalb nicht auszuschließen, dass (ältere) Bartagamen eine Disposition zu einer vergrößerten Lidspalte haben und dies ein häufigerer Befund in der Augenuntersuchug sein kann.
Die Ergebnisse der einzelnen Tests im Rahmen der Augenuntersuchung waren sehr ambivalent (s. Tab. 8). Es ist bekannt, dass Reptilien häufig keine oder nur schwer interpretierbare Antworten bei der Überprüfung der Reflexe zeigen (KERN und COLITZ, 2013; LAWTON, 2006; MILLICHAMP et al., 1983). Gerade die Aussagekraft des Pupillarreflexes wird sehr kontrovers diskutiert. FRANKENBERG (1979) betont, dass verschiedene Echsen die Pupillenweite auch zur Kommunikation (Beschwichtigung, Aufmerksamkeit, Aufregung etc.) einsetzen und diese somit willentlich steuern können. DEARWORTH (2010) dagegen wies bei allen Wasserschildkröten in einer Studie sowohl einen (langsamen) direkten als auch einen schwachen nicht- konsensuellen Pupillarreflex nach. Aber auch hier fielen die Reflexantworten unterschiedlich intensiv aus.
Die in dieser Studie variierenden Antworten auf rasche Annäherung, taktile Reize sowie die Reaktionen im Fütterungsversuch müssen hinsichtlich des stoischen Verhaltens vieler Reptilien ebenfalls vorsichtig interpretiert werden. Gerade unter
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„Beobachtung“ oder in fremder Umgebung zeigen Reptilien ggf. keine physiologischen Reaktionen bzw. Verhaltensweisen. Deshalb sollte die Beurteilung des Sehvermögens bei Reptilien vor allem auf der Anamnese, der Beobachtung bei Fortbewegung und Interaktion mit Partnertieren und ergänzend auf der morphologischen Untersuchung der Augen (v.a. jegliche Trübungen) basieren (CHITTY und RAFTERY, 2013). Die Interaktion mit Futtertieren kann zu Hause in Ruhe durch den Besitzer beobachtet und ggf. Verhaltensänderungen (verzögertes Schlagen, Danebenbeißen, Inkoordination etc.) mitgeteilt werden.
Die Iris der Probanden dieser Studie zeigte eine relativ große Bandbreite an verschiedenen Farben. GLAW und VENCES (1997) betonen, dass eine Beurteilung bzw. ein Vergleich der Iris nur zwischen Individuen möglich ist, die bei Untersuchung exakt die gleiche Pupillenweite zeigen, da diese die vollständige Sichtbarkeit der Irispigmente bedingt. In dieser Studie zeigte keiner der Probanden eine reflektorische oder schreckassoziierte Mydriasis wie beim Vogel beschrieben (BOHNET, 2007), d.h. es ist davon auszugehen, dass alle Probanden annähernd die gleiche Pupillenweite während der Augenuntersuchung aufwiesen. Der bei einigen Schildkrötenarten beobachtete Geschlechtsdimorphismus der Iris (DUKE-ELDER, 1958; GRANDA und STIRLING, 1965) konnte in dieser Studie bei Bartagamen nicht festgestellt werden (Vgl. Abb. 24).
Abb. 24: Deutlich unterschiedliche Irisfarbe bei zwei weiblichen Tieren (oben: hellgrau, unten hellbraun- beige, jeweils mit den typischen roten Nuancen). Die hellbraun-beige Farbvariante war vorrangig bei den Probanden (sowohl männlich als auch weiblich) vorhanden.
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5.3 Messungen mit dem Tonovet®
In der vorliegenden Studie wurde erstmals der Einsatz zweier Messgeräte bei Bartagamen getestet. Die Messung mit dem TonoVet® war bei allen Echsen problemlos möglich, die Tiere mussten für die Messungen nicht fixiert werden. Ein Lidschluss wurde zwischen den einzelnen Berührungen der Hornhaut kaum beobachtet. Damit bietet das TonoVet® bereits einen großen Vorteil gegenüber Messgeräten, bei welchen eine Fixierung des Patienten erforderlich ist, weil so ein Anstieg des IOD durch Kompression der Jugularvene oder durch eine Änderung der Körperposition vermieden wird (DI GIROLAMO et al., 2013; KOMÁROMY et al., 2006). Bei Wasserschildkröten führte die Fixation des Kopfes bei der Reboundtonometrie zu einer Druckerhöhung (DELGADO, 2013). Der TonoVet® hat sich außerdem bei vielen Wildtieren bewährt, da sich der Augeninnendruck schnell und damit relativ stressfrei messen lässt und deshalb in der Regel gut toleriert wird (BLACKWOOD et al., 2010; JEONG et al., 2007; LABELLE et al., 2012b). Gerade bei stressanfälligen Tieren ist eine starke Fixation bzw. eine lange Messdauer bei jeglicher Diagnostik zu vermeiden (DINSLAGE et al., 1998). PRASHAR et al. (2007) konnten einen signifikant höheren IOD bei Hühnern während der initialen Messung nachweisen und vermuteten hier eine Assoziation mit Stress. In einer Studie mit Kaninchen zeigten diese nach Immobilisation einen signifikant höheren IOD, wobei gleichzeitig eine Erhöhung von Kortison, Adrenalin und Noradrenalin nachweisbar war (MIYAZAKI et al., 2000).
Bei Skinken dagegen konnte gezeigt werden, dass normales Handling, Ausmessen der Körperlänge und sogar das Abkneifen einer Kralle zur Blutgewinnung keinen signifikanten Anstieg des Stresshormons Kortison zur Folge hatte (LANGKILDE und SHINE, 2006). Grundsätzlich ist das Stresslevel jedes einzelnen Tieres schwer zu bestimmen, weil es zwischen verschiedenen Spezies, aber auch zwischen Individuen einer Spezies variieren kann (LANGKILDE und SHINE, 2006; MIYAZAKI et al., 2000). In der vorliegenden Studie wurden überwiegend Tiere verwendet, die regelmäßiges Handling durch deren Besitzer, Kinder (öffentliche Einrichtungen) und auch durch den Tierarzt gewohnt waren, und während des Messvorgangs wurde keiner der Probanden direkt fixiert. Deshalb scheint eine signifikante Stressbelastung und damit Beeinflussung der Messwerte unwahrscheinlich.
Bei einigen Probanden konnte ein Rückprall des Kopfes nach Touchierung der Hornhaut beobachtet werden. Da in der Folge keine Ausbruchs- oder Abwehrversuche gemacht wurden und kein Blepharospasmus sichtbar war, wurde diese Beobachtung zunächst als „mechanische“ Reaktion des Kopfes auf die Krafteinwirkung durch das Messgerät eingestuft. Ähnliche Beobachtungen machten LABELLE et al (2012) in einer Studie mit Wasserschildkröten, in welcher die Tiere mit entgegengesetzten Kopfbewegungen auf den Messvorgang reagierten. In einer anderen Studie wurde bei Wasserschildkröten das neuere Reboundtonometer
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TonoLab® deutlich besser von unfixierten, wachen Tieren toleriert als der TonoVet®. Die Autoren führten dies auf die extrem geringe Größe der Probenspitze (1- 2 mm) zurück (DELGADO et al., 2013). Bei Ziervögeln mit einem Hornhautdurchmesser < 9 mm erbrachte das TonoLab® im Vergleich zum TonoVet® und zum TonoPen® als einziges Messgerät valide Ergebnisse (TANDLER, 2013). Dieses Messgerät war für die vorliegende Studie nicht verfügbar, ist für kleine Reptilienaugen aber möglicher-weise noch besser geeignet, da die Auftrefffläche auf der Hornhaut nur minimal ist.
5.4 Messungen mit dem TonoPen®
Augeninnendruckmessung bei Reptilien wurde bisher hauptsächlich mit Applanationstonometern durchgeführt (CHITTICK und HARMS, 2001; SELMI et al., 2002, 2003; WHITTAKER et al., 1995), deshalb schien der Einsatz des TonoPen® in dieser Studie für den Vergleich mit bisherigen Messwerten sinnvoll. Zudem misst der TonoPen® weitgehend lageunabhängig (DE MORAES et al., 2008), das heißt der IOD kann auch unter starker Fixation bzw. in jeglicher Körperposition gemessen werden, was besonders bei unkooperativen Tieren von Vorteil sein kann.
In der eigenen Studie war es nicht möglich, bei Bartagamen genügend gültige Messungen mit dem TonoPen® zu erzielen. Um ein valides Messergebnis zu ermitteln, muss innerhalb von 15 Sekunden nach Anzeige des Startsignals ein korrekter Applanationsvorgang erfolgt sein, sonst schaltet sich das Gerät automatisch ab. Es sind jedoch unter Umständen mehrere Hornhautberührungen notwendig, bis die Hornhaut gleichmäßig und vollständig applaniert ist. Trotz starker Fixation und der vom Hersteller empfohlenen Applikation eines Lokalanästhetikums wurden keine mehrfachen Hornhautberührungen toleriert und somit war keine adäquate Platzierung des Messkopfes auf der Hornhaut möglich. Bei Meerschweinchen konnte mittels Ästhesiometrie gezeigt werden, dass die Hornhaut zentral am sensibelsten ist (TROST et al., 2007). Die einzige bisher bei Reptilien durchgeführte Studie zur Hornhautsensibilität wurde an Wasserschildkröten durchgeführt und ergab ebenfalls eine vergleichsweise hohe Empfindlichkeit der zentralen Hornhaut. Diese diskutierten die Autoren als möglichen Mechanismus zum Schutz vor Feinden (LABELLE et al., 2012). Auch wenn diesbezüglich keine Untersuchungen bei Bartagamen vorliegen, kann nicht ausgeschlossen werden, dass im vorliegenden Fall eine erhöhte Empfindlichkeit im Applanationsbereich zu der schlechten Toleranz beigetragen hat.
Sicherlich muss auch der relativ kleine Hornhautdurchmesser als ungünstig gewertet werden (s. Abb. 18). Bei Wasserschildkröten, deren Hornhautdiameter ähnlich klein dem von Bartagamen ist, waren aufgrund der starken Gegenwehr ebenfalls keine Messungen mit dem TonoPen® möglich (LABELLE et al., 2012). Bisherige erfolgreiche Messungen mit dem TonoPen® bei Reptilien wurden an Alligatoren,
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Kaimanen, unechten Karettschildkröten und an Waldschildkröten durchgeführt (WHITTAKER et al., 1995; ORIA et al, 2013; CHITTICK und HARMS, 2001; SELMI et al., 2003), welche deutlich größere Augen und damit Hornhautdiameter aufweisen. In einer Studie mit dem TonoPen® bei Vögeln kam es bei Hornhautdurchmessern unter 9 mm durch den relativ großen Messkopf während der Applanation zu einer Distorsion und auch Eindellung des Bulbus (TANDLER, 2013). Bei Hühnern konnten teilweise überhaupt keine validen Messergebnisse mit dem TonoPen® erzielt werden, mit dem TonoVet® hingegen schon (PRASHAR et al., 2007). KORBEL (1999) gibt an, dass bei kleineren Hornhautdiametern die Hornhautkrümmung steiler und somit ein akkurater Applanationsvorgang erschwert ist, und dies zu Messungenauigkeiten führen kann. Der Hornhautdiameter wurde in der vorliegenden Studie aufgrund des Verletzungsrisikos (Messschieber) nicht erfasst, ist nach eigenen Beobachtungen an enukleierten Augen aber auf durchschnittlich 3,5 bis 5 mm einzustufen. Damit scheint die Augeninnendruckmessung mit diesem Messgerät für kleinere Echsen wie Bartagamen und Zwergbartagamen weder praktikabel noch verlässlich.
5.5. Messsequenzen Tonometrie
Um einen zirkadianen Rhythmus des IOD bei Bartagamen zu untersuchen, wurden Messungen zu verschiedenen Tageszeiten durchgeführt. Aufgrund des Klinikablaufes konnten nicht alle Messungen bei allen Probanden exakt zum gleichen Zeitpunkt stattfinden, bewegten sich aber jeweils in der gleichen Zeitspanne von max. 2 Stunden. PRASHAR et al. (2007) untersuchten diurnale Schwankungen bei Hühnern über eine 12 stündige Lichtphase und führten in diesem Zeitraum bis zu sieben Messungen durch. In der vorliegenden Studie wurde die Anzahl der Messungen so gering wie möglich gehalten, um potentiellen Stress zu minimieren. Grundsätzlich sollten bei Tagesverlaufsmessungen die Aktivitätsphasen der jeweiligen Art berücksichtigt werden. So hatten nachtaktive Katzen ihren IOD- Peak um Mitternacht (GLENWOOD und MACKAY, 2013) und bei Greifvögeln unterschied sich der IOD zwischen nacht- und tagaktiven Arten signifikant (STILES et al., 1994). Da Bartagamen tagaktive Tiere sind (GREEN und LARSON, 2001), und Nachtmessungen unter strengem, einheitlichem Lichtregime hätten stattfinden müssen (PEREIRA et al., 2011), haben sich die Messungen in dieser Studie auf das Aktivitätsmaximum der Probanden tagsüber beschränkt.
5.5.1. Diurnale Messungen
Eine klinische Evaluierung von Tagesschwankungen bzw. von Peaks des IOD kann nicht nur für den in tierärztlicher Praxis tätigen Kollegen zur Interpretation von Messwerten bedeutend sein, sondern auch eine Bedeutung als Risikofaktor für Augenerkrankungen (Glaukom) haben (ASRANI et al., 2000). Bei Reptilien liegen
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bisher keine Untersuchungen zur tageszeitabhängigen Fluktuation des IOD vor. Jedoch konnten bei anderen Tierarten wie Katzen, Kaninchen und Mäusen tageszeitliche Schwankungen des IOD beobachtet werden (MCLELLAN et al., 2013; PEREIRA et al., 2011; REITSAMER et al., 2004). In der vorliegenden Studie zeigten sich ebenfalls Unterschiede zwischen den einzelnen Tageszeiten, wobei morgens die höchsten Augeninnendruckwerte gemessen wurden. Für einen zirkadianen Rhythmus des IOD werden verschiedene Ursachen diskutiert. Bei Menschen vermutet man einen Zusammenhang zwischen der von stehend zu liegend wechselnden Körperposition (LIU et al., 1999). Andere Autoren nahmen bei Kaninchen eine Assoziation mit Licht und somit einen physiologischen Hell- Dunkel Rhythmus des Augeninnendrucks an (PEREIRA et al., 2011). In vielen Studien konnte keine Erklärung für die genauen Mechanismen der IOD- Schwankungen gefunden werden (SAEKI et al., 2008), ebenso wenig für tageszeitabhängige Variationen der axialen Bulbuslänge oder der Netzhautdicke (NICKLA et al., 2002).
Bei ektothermen Tieren wie Bartagamen müssen sicherlich auch die zirkadian wechselnden Temperaturen bei IOD Schwankungen in Betracht gezogen werden (WHITTAKER et al., 1995). Für alle Probanden dieser Studie wurde unter standardisierten Bedingungen mittels optimaler Beleuchtung und Beheizung ein Tag- Nacht Rhythmus in den Terrarien simuliert. Dementsprechend waren zum ersten Messzeitpunkt am Morgen die Terrarien noch nicht vollständig aufgeheizt, viele Tiere erschienen hier tatsächlich schläfrig und weniger aktiv als mittags oder abends. Die meisten physiologischen Vorgänge wie z.B. die Wachstumsrate, Fort-pflanzungsaktivität oder die Herzfrequenz sind bei Reptilien von der Umgebungs-temperatur abhängig (PATTERSON und DAVIES, 1978, ADOLPH und PORTER, 1996; GRIGG et al., 1979; MARVIN, 2003), deshalb ist es möglich, dass auch der IOD durch Temperaturunterschiede beeinflusst wird. In einer Studie mit Geckos hatten diese in Inaktivitätsphasen (Temperatursenkung während des Winters) einen signifikant höheren IOD als in Aktivitätsphasen (DI GIROLAMO et al., 2013). Somit scheint es möglich, dass der IOD in der vorliegenden Studie durch ein Zusammenspiel von morgendlich niedrigen Temperaturen bzw. die daraus resultierende herabgesetzte Aktivität und die Tageszeit beeinflusst wurde.
Letztendlich dürfen die hier festgestellten Unterschiede zwischen morgens, mittags und abends nicht überinterpretiert werden, da sich die absoluten Werte alle um den gleichen medianen Messwert (6 mmHg) bewegten. Deshalb und aus Gründen der Praktikabilität wurde trotz der statistisch auffälligen Unterschiede zwischen morgens, mittags und abends ein Tagesdurchschnitt und hieraus der Referenzbereich errechnet. Die festgestellten Unterschiede waren statistisch zwar signifikant, bewegen sich aber ausschließlich im Nachkommastellenbereich (s. Tab 9), welcher durch den TonoVet® in praxi gar nicht angezeigt wird. Die in der vorliegenden Studie festgestellten Tagesschwankungen können deshalb klinisch vernachlässigt werden.
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Der mediane Tagesdurchschnitt für den IOD bei Bartagamen betrug 6,16 mmHg (CI 95% 5,61 - 6,44). Im Vergleich zu Säugern wie Hund, Katze oder Pferd erscheinen diese Referenzbereiche vergleichsweise niedrig (KOMÁROMY et al., 2006; SPIESSEN et al., 2013). Bei anderen Reptilien finden sich in der Literatur allerdings ähnlich niedrige Messwerte. So war der durchschnittliche IOD bei juvenilen unechten Karettschildkröten 5 mmHg (Min.- Max. 4-9 mmHg) (CHITTICK and HARMS, 2001), bei Rotwangenschmuckschildkröten 6,1 mmHg (Min.- Max. 3- 9 mmHg) (LABELLE et al., 2012) und bei Geckos 6,62 mmHg (Min. –Max. 3-11,5 mmHg) (DI GIROLAMO et al., 2013). Nur bei Alligatoren war der IOD mit 11, 6 mmHg bis 23, 7 mmHg (CI 95%: 8,5- 15,87 mmHg) in etwa doppelt so hoch (WHITTAKER et al., 1995). Grundsätzlich ist eine Übertragung von IOD- Werten zwischen unterschiedlichen Spezies aufgrund der variierenden Hornhauteigenschaften wie der Hornhautrigidität, - krümmung und besonders der zentralen Hornhautdicke kritisch zu sehen. Gleichzeitig liefern diese Eigenschaften die Erklärung für abweichende Referenzbereiche zwischen den Tierarten (BHAN et al., 2002; KOTECHA, 2007; DE MORAES et al., 2008). Zudem ist ein direkter Vergleich von IOD- Werten auch nicht uneingeschränkt möglich, wenn die Messungen in den betreffenden Studien unter anderen Bedingungen, z.B. unter Lokalanästhesie (LABELLE et al., 2012), in anderer Körperposition, oder mit ausschließlich juvenilen Probanden (CHITTICK und HARMS, 2001) vorgenommen wurden. Letztendlich kann auch nicht von den in der Literatur vorhandenen Messwerten auf TonoVet®- Werte geschlossen werden, wenn jene z.B. mit einem Applanationstonometer gemessen wurden. Bei Kaninchen (PEREIRA et al., 2011), Uhus (JEONG et al., 2007) oder bei Eulen (HARRIS et al., 2008) unterschieden sich beispielsweise die Messwerte von TonoVet® und TonoPen® signifikant.
Somit sollten Referenzbereiche stets nur als Orientierung herangezogen werden, wenn mit dem gleichen Messgerät und optimalerweise auch mit der gleichen Vorkalibrierung (setting) gemessen wird.
5.5.1. Messungen unter Lokalanästhesie
Im Vergleich zum TonoPen® wird für die Anwendung des TonoVet® keine routinemäßige Applikation von Lokalanästhetikum empfohlen. Da es bei unkooperativen oder Tieren mit hypersensibler Hornhaut aber u.U. hilfreich sein kann, die Tonometrie unter lokaler Betäubung der Hornhaut durchzuführen (LABELLE et al., 2012), wurde in der vorliegenden Studie bei jedem Probanden eine zusätzliche Messung unter LA durchgeführt und der Effekt auf die Messwerte untersucht. Dabei konnte keine Beeinflussung der Messwerte nachgewiesen werden. Bei Menschen dagegen konnte eine Erniedrigung des IOD durch verschiedene Lokalanästhetika festgestellt werden (ALMUBRAD und OGBUEHI, 2007). NAM et al. (2006) fanden heraus, dass sich die Hornhautdicke nach LA- Applikation bei Menschen vorübergehend änderte, was zu veränderten Bedingungen am Messort führt. In einer anderen Studie konnte dagegen kein Effekt auf die Hornhautdicke
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durch 0,5%iges Proparacain festgestellt werden (LAM und CHEN, 2007). Im klinischen Versuch bei Katzen zeigte sich ebenfalls kein Unterschied zwischen IOD- Werten gemessen ohne und mit LA (RUSANEN et al., 2010). Bei Reptilien liegen bisher keine Untersuchungen zu veränderten Hornhauteigenschaften nach LA- Applikation vor und auch zur Pharmakokinetik gibt es im zugänglichen Schriftum keine Angaben. Nach den hier erzielten Ergebnissen ist es wahrscheinlich, dass die einmalige Applikation von Lokalanästhetikum die Messwerte und somit die Hornhauteigenschaften bei Bartagamen nicht merklich beeinflusst.
Gleichzeitig tolerierten die Tiere die Messungen unter lokaler Betäubung deutlich besser. Der in vielen Fällen beobachtete Rückprall des Kopfes nach der Touchierung der Hornhaut war merklich reduziert und die Tiere blieben ruhiger sitzen. Das deutet darauf hin, dass der beobachtete Rückprall des Kopfes doch keine rein mechanische Reaktion auf den Aufprall der Probenspitze war. Beim Säuger ist bekannt, dass vor allem die oberen Schichten der Hornhaut mit Schmerzrezeptoren ausgestattet sind und deshalb oberflächliche Verletzungen oder Einwirkungen oftmals als besonders schmerzhaft empfunden werden (PECHE, 2013). Somit kann resümiert werden werden, dass in der vorliegenden Studie ein Zusammenspiel von mechanischer Reaktion und Hornhautsensibilität zu dem beobachteten Nachgeben des Kopfes geführt hat. Wie bereits erwähnt, könnte in solchen Fällen die Anwendung des TonoLab®, da dieser eine noch feinere Probenspitze hat, angeraten sein.
Bei einem kleinen Teil der Tiere konnten leichte Nebenwirkungen (Tachypnoe, Mattheit) nach Applikation des Proparacains beobachtet werden. Grundsätzlich sollte die topische Anwendung von Medikamenten am Auge bei Reptilien mit Vorsicht erfolgen, da die Dosierung in Tropfen wie sie für Säugetiere oder für Menschen üblich ist, an den verhältnismäßig kleinen Augen zu einer veränderten Resorption und damit zu einem größeren Wirkspiegel führen kann (MILLICHAMP, 1997). Von 4%igem Lidocain ist außerdem bekannt, dass es bei Hunden vorübergehend eine Reizung der Augen erzeugt und somit durch die Schmerzreaktion und den damit verbundenen Anstieg des Blutdruckes zu einer IOD- Erhöhung führen kann (GÖRIG et al., 2006). Obwohl in der vorliegenden Studie nur 0,5%iges Proparacain verwendet wurde, ist es denkbar, dass einigen Probanden individuell stärker auf das Lokalanästhetikum reagiert haben. Dass sich solche Irritationen nicht auf die IOD- Werte ausgewirkt haben, könnte auch auf die 2 minütige Wartezeit zwischen Applikation und Messung zurückgeführt werden. Bei topischer Applikation potentiell reizender Medikamente am Auge sollte deshalb sowohl vor Augeninnen-druckmessung als auch vor Messung der Tränenproduktion eine Wartezeit eingeräumt werden, um Messwertverfälschungen zu vermeiden. Bei Hunden blieb die Hornhaut über mehr als 15 Minuten nach Applikation eines Tropfens 0,5% igem Proparakains unverändert gut betäubt (HERRING et al., 2005), so dass auch unter diesem Gesichtspunkt eine Wartezeit unproblematisch scheint.
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5.5.2. Messungen unter Temperaturabfall
Die natürliche Umgebungstemperatur für Bartagamen liegt nach Angaben von GREEN und LARSON (2001) um 30°C, ähnliche Temperaturen wurden in der vorliegenden Studie tagsüber in den Terrarien erreicht. Die Probanden wurden für die Messungen nur kurz aus ihren Terrarien genommen und für den Messvorgang unter einen Wärmespot und auf eine Wärmematte gesetzt, um eine starke Diskrepanz zum Temperaturoptimum zu vermeiden. Dagegen wurde für die Messungen unterhalb der POTZ eine Umgebungstemperatur von 20°C gewählt, um einen moderaten, aber nicht gesundheitskritischen Temperaturabfall zu erzielen. Da bei Reptilien die Körperinnentemperatur von der Körperoberflächentemperatur bzw. der Umgebungstemperatur abweichen kann (RASKE et al., 2012), wurden sowohl Klokaltemperatur als auch Körperoberflächentemperatur in den jeweiligen Messsequenzen (Tagesmessungen innerhalb der POTZ und einzelne Messung unterhalb der POTZ) erhoben. Um die Verletzungsgefahr durch die Kloakalsonde sowie Stress zu minimieren, wurde stellvertretend für die drei Tagesmessungen innerhalb der POTZ nur einmal die Kloakaltemperatur gemessen.
Kloakal ergab sich so ein Temperaturabfall von 5,30 (±2,54)°C und an der Körperoberfläche von 6,16 (±2,76)°C. Folglich führte die Temperaturabsenkung im Klimaschrank nach drei Stunden zu einer moderaten Absenkung der Körpertemperatur. Die relativ große Spannweite der Körper- sowie der Oberflächentemperatur kann vor allem durch das unterschiedliche Wärmeregulationsverhalten der Tiere erklärt werden. So wärmten sich z.B. in einer Studie mit grünen Leguanen je nach Sonnungsverhalten einzelne Körperregionen mehr oder weniger stark auf (POUGH und MCFARLAND, 1976). In der vorliegenden Studie hatten somit Probanden, die den Tag hauptsächlich in ihrem Unterschlupf verbrachten, eine niedrigere Körperkern- und Oberflächentemperatur als Tiere, die viel unter dem Wärmespot gesessen hatten. Die Terrarieneinrichtung inkl. eines Versteckes wurde gezielt ausgewählt, um eine artgerechte und damit stressfreie Haltung der Tier zu gewährleisten. Die Umgebungsbedingungen im Klimaschrank waren dagegen für alle gleich, da weder ein Unterschlupf noch eine punktuelle Wärmequelle vorhanden war.
Es erschien sinnvoll, den IOD- Wert unter Kälte mit einem Wert innerhalb der POTZ (Stichprobe) des jeweiligen Probanden zu vergleichen, der unter maximaler Aufwärmung des Tieres erhoben wurde. Deshalb wurden der Mittagswert und zusätzlich auch der Tagesdurchschnitt als Stichprobe verwendet, um den Einfluss eines Temperaturabfalls am präzisesten untersuchen zu können. Hier konnte ein signifikant höherer IOD unter Kälteeinfluss nachgewiesen werden. Der durchschnittliche IOD unter Temperaturabfall unterschied sich aber mit 6, 54 mmHg (CI 95%: 6,17- 6,67) nicht klinisch relevant vom Tagesdurchschnitt mit 6,16 mmHg (CI 95%: 5,61 - 6,44). Bei Leopardgeckos allerdings konnte in der Inaktivitätsphase
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während des Winters ebenfalls ein signifikant höherer (ca. 4 mmHg) IOD gemessen werden (DI GIROLAMO, et al., 2013), so dass ein physiologisch erhöhter IOD bei Echsen unter kälteren Temperaturen denkbar ist. Sogar bei Menschen wurde ein saisonal schwankender IOD unter anderem mit der alternierenden Temperatur erklärt (KLEIN et al., 2011). Zur Abklärung eines Zusammenhangs zwischen IOD und Umgebungstemperatur bei Reptilien bedarf es deshalb noch weiteren Studien mit ausgeprägteren Temperaturgradienten bzw. einem systemischeren Studienansatz (standardisierte Sonnenplätze, einheitliche Besonnungszeiten, genaue Dokumen-tation der Aktivitätslevel etc.).
5.5.3 Einflussfaktoren auf den IOD
In mehreren Studien konnten signifikante Unterschiede zwischen den IOD- Werten verschiedener Vogelarten (KORBEL, 1999) bzw. – familien festgestellt werden (BAYON et al., 2006; REUTER, 2010). Es wird vermutet, dass alternierende Hornhauteigenschaften zwischen den Spezies, vor allem die Hornhautdicke, mit dem Augeninnendruck korrelieren. Mittels Pachymetrie wurde bei Greifvögeln die Hornhaut vermessen und gleichzeitig der IOD erhoben: Spezies mit dickerer Hornhaut zeigten hier deutlich höhere Werte (BAYON et al., 2006). In der vorliegenden Studie unterschied sich der IOD zwischen den beiden Arten ebenfalls signifikant, auch wenn der absolute Wert (medianer Tagesdurchschnitt) bei den Zwergbartagamen nur um 1 mmHg höher lag. Für die Interpretation von Referenzbereichen dürfte dieser Unterschied nicht relevant sein. Da außerdem nur vier Zwergbartagamen zur Verfügung standen, muss die Aussagekraft dieses Ergebnisses sehr kritisch betrachtet werden. Trotzdem sollte eine Übertragung von IOD- Werten zwischen verschiedenen Spezies vermieden werden, da stärker variierende Bedingungen am Messort nie ausgeschlossen werden können.
Das Geschlecht hatte in den meisten Studien zur Augeninnendruckmessung keinen Einfluss auf die IOD- Werte (KOMÁROMY et al., 2006; PEREIRA et al., 2011; REUTER et al., 2011; SELMI et al., 2003; WHITTAKER et al., 1995). Auch bei Bartagamen konnte in der vorliegenden Studie kein Unterschied zwischen männlichen und weiblichen Echsen festgestellt werden. Ob verschiedene Reproduktionsstadien (Follikelanbildung, Eianbildung bzw. kein Hinweis auf momentane Reproduktionstätigkeit), wie auch in der vorliegenden Studie vorhanden, mit dem Augeninnendruck korrelieren könnten, müsste in weiteren Untersuchungen untersucht werden. Bei Säugetieren wie z.B Löwinnen (OFRI et al., 1999) oder Katzen (OFRI et al., 2002) ist ein Hormoneinfluss beschrieben, jedoch muss ein direkter Vergleich von Reptilien und Säugetieren auf hormoneller Ebene aufgrund der stark unterschiedlichen Reproduktionsmechanismen (SHINE, 2005) kritisch betrachtet werden.
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Das Körpergewicht korrelierte ebenfalls nicht mit dem IOD, dies deckt sich damit mit den Angaben anderer Spezies in der Literatur (GHAFFARI et al., 2012b; OFRI et al., 1998).
Dagegen konnte tageszeitabhängig ein schwach negativer Zusammenhang zwischen IOD und Alter festgestellt werden (r = - 0,379, p= 0,016). Alterseinflüsse auf den IOD, beispielsweise eine Abnahme der Eigensteifigkeit der Bulbushüllen mit zunehmendem Alter (PALLIKARIS et al., 2005) oder eine physiologische Hypertension bei juvenilen Tieren als Bestandteil der Augenentwicklung (DE ROUSSEAU und BITO, 1981) sind beschrieben worden. Bei Koi Fischen wiederum war die zentrale Hornhautdicke positiv mit dem Alter korreliert (LYNCH et al., 2007). Bei Menschen werden auch indirekte Einflüsse in Betracht gezogen, z.B. altersbedingte Blutdruckschwankungen (ROCHTCHINA et al., 2002) oder altersassoziierte Ruhephasen (LIU et al., 1999). Insgesamt ist die Interpretation des Alterseinflusses in dieser Studie allerdings nur eingeschränkt möglich, da die Minderheit an juvenilen Tieren (n= 8) die statistischen Ergebnisse verzerrt haben könnte. Aufgrund der schwachen Korrelation zwischen Alter und IOD dürfte der hier gefundene Zusammenhang außerdem nicht klinisch relevant sein.
Die Schnauzen- Schwanzlänge als Indikator für das Körperwachstum wurde bei Alligatoren ebenfalls als Einflussparameter untersucht. Hier zeigte sich eine negative Korrelation von IOD und S-S bei Tieren über 1,20 m Körperlänge (WHITTAKER et al., 1995). In der vorliegenden Studie konnte die Körperlänge nicht uneingeschränkt erhoben und verwendet werden, da über 30% der Tiere einen unvollständigen Schwanz bzw. eine Achsenabweichung aufwiesen Zudem hängt das Körperwachstum bei in Gefangenschaft gehaltenen Reptilien weniger vom biologischen Alter als vom Fütterungs- und Hibernationsmanagement ab (BALDUS, 2009). Auch die Umgebungstemperatur kann das Wachstum beeinflussen (ADOLPH und PORTER, 1993), welche in der Regel in menschlicher Obhut künstlich gesteuert wird. Deshalb scheint der natürliche Zusammenhang von Wachstumsrate und IOD ausgesetzt und sollte als konstanter Einflussparameter bei als Haustier gehaltenen Reptilien übergangen werden. Alternativ ist u.U. die Rumpflänge heranzuziehen, wenn ein unvollständiger oder ein Schwanz mit Achsenabweichung vorliegen sollte.
5.6 Messung der Tränenproduktion
Aufgrund der Artenvielfalt bei Wildtieren ist die Verfügbarkeit von Referenzwerten für verschiedene Parameter der Augenuntersuchung begrenzt (MONTIANI-FERREIRA, 2001). Auch für Bartagamen liegen in der zugänglichen Literatur noch keine Normwerte für die Tränenproduktion vor. Wie die eigenen Beobachtungen zeigen, scheint der herkömmliche Schirmer- Tränen- Test bei kleinen Augen wie bei denen von Bartagamen aufgrund der kleinen Lidspalte nicht geeignet (LANGE et al., 2013;
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TROST et al., 2007). Eine Halbierung der Teststreifen, wie sie beispielsweise für die Tränenproduktionsmessung bei Meerschweinchen, Kaninchen (WIESER et al., 2012), Schwarzbüschelaffen (LANGE et al., 2012) oder Hundewelpen (DA SILVA et al., 2012) erfolgte, wurde in der vorliegenden Studie nicht durchgeführt. Durch die manuelle Halbierung der Teststreifen wäre zum einen keine Standardisierbarkeit mehr gegeben (LANGE et al., 2012), zum anderen konnte gezeigt werden, dass der modifizierte STT eine stärkere Varianz der Ergebnisse aufweist (MONTIANI-FERREIRA et al., 2006). Stattdessen wurde auf den filigraneren Phenolrot- Test zurückgegriffen und mit dem seit kurzem eingesetzten Endodontic Absorbent Paper Point Test verglichen.
5.6.1 Tränenproduktionsmessung mit dem Phenolrot- Test
Der Phenoltrottest misst den alkalischen Anteil der Tränenflüssigkeit und ist damit von deren biophysischer Zusammensetzung abhängig (TOMLINSON et al., 2001). Für Bartagamen finden sich in der Literatur keine Angaben zur Tränenzusammensetzung bzw. zur Alkalität der Tränen. Deshalb können aus den gemessenen Werten der vorliegenden Studie keine exakten Aussagen über das tatsächliche wässrige Tränenvolumen erfolgen. Da alle inkludierten Tiere eine unauffällige Hornhaut bzw. Konjunktiva zeigten und somit keine Hinweise auf eine Tränenfilmstörung vorlagen, können die Ergebnisse aber durchaus in der Praxis als Normwerte für diesen Tränentest bei Bartagamen verwendet werden.
Die meisten Tiere tolerierten den PRT im Unterlid gut, allerdings gestaltete sich das Einhängen des Testfadens als schwierig. Mittels atraumatischer Gräf Pinzette wurde das Unterlid vorsichtig gefasst und leicht von der Hornhaut weggehalten, damit der Faden bis auf den Boden des Lidbindehautsackes geschoben werden konnte. Hierbei sollte nur minimal Druck ausgeübt werden, da sonst Becherzellen gequetscht werden und kollabieren könnten (GRAHN und STOREY, 2004). Solche Risiken sollten vor allem bei stachellosen Tieren (Farbzuchten) bedacht werden, da dort die Konjunktiva noch weniger durch Substanz geschützt ist als bei Stachel tragenden Tieren. Das Fassen des Lides tolerierten viele Tiere nicht gut und verlängerten diese Prozedur durch ihr Abwehrverhalten. Der Bindehautsack der Bartagamen schien recht flach zu sein, was für das Einhängen und auch das Verbleiben des Testfadens ungünstig war. Ähnliche Erfahrungen machten LANGE et al. (2012) bei Schwarzbüschelaffen, welche ebenfalls einen engen Bindehautsack besitzen. Auch hier war das Einlegen des Tests und das gleichzeitige Fixieren von Tier und Unterlid schwierig zu koordinieren und erforderte viel Übung. Bei den Bartagamen wurde die Platzierung des Tests auf dem Boden des Bindehautsackes zusätzlich durch den knorpeligen Tarsus im Unterlid erschwert. Nicht zuletzt war auch die Länge des Fadens unvorteilhaft, da dieser bis zu den Füßen der Probanden reichte und somit bei Abwehrbewegungen gezogen werden konnte. Deshalb wäre bei einem routinemäßigen Einsatz des Phenolrot- Testes bei Bartagamen ggf. eine leichte
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Kürzung des Testfadens sinnvoll. Die Saugfähigkeit und der Farbumschlag dürften dadurch kaum beeinflusst werden.
Der mediane Tränenwert betrug 8,82 mm (CI 95% 8,80 – 10,75) und reichte von 3,32 bis 19,45 mm. Ähnlich niedrige Minimumwerte wurden auch bei Papageienvögeln gemessen (STOREY et al., 2009), so dass erst Tränenwerte unter 3 mm/ 15 Sekunden pathologisch zu sein scheinen. Die Spannweite der gemessenen Werte von ca. 16 mm scheint relativ groß. Bei Meerschweinchen oder auch Pferden konnten allerdings noch weitaus höhere Minimum- Maximum Bereiche (über 19 mm) beim PRT festgestellt werden (ŞINDAK et al., 2010; TROST et al., 2007). Für Reptilien gibt es in der Literatur keine Vergleichswerte für den PRT, aber verglichen mit Meerschweinchen (TROST et al., 2007), Papageienvögeln (HOLT et al., 2006) oder Kaninchen (BIRICIK et al., 2005) erscheinen diese Werte relativ niedrig. Eine mögliche Erklärung wäre ein natürlicher Wassersparmechanismus bei Wüstentieren (OFRI et al., 1999). So zeigten Goldhamster, die ebenfalls aus trockenen Gebieten kommen, beim PRT ähnlich niedrige Werte (RAJAEI et al., 2013). Dagegen betonten OFRI et al. (1999) dass – gemessen an der täglichen Tränenmenge - eine Flüssigkeitseinsparung nur über das Tränenvolumen verschwindend gering wäre. Bei Menschen konnte außerdem ein Zusammenhang zwischen dem Schirmer- Tränen- Test und der Luftfeuchte nachgewiesen werden. Eine dauerhafte Reduktion der Luftfeuchte auf 40% resultierte in niedrigeren STT- Werten. Die Autoren führten dies auf eine erhöhte Evaporation der Tränen zurück (WILLIAMSON und ALLISON, 1967). Da die Luftfeuchtigkeit bei den Bartagamen der vorliegenden Studie in Anlehnung an deren natürlichen Lebensraum ebenfalls relativ niedrig war, ist nicht auszuschließen, dass eine stärkere Verdunstung bei dieser Tierart zu verhältnismäßig niedrigen Tränenwerten beiträgt.
Während Art, Gewicht, und Alter keinen Einfluss auf die Tränenmenge hatten, unterschieden sich männliche und weibliche Tiere bei diesem Test voneinander. Weibliche Tiere hatten einen signifikant höheren Tränenwert als männliche Tiere, wobei dieser im Durchschnitt nur 2 mm höher war und deshalb nicht als klinisch relevant eingestuft wurde. Dies spiegelt sich in vergleichbaren Beobachtungen bei Meerschweinchen und Hunden wider (COSTER et al., 2008; HARTLEY et al., 2006). Mögliche Erklärungen wären hormonelle Einflüsse auf die Tränendrüse selbst (SULLIVAN et al., 1998) oder eine je nach Geschlecht variierende Tränenaufrisszeit (CHO and YAP, 1994). Da sich nur beim PRT ein Geschlechtseinfluss zeigte, muss auch eine abweichender pH- Wert (Alkalität) der Tränen bei männlichen und weiblichen Tieren in Betracht gezogen werden.
Für diesen Test war eine starke Fixierung der Tiere notwendig, damit der Faden nicht herausgewischt bzw.- geblinzelt werden konnte. In einer Studie mit Papageienvögeln wurde die Auswirkung des Handling und des damit verbundenen Stresses beim PRT untersucht (HOLT et al., 2006). Hierbei konnte kein signifikanter Einfluss auf die
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Tränenwerte beobachtet werden, so dass auch in der eigenen Studie eine Beeinflussung der Tränenwerte durch die starke Fixation unwahrscheinlich scheint. Auch die Reihenfolge der Augen bzw. die Tatsache, dass diese jeweils nacheinander getestet wurden, hatte bei den Papageienvögeln keinen Einfluss auf die Tränenproduktion (HOLT et al., 2006). Somit scheint es unproblematisch, den PRT bei Bartagamen wie in der vorliegenden Studie an beiden Augen nacheinander durchzuführen, um eine adäquate Fixation zu gewährleisten. Insgesamt scheint der PRT aufgrund der geringen Testzeit und der Feinheit des Fadens für kleine Echsen wie Bartagamen praktikabel, auch wenn die Durchführung des Tests Routine und eine konsequente Fixation des Patienten erforderte.
5.6.2 Endodontic Absorbent Paper Points
Der EAPP- Test misst laut LANGE et al. (2012) ebenso wie der Schirmer- Tränen- Test die wässrige Phase des Tränenfilms. Aufgrund der geringen Größe des Teststreifens hat sich dieser Test bereits bei kleinen Exoten wie Mäusen, Ziervögeln und auch Wasserschildkröten bewährt. Allerdings erforderte die Testdurchführung in diesen Studien eine starke Fixation und Immobilisation der Probanden, was mit einer höheren Stressbelastung verbunden war (LANGE et al., 2013). In der vorliegenden Studie konnten ähnliche Erfahrungen gemacht werden. Für das Einlegen des Tests mussten die Tiere von einer zweiten Person konsequent fixiert werden und auch das Verbleiben des Tests im lateralen Kanthusdrittel über die Messzeit von einer Minute gestaltete sich deutlich schwieriger als beim PRT. Bei einigen Tieren kippte der Test nach nasal weg und führte dadurch zu einer Irritation. Bei diesen Probanden war dann zwar kein Blepharospasmus zu beobachten, aber da die Lider in den meisten Fällen geschlossen waren, kann eine Berührung der Hornhaut und damit ein erhöhtes Reflexvolumen nicht ausgeschlossen werden. Damit scheinen die Werte des EAPP stärker durch Irritation beeinflussbar, was bei der Interpretation der Messwerte beachtet werden sollte.
Durch das Wegkippen bewegte sich der Teststreifen näher an den Ausführungsgang der Tränendrüse, was die Messwerte vorraussichtlich verfälscht hätte. Deshalb musste der Test in diesen Fällen wiederholt werden. Auch bei Kaimanen konnte bei diesem Test ein Verkippen der Testspitzen während der Messdauer beobachtet werden. Die Autoren vermuteten hier eine Interaktion mit der relativ prominenten Nickhaut dieser Spezies (ORIÁ et al., 2013). Bartagamen besitzen ebenfalls eine relativ prominente Nickhaut (s. Abb. 25). Möglicherweise hat deshalb auch in der vorliegenden Studie eine Interaktion mit dieser stattgefunden und in der Folge zu einer Dislokation des Papierstreifens geführt.
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Abb. 25: Prominente Nickhaut bei Pog. vitticeps (Präparierung zur Enukleation
im Rahmen der Manometrie)
Die richtige Platzierung im lateralen Drittel des Bindehautsackes war dagegen durch die Rigidität des Papierstreifens einfacher und zügiger möglich als beim Phenolrot- Test, da der Streifen quasi von selbst „stecken“ blieb, die Manipulationsdauer am Lid war dadurch sehr viel kürzer als beim PRT. Doch obwohl der Teststreifen gleich bei Berührung des Tränensees am Boden des Bindehautsacks seine Eigensteifigkeit verlor, musste beim Einlegen stark darauf geachtet werden, dass keine Berührung und damit Reizung der Hornhaut durch den relativ starren und konisch zulaufenden Papierstreifen stattfand. Dies erforderte Übung beim Einlegen des Tests.
Der mediane Wert bei diesem Test betrug 4,8 mm (CI 95% 4,50 – 5,18) und reichte von 2,09- 7,99 mm. Damit liegen diese Tränenwerte geringfügig niedriger als die der Rotwangenschmuckschildkröten, welche beim EAPP Test Werte von 8,79 (CI 95% 8.05–9.53) aufwiesen. Ein direkter Vergleich dieser Werte erscheint nicht sinnvoll, weil sich Bartagamen als Wüstenbewohner möglicherweise in ihrer Tränen-physiologie von Wasserschildkröten unterscheiden. Da im Schriftum keine Erkennt-nisse zur Tränenzusammensetzung bei Bartagamen vorliegen, kann zudem nicht ausgeschlossen werden, dass eine abweichende Zusammensetzung der Mucin- oder Lipidschicht bzw. eine niedrigere Anzahl an Becherzellen die wässrige Phase der Tränenflüssigkeit beeinflusst hat (TROST et al., 2007). Außerdem scheint des Testergebnis beim EAPP indirekt von der Tiefe des Bindehautsackes abzuhängen (LANGE et al., 2012), die sich zwischen den Spezies unterscheidet. Die Tiefe des Bindehautsackes wurde in der vorliegenden Studie aufgrund der Verletzungsgefahr nicht vermessen, sie schien jedoch, wie bereits erwähnt, subjektiv eher flach.
In der Praxis ist dieser Test nur sinnvoll einsetzbar, wenn für die jeweilige Spezies stets mit demselben Fabrikat der Papierspitze (gleiche Stärke, Länge und Farbe)
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gemessen wird, damit der Absorptionsgrad möglichst wenig variiert. LANGE et al. (2012) betonen, dass sich das Fabrikat „Color Size 30“ der Firma Roeko am besten eignet, da dieses im Vergleich zu anderen Papierspitzen in Bezug auf die Absorpionseigenschaften, den Kontrollstandards und der Standardisierbarkeit die geringste Variation aufwies (EDWARDS and BANDYOPADHYAY, 1981). Aus diesem Grund wurde auch für die vorliegende Studie dieses Fabrikat verwendet. Um den EAPP Test routinemäßig als kommerziellen, standardisierbaren Test zur objektiven Messung der Tränenproduktion einsetzen zu können, fehlen sicherlich noch weitere Untersuchungen bezüglich der Materialeigenschaften, dem Absorptionsverhalten und dem Ausmaß der Reizsekretion bei Verwendung der Teststreifen.
Nichtsdestotrotz stellt diese Methode durchaus eine ausbaufähige Alternative für die Tränenproduktionsmessung bei kleineren Patienten dar, auch wenn zweifelsohne intensive Übung erforderlich ist, um die Manipulationsdauer am Auge so gering wie möglich zu halten und damit Stress und Irritationen durch den Test und daraus resulierend Verfälschungen der Messergebnisse zu vermeiden.
5.6.3 Güte der Übereinstimmung
Ein direkter Vergleich der beiden Messmethoden hinsichtlich ihrer Übereinstimmung war nicht möglich, da in dieser Studie die Goldstandardmethode als Grundlage fehlt. Auch eine Aussage, welche Messmethode die bessere ist oder ob überhaupt adäquate Werte geliefert werden, ist ohne Vergleich mit dem Goldstandard ausgeschlossen (GROUVEN et al., 2007). In der Veterinärmedizin wird allgemein der Schirmer- Tränen- Test als Referenzmethode angesehen (SWINGER et al., 2010), welcher sich aufgrund der Größe bei Bartagamen nicht anwenden lässt. Zum anderen unterscheiden sich die beiden Messmethoden grundlegend, da sie unterschiedliche Tränenkomponenten messen. In Studien, in denen der PRT mit dem STT verglichen wurde, unterschieden sich die Werte ebenfalls in den meisten Fällen, da die Saugfähigkeit bzw. die Qualität der Teststreifen naturgemäß unterschiedlich ist (BIRICIK et al., 2005; TROST et al., 2007).
Beide Tests wurden dennoch hinsichtlich der Streuung ihrer Werte verglichen, um zumindest für jeden Test die Empfindlichkeit gegenüber sog. „Ausreißern“ zu bewerten. Hier zeigte sich, dass beim EAPP die Ergebnisse weniger stark vom Mittelwert abwichen als beim PRT. Dieses Ergebnis ist auch an den Minimum- Maximum Bereichen ersichtlich, der PRT zeigte eine weitaus größere Spannweite (16 mm) als der EAPP (< 6 mm). Obwohl in der Literatur ähnlich große Minimum- Maximum Bereiche bei PRT- Werten erwähnt sind, kann nicht ausgeschlossen werden, dass die längere Manipulation am Unterlid bis zum Einlegen des Fadens zu einer streß- oder irritationsbedingten Reflexsekretion geführt hat. Je nach Proband kann das Ausmaß dieser Irritation variiert und zu entsprechend erhöhten
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Tränenwerten geführt haben. Dieses Ergebnis spricht zumindest indirekt dafür, dass die Reizwirkung beim EAPP Test doch niedriger war als angenommen und die angefeuchtete erweichte Papierspitze kaum Reibung an der Hornhaut verursachte. Wie bereits erwähnt wäre es sinnvoll für Bartagamen weitere Studien hinsichtlich der Hornhautsensibilität und damit Reflexsekretion durchzuführen, um verschiedene Tränentests besser interpretieren zu können.
Nicht zuletzt wäre bei Exoten auch die Evaluation alternativer Tests zur Messung der Tränenproduktion sinnvoll, welche nicht die Nachteile der klassischen Tränentests (Stressbelastung, Manipulation am Lid und damit erhöhte Tränenproduktion etc.) mit sich bringen. Besonders die Messung der Tränenaufrisszeit (tear break up time- TBUT) ist weniger „invasiv“ und stellt laut einiger Autoren, zumindest bei Hunden, die reproduzierbarste Methode zur Überprüfung der Tränenproduktion dar (HARTLEY et al., 2006).
5.6.3 Ergänzende Parameter
Die Blinzelfrequenz wurde am unfixierten Probanden aus einiger Distanz ausgezählt, um so eine stressbedingte Erhöhung der Blinzelfrequenz (TROST et al., 2007) zu vermeiden. Im Vergleich zu Hund (3- 5/ Min.) oder Katze (1- 5/ Min.) (GLENWOOD und MACKAY, 2013) scheint die Blinzelfrequenz mit Werten um durchschnittlich 3,41(±2,34) in fünf Minuten verhältnismäßig niedrig. Allerdings konnten bei Chinchillas, welche aus mediterran bis wüstenartigen Gebieten kommen, ähnlich niedrige Werte erfasst werden (LIMA et al., 2010). Da keiner der Probanden Hinweise auf eine Tränenfilmstörung aufwies, scheint die niedrige Blinzelfrequenz physiologisch und ausreichend für die Befeuchtung der Hornhaut zu sein. Deshalb ist es denkbar, dass bei Bartagamen eine andere Tränenzusammensetzung (Mucin- bzw. Lipdanteil) vorliegt. Bei Kaimanen vermuteten die Autoren ebenfalls eine erhöhte Lipid- bzw. Mucinkomponente als Erklärung für eine auffallend niedrige Blinzelfrequenz (ORIÁ et al., 2013).
Die Lidspaltenlänge wurde am nicht gedehnten Lid gemessen, um die physiologische Lidspalte zu bestimmen. Die Lidspaltenlänge betrug durchschnittlich 5,74mm (±1,28) und war damit erwartungsgemäß deutlich kleiner als bei Meerschweinchen, Kaninchen (WIESER et al., 2012), aber auch bei Rotwangenschmuckschildkröten (LANGE et al., 2013). Dieses Ergebnis verdeutlicht nochmal, dass die Durchführung von Tränentests, aber auch von anderen Untersuchungen am Auge (z.B. Gonioskopie) bei Bartagamen aufgrund der kleinen Dimensionen eingeschränkt oder in manchen Fällen sogar unmöglich ist. Beim Phenolrot- Test konnte außerdem ein schwach positiver Zusammenhang zwischen der Lidspaltenlänge und den Tränenwerten festgestellt werden. Subjektiv gesehen war das Einhängen des Testfadens bei Probanden mit einer längeren Lidspalte und damit einem tieferen Bindehautsack einfacher möglich. Ein tiefer Bindehautsack kann zudem ein größeres
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Tränenvolumen speichern als ein flacher Bindehautsack (LANGE et al., 2012). SAKAMOTO et al. (1993) begründeten unterschiedliche PRT- Ergebnisse bei verschiedenen Völkern ebenfalls mit unterschiedlichen anatomischen Verhältnissen (Bindehautsack, Dimensionen der Lidränder, Lidspaltenlänge etc.), so dass zumindest eine geringgradige Beeinflussung durch individuelle Anatomie bei diesem Tränentest nicht ausgeschlossen werden kann.
5.7 Kalibrierung des TonoVet®
Die Manometrie gilt als Referenzmethode, nach welcher alle Tonometer hinsichtlich ihrer Genauigkeit bewertet werden sollten (KNIESTEDT et al., 2008). In der vorliegenden Studie konnte gezeigt werden, dass der TonoVet® den Augen-innendruck über den gesamten Druckbereich von 5 bis 60 mmHg unterschätzte. Hierbei konnte eine wachsende Diskrepanz zwischen manometrisch vorgegebenem Druck und den mittels Tonometer gemessenen Werten festgestellt werden. Ähnliche Ergebnisse wurden bei Katzen (RUSANEN et al., 2010), Greifvögeln (REUTER, 2010) und Rotwangenschmuckschildkröten (DELGADO et al., 2013) erzielt, bei denen der TonoVet® jeweils auch den wahren Druck mehr oder weniger stark unterschätzte.
Die Ursache für solche Abweichungen muss hauptsächlich bei den Bedingungen am Messort, sprich der Hornhaut gesucht werden. Da der TonoVet® nicht für Bartagamen konzipiert ist, ist der Messvorgang nicht an deren spezifische anatomische Verhältnisse angepasst. Bei der Reboundtonometrie wird der IOD durch die Rückprallkraft des elektromagnetischen Probentips an der Hornhaut berechnet. Diese Kraft kann je nach Viskoelastizität des Hornhautepithels variieren (KOTECHA, 2007; LYNCH et al., 2007; PARK et al., 2011). Die Elastizität wird indirekt durch die zentrale Hornhautdicke, die Krümmung und auch den cornealen Widerstandsfaktor beeinflusst (BROMAN et al., 2007; KNIESTEDT et al., 2008). Für Reptilien liegen bisher keine Erkenntnisse zu Hornhauteigenschaften (CCT, CRF, CH) vor, deshalb kann das Maß der Auswirkung dieser Eigenschaften auf den Messvorgang nur schwer eingeschätzt werden. Die durchgehend zu niedrig angegebenen Werte und auch die in vivo verhältnismäßig niedrigen IOD Werte sprechen aber zumindest indirekt für eine dünnere Hornhaut bei dieser Spezies, denn es ist bekannt, dass eine dicke Hornhaut bei der Reboundtonometrie zu höheren Druckwerten führt (JORGE et al., 2008; MARTINEZ-DE-LA-CASA et al., 2006). Es kann außerdem angenommen werden, dass die Skleralringe als anatomische Besonderheit bei Bartagamen die Viskoelastizität und vermutlich auch die Rigidität der Hornhaut beeinflussen (DARROW et al., 2013). Auch bei Eulen und anderen Greifvögeln wurde bei Messungen mit dem TonoVet® eine Beeinflussung durch die Skleralringe und eine damit verbundene erhöhte Starrheit der Hornhaut
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diskutiert (HARRIS et al., 2008; REUTER, 2010). Außerdem ist nicht auszuschließen, dass durch die erhöhte Formstabilität die Verformbarkeit der Bulbushüllen zumindest teilweise limitiert wurde und somit die künstlich erzeugte Druckerhöhung nicht deckungsgleich auf die Augenhüllen (Hornhaut) wirken konnte.
In den meisten Manometriestudien war es trotz Diskrepanz der Werte möglich, eine Regressionsanalyse durchzuführen, um letztendlich eine Umrechnungsformel für den wahren IOD zu erhalten (PEASE et al., 2006; PRASHAR et al., 2007; REUTER et al., 2010). Voraussetzung für eine Regressionsanalyse ist ein linearer Zusammenhang zwischen den beiden Messverfahren. In der vorliegenden Studie konnte lediglich bei den ersten beiden Druckstufen ein schwacher linearer Zusammenhang nachgewiesen werden. Da mit beiden Verfahren der gleiche Wert (der Druck innerhalb des Auges) gemessen wurde, ist aber grundsätzlich eine hohe Übereinstimmung der Werte zu erwarten. Deshalb ist der schwache lineare Zusammenhang bei 5 und 10 mmHg zu relativieren und als nicht ausreichend zu werten. Folglich war es nicht möglich, eine kalkulierbare Beziehung zwischen den beiden Messverfahren herzustellen und eine Umrechnungsformel zu präsentieren.
Die Ursachen für eine fehlende Übereinstimmung zwischen Tonometer und Manometer können auch im Versuchsaufbau liegen. Zum einen müssen bei Kalibrierungsversuchen ex vivo mögliche postmortale Veränderungen an Hornhaut oder Sklera in Betracht gezogen werden. In einer Humanstudie zeigten sich post
mortem deutliche Veränderungen an den Augen, unter anderem entstanden Ödeme in der Hornhaut und die Rigiditätswerte dieser unterschieden sich signifikant von denen in vivo. Außerdem können der abwesende Blutfluß, die fehlende extraokuläre Muskulatur bzw. vaskuläre Widerstände zu einer veränderten Biomechanik der Bulbushüllen führen (PALLIKARIS et al., 2005). Dagegen konnten bei Pferden keine Unterschiede zwischen den Werten von in situ und ex vivo verwendeten Augen im Manometrieversuch gefunden werden (GÜSE, 2008). In der vorliegenden Studie, in welcher alle Augen spätestens 3 Stunden post mortem enukleiert wurden, konnten bis zum Ende der Manometrie mittels Spaltlampe kein Ödem oder ein Kollaps der Hornhaut festgestellt werden. Die Lagerung erfolgte gekühlt und unter Feuchthaltung und beschränkte sich auf maximal 6 Stunden, so dass eine starke Beeinflussung der Manometrie durch evidente postmortale Schäden unwahrscheinlich scheint. Nicht zuletzt haben die Skleralringe auch noch postmortal zur Formstabilität beigetragen und dadurch einen Kollaps des Bulbus oder der Sklera vermieden.
Die Einstichstelle bei der Kanulation des Bulbus unterschied sich von den meisten anderen Studien, in welchen die Kanüle direkt in die vordere Augenkammer eingeführt wurde (KALESNYKAS und UUSITALO, 2007; PRASHAR et al., 2007; SAEKI et al., 2008). In der vorliegenden Studie führte der Einstich via Cornea stets zu Leckagen, auch eine Punktion des Limbus war aufgrund der Skleralringe und dem damit verbundenen Kraftaufwand bei der Punktion ebenfalls nicht ohne Austritt von
Diskussion
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Kammerwasser möglich. Nicht zuletzt erschien eine Manipulation am Messort (Hornhaut) und die damit verbundene Interaktion mit dem Probentip nicht sinnvoll. Aus diesen Gründen wurde der Bulbus transskleral kannuliert. In anderen Manometrieversuchen mit Greifvögeln und Mäusen wurde aus ähnlichen Überlegungen ebenfalls transskleral in den Glaskörper eingestochen und trotzdem konnte eine lineare Beziehung zwischen Manometer und Tonometer hergestellt werden (REITSAMER et al., 2004; REUTER, 2010). Es wurde deshalb gefolgert, dass die Einstichstelle nicht für die fehlende lineare Beziehung zwischen den Messverfahren verantwortlich war.
Eine Aussage über das postmortale Zusammenspiel von Ziliarkörper und Skleralringen kann allerdings nicht getätigt werden. Die Skleralringe dienen in vivo u.a. als Hebel für den Ziliarkörper, der bei Kontraktion den Zustand der Linse verändern kann (DUKE-ELDER, 1958; KERN UND COLITZ, 2013). Das Kammerwasser fließt in vivo an der Linse vorbei durch die Pupille in die vordere Augenkammer (Abb. 26). Es kann nicht ausgeschlossen werden, dass die Dynamik des Glaskörperinhaltes bzw. des Kammerwassers im Manometrieversuch indirekt durch die Skleralringe beeinflusst wurde. So kann ein verändertes Durchflussvolumen durch einen erhöhten Widerstand des Ziliarkörpers gegenüber der Druckerhöhung vorgelegen haben, da dieser an den Skleralringen verankert ist. Diese Überlegung würde auch die wachsende Diskrepanz zwischen den beiden Messverfahren mit steigendem manometrisch vorgegebenem Druck erklären. Dementsprechend könnte sich durch eine unvollständige Verteilung der eingeleiteten Kochsalzlösung der Druck- trotz der Wartezeit von zwei Minuten - möglicherweise nicht komplett bis an den Messort (Hornhaut) ausgebreitet haben.
Abb. 26: Verteilung des Kammerwassers (schematische Darstellung), modifiziert nach HEYS et al. (2001) Schwarze Pfeile: Kammerwasserfluss nach Produktion am Ziliarkörper Gestrichelte Linie: Lokalisation der Skleralringe bei Echsen
Diskussion/ Fazit
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Zur Absicherung dieser These wären sicherlich noch weitere, u.a. elektronen-mikroskopische, Untersuchungen an Bartagamenaugen nötig, um die Kammer-wasserdynamik und die Rolle der Skleralringe bei der Manometrie zu evaluieren.
Die Ergebnisse der Manometrie zeigen letztendlich, dass in diesem Kalibrierungsversuch kein linearer Zusammenhang zwischen dem tatsächlichen Druck und den mit dem TonoVet® gemessenen Werten hergestellt werden konnte. Damit erscheint es schwer, in der Praxis von angezeigten Messwerten auf den tatsächlichen Druck zu schließen. Da die Kalibrierung an der Referenzmethode kein akzeptables Ergebnis lieferte, könnten klinisch gemessene Werte streng genommen nicht in der Einheit mmHg, sondern beispielsweise in „TonoVet® Einheiten“ o.ä. angegeben werden.
Die Ergebnisse der Manometrie beeinflussen die Anwendbarkeit der Messwerte aus dem klinischen Versuch nicht, da die dort erzielten Messergebnisse für Bartagamen - ungeachtet der Einheit - den physiologischen Referenzbereich für den IOD bei gesunden Tieren darstellen.
5.8. Klinische Bedeutung und Fazit
Die Ophthalmologie bei Reptilien im Sinne einer fundierten Diagnostik hat in der Praxis bisher einen eher niedrigen Stellenwert. Einmal umfasst die Klasse der Reptilien fast 9800 Spezies, wodurch eine große Variation in der Augenanatomie und den Erkrankungen bei den einzelnen Spezies vorliegt (MADER, 2012). Dies erschwert die Diagnostik und setzt fundierte Kenntnisse zu den spezifischen anatomischen Besonderheiten des Patienten voraus. Zum anderen liegen aufgrund der Artenvielfalt (WILLIAMS, 2012) und nicht zuletzt aufgrund der eingeschränkten Verfügbarkeit von Studien(tieren) kaum Normwerte für Parameter am Auge vor. In vielen Fällen ist die Augenuntersuchung sowie die weitere Diagnostik auch durch die geringe Größe vieler Reptilien und deren Stressanfälligkeit erschwert (KERN und COLITZ, 2013). Aus den genannten Gründen liegen nur wenige Normwerte für die üblichen ophthalmologischen Parameter wie z.B. die Tränenproduktion oder den Augeninnendruck in der Literatur vor. Diagnosen werden deshalb oftmals nur auf Grundlage der Anamnese, Klinik oder der Spaltlampenuntersuchung gestellt. Doch gerade für die Überprüfung des Therapiefortschritts und auch für die Prognosestellung ist es sinnvoll, Zahlenwerte zur Einschätzung zur Verfügung zu haben. Ziel dieser Arbeit war es deshalb, Normwerte für zwei verschiedene Para-meter der Augenuntersuchung zu erstellen. Als Studientiere wurden Bartagamen ausgewählt, da diese eine der am häufigsten vorgestellten Reptilienart in Deutschland darstellen.
Im Rahmen der initialen Augenuntersuchung konnte gezeigt werden, dass Reptilien nur unzuverlässig Antworten auf Reflextests oder sonstige Sinnesprüfung zeigten.
Diskussion/ Fazit
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Diese Unsicherheit sollte bei der Interpretation von Befunden im Rahmen der Augen-untersuchung bedacht werden. Außerdem konnte bestätigt werden, dass eine gründ-liche Funduskopie bei Bartagamen am wachen Tier ohne weitere Verabreichung von Medikamenten nicht verlässlich durchführbar ist (DARROW et al., 2013; LAWTON, 2006; WILLIAMS, 2012).
Durch die Erstellung von Normwerten bei Bartagamen können tonometrisch gemes-sene Einzelwerte nun besser in der Klinik eingeordnet werden. Zwar liegen bisher keine Angaben über Glaukomfälle bei Reptilien vor, vermutlich ist dies aber auf das Fehlen von Normwerten zurückzuführen (DELGADO et al., 2013). Auch brachte die vorliegende Studie die Erkenntnis, dass der TonoPen® im Gegensatz zum TonoVet® bei dieser kleinen Echsenart nicht praktikabel ist. Ebenso konnte gezeigt werden, dass verhältnismäßig niedrige Augeninnendruckwerte für diese Art physiologisch zu sein scheinen, was sich mit den wenigen in der Literatur vorhandenen Werten an-derer Reptilien weitgehend deckt. Die Untersuchung von Einflussparametern hat deutlich gemacht, dass tendenziell eine Beeinflussung durch die Tageszeit und auch die Umgebungstemperatur vorliegt. Dies sollte in der Praxis bei der Interpretation von IOD- Werten (z.B. bei ungewärmt transportierten Patienten, IOD- Messung nach/ während der Überwinterung) berücksichtigt werden. Zudem konnte gezeigt werden, dass die Applikation von Lokalanästhetikum keinen Einfluss auf die Messwerte hatte, gleichzeitig aber das Toleranzverhalten steigerte.
Zur Tränenproduktionsmessung bei Reptilien lagen bisher nur zwei Studien in der Literatur vor (LANGE et al., 2013, ORIA et al., 2013). Zwar sind Tränenfilmstörungen (Keratitis, Photokeratokonjunktivitis) bei Reptilien durchaus beschrieben (BAYON et al., 2002, GARDINER et al, 2013, ZWART et al, 1973, COLLETE und CURRY, 1978), die Diagnose basierte in diesen Fällen allerdings nicht auf der Messung der Tränenproduktion, sondern auf morphologischen Veränderungen. Die Tränenproduk-tionsmessung bei Reptilien ist vor allem durch die notwendige Fixation und die kleinen Dimensionen am Auge eine Herausforderung (LANGE et al., 2013). Deshalb wurden in der vorliegenden Arbeit der für „kleine Exoten“ empfohlene Phenolrot- Test (KERN und COLITZ, 2013) und der neue, umgewidmete EAPP- Test für Bartagamen evaluiert. Es konnte gezeigt werden, dass beide Tests trotz der sehr geringen Größe der Lider gut angewendet werden können, auch wenn dies vorherige intensive Übung erfordert.
Der Kalibrierungsversuch verdeutlicht die Wichtigkeit der Manometrie beim Einsatz von Tonometern, die nicht für die entsprechende Tierart vorkalibriert sind. Hier konnte gezeigt werden, dass für den TonoVet® eine schlechte Übereinstimmung mit der Referenzmethode vorlag. Ursachen dafür müssen bei variierenden Hornhaut-eigenschaften, bei Bartagamen vermutlich aber auch in der veränderten Rigidität der Bulbushüllen durch die Skleralringe gesucht werden. Die Praktikabilität des
Diskussion/ Fazit
101
TonoVet® und die Anwendung der hier aufgestellten Messwerte als Referenz verändern sich dadurch aber nicht.
Zusammenfassung
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9. Zusammenfassung
Eva Schuster (2014)
Tonometrie und Evaluierung zweier Tränentests bei Bartagamen (Pogona spp.)
In der vorliegenden Arbeit wurden diagnostische Verfahren im Rahmen der Augen-untersuchung bei 60 gesunden Bartagamen (Pogona spp.) evaluiert. Zur Augeninnendruckmessung wurden die beiden Tonometriegeräte TonoVet® und TonoPen® gewählt. Der Messvorgang wurde hinsichtlich Durchführbarkeit und Toleranz der Tiere evaluiert und Referenzbereiche aus den Einzelmessungen erstellt. Durch diurnale Mehrfachmessungen konnten Tagesschwankungen bestimmt werden. Weitere Messungen wurden außerdem unter dem Einfluss von Lokalanästhesie sowie unter Temperaturabfall vorgenommen. Schließlich wurden potentielle Einflussparameter auf den Augeninnendruck (Alter, Geschlecht, Körper-gewicht) untersucht. Parallel wurde an enukleierten Augen eine Manometrie durch-geführt, um das erfolgreich angewandte Tonometer, den TonoVet®, für Bartagamen zu kalibrieren. Außerdem wurden zwei verschiedene Tränentests, der Phenolrot- Test sowie der neuere Endodontic Absorbent Paper Point Test, evaluiert. Auch hier wurden Referenzbereiche aufgestellt. Beeinflussende Faktoren wie Blinzelfrequenz und Lidspaltenlänge sowie die o.g. Einflussparameter wurden hinsichtlich ihres Effekts auf die Messwerte geprüft.
Der Augeninnendruck konnte an allen 60 Tieren mit dem Reboundverfahren (TonoVet®) gemessen werden. Mit dem Applanationstonometer TonoPen® konnten aufgrund der starken Abwehrreaktionen trotz lokaler Betäubung der Hornhaut keine gültigen Messungen erzielt werden. Bei kleinen Augen mit Hornhautdurchmessern unter 5 mm scheint dieses Messgerät damit ungeeignet. Der IOD (Tages-durchschnitt) bei Pogona vitticeps betrug durchschnittlich 6,16 (4,89–7,72) mmHg. Außerdem konnte gezeigt werden, dass eine Lokalanästhesie keinen Einfluss auf die Messwerte hatte, aber zusätzlich das Toleranzverhalten steigerte. Tendentiell konnte ein Einfluss der Tageszeit sowie einer Temperaturabsenkung gefunden werden. Die Tränenproduktionsmessung konnte mit beiden Tests durchgeführt werden, wobei beide Verfahren Übung und Routine erfordern, um unverfälschte Ergebnisse erzielen zu können. Beim Phenolrot- Test konnte ein geringer Geschlechtseinfluss auf die Messwerte festgestellt werden, die klinische Relevanz bleibt allerdings fraglich. Auch die Lidspaltenlänge schien hier nur schwach mit den Tränenwerten zu korrelieren.
Im Kalibrierungsversuch konnte kein linearer Zusammenhang zwischen der Referenzmethode und dem TonoVet® hergestellt werden. Damit erscheint in der Praxis eine Rückrechnung von klinisch gemessenen Werten auf den tatsächlichen IOD nicht möglich. Die Messwerte aus dem Versuch in vivo können nichtsdestotrotz als Referenzbereich für Bartagamen verwendet werden.
Summary
103
10. Summary
Eva Schuster (2014)
Tonometry and tear production measurement in bearded dragons (Pogona
spp.)
In this study, certain ophthalmological diagnostic tools were evaluated in 60 bearded dragons (Pogona spp.). Two tonometric devices working with different measurement procedures were chosen for assessment of the intraocular pressure (IOP). Both were proved for practicability, and reference ranges were calculated based on single measurements. Diurnal fluctuations were determined by repeated measurements during the day. Additionally, influence of local anaesthetic and temperature drop on IOP results was investigated. Finally, possible influencing factors (age, gender, body weight) on IOP were calculated. For calibration of the utilizable tonometric device TonoVet®, manometry was proceeded on enucleated eyes to determine the accuracy of the TonoVet®.
Furthermore, two tests for tear production measurement were evaluated: the phenol red tear test (PRT) and the more recent Endodontic Absorbent Paper Point (EAPP) test. Both were also proved for feasibility in bearded dragons and reference ranges were established. Blink frequency within 5 minutes and palpebral fissure length were noted for every subject and correlation to measurement results was determined.
TonoVet® proved to be feasible for IOP measurement in all 60 subjects. Applanation tonometry by the TonoPen® was not tolerated by the lizards, probably due to the relatively large probe tip diameter. Consequently, the latter tonometer does not seem suited for smaller eyes with corneal diameter under 5 mm. Beside establishment of reference ranges assesed by the TonoVet® (6,16 (4,89–7,72) mmHg), it could be proved that LA increased the compliance of the subjects during measurements without affecting the values. Day time and environmental temperature tended to have a slight impact on IOP results. Tear production measurement could be proceeded with both the PRT and the EAPP, even though performance of the tests require practice and routine. Gender and palpebral fissure lengths tended to have a weak influence on PRT results, but clinical relevance remains questionable.
No linear relationship could be found between tonometric device and the reference method (manometry). Consequently, it is not possible to convert clinically IOP values measured with the TonoVet® into the true IOP. Nevertheless, established normal values of this study can be used as reference range for bearded dragons as they were obtained on clinically healthy subjects without ocular findings.
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Anhang
125
12. Anhang
12.1 Abbildungsverzeichnis
Abb. 1: Schematische Darstellung des Auges einer Echse (modifiziert) (WALLS, 1942)..6
Abb 2: Vergleichende schematische Darstellung der Vorderen Augenkammer bei Echsen
(A) und Schlangen (B) (nach CAPRETTE et al, 2004)…………………………………….. 12
Abb. 3: Spaltlampenuntersuchung am unfixierten Tier……………………………………..39
Abb. 4: Messung mit dem TonoVet® am unfixierten Tier…………………………………..42
Abb. 5: Messvorgang (Reboundverfahren) TonoVet®……………………………………...42
Abb. 6: Ansatz des TonoPen® an der Hornhaut, dargestellt am unfixierten Tier………. 45
Abb. 7: Verwendete Tränentests (links der EAPP in Originalverpackung, mittig der PRT,
rechts eine einzelne Papierspitze des EAPP zum Größenvergleich)…………………….47
Abb. 8: Messung der Tränenproduktion mittels Phenolrot- Test…………………………. 49
Abb. 9: Messung der Tränenproduktion mit dem EAPP- Papierstreifen………………….50
Abb. 10: Interpretation des EAPP- Tests……………………………………………………. 51
Abb. 11: Messung der Lidspaltenlänge mittels digitalem Messschieber………………….53
Abb. 12: Versuchsaufbau zur manometrischen Kalibrierung des TonoVet®…………….54
Abb. 13. Messung mit dem TonoVet® am enukleierten Bartagamenauge im Rahmen des
Manometrieversuchs…………………………………………………………………55
Abb. 14: Linksanliegende Schädelaufnahme, latero- laterale Projektion, Schädel um ca.
45° verkippt ……………………………………………………………………………………..60
Abb. 15: Herabhängendes Lid bei Pog. vitticeps …………………………………………...61
Abb. 16: Einseitiger partieller Lidrandverlust (Pog.vitticeps)……………………………….61
Abb. 17: Hypo Trans Farbform mit deutlich wulstigen und stachellosen Lidern und
auffallend dunkler Iris (Pog. vitticeps) ………………………………………………………..61
Abb. 18: Relation Messkopf TonoPen® zu Hornhautoberfläche bei einer Bartagame (Pog.
vitticeps)……………………………………………………………………………….64
Anhang
126
Abb. 19: Verteilung der durchschnittlichen Tageswerte (Pog.vitticeps) im Boxplot ……66
Abb. 20: Verteilung der Werte unterhalb und innerhalb der POTZ bei Pogona vitt ...…..68
Abb. 21: Nach nasal verkippter EAPP- Test ………………………………………………..71
Abb. 22: Vergleich der Messwerte im Streudiagramm …………………………………….73
Abb. 23: Linksseitige, frei bewegliche Iriszyste …………………………………………….78
Abb. 24: Deutlich unterschiedliche Irisfarbe bei zwei weiblichen Tieren ………………...80
Abb. 25: Prominente Nickhaut bei einer Pog. vitticeps (Präparation zur Enukleation im
Rahmen der Manometrie) …………………………………………………………………….93
Abb. 26: Verteilung des Kammerwassers (schematische Darstellung), modifiziert nach
Heys et. al (2001)……………………………………………………………………………….98
12.2. Tabellenverzeichnis
Tab. 1: Gegenüberstellung der häufigsten Augenerkrankungen bei Reptilien …………..2
Tab. 2: Gegenüberstellung der extrinsischen Augenmuskeln von Reptilien, Vögeln und
Säugern nach Angabe in ausgewählter Literatur …………………………………………..8
Tab 3: Reflexe im Rahmen der Augenuntersuchung beim Reptil nach Mader und
Wyneken (MADER, 2012; WYNEKEN, 2007)………………………………………………17
Tab. 4: Klassische Einteilung des Glaukoms beim Säuger (nach (PLUMMER et al., 2013)
……………………………………………………………………………………………………21
Tab. 5: Überblick über gängige Tonometer (inklusive bisheriger Anwendung bei
Reptilien) und deren Vor- und Nachteile (nach DE MORAES et al., 2008).....................27
Tab. 6: Anzahl und durchschnittliche Tierdaten aus dem klinischen Versuch (n=60) zur
Ermittlung von Normwerten für den IOD sowie für die Tränenproduktion……………….35
Tab. 7: Versuchsmaterial des Manometrieversuchs……………………………………….53
Tab. 8: Ergebnisse der Tests im Rahmen der Augenuntersuchung (n= 60 Tiere) …….62
Tab. 9: Ergebnisse der diurnalen Messungen (Tagesverlauf), n=60 ……………………65
Anhang
127
Tab.10: Gegenüberstellung der Messergebnisse beider Tränentests…………………..69
Tab. 11: Gegenüberstellung beider Messverfahren pro Druckstufe (n= 11 Augen) ….73
Tab. 12: Übereinstimmung (Korrelationsanalyse) der beiden Messverfahren pro
Druckstufe…………………………………………………………………………………….. 74
12.3. Originaldaten (für alle Tabellen gilt: Proband Nr. 33 wurde von den Berechnun-
gen ausgeschlossen (Iriszyste) und ist deshalb nicht mit Messwerten aufgeführt)
Anhang
128
Tnr.
Lfd.
Nr
OS
Mo1
OS
Mo2
OsM
o3O
S M
o Ø
OD
Mo1
OD
MO
2O
D M
o3O
D M
o Ø
OS
Mi1
OS
Mi2
OS
Mi3
OS
Mi Ø
0284
864
17
76
6,60
65
65,
608
86
5,60
0284
920
28
99
8,67
65
76,
006
78
7,00
0283
439
39
99
9,00
87
77,
338
97
8,00
0288
505
46
67
6,33
76
56,
006
66
6,00
0289
824
57
65
6,00
108
78,
338
77
7,33
0283
820
67
66
6,33
66
66,
006
54
5,00
0290
136
75
56
5,33
55
65,
335
55
5,00
0290
137
85
55
5,00
55
55,
004
55
4,67
0280
396
97
65
6,00
67
66,
337
57
6,33
0288
509
106
88
7,33
78
87,
678
75
6,67
0263
409
116
56
5,67
67
76,
676
45
5,00
0259
075
126
55
5,33
56
55,
335
55
5,00
0281
725
137
118
8,67
87
87,
676
67
6,33
0292
421
145
55
5,00
66
66,
007
56
6,00
0289
723
157
67
6,67
87
77,
336
75
6,00
0292
422
166
55
5,33
76
56,
005
55
5,00
0259
581
176
66
6,00
65
55,
337
77
7,00
0259
580
187
77
7,00
87
67,
007
66
6,33
0293
145
195
55
5,00
56
55,
335
66
5,67
0276
093
207
67
6,67
77
77,
007
77
7,00
0293
146
217
77
7,00
67
76,
676
66
6,00
0293
147
225
66
5,67
66
76,
334
56
5,00
0293
387
237
67
6,67
77
77,
006
78
7,00
0293
384
245
55
5,00
56
65,
674
56
5,00
0293
385
256
67
6,33
88
88,
006
76
6,33
0294
397
268
99
8,67
88
98,
337
78
7,33
0294
398
277
77
7,00
77
87,
337
77
7,00
0294
399
286
57
6,00
67
76,
677
66
6,33
0259
583
296
76
6,33
75
76,
335
55
5,00
Anhang 12.3.1: Originaldaten TonoVet® Messungen
(Mo= morgens, Mi= mittags, Ab= abends, Zahlen= 1./2./3. Messung, restliche Abkürzungen s. Abkürzungsverzeichnis)
Anhang
129
Tnr.
Lfd.
Nr
OD
Mi1
OD
Mi2
OD
Mi3
OD
Mi Ø
OS
Ab1
OS
Ab2
OS
Ab3
OS
Ab
ØO
D A
b1O
D A
b2O
D A
b3O
D A
b Ø
0284
864
17
87
5,60
87
75,
607
78
5,60
0284
920
26
77
6,67
98
88,
338
77
7,33
0283
439
37
66
6,33
88
88,
007
65
6,00
0288
505
47
78
7,33
98
78,
007
88
7,67
0289
824
57
98
8,00
67
66,
336
77
6,67
0283
820
65
44
4,33
65
55,
335
65
5,33
0290
136
75
44
4,33
56
55,
336
76
6,33
0290
137
85
55
5,00
45
44,
335
65
5,33
0280
396
97
56
6,00
66
55,
677
77
7,00
0288
509
106
66
6,00
75
66,
007
57
6,33
0263
409
115
44
4,33
65
76,
006
66
6,00
0259
075
126
55
5,33
55
65,
336
65
5,67
0281
725
137
77
7,00
76
76,
676
67
6,33
0292
421
145
65
5,33
76
56,
006
66
6,00
0289
723
156
66
6,00
76
76,
676
67
6,33
0292
422
165
55
5,00
77
77,
006
76
6,33
0259
581
176
76
6,33
66
66,
006
55
5,33
0259
580
185
66
5,67
55
55,
005
55
5,00
0293
145
197
66
6,33
56
55,
336
65
5,67
0276
093
206
65
5,67
66
76,
336
66
6,00
0293
146
216
65
5,67
76
76,
676
67
6,33
0293
147
226
76
6,33
67
76,
676
67
6,33
0293
387
237
67
6,67
78
98,
006
77
6,67
0293
384
246
66
6,00
66
66,
004
56
5,00
0293
385
256
78
7,00
77
77,
007
67
6,67
0294
397
269
98
8,67
87
87,
677
77
7,00
0294
398
277
87
7,33
77
77,
007
87
7,33
0294
399
285
66
5,67
77
66,
676
66
6,00
0259
583
295
56
5,33
34
43,
663
43
3,33
Anhang 12.3.2: Originaldaten TonoVet® Messungen
(Mi= mittags, Ab= abends, Zahlen= 1./2./3. Messung, restliche Abkürzungen s. Abkürzungsverzeichnis)
Anhang
130
Tnr.
Lfd. N
rOS L
A1OS
LA2
OS LA
3OS
LA Ø
OD LA
1OD
LA2
OD LA
3OD
LA Ø
OS ka
lt1OS
kalt2
OS ka
lt3OS
kal
t ØOD
kalt1
OD ka
lt2OD
kalt3
OD k
alt Ø
0284
864
18
98
5,60
77
85,6
09
78
5,60
77
95,6
002
8492
02
77
66,6
77
77
7,00
98
78,0
07
811
8,67
0283
439
37
88
7,67
66
76,3
38
97
8,00
89
88,3
302
8850
54
76
76,6
77
66
6,33
66
76,3
38
66
6,67
0289
824
56
66
6,00
88
77,6
78
88
8,00
88
88,0
002
8382
06
44
44,0
05
55
5,00
56
55,3
35
67
6,00
0290
136
76
65
5,67
45
44,3
37
67
6,67
87
87,6
702
9013
78
56
65,6
76
65
5,67
77
66,6
75
65
5,33
0280
396
95
67
6,00
46
65,3
38
98
8,33
77
87,3
302
8850
910
76
76,6
76
77
6,67
99
99,0
08
97
8,00
0263
409
116
57
6,00
67
76,6
78
88
8,00
77
87,3
302
5907
512
58
66,3
36
65
5,67
66
66,0
06
56
5,67
0281
725
137
68
7,00
67
87,0
08
78
7,67
109
1110
,0002
9242
114
44
44,0
06
55
5,33
56
65,6
76
78
7,00
0289
723
157
68
7,00
66
66,0
05
65
5,33
67
76,6
702
9242
216
65
55,3
34
65
5,00
67
66,3
36
76
6,33
0259
581
177
76
6,67
66
66,0
05
56
5,33
55
65,3
302
5958
018
65
65,6
76
66
6,00
77
66,6
76
67
6,33
0293
145
194
44
4,00
66
55,6
76
66
6,00
66
66,0
002
7609
320
66
76,3
36
66
6,00
77
77,0
07
76
6,67
0293
146
216
77
6,67
77
77,0
06
76
6,33
66
66,0
002
9314
722
66
66,0
06
66
6,00
66
66,0
07
76
6,67
0293
387
236
76
6,33
66
66,0
06
76
6,33
67
66,3
302
9338
424
67
66,3
36
76
6,33
76
76,6
76
65
5,67
0293
385
257
77
7,00
78
77,3
37
77
7,00
78
77,3
302
9439
726
77
77,0
08
78
7,67
77
77,0
09
88
8,33
0294
398
275
66
5,67
78
77,3
38
88
8,00
88
88,0
002
9439
928
77
77,0
06
67
6,33
77
77,0
07
87
7,33
0259
583
295
66
5,66
66
66,0
06
77
6,66
76
66,3
3
Anhang 12.3.3: Originaldaten TonoVet® Messungen
(LA= unter Lokalanästhesie, Zahlen= 1./2./3. Messung, kalt= Messung bei 22° Umgebungstemperatur (Klimaschrank))
Anhang
131
Tnr.
Lfd.
Nr
OS
Mo1
OS
Mo2
OsM
o3O
S M
o Ø
OD
Mo1
OD
MO
2O
D M
o3O
D M
o Ø
OS
Mi1
OS
Mi2
OS
Mi3
OS
Mi Ø
0264
695
306
76
6,33
77
66,
677
66
6,33
0265
781
316
76
6,33
77
66,
667
66
6,33
0295
083
326
66
66
76
6,33
65
65,
6602
7766
034
66
66
66
66
66
66
0277
661
356
66
66
66
63
44
3,66
0281
894
369
89
8,66
77
77
78
87,
6602
5919
037
77
66,
666
77
6,66
45
44,
3302
5960
838
76
76,
666
56
5,66
66
66
0259
607
395
45
4,66
77
87,
335
65
5,33
0278
642
407
77
77
77
75
66
5,66
0278
175
415
55
56
66
66
56
5,66
0265
034
428
88
88
87
7,66
68
87,
3302
6503
343
67
76,
667
87
7,33
77
77
0282
021
447
76
6,66
67
66,
336
66
602
9627
545
57
66
78
77,
336
66
6,66
0292
709
465
46
54
56
56
77
6,66
0292
707
476
66
66
76
6,33
67
76,
6602
9270
848
67
66,
336
66
66
67
6,33
0296
715
497
77
77
76
6,66
55
55
0296
716
507
77
77
76
6,66
67
76,
6602
9699
651
78
87,
666
76
6,33
77
77
0292
428
527
78
7,33
77
77
88
98,
3302
5925
253
77
77
77
77
76
76,
6602
5925
154
77
77
77
77
77
77
0265
880
558
88
87
67
6,66
67
76,
6602
6587
956
66
66
66
76,
336
66
602
6086
657
77
77
66
76,
336
77
6,66
0260
585
587
66
6,33
77
66,
666
77
6,66
0295
482
596
76
6,33
67
76,
665
54
4,66
0297
754
606
66
66
76
6,33
66
66
0297
753
615
65
5,33
66
66
66
66
Anhang 12.3.4: Originaldaten TonoVet® Messungen
(Mo= morgens, Mi= mittags, Ab= ab ends, Zahlen= 1./2./3. Messung, restliche Abkürzungen s. Abkürzungsverzeichnis)
Anhang
132
Tnr.
Lfd.
Nr
OD
Mi1
OD
Mi2
OD
Mi3
OD
Mi Ø
OS
Ab1
OS
Ab2
OS
Ab3
OS
Ab
ØO
D A
b1O
D A
b2O
D A
b3O
D A
b Ø
0264
695
307
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6,66
77
77
77
77,
0002
6578
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76,
667
77
77
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7,00
0295
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66
66
76
6,33
66
76,
3302
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034
56
65,
666
54
57
66
6,33
0277
661
355
56
5,33
66
66
65
65,
6702
8189
436
66
66
76
76,
668
78
7,67
0259
190
375
55
56
66
67
66
6,33
0259
608
386
66
67
67
6,66
66
55,
6702
5960
739
66
66
66
76,
336
66
6,00
0278
642
407
77
77
67
6,66
67
66,
3302
7817
541
65
65,
664
54
4,33
33
43,
3302
6503
442
88
88
77
87,
338
88
8,00
0265
033
436
67
6,33
66
76,
337
67
6,67
0282
021
447
56
65
54
4,66
55
55,
0002
9627
545
77
66,
665
76
65
66
5,67
0292
709
465
65
5,33
45
65
56
65,
6702
9270
747
77
87,
337
87
7,33
78
87,
6702
9270
848
66
66
66
66
76
76,
6702
9671
549
56
55,
336
66
65
66
5,67
0296
716
507
66
6,33
66
76,
337
77
7,00
0296
996
517
78
7,33
77
77
88
88,
0002
9242
852
87
67
77
77
78
77,
3302
5925
253
66
76,
335
55
54
55
4,67
0259
251
546
66
66
66
66
66
6,00
0265
880
556
66
66
88
7,33
89
88,
3302
6587
956
46
65,
336
66
65
65
5,33
0260
866
577
77
76
77
6,66
66
66,
0002
6058
558
66
66
67
76,
667
77
7,00
0295
482
595
65
5,33
66
66
56
65,
6702
9775
460
66
66
66
76,
336
66
6,00
0297
753
617
76
6,66
77
66,
666
77
6,67
Anhang 12.3.5: Originaldaten TonoVet® Messungen
(Mi= mittags, Ab= ab ends, Zahlen= 1./2./3. Messung, restliche Abkürzungen s. Abkürzungsverzeichnis)
Anhang
133
Tnr.
Lfd.
NrOS
LA1
OS LA
2OS
LA3
OS L
A Ø
OD LA
1OD
LA2
OD LA
3OD
LA Ø
OS
kalt1
OS
kalt2
OS
kalt3
OS
kalt
ØO
D k
alt1
OD
kal
t2O
D k
alt3
OD k
alt Ø
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695
306
57
6,00
77
77,0
07
77
7,00
77
77,0
002
6578
131
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07
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7,00
66
66,0
06
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7,00
0295
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326
66
6,00
76
76,6
76
67
6,33
77
66,6
702
7766
034
66
76,3
37
86
7,00
66
66,0
06
75
6,00
0277
661
356
57
6,00
55
65,3
36
66
6,00
56
55,3
302
8189
436
87
77,3
37
77
7,00
87
77,3
37
88
7,67
0259
190
377
67
6,67
56
76,0
06
66
6,00
46
65,3
302
5960
838
65
55,3
36
66
6,00
56
55,3
36
67
6,33
0259
607
396
65
5,67
66
66,0
06
66
6,00
75
76,3
302
7864
240
77
77,0
07
77
7,00
78
87,6
78
68
7,33
0278
175
415
55
5,00
66
66,0
06
46
5,33
66
66,0
002
6503
442
88
88,0
08
98
8,33
78
87,6
77
67
6,67
0265
033
436
77
6,67
66
76,3
36
77
6,67
77
77,0
002
8202
144
55
55,0
05
45
4,67
67
66,3
36
76
6,33
0296
275
458
79
8,00
86
56,3
37
78
7,33
77
77,0
002
9270
946
55
55,0
05
65
5,33
66
66,0
06
65
5,67
0292
707
477
77
7,00
77
77,0
07
66
6,33
77
77,0
002
9270
848
77
87,3
37
66
6,33
66
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36
66
6,00
0296
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497
77
7,00
55
55,0
05
66
5,67
45
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302
9671
650
66
66,0
06
76
6,33
77
87,3
36
66
6,00
0296
996
516
77
6,67
67
76,6
77
77
7,00
87
77,3
302
9242
852
88
77,6
77
78
7,33
76
76,6
76
57
6,00
0259
252
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54
4,67
56
55,3
38
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7,33
67
76,6
702
5925
154
76
76,6
76
77
6,67
78
77,3
36
67
6,33
0265
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557
77
7,00
66
66,0
08
99
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67
66,3
302
6587
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66,0
05
57
5,67
66
76,3
36
66
6,00
0260
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576
66
6,00
67
76,6
76
66
6,00
67
66,3
302
6058
558
78
77,3
36
66
6,00
66
66,0
06
66
6,00
0295
482
596
56
5,67
65
65,6
74
44
4,00
76
66,3
302
9775
460
76
66,3
37
77
7,00
66
66,0
06
66
6,00
0297
753
615
76
6,00
76
56,0
06
56
5,67
66
55,6
7
Anhang 12.3.6: Originaldaten TonoVet® Messungen
(LA= unter Lokalanästhesie, Zahlen= 1./2./3. Messung, kalt= Messung bei 22° Umgebungstemperatur (Klimaschrank))
Anhang
134
Tnr.
Lfd.
Nr
Art
Alte
r exa
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hellb
raun
-beig
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Anhang 12.3.7: Tierdaten und Befunde der Augenuntersuchung
(Art= Pogona vitticeps (1), Pogona henrylawsonii (2); Geschlecht= männlich (1), weiblich (2); S-S = Schnauzen-Schwanzlänge [cm]; Schwanz= vollständig (1)/ unvollständig (2); KGW= Körpergewicht [kg]; BF= Blinzelfrequenz/ 5 Min)
Anhang
135
Tnr.
Lfd.
Nr
Art
Alte
r exa
kt [M
on]
Ges
chle
cht
S-S
Schw
anz
KGW
Oph
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ggr
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0,26
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5,88
4he
llbra
un-b
eige
0292
428
521
121
441
0,37
Unte
rlider
ggr
. hän
gend
5,39
4he
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602
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0,41
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er g
gr. h
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251
541
601
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gr. h
änge
nd6,
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113
22
441
0,33
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er g
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änge
nd5,
344
hellg
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0260
866
571
962
431
0,29
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B5,
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stein
farbe
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334
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293
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242
10,
336
Unte
rlider
ggr
. hän
gend
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bzuc
ht6,
984
hellro
sa-g
räuli
ch
Anhang 12.3.8: Tierdaten und Befunde der Augenuntersuchung (Art= Pogona vitticeps (1), Pogona henrylawsonii (2); Geschlecht= männlich (1), weiblich (2), weiblich kastriert (4); S-S = Schnauzen-
Schwanzlänge [cm]; Schwanz= vollständig (1)/ unvollständig (2); KGW= Körpergewicht [kg]; BF= Blinzelfrequenz/ 5 Min)
Anhang
136
Anhang 12.3.9: Originaldaten der Tränenproduktionsmessung
(Angabe jeweils in [mm]; Abkürzungen s. Abkürzungsverzeichnis)
Tnr. Lfd. Nr PRT OS PRT OD PRT OU EAPP OS EAPP OD EAPP OU0284864 1 5,05 4,96 5,01 4,04 5,89 4,970284920 2 5,12 4,03 4,58 4,12 9,85 6,990283439 3 3,66 2,98 3,32 4,26 5,87 5,070288505 4 7,09 9,11 8,10 4,89 6,03 5,460289824 5 10 5,89 7,95 9,13 6,02 7,580283820 6 14,56 17,07 15,82 7,66 7,15 7,410290136 7 14,98 10,53 12,76 6,12 5,05 5,590290137 8 12,98 12,02 12,50 4,96 5,78 5,370280396 9 10,05 15 12,53 4,12 4,12 4,120288509 10 2,06 2,12 2,090263409 11 6,99 8,65 7,82 3,99 3,87 3,930259075 12 9,03 8,01 8,52 4,99 5,05 5,020281725 13 11,59 12,12 11,86 4,25 11,03 7,640292421 14 11,95 17,07 14,51 4,11 4,05 4,080289723 15 19,85 19,05 19,45 5,89 8,14 7,020292422 16 19,02 18,29 18,66 4,05 4,09 4,070259581 17 12,99 13,07 13,03 2,99 6,45 4,720259580 18 20,01 15,03 17,52 5,78 2,98 4,380293145 19 11,98 13,13 12,56 6,11 4,12 5,120276093 20 9 8,54 8,77 5,88 4,16 5,020293146 21 7,74 8,06 7,90 8,23 6,98 7,610293147 22 6,05 8,33 7,19 5,44 2,04 3,740293387 23 10,48 13,04 11,76 4,55 3,02 3,790293384 24 16,79 20,02 18,41 4,12 4,56 4,340293385 25 12,19 9,09 10,64 5,47 6,11 5,790294397 26 6,03 5,74 5,89 2,99 3,96 3,480294398 27 7,69 5,89 6,79 3,68 3,64 3,660294399 28 6,88 10,71 8,80 3,45 4,15 3,800259583 29 5,41 6,85 6,13 3,26 4,12 3,690264695 30 4,99 5,05 5,02 5,47 4,89 5,180265781 31 12,36 19,07 15,72 4,06 3,02 3,540295083 32 12 5,47 8,74 3,69 3,690277660 34 3,58 3,12 3,35 3,25 3,12 3,190277661 35 10,1 8,45 9,28 6,48 4,98 5,730281894 36 5,12 14,16 9,64 5,47 5,12 5,300259190 37 11,56 5,77 8,67 4,69 5,63 5,160259608 38 6,41 7,45 6,93 7,23 6,12 6,680259607 39 7,25 4,98 6,12 7,14 4,28 5,710278642 40 11,42 6,23 8,83 6,20 4,22 5,210278175 41 12,58 4,52 8,55 5,20 3,54 4,370265034 42 9,15 5,14 7,15 4,19 5,44 4,820265033 43 5,02 8,97 7,00 3,56 3,96 3,760282021 44 11,08 10,45 10,77 5,78 6,56 6,170296275 45 12,12 9,03 10,58 5,04 3,22 4,130292709 46 13,34 6,620292707 47 13,12 13,98 13,55 5,32 3,94 4,630292708 48 10,01 10,01 10,01 3,00 4,59 3,800296715 49 5,69 13,91 9,80 3,84 1,92 2,880296716 50 10,1 8,99 9,55 5,16 4,95 5,060296996 51 8,74 7,87 8,31 3,69 3,56 3,630292428 52 9,19 17,03 13,11 4,88 6,07 5,480259252 53 6,29 5,61 5,95 4,35 3,23 3,790259251 54 10,96 10,28 10,62 4,65 6,82 5,740265880 55 7,51 9,49 8,50 4,68 2,5 3,590265879 56 13,58 10,57 12,08 4,26 3,71 3,990260866 57 5,88 4,71 5,30 3,39 2,87 3,130260585 58 6,42 5,71 6,07 2,89 3,96 3,430295482 59 16,02 8,89 12,46 7,69 8,29 7,990297754 60 4,57 9,14 6,86 3,92 3,12 3,520297753 61 10,92 13,97 12,45 4,00 6,63 5,32
Anhang
137
Anhang 12.3.10: Originaldaten Manometrie (TV= TonoVet, OS= linkes Auge, OD= rechtes Auge, 1…60 = jeweilige Messtufe; je 3 Wiederholungsmessungen/ Druckstufe)
TNr.
ArtEnu
kleation
p.m.Ka
nnulatio
nTVOS
5TVOS
10TVO
S15TVO
S20TVO
S25TVO
S30TVO
S35 TV
OS 40
TVOS45
TVOS50
TVOS55
TVOS60
268913
P.v.tran
ssklera
l285
877P.v.
3htran
ssklera
l3 3
34 5
56 6
78 9
810 1
0 1112
13 131
3 13 13
14 14 14
17 17 17
17 19 19
19 19 20
21 22 22
285185
P.v.2h
transsk
leral
2 3 2
6 5 6
8 8 11
10 10 10
11 12 10
11 14 10
11 13 14
14 13
1517 1
4 1516 1
6 1518 1
7 1621 2
0 20268
521P.v.
3htran
ssklera
l3 3
3 3 3
34 5
510 8
911 1
0 1115 1
4 1418 1
8 1719 2
0 20 2
1 22 22
25 24 24
24 23 23
25 26 27
259582
P.v.2h
transsk
leral
3 3 3
5 5 4
6 6 5
10 10 10
10 10 10
13 14 12
13 14 13
18 18 16
18 18 16
19 19 19
23 22 22
25 26 26
292421
P.v.2h
transsk
leral
3 3 3
6 5 5
6 6 7
8 9 9
12 12 12
13 13 12
14 14 15
16 15 16
18 19 19
21 21 21
22 22 23
23 25 25
292732
P.v.1h
transsk
leral
3 3 3
5 5 5
8 7 8
10 9 9
11 12 12
15 13 13
15 16 17
19 20 19
20 21 20
23 22 23
25 26 24
26 27 28
295428
P.v.3h
transsk
leral
3 3 3
5 6 5
7 6 7
7 8 9
10 9 8
12 11 12
13 13 14
15 15 15
16 17 17
18 18 17
19 20 19
20 22 21
262674
P.v.3h
transsk
leral
3 3 3
5 4 5
8 7 7
9 9 9
11 12 12
13 13 14
15 16 15
16 17 16
19 19
2020 2
0 2122 2
1 2223 2
3 23296
931P.v.
1htran
ssklera
l3 3
35 5
46 6
712 1
2 139 8
912 1
1 1214 1
3 1416 1
5 1516 1
7 1719 1
9 2021 2
0 2022 2
2 23297
191P.v.
3htran
ssklera
l3 3
35 6
57 7
69 9
810 9
1112 1
3 1215 1
5 1517 1
6 1618 1
9 1821 2
0 2021 2
1 2222 2
3 24
Anhang
138
Anhang 12.3.11: Originaldaten Manometrie (TV= TonoVet, OS= linkes Auge, OD= rechtes Auge, 1…60 = jeweilige Messtufe; je 3 Wiederholungsmessungen/ Druckstufe)
TNr.
ArtEnu
kleatio
n p.m.
Kannul
ationT
VOD5
TVOD10
TVOD15
TVOD20
TVOD25
TVOD30
TVOD35
TVOD40
TVOD45
TVOD50
TVOD55
TVOD60
268913
P.v.
1htran
ssklera
l4 3
35 4
74 5
59 9
98 9
813 1
0 1313 1
4 1315 1
6 1517 1
7 1718 1
7 1817 1
9 2022 2
0 20285
877P.v
.3h
transsk
leral
3 3 3
6 5 6
7 7 7
7 9 9
10 11 10
13 12 12
14 14 13
15 15 15
17 17 17
18 18
1818 1
9 2021 2
1 22285
185P.v
.2h
transsk
leral
3 2 2
4 5 5
8 8 9
10 10 10
12 12 11
14 14 13
16 17 16
17 16 17
19 20 20
18 17 18
21 22 21
24 22 22
268521
P.v.
3htran
ssklera
l3 3
34 4
55 6
710 8
910 1
0 1214 1
0 1117 1
7 1618 1
7 1420 1
8 1919 2
0 2021 2
0 2027 2
6 23259
582P.v
.2h
transsk
leral
3 3 3
4 5 3
6 5 5
10 10 10
12 11 10
13 13 11
15 14 15
19 19 18
18 17 18
19 20 20
21 22 21
22 23 24
292421
P.v.
2htran
ssklera
l4 3
35 5
56 6
68 9
912 1
1 1113 1
3 1114 1
4 1416 1
6 1619 1
9 1821 2
0 2121 2
2 2223 2
4 25292
732P.v
.1h
transsk
leral
3 3 3
5 5 6
8 7 7
10 9 9
12 12 12
14 14 13
17 16 15
18 18 18
20 20 19
23 22 22
25 24 25
25 26 27
295428
P.v.
3htran
ssklera
l3 4
45 5
56 7
67 8
910 1
0 1011 1
1 1113 1
3 1415 1
5 1516 1
7 1718 1
8 1819 2
0 1921 2
1 20262
674P.v
.3h
transsk
leral
3 3 3
4 4 5
7 7 8
9 9 9
12 11 12
13 13 14
13 15 13
17 17 16
20 20 20
21 22 20
22 22
2223 2
4 23296
931P.v
.1h
transsk
leral
3 3 3
4 4 5
6 7 6
12 12 13
9 10 11
12 12 13
14 14 14
16 14 15
15 17 18
19 17 19
20 20 20
22 23 22
297191
P.v.
3htran
ssklera
l 3 3
35 6
57 7
79 9
810 1
1 1013 1
2 1314 1
4 1417 1
6 1615 1
6 1619 1
9 1921 2
1 2022 2
1 23
Anhang
139
Anhang 12.4: Originalprotokoll Augenuntersuchung
Tiernummer: Alter:
Datum, Uhrzeit: Geschlecht: Irisfarbe:
Temperatur: Gewicht:
Untersucher: Augenvorerkrankungen: � ja � nein
Visusbeurteilung in Ruhe: � nimmt an Umwelt teil � nimmt nicht an Umwelt teil � nicht beurteilbar
Reaktion auf taktile Reize: � vorhanden � nicht vorhanden � verzögert � nicht beurteilbar
Reaktion auf rasche Annäherung: � vorhanden � nicht vorhanden � verzögert � nicht beurteilbar
Fokussierung von Beute: � vorhanden � nicht vorhanden � verzögert � nicht beurteilbar
Kopfhaltung: � unauffällig � Auffälligkeiten:
Drohreaktion: OD � positiv � negativ OS � positiv � negativ
Lidreflex: OD � positiv � negativ OS � positiv � negativ
Pupillarreflex: direkt � OD � < 3 Sek. � > 3 Sek. � - OS � < 3 Sek. � > 3 Sek. � -
ZONE Quick: OD: mm OS: mm � nicht durchführbar � keine Anfärbung
� Augen geschlossen � Augen offen � normales Blinzeln � Blepharospasmus
OD OS
Bulbus: � obB � obB
Exophthalmus � Exophthalmus
� Enophthalmus � Enophthalmus
� Buphthalmus � Buphthalmus
� Vd. retrobulb. Prozeß � Vd. Retrobulb. Prozeß
� IOD: s. extra Blatt IOD: s. extra Blatt
Kornea/ VAK:
Linse/ Pupille:
3. Augenlid:
� obB
�Auffälligkeiten:
……………………………
……………………………
3. Augenlid:
� obB
�Auffälligkeiten:
……………………
……………………
………………
Fluoreszin:
� pos. � neg.
Fluoreszin:
� pos. � neg.
Konjunktiven:
Veränderungen:
………………....
…………………
…………………
Veränderungen:
………………....
…………………
…………………
Danksagung
140
Danksagung
Mein erster Dank gilt Prof. Fehr für die Überlassung des interessanten Themas, die allzeit zügigen und konstruktiven Korrekturen der Dissertation und der Publikation und vor allem für die Wertschätzung, die er mir in den Jahren an der Klinik entgegengebracht hat.
Als nächstes möchte ich Dr. Karina Mathes und Dr. Julia Strüve für die vielen Korrekturen danken, die im Rahmen der Dissertation angefallen sind. Dir, liebe Julia, möchte ich außerdem dafür danken, dass ich begleitend zu meiner Doktorarbeit sehr viel Praktisches und Theoretisches in der Ophthalmologie lernen durfte.
Herrn Prof. Boevé danke ich herzlich für die Überarbeitung meines Manuskriptes, das im Rahmen dieser Arbeit entstanden ist, sowie für seine konstruktiven Vorschläge.
Ein großer Dank geht auch an Frau Rogoschik und das restliche Team des NABU´s sowie Herrn Brandes mit Team vom Wildtier- und Artenschutz Sachsenhagen, die mir bereitwillig und unkompliziert Bartagamen zur Verfügung gestellt haben. Ebenso danke ich allen Patientenbesitzern, deren Tiere ich für meine Versuche verwenden durfte- ohne diese Bereitschaft wäre die Studie nicht möglich gewesen. Ein weiteres Dankeschön an das Team aus dem Labor der Kleintierklinik für die Auswertung unzähliger Blutproben. Und Danke auch an Marko Dubicanac, der sich mit mir in die Manometrie eingelesen und- gearbeitet hat und mich bei den anfänglichen Manometrieversuchen begleitete.
Ein ganz ganz großes Dankeschön geht an das ganze Team der HRZWV inklusive der lieben Bremser (für unzählige Male Bartagamen Festhalten zur Abendessenszeit), allen Kollegen (für das Pflegen eingestellter Tiere am Wochenende und das „Beschaffen“ von Augen für die Manometrie) und Tierpfleger (für das Pflegen und Füttern meiner Dissertationstiere)- ohne Euch wäre so vieles nicht gegangen!! Vielen Dank auch an meine Reptilienkollegen Maximiliane Laß, Pascale Günther, Matthias Lebens, Maria Assmann und Eva Heidegger für die Annahme von Dissertationstieren, Blutentnahmen, Röntgen und Entlassen von Probanden, wenn ich nicht da sein konnte, und vor allem für die nette und lustige Zusammenarbeit. Ihr habt mir immer den Rücken freigehalten, wenn es sein musste!
Den „Mädchen“ Maike Prütz, Julika Darmstadt, Judith Meyer, Katharina Heissl und Maximiliane Laß danke ich für die wöchentlichen Treffen mit minderwertigem TV- Programm und Sekt, und dafür, dass ihr meine chaotische und naive Art tatsächlich so lange ertragen habt. Ich habe auch dank Euch die Zeit der Doktorarbeit nie wirklich als Last empfunden und sehr viel Freude außerhalb der Klinik gehabt. Ein extra Dank geht an Sassi, die jederzeit aufmunternde Worte und auch Getränke
Danksagung
141
parat hatte- Du bist und bleibst meine beste Mitbewohnerin und Freundin hier in Hannover.
Ein ganz großes Dankeschön geht an meine beiden Männer in Hannover- an Dich, Klaas, dafür dass du immer entspannt und positiv geblieben bist, wenn ich mal wieder Schwarz gemalt habe, Deine Hilfe bei der Statistik und dafür, dass Du mir immer den Rücken freigehalten hast. Danke an Mucki für stundenlanges Warten und Aufpassen- Ihr seid mein Zuhause in Hannover!
Der größte Dank geht aber an meine gesamte Familie inkl. aller „Anhänge“ und meine Freunde in Würzburg für die Unterstützung bei dieser Arbeit. Ganz besonders möchte ich mich dafür bedanken, dass ihr mich mit offensichtlicher Freude von so vielen Seiten noch Jahre nach dem Studium finanziell unterstützt habt. Ohne die unzähligen Obuli hätte ich mich nie so intensiv auf diese Doktorarbeit konzentrieren können.
