4. Analyse yon biologischem Material 313

abzentrffugierte L6sung wird mit Sehwefelwasserstoff entbleit. Nach Abfiltrieren des Sulfidniedersehlages macht man einen aliquoten Tefl mit 1/20 seines Volumens an Eisessig essigsauer und nimmt die anschliel3ende chromatographisehe Reinigung wie oben vor.

Biochem. Z. 331,127--132 (1959). Inst. Med. Biol. Dtsch. Akad. Wiss., Berlin.-- Bioehem. Z. 264, 131 (1933); 271, 206 (1934); vgl. diese Z. 11~, 209 (1938/39). --

s Experientia (Basel) I I I , 21 (1947). H. GAI~SO]~-~GEN

Eine Methode zur Mikrobestimmung yon Amid-Stickstoff in Proteinen wurde yon It. S T ~ o ~ A ~ 1 ausgearbeitet. ])as Amid wird bei 20 ~ C mi~ Lauge verseift und das gebfldete Ammoniak nach der Diffusionsmethode in vorgelegte SchwefelsAure abdestflliert. Die Bestimmung des Ammoniaks erfolgt colorimetrisch mit Nessler- Reagens. Die Diffnsionsdauer betr~gt 40 Std. Aminos~uren, die mit Lange leicht Ammoniak abspalten, wie Serin, Threonin, Arginin nnd Histidin, geben unter den angewandten Bedingungen kein Ammoniak. Lediglich bei Cystin werden 1--3~ des Stickstoffs als Ammoniak gefunden. Dieser Fehler kann dutch vorherige Oxyda- tion mit PerameisensAure ausgeschaltet werden; dabei entsteht aus Cystin und Cystein Cysteins~ure, die yon Lauge nieht zersetzt wird. Das Beersche Gesetz ist bis zu 50 #g efffillt, wobei darauf zu achten ist, dal~ alle Reagentien sflicatfrei sind. -- Apparatur. Als ~uJ]eres Gef~l~ ffir die Diffusionsapparatur dient ein 50 ml- Erlenmeyer-Kolben mit Normalsehliff 29. ]:)as innere GefAB ist ein ProbeschMehen von 20 mm Durchmesser und 15 mm H6he. Es steht auf einem Polys (16 mm ~ ), der unten gezackt ist. - - Arbeitsweise. ])as Probesch~lchen wird au~ den im Erlenmeyer-Kolben befindlichen Stgnder gesetzt und 1 ml der zu untersuchenden w~J~rigen LSsung mit 3--30/~g Amidstiekstoff einpipettiert. Die LSsung kann 1 n saner bis 0,1 n alkalisch sein. Bei festen Substanzen wird eine entsprechende Menge eingewogen und mit 1 ml Wasser oder 0,1 n Lauge versetzt. Auf den Boden des Erlenmeyer-Kolbens gibt man 1 ml 0,8 n Schwefels~ure. Nachdem man in das ProbeschMchen etwa 200 mg Atznatron (1 Pli~tzehen) gegeben hat, verschliel)t man den Kolben sofort und l~Bt 40 Std stehen. Danach entnimmt man das Sch~lchen, gibt zur Schwefels/iure 7 ml Wasser, 1 ml 0,8 n Natronlauge sowie 1 ml Nessler- ~eagenses hinzu, schiittelt und mil~t die resultierende GelbfArbung in einer 1 cm- Kiivette bei 420 m#. Zur Herstellung des ~Tessler-Reagenses 15st man in einer t)oly- ~thylenfl~sehe 100 g Queeksflber(II)-jodid und 80 g Kaliumjodid in 100 ml Wasser, gibt eine LSsung yon 200 g NaOI-I in 900 ml Wasser hinzn und l~I~t einige Wochen s~ehen. Naeh Abdekantieren des Niederschlags ist die LSsung gebrauchsfertig. Die Eiehkurve fiir die Bestimmung wird mit einer Ammoniumsulfatl6sung aufgestellt, die 0, 10, 20 und 30 #g Stiekstoff enthMt.

1 Hoppe-Seyler's Z. physiol. Chem. 312, 255--263 (1958). Med. Forseh.-Anstal~, Max-Planck-Gesellschaft, Silicoselabor, GSttingen. G. KAI~Z

t~ber die Bestlmmung der Lipoproteine mRtels Papierelektrophorese beriehten P. MOI~A% W. ~P~L und E. F. TVLLEI~ 1. Naeh kritischem Vergleieh verschiedener bekannter Methoden 2 kommen Verff. zu folgender Modifikation. -- Ausfi~hrung. Die anf Sch]. & Sch. 2043a oder Whatman-Papier Nr. 1 in iib]icher Weise her- gestell~en Serumelektropherogramme trocknet man in horizontaler Lage 4 Std bei Raumtemperatur. "2--3 Streifen f~rbt man 2 Std bei Raumtemperatur oder 40~ in etwa 250 ml FarbstofflSsung (siehe un~en). Gleich danaeh w/ischt man 5 mill in 200 m] 30~ Isopropanol je 2 Streifen, gieBt die Waschflfissigkeit ab und wieder- holt den Vorgang 5real. Dalm troeknet man in horizontaler Lage auf Glasplatten fiber Naeht (Sonnenlieht bleicht die Farbe). Die Auswertung erfolgt naeh einem der /ibliehen Verfahren (Densitometer oder Elution). -- Farbl6sung. In 100 ml einer

314 Bericht: Spezielle analytische Methoden

L6sung aus 30~ Methanol, 30~ Isopropanol und 40~ Wasser 16st man 0,1 g Sudan-Schwarz B u n t e r leichtem Aufkochen. Naeh geringem Abkiihlen filtriert man 2 mal durch Whatman-Papier Nr. 1. Am besten se~zt man die L6sung kurz vor Gebrauch an und benutzt sie nur einmal.

1 Clim Chemistry 4, 304--310 (1958). New England Deaconess Hosp., und t tavard School Publ. Health, Boston Mass. (USA). -- 2 Gaoss, P., u. H. W~IKER: Klin. Wschr. 32, 509 (1954). -- S w ~ , B.: Seand. J. clin. Lab. Invest. 5, Suppl. 9 (1953). -- 3/IcDosrALD, H. J. , u. P. MA~BACH: Abstr. 126th Meeting Amer. chem. So 9. Sept. (1954). E. MffLL]~, Wiirzburg

Zur Elektrophorese yon Lipoproteiden des IIumanserums verwenden J. M. Fr~E nnd M. Bu~sT]~I~ 123 cm lange Kiivetten yon 8 • 0,6 cm Querschnitt, die mit St~rke- gel gefiillt sine[ und in denen ein 4 • 0,2 cm groges l~eservoir yon einer Mischung yon 0,5 ml Serum mit 0,5 ml 0,025 m BoratpufferlSsung mit 300/o St/~rke (16slieh) untergebracht ist 2. 31it 140 V (10 Milliamp.) wir4 16--18 Std elektrolysiert. Nach tier Elektrophorese wird das Gel geteilt, ein Tell wird mit Amidosehwarz, der undere mit Sudansehwarz (1,2 g in 60~ Alkohol mit 2 ml NaOH-LSsung, 16 Std) gef~rbt. Zur Entf~rbung des Untergrunds wir4 8 Tage bei 60 ~ C in Alkohol belassen. Im Unterschied zu anderen Techniken wir4 festgestellt, dM~ die zwischen dem Startpunkt un4 der ~2-Globulinzone befindliche Zone aus fl-Lipoioroteid besteht, da sie naeh 3I. BtmSTEI~ und g. SA:~fIAILLE 3 durch Dextransulfat (10~ LSsung) in Gegenwart -con Calciumehlorid (1 m) gef~llt wird (Mengenverh~ltnis Serum: Sulfatl6sung: CaCl2-L6sung wie 1 : 0,02 : 0,1).

1 Experientia (Basel) 14, 411 --412 (1958). Centre national de transfusion s~nguine, Paris. -- 2 FI~E, J. M., E. WASZCZ]~KO, J. Lo]~B u. J. MOULL]~C: Revue d'H6ma- tologie 12, 698 (1957). -- a Pathol. Biol. 6, 543 (1958). K. C~vsE

Ein Verfahren zur Bestimmung der Kohlenhydratkomponente yon Glyko- lipoiden~ die aus Geweben oder K6rperfliissigkeiten extrahiert werden, be- schreibt J. BI~?)CKN:Etr ~. Augerdem priift er die Fehlerquellen der 31ethode und den EinfluB versehiedener Behandlungsverfahren. -- Arbeitsweise. 0,2--1,5 g des zu priifenden Gewebes werden mit 2,5--5 ml Wasser zu einer feinen Suspension ver- arbeitet. Von dieser werden 1--4 g mit 15--20faehem Volumen absol. ~thanol in einem Zentrifugenr6hrchen gemiseht, in einem Wasserbad zum Koehen erhitzt und dann zentrifugiert. Die iiberstehende Flfissigkeit wird in ein Becherglas dekantiert, tier Rfickstand wird noeh 2real mit dem 5--10fachen Volumen yon koehendem absol. Alkohol-Chloroform (3 : 1) extrahiert und die Extrakte werden mit dem ersten vereinigt. Man dampft da.nn bei 80 ~ C zur Trockne ein und extrahiert erneut mit 4 ml Chloroform-Methanol (9 : 1). Naeh 20 rain wird zentrifugiert und in ein 25 ml- Zentrifugenglas mit Glasstopfen fibergefiihrt. Der Riiekstand wird noeh 2real mit je 3 ml der gleichen Mischung behandelt. Der gesammelte Ext rakt muB vollkommen Mar sein. Dieser wird dann 3 rain mit 10 ml einer 2~ w~grigen Trichloressig- s~urelSsung geschiittelt. Naeh dem Zentrifugieren wird die Trichloressigs/~ureschicht sorgfi~ltig entfernt und verworfen. Dies wird noch 2 mal wiederholt. Naeh der Behand- lung ist die Chloroformsehieht trfibe nnd wird dutch Zusatz yon etwas 31ethanol gekl~rt. Man kann auch zur Trockne eindampfen und in einigen Millilitern Chloro- form- Methanol (3 : 1) wieder aufnehmen. Diese L6sung bringt man naeh 2 maligem Nachwaschen in eine 5--10 ml-Ampulle und verdampft das L6sungsmittel. Darauf werden 0,5--1,0 ml Wasser oder 0,1~ w~grige Natriumlaurylsulf~tl6sung zu- gesetzt und ira heigen Wasserbad zur Emulsionsbildung geschiittelt, wobei jeglicher Wasserverlust vermieden werden mug. Zur Emulsion wird die gleiche Menge (0,5--1,0) 5 n SMzs~ure zugegeben und die Ampulle wird zugeschmolzen. In koehen- dem Wasserba4 wird 45 rain lang hydrolysiert und w~hrend der letzten 20 rain wird