TFA Fortbildung Druckdatei

7/21/2019 TFA Fortbildung Druckdatei

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Fortbildung für

TierarzthelferInnen und

Tiermedizinische Fachangestellte

Arbeitstagung der

Deutschen Gesellschaft

für Kleintiermedizin

vom 25. bis 27. Januar

in DresdenSamstag, 26. April 2014in Bad Kissingen





Fortbildung für TierarzhelferInnenund Tiermedizinische Fachangestellte

Samstag, 26. Apri l 2014

09:30 – 09:45 Begrüßung

09:45 – 10:30 Tatort Praxis: Hygienemonitoring………………………………...1(C. Simon, Bad Kissingen)

10:30 – 11:15 Tipps und Tricks zum Antibiogramm……………………………..5

(D. Geier-Dömling, Bad Kissingen)

11:15 – 11:45 Kaffeepause und Besuch der Industrieausstellung

11:45 – 12:15 Welche Laborprobe wird wie genommen,verarbeitet, verschickt? – Präanalytik…………………………..10(U. Seeliger, Bad Kissingen)

12:15 – 13:00 Endoparasiten: Nachweise leicht gemacht(Flotation, Sedimentation, ELISA, Ausstrich)………………….12(A. Heusinger, Bad Kissingen)

13:00 – 13:30 Ektoparasiten: Wie erkenne ich Milben, Hefenoder Hautpilze?........................................................................15(A. Heusinger, Bad Kissingen)

13:30 – 14:30 Mittagspause und Besuch der Industrieausstellung

14:30 – 15:15 Was gehört zum Blutbild?Was sagen die einzelnen Parameter aus?..............................18(C.-C. Sommerey, Bad Kissingen)

15:15 – 15:45 Blutausstrich – Wie gemacht und wie bewertet?.....................26(C.-C. Sommerey, Bad Kissingen)

15:45 – 16:15 Kaffeepause und Besuch der Industrieausstellung

16:15 – 17:00 Mit dem Tier auf Reisen:Welche Krankheiten kommen wo vor?....................................32(T. Naucke, Bad Kissingen)

17:00 – 17:30 Reisekrankheiten:Verhüten und zu Prophylaxemaßnahmen beraten…………...33(T. Naucke, Bad Kissingen)



LABOKLIN GmbH & Co. KG, Bad Kissingen

TATORT PRAXIS: HYGIENEMONITORING

C. Simon

1. Einleitung

Als nosokomiale Infektionen (NI) definieren Krankenhaushygieniker und

Gesetzgeber solche Infektionen, die vor der Aufnahme in die Klinik oder der

Behandlung in einer Praxis noch nicht vorhanden oder in Inkubation waren. Sie

stellen das bedeutendste Problem der Hygiene und des Hygienemanagements in

Gesundheitseinrichtungen dar.

Nosokomiale Infektionen sind auch vermehrt bei Haustieren zu erwarten. Neben

der auch in der Humanmedizin präsenten MRSA-(Methicillin-resistenter

Staphylokokkus aureus) -Problematik scheint in der tierärztlichen Praxis jedoch auch

das Auftreten von MRSPI (Methicillin-resistenter Staphylokokkus pseudintermedius)

und ESBL (extended-spectrum ß-lactamase bildende Keime = Bakterien aus der

Gruppe der Enterobakteriazeen) eine wesentliche Rolle zu spielen. Die Erstellung

eines erweiterten Hygienekonzeptes, das über den Schutz des Menschenhinausgeht ist daher auch in der tierärztlichen Praxis unabdingbar.

2. Hygiene als Präventivmedizin

Leider gilt Hygiene als Präventivmedizin in der Veterinärmedizin nicht als

attraktives Thema. Hygienisches Arbeiten wird von vielen praktizierenden Tierärzten

1





Geräten nach Desinfektion unsteril. Und bei der Kontrolle der Oberflächen (n=70)

wiesen 57% nach Desinfektion eine unzureichende Desinfektionsleistung bezüglich

Keimart und Keimmenge auf.

Die Zunahme der Überprüfungen um etwa 20% deutet darauf hin, dass das

Thema Hygiene als Präventivmedizin zunehmend auch bei Tierärzten an Bedeutung

gewinnt. Dennoch unterstreichen die Zahlen auch - gemessen an der Anzahl

tierärztlicher Praxen -, dass die Relevanz von routinemäßigen Kontrollen der

Sterilisations- und Desinfektionsmaßnahmen im Rahmen des Qualitätsmanagements

der Praxen als Instrument zur Vermeidung nosokomialer Infektionen bislang

unterschätzt wird.

4. Zusammenfassung

Damit kann die Einführung eines Hygienekonzeptes wesentlich zur Vermeidung NI

bei Haustieren beitragen. Zum einen wird dem Mitarbeiterschutz Rechnung getragen

und zum anderen auch dem Patientenschutz (=Tierschutz). Auch bietet es

zunehmend eine erhöhte Rechtssicherheit gegenüber dem Tierhalter, da mit einem

umfassend dokumentierten Konzept im Falle eines Rechtsstreites nachgewiesen

werden kann, dass die Praxis nach dem neuesten Stand der hygienischen

Vorschriften arbeitet. Letztlich dient ein solches Hygienekonzept aber auch der

Sicherung eines höheren Qualitätsstandards und ist somit ein Instrument zur

Kundenbindung.

5. Literaturverzeichnis

1. ROBERT-KOCH-INSTITUT (2000):Erkrankungen durch Staphylokokkus aureus unter Berücksichtigung derMRSA. Epidemiologisches Bulletin. 62-65

2. STEINBRECHER, E., E. SOHR, A. NASSAUER, F. DASCHNER, H. RÜDEN,P. GASTMEIER (2000):Die häufigsten Erreger bei Intensivpatienten mit nosokomialen Infektionen –Ergebnisse des Krankenhaus-Infektions-Surveillance-System (KISS).Chemotherapie Journal 9, 179-183

3



3. GORTEL, K., K.L. CAMPBELL, I. KAKOMA, T. WHITTEM, D. J.SCHAEFFER, R. M. WEISIGER (1999):Methicillin resistance among staphylococci isolated from dogs. AmericanJournal of Veterinary Research 60, 1526-1530

4. FRIEDRICH, A. W., K. G. FRIEDRICH, B. WALTHER, A. LÜBKE-BECKER, L.H. WIELER (2004):Methicillin resistant Staphylococcus aureus infections in a modern animalhospital – professional infection management. Praktischer Tierarzt. 742-747

5. CUNY, C., J. KUEMMERLE, C. STANEK, B. WILLEY, B. STROMMENGER,W. WITTE (2006):Emergence of MRSA infections in horses in a veterinary hospital: straincharacterization and comparison with MRSA from humans. Euro Surveillance11, 44-47

6. STROMMENGER, B., C. KEHRENBERG, C. KETTLITZ, C. CUNY, J.VERSPOHL, W. WITTE, S. SCHWARZ (2006):Molecular characterization of methicillin-resistant Staphylococcus aureus strains from pet animals and their relationship to human isolates. Journal ofAntimicrobial Chemotherapy 57, 461-465

7. B. WALTHER (2007):Molekulare Epidemiology Methicillin-resistenter S. aureus (MRSA) in derVeterinärmedizin. Vet. Med. Diss, Berlin

8. ARMAND-LEFEVRE, L., R. RUIMY, A. ANDREMONT (2005):Clonal comparison of Staphylococcus aureus isolates from healthy pigfarmers, human controls, and pigs. Emerging Infectious Diseases 11, 711-714

9. BAPTISTE, K. E., K. WILLIAMS, N. J. WILLIAMS, A. WATTRET, P. D.CLEGG, S. DAWSON, J.E. CORKILL, T. O’NEILL, C. A. HART (2005):Methicillin-resistant staphylococci in companion animals. Emerging InfectiousDiseases 11, 1942-1944

10. WITTE, W., B. STROMMENGER, C. STANEK, C. CUNY (2007):Methicillin-resistant Staphylococcus aureus ST398 in Humans and Animals,

Central Europe. Emerging Infectious Diseases 13, 255-258

Korrespondenzadresse

Dr. Claudia Simon

Labor Laboklin GmbH & Co. KG

Steubenstr. 4, 97688 Bad Kissingen

E-Mail: [email protected]

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TIPPS UND TRICKS ZUM ANTIBIOGRAMM

D. Geier-Dömling

1. Einleitung

Grundsätzlich ist der Einsatz bei Tieren, die nicht der Lebensmittelgewinnung

dienen, (momentan noch) nicht gesetzlich geregelt. Der Einsatz sollte aber in

Anlehnung an die Leitlinien (Leitlinien für den sorgfältigen Umgang mit antibakteriell

wirksamen Tierarzneimitteln, Stand 2010) erfolgen. Grundlage für den Einsatz ist

demnach eine fachgerechte Diagnostik. Erregeridentifizierung und Antibiogramm

sind dabei nicht unbedingt erforderlich sondern lediglich dann zwingend vorgesehen,

wenn

1. Wirkstoffwechsel aufgrund von Therapieversagen vorgesehen ist,

2. langwierige und wiederholte Gaben durchgeführt werden,

3. nicht als fixe Kombination zugelassene Wirkstoffe gleichzeitig bei einer

Grunderkrankung verabreicht werden.

2. Kapitel

Was ist bei der bakteriologischen Untersuchung zu beachten?

Beprobt werden sollte immer das infizierte Areal mit möglichst vollständiger

Vermeidung der umliegenden Gewebe. Dies gilt besonders, wenn eine

physiologische Flora im Umfeld zu erwarten ist (Haut, Nase). Schmale Tupfer,

5



Desinfektion des umliegenden Gewebes oder auch direkte Aufnahme von mittels

Spritze aufgenommenem Pustelinhalt oder Exsudat kann hilfreich sein.

Zwingend notwendig ist die Nutzung von Transportmedium, gängig ist hier Amies

mit Kohle zur Reduzierung der Sauerstoffspannung, um die Anzucht auch von

mikroaerophilen oder transportlabilen Keimen zu ermöglichen.

Eitrige Prozesse enthalten oft keine oder kaum anzüchtbare Bakterien. Ein parallel

mit einem zweiten Tupfer hergestelltes Präparat kann über eine mikroskopische

Untersuchung Klarheit über das Vorliegen von Bakterien geben und gegebenenfalls

Kokken von Stäbchen unterscheiden helfen.

Harnproben sollten so keimarm wie möglich gewonnen werden (Blasenpunktion

besser als Katheterharn besser als Spontanurin). Der Versand erfolgt in sterilen

Röhrchen mit Schraubverschluss, abgesichert über eine Umverpackung mit

Saugeinlage und Schraubverschluss, um den geltenden Versandbestimmungen

Rechnung zu tragen. Mit Harn benetzte Tupfer gewährleisten zwar eine optimale

Versorgung der Keime während des Transports, lassen aber keine quantitative

Aussage zu. Damit fehlt ein wesentliches Kriterium für die Entscheidung über eine

Antibiose.

Bei einigen Lokalisationen hat eine Antibiose ohne vorherige Erregeridentifikation

und ohne Antibiogramm eine große Aussicht auf Erfolg, weil das Keimspektrum und

die Resistenzlage der wahrscheinlich vorliegenden Keime vorhersehbar sind (z.B.

oberflächliche Pyodermie beim Hund). Ist das zu erwartende Erregerspektrum

schwer anzüchtbar, gar nicht mittels klassischer Nährböden kultivierbar (Viren) oderist das Resistenzspektrum vorhersehbar (Chlamydien, Mykoplasmen), dann bietet

sich der Erregernachweis mittels PCR (Polymerase-Ketten-Reaktion) an. Dies ist z.B.

beim Katzenschnupfen der Fall. Vorteil der PCR ist der vergleichsweise schnelle

Erregernachweis, Nachteil das Fehlen einer Antibiotikatestung und in der Regel auch

das Fehlen einer quantitativen Aussage (Mengenangabe der nachgewiesenen

Bakterien oder Viren). Immer wenn für eine PCR beprobt wird, so kommen Tupfer

ohne Transportmedium zur Verwendung, die wie die Tupfer für die Keimanzucht mitUmverpackung verschickt werden sollten.

6



Tupfer für die bakteriologische Anzucht sollten nach 24-48 Stunden zur

Untersuchung kommen. Im Gegensatz dazu ist die Transportzeit bei Tupfern für die

PCR weniger kritisch.

Haut

Häufigster Keim bei oberflächlichen Pyodermien stellt beim Hund Staphylococcus

pseudintermedius dar. Vor Einsatz von Antibiotika ist die Verwendung von

Shampoos mit desinfizierender Wirkung (z.B. 2% Salizylsäure-enthaltende Produkte)

zu erwägen. Als erste-Wahl-Antibiotikum ist Clindamycin zu sehen. In zweiter Linie

sind Cephalosporine der ersten und zweiten Generation, Ampicillin oder Amoxicillin

plus Clavulansäure zu empfehlen. Oberflächliche Pyodermien werden in der Regel

min. 3 Wochen, tiefe min. 6 Wochen antibiotisch versorgt. Eine kulturelle Anzucht mit

Antibiogramm ist immer erforderlich, wenn der Therapieerfolg unzureichend ist oder

wenn eine Langzeitherapie erforderlich ist (siehe Leitlinien). Sie ist ebenso

notwendig, wenn eine tiefe Pyodermie vorliegt, da in diesen Fällen häufig neben

Staphylokokken auch gramnegative Keime nachzuweisen sind, deren

Resistenzspektrum wenig vorhersehbar ist.

Sonderfall Ohr: Viele Ohrreiniger haben eine deutliche keimreduzierende Wirkung.

Soll für eine bakteriologische Untersuchung getupfert werden, so muss der Einsatz

von Ohrreinigern mehrere Stunden zurückliegen. Bei Einsatz von topischen

Antibiotika sollte eine Ohrreinigung vorab erfolgen. Eine zusätzliche systemische

Gabe ist häufig anzuraten. Die Dauer der Antibiotikagabe ist von Zytologie und Klinik

abhängig und sollte Tage bis Wochen über die klinische Heilung hinaus gewählt

werden.

Harn, harnableitende Wege

Empfohlen ist die Bestimmung einer Harnanalyse zusammen mit einer kulturellen

Harnuntersuchung; Zystozenteseharn ist Katheterharn vorzuziehen; kulturelle

Ergebnisse von Spontanurin sind deutlich schwerer interpretierbar. Da bei der

kulturellen Untersuchung sowohl grampositive wie auch gramnegative Keime häufignachgewiesen werden, ist die Empfehlung eines Schmalspektrum-Antibiotikums

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Die Leitlinien für den sorgfältigen Umgang mit antibakteriell wirksamen

Tierarzneimitteln sollten jedem Tierarzt bekannt sein, aber auch kein Fremdwort bei

den Tierärztlichen Fachangestellten sein.


1. H. J. SELBITZ, U. TRUYEN, P.VALENTIN-WEIGAND:Tiermedizinische Mikrobiologie, Infektions-und Seuchenlehre, 9. Auflage.

2. W. KRAFT, U. M. DÜRR:Klinische Labordiagnostik in der Tiermedizin, 6. Auflage

3. C.E. GREENE:Infectious Diseases of the dog and cat, fourth edition


Dr. Dorothee Geier-Dömling


Steubenstr. 4

97688 Bad Kissingen


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LABOKLIN Labor für klinische Diagnostik GmbH & Co. KG, Bad Kissingen

WELCHE LABORPROBE WIRD WIE GENOMMEN, VERARBEITET,

VERSCHICKT? – PRÄANALYTIK

U. Seeliger

Die vielleicht nur unter Mühen von schwierigen Tieren gewonnenen Proben sollen

weiterhelfen, Diagnosen zu stellen und Hinweise auf die weitere Vorgehensweise zu

bekommen. Da die Präanalytik viele Schritte beinhaltet - von der Patientenvorbe-

reitung, über die Probenentnahme und den Transport der Probe ins Labor, bis zur

Vorbereitung der Probe zur Analyse - ergeben sich selbst für erfahrene Mitarbeiter

immer wieder Fragen. Oft sind es kleine Fehler, die die Aussagekraft der

eingeleiteten Untersuchungen einschränken oder sogar die Untersuchung ganz

verhindern. Folgende Aspekte aus dem Praxisalltag sollen besprochen werden:

„Was sage ich dem Patientenbesitzer, bevor er zur Blutuntersuchung seines

Tieres kommt?“

„Wie finde ich heraus, welche Probenröhrchen ich jetzt holen muss?“

„ Ausfüllen des Antrages, Unterschrift des Tierbesitzers?“

„Wie schnell muss ich diese Probe jetzt abzentrifugieren?“

„Kühlen oder nicht kühlen?“

„Kann ich mich gegen Störfaktoren wie z.B. Hämolyse absichern?“

„Kotröhrchen bis zum Rand füllen?“

„Tupfer mit oder ohne Nährmedium?“

„Gewebeprobe am Stück oder zerschnitten ins Formalin legen und einsenden?“

Eine Auffrischung mit vielen praktische Tipps und neuen Erkenntnissen auch fürerfahrene Tiermedizinische Fachangestellte.

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Korrepondenzadresse

Dr. Ute Seeliger

Laboklin Labor für klinische Diagnostik GmbH & Co. KG

Steubenstr. 4

97688 Bad Kissingen


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ENDOPARASITEN: NACHWEISE LEICHT GEMACHT

(FLOTATION, SEDIMENTATION, ELISA, AUSSTRICH)

A. Heusinger

1. Einleitung

Endoparasiten treten abhängig von der Tierart und ihrer Haltungsform

unterschiedlich häufig bei unseren Haustieren auf. Diese können das Wohlbefinden

und die Gesundheit unserer Tiere erheblich beeinträchtigen. Es sind sehr potente

Antiparasitarika auf dem Markt, allerdings wird bei Großtieren von zunehmenden

Resistenzen berichtet, deshalb sollte für eine gezielte Behandlung regelmäßige eine

parasitologische Kotuntersuchung erfolgen.

2. Nachweisverfahren

Nativ Ausstrich (bei kleinen Kotmengen, z.B. anhaftende Reste am Thermometer,

kleine Reptilien, kleine Vögel):- kleine Kotmenge auf Objektträger aufbringen, etwas Kochsalzlösung dazu,

Deckglas auflegen und mikroskopieren

- Sensitivität eingeschränkt

Flotation:

- Durch gesättigte Salz- oder/und Zuckerlösung mit hohem spezifischen

Gewicht werden leichtere Wurmeier oder Protozoen nach oben getrieben.

- Eier haften am aufgelegten Deckgläschen, mikroskopieren- Käufliche Systeme (Ovassay® oder Fecalyzer®)

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Sedimentation:

- Hauptsächlich für Pflanzenfresser Kot für schwere Eier verwendet,

z.B. Leberegel, Kokzidien vom Pferd oder Neuweltkameliden

- Kot wird einfach mit Wasser vermischt, grobe Bestandteile abgeseiht

- Wieder mit Wasser vermischt und stehen gelassen

- Überstand abgegossen, Sediment mikroskopiert

ELISA:

Antigen Nachweis für verschiedene Einzeller wie Giardien oder Cryptosporidien:

- Nach Angaben des Herstellers verwenden

- Sensitivität und Spezifität sehr hoch (> 95 %)

- Bleiben auch nach erfolgreicher Behandlung noch positiv

3. Mikroskopieren

- 10 er Objektiv (gelber Rand)

- Kondensorblende zu, da es sich um ein nicht gefärbtes Objekt handelt und nur

der Kontrast das Beurteilen ermöglicht

Nach typischen Gebilden mit Schale und Inhalt oder Larven suchen, dabei auch

die unterschiedlichen Größen der parasitären Gebilde beachten. Für sehr kleine

parasitäre Gebilde wie Toxoplasmen oder Giardien 20er oder besser 40er Objektiv

verwenden.

4. Zusammenfassung

Die Nachweisrate wird in der Regel semiquantitativ (gering-, mittel-, hochgradig

bzw. +, ++, +++) angegeben. Man kann sie aber auch quantitativ mit der

Zählkammer (Mod. MacMaster Verfahren) erfassen, was für die selektive

Entwurmung gegen Magen Darm Strongyliden bei den Pflanzenfressern angewandt

wird.

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Die nachgewiesenen Wurmei Zahlen müssen dabei aber nicht der tatsächlichen

Wurmbürde entsprechen.

Nur der positive Befund ist für eine Endoparasitose beweisend, die Sensitivität

liegt trotz Anreicherungsverfahren nicht über 70 %.


1. BOCH / SUPPERER:Veterinärmedizinische Parasitologie, Herausgegeben von Thomas Schnieder,

6. vollständig überarbeitete und erweiterte Auflage, 2006, Parey Verlag2. ECKERT, J. FRIEDHOFF, K.T., ZAHNER, H. DEPLAZES, P.:

Lehrbuch der Parasitologie für die Tiermedizin, 2005 Enke Verlag


Dr. Anton Heusinger

Fachtierarzt für klinische Laboratoriumsdiagnostik


Steubenstr. 4

97688 Bad Kissingen


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EKTOPARASITEN: WIE ERKENNE ICH MILBEN, HEFEN ODER HAUTPILZE?

A. Heusinger

1. Einleitung

Ektoparasiten können ständig oder saisonal abhängig bei unseren Haustieren

auftreten, dabei verweilen sie ständig oder nur vorübergehend am Tier. Dies muss

bei der Diagnostik berücksichtigt werden.

Neben streng wirtsspezifischen Ektoparasiten, wie z.B. Läuse oder Haarlinge gibt

es auch weniger wirtsspezifische Ektoparasiten, z.B. die Grabmilben (Sarcoptes).

2. Nachweisverfahren

Ektoparasiten:

Abhängig von der Lebensweise der Ektoparasiten ist eine unterschiedliche

Probengewinnung Voraussetzung für ein gutes Ergebnis

Tesafilmabklatsch: Gut geeignet für alle laufenden oder springenden

Ektoparasiten wie z.B. Läuse, Haarlinge, Flöhe aber auch Raub- oder Fellmilben wird

ein Stück klarer Tesafilm auf die verdächtige Stelle aufgeklebt, dann das Ganze auf

einen Objektträger überführt und evtl. mikroskopiert.

Oberflächliches Hautgeschabsel: Geeignet für oberflächlich in der Haut lebendeEktoparasiten wie z.B. Sarcoptes Milben. Es wird ein großflächiges Areal mit

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Paraffinöl beträufelt, dann mit einer stumpfen Skalpellklinge diese Fläche trocken

geschabt. Zusammen mit dem Paraffinöl wird die oberste Hautschicht abgetragen,

direkt auf den Objektträger überführt kann es nach Abdeckung mittels Deckgläschen

direkt mikroskopiert werden. Eine andere Möglichkeit besteht darin, das Geschabsel

ohne den Auftrag des Paraffinöls zu nehmen, das Geschabsel wird auf dem

Objektträger mit Paraffinöl überschichtet und abgedeckt. Dieses Verfahren ist auch

für Versandproben geeignet, das Geschabsel wird in ein Tütchen oder ein Röhrchen

für den Versand überführt (möglichst ohne Klinge!).

Tiefes Hautgeschabsel: Geeignet für tief in der Haut lebende Milben, z.B.

Demodex (Haarbalgmilben) Es wird eine kleine verdächtige Fläche (ca. 1 cm2) mit

Paraffinöl beträufelt, dann mit einer stumpfen Skalpellklinge diese Fläche solange

geschabt bis blutig seröse Flüssigkeit erscheint. Das weitere Verfahren wie oben.

Hefen: Abklatsch direkt auf veränderte Haut oder mithilfe eines Tupfers Probe

entnehmen, diesen dann auf einen Objektträger abrollen. Tipp: Ohr links in L Form

und Ohr rechts in R Form auf einen Objektträger ausgerollt spart Material und

erleichtert die Zuordnung. Nach Lufttrocknung wird der Ausstrich dann gefärbt (z.B.

Hämacolor fix®) die Malassezien stellen sich dann als Pantoffel förmige Gebilde dar.

Hautpilze: Die Entnahme erfolgt am Übergang von der Veränderung zur gesunden

Haut, es wird ein Geschabsel entnommen und Haare ausgezupft. Die Aufarbeitung

erfolgt wie oben mit dem Paraffinöl. In den Haaren oder den Schuppen wird nach

Pilzsporen oder Hyphen gesucht. Man kann auch die Haare mit Baumwollphenolblau

(giftig!) anfärben, dann sind die Pilzstrukturen besser zu erkennen.

Ein Teil des Materials sollte für eine Kultur verwendet werden.

3. Mikroskopieren

- Lupenvergrößerung oder10 er Objektiv (gelber Rand)

- Kondensorblende zu, da es sich um ein nicht gefärbtes Objekt handelt und nur

der Kontrast das Beurteilen ermöglicht

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Im frischen Paraffinöl Präparat sind die Milben gut zu erkennen, da sie infolge

Atemnot sich oft hektisch bewegen.

4. Zusammenfassung

Für ein aussagefähiges Ergebnis ist die Probenentnahme der Lebensweise der

Ektoparasiten anzupassen. Gerade bei einem Sarcoptes Milben Befall des Hundes

verläuft das mikroskopische Nachweisverfahren oft negativ. Hier kann man sich mit

dem Antikörper Nachweis helfen.


1. BOCH / SUPPERER:Veterinärmedizinische Parasitologie, Herausgegeben von Thomas Schnieder,6. vollständig überarbeitete und erweiterte Auflage, 2006, Parey Verlag

2. ECKERT, J. FRIEDHOFF, K.T., ZAHNER, H. DEPLAZES, P.:Lehrbuch der Parasitologie für die Tiermedizin, 2005 Enke Verlag

3. SEELIGER. H.P., HEYMER, TH.:Diagnostik pathogener Pilze des Menschen und seiner Umwelt, Georg ThiemeVerlag Stuttgart 1981


Dr. Anton Heusinger

Fachtierarzt für klinische LaboratoriumsdiagnostikLabor Laboklin GmbH & Co. KG

Steubenstr. 4

97688 Bad Kissingen


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Laboklin GmbH & Co. KG, Bad Kissingen

WAS GEHÖRT ZUM BLUTBILD?

WAS SAGEN DIE EINZELNEN PARAMETER AUS?

C.-C. Sommerey

Das Blut besteht aus Blutflüssigkeit (Plasma) und Blutkörperchen. Zu den

Blutkörperchen gehören die roten Blutkörperchen (Erythrozyten), weißen

Blutkörperchen (Leukozyten) sowie Blutplättchen (Thrombozyten). Die

Blutkörperchen werden vorwiegend im Knochenmark gebildet, vereinzelt tragen auch

u.a. die Milz und die Leber dazu bei.

Das Blutbild setzt sich aus dem roten und weißen Blutbild zusammen. Neben der

absoluten Zahl an Erythrozyten, Leukozyten und Thrombozyten (quantitatives

Blutbild) wird auch das Erscheinungsbild (Morphologie) dieser Zellen beurteilt

(qualitatives Blutbild). Außerdem erfolgen beim qualitativen Blutbild noch die

Beurteilung von besonderer Zellanordnung (z.B. Thrombozyten-Aggregate) sowie

blutparasitärer Strukturen.

Im Folgenden wird auf das quantitative Blutbild eingegangen, mit Untergliederungin rotes und weißes Blutbild sowie Thrombozyten. Das qualitative Blutbild wird im

Rahmen der Blutausstrich-Beurteilung besprochen.

Rotes Blutbi ld

Zum quantitativen roten Blutbild gehören die Erythrozytenzahl, der Hämatokrit unddie Konzentration des roten Blutfarbstoffes (Hämoglobin). Aus diesen Parametern

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können die Erythrozyten-Indizes berechnet werden. Zusätzlich kann auch noch die

Retikulozytenzahl bestimmt werden. All diese Werte können manuell, heutzutage

aber meist mittels Analysegeräte gemessen werden.

Bevor eine Messung erfolgt, muss die Blutprobe auf Gerinnsel untersucht werden.

Ein solches Gerinnsel, aufgespürt mit einem Holzstäbchen, führt zu einem

fehlerhaften quantitativen Blutbild. Diese Blutprobe muss verworfen werden und eine

frische Blutprobe wird benötigt.

Erythrozytenzahl

Die Erythrozytenzahl kann mittels Neubauer-Zählkammer bestimmt werden,

allerdings ist dieses relativ zeitaufwendig. Meist erfolgt heutzutage eine Zählung

mittels Analysegeräte.

Dabei können verschiedene Methoden zum Einsatz kommen. Geläufig sind

Impedanzgeräte sowie auch Durchflußzytometriegeräte.

Impedanzgeräte zählen die Erythrozyten mittels elektrischen Stroms. Die Zellen

führen zu einem Puls. Während die Pulsfrequenz der Zellzahl entspricht, ist die

Pulshöhe proportional zur Größe der Zellen.

Bei der Durchflußzytometrie werden die Zellen durch einen Laserstrahl geschickt,

und diese Zellen führen dann zu einer Streuung des Lichts. Es wird sowohl das

Vorwärtsstreulicht als auch das Seitwärtsstreulicht gemessen. Während ersteres dieZellgröße darstellt, gibt Letzteres Auskunft über die Zelldichte oder –granularität.

Insbesondere bei der Katze ergibt sich oft das Problem, dass Impedanzgeräte die

Erythrozyten von den Thrombozyten nicht immer unterscheiden können, da die

felinen Erythrozyten klein sind, aber die Thrombozyten oftmals als sehr große

Thrombozyten (Makrothrombozyten) vorliegen, somit eine ähnliche Größe aufweisen

und als Erythrozyten gezählt werden.

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Eine Erniedrigung der Erythrozytenzahl deutet auf eine Blutarmut (Anämie) hin,

während eine Erhöhung eine Blutfülle (Erythrozytose) darstellt. Insbesondere bei

Letzterer ist eine Unterscheidung zwischen relativ und absolut wichtig, da die

Erythrozytose oft durch Dehydratation bedingt ist. Die Erythrozytenzahl wird

insbesondere im Zusammenhang mit Hämatokrit und Hämoglobin betrachtet, da

oftmals alle drei Werte gemeinsam verändert sind.

Die Erythrozytenzahl wird in Tera (T)/l bzw. 1012/l angeben.

Hämatokrit

Der Hämatokrit (HKT) kann manuell mittels einer Mikrohämatokrit-

Zentrifuge bestimmt werden. Dabei wird Blut in eine Kapillare aufgezogen,

das Ende der Kapillare mit Kitt verschlossen und für mindestens 5 min

mit 12.000-15.000 Umdrehungen/min zentrifugiert. Dadurch werden die

Bestandteile des Blutes in Erythrozytensäule (A), Leukozytensäule

(Buffy coat) (B), Thrombozytensäule (C) sowie Plasmasäule (D)

aufgetrennt. Der Mikrohämatokrit wird dann bestimmt nach folgender

Formel:

HKT =

Die Methode ist sehr genau und kann zur Überprüfung des Analysegerät-

Hämatokrits herangezogen werden. Zudem kann das Plasma visuell aufFarbveränderungen, wie Gelbfärbung (Ikterus), Rotfärbung (Hämolyse) und Trübung

(Lipämie) kontrolliert werden. Zusätzlich kann mittels Refraktometer auch der

Plasmaeiweißgehalt bestimmt werden.

Im Gegensatz dazu berechnen die meisten Analysegeräte den Hämatokrit, unter

Zuhilfenahme der Erythrozytenzahl sowie der durchschnittlichen Erythrozytengröße

(MCV), entsprechend der Formel:

A

A + B + C + D

D

CB

A

Kitt

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HKT =

Bei einer fehlerhaften Bestimmung der Erythrozytenzahl, insbesondere bei der Katze

mit sehr kleinen Erythrozyten und großen Thrombozyten, kann daher der berechnete

Hämatokrit falsch erniedrigt sein.

Hämoglobin

Die Hämoglobin-Konzentration wird in Analysegeräten mittels Photometrie

bestimmt; die Einheit ist g/dl.

Als wichtigster Störfaktor der Messung ist die Lipämie anzusehen. Durch die

starke Trübung ergibt sich ein falsch-hoher Wert (wenn Hämoglobin überhaupt

bestimmt werden kann).

Zur Plausibilitätsüberprüfung von Hämatokrit und Hämoglobin kann man eine

Faustregel heranziehen:

Hämoglobin ~ 3x HKT

Erythrozyten-Indizes

Diese umfassen die durchschnittliche Größe der Erythrozyten (MCV), gemessen

in Femtoliter (fl), sowie den mittleren Hämoglobingehalt des einzelnen Erythrozyten

(MCH), in der Einheit Picogramm (pg), und den mittleren Hämoglobingehalt der

Erythrozytenmasse (MCHC), gemessen in Gramm pro Deziliter (g/dl).

MCV x Erythrozytenzahl

10

Licht uelle Detektor

Transmission

21



Der MCV berechnet sich nach der Formel:

MCV=

Entsprechend des MCVs kann zwischen kleinen (mikrozytären), normal großen

(normozytären) und großen (makrozytären) Erythrozyten unterschieden werden.

Der MCH, noch wichtiger der MCHC, gibt Auskunft über den Hämoglobingehalt

der Erythrozyten. Die Berechnung erfolgt anhand dieser Formeln:

MCH=

MCHC=

Es kann dadurch in normalen Hämoglobingehalt (normochrom) und verminderten

Hämoglobingehalt (hypochrom) eingeteilt werden. Ein erhöhter Hämoglobingehalt

existiert nicht, bei diesem muss von einem Messfehler ausgegangen werden (meist

durch Lipämie bedingt).

Die Erythrozyten-Indizes sind hilfreich zur Interpretation von Anämie. Während

mikrozytäre hypochrome Erythrozyten einen Hinweis auf eine chronische

Eisenmangelanämie (z.B. bedingt durch eine Magen-Darm-Blutung) geben, werden

makrozytäre hypochrome Erythrozyten u.a. bei regenerativer Anämie gesehen.

Retikulozytenzahl

Retikulozyten sind die unmittelbaren Vorgängerstufen der Erythrozyten, deren

Reifung noch nicht vollständig abgeschlossen ist. Sie sind oftmals noch größer,

enthalten weniger Hämoglobin und besitzen noch Reste der Organellen (z.B.Endoplasmatisches Retikulum, Mitochondrien). Diese Strukturen werden für die

HKT x 10

Erythrozytenzahl

Hämoglobin x 100

HKT

Hämoglobin x 10

Erythrozytenzahl

22



Retikulozytenzählung mittels einer Supravitalfärbung (Brillantkresylblau,

Methylenblau) dargestellt. Bei einer Zählung von 300-1000 Erythrozyten wird dann

der Anteil der Retikulozyten bestimmt. Die absolute Retikulozytenzahl errechnet sich

dann aus der Erythrozytenzahl. Die Retikulozytenzählung erfolgt aber heute meist

mittels Analysegerät, da die manuelle Bestimmung ziemlich zeitaufwendig ist.

Ein erhöhter Wert deutet auf eine vermehrte Regeneration hin, welches

insbesondere zur Beurteilung der Blutarmut (Anämie) wichtig ist.

Weißes Blutbild

Das quantitative weiße Blutbild besteht aus der Leukozytenzahl sowie dem

Differentialblutbild mit den relativen und absoluten Werten.

Die Zählung kann mittels Neubauer Zählkammer manuell erfolgen.

Gebräuchlicher, genauer und schneller ist die Bestimmung mittels Analysegerät. Es

gibt verschiedene Methoden, am genauesten ist die Bestimmung mittels

Laserdurchflußzytometrie.

Die Leukozytenzahl wird in Giga (G)/l bzw. 109/l angegeben.

Das Differentialblutbild kann entweder manuell durch Auszählen von

100 Leukozyten im Blutausstrich oder mittels Analysegerät bestimmt werden. Beim

Differentialblutbild werden Segmentkernige (Neutrophile) Granulozyten,

Lymphozyten, Monozyten, Eosinophile und Basophile Zellen unterschieden.

Der Vorteil der Analysegeräte liegt bei der schnellen Differenzierung einer großen

Anzahl von Zellen, und dadurch ergibt sich eine größere Genauigkeit. Allerdings gilt

dieses nur für normale, unveränderte Zellen. Der Nachteil des Analysegerätes ist,

dass veränderte und/oder atypische Zellen nicht erkannt werden. Auch können

weder Blutparasiten noch kernhaltige Erythrozytenvorstufen (Normoblasten) nicht

erkannt werden. Daher ist eine Blutausstrichbewertung zur Plausibilitätsüberprüfungwichtig. Oftmals ist auch ein manuelles Differentialblutbild notwendig, insbesondere

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wenn ein maschinelles Differentialblutbild wegen unreifen Zellen (z.B. Stabkernige

Neutrophile) oder atypischen Zellen nicht möglich ist.

Bei vermehrtem Auftreten von Normoblasten (mehr als 10 Normoblasten pro 100

Leukozyten) ist eine Leukozytenkorrektur notwendig (Näheres bei der Besprechung

des Blutausstriches).

Eine verminderte Leukozytenzahl (Leukopenie) kann einerseits durch vermehrten

Verbrauch, Umverteilung (z. B. Körperhöhle) oder verminderte Produktion

hervorgerufen sein. Eine erhöhte Leukozytenzahl könnte je nach Ausmaß Stress,

Entzündung, Infektion oder aber auch Blutkrebs (Leukämie) bedeuten. Zur

Unterscheidung dient in erster Linie das Differentialblut, welches die vorwiegend

betroffene Zelllinie identifiziert. Es können bestimmte Verteilungsmuster

unterschieden werden. Ein akutes entzündliches Leukogramm besteht aus

stabkernigen Neutrophilen (sogenannte ‚Linksverschiebung‘) sowie oftmals

vermehrten reifkernigen Neutrophilen und Monozyten. Von einem Stress-

Leukogramm spricht man, bei einer verminderten Zahl an Lymphozyten und

Eosinophilen sowie bei vermehrten Neutrophilen (und zusätzlich Monozyten beim

Hund). Der Verdacht einer Leukämie ergibt sich bei einer Lymphozytenzahl > 30 G/l

bzw. Granulozytenzahl >50 G/l, sollte aber immer mittels zusätzlicher

Untersuchungen abschließend beurteilt werden.

Thrombozyten

Die Thrombozytenzahl kann über eine Schätzung im Blutausstrich erfolgen. Beieiner 1000x Vergrößerung wird die Thrombozytenzahl von 10 Gesichtsfeldern

bestimmt, der Durchschnittswert gebildet und mit 15 multipliziert. Üblicher ist die

Bestimmung mit Analysegeräten.

Die Thrombozytenzahl wird in G/l bzw. 109/l angegeben.

Insbesondere bei der Katze mit ihren kleinen Erythrozyten undMakrothrombozyten, aber auch bei einigen Hunderassen (Cavalier King Charles

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Spaniel, Norfolk Terrier sowie schwarzer russischer Terrier) mit rassebedingten

Makrothrombozyten ergeben die maschinellen Messungen fälschlich verminderte

Thrombozytenzahlen. Auch führen Thrombozytenaggregate zu einer fehlerhaften

Messung. Daher ist bei einer scheinbaren Thrombozytopenie immer der

Blutausstrich zu kontrollieren.

Eine Verminderung der Thrombozytenzahl (Thrombozytopenie) unter 80 G/l kann

zu vermehrter Blutung bei einem chirurgischen Eingriff führen, eine Zahl unter 50 G/l

kann sogar zu spontaner Blutung führen. Daher ist eine Bestätigung der

Thrombozytenzahl mittels Ausstrich wichtig.


Dr. Cora-Constanze Sommerey

Laboklin GmbH & Co. KG

Steubenstr. 4

97688 Bad Kissingen

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Laboklin GmbH & Co. KG, Bad Kissingen

BLUTAUSSTRICH – WIE GEMACHT UND WIE BEWERTET?

C.-C. Sommerey

Die Untersuchung des Blutausstriches ist einerseits Bestandteils des quantitativen

Blutbildes mit Erstellung des relativen und absoluten Differentialblutbildes,

andererseits wird mit Hilfe des Blutausstriches das qualitative Blutbild angefertigt und

ist somit ein sehr wichtiger Bestandteil des Blutbildes.

Herstellung eines Blutausstriches

Der Blutausstrich sollte zügig nach der Blutentnahme angefertigt werden. Die

Glasobjektträger sollten an den Kanten gehalten werden, da fettige Fingerspuren ein

gutes Ausstreichen verhindern.

Auf einen Objektträger wird an einem Ende ein Tropfen Blut aufgetragen. Ein

zweiter Objektträger wird im 30 Grad Winkel vor dem Bluttropfen aufgesetzt und

zurückgezogen, bis er den Bluttropfen gerade berührt und zu einer Verteilung

entlang der Objektträgerbreite führt.

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Darauf wird der obere Objektträger unter gleichmäßigem Druck zügig in die

entgegengesetzte Richtung geschoben unter Mitnahme des Blutes.

Vor Ende des Objektträgers sollte sich die sogenannte Fahne des Blutausstriches

gebildet haben.

Nach Lufttrocknung des Blutausstriches wird dieser üblicherweise mittels

Schnellfärbung (z.B. Diff Quick) gefärbt. Die Färbung kann verbessert werden durch

Verlängerung der Fixierphase. Ebenfalls ist es wichtig, die Färbelösungen

regelmäßig zu erneuern, da einerseits Färbeartefakte die Beurteilung erschweren,

andererseits auch die Färbeintensität stark abnimmt. Auch eine bakterielle

Besiedelung der Lösungen ist möglich und kann zu fraglichen Befunden führen.

Fehlerquellen bei der Herstellung des Blutausstriches sind zu dicke oder zu dünne

Ausstriche, aber auch insbesondere zu lange Ausstriche (mit Fehlen der Fahne)

führen zu Problemen bei der Beurteilung.

Fahne

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Blutausstrich-Beurteilung

Der Blutausstrich wird in drei Zonen unterteilt.

Der Bereich nahe des Auftragungsortes ist zu dicht für eine morphologische

Beurteilung. Insbesondere die Leukozyten erscheinen geschrumpft. Der ideale

Bereich ist die Zone in der sich die Hälfte der Erythrozyten berührt, und die andere

Hälfte frei vorliegt (Beurteilungszone). In der Fahne erscheinen die Zellen größer mit

veränderter Morphologie, da sie zu abgeflacht vorliegen. Allerdings ist die Fahne

dennoch sehr wichtig für die Blutausstrich-Beurteilung, wie im Folgenden besprochen

wird.

Die Blutausstrich-Beurteilung beginnt mit dem 10x Objektiv. Dabei wird die Fahne

auf Thrombozyten-Aggregate untersucht. Außerdem werden die Fahne sowie die

Seitenränder des Ausstriches auf größere Zellen, insbesondere atypische Zellen,

abgesucht. Auch Blutparasiten, insbesondere Wurmstadien, sind vorwiegend in

diesem Gebiet zu finden.

Daraufhin wird der gesamte Ausstrich durchgemustert um einen Eindruck von der

Leukozytenverteilung sowie der Erythrozytendichte zu bekommen. Bei gleichmäßiger

Verteilung kann die Leukozytenzahl mittels 10x Objektiv mit folgender Formel

geschätzt werden:

Geschätzte Leukozytenzahl = Mittlere Leukozytenzahl pro Gesichtsfeld x 100-150.

(Mit einem 20x Objektiv wäre der Multiplikationsfaktor 400-600)

Fahne Beurteilungszone Auftragungszone

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Diese Formel sollte für das eigene Mikroskop mit der gemessenen Leukozytenzahl

verglichen werden und entsprechend gegebenenfalls korrigiert werden.

Die Bestimmung des Differentialblutbildes erfolgt mittels 40x oder 50x Objektiv

indem 100 Leukozyten identifiziert und gezählt werden. Die Untersuchung erfolgt

mäanderförmig.

Dabei wird zwischen neutrophilen, eosinophilen und basophilen Granulozyten,

sowie Lymphozyten und Monozyten unterschieden. Zusätzlich können auch noch

unreife Granulozyten vorkommen, die anstelle des mehrfach lobulierten Kerns, einen

nicht lobulierten hufeisenförmigen oder sogar stabförmigen Kern besitzen. Ein

vermehrtes Vorkommen dieser sogenannten Stabkernigen und Jugendlichen wird als

Linksverschiebung bezeichnet. Die Zellreifung stellt man sich als fortlaufende Reihe

der einzelnen Entwicklungsstadien von links (Stammzelle) nach rechts (ausgereifte

Zelle) vor. Von einer Rechtsverschiebung wird gesprochen, wenn sich Zellen mit

Alterungszeichen finden, wie z.B. eine Hypersegmentierung bei neutrophilen

Granulozyten (d.h. mehr als sechs Kernsegmente).

Nach Auszählen der 100 Leukozyten ist damit der prozentuale Anteil der

jeweiligen Leukozyten bestimmt. Durch Multiplikation mit der Leukozytenzahl ergibt

sich dann der absolute Wert der einzelnen Leukozyten in G/L. Es ist der absolute

Wert, der für die Beurteilung entscheidend ist.

Während eine Erhöhung der neutrophilen Granulozytenzahl (Neutrophilie) oft auf

ein entzündliches oder infektiöses Geschehen hindeutet, kann man eine Erhöhung

der eosinophilen Granulozytenzahl (Eosinophilie) bei allergischen und parasitären

Erkrankungen beobachten.

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Eine Erhöhung der Monozyten (Monozytose) tritt oft bei chronischen

Entzündungen in den Vordergrund. Fieberhafte Erkrankungen werden oft von einer

Linksverschiebung mit Neutrophilie sowie Monozytose begleitet. Schwerwiegende

Entzündungen können zu vermehrten Verbrauch der neutrophilen Granulzyten

führen und somit eine Erniedrigung der neutrophilen Granulozytenzahl (Neutropenie)

herbeiführen. Bei Streßsituationen (auch entzündliche Erkrankungen können als

streßvoll angesehen werden) besteht meist eine Erniedrigung der Lymphozytenzahl

(Lymphopenie). Eine Erhöhung der Lymphozyten (Lymphozytose) kann man bei

Virusinfektionen aber auch bei neoplastischen Erkrankungen (z.B. Leukämie)

beobachten.

Leukozyten-Korrektur

Die Zahl der Normoblasten wird separat gezählt, bei Erstellung des

Differentialblutbildes. Bei vermehrten Auftreten von Normoblasten (mehr als 10 pro

100 gezählten Leukozyten) sollte die Leukozytenzahl korrigiert werden. Dieses

erfolgt nach der Formel:

Korrigierte Leukozytenzahl =

Die Beurteilung der Erythrozyten erfolgt ebenfalls in der Beurteilungszone mit dem

40-50x Objektiv. Insbesondere auf die Größe Farbe und Form der Erythrozyten wird

geachtet. Unter Polychromasie versteht man das vermehrte Vorkommen von

unreifen Erythrozytenstadien. Diese roten Blutkörperchen sind noch größer und

enthalten weniger Hämoglobin als die ausgereiften Erythrozyten und färben sich

daher meist bläulich an. Beim Hund kann zusätzlich die zentrale Aufhellung beurteilt

werden, die allerdings bei den anderen Tierarten nicht so deutlich ausgeprägt ist.

Die Thrombozyten-Beurteilung bezüglich Form und Größe wird auch mittels 40-

50x Objektiv durchgeführt. Zur Schätzung der Thrombozytenzahl wird das 100x

Objektiv benutzt. Nach Zählung der Thrombozyten in 10 Gesichtsfeldern, wird der

100 x Leukozytenzahl

100 + Normoblastenzahl

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Laboklin GmbH & Co. KG, 97688 Bad Kissingen

REISEKRANKHEITEN:

VERHÜTEN UND ZU PROPHYLAXEMAßNAHMEN BERATEN

T. J. Naucke

Zusammenfassung:

Im Anschluss an vorigen Vortrag wird die Wichtigkeit der wissenschaftlichen

Bezeichnung der einzelnen Vektoren aufgezeigt, um für die einzelnen Regionen

Europas ein zutreffendes Ektoparasitikum auszuwählen. Es wird zwischen

Wirkstoffen unterschieden, die einen repellierenden, tötenden oder

wachstumsregulierenden (IGR) Effekt auf die einzelnen Vektoren haben.

Abschließend wird grob dargestellt, ob die einzelnen Erkrankungen behandelt

werden können – oder eben auch nicht, also eine lebenslang chronische Erkrankung

bleiben.


Dr. Torsten Naucke


Steubenstr. 4

97688 Bad Kissingen

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