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Aus der Klinik für Pferde der Tierärztlichen Hochschule Hannover
und dem Zentrum für Infektionsmedizin
Institut für Mikrobiologie der Tierärztlichen Hochschule Hannover
Rhodococcus equi und Streptococcus equi subsp. zooepidemicus aus
Nasentupfern und Tracheobronchialsekret von lungenkranken Fohlen
INAUGURAL DISSERTATION
zur Erlangung des Grades einer
Doktorin der Veterinärmedizin (Dr. med. vet.)
durch die Tierärztliche Hochschule Hannover
Vorgelegt von
Maria Barbara Meyer-Hamme aus Hamburg
Hannover 2004
Wissenschaftliche Betreuung: Univ.-Prof. Dr. Erich Klug
1. Gutachter: Univ.-Prof. Dr. Erich Klug
2. Gutachter: Prof. Dr. Stefan Schwarz
Tag der mündlichen Prüfung: 24. Mai 2004
Meinen Eltern und Geschwistern
Inhaltsverzeichnis
1. Einleitung.............................................................................. 13
2. Schrifttum ............................................................................. 15
2.1. Rhodococcus equi: Geschichtlicher Überblick und taxonomische
Einordnung .............................................................................................15
2.2. Vorkommen und Bedeutung von Rhodococcus equi ..............................17
2.2.1. Rhodococcus equi im Boden ..................................................................17
2.2.2. Rhodococcus equi im Kot .......................................................................19
2.2.3. Vorkommen von Rhodococcus equi beim Pferd.....................................20
2.2.3.1. Erkrankungen durch Rhodococcus equi beim erwachsenen Pferd ........20
2.2.3.2. Erkrankungen durch Rhodococcus equi beim Fohlen ............................21
2.2.3.3. Vorkommen beim Menschen ..................................................................25
2.3. Pathogenese von Rhodococcus equi-Infektionen beim Pferd ................25
2.4. Bedeutung und Vorkommen von Virulenzproteinen ...............................26
2.5. Wechselwirkungen von Rhodococcus equi mit den humoralen und
zellulären Komponenten der körpereigenen Abwehr..............................28
2.6. Diagnose von Rhodococcus equi-Infektionen.........................................31
2.6.1. Hämatologische Parameter ....................................................................31
2.6.2. Zytologische und mikrobiologische Nachweisverfahren .........................31
2.6.3. Serologische Diagnostikverfahren ..........................................................33
2.6.4. Bildgebende Diagnostikverfahren...........................................................34
2.7. Kultureller Nachweis von Rhodococcus equi..........................................35
2.8. Morphologische Eigenschaften von Rhodococcus equi .........................37
2.8.1. Kolonienmorphologie und Pigmentierung...............................................37
2.8.2. Mikroskopisches Aussehen und Anfärbbarkeit .......................................39
2.9. Hämolytische Aktivität ............................................................................41
2.10. Equi-Faktor .............................................................................................41
2.11. Biochemische Eigenschaften..................................................................43
2.12. Antimikrobielle Empfindlichkeit ...............................................................45
2.13. Streptococcus equi subsp. zooepidemicus: Taxonomische
Einordnung .............................................................................................46
2.13.1. Vorkommen von Streptococcus equi subsp. zooepidemicus beim
Pferd.......................................................................................................48
2.13.1.1. Erkrankungen beim erwachsenen Pferd.................................................48
2.13.1.2. Erkrankungen beim Fohlen.....................................................................49
3. Eigene Untersuchungen...................................................... 52
3.1. Material...................................................................................................52
3.1.1. Fohlen.....................................................................................................52
3.1.2. Haltungsbedingungen der Pferde ...........................................................52
3.1.3. Protokoll der klinischen Untersuchung / klinischer Score .......................53
3.1.4. Messung der Leukozytenzahl im Fohlenblut...........................................53
3.1.5. Sonographische Untersuchung der Lunge .............................................53
3.1.6. Untersuchungsmaterial...........................................................................54
3.1.7. Bodenproben ..........................................................................................55
3.2. Methodik .................................................................................................56
3.2.1. Nährmedien für den kulturellen Nachweis von Rhodococcus equi
und Streptococcus equi subsp. zooepidemicus......................................56
3.2.2. NANAT-Medium .....................................................................................57
3.2.3. Isolierung von Rhodococcus equi und Streptococcus equi subsp.
zooepidemicus aus Nasentupfern ..........................................................57
3.2.4. Isolierung aus dem Tracheobronchialsekret ...........................................58
3.2.5. Isolierung von Rhodococcus equi aus Bodenproben..............................58
3.2.5.1. Voruntersuchung von Bodenproben .......................................................58
3.2.5.2. Verarbeitung der Bodenproben ..............................................................59
3.2.6. Nachweis und Differenzierung von Rhodococcus equi...........................59
3.2.6.1. Mikroskopischer Nachweis von Rhodococcus equi und
Streptococcus equi subsp. zooepidemicus im Grampräparat.................59
3.2.6.2. Equi-Faktor .............................................................................................60
3.2.6.3. Biochemische Eigenschaften von Rhodococcus equi ............................61
3.2.7. Identifizierung von Streptococcus equi subsp. zooepidemicus...............63
3.2.8. Nachweis der Antibiotika-Empfindlichkeit ...............................................63
3.2.9. Bestimmung der minimalen Hemmstoffkonzentrationen mittels
Etest®......................................................................................................65
3.2.10. Statistische Auswertung der Ergebnisse ................................................66
4. Ergebnisse............................................................................ 67
4.1. Identifizierung von Rhodococcus equi und Streptococcus equi
subsp. zooepidemicus ............................................................................67
4.1.1. Wachstumseigenschaften von Rhodococcus equi .................................67
4.1.2. Isolierung von Streptococcus equi subsp. zooepidemicus .....................69
4.1.2.1. Mikroskopischer Nachweis von Rhodococcus equi und
Streptococcus equi subsp. zooepidemicus im Grampräparat.................69
4.2. Biochemische Eigenschaften von Rhodococcus equi ............................69
4.3. Nachweis von Rhodococcus equi in Nasentupfern.................................71
4.4. Nachweis von Rhodococcus equi im Tracheobronchialsekret................71
4.5. Nachweis von Streptococcus equi subsp. zooepidemicus in
Nasentupfern ..........................................................................................72
4.6. Nachweis von Streptococcus equi subsp. zooepidemicus im
Tracheobronchialsekret ..........................................................................72
4.7. Klassifizierung von Streptococcus equi subsp. zooepidemicus ..............72
4.8. Klinischer Score......................................................................................73
4.9. Erkrankungsalter der Fohlen ..................................................................73
4.10. Nachweis von Rhodococcus equi in Nasentupfern in Abhängigkeit
vom Erkrankungsalter.............................................................................74
4.11. Nachweis von Rhodococcus equi im Tracheobronchialsekret in
Abhängigkeit vom Erkrankungsalter .......................................................75
4.12. Sonographischer Nachweis von Lungenabszessen und
Pneumonien ...........................................................................................76
4.13. Gegenüberstellung der Nachweishäufigkeit von Rhodococcus equi
im Nasentupfer und Tracheobronchialsekret ..........................................76
4.14. Gegenüberstellung der Nachweishäufigkeit von Rhodococcus equi
und Streptococcus equi subsp. zooepidemicus im
Tracheobronchialsekret ..........................................................................76
4.15. Gegenüberstellung des kulturellen Nachweises von Rhodococcus
equi mit dem klinischen Score ................................................................77
4.16. Gegenüberstellung des kulturellen Nachweises von Rhodococcus
equi mit der Leukozytenzahl im Blut .......................................................79
4.17. Gegenüberstellung des kulturellen Nachweises von Rhodococcus
equi im Nasentupfer mit dem sonographischen Nachweis von
Lungenabszessen ..................................................................................80
4.18. Vergleich des kulturellen Nachweises von Rhodococcus equi im
Nasentupfer mit dem sonographischen Nachweis von Pneumonien......81
4.19. Gegenüberstellung des kulturellen Nachweises von Rhodococcus
equi im Tracheobronchialsekret mit dem sonographischen
Nachweis von Lungenabszessen ...........................................................82
4.20. Gegenüberstellung des kulturellen Nachweises von Rhodococcus
equi im Tracheobronchialsekret mit dem sonographischen
Nachweis von Pneumonien ....................................................................83
4.21. Antibiotikaempfindlichkeit im Agar-Diffusionstest ...................................84
4.22. Bestimmung der minimalen Hemmstoffkonzentration mittels Etest® ......85
4.23. MHK-Werte des Referenzstammes Streptococcus pneumoniae............86
4.24. Entwicklung der MHK-Werte über den Untersuchungszeitraum.............86
4.25. Vergleich des Nachweises von Streptococcus equi subsp.
zooepidemicus im Nasentupfer und Tracheobronchialsekret .................91
4.26. Vergleich zwischen dem Erkrankungsalter und dem Nachweis von
Streptococcus equi subsp. zooepidemicus im Nasentupfer....................92
4.27. Vergleich zwischen dem Erkrankungsalter und dem Nachweis von
Streptococcus equi subsp. zooepidemicus im
Tracheobronchialsekret ..........................................................................92
4.28. Nachweis von Rhodococcus equi in Bodenproben.................................93
5. Diskussion............................................................................ 95
5.1. Eigene Untersuchungen .........................................................................95
5.1.1. Probandengut .........................................................................................95
5.1.2. Probenentnahme ....................................................................................96
5.1.3. Isolierung von Rhodococcus equi und Streptococcus equi subsp.
zooepidemicus aus Atemwegen lungenkranker Fohlen .........................97
5.1.4. Antimikrobielle Empfindlichkeit ...............................................................99
5.2. Ergebnisse............................................................................................100
5.2.1. Gegenüberstellung des kulturellen Nachweises von Rhodococcus
equi im Nasentupfer und im Tracheobronchialsekret mit den
klinischen Befunden .............................................................................100
5.2.2. Kultureller Nachweis von Rhodococcus equi im Nasentupfer und
Tracheobronchialsekret bei Fohlen mit sonographischen
Lungenbefunden...................................................................................102
5.2.3. Infektion der Fohlen mit Rhodococcus equi und Streptococcus equi
subsp. zooepidemicus ..........................................................................103
5.3. Beziehungen zwischen dem Erkrankungsalter der Fohlen und dem
Nachweis von Rhodococcus equi bzw. Streptococcus equi subsp.
zooepidemicus in deren Atemwegen....................................................105
5.4. Nachweis von Rhodococcus equi in Bodenproben...............................106
5.5. Tierärztliche Aspekte und Schlussfolgerung.........................................107
6. Zusammenfassung ............................................................ 109
7. Summary............................................................................. 112
8. Literaturverzeichnis........................................................... 115
9. Anhang................................................................................ 158
9.1. Nährmedien ..........................................................................................158
9.1.1. Rezeptur für das NANAT-Medium: .......................................................158
9.1.2. Staphylokokken-Streptokokken-Selektivagar: ......................................158
9.1.3. Kochblut-Agar.......................................................................................158
9.1.4. Nährbouillon (1 Liter) ............................................................................159
9.1.5. NANAT-Selektivbouillon (1 Liter) ..........................................................159
9.1.6. Sorbit- und Trehalose-Lösung (Basismedium) .....................................159
9.2. Klinischer Score zur Beurteilung des Schweregrads der klinischen
Symptome (nach Ohnesorge 1998)......................................................160
9.3. Rhodococcus equi (Rh. equi) im Nasentupfer (NT) und im
Tracheobronchialsekret (TBS) aus Fohlen mit abszedierender
Pneumonie ...........................................................................................161
9.4. Streptococcus equi subsp. zooepidemicus (Sc. equi subsp. zooep.)
im Nasentupfer (NT) und Tracheobronchialsekret (TBS) aus Fohlen
mit abszedierender Pneumonie ............................................................168
9.5. Klinischer Score, Zahl der Blutleukozyten, Abszess- und
Pneumonie-Befunde und Fohlenalter ...................................................176
9.6. Befunddaten für die Untersuchungswoche, die minimale
Hemmstoffkonzentration (MHK-Werte) von Erythromycin,
Rifampicin, Trimethroprim / Sulfadiazin und Azithromycin und den
Agardiffusionstest .................................................................................183
9.7. Abbildungen..........................................................................................187
9.8. Tabellen................................................................................................188
Verzeichnis der verwendeten Abkürzungen
Abb.: Abbildung cm Zentimeter DNA Desoxyribonukleinsäure EDTA Ethylen-diamin-tetra-Essigsäure EHV 1 / 4 Equines Herpesvirus 1 / 4 g Gramm ggr. geringgradig h Stunde hgr. hochgradig i.v. intravenös IgG Immunglobulin G kg Kilogramm Kgh Keimgehalt KW Kalenderwoche m Meter mg/dl Milligramm / Deziliter mg/kg Milligramm / Kilogramm mg/ml Mikrogramm /Milliliter mgr. mittelgradig MHK: Minimale Hemmstoffkonzentration min. Minute ml Milliliter mm Millimeter NT: Nasentupfer PCR Polymerase Chain Reaction Rh. equi Rhodococcus equi RNA Ribonukleinsäure s. siehe s.u. siehe unten Sc. equi subsp. zooep. Streptococcus equi subsp. zooepidemicus sek. Sekunde
spp. Spezies subsp. Subspezies Std. Stunde Tab.: Tabelle TBS: Tracheobronchialsekret UV Ultraviolett °C Grad Celsius µg Mikrogramm µg/ml: Mikrogramm / Milliliter µl Mikroliter Mittelwert
Die chemischen Elemente werden gemäß dem internationalen Periodensystem
abgekürzt.
Einleitung
13
1. Einleitung
1. Einleitung
Rhodococcus equi (ehemals Corynebacterium equi) ist ein Infektionserreger, der
beim Pferd und besonders bei Fohlen eine bedeutende Rolle spielt. Er führt beim
Fohlen zu chronisch, eitrigen Bronchopneumonien (KNIGHT, 1969, HILLIDGE, 1986)
mit Abszessbildung, unter Beteiligung der regionären Lymphknoten und, wenn auch
seltener, des Verdauungstraktes (CIMPRICH und ROONEY, 1977, YAGER, 1987).
Die Erkrankung kann sowohl sporadisch als auch auf einigen Gestüten endemisch
auftreten (TAKAI, 1997). In betroffenen Aufzucht-Betrieben liegt die Morbidität bis zu
80 % (ELLISADE et al., 1980). Die Mortalität wird dabei zwischen 5 – 17 %
angegeben (ELLISADE et al., 1980, TAKAI et al., 1985a). Dieser hohe Verlust liegt
daran, dass Fohlen trotz zahlreicher Lungenabszesse erst sehr spät für den Besitzer
erkennbare Krankheitssymptome zeigen. Oft bleibt in diesem Stadium der
Lungenveränderungen auch eine intensive antibiotische Therapie erfolglos
(BEECH and SWEENEY, 1991). Infolgedessen können erhebliche wirtschaftliche
Verluste in Pferdezuchtbetrieben entstehen.
Die Therapie einer Rhodococcus equi-Infektion gestaltet sich sehr zeitaufwendig und
kostenintensiv. So muss mit einer Therapiedauer von mindestens vier bis neun
Wochen gerechnet werden (HILLIDGE, 1987), wobei auch von bis zu fünf Monaten
berichtet wird (PRESCOTT und SWEENEY, 1985). Je früher im Verlauf der
Erkrankung mit dieser speziellen Therapie begonnen wird, desto besser wird die
Prognose und umso kürzer die Behandlungsdauer. Aus diesem Grunde schlagen
COHEN et al. (2000, 2002) auf Gestüten, auf denen Rhodococcus equi endemisch
vorkommt, ein Screeningsystem zur Früherkennung der Rhodococcus equi-
Pneumonie vor. Ein zu frühes Ende der Therapie kann zu Rezidiven führen
(GIGUERE u. PRESCOTT, 1997).
Rhodococcus equi zeigt eine weite Verbreitung in der Umwelt und eine
ausgesprochene Widerstandsfähigkeit bei ungünstigen klimatischen Bedingungen
wie UV-Strahlung und Trockenheit (TAKAI et al., 1991). Dies erklärt sein Verbleiben
Einleitung
14
auf Zuchtbetrieben und sein endemisches Vorkommen. In diesem Zusammenhang
wird Rhodococcus equi auch aus Boden- und Kotproben von Pferden nachgewiesen
(BARTON und HUGHES, 1981). In der Kontamination der Umgebung von Fohlen
wird die Ursache der Infektion vermutet. Dabei wird vor allem der aerogenen
Aufnahme der Erreger aus staubhaltiger Atemluft besondere Bedeutung
beigemessen (BARTON und HUGHES, 1980).
Rhodococcus equi wird von infizierten Tieren periodisch ausgeschieden und weist
möglicherweise eine intrazelluläre Überlebensstrategie auf (MARTENS et al., 1982).
Dadurch kann die klinische Verdachtsdiagnose einer Lungenentzündung durch
Rhodococcus equi nicht in allen Fällen durch den kulturellen Nachweis bestätigt
werden.
Das Ziel der vorliegenden Untersuchung ist es, einen Überblick über die Verbreitung
von Rhodococcus equi und die Morbidität der Fohlen auf dem Gestüt, auf dem die
Untersuchung vorgenommen wurde, zu erlangen. In diesem Rahmen soll
herausgestellt werden, inwieweit die sonographische Lungenuntersuchung
(ALTHAUS, 2004) klinisch auffälliger Fohlen und die damit einhergehende kulturelle
Untersuchung von Nasentupfer- und Tracheobronchialsekret-Proben auf
Rhodococcus equi zur verbesserten Diagnostik der Erkrankung beiträgt. Um
schließlich die epidemiologischen Zusammenhänge auf dem Gestüt, auf dem die
Untersuchung erfolgt, zu erfassen und um diese Möglichkeit der Infektion zu
berücksichtigen, werden außerdem Bodenproben auf Rhodococcus equi untersucht.
Dabei sollen prophylaktische Maßnahmen zur Minderung des Keimgehaltes im
Boden berücksichtig werden.
Da bei Lungenabszessen des Pferdes Rhodococcus equi häufig in Verbindung mit
β-hämolysierenden Streptokokken zu isolieren ist (BAIN, 1963a), soll in der
vorliegenden Untersuchung auch Streptococcus equi subsp. zooepidemicus als
Erreger von Atemwegserkrankungen mit Nasenausfluss und Vergrößerung der
submaxillären Lymphknoten berücksichtig werden. Dabei ist die Frage, ob eine
Interaktion zwischen den beiden Erregern besteht, bisher noch unbeantwortet. Sie
soll hier aber untersucht werden.
Schrifttum
15
2. Schrifttum
2.1. Rhodococcus equi: Geschichtlicher Überblick und taxonomische Einordnung
Rhodococcus equi (ehemals: Corynebacterium equi) wurde innerhalb eines
Zeitraums von wenigen Jahren in verschiedenen Ländern erstmals beschrieben. So
erwähnte MAGNUSSON 1923 in Schweden Corynebacterium equi als Erreger
spezifischer eitriger Pneumonien beim Fohlen. Aufgrund der grampositiven
Anfärbbarkeit, der Unbeweglichkeit, des Fehlens von Sporenbildung, der
Gelatineverflüssigung sowie der Indolbildung und nicht zuletzt der Pleomorphie,
ordnete er den Erreger der Gattung Corynebacterium zu. Auch
MIESSNER und WETZEL (1923) beschrieben im selben Jahr den Erreger als
Corynebacterium pyogenes equi. Ebenfalls im selben Jahr schlägt LÜTJE (1923) vor,
den Organismus in Corynebacterium pyogenes equi roseum umzubenennen. Bereits
ein Jahr später folgen Beschreibungen von Corynebacterium equi durch
BULL (1924) in Australien, und später von DIMOCK und EDWARDS (1931) in den
USA, RAJAGOPALAN (1936) in Indien und CRAIG und DAVIES (1940) in England.
Die taxonomische Einordnung des Bakteriums bereitete zunächst Schwierigkeiten
und wurde kontrovers diskutiert. Durch verbesserte Untersuchungsmethoden
konnten diese Differenzen in den letzten Jahren aber beseitigt werden. Aufgrund
seiner Ähnlichkeit zu Mykobakterien, schlugen JENSEN (1934) und später
KRASIL`NIKOV (1966) vor, den Erreger Mycobacterium equi zu nennen. Nachdem
es HOLTH und AMUNDSEN (1936) aber gelungen war, Corynebacterium equi in
tuberkulös veränderten Lymphknoten des Schweines als „spezifisches, säurefestes
kokko-bazilläres Bakterium“ nachzuweisen, schlug PLUM (1940) vor, das Bakterium
Corynebacterium Magnusson-Holth zu benennen. Die Überlegung, das Bakterium
als neue Spezies Mycobacterium rhodochrous einzuordnen hegte erstmals
GORDON (1966). Diese Spezies sollte Platz zwischen Nocardia spp. und
Mykobakterien Platz finden. Nach eingehenden Untersuchungen stellten
UCHIDA und KO (1977) fest, dass das Bakterium N-glykolierte Muraminsäurereste
enthält. Diese Reste werden auch bei sowohl Nokardien, als auch bei Mykobakterien
und Rhodokokken nachgewiesen. Aufgrund dieser Erkenntisse schlugen
Schrifttum
16
BOUSFIELD und GOODFELLOW (1976), mit Unterstützung von
GOODFELLOW und ALDERSON (1977) die Schaffung des neuen Genus
Rhodococcus vor. Neben neun anderen Spezies soll diesem Genus auch
Rhodococcus equi angehören. Das Genus „Rhodococcus“ wird phylogenetisch zu
den nocardioformen Actinomyceten gezählt. In dieser Gruppe zeichnet sich
„Rhodococcus“ besonders durch den Aufbau der Zellwand aus, deren
Peptidoglycangerüst aus D-Glutaminsäure, N-Acetylglucosamin, N-
Glycosylmuraminsäure und D- und L-Alanin besteht. Ebenfalls spezifisch für
Rhodococcus sind die in der Zellwand vorkommenden Phospholipide. Diese
bestehen aus Phosphatidylinositolmannosid, Cardiolipin, Phosphatidylinositol und
Phospatidylethanolamin (FINNERTY 1992). Der Kohlenhydratanteil der Zellwand
setzt sich vor allem aus Galactose und Arabinose zusammen. Wie
GOODFELLOW und MINNIKIN (1978), COLLINS et al. (1982) und
BARTON et al. (1989) herausstellten, stellen eine Vielzahl von geradkettigen,
ungesättigten Fettsäuren, 10-Methyloctadecan-Fettsäuren und das Vorhandensein
von Mycolsäuren, die aus 34 bis 64 Kohlenstoffatomen mit bis zu vier ungesättigten
Bindungen bestehen (GOODFELLOW 1986, PRESCOTT 1991), einen weiteren
wichtigen Bestandteil der Zellwand des Genus „Rhodococcus“ dar. Anhand der
Anzahl der C-Atome dieser Mycolsäuren kann eine Unterteilung des Genus
„Rhodococcus“ in zwei Gruppen vorgenommen werden. Zu der ersten Gruppe
werden Rhodococcus rubropectinus, Rhodococcus terrae und Rhodococcus
bronchiales gezählt, die mit ihren 48 bis 66 spezifischen C-Atomverbindungen und
außerdem zahlreicher dihydrogenierter Menachinone mit neun Isopreneinheiten von
der zweiten Gruppe abgrenzbar sind. STACKEBRAND et al. (1988) ordnete diese
Gruppe anhand dieser Eigenschaften dem Genus Gordona zu. Diese These wurde
von MODARSKI et al. (1976, 1977, 1980a) anhand von DNA-Studien widerlegt.
Dabei wurde die Zugehörigkeit zum Genus Rhodococcus etabliert. Die zweite
Gruppe zeichnet sich durch Mycolsäuren aus, die 34 bis 52 C-Atomverbindungen mit
bis zu zwei Doppelbindungen und dihydrogenierten Menachinonen mit acht
Isopreneinheiten in der Zellwand enthalten. Zu dieser zweiten Gruppe gehört,
zusammen mit weiteren 11 Rhodococcus-Spezies, auch Rhodococcus equi
(GOODFELLOW 1986). Durch Vergleich der Antibiotikaempfindlichkeit war es
Schrifttum
17
GOODFELLOW und ORCHARD (1974) möglich, das weitaus sensitivere
„Rhodococcus“-Taxon von den resistenteren Spezies des Genus Nocardia
abzugrenzen. Außerdem machten chromatographische Untersuchungen der
Mycolsäuren erstmals eine Differenzierung von Bakterien der Gattungen
Corynebacterium, Nocardia, Rhodococcus und Mycobacterium
(BUTLER et al., 1986, DE BRIEL et al., 1992) möglich. Zur Differenzierung von
Corynebacterium und Rhodococcus equi wurden schließlich weiterführende
molekularbiologische Methoden, wie die Restriktionsfragmentanalyse ribosomaler
RNA mit anschließender Elektrophorese eingesetzt (VANEECHOUTTE et al., 1995).
Die Ergebnisse der DNA- und RNA-Untersuchungen (YAMADA und KOMAGATA,
1970, MODARSKI et al., 1980a und b, SUZUKI et al., 1981) führten letztendlich zur
endgültigen Umbenennung des Keims von Corynebacterium equi zu Rhodococcus
equi, wobei der Name „Rhodococcus“ auf den morphologischen
Wachstumsveränderungen von bazillär bis coccoid (rod to coccus) beruht
(PRESCOTT 1991).
2.2. Vorkommen und Bedeutung von Rhodococcus equi
2.2.1. Rhodococcus equi im Boden
Rhodococcus equi zeigt eine weite Verbreitung in der Umwelt und wird unabhängig
von Krankheitsausbrüchen auf vielen Pferdefarmen nachgewiesen. Obwohl in den
USA fast alle Pferdebestände mit Rhodococcus equi infiziert zu sein scheinen
(GIGUÈRE und PRESCOTT, 1997), treten klinisch manifeste Infektionen mit
Rhodococcus equi nur in einigen Beständen endemisch auf. In anderen Beständen
hingegen kommt es zu keinen klinischen Symptomen (ROONEY, 1966). Dies ist auf
unterschiedliche Bedingungen in der Umgebung, wie Temperatur, Staub oder
pH-Wert des Bodens, außerdem aber auf das Management eines Bestandes sowie
auf Virulenzunterschiede der Isolate zurückzuführen (TAKAI et al., 1991). Der
Erreger kann aus verschiedenen Proben nachgewiesen werden, wobei die Frage des
primären Habitats bislang ungeklärt blieb. Vor allem aus Boden- und Kotproben
verschiedener Tierarten (WOOLCOCK et al., 1979, 1980, WOOLCOCK und
MUTIMER, 1981, BARTON und HUGHES, 1981, 1984, PRESCOTT et al., 1984b,
Schrifttum
18
TAKAI und TSUBAKI, 1985), sowie aus tuberkulös veränderten Lymphknoten des
Schweins kann Rhodococcus equi isoliert werden (TAKAI und TSUBAKI, 1985).
Auch in Gegenden, in denen keine Tiere gehalten werden, kann Rhodococcus equi
aus Bodenproben isoliert werden (JENSEN, 1934). Diese Tatsache lässt vermuten,
dass der Erreger ein ubiquitär vorhandener Bodensaprophyt ist (SMITH 1966). Die
Keimdichte im Boden korreliert mit der Inzidenz von Rhodococcus equi-Pneumonien
in der entsprechenden Umgebung (ROBINSON, 1982, PRESCOTT et al., 1984b,
PRESCOTT, 1991). Diese Aussage wird aber durch TAKAI et. al. (1991a, 1994b)
und RAHL et al. (1999) korrigiert. Die Autoren konnten belegen, dass die
Krankheitshäufigkeit nicht mit dem Keimdruck, sondern mit dem Vorhandensein von
Virulenzprotein-A (Virulenz-associated-protein A; VapA) exprimierenden
Rhodococcus equi-Stämmen korreliert. Dass das Bakterium längere Zeit im Boden
überlebt, stellte MAGNUSSON (1938) fest und ging der Frage nach, ob er sich auch
dort vermehrt. Noch zwölf Monate nach Inkubation eines Rasens kann Rhodococcus
equi aus den genommenen Bodenproben nachgewiesen werden
(WILSON, 1955).
Des Weiteren ist das Bakterium in trockenem Humusboden, wie auch in feuchtem
Lehmboden, Gärten und Parkanlagen nachweisbar (BARTON und HUGHES, 1980,
PRESCOTT, 1991, TAKAI, 1997). Auch auf Koppeln, die gerade beweidet oder seit
Monaten nicht von Pferden besiedelt wurden, kann Rhodococcus equi nachgewiesen
werden. All diese Untersuchungen geben Hinweise auf die weite Verbreitung und
hohe Tenazität von Rhodococcus equi in der Umgebung von Pferden.
In weiteren Untersuchungen wurde geprüft, ob ein Zusammenhang zwischen
Kontamination von Boden- und Kotproben besteht. Eine Untersuchung von
BARTON und HUGHES (1981) ergab, dass sich Rhodococcus equi nur aus Kot von
Tieren mit Weidegang isolieren lässt. Außerdem konnten die Autoren eine sehr viel
höhere Isolierungsrate aus Dung als aus rektal entnommenem Kot nachweisen. Wie
PRESCOTT et al. (1984b) nach Untersuchung von Bodenproben und Dung
feststellte, ist die Anzahl der Keime in Bodenproben sehr viel höher als im Dung. Die
Überlegung liegt daher nahe, ob Rhodococcus equi sich in mit Dung verunreinigtem
Boden vermehren kann. TAKAI et al. (1986b) ging dieser Fragestellung nach, indem
er monatlich über einen Zeitraum von zehn Monaten Bodenproben entnahm und
Schrifttum
19
stellte in diesen eine zunehmende Zahl des Erregers fest. Die Keime hatten die
höchste Inzidenz im April und Mai und nahmen dann allmählich an Häufigkeit wieder
ab. In kothaltiger Erde konnte Rhodococcus equi länger als 12 Monate
nachgewiesen werden (WILSON, 1992). HUGHES und SULAIMAN (1987) konnten
eine Vermehrung von Rhodococcus equi bestätigen, allerdings erst, nachdem sie
den Boden mit Dung oder Azetat angereichert hatten.
Diese Erkenntnisse lassen auf eine saprophytäre Lebensweise von Rhodococcus
equi im Boden schließen, wobei zu vermuten ist, dass Rhodococcus equi in einem
Zyklus zwischen Haustieren und den diese umgebenden Boden lebt
(TAKAI und TSUBAKI, 1985).
2.2.2. Rhodococcus equi im Kot
Die Isolierung von Rhodococcus equi aus Kot gelingt vor allem beim Pferd, aber
auch bei anderen domestizierten Haustieren. Lediglich bei Katzen und Opossums
konnte keine Kotprobe als positiv gewertet werden. Bei Tauben und anderen Vögeln
liegt die Isolierungsrate bei 64 % - 100 %, wohingegen bei Nutzgeflügel nur aus 4 %
der Kotproben Rhodococcus equi nachgewiesen werden konnte (CARMAN und
HODGES, 1987). WOOLCOCK et al. (1980) stellte die Überlegung an, ob es sich bei
Rhodococcus equi um einen natürlichen Darmbewohner des Pferdes handelt. Die
Autoren führten Untersuchungen mit einem Selektivmedium durch, das
Cycloheximid, Nalidixinsäure, Kaliumtellurit und Novobiocin enthielt. Mit Hilfe dieses
Selektivmediums gelang es dem Autor, aus 90 von 127 untersuchten Kotproben von
Pferden Rhodococcus equi nachzuweisen. Auf 12 Gestüten gelang es mit diesem
Medium dann, Rhodococcus equi bei Pferden unterschiedlichsten Alters
nachzuweisen, obwohl nur in zwei der Gestüte Rhodococcus-Pneumonien ein bzw.
drei Jahre vorher vorgekommen waren. Auch aus Kotproben von Rindern, die
zusammen mit Pferden gehalten wurden, ist Rhodococcus equi zu isolieren.
Rhodococcus equi vermehrt sich im Kot von Pferden, Rindern, Schafen, Ziegen,
Hunden, Katzen und Hühnern innerhalb von ein bis zwei Wochen ca. 10.000-fach
(BARTON und HUGHES, 1984).
Schrifttum
20
Bemerkenswert ist die Feststellung von TAKAI (1997) und FUKUNAGA et al. (1999),
nach der sich virulente Stämme von Rhodococcus equi nur aus Pferden und deren
Umgebung nachweisen lassen.
2.2.3. Vorkommen von Rhodococcus equi beim Pferd
2.2.3.1. Erkrankungen durch Rhodococcus equi beim erwachsenen Pferd
Der Nachweis von Rhodococcus equi ist bei erwachsenen Pferden möglich, jedoch
selten und wird bisher nur von wenigen Autoren beschrieben. Krankhafte
Veränderungen betreffen die gleichen Organsysteme wie bei Fohlen
(PRESCOTT, 1991). ROBERTS et al. (1980) beschrieben ein 18 Jahre altes Pferd,
das an einer Erkrankung mit Rhodococcus equi litt und Apathie, ein schlechtes
Allgemeinbefinden sowie bilateralen, mukopurulenten Nasenausfluss, eine erhöhte
Respirationsrate, dennoch aber keinen Husten zeigte. Der Erreger ist auch aus dem
Eiter subkutaner Abszesse an den Gliedmaßen erwachsener Pferde nachzuweisen
(SIMPSON, 1964) In diesem Falle gingen die Abszesse mit Lahmheiten einher,
außerdem kam es zu Konditionsverlust und Husten. Zudem traten Lungenabszesse
und Abszesse der Mediastinallymphknoten in Erscheinung. Aus dem Eiter dieser
Lungenabszesse konnte ebenfalls Rhodococcus equi isoliert werden. Einzelne
Berichte vom Nachweis von Rhodococcus equi im Uterus infertiler Stuten sowie in
abortierten Früchten liegen von BRUNER et al. (1939), SIPPEL et al. (1968) und
ZINK et al. (1986) vor. Der Erreger konnte außerdem aus dem Herzen und dem
Mageninhalt abortierter Foeten isoliert werden (RAMACHANDRA et al., 1981).
Rhodococcus equi-Infektionen bei erwachsenen Pferden beschrieb auch
MAGNUSSON (1938), wobei er von Infektionen „älterer Fohlen“ sprach. Bei
Lungenabszessen des Pferdes ist Rhodococcus equi häufig in Verbindung mit
β-hämolysierenden Streptokokken zu isolieren (BAIN, 1963a). Der Autor untersuchte
238 Stuten, die an einer Uterusinfektion erkrankt waren und konnte bei acht dieser
Stuten (3 %) Rhodococcus equi nachweisen. Im Falle einer Cervicitis gelangt der
Erreger aszendierend in den Cervicalkanal und infiziert die Frucht, so dass es
zwischen dem 110.-120. Tag, oder am Ende der Trächtigkeit zu einem Abort kommt
(RAMACHANDRA et al., 1981). Zwischen der Infektion mit Rhodococcus equi und
einem Abort sieht FAULKNER (1968) einen Zusammenhang. Der Autor zählt zu den
Schrifttum
21
auslösenden Erregern bei 5-7 % der Aborte bei Stuten jedoch neben Rhodococcus
equi auch Streptokokken und Klebsiellen. Weitere Erkenntnisse über Rhodococcus
equi bei erwachsenen Pferden konnten FREESTONE et al. (1987) erlangen. Sie
wiesen den Erreger im Blut verschiedener Tiere nach und erkannten außerdem, dass
vor allem immunsupprimierte Pferde an Rhodococcus equi-Infektionen erkranken.
Die Autoren beschreiben einen sieben Jahre alten Appaloosa-Wallach, der eine
plötzlich auftretende Immunsuppression, Anorexie, Lethargie, Fieber und
Bronchopneumonie zeigte. Bei diesem Pferd waren die IgG- und IgA-
Konzentrationen deutlich erniedrigt und IgM nicht nachweisbar. Durch einen
Lymphozytenstimulationstest wurde eine gestörte T-Lymphozytenfunktion
nachgewiesen. In einem Rhodococcus equi spezifischen Antikörpertest (ELISA)
wurde daraufhin eine Antikörperkonzentration festgestellt, die 10fach höher war, als
bei gesunden erwachsenen Pferden.
2.2.3.2. Erkrankungen durch Rhodococcus equi beim Fohlen
Bei Fohlen manifestiert sich die Infektion durch Rhodococcus equi am häufigsten in
Form einer subakuten bis chronischen, eitrigen Bronchopneumonie mit
Abszessbildung und einer begleitenden eitrigen Lymphadenitis (YAGER, 1987,
WEISS und RUDOLPH, 1988). Es handelt sich um eine weltweit verbreitete
Erkrankung mit einer wachsenden Bedeutung. Sie ist verbunden mit einer hohen
Morbiditätsrate bis 80 % (ELLISADE et al., 1980, TAKAI et al., 1985a,
SØLAND und OLSEN 1995). Nach PRESCOTT et al. (1980) sind 1-3 % aller
Todesfälle bei Fohlen auf Infektionen mit Rhodococcus equi zurückzuführen. Alle
Pferderassen scheinen empfänglich für Rhodococcus equi-Infektionen zu sein, wobei
keine Geschlechtsprädisposition auszumachen ist (ZINK et al., 1986). Eine Infektion
mit Rhodococcus equi kann auf oralem, aerogenem, omphalogenem oder auf
intrauterinem Wege geschehen (BARTON und HUGHES, 1980). Des Weiteren sind
auch Infektionen durch wandernde Parasitenlarven (BARTON und HUGHES, 1980)
und durch offene Wunden beschrieben worden (KNIGHT, 1969, SMITH und JANG,
1980). Von einer Verbreitung von Rhodococcus equi durch nasales Exsudat
erkrankter Fohlen berichtete zudem BURROWS (1968). Auch eine Ausbreitung der
Erkrankung von der Lunge in andere Regionen des Organismus ist nicht
Schrifttum
22
ungewöhnlich (HONDALUS, 1997). Vor allem in den Sommermonaten treten
vermehrt Lungenentzündungen mit Rhodococcus equi auf (ZINK et al., 1986),
weswegen die Erkrankung auch „Sommerpneumonie“ genannt wird (ROSSDALE,
1981). Eine Erklärung für dieses Phänomen liegt in der Überlegung, dass die Tiere
während dieser Jahreszeit vermehrt Rhodococcus equi haltigen Staub einatmen
(PRESCOTT et al., 1984b). Außerdem befinden sich die meisten Fohlen zu dieser
Zeit in einem Alter (bis sechs Monate), in dem die Konzentration der maternalen
Antikörper langsam abfällt, so dass die Tiere über keinen ausreichenden humoralen
Schutz vor einer Infektion mehr verfügen (HIETALA et al., 1985, PRESCOTT, 1991).
Die Ursache dafür, dass vor allem Fohlen an Rhodococcus equi-Infektionen
erkranken, könnte das noch unreife Immunsystem der Fohlen und die besseren
Lebensbedingungen für Rhodococcus equi als Aerobier im Fohlendarm als im Darm
erwachsener Tiere sein (YAGER, 1987). Infektionsbegünstigend wirkt
möglicherweise zusätzlich die Koprophagie der Fohlen (KNOTTENBELT, 1993).
TAKAI et al. (1986a) und HUGHES und SULAIMAN (1987) gelang es, eine
intraintestinale Vermehrung von Rhodococcus equi bis zur achten Lebenswoche
beim Fohlen nachzuweisen. Vor allem in den Monaten Mai bis August, und ganz
besonders im Juli, treten in Nordamerika vermehrt Erkrankungen mit Rhodococcus
equi auf (ZINK et al., 1986) und zwar überall dort, wo Fohlen aufgezogen werden
(ROONEY, 1966). Andere Autoren beschreiben hingegen, dass in den meisten
Fällen Rhodococcus equi-Infektionen nur sporadisch oder enzootisch auftreten.
(PRESCOTT, 1991, TAKAI et al., 1991). Eine Erkrankung mit Rhodococcus equi tritt
vermehrt im Saugfohlenalter mit 2 – 3 Monaten auf (GIGUÈRE und PRESCOTT,
1997), wobei auch Erkrankungen bei Fohlen bereits im Alter von 2 – 3 Wochen
beschrieben sind (EK und NORDSTOGA, 1967, SIPPEL et al., 1968). AINSWORTH
(1999) vermutet hingegen, dass die Infektion mit Rhodococcus equi bei Fohlen im
Alter zwischen 1 – 6 Monaten erfolgt. Virale Infektionen (ROONEY, 1966),
Unterernährung (KNIGHT, 1969), Verletzungen (KNIGHT, 1969), aber auch
Massentierhaltung (ARDANS et al., 1986) und ein defektes Immunsystem (YAGER,
1987, FREESTONE et al., 1989, PRESCOTT und HOFFMANN, 1993) können als
prädisponierende Faktoren für eine Rhodococcus equi-Erkrankung angesehen
werden.
Schrifttum
23
Bei der Rhodococcus equi-Erkrankung wird unterschieden zwischen einer
pulmonalen Form (subakute bis chronische, eitrige Bronchopneumonie) und einer
abdominalen Form (ulzerative Enteritis). Außerdem werden Arthritiden und
subkutane Abszesse beschrieben (FIRTH et al., 1980, SMITH und JANG, 1980,
TAKAI et al., 1985a, GORHAM und HAALAND, 1986, ZINK et al., 1986). Cellulitiden,
die durch Rhodococcus equi verursacht werden, wurden bei Fohlen nur selten
beobachtet und befinden sich dann in der Mamma- und Inguinalregion
(PERDRIZET und SCOTT, 1987). Wie YAGER (1987) und PRESCOTT (1991)
nachweisen konnten, zeigen 50 % der Fohlen mit intestinaler Erkrankungsform der
Rhodococcose eine nekrotisierende Enterocolitis.
Anzeichen einer akuten Pneumonie, verursacht durch Rhodococcus equi beim
Fohlen, zeigen sich durch Fieber mit Temperaturen bis 41°C, außerdem einer
plötzlich erhöhten Atemfrequenz und Husten (BAIN, 1963b). Die durch diese
Erkrankung entstehenden, bis zu hühnereigroßen Lungenabszesse sind meist mit
zäh eingedicktem Eiter gefüllt (PRESCOTT, 1991). Nach massiver aerogener
Aufnahme von Rhodococcus equi können auch akut verlaufende Infektionen bei
Fohlen beobachtet werden. Die Tiere zeigen eine plötzlich einsetzende, hochgradige
Atemnot und versterben bereits 24 bis 48 Stunden nach Auftreten der klinischen
Symptome (ROONEY, 1966).
Das Lungenparenchym kann von miliaren, von einer dünnen Wand umgebenen und
bis zu 7 cm großen Abszessen durchsetzt sein (MAGNUSSON, 1923,
LINTON und GALLAHER, 1969). Das typische Sektionsbild zeigt bei Infektionen mit
Rhodococcus equi feuchte, schwere, dunkle und nicht kollabierte Lungen
(SMITH und ROBINSON, 1981). Im histologischen Bild können
Makrophagenansammlungen in den Wänden der Lungenalveolen nachgewiesen
werden, die massenhaft phagozytierte, kokkobazilläre Bakterien enthalten
(RAJAGOPALAN, 1936, PRESCOTT, 1991). MARTENS et al. (1982) stellten fest,
dass eine experimentell induzierte Rhodococcus equi-Infektion bei Fohlen eine
chronisch eitrige Bronchopneumonie verursacht, die vor dem Auftreten klinischer
Symptome pathologisch nachgewiesen werden konnte.
Bei chronisch erkrankten Fohlen kann gelegentlich Durchfall beobachtet werden.
Dieser kommt vermutlich dadurch zustande, dass der Erreger mit ausgehustetem
Schrifttum
24
Lungensekret abgeschluckt wird und so in den Darmtrakt gelangt (ROONEY, 1966,
CIMPRICH und ROONEY, 1977, BARTON und HUGHES, 1980, ZINK et al., 1986).
Eine Rhodococcus equi bedingte Colitis ohne vorhergehende Pneumonie wird in nur
wenigen Fällen beschrieben (ROONEY, 1966). Dabei sind Dünn- und
Dickdarmschleimhaut oedematös und mit zähem Schleim bedeckt
(ROONEY, 1966). Wie auch die Infektion der Lunge, beginnt die Erkrankung des
Darms als pyogranulomatöser Prozeß, der sich ulzerierend von den Peyerschen
Platten bis hin zu den lokalen Lymphknoten ausbreitet (JOHNSON et al., 1983,
WEISS und RUDOLPH, 1988).
Bei einem Drittel der Fohlen, die an einer Rhodococcus equi bedingten Pneumonie
erkranken, zeigt sich eine immunvermittelte, nichtseptische lymphoplasmatische
Polysynovitis, vor allem des Tibiotarsalgelenkes, in einigen Fällen aber auch aller
Gelenke (SWEENEY et al., 1987, MADISON und SCARRATT, 1988,
KENNEY et al., 1994). Der Grad der Gelenksbeeiträchtigung variiert und zeigt sich
durch Lahmheit oder steifen Gang. Durch bakterielle Streuung von Rhodococcus
equi aus der Lunge oder dem Gastrointestinaltrakt kann es, wenn auch selten, zu
septischen Arthritiden und/oder Osteomyelitiden kommen (COLLATOS et al., 1990,
DESJARDINS und VACHON, 1990; FIRTH et al., 1993).
Die Prognose ist in einem derartigen Fall dennoch vorsichtig zu stellen.
Auch vertebrale Osteomyelitiden werden von verschiedenen Autoren beschrieben
(ROONEY, 1966, GIGUÈRE und LAVOIE, 1994, OLCHOWY, 1994, CHAFFIN et al.,
1995).
Für Fohlen, die an einer Infektion mit Rhodococcus equi erkrankt sind, kann
zunächst nur eine zweifelhafte bis ungünstige Prognose gestellt werden, wobei der
Erfolg der Behandlung maßgeblich vom Zeitpunkt der Diagnosestellung und einer
angemessenen Therapie abhängt. WILSON (1992) stellte fest, dass die Prognose
deutlich günstiger ausfällt, wenn eine Erholung der erkrankten Tiere nach sieben
Tagen unter Therapie zu verzeichnen ist. Dabei ist eine vollständige Genesung bei
ausreichend langer Therapie möglich (PRESCOTT, 1987). Bei behandelten Tieren
sind auf lange Sicht keine Spätschäden zu beobachten. Sogar der Einsatz im Sport
ist nach vollständig ausgeheilter Krankheit zufrieden stellend (AINSWORTH et al.,
1993).
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25
2.2.3.3. Vorkommen beim Menschen
Einen ersten Nachweis von Rhodococcus equi beim Menschen erzielten
GOLUB et al. (1967) bei einem Patienten, der unter einer Therapie mit
Glykokortikoiden eine Pneumonie entwickelte. SCOTT et al. (1995) beschrieben,
dass Infektionen mit Rhodococcus equi vor allem bei Patienten mit
Immunsuppression in Erscheinung treten. Zu dieser Erkenntnis kamen zahlreiche
weitere Autoren, die eine Rhodococcus equi-Infektion v.a. in Zusammenhang mit
einer HIV-Infektion oder aber nach Chemotherapie oder Glykokortikoidbehandlung
beschrieben (VAN ETTA et al., 1983, GAINSFORD und FRATER, 1986, MAC
GREGOR et al., 1986, McNEIL und BRAUN, 1992, MAGNANI et al., 1992,
MASTROIANNI et al., 1994, TAKAI et al., 1994c, STOLK-ENGELAAR et al., 1995).
Auch bei Patienten nach Herz-Transplantation (SEGOVIA et al., 1994) und bei
Alkoholsüchtigen (LE BAR, 1986) konnte eine Infektion mit Rhodococcus equi
nachgewiesen werden. In frühen Krankheitsstadien werden nach radiologischen
Untersuchungen Infiltrate meistens in einem, in manchen Fällen auch in mehreren
Lungenlappen nachgewiesen. Nach zwei bis vier Wochen kommt es in fast allen
Fällen zu einer Abszedierung dieser Infiltrate (FLEPP et al., 1989, EMMONS et al.,
1991, SHAPIRO et al, 1992). Eine Kavernenbildung in der Lunge konnte außerdem
in 13 von 21 an Rhodococcus equi erkrankten Fällen von FLEPP et al. (1989)
nachgewiesen werden.
Die Infektion mit Rhodococcus equi manifestiert sich beim Menschen vorwiegend im
Respirationstrakt (PRESCOTT, 1991, SCOTT et al., 1995).
2.3. Pathogenese von Rhodococcus equi-Infektionen beim Pferd
Die Frage, warum gerade Fohlen eine besondere Empfindlichkeit gegenüber
Rhodococcus equi aufweisen, ist bis heute nicht beantwortet. MARTENS et al.
(1988) konnten eine funktionelle Unreife der neutrophilen Granulozyten beim Fohlen
nachweisen. Möglicherweise kann auch dieser Umstand als bedeutend für die
Pathogenese von Rhodococcus equi-Pneumonien gezählt werden. Der
bedeutsamste Pathogenitätsfaktor von Rhodococcus equi liegt an seiner
Eigenschaft, die Fusion von Phagosomen und Lysosomen in den Makrophagen zu
verhindern und dadurch intrazellulär zu verbleiben (ZINK et al., 1987). Eine Infektion
Schrifttum
26
mit Rhodococcus equi führt zu einer eitrig konfluierenden Bronchopneumonie, bei
der zunächst Veränderungen der Spitzenlappen auftreten (PRESCOTT, 1991). Die
Alveolarmakrophagen der Fohlen vermögen Rhodococcus equi in vitro nicht effektiv
abzutöten (ZINK et al., 1985). HIETALA und ARDANS (1987a) sehen in der
unspezifischen Degranulation der Lysosomen in infizierten Makrophagen und die
daraus resultierende Schädigung des umliegenden Gewebes einen weiteren
Pathogenitätsfaktor von Rhodococcus equi. Neutrophile Granulozyten, so
YAGER et al. (1986), können Rhodococcus equi effektiv bekämpfen. Deren
bakteriziden Mechanismen vermag Rhodococcus equi jedoch teilweise durch eine
hitzestabile Oberflächenkomponente zu unterdrücken (ELLENBERGER et al.,
1984a). Dabei wird bei dieser Oberflächenkomponente ein kapsuläres Polysaccharid
vermutet. Zur Entstehung von Läsionen des Gewebes tragen aber wahrscheinlich
auch die neutrophilen Granulozyten bei, da durch Freisetzung lysosomaler Enzyme
oder reaktiver Sauerstoffmoleküle die Zellstruktur des umliegenden Gewebes
geschädigt wird (YAGER et al., 1986).
Nicht sicher klären konnten YAGER (1987) und PRESCOTT (1991), ob die von
BERNHEIMER et al. (1980), LINDER und BERNHEIMER (1982) beschriebene
membranolytische Aktivität der Equi-Faktoren bei der Pathogenese von
Rhodococcus equi von Bedeutung ist.
2.4. Bedeutung und Vorkommen von Virulenzproteinen
Die weite Verbreitung von Rhodococcus equi in der Umwelt und die Tatsache, dass
der Organismus zwar in den meisten Pferdebeständen nachgewiesen werden kann,
nicht aber auf allen Farmen zu endemisch verlaufenden Krankheitsausbrüchen führt
(ROONEY, 1966), lässt Unterschiede in der Ausbildung von Virulenzfaktoren der
verschiedenen Stämme vermuten. Da Pneumonien durch Rhodococcus equi nur bei
einigen Tieren eines Bestandes zu beobachten sind, wird angenommen, dass eine
Rhodococcus equi-Infektion durch das Gleichgewicht zwischen der Virulenz des
Erregers und der Empfänglichkeit und Reife des Immunsystems des Wirtes bedingt
wird (WADA et al., 1997). Bei experimentell induzierten Infektionen mit
Rhodococcus equi, konnten verschiedene Verlaufsformen beobachtet werden, denen
variierende bakterielle Virulenzen zugrunde gelegt wurden. Bei Fohlen, die mit aus
Schrifttum
27
Bodenproben isolierten Rhodococcus equi-Stämmen gefüttert wurden, waren keine
klinischen Symptome festzustellen. Nach Fütterung von Isolaten aus klinisch kranken
Fohlen aber waren schwere Erkrankungen der Tiere zu beobachten
(FLATLA, 1942).
Auch BOWLES et al. (1987) und NAKAZAWA et al. (1983a) konnten im
Mäusemodell nachweisen, dass die Virulenz der unterschiedlichen
Rhodococcus equi-Isolate nicht einheitlich ist. Stämme aus klinisch erkrankten Tieren
scheinen virulenter zu sein als aus der Umwelt gewonnene Stämme. Außerdem ist
die Virulenz bei Stämmen aus Bodenproben aus endemischen Gebieten höher als
bei denjenigen, die aus Gegenden ohne Krankheitsausbruch gewonnen wurden
(TAKAI et al., 1991). Das Vermögen der Stämme, intrazellulär zu überleben und sich
dort zu vermehren, machten NAKAZAWA et al. (1983a) für die Virulenz
verantwortlich. Nach Infektionsversuchen zeigten die Fohlen, die virulente Isolate
verabreicht bekommen hatten, gravierende Krankheitserscheinungen mit akuter
Bronchopneumonie. Aus diesen pulmonalen Läsionen konnten immer
Virulenzplasmid tragende Rhodococcus equi-Stämme isoliert werden. Im Gegensatz
dazu zeigten die Fohlen, die mit avirulenten Stämmen infiziert worden waren, weder
Lungenveränderungen noch Anzeichen klinischer Symptome. Daraus schlossen
WADA et al. (1997), dass das Fehlen von Virulenzplasmiden zu einem
Pathogenitätsverlust führt. Die Fähigkeit sich in Makrophagen zu vermehren, scheint
mit Virulenz assoziiert zu sein und korreliert mit der Ausbildung eines großen
Plasmids, das ein oberflächlich exprimiertes Lipoprotein kodiert: das
virulenzassozieierte Protein A (VapA).
Der pathogene Einfluss eines anderen Proteins (VapB) auf Fohlen war zunächst
unbekannt. Nach Untersuchungen an infizierten Fohlen aber wurde nachgewiesen,
dass es zwar zu Infektionen mit fokal granulomatösen Lungenläsionen durch
Rhodococcus equi-Stämme mit VapB-Antigenen kommt, die Virulenz dieser Stämme
aber wesentlich niedriger ist als von Stämmen, die VapA exprimieren
(TAKAI et al., 1991, 1994c, 1995a). VapA und VapB sind in ihrer
Aminosäuresequenz nahe verwandt, beide auf der Zelloberfläche lokalisiert und ihre
Expression ist durch bestimmte Temperatur- und pH-Bereiche reguliert (TAKAI et al.,
1995b, 1996).
Schrifttum
28
Untersuchungen von TAKAI et al. (2001) belegen das Vorkommen fünf
verschiedener, nahe miteinander verwandter virulenzassoziierter Plasmide bei
Rhodococcus equi, die in verschiedenen Ländern der Erde identifiziert wurden. Bei
diesen fünf Plasmiden handelt es sich um das 85-kb Typ I Plasmid (p-REAT701),
85-kb Typ II (neuer Typ), 87-kb Typ I Plasmid (EcoRI und BamHI Tpy II),
87-kb Typ II (neuer Typ) und 90-kb (pREL1). Diese neuen Plasmide zeigen sehr
ähnliche Polymorphismen in der Länge der Restriktionsfragmente wie das
85-kb Typ I Plasmid, weswegen die neu beschriebenen Plasmide ihren Namen
erhielten. Der Hauptanteil der virulenten Rhodococcus equi-Isolate sowohl aus
Fohlen- als auch aus Bodenproben enthalten das 85-kb Typ I – oder das 87-kb Typ I
Plasmid.
Weitere Studien beschreiben zehn verschiedene Vap-Plasmide (VapA-P). Jedes
dieser Plasmide exprimiert ein Vap-Gen (VapA-G), das für die Produktion von VapA
kodiert (NICHOLSON and PRESCOTT, 1997, RAHL et al., 1999, TAKAI et al., 1999).
Nur Rhodococcus equi-Stämme, die VapA-P, bzw. VapA-G besitzen, exprimieren
das Virulenzplasmid VapA. Plasmide, die virulenzassoziierte Proteine kodieren,
können direkt durch ein Plasmid-Profil oder indirekt durch Auffinden von VapA-G
oder VapA-P nachgewiesen werden (TAKAI et al., 1993a, 1993b, 1994a, 1995b).
2.5. Wechselwirkungen von Rhodococcus equi mit den humoralen und zellulären Komponenten der körpereigenen Abwehr
Als Grund, dass vor allem Fohlen an Rhodococcus equi-Infektionen erkranken,
wurde das inkompetente Immunsystem und die damit verbundenen, unvollständig
ausgebildeten zellulären Abwehrmechanismen erachtet (YAGER, 1987,
WOOLCOCK et al., 1987, PRESCOTT, 1991). ZINK et al. (1985) waren dagegen der
Meinung, dass die Fohlen an einer zu geringen Menge an „Surfaktant“ und damit an
einer unzureichender Makrophagenaktivität leiden. Die Behandlung von
Alveolarmakrophagen mit „Surfaktant“ konnte die Aufnahme von Keimen in die
Makrophagen steigern (BELLANTI et al., 1979). Die Bakterien werden in vivo
zellassoziiert aufgefunden, wobei vor allem in Makrophagen, aber auch in
mehrkernigen Riesenzellen und neutrophilen Granulozyten Rhodococcus equi
nachzuweisen war (JOHNSON et al., 1983, BOWLES et al., 1989). Aufgrund dieser
Schrifttum
29
Erkenntnisse liegt die Vermutung nahe, dass Rhodococcus equi in phagozytierenden
Zellen überleben, sich vermehren und zur Degeneration der Zellen führen könnte.
Nach Untersuchungen von HIETALA und ARDANS (1987b) sowie ZINK et al. (1987)
vermag Rhodococcus equi in vitro in den Alveolarmakrophagen von Fohlen zu
überleben und sich zu vermehren, so dass die Autoren den Keim als einen
intrazellulär lebenden Organismus beschreiben. Den Mechanismen des
Immunsystems entgeht der Keim durch Behinderung der Lysosomen-Makrophagen-
Fusion in den Makrophagen (HIETALA und ARDANS 1987b, ZINK et al, 1987).
Dadurch kommt es zu einer irreversiblen Schädigung der Makrophagen und die
intrazellulär gelegenen Bakterien werden in das umliegende Gewebe entlassen
(ZINK et al., 1987). Vermutlich kommt es auch zu einer Degranulation von
Lysosomen (YAGER, 1987). Nicht nur in Makrophagen, sondern auch in
polymorphkernigen Granulozyten aus Pferdeblut wurde in vitro die bakterizide
Aktivität durch Rhodococcus equi gehemmt (ELLENBERGER et al., 1984c). Wie
HONDALUS und MOSSER (1994) aber nachweisen konnten, vermehren sich
virulente Rhodococcus equi-Stämme stärker in Makrophagen als avirulente Stämme.
Die Interaktion von Rhodococcus equi mit seiner Wirtszelle wird durch eine
komplementabhängige Adhärenz geprägt (HONDALUS et al., 1993, BERN und
LÄMMLER, 1994). Ein bedeutender Mediator für die Adhäsion scheint die
Komplementfraktion C3 zu sein. Die Bindung erfolgt über den zur
Leukozytenintegrin-Familie gehörigen Komplementrezeptor MAC-1 der
Makrophagenoberfläche. Rhodococcus equi adhäriert somit spezifisch an
Makrophagen, nicht aber an Fibroblasten und Epithelioidzellen, sowie an
verschiedenen Fibroblastoidzellen vom Menschen (HONDALUS et al., 1993).
Komplement scheint, im Gegensatz zu spezifischen Antikörpern, für die Abtötung
von Rhodococcus equi eine untergeordnete Rolle zu spielen. Nach Opsonierung von
Rhodococcus equi durch spezifische Antiseren, kommt es zu einem signifikanten
Anstieg der Zahl der Bakterien in den Alveolarmakrophagen und neutrophilen
Granulozyten. Innerhalb von sechs Stunden finden sich mehr als 90 % der
abgetöteten Keime in den neutrophilen Granulozyten. In den Makrophagen ist eine
vermehrte Phagosomen-Lysosomen-Fusion feststellbar. Alveolarmakrophagen von
Fohlen, die Rhodococcus equi sensibilisiert sind, können die Keime effizienter
Schrifttum
30
abtöten als die Makrophagen von Fohlen, die keiner Sensibilisierung ausgesetzt
worden sind (HIETALA und ARDANS, 1987b). Werden die Keime mit absorbiertem
Antiserum behandelt, ist eine um 40 % reduzierte bakterizide Aktivität der
neutrophilen Granulozyten zu beobachten (HIETALA und ARDANS, 1987a). Neben der herausragenden Rolle der zellulären Immunabwehr bei Infektionen mit
Rhodococcus equi (ELLENBERGER und GENETZKY, 1986, PRESCOTT, 1991),
wird eine Verhinderung der Antikörperproduktion durch Bestandteile der
Polysaccharidkapsel vermutet (SMITH, 1966, KNIGHT, 1969). Im Serum von
Rhodococcus equi infizierten Tieren konnte jedoch ein IgM- und IgA-Anstieg
festgestellt werden (TAKAI et al., 1987). Bei Infektionen mit Rhodococcus equi
zeigen sowohl T-Helferzellen (CD4+-Zellen) als auch zytotoxische Zellen
(CD8+-Zellen) in vivo einen maßgeblichen Einfluss auf die Immunität
(NORDMANN et al., 1992b). Mäuse, denen der Thymus operativ entfernt wurde, sind
innerhalb von drei Wochen nicht in der Lage, Rhodococcus equi zu eliminieren.
Gesunde Mäuse hingegen eliminieren in der gleichen Zeitspanne die Keime bis auf
einen Bruchteil (KANALY et al., 1993).
Eine Infektion mit Rhodococcus equi scheint außerdem eine gesteigerte
Ausschüttung unspezifischer Abwehrmediatoren hervorzurufen, da es nach
Inkubation einer Milzzellkultur mit lebenden Rhodococcus equi-Isolaten zu einem
Anstieg des von den Makrophagen gebildeten Tumor-Nekrose-Faktors (TNF-α)
kommt (NORDMANN et al., 1993b). Nach Behandlung von mit Rhodococcus equi-
infizierten Mäusen mit Antikörpern gegen TNF-α und Interferon-γ (IFN- γ), kann ein
Anstieg der Bakterien im Lungen-, Milz- und Lebergewebe beobachtet werden. Als
Aktivator der bakteriziden Mechanismen in den Makrophagen gelten TNF-α und
IFN-γ (NORDMANN et al., 1993b). Auch in aus Menschen isolierten Stämmen kann
ein toxischer Faktor nachgewiesen werden, der ausschließlich auf Fibroblasten- und
Epithelzelllinien Auswirkungen zeigt (NORDMANN et al., 1994). Die Autoren
vermuten, dass bei Rhodococcus equi-Isolaten vom Menschen ein Zusammenhang
zwischen der Virulenz, der Resistenz gegenüber β-Lactam-Antibiotika und der
Resistenz gegenüber der Abwehr durch Makrophagen vorliegt. Lebende
Rhodococcus equi-Isolate führen durch die Bildung relevanter
Schrifttum
31
Wirkungsmechanismen eher zu einer protektiven Immunität als attenuierte oder
abgetötete Stämme (TAKAI et al., 1999).
2.6. Diagnose von Rhodococcus equi-Infektionen
Die klinische Verdachtsdiagnose der Lungenentzündung durch Rhodococcus equi
wird nicht in allen Fällen durch den kulturellen Nachweis bestätigt
(MARTENS et al., 1982). Dies liegt daran, dass der Erreger periodisch
ausgeschieden wird und außerdem möglicherweise dadurch, dass Rhodococcus
equi eine intrazelluläre Überlebensstrategie aufweist (MARTENS et al., 1982). Als
effektivste Methode zur Klärung der Ätiologie der Infektion gilt die Isolierung des
Erregers vom Infektionsort in Kombination mit der zytologischen Untersuchung des
Tracheobronchialsekretes (PRESCOTT, 1991, GIGUÈRE und PRESCOTT, 1997).
2.6.1. Hämatologische Parameter
Zur Erkennung von kranken Fohlen in einem Bestand mit endemischer Rhodococcus
equi-Infektion wird die Blutplättchenkonzentration verwendet. Gesunde Fohlen
weisen eine Blutplättchenkonzentration von 250 +/- 100 x 109/Liter auf, wohingegen
Fohlen, die an einer Rhodococcus equi-Infektion erkrankt sind eine mit 815 +/- 328 x
109/Liter deutlich erhöhte Konzentration aufwiesen (LEADON et al. 1988).
Auch ein Differentialblutbild inklusive der Konzentration an Plasmaproteinen und
Fibrinogen sollte zur Sicherung der Diagnose von Rhodococcus equi-Infektionen
durchgeführt werden. Die Hyperfibrinogenämie ist ein sehr häufiger Befund im
Zusammenhang mit einer Rhodococcose. Eine neutrophile Leukozytose mit oder
ohne Monozytose spricht ebenfalls für eine Infektion mit Rhodococcus equi
(FALCON et al., 1985, SWEENEY et al., 1987).
2.6.2. Zytologische und mikrobiologische Nachweisverfahren
Zum Nachweis von Rhodococcus equi gelten mikrobiologische Untersuchungen von
Tracheobronchialsekret als nicht verlässlich (MARTENS et al., 1982), wobei aber
nach Studien von MÜLLER und MADIGAN (1992), LAVOIE et al. (1994) und
ANZAI et al. (1997) diese Methode als sehr erfolgreich beschrieben wurde.
Schrifttum
32
Letztgenannten Autoren war es gelungen, Rhodococcus equi aus
Tracheobronchialsekret neun Tage nach Infektion der Fohlen kulturell nachzuweisen.
Fohlen, die keine klinischen Krankheitserscheinungen zeigen, können jedoch durch
eingeatmeten, kontaminierten Staub, Rhodococcus equi im Tracheobronchialsekret
aufweisen. Auf einer Farm, auf der Rhodococcus equi-Infektionen enzootisch
auftraten, konnte bei 35 % der untersuchten, aber klinisch unauffälligen Fohlen, ein
kulturell positives Ergebnis bezüglich Rhodococcus equi erzielt werden (ARDANS et
al., 1986). Aus diesem Grund sollte eine bakteriologische Untersuchung immer in
Zusammenhang mit zytologischen Verfahren, aber auch den klinischen und
serologischen Ergebnissen gegenübergestellt werden (GIGUÈRE und PRESCOTT,
1997).
Auch für die zytologische Untersuchung auf Rhodococcus equi war
Tracheobronchialsekret gut geeignet. SWEENEY et al. (1987) konnten in 61 % der
untersuchten Proben, die in der Kultur positiv waren, intrazelluläre, gram positive,
pleomorphe Stäbchen identifizieren.
Proben aus bronchioalveolarer Lavage sind hingegen weniger gut für die
Rhodococcus equi-Diagnostik geeignet, da etwa die Hälfte der an Pneumonie
erkrankten Pferde keine zytologischen Veränderungen der Lavageflüssigkeit
aufwiesen (ROSSIER et al., 1991). Um zuverlässige Ergebnisse durch
bakteriologische Kulturen zu erzielen, führten HASHIKURA et al. (2000) Versuche
durch, in denen sie einen Katheter nasotracheal bis zur Carina tracheae vorschoben
und Sekret aspirierten. Diese nicht invasive, einfache und effektive Methode scheint
weitaus sicherer als eine transtracheale Punktion. Allerdings muss eine
Kontamination durch Keime aus den Nasengängen berücksichtigt werden. In
Kombination mit einer PCR konnten dann aber auch aus nasotrachealen Proben
virulente bzw. avirulente Stämme von Rhodococcus equi nachgewiesen werden
(HASHIKURA et al., 2000).
Einer anderen, aufwändigeren Methode zum Nachweis von Rhodococcus equi, bei
der durch einen Lymphozyten-Stimulationstest die zelluläre Immunreaktion bestimmt
wird, bedienten sich PRESCOTT et al. (1980). Dazu verglichen die Autoren die
Reaktion peripherer Leukozyten bei Fohlen, die nach Infektion mit Rhodococcus equi
erkrankten mit der von denen, die nicht an einer Rhodococcus equi-Infektion erkrankt
Schrifttum
33
waren. Im Blutbild von Fohlen, die erkrankt oder sich in der Rekonvaleszenz
befanden, war eine signifikant größere Lymphozytenantwort zu erkennen als bei den
Tieren, die zu der Kontrollgruppe zählten. Dieses sehr sensible Verfahren kann aber
nur bei Fohlen bis zu einem Alter von zwei Monaten angewandt werden, da bei
älteren Fohlen und erwachsenen Pferden die Lymphozyten-Reaktion stärker in
Erscheinung treten kann als bei erkrankten Tieren.
Um eine frühe Diagnose einer durch Rhodococcus equi bedingten Enteritis zu
stellen, schlugen TAKAI et al. (1986c) vor, die Erreger im Kot der Tiere auszuzählen.
Lag eine Erkrankung vor, erhöhte sich die Zahl der Bakterien von 4 auf 7-8 x 1010 pro
Gramm Kot.
2.6.3. Serologische Diagnostikverfahren
Indirekte serologische Verfahren zum frühen Nachweis spezifischer Antikörper gegen
Rhodococcus equi gelten für die Diagnostik als ungeeignet. Dies liegt daran, das
Fohlen schon sehr früh und mit noch nicht ausgereiftem Immunsystem dem Antigen
ausgesetzt sind und maternale Antikörper das Testergebnis beeinflussen können.
Dadurch kann es zu falsch positiven Reaktionen kommen. Spezifische und
ausreichend sensitive kommerzielle Tests sind bis heute noch nicht erhältlich
(GIGUÈRE und PRESCOTT, 1997).
Besonders direkte serologische Nachweisverfahren sind heute in der Diagnostik von
Rhodococcus equi-Infektionen von Bedeutung. Bei den serologischen
Diagnostikverfahren spielt vor allem der Agar-Gel-Immunodiffusionstest, aber auch
die synergistische Hemmung der Hämolyse eine wichtige Rolle. Ganz besonders
bedeutsam ist hier aber auch der ELISA. Alle Rhodococcus equi-Stämme
produzieren Exoenzyme, die so genannten „Equi-Faktoren“ (PRESCOTT et al.,
1982). Mit dem Agar-Gel-Immunodiffusionstest können präzipitierende Antikörper
gegen diese Exoenzyme im Serum natürlich oder experimentell infizierter Fohlen
nachgewiesen werden (NAKAZAWA, 1980). Auch mit verwendeten Equi-Faktoren
als Antigene konnten NAKAZAWA et al. (1987) Rhodococcus equi-Infektionen mit
gleicher Methode diagnostizieren, wobei allerdings auch bei einer geringen Zahl der
gesunden oder nicht infizierten Fohlen ein positives Testergebnis herauskam.
Schrifttum
34
Als weiteres Diagnostikverfahren prüften PRESCOTT et al. (1984a) die Hemmung
der synergistischen Hämolyse. Die Autoren wiesen mit dieser Methode spezifische
Antikörper gegen Equi-Faktoren bei infizierten Fohlen nach. In diesem Falle führen
die Exoenzyme von Rhodococcus equi zusammen mit der von
Corynebacterium pseudotuberculosis gebildeten Phospholipase D, oder dem von
Staphylococcus aureus produzierten β-Toxin zu einer Hämolyse der
Erythrozytenmembran (LINDER und BERNHEIMER, 1982). Die Präsenz von
Antikörpern gegen diese Exoenzyme führt zu einer Hemmung der Hämolyse. Mit
Hilfe dieses Testverfahrens ist es möglich, auch subklinische Infektionen zu
diagnostizieren (GASKIN et al., 1990).
Letztendlich sind bisher vier verschiedene ELISA-Verfahren beschrieben worden, um
die humorale Immunantwort gegen Rhodococcus equi zu untersuchen.
TAKAI et al. (1985a) etablierten einen ELISA mit dem Tween 20-Extrakt eines
bestimmten Rhodococcus equi-Stammes, dem „typ strain“ ATCC 6939 als Antigen.
Bei diesem Verfahren handelt es sich um eine sehr sensible Methode, durch die
auch eine nur geringe Menge von Antikörpern gegen Rhodococcus equi
nachgewiesen werden kann. Da der „typ-strain“ ATCC 6939 die breiteste
Kreuzreaktivität mit anderen Serotypen auswies, wurde er als Antigen ausgewählt.
Einen weiteren ELISA-Test an 2879 Seren von Fohlen und erwachsenen Pferden
etablierten SANADA et al. (1992) und stellten in 318 Fällen (11 %) eine positive
Antikörper-Reaktion fest, wobei die positive Antikörperrate bei weiblichen Tieren
höher lag als bei männlichen. Bei Pferden, die älter als zwei bis drei Jahre alt waren,
war diese Diskrepanz nicht mehr feststellbar.
2.6.4. Bildgebende Diagnostikverfahren
Als bildgebende Diagnostikverfahren für Rhodococcus equi-Infektionen haben sich
besonders die röntgenologischen und die ultrasonographische Untersuchung
bewährt. Daneben werden, wenn auch anekdotisch, die scintigraphische (MARKEL
et al., 1986) und die computertomographische Untersuchung (MARKEL et al., 1988,
WION et al., 2001) erwähnt.
Lungenabszesse, so HILLIDGE (1986), sind auch schon vor Auftreten klinischer
Symptome nachweisbar und können röntgenologisch nachgewiesen werden. Diese
Schrifttum
35
zeigen sich im Röngtenbild als regionale Verschattungen (FALCON et al., 1985).
Abszesse können darüber hinaus Gas enthalten und deswegen röntgenologisch
einfach dargestellt werden. Knotige Lungenveränderungen und Lymphadenopathien,
die bei Fohlen im Alter unter drei Monaten röntgenologisch festgestellt werden,
weisen auf eine Infektion mit Rhodococcus equi hin, wobei auch
Streptococcus equi subsp. zooepidemicus zu Lungenabszessen führt und deswegen
in der Diagnosefindung berücksichtigt werden muss (LAVOIE et al, 1994).
Die transkutane ultrasonographische Untersuchung ist ebenfalls ein geeignetes
Verfahren zur Diagnose von Rhodococcus equi, wobei in diesem Falle die
Lungenveränderungen peripher liegen müssen und die Ausdehnung und die Anzahl
der Läsionen nicht genau auszumachen sind.
2.7. Kultureller Nachweis von Rhodococcus equi
Über das Habitat von Rhodococcus equi werden in der Literatur verschiedene
Ansichten vertreten. Vor allem in Erde, Wasser, Dung und Abfall sind diese ubiquitär
vorhandenen nocardiformen Actinomyceten zu finden. Als Erdsaprophyt wird
Rhodococcus equi von JENSEN (1934), ROONEY (1966), SMITH (1966),
SIPPEL et al. (1968) und KNIGHT (1969) beschrieben. Als Bewohner des
Gastrointestinaltraktes hingegen sehen den Keim KARLSON et al. (1940). Die
weitere Umgebung von Tieren, so BRUNER et al. (1939) und WILSON (1955) sei
das natürliche Habitat von Rhodococcus equi. BARTON und HUGHES (1981)
stellten wiederum fest, dass ein Nachweis mit Hilfe von Selektivmedien notwendig
ist, um Aussagen über das genaue Vorkommen von Rhodococcus equi zu treffen.
Mit Hilfe von Selektivmedien gelang es WOOLCOCK et al. (1979) den Organismus in
90 von 127 Kotproben von Pferden nachzuweisen. Für diesen Nachweis
verwendeten sie das sogenannte NANAT-Selektivmedium (Nalidixin-Acid-
Novobiocin-Acid-Tellurit), das aus Agar-Agar, Aqua-dest., tryptisch verdautem
Sojaeiweiß als flüssiges Medium (TSB) und Hefeextrakt, mit Zusatz von Novobiocin,
Nalidixinsäure, Cycloheximid und Kaliumtellurit zusammengesetzt ist. Sogar aus
staubigen Spinnweben, die aus mit infizierten Fohlen besetzten Ställen gewonnen
wurden, konnte Rhodococcus equi nachgewiesen werden (SMITH und ROBINSON,
1981). Der Nachweis von Rhodococcus equi gelang TAKAI et al. (1987) auch aus
Schrifttum
36
der Stalluft, indem Platten mit NANAT-Medium für 15 Minuten ca. einen Meter hoch
aufgestellt und anschließend für drei Tage im Labor bei 37°C bebrütet wurden. Auch
für den Nachweis von Rhodococcus equi aus dem Trinkwasser von Schafen und
Rindern wurde NANAT-Medium verwendet. Das Sediment des zuvor zentrifugierten
Wassers wurde auf das Selektivmedium aufgetragen und für 48 Stunden bei 37°C
inkubiert (CARMAN und HODGES, 1987). Zum Nachweis von Rhodococcus equi
aus Kot- und Bodenproben verglichen BARTON und HUGHES (1981) verschiedene
Selektivmedien und konnten feststellen, dass das TANP-Medium für die Isolation
besonders geeignet ist. TANP ist ein flüssiges Medium aus TSB und Zusätzen von
Nalidixinsäure, Cycloheximid, Penicillin und Kaliumtellurit. Dieses Medium wird
entweder allein oder in Verbindung mit unterschiedlichen festen Medien eingesetzt.
Diese weiteren Selektivmedien sind durch Zugabe von Kaliumtellurit
(M3-Medium) oder Cycloheximid (Tinsdale-Medium) in ihrer Zusammensetzung
modifiziert (ROWBOTHAM und CROSS, 1977). Für die Isolierung von Rhodococcus
equi aus dem Direktausstrich aus Boden- und Kotproben ist das M3T-Medium am
besten geeignet. Die Verbindung von Anreicherung in TANP-Flüssigmedium und
anschließendem Ausstreichen auf M3T-Agar erlaubt allerdings ebenfalls einen
sichereren Nachweis von Rhodococcus equi aus Kotproben
(BARTON und HUGHES, 1981). Um die störende oder hemmende Begleitflora
abzutöten, wird 2,5 %ige Oxalsäure verwendet, indem das mit Polymyxin-B versetzte
TANP-Medium nach der Inkubation zentrifugiert und das Sediment anschließend für
eine Stunde mit Oxalsäure behandelt wurde (SMITH und ROBINSON, 1981).
Anschließend wird das Sediment mit Na-Phosphat neutralisiert, nochmals
zentrifugiert und auf ein festes Tellurit-Selektivmedium, das mit Amphotericin-B
versetzt ist, ausgestrichen. Für den Nachweis von Rhodococcus equi aus
Bodenproben wurde das sogenannte YCC-Medium angewandt, das gegenüber dem
herkömmlichen NANAT-Medium für besser geeignet gehalten wurde
(TAKAI und TSUBAKI, 1985, und TAKAI et al., 1986a und b). Beim YCC-Medium
handelt es sich um NANAT-Medium, auf der Basis von Hefe-Casein-Cystein.
Auch aus infektiösem Material gelingt der Nachweis von Rhodococcus equi. Nach
Abbrühen von Lymphknoten mit kochendem Wasser und anschließendem
Ausstreichen auf Schafblutagar kann das Bakterium isoliert werden
Schrifttum
37
(MUTIMER und WOOLCOCK, 1980). Nach Inkubation von Gewebeproben, die aus
an Enteritis erkrankten Fohlen entnommen wurden, und anschließendem
Ausstreichen auf Blutagar und Thioglycolatmedium, gelingt es Rhodococcus equi
aus Lunge, Lymphknoten und Darm zu isolieren (CIMPRICH und ROONEY, 1977).
Auch aus Lymphknoten von Schweinen, die an Lymphadenitis erkrankt oder aber
gesund sind, gelingt schließlich der Nachweis von Rhodococcus equi, indem die
Proben direkt auf NANC-Medium ausgestrichen werden (KATSUMI et al., 1991).
NANC-Medium besteht aus tryptisch verdautem Sojaeiweiß (TSA) unter Zusatz von
Nalidixinsäure, Novobiocin und Cycloheximid. Aus venösem Blut von erkrankten
Pferden, das für 10 Tage in Para-Amino-Benzoesäure- und CO2-versetztem Hirn-
Herz-Flüssigmedium (BHIP-PAP) bei 37°C bebrütet wurde, kann Rhodococcus equi
ebenfalls isoliert werden (MARTENS et al., 1982). Zum Direktausstrich von Sputum-
und Kotproben Rhodococcus equi-infizierter Menschen, eignet sich am besten Hirn-
Herz-Agar (MAGNANI et al., 1992, WOOLCOCK et al., 1979). Dabei besteht
allerdings der Nachteil, dass auch Pseudomonaden und Candida spp. auf diesem
Nährmedium wachsen, während einige Rhodococcus equi-Stämme hierauf kein
Wachstum zeigen (BARTON und HUGHES, 1981). Um diesem Hindernis
entgegenzuwirken, wurde der sogenannte CAZ-NB-Agar, ein neues Selektivmedium,
das als Basis Müller-Hinton-Agar enthält, dem Novobiocin und Ceftazidim zugesetzt
wird, entwickelt (VON GRAEVENITZ und PÜNTER-STREIT, 1995). Ceftazidim
hemmt dabei das Wachstum gram negativer Bakterien. Das CAZ-NB-Medium
(Ceftazidim-Novobiocin-Agar) ist nach Meinung der Autoren für den Nachweis von
Rhodococcus equi sogar effektiver als das NANAT-Medium.
2.8. Morphologische Eigenschaften von Rhodococcus equi
2.8.1. Kolonienmorphologie und Pigmentierung
Bei Rhodococcus equi handelt es sich um ein aerobes Bakterium, das sich auf nicht
selektivem Agar nach 48 Stunden Inkubation bei 37°C als unregelmäßig runde, leicht
durchscheinende, tränenförmige, glatt, glänzende, schleimige, 2 bis 4 mm große
Kolonie, mit der Tendenz zu konfluieren zeigt (PRESCOTT, 1991). Als überwiegend
rund mit glattem Rand beschrieben hingegen MAGNUSSON (1923), BULL (1924),
DIMOCK und EDWARDS (1931) und JENSEN (1934) Rhodococcus equi-Kolonien.
Schrifttum
38
Die feucht glänzende, glatte Oberfläche von Rhodococcus equi verglich
ROBERTS (1957) mit Wassertropfen. Drei verschiedene Formen der
Kolonienmorphologie von Rhodococcus equi wurden von McNEIL und BROWN
(1994) beschrieben: schwach purpurfarben und schleimige Kolonien, korallenrote
und nicht schleimige Kolonien und als dritte schwach gelbe, nicht schleimige, aber
opake Kolonien. MUTIMER und WOOLCOCK (1981) legten sich hingegen auf vier
verschiedene Kolonienformen fest, die auf Blutagar zu sehen sind, wobei die
häufigste Kolonienform aber die viskös-schleimig, durchscheinende Kolonie ist.
Als lachsfarbene von pink über gelblich, gelblich-rot bis gelbbraun, orange und
backstein-rot bis rot beschrieben BARTON und HUGHES (1980) sowie auch
GOODFELLOW (1986) die verschiedenen Pigmentierungen von Rhodococcus equi-
Kolonien. Die Kolonien erscheinen zunächst grau-weiß oder grau. Erst nach weiterer
Inkubation bei Raumtemperatur zeigt sich dann eine Pigmentierung
(DAFAALA et al., 1960, GOLUB et al., 1967, LINTON und GALLAHER, 1969).
Vollkommen unpigmentiert erscheinen die von RAHMAN (1957) untersuchten
Kulturen. Eine Pigmentbildung der Rhodococcus equi-Kolonien ist auch auf Milch-
oder Kartoffelagar zu bemerken (BUXTON und FRASER, 1977). Die Kolonien zeigen
auf Kartoffelagar ein Backstein-rotes Pigment (COTCHIN, 1943,
KARLSON et al., 1940, MOITRA, 1972). Auf Agar mit Kaliumtellurit bildet
Rhodococcus equi schwarze Kolonien (RAJAGOPALAN, 1936). Das Pigment von
Rhodococcus equi ist nach PRADIP et al. (1966) ein Karotinoid, zu dessen
Produktion Thiamin notwendig ist. Die Pigmentproduktion, so die Vermutung der
Autoren, ist von der Zusammensetzung des jeweiligen Mediums abhängig, da das
Thiamin das für die Karotinoid-Synthese notwendige Enzymsystem aktiviert und so
eine Verfärbung der Kolonien bewirken kann. Wächst Rhodococcus equi in flüssigen
Medien, ist eine gleichmäßige Trübung der Bouillon zu beobachten. Am Boden des
Röhrchens wird zum Teil ein pigmentiertes Sediment beschrieben (JENSEN, 1934,
MERCHANT, 1935, KARLSON et al., 1940). Auf der Oberfläche der Bouillon
beobachteten WOODROOFE (1950), DAFAALA et al. (1960) und COBB (1963) die
Bildung eines Häutchens.
Den Geruch von Rhodococcus equi-Kulturen beschrieb PRESCOTT (1991) als erdig,
keinen spezifischen Geruch hingegen konnte SIMPSON (1964) feststellen.
Schrifttum
39
Auf festen Medien angezüchtete und aus Abszeßmaterial isolierte Rhodococcus
equi-Keime erscheinen zumeist kokkoid. In flüssigen Medien angezüchtete jüngere
Kulturen zeigen sich als Stäbchen oder kurze Filamente mit rudimentären
Verzweigungen (PRESCOTT, 1991). Bei Rhodococcus equi-Kulturen, die vom
Menschen isoliert werden konnten, stellten EMMONS et al. (1991) und
MAGNANI (1992) ebenfalls eine Pleomorphie fest. Abhängig von der Inkubationszeit
änderten die Keime ihre Form von „bazillär“ bis „kokko-bazillär“ zu kokkoid
(MAGNANI et al., 1992).
2.8.2. Mikroskopisches Aussehen und Anfärbbarkeit
Abhängig von den Kulturbedingungen ist die Morphologie von Rhodococcus equi als
pleomorphes Bakterium variierend von „bazillär“ bis kokkoid zu beschreiben
(PRESCOTT, 1991). McNEIL und BRAUN (1994) konnten feststellen, dass die Form
der Bakterien sich mit der Bebrütungsdauer verändert. Junge Kulturen, die sechs
Stunden lang inkubiert werden, zeigen eher „bazilläre“ Wuchsformen. In Kulturen, die
über 24 h bebrütet werden, sind mehr kokkoide Formen vorhanden. Dieser Übergang
von „bazillärer“ zu kokkoider Form, so GOODFELLOW (1989), entsteht durch
Fragmentierung der stäbchenförmigen Keime, wobei der Zeitpunk dieser
Fragmentierung von den Anzüchtungsbedingungen und deren Einfluss auf die
bakterielle Wachstumsrate abhängig zu sein scheint (WILLIAMS et al., 1976).
Aus Sputum, Pleuralflüssigkeit, Bronchialspülungen und Blut konnten
stäbchenförmige Rhodococcus equi-Keime durch WEINGAREN et al. (1988) isoliert
werden. Vor allem kokkoide Formen, aber auch bazilläre Bakterien in Gewebe und
eitrigem Probenmaterial waren hingegen in Untersuchungen von
McNEIL und BRAUN (1994) zu finden. Vor allem in Flüssigmedien sind bazilläre
Formen zu beobachten, die in der Lage sind, Verzweigungen zu bilden
(GOODFELLOW, 1989, PRESCOTT, 1991).
Bei Rhodococcus equi handelt es sich nach heutiger Meinung der Wissenschaft um
ein grampositives Bakterium (SELBITZ, 2002a). In Kulturen aber, die schon älter
sind, können in der Gramfärbung auch als negativ zu beurteilende Bakterien
gefunden werden (BARTON und HUGHES, 1980). Die Frage, ob es sich bei
Rhodococcus equi um ein säurefestes Bakterium handelt, wurde lange kontrovers
Schrifttum
40
diskutiert. Von einer Säurefestigkeit sprechen BENDIXEN und JEPSEN (1940),
wohingegen
PRESCOTT (1991) keine Säurefestigkeit von Rhodococcus equi feststellen konnte.
Vor allem aus klinischen Proben konnten McNEIL und BROWN (1994) in der Ziehl-
Neelsen-Färbung und in der modifizierten Färbung nach Kinyoun schwach
säurefeste Rhodococcus equi-Isolate nachweisen. Frische Kulturen von
Rhodococcus equi beurteilten SCOTT et al. (1995) hingegen als variabel säurefest.
In Subkulturen sind allerdings nur noch selten säurefeste Bakterien zu finden. Nach
Wachstum auf festen Medien sind häufiger säurefeste Formen von
Rhodococcus equi zu finden als dies nach Anreicherung in flüssigen Medien der Fall
ist (BARTON und HUGHES, 1980). TAMMEMAGI (1953) aber konnte feststellen,
dass erst nach 48 stündiger Inkubation säurefeste Formen zu finden sind. Bei
Rhodococcus equi-Isolaten, die auf Blut- oder Kochblutagar gewachsen waren,
konnten EMMONS et al. (1991) aber keine Säurefestigkeit entdecken. Züchteten sie
dieselbe Kultur in Löwenstein-Jensen-Medium an und färbten sie anschließend nach
Kinyoun, zeigten sich die Keime als säurefeste Bakterien.
BARTON und HUGHES (1980) und PRESCOTT (1991) vermuteten, dass die
Säurefestigkeit von Rhodococcus equi eine nicht regelmäßig auftretende
Erscheinung ist. Ihr Nachweis scheint vom verwendeten Medium, der Färbetechnik
und den angewandten Medien abhängig zu sein.
Zur Bestimmung der Ultrastruktur von Rhodococcus equi wurde der Keim nach
Neisser gefärbt. Anschließend konnten zahlreiche, zart gefärbte, über das gesamte
Bakterium verteilte, metachromatische Granula beobachtet werden
(MAGNUSSON, 1923, KARLSON et al., 1940, RAJAGOPALAN, 1937,
McDONALD, 1942, ROBERTS, 1957). Vor allem bei coryneformen Keimen, die auf
Loeffler’s-Medium gewachsen sind, seien metachromatische Granula zu finden. Aber
auch in diesem Fall seien diese nur schwer zu erkennen, da Rhodococcus equi auf
Loeffler’s-Medium vorwiegend kokkoide Wachstumsformen zeigt (BARTON und
HUGHES, 1980). Auch der Nachweis der metachromatischen Granula ist ein
unregelmäßiges Erscheinungsbild von Rhodococcus equi, dessen Ausbildung und
Nachweisbarkeit wiederum von den Kulturbedingungen sowie der Färbetechnik
abhängig gemacht werden muss (PRESCOTT, 1991).
Schrifttum
41
2.9. Hämolytische Aktivität
Rhodococcus equi zeigt sowohl Unterschiede im Wachstumsverhalten als auch in
der Ausbildung einer hämolytischen Aktivität auf verschiedenen Nährböden. Weder
Erythrozyten des Pferdes, noch die des Rindes werden von Rhodococcus equi lysiert
(MAGNUSSON, 1938). Rhodococcus equi wächst aber sowohl auf Agarplatten mit
Schafblut als auch auf Kochblut-Agar ohne Anzeichen einer Hämolyse
(KARLSON et al. 1940, MARSH und VON GRAEVENITZ, 1973). Dieser Erkenntnis
widersprechen MURRAY et al. (1957) und BARTON und HUGHES (1980), die eine
zarte Hämolyse von Rhodococcus equi auf Nährböden mit den genannten
Erythrozyten ausmachen konnten. Ausführliche Untersuchungen zum
Hämolyseverhalten von Rhodococcus equi führten SMOLA et al. (1994) durch und
konnten dabei feststellen, dass nur eine schwache Hämolysezone auf Agarplatten
mit gewaschenen Erythrozyten von Wiederkäuern nachzuweisen ist, während auf
Blutagarplatten mit gewaschenen Erythrozyten von Kaninchen, Hund, Pferd und
Mensch eine deutlich auszumachende Hämolyse zeigen. Diese hämolytische
Aktivität von Rhodococcus equi wurde der Phosphatidylinositol- spezifischen
Phospholipase C (PL-PLC), in einigen Fällen auch der von Rhodococcus equi
gebildeten Lecithinase zugeschrieben (SMOLA et al., 1994). Außerdem konnten die
Autoren feststellen, dass die Hämolysezonen bei einer Bebrütungstemperatur von
30°C ausgeprägter ausfallen als wenn die Inkubationstemperatur 37°C beträgt. Des
Weiteren zeigten dem Medium hinzugefügte Mg2+- und Zn2+-Ionen keinen Einfluss
auf das Hämolyseverhalten von Rhodococcus equi, während Ca2+-Ionen fördernd auf
die Ausbildung einer Hämolyse durch Rhodococcus equi wirkten. (SMOLA et al.,
1994).
2.10. Equi-Faktor
Charakteristisch für Rhodococcus equi ist die Ausbildung des mehrteiligen Equi-
Faktors, der ein im Kulturüberstand nachweisbares Exoenzym mit
membranolytischen Eigenschaften darstellt. Auf Schaf- oder Rinderblutagar, aber
auch bei Erythrozyten von Schafen, Ziegen, Kaninchen, Hühnern und selten vom
Pferd, verursacht der Equi-Faktor nach FRASER (1964) zusammen mit dem β-Toxin
von Staphylococcs aureus, der Phospholipase D von Corynebacterium
Schrifttum
42
pseudotuberculosis oder dem Hämolysin von Listeria monocytogenes eine
vollständige Hämolyse (NAKAZAWA und NEMOTO, 1980). Die verschiedenen
Anteile, aus denen der Equi-Faktor besteht, wurden von LINDER und BERNHEIMER
(1982) und MACHANG’U und PRESCOTT (1991) eingehend untersucht. Sie konnten
das Enzym Cholesteroloxidase nachweisen, das ein Molekulargewicht von 60.000
bis 61.000 besitzen kann. Diese Cholesteroloxidase ist derjenigen, die aus Nocardia
rhodochrous isoliert wurde ähnlich, da es sich bei dieser um ein integrales
Membranprotein handelt, an dessen Membranoberfläche das aktive Zentrum liegt
(KREIT et al., 1994). Neben der Cholesteroloxidase produziert Rhodococcus equi
noch zwei weitere Exoenzyme (MACHANG ’U und PRESCOTT 1991): die
Sphingomyelase C, die der sphingomyelinhydrolysierenden Phospholipase C
entspricht und die choline Phosphohydrolase (BERNHEIMER et al., 1980). Die
Phospholipase C führt zu einer Verminderung der Zellmembranstabilität und einer
Veränderung der Struktur. Dieser membranolytische Effekt wird durch die Wandlung
des in der Erythrozytenwand befindlichen Sphingomyelin in Ceramid verursacht
(BERNHEIMER et al., 1980, LINDER und BERNHEIMER, 1982).
Der Cholesteroloxidase und der cholinen Phosphohydrolase sprechen
MACHANG’U und PRESCOTT (1991) allenfalls eine additive, aber keine
synergistische hämolytische Wirkung zu. Unklar bleibt auch die Auswirkung der
Kombination zwischen der Sphingomyelinase C und der Cholesteroloxidase, wie
auch das Zusammenwirken der Sphingomyelinase C mit der cholinen
Phosphohydrolase.
Aufgrund der nur wenig ausgeprägten enzymatischen Aktivität von
Rhodococcus equi ist es wenig wahrscheinlich, dass die Pathogenität des Keims
durch die extrazellulären Produkte zustande kommt (MUTIMER und WOOLCOCK,
1983). Nach der Herstellung von Antiseren gegen Equi-Faktoren in Kaninchen,
starben 4 von 14 der Kaninchen an Krämpfen, Atemnot und plötzlichem Tod.
Derartige Todesfälle waren nach SKALKA und SVASTOVÁ (1985) bei
Immunisierung mit Kapselextrakten oder zellulären Antigenen aber bis dato nicht
beobachtet worden. Insofern ist die Toxizität der Equi-Faktoren nicht abschließend
geklärt. An Makrophagenzelllinien von Mäusen konnten zytopathische Effekte sowohl
durch die Cholesteroloxidase wie auch die choline Phosphohydrolase beobachtet
Schrifttum
43
werden (MACHANG’U und PRESCOTT, 1991). Die Autoren fragten sich, ob diese
zytopathischen Effekte an der Pathogenese der durch Rhodococcus equi
verursachten Erkrankungen beteiligt sein könnten. Es blieb aber ungeklärt, ob nur die
Exoenzyme allein, oder auch das Zusammenspiel mit dem Cholesterol oder anderen
Serumbestandteilen diese Effekte verursachen (MACHANG’U und PRESCOTT,
1991).
Um die Diagnose von Rhodococcus equi-Infektionen beim Pferd zu sichern, wurden
im Serum von experimentell infizierten Fohlen Antikörper gegen den Equi-Faktor
nachgewiesen, die dessen Aktivität neutralisierten (PRESCOTT et al., 1984a,
SKALKA und SVASTOVÁ, 1984, 1985). Diese Neutralisation verursacht eine
Hemmung der synergistischen additiven Hämolyse mit der Phospholipase D von
Corynebacterium pseudotuberculosis (PRESCOTT et al., 1984a) und dem β-Toxin
von Staphylococcus aureus (SKALKA und SVASTOVÁ, 1984, 1985). In fast allen
Rhodococcus-equi-Stämmen kann der Equi-Faktor festgestellt werden
(PRESCOTT et al., 1982), weswegen die Autoren seinen Nachweis zum Kriterium für
die Identifizierung des Keimes vorschlagen. Eine synergistische Hämolysezone mit
Listeria monocytogenes wird jedoch nur in 26 von 41 untersuchten Kulturen
beschrieben (NAKAZAWA und NEMOTO, 1980). In Seren von Menschen gelang es
VOTAVA und SKALKA (1995) Antikörper gegen Equi-Faktoren nachzuweisen. Im
Immunisierungsversuch an Fohlen stellen sich die Equi-Faktoren jedoch als wenig
immunogen heraus (MACHANG’U und PRESCOTT, 1991). Fohlen, die mit partiell
gereinigtem Equi-Faktor geimpft wurden, zeigen bei nachfolgenden Untersuchungen
nur geringe Titer neutralisierender Antikörper. Auch nach aktiver Immunisierung
durch Applikation lebender Rhodococcus equi-Keime als Aerosol, scheinen diese
Antikörper keinen Schutz vor Lungenabszessen zu bieten (MACHANG’U und
PRESCOTT, 1991).
2.11. Biochemische Eigenschaften
Rhodococcus equi wächst gut auf Blutagar und stellt keine großen Ansprüche an den
Nährstoffgehalt des Mediums (BARTON und HUGHES, 1980, PRESCOTT, 1991).
Ein schwach saures Medium (pH 6-8) wirkt sich auf das Wachstum günstiger aus als
alkalische pH-Werte (MAGNUSSON 1923). Als unbeweglicher und nicht
Schrifttum
44
sporenbildender, grampositiver Keim (LINTON und GALAHER, 1969, MAGNANI et
al., 1992) wächst Rhodococcus equi bei einem Temperaturoptimum von 37°C,
obwohl die Isolate auch in einem Spektrum zwischen 10°C bis 40°C überleben
können (BARTON und HUGHES, 1980, TAKAI et al., 1985a). Aerobe oder bedingt
mikroaerophile, in keinem Fall aber anaerobe Bedingungen, sind für das Wachstum
von Rhodococcus equi erforderlich (RAJAGOPALAN, 1936, BARTON und HUGHES,
1980).
Als Stickstoffquelle nutzt Rhodococcus equi Kaliumnitrat (ROWBOTHAM und
CROSS, 1977) und Ammoniumsulfat (PRADIP et al., 1966). Die Kohlenstoffe kann
das Bakterium aus Alkoholen und Natriumlactat (GOODFELLOW, 1986), aber auch
aus verschiedenen Karbonsäuren, wie Essig-, Butter-, Brenztrauben- und
Propionsäure gewinnen (YAGER, 1987).
Als ein nur bedingt biochemisch reaktives Bakterium beschreiben BARTON und
HUGHES (1980) und PRESCOTT (1991) Rhodococcus equi. Allgemein von einem
„Zuckerabbau“ sprechen RAMACHANDRA et al. (1981), während McNEIL und
BROWN (1994) nachweisen konnten, dass Umsetzung von Glukose, nicht aber von
Trehalose, Cellobiose, Fruktose, Mannose und Maltose zu beobachten ist. Weder
eine Säurebildung bei der Umsetzung von Glukose oder Maltose konnten hingegen
nachgewiesen werden (McKENZIE und DONALD, 1979).
Als ein charakteristisches Kriterium für Rhodococcus equi gilt die variable
Nitratreduktase- und Ureaseaktivität (BARTON und HUGHES, 1980,
MUTIMER und WOOLCOCK, 1981, PRESCOTT et al., 1982, PRESCOTT, 1991)
und dass das Bakterium katalasepositiv ist (RAJAGOPALAN, 1936,
LINTON und GALLAHER, 1969, RAO et al., 1982, JONES et al., 1989,
MORAAL et al., 1990). Sowohl über oxidasepositive (MARSH und VON
GRAEVENITZ, 1973, BERG et al., 1977, BARTON und HUGHES, 1980 und
PRESCOTT, 1991) als auch oxidasenegative (DAVIS und NEWTON, 1969)
Rhodococcus equi-Isolate wird in der Literatur berichtet.
Auch die Bildung von Schwefelwasserstoff ist ein variabler Faktor bei Rhodococcus
equi (COTCHIN, 1943, TAMMEMAGI, 1953, MOITRA, 1972, McKENZIE und
DONALD, 1979, BARTON und HUGHES, 1980). Bei mehr als der Hälfte der
untersuchten Isolate konnten KAURA und MUTIMER (1987) eine Bildung von
Schrifttum
45
Schwefelwasserstoff beobachten. Dagegen wiesen MERCHANT und BACKER
(1967) eine Schwefelwasserstoffbildung erst nach drei bis vier Tagen nach.
Zum Nachweis der Äskulinhydrolyse von Rhodococcus equi gilt vor allem Galle-
Äskulinagar als geeignet (BAUWENS et al., 1987). Bei einigen Rhodococcus equi-
Isolaten konnte außerdem eine Hydrolyse von Äskulin und Hippurat festgestellt
werden (COTCHIN, 1943, BARTON und HUGHES, 1980, PRESCOTT et al., 1982,
BERN und LÄMMLER, 1994).
In einer Studie, in der 236 Stämme biochemisch untersucht wurden, zeigten mehr als
90 % eine positive Leucin-Arylamidase-, Varyl-Arylamidase- und alpha-
Glucosidasereaktion (PRESCOTT, 1991), außerdem produzierten die Kulturen
Phosphatase und Lipase, allerdings kein Indol und keine Elastase, DN-ase und
Lecithinase (BARTON und HUGHES, 1980, MUTIMER und WOOLCOCK, 1983,
PRESCOTT, 1991).
2.12. Antimikrobielle Empfindlichkeit
Zur Resistenzlage von Rhodococcus equi wurden ausführliche Untersuchungen
durchgeführt, in denen festgestellt werden konnte, dass der Erreger sowohl
gegenüber Cephalosporinen der ersten und der zweiten Generation resistent ist
(PRESCOTT, 1991). Ein intermediäres Verhalten zeigen die Keime gegenüber
Ampicillin, Penicillin G und Tetracyclinen, wohingegen eine Empfindlichkeit
gegenüber Gentamicin, Erythromycin, Neomycin, Rifampicin, Clindamycin,
Aminoglycosiden und Amikacin, sowie Tobramycin und Vancomycin zu beobachten
ist. Nach Behandlung der Stämme mit Erythromycin, Gentamicin, Neomycin,
Streptomycin, Nitrofurantoin und Trimetoprim-Sulfamethoxazol können PERDRIZET
und SCOTT (1987) kein Wachstum feststellen. Einige Stämme zeigen sich jedoch
resistent gegenüber Ampicillin, Penicillin, Kanamycin und Polymyxin B.
Antibiotika-Kombinationen wie Rifampicin-Erythromycin, Rifampicin-Minocyclin,
Erythromycin-Minocyclin und Imipenem-Amikacin zeigen eine synergistische
Wirksamkeit (NORDMANN und RONCO, 1992a).
Wird die antibiotische Empfindlichkeit von Rhodococcus equi beurteilt, sollte bedacht
werden, dass der Keim im Wirt in den phagozytierenden Zellen überleben kann
(HIETALA und ARDANS, 1987a, ZINK et al, 1987). Das bedeutet, dass nur eine
Schrifttum
46
Therapie mit Antibiotika, die lipophile Eigenschaften besitzen und deshalb die
Zellwand von Makrophagen und neutrophilen Granulozyten durchdringen, erfolgreich
sein kann (PROKESCH und HAND, 1982). Die am besten geeignete Therapie, ist
somit die Kombination von Erythromycin mit Rifampicin (HILLIDGE, 1987,
SWEENEY et al., 1987). Aber auch Trimethoprim-Sulfamethoxazol oder Penicillin
können Erfolge in der Behandlung von an Pneumonie erkrankten Fohlen erzielen
(GAY et al., 1981, PRESCOTT und SWEENEY, 1985). Eine Behandlung mit
Erythromycin in Kombination mit Rifampicin an Rhodococcus equi erkrankten
Menschen, wird nicht für sinnvoll gehalten, obwohl Fohlen mit dieser Kombination mit
guten Erfolgen therapiert werden (NORDMANN und RONCO, 1992a, NORDMANN
et al., 1992b). Zuvor wurden Isolate von Rhodococcus equi aus Tieren und
Menschen untersucht und keine Abweichungen in der Empfindlichkeit gegenüber
Antibiotika festgestellt (DECRE et al., 1991). Nach Infektion immunologisch
inkompetenter Nacktmäuse mit Rhodococcus equi-Isolaten, die von Menschen
stammten, zeigten nur Rifampicin, Imipenem oder Vancomycin eine
zufriedenstellende antimikrobielle Wirkung (NORDMANN und RONCO, 1992a,
NORDMANN et al., 1992). Vor allem mit Vancomycin kombinierte Antibiotika zeigen
sich als wirksam. Entgegen der Effektivität von Erythromycin, Minocyclin,
Ciprofloxacin und Amikacin in vitro entwickeln diese Präparate im Tierversuch nur
eine unzureichende Wirksamkeit. Gegenüber Penicillin zeigt sich Rhodococcus equi
zunächst sensibel (HIETALA und ARDANS, 1987a), mit fortschreitender
Therapiedauer aber entwickelt sich häufig eine zunehmende Resistenzbildung
(LARSON, 1980).
2.13. Streptococcus equi subsp. zooepidemicus: Taxonomische Einordnung
In den vergangenen Jahren wurden immer wieder Veränderungen an der Taxonomie
der Streptokokken vorgenommen. Eine Einteilung der Streptokokken, in der die
Bakterien nach gemeinsamen Kohlenhydratantigenen der Bakterienoberfläche in
serologische Gruppen von A bis V unterteilt wurden, vereinfachte das System
(LANCEFIELD, 1933). Eine andere Gruppeneinteilung der Streptokokken
berücksichtigt die kulturellen, biochemischen und serologischen Eigenschaften
Schrifttum
47
(SHERMAN, 1937). Dabei unterteilte der Autor die Keime in vier Gruppen: die
Pyogen-Streptokokken, die Viridans-Streptokokken, die Laktis-Streptokokken und die
Enterokokken.
Streptococcus zooepidemicus wurde erstmals von FROST und ENGELBRECHT
(1940) beschrieben, wobei vermutlich die ersten Stämme dieser Bakterienart aus an
Pneumonie erkrankten Pferden als Streptococcus pyogenes equi isoliert worden
waren (Schütz, 1888). Unter dem Namen „Animal pyogenes, type A“ beschrieb
EDWARDS 1934 den Keim, als Streptococcus pyogenes animalis C erfolgte eine
Beschreibung des Bakteriums durch SEELEMANN (1942)
Die tatsächlichen phylogenetischen Beziehungen der Streptokokken der Gruppe C
konnten erst in den letzten Jahren durch Anwendung von DNA-DNA- und DNA-RNA-
Hybridisierungen, außerdem durch Sequenzierungstechniken und
chemotaxonomische Zellwandanalysen eingehender untersucht werden. In diesem
Zusammenhang kann durch Hybridisierungsstudien eine Ähnlichkeit zwischen
Streptococcus zooepidemicus und Streptococcus equi festgestellt werden
(FARROW und COLLINS, 1984). Diese Erkenntnis stimmte mit den Untersuchungen
von FELTHAM (1979) überein, sie widersprach aber den von BRIDGE und SNEATH
(1983) gemachten Feststellungen. Aus diesem Grunde wurde die Umbenennung von
Streptococcus zooepidemicus in Streptococcus equi subsp. zooepidemicus
vorgeschlagen (FARROW und COLLINS, 1984).
Auf der Grundlage von serologischen und chemotaxonomischen Eigenschaften
wurde eine weitere Einteilung der Streptokokken vorgenommen (SCHLEIFER und
KILPPER-BÄLZ, 1987). Dabei entstand eine Unterteilung der Streptokokken in die
Streptokokken, die Enterokokken und die Lactokokken.
Die derzeit gültige Bezeichnung lautet Streptococcus equi subsp. zooepidemicus.
(EUZEBY, 1997).
Schrifttum
48
2.13.1. Vorkommen von Streptococcus equi subsp. zooepidemicus beim Pferd
2.13.1.1. Erkrankungen beim erwachsenen Pferd
Als Erreger bakterieller Erkrankungen beim Pferd werden Streptokokken der Gruppe
C insbesondere bei Erkrankungen des Respirationstraktes, des Genitalbereiches von
Stuten, aber auch als Erreger der klassischen Fohlenlähme beschrieben
(AMTSBERG und KRABISCH, 1975, BLOBEL, et al., 1987, BACHMANN, et al.,
1984, BAILY und LOVE, 1991, FENGER und KOHN, 1992, HONG et al., 1993,
WOOD et al., 1993, LAVOIE et al., 1994).
Der Nachweis von Streptococcus equi subsp. zooepidemicus gelang häufig aus dem
Genitale, besonders dem Vestibulum, gesunder Stuten und der Präputialschleimhaut
von Hengsten, außerdem bei entzündlichen Veränderungen der Genitalschleimhäute
bis hin zu eitrigen Endometritiden, bei Aborten, bei Infektionen von respiratorischen
Schleimhäuten, Tonsillen und aus dem Kot (SELBITZ, 1992). PLAGEMANN (1988)
konnte feststellen, dass eine weitaus höhere Befallsrate mit Streptococcus equi
subsp. zooepidemicus bei erkrankten Pferden vorlag als mit Streptococcus equi
subsp. equi. Auch in Untersuchungsproben von Pferden mit Infektionen des unteren
Respirationstrakts konnte der fakultativ anaeroben Keim Streptococcus equi subsp.
zooepidemicus nachgewiesen werden (BAILY und LOVE, 1991). Ein
Zusammenhang zwischen Erkrankungen des unteren Respirationstraktes und einer
Infektion mit Streptococcus equi subsp. zooepidemicus konnte nach Untersuchungen
bei Vollblutpferden, die jünger als drei Jahre alt waren festgestellt werden
(WOOD et al., 1993).
Wie nach umfassenden Studien nachgewiesen werden konnte, ist Streptococcus
equi subsp. zooepidemicus ein natürlicher Bestandteil der Maulhöhlenflora von
Pferden (KAMADA und AKIYAMA, 1975, WOOLCOCK, 1975 und BAILY und LOVE,
1991). Auch bei gesunden Pferden war Streptococcus equi subsp. zooepidemicus
als ubiquitär vorhandener Keim nachweisbar. Hierbei waren vor allem die Tonsillen
stark besiedelte Bereiche, aber auch aus anderen Teilen der Maulhöhle und des
oberen Respirationstraktes konnte das Bakterium isoliert werden.
Auch aus dem Genital- und Zervikalbereich von Stuten konnte Streptococcus equi
subsp. zooepidemicus isoliert werden, wobei nachgewiesen werden konnte, dass
Schrifttum
49
eine Übertragung des Keimes im Genitalbereich hauptsächlich durch den Deckakt
erfolgt (PLAGEMANN, 1988, PYCOCK und ALLEN, 1989). Die Möglichkeit zur
uterinen Infektion sehen HINRICHS et al. (1988) vor allem in der Klitorisgrube und
dem Vorhof. In den meisten Fällen aber zeigten mit Streptococcus equi subsp
zooepidemicus infizierte Stuten keine klinischen Symptome und das Auftreten von
Endometritiden war nur temporär (RICKETTS, 1981). Dieser Umstand sei auf eine
intakte Immunabwehr des Uterussystems zurückzuführen (PYCOCK und ALLEN,
1989). Die Autoren vermuteten, dass durch eine frühe Phagozytose die Erreger noch
vor dem Übergang in die logarythmische Phase abgetötet werden. Stuten, die
dennoch eine persistierende Endometritis durch Streptococcus equi subsp.
zooepidemicus entwickelten, litten an einem gestörten Komplementsystem
(PYCOCK und ALLEN, 1989). Die klinischen Symptome durch eine Infektion mit
Streptococcus equi subsp. zooepidemicus im Genitalbereich zeigen sich als
Gebärmutterentzündung, Fruchtbarkeitsstörungen bis hin zur Unfruchtbarkeit, aber
auch in Aborten, Früh- oder Totgeburten (PLATT, 1973, ROBERTS, 1986, PYCOCK
und ALLEN, 1989, HONG, et al., 1993).
Auch bei eitrigen Gastritiden (DART et al., 1987) sowie Epididymitiden bei Hengsten
(HELD et al., 1990), außerdem in Zusammenhang mit Druse bei jungen Ponys und
einer Glomerulonephritis mit Nierenversagen (DIVERS et al., 1992) konnte
Streptococcus equi subsp. zooepidemicus nachgewiesen werden.
2.13.1.2. Erkrankungen beim Fohlen
Vor allem bei Fohlen und Jungpferden zeigten sich Erkrankungen durch
Streptococcus equi subsp. zooepidemicus häufig als respiratorische Infektionen, der
so genannten Streptokokken-Pharyngitis. Aber auch bei eitrigen
Bronchopneumonien, der Fohlenspätlähme (klassische Fohlenlähme), bei
Nabelinfektionen und Wundinfektionen spielt Streptococcus equi subsp.
zooepidemicus als Infektionserreger eine bedeutende Rolle (SELBITZ, 1992).
Die Fohlenspätlähme ist eine Erkrankung, die vor allem innerhalb der 2. – 6.
Lebenswoche auftritt, als metastasierende Pyämie verläuft und häufig tödlich endet.
Die Fohlen zeigen als klinische Symptome hohes Fieber, Mattigkeit, Saugunlust,
Anorexie und ausgeprägte Lahmheit. Als Eintrittspforte für die Keime gelten präpartal
Schrifttum
50
die Plazenta und die Nabelgefäße, es kann aber auch über die Zervix bzw. die
Membranen (transzervikal-membranöser Weg) zu einer Erregerübertragung
kommen. Postpartal kommen der Nabelstumpf, nasale oder orale Infektion, aber
auch die Schleimhäute des Auges als Eintrittspforten in Frage (BOSTEDT, 1999).
Fohlen, die erkrankt sind, müssen sofort chemotherapeutisch mit Penicillin,
Streptomycin, Tetracyclinen oder potenzierten Sulfonamiden behandelt werden.
Prophylaktisch ist eine Impfung der Stuten, aber auch eine passive Immunisierung
der Fohlen möglich.
TIMONEY (1991) führte eine Studie an 3 - 8 Monate alten Vollblutfohlen durch, die
an einer Infektion des distalen Respirationstraktes litten. Hierbei war Streptococcus
equi subsp. zooepidemicus das Bakterium, das am häufigsten isoliert werden konnte.
Auch bei 1 - 8 Monate alten Fohlen, die an unspezifischen Erkrankungen des
Respirationstrakts litten, konnte Streptococcus equi subsp. zooepidemicus als
vorherrschender Keim nachgewiesen werden (HOFFMANN et al., 1993,
DIXON et al., 1995). Streptococcus equi subsp. zooepidemicus scheint sich erst
nach Belastungssituationen zu verbreiten und eine pathogene Wirkung zu entwickeln
(BEECH und SWEENY, 1991). Abhängig von der Bakterienzahl breitete sich der
Erreger bei einer Infektion von den Tonsillen bis in die ventralen Lungenregionen aus
(OIKAWA et al., 1994). Insbesondere Stresssituationen, so z.B. hohe Temperaturen,
Parasitenbefall, das Absetzen der Fohlen oder Transportbelastungen schienen das
Eindringen von Streptococcus equi subsp. zooepidemicus in den Respirationstrakt zu
begünstigen (TIMONEY, 1991). Die verminderte bakterielle Abwehr der Fohlen führte
der Autor auf eine verringerte Phagozytenabwehr zurück, die durch eine
Kortisonausschüttung bei Stress bedingt wird. Außerdem vermutete er, dass mit dem
Abfall des Titers der maternalen Antikörper ab dem dritten Lebensmonat die
Anfälligkeit gegenüber Streptococcus equi subsp. zooepidemicus zunimmt. Klinisch
zeigen die Fohlen Anorexie, Mattigkeit, Fieber, außerdem Husten bis hin zur akuten
Atemnot, Nasenschleimhautentzündungen mit zum Teil eitrigem Nasenausfluss,
akute Lungenentzündungen oder chronische Lungenleiden (FENGER und KOHN,
1992, HOFFMAN et al., 1993, DIXON, 1995, OIKAWA, 1994, 1995). In diesem
Zusammenhang konnte außerdem eine Leukozytose, Granulozytose und eine
Hyperfibrinogenämie diagnostiziet werden (LAVOIE et al., 1994). Die Fohlen litten
Schrifttum
51
des Weiteren unter einer respiratorischen Alkalose, einer Hypoxie und einer
Hypokapnie, (FENGER und KOHN, 1992). Bei 1 - 8 Monate alten Fohlen war eine
positive Korrelation zwischen dem Prozentanteil an neutrophilen Granulozyten im
Blut der Fohlen und der Wachstumsrate von Streptococcus equi subsp.
zooepidemicus und außerdem eine negative Korrelation der Makrophagenzahl zu
erkennen (HOFFMANN et al., 1993).
Infektionen mit Streptococcus equi subsp. zooepidemicus führen beim Fohlen häufig
zu einer metastasierenden Pyämie mit meist tödlichem Ausgang (BACHMANN et al.,
1984). Zunächst zeigen die Tiere Lahmheit mit geschwollenen Gelenken und Fieber
bis zu 40°C. Im weiteren Verlauf bilden sich Metastasen in der Lunge, die zu
mukopurulentem Nasenausfluss, schmerzhaftem Husten und Atemgeräuschen
führen. Die Infektionsquelle kann auf ältere Pferde, die an eitrigen Prozessen leiden
zurückgeführt werden, wobei aber auch eine intrauterine oder postnatale Ansteckung
über den Nabel, aber auch oral oder nasal möglich ist (BACHMANN et al., 1984).
Eigene Untersuchung
52
3. Eigene Untersuchungen
3.1. Material
3.1.1. Fohlen
Für die eigenen Untersuchungen wurde Untersuchungsmaterial von 217 Fohlen im
Zeitraum von März 2003 bis September 2003 auf einem Gestüt in Mecklenburg-
Vorpommern einbezogen.
3.1.2. Haltungsbedingungen der Pferde
Während der Wintersaison werden die Pferde in mit Stroh eingestreuten Laufställen,
in den Sommermonaten in großen Gruppen auf Weiden gehalten. Für das Abfohlen
stehen zwei separate Abfohlställe mit 16 Quadratmeter bzw. 12 Quadratmeter
großen Boxen zur Verfügung.
Die Geburt sowie die post natale Versorgung der Neonaten veralufen unter
tierärztlicher Beobachtung. Gesunde Fohlen werden nach etwa vier Tagen mit den
Mutterstuten in die Laufställe verbracht. Anschließend werden die gemauerten
Abfohlboxen gemistet, gesäubert, desinfiziert (Neopredisan, Menno-Chemie,
Norderstedt) und abgeflammt.
Um einerseits die Geburtsüberwachung zu erleichtern und um andererseits gute und
hygienische Geburtsbedingungen zu erreichen, wurde den Stuten der Schweif mit
elastischen Einmalbinden bandagiert. Außerdem wurde das Euter mit Jodseife
(Braunol®, Braun, Melsungen) gewaschen, sofern es die Stute tolerierte.
Zur postnatalen Versorgung der Neonaten wurde der Nabelstumpf mit
ethanolhaltiger Jodlösung desinfiziert, ein Klistier (Practoclyss®) verabreicht und die
spontane Aufnahme von mindestens 250 ml Kolostrum innerhalb der ersten zwei
Lebensstunden überwacht. Fohlen, die nicht selbständig tranken, wurde mindestens
200 ml abgemolkene Biestmilch der Stute oder aufgetautes Kolostrum aus der
betriebseigenen Kolostrumbank mit einer Flasche eingegeben.
Die Bestimmung des Immunglobulin G (IgG)-Gehaltes im Fohlenblut wurde
10 h nach der Geburt durch einen Snap Foal IgG Test® (IDEXX, Blue Ridge
Eigene Untersuchung
53
Pharmaceuticals) vorgenommen. Fohlen, bei denen der Wert unter 800 mg/dl lag,
wurde ein Liter aufgetautes Plasma aus der betriebseigenen Plasmabank infundiert.
Die Zuchtstuten wurden regelmäßig gegen EHV 1 und 4, Influenza und Tetanus mit
Duvaxyn®EHV1, 4, Duvaxyn®IE plus/ Duvaxyn®IE-T plus (Fort Dodge,
Mönchengladbach) geimpft. Entwurmungen der Zuchtstuten fanden vier mal jährlich
mit Dectomax® (Pfizer, Karlsruhe) und die der Fohlen im Alter von neun Tagen mit
Thiabendazol® (Sanofi, Schweiz), sowie einmal monatlich mit Banminth® (Pfizer,
Karlsruhe) statt.
3.1.3. Protokoll der klinischen Untersuchung / klinischer Score
In einer wöchentlichen Untersuchung wurde jedes Fohlen klinisch allgemein
untersucht. Dabei wurden die Atemwege (s.u.), eine Blutuntersuchung und bei
erkrankten Tieren eine Bronchoskopie vorgenommen.
Die erhobenen Befunde wurden in ein vorgefertigtes Untersuchungsprotokoll
(s. Anhang 9.2.) eingetragen, wobei für jeden klinischen Parameter Punkte vergeben
wurden. Diese Punkte wurden anschließend zusammengezählt und somit der
klinische Score errechnet.
3.1.4. Messung der Leukozytenzahl im Fohlenblut
Jedem Fohlen wurde ca. 1 ml Blut aus der Vena jugularis externa mit einer Kanüle
(0,90 x 40 mm; Sterican®, B. Braun, Melsungen) entnommen. Das Blut wurde in ein
mit Kalium-EDTA beschichteten Probenröhrchen (EDTA-K, Sarstedt) aufgefangen.
Die Zahl der Leukozyten pro ml Blut wurde anschließend mit einem automatischen
Hämatologie-Analysator (Sysmex KX-21N) nach dem Widerstandsmessprinzip
bestimmt.
3.1.5. Sonographische Untersuchung der Lunge
Die sonographische Untersuchung der Fohlen wurde mit einem akkubetriebenem,
tragbaren Ultraschallgerät „Sonovet 2000“ (Kretztechnik AG, Tiefenbach, Österreich)
und einem Linearscanner (7,5 MHz) vorgenommen. Der zu untersuchende Bereich
wurde beiderseits dorsal von der Stammuskulatur (Musculus longissimus dorsi),
Eigene Untersuchung
54
nach cranial durch das Schulterblatt mit seiner Muskulatur (Musculus triceps brachii,
Musculus tensor fasciae antebrachii) und nach ventral durch das Sternum begrenzt.
Vom vierten bis zum zwölften Intercostalraum wurden alle Rippenzwischenräume
sonographisch untersucht. Dabei wurde jeder Intercostalraum in drei weitere, vertikal
verlaufende Felder (A dorsal, B mittig, C ventral) unterteilt, so dass an der rechten
und linken Körperwand je 27 Bereiche sonographisch befundet werden konnten.
Die Ultraschalluntersuchungen wurden in den Laufställen oder Boxen vorgenommen.
Dazu wurden die Fohlen im Stehen fixiert und anschließend im Lungenbereich mit
einer Schermaschine (Equi Clip Akku; Lister, Lüdenscheid) geschoren. Der
geschorene Bereich wurde entfettet und Transmissionsgel (BLR Sonic Ultraschallgel,
Diagonal, Waldeck, Münster) aufgetragen.
Von dorsal nach ventral und von caudal nach cranial, beginnend im zwölften
Intercostalraum, wurde fortlaufend untersucht und die erhobenen Befunde in einem
Ultraschalluntersuchungsbogen dokumentiert. Außerdem wurden Abszesse und
pneumonisch veränderte Bereiche in Tiefe und Breite ausgemessen. Anhand der
Anzahl und der Tiefe der Abszesse, wurde der Schweregrad der Erkrankung
ausgemacht.
Diese Untersuchung wurde von Frau Olga Althaus durchgeführt und die Ergebnisse
für den mikrobiologischen Vergleich zur Verfügung gestellt (ALTHAUS, 2004).
3.1.6. Untersuchungsmaterial
Von klinisch auffälligen Fohlen wurde je ein Nasentupfer und eine endoskopisch
entnommene Tracheobronchialsekret gewonnen, außerdem wurden die
Schleimhäute der oberen Atemwege und der Carina tracheae beurteilt. Die
Bronchoskopie erfolgte mit einem flexiblen Endoskop der Firma Karl Storz (60512
VG, Storz). Das Endoskop war direkt an eine Lichtquelle (Xenon Nova 20131520,
Karl Storz) angeschlossen. Mit dieser Lichtquelle war eine manuelle Einstellung der
Lichtintensität möglich. Die Arbeitslänge des Endoskops betrug 1,50 m, der
Außendurchmesser betrug 8,4 mm. Die Spülung über einen Spülkanal mit steriler
NaCl-Lösung (0,9 % NaCl, Braun) erfolgte manuell.
Um diese Proben zu entnehmen, wurden die Fohlen mit Xylazin (Rompun®) sediert.
Fohlen, die älter als drei Wochen alt waren, wurde Xylazin in einer Dosierung von
Eigene Untersuchung
55
0,5 mg/kg appliziert, jüngere Tiere erhielten 0,2 mg Diazepam/kg in Kombination mit
0,2 mg Xylazin/kg i.v. Der Nasentupfer wurde nach Säuberung der Nüstern tief in
den ventralen Nasengang eingeführt und auf die Schleimhaut gerieben. Für die
Bronchoskopie wurde das zu untersuchende Fohlen sowohl am Kopf, als auch an
der Hinterhand fixiert. Das Endoskop wurde von einer Person über den ventralen
Nasengang in die Trachea eingeführt, während die Steuerung des Endoskopes und
die Probenentnahme von einer anderen Person vorgenommen wurden. Im gleichen
Arbeitsgang wurde die Menge und Viskosität des Sekretes in der Trachea und eine
mögliche Schwellung der Carina tracheae beurteilt.
Ein steriler Tupfer (Transport Swab, Heinz Herenz Medizinalbedarf GmbH, Hamburg)
wurde nun durch eine trocken gereinigte Nüster tief in einen ventralen Nasengang
eingeführt.
Die Trachealspülprobe wurde mit dem oben beschriebenen Endoskop mit einem
sterilen, flexiblen, durch den Arbeitskanal des Endoskops zuvor vorgeschobenen
Katheter entnommen. Das in der Trachea befindliche Sekret wurde anschließend mit
einer Spritze angesaugt und mit ca. 5 ml NaCl auf einen Tupfer ausgespült. Die
Tupfer wurden mit der Post ins Institut für Mikrobiologie der Tierärztlichen
Hochschule Hannover versendet. Die Probenentnahme führten Frau Anna Linda
Triskatis, Frau Katharina Piltz, Frau Olga Althaus und Frau Sabine Schulte durch.
Insgesamt wurden 217 Proben von Fohlen bakteriologisch untersucht.
3.1.7. Bodenproben
Für die Untersuchung des Bodens wurden von allen sechs Sandpaddocks,
stichprobenartig von zwei Weiden sowie von zwei Treibgängen, zwei Hallen,
außerdem acht Fegeproben aus den Abfohlställen und den Boxengängen
entnommen. Nach dem Auskoffern der Paddocks und Treibgänge wurden ebenfalls
noch einmal je sechs Proben aus tiefen Bodenschichten eigenhändig entnommen.
Hierzu wurde sowohl oberflächlich als auch aus tieferen Schichten des Bodens
ca. 20 g Sand mit einem Teelöffel in ein nicht sterilisiertes Plastikröhrchen (Greiner
Labortechnik bio-on, Solingen) gefüllt, in denen das Material trocken aufbewahrt
werden konnte. Die Proben wurden direkt von der Bodenoberfläche, aber auch aus
bis zu 80 cm tiefen Schichten entnommen. Auch von dem neuen Sand, mit dem die
Eigene Untersuchung
56
ausgekofferten Paddocks und Treibgänge aufgefüllt wurden, wurde eine Probe
untersucht (s. Tab. 1).
Tab. 1: Übersicht der entnommenen Bodenproben
Untersuchungsort Anzahl oberflächliche Bodenschichten
tiefe Bodenschichten
Sandpaddocks 33 25 8
Treibgänge 19 14 5
Halle 7 7 0
Fegeprobe (Abfohlställe, Gänge) 8 8 0
Weiden 8 6 2
ausgekofferte Paddocks 6 0 6
ausgekofferte Treibgänge 6 0 6
neuer Sand 1 / /
Summe 88 60 27
3.2. Methodik
3.2.1. Nährmedien für den kulturellen Nachweis von Rhodococcus equi und Streptococcus equi subsp. zooepidemicus
Für die Anzüchtung von Rhodococcus equi und Streptococcus equi subsp.
zooepidemicus werden sowohl die Nasen- als auch die Trachealspülproben-Tupfer
auf Columbia-Agar mit Schafblut (Oxoid, Wesel) auf Staphylokokken-Streptokokken-
Selektivagar (siehe Anhang 9.1.2.), Gassner-Platten (Oxoid, Wesel), Kochblut-
Platten (siehe Anhang 9.1.3.) und NANAT-Medium (siehe Anhang 9.1.1.)
ausgestrichen. Anschließend wird das ausgestrichene Material zweimal fraktioniert
und 24 Stunden bei 37°C inkubiert. Mit Ausnahme der Kochblut-Platten konnten alle
Nährböden in einem aeroben Brutraum (Firma Eberle) bebrütet werden. Die
Kochblut-Platten werden in einem CO2-Brutschrank (10 % CO2; CO2-Auto-Zero,
Eigene Untersuchung
57
Heraeus Holding GmbH, Hannover-Hamburg) anaerob inkubiert. Die Tupfer werden
zusätzlich in eine Nährbouillon (siehe Anhang 9.1.4.) gegeben und diese ebenfalls
24 Stunden bei 37°C bebrütet, um sie am folgenden Tag aus dieser Anreicherung
noch einmal auf Columbia-Agar, Staphylokokken-Streptokokken-Selektivagar und
Gassner-Platten zu isolieren und zu fraktionieren.
3.2.2. NANAT-Medium
Das NANAT-Selektivmedium wurde für den Nachweis von Rhodococcus equi nach
den Angaben von WOOLCOCK, FARMER, und MUTIMER (1979) hergestellt. Es
handelt sich um einen gelblich-transparenten Agar, der aus der in der Literatur
angegebenen Rezeptur gefertigt wurde (s. Anhang 9.1.1.).
3.2.3. Isolierung von Rhodococcus equi und Streptococcus equi subsp. zooepidemicus aus Nasentupfern
Die zu untersuchenden Nasentupfer-Proben stammten von 217 klinisch auffälligen
Fohlen. Die Tupfer wurden auf die genannten Nährböden ausgestrichen und
anschließend zweimal fraktioniert, um Einzelkolonien zu erzielen. Im Weiteren
wurden die Platten bei 37°C zunächst für 24 Stunden inkubiert. Anschließend wurden
die Kulturen visuell auf Rhococcus equi und Streptococcus equi subsp.
zooepidemicus untersucht und verdächtige Kolonien auf Columbia-Agar,
Staphylokokken-Streptokokken-Selektivagar und NANAT-Selektivmedium
subkultiviert. Als verdächtige Kolonien galten dabei für Rhodococcus equi
transparente, weißliche, für Streptococcus equi subsp. zooepidemicus β-
hämolysierende, kleine, weiße Kolonien. Die entstandenen Reinkulturen wurden
daraufhin mikroskopisch untersucht. Dabei wurde auf das Vorhandensein von
gram positiven Kokken geachtet. Außerdem wurde aus der Reinkultur ein CAMP-
Test (s. 3.2.6.2.) und ein api-Coryne® (bio Mérieux, Nürtingen) (s. 3.2.6.3.)
durchgeführt.
Eigene Untersuchung
58
3.2.4. Isolierung aus dem Tracheobronchialsekret
Die zu untersuchenden Proben waren von 217 klinisch auffälligen Fohlen
entnommen worden. Der kulturelle Ansatz, wie auch die Untersuchung des
Tracheobronchialsekretes erfolgte in der gleichen Weise wie die Isolierung von
Rhodococcus equi und Streptococcus equi subsp. zooepidemicus aus dem
Nasentupfer.
3.2.5. Isolierung von Rhodococcus equi aus Bodenproben
3.2.5.1. Voruntersuchung von Bodenproben
Um zunächst herauszubekommen, mit welchem Ansatz der Bodenproben die
verlässlichsten Ergebnisse erzielt werden konnten, wurden von 11 Bodenproben
jeweils Ansätze in verschiedenen Nährmedien wie folgt vorgenommen:
1. 1 g Boden wurde in ein Reagenzgläschen mit 9 ml Peptonwasser gegeben
und dieses anschließend 20 Min. bei 37°C im Wasserbad erwärmt und
dabei geschüttelt. Nun wurden die Proben 24 - 48 Stunden bei 37°C aerob
bebrütet und anschließend auf Columbia-Agar, Staphylokokken-
Streptokokken-Selektivnährboden und NANAT-Medium ausgestrichen,
zwei mal fraktioniert und schließlich 24 Stunden bei 37°C aerob inkubiert.
2. In einem Reagenzröhrchen wurde 1 g Boden mit 9 ml physiologischer
NaCl-Lösung vermischt und diese Flüssigkeit anschließend direkt auf
Columgia-Agar, Staphylokokken-Streptokokken-Selektivnährboden und
NANAT-Medium ausgestrichen, zwei mal fraktioniert und 24 - 48 Stunden
bei 37°C aerob bebrütet.
3. 0,5 g Boden wurden in 5ml Nährbouillon geben und 24 Stunden bei 37°C
aerob bebrüten. Anschließend wurde auch dieser Ansatz zweimal
fraktioniert auf Columbia-Agar, Staphylokokken-Streptokokken-
Selektivnährboden und NANAT-Medium ausgestrichen und 24-48 Stunden
bei 37°C aerob bebrütet.
Eigene Untersuchung
59
4. Bei diesem Ansatz wurden 0,5 g Boden direkt in NANAT-Selektivbouillon
(s. Anhang 9.1.5.) geben und dann 24 Stunden aerob bei 37°C bebrütet.
Nun wurde der Ansatz auf Columbia-Agar, Staphylokokken-Streptokokken-
Selektivnährboden und NANAT-Medium ausgestrichen und schließlich
24 - 48 Stunden bei 37°C aerob bebrütet.
5. Je eine Öse aus dem geschüttelten Peptonwasser (s. 3.2.5.1 (1)) wurde in
Nährbouillon und NANAT-Selektivbouillon geben. Nun wurden beide
Ansätze 24 Stunden bei 37°C aerob bebrütet und diese dann auf
Columbia-Agar, Staphylokokken-Streptokokken-Selektivnährboden und
NANAT-Medium zweimal fraktioniert ausgestrichen. Anschließend wurden
sie noch einmal 24 Stunden bei 37°C aerob bebrütet, bevor sie beurteilt
werden konnten.
3.2.5.2. Verarbeitung der Bodenproben
Um den Grad und die Ausbreitung der Kontamination auf dem Gestüt zu bestimmen,
wurden insgesamt 75 Proben untersucht. Nach der Auswertung der Vorproben
wurde für die weiteren Proben nur noch die Methoden 1, 3 und 4 angewandt, da hier
die meisten positiven Ergebnisse zu verzeichnen waren.
3.2.6. Nachweis und Differenzierung von Rhodococcus equi
Nach Anzüchtung auf Columbia-Agar konnte die Kolonienmorphologie entsprechend
den Angaben von BARTON und HUGHES (1980) beurteilt werden. Der Columbia-
Agar wurde dazu im fraktionierten Ausstrichverfahren beimpft (BLOBEL, 1991).
3.2.6.1. Mikroskopischer Nachweis von Rhodococcus equi und Streptococcus equi subsp. zooepidemicus im Grampräparat
Nach Erstellen einer Reinkultur durch Subkultivierung, wurde ein Objektträger
abgeflammt und mit einem Tropfen NaCl beschickt. In diesen Tropfen wurde nun
eine Öse mit Kolonienmaterial eingerührt, luftgetrocknet und anschließend
Eigene Untersuchung
60
hitzefixiert. Durch Gram-Färbung konnte die Morphologie der Bakterien
mikroskopisch beurteilt werden (s. Abb. 1).
Abb. 1: Gram-Präparat Rhodococcus equi, Lunge, Pferd
3.2.6.2. Equi-Faktor
Zum Nachweis des Equi-Faktors (s. 2.9) bei Rhodococcus equi-Stämmen wurde auf
einer Columbia-Agar-Platte ein so genannter „CAMP-Test“ (nach den Entdeckern
Christie, Atkins und Munch-Petersen benannt) angelegt. Hierzu wurde mit einem
Staphylococcus-aureus Stamm ein Impfstrich gezogen und senkrecht zu diesem ein
Impfstrich mit dem zu untersuchenden Stamm von Rhodococcus equi angelegt.
Zwischen beiden Impfstrichen wurde ein Abstand von 3 – 5 mm eingehalten. Nach
einer Inkubationszeit von 24 Stunden bei 37°C im aeroben Milieu zeigt sich eine
positive Reaktion in Form einer halbmondförmigen Zone vollständiger Hämolyse im
Bereich der unvollständigen Staphylokokken-Hämolyse an der Kreuzung beider
Impfstriche (SELBITZ, 2002b) (s. Abb. 2).
Eigene Untersuchung
61
Abb. 2: CAMP-Phänomen auf Blutagar;
senkrecht: Rhodococcus equi,
waagerecht: Staphylococcus aureus
3.2.6.3. Biochemische Eigenschaften von Rhodococcus equi
Die Untersuchung der biochemischen Eigenschaften von Rhodococcus equi erfolgte
mit Hilfe des kommerziellen Testsystems api-Coryne (api BIO Mérieux, Nürtingen)
nach den Angaben des Herstellers. Dieses api-Coryne Testsystem ist ein
miniaturisiertes System zur Identifizierung von klinisch relevanten koryneformen
Bakterien anhand von standardisierten, biochemischen Reaktionen und einem
speziellen Datenpool innerhalb von 24 Stunden. Dieses Testsystem beinhaltet 20
Reaktionsröhrchen zur Identifizierung von coryneformen Keimen. In den
Reaktionsröhrchen sind dehydrierte Substrate enthalten, mit denen
12 enzymatische Reaktionen und 8 Kohlenhydratfermentationen überprüft werden.
Als enzymatischen Reaktionen werden Nitratreduktion, Pyrazinamidase, Pyrrolidonyl
Arylamidase, alkalische Phosphatase, β-Glucuronidase, β-Galaktosidase,
α-Glucosidase, N-Acetyl-β-Glucosaminidase, Aesculin, Urease, Gelatinehydrolase
und Katalase, als Kohlenhydratfermentationen Glucose, Ribose, Xylose, Manitol,
Eigene Untersuchung
62
Maltose, Lactose, Saccharose und Glycogen untersucht. Die Stoffwechselprodukte,
die während der Inkubation entstehen bewirken Farbumschläge, die entweder direkt
nach der Inkubation oder nach Zusatz von Reagenzien zu sehen sind.
Zur Überprüfung der Reaktionen wurden von Rhodococcus equi-Kulturen mittels
einer Öse Kolonienmaterial abgenommen und in einem, dem Testsystem
zugehörigen Suspensionsmedium mit einem Densimat (Bio Mérieux, Nürtingen) auf
eine, dem McFarland Standard 6 entsprechende optische Dichte eingestellt. Die
ersten 11 Reaktionsröhrchen des Teststreifens wurden nun mit
0,15 ml der Bakteriensuspension gefüllt. Anschließend wurden 0,5 ml dieser
Bakteriensuspension mit 1 ml des zum Testsystems gehörenden Phenolrot
enthaltenden GP-Mediums vermischt und die restlichen 9 Reaktionsröhrchen mit der
gleichen Menge dieser Suspension beimpft werden. Vor der Inkubation der
Teststreifen in einer feuchten Kammer für 24 Stunden bei 37°C erfolgte die
Überschichtung des Teströhrchens für die Ureasereaktion sowie der letzten neun
Reaktionsröhrchen mit Paraffinöl.
Nach 24 Stunden Inkubation werden verschiedene Reagenzien in die
Reaktionsröhrchen gegeben, um anhand von Farbumschlägen eine Identifizierung
des Keims vorzunehmen. In das Nitratreduktionsröhrchen wurde jeweils ein Tropfen
Nit 1- und Nit 2-Reagenz (api BIO-Mérieux, Nürtingen), in das Pyrazinamidase-
Röhrchen Pyz-Reagenz (api BIO-Mérieux, Nürtingen) und in die Röhrchen zur
Überprüfung der Enzymaktivität (Pyrrolidonyl, Arylamidase, alkalische Phosphatase,
β-Glucoronidase, β-Galaktosidase, N-Acetyl-β-Glucosaminidase) je ein Tropfen Zym
A- und Zym B-Reagenz gegeben. In dem Aesculinröhrchen wurde durch Zugabe von
einem Tropfen H2O2 (3 %) die Katalasebildung überprüft.
Das Ergebnis der Tests wurde nach 24 Stunden Inkubation mit Hilfe einer
Ablesetabelle abgelesen, indem es in einen siebenstelligen Nummerncode
übertragen wurde, der durch einen Vergleich mit dem analytischen Profilindex des
api-Coryne Testsystems zur Identifizierung der Kulturen führte. Das Profil von
Rhodococcus equi lautet 1110004 (s. Tab. 4).
Eigene Untersuchung
63
3.2.7. Identifizierung von Streptococcus equi subsp. zooepidemicus
Nach Lancefield weist die Mehrheit der pathogenen Streptokokken spezifische
Kohlenhydrat-Antigene auf, die eine Klassifizierung in Gruppen erlaubt. Um unter
diesen vielen verschiedenen Streptokokken Streptococcus equi subsp.
zooepidemicus nachzuweisen, wurde mit Hilfe eines Streptokokken-Identifizierungs-
Tests (Art-Nr. DR 585, Diagnostic Reagents, Streptococcal Grouping Kit, Oxoid,
Wesel) gearbeitet. Hierzu wurden 2 - 5 Testkolonien einer Streptokokken-Reinkultur
in 0,4 ml Extraktionsenzym eingerührt und diese Suspension 10 Minuten im
Brutraum bei 37°C unter aeroben Bedingungen inkubiert. Anschließend wurde auf
einem Objektträger ein Tropfen des entsprechenden Latex-Reagenz (Gruppe C, DR
588 G) gegeben und mit einem Tropfen der Streptokokken-Suspension gemischt.
War nach ca. 30 Sekunden eine Agglutination in Form von blauen Körnchen zu
sehen, handelte es sich um Streptokokken der Lancefield-Gruppe C, zu der
Streptococcus equi subsp. zooepidemicus, Streptococcus equi subsp. equi und
Streptococcus dysgalactiae subsp. equisimilis gehören. Um aus diesen
Streptococcus equi subsp. zooepidemicus zu identifizieren, wurde je eine Trehalose-
und Sorbit-Lösung (s. Anhang 9.1.6.) mit einigen Testkolonien beimpft und diese
wiederum bei 37°C für 24 Stunden aerob bebrütet. Bei einem positiven Sorbit- (gelbe
Färbung) und einem negativen Trehalose-Ergebnis (blaue Färbung) handelte es sich
um den gesuchten Keim Streptococcus equi subsp. zooepidemicus.
3.2.8. Nachweis der Antibiotika-Empfindlichkeit
Zum Nachweis der Antibiotika-Empfindlichkeit der untersuchten Rhodococcus equi-
Stämme wurde das Standardverfahren des Bundesinstitutes für Arzneimittel und
Medizinprodukte für den Agar-Diffusionstest angewandt. Dabei wurden
Rhodococcus equi-Isolate nach dem Zufallsprinzip zu Beginn (10. Kalenderwoche
2003) und am Ende (30. Kalenderwoche 2003) der Versuchsphase für die
Empfindlichkeitsprüfung ausgewählt. Da Streptococcus equi subsp. zooepidemicus
in der vorliegenden Arbeit nicht als Primär-, sondern als Begleitkeim der klinischen
Symptomatik angesehen wurde und der Interessenschwerpunkt auf der Entwicklung
von Rhodococcus equi lag, wurde eine Empfindlichkeitsprüfung für
Streptococcus equi subsp. zooepidemicus hier nicht vorgenommen.
Eigene Untersuchung
64
Beim Agar-Diffusionstest handelt es sich um eine Methode zur Bestimmung der
Empfindlichkeit von Bakterien gegenüber Antibiotika. Dabei bilden empfindliche
Bakterien einen Hemmhof bis zu der noch verträglichen Konzentration um ein mit
einer bestimmten Substanz getränktes Filterpapierblättchen. Es wird nach DIN 58940
eine Einstufung in „empfindlich“, „intermediär“ oder „resistent“ vorgenommen.
Eine halbe Öse Koloniematerial wurde hierzu in 5,5 ml Nährbouillon suspendiert und
diese Suspension mittels eines Tupfers gleichmäßig auf eine Müller-Hinton-Agar-
Platte mit Blut aufgetragen. Nach Auflegen der antibiotikahaltigen Testplättchen
(Oxoid Disc Dispenser System, Oxoid, Wesel) mit Hilfe eines Dispensers wurde nach
20 minütiger Diffusionsphase bei Raumtemperatur und einer Inkubation für 18 – 24
Stunden bei 37°C eine Beurteilung der Hemmhofgrößen als Agar-Diffusionstest nach
den Angaben des Herstellers vorgenommen. Zum Ablesen der Hemmhofgrößen mit
Hilfe eines Zirkels wurden folgende Vorlagen verwendet (s. Tab. 1):
Tab. 2 Hemmhofdurchmesser der getesteten Antibiotika in mm
Grenzwerte in mm Wirkstoff
empfindlich intermediär resistent Referenz
Azithromycin ≥23 mm 18-22 mm ≤17 mm DIN58940-3
Erythromycin ≥21 mm 17-20 mm ≤16 mm DIN58940-3
Rifampicin ≥23 mm 21-22 mm ≤20 mm DIN58940-3
Trimethoprim/Sulfadiazin ≥16 mm 11-15 mm ≤10 mm DIN58940-3
Folgende Antibiotika wurden verwendet:
Azithromycin 15 µg (Wirkstoff pro Testblättchen)
Erythromycin 15 µg (Wirkstoff pro Testblättchen)
Rifampicin 2 µg (Wirkstoff pro Testblättchen)
Trimethoprim/Sulfadiazin 25 µg (Wirkstoff pro Testblättchen).
Eigene Untersuchung
65
3.2.9. Bestimmung der minimalen Hemmstoffkonzentrationen mittels Etest®
Unter minimaler Hemmstoffkonzentration (MHK) ist diejenige Konzentration eines
Chemotherapeutikums zu verstehen, die unter standardisierten Bedingungen das
Wachstum des Erregers gerade noch hemmt. Es handelt sich dabei um die unteren
Grenzwerte der Bakteriostase in vitro.
Beim Etest® (AB Biodisk, Solna, Schweden) handelt es sich um eine quantitative
Technik, mit deren Hilfe die minimale Hemmstoffkonzentration (MHK) eines Keimes
gemessen wird. Der Etest basiert auf einer Kombination zwischen
Verdünnungsreihen und dem Agar-Diffusionstest. Dabei ist es beim Etest möglich,
anhand des Konzentrationsgradienten auf dem Teststreifen schon geringe
Abweichungen der minimalen Hemmstoffkonzentration zu beurteilen.
Zur MHK-Wert-Bestimmung von Rhodococcus equi wurde Kulturmaterial mit Hilfe
eines sterilen Tupfers in 3 % NaCl (bio Mérieux, Nürtingen) suspendiert und auf eine,
dem McFarland Standard 1 entsprechende optische Dichte mit einem Densimat (Bio
Mérieux, Nürtingen) eingestellt. Anschließend wurde die Suspension mit einem
sterilen Tupfer gleichmäßig auf Mueller-Hinton-Agar (OXOID, Wesel) aufgetragen
und mit einem Etest-Streifen beschickt. Auf diesem Streifen ist das jeweilige
Antibiotikum mit einem Konzentrationsgradienten aufgetragen. Anhand einer Skala
ist der MHK-Wert nach 18 – 24 Stunden Inkubation unter Berücksichtigung der
Erläuterung von AB Biodisk am Schnittpunkt der Ellipse der Wachstumshemmung
mit dem Etest-Streifen® ablesbar (nach NCCLS).
Die Grenzen der MHK-Werte für jeden Wirkstoff sind in Tab. 3 angegeben.
Tab. 3: Grenzen der minimalen Hemmstoffkonzentration (MHK-Werte) für die
angewandten Wirkstoffe
Antibiotikum MHK-Wert µg/ml Azithromycin 0,016 – 256
Erythromycin 0,016 – 256
Rifampicin 0,002 – 32
Trimethoprim/Sulfadiazin (Verhältnis 1:19) 0,002 – 32
Eigene Untersuchung
66
Zur Überprüfung der Methode wurde der Referenzstamm Streptococcus pneumoniae für Erythromycin jeweils mit untersucht. Es handelte sich um den
Stamm Streptococcus pneumoniae ATCC 49619 (Deutsche Sammlung,
DSMZ-Nr. 11967). Auch in diesem Fall wurde mit dem Densimeter (bio Mérieux,
Nürtingen) eine Suspension mit einer, dem McFarland Standard 1 entsprechenden
optische Dichte eingestellt und diese mit Hilfe eines sterilen Tupfers auf Müller-
Hinton-Agar (OXOID, Wesel) gleichmäßig aufgebracht. Nach einer Inkubation von 18
– 24 Stunden bei 37°C konnte das Ergebnis abgelesen werden. Der MHK-Wert von
Streptococcus pneumoniae ATCC 49619 für Erythromycin liegt laut Hersteller bei
0,032 – 0,125 µg/ml.
3.2.10. Statistische Auswertung der Ergebnisse
Die Datenregistrierung und -auswertung erfolgte mit freundlicher Unterstützung von
Dr. Martin Beyerbach aus dem Institut für Biometrie, Epidemiologie und
Informationsverarbeitung (IBEI) der Tierärztlichen Hochschule Hannover unter
Verwendung des Statistikprogramms SAS 8e.
Die Bewertung der Signifikanz wurde durch den Vergleich der
Überschreitungswahrscheinlichkeiten (p-Wert) mit folgenden Grenzen festgelegt:
P < 0,001 hoch signifikant
P < 0,05 signifikant
P > 0,05 nicht signifikant
Ergebnisse
67
4. Ergebnisse
4.1. Identifizierung von Rhodococcus equi und Streptococcus equi subsp. zooepidemicus
4.1.1. Wachstumseigenschaften von Rhodococcus equi
Nach Anzüchtung auf Columbia-Agar wurde die Kolonienmorphologie entsprechend
den Angaben von BARTON und HUGHES (1980) beurteilt. Der Columbia-Agar
wurde dazu im unterbrochenen Ausstrichverfahren beimpft (BLOBEL, 1991).
Rhodococcus equi wächst nach 24 stündiger aerober Bebrütung auf Columbia-Agar
und Staphylokokken-Streptokokken-Selektivnährboden als schleimig-wässrige,
zunächst transparent-bläulich-weiße Kolonie, die sich nach zwei bis drei Tagen
weiterer Inkubation ins rosa bis lachsfarbene verfärbt (s. Abb. 5).
Auf Kochblut-Agar wächst der Keim nach 24 Stunden unter anaeroben Bedingungen
als weißlich trübe Kolonie, auf Gassner-Agar ist kein Wachstum von Rhodococcus
equi zu beobachten.
Auf NANAT-Medium zeigen sich Kolonien von Rhodococcus equi meist erst nach
48 Stunden Inkubation als zunächst hellgraue, transparente, wässrige Kolonien, die
sich nach weiterer Bebrütung ins Schwarze verfärben (s. Abb. 5).
Ergebnisse
68
Abb. 4: Foto von Rhodococcus equi-Kolonien: (1): NANAT-Selektivmedium,
(2): Columbia®-Blut-Agar; Maßstab 1 cm.
1
2
Ergebnisse
69
4.1.2. Isolierung von Streptococcus equi subsp. zooepidemicus
Streptococcus equi subsp. zooepidemicus wächst nach 24 stündiger Inkubation bei
aeroben Bedingungen auf Columbia-Agar und Staphylokokken-Streptokokken-
Selektivnährboden als vollständig hämolysierende zarte Kolonie. Auf Kochblut-Agar
ist keine Hämolyse zu beobachten und auf Gassner-Agar ist ebenfalls kein
Wachstum von Streptococcus equi subsp. zooepidemicus zu verzeichnen.
4.1.2.1. Mikroskopischer Nachweis von Rhodococcus equi und Streptococcus equi subsp. zooepidemicus im Grampräparat
Sowohl bei Rhodococcus equi (s. Abb. 1) als auch bei Streptococcus equi subsp.
zooepidemicus handelt es sich um grampositive runde bis ovale Kokken.
4.2. Biochemische Eigenschaften von Rhodococcus equi
Die biochemischen Eigenschaften der 118 positiven Rhodococcus equi Stämme sind
in Tab. 4 dargestellt. Alle untersuchten Kulturen zeigen Nitratreduktion, außerdem
eine enzymatische Reaktion mit alkalischer Phosphatase, α-Glucosidase und
Katalase. Die Kohlenhydratfermentationen ist bei allen Kulturen negativ.
Der sich daraus im Api Coryne ergebende Nummerncode zur Identifizierung der
Kulturen als Rhodococcus equi ist: 1110004.
Ergebnisse
70
Tab. 4: Biochemische Eigenschaften der untersuchten Rhodococcus equi-
Kulturen
enzymatische Reaktion Farbumschlag Ergebnis im Api-Coryne Code
Nitratreduktion kräftiges rosa, rot positiv 1
Pyrazinamidase farblos, sehr helles braun, sehr helles orange negativ 0
Pyrrolidonyl-Arylamidase farblos, helles orange negativ 0
alkalische Phosphatase purpur positiv 1
β-Glucoronidase farblos, hellgrau, hellbeige negativ 0
β-Galactosidase farblos, beige-hellpurpur negativ 0
α-Glucosidase purpur positiv 1
N-Acetyl-β-Glucosaminidase farblos, beige-hellpurpur hellbraun, hellgrau negativ 0
Aesculin farblos, grau negativ 0
Urease gelb, orange negativ 0
Gelatinehydrolase keine Diffusion des Pigments negativ 0
Kohlenhydratfermentation negativ 0
Glucose negativ 0
Ribose negativ 0
Xylose negativ 0
Manitol negativ 0
Maltose negativ 0
Lactose negativ 0
Saccharose negativ 0
Glycogen
rot, orange
negativ 0
Katalase nach Zugabe von H2O2
(3 %) Blasenbildung positiv 4
Ergebnisse
71
4.3. Nachweis von Rhodococcus equi in Nasentupfern
Von den insgesamt 217 untersuchten Nasentupfern sind 52 Proben (24 %)
Rhodococcus equi positiv.
Bei 31 Proben (14 %) ist ein geringgradiger Keimgehalt an Rhodococcus equi, bei
16 Proben (7 %) der untersuchten Nasentupfer ist ein mittelgradiger und bei fünf
Proben (2 %) ein hochgradiger Keimgehalt an Rhodococcus equi zu verzeichnen
(s. Abb. 6).
4.4. Nachweis von Rhodococcus equi im Tracheobronchialsekret
Von den 217 Tracheobronchialsekret-Proben kann bei 118 Proben (54 %) ein
positives Ergebnis für Rhodococcus equi nachgewiesen werden. Dabei ist in drei
Fällen (1 %) ein geringgradiger, bei 16 Proben (7 %) ein mittelgradiger und bei
101 Tupfern (47 %) ein hochgradiger Keimgehalt an Rhodococcus equi
nachzuweisen (s. Abb. 6).
020406080
100120140160180
negativ positiv ggr. mgr. hgr.
Anz
ahl
Nasentupfer Tracheobronchialsekret
Abb. 5: Ergebnisse des Rhodococcus equi-Nachweises im Nasentupfer und im
Tracheobronchialsekret
Ergebnisse
72
4.5. Nachweis von Streptococcus equi subsp. zooepidemicus in Nasentupfern
In 104 der insgesamt 217 Proben (48 %) konnte Streptococcus equi subsp.
zooepidemicus nachgewiesen werden (s. Abb. 7).
4.6. Nachweis von Streptococcus equi subsp. zooepidemicus im Tracheobronchialsekret
Die Ergebnisse für Streptococcus equi subsp. zooepidemicus sind in Abb. 7 zu
sehen. Nach der Untersuchung der Tracheobronchialsekret-Tupfer auf
Streptococcus equi subsp. zooepidemicus kann bei 132 Proben (61 %) ein positives
Ergebnis festgestellt werden.
0
20
40
60
80
100
120
140
NT positv(n=104)
NT negativ(n=113)
TBS positiv(n=132)
TBS negativ(n=85)
Anz
ahl
Abb. 6: Ergebnisse des Streptococcus equi subsp. zooepidemicus Nachweises
im Nasentupfer (NT) und im Tracheobronchialsekret (TBS)
4.7. Klassifizierung von Streptococcus equi subsp. zooepidemicus
Um unter den verschiedenen β-hämolysierenden Streptokokkenarten des Pferdes
Streptococcus equi subsp. zooepidemicus zu erkennen, wird mit Hilfe eines
Streptokokken-Identifizierungs-Tests gearbeitet. Dabei wird bei 62 der insgesamt 217
Ergebnisse
73
Fohlen (28 %) sowohl im Nasen- als auch im Tracheobronchialsekret
Streptococcus equi subsp. zooepidemicus nachgewiesen.
4.8. Klinischer Score
Die bei der wöchentlichen Untersuchung der Fohlen aus den Einzelbefunden
errechneten Werte des klinischen Scores reichen von 1 bis 15, wobei Werte von 0 - 1
klinisch gesunde, von 2 - 3 geringgradig erkrankte, von 4 - 5 mittelgradig erkrankte
und > 5 hochgradig erkrankte Tiere darstellen. Hinsichtlich des Verteilungsmusters
ist eine Häufung von Score-Werten zwischen 6-7 festzustellen, der Mittelwert lag
dabei bei 7,2 (s. Abb. 8).
0
5
10
15
20
25
30
35
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15
Score
Anz
ahl d
er F
ohle
n
Abb. 7: Verteilung des klinischen Scores der Fohlen
4.9. Erkrankungsalter der Fohlen
Für die folgende Untersuchung wurden die Daten von 192 Fohlen verwendet.
Das Erkrankungsalter der Fohlen wird für jedes Tier im Rahmen der wöchentlichen
Untersuchung festgestellt. Frühestens nach 14 Lebenstagen und spätestens nach
131 Lebenstagen zeigen die untersuchten Fohlen erste Krankheitserscheinungen. Im
Ergebnisse
74
Mittel erkranken die Fohlen mit 56 Tagen (Standardabweichung: 26,8). Die meisten
Fohlen erkranken im Alter zwischen 31 und 40 Lebenstagen. Die Verteilung des
Erkrankungsalters innerhalb der Fohlenpopulation ist in Abb. 9 dargestellt.
0
5
10
15
20
25
30
35
40
45
14-20 21-30 31-40 41-50 51-60 61-70 71-80 81-90 91-100 101/110 111/120 121/131
Erkrankungsalter in Tagen
Anz
al d
er F
ohle
n
Abb. 8: Verteilung des Erkrankungsalters der Fohlen in Tagen
4.10. Nachweis von Rhodococcus equi in Nasentupfern in Abhängigkeit vom Erkrankungsalter
Das Erkrankungsalter der Fohlen liegt bei Rhodococcus equi-positiven
Nasentupferproben (45 Fohlen) im Mittel bei 48 Lebenstagen (Standardabweichung:
15,7). Dabei waren die Tiere frühestens mit 22, spätestens mit 101 Lebenstagen
erkrankt.
Bei Fohlen, bei denen im Nasentupfer Rhodococcus equi nicht nachgewiesen
werden kann (147 Fohlen), sind erste Krankheitserscheinungen hingegen mit
59 Lebenstagen zu beobachten (Standardabweichung: 25,3), wobei die Tiere
frühestens mit 14, spätestens mit 131 Lebenstagen erkrankt waren (s. Tab. 5)
Ergebnisse
75
Tab. 5: Nachweis von Rhodococcus equi (Rh. equi) im Nasentupfer im Vergleich
mit dem Erkrankungsalter der Fohlen in Tagen
Erkrankungsalter in Tagen [ ]
minimales Erkrankungsalter [ ]
maximales Erkrankungsalter [ ]
Rh. equi + 48 22 101
Rh. equi - 59 14 131
( ) = Mittelwert
4.11. Nachweis von Rhodococcus equi im Tracheobronchialsekret in Abhängigkeit vom Erkrankungsalter
Das Erkrankungsalter der untersuchten Fohlen liegt bei Rhodococcus equi-positiven
Tracheobronchialsekretproben (110 Tiere) im Mittel bei 50 Lebenstagen
(Standardabweichung: 18,8). Dabei waren die Tiere frühestens mit 22, spätestens
mit 120 Tage nach der Geburt erkrankt.
Bei Fohlen, bei denen im Tracheobronchialsekret Rhodococcus equi nicht
nachgewiesen werden kann (82 Fohlen) liegt das Erkrankungsalter hingegen bei
65 Lebenstagen (Standardabweichung: 26,8), wobei die Fohlen frühestens 14 Tage
und spätestens 131 Tage nach der Geburt erste Krankheitserscheinungen zeigten
(s. Tab. 6).
Tab. 6: Nachweis von Rhodococcus equi (Rh. equi) im Tracheobronchialsekret
in Abhängigkeit vom Erkrankungsalter der Fohlen in Tagen
Erkrankungsalter in Tagen [ ]
minimales Erkrankungsalter [ ]
maximales Erkrankungsalter [ ]
Rh. equi + 50 22 120
Rh. equi - 65 14 131
( ) = Mittelwert
Ergebnisse
76
4.12. Sonographischer Nachweis von Lungenabszessen und Pneumonien
Bei der sonographischen Untersuchung (s. ALTHAUS, 2004) ist bei 168 der
insgesamt 217 klinisch auffälligen Fohlen (77 %) ein Abszess in der Lunge
nachweisbar.
Bei 112 (52 %) Fohlen kann im Rahmen der sonographischen Untersuchung ein
Pneumoniebefund nachgewiesen werden.
4.13. Gegenüberstellung der Nachweishäufigkeit von Rhodococcus equi im Nasentupfer und Tracheobronchialsekret
Rhodococcus equi ist bei 11 Fohlen (5 %) nur im Nasentupfer, bei 79 Fohlen (36 %)
ausschließlich im Tracheobronchialsekret, bei 41 Fohlen (19 %) sowohl im
Nasentupfer als auch im Tracheobronchialsekret und bei 87 Fohlen (40 %) in keinem
der Probenmaterialien nachweisbar (s. Tab. 7).
Tab. 7: Nachweis von Rhodococcus equi (Rh. equi) im Nasentupfer und im
Tracheobronchialsekret (TBS) von klinisch auffälligen Fohlen
Anzahl von Fohlen mit
Rh. equi + im Nasentupfer
Anzahl von Fohlen mit Rh. equi – im Nasentupfer
Anzahl von Fohlen mit Rh. equi + im TBS 41 79
Anzahl von Fohlen mit Rh. equi - TBS 11 87
4.14. Gegenüberstellung der Nachweishäufigkeit von Rhodococcus equi und Streptococcus equi subsp. zooepidemicus im Tracheobronchialsekret
Der Vergleich des Nachweises von Rhodococcus equi und Streptococcus equi
subsp. zooepidemicus im Tracheobronchialsekret von klinisch auffälligen Fohlen
zeigt, dass sowohl Rhodococcus equi als auch Streptococcus equi subsp.
Ergebnisse
77
zooepidemicus bei 62 Fohlen im Tracheobronchialsekret nachweisbar ist. Die
Kombination eines Nachweises von Streptococcus equi subsp. zooepidemicus und
eines fehlenden Nachweises von Rhodococcus equi im Tracheobronchialsekret kann
bei 48 Fohlen beobachtet werden. Ausschließlich Rhodococcus equi kann bei 56
Fohlen in der kulturellen Untersuchung festgestellt werden. Weder Rhodococcus
equi noch Streptococcus equi subsp. zooepidemicus wird bei 26 Fohlen
nachgewiesen (s. Tab. 8).
Der im t-Test ermittelte p-Wert von 0,093 zeigt keine Signifikanz.
Tab. 8: Gegenüberstellung von Rhodococcus equi (Rh. equi) und Streptococcus
equi subsp. zooepidemicus (Sc. equi subsp. zooep.) im
Tracheobronchialsekret (TBS)
Sc. equi subsp. zooep. TBS +
Sc. equi subsp. zooep. TBS -
Rh. equi TBS + 62 56
Rh. equi TBS - 48 26
4.15. Gegenüberstellung des kulturellen Nachweises von Rhodococcus equi mit dem klinischen Score
Nasentupfer: Um die Frage zu klären, ob es bei einem hohen Score-Wert, d.h. bei einem
hochgradig erkrankten Fohlen, auch zu einem kulturellen Nachweis von
Rhodococcus equi kommt, wurden die mikrobiologischen Ergebnisse der
Nasentupfer- und Tracheobronchialsekretuntersuchung mit den Score-Werten
verglichen.
Der klinische Score bei Tieren mit Rhodococcus equi im Nasentupfer (52 Fohlen)
beträgt im Mittel 6,9 bei einer Standardabweichung von 2,7. Bei Tieren mit negativem
Ergebnisse
78
Nasentupferbefund (165 Fohlen) hingegen ist der klinische Score mit im Mittel
7,3 etwas höher. Die Standardabweichung beträgt hier 3,5 (s. Abb. 9).
Somit besteht kein Unterschied im klinischen Score bei positiven oder negativen
Nasentupferbefund.
Tracheobronchialsekret: Der klinische Score bei Tieren mit Nachweis von Rhodococcus equi im
Tracheobronchialsekret (118 Fohlen) beträgt im Mittel 6,8 bei einer
Standardabweichung von 3,1. Die Ergebnisse des klinischen Scores bei den Fohlen
mit negativen Tracheobronchialsekret-Befunden (99 Fohlen) betragen im Mittel
7,8, die Standardabweichung beträgt hier 3,6 (s. Abb. 9).
Auch hier besteht kein Unterschied im klinischen Score zwischen Fohlen, die eine
Rhodococcus equi-positive oder -negative Tracheobronchialsekret-Probe aufweisen.
NT pos(n = 52)
NT neg(n = 165)
TBS pos (n = 118)
TBS neg(n = 99)
0
2
4
6
8
10
12
Klin
isch
er S
core
Abb. 8: Klinischer Score bei positiven und negativen Nasentupfer (NT) – und
Tracheobronchialsekret (TBS) – Proben bei klinisch auffälligen Fohlen
Ergebnisse
79
4.16. Gegenüberstellung des kulturellen Nachweises von Rhodococcus equi mit der Leukozytenzahl im Blut
Die bei der wöchentlichen Untersuchung der Fohlen errechneten Leukozytenwerte
liegen insgesamt im Mittel bei 13.438/µl bei einer Standardabweichung von
4714,29/µl. Der Minimalwert beträgt 1100 Leukozyten/µl, das Maximum beträgt
28.900 Leukozyten/µl.
Nasentupfer: Bei Tieren mit positiven Nasentupfer-Befunden (52 Fohlen) liegt der
Blutleukozytenwert bei 12.918/µl, bei einer Standardabweichung von 4599/µl. Bei
Fohlen ohne Rhodococcus equi-Nachweis im Nasentupfer (165 Fohlen) liegt die
Blutleukozytenzahl bei 13.601 Leukozyten/µl (Standardabweichung 4751/µl).
Somit ist kein Unterscheidet hinsichtlich der Leukozytenwerte im Blut bei Fohlen mit
kulturellem Rhodococcus equi-Nachweis bzw. ausbleibendem Nachweis von
Rhodococcus equi im Nasentupfer zu beobachten (s. Abb. 9).
Tracheobronchialsekret: Die Leukozyten-Ergebnisse bei positivem Rhodococcus equi-Nachweis im
Tracheobronchialsekret (118 Fohlen) liegen im Mittel bei 13.458 Leukozyten/µl, bei
einer Standardabweichung von 4682/µl. Die Leukozytenzahl im Blut bei negativem
Rhodococcus equi-Nachweis im Tracheobronchialsekret (99 Fohlen) liegt bei
13.415 Blutleukozyten/µl (Standardabweichung: 4777/µl).
Auch hier ist kein Unterschied hinsichtlich der Leukozytenwerte im Blut bei Fohlen
mit kulturellem Rhodococcus equi-Nachweis bzw. ausbleibendem Nachweis von
Rhodococcus equi im Tracheobronchialsekret zu beobachten (s. Abb. 9).
Ergebnisse
80
NT positiv (n=52)
NT negativ (n=165)
TBS positiv (n=118)
TBS negativ (n=99)
0
2000
4000
6000
8000
10000
12000
14000
16000
18000
20000
Abb. 9: Gegenüberstellung der Leukozytenzahlen mit den Rhodococcus equi
positiven und negativen Nasentupfer (NT) – und Tracheobronchialsekret
(TBS) -Befunden
4.17. Gegenüberstellung des kulturellen Nachweises von Rhodococcus equi im Nasentupfer mit dem sonographischen Nachweis von Lungenabszessen
Um die Frage beantworten zu können, ob bei sonographisch nachgewiesenen
Lungenabszessen Rhodococcus equi im Nasentupfer kulturell nachzuweisen ist,
werden diese beiden Parameter miteinander verglichen. Dazu wird der McNemar-
Test angewandt. Bei 168 Fohlen ist songraphisch ein Abszess in der Lunge
nachzuweisen. Bei 48 von diesen Fohlen ist ein Rhodococcus equi-Nachweis im
Nasentupfer zu führen. Der kulturelle Nachweis von Rhodococcus equi bleibt bei 120
Fohlen trotz sonographisch nachgewiesenen Lungenabszessen aus
(s. Tab. 9).
Bei 29 Fohlen kann trotz eines geringgradigen Keimgehaltes an Rhodococcus equi
im Nasentupfer sonographisch ein Abszess dargestellt werden. Bei 14 Tieren ist bei
mittelgradigem und nur bei vier Tieren bei hochgradigem Keimgehalt ein Abszess
Ergebnisse
81
feststellbar. Bei 121 Fohlen ist zwar in der Ultraschalluntersuchung ein Abszess zu
diagnostizieren, der kulturelle Nachweis von Rhodococcus equi bleibt aber negativ
(s. Tab. 10).
Wird für einen Vergleich von kulturell positivem Rhodococcus equi-Nachweis im
Nasentupfer und sonographisch nachgewiesene Abszessen der Abszessbefund als
Goldstandard genommen, zeigt sich eine Sensitivität von 29 %.
4.18. Vergleich des kulturellen Nachweises von Rhodococcus equi im Nasentupfer mit dem sonographischen Nachweis von Pneumonien
Die sonographisch nachgewiesenen Pneumonien werden mit Hilfe des
McNemar-Tests mit den kulturellen Ergebnissen der Nasentupfer verglichen. Von
den 112 positiven Pneumoniebefunden weisen 27 Fohlen einen positiven
Rhodococcus equi-Nachweis im Nasentupfer auf. Bei 85 Fohlen ist zwar eine
Pneumonie zu diagnostizieren, der kulturelle Nachweis für Rhodococcus equi bleibt
aber aus (s. Tab. 9).
Tab. 9: Gegenüberstellung von sonographischen Untersuchungsergebnissen mit
den Nasentupfer-Befunden
Abszess Pneumonie Fohlen insgesamt 168 112
Rh. equi im Nasentupfer 48 27
kein Nachweis von Rh. equi im Nasentupfer 120 85
Eine Pneumonie kann bei 16 Tieren sonographisch nachgewiesen werden, bei
denen der kulturelle Nachweis von Rhodococcus equi im Nasentupfer einen
geringgradigen Keimgehalt ausmacht. Bei neun Fohlen, die an einer Pneumonie
erkrankt sind, ist der Keimgehalt mittelgradig, bei drei Fohlen mit hochgradig zu
bewerten. Bei 85 Tieren mit einer sonographisch ermittelten Pneumonie, bleibt der
Rhodococcus equi-Nachweis im Nasentupfer aus. Lediglich bei 25 Fohlen ist sowohl
Ergebnisse
82
der kulturelle Nachweis im Nasentupfer als auch der Ultraschall-Befund negativ
(s. Tab. 10).
Wird für einen Vergleich von kulturell positivem Rhodococcus equi-Nachweis im
Nasentupfer und sonographisch nachgewiesenen Pneumonien der
Pneumoniebefund als Goldstandard genommen, zeigt sich eine Sensitivität von
24 %.
Tab. 10: Keimgehalt im Nasentupfer (NT) bei unterschiedlichen sonographischen
Untersuchungsergebnissen
NT ggr. NT mgr. NT hgr. NT negativ Abszess 29 14 4 121
Pneumonie 16 9 3 84
kein sonographischer Befund 0 0 0 25
ggr. geringgradig mgr. mittelgradig hgr. hochgradig
4.19. Gegenüberstellung des kulturellen Nachweises von Rhodococcus equi im Tracheobronchialsekret mit dem sonographischen Nachweis von Lungenabszessen
Für den Vergleich des kulturellen Nachweises von Rhodococcus equi im
Tracheobronchialsekret mit den sonographisch erhobenen Befunden von
Lungenabszessen wird der McNemar-Test angewendet. Bei 168 Fohlen ist
sonographisch ein Abszess in der Lunge nachzuweisen. Bei 105 von diesen Fohlen
ist ein Rhodococcus equi-Nachweis im Tracheobronchialsekret zu finden. Der
kulturelle Nachweis von Rhodococcus equi bleibt bei 63 Fohlen trotz sonographisch
nachgewiesenen Lungenabszessen aus (s. Tab. 11).
Nur in zwei Tracheobronchialsekretproben mit einem geringgradigen Keimgehalt an
Rhodococcus equi kann ein Abszess in der Lunge nachgewiesen werden. Dagegen
ist schon bei 13 Tracheobronchialsekretproben mit mittelgradigem und bei
92 Tracheobronchialsekretproben mit hochgradigem Keimgehalt an Rhodococcus
equi ein Abszess sonographisch nachweisbar. Bei 61 verbleibenden kulturell
Ergebnisse
83
negativen Proben ist dennoch ein Abszess sonographisch zu diagnostizieren
(s. Tab. 12).
Wird für einen Vergleich von kulturell positivem Rhodococcus equi-Nachweis im
Tracheobronchialsekret und sonographisch nachgewiesenen Abszessen der
Abszessbefund als Goldstandard genommen, zeigt sich eine Sensitivität von 63 %.
4.20. Gegenüberstellung des kulturellen Nachweises von Rhodococcus equi im Tracheobronchialsekret mit dem sonographischen Nachweis von Pneumonien
Die sonographischen Ergebnisse bezüglich Pneumonien werden mit den
Ergebnissen aus dem kulturellen Nachweis von Rhodococcus equi im
Tracheobronchialsekret verglichen. Von den 112 Pneumoniebefunden weisen
57 Fohlen einen Rhodococcus equi-Nachweis im Tracheobronchialsekret auf. Bei
55 Fohlen ist zwar eine Pneumonie zu diagnostizieren, der kulturelle Nachweis für
Rhodococcus equi bleibt aber aus (s. Tab. 11).
Tab. 11: Gegenüberstellung von sonographischen Untersuchungsergebnissen mit
den Tracheobronchialsekret-(TBS) Befunden
Abszess Pneumonie Fohlen insgesamt 168 112
Rh. equi im TBS 105 57
kein Nachweis von Rh. equi im TBS 63 55
Bei zwei Fohlen, in deren Tracheobronchialsekretproben geringgradig
Rhodococcus equi nachgewiesen werden konnte, ist in der sonographischen
Untersuchung eine Pneumonie zu diagnostizieren. Bei sieben Fohlen, in deren
Tracheobronchialsekretproben mittelgradig und bei 48 Fohlen in deren
Tracheobronchialsekretproben hochgradig Rhodococcus equi nachgewiesen werden
konnte, ist eine Pneumonie sonographisch nachweisbar. Bei 55 Fohlen kann trotz
Ergebnisse
84
einer diagnostizierten Pneumonie Rhodococcus equi kulturell nicht nachgewiesen
werden.
Bei fünf Tracheobronchialsekret-Proben, in denen ein hochgradiger
Rhodococcus equi-Keimgehalt nachgewiesen werden kann, ist im Ultraschall-Befund
weder eine Pneumonie noch ein Abszess auszumachen.
Die verbleibenden 20 kulturell negativen Tracheobronchialsekret-Proben bleiben
auch in der sonographischen Untersuchung ohne pathologischen Befund (s.Tab. 12).
Wird für einen Vergleich von kulturell positivem Rhodococcus equi-Nachweis im
Tracheobronchialsekret und sonographisch nachgewiesenen Pneumonien der
Pneumoniebefund als Goldstandard genommen, zeigt sich eine Sensitivität von
51 %.
Tab. 12: Keimgehalt im Tracheobronchialsekret (TBS) bei unterschiedlichen
sonographischen Untersuchungsergebnissen
TBS ggr. TBS mgr. TBS hgr. TBS negativ Abszess 2 13 92 61
Pneumonie 2 7 48 55
kein sonographischer Befund 0 0 5 20
ggr. geringgradig mgr. mittelgradig hgr. hochgradig
4.21. Antibiotikaempfindlichkeit im Agar-Diffusionstest
Um die Resistenzlage von Rhodococcus equi zu untersuchen, wurde am Anfang (10.
Kalenderwoche 2003) und am Ende der Versuchsphase (30. Kalenderwoche 2003)
die Empfindlichkeit des Keims auf die vier eingesetzten Antibiotika mit Hilfe des
Agar-Diffusionstests geprüft. Für diese Untersuchung wurden nur Isolate aus
Tracheobronchialsekret-Proben verwendet, wobei diese willkürlich ausgesucht
wurden.
Alle 50 (100 %) untersuchten Rhodococcus equi-Isolate erweisen sich im Agar-
Diffusionstest als empfindlich gegenüber Rifampicin, Trimethoprim / Sulfadiazin,
Erythromydin und Azithromycin.
M 1 2 3 NK
Ergebnisse
85
4.22. Bestimmung der minimalen Hemmstoffkonzentration mittels Etest®
Die minimale Hemmstoffkonzentration der vier verschiedenen eingesetzten
Antibiotika (Erythromycin, Rifampicin, Trimethoprim / Sulfadiazin und Azithromycin)
wurde bei 97 Tracheobronchialsekret-Proben (45 %) vorgenommen. Dabei begann
die Untersuchung mit den ersten positiven Tracheobronchialsekret-Ergebnissen
(ca. 10. Kalenderwoche 2003) und wurde bis etwa Ende August 2003
(34. Kalenderwoche) fortgesetzt.
Erythromycin: Bei Erythromycin liegt die minimale Hemmstoffkonzentration für Rhodococcus equi
zu Beginn der Untersuchung (10. bis 14. Kalenderwoche) im Mittel bei
0,2 µg/ml. Am Ende der Versuchsphase (30. bis 34 Kalenderwoche) liegt der Wert im
Mittel bei 0,3 µg/ml (s. Tab. 13).
Rifampicin: Die minimale Hemmstoffkonzentration bei Rifampicin zeigt keine Veränderung der
Werte. Hier bleibt der Wert im Mittel konstant bei 0,2 µg/ml (s. Tab. 13).
Trimethoprim/Sulfadiazin: Der Mittelwert der minimalen Hemmstoffkonzentration für Rhodococcus equi bei
Trimethoprim / Sulfadiazin liegt zu Beginn der Versuchsphase (10. bis 14.
Kalenderwoche) bei 0,2 µg/ml, zum Ende der Untersuchung (30. bis 34
Kalenderwoche) steigt der Wert auf 0,3 µg/ml (s. Tab. 13).
Azithromycin: Bei Azithromycin zeigen die MHK-Werte zu Beginn der Untersuchung
(10. bis 14. Kalenderwoche) Werte von im Mittel 0,5 µg/ml. Am Ende der Studie
steigen sie auf 0,7 µg/ml an (s. Tab. 13).
Ergebnisse
86
Tab. 13: MHK-Werte ( / SD) der vier eingesetzten Antibiotika für Rhodococcus
equi um die 10. und um die 30. Kalenderwoche (KW) 2003
Proben (n=14)10. – 14. KW März 2003 ( )
Standard- abweichung(SD) in µg/ml
Proben (n=20) 30. – 34. KW Aug. 2003 ( )
Standard- abweichung(SD) in µg/ml
Erythromycin 0,2 µg/ml 0,063 0,3 µg/ml 0,108
Rifampicin 0,2 µg/ml 0,053 0,2 µg/ml 0,056
Trimethoprim / Sulfadiazin 0,2 µg/ml 0,087 0,3 µg/ml 0,108
Azithromycin 0,5 µg/ml 0,152 0,7 µg/ml 0,183
( ) = Mittelwert SD = Standardabweichung
4.23. MHK-Werte des Referenzstammes Streptococcus pneumoniae
Zur Qualitätskontrolle der eingesetzten Methode wurde für alle 97 untersuchten
Tracheobronchialsekret-Proben der Referenzstamm Streptococcus pneumoniae
ATCC 49619 für das Antibiotikum Erythromycin mitgeführt. Der MHK-Wert von
Streptococcus pneumoniae ATCC 49619 für Erythromycin liegt dabei laut Hersteller
(AB Biodisk, Solna, Schweden) bei 0,032 – 0,125 µg/ml.
Bei allen untersuchten Isolaten war die minimale Hemmstoffkonzentration von
Streptococcus pneumoniae für Erythromycin kleiner als 0,032 µg/ml.
4.24. Entwicklung der MHK-Werte über den Untersuchungszeitraum
Die minimale Hemmstoffkonzentration der vier verschiedenen Antibiotika für
Rhodococcus equi wurde zwischen der 10. und 34. Kalenderwoche gemessen.
Die Veränderungen der MHK-Werte in Abhängigkeit von der Zeit sind nur sehr
gering, so dass kaum eine Steigung zu beobachten ist (s. Abb. 11 – 14).
Ergebnisse
87
Für Erythromycin kann eine signifikante Steigung festgestellt werden
(p < 0,0001) (s. Abb. 10). Um eine mögliche Verschiebung der Resistenzlage von
Rhodococcus equi zwischen der 10. und 34. Kalenderwoche festzustellen, wurde ein
t-Test vorgenommen. Die Regressionsgleichung für Erythromycin kann dabei wie
folgt aufgestellt werden:
Erythromycin = 0,1008 + 0,0085 x Woche
r2 = 0,1686
0
0,2
0,4
0,6
0,8
1
1,2
10 15 20 25 30 35
Kalenderwochen
MH
K -
Wer
te
Abb. 10: Verlauf der minimalen Hemmstoffkonzentration von Erythromycin für
Rhodococcus equi
Ergebnisse
88
Für Rifampicin kann keine signifikante Abhängigkeit der minimalen
Hemmstoffkonzentration von der Zeit nachgewiesen werden (p = 0,9185)
(s. Abb. 12). Um eine mögliche Verschiebung der Resistenzlage von Rhodococcus
equi zwischen der 10. und 34. Kalenderwoche festzustellen, wurde ein t-Test
vorgenommen. Die Regressionsgleichung lautet hier:
Rifampicin = 0,1594 + 0,0014 x Woche
r2 = 0,0063
00,20,40,60,8
11,21,41,61,8
2
10 15 20 25 30 35Kalenderwochen
MH
K -
Wer
t
Abb. 11: Verlauf der minimalen Hemmstoffkonzentration von Rifampicin für
Rhodococcus equi
Ergebnisse
89
Eine signifikante Abhängigkeit der minimalen Hemmstoffkonzentration mit der Zeit ist
bei Trimethoprim / Sulfadiazin (p = 0,0038) zu beobachten (s. Abb. 13). Um eine
mögliche Verschiebung der Resistenzlage von Rhodococcus equi zwischen der 10.
und 34. Kalenderwoche gegenüber Trimethoprim / Sulfadiazin festzustellen, wurde
ein t-Test vorgenommen. Die Regressionsgleichung lautet in diesem Fall:
Trimethoprim/Sulfadiazin = 0,1093 + 0,0071 x Woche
r2 = 0,095
0
0,1
0,2
0,3
0,4
0,5
0,6
0,7
0,8
10 15 20 25 30 35Kalenderwochen
MH
K -
Wer
te
Abb. 12: Verlauf der minimalen Hemmstoffkonzentration von Trimethoprim /
Sulfadiazin für Rhodococcus equi
Ergebnisse
90
Bei Azithromycin kann ebenfalls eine signifikante Abhängigkeit der minimalen
Hemmstoffkonzentraion von der Zeit festgestellt werden (p = 0,0002) (s. Abb. 14).
Um eine mögliche Verschiebung der Resistenzlage von Rhodococcus equi zwischen
der 10. und 34. Kalenderwoche gegenüber Azithromycin festzustellen, wurde ein
t-Test vorgenommen. Dabei lautet die Regressionsgleichung für Azithromycin:
Azithromyin = 0,3477 + 0,0140 x Woche
r2 = 0,155
0
0,2
0,4
0,6
0,8
1
1,2
1,4
1,6
10 15 20 25 30 35
Kalenderwochen
MH
K -
Wer
te
Abb. 13: Verlauf der minimalen Hemmstoffkonzentration von Azithromycin für
Rhodococcus equi
Ergebnisse
91
4.25. Vergleich des Nachweises von Streptococcus equi subsp. zooepidemicus im Nasentupfer und Tracheobronchialsekret
Die Ergebnisse der Isolierung von Streptococcus equi subsp. zooepidemicus aus
dem Nasentupfer und aus dem Tracheobronchialsekret wurden mit dem
McNemar-Test verglichen.
Bei 21 der insgesamt 217 Fohlen (10 %) wird Streptococcus equi subsp.
zooepidemicus nur aus dem Nasentupfer, bei 49 der 217 Fohlen (23 %) nur aus dem
Tracheobronchialsekret isoliert. Bei 83 der 217 untersuchten Fohlen (38 %) erfolgt
der Nachweis von Streptococcus equi subsp. zooepidemicus sowohl aus dem
Nasentupfer, als auch im Tracheobronchialsekret und bei 64 der 217 Fohlen (29 %)
weder aus dem Nasentupfer noch aus dem Tracheobronchialsekret (s. Tab. 14).
Tab. 14: Nachweis von Streptococcus equi subsp. zooepidemicus (Sc. equi
subsp. zooep.) im Nasentupfer und / oder im Tracheobronchialsekret
(TBS)
Nasentupfer – Sc. equi subsp. zooep.
+
Nasentupfer - Sc. equi subsp. zooep.
- Summe
TBS – Sc. equi subsp. zooep. + 83 Fohlen 49 Fohlen 132
TBS – Sc. equi subsp. zooep. - 21 Fohlen 64 Fohlen 85
Summe 104 113 217
+ = positiv - = negativ
Wird der Nachweis von Streptococcus equi subsp. zooepidemicus aus dem
Tracheobronchialsekret als Goldstandard betrachtet, liegt der Nachweis von
Streptococcus equi subsp. zooepidemicus im Nasentupfer bei einer Sensitivität von
63 % und einer Spezifität von 75 %.
Ergebnisse
92
4.26. Vergleich zwischen dem Erkrankungsalter und dem Nachweis von Streptococcus equi subsp. zooepidemicus im Nasentupfer
Bei einem Nachweis von Streptococcus equi subsp. zooepidemicus
(92 Fohlen) erkranken die Tiere im Mittel mit 62 Lebenstagen (Standardabweichung:
25,3). Dabei sind frühestens mit 18, spätestens mit 131 Lebenstagen Anzeichen
einer Infektion zu beobachten.
Bei Fohlen, bei denen Streptococcus equi subsp. zooepidemicus im Nasentupfer
nicht nachgewiesen werden kann (100 Fohlen), sind erste Krankheitserscheinungen
hingegen mit 52 Lebenstagen zu beobachten (Standardabweichung: 20,9), wobei die
Tiere frühestens mit 14, spätestens mit 124 Lebenstagen erkranken (s. Tab. 15).
Tab. 15: Nachweis von Streptococcus equi subsp. zooepidemicus (Sc. equi subsp.
zooep.) im Nasentupfer (NT) im Vergleich mit dem Erkrankungsalter der
Fohlen
Erkrankunsalter in Tagen [ ]
minimales Erkrankunsalter [ ]
maximales Erkrankunsalter [ ]
NT-Sc. equi subsp. zooep. + 62 18 131
NT- Sc. equi subsp. zooep. - 52 14 124
+ = positiv - = negativ ( ) = Mittelwert
4.27. Vergleich zwischen dem Erkrankungsalter und dem Nachweis von Streptococcus equi subsp. zooepidemicus im Tracheobronchialsekret
Bei einem Nachweis von Streptococcus equi subsp. zooepidemicus (132 Tiere)
erkrankten die Tiere im Mittel mit 59 Lebenstagen (Standardabweichung: 25,7).
Dabei sind frühestens mit 17, spätestens 131 Tage nach der Geburt.
Bei Fohlen, bei denen Streptococcus equi subsp. zooepidemicus im
Tracheobronchialsekret nicht nachgewiesen werden kann (85 Fohlen) liegt das
Erkrankungsalter bei 52 Lebenstagen (Standardabweichung: 19,1), wobei die Fohlen
Ergebnisse
93
frühestens 14 Tage und spätestens 105 Tage nach der Geburt erste
Krankheitserscheinungen zeigen (s. Tab. 16).
Tab. 16: Nachweis von Streptococcus equi subsp. zooepidemicus (Sc. equi subsp.
zooep.) im Tracheobronchialsekret (TBS) im Vergleich mit dem
Erkrankungsalter der Fohlen
Erkrankunsalter in Tagen [ ]
minimales Erkrankunsalter [ ]
maximales Erkrankunsalter [ ]
TBS-Sc. equi subsp. zooep. + 59 17 131
TBS- Sc. equi subsp. zooep. - 52 14 105
+ = positiv - = negativ ( ) = Mittelwert
4.28. Nachweis von Rhodococcus equi in Bodenproben
Um den Grad und die Ausbreitung der Kontamination mit Rhodococcus equi auf dem
Gestüt zu bestimmen, wurden insgesamt 88 Bodenproben untersucht. Dabei wurden
zu Beginn der Abfohlsaison 2003 (11. Kalenderwoche 2003) Proben von den
Sandpaddocks (n = 16) und den Treibgängen (n = 8), nach dem Auskoffern der
Sandpaddocks und Treibgänge (12. Kalenderwoche 2003) Kontrollproben (n = 11)
und schließlich in der 31. Kalenderwoche 2003 Bodenproben (n = 25) entnommen.
Der neue Sand, mit dem die ausgekofferten Paddocks und Treibgänge aufgefüllt
wurden, wurde ebenfalls untersucht. Nach dem Auskoffern der Paddocks und
Treibgänge wurden diese mit neuem Sand aufgefüllt. Dieser neue Sand wurde
täglich durch Besprühen mit Wasser feucht gehalten mit der Absicht, die aerogene
Infektion der Fohlen durch Rhodococcus equi zu vermeiden.
Nach der Auswertung der Voruntersuchungen (11 Proben; s. Eigene
Untersuchungen, 3.2.5.) wurde für die weiteren 77 Proben nur noch die Methoden 1,
3 und 4 angewandt (s. Eigene Untersuchungen, 3.2.5.1), da hier die meisten
positiven Ergebnisse zu verzeichnen waren.
Insgesamt ist aus 76 der 88 untersuchten Bodenproben (86 %) Rhodococcus equi zu
isolieren. Damit zeigt der Keim auf dem Gestüt eine weite Verbreitung.
Ergebnisse
94
Direkt nachdem die Sandpaddocks und Teile der Treibgänge ausgekoffert worden
waren (12. Kalenderwoche 2003), wurden aus den tief gelegenen Erdschichten 11
Proben entnommen und auf Rhodococcus equi untersucht. Auch in diesen Bereichen
(bis ca. 80 cm tief) konnte Rhodococcus equi nachgewiesen werden. Aus dem in die
Sandpaddocks und Treibgänge neu aufgefüllten Sand konnte Rhodococcus equi
nicht isoliert werden.
Die Bodenproben, die in der 31. Kalenderwoche auf dem Gestüt entnommen wurden
zeigen eine erneute Kontamination der ausgekofferten Bereiche. Aus 17 der 25
Bodenproben (68 %) wurde Rhodococcus equi isoliert (s. Tab. 17).
Tab. 17: Nachweishäufigkeit von Rhodococcus equi (Rh. equi) in Bodenproben
Anzahl Rh. equi positiv /
Anzahl der Proben
Anzahl Rh. equi positiv /
Anzahl der Proben Untersuchungsort
Oberfläche11. KW
Tiefe 12.KW 11. KW 31. KW 31. KW
Sandpaddocks 16 +++ 6 ++ 22 / 22 11 ++ 9 / 11
Treibgänge 8 +++ 5 ++ 11 / 13 8 + 5 / 8
Reithalle 5 ++ - 2 / 5 - -
Fegeprobe
(Abfohlställe / Gänge)
3 + - 2 / 3 6 + 3 / 6
Weiden 8 +++ - 7 / 8 - -
ausgekofferte Paddocks - 6 ++ 6 / 6 - -
ausgekofferter Treibgang - 6 + 6 / 6 - -
neuer Sand 1 negativ
Summe 40 24 56 25 17 + = geringgradig ++ = mittelgradig +++ = hochgradig KW = Kalenderwoche
Diskussion
95
5. Diskussion
Das Ziel der vorliegenden Arbeit ist es, Rhodococcus equi bei Fohlen mit klinischen
Hinweisen einer abszedierenden Pneumonie aus Nasentupfern und aus
Tracheobronchialsekretproben zu isolieren, um die Relevanz dieser Proben für die
Praxis zu definieren. Zusätzlich wird untersucht, ob der kulturelle Nachweis von
Rhodococcus equi aus den Atemwegen kranker Fohlen mit dem Erkrankungsalter,
dem klinischen Score, dem Leukozytenwert im Blut und dem sonographischen
Lungenbefund korreliert.
Wert und Zuverlässigkeit der Untersuchung auf Rhodococcus equi aus Nasentupfern
sind bisher umstritten, da erkrankte Fohlen nicht dauerhaft Keime auszuscheiden
scheinen. Außerdem wird Rhodococcus equi kulturell leicht von anderen Keimen der
Nasengänge im Wachstum gehemmt und damit häufig auf dem Nährboden
überwuchert (WOOLCOCK et al., 1979). Somit gestaltet sich das Anzüchten von
Rhodococcus equi auf Nährböden zum Teil schwierig.
Da auch Streptococcus equi subsp. zooepidemicus als Erreger von
Atemwegserkrankungen mit eitrigen Prozessen vorkommt, wird auch dieser Keim in
der hier vorliegenden Untersuchung berücksichtigt. Dabei soll die Frage beantwortet
werden, ob die beiden Erreger einen gegenseitig hemmenden oder fördernden
Einfluss bei lungenkranken Fohlen ausüben.
Als eine der häufigsten Infektionsquellen für Fohlen wird mit Rhodococcus equi
kontaminierter Staub beschrieben (BARTON und HUGHES, 1980). Deshalb wurden
auf dem Gestüt, auf dem diese Untersuchungen vorgenommen wurden,
Bodenproben entnommen, um die dortige Kontamination zu ermitteln.
5.1. Eigene Untersuchungen
5.1.1. Probandengut
Die in der Studie untersuchten Nasentupfer- und Tracheobronchialsekret-Proben
stammen alle von Fohlen, die auf einem Gestüt gezogen und innerhalb einer Saison
geboren wurden. Alle Tiere wurden unter gleichen Bedingungen gehalten, so dass
dadurch der Infektionsdruck und die Quelle durch Rhodococcus equi für alle Fohlen
identisch sind. Es wurden ausschließlich Proben von erkrankten Fohlen verwendet,
Diskussion
96
d.h. von Tieren, die in der klinischen und / oder sonographischen
Lungenuntersuchung auffällig waren, oder aber in der wöchentlichen
Blutuntersuchung erhöhte Leukozytenwerte aufwiesen. Eine mögliche Infektion der
Mutterstuten mit Rhodococcus equi wurde nicht berücksichtigt.
Für Untersuchungen an Fohlen, die an einer Infektion mit Rhodococcus equi erkrankt
sind, ergeben sich zwei Möglichkeiten: die experimentelle und die natürliche
Infektion. In der Literatur sind zahlreiche Studien beschrieben, in denen die Fohlen
experimentell mit Rhodococcus equi infiziert wurden (ANZAI et al., 1997, WADA et
al., 1997, TAKAI, et al., 2000, PERKINS et al., 2001). In der vorliegenden
Untersuchung handelt es sich um das Modell einer natürlichen Infektion, in der die
Fohlen in ihrem natürlichen Umfeld bei der Mutterstute aufgezogen wurden. Im
Gegensatz zu einer experimentell induzierten Rhodococcus equi-Pneumonie ist bei
der natürlichen Infektion die Belastung jedes Fohlens mit dem Erreger unbekannt.
Infolgedessen ist eine regelmäßige und sehr genaue klinische, sonographische und
labordiagnostische Lungenuntersuchung der Fohlen die Vorraussetzung für eine
optimale Erfassung der kranken Fohlen. Sobald ein Fohlen in einer dieser
Untersuchungen auffällig wurde, erfolgte die Entnahme eines Nasentupfers und einer
transendoskopischen Tracheobronchialsekret-Probe.
5.1.2. Probenentnahme
Für die Entnahme von Tracheobronchialsekret beim Pferd werden verschiedene
Methoden in der Literatur beschrieben. So wird durch nasotracheale Aspiration mit
Hilfe eines flexiblen Silikonkatheters eine Sekretprobe aus der Trachea empfohlen
(ANZAI et al., 1997, HASHIKURA et al., 2000). Dazu werden über einen, durch die
Nasengänge eingeführten Katheter, 20 ml einer sterilen NaCl-Lösung in die Trachea
gespült und anschließend wieder abgesaugt. Daneben wird auch die transtracheale
Aspiration beschrieben. Dabei erfolgt eine perkutane Punktion der Trachea, die
Injektion von 10 ml NaCl und anschließend die Aspiration der Flüssigkeit, wodurch
Sekret aus der Trachea gewonnen wird (HASHIKURA et al., 2000).
Den Vorteil der transtrachealen Methode sehen die Autoren in der geringen
Kontamination der Sekretprobe mit Begleitkeimen, die durch die nasotracheale
Aspiration durch Vorschieben des Endoskopes durch Nasengänge und Pharynx
Diskussion
97
gegeben ist. Voraussetzung der transtrachealen Methode ist allerdings die
gründliche chirurgische Reinigung der Punktionsstelle vor dem Eingriff. Die
transtracheale Aspiration birgt dennoch die Gefahr einer Komplikation durch
mögliches Einbringen von Infektionserregern aus der Trachea unter die Haut,
Entzündungen der Punktionsstelle oder weiteren Lungenerkrankungen der Fohlen
(HASHIKURA et al., 2000). Aus diesem Grunde sollte diese Art der
Tracheobronchialsekret-Gewinnung nicht mehrfach durchgeführt werden, während
die weniger invasive nasotracheale Aspiration wiederholbar ist. Da der kulturelle
Erregernachweis nach Anwendung der nasotrachealen Aspiration durch
Kontamination aus dem Nasopharynx beeinflusst wird (HASHIKURA et al., 2000),
sollte die Diagnose von Rhodococcus equi-Infektionen durch eine weitergehende
klinische Lungenuntersuchungen erhärtet werden. Dabei wurde die Validität der
nasotrachealen Sekretentnahme durch die Untersuchung von
HOFFMANN et al. (1991) bestätigt, in der kein signifikanter Unterschied in der
Zusammensetzung der mikrobiellen Flora aus nasotracheal oder transtracheal
gewonnenem Tracheobronchialsekret erkannt wurde.
In der vorliegenden Untersuchung wurde die Sekretprobe endoskopisch entnommen,
da mit dieser Methode das Sekret visuell quantifiziert und außerdem die Farbe und
mögliche Veränderungen an den Schleimhäuten der luftführenden Wege und der
Carina tracheae beurteilt werden konnten. Obwohl es sich auch bei diesem Eingriff
durch die Sedierung und die endoskopische Untersuchung der Fohlen um einen
invasiven Eingriff handelt, ist er jedoch mehrmals ohne die Gefahr einer
Beeinträchtigung der Fohlen wiederholt durchführbar.
5.1.3. Isolierung von Rhodococcus equi und Streptococcus equi subsp. zooepidemicus aus Atemwegen lungenkranker Fohlen
Für die Isolierung sowohl von Rhodococcus equi als auch von
Streptococcus equi subsp. zooepidemicus wurde nach den mikrobiologischen
Kulturverfahren gearbeitet, wie sie von SELBITZ (2002d) und von
MIKSITS et al. (1992) vorgeschlagen werden. Dabei ist der entscheidende Schritt zur
Differenzierung der Erreger die Gewinnung einer Reinkultur, um anschließend
anhand von biochemischen Testverfahren den Erreger zu identifizieren. Die
Diskussion
98
Verwendung der verschiedenen Nährböden diente zur Differenzierung der
Begleitflora, um mögliche andere pathogene Erreger der Fohlen auszuschließen.
Aus diesem Grund wurde auch das Gassner-Medium (Lactose-Indikator-Agar)
eingesetzt, auf dem vor allem Enterobacteriaceae wie Escherichia coli, Salmonellen,
Shigellen und Yersinien wachsen.
Beim Anzüchten von Rhodococcus equi auf dem nach den Angaben von
WOOLCOCK et al. (1979) hergestellten NANAT-Selektivmedium, entsprachen die
Anzüchtungsbedingungen, die Kolonienmorphologie und –färbung den von den
Autoren beschriebenen Ergebnissen. Sämtliche Rhodococcus equi-Kulturen, die sich
auf Staphylokokken-Streptokokken-Selektivagar, auf Blut- und auf Kochblutagar
anzüchten ließen, waren auch auf NANAT-Medium zu beobachten. Dabei stellt das
NANAT-Medium einen Vorteil gegenüber den herkömmlichen Medien dar, da ein
geringerer Anteil einer Begleitflora zu beobachten und Rhodococcus equi deshalb
sicherer zu diagnostizieren ist.
Da Rhodococcus equi auf NANAT-Medium wie beschrieben
(CARMAN und HODGES, 1987) frühestens nach 48 Stunden Inkubation als Kolonie
sichtbar wird, während auf Staphylokokken-Streptokoken-Selektivnähmedium die
Kultur schon nach 24 Stunden Bebrütungsdauer eine erste Verdachtsdiagnose
hinsichtlich Rhodococcus equi erlaubt, erscheint die Kombination der verschiedenen
Nährböden in der Diagnostik der Rhodococcus equi Infektion besonders geeignet.
Columbia-Blutagar allein schien für den kulturellen Nachweis von Rhodococcus equi
nicht geeignet zu sein, da hier eine zu große Anzahl an Begleitkeimen den
Nährboden innerhalb von 24 Stunden überwucherte und somit die feinen und
transparenten Kolonien von Rhodococcus equi nicht mehr sichtbar waren.
Das NANAT-Selektivmedium wurde in der Untersuchung von WOOLCOCK et al.
(1979) für die Isolierung von Rhodococcus equi aus Bodenproben nicht verwendet.
In der vorliegenden Arbeit aber wurde dieses Medium in der Untersuchung der
Bodenproben sehr erfolgreich angewandt. Aufgrund der Begleitflora und Pilze war es
auch MARTENS et al. (2000) und TAKAI et al. (2001) fast unmöglich, Rhodococcus
equi aus Bodenproben ohne Anwendung des NANAT-Selektivmediums zu
kultivieren.
Diskussion
99
5.1.4. Antimikrobielle Empfindlichkeit
Die nach mikrobiologischen Verfahren getestete Resistenz verschiedener Bakterien
soll darüber Aufschluss verleihen, welche der getesteten antibakteriell wirksamen
Substanzen aller Wahrscheinlichkeit nach in der Lage sind, den Erreger bei kranken
Fohlen erfolgreich zu bekämpfen. Die Größe der Hemmhöfe auf den Nährböden
hängt dabei in erster Linie davon ab, wie dicht die Keime auf dem Nährboden
aufgebracht werden, wie die Diffusionsgeschwindigkeit der Wirkstoffe und wie hoch
der Wirkstoff der Testplättchen ist (SELBITZ, 2002c). Zu berücksichtigen ist
außerdem, dass die Hemmhofgröße nicht unbedingt mit der Effektivität der
Antibiotika in vivo übereinstimmt.
Unter den verschiedenen Möglichkeiten der Prüfverfahren zur Resistenzermittlung,
wurde in der vorliegenden Arbeit der Agardiffusionstest angewandt. Dieses
Testverfahren hat vor allem Bedeutung für die Praxis erlangt, da hier die
Resistenzentwicklung gegenüber mehreren Chemotherapeutika gleichzeitig getestet
werden kann. So wurden die auf dem Gestüt eingesetzten Antibiotika Erythromycin,
Rifampicin, Trimethoprim / Sulfadiazin und Azithromycin im Agardiffusionstest auf
mögliche Resistenzentwicklung innerhalb der Versuchsphase getestet. Die
Hemmhofgrößen wurden nach üblichen Verfahren mit Hilfe eines Zirkels gemessen
und in „resistent“, „mäßig resistent“ und „sensibel“ eingeteilt. Bei den hier
untersuchten Kulturen (n = 50) wurden ausschließlich „sensible“ Stämme gegen die
vier verschiedenen, auf dem Gestüt eingesetzten Antibiotika festgestellt.
Da bei der Behandlung mit einem Chemotherapeutikum bestimmte Blutspiegelwerte
erzielt werden müssen (SELBITZ, 2002c), sollten die Hemmhofdurchmesser in
Beziehung zu den jeweiligen MHK-Werten des Antibiotikums gesetzt werden.
Deshalb wurde hier zusätzlich die Bestimmung der miminalen
Hemmstoffkonzentration vorgenommen. Die MHK-Werte der Rhodococcus equi-
Isolate wurden dabei innerhalb einer Verlaufsstudie zu Beginn (März 2003) und am
Ende (August 2003) der Untersuchung ermittelt. Eine Aussage zur Änderung der
Empfindlichkeitslage von Rhodococcus equi ist hier aber nicht zu treffen, da keine
Untersuchungen hinsichtlich der genomischen Verwandtsdchaft der Isolate
vorgenommen wurden. Insofern ist eine Aussage, ob Rhodococcus equi-Isolate mit
hohen MHK-Werten zur gleichen klonalen Gruppe wie Isolate, mit niedrigen MHK-
Diskussion
100
Werten gehören, oder aber andere klonale Gruppen repräsentieren nicht möglich.
Eine Verschiebung der MHK-Werte im Verlauf der Untersuchung ist zwar zu
beobachten, es kann aber aufgrund der oben genannten Gründe nicht von einer
Resistenzentwicklung gesprochen werden. Die von HILLIDGE (1987) und
SWEENEY et al. (1987) beschriebene erfolgreiche Kombination von Erythromycin
mit Rifampicin kann somit bestätigt, die Kombination von Trimethoprim / Sulfadiazin
dagegen in Frage gestellt werden.
5.2. Ergebnisse
5.2.1. Gegenüberstellung des kulturellen Nachweises von Rhodococcus equi im Nasentupfer und im Tracheobronchialsekret mit den klinischen Befunden
In zahlreichen Untersuchungen wurde Rhodococcus equi kulturell aus
Tracheobronchialsekret nachgewiesen (ANZAI et al., 1997, GIGUÈRE und
PRESCOTT, 1997, TAKAI et al., 1998, HASHIKURA, et al., 2000, MARTENS et al.,
2000, SELLON et al., 2001, MAKRAI et al., 2002, MARTENS et al., 2002). Dabei
beschreiben einige Autoren die Probenentnahme von Tracheobronchialsekret durch
eine nasotracheale Aspiration, während andere Autoren die transtracheale
Probenentnahme bevorzugen. Der Nachweis von Rhodococcus equi aus
Nasentupfern wurde bisher nicht beschrieben. Gerade diese Nachweismethode aber
hätte eine große Praxisrelevanz, da eine Nasentupferprobe schnell und nicht invasiv
gewonnen werden könnte.
In der vorliegenden Untersuchung wurde nur in 52 von 217 (24 %) Nasentupfern
Rhodococcus equi nachgewiesen. Dabei wurde in 11 von 217 Fällen Rhodococcus
equi ausschließlich aus dem Nasentupfer nachgewiesen und in 41 Fällen war
Rhodococcus equi sowohl aus dem Nasentupfer als auch aus dem
Tracheobronchialsekret zu isolieren. Dagegen wurde Rhodococcus equi bei 120
Proben (54 %) nur im Tracheobronchialsekret kulturelle nachgewiesen.
Da eine Infektion mit Rhodococcus equi häufig auf aerogenem Wege über
kontaminierten Staub zustande kommt, ist der Nachweis nur im Nasentupfer
möglicherweise damit zu erklären, dass die Tiere den Keim aus der Umgebung über
Diskussion
101
die Atemluft eingeatmet haben, ohne dass dieser weiter in die unteren Atemwege
gelangen konnte. Über hochgehustetes Sekret könnte Rhodococcus equi aber auch
aus tief gelegenen Lungenabszessen wieder in die Nase gelangen.
Die klinische Untersuchung, die bei den Fohlen einmal in der Woche vorgenommen
wurde, ergab jeweils einen Score. Dieser klinische Score der Fohlen, bei denen eine
Probe aus dem Atemwegessekret entnommen wurde, lag bei den meisten über dem
Wert „5“ (auf einer Skala von 0 bis 15). Damit gelten die Fohlen als klinisch erkrankt.
Zu berücksichtigen ist jedoch, dass auch zehn Tiere mit einem Score-Wert von eins
(klinisch gesund) in die Studie mit einbezogen wurden. Diese zehn Fohlen wiesen in
der Routine-Ultraschalluntersuchung nämlich einen Lungenabszess oder eine
Pneumonie auf, so dass auch sie für die kulturelle Untersuchung auf
Rhodococcus equi herangezogen wurden.
Bei positiven Nasentupfer-Befunden betrug der klinische Score im Mittel 6,9, bei
positiven Tracheobronchialsekret-Befunden 6,8. Gegenüber den negativen
Nasentupfer- (7,3) und Tracheobronchialsekret-Befunden (7,8) ergibt sich für den
klinischen Score kein Unterschied. Damit kann anhand des klinischen Scores alleine
nicht auf eine Infektion mit Rhodococcus equi geschlossen werden, wobei gerade ein
hoher klinischer Score bei bei den Fohlen, bei denen sononographisch ein
Lungenabszess nachgewiesen wurde, zu erwarten gewesen wäre.
Die Leukozytenwerte im Blut lagen bei den untersuchten Fohlen mit im Mittel
13.483 / µl über der Norm (s. 4.16). Es lag damit kein Unterschied in der
Leukozytenzahl bei den Fohlen vor, bei denen der kulturelle Rhodococcus equi-
Nachweis erfolgte, bzw. bei den Tieren, bei denen der Nachweis für
Rhodococcus equi ausblieb. Daraus zeigt sich, dass anhand der Blutleukozytenzahl
nicht auf eine Infektion der Fohlen geschlossen werden kann.
In die vorliegende Untersuchung wurden ausschließlich vorselektierte Fohlen
einbezogen, d.h. Tiere, die in der wöchentlichen Untersuchung klinische Anzeichen
einer möglichen Infektion mit Rhodococcus equi zeigten. Fohlen, die klinisch
unauffällig waren, wurden nicht mit berücksichtigt. Dabei ist zu bedenken, dass auch
bei ca. 35 % der Fohlen, die keine respiratorischen Symptome zeigen,
Rhodococcus equi aus dem Tracheobronchialsekret zu isolieren ist
Diskussion
102
(ARDANS et. al., 1986). Diese Tiere haben den Erreger vermutlich durch
eingeatmeten Staub aufgenommen. Das Fehlen klinischer Symptome einer
Lungenentzündung mag damit zu begründen sein, dass die Fohlen ein starkes
Immunsystem durch Aufnahme von ausreichend Kolostrum einer gut immunisierten
Mutterstute und damit ausreichend Antikörper gegen Rhodococcus equi aufweisen,
was eine Manifestation der Erreger und damit einem Ausbruch einer Erkrankung
entgegenwirken kann. Andererseits kann auch die Erregeraufnahme kurz vor der
Entnahme des Tracheobronchialsekretes erfolgt sein, so dass die Tiere zwar mit
Rhodococcus equi infiziert sind, aber noch keine klinischen Symptome zeigen.
5.2.2. Kultureller Nachweis von Rhodococcus equi im Nasentupfer und Tracheobronchialsekret bei Fohlen mit sonographischen Lungenbefunden
In der Literatur gibt es bisher keine Angaben über den kulturellen Nachweis von
Rhodococcus equi aus Tracheobronchialsekret von Fohlen, bei denen klinische
Anzeichen einer Infektion mit Rhodococcus equi und / oder sonographisch
nachgewiesene Lungenabszesse zu beobachten waren. In der vorliegenden
Untersuchung wurden bei Tieren mit allen drei Infektionsgraden (geringgradig,
mittelgradig, hochgradiger Keimgehalt) im Nasentupfer und Tracheobronchialsekret
sowohl Pneumonien als auch Abszesse ultrasonographisch dargestellt. Hingegen
war in 118 Fällen ein sonographischer Befund auch zu beobachten, obwohl kein
kultureller Nachweis im Nasentupfer oder Tracheobronchialsekret zu verzeichnen
war. So konnte zwar die Diagnose Abszess oder Pneumonie durch die
Ultraschalluntersuchung gestellt werden, das positive kulturelle Ergebnis für
Rhodococcus equi gelang aber nur bei 54 % der Fohlen. Da bei 61 % der
untersuchten Fohlen ein Nachweis von Streptococcus equi subsp. zooepidemicus
erfolgte, könnten die Tiere, bei denen der Rhodococcus equi-Nachweis im
Tracheobronchialsekret ausblieb, an einer Infektion mit Streptococcus equi subsp.
zooepidemicus mit Abszessbildung erkrankt sein. Die hier vorgestellten Ergebnisse
gehen konform mit den Angaben von SELLON et al. (2000), nach denen trotz
Ausbleiben eines kulturellen Nachweises von Rhodococcus equi, sich nicht
zwangsläufig eine Rhodococcus equi-Pneumonie ausschließen lässt. Trotz
Diskussion
103
Leukozytose, Fieber und erhöhten Fibrinogenwerten gelang in den von SELLON et
al. (2000) durchgeführten Untersuchungen der kulturelle Nachweis von Rhodococcus
equi häufig nicht.
Bemerkenswert ist, dass trotz sonographisch nachgewiesener Lungenabszesse bei
29 Fohlen ein geringgradiger Rhodococcus equi-Keimgehalt im Nasentupfer
nachgewiesen werden konnte. Im Gegensatz dazu ist bei sonographisch
nachgewiesenem Abszessbefund in der Mehrzahl, nämlich bei 92 der kulturell
untersuchten Tracheobronchialsekret-Proben, ein hochgradiger Keimgehalt mit
Rhodococcus equi zu verzeichnen. Nur bei zwei Fohlen, bei denen ein Abszess
diagnostiziert wurde, zeigte die kulturelle Untersuchung des
Tracheobronchialsekretes einen geringgradigen Keimgehalt mit Rhodococcus equi.
Dieses Verhältnis zeigt sich im Tracheobronchialsekret auch bei den
sonographischen Befunden einer Pneumonie.
Bei kulturellem Nachweis von Rhodococcus equi im Nasentupfer ist meistens,
nämlich in 92 % der Fälle, auch ein Lungenabszess sonographisch nachzuweisen.
Die geringe Sensitivität (29 %) aber zeigt, dass trotz sonographisch positivem
Lungenbefund Rhodococcus equi nur selten im Nasentupfer kulturell zu
diagnostizieren ist.
Auch hier kann ein umgekehrtes Verhältnis zum Tracheobronchialsekret beobachtet
werden. Die Sensitivität dieses Nachweisverfahrens liegt bei 63 % und kann somit
nicht als sicheres diagnostisches Hilfsmittel betrachtet werden.
Daraus ergibt sich, dass die Untersuchung des Tracheobronchialsekretes auf
Rhodococcus equi sensitiver als die Untersuchung von Nasentupfern ist.
5.2.3. Infektion der Fohlen mit Rhodococcus equi und Streptococcus equi subsp. zooepidemicus
Bei Infektionen des distalen Respirationstraktes ist Streptococcus equi subsp.
zooepidemicus ein häufig nachgewiesenes Bakterium. Dieser Keim konnte bei
Lungenerkrankungen sowohl bei Fohlen, als auch bei erwachsenen Pferden am
häufigsten isoliert werden (TIMONEY, 1991, HOFFMANN et al., 1993,
DIXON et al., 1995). Nach Untersuchungen von BEECH und SWEENEY (1991)
Diskussion
104
scheint Streptococcus equi subsp. zooepidemicus erst nach Belastungssituationen
eine pathogene Wirkung zu entwickeln. Auch TIMONEY (1991) konnte das
Eindringen in den Respirationstrakt von Streptococcus equi subsp. zooepidemicus
nach Stresssituationen, wie dem Absetzen, zu hohen Temperaturen oder
Parasitenbefall feststellen. Eine Infektion mit Rhodococcus equi könnte somit das
Auftreten einer Sekundärinfektion mit Streptococcus equi subsp. zooepidemicus
begünstigen. Umgekehrt vermag Streptococcus equi subsp. zooepidemicus ebenso
als zusätzlich prädisponierender Faktor für eine Infektion mit Rhodococcus equi
gelten. Da aber eine Streptococcus equi subsp. zooepidemicus Infektion ähnliche
Symptome wie eine Rhodococcose hervorruft, ist es nicht geklärt, ob bei den Tieren,
bei denen Rhodococcus equi kulturell nicht nachgewiesen wurde, eine Infektion nur
mit Streptococcus equi subsp. zooepidemicus vorlag, oder ob es sich hier um falsch
negative Ergebnisse bezüglich Rhodococcus equi, wie von SELLON et al. (2000)
beschrieben, handelt.
Die Isolierung von Rhodococcus equi und Streptococcus equi subsp. zooepidemicus
in der vorliegenden Arbeit zeigt deutlich, dass auch hier die Streptokokken öfter als
Rhodococcus equi im Tracheobronchialsekret und im Nasentupfer nachzuweisen
waren. So wurden nur 52 Rhodococcus equi positive Nasentupfer, dagegen
104 Streptococcus equi subsp. zooepidemicus positive Nasentupfer festgestellt. Für
beide Erreger konnte bei 62 Fohlen ein positives Ergebnis im Tracheobronchialsekret
verzeichnet werden. Die Kombination eines positiven Streptococcus equi subsp.
zooepidemicus- und eines negativen Rhodococcus equi-Nachweises im
Tracheobronchialsekret konnte bei 56 Fohlen beobachtet werden. Bei 48 Fohlen
wurde ausschließlich Rhodococcus equi in der kulturellen Untersuchung festgestellt,
während bei 26 Fohlen weder Rhodococcus equi noch Streptococcus equi subsp.
zooepidemicus im Tracheobronchialsekret nachgewiesen wurde. Aus der
Gegenüberstellung der Rhodococcus equi - und Streptococcus equi subsp.
zooepidemicus-Ergebnisse im Tracheobronchialsekret ergibt sich, dass
Rhodococcus equi und Streptococcus equi subsp. zooepidemicus unabhängig
voneinander nachgewiesen werden und sich somit nicht zu beeinträchtigen
scheinen. Hier konnte statistisch kein Zusammenhang zwischen dem Nachweis von
Rhodococcus equi und Streptococcus equi subsp. zooepidemicus belegt werden.
Diskussion
105
Dies lässt vermuten, dass keiner der beiden Keime den anderen an einer
Verbreitung und der Manifestation im Organismus behindert oder begünstigt.
5.3. Beziehungen zwischen dem Erkrankungsalter der Fohlen und dem Nachweis von Rhodococcus equi bzw. Streptococcus equi subsp. zooepidemicus in deren Atemwegen
Die Erkrankung mit Rhodococcus equi tritt vermehrt bei Fohlen im Alter von zwei bis
drei Monaten bzw. ein bis sechs Monaten auf (GIGUÈRE und PRESCOTT, 1997,
AINSWORTH, 1999). Aber auch Erkrankungen bei zwei bis drei Wochen alte Fohlen
werden beschrieben (EK und NORDSTOGA, 1967, SIPPEL et al., 1968). Bisher
wurde das vermehrte Auftreten der Erkrankung in einem Alter, in dem die Antikörper-
Konzentration bei den Fohlen am niedrigsten ist, mit einem unzureichenden
Antikörper-Schutz in Verbindung gesetzt (HIETALA et al., 1985, PRESCOTT, 1991).
Die Erkenntnisse aus der vorliegenden Untersuchung widerlegen allerdings diese
Annahme. Vier Fohlen entwickelten nämlich Lungenabszesse bereits 14 Tagen nach
der Geburt. Somit liegt möglicherweise das zeitgleiche Auftreten der klinischen
Symptome und die niedrigen Antikörper-Konzentration der Fohlen daran, dass die
klinischen Symptome erst bemerkbar sind, wenn die Ausdehnung der
Lungenabszesse funktionell beeinträchtigend ist.
Wie die vorliegende Studie zeigt, erkrankten die Fohlen auf dem untersuchten Gestüt
im Alter zwischen zwei Wochen und fünf Monaten (ALTHAUS, 2004). Vier der
192 untersuchten Tiere zeigten Krankheitserscheinungen zwei bis drei Wochen nach
der Geburt. Dabei war bei allen vier Tieren ein sonographischer Befund zu
beobachten, außerdem hatten sie alle einen hohen klinischen Score. Die meisten der
für die Studie untersuchten Fohlen (42 Tiere) erkrankten im Alter von fünf bis sechs
Wochen (31 – 40 Lebenstage) an einer Infektion mit Rhodococcus equi. Die ältesten
Fohlen (n = 3) erkrankten im Alter von 131 Tagen. Das Alter der erkrankten Fohlen
dieser Studie deckt sich mit den Angaben aus der Literatur, wobei in der
vorliegenden Studie die Tiere im Alter zwischen 31 und 40 Tage am häufigsten
Krankheitssymptome zeigen.
Diskussion
106
Die Infektion der Atemwege mit Streptococcus equi subsp. zooepidemicus ist bei
Fohlen vermehrt im Alter zwischen ein und acht Monaten bekannt
(HOFFMANN et al., 1993, DIXON et al., 1995). Auch eine Erkrankung mit diesem
Erreger wird mit dem unreifen Immunsystem der Fohlen in Zusammenhang gesetzt
(TIMONEY, 1991). Der Autor vermutet allerdings, dass erst in einer Stresssituationen
Streptococcus equi subsp. zooepidemicus seine pathogene Wirkung entwickeln
kann.
Das Erkrankungsalter der in der vorliegenden Studie untersuchten Fohlen schwankte
zwischen zwei Wochen und fünf Monaten. Bei der Beurteilung des Erkrankungsalters
müssen demnach mögliche Stressfaktoren, wie zu große Gruppen oder Wurmbefall
in Erwägung gezogen werden. Hinsichtlich des Erkrankungsalters aber konnten die
von HOFFMANN et al. (1993) und DIXON et al. (1995) gemachten Angaben aber in
der vorliegenden Arbeit bestätigt werden.
5.4. Nachweis von Rhodococcus equi in Bodenproben
Rhodococcus equi gilt als ein in der Umwelt weit verbreiteter Erreger, der auf vielen
Pferdefarmen nachzuweisen ist (TAKAI und TSUBAKI, 1985, GIGUÈRE und
PRESCOTT, 1997, TAKAI, 1997), wobei er aber auch aus Bodenproben in
Gegenden, in denen keine Tiere gehalten werden, isoliert wird (JENSEN, 1934). In
Nordamerika zeigt der Erreger dabei die höchste Inzidenz im April und Mai, um dann
allmählich wieder an Häufigkeit abzunehmen (ZINK et al., 1986). Aus kothaltiger
Erde kann Rhodococcus equi länger als 12 Monate nachgewiesen werden (WILSON,
1992). Eine Vermehrung von Rhodococcus equi im Boden konnten
HUGHES und SULAIMAN (1987) bestätigen.
Da die Keimdichte von Rhodococcus equi im Boden mit der Inzidenz von
Rhodococcus equi-Pneumonien korreliert (ROBINSON, 1982, PRESCOTT et al.,
1984b, PRESCOTT, 1991) kann aufgrund der hohen Erkrankungsrate der Fohlen auf
dem Gestüt vermutet werden, dass der Boden stark mit dem Erreger kontaminiert ist.
Um diese Annahme zu prüfen, wurden in der vorliegenden Untersuchung
Bodenproben zu Beginn der Abfohlsaison (11. Kalenderwoche 2003) von
verschiedenen Orten und aus oberflächlich und tief liegenden Bodenschichten auf
dem Gestüt genommen (s. Tab. 1). Dabei wurde in der Mehrzahl der Proben
Diskussion
107
(76 von 88 Proben, d.h. 86 %) ein hochgradiger Keimgehalt an Rhodococcus equi
nachgewiesen. Nachdem die Paddocks und Treibgänge auf dem Gestüt ausgekoffert
und mit neuem, nicht kontaminiertem Sand aufgefüllt worden waren, wurde zum
Ende der Abfohlsaison (31. Kalenderwoche 2003) erneut der Keimgehalt des Bodens
überprüft. Dabei wurde Rhodococcus equi, wenn auch in einem deutlich geringeren
Maße, aus den Bodenproben isoliert. Somit ist wahrscheinlich, dass die Stuten oder
die infizierten Fohlen, die regelmäßig über die Treibgänge getrieben und auf den
Paddocks über einige Stunden gehalten wurden, den Boden über Nasensekret oder
Kot wieder mit Rhodococcus equi kontaminiert haben. Da der Sand regelmäßig
feucht gehalten wurde, mag die aerogene Infektion der Fohlen durch kontaminierten
Staub verringert gewesen sein, da der Vektor für eine Infektion verringert wurde.
Doch auch aus feuchtem Boden ist Rhodococcus equi zu isolieren (BARTON und
HUGHES, 1980, PRESCOTT, 1991, TAKAI, 1997), so dass eine Infektion der Tiere
über eingeatmete Keime nicht ausgeschlossen werden kann. Es bleibt außerdem zu
bedenken, dass die Tiere auch durch koprophagisches Verhalten (KNOTTENBELT,
1993) oder durch Tröpfcheninfektion eine Infektion mit Rhodococcus equi erleiden
können.
5.5. Tierärztliche Aspekte und Schlussfolgerung
Rhodococcus equi ist ein inzwischen weit verbreiteter Infektionserreger, der bei
Erkrankungen der Atmungsorgane, seltener des Verdauungssystems, bei Fohlen
eine bedeutende Rolle spielt. Dabei besteht die Frage, ob die Erkrankungsrate der
Pferde mit Rhodococcus equi in den vergangenen Jahren wirklich zugenommen,
oder ob die Aufmerksamkeit und das Wissen über diesen Erreger stärker und für den
Tierarzt an Bedeutung zugenommen haben. Aus tierärztlicher Sicht spielt die
Beeinträchtigung der Fohlen durch die Infektion und damit eine eventuell gestörte
Entwicklung der Tiere eine zentrale Rolle. Die Morbiditätsrate liegt dabei bis 80 %
(ELLISADE et al., 1980). 1-3 % aller Todesfälle beim Fohlen sind auf Rhodococcus
equi zurückzuführen (PRESCOTT et al., 1980) und obwohl die Fohlen nicht immer
Anzeichen einer Lungenerkrankung zeigen, kommt es zum Teil trotz intensiver
antibiotischer Therapie zum Tod (BEECH und SWEENEY, 1991).
Diskussion
108
Die Frage, ob der Nachweis von Rhodococcus equi aus Nasentupfer- und
Tracheobronchialsekret, als schnell zu entnehmende Probenmaterialien, möglich und
zuverlässig ist, ist anhand der Ergebnisse aus dieser Studie zu beantworten. Es
konnte innerhalb der Untersuchung gezeigt werden, dass nur aus 24 % der
untersuchten Nasentupfer Rhodococcus equi kulturell nachgewiesen wurde, obwohl
die Tiere klinische Anzeichen und sonographische Befunde einer Rhodococcus equi-
Infektion aufwiesen. Der Nachweis von Rhodococcus equi aus dem
Tracheobronchialsekret gelang bei 54 % der untersuchten Fohlen. Damit ist diese
Tracheobronchialsekret-Probe zur kulturellen Diagnostik von Rhodococcus equi-
Infektionen effektiver und zuverlässiger als der Nasentupfer.
Zusammenfassend zeigen die vorliegenden Untersuchungen, dass sich die kulturelle
Isolierung von Rhodococcus equi als schwierig erweist und vor allem aus dem
Nasentupfer nicht zuverlässig ist. Doch auch aus dem Tracheobronchialsekret ist die
mikrobiologische Untersuchung als sichere Diagnose nicht ausreichend
(SELLON et al., 2000). Trotz sonographisch nachgewiesener Lungenveränderungen
ist der kulturelle Nachweis von Rhodococcus equi nicht immer positiv. Ob es sich bei
den negativen Ergebnissen um falsch negative handelt (SELLON et al., 2000), oder
die sonographisch festgestellten Abszesse durch einen anderen bakteriellen Erreger
verursacht sind, könnten nur weitere Untersuchungen mit direkter Isolierung der
Keime aus den Abszessen bei einer Sektion klären.
Zusammenfassung
109
6. Zusammenfassung
Meyer-Hamme, Maria Barbara:
Rhodococcus equi und Streptococcus equi subsp. zooepidemicus aus Nasentupfern und Tracheobronchialsekret bei lungenkranken Fohlen
Das Ziel der vorliegenden Arbeit war es, den Nachweis von Rhodococcus equi und
Streptococcus equi subsp. zooepidemicus aus Nasentupfern und
Tracheobronchialsekret bei Fohlen mit klinischen Hinweisen einer abszedierenden
Pneumonie zu vergleichen. Dabei interessierte insbesondere, inwieweit
Rhodococcus equi aus kranken Fohlen zu isolieren ist und ob die Entnahme von
Nasentupferproben zur sicheren Diagnosefindung ausreichend ist.
Im Zeitraum von März bis September 2003 wurden von insgesamt 217 Fohlen, die
bei der wöchentlichen Lungenuntersuchung als erkrankt galten, je ein Nasentupfer
und eine endoskopisch entnommene Tracheobronchialsekretprobe kulturell
untersucht. Auch 88 Bodenproben wurden in die Studie mit einbezogen.
Anschließend wurden die mikrobiologischen Ergebnisse mit dem Erkrankungsalter,
den klinischen und sonographischen Befunden der Fohlen in Beziehung gesetzt
Ergebnisse: 1. Rhodococcus equi konnte aus 24 % der untersuchten Nasentupfer isoliert
werden.
2. Aus 54 % der Tracheobronchialsekret-Proben von klinisch und/oder
sonographisch lungenkranken Fohlen konnte Rhodococcus equi isoliert
werden.
3. Rhodococcus equi wurde in 36 % der Proben ausschließlich aus dem
Tracheobronchialsekret isoliert. Bei 19 % der untersuchten Proben konnte
sowohl aus dem Nasentupfer als auch dem Tracheobronchialsekret
Rhodococcus equi nachgewiesen werden, während in 5 % der Proben
Rhodococcus equi ausschließlich aus dem Nasentupfer zu isolieren war.
Zusammenfassung
110
4. Streptococcus equi subsp. zooepidemicus konnte aus 48 % der
untersuchten Nasentupfer und aus 61 % der untersuchten
Tracheobronchialsekret-Tupfer isoliert werden.
5. Der Wert des klinischen Scores zeigte keinen Zusammenhang mit der
Infektion mit Rhodococcus equi oder Streptococcus equi subsp.
zooepidemicus. Dies bedeutet, dass Fohlen mit Rhodococcus equi einen
hohen wie auch einen niedrigen klinischen Score aufweisen können.
6. Die Leukozytenwerte unterschieden sich nicht bei Fohlen mit oder ohne
Rhodococcus equi im Tracheobronchialsekret. Dies bedeutet, dass Fohlen
mit Rhodococcus equi hohe wie auch niedrige Blutleukozytenwerte
aufweisen können.
7. Obwohl pleuranahe Pneumonien sonographisch nachgewiesen wurden,
war Rhodococcus equi im Tracheobronchialsekret nicht immer kulturell
nachweisbar. Bei 29 % der untersuchten Fohlen bei denen mit Hilfe von
Ultraschall ein Lungenabszess diagnostiziert wurde, bleibt der kulturelle
Nachweis von Rhodococcus equi aus. Ein ähnliches Ergebnis lag bei
Fohlen vor, die an einer Pneumonie erkrankt waren. Hier war der kulturelle
Nachweis von Rhodococcus equi bei 25 % der Fohlen trotz einer
sonographisch diagnostizierten Pneumonie negativ.
8. Im Agardiffusionstest zeigten alle 97 untersuchten Stämme von
Rhodococcus equi gegenüber den eingesetzten? kein Wachstum. Die
Bestimmung der minimalen Hemmstoffkonzentration konnte nur eine
minimale Veränderung der MHK-Werte bei Erythromycin, Azithromycin und
Trimethoprim / Sulfadiazin bei den Stämmen, die innerhalb eines
Zeitraumes von fünf Monaten isoliert wurden, ausmachen.
9. Auf dem beprobten Gestüt konnte aus 86 % der untersuchten
Bodenproben Rhodococcus equi isoliert werden.
Die vorliegende Untersuchung zeigt, dass zum kulturellen Nachweis von
Rhodococcus equi die Untersuchung des Nasentupfers nicht zuverlässig ist. Auch
die kulturelle Untersuchung des Tracheobronchialsekretes führt trotz sonographisch
nachgewiesener Bronchopneumonien zwar häufiger (in 54 % der Fälle), aber
dennoch nicht immer zu einem Nachweis von Rhodococcus equi.
Zusammenfassung
111
Auch eine Infektion mit Streptococcus equi subsp. zooepidemicus ist in diesem
Zusammenhang mit zu berücksichtigen, denn die Symptome der Lungeninfektion
sind sehr ähnlich zu denen einer Rhodococcus equi-Pneumonie.
Therapeutisch kann die Anwendung von Azithromycin oder Erythromycin in
Kombination mit Rifampicin empfohlen werden, da innerhalb eines Zeitraums von
fünf Monaten nur eine minimale Veränderung der MHK-Werte zu beobachten war.
Summary
112
7. Summary
Meyer-Hamme, Maria Barbara:
Rhodococcus equi and Streptococcus equi subsp. zooepidemicus in nasal swabs and tracheobronchial secretions of foals with pulmonary disease The goal of this research project was to compare the isolation of Rhodococcus equi
and Streptococcus equi subsp. zooepidemicus from nasal swabs and
tracheobronchial secretions in foals with the clinical signs of a pneumonia with
abcessation in these foals. It’s main interest was the investigation of the incidence in
which Rhodococcus equi could be isolated from sick foals, and whether a nasal swab
would prove to be sufficient to reach a definitive diagnosis.
From March to September 2003, a nasal swab and a sample of tracheobronchial
secretions obtained via endoscopy were taken and cultured from each of 217 foals
which had been classified as having pulmonary affectation through weekly
examination of the lungs. Additionally, 88 soil samples were taken account of.
Following this, the microbiology results were brought into relation with the age of the
foal at the time of sickness, as well as the clinical and ultrasound findings.
RESULTS:
1. Rhodococcus equi could only be isolated from 25 % of the tested nasal
swabs taken from 217 clinically and/or ultrasonographically affected
foals.
2. Rhodococcus equi was isolated from 54 % of samples of
tracheobronchial secretions taken from 217 clinically and/or
ultrasonographically affected foals.
3. In 36 % of foals, Rhodococcus equi could be isolated only from the
samples of tracheobronchial secretions. In 19 % of tested samples,
Rhodococcus equi was isolated from both the nasal swab and the
tracheobronchial secretions, whereas in 5 % Rhodococcus equi could
only be isolated from the nasal swabs.
Summary
113
4. Streptococcus equi subsp. zooepidemicus was isolated from 48 % of
nasal swabs and 61 % of samples of tracheobronchial secretions.
5. The value of the clinical scores shows no relation to whether an
infection with Rhodococcus equi or one with Streptococcus equi subsp.
zooepidemicus was present. This is significant, in that foals with
Rhodococcus equi could be awarded anything between a low and a
high score.
6. The leukocyte count was not modified in foals with, as opposed to foals
without, Rhodococcus equi in their tracheobronchial secretions. This is
significant, in that foals with Rhodococcus equi could show leukocyte
counts ranging from low to high.
7. Despite ultrasonographic proof of pulmonary lesions, it was not always
possible to isolate Rhodococcus equi from tracheobronchial secretions.
In 29 % of foals in which pulmonary abcessation was diagnosed using
ultrasound, there was no positive culture of Rhodococcus equi.
A similar result was found in foals affected with pneumonia. In this
case, 25 % of foals with pneumonia diagnosed via ultrasound were
negative for Rhodococcus equi on culture.
8. All 97 isolated organisms showed sensitivity to the antibiotics present in
a disk-diffusion test. Over a five month time period, only a minor
increase could be noted in the MIC-values for erythromycin, rifampicin
and trimethoprim/sulfonamide of the isolated organisms.
9. Rhodococcus equi was isolated in 86 % of the soil samples taken from
the tested stud farm.
The presented research shows that Rhodococcus equi cannot be dependably
cultured from nasal swabs. In cases with ultrasonographic evidence of
bronchopneumonia, Rhodococcus equi can only be cultured from tracheobronchial
secretions in a small majority of cases (54 %).
A Streptococcus equi subsp. zooepidemicus infection must also be differentiated in
these cases, as the symptoms of the lung infection can be very similar to those of a
Rhodococcus equi pneumonia.
Summary
114
Therapy using azithromycin or erythromycin in combination with rifampicin can be
recommended, since over the five months of this study, the change in MIC-values
remained minimal.
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Anhang
158
9. Anhang
9.1. Nährmedien
9.1.1. Rezeptur für das NANAT-Medium:
Columbia-Agar
(Oxoid, Wesel, Art.-Nr. CM 0331T)
Nalidixinsäure 20 µg/ml = 0,02 g/l
Novobiocin 25 µg/ml = 0,025 g/l
Cycloheximid 40 µg/ml = 0,04 g/l
Tellurit 0,005 % = 3,6 ml/l (5 ml zum Auflösen)
9.1.2. Staphylokokken-Streptokokken-Selektivagar:
Aqua dest. 1000 ml
Streptokokken-Selektiv-Agar 43,0 g (Art-Nr. 1.05468 Fa. VWR-
International, Hannover)
Agar 1,5 g (Oxoid, Wesel, Art.-Nr. L11)
15 min. quellen, autoklavieren nach 15 min.; Abkühlen auf 52°C, anschließend 70 ml
Rinderblut dazugeben
9.1.3. Kochblut-Agar
Aqua dest. 1000 ml
Columbia Agar (Fa. Oxoid, Wesel, Art. Nr. CM 0331T)
Agar 2 g (Fa. Oxoid, Wesel, Art. Nr. CM L11)
15 min. bei 121°C autoklavieren, dem noch heißen Agar setzt man 100 ml Rinderblut
hinzu und schwenkt gut durch
Anhang
159
9.1.4. Nährbouillon (1 Liter)
10 g Fleischextrakt (Oxoid, Wesel).
10 g Pepton (Oxoid, Wesel)
5 g NaCl
(pH-Wert auf 7,2 – 7,4 einstellen)
9.1.5. NANAT-Selektivbouillon (1 Liter)
10 g Fleischextrakt (Oxoid, Wesel)
10 g Pepton (Oxoid, Wesel)
5 g NaCl
Kaliumtellurit aus Corynebakterium-Selektiv-Supplement® (Oxoid, Wesel)
(pH-Wert auf 7,2 – 7,4 einstellen)
9.1.6. Sorbit- und Trehalose-Lösung (Basismedium)
1000 ml Aqua dest.
2,5 g NaCl
1,25 g K2HPO4 (Art.1.05101;VWR-International, Hannover)
10 g Proteose Pepton (Art. 0122-17-4; Becton, Dickinson, England)
40 ml Bromthymolblau 0,1 % (Art. 1.03026; VWR-International, Hannover)
5 ml NaOH
pH-Wert 8,0 einstellen
bei 121°C, 15 min. autoklavieren, zur Weiterverarbeitung werden die Zucker (Sorbit
und Trehalose) 1 %ig steril eingewogen.
Anhang
160
9.2. Klinischer Score zur Beurteilung des Schweregrads der klinischen Symptome (nach Ohnesorge 1998)
Merkmal Befund Punktzahl
Atemfrequenz > 80 1
nein 0
serös, seromukös 1 Nasenausfluss
purulent 2
nicht auslösbar 0
mehrfach 1 Hustenauslösung
spontan 2
o.b.B. 0 Lnn. mandibulares
vergrößert 1
nein 0 Ruhedyspnoe Einsinken der Interkostalräume,
Nüsternblähen 3
vesikulär, vesikulär verschärft 0 Lungenauskultation
Rasseln, Knistern, Giemen 2
o.b.B. 0 Tracheaauskultation
Rasseln 2
Gesamtscore 0 - 15
Anhang
161
9.3. Rhodococcus equi (Rh. equi) im Nasentupfer (NT) und im Tracheobronchialsekret (TBS) aus Fohlen mit abszedierender Pneumonie
Fohlen-Nummer
Rh. equi NT
Keimgehalt NT
Rh. equi TBS
Keimgehalt TBS
1 positiv ggr. negativ - 2 positiv ggr. positiv mgr. 3 negativ - positiv hgr. 4 negativ - negativ - 5 negativ - negativ - 6 negativ - positiv hgr. 7 negativ - positiv hgr. 8 positiv ggr. positiv hgr. 9 positiv hgr. positiv hgr. 10 negativ - negativ - 11 negativ - negativ - 12 negativ - negativ - 13 negativ - negativ - 14 negativ - negativ - 15 negativ - negativ - 16 negativ - negativ - 17 negativ - negativ - 18 negativ - positiv hgr. 19 negativ - positiv hgr. 20 negativ - positiv hgr. 21 positiv mgr. positiv hgr. 22 positiv mgr. positiv hgr. 23 negativ - negativ - 24 negativ - positiv hgr. 25 negativ - positiv hgr. 26 negativ - positiv mgr. 27 negativ - negativ - 28 positiv ggr. positiv hgr. 29 positiv mgr. positiv hgr. 30 negativ - positiv hgr. 31 negativ - negativ -
Anhang
162
Fohlen-Nummer
Rh. equi NT
Keimgehalt NT
Rh. equi TBS
Keimgehalt TBS
32 positiv ggr. positiv hgr. 33 negativ - negativ - 34 negativ - negativ - 35 positiv ggr. positiv hgr. 36 negativ - negativ - 37 negativ - negativ - 38 negativ - positiv hgr. 39 negativ - positiv hgr. 40 negativ - negativ - 41 positiv ggr. positiv hgr. 42 negativ - positiv mgr. 43 negativ - negativ - 44 positiv ggr. positiv hgr. 45 negativ - positiv hgr. 46 negativ - negativ - 47 negativ - positiv hgr. 48 negativ - positiv hgr. 49 negativ - positiv mgr. 50 positiv ggr. positiv hgr. 51 negativ - negativ - 52 negativ - negativ - 53 negativ - negativ - 54 positiv ggr. positiv hgr. 55 negativ - positiv ggr. 56 positiv ggr. positiv hgr. 57 negativ - negativ - 58 negativ - positiv hgr. 59 negativ - negativ - 60 negativ - negativ - 61 positiv ggr. negativ - 62 negativ - negativ - 63 positiv ggr. positiv hgr. 64 negativ - negativ - 65 negativ - negativ -
Anhang
163
Fohlen-Nummer
Rh. equi NT
Keimgehalt NT
Rh. equi TBS
Keimgehalt TBS
66 positiv ggr. positiv hgr. 67 negativ - positiv hgr. 68 negativ - negativ - 69 negativ - positiv hgr. 70 negativ - positiv hgr. 71 negativ - negativ - 72 negativ - negativ - 73 negativ - negativ - 74 negativ - positiv hgr. 75 negativ - positiv hgr. 76 positiv mgr. positiv hgr. 77 negativ - positiv hgr. 78 positiv ggr. negativ - 79 negativ - positiv mgr. 80 positiv ggr. positiv hgr. 81 negativ - positiv mgr. 82 negativ - positiv hgr. 83 negativ - positiv mgr. 84 negativ - negativ - 85 negativ - negativ - 86 negativ - negativ - 87 negativ - negativ - 88 negativ - positiv hgr. 89 negativ - positiv hgr. 90 negativ - positiv hgr. 91 negativ - positiv hgr. 92 negativ - negativ - 93 positiv ggr. positiv hgr. 94 negativ - negativ - 95 positiv hgr. positiv hgr. 96 negativ - positiv hgr. 97 negativ - negativ - 98 negativ - negativ - 99 negativ - positiv hgr.
Anhang
164
Fohlen-Nummer
Rh. equi NT
Keimgehalt NT
Rh. equi TBS
Keimgehalt TBS
100 positiv mgr. positiv hgr. 101 negativ - negativ - 102 negativ - positiv hgr. 103 negativ - negativ - 104 positiv mgr. negativ - 105 negativ - positiv hgr. 106 negativ - negativ - 107 negativ - negativ - 108 negativ - positiv mgr. 109 negativ - negativ - 110 negativ - negativ - 111 negativ - positiv hgr. 112 negativ - negativ - 113 negativ - negativ - 114 positiv ggr. positiv hgr. 115 negativ - negativ - 116 negativ - positiv hgr. 117 negativ - positiv hgr. 118 negativ - negativ - 119 negativ - negativ - 120 negativ - negativ - 121 negativ - negativ - 122 negativ - negativ - 123 negativ - positiv mgr. 124 negativ - positiv hgr. 125 negativ - positiv hgr. 126 negativ - negativ - 127 negativ - negativ - 128 negativ - negativ - 129 positiv ggr. negativ - 130 negativ - negativ - 131 negativ - positiv hgr. 132 negativ - negativ - 133 positiv hgr. positiv hgr.
Anhang
165
Fohlen-Nummer
Rh. equi NT
Keimgehalt NT
Rh. equi TBS
Keimgehalt TBS
134 negativ - positiv hgr. 135 negativ - negativ - 136 negativ - negativ - 137 negativ - negativ - 138 negativ - negativ - 139 negativ - negativ - 140 positiv ggr. positiv hgr. 141 positiv mgr. negativ - 142 negativ - positiv hgr. 143 negativ - positiv hgr. 144 negativ - negativ - 145 positiv ggr. positiv hgr. 146 negativ - positiv hgr. 147 positiv ggr. positiv mgr. 148 negativ - positiv hgr. 149 positiv ggr. positiv hgr. 150 positiv ggr. positiv hgr. 151 negativ - positiv hgr. 152 negativ - positiv hgr. 153 negativ - positiv hgr. 154 negativ - negativ - 155 negativ - negativ - 156 negativ - positiv ggr. 157 negativ - negativ - 158 negativ - negativ - 159 negativ - positiv hgr. 160 negativ - positiv hgr. 161 negativ - positiv hgr. 162 negativ - negativ - 163 positiv ggr. negativ - 164 negativ - positiv hgr. 165 negativ - negativ - 166 positiv hgr. positiv hgr. 167 negativ - positiv hgr.
Anhang
166
Fohlen-Nummer
Rh. equi NT
Keimgehalt NT
Rh. equi TBS
Keimgehalt TBS
168 negativ - negativ - 169 negativ - negativ - 170 negativ - negativ - 171 positiv ggr. negativ - 172 positiv ggr. negativ - 173 negativ - positiv hgr. 174 positiv ggr. positiv hgr. 175 positiv mgr. positiv hgr. 176 negativ - negativ - 177 positiv mgr. negativ - 178 negativ - positiv hgr. 179 negativ - positiv hgr. 180 negativ - negativ - 181 negativ - negativ - 182 negativ - positiv hgr. 183 positiv ggr. positiv mgr. 184 negativ - negativ - 185 negativ - positiv mgr. 186 negativ - positiv hgr. 187 negativ - positiv hgr. 188 negativ - negativ - 189 negativ - positiv hgr. 190 negativ - negativ - 191 positiv ggr. positiv hgr. 192 positiv ggr. positiv hgr. 193 negativ - positiv hgr. 194 negativ - positiv hgr. 195 positiv mgr. positiv hgr. 196 positiv mgr. positiv hgr. 197 negativ - positiv hgr. 198 negativ - positiv ggr. 199 negativ - positiv mgr. 200 negativ - positiv hgr. 201 positiv mgr. negativ -
Anhang
167
Fohlen-Nummer
Rh. equi NT
Keimgehalt NT
Rh. equi TBS
Keimgehalt TBS
202 negativ - negativ - 203 negativ - negativ - 204 positiv mgr. positiv hgr. 205 negativ - negativ - 206 positiv ggr. positiv hgr. 207 negativ - negativ - 208 positiv ggr. positiv hgr. 209 negativ - positiv mgr. 210 positiv ggr. positiv hgr. 211 negativ - negativ - 212 negativ - negativ - 213 negativ - positiv hgr. 214 negativ - positiv hgr. 215 negativ - positiv hgr. 216 negativ - negativ - 217 negativ - positiv hgr.
NT = Nasentupfer TBS = Tracheobronchialsekret
ggr. = geringgradig mgr. = mittelgradig hgr. = hochgradig
Anhang
168
9.4. Streptococcus equi subsp. zooepidemicus (Sc. equi subsp. zooep.) im Nasentupfer (NT) und Tracheobronchialsekret (TBS) aus Fohlen mit abszedierender Pneumonie
Fohlen Nummer
Sc. equi subsp.
zooep. im NT
Sc. equi subsp.
zooep.im TBS
1 negativ negativ
2 negativ negativ
3 positiv positiv
4 positiv positiv
5 positiv positiv
6 positiv positiv
7 positiv positiv
8 negativ positiv
9 positiv positiv
10 positiv positiv
11 positiv positiv
12 positiv positiv
13 negativ negativ
14 positiv positiv
15 positiv positiv
16 negativ positiv
17 positiv positiv
18 negativ negativ
19 positiv negativ
20 positiv positiv
21 negativ positiv
22 negativ negativ
23 positiv negativ
24 positiv positiv
25 negativ negativ
26 positiv positiv
27 positiv positiv
Anhang
169
Fohlen Nummer
Sc. equi subsp.
zooep. im NT
Sc. equi subsp.
zooep.im TBS
28 negativ positiv
29 positiv positiv
30 negativ positiv
31 negativ negativ
32 negativ positiv
33 positiv positiv
34 negativ positiv
35 positiv positiv
36 negativ positiv
37 negativ positiv
38 negativ negativ
39 negativ negativ
40 positiv positiv
41 negativ positiv
42 positiv positiv
43 negativ positiv
44 positiv negativ
45 negativ positiv
46 negativ negativ
47 negativ negativ
48 negativ negativ
49 negativ positiv
50 positiv positiv
51 negativ negativ
52 positiv positiv
53 positiv positiv
54 negativ negativ
55 negativ negativ
56 negativ negativ
57 negativ negativ
Anhang
170
Fohlen Nummer
Sc. equi subsp.
zooep. im NT
Sc. equi subsp.
zooep.im TBS
58 positiv positiv
59 positiv positiv
60 negativ positiv
61 positiv positiv
62 positiv positiv
63 negativ negativ
64 positiv positiv
65 positiv positiv
66 positiv negativ
67 positiv positiv
68 negativ negativ
69 negativ positiv
70 negativ positiv
71 negativ positiv
72 negativ negativ
73 negativ positiv
74 positiv positiv
75 negativ negativ
76 negativ positiv
77 negativ positiv
78 negativ negativ
79 negativ negativ
80 positiv negativ
81 negativ negativ
82 negativ positiv
83 negativ negativ
84 negativ negativ
85 positiv positiv
86 positiv positiv
87 negativ positiv
Anhang
171
Fohlen Nummer
Sc. equi subsp.
zooep. im NT
Sc. equi subsp.
zooep.im TBS
88 negativ negativ
89 negativ positiv
90 positiv negativ
91 negativ positiv
92 positiv positiv
93 negativ positiv
94 positiv negativ
95 negativ positiv
96 positiv positiv
97 negativ negativ
98 positiv positiv
99 negativ negativ
100 negativ positiv
101 positiv positiv
102 negativ positiv
103 positiv positiv
104 negativ negativ
105 positiv positiv
106 positiv positiv
107 positiv positiv
108 negativ positiv
109 positiv positiv
110 positiv positiv
111 negativ negativ
112 negativ negativ
113 negativ positiv
114 positiv positiv
115 positiv positiv
116 negativ negativ
117 positiv positiv
Anhang
172
Fohlen Nummer
Sc. equi subsp.
zooep. im NT
Sc. equi subsp.
zooep.im TBS
118 negativ negativ
119 positiv positiv
120 negativ negativ
121 negativ positiv
122 negativ negativ
123 negativ positiv
124 negativ negativ
125 negativ positiv
126 positiv positiv
127 positiv negativ
128 negativ negativ
129 negativ negativ
130 positiv positiv
131 positiv positiv
132 negativ positiv
133 negativ negativ
134 negativ positiv
135 negativ negativ
136 negativ positiv
137 positiv positiv
138 positiv positiv
139 negativ positiv
140 positiv negativ
141 positiv negativ
142 negativ negativ
143 positiv positiv
144 negativ positiv
145 positiv positiv
146 negativ positiv
147 positiv negativ
Anhang
173
Fohlen Nummer
Sc. equi subsp.
zooep. im NT
Sc. equi subsp.
zooep.im TBS
148 positiv positiv
149 positiv positiv
150 negativ positiv
151 negativ negativ
152 positiv positiv
153 negativ negativ
154 positiv positiv
155 positiv positiv
156 negativ negativ
157 negativ negativ
158 negativ positiv
159 negativ negativ
160 positiv negativ
161 positiv negativ
162 negativ negativ
163 negativ negativ
164 positiv positiv
165 negativ negativ
166 negativ positiv
167 positiv positiv
168 positiv positiv
169 positiv positiv
170 positiv negativ
171 positiv positiv
172 positiv positiv
173 positiv positiv
174 positiv negativ
175 positiv negativ
176 negativ negativ
177 negativ positiv
Anhang
174
Fohlen Nummer
Sc. equi subsp.
zooep. im NT
Sc. equi subsp.
zooep.im TBS
178 positiv positiv
179 negativ negativ
180 positiv positiv
181 positiv positiv
182 positiv positiv
183 negativ negativ
184 negativ negativ
185 negativ negativ
186 positiv positiv
187 negativ positiv
188 positiv positiv
189 negativ negativ
190 negativ positiv
191 positiv positiv
192 negativ negativ
193 negativ negativ
194 positiv positiv
195 positiv negativ
196 positiv positiv
197 negativ negativ
198 positiv negativ
199 negativ negativ
200 negativ positiv
201 positiv positiv
202 negativ negativ
203 positiv positiv
204 negativ positiv
205 negativ negativ
206 negativ positiv
207 positiv positiv
Anhang
175
Fohlen Nummer
Sc. equi subsp.
zooep. im NT
Sc. equi subsp.
zooep.im TBS
208 positiv positiv
209 positiv positiv
210 positiv negativ
211 negativ positiv
212 positiv negativ
213 negativ negativ
214 positiv positiv
215 negativ negativ
216 positiv positiv
217 positiv positiv
NT = Nasentupfer TBS = Tracheobronchialsekret
Anhang
176
9.5. Klinischer Score, Zahl der Blutleukozyten, Abszess- und Pneumonie-Befunde und Fohlenalter
Fohlen Nummer
klinischer Score Leukozyten Abszess Pneumonie Alter in Tagen
1 4 14100 positiv positiv 40 2 6 9100 positiv negativ 26 3 3 8200 positiv positiv 27 4 11 10400 negativ positiv 101 5 7 9500 negativ positiv 39 6 14 16200 positiv positiv 90 7 10 17200 positiv positiv 41 8 6 9500 positiv positiv 101 9 11 12000 positiv positiv 66
10 8 15100 positiv positiv 24 11 11 11100 positiv positiv 16 12 3 22000 negativ positiv 22 13 3 22000 positiv positiv 19 14 12 20100 positiv positiv 17 15 9 28900 positiv negativ 88 16 7 10100 negativ negativ 40 17 4 9500 positiv negativ 43 18 8 17800 positiv positiv 38 19 7 12700 positiv positiv 36 20 6 13400 positiv positiv 16 21 8 13400 positiv positiv 37 22 4 7400 positiv positiv 45 23 12 22000 positiv positiv 100 24 5 13900 positiv negativ 86 25 7 19300 positiv negativ 43 26 12 15700 positiv positiv 33 27 12 12100 positiv positiv 29 28 8 10700 positiv negativ 68 29 4 12100 positiv negativ 34 30 4 10200 positiv positiv 131 31 11 10000 negativ negativ 124 32 3 13100 positiv positiv 80
Anhang
177
Fohlen Nummer
klinischer Score Leukozyten Abszess Pneumonie Alter in Tagen
33 7 8600 negativ positiv 42 34 7 10200 positiv positiv 80 35 9 8800 positiv negativ 38 36 15 12200 negativ positiv 65 37 5 14400 positiv positiv 79 38 7 12100 positiv negativ 41 39 6 12800 positiv positiv 103 40 11 12700 positiv positiv 56 41 9 9100 positiv negativ 56 42 7 12600 positiv positiv 120 43 13 11800 negativ negativ 56 44 11 11900 positiv negativ 37 45 1 10000 positiv negativ 64 46 4 11500 negativ positiv 33 47 7 9500 negativ negativ 73 48 1 11500 negativ positiv 99 49 8 13500 positiv negativ 109 50 5 10800 positiv negativ 49 51 6 15000 negativ negativ 40 52 9 16400 positiv positiv 35 53 6 10600 positiv positiv 63 54 5 12500 positiv negativ 42 55 7 16200 negativ positiv 85 56 9 11300 positiv positiv 104 57 1 7100 positiv positiv 127 58 7 6800 positiv negativ 26 59 14 13900 positiv positiv 25 60 7 10900 negativ positiv 57 61 8 10900 negativ positiv 36 62 9 12500 positiv positiv 66 63 6 14100 positiv positiv 94 64 12 12000 negativ positiv 54 65 14 26800 positiv positiv 35 66 9 15000 positiv negativ 54
Anhang
178
Fohlen Nummer
klinischer Score Leukozyten Abszess Pneumonie Alter in Tagen
67 7 14700 positiv positiv 54 68 2 15700 positiv positiv 48 69 5 16000 positiv positiv 105 70 9 13300 positiv negativ 56 71 7 14000 positiv negativ 51 72 17 7100 positiv positiv 65 73 11 20500 negativ positiv 55 74 7 14400 positiv positiv 35 75 11 12600 negativ positiv 45 76 4 13000 positiv positiv 59 77 7 18100 positiv negativ 36 78 5 11900 positiv positiv 27 79 2 11300 positiv positiv 24 80 4 16300 positiv negativ 66 81 6 14200 positiv negativ 66 82 2 7800 positiv negativ 93 83 1 5900 positiv positiv 93 84 5 17900 positiv positiv 63 85 3 12300 negativ negativ 71 86 11 10700 negativ negativ 58 87 6 11300 negativ negativ 69 88 7 13000 positiv negativ 34 89 8 14600 positiv positiv 59 90 1 18300 negativ negativ 65 91 11 27400 positiv positiv 107 92 6 11100 negativ negativ 34 93 10 27500 positiv positiv 40 94 2 22800 positiv positiv 26 95 7 16400 positiv negativ 33 96 11 13000 positiv negativ 115 97 2 27700 negativ negativ 29 98 8 13800 positiv positiv 66 99 8 10000 positiv positiv 58 100 7 8500 positiv negativ 68
Anhang
179
Fohlen Nummer
klinischer Score Leukozyten Abszess Pneumonie Alter in Tagen
101 4 9600 positiv positiv 109 102 3 14900 positiv negativ 60 103 8 16400 positiv negativ 51 104 8 16400 positiv negativ 60 105 6 13800 positiv negativ 49 106 8 10900 positiv positiv 112 107 3 15600 positiv negativ 45 108 7 18000 positiv negativ 54 109 14 10800 positiv positiv 115 110 4 11200 negativ negativ 29 111 9 15900 positiv negativ 41 112 5 12900 negativ negativ 45 113 1 10000 positiv negativ 34 114 8 9600 positiv negativ 31 115 11 8600 positiv positiv 104 116 4 12000 positiv negativ 32 117 8 21700 negativ negativ 36 118 2 7800 negativ positiv 60 119 8 14900 positiv positiv 62 120 11 17600 negativ positiv 25 121 7 21000 positiv negativ 39 122 6 20500 positiv positiv 72 123 6 9500 negativ positiv 88 124 6 6500 positiv negativ 100 125 7 8100 positiv negativ 76 126 10 11900 negativ negativ 60 127 15 6700 positiv negativ 25 128 10 18200 negativ negativ 36 129 4 17800 positiv negativ 54 130 7 13100 positiv negativ 59 131 9 16100 positiv positiv 75 132 6 13000 positiv negativ 22 133 6 13000 positiv positiv 50 134 4 13100 positiv negativ 72
Anhang
180
Fohlen Nummer
klinischer Score Leukozyten Abszess Pneumonie Alter in Tagen
135 6 13100 negativ negativ 61 136 6 13400 negativ negativ 49 137 5 14000 positiv negativ 39 138 13 9900 positiv negativ 39 139 5 13000 positiv negativ 70 140 8 14500 positiv positiv 28 141 6 14200 positiv positiv 30 142 10 17600 positiv positiv 32 143 10 22100 positiv negativ 39 144 9 13200 positiv positiv 36 145 8 18300 positiv negativ 93 146 6 14700 positiv positiv 96 147 11 8900 positiv negativ 72 148 8 22900 positiv positiv 53 149 16 23700 positiv positiv 46 150 9 14600 positiv positiv 101 151 8 21500 positiv positiv 14 152 6 21500 positiv negativ 32 153 7 14700 positiv negativ 47 154 8 11100 positiv positiv 105 155 5 19900 positiv positiv 114 156 5 10900 positiv negativ 44 157 7 3100 negativ positiv 64 158 4 11600 positiv negativ 64 159 7 1100 positiv negativ 22 160 4 7700 positiv negativ 61 161 4 8200 positiv negativ 29 162 7 24300 positiv negativ 108 163 8 24300 positiv positiv 75 164 4 24300 positiv negativ 76 165 4 6400 negativ positiv 42 166 7 8700 positiv negativ 42 167 5 18300 positiv positiv 32 168 9 9200 positiv positiv 59
Anhang
181
Fohlen Nummer
klinischer Score Leukozyten Abszess Pneumonie Alter in Tagen
169 12 17400 positiv positiv 37 170 10 8400 positiv negativ 37 171 10 13300 positiv negativ 33 172 6 14700 positiv negativ 86 173 2 12000 positiv negativ 22 174 9 4400 positiv negativ 35 175 5 14800 positiv negativ 60 176 6 11300 positiv positiv 55 177 3 9600 positiv positiv 49 178 5 9400 positiv positiv 38 179 10 21500 positiv positiv 22 180 6 9000 positiv positiv 34 181 6 11300 positiv negativ 79 182 8 17300 positiv negativ 35 183 9 15300 positiv positiv 61 184 14 12400 negativ positiv 34 185 14 15300 positiv positiv 75 186 4 12300 positiv negativ 77 187 3 16500 negativ negativ 49 188 14 11200 positiv negativ 43 189 12 25200 positiv negativ 29 190 11 11200 negativ positiv 47 191 1 10000 positiv negativ 40 192 1 13800 positiv positiv 48 193 10 14200 negativ negativ 194 4 14600 positiv positiv 195 6 7200 positiv positiv 196 7 16200 negativ positiv 197 8 14500 positiv positiv 198 4 14100 positiv positiv 199 6 9100 positiv negativ 200 5 8000 positiv negativ 201 9 23400 positiv positiv 202 3 10300 negativ negativ
Anhang
182
Fohlen Nummer
klinischer Score Leukozyten Abszess Pneumonie Alter in Tagen
203 7 11000 positiv negativ 204 8 14500 positiv positiv 205 10 14500 positiv positiv 206 6 9700 positiv negativ 207 10 10800 negativ negativ 208 4 8400 positiv positiv 209 1 13400 positiv negativ 210 9 7700 negativ positiv 211 10 7900 negativ negativ 212 6 13800 negativ negativ 213 15 13600 negativ positiv 214 12 8700 positiv negativ 215 6 8800 positiv positiv 216 8 12200 negativ negativ 217 8 8800 negativ positiv
Anhang
183
9.6. Befunddaten für die Untersuchungswoche, die minimale Hemmstoffkonzentration (MHK-Werte) von Erythromycin, Rifampicin, Trimethroprim / Sulfadiazin und Azithromycin und den Agardiffusionstest
Fohl
en-N
umm
er
Unt
ersu
-ch
ungs
woc
he
MH
K-
Eryt
hrom
ycin
MH
K-R
ifam
pici
n
MH
K-
Trim
etho
prim
/ Su
lfadi
azin
MH
K-
Azi
thro
myc
in
Ref
eren
zsta
mm
St
rept
ococ
cus
pneu
mon
iae
Aga
r-D
iffus
ions
test
3 18 0,38 0,094 0,25 1 0,032 s
5 17 0,38 0,19 0,19 1 s
6 17 0,25 0,38 0,125 0,5 s
7 17 0,25 0,19 0,125 0,5 s
8 31 0,5 0,047 0,75 0,75 s
9 32 0,25 0,25 0,25 0,5 s
18 27 0,5 0,25 0,5 0,75 s
19 14 0,25 0,75 0,38 0,38 s
20 32 0,38 0,25 0,38 0,75 s
21 32 0,5 0,25 0,38 1 s
22 23 0,25 0,25 0,125 0,75 s
24 31 0,38 0,19 0,125 0,75 0,032 s
26 26 0,38 0,25 0,75 1
28 32 0,38 0,25 0,25 0,75
32 23 0,19 0,19 0,19 0,75
35 28 0,25 0,38 0,25 1 s
39 17 0,19 0,125 0,125 0,5 s
40 s
41 25 0,19 0,125 0,19 0,5 s
42 s
43 16 0,25 0,094 0,19 0,5 0,032
44 16 0,25 0,094 0,19 0,5
47 13 0,19 0,25 0,19 0,38
Anhang
184
Fohl
en-N
umm
er
Unt
ersu
-ch
ungs
woc
he
MH
K-
Eryt
hrom
ycin
MH
K-R
ifam
pici
n
MH
K-
Trim
etho
prim
/ Su
lfadi
azin
MH
K-
Azi
thro
myc
in
Ref
eren
zsta
mm
St
rept
ococ
cus
pneu
mon
iae
Aga
r-D
iffus
ions
test
49 23 0,19 0,094 0,19 0,25
54 33 1 0,25 0,75 1,5
60 26 0,38 0,19 0,38 0,75
63 25 0,38 0,125 0,25 1
66 31 0,25 0,19 0,19 1
67 25 0,25 0,125 0,25 0,5
68 s
69 28 0,38 0,25 0,38 1 s
70 12 0,25 0,125 0,5 0,38 0,032 s
71 s
72 s
73 s
74 28 0,38 0,25 0,25 0,75 s
75 16 0,19 0,19 0,19 0,38 s
76 32 0,38 0,125 0,125 1 s
77 25 0,25 0,25 0,125 0,5 s
78 20 0,19 0,125 0,19 0,75
81 23 0,19 0,125 0,125 0,5
85 s
86 s
87 s
88 13 0,25 0,094 0,094 0,75 0,032 s
89 21 0,125 0,094 0,125 0,25 s
90 22 0,38 2 0,125 0,38 s
91 28 0,25 0,38 0,75 0,75 s
92 s
93 30 0,5 0,125 0,38 1 s
Anhang
185
Fohl
en-N
umm
er
Unt
ersu
-ch
ungs
woc
he
MH
K-
Eryt
hrom
ycin
MH
K-R
ifam
pici
n
MH
K-
Trim
etho
prim
/ Su
lfadi
azin
MH
K-
Azi
thro
myc
in
Ref
eren
zsta
mm
St
rept
ococ
cus
pneu
mon
iae
Aga
r-D
iffus
ions
test
95 33 0,38 0,125 0,38 0,75
96 32 0,19 0,125 0,125 1
100 32 0,5 0,25 0,38 0,5
105 25 0,25 0,25 0,19 0,75 0,032
108 20 0,19 0,047 0,094 0,75
111 27 0,25 0,125 0,19 1
114 26 0,38 0,125 0,125 1
116 14 0,125 0,125 0,125 0,5
117 10 0,125 0,19 0,19 0,25
122 26 0,25 0,125 0,19 0,75
129 17 0,094 0,032 0,38 0,25
131 31 0,5 0,25 0,5 1
133 14 0,25 0,125 0,19 0,75
138 24 0,38 0,25 0,38 0,75
139 12 0,19 0,125 0,19 0,38
142 28 0,38 0,25 0,38 0,75
143 28 0,75 0,25 0,25 1 0,032
145 27 0,25 0,25 0,38 0,75
148 28 0,5 0,25 0,38 0,5
150 14 0,19 0,125 0,25 0,75
152 31 0,25 0,125 0,38 0,25
154 25 0,19 0,19 0,38 0,5
157 14 0,19 0,19 0,25 0,5
158 11 0,19 0,19 0,38 0,5
161 14 0,25 0,047 0,094 0,75 0,032
167 26 0,19 0,125 0,25 0,75
168 25 0,38 0,19 0,38 0,38
Anhang
186
Fohl
en-N
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ococ
cus
pneu
mon
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Aga
r-D
iffus
ions
test
174 17 0,19 0,125 0,19 0,5
175 28 0,19 0,094 0,125 0,5
176 23 0,5 0,38 0,38 1
181 28 0,38 0,19 0,75 0,75 0,032
184 17 0,125 0,125 0,38 0,5
185 16 0,25 0,25 0,125 0,75
187 33 0,125 0,125 0,25 0,38
191 32 0,38 0,25 0,5 1
193 11 0,5 0,25 0,25 0,75
195 29 0,25 0,125 0,38 0,5
199 24 0,5 0,125 0,25 1
200 31 0,38 0,125 0,125 0,5 s
201 28 0,25 0,19 0,19 0,5 s
202 s
203 34 0,125 0,125 0,25 0,5 0,032 s
204 27 0,38 0,125 0,25 1 s
205 s
206 30 0,38 0,25 0,25 0,75 s
207 s
208 s
209 s
210 31 0,25 0,25 0,19 0,75 s
211 s
212 s
213 s
216 11 0,19 0,125 0,19 0,5
Anhang
187
9.7. Abbildungen
Abb. 1: Gram-Präparat Rhodococcus equi, Lunge, Pferd...............................60
Abb. 2: CAMP-Phänomen auf Blutagar; senkrecht: Rhodococcus
equi, waagerecht: Staphylococcus aureus .........................................................61
Abb. 3: Hemmhofdurchmesser der getesteten Antibiotika in mm (1:2
Repräsentation)..................................................................................................64
Abb. 4: Foto von Rhodococcus equi-Kolonien: (1): NANAT-
Selektivmedium, (2): Columbia®-Blut-Agar; Maßstab 1 cm. ..............................68
Abb. 5: Ergebnisse des Rhodococcus equi-Nachweises im Nasentupfer
und im Tracheobronchialsekret ..........................................................................71
Abb. 6: Ergebnisse des Streptococcus equi subsp. zooepidemicus
Nachweises im Nasentupfer (NT) und im Tracheobronchialsekret (TBS) ..........72
Abb. 7: Verteilung des klinischen Scores der Fohlen......................................73
Abb. 8: Klinischer Score bei positiven und negativen Nasentupfer (NT) –
und Tracheobronchialsekret (TBS) – Proben bei klinisch auffälligen Fohlen......78
Abb. 9: Gegenüberstellung der Leukozytenzahlen mit den Rhodococcus
equi positiven und negativen Nasentupfer (NT) – und
Tracheobronchialsekret (TBS) -Befunden ..........................................................80
Abb. 10: Verlauf der minimalen Hemmstoffkonzentration von Erythromycin
für Rhodococcus equi.........................................................................................87
Abb. 11: Verlauf der minimalen Hemmstoffkonzentration von Rifampicin
für Rhodococcus equi.........................................................................................88
Abb. 12: Verlauf der minimalen Hemmstoffkonzentration von Trimethoprim
/ Sulfadiazin für Rhodococcus equi ....................................................................89
Abb. 13: Verlauf der minimalen Hemmstoffkonzentration von Azithromycin
für Rhodococcus equi.........................................................................................90
Anhang
188
9.8. Tabellen
Tab. 1: Übersicht der entnommenen Bodenproben........................................56
Tab. 2: Grenzen der minimalen Hemmstoffkonzentration (MHK-Werte)
für die angewandten Wirkstoffe ..........................................................................66
Tab. 3: Biochemische Eigenschaften der untersuchten Rhodococcus
equi-Kulturen ......................................................................................................70
Tab. 4: Nachweis von Rhodococcus equi (Rh. equi) im Nasentupfer im
Vergleich mit dem Erkrankungsalter der Fohlen in Tagen..................................75
Tab. 5: Nachweis von Rhodococcus equi (Rh. equi) im
Tracheobronchialsekret in Abhängigkeit vom Erkrankungsalter der Fohlen
in Tagen 75
Tab. 6: Nachweis von Rhodococcus equi (Rh. equi) im Nasentupfer und
im Tracheobronchialsekret (TBS) von klinisch auffälligen Fohlen ......................76
Tab. 7: Gegenüberstellung von Rhodococcus equi (Rh. equi) und
Streptococcus equi subsp. zooepidemicus (Sc. equi subsp. zooep.) im
Tracheobronchialsekret (TBS)............................................................................77
Tab. 8: Gegenüberstellung von sonographischen
Untersuchungsergebnissen mit den Nasentupfer-Befunden ..............................81
Tab. 9: Keimgehalt im Nasentupfer (NT) bei unterschiedlichen
sonographischen Untersuchungsergebnissen....................................................82
Tab. 10: Gegenüberstellung von sonographischen
Untersuchungsergebnissen mit den Tracheobronchialsekret-(TBS)
Befunden 83
Tab. 11: Keimgehalt im Tracheobronchialsekret (TBS) bei
unterschiedlichen sonographischen Untersuchungsergebnissen.......................84
Tab. 12: MHK-Werte ( / SD) der vier eingesetzten Antibiotika für
Rhodococcus equi um die 10. und um die 30. Kalenderwoche (KW) 2003........86
Tab. 13: Nachweis von Streptococcus equi subsp. zooepidemicus (Sc.
equi subsp. zooep.) im Nasentupfer und / oder im Tracheobronchialsekret
(TBS) 91
Danksagung Mein Dank gilt Herrn Prof. Dr. E. Klug für die freundliche Überlassung des Themas.
Ein ganz besonderes Dankeschön möchte ich Frau Dr. Monica Venner Ph.D. für die
vielen wertvollen Anregungen und die sehr große und immer freundliche
Hilfsbereitschaft, die zu jeder Zeit in Anspruch genommen werden konnte,
aussprechen.
Frau Dr. J. Verspohl danke ich für die Beantwortung meiner Fragen in der
Mikrobiologie.
Herrn Prof. Dr. G. Amtsberg danke ich für die anspruchsvolle Korrektur der Arbeit.
Herrn Paul Schockemöhle danke ich für die Erlaubnis der Probenentnahme auf dem
Gestüt und die finanzielle Unterstützung.
Meinen Kolleginnen auf dem Gestüt Anna-Linda Triskatis, Katharina Piltz, Olga
Althaus und Sabine Schulte danke ich ganz herzlich für die sehr arbeitsintensive
Probennahme.
Ein ganz, ganz großer Dank geht an Henning, der mich während der gesamten Zeit
immer unterstützt hat, auch zu fortgeschrittener Stunde noch aufmunternde Worte
fand und außerdem auf jede Frage am Computer eine Antwort hatte.
Den Mitarbeitern im diagnostischen Labor der Mikrobiologie der Tierärztlichen
Hochschule Hannover danke ich für die allseits entgegengebrachte Hilfe.
Jörg danke ich sehr herzlich für das Layout der Arbeit.
Ein besonderer Dank gilt meinen Eltern für die wegweisende Erziehung und die
Ermöglichung der Durchführung des Studiums und der Anfertigung dieser
Dissertation.
Außerdem danke ich Nathalie für die gute Übersetzung der Zusammenfassung ins
Englische und allen anderen Freunden, die mich im Laufe der Arbeit unterstützt und
angespornt haben.
![Staphylococcus cohnii subsp. cohnii...TAS [20] Phylum . Firmicutes. TAS [21-23] Class . Bacilli. TAS [24,25] Current classification Order . Bacillales. TAS [26,27] Family . Staphylococcaceae](https://img.pdfslide.org/doc/110x75/60a52ad9c3f72c10995ebd7d/staphylococcus-cohnii-subsp-cohnii-tas-20-phylum-firmicutes-tas-21-23.jpg)
![ILL nigricans TÖRCK ÄMELS ILL die ILL testen ... Pulsatilla_2018.pdf · MILL. subsp. nigricans [STÖRCK] ZÄMELS) und die Gewöhnliche Kuhschelle (Pulsatilla vulgaris MILL.) noch](https://img.pdfslide.org/doc/110x75/5f0746f37e708231d41c303b/ill-nigricans-trck-mels-ill-die-ill-testen-pulsatilla2018pdf-mill-subsp.jpg)
