4. Analyse von biologisehem Material 463

durch Photographie der im UV-Licht entstehenden Fleeke. Die anorganischen Phosphate werden dutch Bespriihen mit 1,25% iger Ammoniummolybdatl6sung in 0,5n Schwefelsiure und naeh Troeknen mit 0,5~ Aseorbinsgurel6sung sichtbar gemachg. Die R~-Werte sind: A T P 0,03; ADP 0,12; AM-5-P 0,41; AM-3-P 0,41; AS 0,59; Ad 0,69; I T P 0,02; IDPO,07; I M P 0,22; ISO,38; H X 0,2~l; PPO,2d und OP 0,65. Durch Elution und Messung tier Liehtdurehlgssigkeit bei 265 m# werden im Vergleieh mit L6sunge~ bekannten Gehaltes quantitative Ergebnisse erhalten. J~hnlich wird bei den anderen Verfahren gearbeitet. Die Elektrophorese liefert jedoch die gesul ta te in kiirzerer Zeit. - - Die Verfahren sind erfolgreieh fiir biolo- gisches Material angewandt worden.

i ~ a l . chim. Aeta (Amsterdam) 16, 548--554 (1957). Univ. a. Nat. Res. Unit Enzyme Studies, Rom (Italien). B. l~oss~ax~

Zur quantitativen Best immung der Sialhlsiiuren hatte L. SVE~E~aOL~ 1 ein mit Orcin-Salzs~urereagens arbeitendes Verfahren angegeben, das den NaehLeil hatte, in Gegenwart yon ]{etohexosen nicht anwendbar zu sein. Nach der ~esorcin- Salzsi~uremethode yon CoL]~, Hi~ES, JACKSO~ und LOVG~A~ 2 geben Sialinsiuren und Fructose unterschiedliche Fi~rbungen, was dieses Verfahren zur getrennten Erfassung der Sialinsiure neben solchen Zuckern geeigne~ macht. Auf der Grund- lage dieses Reagenses hat L. SVEN~E~OL~ a nun ein Verfahren a u s g e a r b e i t e t . - Arbeitsweise. 2 ml der LSsung, die 10---30#g N-AcetylsiMinsiure eder eine ent- spreche.nde Menge anderer Sialins~turen enthalLen, werden in 3 Gl~ser pipettiert. Zwei dieser Glaser werden mit 2 ml Resorcir~reagens (10 ml einer L6sung yon 2 g l~esercin in 100 nil ~Tasser werden zu 80 ml konz. Salzsiure, die 0,25 ml 0,1 m Kupfersulfatl6sung entbalten, gegeben; man fiillt zu 100 ml mit dest. Wasser auf; mindestens 4 Std vor Gebrauch bereiten; im Kfihlschrank 1 Woche haltbar) ver- setzt, das dritte Glas erh~lt 2 ml des Blindreagenses, das in der gleichen Weise, aber ohne l~esorcin hergeste]lt wird. In derse]ben Weise wird mit Standardl6sungen verfahren, die 0, 15 und 30 #g N-Acetylsialinsi~ure in 2 ml enthalten. Wenn die zu untersuchende Probe auch Kohlenhydrate enth~lt, wird eine L6sung dieser Kohlen- hydrate bei zwei verschiedenen Konzentrationen in gleicher Weise behandelt. Die Gl~ser werden 15 rain bei l l 0 ~ in einem 01bad oder im siedenden Wasserbad erhitzL. Nach dem Abkiihlen werden 5 ml Amylalkohol zugegeben. (1 Liter Iso- amylalkohol wird mit 200 ml konz. Salzs~ure gemischt und 1 Woche stehen ge- lassen, dann wird mit 200 ml Wasser etwa 10real gewaschen, mit wasserfreiem KuCOa getrocknet und destflliert; verwendet wird die Fraktion zwischen 130 bis 133 ~ C.) Nach heftigem Schiitte]n steHt man 15 rain in Eiswasser und zentrifugiert dann bei 500--1000 U/min. Die Amylalkoholphase wird in 50 mm-Mikrokiivetten pipett iert ; bei 450 und 580 m# wird die Extink~ion in einem Spektralphotometer gemessen (innerhalb 1 Std nach dem Erhitzen). Die Extink~ion der Blindprobe wird yon derjenigen der zu untersuchenden Probe abgezogen. Die Berechnung erfo]gt mit Hi]fe der aus den S~andardl6sungen yon N-Acetylsialins~ure und der aus den KohlenhydratlSsungen gewonaenen W e r t e . - Zur Bestimmung yon Sialin- s~ure in K6rperfli~ssigkeiten lgBt sich das beschriebene Verfahren gut verwenden.

i Ark. Kemi 10, 577 (1957); vgl. diese Z. 160, 58 (1958). - - 2 Zitiert nach BELL, D. J. : in: Moderne Methoden der Pflanzenanalyse. Bd. 2, S. 21. Berlin, GSttingen, Heidelberg: Springer 1 9 5 5 . - ~ Biochim. biophysica Acta (Amsterdam) 24, 604--611 (1957). Univ. Gothenburg (Schweden). L. AOKEI~

Zur Bestimmung yon Amylase in Kiirperfliissigkeiten haben B. W. S~Z~T~ und J . H. ROE i die yon ihnen friiher angegebene Methode ~ in den MikromaBstab ver]egt und dadurch wesentlieh vereinfaeht. - - Au@iihrung. 2 ml SubstratlSsung [siehe

464 Bericht: Spezielle analytische Methoden. 5. Toxikologisehe Analyse

unten] werden in ehlem Reagensglas (15 • 125 ram) mit 0,1 ml der Testfliissigkeit (Blur, Serum, Plasma oder Urin) versetzt und 30 min bei 37~ bebriitet. An- sehlie~end spiilt man das Reaktionsgemisch mit dest. Wasser in einen 200 ml-Mel~- kolben, der schon 3 ml 1 n Salzs~ure und etwa 100 ml Wasser enth~lt, gibt 1 ml JodlSsung [siehe unten] zu und fiillt mit Wasser zur Marke auL Ein Xontroll- versuch wird gleichzeitig durchgeftihrt (hierbei wird die Testfliissigkeit jedoch erst nach dem Bebriiten hinzugefiigt). Naeh 15 rain vergleieht man die erhaltenen Farb- 15sungen in einem photoe]ektrisehen Colorimeter bei 620 m# (das Instrument wird vorher mit Wasser auf 100~o Durehl~ssigkeit eingestellt). Zur Bereehnung gilt folgende Gleiehung: D - - (D1/D) • 6/10 • 100/0,1 = Amylaseeinheiten/100 ml. (D = optisehe Dichte der Blindl5sung; D 1 = optisehe Diehte der TestlSsung.) Als Amylaseeinheit gilt diejenige Enzymmenge, die under den angegebenen Reaktions- bedingungen 10 mg Sti~rke in 30 rain soweit hydrolysiert, dab keine Jodstgrke- reaktion mehr beobaehtet werden kann. Die Ergebnisse liegen im Durehschnitt um 21~o hSher als die naeh der friiheren Methode ~ erhaltenen Amylasewerte. Diese gibt um 10% niedrigere Werte als das Verfahren yon M. So~or165 a. - - Pu]/erlgsung (pg 7,2). Man 15st 2,922 g NaC1, 6,135 g Na~HPO 4 und 2,286 g XH2PO a in dest. Wasser und fiillt im 1000 ml-MeBkolben zm" Marke auf. - - Substratlgsung. 300 mg ISsliche St~rke werden in einem 100 ml-Mel~kolben in etwa 10 ml kalter PufferlSsung suspendiert, mit koehender PufferlSsung zur Marke aufgefiillt und 3 mia im koehenden Wasserbad erhitzt. AnschlieBend lgBt man auf 90~ abkiihlen. Die erhaltene 0,3~/oige StgrkelSsung ist im Kiihlschrank 14 Tage haltbar, muB jedoch vor dem Pipettieren wieder auf 90 ~ C erwgrmt werden. - - JodlSsung. 18 g K J und 1,8 g Jod werden in dest. Wasser gelSst und im 1000 ml-SIeBkolben zur Marke auf- gefiillt.

1 j . biol. Chemistry 227, 357--362 (1957). Univ. Washington, D.C. (USA). - - 2 S~rr~, B. W., u. J . H. RoE: J. biol. Chemistry 179, 53 (1949); vgl. diese Z. 180, 380 (1949/50). ~ 3 j . biol. Chemistry 125, 399 (1938). K. MAC~CEI~

5. T o x i k o l o g i s c h e A n a l y s e

Die elektrochromatophoretisehe Isolierung yon Alkaloiden aus biologischem Material bei forensischen Untersuchungen empfehlen C~. L. Bgowlr und P. L. K3:RK 1. Der hierf'dr verwendete Apparat wur4e yon A. KA~LEg, CK. L. B~owN und P. L. I~RK 2 beschrieben. Es wird Schl.& Sch.-Papier 598 benutzt, das mit 0,05 m AmmoniumacetatlSsung getr/~nkt ist. Dieses Salz 1/~Bt sich nach der Elektro- phorese unter einer l g - L a m p e durch Sublimation vSllig entfernen. Man elektro- lysiert im a]lgemeinen mit 75 V Spannung un4 einer Stromst~rke yon 1,5 1Vfilliamp. Die Anwendung hSherer Sparmungen ergibt zwar eine bessere Trennung der Sub- stanzen, je4och t r i t t hierbei zu starke Erw~rmung ein. Man t roc l~et das Papier und bestreicht nach 24 Std mit einer alkoholischen LSsung yon Bromphenolblau oder Bromkresolgriin. Die St/~rke der Flecken nimmt mit l~ngerem Aufbewahren zu. Auch Jodoplatinatreagens ist zur Erkermung der Alkaloidfleeken verwendbar. Weiterhin lassen sich 4auerhafte Flecken yon Alkaloidpikraten gewinnen, wenn man das dem Startpunkt entgegengesetzte Ende des Papieres mit Pikrins~ure besehiekt. Bei der Elektrophorese wandern sich beide Stoffe entgegen und bilden bei ihrem Zusammentreffen gut erkennbare, haltbare Pikratflecken. Verff. fiihren mit dem beschriebenen Verfahren die Isolierung yon Strychnin, Morphin und Chinin dureh.

1 Mikrochim. Aeta (Wien) 1957, 720--723. Univ. Berkeley, Cal. (USA). - - 2 Mikrochim. Acta (Wien) 1956, 1585; vgl. diese Z. 157,442 (1957). K. S6LL~E~