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Aus der Neurologischen Klinik und Poliklinik der Berufsgenossenschaftlichen Kliniken Bergmannsheil – Universitätsklinik –
der Ruhr-Universität Bochum
Direktor: Prof. Dr. med. J.-P. Malin
Therapiestudie mit Kreatin bei der Glykogenose Typ V
(McArdle-Erkrankung) - eine doppelblinde, Plazebo-kontrollierte crossover-Studie -
Inaugural-Dissertation zur
Erlangung des Doktorgrades der Medizin einer
Hohen Medizinischen Fakultät der Ruhr-Universität Bochum
vorgelegt von
Rudolf Andre Kley aus Duisburg
2005
Dekan: Prof. Dr. med. G. Muhr
Referent: PD Dr. med. M. Vorgerd
Koreferent: Prof. Dr. rer. nat. M. W. J. Gerlach
Tag der mündlichen Prüfung: 18.10.2005
Meinen Eltern,
meiner Verlobten Magdalena
und meinem Neffen Lennard
in Dankbarkeit gewidmet.
Inhaltsverzeichnis
1 EINLEITUNG ............................................................................................ 10
1.1 Energiestoffwechsel der Skelettmuskulatur ..................................... 10
1.1.1 Funktion und Wirkungsweise der Muskelfasern................................. 10
1.1.2 Energiestoffwechsel unter Belastung................................................. 10
1.1.3 Glykogenstoffwechsel ........................................................................ 11
1.2 Glykogenose Typ V ............................................................................. 14
1.2.1 Klinische Beschwerden...................................................................... 14
1.2.2 Muskelbiopsie .................................................................................... 15
1.2.3 Genetik .............................................................................................. 16
1.2.4 Pathophysiologie ............................................................................... 16
1.2.5 Therapie............................................................................................. 17
1.3 Kreatin .................................................................................................. 18
1.3.1 Synthese............................................................................................ 19
1.3.2 Transport ........................................................................................... 20
1.3.3 Abbau und Ausscheidung .................................................................. 21
1.3.4 Kreatingehalt der Skelettmuskulatur .................................................. 22
1.3.4.1 Intramuskuläre Kreatinkonzentration bei Gesunden ................... 22
1.3.4.2 Intramuskuläre Kreatinkonzentration bei Myopathien ................. 22
1.3.5 Funktionen im Energiestoffwechsel der Muskulatur........................... 23
1.3.6 Studien zur Kreatin-Supplementation ................................................ 26
1.3.6.1 Pharmakokinetik ......................................................................... 26
1.3.6.2 Studien an Sportlern ................................................................... 27
1.3.6.3 Studien an Myopathie-Patienten................................................. 28
1.4 Oberflächen-Elektromyographie (S-EMG)......................................... 33
1.4.1 Grundlagen ........................................................................................ 33
1.4.2 Messparameter.................................................................................. 34
1.4.3 Veränderungen bei Muskelermüdung................................................ 35
1.4.4 S-EMG bei der Glykogenose Typ V................................................... 36
1.5 31Phosphor-Magentresonanzspektroskopie (31P-MRS).................... 37
1.5.1 Grundlagen ........................................................................................ 37
Inhaltsverzeichnis 5
1.5.2 Veränderungen bei Belastung ........................................................... 37
1.5.3 31P-MRS bei der Glykogenose Typ V ................................................ 38
1.6 Ziel der Studie...................................................................................... 39
2 METHODIK............................................................................................... 40
2.1 Probanden............................................................................................ 40
2.1.1 Patienten............................................................................................ 40
2.1.2 Kontrollgruppe ................................................................................... 42
2.2 Studiendesign...................................................................................... 42
2.3 Eingesetzte Präparate ......................................................................... 44
2.4 Randomisierung und Verblindung..................................................... 44
2.5 Untersuchungsmethoden ................................................................... 44
2.5.1 Anamnese und körperliche Untersuchung ......................................... 44
2.5.2 Tagesprotokolle ................................................................................. 44
2.5.2.1 Parameter................................................................................... 45
2.5.2.2 Auswertung................................................................................. 45
2.5.3 Klinisch-chemische Untersuchungen................................................. 46
2.5.4 S-EMG............................................................................................... 46
2.5.4.1 Versuchsaufbau.......................................................................... 46
2.5.4.2 Maximalkraft-Test ....................................................................... 48
2.5.4.3 Standard-Wadenmuskeltest ....................................................... 48
2.5.4.4 Auswertung................................................................................. 50
2.5.5 31Phosphor-Magnetresonanzspektroskopie (31P-MRS) ..................... 53
2.5.5.1 Versuchsaufbau.......................................................................... 53
2.5.5.2 Versuchsablauf ........................................................................... 54
2.5.5.3 Auswertung................................................................................. 55
2.5.5.4 Messparameter........................................................................... 56
2.6 Statistische Auswertung..................................................................... 57
2.6.1 Tagesprotokolle ................................................................................. 57
2.6.2 Klinisch-chemische Untersuchungen und Körpergewicht .................. 59
2.6.3 S-EMG-Parameter ............................................................................. 59
Inhaltsverzeichnis 6
2.6.3.1 Vergleich mit Kontrollgruppe....................................................... 59
2.6.3.2 Vergleich der Studiengruppen .................................................... 60
2.6.4 31P-MRS............................................................................................. 60
3 ERGEBNISSE .......................................................................................... 61
3.1 Studienprofil ........................................................................................ 61
3.2 Untersuchungsergebnisse ................................................................. 63
3.2.1 Anamnese und körperliche Untersuchung ......................................... 63
3.2.2 Tagesprotokolle ................................................................................. 63
3.2.3 Klinisch-chemische Untersuchung..................................................... 65
3.2.4 S-EMG............................................................................................... 65
3.2.4.1 Vergleich mit gesunder Kontrollgruppe....................................... 65
3.2.4.2 Vergleich der Studiengruppen .................................................... 70
3.2.5 31P-NMR-Spektroskopie..................................................................... 72
4 DISKUSSION............................................................................................ 75
4.1 Anstieg der intramuskulären Kreatinkonzentration ......................... 75
4.2 Einfluss von Kreatin auf die Maximalkraft ........................................ 78
4.3 Ergebnisse der S-EMG-Messungen................................................... 79
4.4 Ergebnisse der 31P-MRS-Messungen ................................................ 80
4.5 Einfluss von Kreatin auf die klinische Symptomatik........................ 81
4.6 Fazit ...................................................................................................... 86
5 ZUSAMMENFASSUNG............................................................................ 88
6 LITERATURVERZEICHNIS...................................................................... 90
7 ANHANG ................................................................................................ 106
8 DANKSAGUNG...................................................................................... 112
Abkürzungsverzeichnis
ACE Angiotensin-Konversions-Enzym
A/D analog/digital
ADP Adenosindiphosphat
AGAT Arginin-Glyzin-Amidinotransferase
AMP Adenosinmonophosphat
AMPK AMP-aktivierte Proteinkinase
ANT Adeninnukleotid-Translokator
Arg Arginin
ATP Adenosintriphosphat
BMD Muskeldystrophie Typ Becker
Ca2+ Kalziumionen
cAMP zyklisches AMP
cDNA komplementäre Desoxyribonukleinsäure
Cl- Chloridionen
CK Kreatinkinase
CrT Kreatinstransporter
DMD Muskeldystrophie Typ Duchenne
DNA Desoxyribonukleinsäure
EA elektrische Aktivität
EMG Elektromyogramm
FFT Fast-Fourier-Transformation
FID freier Induktionszerfall
FSHD Fazioskapulohumerale Muskeldystrophie
g Gramm
GAA Guanidinoazetat
GAMT Guanidinoazetat-Methyltransferase
GAT/NET γ-Aminobuttersäure/Noradrenalin Transporter
GLUT4 Glukosetransporter 4
GSD V Glycogen Storage Disease Type V (Glykogenose Typ V)
H+ Wasserstoffionen
HE Hämatoxylin-Eosin
Hz Hertz
Abkürzungsverzeichnis 8
HMAS Hammersmith Motor Ability Score
IGF-1 Insulin-ähnlicher Wachstumsfaktor 1
K+ Kaliumionen
kDa Kilodalton
kg Kilogramm
KG Körpergewicht
KI Konfidenzintervall
kJ Kilojoule
Km Michaelis-Konstante
l Liter
LGMD Gliedergürtel-Muskeldystrophie
µmol Mikromol
m Meter
M. Muskel
MF Mittenfrequenz
mg Milligramm
MHz Megahertz
mmHg Millimeter Quecksilber
mmol Millimol
MRC Medical Research Council Scale
mRNA messenger-RNA
MVC Maximum Voluntary Contraction (willkürliche Maximalkraft)
Na+ Natriumionen
NADH Nikotinamid-Adenin-Dinukleotid
NRS Numerische Ratingskala
NSS Neuromuscular Symptom Score
PAS Perjodsäure-Schiff-Reagenz
PCr Phosphokreatin
PDE Phosphodiester
PGYM Myophosphorylase-Gen
Pi anorganisches Phosphat
PME Phosphomonoester 31P-MRS 31Phosphor-Magnetresonanzspektroskopie
PROMM Proximale Myotone Myopathie
Abkürzungsverzeichnis 9
RCT randomisierte kontrollierte Studie
RMS Root Mean Square
RNA Ribonukleinsäure
s Sekunde
ScCKmit sarkomerische mitochondriale CK
SD Standardabweichung
SE Standardfehler
SEM Standardfehler des Mittelwertes
S-EMG Oberflächen-EMG
SERCA sarkoplasmatische Ca2+-ATPase
SNR Signal-Rausch-Verhältnis
Sp gepoolte Standardabweichung
T3 Trijodthyronin
TK Testkraft
TM Trockenmasse
U Einheiten (Units)
UbCKmit ubiquitäre mitochondriale CK
1 Einleitung
1.1 Energiestoffwechsel der Skelettmuskulatur
1.1.1 Funktion und Wirkungsweise der Muskelfasern Hauptfunktionen der quergestreiften Muskulatur sind die Lokomotion und die
Fixierung des Skeletts. Die Umwandlung chemischer Energie in mechanische
Arbeit (elektromechanische Kopplung) wird durch die Myofibrillen ermöglicht.
Bei einer Kontraktion der Muskelfaser gleiten die dünnen Aktinfilamente an den
dicken Myosinfilamenten entlang. Dadurch kommt es zu einer Verkürzung der
Sarkomere, der kleinsten Funktionseinheiten der Myofibrillen. Die nötige Ener-
gie liefert die phosphorylytische Spaltung von Adenosintriphosphat (ATP) in
Adenosindiphosphat (ADP) und Phosphat.
1.1.2 Energiestoffwechsel unter Belastung Die intrazelluläre ATP-Konzentration der Muskelfasern liegt bei ca. 8,2 mmol/l.
Der ATP-Umsatz beträgt in Ruhe etwa 0,6 mmol pro Minute. Bei maximaler
Belastung kann dieser Wert auf das Hundertfache ansteigen (Lambeth &
Kushmerick, 2002). Die vorhandene Menge an ATP wäre unter diesen
Bedingungen nach 1 bis 2 Sekunden verbraucht. Unter physiologischen Be-
dingungen bleibt die ATP-Konzentration jedoch auch bei maximaler Muskel-
arbeit weitestgehend konstant. Der Grund ist die suffiziente Rephosphorylierung
von ADP zu ATP. Abhängig vom zeitlichen Verlauf und der Intensität der Mus-
kelarbeit werden zu diesem Zwecke unterschiedliche Stoffwechselwege genutzt
bzw. aktiviert:
Während der ersten Sekunden einer Belastung erfolgt die Resynthese von ATP
vorwiegend durch die Übertragung der Phosphatgruppe von Phosphokreatin
(PCr) auf ADP. Katalysiert wird die Reaktion durch die Kreatinkinase (CK).
Intensive Muskelarbeit kann zu einem Verbrauch des PCr führen, bevor eine
Aktivierung nachhaltigerer Stoffwechselwege einsetzt. Unter diesen Bedingun-
gen gewinnt die Myokinase-Reaktion an Bedeutung, bei der eine Phosphat-
gruppe von ADP auf ein weiteres ADP-Molekül übertragen wird. Dabei entste-
hen ATP und Adenosinmonophosphat (AMP).
Mit einer Latenz von einigen Sekunden setzt die Energiegewinnung aus Glu-
kose ein. Durch die Glykogenolyse wird Glukose aus dem in der Muskelfaser
Einleitung 1.1 Energiestoffwechsel der Skelettmuskulatur 11
gespeicherten Glykogen freigesetzt. Parallel wird die Aufnahme von Glukose
aus dem Blut über membranständige Glukosetransporter, vor allem GLUT4,
gesteigert (Zorzano et al., 2000). Unter anaeroben Bedingungen wird Glukose
zu Laktat abgebaut. Dabei werden im Rahmen der anaeroben Substrat-
kettenphosphorylierung pro Mol Glukose zwei Mol ADP zu ATP phosphoryliert.
Die 16fache Menge an ATP entsteht bei der oxidativen Glykose durch die zu-
sätzlich stattfindende aerobe Substratkettenphosphorylierung und durch
Atmungskettenphosphorylierungen. Diese Reaktionen laufen in den Mito-
chondrien ab. Als Endprodukte entstehen Kohlendioxid und Wasser.
Bei anhaltender Muskelarbeit erfolgt die Gewinnung von ATP vorwiegend aus
dem aerob ablaufenden Abbau von Fettsäuren. Diese werden durch Lipasen in
den Lipozyten freigesetzt, ins Blut abgegeben und mit Hilfe spezifischer Trans-
portmoleküle von den Muskelfasern aufgenommen (Zorzano et al., 2000). Nach
Aktivierung der Fettsäuren durch die Acyl-CoA-Synthetase erfolgt der durch die
Carnitin-Palmitoyl-Transferase vermittelte Transport in die Mitochondrien. Dort
findet die β-Oxidation statt, bei der durch Substrat- und Atmungskettenphospho-
rylierung ATP gebildet wird.
Die Nutzung von Aminosäuren zur Energiegewinnung spielt unter normalen
Bedingungen eine untergeordnete Rolle, gewinnt jedoch im Hungerstoffwechsel
an Bedeutung. Die Freisetzung der Aminosäuren geschieht vorwiegend durch
den Abbau von Muskelproteinen. Neben Asparagin, Glutamat und Alanin
werden vor allem die verzweigtkettigen Aminosäuren Valin, Isoleucin und
Leucin aerob-oxidativ verstoffwechselt.
1.1.3 Glykogenstoffwechsel Im menschlichen Organismus wird Glukose in Form von Glykogen gespeichert.
Mit Ausnahme der Erythrozyten lässt es sich in allen Zellen nachweisen,
Hauptspeicherorte sind die Leber (64-115 g) und die Muskulatur (10-20 g pro kg
Muskelmasse) (Krahenbuhl et al., 2003;Selberg et al., 1994;Wise et al., 1997).
In der Leber dienen die Synthese und der Abbau von Glykogen vorwiegend der
Homöostase des Blutzuckerspiegels. Der Muskulatur hingegen fehlt das Enzym
Glukose-6-Phosphatase, welches die Dephosphorylierung von aus Glykogen
freigesetztem Glukose-6-Phosphat katalysiert und so einen Transport der Glu-
kose aus der Zelle ermöglicht. Daher ging man bis vor kurzem davon aus, dass
Einleitung 1.1 Energiestoffwechsel der Skelettmuskulatur 12
das in der Muskulatur gespeicherte Glykogen nur den speichernden Muskel-
fasern für die Energiegewinnung zur Verfügung steht. Ende 2003 wurde jedoch
ein zweites Enzym, die Glukose-6-Phosphatase-beta beschrieben, die auch von
Muskelfasern exprimiert wird. Zusammen mit einem Glukose-6-Phosphat-
Transporter bildet sie den Glukose-6-Phosphatase-Komplex (Shieh et al.,
2003;Shieh et al., 2004). Die Bedeutung dieses Komplexes für den Glykogen-
stoffwechsel der Muskulatur ist noch ungeklärt.
Die Synthese von Glykogen beginnt mit der durch die Phosphoglukomutase
katalysierten Überführung von Glukose-6-Phosphat in Glukose-1-Phosphat.
Letzteres wird durch die UDP-Glukose-Phosphorylase zu Uridindinphosphat-
Glukose (UDP-Glukose) aktiviert. Bei der De-novo-Synthese von Glykogen
übertragt als nächstes das Protein Glykogenin autokatalytisch bis zu 8 Glukose-
reste auf die Hydroxylgruppe eines internen Tyrosinrestes (Lomako et al.,
2004). Die Glykogensynthase bindet an dieses Primer-Glykogen und katalysiert
die 1,4-glykosidische Bindung weiterer aktivierter Glukosemoleküle an den
terminalen Glukosylrest. Bei der Verlängerung eines vorhandenen Glykogen-
moleküls bindet die Glykogensynthase direkt an das Ende einer Glykogenkette.
Nach Verlängerung der Oligosaccharidkette um mindestens 6 Glukosereste
werden durch das Branching-Enzym bevorzugt 7 1,4-glykosidisch verknüpfte
Glukosereste über eine 1,6-glykosidische Bindung auf eine benachbarte Kette
übertragen. Dadurch entstehen die für Glykogen typischen Verzweigungen.
Die Anzahl der verzweigten und unverzweigten Ketten ist ungefähr gleich. Eine
Kette setzt sich aus 11 bis 14 Glukoseresten zusammen (Illingworth & Cori,
1952). Diese Oligosaccharide bilden eine linksdrehende Helix mit 6,5 Glukose-
resten pro Windung. Die Größe des Glykogenmoleküls ist durch seine Form
selbstlimitierend, da die Packungsdichte mit jeder neuen Schicht zunimmt
(Madsen & Cori, 1958). Ein Glykogenmolekül speichert bei einem Molekular-
gewicht von etwa 10 Millionen Dalton ca. 55.000 Glukosereste.
Die Glykogenolyse beginnt mit der phosphorolytischen Spaltung der terminalen
1,4-glykolytischen Bindungen durch die Glykogen-Phosphorylase. Dadurch wird
Glukose-1-Phosphat freigesetzt, das durch die Phosphoglukomutase in
Glukose-6-Phosphat umgewandelt wird. Die Glykogen-Phosphorylase ist das
geschwindigkeitsbestimmende Enzym des Glykogenabbaus. Sie kann jedoch
Einleitung 1.1 Energiestoffwechsel der Skelettmuskulatur 13
die endständigen 1,4-glykolytischen Bindungen nur bis auf 4 Glukosemoleküle
vor einer Verzweigungsstelle spalten. Danach überträgt die Glykosyltransferase
eine Trisaccharideinheit auf eine andere Kette. Dadurch wird die Verbindungs-
stelle dem Debranching-Enzym zugänglich, das die 1,6-glykolytische Bindung
hydrolytisch spaltet. Im Gegensatz zur Phosphorylase-Reaktion wird bei diesem
Vorgang freie Glukose abgespalten.
Der Glykogenmetabolismus wird vornehmlich durch die Regulation der Glyko-
gensynthase und der Glykogen-Phosphorylase gesteuert. Die Aktivitäten beider
Enzyme werden sowohl durch kovalente Phosphorylierung als auch durch
allosterische Effektoren beeinflusst:
Die Glykogensynthase a kann an 9 Stellen durch verschiedene Proteinkinasen
phosphoryliert und dadurch in die inaktivere Glykogensynthase b überführt
werden. Die wichtigsten Kinasen sind hierbei die cAMP-abhängige Protein-
kinase, die calciumabhängige Phosphorylase-b-Kinase, die Glykogensynthase-
Kinasen 3 bis 5, die Casein-Kinase I und II sowie die AMP-aktivierte Protein-
kinase (AMPK) (Carling & Hardie, 1989;Cohen, 1978;Parker et al., 1982;Roach,
1981). Glykogen hemmt ebenfalls die Glykogensynthase im Sinne einer Feed-
back-Inhibition.
Auf der anderen Seite steigern Glykogen-assoziierte Phosphatasen, insbeson-
dere die Protein-Phosphatase 1, durch Dephosphorylierung die Aktivität der
Glykogensynthase (Cohen, 1978;Hubbard & Cohen, 1989). Darüber hinaus ist
Glukose-6-Phosphat ein allosterischer Aktivator (LELOIR et al., 1959). Über
welchen Mechanismus Insulin die Enzymaktivität steigert ist bislang unklar.
Vermutet wird eine indirekte Wirkung durch den Einfluss auf Phosphatasen.
Die Glykogen-Phosphorylase wird im Gegensatz zur Glykogensynthase durch
Phosphorylierung aktiviert. Die inaktivere b-Form wird durch die Phosphorylase-
b-Kinase in die aktive a-Form überführt. Die Phosphorylase-b-Kinase wird ihrer-
seits durch die cAMP-abhängige Proteinkinase und durch Calcium aktiviert
(Brostrom et al., 1971). AMP führt als allosterischer Effektor ebenfalls zu einer
Steigerung der Aktivität der Glykogen-Phosphorylase.
Die Dephosphorylierung der Glykogen-Phosphorylase a erfolgt durch die
Phosphorylase-a-Phosphatase. Des Weiteren stellen ATP, Glukose und Glu-
kose-6-Phosphat allosterische Inhibitoren der Glykogen-Phosphorylase dar. Die
Phosphorylase-a-Phosphatase wird durch die zwei hitzestabilen Proteine
Einleitung 1.2 Glykogenose Typ V 14
Inhibitor 1 und Inhibitor 2 gehemmt (Huang & Glinsmann, 1976). Der Inhibitor 1
wird durch die cAMP-abhängige Proteinkinase aktiviert. Er hemmt neben der
Phosphorylase-a-Phosphatase auch den Einfluss der Protein-Phosphatase 1
auf die Glykogensynthase b und die Phosphorylase-Kinase.
1.2 Glykogenose Typ V Synonyme: Myophosphorylase-Mangel, McArdle-Erkrankung
Der Glykogenose Typ V (glycogen storage disease V, GSD V) liegt eine stark
verminderte bis fehlende Aktivität der muskelspezifischen Glykogen-Phospho-
rylase (Myophosphorylase) zugrunde. Diese ist bedingt durch Mutationen im
Myophosphorylase-Gen auf Chromosom 11. Der Erbgang ist autosomal rezes-
siv. Nur in Einzelfällen kommt es zu einer Manifestation der Erkrankung bei
heterozygoten Merkmalsträgern. Die Inzidenz der GSD V wird auf 1-10 pro
1.000.000 Neugeborene geschätzt (DiMauro & Haller, 1999;DiMauro et al.,
1997;Haller, 2000;Manfredi et al., 1993;Schmidt et al., 1987).
Die Erkrankung manifestiert sich in der Regel vor dem 15. Lebensjahr und hat
in den meisten Fällen einen gutartigen Verlauf. In Einzelfällen wurden jedoch
kongenitale Verlaufsformen mit respiratorischer Insuffizienz und Tod im Säug-
lingsalter beschrieben (DiMauro & Hartlage, 1978;Milstein et al., 1989;Miranda
et al., 1979).
1.2.1 Klinische Beschwerden Klinisches Hauptmerkmal der Glykogenose Typ V ist die Belastungsintoleranz.
Sie macht sich in Form von Myalgien, vorzeitige Ermüdung, Steifigkeit und
Schwäche der beanspruchten Muskulatur bemerkbar. In Ruhe bildet sich die
Symptomatik in der Regel komplett zurück. Nach stärkeren Anstrengungen
treten jedoch häufig schmerzhafte Muskelkontrakturen auf, die teils mehrere
Stunden anhalten und mit einer Schwellung der Muskulatur einhergehen
können. Im Gegensatz zu Muskelkrämpfen lässt sich im EMG keine elektrische
Aktivität nachweisen. Problematisch sind vor allem intensive isometrische
Kontraktionen und anhaltende dynamische Arbeit. Moderate Belastungen
werden hingegen meist gut toleriert.
Ein weiteres Charakteristikum ist das second-wind-Phänomen: Bei den meisten
Patienten treten bereits einige Minuten nach Beginn einer Aktivität eine Ermü-
Einleitung 1.2 Glykogenose Typ V 15
dung der Muskulatur und Myalgien auf. Wird daraufhin eine kurze Pause ein-
gelegt oder die Intensität der Belastung reduziert, so bilden sich diese
Symptome zurück und die Arbeit kann über einen längeren Zeitraum beschwer-
defrei fortgesetzt werden. Dieses Phänomen wird auf folgende Anpassungs-
reaktionen zurückgeführt:
Zum einen kommt es durch den Anstieg des Herz-Zeit-Volumens zu einer ge-
steigerten Durchblutung der Muskulatur. Die mit dem Blut transportierten freien
Fettsäuren und Glukose können von den Muskelfasern als Substrate für den
Energiestoffwechsel genutzt werden. Zudem kompensiert die Rekrutierung in-
aktiver motorischer Einheiten die abnehmende Leistungsfähigkeit der ermüde-
ten Muskelfasern (siehe 1.4) (Braakhekke et al., 1986a).
Die Störung der Zellintegrität und der Abbau von Muskelfasern führen zu einer
Erhöhung der CK-Konzentration im Serum. Bei ca. der Hälfte der Patienten
kommt es rezidivierend zu Myoglobinurien, die ein akutes Nierenversagen ver-
ursachen können. Etwa ein Drittel der Patienten entwickelt im Verlauf perma-
nente Muskelschwächen, die in der Regel mild ausgeprägt und proximal betont
sind (Martin et al., 2001b).
1.2.2 Muskelbiopsie Der Glykogengehalt der Muskelfasern ist meist leicht bis mäßig erhöht (mehr
als 2 g pro 100 g Gewebe). Histologisch lassen sich in der Regel subsarkolem-
mal gelegene Glykogenansammlungen nachweisen. Die Akkumulation von
Glykogen zwischen den Myofibrillen führt typischerweise zu vakuolären Ver-
änderungen der Muskelfasern (Abbildung 1). Ultrastrukturell zeigt sich eine
Akkumulation normalkonfigurierter, nicht membrangebundener Glykogenpartikel
unterhalb des Sarkolemms, zwischen den Myofibrillen und in geringerer Aus-
prägung auch zwischen den Myofilamenten. Durch Biochemische Untersu-
chungen lässt sich eine verminderte bis fehlende Aktivität der Glykogen-
Phosphorylase nachweisen.
Einleitung 1.2 Glykogenose Typ V 16
Abbildung 1: Histologische Veränderungen bei der GSD V (Muskelbiopsat). A) Hämatoxylin-Eosin-Färbung (HE): vorwiegend subsarkolemmal gelegene Vakuolen in variabler Ausprägung (Pfeile). B) PAS-Färbung: Nachweis von Kohlenhydraten (Glykogen) innerhalb der Vakuolen.
1.2.3 Genetik Die kodierende Region des Myophosphorylase-Gens (PGYM) ist 2523 Basen-
paare lang und enthält 20 Exons und 19 Introns. Bisher sind 41 Mutationen im
PGYM bekannt (Deschauer et al., 2003;DiMauro et al., 2002;Hadjigeorgiou et
al., 2002a;Hadjigeorgiou et al., 2002b). Die häufigste Mutation in Europa und
Nordamerika ist die Nonsense-Mutation Arg49Stop in Exon 1. Sie führt zu
einem vorzeitigen Abbruch der Proteinsynthese. Als Folge entsteht ein trun-
kiertes, enzymatisch inaktives Protein (DiMauro et al., 2002;Vorgerd, 1999).
Ein Zusammenhang zwischen Phänotyp und PGYM-Genotyp konnte bislang
nicht nachgewiesen werden (Martin et al., 2001a;Tsujino et al., 1993). Es zeigte
sich jedoch eine Korrelation zwischen dem Angiotensin-Konversions-
Enzym(ACE)-Genotyp und dem klinischen Schweregrad der Erkrankung. Der
ACE-Polymorphismus könnte demnach einen modulierenden Einfluss auf den
Phänotyp haben (Martinuzzi et al., 2003).
1.2.4 Pathophysiologie Der Energiestoffwechsel der Muskulatur greift insbesondere bei isometrischer
und intensiver dynamischer Belastung auf Glykogen als Substrat der aeroben
und anaeroben Glykolyse zurück. Bei der Glykogenose Typ V führt die Blo-
ckade der Glykogenolyse unter diesen Bedingungen zu einem Mangel an
Pyruvat und Acetyl-CoA. Dadurch nehmen die Menge des im Krebs-Zyklus
generierten Nicotinamid-Adenin-Dinukleotid (NADH) und die über die Atmungs-
kette gewonnene Energie ab. Dies führt zu einem spektroskopisch nachweis-
Einleitung 1.2 Glykogenose Typ V 17
baren Abfall der intramuskulären ATP-Konzentration und zu einem Anstieg von
ADP und Phosphat. Durch diese früh einsetzende metabolische Erschöpfung
lässt sich die vorzeitige Muskelermüdung erklären (De Stefano et al.,
1996;DiMauro et al., 2002;Haller et al., 1985;Sahlin et al., 1995;Vorgerd,
1999;Zange et al., 2003).
Die Pathophysiologie der Muskelkontrakturen ist hingegen bisher nur im An-
satz verstanden. Der ATP-Mangel des kontraktilen Apparates reicht zur Erklä-
rung alleine nicht aus (Edwards & Wiles, 1981;Rowland et al., 1965). Es wird
unter anderem vermutet, dass die erhöhte intrazelluläre ADP-Konzentration die
Dissoziation des Aktin-Myosin-ADP-Pi-Komplexes verzögert. Ferner werden
Veränderungen der Erregbarkeit der Muskelfasermembran durch eine redu-
zierte Aktivität der muskulären Na+Ka+-ATPase und eine Erhöhung der myo-
fibrillären Calcium-Sensitivität angenommen (DiMauro et al., 2002;Vorgerd,
1999).
1.2.5 Therapie Bisher gibt es keine offiziellen Empfehlungen zur pharmakologischen Behand-
lung der Glykogenose Typ V. 2004 erschien in der Cochrane Database ein
systematischer Review der bis dato veröffentlichten Therapiestudien an GSD-V-
Patienten (Quinlivan & Beynon, 2004). Die Autoren kamen zu der Schlussfolge-
rung, dass eine Empfehlung von speziellen medikamentösen oder diätetischen
Therapien anhand der bisherigen Datenlage nicht möglich ist.
In zwei Einzelfällen besserte sich die Leistung bei der Fahrradergometrie durch
eine eiweißreiche, kohlenhydratreduzierte Diät (Jensen et al., 1990;Slonim &
Goans, 1985). Der Effekt wurde unter anderem auf eine gesteigerte Glukoneo-
genese durch die vermehrte Zufuhr verzweigtkettiger Aminosäuren zurückge-
führt. Eine zweimonatige Diät mit Leucin, Isoleucin und Valin führte jedoch bei
drei Patienten zu keiner Verbesserung der Leistungfähigkeit (Kushner &
Berman, 1990). In einer kontrollierten Studie mit 6 Patienten verschlechterte
sich sogar die Leistung bei der Fahrradergometrie. Als Ursache wurde die Sen-
kung der Konzentration freier Fettsäuren im Blut diskutiert (MacLean et al.,
1998).
Fettreiche Diät führte bei einem Patienten zu einer verbesserten Belastungs-
toleranz. Dieser Effekt wurde auf den Anstieg der freien Fettsäuren im Blut zu-
rückgeführt (Viskoper et al., 1975). Die orale Gabe von Vitamin B6 (Pyridoxin)
Einleitung 1.3 Kreatin 18
hatte eine vergleichbare Wirkung (Phoenix et al., 1998). Der Kalziumantagonist
Verapamil und das zentral wirksame Muskelrelaxans Dantrolen erwiesen sich in
doppelblinden, plazebo-kontrollierten crossover-Studien mit 3 bzw. 5 Patienten
hingegen als klinisch unwirksam (Lane et al., 1986;Poels et al., 1990).
Die einmalige orale Gabe von D-Ribose führte bei einem Patienten zu einer
besseren Leistung bei der Fahrradergometrie (Wagner & Zollner, 1991). Der
Effekt ließ sich in einer doppelblinden, plazebo-kontrollierten Studie jedoch nicht
reproduzieren (Steele et al., 1996). Glukoseinfusionen bewirkten eine Steige-
rung der maximalen Sauerstoffaufnahme bei der Ergometrie und eine verbes-
serte Leistung bei repetitiver maximaler Belastung (Haller & Vissing,
2002;Lewis et al., 1985). Die Wirkung von oral zugeführter Saccharose wurde in
einer randomisierten, plazebo-kontrollierten crossover-Studie mit 12 Patienten
untersucht. Die Einnahme von 75 g Saccharose führte bei der 30 Minuten spä-
ter durchgeführten Fahrradergometrie zu einer Verbesserung der objektiven
und subjektiven Belastungstoleranz (Vissing & Haller, 2003). Die Nachteile
dieser Therapie sind die kurze Wirkdauer und die Gefahr einer Gewichts-
zunahme durch die gesteigerte Kalorienzufuhr.
Kausale Therapieansätze befinden sich derzeit noch in der Entwicklungsphase.
Der Transfer humaner Myophosphorylase-cDNA in humane Muskelzellen führte
in vitro zu einer gesteigerten Enzymaktivität in Myoblasten und zusätzlich zu
einer gesteigerten Genexpression in Myotuben (Baque et al., 1994). In primä-
ren, Myophosphorylase-defizienten Myoblastenkulturen aus humaner und
Schafmuskulatur kam es nach der Transduktion zu einem Wiedereinsetzen der
Myophosphorylase-Aktivität (Pari et al., 1999). Als Vektor wurde jeweils ein
Adenovirus eingesetzt. Untersuchungen in vivo fanden bisher nicht statt.
1.3 Kreatin Kreatin (a-Methylguanidoessigsäure) ist eine natürlich vorkommende Guanidin-
verbindung, die 1832 von dem französischen Wissenschaftler Chevreul ent-
deckt wurde. Der Name leitet sich vom griechischen Wort für Fleisch (kreas) ab
(Balsom et al., 1994;Wyss & Kaddurah-Daouk, 2000). In der Muskulatur und im
Gehirn von Wirbeltieren ist Kreatin eine essentielle Komponente des Energie-
stoffwechsels (Guerrero-Ontiveros & Wallimann, 1998;Wyss & Kaddurah-
Daouk, 2000).
Einleitung 1.3 Kreatin 19
Der menschliche Körper enthält im Durchschnitt etwa 120 g Gesamtkreatin (2/3
Phosphokreatin – 1/3 freies Kreatin). 95 % dieser Menge befinden sich in der
Skelettmuskulatur. Der Rest verteilt sich vorwiegend auf Herz, Gehirn und
Hoden (Kreider et al., 2003;Persky & Brazeau, 2001). Täglich werden ca. 2 g
Kreatin in Form von Kreatinin über die Nieren ausgeschieden. Der Verlust wird
zu etwa gleichen Teilen durch die exogene Zufuhr von Kreatin, insbesondere
durch den Verzehr von Fisch und Fleisch, und durch die endogene Kreatin-
synthese ausgeglichen (Persky & Brazeau, 2001).
1.3.1 Synthese Die Biosynthese von Kreatin geht von den Aminosäuren Arginin, Glyzin und
Methionin aus und läuft in zwei Schritten ab. In der Niere katalysiert das Enzym
Arginin-Glyzin-Amidinotransferase (AGAT), eine Transaminidase, die Übertra-
gung der Guanidinogruppe von Arginin auf Glyzin. Das Intermediärprodukt
Guanidinoazetat (GAA) wird über das Blut in die Leber transportiert und dort zu
Kreatin methyliert. Donor der Methylgruppe ist Methionin bzw. S-Adenosyl-
methionin. Die Reaktion wird durch die Guanidinoazetat-Methyltransferase
(GAMT), eine Transmethylase, katalysiert (Persky & Brazeau, 2001;Walker,
1979). Synthese und Abbau des Kreatins sind vereinfacht in Abbildung 2 darge-
stellt.
Die Bildung von Guanidinoazetat durch die Arginin-Glyzin-Amidinotransferase
ist der geschwindigkeitslimitierende Schritt bei der Synthese von Kreatin.
Kreatin hemmt möglicherweise die Expression von AGAT auf prätranslationaler
Ebene im Sinne einer Feedback-Inhibition. Weitere regulierende Faktoren sind
Schilddrüsen- und Wachstumshormone, Testosteron, Ornithin und Fasten
(Walker, 1979;Wyss & Kaddurah-Daouk, 2000).
Einleitung 1.3 Kreatin 20
OHNH2 C
H CO
CH2 CH2
CH2 NHC
NHNH2
OH
NH2
CH2
CO
OH
NH2 CHC O
CH2
CH2
CH2
NH2
OH
CNH
NH2NHCH2
CO
OH
OH OH
OOHC
CH CHCH C
H
NCH
N
N
CHN
NH2 OH
NH2CHCO
CH2CH2
SHCH3
CH3
OH
CNH
NH2NCH2
CO
CH3
OH
CNH
NH
NCH2
CO
P OOH
OH
CH3
CNH NH
N CH2
C O
+ +
L-Arginin L-Glycin
AGAT
Ornithin Guanidinoacetat
GAMT
Phosphokreatin Kreatin
Kreatinin
S-Adenosylmethionin
ADP ATP
ADP ATP
Kreatinkinase (CK)
Pi + H2O H2O
Abbildung 2: Kreatinstoffwechsel. AGAT: Arginin-Glyzin-Amidinotransferase; GAMT: Guanidinoacetat-Methyltransferase; ADP: Adenosindiphosphat, ATP: Adenosintriphosphat, Pi: Phosphat.
1.3.2 Transport Kreatin gelangt über das Blut von den Syntheseorten zu den Zielgeweben. Die
Plasmakonzentration liegt unter physiologischen Bedingungen zwischen 25 und
100 µmol/l (Harris et al., 1992;Marescau et al., 1986;Wyss & Kaddurah-Daouk,
2000). Die intrazelluläre Konzentration liegt Im Vergleich dazu gewebeabhängig
bis zu tausendfach höher (Walzel et al., 2002a).
Der Transport von Kreatin in die Zelle erfolgt aktiv mittels eines spezifischen,
Einleitung 1.3 Kreatin 21
hochaffinen Kreatin-Transporters (CrT). Durch ihn kann Kreatin, nicht jedoch
PCr, im Kotransport mit Na+- und Cl--Ionen die Zellmembran passieren (Walzel
et al., 2002a). Die Energie liefert das Membranpotential und der transmembra-
nöse Na+-Gradient, der durch die plasmalemmale Na+-K+-ATPase aufrechter-
halten wird (Guerrero-Ontiveros & Wallimann, 1998). Untersuchungen an Glia-
zellen ergaben einen Symport von 2 Na+-Ionen pro Kreatinmolekül (Moller &
Hamprecht, 1989). Die Michaelis-Menten Konstante (Km) für den CrT variiert
spezies- und zelltypabhängig zwischen 20 und 160 µmol/l (Guimbal & Kilimann,
1993;Ku & Passow, 1980;Loike et al., 1986;Moller & Hamprecht, 1989;Schloss
et al., 1994a;Sora et al., 1994;Walzel et al., 2002a;Willott et al., 1999).
Der CrT gehört zur Genfamilie der γ-Aminobuttersäure/Noradrenalin Transpor-
ter (GAT/NET), die für die Aufnahme verschiedener Neurotransmitter und
Aminosäuren verantwortlich sind (Guimbal & Kilimann, 1993;Nash et al.,
1994;Schloss et al., 1994b;Schloss et al., 1994a). Derzeit sind drei Isoformen
des CrT bekannt, die wahrscheinlich durch alternatives Spleißen entstehen.
Eine Isoform mit einer Molekülmasse von ~58 kDa ist in der Plasmamembran
lokalisiert, die anderen 55 bzw. 70 kDa großen Proteine kommen in der inneren
Mitochondrienmembran vor (Walzel et al., 2002a;Walzel et al., 2002b). RNA-
Analysen (Northern-Blot) ergaben eine hohe Expression von CrT-mRNA in
Skelettmuskulatur, Herz, Gehirn, Nieren, Hoden und Kolon (Guimbal &
Kilimann, 1993;Nash et al., 1994;Saltarelli et al., 1996;Sora et al., 1994). Damit
ist das Expressionsmuster des CrT vergleichbar mit dem der CK (Guerrero-
Ontiveros & Wallimann, 1998;Wallimann & Hemmer, 1994).
Katecholamine, der Insulin-ähnliche Wachstumsfaktor 1 (IGF-1), Trijodthyronin
(T3), Nahrungsaufnahme und körperliches Training steigern die Aufnahme von
Kreatin in die Zelle (Odoom et al., 1996;Persky & Brazeau, 2001;Walzel et al.,
2002a). Insulin fördert ebenfalls die intrazelluläre Akkumulation von Kreatin,
allerdings nur in hohen, unphysiologischen Konzentrationen (Steenge et al.,
1998).
1.3.3 Abbau und Ausscheidung Endprodukt des Kreatinstoffwechels ist Kreatinin, das spontan (nicht-enzyma-
tisch) durch Wasserabspaltung und Ringschluss aus Kreatin bzw. PCr entsteht
(Abbildung 2). Im Gegensatz zu in vitro Studien ist dieser Prozess in vivo
Einleitung 1.3 Kreatin 22
irreversibel (Wyss & Kaddurah-Daouk, 2000). Täglich konvertieren etwa 2,6 %
des PCr und 1,1 % des freien Kreatins zu Kreatinin (Walker, 1979). In Ab-
hängigkeit von der Muskelmasse entstehen auf diese Weise im Durchschnitt ca.
2 g Kreatinin pro Tag (Terjung et al., 2000).
Kreatinin ist ein ungeladenes Molekül und frei membrangängig. Es diffundiert
aus dem Gewebe in den Blutkreislauf und wird durch glomeruläre Filtration
über die Nieren ausgeschieden (Persky & Brazeau, 2001;Wyss & Kaddurah-
Daouk, 2000).
1.3.4 Kreatingehalt der Skelettmuskulatur
1.3.4.1 Intramuskuläre Kreatinkonzentration bei Gesunden Die Kreatinkonzentration in humaner Skelettmuskulatur ist vom Fasertyp ab-
hängig. Muskelfasern vom histochemischen Typ 2 weisen einen höheren Ge-
halt an Kreatin und PCr auf als Typ-1-Fasern (Casey et al., 1996;Kushmerick et
al., 1992;Meyer et al., 1985). Die Konzentration des Gesamtkreatins liegt bei
etwa 125 mmol pro Kilogramm Trockenmasse (TM) (Spannweite 110-160
mmol/kg). Der Anteil des PCr liegt bei ca. 60% (Balsom et al., 1995;Casey et
al., 1996;Harris et al., 1974;Harris et al., 1992;Hultman et al., 1996).
1.3.4.2 Intramuskuläre Kreatinkonzentration bei Myopathien Tarnopolsky et al. untersuchten 81 Muskelbiopsate von Patienten mit verschie-
denen Muskelerkrankungen und von Kontrollpersonen. Ein reduzierter PCr-
Gehalt ließ sich in Biopsaten von Patienten mit Muskeldystrophien (53 mmol/kg
Trockenmasse (TM)), entzündlichen Myopathien (55,6 mmol/kg TM) und Mito-
chondriopathien (41,8 mmol/kg TM) nachweisen (Tarnopolsky & Parise, 1999). 31P-MRS-Messungen an Patienten mit Mitochondriopathien und entzündlichen
Myopathien ergaben ebenfalls eine verminderte intramuskuläre PCr-Konzentra-
tion (Arnold et al., 1985;Matthews et al., 1991;Park et al., 1994;Park et al.,
2000).
Bei Mitochondriopathien wird als Ursache der erniedrigten PCr-Konzentration
eine gesteigerte Resynthese von ATP durch PCr infolge der Störung der Mito-
chondrienfunktion vermutet (Tarnopolsky & Parise, 1999). Des Weiteren fand
sich im Western-Blot an Muskelhomogenaten eine verminderte Expression des
Kreatintransporters bei Mitochondriopathien, kongenitalen Myopathien, Muskel-
dystrophien und entzündlichen Myopathien (Tarnopolsky et al., 2001). Die Auf-
Einleitung 1.3 Kreatin 23
nahme von Kreatin in die Muskelfaser könnte demnach gestört sein. Ein
weiterer Aspekt ist die körperliche Aktivität. Diese steigert die Aufnahme von
Kreatin in die Zelle (Persky & Brazeau, 2001;Robinson et al., 1999). Patienten
mit Myopathien sind jedoch durch Paresen, Myalgien und die insbesondere bei
metabolischen Myopathien auftretende Belastungsintoleranz in ihrer physischen
Leistungsfähigkeit eingeschränkt.
1.3.5 Funktionen im Energiestoffwechsel der Muskulatur ATP zählt zu den energiereichen Phosphaten und ist der wichtigste Energie-
überträger im Intermediärstoffwechsel. Durch Hydrolyse der γ-Anhydridbindung
wird ein Energiebetrag von ca. 30 kJ/mol frei. ATPasen nutzen diese Energie,
um endergonische biochemische Reaktionen ablaufen zu lassen. Sie ermögli-
chen unter anderem die Muskelkontraktion, den Ionentransport durch Membra-
nen und die Proteinsynthese.
Kreatin ist über das Kreatin/PCr/CK-System mit dem ATP-Metabolismus ver-
bunden. Die CK kommt in Geweben vor, deren Energiebedarf starken Schwan-
kungen unterworfen ist (z.B. Muskulatur, Gehirn). Sie katalysiert den reversiblen
Transfer der γ-Phosphatgruppe von ATP auf die Guanidinogruppe von Kreatin.
Bei der Reaktion wird ein H+-Ion freigesetzt (Abbildung 3) (Wyss & Kaddurah-
Daouk, 2000).
Einleitung 1.3 Kreatin 24
CH3
O
CNH2
+
NH2NCH2
CO
CH3
O
CNH2
+
NH
NCH2
CO
P O
O
O
O P O
O
O
O P
O
O
O P
O
O
OHOH
OC
N N
N N
NH2
O P O
O
O
O P
O
O
OHOH
OC
N N
N N
NH2
H+
Phosphokreatin
Kreatin
Kreatinkinase (CK)
+
+ +
ATP
ADP
Abbildung 3: Kreatinkinase-Reaktion. ATP: Adenosintriphosphat, ADP: Adenosindiphosphat.
Fünf verschiedene Isoformen der CK sind derzeit bekannt. Ihre Expression ist
gewebeabhängig:
CK-MM, CK-MB und CK-BB sind Dimere aus zwei Untereinheiten und kommen
im Zytosol vor. Die Bezeichnung der Untereinheiten richtet sich nach den
Geweben, in denen sie überwiegend vorkommen (M steht für muscle und B für
brain) (Kay et al., 2000;Wyss & Kaddurah-Daouk, 2000). Adulte Skelettmuskel-
fasern exprimieren nahezu ausschließlich CK-MM, Herzmuskelzellen auch
geringe Mengen CK-MB und CK-BB (Kay et al., 2000). In der Skelettmuskulatur
befinden sich die zytosolischen Isoformen der CK vorwiegend im Bereich des
sarkoplasmatischen Retikulums, des Sarkolemms sowie der A- und I-Banden.
Die Lokalisation ist wichtig im Hinblick auf die Resynthese adäquater Mengen
an ATP zur Aufrechterhaltung physiologischer Zellfunktionen, z.B. für die
Myosin-ATPase (Muskelkontraktion), die sarkoplasmatische Ca2+-ATPase
(SERCA, intrazelluläre Ca2+-Homöostase) und die sarkolemmale Na+-K+-
ATPase (Membranpotential der Muskelzelle) (Dahlstedt et al., 2000;de Groof et
al., 2002).
Einleitung 1.3 Kreatin 25
An der Außenseite der inneren Mitochondrienmembran bzw. im mitochondrialen
Intermembranraum sind zwei weitere Isoformen lokalisiert. Sie bilden entweder
Homodimere (inaktive Form) oder Homooktamere (aktive Form). Ihre Expres-
sion ist ebenfalls gewebeabhängig. ScCKmit kommt in Skelett- und Herz-
muskulatur, UbCKmit in nicht-muskulären Geweben vor (de Groof et al.,
2002;Spindler et al., 2002). Sie spielen zusammen mit spannungsabhängigen
Anionen-Kanälen und dem Adeninnukleotid-Translokator (ANT) eine wichtige
Rolle bei der Regulation des intramitochondrialen ATP/ADP-Verhältnisses (de
Groof et al., 2002).
Der Anteil der ScCKmit-Aktivität an der gesamten CK-Aktivität hängt vom Meta-
bolismus der Zelle ab. Bei oxidativen Muskelfasern (Typ I-Muskelfasern und
Herz) ist er relativ hoch, bei Typ II-Fasern mit überwiegend glykolytischem
Stoffwechsel niedrig (Kay et al., 2000).
Es wird angenommen, dass die verschiedenen Isoformen der CK in der Mus-
kulatur funktionell und strukturell mit dem Energieverbrauch (zelluläre ATPasen)
bzw. der Energieproduktion (Glykolyse, Mitochondrien) verbunden sind, um den
Energietransport innerhalb der Muskelfaser zu erleichtern. Kreatin und PCr
dienen dabei als lösliche Zwischenprodukte und temporäre Energiepuffer. Dem
Model nach wird das vornehmlich durch die Aktivität der Myofibrillen entste-
hende ADP umgehend mit Hilfe der zytosolischen CK und der Phosphatgruppe
des PCr zu ATP rephosphoryliert. Kreatin diffundiert zurück in die Mito-
chondrien, wird dort durch die ScCKmit zu PCr rephosphoryliert und steht dann
als energiereiche Phosphatverbindung wieder dem Energiestoffwechsel zur
Verfügung (Dahlstedt et al., 2000;Kay et al., 2000).
Die CK-Reaktion scheint besonders bei der Vermeidung bzw. Verzögerung der
Muskelermüdung unter starker körperlicher Belastung eine wichtige Rolle zu
spielen (Dahlstedt et al., 2000). Unterstützt wird diese Annahme durch Ergeb-
nisse aus Tierversuchen. Die Muskulatur von Mäusen mit komplettem CK-Man-
gel (CK-/--Maus) weist im Vergleich zur Muskulatur von Wildtyp-Mäusen einen
merklich schnelleren Kraftverlust unter intensiver elektrischer Stimulation auf
(LaBella et al., 1998;Steeghs et al., 1997;Watchko et al., 1997).
Unter anaerober Belastung kommt es durch Bildung von Laktat zur Absenkung
des pH-Wertes. Die CK-Reaktion wird dadurch in Richtung ATP-Resynthese
verschoben, bei der ein H+-Ion gebunden wird. Während der Erholung findet die
Einleitung 1.3 Kreatin 26
ATP-Produktion dagegen vorwiegend über den aeroben Stoffwechsel statt. Die
CK-Reaktion verschiebt sich nach rechts (Abbildung 3) und die Konzentration
von PCr steigt an (Persky & Brazeau, 2001;Walter et al., 2000). Das Kreatin-
system wirkt somit als Energie- und pH-Puffer.
1.3.6 Studien zur Kreatin-Supplementation
1.3.6.1 Pharmakokinetik Bei Sportlern wird während der ersten 5-7 Tage meist eine Tagesdosis von 20-
30 g Kreatin eingesetzt (loading-Phase) (Persky & Brazeau, 2001;Wyss &
Kaddurah-Daouk, 2000). Bei dieser Dosierung wird nach etwa 2 Tagen die
maximale Akkumulation von Kreatin in der Muskulatur erreicht (Terjung et al.,
2000). Der gleiche Effekt wird durch die Einnahme von 3 g Kreatin pro Tag über
vier Wochen erzielt (Hultman et al., 1996). Danach steigt bei anhaltender Ein-
nahme die renale Ausscheidung von Kreatin stark an (Bermon et al.,
1998;Harris et al., 1992;Maganaris & Maughan, 1998;Vandenberghe et al.,
1997). Nach der Ladephase wird die Kreatindosis in der Regel auf 3-5 g pro
Tag reduziert (Erhaltungsdosis) (Persky & Brazeau, 2001).
Durch die Kreatineinnahme nimmt die Konzentration des intramuskulären
Gesamtkreatins im Durchschnitt um etwa 20 % zu. Die Höhe des relativen
Anstiegs ist abhängig von dem initialen intramuskulären Kreatingehalt. Bei
niedrigen Ausgangswerten kann die Zunahme bis zu 50 % betragen. Bei
Ausgangskonzentrationen im oberen Normbereich hingegen fällt der Anstieg
geringer aus oder kann sogar fehlen (Gordon et al., 1995;Harris et al., 1992).
Die maximal erreichbare intramuskuläre Kreatin-Konzentration liegt bei ca. 160
mmol/l. Der Anteil des PCr an dieser Zunahme beträgt etwa 20 % (Balsom et
al., 1995;Casey et al., 1996;Febbraio et al., 1995;Gordon et al., 1995;Greenhaff
et al., 1994;Harris et al., 1992;Hultman et al., 1996;Vandenberghe et al.,
1997;Vandenberghe et al., 1999).
Nach Beendigung der Supplementation sinken die intramuskulären Kreatin-
und PCr-Konzentrationen und erreichen innerhalb von 4 Wochen das Aus-
gangsniveau (Febbraio et al., 1995;Hultman et al., 1996;Vandenberghe et al.,
1997).
Kreatin hat eine mit basischen Aminosäuren vergleichbare Struktur. Es passiert
wahrscheinlich über Aminosäure- und Peptid-Transporter die Darmmukosa.
Einleitung 1.3 Kreatin 27
Kreatin hat ein Molekulargewicht von 131, ist positiv geladen und hat einen
Verteilungskoeffizienten von -2,7. Es könnte daher auch parazellulär in den
Blutkreislauf gelangen. Dieser Transportweg scheint jedoch von untergeord-
neter Bedeutung zu sein (Persky & Brazeau, 2001).
Bei Einnahme von bis zu 10 g Kreatin wird der Zeitpunkt der maximalen
Plasmakonzentration (Tmax) nach weniger als 2 Stunden erreicht (Green et al.,
1996;Harris et al., 1992;Schedel et al., 1999). Bei höheren Dosen steigt Tmax
auf >3 Stunden an (Schedel et al., 1999). Über das Blut gelangt Kreatin in die
roten und weißen Blutkörperchen, in die Herz- und Skelettmuskulatur, ins
Gehirn, in die Spermatozoen und in die Retina (Wyss & Kaddurah-Daouk,
2000).
Die Elimination von Kreatin aus dem Blut geschieht zum einen durch Aufnahme
in die verschiedenen Organe und zum anderen durch die renale Ausscheidung.
Insulin, Katecholamine und IGF-1 beeinflussen die Aufnahme von Kreatin in die
Zellen (siehe 1.3.2). Die Clearance ist ferner von dem Kreatingehalt der Musku-
latur, Hormonen, der Muskelmasse und der glomerulären Filtrationsrate ab-
hängig. Unter physiologischen Bedingungen wird Kreatin weitestgehend aus
dem Urin reabsorbiert. Bei einer Supplementation hingegen steigt die renale
Elimination mit zunehmender Dosis, da die in der Niere exprimierten CrT für
eine vollständige Reabsorption nicht mehr ausreichen (Persky & Brazeau,
2001).
1.3.6.2 Studien an Sportlern Die anabole Wirkung von Kreatin bzw. Kreatin-Monohydrat (Begriffe werden im
Folgenden synonym verwendet) ist bereits seit den 20er Jahren des letzten
Jahrhunderts bekannt (Chanutin, 1926). Seit Anfang der 1990er Jahre nutzen
immer mehr Sportler Kreatin als Nahrungsergänzungsmittel zur Steigerung ihrer
Leistungsfähigkeit. Allein in den USA stieg der jährliche Umsatz von Kreatin
zwischen 1996 und 2001 von 50 auf 400 Millionen US-Dollar (Metzl et al.,
2001).
Bislang sind mehr als 500 Studien über den Einfluss von Kreatin auf die
Muskelphysiologie und die körperliche Leistungsfähigkeit veröffentlicht worden.
Eine Metaanalyse von ca. 300 Kreatinstudien ergab eine 5 bis 15 prozentige
Steigerung der Maximalkraft, der Sprintleistung und der Kraft bei repetitiver
Einleitung 1.3 Kreatin 28
maximaler Muskelkontraktion nach kurzzeitiger (mehrere Tage bis Wochen)
Kreatineinnahme (Kreider, 2003). Es konnte gezeigt werden, dass die Proban-
den mit dem stärksten Anstieg der intramuskulären Kreatinkonzentration unter
der Kreatineinnahme auch die höchste Zunahme der Muskelleistung erzielten
(Casey et al., 1996;Snow et al., 1998;Vandenberghe et al., 1999).
Typische Nebenwirkungen der Kreatin-Supplementation sind eine Gewichtszu-
nahme von 1 bis 2 kg und ein leichter Anstieg des Plasmakreatinins, der keinen
Einfluss auf die Nierenfunktion hat (Francaux & Poortmans, 1999;Persky &
Brazeau, 2001;Poortmans et al., 1997). Weitere unerwünschte Wirkungen
wurden bisher nur in Einzelfällen beschrieben (Persky & Brazeau, 2001;Terjung
et al., 2000).
Die leistungssteigernde Wirkung der Kreatineinnahme wird durch Effekte auf
den muskulären Energiestoffwechsel und auf die Proteinsynthese der Muskel-
fasern erklärt:
ATP ist essentiell für viele Stoffwechselvorgänge. Eine erhöhte intramuskuläre
Kreatin- bzw. PCr-Konzentration wirkt sich positiv auf die ATP-Resynthese aus,
insbesondere während der ersten Sekunden einer intensiven, anaeroben Be-
lastung. Ein weiterer Aspekt ist die oben beschriebene Funktion des Kreatin-
systems als pH-Puffer. Sie wirkt dem bei anaerober Belastung durch die Bil-
dung von Laktat bedingten pH-Abfall entgegen.
Des Weiteren führt Kreatin bei Sportlern zu einer Steigerung der Muskelfaser-
Hypertrophie und zu einer Zunahme der fettfreien Masse (Volek et al., 1999).
Der Anstieg der Muskelmasse kann bedingt sein durch eine Steigerung der
Proteinsynthese oder durch einen reduzierten Proteinabbau. Experimente mit
Zellkulturen zeigten eine gesteigerte Synthese von Aktin und Myosin (Ingwall et
al., 1972;Ingwall et al., 1974;Ingwall, 1976), die Ergebnisse ließen sich jedoch
in einer später durchgeführten Studie nicht reproduzieren (Fry & Morales,
1980). Untersuchungen an Menschen konnten ebenfalls keine gesteigerte
Proteinsynthese nachweisen. Es fanden sich allerdings Hinweise für einen ver-
minderten Proteinkatabolismus (Parise et al., 2000).
1.3.6.3 Studien an Myopathie-Patienten Die größte Studie über den Einsatz von Kreatin bei neuromuskuären
Erkrankungen wurde 1999 von Tarnopolsky et al. veröffentlicht. In der offenen
Studie erhielten 81 Patienten mit verschiedenen neuromuskulären Erkran-
Einleitung 1.3 Kreatin 29
kungen zunächst fünf Tage 10 g und danach fünf Tage 5 g Kreatin pro Tag.
Nach dieser Pilotstudie wurden 21 weitere Patienten in einer einfach-
verblindeten Studie mit dem gleichen Dosierungsschema behandelt. In beiden
Studien wurde nach Kreatineinnahme eine Steigerung der Kraft unter ver-
schiedenen Belastungen beobachtet. Des Weiteren kam es zu einem Anstieg
des Körpergewichtes, der auf eine Zunahme der fettfreien Masse zurückgeführt
wurde (Tarnopolsky & Martin, 1999).
In den letzten Jahren wurden zudem mehrere randomisierte und kontrollierte
Studien (randomized controlled trial, RCT) über die Anwendung von Kreatin bei
Myopathien veröffentlicht (Tabelle 1).
Tabelle 1: Klinische Kreatinstudien bei Myopathien (nur RCT´s). Author Erkrankung N Design Tagesdosis Kreatin (Dauer)
Tarnopolsky et al. (1997) Mitochondriopathien 7 RCT; crossover 10 g (2 Wochen)4 g (1 Woche)
Walter et al. (2000) Muskeldystrophien (BMD, DMD, FSHD, LGMD) 36 RCT; crossover Erwachsene: 10 g (8 Wochen)
Kinder: 5 g (8 Wochen)
Vorgerd et al. (2000) Glykogenose Typ V(McArdle) 9 RCT; crossover 150 mg/kgKG (1 Woche)
60 mg/kgKG (4 Wochen)
Klopstock et al. (2000) Mitochondriopathien 16 RCT; crossover 20 g (4 Wochen)
Walter et al. (2002) Myotone Dystrophie Typ 1(Curschmann-Steinert) 34 RCT; crossover 10,6 g (10 Tage)
5,3 g (46 Tage)
Schneider-Gold et al. (2003)
Myotone Dystrophie Typ 2(PROMM) 20 RCT 10 g daily (12 Wochen)
Louis et al. (2003) Muskeldystrophien (BMD, DMD) 15 RCT; crossover 3 g daily (3 Monate)
Tarnopolsky et al. (2004) Muskeldystrophie(DMD) 30 RCT; crossover 100 mg/kgKG (4 Monate)
BMD: Muskeldystrophie Typ Becker; DMD: Muskeldystrophie Typ Duchenne; FSHD: Fazio-Scapulo-Humerale Muskeldystrophie; LGMD: Limb Girdle Muscle Dystrophy (Gliedergürtel-Muskeldystrophie); PROMM: Proximale Myotone Myopathie.
Bei sieben von acht Studien wurde ein crossover-Design gewählt. Die einge-
setzte Kreatin-Tagesdosis lag zwischen 3 g (Louis et al., 2003) und 20 g (Klop-
stock et al., 2000). Bei Gesunden konnte mit diesen Dosierungen ein Anstieg
der intramuskulären Kreatinkonzentration um durchschnittlich 20 % erreicht
werden (Hultman et al., 1996;Persky & Brazeau, 2001).
In zwei Studien wurde Kreatin zur Behandlung von Patienten mit Mitochondrio-
pathien eingesetzt:
Einleitung 1.3 Kreatin 30
An der ersten Studie nahmen sieben Patienten teil. In der Kreatinphase kam zu
einer signifikanten Zunahme der Kraft bei intensiver aerober und anaerober
Muskelbelastung. Die Kreatineinnahme hatte hingegen keinen Effekt auf die
Maximalkraft, die erfassten Parameter der Fahrradergometrie, einen zweiminü-
tigen Gehtest oder auf die Beeinträchtigung verschiedener Alltagsaktivitäten.
Die Gewichtszunahme war ebenfalls nicht signifikant. Die Kreatineinnahme
wurde gut vertragen, Nebenwirkungen traten nicht auf (Tarnopolsky et al.,
1997).
Eine zweite Studie mit 16 Patienten wurde drei Jahre später veröffentlicht.
Gemessen wurde die Maximalkraft bei isometrischer Armbeugung und Knie-
streckung. Die repetitive aerobe Belastung der gleichen Muskelgruppen fand
mit 15 % der Maximalkraft unter isokinetischen Bedingungen statt. Außerdem
wurden diverse klinische Scores erhoben (u.a. Medical Research Council Scale
(MRC), Hammersmith Motor Ability Score (HMAS) und Neuromuscular
Symptom Score (NSS)). Auf einer visuellen Analogskala gaben die Patienten
die subjektiv empfundene Muskelschwäche und ihre generelle Aktivität an. Das
Körpergewicht wurde nicht bestimmt. Trotz der höheren Probandenzahl fanden
sich keine signifikanten Unterschiede zwischen Verum- und Plazebophase.
Allerdings fand im Gegensatz zur vorgenannten Studie auch keine repetitive,
intensive Muskelbelastung statt. An Nebenwirkungen gaben zwei Patienten
Muskelkrämpfe während der Kreatinphase an (Klopstock et al., 2000).
Die Wirkung von Kreatin bei Patienten mit Muskeldystrophien wurde in fünf
Studien untersucht:
Walter et al. setzten in einer im Jahr 2000 veröffentlichten Studie Kreatin bei der
Behandlung von 36 Patienten (25 Erwachsene, 11 Kinder) mit verschiedenen
Formen von Muskeldystrophien ein (Walter et al., 2000). Untersuchungen fan-
den jeweils zu Beginn und am Ende der Studienphasen statt. Zur Beurteilung
der Muskelkraft wurde die MRC-Skala eingesetzt. Ein Wert von 150 entsprach
einer vollen Kraft aller untersuchten Muskeln. Durch den NSS wurde die Beein-
trächtigung von 14 Alltagsaktivitäten erfasst. Am Ende jeder Phase bewerteten
die Patienten ihr Ansprechen auf die Therapie.
Aufgrund von Carry-over-Effekten gingen in die Endauswertung nur die Ergeb-
nisse derjenigen Patienten ein, die zuerst Plazebo erhalten hatten. Die Dauer
der Washout-Phase war mit 3 Wochen offensichtlich zu kurz gewählt worden.
Einleitung 1.3 Kreatin 31
Pharmakokinetische Studien haben gezeigt, dass bis zu 28 Tage nach Kreatin-
Supplementation eine Erhöhung des Gesamtkreatins in der Muskulatur nach-
gewiesen werden kann (Persky & Brazeau, 2001). Bei den anderen hier vorge-
stellten Studien dauerte die Washout-Phase mit Ausnahme von 2 Patienten
(Klopstock et al., 2000) mindestens 4 Wochen.
Beim Vergleich der Messungen zu Beginn und am Ende der Kreatinphase
zeigte sich ein signifikanter Anstieg des MRC-Summenscores um 3 %, wobei
die Kinder tendenziell besser abschnitten. Der NSS verbesserte sich um etwa
10 %. Während der Placebophase kam es zu einer leichten Verschlechterung
beider Werte. 60 % der Patienten gaben eine Verbesserung der Beschwerden
während der Verumphase an, 9 % fühlten sich in der Plazebophase besser. Der
Rest bemerkte keinen wesentlichen Unterschied. Nebenwirkungen traten nicht
auf.
Insgesamt waren die erzielten Werte beim MRC während der Kreatinphase
schlechter als während der Plazebophase. Der Grund ist am ehesten die
rasche Progredienz der Muskeldystrophien. Diese kann zu Periodeneffekten
führen, die bei der statistischen Auswertung bzw. bei der Wahl des Studien-
designs berücksichtigt werden müssen.
An einer weiteren Studie von Walter et al. nahmen 34 Patienten mit myotoner
Dystrophie Typ 1 (Curschmann-Steinert) teil (Walter et al., 2002). Es zeigte sich
kein signifikanter Einfluss von Kreatin auf die isometrische Maximalkraft der
Musculi biceps brachii und quadriceps femoris, die Ergebnisse des MRC und
NSS, das Körpergewicht oder die fettfreie Masse. Periodeneffekte fanden sich
beim MRC und bei der quantitativen Messung der Kraft des M. quadriceps
femoris. Klinisch relevante Nebenwirkungen traten nicht auf.
Schneider-Gold et al. untersuchten in ihrer Kreatinstudie 20 Patienten mit myo-
toner Dystrophie Typ 2 (proximale myotone Myopathie, PROMM) (Schneider-
Gold et al., 2003). Es wurde eine kontrollierte Studie mit jeweils zehn Patienten
pro Gruppe (kein crossover) durchgeführt. Beim Vergleich der Kreatin- mit der
Plazebogruppe zeigte sich kein signifikanter Unterschied bei der Änderung der
Maximalkraft oder der Punktwerte auf der MRC und NSS. Die Aktivität im Alltag
wurde zu Beginn und am Ende der Studie durch eine visuelle Analogskala er-
fasst. Die Steigerung fiel in der Kreatingruppe signifikant besser aus. Des
Weiteren gaben in der Kreatingruppe sieben von zehn Patienten eine subjektive
Einleitung 1.3 Kreatin 32
Besserung der Muskelkraft an. In der Plazebogruppe war es nur ein Patient. An
Nebenwirkungen traten in der Kreatingruppe bei zwei Patienten Myalgien in den
Beinen und bei einem Schmerzen in der Brust auf.
Louis et al. führten eine Studie an 15 Jungen mit X-chromosomal vererbten
Dystrophinopathien durch (Louis et al., 2003). Unter der Einnahme von Kreatin
kam es zu einer Steigerung der Maximalkraft bei isometrischer Unterarmflexion
um 15 %. Des Weiteren nahm die Zeit bis zur Erschöpfung bei einer Belastung
von 75 % der Maximalkraft zu. Die Veränderungen des Körpergewichts waren
unter Kreatin und Plazebo gleich. Der Anstieg des PCr/β-ATP-Verhältnisses bei
der 31P-MRS während der Kreatinphase war ebenfalls nicht signifikant. Aller-
dings konnten auch nur 6 Patienten an den Messungen teilnehmen. Die übrigen
konnten aus anatomischen Gründen spektroskopisch nicht untersucht werden.
Nebenwirkungen traten nicht auf.
Die jüngste Studie wurde an 30 Kindern mit Muskeldystrophie Typ Duchenne
durchgeführt (Tarnopolsky et al., 2004). Kreatin führte zu einer Steigerung der
Maximalkraft beim isometrischen Handgriff auf der dominanten Seite. Keine
signifikanten Unterschiede gab es bei funktionellen Skalen, manueller Testung
der Muskelkraft und Skalen zur Bewertung der Alltagsaktivitäten. Die fettfreie
Masse nahm um durchschnittlich 0,7 kg zu, während die Fettmasse konstant
blieb. Kein Patient gab Nebenwirkungen an.
In einer 1998 durchgeführten Pilotstudie wurde Kreatin erstmals zur Behand-
lung von Patienten mit Glykogenose Typ V eingesetzt. An der doppelblinden,
Plazebo-kontrollierten crossover-Studie nahmen neun Patienten teil. Die Krea-
tindosis lag während der ersten Woche bei 150 mg pro Kilogramm Körper-
gewicht (KG) und wurde In der anschließenden vierwöchigen Erhaltungsphase
auf 60 mg/kg KG reduziert. Am Ende der Supplementationsphasen wurden
klinische Scores erhoben, die Konzentrationen von Kreatin und CK im Serum
bestimmt und eine Fahrradergometrie durchgeführt. Zudem fanden spektrosko-
pische und elektromyographische Messungen bei isometrischer Plantarflexion
statt. Hierbei mussten 30 % der willkürlichen Maximalkraft über jeweils
zweieinhalb Minuten unter aeroben und anaeroben Bedingungen gehalten
werden.
In der Kreatinphase kam es zu einem Anstieg der Kreatin-Konzentration im
Serum. Eine Steigerung der intramuskulären PCr-Konzentration konnte jedoch
Einleitung 1.4 Oberflächen-Elektromyographie (S-EMG) 33
spektroskopisch nicht nachgewiesen werden. Fünf der neun Patienten gaben
eine Besserung der Muskelschmerzen durch die Kreatineinnahme an. Des
Weiteren kam es zu einem Anstieg des Kraft-Zeit-Integrals unter ischämischer
Belastung. In der Spektroskopie zeigte sich während der Belastungsintervalle
ein höherer Verbrauch von PCr und im S-EMG ein stärkerer Abfall der Mitten-
frequenz (Vorgerd et al., 2000).
1.4 Oberflächen-Elektromyographie (S-EMG)
1.4.1 Grundlagen Die Elektromyographie befasst sich mit der Entstehung, Aufzeichnung und
Analyse von myoelektrischen Signalen. Diese entstehen durch Spannungs-
änderungen an der Muskelfasermembran (Sarkolemm). Die Ausschüttung von
Acetylcholin aus der präsynaptischen Endigung des α-Motoneurons führt zu
einer Depolarisation des Sarkolemms im Bereich der motorischen Endplatte.
Von dort breitet sich die Erregung mit einer Geschwindigkeit von 2-6 m/s über
die Muskelfasermembran aus. Die Zone der De- und Repolarisationsvorgänge
erstreckt sich über eine Fläche von etwa 1-3 mm² (Fuglevand et al., 1993).
Beim S-EMG erfolgt die Ableitung der myoelektrischen Signale durch spezielle
Elektroden, die auf der Haut befestigt werden (Abbildung 4). Die von den
Elektroden registrierten Potentialschwankungen werden mit einer Referenz-
elektrode verglichen, die an einer Stelle mit möglichst geringer muskulärer
Aktivität positioniert wird.
Einleitung 1.4 Oberflächen-Elektromyographie (S-EMG) 34
Abbildung 4: Schematische Darstellung der S-EMG-Ableitung. Die durch die Ausbreitung von Aktionspotentialen über das Sarkolemm entstehenden Potentialschwankungen werden durch auf der Haut befestigte Elektroden registriert. Modifiziert nach Luttmann (Luttmann, 1996).
Das von den Elektroden erfasste Summenpotential entsteht durch die Aktivität
vieler Muskelfasern aus mehreren motorischen Einheiten. Die Signale der ein-
zelnen Fasern überlagern sich und bilden ein komplexes Interferenz-Muster.
Die Darstellung einzelner Potentiale motorischer Einheiten ist im Gegensatz zur
invasiven EMG-Ableitung mittels Nadelelektroden mit der Oberflächen-Elektro-
myographie nicht möglich.
1.4.2 Messparameter Das im S-EMG-Signal enthaltene Interferenz-Muster stellt eine kontinuierliche
Zeitfunktion dar. Spezielle Analyseverfahren ermöglichen eine Quantifizierung
des Signalgehalts (Zeitdomäne) sowie eine Untersuchung des Frequenz-
inhaltes (Frequenzdomäne):
Das Roh-EMG ist ein bipolares Signal mit stochastischen Eigenschaften. Die
Ausschläge haben entweder positive oder negative Vorzeichen. Eine Auf-
Einleitung 1.4 Oberflächen-Elektromyographie (S-EMG) 35
summierung aller Einzelwerte eines ausreichend langen Zeitintervalls ergibt den
Wert 0. Gleichrichtung ist ein häufig eingesetztes Verfahren, um das bipolare
Signal in ein unipolares zu überführen. Erreicht wird die Umwandlung entweder
durch Elimination der negativen Werte (half-wave-rectification) oder durch
dessen Invertierung (full-wave-rectification). Die mittlere Amplitude dieses
gleichgerichteten Signals ist abhängig von der Muskelaktivität und steigt in der
Regel linear zur eingesetzten Kraft an (Lawrence & De Luca, 1983).
Das gleichgerichtete EMG-Signal bildet die Basis für die Berechnung von Para-
metern, die zur quantitativen Beurteilung des elektrophysiologischen Signals
eingesetzt werden. Die elektrische Aktivität (EA) wird durch die Bildung des
Integrals berechnet. Bei der Berechnung der Root Mean Square (RMS) werden
die EMG-Amplituden vor der Bildung des Integrals quadriert.
Das Interferenzmuster des S-EMG setzt sich aus zeitlichen und räumlichen
Überlagerungen von Erregungspotentialen zahlreicher motorischer Einheiten
zusammen. Durch Anwendung der Fast-Fourier-Transformation (FFT)
(Brigham, 1974) kann der Frequenzgehalt des Roh-EMGs abgeschätzt werden.
Das Leistungsdichte-Spektrum (power density spectrum) gibt Aufschluss über
die Verteilung der Leistung in den einzelnen Frequenzbereichen (De Luca &
van Dyk, 1975). Es wird durch die Mittenfrequenz (MF) in zwei Hälften gleicher
Energie geteilt.
1.4.3 Veränderungen bei Muskelermüdung Anhaltende oder repetitive Muskelbelastung führt zu einer Erhöhung der intra-
muskulären Laktatkonzentration und zu einer Akkumulation von Kalium im
Interstitium (Vollestad & Sejersted, 1988). Dadurch sinkt die Leitgeschwindigkeit
der Muskelfasermembran und Aktionspotentiale breiten sich langsamer aus.
Zudem wird eine Synchronisation bzw. Gruppierung der Innervation motorischer
Einheiten beobachtet. Beide Effekte führen zu einem Anstieg der nieder-
frequenten und zu einer Reduktion der höherfrequenten EMG-Anteile (De Luca,
1984). Die Mittenfrequenz verschiebt sich daher bei Muskelermüdung in einen
niedrigeren Frequenzbereich.
Das Muskelgewebe wirkt wie ein Tiefpassfilter und leitet niederfrequente Sig-
nale besser als hochfrequente. Die Spektralverschiebung führt daher zu einem
Anstieg der EMG-Amplitude (De Luca, 1979). Des Weiteren sinkt im Rahmen
Einleitung 1.4 Oberflächen-Elektromyographie (S-EMG) 36
der Muskelermüdung die durchschnittlich pro Aktionspotential produzierte Kraft.
Zum Ausgleich werden inaktive motorische Einheiten rekrutiert und die Fre-
quenz der Aktionspotentiale gesteigert. Elektrische Aktivität und Root Mean
Square steigen daher bei Muskelermüdung an (Abbildung 5) (Luttmann, 1996).
Abbildung 5: Veränderung der EMG-Amplitude unter Belastung. Die elektrische Aktivität nimmt bei Belastung durch einen Anstieg der EMG-Amplitude zu. Modifiziert nach Luttmann (Luttmann, 1996).
1.4.4 S-EMG bei der Glykogenose Typ V Die Mittenfrequenz verschiebt sich bei GSD-V-Patienten wie bei Gesunden
unter Belastung in einen niedrigeren Frequenzbereich. Die Geschwindigkeit der
Erregungsausbreitung bleibt hingegen unverändert. Linssen et al. führten
dieses Phänomen auf die fehlende Laktatbildung durch die Hemmung der Gly-
kogenolyse zurück (Linssen et al., 1990). Es wird jedoch auch eine vermehrte
Rekrutierung schneller leitender Typ-II-Fasern diskutiert (Zange et al., 2003).
Das Absinken der Mittenfrequenz bei gleich bleibender Leitungsgeschwindigkeit
erklärt sich durch die Rekrutierung zusätzlicher motorischer Einheiten und die
Synchronisation der Innervation.
Der gestörte Glykogenabbau führt im Verlauf einer Muskelbelastung zu einer
verminderten Effizienz der elektromechanischen Kopplung. Zum Ausgleich
werden vermehrt motorische Einheiten rekrutiert. Die EMG-Amplitude steigt
daher bei den Patienten stärker an als bei Gesunden (Braakhekke et al.,
1986b;Braakhekke et al., 1986a;Linssen et al., 1990;Zange et al., 2003).
Einleitung 1.5 31Phosphor-Magnetresonanzspektroskopie 37
1.5 31Phosphor-Magentresonanzspektroskopie (31P-MRS)
1.5.1 Grundlagen Die 31Phosphor-Magnetresonanzspektroskopie ermöglicht die in-vivo-Messung
von Phosphormetaboliten. Die Auftrennung der verschiedenen Phosphorsignale
(Peaks) basiert auf Unterschieden in der Resonanzfrequenz der einzelnen
Phosphoratome, die durch die spezifische chemische Umgebung bedingt sind.
Voraussetzungen für die Detektion sind eine freie Beweglichkeit und eine aus-
reichende Konzentration der Phosphoratome. Die Fläche der Peaks ist propor-
tional zur Konzentration der einzelnen Metabolite. Da die ATP-Konzentration in
der Muskulatur auch unter Belastung weitestgehend konstant bleibt (~8 mmol/l)
werden die Signale der übrigen Metabolite in ein relatives Verhältnis zum ATP-
Signal gesetzt.
Für Untersuchungen des Energiestoffwechsels sind besonders die Erfassung
des inorganischen Phosphats (Pi), des Phosphokreatins (PCr) und der α-, β-
und γ-Phosphate des ATP relevant. Im Vergleich zu anderen Organen liegen
diese Phosphate in der Skelettmuskulatur in verhältnismäßig hohen Konzentra-
tionen vor. Darüber hinaus können die Konzentrationen der Phosphomonoester
(PME, u.a. phosphorylierte Zwischenprodukte der Glykolyse) und Phospho-
diester (PDE, Phospholipide der Zellmembran) bestimmt werden. Die direkte
Messung der relativen Verhältnisse von ATP, Pi und PCr ermöglicht die indi-
rekte Bestimmung des intrazellulären pH-Wertes und des freien zytosolischen
ADP (Arnold et al., 1984;Kemp & Radda, 1994). 31P-MRS-Spektren können mit hoher zeitlicher Auflösung registriert werden.
Dadurch können Veränderungen des Muskelstoffwechsels vor, während und
nach Belastung gemessen werden.
1.5.2 Veränderungen bei Belastung Während einer isometrischen Muskelkontraktion führt der gesteigerte ATP-
Verbrauch initial zu einem rapiden Abfall der intramuskulären PCr-Konzentra-
tion. Durch Aktivierung der Glykolyse und der oxidativen Phosphorylierung
nimmt der PCr-Verbrauch im Verlauf ab (Kemp & Radda, 1994;Wackerhage et
al., 1996). Gleichzeitig steigt die Konzentration der Phosphomonoester leicht
an. Die intramuskuläre ATP-Konzentration bleibt hingegen auch bei starker
Belastung nahezu konstant. Des Weiteren kommt es durch die Bildung von
Einleitung 1.5 31Phosphor-Magnetresonanzspektroskopie 38
Laktat, insbesondere unter anaeroben Bedingungen, zu einem Abfall des intra-
zellulären pH-Wertes (Zange et al., 2003).
1.5.3 31P-MRS bei der Glykogenose Typ V Bei GSD-V-Patienten fällt die PCr-Konzentration während einer Muskel-
kontraktion stärker ab als bei Gesunden. Die PCr-Erholung nach Belastung ist
ebenfalls verzögert. Zudem sinkt im Verlauf einer isometrischen Kontraktion die
Konzentration von ATP, insbesondere unter anaeroben Bedingungen
(Abbildung 6). Die Konzentration der Phosphomonoester steigt hingegen durch
die Bildung von Inosinmonophosphat (IMP) an (Zange et al., 2003).
Abbildung 6: PCr-Abfall beim Standard-Wadenmuskeltest. Die PCr-Konzentration fällt bei GSD-V-Patienten (●) bei aerober und anaerober Belastung stärker ab als bei Gesunden (○). Zudem ist die PCr-Erholungszeit verlängert.
Im Gegensatz zu Gesunden kommt es während einer Muskelbelastung nicht zu
einem Abfall sondern zu einem Anstieg des intrazellulären pH-Wertes
(Abbildung 7) (Bendahan et al., 1992;Zange et al., 2003). Ursache ist neben der
fehlenden Laktatbildung die hohe Aktivität der Myokinase und der Myoadenylat-
Deaminase. Letztere katalysiert den Abbau von AMP zu IMP unter Abspaltung
von Ammoniak.
Einleitung 1.6 Ziel der Studie 39
Abbildung 7: Intramuskulärer pH-Wert bei Belastung. Bei Gesunden fällt der pH-Wert unter aerober und anaerober Belastung ab. Bei GSD-V-Patienten steigt er hingegen an, insbeson-dere unter aneroben Bedingungen.
1.6 Ziel der Studie In der Pilotstudie zeigten sich Hinweise für eine Besserung der Muskelleistung
und eine Reduktion der klinischen Beschwerden von GSD-V-Patienten durch
die Einnahme von Kreatin (Vorgerd et al, 2000). Ziel dieser Arbeit war es, die
Ergebnisse der Vorläuferstudie an einem größeren Patientenkollektiv mit einer
höheren Kreatindosis und einer umfangreicheren Methodik zu überprüfen. Dazu
wurden in einer Plazebo-kontrollierten crossover-Studie 19 Patienten mit gene-
tisch gesicherter Glykogenose Typ V untersucht. Über einen Zeitraum von fünf
Wochen wurde entweder Plazebo oder Kreatin in einer Dosis von 150 mg pro
Kilogramm Körpergewicht verabreicht. Die Therapieeffekte wurden mit Tages-
protokollen zur Erfassung der klinischen Belastungsintoleranz sowie mit der 31P-MRS und dem S-EMG überprüft.
2 Methodik
2.1 Probanden
2.1.1 Patienten Die Rekrutierung der Patienten erfolgte aus dem Patientengut des Muskel-
zentrums Ruhrgebiet an der Neurologischen Universitätsklinik der Berufs-
genossenschaftlichen Kliniken Bergmannsheil Bochum.
Voraussetzung für die Teilnahme an der Studie war die Erfüllung der folgenden
Einschlusskriterien:
1. Genetisch gesicherte Glykogenose Typ V
2. Gehfähigkeit
3. Einverständniserklärung nach ausführlichem Aufklärungsgespräch
Zudem wurden folgende Ausschlusskriterien festgelegt:
1. Einnahme folgender Medikamente:
ß-Agonisten, ß-Blocker, Baclofen, Carbamazepin, Chinin, Clofibrate,
Cortison, Digitalis, Magnesium, Nifedipin, Penicillamin, Verapamil,
Vitamin E
2. periphere AVK, postthrombotisches Syndrom
3. Diabetes mellitus, Hypothyreose
4. Leberzirrhose, Niereninsuffizienz
5. Erkrankungen des zentralen und peripheren Nervensystems
6. Tumorerkrankungen
7. Frakturen der langen Röhrenknochen
8. Tragen von Herzschrittmachern, Metallimplantate
Von 20 registrierten Patienten konnten 19 in die Studie eingeschlossen und
randomisiert werden (8 Frauen, 11 Männer; Durchschnittsalter 33,7 Jahre;
Methodik 2.1 Probanden 41
Spannweite 11-59 Jahre). Ein Patient nahm aus persönlichen Gründen von der
Teilnahme an der Studie Abstand. Tabelle 2 fasst einige klinische Merkmale der
Patienten zusammen.
Tabelle 2: Patientencharakteristika.
Gesch
lecht
Alter b
ei Studien
beginn
Alter b
ei Kran
kheit
sbeg
inn
vorze
itige M
uskele
rmüdung
belastu
ngsabhän
gige Mya
lgien
seco
nd-wind-P
hänomen
Myoglobinurie
Parese
n
ProbandG 01 ♂ 11 4 + + - - -G 02 ♀ 32 5 + + + - -G 03 ♀ 29 8 + + + + -G 04 ♀ 37 8 + + + - -G 05 ♂ 34 7 + + + + -G 06 ♀ 13 10 + + - + -G 07 ♂ 39 7 + + + + -G 08 ♂ 59 6 + + + + -G 09 ♂ 30 7 + + + + -G 10 ♀ 38 6 + + - + -G 11 ♂ 32 7 + + + - -G 12 ♀ 20 4 + + - - -G 13 ♂ 28 4 + + + + -G 14 ♀ 46 4 + + + + -G 15 ♀ 43 5 + + + + -G 16 ♂ 38 6 + + - + -G 17 ♂ 45 5 + + - + -G 18 ♂ 27 7 - + + + -G 20 ♂ 40 5 + + - + -
♀: weiblich, ♂: männlich; +: Symptom vorhanden, -: Symptom nicht vorhanden.
Methodik 2.2 Studiendesign 42
2.1.2 Kontrollgruppe Die Kontrollgruppe für die S-EMG-Messungen bestand aus 20 gesunden Pro-
banden (5 Frauen, 15 Männer; Durchschnittsalter 27,1 Jahre; Spannweite 9-53
Jahre; siehe Tabelle 3). Ausschlusskriterien waren: akute oder chronische
Erkrankungen, Leistungssport und die regelmäßige Einnahme von Medika-
menten (mit Ausnahme oraler Kontrazeptiva).
Tabelle 3: Kontrollgruppe.
N 01 ♂ 22 N 11 ♂ 32N 02 ♂ 33 N 12 ♂ 29N 03 ♂ 27 N 13 ♂ 22N 04 ♂ 24 N 14 ♂ 26N 05 ♂ 15 N 15 ♀ 27N 06 ♂ 9 N 16 ♂ 27N 07 ♂ 26 N 17 ♀ 22N 08 ♀ 51 N 18 ♂ 24N 09 ♂ 53 N 19 ♀ 25N 10 ♂ 24 N 20 ♀ 23
Geschlecht Alter ProbandProband Geschlecht Alter
♀: weiblich, ♂: männlich.
2.2 Studiendesign Durchgeführt wurde eine doppelblinde, Plazebo-kontrollierte crossover-Studie.
Die Teilnahme war freiwillig und erfolgte nach ausführlicher Aufklärung der
Patienten mit deren schriftlichem Einverständnis. Ein vorzeitiger Abbruch
während der laufenden Studienphasen hatte für die Probanden keine negativen
Konsequenzen. Das Studienprotokoll wurde durch die Ethikkommision der
Medizinischen Fakultät der Ruhr-Universität Bochum geprüft und genehmigt
(Registriernummer 964).
Der Ablauf gliederte sich in drei Phasen (Abbildung 8).
Methodik 2.2 Studiendesign 43
Placebo
Studientag
Termin
Studienphase
Kreatin
0 35 63 98
Supplementationsphase A Supplementationsphase B
I
Washout-Phase
II III IV
Gruppe 1 Gruppe 2
Gruppe 1Gruppe 2
Abbildung 8: Studiendesign.
In der fünfwöchigen Supplementationsphase A nahmen die Patienten entweder
Kreatin (Gruppe 1) oder Plazebo (Gruppe 2) in Kapseln ein. Die anschließende
Auswaschphase dauerte vier Wochen und war gefolgt von der fünfwöchigen
Supplementationsphase B, in der die Präparate getauscht wurden.
Untersuchungen fanden jeweils am ersten und am letzten Tag der Supplemen-
tationsphasen statt (Tabelle 4).
Tabelle 4: Untersuchungsplan.
(Tag 0) (Tag 35) (Tag 63) (Tag 98)
Patientenaufklärung
Überprüfung der Ein-/Ausschlusskriterien
Anamnese / Klinische Untersuchung
Blutuntersuchungen (CK, Kreatin)
Medikamentenübergabe
Maximalkraftbestimmung
S-EMG31P-MRS
Phase A Phase B
I II III IV
I, II, III, IV: Untersuchungstermine; CK: Kreatinkinase; S-EMG: Oberflächen-Elektromyogramm; 31P-MRS: 31Phosphor-Magnetresonanzspektroskopie.
Am Untersuchungstermin I wurde die Maximalkraft bestimmt und das S-EMG
unter definierter Belastung abgeleitet. Die Ergebnisse dieser Messungen wur-
den später mit den Werten der Kontrollgruppe verglichen. Am jeweils letzten
Methodik 2.5 Untersuchungsmethoden 44
Tag der Supplementationsphasen A und B fanden nach den S-EMG-Unter-
suchungen zusätzlich 31P-MRS-Messungen statt. Des Weiteren erfolgten Blut-
abnahmen zur Bestimmung der Kreatinkinase und des Kreatins im Serum.
Während beider Supplementationsphasen führten die Patienten ein Tagebuch
über ihre muskulären Beschwerden.
2.3 Eingesetzte Präparate Die eingesetzten Kapseln stammten von der Firma ViaNova (Waltershofen,
Allgäu). Eine Kapsel enthielt jeweils 750 mg weißes Pulver. In der Verumphase
handelte es sich um Kreatin-Monohydrat, während der Plazebophase um Mais-
stärke. Äußerlich und geschmacklich waren die Präparate nicht zu unterschei-
den.
Die Tagesdosis betrug jeweils 150 mg pro Kilogramm Körpergewicht. Sie wurde
gleichmäßig auf drei Einzelgaben verteilt, die zu den Mahlzeiten eingenommen
wurden.
2.4 Randomisierung und Verblindung Die Randomisierung erfolgte durch die klinikinterne Apotheke nach dem
Zufallsprinzip. Die Entblindung fand erst nach Auswertung aller Untersuchungs-
ergebnisse statt.
2.5 Untersuchungsmethoden
2.5.1 Anamnese und körperliche Untersuchung Am ersten Untersuchungstag wurde eine ausführliche Anamnese erhoben. An
den folgenden Terminen wurden Veränderungen während der vorangegange-
nen Studienphase erfragt, die Ausschlusskriterien überprüft und Neben-
wirkungen erfasst. Der Schwerpunkt der klinisch-neurologischen Untersuchung
lag bei der Beurteilung motorischer Funktionen.
Das Körpergewicht wurde vor Beginn der Studie sowie am Ende der Supple-
mentationsphasen bestimmt.
2.5.2 Tagesprotokolle Die Patienten führten während beider Supplementationsphasen Tagebuch über
ihre muskulären Beschwerden.
Methodik 2.5 Untersuchungsmethoden 45
2.5.2.1 Parameter Folgende Parameter wurden erfasst:
1. Anzahl der Schmerzenepisoden
2. Intensität der Schmerzepisoden anhand einer numerischen Ratingskala
(NRS) (1=keine Schmerzen bis 10=stärkster vorstellbarer Schmerz)
3. Dauer der Myalgien:
1 sehr kurz (<1 Minute)
2 kurz (1-5 Minuten)
3 mittellang (5-10 Minuten)
4 lang (10-60 Minuten)
5 sehr lang (>60 Minuten)
4. Vorzeitige körperliche Ermüdung auf einer Skala von 1 (trifft nicht zu) bis 10
(sehr früh und stark ausgeprägt)
5. Beeinträchtigung alltäglicher Aktivitäten durch Muskelbeschwerden auf einer
Skala von 1 (keine Beeinträchtigung) bis 10 (starke Beeinträchtigung)
Am Ende der Supplementationsphase B gaben die Patienten an, während
welcher Studienphase sie sich subjektiv besser fühlten.
2.5.2.2 Auswertung
Die mittlere tägliche Anzahl der Schmerzepisoden SzE während der jeweiligen
Supplementationsphase (mit n Protokolltagen) wurde nach der Formel
∑=
=n
iiSzE
nSzE
1
1 (1)
berechnet. Die mittlere Schmerzintensität SzI der Episoden ergab sich aus
(∑=
⋅=10
1
1i
iiG
SzESzISzE
SzI ), (2)
wobei für die Gesamtzahl der Schmerzepisoden in der jeweiligen Studien-
phase steht. Für die 5 Klassen der Episodendauer wurde der prozentuale
Anteil an allen Schmerzepisoden berechnet:
GSzE
SzD
GSzE
∑=
−− =−n
ii
G
SzDSzE
SzDAnteil1
)51(51100% . (3)
Methodik 2.5 Untersuchungsmethoden 46
Des Weiteren wurde aus der Anzahl, der Intensität und der Dauer der
Schmerzepisoden der Schmerzfaktor berechnet. Hierzu wurde der Dauer
der Schmerzepisoden der numerische Wert der jeweiligen Klasse zugewiesen
(Dauer < 1 Minute = 1, 1 – 5 Minuten = 2…, > 60 Minuten = 5). Der mittlere täg-
liche Schmerzfaktor
SzF
SzF ergab sich aus
(∑=
⋅⋅=n
iiii SzDSZISzE
nSzF
1
1 ). (4)
Für die Parameter vorzeitige körperliche Ermüdung und Beeinträchtigung von
Alltagsaktivitäten wurden die Mittelwerte der Angaben auf der NRS berechnet.
Die Antworten auf die Frage, in welcher Studienphasen sich der Patient besser
fühlte, wurden in numerische Werte umgewandelt („Kreatinphase besser“=2,
„weiß nicht“=1, „Plazebophase besser“=0).
2.5.3 Klinisch-chemische Untersuchungen Aus oberflächlichen Armvenen wurden 5 ml Blut abgenommen. Die Bestim-
mung der CK-Konzentrationen im Serum erfolgte photometrisch bei einer
Reaktionstemperatur von 25° Celsius durch das Institut für Klinische Chemie
der BG-Kliniken Bergmannsheil. Der Normalbereich umfasste Werte bis 80 U/l.
Die Kreatinkonzentrationen im Serum wurden kolorimetrisch nach dem Mess-
protokoll nach Oversteegen bestimmt (Oversteegen et al., 1987). Die Analysen
wurden von Dr. K. Fabian vom Sportmedizinischen Institut der Universität
Dresden durchgeführt.
2.5.4 S-EMG
2.5.4.1 Versuchsaufbau Über dem medialen und lateralen Bauch des rechten M. gastrocnemius wurde
jeweils ein Elektrodenpaar aufgeklebt. Die entsprechenden Hautareale wurden
zuvor rasiert und mittels Schmirgelpaste gereinigt und entfettet. Die Bestim-
mung der Ableitpunkte erfolgte palpatorisch:
Am stehenden Probanden wurde bei angespannter Wadenmuskulatur die Mitte
des betreffenden Muskelbauches lokalisiert. Die mit Leitpaste versehenen Elek-
troden wurden kranial und kaudal dieser Linie in Richtung des Faserverlaufs
aufgeklebt. Der Elektrodenabstand (Mittelpunkt zu Mittelpunkt) ergab sich aus
Methodik 2.5 Untersuchungsmethoden 47
dem Durchmesser der verwendeten Kleberinge und betrug 30 mm. Die Refe-
renzelektrode wurde über der Tibiakante angebracht.
Die Elektrodenpositionen wurden notiert. Als Referenzpunkte dienten der Knie-
gelenksspalt und die Tibiakante. Zudem wurden die Stellen mit einem Haut-
marker gekennzeichnet.
Abbildung 9 zeigt den Versuchsaufbau.
Abbildung 9: Versuchsaufbau für die S-EMG-Ableitungen. Erläuterungen im Text.
Der rechte Unterschenkel wurde auf den in Längsrichtung schwenkbaren, ergo-
nomisch geformten Wadenhalter platziert. Eine Aussparung für die Elektroden-
paare verhinderte deren Verschieben während des Versuchsablaufs. Das Pedal
war für eine Kraftmessung bei isometrischer Plantarflexion ausgelegt. Seine
Position wurde der Beinlänge des Probanden angepasst. Der Winkel zwischen
Trittfläche und Bodenplatte betrug 70°. Wadenhalter und Pedal waren baugleich
mit dem bei der Spektroskopie eingesetzten Modellen (Eigenbau Deutsches
Zentrum für Luft- und Raumfahrt, DLR Köln-Porz).
Die Fixierung des Beines in der Haltevorrichtung erfolgte durch Zuggurte, eine
Sprunggelenk-/Unterschenkelschiene und Schaumstoffstreifen. Proximal des
Kniegelenkes wurde eine Okklusionsmanschette angelegt. Ferner wurde der
Oberkörper der Probanden durch einen Schaumstoffkeil um 25° von der Hori-
zontalen aufgerichtet.
Methodik 2.5 Untersuchungsmethoden 48
Das durch Druck gegen das Pedal erzeugte Drehmoment führte im Kraftauf-
nehmer zu Spannungsänderungen. Diese wurden durch eine Kraftmessdose
(Eigenbau des Instituts für Arbeitsphysiologie an der Universität Dortmund,
IfADo) erfasst und weiterverarbeitet. Eine Kontrolle der Testkraft wurde durch
eine Kraftanzeige ermöglicht, die sich im Sichtfeld der Probanden befand. Die
Registrierung des Signals erfolgte parallel zum Oberflächen-EMG auf Magnet-
band.
Das S-EMG wurde mittels bipolarer Ag/Ag-Cl-Napfelektroden mit einem Innen-
durchmesser von 8mm abgeleitet. Die Spannungsdifferenzen wurden um den
Faktor 100 verstärkt und in einem Bereich zwischen 2 Hz (untere Grenz-
frequenz) und 500 Hz (obere Grenzfrequenz) gefiltert. Des Weiteren wurde das
Netzbrummen durch eine Gleichtaktunterdrückung (50 Hz) minimiert. Elektro-
den, Differenzverstärker und Filter waren Eigenbau der Abteilung für Biophysi-
kalische Messtechnik des Helmholtz-Instituts für Biomedizinische Technik der
RWTH Aachen.
S-EMG, Kraft und Zeit (elektronische Uhr der Fa. Systron Donner, Concord,
Kanada) wurden auf Magnetbändern aufgezeichnet (Bandgerät TEAC XR50,
TEAC Europe GmbH, Wiesbaden). Ein Oszilloskop (Tektronix GmbH, Köln)
wurde zur optischen Kontrolle mit den Ausgängen des Bandgerätes verbunden.
Vor Versuchsbeginn wurden die Probanden in die Technik der Muskelbelastung
eingewiesen. Es galt, den Fuß unter Anspannung der Wadenmuskulatur um
das Sprunggelenk drehend zu strecken. Dazu sollte mit dem Fußballen (nicht
mit den Zehen oder der Hacke) gegen das starre Pedal gedrückt werden.
2.5.4.2 Maximalkraft-Test Zu Beginn der Messung erfolgte die Bestimmung der Maximalkraft (maximum
voluntary contraction, MVC). Dazu wurden die Probanden aufgefordert, fünf
Sekunden lang mit der größtmöglichen Kraft gegen das Pedal zu drücken. Die
Übung wurde im Abstand von jeweils einer Minute zweimal wiederholt.
2.5.4.3 Standard-Wadenmuskeltest Der Standard-Wadenmuskeltest setzte sich aus mehreren Abschnitten zusam-
men (Tabelle 5). Die Testkraft (TK), die während der Belastungsintervalle erzielt
werden musste, lag bei 30 % der am Untersuchungstermin I gemessenen
Methodik 2.5 Untersuchungsmethoden 49
Maximalkraft. Der berechnete Wert wurde für alle weiteren S-EMG- und 31P-
MRS-Messungen übernommen, unabhängig von Veränderungen der MVC im
Studienverlauf.
Während der Kontraktionsphase 1 musste die Testkraft über drei Minuten
gehalten werden. Dadurch kam es zu einer isometrischen Belastung der
Wadenmuskulatur unter aeroben Stoffwechselbedingungen. Nach einer Pause
von einer Minute wurde die Belastung sechs Minuten lang auf die ersten zehn
Sekunden jeder angefangen Minute beschränkt, um eine ausreichende Erho-
lung zu gewährleisten.
Im Anschluss wurde zur Unterbindung der arteriellen Blutzufuhr die Okklusi-
onsmanschette auf 280-300 mmHg aufgepumpt und drei Minuten lang der
Verbrauch des im Gewebe befindlichen Sauerstoffes abgewartet. Unter Ischä-
mie musste während der Kontraktionsphase 2 die Testkraft erneut drei Minuten
lang gehalten werden. Dies führte zu einer isometrischen Belastung der
Wadenmuskulatur unter anaeroben Stoffwechselbedingungen. Anschließend
wurde die Manschette entfernt und die Erholung über 10 Minuten durch 10-
Sekunden-Messungen untersucht.
Methodik 2.5 Untersuchungsmethoden 50
Tabelle 5: Standard-Wadenmuskeltest. Phase Zeit (Minuten) Kraft (%MVC) Ischämie
0:001:002:003:00 Entspannung4:00 für 10s 30%5:00 für 10s 30%6:00 für 10s 30%7:00 für 10s 30%8:00 für 10s 30%9:00 für 10s 30%
10:0011:0012:0013:0014:0015:0016:00 Entspannung17:00 für 10s 30%18:00 für 10s 30%19:00 für 10s 30%20:00 für 10s 30%21:00 für 10s 30%22:00 für 10s 30%23:00 für 10s 30%24:00 für 10s 30%25:00 für 10s 30%
Erholung 2
30%
Entspannung
Kontraktion 1(aerobe Belastung)
Erholung 1
Pause
Kontraktion 2(anaerobe Belastung) 30%
ja
nein
nein
MVC: maximum voluntary contraction; s: Sekunden.
Der Standard-Wadenmuskeltest fand am ersten Untersuchungstag in voller
Länge statt. An den Terminen II und IV wurde auf die ischämische Kontrak-
tionsphase verzichtet. Dadurch sollte einer Überanstrengung vorgebeugt
werden, um die Ergebnisse nachfolgender spektroskopischer Untersuchungen
nicht zu beeinträchtigen.
2.5.4.4 Auswertung Filterung, Verstärkung, Digitalisierung: Die Wiedergabe der Magnetbänder erfolgte wie bei der Aufzeichnung mit einem
TEAC-Bandgerät. Die Signale der S-EMG-Ableitungen wurden zehnfach ver-
Methodik 2.5 Untersuchungsmethoden 51
stärkt (Differenzverstäker Eigenbau der IfADo, Dortmund) und die relevanten
Frequenzen zwischen 5 Hz und 500 Hz herausgefiltert (Filter der Fa. Kemo-
Electronic, Langen). Zur optischen Kontrolle wurden ein Oszilliskop (Tektronix
GmbH, Köln) und ein Mehrkanalschreiber (Gould Instruments, Cleveland/Ohio,
USA) an die Hinterbandkontrolle des Magnetbandgeräts angeschlossen
(Abbildung 10:).
Abbildung 10: S-EMG und Kraft während aerober Belastung. Ausdruck des Mehrkanal-schreibers. Dargestellt sind die Signale des Oberflächen-Elektromyogramms (S-EMG) und des Kraftaufnehmers. s=Sekunden.
Die aufbereiteten analogen Signale wurden mit einer Abtast-Frequenz von 1024
Hz digitalisiert (A/D-Wandler von transtec AG, Tübingen) und im Anschluss zu-
geschnitten.
Parameter für statistische Auswertung:
Die einzelnen Amplitudenwerte wurden quadriert und für sich überlappende
Zeitintervalle (T) das Integral berechnet. Multiplikation mit dem Kehrwert der
Intervalldauer und anschließendes Ziehen der Quadratwurzel ergab die Root
Mean Square (RMS) als Kennwert der myoelektrischen Aktivität:
( ){ } ( )∫+
=Tt
t
dttEMGT
tEMGRMS 21) . (5)
Methodik 2.5 Untersuchungsmethoden 52
Die Frequenzanalyse erfolgte durch Anwendung der Fast-Fourier-Transforma-
tion (FFT) (Brigham, 1974). Die Mittenfrequenz des Leistungsdichte-Spektrums
wurde nach der Formel
[ ]∫=Hz
Hz
dffAMF500
5
2)(21
(6)
berechnet (A(f)=Amplitude der jeweiligen Frequenz).
Die für die Verarbeitung und Berechnungen eingesetzte Software (DITAL2,
AUSSTAC, 4SPEC, 4in1) war eine Eigenentwicklung des IfADo.
Bei der Auswertung der Kontraktionsphasen wurden im Abstand von 5 Sekun-
den die Mittelwerte der RMS und MF für ein Intervall von jeweils 10 Sekunden
Dauer berechnet. Die ersten und letzten 10 Sekunden der Kontraktionsphasen
wurden nicht ausgewertet, um die Ergebnisse nicht durch Kraftschwankungen
beim Einpendeln auf den Sollwert und bei zunehmender Erschöpfung am Ende
der Belastung zu verzerren (Abbildung 11).
Zeitverlauf der Kontraktionsphase
Auswerte-Intervalle
V VII
0'' 180''170''10'' 60'' 120''
XXVII XXIX XXXIXVII XIX XXI XXIIIII IV VI
XXVIX XI XIII XVI IIIXX XXIIVIII X XII XIV XXIV XXVI XXVIII XXXXVI XVIII
Abbildung 11: Auswertung S-EMG I. I-XXXI: Nummerierung der Intervalle.
Die Ergebnisse wurden über die Zeit aufgetragen und die Regressionsgerade
errechnet (Abbildung 12).
Methodik 2.5 Untersuchungsmethoden 53
Abbildung 12: Auswertung S-EMG II. Dargestellt sind für jedes Auswerte-Intervall die Mittel-werte der Mittenfrequenz (MF) und der Root Mean Square (RMS) (Kreuze) sowie die ent-sprechenden Regressiongeraden (Punkte).
Die Messdaten der Belastung während der Erholungsphasen wurden ebenfalls
in sich überschneidende Intervalle aufgeteilt. Der Intervallabstand betrug 500
ms, die Intervalldauer 1 Sekunde. Die Daten der ersten beiden und der letzen
Sekunde der zehnsekündigen Muskelbelastung wurden verworfen. Die Ergeb-
nisse für die MF und die RMS wurden gemittelt und mit der Mittelwert der ersten
drei Intervalle der vorangegangenen Kontraktionsphase verglichen.
2.5.5 31Phosphor-Magnetresonanzspektroskopie (31P-MRS) Die 31P-MRS-Messungen fanden am Deutschen Zentrum für Luft- und Raum-
fahrttechnik (DLR) in Köln-Porz statt. Die MR-Anlage vom Typ Bruker-Biospec
47/40 hatte einen Magneten mit einer Feldstärke von 4,7 Tesla und eine hori-
zontale Bohrung mit einem Durchmesser von 40 cm.
2.5.5.1 Versuchsaufbau Wadenhalter und Pedal wurden auf eine verschiebbare Liege montiert. Die
rechte Wade des Patienten wurde an ihrer dicksten Stelle auf die in den
Wadenhalter integrierte Messspule gelegt. Der Abstand zwischen Wadenhalter
und Pedal wurde der Beinlänge des Probanden angepasst. Die Lagerung des
Patienten und die Beinfixierung erfolgten analog zu den S-EMG-Messungen.
Methodik 2.5 Untersuchungsmethoden 54
Die Okklusionsmanschette wurde oberhalb des Kniegelenks angelegt und
durch zwei Schläuche mit einem Manometer und einer Pressluftflasche verbun-
den.
Für die Untersuchung wurde der Patient mit den Füßen voran in die MR-Anlage
gefahren, bis sich die Messspule im Zentrum des Magneten befand. Die Kraft
der isometrischen Plantarflexion wurde kontinuierlich durch einen Kraftauf-
nehmer und eine Messbrücke erfasst. Die digitale Kraftanzeige befand sich im
Sichtfeld des Probanden.
Abbildung 13: Versuchsaufbau 31P-MRS. 1: Magnetröhre, 2: Wadenhalter mit integrierter Sendespule, 3: Pedal, 4: Kraftanzeige, 5: Okklussions-manschette, 6: Druckflasche, 7: Liege.
2.5.5.2 Versuchsablauf Das Versuchprotokoll unterschied sich in zwei Punkten von dem in Kapitel
2.5.4.3 beschriebenen Standard-Wadenmuskeltest. Zum einen wurde vor der
Kontraktionsphase 1 der Energiestoffwechsel eine Minute lang ohne Belastung
gemessen, um Ruhewerte zu erhalten. Des Weiteren waren aufgrund des
Messprinzips während der Erholungsphasen keine intermittierenden Belas-
tungen erforderlich. Die Okklusionmanschette wurde während der Ischämie-
phasen auf etwa 300 mmHg aufgepumpt. Der Druck konnte durch Abziehen der
Schläuche innerhalb von einer Sekunde abgelassen werden.
Methodik 2.5 Untersuchungsmethoden 55
2.5.5.3 Auswertung Eingesetzt wurde eine kombinierte Sende- und Empfangsspule mit einem
Durchmesser von 5 cm (Fa. Bruker, Karlsruhe, Deutschland). Die Resonanz-
frequenzen lagen bei 81 MHz für 31P und 200 MHz für 1H. Im Messvolumen
befanden sich neben Haut und subkutanem Fettgewebe der rechte M. gastroc-
nemius und der M. soleus. Die durch den Probanden bedingten Inhomogeni-
täten des in der Magnetröhre erzeugten Magnetfeldes wurden durch zusätzliche
Magnetfelder ausgeglichen (Shimmen). Die Überprüfung der Homogenisierung
erfolgt durch 1H-MR-Spektren.
Nach jedem Sendeimpuls wurde der freie Induktionszerfall (FID) gemessen. Die
Dauer des Aufnahmeintervalls betrug 100 ms. Bei der Digitalisierung entstan-
den 4096 Datenpunkte pro FID. Die zeitliche Auflösung der Messung lag bei 10
Sekunden pro Summen-FID bzw. Spektrum.
Der durch die Fourier-Transformation entstandene Phasenfehler wurde durch
eine interne Programmfunktion korrigiert. Die anschließende Basislinien-
korrektur erfolgte ebenfalls mittels der eingesetzten Software. Die Abzisse
wurde auf das Maximum der PCr-Resonanz kalibriert (0 ppm). Für jedes
Spektrum wurden die Integrale des PME-, Pi-, PCr- und ß-ATP-Signals berech-
net. Da das Resonanzsignal des β-ATPs zu 95 % durch ATP und nur zu 5 %
durch andere Phosphormetabolite erzeugt wird, wurde es zur Erfassung von
Veränderungen der ATP-Konzentration eingesetzt.
Methodik 2.5 Untersuchungsmethoden 56
Abbildung 14: Signale der Phosphor-Metabolite. Dargestellt sind zwei typische Spektren aus 31P-MRS-Messungen der Wadenmuskulatur eines gesunden Probanden während Ruhe und unter Belastung (Arbeit). Die Spektren sind zur besseren Übersicht vertikal versetzt angeordnet. Die Abzisse wurde auf das Maximum der PCr-Resonanz kalibriert (0 ppm). Oben rechts sind die Bandbreiten der einzelnen Signale aufgeführt (PME: Phosphomonoester, Pi: Phosphat, PCr: Phosphokreatin, ATP: Adenosintriphosphat (α, β und γ stehen für die verschiedenen Phosphat-gruppen des ATP)).
2.5.5.4 Messparameter Das Ergebnis der Maximalkraftmessung wurde in Newton notiert. Des Weiteren
wurde das Kraft-Zeit-Integral während der Belastungsphasen errechnet.
Zur Berechnung der relativen Konzentrationen der Phosphor-Metabolite wurde
die mittlere initiale Ruhekonzentration von PCr ([PCr]i) auf 100 % gesetzt. Im
Anschluss wurde das relative Verhältnis der Konzentrationen von PCr, ATP,
PME und Pi berechnet und in %[PCr]i angegeben.
Zur Abschätzung der absoluten Konzentrationen der Phosphor-Metabolite
wurde eine mittlere ATP-Ruhekonzentration von 8,2 mmol/l im Zytosol der Mus-
kelfasern angenommen (Arnold et al., 1984). Der sich daraus ergebende
Umrechnungsfaktor für die ATP-Konzentration wurde für die Berechnung der
absoluten Konzentration von PCr, PME und Pi in mmol/L verwendet.
Methodik 2.6 Statistische Auswertung 57
2.6 Statistische Auswertung
2.6.1 Tagesprotokolle Die statistische Auswertung erfolgte mit Excel 2002 (Microsoft Corporation,
Redmond, Washington, USA) und dem Add-In WinSTAT Version 2003.1 (R.
Fitch Software, Staufen, Deutschland).
Die statistische Analyse der Antworten auf die Frage, in welcher Studienphase
die Patienten sich besser fühlten, erfolgte durch den Einstichproben-t-Test zum
Signifikanzniveau α=0,05 mit dem Erwartungswert µ0=1. Die Nullhypothese
wurde formuliert als
00 : µµ =H (7)
mit der Alternative
01 : µµ ≠H . (8)
Die Teststatistik berechnete sich nach der Formel
SEMX
T 0µ−= mit ( ) ( )∑=
−−
==n
ii XX
nnnSSEM
1
2
11 und ∑
=
=n
iiX
nX
1
1 , (9)
wobei für den Standardfehler des Mittelwertes und für die empirische
Standabweichung steht. Voraussetzung für das Ablehnen der Nullhypothese
zugunsten der Alternative war ein p-Wert kleiner 0,05.
SEM S
Für die weiteren Parameter wurden unabhängig von der Gruppe die Differenzen
der Werte aus Phase A minus der Werte aus Phase B gebildet. Die Verteilung
der Ergebnisse wurde für jede Gruppe einzeln durch den Kolmogorov-Smirnow-
Test zum Testniveau α=0,05 auf signifikante Abweichungen von der Normal-
verteilung hin überprüft. Unterschiede der Varianzen zwischen beiden Gruppen
wurden durch den F-Test gemessen und bei einem p-Wert < 0,05 als signifikant
angesehen.
Die Mittelwerte der Differenzen von Gruppe 1 )( 1GD und Gruppe 2 )( 2GD
wurden durch den zweiseitigen t-Test für unverbundene Stichproben zum Sig-
nifikanzniveau α=0,05 miteinander verglichen. Die Nullhypothese
Methodik 2.6 Statistische Auswertung 58
210 : GGH µµ = (10)
wurde bei einem p-Wert < 0,05 zugunsten der Alternative
211 : GGH µµ ≠ (11)
abgelehnt. Im Falle gleicher Varianzen der beiden Gruppen berechnete sich die
Teststatistik nach der Formel
( ) ( )2
1111
21
222
211
2
21
−+⋅−+⋅−
⎟⎟⎠
⎞⎜⎜⎝
⎛+
−=
nnSnSn
nn
DDTGG
n
GG , (12)
andernfalls nach
2
22
1
21
21
nS
nS
DDTGG
GG
+
−= . (13)
Bei ungleichen Varianzen wurde die Anzahl der Freiheitsgrade durch die
Welch-Satterthwaite-Approximation
df
2
2
22
2
2
1
21
1
2
2
22
1
21
11
11
⎟⎟⎠
⎞⎜⎜⎝
⎛−
+⎟⎟⎠
⎞⎜⎜⎝
⎛−
⎟⎟⎠
⎞⎜⎜⎝
⎛+
=
G
G
GG
G
G
G
G
G
G
nS
nnS
n
nS
nS
df (14)
geschätzt.
Der geschätzte Behandlungseffekt BE ergab sich durch
( )2
21 GG DDBE −= , (15)
das dazugehörige 95 % Konfidenzintervall bei gleichen Varianzen nach
der Formel
%95KI
⎥⎦⎤
⎢⎣⎡ ⋅+⋅−= −−+−−+ 2
,2 2/1;22/1;2%95 2121
SEtBESEtBEKIGGGG nnnn αα , (16)
Methodik 2.6 Statistische Auswertung 59
wobei bei der Berechnung des Standardfehlers die gepoolte Standardab-
weichung berücksichtigt wurde:
SE
PS
( ) ( )( ) 21
21
21
222
211
21
21
211
GG
GG
GG
GGGG
GG
GGP nn
nnnn
SnSnnnnn
SSE⋅+
⋅−+
⋅−+⋅−=
⋅+
⋅= . (17)
Bei ungleichen Varianzen richtete sich der Freiheitsgrad des 1-α/2-Quantils
nach dem Ergebnis der Welch-Satterthwaite-Approximation (Rundung auf
nächst kleinere ganze Zahl). berechnete sich nach der Formel SE
2
22
1
21
G
G
G
G
nS
nS
SE += . (18)
Zur Testung auf Carry-over-Effekte wurden die Werte aus Phase A und Phase
B addiert und die Ergebnisse der beiden Gruppen mittels zweiseitigem t-Test
für unverbundene Stichproben zum Signifikanzniveau α=0,05 verglichen. Für
die Überprüfung auf Periodeneffekte erfolgte der Vergleich der Differenzen aus
Kreatinphase minus Placebophase mit dem gleichen Testverfahren.
2.6.2 Klinisch-chemische Untersuchungen und Körpergewicht Die statistische Auswertung der klinisch-chemischen Untersuchungen sowie der
S-EMG- und 31P-MRS-Parameter erfolgte mit dem Programm SPSS für
Windows Version 11.5.1 (SPSS Inc., Chicago, USA).
Die Testung auf Varianzgleichheit erfolgte mit dem Levene-Test. Bei der Über-
prüfung auf Carry-over- und Periodeneffekte wurde beim Körpergewicht der
Wert vor Studienbeginn von den Werten am Ende der Supplementationsphasen
abgezogen. Ansonsten entsprachen die Testverfahren den unter 2.6.1
beschriebenen. Verglichen wurden die Differenzen des Körpergewichtes sowie
der Serumkonzentrationen von Kreatin und CK am Ende der beiden Supple-
mentationsphasen.
2.6.3 S-EMG-Parameter
2.6.3.1 Vergleich mit Kontrollgruppe Verglichen wurden die Steigungen der Regressionsgeraden der Mittenfrequenz
und der Root Mean Square unter aerober und anaerober Belastung. Bei der
Methodik 2.6 Statistische Auswertung 60
Auswertung der Erholungsphasen wurde das prozentuale Verhältnis der
mittleren MF und RMS zu den Ausgangswerten der vorangegangenen Kontrak-
tionsphase errechnet.
2.6.3.2 Vergleich der Studiengruppen Die untersuchten Parameter waren die gleichen wie beim Vergleich der GSD-V-
Patienten mit der Kontrollgruppe. Analog zur Auswertung der Tagesprotokolle
wurden für die Gruppen 1 und 2 jeweils die Differenzen der Werte aus Phase A
minus der Werte aus Phase B gebildet. Getestet wurde auf signifikante Unter-
schiede der Ergebnisse zwischen den beiden Gruppen.
2.6.4 31P-MRS Verglichen wurden Veränderungen der vor Beginn des Standard-Waden-
muskeltests bestimmten Maximalkraft und der Kraft-Zeit-Integrale während
aerober und anaerober Belastung.
Für die weiteren im Kapitel 2.5.5.3 aufgeführten Parameter gingen jeweils die
Werte am Ende der initialen Ruhephase sowie am Ende der Belastungs- und
der Erholungsphasen in die statistische Auswertung ein. Ausnahmen bildeten
die prozentuale PCr-Konzentration und die absolute ATP-Konzentration
während der initialen Ruhephase. Die Werte wurden nicht berücksichtigt, da sie
per definitionem bei 100 % bzw. 8,2 mmol/l lagen.
3 Ergebnisse
3.1 Studienprofil Das Flussdiagramm in Abbildung 15 informiert über den Studienablauf:
20 Patienten registriert
19 Patienten randomisiert
9 Patienten in Gruppe 2 Phase A: PlazeboPhase B: Kreatin
10 Patienten in Gruppe 1Phase A: KreatinPhase B: Plazebo
10 Patienten beendeten Studie
2 Dropouts (Noncompliance)
Qualifiziert für Datenanalyse: 10 Patienten für klinische Parameter 8 Patienten für 31P-MRS-Messungen 9 Patienten für S-EMG-Messungen
7 Patienten beendeten Studie
Qualifiziert für Datenanalyse: 7 Patienten für klinische Parameter 6 Patienten für 31P-MRS-Messungen 5 Patienten für S-EMG-Messungen
Abbildung 15: Studienprofil. S-EMG: Oberflächen-Elektromyographie; 31P-MRS: 31Phosphor-Magnetresonanzspektroskopie. Von 20 registrierten Patienten konnten 19 in die Studie eingeschlossen und
randomisiert werden. Ein Patient nahm aus persönlichen Gründen nicht an der
Studie teil.
In Gruppe 1 beendeten alle 10 Patienten (2 Frauen, 8 Männer, Durchschnitts-
alter 34,6 ± 12,6 Jahre) die Studie ordnungsgemäß. In Gruppe 2 (6 Frauen, 3
Männer, Durchschnittsalter 32,8 ± 9,3 Jahre) wurden die Patientin G10 von der
Studie ausgeschlossen, da sie in der Plazebophase die Tagesdosis reduzierte.
Als Grund wurde die hohe Anzahl der einzunehmenden Kapseln angegeben.
Das Auftreten unerwünschter Wirkungen wurde auf Nachfrage hin verneint.
Patient G09 brach sich während der Phase B den rechten Femur und konnte
dadurch nicht an den S-EMG und 31P-MRS-Messungen teilnehmen. Seine
Tagesprotokolle wurden aufgrund der frakturbedingten Inaktivität nicht bei der
Ergebnisse 3.1 Studienprofil 62
statistischen Auswertung berücksichtigt. Insgesamt wurde die Kapseleinnahme
von allen Patienten ohne Nebenwirkungen vertragen.
Die Daten der Tagesprotokolle des Patienten G01 (der mit 11 Jahren jüngste
Studienteilnehmer) wurden bei der statistischen Auswertung nicht berücksich-
tigt, da der Anstieg der Schmerzepisoden während der Kreatinphase mehr als 3
Standardabweichungen vom Mittelwert abwich. Zudem gab der Patient am
Ende der Studienphase A an, davon auszugehen, in der zweiten Studienphase
Kreatin zu erhalten, da er während der vorangegangenen Wochen keine Ver-
besserung verspürt habe (eine Verschlechterung wurde nicht erwähnt). Nach
der Entblindung stellte sich heraus, dass der Patient in Phase A Kreatin erhal-
ten hatte. Die Erwartungshaltung des Patienten könnte dazu geführt haben,
dass die Schmerzepisoden in Phase B zu niedrig angegeben wurden.
Bei den Auswertungen der S-EMG-Messungen wurden die Daten von 3
Patienten (einer aus Gruppe 1, zwei aus Gruppe 2) ausgenommen. Grund war
eine zu große bzw. zu lange Abnahme der Kraft während der 3-minütigen Kon-
traktionsphasen. Die Ergebnisse der spektroskopischen Messungen waren bei
vier Patienten (drei aus Gruppe 1, einer aus Gruppe 2) aufgrund eines ungüns-
tigen Signal-Rausch-Verhältnisses (signal to noise ratio, SNR) technisch nicht
verwertbar und wurden bei den statistischen Analysen nicht berücksichtigt.
In Tabelle 6 finden sich Informationen zur Gruppeneinteilung und den bei der
statistischen Auswertung nicht berücksichtigten Messungen.
Ergebnisse 3.2 Untersuchungsergebnisse 63
Tabelle 6: Gruppeneinteilung.
G01 Tagesprotokolle, 31P-MRS-Messungen G03G02 31P-MRS-Messungen G04G05 G06G07 G09 alle (Dropout)G08 31P-MRS-Messungen G10 alle (Dropout)G12 S-EMG-Messungen G11G13 G14 31P-MRS-Messungen G16 S-EMG-Messungen G17 G15 S-EMG-Messungen G20 G18
Gruppe 1 Gruppe 2Patient ausgenommene Untersuchungen Patient ausgenommene Untersuchungen
31PMRS: 31P-Magnetresonanz-Spektroskopie; S-EMG: Oberflächen-Elektromyographie.
3.2 Untersuchungsergebnisse Die Ergebnisse der Testungen auf Abweichung von der Normalverteilung, Peri-
oden- und Carry-over-Effekte sind im Anhang detailliert aufgeführt.
3.2.1 Anamnese und körperliche Untersuchung Die Überprüfung der Ein- und Ausschlusskriterien führte lediglich bei Patient
G09 zu einem Studienausschluss (siehe 3.1). Wesentliche Änderungen des
Befundes der klinisch-neurologischen Untersuchung wurden bei keinem
Patienten beobachtet.
Das Körpergewicht nahm unter Kreatin im Durchschnitt um 1,0 kg zu (p=0,02;
95 % Konfidenzintervall 0,20 – 1,80).
3.2.2 Tagesprotokolle Tabelle 7 fasst die Ergebnisse der Auswertung der Tagesprotokolle zusammen.
Ergebnisse 3.2 Untersuchungsergebnisse 64
Tabelle 7: Auswertung der Tagesprotokolle.
Klinische Parameter p-Wert
Schmerzepisoden
Mittlere tägliche Anzahl 1,4 ±2,0 0,9 ±1,4 0,9 ±0,8 1,2 ±0,9 0,38 [0,04 - 0,72] 0,033
Mittlere Intensität [1-10] 4,1 ±1,2 3,6 ±1,1 3,7 ±1,0 4,6 ±2,7 0,72 [-0,38 - 1,83] 0,154
Dauer [% der Episoden]
< 1 Minute 17,9 ±25,7 21,3 ±32,5 37,9 ±28,0 18,3 ±21,9 -11,48 [-24,66 - 1,69] 0,083
1 - 5 Minuten 38,3 ±32,8 34,5 ±37,0 31,3 ±16,6 45,8 ±33,7 9,11 [-5,18 - 23,40] 0,193
5 - 10 Minuten 10,3 ±14,3 8,8 ±12,3 16,5 ±13,7 7,4 ±9,1 -3,81 [-10,86 - 3,25] 0,267
10 - 60 Minuten 7,8 ±10,9 4,4 ±8,3 9,8 ±10,5 6,6 ±13,4 0,11 [-5,72 - 5,94] 0,969
> 60 Minuten 25,5 ±34,8 31,1 ±40,5 4,4 ±9,9 21,8 ±36,7 5,91 [-10,46 - 22,28] 0,451
Schmerzfaktor 15,3 ±23,3 7,5 ±9,7 9,4 ±14,6 13,0 ±18,8 5,73 [0,04 - 11,42] 0,049
Vorzeitige körperlicheErmüdung [1-10] 3,1 ±2,0 2,4 ±1,3 3,7 ±1,9 3,4 ±2,1 0,19 [-0,41 - 0,78] 0,516
Beeinträchtigung vonAlltagsaktivitäten [1-10] 3,4 ±2,0 2,5 ±1,3 3,1 ±2,0 3,3 ±2,1 0,54 [0,14 - 0,93] 0,012
Phase B (Plazebo)
Phase A(Plazebo)
Mittelwerte ± StandardabweichungGruppe 1 Gruppe 2
Phase B(Kreatin)
Behandlungseffekt[95% Konf.-Intervall]
Phase A(Kreatin)
Die Einnahme von Kreatin führte bei den Patienten zu einem signifikanten An-
stieg der täglichen Schmerzepisoden, des Schmerzfaktors und des auf der NRS
angegeben Wertes für die Beeinträchtigung von Alltagsaktivitäten. Die Verän-
derungen der Schmerzintensität, Episodendauer und der angegebenen vorzei-
tigen körperlichen Ermüdung waren nicht signifikant.
11 der 17 Patienten gaben am Studienende an, während der Plazebophase
weniger muskuläre Beschwerden als in der Kreatinphase gehabt zu haben. 3
Patienten aus Gruppe 1 ging es während der Kreatinphase besser, 3 Patienten
aus Gruppe 2 konnten sich auf keine Studienphase festlegen (Tabelle 8). Die
Bevorzugung der Plazebophase war signifikant (p=0,03).
Ergebnisse 3.2 Untersuchungsergebnisse 65
Tabelle 8: Subjektive Beurteilung der Studienphasen.
Kreatinphase Plazebophase weiß nichtGruppe 1
G01G02G05G07G08G12G13G16G17G20
Gruppe 2G03G04G06G11G14G15G18
3 11 3
Patient fühlte sich besser in
Summe
3.2.3 Klinisch-chemische Untersuchung Die Kreatineinnahme führte zu einem signifikanten Anstieg der Kreatin-
Konzentration im Serum. Der Anstieg der Kreatinkinase-Konzentration im
Serum war hingegen nicht signifikant (Tabelle 9).
Tabelle 9: Ergebnisse der klinisch-chemischen Untersuchungen.
Laborparameter p-Wert
Kreatin im Serum [µmol/L] 521 ±300,0 44 ±23,5 35 ±8,3 694 ±449,5 567,4 [373,5 - 761,4] <0,001
Kreatinkinase um Serum [U/L] 1287 ±1941 920 ±466 606 ±666 1268 ±1463 515 [-304 - 1334] 0,20
Mittelwerte ± Standardabweichung
Gruppe 1 Gruppe 2Phase B(Kreatin)
Behandlungseffekt[95% Konf.-Intervall]
Phase A(Kreatin)
Phase B (Plazebo)
Phase A(Plazebo)
3.2.4 S-EMG
3.2.4.1 Vergleich mit gesunder Kontrollgruppe Sowohl in der Glykogenose- als auch in der Kontrollgruppe kam es während der
Kontraktionsphasen zu einem Abfall der Mittenfrequenz. Dieser war unter an-
aerober Belastung stärker ausgeprägt als unter aerober. Der Unterschied
zwischen den beiden Gruppen war nicht signifikant.
Ergebnisse 3.2 Untersuchungsergebnisse 66
In den Ableitungen über dem M. gastrocnemius medialis erreichten die GSD-V-
Patienten während der ersten beiden Minuten der Entspannungsphase nach
aerober Belastung höhere relative Mittenfrequenzen im Vergleich zur Kontroll-
gruppe (p=0,01 bzw. 0,02) (Tabelle 10).
Ergebnisse 3.2 Untersuchungsergebnisse 67
Tabelle 10: Ergebnisse S-EMG - Vergleich mit Konrollgruppe Teil I.
Mittenfrequenz p-WertM. gastrocnemius lateralis
aerobe Belastung [Hz/Min]
Steigung während Belastung [Hz/Min] -4,7 ± 5,35 -2,1 ± 3,95 -2,68 [-6,12 - 0,76] 0,12 Entspannungsphase [%Ausgangswert]
nach 1 Minute 100,5 ± 7,79 103,5 ± 7,85 -3,02 [-8,77 - 2,73] 0,29 nach 2 Minuten 101,7 ± 8,20 101,9 ± 13,77 -0,16 [-8,56 - 8,23] 0,97 nach 3 Minuten 103,6 ± 6,18 103,0 ± 4,03 0,59 [-3,22 - 4,40] 0,75 nach 4 Minuten 104,2 ± 7,18 103,0 ± 6,67 1,12 [-3,97 - 6,20] 0,66 nach 5 Minuten 102,5 ± 9,21 100,8 ± 9,16 1,67 [-5,09 - 8,42] 0,62 nach 6 Minuten 104,1 ± 6,59 103,8 ± 10,04 0,24 [-6,04 - 6,53] 0,94 anaerobe Belastung [Hz/Min]
Steigung während Belastung [Hz/Min] -7,9 ± 5,72 -4,6 ± 6,44 -3,31 [-7,80 - 1,18] 0,14 Entspannungsphase [%Ausgangswert]
nach 1 Minute 101,8 ± 9,88 99,3 ± 6,99 2,49 [-3,77 - 8,74] 0,42 nach 2 Minuten 103,6 ± 10,06 101,8 ± 8,68 1,75 [-5,13 - 8,64] 0,61 nach 3 Minuten 103,6 ± 5,50 102,7 ± 6,53 0,90 [-3,55 - 5,35] 0,68 nach 4 Minuten 103,7 ± 7,61 102,3 ± 6,39 1,43 [-3,72 - 6,58] 0,57 nach 5 Minuten 104,6 ± 8,75 102,0 ± 8,28 2,55 [-3,70 - 8,80] 0,41 nach 6 Minuten 102,7 ± 9,91 103,0 ± 6,27 -0,28 [-6,33 - 5,77] 0,92 nach 7 Minuten 104,7 ± 6,97 101,9 ± 7,98 2,77 [-2,75 - 8,29] 0,31 nach 8 Minuten 103,6 ± 11,15 104,2 ± 6,12 -0,61 [-7,17 - 5,94] 0,85 nach 9 Minuten 103,1 ± 7,96 100,7 ± 10,05 2,45 [-4,24 - 9,14] 0,46M. gastrocnemius medialis
aerobe Belastung [Hz/Min]
Steigung während Belastung [Hz/Min] -3,1 ± 4,19 -0,7 ± 5,20 -2,44 [-5,92 - 1,04] 0,16 Entspannungsphase [%Ausgangswert]
nach 1 Minute 106,2 ± 9,85 98,6 ± 5,34 7,65 [1,68 - 13,62] 0,01 nach 2 Minuten 104,4 ± 6,46 98,1 ± 7,88 6,23 [0,92 - 11,55] 0,02 nach 3 Minuten 105,2 ± 8,56 100,7 ± 8,95 4,53 [-1,92 - 10,97] 0,16 nach 4 Minuten 104,1 ± 10,00 100,9 ± 8,81 3,21 [-3,70 - 10,12] 0,35 nach 5 Minuten 104,5 ± 8,67 102,3 ± 7,85 2,22 [-3,85 - 8,29] 0,46 nach 6 Minuten 106,0 ± 6,97 102,3 ± 7,72 3,64 [-1,77 - 9,06] 0,18 anaerobe Belastung [Hz/Min]
Steigung während Belastung [Hz/Min] -5,8 ± 5,98 -2,5 ± 4,85 -3,21 [-7,20 - 0,77] 0,11 Entspannungsphase [%Ausgangswert]
nach 1 Minute 100,0 ± 10,43 99,1 ± 8,02 0,89 [-5,92 - 7,70] 0,79 nach 2 Minuten 101,8 ± 13,45 102,3 ± 12,31 -0,50 [-9,97 - 8,96] 0,91 nach 3 Minuten 102,9 ± 9,69 102,8 ± 12,25 0,06 [-8,09 - 8,22] 0,99 nach 4 Minuten 103,1 ± 10,01 104,0 ± 11,78 -0,90 [-8,96 - 7,16] 0,82 nach 5 Minuten 104,4 ± 9,37 105,4 ± 14,10 -1,00 [-9,86 - 7,85] 0,82 nach 6 Minuten 102,2 ± 8,76 103,0 ± 12,06 -0,72 [-8,51 - 7,07] 0,85 nach 7 Minuten 103,0 ± 9,38 105,1 ± 11,81 -2,11 [-9,98 - 5,76] 0,59 nach 8 Minuten 102,3 ± 11,46 103,9 ± 12,99 -1,59 [-10,61 - 7,44] 0,72 nach 9 Minuten 103,1 ± 10,89 101,8 ± 16,16 1,30 [-8,89 - 11,49] 0,80
Mittelwerte ± Standardabweichung
GSD V KontrollgruppeMittlere Differenz
[95% Konf.-Intervall]
Ergebnisse 3.2 Untersuchungsergebnisse 68
In beiden Gruppen stieg die Root Mean Square unter aerober und anaerober
Belastung an.
Während der aeroben Kontraktionsphase stieg die RMS in der Glykogeno-
segruppe signifikant stärker an als in der Kontrollgruppe (Ableitungen über M.
gastrocnemius lateralis; p=0,02). Die relativen RMS-Werte eine Minute (M.
gastrocnemius medialis) bzw. drei Minuten (M. gastrocnemius lateralis) nach
der aeroben Belastung fielen bei den Glykogenose-Patienten ebenfalls höher
aus (p=0,01 bzw. 0,02) (Tabelle 11).
Ergebnisse 3.2 Untersuchungsergebnisse 69
Tabelle 11: Ergebnisse S-EMG - Vergleich mit Kontrollgruppe Teil II.
Root Mean Square p-Wert
s M. gastrocnemius lateralis
aerobe Belastung
Steigung während Belastung [%/Min] 368,5 ±391,6 91,8 ±172,6 276,7 [56,9 - 496,5] 0,02 Entspannunsphase [%Ausgangswert]
nach 1 Minute 122,0 ±57,07 95,3 ±28,09 26,69 [-6,02 - 59,40] 0,11
nach 2 Minuten 111,1 ±40,60 90,0 ±34,61 21,08 [-6,57 - 48,73] 0,13
nach 3 Minuten 105,9 ±25,53 84,3 ±21,26 21,68 [4,47 - 38,89] 0,02 nach 4 Minuten 102,7 ±32,85 96,6 ±24,73 6,17 [-15,10 - 27,44] 0,56
nach 5 Minuten 109,2 ±44,51 96,6 ±30,54 12,56 [-15,33 - 40,44] 0,36
nach 6 Minuten 101,2 ±24,71 97,8 ±50,91 3,42 [-26,31 - 33,14] 0,82
anaerobe Belastung
Steigung während Belastung [%/Min] 515,9 ±524,7 279,5 ±436,3 236,4 [-117,2 - 589,9] 0,18
Entspannunsphase [%Ausgangswert]
nach 1 Minute 122,4 ±56,37 89,9 ±28,83 32,53 [-0,04 - 65,10] 0,05
nach 2 Minuten 113,8 ±35,43 86,9 ±37,80 26,97 [0,02 - 53,93] 0,05
nach 3 Minuten 113,8 ±48,23 86,3 ±27,05 27,44 [-1,04 - 55,92] 0,06
nach 4 Minuten 115,7 ±50,50 95,9 ±28,22 19,84 [-9,95 - 49,64] 0,18
nach 5 Minuten 113,2 ±45,13 104,5 ±30,83 8,73 [-19,50 - 36,96] 0,53
nach 6 Minuten 110,9 ±45,37 94,7 ±27,50 16,20 [-11,16 - 43,55] 0,24
nach 7 Minuten 110,4 ±38,33 102,1 ±37,83 8,27 [-19,71 - 36,25] 0,55
nach 8 Minuten 108,5 ±40,65 101,8 ±32,42 6,68 [-20,24 - 33,60] 0,62
nach 9 Minuten 106,3 ±43,57 111,6 ±52,35 -5,23 [-40,75 - 30,28] 0,77
M. gastrocnemius medialis
aerobe Belastung
Steigung während Belastung [%/Min] 260,8 ±344,7 158,0 ±176,6 102,7 [-96,55 - 302,01] 0,30
Entspannunsphase [%Ausgangswert]
nach 1 Minute 121,5 ±45,51 86,6 ±26,02 34,93 [7,92 - 61,94] 0,01 nach 2 Minuten 103,2 ±30,75 90,7 ±38,69 12,46 [-13,33 - 38,25] 0,33
nach 3 Minuten 105,4 ±25,09 88,7 ±36,70 16,74 [-6,51 - 39,98] 0,15
nach 4 Minuten 104,6 ±21,71 92,9 ±36,85 11,68 [-10,73 - 34,10] 0,30
nach 5 Minuten 104,2 ±18,48 92,3 ±34,20 11,89 [-8,50 - 32,29] 0,24
nach 6 Minuten 104,1 ±25,61 93,8 ±32,69 10,29 [-11,39 - 31,96] 0,34
anaerobe Belastung
Steigung während Belastung [%/Min] 502,5 ±459,0 169,9 ±252,9 332,7 [62,80 - 602,57] 0,02 Entspannunsphase [%Ausgangswert]
Mittelwerte ± SD
GSD V KontrollgruppeMittlere Differenz
[95% Konf.-Intervall]
Ergebnisse 3.2 Untersuchungsergebnisse 70
3.2.4.2 Vergleich der Studiengruppen Bezüglich der Veränderungen der Mittenfrequenz unter aerober Belastung fand
sich kein signifikanter Behandlungseffekt. Unter Kreatin waren jedoch 2 Minuten
nach der Kontraktionsphase bei den Ableitungen über den M. gastrocnemius
lateralis die relativen Mittenfrequenzen signifikant niedriger (p=0,02).
In den S-EMG-Ableitungen über dem M. gastrocnemius lateralis zeigte sich im
Hinblick auf die RMS weder während der Kontraktionsphase noch in der an-
schließenden Entspannungsphase ein signifikanter Behandlungseffekt. Bei den
Ableitungen über dem medialen Muskelbauch hingegen waren sowohl der An-
stieg der RMS unter aerober Belastung (p=0,04) als auch die relativen RMS-
Werte in den ersten beiden Minuten der Entspannungsphase (p=0,049 bzw.
0,03) signifikant niedriger (Tabelle 12).
Ergebnisse 3.2 Untersuchungsergebnisse 71
Tabelle 12: Ergebnisse S-EMG – Vergleich der Studiengruppen.
S-EMG-Parameter p-Wert
Mittenfrequenz (MF)
M. gastrocnemius lateralis
aerobe Belastung [%/Min] -3,4 ±4,5 -4,5 ±2,9 -3,2 ±2,6 -5,3 ±5,0 -0,46 [-2,52 - 1,59] 0,63
Entspannung [% initiale Bel.]
nach 1 Minute 102,0 ±3,5 101,5 ±12,0 102,6 ±2,7 101,2 ±8,5 -0,47 [-7,61 - 6,67] 0,89
nach 2 Minuten 104,7 ±4,1 103,4 ±6,4 107,4 ±2,2 101,3 ±4,4 -2,39 [-6,86 - 2,08] 0,27
nach 3 Minuten 105,7 ±8,4 104,9 ±10,5 103,2 ±2,8 102,0 ±5,9 -0,14 [-7,30 - 7,01] 0,97
nach 4 Minuten 106,2 ±6,6 102,4 ±10,2 106,7 ±3,2 100,5 ±6,0 -1,21 [-8,46 - 6,05] 0,72
nach 5 Minuten 105,3 ±5,1 101,5 ±10,5 105,6 ±4,8 103,8 ±6,0 1,02 [-4,11 - 6,16-9 0,67
nach 6 Minuten 102,8 ±2,4 98,9 ±11,5 107,8 ±3,0 98,5 ±9,9 -2,67 [-8,77 - 3,43] 0,36
M. gastrocnemius medialis
aerobe Belastung [%/Min] -6,1 ±6,5 -0,9 ±5,4 -2,5 ±3,4 -2,3 ±4,9 -2,50 [-5,52 - 0,51] 0,10
Entspannung [% initiale Bel.]
nach 1 Minute 100,1 ±4,0 97,4 ±5,4 103,0 ±5,2 101,3 ±8,0 0,52 [-4,66 - 5,70] 0,83
nach 2 Minuten 100,5 ±3,2 101,8 ±3,9 108,3 ±6,4 100,5 ±7,0 -4,57 [-8,33 - -0,82] 0,02
nach 3 Minuten 101,3 ±4,7 102,8 ±3,1 102,7 ±5,2 99,0 ±10,7 -2,63 [-9,86 - 4,59] 0,38
nach 4 Minuten 100,1 ±5,0 104,6 ±12,7 106,5 ±10,8 96,9 ±9,9 -6,99 [-15,6 - 1,66] 0,10
nach 5 Minuten 103,7 ±5,7 105,0 ±11,6 105,4 ±6,8 98,9 ±11,6 -3,87 [-11,1 - 3,39] 0,27
nach 6 Minuten 101,2 ±4,4 104,3 ±13,2 106,8 ±6,0 97,0 ±13,1 -6,46 [-14,2 - 1,27] 0,09
Root Mean Square (RMS)
M. gastrocnemius lateralis
aerobe Belastung [%/Min] 269,1 ±384,8 209,9 ±332,4 66,6 ±84,1 70,0 ±61,2 31,3 [-80,1 - 142,6] 0,55
Entspannung [% initiale Bel.]
nach 1 Minute 118,2 ±16,5 100,5 ±31,2 121,8 ±26,0 111,9 ±11,7 3,87 [-15,31 - 23,05] 0,67
nach 2 Minuten 106,4 ±27,6 101,8 ±14,4 104,7 ±2,6 105,7 ±25,8 2,78 [-15,81 - 21,37] 0,75
nach 3 Minuten 107,4 ±41,6 102,1 ±26,8 98,5 ±7,3 99,8 ±19,0 3,30 [-26,07 - 32,67] 0,81
nach 4 Minuten 114,3 ±52,2 106,7 ±23,7 100,6 ±11,8 102,6 ±26,2 4,81 [-28,78 - 38,40] 0,76
nach 5 Minuten 106,0 ±28,8 109,0 ±34,1 103,5 ±10,8 108,6 ±34,8 1,07 [-27,38 - 29,52] 0,94
nach 6 Minuten 114,4 ±29,3 107,0 ±32,4 101,9 ±10,3 105,4 ±16,2 5,41 [-19,53 - 30,35] 0,64
M. gastrocnemius medialis
aerobe Belastung [%/Min] 123,2 ±207,8 253,3 ±418,3 143,7 ±114,9 46,4 ±93,4 -113,7 [-219,1 - -8,3] 0,04
Entspannung [% initiale Bel.]
nach 1 Minute 97,2 ±37,6 111,9 ±33,8 106,5 ±18,8 78,2 ±10,4 -21,50 [-42,97 - 0,03] 0,0497
nach 2 Minuten 92,0 ±26,9 114,6 ±33,8 90,7 ±8,9 77,5 ±12,3 -17,86 [-33,15 - 2,57] 0,03
nach 3 Minuten 100,5 ±26,2 110,8 ±23,4 90,6 ±14,7 90,3 ±9,8 -5,35 [-18,77 - 8,07] 0,40
nach 4 Minuten 103,5 ±20,6 130,1 ±72,6 91,9 ±16,6 101,4 ±17,9 -8,54 [-51,15 - 34,06] 0,67
nach 5 Minuten 109,3 ±20,6 128,7 ±76,6 93,8 ±18,2 98,0 ±22,6 -7,58 [-45,04 - 29,89] 0,67
nach 6 Minuten 107,6 ±15,6 135,7 ±104,8 91,6 ±12,6 100,9 ±28,3 -9,40 [-62,52 - 43,72] 0,71
Mittelwerte ± Standardabweichung
Gruppe 1 Gruppe 2Phase B(Kreatin)
Behandlungseffekt[95% Konf.-Intervall]
Phase A(Kreatin)
Phase B (Plazebo)
Phase A(Plazebo)
Ergebnisse 3.2 Untersuchungsergebnisse 72
3.2.5 31P-NMR-Spektroskopie Kreatin führte zu keiner signifikanten Änderung der Maximalkraft. Die Unter-
schiede in den Kraft-Zeit-Integralen während der Belastungsphasen waren
ebenfalls nicht signifikant.
Die absoluten und relativen PCr-Konzentrationen am Ende der Erholungsphase
2 lagen unter Kreatin signifikant höher als in der Plazebophase (p=0,02 bzw.
0,01). Die Zeit der PCr-Erholung blieb unverändert. Ebenso wurden keine signi-
fikanten Veränderungen der ATP-Konzentrationen oder des PCr/ATP-Verhält-
nisses während des Versuchsablaufes beobachtet (Tabelle 13).
Ergebnisse 3.2 Untersuchungsergebnisse 73
Tabelle 13: Ergebnisse der 31P-MRS TeiI I.
31P-MRS Parameter p-Wert
Maximalkraft [N] 1022 ±213 1048 ±250 800 ±248 798 ±170 -14,10 [-66,17 - 37,97] 0,57
KZI [N/min]
aerobe Belastung 1005 ±252 981 ±267 652 ±168 650 ±154 11,08 [-2,22 - 24,39] 0,09
anaerobe Belastung 905 ±246 942 ±274 640 ±165 647 ±163 -14,98 [-62,35 - 32,39] 0,48
PCr [mmol/L]
Ruhe 33,3 ±3,7 31,3 ±3,6 30,8 ±4,6 32,8 ±6,9 2,06 [-0,18 - 4,31] 0,07
aerobe Belastung 22,0 ±9,0 20,5 ±6,0 25,0 ±6,6 27,7 ±4,6 2,21 [-1,13 - 5,55] 0,18
Erholungsph. 1 33,3 ±2,4 31,4 ±3,2 30,8 ±4,7 32,8 ±7,0 2,04 [-0,38 - 4,46] 0,09
anaerobe Belastung 18,3 ±7,3 15,6 ±6,9 21,3 ±6,2 22,2 ±5,5 1,79 [-1,48 - 5,06] 0,26
Erholungsph. 2 34,0 ±2,9 31,1 ±3,8 30,7 ±5,0 34,0 ±7,7 3,17 [0,69 - 5,65] 0,02
PCr [%PCri]
aerobe Belastung 66,3 ±25,4 66,1 ±18,3 81,2 ±20,0 85,7 ±12,8 2,38 [-4,78 - 9,53] 0,48
Erholungsph. 1 101,6 ±5,0 101,3 ±4,5 99,3 ±3,2 100,0 ±1,7 0,60 [-1,81 - 3,02] 0,60
anaerobe Belastung 54,6 ±19,6 50,0 ±19,7 69,2 ±20,6 70,0 ±20,1 2,73 [-5,73 - 11,19] 0,50
Erholungsph. 2 104,0 ±7,6 100,4 ±3,7 99,5 ±2,6 103,8 ±1,8 3,90 [0,97 - 6,82] 0,01
ATP [mmol/L]
aerobe Belastung 7,9 ±0,7 7,7 ±0,7 7,7 ±0,7 7,7 ±0,3 0,10 [-0,38 - 0,57] 0,67
Erholungsph. 1 7,9 ±0,5 7,9 ±0,5 7,9 ±0,5 8,2 ±0,3 0,17 [-0,19 - 0,53] 0,33
anaerobe Belastung 7,1 ±0,8 7,3 ±0,6 7,2 ±0,9 7,7 ±0,4 0,14 [-0,40 - 0,68] 0,58
Erholungsph. 2 7,5 ±0,5 7,9 ±0,4 7,6 ±0,4 8,2 ±0,5 0,16 [-0,18 - 0,51] 0,33
ATP [%PCri]
Ruhe 25,3 ±3,4 26,8 ±3,1 27,2 ±3,7 25,8 ±4,5 -1,33 [-3,25 - 0,58] 0,15
aerobe Belastung 24,0 ±4,0 24,8 ±2,7 25,3 ±4,7 24,2 ±4,8 -1,08 [-3,18 - 1,02] 0,28
Erholungsph. 1 24,3 ±3,0 25,5 ±3,4 26,0 ±2,7 25,8 ±3,5 -0,83 [-2,16 - 0,49] 0,20
anaerobe Belastung 21,8 ±2,3 23,8 ±2,5 23,7 ±3,3 23,8 ±3,8 -0,83 [-2,74 - 1,07] 0,36
Erholungsph. 2 22,9 ±2,4 25,4 ±1,9 24,8 ±3,7 25,5 ±3,3 -0,98 [-2,43 - 0,47] 0,17
PCr/ATP
Ruhe 4,0 ±0,4 3,8 ±0,4 3,8 ±0,6 4,0 ±0,8 0,22 [-0,06 - 0,50] 0,11
aerobe Belastung 4,2 ±0,7 4,1 ±0,5 4,1 ±0,9 4,3 ±1,0 0,16 [-0,15 - 0,47] 0,29
Erholungsph. 1 4,2 ±0,5 4,0 ±0,6 3,9 ±0,5 4,0 ±0,7 0,13 [-0,09 - 0,34] 0,22
anaerobe Belastung 4,7 ±0,4 4,2 ±0,5 4,3 ±0,7 4,3 ±0,7 0,23 [-0,10 - 0,56] 0,15
Erholungsph. 2 4,4 ±0,4 4,0 ±0,4 4,1 ±0,8 4,0 ±0,6 0,13 [-0,15 - 0,40] 0,34
PCr-Erholung [s]
Erholungsph. 1 87,3 ±57,8 67,8 ±37,2 134,8 ±126,4 66,8 ±47,3 -24,06 [-70,00 - 21,88] 0,27
Erholungsph. 2 87,1 ±62,9 78,4 ±32,3 115,7 ±60,9 68,3 ±37,6 -19,25 [-52,24 - 13,74] 0,23
Behandlungseffekt[95% Konf.-Intervall]
Phase A(Kreatin)
Phase B (Plazebo)
Phase A(Plazebo)
Mittelwerte ± StandardabweichungGruppe 1 Gruppe 2
Phase B(Kreatin)
Es fand sich kein Behandlungseffekt im Hinblick auf die absoluten und relativen
Phosphat- und Phosphomonoester-Konzentrationen im Testverlauf (Tabelle
14).
Ergebnisse 3.2 Untersuchungsergebnisse 74
Tabelle 14: Ergebnisse der 31P-MRS Teil II.
31P-MRS Parameter p-Wert
Pi [mmol/L]
Ruhe 3,0 ±1,4 2,9 ±0,6 3,2 ±1,1 3,2 ±1,2 0,11 [-0,60 - 0,81] 0,75
aerobe Belastung 14,7 ±8,2 12,8 ±7,4 8,4 ±5,7 8,5 ±6,1 0,97 [-0,70 - 2,64] 0,23
Erholungsph. 1 2,8 ±0,6 2,9 ±0,5 3,5 ±1,0 3,5 ±1,1 -0,09 [-0,55 - 0,38] 0,68
anaerobe Belastung 16,5 ±7,3 19,3 ±6,2 13,4 ±6,7 14,2 ±10,8 -1,01 [-4,52 - 2,49] 0,54
Erholungsph. 2 2,3 ±0,5 2,6 ±1,0 3,2 ±0,7 2,9 ±0,8 -0,34 [-0,75 - 0,07] 0,09
Pi [%PCri]
Ruhe 9,6 ±6,3 9,4 ±1,5 10,5 ±4,7 9,8 ±2,9 -0,08 [-2,99 - 2,83] 0,95
aerobe Belastung 45,4 ±26,9 40,4 ±19,6 27,3 ±18,6 25,0 ±15,9 1,33 [-5,42 - 8,08] 0,67
Erholungsph. 1 8,8 ±3,0 9,4 ±1,3 11,7 ±4,4 10,3 ±2,7 -0,98 [-2,67 - 0,71] 0,23
anaerobe Belastung 51,9 ±29,5 62,8 ±22,3 43,3 ±19,6 41,0 ±22,4 -6,69 [-17,09 - 3,72] 0,19
Erholungsph. 2 6,9 ±1,4 8,3 ±2,4 10,7 ±2,7 9,0 ±2,9 -1,44 [-3,04 - 0,17] 0,07
PME [mmol/L]
Ruhe 1,2 ±0,5 1,2 ±0,3 0,9 ±0,9 1,0 ±0,4 0,04 [-0,37 - 0,46] 0,83
aerobe Belastung 1,9 ±1,6 2,1 ±1,6 2,5 ±2,6 1,5 ±1,8 -0,59 [-1,92 - 0,73] 0,35
Erholungsph. 1 1,2 ±0,6 1,6 ±0,8 0,8 ±0,7 1,2 ±0,6 0,05 [-0,48 - 0,58] 0,85
anaerobe Belastung 2,5 ±1,7 2,2 ±1,7 3,1 ±2,6 2,7 ±3,5 -0,05 [-1,5 - 1,42] 0,95
Erholungsph. 2 1,4 ±0,9 1,7 ±0,8 0,9 ±0,6 1,4 ±0,6 0,10 [-0,54 - 0,74] 0,75
PME [%PCri]
Ruhe 4,0 ±1,9 4,0 ±0,5 3,2 ±3,3 2,8 ±1,0 -0,23 [-1,69 - 1,23] 0,74
aerobe Belastung 6,0 ±5,5 6,5 ±4,3 8,5 ±9,7 4,0 ±3,9 -2,50 [-6,97 - 1,97] 0,25
Erholungsph. 1 3,4 ±1,5 5,0 ±1,9 2,5 ±2,1 4,0 ±1,7 -0,17 [-1,73 - 1,40] 0,82
anaerobe Belastung 7,8 ±5,9 7,1 ±4,7 9,5 ±7,1 7,3 ±6,8 -0,73 [-5,15 - 3.69] 0,73
Erholungsph. 2 4,1 ±2,5 5,3 ±2,2 3,2 ±2,1 4,5 ±2,7 -0,04 [-2,01 - 1,93] 0,96
Behandlungseffekt[95% Konf.-Intervall]
Phase A(Kreatin)
Phase B (Placebo)
Phase A(Placebo)
Mittelwerte ± StandardabweichungGruppe 1 Gruppe 2
Phase B(Kreatin)
4 Diskussion
In dieser Arbeit wurde die Wirkung einer Kreatin-Supplementation bei Patienten
mit Glykogenose Typ V untersucht. Es wurde ein Anstieg der intramuskulären
PCr- Konzentration und eine dadurch bedingte Besserung der Belastungs-
intoleranz erwartet. Die Therapieeffekte wurden mit klinischen Tagebüchern,
der 31P-MRS und dem S-EMG überprüft.
Die orale Gabe von 150 mg Kreatin pro kg Körpergewicht über fünf Wochen
führte zu
1. einer Erhöhung der Kreatinkonzentration im Serum,
2. einem Anstieg der intramuskulären PCr-Konzentration,
3. einer Zunahme des Körpergewichts,
4. keiner signifikanten Änderung der Maximalkraft,
5. einer höheren Schmerzbelastung durch Zunahme der Schmerzepisoden,
6. einer subjektiv stärkeren Beeinträchtigung von Alltagsaktivitäten und
7. zu einem geringen Anstieg der EMG-Amplitude unter submaximaler
isometrischer Belastung.
4.1 Anstieg der intramuskulären Kreatinkonzentration Bei der Studienplanung wurde angenommen, dass die orale Zufuhr von Kreatin
zu einer Erhöhung der intramuskulären Kreatinkonzentration führt. Bei Gesun-
den konnte dieser Effekt bereits bei Kreatindosen, die unterhalb der hier einge-
setzten Dosierung lagen, durch Untersuchungen an Muskelbiopsaten belegt
werden (Casey et al., 1996;Harris et al., 1992;Hultman et al., 1996;Robinson et
al., 1999). Auf eine solche Überprüfung und die damit zwingend einhergehende
Durchführung von Muskelbiopsien wurde in dieser Arbeit verzichtet, da ethische
Bedenken aufgrund des invasiven Charakters dieses Verfahrens bestanden. Es
fanden sich jedoch indirekte Hinweise auf eine Erhöhung der intramuskulären
Kreatinkonzentration während der Kreatinphase:
Diskussion 4.1 Anstieg der intramuskulären Kreatinkonzentration 76
1.) Die Kreatinkonzentration im Serum stieg bei allen Patienten in der Kreatin-
phase an. Die Höhe des Serumspiegels lässt jedoch keinen direkten Rück-
schluss auf die intramuskuläre Kreatinkonzentration zu. Der Kreatingehalt der
Muskelfasern lässt sich durch eine erhöhte Kreatinzufuhr nur bis zu einer
oberen Grenze von ca. 160 mmol/l steigern (Persky & Brazeau, 2001). Die Auf-
nahme von Kreatin aus dem Serum ist demzufolge limitiert und nicht propor-
tional zur Serumkonzentration, sondern vielmehr abhängig vom intramusku-
lären Kreatingehalt. Die Erhöhung des Serumspiegels zeigt jedoch, dass das
oral zugeführte Kreatin über den Gastrointestinaltrakt aufgenommen wurde und
somit den Organsystemen zur Verfügung stand.
Über welche Regulationsmechanismen die Muskelfasern die intrazelluläre
Kreatinkonzentration kontrollieren ist bisher nicht abschließend geklärt. Es wird
unter anderem eine Anpassung der Expression des Kreatintransporters disku-
tiert:
Bei Ratten wurde nach mehrmonatiger Kreatin-Supplementation eine Down-
Regulation des CrT beobachtet (Guerrero-Ontiveros & Wallimann, 1998). Die
Kreatindosen lagen mit 1-2 g pro Kilogramm Körpergewicht jedoch deutlich
über den bei Menschen üblicherweise eingesetzten Dosierungen. Die Ein-
nahme von 125 mg Kreatin pro kg Körpergewicht über 2 Monate und die
Supplementation von 75 mg/kg KG über 4 Monate führte bei Menschen zu
keiner Änderung der CrT-Expression (Tarnopolsky et al., 2003).
Ein weiterer Aspekt ist die Aktivität des CrT. Sie ist unter anderem abhängig
von der Anzahl der phosphorylierten Serinreste, dem transmembranösen
Natrium-Gradienten und der Substratkonzentration (Snow & Murphy, 2001). Der
Einfluss einer Kreatin-Supplementation auf die Transporter-Aktivität wurde
jedoch bisher nicht untersucht.
2.) Ein weiteres Indiz für den Anstieg der intramuskulären Kreatinkonzentration
ist die Zunahme des Körpergewichtes während der Kreatinphase. Dieser Effekt
zeigte sich in vergleichbarer Ausprägung auch in vielen Studien an Gesunden
(Persky & Brazeau, 2001;van Loon et al., 2003;Wyss & Kaddurah-Daouk,
2000). Die Gewichtszunahme kommt vorwiegend durch einen Anstieg der fett-
freien Masse zustande (Becque et al., 2000;Kreider et al., 1998;Mihic et al.,
2000;Vandenberghe et al., 1997;Volek et al., 1999). Auch bei Kindern mit Mus-
keldystrophie Typ Duchenne wurde unter Kreatin eine Zunahme der fettfreien
Diskussion 4.1 Anstieg der intramuskulären Kreatinkonzentration 77
Masse bei konstanter Fettmasse beobachtet (Tarnopolsky et al., 2004). Der
Anstieg der fettfreien Masse wird in erster Linie auf eine Retention von Wasser
in der Skelettmuskulatur zurückgeführt und beruht auf einer erhöhten Zell-
osmolarität aufgrund des Anstiegs der intramuskulären Kreatinkonzentration
(Balsom et al., 1993;Hultman et al., 1996;Juhn & Tarnopolsky, 1998;Terjung et
al., 2000). Eine Steigerung der Proteinsynthese ließ sich beim Menschen bisher
nicht nachweisen. Es fanden sich allerdings Hinweise für einen reduzierten
Proteinabbau (Parise et al., 2000).
3.) In dieser Arbeit zeigte sich zudem in der 31P-MRS unter Kreatineinnahme
eine höhere PCr-Konzentration am Ende der Erholungsphase nach anaerober
Belastung. Während der übrigen Testphasen lagen die mittleren PCr-
Konzentrationen ebenfalls höher, die Unterschiede waren jedoch nicht signifi-
kant. Das Signifikanzniveau wurde allerdings zum Teil nur knapp verfehlt.
Möglicherweise war die Teststärke aufgrund der geringen Probandenzahl unzu-
reichend. Außerdem stellt die Berechnung der absoluten Konzentrationen der
Phosphormetabolite anhand der 31P-MRS-Spektren eine potentielle Fehler-
quelle dar:
Diese Berechnungen setzen eine in Ruhe konstante intrazelluläre ATP-Kon-
zentration voraus. Bei den GSD-V-Patienten wurde die gleiche ATP-Konzentra-
tion wie bei Gesunden angenommen. Tarnopolsky et al. konnten jedoch zeigen,
dass der intramuskuläre ATP-Gehalt bei einigen Myopathien erniedrigt ist
(Tarnopolsky & Parise, 1999).
Bei Gesunden führt eine Kreatin-Supplementation zu keiner Veränderung des
ATP-Gehalts der Muskelfasern (Wyss & Kaddurah-Daouk, 2000). Sie hat daher
keine Auswirkung auf die Auswertung der 31P-MRS-Messungen. Unklar ist hin-
gegen, ob sich die ATP-Konzentration in Ruhe bei Myopathien mit erniedrigtem
intramuskulärem ATP-Gehalt durch die Einnahme von Kreatin erhöht. Dies
würde unter oben genannten Voraussetzungen zu einer fälschlicherweise zu
niedrig berechneten absoluten PCr-Konzentration führen.
Bisher wurde nur in einer Studie die intramuskuläre ATP-Konzentration bei
GSD-V-Patienten direkt gemessen (Lofberg et al., 2001). Es fand sich kein sig-
nifikanter Unterschied im Vergleich zur gesunden Kontrollgruppe. Die Aussage-
kraft dieser Studie ist jedoch eingeschränkt, da nur vier Muskelbiopsate von
GSD-V-Patienten untersucht wurden. Die ATP-Konzentration unter Kreatin-
Diskussion 4.2 Einfluss von Kreatin auf die Maximalkraft 78
Supplementation wurde bisher nicht bestimmt. Es ist daher nicht auszu-
schließen, dass die Einnahme von Kreatin bei der Glykogenose Typ V zu einer
Veränderung der intramuskulären ATP-Konzentration führt. Dieser Frage sollte
in weiteren Studien nachgegangen werden.
Insgesamt deuten der Anstieg des Kreatin-Serumspiegels, die Ergebnisse der
Spektroskopie und die Gewichtszunahme auf eine Erhöhung des Kreatingehalts
der Skelettmuskulatur während der Kreatinphase hin, ohne dass dieser Effekt
direkt am Skelettmuskel nachgewiesen wurde.
4.2 Einfluss von Kreatin auf die Maximalkraft Kreatin führte bei den hier behandelten GSD-V-Patienten zu keiner signifikan-
ten Änderung der maximalen willkürlichen Kraft. In einigen Studien an Gesun-
den hatte die Kreatineinnahme ebenfalls keinen Effekt auf die Maximalkraft
(Bermon et al., 1998;Kreider, 2003;Terjung et al., 2000), meist zeigte sich
jedoch ein Steigerung derselben um durchschnittlich etwa 10 % (Kreider,
2003;Terjung et al., 2000;Wyss & Kaddurah-Daouk, 2000). Es muss allerdings
berücksichtigt werden, dass in der Regel die maximale Kraft bei dynamischer
Belastung gemessen wurde. In dieser Arbeit wurde hingegen die Maximalkraft
bei isometrischer Kontraktion bestimmt. Des Weiteren wurden die meisten Stu-
dien an Gesunden mit Sportlern durchgeführt und beinhalteten ein körperliches
Trainingsprogramm. Die Wirkung physischer Aktivität auf den Kreatinstoff-
wechsel wurde bereits erläutert (siehe 1.3). In dieser Arbeit wurde aufgrund des
Studiendesigns bewusst auf ein körperliches Training verzichtet, um Perioden-
effekte zu vermeiden. Die Vergleichbarkeit dieser Arbeit mit Studien an Gesun-
den ist insgesamt aus vorgenannten Gründen eingeschränkt.
Bei Myopathien führte Kreatin nur in zwei von acht randomisierten und kontrol-
lierten Studien zu einer Steigerung der Maximalkraft. Beide Studien wurden an
Jungen mit X-chromosomal vererbten Dystrophinopathien durchgeführt (Louis
et al., 2003;Tarnopolsky et al., 2004). Zu beachten ist, dass sich die
Ausschüttung von Wachstumsfaktoren und Hormonen bei Kindern von der-
jenigen bei Erwachsenen unterscheidet. Für einige dieser Hormone (Testos-
teron, Schilddrüsen- und Wachstumshormone) konnte ein regulierender Ein-
fluss auf den Kreatinstoffwechsel nachgewiesen werden (Walker, 1979;Wyss &
Diskussion 4.3 Ergebnisse der S-EMG-Messungen 79
Kaddurah-Daouk, 2000). Ein weiterer Aspekt ist die Begleitmedikation, da Kin-
der mit Dystrophinopathien in der Regel symptomatisch mit niedrig-dosierten
Kortikosteroiden behandelt werden. In vier Studien mit erwachsenen Myo-
pathie-Patienten zeigte sich mittels quantitativer Kraftmessungen keine Ände-
rung der Maximalkraft unter Kreatineinnahme (Klopstock et al., 2000;Schneider-
Gold et al., 2003;Tarnopolsky et al., 1997;Walter et al., 2002). An der hier
vorgestellten Studie nahmen nur ein Kind und eine Jugendliche teil, die übrigen
Patienten waren erwachsen. Die gleich bleibende Maximalkraft stimmt mit ent-
sprechenden Kreatinstudien bei anderen Myopathien überein.
4.3 Ergebnisse der S-EMG-Messungen Die vor Therapiebeginn zur Kontrolle durchgeführten S-EMG-Messungen
zeigten bei den GSD-V-Patienten einen im Vergleich zu Gesunden stärkeren
Anstieg der EMG-Amplitude sowohl unter aerober als auch unter anaerober
Belastung. Dieser Effekt ist vorwiegend auf die vermehrte Rekrutierung zusätz-
licher motorischer Einheiten zurückzuführen. Diese ist erforderlich, um den
durch den metabolischen Defekt bedingten stärkeren Abfall der durchschnitt-
lichen Kraft pro Aktionspotential auszugleichen (Zange et al., 2003).
Das EMG-Spektrum verschob sich wie bei Gesunden in einen niedrigeren
Frequenzbereich. Linssen et al. konnten zeigen, dass sich die Geschwindigkeit
der Erregungsausbreitung über das Sarkolemm bei Patienten mit Glykogenose
Typ V im Gegensatz zu Gesunden unter Belastung nicht ändert. Dieses Phä-
nomen wurde zum einen auf die fehlende Laktatbildung zurückgeführt (Linssen
et al., 1990). Als weitere Ursache wurde die vermehrte Rekrutierung schneller
leitender Typ-II-Fasern diskutiert (Zange et al., 2003). Bei gleich bleibender
Leitgeschwindigkeit erklärt sich die belastungsinduzierte Verschiebung des
EMG-Spektrums in einen niedrigeren Frequenzbereich durch die Synchroni-
sation bzw. Gruppierung motorischer Einheiten (siehe 1.4).
In vorangegangen S-EMG-Studien an GSD-V-Patienten wurden vergleichbare
Ergebnisse wie in der hiesigen Arbeit gezeigt (Braakhekke et al.,
1986b;Braakhekke et al., 1986a;Dyken et al., 1967;Linssen et al.,
1990;Vestergaard-Poulsen et al., 1995;Zange et al., 2003). Die hier ange-
wandte S-EMG-Methode ist daher als robust und zuverlässig anzusehen. Sie
ermöglicht die objektive Beurteilung von Therapieeffekten.
Diskussion 4.4 Ergebnisse der 31P-MRS-Messungen 80
In dieser Arbeit zeigte sich unter Kreatineinfluss ein signifikant geringerer
Anstieg der EMG-Amplitude bei isometrischer Belastung. Zur Aufrechterhaltung
der Kraft war demnach eine geringere Zunahme der elektrischen Aktivität erfor-
derlich. Dies deutet auf eine effizientere elektromechanische Kopplung und in-
direkt auf eine geringere Rekrutierung motorischer Einheiten hin. Eine mögliche
Erklärung für diesen Effekt ist der Anstieg der intramuskulären PCr-Konzentra-
tion. Hierdurch stehen dem Energiestoffwechsel der Muskulatur, insbesondere
in der Anfangsphase einer Belastung, mehr energiereiche Phosphatverbin-
dungen zur Rephosphorylierung von ATP zur Verfügung. Die Ermüdung der
innervierten Muskelfasern setzt demzufolge später ein. Dadurch müssen zur
Aufrechterhaltung der Kraft weniger motorische Einheiten rekrutiert werden.
Ein reduzierter Amplitudenanstieg könnte ferner durch eine geringere Verschie-
bung des EMG-Spektrums in einen niedrigeren Frequenzbereich bedingt sein.
Hierfür fanden sich in dieser Arbeit jedoch keine Hinweise, da der Abfall der
Mittenfrequenz durch die Kreatineinnahme nicht beeinflusst wurde.
4.4 Ergebnisse der 31P-MRS-Messungen Der Myophosphorylase-Mangel bei der Glykogenose Typ V führt zu einer Be-
einträchtigung des oxidativen und anaeroben Stoffwechsels, die sich spektro-
skopisch erfassen lässt. Beim Standard-Wadenmuskeltest zeigt sich sowohl
unter aerober als auch unter anaerober Belastung ein im Vergleich zu Gesun-
den stärkerer Abfall des PCr. Zudem ist die PCr-Erholungszeit nach Belastung
verlängert. Außerdem fällt die ATP-Konzentration während der Kontraktions-
phasen signifikant ab, insbesondere unter ischämischen Bedingungen. Auf der
anderen Seite steigt die Konzentration der Phosphomonoester durch die
Deamination von AMP zu Inosinmonophosphat an. Bei Gesunden hingegen
bleibt der intramuskuläre ATP-Gehalt während der Belastungsphasen nahezu
konstant (Zange et al., 2003).
Bei der Planung dieser Arbeit wurde ein Anstieg der intramuskulären PCr-
Konzentration unter der Kreatineinnahme erwartet. Hierfür fanden sich in der 31P-MRS Hinweise, auf die bereits eingegangen wurde. Ferner wurde ange-
nommen, dass es durch den Anstieg der PCr-Konzentration und der dadurch
bedingten Bereitstellung energiereicher Phosphatverbindungen zu einem gerin-
geren Abfall der ATP-Konzentration unter Belastung kommt. Der geringere
Diskussion 4.5 Einfluss von Kreatin auf die klinische Symptomatik 81
ATP-Abfall in der Kreatinphase war in dieser Arbeit jedoch statistisch nicht sig-
nifikant. Eine Veränderung der Konzentrationen von PME und Phosphat ließ
sich ebenfalls nicht nachweisen.
Hierbei ist zu berücksichtigen, dass durch die 31P-MRS die Konzentration von
Phosphormetaboliten in dem gesamten Gewebeausschnitt, der sich im Mess-
bereich der Spule befand, bestimmt wurde. Die Veränderungen während der
Belastungsphasen sind allerdings vorwiegend auf den gesteigerten Stoff-
wechsel der kontrahierenden Muskelfasern zurückzuführen. Diese machten nur
einen Teil der mit der Spektroskopie erfassten Muskelfasern aus, da es sich
lediglich um eine submaximale Belastung mit 30 % der Maximalkraft handelte.
Die Ergebnisse des S-EMG sprechen dafür, dass unter Kreatineinfluss während
der Belastungsphasen weniger motorische Einheiten aktiviert wurden als unter
Plazebo. Gleichzeitig zeigte sich in der Spektroskopie während der Kreatin-
phase ein unveränderter Abfall der Gesamtkonzentration von ATP in dem ge-
messenen Muskelbereich, der sowohl ruhende als auch kontrahierende Mus-
kelfasern enthielt. Dies könnte darauf hindeuten, dass der ATP-Gehalt in dem
Kompartiment der kontrahierenden Muskelfasern während der Belastung stär-
ker abfiel und dieser Effekt dem spektroskopischen Nachweis entgeht.
4.5 Einfluss von Kreatin auf die klinische Symptomatik Belastungsabhängige Myalgien, Muskelkrämpfe und Muskelkontrakturen zählen
zu den typischen klinischen Symptomen der Glykogenose Typ V und führen
neben der vorzeitigen Muskelermüdung zu einer Belastungintoleranz.
In dieser Arbeit nahm überraschenderweise die Beeinträchtigung von Alltags-
aktivitäten unter der Einnahme von Kreatin zu. Außerdem kam es zu einer sig-
nifikanten Zunahme der Muskelschmerzen. Letzterer Effekt war bedingt durch
häufigere Schmerzepisoden, Dauer und Intensität der Myalgien veränderten
sich hingegen nicht.
Diese Effekte wurden bei anderen Myopathien bislang nicht beobachtet. In fünf
Studien, an denen Patienten mit Mitochondriopathien (Klopstock et al.,
2000;Tarnopolsky et al., 1997), Myotoner Dystrophie Typ 1 (Walter et al., 2002),
Proximaler Myotoner Myopathie (Schneider-Gold et al., 2003) und Muskel-
dystrophie Typ Duchenne (Tarnopolsky et al., 2004) teilnahmen, hatte Kreatin
keinen negativen Einfluss auf die erfassten Alltagsaktivitäten. In einer Studie mit
Diskussion 4.5 Einfluss von Kreatin auf die klinische Symptomatik 82
Muskeldystrophie-Patienten zeigte sich sogar eine Verbesserung unter Kreatin
(Walter et al., 2000). Bei der Interpretation dieser Ergebnisse müssen die
genauen Ursachen für die Einschränkungen im Alltag bei den verschiedenen
Myopathien berücksichtigt werden. Bei den Muskeldystrophien stehen die pro-
gredienten Paresen im Vordergrund. Der positive Effekt von Kreatin auf die
Alltagsaktivitäten in der Studie von Walter et al. lässt sich daher am ehesten auf
die ebenfalls beobachtete Steigerung der Muskelkraft zurückführen (Walter et
al., 2000).
Von den GSD-V-Patienten, die an der hier vorgestellten Studie teilnahmen,
hatte dagegen keiner permante Paresen. Es ist daher davon auszugehen, dass
die Beeinträchtigung des Alltags durch Symptome der Belastungsintoleranz
hervorgerufen wurde. Da die vorzeitige körperliche Ermüdung durch Kreatin
nicht messbar beeinflusst wurde ist die negative Wirkung von Kreatin am
ehesten auf die Zunahme der Myalgien zurückzuführen.
Bei Gesunden wurde nur in Einzelfällen von Muskelkrämpfen unter Kreatinein-
nahme berichtet. Als mögliche Ursachen wurden die intrazelluläre Retention
von Flüssigkeit und Elektrolytverschiebungen diskutiert (Greenwood et al.,
2000;Greenwood et al., 2003;LaBotz & Smith, 1999;Terjung et al., 2000).
Greenwood et al. untersuchten in einer 2003 veröffentlichten offenen Studie
den Einfluss von Kreatin auf die Häufigkeit von Muskelkrämpfen bei 72 Foot-
ball-Spielern. Es zeigte sich, dass bei den Sportlern in der Kreatingruppe wäh-
rend der mehrmonatigen Supplementationszeit signifikant weniger Muskel-
krämpfe auftraten als bei den Probanden der Kontrollgruppe (Greenwood et al.,
2003). Auch bei verschiedenen Muskelerkrankungen traten unter Kreatin nur in
Einzelfällen Myalgien und Muskelkrämpfe auf (Klopstock et al., 2000;Schneider-
Gold et al., 2003;Tarnopolsky & Martin, 1999).
Zusammengefasst sind Muskelschmerzen und Muskelkrämpfe nur selten auf-
tretende Nebenwirkungen einer Kreatin-Supplementation. Der zugrunde liegen-
de Pathomechanismus sowie prädisponierende Faktoren sind bisher nicht aus-
reichend geklärt (Greenwood et al., 2003). Das häufigere Auftreten von
Myalgien bei Patienten mit Glykogenose Typ V deutet darauf hin, dass ein
Zusammenhang zwischen der Zunahme der Schmerzsymptomatik und der
Pathophysiologie der Erkrankung besteht.
Diskussion 4.5 Einfluss von Kreatin auf die klinische Symptomatik 83
Muskelschmerzen treten bei Patienten mit Glykogenose Typ V in zeitlichem
Zusammenhang mit isometrischer und intensiver dynamischer Belastung auf.
Bei Gesunden greift die Muskulatur unter diesen Bedingungen auf Glykogen als
Substrat des anaeroben und oxidativen Energiestoffwechsels zurück. Bei der
GSD V hingegen ist der Glykogenabbau durch die fehlende bzw. reduzierte
Aktivität der Myophosphorylase gehemmt. Der dadurch bedingte Substrat-
mangel kann durch andere Stoffwechselwege nicht vollständig kompensiert
werden. Es kommt daher zu einem Abfall der ATP-Konzentration und zu einem
Anstieg von ADP und Phosphat. Diese Effekte lassen sich spektroskopisch
nachweisen (DiMauro et al., 2002;Zange et al., 2003). Eine unzureichende
Bereitstellung von ATP für den kontraktilen Apparat reicht jedoch zur Erklärung
der Belastungsintoleranz alleine nicht aus (Edwards & Wiles, 1981;Rowland et
al., 1965). Es werden vielmehr zusätzliche komplexe Störungen kontraktiler
Proteine, der intrazellulären Ca2+-Homöostase, sowie eine Dysbalance
zwischen Energiebereitstellung und ATP-verbrauchenden Prozessen der
Skelettmuskulatur vermutet (DiMauro et al., 2002;Vorgerd, 1999).
Neben den biochemischen Auswirkungen des Stoffwechseldefektes werden bei
der GSD V auch Veränderungen der Schmerzenstehung auf nozizeptiver
Ebene und Störungen der Schmerzverarbeitung angenommen. Über welche
Mechanismen es bei der Glykogenose Typ V zu einer Aktivierung der in der
Muskulatur und den Sehnen lokalisierten nozizeptiven Nervenfasern kommt
wurde bisher nicht systematisch untersucht. Nozizeptoren werden durch
mechanische und chemische Stimuli erregt. Die erhöhte CK-Konzentration im
Serum bei Patienten mit GSD V deutet auf eine strukturelle Schädigung von
Muskelfasern bzw. eine (temporäre) Störung der Integrität des Sarkolemms hin.
Wahrscheinlich kommt es dadurch zu einer Freisetzung verschiedener Nozi-
zeptoren-erregender Substanzen aus dem Zellinneren in das Interstitium. Eine
weitere mögliche Ursache ist die Ausschüttung von analgetisch wirksamen
Zytokinen, Kininen, Prostaglandinen, Leukotrienen und schmerzverstärkenden
Mediatoren aus Myozyten und Immunzellen (Hedenberg-Agnusson et al.,
2001;Le Bars & Adam, 2002;Tomiya et al., 2004). Bei Muskelkontrakturen ist
ferner eine mechanische Erregung der Nozizeptoren durch Verkürzung und
Schwellung der Muskulatur sowie durch Dehnung der Sehnen anzunehmen.
Diskussion 4.5 Einfluss von Kreatin auf die klinische Symptomatik 84
In dieser Arbeit zeigte sich anhand der Tagebucheintragungen der Patienten
eine deutliche Verschlechterung der Belastungsintoleranz unter der Kreatinein-
nahme. Die elektromyographischen Messungen ergaben hingegen eine Ver-
besserung der elektromechanischen Kopplung, die am ehesten auf eine ver-
minderte Rekrutierung motorischer Einheiten zurückzuführen ist. Daher besteht
scheinbar ein Widerspruch zwischen der Zunahme der klinischen Beschwerden
und den Ergebnissen des S-EMG. Dieser lässt sich auflösen, wenn eine Beein-
trächtigung von metabolischen Kompensationsmechanismen in Betracht gezo-
gen wird, die zu einem gesteigerten Verbrauch der Energiereserven der kontra-
hierenden Muskelfasern führt. Dadurch würde auch erklärt, warum sich unter
Belastung trotz einer geringeren Anzahl von aktivierten motorischen Einheiten
spektroskopisch die gleichen Veränderungen wie unter Plazebo zeigten. Zange
et al. vermuteten bereits aufgrund von spektroskopischen und elektro-
myographischen Studien, dass bei der GSD V die metabolische Erschöpfung
einzelner Muskelfasern zu einer Beeinträchtigung der Kontraktion des gesam-
ten Muskels führt. Sie sahen darin die Ursache für die vorzeitige Muskel-
ermüdung und das Auftreten von schmerzhaften Muskelkontrakturen (Zange et
al., 2003). Die Verstärkung dieses Effektes durch die hochdosierte Einnahme
von Kreatin ist eine mögliche Erklärung für die Zunahme der Belastungs-
intoleranz.
Zu den Kompensationsmechanismen, die bei der Glykogenose Typ V einer
metabolischen Erschöpfung entgegenwirken, zählt unter anderem die Aktivie-
rung der AMP-aktivierten Proteinkinase (AMPK). Die AMPK-Kaskade wird
durch einen Abfall des intrazellulären ATP/AMP-Verhältnisses aktiviert. Sie
wirkt durch eine Regulation von anabolen und katabolen Stoffwechselwegen
einem weiteren ATP-Abfall entgegen (Hardie et al., 1999;Hardie et al., 2003).
Bei der Glykogenose Typ V steigt die Aktivität der intramuskulären AMPK unter
Belastung stärker an als bei Gesunden (Nielsen et al., 2002). Eine Beeinträchti-
gung dieser Anpassungsreaktion durch die Supplementation von Kreatin ist
durch Interaktionen zwischen dem Kreatin/PCr/CK-System und der AMPK
möglich:
PCr ist ein allosterischer Inhibitor der AMPK (Winder, 2001). Kreatin hat keinen
direkten Einfluss auf die Aktivität der AMPK, verhindert jedoch die Hemmung
der AMPK-Aktivität durch PCr. Dieser Effekt ist allerdings pH-abhängig. Bei
Diskussion 4.5 Einfluss von Kreatin auf die klinische Symptomatik 85
Gesunden führt der Abfall des intrazellulären pH-Wertes bei Belastung dazu,
dass die PCr-bedingte Hemmung der AMPK-Aktivität nahezu vollständig durch
Kreatin aufgehoben wird. Bei der Glykogenose Typ V hingegen nimmt die Inhi-
bition der AMPK durch PCr aufgrund des Anstiegs des pH-Wertes zu (Ponticos
et al., 1998).
Der Effekt einer Kreatin-Supplementation auf die Aktivität der AMPK wurde bei
der GSD V bisher nicht untersucht. Es ist anzunehmen, dass ein Anstieg der
intramuskulären PCr-Konzentration zu einer stärkeren Inhibition der AMPK
unter Belastung führt. Dies könnte indirekt zu einem stärkeren Abfall der intra-
zellulären ATP-Konzentration beitragen und dadurch die Belastungsintoleranz
verstärken. Zur Überprüfung dieser Theorie sind jedoch weitere Studien erfor-
derlich.
Neben einer Beeiträchtigung des muskulären Energiemetabolismus ist auch der
Einfluss von Kreatin auf den Fettstoffwechsel als Ursache der Beschwerde-
zunahme in Betracht zu ziehen. Die Muskulatur von GSD-V-Patienten greift
insbesondere bei länger anhaltender Belastung vermehrt auf Triglyceride aus
dem Serum zurück, um die Hemmung der Glykogenolyse zu kompensieren.
Diese Form der Belastung wurde im Rahmen dieser Arbeit nicht näher unter-
sucht.
In einer vorangegangen Studie zeigte sich bei einem GSD-V-Patienten eine
Steigerung der Muskelleistung durch eine fettreiche Diät. Dieser Effekt wurde
auf einen Anstieg der freien Fettsäuren im Serum zurückgeführt (Viskoper et al.,
1975). Andererseits wurde die Verschlechterung der Ausdauerleistung nach
Einnahme verzweigtkettiger Aminosäuren durch eine Senkung der Serum-
konzentration der Triglyceride erklärt (MacLean et al., 1998).
In dieser Arbeit wurden die freien Fettsäuren im Serum nicht bestimmt. Kreatin
führte jedoch bei Patienten mit Hypercholesterinämie zu einer Senkung des
Triglycerid-Spiegels im Serum um etwa 25 % (Earnest et al., 1996). Es gibt
somit Hinweise dafür, dass Kreatin direkt oder indirekt den Fettstoffwechsel
beeinflusst. Dies könnte bei Patienten mit Glykogenose Typ V den Mangel an
Substraten für den Energiestoffwechsel verstärken und zur Verschlechterung
der Belastungsintoleranz beitragen.
Diskussion 4.6 Fazit 86
In der Pilotstudie erhielten die GSD-V-Patienten Kreatin in einer niedrigeren
Dosierung (Vorgerd et al., 2000). Hierunter gab nur einer von neun Patienten
auf der Muscle Cramp Scale (MCS) häufigere Muskelkrämpfe im Vergleich zur
Plazebophase an. Die Skala der MCS unterschied allerdings nur zwischen:
keine Krämpfe, weniger als ein Krampf pro Woche, zwei bis sieben Krämpfe pro
Woche und mehr als sieben Krämpfe pro Woche. Die Sensitivität des MCS ist
daher nicht mit den in dieser Arbeit eingesetzten Tagesprotokollen zu
vergleichen. Zudem fand die Befragung retrospektiv am Ende der Studien-
phasen statt.
Die Probanden der Pilotstudie wurden jedoch zusätzlich nach ihrem subjektiven
Empfinden befragt. Die Angaben erfolgten wie bei der MCS retrospektiv.
Hierbei gaben fünf von neun Patienten einen Rückgang der Schmerzintensität
und vier Patienten eine geringere Schmerzfrequenz unter Kreatin an. In der
Plazebophase hatten nur zwei Patienten subjektiv mildere und ein Patient
seltener Muskelschmerzen. Die Aussagekraft dieser Ergebnisse ist aufgrund
der Methodik und der geringen Probandenzahl eingeschränkt. Es lässt sich
allerdings nicht ausschließen, dass Kreatin in niedriger Dosierung zu einer
Besserung der Myalgien führt. Eine endgültige Stellungnahme zum Einsatz von
Kreatin bei der Glykogenose Typ V ist daher erst nach Überprüfung dieser
Ergebnisse bzw. nach Durchführung einer Dosisfindungsstudie möglich.
4.6 Fazit Die Glykogenose Typ V ist eine seltene, erbliche Stoffwechselerkrankung der
Skelettmuskulatur, für die bislang keine kausale Therapie existiert. Im Vorder-
grund der klinischen Symptomatik stehen Zeichen der Belastungsintoleranz in
Form von Schmerzen, Verkrampfungen, Steifigkeit und vorzeitiger Ermüdung
der beanspruchten Muskulatur. Eine Therapie sollte daher eine Besserung
dieser Beschwerden bewirken.
Kreatin führte in einer Dosierung von 150 mg pro Kilogramm Körpergewicht bei
den Patienten zu einem Anstieg der Kreatinkonzentration im Serum. Ferner
fanden sich Hinweise auf eine Erhöhung des Kreatingehalts der Muskulatur.
Elektromyographisch zeigte sich unter isometrischer Belastung eine effizientere
elektromechanische Kopplung. Ein Einfluss auf belastungsinduzierte Verände-
rungen des Energiestoffwechsels ließ sich spektroskopisch nicht nachweisen.
Diskussion 4.6 Fazit 87
Andererseits bewirkte Kreatin eine Verschlechterung der klinischen Beschwer-
desymptomatik. Diese war bedingt durch eine Zunahme der Myalgien und eine
stärkere Beeinträchtigung von Alltagsaktivitäten. Möglicherweise führt die
Kreatineinnahme zu einer Störung von metabolischen Kompensations-
mechanismen, die dem Ausgleich der gehemmten Glykogenolyse dienen. Zur
Aufklärung der zugrunde liegenden Pathomechanismen sind weitere Studien
erforderlich.
Aufgrund der negativen Wirkung auf klinische Parameter kann eine Therapie
der Glykogenose Typ V mit Kreatin in der eingesetzten Dosierung nicht
empfohlen werden.
5 Zusammenfassung
Die Glykogenose Typ V ist eine seltene metabolische Myopathie, bei der Muta-
tionen im Myophosphorylase-Gen zu einer Hemmung des Glykogenabbaus in
der Skelettmuskulatur führen. Die Klinik ist geprägt durch Zeichen der Belas-
tungsintoleranz in Form von Myalgien, vorzeitiger Ermüdung, Steifigkeit und
Schwäche der beanspruchten Muskulatur. Eine kausale Therapie ist bislang
nicht möglich.
Die Einnahme von Kreatin führt bei Gesunden zu einer Steigerung der Muskel-
leistung. Diese wird auf eine Bereitstellung energiereicher Phosphat-verbin-
dungen für den intramuskulären Energiemetabolismus und auf eine Erhöhung
der fettfreien Masse zurückgeführt.
In einer Pilotstudie wurde erstmals die Wirkung von Kreatin bei der Glykoge-
nose Typ V untersucht. Neun Patienten erhielten während der Verumphase in
der ersten Woche täglich 150 mg und im Anschluss über vier Wochen täglich
60 mg Kreatin pro Kilogramm Körpergewicht. Hierunter zeigten sich eine
Steigerung der Muskelleistung und eine Besserung der klinischen Beschwer-
den.
In dieser Arbeit wurden im Rahmen einer doppelblinden, Plazebo-kontrollierten
crossover-Studie die Ergebnisse der Pilotstudie an einem größeren Patienten-
kollektiv überprüft. 19 Patienten mit genetisch gesicherter GSD V erhielten in
der Verumphase fünf Wochen lang 150 mg Kreatin pro Kilogramm Körper-
gewicht. Während der Supplementationsphasen führten die Patienten ein
Tagebuch über Muskelschmerzen, Beeinträchtigungen im Alltag und vorzeitige
Muskelermüdung. Am Ende der jeweiligen Studienphasen fanden elektro-
myographische und spektroskopische Messungen bei aerober und anaerober
isometrischer, submaximaler Belastung statt.
Unter der Kreatineinnahme kam es zu einem Anstieg der Kreatinkonzentration
im Serum. Die Gewichtszunahme unter Kreatin und der spektroskopsch mess-
bare Anstieg der PCr-Konzentration in der Erholungsphase nach stattgehabter
Belastung deuten auf eine Erhöhung des intramuskulären Kreatingehalts hin.
Im S-EMG zeigte sich unter isometrischer Belastung ein geringerer Anstieg der
EMG-Amplitude als Hinweis für eine effizientere elektromechanische Kopplung.
Zusammenfassung 89
Die Kreatineinnahme hatte keinen Einfluss auf den Abfall der ATP- und PCr-
Konzentration während der jeweiligen Belastungsphasen. Der Anstieg von PME
und anorganischem Phosphat blieb ebenfalls unverändert. Anhand der Tage-
bucheinträge konnte eine Zunahme der Muskelschmerzen und eine stärkere
Beeinträchtigung von Alltagsaktivitäten nachgewiesen werden. Möglicherweise
führt die Kreatineinnahme zu einer Störung von metabolischen Kompensati-
onsmechanismen, die dem Ausgleich der gehemmten Glykogenolyse dienen.
Die Aufklärung der zugrunde liegenden Pathomechanismen erfordert weitere
Studien.
Aufgrund der negativen Wirkung auf klinische Parameter kann eine Therapie
der Glykogenose Typ V mit Kreatin in der eingesetzten hohen Dosierung nicht
empfohlen werden.
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7 Anhang
Tagebucheintragungen und Laborergebnisse der Patienten (G1-20):
Phase A Phase B Phase A Phase B Phase A Phase B
G01 8,4 1,4 6,2 4,4 83,3 7,7G02 0,3 0,3 4,5 4,0 4,9 6,3G05 0,2 0,1 5,0 4,0 4,2 1,6G07 1,7 0,1 2,8 2,8 12,0 0,8G08 6,6 4,5 5,3 3,7 76,7 31,6G12 0,2 0,1 2,7 3,0 1,5 0,4G13 1,1 0,9 3,9 3,9 11,1 8,3G16 0,4 0,4 6,1 5,8 12,5 10,9G17 1,1 1,0 3,3 2,8 7,0 2,9G20 1,1 1,1 3,3 2,1 7,7 4,4
G03 0,3 0,7 3,9 4,2 2,2 5,3G04 2,2 2,4 5,1 5,5 42,2 54,7G06 1,4 2,3 2,6 2,5 6,1 11,5G11 1,5 1,7 2,6 2,0 6,4 5,3G14 0,5 1,0 4,8 4,9 5,6 10,8G15 0,3 0,0 3,9 10,0 1,5 1,5G18 0,2 0,2 3,3 3,4 1,8 2,2
Gruppe 1
Schmerzepisoden (Myalgien)
Gruppe 2
Anzahl pro Tag Intensität [NRS, 1-10] Schmerzfaktor
NRS: numerische Ratingskala; Phase A, Phase B: Studienphasen.
Ph. A Ph. B Ph. A Ph. B Ph. A Ph. B Ph. A Ph. B Ph. A Ph. B
G01 44 78 52 17 4 2 1 2 0 0G02 0 0 36 0 36 10 0 0 27 90G05 0 0 0 0 0 33 33 0 67 67G07 17 0 57 75 7 0 14 25 5 0G08 21 36 45 42 27 23 6 0 0 0G12 29 0 57 100 0 0 0 0 14 0G13 11 23 54 55 22 13 11 6 3 3G16 0 0 0 0 0 0 0 8 100 92G17 81 97 0 3 0 0 6 0 11 0G20 3 36 95 36 0 0 0 0 3 28
G03 33 33 44 63 22 4 0 0 0 0G04 0 0 11 2 33 26 29 37 27 35G06 66 25 28 66 0 4 2 4 4 1G11 48 58 44 39 8 0 0 0 0 4G14 12 0 53 88 24 6 12 6 0 0G15 78 0 11 0 0 0 11 0 0 100G18 29 13 29 63 29 13 14 0 0 13
Gruppe 1
5-10 Minuten 10-60 Minuten > 60 MinutenKrampfdauer [% der Schmerzepisoden]
Gruppe 2
< 1 Minute 1-5 Minuten
Ph. A: Studienphase A; Ph. B: Studienphase B
Literaturverzeichnis 107
Phase A Phase B Phase A Phase B
G01 4,9 3,3 5,2 3,2G02 1,3 2,1 1,5 1,7G05 3,3 3,4 3,7 2,8G07 2,2 1,0 2,9 1,1G08 8,0 5,1 8,1 5,1G12 1,3 1,2 1,4 1,2G13 2,1 2,2 3,3 2,9G16 3,1 2,3 3,2 2,9G17 3,9 2,9 4,1 3,0G20 2,6 1,6 2,1 1,5
G03 4,9 2,7 2,3 2,1G04 5,1 5,9 5,4 5,9G06 1,2 1,0 1,2 1,1G11 2,9 1,4 1,2 1,2G14 5,6 5,7 5,1 5,2G15 5,2 5,3 5,0 5,1G18 1,3 2,2 1,3 2,2
Gruppe 2
Gruppe 1
Vorzeitige körperlicheErmüdung [NRS, 1-10]
Beeinträchtigung vonAlltagsaktivitäten [NRS, 1-10]
NRS: numerische Ratingskala; Phase A, Phase B: Studienphasen.
Phase A Phase B Phase A Phase B
G01 146,6 45,3 927 1588G02 705,5 42,2 547 1319G05 333,7 30,0 476 1187G07 1118,5 50,6 918 511G08 761,7 18,0 1119 132G12 503,6 23,6 257 1054G13 296,4 44,1 6720 1412G16 344,1 57,7 419 590G17 272,3 101,3 248 815G20 725,8 30,8 1243 589
G03 40,8 1649,0 868 584G04 29,9 633,8 213 197G06 33,6 425,0 253 453G11 49,7 838,2 563 770G14 28,6 447,8 262 865G15 39,0 381,2 91 1570G18 26,2 481,6 1994 4440
Kreatinkonzentration im Serum [µmol/L]
Kreatinkinasekonzentration im Serum [U/L]
Gruppe 2
Gruppe 1
Phase A, Phase B: Studienphasen.
Literaturverzeichnis 108
Testung auf Normalverteilung, Carry-over- und Periodeneffekte:
Klinische ParameterGruppe 1Diff. A-B
Gruppe 2Diff. A-B
Carry-over-EffektAG1+BG1:AG2+BG2
PeriodeneffektAG1-BG1:BG2-AG2
Schmerzepisoden
Mittlere tägliche Anzahl 0,08 0,99 0,86 0,59
Mittlere Intensität [1-10] 0,86 0,13 0,60 0,69
Dauer [% der Episoden]
< 1 Minute 0,84 0,73 0,50 0,21
1 - 5 Minuten 0,49 0,81 0,88 0,44
5 - 10 Minuten 0,22 0,90 0,66 0,13
10 - 60 Minuten 0,40 0,84 0,65 0,25
> 60 Minuten 0,19 0,19 0,33 0,15
Schmerzfaktor 0,15 0,92 0,99 0,43
Vorzeitige körperlicheErmüdung [1-10] 0,86 0,76 0,36 0,11
Beeinträchtigung vonAlltagsaktivitäten [1-10] 0,84 0,73 0,78 0,08
Kolm.-Smir.-Test (p-Werte) p-Werte
Kolm.-Smir.-Test: Kolmogorov-Smirnow-Test; A, B: Studienphasen; G1, G2: Patientengruppen.
LaborparameterGruppe 1Diff. A-B
Gruppe 2Diff. A-B
Carry-over-EffektAG1+BG1:AG2+BG2
PeriodeneffektAG1-BG1:BG2-AG2
Kreatinkonzentration im Serum [µmol/L] 0,76 0,72 0,38 0,33Kreatinkinasekonzentration im Serum [U/L] 0,46 0,76 0,75 0,71
Kolm.-Smir.-Test (p-Werte) p-Werte
Kolm.-Smir.-Test: Kolmogorov-Smirnow-Test; A,B: Studienphasen; G1, G2: Patientengruppen.
Literaturverzeichnis 109
S-EMG-ParameterMittenfrequenz (MF)
M. gastrocnemius lateralis
aerobe Belastung [%/Min] 0,68 0,97 0,89 0,60
Entspannung [% initiale Bel.]
nach 1 Minute 0,94 0,59 0,97 0,76
nach 2 Minuten 0,77 0,99 0,86 0,09
nach 3 Minuten 1,00 1,00 0,35 0,69
nach 4 Minuten 0,93 1,00 0,74 0,11
nach 5 Minuten 0,97 1,00 0,65 0,25
nach 6 Minuten 0,97 0,78 0,52 0,25
M. gastrocnemius medialis
aerobe Belastung [%/Min] 0,99 0,79 0,68 0,07 Entspannung [% initiale Bel.]
nach 1 Minute 1,00 1,00 0,11 0,48
nach 2 Minuten 0,81 1,00 0,14 0,15
nach 3 Minuten 0,72 0,99 0,69 0,62
nach 4 Minuten 0,56 0,90 0,86 0,58
nach 5 Minuten 0,59 0,62 0,55 0,52
nach 6 Minuten 0,21 0,78 0,84 0,42
Root Mean Square (RMS)
M. gastrocnemius lateralis
aerobe Belastung [%/Min] 0,56 0,91 0,18 0,51
Entspannung [% initiale Bel.]
nach 1 Minute 0,77 0,62 0,46 0,12
nach 2 Minuten 0,34 0,93 0,89 0,83
nach 3 Minuten 0,95 0,97 0,51 0,85
nach 4 Minuten 0,60 0,95 0,36 0,83
nach 5 Minuten 0,93 1,00 0,88 0,75
nach 6 Minuten 1,00 0,98 0,46 0,84
M. gastrocnemius medialis
aerobe Belastung [%/Min] 0,76 0,98 0,52 0,80
Entspannung [% initiale Bel.]
nach 1 Minute 0,96 1,00 0,30 0,41
nach 2 Minuten 0,82 0,82 0,06 0,61
nach 3 Minuten 0,90 0,98 0,09 0,41
nach 4 Minuten 0,59 0,94 0,14 0,25
nach 5 Minuten 0,55 0,86 0,18 0,39
nach 6 Minuten 0,18 0,97 0,23 0,33
PeriodeneffektAG1-BG1:BG2-AG2
p-Werte
Mittelwerte ± Standardabweichung
Gruppe 1Diff. A-B
Kolm.-Smir.-Test (p-Werte)Gruppe 2Diff. A-B
Carry-over-EffektAG1+BG1:AG2+BG2
S-EMG: Oberflächen-Elektromyographie; Kolm.-Smir.-Test: Kolmogorov-Smirnow-Test; A, B: Studienphasen; G1, G2: Patientengruppen.
Literaturverzeichnis 110
31P-MRS ParameterMaximalkraft 1,00 0,66 0,25 0,60KZI [N/min]
aerobe Belastung 0,97 0,89 0,77 0,06 anaerobe Belastung 1,00 0,43 0,16 0,31PCr [mmol/L]
Ruhe 1,00 0,79 0,86 1,00 aerobe Belastung 0,97 0,94 0,16 0,72 Erholungsph. 1 0,82 0,93 0,82 0,96 anaerobe Belastung 0,78 0,99 0,17 0,55 Erholungsph. 2 0,99 0,75 0,93 0,84PCr [%PCri]
aerobe Belastung 1,00 0,81 0,12 0,52 Erholungsph. 1 0,84 0,65 0,36 0,89 anaerobe Belastung 0,49 0,97 0,11 0,63 Erholungsph. 2 0,76 0,82 0,79 0,80ATP [mmol/L]
aerobe Belastung 0,94 0,95 0,83 0,71 Erholungsph. 1 0,77 0,98 0,34 0,40 anaerobe Belastung 0,99 0,84 0,47 0,23 Erholungsph. 2 0,89 0,63 0,33 0,14ATP [%PCri]
Ruhe 0,98 0,98 0,78 0,93 aerobe Belastung 0,79 0,98 0,85 0,83 Erholungsph. 1 0,33 0,97 0,53 0,36 anaerobe Belastung 0,96 1,00 0,46 0,25 Erholungsph. 2 0,94 0,91 0,46 0,31PCr/ATP
Ruhe 0,96 0,80 0,90 0,94 aerobe Belastung 0,92 0,98 0,98 0,79 Erholungsph. 1 0,69 0,89 0,61 0,55 anaerobe Belastung 0,99 0,95 0,54 0,09 Erholungsph. 2 0,98 0,90 0,64 0,05PCr-Erholung [s]
Erholungsph. 1 0,99 0,55 0,52 0,06 Erholungsph. 2 0,53 0,79 0,69 0,09
p-WerteMittelwerte ± Standardabweichung
Kolm.-Smir.-Test (p-Werte)Gruppe 2Diff. A-B
Gruppe 1Diff. A-B
Carry-over-EffektAG1+BG1:AG2+BG2
PeriodeneffektAG1-BG1:BG2-AG2
31P-MRS: 31Phosphor-Magnetresonanzspektroskopie; Kolm.-Smir.-Test: Kolmogorov-Smirnow-Test; A,B: Studienphasen; G1, G2: Patientengruppen; KZI: Kraft-Zeit-Integral; PCr: Phophokreatin; ATP: Adenosintriphosphat.
Literaturverzeichnis 111
31P-MRS ParameterPi [mmol/L]
Ruhe 0,73 0,99 0,63 0,96 aerobe Belastung 0,97 0,99 0,18 0,26 Erholungsph. 1 0,78 0,85 0,12 0,86 anaerobe Belastung 0,95 0,53 0,31 0,30 Erholungsph. 2 0,84 0,39 0,15 1,00Pi [%PCri]
Ruhe 0,31 0,77 0,73 0,74 aerobe Belastung 0,39 0,75 0,15 0,26 Erholungsph. 1 0,92 0,77 0,19 0,65 anaerobe Belastung 1,00 0,94 0,24 0,38 Erholungsph. 2 0,69 0,75 0,06 0,85PME [mmol/L]
Ruhe 1,00 0,87 0,23 0,96 aerobe Belastung 0,96 0,44 1,00 0,54 Erholungsph. 1 0,92 0,96 0,19 0,11 anaerobe Belastung 0,99 0,96 0,62 0,70 Erholungsph. 2 0,98 0,92 0,15 0,26PME [%PCri]
Ruhe 0,98 0,73 0,22 0,81 aerobe Belastung 0,98 0,29 1,00 0,35 Erholungsph. 1 0,85 1,00 0,21 0,06 anaerobe Belastung 1,00 0,72 0,74 0,50 Erholungsph. 2 0,98 0,85 0,35 0,23
Mittelwerte ± StandardabweichungKolm.-Smir.-Test (p-Werte) p-WerteGruppe 1Diff. A-B
Gruppe 2Diff. A-B
Carry-over-EffektAG1+BG1:AG2+BG2
PeriodeneffektAG1-BG1:BG2-AG2
31P-MRS: 31Phosphor-Magnetresonanzspektroskopie; Kolm.-Smir.-Test: Kolmogorov-Smirnow-Test; A,B: Studienphasen; G1, G2: Patientengruppen; Pi: anorganisches Phosphat; PME: Phosphomonoester.
8 Danksagung
Ich bedanke mich bei allen, die mich bei der Fertigstellung der Dissertation
unterstützt haben, insbesondere bei
meinem Doktorvater Herrn PD Dr. M. Vorgerd, Oberarzt der Neurologischen
Universitätsklinik, BG-Kliniken Bergmannsheil, für die Überlassung des
Themas, die hervorragende Betreuung meiner Doktorarbeit und die Unter-
stützung meiner weiteren wissenschaftlichen Arbeiten,
Herrn Prof. Dr. A. Luttmann, Herrn PD Dr.-Ing. M. Jäger und Herrn J. Voß,
Institut für Arbeitsphysiologie an der Universität Dortmund, für die Unterstützung
bei der Auswertung und Diskussion der S-EMG-Messungen,
Herrn Dr. J. Zange und Herrn Dr. K. Müller, Deutsches Zentrum für Luft- und
Raumfahrttechnik e.V., für die gute Zusammenarbeit bei der Durchführung,
Analyse und Diskussion der 31P-MRS-Messungen
und den GSD-V-Patienten, die an der Studie teilnahmen.
Lebenslauf
Persönliche Daten Name: Rudolf Andre Kley geboren am: 01.04.1975 Wohnort: Scharpenseelstr. 205, 44879 Bochum Telefon: 0234-9719220 (privat), 0234-3023613 (dienstlich) Geburtsort: Duisburg Familienstand: ledig Nationalität: Deutsch
Schulausbildung 08/1981 – 06/1985 GGS Heinrich-Bongers-Straße, Duisburg
08/1985 – 06/1994 Max-Planck-Gymnasium, Duisburg
Zivildienst 08/1994 – 10/1995 MSHD, DRK Duisburg
Studium 10/1995 Beginn des Studiums der Humanmedizin an der
Ruhr-Universität Bochum
08/1997 Ärztliche Vorprüfung
08/1998 1. Abschnitt der Ärztlichen Prüfung
03/2001 2. Abschnitt der Ärztlichen Prüfung
04/2002 3. Abschnitt der Ärztlichen Prüfung
Beruf 11/2002 – 04/2004 Arzt im Praktikum in der Neurologischen Universitätsklinik
der BG-Kliniken Bergmannsheil Bochum
seit 05/2004 Assistenzarzt in der Neurologischen Universitätsklinik der
BG-Kliniken Bergmannsheil Bochum
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