Zur Bestimmung von Isonicotinsäurehydrazid

70 Bericht: Spezielle analytische 1Kethoden.

des Gesamtgehaltes an den drei Stoffen, aber nieht zu ihrer Unterseheidung an- gewandt werden.

W. C. ELLEI~BOGEI~, E. S. RUMP, P .A . GEARr und !Vl. BURKE 1 untersuehten vergleiehend verschiedene Methoden zur quantitativen Bestimmung yon Khellin und Visnagin allein und nebeneinander. (Khellolglucosid kann wegen seiner Un- 15slichkeit leicht vorher abgetrennt werden.) Die in der Literatur beschriebenen eolorimetrischen Methoden mit starker Lauge oder S~Lure geben schleeht reprodu- zierbare Werte und gestatten nieht Khellin und Visnagin zu unterscheiden. Gute l=~esultate liefern dagegen die Infrarot-, Ultraviolett- und polarographisehe Methode, fiir welche Einzelheiten angegeben werden. Die Reproduzierbarkeit betr~gt bei den beiden ]etzten 1Kethoden 4- 2%. Wegen der Einfachheit der Ausfiihrung wird die sehon oben angegebene UV-Methode vorgezogen.

Uber die polarographische Bestimmung yon Khellin in ~lutserum berichten M. M. Bt~gK~, T. L. FL.~W_G~lV, 1~. L. YOI~G, S. D. BAII~Y und A. E. HElVJtING ~. Khellin wfl'd an der Tropfkathode so empfindlich reduziert 1, 3 dab der Naehweis yon weniger als 10 #g/ml auf im Mittel 90% genau mSglich ist. Zur Analyse werden 2 ml Serum zusammen mit 25 ml reinstem 95% igem ~thanol gemischt. Nach 15 rain wird zentrifugiert und die Proteinfallung nach Dekantieren zweimal mit je 5 ml Alkohol naehgewaschen. Alle Filtrate werden vereinigt und unter bewegter Luft bei 60 ~ C auf dem Wasserbad auf 3 ml eingeengt. Etwa noch bei Eiskiihlung ausgefalle- nes Eiweil3 wird aberma]s durch Zentrifugieren entfernt und mit auf 5 ~ C gekiihltem Alkohol naehgewaschen. Die ldare Fliissigkeit wird im Schiitteltrichter mit 80 ml Wasser versetzt und sodann dreimal 3 rain mit 10, 7 und 6 ml Chloroform durch ]eichtes Sehiitteln extrahiert, wobei jewefls mindestens 20 rain ~uf die Klarung der Fliissigkeitsschichten gewartet wird. Die Chloroformextrakte werden bei 60~ in bewegter Luft eingedampft. Der trockene Riiekstand wird mit 0,60 ml destilliertem Wasser aufgenommen. Grundsatzlich wird vor jeder Analyse 1 ml einer Khellin- StammlSsung (40/~g/ml) zugesetzt, wodurch der Nachweis selbst kleinster Mengen genauer wird. Um sicher zu stellen, dull alles Khellin aus dem Rtickstand gelSst wird, erw~rmt man dalm noeh im verschlossenen Gefall. 57aeh Abkfihlen wird die LSsung durch einen Glasfiltertiegel gegeben und 1,0 ml dieser LSsung zusammen mit 0,25 ml 0,1 n TetraathylammoniumhydroxydlSsung l0 rain mit Stickstoff be- ltiftet. Naeh spatestens 5 min wird polarographiert (Capillarkonstante 1,731 rag% sec-~/,, yon - - 0,9 bis - - 2,0 V). Die StufenhShe bei - - 1,5 V (gegen die gesattigte Kalomelelektrode gemessen) ist der Konzentration zwisehen 20 und 80 #g/ml streng linear proportional. Bei einem Gehalt yon etwa 10 #g je ml betragt der Fehler 4- 5%, bei etwa nur 1 #g je ml 4- 40%. K. CRUS~.

Zur Bestimmung yon Isonicotinsiiurehydrazid gibt J . F. ALIcz~o ~ zwei titri- metrisehe Verfahren an. 1. Acidimetrische MethodeS: 3--5 mg der Probe werdcn in 5 ml Eisessig gelSst und mit 0,01 n Perehlorsaure in Eisessig unter Verwendung yon Kristallviolett als Indicator oder potentiometrisch titriert. Im letzten ]Fall entsteht besonders bei Zugabe yon Dioxan ein scharfer Knick in der Titrations- kurve. Blindproben mit den Reagenzien sind stets durchzufiihren. 1 mg Isonieotin- saurehydrazid ~ 1,46 In] 0,01 n Perchlorsaure. 2. Jodometrische Methode: 2 ~ mg Probe werden in 10--20 ml Wasser gelSst und mit einem iJberschuB an 0,01 n

1 j . Amer. pharmae. Assoc., sci. Edit. 40, 287 (1951). 2 j . Amer. pharmae. Assoc., sci. Edit. 41, 379 (1952). 3 BAILEY, S. D., u. Mitarb., J . Amer. pharm. Assoc., sci. Edit. 40, 280 (1951).

J . Amer. Pharmac. Assoc., sci. Ed. 41, 401 (1952). Squibb Inst. lV[ed. Res., I%w-Brunswyk, 1~. J . (U.S.A.).

Vgl. u. a. C. W. PIFEI~ und E. G. WonLISlt, Analyt. Chemistry 24, 300 (1952); vgl. diese Z. 138, 55 (1953).

3. Auf Pharmazie bezfigliehe. 71

JodlSsung versetzt. Dann gibt man schnell 5 ml 0,2 n Natronlauge hinzu und l~Bt 3- -5 rain verschlossen stehen. Nach dem Ans/~uern mit 5 ml 0,5 I1 H~SO 4 titriert man das tibersehiissige Jod mit 0,01 n Natriumthiosulfatl5sung (St~rke als Indicator) zurtick. 1 mg Isonicotins~urehydrazid = 2,92 ml 0,01 n JodlSsung. It. SPERLICtI.

Die waehstumshemmende ~rirkung des Isonicotinsiiurehydrazids gegentiber schnell waehsenden salorophyt&ren Myeobakterien kann naeh 1%. BSN-ICKE 1 (lurch Zusatz yon Lactoflavin erheblich gesteigert werden kann. Dureh diesen Synergismus wird die quantitative Bestimmung mit Hilfe des Lochtestes in AgarlSsungen wesentlieh verbessert. Die Zusammensetzung der Grundn~hrsubstanz wird ange- geben und gezeigt, wie sieh die bakterienfreie Ara dureh Zusatz yon 50 #g Lacto- flavin je ml und bei 2,5--50 #g INI-I auswerten l&Bt. Als Teststamm werden Myeobakterien loh]ei 169 empfohlen. K. HI~SBERO.

t~iir die Bestimmung der Digitalisglucoside Gitoxigenin, Gitoxin und Purpu- reaglucosid B zieht K. B. JE~- s~ 2 die Anwendung der relativ spezifisehen Fluo- rescenzrea~tionen den iiblichen biologisehen Testmethoden vor. ])as Maximum der Lichtabsorption der intensiv bl~uliehgrtinen Fluoreseenz wurde bei 350 m# ge- funden, nahe bei dem yon R. T s c ~ s c ~ E 3 fiir Dianhydrogitoxigenin in Chloroform ermittelten Maximum 340 m#. Zur Aufstellung der Eiehkurve client Gitoxigenin (SAN])OZ) als Standard, yon dem LSsungen mit 1--10 ,ug Gehalt auf dem Wasser- bad eingedampft werden. Naela dem Abkiihlen auf 20 ~ C gibt man 10 ml eines tleagensgemisehes yon gleichen 1%aumteilen Salzs~ure (D 1,19) und Glycerin zu, seh/ittelt urn, lal3t 20 rain stehen und fluorimetriert unter Verwendung yon Corning- filter U u 1 (5874) (Durchl&ssigkeitsmaximum 365 m#) und als Komplement~rfilter fiir das Fluoreseenzlicht Coming 3389--4308 (Durchl~ssigkeitsmaximum 440 m#). (Die Messungen wurden mit dem Coleman-Photozellen-Spektrophotometer 3/[ocl. 14 durehgeffihrt, als Lichtquelle diente der Coleman 14030 Ultraviolett-Illuminator.) Die Fluoreseenzkurve ist fiir Konzentrationen zwischen 1 und 10/~g/10 ml Gitoxi- genin oder ~quimolekulare Mengen der beiden anderen Stoffe der B-Serie eine Gerade. Die Fehlergrenzen betragen • 5~ bezogen auf die zu bestimmende Gitoxi- genin-Menge. - - Die Substanzen der ,,A-Serie": Digitoxigenin, Digitoxin und Purpureaglucosid A geben keine Fluoreseenzen.

Liegen Gitoxigenin, Gitoxin und Purpureaglueosid B nebeneinander vor, so mfissen sie vor der fluorimetrischen Untersuchung getrennt werden. Dazu empfiehlt K. B. JE~sn~ 4 die eindimensionale Papierchromatographie mit absteigender Teeh- nik nnter Verwendung yon Chloroform-Wasser-Methanolmisehungen (I0:10: 2) als LSsungsmittel. Die Entwieklung gesehieht nach dem Trocknen an der Luft dureh BesI0riihen mit Trichloressigsi~ure und 2 rain langes Erhitzen auf 100 ~ C. Die Lage der blau fluorescierenden Flecken wird unter der Analysen- Quarzlampe festgestellt. Hierauf schneider man die Fleeken aus, 15st die Substanzen mit Salzs~,ure-Glyeerin- gemisch (1 : 1) aus dem Papier heraus und verfiihrt zur fluorimetrischen Bestimmung wit oben angegeben. Folgende t/~-Werte wurden bei 17 ~ C fiir Mengen yon 5--20 #g erhalten: Purpureaglueosid ]3, lq~ -- 0; Gitoxin R, = 0,54--0,60; Gitoxigenin 1%~ = 0,83--0,81. Bei 22~ wandern Gitoxin und Gitoxigenin miteinander an der L5- sungsmittelfront. Wenn Gitoxin in erheblichem t, TbersehuB vorliegt, muB die Tren- nung in 2 Sehritten durehgeffihrt werden, und zwar indem man bei 17 ~ C Gitoxin allein, bei 22 ~ C die Summe Gitoxigenin • Gitoxin bestimmt. Ahnlieh verf&hrt man in Proben mit einem groBen (J~berschu~ an Gitoxigenin. J. E ~ S ] ~ B ~ D .

1 Arch. exper. Path. u. Pharmakol. 216, 490 (1952). Tuberkulose-Forschungs- inst. Borstel.

Aeta pharmaeol, toxicol. (Kopenhagen) 8, 101 (1952). Univ. Os]o. Ber. dtsch, chem. Ges. 70, 1554 (1937). Acta pharmacol, toxicol. (Kopenhagen) 8, 110 (1952).