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142 WISSENSCHAFT GUDRUN HERZNER AG EVOLUTIONSÖKOLOGIE, ZOOLOGISCHES INSTITUT, UNIVERSITÄT REGENSBURG Larvae of the emerald cockroach wasp, Ampulex compressa, sanitize their cockroach hosts, Periplaneta americana, with a blend of antimicro- bials comprising mainly (R)-(–)-mellein and micromolide. The larval secretion inhibits growth of the Gram-negative entomopathogen Serratia marcescens as well as the Gram-positive Staphylococcus hyicus. Our results suggest that the larval secretion protects the wasp larvae from a wide range of antagonistic microbes. 10.1007/s12268-014-0416-3 © Springer-Verlag 2014 ó Aufgrund der stetigen Zunahme Antibio- tika-resistenter Krankheitserreger und der damit verbundenen Probleme bei der Behandlung von Infektionen [1, 2] hat die Suche nach neuen antimikrobiellen Natur- produkten, aber auch nach alternativen Stra- tegien der Mikrobenabwehr, in den letzten Jahren wieder wesentlich an Bedeutung gewonnen. Neben dem Screening von Pflan- zen hat sich hierbei vor allem die Erforschung der antimikrobiellen Abwehrstrategien von Insekten als äußerst vielversprechend erwie- sen [3, 4]. Aufgrund ihrer Lebensweise sind viele Insekten einer ständigen Bedrohung durch schädliche Bakterien und Pilze ausge- setzt. Unter diesem kontinuierlichen und hohen Selektionsdruck haben sie eine Viel- zahl sehr effektiver Verteidigungsstrategien entwickelt, um sich selbst und ihre Nach- kommen, aber auch Nahrungsvorräte, vor schädlichen Mikroben zu schützen [5–7]. Diese Verteidigungsstrategien beinhalten neben speziellen Verhaltensweisen vor allem komplexe Immunsysteme und den Einsatz antimikrobieller chemischer Verbindungen innerhalb und außerhalb des Körpers [5–7]. Für die Entdeckung und Analyse von Abwehrmechanismen und -substanzen bie- ten sich insbesondere solche Insektenarten an, die aufgrund ihrer Lebensweise inten- siven Kontakt zu einer Vielzahl schädlicher Mikroorganismen haben. Die Juwelwespe Ampulex compressa Unsere Arbeitsgruppe untersucht antimikro- bielle Abwehrmechanismen vor allem bei Bie- nen und Wespen, die ihre Nachkommen mit leicht verderblicher Nahrung versorgen. In diesen Systemen müssen nicht nur die Larven selbst, sondern auch deren Nahrungsvorräte vor Mikrobenbefall geschützt werden. Eines unserer Modellsysteme ist die parasitoide Schabenwespe Ampulex compressa (Hy- menoptera: Ampulicidae) (Abb. 1). Weibchen dieser Art jagen Schaben wie die amerikani- sche Großschabe, Periplaneta americana (Blat- taria: Blattidae), als Nahrung für ihre Nach- kommen [8]. Sie attackieren die Schabe, inji- zieren ein Gift in deren Cerebralganglien, zie- hen die durch das Gift widerstandslose Scha- be in eine Nesthöhle und legen ein Ei bauch- seitig an die Schabe. Danach verschließen die Weibchen das Nest vollständig mit kleinen Steinen und Ästen und überlassen ihren Nachwuchs mit der noch lebenden Schabe als Proviant sich selbst. Nach dem Schlupf (zwei bis drei Tage nach der Eiablage) bleibt die Larve zunächst an der Eiablagestelle auf der Außenseite der Wirtsschabe liegen und ernährt sich durch ein Loch in der Kutikula von der Hämolymphe der Schabe. Etwa sechs bis sieben Tage nach der Eiablage frisst sich die Larve ins Innere ihrer Wirtsschabe und ernährt sich dort von deren Gewebe, was schließlich zum Tod der Schabe führt. Nach- dem sie die Schabe von innen vollständig aus- gefressen hat, spinnt sich die Larve innerhalb der leeren Schabenhülle in einen Kokon ein (neun bis elf Tage nach der Eiablage), in dem die Verpuppung und Metamorphose stattfin- det. Die Entwicklungsdauer vom Ei bis zum Schlupf der adulten Wespe beträgt bei 27 °C etwa sechs Wochen. Die Bedrohung Die Wirtsschaben, die für A. compressa-Nach- kommen gleichzeitig Nahrung und Mikroha- bitat darstellen, sind aufgrund ihrer „unhy- gienischen“ Lebensweise von einer Vielzahl unterschiedlicher Mikroorganismen besiedelt [9, 10]. So konnten wir z. B. das fakultativ entomo- und humanpathogene Bakterium Ser- ratia marcescens regelmäßig aus P. americana isolieren (Abb. 2, [7]). S. marcescens ist ein gefürchteter Krankenhauskeim und kann vor allem auch bei Insektenlarven zum raschen Tod führen [11]. Dieses Bakterium stellt somit für die Larven von A. compressa eine große Bedrohung dar. Die auf der Schabe vorhan- denen Mikroben sowie opportunistische Pil- ze und Bakterien aus der unmittelbaren Nest- umgebung können dem Wespennachwuchs sowohl als Konkurrenten um ihre einzige Nah- rungsquelle, die Schabe, als auch als Krank- heitserreger zur Gefahr werden. Um der stän- digen Bedrohung durch schädliche Mikroor- ganismen zu entgehen, ihre Nahrung zu kon- servieren und ihr Überleben zu sichern, müs- sen A. compressa-Larven also über effektive antimikrobielle Schutzmechanismen ver- fügen. Mikrobenabwehr Wie schützen sich Larven der Juwel- wespe vor schädlichen Mikroben? BIOspektrum | 02.14 | 20. Jahrgang ˚ Abb. 1: Ein Weibchen der Juwelwespe Ampulex compressa (rechts) mit ihrer Beute, einer Schabe der Art Periplaneta americana, nachdem sie diese gestochen und mit ihrem Gift gefügig gemacht hat.

Wie schützen sich Larven der Juwelwespe vor schädlichen Mikroben?

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Page 1: Wie schützen sich Larven der Juwelwespe vor schädlichen Mikroben?

142 WISSENSCHAFT

GUDRUN HERZNER

AG EVOLUTIONSÖKOLOGIE, ZOOLOGISCHES INSTITUT, UNIVERSITÄT REGENSBURG

Larvae of the emerald cockroach wasp, Ampulex compressa, sanitizetheir cockroach hosts, Periplaneta americana, with a blend of antimicro-bials comprising mainly (R)-(–)-mellein and micromolide. The larval secretion inhibits growth of the Gram-negative entomopathogen Serratiamarcescens as well as the Gram-positive Staphylococcus hyicus. Ourresults suggest that the larval secretion protects the wasp larvae from awide range of antagonistic microbes.

10.1007/s12268-014-0416-3© Springer-Verlag 2014

ó Aufgrund der stetigen Zunahme Antibio-tika-resistenter Krankheitserreger und derdamit verbundenen Probleme bei derBehandlung von Infektionen [1, 2] hat dieSuche nach neuen antimikrobiellen Natur-produkten, aber auch nach alternativen Stra-tegien der Mikrobenabwehr, in den letztenJahren wieder wesentlich an Bedeutunggewonnen. Neben dem Screening von Pflan-zen hat sich hierbei vor allem die Erforschungder antimikrobiellen Abwehrstrategien vonInsekten als äußerst vielversprechend erwie-sen [3, 4]. Aufgrund ihrer Lebensweise sindviele Insekten einer ständigen Bedrohungdurch schädliche Bakterien und Pilze ausge-setzt. Unter diesem kontinuierlichen undhohen Selektionsdruck haben sie eine Viel-zahl sehr effektiver Verteidigungsstrategien

entwickelt, um sich selbst und ihre Nach-kommen, aber auch Nahrungsvorräte, vorschädlichen Mikroben zu schützen [5–7]. Diese Verteidigungsstrategien beinhaltenneben speziellen Verhaltensweisen vor allemkomplexe Immunsysteme und den Einsatzantimikrobieller chemischer Verbindungeninnerhalb und außerhalb des Körpers [5–7].Für die Entdeckung und Analyse vonAbwehrmechanismen und -substanzen bie-ten sich insbesondere solche Insektenartenan, die aufgrund ihrer Lebensweise inten -siven Kontakt zu einer Vielzahl schädlicherMikroorganismen haben.

Die Juwelwespe Ampulex compressaUnsere Arbeitsgruppe untersucht antimikro-bielle Abwehrmechanismen vor allem bei Bie-nen und Wespen, die ihre Nachkommen mitleicht verderblicher Nahrung versorgen. Indiesen Systemen müssen nicht nur die Larvenselbst, sondern auch deren Nahrungsvorrätevor Mikrobenbefall geschützt werden. Einesunserer Modellsysteme ist die parasitoideSchabenwespe Ampulex compressa (Hy -menoptera: Ampulicidae) (Abb. 1). Weibchendieser Art jagen Schaben wie die amerikani-sche Großschabe, Periplaneta americana (Blat-taria: Blattidae), als Nahrung für ihre Nach-kommen [8]. Sie attackieren die Schabe, inji-zieren ein Gift in deren Cerebralganglien, zie-hen die durch das Gift widerstandslose Scha-be in eine Nesthöhle und legen ein Ei bauch-seitig an die Schabe. Danach verschließen die

Weibchen das Nest vollständig mit kleinenSteinen und Ästen und überlassen ihrenNachwuchs mit der noch lebenden Schabe alsProviant sich selbst. Nach dem Schlupf (zweibis drei Tage nach der Eiablage) bleibt dieLarve zunächst an der Eiablagestelle auf derAußenseite der Wirtsschabe liegen undernährt sich durch ein Loch in der Kutikulavon der Hämolymphe der Schabe. Etwa sechsbis sieben Tage nach der Eiablage frisst sichdie Larve ins Innere ihrer Wirtsschabe undernährt sich dort von deren Gewebe, wasschließlich zum Tod der Schabe führt. Nach-dem sie die Schabe von innen vollständig aus-gefressen hat, spinnt sich die Larve innerhalbder leeren Schabenhülle in einen Kokon ein(neun bis elf Tage nach der Eiablage), in demdie Verpuppung und Metamor phose stattfin-det. Die Entwicklungsdauer vom Ei bis zumSchlupf der adulten Wespe beträgt bei 27 °Cetwa sechs Wochen.

Die BedrohungDie Wirtsschaben, die für A. compressa-Nach-kommen gleichzeitig Nahrung und Mikroha-bitat darstellen, sind aufgrund ihrer „unhy-gienischen“ Lebensweise von einer Vielzahlunterschiedlicher Mikroorganismen besiedelt[9, 10]. So konnten wir z. B. das fakultativentomo- und humanpathogene Bakterium Ser-ratia marcescens regelmäßig aus P. americanaisolieren (Abb. 2, [7]). S. marcescens ist eingefürchteter Krankenhauskeim und kann vorallem auch bei Insektenlarven zum raschenTod führen [11]. Dieses Bakterium stellt somitfür die Larven von A. compressa eine großeBedrohung dar. Die auf der Schabe vorhan-denen Mikroben sowie opportunistische Pil-ze und Bakterien aus der unmittelbaren Nest-umgebung können dem Wespennachwuchssowohl als Konkurrenten um ihre einzige Nah-rungsquelle, die Schabe, als auch als Krank-heitserreger zur Gefahr werden. Um der stän-digen Bedrohung durch schädliche Mikroor-ganismen zu entgehen, ihre Nahrung zu kon-servieren und ihr Überleben zu sichern, müs-sen A. compressa-Larven also über effektiveantimikrobielle Schutzmechanismen ver -fügen.

Mikrobenabwehr

Wie schützen sich Larven der Juwel -wespe vor schädlichen Mikroben?

BIOspektrum | 02.14 | 20. Jahrgang

˚ Abb. 1: Ein Weibchen der JuwelwespeAmpulex compressa (rechts) mit ihrer Beute,einer Schabe der Art Periplaneta americana,nachdem sie diese gestochen und mit ihremGift gefügig gemacht hat.

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BIOspektrum | 02.14 | 20. Jahrgang BIOspektrum | 02.14 | 20. Jahrgang

M i k r o o r g a n i s m e nhaben. Die beste Vertei-

digung be steht deshalb imEinsatz eines Cocktails ver-

schiedener Substanzen mit kom-plementärer und/ oder synergistischer Wir-kung gegen ein breites Spektrum verschie-dener Mikroorganismen.

Die Juwelwespe A. compressa zeigt also eineerstaunlich ausgeklügelte Form der Mikro-benabwehr und bietet ein weiteres Beispieldafür, welch unterschiedliche und spannendeantimikrobielle Schutzstrategien in der Naturzu finden sind. Da solche „evolutionär erprob-ten“ Schutzstrategien von Insekten oft aufaußergewöhnlichen und neuartigen Mecha-nismen oder chemischen Substanzen beru-hen, können sie sowohl wissenschaftlich alsauch für mögliche Anwendungen in derLebensmittelindustrie oder Humanmedizinvon großem Interesse sein.

DanksagungAnja Schlecht, Veronika Dollhofer, Christo -pher Parzefall, Klaus Harrar, Andreas Kreu-zer, Ludwig Pilsl und Joachim Ruther dankeich für ihre wertvolle Mitarbeit an diesem Forschungsprojekt, dem Forschungsrat derUniversität Regensburg für finanzielle För-derung. Mein Dank gilt insbesondere auchErhard Strohm für seine umfassende Unter-stützung. ó

Literatur[1] Taubes G (2008) The bacteria fight back.Science 321:356–361[2] Asokan G, Kasimanickam R (2014) Emerging infectiousdiseases, antimicrobial resistance and millennium develop-ment goals: resolving the challenges through One Health.Cent Asian J Global Health 2, doi: 10.5195/cajgh.2013.76[3] Vilcinskas A (Hrsg) (2010) Insect Biotechnology. Springer,Dordrecht[4] Ratcliffe NA, Mello CB, Garcia ES et al. (2011) Insect natu-ral products and processes: new treatments for human disea-se. Insect Biochem Mol Biol 41:747–769[5] Herzner G, Strohm E (2007) Fighting fungi with physics:food wrapping by a solitary wasp prevents water condensa-tion. Curr Biol 17:R46–R47[6] Schmidtberg H, Röhrich C, Vogel H et al. (2013) A switchfrom constitutive chemical defence to inducible innate immu-ne responses in the invasive ladybird Harmonia axyridis.Biol Lett 9:20130006[7] Herzner G, Schlecht A, Dollhofer V et al. (2013) Larvae ofthe parasitoid wasp Ampulex compressa sanitize their host,the American cockroach, with a blend of antimicrobials.Proc Natl Acad Sci USA 110:1369–1374

[8] Keasar T, Sheffer N, Glusman G et al. (2006) Host-hand-ling behavior: an innate component of foraging behavior inthe parasitoid wasp Ampulex compressa. Ethology 112:699–706[9] Pai H-H, Chen W-C, Peng C-F (2005) Isolation of bacteriawith antibiotic resistance from household cockroaches(Periplaneta americana and Blattella germanica). Acta Trop 93:259–265[10] Lemos AA, Lemos JA, Prado MA et al. (2006)Cockroaches as carriers of fungi of medical importance.Mycoses 49:23–25[11] Li B, Su T, Chen X et al. (2010) Effect of chitosan solutionon the bacterial septicemia disease of Bombyx mori(Lepidoptera: Bombycidae) caused by Serratia marcescens.Appl Entomol Zool 45:145–152

Korrespondenzadresse:Dr. Gudrun HerznerUniversität RegensburgZoologisches InstitutArbeitsgruppe EvolutionsökologieUniversitätsstraße 31D-93040 RegensburgTel.: 0941-943-2997Fax: [email protected]

˚ Abb. 3: Die Larve der Juwelwespe Ampu-lex compressa produziert in der parasitier-ten Schabe Periplaneta americana einSekret zur Abwehr von Mikroorganismen. A,Eine Larve von A. compressa bei der Abgabedes antimikrobiellen Sekrets. In die parasi-tierte Schabe wurde ein Loch geschnittenund dieses mit einem Deckgläschen abge-deckt, auf dem die Sekrettröpfchen (Pfeile)zu sehen sind. B, Strukturformeln der bei-den Hauptbestandteile des antimikrobiellenSekrets: das Isocumarinderivat (R)-(–)-Mel-lein und das γ-Lakton Micromolid.

Ein anti mikro biellerCocktailDurch ein „Fenster“ insInnere der Schabenbeobachteten wir, dassA. compressa-Larvenim Inneren ihrerWirtsschaben großeMengen eines Sekretsabgeben (Abb. 3A). Mitchemisch-analytischenMethoden (u. a. Gaschro-matographie/Massenspektro-metrie, Größenausschlusschroma-tografie, enantioselektive Gaschromatogra-fie) konnten wir zeigen, dass die Hauptkom-ponenten des Larvalsekrets (R)-(–)-Mellein[(3R)-3,4-Dihydro-8-hydroxy-3-methylisocu-marin] und Micromolid [(4R,9Z)-Octadec-9-en-4-olid] sind (Abb. 3B, [7]). Zusätzlich ent-hält das Sekret einige strukturell nah ver-wandte Substanzen in deutlich geringerenMengen [7].

Mithilfe von Mikrodilutionstests konntenwir die antimikrobielle Wirkung des Larval-sekrets in vitro gegen das Gram-negative Bak-terium S. marcescens sowie das Gram-positi-ve Bakterium Staphylococcus hyicus nach-weisen [7]. Entsprechende Tests mit synthe-tischem (R)-(–)-Mellein und Micromolid zeig-ten, dass im Larvalsekret gegen S. marcescenshauptsächlich (R)-(–)-Mellein wirkt. Die Wir-kung des Sekrets gegen S. hyicus aber ist nurdurch die gemeinsame Wirkung von (R)-(–)-Mellein und Micromolid zu erklären [7]. Ausanderen Studien ist eine antimykotische undantivirale Wirkung von (R)-(–)-Mellein sowieeine Wirkung von Micromolid gegen denTuberkuloseerreger Mycobacterium tubercu-losis bekannt (Literatur in [7]). Einige der Sub-stanzen, die in geringeren Mengen im Sekretvorhanden sind, besitzen wahrscheinlichebenfalls antimikrobielle Wirkung. Durch diekombinatorische Wirkung von (R)-(–)-Melleinund Micromolid verfügen die Larven vonA. compressa also über einen wirksamenBreitbandschutz gegen so unterschiedlicheMikroorganismen wie Gram-positive undGram-negative Bakterien, Mykobakterien, Pil-ze und Viren. Dieser Breitbandschutz ist über-lebenswichtig, da das Spektrum an Mikroor-ganismen, dem die Larven während ihrer Ent-wicklung ausgesetzt sind, unvorhersehbarist. Denn jede Schabe kann aufgrund ihresbisherigen Lebenswandels unterschiedlicheMikroorganismen beherbergen. Die Wahl derNisthöhle der A. compressa-Weibchen kannebenfalls Einfluss auf die Bedrohung durch

¯ Abb. 2: Das charakteris-tisch rot gefärbte, Gram-

negative Bakterium Ser-ratia marcescenswächst von der Scha-be Periplaneta ameri-cana ausgehend aufdem Nähragar ineiner Petrischale.

AUTORINGudrun HerznerJahrgang 1973. 1994–2000Biologiestudium an der Univer-sität Würzburg und an der Duke University, NC, USA.2000–2004 Promotion beiProf. Dr. E. Strohm an der Uni-versität Würzburg. 2005–2012Wissenschaftliche Assistentinan der Universität Regensburg.Seit 2012 Akademische Rätinauf Zeit an der Universität Regensburg.