Diss Vanja 2006 06 08 - elib.tiho-hannover.de · ausgebildeten Papilla mammae. Das lobulär aufgebaute Drüsenparenchym setzt sich aus Das lobulär aufgebaute Drüsenparenchym setzt

Bibliografische Informationen der Deutschen Bibliothek

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1. Auflage 2006

© 2006 by Verlag: Deutsche Veterinärmedizinische Gesellschaft Service GmbH, Gießen

Printed in Germany

ISBN 3-938026-78-2

Verlag: DVG Service GmbH

Frankfurter Straße 89

35392 Gießen

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www.dvg.net

Aus dem Institut für Pathologie

der Tierärztlichen Hochschule Hannover

Immunhistologische Untersuchungen zur Expression von CD44,

Matrix-Metalloproteinasen und ihren Inhibitoren in

Mammatumoren von Hunden

INAUGURAL-DISSERTATION

zur Erlangung des Grades einer

Doktorin der Veterinärmedizin

(Dr. med. vet.)

durch die Tierärztliche Hochschule Hannover

Vorgelegt von

Vanja Paltian

aus Zell /Mosel

Hannover 2006

Wissenschaftliche Betreuung: Univ.-Prof. Dr. Wolfgang Baumgärtner, PhD

1. Gutachter: Univ.-Prof. Dr. Wolfgang Baumgärtner, PhD

2. Gutachter: Univ.-Prof. Dr. Andrea Meyer-Lindenberg

Tag der mündlichen Prüfung: 23. Mai 2006

Die Anfertigung dieser Arbeit

wurde gefördert durch ein

Forschungsstipendium der Akademie für Tiergesundheit e. V.

Meinen Eltern

Inhaltsverzeichnis I

Inhaltsverzeichnis

1 Einleitung.......................................................................................................................1

2 Literaturübersicht ........................................................................................................3

2.1 Kanine Mammatumoren .........................................................................................3 2.1.1 Morphologischer Aufbau der Mamma beim Hund ...............................................3 2.1.2 Epidemiologie kaniner Mammatumoren...............................................................4 2.1.3 Ätiologie und Pathogenese kaniner Mammatumoren ...........................................5 2.1.4 Pathologie der kaninen Mammatumoren ..............................................................6 2.1.4.1 Maligne Tumoren des Mammadrüsengewebes..............................................7 2.1.4.2 Benigne Tumoren des Mammadrüsengewebes............................................10 2.1.4.3 Unklassifizierte Tumoren des Mammadrüsengewebes................................10 2.1.4.4 Hyperplasien und Dysplasien des Mammadrüsengewebes..........................11

2.2 Extrazelluläre Matrix (EZM) ...............................................................................11 2.3 CD44........................................................................................................................12

2.3.1 Allgemeines.........................................................................................................12 2.3.2 Funktionen...........................................................................................................13 2.3.3 Expression ...........................................................................................................15 2.3.3.1 Allgemeines zur Expression.........................................................................15 2.3.3.2 Allgemeines zur Expression bei Tumoren ...................................................16 2.3.3.3 CD44 in gesundem und tumorös verändertem Mammadrüsengewebe des

Menschen .....................................................................................................17 2.3.3.4 CD44 in gesundem und tumorös verändertem Gewebe von Hunden ..........21

2.4 Matrixmetalloproteinasen (MMPs) und ihre Inhibitoren (TIMPs) ..................22 2.4.1 Klassifikation, Funktionen und Aufbau ..............................................................22 2.4.2 Klassifikation, Funktionen und Aufbau der TIMPs ............................................26 2.4.3 Aktivierung und Regulation der MMPs und TIMPs...........................................27 2.4.4 Physiologie und Pathophysiologie der MMPs und TIMPs .................................29 2.4.5 Ausgewählte MMPs und TIMPs in gesundem und tumorös verändertem

Mammagewebe des Menschen............................................................................30 2.4.5.1 MMP-2 in menschlichem Mammagewebe ..................................................30 2.4.5.2 MMP-9 in menschlichem Mammagewebe ..................................................32 2.4.5.3 MT1-MMP (MMP-14) in menschlichem Mammagewebe ..........................33 2.4.5.4 TIMP-1 in menschlichem Mammagewebe ..................................................34 2.4.5.5 TIMP-2 in menschlichem Mammagewebe ..................................................34 2.4.6 MMPs und TIMPs bei Hunden ...........................................................................35 2.4.6.1 MMP-2 Allgemeines ....................................................................................35 2.4.6.2 MMP-2 in Tumoren von Hunden.................................................................35 2.4.6.3 MMP-9 Allgemeines ....................................................................................36 2.4.6.4 MMP-9 in Tumoren von Hunden.................................................................37 2.4.6.5 MT1-MMP (MMP-14) Allgemeines............................................................37 2.4.6.6 MT1-MMP (MMP-14) in Tumoren von Hunden ........................................37 2.4.6.7 TIMP-1 Allgemeines....................................................................................38 2.4.6.8 TIMP-1 in Tumoren von Hunden ................................................................38 2.4.6.9 TIMP-2 Allgemeines....................................................................................38 2.4.6.10 TIMP-2 in Tumoren von Hunden ................................................................38

II Inhaltsverzeichnis

3 Material und Methoden..............................................................................................39

3.1 Untersuchte Hunde ................................................................................................39 3.2 Gewebeproben für die histologische und immunhistologische Untersuchung.40

3.2.1 Schnittherstellung................................................................................................40 3.2.2 HE-Übersichtsfärbung.........................................................................................40

3.3 Immunhistologie.....................................................................................................40 3.3.1 Antikörper und Seren ..........................................................................................40 3.3.1.1 Blocking-Seren.............................................................................................42 3.3.1.2 Sekundäre Antikörper ..................................................................................43 3.3.1.3 Detektionssystem .........................................................................................43 3.3.2 Protokoll der immunhistochemischen Färbungen (ABC-Methode) ...................43 3.3.3 Kontrollen............................................................................................................45 3.3.3.1 Positivkontrollen ..........................................................................................45 3.3.3.2 Negativkontrollen.........................................................................................45

3.4 Befunderhebung, Auswertung und Statistik .......................................................46 4 Ergebnisse....................................................................................................................53

4.1 Ergebnisse der histologischen Untersuchung......................................................53 4.2 Ergebnisse der immunhistologischen Untersuchungen......................................54

4.2.1 CD44 ...................................................................................................................55 4.2.1.1 CD44 in den Kontrollen ...............................................................................55 4.2.1.2 CD44 in unverändertem Milchdrüsengewebe..............................................55 4.2.1.3 CD44 in hyperplastischem Milchdrüsengewebe..........................................56 4.2.1.4 CD44 in einfachen Adenomen .....................................................................56 4.2.1.5 CD44 in komplexen Adenomen...................................................................58 4.2.1.6 CD44 in benignen Mischtumoren ................................................................59 4.2.1.7 CD44 in einfachen Mammakarzinomen ......................................................61 4.2.1.8 CD44 in komplexen Mammakarzinomen ....................................................63 4.2.1.9 Statistische Auswertung der CD44-Expression ...........................................65 4.2.2 MMP-2 ................................................................................................................70 4.2.2.1 MMP-2 in den Kontrollen ............................................................................70 4.2.2.2 MMP-2 in unverändertem Milchdrüsengewebe...........................................70 4.2.2.3 MMP-2 in hyperplastischem Milchdrüsengewebe.......................................71 4.2.2.4 MMP-2 in einfachen Adenomen ..................................................................71 4.2.2.5 MMP-2 in komplexen Adenomen................................................................72 4.2.2.6 MMP-2 in benignen Mischtumoren .............................................................74 4.2.2.7 MMP-2 in einfachen Mammakarzinomen ...................................................75 4.2.2.8 MMP-2 in komplexen Mammakarzinomen .................................................77 4.2.2.9 Statistische Auswertung der MMP-2-Expression ........................................78 4.2.3 MMP-9 ................................................................................................................83 4.2.3.1 MMP-9 in den Kontrollen ............................................................................83 4.2.3.2 MMP-9 in unverändertem Milchdrüsengewebe...........................................83 4.2.3.3 MMP-9 in hyperplastischem Milchdrüsengewebe.......................................84 4.2.3.4 MMP-9 in einfachen Adenomen ..................................................................84 4.2.3.5 MMP-9 in komplexen Adenomen................................................................86 4.2.3.6 MMP-9 in benignen Mischtumoren .............................................................87 4.2.3.7 MMP-9 in einfachen Mammakarzinomen ...................................................90

Inhaltsverzeichnis III

4.2.3.8 MMP-9 in komplexen Mammakarzinomen .................................................92 4.2.3.9 Statistische Auswertung der MMP-9-Expression ........................................94 4.2.4 MT1-MMP (MMP-14)......................................................................................100 4.2.4.1 MT1-MMP (MMP-14) in den Kontrollen..................................................100 4.2.4.2 MT1-MMP (MMP-14) in unverändertem Milchdrüsengewebe ................100 4.2.4.3 MT1-MMP (MMP-14) in hyperplastischem Milchdrüsengewebe ............101 4.2.4.4 MT1-MMP (MMP-14) in einfachen Adenomen........................................102 4.2.4.5 MT1-MMP (MMP-14) in komplexen Adenomen .....................................103 4.2.4.6 MT1-MMP in benignen Mischtumoren .....................................................105 4.2.4.7 MT1-MMP (MMP-14) in einfachen Mammakarzinomen.........................107 4.2.4.8 MT1-MMP (MMP-14) in komplexen Mammakarzinomen.......................109 4.2.4.9 Statistische Auswertung der MMP-14-Expression ....................................111 4.2.5 TIMP-1 ..............................................................................................................117 4.2.5.1 TIMP-1 in den Kontrollen..........................................................................117 4.2.5.2 TIMP-1 in unverändertem Milchdrüsengewebe ........................................117 4.2.5.3 TIMP-1 in hyperplastischem Milchdrüsengewebe ....................................118 4.2.5.4 TIMP-1 in einfachen Adenomen................................................................119 4.2.5.5 TIMP-1 in komplexen Adenomen .............................................................120 4.2.5.6 TIMP-1 in benignen Mischtumoren...........................................................122 4.2.5.7 TIMP-1 in einfachen Mammakarzinomen .................................................124 4.2.5.8 TIMP-1 in komplexen Mammakarzinomen...............................................126 4.2.5.9 Statistische Auswertung der TIMP-1-Expression ......................................128 4.2.6 TIMP-2 ..............................................................................................................134 4.2.6.1 TIMP-2 in den Kontrollen..........................................................................134 4.2.6.2 TIMP-2 in unverändertem Milchdrüsengewebe ........................................134 4.2.6.3 TIMP-2 in hyperplastischem Milchdrüsengewebe ....................................135 4.2.6.4 TIMP-2 in einfachen Adenomen................................................................135 4.2.6.5 TIMP-2 in komplexen Adenomen .............................................................136 4.2.6.6 TIMP-2 in benignen Mischtumoren...........................................................137 4.2.6.7 TIMP-2 in einfachen Mammakarzinomen .................................................138 4.2.6.8 TIMP-2 in komplexen Mammakarzinomen...............................................140 4.2.6.9 Statistische Auswertung der TIMP-2-Expression ......................................141

4.3 Fotografische Dokumentation der Ergebnisse ..................................................144 5 Diskussion..................................................................................................................155

5.1 Immunhistologischer Nachweis von CD44 ........................................................155 5.2 Immunhistologischer Nachweis von MMP-2.....................................................160 5.3 Immunhistologischer Nachweis von MMP-9.....................................................164 5.4 Immunhistologischer Nachweis von MT1-MMP (MMP-14) ...........................166 5.5 Immunhistologischer Nachweis von TIMP-1 ....................................................168 5.6 Immunhistologischer Nachweis von TIMP-2 ....................................................171 5.7 Schlussfolgerung...................................................................................................172 6 Zusammenfassung ....................................................................................................175

7 Summary....................................................................................................................177

8 Literaturverzeichnis .................................................................................................179

9 Anhang.......................................................................................................................205

IV Inhaltsverzeichnis

9.1 Untersuchtes Tiermaterial ..................................................................................205 9.2 Immunhistologische „Scores“ aller untersuchten Antikörper.........................209

9.2.1 CD44-„Scores“ in den Untersuchungsgruppen.................................................209 9.2.2 MMP-2-„Scores“ in den Untersuchungsgruppen..............................................213 9.2.3 MMP-9-„Scores“ in den Untersuchungsgruppen..............................................216 9.2.4 MMP-14-„Scores“ in den Unteruchungsgruppen .............................................219 9.2.5 TIMP-1-„Scores“ in den Untersuchungsgruppen .............................................222 9.2.6 TIMP-2-„Scores“ in den Untersuchungsgruppen .............................................225

9.3 Wilcoxon-U-Test p-Wert-Tabellen.....................................................................228 9.4 Lösungen und Puffer ...........................................................................................235 9.5 Bezugsquellen für Chemikalien und Antikörper ..............................................236

9.5.1 Antikörper und Seren ........................................................................................236 9.5.2 Chemikalien ......................................................................................................238

9.7 Verzeichnis der verwendeten Abkürzungen......................................................241

Einleitung 1

1 Einleitung

Tumoren des Mammadrüsengewebes gehören zu den häufigsten neoplastischen Erkrankungen

des Hundes (BRODEY et al., 1983; BOSTOCK, 1986; BOSTEDT und TAMMER, 1995;

BOMHARD, 2001), die in einer großen morphologischen Vielfalt und mit unterschiedlicher

Dignität auftreten können. Die Diagnosestellung und die Bewertung ihrer Dignität erfordert

eine histologische Untersuchung von exzidiertem Tumorgewebe. Die Pathogenese der

Tumorentstehung und die Mechanismen der Tumorprogression, -invasion und –meta-

stasierung sind beim Hund noch weitgehend ungeklärt. Markermoleküle zur Beurteilung des

biologischen Verhaltens und zur prognostischen Beurteilung von Mammatumoren sind beim

Hund noch weitgehend unbekannt.

Demgegenüber wurden beim Menschen schon zahlreiche Untersuchungen zur Identifikation

von Proteinen durchgeführt, die an der Pathogenese der Tumorentstehung, ihrer -progression,

-invasion und –metastasierung beteiligt sind. Zu diesen Proteinen zählen beim Menschen das

Zelladhäsionsmolekül CD44 und seine Isoformen sowie verschiedene Matrixmetallo-

proteinasen (MMPs) und ihre Inhibitoren, die „Tissue Inhibitors of Matrix Metallo-

proteinases“ (TIMPs). Diesen Molekülen wird beim Menschen aufgrund zahlreicher

Korrelationen mit klinisch-pathologischen Parametern, beispielsweise Tumordifferenzierung

oder Gesamtüberlebenszeit, eine mögliche Bedeutung hinsichtlich der prognostischen

Bewertung von Mammatumoren beigemessen (BOURGUIGNON, 2001; STAMENKOVIC,

2003).

CD44 gehört zu einer großen Familie von transmembranösen Zelladhäsionsmolekülen.

Funktionell stellt es vor allem einen Oberflächenrezeptor für Hyaluronsäure dar, einem

Hauptbestandteil der extrazellulären Matrix (EZM). Invasiv wachsende Tumorzellen können

auf diese Weise über CD44 mit der EZM interagieren. Eine reduzierte oder fehlende

Expression von CD44 würde mit einem Verlust des Bindungspotentials für Hyaluronsäure

einhergehen. Eine Aufregulierung führt beim Menschen zur Aktivierung intrazellulärer

Signaltransduktionswege, die in einer Tumorprogression resultiert.

MMPs sind Zink-abhängige Enzymsysteme, die in Tumor- und Stromazellen nachgewiesen

werden und nahezu alle Moleküle der EZM spalten. MMPs und/oder ihren TIMPs wird in

2 Einleitung

Mammatumoren des Menschen eine besondere Bedeutung für das Invasions- und

Metastasierungsverhalten beigemessen.

In dieser Dissertation soll das Expressionsverhalten von CD44, verschiedenen MMPs und

TIMPs in hyperplastischem Milchdrüsengewebe sowie benignen und malignen, kaninen

Mammatumoren im Vergleich zu nicht-tumorös verändertem Mammagewebe untersucht

werden. Die einzelnen Marker sollen innerhalb jeder Tumorgruppe miteinander verglichen

werden, um so eine Aussage über mögliche Zusammenhänge der Expressionsmuster zu

erhalten. Durch Korrelation mit der Dignität bzw. dem Wachstumsverhalten der Tumoren

sollen Hinweise auf eine mögliche pathogenetische und prognostische Bedeutung dieser

Proteine aufgezeigt werden.

Literaturübersicht 3

2 Literaturübersicht

2.1 Kanine Mammatumoren

2.1.1 Morphologischer Aufbau der Mamma beim Hund

Anatomie und Histologie der Mamma

Die Milchdrüse des Hundes besteht aus zwei Gesäugeleisten entlang der ventralen

Bauchwand mit bilateral je fünf, seltener vier oder sechs Drüsenkomplexen, die median durch

den Sulcus intermammarius voneinander getrennt sind. Von kranial nach kaudal werden die

Drüsenkomplexe wie folgt bezeichnet: kranialer thorakaler (T1), kaudaler thorakaler (T2),

kranialer abdominaler (A1), kaudaler abdominaler (A2) und inguinaler (I) Mammarkomplex.

Die Milchdrüse ist eine zusammengesetzte, modifizierte, apokrine Hautanhangsdrüse mit

tubulo-alveolärem Aufbau, die in ein fibrovaskuläres Stroma und Fettgewebe eingebettet ist.

Sie besteht aus einem Drüsenkörper (Corpus mammae) und der als sogenannte Eversionszitze

ausgebildeten Papilla mammae. Das lobulär aufgebaute Drüsenparenchym setzt sich aus

milchproduzierenden und milchableitenden Teilen zusammen. Die in die Alveolen sezernierte

Milch gelangt in interlobuläre Ausführungsgänge (Ductus lactiferi), die sich zu größeren

Milchgängen vereinigen und im Bereich der Zitze in die Milchzisternen (Sinus lactiferi)

münden. Je Zitze können zwischen 6 und 20 Strichkanäle (Ductuli lactiferi) vorkommen,

deren Öffnungen (Ostia papillaria) auf der Zitzenkuppe lokalisiert sind.

Die Alveolen sind von einem einschichtigen Epithel ausgekleidet, das in Abhängigkeit vom

Füllungszustand der Alveole eine abgeflachte oder kubische und nach dem Milchentzug sogar

eine hochprismatische Gestalt annehmen kann. Peripher werden die alveolären Epithelzellen

korbartig von einer Schicht Myoepithelien umgeben, die nach Stimulation ihrer kontraktilen

Myofilamente durch Oxytocin eine Lichtungseinengung der Alveole bewirken können. Den

Myoepithelien liegt außen eine Basalmembran an. Die Milchgänge sind ebenfalls peripher

von einem lockeren Geflecht aus Myoepithelien umgeben, um den intramammären Milchfluß

zu gewährleisten (CHRISTENSEN, 1979; MANN, 1984; HABERMEHL, 1996).


Blut- und Lymphgefäßversorgung

Der arterielle Blutzufluß erfolgt über die Rami mammarii der A. thoracica interna und der Aa.

intercostales (T1 und T2), der A. epigastrica cranialis superficialis (T2 und A1), der A.

epigastrica caudalis superficialis, der A. abdominalis cranialis sowie dem Ramus labialis

ventralis der A. pudenda externa (A1, A2 und I). Das venöse Blut der drei kranialen

Komplexe wird über die Vv. perforantes oder die V. epigastrica cranialis superficialis in die

V. thoracica interna und von dieser in die V. cava cranialis geleitet. Die drei kaudalen

Komplexe führen ihr Blut über die V. epigastrica caudalis superficialis in die V. pudenda

externa ab, von der es über die V. pudendopigastrica, die V. iliaca externa und die V. iliaca

communis in die V. cava caudalis gelangt (MICHEL, 1994; WAIBL et al., 1996).

Die bilateral symmetrisch ausgebildete Lymphdrainage führt die Lymphe aus den zwei

kranialen Komplexen über das Lymphocentrum axillare (Nl. axillaris proprius, Nl. axillaris

accessorius) in den Truncus jugularis, den Ductus thoracicus oder direkt in den Venenwinkel

und in den kranialen Sternallymphknoten (Nl. sternalis cranialis). Die beiden kaudalen

Mammarkomplexe führen ihre Lymphe über das Lymphocentrum inguinale superficiale (Nll.

inguinales superficiales) in die Nll. iliaci mediales und die Nll. lumbales aortici ab, von wo

sie über den Truncus lumbalis in die Cysterna chyli und den Ductus thoracicus gelangt. Der

Lymphabfluß des dritten Komplexes kann an die beiden kranialen oder kaudalen Komplexe

angeschlossen sein. Zwischen den beiden Abflußsystemen sind Anastomosen ausgebildet

(CHRISTENSEN, 1979; MICHEL, 1994; VOLLMERHAUS, 1996).

2.1.2 Epidemiologie kaniner Mammatumoren

Mammatumoren gehören mit den Hauttumoren zu den häufigsten Tumorerkrankungen der

Hündin (BRODEY et al., 1983; MANN, 1984; BOSTOCK, 1986; BOSTEDT und

TAMMER, 1995; GUTBERLET et al., 1998; RAVIKUMAR et al., 2000; BOMHARD,

2001). Die tatsächliche Häufigkeit ist aufgrund unterschiedlich zusammengesetzter Unter-

suchungskollektive und der morphologischen Untersuchung nur eines Teils der exzidierten

Tumoren schwer einzuschätzen (RUTTEMAN, 2005). Das Auftreten von Mammatumoren

bei Rüden ist extrem selten und wird mit einer Inzidenz zwischen 0,4 und 2,7% angegeben

(ESKENS, 1983; FRESE et al., 1989; BOSTEDT, 1994; RUTTEMAN, 2005).


Am häufigsten treten Mammatumoren zwischen dem 7. und 13. Lebensjahr bei der Hündin

mit einem Durchschnittsalter von 9,5 Jahren auf (DAHME und WEISS, 1958; BOSTEDT und

TAMMER, 1995; SIMON et al., 2001; GUTBERLET et al., 1998; BOMHARD, 2001). Die

Ursache für das gehäufte Auftreten ab dem 5. Lebensjahr liegt wahrscheinlich in der

hormonellen Steuerung des Zyklus mit langen Östrogen-, Progesteron- und Prolaktinphasen.

In Abhängigkeit vom Rezeptorstatus des Milchdrüsengewebes und der jeweiligen

Hormonlage können Proliferationsvorgänge beeinflußt und Tumorbildungen begünstigt

werden (BOSTEDT und TAMMER, 1995).

Eindeutige Rassedispositionen für Mammatumoren sind nicht beschrieben, jedoch erkranken

bevorzugt kleine Rassen, beispielsweise Dackel, Pudel, Spaniels und Terrier (RUTTEMAN,

2005). Großwüchsige Rassen sind seltener betroffen und die Angaben in der Literatur über

Deutsche Schäferhunde, Boxer und Mischlinge sind heterogen (DAHME und WEISS, 1958,

BOMHARD und DREIACK, 1977, SIMON et al., 2001; MacEWEN und WITHROW, 1996;

GUTBERLET et al., 1998; BOMHARD, 2001).

2.1.3 Ätiologie und Pathogenese kaniner Mammatumoren

Die Ursache kaniner Mammatumoren ist nicht eindeutig geklärt. Zahlreiche Faktoren haben

auf die Tumorgenese einen Einfluß, aber vor allem sind hormonelle Faktoren bedeutsam

(MISDORP, 2002; RUTTEMAN, 2005). Endogenes, aber auch exogenes Progesteron spielt

wahrscheinlich die wichtigste Rolle. Das Auftreten von gutartigen Mammatumoren wurde

nach der Anwendung von Progesteronpräparaten in Abhängigkeit von dem jeweiligen Wirk-

stoff, der Dosis und der Behandlungsdauer beobachtet. Die Ursachen der Entstehung maligner

Tumoren werden in der Literatur kontrovers diskutiert (GUTBERLET et al., 1998; NOLTE

und NOLTE, 2000). Neben Progesteron wird auch dem Prolaktin und dem Somatotropin eine

Bedeutung für die Genese von Mammatumoren beigemessen. Durch Prolaktinhemmer

können sich manifeste Mammatumoren verkleinern (GUTBERLET et al., 1998).

Während der ersten Geschlechtszyklen sollen kleine Klone von präneoplastischen,

epithelialen Zellen entstehen, die sich nach Jahren unter dem Einfluß geeigneter Stimuli zu

Tumoren transformieren können (BOSTOCK, 1986). Daher vermindert eine Ovariektomie

vor dem ersten Zyklus das Risiko einer Mammatumorentstehung auf 0,5% und nach dem

ersten Zyklus auf 8%. Wird die Kastration erst nach dem zweiten Zyklus durchgeführt,


vermindert sich das Risiko nur noch auf 26%. Bei Ovariektomien ab 2,5 Jahren ist kein

Unterschied in der Mammatumorinzidenz zwischen kastrierten und intakten Hündinnen

festzustellen (BRODEY et al., 1983; MANN, 1984; BOSTOCK, 1986; GUTBERLET et al.,

1998; RUTTEMAN, 2005). Als weitere Faktoren in der Genese von Mammatumoren werden

virale, immunologische, diätetische und umweltbedingte Einflüsse und kanzerogene Stimuli

anderer Natur genannt (MANN, 1984, GUTBERLET et al., 1998; MISDORP, 2002).

Pathogenetisch liegt der Tumorentstehung eine spontane oder induzierte Genmutation

zugrunde, die wahrscheinlich ein sog. Proto-Onkogen betrifft, das normalerweise ein für die

Zellteilung und Zelldifferenzierung wichtiges Signalprotein kodiert. Ist das Proto-Onkogen

einmal aktiviert, kann es nicht mehr deaktiviert werden. Die Hemmung der Onkogenwirkung

in mutierten Zellen erfolgt durch sog. Tumorsuppressorgene, die nach Aktivierung

unkontrollierte Zellteilungen verhindern oder die Apoptose einleiten. Sollte die Wirkung der

Tumorsuppressorgene auch durch Mutation beeinträchtigt sein, so kann eine Transformation

in eine Tumorzelle kaum mehr verhindert werden (MEURER, 1999; SUTER, 2001).

Etablierte Marker für die prognostische Beurteilung kaniner Mammatumoren gibt es nicht.

Die Gene BRCA1 und BRCA2 sind Tumorsuppressorgene des Menschen, deren Mutationen

eine hohe Empfänglichkeit für Brustkrebs disponieren. Ihre Genprodukte stellen nukleäre

Phosphoproteine dar, die an der Regulation des Zellzyklus beteiligt sind (KUMAR et al.,

2005). In malignen Mammatumoren des Hundes wurde ein Verlust und eine aberrante

Verteilung dieses Regulationsproteins festgestellt und als Indiz für das bösartige, biologische

Verhalten dieser Tumoren interpretiert (NIETO et al., 2003).

2.1.4 Pathologie der kaninen Mammatumoren

Die Neoplasien in der Mamma des Hundes können solitär (ca. 75%) oder multipel (ca. 25%)

auftreten. Sie besitzen eine variable Größe und eine weiche, teils fluktuierende Konsistenz bei

zystischen Veränderungen. Häufiger haben sie aber eine derbe Beschaffenheit mit glatter oder

unregelmäßig höckeriger Oberfläche (MacEWEN und WITHROW, 1996; GUTBERLET et

al., 1998; ARNOLD, 2001; SIMON et al., 2001; RUTTEMAN, 2005).

Über 80% der Tumoren treten in den letzten drei, über 60% in den letzten beiden Komplexen

auf. Die vermehrte Betroffenheit kaudaler Komplexe könnte mit dem höheren Gewicht und

den größeren, morphologischen Umbauprozessen während des Zyklus zusammenhängen


(KÄLIN et al., 1985; GUTBERLET et al., 1998; SIMON et al., 2001). In den kranialen

Komplexen sind die Neoplasien kleiner und meist gutartig, oder es handelt sich um

hyperplastische Proliferationen (ZANINOVIC und SMICIC, 1994).

Eine Metastasenbildung wird bei Karzinomen oder epithelialen Anteilen maligner Misch-

tumoren beobachtet (ARNOLD, 2001). Die Metastasierung von malignen Mammatumoren

kann hämatogen, lymphogen oder lympho-hämatogen erfolgen. Eine Auswertung verschiede-

ner Kasuistiken ergab eine unterschiedlich hohe Häufigkeit von Metastasen in verschiedenen

Organen, nämlich 64% in regionären Lymphknoten, 53% in der Lunge, 15% im Gehirn, 13%

in der Leber, 11% in der Niere, 11% im Herzen und 10% im Skelettknochen (MOULTON,

1990). Rezidive werden in ca. 20% der operierten Fälle beobachtet (KÄLIN et al., 1985), von

denen etwa die Hälfte als benigne eingestuft wird, so dass eine erneute Exzision empfohlen

wird (ARNOLD, 2001).

Die pathomorphologische Einteilung der Mammatumoren des Hundes ist in der neu gefassten

Auflage des WHO-Faszikels (World Health Organisation) „Histologische Klassifikation von

Mammatumoren bei Hund und Katze“ (MISDORP et al., 1999) niedergelegt. Sie orientiert

sich an morphologischen Kriterien unter Berücksichtigung einer prognostischen Wertung. Die

wesentlichen Typen kaniner Mammatumoren werden nachfolgend kurz dargestellt.

2.1.4.1 Maligne Tumoren des Mammadrüsengewebes

Die malignen Mammatumoren enthalten insgesamt sieben verschiedene Gruppen epithelialer,

mesenchymaler und gemischter Tumoren (MISDORP et al., 1999). Die epithelialen Tumoren

sind entsprechend der WHO-Klassifikation in ansteigender Malignität aufgeführt:

Epitheliale Tumoren: - nicht-infiltrativ wachsendes Karzinom (Carcinoma in situ)

- Komplexes Karzinom

- Einfaches Karzinom: Tubulo-papillärer Subtyp

Solider Subtyp

Anaplastischer Subtyp

- Besondere Varianten: Spindelzellkarzinom

Plattenepithelkarzinom

Muzinöses Karzinom

Lipidreiches Karzinom


Mesenchymale Tumoren: - Sarkome: Fibrosarkom

Osteosarkom

Andere Sarkome

Mischtumoren: - Karzinosarkom

- Karzinom oder andere Sarkome in benignen Tumoren

Das nicht-infiltrativ wachsende Karzinom (Carcinoma in situ) besitzt zytologisch Merkmale

eines malignen Tumors in Form von Zellatypien, -pleomorphie und erhöhter Proliferation.

Eine Invasion von Tumorzellen durch die Basalmembran ist aber bei dieser Neoplasie nicht

zu beobachten. Dieser Tumortyp tritt oftmals multizentrisch auf.

Das komplexe Karzinom zeichnet sich durch die Proliferation epithelialer und myoepithelialer

Anteile aus. Die luminalen Epithelzellen zeigen entweder eine tubulo-papilläre oder solide

Formation. Die Myoepithelien besitzen meist eine spindelförmige Gestalt, die ein retikuläres,

netzartiges oder sternförmiges Wachstumsmuster bilden und in eine faserarme, extrazelluläre

Matrix eingebettet sind. Plattenepithelmetaplasien werden gelegentlich beobachtet. Komplexe

Karzinome wachsen meist expansiv und Lymphgefäßeinbrüche sind selten.

Einfache Karzinome sind durch die Proliferation nur eines Zelltyps charakterisiert, bei dem es

sich entweder um eine dem alveolären Epithel oder dem Myoepithel ähnliche Zellpopulation

handelt. Meist läßt sich peri- und intratumorös eine lymphozytäre Infiltration nachweisen. Die

einfachen Karzinome wachsen lokal invasiv und eine lympho-hämatogene Metastasierung

dieser Tumoren ist häufig (bis zu 50%). Aufgrund morphologischer Merkmale und steigender

Malignität werden die einfachen Karzinome in drei Subtypen unterteilt:

Das tubulo-papilläre Karzinom bildet tubuläre oder papilläre Formationen. Die erstgenannte

Vaiante ist meist von einer ausgeprägten Proliferation stromaler Fibroblasten begleitet,

während der papilläre Typ eher innerhalb eines spärlichen Stromas wächst.

Das solide Karzinom bildet kompakte, flächige Tumorzellareale, Stränge oder Nester. Der

Stromagehalt ist variabel.

Das anaplastische Karzinom setzt sich aus pleomorphen Epithelzellen zusammen, die ein

hohes Invasionspotential besitzen. Die Tumorzellen proliferieren solitär oder in kleinen

Nestern und sind durch eine atypische Kern- und Zellmorphologie mit Ausbildung


mehrkerniger Zellen gekennzeichnet. Meist finden sich unterschiedlich große Nekroseareale

und reichlich kollagenfaserreiches Stroma.

Zu den besonderen Varianten bösartiger, epithelialer Mammatumoren wird das spindelzellige

Karzinom gezählt, das solide oder in lobulären Formationen wächst. Histogenetisch ist es

wahrscheinlich myoepithelialen Ursprungs.

Plattenepithelkarzinome sind durch eine squamöse Differenzierung des Epithels charak-

terisiert. Sie zeigen ein ausgeprägtes, lokales Invasionsverhalten mit Einbruch in Lymph-

gefäße. Im Tumor finden sich Hornperlen und/oder Nekroseareale. Oft besteht eine ausge-

prägte, eitrige Begleitentzündung. Als Variante treten auch adeno-squamöse Karzinome auf.

Das muzinöse Karzinom kann als einfacher oder komplexer Typ auftreten und ist durch eine

exzessive Muzinproduktion gekennzeichnet.

Eine große Zahl von neutralfett-speichernden Zellen stellt das histologische Kriterium des

lipid-reichen Karzinoms dar.

Die malignen, mesenchymalen Mammatumoren beinhalten das Fibrosarkom, das durch

Proliferation fibroblastoider Zellen in einer mehr oder weniger kollagen- und/oder retikulin-

faserreichen Matrix mit variabel ausgebildeten Nekrosen und Blutungen gekennzeichnet ist.

Osteosarkome treten entweder als reine knochenbildende oder gemischte, mit Knorpelbildung

einhergehende Neoplasien auf. Es können auch maligne, entartete Binde- und

Fettgewebskomponenten vorhanden sein.

Andere Sarkome, beispielsweise Liposarkome oder Chondrosarkome, sind selten.

Die aus malignen, epithelialen (alveolären und/oder myoepithelialen) und mesenchymalen

Anteilen zusammengesetzten Tumoren werden als Karzinosarkome bezeichnet und sind durch

eine erhebliche, morphologische Vielfalt ausgezeichnet.

Die Karzinome/Sarkome in einem gutartigen Tumor sind durch das Vorkommen einer

malignen Neoplasie innerhalb eines gutartigen Tumors gekennzeichnet, beispielsweise eines

Osteosarkoms in einem komplexen Adenom. Im Einzelfall ist es allerdings schwer

festzustellen, ob der maligne Anteil aus dem benignen entstanden oder im Rahmen einer

Kollision in diesen eingebrochen ist.


2.1.4.2 Benigne Tumoren des Mammadrüsengewebes

Die benignen Mammatumoren des Hundes können als epitheliale oder gemischte Neoplasien

auftreten und werden in vier Gruppen unterteilt (MISDORP et al., 1999):

Epitheliale Tumoren: - Adenome: Einfaches Adenom

Komplexes Adenom

Basaloides Adenom

- Duktpapillome

Mischtumoren: - Fibroadenome: Zellarmes Fibroadenom

Zellreiches Fibroadenom

- Benigne Mischtumoren

Die einfachen Adenome sind durch gut differenzierte, luminale oder myoepitheliale Zellen

mit tubulärer Wuchsform charakterisiert. Solide Neoplasien aus gut differenzierten Spindel-

zellen werden als Myoepitheliome bezeichnet. Die komplexen Adenome setzen sich aus

proliferierten luminalen und myoepithelialen Zellen zusammen. Sie zeichnen sich als meist

demarkierte, gut differenzierte Neoplasien ohne zelluläre Atypien und Nekrosen aus und

stellen oft Übergangsformen zu benignen Mischtumoren dar. Das basaloide Adenom besteht

aus Nestern monomorpher, epithelialer Zellen, die sich peripher an einer Basalmembran

orientieren, in einigen Fällen sogar eine palisadenartige Ausrichtung aufweisen, und zentral

eine squamöse Differenzierung zeigen können. Fibroadenome sind durch die Proliferation

von luminalen Epithelzellen und stromalen Zellen gekennzeichnet, die von einer myo-

epithelialen Tumorzellpopulation begleitet sein kann. Sie werden in zellreiche und zellarme

Varianten unterteilt. Der gutartige Mischtumor setzt sich aus epithelialen (luminalen und/oder

myoepithelialen Zellen) und mesenchymalen Tumorzellkomponenten zusammen, nämlich

Knorpel und/oder Knochen und/oder Fettgewebe in Kombination mit Bindegewebe. Die

duktalen Papillome bestehen aus einfachen oder komplexen, benignen Tumoren innerhalb

eines dilatierten Milchgangs.

2.1.4.3 Unklassifizierte Tumoren des Mammadrüsengewebes

In dieser Gruppe werden diejenigen Tumoren zusammengefasst, die sich nicht in eine der

oben genannten Kategorien einteilen lassen.


2.1.4.4 Hyperplasien und Dysplasien des Mammadrüsengewebes

Als letzte Gruppe in der aktuellen WHO-Klassifikation finden sich die folgenden Formen von

Hyperplasien und Dysplasien des Milchdrüsengewebes (MISDORP et al., 1999):

- Duktale Hyperplasien

- Lobuläre Hyperplasien

- Zysten

- Gangektasien

- Fokale Fibrosen

- Gynäkomastie

Die duktale Hyperplasie, auch Papillomatose oder Epitheliosis genannt, besteht aus einer

Proliferation epithelialer Zellen in extralobulären Gangstrukturen, die zu einer Einengung

oder sogar totalen Verlegung des duktalen Lumens führen kann. Sie kann diffus oder

multifokal auftreten. Die lobuläre Hyperplasie kommt entweder als epitheliale Hyperplasie

vor, die durch eine nicht-neoplastische Proliferation von epithelialen Zellen in intralobulären

Gängen gekennzeichnet ist und dem Bild der Papillomatose oder Epitheliosis extralobulärer

Gänge entspricht, oder als Adenosis, die aus variablen Anteilen proliferierter duktulärer

Epithelien, Myoepithelien und Bindegewebe besteht. Zysten des Mammadrüsengewebes

treten meist multipel auf. Das Epithel kann entweder atrophisch oder hyperplastisch sein.

Gangektasien sind durch eine progressive Dilatation von Gangsystemen gekennzeichnet, bei

denen in vielen Fällen eine Ruptur des Epithels vorkommt, die in einer granulomatösen

Entzündung resultiert. Fokale Fibrosen (Fibrosklerosen) treten bei lobulären Hyperplasien

und in duktalen Proliferaten auf. Die Gynäkomastie wird bei männlichen Hunden beobachtet

und ist durch Hyperplasie des Gänge und des Stromas charakterisiert. Die Gynäkomastie wird

unter anderem bei Rüden mit einem hormonell aktiven Sertolizelltumor beobachtet.

2.2 Extrazelluläre Matrix (EZM)

Die extrazelluläre Matrix (EZM) ist für die Aufrechterhaltung der Gewebeintegrität, -form

und –architektur, die Sequestrierung von Gewebswasser durch Bindung an Proteine sowie die

Vermittlung von Zell-zu-Zell-Kontakten und Interaktionen von Zellen mit der perizellulären


Umgebung von besonderer Bedeutung (KUMAR et al., 2005). Darüber hinaus spielt sie eine

Rolle bei der interzellulären Signalübertragung, der Zellmigration und bildet ein Reservoir für

Wachstumsfaktoren und Zytokine. Sie besteht organabhängig aus unterschiedlichen

Komponenten, die von zahlreichen Zellen synthetisiert und sezerniert werden. Drei Gruppen

von Makromolekülen sind am Aufbau der EZM wesentlich beteiligt: a) Fibröse Struktur-

proteine, vor allem Kollagene und Elastine; b) Diverse adhäsive Glykoproteine; und c)

Proteoglykane und Hyaluronsäure. Diese Makromoleküle führen einerseits zum Aufbau der

interstitiellen Matrix andererseits zum Aufbau von Basalmembranen.

Die einzelnen Komponenten der EZM unterliegen einem dynamischen und ausbalancierten

Prozess von Aufbau und Abbau. Die physiologische Homöostase von Struktur und

Zusammensetzung der EZM kann durch Entzündungen oder maligne Tumoren erhebliche

Änderungen in der Zusammensetzung und Struktur erfahren (STAMENKOVIC, 2003).

2.3 CD44

2.3.1 Allgemeines

Die Standardform von CD44 (CD44s) gehört zum Typ I von transmembranösen

Glykoproteinen. Sie besteht aus einer einzigen Polypeptidkette mit insgesamt 341 Amino-

säuren, von denen 248 die extrazelluläre Domäne, 21 Aminosäuren die transmembranöse

Domäne und 72 Aminosäuren den zytoplasmatischen Anteil bilden (STAMENKOVIC et al.,

1989). Als deduzierte Aminosäurensequenz wurden von GOLDSTEIN et al. (1989) 23

Aminosäuren für die transmembranöse und 70 Aminosäuren für die zytoplasmatische

Domäne angegeben. Der intrazelluläre Anteil bindet an Zytoskelettstrukturen, beispielsweise

Ankyrin und Moleküle der Ezrin/Radixin/Moesin-(ERM)-Familie, und vermittelt so eine

morphologische Kopplung der transmembranösen mit den intrazellulären CD44-Strukturen

(BOURGUIGNON et al., 1995; TURLEY et al., 2002). Die im normalen menschlichen

Gewebe dominierende, sogenannte Standard-Isoform (CD44s), auch als hämatopoietisches

CD44 (CD44H) bezeichnet, besitzt ein Molekulargewicht von ca. 37 kDa für das

„Coreprotein“ und ein Molekulargewicht von ca. 80 - 95 kDa für das Gesamtprotein infolge

einer ausgeprägten Glykosilierung der extrazellulären Domäne (BORLAND et al., 1998).

CD44 wird von einem einzigen Gen mit mindestens 20 Exons (Exons 1 bis 19 und 6a) kodiert


(SCREATON et al., 1992; UNDERHILL, 1992; BORLAND et al., 1998). Die Exons 1 bis 5,

15 bis 17 und 19 kodieren für die Standardform von CD44 (CD44s), in dem keine Exons mit

alternativem Splicing auftreten. CD44-Isoformen entstehen, wenn die Exons 6a - 14 durch

alternatives Splicing während der mRNS-Bearbeitung modifiziert werden und die Kom-

bination verschiedener Exons zur Generierung von 10 distinkten Isoformen (CD44v1 bis

CD44v10) führt (BORLAND et al., 1998; SCREATON et al., 1992). Ein weiteres Exon

(CD44v9a), das zwischen CD44v9 und v10 lokalisiert ist, besitzt ein sehr eingeschränktes

Expressionsmuster und führt zur Bildung einer löslichen, niedermolekularen Isoform

(„soluble CD44“: sCD44; BORLAND et al., 1998; YU und TOOLE, 1996), der eine

Bedeutung bei der Immunantwort und Tumorprogression beigemessen wird (CICHY et al.,

2002). Die molekulare Heterogenität der Isoformen wird weiterhin durch eine unter-

schiedliche, posttranslationale Glykosilierung der extrazellulären Domäne potenziert und je

nach chemischer Bindung (N- oder O-Glykosilierung) funktionell modifiziert (BORLAND et

al., 1998). Dadurch wird die Multifunktionalität von CD44 gewährleistet, die sich unter den

jeweiligen physiologischen und pathologischen Bedingungen in einer variablen Expression

äußert.

2.3.2 Funktionen

Funktionell gehört CD44 (syn. Hermes-Antigen, Extrazellulärer Matrixrezeptor Typ III

[ECMR III], Hutch-1, muriner Ly-24, In[Lu]related p80, p85) beim Menschen zu einer

großen Familie von Zelladhäsionsmolekülen und dient vor allem als wichtigster Ligand für

Hyaluronsäure (ARUFFO et al., 1990), einem Glykosaminoglykan und Hauptbestandteil der

EZM. Die Bindung an Hyaluronsäure kann dabei passiv oder durch gesteuerte Regulations-

mechanismen erfolgen (PONTA et al., 2003) und beeinflusst die Zelladhäsion an Moleküle

der EZM. Dadurch besteht eine Steuerungsmöglichkeit für die Stimulation von

Zellaggregation, -proliferation, -migration und Angiogenese (TURLEY et al., 2002).

Die Interaktion von CD44 und seinen Isoformen mit Hyaluronsäure kann im Rahmen von Ko-

rezeptorfunktionen zur Aktivierung zahlreicher intrazellulärer Signaltransduktionswege, unter

anderen c-Src Kinase, Rho-artige GTPasen (RhoA und Rac1) Tiam-1, führen, die in Abb. 1

schematisch dargestellt sind. Auch wird zwischen der Zellmembran und dem Zytoskelett eine

morphologische Kopplung durch selektive Bindung der intrazellulären Domäne von CD44 an


Zytoskelettproteine, beispielsweise Ankyrin oder Molekülen der ERM-Familie, vermittelt.

Dadurch werden bestimmte zelluläre Funktionen induziert, aber auch Tumorzellwachstum,

Migration und Invasion, und die Tumorprogression vorangetrieben (BOURGUIGNON et al.,

1995; BOURGUIGNON, 2001; TURLEY et al., 2002; PONTA et al., 2003).

Abb. 1 Die Interaktion von CD44 mit Hyaluronsäure (HA) aktiviert die Tyrosin-kinase (TK) von HER2 und die Rezeptor-Kinase c-Src, die Cortactin phosphoryliert und auch RhoA und Rac1. Durch Hyaluronsäure kommt es zu einer Bindung von CD44 an Tiam1 und Vav2 sowie an Zytoskelettproteine, vor allem Ankyrin und ERM-Moleküle. Die Aktivierung dieser Signalwege kann zu Tumorzellmigration und –invasion führen. Die engen Assoziationen zwischen CD44 und selektiven Bindungspartnern sind für die interaktive Koordinierung verschiedener intrazellulärer Signalwege von erheblicher Bedeutung. MLC = Myosin light chain (modifiziert aus TURLEY et al., 2002).

Darüber hinaus kann CD44 allgemeine Funktionen bei der Zellproliferation und –migration

wahrnehmen (BOURGUIGNON, 2001). Durch die Bindung von Wachstumsfaktoren kann

CD44 einerseits die Proliferation und Invasivität von Zellen erhöhen, andererseits kann es bei

bestimmten Liganden über die Bindung des Proteins Merlin proliferationshemmende und

somit auch tumorsuppressive Funktionen ausüben (HERRLICH et al., 2000). CD44 stellt


auch einen Rezeptor für andere Komponenten der EZM, beispielsweise Osteopontin,

Kollagen, Fibronektin, Laminin und Chondoitinsulfat (NAOT et al., 1997; GOODISON et al.,

1999). Über diese Zell-Matrix-Interaktion können durch unterschiedliche Liganden die

Funktionen von CD44 modifiziert (LESLEY et al., 1993; HERRLICH et al., 2000) und

während der embryonalen Entwicklung und postnatalen Erhaltung der Organ- und Gewebe-

textur umgesetzt werden (GOODISON et al., 1999). CD44 ist ein wichtiges

Differenzierungsantigen während der Lymphopoese und Angiogenese (TROCHON et al.,

1996) und die CD44-vermittelte Bindung zwischen Lymphozyten und den „high endothelial

venules“ im Rahmen des „homings“ wurde als erste Funktion beschrieben (JALKANEN et

al., 1986, 1987; ARUFFO et al., 1990). Bei Entzündungen ist CD44 an der Aktivierung und

Expression von Zytokinen sowie an der Chemokinbindung und –präsentation beteiligt

(BAJORATH et al., 1998; PURÉ und CUFF, 2001). CD44 besitzt eine Bedeutung bei

regenerativen Krankheitsprozessen, zum Beispiel der Regeneration von Nervengewebe

(JONES et al., 1997), und es ist auch an der Induktion der Apoptose bei verschiedenen

Krankheiten beteiligt (CHEN et al., 2001; FUJII et al., 2001; WITTIG et al., 2000).

2.3.3 Expression

2.3.3.1 Allgemeines zur Expression

Die Expression unterliegt einer komplexen, genetischen und hormonellen Regulation

(HEBBARD et al., 2000). Die meisten Isoformen sind in ihrer Expression im gesunden,

menschlichen Gewebe stark restringiert (MORRIS et al., 2001); einige Isoformen wurden nur

auf neoplastischen Zellen oder deren Zelllinien nachgewiesen (BORLAND et al., 1998). Bei

gesunden Menschen wird CD44s von vielen mesodermalen und hämatopoietischen Zellen im

Organismus exprimiert, unter anderen von T-Lymphozyten, insbesondere von T-Gedächtnis-

zellen, B-Lymphozyten, Monozyten, Granulozyten, Zellen des Thymusgewebes und der

Tonsillen, Endothelzellen, fibrösen Astrozyten (GIRGRAH et al., 1991), Fibroblasten und

Erythrozyten (STAMENKOVIC et al., 1989). Isoformvarianten werden prinzipiell von

Epithelzellen exprimiert (MACKAY et al., 1994; BOURGUIGNON et al., 1995). CD44v9

und in geringerem Maße auch CD44v4 und v6 fanden sich in Keratinozyten, Darmepithel,

Duktepithelien des Pankreas, Gallengängen, Bronchialepithelien, Speichel-, Prostata- und


Milchdrüsengewebe, Schilddrüsengewebe, Endometrium und in Epithelien der Harnwege

(MACKAY et al., 1994). Darüber hinaus wurde CD44s auch in myoepithelialen Zellen der

kutanen Adnexe lokalisiert (SEELENTAG et al., 1996). Der löslichen, niedermolekularen

Isoform (sCD44) wird eine besondere Bedeutung im fetalen Gewebe-Remodeling

zugeschrieben (YU und TOOLE, 1996), weil es für die Organisation der EZM und der

Verankerung von Wachstumsfaktoren und Chemokinen eine Rolle spielt.

2.3.3.2 Allgemeines zur Expression bei Tumoren

Die zahlreichen, normalen Interaktionen von CD44 mit Molekülen der EZM sind bei

malignen Tumoren gestört, weil es aufgrund genetischer Fehlregulationen und fehlerhafter

Synthese von Genprodukten zu einem Verlust und/oder einer Expression anderer Varianten

von Adhäsionsmolekülen kommt (BOURGUIGNON et al., 1995). Die funktionellen

Eigenschaften von CD44s- und CD44v-Molekülen auf Tumorzellen unterliegen zahlreichen

Faktoren und werden vor allem durch die Expression bestimmter Isoformen, dem Grad der

Expression, der Anwesenheit und Lokalisation von Oligosaccharidbausteinen und dem

zellulären Mikromilieu, in dem sich CD44 befindet, beeinflußt (BORLAND et al., 1998).

Für die Invasion von malignen metastasierenden Mammakarzinomen ist eine Kopplung von

CD44 und Matrix-degradierenden Enzymen bedeutungsvoll. Untersuchungen in vitro und in

vivo haben ergeben, dass die Isoform CD44v3, 8-10 spezifisch an bestimmte Zytoskelett-

proteine, vor allem Ankyrin, und das kontraktile Actomyosinsystem bindet. Dadurch wird die

Formation von spezialisierten Membranprotrusionen, sogenannter „Invadopodien“, ermög-

licht, die auf ihrer Oberfläche mit „Matrixdegradierenden Aktivitäten“, insbesondere MMP-9,

ausgestattet sind. Erst dadurch erhalten Tumorzellen das Potential der EZM-Degradation und

Migration während der Mammakarzinomprogression (BOURGUIGNON et al., 1998). Des

Weiteren ist es für die Invasion von malignen Tumoren bedeutsam, dass die extrazelluläre

Domäne von CD44 durch die Matrixmetalloproteinase MT1-MMP (MMP-14) abgespalten

und in die EZM freigesetzt wird (EGEBLAD und WERB, 2002). Die über einen „docking

receptor“ an die Zelloberfläche gebundene MMP-9 spaltet gemeinsam mit MMP-2 auch

latentes TGF-β, das durch Stimulation der Angiogenese, Desmoplasie und Modulation der

Immunantwort Tumorwachstum fördert (YU und STAMENKOVIC, 2000; EGEBLAD und

WERB, 2002).


Da CD44-Proteine in Abhängigkeit ihres Liganden sowohl fördernd als auch hemmend, im

Sinne eines Tumor-Suppressors, auf den Zellzyklus wirken können, wird in ihnen auch ein

möglicher Ansatzpunkt für die Therapie bestimmter Neoplasien gesehen (HERRLICH et al.,

2000; PONTA et al., 2003).

2.3.3.3 CD44 in gesundem und tumorös verändertem Mammadrüsengewebe des Menschen

Die Angaben über das Expressionsverhalten von CD44 und seinen Isoformen in gesundem

Milchdrüsengewebe des Menschen sind sehr unterschiedlich. So beschrieben HEBBARD und

Mitabeiter (2000), dass beim Menschen die Isoform CD44v6 erstmals während der Pubertät

in duktalen Epithelzellen und Myoepithelien der Mamma exprimiert wird. Die Epitop-

expression variiert jedoch hinsichtlich Lokalisation und Intensität während des Zyklus.

Während der Laktation ist das Molekül nicht nachweisbar, während es in der Involution der

Milchdrüse wieder heraufreguliert wird, so dass die Expression offensichtlich einer

hormonellen Regulation unterliegt (HEBBARD et al., 2000). Dieser hormonelle Einfluß

wurde auch in vitro unter dem Einfluß von Hormonen und Wachstumsfaktoren verifiziert

(HEBBARD et al., 2000). Neben CD44s gelang auch der Nachweis von verschiedenen

Isoformen (CD44v3, v4, v5, v6 v9) in Myoepithelien von normalem Milchdrüsengewebe

(FOX et al., 1994; DALL et al., 1995; GURIEC et al., 1997; BANKFALVI et al., 1998),

jedoch verlief der Nachweis von CD44s und den Isoformen v3, v5 und v6 in Duktepithelien

negativ (FOX et al., 1994; KAUFMANN et al., 1995). Andere wiesen jedoch CD44v6

immunhistologisch in Duktepithelien gesunder Mamma nach (TERPE et al., 1994). Alveoläre

Epithelien normalen Mammadrüsengewebes exprimierten CD44s nicht (DALL et al,. 1995;

SINN, 1995; BANKFALVI et al., 1998). CD44s fand sich aber auch in stromalen

Fibroblasten, kapillären Endothelzellen und extravaskulären Lymphozyten (BANKFALVI et

al., 1998).

In Mammatumoren gelten für CD44 prinzipiell die gleichen molekularen Mechanismen, die

im Kapitel 2.3.2 dargestellt wurden. Als wesentlicher pathogenetischer Schritt der Mamma-

tumorinvasion und -migration wurde festgestellt, dass bestimmte angiogenetische Faktoren, u.

a. VEGF und FGF-2, und MMPs mit bestimmten CD44-Isoformen komplexiert werden, die

eine Kasakade intrazellulärer Signaltransduktionswege aktivieren (BOURGUIGNON, 2001;


TURLEY et al., 2002). Allerdings wurde an kultivierten, humanen Mammaepithelzellen zwar

eine Korrelation zwischen der Aufregulierung der CD44-Expression mit der proliferativen

Aktivität, jedoch nicht mit neoplastischer Transformation festgestellt (COOPER et al., 1998).

Zahlreiche immunhistologische Untersuchungen widmeten sich der Topographie und dem

Expressionsprofil von CD44 und seinen Isoformen in humanen Mammatumoren unter-

schiedlicher Dignität, um mögliche Korrelationen zwischen der Isoformexpression und

verschiedenen, klinisch-pathologischen Parametern zu ermitteln. Allerdings weisen die Unter-

suchungen über die Expression von CD44v in humanen Mammatumoren erhebliche

Diskrepanzen in den Ergebnissen auf. So rangierte der Nachweis von CD44v6 in primären

Mammakarzinomen in Abhängigkeit vom verwendeten Antikörper zwischen 24% und 85%

der untersuchten Fälle (KAUFMANN et al., 1995, SINN et al., 1995, FRIEDRICHS et al.,

1995, TEMPFER et al., 1996, JANSEN et al., 1998, TOKUE et al., 1998, FOEKENS et al.,

1999), während in metastatischen Zellen CD44v6 in 92% (TEMPFER et al., 1996) bis 100%

nachgewiesen wurde (KAUFMANN et al., 1995, SINN et al., 1995).

Während in nicht-neoplastischen Epithelzellen CD44 membranständig lokalisiert war, wurde

in neoplastischen Zellen eine membranöse und zytoplasmatische Lokalisation festgestellt, die

vor allem in invasiven Bereichen des Karzinoms lokalisiert war (FOX et al., 1994).

In gutartigen, epithelialen Neubildungen der humanen Mamma wurde in einigen Studien eine

Expression von CD44 nicht nachgewiesen (KAUFMANN et al., 1995; FOEKENS et al.,

1999). Dieser Befund wurde dahingehend interpretiert, dass CD44 nur für die Progression von

Mammatumoren eine Rolle spielt. Andererseits wurde aber auch ein Nachweis von CD44 in

gutartigen Neubildungen der Mamma geführt und eine Beteiligung von CD44 an normalen

Zellfunktionen postuliert (FRIEDRICHS et al., 1995; BANKFALVI et al., 1998). So wurde in

duktalen Hyperplasien und benignen Tumoren vereinzelt oder fokal in luminalen

Epithelzellen eine Expression von CD44v5, CD44v6 und CD44v7 sowie eine deutliche

Expression von CD44s und CD44v9 festgestellt, während CD44v3 und CD44v4 nicht

nachweisbar waren (BANKFALVI et al., 1998). Das Markierungsmuster in den Myo-

epithelien war mit dem in unverändertem Milchdrüsengewebe identisch und bestand in einer

Expression von CD44s und den Isoformen CD44v3, v5, v6 und v9 vor allem in Milchgängen

(FRIEDRICHS et al., 1995; BANKFALVI et al., 1998; AUVINEN et al., 2005), während

CD44s nur fokal vorhanden war (AUVINEN et al., 2005). Dieser Befund wurde als


Beteiligung von CD44 an den normalen Funktionen duktaler Epithelzellen interpretiert.

CD44s wurde auch in stromalen Lymphozyten und Fibroblasten von Neoplasien der Mamma

nachgewiesen, während die CD44v3 und v6 nicht feststellbar waren (AUVINEN et al., 2005).

In malignen Neoplasien der Mamma bestand eine stärkere Expression von CD44s und

bestimmten Isoformen als in nicht-neoplastisch veränderten oder gutartigen Mammadrüsen-

läsionen (AUVINEN et al., 2005). In Mammakarzinomen wurden immunhistochemisch oder

mittels PCR CD44s und verschiedene Isoformen, CD44v5, CD44v6 und CD44v3-v10,

nachgewiesen (KAUFMANN et al., 1995; GURIEC et al., 1997; BERNER et al., 2003;

AUVINEN et al., 2005). 85% der Primärtumoren und 100% der Lymphknotenmetastasen

waren für CD44v6 positiv (KAUFMANN et al., 1995). BANKFALVI et al. (1998) stellten

fest, dass die CD44-Expression zum größten Teil vom Differenzierungsgrad und Tumortyp

abhängig ist, während andere keine Unterschiede zwischen verschiedenen Tumortypen nach-

weisen konnten (AUVINEN et al., 2005). So wurden bei invasiven, duktalen

Mammakarzinomen alle untersuchten CD44-Antigene mit ansteigendem Tumorgrad, d. h.

geringerer zellulärer Differenzierung, eine stärkere Expression von CD44s und v4, eine

verminderte Expression von CD44v3 und v6, eine Neo-Expression von Cd44v7, eine

unveränderte Expression von CD44v5 und eine variable Expression von Cd44v9 beobachtet.

(BANKFALVI et al., 1998). RUIBAL und Mitarbeiter (2000) stellten eine signifikant höhere

Expression von CD44v6 bei invasiven duktalen Karzinomen im Vergleich zu normalem

Mammadrüsengewebe fest. Die CD44-Isoformen wurden besonders entlang der Peripherie

invasiver Anteile von duktalen Karzinomen lokalisiert (FOX et al., 1994, FRIEDRICHS et

al., 1995). In invasiven lobulären Karzinomen wurde im Vergleich zum unveränderten

Drüsengewebe eine Neo-Expression von CD44s, v5, v6, v7 und v9 nachgewiesen, während

CD44v4 in dieser Tumorart im Gegensatz zum invasiven, duktalen Karzinom nicht exprimiert

wurde (BANKFALVI et al., 1998). Allerdings ist auch eine reduzierte CD44v6–Expression in

der Mamma während der Tumorprogression beschrieben (HEBBARD et al., 2000).

CD44v6-exprimierende Myoepithelien wurden in Mammatumoren niedrigerer Malignität

gefunden und in Metastasen von Mammakarzinomen wurde in nahezu allen Studien eine

Expression von CD44v6 festgestellt (KAUFMANN et al., 1995; SINN et al., 1995;

TEMPFER et al., 1996), so dass CD44v6 möglicherweise für die metastatische Ausbreitung

von Mammakarzinomen eine Bedeutung zukommt (HEBBARD et al., 2000).


Zwischen der Expression von CD44 und seinen Isoformen und klinisch-pathologischen

Parametern wurden zahlreiche, teils widersprüchliche Korrelationen gefunden, die in einer

unterschiedlichen Bewertung der prognostischen Bedeutung resultierten. Karzinome mit

hoher Expression von CD44-Isoformen zeigten ein stärkeres malignes Verhalten als solche

mit niedriger CD44-Expression (DALL et al., 1995; IIDA und BOURGUIGNON, 1995,

KAUFMANN et al., 1995; SY et al., 1997; KALISH et al., 1999; BOURGUIGNON, 2001).

Zellen mit starker CD44-Expression besitzen eine hohe Kapazität, Hyaluronsäure zu binden

und erhalten so eine höhere Migrationsfähigkeit (BOURGUIGNON et al., 1999, 2000, 2001).

Eine Assoziation bestand zwischen der CD44-Expression und der Zahl der Mitosen und dem

Invasionsverhalten (JOENSUU et al., 1993; HERRERA-GAYOL und JOTHY, 1999).

AUVINEN et al. (2005) fanden keine Korrelation zwischen der Expression von CD44s,

CD44v3 und CD44v6 und dem Differenzierungstyp von Mammakarzinomen.

Einige Untersucher fanden eine Assoziation zwischen der Expression von CD44s,

insbesondere von CD44v3 v4 v6 und v9, und dem Tumorgrad (JOENSUU et al., 1993;

FRIEDRICHS et al., 1995; SINN et al., 1995; TEMPFER et al., 1996; BANKFALVI et al.,

1998; HEBBARD et al., 2000; BERNER et al., 2003; MA et al., 2005). Daher könnte bei

Patienten mit CD44v-negativen Tumoren die Prognose günstiger sein als in Patienten mit

CD44v-positiven Karzinomen (BANKFALVI et al., 1998; HEBBARD et al., 2000).

Korrelationen zwischen der CD44-Expression und der Tumorgröße wurden für CD44s, v6

und v9 in verschiedenen Studien nachgewiesen (FRIEDRICHS et al., 1995; MA et al., 2005).

Des Weiteren bestand eine positive Korrelation zwischen dem Nachweis von CD44v6 und der

Expression von Steroidhormonrezeptoren in Mammakarzinomen (FRIEDRICHS et al., 1995),

insbesondere Östrogenrezeptoren (JOENSUU et al., 1993). Bei invasiven, duktalen Mamma-

karzinomen waren signifikant höhere Konzentrationen von Östrogen, Progesteron und

Cathepsin D sowie niedrigere Gehalte an epidermalem Wachstumsfaktor (EGFR) im Serum

betroffener Patientinnen nachweisbar, die als Hinweise auf eine hormonelle Regulation der

CD44v6-Expression interpretiert wurden (RUIBAL et al., 2000).

Das Auftreten von Mammakarzinommetastasen in den Lymphknoten war signifikant mit dem

Auftreten von Isoformvarianten, insbesondere von CD44v4, v6 und v7 (BANKFALVI et al.,

1998; MA et al., 2005) korreliert. Hingegen wurde von anderen keine Korrelation zwischen

der Expression bestimmter Isoformvarianten, CD44v6, v4/5, und dem Metastasierungs-


potential nachgewiesen (REGIDOR et al., 1996). Mittels PCR wurde eine Korrelation

zwischen der Expression von CD44-Isoformvarianten, jedoch nicht CD44v6, und dem Auftre-

ten von Lymphknotenmetastasen festgestellt (GURIEC et al., 1997).

Eine Korrelation der Expression von CD44, unter anderen CD44v6, v7-v8, mit einer geringen

Überlebensrate oder einem kürzeren, erkrankungsfreien Intervall wurde in mehreren Studien

nachgewiesen (KAUFMANN et al., 1995; SINN et al., 1995; TEMPFER et al., 1996; MA et

al., 2005; WATANABE et al., 2005).

Demgegenüber wurden auch positive Korrelationen zwischen dem CD44v6-Nachweis und

einer längeren Überlebensrate oder einem längeren, rezidivfreien Intervall nachgewiesen

(FRIEDRICHS et al., 1995; SCHUMACHER et al., 1996; BANKFALVI et al., 1998;

FOEKENS et al., 1999). Andere Isoformen, CD44v3, v4, v7 und v9, zeigten allerdings keine

Korrelationen (BANKFALVI et al., 1998). Jedoch war auch die Expression von CD44s bei

metastasenfreien Patientinnen mit Mammakarzinomen signifikant mit einer höheren Über-

lebensrate korreliert, während keine Korrelation für CD44v6 festgestellt wurde (DIAZ et al.,

2005), so dass CD44 als günstiger prognostischer Faktor angesehen wird.

Andere Studien hingegen stellten keine signifikanten Korrelationen zwischen der Expression

von CD44s oder bestimmten Isoformvarianten, insbesondere CD44v6 und v9, und dem Alter

der Patientinnen, der Tumorgröße, dem histologischen Subtyp, dem histopathologischen

Grad, dem Steroidhormonrezeptorstatus, dem Lymphknotenstatus, dem rezidivfreien Intervall

und der Gesamtüberlebensrate fest (FRIEDRICHS et al., 1995; CHARPIN et al., 1997;

JANSEN et al., 1998, TOKUE et al., 1998; MORRIS et al., 2001; BERNER et al,. 2003).

Diese Ergebnisse ergaben, dass CD44 keinen verlässlichen, prognostischen Marker darstellt.

Aus den dargestellten Untersuchungen wird deutlich, dass die prognostische Bedeutung von

CD44 für Mammatumoren des Menschen letzendlich noch unklar ist.

2.3.3.4 CD44 in gesundem und tumorös verändertem Gewebe von Hunden

Über die CD44-Expression bei Tumoren von Hunden liegen nur wenige Angaben vor. Das

Protein wird in normalem Lymphknotengewebe exprimiert (MILDE et al. 1994;

ALLDINGER et al., 1999). Bei Transplantationen wurde CD44 auf verschiedenen Immun-

zellen immunhistochemisch nachgewiesen (SANDMAIER et al., 1990; SCHUENING et al.,

1987; COBBOLD und METCALFE, 1994). Ein monoklonaler Antikörper, der sich gegen


eine Makrophagen-/Monozyten-Zelllinie eines Hundes mit maligner Histiozytose richtet, die

eine nicht näher charakterisierte mRNS von CD44s oder einer oder mehrerer Isoformen

exprimiert, erkennt eine Vielzahl von Zellpopulationen: Zellen in der Marginalzone und in

den periarteriolären Lymphozytenscheiden sowie vereinzelt in der Mantelzone, den Keim-

zentren und der roten Pulpa der Milz, Zellen des Thymusmarkes, Zellen des Knochenmarkes,

Kupffersche Sternzellen der Leber, sowie die weiße Substanz des Hirngewebes, Gefäßendo-

thelien, einzelne, nicht näher definierte Zellen der Leptomeninx und Zellfortsätze in der

zerebellären Molekularschicht, Einzelzellen des darmassoziierten, lymphatischen Gewebes

und stromale Zellen intramuraler Ganglien (ALLDINGER et al., 1999). In granulomatösen

Entzündungsherden zeigen Makrophagen, Plasmazellen und Lymphozyten eine immunhisto-

logische Markierung. In verschiedenen anderen Organen und Geweben, u. a. Lunge, Niere,

Pankreas, Nebenniere, Thyreoidea, Herz und Skelettmuskulatur, werden nur vereinzelt

markierte Zellen entdeckt (ALLDINGER et al., 1999).

Eine deutliche Immunmarkierung wiesen alle Tumorzellen einer malignen Histiozytose und

ca. 50% der Tumorzellen eines kaninen kutanen Histiozytoms auf (MOORE et al. 1996;

ALLDINGER et al., 1999). Eine Expression dieses Adhäsionsmoleküls in normalen resi-

denten Langerhanszellen ist nicht nachweisbar (MOORE et al. 1996). In kaninen, benignen

und malignen Melanomen sowie melanozytären Zelllinien wird CD44 exprimiert. In

malignen Melanomen ist die Expression signifikant stärker als in den gutartigen Tumoren und

zeigt sich vornehmlich in der Tumorperipherie, während in benignen Melanomen eine

homogene Expression festzustellen ist (SERRA et al., 2004). Untersuchungen über das Vor-

kommen und die Expression von CD44-Isoformen sind bislang noch nicht beschrieben.

Ebenso gibt es keine Daten über das Vorkommen von CD44 in Mammatumoren des Hundes.

2.4 Matrixmetalloproteinasen (MMPs) und ihre Inhibitoren (TIMPs)

2.4.1 Klassifikation, Funktionen und Aufbau

Matrixmetalloproteinasen (MMPs) wurden erstmals 1962 bei Experimenten mit Kaul-

quappenschwänzen beobachtet (GROSS und LAPIERE, 1962). Seither wurden insgesamt 26

verschiedene MMPs bei Vertebraten entdeckt (BRINCKERHOFF et al., 2000), von denen 23

beim Menschen (WOESSNER, 2002; VISSE und NAGASE, 2003) und zahlreiche bei


unterschiedlichen Tierspezies nachgewiesen wurden, u. a. beim Hund, Katze, Maus, Ratte,

Kaninchen, Schwein, Rind, Pferd und Huhn (MASSOVA et al., 1998). Auch bei wirbellosen

Tieren, beispielsweise bei Süßwasserpolypen (Hydra sp.; LEONTOVICH et al., 2000) oder

Seeigeln (Echinoidea; LEPAGE und GACHE, 1990), und in Pflanzen, zum Beispiel dem

Ackerschmalwand (Arabidopsis thaliana; MAIDMENT et al., 1999) wurden sie gefunden.

MMPs sind zinkabhängige Endopeptidasen, die nahezu alle Proteine der EZM degradieren

(Tab. 1; NAGASE und WOESSNER, 1999). Sie wurden erst nach ihrer Substratspezifität in

Kollagenasen, Gelatinasen, Stromelysine und Matrilysine eingeteilt (YONG et al., 1998),

dann numerisch gelistet (MMP-1, MMP-2 etc.) und anhand der Molekularstruktur und des

Domänenaufbaus systematisch erfasst (Tab. 1; McCAWLEY und MATRISIAN, 2001;

EGEBLAD und WERB, 2002; STAMENKOVIC, 2003).

Die MMPs werden in acht Strukturklassen eingeteilt: fünf beinhalten diejenigen MMPs, die in

den extrazellulären Raum sezerniert werden (Gruppe I-V, Tab. 1), und drei umfassen die

MMPs, die an der Zellmembran lokalisiert sind (Gruppen VI-VIII, Tab. 1). In den Gruppen I-

V unterscheidet man MMPs mit einfacher Hämopexin-Domäne (wie z.B. MMP-1, -3, -10, -

13), Gelatine-bindende MMPs (MMP-2 und -9), MMPs mit minimaler Domäne (MMP-7, -

26), Furin-aktivierte, sezernierte MMPs (MMP-11 und -28) und MMPs mit Vitronektin-

ähnlichen Einschüben (MMP-21; EGEBLAD und WERB, 2002). Die membran-assoziierten

MMPs ("membrane-type"-MMPs, MT-MMPs) werden je nach Bindungstyp in Typ I-

transmembrane MMPs (MMP-14 bis -16, MMP-24), Typ II-transmembrane MMPs (MMP-

23) und GPI-(Glycosyl-Phosphatidyl-Inositol)-verankerte MMPs (MMP-17, MMP-25)

unterteilt (SOMERVILLE et al., 2003).

Außer den in Tabelle 1 aufgeführten Molekülen der EZM können MMPs zahlreiche, nicht-

EZM-Moleküle spalten, u. a. Wachstumsfaktor-Vorstufen, Bindungsproteine und membran-

ständige Adhäsionsrezeptoren (McCAWLEY und MATRISIAN, 2001), den "heparin-binding

endothelial growth factor" (HB-EGF), das "insulin-like growth factor binding protein" (IGF-

BP), E-cadherin, CD44 und das "intercellular adhesion molecule-1" (ICAM-1; MANES et al.,

1997; SUZUKI et al., 1997; KAJITA et al., 2001; NOE et al., 2001; FIORE et al., 2002).


Tab. 1 Systematische Einteilung der Matrix-Metalloproteinasen (MMPs)

DIE FAMILIE DER MATRIX-METALLOPROTEINASEN (MMPS)

MMP-Strukturklassen MMP-Bezeichnungen EZM-Substrate

(Auswahl) (Auswahl)

I - MMPs mit einfacher Hämopexin-Domäne

MMP-1 Kollagenase-1, Kollagen Typ I-III, VII, VIII, X, XI

Interstitielle Kollagenase Gelatine, Fibronektin

basisches Myelinprotein ("myelin

basic protein", MBP), Vitronektin,

Laminin, Aggrekan

MMP-3 Stromelysin-1, Transin-1 Kollagen Typ II-V, IX, MBP,

Gelatine, Elastin, Fibronektin,

Vitronektin, Laminin

MMP-8 Kollagenase-2, Kollagen Typ I-III, Aggrekan

Neutrophile Kollagenase

MMP-10 Stromelysin-2, Transin-2 Kollagen Typ III-V, Gelatine, Elastin,

Fibronektin, Aggrekan

MMP-12 Metalloelastase Kollagen Typ I, IV, MBP,

Makrophagen-Elastase Gelatine, Elastase, Fibronektin

MMP-13 Kollagenase-3 Kollagen Typ I-V, IX-XI, Gelatine,

Fibronektin, Aggrekan, Perlekan, Tenascin

MMP-18 Kollagenase-4 (Xenopus) Kollagen Typ I (Ratte)

MMP-19 RASI-1 ("Rheumatoid arthritis Kollagen Typ I, IV, Gelatine,

synovial inflammation") Laminin, Entaktin, Aggrekan

MMP-20 Enamelysin Amelogenin, Aggrekan

MMP-22 CMMP ("Chicken MMP", Gallus) Casein, Gelatine

MMP-27 nicht bekannt

II - Gelatine-bindende MMPs

MMP-2 Gelatinase A, Kollagen Typ I, III-V, VII, X,

72 kDa Typ IV Kollagenase XI, XIV, Gelatine, Fibronektin,

72-kDa Gelatinase Elastin, Entaktin, Laminin, Tenascin, MBP

MMP-9 Gelatinase B, 92-kDa Gelatinase Kollagen Typ IV, V, VII, X, XI,

92 kDa Typ IV Kollagenase XIV, Gelatine, Elastin, MBP,

Vitronektin, Laminin, Aggrekan, Versikan


Tab. 1 (Fortsetzung)

DIE FAMILIE DER MATRIX-METALLOPROTEINASEN (MMPS)

MMP-Strukturklassen MMP-Bezeichnungen EZM-Substrate

(Auswahl) (Auswahl)

III - MMPs mit minimaler Domäne

MMP-7 Matrilysin, Matrin, PUMP1 Kollagen Typ I-V, Gelatine

("putative metalloproteinase") MBP, Elastin, Fibronektin,

Vitronektin, Laminin

MMP-26 Matrilysin-2, Endometase Kollagen Typ IV, Gelatine,

Fibronektin, Vitronektin

IV - Furin-aktivierte, sezernierte MMPs

MMP-11 Stromelysin-3 Gelatine, Fibronektin, Laminin

MMP-28 Epilysin, Neurolysin Casein

V - MMPs mit Vitronektin-ähnlichen Einschüben

MMP-21 Homolog des Xenopus XMMP nicht bekannt

VI - Typ I-transmembrane MMP

MMP-14 MT1-MMP, MT-MMP-1 Kollagen Typ I-III, Gelatine,

Fibronektin, Tenascin,

Laminin

MMP-15 MT2-MMP, MT-MMP-2 Fibronkektin, Tenascin,

Entaktin, Laminin, Aggrekan

MMP-16 MT3-MMP, MT-MMP-3 Kollagen Typ I, III, Gelatine,

Fibronektin, Vitronektin

MMP-24 MT5-MMP, MT-MMP-5 Fibronektin, Gelatine,

Chondroitinsulfat-

Proteoglykan (CSP)

VII - Glycosyl-Phosphatidyl-Inositol (GPI) - verankerte MMPs

MMP-17 MT4-MMP, MT-MMP-4 Gelatine

MMP-25 MT6-MMP, MT-MMP-6 Kollagen Typ IV, Gelatine,

Fibronektin, CSP

VIII - Typ II-transmembrane MMPs

MMP-23 "cysteine array"-MMP (CA-MMP) Gelatine

(nach STERNLICHT und WERB, 2001; EGEBLAD und WERB, 2002; WOESSNER, 2002; McCAWLEY und MATRISIAN, 2001)


MMPs sind auch in der Lage Immunglobulin G zu degradieren und können dadurch die

antigenvermittelte Aktivierung des Komplementsystems hemmen (GEARING et al., 2002),

sequestriertes VEGF für die Angiogenese mobilisieren (BERGERS et al., 2000) sowie

verschiedene Interleukine und ihre Rezeptoren (z.B. IL-2α und -8) aktivieren oder inhibieren

(OPDENAKKER et al., 2001; SHEU et al., 2001 STAMENKOVIC, 2003).

Strukturell besitzen alle MMPs ein relativ konserviertes Baukonzept aus der sogenannten

minimalen MMP-Struktur, die aus einer N-terminalen Signalsequenz, einer Propeptid-

Domäne und einer katalytischen Domäne besteht. Viele MMPs haben zusätzliche Strukturen,

beispielsweise die Hämopexin-Domäne, Furin-Spaltungsstellen und die so genannte "hinge"-

Region, bei der es sich um prolinreiche Verbindungspeptide zwischen der katalytischen und

der Hämopexin-Domäne handelt. Die Hämopexin-Domäne besteht aus einem flachen,

ellipsoidalen Molekül, das eine vierarmige β-Propellerstruktur besitzt (GOMIS-RÜTH et al.,

1996), die von den Kollagenasen für die Spaltung von dreifach helikalen Kollagenen benötigt

wird. Darüber hinaus ist MMP-2 auf die Hämopexin-Domäne für die MT1-MMP (MMP-14)-

vermittelte Aktivierung von pro-MMP-2 an der Zelloberfläche angewiesen (MURPHY et al.,

1992; STRONGIN et al., 1995). Außerdem ist sie für einige MMPs für die Bindung von

TIMPs und bestimmten Substraten von Bedeutung, z. B. Bindung von TIMP-1 an die

Hämopexin-Domäne von MMP-9 und von TIMP-2 an die von MMP-2 (VISSE und

NAGASE, 2003). Die Bindung an Gelatine wird durch Einschübe von Fibronektin II

innerhalb der katalytischen Domäne vermittelt (NAGASE und WOESSNER, 1999).

2.4.2 Klassifikation, Funktionen und Aufbau der TIMPs

Die "Tissue inhibitors of metalloproteinases" (TIMPs) sind in die EZM sezernierte Enzyme,

die zur Familie I35 des Peptidasen-Inhibitor-Clans IT gehören und spezifische, funktionelle

Antagonisten der MMPs darstellen (RAWLINGS et al., 2002). Bislang sind vier verschiedene

TIMPs bekannt (STETLER-STEVENSON et al., 1989; YONG et al., 1998; BREW et al.,

2000; VISSE und NAGASE, 2003), die jedoch in ihrer Affinität zu den einzelnen MMPs

variieren. TIMP-1 und TIMP-2 können alle bisher bekannten MMPs inhibieren.

Den TIMPs wird eine besondere Bedeutung für die Aufrechterhaltung des Gleichgewichts

zwischen Bildung und Abbau der EZM unter physiologischen Bedingungen beigemessen

(GOMEZ et al., 1997; BREW et al., 2000; BAKER et al., 2002). Sowohl TIMP-1 als auch


TIMP-2 besitzen zudem wachstumsfaktor-ähnliche Eigenschaften, durch die sie die Angio-

genese hemmen (GOMEZ et al., 1997). Des Weiteren besitzen sie die Fähigkeiten, proMMPs

zu aktivieren, das Zellwachstum zu fördern, die Steroidsynthese zu stimulieren, die Zell-

morphologie zu modulieren, Matrixmoleküle zu binden und Apoptose zu induzieren (BREW

et al., 2000; STERNLICHT und WERB, 2001). TIMP-1 und TIMP-2 können auch

aktivierende Eigenschaften für bestimmte MMPs haben; so bedarf die Aktivierung von MMP-

2 neben MT1-MMP (MMP-14) auch TIMP-2 (STRONGIN et al., 1995; WANG et al., 2000).

TIMP-3 ist das einzige Mitglied der TIMP-Familie, das an Moleküle der EZM gebunden ist

(YU et al., 2000). Für TIMP-4 scheint eine Restriktion an bestimmte Gewebe vorzuliegen, da

bisher höhere Gehalte an TIMP-4-mRNS nur im Herzen und Gehirn festgestellt wurden

(GREENE et al., 1996, RATHKE-HARTLIEB et al., 2000).

TIMPs gehen mit dem katalytischen Zentrum bestimmter, aktivierter MMPs eine hochaffine,

nicht-kovalente, reversible Komplexbindung im Verhältnis von 1:1 ein und regulieren so die

Aktivität der MMPs (BREW et al., 2000). Biochemisch bestehen TIMPs aus einer ca. 125

Aminosäuren langen N-terminalen Domäne mit einer hochkonservierten Aminosäurefrequenz

(GOMEZ et al. 1997) und einer ca. 65 Aminosäuren langen C-terminalen Domäne (BREW et

al., 2000) mit einem Molekulgewicht von ca. 21 kDa und einer variablen Glykosilierung

(BAKER et al., 2002). Alle vier TIMPs von Säugetieren besitzen zwölf konservierte

Cysteinreste, die die Moleküle über Disulfidbrücken stabilisieren (GREENE et al., 1996).

2.4.3 Aktivierung und Regulation der MMPs und TIMPs

Physiologischerweise sind die meisten MMPs in Geweben adulter Individuen nur in geringem

Ausmaß exprimiert. Jederzeit kann aber im Rahmen physiologischer und pathologischer Um-,

Auf- und Abbauvorgänge durch eine Vielzahl von Stimulatoren, Zytokinen, Wachstums-

faktoren und zellulären Wechselwirkungen eine erhöhte Genexpression induziert werden oder

durch suppressive Faktoren, beispielsweise TGF-β, herunterreguliert werden (NAGASE und

WOESSNER, 1999; SEKINE-AIZAWA et al., 2001; ROSENBERG, 2002).

Die Regulation der MMP-Expression erfolgt sowohl durch unterschiedliche Mechanismen auf

der Ebene der Induktion, im posttranskriptionalen Stadium, in der Aktivierung des Zymogens

als auch während der Phase aktiver Enzymaktivität. Die Induktion der Genexpression kann

erfolgen durch den „extracellular matrix metalloproteinase inducer“ (EMMPRIN, CD147,


Basigin), der auf der Oberfläche von Tumorzellen angereichert vorkommt und in benach-

barten Fibroblasten die Produktion von MMP-2 und MMP-3 anregt (BISWAS et al,. 1995;

GUO et al., 2000), einzelne Signaltransduktionswege, die zur Aktivierung von NF-κB und

einer Induktion des IL-1α führen (KHERADMAND et al., 1998), Interferonen, inflam-

matorische Zytokine (IL-1α, IL-1β, TNF- α), die den Cermid-Transduktionsweg aktivieren

(SPIEGEL et al,. 1996), dem „epidermal growth factor“ (EGF), dem „keratinocyte growth

factor“ (KGF), dem „nerve growth factor“ (NGF), dem „basic fibroblast growth factor“ (basic

FGF), dem „vascular endothelial growth factor“ (VEGF) und dem „platelet-derived growth

factor“ (PDGF; FINI et al., 1998; STERNLICHT und WERB, 2001). Posttranskriptional kann

die mRNA von verschiedenen MMPs durch Wachstumsfaktoren stabilisiert oder destabilisiert

und die Exkretion von intrazellulär gespeicherten MMPs moduliert werden (STERNLICHT

und WERB 2001). Die als inaktive Proenzyme (Zymogene) in die EZM gelangten MMPs

müssen durch eine proteolytische Modifikation aktiviert werden (HARPER et al., 1971). Die

Latenz des MMP-Proezyms wird durch die Thiol-(SH)-Gruppe eines hochkonservierten,

ungepaarten Cysteins der Propeptid-Domäne vermittelt, die als vierter, inaktiver Ligand des

Zinkatoms fungiert und durch die über einen Ausschluss von Wasser eine Latenz des

katalytischen Zentrums resultiert (SPRINGMANN et al., 1990). Durch Konformations-

änderung oder durch Proteolyse wird diese Zink-Cystein-Verbindung unterbrochen und die

Thiolgruppe durch Wassermoleküle ersetzt. Dieser Aktivierungsmechanismus wird als

"cysteine switch" oder „velcro“-Mechanismus bezeichnet (VAN WART und BIRKEDAL-

HANSEN, 1990; VALLEE und AULD, 1990; SOMERVILLE et al., 2003). Außer MT-

MMPs sowie MMP-11, -23 und –28, die bereits während der Sekretion durch Proprotein-

Konvertasen, beispielsweise Furin, aktiviert werden, bedürfen alle anderen MMPs dieses

Aktivierungsvorganges (SOMERVILLE et al., 2003). Schließlich stehen als funktionelle

Antagonisten den aktivierten MMPs im Gewebe die TIMPs gegenüber (STETLER-

STEVENSON et al., 1989). In Gewebsflüssigkeiten finden sich weitere Inaktivatoren für

MMPs, zu denen α2-Makroglobulin (SOTTRUP-JENSEN und BIRKEDAL-HANSEN, 1989;

GOMEZ et al., 1997), Thrombospondin-1 und –2 sowie der membrangebundene RECK-

(„reversion-inducing cysteine-rich protein with kazal motifs“)-Rezeptor gehören (OH et al.,

2001; STAMENKOVIC, 2003).


2.4.4 Physiologie und Pathophysiologie der MMPs und TIMPs

Die Hauptaufgabe der MMPs besteht im Rahmen physiologischer und pathologischer Vor-

gänge nicht nur in der proteolytischen Degradation der EZM, um physikalische Barrieren

abzubauen, sondern sie können auch perizelluläre, membranständige und zirkulierende

Proteine lysieren (WOESSNER, 1998; VU und WERB, 2000; CHANG und WERB, 2001;

EGEBLAD und WERB, 2002; ISAKA et al., 2003). Dadurch werden sowohl strukturelle

Veränderungen der EZM im Rahmen eines „remodelings“ von Geweben vorgenommen, um

eine Migration von Zellen zu ermöglichen, als auch ein Einfluß auf die Bioverfügbarkeit von

Steuerungsmolekülen genommen und somit sowohl Interaktionen zwischen Zellen und EZM

als auch interzelluläre Beziehungen beeinflusst, durch die auch eine Kontrollfunktion auf die

Zellproliferation ausgeübt wird. Viele Zellen des menschlichen Körpers können MMPs und

TIMPs synthetisieren, beispielsweise Epithelzellen, Fibroblasten, Myoepithelzellen, Endo-

thelzellen, Leukozyten, Chondrozyten, und Osteoklasten (EGEBLAD und WERB, 2001;

BOSMAN und STAMENKOVIC, 2003).

MMPs spielen physiologischerweise eine Rolle bei der Trophoblasteneinnistung und

Embryonalentwicklung (ISAKA et al., 2003), der Organogenese (AGREN et al., 1998),

Knochenresorption (VU et al., 1998), sowie bei Involutionsvorgängen, beispielsweise

während des Haar- oder Menstruationszyklus (BREW et al., 2000).

Pathophysiologisch sind sie von Bedeutung bei der Wundheilung (AGREN et al., 1998), der

Aktivierung und Freisetzung pro-inflammatorischer Zytokine (VECIL et al., 2000; KHUTH

et al., 2001), der Expressionssteigerung endothelialer Adhäsionsmoleküle (HUMMEL et al.,

2001), der Freisetzung, Aktivierung oder Inaktivierung von autokrin oder parakrin wirkenden

Botenstoffen und der potentiellen Aktivierung und Inaktivierung von membranständigen

Rezeptoren (McCAWLEY und MATRISIAN, 2001). Eine gesteigerte Aktivität der MMPs

wird bei Entzündungen, chronischen, degenerativen Erkrankungen und invasiv wachsenden

Tumoren beobachtet (GOMEZ et al., 1997). So wurde ihnen beim Menschen eine patho-

genetische Bedeutung unter anderem bei der rheumatischen Arthritis, koronaren Herz-

erkrankungen, multipler Sklerose und der Metastasierung verschiedener Tumoren festgestellt

(VU und WERB, 2000; CHANG und WERB, 2001; JOHN und TUSZYNSKY, 2001;

EGEBLAD und WERB, 2002; ISAKA et al., 2003).


In Tumoren erfolgen die Synthese und Exkretion von MMPs durch Stromazellen und eine

Expression von Chemokinen, Zytokinen und den extrazellulären MMP-Induktor (EMMPRIN)

in Tumorzellen (CHANG und WERB, 2001). Interaktionen dieser Moleküle beeinflussen die

Tumorprogression durch ein erhöhtes Zellwachstum, Migration, Invasion, Metastasierung und

Angiogenese (EGEBLAD und WERB, 2002; SOUNNI et al., 2002).

Die Gruppe der TIMPs besitzt bifunktionelle Aufgaben, nämlich einerseits Hemmung von

Proteinasen, andererseits zellstimulierende Funktionen (NEMETH et al., 1996). Für TIMP-1

wird angenommen, dass dieses Molekül zur Aufrechterhaltung der strukturellen Integrität der

Basalmembran beiträgt und sie vor der Degradation schützt (GOMEZ et al., 1997). Da TIMP-

1 und TIMP-2 in vitro die Apoptose von Tumorzellen hemmen, können sie auch indirekt

einen Einfluß auf die Tumorprogression nehmen (EGEBLAD und WERB, 2002). Demgegen-

über wurde in Tumorpatienten eine Überexpression von TIMP-1, wahrscheinlich zur

Erhaltung der EZM (HEPPNER et al., 1996), beobachtet mit konsekutiver Hemmung von

Tumorwachstum, -invasion und –metastasierung (GOMEZ et al., 1997; BLAVIER et al.,

1999; EGEBLAD und WERB, 2002). So resultierten auch in zahlreichen Tiermodellen

eingesetzte MMP-Inhibitoren in einer Reduktion des Wachstums des Primärtumors sowie der

Zahl und der Größe der Metastasen (HEATH und GROCHOW, 2000), so dass TIMPs als

Indikator für eine günstigere Prognose interpretiert werden könnten.

2.4.5 Ausgewählte MMPs und TIMPs in gesundem und tumorös verändertem Mammagewebe des Menschen

MMPs und ihren Antagonisten (TIMPs) wird eine bedeutende pathogenetische Rolle in der

Progression, dem Wachstum, der Angiogenese, der lokalen Invasion und Metastasierung von

humanen Mammatumoren zugeschrieben (JOHN und TUSZYNSKY, 2001) und deshalb auch

eine mögliche Rolle als prognostische Marker eingeräumt (BRINCKERHOFF et al., 2000).

2.4.5.1 MMP-2 in menschlichem Mammagewebe

MMP-2 wurde in normalem Milchdrüsengewebe sowohl in einzelnen Stroma- und Endo-

thelzellen (BRUMMER et al., 1999; DJONOV et al,. 2001), in duktalen Epithelzellen,


Histiozyten, Endothel- und Stromazellen (LEBEAU et al., 1999) sowie entlang der

Basalmembran von Dukten, Azini und Blutgefäßen nachgewiesen (JONES et al., 1999).

MMP-2 ist für die Invasion von Tumoren eine wichtige Proteinase (EGEBLAD und WERB,

2002), die durch Spaltung von Laminin erst eine Migration von Epithelzellen aus dem

Mammadrüsengewebe ermöglicht (GIANELLI et al., 1997). Die proteolytisch degradierte

Form von Laminin 5 ist nur in Tumoren und Geweben mit akutem „remodeling“ nachweisbar,

nicht hingegen in ruhendem Gewebe. Daher wird eine fokale Expression von MMP-2 bei

nicht invasiven Mammatumoren, beispielsweise einem Carcinoma in situ, als Risikofaktor für

ein erhöhtes Invasionspotential interpretiert (BRUMMER et al., 1999).

In vielen Mammatumoren wurde immunhistologisch eine erhöhte Expression von MMP-2

und/oder zymographisch eine gesteigerte Enzymaktivität festgestellt (JONES et al., 1999;

GARBETT et al,. 2000), allerdings misslang auch der Nachweis von MMP-2 in einzelnen

Untersuchungen (BODEY et al., 2001).

In gutartigen Mammatumoren, beispielsweise Fibroadenomen, wurde MMP-2 sowohl in

Myoepithelien und Endothelien tumornaher Gefäße (DJONOV et al., 2001) als auch in

epithelialen und myoepithelialen Zellen nachgewiesen (MONTEAGUDO et al., 1990).

In malignen Mammatumoren wurde MMP-2 in invasiven als auch in nicht-invasiven

Epithelzellen, teilweise entlang der Zellmembran lokalisiert (MONTEAGUDO et al., 1990;

CLAVEL et al., 1992; HOYHTYA et al., 1994; JONES et al., 1999; LEBEAU et al., 1999;

DJONOV et al., 2001; LI et al., 2004). Allerdings bestand kein signifikanter Unterschied in

der de-novo-Synthese und der Menge immunreaktiven Enzyms zwischen invasiven und nicht-

invasiven Tumorarealen oder normalem Drüsengewebe, so dass wahrscheinlich für die

Tumorinvasivität andere Faktoren von Bedeutung sind (LEBEAU et al., 1999). MMP-2 fand

sich weiterhin in Myoepithelien (MONTEAGUDO et al., 1990) sowie in Zellen des peri-

tumorösen Stromas und in Endothelzellen (CLAVEL et al., 1992; POLETTE et al., 1994;

JONES et al., 1999; LEBEAU et al., 1999; BRUMMER et al., 2000; LI et al., 2004). Auch

embolisierte Tumorzellen in Lymphgefäßen wiesen eine deutliche MMP-2-Markierung auf

(LEBEAU et al., 1999). Die MMP-2-exprimierenden Zellen des Stromas wurden als eine

Subpopulation von Fibroblasten identifiziert, die nicht MT1-MMP exprimiert (BISSON et al.,

2003). Der Nachweis von MMP-2 in oder auf Tumorzellen wird als Folge einer

rezeptorvermittelten Bindung und/oder Internalisierung interpretiert (POLETTE et al., 1994).


Korrelationen zwischen dem Nachweis von MMP-2 und klinisch-pathologischen Parametern

wurden beschrieben für den Malignitätsgrad der Mammakarzinome (GARBETT et al., 2000;

LI et al., 2004), für die Tumorgröße (LI et al., 2004), das Auftreten von Lymphknoten-

metastasen (ONISTO et al., 1995; IWATA et al., 1996; JONES et al., 1999), eine kürzere

rezidivfreie Zeit (TALVENSAARI-MATTILA et al., 2003; LI et al., 2004) und eine verkürzte

Gesamtüberlebenszeit (TALVENSAARI-MATTILA et al., 2003), so dass der MMP-2-

Nachweis als ungünstiger, prognostischer Faktor interpretiert wurde (TALVENSAARI-

MATTILA et al., 1999; 2001; HIRVONEN et al., 2003; LI et al., 2004), weil eine Assoziation

zwischen der MMP-2-Expression und der Tumorinvasion und Angiogenese gesehen wird

(LIOTTA und STETLER-STEVENSON, 1990; STETLER-STEVENSON, 1999). Keine

Korrelationen bestanden zwischen MMP-2 und dem Tumortyp (ONISTO et al., 1995;

IWATA et al., 1996; JONES et al., 1999) und der Gesamtüberlebenszeit (LI et al., 2004).

2.4.5.2 MMP-9 in menschlichem Mammagewebe

MMP-9 wurde in normalem Mammadrüsengewebe nur inkonstant in der Nachbarschaft von

Dukten (JONES et al., 1999) oder in einzelnen Stroma- und Endothelzellen als auch in

Epithelzellen nachgewiesen (LEBAU et al. 1999). Anderen gelang der Nachweis von MMP-9

nicht (SCORILAS et al., 2001).

Immunhistologisch und/oder durch Zymographie wurden eine erhöhte Expression und/oder

eine gesteigerte Aktivität von MMP-9 in Mammakarzinomen im Vergleich zu unverändertem

Mammadrüsengewebe nachgewiesen (DAVIES et al., 1993; GARBETT et al., 2000). Topo-

graphisch wurde MMP-9 mittels in situ-Hybridisierung und immunhistologisch mit hoher

Intensität multifokal im Zytoplasma von invasiven, nicht-invasiven und embolisierten Epi-

thelzellen lokalisiert (LEBAU et al., 1999; BODEY et al., 2001; LI et al., 2004). Auch ein

fehlender Nachweis von MMP-9 in Tumorzellen ist beschrieben (NIELSEN et al., 1997).

MMP-9 wurde nur in einzelnen, nicht näher beschriebenen Zellen des Stromas (LI et al.,

2004) sowie in peritumorösen Fibroblasten, Histiozyten, neutrophilen Granulozyten und

Endothelzellen stromaler Gefäße lokalisiert (NIELSEN et al., 1997; JONES et al., 1999;

LEBAU et al., 1999), so dass MMP-9 wahrscheinlich eine Rolle in der Degradation der EZM

während der Angiogenese zukommt (NIELSEN et al., 1997).



wurden beschrieben für den Tumorgrad (LI et al., 2004; DAVIES et al., 1993), den Tumortyp

(JONES et al., 1999) und bei metastasefreien Patientinnen ein kürzeres, rezidivfreies Intervall

(PACHECO et al., 2001; BAKER et al., 2002; WANG et al., 2002; KONDO et al., 2002; LI

et al., 2004 RAHKO et al., 2004), so dass MMP-9 als ein ungünstiger, prognostischer Faktor

gewertet wurde. Gegenteilig war der Nachweis von MMP-9 bei Patientinnen ohne Lymph-

knotenmetastasen mit einer signifikanten Minderung des Rezidivriskos korreliert

(SCORILAS et al., 2001), so dass MMP-9 als günstiger, prognostischer Faktor interpretiert

wurde (SCORILAS et al., 2001). Keine Korrelationen wurden zwischen der MMP-9-Expres-

sion und dem Lymphknotenstatus betroffener Patientinnen beobachtet (JONES et al., 1999).

2.4.5.3 MT1-MMP (MMP-14) in menschlichem Mammagewebe

In normalem Mammadrüsengewebe wurde eine MMP-14-Expression entlang der Basal-

membran von Dukten, Azini und Blutgefäßen nachgewiesen (JONES et al., 1999).

In Mammakarzinomen wurde immunhistochemisch und mittels in-situ-Hybridisierung MMP-

14 im Zytoplasma von invasiven Epithelzellen und in Stromazellen in der Nähe von

Tumorzellnestern lokalisiert (POLETTE et al.; 1996; JONES et al., 1999; ISHAGAKI et al.,

1999). In vivo und in vitro wurde festgestellt, dass es sich bei den stromalen MMP-14-

exprimierenden Zellen mit fibroblastoider Morphologie um Myofibroblasten handelt, die „α-

smooth muscle-Actin“ exprimieren und sich in topographischer Nähe von invasiven

Karzinomzellen befinden (BISSON et al., 2003). Histogenetisch stammen sie ursprünglich

von Fibroblasten und glatten Muskelzellen der Gefäße ab. Sie sind in zahlreiche, physio-

logische und pathophysiologische Prozesse eingebunden, beispielsweise Wundheilung,

Tumorstromabildung oder Fibrose (RYAN et al., 1974; DESMOULIERE, 1995; RONNOV-

JESSEN et al., 1995), und ihnen kommt an der Tumor-Stroma-Grenze offensichtlich eine

besondere pathogenetische Bedeutung für die Tumorprogression zu.


wurden für Lymphknotenmetastasen beschrieben (UENO et al., 1997; JONES et al., 1999;

MIMORI et al., 2001). Keine Korrelationen wurden zwischen der MMP-14-Expression und

klinischen Parametern, Hormonrezeptorstatus und Angiogenese (ISHAGAKI et al., 1999)

sowie dem Tumortyp festgestellt (JONES et al., 1999).


2.4.5.4 TIMP-1 in menschlichem Mammagewebe

In normalem Mammadrüsengewebe wurde eine TIMP-1-Expression nur selten beobachtet

(NAKOPOULOU et al., 2003). TIMP-1 wurde in einzelnen periduktalen und perilobulären

Stromazellen (BRUMMER et al., 2000) sowie entlang der Basalmembran von Dukten, Azini

und Blutgefäßen lokalisiert (JONES et al., 1999).

In malignen Mammatumoren bestanden eine erhöhte Expression von TIMP-1 und eine

gesteigerte Enzymaktivität (GARBETT et al., 2000). TIMP-1 wurde in gut differenzierten,

epithelialen Tumorzellen (NAKOPOULOU et al., 2003), insbesondere an der Invasionsfront

(BRUMMER et al., 2000), in Wänden stromaler Gefäße, selten in Tumorzellen und einzelnen

Fibroblasten sowie diffus in der EZM lokalisiert (CLAVEL et al., 1992; JONES et al., 1999;

NAKOPOULOU et al., 2003).

Korrelationen bestanden zwischen der TIMP-1-Expression und einem niedrigeren Tumor-

grad, einer niedrigeren Proliferation und einem längeren, rezidivfreien Intervall

(NAKOPOULOU et al., 2003). Der TIMP-1-Nachweis in Tumorzellen war auch mit der

MMP-2-Expression in Tumor- und Stromazellen korreliert (NAKOPOULOU et al., 2003).

Keine Korrelationen lagen zwischen der TIMP-1-Expression in Tumorzellen und dem

Tumorgrad oder dem Lymphknotenstatus (JONES et al., 1999) sowie der Expression in

Stromazellen vor (NAKOPOULOU et al., 2003).

2.4.5.5 TIMP-2 in menschlichem Mammagewebe

In normalem Mammadrüsengewebe ist TIMP-2 in einzelnen periduktalen und perilobulären

Stromazellen (BRUMMER et al., 2000) oder entlang der Basalmembran von Dukten, Azini

und Blutgefäßen nachweisbar (JONES et al., 1999).

In malignen Mammatumoren bestanden eine erhöhte Expression von TIMP-2 und eine

gesteigerte Enzymaktivität (GARBETT et al., 2000). TIMP-2 wurde im Zytoplasma von

neoplastischen Epithelzellen (JONES et al., 1999), insbesondere entlang der Invasionsfront

(BRUMMER et al., 1999), an der Zellmembran von Tumorzellen sowie in peritumorösen,

Fibroblasten des Stromas lokalisiert (HOYHTYA et al., 1994; HEPPNER et al., 1996). Keine

Korrelation fand sich zum Lymphknotenstatus (JONES et al., 1999).


2.4.6 MMPs und TIMPs bei Hunden

Bei Hunden wurde die Expression verschiedener MMPs und TIMPs in normalen, entzündeten

und neoplastischen Geweben untersucht. Abschließend kann die Rolle von MMPs und TIMPs

in Neoplasien von Hunden aufgrund der wenigen Daten noch nicht bewertet werden. Es ist

jedoch nicht ausgeschlossen, dass den MMPs und ihren Inhibitoren eine bislang noch wenig

bekannte, aber bedeutende Rolle in der Tumorprogression und –metastasierung zukommt.

2.4.6.1 MMP-2 Allgemeines

In gesundem Mammadrüsengewebe von Hunden wurde MMP-2 in Myoepithelzellen und an

den Basalmembranen von Milchgängen, Azini und Blutgefäßen nachgewiesen

(PAPPARELLA et al., 1997; 2002).

MMP-2 wurde in Fibroblasten der Synovialis von Hunden, in drei kaninen Zelllinien (K1, K6

und DH82; BEE et al., 2000) sowie in der Tränenflüssigkeit gesunder und augenkranker

Hunde festgestellt (ARICAN und CEYLAN, 1999). Erhöhte Aktivität von MMP-2 war

nachweisbar im Uterus von Hündinnen mit zystischer, endometrialer Hyperplasie und Pyo-

metra (CHU et al., 2002), in rheumatoid entzündeten Gelenken (COUGHLAN et al., 1998)

sowie in der Media von Gefäßen bei experimentellen Untersuchungen zum Remodeling von

Kollateralgefäßen in Hundeherzen während der frühen Wachstumsphase (CAI et al., 2004). In

Gehirnen alter Hunde wurde latentes MMP-2 immunhistologisch in Meningealzellen, Gefäß-

wänden, der Tunica media, Neuronen und einzelnen Astrozyten nachgewiesen (PAUL, 2005).

2.4.6.2 MMP-2 in Tumoren von Hunden

Die zymographische Aktivität von MMP-2 in verschiedenen Tumoren bei Hunden ist höher

als in nicht tumorös verändertem Gewebe, in malignen Tumoren ist sie höher als in benignen

Neoplasien und in Sarkomen höher als in Karzinomen (LOUKOPOULOS et al., 2003).

In benignen Mammatumoren wurde zymographisch eine geringe Aktivität (NAKAYAMA et

al., 2005), und eine schwache immunhistochemische Markierung von MMP-2 in luminalen

Epithelzellen beobachtet (HIRAYAMA et al., 2002). In verschiedenen benignen Tumoren

wurde MMP-2 in Myoepithelzellen lokalisiert (PAPPARELLA et al., 1997; NAKAYAMA et


al., 2005). Auch wurde MMP-2 in spindelförmigen Stromazellen nachgewiesen

(HIRAYAMA et al., 2002).

In Mammakarzinomen wurde zymographisch eine höhere Enzymaktivität (NAKAYAMA et

al., 2005) und immunhistologisch eine stärkere Markierungsintensität für MMP-2 beobachtet

(HIRAYAMA et al., 2002). Topographisch wurde MMP-2 im Zytoplasma und entlang der

Membran von Karzinomzellen (PAPPARELLA et al., 1997; 2002), in Myoepithelien von

komplexen Karzinomen (PAPPARELLA et al., 1997), sowie vereinzelt in Lymph-

notenmetastasen und in spindelförmigen Zellen des Stromas festgestellt (HIRAYAMA et al.,

2002; PAPPARELLA et al., 1997; 2002). Aufgrund des Nachweises in epithelialen

Karzinomzellen könnte MMP-2 einen Marker für Malignität in kaninen Mammatumoren

darstellen (PAPPARELLA et al., 1997). Keine Korrelation wurde zwischen dem Nachweis

von MMP-2 und dem Tumortyp und Tumorgrad nachgewiesen (PAPPARELLA et al., 2002).

MMP-2 wurde in Osteosarkomen (LOUKOPOULOS et al., 2004) und kutanen Mastzell-

tumoren (LEIBMAN et al., 2000) von Hunden zymographisch gemessen und erwies sich

jeweils höher als im umgebenden Stroma.

2.4.6.3 MMP-9 Allgemeines

Die Sequenz des kaninen MMP-9-Proteins ist sehr ähnlich der von anderen Spezies

(YOKOTA et al., 2001). MMP-9 wurde sowohl aus Fibroblasten der Synovialis von Hunden

als auch aus drei kaninen Zelllinien (K1, K6 und DH82) isoliert (BEE et al., 2000).

Erhöhte Aktivität von MMP-9 wurde nachgewiesen im Uterus von Hündinnen mit zystischer,

endometrialer Hyperplasie und Pyometra (CHU et al., 2002), in rheumatoid entzündeten

Gelenken (COUGHLAN et al., 1998) sowie in der Tränenflüssigkeit bei traumatisch

bedingter Keratokonjunktivitis von Hunden (ARICAN und CEYLAN, 1999). Hunde mit

akuten und subakuten, nicht-entzündlichen Staupeläsionen im Gehirn zeigten eine Auf-

regulation von MMP-9 in Astrozyten und Makrophagen/Mikrogliazellen, während in älteren

Läsionen eine deutlich herabgesetzte Expression nachweisbar war (MIAO et al., 2003). Bei

Hunden mit einer Alzheimer-ähnlichen Erkrankung wurde eine reduzierte Aktivität von

MMP-9 beobachtet, die zur Akkumulation von β-Amyloid führte (LIM et al., 1997). Im

Gehirn von Hunden unterschiedlichen Alters wurde MMP-9 in Meningealzellen, Gefäßen,

Neuronen sowie einzelnen Astrozyten und Oligodendrozyten lokalisiert (PAUL, 2005).


2.4.6.4 MMP-9 in Tumoren von Hunden

In einer Vielzahl von kaninen Tumoren wurde nachgewiesen, dass die zymographische

Aktivität von MMP-9 höher ist als in nicht tumorös verändertem Gewebe, und dass sie in

malignen Tumoren höher ist als in benignen Neoplasien (YOKOTA et al., 2001;

LOUKOPOULOS et al., 2003).

Benigne Mammatumoren besitzen eine höhere zymographische Aktivität für MMP-9 als

nichttumoröseses Drüsengewebe (YOKOTA et al., 2001; HIRAYAMA et al., 2002). MMP-9

war im Zytoplasma von epithelialen und myoepithelialen Tumorzellen komplexer Adenome

lokalisiert (HIRAYAMA et al., 2002). Auch im Serum von Hunden mit Mammakarzinomen

wurde eine höhere MMP-9-Aktivität festgestellt (YOKOTA et al., 2001). Maligne Mamma-

tumoren zeigten eine intensive immunhistologische Markierung von luminalen Epithelien und

eine erhöhte zymographische Aktivität für MMP-9 (YOKOTA et al., 2001; HIRAYAMA et

al., 2002; LOUKOPOULOS et al., 2003; NAKAYAMA et al., 2005). Auch Tumormetastasen

im Lymphknoten wiesen eine intensive MMP-9-Markierung auf (HIRAYAMA et al. 2002).

MMP-9 wurde in Osteosarkomen (LOUKOPOULOS et al., 2004) und kutanen Mastzell-

tumoren (LEIBMAN et al., 2000) von Hunden zymographisch gemessen und erwies sich

jeweils höher als im umgebenden Stroma (LANA et al., 2000). Die Enzymaktivität in wenig

differenzierten Mastozytomen war höher als in gut differenzierten (LEIBMAN et al., 2000).

2.4.6.5 MT1-MMP (MMP-14) Allgemeines

In gesundem Mammadrüsengewebe wurde MMP-14 entlang der Basalmembran von

Milchgängen, Azini und Blutgefäßen nachgewiesen (PAPPARELLA et al., 2002).

Hunde mit akuten und subakuten, nicht-entzündlichen Staupeläsionen im Gehirn zeigten eine

Aufregulation von MMP-14 in Astrozyten und Makrophagen/Mikrogliazellen, während in

älteren Läsionen eine herabgesetzte Expression nachweisbar war (MIAO et al., 2003).

2.4.6.6 MT1-MMP (MMP-14) in Tumoren von Hunden

In malignen Mammakarzinomen wurde MMP-14 im Zytoplasma epithelialer Tumorzellen, in

metastatischen Zellen im regionären Lymphknoten und im Zytoplasma und entlang der

Zellmembranen von stromalen Fibroblasten lokalisiert (PAPPARELLA et al., 2002).


Keine Korrelation wurde zwischen dem Nachweis von MMP-14 und dem Tumortyp und

Tumorgrad nachgewiesen (PAPPARELLA et al., 2002).

2.4.6.7 TIMP-1 Allgemeines

Mittels reverser Zymographie wurde TIMP-1 in drei kaninen Zelllinien (K1, K6 und DH82)

nachgewiesen (BEE et al., 2000). Eine Zugabe von TIMP-1 zu kaninen Chondrozytenkulturen

führte zu einer Reduktion der Immunreaktivität von MMP-1 und MMP-3, allerdings konnten

die durch IL-1β induzierten Veränderungen in der EZM und in der verminderten Lebens-

fähigkeit von Chondrozyten nicht verhindert werden (KUROKI et al., 2003).

TIMP-1 wurde in der Gelenkflüssigkeit von Hunden mit Kreuzbandriß (HEGEMANN et al.,

2003) und im Herzen bei experimentellen Untersuchungen zum Remodeling kollateraler

Gefäße während der aktiven Wachstumsphase nachgewiesen (CAI et al., 2004). Hunde mit

akuten und subakuten, nicht-entzündlichen Staupeläsionen im Gehirn zeigten eine Aufregu-

lation von TIMP-1 in Astrozyten und Makrophagen/Mikrogliazellen, während ältere Läsionen

eine deutlich niedrigere Expression aufwiesen (MIAO et al., 2003).

2.4.6.8 TIMP-1 in Tumoren von Hunden

In malignen Mammatumoren war die zymographische Aktivität von TIMP-1 höher als in

benignen Neoplasien (NAKAYAMA et al., 2005).

2.4.6.9 TIMP-2 Allgemeines

TIMP-2 wurde aus Fibroblasten der Synovialis von Hunden als auch aus drei kaninen

Zelllinien (K1, K6 und DH82) isoliert (BEE et al., 2000; BARNES et al., 2000).

Hunde mit akuten und subakuten, nicht-entzündlichen Staupeläsionen im Gehirn zeigten eine

Aufregulation von TIMP-2 in Astrozyten und Makrophagen/Mikrogliazellen, während ältere

Läsionen eine deutlich niedrigere Expression aufwiesen (MIAO et al., 2003).

2.4.6.10 TIMP-2 in Tumoren von Hunden

In malignen Mammatumoren war die zymographische Aktivität von TIMP-2 höher als in

benignen Neoplasien (NAKAYAMA et al., 2005.

Material und Methoden 39

3 Material und Methoden

3.1 Untersuchte Hunde

Das eigene Untersuchungsmaterial stammt aus dem Einsendungsgut der Jahre 2000-2003 des

Instituts für Pathologie der Tierärztliche Hochschule Hannover (Anhang, Abschnitt 9.1, Tab.

9.1 bis Tab. 9.7). Es handelt sich um neoplastisches und nicht-neoplastisches Mammadrüsen-

gewebe von Hunden verschiedener Rassen und unterschiedlichen Alters. Bei der Auswahl der

Tumoren sind nur Fälle berücksichtigt worden, in denen neben dem Mammadrüsengewebe

auch der zugehörige, regionäre Lymphknoten im Archivmaterial vorhanden war. Weitere

Auswahlkriterien bestanden im Erhaltungszustand des Gewebes, in der Menge des vorhan-

denen Restgewebes im Archivblock für die Herstellung von Serienschnitten, in der vollständi-

gen Fixierung und in der Schneidbarkeit der Archivblöcke. Als Kontrollgewebe wurde

unverändertes Mammagewebe von insgesamt 9 Fällen aus dem Einsendungsgut oder von

frischtoten Hunden aus dem Sektionsgut des Instituts für Pathologie aus den Jahren 2003 bis

2004 verwendet, deren übrige Organe ebenfalls frei von Tumoren waren.

Die morphologische Diagnose zu den selektierten Fällen wurde anhand von Hämatoxylin-

Eosin (HE)-gefärbten Schnittpräparaten aus dem Schnittarchiv oder an selbstgefertigten Prä-

paraten auf der Basis der WHO-Klassifikation (MISDORP et al., 1999) gestellt.

Danach sind die ausgewählten 98 Fälle in folgende Untersuchungsgruppen eingeordnet

worden: normales Mammagewebe (n = 9; Kontrollgruppe, Tab. 9.1), hyperplastisches

Drüsengewebe (n = 7, Tab. 9.2), einfache Adenome mit Lymphknoten (n = 15, Tab. 9.3),

komplexe Adenome mit Lymphknoten (n = 19, Tab. 9.4), benigne Mammamischtumoren mit

Lymphknoten (n = 14, Tab. 9.5), und 17 komplexe Karzinome der Mamma mit Lymphknoten

(Tab. 9.6) sowie 17 einfache Karzinome (Subtypen: solide Karzinome n = 6, tubulo-papilläre

Karzinome n = 7; anaplastische Karzinome n = 4; Tab. 9.7). Jeder Hund erhielt eine individu-

elle Kennzeichnung, die sich aus einem Kürzel für die Untersuchungsgruppe und einer fort-

laufenden Ziffer innerhalb dieser Gruppe ergibt.

In den genannten Tabellen der untersuchten Hunde finden sich neben der Diagnose zum

Mammadrüsengewebe und der individuellen Untersuchungsnummer, auch Angaben zu Rasse,

Alter und Geschlecht.


3.2 Gewebeproben für die histologische und immunhistologische

Untersuchung

3.2.1 Schnittherstellung

Für die Herstellung der Serienschnitte wurden Spezialobjektträger (Superfrost®Plus-

Objektträger, Menzel Gläser, Glasbearbeitungswerk, Braunschweig.) mit Fallnummer und

einer fortlaufenden, dauerhaften Bezifferung versehen. Von allen ausgewählten Fällen wurden

zwischen 30 und 50 Serienschnitte pro Paraffinblock mit einer Schichtdicke von 2 - 4 µm

hergestellt. Die Schnitte wurden katalogisiert und für die weiteren Untersuchungen trocken

und dunkel archiviert.

3.2.2 HE-Übersichtsfärbung

Die Färbung erfolgte automatisiert in einem Färbecenter Leica ST 4040 (Leica Mikrosystems

Nussloch GmbH, Nussloch) nach einem standardisierten Laborprotokoll mit Hämatoxylin und

Eosin.

3.3 Immunhistologie

Der Nachweis von CD44, der Matrixmetalloproteinasen (MMPs) und ihrer Inhibitoren

(TIMPs) wurde mittels immunhistologischer Methoden geführt (Tab. 2).

3.3.1 Antikörper und Seren

Die primären und sekundären Antikörper wurden bei den immunhistologischen Unter-

suchungen auf CD44, MMP-2, MT1-MMP und TIMP-2 in Tris-gepufferter Kochsalzlösung

(TBS) verdünnt (ALLDINGER et al., 1996). Die primären und sekundären Antikörper für

den Nachweis von MMP-9 und TIMP-1 wurden in TBS mit 20%igem Schweinenormalserum

verdünnt. Der als Detektionssystem verwendete Avidin-Biotin-Peroxidase-Komplex wurde

ebenfalls in Tris-gepufferter Kochsalzlösung (TBS) verdünnt (ALLDINGER et al., 1996). Die

Gebrauchsverdünnung wurde durch Titration an Kontrollgeweben ermittelt.

Die Angaben zu den verwendeten Primärantikörpern können der Tabelle 2 und eine Übersicht

der immunhistologischen Reaktionen der Tabelle 3 entnommen werden.


Tabelle 2 Bezeichnung, Klon, Klonalität, Spezifität und Verdünnung sowie Bezugsquelle der verwendeten Primärantikörper

Primär-antikörper

Klon Klonalität Spezifität Verdünnung Hersteller, Bestell- Nr.

CD44 2D10 monoklonal Ratte- anti- Hund IgG2a

1 : 200

E. Kremmer GSF, München

MMP-2 (Ab-1)

CA-4001 monoklonal Maus- anti- Mensch IgG1

1 : 500 NeoMarkers, CA-4001

RM105MMP-9 -- polyklonal Kaninchen-anti- Maus IgG

1 : 500 Triple Point Biologics, RM105MMP-9

MT1-MMP (Ab-4)

113-5B7 monoklonal

Maus- anti- Mensch IgG3κ

1 : 100 Calbiochem, Kat.Nr. IM57

TIMP-1 -- polyklonal Kaninchen- anti- Mensch-IgG

1 : 500 Triple Point Biologics, RP3 T1

TIMP-2 (Ab-2)

67-4H11 monoklonal Maus-anti- Mensch IgG1κ

1 : 100 Calbiochem, Kat.Nr. IM56

Ig =Immunglobulin

Darüber hinaus wurden folgende Antikörper am Milchdrüsengewebe sowie an

Mammatumoren des Hundes ausgetestet:

Polyklonale, anti-humane MMP-7, -12, -13 und -14 (Triple Point Biologics über Acris

Antibodies GmbH, Hiddenhausen),

Monoklonaler, anti-humaner MMP-11 (NeoMarkers, über Dunn Labortechnik GmbH,

Asbach),

Monoklonaler, anti-humaner TIMP-3 (Calbiochem-Novabiochem GmbH, Schwalbach).

Diese sind jedoch nicht im Rahmen dieser Studie untersucht worden. Eine Übersicht über

diese mono- und polyklonalen Antikörper findet sich im Anhang, Abschnitt 9.5 in Tab. 9.51

In tabellarischer Form wird dort zusätzlich ein Überblick über die angewandten

immunhistochemischen Reaktionen sowie über die Bezugsquellen dargestellt.


Tab. 3 Antigen und Darstellung der für ihre Detektion erforderlichen Puffer, Vorbehandlungen, Seren, Sekundärantikörper und Detektionssystem

Antigen Verdünnung

mit Vorbe-handlung

Blocking-Serum

Sekundär-Antikörper

Detektions-

system

caCD44

TBS

Keines

biot. Kaninchen–anti- Ratte-IgG (H+L)

MMP-2 TBS PNS biot. Pferd-anti-Maus-IgG (H+L)

MMP-9 20 %iges

SNS in TBS

SNS

biot. Ziege-anti –Kaninchen-IgG

(H+L)

MT1-MMP (MMP-14)

TBS PNS biot. Pferd-anti-Maus-IgG (H+L)

TIMP-1 20 %iges

SNS in TBS

Keine

SNS biot. Ziege-anti –Kaninchen-IgG

(H+L)

TIMP-2 TBS Citratpuffer,Mikrowelle

PNS biot. Pferd-anti-Maus-IgG (H+L)

ABC

ABC = Avidin-Biotin-Peroxidase-Komplex; biot. = biotiniliert; ca = canines; Ig = Immunglobulin; PNS = Pferdenormalserum; SNS = Schweinenormalserum;

3.3.1.1 Blocking-Seren

Für die Blockierung unspezifischer Antikörper-Bindungsstellen im Gewebe wurde vor der

Inkubation mit den monoklonalen Antikörpern unverdünntes, inaktiviertes Pferdenormal-

serum und mit den polyklonalen Antikörpern ebenfalls unverdünntes, inaktiviertes Schweine-

normalserum verwendet. Die Seren stammten von klinisch gesunden Tieren der Klinik für

Pferde sowie der Klinik für kleine Klauentiere der Tierärztlichen Hochschule Hannover. Das

Vollblut wurde in Zentrifugenröhrchen 5 Stunden bei 4 ºC aufbewahrt und anschließend 10

Minuten bei 37 °C in einer Zentrifuge (Labofuge®A, Heraeus Sepatech GmbH, Osterode) bei

190 x G zentrifugiert. Die im Serum enthaltenen Komplementkomponenten wurden

anschließend durch eine 30-minütige Inkubation in einem Wasserbad bei 56 ºC inaktiviert.

Das Serum wurde daraufhin aliquotiert und bei -20 ºC eingefroren bis zur Verwendung

gelagert.


3.3.1.2 Sekundäre Antikörper

Bei CD44 wurde als Sekundärantikörper ein biotinyliertes Kaninchen-anti-Ratte

Immunglobulin G (Vector Laboratories, BA 4000) und bei den übrigen monoklonalen

Primärantikörpern (MT1-MMP, MMP-2 und TIMP-2) ein biotiniliertes, equines anti-Maus-

IgG-Antiserum (Vector Laboratories, BA 2000) verwendet. Bei Verwendung eines

polyklonalen Primärantikörpers (MMP-9, TIMP-1) wurde ein biotinylierter Ziege-anti-

Kaninchen-Antikörper (Vector Laboratories, BA 1000) als Sekundärantikörper eingesetzt.

Die Verdünnung aller Sekundärantikörper betrug jeweils 9 µl in 1 ml TBS.

3.3.1.3 Detektionssystem

Als Detektionssystem wurde der Avidin-Biotin-Peroxidase-Komplex (ABC; ABC-Elite-Kit,

Vector Laboratories, Burlingame; PK 6100) in einem Mischungsverhältnis von 9 µl Avidin

und 9 µl Biotin pro ml TBS verwendet. Die Komponenten des Avidin-Biotin-Peroxidase-

Komplexes mussten mindestens 30 Minuten vor Gebrauch gemischt werden, um eine

Komplexbildung zu ermöglichen.

3.3.2 Protokoll der immunhistochemischen Färbungen (ABC-Methode)

Die immunhistologische Darstellung der Antigene wurde in Anlehnung an die von HSU et al.

(1981) beschriebene und von ALLDINGER et al. (1996) modifizierte Avidin-Biotin-

Peroxidase-Komplex-Methode durchgeführt:

1. Entparaffinierung der Schnitte in Roti-Clear® zweimal für 5 Minuten, in Isopropyl-

alkohol einmal für 5 Minuten und in 96%-igem Alkohol einmal für 3 Minuten.

Zusätzlich beim Nachweis von CD44 noch Entparaffinierung in 70%- und 50%-igem

Alkohol für jeweils 3 Minuten, da in Schritt 2 TBS statt Methanol verwendet wurde.

2. Inaktivierung der endogenen Peroxidase in 0,5%-igem H2O2 in Methanol reinst (s.

Anhang) für 30 Minuten bei Raumtemperatur auf einem Magnetrührer. Beim

Nachweis von CD44 wurde statt Methanol TBS (siehe Anhang) verwendet.


3. Dreimaliges Waschen der Schnitte in TBS für je 5 Minuten

4. Verbringen der Schnitte in CoverplatesTM und Sequenza®-Einsätze (Thermo

Electron, Dreieich)

5. Inkubation der Schnitte mit Blocking-Seren (10 Minuten bei Raumtemperatur)

• unverdünntes Pferdenormalserum: MMP-2, MT1-MMP, TIMP-2

• unverdünntes Schweinenormalserum: MMP-9, TIMP-1

• kein Blocking-Serum notwendig: CD44

6. Auftragen des primären Antikörpers und Inkubation für 16 Stunden bei 4 °C


8. Auftragen des sekundären Antikörpers und Inkubation für 30 Minuten bei Raum-

temperatur


10. Inkubation der Schnitte mit dem Avidin-Biotin-Peroxidase-Komplex (ABC) für 30

Minuten bei Raumtemperatur (Herstellung des ABC-Komplexes mindestens 30

Minuten vor Gebrauch)


12. Umsetzen der Schnitte in TBS-gefüllte Glasküvetten

13. Inkubation der Schnitte mit 0,05% 3,3’-Diaminobenzidin-Tetrahydrochlorid (DAB)

mit 0,03% H2O2 in TBS (siehe Anhang) für 10 Minuten auf dem Magnetrührer bei

Raumtemperatur


15. Kurzes Eintauchen der Schnitte in Aqua dest. und Färben der Schnitte für einige

Sekunden bis zur gewünschten Farbintensität in Hämalaun nach Mayer

16. Bläuen der Schnitte unter fließendem Leitungswasser für 5 Minuten und kurzes

Eintauchen der Schnitte in Aqua dest.


17. Entwässern der Schnitte in einer aufsteigenden Alkoholreihe: 50-, 70- und 96%-iger

Alkohol für jeweils 3 Minuten, Isopropylalkohol (5 Minuten), Essigsäurebutylester

(EBE; 2x 5 Minuten) und maschinelles Eindecken der Schnitte mit Hilfe eines

Eindeckautomaten (Promounter RCM 2000, Firma Medite, Burgdorf)

3.3.3 Kontrollen

3.3.3.1 Positivkontrollen

Folgende Organe bzw. Gewebe dienten in den Untersuchungen als Positivkontrolle:

• Zellpellet einer Makrophagen/Monozyten-Zell-Linie (DH82) eines Hundes mit

maligner Histiozytose (Wellman et al., 1988): CD44, MMP-2 und –9

• Langer Röhrenknochen eines totgeborenen Welpen: TIMP-1 und TIMP-2

• Mediastinum eines Hundes mit pyogranulomatöser Serositis: MT1-MMP

Nähere Angaben zu den Kontrollgeweben und deren Herkunft sind der Tab. 4 zu entnehmen.

Tab. 4 Antikörper und ihre zugehörigen Positivkontrollen, Diagnosen und Herkunft

Antikörper Identifikation Gewebe Diagnose Rasse Alter (Jahre)

Ge-schlecht

CD44

MMP-2

MMP-9

DH82* P82, P89,P106

Makrophagen/ Monozyten- Zellpellet

Maligne Histiozytose

Golden Retriever

10 m

TIMP-1

TIMP-2 S 781 /03 X

Langer Röhren-knochen

Totgeborener Welpe, Ursa-che ungeklärt

DSH 0 m

MT1-MMP

(MMP-14) E 4601/02

Mediastinum

Subakute, pyogranuloma-töse Serositis

Hovawart 2,5 m

DSH = Deutscher Schäferhund; m = männlich; * = American Tissue Cell Culture (ATCC®): CRL-10389™

3.3.3.2 Negativkontrollen

Die Spezifität der Färbung wurde beim Einsatz der monoklonalen Antikörper durch das

Ersetzen des Primärantikörpers durch Aszitesflüssigkeit von nicht immunisierten Balb/cJ-


Mäusen (Biologo, Kronshagen) ermittelt. Für die polyklonalen Antikörper wurde Kaninchen-

normalserum (Sigma-Aldrich Chemie GmbH, Taufkirchen) anstelle eines Primärantikörpers

eingesetzt. Die Negativkontrollseren wurden so verdünnt, dass ihre Proteinkonzentration

(Globulinfraktion) mit der jeweiligen Antikörperkonzentration pro Schnitt identisch war. Des

Weiteren wurde bei den immunhistologischen Färbungen jeweils an einem Schnitt der

sekundäre Antikörper und an einem anderen Schnitt der ABC durch TBS ersetzt, um die

Spezifität der Antikörperbindung zu überprüfen.

3.4 Befunderhebung, Auswertung und Statistik

Die histologischen und immunhistologischen Schnittpräparate wurden mit Hilfe eines

Standard Binokular Mikroskops (Zeiss, Oberkochem) lichtmikroskopisch ausgewertet. Die

HE-gefärbten Gewebeschnitte wurden entsprechend der WHO-Klassifikation für Neoplasien

des Mammadrüsengewebes (MISDORP et al., 1999) beurteilt.

In jedem immunhistologischen Schnittpräparat wurden anhand eines Auswertungsprotokolls

die Intensität und die Anzahl der spezifischen Markierung erfasst.

Es wurden dabei folgende Zellen und Gewebestrukturen beurteilt:

A) Drüsengewebe der Kontrollgruppe und des hyperplastischen Mammagewebes und

sowie nicht-tumorös verändertes Drüsengewebe der Tumorpatienten:

• Alveoläre Epithelien

• Duktepithelien

• Myoepithelien

• Stromale Bindegewebszellen (in Tumorpatienten in „tumornah“ und „tumorfern“

unterschieden und in der Kontrollgruppe und in hyperplastischem Drüsengewebe

als „tumorfern“ definiert.)

• Stromale Gefäße (in Tumorpatienten in „tumornah“ und „tumorfern“ unter-

schieden und in der Kontrollgruppe und in hyperplastischem Drüsengewebe als

„tumorfern“ definiert.)


B) Tumorgewebe:

• Epithelien (beinhalten alveoläre Epithelien benigner Mammatumoren und

Epithelzellen maligner Mammatumoren in Tumorperipherie und

Tumorzentrum)

• Myoepithelien (Tumorperipherie und Tumorzentrum)

• Metastasierende, epitheliale Tumorzellen in Gefäßen, Stroma und

Lymphknoten

• Knorpelgewebe im Tumor

Die Auswertung der immunhistologischen Färbungen erfolgte durch die Doktorandin und

einen Pathologen. Diskrepanzen in der Bewertung wurden durch eine gemeinsame Schnitt-

Kontrolle behoben. Für die Auswertung der Immunhistologie wurden für jeden einzelnen

Zelltyp und jede Lokalisation die Parameter Signalintensität (I) sowie die geschätzte

Anzahl positiver Zellen (A) pro Gesichtsfeld bei hoher Vergrößerung

(Objektivvergrößerung: 40x) nach zwei unterschiedlichen Bewertungssystemen bestimmt.

Für die Beurteilung der Intensität des immunhistologischen Signals wurde eine

Bewertungsskala zugrunde gelegt, die von 0 bis 3 reichte.

Es wurde zugeordnet:

0 = kein Signal;

1 = schwaches Signal / leichte Braunfärbung;

2 = mäßig positives Signal / deutliche,mittelgradige Braunfärbung;

3 = stark positives Signal/ sehr deutliche, hochgradige Braunfärbung.

In Einzelfällen wurden für die exakte Beschreibung der Intensität eines Signals auch

Zwischenstufen dieser Skala in Form von halben Zahlen verwendet.

Die Anzahl der markierten Zellen wurde semiquantitativ durch Schätzung erfasst und

folgende Werte der geschätzten prozentualen Häufigkeit positiver Zellen zugeordnet:

0 = 0% der Zellen markiert;

1 = 1 – 25% der Zellen markiert;

2 = 26% – 50% der Zellen markiert;


3 = 51% – 75% der Zellen markiert;

4 = > 75% der Zellen markiert.

Dabei wurden für beide Parameter Werte für jeden zu untersuchenden Zelltyp in jeder

Lokalisation fünfmal randomisiert ermittelt. Aus diesen fünf Einzelbeurteilungen wurde ein

Mittelwert errechnet, der für die Intensität zwischen 0,0 und 3,0 (Intensitätswert, I) und für

die geschätzte Anzahl positiver Zellen zwischen 0,0 und 4,0 liegen konnte (Häufigkeitswert,

A). Für den Fall, daß alle fünf randomisiert erhobenen Einzelwerte für die Intensität einer

Lokalisation in keinem Fall einen Einzelwert über 0,5 erreichten, und somit auch der

Intensitätswert kleiner gleich 0,5 war, musste angenommen werden, dass diese schwache

Färbung in einer geringen Anzahl von Zellen auf einem unspezifischem Hintergrundsignal

beruht. Per Konvention wurden die Intensitätswerte aller Lokalisationen mit Hilfe der

Untersuchungsbögen auf ihre Einzelwerte hin überprüft und gegebenenfalls „bereinigt“, d.h.

auf „Null“ gesetzt.

Für die deskriptive und statistische Auswertung der immunhistologischen Ergebnisse

und ihre graphische Darstellung wurde durch Zusammenfassung von Intensitäts- und

Häufigkeitswerten aller korrespondierender Lokalisationen und Zelltypen ein immunhistolo-

gischer „Score“ (SINICROPE et al., 1995) erstellt, der sich durch Multiplikation der nicht

gerundeten Intensitäts- und Häufigkeitswerte ergab und zwischen 0 und 12 liegen konnte.

„Scores“ ≤ 3 wurden nachfolgend als „niedrig“, von 4 – 6 als „mittlere“ Werte, von 7 – 9 als

„hoch“ und von 10 – 12 als „sehr hoch“ bezeichnet.

Um einen Vergleich zwischen alveolären Epithelien des histologisch unveränderten

Drüsengewebes und dem Tumor zu ermöglichen, wurde für Epithelien aus Tumorperipherie

und -zentrum ein Tumorgesamtwert (TgesAE) ermittelt. Dieser war das Produkt aus dem

arithmetischen Mittel der Intensitätswerte von Zentrum und Peripherie [(ITpAE + ITzAE)/2],

bzw. aus dem arithmetischen Mittel der Häufigkeitswerte [(ATpAE + ATzAE)/2]. Analog

dazu wurden die Werte von Emboli, lokal invasiven metastasierenden Zellen sowie Lymph-

knotenmetastasen zu einem Metastasengesamtwert (TgesMETZ) zusammengefasst. Auch

hier wurde durch Bildung eines arithmetischen Mittels jeweils ein Intensitäts- bzw. Häufig-

keitsgesamtwert für die Metastasen ermittelt. Durch ihre Multiplikation wurde der

Tumorgesamtwert für metastatische Zellen unabhängig von ihrer Lokalisation errechnet.


So entstanden pro untersuchtem Antikörper 19 „Scores“ für 19 untersuchte Lokalisationen.

Die im folgenden verwendete Bezeichnung „SCORE“ beschreibt, dass der vorhandene Wert

durch Multiplikation von Intensitäts- und Häufigkeitswerten der entsprechenden Lokalisation

zustande gekommen ist. Für die Deskription der Signale wurden dezimale „Scores“ nach

allgemein anerkannten Rundungsregeln auf- oder abgerundet.

Für folgende Zellen und Strukturen wurden „Scores“ erhoben:

Normale alveoläre Epithelien: NAE

Normale Duktepithelien: NDE

Normale Myoepithelien: NME

Tumornahes Stroma: Stroma-Nah

Tumorfernes Stroma: Stroma-Fern

Tunica media von tumornahen Gefäßen: T.m.-Nah

Tunica media von tumorfernen Gefäßen: T.m.-Fern-

Intima von tumornahen Gefäßen: Int.-Nah

Intima von tumorfernen Gefäßen: Int.-Fern

Tumorgesamtwert für alveoläre Epithelien: TgesAE

Epithelien der Tumorperipherie: TpAE

Epithelien des Tumorzentrums: TzAE

Myoepithelien der Tumorperipherie: TpME

Myoepithelien des Tumorzentrums: TzME

Metastasengesamtwert: TgesMETZ

Emboli in Gefäßen und Lymphspalten: Emboli

Lokal invasive Zellen im Gewebe: MetZ

Lymphknotenmetastasen: LnnMet

Knorpelzellen in benignen Mischtumoren Chondro


Prozentangaben im deskriptiven Ergebnisteil beziehen sich immer anteilig auf die jeweilige

Tumorgruppengröße. Konnten Einzelwerte aus verschiedenen Gründen (z.B. Lokalisation

nicht beurteilbar, Parameter nicht vorhanden) nicht erhoben werden, so bezieht sich die

Prozentangabe dennoch auf die ursprüngliche Gruppengröße.

Die statistische Aufarbeitung der bei der Untersuchung der Hundegruppen erhobenen Daten

erfolgte in Zusammenarbeit mit dem Institut für Biometrie, Epidemiologie und Informations-

verarbeitung der Tierärztlichen Hochschule Hannover. Die immunhistologischen „Scores“ der

Untersuchungsgruppen wurden unter Verwendung des Programmes SAS (Statistical Analysis

System, Version 9.1, SAS Institute Inc., 1999) bearbeitet sowie deren graphische Darstellun-

gen mit dem Programm SPSS (Superior Performing Software Systems, Version 13.0) erzeugt.

Da sich die erhobenen Daten mehrheitlich nicht als normalverteilt erwiesen, wurde für weitere

Analysen der Tumorgruppen der Kruskal-Wallis-Test (KWT) als nicht-parametrische

Varianzanalyse unabhängiger Stichproben als Globaltest, eingesetzt. Dieser verglich je

Antikörper die immunhistologischen „Scores“ der sieben Gruppen auf signifikante

Unterschiede folgender Parameter:

Unverändertes Drüsengewebe (NAE, NDE, NME),

Tumorgesamtwert für Epithelien (TgesAE),

Tumorgesamtwert für Epithelien (TgesAE) aller Gruppen mit NAE der Kontrollgruppe,

Epithelien von Tumorperipherie und -zentrum (TpAE, TzAE),

Myoepithelien von Tumorperipherie und -zentrum (TpME, TzME),

Tumornahes und –fernes Bindegewebe (Stroma-Nah, Stroma-Fern),

Tunica media tumornaher und –ferner Gefäße (T.m.-Nah, T.m.-Fern),

Intima tumornaher und –ferner Gefäße (Int.-Nah, Int.-Fern).

Für die Benennung der statistischen Signifikanzen wurde ein vergleichsbezogenes Signi-

fikanzniveau von α = 0,05 zu Grunde gelegt. Ergebnisse mit p < 0,05 wurden als statistisch

signifikant angesehen.

Ein paarweiser Gruppenvergleich oben angegebener Parameter wurde in den Fällen

durchgeführt, in denen der Kruskal-Wallis-Test signifikant war. Als nicht-parametrischer Test

für unverbundene Stichproben wurde der Wilcoxon-U-Test (WT) eingesetzt und eine

versuchsbezogene Irrtumswahrscheinlichkeit durch „α-Adjustierung nach Bonferroni“ mit

einem Signifikanzniveau von α = 0,005 (TgesAE, TpAE, TzAE, Stroma-Nah, T.m.-Nah, Int.-


Nah) bzw. α = 0,00238 (NAE, NDE, NME, Stroma-Fern, T.m.-Fern, Int.-Fern), α = 0,0167

(TpME, TzME), α = 0,01 (TgesAE aller Tumorgruppen verglichen mit Epithelien der

Kontrollgruppe) erreicht (Anhang, Abschnitt 9.3, Tab. 9.44 bis Tab. 9.50). Bei diesem

Verfahren werden Werte mit einem Signifikanzniveau p < 0,05 als „statistisch auffällig“

bezeichnet.

Innerhalb einer Tumorgruppe wurde die Untersuchung auf signifikante Unterschiede

verschiedener Parameter mit dem Signed-Rank-Test nach Wilcoxon (SRT) durchgeführt.

Ergebnisse mit p < 0,05 wurden als „statistisch signifikant“ angesehen. Folgende Parameter

innerhalb gleicher Tumorgruppen wurden mit dem Signed Rank-Test nach Wilcoxon

miteinander verglichen:

In jeder Tumorgruppe wurde unverändertes Drüsengewebe (NAE) dem Tumorgesamtwert für

Epithelien (TgesAE) gegenübergestellt. In einfachen Karzinomen war dieser Vergleich durch

das Fehlen entweder des unveränderten Drüsengewebes oder eines soliden Tumors nicht in

allen Fällen möglich. Unter der Voraussetzung, daß sich TgesAE und TgesMETZ im Signed

Rank-Test nicht signifikant (p < 0,05) unterschieden, wurde für die Fälle, in denen aufgrund

des Fehlens eines Tumorknotens kein Tumorgesamtwert ermittelt werden konnte, der Metas-

tasengesamtwert berücksichtigt und so ein modifizierter Tumorgesamtwert (TgesAE-modif.)

erstellt. Dies erhöhte die Anzahl der Vergleiche zwischen nicht-neoplastischen und neoplas-

tischen Epithelzellen.

Innerhalb jeder Tumorgruppe wurden die Epithelien der Tumorperipherie (TpAE) mit denen

des unveränderten Drüsengewebe (NAE) verglichen.

In jeder Tumorgruppe wurden Tumorperipherie und Tumorzentrum einander gegenüber-

gestellt und für Epithelien (TpAE - TzAE) bzw. Myoepithelien (TpME – TzME) auf

signifikante Unterschiede getestet.

Des Weiteren wurden in jeder Tumorgruppe tumornahes und –fernes Bindegewebe

miteinander verglichen (Stroma-Nah – Stroma-Fern).


Ergebnisse 53

4 Ergebnisse

4.1 Ergebnisse der histologischen Untersuchung

Das unveränderte Milchdrüsengewebe von 9 Hunden (KG1 – KG9) war durch einen

regulären Läppchenaufbau mit Milchgängen und gut differenzierten Alveolen, die eine

graduell variable sekretorische Aktivität aufwiesen, gekennzeichnet. Die einzelnen Läppchen

wurden durch prominente Bindegewebszüge, in denen Blut- und Lymphgefäße sowie

vereinzelt lympho- und histiozytäre Entzündungszellen zu finden waren, unterteilt.

Das hyperplastische Drüsengewebe von 7 Hunden (HYP1 – HYP7) zeigte lobuläre

Hyperplasien, die durch Proliferationen von intralobulären Duktepithelien mit graduell

variabler Einengung des Lumens (Epitheliosis) oder durch Proliferationen von terminalen

Drüsenendstücken und Myoepithelien (Adenosis) gekennzeichnet waren. Alle Formen

hyperplastischer Veränderungen wurden im gleichen Individuum in unterschiedlicher

Ausprägung für sich alleine, nebeneinander oder neben unverändertem Milchdrüsengewebe

beobachtet. Häufig war das hyperplastische Drüsengewebe sekretorisch aktiv.

Die einfachen Adenome von 15 Hunden (eAd1 – eAd15) lagen solitär oder multinodulär als

expansiv wachsende Knoten im Drüsenparenchym. Sie waren durch eine bindegewebige

Begrenzung und gut differenzierte, tubulo-alveolär angeordnete Epithelien charakterisiert, die

von unterschiedlich stark ausgeprägtem, fibrovaskulären Stroma durchzogen wurden.

Die solitären oder multinodulären komplexen Adenome von 19 Hunden (kAd1 – kAd19)

zeichneten sich durch eine variable Verteilung und Proliferation von epithelialen und

myoepithelialen Zellen aus, die von teils muzinreichen Bindegewebsanteilen begleitet waren.

Die Tumoren waren durch eine bindegewebige Kapsel demarkiert. Die epithelialen Anteile

zeigten fokal in der Tumorperipherie eine rege Proliferationsaktivität.

Die benignen Mischtumoren (15 Hunde; bMMT1 – bMMT15) wiesen neben den bei

komplexen Adenomen beschriebenen Bestandteilen auch fokale chondroide und selten ossäre

Gewebeinseln auf. Alle Neoplasien zeigten eine klare Grenze zum gesunden Gewebe.

In allen einfachen und komplexen Adenomen sowie benignen Mammamischtumoren fehlten

Nekrosen, Blutungsareale und eine erhöhte Mitoserate.

54 Ergebnisse

Einfache Karzinome (18 Hunde; eCa1 – eCa18) setzten sich nur aus epithelialen und

komplexe Karzinome (17 Hunde; kCa1 – kCa17) aus epithelialen und myoepithelialen Zell-

populationen zusammen. Die Tumorzellen waren durch Zell- und Kernpolymorphie und eine

erhöhte Anzahl und Atypie von Mitosen gekennzeichnet. Des Weiteren waren fokale

Invasionsfronten in der Tumorperipherie, Nekrosen und Blutungen zu beobachten. Bei 6

einfachen Karzinomen handelte es sich um den soliden Subtyp (Anhang, Abschnitt 9.1, Tab.

9.7) der durch eine flächige Proliferation von Epithelzellen und nur sehr vereinzelten

tubulären Strukturen gekennzeichnet war. Weitere 8 Fälle dieser Gruppe stellten den Subtyp

des tubulo-papillären Karzinoms dar (Anhang, Abschnitt 9.1, Tab. 9.7), das aus unterschied-

lich großen, zystischen Hohlräumen mit papilliformen Epithelproliferationen bestand. Die

übrigen 4 Fälle waren anaplastische Karzinome (Anhang, Abschnitt 9.1, Tab. 9.7), die ein

irreguläres, teils tubulo-alveoläres, teils solides Wachstum und eine prominente Zellatypie mit

hoher Mitoserate aufwiesen. Einfache Karzinome zeigten eine lokale Invasion präexistenter

Bindegewebsstrukturen sowie in Einzelfällen eine Invasion und Embolisation in Blut-

und/oder Lymphgefäßen (Angiosis carcinomatosa).

Vereinzelt wurden bei allen Tumorgruppen im Tumorgewebe oder im peritumorösen Gewebe

gering- bis mittelgradige, meist lymphozytär-plasmazelluläre und histiozytäre, entzündliche

Infiltrate beobachtet.

4.2 Ergebnisse der immunhistologischen Untersuchungen

Die immunhistologischen „Scores“ für die nachstehend beschriebenen Zelltypen sind

fallweise nach Antikörper und Tumorgruppen sortiert im Anhang, Abschnitt 9.2, in den

Tabellen 9.8 bis 9.43 dargestellt. Die fotografische Dokumentation der immunhistologischen

Nachweise aller untersuchten Antikörper findet sich in Kapitel 4.3 in den Abbildungen 39

bis 68.

Ergebnisse 55

4.2.1 CD44

4.2.1.1 CD44 in den Kontrollen

Im DH82-Zellpellet war in allen Zellen eine wenig variable, mittel- bis dunkelbraune,

homogene Markierung zu beobachten, die zellmembran-assoziiert war. Alle Negativ-

kontrollen zeigten sich frei von spezifischen Signalen.

4.2.1.2 CD44 in unverändertem Milchdrüsengewebe

Im Milchdrüsengewebe der Kontrollgruppe (n = 9; KG1 – KG9; Kap. 4.3, Abb. 39) fand sich

in alveolären Epithelien eine sehr starke, inter- und intralobuläre Heterogenität hinsichtlich

Quantität und Intensität der Expression von CD44, während nahezu alle Duktepithelzellen

eine relativ homogene, intensive Expression von CD44 aufwiesen. Das Signal in den

alveolären Epithelien war im Zytoplasma vorwiegend latero-lateral sowie basal entlang der

Zellmembran zu beobachten. In der letztgenannten Lokalisation war eine Abgrenzung von

markierten Myoepithelien oder basalen Epithelzellen oft nicht möglich. Eine eindeutige

Identifikation von Myoepithelien war in Einzelfällen schwierig. An der apikalen

Zellmembran duktaler und alveolärer Epithelien von unverändertem Mammagewebe fand sich

keine Expression von CD44.

Die alveolären Epithelzellen zeigten eine wenig intensive und irreguläre Immunmarkierung

von CD44. Der immunhistologische „Score“ lag im Median bei 4,25 (Min.: 0; Max.: 9,6).

22% der Fälle erhielten einen hohen (KG1, 9), 33% einen mittleren (KG5, 7, 8), 22% einen

niedrigen „Score“ (KG3, 6), und weitere 22% waren CD44-negativ. In Drüsenabschnitten mit

sekretorischer Aktivität wiesen die alveolären Epithelzellen eine deutlich geringere

Expression von CD44 auf. Für Duktepithelien betrug der „Score“ im Median 6,08 (Min.: 0;

Max.: 12). 33% der Fälle hatten einen hohen (KG1, 8, 9), 44% einen mittleren (KG3, 5, 6, 7),

11% einen sehr niedrigen Wert (KG2) und 11% (KG4) keine CD44-Expression in

Duktepithelien. Myoepithelien erwiesen sich mehrheitlich (89%) CD44-negativ mit einem

Median von Null (Min.: 0; Max.: 1,3) oder zeigten in wenigen Lokalisationen (KG5) ein

schwaches immunhistologisches Signal. In einem Fall waren sie nicht zu beurteilen (KG2).

Zellen im Stroma mit der Morphologie von Fibrozyten zeigten im Median einen „Score“ von

1,26 (Min.: 0; Max.: 4). In Gefäßen wurde in keinem Fall eine Markierung der Tunica media

56 Ergebnisse

oder Intima nachgewiesen. Im Drüsenstroma fanden sich einzelne Zellen mit mittelgradiger

CD44-Expression, die das morphologische Aussehen von Lymphozyten und Makrophagen

besaßen.

4.2.1.3 CD44 in hyperplastischem Milchdrüsengewebe

In hyperplastischem Milchdrüsengewebe (n = 7; HYP1 – HYP7) ergab sich eine dem

normalen Drüsengewebe qualitativ und topographisch ähnliche Expression von CD44

(Kapitel 4.2.1.2).

Alveoläre Epithelien zeigten eine stark variierende Expression von CD44. Ihr immunhisto-

logischer „Score“ lag im Median bei 2,08 (Min.: 0,12; Max.: 8,16) und war nicht signifikant

verschieden zum Kontrollgewebe (p = 0,5111, KWT). Es bestanden in 29% der Fälle hohe

„Scores“ (HYP5, 7), in 43% niedrige „Scores“ (HYP1, 4, 6), und in zwei Fällen war der

Nachweis von CD44 negativ (29%; HYP2, 3). Duktepithelien waren homogen und konstant

stark CD44-positiv mit einem medianen „Score“-Wert von 11,02 (Min.: 6; Max.: 12), der sich

nicht signifikant vom Kontrollgewebe unterschied (p = 0,6369, KWT). Für die CD44-

Expression in Myoepithelien wurde ein Median von 0,9 (Min.: 0; Max.: 2,04) ermittelt. Sie

wiesen vorwiegend niedrige Werte auf (57%; HYP2, 5 - 7) oder waren CD44-negativ (43%;

HYP1, 3, 4). Ihre „Scores“ waren statistisch auffällig (p = 0,0171), aber durch die α-

Adjustierung nach Bonferroni nicht signifikant verschieden (p < 0,00238, WT) zu denjenigen

im Kontrollgewebe. In keinem weiteren Zelltyp bestanden statistisch signifikante Unter-

schiede zur Gruppe der Kontrollgewebe. Für stromale Zellen mit der Morphologie von

Fibrozyten ergab sich ein Median von 1,13 (Min.: 0; Max.: 5,78), der sich in 14% mit einem

mittleren (HYP5), in 57% mit einem niedrigen „Score“ (n = 4; HYP1, 2, 4, 7), und in zwei

Fällen als CD44-negativ darstellte (29%; HYP3, 6). In Blutgefäßen wurde eine CD44-

Markierung nicht beobachtet.

4.2.1.4 CD44 in einfachen Adenomen

In einfachen Adenomen (n = 15; eAd1 – eAd15) ergab sich eine dem normalen Drüsen-

gewebe qualitativ und topographisch ähnliche Expression von CD44 (Kapitel 4.2.1.2). Die

Markierung von Epithelien war in allen Adenomen gleich und zeigte eine basale und entlang

Ergebnisse 57

der lateralen Zellmembran lokalisierte Markierung unter Aussparung luminaler Bereiche

(Kap. 4.3, Abb. 41).

Im unveränderten Drüsengewebe der einfachen Adenome zeigten alveoläre Epithelien eine

inter- und intralobulär heterogene und schwache Expression von CD44 mit einem Median von

4,2 (Min.: 0,35; Max.: 10,8) und waren zu Epithelien der Kontrollgruppe nicht signifikant

unterschiedlich (p = 0,5111, KWT; Kap. 4.2.1.9, Abb. 2). In 13% der Fälle fanden sich hohe

(eAd11, 8), in 47% mittlere (n = 7; eAd6, 7, 9, 10, 12, 14, 15) und in 33% niedrige „Scores“

(eAd1 - 5). Die alveolären Epithelien des Tumors eAd13 waren negativ. Duktepithelien waren

homogen und konstant stark CD44-positiv mit einem medianen „Score“ von 10,8 (Min.: 5,04;

Max.: 12), der sich nicht signifikant vom Kontrollgewebe unterschied (p = 0,6369, KWT). In

87% der Fälle (n = 13) lagen die Scores ≥ 7 (eAd1 - 4, 6 - 12, 14, 15) und in 13% ≤ 6 (eAd5,

13). Für die CD44-Expression in Myoepithelien wurde ein Median von 0,11 (Min.: 0; Max.:

4,75) ermittelt. Sie wiesen mehrheitlich eine fehlende (67%; eAd1, 3, 4, 9-15) und in 27%

eine schwache CD44-Expression auf (n = 4; eAd2, 5 - 7). Ein signifikanter Unterschied zur

Kontrollgruppe bestand nicht (p = 0,0808; KWT). Quantitativ waren in nahezu allen Fällen

(93%) nur einzelne Myoepithelien (≤ 26%) markiert. Lediglich in einem Fall (7%; eAd8)

wurden deutlich markierte Myoepithelien mit einem „Score“ von 5 notiert.

Der Vergleich der „Scores“ alveolärer Epithelien im unveränderten Mammagewebe (Median:

2,63) mit denen des Tumorgesamtwertes (TgesAE; Median: 8,93; Min.: 4,03, Max.: 12) und

denen der Tumorperipherie ergaben in beiden Fällen für das Tumorgewebe statistisch

signifikant höhere Werte (p = 0,0004 bzw. p = 0,0002; SRT Kap.4.2.1.9; Abb. 2 und Abb. 3

und Kap. 4.3, Abb. 40). Zwischen dem Tumorgesamtwert und dem Drüsengewebe der

Kontrollgruppe bestanden keine signifikanten Unterschiede (p = 0,0122; WT). Zwischen den

Epithelien von Tumorperipherie (Median: 9,75, Min.: 1,92, Max.: 12) und –zentrum (Median:

9,20, Min.: 2,4, Max.: 12) einfacher Adenome wurden keine signifikanten Unterschiede (p =

0,1151) ermittelt. Die „Scores“ von Epithelien der Tumorperipherie lagen in 53% der Fälle ≥

10 (eAd3, 6-8, 11, 12, 14, 15; s. Kap. 4.3, Abb. 42), in 13% im hohen (eAd5, 10), in 27% im

mittleren und in einem Fall im unteren Bereich (n = 4; eAd1, 2, 9, 13 bzw. 7%, eAd4). Im

Tumorzentrum stellten sich die Epithelien relativ heterogen markiert dar mit hohen „Scores“

in 47% der Tumoren (≥10; n =7; eAd2, 3, 6, 8, 11, 12, 14), mittleren Werten in 40% (9 ≥

„Score“ ≥ 5; n = 6; eAd1, 4, 5, 10, 13,15) und niedrigen Werten in 13% (≤3; eAd7, 9).

58 Ergebnisse

Der Vergleich von tumornahem und tumorfernem Stroma (Tumornah: Median: 0,6; Min.: 0;

Max.: 7,2; Tumorfern: Median: 0,22; Min.: 0; Max.: 4,8) ergab keine signifikanten

Unterschiede in der Expression von CD44 (p = 0,0537, SRT). In tumornahen Gefäßen verlief

der CD44-Nachweis in Einzelfällen in der Tunica media schwach positiv (Median: 0; Min.: 0;

Max.: 0,7), jedoch in der Intima vollständig negativ. In tumorfernen Gefäßen zeigte die

Tunica media (Median: 0; Min.: 0; Max.: 0,88) und die Intima (Median: 0; Min.: 0; Max.: 0,3)

in Einzelfällen eine schwach positive CD44-Markierung

4.2.1.5 CD44 in komplexen Adenomen

In komplexen Adenomen (n = 19; kAd1 – kAd19) ergab sich eine dem normalen Drüsen-

gewebe qualitativ und topographisch ähnliche Expression von CD44 (Kapitel 4.2.1.2).

Im unveränderten Drüsengewebe der komplexen Adenome zeigten alveoläre Epithelien eine

inter- und intralobulär heterogene und schwache Expression von CD44 mit einem Median von

2,63 (Min.: 0,18, Max.: 7,92) und waren zu Epithelien der Kontrollgruppe nicht signifikant

unterschiedlich markiert (p = 0,5111, KWT; Kap. 4.2.1.9, Abb. 2). 18 der 19 Fälle (95%)

wiesen einen „Score“ ≤ 6 auf (kAd2 – 19). In sekretorisch aktiven, alveolären Epithelien war

meist keine Expression von CD44 erkennbar. Die Duktepithelien wiesen vorwiegend ein sehr

intensives Signal mit einem Median von 8,84 auf (Min.: 0; Max.: 12) und das überwiegend

(89%) mit „Scores“ ≥ 7 einherging (n = 17; kAd1 - 8, 11 - 19). Es bestand kein signifikanter

Unterschied zu denen der Kontrollgruppe (p = 0,6369, KWT). Für Myoepithelien lag die

CD44-Expression im Median bei 0,42 (Min.: 0; Max.: 3), die zwar statistisch auffällig (p =

0,0262, WT; Abschnitt 9.3, Tab. 9.44), aber nicht signifikant zu Myoepithelien der

Kontrollgruppe war. Die „Scores“ für Myoepithelien waren vorwiegend Null (n = 11; 58%;

kAd1, 2, 6, 7, 9, 10, 12, 14, 16 - 18) oder niedrig (n = 4; 21%; kAd3 - 5, 11). In vier Proben

(22%) waren Myoepithelien nicht eindeutig zu identifizieren (kAd8, 13, 15, 19).

Der Vergleich der „Scores“ alveolärer Epithelien im unveränderten Mammagewebe (Median:

2,63) mit dem Tumorgesamtwert (TgesAE; Median: 6,8; Min.: 0,18, Max.: 11,2) als auch mit

den Epithelien der Tumorperipherie (Median: 7,44; Min.: 0,72; Max.: 11,02) ergab statistisch

signifikant höhere immunhistologische „Scores“ für das Tumorgewebe (p < 0,0001 bzw. p =

0,0013; SRT; Kap. 4.2.1.9 Abb. 2 und Abb. 3). Zwischen dem Tumorgesamtwert und dem

Drüsengewebe der Kontrollgruppe bestanden keine signifikanten Unterschiede (p = 0,1098;

Ergebnisse 59

WT). Zwischen den Epithelien von Tumorperipherie und –zentrum (Median: 6,45; Min.: 0;

Max.: 12) wurden keine signifikanten Unterschiede (p = 0,7467, SRT) ermittelt (Kap. 4.2.1.9

Abb. 4). In einem Fall (kAd16) konnte kein Vergleich mit der Peripherie durchgeführt

werden, da keine Epithelien im Zentrum vorhanden waren. Die Epithelien der

Tumorperipherie wiesen in 14 von 19 Tumoren einen mittleren bis sehr hohen „Score“ (74%;

kAd1 - 4, 6 - 8, 11 - 13, 15 - 18) und in fünf Fällen einen „Score“ ≤ 4 auf (26%; kAd5, 9, 10,

14, 19). Das Tumorzentrum zeigte ähnliche Werte, die in 12 von 19 Fällen „Scores“ von 6 bis

12 (63%; kAd1, 3 - 6, 8, 11 - 13, 15, 17, 18) und in sechs Tumoren „Scores“ ≤ 5 (32%; kAd2,

7, 9, 10, 14, 19) ergaben.

Für die Beurteilung des Myoepithels in den komplexen Adenomen wurden die den Epi-

thelzellen anliegenden Myoepithelien sowie nesterartig proliferierte Myoepithelzellen (Kap.

4.3, Abb. 43) zugrunde gelegt. Zwischen den Myoepithelien von Tumorperipherie (Median:

6,46; Min.: 0; Max: 12) und –zentrum (Median: 4,48; Min.: 0; Max.: 12) bestanden in der

Expression von CD44 keine signifikanten Unterschiede (p = 0,8999; SRT; Kap. 4.2.1.9, Abb.

5). Für Myoepithelien der Tumorperipherie fanden sich „Scores“ ≥ 7 in 47% der Fälle (n = 9;

kAd2, 5, 7 - 9, 11 - 13, 19) sowie „Scores“ zwischen 5 und 6 in zwei Fällen (kAd16, 17) und

in acht Tumoren „Scores“ ≤ 2 (42%; kAd1, 3, 4, 6, 10, 14, 15, 18) von denen drei Fälle

CD44-negativ waren. Zentrale Myoepithelien wiesen in 42% hohe bis sehr hohe (n = 8; kAd2,

5, 7, 9, 11 - 13, 19), in 21% mittlere (n = 4; kAd1, 8, 16, 17) und in 21% niedrige „Scores“

auf (n = 4; kAd3, 4, 6, 15). Drei Fälle waren CD44-negativ (16%, kAd10, 14, 18).

Zwischen den „Scores“ von tumornahem und tumorfernem Stroma ergaben sich keine signifi-

kanten Unterschiede in der Expression von CD44 (p = 0,4258, SRT). Der Median lag für

tumornahes (Min.: 0; Max.: 3,0) und tumorfernes Stroma bei Null (Min.: 0; Max.: 3,99). In

tumornahen Gefäßen verlief der CD44-Nachweis in der Tunica media und Intima negativ. In

tumorfernen Gefäßen zeigte die Tunica media (Median: 0; Min.: 0; Max.: 1,1) und die Intima

(Median: 0; Min.: 0; Max.: 1,44) in Einzelfällen eine schwach positive CD44-Markierung.

4.2.1.6 CD44 in benignen Mischtumoren

In benignen Mischtumoren (n = 14; bMMT1 – bMMT14) ergab sich eine dem normalen

Drüsengewebe qualitativ und topographisch ähnliche Expression von CD44 (Kapitel 4.2.1.2).

60 Ergebnisse

Für alveoläre Epithelzellen des unveränderten Drüsengewebes lag die CD44-Expression im

Median bei 3,77 (Min.: 0; Max.: 8,64) und war zu Epithelien der Kontrollgruppe nicht

signifikant verschieden (p = 0,5111; KWT; Kap. 4.2.1.9 Abb. 2). In 21% wurde ein hoher

(bMMT8, 9, 12), in 29% ein mittlerer (n = 4; bMMT5 - 7, 10) und in 36% ein niedriger

„Score“ (n =5; bMMT2, 3, 11, 13, 14) ermittelt. In je einem Fall (bMMT4) war kein unverän-

dertes Drüsengewebe vorhanden bzw. wurde ein „Score“ von Null beobachtet (bMMT1).

Weder Dukt- (p = 0,6369; KWT) noch Myoepithelien (p = 0,0319, WT; Anhang, Abschnitt

9.3, Tab. 9.44) zeigten sich signifikant verschieden zu entsprechenden Zelltypen der

Kontrollgruppe. Duktepithelien zeigten im Median eine CD44-Expression von 10,8 (Min.:

0,42; Max.: 12) mit vorwiegend hohen „Scores“ (71%; n = 10; bMMT2, 3, 6 - 10, 12 - 14). In

den übrigen Fällen lag der „Score“ ≤ 6 (bMMT5, 11). Myoepithelien (Median: 0,5; Min.: 0;

Max.: 1,2) zeigten vorwiegend niedrige „Scores“ (50%; n = 7; bMMT1 - 3, 6, 7, 12, 13) oder

„Scores“ von Null (43%; n = 6; bMMT5, 8 - 11, 14).

Der Vergleich von alveolären Epithelien im unveränderten Mammagewebe mit dem Tumor-

gesamtwert für Epithelien (TgesAE; Median: 8,49; Min.: 0,14; Max.: 12; Kap. 4.2.1.9 Abb. 2)

als auch mit den Epithelien der Tumorperipherie (Median: 9,48, Min.: 0,12, Max.: 12; Kap.

4.2.1.9, Abb. 3) ergab statistisch signifikant höhere immunhistologische „Scores“ für das

Tumorgewebe (p = 0,0012 bzw. p = 0,0034, SRT). Zwischen dem Tumorgesamtwert und dem


WT). Zwischen Epithelien von Tumorperipherie und –zentrum (Median: 8,86; Min.: 0,16;

Max.: 12) wurden keine statistisch signifikanten Unterschiede ermittelt (p = 0,9628 SRT;

Kap. 4.2.1.9 Abb. 4). Die peripheren Epithelien wiesen in 86% „Scores“ ≥ 6 auf (n = 12;

bMMT2 - 10, 12 - 14). In je einem Fall wurde ein Wert von 1 (7%; bMMT11) oder Null

notiert (7%; bMMT1). Zentrale Epithelien zeigten in 79% „Scores“ ≥ 6 (n = 11; bMMT2 - 5,

7 - 10, 12–14). In je einem Fall wurde ein niedriger „Score“ von 3 (7%; bMMT11) bzw. Null

(bMMT1) notiert. Zentrale Epithelien fehlten in Fall bMMT6.

Für die Beurteilung des Myoepithels im Tumor wurden die den Epithelzellen anliegenden

Myoepithelien sowie nesterartig proliferierte Myoepithelzellen zugrunde gelegt. Der Ver-

gleich von Myoepithelien verschiedener Tumorzonen wies peripher statistisch signifikant

höhere Werte auf (p = 0,0425, SRT; Kap. 4.2.1.9, Abb. 5). In neun von 14 Fällen (64%;

bMMT2 - 4, 8, 10 - 14) wurden für periphere Myoepithelien höhere „Scores“ ermittelt, in drei

Ergebnisse 61

Tumoren war es umgekehrt (21%, bMMT5, 7, 9), in einem Fall gab es keinen „Score“-

Unterschied (7%; bMMT1) und in einem Fall fehlten zentrale Myoepithelien (bMMT6).

Periphere Myoepithelien wiesen in sechs Fällen hohe (43%; bMMT2, 8-10, 12, 13), in vier

Fällen mittlere (29%; bMMT4, 5, 7, 11) und in drei Fällen niedrige „Scores“ auf (21%;

bMMT3, 6, 14). In 7% waren periphere (bMMT1) und in 14% zentrale (bMMT1, 3)

Myoepithelien negativ. Zentrale Myoepithelien zeigten in 43% hohe (n = 6; bMMT2, 5, 8-10,

13), in 21% mittlere (bMMT7, 11, 12) und in 14% niedrige „Scores“ (bMMT4, 14). Knorpel-

zellen gutartiger Mischtumoren waren in allen Fällen CD44-negativ (Kap. 4.3, Abb. 44).

Der Vergleich von tumornahem und tumorfernem Stroma ergab keine signifikanten Unter-

schiede in der CD44-Expression (p = 0,6875, SRT). Sowohl für tumornahes (Min.: 0; Max.:

9,63) als auch für tumorfernes Stroma lag der Median bei Null (Min.: 0; Max.: 6,48). In zwei

Fällen (14%; bMMT4, 5) waren tumorfernes Stroma sowie Gefäße nicht vorhanden (bMMT4,

5). In tumornahen Gefäßen verlief der CD44-Nachweis in Einzelfällen in der Tunica media

schwach positiv (Median: 0; Min.: 0; Max.: 4,0), jedoch in der Intima vollständig negativ. In

tumorfernen Gefäßen wurde CD44 nicht nachgewiesen.

4.2.1.7 CD44 in einfachen Mammakarzinomen

In einfachen Karzinomen (n = 17; eCa1 – eCa17) ergab sich eine dem normalen Drüsen-


Für alveoläre Epithelzellen des unveränderten Drüsengewebes lag die CD44-Expression im

Median bei 2,88 (Min.: 0; Max.: 8,5) und war zu Epithelien der Kontrollgruppe nicht signifi-

kant verschieden (p = 0,5111, KWT; Kap. 4.2.1.9 Abb. 2). In 35% waren alveoläre Epithelien

unveränderten Drüsengewebes im Schnittpräparat nicht vorhanden (n = 6; eCa1, 3, 5, 8, 14,

17). In 24% zeigten die alveolären Epithelien hohe (n = 4; eCa7, 10, 11, 15), in 6% mittlere

(eCa12) und in 24% niedrige „Scores“ (eCa2, 6, 9, 13) bzw. waren negativ (12%; eCa4, 16).

Weder Dukt- (p = 0,6369, KWT) noch Myoepithelien (p = 0,6643, WT) zeigten signifikante

Unterschiede zu entsprechenden Zellen der Kontrollgruppe. Für Duktepithelien lag die CD44-

Expression im Median bei 9,36 (Min.: 2,26; Max.: 12) mit „Scores“ ≥ 6 in 53% (n = 9; eCa2,

6, 7, 9 - 11, 13, 15, 16) und einem niedrigen Wert in 6% (eCa12). Dukt- sowie Myoepithelien

wurden in sieben von 17 Gewebeproben nicht nachgewiesen (41%; eCa1, 3 - 5, 8, 14, 17).

Für Myoepithelien lag die CD44-Expression im Median bei Null (Min.: 0; Max.: 1,33). Im

62 Ergebnisse

Fall eCa13 waren Myoepithelien nicht zu beurteilen, da eine eindeutige zytologische

Identifikation der Zellen aufgrund der Schichtdicke des Paraffinschnittes nicht gelang (6%).

Der Vergleich zwischen unveränderten alveolären Epithelien und dem Tumorgesamtwert für

Epithelien (TgesAE) war durch das Fehlen des unveränderten Drüsengewebes oder eines

soliden Tumorknotens nur in wenigen Karzinomen möglich und lag im Median bei 1,0 (Min.:

0; Max.: 10) und war statistisch nicht signifikant (p = 0,9375, SRT). Zur Erhöhung der

Anzahl der Vergleiche mit dem unveränderten Drüsengewebe wurde der modifizierte Tumor-

gesamtwert (TgesAE-modif.) verwendet. Daraus resultierte ein Median für den modifizierten

Tumorgesamtwert von 4,96 (Min.: 0; Max.: 12), aber ergab ebenfalls keinen signifikanten

Unterschied zum unveränderten Drüsengewebe (p = 0,2783, SRT; Kap. 4.2.1.9, Abb. 2).

Vorab war statistisch mit dem gleichen Verfahren ein signifikanter Unterschied zwischen

Tumor- und Metastasengesamtwert (TgesMETZ) ausgeschlossen worden (p = 1,0).

Zwischen dem Tumorgesamtwert sowie dem modifizierten Tumorgesamtwert und dem

Drüsengewebe der Kontrollgruppe bestanden keine signifikanten Unterschiede (p = 0,648

bzw p = 0,5530; WT). Auffallend war das wiederholte Auftreten einer starken Expression von

CD44 in Epithelien der Tumorperipherie, jedoch lag weder ein signifikanter Unterschied zum

unveränderten Drüsengewebe (p = 0,7344, SRT; Kap. 4.2.1.9 Abb. 3 noch zum Tumor-

zentrum vor (p = 0,6875, SRT; Kap. 4.2.1.9 Abb. 4). In 35% waren solide Tumorknoten nicht

vorhanden (n = 6; eCa4 - 6, 9, 12, 17), so dass Tumorzentrum und –peripherie nicht beurteilt

werden konnten. In einem Fall fehlten Epithelien im Tumorzentrum (6%; eCa13). Die

„Scores“ der Epithelien in der Tumorperipherie lagen in 24% zwischen 6 und 11 (n = 4; eCa8,

10, 13, 16), in 18% zwischen 1 und 2 (eCa7, 11, 14) und in 24% bei Null (eCa1-3, 15). Das

Tumorzentrum wies in 12% hohe (eCa10, 16), in 6% mittlere (eCa8) und in 18% niedrige

(eCa3, 11, 14) „Scores“ auf. 24% der Fälle waren CD44-negativ (n = 4; eCa1, 2, 7, 15). Die

Epithelien tumoröser Invasionsfronten mit reger Zellproliferation und –infiltration in das

Nachbargewebe zeigten in allen Fällen eine homogene, sehr intensive CD44-Markierung.

In 13 der 17 Fälle wurden entweder Tumorzellemboli, lokal invasive metastatische Zellen

oder Lymphknotenmetastasen festgestellt (76%; eCa1, 3 - 7, 9, 11 - 15, 17), die zu einem

Metastasengesamtwert (TgesMETZ) zusammengefasst wurden (Kap. 3.4). Für den TgesMETZ

lag die CD44-Expression im Median bei 4,81 (Min.: 0; Max.: 12). Nur in sieben dieser Fälle

konnte der TgesMETZ mit dem TgesAE verglichen werden, weil beide Lokalisationen vorhan-

Ergebnisse 63

den waren. Ein signifikanter Unterschied zwischen neoplastischen Zellen des soliden Tumor-

knotens und Metastasen, Emboli oder lokal invasiven Zellen bestand nicht (p = 1,0, SRT).

Die Werte der CD44-Expression von tumornahem und tumorfernem Stroma waren nicht

signifikant verschieden (p = 0,3008, SRT). Der „Score“ für das tumornahe Stroma erhielt

einen Median von 0,72 (Min.: 0; Max.: 7,2), der für das tumorferne Stroma von 0,72 (Min.: 0;

Max.: 9). In tumornahen Gefäßen verlief der CD44-Nachweis in Einzelfällen in der Tunica

media schwach positiv (Median: 0; Min.: 0; Max.: 2,88), jedoch in der Intima vollständig

negativ. In tumorfernen Gefäßen zeigte die Tunica media (Median: 0; Min.: 0; Max.: 1,88) in

Einzelfällen eine schwach positive CD44-Markierung, während die Intima negativ war.

4.2.1.8 CD44 in komplexen Mammakarzinomen

In komplexen Karzinomen (n = 17; kCa1 – kCa17) ergab sich eine dem normalen Drüsen-


Alveoläre Epithelzellen des unveränderten Drüsengewebes, deren CD-44-Expression im

Median bei 4,56 lag (Min.: 1,5; Max.: 11,6), waren zu Epithelien der Kontrollgruppe nicht

signifikant unterschiedlich (p = 0,5111, KWT; Kap. 4.2.1.9 Abb. 2). In 65% wurden für

alveoläre Epithelien des unveränderten Drüsengewebes dieser Gruppe niedrige bis mittlere (n

= 11; kCa2, 5 - 7, 9 -13, 15, 17) und in 29% der Fälle hohe „Scores“ erhoben (n = 5; kCa1, 4,

8, 14, 16). In einem Fall (kCa3) war kein unverändertes Milchdrüsengewebe vorhanden.

Weder Dukt- (p = 0,6369, KWT) noch Myoepithelien (p = 0,7325; WT) zeigten signifikante

Unterschiede zu entsprechenden Zellen der Kontrollgruppe. Für Duktepithelien lag die CD44-

Expression im Median bei 10,02 (Min.: 1,56; Max.: 12) mit „Scores“ ≥ 7 in 71% (n = 12;

kCa1, 4 - 6, 8 - 11, 14 - 17) und niedrigen „Scores“ in 24% (n = 4; kCa2, 7, 12, 13). Für

Myoepithelien lag der Median der CD44-Expression bei Null (Min.: 0; Max.: 1,92). Im Fall

kCa4 (6%) waren Myoepithelien nicht zu beurteilen, da eine eindeutige zytologische

Identifikation der Zellen aufgrund der Schichtdicke des Paraffinschnittes nicht gelang.


Epithelien (TgesAE; Median: 6,0; Min.: 1,45; Max.: 12) war nicht signifikant verschieden (p =

0,0934, SRT; Kap. 4.2.1.9, Abb. 2). Zwischen dem Tumorgesamtwert und dem Drüsen-

gewebe der Kontrollgruppe bestanden keine signifikanten Unterschiede (p = 0,0895; WT).

Epithelien der Tumorperipherie (Median: 6,72; Min.: 0,64; Max.: 12) zeigten signifikant

64 Ergebnisse

höhere Werte für CD44 als das unveränderte Drüsenepithel gleicher Tiere (p = 0,0432, SRT;

Kap. 4.2.1.9, Abb. 3). Zwischen Tumorperipherie und –zentrum war kein signifikanter

Unterschied nachzuweisen (p = 0,3755, SRT; Kap. 4.2.1.9, Abb. 4). Epithelien der

Tumorperipherie waren in sechs von 17 Fällen (35%; kCa4, 5, 6, 9, 12, 17) nicht vorhanden.

In 53% der Tumoren zeigten sich für periphere Epithelien hohe (n = 9; kCa1, 5, 6, 10, 11, 13,

14, 16, 17), in 18% niedrige (kCa2, 3, 12) und in 29% mittlere „Scores“ (n = 5; kCa4, 7 - 9,

15). Die zentralen Epithelien erhielten in 47% „Scores“ ≥ 7 (n = 8; kCa4 - 6, 8, 10, 14, 16,

17). Für die übrigen neun Fälle lagen die „Scores“ ≤ 5 (53%; kCa1 - 3, 7, 9, 11 - 13, 15).


Myoepithelien sowie nesterartig proliferierte Myoepithelzellen zugrunde gelegt. Im Fall

kCa13 (6%) waren Myoepithelien in der Peripherie nicht vorhanden. Zwischen peripheren

und zentralen Myoepithelien bestand kein signifikanter Unterschied in der CD44-Expression

(p = 0,2605, SRT; Kap. 4.2.1.9, Abb. 5). Das Expressionsprofil für CD44 in Myoepithelien

war heterogen und führte in der Tumorperipherie in 47% zu hohen (n = 8; kCa2 - 5, 8, 10, 14,

17), in 12% zu mittleren (kCa6, 16) und in 24% zu niedrigen „Scores“ (n = 4; kCa7, 9, 11,

15). Zwei Fälle waren CD44-negativ (12%; kCa1, 12). Zentrale Myoepithelien zeigten eine

ähnlich heterogene CD44-Expression mit hohen bis mittleren „Scores“ in 47% (n = 8; kCa2 -

5, 8, 10, 14, 17) und niedrigen Scores in 24% (n = 4; kCa7, 11, 12, 16). Drei der 17 Fälle

waren CD44-negativ (18%; kCa1, 9, 15).

Die immunhistologischen Werte der CD44-Expression von tumornahem und tumorfernem

Stroma waren nicht signifikant unterschiedlich (p = 0,6953, SRT). Der „Score“ für das tumor-

nahe Stroma betrug im Median: 2,38 (Min.: 0; Max.: 6,0), der für das tumorferne Stroma lag

bei 1,32 (Min.: 0; Max.: 8,75). Tumornahes Stroma zeichnete sich vorwiegend (76%) durch

negative und niedrige „Scores“ aus. Tumorfernes Stroma wies ebenfalls mehrheitlich niedrige

„Scores" ≤ 2 auf (71%). Die Tunica media tumornaher (Median: 0; Min.: 0; Max.: 0,64) und –

ferner Gefäße (Median: 0; Min.: 0; Max.: 2,25) war jeweils zu 94% CD44-negativ. Die Intima

tumornaher Gefäße war vollständig negativ, während in tumorfernen Gefäßen (94%; Median:

0; Min.: 0; Max.: 0,75) geringgradig CD44 nachgewiesen wurde.

Ergebnisse 65

4.2.1.9 Statistische Auswertung der CD44-Expression

Die grafischen Darstellungen signifikanter Unterschiede in der CD44-Expression der ver-

schiedenen, untersuchten Zelltypen und Lokalisationen sind in den Abbildungen 2 bis 7

aufgeführt. Die Ergebnisse der paarweisen Gruppenvergleiche nach Wilcoxon für alle

beschriebenen Parameter finden sich in Tabelle 9.44 und Tabelle 9.50 des Anhangs

(Abschnitt 9.3) mit Kenntlichmachung von statistischen Signifikanzen oder Auffälligkeiten,

sowie ihnen zugrunde liegenden Signifikanzniveaus (nach α-Adjustierung nach Bonferroni).

Die CD44-Expression in Epithelien von einfachen Adenomen, komplexen Adenomen und

benignen Mischtumoren (TgesAE) war statistisch signifikant höher als in alveolären Epithelien

des unveränderten Drüsengewebes derselben Tumorgruppe (Abb. 2). Für die einfachen

Karzinome wurde im Signed-Rank-Test in den Fällen, in denen aufgrund des Fehlens eines

soliden Tumorknotens kein Tumorgesamtwert ermittelt werden konnte, der Metastasen-

gesamtwert (TgesMETZ) berücksichtigt, um die Anzahl der Vergleiche mit dem unveränderten

Drüsengewebe zu erhöhen. Vorab war statistisch mit dem gleichen Verfahren kein signifi-

kanter Unterschied zwischen Tumor- und Metastasengesamtwert festgestellt worden. Durch

diese Vergrößerung der vergleichbaren Gruppengröße von n = 7 auf n = 11 wurde im Signed-

Rank-Test eine Reduktion des p-Wertes von p = 0,9375 auf p = 0,2783, aber keine statistische

Signifikanz erreicht. Unverändertes Drüsenepithel keiner der Tumorgruppen zeigte sich

signifikant verschieden zum Drüsenepithel der Kontrollgruppe (Abb. 2).

Die CD44-Expression in Epithelzellen der Tumorperipherie (TpAE) von einfachen Adeno-

men, komplexen Adenomen, benignen Mischtumoren und komplexen Karzinomen war

statistisch signifikant höher als im unveränderten Drüsenepithel (NAE) derselben Tumor-

gruppe (Abb. 3). Zwischen Tumorperipherie und –zentrum (TpAE, TzAE) aller Tumor-

gruppen bestanden keine signifikanten Unterschiede in der CD44-Expresssion von Epithelien

(Abb. 4). Die CD44-Expression in Myoepithelien der Tumorperipherie (TpME) von benignen

Mischtumoren war statistisch signifikant höher als im Tumorzentrum (TzME; Abb. 5). In

keiner Tumorgruppe wurde zwischen tumornahem und –fernem Stroma innerhalb gleicher

Tumorgruppen ein signifikanter Unterschied in der CD44-Expression nachgewiesen.

Der paarweise Gruppenvergleich (WT) der CD44-Expression in alveolären (NAE) und

duktalen (NDE) Epithelien des unveränderten Drüsengewebes sowie der Myoepithelien

(NME) ergab für keinen Zelltyp signifikante (p < 0,00238) Unterschiede zweier

66 Ergebnisse

Untersuchungsgruppen zueinander. Statistisch auffällige Unterschiede (p <0,05) waren hier

vereinzelt zu beobachten und können der Tabelle 9.44 des Anhangs (Abschnitt 9.3)

entnommen werden.

Die CD44-Expression in Epithelien des gesamten Tumors (TgesAE) war in den

Untersuchungsgruppen nicht signifikant (p < 0,005) verschieden. Hervorzuheben waren die

für einfache und komplexe Adenome, benigne Mischtumoren und komplexe Karzinome

statistisch auffällig höheren Werte (p < 0,05) der Tumorgesamtwerte im Vergleich zu denen

einfacher Karzinome.

Periphere Epithelien (TpAE) einfacher Adenome zeigten signifikant höhere CD44–„Scores“

als diejenigen einfacher Karzinome (p = 0,0024; Abb. 6). Für Tumorrandbereiche von

komplexen Adenomen und Karzinomen sowie von benignen Mischtumoren wurden statis-

tisch auffällig (p < 0,05) höhere Werte als für einfache Karzinome nachgewiesen. Einfache

Adenome wiesen in Epithelien der Tumorperipherie eine auffällig stärkere CD44-Expression

(p = 0,021) als komplexe Adenome auf. Tumorzentren (TzAE) von einfachen Adenomen

wiesen für Epithelien ebenfalls signifikant höhere CD44-Werte als in einfachen Karzinomen

auf (p = 0,0019, Abb. 7).

Myoepithelien der Tumorperipherie (TpME) und des –zentrums (TzME) verhielten sich in

den komplexen Adenomen und Karzinomen sowie den benignen Mischtumoren nicht

signifikant verschieden. Die CD44-Expression von tumornahen Bindegewebszellen (Stroma-

Nah) war in den Untersuchungsgruppen nicht signifikant (p < 0,005) verschieden.

Hervorzuheben war eine auffällige, aber nicht signifikant höhere CD44-Markierung in

komplexen Karzinomen im Vergleich zu komplexen Adenomen.

Tumorferne Fibrozyten komplexer Adenome waren im Vergleich zu den übrigen Gruppen

auffällig schwach CD44-positiv. Der paarweise Gruppenvergleich tumornaher und –ferner

Gefäße ließ in Zellen der Tunica media und in der Intima keine signifikanten Unterschiede

zwischen einzelnen Tumorgruppen erkennen.

Ergebnisse 67

Abb. 2 CD44-Expression in unveränderten Drüsenepithelien der Kontrollgruppe (I) und in hyperplastischem Drüsengewebe (II) sowie in Epithelien aller Tumorgruppen (III = einfache Adenome; IV = komplexe Adenome; V = benigne Mischtumoren; VI = einfache Karzinome; VII = komplexe Karzinome), deren unveränderte Drüsengewebe (a) den Tumorgesamtwerten (b) gegenübergestellt werden. Gleiche Symbole kennzeichnen statistisch signifikante Unterschiede (p < 0,05).

Abb. 3 CD44-Expression in Epithelien des unveränderten Drüsengewebes und der Tumorperipherie aller Tumorgruppen. Gleiche Symbole kennzeichnen statistisch signifikante Unterschiede (p < 0,05) zwischen den Lokalisationen.

68 Ergebnisse

Abb. 4 CD44-Expression in Epithelien von Tumorperipherie und –zentrum in allen Tumorgruppen. Innerhalb der Gruppen bestanden keine signifikanten (p < 0,05) Unterschiede zwischen den Tumorzonen gleicher Gruppen.

Abb. 5 CD44-Expression in Myoepithelien von Tumorperipherie und –zentrum in komplexen Adenomen, benignen Mischtumoren und in komplexen Karzinomen. Gleiche Symbole kennzeichnen statistisch signifikante Unterschiede (p < 0,05) zweier Lokalisationen zueinander.

Ergebnisse 69

Abb. 6 CD44-Expression in Epithelien der Tumorperipherie aller Gruppen. Gleiche Symbole kennzeichnen statistisch signifikante (p < 0,005) bzw. statistisch auffällige (p < 0,05) Unterschiede zweier Gruppen zueinander.

Abb. 7 CD44-Expression in Epithelien des Tumorzentrums aller Gruppen. Gleiche Symbole kennzeichnen statistisch signifikante (p < 0,005) bzw. statistisch auffällige (p < 0,05) Unterschiede zweier Gruppen zueinander.

70 Ergebnisse

4.2.2 MMP-2

4.2.2.1 MMP-2 in den Kontrollen

Im DH82-Zellpellet stellte sich MMP-2 mit einem teils fokalen, teils diffusen, zytoplasma-

tischen, feingranulären Signal dar. Diese Markierung fand sich in ca. 70-90% aller Zellen. Die

Zellmembran und der Kern waren nicht markiert, jedoch war das Signal oft halbmondförmig

perinukleär lokalisiert. Alle Negativkontrollen zeigten kein spezifisches Signal.

4.2.2.2 MMP-2 in unverändertem Milchdrüsengewebe

Das MMP-2-Signal stellte sich im unveränderten Milchdrüsengewebe mit dezenter bis kräftig

granulärer, zytoplasmatischer Markierung dar.

Im Milchdrüsengewebe der Kontrollgruppe (n = 9; KG1 – KG9) fand sich in alveolären

Epithelien eine heterogene Markierung von MMP-2. Der immunhistologische „Score“ lag im

Median bei 2,3 (Min.: 0; Max.: 6,44). In 33% der Fälle wurden mittlere (KG1, 6, 7), in 44%

niedrige „Scores“ (n = 4; KG3, 5, 8, 9) und in 22% Scores von Null beobachtet (KG2, 4). Für

Duktepithelien betrug der „Score“ im Median 1,84 (Min.: 0; Max.: 8,32). 56% der Fälle

hatten einen niedrigen (KG1, 3, 4, 5, 8), 11% einen hohen (KG7), 11% einen mittleren

„Score“ (KG6), und 22% (KG2, 9) wiesen keine MMP-2--Expression in Duktepithelien auf.

Myoepithelien wiesen mehrheitlich keine (56%; n = 5; KG1 - 4, 9) oder eine geringe MMP-2-

Expression auf mit einem Median von 0 (Min.: 0; Max.: 3,36). Die Zellen im Stroma mit der

Morphologie von Fibrozyten waren MMP-2-negativ (Median: 0; Min.: 0; Max.: 0). Die

Tunica media von Blutgefäßen zeigte in vielen Fällen eine deutliche MMP-2-Expression mit

einem Median von 4,18 (Min.: 0; Max.: 9,18) und hohen „Scores“ in 33% (KG6, 7, 9),

mittleren „Scores“ in 22% (KG2, 4) und niedrigen „Scores“ in 11% (KG5). 33% der Proben

waren MMP-2-negativ (KG1, 3, 8). Die Intima (Median: 0; Min.: 0; Max.: 2) war vorwiegend

MMP-2-negativ (67%; n = 6; KG1 - 5, 8), in drei Fällen lag ein niedriger „Score“ vor (33%;

KG6, 7, 9).

Ergebnisse 71

4.2.2.3 MMP-2 in hyperplastischem Milchdrüsengewebe


normalen Drüsengewebe qualitativ und topographisch ähnliche Expression von MMP-2

(Kapitel 4.2.2.2).

Für alveoläre Epithelien lag der immunhistologische „Score“ im Median bei 0,06 (Min.: 0;

Max.: 0,8) und war statistisch auffällig zum Kontrollgewebe (p = 0,0171, WT; Kap. 4.2.2.9,

Abb. 4.7). In 71% der Fälle wurden Scores von Null (n = 5; HYP1 - 3, 6, 7) in 29% niedrige

Scores beobachtet (HYP4, 5). Duktepithelien waren etwas stärker und häufiger MMP-2-

positiv mit einem medianen „Score“-Wert von 0,96 (Min.: 0; Max.: 2,1), der sich nicht

signifikant vom Kontrollgewebe unterschied (p = 0,3708, KWT). In 57% der Fälle lagen

niedrige (n = 4; HYP2 - 5) und in 43% „Scores“ von Null vor (HYP1, 6, 7). Myoepithelien

(Median: 0; Min.: 0; Max.: 0,3) waren nicht signifikant zum Kontrollgewebe (p = 0,1396,

KWT) verschieden. Stromale Zellen (Median: 0; Min.: 0; Max.: 0,04) mit dem Aussehen von

Fibrozyten zeigten in keinem Fall eine MMP-2-Markierung. Die Tunica media von

Blutgefäßen war in einigen Fällen schwach positiv mit einem Median von 0 (Min.: 0; Max.:

1,6) und niedrigen „Scores“ in 43% (HYP2, 6, 7). Für die übrigen Fälle und die Intima aller

Gefäße wurde keine MMP-2-Markierung beobachtet.

4.2.2.4 MMP-2 in einfachen Adenomen


gewebe qualitativ und topographisch ähnliche Expression von MMP-2 (Kapitel 4.2.2.2).

Im unveränderten Drüsengewebe wiesen die „Scores“ alveolärer Epithelien (Median: 0,15;

Min.: 0; Max.: 1,5) statistisch auffällig niedrigere, aber nicht signifikante, Werte als die

Kontrollgruppe auf (p = 0,0044, WT; Kap. 4.2.2.9, Abb. 8). 80% waren MMP-2-negativ (n =

12; eAd1, 2-6, 8, 9, 12-15) und für 20% der Fälle wurden niedrige Scores ermittelt (eAd7, 10,

11).

Für Dukt- und Myoepithelien wurden im Kruskal Wallis-Test keine statistisch signifikanten

(p = 0,3708 bzw. p = 0,1396) Unterschiede zu entsprechenden Zelltypen der Kontrollgruppe

nachgewiesen. Duktepithelien, deren medianer „Score“ bei 0,38 lag (Min.: 0; Max.: 4,38),

zeigten in 67% der Fälle einen „Score“ von Null (n = 10; eAd1, 2, 4 - 6, 9, 12 - 15), in 13%

einen niedrigen Wert (eAd3, 8) und in 20% einen mittleren „Score“ auf (eAd7, 10, 11). Für

72 Ergebnisse

die MMP-2-Expression in Myoepithelien (Median: 0; Min.: 0; Max.: 1,35) wurde in 93% ein

„Score“ von Null und in einem Fall ein niedrigen Wert ermittelt (7%; eAd7).

Der Vergleich von alveolären Epithelien im unveränderten Mammagewebe (NAE) mit dem

Tumorgesamtwert für Epithelien (TgesAE; Median: 0,76; Min.: 0; Max.: 4,32) ergab

signifikant höhere immunhistologische „Scores“ für das Tumorgewebe (p = 0,0006, SRT;

Abb. 8). Zwischen dem Tumorgesamtwert und dem Drüsengewebe der Kontrollgruppe

bestanden keine signifikanten Unterschiede (p = 0,1892; WT, Anhang, Abschnitt 9.3, Tab.

9.50). Die „Scores“ von alveolären Epithelien im unveränderten Mammagewebe dieser Tiere

waren zu Epithelien der Tumorperipherie (Median: 1,12; Min.: 0; Max.: 5,4) statistisch auf-

fällig (p = 0,0051, SRT), aber nicht signifikant. Zwischen den Epithelien von Tumorperi-

pherie und –zentrum (Median: 0,72; Min.: 0; Max.: 3,9) wurden keine statistisch signifikanten

Unterschiede (p = 1,0, SRT) ermittelt. Epithelzellen peripherer Tumorareale wiesen in 47%

niedrige (n = 7; eAd3, 6, 7, 11 - 13, 15) und in 13% mittlere „Scores“ auf (13%; eAd1, 10),

während 40% keine MMP-2-Expression zeigten (n = 6; eAd2, 4, 5, 8, 9, 14). 53% der

zentralen Epithelien erhielten niedrige (n = 8; eAd3, 4, 6, 8, 10, 11, 13, 15) und 7% mittlere

„Scores“ (eAd7). Für 40% der Fälle verlief der MMP-2-Nachweis negativ (n = 6; eAd1, 2, 5,

9, 12, 14).

Tumornahes und tumorfernes Stroma zeigte in allen Fällen dieser Gruppe keine MMP-2-

Expression. Die Gefäße aller Lokalisationen erwiesen sich in allen Fällen mehrheitlich als

MMP-2-negativ. Nur in einem Fall (eAd7) zeigte die Tunica media tumornah (Median: 0;

Min.: 0; Max.: 1,8) einen Score von 2 bzw. tumorfern (Median: 0; Min.: 0; Max.: 2,88) von 3.

Die Intima war in 100% der Fälle MMP-2-negativ.

4.2.2.5 MMP-2 in komplexen Adenomen



Im unveränderten Drüsengewebe der komplexen Adenome zeigten alveoläre und duktale

Epithelien eine ähnliche Signalexpression von MMP-2. So wiesen alveoläre Epithelien einen

Median von 0,25 (Min.: 0; Max.: 5,7) auf und zeigten eine statistisch auffällig geringere, aber

nicht signifikante, MMP-2-Expression als die Kontrollgruppe (p = 0,0165, WT; Kap. 4.2.2.9

Abb. 8). In 5% wurden mittlere (kAd10), in 32% niedrige (n = 6; kAd1, 2, 5, 9, 14, 18) und in

Ergebnisse 73

63% „Scores“ von Null ermittelt (n = 12; kAd3, 4, 6 - 8, 11 - 13, 15 - 17, 19). In sekretorisch

aktiven, alveolären Epithelien war meist keine Expression von MMP-2 erkennbar. Weder für

Dukt- (p = 0,3708) noch für Myoepithelien (p = 0,1396) wurden im Kruskal Wallis-Test

statistisch signifikante Unterschiede zu entsprechenden Zelltypen der Kontrollgruppen

nachgewiesen. Die Duktepithelien wiesen eine irreguläre, teils sehr deutliche Markierung in

sehr wenigen Zellen auf, die in einem Median von 0,8 resultierte (Min.: 0; Max.: 5,76).

Überwiegend (53%) wurden niedrige „Scores“ (n = 10; kAd1 - 3, 5 - 7, 11 - 13, 18) oder

„Scores“ von Null festgestellt (42%; n = 8; kAd4, 8, 9, 14 - 17, 19). In Myoepithelien lag die

MMP-2-Expression im Median bei 0 (Min.: 0; Max.: 4,68). Nur in einem Schnittpräparat

(5%) wurden Myoepithelien mit einem Score von 5 ermittelt (kAd10).

Die „Scores“ von alveolären Epithelien des unveränderten Mammagewebe dieser Tiere waren

weder zum Tumorgesamtwert für Epithelien (TgesAE; Median: 0,52; Min.: 0; Max.: 3) noch

zu den Werten von Epithelien der Tumorperipherie signifikant verschieden (p = 0,7337 bzw.

p = 0,2002, SRT; Kap. 4.2.2.9, Abb. 8). Zwischen dem Tumorgesamtwert und dem Drüsen-

gewebe der Kontrollgruppe bestanden keine signifikanten Unterschiede (p = 0,0321; WT).

Epithelien der Tumorperipherie (Median: 0,7; Min.: 0; Max.: 4,8) wiesen statistisch

signifikant höhere „Scores“ als die des Tumorzentrums auf (p = 0,0042, SRT; Median: 0,34;

Min.: 0; Max.: 3,12; Kap. 4.2.2.9, Abb. 9). Periphere Epithelien wiesen in 53% niedrige

„Scores“ (n = 10; kAd1-3, 6, 7, 9, 11, 13, 17, 18) und in 42% einen „Score“ von Null auf (n =

8; kAd4, 5, 8, 12, 14 - 16, 19). Ähnlich verhielt sich die Score-Verteilung für zentrale

Epithelien mit niedrigen Werten in 42% der Fälle (n = 8; kAd1-3, 7, 9, 10, 13, 18) und einem

„Score“ von Null in 58% mit (n = 11; kAd4 - 6, 8, 11, 12, 14-17, 19). Für die Beurteilung des

Myoepithels der komplexen Adenome wurden die den Epithelzellen anliegenden Myoepi-

thelien sowie nesterartig proliferierte Myoepithelzellen zugrunde gelegt. Myoepithelien aller

Tumorzonen erhielten einen „Score“ von Null. Ebenso erwiesen sich tumornahe als auch

tumorferne Zellen im Stroma mit dem Aussehen von Fibrozyten als negativ für MMP-2. Die

Tunica media (Median: 0; Min.: 0; Max.: 6,8) und Intima (Median: 0; Min.: 0; Max.:2,4)

tumornaher Gefäße zeigte in 95% ausschließlich MMP-2-negative Zellen. Jeweils in einem

Fall wurde ein schwaches Signal in der Tunica media (kAd8) oder in der Intima (kAd10)

beobachtet. Tumorferne Gefäße waren in nahezu allen Fällen MMP-2-negativ (95%) bzw.

74 Ergebnisse

schwach positiv in der Tunica media (kAd13; Median: 0; Min.: 0; Max.: 6,8) oder in der

Intima (kAd10; Median: 0; Min.: 0; Max.: 1,92).

4.2.2.6 MMP-2 in benignen Mischtumoren


Drüsengewebe qualitativ und topographisch ähnliche Expression von MMP-2 (Kapitel

4.2.2.2).

Alveoläre Epithelzellen des unveränderten Drüsengewebes zeigten eine mediane MMP-2-

Expression von 0,96 (Min.: 0; Max.: 5,1) und unterschieden sich statistisch auffällig, aber

nicht signifikant von den „Scores“ der Kontrollgruppe (p = 0,1412, WT). In 50% der Fälle

wurden niedrige (n = 7; bMMT1, 2, 5, 7, 8, 10, 14), in 7% mittlere (bMMT13) und in 36% ein

„Score“ von Null (n = 5; bMMT3, 6, 9, 11, 12) ermittelt. In einem Fall (bMMT4) war unver-

ändertes Drüsengewebe nicht vorhanden.

Für Dukt- und Myoepithelien wurden keine statistisch signifikanten (p = 0,3708 bzw. p =

0,1396, KWT) Unterschiede zu entsprechenden Zelltypen der Kontrollgruppe nachgewiesen.

Duktepithelien, deren Median bei 0,88 (Min.: 0; Max.: 4,76) lag, zeigten in 57% der Fälle

niedrige (n = 8; bMMT1 - 3, 5, 7, 8, 10, 14), in 7% mittlere MMP-2-„Scores“ (bMMT13)

sowie in 29% „Scores“ von Null (n = 4; bMMT6, 9, 11, 12). Myoepithelien (Median: 0; Min.:

0; Max.: 0,8) zeigten in 71% der Fälle keine MMP-2-Expression (n = 10; bMMT1, 3, 5 - 7, 9

- 12, 14) und 21% wiesen niedrige „Scores“ auf (bMMT2, 8, 13).

Die „Scores“ von alveolären Epithelien im unveränderten Mammagewebe dieser Tiere waren

weder zum Tumorgesamtwert für Epithelien (TgesAE; Median: 0,64; Min.: 0,05; Max.: 3,74)

noch zu den Werten der Epithelien der Tumorperipherie signifikant unterschiedlich (p =

0,6477 bzw. p = 0,1465, SRT; Kap. 4.2.2.9; Abb. 8). Zwischen dem Tumorgesamtwert und

dem Drüsengewebe der Kontrollgruppe bestanden keine signifikanten Unterschiede (p =

0,1656; WT). Epithelien der Tumorperipherie (Median: 1,72; Min.: 0,12; Max.: 3,74) wiesen

statistisch signifikant höhere „Scores“ als im Tumorzentrum auf (p = 0,0046, SRT; Kap.

4.2.2.9; Abb. 9). Periphere Epithelien waren in 21% MMP-2-negativ (bMMT4 – 6) und

erhielten in 79% MMP-2-„Scores“ ≤ 4. Zentrale Epithelien (Median: 0,19; Min.: 0; Max.:

3,84), von denen 64% MMP-2-negativ waren (n = 8; bMMT2, 4 - 6, 10 - 13), wiesen in allen

anderen Fällen „Scores“ unter 4 auf. Die „Scores“ von Myoepithelien verschiedener

Ergebnisse 75

Tumorzonen in benignen Mischtumoren waren statistisch nicht signifikant (p = 1,0, SRT). In

der Peripherie lag der Median bei 0 (Min.: 0; Max.: 1,44), im Zentrum bei 0 (Min.: 0; Max.:

0,18). Myoepithelien und Knorpelzellen aller Tumorzonen erhielten „Scores“ von Null bis auf

den Fall bMMT1 („Score“ = 1). Als negativ für MMP-2 erwiesen sich sowohl tumornahe als

auch tumorferne Zellen im Stroma mit dem Aussehen von Fibrozyten. In einem Fall war

tumorfernes Gewebe nicht vorhanden, so dass Stroma sowie Gefäße nicht beurteilt werden

konnten (bMMT4). Die Tunica media aller tumornahen Gefäße (Median: 0; Min.: 0; Max.:

7,2) war bis auf einen Fall (bMMT1, „Score“ = 7) MMP-2-negativ. Die Tunica media

tumorferner Gefäße (Median: 0; Min.: 0; Max.: 1,33) wies nur in zwei Fällen niedrige Scores

auf (bMMT1, 8). Die Intima war in allen Mischtumoren für MMP-2 negativ.

4.2.2.7 MMP-2 in einfachen Mammakarzinomen



Für alveoläre Epithelzellen des unveränderten Drüsengewebes lag die MMP-2-Expression im

Median bei 0,21 (Min.: 0; Max.: 5,1). Sie waren statistisch auffällig, aber nicht signifikant

geringer MMP-2 –positiv als Epithelien der Kontrollgruppe (p = 0,0291, WT; Kap. 4.2.2.9

Abb. 8 und Anhang, Abschnitt 9.3, Tab. 9.45). In 29% der einfachen Karzinome fehlte

unverändertes Drüsengewebe (n = 5; eCa1, 3, 5, 8, 17), in 6% fanden sich mittlere (eCa7), in

12% niedrige „Scores (eCa6, 9). Die übrigen neun Fälle waren in alveolären Epithelien

MMP-2-negativ (53%; eCa2, 4, 10-16). Duktepithelien (eCa1, 3, 5, 6, 8, 17) und Myoepi-

thelien (eCa1, 3 - 5, 8, 17) wurden in sechs von 17 Gewebeproben (35%) nicht nachgewiesen.



Duktepithelien (Median 0,32; Min.: 0; Max.: 4,16) zeigten in 24% „Scores“ zwischen 1 und 4

(n = 4; eCa7, 9, 12, 15) und waren in einem Fall nicht vorhanden (eCa6). In den übrigen 53%

lag die MMP-2-Expression bei Null (n = 7; eCa2, 4, 10, 11, 13, 14, 16). Der MMP-2-

Nachweis in Myoepithelien (Median: 0; Min.: 0; Max.: 0,06) verlief in allen 11 Fällen (65%;

eCa2, 6, 7, 9 – 16) negativ.

Der Vergleich zwischen unveränderten alveolären Epithelien dieser Tiere und dem Tumor-

gesamtwert für Epithelien (TgesAE), der im Median bei 0,01 lag (Min.: 0; Max.: 2) war durch

76 Ergebnisse

das Fehlen des unveränderten Drüsengewebes oder eines soliden Tumorknotens nur in

wenigen Karzinomen (n = 9) möglich und unterschied sich nicht signifikant vom unver-

änderten Drüsengewebe (p = 0,8125, SRT). Zur Erhöhung der Anzahl der Vergleiche mit dem

unveränderten Drüsengewebe wurde der modifizierte Tumorgesamtwert (TgesAE-modif.)

verwendet. Daraus resultierte ein Median für den modifizierten Tumorgesamtwert von 0,05

(Min.: 0; Max.: 2), aber es ergab sich ebenfalls kein signifikanter Unterschied zum unverän-

derten Drüsengewebe (p = 0,7695, SRT; Kap. 4.2.1.9, Abb. 8). Vorab war statistisch mit dem

gleichen Verfahren ein signifikanter Unterschied zwischen Tumor- und Metastasengesamt-

wert (TgesMETZ) ausgeschlossen worden (p = 0,5, SRT).

In 35 % der Proben waren solide Tumorknoten nicht vorhanden (n = 6; eCa4-6, 9, 12, 17), so

dass hier Tumorzentrum und –peripherie nicht beurteilt werden konnten. Der Tumor-

gesamtwert sowie der modifizierte Tumorgesamtwert waren signifikant niedriger MMP-2-

positiv als das Drüsengewebe der Kontrollgruppe (p = 0,0053 bzw. p = 0,0039; WT, Kap.

4.2.1.9, Abb. 8). Die „Scores“ für Epithelien der Tumorperipherie (Median: 0; Min.: 0; Max.:

2) waren statistisch nicht signifikant zum unveränderten Drüsengewebe verschieden (p =

0,9375, SRT). Zwischen den Epithelien von Tumorperipherie und–zentrum (Median: 0; Min.:

0; Max.: 2) wurden keine statistisch signifikanten Unterschiede ermittelt (p = 0,125, SRT).

Die Epithelien der Tumorperipherie zeigten in 18% einen niedrigen „Score“ (eCa8, 10, 16)

und in 47% keine Markierung für MMP-2 (eCa1-3, 7, 11, 13-15). Zentrale Epithelien wiesen

in 6% einen „Score“ von 1 (eCa16), in den übrigen Fällen einen Wert von Null auf (59%; n =

10; eCa1-3, 7, 8, 10, 11, 13-15).


oder Lymphknotenmetastasen festgestellt (71%; n = 12; eCa1, 3-7, 9, 11-14, 17) und ihre

„Scores“ zu einem Metastasengesamtwert (TgesMETZ) zusammengefasst. Für den TgesMETZ

lag die MMP-2-Expression im Median bei 0,03 (Min.: 0; Max.: 1,39). Nur in sieben dieser

Fälle war ein Vergleich mit dem Tumorgesamtwert möglich (eCa1, 3, 4, 7, 11, 13, 14), weil

beide Lokalisationen vorhanden waren. Es bestand kein signifikanter Unterschied zwischen

TgesAE und TgesMETZ (p = 0,5, SRT). Lokal invasive Zellen erwiesen sich vorwiegend

negativ für MMP-2, nur in wenigen Emboli (eCa9), lokal invasiven Zellen (eCa5, 7) sowie in

Lymphknotenmetastasen (eCa4, 9) wurden niedrige Scores ermittelt.

Ergebnisse 77

Zellen im Stroma mit dem Aussehen von Fibrozyten wiesen tumornah (100%; Score = 0) und

-fern (88%; Median: 0; Min.: 0; Max.: 0,8) keinen signifikanten Unterschied in der Expres-

sion von MMP-2 auf (p = 1,0, SRT). Die MMP-2-Expression in der Tunica media tumornaher

Gefäße lag im Median bei 0 (Min.: 0; Max.: 1,0) mit niedrigen „Scores“ in 12% der Fälle

(eCa7, 9), die in tumorfernen Gefäßen bei 0 (Min.: 0; Max.: 0,8) mit niedrigen „Scores“ in

6% (eCa9). Die Intima tumornaher und –ferner Gefäße zeigte in keinem Fall eine positive

Markierung für MMP-2. In interstitiellen Makrophagen war eine sehr schwache MMP-2-

Expression vorhanden.

4.2.2.8 MMP-2 in komplexen Mammakarzinomen



Für alveoläre Epithelzellen des unveränderten Drüsengewebes lag die MMP-2-Expression im

Median bei 0,48 (Min.: 0; Max.: 2,2) und war zu Epithelien der Kontrollgruppe statistisch

auffällig verschieden (p = 0,0306, WT; Kap. 4.2.2.9 Abb. 8). Die „Scores“ lagen in 47%

niedrig (n = 8; kCa2, 4, 7, 9, 11 - 13, 15) oder bei Null (n = 9; 53%; kCa1, 3, 5, 6, 8, 10, 14,

16, 17).

Für Dukt- und Myoepithelien wurden im Kruskal Wallis-Test keine statistisch signifikanten

(p = 0,3708 bzw. p = 0,1396) Unterschiede zu entsprechenden Zelltypen der Kontrollgruppe

nachgewiesen. Für Duktepithelien (Median: 0,24; Min.: 0; Max.: 3,67) lagen in 65% „Scores“

von Null vor (n = 11; kCa1, 3, 5, 6, 8, 10 - 12, 14, 16, 17), in 24% niedrige Werte (n = 4;

24%, kCa2, 9, 13, 15) und in Einzelfällen Scores von 3 (kCa7) und 4 (kCa4). Für

Myoepithelien lag die MMP-2-Expression im Median bei 0 (Min.: 0; Max.: 4,8). 71% der

Fälle waren negativ (n = 12; kCa3, 5, 6, 8, 10 - 17), 24% erhielten niedrige „Scores“ (n = 4;

kCa1, 4, 7, 9), in einem Fall einen Wert von 5 (kCa2).

Der Vergleich der „Scores“ von alveolären Epithelien im unveränderten Mammagewebe

dieser Tiere mit dem Tumorgesamtwert für Epithelien (TgesAE; Median: 0,5; Min.: 0; Max.:

3,92) als auch mit den Epithelien der Tumorperipherie (Median: 0,3; Min.: 0; Max.: 3,6)

ergab keine statistisch signifikanten Unterschiede (p = 0,4104 bzw. p = 1,0, SRT; Kap.

4.2.2.9; Abb. 8). Zwischen dem Tumorgesamtwert und dem Drüsengewebe der Kontroll-

gruppe bestanden keine signifikanten Unterschiede (p = 0,751; WT, Kap. 4.2.2.9; Abb. 8).

78 Ergebnisse

Zwischen Epithelien von Tumorperipherie und –zentrum wurden keine statistisch signifi-

kanten Unterschiede ermittelt (p = 0,4631, SRT; Kap. 4.2.2.9, Abb. 9). Epithelien in der

Tumorperipherie waren mehrheitlich (59%) MMP-2 negativ (n = 10; kCa3, 5, 7-10, 12, 13,

15, 16). In 35% lagen niedrige (n = 6; kCa1, 2, 6, 11, 14, 17) und in 6% mittlere „Scores“ vor

(eCa4). Die zentralen Epithelien (Median: 0,7; Min.: 0; Max.: 4,2) waren in 47% MMP-2-

negativ (n = 8; kCa3, 5 - 10, 16), in 35% bestanden niedrige „Scores“ (n = 6; kCa1, 11 - 14,

17) und in 18% mittlere Werte (kCa2, 4, 15). Für die Beurteilung des Myoepithels wurden die

den Epithelzellen anliegenden Myoepithelien sowie nesterartig proliferierte Myoepithelzellen

zugrunde gelegt. Zwischen peripheren und zentralen Myoepithelien bestand kein signifikanter

Unterschied in der MMP-2-Expression (p = 1,0, SRT). In der Peripherie lag der Median bei 0

(Min.: 0; Max.: 1,8), im Zentrum bei 0 (Min.: 0; Max.: 1,92). In 88% (n = 15) waren die

Myoepithelien in allen Tumorbereichen MMP-2-negativ, in einem Fall bestand für periphere

und zentrale Myoepithelien ein „Score“ von 2 (6%; kCa2) und in einem weiteren Fall waren

Myoepithelien nicht eindeutig zu identifizieren (6%; kCa1).

Zellen des tumornahen und –fernen Stromas mit der Morphologie von Fibrozyten wiesen zu

100% keine MMP-2-Markierung auf. Die Tunica media tumornaher Gefäße (Median: 0;

Min.: 0; Max.: 6,0) stellte sich in 12% mit mittleren (kCa9, 15) und in 24% mit niedrigen

MMP-2-„Scores“ dar (kCa1, 2, 4, 7). In 65% (n = 11; kCa3, 5, 6, 8, 10 - 14, 16, 17) waren die

Tunica media und in 100% die Intima tumornaher Gefäße MMP-2-negativ. Tumorferne

Gefäße zeigten in der Tunica media eine mediane MMP-2-Expression von 0 (Min.: 0; Max.:

9,5), die sich in 6% mit sehr hohen (6%; kCa2), mittleren (18%; kCa4, 7, 9) oder niedrigen

MMP-2-„Scores“ darstellte (18%; kCa1, 13, 15). In 59% (n = 10; kCa3, 5, 6, 8, 10 - 12, 14,

16, 17) waren die Tunica media sowie in 94% die Intima tumorferner Gefäße MMP-2-

negativ. Für die Intima von Fall kCa2 lag ein „Score“ von 1 vor.

4.2.2.9 Statistische Auswertung der MMP-2-Expression

Die graphischen Darstellungen signifikanter Unterschiede in der MMP-2 Expression der

verschiedenen, untersuchten Zelltypen und Lokalisationen sind in den Abbildungen 8 bis 11

aufgeführt. Die Ergebnisse der paarweisen Gruppenvergleiche nach Wilcoxon für alle

beschriebenen Parameter finden sich in Tabelle 9.45 und Tabelle 9.50 des Anhangs mit

Ergebnisse 79

Kenntlichmachung von statistischen Signifikanzen oder Auffälligkeiten, sowie ihnen

zugrunde liegenden Signifikanzniveaus (nach α-Adjustierung nach Bonferroni).

Die MMP-2-Expression war statistisch signifikant höher in Epithelien solider Tumoren

(TgesAE) einfacher Adenome im Vergleich zum unveränderten Drüsenepithel derselben

Tumorgruppe (Abb. 8). Nur für die einfachen Karzinome bestand zwischen dem Tumor-

gesamtwert sowie dem modifizierten Tumorgesamtwert und dem Drüsengewebe der

Kontrollgruppe ein signifikanter Unterschied (p = 0,0053 bzw. p = 0,0039; WT), der für den

Tumor durch eine geringere MMP-2-Expression charakterisiert war. Für die einfachen Karzi-

nome wurde im Signed-Rank-Test in den Fällen, in denen aufgrund des Fehlens eines soliden

Tumorknotens kein Tumorgesamtwert ermittelt werden konnte, der Metastasengesamtwert

(TgesMETZ) berücksichtigt, um die Anzahl der Vergleiche mit dem unveränderten Drüsenge-

webe zu erhöhen. Vorab war statistisch mit dem gleichen Verfahren kein signifikanter

Unterschied zwischen Tumor- und Metastasengesamtwert festgestellt worden. Durch diese

Vergrößerung der vergleichbaren Gruppengröße von n = 9 auf n = 12 wurde im Signed-Rank

Test eine Reduktion des p-Wertes von p = 0,8125 auf p = 0,7695, aber keine statistische

Signifikanz erreicht.

Unverändertes Drüsenepithel aller Tumorgruppen zeigte eine statistisch auffällige, aber nicht

signifikante (p < 0,00238, gemäß α-Adjustierung nach Bonferroni), geringere MMP-2-

Expression als unveränderte Drüsenepithelien der Kontrollgruppe (Abb. 8; Anhang, Tab.

9.45). Die MMP-2-Expression zwischen alveolären Epithelien des unveränderten Drüsen-

gewebes und der Tumorperipherie war in allen Gruppen nicht signifikant verschieden, jedoch

bestand in der Tumorperipherie einfacher Adenome eine statistisch auffällig (p = 0,051)

höhere MMP-2 Expression. Innerhalb der Tumoren wurden für die Epithelien peripherer

Tumorareale von komplexen Adenomen und benignen Mischtumoren signifikant höhere

MMP-2 „Scores“ als im Zentrum ermittelt (Abb. 9). Die MMP-2-Expression peripherer und

zentraler Myoepithelien war in keiner Gruppe signifikant verschieden. Die MMP-2-

Expression zwischen tumornahen und –fernen Bindegewebszellen zeigte in keiner Gruppe

signifikante Unterschiede.

Der paarweise Gruppenvergleich (WT) alveolärer (NAE) und duktaler (NDE) Epithelien

des unveränderten Drüsengewebes sowie der Myoepithelien (NME) ergab für keinen Zelltyp

signifikante Unterschiede von MMP-2 (p < 0,00238). Statistisch auffällige Unterschiede (p

80 Ergebnisse

<0,05) waren vereinzelt zu beobachten und sind der Tabelle 9.45 des Anhangs (Abschnitt

9.3) zu entnehmen.

Die MMP-2-Expression von Epithelien des gesamten Tumors (TgesAE) war in den Unter-

suchungsgruppen nicht signifikant (p <0,005) verschieden. Hervorzuheben ist jedoch eine

auffällige (p < 0,05), aber nicht signifikante, verminderte MMP-2-Expression in einfachen

Karzinomen im Vergleich zu den anderen Gruppen.

Epithelien peripherer Tumorareale benigner Mischtumore zeigten signifikant höhere MMP-2–

„Scores“ als die von einfachen Karzinomen (p = 0,0024; Abb. 10) und auffällig höhere Werte

als die von komplexen Karzinomen (p = 0,0224). Die komplexen Adenome zeigten eine

statistisch auffällige, aber nicht signifikant höhere MMP-2-Expression als die einfachen

Karzinome (p = 0,0454). Epithelien der Tumorzentren verhielten sich in allen paarweisen

Gruppenvergleichen nicht signifikant verschieden.

Gruppenvergleiche von peripheren und zentralen Myoepithelien ergaben keine signifikanten

Unterschiede zwischen zwei Gruppen. Die MMP-2-Expression von tumornahen und -fernen

Bindegewebszellen war in keinem paarweisen Gruppenvergleich signifikant verschieden.

Der paarweise Gruppenvergleich tumornaher und –ferner Gefäße ergab für die Tunica media

tumorferner Gefäße signifikante Unterschiede. Die Tunica media von einfachen Adenomen (p

= 0,0011), benignen Mischtumoren (p = 0,0021) und einfachen Karzinomen (p = 0,0012) wies

signifikant niedrigere MMP-2-Werte als in der Kontrollgruppe auf. (Abb. 11). Komplexe

Adenome zeigten statistisch auffällige, aber nicht signifikant niedrigere Werte für die Tunica

media von Gefäßen als in der Kontrollgruppe (Abb. 11). Für die Intima ergaben sich beim

Gruppenvergleich in keiner Lokalisation signifikante Unterschiede.

Ergebnisse 81

Abb. 8 MMP-2-Expression in unveränderten Drüsenepithelien der Kontrollgruppe (I) und in hyperplastischem Drüsengewebe (II) sowie in Epithelien aller Tumorgruppen (III = einfache Adenome; IV = komplexe Adenome; V = benigne Mischtumoren; VI = einfache Karzinome; VII = komplexe Karzinome), deren unveränderte Drüsengewebe (a) den Tumorgesamtwerten (b) gegenübergestellt werden. Gleiche Symbole kennzeichnen statistisch signifikante Unterschiede (p < 0,01 bzw. p < 0,05) zweier Lokalisationen zueinander.

Abb. 9 MMP-2-Expression in Epithelien von Tumorperipherie und –zentrum aller Tumorgruppen. Gleiche Symbole kennzeichnen statistisch signifikante Unterschiede (p < 0,05) zwischen den Tumorzonen gleicher Gruppen.

82 Ergebnisse

Abb. 10 MMP-2-Expression in Epithelien der Tumorperipherie aller Tumorgruppen. Gleiche Symbole kennzeichnen statistisch signifikante (p < 0,005) bzw. statistisch auffällige (p < 0,05) Unterschiede zweier Gruppen zueinander.

Abb. 11 MMP-2-Expression in der Tunica media tumorferner Gefäße aller Tumorgruppen. Gleiche Symbole kennzeichnen statistisch signifikante (p < 0,00238) bzw. statistisch auffällige (p < 0,05) Unterschiede zweier Gruppen zueinander.

Ergebnisse 83

4.2.3 MMP-9

4.2.3.1 MMP-9 in den Kontrollen

Im DH82-Zellpellet wurde MMP-9-Antigen als hell- bis mittelbraune, zytoplasmatische

Markierung in ca. 70 - 80% aller Zellen beobachtet. Die Markierung variierte in ihrer Aus-

prägung von einem fokalen, feingranulären bis zu einem kräftigen und punktförmigen Signal

im Zytoplasma der Zellen der Positivkontrolle. Die Zellkerne waren stets ohne eine

Immumarkierung. Alle Negativkontrollen zeigten sich frei von spezifischen Signalen.

4.2.3.2 MMP-9 in unverändertem Milchdrüsengewebe

Die Markierung von MMP-9 in alveolären Epithelien bestand in einem zytoplasmatischen,

granulären Signal mit variabler Intensität sowohl innerhalb einer Zelle als auch zwischen

verschiedenen Zellen. Bei schwacher Expression fand sich eine unscharf begrenzte,

hellbraune, diffuse und teils verwaschen wirkende Tinktion des Zytoplasmas. Die Zellkerne

zeigten sich stets ohne Markierung.


Epithelien keine oder nur eine schwache MMP-9-Markierung in einzelnen Zellen, deren

„Score“ im Median 0 (Min.: 0; Max.: 6,12) betrug. 67% der Fälle waren MMP-9-negativ (n =

6; KG1 - 4, 6, 8), 22% erhielten einen niedrigen (KG5, 9) und 11% einen mittleren „Score“

(KG7). Für Duktepithelien betrug der „Score“ im Median 0 (Min.: 0; Max.: 6,46) mit 78%

negativen Fällen und je einem Fall mit einem niedrigen (11%; KG9) bzw. einem mittleren

„Score“ (KG7). Myoepithelien (Median: 0; Min.: 0; Max.: 5,1) wiesen mehrheitlich keine

MMP-9-Expression (56%; n = 5; KG1, 4 - 6, 8). Für je einen Fall wurde ein niedriger (11%;

KG9) bzw. ein mittlerer „Score“ beobachtet (KG7). Nicht zu beurteilen waren Myoepithelien

in zwei Fällen (22%; KG2, 3). Zellen des Stromas waren stets MMP-9-negativ, während für

die Tunica media von Gefäßen im Median eine MMP-9-Expression von 3,12 (Min.: 0; Max.:

8,64) mit hohen „Scores“ in 22% (KG7, 9), mittleren in 22% (KG2, 5) und niedrigen in 33%

festgestellt wurde (KG3, 6, 8). 22% der Proben waren in der Tunica media MMP-9-negativ

(KG1, 4). Die Intima der Gefäße (Median: 0; Min.: 0; Max.: 1,44) war fast ausnahmslos

MMP-9-negativ. Nur in einem Fall wurde ein geringer Score notiert (11%; KG9).

84 Ergebnisse

4.2.3.3 MMP-9 in hyperplastischem Milchdrüsengewebe

Im hyperplastischem Milchdrüsengewebe (n = 7; HYP1 – HYP7) ergab sich eine dem


(Kapitel 4.2.3.2).

Alveoläre Epithelien, deren immunhistologischer „Score“ im Median bei 0,64 lag (Min.: 0;

Max.: 1,7), waren nicht signifikant verschieden zum Kontrollgewebe (p = 0,3935, KWT).

Alveoläre Epithelien zeigten in 43% der Fälle keine MMP-9-Markierung (HYP2, 3, 7) und in

57% einen niedrigen „Score“ (n = 4; HYP1, 4 - 6).



Duktepithelien (Median: 1,15; Min.: 0,56; Max.: 4,42) zeigten sich etwas stärker MMP-9-

markiert. Sie erhielten in 86% der Fälle niedrige „Scores“ (n = 6; HYP1, 3 - 7) und in einem

Fall einen mittleren „Score“ (HYP2). Myoepithelien (Median: 0,8; Min.: 0; Max.: 1,9) zeigten

entweder einen niedrigen „Score“ (71%; n = 5; HYP1 - 4, 6) oder einen Wert von Null (29%;

HYP5, 7). Zellen des Stromas mit der Morphologie von Fibrozyten exprimierten MMP-9 mit

einem Median von 0 (Min.: 0; Max.: 1,5). 71% der Fälle waren negativ für MMP-9 (n = 5;

HYP1, 3, 5 - 7) und 29% zeigten niedrige „Scores“ (HYP2, 4). In der Tunica media von

Gefäßen bestand im Median eine MMP-9-Expression von 4,16 (Min.: 1,6; Max.: 9,12) mit

hohen „Scores“ in 29% (HYP1, 2), mittleren in 57% (HYP3 - 6) und niedrigen in 14%

(HYP7). Die Intima (Median: 0; Min.: 0; Max.: 2,56) war vorwiegend negativ (57%; HYP3, 5

- 7) oder zeigte niedrige (29%; HYP1, 4) bis mittlere „Scores“ (14%; HYP2).

4.2.3.4 MMP-9 in einfachen Adenomen



Im unveränderten Drüsengewebe zeigten die „Scores“ für alveoläre Epithelien einen Median

von 0,4 (Min.: 0; Max.: 1,95) und waren zu den Epithelien der Kontrollgruppe nicht

signifikant verschieden (p = 0,3935; KWT). Die schwache Markierung resultierte in 47% in

niedrigen Scores (n = 7; eAd2, 4, 5, 9 - 11, 15) sowie in 53% Scores von Null (n = 8; eAd1, 3,

6 - 8, 12 - 14). Jedoch waren Einzelzellen teils prominent und kräftig markiert (eAd8, 11, 12,

15). Für Dukt- und Myoepithelien wurden im Kruskal Wallis-Test keine statistisch

Ergebnisse 85

signifikanten (p = 0,3011 bzw. p = 0,1961) Unterschiede zu entsprechenden Zelltypen der

Kontrollgruppe nachgewiesen. Duktepithelien zeigten eine stärkere MMP-9-Markierung als

die alveolären Epithelien mit einem medianen „Score“-Wert von 1,56 (Min.: 0; Max.: 5,7). In

13% wurden mittlere (eAd6, 10), in 60% niedrige (n = 9; eAd1, 2, 4, 5, 8, 9, 11, 14, 15) und

in 27% Werte von Null ermittelt (eAd3, 7, 12, 13). Die MMP-9-Expression in Myoepithelien

(Median 0,39; Min.: 0; Max.: 3,3) ging in 47% mit niedrigen „Scores“ (n = 7; eAd1, 2, 4, 5, 9

- 11) und in 53% mit einem „Score“ von Null einher (n = 8; eAd3, 6-8, 12 - 15).


weder zum Tumorgesamtwert für Epithelien (TgesAE; Median: 0,24; Min.: 0; Max.: 3,06)

noch zu den Werten der Epithelien der Tumorperipherie (Median: 0,48; Min.: 0; Max.: 3,4)

signifikant verschieden (p = 0,5516 bzw. p = 0,2611, SRT). Zwischen dem Tumorgesamtwert

und dem Drüsengewebe der Kontrollgruppe bestanden keine signifikanten Unterschiede (p =

0,3469; WT). Zwischen Epithelien von Tumorperipherie und –zentrum (Median: 0,08; Min.:

0; Max.: 3,0) wurden keine signifikanten Unterschiede ermittelt (p = 0,3594, SRT). Die

„Scores“ für Epithelien der Tumorperipherie lagen in 47% niedrig (n = 7; eAd1, 4, 6, 8, 10 -

12) und in 53% bei Null (n = 8; eAd2, 3, 5, 7, 9, 13-15). Im Zentrum fanden sich in 33%

niedrige Werte (n = 5; eAd4, 6, 8, 11, 13) und in 67% ein „Score“ von Null (n = 10; eAd1-3,

5, 7, 9, 10, 12, 14, 15). Einzelne Epithelzellen zeigten jedoch sowohl in der Peripherie als

auch im Zentrum deutliche bis sehr starke Signale (eAd2, 8, 15, Abb. 54).

Der Vergleich von tumornahem (Median: 0; Min.: 0; Max.: 1,13) und –fernem Stroma

(Median: 0; Min.: 0; Max.: 2,0) ergab keine signifikanten Unterschiede in der Expression von

MMP-9 (p = 0,2813, SRT). Bindegewebszellen waren in allen Lokalisationen zu 80% MMP-

9-negativ, die übrigen Fälle bewegten sich im niedrigen „Score“-Bereich (tumornah: eAd4, 6,

11; tumorfern: eAd4, 5, 10). Die Tunica media von tumornahen Gefäßen wies eine konstant

geringe Expression von MMP-9 auf (Median: 1,8; Min.: 0; Max.: 4,68) mit niedrigen bis

mittleren „Scores“ in 53% (n = 8; eAd1, 2, 4, 5, 7-9, 11). 47% der Fälle waren MMP-9

negativ (n = 7; eAd3, 6, 10, 12-15). Tumorfern liegende Gefäße zeigten in der Tunica media

im Median eine Expression von 3,06 (Min.: 0; Max.: 5,76) mit 13% negativen Fällen (eAd12,

15) und 85% (n = 13) mit „Scores“ von 1 und 6. Die Intima tumornaher Gefäße exprimierte

MMP-9 im Median von 0 (Min.: 0; Max.: 4,0) mit niedrigen bis mittleren „Scores“ in 33%

86 Ergebnisse

(eAd1, 5, 6, 10, 11) und tumorfern im Median von 0 (Min.: 0; Max.: 3,51) mit gleich hohen

„Scores“ in 33% (n = 5; eAd1, 2, 4, 6, 10).

4.2.3.5 MMP-9 in komplexen Adenomen


gewebe qualitativ und topographisch ähnliche Expression von MMP-9 (Kapitel 4.2.3.2). Das

Signal war in allen komplexen Adenomen durch einen granulären, teils verwaschenen,

zytoplasmatischen Chromogenniederschlag gekennzeichnet.

Im unveränderten Drüsengewebe der komplexen Adenome unterschieden sich alveoläre

Epithelien, deren Median bei 0,20 lag (Min.: 0; Max.: 4,56), nicht signifikant von den

„Scores“ der Kontrollgruppe (p = 0,3935, KWT). Die schwache Markierung dieser Zellen

äußerte sich in niedrigen bis mittleren „Scores“ in 42% (n =8; kAd1, 5, 7 - 10, 14, 15) und

einem „Score“ von Null in 58% in den übrigen Fällen. In sekretorisch aktiven, alveolären

Epithelien war meist keine Expression von MMP-9 erkennbar.



Die Duktepithelien (Median: 0,6; Min.: 0; Max.: 8) wiesen eine konstant schwache

Markierung von MMP-9 auf. In 47% fand sich ein niedriger (n = 9; kAd1, 3 - 5, 8, 9, 11, 12,

15), in 5% ein hoher (kAd10) und in 47% ein „Score“ von Null. Die MMP-9-Expression von

Myoepithelien (Median: 0,20; Min.: 0; Max.: 5,4), war in 58% der Tumoren negativ (n = 11;

kAd1, 2, 4, 6, 8, 12, 13, 16 - 19) und lag in 37% bei „Scores“ ≤ 2 (n = 7; kAd3, 5, 7, 9, 11,

14, 15) und in 5% bei einem Wert von 5 (kAd10).


weder zum Tumorgesamtwert für Epithelien (TgesAE; Median: 0,06; Min.: 0; Max.: 5,58)

noch zu den Werten der Epithelien der Tumorperipherie (Median: 0,2; Min.: 0; Max.: 5,4)

signifikant verschieden (p = 0,2810 bzw. p = 0,8, SRT; Kap. 4.2.3.9, Abb. 12 und Abb. 13).

Zwischen dem Tumorgesamtwert und dem Drüsengewebe der Kontrollgruppe bestanden

keine signifikanten Unterschiede (p = 0,6304, WT). Für Epithelien der Tumorperipherie

wurden statistisch signifikant höhere Werte als in zentralen Bereichen (Median: 0; Min.: 0;

Max.: 5,76) ermittelt (p = 0,0273 SRT; Kap. 4.2.3.9, Abb. 14). In 37% wurden für Epithelien

der Tumorperipherie niedrige MMP-9-Scores (n = 7; kAd5, 8-10, 15, 16, 18), in 5% mittlere

Ergebnisse 87

(kAd13) und in den übrigen 11 Fällen ein „Score“ von Null ermittelt (58%; n = 11; kAd1-4,

6, 7, 11, 12, 14, 17, 19). Für zentrale Epithelien wurden in 32% ein niedriger (n = 6; kAd5, 9,

10, 15, 16, 18), für 5% ein mittlerer (kAd13) und für 63% ein „Score“ von Null nachgewiesen

(n = 12; kAd1 - 4, 6-8, 11, 12, 14, 17, 19).


Myoepithelien sowie nesterartig proliferierte Myoepithelzellen zugrunde gelegt. Zwischen

den Myoepithelien der Tumorperipherie (Median: 0; Min.: 0; Max.: 2,4) und dem –zentrum

(Median: 0; Min.: 0; Max.: 1,8) bestanden in der Expression von MMP-9 keine signifikanten

Unterschiede (p = 0,25, SRT). Myoepithelien von Tumorperipherie (84%) und –zentrum

(95%) waren vorwiegend negativ für MMP-9. Peripher wurde in 16% (kAd5, 13, 18) und

zentral in 5% (kAd13, Abb. 55) ein niedriger „Score“ festgestellt.

Zwischen tumornahem (Median: 0; Min.: 0; Max.: 1,98) und –fernem Stroma (Median: 0;

Min.: 0; Max.: 1,6) ergaben sich keine signifikanten Unterschiede in der Expression von

MMP-9 (p = 0,625, SRT). Vorwiegend wiesen tumornahes (84%) und –fernes (89%) Stroma

keine MMP-9-Markierung auf. Tumornahe Fibrozyten zeigten in 16% (kAd8, 10, 13) und

tumorferne in 11% der Fälle (kAd10, 13) niedrige „Scores“. Die Tunica media von

tumornahen Gefäßen zeigte im Median eine Expression von 1,07 (Min.: 0; Max.: 5,1) mit

niedrigen bis mittleren „Scores“ in 53% (n = 10; kAd3 - 5, 8 - 11, 13, 15, 18) und 42%

negativen Fällen (n = 8; kAd1, 2, 6, 7, 12, 14, 17, 19). In einem Fall waren tumornah keine

Gefäße vorhanden (kAd16). Tumorferne Gefäße erhielten im Median einen Wert von 1,68

(Min.: 0; Max.: 4,08) mit 26% negativen Fällen (n = 5; kAd1, 2, 7, 12, 14) und niedrigen oder

mittleren „Scores“ in 74%. Die MMP-9-Expression in der Intima von tumornahen Gefäße lag

im Median bei 0 (Min.: 0; Max.: 4,0) mit niedrigen „Scores“ in 21% der Fälle (kAd9, 10, 13,

15) und 74% negativen Fällen, die in tumorfernen Gefäßen bei 0 (Min.: 0; Max.: 2,34) mit

niedrigen „Scores“ in 21% (kAd8, 9, 11, 15) und 79% negativen Fällen.

4.2.3.6 MMP-9 in benignen Mischtumoren



4.2.3.2).

88 Ergebnisse

Alveoläre Epithelzellen des unveränderten Drüsengewebes, deren MMP-9-Expression im

Median bei 1,5 lag (Min.: 0; Max.: 6,1), unterschieden sich nicht signifikant von den „Scores“

der Kontrollgruppe (p = 0,3935, KWT). In 21% der Fälle bestanden mittlere (bMMT2, 7, 8),

in 36% der Tumoren niedrige „Scores“ (n = 5; bMMT3, 5, 12 - 14), und 36% waren MMP-9-

negativ (n = 5; bMMT1, 6, 9 - 11). In einem Fall (bMMT4) war kein unverändertes

Drüsengewebe vorhanden. Für Dukt- und Myoepithelien wurden keine statistisch signifi-

kanten (p = 0,3011 bzw. p = 0,1961, KWT) Unterschiede zu entsprechenden Zelltypen der

Kontrollgruppe nachgewiesen. Duktepithelien (Median: 2,46; Min.: 0; Max.: 10,8) zeigten ein

heterogenes MMP-9-Expressionsprofil, das zu hohen bis sehr hohen Werten in 14%

(bMMT8, 2), zu niedrigen bis mittleren „Scores“ in 43% (n = 6; bMMT3, 5, 7, 12-14) und zu

einem „Score“ von Null in 36% führte (n = 5; bMMT1, 6, 9 - 11). Myoepithelien zeigten im

Median eine MMP-9-Expression von 1,76 (Min.: 0; Max.: 8,55) und wiesen vor allem

niedrige (43%; n = 6; bMMT3, 6, 11 - 14) oder „Scores“ von Null (29%; n = 4; bMMT1, 5, 9,

10), in 7% hohe (bMMT2) und in 14% mittlere Werte auf (bMMT3, 7).

Der Tumorgesamtwert für Epithelien (TgesAE; Median: 2,66; Min.: 0,28; Max.: 8,55) war zu

alveolären Epithelien des umgebenden, unveränderten Drüsengewebes dieser Tiere nicht

signifikant verschieden (p = 0,0942, SRT), während er jedoch signifikant höher lag als das

Drüsengewebe der Kontrollgruppe (p = 0,0057; WT, Kap. 4.2.3.9; Abb. 12). Die„Scores“ von

Epithelien der Tumorperipherie (Median: 3,2; Min.: 1,0; Max.: 8,74) waren signifikant höher

als die von alveolären Epithelien des unveränderten Mammagewebes gleicher Tiere (p =

0,0181, SRT; Kap. 4.2.3.9; Abb. 13). Ebenso wiesen Epithelien der Tumorperipherie

statistisch signifikant höhere MMP-9-„Scores“ als im Tumorzentrum auf (p = 0,0327, SRT;

Kap. 4.2.3.9 Abb. 14). In einem Fall (7%; bMMT4) war kein Epithel vorhanden, so dass kein

Vergleich durchzuführen war. Epithelien der Tumorperipherie wiesen vorwiegend niedrige (n

= 8; 57%; bMMT1, 2, 6, 9 - 13) bis mittlere „Scores“ (n = 4; 29%; bMMT4, 5, 7, 14) und in

14% hohe „Scores“ auf (bMMT3, 8, Abb. 56). Zentrale Epithelien (Median: 1,8; Min.: 0;

Max.: 8,36) zeigten vorwiegend niedrige (n = 8; 57%; bMMT1, 2, 4, 5, 10, 11, 13, 14) bis

mittlere (14%; bMMT7, 9) und in 14% hohe „Scores“ (bMMT3, 8). Zentrale Epithelien eines

Falls (bMMT12) waren negativ für MMP-9 und in einem weiteren Fall war dieser Zelltyp im

Tumorzentrum nicht vorhanden (bMMT6).

Ergebnisse 89

Die „Scores“ von Myoepithelien verschiedener Tumorzonen in benignen Mischtumoren

waren statistisch nicht signifikant verschieden (p = 0,1289, SRT). In der Peripherie lag der

Median bei 1,09 (Min.: 0; Max.: 7,2), im Zentrum bei 1,0 (Min.: 0; Max.: 4,52).

Myoepithelien der Tumorperipherie wiesen in 64% niedrige Werte (n = 9; bMMT1 - 4, 6, 8,

9, 13, 14), in 21% einen „Score“ von Null (bMMT10 - 12) und in je 7% einen mittleren

(bMMT5) bzw. hohen Wert (bMMT7) auf. Zentrale Myoepithelien zeigten in 14% mittlere

(bMMT5, 7), in 50% niedrige „Scores“ (n = 7; bMMT1 – 4, 8, 9, 13) und in 29% einen Wert

von Null (n = 4; bMMT10 - 12, 14). Knorpelzellen im Tumorgewebe präsentierten sich

MMP-9-negativ (29%) oder waren schwach markiert (Median: 0,86; Min.: 0; Max.: 3,45) mit

niedrigen „Scores“ (71%; n = 10; bMMT1 - 3, 6 – 8, 9, 11, 12, 14).

Zwischen tumornahem (Median: 0;Min.: 0; Max.: 2,8) und –fernem Stroma (Median: 0,7;

Min.: 0; Max.: 3,36) ergaben sich keine signifikanten Unterschiede in der Expression von

MMP-9 (p = 0,5781, SRT). Tumornahe Fibrozyten waren mehrheitlich MMP-9-negativ (n =

8; 57%; bMMT1, 5, 6, 9 - 12, 14) oder wiesen niedrige „Scores“ auf (36%; bMMT2 - 4, 7, 8).

Tumorferne Fibrozyten waren in 43% MMP-9-negativ (n = 6; bMMT1, 5, 6, 9 - 11) oder

erhielten niedrige Scores (n = 7; 50%; bMMT2, 3, 7, 8, 12-14). Die MMP-9-Expression in der

Tunica media von tumornahen Gefäßen lag im Median bei 2,25 (Min.: 0; Max.: 11,32) mit

hohen bis sehr hohen „Scores“ in 29% der Fälle (n = 4; bMMT2 - 4, 8), mittleren in 14%

(bMMT5, 7), niedrigen in 29% (n = 4; bMMT1, 9, 12, 14) und 21% negativen Fällen

(bMMT6, 10, 11), die in tumorfernen Gefäßen im Median bei 4,55 (Min.: 0; Max.: 12) mit

hohen bis sehr hohen „Scores“ in 29% (n = 4; bMMT2, 3, 8, 13), mittleren in 21% (bMMT1,

7, 12), niedrigen in 21% (bMMT6, 9, 14) und 14% negativen Fällen (bMMT10, 11). Die

MMP-9-Expression in der Intima von tumornahen Gefäßen lag im Median bei 0,56 (Min.: 0;

Max.: 4,29) mit niedrigen bis mittleren „Scores“ in 50% der Fälle (n = 7; bMMT2 - 5, 7, 8,

14) und 43% negativer Fälle (n = 6; bMMT1, 6, 9 - 12), die in tumorfernen Gefäßen bei 0,93

(Min.: 0; Max.: 7,56) mit „Scores“ ≤ 4 in 29% der Fälle (n = 4; bMMT2, 3, 7, 12), „Scores“

von 6 bis 8 in 14% (bMMT8, 13) und 43% negativer Fälle. Tumornahe Gefäße waren in

einem Fall (7%; bMMT13), tumorferne Gefäße in zwei Fällen nicht vorhanden (14%;

bMMT4, 5).

90 Ergebnisse

4.2.3.7 MMP-9 in einfachen Mammakarzinomen


gewebe qualitativ und topographisch ähnliche Expression von MMP-9 (Kapitel 4.2.3.2). Die

zytoplasmatischen Signale waren sehr schwach bis feingranulär.

Alveoläre Epithelzellen des unveränderten Drüsengewebes, deren Median bei 0 lag (Min.: 0;

Max.: 5,4) unterschieden sich zu den Epithelien der Kontrollgruppe nicht signifikant (p =

0,3935, KWT, Kap. 4.2.3.9 Abb. 12). Unverändertes Drüsengewebe war in sechs von 17

Fällen nicht vorhanden (35%; eCa1, 3, 5, 8 14, 17). In je einem Fall wurde ein mittlerer

(eCa2) bzw. ein niedriger „Score“ ermittelt (eCa7), die übrigen zeigten keine MMP-9-

Expression (53%; n = 9; eCa4, 6, 9 - 13, 15, 16). Duktepithelien und Myoepithelien des

unveränderten Drüsengewebes wurden in sieben von 17 Proben nicht nachgewiesen (41%;

eCa1, 3 - 5, 8, 14, 17). Für Dukt- und Myoepithelien wurden keine statistisch signifikanten (p

= 0,3011 bzw. p = 0,1961, KWT) Unterschiede zu entsprechenden Zelltypen der Kontroll-

gruppe nachgewiesen. In Duktepithelien (Median: 0,19; Min.: 0; Max.: 7,6) bestand in einem

Fall ein hoher (eCa2), in 18% ein niedriger „Score“ (eCa7, 10, 12) und in 35% lag der Wert

bei Null (n = 6; eCa6, 9, 11, 13, 15, 16). Für Myoepithelien (Median: 0,27; Min.: 0; Max.:

4,32) wurde in 6% eine mittlerer (eCa2), in 12% ein niedriger (eCa10, 12) und in 41% ein

Wert von Null erhoben (n = 7; eCa6, 7, 9, 11, 13, 15, 16).

Der Vergleich von unveränderten alveolären Epithelien (NAE) dieser Tiere mit dem

Tumorgesamtwert für Epithelien (TgesAE; Median: 0,11; Min.: 0; Max.: 2,0) war durch das

Fehlen des unveränderten Drüsengewebes oder eines soliden Tumorknotens nur in wenigen

Karzinomen (n = 8; 47%) möglich und war nicht signifikant verschieden (p = 0,9375, SRT).

Zur Erhöhung der Anzahl der Vergleiche mit dem unveränderten Drüsengewebe wurde der

modifizierte Tumorgesamtwert (TgesAE-modif.) verwendet. Daraus resultierte ein Median für

den modifizierten Tumorgesamtwert von 0,43 (Min.: 0; Max.: 3,58), aber es ergab sich

ebenfalls kein signifikanter Unterschied zum unveränderten Drüsengewebe (p = 0,4922,

SRT). Vorab war statistisch ein signifikanter Unterschied zwischen Tumor- und

Metastasengesamtwert (TgesMETZ) ausgeschlossen worden (p = 0,6875, SRT). Zwischen dem

Tumorgesamtwert sowie dem modifizierten Tumorgesamtwert und dem Drüsengewebe der

Kontrollgruppe bestanden keine signifikanten Unterschiede (p = 0,2992 bzw. p = 0,2054;

WT). In 35% der Proben waren solide Tumorknoten nicht vorhanden (n = 6; eCa4 - 6, 9, 12,

Ergebnisse 91

17), so dass hier Tumorzentrum und –peripherie nicht beurteilt werden konnten. Die „Scores“

für Epithelien der Tumorperipherie (Median: 0,44; Min.: 0; Max.: 2,0) waren in den übrigen

Fällen nicht signifikant unterschiedlich zum unveränderten Drüsengewebe (p = 1,0, SRT).

Zwischen den Epithelien von Tumorperipherie und dem –zentrum einfacher Karzinome

(Median: 0,04; Min.: 0; Max.: 2,0) wurden keine signifikanten Unterschiede ermittelt (p =

0,125, SRT). Die Epithelien der Tumorperipherie zeigten in 24% einen niedrigen (n = 4;

eCa2, 8, 10, 14) und in 41% einen „Score“ von Null (n = 7; eCa1, 3, 7, 11, 13, 15, 16).

Epithelien des Zentrums wiesen in 12% einen niedrigen (eCa10, 14) und in 53% einen Wert

von Null auf (n = 9; eCa1 - 3, 7, 8, 11, 13, 15, 16).


oder Lymphknotenmetastasen festgestellt (65%; eCa1, 3 - 6, 9, 11 - 14, 17) und zu einem

Metastasengesamtwert (TgesMETZ) zusammengefasst. Für den TgesMETZ lag die MMP-9-

Expression im Median bei 0,89 (Min.: 0,1; Max.: 3,58). In sieben (eCa1, 3, 4, 7, 11, 13, 14)

der elf Fälle konnte der Metastasengesamtwert mit dem Tumorgesamtwert für Epithelien

verglichen werden, weil beide Lokalisationen vorhanden waren. Es bestand kein signifikanter

Unterschied zwischen TgesAE und TgesMETZ (p = 0,6875). Alle metastatischen Zellen

erwiesen sich unabhängig von ihrer Lokalisation negativ oder schwach positiv in wenigen

Zellen (Median: 0,89; Min.: 0,1; Max.: 3,58). Oft war weniger als die Hälfte der invasiven

Tumorzellen positiv. Vereinzelt wurden stark markierte Einzelzellen beobachtet (eCa5, 12).

Zellen im Stroma mit dem Aussehen von Fibrozyten wiesen tumornah (Median: 0; Min.: 0;

Max.: 4,38) und –fern (Median: 0; Min.: 0; Max.: 3,0) keinen signifikanten Unterschied in der

Expression von MMP-9 auf (p = 0,25, SRT). Tumornahe Fibrozyten waren überwiegend

(82%; n = 14) MMP-9-negativ oder erhielten einen niedrigen (12%; eCa9, 10) oder mittleren

„Score“ (6%; eCa5). Tumorfernes Stroma (incl. Gefäße) war in drei Fällen nicht vorhanden

(18%; eCa1, 6, 17), in 35% erhielt es niedrige „Scores“ (n = 6; eCa2, 4, 5, 7, 9, 10). Die

MMP-9-Expression in der Tunica media tumornaher Gefäße lag im Median bei 2,63 (Min.: 0;

Max.: 7,88) mit hohen „Scores“ in 12% der Fälle (eCa5, 9), mittleren in 24% (n = 4; eCa1, 2,

15, 17) und niedrigen in 29% (n = 5; eCa6 - 8, 10, 12) und 35% mit „Scores“ von Null (n = 6;

eCa3, 4, 11, 13, 14, 16), die in tumorfernen Gefäßen bei 3 (Min.: 0; Max.: 10,4) mit sehr

hohen Werten in 12% (eCa2, 5), hohen in 18% (eCa8, 9, 12), niedrigen in 29% (n = 5; eCa4,

7, 13, 15, 16) und negativen Werten in 24% (n =4; eca3, 10, 11, 14). Die MMP-9-Expression

92 Ergebnisse

in der Intima von tumornahen Gefäße lag im Median bei 0 (Min.: 0; Max.: 3,5) mit niedrigen

„Scores“ in 12% der Fälle (eCa1, 2), mittleren in 6% (eCa5) und 82% negativen Fällen (n =

14; eCa3, 4, 6 - 17), die in tumorfernen Gefäßen bei 0 (Min.: 0; Max.: 3,0) mit niedrigen

„Scores“ in 18% (eCa2, 5, 12) und 65% negativen Fällen (n = 11; eCa3, 4, 7 - 11, 13 - 16).

4.2.3.8 MMP-9 in komplexen Mammakarzinomen

In komplexen Mammakarzinomen (n = 17; kCa1 – kCa17) ergab sich eine dem normalen


4.2.3.2). Die zytoplasmatischen Signale waren sehr schwach bis feingranulär.

Alveoläre Epithelzellen des unveränderten Drüsengewebes, deren Median bei 0,37 lag (Min.:

0; Max.: 7,0), waren zu Epithelien der Kontrollgruppe nicht signifikant verschieden (p =

0,3935, KWT; Kap. 4.2.3.9 Abb. 12). Im Fall kCa3 war kein unverändertes Milch-

drüsengewebe vorhanden. Alveoläre Epithelien wiesen mehrheitlich keine (53%; n = 9; kCa2,

7, 8, 10 - 14, 16) und in fünf Fällen eine geringe MMP-9-Markierung mit niedrigen (29%; n =

5; kCa1, 5, 6, 9, 17) und je einmal einem mittleren (kCa15) und hohen „Score“ auf (kCa4).



Duktepithelien (Median: 0,38; Min.: 0; Max.: 6,68) zeigten in 53% dieser Zellen keine MMP-

9-Expression (n = 9; kCa5, 7, 8,11 - 14, 16, 17), oder wiesen in 29% niedrige (n = 5; kCa1, 2,

6, 9, 10), und in je 6% einen mittleren (kCa15) oder hohen „Score“ auf (kCa4). Myoepithelien

(Median: 0 Min.: 0; Max.: 10) waren in 59% der Fälle waren negativ für MMP-9 (n = 10;

kCa5, 7, 8, 10 - 14, 16, 17) und in 29% wurden ein niedriger (n = 5; kCa1, 2, 6, 9, 15) und in

einem Fall ein hoher „Score“ (6%; kCa4) ermittelt.


dieser Tiere mit dem Tumorgesamtwert für Epithelien (TgesAE; Median: 0,26; Min.: 0; Max.:

6,8) als auch mit den Epithelien der Tumorperipherie (Median: 0,64; Min.: 0; Max.: 8,0)

ergab keine statistisch signifikanten Unterschiede (p = 0,3258 bzw. p = 0,5308, SRT; Kap.

4.2.3.9; Abb. 12 und Abb. 13). Zwischen dem Tumorgesamtwert und dem Drüsengewebe der

Kontrollgruppe bestanden keine signifikanten Unterschiede (p = 0,2670, WT).

Epithelien der Tumorperipherie erwiesen sich als statistisch signifikant stärker MMP-9-

positiv als das Tumorzentrum (p = 0,01, SRT; Kap. 4.2.3.9, Abb. 14). Epithelien der

Ergebnisse 93

Tumorperipherie waren in 29% negativ (n = 5; kCa1, 2, 10, 12, 13) und wiesen in 59% einen

niedrigen (n = 10; kCa3, 5 - 9, 11, 14, 16, 17) und in je 6% einen mittleren (kCa15) bzw.

hohen „Score“ auf (kCa4). Für Epithelien des Tumorzentrums (Median: 0; Min.: 0; Max.: 5,6)

bestanden in 29% niedrige (kCa5, 6, 14, 15, 17) und in 6% mittlere Werte (kCa4). Die

übrigen elf komplexen Karzinome zeigten zentral keine MMP-9 Markierung in Epithelzellen

(65%; kCa1 - 3, 7 - 13, 16).


Myoepithelien sowie nesterartig proliferierte Myoepithelzellen zugrunde gelegt. In einem Fall

waren Myoepithelien im Tumorzentrum nicht vorhanden (6%; kCa5). Zwischen peripheren

und zentralen Myoepithelien bestand kein signifikanter Unterschied in der MMP-9-

Expression (p = 1,0, SRT; Kap. 4.2.3.9 Abb. 18). In der Peripherie lag der Median bei 0

(Min.: 0; Max.: 1,6), im Zentrum bei 0 (Min.: 0; Max.: 2,25). 88% peripherer und zentraler

Myoepithelien waren MMP-9-negativ (n = 17; kCa1 - 3, 5 - 14, 16, 17) oder wiesen niedrige

„Scores“ auf (12%; kCa4, 15).


Max.: 3,67) und –fern (Median: 0; Min.: 0; Max.: 3,0) keinen signifikanten Unterschied in der

Expression von MMP-9 auf (p = 0,6406, SRT). Tumornahes Stroma zeichnete sich in 71%

durch einen „Score“ von Null (n = 12; kCa1-3, 5, 6, 8, 11-14, 16, 17), in 24% durch niedrige

(n =4; kCa4, 7, 9, 10) und in 6% durch einen mittleren „Score“ aus (kCa15). Tumorfernes

Stroma war in 65% (n = 11; kCa1, 3, 5, 8, 10-14, 16, 17) MMP-9-negativ oder zeigte in 35%

niedrige „Scores“ (n = 6; kCa2, 4, 6, 7, 9, 15). Die MMP-9-Expression in der Tunica media

von tumornahen Gefäßen lag im Median bei 0,64 (Min.: 0; Max.: 12) mit niedrigen „Scores“

in 47% der Fälle (n = 8; kCa1, 5, 7, 9, 10, 11, 15, 16), einem sehr hohen in 6% (kCa4) und

47% negativen Fällen (n = 8; kCa2, 3, 6, 8, 12-14, 17). Für tumorferne Gefäße lag der Median

bei 1,92 (Min.: 0; Max.: 10,5) mit sehr hohen Werten in 6% der Fälle (kCa4), mittleren in

12% (kCa6, 15), niedrigen in 59% (n = 10; kCa1-3, 5, 7-10, 14, 17) und 24% negativen Fällen

(n = 4; kCa11-13, 16). Die Intima tumornaher Gefäße (Median: 0; Min.: 0; Max.: 0,75) war

bis auf einen Fall (6%; kCa15) MMP-9 negativ. Die Intima von tumorfernen Gefäßen

(Median: 0; Min.: 0; Max.: 1,58) war in 71% negativ (n = 12; kCa2-4, 7, 9-14, 16, 17) oder

wies niedrige „Scores“ auf (29%; n = 5; kCa1, 5, 6, 8, 15).

94 Ergebnisse


Die grafischen Darstellungen signifikanter Unterschiede in der MMP-9-Expression der


dargestellt. Die Ergebnisse der paarweisen Gruppenvergleiche nach Wilcoxon für alle be-

schriebenen Parameter finden sich in Tabelle 9.46 und Tabelle 9.50 des Anhangs (Abschnitt

9.3) mit Kenntlichmachung von statistischen Signifikanzen oder Auffälligkeiten, sowie ihnen


Die MMP-9-Expression in alveolären Epithelien des Drüsengewebes (NAE) und dem

Tumorgesamtwert für Epithelien (TgesAE) gleicher Gruppen waren in keinem Fall signifikant

verschieden (p < 0,05). Nur bei benignen Mischtumoren war der Tumorgesamtwert

signifikant höher als das Drüsengewebe der Kontrollgruppe (p = 0,0057; Wilcoxon-Test,

Abb. 12). Für die einfachen Karzinome wurde im Signed-Rank-Test in den Fällen, in denen

aufgrund des Fehlens eines soliden Tumorknotens kein Tumorgesamtwert ermittelt werden

konnte, der Metastasengesamtwert (TgesMETZ) berücksichtigt, um die Anzahl der Vergleiche

mit dem unveränderten Drüsengewebe zu erhöhen. Vorab war statistisch mit dem gleichen

Verfahren kein signifikanter Unterschied zwischen Tumor- und Metastasengesamtwert

festgestellt worden. Durch diese Vergrößerung der vergleichbaren Gruppengröße von n = 8

auf n = 11 wurde im Signed-Rank-Test eine Reduktion des p-Wertes von p = 0,9375 auf p =

0,4922, aber keine statistische Signifikanz erreicht. Unverändertes Drüsenepithel aller

Tumorgruppen zeigte in keiner Gruppe einen statistisch signifikanten Unterschied zu

unverändertem Drüsenepithel der Kontrollgruppe.

Die MMP-9-Expresssion in Epithelien der Tumorperipherie (TpAE) von benignen Misch-

tumoren war signifikant höher als in unveränderten Epithelien (NAE) des Drüsengewebes

(Abb. 13) gleicher Hunde. Innerhalb der Tumore wurden für periphere Epithelien (TpAE)

von komplexen Adenomen, benignen Mischtumoren und komplexen Karzinomen signifikant

höhere MMP-9-„Scores“ als im Zentrum (TzAE) ermittelt (Abb. 14).

Die MMP-9-Expression zwischen Myoepithelien von Tumorperipherie (TpME) und -zentrum

(TzME) in gleichen Tumorgruppen war nicht signifikant unterschiedlich.

Die MMP-9-Expression zwischen tumornahen und –fernen Bindegewebszellen gleicher

Tumorgruppen zeigte sich in keiner Gruppe signifikant verschieden.

Ergebnisse 95


des unveränderten Drüsengewebes sowie ihrer Myoepithelien (NME) ergab für keinen Zelltyp

signifikante Unterschiede in der MMP-9-Markierung. Unverändertes Myoepithel benigner

Mischtumore zeigte eine statistisch auffällige, aber nicht signifikant höhere MMP-9

Expression als in komplexen Adenomen (p = 0,0301).

Sowohl die Tumorgesamtwerte für Epithelien (TgesAE) als auch die „Scores“ für periphere

Epithelien (TpAE) von benignen Mischtumoren waren signifikant höher als die entsprechen-

den Werte der anderen vier Tumorgruppen (Abb. 15 und Abb. 16). Der Wilcoxon-Test für

zentrale Epithelien (TzAE) ergab für benigne Mischtumoren im Verhältnis zu komplexen

Adenomen (p = 0,0017) bzw. komplexen Karzinomen (p = 0,0035) signifikant höhere MMP-

9-Werte (Abb. 17). Für die beiden übrigen Tumorgruppen (einfache Adenome, einfache

Karzinome) ergaben sich in dieser Lokalisation statistisch auffällig niedrigere, aber nicht

signifikante, Unterschiede zu den Mischtumoren (Abb. 17).

Die MMP-9-Expression in Myoepithelien benigner Mischtumoren war peripher und zentral

signifikant höher als die in den korrespondierenden Lokalisationen von komplexen

Adenomen und komplexen Karzinomen (Abb. 18). Letztere waren zueinander nicht

verschieden.

Die Ergebnisse der paarweisen Gruppenvergleiche für tumornahes und –fernes Bindegewebe

ergaben in beiden Lokalisationen keine signifikanten Unterschiede zwischen zwei Tumor-

gruppen. Statistisch auffällige (p < 0,05) Werte waren für einige Vergleiche nachweisbar und

sind im Anhang (Abschnitt 9.3) der Tabelle 9.46 zu entnehmen.

Die paarweisen Gruppenvergleiche ergaben für die Tunica media tumornaher und die Intima

tumorferner Gefäße keine signifikanten Unterschiede. Die Tunica media von Gefäßen

hyperplastischen Drüsengewebes zeigte eine signifikant höhere MMP-9-Expression (p =

0,0018) als tumorferne Gefäße in der Gruppe der komplexen Adenome (Abb. 19). Die Intima

von tumornahen Gefäßen in der Gruppe der Mischtumoren war signifikant (p = 0,0037)

stärker MMP-9 positiv als die tumornahe Intima aus der Gruppe der komplexen Karzinome

(Abb. 20).

96 Ergebnisse

Abb. 12 MMP-9-Expression in unveränderten Drüsenepithelien der Kontrollgruppe (I) und in hyperplastischem Drüsengewebe (II) sowie in Epithelien aller Tumorgruppen (III = einfache Adenome; IV = komplexe Adenome; V = benigne Mischtumoren; VI = einfache Karzinome; VII = komplexe Karzinome), deren unveränderte Drüsengewebe (a) den Tumorgesamtwerten (b) gegenübergestellt werden. Der Tumorgesamtwert für Epithelien benigner Mischtumore (V.b) zeigte eine signifikant (p = 0,0057) höhere MMP-9- Expression als Drüsenepithelien der Kontrollgruppe (I).

Abb. 13 MMP-9-Expression in Epithelien des unverändertes Drüsengewebe und in der Tumorperipherie aller Tumorgruppen. Gleiche Symbole kennzeichnen statistisch signifikante Unterschiede (p < 0,05) zwischen den Lokalisationen.

Ergebnisse 97

Abb. 14 MMP-9-Expression in Epithelien von Tumorperipherie und –zentrum aller Tumorgruppen. Gleiche Symbole kennzeichnen statistisch signifikante Unterschiede (p < 0,05) zwischen den Tumorzonen gleicher Gruppen.

Abb. 15 MMP-9-Expression des Tumorgesamtwertes für Epithelien in allen Tumor-gruppen. Gleiche Symbole kennzeichnen statistisch signifikante Unterschiede (p < 0,005) zweier Gruppen zueinander.

98 Ergebnisse

Abb. 16 MMP-9-Expression in Epithelien der Tumorperipherie aller Tumorgruppen. Gleiche Symbole kennzeichnen statistisch signifikante Unterschiede (p < 0,005) zweier Gruppen zueinander.

Abb. 17 MMP-9-Expression in Epithelien des Tumorzentrums aller Tumorgruppen. Gleiche Symbole kennzeichnen statistisch signifikante (p < 0,005) bzw. statistisch auffällige (p < 0,05) Unterschiede zweier Gruppen zueinander.

Ergebnisse 99

Abb. 18 MMP-9-Expression in Myoepithelien des Tumorzentrums und der –peripherie in komplexen Adenomen, benignen Mischtumoren und komplexen Karzinomen. Gleiche Symbole kennzeichnen statistisch signifikante Unterschiede (p < 0,0167) zweier Gruppen zueinander.

Abb. 19 MMP-9-Expression in der Tunica media tumorferner Gefäße. Gleiche Symbole kennzeichnen statistisch signifikante Unterschiede (p < 0,00238) zweier Gruppen zueinander.

100 Ergebnisse

Abb. 20 MMP-9-Expression in der Intima tumornaher Gefäße aller Tumorgruppen. Gleiche Symbole kennzeichnen statistisch signifikante (p < 0,005) bzw. statistisch auffällige (p < 0,05) Unterschiede zweier Gruppen zueinander.

4.2.4 MT1-MMP (MMP-14)

4.2.4.1 MT1-MMP (MMP-14) in den Kontrollen

In der Positivkontrolle einer pyogranulomatösen Serositis vom Hund fand sich in Makro-

phagen ein grobscholliges, homogen intrazytoplasmatisch gelegenes Signal von schwacher

bis starker Intensität. In Zellen mit dem Aussehen von Fibrozyten zeigte sich inkonstant ein

schwaches, intrazytoplasmatisches Signal. Zellmembranen und Kerne waren nicht markiert.

Alle Negativkontrollen waren frei von spezifischen Signalen.

4.2.4.2 MT1-MMP (MMP-14) in unverändertem Milchdrüsengewebe


Epithelien keine oder nur eine schwache MMP-14-Markierung in einzelnen Zellen, deren

„Score“ im Median 3,12 (Min.: 0,4; Max.: 10,26) betrug. 56% der Fälle erhielten niedrige

„Scores“ (n = 5; KG2, 3, 6-8), 11% mittlere (KG5), 22% hohe „Scores“ (KG1, 7) und 11%

einen Wert von Null (KG4). Für Duktepithelien betrug der „Score“ im Median 4,0 (Min.:

Ergebnisse 101

0,32; Max.: 9,6). Es fanden sich in einem Fall ein sehr hoher (11%; KG1), in je zwei Proben

hohe (22%; KG5, 9) und mittlere (KG2, 6) sowie in 33% niedrige Werte (KG3, 7, 8) bzw. in

11% Werte von Null (KG4). Myoepithelien wiesen eine geringe MMP-14-Expression auf, die

sich in einem Median von 2,2 (Min.: 0; Max.: 4,16) äußerte. 33% der Fälle waren MMP-14-

negativ (KG4, 7, 8), 22% erhielten niedrige (KG5, 6) und 22% mittlere „Scores“ (KG1, 9).

22% waren nicht beurteilbar (KG2, 3).

Für Zellen des Stromas mit der Morphologie von Fibrozyten wurde ein medianer „Score“ von

0,2 (Min.: 0; Max.: 1,44) ermittelt. In 44% wurden niedrige „Scores“ (KG1, 2, 5, 9) und in

56% ein Wert von Null ermittelt (KG3, 4, 6 - 8). In 44% der Fälle lag der „Score“ für die

Tunica media von Gefäßen (Median: 0,8; Min.: 0; Max.: 2,16) bei Null (KG2, 3, 4, 8) und in

56% wurden niedrige „Scores“ nachgewiesen (KG1, 5-7, 9). Die Intima der Gefäße (Median:

0,98; Min.: 0; Max.: 3,96) war in 44% MMP-14 negativ (KG3, 4, 6, 7), in weiteren 44%

wurden niedrige (KG2, 5, 8, 9) sowie in 11% mittlere „Scores“ festgestellt (KG1).

4.2.4.3 MT1-MMP (MMP-14) in hyperplastischem Milchdrüsengewebe



(Kapitel 4.2.4.2).

Alveoläre Epithelien, deren immunhistologischer „Score“ im Median bei 5,32 (Min.: 2; Max.:

8,8) lag, waren zum Kontrollgewebe nicht signifikant verschieden (p = 0,2527; KWT).

Alveoläre Epithelien zeigten in 43% der Fälle niedrige (HYP1, 3, 4), in 14% mittlere (HYP5)

und in 43% hohe „Scores“ auf (HYP2, 6, 7).

Dukt- und Myoepithelien verhielten sich in ihrer MMP-14-Expression nicht signifikant

verschieden zu entsprechenden Zelltypen der Kontrollgruppe (p = 0,6494, bzw. p = 0,9103;

KWT). Duktepithelien zeigten sich etwas stärker markiert mit einem medianen „Score“-Wert

von 7,2 (Min.: 2,2; Max.: 9). In 57% wurden hohe (HYP2, 5 - 7), in 14% mittlere (HYP3)

und in 29% niedrige „Scores“ ermittelt. Myoepithelien (Median: 1,6; Min.: 0; Max.: 3,36)

zeigten entweder einen niedrigen (57%; n = 4; HYP1, 3, 5, 7), einen mittleren (14%, HYP6)

oder einen „Score“ von Null (14 %; HYP4). Im Fall HYP2 waren Myoepithelien nicht

eindeutig zu identifizieren. Zellen des Stromas mit der Morphologie von Fibrozyten

exprimierten MMP-14 mit einem Median von 0,6 (Min.: 0; Max.: 2,4). 43% waren entweder

102 Ergebnisse

MMP-14 negativ (43%; HYP1, 4, 5) oder wiesen einen niedrigen „Score“ auf (57%; HYP2, 3,

6, 7). Für die Tunica media von Gefäßen (Median: 1,92; Min.: 0; Max.: 6,4) wurden mittlere

(43%; HYP2, 6, 7) oder niedrige „Scores“ ermittelt (57%; HYP1, 3 - 5). Die Intima (Median:

4; Min.: 0; Max.: 8) wies heterogene „Scores“ mit hohen (14%; HYP2), mittleren (43%;

HYP3, 6, 7) und niedrigen Werten auf (43%; HYP1, 4, 5).

4.2.4.4 MT1-MMP (MMP-14) in einfachen Adenomen



Im unveränderten Drüsengewebe zeigten die „Scores“ alveolärer Epithelien, deren Median bei

5,7 lag (Min.: 2,34; Max.: 8,32), keinen signifikanten Unterschied zu Epithelien der

Kontrollgruppe (p = 0,2527, KWT). Hohe „Scores“ wurden in 33% (n = 5; eAd2, 7, 8, 10,

14), mittlere in 53% (n = 8; eAd1, 4 - 6, 9, 11, 12, 15) und niedrige in 13% ermittelt (eAd3,

13).



KWT). Duktepithelien zeigten mit einem medianen Wert von 6,0 (Min.: 1,44; Max.: 10,4)

eine stärkere MMP-14-Markierung als die alveolären Epithelien auf. 33% der einfachen

Adenome zeigten hohe bis sehr hohe (n = 5; eAd1, 2, 8, 10, 14), 53% mittlere „Scores“ (n =

8; eAd4 - 7, 9, 12, 15) und im Fall eAd13 einen niedrigen „Score“. Für die MMP-14-

Expression in Myoepithelien (Median: 2,24; Min.: 0; Max.: 5,76) wurde in 27% ein „Score“

von Null (n = 4; eAd3 - 5, 13), in 33% niedrige (n = 5; eAd1, 8, 11, 12, 15) und in 40%

mittlere Werten ermittelt (n = 6; eAd2, 6, 7, 9, 10, 14).


zum Tumorgesamtwert für Epithelien (TgesAE; Median: 5,74; Min.: 0,3; Max.: 11,2) nicht

signifikant verschieden (p = 0,5245, SRT, Kap. 4.2.4.9, Abb. 21) Jedoch wurden für

Epithelien der Tumorperipherie signifikant höhere (p = 0,0413, SRT; Kap. 4.2.4.9, Abb. 22)

„Scores“ als für unverändertes Mammagewebe gleicher Tiere nachgewiesen. Zwischen dem

Tumorgesamtwert und dem Drüsengewebe der Kontrollgruppe bestanden keine signifikanten

Unterschiede (p = 0,2629; KWT, Kap. 4.2.4.9, Abb. 21). Epithelien der Tumorperipherie

zeigten signifikant höhere MMP-14-„Scores“ als zentrale auf (p = 0,0012, SRT; Kap. 4.2.3.9,

Ergebnisse 103

Abb. 23). Für Epithelien der Tumorperipherie (Median: 7,56; Min.: 0,3; Max.: 11,2) wurden

in 27% sehr hohe (n = 4; eAd2, 3, 7, 11), in 33% hohe (n = 5; eAd1, 4, 8, 14, 15, Abb. 60)

und in 33% mittlere Werte ermittelt (eAd5, 6, 9, 12, 13). Der Fall eAd10 war peripher und

zentral negativ für MMP-14. Zentrale Epithelien (Median: 4,48; Min.: 0,3; Max.: 11,2)

wiesen in 13 % sehr hohe (eAd2, 11), in 7 % hohe (eAd4) in 53% mittlere (n=8; eAd1, 3, 6-8,

12, 13, 15) und in 20% niedrige „Scores“ auf (eAd5, 9, 14).

Der Vergleich von tumornahem (Median: 1,32; Min.: 0; Max.: 6,12) und –fernem Stroma

(Median: 0,84; Min.: 0; Max.: 2,24) zeigte für tumornahes Stroma eine signifikant höhere

MMP-14-Expression auf (p = 0,0171, SRT; Kap. 4.2.3.9 Abb. 25). In 40% der einfachen

Adenome lag der „Score“ für tumornahe Fibrozyten bei Null (n = 6; eAd1, 5, 7, 10, 13, 15), in

47% bestanden niedrige (n = 7; eAd3, 4, 6, 9, 11, 12, 14) und in 13% mittlere Werte (eAd2,

8). Tumorferne Bindegewebszellen waren in fünf Fällen negativ für MMP-14 (33%; eAd1, 3,

5, 11, 13) und weitere zehn wiesen niedrige Scores auf (67%; eAd2, 4, 6, 7, 9, 10, 12, 14, 15).

Die MMP-14-Expression in der Tunica media von tumornahen Gefäße lag im Median bei 0

(Min.: 0; Max.: 6,84) mit niedrigen „Scores“ in 13% (eAd1, 14), mittleren in 13% (eAd5, 8)

und einem Fall mit hohem Wert (eAd2) sowie 67% negativen Fällen. Für die Tunica media

tumorferner Gefäße lag der Median bei 0,9 (Min.: 0; Max.: 5,2) mit 47% negativen Fällen (n

= 7; eAd1, 3, 6, 7, 9, 11, 13), 33% niedrigen (n = 5; eAd2, 4, 12, 14, 15) und 20% mittleren

„Scores“ (eAd5, 8, 10). Die MMP-14-Expression in der Intima von tumornahen Gefäße lag

im Median bei 1,04 (Min.: 0; Max.: 8) mit niedrigen „Scores“ in 40% der Fälle (n = 6; eAd7,

9, 11, 12, 14, 15), mittleren in 7% (eAd5), hohen in 13% (eAd2, 8) und 40% negativen Fällen,

während der Median für tumorferne Gefäße bei 1,8 lag (Min.: 0; Max.: 6,4) mit 40%

negativen Fällen (n = 6; eAd1, 3, 4, 11-13), 40% niedrigen (n = 6; eAd5, 6, 7, 9, 14, 16) und

20% mittleren „Scores“ (eAd2, 8, 10).

4.2.4.5 MT1-MMP (MMP-14) in komplexen Adenomen



Im unveränderten Drüsengewebe der komplexen Adenome waren alveoläre Epithelien, deren

„Scores“ median 5,32 betrugen (Min.: 2,2; Max.: 10,4), zur Kontrollgruppe nicht signifikant

verschieden (p = 0,2527, KWT; Kap. 4.2.4.9, Abb. 21). Die deutliche Markierung dieser

104 Ergebnisse

Zellen äußerte sich in mittleren „Scores“ in 58% (n = 11; kAd1, 3, 4, 8 - 10, 12, 13, 17-19),

hohen „Scores“ in 32% (n = 6; kAd2, 5, 6, 11, 15, 16) und einem niedrigen (5%; kAd14) und

einem sehr hohen Wert in je einem Fall (5%; kAd7). In sekretorisch aktiven, alveolären

Epithelien war eine MMP-14-Expression von variabler Intensität und Häufigkeit regelmäßig

erkennbar.

Dukt- und Myoepithelien verhielten sich in ihrer MMP-14-Expression nicht signifikant ver-

schieden zu entsprechenden Zelltypen der Kontrollgruppe (p = 0,6494, bzw. p = 0,9103;

KWT). Die Duktepithelien wiesen eine konstant starke Markierung von MMP-14 auf, die in

einem Median von 7,14 resultierte (Min.: 0,4; Max.: 10,0). Sie wiesen in 31% mittlere

„Scores“ (n = 6; kAd1, 9, 12, 13, 16, 17), in 47% hohe „Scores“ (n = 9; kAd2, 3, 5, 6, 7, 10,

11, 15, 18), in 16% niedrige Werte (kAd8, 14, 19) und in einem Fall einen sehr hohen Wert

auf (kAd4). Für Myoepithelien, deren MMP-14-Expression im Median bei 1,8 lag (Min.: 0;

Max.: 5,1), wurde in 21% ein Wert von Null (n = 4; kAd8, 10, 12, 14), in 53% ein niedriger

(n = 10; kAd1, 2, 6, 9, 11, 13, 16 - 19) und in 26% ein mittlerer „Score“ ermittelt (n = 5;

kAd3, 4, 5, 7, 15).



noch zu Epithelien der Tumorperipherie signifikant verschieden (p = 0,1336 bzw. p = 0,5949,

SRT; Kap. 4.2.4.9; Abb. 21 und Abb. 22). Zwischen dem Tumorgesamtwert und dem


KWT, Kap. 4.2.4.9; Abb. 21). Epithelien der Tumorperipherie (Median: 5,4; Min.: 0,54;

Max.: 9,2) wiesen signifikant höhere „Scores“ als im Tumorzentrum auf (p = 0,0031, SRT;

Kap. 4.2.4.9, Abb. 23). In 21% wurden für Epithelien der Tumorperipherie hohe MMP-14-

„Scores“ (n = 4; kAd4, 6, 15, 16), für 53% mittlere (n = 10; kAd1-3, 9-12, 17-19, Abb. 61)

und für 26% niedrige Werte erfasst (n = 5; kAd5, 7, 8, 13, 14). Zentrale Epithelien (Median:

4,32; Min.: 0; Max.: 8,55) besaßen in 21% hohe (n = 4; kAd4, 6, 15, 16), in 47% mittlere (n =

9; kAd1 - 3, 5, 10 - 12, 18, 19), in 26% niedrige Werte (n = 5; kAd7 - 9, 13, 17) und in einem

Fall einen „Score“ von Null (5%, kAd14).

Für die Beurteilung der Myoepithelien in den Neoplasien wurden die den Epithelzellen

anliegenden Myoepithelien sowie freie, nesterartig proliferierte Myoepithelzellen zugrunde

gelegt. Zwischen den Myoepithelien der Tumorperipherie (Median: 0; Min.: 0; Max.: 3,6) und

Ergebnisse 105

dem –zentrum (Median: 0; Min.: 0; Max.: 4,0) bestanden in der Expression von MMP-14

keine signifikanten Unterschiede (p = 0,3125, SRT; Kap. 4.2.4.9 Abb. 24). Myoepithelien

von Tumorperipherie (63%) und –zentrum (74%) waren vorwiegend negativ für MMP-14.

Myoepithelien zeigten peripher in 11% mittlere (kAd4, 11), in 26% niedrige „Scores“ (n = 5;

kAd2, 12, 15 - 17). Zentrale Myoepithelien besaßen in einem Fall einen mittleren (5%; kAd6)

und in 16% niedrige „Scores“ (16%; kAd2, 4, 15). Im Fall kAd5 fehlten Myoepithelien im

Zentrum (5%).

Tumornahes Stroma (Median: 0,6; Min.: 0; Max.: 4,5) zeigte signifikant höhere MMP-14-

„Scores“ als tumorfernes Stroma auf (Median: 0,4; Min.: 0; Max.: 2,34; p = 0,0302, SRT;

Kap. 4.2.4.9 Abb. 25). In 42% der Fälle wies tumornahes und in 53% tumorfernes Stroma

keine MMP-14-Expression auf. Tumornahe Fibrozyten zeigten in 47% niedrige (n = 9; kAd2,

4, 5, 8, 11, 12, 16, 18, 19) und in 11% mittlere „Scores“ (11%; kAd3, 15). Tumorferne

Fibrozyten erhielten in allen übrigen Fällen (47%; n = 9; kAd1-3, 4, 5, 15-17, 19) niedrige

„Scores“. Die MMP-14-Expression in der Tunica media von tumornahen Gefäße lag im

Median bei 0 (Min.: 0; Max.: 4,0) mit niedrigen (kAd11, 12, 15) oder mittleren „Scores“

(kAd3, 5, 6) und 69% negativen Fällen (n = 13). In tumorfernen Gefäßen lag der Median bei

0,16 (Min.: 0; Max.: 6) mit 26% niedrigen (n = 5; kAd4, 7, 12, 15, 17), 16% mittleren

„Scores“ (kAd3, 5, 19) und 58% negativen Fällen. Die MMP-14-Expression in der Intima von

tumornahen Gefäßen lag im Median bei 0,64 (Min.: 0; Max.: 6,08) mit niedrigen (kAd11, 12,

15) bzw. mittleren „Scores“ (kAd3, 5, 6), die in tumorfernen Gefäßen im Median bei 0,16

(Min.: 0; Max.: 4,2), mit 26% niedrigen (n = 5; kAd4, 7, 12, 15, 17) und in 16% mittleren

„Scores“ (kAd3, 5, 19).

4.2.4.6 MT1-MMP in benignen Mischtumoren

In benignen Mammamischtumoren (n = 14; bMMT1 – bMMT14) ergab sich eine dem


(Kapitel 4.2.4.2).

Für alveoläre Epithelzellen des unveränderten Drüsengewebes lag die MMP-14-Expression

im Median bei 7,04 (Min.: 2,1; Max.: 11,6) und unterschied sich nicht signifikant von denen

der Kontrollgruppe (p = 0,2527; KWT; Kap. 4.2.4.9 Abb. 21). Für alveoläre Epithelzellen

wurden in 57% mittlere bis hohe (n = 8; bMMT3, 6, 7, 9 - 12, 14), in 14% sehr hohe

106 Ergebnisse

(bMMT5, 8) und in 21% niedrige „Scores“ (bMMT1, 2, 13) festgestellt. Im Falle eines

Mischtumors (bMMT4) war kein unverändertes Drüsengewebe vorhanden.



KWT). In Duktepithelien (Median: 7,22; Min.: 0,3; Max.: 11,6) wurden in 29% hohe (n = 4;

bMMT3, 7 - 9), in 36% mittlere (n = 5; bMMT5, 6, 10, 12, 14), in 21% niedrige „Scores“

(bMMT2, 11, 13) und im Fall bMMT1 ein Wert von Null ermittelt. Myoepithelien (Median:

1,2; Min.: 0; Max.: 6,46) zeigten in 36% der Fälle niedrige (n = 5; bMMT3, 5 - 7, 12) und in

14% mittlere „Scores“ (bMMT8, 10). In 43% der Fälle lag ihr Wert bei Null (n = 6; bMMT1,

2, 9, 11, 13, 14).



noch zu den Werten der Epithelien der Tumorperipherie (TpAE; Median: 5,7; Min.: 0,32;

Max.: 11,6) signifikant verschieden (p = 0,5417 bzw. p = 0,946, SRT; Kap. 4.2.4.9; Abb. 21

und Abb. 22). Zwischen dem Tumorgesamtwert und dem Drüsengewebe der Kontrollgruppe

bestanden keine signifikanten Unterschiede (p = 0,2629; KWT). Zwischen den Epithelien von

Tumorperipherie und –zentrum (Median: 5,2; Min.: 0; Max.: 10,08) wurde kein signifikanter

Unterschied ermittelt (p = 0,4116, SRT; Kap. 4.2.2.9, Abb. 23). In einem Fall (7%; bMMT4)

war kein unverändertes alveoläres Epithel vorhanden, so dass kein Vergleich durchzuführen

war. In einem Fall waren im Tumorzentrum keine Epithelien vorhanden (bMMT6). Epithelien

der Tumorperipherie zeigten in 14% sehr hohe (bMMT7, 8), in 21% hohe (bMMT9, 12, 14),

in 43% mittlere (n = 6; bMMT 2, 4 - 6, 10, 11) und in 14% niedrige „Scores“ (bMMT3, 13).

In einem Fall wurde ein „Score“ von Null (7%; bMMT1) festgestellt. Für zentrale Epithelien

fanden sich in 14% sehr hohe (bMMT8, 9), in 14% hohen (bMMT7, 14), in 50% mittlere (n =

7; bMMT3 - 5, 10 - 13), und in je einem Fall ein niedriger „Score“ (7%; bMMT2) oder ein

Wert von Null (bMMT1).

Die „Scores“ von Myoepithelien verschiedener Tumorzonen in benignen Mischtumoren

waren statistisch nicht signifikant verschieden (p = 0,1953, SRT; Kap. 4.2.4.9 Abb. 24). In

der Peripherie lag der Median bei 0 (Min.: 0; Max.: 2,52), im Zentrum bei 0 (Min.: 0; Max.:

1,54). Periphere (64%, n = 9) und zentrale Myoepithelien (79%; n = 11) wiesen mehrheitlich

einen „Score“ von Null auf. Die übrigen Fälle zeigten in 36% für periphere (n = 5; bMMT7 -

Ergebnisse 107

10, 12) und in 21% der zentralen Myoepithelien niedrige „Scores“ (bMMT5, 11, 14).

Knorpelzellen gutartiger Mischtumoren waren in allen Fälle MMP-14-negativ.

Tumornahes Stroma (Median: 1,33; Min.: 0; Max.: 7,6) zeigte signifikant höhere MMP-14-

„Scores“ als tumorfernes Stroma auf (Median: 0; Min.: 0; Max.: 2,88; p = 0,0078, SRT; Kap.

4.2.4.9 Abb. 25). Tumornahe Stromazellen mit dem Aussehen von Fibrozyten waren in 43%

der Fälle MMP-14-negativ (n = 6; bMMT1, 4, 5, 11, 13, 14) oder erhielten in 43% niedrige (n

= 6; bMMT2, 3, 6, 7, 9, 10) und in je 7% mittlere (bMMT12) bzw. hohe Werte (bMMT8).

Tumorferne Stromazellen wiesen ebenfalls vorwiegend MMP-14-“Scores“ von Null auf

(64%; n = 9; bMMT1, 3, 6-9, 11, 13, 14). In 21% bestanden niedrige „Scores“ (bMMT2, 10,

12) und in 14% war tumorfernes Stroma nicht vorhanden (bMMT4, 5). Die MMP-14-

Expression in der Tunica media von tumornahen Gefäßen lag im Median bei 0 (Min.: 0;

Max.: 6) mit niedrigen „Scores“ in 21% (bMMT3, 4, 10), mittleren in 14% (bMMT7, 8) und

65% negativen Fällen (n = 9). In tumorfernen Gefäßen lag der Median bei 0 (Min.: 0; Max.:

3,42) mit niedrigen „Scores“ in 21% (bMMT6, 8, 10) und 71% negativen Fällen. Tumorfern

waren Gefäße in einem Fall nicht vorhanden (bMMT4). Die MMP-14-Expression in der

Intima von tumornahen Gefäße lag im Median bei 1,18 (Min.: 0; Max.: 5,76) mit niedrigen

„Scores“ in 57% (n = 8; bMMT2, 4, 5, 7, 9, 10, 12, 14), einem mittleren Wert in einem Fall

(bMMT8) und 36% negativen Fällen. In tumorfernen Gefäßen zeigte die Intima einen Median

von 0 (Min.: 0; Max.: 4,08) mit niedrigen Werten in 29% (n = 4; bMMT2, 6, 8, 9), mittleren

in 14% (bMMT10, 12) und 50% negativen Fällen (n = 7; bMMT1, 3, 5, 7, 11, 13, 14).

4.2.4.7 MT1-MMP (MMP-14) in einfachen Mammakarzinomen



Alveoläre Epithelzellen (Median: 5,48; Min.: 0; Max.: 10) des unveränderten Drüsengewebes

unterschieden sich nicht signifikant zu den Epithelien der Kontrollgruppe (p = 0,2527; KWT;

Kap. 4.2.2.9 Abb. 21). Unverändertes Drüsengewebe war in fünf von 17 Fällen nicht im

Schnittpräparat vorhanden (29%; eCa1, 3, 8, 14, 17). Für die übrigen Fälle wurden in 6% sehr

hohe (eCa9), in 12% hohe (eCa6, 7), in 41% mittlere (n = 7; eCa5, 10-13, 15, 16) und in je

6% niedrige Werte (eCa2) oder ein „Score“ von Null ermittelt (eCa4). Duktepithelien wurden

108 Ergebnisse

in fünf (29%; eCa1, 3, 8, 14, 17) und Myoepithelien in sieben (41%; eCa1, 3, 5, 7, 8, 14, 17)

Gewebeproben nicht nachgewiesen.


verschieden zu entsprechenden Zelltypen der Kontrollgruppe (p = 0,6494 bzw. p = 0,9103,

KWT). Die MMP-14-Expression in Duktepithelien (Median: 6,12; Min.: 0; Max.: 10) zeigte

in 6% sehr hohe (eCa7), in 29% hohe (n = 5; eCa2, 5, 6, 9, 11), in 24% mittlere (n = 4; eCa10,

13, 15, 16) und in je einem Fall (6%) niedrige „Scores“ (eCa12) oder einen Wert von Null

(eCa4). Für Myoepithelien wurde im Median eine MMP-14 Expression mit einem „Score“

von 2,9 (Min.: 0; Max.: 6) ermittelt, davon in 12% ein „Score“ von Null (eCa4, 12), in 35%

ein niedriger (n = 6; eCa2, 6, 10, 11, 15, 16) und in 12% ein mittlerer „Score“ nachgewiesen

(eCa9, 13).

Der Vergleich zwischen unveränderten alveolären Epithelien dieser Tiere und dem Tumor-

gesamtwert für Epithelien (TgesAE; Median: 4,25, Min.: 1,1; Max.: 8,0) war durch das Fehlen

des unveränderten Drüsengewebes oder eines soliden Tumorknotens nur in wenigen

Karzinomen (41%; n = 7; eCa2, 7, 10, 11, 13, 15, 16) möglich und unterschied sich nicht

signifikant vom unveränderten Drüsengewebe (p = 0,6875, SRT). Zur Erhöhung der Anzahl

der Vergleiche mit dem unveränderten Drüsengewebe wurde der modifizierte

Tumorgesamtwert (TgesAE-modif.) verwendet. Daraus resultierte ein Median für den

modifizierten Tumorgesamtwert von 4,57 (Min.: 1,1; Max.: 8,1), aber es ergab sich ebenfalls

kein signifikanter Unterschied zum unveränderten Drüsengewebe (p = 0,6772, SRT; Kap.

4.2.4.9 Abb. 21). Vorab war statistisch mit dem gleichen Verfahren ein signifikanter Unter-

schied zwischen Tumor- und Metastasengesamtwert (TgesMETZ) ausgeschlossen worden (p =

05781, SRT). Zwischen dem Tumorgesamtwert bzw. modifizierten Tumorgesamtwert sowie


0,2629 bzw. p = 0,3215; KWT). In 35% der Proben waren solide Tumorknoten nicht

vorhanden (n = 6; eCa4 - 6, 9, 12, 17), so dass hier Tumorzentrum und –peripherie nicht

beurteilt werden konnten. Die „Scores“ für Epithelien der Tumorperipherie waren in 6% sehr

hoch (eCa8), in 18% hoch (eCa7, 10, 16), in 18% mittelhoch (eCa11, 14, 15) und in 24%

niedrig (n = 4; eCa1-3, 13). Epithelien im Tumorzentrum wiesen in 29% mittlere (n = 5;

eCa7, 8, 10, 11, 14) und in 24% niedrige Scores auf (n = 4; eCa1, 3, 13, 15). Im Fall eCa2 lag

der Score bei Null.

Ergebnisse 109


oder Lymphknotenmetastasen festgestellt (eCa1, 3-7, 9, 11-15, 17; Abb. 62) und zu einem

Metastasengesamtwert (TgesMETZ) zusammengefasst. In sieben dieser Fälle konnte der

Metastasengesamtwert mit dem Tumorgesamtwert für Epithelien verglichen werden, weil


TgesAE und TgesMETZ (p = 0,5781, SRT). Der mediane Score für metastatische Zellen lag bei

4,57 (Min.: 2; Max.: 8,1) und äußerte sich in mittleren bis hohen „Scores“.

Zellen im Stroma mit dem Aussehen von Fibrozyten wiesen tumornah (Median: 2,86; Min.:

0; Max.: 8,8) und –fern (Median: 0,72; Min.: 0; Max.: 5,78) keinen signifikanten Unterschied

in der Expression von MMP-14 auf (p = 0,0537, SRT; Kap. 4.2.3.9 Abb. 25). Tumornah

waren die Fibrozyten in 65% der Fälle (n = 11) entweder negativ oder erhielten niedrige

„Scores“ (eCa1-4, 7, 10, 12-15, 17), in je 18% wurden mittlere (eCa5, 6, 16) bzw. hohe Werte

ermittelt (eCa8, 9, 11). Für 65% der tumorfernen Fibrozyten (n = 11) bestanden ein „Score“

von Null oder niedrige Werte (eCa2, 3, 4,10 - 17), in 12% wurden mittlere „Scores“ erhoben

(eCa 7, 8). Tumorfernes Bindegewebe war in 24% der Fälle nicht nachzuweisen (n = 4, eCa1,

5, 6, 9). Die MMP-14-Expression in der Tunica media von tumornahen Gefäße lag im Median

bei 4,08 (Min.: 0; Max.: 10) mit niedrigen „Scores“ in 24% (n = 4; eCa1, 11, 15, 16),

mittleren in 18% (eCa2, 10, 13), hohen und sehr hohen in 35% (n =6; eCa3, 5-7, 8, 9), die von

tumorfernen Gefäßen bei 2,33 (Min.: 0; Max.: 7,2) mit niedrige Werten in 24% (eCa3, 14 –

16), mittleren in 18% (eCa7, 10, 13), hohen in 12% (eCa2, 8) sowie 24% negativen Fällen

(eCa4, 11, 12, 17). Die MMP-14-Expression in der Intima von tumornahen Gefäße lag im

Median bei 2,28 (Min.: 0; Max.: 10) und wies in 29% niedrige (n = 5; eCa1, 2, 11, 14, 16), in

29% mittlere (eCa3, 5, 7, 10, 15) und 18% hohe bis sehr hohe Werte auf (eCa6, 8, 9). In

tumorfernen Gefäßen lag der Median bei 1,98 (Min.: 0; Max.: 9,6) mit niedrigen Werten in

35% (eCa3, 10,11, 14–16), mittleren in 12% (eCa2, 7) und sehr hohen in 6% (eCa8).

Tumornah und tumorfern war die Intima in vier Fällen negativ (24%; eCa4, 12, 13, 17).

4.2.4.8 MT1-MMP (MMP-14) in komplexen Mammakarzinomen



110 Ergebnisse

Alveoläre Epithelzellen (Median: 7,59; Min.: 0; Max.: 10) des unveränderten Drüsengewebes

waren zu Epithelien der Kontrollgruppe nicht signifikant verschieden (p = 0,2527, KWT;

Kap. 4.2.4.9 Abb. 21). Für alveoläre Epithelien wurden in 59% hohe bis sehr hohe (n = 10;

kCa1, 4, 6, 7, 9, 10, 12, 15-17), in 12% mittlere (kCa11, 14) und in 24% „Scores“ zwischen 0

und 3 ermittelt (n = 4; kCa2, 5, 8, 13). Im Fall kCa3 war kein unverändertes Milchdrüsen-

gewebe vorhanden.



KWT). Für Duktepithelien (Median: 6,12; Min.: 0,25; Max.: 10) wurden in 41% hohe bis sehr

hohe (n = 7; kCa1, 6, 9, 10, 12, 15, 17), in 12% mittlere (kCa7, 14) und in 29% niedrige

„Scores“ nachgewiesen (n = 5; kCa2, 8, 11, 13, 16). Duktepithelien von kCa5 waren negativ

und die von kCa4 nicht vorhanden. Myoepithelien wiesen im Median eine MMP-14-

Expression von 1,7 auf (Min.: 0; Max.: 7,2). 24% der Fälle waren in Myoepithelien negativ

für MMP-14 (Score = 0; kCa2, 5, 8, 13). In 41% wurden niedrige (kCa1, 6, 7, 11, 14-16), in

12% mittlere (kCa9, 10) und in 7% hohe Werte festgestellt (kCa17). In drei Fällen (18%)

konnten Myoepithelien nicht eindeutig identifiziert werden (kCa3, 4, 12).


dieser Tiere mit dem Tumorgesamtwert für Epithelien (TgesAE; Median: 5,58; Min.: 0,77;

Max.: 11,6) als auch mit Epithelien der Tumorperipherie (TpAE; Median: 7,14; Min.: 1,260;

Max.: 12) ergab keine statistisch signifikanten Unterschiede (p = 0,3288, bzw. p = 0,6412,

SRT; Kap. 4.2.4.9; Abb. 21 und Abb. 22). Zwischen dem Tumorgesamtwert und dem


KWT). Epithelien der Tumorperipherie komplexer Karzinome wiesen signifikant höhere (p =

0,0202, SRT; Kap. 4.2.4.9, Abb. 23) „Scores“ als die Tumorzentren auf. Epithelien der

Tumorperipherie erhielten in 18% sehr hohe (kCa1, 4, 15), in 53% mittlere bis hohe (n = 9;

kCa3, 6, 8, 9- 11, 14, 16, 17) und in 29% niedrige „Scores“ (n = 5; kCa2, 5, 7, 12, 13). Die

zentralen Epithelien (Median: 4,0; Min.: 0; Max.: 11,2) wiesen in 12% sehr hohe (kCa4, 16),

in 35% Werte von 5 und 8 (n = 6; kCa2, 6, 10, 11, 15, 17), in 47% „Scores“ zwischen 2 und 4

(n = 8; kCa1, 3, 7 - 9, 12 - 14) und in einem Fall einen „Score“ von Null auf (kCa5).

Für die Beurteilung von Myoepithelien im Tumor wurden die den Epithelzellen anliegenden

Myoepithelien sowie nesterartig proliferierte Myoepithelzellen zugrunde gelegt. Periphere

Ergebnisse 111

Myoepithelien (Median: 1,3; Min.: 0; Max.: 8) komplexer Karzinome zeigten eine signifikant

höhere MMP-14-Expression als zentrale Myoepithelien (p = 0,0212; Kap. 4.2.4.9 Abb. 24).

In 35% stellten sich periphere Myoepithelien als MMP-14-negativ dar (n = 6, kCa2, 6, 8, 9,

12, 13) und in 41% die des Zentrums (n = 8; kCa2, 3, 5 - 9, 13). Periphere Myoepithelien

wiesen in 18% mittlere (kCa4, 14, 17) und in 41 % niedrige „Scores“ (n = 7; kCa1, 3, 5, 7, 10,

11, 16). Zentrale Myoepithelien (Median: 0,46; Min.: 0; Max.: 6,4) zeigten in 35% niedrige (n

= 6; kCa 1, 11, 12, 15, 16, 17) und in 12% mittlere „Scores“ (kCa4, 10).

Tumornahe stromale Zellen mit dem Aussehen von Fibrozyten (Median: 1,82; Min.: 0; Max.:

4,5) wiesen in der Expression von MMP-14 signifikant höhere (p = 0,042, SRT; Kap. 4.2.4.9,

Abb. 25) Werte als in tumorfernen Stromazellen auf (Median: 0; Min.: 0; Max.: 2,64).

Tumornahes Stroma zeichnete sich in 35% durch eine fehlende MMP-14–Expression (n = 6;

kCa2, 5, 7, 12-14), in 53% durch niedrige (n = 9; kCa1, 4, 6, 8 - 11, 16, 17) und in 12% durch

mittlere „Scores“ aus (kCa3, 15). Tumorfernes Stroma zeigte sich in 53% negativ (n = 9;

kCa2, 5 - 8, 11 - 13, 17) oder wies niedrige „Scores“ auf (35%; n = 6; kCa1, 9, 10, 14-16). In

den Fällen kCa3 und kCa4 wurde tumorfernes Stroma nicht nachgewiesen. Die MMP-14-

Expression in der Tunica media (Median: 0,24; Min.: 0; Max.: 7,6) tumornaher Gefäße ging

mit hohen (kCa16), mittleren (24%; n = 4; kCa3, 6, 10, 15) sowie niedrigen „Scores“ (kCa1,

4) einher, die in tumorfernen Gefäßen (Median: 0; Min.: 0; Max.: 6,09) mit mittleren (18%;

kCa1, 6, 15) oder niedrigen „Scores“ (12%; kCa9, 17). Unabhängig von der Lokalisationen

waren 59% (n = 10) aller Fälle MMP-14-negativ. Die MMP-14-Expression in der Intima

tumornaher Gefäße lag im Median bei 0,08 (Min.: 0; Max.: 2,7) mit niedrigen „Scores“ in

41% der Fälle (n = 7; kCa1, 4, 6, 10, 15–17) und 59% negativen Fällen. Die MMP-14 –

Expression in der Intima tumorferner Gefäßen lag im Median bei 0 (Min.: 0; Max.: 3,36) mit

niedrigen „Scores“ in 24% (n = 4; kCa1, 6, 15, 17). Und 65% negativen Fällen. In je einem

Fall waren Gefäße tumorfern nicht vorhanden bzw. nicht zu beurteilen (kCa3, bzw. 12).


Die grafischen Darstellungen signifikanter Unterschiede in der MMP-14 Expression der


dargestellt. Die Ergebnisse der paarweisen Gruppenvergleiche nach Wilcoxon für alle

beschriebenen Parameter finden sich in Tabelle 9.47 und Tabelle 9.50 des Anhangs mit

112 Ergebnisse

Kenntlichmachung von statistischen Signifikanzen oder Auffälligkeiten, sowie ihnen


Die MMP-14-Expression in alveolären Epithelien des Drüsenepithels (NAE) war zu den

Tumorgesamtwerten (TgesAE) in keiner Gruppen statistisch signifikant verschieden (p =

0,6875; Abb. 21). Zwischen dem Tumorgesamtwert aller Gruppen und dem Drüsengewebe

der Kontrollgruppe bestanden keine signifikanten Unterschiede. Für die einfachen Karzinome

wurde im Signed-Rank-Test in den Fällen, in denen aufgrund des Fehlens eines soliden

Tumorknotens kein Tumorgesamtwert ermittelt werden konnte, der Metastasengesamtwert

(TgesMETZ) berücksichtigt, um die Anzahl der Vergleiche mit dem unveränderten


kanter Unterschied zwischen Tumor- und Metastasengesamtwert festgestellt worden. Durch

diese Vergrößerung der vergleichbaren Gruppen von n = 7 auf n = 12 wurde im Signed-Rank-

Test eine Reduktion des p-Wertes von p = 0,6875 auf p = 0,6772, aber keine statistische

Signifikanz, erreicht. Unverändertes Drüsenepithel keiner der Tumorgruppen zeigte sich

signifikant verschieden zum Drüsenepithel der Kontrollgruppe (Abb. 21).

Epithelzellen der Tumorperipherie (TpAE) von einfachen Adenomen zeigten sich statistisch

signifikant (p = 0,0413) stärker MMP-14-positiv als unverändertes Drüsenepithel (NAE)

derselben Tumorgruppe (Abb. 22). Für periphere Epithelien (TpAE) von einfachen und

komplexen Adenomen, einfachen und komplexen Karzinomen wurden signifikant höhere

MMP-14-„Scores“ als für die Zentren (TzAE) ermittelt (Abb. 23). Die MMP-14-Expression

von Myoepithelien der Tumorperipherie (TpME) komplexer Karzinome war statistisch

signifikant höher als in Myoepithelien der Zentren (TzME; p = 0,0212; Abb. 24).

Tumornahes und -fernes Stroma zeigten eine signifikant unterschiedliche MMP-14-Expres-

sion auf. Tumornahes Stroma in vier von fünf Tumorgruppen wies signifikant höhere

„Scores“ auf (Abb. 25). Lediglich in einfachen Karzinomen wurden zwischen tumornahem

und –fernem Stroma keine signifikanten Unterschiede ermittelt (p = 0,0537).


des unveränderten Drüsengewebes sowie ihrer Myoepithelien (NME) ergab für keinen Zelltyp

signifikante Unterschiede in der MMP-14-Markierung zweier Gruppen zueinander (Anhang,

Abschnitt 9.3, Tab. 9.47). Eine statistisch auffällig höhere, aber nicht signifikante MMP-14-

Ergebnisse 113

Expression bestand für NAE der komplexen Adenome (p = 0,0285) im Vergleich zu NAE der

Kontrollgruppe.

Die MMP-14 Expression für Tumorgesamtwerte (TgesAE) erbrachte beim Gruppenvergleich

weder statistisch auffällige (p < 0,05) noch signifikante Unterschiede (p <0,005). Für die

Tumorperipherie ergaben sich statistisch auffällige Unterschiede, die der Tabelle 9.47 im

Anhang zu entnehmen sind. Epithelien der Tumorzentren (TzAE) waren in allen paarweisen

Gruppenvergleichen nicht signifikant verschieden.

Die MMP-14-Expression in Myoepithelien der Tumorperipherie (TpME) von komplexen

Karzinomen erwies sich signifikant höher als in komplexen Adenomen (p = 0,0158; Abb. 26).

Des Weiteren wiesen periphere Myoepithelzellen (TpME) komplexer Karzinome statistisch

auffällig höhere MMP-14-„Scores“ als Myoepithelien in der Peripherie von Mischtumoren

auf (p = 0,0285). Zentral liegende Myoepithelien (TzME) zeigten keine signifikanten

Unterschiede zwischen zwei Gruppen auf.

Die Expression von MMP-14 in tumornahem und –fernem Bindegewebe (Stroma-Nah und

Stroma-Fern) ergab im paarweisen Gruppenvergleich unabhängig von der Lokalisation keine

signifikanten Unterschiede zwischen zwei Tumorgruppen. Statistisch auffällige (p < 0,05)

Werte sind der Tabelle 9.47 im Anhang zu entnhmen. Der Vergleich der MMP-14-

Expression in Gefäßen ergab für die Tunica media tumorferner (T.m.-Fern) und die Intima

aller Gefäße (Int.-Nah, Int.-Fern) keine signifikanten Unterschiede. Die Tunica media von

tumornahen Gefäßen (T.m.-Nah) in einfachen Karzinomen wies eine signifikant (p = 0,0028)

höhere MMP-14-Expression als in komplexen Adenomen auf (Abb. 27).

114 Ergebnisse

Abb. 21 MMP-14-Expression in unveränderten Drüsenepithelien der Kontrollgruppe (I) und in hyperplastischem Drüsengewebe (II) sowie in Epithelien aller Tumorgruppen (III = einfache Adenome; IV = komplexe Adenome; V = benigne Mischtumoren; VI = einfache Karzinome; VII = komplexe Karzinome), deren unveränderte Drüsengewebe (a) den Tumorgesamtwerten (b) gegenübergestellt werden. Für MMP-14 wurden keine signifikanten Unterschiede zwischen den Lokalisationen ermittelt.

Abb. 22 MMP-14-Expression in Epithelien des unveränderten Drüsengewebes und der Tumorperipherie aller Tumorgruppen. Gleiche Symbole kennzeichnen statistisch signifikante Unterschiede (p < 0,05) zwischen den Lokalisationen gleicher Gruppen.

Ergebnisse 115

Abb. 23 MMP-14-Expression in Epithelien der Tumorperipherie und des –zentrums aller Tumorgruppen. Gleiche Symbole kennzeichnen statistisch signifikante Unterschiede (p < 0,05) zwischen den Tumorzonen gleicher Gruppen.

Abb. 24 MMP-14-Expression in Myopithelien von Tumorperipherie und –zentrum in komplexen Adenomen, benignen Mischtumoren und komplexen Karzinomen. Gleiche Symbole kennzeichnen statistisch signifikante Unterschiede (p < 0,05) zwischen den Tumorzonen gleicher Gruppen.

116 Ergebnisse

Abb. 25 MMP-14-Expression in tumornahem und –fernem Stroma aller Tumor-gruppen. Gleiche Symbole kennzeichnen statistisch signifikante Unterschiede (p < 0,05) zwischen den Lokalisationen gleicher Gruppen.

Abb. 26 MMP-14-Expression in Myoepithelien der Tumorperipherie von komplexen Adenomen, benignen Mischtumoren und komplexen Karzinomen. Gleiche Symbole kennzeichnen statistisch signifikante Unterschiede (p < 0,0167) zweier Gruppen zueinander.

Ergebnisse 117

Abb. 27 MMP-14-Expression in der Tunica media von tumornahen Gefäßen aller Tumorgruppen. Gleiche Symbole kennzeichnen statistisch signifikante Unterschiede (p < 0,005) zweier Gruppen zueinander.

4.2.5 TIMP-1

4.2.5.1 TIMP-1 in den Kontrollen

Im Knochengewebe eines jungen Hundes wurde TIMP-2 im Zytoplasma von Osteoklasten in

Form eines homogenen, mittel- bis dunkelbraunen, feingranulären Chromogenniederschlags

nachgewiesen. Die Negativkontrolle wies keine immunhistologische Markierung auf.

4.2.5.2 TIMP-1 in unverändertem Milchdrüsengewebe


Epithelien eine sehr starke, inter- und intralobuläre Heterogenität hinsichtlich Quantität und

Intensität der Expression von TIMP-1 mit wechselnden Signalintensitäten von hellbraun bis

kräftig dunkelbraun, deren „Score“ im Median 2,34 (Min.: 0; Max.: 5,44) betrug. Das Signal

bestand aus einem fein- oder grobgranulären, zytoplasmatischen Chromogenniederschlag, der

oftmals im apikalen Bereich in Form eines dunklen, saumartigen Strichs prominent erkennbar

war. Alveoläre Epithelien zeigten in 22% mittlere (KG1, 3), in 56% niedrige „Scores“ (n = 5;

118 Ergebnisse

KG2, 5 - 7, 9), und 22% der Fälle waren negativ für TIMP-1 (KG4, 8). Duktepithelien,

(Median: 2,52; Min.: 0; Max.: 5,0) zeigten sich irregulär und meist nur schwach positiv für

TIMP-1, mit mittleren „Scores“ in 11% (KG1) und niedrigen Werten in 67% (n = 6; KG2, 3,

5-7, 9) Zwei Fällen waren negativ (22%; KG4, 8). Eine eindeutige und regelmäßige Identifi-

kation von Myoepithelien (Median: 2,0; Min.: 0; Max.: 9,36) war oftmals schwierig. Das

Signal in Myoepithelien lag vorwiegend an der basalen Zellmembran und präsentierte sich

sehr scharf begrenzt und fast punktförmig. Myoepithelien stellten sich irregulär hochgradig

TIMP-1-positiv dar. In einem Fall wurde ein hoher (11%; KG1), in 56% ein niedriger Wert (n

=5; KG2, 3, 5-7) und in drei Proben keine Immunmarkierung festgestellt (33%; KG4, 8, 9).

Zellen des Stromas mit der Morphologie von Fibrozyten (Median: 0; Min.: 0; Max.: 2,67)

stellten sich vorwiegend (89%) TIMP-1 negativ dar, jedoch wurde die Beurteilung häufig

durch unspezifisch braun gefärbte Kollagenfasern erschwert. Für KG2 wurde ein niedriger

„Score“ von 3 ermittelt (11%). Die Tunica media von Gefäßen zeigte im Median eine

Expression von 8 (Min.: 3,84; Max.: 11,32) mit sehr hohen (33%; KG1, 2, 5), hohen (33%;

KG3, 6, 8) und mittleren „Scores“ (33%, KG4, 7, 9). Die Intima der Gefäße war vorwiegend

TIMP-1-negativ (67%; Median: 0; Min.: 0; Max.: 3,5). Nur in zwei Fällen wurde ein niedriger

(22%; KG1, 3) und in einem Fall ein mittlerer „Score“ notiert (11%; KG2).

4.2.5.3 TIMP-1 in hyperplastischem Milchdrüsengewebe

Im hyperplastischem Drüsengewebe (n = 7; HYP1 – HYP7) ergab sich eine dem normalen

Drüsengewebe qualitativ und topographisch ähnliche Expression von TIMP-1 (Kapitel

4.2.5.2).

Für alveoläre Epithelien lag der immunhistologische „Score“ im Median bei 2,88 (Min.: 0,42;

Max.: 3,91) und war nicht signifikant verschieden zum Kontrollgewebe (p = 0,2054; KWT).

Die alveolären Epithelien wiesen in 71% mittlere oder hohe (n = 5; HYP2, 4 - 7) und je

einmal einen „Score“ von 1 (14%; HYP1) bzw. von Null auf (HYP3). Dukt- und

Myoepithelien verhielten sich in ihrer TIMP-1-Expression nicht signifikant verschieden zu

entsprechenden Zelltypen der Kontrollgruppe (p = 0,1622 bzw. p = 0,0876,KWT). Der TIMP-

1-Nachweis in Duktepithelien (Median: 3,91; Min.: 1,96; Max.: 7,2) stellte sich heterogen

dar. In je 29% wurden hohe (HYP2, 6), mittlere (HYP1, 4) sowie in 43% niedrige „Scores“

ermittelt (HYP3, 5, 7). Myoepithelien (Median: 4,03; Min.: 3,85; Max.: 4,96) zeigten sich in

Ergebnisse 119

allen sieben Fällen mit mittleren „Scores“. Besonders Milchgänge einschließlich ihrer

„terminal end-buds“ waren oft komplett von deutlich positiven Myoepithelien umsäumt, die

meist noch kräftiger markiert waren als das Duktepithel. Zellen des Stromas (Median: 0;

Min.: 0; Max.: 1,28) mit der Morphologie von Fibrozyten exprimierten kaum TIMP-1 und

stellten sich in 14% mit einem niedrigen „Score“ (HYP2), in den übrigen Schnittpräparaten

(86%) mit einem Wert von Null dar. Die Tunica media (Median: 9,2; Min.: 7,2; Max.: 12)

von Gefäßen zeigte eine Expression mit hohen bis sehr hohen „Scores“ (100%; HYP1-7). Die

Intima (Median: 2,73; Min.: 0,08; Max.: 8,8) wies in 71% niedrige „Scores“ (n = 5; HYP1, 3 -

5, 7) und in je einem Fall einen hohen (HYP2) oder einen Wert von Null auf (HYP6).

4.2.5.4 TIMP-1 in einfachen Adenomen


gewebe qualitativ und topographisch ähnliche Expression von TIMP-1 (Kapitel 4.2.5.2).

Im unveränderten Drüsengewebe waren die „Scores“ für alveoläre Epithelien (Median: 2,63;

Min.: 0,8; Max.: 7,6) zu Epithelien der Kontrollgruppe nicht signifikant verschieden (p =

0,2054, KWT). Die geringe TIMP-1-Expression in wenigen Zellen resultierte in 80% der

Fälle in niedrigen (n = 12; eAd2, 3, 5 - 10, 12 - 15) und in 13% in mittleren Werten (eAd1,

11) und in 7% in einem hohen „Score“ (eAd4).

Dukt- und Myoepithelien verhielten sich in ihrer TIMP-1-Expression nicht signifikant


KWT). Duktepithelien zeigten eine stärkere TIMP-1-Markierung als die alveolären Epithelien

mit einem medianen „Score“ von 3,99 (Min.: 0; Max.: 6,48). Die stärkere Expression führte

in 60% zu mittleren (n = 9; eAd1 - 4, 6, 8, 10, 11, 15) und in 33% zu niedrigen „Scores“ (n =

5; eAd7, 9, 12- 14). TIMP-1-negative Duktepithelien wurden einmal festgestellt (7%; eAd5).

Myoepithelien (Median: 3,96; Min.: 0,5; Max.: 8,5) zeigten eine heterogene „Score“-

Verteilung mit hohen Werten in 20% der Fälle (eAd1, 4, 11), mittleren in 33% (n = 5; eAd2,

3, 6, 8, 10) und niedrigen Werten in 47% (n = 7; eAd5, 7, 9, 12 - 15).

Die „Scores“ alveolärer Epithelien des unveränderten Mammagewebe dieser Tiere waren

weder zum Tumorgesamtwert für Epithelien (TgesAE; Median: 2,82; Min.: 0; Max.: 7,6) noch

zu Epithelien der Tumorperipherie signifikant verschieden (p = 0,6788 bzw. p = 0,3894, SRT;

Kap. 4.2.5.9, Abb. 28 und Abb. 29). Zwischen dem Tumorgesamtwert und dem Drüsen-

120 Ergebnisse

gewebe der Kontrollgruppe bestanden keine signifikanten Unterschiede (p = 0,6330; WT;

Kap. 4.2.5.9, Abb. 28). Epithelien der Tumorperipherie einfacher Adenome (Median: 3,96;

Min.: 0; Max.: 9,6) zeigten eine signifikant höhere TIMP-1-Expression als im Tumorzentrum

(p = 0,0093, SRT; Kap. 4.2.5.9, Abb. 30). Für periphere Epithelien wurden hohe (7%; eAd8),

mittlere (53%; n = 8; eAd1, 3, 4, 6, 7, 10, 11, 15; Abb. 63) und niedrige Werte ermittelt

(20%; eAd2, 12, 13). In drei Fällen wurde kein TIMP-1-Signal beobachtet (20%; eAd5, 9,

14). Zentrale Epithelien (Median: 2,97; Min.: 0; Max.: 7,99) erhielten hohe „Scores“ in 7%

(eAd4), mittlere in 20% (eAd3, 6, 8) und niedrige „Scores“ in 47% (n = 7; eAd1, 2, 7, 10, 11,

13, 15). Keine Immunmarkierung wurde in 27% der Fälle beobachtet (eAd5, 9, 12, 14).

Der Vergleich von tumornahem (Median: 0; Min.: 0; Max.: 3,66) und –fernem Stroma

(Median: 0; Min.: 0; Max.: 2,25) ergab keinen signifikanten Unterschied in der Expression

von TIMP-1 (p = 0,2324, SRT). Tumornahes Stroma war vorwiegend negativ (53%; eAd1, 3-

5, 10, 12-14). In 40% wurden niedrige „Scores“ (n = 6; eAd6 - 9, 11, 15) und in 7% ein

mittlerer Wert festgestellt (eAd2). Tumorfernes Stroma war in 73% negativ für TIMP-1 (n =

11; eAd2, 3, 5-10, 12-14). Die übrigen vier Fälle wiesen niedrige „Scores“ auf (eAd1, 4, 11,

15). Die TIMP-1-Expression in der Tunica media von tumornahen Gefäßen lag im Median bei

8 (Min.: 3,96; Max.: 12) mit hohen bis sehr hohen „Scores“ in 80% der Fälle (n = 12; eAd1 -

4, 6 - 9, 11, 12, 14, 15) und mittleren in 20% (eAd5, 10, 13). In tumorfernen Gefäßen lag der

Median bei 9,86 (Min.: 5,51; Max.: 12). Die Intima zeigte tumornah einen Median von 2,67

(Min.: 0; Max.: 10,68) mit sehr hohen Werten in 13% (13%; eAd2, 8), mittleren in 33% (n

=5; eAd1, 3, 4, 6, 10), niedrigen in 13% (13%; eAd9, 11) und 40 % negativen Fällen (n = 6;

eAd5, 7, 12-15). Tumorfern wurde ein Median von 2,25 (Min.: 0; Max.: 7,56) ermittelt mit

hohen „Scores“ in 13% (eAd1, 8), mittleren in 20% (eAd3, 4, 7), niedrigen in 33% (n = 5;

eAd2, 6, 9 - 11) und 33% negativen Fällen (eAd5, 12 - 15).

4.2.5.5 TIMP-1 in komplexen Adenomen



Die zelluläre Lokalisation der Markierung entsprach der im Drüsengewebe der Kontroll-

gruppe. Das Expressionsmuster der Epithelzellen war bei allen komplexen Adenomen gleich

und zeigte eine variable, granuläre, zytoplasmatische Markierung.

Ergebnisse 121

Die „Scores“ alveolärer Epithelien (Median: 0,84, Min.: 0; Max.: 4,88) im unveränderten

Drüsengewebe komplexer Adenome zeigten keine signifikanten Unterschiede zu Epithelien

der Kontrollgruppe (p = 0,2054, KWT; Kap. 4.2.5.9 Abb. 28). Die alveolären Epithelien

zeigten in 63% niedrige bis mittlere Scores (n = 12; kAd1, 4, 5, 7, 9-11, 13-16, 18), und in

den verbleibenden 37% wurde kein spezifisches Signal für TIMP-1 nachgewiesen.



KWT). Die Duktepithelien wiesen eine konstant starke Markierung von TIMP-1 auf, die in

einem Median von 3,06 resultierte (Min.: 0; Max.: 6,0). Es wurden in 42% mittlere (n = 8;

kAd3, 4, 6, 8, 10, 14-16) und in 32% niedrige „Scores“ (n = 6; kAd7, 9, 11 - 13, 19) sowie in

26% ein „Score“ von Null festgestellt (n = 5; kAd1, 2, 5, 17, 19). Für Myoepithelien (Median:

2,0, Min.: 0; Max.: 5,1) lagen in 58% niedrige (n = 11; kAd4, 6-12, 16-18) und in 21%

mittlere „Scores“ vor (n = 4; kAd3, 13-15) In weiteren 21% der Fälle war kein TIMP-1-Signal

vorhanden (n = 4, kAd1, 2, 5, 19).


weder zum Tumorgesamtwert für Epithelien (TgesAE; Median: 0,7; Min.: 0; Max.: 5,08) noch

zu Epithelien der Tumorperipherie signifikant verschieden (p = 0,865 bzw. p = 0,3927, SRT;

Kap. 4.2.5.9; Abb. 28 und Abb. 29). Zwischen dem Tumorgesamtwert und dem Drüsen-

gewebe der Kontrollgruppe bestanden keine signifikanten Unterschiede (p = 0,1604; WT;

Kap. 4.2.5.9; Abb. 28). Epithelien der Tumorperipherie (Median: 2,1; Min.: 0; Max.: 6,4)

komplexer Adenome zeigten eine signifikant höhere TIMP-1-Expression als zentrale (p =

0,0187, SRT; Kap. 4.2.5.9; Abb. 30). In 37% wurden für periphere Epithelien niedrige (n = 7;

kAd3, 5, 7, 9-11, 16), in 26% mittlere „Scores“ ermittelt (n = 5; kAd6, 8, 13, 15, 18; Abb.

64). In den übrigen Fällen (37%; n = 7) lag der „Score“ bei Null (kAd1, 2, 4, 12, 14, 17, 19).

Zentrale Epithelien (Median: 0; Min.: 0; Max.: 5,6) waren in 58% TIMP-1-negativ (n = 11;

kAd1 - 5, 9, 10, 12, 14, 17, 19), in 26% ergaben sich niedrige (n = 5; kAd7, 8, 11, 13, 16) und

in 16% mittlere „Scores“ (kAd 6, 15, 18). Für die Beurteilung des Myoepithels in den

Neoplasien wurden die den Epithelzellen anliegenden Myoepithelien sowie freie, nesterartig

proliferierte Myoepithelzellen zugrunde gelegt. Zwischen den Myoepithelien der Tumor-

peripherie (Median: 0; Min.: 0; Max.: 6,0) und dem –zentrum (Median: 0; Min.: 0; Max.: 3,6)

bestanden in der Expression von TIMP-1 keine signifikanten Unterschiede (p = 0,1602, SRT).

122 Ergebnisse

Periphere (53%) und zentrale (74%) Myoepithelien waren in vielen Fällen negativ für TIMP-

1. In 32% der Fälle wurden peripher niedrige (n = 6; kAd5 - 7, 9, 11, 18) und in 16% mittlere

„Scores“ (kAd3, 8, 13) erhoben. Für zentrale Myoepithelien bestanden in 26% der Fälle

niedrige bis mittlere Scores (n = 5; kAd3, 6, 11, 13, 18).

Zwischen tumornahem (Median: 0; Min.: 0; Max.: 3,0) und –fernem Stroma (Median: 0;

Min.: 0; Max.: 2,0) ergab sich kein signifikanter Unterschied in der Expression von TIMP-1

(p = 0,625, SRT). In den meisten Fällen wies tumornahes (74%) und -fernes (79%) Stroma

keine TIMP-1-Expression auf. Tumornahe Fibrozyten stellten sich in 26% (n = 5; kAd3, 8, 9,

13, 15) und tumorferne in 21% (n = 4; kAd8, 10, 13, 15) mit niedrigen „Scores“ dar. Die

TIMP-1-Expression in der Tunica media von tumornahen Gefäßen lag im Median bei 7 (Min.:

0; Max.: 12) mit hohen bis sehr hohen Werten in 53% (n = 10; kAd1-3, 6, 8 - 10, 13, 15, 18),

mittleren in 32% (n = 6; kAd4, 5, 11, 12, 14, 16), und 16% negativen Fällen (kAd7, 17, 19),

die in tumorfernen Gefäßen bei 8 (Min.: 0; Max.: 12) mit hohen bis sehr hohen „Scores“ in

74% (n = 14; kAd2, 3, 4, 6 - 10, 12 - 16, 18), niedrigen bis mittleren in vier Fällen (21%;

kAd1, 5, 11, 19) und einem negativen Adenom (kAd17). Die TIMP-1-Expression in der

Intima von tumornahen Gefäßen (Median: 0; Min.: 0; Max.: 4) zeigte niedrige Werten in 37%

(n = 7; kAd4, 6, 9 - 11, 15, 18) und mittlere in 5% auf (kAd13), die in tumorfernen Gefäßen

(Median: 0,42; Min.: 0; Max.: 4,88) niedrige oder mittlere Werten in 21% (kAd4, 6, 10, 13).

4.2.5.6 TIMP-1 in benignen Mischtumoren

In benignen Mammamischtumoren (n = 14; bMMT1 – bMMT14) ergab sich eine dem

normalen Drüsengewebe qualitativ und topographisch ähnliche Expression von TIMP-1

(Kapitel 4.2.5.2).

Die „Scores“ alveolärer Epithelzellen (Median: 2,8, Min.: 0,04; Max.: 6,12) des

unveränderten Drüsengewebes zeigten eine nicht signifikant unterschiedliche TIMP-1-

Expression zu Epithelien der Kontrollgruppe (p = 0,2054; KWT; Kap. 4.2.5.9 Abb. 28).

Alveoläre Epithelien zeigten in 36% mittlere „Scores“ (n =5; bMMT2, 7, 11, 12, 14), in 43%

niedrige (n = 6; bMMT3, 5, 6, 8-10) und in 14% einen Wert von Null (bMMT1, 13). In einem

Fall war kein unverändertes Drüsengewebe vorhanden (bMMT4). Dukt- und Myoepithelien

verhielten sich in ihrer TIMP-1-Expression nicht signifikant verschieden zu entsprechenden

Zelltypen der Kontrollgruppe (p = 0,1622 bzw. p = 0,0876, KWT). Duktepithelien (Median:

Ergebnisse 123

3,6, Min.: 0,04; Max.: 5,1) zeigten in 36% niedrige (n = 5; bMMT1, 3, 6, 10, 11) und in 50%

mittlere TIMP-1-„Scores“ (n = 7; bMMT2, 5, 7-9, 12, 14). In einem Fall waren Duktepi-

thelien TIMP-1-negativ (bMMT13). Myoepithelien (Median: 3,0, Min.: 0; Max.: 7,4) wiesen

in 7% hohe (bMMT7), in 21% mittlere (bMMT3, 10, 14), in 43% niedrige TIMP-1-„Scores“

auf (n = 6; bMMT2, 6, 8, 9, 11, 12) und waren in 21% negativ (bMMT1, 5, 13).

Der Vergleich der „Scores“ alveolärer Epithelien im unveränderten Mammagewebe mit dem

Tumorgesamtwert für Epithelien (TgesAE; Median: 4,75; Min.: 0; Max.: 7,59) als auch mit

den Epithelien der Tumorperipherie (TpAE; Median: 5,23; Min.: 0; Max.: 10) ergab in beiden

Fällen statistisch signifikant höhere immunhistologische „Scores“ für das Tumorgewebe (p =

0,0105 bzw. p = 0,0034, SRT; Kap. 4.2.5.9; Abb. 28 und Abb. 29). Zwischen dem Tumor-

gesamtwert und dem Drüsengewebe der Kontrollgruppe bestanden keine signifikanten

Unterschiede (p = 0,0777; WT; Kap. 4.2.5.9; Abb. 28). Zwischen Epithelien von Tumorperi-

pherie und –zentrum (Median: 4,2; Min.: 0; Max.: 7,82) wurde kein signifikanter Unterschied

ermittelt (p = 0,1294, SRT). In einem Fall (7%; bMMT6) war zentral kein Epithel vorhanden,

so dass kein Vergleich durchzuführen war. Epithelien der Tumorperipherie zeigten in 29%

hohe (n = 4; bMMT5 - 8), in 36% mittlere (n = 5; bMMT2-4, 9, 14) und in 21% niedrige

TIMP-1-„Scores“ (bMMT1, 10, 12). In je einem Fall (7%) wurde ein sehr hoher (bMMT11)

oder ein Wert von Null ermittelt (bMMT13). Zentrale Epithelien zeigten in 7% hohe

(bMMT8), in 43% mittlere (n = 6; bMMT3, 5, 7, 9, 11, 14; Abb. 65) und in 29% niedrige

„Scores“ (n = 4; bMMT1, 2, 4, 12). In 14% erwiesen sich zentrale Epithelien negativ für

TIMP-1 (bMMT10, 13). Die „Scores“ von Myoepithelien verschiedener Tumorzonen in

benignen Mischtumoren waren statistisch nicht signifikant verschieden (p = 0,1343, SRT).

Myoepithelien der Peripherie (Median: 3,34; Min.: 0; Max.: 8,84) wiesen in 50% niedrige

(n = 7; bMMT2-4, 10 - 12, 14), in 36% mittlere (n = 5; bMMT1, 5, 7 - 9), in 7% hohe Werte

(bMMT6) und in 7% einen Wert von Null auf (bMMT13). Zentrale Myoepithelien (Median:

1,92; Min.: 0; Max.: 7,0) zeigten in 7% einen hohen (bMMT7), in 21% einen mittleren

(bMMT8, 9, 11) und in 36% einen niedrigen „Score“ (n = 5; bMMT1, 3, 4, 12, 14). Vier Fälle

waren TIMP-1-negativ (29%; bMMT2, 5, 10, 13) und einmal fehlten zentral Myoepithelien

(bMMT6). Knorpelzellen des Tumorgewebes (Median: 2,21; Min.: 0; Max.: 6,75) zeigten in

50% niedrige (n = 7; bMMT3, 5, 7, 10 - 12, 14), in 29% mittlere (n = 4; bMMT1, 4, 6, 8) und

in 7% hohe „Scores“ (bMMT9). Zwei Fälle waren TIMP-1-negativ (14%; bMMT2, 13).

124 Ergebnisse

Zwischen tumornahem (Median: 0,82; Min.: 0; Max.: 4,16) und –fernem Stroma (Median:

0,13; Min.: 0; Max.: 2,0) ergab sich kein signifikanter Unterschied in der Expression von

TIMP-1 (p = 0,375, SRT). Das Stroma war tumornah und -fern mehrheitlich gering oder nicht

TIMP-1 positiv. In 43% war tumornah und in 50% tumorfern kein Signal in Fibroyzten vor-

handen. Tumornah zeigten die übrigen Schnittpräparate vorwiegend niedrige (50%; n = 7;

bMMT3, 5-7, 10 - 12) und in einem Fall einen mittleren „Score“ (bMMT8). Tumorferne

Stromazellen wiesen vorwiegend niedrige „Scores“ auf (36%; n = 5; bMMT2, 3, 7, 12, 14). In

14% waren tumorferne Bindegewebszellen nicht vorhanden (bMMT4, 5). Die Tunica media

tumornaher Gefäße erhielt einen medianen Wert von 7 (Min.: 3; Max.: 12) mit sehr hohen

(14%; bMMT7, 8), hohen (43%; n = 6; bMMT1, 2, 5, 11, 12, 14), mittleren (36%; n = 5;

bMMT3, 4, 6, 9, 10) und niedrigen „Scores“ (7%; bMMT13). Der Median für die Tunica

media tumorferner Gefäße lag bei 9,72 (Min.: 3; Max.: 11,2) mit hohen bis sehr hohen

Werten in 71% (n = 10; bMMT1-3, 6 - 8, 9, 11, 12, 14), mittleren in 21% (bMMT5, 10, 13)

und niedrigen in 7% (bMMT13). Die Intima tumornaher Gefäße erhielt einen Median von

0,03 (Min.: 0; Max.: 5,0) mit 64% negativen Fällen (n = 9; bMMT1-6, 12- 14), 29% niedrigen

(n = 4; bMMT7, 8, 10, 11) und einem Fall mit einem mittleren „Score“ (bMMT9), die

tumorferner Gefäße von 0,32 (Min.: 0; Max.: 3,52) mit 57% negativen Fällen (n = 8;

bMMT1- 3, 5, 6, 9, 10, 13), 29% niedrigen (n = 4; bMMT7, 8, 12, 14) und 7% mittleren

Werten (bMMT11). Tumorferne Gefäße waren in einem Fall nicht vorhanden (7%; bMMT4).

4.2.5.7 TIMP-1 in einfachen Mammakarzinomen



Alveoläre Epithelzellen des unveränderten Drüsengewebes, die eine TIMP-1-Expression mit

einem Median von 0,73 (Min.: 0; Max.: 4,76) vorwiesen, unterschieden sich nicht signifikant

zu Epithelien der Kontrollgruppe (p = 0,2054; KWT; Kap. 4.2.5.9 Abb. 28). In 12% der Fälle

wurden mittlere (eCa10, 11), in 29% niedrige „Scores“ festgestellt (n = 5; eCa2, 5, 7, 9, 15),

während weitere 24% TIMP-1-negativ waren (n = 4; eCa6, 12, 13, 16). Alveoläre Epithelien

waren in 35% nicht vorhanden (n = 6; eCa1, 3, 4, 8, 14, 17).



Ergebnisse 125

KWT). Für Duktepithelien (Median: 2,31, Min.: 0; Max.: 6,84) lag die TIMP-1-Expression in

35% der Fälle niedrig (n = 6; eCa2, 5, 6, 10, 12, 15), in 12% bei Null (eCa13, 16), in je 6% im

mittleren (eCa7) und hohen Bereich (eCa11). Dukt- (eCa1, 4, 3, 8, 9, 14, 17) und Myoepi-

thelien wurden in je sieben Fällen (41%; eCa1, 3, 4, 5, 8, 14, 17) nicht nachgewiesen. Für

Myoepithelien (Median: 3,56; Min.: 0; Max.: 8,23) bestanden in 12% der Fälle hohe (eCa7,

10), in 18% mittlere (eCa9, 11, 15) und in 18% niedrige Werte (eCa2, 6, 12). In zwei Fällen

waren Myoepithelien TIMP-1-negativ (12%; eCa13, 16).

Der Vergleich zwischen unveränderten alveolären Epithelien dieser Tiere und dem

Tumorgesamtwert für Epithelien (TgesAE; Median: 0,14, Min.: 0; Max.: 3,0) war durch das

Fehlen des unveränderten Drüsengewebes oder eines soliden Tumorknotens nur in wenigen

Karzinomen (n = 7; 41%) möglich und lag für das Tumorgewebe (TgesAE) signifikant niedri-

ger als für unverändertes Drüsengewebe (p = 0,0313, SRT). Zur Erhöhung der Anzahl der

Vergleiche mit dem unveränderten Drüsengewebe wurde der modifizierte Tumorgesamtwert

(TgesAE-modif.) verwendet. Der modifizierte Tumorgesamtwert (Median: 0,41; Min.: 0;

Max.:3,0) ließ aber den signifikanten Unterschied zum unveränderten Drüsengewebe

verschwinden (p = 0,084, SRT; Kap. 4.2.4.9 Abb. 28). Vorab war ein signifikanter Unter-

schied zwischen Tumor- und Metastasengesamtwert (TgesMETZ) ausgeschlossen worden (p =

0,2188, SRT). Zwischen dem Tumorgesamtwert sowie dem modifizierten Tumorgesamtwert

und dem Drüsengewebe der Kontrollgruppe bestanden keine signifikanten Unterschiede (p =

0,0216 bzw. p = 0,0266; WT). In 35% der Gewebe waren solide Tumorknoten nicht

vorhanden (n = 6; eCa4-6, 9,12, 17), so dass Tumorzentrum und –peripherie nicht beurteilt

werden konnten. In den verbleibenden Fällen ergaben sich keine signifikanten Unterschiede

zwischen Peripherie und Zentrum (p = 0,5781, SRT). Epithelien der Tumorperipherie

(Median: 0,15; Min.: 0; Max.: 2,8) erhielten in 29% niedrige „Scores“ (n = 5; eCa2, 8, 10, 11,

14) und in 35% einen Wert von Null (n = 6; eCa1, 3, 7, 13, 15, 16). Das Tumorzentrum

(Median: 0; Min.: 0; Max.: 3,2) war sehr schwach und in wenigen Zellen positiv, so dass

daraus niedrige „Scores“ (24%; eCa3, 10, 11, 14) oder ein negativer TIMP-1-Nachweis

resultierten (41%; n = 7; eCa1, 2, 7, 8, 13, 15, 16).

In 13 der 17 Fälle wurden entweder Tumorzellemboli, lokal invasive Tumorzellen oder

Lymphknotenmetastasen festgestellt (76%; eCa1-6, 9, 11 - 15, 17; Abb. 66) und zu einem

Metastasengesamtwert (TgesMETZ) zusammengefasst. In sieben dieser Fälle konnte der

126 Ergebnisse

Metastasengesamtwert mit dem Tumorgesamtwert für Epithelien verglichen werden, weil


TgesAE und TgesMETZ (p = 0,2188, SRT). „Scores“ metastasierender Zellen (Median: 0,65;

Min.: 0; Max.: 3,1) waren meist negativ oder niedrig.


Max.: 1,89) und –fern (Median: 0; Min.: 0; Max.: 3,13) keinen signifikanten Unterschied in

der Expression von TIMP-1 auf (p = 1,0, SRT). Tumornahe Bindegewebszellen waren

überwiegend negativ (76%; n = 13) oder erhielten niedrige „Scores“ (24%; n = 4; eCa1, 9, 11,

12). Tumorfern wurde in 59% TIMP-1 nicht nachgewiesen (n = 10) und die übrigen Fälle

zeigten niedrige „Scores“ (12%; eCa1, 10). Die Tunica media von tumornahen Gefäßen

(Median: 7,34; Min.: 1,5; Max.: 12) wies in 12% sehr hohe (eCa6, 8), in 47% hohe (n = 8;

eCa4, 7, 9-12, 14, 15), in 35% mittlere (n = 6; eCa1, 2, 3, 5, 13, 17) und in 6% niedrige

„Scores“ (eCa16) auf. Tumorfernen Gefäßen (Median: 7,48; Min.: 4,16; Max.: 12) zeigten in

18% sehr hohe (eCa1, 7, 15), in 35% hohe (n = 6; eCa3, 8, 10, 12, 14, 16) und in 18% mittlere

Werte (eCa2, 11, 13). In fünf Fällen gab es keine tumorfernen Gefäße (29%; eCa4 - 6, 9, 17).

Die Intima tumornaher Gefäße (Median: 0; Min.: 0; Max.: 2,2) wies 76% negativer Fälle und

niedrige „Scores“ in 18% (eCa8, 9, 11) auf; die tumorferner Gefäße (Median: 0; Min.: 0;

Max.: 2,25) 47% negativer Fälle und 24% mit niedrigen „Scores“ (24%; eCa7, 10, 11, 15).

4.2.5.8 TIMP-1 in komplexen Mammakarzinomen



Alveoläre Epithelzellen (Median: 1,74, Min.: 0; Max.: 4,42) des unveränderten Drüsengewe-

bes zeigten eine zu Epithelien der Kontrollgruppe nicht signifikant verschiedene TIMP-1-Ex-

pression (p = 0,2054; KWT; Kap. 4.2.5.9 Abb. 28). Alveoläre Epithelien wiesen in 71%

niedrige bis mittlere „Scores“ auf (n = 12; kCa1, 2, 4 - 6, 9, 12 - 17). 12% waren negativ

(kCa7, 8, 10, 24). Unverändertes Milchdrüsengewebe war im Fall kCa3 nicht nachweisbar.



KWT). Für Duktepithelien (Median: 1,81, Min.: 0; Max.: 6,56) lagen die „Scores“ in 59% im

niedrigen bis mittleren Bereich (n = 10; kCa1, 4, 6, 7, 9, 10, 13 - 16). Ein Fall erhielt einen

Ergebnisse 127

hohen Wert (kCa2) und 29% zeigten in Duktepithelien keine TIMP-1-Expression (n = 5;

kCa5, 8, 11, 12, 17). Für Myoepithelien (Median: 3,05; Min.: 0; Max.: 9,12) ergaben sich in

je 29% niedrige (n = 5; kCa2, 5, 10, 14, 15), mittlere (kCa6, 9, 13, 16, 17) sowie in 12% hohe

„Scores“ (kCa1, 4). 24% waren negativ (n = 4; kCa7, 8, 11, 12).

Der Vergleich sowohl der „Scores“ von alveolären Epithelien im unveränderten Mamma-

gewebe dieser Tiere mit dem Tumorgesamtwert für Epithelien (TgesAE; Median: 0,96; Min.:

0; Max.: 6,33) als auch mit den Epithelien der Tumorperipherie (Median: 1,21; Min.: 0; Max.:

5,56) ergab keine statistisch signifikanten Unterschiede (p = 0,0906, bzw. p = 0,6698, SRT;

Kap. 4.2.5.9; Abb. 28 und Abb. 29). Zwischen Tumorgesamtwert komplexer Karzinome und


0,1168; WT; Kap. 4.2.5.9; Abb. 28). Zwischen Epithelien von Tumorperipherie und –zentrum

(Median: 0,17; Min.: 0; Max.: 7,14) wurde kein signifikanter Unterschied ermittelt (p =

0,3054, SRT; Kap. 4.2.4.9, Abb. 30). Epithelien der Tumorperipherie waren in 35% (n= 6;

kCa1, 7, 8, 11, 12, 14) negativ für TIMP-1. Die übrigen Proben stellten sich mit mittleren

(24%; n = 4; kCa2, 4, 9, 17) und niedrigen „Scores“ dar (41%; n = 7; kCa3, 5, 6, 10, 13, 15,

16). In zentralen Epithelien wurde in 59% keine TIMP-1-Antigen-Expression beobachtet (n =

10; kCa1, 7 - 11, 13, 14, 16, 17). Die übrigen Fälle hatten erhielten in 35% niedrige (kCa3- 6,

12, 15) sowie in 6% einen hohen „Score“ (kCa2). In einem von 17 Fällen konnten Myoepi-

thelien im immunhistologischen Schnittpräparat nicht eindeutig identifiziert werden (kCa1).

Für die Beurteilung von Myoepithelien innerhalb des Tumors wurden die den Epithelzellen

anliegenden Myoepithelien sowie nesterartig proliferierte Myoepithelzellen zugrunde gelegt.

Zwischen peripheren (Median: 0,04; Min.: 0; Max.: 3,2) und zentralen Myoepithelien

(Median: 0; Min.: 0; Max.: 4,76) bestand kein signifikanter Unterschied in der TIMP-1-Ex-

pression (p = 0,1953, SRT; Kap. 4.2.5.9 Abb. 35). Myoepithelien der Peripherie stellten sich

entweder TIMP-1-negativ (59%; n = 10; kCa3, 7, 8, 10 - 15, 17) oder mit niedrigen „Scores“

dar (35%; n = 6; kCa2, 4 - 6, 9, 16). Zentrale Myoepithelien zeigten sich in 82% negativ (n =

14; kCa3, 4, 6 - 17). In je 6% lagen die „Scores“ bei 2 (kCa5) oder 5 (kCa2).


Max.: 3,75) und –fern (Median: 0; Min.: 0; Max.: 3,13) keinen signifikanten Unterschied in

der Expression von TIMP-1 auf (p = 0,3594, SRT). Tumornahes Stroma zeichnete sich in

76% durch niedrige bis mittlere „Scores“ aus (24%; n = 4; kCa4, 9, 11, 17). Tumorfernes

128 Ergebnisse

Stroma war mehrheitlich negativ für TIMP-1 (82%) oder erhielt niedrige „Scores“ (12%;

kCa2, 9). In einem Fall war kein tumorfernes Stroma vorhanden (kCa3). Die TIMP-1-

Expression in der Tunica media tumornaher Gefäße (Median: 7,5; Min.: 0; Max.: 12) wies

sehr hohe Werte in 35% (kCa4, 6, 9 - 11, 17), hohe in 24% (kCa13- 16), mittlere in 29%

(kCa1 - 3, 5, 8) und niedrige in 6% (kCa12) auf. Ein Fall war negativ (kCa7). Für tumorferne

Gefäße lag der Median bei 6,98 (Min.: 2,76; Max.: 12) mit 29% sehr hohen (n = 5; kCa4, 6, 9,

14, 16), 24% hohen (n = 4; kCa2, 10, 15, 17), 35% mittleren (n = 6; kCa1, 5, 7, 8, 11, 13) und

in 6% niedrigen „Scores“ (kCa12). Die Expression in der Intima tumornaher Gefäße lag im

Median bei 0 (Min.: 0; Max.: 5,44) mit niedrigen bis mittleren „Scores“ in 29% (n = 5; kCa4,

6, 9, 15, 17) und 71% negativer Fälle, die in tumorfernen Gefäßen lag im Median bei 0 (Min.:

0; Max.: 3,5) mit 29% niedrigen bis mittleren „Scores“ erfasst (n = 5; kCa2, 4, 9, 13, 16) und

65% negativen Fällen.

4.2.5.9 Statistische Auswertung der TIMP-1-Expression

Die grafischen Darstellungen signifikanter Unterschiede in der TIMP-1-Expression der

verschiedenen untersuchten Zelltypen und Lokalisationen sind in den Abbildungen 28 bis 35





Die TIMP-1-Expression war in Epithelien des Tumorgewebes (TgesAE) von benignen Misch-

tumoren (p = 0,0105, Abb. 28) signifikant höher als im unveränderte Drüsengewebe von

Hunden der gleichen Gruppe. Zwischen dem Tumorgesamtwert aller Gruppen und dem

Drüsengewebe der Kontrollgruppe bestanden keine signifikanten Unterschiede. Für einfache

Karzinome wurde im Signed-Rank-Test in den Fällen, in denen aufgrund des Fehlens eines

soliden Tumorknotens kein Tumorgesamtwert ermittelt werden konnte, der Metastasen-

gesamtwert (TgesMETZ) berücksichtigt, um die Anzahl der Vergleiche mit dem unveränderten


kanter Unterschied zwischen Tumor- und Metastasengesamtwert festgestellt worden. Dieser

modifizierte TgesAE, der durch die Erhöhung der Vergleichsmöglichkeiten von n = 7 auf n =

11 entstand, verlor seine ursprüngliche Signifikanz (p = 0,0313) durch einen Anstieg des p-

Ergebnisse 129

Wertes auf 0,0840 (Abb. 28). Unverändertes Drüsenepithel (NAE) keiner Gruppe zeigte sich

signifikant verschieden zum Drüsenepithel der Kontrollgruppe (Abb. 28). Die TIMP-1-Ex-

pression war in Epithelien der Tumorperipherie (TpAE) benigner Mischtumoren signifikant

(p = 0,0034) höher als im unveränderten Drüsenepithel (NAE) derselben Tumorgruppe (Abb.

29). Eine entgegengesetzte TIMP-1-Expression präsentierten periphere Tumorbereiche

(TpAE) einfacher Karzinome, die signifikant niedrigere „Scores“ als das umgebende Drüsen-

gewebe aufwiesen (p = 0,0313; Abb. 29). Epithelien der Tumorperipherie (TpAE) von ein-

fachen und komplexen Adenomen hatten signifikant höhere „Scores“ als Epithelien ihrer

Tumorzentren (Abb. 30). Die Expression peripherer (TpME) und zentraler Myoepithelien

(TzME) war in keiner der Tumorgruppen signifikant verschieden (p > 0,05). Zwischen tumor-

nahem und –fernem Stroma (Stroma-Nah und Stroma-Fern) bestand in keiner Gruppe ein

signifikanter Unterschied in der TIMP-1-Expression (p > 0,05).


des unveränderten Drüsengewebes ergab für keinen genannten Zelltyp signifikante

Unterschiede in der TIMP-1-Markierung zweier Untersuchungsgruppen zueinander.

Statistisch auffällige, aber nicht signifikante Unterschiede waren für beide Parameter

festzustellen und sind der Tabelle 9.48 des Anhangs zu entnehmen.

Hyperplastisches Drüsengewebe zeigte in unveränderten Myoepithelien (NME) eine

signifikant höhere TIMP-1-Expression als Myoepithelien komplexer Adenome (p = 0,0015;

Abb. 31). Als statistisch auffällig höher erwiesen sich Myoepithelien des hyperplastischen

Drüsengewebes im Vergleich zum Kontrollgewebe (p = 0,0110) bzw. die einfacher Adenome

zu komplexen Adenomen (p = 0,0374). Die TIMP-1-Expression ergab für den Tumor-

gesamtwert (TgesAE) von benignen Mischtumoren signifikant höhere Werte als für komplexe

Adenome, einfache und komplexe Karzinome (Abb. 32). Statistisch auffällig höher verhielt

sich der TgesAE von einfachen Adenomen zu dem einfacher Karzinome (p = 0,0141).

Der paarweise Gruppenvergleich der TIMP-1-Expression von Epithelien der Tumorperipherie

(TpAE) ergab für benigne Mischtumoren signifikant höhere Werte als für einfache bzw.

komplexe Karzinome (Abb. 33). Die Tumorperipherie einfacher Adenome erwies sich

ebenfalls signifikant stärker TIMP-1-positiv als die einfacher Karzinome (Abb. 33). Der

paarweise Gruppenvergleich von Epithelien der Tumorzentren (TzAE) ergab für benigne

130 Ergebnisse

Mischtumoren signifikant höhere Werte als für komplexe Adenome bzw. für einfache

Karzinome (Abb. 34).

Für Myoepithelien der Tumorperipherie (TpME) und der -zentren (TzME) wurden in benig-

nen Mischtumoren signifikant höhere Werte als in komplexen Adenomen bzw. in komplexen

Karzinomen nachgewiesen (Abb. 35).

Die Ergebnisse der paarweisen Gruppenvergleiche der Expression von TIMP-1 in tumor-

nahem und –fernem Bindegewebe ließen keine statistisch auffälligen oder signifikanten

Unterschiede zwischen zwei Tumorgruppen erkennen. Tumornahe und –ferne Gefäße zeigten

weder in der Tunica media (T.m.-Nah, T.m.-Fern) noch in der Intima (Int.-Nah, Int.-Fern)

statistisch signifikante Unterschiede in der Expressionvon TIMP-1.

Abb. 28 TIMP-1-Expression in unveränderten Drüsenepithelien der Kontrollgruppe (I) und in hyperplastischem Drüsengewebe (II) sowie in Epithelien aller Tumorgruppen (III = einfache Adenome; IV = komplexe Adenome; V = benigne Mischtumoren; VI = einfache Karzinome; VII = komplexe Karzinome), deren unveränderte Drüsengewebe (a) den Tumorgesamtwerten (b) gegenübergestellt werden. Gleiche Symbole kenn-zeichnen statistisch signifikante Unterschiede (p < 0,05) zweier Lokalisationen zueinander.

Ergebnisse 131

Abb. 29 TIMP-1-Expression in Epithelien des unveränderten Drüsengewebes und der Tumorperipherie. Gleiche Symbole kennzeichnen statistisch signifikante Unterschiede (p < 0,05) zweier Lokalisationen zueinader.

Abb. 30 TIMP-1-Expression in Epithelien der Tumorperipherie und des –zentrums aller Tumorgruppen. Gleiche Symbole kennzeichnen statistisch signifikante Unterschiede (p < 0,05) zwischen den Tumorzonen gleicher Gruppen.

132 Ergebnisse

Abb. 31 TIMP-1 Expression in unverändertem Myoepithel aller Gruppen. Gleiche Symbole kennzeichnen statistisch signifikante (p < 0,00238) bzw. statistisch auffällige (p < 0,05) Unterschiede zweier Gruppen zueinander.

Abb. 32 TIMP-1-Expression des Tumorgesamtwertes für Epithelien aller Tumor-gruppen. Gleiche Symbole kennzeichnen statistisch signifikante (p < 0,005) bzw. statistisch auffällige (p < 0,05) Unterschiede zweier Gruppen zueinander.

Ergebnisse 133

Abb. 33 TIMP-1-Expression in Epithelien der Tumorperipherie aller Tumorgruppen. Gleiche Symbole kennzeichnen statistisch signifikante (p < 0,005) bzw. statistisch auffällige (p < 0,05) Unterschiede zweier Gruppen zueinander.

Abb. 34 TIMP-1-Expression in Epithelien des Tumorzentrums aller Tumorgruppen. Gleiche Symbole kennzeichnen statistisch signifikante (p < 0,005) bzw. statistisch auffällige (p < 0,05) Unterschiede zweier Gruppen zueinander.

134 Ergebnisse

Abb. 35 TIMP-1-Expression in Myoepithelien der Tumorperipherie und des –zentrums von komplexen Adenomen, benignen Mischtumoren und komplexen Karzinomen. Gleiche Symbole kennzeichnen statistisch signifikante Unterschiede (p < 0,0167) zweier Gruppen zueinander.

4.2.6 TIMP-2

4.2.6.1 TIMP-2 in den Kontrollen

Im Knochengewebe eines jungen Hundes wurde TIMP-2 im Zytoplasma von Osteoklasten in

Form eines homogenen, mittel- bis dunkelbraunen, feingranulären Chromogenniederschlags

nachgewiesen. Die Negativkontrolle wies keine immunhistologische Markierung auf.

4.2.6.2 TIMP-2 in unverändertem Milchdrüsengewebe

Im Milchdrüsengewebe der Kontrollgruppe (n = 9; KG1 – KG9) wiesen alveoläre Epithelien

(Median: 0; Min.: 0; Max.: 0,32), Dukt- (Median: 0; Min.: 0; Max.: 0,42) und Myoepithelien

(Median: 0; Min.: 0; Max.: 0,32) ausschließlich „Scores“ von Null auf. Vereinzelt wurden

positive Einzelzellen beobachtet, jedoch resultierten daraus ausschließlich „Scores“ von Null.

Für Zellen des Stromas mit der Morphologie von Fibrozyten wurde ein medianer „Score“ von

0,06 (Min.: 0; Max.: 8,64) ermittelt. Die TIMP-2 –Expression variierte von geringer bis

Ergebnisse 135

kräftiger Intensität. Im intra- und peripherolobulären Interstitium wurden wesentlich kräftiger

markierte Zellen beobachtet als im mehr drüsenfernen Stroma. Die Signale resultierten in

hohen (11%; KG5) und niedrigen „Scores“ (33%; KG2, 9). Fünf der neun Kontrollgewebe

waren im Interstitium negativ für TIMP-2 (56%; KG1, 3, 6, 7, 8). Die Tunica media von

Gefäßen erhielt in 100% der Fälle einen „Score“ von Null (Median: 0; Min.: 0; Max.: 0,13).

Die Intima (Median: 0; Min.: 0; Max.: 2,0) war überwiegend TIMP-2-negativ (78%, KG3-9).

In zwei Fällen lag ein niedriger „Score“ von 1 und 2 vor (22%; KG1, 2).

4.2.6.3 TIMP-2 in hyperplastischem Milchdrüsengewebe

Im hyperplastischem Drüsengewebe (n = 7; HYP1 – HYP7) ergab sich eine dem normalen


4.2.6.2). Alveoläre (Median: 0; Min.: 0; Max.: 0), Dukt -(Median: 0; Min.: 0; Max.: 0) sowie

Myoepithelien (Median: 0; Min.: 0; Max.: 0,18) waren in nahezu allen Fällen TIMP-2-negativ

und unterschieden sich nicht signifikant von denen der Kontrollgruppe (p = 0,3694 bzw. p =

0,7958 bzw. p = 0,5543, KWT). Zellen des Stromas mit der Morphologie von Fibrozyten

(Median: 0,8; Min.: 0,48; Max.: 3,6) wiesen in 57% niedrige (HYP2 – 4, 7) und in 14%

mittlere (HYP5) TIMP-2-„Scores“ auf. In 29% wurde in Fibrozyten kein Signal festgestellt

(KG1, 6). Die Tunica media von Gefäßen (Median: 0; Min.: 0; Max.: 0,08) und die Intima

(Median: 0; Min.: 0; Max.: 0,18) waren in den meisten Fällen TIMP-2 negativ.

4.2.6.4 TIMP-2 in einfachen Adenomen



Alveoläre Epithelzellen (Median: 0; Min.: 0; Max.: 4,08) des unveränderten Drüsengewebes

einfacher Adenome zeigten sich in 93% der Fälle TIMP-2-negativ (alle excl. eAd3 mit einem

mittleren Wert). Dukt- (Median: 0; Min.: 0; Max.: 0,04) und Myoepithelien (Median: 0; Min.:

0; Max.: 3,0) waren in allen Fällen TIMP-2 negativ bis auf eAd3, dessen Myoepithelien einen

niedrigen Wert erhielten. Alle drei Zelltypen erwiesen sich zu denen der Kontrollgruppe nicht

signifikant verschieden (p = 0,3694 bzw. p = 0,7958, p = 0,5543, KWT).

136 Ergebnisse

Im Tumor fand sich in Epithelien von Peripherie und Zentrum keine Expression von TIMP-2.

Demzufolge bestanden für den Tumorgesamtwert für Epithelien (TgesAE; Median: 0; Min.: 0;

Max.: 0) und für die peripheren Epithelien (Median: 0; Min.: 0; Max.: 0) keine Unterschiede

zum unveränderten Drüsengewebe (p = 0,5 bzw. p = 0,5, SRT). Zwischen dem Tumor-

gesamtwert und dem Drüsengewebe der Kontrollgruppe bestanden keine signifikanten

Unterschiede (p = 0,1630; KWT). Zentrale Epithelien exprimierten TIMP-2 ebenfalls nicht.

Tumorfernes Stroma (Median: 2,16; Min.: 0; Max.: 8,1) einfacher Adenome präsentierte sich

mit signifikant stärkerer TIMP-2-Expression als das tumornahe Stroma (p = 0,0413, SRT;

Kap. 4.2.6.9 Abb. 36). Für tumornahes Stroma (Median: 1,26; Min.: 0; Max.: 6,0) wurden in

60% niedrige (n = 9; eAd1, 2, 5, 6, 8, 9, 11- 13) und in 13% mittlere „Scores“ ermittelt

(eAd10, 14; Abb. 67). In 27% war tumornahes (eAd3, 4, 7, 15) und in 20% tumorfernes

Stroma TIMP-2-negativ (20%; eAd1- 3). Tumorfernes Stroma erhielt in 7% hohe (eAd10)

und in 73% niedrige bis mittlere „Scores“ (n = 11; eAd4- 9, 11- 15). Die Tunica media war in

tumornahen und –fernen Gefäßen in allen Fällen negativ. Tumornah (Median: 0; Min.: 0;

Max.: 2,25) wies die Intima in 13% einen niedrigen (eAd4, 8) und tumorfern (Median: 0;

Min.: 0; Max.: 5,25) in 33% niedrige und mittlere „Scores“ auf (eAd4, 8, 9, 14, 15).

4.2.6.5 TIMP-2 in komplexen Adenomen



Im unveränderten Drüsengewebe komplexer Adenome zeigten alveoläre Epithelien (Median:

0; Min.: 0; Max.: 0,36), Dukt- (Median: 0; Min.: 0; Max.: 0,42) und Myoepithelien (Median:

0; Min.: 0; Max.: 0,4) ausschließlich „Scores“ von Null und unterschieden sich in allen drei

Zelltypen nicht signifikant vom Kontrollgewebe (p = 0,3694; bzw. 0,7958, bzw. p = 0,5543;

KWT).

Im Tumor wurde in einem Fall (kAd11) in Epithelien der Tumorperipherie eine schwache

TIMP-2-Markierung mit einem niedrigen „Score“ ermittelt. In allen anderen Fällen lag so-

wohl in Peripherie (95%; alle excl. kAd11) als auch im Zentrum (100%) der „Score“ bei Null.

Demzufolge bestanden für den Tumorgesamtwert für Epithelien (TgesAE; Median: 0; Min.: 0;

Max.: 0,39) und die peripheren Epithelien (Median: 0; Min.: 0; Max.: 0,9) keine signifikanten

Unterschiede zum unveränderten Drüsengewebe (p = 0, 75 bzw. p = 0,75, SRT). Zwischen

Ergebnisse 137

dem Tumorgesamtwert und dem Drüsengewebe der Kontrollgruppe bestanden keine signifi-

kanten Unterschiede (p = 0,1630; KWT). Zentrale Epithelien wiesen einen Median von 0

(Min.: 0; Max.: 0,12) auf. Myoepithelien waren zu 95% in gesamten Tumor negativ, nur in

einem Fall (kAd18) wurden sowohl in der Peripherie (Median: 0; Min.: 0; Max.: 0,9) als auch

im Zentrum (Median: 0; Min.: 0; Max.: 0,72) niedrige „Scores“ ermittelt. Es bestanden keine

signifikanten Unterschiede zum Normalgewebe (p = 0,25).

Der Vergleich von tumornahem (Median: 1,54; Min.: 0; Max.: 6,22) und –fernem Stroma

(Median: 1,3; Min.: 0; Max.: 5,98) ergab keinen signifikanten Unterschied in der Expression

von TIMP-2 (p = 0,7337, SRT; Kap. 4.2.6.9, Abb. 36). Tumornahes Stroma wies in 26%

mittlere (n = 5; kAd3, 4, 7, 8, 15) und in 47% niedrige „Scores“ auf (n = 9; kAd2, 5, 6, 11-14,

18, 19). 26% der Fälle waren TIMP-2-negativ (n = 5; kAd1, 9, 10, 16, 17). Tumorfernes

Stroma erhielt in 26% mittlere (n = 5; kAd2- 4, 14, 15), in 58% niedrige „Scores“ (n = 11;

kAd1, 5- 9, 11, 13, 17- 19) und in 18% „Scores“ von Null (kAd 10, 12, 16). Tumornahe und –

ferne Gefäße zeigten in der Tunica media keine TIMP-2-Expression. Die Intima tumornaher

Gefäße (Median: 0; Min.: 0; Max.: 3,75) war bis auf drei Fälle mit niedrigen bis mittleren

„Scores“ (16%; kAd9, 12, 18) negativ. Die Intima tumorferner Gefäße (Median: 0,18; Min.:

0; Max.: 8) zeigte in je einen Fall einen hohen (kAd12) und einen mittleren (kAd13) sowie in

26% einen niedrigen „Score“ (26%; kAd5 - 9). Die übrigen Fälle waren TIMP-2-negativ

(63%; n = 12; kAd1 - 4, 10, 11, 14 - 19).

4.2.6.6 TIMP-2 in benignen Mischtumoren

In benignen Mischtumoren (n = 14; bMMT1 – bMMT14) ergab sich eine dem normalen Drü-

sengewebe qualitativ und topographisch ähnliche Expression von TIMP-2 (Kapitel 4.2.6.2).

In allen Fällen waren unveränderte alveoläre Epithelzellen (Median: 0; Min.: 0; Max.: 0),

Dukt- (Median: 0; Min.: 0; Max.: 0,19) und Myoepithelien (Median: 0; Min.: 0; Max.: 0)

TIMP-2 negativ (93%). Unverändertes Drüsengewebe war im Fall bMMT4 nicht vorhanden.

Es bestanden für alle drei Zelltypen keine signifikanten Unterschiede zum Kontrollgewebe (p

= 0,3694 bzw. p = 0,7958 bzw. p = 0,5543; KWT).

Die Epithelien der Tumorperipherie und des -zentrums zeigten keine TIMP-2-Expression

(Median: 0; Min.: 0; Max.: 0) und somit auch keine Unterschiede zum unveränderten Drüsen-

gewebe. Zwischen dem Tumorgesamtwert (TgesAE) und dem Drüsengewebe der Kontroll-

138 Ergebnisse

gruppe bestanden keine signifikanten Unterschiede (p = 0,1630; KWT). Bei bMMT6 waren

diese Zellen im Tumorzentrum nicht vorhanden. Die „Scores“ von Myoepithelien

verschiedener Tumorzonen in benignen Mischtumoren waren statistisch nicht signifikant

verschieden (p = 0,75, SRT). Myoepithelien waren im Tumorgewebe hauptsächlich TIMP-2-

negativ, für periphere Myoepithelien (Median: 0; Min.: 0; Max.: 1,35) wurde in 14%

(bMMT1, 3) und für zentrale (Median: 0; Min.: 0; Max.: 1,68) in 7% ein niedriger „Score“

(bMMT1) ermittelt. Knorpelzellen imTumorgewebe waren inkonstant TIMP-2 positiv und

wiesen in acht von 14 Fällen mittlere und niedrige „Scores“ auf (57%; bMMT1 - 3, 6, 7, 11,

12, 14). Sechs der Fälle waren TIMP-2 negativ (43%; bMMT4, 5, 8 - 10, 13).

Zwischen tumornahem (Median: 1,47; Min.: 0,12; Max.: 4,5) und –fernem Stroma (Median:

0,48; Min.: 0; Max.: 7,8) ergab sich kein signifikanter Unterschied in der Expression von

TIMP-2 (p = 0,0762, SRT, Kap. 4.2.6.9, Abb. 36). Tumornahes Bindegewebe zeigte in 14%

mittlere (bMMT4, 12) und in 57% niedrige „Scores“ (n = 8; bMMT1, 3, 7- 11, 13). Die

übrigen vier Fälle waren TIMP-2-negativ (29%; bMMT2, 5, 6, 14). Tumorfernes Stroma war

in einem Fall nicht vorhanden (bMMT4) und zeigte in einem Fall einen hohen „Score“

(bMMT9). Die restlichen tumorfernen Bindegewebszellen wiesen entweder niedrige Werte

auf (36%; bMMT1, 8, 10, 12, 13) oder waren TIMP-2 negativ (50%; bMMT2, 3, 5 - 7, 11,

14). Die Tunica media tumornaher und -ferner Gefäße war ausnahmslos negativ für TIMP-2.

Die Intima zeigte tumornah (Median: 0; Min.: 0; Max.: 3) in 36% niedrige „Scores“ (n = 5;

bMMT5, 8, 9, 11, 12) oder war TIMP-2-negativ (64%, n = 9; bMMT1 - 4, 6, 7, 13, 14).

Tumorfern wies die Intima (Median: 0; Min.: 0; Max.: 2) in 21% niedrige „Scores“ auf (n = 3;

bMMT7, 8, 14) oder war negativ für TIMP-2 (n = 11; bMMT1-3, 4-6, 9-13).

4.2.6.7 TIMP-2 in einfachen Mammakarzinomen

In einfachen Mammakarzinomen (n = 17; eCa1 – eCa17) ergab sich eine dem unveränderten


4.2.6.2).

Im unveränderten Drüsengewebe der einfachen Karzinome (n = 17; eCa1 – eCa17) waren die

alveolären Epithelien (Median: 0; Min.: 0; Max.: 0) in allen Fällen TIMP-2-negativ. Auch für

Dukt- (Median: 0; Min.: 0; Max.: 0) und Myoepithelien (Median: 0; Min.: 0; Max.: 0) wurde

in allen Fällen kein spezifisches Signal beobachtet. Alle drei Zelltypen unterschieden sich

Ergebnisse 139

nicht signifikant zum Kontrollgewebe (p = 0,3694 bzw. p = 0,7958 bzw. p = 0,5543; KWT).

In fünf Fällen war unverändertes Drüsengewebe nicht vorhanden (29%; eCa3, 4, 8, 14, 17).

Der Vergleich zwischen dem Tumorgesamtwert (TgesAE) und den unveränderten alveolären

Epithelien entfiel, da sich das gesamte Tumorgewebe für TIMP-2 negativ erwies. Zwischen

dem Tumorgesamtwert sowie dem modifizierten Tumorgesamtwert und dem Drüsengewebe

der Kontrollgruppe bestanden keine signifikanten Unterschiede (p = 0,1630 bzw. p = 0,2352;

KWT). In 35 % der Proben waren solide Tumorknoten nicht vorhanden (n = 6; eCa4 - 6, 9,

12, 17), so dass hier Tumorzentrum und –peripherie nicht beurteilt werden konnten. Ein Ver-

gleich zwischen alveolären Epithelien des histologisch unveränderten Drüsengewebes und

dem Tumorgesamtwert erübrigt sich, da beide Zellparameter ausschließlich TIMP-2-negativ

waren. Metastasierende Zellen, wie lokal invasive Zellen und Lymphknotenmetastasen, waren

in allen Fällen negativ (Abb. 68), lediglich im Fall eCa11 mit embolisierten Zellverbänden,

ergab sich für diese ein niedriger „Score“. Der Vergleich zwischen Tumorgesamtwert und

Metastasengesamtwert war nicht signifikant verschieden (p = 0,5, SRT).

Tumornahes Stroma einfacher Karzinome zeigte eine signifikant höhere (p = 0,0494, SRT;

Kap. 4.2.6.9, Abb. 36) TIMP-2-Expression als tumorfernes (Median: 3,24; Min.: 0; Max.:

12). Fibrozyten des tumornahen Stromas (Median: 6,72; Min.: 0,56; Max.: 12) zeigten eine

homogene, konstant kräftige Markierung, die in 53% (n = 9; eCa1, 3 - 5, 9, 10, 12-14) mit

hohen bis sehr hohen „Scores“ einherging, in je 24% bestanden mittlere (n = 4, eCa2, 8, 16,

17) und niedrige „Scores“ (n = 4; eCa6, 7, 11, 15). Stroma in unmittelbarer Nähe von invasi-

ven Tumorzellnestern erwies sich als geringfügig TIMP-2-positiv, während die Expression im

tumorfernen Stroma in 29% mit hohen bis sehr hohen (n = 5; eCa3, 4, 7, 9, 10), in 12% mit

mittleren (12%; eCa1, 15) und in 35% mit niedrigen „Scores“ einherging (n = 6; eCa2, 6, 11,

12, 13, 17). In 18% war das tumorferne Stroma TIMP-2-negativ (n = 3; eCa8, 14, 16). In

einem Fall war kein tumorfernes Stroma vorhanden (6%; eCa5). Die Tunica media tumor-

naher und –ferner Gefäße war in allen Fällen negativ für TIMP-2. Die Intima tumornaher

(Median: 0; Min.: 0; Max.: 2) und –ferner (Median: 0; Min.: 0; Max.: 1,39) Gefäße war in je

15 Fällen (88%) TIMP-2-negativ. Tumornah erhielt sie in 12% einen niedrigen „Score“

(eCa9, 11). Tumorfern fand sich in 6% ein niedriger Wert (eCa9). Im Fall eCa5 waren keine

tumorfernen Gefäße vorhanden (6%).

140 Ergebnisse

4.2.6.8 TIMP-2 in komplexen Mammakarzinomen

In komplexen Mammakarzinomen (n = 17; kCa1 – kCa17) ergab sich eine dem unveränderten


4.2.6.2).

In der Gruppe der komplexen Karzinome (n = 17; kCa1 – kCa17) war unverändertes

Drüsengewebe in einem Fall nicht vorhanden (kCa3). Alle übrigen Fälle wiesen in alveolären

Epithelien (Median: 0; Min.: 0; Max.: 0,24), Dukt- (Median: 0; Min.: 0; Max.: 0) sowie

Myoepithelien (Median: 0; Min.: 0; Max.: 0) keine Immunmarkierung für TIMP-2 auf und

unterschieden sich nicht signifikant zu denen des Kontrollgewebes (p = 0,3694 bzw. p =

0,7958 bzw. p = 0,5543; KWT).


Epithelien (TgesAE; Median: 0; Min.: 0; Max.: 1,92) dieser Tiere als auch mit den Epithelien

der Tumorperipherie (Median: 0; Min.: 0; Max.: 1,92) ergab keine statistisch signifikanten

Unterschiede (p = 0,3750 bzw. p = 0,5, SRT). Zwischen dem Tumorgesamtwert und dem


KWT). Zwischen Epithelien von Tumorperipherie und–zentrum (Median: 0; Min.: 0; Max.:

0,7) wurde kein signifikanter Unterschied ermittelt (p = 0,5, SRT). Epithelien der

Tumorperipherie waren überwiegend TIMP-2-negativ. In der Peripherie wurde für Epithelien

im Fall kCa5 (6%) sowie zentral im Fall kCa4 je ein niedriger „Score“ notiert. Myoepithelien

im Tumor waren in allen Bereichen negativ für TIMP-2 (peripher: Median: 0; Min.: 0; Max.:

0,24; zentral: Median: 0; Min.: 0; Max.: 0,04), und es lagen keine signifikanten Unterschiede

vor (p = 1,0). Im Fall kCa1 waren sie peripher (6%) und bei kCa1 und -5 zentral (13%) nicht

eindeutig zu identifizieren.

Zwischen tumornahem (Median: 2,6; Min.: 0; Max.: 12) und –fernem Stroma (Median: 1,54;

Min.: 0; Max.: 12) ergab sich kein signifikanter Unterschied in der Expression von TIMP-2 (p

= 0,2347, SRT; Kap. 4.2.6.9 Abb. 36). Zellen des Stromas mit dem Aussehen von Fibrozyten

zeigten ein deutliches, spezifisches Signal. In einigen Fällen wurden im Tumor, aber auch

intra- und peripherolobulär wesentlich kräftiger markierte Zellen beobachtet als im ent-

fernteren Stroma, das in sehr vielen Zellen TIMP-2-negativ war. Tumornahe Fibrozyten

zeigten vorwiegend niedrige bis mittlere „Scores“ (n = 11; 65%; kCa1, 4 - 8, 10, 11, 14, 15,

17). In je einem Fall wurden hohe (kCa12) und sehr hohe „Scores“ beobachtet (kCa3). In den

Ergebnisse 141

übrigen vier Fällen (24%; kCa2, 9, 13, 16) war das Stroma negativ für TIMP-2. Tumorferne

Bindegewebszellen erhielten in 53% niedrige bis mittlere „Scores“ (n = 9; kCa4, 5, 7, 8, 10,

11, 13, 14, 15). In je einem Fall wurde ein hoher (kCa12) und sehr hoher Wert (kCa3) notiert.

Die Tunica media tumornaher (Median: 0; Min.: 0; Max.: 0,11) und –ferner Gefäße (Median:

0; Min.: 0; Max.: 0,06) waren TIMP-2-negativ. Die Intima zeigte sowohl in tumornahen und –

fernen Gefäßen einen Median von 0 (Min.: 0; Max.: 0,12) auf.

4.2.6.9 Statistische Auswertung der TIMP-2-Expression

Die grafischen Darstellungen signifikanter Unterschiede in der TIMP-2-Expression der






Die TIMP-2-Expression in Epithelien der gesamten Tumoren (TgesAE) war nicht signifikant

zu Epithelien des unveränderten Drüsengewebes (NAE) der gleichen Gruppe verschieden. Für

die einfachen Karzinome wurde im Signed-Rank-Test in den Fällen, in denen aufgrund des

Fehlens eines soliden Tumorknotens kein Tumorgesamtwert ermittelt werden konnte, der

Metastasengesamtwert (TgesMETZ) berücksichtigt, um die Anzahl der Vergleiche mit dem

unveränderten Drüsengewebe zu erhöhen. Vorab war statistisch mit dem gleichen Verfahren

kein signifikanter Unterschied zwischen Tumor- und Metastasengesamtwert festgestellt

worden. Ein signifikanter Unterschied entstand auch mit dem modifizierten TgesAE nicht.

Unverändertes Drüsenepithel (NAE) keiner Gruppe zeigte sich signifikant verschieden zum

Drüsenepithel der Kontrollgruppe. Zwischen dem Tumorgesamtwert aller Gruppen und dem

Drüsengewebe der Kontrollgruppe bestanden keine signifikanten Unterschiede. Der Vergleich

von Epithelien der Tumorperipherie (TpAE) mit unverändertem Drüsengewebe (NAE) der

gleichen Tumorgruppe war in keiner Tumorgruppe signifikant verschieden. Zwischen Tumor-

peripherie und –zentrum wurden weder für Epithelien (TpAE, TzAE) noch für Myoepithelien

(TpME, TzME) signifikante Unterschiede in der TIMP-2-Expresssion nachgewiesen.

142 Ergebnisse

Tumornahes Stroma einfacher Karzinome wies eine signifikant höhere TIMP-2-Expression

als tumorfernes Stroma auf (p = 0,0494; Abb. 36). TIMP-2 im Stroma einfacher Adenome

verhielt sich umgekehrt signifikant verschieden (p = 0,0413, Abb. 36)

Der paarweise Gruppenvergleich (WT) von alveolären (NAE) und duktalen (NDE)

Epithelien des unveränderten Drüsengewebes sowie der Myoepithelien (NME) ergab für

keinen Zelltyp statistisch auffällige oder signifikante Unterschiede in der TIMP-2-Markierung

zweier Untersuchungsgruppen zueinander. Die Tumorgesamtwerte für Epithelien (TgesAE)

waren in allen Fällen paarweiser Gruppenvergleiche zueinander nicht signifikant. Signifikante

oder statistisch auffällige Unterschiede zwischen einzelnen Tumorgruppen wurden auch für

Tumorperipherie (TpAE) und –zentrum (TzAE) nicht nachgewiesen. Die TIMP-2-Expression

von Myoepithelien der Tumorperipherie (TpME) und des –zentrums (TzME) ergab in allen

Fällen keine signifikanten Unterschiede zwischen den Gruppen. Für zentrale Myoepithelien

wurden zwischen zwei Gruppen statistisch auffällige, aber nicht signifikante Unterschiede

festgestellt, die der Tabelle 9.49 des Anhangs (Abschnitt 9.3) zu entnehmen sind.

Die TIMP-2-Expression von tumornahen Bindegewebszellen (Stroma-Nah) aus der Gruppe

der einfachen Karzinome lag signifikant höher als die aller gutartiger Tumorgruppen

(einfache und komplexe Adenome, benigne Mischtumore) und war statistisch auffällig, aber

nicht signifikant höher als die komplexer Karzinome (Abb. 37). Der gruppenweise Vergleich

der TIMP-2-Expression in der Tunica media tumornaher und –ferner (T.m.-Nah, T.m.-Fern,)

sowie in der Intima tumornaher Gefäße (Int.-Nah) ergab in keinem Fall signifikante

Unterschiede. Tumorferne Gefäße der komplexen Adenome waren in der Intima (Int.-Fern) zu

komplexen Karzinomen signifikant (p = 0,0019) stärker positiv (Abb. 38).

Ergebnisse 143

Abb. 36 TIMP-2-Expression in tumornahem und –fernem Stroma aller Tumor-ruppen. Gleiche Symbole kennzeichnen signifikante Unterschiede (p < 0,05) zweier Lokalisationen zueinander.

Abb. 37 TIMP-2-Expression in tumornahem Stroma aller Tumorgruppen. Gleiche Symbole kennzeichnen signifikante (p < 0,005) bzw. statistisch auffällige (p < 0,05) Unterschiede zweier Gruppen zueinander.

144 Ergebnisse

Abb. 38 TIMP-2-Expression in der Intima tumorferner Gefäßen aller Untersuchungsgruppen. Gleiche Symbole kennzeichnen signifikante (p < 0,00238) bzw. statistisch auffällige (p < 0,05) Unterschiede zweier Gruppen zueinander.

4.3 Fotografische Dokumentation der Ergebnisse

Im nachfolgenden werden exemplarisch ausgewählte, immunhistologische Ergebnisse der

verschiedenen Antikörper in unterschiedlichen Untersuchungsgruppen dargestellt (Abb.39 –

68).

Ergebnisse 145

Abbildung 40 Einfaches Adenom (eAd12) mit deutlicher CD44-Expression in der Tumorperipherie und ver-minderter Expression im angrenzenden normalen Drüsengewebe. Tp = Tumorperipherie Dr = normales Drüsen- gewebe G = Gefäß CD44-Immunhistologie (DAB) Balken = 100 µm

Abbildung 41 Einfaches Adenom (eAd5) mit CD44-Expression der latero-lateralen und basalen Membran von alveolären Epithelien. CD44-Immunhistologie (DAB) Balken = 25 µm

Abbildung 39 Normales Mammagewebe (KG9) mit CD44-Expression in alveolären und duktalen Epithelien (Pfeile) sowie einzelnen stromalen Zellen (Pfeil-spitzen) AE = alveoläre Epithelien DE = Duktepithelien CD44-Immunhistologie (DAB) Balken = 25 µm

146 Ergebnisse

Abbildung 43 CD44-Expression in einem komplexen Ade-nom (kAd3) AE = alveoläre Epithelien ME = Myoepithel in Nestern (Pfeile) Pfeilspitzen = Myoepithel an alveolären Epithelien CD44-Immunhistologie (DAB) Balken = 25 µm

Abbildung 44 CD44-Expression in einem gutartigen Misch-tumor (bMMT6) AE = alveoläre Epi-thelien des Tumors Pfeile = Chondrozyten CD44-Immunhistologie (DAB) Balken = 50 µm

Abbildung 42 Deutliche CD44-Expres-sion in alveolären Epi-thelien der Tumorperi-pherie eines einfachen Adenoms (eAd12) Tp = Tumorperipherie Pfeile = Tumorkapsel CD44-Immunhistologie (DAB) Balken = 25 µm

Ergebnisse 147

Abbildung 46 Starke CD44-Expression in lokal invasiven Tu-morzellen eines einfachen Karzinoms (eCa12). Pfeile = Tumorzellen AE = alveoläre Epithelien CD44-Immunhistologie (DAB) Balken = 25 µm

Abbildung 45 Einfaches Karzinom (eCa6) mit deutlicher CD44-Expression in einem Tumorzellembolus (E). Normale alveoläre und duktale Epithelien schwach markiert (Pfeile). E = Embolus AE = Alveoläre Epithelien DE = Duktepithelien CD44-Immunhistologie (DAB) Balken = 25 µm

Abbildung 47 Deutliche CD44-Expres-sion in metastasierenden Karzinomzellen (Pfeile) im Randsinus eines Lymphknotens (eCa9). MetZ = Metastasierende Karzinomzellen LZ = kortikale Lym- phozyten CD44-Immunhistologie (DAB) Balken = 25 µm

148 Ergebnisse

Abbildung 48 Normales Mamma-gewebe (KG7) mit MMP-2-Expression in alveo-lären und duktalen Epi-thelien. AE = Alveoläre Epi- thelien DE = Duktepithelien Pfeile = Myoepithelzellen MMP-2-Immunhistologie (DAB) Balken = 25 µm

Abbildung 50 Komplexes Adenom (kAd1) mit fokal starker sowie schwacher (Pfeile) MMP-2-Expression in Epithelzellen Pfeilspitzen = Myoepithel- nest MMP-2-Immunhistologie (DAB) Balken = 50 µm

Abbildung 49 Einfaches Adenom (eAd15) mit starker MMP-2-Expression in al-veolären Epithelien der Tumorperipherie (Pfeile). Tp = Tumorperipherie Tz = Tumorzentrum MMP-2-Immunhistologie (DAB) Balken = 25 µm

Ergebnisse 149

Abbildung 53 Überwiegend schwach MMP-2-positiver Tumor-zell-Embolus eines einfa-chen Karzinoms (eCa9) mit fokaler, starker Expression in einzelnen Zellen (Pfeile). MMP-2-Immunhistologie (DAB) Balken = 25 µm

Abbildung 52 Fokale, starke MMP-2-Expression in Epithelzel-len (Pfeile) eines über-wiegend MMP-2-negati-ven einfachen Karzinoms (eCa8). MMP-2-Immunhistologie (DAB) Balken = 25 µm

Abbildung 51 Benigner Mischtumor (bMMT3) mit hetero-gener, zytoplasmatischer MMP-2-Expression in Epithelzellen (Pfeile). Pfeilspitzen = Chondro- zyten MMP-2-Immunhistologie (DAB) Balken = 50 µm

150 Ergebnisse

Abbildung 56 MMP-9-Expression in Epithelzellen (Pfeile), in nestartig angeordneten Myoepithelzellen (Pfeil-spitzen) sowie in Knorpelzellen (Hohl-pfeile) eines benignen Mischtumors (bMMT3). MMP-9-Immunhistologie (DAB) Balken = 50 µm

Abbildung 54 Schwache MMP-9-Expression in einem einfachen Adenom (eAd15) mit fokal stärkerer Expression in einigen Epithelzellen (Pfeile). MMP-9-Immunhistologie (DAB) Balken = 25 µm

Abbildung 55 Homogen starke MMP-9-Expression in Epithel-zellen (Pfeile) eines komplexen Adenoms (kAd13) und schwache Expression in nestartig angeordneten Myoepi-thelzellen (Pfeilspitzen). MMP-9-Immunhistologie (DAB) Balken = 25 µm

Ergebnisse 151

Abbildung 58 MMP-9-Expression in Tumorzellemboli in einem Lymphgefäß; metastasierendes, einfaches Karzinom (eCa17). MMP-9-Immunhistologie (DAB) Balken = 25 µm

Abbildung 57 MMP-9-Expression in metastasierenden Tumor-zellen eines einfachen Karzinoms (eCa9). MMP-9-Immunhistologie (DAB) Balken = 25 µm

Abbildung 59 MMP-9-Expression in lokal invasiven Tumor-zellen (Pfeile) im Korium (K) eines einfachen Karzinoms (eCa5). Ep = Epidermis MMP-9-Immunhistologie (DAB) Balken = 25 µm

152 Ergebnisse

Abbildung 61 MMP-14-Expression im Zytoplasma von Epitheli-en (Pfeile) eines komp-lexen Adenoms (kAd18). Myoepithelien sind nega-tiv für MMP-14 (Sterne). MMP-14-Immunhisto-logie (DAB) Balken = 25 µm

Abbildung 62 MMP-14-Expression im Zytoplasma von metasta-sierenden Tumorzellen (Pfeile) eines einfachen Karzinoms (eCa1) in einem Lymphgefäß. MMP-14-Immunhisto-logie (DAB) Balken = 25 µm

Abbildung 60 MMP-14-Expression im Zytoplasma von alveo-lären Epithelien eines einfachen Adenoms (eAd15). MMP-14-Immunhisto-logie (DAB) Balken = 25 µm

Ergebnisse 153

Abbildung 64 TIMP-1-Expression im Zytoplasma von alveo-lären Epithelien (Pfeile) eines komplexen Ade-noms (kAd18). Myoepithelien (Stern) sind TIMP-1-negativ. TIMP-1-Immunhistologie (DAB) Balken = 25 µm

Abbildung 63 TIMP-1-Expression im Zytoplasma von alveo-lären Epithelien eines einfachen Adenoms (eAd1). B = tumornahes Binde-gewebe mit schwacher TIMP-1-Expression in Fibrozyten TIMP-1-Immunhistologie (DAB) Balken = 25 µm

Abbildung 65 TIMP-1-Expression im Zytoplasma von alveo-lären Epithelien eines benignen Mischtumors (bMMT7). Knorpelzellen (K) sind TIMP-1-negativ. TIMP-1-Immunhistologie (DAB) Balken = 50 µm

154 Ergebnisse

Abbildung 67 TIMP-2-Expression im Zytoplasma von Fibro-zyten (Pfeile) im Stroma eines einfachen Ade-noms (eAd10). Tumorzellen (TZ) sind TIMP-2-negativ. TIMP-2-Immunhistologie (DAB) Balken = 25 µm

Abbildung 66 TIMP-1-Expression im Zytoplasma von metasta-sierenden, epithelialen Tumorzellen (Pfeile) eines einfachen Karzi-noms (eCa3) im Lymph-knotensinus (S). TIMP-1-Immunhistologie (DAB) Balken = 25 µm

Abbildung 68 TIMP-2-Expression im Zytoplasma von metas-tasierender Tumorzellen (schwarze Pfeile) eines einfachen Karzinoms (eCa5) und in stromalen Fibrozyten (Hohlpfeile). TIMP-2-Immunhistologie (DAB) Balken = 25 µm

Diskussion 155

5 Diskussion

Die durchgeführten immunhistologischen Untersuchungen von gesundem, hyperplastischem

und tumorös verändertem Mammagewebe von Hunden geben einen Einblick in das Expres-

sionsprofil von CD44, MMP-2, -9, -14 sowie TIMP-1 und -2. Da die Pathogenese der Tumor-

entstehung und die Mechanismen von Tumorprogression, -invasion und -metastasierung beim

Hund noch weitgehend ungeklärt sind, werden die im Rahmen dieser Studie erhobenen

Befunde nachfolgend mit bisher bekannten Erkenntnissen von Hunden und Menschen

verglichen und deren mögliche Bedeutung im Hinblick auf die prognostische Beurteilungen

von Mammatumoren beim Hund diskutiert.

5.1 Immunhistologischer Nachweis von CD44

In unverändertem Milchdrüsengewebe von Hunden der Kontrollgruppe wurde immun-

histologisch eine regelmäßige, aber heterogene und graduell variable Expression von CD44

besonders in alveolären und duktalen Epithelien und in geringerem Ausmaß in Myoepithelien

und Bindegewebszellen festgestellt, während Gefäße CD44 nicht exprimierten. Das unverän-

derte Drüsengewebe der Tumorpatienten zeigte qualitativ und quantitativ ein ähnliches

Expressionsmuster. CD44 ist demnach ein physiologischerweise im Mammadrüsengewebe

von Hunden vorkommendes Molekül, dessen Variabilität in der Expression auf eine zellulär

und/oder lobulär unterschiedliche Regulation in den einzelnen Zellen hindeutet. Die Ursache

für die heterogene Expression könnte einerseits in dem eingesetzten Antikörper liegen, der ein

Protein von 85 kDa erkennt (ALLDINGER et al., 1999), bei dem es sich wahrscheinlich um

die Standardform von CD44 handelt. Es kann jedoch nicht ausgeschlossen werden, dass er

auch mit anderen CD44-Isoformen beim Hund reagiert. Detaillierte Unteruchungen über das

Vorkommen von Splice-Varianten bei Hund existieren nicht, so dass Vergleiche mit

Ergebnissen über CD44-Isoform-Expressionen beim Menschen vorsichtig zu interpretieren

sind. Andererseits ist beim Menschen bekannt, dass die Expression von CD44 einer

hormonellen Regulation unterliegt (HEBBARD et al., 2000), so dass auch endogene Einflüsse

beim Hund hinsichtlich der CD44-Expression in der Mamma nicht auszuschließen sind.

Die zelluläre Lokalisation von CD44 im unveränderten Mammadrüsengewebe beim Hund ist

bislang noch nicht beschrieben. Die Topographie des CD44-Signals im eigenen Unter-

156 Diskussion

suchungsmaterial weicht allerdings von vielen Beobachtungen beim Menschen ab, die in

alveolären und duktalen Epithelien überwiegend keine Expression der meisten CD44-

Isoformen nachgewiesen haben (BANKFALVI et al., 1998, FOEKENS et al., 1999). Nur

gelegentlich wird über eine Expression von CD44 in luminalen Epithelien der Mamma

berichtet, während die CD44-Standardform (CD44s) und bestimmte Isoformen (CD44v) in

anderen, normalen oder tumorös veränderten, epithelialen Geweben beim Menschen,

beispielsweise Speicheldrüsen, Schweißdrüsen, Pankreasgängen oder Bronchien, regelmäßig

nachweisbar sind (HEIDER et al., 1993; MACKAY et al., 1994; TERPE et al., 1994).

Während in den eigenen Untersuchungen der Nachweis von CD44 in Myoepithelien nur

inkonstant und mit geringer Intensität gelang, wird in der menschlichen Mamma regelmäßig

eine kräftige Expression von CD44s und bestimmten Isoformen gefunden (FOX et al., 1994;

DALL et al., 1995; BANKFALVI et al., 1998). Demnach scheinen bei Mensch und Hund

unterschiedliche Zellen der Milchdrüsen über CD44 mit Komponenten der EZM zu

interagieren.

Der Nachweis von CD44 in stromalen Bindegewebszellen entspricht den Beschreibungen

beim Menschen in unveränderter Mamma (BANKFALVI et al., 1998) und im unveränderten

Drüsengewebe bei benignen Mammatumoren (AUVINEN et al., 2005). Die CD44-Expression

in Stromazellen wird wie beim Menschen beim Hund offensichtlich nicht durch proliferative

Krankheitsprozesse im Milchdrüsengewebe beeinflusst.

Der fehlende Nachweis von CD44 in Gefäßen stimmt mit den Ergebnissen in anderen,

unveränderten Geweben des Hundes überein (ALLDINGER et al., 1998), während bei

Hunden mit chronischer, demyelinisierender Staupe in Endothelien von Hirngefäßen eine

Aufregulation der CD44-Expression beobachtet wird (ALLDINGER et al., 2000). Auch in der

gesunden Mamma des Menschen wurde CD44s in Endothelzellen nachgewiesen

(BANKFALVI et al., 1998). Demnach wird das Expressionsverhalten von CD44 in Gefäßen

offensichtlich von der Art des Krankheitsprozesses und der Spezies beeinflußt.

In hyperplastischem Mammagewebe bestand eine den Kontrolltieren qualitativ und

quantitativ ähnliche Expression von CD44, die in allen untersuchten Parametern keine

signifikanten Unterschiede weder zu den Kontrollen noch zum unveränderten Drüsengewebe

der Tumorpatienten aufwies. In hyperplastischem Mammagewebe des Menschen wird sowohl

von einer fehlenden Expression der Varianten CD44v3, -v5 und -v6 (KAUFMANN et al.,

1995) als auch vom Nachweis bestimmter CD44-Isoformen in luminalen Epithelien berichtet

(BANKFALVI et al., 1998). Somit scheint die CD44-Expression bei der Hündin weder durch

Diskussion 157

proliferative Veränderungen beeinflusst, noch als Marker für hyperplastische Läsionen von

Bedeutung zu sein.

In allen untersuchten benignen Mammatumoren (einfache und komplexe Adenome, benigne

Mischtumoren) zeigten epitheliale Tumorzellen eine graduell wenig variable CD44-

Expression, die sowohl für den gesamten Tumor als auch für die Tumorperipherie allein im

Vergleich zum unveränderten Drüsengewebe gleicher Patienten („background tissue“)

signifikant aufreguliert war. Beobachtungen beim Menschen, die in benignen

Mammatumoren eine deutliche Änderung des Expressionsprofils von CD44s und bestimmter

Isoformen im Sinne einer Neo-Expression in luminalen Epithelzellen beschreiben

(BANKFALVI et al., 1998), stimmen mit den eigenen Ergebnissen gut überein. Allerdings

wird auch über eine fehlende CD44-Expression in gutartigen Mammatumoren berichtet

(KAUFMANN et al., 1995; FOEKENS et al., 1999). Die signifikante Aufregulierung von

CD44 in benignen Mammatumoren des Hundes könnte Ausdruck einer verstärkten

Interaktion mit Hyaluronsäure und anderen Komponenten der extrazellulären Matrix (EZM)

sein. Ob diese Aufregulierung als Indikator benigner Neoplasien der Mamma beim Hund zu

interpretieren ist, bleibt ungeklärt. Die Aufregulierung von bestimmten CD44-Isoformen,

CD44v3, -v8 und -v10, ist beim Menschen mit einer verstärkten Interaktion mit

intrazellulären Zytoskelettproteinen assoziiert, die zur Ausbildung sog. Invadopodien führt.

Die Ko-Expression mit MMP-9 an diesen Zellprotrusionen resultiert in einer fokalen

Degradation der EZM, durch die eine Tumorprogression und –invasion ermöglicht wird

(BOURGUIGNON et al., 1998). Eine vergleichbare Aufregulierung von CD44 und MMP-9

wurde in malignen Mammatumoren des Hundes nicht beobachtet, sondern nur in benignen

Mischtumoren. Ob in diesen benignen Tumoren beim Hund die Bindungen der intrazellulären

Domäne von CD44 zur Aktivierung anderer Zellfunktionen als beim Menschen führen, bleibt

offen. Allerdings wurde beim Menschen auch nachgewiesen, dass die Bindung von

aufreguliertem CD44 an das Protein Merlin eine proliferationshemmende und

tumorsuppressive Wirkung hat (HERRLICH et al., 2000). Somit könnte die signifikante

Aufregulierung von CD44 in benignen Mammatumoren des Hundes auch als Hinweis auf

eine Hemmung der Tumorproliferation interpretiert werden.

In epithelialen Tumorzellen von malignen Tumoren, vor allem von einfachen Karzinomen,

wurde eine CD44-Expression mit extrem variabler Signalintensität festgestellt, die für den

gesamten Tumor im Vergleich zum unveränderten Drüsengewebe gleicher Patienten

(„background tissue“) nicht signifikant verschieden war. Die Tumorperipherie komplexer

158 Diskussion

Karzinome zeigte jedoch wie bei allen untersuchten benignen Mammatumoren eine

signifikant stärkere CD44-Expression als das benachbarte unveränderte Drüsengewebe. In

Mammakarzinomen des Menschen wird topographisch eine ähnliche Expression von CD44s

und von bestimmten Isoformen beschrieben wie im eigenen Material (BERNER et al., 2003).

Beim Menschen besteht eine verstärkte Expression von CD44-Isoformen in der Peripherie

invasiver Tumoranteile (FOX et al., 1994; FRIEDRICHS et al., 1995), die jedoch in den

eigenen Untersuchungen nicht festgestellt werden konnte. Allerdings könnte die höhere

Expression von CD44 in der Peripherie komplexer Karzinome ähnlich wie bei den benignen

Mammatumoren als ein Hinweis auf das im Vergleich zu invasiven einfachen Karzinomen

geringere Invasionsverhalten dieser Tumoren interpretiert werden. Ähnliche Befunde

zwischen CD44 und Mammatumoren unterschiedlicher Dignität sind beim Menschen

beschrieben, allerdings mit einer Änderung der CD44-Isoform-Expression (BANKFALVI et

al., 1998).

In Myoepithelien benigner und maligner Mammatumoren wurde bei den Hunden eine

deutliche, aber gegenüber dem Kontrollgewebe nicht signifikante Aufregulierung der CD44-

Expression festgestellt, während beim Menschen die CD44-Expression in Myoepithelien

gutartiger Mammatumoren unverändert deutlich bleibt (BANKFALVI et al., 1998). Angaben

über die CD44-Expression in Myoepithelien maligner Mammatumoren des Menschen liegen

nicht vor. In den untersuchten benignen Mischtumoren bestand eine signifikant höhere CD44-

Expression in peripheren Myoepithelien als im Zentrum, so dass offensichtlich eine stärkere

Interaktion mit der EZM in der Peripherie vorliegt. Ob diese Aufregulierung in Myoepithelien

als prognostisch günstiger Faktor in benignen Mischtumoren beim Hund zu interpretieren ist,

bleibt offen.

In metastasierenden Karzinomzellen bestand die gleiche, heterogene, variable Signalintensität

wie in einfachen Karzinomen, die sich auch in ihren Expressionsprofil nicht vom gesamten

Tumor unterschied, so dass offensichtlich in den metastasierenden Zellen keine Änderung im

Expressionsverhalten von CD44 vorliegt.

Die CD44-Expression in peripheren und zentralen Epithelien einfacher Adenome zeigte

signifikant höhere Werte als in einfachen Karzinomen. Aus diesem Befund könnte der

Schluss gezogen werden, dass die Fähigkeit von Karzinomzellen mit Komponenten der EZM

zu interagieren, geringer ist und somit ein höheres Metastasierungspotential dieser Zellen

vorliegen könnte. Auch in einem Tiermodell bei Mäusen konnte gezeigt werden, dass ein

Verlust der CD44-Expression die Ausbildung von Lungenmetastasen von Mammakarzinomen

Diskussion 159

fördert (LOPEZ et al., 2005). Die beim Meschen nachgewiesene Aufregulierung von CD44 in

einfachen Karzinomen und die damit verbundene Aktivierung intrazellulärer Signaltrans-

duktionswege zur Aktivierung bestimmter Zellfunktionen, beispielsweise Tumorzell-

wachstum, -migration und -invasion (BOURGUIGNON et al., 1995; BOURGUIGNON,

2001), scheint beim Hund aufgrund der eigenen Befunde nicht vorzuliegen. Ob andere

Aktivierungswege beschritten werden oder eine Aufregulierung einer CD44-Isoform vorliegt,

die von dem eingesetzten Antikörper nicht erkannt wird, kann nicht ausgeschlossen werden.

Die Topographie und das Expressionsverhalten von CD44 in den eigenen Untersuchungen

zeigten Unterschiede zu den Ergebnissen an menschlichem Gewebe, die auf vermutlich

speziesbedingten Faktoren beruhen. Systematische Untersuchungen über das Vorkommen

von CD44s und seinen Isoformen in kaninen Geweben, insbesondere dem Milchdrüsen-

gewebe, gibt es bislang nicht. Ob bei Hunden den Geschlechtshormonen, ähnlich der

Situation beim Menschen (REGIDOR et al., 1996; HEBBARD et al., 2000), ebenfalls eine

regulative Bedeutung bei der Expression zukommt, kann nicht ausgeschlossen werden.

Angaben über den Hormonstatus der in dieser Untersuchung verwendeten Patienten liegen

nicht vor. Andererseits ist aus den Untersuchungen der menschlichen Milchdrüse bekannt,

dass in den einzelnen Zelltypen die Standardform und verschiedene Isoformen von CD44

unterschiedlich exprimiert werden (FOX et al., 1994; DALL et al., 1995; KAUFMANN et al.,

1995; SINN et al., 1995; BANKFALVI et al., 1998). Darüber hinaus werden Unterschiede in

den Ergebnissen immunhistologischer Untersuchungen auch auf den Einsatz verschiedener

Antikörper, die verschiedene Epitope des CD44-Moleküls oder seiner Isoformen erkennen,

auf die Verwendung von nativem oder formalinfixiertem, in Paraffin eingebetteten Material,

auf unterschiedliche immunhistologische Verfahrensweisen sowie auf Variationen in der

Zusammenstellung des Untersuchungsmaterials zurückgeführt (HEBBARD et al., 2000).

Weiterhin kann ein schwächeres oder fehlendes immunhistologisches Signal auf folgenden

Ursachen beruhen: a) CD44 besitzt eine andere Glykosilierung in Tumorzellen, durch die eine

Maskierung eines oder mehrerer Epitope verursacht wird; b) in Tumorzellen erfolgt eine

herabgesetzte Gentranskription; c) in Tumorzellen erfolgt eine andere Expression von Splice-

Varianten, die von dem eingesetzten Antikörper nicht oder nur unzureichend erkannt werden;

d) eine Kombination der genannten Möglichkeiten (VAN HAL et al., 1999). Die

Epitopspezifität und Bindungsaffinität zu CD44s und seinen Isoformen des eingesetzten

Antikörpers sind nicht exakt definiert, so dass es nicht ausgeschlossen werden kann, dass in

kaninen Mammatumoren bestimmte Isoformen von CD44 exprimiert werden, die von diesem

160 Diskussion

Antikörper nicht erkannt werden. Eine Klärung könnte durch den Einsatz von monoklonalen

Antikörpern mit Standard- oder Isoformspezifität erreicht werden.

Aufgrund der vorliegenden Ergebnisse kann eine abschließende Aussage über die Bedeutung

von CD44 als prognostischer Marker bei kaninen Mammatumoren nicht gemacht werden. Die

Aufregulierung in benignen Mammatumoren und komplexen Karzinomen könnte im

Gegensatz zu den metastasierenden einfachen Karzinomen auf eine stärkere Interaktion mit

der EZM hinweisen und möglicherweise beim Hund als ein prognostisch günstiger Faktor

interpretiert werden.

5.2 Immunhistologischer Nachweis von MMP-2

In unverändertem Milchdrüsengewebe von Tieren der Kontrollgruppe wurde immun-

histologisch eine geringgradige, heterogene Expression von latentem MMP-2 in alveolären

Epithelien, Duktepithelien und Gefäßen festgestellt, während Myoepithelien und

Bindegewebszellen überwiegend negativ waren. Das unveränderte Drüsengewebe der

Tumorpatienten zeigte qualitativ ein ähnliches Expressionsmuster. Die Topographie des

Signals differierte zu den Befunden von PAPPARELLA et al. (2002) bei Hunden und JONES

et al. (1999) bei Menschen, die MMP-2 entlang von Basalmembranen und sehr selten in

Fibrozyten beobachtet hatten. In einer früheren Arbeit beschreiben PAPPARELLA et al.

(1997) eine Expression von MMP-2 in Myoepithelien von Hunden. Allerdings wird MMP-2

auch in normalen alveolären und duktalen Epithelien vergleichbar zu den eigenen Befunden

in der menschlichen Mamma nachgewiesen (LEBEAU et al., 1999). Die Arbeitsgruppe von

NAKOPOULOU et al. (2003b) beobachtete eine schwache MMP-2-Markierung in den

Myoepithelzellen entlang der Milchgänge und Alveolen des unveränderten menschlichen

Drüsengewebes. Im eigenen Untersuchungsmaterial stellte sich MMP-2 physiologischerweise

in der normalen kaninen Mamma in bestimmten Zellen und Gefäßen dar.

Stromale Zellen im unveränderten Drüsengewebe waren überwiegend negativ für MMP-2 in

allen Untersuchungsgruppen. Demgegenüber wird in einer anderen Untersuchung MMP-2 in

spindelförmigen Stromazellen von Hunden mit benignen und malignen Mammatumoren

nachgewiesen (HIRAYAMA et al., 2002). Auch bei Menschen wurde in normalem

Mammagewebe in einzelnen Bindegewebszellen eine MMP-2-Expression beobachtet

(NAKOPOULOU et al., 2003b), während bei in situ-Karzinomen und invasiven Karzinomen

eine deutliche Aufregulierung von MMP-2 nachweisbar war (POULSOM et al., 1993;

Diskussion 161

BRUMMER et al., 1999; NAKOPOULOU et al, 2003b). Allerdings gibt es auch Angaben

über eine geringe MMP-2-Expression in stromalen Bindegewebszellen von Karzinom-

patienten (LI et al., 2004). Eine Änderung in der stromalen MMP-2-Expression wurde im

eigenen Untersuchungsmaterial unabhängig vom Vorliegen proliferativer Veränderungen

nicht festgestellt.

Im unveränderten Mammadrüsengewebe aller Untersuchungsgruppen gelang der Nachweis

von latentem MMP-2 in der Tunica media von Gefäßen, während dieses Enzym in Hirn-

gefäßen von gesunden Hunden nicht feststellbar war (MIAO et al., 2003; PAUL, 2005). In der

Mamma wurde beim Hund latentes und aktives MMP-2 entlang von Blutgefäßen beschrieben

(PAPPARELLA et al., 2002), während dieses Protein beim Menschen in Endothelzellen

sowohl von normalem Drüsengewebe als auch in der Mamma von Patienten mit Karzinomen

beobachtet wurde (LEBEAU et al., 1999). Auffallend war eine signifikant niedrigere MMP-2-

Expression in tumorfernen Gefäßen von einfachen Adenomen, benignen Mischtumoren und

einfachen Karzinomen im Vergleich zum unveränderten Kontrollgewebe. Offensichtlich wird

MMP-2 in dieser Lokalisation bei Hunden mit Mamatumoren unabhängig von ihrer Dignität

herunterreguliert.

Die Ursache für die aufgeführten Differenzen im MMP-2-Nachweis könnte in der

Verwendung unterschiedlicher Antikörper liegen. Die Diskrepanz im Nachweis von MMPs

und TIMPs zwischen verschiedenen Studien sind zumindest teilweise auf die Verwendung

unterschiedlicher Antikörper zurückzuführen, denn Antikörper können eine Spezifität für

unterschiedliche Proteine besitzen, beispielsweise solche, die nur die latente oder nur die

aktive Form oder beide Formen erkennen. Zusätzlich reagieren einzelne Antikörper nur mit

MMPs, die mit TIMPs komplexiert sind (BAKER et al., 2002). Des Weiteren können die

Verwendung unterschiedlicher Fixantien, Fixationszeiten und Nachweisverfahren einen

Einfluß auf die immunhistologischen Ergebnisse haben.

In hyperplastischem Mammagewebe bestand eine dem unveränderten Drüsengewebe

qualitativ ähnliche, heterogene MMP-2-Expression. Auch eine deutliche MMP-2–Markierung

von Gefäßwänden war bei den Hunden mit hyperplastischen Milchdrüsenveränderungen nicht

nachweisbar. Literaturangaben über die Expression von latentem MMP-2 in Gefäßen von

hyperplastischen Milchdrüsenveränderungen von Hunden und Menschen liegen nicht vor. Die

eigenen Befunde könnten darauf hinweisen, dass durch neoplastische und nicht-neoplastische

Proliferationen von Milchdrüsengewebe bei Hunden eine reduzierte Expression von latentem

162 Diskussion

MMP-2 im unveränderten Drüsengewebe von Tumorpatienten als auch in hyperplastischem

Mammagewebe induziert wird.

In allen untersuchten Mammatumoren des Hundes wurde unabhängig von der Tumorart eine

graduell wenig variable, sehr geringe, heterogene Expression von latentem MMP-2 in epithe-

lialen Tunorzellen nachgewiesen. Die topographische Verteilung des Signals im eigenen

Untersuchungsmaterial deckt sich mit Ergebnissen anderer Arbeitsgruppen bei Hunden

(PAPPARELLA et al., 1997; 2002; HIRAYAMA et al., 2002; NAKAYAMA et al., 2005)

und Menschen (MONTEAGUDO et al., 1990). Nur in einfachen Adenomen exprimierten

alveoläre Epithelien des Tumors statistisch signifikant mehr latentes MMP-2 als das

benachbarte, unveränderte Drüsengewebe. Dieser Befund unterstützt die Beobachtung aus der

Humanmedizin, dass sowohl immunhistologisch als auch zymographisch eine erhöhte

Expression von MMP-2 in Tumoren im Vergleich zu gesundem Mammagewebe vorliegt

(JONES et al., 1999; GARBETT et al., 2000). Da aber für komplexe Adenome und benigne

Mischtumoren des eigenen Untersuchungsmaterials keine signifikanten Änderungen im

Expressionsverhalten von MMP-2 gegenüber dem normalen Mammagewebe ermittelt

wurden, kann eine generelle Schlussfolgerung für gutartige Mammatumoren des Hundes nicht

gezogen werden. Auch beim Menschen wird dieser Metalloproteinase bei gutartigen Tumoren

aufgrund fehlender genereller Expressionsänderungen keine Relevanz hinsichtlich klinisch-

pathologischer Parameter beigemessen (MONTEAGUDO et al., 1990). Sowohl die in

einfachen Karzinomen signifikant niedrigere Expression von latentem MMP-2 im Vergleich

zum Kontrollgewebe als auch auffällig niedrige Expression von MMP-2 in komplexen

Karzinomen entspricht nicht den Beobachtungen, die von anderen für kanine (PAPPARELLA

et al., 1997; 2002 HIRAYAMA et al., 2002; NAKAYAMA et al., 2005) und humane

Mammakarzinome beschrieben wurden (MONTEAGUDO et al., 1990; CLAVEL et al., 1992;

JONES et al., 1999; LEBEAU et al., 1999; GARBETT et al., 2000; DJONOV et al., 2001;

NAKOPOULOU et al., 2003b; LI et al., 2004). Sowohl in invasiv wachsenden als auch nicht-

invasiven Epithelzellen, insbesondere entlang von Invasionsfronten, wurde eine ausgeprägte

Expression von MMP-2 nachgewiesen (MONTEAGUDO et al., 1990; CLAVEL et al., 1992;

JONES et al., 1999; LEBEAU et al., 1999; DJONOV et al., 2001; LI et al., 2004), die mit

zahlreichen, klinisch-pathologischen Parametern korrelierte. Auch zwischen dem Tumorge-

webe und den metastatischen Zellen bestand im eigenen Untersuchungsmaterial keine

signifikante Differenz. Somit wurde in kaninen Mammatumoren mit Ausnahme der einfachen

Diskussion 163

Adenome unabhängig von der Dignität der Neoplasien kein erhöhtes proteolytisches Potential

durch Überexpression von MMP-2 festgestellt.

Die peripheren epithelialen Tumorzellen benigner Mischtumore exprimierten signifikant mehr

latentes MMP-2 exprimiert als die einfacher Karzinome. Diese bemerkenswerte Differenz

zwischen diesen beiden Tumorgruppen könnte durch eine Aufregulierung von MMP-2 in

Mischtumoren in Kombination mit einer reduzierten Expression in einfachen Karzinomen

zustande gekommen sein. Somit könnte dieser Befund mit einem erhöhten Potential an

proteolytischer Aktivität in der Tumorperipherie von Mischtumoren einhergehen. Zudem

bestanden noch statistisch signifikante Unterschiede im Expressionsverhalten von latentem

MMP-2 in epithelialen Tumorzellen zwischen Peripherie und Zentrum. In komplexen

Adenomen und benignen Mischtumoren wurde in Epithelien der Peripherie eine höhere

MMP-2-Expression ermittelt, so dass ein erhöhtes Potential peripherer Epithelien zur

Degradation der EZM vorliegen könnte. Allerdings bleibt zu klären, ob dieser immun-

histochemische Befund auch mit der tatsächlichen Aktivität des Enzyms korreliert. Hinweise

aus der Literatur über eine differenzierte Expression von MMP-2 in verschiedenen

Tumorzonen liegen weder aus der Veterinär- noch aus der Humanmedizin für Mamma-

tumoren vor.

In komplexen Adenomen und Karzinomen sowie benignen Mischtumoren von Hunden gelang

der Nachweis von latentem MMP-2 in Myoepithelien nicht oder nur in wenigen Zellen

einzelner Fälle. Demgegenüber wird von anderen (PAPPARELLA et al., 1997;

NAKAYAMA et al., 2005) in benignen Mammatumoren beim Hund als auch beim Menschen

eine Expression von MMP-2 in Myoepithelien beschrieben (MONTEAGUDO et al., 1990;

DJONOV et al., 2001). Diese Diskrepanz könnte darauf beruhen, dass in anderen

Untersuchungen kleinere Gruppengrößen für benigne Tumoren (PAPPARELLA et al., 1997),

Antikörper unterschiedlicher Spezifität verwendet oder verschiedene Methoden der

Probenaufbereitung und Immunhistologie durchgeführt wurden.

Zusammenfassend dokumentieren die vorliegenden Ergebnisse eine Veränderung in der

Expression von latentem MMP-2 in hyperplastisch und tumorös verändertem, kaninen Milch-

drüsengewebe im Vergleich zum Kontrollgewebe, jedoch lassen sich keine generellen

Zusammenhänge im Expressionsverhalten für benigne oder maligne Tumoren nachweisen.

Demzufolge können weder für gutartige noch für bösartige Mammatumoren beim Hund

prinzipielle Schlussfolgerungen über die pathogenetische Bedeutung von latentem MMP-2

gezogen werden.

164 Diskussion

5.3 Immunhistologischer Nachweis von MMP-9

In unverändertem Milchdrüsengewebe von tumorfreien Hunden wurde immunhistologisch

eine nur geringgradige, inkonstante Expression von MMP-9 in alveolären Epithelien,

Duktepithelien, Myoepithelien und Bindegewebe festgestellt, während in Gefäßen regelmäßig

eine stärkere, graduell variable Expression nachgewiesen wurde. Angaben in der Literatur

über die MMP-9-Expression in unverändertem Milchdrüsengewebe von Hunden fehlen. Über

humanes Mammagewebe finden sich widerspüchliche Angaben, die von einem fehlenden

Nachweis (SCORILAS et al., 2001) über eine inkonstante Markierung in der Nachbarschaft

von Dukten (JONES et al., 1999) bis hin zu einer konstanten Markierung in duktalen und

alveolären Epithelzellen reichen (LEBEAU et al., 1999). Die generell niedrige Expression

von MMP-9 in Epithelien von unverändertem Milchdrüsengewebe ist auch in den an

Tumoren erkrankten Hunden annähernd gleich und scheint durch eine neoplastische

Proliferation des benachbarten Drüsengewebes nicht beeinflusst zu werden.

Der generell niedrige oder fehlende Nachweis von MMP-9 in stromalen Zellen aller Gruppen

und Lokalisationen entspricht den Beobachtungen beim Menschen in periglandulären,

periduktalen und peritumorösen Fibroblasten (LEBEAU et al., 1999). Eine Änderung des

Expressionsprofils scheint demnach auch in stromalen Zellen weder beim Hund noch beim

Menschen durch proliferative Milchdrüsenveränderungen induziert zu werden.

In Gefäßwänden aller Gruppen wurde eine prominente MMP-9-Expression beobachtet. Über

einen MMP-9-Nachweis in Gefäßen kaniner Mammatumoren werden in der Literatur keine

Angaben gemacht. In Gefäßwänden des Gehirnes von Hunden mit unterschiedlichen

Läsionen wurde MMP-9 und MMP-9-mRNS nachgewiesen (MIAO et al., 2003; GRÖTERS

et al., 2004; PAUL, 2005). Die eigenen Befunde decken sich mit denen vom Menschen, die

unabhängig von proliferativen Läsionen in Endothelzellen der Mamma eine geringgradige

MMP-9-Expression beobachtet haben (LEBEAU et al., 1999). Demnach zeigen Gefäße

offensichtlich keine Änderung ihres MMP-9-Expressionsprofils beim Vorliegen von

Proliferationen des Mammadrüsengewebes. In tumorfernen Gefäßen komplexer Adenome

bestand jedoch in der Tunica media eine signifikant niedrigere MMP-9-Expression als in

hyperplastischem Drüsengewebe. Angaben aus der Literatur über vergleichbare Unter-

suchungen liegen weder aus der Veterinär- noch der Humanmedizin vor.

In hyperplastischem Mammagewebe bestand eine quantitativ und qualitativ dem

unveränderten Drüsengewebe ähnliche, niedrige Expression von MMP-9 in allen untersuchten

Diskussion 165

Zelltypen und Gewebestrukturen, so dass eine Änderung der Expression mit einer nicht-

neoplastischen Zellproliferation offensichtlich nicht assoziiert ist.

In allen gutartigen und bösartigen Mammatumoren des Hundes wurde eine graduell

variable, vorrangig geringe Expression von MMP-9 in epithelialen Tumorzellen,

metastatischen Zellen sowie in Myoepithelien nachgewiesen, die für benigne Mammatumoren

von Hunden dem publizierten MMP-9-Expressionsprofil entspricht, jedoch für maligne

Tumoren nicht zutrifft (HIRAYAMA et al., 2002). In benignen Mischtumoren bestand eine

signifikant höhere MMP-9-Expression als im Kontrollgewebe. Beim Menschen wird über

eine starke Expression in Tumorzellen von Mammakarzinomen berichtet (LEBEAU et al.,

1999, GARBETT et al., 2000). Die meisten Arbeitsgruppen fanden in invasiven und nicht-

invasiven Epithelien von Karzinomen sowie in metastasierenden Zellen im Lymphknoten eine

erhöhte MMP-9-Expression (IWATA et al., 1996; YOKOTA et al., 2001; HIRAYAMA et al.,

2002; LOUKOPOULOS et al., 2003; NAKAYAMA et al., 2005; LEBEAU et al., 1999;

BODEY et al., 2001; LI et al., 2004). Allerdings gibt es auch Mitteilungen über eine fehlende

Markierung von MMP-9 in humanen, malignen Tumorzellen (NIELSEN et al., 1997). Die

Diskrepanz zu den meisten publizierten Daten bei Hunden und Menschen könnte auf die

Verwendung eines Antikörpers mit anderer Spezifität oder unterschiedliche Nachweis-

verfahren zurückzuführen sein.

In drei (komplexe Adenome, benigne Mischtumoren, komplexe Karzinome) von fünf

Tumorgruppen wurden in Epithelien der Tumorperipherie signifikant höhere MMP-9-

Expressionen als im Zentrum nachgewiesen. Somit bestehen Unterschiede in der MMP-9-

Expression in Tumorzellen unterschiedlicher Tumorzonen bestimmter kaniner Mamma-

tumoren. Dieser Expressionsunterschied könnte auf eine höhere proteolytische Aktivität im

Randbereich hindeuten. Vergleichbare Untersuchungsergebnisse bei Hunden oder anderen

Spezies sind aus der Literatur nicht bekannt. Für benigne Mischtumoren wurde weiterhin eine

signifikant höhere MMP-9-Expression in allen Epithelien sowie denen der Peripherie alleine

gegenüber allen anderen Tumorgruppen nachgewiesen. Auch exprimierten die zentralen

epithelialen Tumorzellen als auch die Myoepithelien aller Tumorzonen von benignen

Mischtumoren signifikant mehr MMP-9 als die entsprechenden Zellen in komplexen

Adenomen und Karzinomen. Demnach könnte in Mischtumoren des Hundes eine absolute

Aufregulierung von MMP-9 in verschiedenen Zelltypen vorliegen. Allerdings könnte die

MMP-9-Expression in den Mischtumoren auch auf einer reduzierten Expression von MMP-9

in den anderen Tumorgruppen beruhen. Angaben über die MMP-9-Expression in

166 Diskussion

Mischtumoren finden sich in der Literatur nicht. Die biologische Bedeutung dieses Befundes

bleibt aufgrund der vorliegenden Daten unklar.

Zusammenfassend ist in einzelnen Mammatumoren des Hundes eine Aufregulation von

MMP-9 in verschiedenen Zelltypen vorhanden, jedoch lassen sich gruppenübergreifend keine

generellen Veränderungen im Expressionsverhalten nachweisen. In benignen Mischtumoren

bestand eine vergleichsweise hohe MMP-9-Expression in epithelialen Tumorzellen und in

Myoepithelien im Vergleich zu anderen benignen Neoplasien. Dieser Befund könnte als

prognostisch günstiger Marker für Mischtumoren des Hundes interpretiert werden.

5.4 Immunhistologischer Nachweis von MT1-MMP (MMP-14)

In unverändertem Milchdrüsengewebe von Tieren der Kontrollgruppe sowie von Tumor-

patienten wurde immunhistologisch eine heterogene, mittelgradige Expression von MMP-14

in alveolären und duktalen Epithelien sowie geringgradig auch in Myoepithelien festgestellt.

Die Lokalisation des immunhistologischen Signals entspricht nicht den publizierten Befunden

bei Hunden (PAPPARELLA et al., 2002) und Menschen (JONES et al., 1999; BISSON et al.,

2003), die MMP-14 vor allem entlang der Basalmembran von Dukten und Azini sowie von

Blutgefäßen lokalisierten. Als Ursachen für diese Diskrepanzen sind vor allem Spezies-

und/oder Antikörperunterschiede in Betracht zu ziehen. So verwendeten JONES et al. (1999)

einen polyklonalen Antikörper gegen ein synthetisches Peptid.

Stromale Zellen der eigenen Untersuchungsgruppen zeigten eine variable, aber vorwiegend

sehr geringe MMP-14-Expression. Dieser Befund entspricht den Angaben aus der Literatur

für Hunde (PAPPARELLA et al., 2002) und Menschen (POLETTE et al., 1996; ISHAGAKI

et al., 1999; JONES et al., 1999). In vier von fünf Tumorgruppen (alle, exkl. benigne

Mischtumoren) wurde in tumornahen Stromazellen eine signifikant höhere MMP-14-

Expression als in tumorfernen beobachtet. Dieser Befund entspricht Berichten bei Hunden

und Menschen, die bei malignen und invasiven Karzinomen eine stärkere Markierung von

Fibrozyten in unmittelbarer Umgebung von Tumorzellen nachwiesen (JONES et al., 1999;

PAPPARELLA et al., 2002; BISSON et al., 2003). Die Aufregulierung von MMP-14 in der

Nachbarschaft zu benignen und malignen Tumoren im eigenen Untersuchungsmaterial spricht

für eine erhöhte proteolytische Aktivität im tumornahen Stroma ohne Assoziation zum

Wachstumsverhalten der einzelnen Tumoren. Sie kann somit weder als Indikator für die

Diskussion 167

Dignität der Neoplasien noch als Parameter für eine prognostisch eindeutige Einschätzung

von Mammatumoren beim Hund eingesetzt werden.

In Gefäßen aller Gruppen wurde eine geringe bis mäßige MMP-14-Expression nachgewiesen.

Entsprechende Angaben in der Literatur über die MMP-14-Expression in Gefäßen der

Mamma liegen zwar nicht vor, aber es wird über einen qualitativ ähnlichen Befund im Gehirn

von Hunden mit unterschiedlichen Läsionen berichtet (MIAO et al., 2003; GRÖTERS et al.,

2005; PAUL, 2005). In der Tunica media tumornaher Gefäße von einfachen Karzinomen

wurde eine signifikant höhere MMP-14-Expression als in Gefäßen komplexer Adenome

nachgewiesen. Demnach könnte in Karzinomen eine Proteolyse von tumornahen Gefäß-

wänden vorliegen, die eine Voraussetzung für die Metastasierung von Karzinomzellen ist. Für

die Intima dieser Gefäße, die vorwiegend schwach, aber graduell variabel MMP-14

exprimierten, wurden jedoch keine vergleichbaren Befunde erhoben.

In hyperplastischem Mammagewebe bestand eine qualitativ ähnliche, graduell wenig

variierende Expression von MMP-14 in allen untersuchten Zelltypen und Gewebestrukturen,

so dass eine vermehrte Zellproliferation nicht mit einer Expressionsänderung assoziiert ist.

In allen untersuchten Mammatumoren des Hundes wurde unabhängig von der Tumorart eine

graduell variable, prominente Expression von MMP-14 in epithelialen Tumorzellen und

geringer in Myoepithelien nachgewiesen. Angaben in der Literatur über die MMP-14-

Expression gibt es nur für maligne Mammatumoren bei Hunden (PAPPARELLA et al., 2002)

und Menschen (POLETTE et al., 1996; JONES et al., 1999; ISHAGAKI et al., 1999) und

diese stimmen mit den eigenen Befunden überein.

Für periphere Epithelien einfacher Adenome lag eine signifikant höhere Expression von

MMP-14 vor, vergleichbar zu der signifikant höheren Expression von MMP-2 im Tumor-

gesamtwert in dieser Tumorgruppe. Es kann demnach nicht ausgeschlossen werden, dass

beim Hund in einfachen Adenomen der Mamma die Expression dieser beiden Metallo-

proteinasen wie beim Menschen ko-reguliert ist. MMP-14 wird als ein inaktives Zymogen

synthetisiert und intrazellulär aktiviert, um anschließend an der Zelloberfläche exprimiert zu

werden, wo es mit TIMP-2 Komplexe bildet. Erst anschließend wird proMMP-2 gebunden

und aktiviert (SATO et al., 1994, ITOH et al., 2001). Eine Membranständigkeit wurde jedoch

in den eigenen Untersuchungen für keines der beiden Enzyme festgestellt. Die Ursache

könnte in einer Änderung des Aktivierungsmechanismus für MMP-2 liegen, der mit einer

Internalisierung des Enzymkomplexes einhergeht. Andererseits könnten Tumorzellen auch

eine abnorme Akkumulation von MMPs im Zytoplasma aufweisen. Einen qualitativ ähnlichen

168 Diskussion

Befund erhoben PAPPARELLA et al. (2002) in Mammakarzinomen, jedoch sind in der

Literatur vergleichbare Befunde in gutartigen Mammatumoren weder für den Hund noch für

andere Spezies beschrieben. In der Peripherie einfacher Adenome besteht offensichtlich ein

höheres Potential extrazelluläre Matrix zu degradieren.

Des Weiteren zeigten alle Tumorgruppen bis auf benigne Mischtumoren in Epithelien der

Tumorperipherie eine signifikant stärkere MMP-14-Expression als im Zentrum. Ein

ähnlicher, signifikanter Unterschied bestand für die Expression von MMP-14 in peripheren

Myoepithelien von komplexen Karzinomen. Diese erwiesen sich auch als signifikant stärker

als die von komplexen Adenomen. Diese Befunde weisen auf ein höheres proteolytisches

Potential vor allem in der Peripherie der genannten Neoplasien hin, die mit einem erhöhten

Invasionspotential einhergehen könnten. Vergleichbare Angaben zur MMP-14-Expression in

Mammatumoren des Hundes oder des Menschen finden sich in der Literatur nicht.

Zusammenfassend weisen diese Ergebnisse auf eine Aufregulation von MMP-14 in verschie-

denen Tumorzellen, im tumornahen Stroma und in Gefäßen von Mammatumoren

unterschiedlicher Dignität hin. Möglicherweise ist in einfachen Adenomen die Expressions-

änderung von MMP-14 mit der von MMP-2 ko-reguliert. Die Aufregulierung von MMP-14 in

der Peripherie von einfachen und komplexen Karzinomen könnte für das Invasionsverhalten

und die Metastasierung bedeutsam sein.

5.5 Immunhistologischer Nachweis von TIMP-1

In unverändertem Milchdrüsengewebe von tumorfreien Hunden als auch von

Tumorpatienten wurde immunhistologisch in alveolären Epithelien und Duktepithelien eine

geringgradige, selten auch stärkere, inkonstante Expression von TIMP-1 festgestellt, während

Myoepithelien aller Gruppen eine meist stärkere Expression von TIMP-1 zeigten. TIMP-1

scheint in alveolären und duktalen Epithelien sowie Myoepithelien des unveränderten

Mammadrüsengewebes von Hunden ein physiologischerweise vorkommendes Molekül zu

sein, dessen Expressionsverhalten in den genannten Zelltypen durch proliferative Veränderun-

gen nicht verändert wird.

Im Stroma ließ sich unabhängig vom Vorliegen proliferativer Alterationen und unabhängig

von der Entfernung zum Tumor in der Mamma nur vereinzelt und geringgradig TIMP-1 in

Fibrozyten nachweisen. Diese Befunde entsprechen den Ergebnissen beim Menschen, die in

der gesunden Mamma eine seltene, geringgradige Expression in einzelnen periduktalen und

Diskussion 169

perilobulären Stromazellen (BRUMMER et al., 2000; NAKOPOULOU et al., 2003a) sowie

entlang der Basalmembran von Dukten und Azini sowie von Blutgefäßen beschreiben

(JONES et al., 1999). In humanen Mammakarzinomen wird allerdings eine deutliche

Überexpression von TIMP-1 in stromalen Zellen beobachtet, die im eigenen Material nicht

nachgewiesen wurde, so dass beim Hund keine Änderung der TIMP-1-Expression durch

neoplastische Milchdrüsenveränderungen induziert wird.

Die Gefäße wiesen vor allem in der Tunica media eine prominente Expression von TIMP-1 in

allen untersuchten Gruppen auf. Ein vergleichbarer, immunhistologischer Befund wurde auch

in Gehirnen von Hunden mit unterschiedlichen Läsionen erhoben (MIAO et al., 2003; PAUL,

2005), der durch einen entsprechenden Nachweis von TIMP-1-mRNS bestätigt wurde

(GRÖTERS et al., 2004). Auch in menschlichem Milchdrüsengewebe wurde TIMP-1 in

Gefäßen, aber vor allem in Endothelzellen beobachtet (BAKER et al., 2002). Demnach ist

TIMP-1 ein regelmäßig in Gefäßen von normaler Mamma nachweisbares Enzym, auch wenn

seine Lokalisation offensichtlich speziesabhängig variiert.

In hyperplastischem Mammagewebe entsprach die Qualität, Quantität und Lokalisation von

TIMP-1 weitgehend dem normalen Drüsengewebe, so dass eine vermehrte Zellproliferation

nicht mit einer Änderung der Expression assoziiert ist. Nur Myoepithelzellen des hyper-

plastischen Drüsengewebes zeigten eine signifikant höhere TIMP-1-Expression als die von

komplexen Adenomen. Die Ursache dieses Befundes bleibt unklar.

In den gutartigen und malignen Mammatumoren des Hundes wurde unabhängig von der

Tumorart eine graduell variable, vorwiegend geringe Expression von TIMP-1 im Zytoplasma

von epithelialer Tumorzellen nachgewiesen. In den eigenen Untersuchungen wurde eine in

der Literatur beschriebene, membran-assoziierte TIMP-1-Expression nicht beobachtet

(JONES et al., 1999). Die Lokalisation des Signals in neoplastischen Epithelzellen stimmt mit

Beobachtungen beim Menschen überein, die TIMP-1 in gut differenzierten, epithelialen

Tumorzellen (NAKOPOULOU et al., 2003; KUVAJA et al. 2005), insbesondere an der

Invasionsfront (BRUMMER et al., 2000), lokalisierten.

Die Expression von TIMP-1 in epithelialen Tumorzellen von benignen Mischtumoren ergab

sowohl für den gesamten Tumor als auch für die Peripherie signifikant höhere Werte als das

benachbarte, unveränderte Milchdrüsengewebe der gleichen Hunde. Somit könnte die

Aufregulierung von TIMP-1 eine Reaktion auf überexprimierte MMPs sein. So wurde bei den

benignen Mischtumoren eine deutliche Aufregulierung von MMP-9 in epithelialien

170 Diskussion

Tumorzellen und myoepithelien nachgewiesen. Eine generelle Schlussfolgerung kann jedoch

für benigne Mammatumoren des Hundes nicht gezogen werden.

Die Expression von TIMP-1 in einfachen Karzinomen lag für die peripheren Epithelien

signifikant niedriger als im benachbarten, unveränderten Drüsengewebe der gleichen Hunde.

Dieser Befund könnte auf eine reduzierte Expression im Tumorgewebe oder auf eine

Aufregulierung der TIMP-1-Expression im Nachbargewebe hinweisen. Bei Hunden und

Menschen wurde demgegenüber bei Mammakarzinomen über eine höhere zymographische

Aktivität von TIMP-1 als in benignen Neoplasien oder im unveränderten Drüsengewebe

berichtet (NAKAYAMA et al., 2005, GARBETT et al., 2000). Vergleichbare Beobachtungen

liegen auch bei humanen invasiven Karzinomen vor, in denen lediglich geringe Mengen von

TIMP-1-RNS (BRUMMER et al., 1999) oder nur selten TIMP-1 immunhistologsich

nachgewiesen wurde (JONES et al., 1999; NAKOPOULOU et al., 2003a). Auch das

Auftreten von Lymphknotenmetastasen korreliert mit einer geringeren TIMP-1-Expression in

humanen Mammakarzinomen (FAN et al., 2003). In vitro konnten IWATA et al. (1996) durch

Zymographie zeigen, dass Karzinomzellen eine signifikant niedrigere TIMP-1-Aktivität als

Fibroadenome besitzen. Die prognostische Bedeutung in der Humanmedizin wird allerdings

kontrovers dargestellt, da sowohl eine TIMP-1-Überexpression in Karzinomzellen

(NAKOPOULOU et al., 2003a) als auch eine fehlende TIMP-1-Expression (KUVAJA et al.,

2005) mit einer günstigeren Prognose und längeren Überlebenzeit korrelierte. Ob die

reduzierte Expression mit dem Invasionsverhalten von einfachen Karzinomen und einer

prognostischen Bedeutung bei Hunden korreliert, kann nicht ausgeschlossen werden.

Statistisch signifikante Differenzen bestanden in der TIMP-1-Expression zwischen Epithelien

von Tumorperipherie und –zentrum einfacher Adenome und komplexer Adenome. Die

peripheren Tumoranteile zeigten eine höhere Expression von TIMP-1 als im Zentrum, so dass

die Aufregulierung von TIMP-1 als Hinweis auf eine mögliche Reaktion auf die ebenfalls in

der Tumorperipherie überexprimierten Metalloproteinasen MMP-2, -9 und -14 in komplexen

Adenomen sowie MMP-14 in einfachen Adenomen interpretiert werden kann. Demnach

bestehen zumindest innerhalb bestimmter Neoplasien der Mamma beim Hund Veränderungen

im Expressionsverhalten von TIMP-1 in alveolären Epithelien, die möglicherweise mit dem

Wachstumsverhalten dieser Tumoren assoziiert sind und auf besondere Interaktionen mit der

EZM hinweisen.

Die epithelialen Zellen von Mischtumoren zeigten für den gesamten Tumor eine signifikant

höhere TIMP-1-Expression als komplexe Adenome, komplexe Karzinome und einfache

Diskussion 171

Karzinome. Für periphere Epithelien von Mischtumoren ergab sich eine signifikant höhere

Expression gegenüber einfachen und komplexen Karzinomen, während ihre zentralen

Epithelien eine signifikant höhere Expression im Vergleich zu komplexen Adenomen und

einfachen Karzinomen zeigten. Es bestehen somit deutliche Unterschiede im

Expressionsprofil von TIMP-1 in Mischtumoren gegenüber einigen anderen Tumoren

unterschiedlicher Dignität. Eine signifikante Aufregulierung von TIMP-1 gegenüber dem

Drüsengewebe der Kontrollgruppe wurde aber nicht nachgewiesen.

Zusammenfassend bestehen für TIMP-1 deutliche Änderungen der Expression in einzelnen

Mammatumoren, jedoch lassen sich keine gruppenübergreifenden, generellen Schluss-

folgerungen auf die prognostische Bedeutung ziehen.

5.6 Immunhistologischer Nachweis von TIMP-2

Die immunhistologische Untersuchung zum Nachweis von TIMP-2 verlief in alveolären und

duktalen Epithelien sowie Myoepithelien und Gefäßen sowohl des unveränderten, des

hyperplastischen als auch des tumorös transformierten Milchdrüsengewebes bei allen

Tieren fast ausnahmslos negativ. Ob die eigenen Befunde den Erkenntnissen widersprechen,

die in kaninen Mammakarzinomen eine höhere zymographische Aktivität von TIMP-2 als in

benignen Neoplasien festgestellt haben (NAKAYAMA et al., 2005), lässt sich nicht

abschließend klären, da die Enzymaktivität nicht bestimmten Zellen topographisch

zugeordnet wurde. Es erscheint möglich, dass die Ergebnisse der zymographischen

Untersuchung auf der Überexpression von TIMP-2 im intratumorösen Stroma beruhen. Die

fehlende TIMP-2-Expression in den Tumoren des eigenen Untersuchungsmaterials entspricht

einigen Beobachtungen beim Menschen (BRUMMER et al., 2000; VISSCHER et al, 1994),

während andere von einer TIMP-2-Expression entlang der Basalmembran von Dukten, Azini

und Blutgefäßen berichten (JONES et al., 1999; GARBETT et al, 2000). BAKER et al.

(2002) entdeckten in Tumorzellen sogar eine signifikant höhere TIMP-2-Expression als in

Entzündungszellen oder Fibroblasten und beobachten in gut differenzierten (grade 1)

Tumoren eine höhere Expression als in schlecht differenzierten (grade 3).

In Stromazellen der Kontrollgruppe wurde ein vorwiegend geringgradiger, variabler Nach-

weis von TIMP-2 geführt, der qualitativ und quantitativ ähnlich auch im hyperplastischen

Mammagewebe und im unveränderten Drüsengewebe der Tumorpatienten, insbesondere

denen mit maligner Tumoren, beobachtet wurde. Der Nachweis von TIMP-2 in Stromazellen

172 Diskussion

des normalen Drüsengewebes entspricht nicht Beobachtungen beim Menschen, in denen

keine TIMP-2-Expression nachweisbar war (JONES et al, 1999). Dahingegen berichten

andere Autoren von einer schwachen TIMP-2-Expression in wenigen Stromazellen des

normalen Drüsengewebes (BRUMMER et al, 1999) und vor allem im peritumorösen Stroma

von Mammakarzinomen (HOYHTHYA et al., 1994; VISSCHER et al., 1994; BRUMMER et

al, 1999). Demnach besteht zumindest teilweise eine Übereinstimmung in der TIMP-2

Expression im Stroma zwischen Mensch und Hund.

Tumornahes Stroma einfacher Karzinome zeigte eine signifikant höhere TIMP-2-Expression

als tumorfernes. Des Weiteren war das tumornahe Stroma von einfachen Karzinomen statis-

tisch signifikant stärker markiert als das aller gutartigen Neoplasien und statistisch auffällig

gegenüber dem in komplexen Karzinomen. Der Nachweis von TIMP-2 in Tumornähe deckt

sich mit Angaben aus der Humanmedizin, in denen TIMP-2 vor allem im peritumorösen

Stroma, aber auch tumorfern nachzuweisen war (VISSCHER et al., 1994; BRUMMER, et al.,

1999). Somit könnte auch beim Hund TIMP-2 im peritumorösen Stroma von einfachen Karzi-

nomen aufreguliert sein. Auch wenn in den eigenen Untersuchungen keine Aufregulierung

von MMPs, insbesondere von latentem MMP-2 und MMP-14, bei einfachen Karzinomen

festgestellt wurde, kann das Vorliegen von vermehrt aktivem MMP-2 nicht ausgeschlossen

werden Demzufolge könnte der deutliche TIMP-2-Nachweis im peritumorösen Stroma eine

pathophysiologische Gegenregulation zum Invasionsverhalten dieser Tumorgruppe darstellen.

Zusammenfassend zeigt sich die TIMP-2-Expression vorwiegend in stromalen Zellen. TIMP-

2 könnte bei einfachen Mammakarzinomen des Hundes eine pathophysiolgische Bedeutung

als Gegenregulator bei aggressivem Tumorverhalten zukommen. Ob der Nachweis dieses

Enzyms in einer Korrelation zu klinisch-pathologsichen Parametern steht, konnte aufgrund

der vorliegenden Ergebnisse zwar nicht geklärt werden, erscheint jedoch sinnvoll, an einer

größeren Zahl von Patienten gezielt untersucht zu werden.

5.7 Schlussfolgerung

Hinsichtlich des Expressionsverhaltens von CD44, MMPs und TIMPs im normalen, hyper-

plastischen und tumorös veränderten Milchdrüsengewebe von Hunden bestehen ausgeprägte

Unterschiede.

Während sich das unveränderte und hyperplastische Drüsengewebe im Expressionsprofil der

einzelnen Proteine weitgehend ähnlich verhielt, bestanden in den Tumoren signifikante Auf-

Diskussion 173

oder Abregulationen der Expression. So wurde in einfachen Adenomen eine Überexpression

von CD44, MMP-2 und -14 gegenüber dem benachbarten, unveränderten Drüsengewebe

festgestellt. Auch exprimierten einfache Adenome signifikant mehr CD44 als einfache

Karzinome. Diese Befunde sprechen für eine stärkere Bindung an Komponenten der EZM.

Die Aufregulierung von CD44 in einfachen Adenomen ist aufgrund des gutartigen bio-

logischen Verhaltens dieser Tumoren nicht als ein Malignitätskriterium zu werten. Die in der

Peripherie einfacher Adenome beobachtete Überexpression von MMP-14 gegenüber dem

Zentrum könnte auf eine stärkere Proteolyse und die gleichzeitige Aufregulierung von TIMP-

1 als deren reaktive Inhibition interpretiert weden. Komplexe Adenome zeigten gegenüber

benachbartem, normalen Mammagewebe eine signifikant höhere Expression von CD44, die

jedoch ähnlich dem Befund bei einfachen Adenomen nicht als Hinweis auf invasives

Wachstum zu werten ist. Für MMP-2, -9 und -14 sowie TIMP-1 wurde eine stärkere

Expression in der Peripherie als im Zentrum und für MMP-14 auch eine Aufregulierung im

tumornahen Stroma beobachtet. Die Überexpression der MMPs weist auf eine höhere

proteolytische Aktivität im Grenzbereich zwischen Tumor und Stroma hin, ist aber aufgrund

des gutartigen biologischen Verhaltens der komplexen Adenome nicht als Marker für

Malignität zu interpretieren. Die Aufregulierung von TIMP-1 stellt wahrscheinlich die

pathphysiologische Gegenregulation zur Aktivierung der MMPs dar. Benigne Mischtumoren

zeigten eine gegenüber dem benachbarten Normalgewebe signifikant erhöhte Expression von

CD44, MMP-9 und TIMP-1. Für CD44 wurde diese auch im Vergleich zum Drüsengewebe

der Kontrollgruppe festgestellt. Des Weiteren bestand in Mischtumoren eine höhere

Expression von MMP-2 gegenüber einfachen Karzinomen, von MMP-9 gegenüber einfachen

und komplexen Adenomen und Karzinomen sowie von TIMP-1 gegenüber komplexen

Adenomen und Karzinomen sowie einfachen Karzinomen. Die Aufregulierung von CD44

steht im Einklang mit den Befunden bei den anderen untersuchten, benignen Tumoren, so

dass die Überexpression von CD44 beim Hund offensichtlich mit einem gutartigen

biologischen Verhalten assoziert ist und als prognostisch günstiger Marker zu interpretieren

ist. In Mischtumoren besteht offensichtlich im Vergleich zum Normalgewebe sowie anderen

benignen und den malignen Tumoren eine relativ höhere proteolytische Aktivität, die jedoch

beim Hund nicht als Kriterium für Malignität zu werten ist. Die Überexpression von TIMP-1

stellt wahrscheinlich eine Gegenregulation zur Überexpression von MMPs dar. Einfache

Karzinome wiesen eine signifikant reduzierte Expression von CD44 gegenüber dem

Drüsengewebe der Kontrollgruppe und den einfachen Adenomen auf. Diese Befunde weisen

174 Diskussion

auf eine verminderte Bindung an Komponenten der EZM hin. Offensichtlich korreliert die

reduzierte CD44-Expression mit dem Invasionsverhalten der einfachen Karzinome und

könnte somit einen prognostischen Marker für das biologische Verhalten darstellen. Des

Weiteren bestand eine signifikant geringere Expression von MMP-2, -9 und TIMP-1

gegenüber benignen Mischtumoren. In der Peripherie einfacher Karzinome wurde mehr

MMP-14 exprimiert als im Zentrum. Das tumornahe Stroma zeigte eine stärkere MMP-14-

und TIMP-2-Expression als das tumorferne. Auch exprimierte das tumornahe Stroma mehr

TIMP-2 als das aller benignen Mammatumoren. Die reduzierte Expression verschiedener

MMPs gegenüber benignen Mischtumoren weist auf eine verminderte Proteolyse in einfachen

Karzinomen hin. Die Aufregulierung von MMP-14 im tumornahen Stroma könnte

pathogenetisch für die Invasion von Tumorzellen bedeutsam sein. Die Überexpression von

TIMP-1 im Vergleich zu Mischtumoren und von TIMP-2 im tumornahen Stroma gegenüber

den benignen Mammatumoren ist wahrscheinlich als Gegenregulation zur Überexpression

von MMP-14 zu interpretieren. Die komplexen Karzinome zeigten in der Peripherie

gegenüber benachbartem, normalem Mammagewebe eine signifikant höhere Expression von

CD44. Dieser Befund könnte auf eine stärkere Interaktion mit Komponenten der EZM

hinweisen und im Gegensatz zu den prognostisch ungünstigeren, einfachen Karzinomen auf

das vergleichsweise günstigere, biologische Verhalten der komplexen Karzinome hinweisen.

Somit wäre dieser Befund ähnlich wie die Aufregulierung von CD44 bei allen benignen

Mammatumoren beim Hund als ein Marker für ein eher gutartiges Verhalten zu werten. Des

Weiteren wurde in komplexen Karzinomen in der Peripherie eine stärkere Expression von

MMP-9 und -14 als im Zentrum nachgewiesen. Dieser Aufregulierung von MMPs weist auf

eine erhöhte proteolytische Aktivität im Grenzbereich zwischen Tumor und Stroma hin. Die

erhöhte Expression von MMP-14 im tumornahen Stroma unterstreicht diesen Befund.

Zusammenfassend wurden Änderungen im Expressionsprofil der untersuchten Proteine fest-

gestellt, jedoch lässt sich nur für CD44 eine Assoziation mit dem biologischen Verhalten der

untersuchten Mammatumoren aufzeigen. Für die MMPs lassen sich keine generellen,

gruppenübergreifenden Schlußfolgerungen für benigne oder maligne Mammatumoren des

Hundes ziehen. Für einzelne Proteine müsste durch weitere Untersuchungen geprüft werden,

ob zu klinisch-pathologischen Parametern, beispielsweise Tumorgröße, Differenzierungsgrad,

Auftreten von Metastasen, rezidivfreies Intervall oder Gesamtüberlebenszeit, Korrelationen

bestehen, die für prognostische Bewertungen bestimmter kaniner Mammatumoren genutzt

werden können.

Zusammenfassung 175

6 Zusammenfassung

Immunhistologische Untersuchungen zur Expression von CD44, Matrix-Metalloproteinasen

und ihren Inhibitoren in Mammatumoren von Hunden

Vanja Paltian

Die Literaturübersicht gibt einen kurzen Überblick über den morphologischen Aufbau der

kaninen Milchdrüse und stellt die WHO-Klassifikation von kaninen Mammatumoren mit den

wesentlichen morphologischen Merkmalen dar. Des Weiteren werden der molekulare Aufbau,

die Funktionen, die Regulation der Expression und das Vorkommen von CD44 sowie der

Matrix-Metalloproteinasen (MMPs) MMP-2, -9, -14 (MT1-MMP) und ihrer Inhibitoren

("Tissue inhibitors of metalloproteinases", TIMPs) TIMP-1 und -2 erläutert. Die Expression

dieser Proteine wird in normalen und tumorös veränderten, kaninen und menschlichen Gewe-

ben unter besonderer Berücksichtigung der Milchdrüse und ihrer Tumoren dargestellt.

Das Untersuchungsmaterial bestand aus normaler und hyperplastischer Mamma, einfachen

und komplexen Adenomen, benignen Mischtumoren sowie einfachen und komplexen Karzi-

nomen von Hunden. Immunhistologische Untersuchungen wurden zum Nachweis von CD44,

MMPs (latentes MMP-2; MMP-9, -14) und TIMPs (TIMP-1 und -2) durchgeführt. Die

Ergebnisse wurden qualitativ und semiquantitativ erfasst und statistisch ausgewertet.

CD44 fand sich in alveolären Epithelien, Dukt-, Myoepithelien und Stromazellen des unver-

änderten und hyperplastischen Milchdrüsengewebes, während Gefäße kaum CD44 exprimier-

ten. Alle benignen Mammatumoren und die peripheren Epithelien komplexer Karzinome

zeigten eine signifikant höhere Expression als normales Drüsengewebe. Einfache Adenome

exprimierten mehr CD44 als einfache Karzinome. Die Aufregulierung von CD44 ist mit dem

gutartigen biologischen Verhalten von kaninen Mammatumoren assoziiert und als prognos-

tisch günstiger Faktor zu werten, der auch in komplexen Karzinomen als Ausdruck des gerin-

geren Invasionsverhalten im Vergleich zu einfachen Karzinomen angesehen werden kann.

Latentes MMP-2 wurde vorwiegend in alveolären und duktalen Epithelien sowie Gefäßen

unveränderten und hyperplastischen Drüsengewebes festgestellt. In allen Mammatumoren

wurde MMP-2 in den gleichen Zellpopulationen beobachtet. In einfachen Karzinomen

bestand gegenüber Mischtumoren und unverändertem Drüsengewebe eine signifikante

176 Zusammenfassung

Abregulierung und in einfachen Adenomen eine Aufregulierung von MMP-2. Die Ergebnisse

zeigten für einige maligne Tumoren eine reduzierte Expression von MMP-2, jedoch lassen

sich keine generellen Schlussfolgerungen für die biologische Bedeutung ziehen.

MMP-9 wurde im Mammadrüsengewebe unabhängig von proliferativen Veränderungen

geringgradig in alveolären Epithelien, Dukt-, Myoepithelien und stromalen Zellen festgestellt.

In Gefäßen bestand eine verstärkte Expression dieses Enzyms. In benignen Mischtumoren

bestand eine Aufregulation von MMP-9 gegenüber normalem und tumorös verändertem

Drüsengewebe, allerdings bleibt die biologische Bedeutung dieses Befundes unklar.

MMP-14 wurde im Mammadrüsengewebe unabhängig von proliferativen Veränderungen in

alveolären und duktalen Epithelien, Myoepithelien und Gefäßen nachgewiesen, während

stromale Zellen nur eine geringe MMP-14-Expression zeigten. In unterschiedlichen Tumor-

zellen sowie in Gefäßen von verschiedenen, gut- und bösartigen Tumoren bestand eine Aufre-

gulierung von MMP-14. Aufgrund ähnlicher Expressionsänderungen von MMP-2 könnte eine

Ko-Regulation dieser beiden Proteine vorliegen. Die Überexpression von MMP-14 in den

Karzinomen könnte mit ihrem Invasions- und Metastasierungsverhalten assoziiert sein.

TIMP-1 wurde in alveolären Epithelien, Dukt-, Myoepithelien und stromalen Zellen

exprimiert, während in Gefäßen unabhängig von proliferativen Veränderungen eine promi-

nente Expression von TIMP-1 bestand. In Mischtumoren wurde TIMP-1 deutlich über-

exprimiert, während in einfachen Karzinomen eine reduzierte Expression vorlag. Die Auf-

regulation von TIMP-1 in Mischtumoren könnte eine Gegenregulation zu einer erhöhten

MMP-Expression darstellen, die in dieser Tumorgruppe für MMP-9 auch nachgewiesen

wurde. Wenn die Abregulation von TIMP-1 mit dem Invasionsverhalten von einfachen Kar-

zinomen korreliert, könnte diesem Ergebnis eine prognostische Bedeutung beizumessen sein.

TIMP-2 fand sich sehr selten in alveolären Epithelien, Dukt-, Myoepithelien und Gefäßen

unabhängig von proliferativen Prozessen. Stromale Zellen exprimierten TIMP-2 regelmäßig.

In einfachen Karzinomen lag eine höhere Expression von TIMP-2 in tumornahen

Stromazellen vor, die eine Gegenregulation zu einer MMP-Überexpression darstellen könnte.

Eine entsprechende Aufregulation von latentem MMP-2 und MMP-14 bestand zwar bei

dieser Tumorgruppe nicht, aber vermehrt aktives MMP-2 könnte vorliegen.

Zusammenfassend sind CD44, MMP-2, -9, -14, TIMP-1 und -2 in normalem, hyper- und

neoplastischem Mammadrüsengewebe von Hunden in verschiedenen Zelltypen nachweisbar.

Eine signifikante Aufregulation der Expression wurde insbesondere für CD44 in benignen

Tumoren nachgewiesen, der eine biologische Bedeutung beigemessen werden könnte.

Summary 177

7 Summary

Immunohistological study on the expression of CD44, matrix metalloproteinases, and their

inhibitors in canine mammary tumours.

Vanja Paltian

The literature section provides a brief overview upon the morphology of the canine

mammary gland and explains the WHO-classification of canine mammary gland tumours

describing the most prominent morphological findings. Furthermore, molecular structure,

function, biological properties, and the expression of CD44, the matrix metalloproteinases

(MMPs) MMP-2, -9, -14 (MT1-MMP), and their inhibitors (TIMPs) TIMP-1 and -2 in normal

and neoplastic canine tissues including the mammary gland as well as the human mammary

gland are presented.

The study material consisted of normal and hyperplastic canine mammary gland, simple and

complex adenomas, benign mixed tumours, as well as simple and complex carcinomas.

Immunohistology was applied to detect CD44, latent MMP-2, MMP-9, -14 and TIMP-1 and

-2. The results were recorded semiquantitatively for statistical analysis.

CD44 was expressed in alveolar and ductal epithelial cells, myoepithelial cells, and stromal

cells of normal and hyperplastic canine mammary gland tissue, whereas blood vessels were

almost negative. All benign mammary tumours and peripheral epithelial cells of complex

carcinomas expressed significantly more CD44 than normal mammary tissue. Similarly,

simple adenomas displayed significantly more CD44 than simple carcinomas. This up-

regulation of CD44 was associated with a benign biological behaviour of canine mammary

tumours and was interpreted as a prognostic favourable factor, which was also applicable for

complex carcinomas due to their less invasive behaviour compared to simple carcinomas.

Latent MMP-2 was predominantly detected in alveolar and ductal epithelia and blood vessels

of normal and hyperplastic mammary gland tissue. In all mammary neoplasms MMP-2 was

found in similar cell populations. In simple carcinomas a significant decrease of MMP-2-

expression was found compared to normal mammary tissue, and a significant increase was

observed in epithelial cells of simple adenomas. The findings indicated a decreased MMP-2-

178 Summary

expression in malignant mammary neoplasms, but there was no group specific change

regarding the biological behaviour.

MMP-9 was detected in mammary tissues regardless of the proliferative lesions. However, in

blood vessels a prominent expression was found. Particularly in benign mixed tumours a

significant increase of MMP-9-expression was detected compared to normal mammary tissue,

however, the significance of this finding with respect to the biological behaviour remained

unclear.

MMP-14 was detected in mammary tissue regardless of the proliferative changes in alveolar

and ductal epithelial cells, in myoepithelial cells and blood vessels, whereas stromal cells

expressed MMP-14 rarely. There was an up-regulation of MMP-14 in different tumour cells

and in blood vessels of various benign and malignant mammary neoplasms. Due to a similar

up-regulation of MMP-2, a co-regulation of both proteins could exist in neoplastic canine

mammary tissue. The up-regulation of MMP-14 in carcinomas could be associated with the

invasive and metastatic behaviour of these tumours.

TIMP-1 was found in alveolar and ductal epithelial cells, myoepithelial cells, and stromal

cells, whereas blood vessels intensively expressed TIMP-1 regardless of mammary gland

lesions. A significantly higher TIMP-1-expression was found in benign mixed tumours than

in the adjacent normal mammary tissue, whereas in simple carcinomas a decreased expression

was observed. The up-regualtion of TIMP-1 in mixed tumours could be interpreted as a

counter-reaction due to an up-regualtion of MMPs, which has been demonstrated for MMP-9

in this tumour group. It remains to be determined if the down-regulation of TIMP-1 is

correlated with the invasive behaviour of simple carcinomas.

TIMP-2 was rarely detected in alveolar and ductal epithelial cells, myoepithelial cells, and

blood vessels regardless of the proliferative changes. TIMP-2 was expressed regularly in

stromal cells. There was a higher TIMP-2-expression in stromal cells adjacent to simple

carcinomas, which might be due to an over-expression of MMPs. A corresponding up-

regulation of latent MMP-2 and MMP-14 was not found in these tumours, however, the

presence of increased active MMP-2 seems possible.

Summarizing, CD44, MMP-2, -9, -14, TIMP-1 and -2 are expressed in various cell types of

normal, hyperplastic and neoplastic canine mammary tissue. In benign tumours there was a

significant up-regulation of the CD44-expression, which might have some biological

significance.

Literaturverzeichnis 179

8 Literaturverzeichnis

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Anhang 205

9 Anhang

9.1 Untersuchtes Tiermaterial

Tab. 9.1 Kontrollgewebe unveränderter Mamma: Hunde- und Fallnummer, Rasse, Alter und Geschlecht

Kontrollgewebe

Hund-Nummer

Fall-Nummer Hunderasse Alter (Jahre)

Geschlecht

KG 1 E 6174 /01 Beagle o.A. w

KG 2 E 2334 /02 Rottweiler 7 w

KG 3 S 1169 /03 Golden Retriever 9 wk

KG 4 S 1849 /03 Sheltie 5 w

KG 5 S 1896 /03 Rottweiler o.A. w

KG 6 S 1907 /03 Deutscher Schäferhund o.A. w

KG 7 S 1974 /04 Am. Staffordshire Terrier 6 w

KG 8 S 2023 /04 Großer Münsterländer 4 w

KG 9 S 2089 /04 Berner Sennenhund o.A. wk o.A. = ohne Angaben; KG = unverändertes Mamma (Kontroll-)gewebe; Am. = Amerikanischer; w = weiblich wk = weiblich kastriert Tab. 9.2 Hyperplastisches Mammagewebe: Hunde- und Fallnummer, Rasse, Alter und Geschlecht

Lobuläre Hyperplasien

Hunde-Nummer


Geschlecht

HYP 1 E 2056 /00 Mischling 11 w

HYP 2 E 1475 /02 Deutscher Schäferhund 7 w


HYP 4 E 5749 /02 Deutscher Schäferhund 6 w


HYP 6 E 1725 /03 Unbekannt 7 w

HYP 7 E 1948 /03 Golden Retriever 10 w HYP = hyperplastisches Mammagewebe; w = weiblich

206 Anhang

Tab. 9.3 Einfache Adenome der Mamma: Hunde- und Fallnummer, Rasse, Alter und Geschlecht

Einfache Adenome

Hunde-Nummer


Geschlecht

eAd 1 E 2045 /00 Unbekannt 6 w eAd 2 E 4861 /00 Boxer 4 w eAd 3 E 5391 /00 Mittelschnauzer 4 w eAd 4 E 2014 /01 Foxterrier 10 w eAd 5 E 4359 /01 Bouvier de Flandres 7 wk eAd 6 E 4556 /01 Zwergpinscher 8 w eAd7 E 204 /02 Am. Cocker Spaniel 11 wk eAd 8 E 1103 /02 Yorkshireterrier 11 w eAd 9 E 2671 /02 Riesenschnauzer 7 w eAd 10 E 5799 /02 Deutscher Schäferhund 5 w eAd 11 E 518 /03 Bayr. GSH 12 wk eAd 12 E 758 /03 Mischling 8 w eAd 13 E 2404 /03 Chihuahua 10 w eAd 14 E 4964 /03 Deutsch Langhaar 8 w eAd 15 E 5028 /03 Pudel 9 w

eAd = einfaches Adenom; Bayr. GSH = Bayrischer Gebirgsschweißhund; w = weiblich; wk = weiblich kastriert

Tab. 9.4 Komplexe Adenome der Mamma: Hunde- und Fallnummer, Rasse,

Alter und Geschlecht

Komplexe Adenome

Hunde-Nummer


Geschlecht

kAd 1 E 4878 /00 Mischling 11 w kAd 2 E 6384 /01 Zwergpudel 9 w kAd 3 E 283 /02 Mischling 7 w kAd 4 E 1726 /02 Rauhhaardackel 11 w kAd 5 E 3285 /02 Deutscher Schäferhund 8 w kAd 6 E 3518 /02 Cocker Spaniel 11 w kAd 7 E 3781 /02 Dalmatiner 11 w kAd 8 E 3926 /02 Berner Sennenhund 6 wk kAd 9 E 5634 /02 Toypudel 9 w kAd 10 E 2003 /03 Mischling 5 w kAd 11 E 2870 /03 Mischling 7 w kAd 12 E 3155 /03 Puli 10 w kAd 13 E 3721 /03 Westhighland White Terrier 9 w kAd 14 E 4413 /03 Cocker Spaniel 8 w kAd 15 E 4491 /03 Labrador Retriever. 7 w kAd 16 E 4507 /03 Mischling 7 wk kAd 17 E 4705 /03 Cocker Spaniel 5 w kAd 18 E 4772 /03 Cocker Spaniel 11 w kAd 19 E 5033 /03 Westhighland White Terrier 8 w

kAd = komplexes Adenom; w = weiblich; wk = weiblich kastriert

Anhang 207

Tab. 9.5 Benigne Mischtumoren: Hunde- und Fallnummer, Rasse, Alter und Geschlecht

Benigne Mischtumoren

Hunde-Nummer


Geschlecht

bMMT1 E 3843 /00 Mischling 8 w bMMT2 E 6036 /00 Bedlington Terrier 10 w bMMT3 E 383 /01 Mischling 8 w bMMT4 E 1800 /01 Kuvasz 11 wk bMMT5 E 2312 /01 Rauhhaardackel 8 w bMMT6 E 4591 /01 Barsoi 9 w bMMT7 E 202 /02 Kurzhaardackel 11 w bMMT8 E 206 /02 Deutscher Schäferhund 6 w bMMT9 E 1624 /02 Elo 9 w bMMT10 E 2753 /02 Boxer 6 w bMMT11 E 356 /03 Jack Russel Terrier 10 w bMMT12 E 922 /03 Airedale Terrier 10 w bMMT13 S 1913 /03 Mischling 9 w bMMT14 E 3689 /03 Neufundländer 8 w

bMMT = benigner Mischtumor; w = weiblich; wk = weiblich kastriert

Tab. 9.6 Komplexe Adenokarzinome: Hunde- und Fallnummer, Rasse, Alter und Geschlecht

Komplexe Adenokarzinome

Hunde-Nummer

Fall-Nummer

Lnn. Met. La. carc. Hunderasse Alter (Jahre)

Geschlecht

kCa 1 E 6031 /00 Nein Nein Staff. Bullterrier 6 w KCa2 E 4522 /01 Nein Nein Yorksh.Terrier 11 w kCa 3 E 5588 /01 Nein Nein Mischling 10 w kCa 4 E 238 /02 Nein Nein Mischling 7 wk kCa 5 E 1029 /03 Nein Nein Rottweiler 7 w kCa 6 E 1716 /03 Nein Nein Rauhhaardackel 11 w kCa 7 E 1749 /03 Nein Nein Zwergdackel 9 w kCa 8 E 1869 /03 Nein Nein Irish Setter 5 w kCa 9 E 3235 /03 Nein Nein Rauhhaardackel 12 w kCa 10 E 3539 /03 Nein Nein Rauhhaardackel 9 w kCa 11 E 3591 /03 Nein Nein Mischling 9 w kCa 12 E 3617 /03 Nein Nein Rauhhaardackel 14 w kCa 13 E 3680 /03 Nein Nein Airedale Terrier 11 w kCa 14 E 3723 /03 Nein Nein Rauhhaardackel 8 w kCa 15 E 4506 /03 Nein Nein Bayr. GSH 9 w kCa 16 E 4689 /03 Nein Nein WHWT 9 w kCa 17 E 4866 /03 Nein Nein Cocker Spaniel 9 w Lnn.Met.= Lymphknotenmetastasen; La. carc.= Lymphangiosis carcinomatosa; Staff. = Staffordshire; Yorksh. = Yorkshire; Bayr. GSH = Bayrischer Gebirgsschweißhund; WHWT = Westhighland White Terrier; w = weiblich; wk = weiblich kastriert

208 Anhang

Tab. 9.7 Einfache Adenokarzinome der Mamma: Hunde- und Fallnummer, Rasse, Alter und Geschlecht

Einfache Adenokarzinome

HundeNr.

Fall-Nr. Tumortyp La. carc. Lnn. Metas-tasen

Hunderasse Alter (Jahre)

Ge-schlecht

eCa 1 E 605 /00 solide Ja Ja Kl. Münsterländer 5 w

eCa 2 E 1145 /00 solide Nein Nein Mischling 8 w

eCa 3 E 2093 /00 tubulo-pap. Nein Ja DSH 8 w

eCa 4 E 2429 /00 tubulo-pap. Ja Ja DSH 6 w

eCa 5 E 3920 /00 anaplastisch* Ja Ja Mischling 10 w

eCa 6 E 4966 /00 anaplastisch* Ja Ja Labrador

Retriever

3 w

eCa 7 E 1139 /01 solide, teils

spindelzellig

Nein Nein Mischling 13 w

eCa 8 E 1830 /01 tubulär Nein Nein Mischling 5 w

eCa 9 E 860 /02 solide * Ja Ja Unbekannt 9 w

eCa 10 E 952 /02 tubulär Nein Nein DSH 3 w

eCa 11 E 3458 /02 solide Ja Ja Gr. Schw. SH 9 w

eCa 12 E 5495 /02 anaplastisch Ja Ja Australischer

Schäferhund

12 w

eCa 13 E 986 /03 solide Ja Ja Pudel o.A. w

eCa 14 E 1129 /03 anaplastisch Ja Ja Mischling 8 w

eCa 15 E 2257 /03 tubulär mit so-

liden Anteilen

Nein Nein Dobermann 8 w

eCa 16 E 2303 /03 tubulär Nein Nein Mischling 4 w

eCa 17 E 3117 /03 tubulo-pap. Nein Ja Cocker Spaniel 10 w eCa = einfaches Karzinom; Lnn.Met.= Lymphknotenmetastasen; La. carc.= Lymphangiosis carcinomatosa; * = ohne Primärtumor; Kl.= Kleiner; DSH= Deutscher Schäferhund; Gr. Schw. SH = Großer Schweizer Sennen- hund; o.A. = ohne Angabe; tubulo-pap. = tubulo-papillär; w = weiblich

Anhang

209

9.2 Immunhistologische „Scores“ aller untersuchten Antikörper

Die immunhistologischen Werte der Antikörper in allen Untersuchungsgruppen finden sich in den Tabellen 9.8 bis 9.43, in denen die

Daten folgender Zelltypen und Gewebestrukturen aufgeführt sind: Normale alveoläre Epithelien (NAE), Normale Duktepithelien

(NDE), Nomales Myoepithel (NME), Epithelien von Tumorperipherie (TpAE) und –zentrum (TzAE), Tumorgesamtwert für

Epithelien (TgesAE), bzw. modifizierter TgesAE (TgesAE-modif.), Myoepithelien von Tumorperipherie (TpME) und –zentrum

(TzME), tumornahes (Stroma-Nah) und. –fernes Stroma (Stroma-Fern), Tunica media von tumornahen (T.m.-Nah) und –fernen

(T.m.-Fern) Gefäßen, Intima von tumornahen (Int.-Nah) und –fernen (Int.-Fern) Gefäßen, Metastasengesamtwert (TgesMETZ),

Emboli (Emboli), lokal invasive Tumorzellen im Gewebe (MetZ), Lymphknotenmetastasen (LnnMet) und Knorpelzellen in benignen

Mischtumoren (Chondro). Für die grau unterlegten Felder waren keine Werte zu erfassen (Parameter nicht vorhanden bzw. technische

Probleme bei der Auswertung).

9.2.1 CD44-„Scores“ in den Untersuchungsgruppen

Tab. 9.8 CD44-„Scores“ in der Kontrollgruppe (KG) und in hyperplastischem Mammagewebe (HYP)

CD44 Unverändertes Mammagewebe der Kontrollgruppe (KG) und Hyperplastisches Mammagewebe (HYP)

Lokalisation KG1 KG2 KG3 KG4 KG5 KG6 KG7 KG8 KG9 HYP1 HYP2 HYP3 HYP4 HYP5 HYP6 HYP7

NAE 9,50 0,40 1,08 0,00 4,25 0,50 5,10 6,00 9,60 2,80 0,32 0,12 1,54 6,80 2,08 8,16

NDE 11,40 1,80 4,48 0,00 7,20 5,10 6,08 11,60 12,00 9,52 6,12 8,64 11,02 12,00 12,00 12,00

NME 0,00 0,00 0,00 1,30 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,90 0,35 0,15 1,00 2,04 1,80

Stroma-Fern 2,00 0,18 0,00 0,00 1,26 0,00 4,00 3,52 3,99 2,16 2,60 0,12 1,13 5,78 0,00 0,80

T.m.-Fern 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,42 0,00

Int.-Fern 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00

210

A

nhang

Tab. 9.9 CD44-„Scores“ in einfachen Adenomen (eAd)

CD44 Einfache Adenome (eAd)

Lokalisation eAd1 eAd2 eAd3 eAd4 eAd5 eAd6 eAd7 eAd8 eAd9 eAd10 eAd11 eAd12 eAd13 eAd14 eAd15

NAE 1,30 1,54 1,52 3,38 2,20 4,20 5,10 10,80 4,20 6,12 7,68 5,94 0,35 6,30 4,75

NDE 8,84 11,02 10,80 9,50 6,44 8,50 11,02 12,00 8,00 11,60 12,00 12,00 5,04 8,64 11,02

NME 0,35 0,80 0,33 0,00 0,56 0,64 1,00 4,75 0,00 0,00 0,00 0,03 0,00 0,11 0,00

TpAE 7,22 7,56 12,00 1,92 9,18 11,40 9,75 11,00 4,80 8,74 11,60 12,00 4,94 11,60 10,64

TzAE 5,40 10,40 12,00 9,20 5,20 12,00 2,40 9,50 2,80 5,70 10,00 12,00 6,40 10,80 8,16

TgesAE 6,29 8,93 12,00 4,90 7,05 11,70 5,51 10,24 4,03 7,22 10,80 12,00 5,66 11,20 9,36

Stroma-Nah 1,40 7,20 0,60 0,50 0,00 0,67 0,18 0,72 0,00 0,84 3,08 2,42 0,12 0,48 0,00

StromaFern 0,50 1,88 0,72 0,08 0,00 0,40 0,00 0,24 0,00 0,22 0,00 1,12 0,12 4,80 0,00

T.m.-Nah 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,70 0,00 0,00 0,00

T.m.-Fern 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,88 0,00 0,00 0,00

Int.-Nah 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00

Int.-Fern 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,30 0,00 0,00 0,00

Tab. 9.10 CD44-„Scores“ in komplexen Adenomen (kAd)

CD44 Komplexe Adenome (kAd)

Lokalisation kAd1 kAd2 kAd3 kAd4 kAd5 kAd6 kAd7 kAd8 kAd9 kAd10 kAd11 kAd12 kAd13 kAd14 kAd15 kAd16 kAd17 kAd18 kAd19

NAE 7,92 3,00 2,34 2,20 3,00 0,99 1,44 4,76 1,20 0,18 4,94 0,64 2,63 3,96 3,08 4,32 1,95 4,73 0,75

NDE 12,00 6,97 12,00 8,84 11,40 8,50 6,84 8,32 3,42 0,00 12,00 9,90 10,64 7,92 12,00 7,28 8,28 12,00 10,00

NME 0,42 0,00 1,20 1,50 3,00 0,45 0,00 0,36 0,00 1,20 0,40 0,48 0,00 0,48 0,30

TpAE 7,14 7,60 7,44 5,60 1,54 10,40 6,46 7,56 0,72 0,84 8,28 5,58 9,50 3,52 10,40 8,28 11,02 8,75 1,09

TzAE 8,28 3,12 8,32 6,00 8,84 8,80 3,36 6,08 0,00 0,80 6,80 6,60 10,00 2,52 12,00 9,72 6,30 4,56

TgesAE 7,70 5,16 7,88 5,80 4,44 9,60 4,81 6,80 0,18 0,83 7,53 6,10 9,75 3,06 11,20 8,28 10,36 7,48 2,53

TpME 1,80 10,64 1,00 1,56 7,14 1,40 11,40 7,68 8,64 0,00 12,00 6,60 7,25 0,00 1,10 4,80 6,46 0,24 7,48

TzME 3,92 10,08 3,20 1,20 8,28 1,82 10,80 4,48 7,14 0,00 8,84 12,00 9,86 0,00 1,96 5,20 4,48 0,08 7,33

Stroma-Nah 0,00 3,00 1,13 0,00 1,26 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 2,60 0,00 0,48 0,00 2,64 0,00 0,00 0,00 0,33

StromaFern 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 3,99 0,00 0,00 0,00 1,67 0,50 0,89 0,00 0,00

T.m.-Nah 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00

T.m.-Fern 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 1,10 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00

Int.-Nah 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00

Int.-Fern 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,12 0,00 1,44 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00

Anhang

211

Tab. 9.11 CD44-„Scores“ in benignen Mischtumoren (bMMT)

CD44 Benigne Mischtumore (bMMT)

Lokalisation bMMT1 bMMT2 bMMT3 bMMT4 bMMT5 bMMT6 bMMT7 bMMT8 bMMT9 bMMT10 bMMT11 bMMT12 bMMT13 bMMT14

NAE 0,16 2,64 0,64 4,32 6,21 4,00 7,98 8,00 3,77 1,82 8,64 2,00 2,34

NDE 0,42 11,02 10,80 5,60 12,00 9,00 12,00 11,60 10,40 2,34 12,00 11,02 7,84

NME 0,72 1,00 0,50 0,15 0,80 0,70 0,00 0,24 0,00 0,32 1,20 1,04 0,00

TpAE 0,12 11,02 8,89 12,00 7,04 11,02 10,44 6,36 12,00 7,26 1,76 12,00 5,76 10,08

TzAE 0,16 11,02 5,76 6,08 9,00 12,00 9,00 12,00 5,88 2,86 10,08 8,40 8,86

TgesAE 0,14 11,02 7,29 8,97 8,01 11,02 11,21 7,62 12,00 6,56 2,28 11,03 7,13 9,46

TpME 0,04 9,36 1,04 3,60 4,79 0,56 5,32 11,02 9,36 10,08 5,79 12,00 11,02 3,08

TzME 0,04 8,00 0,24 3,12 7,60 5,70 9,52 9,72 8,16 4,48 5,88 6,90 2,02

Stroma-Nah 0,00 0,00 0,00 5,76 0,00 1,26 0,00 5,10 0,00 1,68 1,28 9,63 0,00 0,00

Stroma-Fern 0,00 0,00 0,00 6,48 1,79 1,26 0,00 0,00 0,00 1,50 0,00 0,00

T.m.-Nah 0,00 0,00 0,00 4,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00

T.m.-Fern 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00

Int.-Nah 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00

Int.-Fern 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00

Chondro 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,40 0,00 0,00 0,12 0,00 0,00

Tab. 9.12 CD44-„Scores“ in komplexen Karzinomen (kCa)

CD44 Komplexe Karzinome (kCa)

Lokalisation kCa1 kCa2 kCa3 kCa4 kCa5 kCa6 kCa7 kCa8 kCa9 kCa10 kCa11 kCa12 kCa13 kCa14 kCa15 kCa16 kCa17

NAE 11,20 3,60 8,84 5,20 4,80 1,50 11,60 1,98 5,95 4,29 2,07 1,89 8,64 1,60 9,18 4,32

NDE 12,00 3,52 8,32 10,31 8,89 3,64 10,39 6,72 12,00 9,72 1,56 4,48 12,00 10,64 12,00 12,00

NME 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,24 0,00 0,00 0,00 0,00 1,92 0,00 0,00 0,22

TpAE 8,28 0,64 2,00 6,24 11,25 8,32 4,56 5,40 5,88 10,80 6,72 2,08 7,43 12,00 5,50 12,00 10,80

TzAE 3,60 2,42 1,80 12,00 9,12 8,84 4,94 6,60 2,10 12,00 3,30 5,10 4,06 10,00 5,00 12,00 6,72

TgesAE 6,08 1,45 2,10 8,91 10,19 8,58 4,75 6,00 4,06 11,40 4,86 3,45 5,64 11,00 5,29 12,00 8,64

TpME 0,00 6,80 8,96 11,02 11,01 5,46 0,70 7,82 0,84 9,36 0,50 0,00 12,00 1,92 4,76 8,84

TzME 0,00 11,02 7,04 11,60 6,46 8,50 1,26 5,12 0,00 9,60 0,50 0,70 9,36 10,08 0,00 1,80 5,44

Stroma-Nah 2,38 0,00 0,00 3,00 3,00 3,36 0,00 1,50 1,13 2,64 0,60 0,00 0,00 4,50 4,56 6,00 3,60

Stroma-Fern 2,38 1,26 0,00 0,00 1,32 5,32 0,00 8,75 0,00 1,68 0,00 0,00 0,00 4,50 1,76 6,00 3,84

T.m.-Nah 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,40 0,00 0,00 0,00 0,00 0,64 0,00 0,24

T.m.-Fern 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,08 0,00 2,25 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00

Int.-Nah 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00

Int.-Fern 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,75 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00

212

A

nhang

Tab. 9.13 CD44-„Scores“ in einfachen Karzinomen (eCa)

CD44 Einfache Karzinome (eCa)

Lokalisation eCa1 eCa2 eCa3 eCa4 eCa5 eCa6 eCa7 eCa8 eCa9 eCa10 eCa11 eCa12 eCa13 eCa14 eCa15 eCa16 eCa17

NAE 1,99 0,00 1,76 7,20 2,84 6,51 7,36 4,49 2,88 8,50 0,24

NDE 5,71 9,18 12,00 9,36 12,00 10,80 2,26 12,00 9,36 8,40

NME 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 1,33 0,00 0,32 0,00

TpAE 0,00 0,08 0,40 0,60 6,16 10,40 1,00 10,64 2,00 0,00 6,60

TzAE 0,00 0,08 0,80 0,00 3,92 10,00 1,00 2,00 0,00 8,55

TgesAE 0,00 0,08 0,60 0,15 5,04 10,20 1,00 10,64 2,00 0,00 7,55

TgesAE-modif. 0,00 0,08 0,60 4,96 10,77 11,20 0,15 5,04 12,00 10,20 1,00 10,95 10,64 2,00 0,00 7,55 1,90

Stroma-Nah 5,76 0,00 0,00 0,00 0,33 0,00 0,72 6,00 1,88 6,00 1,00 0,00 2,00 7,20 0,84 0,00 0,00

Stroma-Fern 0,00 0,00 0,00 0,00 0,32 6,00 2,00 2,73 5,10 0,00 4,20 9,00 1,98 0,72 0,00

T.m.-Nah 2,88 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 1,00 0,00 0,00 0,00 0,00

T.m.-Fern 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 1,88 0,08 0,00 0,00

Int.-Nah 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00

Int.-Fern 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00

Emboli 0,00 0,00 2,56 10,44 12,00 0,00 12,00 5,28 8,58 4,86 0,00 2,31

MetZ 0,12 6,29 11,02 12,00 12,00 9,92 8,33 2,30

LnnMet 0,00 0,00 6,24 10,80 9,60 12,00 4,20 12,00 5,44 1,40 1,44

TgesMETZ 0,01 0,00 4,96 10,77 11,20 0,00 12,00 4,81 10,95 7,41 2,70 0,00 1,90

Anhang

213

9.2.2 MMP-2-„Scores“ in den Untersuchungsgruppen

Tab. 9.14 MMP-2-„Scores“ in der Kontrollgruppe (KG) und in hyperplastischem Mammagewebe (HYP)

MMP-2 Unverändertes Mammagewebe der Kontrolltiere (KG und hyperlastisches Mammagewebe (HYP)


NAE 3,90 0,48 0,84 0,00 2,88 3,64 6,44 2,30 1,08 0,06 0,06 0,20 0,80 0,59 0,04 0,00

NDE 1,76 0,28 3,04 0,50 2,42 4,48 8,32 1,84 0,00 0,00 0,96 1,44 2,10 1,32 0,12 0,24

NME 0,00 0,00 0,00 0,00 1,26 3,36 3,06 1,12 0,00 0,00 0,30 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00

StromaFern 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,04 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00

T.m.-Fern 0,24 4,76 0,00 4,18 2,08 8,33 9,18 0,00 7,22 0,00 1,60 0,00 0,00 0,00 0,88 0,64

Int.-Fern 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 2,00 1,20 0,00 1,26 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00

Tab. 9.15 MMP-2-„Scores“ in einfachen Adenomen (eAd)

MMP-2 Einfache Adenome (eAd)


NAE 0,24 0,00 0,12 0,18 0,00 0,00 1,50 0,48 0,00 1,00 0,70 0,04 0,15 0,06 0,15

NDE 0,38 0,28 0,72 0,42 0,25 0,16 4,00 0,50 0,00 4,20 4,38 0,00 0,40 0,24 0,28

NME 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 1,35 0,00 0,00 0,00 0,48 0,00 0,02 0,00 0,00

TpAE 5,40 0,00 1,76 0,00 0,18 0,80 2,88 0,16 0,00 5,40 2,42 1,70 1,12 0,00 1,64

TzAE 0,00 0,12 3,20 1,56 0,00 0,72 3,90 1,56 0,00 3,34 3,00 0,00 2,64 0,00 0,60

TgesAE 1,35 0,03 2,52 0,39 0,05 0,76 3,38 0,68 0,00 4,32 2,73 0,43 1,81 0,00 1,08

Stroma-Nah 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00

StromaFern 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00

T.m.-Nah 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 1,80 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00

T.m.-Fern 0,00 0,24 0,00 0,00 0,00 0,00 2,88 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00

Int.-Nah 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00

Int.-Fern 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00

214

A

nhang

Tab. 9.16 MMP-2-„Scores“ in komplexen Adenomen (kAd)

MMP-2 Komplexe Adenome (kAd)


NAE 1,46 1,46 0,21 0,30 0,88 0,12 0,00 0,36 0,70 5,70 0,12 0,10 0,25 0,64 0,00 0,00 0,00 2,00 0,00

NDE 1,40 1,76 0,73 0,36 2,04 0,84 1,08 0,00 0,22 5,76 1,80 0,80 0,90 0,12 0,24 0,00 0,00 2,00 0,00

NME 0,08 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 4,68 0,00 0,10 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00

TpAE 1,63 0,80 2,59 0,00 0,06 3,08 0,70 0,30 0,96 4,80 0,56 0,13 1,82 0,00 0,30 0,35 0,80 2,72 0,00

TzAE 0,56 0,56 1,96 0,00 0,00 0,00 3,12 0,08 0,60 1,60 0,44 0,00 1,28 0,00 0,34 0,06 0,00 1,80 0,00

TgesAE 1,02 0,68 2,31 0,00 0,02 0,77 1,70 0,18 0,78 3,00 0,52 0,03 1,58 0,00 0,33 0,19 0,20 2,24 0,00

TpME 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00

TzME 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00

Stroma-Nah 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,12 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00

StromaFern 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00

T.m.-Nah 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 1,50 0,00 6,80 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00

T.m.-Fern 4,00 0,00 0,00 0,64 0,00 0,00 0,00 0,16 0,00 6,80 0,00 0,00 1,76 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00

Int.-Nah 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 2,40 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00

Int.-Fern 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 1,92 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00

Tab. 9.17 MMP-2-„Scores“ in benignen Mischtumoren (bMMT)

MMP-2 Benigne Mischtumore (bMMT)


NAE 0,96 0,80 0,18 1,98 0,36 1,68 1,00 0,08 1,68 0,00 0,00 5,10 1,28

NDE 3,06 0,90 0,88 1,58 0,36 0,84 1,00 0,20 0,60 0,00 0,00 4,76 0,88

NME 0,00 0,60 0,00 0,00 0,00 0,00 0,60 0,00 0,00 0,00 0,00 0,80 0,00

TpAE 3,64 1,20 3,74 0,20 0,12 0,48 2,20 1,68 3,24 1,20 1,77 0,56 1,92 2,52

TzAE 2,60 0,00 3,74 0,00 0,18 0,00 1,54 1,12 3,84 0,00 0,20 0,08 0,00 0,70

TgesAE 3,12 0,30 3,74 0,05 0,15 0,12 1,89 1,43 3,53 0,30 0,79 0,27 0,48 1,52

TpME 1,44 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00

TpME 0,18 0,00 0,00 0,00 0,00 0,02 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00

Stroma-Nah 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00

StromaFern 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00

T.m.-Nah 7,20 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00

T.m.-Fern 1,33 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,98 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00

Int.-Nah 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00

Int.-Fern 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00

Chondro 0,75 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00

Anhang

215

Tab. 9.18 MMP-2-„Scores“ komplexen Karzinomen (kCa)

MMP-2 Komplexe Karzinome (kCa)


NAE 0,00 1,68 0,00 2,20 0,12 0,15 1,68 0,00 1,68 0,15 0,75 0,98 0,90 0,04 1,56 0,48 0,40

NDE 0,00 1,20 0,00 3,67 0,00 0,00 3,42 0,00 1,10 0,26 0,24 0,15 1,40 0,24 2,42 0,12 0,40

NME 1,38 4,80 0,00 3,44 0,00 0,00 2,10 0,00 2,60 0,00 0,12 0,04 0,08 0,00 0,00 0,00 0,00

TpAE 2,34 1,20 0,08 3,60 0,00 0,80 0,20 0,27 0,18 0,00 1,08 0,00 0,48 0,84 0,30 0,24 2,34

TzAE 1,60 3,52 0,08 4,20 0,00 0,06 0,16 0,08 0,00 0,00 0,80 2,00 0,70 1,80 4,16 0,36 2,08

TgesAE 1,96 2,33 0,08 3,92 0,00 0,33 0,18 0,16 0,05 0,00 0,94 0,50 0,61 1,28 1,68 0,32 2,21

TpME 1,80 0,04 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,32 0,00 0,00

TpME 1,92 0,04 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,04 0,00

Stroma-Nah 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00

StromaFern 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,24 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00

T.m.-Nah 1,20 2,52 0,00 2,00 0,00 0,00 0,72 0,00 6,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 4,00 0,00 0,00

T.m.-Fern 1,44 9,50 0,00 4,48 0,00 0,00 3,52 0,00 5,10 0,00 0,00 0,00 1,00 0,00 1,10 0,00 0,00

Int.-Nah 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00

Int.-Fern 0,00 0,60 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00

Tab. 9.19 MMP-2-„Scores“ einfachen Karzinomen (eCa)

MMP-2 Einfache Karzinome (eCa)


NAE 0,18 0,38 1,20 5,10 1,26 0,24 0,00 0,00 0,12 0,00 0,42 0,00

NDE 0,00 0,47 4,16 0,84 0,32 0,24 2,40 0,08 0,10 0,56 0,00

NME 0,06 0,00 0,00 0,00 0,06 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00

TpAE 0,00 0,00 0,00 2,00 0,00 0,56 0,96 0,00 0,00 0,00 0,20 1,76

TzAE 0,00 0,00 0,00 2,00 0,00 0,16 0,00 0,00 0,00 0,08 0,00 1,28

TgesAE 0,00 0,00 0,00 2,00 0,00 0,36 0,24 0,00 0,00 0,02 0,05 1,52

TgesAE-modif. 0,00 0,00 0,00 2,00 0,07 0,05 0,00 0,36 1,39 0,24 0,00 0,06 0,00 0,02 0,05 1,52 0,07

Stroma-Nah 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00

StromaFern 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,80 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00

T.m.-Nah 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 1,00 0,00 0,80 0,00 0,00 0,40 0,00 0,03 0,00 0,00 0,00

T.m.-Fern 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,80 0,00 0,00 0,40 0,00 0,03 0,00 0,00 0,00

Int.-Nah 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00

Int.-Fern 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00

Emboli 0,00 0,00 0,30 0,00 0,48 0,00 1,19 0,00 0,00 0,00 0,00

MetZ 0,00 0,00 0,00 0,60 0,00 0,24 0,00 0,00 0,67

LnnMet 0,00 0,00 0,63 0,00 0,00 1,60 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00

TgesMETZ 0,00 0,00 0,21 0,07 0,05 0,00 1,39 0,00 0,06 0,00 0,00 0,07

216

A

nhang

9.2.3 MMP-9-„Scores“ in den Untersuchungsgruppen


MMP-9 Unverändertes Mammagewebe der Kontrollgruppe (KG) und hyperplastisches Mammagewebe (HYP)


NAE 0,00 0,00 0,00 0,00 1,76 0,00 6,12 0,00 1,82 0,88 0,00 0,00 1,70 0,64 0,70 0,00

NDE 0,00 0,00 0,00 0,00 0,48 0,00 6,46 0,00 3,24 1,00 4,42 2,38 1,15 2,52 0,56 0,90

NME 0,00 0,00 0,00 0,00 5,10 0,00 2,24 0,84 1,54 0,80 1,90 0,00 0,64 0,48

StromaFern 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 1,50 0,00 0,88 0,00 0,00 0,00

T.m.-Fern 0,00 3,60 2,66 0,30 4,20 3,12 7,60 1,96 8,64 9,12 8,80 5,32 4,16 3,50 3,64 1,60

Int.-Fern 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 1,44 1,32 2,56 0,00 1,44 0,00 0,00 0,00




NAE 0,00 1,56 0,00 1,20 0,56 0,40 0,36 0,00 0,56 0,99 1,95 0,28 0,04 0,00 0,64

NDE 1,56 2,38 0,00 2,08 2,70 4,60 0,00 1,20 2,40 5,70 2,40 0,00 0,00 0,60 1,20

NME 0,64 3,30 0,00 1,44 1,50 0,39 0,24 0,00 1,28 2,25 1,96 0,00 0,00 0,18 0,00

TpAE 0,88 0,00 0,48 2,72 0,00 3,40 0,00 2,40 0,00 1,20 2,56 2,52 0,00 0,00 0,00

TzAE 0,00 0,00 0,16 2,72 0,00 2,72 0,00 3,00 0,00 0,00 2,72 0,36 0,96 0,00 0,08

TgesAE 0,22 0,00 0,32 2,72 0,00 3,06 0,00 2,70 0,00 0,30 2,64 1,20 0,24 0,00 0,02

Stroma-Nah 0,00 0,00 0,00 1,13 0,00 0,75 0,00 0,00 0,00 0,00 0,80 0,00 0,00 0,00 0,00

StromaFern 0,00 2,00 0,00 1,44 2,00 0,00 0,00 0,00 0,00 1,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00

T.m.-Nah 2,38 4,68 0,00 1,80 2,50 0,00 2,52 2,50 4,48 0,00 2,63 0,00 0,00 0,00 0,00

T.m.-Fern 4,76 5,76 3,20 3,51 2,33 2,76 3,52 2,25 3,06 5,32 3,24 0,00 1,42 1,00 0,00

Int.-Nah 1,20 0,00 0,00 0,19 1,50 4,00 0,00 0,00 0,00 2,20 4,00 0,00 0,00 0,00 0,00

Int.-Fern 1,30 1,56 0,00 2,49 0,00 2,76 0,00 0,00 0,00 3,51 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00

Anhang

217

Tab. 9.22 MMP-9-„Scores“in komplexen Adenomen (kAd)



NAE 0,50 0,00 0,36 0,00 2,86 0,00 1,20 1,00 2,16 4,56 0,00 0,20 0,00 2,40 2,00 0,00 0,00 0,00 0,00

NDE 0,60 0,00 1,32 1,68 1,68 0,00 0,42 1,40 0,80 8,00 0,70 0,90 0,00 0,00 3,04 0,00 0,00 0,00 0,00

NME 0,20 0,00 0,60 0,00 1,00 0,00 0,75 0,00 1,20 5,40 0,56 0,00 0,00 0,75 2,08 0,00 0,40 0,00 0,00

TpAE 0,20 0,00 0,00 0,00 2,88 0,00 0,00 1,20 2,56 2,88 0,00 0,00 5,40 0,24 1,62 0,80 0,00 1,40 0,00

TzAE 0,04 0,00 0,00 0,00 1,00 0,00 0,00 0,00 1,62 1,82 0,00 0,00 5,76 0,00 1,08 0,60 0,00 1,40 0,00

TgesAE 0,11 0,00 0,00 0,00 1,85 0,00 0,00 0,30 2,13 2,33 0,00 0,00 5,58 0,06 1,35 0,70 0,00 1,40 0,00

TpME 0,00 0,00 0,00 0,00 0,88 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 2,40 0,00 0,00 0,00 0,00 1,20 0,00

TzME 0,02 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 1,80 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00

Stroma-Nah 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,98 0,24 1,12 0,00 0,00 1,98 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00

StromaFern 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,24 0,40 1,60 0,00 0,00 0,95 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00

T.m.-Nah 0,00 0,00 0,64 2,63 1,68 0,00 0,00 1,80 2,88 2,25 1,92 0,00 5,10 0,00 4,00 0,00 1,50 0,00

T.m.-Fern 0,36 0,00 3,06 2,00 2,88 0,90 0,00 2,56 4,08 2,72 1,68 0,00 3,08 0,00 2,88 0,90 0,56 2,88 0,72

Int.-Nah 0,00 0,00 0,00 0,00 0,08 0,00 0,00 0,00 0,72 2,25 0,48 0,00 3,60 0,00 4,00 0,00 0,00 0,00

Int.-Fern 0,00 0,00 0,00 0,36 0,00 0,08 0,00 1,44 2,34 0,00 1,00 0,00 0,00 0,00 1,96 0,00 0,00 0,00 0,00




NAE 0,00 6,10 3,04 1,50 0,00 4,80 5,04 0,00 0,30 0,00 1,08 2,80 3,00

NDE 0,00 10,80 4,80 2,46 0,00 4,50 8,96 0,00 0,00 0,34 1,60 3,20 2,63

NME 0,00 8,55 3,20 0,00 0,90 5,40 4,48 0,00 0,08 1,76 1,05 1,92 2,67

TpAE 1,50 3,00 7,20 3,78 4,80 2,08 5,40 8,74 1,82 1,00 3,40 1,10 2,10 3,90

TzAE 0,80 2,88 7,68 1,00 1,82 5,12 8,36 3,90 0,60 1,80 0,00 1,50 1,68

TgesAE 1,13 2,97 7,56 2,17 3,19 2,08 5,27 8,55 2,80 0,80 2,57 0,28 1,79 2,76

TpME 1,08 0,85 1,10 2,34 4,80 3,00 7,20 3,00 1,00 0,00 0,00 0,00 1,00 2,50

TzME 0,96 0,64 1,58 1,82 3,50 4,52 2,20 2,24 0,00 0,00 0,00 1,00 0,00

Stroma-Nah 0,00 2,75 1,32 1,56 0,00 0,00 2,80 2,10 0,00 0,00 0,12 0,00 0,00

StromaFern 0,00 3,36 0,70 0,00 0,00 1,76 2,24 0,00 0,00 0,06 1,39 1,00 1,40

T.m.-Nah 2,10 11,32 8,36 8,40 4,68 0,00 6,48 10,68 2,25 0,00 0,12 2,25 0,70

T.m.-Fern 4,00 12,00 9,60 2,80 6,00 12,00 1,96 0,00 0,12 5,10 7,98 1,96

Int.-Nah 0,00 2,76 3,30 3,80 0,67 0,00 0,56 4,29 0,00 0,00 0,00 0,00 0,90

Int.-Fern 0,00 3,51 2,08 0,00 1,68 6,00 0,00 0,00 0,18 3,00 7,56 0,00

Chondro 1,00 0,84 0,80 0,40 0,00 2,79 0,88 3,45 0,78 0,12 0,96 1,00 0,00 1,50

218

A

nhang

Tab. 9.24 MMP-9-„Scores“ in komplexen Karzinomen (kCa)



NAE 1,92 0,24 7,00 2,10 2,00 0,00 0,00 2,40 0,30 0,00 0,00 0,00 0,32 4,08 0,42 0,50

NDE 3,24 0,88 6,68 0,00 2,08 0,00 0,00 3,12 1,17 0,00 0,00 0,04 0,00 3,60 0,36 0,40

NME 3,24 0,90 10,00 0,00 0,60 0,00 0,00 1,63 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 1,68 0,00 0,00

TpAE 0,00 0,00 0,64 8,00 2,00 0,75 1,04 1,00 2,80 0,00 0,64 0,00 0,00 0,60 3,60 0,60 2,10

TzAE 0,00 0,00 0,00 5,60 2,40 1,00 0,00 0,27 0,00 0,18 0,00 0,00 0,00 0,70 2,72 0,00 0,80

TgesAE 0,00 0,00 0,16 6,80 2,20 0,88 0,26 0,59 0,70 0,05 0,16 0,00 0,00 0,66 3,15 0,15 1,38

TpME 0,00 0,00 0,00 1,60 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,10 0,00 0,00 0,00 1,60 0,00 0,00

TzME 0,00 0,00 0,00 2,25 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,10 0,00 0,00 0,00 0,96 0,00 0,00

Stroma-Nah 0,00 0,00 0,00 1,88 0,00 0,40 2,73 0,00 1,60 0,60 0,00 0,00 0,00 0,00 3,67 0,00 0,00

StromaFern 0,00 3,00 0,00 2,50 0,00 0,50 2,24 0,24 2,20 0,30 0,00 0,00 0,00 0,00 1,98 0,00 0,00

T.m.-Nah 1,56 0,00 0,00 12,00 3,13 0,00 0,64 0,00 1,88 1,56 2,86 0,00 0,00 0,00 2,44 1,40 0,00

T.m.-Fern 3,20 1,60 2,10 10,50 3,00 4,48 0,96 3,06 1,96 1,82 0,00 0,00 0,12 0,64 4,18 0,36 1,92

Int.-Nah 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,75 0,00 0,00

Int.-Fern 0,88 0,00 0,00 0,00 1,50 1,32 0,00 1,58 0,00 0,18 0,00 0,00 0,00 0,00 1,40 0,00 0,00

Tab. 9.25 MMP-9-„Scores“ in einfachen Karzinomen (eCa)



NAE 5,40 0,00 0,00 1,20 0,00 0,00 0,00 0,48 0,00 0,46 0,00

NDE 7,60 0,00 1,08 0,00 2,76 0,00 1,96 0,00 0,39 0,00

NME 4,32 0,00 0,40 0,18 1,44 0,00 0,80 0,00 0,35 0,04

TpAE 0,00 0,90 0,04 2,00 0,44 1,50 1,00 0,00 0,04 2,00 0,00 0,39 1,80

TzAE 0,00 0,04 0,04 2,00 0,00 0,00 1,00 0,00 0,04 2,00 0,00 0,00 1,80

TgesAE 0,00 0,43 0,04 2,00 0,11 0,37 1,00 0,00 0,04 2,00 0,00 0,10 1,80

TgesAE-modif. 0,00 0,43 0,04 2,00 3,58 0,84 0,11 0,37 1,45 1,00 0,00 1,13 0,04 2,00 0,00 0,10 1,80

Stroma-Nah 0,00 0,00 0,00 0,00 4,38 0,00 0,00 0,00 1,93 1,88 0,04 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00

StromaFern 1,50 0,00 1,82 3,00 2,16 0,00 1,93 1,88 0,04 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00

T.m.-Nah 4,42 4,38 0,00 0,00 7,88 2,63 2,25 2,63 7,50 2,88 0,08 2,22 0,00 0,00 5,25 0,00 5,04

T.m.-Fern 10,40 0,00 3,00 10,00 2,63 6,00 6,59 0,00 0,36 5,18 0,90 0,00 3,24 3,00

Int.-Nah 2,25 2,25 0,00 0,00 3,50 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00

Int.-Fern 2,23 0,00 0,00 3,00 0,00 0,00 0,33 0,00 0,00 2,06 0,00 0,00 0,00 0,00

Emboli 0,21 4,00 0,89 6,40 0,12 4,50 0,18 0,33 3,00 2,28

MetZ 0,00 0,00 4,40 0,96 4,50 0,06 0,00 1,88

LnnMet 0,22 1,43 0,80 1,00 2,00 0,08 0,40 0,00 0,50 0,70 0,00

TgesMETZ 0,10 1,15 0,89 3,58 0,84 1,45 0,28 1,13 0,26 0,73 0,95

Anhang

219

9.2.4 MMP-14-„Scores“ in den Unteruchungsgruppen


MMP-14 Unverändertes Mammagewebe der Kontrollgewebe (KG) und hyperplastisches Mammagewebe (HYP)


NAE 10,26 3,12 1,44 0,40 4,56 3,20 2,20 0,70 7,04 2,00 6,84 2,20 2,40 5,32 8,80 8,00

NDE 9,60 4,42 0,98 0,32 6,84 4,00 3,08 1,82 9,00 2,20 7,20 4,08 2,42 9,00 8,00 7,20

NME 3,80 0,40 2,20 2,72 0,00 0,00 4,16 1,60 3,20 0,00 1,60 3,36 1,60

StromaFern 0,56 1,44 0,00 0,00 1,00 0,00 0,00 0,20 0,72 0,00 0,96 0,60 0,00 0,16 2,24 2,40

T.m.-Fern 1,60 0,00 0,00 0,00 1,92 0,80 0,80 0,00 2,16 0,80 6,40 1,92 0,00 1,68 5,60 4,80

Int.-Fern 3,96 0,98 0,16 0,00 1,20 0,00 0,00 1,10 2,38 0,32 8,00 4,56 0,00 1,82 4,00 5,20




NAE 4,48 8,32 2,34 6,12 3,64 4,50 7,14 8,28 6,46 7,20 3,80 3,60 2,56 6,80 5,70

NDE 7,20 8,64 14,40 6,40 6,00 5,44 6,08 10,40 6,00 8,00 4,94 5,76 3,08 7,22 5,76

NME 1,40 5,76 0,00 0,20 0,00 3,84 3,96 1,32 5,44 4,48 2,24 2,25 0,00 4,48 1,12

TpAE 8,96 10,00 10,00 7,22 4,76 5,78 11,20 7,56 3,74 0,30 11,20 5,04 4,16 8,16 8,21

TzAE 6,30 9,60 5,32 7,60 1,44 4,48 3,64 3,80 1,80 0,30 11,20 4,56 4,42 2,88 5,44

TgesAE 7,60 9,80 7,61 7,41 2,90 5,12 6,97 5,74 2,70 0,30 11,20 4,81 4,29 5,22 6,76

Stroma-Nah 0,00 6,12 1,44 1,68 0,00 1,96 0,00 3,74 3,08 0,00 1,32 1,32 0,40 2,24 0,00

StromaFern 0,00 0,84 0,00 1,44 0,25 0,84 0,96 2,24 0,75 0,96 0,00 0,64 0,00 1,40 1,26

T.m.-Nah 1,40 6,84 0,00 0,00 4,94 0,00 0,00 5,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 1,92 0,00

T.m.-Fern 0,00 3,20 0,00 0,90 4,56 0,00 0,00 5,20 0,48 4,00 0,00 2,70 0,00 1,40 2,40

Int.-Nah 0,00 7,48 0,00 0,00 4,20 0,00 3,05 8,00 2,68 0,00 1,00 1,04 0,00 2,24 3,10

Int.-Fern 0,00 6,08 0,00 0,00 2,70 1,80 2,16 6,40 1,68 5,12 0,00 0,00 0,00 1,80 2,08

220

A

nhang

Tab. 9.28 MMP-14-„Scores“ in komplexen Adenomen (kAd)



NAE 5,32 8,00 5,10 5,12 9,00 6,84 10,40 4,50 5,04 4,16 9,20 5,32 4,00 2,20 8,00 6,80 3,60 6,46 3,52

NDE 4,18 9,00 8,68 10,00 7,50 7,56 7,48 0,40 5,40 7,14 8,00 6,46 4,00 3,36 7,48 4,56 5,78 9,20 3,08

NME 1,00 3,36 4,80 4,60 4,80 3,36 4,16 0,00 1,10 0,00 2,88 0,32 1,80 0,00 5,10 0,64 3,00 0,72 0,70

TpAE 4,76 5,32 5,76 8,55 2,70 8,36 3,36 2,34 3,92 5,40 5,60 5,44 3,40 0,54 8,80 9,20 6,40 5,78 4,42

TzAE 4,08 4,32 4,48 8,55 5,44 6,84 2,88 1,00 2,40 5,70 4,16 4,32 2,31 0,00 8,00 7,20 1,98 5,40 4,42

TgesAE 4,50 4,81 5,12 8,55 4,03 7,59 3,12 1,61 3,12 5,55 4,95 4,93 2,85 0,14 8,40 8,20 3,88 5,60 4,42

TpME 0,00 0,84 0,00 3,50 0,00 0,12 0,00 0,00 0,00 0,00 3,60 0,80 0,00 0,00 0,84 1,68 1,26 0,00 0,00

TzME 0,00 0,50 0,25 1,35 4,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,60 0,00 0,00 0,00 0,00

Stroma-Nah 0,00 2,08 3,64 1,44 0,54 0,32 0,12 1,68 0,00 0,00 1,80 0,98 0,32 0,00 4,50 0,60 0,00 0,60 2,24

StromaFern 0,72 0,70 1,56 0,84 0,60 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,40 0,40 0,00 2,34 0,70 0,56 0,00 0,60

T.m.-Nah 0,00 0,32 3,60 0,00 4,00 3,60 0,00 0,00 0,00 0,00 1,40 0,90 0,00 0,00 2,40 0,00 0,00 0,00 0,00

T.m.-Fern 0,00 0,48 4,40 2,68 6,00 0,00 2,88 0,00 0,16 0,00 0,00 1,92 0,08 0,00 2,38 0,00 0,96 0,00 4,00

Int.-Nah 0,00 2,72 5,60 2,67 3,39 6,08 0,64 0,00 0,00 0,00 2,04 0,80 0,00 0,00 2,70 0,00 0,00 0,00 3,30

Int.-Fern 0,00 2,52 4,20 2,73 1,98 0,00 0,16 0,00 0,00 0,00 0,00 2,52 0,00 0,00 3,80 0,42 0,70 0,00 2,40




NAE 2,10 2,16 7,04 10,00 6,40 9,20 11,60 8,64 8,32 5,60 7,14 2,52 5,78

NDE 0,30 3,00 11,20 5,20 7,22 10,00 11,60 9,72 7,92 3,20 8,28 2,52 6,08

NME 0,20 0,00 1,50 2,04 1,20 3,20 6,46 0,40 5,76 0,00 2,28 0,00 0,00

TpAE 0,32 5,28 2,88 5,10 4,50 6,46 11,60 11,20 9,12 6,12 5,20 8,36 2,64 8,80

TzAE 0,00 2,80 3,52 5,76 4,76 9,12 9,88 10,08 6,48 5,20 4,48 4,50 7,20

TgesAE 0,08 3,96 3,20 5,45 4,64 6,46 10,34 10,53 9,62 6,30 5,20 6,27 3,51 7,98

TpME 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 2,08 1,00 2,52 1,26 0,00 2,24 0,00 0,00

TzME 0,00 0,00 0,00 0,00 1,54 0,00 0,00 0,00 0,00 0,75 0,00 0,00 0,60

Stroma-Nah 0,00 2,72 1,12 0,00 0,00 1,68 3,42 7,60 1,54 2,88 0,00 4,16 0,00 0,00

StromaFern 0,00 1,44 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,96 0,00 2,88 0,00 0,00

T.m.-Nah 0,00 0,00 2,00 2,25 0,00 0,00 3,60 6,00 0,00 1,44 0,00 0,00 0,00 0,00

T.m.-Fern 0,00 0,00 0,00 0,00 2,10 0,00 0,72 0,36 3,42 0,00 0,00 0,00 0,00

Int.-Nah 0,12 1,26 0,42 0,96 3,00 0,00 3,04 5,76 1,32 1,80 0,00 2,72 0,00 1,10

Int.-Fern 0,00 0,56 0,00 0,00 1,82 0,00 1,96 0,56 4,08 0,00 3,74 0,00 0,00

Chondro 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00

Anhang

221

Tab. 9.30 MMP-14-„Scores“ in komplexen Karzinomen (kCa)



NAE 6,80 1,44 10,00 0,00 9,50 7,98 1,40 8,64 8,40 6,40 8,40 3,08 4,16 8,74 7,20 8,80

NDE 7,20 2,40 0,25 10,00 6,12 0,65 7,14 8,40 2,88 8,80 2,24 3,60 10,00 3,20 9,50

NME 2,64 0,00 0,00 3,00 0,75 0,00 3,64 4,08 1,20 0,00 1,80 1,98 1,60 7,20

TpAE 10,00 2,80 7,92 12,00 3,06 7,50 1,26 5,10 7,56 7,14 8,00 2,52 3,20 5,04 10,09 6,12 8,19

TzAE 4,00 5,10 2,34 11,20 0,00 5,10 1,92 2,04 3,60 6,84 4,76 3,60 3,12 2,64 5,78 10,40 5,12

TgesAE 7,00 3,88 4,81 11,60 0,77 6,30 1,58 3,57 5,58 7,02 6,29 3,04 3,19 3,77 7,83 8,14 6,77

TpME 1,12 0,40 2,34 8,00 1,82 0,00 2,10 0,30 0,00 3,20 1,20 0,12 0,00 7,39 1,40 5,92

TzME 1,12 0,00 0,00 6,40 0,00 0,00 0,00 0,00 0,32 3,60 0,80 1,20 0,00 3,13 1,00 0,60

Stroma-Nah 2,40 0,00 4,50 3,40 0,00 2,64 0,00 2,04 1,60 2,70 1,82 0,00 0,00 0,00 3,74 0,96 3,06

StromaFern 2,64 0,32 0,00 0,00 0,00 0,00 0,60 1,12 0,00 0,00 0,00 0,96 1,98 1,00 0,00

T.m.-Nah 2,60 0,24 4,00 2,38 0,00 6,00 0,00 0,32 0,00 4,32 0,00 0,00 0,00 0,00 5,44 7,60 0,00

T.m.-Fern 4,48 0,00 0,00 0,00 3,60 0,00 0,00 3,42 0,00 0,00 0,00 0,00 6,09 0,36 0,80

Int.-Nah 1,44 0,00 0,00 2,70 0,00 1,08 0,00 0,08 0,48 1,92 0,00 0,00 0,00 0,00 2,38 1,00 0,80

Int.-Fern 3,36 0,00 0,00 0,00 1,68 0,00 0,00 0,00 0,36 0,42 0,00 0,00 2,25 0,04 0,84

Tab. 9.31 MMP-14-„Scores“ in einfachen Karzinomen (eCa)



NAE 0,72 0,00 5,76 8,00 8,28 10,00 5,20 6,12 6,12 4,42 4,68 3,60

NDE 8,00 0,00 6,84 8,80 10,00 8,00 5,40 7,56 1,30 4,48 4,56 4,80

NME 2,20 0,00 3,12 6,00 2,80 3,00 0,00 3,75 0,80 3,12

TpAE 3,12 1,80 3,40 7,22 10,80 7,20 5,70 2,42 3,84 4,48 7,56

TzAE 2,86 0,40 2,20 6,00 5,20 5,00 3,74 1,98 4,68 3,12

TgesAE 2,99 1,10 2,80 6,63 8,00 6,13 4,68 2,20 4,25 3,77 7,56

TgesAE-modif. 2,99 1,10 2,80 4,57 7,96 4,57 6,63 8,00 7,00 6,13 4,68 3,15 2,20 4,25 3,77 7,56 8,10

Stroma-Nah 3,06 0,40 2,60 0,00 5,04 6,00 2,86 6,84 8,80 2,34 6,60 1,68 0,96 2,88 1,26 5,44 0,00

StromaFern 0,16 0,72 0,00 5,10 5,78 1,28 0,00 0,00 0,75 0,00 2,00 1,28 0,00

T.m.-Nah 0,80 4,08 7,20 0,00 6,80 10,00 8,00 6,80 7,60 4,50 2,04 0,00 4,18 0,00 3,06 0,72 0,00

T.m.-Fern 6,84 2,60 0,00 4,00 7,20 4,20 0,00 0,16 3,80 1,20 2,33 1,12 0,16

Int.-Nah 2,28 0,64 4,76 0,00 6,00 10,00 4,00 7,48 7,60 6,00 1,92 0,00 0,32 0,80 4,40 1,12 0,00

Int.-Fern 5,32 0,96 0,00 6,08 9,60 2,60 1,98 0,00 0,24 0,56 2,64 2,20 0,00

Emboli 6,08 4,32 4,38 8,28 5,44 4,50 8,00 4,76 4,80 5,55 2,00 8,64

MetZ 6,08 4,68 3,60 3,60 9,20

LnnMet 9,50 6,00 4,48 7,60 4,76 6,00 4,20 2,66 3,08 1,90 7,56

TgesMETZ 7,22 5,13 4,57 7,96 4,57 4,50 7,00 4,50 3,15 3,92 5,49 2,00 8,10

222

A

nhang

9.2.5 TIMP-1-„Scores“ in den Untersuchungsgruppen

Tab. 9.32 TIMP-1-„Scores“ in der Kontrollgruppe (KG) und in hyperplastischem Mammagewebe (HYP)

TIMP-1 Unverändertes Mammagewebe der Kontrollgruppe (KG) und hyperplastisches Mammagewebe (HYP)

Lokalisation KG1 KG2 KG3 KG4 KG5 KG6 KG7 KG8 KG9 lobHP1 lobHP2 lobHP3 lobHP4 lobHP5 lobHP6 lobHP7

NAE 5,44 3,57 5,25 0,00 2,73 2,34 1,15 0,32 1,40 0,51 3,91 0,42 3,14 3,78 2,55 2,88

NDE 5,00 3,06 3,89 0,00 1,19 3,30 1,78 0,29 2,52 4,14 7,20 2,31 3,91 6,84 3,40 1,96

NME 9,36 2,40 2,70 0,00 2,00 3,25 0,78 0,28 0,00 3,85 3,85 4,96 4,62 4,63 4,03 4,00

StromaFern 0,00 2,67 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,32 1,28 0,00 0,04 0,00 0,00 0,00

T.m.-Fern 11,32 11,32 8,00 3,84 10,40 9,20 6,00 4,56 4,40 12,00 12,00 7,20 9,60 8,80 8,36 9,20

In.-Fern 1,10 3,50 0,89 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 2,73 8,80 2,86 0,80 0,08 3,06 1,60

Tab. 9.33 TIMP-1-„Scores“ in einfachen Adenomen (eAd)

TIMP-1 Einfache Adenome (eAd)


NAE 4,08 3,32 2,63 7,60 1,44 2,76 2,88 2,22 0,80 2,30 5,58 0,80 1,56 0,92 2,86

NDE 6,46 4,40 4,21 6,48 0,00 6,48 3,06 6,08 2,08 3,99 4,76 1,44 2,46 1,30 3,93

NME 7,40 4,73 3,96 8,50 1,32 5,18 1,98 5,01 2,56 5,43 7,92 1,88 0,50 1,72 2,40

TpAE 3,96 2,63 6,12 7,20 0,04 5,79 4,14 9,60 0,00 3,57 4,32 1,68 1,56 0,00 4,08

TzAE 3,24 3,00 6,12 7,99 0,00 4,50 1,14 5,44 0,00 3,06 2,97 0,00 0,67 0,00 1,28

TgesAE 3,60 2,82 6,13 7,60 0,01 5,20 2,41 7,40 0,00 3,32 3,62 0,42 1,07 0,00 2,64

Stroma-Nah 0,00 3,66 0,00 0,00 0,00 3,38 0,50 2,63 1,13 0,00 1,08 0,00 0,00 0,00 0,50

StromaFern 2,25 0,00 0,00 0,70 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,18 0,50 0,00 0,00 0,00 0,67

T.m.-Nah 8,68 11,00 8,00 7,32 3,96 10,50 7,96 12,00 10,00 5,00 8,00 9,00 4,00 8,00 9,00

T.m.-Fern 10,08 10,68 9,12 10,52 5,51 7,98 11,32 12,00 9,86 6,12 11,20 8,00 6,12 7,20 12,00

Int.-Nah 5,32 10,00 5,32 4,38 0,00 5,25 0,00 10,68 2,67 4,29 1,88 0,00 0,00 0,00 0,00

Int.-Fern 7,20 2,76 3,52 6,11 0,00 2,25 3,67 7,56 3,25 2,08 1,40 0,00 0,00 0,00 0,00

Anhang

223

Tab. 9.34 TIMP-1-„Scores“ in komplexen Adenomen (kAd)

TIMP-1 Komplexe Adenome (kAd)


NAE 0,59 0,00 0,00 0,84 1,98 0,00 3,00 0,00 3,92 4,32 2,24 0,00 3,20 2,80 1,50 4,88 0,00 0,84 0,00

NDE 0,25 0,00 5,20 4,48 0,40 5,76 3,06 4,42 2,08 4,32 0,72 1,68 3,40 3,60 6,00 4,32 0,00 1,20 0,00

NME 0,10 0,00 5,10 2,86 0,12 3,05 3,20 1,12 3,12 2,86 1,79 2,00 3,80 3,60 4,20 1,80 1,62 0,64 0,00

TpAE 0,00 0,48 2,79 0,00 3,00 4,32 1,00 3,60 2,60 1,44 2,10 0,36 6,40 0,00 5,78 2,56 0,04 3,84 0,00

TzAE 0,00 0,00 0,00 0,12 0,00 5,12 1,76 0,64 0,00 0,00 1,20 0,00 2,75 0,00 4,32 0,80 0,00 5,60 0,00

TgesAE 0,00 0,12 0,70 0,03 0,75 4,76 1,37 1,90 0,65 0,36 1,63 0,09 4,46 0,00 5,08 1,56 0,01 4,68 0,00

TpME 0,00 0,00 5,04 0,00 0,80 2,08 0,53 4,00 2,88 0,00 0,72 0,00 6,00 0,00 0,00 0,00 0,00 2,16 0,00

TzME 0,00 0,00 1,20 0,00 0,00 3,60 0,00 0,00 0,00 0,00 0,89 0,00 0,90 0,00 0,25 0,00 0,00 2,86 0,00

Stroma-Nah 0,00 0,00 0,56 0,00 0,00 0,00 0,00 2,67 0,70 0,00 0,00 0,00 2,00 0,00 3,00 0,00 0,00 0,00 0,00

StromaFern 0,00 0,00 0,40 0,00 0,00 0,00 0,00 2,00 0,00 2,00 0,00 0,00 2,00 0,00 1,13 0,00 0,00 0,00 0,00

T.m.-Nah 12,00 7,00 11,20 5,32 4,50 9,50 0,00 11,31 10,26 8,00 6,13 4,01 7,50 6,00 10,00 4,50 0,00 9,00 0,00

T.m.-Fern 2,86 7,00 12,00 9,72 4,50 8,00 11,01 11,02 10,26 11,60 4,50 7,00 9,18 7,92 7,20 10,40 0,00 10,80 5,88

Int.-Nah 0,00 0,00 0,00 2,80 0,00 0,80 0,00 0,00 1,10 0,50 0,88 0,00 4,00 0,00 1,00 0,00 0,00 0,75 0,00

Int.-Fern 0,08 0,00 1,17 2,88 0,00 4,88 1,00 0,00 1,00 3,52 0,42 0,00 2,60 0,00 1,40 1,20 0,00 0,30 0,00

Tab. 9.35 TIMP-1-„Scores“ in benignen Mischtumoren (bMMT)

TIMP-1 Benigne Mischtumore (bMMT)


NAE 0,24 3,60 1,00 2,38 2,80 6,12 3,12 0,90 1,26 3,60 3,90 0,04 5,10

NDE 1,44 3,60 2,21 3,99 1,54 4,18 4,76 3,60 1,98 3,00 3,84 0,04 5,10

NME 0,20 3,30 4,40 0,00 2,40 7,40 3,00 3,36 4,20 1,28 2,60 0,45 4,80

TpAE 0,98 4,76 5,70 4,42 7,48 7,04 7,20 7,36 3,52 1,67 10,00 2,80 0,00 6,46

TzAE 2,64 3,20 4,42 1,80 4,20 6,00 7,82 5,44 0,24 4,80 1,17 0,00 6,35

TgesAE 1,71 4,05 5,04 3,04 5,76 7,04 6,65 7,59 4,46 0,88 7,18 1,92 0,00 6,41

TpME 3,64 1,80 3,47 3,08 5,63 8,84 5,70 4,48 5,28 0,70 3,20 2,42 0,00 2,40

TzME 2,24 0,18 2,00 1,34 0,00 7,00 6,09 5,88 0,00 3,90 0,90 0,00 1,92

Stroma-Nah 0,00 0,00 0,80 0,00 0,84 3,00 1,35 4,16 0,00 1,88 1,60 3,00 0,00 0,00

StromaFern 0,00 2,00 1,95 0,00 1,44 0,00 0,00 0,00 0,25 2,00 0,00 1,00

T.m.-Nah 8,32 8,33 4,20 6,25 7,13 3,94 11,60 12,00 5,79 5,70 8,33 8,49 3,00 6,88

T.m.-Fern 9,72 8,64 9,50 5,40 10,26 11,20 10,64 8,10 3,00 11,02 11,01 4,38 10,00

Int.-Nah 0,00 0,00 0,00 0,00 0,33 0,06 3,25 1,79 5,00 1,12 2,50 0,00 0,00 0,00

Int.-Fern 0,00 0,36 0,00 0,00 0,32 2,44 0,64 0,00 0,00 3,52 1,79 0,00 1,00

Chondro 4,50 0,08 1,01 4,11 1,88 3,56 2,55 4,84 6,75 0,50 1,69 3,00 0,00 0,63

224

A

nhang

Tab. 9.36 TIMP-1-„Scores“ in komplexen Karzinomen (kCa)

TIMP-1 Komplexe Karzinome (kCa)


NAE 1,95 0,50 4,42 1,68 3,84 0,00 0,00 3,50 0,43 0,08 0,56 1,80 2,00 0,80 3,30 2,70

NDE 1,39 6,56 4,01 0,00 5,25 0,91 0,00 1,52 3,11 0,42 0,24 2,10 2,70 2,24 2,40 0,00

NME 9,12 3,00 7,00 2,33 4,32 0,00 0,00 4,13 3,11 0,00 0,00 3,60 2,89 0,56 3,90 5,88

TpAE 0,00 5,56 1,92 4,06 2,56 3,12 0,00 0,00 3,84 0,84 0,00 0,00 0,96 0,23 1,21 2,10 4,03

TzAE 0,00 7,14 2,40 3,21 1,58 2,60 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 2,08 0,00 0,17 2,52 0,45 0,00

TgesAE 0,00 6,33 2,16 3,65 2,04 2,86 0,00 0,00 0,96 0,21 0,00 0,52 0,24 0,20 1,81 1,13 1,01

TpME 3,20 0,48 1,26 2,72 0,59 0,00 0,00 0,60 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,77 0,08

TzME 4,76 0,00 0,00 2,02 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,33 0,00

Stroma-Nah 0,04 0,00 0,00 1,66 0,00 0,00 0,00 0,00 1,50 0,25 3,75 0,00 0,08 0,00 0,00 0,38 1,08

StromaFern 0,04 0,67 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 3,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,24 0,00 0,00 0,18

T.m.-Nah 3,84 6,13 4,20 10,50 3,50 11,01 0,00 4,00 12,00 11,01 10,68 2,50 7,50 7,50 7,76 8,33 12,00

T.m.-Fern 5,76 6,75 12,00 3,50 10,68 4,29 3,80 12,00 7,31 6,11 2,76 4,89 10,80 7,20 12,00 7,88

Int.-Nah 0,00 0,00 0,00 3,50 0,00 1,88 0,00 0,00 4,50 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 2,22 0,00 5,44

Int.-Fern 0,00 1,88 3,50 0,00 0,00 0,00 0,00 3,00 0,00 0,00 0,00 0,89 0,00 0,00 1,13 0,00

Tab. 9.37 TIMP-1-„Scores“ in einfachen Karzinomen (eCa)

TIMP-1 Einfache Karzinome (eCa)


NAE 0,73 3,08 0,00 2,21 1,34 4,00 4,76 0,00 0,15 0,56 0,00

NDE 2,38 2,56 2,75 4,66 2,24 6,84 2,24 0,00 2,10 0,00

NME 0,98 1,68 7,49 5,06 8,23 6,44 2,70 0,00 4,42 0,21

TpAE 0,00 0,55 0,00 0,00 2,09 2,80 1,30 0,00 1,44 0,15 0,00

TzAE 0,00 0,00 2,70 0,00 0,00 3,20 0,15 0,00 1,08 0,00 0,00

TgesAE 0,00 0,14 0,68 0,00 0,52 3,00 0,59 0,00 1,26 0,04 0,00

TgesAE-modif. 0,00 0,14 0,68 1,60 1,77 0,29 0,00 0,52 0,19 3,00 0,59 1,40 0,00 1,26 0,04 0,00 0,41

Stroma-Nah 1,89 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 1,50 0,00 1,76 1,44 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00

StromaFern 3,13 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 1,50 0,48 0,00 0,00 0,00 0,00

T.m.-Nah 6,00 4,38 3,50 7,34 3,50 12,00 6,99 9,86 8,00 7,70 7,76 9,18 4,13 8,00 8,75 1,50 4,89

T.m.-Fern 10,80 4,16 8,00 10,31 7,00 8,85 5,00 7,96 6,00 7,00 12,00 6,51

Int.-Nah 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,44 2,20 0,63 0,00 1,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,22

Int.-Fern 0,00 0,00 0,00 1,50 0,00 2,01 2,00 0,00 0,00 0,00 2,25 0,00

Emboli 0,00 0,94 5,01 4,32 4,56 0,00 0,00 4,32 2,00 0,00 1,92 0,00 1,56

MetZ 0,00 0,00 0,00 0,94 1,33 0,00 0,44

LnnMet 0,63 4,26 2,88 3,43 0,42 0,77 2,10 0,90 0,00 1,05 0,00

TgesMETZ 0,07 2,25 3,10 1,60 1,77 0,29 0,19 2,09 1,40 0,00 0,65 0,00 0,41

Anhang

225

9.2.6 TIMP-2-„Scores“ in den Untersuchungsgruppen

Tab. 9.38 TIMP-2-„Scores“ in der Kontrollgruppe (KG) und in hyperplastischem Mammagewebe (HYP)

TIMP-2 Unverändertes Mammagewebe der Kontrollgruppe (KG) und hyperplastisches Mammagewebe (HYP)


NAE 0,00 0,00 0,10 0,00 0,00 0,32 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00

NDE 0,00 0,00 0,42 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00

NME 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,32 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,18 0,00

StromaFern 0,00 3,40 0,06 0,75 8,64 0,00 0,00 0,00 0,70 0,48 0,80 2,88 1,54 3,60 0,48 0,70

T.m.-Fern 0,00 0,00 0,13 0,00 0,00 0,08 0,00 0,00 0,00 0,08 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00

Int.-Fern 2,00 0,00 0,67 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,18 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00

Tab. 9.39 TIMP-2 „Scores“ in einfachen Adenomen (eAd)

TIMP-2 Einfache Adenome (eAd)


NAE 0,00 0,00 4,08 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,12 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00

NDE 0,00 0,00 0,04 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00

NME 0,00 0,00 3,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00

TpAE 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00

TzAE 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00

TgesAE 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00

Stroma-Nah 0,88 3,00 0,00 0,30 1,26 1,26 0,36 1,26 2,60 6,00 0,72 1,80 0,88 5,04 0,00

StromaFern 0,00 0,00 0,00 1,12 1,17 2,16 5,12 3,60 3,80 8,10 1,32 5,28 2,66 4,34 1,00

T.m.-Nah 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00

T.m.-Fern 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00

Int.-Nah 0,00 0,00 0,00 2,25 0,00 0,00 0,00 2,00 0,00 0,00 0,34 0,19 0,00 0,00 0,00

Int.-Fern 0,00 0,00 0,00 4,20 0,00 0,00 0,00 0,75 5,25 0,00 0,00 0,00 0,00 0,64 1,80

226

A

nhang

Tab. 9.40 TIMP-2-„Scores“ in komplexen Adenomen (kAd)

TIMP-2 Komplexe Adenome (kAd)


NAE 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,36 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00

NDE 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,42 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00

NME 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,04 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,40 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00

TpAE 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,90 0,00 0,00 0,00 0,24 0,00

TzAE 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,08 0,00 0,00 0,00 0,12 0,00

TgesAE 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,39 0,00 0,00 0,00 0,18 0,00

TpME 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,04 0,02 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,90 0,00

TzME 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,72 0,00

Stroma-Nah 0,00 1,62 4,84 6,22 0,66 1,95 4,80 4,08 0,00 0,36 0,80 0,70 1,20 2,70 4,38 0,12 0,12 1,54 2,00

StromaFern 0,80 3,60 3,74 5,70 0,88 2,24 0,60 1,76 1,32 0,00 0,72 0,24 1,30 3,96 5,98 0,00 0,60 1,26 3,13

T.m.-Nah 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00

T.m.-Fern 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00

Int.-Nah 0,00 0,00 0,25 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 3,00 0,12 0,12 3,75 0,00 0,24 2,00 0,00 0,00 2,00 0,00

Int.-Fern 0,00 0,00 0,00 0,00 1,12 0,75 1,60 2,73 3,12 0,18 0,00 8,00 4,00 0,30 0,00 0,00 0,00 0,28 0,00

Tab. 9.41 TIMP-2-„Scores“ in benignen Mischtumoren (bMMT)

TIMP-2 Benigne Mischtumore (bMMT)


NAE 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00

NDE 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,19 0,00 0,00

NME 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00

TpAE 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00

TzAE 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00

TgesAE 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00

TpME 1,35 0,00 1,12 0,00 0,00 0,00 0,12 0,00 0,00 0,00 0,00 0,04 0,00 0,00

TzME 1,68 0,00 0,30 0,00 0,00 0,00 0,12 0,12 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,12

Stroma-Nah 1,80 0,36 1,82 4,00 0,24 0,12 0,56 1,32 3,00 2,72 1,44 4,50 1,50 0,24

StromaFern 0,72 0,12 0,48 0,00 0,12 0,12 1,60 7,80 1,96 0,00 3,78 1,00 0,00

T.m.-Nah 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00

T.m.-Fern 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00

Int.-Nah 0,00 0,00 0,00 0,00 1,40 0,00 0,00 2,00 1,10 0,19 0,50 3,00 0,00 0,00

Int.-Fern 0,04 0,48 0,00 0,00 0,00 1,12 2,00 0,00 0,00 0,12 0,00 0,00 0,50

Chondro 1,33 2,00 0,50 0,00 0,00 1,20 1,13 0,24 0,00 0,00 0,80 4,50 0,38 3,00

Anhang

227

Tab. 9.42 TIMP-2-„Scores“ in komplexen Karzinomen (kCa)

TIMP-2 Komplexe Karzinome (kCa)


NAE 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,24 0,00 0,00

NDE 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00

NME 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00

TpAE 0,00 0,00 0,00 0,40 1,92 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00

TzAE 0,00 0,00 0,00 0,70 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,04 0,00

TgesAE 0,00 0,00 0,00 0,54 1,92 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,01 0,00

TpME 0,00 0,00 0,00 0,24 0,00 0,00 0,00 0,00 0,19 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00

TzME 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,04 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00

Stroma-Nah 2,60 0,00 12,00 1,08 5,00 0,67 3,52 3,24 0,00 4,00 2,64 7,56 0,36 2,52 6,50 0,20 2,50

StromaFern 0,00 0,30 12,00 0,56 4,16 0,00 2,34 2,10 0,00 3,24 5,52 7,02 1,54 5,28 1,54 0,12 0,00

T.m.-Nah 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,11 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00

T.m.-Fern 0,00 0,00 0,06 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00

Int.-Nah 0,00 0,00 0,09 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,12 0,00

Int.-Fern 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,12 0,00

Tab. 9.43 TIMP-2-„Scores“ in einfachen Karzinomen (eCa)

TIMP-2 Einfache Karzinome (eCa)


NAE 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00

NDE 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00

NME 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00

TpAE 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00

TzAE 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00

TgesAE 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00

TgesAE-modif. 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00

Stroma-Nah 11,40 4,32 12,00 10,08 7,00 1,00 3,12 3,60 9,42 8,96 3,34 6,76 8,75 6,72 0,56 4,56 5,79

StromaFern 6,00 3,40 12,00 10,08 2,00 9,20 0,02 8,89 6,76 1,75 3,08 1,75 0,00 3,74 0,36 2,00

T.m.-Nah 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00

T.m.-Fern 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00

Int.-Nah 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 2,00 0,31 0,75 0,00 0,00 0,00 0,24 0,00 0,00

Int.-Fern 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 1,39 0,12 0,00 0,00 0,00 0,00 0,08 0,00 0,00

Emboli 0,04 0,00 0,00 0,00 0,04 0,00 0,63 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00

MetZ 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00

LnnMet 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00

TgesMETZ 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,16 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00

228

A

nhang

9.3 Wilcoxon-U-Test p-Wert-Tabellen

Im nachfolgenden finden sich die p-Werte des Wilcoxon-U-Testes und ihre Signifikanzniveaus (nach α-Adjustierung nach Bonferroni)

in den aufgeführten Parametern (Abkürzungen: Kapitel 3.4).

Tab. 9.44 p – Werte des paarweisen Gruppenvergleiches für CD44 1: KG; 2: HYP; 3:eAd; 4: kAd; 5: bMMT; 6: eCa; 7: kCa CD44

Gruppe

NAE NDE NME Tges- AE

TpAE TzAE TpME TzME Stroma-Nah

Stroma-Fern

T.m.- Nah

T.m.- Fern

Int.- Nah

Int.- Fern

1 gegen 2 0,7508 0,0785 0,0171 0,8729 0,3135 1,0 1 gegen 3 0,6546 0,1063 0,0808 0,3464 0,4911 0,4911 1 gegen 4 0,6939 0,1447 0,0262 0,0159 0,5407 0,3492 1 gegen 5 0,8938 0,2547 0,0319 0,1669 1,0 1,0 1 gegen 6 0,9697 0,1893 0,6643 0,9268 0,2906 1,0 1 gegen 7 0,3218 0,2916 0,7325 0,9116 0,3217 0,5178 2 gegen 3 0,3780 0,4974 0,1148 0,0874 0,6717 0,5582 2 gegen 4 0,7725 0,3331 0,5704 0,0041 0,5318 0,4163 2 gegen 5 0,4281 0,4942 0,36 0,0983 0,2301 1,0 2 gegen 6 0,5261 0,4246 0,0205 0,7202 1,0 1,0 2 gegen 7 0,1328 0,4128 0,0440 0,8715 0,9120 0,5823 3 gegen 4 0,0925 0,4958 0,3309 0,0798 0,021 0,1427 0,0569 0,0326 0,2863 0,9322 1,0 0,7245 3 gegen 5 0,8538 0,9076 0,2812 0,9131 0,7427 0,8898 0,4867 0,4224 0,9604 0,4123 1,0 0,4123 3 gegen 6 0,8762 0,8013 0,1188 0,0051 0,0024 0,0019 1,0 0,3175 0,6013 0,5772 1,0 0,3506 3 gegen 7 0,3954 0,6041 0,0312 0,0965 0,1404 0,1499 0,2380 0,2689 0,4304 0,6542 1,0 1,0 4 gegen 5 0,3277 0,7133 1,0 0,0974 0,1047 0,1862 0,5119 0,8780 0,4325 0,3844 0,2697 0,4663 1,0 0,2736 4 gegen 6 0,4644 0,7107 0,0281 0,0477 0,0387 0,0240 0,1402 0,0125 0,1398 0,4382 1,0 0,2176 4 gegen 7 0,0223 0,9199 0,0030 0,7755 0,7036 0,9342 0,7404 0,8865 0,0085 0,0089 0,0642 0,5087 1,0 0,6436 5 gegen 6 0,9078 0,9750 0,0419 0,0093 0,0092 0,0057 0,5551 0,1482 0,7570 0,2167 1,0 1,0 5 gegen 7 0,3026 0,7564 0,0040 0,1647 0,3104 0,2943 0,5601 0,8670 0,2567 0,1524 0,4744 0,2465 1,0 0,4412 6 gegen 7 0,3359 0,8725 0,8666 0,0239 0,0154 0,0066 0,4487 0,9844 0,7799 0,9476 1,0 0,3806 Signifikanz-niveau (α-adjust.)

p < 0,00238

p < 0,00238

p < 0,00238

p < 0,005

p < 0,005

p < 0,005

p < 0,0167

p < 0,0167

p < 0,005

p < 0,00238

p < 0,005

p < 0,00238

p < 0,005

p < 0,00238

Hellgrau hinterlegt = statistisch auffällig, p < 0,05, aber nicht signifikant. Dunkelgrau hinterlegt = signifikant nach u.a. Signifikanzniveau (nach α-Adjustierung nach Bonferroni)

Anhang

229

Tab. 9.45 p – Werte des paarweisen Gruppenvergleiches für MMP-2

1: KG; 2: HYP; 3:eAd; 4: kAd; 5: bMMT; 6: eCa; 7: kCa MMP-2

Gruppe

NAE NDE NME Tges- AE


Stroma-Fern

T.m.- Nah

T.m.- Fern

Int.- Nah

Int.- Fern

1 gegen 2 0,0171 0,1245 0,1569 0,3135 0,0504 0,1205

1 gegen 3 0,0044 0,1004 0,1376 1,0 0,0011 0,0225

1 gegen 4 0,0165 0,0888 0,0927 1,0 0,0039 0,0631

1 gegen 5 0,1412 0,2287 0,1459 1,0 0,0021 0,0335

1 gegen 6 0,0291 0,0801 0,1220 0,5050 0,0012 0,0185

1 gegen 7 0,0306 0,0393 1,0 0,5178 0,0611 0,0591

2 gegen 3 1,0 0,9156 0,7533 0,1719 0,1499 1,0

2 gegen 4 0,3989 0,8618 1,0 0,1186 0,5478 0,6029

2 gegen 5 0,0619 1,0 0,5706 0,2084 0,2520 1,0

2 gegen 6 0,7653 0,5551 1,0 0,6325 0,1536 1,0

2 gegen 7 0,2023 0,6083 0,1442 0,5963 0,6705 0,5823

3 gegen 4 0,3909 0,6892 0,7941 0,3483 0,7538 0,2277 0,4069 1,0 0,7245 0,3511 0,4069 0,4069

3 gegen 5 0,0331 0,2681 0,7974 0,8443 0,2650 0,5327 1,0 1,0 0,9604 0,9096 1,0 1,0

3 gegen 6 0,6562 0,6965 0,8801 0,0165 0,0769 0,0360 1,0 0,3662 0,2563 0,7577 1,0 1,0

3 gegen 7 0,1146 0,3328 0,0746 0,5579 0,4943 0,8342 1,0 0,3806 0,0535 0,0633 1,0 0,3806

4 gegen 5 0,1962 0,8024 0,5731 0,2990 0,1048 0,7228 0,2697 0,1033 0,4254 1,0 0,8266 0,4578 0,4254 0,4451

4 gegen 6 0,7581 0,4893 1,0 0,0465 0,0454 0,1262 0,3733 0,3019 0,4206 0,4854 0,3733 0,3896

4 gegen 7 0,3807 0,5229 0,0454 0,7996 0,4945 0,1148 0,0562 0,0562 0,3733 0,3166 0,1025 0,2903 0,3733 1,0

5 gegen 6 0,1794 0,1912 0,6242 0,0061 0,0024 0,0883 1,0 0,4054 0,2921 1,0 1,0 1,0

5 gegen 7 0,4748 0,3326 0,1600 0,6197 0,0224 0,4348 0,3986 0,7247 1,0 0,4165 0,1039 0,0885 1,0 0,4195

6 gegen 7 0,3487 0,8868 0,0745 0,0238 0,1084 0,0114 1,0 0,9653 0,2571 0,0729 1,0 0,3631 Signifikanz-niveau (α-adjust.)

p < 0,00238

p < 0,00238

p < 0,00238

p < 0,005

p < 0,005

p < 0,005

p < 0,0167

p < 0,0167

p < 0,005

p < 0,00238

p < 0,005

p < 0,00238

p < 0,005

p < 0,00238


230

A

nhang


1: KG; 2: HYP; 3:eAd; 4: kAd; 5: bMMT; 6: eCa; 7: kCa MMP-9 Gruppe

NAE NDE NME Tges AE


Stroma-Fern

T.m.- Nah

T.m.- Fern

Int.- Nah

Int.- Fern

1 gegen 2 0,9071 0,0504 0,2064 0,1178 0,2040 0,1859

1 gegen 3 0,4576 0,1545 0,3946 0,1079 0,6761 0,2098

1 gegen 4 0,5565 0,4002 0,6370 0,1573 0,0841 0,2716

1 gegen 5 0,1827 0,1409 0,1299 0,0060 0,4335 0,0253

1 gegen 6 0,8585 0,6172 0,4098 0,0166 0,8995 0,3157

1 gegen 7 0,2033 0,3369 0,9062 0,0193 0,2461 0,2408

2 gegen 3 1,0 0,9718 0,4334 0,9642 0,0483 0,8701

2 gegen 4 0,8791 0,0565 0,1017 0,6668 0,0018 0,4960

2 gegen 5 0,1687 0,8114 0,5508 0,1894 0,9663 0,3042

2 gegen 6 0,3980 0,1519 0,1542 0,2304 0,2176 0,6249

2 gegen 7 0,5851 0,1473 0,1281 0,3754 0,0204 0,5838

3 gegen 4 0,8443 0,1144 0,3592 0,4945 0,8979 0,5351 0,9218 0,5289 0,7468 0,0384 0,6293 0,6165

3 gegen 5 0,1485 0,4558 0,1692 0,0027 0,0018 0,0110 0,0851 0,1254 0,0872 0,1792 0,5151 0,1478

3 gegen 6 0,1859 0,2680 0,6931 0,9072 0,9812 0,5928 0,7148 0,1934 0,1566 0,8610 0,2338 0,7294

3 gegen 7 0,6454 0,3550 0,3088 0,8188 0,6554 0,7465 0,2949 0,2324 0,6043 0,1858 0,0188 0,7550

4 gegen 5 0,1034 0,1060 0,0301 0,0003 0,0004 0,0017 0,0004 0,0005 0,0884 0,0127 0,0264 0,0216 0,2034 0,0519

4 gegen 6 0,4004 0,9425 0,7570 0,6222 0,6221 0,6770 0,8108 0,0413 0,0901 0,1333 0,3555 0,9821

4 gegen 7 0,4936 0,7451 0,7588 0,3987 0,4624 0,8618 0,9222 0,4794 0,2876 0,0642 0,7813 0,4649 0,0500 0,8651

5 gegen 6 0,0773 0,2124 0,1178 0,0003 0,0002 0,0065 0,2217 0,9191 0,3325 0,3949 0,0517 0,0971

5 gegen 7 0,3976 0,2727 0,3860 0,0010 0,0014 0,0035 0,0006 0,0052 0,5868 0,5962 0,0366 0,0566 0,0037 0,0617

6 gegen 7 0,1631 0,6810 0,4814 0,5839 0,5825 0,9821 0,5211 0,9830 0,0899 0,4261 0,2678 0,9809 Signifikanz-niveau (α -adjust.)

p < 0,00238

p < 0,00238

p < 0,00238

p < 0,005

p < 0,005

p < 0,005

p < 0,0167

p < 0,0167

p < 0,005

p < 0,00238

p < 0,005

p < 0,00238

p < 0,005

p < 0,00238


Anhang

231


1: KG; 2: HYP; 3:eAd; 4: kAd; 5: bMMT; 6: eCa; 7: kCa MMP-14

Gruppe

NAE NDE NME Tges AE


Stroma-Fern

T.m.- Nah

T.m.- Fern

Int.- Nah

Int.- Fern

1 gegen 2 0,3679 0,4266 0,9436 0,4586 0,0751 0,0785

1 gegen 3 0,0736 0,0784 0,5233 0,2337 0,5322 0,6262

1 gegen 4 0,0285 0,1465 0,5423 0,9591 0,6263 0,8176

1 gegen 5 0,0569 0,1817 0,7177 0,3497 0,2609 0,5510

1 gegen 6 0,1885 0,2861 0,6230 0,4261 0,0588 0,3281

1 gegen 7 0,1066 0,5509 0,8504 1,0 0,7947 0,2590

2 gegen 3 0,7245 0,5963 0,7543 1,0 0,1383 0,2098

2 gegen 4 0,5625 0,6026 0,8481 0,3715 0,1045 0,0372

2 gegen 5 0,2673 0,4279 0,4871 0,1320 0,0098 0,0405

2 gegen 6 1,0 0,8989 0,7023 0,9677 0,7508 0,5508

2 gegen 7 0,4224 0,9437 0,9335 0,4152 0,0456 0,0160

3 gegen 4 0,6149 0,8623 0,7942 0,1172 0,0275 0,5237 0,4615 0,0760 0,7673 0,8945 0,4262 0,6324

3 gegen 5 0,2688 1,0 0,4298 0,7652 0,3950 0,5281 0,8878 0,0987 0,9573 0,1159 0,7100 0,3677

3 gegen 6 0,9416 0,4490 0,9778 0,2268 0,0145 0,3961 0,0830 0,8820 0,0274 0,1843 0,3467 0,4288

3 gegen 7 0,1490 0,4184 0,4957 0,3934 0,2413 0,4997 0,8086 0,2671 0,4217 0,5257 0,0990 0,1946

4 gegen 5 0,3471 0,7735 0,3961 0,1959 0,4552 0,1395 0,9506 0,8759 0,7665 0,2768 0,9494 0,1237 0,5628 0,6667

4 gegen 6 0,7301 0,8710 0,8902 0,8552 0,6265 0,6513 0,0059 0,3109 0,0028 0,1057 0,0589 0,1447

4 gegen 7 0,4971 0,4986 0,6212 0,7037 0,3922 0,8492 0,0158 0,0693 0,3595 0,9416 0,2101 0,5531 0,3657 0,4041

5 gegen 6 0,1916 0,5495 0,3018 0,4253 0,2688 0,1923 0,0926 0,1194 0,0100 0,0047 0,1632 0,0860

5 gegen 7 1,0 0,3938 0,6941 0,6480 0,9842 0,2410 0,0285 0,0589 0,8540 0,3982 0,2776 0,4357 0,0844 0,6888

6 gegen 7 0,2184 0,8835 0,3759 0,6902 0,2405 0,7958 0,0742 0,3315 0,0696 0,0459 0,0086 0,0325 Signifikanz-niveau (α -adjust.)

p < 0,00238

p < 0,00238

p < 0,00238

p < 0,005

p < 0,005

p < 0,005

p < 0,0167

p < 0,0167

p < 0,005

p < 0,00238

p < 0,005

p < 0,00238

p < 0,005

p < 0,00238


232

A

nhang

Tab. 9.48 p – Werte des paarweisen Gruppenvergleiches für TIMP-1

1: KG; 2: HYP; 3:eAd; 4: kAd; 5: bMMT; 6: eCa; 7: kCa TIMP-1 Gruppe

NAE NDE NME Tges AE

TpAE TzAE TpME

TzME Stroma-Nah

Stroma-Fern

T.m.- Nah

T.m.- Fern

Int.- Nah

Int.- Fern

1 gegen 2 0,7508 0,0719 0,0110 0,2659 0,2225 0,0225

1 gegen 3 0,6333 0,0948 0,1139 0,3469 0,2442 0,0448

1 gegen 4 0,2227 0,6574 0,5879 0,4927 0,8439 0,1949

1 gegen 5 0,7894 0,3165 0,2419 0,1382 0,6401 0,5116

1 gegen 6 0,2372 0,9674 0,3261 0,5005 0,9716 0,8989

1 gegen 7 0,4113 0,5706 0,3470 0,3450 0,8428 1,0

2 gegen 3 1,0 0,7779 0,8879 0,8701 0,7503 0,7767

2 gegen 4 0,2202 0,1929 0,0015 0,7235 0,2591 0,0505

2 gegen 5 1,0 0,3029 0,0571 0,4370 0,8120 0,0245

2 gegen 6 0,2761 0,1425 0,8071 0,7199 0,0825 0,0074

2 gegen 7 0,3003 0,0251 0,1007 0,6373 0,0931 0,0080

3 gegen 4 0,0599 0,1496 0,0374 0,0920 0,0950 0,0567 0,2554 0,8294 0,3573 0,2978 0,0346 0,1144

3 gegen 5 1,0 0,2892 0,2590 0,2133 0,1829 0,2388 0,4727 0,2611 0,2382 0,6285 0,1145 0,0744

3 gegen 6 0,0484 0,2115 0,6774 0,0141 0,0047 0,0234 0,2287 0,7857 0,0922 0,1428 0,0125 0,0227

3 gegen 7 0,0891 0,0360 0,3524 0,0582 0,0368 0,0878 0,6972 0,7934 0,4962 0,1176 0,0528 0,0153

4 gegen 5 0,0669 0,7153 0,3276 0,0019 0,0053 0,0029 0,0032 0,0053 0,0659 0,2639 0,9129 0,5909 0,5506 0,5379

4 gegen 6 1,0 0,9084 0,2607 0,1296 0,0607 0,5054 0,8026 0,9790 0,7753 0,6551 0,2936 0,2721

4 gegen 7 0,6282 0,4066 0,3790 1,0 0,6093 0,7605 0,6306 0,4638 0,3765 0,9834 0,7631 0,5181 0,8538 0,1346

5 gegen 6 0,1174 0,4755 0,4950 0,0005 0,0008 0,0014 0,0669 0,2733 0,7810 0,2888 0,1677 0,5295

5 gegen 7 0,1671 0,1093 0,9649 0,0021 0,0025 0,0051 0,0002 0,0029 0,2464 0,1791 0,9683 0,3455 0,5119 0,4182


p < 0,00238

p < 0,00238

p < 0,00238

p < 0,005

p < 0,005

p < 0,005

p < 0,0167

p < 0,0167

p < 0,005

p < 0,00238

p < 0,005

p < 0,00238

p < 0,005

p < 0,00238


Anhang

233

Tab. 9.49 p – Werte des paarweisen Gruppenvergleiches für TIMP-2

1: KG; 2: HYP; 3:eAd; 4: kAd; 5: bMMT; 6: eCa; 7: kCa TIMP-2

Gruppe

NAE NDE NME Tges AE


Stroma-Fern

T.m.- Nah

T.m.- Fern

Int.- Nah

Int.- Fern

1 gegen 2 0,2317 0,4497 1,0 0,1819 0,6974 0,6413

1 gegen 3 0,6795 0,7091 0,8036 0,0910 0,0715 0,5526

1 gegen 4 0,2338 0,6199 1,0 0,0836 0,0416 0,1485

1 gegen 5 0,0944 0,7890 0,2673 0,4969 0,0944 0,4384

1 gegen 6 0,1088 0,2898 0,2898 0,0197 0,0623 0,7459

1 gegen 7 0,2701 0,2113 0,2113 0,2288 0,2068 0,2068

2 gegen 3 0,3585 0,5582 0,6717 0,2897 0,1719 0,2812

2 gegen 4 0,6029 0,6029 0,8350 0,5436 0,1186 0,0578

2 gegen 5 1,0 0,5294 0,2084 0,3007 0,2084 0,1631

2 gegen 6 1,0 1,0 0,2301 0,1014 0,1564 0,8795

2 gegen 7 0,5708 1,0 0,1564 0,8986 0,5079 0,5079

3 gegen 4 0,4382 0,9322 0,7780 0,2176 0,2176 0,2176 0,7945 0,4871 1,0 1,0 0,4049 0,4118

3 gegen 5 0,1973 0,9179 0,3902 1,0 1,0 1,0 0,6464 0,0954 1,0 1,0 0,3753 0,9167

3 gegen 6 0,2167 0,4123 0,4123 1,0 1,0 1,0 0,0002 0,2199 1,0 1,0 0,8039 0,2477

3 gegen 7 0,5377 0,3329 0,3329 0,1005 0,1920 0,1784 0,2120 0,8051 0,3806 0,3806 0,2122 0,0402

4 gegen 5 0,4451 0,8549 0,2531 0,2345 0,2345 0,2531 0,3082 0,0370 0,8554 0,1287 1,0 1,0 0,9359 0,3891

4 gegen 6 0,4663 0,4663 0,2736 0,2736 0,2736 0,2962 0,0003 0,0635 1,0 1,0 0,2570 0,0198

4 gegen 7 0,9672 0,3896 0,2021 0,5272 0,8846 0,8809 0,8490 0,9322 0,3178 1,0 0,3166 0,3166 0,0259 0,0019 5 gegen 6 1,0 0,3785 1,0 1,0 1,0 1,0 0,0002 0,0123 1,0 1,0 0,2138 0,1146

5 gegen 7 0,4054 0,2983 1,0 0,1128 0,2084 0,2122 0,2979 0,0450 0,2748 0,3016 0,3994 0,4195 0,0283 0,0102


p < 0,00238

p < 0,00238

p < 0,00238

p < 0,005

p < 0,005

p < 0,005

p < 0,0167

p < 0,0167

p < 0,005

p < 0,00238

p < 0,005

p < 0,00238

p < 0,005

p < 0,00238


234

A

nhang

Tab. 9.50 Wilcoxon-U-Test: Paarweiser Gruppenvergleich von unverändertem Drüsengewebe der Kontrollgruppe mit dem Tumorgesamtwert (TgesAE) bzw. dem modifizierten Tumorgesamtwert (TgesAE-modif.) für Epithelien aller Tumorgruppen bei allen Antikörpern. Ein p-Wert kleiner 0,01 wird als signifikant angesehen (nach α-Adjustierung nach Bonferroni).

Kontrollgruppe gegen TgesAE einfacher Adenome

Kontrollgruppe gegen TgesAE komplexer Adenome

Kontrollgruppe gegen TgesAE benigner

Mischtumore

Kontrollgruppe gegen TgesAE einfacher Karzinome

Kontrollgruppe gegen TgesAE-modif. einfacher Karzinome-

Kontrollgruppe gegen TgesAE komplexer Adenome

CD44 0,0122 0,1098 0,0253 0,6480 0,5530 0,0895 MMP-2 0,1892 0,0321 0,1956 0,0053 0,0039 0,0751 MMP-9 0,3469 0,6304 0,0057 0,2992 0,2054 0,2670 MMP-14 0,838 0,1682 0,0587 0,3421 0,1382 0,1181 TIMP-1 0,6330 0,1604 0,0777 0,0216 0,0266 0,1168 TIMP-2 --- 0,4922 0,0820 0,1257 0,2068 0,8755 Signifikanz-niveau

p < 0,01 p < 0,01 p < 0,01 p < 0,01 p < 0,01 p < 0,01

Anhang 235

9.4 Lösungen und Puffer

Citratpuffer (pH 6,0)

2,1 g Citronensäuremonohydrat in einem Liter Aqua dest. lösen und den pH-Wert der

Lösung mit 1 N NaOH auf 6,0 einstellen.

3,3’-Diaminobenzidin-tetrahydrochloridlösung (DAB)

100 mg DAB in 200 ml TBS, pH 7,6 lösen und auf dem Magnetrührer mischen,

anschließend filtrieren und 200 µl 30 %iges H2O2 hinzugeben.

0,5 %iges H2O2 in Methanol oder TBS

3 ml 30 %iges H2O2 in 200 ml Methanol, reinst oder 200 ml TBS, pH 7,6 geben und

auf dem Magnetrührer mischen.

1 normale Natriumhydroxid-Lösung (1 N NaOH)

40 g Natriumhydroxid-Plätzchen in einem Liter Aqua dest. lösen.

Tris-Puffer ("tris-buffered saline", TBS), pH 7,6

Stammlösung

60,57g Tris-(hydroxymethyl)-aminomethan in 610 ml Aqua dest. lösen und ca. 390 ml

1 N HCl zufügen, bis ein pH-Wert von 7,6 erreicht ist.

Gebrauchslösung

500 ml Stammlösung in 4500 ml 0,8%ige NaCl- Lösung geben (36 mg NaCl in

4500 ml Aqua dest.) und den pH-Wert auf 7,6 einstellen.

236 Anhang

9.5 Bezugsquellen für Chemikalien und Antikörper

9.5.1 Antikörper und Seren

Calbiochem-Novabiochem GmbH, Schwalbach

MT1-MMP (AB-4), Klon 113-5B7, Cat# IM 57L

TIMP-2 (Ab-2), Klon 67-4H11, Cat# IM 56L

Klinik für Pferdekrankheiten, Stiftung Tierärztliche Hochschule Hannover

Pferdeserum, unverdünnt

Klinik für Kleine Klauentiere, Stiftung Tierärztliche Hochschule Hannover

Schweineserum, unverdünnt

Kremmer E., GSF, Forschungszentrum für Umwelt und Gesundheit, München

CD44-Antikörper, monoklonal Ratte Anti-Hund, Klon 2D10

NeoMarkers, Fremont, CA, USA, über Dunn Labortechnik GmbH, Asbach

MMP-2-Antikörper, monoklonal, Maus Anti-Human, Klon CA-4001, MS-567-P0

Triple Point Biologics Inc., Portland, OR, USA über Acris Antibodies GmbH, Hiddenhausen

MMP-9-Antikörper, polyklonal, Kaninchen Anti-Maus, RM105MMP-9

TIMP-1-Antikörper, polyklonal, Kaninchen Anti-Human, RP3T1

Vector Laboratories Inc., Burlingame, CA, USA (über Biologo, Kronshagen)

Biotinylierter Kaninchen-anti-Ratte-Antikörper, BA-4000

Biotinylierter Ziege-anti-Kaninchen-Antikörper, BA-1000

Biotinylierter Pferd-anti-Maus-Antikörper, BA-2000

Vectastain Elite ABC-Kit, PK-6100

Anhang 237

Tab. 9.51 Getestete, aber nicht in dieser Studie verwendete, mono- und polyklonale Antikörper gegen MMPs und TIMPs mit Spezifität, Klon, Vorbehandlung, Verdünnung, Puffer, Blockingserum, Sekundärantikörper und Bezugsquelle

Primär-

antikörper

Klonalität,

Klon,

Spezifität

Vorbe-

handlung

Ver-

dünnung Puffer

Blocking-

Serum

Sekundär-

Antikörper Bezugsquelle

MMP-111 Ab-5

Monoklonal, SL3.05,

Maus-anti-Mensch

Nein 1:500 TBS PNS Pferd-anti-

Maus

NeoMarkers

RP3 MMP-72

Polyklonal, --

Kanin.-anti-Mensch

Nein 1:2000 TBS mit 20% SNS

SNS Ziege-anti- Kaninchen

Triple Point Biologics

RP1 MMP-122

Polyklonal --

Kanin.-anti-Mensch

Ja4 1:1000 TBS mit 20% SNS



RP1 MMP-132

Polyklonal, --

Kanin.-anti-Mensch

Nein 1:300 TBS mit 20% SNS



TIMP-33 (Ab-1)

Monoklonal, 136-13H4, Maus-anti-Mensch

Ja5 1:100 TBS PNS Pferd-anti-

Maus

Calbiochem

Kanin. = Kaninchen MMPs = Matrix-Metalloproteinasen MW = Mikrowelle PNS = Pferde-Normalserum SNS = Schweine-Normalserum TBS = Tris-Puffer TIMPs = "Tissue inhibitor of metalloproteinases"

Bezugsquellen: 1 = NeoMarkers, Fremont, CA, USA, über Dunn Labortechnik GmbH, Asbach

MMP-11 (Ab-5), Klon SL3.05, MS-1035-PO 2 = Triple Point Biologics Inc., Portland, OR, USA über Acris Antibodies GmbH,

Hiddenhausen

MMP-7-Antikörper, polyklonal, Kaninchen Anti-Maus, RP3MMP-7

MMP-12-Antikörper, polyklonal, Kaninchen Anti-Maus, RP1MMP-12

MMP-13-Antikörper, polyklonal, Kaninchen Anti-Maus, RP1MMP-13 3 = Calbiochem-Novabiochem GmbH, Schwalbach

TIMP-3 (Ab-1), Klon 136-13H4, Cat# IM 43L 4 = Citratpuffer/Mikrowellenbehandlung 5 = 20 Min. "Target Retrieval“

238 Anhang

9.5.2 Chemikalien

Biologo, Dr. Hartmut Schultheiß e.K., Immunbiologische Produkte, Kronshagen

Aszitesflüssigkeit von nicht-immunisierten Balb/cJ Mäusen, CL8100

CVH Chemie-Vertrieb GmbH & Co. Hannover KG, Hannover

Formaldehyd, 37%, Art.Nr. 101064

Hämatoxylin, 4305

Natriumhydroxid-Plätzchen (NaOH) p.a., 6498

PAA Laboratories GmbH, Cölbe

Eagle´s Minimal Essential Medium mit Earle´scher Salzlösung und Glutamin (MEME), E15-

825

Nobaglove Verbandmittel GmbH u. Co. KG, Wetter

Nobaglove® - Nitril

Roth C. GmbH & Co. KG, Karlsruhe

Citronensäure-Monohydrat, Art.-Nr. 3958.1

Essigsäure-n-butylester (EBE), Art.-Nr. 4600.7

Ethanol, vergällt, Art.-Nr. K928.2

Formaldehyd 37%, Art.-Nr. 7398

Hämalaunlösung sauer nach Mayer, Art.-Nr. T865.2

Methanol, Rotipuran®, 99,9%, p.a., Art.-Nr. 4627

Natriumchlorid (NaCl), Art.-Nr. P029.2

2-Propanol, Art.-Nr. 9866.4

Roti-Clear® Art.-Nr. A 5381

Roti®-Histol, Art.-Nr. 6640

Roti®-Histokitt II, Art.-Nr. T160.2

Rotiprotect®-Nitrilhandschuhe, Art.-Nr. P777.1

Salzsäure 25% reinst, Art.-Nr. X 897.1

Tris-(hydroxymethyl)-aminomethan, TRIS Ultra Qualität, Art.-Nr. 5429.3

Wasserstoffperoxid 30% Rotipuran® p.a., Art.-Nr. 8070.1

Anhang 239

Sigma-Aldrich Chemie GmbH, Taufkirchen (ehemals Sigma, Fluka, Riedel de Haën)

3,3’-Diaminobenzidin-tetrahydrochlorid Dihydrat purum (DAB) p.a., 32750

Citronensäure-1-hydrat p.a., 33114

Kaninchenserum, R4505

Waldeck GmbH & Co. KG, Münster

Eiweiß-Glycerin für Mikrotom-Schnitte, 3T 012

VWR TM International GmbH, Darmstadt (vormals Merck KGaA, Darmstadt)

Natriumhydroxid-Plätzchen (NaOH) p.a., 1.06498.1000

Natronlauge (NaOH) p.a., 1.09137

Salzsäure (HCl) 1N, 1.09057.1000

Hämatoxylin, krist., 1.15938.0100

9.6 Bezugsquellen für Geräte und Einmalartikel

Engelbrecht Medizin-und Labortechnik GmbH, Edermünde

Automat Star, Deckgläser für Mikroskopie, 24 x 40 mm, St1

Gerhard Menzel Glasbearbeitungswerk GmbH & Co. KG, Braunschweig

SuperFrost®Plus Objektträger, 041300

Gesellschaft für Labortechnik mbH, Burgwedel

Paraffinstreckbad 1052

G. Kisker, Steinfurt

PAP-Pen®, MKP-1

Heraeus Sepatech GmbH, Osterode

Zentrifuge Labofuge®A, 2500

240 Anhang

Köttermann Labortechnik, Uetze-Hänigsen

Wasserbad Typ 3047

Leica Microsystems Nussloch GmbH, Nussloch

Färbegerät Leica ST 4040

Medite Medizintechnik, Burgdorf

Objektträger-Eindeckautomat Promounter RCM 2000

Sartorius AG, Göttingen

Elektronische Präzisionswaage L310, WL-6006-m88091

Papierfaltenfilter 270 mm Durchmesser, FT-4-303-270

Schleicher & Schuell, Dassel

Papierfilter, S&S Rundfilter 150 mm Durchmesser, 311612

Thermo Electron GmbH, Dreieich

Shandon CoverplatesTM, 72110013

Shandon Sequenza® Slide Racks (Einsätze für Coverplates), 7331017

Pathcentre (Gewebeeinbettungsapparat)

Vogel GmbH & Co. Kg, Gießen

Tissue-Tec® TECTM 5, Einbettsytem

Zeiss, Oberkochem

Axiophot, Photomikroskop

Standard-Binokular, Lichtmikroskop

Anhang 241

9.7 Verzeichnis der verwendeten Abkürzungen

A Anzahl AK Antikörper AP Alkalische Phosphatase ABC Avidin-Biotin-Peroxidase Komplex Aqua dest. Aqua destillata Abb. Abbildung bMMT benigner Mischtumor der Mamma BSH Berner Sennenhund bsp. beispielsweise bzw. beziehungsweise CD cluster of differentiation CD44 CD44-Antigen DAB 3,3’-Diaminobenzidin-

tetrahydrochlorid DSH Deutscher Schäferhund eAd einfaches Adenom

der Mamma eCa einfaches Karzinom

der Mamma E (-Nr.) Einsendungs-Nummer g Gramm G Gravitation Hd. Hund HE Hämatoxylin-Eosin HCl Salzsäure HYP Hyperplasie IHC Immunhistochemie I (Signal-) Intensität kAd komplexes Adenom der Mamma kCa komplexes Karzinom

der Mamma kDa Kilodalton KG unverändertes Mamma (Kontroll-) gewebe KWT Kruskal-Wallis-Test La. carc. Lymphangiosis carcinomatosa

m männlich mk männlich-kastriert M Molarität Max. Maximum MEME Eagle´s Minimal Essential Medium mit Earlescher Salzlösung Min. Minuten Min. Minimum MMPs Matrix-Metallo-proteinasen MT-MMP „Membrane-type“-MMP MW Mikrowelle MW Molekulargewicht n Anzahl N Normalität NaOH Natronlauge Nr. Nummer o.b.B. ohne besonderen Befund o. A. ohne Angaben PaM-b Pferd-anti-Maus, biotinyliert PCR Polymerase Chain Reaction PNS Pferde-Normalserum RT Raumtemperatur S (-Nr.) Sektions-Nummer SNS Schweine-Normal-serum SRT Signed Rank-Test Tab. Tabelle TBS "Tris-buffered saline", Tris- gepufferte Kochsalzlösung TIMPs "Tissue Inhibitors of Matrix Metalloproteinases" Tris Tris-(hydroxymethyl)- aminomethan u.a. unter anderem w weiblich wk weiblich-kastriert WT Wilcoxon-U-Test ZaK-b Ziege-anti-Kaninchen, biotiniliert z.B. zum Beispiel

Danksagung

Ich danke Herrn Prof. Dr. Wolfgang Baumgärtner, PhD für die Überlassung des interessanten

Dissertationsthemas, für die Bereitstellung eines Arbeitsplatzes und der finanziellen Mittel für

diese Studie sowie für die wissenschaftliche Betreuung, die konstruktive Zusammenarbeit und

vor allem die kooperative und zügige Durchsicht und Korrektur des Manuskriptes, besonders

in der Endphase dieser Arbeit. Danke für die vielen Jobs, die es ermöglichten, mich zu

finanzieren und die Versuche, mich doch noch als Pathologin zu rekrutieren.

Frau Dr. Susanne Alldinger danke ich für die Überlassung des Antikörpers gegen CD44, für

hilfreiche Unterlagen und für die Unterstützung beim erfolgreichen Stipendiumsantrag. Danke

für die gute Betreuung, die freundliche Athmosphäre und die zügigen und genauen

Korrekturen.

Meinem Betreuer, Büronachbarn und lieben Freund, AkadDir. Dr. Peter Wohlsein, danke ich

von ganzem Herzen für die unermüdliche Unterstützung beim Zustandekommen dieser

Arbeit, für die stete Bereitschaft zur Auseinandersetzung mit und zur Lösung von Problemen

sowie die konstruktiven und schnellen Korrekturen des Manuskriptes. Danke für das freund-

liche Abtreten „eines Quadratmeters“ im engsten Zimmer des ganzen Instituts an mich und

meinen Dackel, der sich mit dem dienstältesten Dackel gut arrangiert hat, sowie für die vielen

Gespräche, die über Elefantenknochen, Aktenordner und Schnitte-Stapel hinweg geführt

wurden. Danke für Deinen Optimismus in mich und das Fertigstellen dieser Arbeit!

Herrn Prof. Dr. Achim Gruber danke ich für die Jobs im Labor, die es mir ermöglichten,

meine Arbeit zum großen Teil hier im Hause zu finanzieren.

Herrn Dr. Karl Rohn aus dem Institut für Biometrie sei herzlich für die freundliche und

geduldige Unterstützung bei der statistischen Auswertung gedankt.

Den Damen aus den Laboren, insbesondere Bettina Buck, Petra Grünig und Danuta Waschke,

sei herzlich gedankt für das nette und freundliche Arbeitsklima sowie ihre Hilfsbereitschaft

und Kompetenz in allen Fragen rund um Zellen, Mikrotome und Immunhistos.

Ein besonderer Dank an das Team aus dem Sekretariat- Frau Schliephake, Frau Stark und

Frau Tews- für stets entgegenkommendes, freundliches und wohlwollendes Miteinander im

Umgang mit Doktoranden.

Mein besonderer Dank gilt der Akademie für Tiergesundheit e.V., deren großzügiges

Stipendium es mir ermöglichte, einen Teil der Studie in finanzieller Unabhängigkeit

durchzuführen.

Allen lieben Freunden, Kollegen und Mitarbeitern aus dem Institut für Pathologie danke ich

ganz herzlich für eine schöne und wichtige Zeit, den Spaß in und um das Institut herum, für

Hilfsbereitschaft, Kollegialität und Geduld besonders was mein Unverständnis für PCs und

Statistik angeht….. (Danke Christina und Steffi und Ingo!)

Danke an alle, die ich jetzt vergessen habe, die mich aber immer wieder mit fachlichen Tipps

und mit lieben Worten aufgemuntert haben und mir die Zuversicht wiedergaben, dieses Opus

fertig zu stellen.

Einen großen Dank schulde ich Gabi und Jürgen Rath sowie Charlotte Kolar, die mich mit

ihrer Freundschaft und Zuneigung in einer schweren Zeit meines Lebens aufgefangen haben

und für mich da waren, bei denen ich mich immer wohl und willkommen gefühlt habe und

ohne die mein Leben um einige wahre Freunde ärmer wäre.

Den gößten Dank jedoch schulde ich meiner Familie, insbesondere meiner Mamma, für Ihre

Liebe und Unterstützung, die mich vom ersten Gedanken Tiermedizin zu studieren, bis zum

letzten Tag meiner langjährigen Ausbildung seelisch-moralisch sowie finanziell unterstützt

und mich in allen Krisen des Studiums und des Lebens ermuntert und mir Rückhalt gegeben

hat. Danke.

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Diss Vanja 2006 06 08 - elib.tiho-hannover.de · ausgebildeten Papilla mammae. Das lobulär aufgebaute Drüsenparenchym setzt sich aus Das lobulär aufgebaute Drüsenparenchym setzt