Messung des pH-Werts in der Biotechnologie

Übersichtsbeitrag

Messung des pH-Werts in der BiotechnologieSteffen Henkel und Sascha Beutel*

DOI: 10.1002/cite.201200099

Die gängigsten Messmethoden zur Bestimmung des pH-Werts sind elektrochemischer oder optischer Natur. Als Mess-

systeme sind dabei besonders die Glaselektrode oder aber der pH-Teststreifen jedem Anwender geläufig. Daneben existie-

ren aber auch weitere Messprinzipien für speziellere Anwendungen z. B. zur pH-Bestimmung in Geweben, Pasten oder

unter extremen Prozessbedingungen. Zudem gibt es Methoden wie die pH-Messung mithilfe der NMR, die allein auf-

grund des apparativen Aufwands über ein Nischendasein nicht herauskommen werden. Die verschiedenen Methoden zur

pH-Bestimmung werden vorgestellt und ihre Vor- und Nachteile diskutiert.

Schlagwörter: Amperometrie, Kolorimetrie, pH-Wert, Potenziometrie, Prozesskontrolle

Eingegangen: 21. Juni 2012; revidiert: 19. Oktober 2012; akzeptiert: 25. Februar 2013

Determination of pH Value in Biotechnology

The most used measuring principles for the determination of the pH are of electrochemical and optical nature. As measur-

ing system glass electrodes and indicator papers are known by every user. Beside this there are further measuring princi-

ples for special applications for example the pH determination in tissues, pastes or under extreme process conditions.

Furthermore there are methods like NMR for pH-measurement, which will always relegate to a niche existence because of

their complex and expensive apparatus. This article gives an overview of the different available methods and discusses

potential applications.

Keywords: Amperometry, Colorimetry, pH value, Potentiometry, Process control

1 Einleitung

Zur Kontrolle biotechnologischer Prozesse können ver-schiedenste Prozessgrößen betrachtet werden. Initiativenwie die PAT (Process Analytical Technology) regen dieOnline-Messung wichtiger Parameter an, um so den Auf-wand späterer Qualitätstest zu verringern und die Qualitätschon im Vorfeld durch eine verbesserte Prozesssteuerungzu gewährleisten [1]. Dieser Übersichtsartikel soll die Band-breite der pH-Messverfahren und ihre Anwendungsgebietedarstellen.

Für die biotechnologische Prozesskontrolle ist die Mes-sung des pH-Werts von großer Bedeutung. Im Laufe derJahre entwickelten sich die Methoden zur pH-Bestimmungimmer weiter, so dass die Spanne der Messverfahren heutevon katalytischen Verfahren, wie sie von Arrhenius angeregt

wurden, über kolorimetrische Säure-Base-Indikatoren bishin zu elektrochemischen Verfahren wie der Glaselektrodereichen.

Aber nicht nur in der Prozesskontrolle ist die Kenntnisdes pH-Werts essenziell; in biochemischen Reaktionenspielt der pH-Wert eine entscheidende Rolle. Proteinaktivi-tät [2], Enzyme [3], Zellorganellen [4] und Zellen [5] werdenschon durch kleine Abweichungen vom optimalen pH-Wertin ihrer Funktion gestört. Auch in der Pharmakologie istder pH-Wert von großer Bedeutung [6]. Die Biosensoriknutzt pH-Sensoren als Basis-Transducer für die Detektionweiterer Analyten [7 – 10].

In vielen anderen Bereichen ist der pH-Wert von großerWichtigkeit. Aufgrund der wachsenden Vielfalt von Mess-verfahren soll dieser Artikel eine Übersicht über einigeMethoden zur pH-Wert-Bestimmung geben, um so eineAnsatzmöglichkeit bei der Lösung des Problems, welcheMethode bei welchen Bedingungen zu wählen ist, zu bie-ten. Der Artikel unterteilt dabei die Vielzahl der Methodenzunächst grob nach dem Messprinzip (elektrochemisch, op-tisch etc.) bevor eine eingehendere Differenzierung nachElektrodenart bzw. Methode erfolgt.

www.cit-journal.com © 2013 WILEY-VCH Verlag GmbH & Co. KGaA, Weinheim Chemie Ingenieur Technik 2013, 85, No. 6, 872–885

–Steffen Henkel, Sascha Beutel ([email protected]), Leib-niz Universität Hannover, Institut für Technische Institut, Callin-straße 5, 30167 Hannover, Deutschland.

872 S. Henkel, S. Beutel

2 Elektrochemische Messverfahren

Die elektrochemischen Messverfahren stellen die am meis-ten verwendeten pH-Messverfahren dar und lassen sichgrundlegend in zwei Bereiche gliedern: Potenziometrie undAmperometrie. Neben der eigentlichen Messelektrode sindfür beide Messverfahren Referenzelektroden (Potenziome-trie) bzw. Gegenelektroden (Amperometrie) notwendig, diein ihrer Vielfalt den Messelektroden in nichts nachstehen.Aus diesem Grund werden zu den einzelnen Messverfahrenneben den einsetzbaren Messelektroden auch geeigneteReferenzelektroden aufgeführt.

2.1 Voltammetrische und amperometrischeMessverfahren

Zur Messung des pH-Werts werden amperometrische Mess-verfahren nur vereinzelt angewendet. In anderen Bereichenwie der Gelöstsauerstoffmessung ist diese Methode hin-gegen weit verbreitet, z. B. Clark-Elektrode. Dabei wird beiamperometrischen Messungen das anliegende Potenzial ander Arbeitselektrode konstant gehalten, während eine vomAnalyten (in diesem Fall dem pH-Wert) abhängige Strom-stärke gemessen wird. Die beiden Größen können korreliertwerden [11]. Ein Nachteil amperometrischer Messverfahrenist die Notwendigkeit regelmäßiger Kalibrationen, da eshäufig zu Instabilitäten oder Drift kommt [12].

Kohlenstoffpulver-ElektrodenBei den meisten amperometrischen Messverfahren wird aufsemipermeable Membranen zurückgegriffen, die eine Ab-hängigkeit vom Analyten aufweisen. Während der Messungwird dabei das Potenzial an der Membran konstant gehaltenund der Stromfluss in einer Weise gemessen, die es erlaubt,den pH-Wert an der Elektrodenoberfläche daraus zu bestim-men [12].

Eine Weiterentwicklung stellen reagenzlose pH-Sondenauf der Basis der Redoxchemie von Anthrachinonspeziesdar. Diese Verbindungen werden auf einer Graphitelektrodeimmobilisiert. In einer Drei-Elektroden-Anordnung agiertdiese Graphitelektrode als Arbeitselektrode, während einePlatinelektrode als Gegen- und eine Kalomelelektrode alsReferenzelektrode fungieren. Unter Verwendung von Squa-re-Wave-Voltammetrie wird in einem Temperaturbereichvon 20 – 70 °C in einem pH-Fenster von 1 – 9 ein linearerZusammenhang erreicht [13].

Auf diese Weise wurden auch Elektrodensysteme auf Ba-sis anderer Redoxspezies entwickelt. Beispiele hierfür sindN,N′-Diphenyl-p-phenylendiamin [14], Nickelhexacyanofer-rat [15] und diverse Antrachinonderivate [16]. Die Beständig-keit dieser Elektroden wird auf mehrere Monate beziffert.Trotz allem ist durch die raue Oberfläche der immobilisier-ten Redoxspezies zu erwarten, dass es bei einem Fluidstromüber diese Oberfläche hinweg zu Instabilitäten kommenkann. Durch Beimischungen von pH-sensitivem Anthrachi-

non und Phenanthrolin zu pH-unempfindlichem Ferrocenund einem Epoxydharz kann eine robuste Elektrode erhal-ten werden, die kostengünstig und einfach in einem großenBereich angewendet werden kann [17]. Ein Problem fürKohlenstoffpulver-Elektroden stellt das Fehlen von passen-den Festkörper-Referenzelektroden dar [12].

2.2 Potenziometrische Messverfahren

Die Potenziometrie bietet ein breites Spektrum an Möglich-keiten zur Bestimmung des pH-Werts an. Voraussetzungfür potenziometrische Messungen ist eine definierte Poten-zialverteilung bzw. ein gleichbleibendes Potenzial an der ge-samten Messelektrode [18]. Die Messung wird dabei ohneelektrischen Stromfluss durchgeführt. Generell kommenideal polarisierte und unpolarisierte Elektroden infrage.Real umsetzbar sind jedoch nur unpolarisierte Elektroden,an deren Oberfläche mindestens eine geladene Spezies mitdem Messmedium wechselwirkt [11].

2.2.1 Messelektroden

GlaselektrodenIm Laboralltag ist als potenziometrisches Messinstrumentdie Glaselektrode sehr weit verbreitet. Der Einsatzbereichder Elektrode umfasst den gesamten pH-Bereich und zu-dem ist sie in den meisten Messmedien einsetzbar. Das sen-sitive Element einer Glaselektrode ist eine Membran auspH-sensitivem Silikatglas. Bei der Messung bildet sich ander Außenseite der Membran zwischen den im Silikatglasgebundenen Alkali-Ionen und in der Probe befindlichenWasserstoff-Ionen ein Gleichgewicht aus. Das so entstehen-de Potenzial kann mit dem pH-Wert korreliert werden,wenn sich auf der anderen Seite der Glasmembran eineArbeitselektrode in einer Lösung mit bekanntem pH-Wertbefindet [19 – 21].Da ohnehin eine Referenzelektrode zur Potenzialableitungbenötigt wird, werden Glaselektroden häufig in Form vonEinstabmessketten, die Mess- und Referenzelektroden ineinem Aufbau vereinen, verwendet (Abb. 1). Diese Messket-ten bestehen neben der Glasmembran, gefertigt aus einemSpezialglas aus etwa 70 % Siliciumdioxid und einem erheb-lichen Teil Alkali- und Erdalkalioxiden, und der Arbeits-elektrode, die vom Innenelektrolyten umgeben ist, ausweiteren Bauteilen. Es handelt sich dabei um den Bezugs-elektrolyt, die Bezugselektrode und das Diaphragma. Überdas Diaphragma steht der Bezugselektrolyt mit dem Mess-elektrolyten in Kontakt, so dass das die Potenzialdifferenzzwischen der beiden Elektroden mit dem pH-Wert in Bezuggesetzt werden kann [19, 20]. Unterschiedliche Zusätze ver-bessern die Leitfähigkeit und mechanische Belastbarkeitder Glasmembran, die je nach Anwendungsbereich unter-schiedliche Formen annehmen. Gängige Bauformen sindKugel-, Zylinder-, Kalotten-, Kegel-, Flach- oder Nadelmem-bran [19]. Ein Austrocknen der Membran kann durch die

ChemieIngenieurTechnik

Chemie Ingenieur Technik 2013, 85, No. 6, 872–885 © 2013 Wiley-VCH Verlag GmbH & Co. KGaA, Weinheim www.cit-journal.com

Prozesskontrolle 873

Lagerung in 3 M bis 3,5 M KCl-Lösung verhindert werden[22].

Auch kann das Diaphragma in unterschiedlichen Baufor-men vorliegen. Günstig produzierbare Faserdiaphragmenaus nichtmetallischen Fasern dienen aufgrund der schlech-ten Reproduzierbarkeit ihrer Messergebnisse so meist fürOrientierungsmessungen. Glasfritten hingegen werden beihohen Salzgehalten, niedriger Leitfähigkeit oder starkerVerschmutzungsgefahr verwendet. Keramikdiaphragmenweisen im Gegensatz zu den erstgenannten geringe Aus-flussgeschwindigkeiten des Bezugselektrolyten auf, neigenaber dazu sich mit schwerlöslichen Feststoffen zu zusetzen.Platindiaphragmen lassen sich chemisch reinigen, weisenaber höhere Ausflussgeschwindigkeiten auf und sind nichtfür stark reduzierende oder oxidierende Medien geeignet.Kapillardiaphragmen bestehen aus einem feinen Glasröhr-chen. Um den Elektrolytausfluss zu minimieren wird derReferenzelektrolyt meist eingedickt. Lochdiaphragmen wer-den nur bei Elektroden mit Elektrolytpolymerisaten verwen-det. Sie sind sehr unempfindlich gegenüber Verschmutzun-gen und eignen sich so bestens für Messungen in starkverschmutzen Medien. Schliffdiaphragmen eignen sich fürstark verschmutzende Medien und Präzisionsmessungen,weisen aber eine hohe Ausflussgeschwindigkeit auf [19].

Bei dem Innenelektrolyten handelt es sich in derRegel um ein kleines Volumen einer neutralen Puf-fersubstanz, die die Alterung der Messkette verhin-dern soll. Ein Austausch dieses Puffers ist nichtmöglich. Das innere Referenzelement ist ein mit Sil-berchlorid beschichteter Silberdraht, der im Innen-elektrolyten ein konstantes Potenzial besitzt [19].

Für industrielle Prozesse weisen konventionelleGlaselektroden meist keine genügende Druck- undTemperaturstabilität auf. Dieses Problem wird durchden Einsatz von Spezialgläsern umgangen. Dies er-möglicht den Einsatz unter raueren Bedingungen.Weitere Ausstattungsmerkmale können z. B. Teflon-Diaphragmen oder Edelstahlelektroden zur Überwa-chung von Glas- und Referenzelektrode sein [23]. Inder Biotechnologie kann es bei der Messung despH-Werts mit Glaselektroden zu Problemen mit Ab-lagerungen von Proteinen auf dem Diaphragmakommen. Dieses kann verblocken, was zu verfälsch-ten Messergebnissen führt [24]. Proteinablagerun-gen können mithilfe einer Pepsinlösung entferntwerden [19].

AntimonelektrodenAntimonelektroden werden in sehr speziellen Berei-chen eingesetzt. Ein Beispiel hierfür ist die Lebens-mittelüberwachung und andere Bereiche in denendie Verwendung von Glasbauteilen nicht zugelassenist [25]. Potenzialbestimmend ist die Reaktion desAntimon(III)oxids zum schwerlöslichen Antimon-hydroxid. Das Auftreten von anderen Antimonoxi-den in Abhängigkeit vom Sauerstoffpartialdruck

kann genau wie die Anwesenheit von Komplexbildnern wieOxalat und Kationen (z. B. Kupfer) Probleme hervorrufen.Durch den geringen spezifischen Widerstand von Metall-oxidelektroden eignen sich diese sehr gut zur Miniaturisie-rung [26].

MetalloxidelektrodenMetalloxidelektroden können aus unterschiedlichen Metall-oxiden (z. B. Iridiumoxid, Molybdänoxid oder Zirkonoxid)bestehen, die in eine bis zu 50 lm dicke Kunststoffschichtbei der Polymerisierung eingebunden werden. Diese Elek-trodenart weist ein sehr gutes Einstellverhalten (Gleichge-wichtseinstellung < 1 min) auf, ist jedoch in ihrem Einsatz-gebiet äußerst beschränkt [19].

Mit neuen Iridiumoxid-pH-Sensoren auf einem flexiblenSubstrat könnten sich neue Anwendungsbereiche ergeben.Dieser Sensor zeichnet sich neben dem guten Ansprechver-halten durch eine geringe Querempfindlichkeit für andereIonen, geringe Temperaturempfindlichkeit und seine Ver-formbarkeit aus [27]. Auch in Form von Nanostäbchen kom-men Oxide, z. B. Zinkoxid, in Array-Anordnungen zum Ein-satz [28].


Abbildung 1. Aufbau von Glaselektrode (links) und pH-Einstabmesskette(rechts).


MatrixelektrodenMatrixelektroden stellen eine Alternative zu Glaselektrodendar, da sie im Gegensatz zu diesen gut miniaturisiert wer-den können. Eine Matrixelektrode besteht dabei aus aufeinem Kunststoffträger eingebetteten Ionophoren, z. B.organische Stickstoffverbindungen wie N-Octyl-imidazonoder Tribenzylamin, die bei den Matrixelektroden die Funk-tion des Membranglases übernehmen. Mechanisch undchemisch sind Matrixelektroden in der Regel nur wenig be-ständig. Es existieren allerdings auch spezielle Nischen-applikationen, die z. B. Messungen in Flusssäure erlauben[19].

2.3 Referenzelektroden

Gängige Referenzelektroden für potenziometrische Mes-sungen sind Wasserstoff-, Kalomel- und Silber/Silberchlo-ridelektrode, die meist mit flüssigem oder gelförmigemElektrolyten verwendet werden. Es existieren aber auchSchwierigkeiten, die mit der Nutzung von Referenzelektro-den einhergehen können. Als problematisch kann sich dieAusbildung von Diffusionspotenzialen zwischen Referenz-elektrolyt und Analyt erweisen. Auch die Diffusion des Re-ferenzanalyten in den Analyten kann die Messung verfäl-schen. Durch die Bildung schwerlöslicher Verbindungenkann es zur Verblockung des Diaphragmas kommen; einProblem, das durch die Verwendung von Elektroden mitleicht erhöhtem Innendruck vermindert werden kann. Zu-dem kann die Membran austrocknen oder sich ein Störpo-tenzial aufgrund von Verschmutzung ausbilden. SpezielleProbleme der einzelnen Elektroden werden in den jeweili-gen Unterabschnitten genannt [22, 29, 30].

2.3.1 Wasserstoffelektrode

Als Standardelektrode wird die Wasserstoffelektrode defi-niert. Bei dieser Elektrode wird die Tatsache genutzt, dasseinige Edelmetalle, insbesondere Platin und Palladium, alsWasserstoffelektrode wirken. Nernst nutzte diese Tatsache,um einen Nullpunkt für die elektrochemische Potenzial-skala zu definieren. Dabei stützte er sich auf eine Elektrodein einer Lösung der Protonenaktivität von 1 M, die von Was-serstoff mit einem Druck von 101,3 kPa umspült wird. PerDefinition setzte Nernst für diese Elektrode die Spannungbei allen Temperaturen auf 0 V fest. Aufgrund der proble-matischen Handhabung besitzt die Wasserstoffelektrode alsBezugselektrode heute keine Bedeutung mehr, sie wird le-diglich zur Kalibrierung von elektrochemischen Systemenweiter genutzt [31].

2.3.2 Kalomel-Elektrode

Bereits Ende des 19. Jahrhunderts wurde erstmals die Kalo-mel-Elektrode (benannt nach der mineralogischen Bezeich-

nung von Quecksilber(I)chlorid) als Alternative zur Wasser-stoffelektrode eingesetzt. Bis zum heutigen Tag wurde siewesentlich verbessert und in ihrer Handhabung vereinfacht,so dass ihre Potenzialschwankungen nur noch wenige Mi-krovolt betragen [31]. Das Standardpotenzial der Kalomel-Elektrode wird in der Literatur bei 25 °C mit 0,26796 V [32]bzw. 0,26795 V [33] angegeben und ermittelt sich aus derKette PtH2/HCl(aq)Hg2Cl2(s)/Hg [20].

Das Ausfällen von Quecksilber(II)sulfid aus dem Analy-ten aufgrund der Disproportionierung von Kalomel stelltbei Verwendung der Elektrode ein Problem dar. Komplexie-rende Zusätze können diesen Effekt verringern, jedoch istes meist besser ein Reduktionsmittel zuzusetzen, dasQuecksilber(I)-Ionen zu Quecksilber reduziert. Dies kanndurch ein edleres Metall erreicht werden [29].

2.3.3 Silber/Silberchlorid-Elektroden

Als ungiftige Alternative zur Kalomel-Elektrode wird heutemeist die Ag/AgCl-Elektrode eingesetzt. Allerdings kanndiese nur kurzzeitig bei Temperaturen oberhalb von 50 °Cgenutzt werden [31]. Silber/Silberchlorid-Elektroden werdenhäufig in Form eines Silberdrahtes für Mirkoelektroden ver-wendet. Um einen Vorrat von Silberchlorid zu gewährleis-ten wird der Draht bei der Herstellung in geschmolzenesSilberchlorid getaucht [34]. Die Bildung des Komplexions[AgCl4]3– in gesättigten Chloridlösungen stellt neben dermit der Temperatur steigenden Löslichkeit des Silberchlo-rids ein Problem bei der Verwendung dar [20]. Das Stan-dardpotenzial der Elektrode wird in 0,1 M Kaliumchlorid-Lö-sung bei 25 °C mit 0,2895 V angegeben [20]. Die Lagerungsollte wie bei der Kalomel-Elektrode erfolgen [22].

2.3.4 Redoxelektroden

Eine der bekanntesten Redoxelektroden ist die Chinhydron-elektrode. Hierbei wird zur Messung das Redoxgleichge-wicht zwischen Chinon und Hydrochinon ausgenutzt, dasden notwendigen Wasserstoff liefert. Die Schwierigkeitenbei der Handhabung von Wasserstoff können so kompen-siert werden. Auch hier wird ein Platindraht oder -blechzum Abtransport der Elektronen eingesetzt. Die Elektrodeunterscheidet sich in ihrem Potenzial gegenüber der Was-serstoffelektrode nur durch einen konstanten Faktor und istohne Kalibration verwendbar. Die Notwendigkeit einer ge-sättigten Chinhydronlösung ist ein deutlicher Nachteil fürpraktische Anwendungen, jedoch kann dies durch die Ver-wendung von Chinhdron-Komposit-Elektroden umgangenwerden [20, 35, 36]. Auch andere Redoxelektroden könnenals Bezugselektroden eingesetzt werden. Sie bieten denVorteil, dass es sich um homogene Systeme handelt, beidenen sich der Gleichgewichtszustand schnell einstellt.Geeignet sind unter anderem folgende Redoxsysteme: Pt/I–/I3

–, Pt/Fe2+/Fe3+, Pt/[Fe(CN)6]4–/[Fe(CN)6]3– und Pt/Br2/Br– [31].




2.3.5 Referenzelektroden mit flüssigem Elektrolyten

Zusätzlich zu den genannten Kalomel- und Silber/Silber-chlorid-Elektroden existieren eine Reihe weiterer Bezugs-elektroden, die jedoch deutlich seltener genutzt. In ersterLinie handelt es sich um die Systeme Ag/AgBr in 0,1 MNaOH, Hg/HgO und Hg/HgSO4 in 0,1 M H2SO4. Insbe-sondere die quecksilberhaltigen Systeme werden anstelleder chloridhaltigen Variante eingesetzt, wenn ausfließendesChlorid die Messung stört. Alternativ können in solchenFällen auch die Systeme Ag/AgO2 und Hg/HgO in 0,1 MNaOH verwendet werden. Des Weiteren werden auf Cad-miumoxiden basierende Systeme und Elektroden ausThalliumamalgam als Elektrode mit Thalliumchlorid undKaliumchlorid als Elektrolyt verwendet. Gerade bei denThallium-Elektroden ist die aus der Vermengung des Amal-gams und der Thalliumchloridpaste resultierende Instabili-tät ein Problem [31]. Um dieses Problem zu umgehen, kanneine Elektrode mit elektrolytisch abgeschiedenem Thalliumauf Platin eingesetzt werden, die eine weitaus höhere Stabi-lität aufweist [37]. Die Verwendung von gesättigten Lösun-gen führt zu einer starken Hysterese und kann eine Ver-blockung des Diaphragma verursachen. Um dies zuvermeiden, werden Elektrolytkonzentrationen in – für diejeweiligen Elektroden – optimalen Bereichen gewählt [22].Es ist bei dieser Art von Elektroden darauf zu achten, dassstets ausreichend Referenzelektrolyt vorhanden ist; zudemsollte dieser regelmäßig gewechselt werden um zuverlässigeMesswerte zu erhalten [19].

2.3.6 Referenzelektroden mit gelförmigemElektrolyten

Um ein Ausfließen des Elektrolyts zu verhindern kann inBezugselektroden der Elektrolyt fixiert werden. Währenddies früher in erster Linie mit Agar oder Gelatine geschah,werden heute vorwiegend Polyacrylamid oder Polyvinylalko-hol eingesetzt. Im Gegensatz zu Agar sind diese Polymerein der Lage auch gesättigte Salzlösungen zu fixieren. Siebauen eine grobe Netzstruktur auf, die die Ionenbeweglich-keit des Referenzelektrolyten nur unwesentlich herabsetzt.Der Einsatz von Polymeren zur Verfestigung hat eine er-höhte Druckfestigkeit und eine lageunabhängige Einsetz-barkeit zur Folge. Ein weiterer Vorteil ist der herabgesetzteElektrolytverbrauch, woraus eine längere Haltbarkeit derElektrode resultiert. Doch auch die Verwendung von gelför-migen Elektrolyten hat Nachteile. Dazu gehören die Diffusi-on der Messlösung in das Bezugssystem, Phasentrennung,Austrocknungs- und Memory-Effekte, die die Lebensdauerherabsetzen [31]. Die Nachteile konnten zum Teil durch dieEinbringung von Luftkissen zur Erhöhung der Druckwech-selbeständigkeit ausgeglichen werden [38].

2.3.7 Feststoff-Referenzelektroden

Feststoff-Bezugselektroden weisen in Kontakt mit der Mess-lösung ein von Konzentration und Zusammensetzung un-

abhängiges konstantes elektrisches Potenzial auf. Dies istnur der Fall, wenn die Verteilungskoeffizienten der am Aus-tausch zwischen Elektrodenoberfläche und Lösung beteilig-ten Ionen gleich sind. Bei unlöslichen Verbindungen istdies nicht möglich, daher konnten bisher noch keine fest-stoffkontaktierten Bezugselektroden gefunden werden, diezur äußeren Potenzialableitung in der Potenziometrie ver-wendet werden können [31, 39].

Für ionenselektive Elektroden werden teilweise Feststoffeals inneres Bezugssystem verwendet. Ein Beispiel für einesolche Elektrode ist das System Ag/AgI/Graphit, das mitIod beladen ist [40]. Der gewichtigste Nachteil von feststoff-kontaktierten Elektroden ist der außerhalb des Messbe-reichs liegende Isothermenschnittpunkt. Dies wird von denAnwendern jedoch oft bewusst in Kauf genommen, da sichFeststoff-Bezugselektroden durch eine besondere Robust-heit auszeichnen [31].

Wolframbronzen und andere oxidische Materialien wer-den vor allem zur pH-Bestimmung als äußere Bezugselek-trode eingesetzt, da sie eine äußerst geringe Sensitivitätgegenüber Wasserstoff-Ionen aufweisen. Innere Feststoffab-leitung kommt auch bei der pH-Bestimmung mit sensitivenEmailschichten zum Einsatz. Als äußere Bezugselektrodewird dabei eine auf einem Stahlrohr aufgebrachte Na+-sen-sitive Emailschicht verwendet [31].

2.3.8 Gefüllte Polymerelektroden

Als Ideallösung für elektrochemische Bezugselektrodenwerden gefüllte Polymere angesehen. Dabei ist es er-wünscht, dass der Feststoff elektrolytisch leitend, im Analy-ten aber unlöslich ist [31]. Bei Kaden et al. [31] werden eini-ge Ansätze für gefüllte Polymerelektroden vorgestellt.

3 Optische Messverfahren

Die pH-Bestimmung mithilfe optischer Messverfahren ba-siert auf den Wechselwirkungen zwischen elektromagne-tischer Strahlung und Materie, die über einen weitenFrequenzbereich zu beobachten und in der Regel hochspe-zifisch ist. Oftmals handelt es sich bei optischen Messver-fahren um Transmissionsmessungen, bei denen Änderun-gen in den optischen Eigenschaften Rückschlüsse auf dieuntersuchte Prozessgröße erlauben. Das eingesetzte Lichtkann einerseits ein kontinuierliches Spektrum aufweisen,andererseits aber auch monochromatisch sein. Nicht seltenhängen die optischen Eigenschaften auch von anderenäußeren Bedingungen wie z. B. Temperatur und Druck ab[11]. Variablen, die zu Messfehlern führen können, sindhäufig bereits durch Parameter des Messgeräts vorgegeben.Hierbei sind vor allem die Lichtquelle, die Pfadlänge, derDetektor und die Anordnung der optischen Bauteile zu be-rücksichtigen [11].



3.1 Kolorimetrie

Den Ausgangspunkt für die Kolorimetrie bildet das Disso-ziationsgleichgewicht zwischen protonierter und deproto-nierter Form eines Indikatorfarbstoffes. Da beide Formeneine unterschiedliche Farbigkeit aufweisen, lässt sich aufdiese Weise der pH-Wert einer Lösung bestimmen. DerFarbumschlag zwischen diesen beiden Formen erfolgt dabeiallerdings nicht sprunghaft, sondern erstreckt sich übereinen pH-Bereich von etwa zwei pH-Einheiten, so dass esin diesem Gebiet zu einer Mischfarbe kommt [20].

Unterschieden werden ein- und zweistufige Indikator-farbstoffe; also solche, die lediglich eine Farbe aufweisenund solche, die zweifarbig sind. Die Bestimmung des pH-Werts erfolgt letztlich durch Farbvergleich mit einer Refe-renzlösung bekannten pH-Werts oder einer Farbskala.Durch Effekte wie Tageslicht, Konzentration oder die Unge-nauigkeit des menschlichen Auges können hier Fehler ent-stehen. Des Weiteren können gelöste Salze durch eine Ei-genfärbung ihrer Ionen die Farbe verfälschen (Salzfehler).Auch kann die Eigenschaft des Indikators als Säure bzw.Base in ungepufferten Systemen eine Veränderung des pH-Werts nach sich ziehen (Indikatorfehler). Eiweiße besitzenamphoteren Charakter und können Indikatoren binden,was eine Bestimmung erschwert, wenn nicht gar unmög-lich macht (Eiweißfehler). Kolloide sind ebenfalls in derLage Indikatorfarbstoffe zu absorbieren, so dass genau ab-gewogen werden muss, welcher Indikator eingesetzt wird(Kolloidfehler). Fehler, die durch Alkaloide verursacht wer-den, können durch die Verwendung von Nitrophenolen alsIndikatoren umgangen werden. Bei vielen anderen Indika-torfarbstoffen entsteht hier ein ungewöhnlicher Farbton(Alkaloidfehler). Auch Alkohole beeinflussen den optischwahrgenommenen pH-Wert: Ab einem Alkoholgehalt von10 % liegt eine Verschiebung um etwa 0,1 pH-Einheitenvor, bei 70 % sind es bereits 1,5 pH-Einheiten (Alkoholfeh-ler) [41].

Die pH-Bestimmung mit Teststäbchen oder Indikatorpa-pier basiert auf der Immobilisierung eines oder mehrereFarbstoffe in einer Matrix. Diese wird in die Testlösung ge-taucht und mittels einer Vergleichsskala näherungsweiseeinem entsprechenden pH-Wert zugeordnet. Neben der Un-genauigkeit, die mit der visuellen Bestimmung der Farbeeinhergeht, spielen auch die zuvor genannten Fehler eineRolle bei dieser Form der pH-Messung [41].

3.2 Photometrie

Die Basis der Photometrie ist wie bei der Kolorimetrie eingelöster Indikatorfarbstoff. Voraussetzung ist eine genaueKenntnis des pKa-Werts des Indikators, so dass er passendzum gewünschten Einsatzbereich gewählt wird. Durch denEinsatz eines Photometers können die Ungenauigkeiten,die durch das menschliche Auge entstehen, minimiert wer-den. Insbesondere Fortschritte im Bereich der Spektropho-

tometer haben hierbei zu einer neuen Präzision geführt[42].

Die Messung des pH-Werts erfolgt bei der Photometrieüber eine Absorptionsmessung. Hierfür wird monochroma-tisches Licht der Wellenlänge eingestrahlt, die dem Absorp-tionsmaximum des Indikators entspricht. Nach erfolgterKalibrierung kann so die prozentuale Absorption der zu un-tersuchenden Probe bestimmt und mit dem pH-Wert korre-liert werden [43].

3.3 Faseroptische Sensoren

Der Strahlengang des Lichts wird bei faseroptischen Senso-ren durch Lichtleiter ersetzt. Die Entwicklung von optischenSensoren ist eng an den Fortschritt im Bereich der Telekom-munikation gebunden. So haben Weiterentwicklungen imBereich Glasfasern, LEDs und Detektoren zu rasanten Fort-schritten bei den optischen Sensoren geführt [44]. Einemögliche Bauform von faseroptischen Sensoren sind dieOptoden. Diese nutzen in der Regel die Absorptions- oderFluoreszenzeigenschaften eines immobilisierten Indikator-farbstoffs. Neben einer direkten Immobilisierung des Farb-stoffs auf dem Lichtleichter gibt es auch Bauformen, die aufden Einsatz eines Patches zurückgreifen. Diese modulareBauform ermöglicht die Konstruktion eines Einwegsensors,bei dem der eingesetzte Patch nach der Messung verworfenwird (Abb. 2) [45].

Beide Messprinzipien nutzen den gleichen Messaufbau.Während am einen Ende der optischen Faser der Farbstoffimmobilisiert ist, wird das andere Ende zur Einstrahlungvon Licht der gewünschten Wellenlänge verwendet. Dasrückgestreute Licht der Absorptionsmessung bzw. das emit-tierte Licht der Fluoreszenzmessung wird durch die Faserzurück auf den Detektor geleitet und zuvor durch einendichroischen Spiegel aufgetrennt [12].

Ein Vorteil faseroptischer Sensoren ist die nicht vorhan-dene Störanfälligkeit gegenüber elektromagnetischen Fel-dern. Allerdings muss eine ausreichende Abschirmung ge-



Abbildung 2. Aufbau einer Optode (oben) und eines modularenSensors (unten).


gen einfallendes Umgebungslicht gewährleistet sein, dadie Messung durch solches Licht gestört wird. Zudemsind die eingesetzten Farbstoffe oftmals nicht langzeit-stabil. Fehler, die hieraus resultieren, lassen sich jedochoft durch Mehrwellenlängen-Detektion ausgleichen.Eine weitere Möglichkeit zur Kompensation von Photo-bleachingeffekten ist die Messung von Fluoreszenzle-benszeiten [45].

Nachteile solcher faseroptischer Systeme sind derdurch den eingesetzten Farbstoff bestimmte, einge-schränkte Messbereich und die Abhängigkeit von der Io-nenstärke. Dem stehen die leichte Miniaturisierbarkeit,Verwendbarkeit bei hohen Drücken, der Verzicht aufeine Referenzelektrode und die Möglichkeit nahezu ver-lustfreier Messungen über große Entfernungen gegen-über [45].

Problemstellungen, die durch Ungleichheiten derFarbstoffkontentration, Bleaching, Fluktuationen derLichtquelle oder Streulicht auftreten, können durch dasweitverbreitete Messprinzip der Ratiometrie (Abb. 3)ausgeglichen werden. Hierbei werden zwei Intensitätsmaxi-ma (in der Regel Fluoreszenz) ins Verhältnis gesetzt. Aller-dings erhöht sich durch diese Methode die Komplexität desSensoraufbaus im Vergleich zur Messung einer einzelnenFluoreszenzintensität. Die ratiometrische Messung lässtsich generell durch drei Prinzipien umsetzen. Bei Farbstof-fen mit einem Emissionsmaximum kann die Anregung beizwei unterschiedlichen Wellenlängen erfolgen, die anschlie-ßend ins Verhältnis gesetzt werden (one emission/two exci-tation). Weisen Farbstoffe zwei Emissionsmaxima bei glei-cher Anregungswellenlänge auf, können die Intensitätendieser beiden Maxima ins Verhältnis gesetzt werden (oneexcitation/two emission). Liegen zwei Emissionsmaximanicht bei der gleichen Anregungswellenlänge vor, so lassensich diese auch getrennt bei unterschiedlichen Anregungs-

wellenlängen detektieren und auswerten (two excitation/two emission). Die ratiometrische Messung lässt sich auchauf Basis der Fluoreszenzlebenszeit durchführen, wobeihier in der Regel die two excitation/two emission-Methode an-gewendet wird. In einem solchen Fall werden die Lebenszei-ten eines pH-sensitiven und eines insensitiven Fluorophorszur Bestimmung des pH-Werts herangezogen [44] (s. Abb. 4,Beispiel Kalibration).

3.4 Nanosensoren

In der modernen Zellbiologie werden pH-Indikatoren aufvielfältige Weise benutzt, um den intrazellulären pH-Wert

zu bestimmen. Ein Beispiel hierfür sind modifizierteNanopartikel. Eine Möglichkeit dabei ist die physikali-sche Immobilisierung von Indikator- und Referenzfarb-stoff in einer Polyacrylamidmatrix, wodurch ein ionen-sensitiver Sensor erhalten wird [46]. Für längereMessungen ist es hierbei sinnvoll eine kovalente Vernet-zung zwischen den Farbstoffen und dem Substrat zurealisieren. Die Konstruktion eines Nanosensors ist da-bei in drei prinzipiellen Varianten denkbar. Zum einenkann eine homogene Verteilung von Referenz- und In-dikatorfarbstoff in einem Partikel vorliegen. Zum ande-ren können die Farbstoffe räumlich getrennt vorliegen,wobei dies entweder in unterschiedlichen Schichten desPartikels oder durch eine kovalente Anbindung an eineOberflächenfunktion erfolgen kann [47].

Partikel mit homogener Verteilung werden durchCopolymerisation von Monomer, Indikator- und Refe-renzfarbstoff dargestellt. So entsteht eine kovalente Ein-bindung der Farbstoffe in die Matrix. Beide Farbstoffesind für die Messung notwendig, da bei Bewegung desNanopartikels aus dem Fokus des Fluoreszenzmikro-


Abbildung 3. Beispiel für die ratiometrische Messung anhand eines pH-abhängigen Fluoreszenzspektrums bei Exzitation bei 405 nm.

Abbildung 4. Beispielhafte Kalibrationsfunktion eines ratiometrischenFluoreszenzsensors.


skops eine Signalabnahme erfolgt. Bei gleichmäßiger Ab-nahme des Signals beider Farbstoffe bleibt das Intensitäts-verhältnis der Fluoreszenzmaxima konstant, wodurch dieMessung des pH-Werts auch außerhalb des Fokus möglichist [47].

Sollen die Farbstoffe in unterschiedlichen Schichten desNanosensors vorliegen, so kann dies durch einen schicht-weisen Aufbau der Partikel erfolgen. Eine Möglichkeit hier-für ist die Verwendung von schichtweise aufgebauten Zeo-lithen in deren Poren der Referenzfarbstoff eingelagertwird. Beispielhaft kann hier das 3-Hydroflavon genanntwerden, das mit den Aluminiumatomen des Zeoliths Kom-plexe ausbildet und so stabil immobilisiert wird [48]. Aufdiesen Zeolith wird eine Schicht Tetraethodysilan aufge-bracht und ein silylierter Indikatorfarbstoff aufpolymerisiert[47]. Eine andere Möglichkeit stellt die kovalente Anbin-dung des Indikatorfarbstoffes dar. Hierbei wird ein Refe-renzkern polymerisiert und mit einer Schicht Tetraethoxy-silan überzogen. Es folgt eine Aminofunktionalisierung derOberfläche, an die der Indikatorfarbstoff angebunden wird[47]. Vielfältige Synthese- und Einbringungsmethoden sindin der Literatur beschrieben [49 – 54].

Problematisch bei den beschriebenen Nanosensoren istder eingeschränkte dynamische Messbereich. In der Regelliegt dieser in einem Bereich von einem pH-Wert um denpKa-Wert des Fluoreszenzfarbstoffs (s. Tab. 1). Um denMessbereich zu erweitern, lassen sich auch Kombinationenvon Farbstoffen in Nanosensoren verwenden, wenn dieseein Fluoreszenzmaximum bei gleicher Anregungswellen-länge und unterschiedliche pKa-Werte aufweisen [55]. Aufdiese Weise lässt sich der dynamische Messbereich im Ver-gleich zu einem einzelnen Fluoreszenzfarbstoff verdoppeln[56].

Mithilfe dieser Art von pH-Sensoren ist es unter anderemmöglich die Flächenverteilung des pH-Werts bei der Ge-weberegeneration zu beobachten. Gerade die flächige An-wendbarkeit stellt gegenüber vielen anderen Methodeneinen Vorteil dar [47]. Da der pH-Wert eng mit der Stabilitätund Funktion von Proteinen verknüpft ist [57], könnensolche Nanosensoren auch einen Weg zum besseren Ver-ständnis von Stoffwechselprozessen sowie der kontrollier-ten Freisetzung von Medikamenten im Organismus berei-ten [56].

4 Weitere Messmethoden

4.1 pHFET

Auch ohne bisher ein breiteres Feld an Anwendungen ge-funden zu haben, sind ionenselektive Feldeffekttransistoren(ISFETs) in der Forschung weiterhin interessant [58, 59].Anspruch an Referenzelektroden für ISFETs ist die Reali-sierbarkeit einer Produktion on chip sowie eine entspre-chende Miniaturisierbarkeit, jedoch stellt die Referenzie-rung für die breitere Anwendung von ISFETs ein Problemdar [60].

Bei den pHFETs handelt es sich um eine protonensensit-ve Form des ISFET. Sie bestehen aus einer ionenselektivenMembran und einem Messverstärker, die miteinander kom-biniert wurden. Die Messung erfolgt durch die Regelungdes Stroms zwischen zwei Halbleiterelektroden, die Drainund Source genannt werden. Diese Elektroden sind aufeinem Substrat aufgebracht, während sich eine dritte Elek-trode (Gate), durch Siliciumoxid von ihnen elektrisch iso-liert, zwischen ihnen befindet. Trotz der Isolierung beein-flusst das Gate durch sein elektrostatisches Feld denStromfluss zwischen Drain und Source. Besteht die Gate-Elektrode nun aus einem protonensensitiven Material, z. B.Siliciumnitrit, Aluminium- oder Tantaloxid, und steht inKontakt mit der Messlösung, so kann durch diesen Aufbauder pH-Wert der Lösung bestimmt werden. Wie bei anderenelektrochemischen Sensoren ist auch hier eine Referenz-elektrode notwendig [19]. Eine schematische Darstellung istAbb. 5 zu entnehmen.

Nachteile von pHFETs bei der Online-Messung ergebensich durch Verschmutzungen und Vergiftungen durch Pro-zesschemikalien sowie ihr Temperaturverhalten. Zudemsind pHFETs lichtempfindlich und nicht für hohe pH-Wer-te geeignet [61]. Dafür weisen pHFETs ein gutes Ansprech-verhalten auf und lassen sich beliebig miniaturisieren, wassie zu einer interessanten Alternative im Bereich biologi-scher und medizinischer Anwendungen macht [19]. Bisherexistieren ISFET-kompatible Referenzelektroden wie sie vonBergveld [58] und Janata [62] beschrieben wurden. DieLichtempfindlichkeit kann durch die Verwendung vonMischungen aus Ta2O5 und Al2O3 stark reduziert werden[63].



Tabelle 1. Auswahl von für die Fluoreszenzmessung geeigneten Farbstoffen.

Farbstoff Messbereich Messmethode Literatur

Fluoresceinamin 3 – 9 Intensität [46]

HTPS (8-Hydroxyl-1,3,6-Pyrentrisulfonsäure) 6 – 9 Ratiometrie [47, 48]

CNF (5- (und 6-)Caboxynaphthofluorescein) 6 – 9 Intensität [49]

Fluorescein/Sulforhodamin B 5 – 8 Ratiometrie [50, 51]

N-Allyl-4-(4′-methyl-piperazinyl)-1,8-naphthalimid 6,8 – 8 Intensität [52]

Fluorescein-Derivate/3-Hydroflavon 5 – 8 Ratiometrie [53]


In den letzten Jahren wurden Feldeffekttransistoren aufBasis von Siliciumnanoröhrchen zur Detektion des pH-Werts entwickelt. Dabei bildet das funktionalisierte Nano-röhrchen die Gate-Elektrode [64]. Insbesondere die geringeGröße eines solchen Nanoröhrchensensors bietet als Vorteileine schnelle Reaktionszeit und hohe Sensitivität. Zudemkonnten bei der Messung weder Hysterese noch Drift fest-gestellt werden. Durch die Verwendung von Hafniumoxidals sensitive Oberfläche kann die Empfindlichkeit bei derpH-Messung noch einmal erhöht werden [65]. pHFETs wer-den häufig als Basis-Transducer für andere Sensoren ver-wendet [66 – 70].

4.2 Dünnfilm- und Dickschichtsensoren

Neben den mit etablierten Technologien hergestellten Elek-troden rücken Dünnfilm- und Dickschichtelektroden zuse-hends in den Fokus [71]. In der Dickschichttechnik werdendie Elektroden in Form von Metallpasten auf ein isolieren-des Aluminiumoxid-Keramiksubstrat im Siebdruckverfah-ren aufgebracht und anschließend gebrannt. Im Gegensatzdazu wird in der Dünnschichttechnik das Material mit phy-sikalischer und chemischer Gasphasenabscheidung aufeinem Substrat abgeschieden. Die Bearbeitung kann dannauf unterschiedliche Arten realisiert werden.

4.3 Elektrische Leitfähigkeit

In starken Säuren oder Basen sind pH-Messungen auf-grund der logarithmischen Natur des pH-Werts nur be-grenzt aussagefähig und reproduzierbar. In diesem Fall bie-tet sich die elektrische Leitfähigkeit als Alternative, da sichdiese über den gesamten Konzentrationsbereich nahezulinear verhält. Mithilfe von synthetischen Vergleichslösun-gen müssen zuvor Kalibrierkurven aufgenommen werden.Die Gegenwart von neutralen Salzen ändert hieran wenig[20, 72].

4.4 Katalyse

Zu den wohl ältesten Verfahren zur pH-Wertbestimmunggehört die Katalyse. Grundlage hierfür ist eine durch Was-serstoff-Ionen katalysierte Reaktion mit bekannter Kinetik.Verwendet werden dabei in erster Linie die Inversion vonRohrzucker zu Glucose und Fructose oder die Zersetzungdes Diazoessigesters. Die Reaktionsgeschwindigkeit der ers-ten Reaktion lässt sich durch die Änderung der optischenPolarisation ermitteln, während letztere aus dem entwickel-ten Stickstoffvolumen ermittelt werden kann. Durch dieKenntnis des Geschwindigkeitsgesetzes lässt sich dann derpH-Wert berechnen [20].

4.5 pH-Email

In industriellen Prozessen muss oftmals unter extremenBedingungen eine pH-Messung vorgenommen werden.Hierfür ist es wichtig, dass der Sensor den Anforderungenim Bereich Temperatur, Druck, Selektivität, Ansprechver-halten sowie mechanischer und chemischer Beständigkeitgerecht wird. Dies konnte durch die Entwicklung von pH-sensitiven Emailschichten erreicht werden [73].

Das pH-Email besteht dabei aus einer Metallphase, diemit dem eigentlichen pH-Email in Kontakt steht. Diesesdient dabei als Ionenleiter, die Metallphase als Potenzialab-leiter. Das Ganze wird auf einem mit einem chemisch iner-ten zweiten Email beschichteten Stahlträger aufgebracht.Das Verhalten des Emails gleicht dem einer Glaselektrode,bei der es in einer Auslaugschicht zu Ionenaustauschvor-gängen kommt [73]. Dabei wird das Email langsam abge-baut, jedoch ist aufgrund der geringen Abbaugeschwindig-keiten bei milden Bedingungen je nach Membrandicke miteinem endgültigen Abbau erst nach über 100 Jahren zurechnen. Höhere Temperaturen beschleunigen den Auflö-sungsprozess allerdings [73, 74].

Vorteile bietet das pH-Email durch seine Unempfindlich-keit gegenüber Lösemitteln aller Art. Auch Öl, fetthaltigeProdukte und Produkte mit geringem Wassergehalt könneneingesetzt werden. Prozesstechnisch von Vorteil ist es, dass


Abbildung 5.Schema eines ionen-selektiven Feld-effekttransistors.


das pH-Email in Prozesspausen unbegrenzte Zeit trockenstehen kann. Zudem muss der Sensor bei Reinigungspro-zessen nicht ausgebaut werden. Zwar zerstört die CIP-Rei-nigung die Quellschicht des Sensors, der für weitere Mes-sungen erst wieder regeneriert werden muss, doch kanndies auch durch eine kurze Heißdampfsterilisation erfol-gen. Ohne diese Regeneration können Messfehler bis zueiner halben pH-Einheit auftreten [73].

Die Metall-Kontaktzone des pH-Emails altert nicht, wo-durch die Membranstärke die Lebenszeit bestimmt. Unterder Annahme einer starken Abnutzung von 0,1 mm a–1 liegtdie Standzeit eines solchen Sensors bei ca. 5 – 8 Jahren. Diemetallische Kontaktzone ist nicht temperaturabhängig undhat einen nicht veränderlichen Isothermenschnittpunkt,wodurch ein hysteresefreies Einstellverhalten bei Tempe-raturschwankungen resultiert. Dabei lässt sich der Tem-peratureinfluss über den gesamten Einsatzbereich auf± 0,1 pH-Einheiten genau kompensieren [73].

In emaillierten pH-Elektroden werden häufig Schliffdia-phragmen eingesetzt. Die Konstruktionsweise dieser Dia-phragmen bedingt, dass ein Differenzdruck von bis zu80 bar anliegen kann. Als Bezugselektrode für das Systemkommen die Hg/HgSO4

– und die Standard-Acetat-Elektro-de infrage. Aus Gründen der Toxizität wird in der Regel nurnoch die Standard-Acetat-Elektrode verwendet. Entwicklun-gen in der Industrie ermöglichen heute auch die Verwen-dung der Ag/AgCl-Elektrode als Bezugssystem. pH-Email-Elektroden sind in verschiedenen Bauformen von der Stab-sonde bis zum Ringsensor erhältlich [73].

4.6 Hydrogele

Hydrogele stellen eine für die Biotechnologie und die Medi-zin mögliche Alternative zur Bestimmung des pH-Wertsdar. Sie gehören einer Polymerklasse an, die auf äußere An-regungen mit Änderungen ihrer physikalisch-chemischenEigenschaften reagiert. Auslöser können dabei Licht, elektri-sche Felder oder Konzentrationen bestimmter Verbindun-gen in einer Lösung sein. Zur Konstruktion eines Mikrosen-sors werden diese Hydrogele mit konventionellenMesswertwandlern wie piezoresistiven oder kapazitativenDruckumwandlern gekoppelt. Ionische Hydrogele, die sen-sitiv auf Wasserstoff-Ionen reagieren, lassen sich so zur pH-Messung verwenden [75].

Das Grundgerüst eines Hydrogelsensors wird dabeidurch eine quadratische Beugungsplatte gebildet, an derenKanten sich vier zu einer Wheatstone-Brücke verschaltetePiezowiderstände befinden. Volumenänderungen des Hy-drogels führen zu einer Verformung der Beugungsplatte.Der auf die Piezowiderstände wirkende mechanische Stressverursacht eine mit dem pH-Wert korrelierbare Wider-standsänderung. Diese Art der Sensoren lässt sich leichtminiaturisieren und in großer Stückzahl kostengünstig fer-tigen. Zudem liegt eine strikte räumliche Trennung zwi-schen Messlösung und -elektronik vor [75].

Über die Dicke und das Monomerenverhältnis des Hy-drogels lassen sich Arbeitsbereich und Sensitivität einstel-len. Die Ansprechzeit des Sensors hängt dabei vom Verhält-nis aus Volumen und Oberfläche ab [75]. Insbesondere zurMessung des pH-Werts von Blut könnte diese Sensorarteine bedeutende Rolle spielen [76]. Durch chemische Be-handlung lässt sich die Beugungsplatte an die äußeren Be-dingungen anpassen [77].

4.7 NMR

Von untergeordneter Bedeutung ist die kernmagnetischeResonanz (NMR). Mithilfe der 1H-NMR und bestimmtenIndikatormolekülen ist in hoch-basischen Medien eine ge-naue Bestimmung des pH-Werts möglich. Eingesetzt wirdhierbei eine Mischung aus acht Verbindungen mit aufstei-genden Basizitäten [78]. Über den Einsatz von 31P-NMRkann der pH-Wert z. B. in Muskelgewebe bestimmt werden.Hierbei wird die Verschiebung des anorganischen Phos-phors genutzt [79].

5 Anwendungen in der Biotechnologie

Sämtliche Arten biotechnologischer Prozesse in wässrigenLösungen bedürfen ständiger Überwachung des pH-Werts[80]. Die Messung der Prozessgröße kann dabei je nach Po-sitionierung des Sensors in situ oder ex situ erfolgen, wobeidie Ex-situ-Analyse neben der Online-Messung die für dieProzesssteuerung weniger wertvolle Offline-Analyse ermög-licht [81].

Im Gegensatz zu vielen anderen naturwissenschaftlichenZweigen gestaltet sich die Überwachung biotechnologischerProzesse aufgrund der Komplexität der biologisch relevan-ten Prozessgrößen schwieriger. Zudem sind die Anfor-derungen an die Instrumentierung solcher Prozesseweitreichender. Zum einen müssen Sensoren in der Bio-technologie den Sterilisationsprozessen widerstehen, stabilund zuverlässig sein sowie über einen ausreichenden dyna-mischen Messbereich verfügen. Zum anderen darf keineBeeinflussung durch die Sterilbarriere vorliegen. Außerdemsollten biotechnologisch eingesetzte Sensoren nicht sensitivgegenüber Proteinabsorbtion und Oberflächenwachstumsein sowie fortgesetztem enzymatischem Abbau standhal-ten [82].

Da die Sterilisation häufig durch Cleaning in Place (CIP)oder Sterilization in Place (SIP) erfolgt, müssen die einge-setzten Elektroden auch wiederholten Sterilisationsphasenstandhalten [70]. Standardmäßig werden dampfsterilisierba-re Glaselektroden zur pH-Kontrolle verwendet, wobei Tem-peraturen von 121 °C und Überdruck von 1 bar auftreten.Aufgrund der geringen mechanischen Stabilität wird dabeihäufig auf optische Sensoren zurückgegriffen [83]. Modula-re Farbstoffsensoren werden in der Regel mithilfe von Gam-ma- oder Betabestrahlung sterilisiert und in entsprechen-




den Reaktorsystemen für den Einweggebrauch ausgeliefert[84, 85]. Optoden für den Einsatz zur Überwachung von Bio-prozessen lassen sich mithilfe von Dampf sterilisieren [86].

Die Sterilisierbarkeit von pHFETs war lange nicht gege-ben, so dass diese als Einwegsensoren konzipiert wurden.Neuere Entwicklungen hingegen ermöglichen allerdings so-wohl CIP- als SIP-Prozeduren, so dass hier zunehmendeine Konkurrenz zu Glaselektroden besteht, insbesonderein Bereichen in denen keine Glasbauteile eingesetzt werdenkönnen [87].

Ein wichtiger Faktor für den Einsatz in industriellen Pro-zessen ist auch bei der pH-Messung der Preis der verwende-ten Sensorik. Während pHFET und optochemische Senso-ren kostengünstig beschafft werden können, ist der Einsatzvon Glaselektroden in Prozessen mit höheren Kosten ver-bunden. In Zellkulturanwendungen haben optische Ein-wegsensoren daher bereits ihr Einsatzgebiet gefunden [84].

Im Bereich der Mikrobioreaktoren werden oftmals Opto-den zur Messung der pH-Werts eingesetzt [88 – 93]. Aberauch pHFETs werden in diesem Bereich verwendet [94].Kommen Wellplatten zum Einsatz wird auch auf nicht toxi-sche Indikatorfarbstoffe zurückgegriffen und der pH-Wertüber Detektion in einem Plattenleser ermittelt [95]. Tab. 2zeigt eine beispielhafte Auswahl in der Biotechnologie ver-wendeter pH-Sensoren.

6 Zusammenfassung

In der pH-Messtechnik existiert eine große Vielfalt vonMöglichkeiten zur Überwachung des pH-Werts. Welche Me-thode die beste ist, hängt jeweils von den Anforderungendes Prozesses und des Anwenders ab. Wichtig zu beachtenist dabei, dass nicht alle Methoden eine Online-Über-wachung ermöglichen. Andere Methoden verursachen wie-derum einen enormen apparativen Aufwand, so dass letzt-lich ein Kompromiss zwischen der möglicherweise ambesten geeigneten Methode und dem Aufwand gefundenwerden muss. Dennoch ist die Zahl der pH-Messmethodenso groß, dass sich für jeden Prozess ein Messsystem findenund auf die Erfordernisse anpassen lässt. Die pH-Messtech-nik kann selbst für komplexe biotechnologische Prozessevalide Daten liefern.


Tabelle 2. Beispielhafte Auswahl für die Biotechnologie geeigneter Sensoren.

Messprinzip Messbereich Anwendungsgebiet Literaturbeispiele

Kohlenstoffpulverelektroden 1 – 9 Einweg-Elektrode [12, 13]

Glaselektroden 0 – 14 Bioreaktor [90]

Antimonelektroden 2 – 10 Pflanzenzellkultivierungen [103]

Photometrie farbstoffabhängig FIA-SystemeWellplatten

[104][102]

Faseroptische Sensoren farbstoffabhängig Schüttelkolbenkulturen,Einwegsensor

[77, 92]

Nanosensoren farbstoffabhängig In-vivo-Anwendungen [55, 56]

PHFET 3 – 10 Mikroreaktoren,96 Wellplatten,Einwegsensor

[77, 94, 105]

Dünnfilmsensoren 1 – 12,5 Einwegsensor [106, 107]

Dickschichtsensoren 2 – 11 Einwegsensor [108, 109]

pH-Email 0 – 12 Industrieanlagen [80]

Hydrogele abhängig vonGelzusammensetzung

WirkstofffreisetzungDiagnosegerätemedizinische Sensorik

[110, 111]

1H-NMR unbegrenzt Spezialanwendungen [112]

31P-NMR unbegrenzt Messungen in Gewebe [86]

Steffen Henkel studierte ander Universität Hannover.2010 schloss er sein Stu-dium mit einer Arbeit überdie Reinstwasseraufreinu-gung durch Ozon ab. Seit2010 ist er wissenschaft-licher Mitarbeiter am Insti-tut für Technische Chemieder Universität Hannoverunter Prof. Dr. Scheper.


Literatur

[1] Guidance for Industry; PAT – A Framework for Innovative Phar-maceutical Development, Manufacturing and Quality Assurance,U.S. Department of Health and Human Services, Rockville,MD 2004.

[2] A. S. Yang, B. Honig, J. Mol. Biol. 1993, 231 (2), 459 – 474.DOI: 10.1006/jmbi.1993.1294

[3] B. Chance, J. Biol. Chem. 1952, 194 (2), 471 – 481.[4] A. Roos, W. F. Boron, Physiol. Rev. 1981, 61 (2), 296 – 434.[5] X. J. Li, M. Schick, Biophys. J. 2001, 80 (4), 1703 – 1711. DOI:

10.1016/S0006-3495(01)76141-3[6] R. Borges, E. R. Travis, S. E. Hochstetler, R. M. Wightman,

J. Biol. Chem. 1997, 272 (13), 8325 – 8331. DOI: 10.1074/jbc.272.13.8325

[7] U. Brand, T. Scheper, K. Schügerl, Anal. Chim. Acta 1989,226 (1), 87 – 97. DOI: 10.1016/S0003-2670(00)80906-X

[8] U. Brand, B. Reinhardt, F. Ruther, T. Scheper, K. Schügerl,Anal. Chim. Acta 1990, 238 (1), 201 – 210. DOI: 10.1016/S0003-2670(00)80538-3

[9] U. Brand, B. Reinhardt, F. Ruther, T. Scheper, K. Schügerl,Sens. Actuators, B 1991, 4 (3 – 4), 315 – 318.

[10] C. Menzel, M. Beyer, T. Kullick, R. Quack, T. Scheper,K. Schügerl, Biologi Italiani 1993, 23 (11), 9 – 11.

[11] J. Janata, Principels of Chemical Sensors, 2nd ed., Springer-Ver-lag, New York 2009.

[12] P. Lindner, C. Endres, A. Bluma, T. Höpfner, A. Glindkamp,C. Haake, D. Landgrebe, D. Riechers, R. Baumfalk, B. Hitz-mann, T. Scheper, K. F. Reardon, in Single-Use Technology inBiopharmaceutical Manufacture (Eds: R. Eibl, D. Eibl), JohnWiley & Sons, Hoboken, NJ 2011.

[13] G. G. Wildgoose, M. Pandurangappa, N. S. Lawrence, L. Jiang,T. G. J. Jones, R. G. Compton, Talanta 2003, 60 (5), 887 – 893.DOI: 10.1016/S0039-9140(03)00150-4

[14] M. Pandurangappa, N. S. Lawrence, L. Jiang, T. G. J. Jones,R. G. Compton, Analyst 2003, 128 (5), 473 – 479. DOI:10.1039/B300336c

[15] I. Streeter, H. C. Leventis, G. G. Wildgoose, M. Panduran-gappa, N. S. Lawrence, L. Jiang, T. G. J. Jones, R. G. Compton,J. Solid State Electrochem. 2004, 8 (10), 718 – 721. DOI:10.1007/s10008-004-0536-7

[16] H. C. Leventis, I. Streeter, G. G. Wildgoose, N. S. Lawrence,L. Jiang, T. G. J. Jones, R. G. Compton, Talanta 2004, 63 (4),1039 – 1051. DOI: 10.1016/j.talanta.2004.01.017

[17] N. S. Lawrence, M. Pagels, S. F. J. Hackett, S. McCormack,A. Meredith, T. G. J. Jones, G. G. Wildgoose, R. G. Compton,L. Jiang, Electroanalysis 2007, 19 (4), 424 – 428. DOI: 10.1002/elan.200603725

[18] W. Schelter, W. Gumbrecht, B. Montag, U. Sykora, W. Er-hardt, Sens. Actuators, B 1992, 6 (1 – 3), 91 – 95. DOI: 10.1016/0925-4005(92)80037-X

[19] R. Degner, pH-Messung: Der Leitfaden für Praktiker, Wiley-VCH, Weinheim 2009.

[20] K. Schwabe, pH-Messtechnik, 4th ed., Steinkopff, Dresden1976.

[21] F. G. K. Baucke, Fresenius’ J. Anal. Chem. 1994, 349 (8 – 9),582 – 596. DOI: 10.1007/bf00323462

[22] H. Kahlert, in Electroanalytical Methods (Ed: F. Scholz), 2nded., Springer-Verlag, Berlin 2010.

[23] Emerson Process Management GmbH & Co OHG, CITplus2011, 14 (5), 19.

[24] W. Simon, D. Ammann, P. Anker, U. Oesch, D. M. Band,Ann. N.Y. Acad. Sci. 1984, 428 (Jun), 279 – 285.

[25] W. Vonau, Tech. Mess. 2010, 77 (3), 162 – 172. DOI: 10.1524/teme.2010.0044

[26] G. Schaller, W. R. Fischer, Z. Pflanzenernaehr. Bodenkd. 1981,144 (2), 197 – 204. DOI: 10.1002/jpln.19811440210

[27] W. D. Huang, H. Cao, S. Deb, M. Chiao, J. C. Chiao, Sens.Actuators, A 2011, 169 (1), 1 – 11. DOI: 10.1016/j.sna.2011.05.016

[28] Y. S. Chiu, C. T. Lee, J. Electrochem. Soc. 2011, 158 (9),J282 – J285. DOI: 10.1149/1.3610399

[29] J. D. Vitiello, D. Pistone, A. D. Cormier, Scand. J. Clin. Lab.Invest. 1996, 56, 165 – 171.

[30] K. M. Monzambe, H. P. Naveau, E. J. Nyns, N. Bogaert,H. Buhler, Biotechnol. Bioeng. 1988, 31 (7), 659 – 665. DOI:10.1002/bit.260310705

[31] H. Kaden, W. Vonau, J. Prakt. Chem./Chem.-Ztg. 1998, 340(8), 710 – 721. DOI: 10.1002/prac.19983400803

[32] G. J. Hills, D. J. G. Ives, J. Chem. Soc. 1951, 311 – 318. DOI:10.1039/jr9510000311

[33] K. Schwabe, S. Ziegenbalg, Z. Elektrochem. 1958, 62 (2),172 – 178.

[34] H. Galster, pH-Messung, VCH Verlagsgesellschaft, Weinheim1990.

[35] H. Kahlert, T. Steinhardt, J. Behnert, F. Scholz, Electroanalysis2004, 16 (24), 2058 – 2064. DOI: 10.1002/elan.200403059

[36] H. Dussel, S. Komorskylovric, F. Scholz, Electroanalysis 1995,7 (9), 889 – 894. DOI: 10.1002/elan.1140070917

[37] M. Y. Gorina, E. P. Glagoleva, Sov. Electrochem. 1976, 12 (6),879 – 880.

[38] H. W. Bühler, R. Bucher, DE3702501A1, 1987.[39] S. D. Collins, Sens. Actuators, B 1993, 10 (3), 169 – 178. DOI:

10.1016/0925-4005(93)87002-7[40] L. F. J. Durselen, U. Oesterle, S. Schuppisser, H. V. Pham,

Y. Miyahara, W. E. Morf, W. Simon, Chimia 1990, 44 (6),214 – 215.

[41] E. Merck, Die Bestimmung der Wasserstoffionenkonzentrationmit Indikatoren, 6th ed., Merck, Darmstadt 1963.

[42] H. Yamazaki, R. P. Sperline, H. Freiser, Anal. Chem. 1992,64 (22), 2720 – 2725. DOI: 10.1021/ac00046a013



Sascha Beutel studierteChemie an der UniversitätHannover und schloss imJahr 2000 seine Promotionbei Prof. Dr. Scheper aufdem Gebiet der enzymati-schen Abnahme vonCaseinüberzügen ab. Von2002 bis 2007 war er wis-senschaftlicher Leiter desKompetenzzentrumsFunctional Food für Nie-dersachsen. Seit 2001 ist

er Gruppenleiter im Institut für Technische Chemieund forscht in den Bereichen Kultivierung, Down-stream Processing, Enzymtechnik und Sensorik.


[43] P. Blakemore, in Practical Approach Series (Eds: D. A. Harris,C. L. Bashford), IRL Press, Oxford 1987.

[44] B. Weidgans, New fluorescent optical pH sensors with minimaleffects of ionic strength: theory, synthesis & application, VDM Ver-lag Dr. Müller, Saarbrücken 2008.

[45] B. A. A. Dremel, R. D. Schmid, Chem. Ing. Tech. 1992, 64 (6),510 – 517. DOI: 10.1002/cite.330640607

[46] L. A. Saari, W. R. Seitz, Anal. Chem. 1982, 54 (4), 821 – 823.DOI: 10.1021/ac00241a052

[47] Z. Zhujun, W. R. Seitz, Anal. Chim. Acta 1984, 160 (Jun),47 – 55. DOI: 10.1016/S0003-2670(00)84507-9

[48] A. J. Amali, N. H. Awwad, R. K. Rana, D. Patra, Anal. Chim.Acta 2011, 708 (1 – 2), 75 – 83. DOI: 10.1016/j.aca.2011.10.001

[49] O. S. Wolfbeis, N. V. Rodriguez, T. Werner, Mikrochim. Acta1992, 108 (3 – 6), 133 – 141. DOI: 10.1007/BF01242422

[50] A. Lapresta-Fernandez, T. Doussineau, S. Dutz, F. Steiniger,A. J. Moro, G. J. Mohr, Nanotechnology 2011, 22 (41), 415501.DOI: 10.1088/0957-4484/22/41/415501

[51] A. Schulz, S. Hornig, T. Liebert, E. Birckner, T. Heinze, G. J.Mohr, Org. Biomol. Chem. 2009, 7 (9), 1884 – 1889. DOI:10.1039/B900260j

[52] W. Z. Jin, L. X. Wu, Y. L. Song, J. J. Jiang, X. D. Zhu, D. W.Yang, C. X. Bai, IEEE Trans. Biomed. Eng. 2011, 58 (5),1232 – 1238. DOI: 10.1109/Tbme.2011.2107514

[53] T. Doussineau, M. Smaihi, G. J. Mohr, Adv. Funct. Mater.2009, 19 (1), 117 – 122. DOI: 10.1002/adfm.200800718

[54] J. P. Sumner, N. M. Westerberg, A. K. Stoddard, C. A. Fierke,R. Kopelman, Sens. Actuators, B 2006, 113 (2), 760 – 767.DOI: 10.1016/j.snb.2005.07.028

[55] G. J. Mohr, S. Trupp, A. Schulz, T. Doussineau, Tech. Mess.2010, 77 (3), 194 – 199. DOI: 10.1524/teme.2010.0020

[56] H. A. Clark, M. Hoyer, M. A. Philbert, R. Kopelman, Anal.Chem. 1999, 71 (21), 4831 – 4836. DOI: 10.1021/ac990629o

[57] H. A. Clark, R. Kopelman, R. Tjalkens, M. A. Philbert, Anal.Chem. 1999, 71 (21), 4837 – 4843. DOI: 10.1021/ac990630n

[58] T. Doussineau, S. Trupp, G. J. Mohr, J. Colloid Interface Sci.2009, 339 (1), 266 – 270. DOI: 10.1016/j.jcis.2009.07.044

[59] S. Hornig, C. Biskup, A. Grafe, J. Wotschadlo, T. Liebert,G. J. Mohr, T. Heinze, Soft Matter 2008, 4 (6), 1169 – 1172.DOI: 10.1039/B800276b

[60] A. Schulz, J. Wotschadlo, T. Heinze, G. J. Mohr, J. Mater.Chem. 2010, 20 (8), 1475 – 1482. DOI: 10.1039/B918427a

[61] S. M. Buck, H. Xu, M. Brasuel, M. A. Philbert, R. Kopelman,Talanta 2004, 63 (1), 41 – 59. DOI: 10.1016/j.talanta.2003.12.048

[62] H. H. Sun, K. Almdal, T. L. Andresen, Chem. Commun. 2011,47 (18), 5268 – 5270. DOI: 10.1039/C1cc10439j

[63] R. V. Benjaminsen, H. H. Sun, J. R. Henriksen, N. M. Chris-tensen, K. Almdal, T. L. Andresen, ACS Nano 2011, 5 (7),5864 – 5873. DOI: 10.1021/Nn201643f

[64] S. T. Whitten, B. Garcia-Moreno, V. J. Hilser, Proc. Natl. Acad.Sci. USA 2005, 102 (12), 4282 – 4287. DOI: 10.1073/pnas.0407499102

[65] P. Bergveld, Sens. Actuators 1981, 1 (1), 17 – 29. DOI: 10.1016/0250-6874(81)80004-2

[66] W. Oelssner, H. Kaden, Mater. Corros. 1991, 42 (7), 356 – 362.[67] F. Lisdat, W. Moritz, L. Muller, Z. Chem. 1990, 30 (12),

427 – 433.[68] M. Kremer, Industriebedarf 2003, 7/8, 22 – 23.[69] J. Janata, in Solid State Chemical Sensors (Eds: J. Janata, R. Hu-

ber), Academic Press, Orlando 1985.

[70] W. Oelssner, J. Zosel, U. Guth, T. Pechstein, W. Babel, J. G.Connery, C. Demuth, M. G. Ganseve, J. B. Verburg, Sens.Actuators, B 2005, 105 (1), 104 – 117. DOI: 10.1016/j.snb.2004.05.009

[71] Y. Cui, Q. Q. Wei, H. K. Park, C. M. Lieber, Science 2001,293 (5533), 1289 – 1292. DOI: 10.1126/science.1062711

[72] S. Zafar, C. D’Emic, A. Afzali, B. Fletcher, Y. Zhu, T. Ning,Nanotechnology 2011, 22 (40), 405501. DOI: 10.1088/0957-4484/22/40/405501

[73] F. Sevilla, T. Kullick, T. Scheper, Biosens. Bioelectron. 1994,9 (4 – 5), 275 – 281. DOI: 10.1016/0956-5663(94)80024-3

[74] R. Köneke, C. Menzel, R. Ulber, K. Schügerl, T. Scheper,M. Saleemuddin, Biosens. Bioelectron. 1996, 11 (12),1229 – 1236. DOI: 10.1016/0956-5663(96)88088-2

[75] R. Ulber, T. Scheper, Methods Biotechnol. 1998, 6, 35 – 50.DOI: 10.1385/0-89603-410-0:35

[76] T. Scheper, B. Hitzmann, E. Stark, R. Ulber, R. Faurie, P. Sos-nitza, K. F. Reardon, Anal. Chim. Acta 1999, 400, 121 – 134.DOI: 10.1016/S0003-2670(99)00612-1

[77] A. Glindkamp, D. Riechers, C. Rehbock, B. Hitzmann,T. Scheper, K. F. Reardon, Adv. Biochem. Eng./Biotechnol.2009, 115, 145 – 169. DOI: 10.1007/10_2008_10

[78] E. A. H. Hall, Biosensoren, 1st ed., Springer, Berlin 1995.[79] K. Schwabe, Chem. Ing. Tech. 1957, 29 (10), 656 – 660. DOI:

10.1002/cite.330291005[80] R. Trampert, Tech. Mess. 2010, 77 (3), 173 – 178. DOI:

10.1524/teme.2010.0042[81] F. G. K. Baucke, J. Non-Cryst. Solids 1974, 14 (Jan), 13 – 31.

DOI: 10.1016/0022-3093(74)90014-3[82] V. Schulz, G. Gerlach, M. Gunther, J. J. Magda, F. Solzbacher,

Tech. Mess. 2010, 77 (3), 179 – 186. DOI: 10.1524/teme.2010.0045

[83] G. Lin, S. Chang, C. H. Kuo, J. Magda, F. Solzbacher, Sens.Actuators, B 2009, 136 (1), 186 – 195. DOI: 10.1016/j.snb.2008.11.001

[84] P. L. P. Hoa, Uncertainty in measurement of piezoresistive sen-sors, Dresdner Beiträge zur Sensorik, w.e.b. Universitätsver-lag, Dresden 2005.

[85] G. Orgovan, B. Noszal, J. Pharm. Biomed. Anal. 2011, 54 (5),958 – 964. DOI: 10.1016/j.jpba.2010.11.022

[86] M. J. Kushmerick, R. A. Meyer, Am. J. Physiol. 1985, 248 (5),C542 – C549.

[87] G G. McMillan, R. Cameron, Advanced pH Measurement andControl, 3rd ed., The Instrumentation, Systems and Automa-tion Society, Research Triangle Park, NC 2005.

[88] S. Beutel, S. Henkel, Appl. Microbiol. Biotechnol. 2011, 91 (6),1493 – 1505. DOI: 10.1007/s00253-011-3470-5

[89] G. Locher, B. Sonnleitner, A. Fiechter, J. Biotechnol. 1992,25 (1 – 2), 23 – 53. DOI: 10.1016/0168-1656(92)90108-L

[90] P. Harms, Y. Kostov, G. Rao, Curr. Opin. Biotechnol. 2002,13 (2), 124 – 127. DOI: 10.1016/S0958-1669(02)00295-1

[91] D. Riechers, R. Baumfalk, Tech. Mess. 2010, 77 (3), 187 – 193.DOI: 10.1524/teme.2010.0041

[92] H. R. Kermis, Y. Kostov, P. Harms, G. Rao, Biotechnol. Prog.2002, 18 (5), 1047 – 1053. DOI: 10.1021/Bp0255560

[93] V. I. Agayn, D. R. Walt, Nat. Biotechnol. 1993, 11 (6),726 – 729. DOI: 10.1038/nbt0693-726

[94] M. J. Schoning, D. Brinkmann, D. Rolka, C. Demuth, A. Pog-hossian, Sens. Actuators, B 2005, 111, 423 – 429. DOI: 10.1016/j.snb.2005.03.053



[95] A. Zanzotto, N. Szita, P. Boccazzi, P. Lessard, A. J. Sinskey,K. F. Jensen, Biotechnol. Bioeng. 2004, 87 (2), 243 – 254. DOI:10.1002/Bit.20140

[96] P. Boccazzi, Z. Zhang, K. Kurosawa, N. Szita, S. Bhattacharya,K. F. Jensen, A. J. Sinskey, Biotechnol. Prog. 2006, 22 (3),710 – 717. DOI: 10.1021/Bp0504288

[97] H. L. T. Lee, P. Boccazzi, R. J. Ram, A. J. Sinskey, Lab Chip2006, 6 (9), 1229 – 1235. DOI: 10.1039/B608014f

[98] N. Szita, P. Boccazzi, Z. Y. Zhang, P. Boyle, A. J. Sinskey, K. F.Jensen, Lab Chip 2005, 5 (8), 819 – 826. DOI: 10.1039/B504243g

[99] Z. Y. Zhang, P. Boccazzi, H. G. Choi, G. Perozziello, A. J.Sinskey, K. F. Jensen, Lab Chip 2006, 6 (7), 906 – 913. DOI:10.1039/B518396k

[100] A. Buchenauer, M. C. Hofmann, M. Funke, J. Buchs, W. Mok-wa, U. Schnakenberg, Biosens. Bioelectron. 2009, 24 (5),1411 – 1416. DOI: 10.1016/j.bios.2008.08.043

[101] M. M. Maharbiz, W. J. Holtz, R. T. Howe, J. D. Keasling,Biotechnol. Bioeng. 2004, 85 (4), 376 – 381. DOI: 10.1002/bit.10835

[102] P. Girard, M. Jordan, M. Tsao, F. M. Wurm, Biochem. Eng. J.2001, 7 (2), 117 – 119. DOI: 10.1016/S1369-703X(00)00110-8

[103] M. Wang, Y. Ha, Biosens. Bioelectron. 2007, 22 (11),2718 – 2723. DOI: 10.1016/j.bios.2006.11.009

[104] L. W. Forman, B. D. Thomas, F. S. Jacobson, Anal. Chim. Acta1991, 249 (1), 101 – 111. DOI: 10.1016/0003-2670(91)87013-w

[105] M. M. Maharbiz, W. J. Holtz, R. T. Howe, J. D. Keasling,Biotechnol. Bioeng. 2004, 86 (4), 485 – 490. DOI: 10.1002/bit.10835

[106] H. Voigt, F. Schitthelm, T. Lange, T. Kullick, R. Ferretti, Sens.Actuators, B 1997, 44 (1 – 3), 441 – 445. DOI: 10.1016/s0925-4005(97)00236-0

[107] H. Razmi, H. Heidari, E. Habibi, J. Solid State Electrochem.2008, 12 (12), 1579 – 1587. DOI: 10.1007/s10008-008-0523-5

[108] J. A. Mihell, J. K. Atkinson, Sens. Actuators, B 1998, 48 (1 – 3),505 – 511. DOI: 10.1016/S0925-4005(98)00090-2

[109] E. Gill, K. Arshak, A. Arshak, O. Korostynska, Microsyst.Technol. 2008, 14 (4 – 5), 499 – 507. DOI: 10.1007/s00542-007-0435-9

[110] N. A. Peppas, J. Z. Hilt, A. Khademhosseini, R. Langer, Adv.Mater. 2006, 18 (11), 1345 – 1360. DOI: 10.1002/adma.200501612

[111] I. Y. Galaev, B. Mattiasson, Trends Biotechnol. 1999, 17 (8),335 – 340. DOI: 10.1016/s0167-7799(99)01345-1

[112] I. S. Kim, K. D. Barrow, P. L. Rogers, Biotechnol. Lett. 1999,21 (10), 839 – 848. DOI: 10.1023/a:1005519323748




Documents

Messung des pH-Werts in der Biotechnologie