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Tierärztliche Hochschule Hannover
In-vivo - und in-vitro - Untersuchungen zur praecaecalen Stärkeverdaulichkeit
in Abhängigkeit von der Stärkeart und -behandlung bei Miniaturschweinen
mit induzierter exokriner Pankreasinsuffizienz
INAUGURAL – DISSERTATION
zur Erlangung des Grades einer Doktorin
der Veterinärmedizin
- Doctor medicinae veterinariae -
(Dr. med. vet.)
vorgelegt von
Sandra Vagt
Rostock
Hannover 2014
Wissenschaftliche Betreuung: Univ.-Prof. Dr. Josef Kamphues
Institut für Tierernährung
1. Gutachter: Univ.-Prof. Dr. Josef Kamphues
2. Gutachter: Univ.-Prof. Dr. Karl-Heinz Waldmann
Tag der mündlichen Prüfung: 21.05.2014
Meinen Freunden
Teile dieser Dissertation wurden bereits auf folgenden Tagungen vorgestellt: 67. Jahrestagung der Gesellschaft für Ernährungsphysiologie Göttingen, 19.-21.2013 VAGT, S., A. MÖSSELER, P. GREGORY, J. KAMPHUES (2013) Effects of thermal processing (cooking) of rice starch on in vitro fermentation (gas production) in case of exocrine pancreatic insufficiency when using ileal chyme as inoculum Proc. Soc. Nutr. Physiol. 22, S. 36 Wissenschaftliches Symposium - Exokrine Pankreasinsuffizienz (EPI) Hannover, 06.06.2013 VAGT, S. (2013) Effekte der EPI auf die fermentative Kapazität der Mikroflora im terminalen Ileum von Schweinen (in-vitro) Beiträge zum Symposium; ISBN 978-3-00-042301-7, S. 32-39 17th Congress of the European Society of Veterinary and Comparative Nutrition Ghent, Belgien, 19.09.-21.09.2013 VAGT, S., A. MÖSSELER, P. GREGORY, J. KAMPHUES (2013) Comparative study on prececal digestibility of starch fed either raw or cooked to minipigs (with or without experimentally induced pancreatic insufficiency) Proc. 17th ESVCN Congress Ghent, S. 57 68. Jahrestagung der Gesellschaft für Ernährungsphysiologie Göttingen, 18.-20.2014 VAGT, S., A. MÖSSELER, J. KAMPHUES (2014) Effect of starch source (rice, amaranth, potato, pea) and treatment (native or cooked) on prececal digestibility of starch in minipigs (with or without experimentally induced pancreatic insufficiency) Proc. Soc. Nutr. Physiol. 23, S. 113
Inhaltsverzeichnis
1 Einleitung ........................................................................................................................... 1
2 Schrifttum ........................................................................................................................... 3
2.1 Struktureller Aufbau von Stärke und daraus resultierende Einflüsse auf die
Verdaulichkeit ........................................................................................................................ 3
2.1.1 Struktur der Stärke (Stärkeaufbau) ....................................................................... 3
2.1.1.1 Amylose und Amylopektin – Bausteine der Stärke ...................................... 3
2.1.1.1.1 Anordnung der Amylose- und Amylopektinmoleküle im Granulum ....... 5
2.1.1.2 Einfluss der botanischen Herkunft auf den Aufbau von Stärkequellen ........ 8
2.1.1.2.1 Unterschiede in der Kristallinität – Stärketypen A, B und C ................... 8
2.1.1.2.2 Form, Größe und Oberflächenstrukturen von Stärkegranula ................... 9
2.1.1.2.3 Chemische Komposition verschiedener Stärkegranula .......................... 10
2.1.2 Thermische Einflüsse auf die Stärke .................................................................. 12
2.1.2.1 Gelatinisierung ............................................................................................ 12
2.1.2.2 Retrogradation ............................................................................................. 13
2.2 Stärkeverdauung ....................................................................................................... 14
2.2.1 Enzymatische Spaltung der Stärkegranula ......................................................... 14
2.2.1.1 Einflussfaktoren auf den enzymatischen Abbau der Stärkegranula ........... 15
2.2.2 Abbau der Amylose- und Amylopektinketten ................................................... 18
2.2.2.1 Stärkeverdauung durch körpereigene Enzyme ........................................... 19
2.2.2.2 Beteiligung der Mikroorganismen am Stärkeabbau ................................... 21
2.3 Exokrine Pankreasinsuffizienz (EPI) ....................................................................... 25
2.3.1 Ursachen einer exokrinen Pankreasinsuffizienz ................................................ 25
2.3.2 Einfluss der EPI auf die Verdauung ................................................................... 26
2.3.2.1 Verdaulichkeiten ......................................................................................... 26
2.3.2.2 Einfluss der exokrinen Pankreasinsuffizienz auf die
mikrobielle Besiedlung des Dünndarms ..................................................... 28
2.3.2.2.1 Ursachen einer bakteriellen Überbesiedlung im Dünndarm ................... 29
2.3.2.2.2 Klinische Auswirkungen der bakteriellen Überbesiedlung ................... 31
3 Eigene Untersuchungen .................................................................................................... 35
3.1 Material und Methoden ............................................................................................ 35
3.1.1 Versuchsziel ....................................................................................................... 35
3.1.2 Versuchstiere ...................................................................................................... 36
3.1.3 Haltung der Versuchstiere .................................................................................. 37
3.1.4 Fütterung der Versuchstiere ............................................................................... 38
3.1.4.1 Außerhalb von Versuchen ........................................................................... 38
3.1.4.2 Fütterung im eigentlichen Versuch ............................................................. 39
3.1.4.2.1 Thermische Behandlung der Stärken ...................................................... 40
3.1.4.2.2 Komponenten der im Screening-Test eingesetzten Testmahlzeiten ....... 41
3.1.5 Bestimmung des Anteils der praecaecal verdauten Stärke
(Verschwindensrate) – Im Screening-Test-Verfahren ....................................... 42
3.1.5.1 Versuchsablauf ............................................................................................ 43
3.1.5.1.1 Kollektionsintervalle .............................................................................. 44
3.1.6 Bestimmung der in-vitro Gasproduktion im Gas Production System (GPS) ..... 44
3.1.6.1 Bestandteile des Gas Production Systems .................................................. 45
3.1.6.2 Vorversuche mit dem Gas-Production-System ........................................... 46
3.1.6.2.1 Überprüfung der Pufferkapazität des Kansas State Puffers .................... 46
3.1.6.2.2 Überprüfung der Säuren-Gehalte sowie der pH-Werte .......................... 48
3.1.6.3 Herstellung der Chymussuspension ............................................................ 51
3.1.6.3.1 Herstellung des Puffers ........................................................................... 51
3.1.6.3.2 Kollektion und Aufbewahrung des Ileumchymus .................................. 52
3.1.6.3.3 Herstellung der Chymussuspension........................................................ 52
3.1.6.3.4 Verwendete Substrate zur Bestimmung der Fermentation ..................... 53
3.1.6.4 Einstellungen des Systems für die Messung des Gasdruckes ..................... 54
3.1.6.5 Probenentnahme nach 24-stündiger Inkubationsdauer ............................... 55
3.1.6.6 Untersuchungen der mikrobiellen Fermentation mit dem
Gas Production System ............................................................................... 56
3.1.6.7 Vergleichende Untersuchungen der in-vitro Gasbildung (ermittelt anhand
des kumulativen Gasdruckes) ..................................................................... 56
3.1.6.8 Bestimmung der Effekte einer Enzymsupplementation auf die
mikrobielle Fermentation der Stärke ........................................................... 57
3.1.6.9 Bestimmung der Effekte einer Adaptationsphase auf die
mikrobielle Fermentation unterschiedlicher Stärkearten ............................ 57
3.1.7 Ermittlung der während der in-vitro Fermentation mikrobiell
gebildeten Gasarten ........................................................................................... 58
3.1.8 Angewandte Untersuchungsmethoden ............................................................... 60
3.1.9 Berechnungsformeln .......................................................................................... 61
3.1.9.1 Berechnung der Anflutung am terminalen Ileum ....................................... 61
3.1.9.2 Berechnung der prc. scheinbaren Verdaulichkeit
bzw. Verschwindensraten ........................................................................... 62
3.1.10 Statistische Auswertungen ................................................................................. 62
3.2 Ergebnisse ................................................................................................................ 64
3.2.1.1 Chymusparameter ....................................................................................... 65
3.2.1.1.1 Absolute Chymusmassen (g uS) ............................................................. 65
3.2.1.1.2 TS-Gehalt (%) im Chymus am terminalen Ileum ................................... 67
3.2.1.2 Anflutung von Trockensubstanz, Stärke und Chromoxid ........................... 69
3.2.1.2.1 Trockensubstanz-Anflutung am terminalen Ileum (g TS/8h) ................. 69
3.2.1.2.2 Stärke-Anflutung am terminalen Ileum (g uS/8h) .................................. 71
3.2.1.2.3 Chromoxid-Wiederfindung (%/8h) ........................................................ 73
3.2.1.3 Verschwindensraten .................................................................................... 75
3.2.1.3.1 Praecaecale TS-Verschwindensrate (%) ................................................. 75
3.2.1.3.2 Praecaecale Stärke-Verschwindensrate (%) ........................................... 77
3.2.1.3.3 Laktat-Konzentration (mmol/kg uS) im Ileumchymus .......................... 79
3.2.1.3.4 Konzentration (mmol/kg uS) der flüchtigen Fettsäuren (FFS) im
Ileumchymus am terminalen Ileum ........................................................ 81
3.2.2 Ergebnisse der in-vitro Versuche ....................................................................... 83
3.2.2.1 In-vitro Gasbildung im Ileumchymus nach Zulage von Stärke
als Substrat (thermisch unbehandelt und behandelt)................................... 84
3.2.2.1.1 Gasproduktion (ml) nach Zulage roher Stärken ..................................... 84
3.2.2.1.2 Gasproduktion (ml) nach Zulage gekochter Stärken .............................. 88
3.2.2.2 Effekte einer Enzymsubstitution bei Spender-Tieren auf die Gasbildung
im inkubierten Ileumchymus ...................................................................... 93
3.2.2.3 Effekte einer Adaptation der Spender-Tiere an die
in den in-vitro-Versuchen als Substrat eingesetzten Stärkeart (rKS) ......... 98
4 Diskussion ...................................................................................................................... 105
4.1 Kritik der Methode ................................................................................................. 105
4.1.1 Zahl der verwendeten Tiere und ihre Auswirkung auf
die statistische Auswertung .............................................................................. 105
4.1.2 Mögliche Effekte der geringeren Stärkemenge in der Testmahlzeit rAM ....... 108
4.1.3 Einfluss des Alters bzw. der EPI-Dauer auf die Ergebnisse
der Inkubationsversuche ................................................................................... 108
4.1.4 Bedeutung des Puffer–Inokulum-Verdünnungsverhältnisses
und des pH-Wertes ........................................................................................... 110
4.1.5 Bedeutung des TS-Gehaltes im Ileumchymus für die in-vitro Gasproduktion 111
4.1.6 Bedeutung der Substratmenge .......................................................................... 112
4.1.7 Bedeutung der Fütterung der Spendertiere ....................................................... 114
4.1.8 Bedeutung des Entnahmezeitpunktes von Ileumchymus für die Gasbildung .. 115
4.1.9 Bedeutung einer „Zwischenlagerung“ des Ileumchymus vor der Inkubation .. 115
4.2 Erörterung der Ergebnisse ...................................................................................... 117
4.2.1 Effekte der EPI auf die Stärkeverdauung ......................................................... 117
4.2.2 Erklärungen für eine hohe prc. Verdaulichkeit von Stärke (trotz einer EPI) ... 120
4.2.3 Bedeutung der Stärke-Herkunft und -Art ......................................................... 124
4.2.4 Bedeutung der thermischen Behandlung für die prc. Stärke-VR
und die Gasbildung (in-vitro) ........................................................................... 130
4.2.5 Effekt einer Unterbrechung der Enzymsubstitution bei den Spendertieren ..... 132
4.2.6 Effekte einer Adaptation der Spendertiere an das zu testende Substrat
auf die in-vitro Gasproduktion ......................................................................... 137
4.2.7 Stärke in der Diätetik von EPI Patienten .......................................................... 142
5 Zusammenfassung ............................................................................................................... 146
6 Summary ........................................................................................................................ 149
7 Literaturverzeichnis ........................................................................................................ 151
8 Tabellenanhang .............................................................................................................. 168
Abkürzungsverzeichnis
® Eingetragenes Warenzeichen
ca. circa
et al. et alii
Fa Firma
FFS flüchtige Fettsäuren
gAM gekochtes Amaranth
GfE Gesellschaft für Ernährungsphysiologie
gES gekochte Erbsenstärke
gKS gekochte Kartoffelstärke
GmbH Gesellschaft mit beschränkter Haftung
gRS gekochte Reisstärke
HPLC High-performance liquid chromatography
IE Internationale Einheit
KbE koloniebildende Einheiten
KM Körpermasse
K-Tier Kontrolltier
m.o.w. mehr oder weniger
MS Maisschrot
n Anzahl
nn nicht nachweisbar
NfE Stickstofffreie Extraktstoffe
o.g. oben genannt
OP Operation
pH potentia Hydrogenii
PL pankreasgangligiert
prc. praecaecal
Ra Rohasche
rAM rohes Amaranth
rES rohe Erbsenstärke
Rfa Rohfaser
Rfe Rohfett
Rp Rohprotein
rRS rohe Reisstärke
S. Seite
SIBO Small intestinal bacterial overgrowth
s.o. siehe oben
spp. Spezies
spez. spezielle
sVQ scheinbare Verdaulichkeit
Syn Synonym
tägl. täglich
TS Trockensubstanz
uS ursprüngliche Substanz
UV Ultraviolett
v.a. vor allem
VDLUFA Verband Deutscher Landwirtschaftlicher Untersuchungs- und
Forschungsanstalten
Vit. Vitamin
VR Verschwindensrate
vs. versus
z.B. zum Beispiel
Einleitung
1 Einleitung
Das pankreasgangligierte (PL) Miniaturschwein ist ein etabliertes Modell für die
Untersuchung von Effekten einer exokrinen Pankreasinsuffizienz (EPI) auf diverse
Verdauungsprozesse (ABELLO et al. 1989, MOUGHAN 1994; GREGORY 1999). Im
Rahmen des Forschungsprojektes „Studien an pankreasgangligierten Miniaturschweinen“
(TABELING 1998; FASSMANN 2001; HELDT 2001; MANDISCHER 2002; FUENTE-
DEGE 2003; KAMMLOTT 2003; KARTHOFF 2004; CLASSEN 2004; BECKER 2005;
ZANTZ 2006; KALLA 2009; KRAMER 2010; LOOCK 2010; KOCH 2011) wurden schon
diverse Auswirkungen einer EPI auf Verdauungsvorgänge untersucht, sowie die Überprüfung
bzw. Optimierung der Wirksamkeit von Enzymprodukten bearbeitet.
Die vorliegende Studie zielte auf eine nähere Charakterisierung der Stärkeverdauung im
praecaecalen (prc.) Bereich, um längerfristig Empfehlungen für die Diätetik bei Vorliegen
einer EPI geben zu können. Bei Beurteilung des Stärkeabbaus im gesunden Organismus wird
- stark vereinfachend - unterstellt, dass im Dünndarm (prc.) die Stärke im Wesentlichen durch
körpereigene Enzyme verdaut wird, während ihr Abbau im Dickdarm ausschließlich
fermentativ erfolgt (KAMPHUES 2013). Erst die Bestimmung der prc. Verdaulichkeit erlaubt
somit eine Differenzierung zwischen dem Umfang des enzymatischen Nährstoffabbaus und
dem Anteil fermentativer Abbauprozesse im Dickdarm. Aus zahlreichen Untersuchungen an
ileo-caecal-fistulierten, pankreasgangligierten Miniaturschweinen ist bekannt, dass die prc.
Stärkeverdaulichkeit trotz einer EPI zwischen ~ 30 % und ~ 90 % variiert und damit im
Vergleich zur der prc. Fett- und Eiweißverdaulichkeit weniger stark beeinträchtigt ist.
KRAMER (2010) ermittelte erhebliche Unterschiede in der prc. Stärke-Verdaulichkeit in
Abhängigkeit von der Stärkeart, wobei aber einschränkend zu erwähnen ist, dass hierbei nur
rohe Stärken geprüft wurden, die in der Ernährung des Menschen jedoch keine wesentliche
Rolle spielen.
Insgesamt wird die Stärke je nach Herkunft, Bearbeitung und aufgenommener Menge - trotz
vollständigen Verlusts der pankreatischen Enzymsekretion - schon im Magen und
Dünndarmbereich bis zu > 90 % (FASSMANN 2001) verdaut. Eine mögliche Erklärung für
die hohe prc. Verdaulichkeit ist ein bakterieller Abbau der Stärke bereits im Dünndarm. Da
bei Patienten mit einer EPI durch viele begünstigende Faktoren (Fehlen des antimikrobiellen
Einleitung
Pankreassekretes, hohe Nährstoffdichte im Chymus) meist ein small intestinal bacterial-
overgrowth (SIBO) vorliegt (BURES et al. 2010; RANA 2008), ist davon auszugehen, dass
die Fermentation forciert ist. Der mikrobielle Abbau von Kohlenhydraten ist im Allgemeinen
mit der Entstehung von Gasen als Stoffwechselprodukten verbunden. Der aus der gesteigerten
intestinalen Gasproduktion resultierende Meteorismus beeinflusst das Wohlbefinden negativ,
kann Schmerzen verursachen und zudem auch Völlegefühl und eine verminderte
Nahrungsaufnahme (RANA 2008). Neben diversen Gasen zählen auch Milchsäure und
flüchtige Fettsäuren zu den wesentlichen Metaboliten, die während eines bakteriellen Abbaus
von Stärke entstehen (MACFARLANE 1988; LOUIS 2007). Wird die Resorptionskapazität
für diese Metaboliten überschritten, führt dies u.a. zu osmotischen Durchfällen (CASPARY
1999) und einer verringerten Absorption aufgenommener Nährstoffe. Doch gerade bei
Patienten mit einer EPI ist es ein vorrangiges Ziel der Diätetik, die Energie- und
Nährstoffversorgung zu optimieren.
Vor diesem Hintergrund lag der Fokus der vorliegenden Arbeit auf Fragen zur
Stärkeverdauung im praecaecalen Bereich, wobei insbesondere die Herkunft der Stärke sowie
die Bedeutung ihrer thermischen Behandlung (Kochen) näher geprüft werden sollen, und
zwar sowohl mittels in-vivo - (d.h. am pankreasgangligierten Miniaturschwein), als auch in-
vitro (Gasbildung im Chymus in Inkubationsversuchen) – Untersuchungen. Letztlich zielten
diese experimentellen Studien auf ein besseres Verständnis von Vorgängen der
Stärkeverdauung bei EPI-Patienten als Voraussetzung für geeignete konkrete, diätetische
Empfehlungen.
Schrifttum
3
2 Schrifttum
2.1 Struktureller Aufbau von Stärke und daraus resultierende Einflüsse auf die
Verdaulichkeit
Stärke ist in den meisten höheren Pflanzen in Form von kompakten, wasserunlöslichen
Granula zu finden (IMBERTY et al. 1991; JENKINS u. DONALD 1995). Diese Granula
werden in sogenannten Reserveorganen, wie Wurzeln, Knollen, Rhizomen, Zwiebeln und
Samen gebildet und gespeichert (BADENHUIZEN 1959). Aufgrund der hohen
wirtschaftlichen und nutritiven Bedeutung für den Menschen sind der strukturelle Aufbau und
die chemo-physikalischen Eigenschaften umfassend untersucht.
2.1.1 Struktur der Stärke (Stärkeaufbau)
Stärkegranula weisen feste Strukturen in ihrem Aufbau auf, wodurch die physiko-chemischen
Eigenschaften von Stärke wesentlich beeinflusst werden. Im Folgenden wird die
„Innenarchitektur“ eines Granulums detailliert dargestellt.
2.1.1.1 Amylose und Amylopektin – Bausteine der Stärke
Stärke ist ein Makromolekül und setzt sich aus den Polysacchariden Amylose und
Amylopektin zusammen. Beide Moleküle bestehen ausschließlich aus glykosidisch
gebundenen Glucoseeinheiten. Amylose ist ein lineares (unverzweigtes) Molekül und setzt
sich aus α-1,4-glykosidisch gebundenen Glucosemolekülen zusammen. Je nach botanischem
Ursprung unterscheidet sich die Kettenlänge der Amylose; so sind in Kartoffel- und
Tapiokastärke längere Glucoseketten zu finden als in Weizen- oder Maisstärke (SWINKELS
1985). Neben den α-1,4-Verbindungen liegen laut BALL et al. (1996) auch etwa 0,1°% α-1,6-
Verbindungen innerhalb des Moleküls vor (VANDEPUTTE u. DELCOUR 2004). Die
Amylosemoleküle liegen als Doppelhelixstrukturen vor, wobei zwei Glucoseketten über
Wasserstoffbrücken miteinander verbunden sind (FRENCH 1973).
Schrifttum
4
Abbildung 1: Chemischer Aufbau von Amylose
Amylopektin ist, im Gegensatz zu Amylose, ein verzweigt aufgebautes Molekül, in dem die
Glucosemoleküle über α-1,4-glykosidische Bindungen miteinander zu Ketten verbunden sind
und nach etwa 20-25 Glucosemolekülen eine Abzweigung einer weiteren Glucosekette
erfolgt. An diesen Verzweigungspunkten werden die Glucosemoleküle über α-1,6-
glykosidische Bindungen verknüpft (FRENCH 1973).
Abbildung 2: Chemischer Aufbau von Amylopektin
Schrifttum
5
2.1.1.1.1 Anordnung der Amylose- und Amylopektinmoleküle im Granulum
Amylopektin
Die Anordnung der Amylopektinmoleküle innerhalb der Stärkegranula unterliegt einer festen
Ordnung, wobei verschiedene Strukturen (Cluster, Lamellae, Blocklets, Wachstumsringe) in
einem Granulum unterschieden werden. Im folgenden Abschnitt werden der Aufbau eines
Amylopektinmoleküls und die damit verbundene Architektur von Stärkegranula näher
erläutert.
Innerhalb eines Amylopektinmoleküls unterscheidet man drei verschiedene Arten von
Glucoseketten: A-, B- und C-Ketten. A-Ketten enthalten die kürzesten Glucoseketten und
sind über α-1,6-Verbindungen an B-Ketten gebunden, welche wiederum von der C-Kette
abzweigen. Pro Amylopektinmolekül liegt jeweils nur eine C-Kette vor. Diese trägt das
reduzierende Ende, an welches die Glucoseeinheiten gebundenen sind (HIZUKURI 1985).
Die linearen A- und B-Ketten bilden die sogenannten „Cluster“ (GALLANT et al. 1997).
Abbildung 3: Schematischer Aufbau eines Amylopektinmoleküls (Zeichnung von B. Ahlfänger; modifiziert nach GALANT et al. (1997))
Je Amylopektinmolekül werden etwa 20 bis 60 Cluster gebildet (YAMAGUCHI et al. 1979),
welche strahlenförmig vom Zentrum eines Granulums (Hilum) synthetisiert werden
(JENKINS u. DONALD 1998). Areale in denen ausschließlich Glucoseketten mit α-1,4-
B-Kette C-Kette
Cluster
A-Kette
Schrifttum
6
glykosidischen Bindungen vorkommen, werden als kristalline oder geordnete Bereiche des
Amylopektinmoleküls bezeichnet. Die kristallinen Bereiche werden von den
Verzweigungspunkten (α-1,6-Bindungen) des Amylopektinmoleküls unterbrochen, wodurch
die amorphen oder ungeordneten Bereiche entstehen. Die amorphen Bereiche sind wesentlich
labiler gegenüber enzymatischen Abbauprozessen (GALLANT et al. 1997). Durch die
Anordnung von mehreren seitlich nebeneinander angeordneten Amylopektinmolekülen
werden die perpendikular zum Zentrum des Granulums ausgerichteten „Lamellae“ gebildet.
Da nicht alle A- und B-Ketten die gleiche Länge aufweisen, entstehen weniger dichte
Bereiche, in denen gleichzeitig die Verzweigungspunkte des Amylopektinmoleküls lokalisiert
sind. Areale in denen ausgenommen lineare Glucoseketten zu finden sind, bilden die
kristallinen Lamellae; die zuvor genannten weniger dicht gepackten Areale werden als
amorphe Lamellae bezeichnet (YAMAGUCHI et al. 1979) (siehe Abbildung 4).
Abbildung 4: A: Schematische Darstellung (Seitenansicht) der molekularen Anordnung von kristallinen und amorphen Lamellae; B: Schematische Darstellung eines Stapels von kristallinen und amorphen Lamellae (gezeichnet B. Ahlfänger; modifiziert nach GALANT et al. (1997))
Kristalline und amorphe Lamellae sind die Bausteine für eine weitere organisierte bauliche
Einheit, die in Granula vorkommen – Blocklets (TANG et al. 2006). Etwa 20 Lamellae
(amorphe und kristalline) bilden ein kugelförmiges Blocklet, wobei die kristallinen Lamellae
von amorphen Lamellae unterbrochen werden.
variiert die Größe eines Blocklets zwischen
In rasterelektronen-mikroskopischen Untersuchungen konnten
darstellen, dass Blocklets das gesamte Granulum durchziehen. Diese Ergebnisse decken sich
mit denen aus Rasterkraftmikroskopie
feststellte, dass Blocklets ausschlaggebend für die Bildung der semi
Wachstumsringe sind (siehe Abbildung 5
Abbildung 5: Schematische Darstellung des Aufbaus der konzentrisch angeordneten amorphen und semi-kristallinen Wachstumsringe in Stärkegranula; A: Amylopektinmolekül; B: Blocklet; C: amorphe und semikristalline Wachstumsringe; D: Querschnitt durch ein Stärkegranulum mit Sicht auf die semikristallinen und amorphen Wachstumsringe (Zeichnung: B. Ahlfänger; modifiziert nal. 1997)
Wachstumsringe sind bereits mittels lichtmikroskopischer Untersuchungen von Stärkegranula
zu erkennen. KASSENBECK (1978
elektronentransparente Schichten, die im
wird auch als semi-kristalline oder geordnete und die elektronentransparente Schicht als
amorphe oder ungeordnete Zone bezeichnet
Schrifttum
7
von amorphen Lamellae unterbrochen werden. In Abhängigkeit des botanischen Ursprungs
variiert die Größe eines Blocklets zwischen 20 und 500 nm (GALLANT et al. 1997
mikroskopischen Untersuchungen konnten PARKER et al. (2008)
, dass Blocklets das gesamte Granulum durchziehen. Diese Ergebnisse decken sich
mit denen aus Rasterkraftmikroskopie-Untersuchungen von BAKER et al. (2001
ss Blocklets ausschlaggebend für die Bildung der semi
Abbildung 5).
: Schematische Darstellung des Aufbaus der konzentrisch angeordneten amorphen und hstumsringe in Stärkegranula; A: Amylopektinmolekül; B: Blocklet; C: amorphe
und semikristalline Wachstumsringe; D: Querschnitt durch ein Stärkegranulum mit Sicht auf die semikristallinen und amorphen Wachstumsringe (Zeichnung: B. Ahlfänger; modifiziert n
Wachstumsringe sind bereits mittels lichtmikroskopischer Untersuchungen von Stärkegranula
KASSENBECK (1978) beschrieb diese als elektronendichte und
elektronentransparente Schichten, die im Wechsel auftreten. Die elektronendichte Schicht
kristalline oder geordnete und die elektronentransparente Schicht als
amorphe oder ungeordnete Zone bezeichnet (ROONEY u. PFLUGFELDER 1986
D
In Abhängigkeit des botanischen Ursprungs
GALLANT et al. 1997).
PARKER et al. (2008)
, dass Blocklets das gesamte Granulum durchziehen. Diese Ergebnisse decken sich
BAKER et al. (2001) der
ss Blocklets ausschlaggebend für die Bildung der semi-kristallinen
: Schematische Darstellung des Aufbaus der konzentrisch angeordneten amorphen und
hstumsringe in Stärkegranula; A: Amylopektinmolekül; B: Blocklet; C: amorphe und semikristalline Wachstumsringe; D: Querschnitt durch ein Stärkegranulum mit Sicht auf die semi-kristallinen und amorphen Wachstumsringe (Zeichnung: B. Ahlfänger; modifiziert nach GALANT et
Wachstumsringe sind bereits mittels lichtmikroskopischer Untersuchungen von Stärkegranula
beschrieb diese als elektronendichte und
Wechsel auftreten. Die elektronendichte Schicht
kristalline oder geordnete und die elektronentransparente Schicht als
ROONEY u. PFLUGFELDER 1986).
Schrifttum
8
Amylose
Aufgrund der schwierigen Isolierung von Amylose aus dem Granulum wurde dieses Molekül
bisher nur in geringem Umfang untersucht (ROONEY u. PFLUGFELDER 1986). Nach
Anfertigung von Kryotomschnitten von Gelbmais-Endosperm konnte KASSENBECK (1978)
belegen, dass ein Großteil der Amylose im Kornzentrum vorliegt, während JENKINS u.
DONALD (1995) Amylose in den semi-kristallinen Wachstumsringen vermuten, da mit
steigendem Amylosegehalt die Größe der kristallinen Lamellae zunimmt. Amylose bildet
Doppelhelixstrukturen, indem zwei Amyloseketten über Wasserstoffbrücken miteinander
verbunden sind (FRENCH 1973). Diese Anordnung ermöglicht es der Amylose, andere
Moleküle und Elemente, wie Lipide und Phosphor zu binden, weshalb aus steigenden
Amylosegehalten in Granula höhere Fettgehalte resultieren (TESTER et al. 2004b).
2.1.1.2 Einfluss der botanischen Herkunft auf den Aufbau von Stärkequellen
Stärke ist ein Polysaccharid, das in Pflanzen weit verbreitet vorkommt, insbesondere in den
Samen diverser Pflanzenarten (z.B. Getreide) oder auch in Rüben (z.B. Steckrüben) oder
Knollen (z.B. Kartoffeln). Des Weiteren findet es sich in den Stengeln bestimmter Arten (z.B.
Markstammkohl). Dabei ist es futtermittelkundlich und für den Futterwert von Interesse, in
welcher Form die Stärke vorliegt, da sich hieraus Konsequenzen für die ggf. notwendige
Nutzung als Futter- bzw. Lebensmittel ergeben.
2.1.1.2.1 Unterschiede in der Kristallinität – Stärketypen A, B und C
Durch die regelmäßig angeordneten Amylopektinmoleküle in Stärkegranula entstehen
Bereiche mit einem hohen Grad an Kristallinität. Je nach botanischer Herkunft der Stärkearten
unterscheiden sich der Grad und die Art der Kristallinität. Insgesamt werden drei
verschiedene Typen der Kristallinität unterschieden: A-, B- und C-Typen. Die verschiedenen
Formen der Kristallinität variieren in der Länge der A- und B-Ketten der
Amylopektinmoleküle, die wiederum die Anordnung und die Dichte, in denen die parallel
zueinander gelagerten Doppelhelices gepackt sind, beeinflusst. Ebenso hat die Anzahl von
Wassermolekülen zwischen den Doppelhelices einen Einfluss auf den Kristallinitätstyp (siehe
Schrifttum
9
Abbildung 6). In Stärken, die zum Kristallinitäts-Typ A zählen, liegen im Vergleich zum B-
Typ kürzere A-Ketten im Amylopektinmolekül vor, die Doppelhelices sind dichter gepackt
und weniger Wassermoleküle sind eingeschlossen (IMBERTY et al. 1991). Kartoffelstärke
zählt zu den A-Typen, während in Getreidestärke allgemein der Typ B vorliegt. In
Leguminosen können beide Formen nachgewiesen werden. Dies wird als Kristallinität vom
C-Typ bezeichnet (KATZ u. ITALIE 1930; TREVOR L. WANG et al. 1998).
Abbildung 6: Kristallinitätstyp A und B (nach TESTER 2004)
2.1.1.2.2 Form, Größe und Oberflächenstrukturen von Stärkegranula
Die Bildung und Speicherung von kompakten Stärkegranula in Pflanzen erfolgt in
Amyloblasten (BADENHUIZEN 1959). Die Anzahl der in den Amyloblasten gebildeten
Granula ist abhängig von der botanischen Herkunft: So enthalten Amyloblasten von Gerste
lediglich ein Stärkegranulum, während in Amyloblasten von Reis und Hafer mehrere hundert
Granula zu finden sind (BUTTROSE 1960). Durch die variierende Enzymausstattung der
verschiedenen Pflanzenarten kommt es zu einer Diversität hinsichtlich der Stärkesynthese,
wodurch sich die Morphologie, die Zusammensetzung und die innere Struktur der
Stärkegranula je nach botanischer Herkunft unterscheiden (BORNET 1993; GALLANT et al.
1997). JANE et al. (1994) vermuten, dass die membranöse Struktur und Charakteristik der
Amyloblasten ebenfalls verantwortlich für die unterschiedlichen Größen und Formen der
Granula sind. Als einzige der Stärkearten, die in Übersicht 1 aufgeführt sind, zeigen die
Granula von Amaranth eine einheitliche Größenverteilung (0,8 bis 1 µm); in diesem Fall wird
Schrifttum
10
von unimodaler Größenverteilung gesprochen. Im Unterschied dazu, zeigen alle anderen
aufgeführten Stärkearten deutliche Unterschiede der Granulagrößen, was als bimodale
Größenverteilung bezeichnet wird (JANE et al. 1994). Neben Größe und Form der Granula
unterscheiden sich auch die Strukturen der Oberfläche der Stärke. Zu diesen Strukturen zählen
Löcher (Poren), schmale Risse (Fissuren) oder Auftreibungen bzw. Vorsprünge
(Protuberantien). Je nach botanischem Ursprung der Stärkequelle gibt es neben der Art der
Strukturen auch Unterschiede bezüglich des örtlichen Auftretens (äquatorial oder diffus) und
der Anzahl der morphologischen Strukturen auf den Oberflächen. Stärkegranula der Kartoffel
weisen lediglich einige unregelmäßig verteilte Auftreibungen auf. Im Vergleich dazu konnten
in elektronenmikroskopischen Untersuchungen von Weizen-, Roggen- und Hafergranula
Poren in der äquatorialen Region gefunden werden. In Verbänden vorliegende Stärkegranula
(Reis und Hafer) lassen wiederum keine Hinweise auf Poren erkennen. Ausschließlich Mais-,
Sorghum- und Hirsegranula zeigen auf der gesamten Oberfläche verteilte Poren (BUTTROSE
1960; FANNON et al. 1992; JANE et al. 1994; KIENZLE et al. 1998).
Übersicht 1: Formen und Größen der Stärkegranula in Abhängigkeit vom botanischen Ursprung
Stärke Typ Form Größe (µm) Autor
Amaranth Pseudo-Getreide polygonal 0,8-1 BHOSALE u. SINGHAL (2006)
Reis Getreide polygonal 3-8 JANE et al. (1994);
TESTER et al. (2004b)
Mais Getreide polygonal 5–20 JANE et al. (1994);
TESTER et al. (2004b)
Erbse Leguminose oval 10-45 JANE et al. (1994);
TESTER et al. (2004b)
Banane Frucht oval 15-45 JANE et al. (1994);
Weizen Getreide oval 22-36 JANE et al. (1994);
Kartoffel Knolle rund 15-75 JANE et al. (1994);
TESTER et al. (2004b)
2.1.1.2.3 Chemische Komposition verschiedener Stärkegranula
Hauptbestandteile – Amylose und Amylopektin
Amylose und Amylopektin bilden zusammen 98 – 99 % der Trockenmasse eines
Stärkegranulums. Dabei variiert das Verhältnis der beiden Polysaccharide je nach Stärkeart;
durchschnittlich setzt sich Stärke aus 80 % Amylopektin und 20 % Amylose zusammen
Schrifttum
11
(ROONEY u. PFLUGFELDER 1986; BORNET 1993). Durch entsprechende Züchtung
bestimmter Reis-, Mais- und Erbsenarten ist das Amylose-Amylopektin-Verhältnis zu
beeinflussen. Der sogenannte „Amylomais“ weist beispielsweise besonders hohe Gehalte an
Amylose (50 bis 80 %) auf, während die Stärke der sogenannten „wachsartigen Züchtungen“
zu 100 % aus Amylopektin besteht (FRENCH 1973). Nicht nur der botanische Ursprung der
Stärke, sondern auch der Reifegrad der Stärkequelle beeinflusst die Zusammensetzung. Mit
zunehmendem Alter der Pflanze nimmt die Größe der Stärkegranula zu und der
Amylosegehalt steigt (GEDDES et al. 1965).
Nebenbestandteile – Nichtpolysaccharide
Zu den weiteren Bestandteilen der Stärkegranula zählen Fett, Eiweiß und Mineralstoffe
(SCHOCH 1942; TESTER et al. 2004b). Diese werden aufgrund ihres geringen Vorkommens
innerhalb der Granula auch als Minorkomponenten oder als Nicht-Polysaccharid-Bestandteile
bezeichnet. Der Gehalt an Minorkomponenten ist abhängig von der Stärkequelle (siehe
Übersicht 2). Lipide werden in Form von freien Fettsäuren und Phosphoglyceriden in bzw.
auf Stärkegranula vorgefunden. Ein Teil der Fette geht komplexe Verbindungen mit den
Amylosemolekülen ein (SWINKELS 1985), während der andere Teil auf der
Granulaoberfläche wiederzufinden ist. Die Zusammensetzung der Lipide, die auf der
Oberfläche von Stärke detektiert wurden, ist dabei abhängig vom botanischen Ursprung und
hat Effekte auf die Eigenschaften der verschiedenen Stärkearten (BALDWIN et al. 1994). Mit
steigenden Fettgehalten sinkt die Wasserbindungskapazität, das Quellvermögen und die
Löslichkeit von Stärke (SWINKELS 1985). Zu den Stickstoff-Verbindungen innerhalb von
Granula zählen Aminosäuren, Peptide, Nukleinsäuren, Enzyme, Amide und Proteine
(SWINKELS 1985). Der Gehalt an Proteinen in Getreidestärken liegt zwischen 0,25 bis 0,5
%, während in Kartoffel- und Tapiokastärke die Proteingehalte weniger als 0,1 % betragen.
Unter den Mineralstoffen bildet Phosphor den größten Anteil; weiterhin können Calcium,
Natrium, Magnesium und Kalium in Stärkegranula vorkommen (SWINKELS 1985).
Phosphor ist das einzige Mengenelement, das die Eigenschaften von Stärke beeinflusst
(NIGAM u. SINGH 1995) und tritt in Form von Monophosphorestern und Phospholipiden
innerhalb der Granula auf. Etwa 68 bis 92 % des Phosphors sind in den amorphen Regionen
der Stärkegranula lokalisiert und sind dort an Glucosemoleküle des Amylopektins gebunden
Schrifttum
12
(BLENNOW et al. 2000). Zusätzlich konnte in diesem Versuchsaufbau gezeigt werden, dass
ein steigender Phosphorgehalt mit einem Anstieg der Kettenlänge der Amylopektinmoleküle -
und somit einem zunehmenden Grad an Kristallinität der Granula - verbunden ist.
Übersicht 2: Inhaltsstoffe verschiedener Stärkearten (%)
Stärke Amylose Fett Eiweiß Phosphor Autor
Weizen 28 0,7 0,4 0,06 DEBET u. GIDLEY (2006)
Amaranth 7,2b 1,1b 0,49b 0,13 bis 0,49a a DEBET u. GIDLEY (2006)
b PEREZ et al. (1993)
Mais 28c 0,7d 0,35d 0,02d c GUILBOT u. MERCIER (1985)
d SWINKELS (1985)
Kartoffel 23c 0,05d 0,06d 0,08d c GUILBOT u. MERCIER (1985)
d SWINKELS (1985)
Erbse 33,2 bis 35c 0,1c 0,23c 0,043e c GUILBOT u. MERCIER (1985)
e HILBERT (1946)
2.1.2 Thermische Einflüsse auf die Stärke
2.1.2.1 Gelatinisierung
Kochen ist ein Verfahren, durch das rohe Stärke in eine verdauliche, schmackhafte und
verarbeitungsfähige Form überführt wird (TURHAN u. GUNASEKARAN 2001).
Das Erhitzen von Stärke in Wasser führt zu einem Verlust der „inneren Ordnung“ der
Stärkegranula; dieser Vorgang wird als Gelatinisierung bezeichnet (JENKINS u. DONALD
1998). Der Prozess der Gelatinisierung beginnt immer in den amorphen (ungeordneten)
Bereichen der Stärkegranula, in die das Wasser ungehindert eintreten kann. Die Penetration
von Wasser in die kristallinen Bereiche der Stärke erfolgt erst im späteren Verlauf der
Gelatinisierung. Durch Eindringen von Wasser in das Granulum werden die
Wasserstoffbrücken zwischen Amylose und Amylopektin aufgebrochen. An die so frei
werdenden Hydroxylgruppen wird Wasser gebunden, wodurch es zum irreversiblen
Anschwellen der Granula kommt, dem dann ein Austritt von Amylose folgt (ROONEY u.
PFLUGFELDER 1986; BORNET 1993). Wenn die Amylosemoleküle frei werden, bilden sie
ein dreidimensionales Netzwerk, das sich in elektronen-mikroskopischen Aufnahmen als
Netzwerk von Filamenten darstellt (LELOUP et al. 1992). Mit fortschreitender
Schrifttum
13
Gelatinisierung wird die Stärke wasserlöslich, wodurch sich die Viskosität des Stärke-
Wasser-Gemischs erhöht (BORNET 1993). Der Zeitpunkt des Einsetzens der Gelatinisierung
unterliegt zahlreichen Einflüssen. Hierzu zählen die Temperatur, die vorhandene
Wassermenge, der Gehalt an Amylose, Fett und Phosphor und die Reife der jeweiligen
Stärkequelle (WONGSRIKASEM 1980). Sofern der Wassergehalt oder die Temperatur nicht
hoch genug sind, erfolgt lediglich eine unvollständige Gelatinisierung der Granula (TESTER
et al. 2004b). Die Temperatur, bei der ein vollständiger Verlust, der für native Stärken
typischen Doppelbrechung , verzeichnet wird, ist die Gelatinisierungs-Temperatur (SCHOCH
1942). In Abhängigkeit von der botanischen Herkunft der Stärken unterscheiden sich die
Gelatinisierungs-Temperaturen, die zwischen 56 °C (Kartoffelstärke) und 90 °C
(Amaranthstärke) variieren. Die Gelatinisierungs-Temperaturen anderer Stärkearten sind im
Bereich dazwischen anzusiedeln (BILIADERIS et al. 1980). Durch den Verlust der inneren
Granulaanordnung (kristalline Bereiche) werden Granula anfälliger gegenüber enzymatischen
Abbauvorgängen (ROONEY u. PFLUGFELDER 1986). Dabei kann die Gelatinisierung in
unterschiedlichem Umfang stattfinden: Häufig liegt die Stärke lediglich in teilweise
gelatinisiertem Zustand vor. Dies ist insbesondere in Getreideflocken (Cornflakes, Müsli)
sowie Gebäck (Kuchen und Kekse) der Fall, da die Temperaturen und die bei der Herstellung
zugeführte Wassermenge solcher Produkte nicht ausreichen, um die Gelatinisierung in vollem
Umfang herbeizuführen (WONGSRIKASEM 1980). HOLMES u. LOBLEY (1989) führten
Untersuchungen zum enzymatischen Abbau von Weizenstärke mit einem unterschiedlichen
Gelatinisierungsgrad durch, um zu überprüfen, wann die vollständige Hydrolyse der Stärke
erreicht wird. Bereits ein Gelatinisierungsgrad von 37 % reicht aus, um die Weizenstärke
vollständig enzymatisch zu hydrolysieren (WONGSRIKASEM 1980).
2.1.2.2 Retrogradation
Die Veränderungen, die bei Abkühlung der erhitzen Stärke einsetzen, werden als
Retrogradation bezeichnet. Mit abnehmenden Temperaturen bildet sich aus dem „Stärke-
Kleister“ (starchpaste) ein Gel, das mit steigendem Amylosegehalt eine zunehmend festere
Konsistenz aufweist. Das Gel enthält die nun mit Amylopektin angereicherten Granula, die
von einem Netzwerk aus Amylosefäden umgeben sind. Während der Retrogradation kommt
Schrifttum
14
es zu einer Neuordnung der amorphen Strukturen in eine kristalline Ordnung
(GUDMUNDSSON 1994). Zur Neuordnung kommt es durch die erneute Ausbildung von
Wasserstoffbrücken zwischen den Amylose- und Amylopektinmolekülen, so dass eine
kristalline Ordnung entsteht (BORNET 1993). Die Wiederherstellung von kristallinen
Strukturen erfolgt nicht nach den gleichen Ordnungsprinzipien, wie sie in der nativen Stärke
zu finden ist. Dies äußert sich darin, dass alle Stärketypen nach einer thermischen
Bearbeitung - unabhängig von deren botanischen Ursprung - eine B-Typ-Kristallinität
aufweisen (KATZ u. ITALIE 1930).Verursacht durch die Retrogradation wird ein Teil der
hydrothermisch behandelten Stärke resistent gegenüber amylolytischen Enzymen. Ursächlich
hierfür ist die Ausbildung eines hitze-, säure- und α-Amylase-resistenten Amylose-
Netzwerks, welches die Stärkegranula umgibt (ENGLYST u. CUMMINGS 1985; BORNET
1993). Unverdauliche Stärke, die durch den Prozess der Retrogradation entsteht, wird als
resistente Stärke Typ III bezeichnet (ENGLYST u. CUMMINGS 1985). Wie hoch der
gebildete Anteil resistenter Stärke ist, hängt vom Gehalt an Amylose, Amylopektin, Fett und
der Kettenlänge der Glucosemoleküle ab (EERLINGEN u. DELCOUR 1995).
2.2 Stärkeverdauung
2.2.1 Enzymatische Spaltung der Stärkegranula Bevor eine Spaltung der Glucoseketten erfolgen kann, müssen die Stärkegranula
durchdrungen werden, so dass die Amylose- und Amylopektinketten für die stärkespaltenden
Enzyme zugänglich sind. In Abhängigkeit von den äußeren Schichten und Strukturen
(Löcher; Fissuren) wird Stärke entweder nach dem Prinzip der Endokorrosion oder der
Exokorrosion abgebaut (KIENZLE et al. 1997). Von Endokorrosion wird gesprochen, wenn
die Enzyme an der Granulaoberfläche bereits bestehende Löcher vergrößern und mit
fortschreitender Enzymwirkung Kanäle in das Innere der Granula bilden. Hierdurch werden
die Granula von innen heraus “ausgehöhlt“, wodurch die kristalline Struktur aufgelöst wird
(BADENHUIZEN 1959; AGGARWAL u. DOLLIMORE 2000). Die Exokorrosion zeichnet
sich dadurch aus, dass durch fehlende Löcher kein direkter Zugang in das Innere der Granula
möglich ist, wodurch der enzymatische Abbau der Granulaschichten von außen stattfindet
(GALLANT et al. 1997; AGGARWAL u. DOLLIMORE 2000). Die Wirkung der Enzyme
Schrifttum
15
beginnt an der Oberfläche von Stärkegranula an Fissuren oder an Strukturen, die einen Fehler
im kristallinen Aufbau (amorphe Strukturen) aufweisen. Die strukturellen Schwachstellen
sind anfälliger für enzymatische Angriffe. Mit Fortschreiten der enzymatischen Wirkung
kommt es zu einer Auflösung der Granula (FRENCH 1973; GALLANT et al. 1997).
Rasterelektronen-mikroskopische Untersuchungen zeigen, dass der enzymatische Abbau von
Weizen, Reis, Gerste, Mais, Roggen und Kassava über eine Endokorrosion erfolgt
(GALLANT et al. 1997; KIENZLE et al. 1998), Kartoffel-, Erbsen- und Tapiokagranula
hingegen einer Exokorrosion unterliegen (KIENZLE et al. 1997). KIMURA u. ROBYT
(1995) untersuchten den Abbau von Stärkegranula unterschiedlicher botanischer Herkunft
(Wachsmais, Gerste, Kartoffel, amylosereicher Mais) und stellten dabei fest, dass die
Granulaanzahl nach Zusatz von Glucoamylase (Maltase) in den ersten Stunden zunimmt. Es
stellten sich aber deutliche Unterschiede in Abhängigkeit von der Stärkeart dar. Ein Anstieg
der Granulaanzahl um 50 % konnte bei Gerste und Wachsmais (reich an Amylopektin)
gemessen werden, während Kartoffelstärke nur einen geringen Anstieg (< 10 %) und der
amylosereiche Mais keine Veränderung der Granulaanzahl zeigte. Da die enzymatische
Spaltung der Granula eine Oberflächenvergrößerung zur Folge hat, wird demnach die
enzymatische Hydrolyse mit zunehmender Zeit beschleunigt. Die Abspaltung einzelner
Glucosemoleküle von den Amylose und Amylopektinmolekülen erfolgt im Inneren der
Granula. Mit zunehmender enzymatischer Einwirkung steigt die Durchlässigkeit der Granula
und die Glucosemoleküle diffundieren in das umgebende Medium. Eine Ausnahme von
diesem Prinzip stellen Kartoffelgranula dar. Da diese nur in geringem Umfang durchlässig für
Enzyme sind, ist gleichzeitig auch die Diffusion der Glucose aus den Granula eingeschränkt
(KIMURA u. ROBYT 1995).
2.2.1.1 Einflussfaktoren auf den enzymatischen Abbau der Stärkegranula Bei Betrachtung der Einflussfaktoren auf die Stärkeverdaulichkeit muss klar unterschieden
werden, ob die Stärke bereits extrahiert wurde oder ob die Stärkegranula noch im Endosperm
vorliegen. In welchem Umfang und in welchem Zeitraum Stärkegranula enzymatisch
hydrolysiert werden können, ist nach TESTER et al. (2004b) von folgenden Faktoren
abhängig:
Schrifttum
16
- botanischer Ursprung der Stärke (Granulagröße, Zusammenlagerung der Granula
innerhalb der Pflanzenzelle, Kristallinitäts-Typ (A-, B- oder C-Typ),
Oberflächenstrukturen)
- Zusammensetzung der Granula (Amylose:Amylopektin-Verhältnis, Anteile von Fett,
Eiweiß und Phosphor)
- Grad der Bearbeitung der Stärkequelle (mechanische Einwirkungen,
Gelatinisierungsgrad)
- Quelle der Enzyme und das Verhältnis von Enzym zu Substratmenge
- Temperatur und Dauer der Enzymeinwirkung
Thermisch und mechanisch unbehandelte Stärke ist im Vergleich zu bereits bearbeiteter
Stärke gegenüber enzymatischen Abbauvorgängen resistenter (BORNET 1993). Dies ist der
Anordnung der Stärkegranula innerhalb der Pflanze, bzw. des jeweiligen Speicherorgans der
Pflanze geschuldet. Die kompakten Granula sind im Endosperm eng aneinander gelagert und
werden von einer Proteinmatrix umgeben, wodurch die Granula originär zunächst vor einem
enzymatischen Angriff gewissermaßen geschützt sind (ROONEY u. PFLUGFELDER 1986;
BORNET 1993). Um eine möglichst vollständige energetische Verwertung von stärkereichen
Futter- und Lebensmitteln zu erzielen, muss eine Vorbehandlung erfolgen. Erst diese
Vorbehandlung ermöglicht den stärkeabbauenden Enzymen den Zugang in das Innere der
Stärkegranula (BORNET 1993; TESTER et al. 2004b). Eine derartige Bearbeitung kann
sowohl durch mechanische als auch durch hydrothermische Verfahren erreicht werden. Die in
der Lebensmittelproduktion oft angewandten Methoden zur thermischen und mechanischen
Bearbeitung der Stärken stellen Kochen, Dämpfen, Walzen, Toasten, Backen und Poppen dar.
Durch all diese Verfahren werden Getreidekörner bzw. Stärkegranula in unterschiedlichem
Umfang beschädigt und/oder eine Gelatinisierung der Stärke erreicht. Durch den Verlust der
kristallinen Ordnung, Auflösung der Helixstrukturen der Amylopektinmoleküle sowie der
Komplexbildungen zwischen Lipiden und Amylose werden die Stärkegranula für die
stärkeabbauenden Enzyme leichter zugänglich (TESTER et al. 2004b). Als weiterer
Einflussfaktor auf die enzymatische Abbaubarkeit kann die Morphologie der Granula gesehen
werden, wobei die Größe, die Oberflächenbeschaffenheit und die Art der Kristallinität der
Granula eine Rolle spielen. Die Granulagröße beeinflusst die Verdaulichkeit durch das
Oberflächen-Volumen-Verhältnis. Daraus folgt, dass die Kontaktfläche zwischen Enzym und
Schrifttum
17
Substrat zunimmt, sofern die Größe der Granula abnimmt (TESTER et al. 2004b). Den
Einfluss der Granulagröße auf die enzymatische Abbaubarkeit konnten auch (FRANCO et al.
1992) nachweisen. In Versuchen mit Kassava- und Maisstärke wurden die Granula beider
Stärkearten der Größe nach separiert und jeweils für 36 Stunden mit stärkeabbauenden
Enzymen (α-Amylase und Amylo-Glucosidasen) inkubiert. Es stellte sich heraus, dass die
Hydrolyse mit steigender Größe der Granula abnimmt. Ein weiteres morphologisches
Merkmal, das Einfluss auf die enzymatische Abbaubarkeit zeigt, ist die Oberflächenstruktur.
Die Poren, die auf einigen Stärkearten vorhanden sind, weisen eine Größe auf, die es
ermöglicht, dass Enzyme in das Innere der Granula gelangen können und der enzymatische
Abbau der Granula über diesen Weg erleichtert wird (FANNON et al. 1992). Auch die
Anordnung der inneren Strukturen eines Granulums hat einen Einfluss auf eine gewisse
Resistenz gegenüber enzymatischen Einwirkungen. Besonders die Verteilung und die Größe
der semi-kristallinen und amorphen Bereiche sowie die Dichte der aneinander gelagerten
Blocklets beeinflussen den Abbau der Stärkegranula (ANDRIEUX et al. 1992). In Versuchen
konnten PLANCHOT et al. (1995) nachweisen, dass Stärkearten, die nach ihrer Art der
Kristallinität zum Typ A und C gehören (Erbsen- und Getreidestärke), enzymatisch besser
hydrolysiert werden können, als B-Typen (Kartoffelstärke). Die chemische Zusammensetzung
bedingt ebenfalls Unterschiede in der Verdaulichkeit von Stärke. Hierbei spielt besonders das
Verhältnis von Amylose und Amylopektin eine Rolle. Mit steigenden Amylosegehalten
erhöht sich die Resistenz gegenüber enzymatischen Abbauvorgängen. WOLTERS (1990) und
GALLANT et al. (1997) sehen die Ursache hierfür in einer verminderten Reaktionsfläche für
die stärkespaltenden Enzyme, da Amylosemoleküle, bedingt durch ihre Doppelhelixstruktur,
häufig komplexe Verbindungen mit Phosphor, Eiweiß und Lipiden eingehen (FRENCH
1973). Verbunden mit der Komplexbildung (hauptsächlich mit den Minorkomponenten) ist
die Quellfähigkeit von Stärkegranula während der hydrothermischen Behandlung
herabgesetzt (GEDDES et al. 1965) und somit ebenfalls die Anfälligkeit der Granula
gegenüber Enzymen (BORNET 1993). Nicht nur die Stärkeart und die damit verbundenen
strukturellen Unterschiede und Eigenschaften bestimmen die enzymatische Verdaulichkeit,
sondern auch die Herkunft der stärkespaltenden Enzyme BULEON et al. (1998).
PLANCHOT et al. (1995) führten Versuche zur Hydrolisierbarkeit unterschiedlicher
Stärkequellen mit α-Amylasen verschiedener Herkunft durch. Hierbei stellten sie fest, dass
Schrifttum
18
Unterschiede in der Wirksamkeit von α-Amylasen porciner Herkunft und der von Aspergillus
fumigatus produzierten α-Amylasen nachzuweisen sind. Alle Stärkearten wurden durch die α-
Amylasen von Aspergillus fumigatus effizienter abgebaut, obwohl die gleiche Konzentration
und Einwirkungszeit der Enzyme vorlag. Dieser Befund konnte auch von AO et al. (2007)
bestätigt werden. In in-vitro Stärke-Verdaulichkeitsuntersuchungen wurde Maltase-
Glucoamylase sowohl humaner als auch fungaler Herkunft eingesetzt und nachgewiesen, dass
das Enzym von Rhizopus spp. etwa 10-fach wirksamer ist, was den Abbau nativer Stärke
betrifft. Die Enzymkonzentration ist ebenfalls von entscheidender Bedeutung. Höhere
Konzentrationen von stärkespaltenden Enzymen haben nachweislich eine dosisabhängige
Steigerung des Stärkeabbaus zur Folge, wobei dieser Prozess dazu nicht direkt proportional
ist. Auch bei Zugabe der 10-fachen Menge an α-Amylase steigt die Abbaurate der Granula
nur um das 2- bis 3-fache an (BERTOFT 1991).
2.2.2 Abbau der Amylose- und Amylopektinketten
Die Stärkeverdauung kann auf zwei Wegen erfolgen: Enzymatisch und fermentativ (ROWE et
al. 1999). Da besonders bei Patienten mit einer exokrinen Pankreasinsuffizienz (EPI) die
mikrobielle Fermentation als Kompensationsmechanismus für die eingeschränkte
enzymatische Stärkeverdaulichkeit angenommen wird, wird im Folgenden auf beide Arten
der Stärkeverdauung eingegangen.
Schrifttum
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2.2.2.1 Stärkeverdauung durch körpereigene Enzyme Die verschiedenen am Stärkeabbau beteiligten Enzyme (TESTER et al. 2004b) sind in
Übersicht 3 aufgeführt.
Übersicht 3: Wirkungsweise, Vorkommen, Enzyme Commission Numbers (EC-Nr.)* und Spaltprodukte körpereigner Enzyme
Enzym Spezifischer
Angriffspunkt Herkunft/Lokalisation EC-Nr. Spaltprodukte
α-Amylase α-1,4-glykosidische
Bindungen Speichel, Pankreas 3.2.1.1.
Lineare und verzweigte Oligosaccharide
Maltasea α-1,4-glykosidische
Bindungen Bürstensaum-
membran 3.2.1.48 Glucose
Sucrase-Isomaltaseb
α-1,4- und α-1,6-glykosidische
Bindungen
Bürstensaum-membran
3.2.1.20 Glucose, Fructose
Laktase β-1,4-glykosidische
Bindungen Bürstensaum-
membran 3.2.1.108 Glucose, Galaktose
Trehalase α- und β- 1,4- glykosidische
Bindungen
Bürstensaum-membran
3.2.1.28 β- und α-Glucose
a Synonym: Glucose-Isomaltase, Glucoamylase, α-Glucosidase, Amyloglucosidase
b Synonym: Sucrase Die Enzyme Comission Number ist eine numerische Klassifikation der Enzyme nach der jeweiligen Reaktion, die sie katalysieren
Ein wichtiges stärkespaltendes Enzym ist die α-Amylase, die sowohl in den Speicheldrüsen
als auch im exokrinen Pankreas gebildet wird und jeweils chemisch identisch ist. Die α-
Amylasen gehören zur Gruppe der α-1,4-Endo-Glucosidasen, die α-1,4-Verbindungen der
Amylose und Amylopektinketten an beliebiger Stelle innerhalb der Glucosestränge spalten
(FRENCH 1973). Als Abbauprodukte entstehen Maltose, Maltotriose und Maltotetraose
(ROBYT u. FRENCH 1967), während Monosaccharide/Einfachzucker selten als Spaltprodukt
hervorgehen. Die kurzkettigen Glucosestränge werden durch Disaccharidasen und
Oligosaccharidasen der Bürstensaummembran des Dünndarms weiter zu Glucose abgebaut
(AO et al. 2007).
Die Bürstensaummembran des Dünndarms dient neben der Absorption von Zuckern und
Peptiden auch der Aufspaltung von Oligosacchariden und Dextrinen in Glucose (HOLMES
1971). Bereits 1967 führte EICHHOLZ Untersuchungen zur Enzymausstattung in der
dünndarmständigen Bürstensaummembran von Hamstern durch. In seinen Untersuchungen
konnte er die Oligo- und Disaccharidasen Maltase, Sucrase, Trehalase, Isomaltase und
Schrifttum
20
Laktase nachweisen. Diese Ergebnisse wurden von MAESTRACCI et al. (1975) durch
Untersuchungen der humanen Bürstensaummembran bestätigt. Die bürstensaummembran-
ständigen Enzyme sind nicht ausschließlich an der Hydrolyse von Oligosacchariden beteiligt.
In-vitro-Versuche zur Verdaulichkeit verschiedener Stärketräger (Reis, Wachsmais,
Amylomais, Mais, Weizen, Banane, Kartoffel, Erbse, Tapioka) belegen, dass die
bürstensaummembran-ständigen Enzyme auch ohne Vorbehandlung durch α-Amylasen in der
Lage sind, native Stärken zu Glucose abzubauen. Dennoch muss erwähnt werden, dass die
höchste Wirksamkeit von Maltase-Gluco-Amylase erreicht wird, wenn eine Vorbehandlung
mit α-Amylase stattfindet und deutliche Unterschiede in Abhängigkeit vom botanischen
Ursprung der Stärketräger bestehen (AO et al. 2007).
Maltose, Maltotriosen und α-Dextrine (verzweigte Oligosaccharide mit mindestens einer α-
1,6-glykosidischen Bindung) werden durch die Enzyme der Bürstensaummembran abgebaut.
Glucoamylase (Maltase) und Saccharase spalten die α-1,4-glykosidischen Bindungen
während die α-Dextrinase die α-1,6-glykosidischen Bindungen aufspaltet, so dass die
Oligosaccharide zu Glucosemolekülen hydrolysiert werden. Lactose, bestehend aus β-1,4-
glykosidischen Bindungen wird durch die Laktase in Glucose und Galaktose gespalten und
die α-1,2-glykosidische Bindung der Saccharose wird ebenfalls durch die Saccharase zu
Glucose und Fructose abgebaut. Die freigewordenen Monosaccharide werden in die
Epithelzellen des Dünndarms aufgenommen und gelangen dann in die Blutbahn (BREVES u.
LEONHARD-MAREK 2009). In Abbildung 7 sind die stärkespaltenden Enzyme (auch
mikrobielle) und die entstehenden Abbauprodukte dargestellt.
Schrifttum
21
Abbildung 7: Darstellung der am Stärkeabbau beteiligten Enzyme (sowohl körpereigene als auch bakteriell gebildete; modifiziert nach (HORVATHOVA 2000) 2.2.2.2 Beteiligung der Mikroorganismen am Stärkeabbau Schätzungsweise 400-500 verschiedene Bakterienspezies bilden im Magendarmtrakt des
Menschen ein komplexes Ökosystem (SIMON u. GORBACH 1986; SHUJUN WANG et al.
2008). Unter physiologischen Bedingungen ist die bakterielle Besiedlung des proximalen
Dünndarms nur sehr spärlich (10³ bis 104 KbE/ml Dünndarmaspirat) und entspricht in ihrer
Zusammensetzung der oropharyngealen, hauptsächlich aeroben Bakterienflora (Lactobacillen,
Streptococcen, Enterococcen). In aboraler Richtung nehmen die aeroben Keimarten zugunsten
einer anaeroben, colonähnlichen Flora ab, wobei die Bakterienzahl ansteigt (DRASAR u.
SHINER 1969; QUIGLEY u. QUERA 2006).
Schrifttum
22
Abbildung 8: Darstellung der Zusammensetzung und der Anzahl der humanen Bakterienflora im Magen-Darm-Trakt (modifiziert nach HOLZAPFEL (1998) und QUIGLEY u. QUERA (2006))
In den letzten Jahrzehnten sind zahlreiche neue Erkenntnisse über die Bedeutung und den
Einfluss der Darmbakterien auf die Verdauung bekannt geworden (PAI u. KANG 2008).
Bakterien sind demnach nicht nur an der Aufspaltung komplexer Polysaccharide beteiligt,
sondern tragen auch zur Deckung des täglichen Energiebedarfs bei (OWIRA u. WINTER
2008). Neben den komplexen Polysacchariden (durch körpereigene Enzyme nicht abbaubar),
fermentieren Bakterien auch Kohlenhydrate, die im Dünndarm nicht resorbiert wurden
(Überschreiten der Resorptionskapazitäten) zu flüchtigen Fettsäuren (CUMMINGS et al.
1987). Diese Abbauprozesse können durch die umfangreiche Ausstattung der Bakterien mit
amylolytischen Enzymen bewerkstelligt werden (SIMON u. GORBACH 1986).
Bakteriengattungen wie Bacteroides spp., Fusobacterium spp., Bifidobacterium spp.,
Eubacterium spp., Streptococcus spp., Clostridium spp., Propionibacterium spp. Butyriovibrio
(physiologische Colonflora) weisen eine deutlich amylolytische Aktivität auf. Einige
Bakterienarten sind durch ihre vielfältige Enzymausstattung sogar in der Lage, schwer
abbaubare Kohlenhydrate oder rohe Stärke zu hydrolysieren. Clostridium butyricum und
Bifidobacterium spp. sind sogar in der Lage, den schwer verdaulichen Amylomais
(ausschließlich aus Amylose bestehend) abzubauen. Es ist bemerkenswert, dass in den
einzelnen Bakteriengattungen Unterschiede hinsichtlich der Enzymausstattung und
Magen und Duodenum (101-103 KbE/ml): Lactobacillen, Streptococcus spp., Hefen
Jejunum und Ileum (104-108 KbE/ml): Enterobacter, Lactobacillus, Streptococcus spp., Bacteroides, Fusobacterium, Bifidobacterium
Eubacterium, Bacteroides, Peptostreptococcus, Proteus, Bifidobacterium, Ruminococcus, Lactobacillus, Fusobacterium, Clostridium, Enterococcus, Enterobacteriaceae, Bacillus, Staphylococcus, Pseudomonas, Hefen, Veillonella, Protozoen, Clostridium, Streptococcus spp.
Colon (1010-1012 KbE/ml):
Schrifttum
23
Effektivität der Enzyme bestehen. So exprimiert Bacteroides vulgatus lediglich Maltase als
stärkespaltendes Enzym, während Bacteroides ovatus Maltase, Pullulanase und α-Amylase
bilden kann (SHUJUN WANG et al. 2008). In der Übersicht 4 sind einige bakteriell gebildete
Enzyme aufgelistet, die am Stärkeabbau beteiligt sind. Hierbei handelt es sich lediglich um
eine Auswahl häufig vorkommender und physiologisch relevanter Enzyme und keinesfalls um
eine vollständige Auflistung aller stärkespaltenden Enzyme bakterieller Herkunft. Die
Zusammenstellung beruht auf dem Enzyminformationssystem – Braunschweig Enzyme
Database (BRENDA), in dem biochemische und molekularbiologische Daten zahlreicher
Enzyme hinterlegt sind.
Übersicht 4: Mikrobiell gebildete Enzyme, deren spezifische Wirkungsweise, entstehende Spaltprodukte, Bakterienarten und die Enzym Commission Numbers der gebildeten Enzyme (EC-
Nr.); Quelle: (Braunschweig Enzyme Database (BRENDA))
Enzym Spezifischer
Angriffspunkt Abbauprodukte Bakterien
EC-Nummer
α-Amylase α-1,4-glykosidische
Bindungen
Lineare und verzweigte
Oligosaccharide
Bacillus, E.coli, Lactobacillus, Ruminobacter,
Bacteroides, Clostridium, Pseudomonas
3.2.1.1.
β-Amylase α-1,4-glykosidische
Bindungen
Lineare und verzweigte
Oligosaccharide Bacillus 3.2.1.2
Isoamylase
α-1,6- glykosidische
Bindungen von Amylopektin
Dextrinen
Lineare Oligosaccharide
E. coli, Bacillus, Pseudomonas
3.2.1.68
Pullulanase I α-1,6-
glykosidische Bindungen
Lineare Oligosaccharide
Bacillus spp., Klebsiella spp., Bacteroides spp.,
Streptococcus spp., Lactococcus spp.
3.2.1.41
Pullulanase II α-1,4- und α-1,6-
glykosidische Bindungen
Lineare und verzweigte
Oligosaccharide, Maltose
Bacteroides thetaiotaomicron, Bacillus
cereus 3.2.1.41
Isopullulanase
α-1,4- glykosidische
Bindungen von Panose
Isomaltose, Glucose Bacillus ssp.,
Aspergillus ssp. 3.2.1.57
Neopullulanase
α-1,6- glykosidische
Bindungen von Pullulan
Maltotriose,
Panose
Bifidobacterium, Klebsiella, Bacillus,
Lactobacillus 3.2.1.135
Schrifttum
24
Neben der Fähigkeit zur Aufspaltung der Stärke sind Bakterien sehr gut an den Abbau von
Monosacchariden angepasst. Durch eine vielfältige Enzymausstattung sind nahezu alle
Bakteriengattungen in der Lage, unter anaeroben Bedingungen, über den Embden Meyerhof
Zyklus Glucose zu kurzkettigen Fettsäuren und Gasen zu fermentieren (GOTTSCHALK et al.
1978).
Abbildung 9: Embden Meyerhof Zyklus: bakterielle Fermentation von Glucose (modifiziert nach REILLY u. ROMBEAU (1993))
Die FFS können über passive Diffusion und unabhängig vom luminalen pH-Wert des Dünn-
bzw. Dickdarms resorbiert werden, wobei keine Sättigungsgrenze ermittelt werden konnte. In
Spezies, die einen gering ausgebildeten Dickdarm (“Fermentationskammer“) aufweisen
(Mensch, Fleischfresser, Ratte), trägt die gebildete Menge der FFS (ohne Vorliegen einer
bakteriellen Überbesiedlung des Dünndarms) etwa 7 % der täglichen Energiedeckung bei,
während in Spezies mit besonders ausgebildeten Fermentationskammern (Wiederkäuer,
Pferd) sogar bis zu 80 % des Energiebedarfes über FFS gedeckt werden kann
(RECHKEMMER et al. 1988). Die Höhe der FFS-Konzentration im Chymus nimmt beim
Menschen nach Passage des Ileums signifikant zu (10 mmol/kg), so dass im Colon die
höchste Konzentration an FFS (131 mmol/kg) erreicht wird. Unter den FFS macht Acetat den
größten Anteil an den gebildeten FFS aus, gefolgt von Propionat und Butytrat, wodurch ein
Verhältnis von 3:1:1 im Colonchymus besteht. Nach Aufnahme der FFS in die Blutbahn
werden diese zur Leber transportiert, wo deren weitere Verstoffwechselung erfolgt
(CUMMINGS et al. 1987).
Schrifttum
25
2.3 Exokrine Pankreasinsuffizienz
2.3.1 Ursachen einer exokrinen Pankreasinsuffizienz
Eine exokrine Pankreasinsuffizienz (EPI) liegt vor, wenn - unabhängig von der Genese - ein
Verlust oder eine Reduzierung der Pankreassekretion besteht (WITT et al. 2001).
Die häufigste Ursache einer EPI ist die chronische Pankreatitis. Charakteristisch für dieses
Krankheitsbild ist eine rezidivierende oder anhaltende Entzündung des Pankreas, in deren
Folge es zu einer Verminderung oder einem vollständigen Verlust der endokrinen und/oder
exokrinen Funktion des Organs kommt (MAYERLE et al. 2004).
Entzündliche Veränderung des Pankreas können durch vielfältige Ursachen ausgelöst werden,
hierzu zählen:
- mechanischen Störungen bzw. Strukturanomalien (Traumata, Pancreas anulare)
- metabolische und toxische Stoffe (Alkohol, Medikamente, Calcium)
- Autoimmunerkrankungen
- Genetische Defekte
Durch autoimmune Prozesse ausgelöste Pankreatitiden werden als Sonderform der
chronischen Pankreatitis bezeichnet. Bei dieser Form der Entzündung führt eine entzündliche
Infiltration der mittleren und kleinen Pankreasgänge und Blutgefäße im Pankreas durch
Lymphozyten und Plasmazellen zu einer Zerstörung dieser Strukturen mit anschließender
Fibrosierung (KLÖPPEL et al. 2006). In der Tiermedizin ist diese Ätiologie für eine EPI
besonders bei deutschen Schäferhunden und Rough-coated Collies bekannt
(WESTERMARCK u. WIBERG 2012) und eine hereditäre Prädisposition belegt
(MÖSSELER 2013).
Ein weiterer Ursachenkomplex sind Mutationen verschiedener Gene. Hierdurch kann es zu
einem Fehlen von bestimmten Proteinen kommen, die eine frühzeitige Aktivierung von
Pankreasenzymen bereits im Organ verhindern (WITT et al. 2000; WHITCOMB 1996).
Ebenso kann die Mutation des CFTR (Cystic Fibrosis Transmembrane Conductance
Rezeptor) -Gens ursächlich für eine EPI sein. Bis heute sind über 1000 verschiedene
Mutationsvarianten des CFTR-Gens bekannt, wobei die Zusammenhänge zwischen dem
Schrifttum
26
Vorliegen einer Mutation im CFTR-Gen und der pathophysiologischen Entstehung einer
chronischen Pankreatitis noch nicht geklärt sind (WITT et al. 2001). Eine Mutation des
CFTR-Gens ist nicht zwangsweise mit dem Vorliegen einer zystischen Fibrose
(Mukoviszidose) verbunden, denn das Krankheitsbild der zystischen Fibrose wird erst durch
zwei schwere Mutationen dieses Gens verursacht. Das CFTR-Gen codiert für einen
Chloridkanal; je nach Art und Lokalisation des Gendefekts kann es zu unterschiedlichen
Schweregraden der zystischen Fibrose kommen. Die fehlerhafte Funktion der Chloridkanäle
bedingt eine Eindickung der Sekrete in den exokrinen Drüsen, wodurch die abführenden
Gänge verlegt werden (HIRCHE et al. 2006). Aus der Verlegung der abführenden
Pankreasgänge resultiert ein Rückstau der Pankreassekrete und bedingt schlussendlich eine
Selbstverdauung des Pankreas (WITT et al. 2001). Bei ca. 85- 90 % der Patienten mit
zystischer Fibrose kann eine EPI festgestellt werden (HOFFMEISTER et al. 2012).
Eine EPI muss nicht in allen Fällen durch eine chronische Pankreatitis ausgelöst werden. In
seltenen Fällen sind auch angeborene Dysfunktionen des exokrinen Pankreas ursächlich für
eine Insuffizienz (WITT et al. 2001). Zu den Dysfunktionen zählen das Shwachman-
Diamond-Syndrom (AGGETT et al. 1980) und das Johanson-Blizzard-Syndrom (JONES et
al. 1994).
In etwa einem Drittel aller chronischen Pankreatiden kann keine ätiologische Ursache der
Pankreatitis festgestellt werden, weshalb diese Fälle als idiopathische Pankreatitiden
bezeichnet werden (WITT et al. 2000).
2.3.2 Einfluss der EPI auf die Verdauung
2.3.2.1 Verdaulichkeiten
Das Pankreas hat eine ausgeprägte kompensatorische Fähigkeit hinsichtlich der
Sekretionsleistung, so dass erst bei einem Ausfall von 90 % des exokrinen Gewebes typische
Symptome einer Malnutrition auftreten (WESTERMARCK u. WIBERG 2012).
Mit Ausfall bzw. Beeinträchtigung der Pankreasfunktion ist eine verringerte Sekretion von
Lipasen, Proteasen und Amylasen verbunden, wodurch die Nährstoffe im Dünndarm nur
unvollständig enzymatisch abgebaut werden. In der Humanmedizin ist es nur möglich eine
Verdaulichkeits-Untersuchung über den gesamten Verdauungstrakt durchzuführen. Hierdurch
Schrifttum
27
sind die herabgesetzten Verdaulichkeiten von Fett und Eiweiß gut nachzuweisen. Bei
Beurteilung des Stärkeabbaus im Organismus wird stark vereinfacht unterstellt, dass im
Dünndarm (prc.) die Stärke im Wesentlichen durch körpereigene Enzyme verdaut wird,
während der Abbau im Dickdarm ausschließlich fermentativ erfolgt (KAMPHUES 2013).
Erst die Bestimmung der praecaecalen Verdaulichkeiten erlaubt somit eine Differenzierung
zwischen dem Umfang des enzymatischen Nährstoffabbaus und dem Anteil fermentativer
Abbauprozesse im Dickdarm. In zahlreichen Untersuchungen an ileo-caecal-fistulierten,
pankreasgangligierten (PL) Miniaturschweinen (etabliertes Modelltier für Studien zur EPI des
Menschen) wurde nachgewiesen, dass die prc. Stärkeverdaulichkeit zwischen 33,4 % und
92,5 % variiert und damit im Vergleich zu der prc. Fett- und Eiweißverdaulichkeit (siehe
Tabelle 1) weniger stark eingeschränkt ist. Hierbei ist zu berücksichtigen, dass die prc.
Stärkeverdaulichkeit durch diverse Faktoren, wie dem Stärkegehalt der Diät bzw. der
Stärkemenge je Mahlzeit (TABELING 1998) und der Stärkequelle (KRAMER 2010)
beeinflusst werden. In Verdaulichkeitsstudien mit gesunden, ileo-caecal-fistulierten
Miniaturschweinen (Kontrolltiere) konnte, mit Ausnahme von roher Kartoffelstärke (74,3 %),
eine prc. Stärkeverdaulichkeit von mindestens 96 % ermittelt werden. Bei
pankreasinsuffizienten Tieren variierte die prc. Stärkeverdaulichkeit hingegen zwischen
33,1 % (Reisstärke) und 61,2 % (Weizenstärke); (KRAMER 2010).
Tabelle 1: Mittlere praecaecale (prc.) Verdaulichkeit (%) und Verdaulichkeit über den gesamten Verdauungstrakt (%) von Fett, Protein und Stärke bei Kontroll- und PL-Tieren
Kontrolltiere PL-Tiere Autoren
prc. gesamt prc. gesamt TABELING (1998); HELDT
(2001); MANDISCHER (2002); KAMMLOTT (2003);
FUENTE-DEGE (2003); KARTHOFF (2004); KOCH
(2011); KRAMER (2010)
Fett 96,3 – 98,3 81,3 – 97, 4 16,2 – 43,0 8,43 – 31,5
Protein 79,1 – 82,3 87,5 – 91,9 26,1 – 40,9 47,9 – 67,5
Stärke 74,4* – 99,0 98,0 – 100 33,4 – 92,5 98,0 – 100
* rohe Kartoffelstärke
TABELING (1998) ermittelte in Untersuchungen an pankreasgangligierten ileo-caecal-
fistulierten Miniaturschweinen eine Anflutung von 128 g Stärke pro Tag am terminalen
Ileum, wobei jedoch keine Stärke im Kot nachgewiesen werden konnte. Demnach wurde die
prc. unverdaute Stärke im Dickdarm vollständig bakteriell abgebaut. Durch erhöhten
Einstrom unverdauter Nährstoffe in den Dickdarm kommt es zu einem forcierten mikrobiellen
Schrifttum
28
Wachstum und damit verbunden zu einem erhöhten Abbau unverdauter Nährstoffe
(insbesondere Stärke). Während der mikrobiellen Fermentation entstehen
Stoffwechselprodukte wie flüchtige Fettsäuren (FFS), Laktat und Gase. Diese Abbauprodukte
sind ursächlich für Symptome wie Durchfall (osmotische Wirkung von FFS und Laktat),
Abdominalschmerzen, Völlegefühl und Blähungen (erhöhte Gasbildung im Darm);
(CASPARY 1999). Diese Symptome beeinflussen das Wohlbefinden der Patienten negativ,
wodurch die angestrebte vermehrte Nahrungsaufnahme (Vorbeugung eines Energie- und
Nährstoffmangels) nachteilig beeinflusst wird. Im Hinblick auf diätetische Ansätze erfährt die
Art (enzymatisch oder mikrobiell) der Stärkeverdaulichkeit einen besonderen Stellenwert.
Demzufolge ist es erstrebenswert, eine möglichst hohe prc. Verdaulichkeit von Stärke zu
erreichen (idealerweise durch enzymatischen Abbau), damit Nebeneffekte der mikrobiellen
Fermentationsprodukte verringert werden.
2.3.2.2 Einfluss der exokrinen Pankreasinsuffizienz auf die mikrobielle Besiedlung des Dünndarms
Die Anzahl der Bakterien im Dünndarm von Menschen ohne Vorliegen gastrointestinaler
Erkrankungen betragen zwischen 100 bis 10³ koloniebildende Einheiten (KbE) pro Milliliter
Dünndarm-Aspirat (GORBACH u. TABAQCHALI 1969).
Bestimmte Umstände führen im Dünn- und/oder Dickdarm zu einer bakteriellen
Überbesiedlung - auch als small intestinal bacterial-overgrowth (SIBO) bezeichnet.
Überschreiten die Keimzahlen 105KbE/ml Dünndarminhalt wird von einem SIBO
gesprochen. (KING u. TOSKES 1979; PARODI et al. 2009). TRESPI u. FERRIERIT (1999)
untersuchten das Vorkommen eines bacterial-overgrowths im Dünndarm bei Patienten mit
einer chronischen Pankreatitis und stellten fest, dass 34 % der Probanden eine bakterielle
Überbesiedlung aufwiesen. Der zahlenmäßige Anstieg der Intestinalflora konnte auch bei
Schweinen mit einer experimentell ausgelösten EPI ermittelt werden (TABELING 1998;
MANDISCHER 2002; KAMMLOTT 2003). Auch WESTERMARCK u. WIBERG (2012)
beschrieben diesen pathologischen Zustand bei Schäferhunden. Im Ileumchymus von
pankreasinsuffizienten Miniaturschweinen wurden Laktat-, Lipopolysaccharid-Gehalte und
pH-Werte als indirekte Marker für die mikrobielle Aktivität untersucht und mit Werten von
gesunden Kontrolltieren verglichen. Hierbei traten erhebliche Unterschiede auf
Schrifttum
29
(siehe Tabelle 2), so dass ein eindeutiger Hinweis auf gesteigerte bakterielle Prozesse bereits
im Dünndarm vorliegt. Eine erhöhte bakterielle Besiedlung hat eine intensivere Fermentation
(besonders der Stärke) zur Folge, woraus eine gesteigerte intestinale Gasbildung resultiert.
Die intensive Fermentation von Kohlenhydraten konnte in pankreasgangligierten Schweinen
mittels H2-Exhalationstest nachgewiesen werden (MÖSSELER 2013).
Tabelle 2: Mittlere Laktat-Gehalte (mmol/kg uS), LPS-Gehalte (µg/g uS) und pH-Werte im Ileumchymus bei Kontroll- und PL-Tieren
Laktat LPS-Gehalt pH-Wert Autor
K-Tiere PL-Tiere* K-Tiere PL-Tiere* K-Tiere PL-Tiere*
2,07 5,74 29,0 634 7,74 7,33 TABELING (1998)
2,20 1,72 7,10 576 7,93 7,32 HELDT (2001)
0,86 16,8 15,7 120 7,98 7,04 MANDISCHER (2002)
1,88 9,49 k.A k.A 7,76 7,02 KAMMLOTT (2003) * ohne Enzymsubstitution
k.A.: keine Angabe
2.3.2.2.1 Ursachen einer bakteriellen Überbesiedlung im Dünndarm
Zur Regulierung der Keimdichte im Dünndarm verfügt der Körper über verschiedene
Mechanismen, die einer bakteriellen Überbesiedlung entgegenwirken. Zu diesen zählen die
Produktion der bakteriziden gastralen Salzsäure, Gallensalze und Pankreassekrete, aber auch
die physiologischen regelmäßigen Darmkontraktionen, eine intakte Ileocaecalklappe und die
ausgeprägte Immunabwehr des Darmes (PARODI et al. 2009; BURES 2010). Das Fehlen
bzw. die eingeschränkte Funktion eines oder mehrerer dieser Schutzmechanismen können
einen SIBO bedingen, da die oral aufgenommen Bakterien nicht ausreichend abgetötet
werden oder die Milieubedingungen im Dünndarm so verändert sind, dass eine bakterielle
Vermehrung begünstig wird. Ferner können die Flussraten des Dünndarmchymus verringert
sein, so dass ein Aufsteigen von Dickdarmbakterien nicht vollständig verhindert werden kann
(BURES 2010). Nachweislich führt eine chronische Pankreatitis zu einer geringeren
Salzsäure- und Pepsinproduktion im Magen (REGAN et al. 1979), wodurch der gastrische
pH-Wert nicht im gleichen Maß, wie bei Menschen ohne Störungen der Pankreasfunktion
absinkt. Diese Veränderungen bedingen, dass oral aufgenommene Keime nicht ausreichend
abgetötet werden (REGAN et al. 1979). Ein weiterer, wesentlicher Faktor, der einen SIBO bei
Schrifttum
30
Vorliegen einer EPI begünstigt (siehe Abbildung 10), ist die verringerte bis völlig fehlende
Produktion des antimikrobiell wirkenden Pankreassekretes (PIERZYNOWSKI et al. 1993).
Eine verringerte sekretorische Leistung des Pankreas hat nicht nur eine erhöhte Konzentration
von unverdauten Nährstoffen innerhalb des Chymus zur Folge, sondern auch Veränderung
des pH-Wertes im Duodenum. Die fehlende Bildung des puffernden Bikarbonats führt dazu,
dass der pH-Wert im proximalen Duodenum postprandial bei Patienten mit einer EPI
niedriger (6,1 ± 0,2) ist als in gesunden Kontrollprobanden (7,0 ± 0,2); (DUTTA 1982). Da
das Wirkungsoptimum der pankreatischen Verdauungsenzyme bei einem neutralen bis leicht
alkalischen pH-Wert (Amylase 6,9; MEYER 1951; Proteasen 7-8 RUTTLOFF 1994; Lipasen
7,5-8,0 liegt (UNTERBERG u. SPENER 1986), beeinflusst die Verschiebung des duodenalen
pH-Wertes den enzymatischen Nährstoffabbau generell negativ. Gleichzeitig wird durch die
verminderte Pankreassekretion eine geringere Verflüssigung des Nahrungsbreis erreicht,
wodurch die Flussraten des Chymus verlangsamt werden (TABELING 1998;
MANDISCHER 2002). Der Trockensubstanz (TS)-Gehalt im Ileumchymus
pankreasinsuffizienter Schweine betrug im Mittel 19,0 bis 24,9 % und war somit deutlich
höher als die Werte (11,8 bis 14,8 %), die bei gesunden Kontrolltieren ermittelt wurden
((TABELING 1998; MANDISCHER 2002; FUENTE-DEGE 2003; KAMMLOTT 2003). Die
Kombination einer geringeren bzw. fehlenden Enzymproduktion mit der verlangsamten
Flussrate des Dünndarmchymus führen zu einer erhöhten Nährstoffkonzentration im
Dünndarm. Sie bietet den Darmbakterien eine optimale Substratgrundlage und damit beste
Vermehrungsbedingungen (WESTERMARCK et al. 1993; RUTZ et al. 2000;
PONGPRASOBCHAI u. DIMANGO 2002).
Schrifttum
31
Abbildung 10: Schematische Darstellung unterschiedlicher Faktoren, die bei Vorliegen einer exokrinen Pankreasinsuffizienz zu einer bakteriellen Überbesiedlung des Dünndarms führen können
2.3.2.2.2 Klinische Auswirkungen der bakteriellen Überbesiedlung im Dünndarm
In Folge einer bakteriellen Überbesiedlung im Dünn- und Dickdarm entstehen
unterschiedliche klinische Symptome (siehe Abbildung 12), die das Wohlbefinden von EPI-
Patienten nachhaltig beeinträchtigen. Häufig werden Krankheitsbilder, die durch einen SIBO
bedingt sind, durch die fermentativen Abbauprozesse der Bakterien ausgelöst, die anders als
im Darm gesunder Menschen bereits im proximalen Abschnitt des Dünndarms stattfinden
(PARODI et al. 2009).
Als Substrat dienen den Bakterien hierbei insbesondere leicht verdauliche Kohlenhydrate, die
unter anaeroben Bedingungen zu Gasen (Wasserstoff, Methan, Kohlenstoffdioxid),
Milchsäure und kurzkettigen flüchtigen Fettsäuren (FFS) abgebaut werden (MONTALTO et
al. 2009). Selbst bei Menschen ohne Vorliegen eines SIBOs variieren sowohl die täglich
gebildeten Gasmengen (476 bis 1491 ml) als auch die Zusammensetzung der Gasarten
beträchtlich. Wasserstoff und Kohlenstoffdioxid machen dabei die größten Anteile aus,
während Methan nur bei 3 von 11 Probanden in geringen Mengen nachgewiesen wurde, da
dessen Bildung abhängig von der jeweiligen Zusammensetzung der Intestinalflora ist
(TOMLIN et al. 1991). Etwa 96 % der Patienten mit einem SIBO zeigen Symptome wie
Fehlende/verminderte Pankreasfunktion
Enzymsekretion ↓ Bicarbonatsekretion ↓ Pankreassaftsekretion ↓
↑ Nährstoffdichte im Lumen
Fehlende antimikrobielle Wirkung
Verschiebung duodenaler pH-Wert
Mikrobielle Überbesiedlung im Dünndarm
↑ TS-Gehalt des Chymus
↓ Flussraten
Schrifttum
32
Völlegefühl, Blähungen und abdominale Schmerzen (Hypertension des Dünndarms), die
durch eine vermehrte intestinale, bakteriell bedingte Gasbildung verursacht werden (PARODI
et al. 2009). Neben der Gasbildung führen auch die entstandenen FFS und Laktat zu
Nebenwirkungen, denn nach Überschreiten der Resorptionskapazität für kurzkettige
Fettsäuren und Laktat im Dünndarm, kommt es durch die osmotische Wirkung der Säuren zu
Durchfällen (CASPARY 1999; PARODI et al. 2009). Doch auch die Nutzung der FFS als
Energiequelle muss Erwähnung finden: Etwa 10 % des menschlichen Energiebedarfs werden
über die Bildung und Absorption flüchtiger Fettsäuren gedeckt und stellt somit eine
Alternative der energetischen Versorgung von Patienten mit einer EPI dar (OWIRA u.
WINTER 2008). Andere erwähnenswerte positive Eigenschaften der FFS sind die Erhöhung
der Zellproliferation des Kolons (ROEDLNGER 1980), da die Enterozyten ihren
Energiebedarf zu 70 % über FFS decken (MOXLEY et al. 1995), die Erhöhung der
Darmdurchblutung (KVIETYS u. GRANGER 1981) und die Stimulierung der Darmmotilität
(KAMATH et al. 1987).
Nicht nur durch den fermentativen Abbau von Nährstoffen, sondern auch durch bakteriell
gebildete Proteasen wird die Absorption der Nährstoffe reduziert. Die bakteriellen Enzyme
sind zum einen in der Lage, körpereigene Verdauungsenzyme zu inaktivieren, zum anderen
können sie intraluminale Eiweiße desaminieren, so dass weniger Aminosäuren absorbiert
werden (PARODI et al. 2009). Da einige Bakterienarten (Bacteriodes, E. coli, Clostridien,
Bifidobakterien) ebenfalls die notwendige Enzymausstattung besitzen, um Gallensäuren zu
dekonjugieren (CHIKAI et al. 1987), führt eine bakterielle Überbesiedlung auch zu einer
Beeinträchtigung der Fettverdaulichkeit. Eine weitere Besonderheit der Bakterien liegt in der
Fähigkeit durch Desulfhydrasen aus Schwefel (schwefelhaltige Aminosäuren)
Schwefelwasserstoff zu bilden (BLACHIER et al. 2010). XU et al. (2009) wiesen in
Versuchen nach, dass eine gesteigerte Produktion von Schwefelwasserstoff zu einer
Veränderung der Nozizeption des Dickdarms führt, womit eine Hyperalgesie im Dickdarm
ausgelöst wird. Dieser Aspekt erscheint in Menschen mit einem SIBO besonders wichtig, da
somit bereits eine geringe Steigerung der physiologischen Gasproduktion zu abdominalen
Schmerzen führen kann. Zudem haben erhöhte Konzentrationen von Schwefelwasserstoff
einen relaxierenden Effekt auf die glatte Muskulatur des Darmes (TEAGUE et al. 2002). Eine
reduzierte Darmmotilität ist ursächlich für geringe Flussraten des Chymus und einen
Schrifttum
33
verringerten Abtransport von Bakterien, wodurch sich ein Circulus vitiosus hinsichtlich der
Aufrechterhaltung eines SIBO entwickelt.
Abbildung 11: Auswirkungen und klinische Symptome einer bakteriellen Überbesiedlung im Dünndarm bei bestehender exokriner Pankreasinsuffizienz
Mikrobielle Überbesiedlung im Dünndarm
↑ mikrobielle Fermentation
↑ FFS ↑ Laktat ↑ Gase (CO2, H2, CH4)
↑ Dehnung des Dünndarmes
Energie- u.-
Nährstoffmangel
↓Wohlbefinden
Blähung/Flatulenz
↓ Nahrungsaufnahme
Osmotische Diarrhoe
Überschreiten der Resorptionkapazität
Energiequelle
Maldigestion/Malabsorbtion
Schmerzen/ Völlegefühl
Schrifttum
34
Material und Methoden
35
3 Eigene Untersuchungen
3.1 Material und Methoden
3.1.1 Versuchsziel
Ziel der vorliegenden Arbeit war es, die prc. Stärke-Verdaulichkeit verschiedener Stärkearten,
die sich in ihrer botanischen Herkunft und der thermischen Vorbehandlung unterschieden, bei
gesunden und pankreasinsuffizienten Schweinen zu bestimmen. Zu diesem Zweck wurden
sowohl in-vivo- als auch in-vitro-Versuche durchgeführt:
1. in-vivo-Versuch:
- Screening-Test zur Bestimmung prc. Verschwindensraten [analog zum Vorgehen von
BECKER (2005) und KRAMER (2010)]
2. in-vitro-Versuch:
- Nutzung des Gas Production System (AnkomRF
) zur Bestimmung des Umfanges der
Gasbildung durch mikrobielle Stärkefermentation bei Einsatz von Ileumchymus als
Inokulum
Mit Hilfe des Screening-Tests wurden vergleichende Untersuchungen an gesunden
Miniaturschweinen (Kontrolltieren) und Miniaturschweinen mit einer experimentell
ausgelösten EPI (pankreasgangligierte- (PL-)Tiere) durchgeführt, um folgende
Fragestellungen zu klären:
- Welchen Effekt hat die botanische Herkunft der Stärke (Einsatz von Stärken mit
unterschiedlich großen Stärkegranula) auf die prc. Verdaulichkeit?
- Welchen Effekt hat die thermische Behandlung dieser Stärken auf die prc.
Verdaulichkeit?
Die in-vivo-Untersuchungen waren fokussiert auf die Frage nach der Bedeutung der
Stärkeherkunft und ihrer Behandlung (Kochen) für die prc. Verdaulichkeit bei Vorliegen einer
EPI. Bei den in-vitro Untersuchungen (Nutzung des Ileuminhaltes von K- und PL-Tieren)
ging es primär um die Frage der Gasproduktion bei Inkubation unterschiedlicher Stärken. Die
Nutzung von Ileumchymus als Inokulum in einer in-vitro-Methode (Gas Production System)
Material und Methoden
36
wurde ebenfalls für vergleichende Untersuchungen zwischen Kontrolltieren und
pankreasinsuffizienten Tieren genutzt und diente der Klärung folgender Fragen:
- Welchen Einfluss hat eine EPI auf den Umfang der mikrobiellen Fermentation
unterschiedlicher Stärkearten?
- Wie wirkt sich die thermische Behandlung auf die mikrobielle Stärke-Fermentation
aus?
- Gibt es Effekte einer Enzymsupplementation auf die mikrobielle Fermentation?
- Verändert sich die mikrobielle Fermentation (Umfang der Gasproduktion,
Fermentationsprodukte) nach einer 10-tägigen Anfütterungsphase mit einer prc.
geringverdaulichen Stärke (rohe Kartoffelstärke)?
3.1.2 Versuchstiere
Als Versuchstiere standen 16 weibliche Göttinger Miniaturschweine der Zuchtlinie
Ellegaard® zur Verfügung. Alle Tiere waren mit einer ileo-caecalen Umleitungsfistel
ausgestattet. Sechs der Tiere dienten als Kontrolltiere (K-Tiere). Die übrigen 10 Tiere wiesen
eine, durch Ligatur des Ductus pancreaticus accessorius induzierte, exokrine
Pankreasinsuffizienz auf (PL-Tiere; siehe Übersicht 5). Die Operationsmethode wurde in
vorangegangenen Dissertationen ausführlich beschrieben (TABELING 1998; FASSMANN
2001; HELDT 2001; MANDISCHER 2002; FUENTE-DEGE 2003; KAMMLOTT 2003), so
dass auf die Erläuterung der Operationstechnik verzichtet wird.
Übersicht 5: Übersicht über die chirurgischen Eingriffe, die an den Versuchstiergruppen vorgenommen wurden
Ileo-caecale-Umleitungsfistel Ligatur des Ductus
pancreaticus accessorius
K-Tiere (n = 6) + -
PL-Tiere (n = 10) + +
Die Körpermasse wurde wöchentlich ermittelt und in der Tabelle 3 als Mittelwert über den
gesamten Versuchszeitraum dargestellt. Mittels eines Chymotrypsin-Aktivitäts-Testkits®
(Immundiagnostik AG) wurde die Konzentration von Chymotrypsin regelmäßig im Kot der
Material und Methoden
37
Tiere bestimmt, um ein Vorliegen einer Pankreasinsuffizienz bei den Tieren zu überprüfen –
bei keinem der eingesetzten PL-Tiere konnte Chymotrypsin > 0,8 IU/g Kot (uS) festgestellt
werden.
In Tabelle 3 ist das Alter, die Körpermasse und der Status (K- oder PL-Tier) der eingesetzten
Miniaturschweine aufgeführt.
Tabelle 3: Kennzeichnung, Geburtsdatum, Status und mittlere Körpermasse der in den Versuchen von Herbst 2012 bis Sommer 2013 eingesetzten Versuchstiere
Kennzeichnung Geburtsdatum Status KM (kg) a
4 12/2011 K-Tier 24,0
5 01/2012 K-Tier 19,8
6 02/2012 K-Tier 21,1
114 05/2006 K-Tier 39,7
147 11/2008 K-Tier 36,4
151 04/2009 K-Tier 34,8
1 12/2011 PL-Tier 22,8
2 12/2011 PL-Tier 22,7
3 12/2011 PL-Tier 22,8
7 02/012 PL-Tier 18,9
88 08/2003 PL-Tier 33,6
96 11/2004 PL-Tier 31,1
132 08/2007 PL-Tier 41,5
134 10/2007 PL-Tier 38,0
144 09/2009 PL-Tier 33,1
149 11/2008 PL-Tier 40,5 a mittlere KM über den Zeitraum der Versuche (wöchentliche Wägung)
3.1.3 Haltung der Versuchstiere
Die Tiere wurden außerhalb der Versuche einzeln in sogenannten Haltungsboxen aufgestallt.
Diese wiesen eine Größe von 1,92 m² auf. Der Boden bestand aus kunststoffummantelten
Gitterrosten und die Seitenwände aus PVC. Um den Schweinen Sozialkontakt untereinander
Material und Methoden
38
zu ermöglichen, waren partielle Aussparungen im unteren Bereich (rund, Durchmesser 9 cm)
beziehungsweise Metallstäbe statt der PVC-Wand im oberen Bereich angebracht. Vor Beginn
einer Chymussammlung wurden die Tiere in Bilanzställe eingestallt, die eine Fläche von
0,96 m² hatten. Der Boden bestand auch hier aus kunststoffummantelten Gitterrosten. Im
Unterschied zu den Haltungsboxen wurden die Seitenwände hier allerdings aus Metallstäben
gebildet, die mit PVC-Scheiben verschlossen werden konnten. Für die Dauer eines Versuches
wurden die Scheiben entfernt, um den Zugriff auf die Tiere zu ermöglichen.
Sowohl in den Haltungsboxen als auch in den Bilanzställen hatten die Tiere jederzeit freien
Zugang zu Tränkwasser über eine Zapfentränke. Als Beschäftigungsmöglichkeiten befanden
sich Plastikbälle, Metallketten und Bälle aus Kautschuk in den Boxen.
Die Raumtemperatur wurde konstant bei 22 °C gehalten. Über eine automatische
Zeitschaltuhr wurde eine Lichtdauer von 15 h pro Tag sichergestellt (6:00 bis 21:00 Uhr). Die
relative Luftfeuchte variierte im Mittel um 40 %.
3.1.4 Fütterung der Versuchstiere
3.1.4.1 Außerhalb von Versuchen
In Phasen ohne Versuche wurden die Tiere zweimal täglich (7 Uhr und 14 Uhr) mit jeweils
250 g (uS) des so genannten „Erhaltungsfutters“ (HF) der Firma Altromin® gefüttert. Die
Komponenten dieses Alleinfuttermittels für Miniaturschweine waren Getreideschrote und
Mineralstoffergänzungen. Um ein Verstopfen der Fisteln zu verhindern, wurde das Futter
zweifach pelletiert und dreifach gemahlen. Die chemische Zusammensetzung des
Erhaltungsfutters kann der Tabelle 4 entnommen werden. Alle PL-Tiere bekamen zu jeder
Mahlzeit eine Enzymsubstitution (2,49 g Kreon; dies entspricht 49.860 IE Amylase/g;
45.907 IE Lipase/g; 3.158 IE Protease/g Abbot Laboratories GmbH). Das Futter wurde mit
1000 ml Wasser angerührt und den Tieren aus V2A-Stahl-Näpfen angeboten.
Um Mangelsituationen bei den PL-Tieren vorzubeugen, erfolgte eine Ergänzung der
fettlöslichen Vitamine A, D3, E durch ein spezielles, flüssiges Ergänzungsprodukt (Fa. Miavit
GmbH; 18.000.000IE Vit.A, 100.000IE Vit. D3, 120.000 mg Vit. E je Liter) und eine
Supplementation von Bierhefe. Die Verabreichung der fettlöslichen Vitamine (5 ml oral über
Material und Methoden
39
das Futter) wurde im Abstand von zwei Wochen vorgenommen, während Bierhefe
(2 Teelöffel/Tier) einmal wöchentlich zugefüttert wurde.
Tabelle 4: Chemische Zusammensetzung des Erhaltungsfutters (g/kg TS)
Rohasche Rohfaser Rohprotein Rohfett Stärke Zucker
53,3 35,5 150 42,4 352 44,9
3.1.4.2 Fütterung im eigentlichen Versuch
Für die Bestimmung der prc. Verdaulichkeiten (analog zum Vorgehen von (BECKER 2005)
in einem Screening-Test) wurden folgende Stärken sowohl in roher (r) als auch gekochter (g)
Form verwendet:
Reisstärke (RS)
Amaranth-Vollkornmehl (AM)
Erbsenstärke (ES)
Kartoffelstärke (KS)
Maisschrot (MS; nur roh getestet)
Die Auswahl der unterschiedlichen Stärkearten beruhte zum einen auf den verwendeten
Stärkearten in der Arbeit von KRAMER (2010), zum anderen auf der variierenden Größe der
Stärkegranula und dem unterschiedlichen Amylosegehalt (siehe Tabelle 5).
Tabelle 5: Granulagröße (µm) und Amylose-Gehalte (%) je g (uS) der unterschiedlichen Stärketräger
Reis-stärke
Amaranth-stärke1
Kartoffel-stärke
Erbsen- stärke
Mais- stärke
Granulagröße (µm)* 5 0,5 – 2,0 100 10-20 40-100
Amylosegehalt (%) Angaben für roh/gekocht
6,3/11,1 1,53/1,86 8,68/18,3 20,5/27,0 17,9/ n.b.
1 Bestimmung erfolgte im Amaranth-Vollkornmehl (Werte entsprechen jedoch den Angaben aus der Literatur)
* laut Literaturangaben (JANE et al. 1994) n.b. nicht bestimmt
Die Nährstoffgehalte der thermisch unbehandelten Stärken und der thermisch behandelten
(gekochten) Stärken sind in Tabelle 6 und 7 aufgeführt.
Material und Methoden
40
Tabelle 6: Nährstoffgehalte der verwendeten thermisch unbehandelten Stärken (g/kg TS)
Futtermittel Ra Rp Rfe Rfa Stärkepola Stärkeenzym Zucker
Reisstärke 2,61 4,48 4,62 1,71 926 965 < 1
Amaranth* 26,7 148 81,2 45,0 642 577 21,2
Kartoffelstärke 2,78 1,63 0,504 2,25 956 966 < 1
Erbsenstärke 1,23 2,96 1,19 0,841 936 875 < 1
Maisschrot 1,37 92,0 47,2 32,0 706 660 15,8 Stärkepola:
polarimetrische Bestimmung; Stärkeenzym: enzymatische Bestimmung *Amaranth-Vollkornmehl
Tabelle 7: Nährstoffgehalte der verwendeten thermisch behandelten Stärken (g/kg TS)
Futtermittel Ra Rp Rfe Rfa Stärkepola Stärkeenzym Zucker
Reisstärke 4,77 4,18 3,90 2,08 917 789 < 1
Amaranth* 28,0 147 78,7 45,4 631 575 21,7
Kartoffelstärke 4,71 2,25 1,53 1,63 850 896 < 1
Erbsenstärke 3,83 2,79 0,386 1,14 816 937 4,94 Stärkepola:
polarimetrische Bestimmung; Stärkeenzym: enzymatische Bestimmung *Amaranth-Vollkornmehl
3.1.4.2.1 Thermische Behandlung der Stärken
Um standardisierte Bedingungen für die thermische Behandlung der Stärken garantieren zu
können, wurde das Kochen der verschiedenen Stärken im Institut für Tierernährung
durchgeführt. Dazu wurde Wasser in einem Kessel mit einem Fassungsvermögen von
200 Litern erwärmt und bei Erreichen einer Wassertemperatur von 40 °C mit der nativen
Stärke (Stärke roh) versetzt. Für das Einrühren wurde eine Bohrmaschine (Fa. Bosch; SDS
plus) mit einem Wendelquirlaufsatz genutzt. Vom Zeitpunkt des Aufkochens (sichtbar an der
Blasenbildung) wurde dieser Zustand des Stärke-Wasser-Gemisches unter ständigem Rühren
für 20 Minuten aufrechterhalten. Das Quellverhalten (Verkleisterung) von Stärke im warmen
Wasser ist abhängig von der Stärkeart. Demnach variierte die Wassermenge, die je
Kilogramm eingesetzte Stärke verwendet wurde, um die Viskosität des Stärke-Wasser-
Gemisches so einzustellen, dass ein Rühren über die gesamte Zeit der thermischen
Behandlung möglich war. Um den Trocknungsprozess nicht unnötig zu verlängern, sollte
Material und Methoden
41
dabei nicht mehr Wasser als notwendig zugesetzt werden. Die Wassermenge. die zur Stärke
hinzugefügt wurde, kann aus Tabelle 8 entnommen werden.
Tabelle 8: Zugeführte Wassermenge zur thermischen Behandlung der Stärketräger (Liter/kg)
Reis- stärke
Amaranth-Vollkornmehl
Kartoffel- stärke
Erbsen- stärke
Wassermenge/ kg Stärke
4 2,5 5 4
Die abgekühlte, gelartige Masse, wurde in Plastiktüten portioniert und anschließend im
Gefriertrockner (Christ LCG Lyo Chamber Guard) das Wasser entzogen. Dieser Vorgang
dauerte 3 Tage. Ausgenommen hiervon war die Erbsenstärke, die lediglich 2 Tage
gefriergetrocknet wurde. Das gefriergetrocknete Material wurde im Anschluss in einer Mühle
(Grindomix, Fa. Retsch) gemahlen. Die Nährstoffzusammensetzung der einzelnen thermisch
unbehandelten und thermisch behandelten Stärkearten ist Tabelle 9 und Tabelle 10 zu
entnehmen.
3.1.4.2.2 Komponenten der im Screening-Test eingesetzten Testmahlzeiten Die Testmahlzeit, mit der die Tiere am Morgen eines Versuchstages gefüttert wurden, bestand
aus folgenden Einzelkomponenten:
- 150 g Stärke (roh oder gekocht)
- 30 g Methylcellulose (Methocel®, Fa. Sigmar Aldrich Chemie)
- 25 ml Olivenöl (Fa. Roth)
- 0,625 g Chromoxid als Marker (Fa. Sigma Aldrich Chemie; 98 % ≤ 50 µm)
- 1 Liter Wasser
Die Versuchsdurchführung orientierte sich an dem Vorgehen in der Arbeit (KRAMER 2010),
wobei die Futterzusammensetzung jedoch modifiziert wurde. So gab es keine
„Basismischung“, der die unterschiedlichen Stärken zugesetzt wurden. In den Versuchen war
die zu testende Stärke die einzige in der Testmahlzeit enthaltende Stärke (also kein
Differenzversuch!). Der jeweilige Stärketräger wurde in den durchgeführten Versuchen
mengenäquivalent pro Mahlzeit eingesetzt, woraus – aufgrund des unterschiedlichen
Stärkegehaltes der verschiedenen Stärketräger (siehe Tabelle 6 und Tabelle 7) - eine
Material und Methoden
42
unterschiedliche Stärkemenge pro Mahlzeit resultierte. Den nachfolgenden Tabelle 9 und
Tabelle 10 kann der Nährstoffgehalt der Testmahlzeiten entnommen werden.
Tabelle 9: Nährstoffgehalte der Testmahlzeiten mit thermisch unbehandelten Stärken (g/kg TS)
Testmahlzeit Ra Rp Rfe Rfa Stärkepola Stärkeenzym Zucker
Reisstärke 7,73 3,29 140 80,2 672 674 <1
Amaranth* 23,4 107 190 98,8 431 435 11,7
Kartoffelstärke 7,52 2,25 131 65,5 605 655 <1
Erbsenstärke 7,69 3,40 126 61,1 683 683 1,20
Maisschrot 13,8 66,9 154 76,6 513 470 17,2 Stärkepola:
polarimetrische Bestimmung; Stärkeenzym: enzymatische Bestimmung *Amaranth-Vollkornmehl Tabelle 10: Nährstoffgehalte der Testmahlzeiten mit thermisch behandelten Stärken (g/kg TS)
Testmahlzeit Ra Rp Rfe Rfa Stärkepola Stärkeenzym Zucker
Reisstärke 9,95 3,53 133 97,7 690 699 1,66
Amaranth* 25,6 110 187 118 476 449 11,3
Kartoffelstärke 7,37 2,61 126 79,7 618 664 1,66
Erbsenstärke 8,15 2,32 134 120 605 611 2,83 Stärkepola:
polarimetrische Bestimmung; Stärkeenzym: enzymatische Bestimmung *Amaranth-Vollkornmehl
Aufgrund des unterschiedlichen Verhaltens der Stärke bei der Zugabe von Wasser erfolgte die
Zubereitung der Testmahlzeiten mit geringen Unterschieden. Sofern gekochte Stärke als
Komponente eingesetzt wurde, erfolgte das Anrühren mit kaltem Wasser. Durch die
Verwendung kalten Wassers konnte ein Quellen der gekochten Stärke reduziert werden,
wodurch die Akzeptanz bei den Tieren gesteigert wurde.
3.1.5 Bestimmung des Anteils der praecaecal verdauten Stärke (Verschwindensrate) –
im Screening-Test-Verfahren
Der Screening-Test, der von BECKER (2005) entwickelt wurde, ist eine modifizierte
Methode eines Verdaulichkeitsversuches zur Bestimmung der prc. Verdaulichkeit. Hierbei
wird auf eine Anfütterung und eine mehrtägige Chymuskollektion verzichtet.
Daher wird im Folgenden der Begriff Verdaulichkeit durch Verschwindensrate (VR) ersetzt.
Material und Methoden
43
3.1.5.1 Versuchsablauf Am Vorabend des Versuchs wurden den Tieren 400 ml einer hochkalorischen Flüssignahrung
(ProvideXtra®, Fresenius Kabi GmbH) angeboten. In diese wurden zuvor 50 g
Methylcellulose eingerührt, um eine zügige und möglichst vollständige Magenentleerung zu
erzielen. Am Versuchsmorgen erfolgte die Fütterung der Tiere um 7 Uhr mit der
Testmahlzeit. Drei Stunden später erfolgte die Öffnung der ileo-caecalen Umleitungsfistel.
Der Zeitpunkt der Anflutung der chromoxidhaltigen Stärkediät am terminalen Ileum war tier-
und tagesabhängig. Der markerlose Chymus wurde in den Versuchen als „brauner Chymus“
bezeichnet und verworfen. Sofern an der Ileumfistel eine deutliche Grünfärbung des Chymus
erkennbar war, begann die 8-stündige Sammlung des sogenannten „grünen Chymus“. Nach
Beenden dieser Kollektionssphase wurden die Tiere mit Erhaltungsfutter gefüttert (siehe
Abbildung 12).
Abbildung 12: Schematische Darstellung des Screening-Tests nach BECKER (2005), modifiziert nach CLASSEN (2008)
Versuchsdesign: Chymuskollektion im Schnelltest
Getrennte & fraktionierte Kollektion
Fütterung der Testmahlzeit
Morgen des
Versuchstages Abend des
Versuchstages
Fütterung von „Erhaltungsfutter“
Beginn der Chymuskollektion mit Farbwechsel des Chymus
von braun zu grün
Kollektion des Marker-haltigen „grünen Chymus“ 4 Intervalle à 2 h
Fütterung von ProvideXtra®
Öffnung der Fistel 3 h postprandial
Vorabend des
Versuchstages
Material und Methoden
44
Um sicherzustellen, dass kein Übertrag von Chromoxid aus vorangegangenen Screening-
Tests erfolgte, wurde ein jeder Screening-Test frühestens 48 h nach Abschluss des
vorausgegangenen begonnen (Vorgehen analog zu BECKER (2005), ZANTZ (2006),
CLASSEN (2008) und KRAMER (2010)).
3.1.5.1.1 Kollektionsintervalle
Nach Öffnung der Fistel gegen 10:00 Uhr wurde ein Sammelbehältnis (Medizinalkondom;
Richter Rubber Technology; rrt Vertrieb UND Service GmbH) mit Hilfe einer Metallklammer
an der ilealen Fistel befestigt.
Die Chymuskollektion erfolgte in Intervallen, wobei ein Intervall zwei Stunden umfasste.
Nach Beendigung eines Intervalls wurde die bis dahin gesammelte Chymusmasse bestimmt
und durch eine gleiche Menge in Form einer Elektrolytlösung substituiert. Die Salzlösung
enthielt NaCl (2,05 g/l) und KCl (0,36 g/l) und wurde über in die Caecumfistel eingegeben.
Aufbereitung der Proben
In regelmäßigen Abständen wurden die Sammelbehälter an der Fistel gewechselt, der
gesammelte Chymus wurde in Plastikschälchen überführt, gewogen und anschließend bei
einer Temperatur von -18 °C gelagert.
Für weitere Analysen wurde das Probenmaterial über die Dauer von 3 Tagen
gefriergetrocknet (alpha 1-4 LSC, FA Martin Christ Gefriertrocknungsanlagen GmbH,
Osterode). Im Anschluss wurden die Proben mit einer Messermühle (GrindoMix; Fa. Retsch)
gemahlen.
3.1.6 Bestimmung der in-vitro Gasproduktion im Gas Production System (GPS)
Das AnkomRF Gas Production System (Fa. Ankom Technology Corp., Macedon) ist ein in-
vitro System zur Messung der durch mikrobielle Fermentationsprozesse gebildeten
Gasmengen. Im Rahmen dieser Arbeit wurden die Auswirkungen des Zusatzes
unterschiedlicher Stärkearten (sowohl roh, als auch gekocht) zu Ileumchymus als Inokulum
auf das Ausmaß und die Kinetik der mikrobiellen Fermentation mit Hilfe des Gas Production
System (GPS) untersucht. Dieses System soll im Folgenden näher beschrieben werden.
3.1.6.1 Bestandteile des Gas Production Systems
Das GPS vereint mehrere Funktio
- Gasbildungsmodul (siehe
o Druckmesskopf
o 100 ml Glasflasche
- Basis-Koordinator (Computer)
- Referenzmodul
- Antenne
Abbildung 13: In den in-vitro Versuchen verwendetes Gasbild
Das Gasbildungsmodul bestand aus einer Glasflasche (Fa. Schott, Mainz; 100 ml) und einem
Druckmesskopf. Der Druckmesskopf wurde auf die Glasflasche aufgeschraubt und war mit
einem Temperatursensor ausgestattet, durch den
Temperatur erfolgte. Am unteren Ende der Druckmessköpfe befand sich eine Vorrichtung,
über die das Gas automatisch entweichen konnte, wenn ein vorher festgelegter Druck
(100 mbar) erreicht wurde.
Die gemessenen Daten (absoluter Druck, kumulativer Druck, Temperatur) wurden über Funk
(Radio Frequenz Technologie) an den Basis
eine Antenne in unmittelbarer Nähe zu den Druckmessköpfen platziert. Die Antenne war mit
einem Referenzmodul verbunden, das wiederum über ein USB
LuerventilLuerventil
Material und Methoden
45
Bestandteile des Gas Production Systems
Das GPS vereint mehrere Funktionseinheiten, hierzu zählen:
Gasbildungsmodul (siehe Abbildung 13) bestehend aus:
Druckmesskopf
100 ml Glasflasche
Koordinator (Computer)
vitro Versuchen verwendetes Gasbildungsmodul (Zeichnung Ahlfänger)
Gasbildungsmodul bestand aus einer Glasflasche (Fa. Schott, Mainz; 100 ml) und einem
Druckmesskopf. Der Druckmesskopf wurde auf die Glasflasche aufgeschraubt und war mit
einem Temperatursensor ausgestattet, durch den eine kontinuierliche Erfassung der
Temperatur erfolgte. Am unteren Ende der Druckmessköpfe befand sich eine Vorrichtung,
über die das Gas automatisch entweichen konnte, wenn ein vorher festgelegter Druck
soluter Druck, kumulativer Druck, Temperatur) wurden über Funk
(Radio Frequenz Technologie) an den Basis-Koordinator (Computer) gesendet. Hierzu wurde
eine Antenne in unmittelbarer Nähe zu den Druckmessköpfen platziert. Die Antenne war mit
dul verbunden, das wiederum über ein USB-Kabel mit dem Computer in
Druckmesskopf
Schlauch
Schottflasche
Luerventil
Druckmesskopf
Glasflasche
Schlauch Luerventil
ungsmodul (Zeichnung Ahlfänger)
Gasbildungsmodul bestand aus einer Glasflasche (Fa. Schott, Mainz; 100 ml) und einem
Druckmesskopf. Der Druckmesskopf wurde auf die Glasflasche aufgeschraubt und war mit
eine kontinuierliche Erfassung der
Temperatur erfolgte. Am unteren Ende der Druckmessköpfe befand sich eine Vorrichtung,
über die das Gas automatisch entweichen konnte, wenn ein vorher festgelegter Druck
soluter Druck, kumulativer Druck, Temperatur) wurden über Funk
Koordinator (Computer) gesendet. Hierzu wurde
eine Antenne in unmittelbarer Nähe zu den Druckmessköpfen platziert. Die Antenne war mit
Kabel mit dem Computer in
Druckmesskopf Druckmesskopf
Material und Methoden
46
Verbindung stand. Die Aufzeichnung der Messwerte erfolgte im
Tabellenkalkulationsprogramm Excel® 2003 Microsoft.
3.1.6.2 Vorversuche mit dem Gas Production System
Um Einflussfaktoren auf die Gasbildung während der Fermentation von Stärke im GPS
bestimmen zu können, wurden Vorversuche durchgeführt. Hierbei sollten mögliche auf die
bakterielle Fermentation hemmende Einflussfaktoren ermittelt werden. Hierzu wurde
überprüft, ob eine ausreichende Kapazität des Puffers (Kansas State Puffer) vorliegt und ob
eventuell eine hohe Laktat- und FFS-Konzentration einen frühzeitigen Abbruch der
Fermentation bedingt. Um dieses zu prüfen, erfolgte die Messung der Laktat- und FFS-
Gehalte und der pH-Werte in den ersten Stunden der Fermentation.
3.1.6.2.1 Überprüfung der Pufferkapazität des Kansas State Puffers
Der zur Herstellung der Ileumchymus-Suspension verwandte Puffer wurde in einem
Vorversuch auf die ausreichende Pufferung einer Ileumchymus-Suspension über eine
Zeitdauer von 24 h geprüft. Für diesen Vorversuch standen als Chymusspender 14 Schweine
(Hybridschweine) zur Verfügung. Von denen 9 Tiere eine Ligatur des Ductus pancreaticus
accessorius und somit eine EPI aufwiesen. Die übrigen 5 Tiere dienten als K-Tiere.
Haltung und Fütterung der Tiere
Die Schweine wurden einzeln in Boxen gehalten und hatten jederzeit freien Zugang zu
Tränkwasser (Nippeltränken). Die Fütterung erfolgte fünf Mal täglich (07:00; 10:00; 13:00;
16:00; 19:00 Uhr). Ab dem ersten Versuchstag erhielten die Tiere die schrotförmige
Versuchsdiät auf der Basis von Weizen, Gerste und Sojaschrot, ergänzt mit Soja- und
Leinsamenöl. Die chemischen Analysedaten können Tabelle 11 entnommen werden.
Tabelle 11: Chemische Analysedaten des Versuchsfutters (g/kg TS)
Rohprotein Rohfett Rohfaser Stärke
203 115 42,4 373
Material und Methoden
47
Die pankreasinsuffizienten Tiere erhielten während des gesamten Versuchs keine
Enzymsupplementation.
Versuchsansatz
Zur Herstellung einer Chymussuspension (siehe: 3.1.6.3.3) wurde Ileumchymus während
der Sektion der zuvor euthanasierten Schweine direkt aus dem Ileum gewonnen, in
Plastiktüten abgefüllt und in einem Wasserbad (38 °C) aufbewahrt. Als Substrat diente in
diesem Versuchsansatz 1 g des Versuchsfutters (Tabelle 11). Die Inkubation erfolgte über
eine Zeitdauer von 20 Stunden unter den in 3.1.6.3 beschriebenen Bedingungen. Nach
Beendigung der Inkubation erfolgte die Messung des pH-Wertes.
Ergebnisse:
Die pH-Werte der Ileumchymus-Suspension von K- und PL-Tieren mit Zulage von
Versuchsfutter als Substrat betrugen nach 20-stündiger Inkubation 6,10 ± 0,207 (K-Tiere)
und 5,88 ± 0,274 (PL-Tiere).
Abbildung 14: Mittlere kumulative Gasbildung (ml) bei Inkubation von Ileumchymus der K- und PL-Tiere mit Zusatz von Substrat
0
500
1000
1500
2000
2500
3000
3500
4000
4500
0 4 8 12 16 20
Dru
ck (
mba
r)
Stunden der Inkubation
K-Tiere PL-Tiere
Material und Methoden
48
Schlussfolgerung:
Die pH-Werte der Ileumchymus-Suspension der K-Tiere waren nach 20-stündiger Inkubation
mit 6,10 geringgradig höher als die der Ileumchymus-Suspension der PL-Tiere. Trotz des
sauren pH-Wertes wurde in beiden Versuchsgruppen kein frühzeitiger Abbruch der
mikrobiellen Fermentation beobachtet, d.h. auch nach 20 Stunden wurde ein Anstieg in der
Gasproduktion ermittelt. Auch SCHWARZMAIER (2012) ermittelte in- vivo im
Ileumchymus von pankreasgangligierten Schweinen (ohne Enzymsubstitution) pH-Werte von
5,92. Gleichzeitig wurden in dieser Studie bei den pankreasinsuffizienten Tieren Laktat- und
FFS-Konzentrationen (indirekte Parameter für die mikrobielle Aktivität) erfasst. Sowohl die
Laktat- als auch die FFS-Konzentrationen waren bei den PL-Tieren höher im Vergleich zu
gesunden Tieren, so dass die mikrobielle Aktivität durch einen niedrigen pH-Wert scheinbar
nicht beeinträchtigt wird. Da der pH-Wert auch nach 20-stündiger Inkubation auf einem
Niveau lag, welches auch in in-vivo Bedingungen ermittelt wurde und die Gasproduktion
ebenfalls ansteigend war, sprach nichts gegen den Einsatz des Kansas State Puffers.
3.1.6.2.2 Überprüfung der Laktat-und FFS-Gehalte sowie des pH-Wertes
Für diesen Versuch wurde Ileumchymus von ileocaecal-fistulierten Miniaturschweinen
verwendet, die auch in späteren in-vitro Versuchen als Chymusspender verwendet wurden.
Anhand von drei K-Tieren und drei PL-Tieren wurde überprüft, wie sich der Laktat- und FFS-
Gehalt sowie der pH-Wert in den ersten Stunden (0-8) der Inkubation entwickelt.
Versuchsansatz
Die Kollektion des Ileumchymus, die anschließende Aufbereitung und Inkubation erfolgten
wie unter Punkt 3.1.6.2 und 3.1.6.3 beschrieben. Als Substrat wurde 1 g rohe Reisstärke (rRS)
in die Glasflaschen eingewogen. Unmittelbar nach der Mischung von Puffer, Ileumchymus
und Substrat erfolgte eine erste Entnahme von Flüssigkeit zur Bestimmung der
Ausgangswerte von Laktat- und FFS-Konzentration und des pH-Wertes (siehe Punkt 3.1.6.5).
Für die Bestimmung der oben genannten Parameter wurde in einem Zeitraum von acht
Stunden stündlich sowie nach 24 Stunden (Beendigung der Inkubation) Material entnommen.
Material und Methoden
49
Ergebnisse:
1. pH-Werte
In den ersten drei Stunden der Inkubation konnte in beiden Versuchsgruppen ein geringer
Anstieg der pH-Werte beobachtet werden. Nach vier Stunden Inkubation kam es jedoch zu
einem pH-Wertabfall. Am Ende der 24-stündigen Inkubation wurde in der Chymussuspension
der K-Tiere ein pH-Wert (im Mittel) von 4,71 und in der Chymussuspension der PL-Tiere ein
pH-Wert von 4,75 ermittelt (siehe Tabelle 12).
Tabelle 12: Entwicklung der pH-Werte in der Ileumchymus-Suspension von K- und PL-Tieren nach Zulage von 1 g thermisch unbehandelter Reisstärke im Verlauf der Inkubation
Stunde K-Tiere PL-Tiere
0 6,74 ± 0,010 6,77 ± 0,012
1 6,85 ± 0,025 6,83 ± 0,006
2 6,90 ± 0,006 6,88 ± 0,006
3 6,84 ± 0,006 6,85 ± 0,006
4 6,70 ± 0,012 6,73 ± 0,010
5 6,30 ± 0,021 6,39 ± 0,010
6 5,98 ± 0,004 6,08 ± 0,006
7 5,56 ± 0,049 5,68 ± 0,015
8 5,44 ± 0,047 5,57 ± 0,015
24 4,71 ± 0,036 4,75 ± 0,017
2. Summe der FFS (mmol/kg uS) und Laktatkonzentration
Während der gesamten Inkubation nahm die Summe der gebildeten FFS in den
Chymussuspensionen beider Versuchsgruppen in vergleichbarem Ausmaß zu. Am Ende der
24- stündigen Inkubation unterschied sich die Summe der gebildeten FFS zwischen K- und
PL-Tieren nicht (siehe Tabelle 13).
Die mittlere Laktatkonzentration (mmol/kg uS) der K-Tiere stieg bis zur Stunde 8
kontinuierlich an und ging dann auf Werte vergleichbar mit denen zur Stunde 2 zurück. Bei
den PL-Tieren nahm die Laktat-Konzentration mit zunehmender Zeitdauer der Inkubation
Material und Methoden
50
ebenfalls zu; zeigte jedoch keinen deutlichen Abfall zum Ende der Inkubationszeit (siehe
Tabelle 13).
Tabelle 13: Entwicklung der Konzentrationen flüchtiger Fettsäuren (mmol/kg uS) und von Milchsäure (mmol/kg uS) in der Ileumchymus-Suspension im Verlauf der Inkubation
Flüchtige Fettsäuren (mmol/kg uS) Laktatkonzentration (mmol/kg uS)
Stunde K-Tiere PL-Tiere K-Tiere PL-Tiere
0 3,86 ± 0,524 2,24 ± 0,078 0,000 ± 0,000 0,490 ± 0,234
1 7,53 ± 1,99 2,09 ± 0,152 0,063 ± 0,057 0,663 ± 0,287
2 7,20 ± 1,40 5,09 ± 0,244 0,133 ± 0,122 0,840 ± 0,271
3 13,7 ± 5,55 7,92 ± 1,07 0,340 ± 0,217 1,20 ± 0,823
4 11,4 ± 1,80 12,1 ± 0,576 0,593 ± 0,366 1,37 ± 1,10
5 20,5 ± 0,392 16,4 ± 1,33 1,03 ± 0,739 1,82 ± 2,01
6 22,1 ± 0,910 20,9 ± 1,48 1,52 ± 1,10 2,96 ± 2,94
7 25,2 ± 0,188 23,4 ± 1,34 2,47 ± 1,82 3,57 ± 3,06
8 26,9 ± 1,10 24,9 ± 2,07 3,50 ± 2,45 2,68 ± 2,68
24 60,4 ± 4,48 61,2 ± 9,55 0,127 ± 0,042 6,47 ± 8,08
Schlussfolgerung:
Trotz der hohen FFS-Konzentration und der niedrigeren pH-Werte in der Ileumchymus-
Suspension kam es zu einem stetigen Anstieg der kumulativen Gasproduktion. Insgesamt ist
daraus abzuleiten, dass die drei Parameter keinen hemmenden Effekt auf die Gasbildung
haben. Obwohl die pH-Werte ab Stunde 4 zurückgingen, konnte keine Einschränkung der
Gasproduktion festgestellt werden. Somit scheint eine pH-Wert-bedingte Hemmung der
Gasproduktion nicht relevant zu sein. Die Gasproduktion im Ileumchymus der PL-Tiere am
Ende der Inkubation steigt deutlicher an, als bei Inkubation von Ileumchymus der K-Tiere,
was eventuell in einer „Gewöhnung“ der Intestinalflora begründet ist. SCHWARZMAIER
(2013) wies im Ileumchymus von PL-Tieren, im Vergleich zu dem der K-Tiere höhere
Konzentration von FFS und Laktat nach, was für eine mögliche Adaptation an Laktat-
Konzentrationen sprechen könnte. Da mittels der in-vitro Untersuchungen die Effekte einer
EPI auf die fermentative Kapazität geprüft werden sollte, ist es von Bedeutung, dass
vergleichbare Bedingungen zwischen beiden Tiergruppen gewährleistet werden. Da der pH-
Material und Methoden
51
Wert sowohl in der Ileumchymus-Suspension der K- als auch der PL-Tiere zurückging, sind
die Ergebnisse der beiden Versuchsgruppen miteinander vergleichbar.
3.1.6.3 Herstellung der Chymussuspension Die Chymussuspension bestand in allen Versuchen aus Ileumchymus und einer mineralischen
Lösung (Puffer), die im Verhältnis 1:25 vermengt wurden. Im Folgenden wird auf die
einzelnen Arbeitsschritte zur Herstellung der Chymussuspension eingegangen.
3.1.6.3.1 Herstellung des Puffers
Als etablierte Puffermischung für in-vitro Untersuchungen (ROBINSON et al. 1999;
PLUMMHOFF 2004; KAMPHUES u. YOUSSEF 2011) wurde der Kansas State Puffer für
die Herstellung der Chymussuspension verwendet. Dieser bestand aus zwei unterschiedlichen
Lösungen (Puffer A und Puffer B), welche die in destilliertem Wasser gelösten Salze
enthielten. Die genaue Zusammensetzung kann der Tabelle 14 und 15 entnommen werden.
Tabelle 14: Zusammensetzung von Puffer A
Komponente g/Liter
Kaliumhydrogenphosphat (KH2PO4) 10,0
Magnesiumsulfat (MgSO4 x 7H2O) 0,5
Natriumchlorid (NaCl) 0,5
Calciumchlorid (CaCl2H2O) 0,1
Harnstoff 0,5
Tabelle 15: Zusammensetzung von Puffer B
Komponente g/Liter
Natriumkarbonat (Na2CO3) 15,0
Natriumsulfid (Na2S9H2O) 1,0
Die Herstellung des Puffergemisches erfolgte frisch am jeweiligen Versuchstag. Puffer A
(pH 4,5) und Puffer B (pH 7,5) wurden im Verhältnis 1:5 gemischt, um einen pH-Wert von
6,8 zu erreichen. Im Anschluss wurde der Puffer für mindestens drei Stunden in einem
Thermoschrank (Fa. Memmert, Darmstadt) bei einer Temperatur von 38 °C inkubiert.
Material und Methoden
52
3.1.6.3.2 Kollektion und Aufbewahrung des Ileumchymus
Zur Herstellung der Ileumchymus-Suspension wurde sowohl Ileumchymus von K-Tieren als
auch von PL-Tieren verwendet. Da alle Versuchstiere an den Umgang mit Menschen und
Manipulationen an der ileo-caecalen Umleitungsfistel gewöhnt waren, stellte die Gewinnung
des Chymus offensichtlich keine Belastung für die Tiere dar. Der Ileumchymus wurde direkt
vor dem Versuchsansatz gesammelt. Hierzu wurde die Fistel nach der morgendlichen
Fütterung geöffnet und eine Ultraschallschutzhülle, die als Sammelbehältnis diente, mit Hilfe
einer Metallklammer an der ilealen Fistel fixiert. Die Sammelbehältnisse wurden in
regelmäßigen Zeitabständen (10 Minuten) gewechselt, damit der schon gewonnene Chymus
keine Beeinträchtigung durch die Einwirkung von Sauerstoff und Umgebungstemperatur
erfuhr. Die Behältnisse wurden luft- und wasserdicht verschlossen und in einem
Thermobehälter im warmen Wasserbad (38 °C) aufbewahrt.
3.1.6.3.3 Herstellung der Chymussuspension
In ein Becherglas wurden jeweils 90 g Ileumchymus eingewogen und mit 450 ml warmer
(38 °C) Pufferlösung versetzt. Im Anschluss wurde über eine Zeitdauer von 30 Sekunden
Kohlenstoffdioxid in das Becherglas eingeleitet, um anaerobe Verhältnisse zu gewährleisten.
Puffer und Chymus wurden zusammen in ein Standmixgerät (Fa. Konic, Ingolstadt) gegeben,
woraufhin erneut für 30 Sekunden Kohlenstoffdioxid in diese Mischung eingeleitet wurde.
Bei 1000 Umdrehungen pro Minute wurden Chymus und Puffer für 30 Sekunden miteinander
vermengt. Im nächsten Arbeitsschritt erfolgte die Filtration der hergestellten Suspension
durch ein Sieb (Porengröße 200 µm). In den Auffangbehälter wurde zuvor für 1 Minute
Kohlenstoffdioxid eingeleitet. 330 ml der aufbereiteten Suspension wurden mit 1320 ml
warmer (38 °C) Pufferlösung versetzt und in eine Glasflasche gegeben; im Anschluss erfolgte
für 10 Sekunden erneut die Einleitung von Kohlenstoffdioxid.
Material und Methoden
53
1 g Erbsen-stärke
1 g Kartoffel-stärke
1 g Amaranth-Vollkornmehl
1 g Reis-stärke
Ohne Substrat
Ileumchymus +
Puffer (1:5)
Je 100 ml
3.1.6.3.4 Verwendete Substrate zur Bestimmung der Fermentation
Für die Bestimmung der Intensität der Fermentation wurden je 1 g Stärke in eine Glasflasche
(100 ml) eingewogen. Hierbei wurden folgende Stärkearten als Substrat verwendet:
- Reisstärke (RS)
- Amaranth-Vollkornmehl (AM)
- Kartoffelstärke (KS)
- Erbsenstärke (ES)
Jeweils 100 ml Chymussuspension (3.1.6.3.3) wurden in die Glasflaschen gefüllt. Alle
Inkubationsansätze erfolgten stets in Form einer Dreifachbestimmung (siehe Abbildung 15).
Bevor der Druckmesskopf aufgeschraubt wurde, fand eine weitere Einleitung von
Kohlenstoffdioxid für 5 Sekunden statt. Die Gasbildungsmodule wurden ohne weitere
Verzögerung in einen Wärmeschrank (Fa. Memmert; OMNILAB; 38 °C) verbracht. Da die
Flaschen zuvor mit Magnetrührstäben versehen wurden, konnte mittels einer
Magnetrührplatte (Mixdrive 15 2mag magnetic emotion) eine kontinuierliche Durchmischung
der Inkubationsansätze gewährleistet werden, um ein Sedimentieren des Substrates zu
Abbildung 15: Schematische Darstellung der Inkubationsversuche zur Quantifizierung der Fermentation (Gasbildung) unterschiedlicher Stärkearten
Material und Methoden
54
verhindern. Während der Inkubation erfolgte die Bestimmung der gebildeten Gasmenge
kumulativ und vollautomatisch, so dass keine weiteren Manipulationen an den
Gasbildungsmodulen notwendig waren.
3.1.6.4 Einstellungen des Systems für die Messung des Gasdruckes
Die Messung der gebildeten Gasmenge erfolgte durch den im Druckmesskopf befindlichen
Sensor. Die Daten wurden via Radio-Funk an den Basis-Koordinator gesendet, um durch
diesen in das Tabellenkalkulationsprogramm Excel® (Microsoft Office) überführt zu werden.
Die Einstellungen für die Messungen wurden am Basis-Koordinator mittels der vom
Hersteller entwickelten Software (ANKOM Gasdruckmonitor Software 9.7.1.) vorgenommen
und waren für alle Versuche, die mit dem GPS im Rahmen dieser Arbeit durchgeführt
wurden, identisch (siehe Übersicht 6). Folgende Parameter konnten im System eingestellt
werden:
- Global Release - Freigabedruck
- Open valve time - Klappenöffnungszeit
- Pressure units - Druckeinheiten
- Recording interval - Aufzeichnungsintervall
- Live interval– Übertragungsintervall
Unter dem Einstellungskriterium Global release wurde der Druck festgelegt, bei dem die
Klappen innerhalb der Gasbildungseinheit automatisch geöffnet wurden. Durch diese
Einstellung wurde verhindert, dass der Druck innerhalb der Flasche zu stark anstieg und ein
Aufschäumen des Inokulums erfolgte. Hierdurch wäre ein Verlegen der Öffnungen, welche
die Verbindung zwischen Glasflaschen und Drucksensor gewährleisten möglich, und weitere
Messungen würden verhindert. Weiterhin verhinderte der Druckablass (durch Öffnen der
Klappen), dass sich gebildetes Gas in der Flüssigkeit löste und so die Fermentationsprozesse
beeinflusste.
Unter dem Menüpunkt open valve time erfolgte die Festlegung des Zeitraumes (250 ms), für
den die Entlüftungsventile geöffnet blieben. Dieser Zeitraum wurde bewusst sehr kurz
gewählt, um eine Beeinträchtigung der Fermentation durch Lufteintritt zu verhindern.
Material und Methoden
55
Mit dem live interval wurde die Zeitspanne festgelegt, für die ein Gasbildungsmodul mit dem
Basis-Koordinator in Kontakt trat, um eventuelle Fehlermeldungen oder Fehlfunktionen zu
melden.
Das recording Interval ist der Zeitabstand zwischen den einzelnen Druckmessungen. Es
betrug jeweils eine Minute.
Übersicht 6: Einstellungen der Parameter zur Messung des kumulativen Gasdrucks über 24 h mit dem Gas Production System
Parameter Einstellungen
Global release 100 mbar
Open valve time 250 ms
Live interval 10 Sekunden
Recording interval 1 Minute
Pressure units mbar
Temperature units Grad Celsius
3.1.6.5 Probenentnahme nach 24-stündiger Inkubationsdauer
Nach Beendigung der 24-stündigen Inkubation wurde die Messung beendet und in der
Chymussuspension folgende Parameter bestimmt:
- pH-Wert
- flüchtige Fettsäuren (FFS)
Die Gasbildungsmodule wurden aus dem Wärmeschrank genommen, die Druckmessköpfe
entfernt und durch konventionelle Schraubdeckel ersetzt. Nach Abkühlen der Suspension auf
Raumtemperatur (ca. 30 min) wurde der pH-Wert unter Verwendung eines pH-Meters (Seven
Easy; Fa. Mettler Toledo, Int. Inc.) gemessen.
Zur Bestimmung der Konzentration der FFS wurde je 1 ml der Chymussuspension mit 100 µl
internem Standard (10 ml Ameisensäure 89%ig und 0,1 ml Methylvaleriansäure) versetzt und
für 10 min bei 3000 U/min zentrifugiert (Biofuge stratos; Fa. Heraeus Sepatech, Hanau). Im
Anschluss wurden jeweils 400 µl in Mikroflaschen (Flasche R08, Fa. Ziemer, Langerwehe)
überführt und in einen Gaschromatographen (610 Series, Fa. Unicam, Kassel) gegeben. Bei
Material und Methoden
56
einer Säulentemperatur von 103 °C (Injektor 175 °C, Detektor 180 °C) fand die Auftrennung
der flüchtigen Fettsäuren innerhalb von 25 Minuten entlang einer 2 m langen gepackten Säule
(GP 10 % SP-1000/1 % H3PO4 auf 100/120, Chromosorb® WAW, Fa. Supelco, Inc., USA)
statt. Die flüchtigen Fettsäuren wurden mittels eines Flammenionisationsdetektors bestimmt.
Diese Bestimmung erfolgte in einer festen Reihenfolge: Essigsäure, Propionsäure, i-
Buttersäure, n-Buttersäure, i-Valeriansäure, n-Valeriansäure). Der Grenzwert für den
Nachweis der einzelnen FFS betrug 0,01 mmol/kg uS.
3.1.6.6 Untersuchungen der mikrobiellen Fermentation mit dem Gas Production System
Verursacht durch die mikrobielle Verstoffwechselung des eingewogenen Substrats (Stärke)
werden Gase gebildet. Diese Gase ermöglichen eine nähere Charakterisierung des Umfangs
der mikrobiellen Fermentationsleistung und erlauben es, die Kinetik der Stärkefermentation
näher zu bestimmen. Die verschiedenen Versuche, die mittels Gas Production System
durchgeführt wurden, sind in Übersicht 7 aufgelistet.
Übersicht 7: Überblick der durchgeführten Versuche mit dem Gas Production System
Futter Enzym-ergänzung
Anfütterungs-phase
Versuchsziel
Erhaltungsfutter + + Überprüfung des Umfangs der
mikrobiellen Fermentation
Erhaltungsfutter - + Überprüfung des Effektes einer
Enzymsupplementation
Kartoffelstärke-Erhaltungsfutter-
Diät - +
Überprüfung des Adaptationseffektes auf den Umfang der mikrobiellen
Fermentation
3.1.6.7 Vergleichende Untersuchungen der in-vitro Gasbildung (ermittelt anhand des kumulativen Gasdruckes)
Im Rahmen dieser Untersuchung wurde überprüft, ob sich die mikrobielle Fermentation
(Umfang und Kinetik) von thermisch unbehandelter und thermisch behandelter Stärke
unterscheidet und ob hierbei Unterschiede zwischen den K-Tieren und den PL-Tieren
bestehen. Als Substrate wurden jeweils die Stärken eingesetzt, die auch in den Screening-
Tests verwendet wurden (siehe Tabelle 6 und 7). Für diesen Versuch wurden zuvor alle
Material und Methoden
57
Schweine, wie an Tagen außerhalb von Versuchen, zweimal täglich mit 250 g
Erhaltungsfutter gefüttert. Die PL-Tiere erhielten eine Enzymsubstitution (2,49 g Kreon;
Zusammensetzung siehe Tabelle 4). Die Kollektion und die Aufbereitung des Chymus
erfolgte wie unter Punkt 3.1.6.3.2 und 3.1.6.3.3 beschrieben. Alle Versuche wurden in einem
Dreifachansatz durchgeführt (siehe Abbildung 15). Zusätzlich zu den vier verschiedenen
Stärkearten kamen jeweils drei Leerwerte (Chymussuspension ohne Substrateinwaage) pro
Versuchsdurchlauf hinzu, so dass pro Versuchsansatz 15 Proben zustande kamen. Damit für
alle Stärkearten (RS, AM, KS, ES) identische Bedingungen garantiert werden konnten und
um die Vergleichbarkeit der Ergebnisse untereinander zu gewährleisten, erfolgte die
Ermittlung der Gasbildung stets für alle Stärkearten parallel. Aufgrund der begrenzten
Kapazitäten (maximal 15 parallele Ansätze) wurden die rohen Stärken separat von den
gekochten Stärken geprüft.
3.1.6.8 Bestimmung der Effekte einer Enzymsupplementation auf die mikrobielle Fermentation der Stärke
In diesem Versuchsabschnitt sollte überprüft werden, welchen Einfluss eine
Enzymsupplementation der PL-Tiere auf die mikrobielle Fermentation der Stärke hat.
Insgesamt wurden für diesen Versuchsabschnitt vier PL-Tiere eingesetzt, die für einen
Zeitraum von zehn Tagen keine Enzymergänzung erhielten. Die Tiere bekamen sowohl vor
diesem Versuchsabschnitt als auch während der Versuchsphase zweimal täglich je 250 g
Erhaltungsfutter. Jeweils an Tag 1 und Tag 10 der Phase ohne Enzymsupplementation
erfolgte eine Chymussammlung. Der Chymus wurde wie in Punkt 3.1.6.3.2 gesammelt und
wie unter 3.1.6.3.3 beschrieben aufbereitet. Als Substrat wurden je 1 g rohe Reisstärke, rohes
Amaranth-Vollkornmehl sowie rohe Erbsen- bzw. Kartoffelstärke eingesetzt (je drei
Versuchsansätze pro Stärke). An die 24-stündige Inkubation schloss sich die Probenentnahme
für die Bestimmung der FFS und die pH-Wert-Messung an.
3.1.6.9 Bestimmung der Effekte einer Adaptationsphase auf die mikrobielle Fermentation unterschiedlicher Stärkearten
Jeweils drei K-Tiere und drei PL-Tiere wurden für zehn Tage mit einer mit Kartoffelstärke
angereicherten Diät angefüttert. Zweimal täglich erhielten die Tiere eine Mahlzeit, die sich
Material und Methoden
58
aus 150 g Kartoffelstärke und 50 g Erhaltungsfutter (Nährstoffgehalt siehe Tabelle 4)
zusammensetzte.
Tabelle 16: Chemische Analyse der Nährstoffe der Kartoffelstärke-Erhaltungsfutter-Diät (g/kg TS)
Ra Rfa Rp Rfe Stärke Zucker
13,2 52,7 10,6 9,40 821 14,5
Am ersten und zehnten Tag der Anfütterung erfolgte eine Chymuskollektion zur Herstellung
einer Ileumchymus-Suspension wie unter den Punkten 3.1.6.3.2 und 3.1.6.3.3 beschrieben.
Als Substrat kamen jeweils 1 g rohe Reis- bzw. Kartoffelstärke zum Einsatz. Auch hier
erfolgte der Versuchsansatz pro Stärkeart in Dreifachansätzen. Die Inkubation fand bei 38 °C
auf einer Magnetrührplatte statt und wurde nach 24 Stunden beendet. Im Anschluss wurde der
pH-Wert gemessen und Proben für die Bestimmung der FFS entnommen.
3.1.7 Ermittlung der während der in-vitro-Fermentation mikrobiell gebildeten
Gasarten
Die während der mikrobiellen Fermentation der Stärke gebildeten Gasarten wurden in einem
weiteren Versuchsansatz näher charakterisiert.
In diesem Versuchsansatz wurde jeweils Ileumchymus von zwei K-Tieren und zwei
PL-Tieren verwendet, der wie schon zuvor unter Punkt 3.1.6.3.3 beschrieben verarbeitet
wurde. Da lediglich 15 Versuchsansätze parallel durchgeführt werden konnten, war es nicht
möglich, alle zuvor verwendeten Substrate (Reisstärke, Amaranth-Vollkornmehl,
Kartoffelstärke, Erbsenstärke) sowohl in roher als auch in gekochter Variante zu untersuchen.
Daher wurden lediglich folgende Substrate hinsichtlich der gebildeten Gasarten untersucht:
- Reisstärke: thermisch unbehandelt und behandelt
- Kartoffelstärke: thermisch unbehandelt und behandelt
Die Auswahl von Reisstärke und Kartoffelstärke beruht auf den zuvor ermittelten größten
Unterschieden im Umfang der Gasbildung zwischen roher Reisstärke und roher
Kartoffelstärke. Alle Proben wurden in Dreifachansätzen durchgeführt, aber jeweils nur eine
Gasprobe je Substrat entnommen. Parallel erfolgte die Inkubation von Ileumchymus ohne
Zusatz eines Substrates („Nullwert“) im Doppelansatz.
Material und Methoden
59
Probenentnahme
Zur Entnahme der Proben wurde auf das Luerventil des Druckmesskopfes (siehe Abbildung
13) ein Dreiwege-Hahn (Fa. Braun, Melsungen; Discofix®) aufgesetzt, um ein Einströmen
von Sauerstoff während der Probenentnahme zu verhindern. Die Proben wurden mit einer
Spritze (Fa. Terumo; SYRINGE 1 ml) direkt nach Beendigung der 24-stündigen Inkubation
entnommen. Zum Verschluss der Spritze wurde eine Kanüle (Fa. Braun, Melsungen;
Sterican®; 26 G) aufgesetzt. Um ein Entweichen der Gase zu verhindern, wurde die Kanüle
mit einem Gummistopfen luftdicht verschlossen.
Analyse der Proben
Die Gasanalyse erfolgte mittels Gaschromatographie im Pansenlabor der Rinderklinik der
Stiftung Tierärztliche Hochschule Hannover. Der Gaschromatograph (Shimadzu GC 8A) mit
Wärmeleitfähigkeitsdetektor und zwei parallel geschalteten Stahlsäulen (2 m x 4 mm) wiesen
folgende Einstellungen auf:
Injektionstemperatur: 60 °C
Detektortemperatur: 40 °C
Säulenofentemperatur: 40 °C
Trägergas: Helium
Zur Kalibrierung des Gaschromatographen wurde ein Eichgasgemisch injiziert, welches sich
wie folgt zusammensetzte:
- 42,9 % Kohlenstoffdioxid
- 28,3 % Stickstoff
- 19,9 % Methan
- 7,94 % Sauerstoff
Das Injektionsvolumen betrug 1 ml. Die Ergebnisse der Analyse wurden als relativer Anteil
der einzelnen Gase angegeben.
Material und Methoden
60
3.1.8 Angewandte Untersuchungsmethoden
Die Bestimmung der Rohnährstoffe im Versuchsfutter der eingesetzten Stärken (Bestandteil
der Testmahlzeiten und Substrat in den in-vitro-Versuchen) und der Chymusproben erfolgte
nach den Vorschriften der VDLUFA (Naumann und Bassler 2004; amtliches Methodenbuch
Band III; Ergänzungen 2012). Trockensubstanz und Rohnährstoffe (Rfa, Rp, Rfe, Ra) wurden
mittels Weender Analyse bestimmt. Die in Futter, Chymusproben und Chymussuspension
bestimmten Parameter sind in Übersicht 8 aufgelistet. Der Übersicht 9 kann entnommen
werden, welche Untersuchungsverfahren zur Anwendung kamen. Alle Bestimmungen
erfolgten stets im Doppelansatz.
Übersicht 8: Parameter und für deren Analyse angewandte Untersuchungsverfahren Untersuchungsparameter Untersuchungsmethode
Masse (uS) Wägung
Trockensubstanz
Wender Analyseverfahren
(Vorschriften nach VDLUFA)
Rohfaser
Rohprotein
Rohfett
Stärke Enzymatisch (Stärke-Testkit; UV-Testkit, Fa. Boehringer
Mannheim) und polarimetrisch (VDLUFA Vorschrift)
Zucker LUFF-SCHORL (Vorschriften der VDLUFA)
Chromoxid Methode nach PETRY und RAPP (1970)
Flüchtige Fettsäuren Gaschromatographisch
Laktat Enzymatisches Test-Kit (D-Milchsäure/L-Milchsäure,
UV-Test-Kit; Fa. Boehringer, Mannheim)
pH-Wert Potentiometrie
Material und Methoden
61
Übersicht 9: Ermittelte Parameter in den Proben (Futter, Chymus, Chymussuspension)
Parameter Stärke (roh/ gekocht)
Futter Chymusproben (Screening-Test)
Chymussuspension (GPS)
Masse X
Trockensubstanz X X X
Rohfaser X X
Rohprotein X X
Rohfett X X
Stärke Xa;b Xa;b Xb
Chromoxid X
FFS X X
Laktat X
pH-Wert X a enzymatische Bestimmung; b polarimetrische Bestimmung
3.1.9 Berechnungsformeln
3.1.9.1 Berechnung der Anflutung am terminalen Ileum
Chymusmasse (g TS) =
�ℎ������������ × �� − ����������������ℎ�����/����
1000
Chromoxid-Anflutung im Chymus (g) =
�ℎ������������ × �ℎ������� − ����������������ℎ�����/����
1000
Stärke-Anflutung im Chymus (g) =
�ℎ������������ × ��ä�������������������ℎ�����/����
1000
Material und Methoden
62
Chromoxidwiederfindung (%) =
�ℎ������� − �� !��������ℎ�����
�ℎ������� − �� ��ℎ��������"������ ∗ 100
3.1.9.2 Berechnung der prc. scheinbaren Verdaulichkeit bzw. Verschwindensraten
Die prc. Nährstoffverdaulichkeit wurde mittels Indikatormethode bestimmt. Da es sich bei
dem Screening-Test nach BECKER (2005) nicht um eine klassische Bestimmung der
Verdaulichkeit (Verzicht auf eine Anfütterungsphase und eine mehrtägige Chymuskollektion)
handelt, wurde der Begriff Verdaulichkeit durch den Begriff Verschwindensrate (VR) ersetzt.
$�%. '(% = 100 −%+����������"�����
%+�����������ℎ����×
%+�����������ℎ����
%+����������"�����
3.1.10 Statistische Auswertungen
Die statistischen Auswertungen wurden nach Beratung durch das Institut für Biometrie,
Epidemiologie und Informationsverarbeitung der Stiftung Tierärztliche Hochschule Hannover
durchgeführt. Zur Berechnung wurde das Statistikprogramm SAS® Version 9.3 (SAS Institute
Inc., Cary, NC, USA) verwendet. Für die Werte aus beiden Untersuchungsabschnitten
(Screening-Test und in-vitro-Versuche) wurde eine Normalverteilung angenommen.
Die statistische Auswertung des Effektes der unterschiedlichen Stärkearten auf die prc. VR
wurde mit Hilfe eines abhängigen t-Tests berechnet, während für die Überprüfung des
Effektes einer Pankreasgangligatur auf die prc. VR ein unabhängiger t-Test verwendet wurde.
Da bei einem gepaarten t-Test das Versuchstier sowohl die Testmahlzeit mit der thermisch
unbehandelten als auch der behandelten Stärke erhalten haben musste, konnten für die
Auswertung des Effektes der thermischen Bearbeitung nicht alle Tiere in die Berechnung mit
einbezogen werden. Dies resultiert in unterschiedlichen Tierzahlen in beiden
Versuchsfragestellungen.
Material und Methoden
63
Im Rahmen der statistischen Auswertung der in-vitro-Versuche wurde bei der Fragestellung
nach dem Einfluss der Pankreasgangligatur ein unabhängiger t-Test genutzt. Sofern der
Einfluss der Stärkeart ermittelt wurde, erfolgte die Berechnung durch einen abhängigen
(gepaarten) t-Test.
Signifikante Unterschiede in den Mittelwerten mit einer Irrtumswahrscheinlichkeit p ≤ 0,05
wurden mit unterschiedlichen Buchstaben bzw. Symbolen gekennzeichnet. Neben dem t-Test
wurden für alle Parameter jeweils der Mittelwert und die Standardabweichung berechnet. Die
Berechnung erfolgte mit Hilfe des Software Programmes Excel® 2003 (Microsoft Corp.,
USA).
Ergebnisse
64
3.2 Ergebnisse
Nachfolgend werden die Ergebnisse dem Duktus der eigenen Untersuchungen folgend
vorgestellt, d.h. zunächst die Resultate des Screening-Tests und anschließend jene der in-
vitro-Versuche (Inkubationsversuche). Über die gesamte Versuchszeit gab es keinerlei
schwerwiegende Erkrankungen der K- und PL-Tiere. In einzelnen Versuchsphasen traten
allerdings bei Einzeltieren Probleme mit der Akzeptanz diverser Diäten auf, d.h. vereinzelt
wurde die vorgelegte Futtermenge nicht sofort und/ oder nicht vollständig aufgenommen, so
dass ein betroffenes Tier an diesem Tag nicht für den Versuch genutzt werden konnte.
Allgemeine Hinweise zur Darstellung der Ergebnisse
Aufgrund von Akzeptanzproblemen, insbesondere bei Einsatz der thermisch behandelten
Stärken, variieren die Tierzahlen bei den pankreasgangligierten Tieren. Um möglichst viele
Tiere in die Auswertung einbeziehen zu können, wurden die Ergebnisse aller PL-Tiere,
welche die entsprechende Testmahlzeit vollständig aufnahmen, in die Auswertung für den
Vergleich zwischen den Tiergruppen (K-Tier vs. PL-Tier ) aufgenommen (bei Vergleich der
beiden Tiergruppen ist dies durch Einsatz entsprechender statistischer Verfahren möglich).
Für die Auswertung des Effektes der Stärkeart und der thermischen Behandlung der Stärke
wurden hingegen die Ergebnisse nur in die Auswertung einbezogen, wenn das jeweilige Tier
auch alle Stärkearten erhalten bzw. die jeweilige Stärke sowohl in roher als auch gekochter
Form vollständig aufgenommen hatte. Lediglich bei Einsatz der Testdiät rAM musste ein PL-
Tier ersetzt werden (Austausch von Tier 132 gegen Tier 144), da es die Futteraufnahme
verweigerte. Das oben beschriebene Vorgehen bzw. die unterschiedliche Anzahl der in die
Auswertung einbezogenen PL-Tiere (s. Kritik der Methoden) ist der Grund für leicht
unterschiedliche Mittelwerte bei der Auswertung der Versuchsvarianten roh vs. gekocht
(Vergleich innerhalb einer Versuchsgruppe) im Vergleich zu den möglichen Effekten der EPI
(Vergleich K- vs. PL-Tier).
Im Vergleich zu den anderen Testmahlzeiten enthielt rAM eine geringere Stärkemenge, da es
sich hierbei nicht um eine isolierte Stärke handelte. Um einen Effekt der geringeren
Stärkemenge auf die Ergebnisse ausschließen zu können, wurde in einem weiteren
Fütterungsversuch die Stärkemenge der Testmahlzeit rAM an die Stärkeaufnahme der
Ergebnisse
65
anderen Testmahlzeiten angepasst. Die Ergebnisse aus den Versuchen mit der entsprechend
höheren Stärkemenge aus rAM werden jeweils unter den Tabellen gesondert angegeben.
3.2.1.1 Chymusparameter
3.2.1.1.1 Absolute Chymusmassen (g uS) Effekte der Pankreasgangligatur auf die Chymusanflutung Die ursprüngliche Masse (Frischmasse (g uS)) des innerhalb der 8-stündigen
Kollektionsphase am Ileum angefluteten Chymus war bei den PL-Tieren numerisch stets
höher (siehe Abbildung 16 und Abbildung 17). Dieser Unterschied war zwischen den beiden
Tiergruppen (K- bzw. PL-Tiere) nach Einsatz von rRS, rKS, MS und gRS signifikant.
Einsatz der thermisch unbehandelten Stärken
Abbildung 16: Absolute Chymusmassen (g uS/8h) am terminalen Ileum von K- und PL-Tieren nach Einsatz verschiedener Stärkearten ohne thermische Behandlung Unterschiedliche Buchstaben kennzeichnen signifikante Unterschiede zwischen den K- und PL-Tieren bei Einsatz identischer Diäten (p < 0,05)
RS AM KS ES MS
K-Tiere 209 322 252 304 280
PL-Tiere 380 409 339 344 409
0
100
200
300
400
500
600
g u
S/8
h
K PL
a
b
b b a
a
a
a a
a
Ergebnisse
66
Einsatz der thermisch behandelten Stärken
Abbildung 17: Absolute Chymusmassen (g uS/8h) am terminalen Ileum von K- und PL-Tieren nach Einsatz verschiedener Stärkearten mit thermischer Behandlung Unterschiedliche Buchstaben kennzeichnen signifikante Unterschiede zwischen den Tiergruppen bei Einsatz identischer Diäten (p < 0,05)
Effekte der thermischen Behandlung und der Stärkeart auf die Chymusanflutung Bei Einsatz der verschiedenen Stärkearten bestand weder bei K- noch bei PL-Tieren ein
signifikanter Einfluss der thermischen Behandlung auf die innerhalb des Kollektionsintervalls
angeflutete Chymusmasse. Lediglich bei Einsatz von ES bei den PL-Tieren führte die
thermische Bearbeitung zu einer tendenziell höheren Chymusmasse des Ileumchymus
(311 ± 61,7 vs. 509 ± 53,1 g uS/8h). Sowohl bei den K-Tieren als auch bei den PL-Tieren
hatte der Einsatz von gES signifikant höhere Chymusmassen im Vergleich zu gRS zur Folge
(siehe Tabelle 17).
RS AM KS ES
K-Tiere 220 358 257 340
PL-Tiere 357 447 407 416
0
100
200
300
400
500
600
g u
S/8
h
K PL
a a
a a
a b
b a
Ergebnisse
67
Tabelle 17: Absolute Chymusmassen (g uS/8h) am terminalen Ileum von K- und PL-Tieren nach Einsatz verschiedener Stärkearten mit und ohne thermischer Behandlung
K-Tiere PL-Tiere1
Thermisch unbehandelt
Thermisch behandelt
Thermisch unbehandelt
Thermisch behandelt
Reisstärke 209 ± 30,9*a 220 ± 39,8*a 380 ± 133*ab 336 ± 94,4*a
Amaranth2;3 322 ± 88,4*ab 358 ± 135*ab 389 ± 73,5*a 427 ± 77,7*ab
Kartoffelstärke 252 ± 45,1*ab 257 ± 54,5*ab 338 ± 31,2*ab 364 ± 52,0*ab
Erbsenstärke 278 ± 99,9*ab 340 ± 28,6*b 311 ± 61,7*b 509 ± 53,1*b
Maisschrot 272 ± 29,5b Nicht geprüft 384 ± 70,4ab Nicht geprüft
1 n= 3 ( identische Tiere mit Ausnahme von rAM - Austausch von Tier 144 gegen 132) 2 Vollkornmehl 3 Einsatz von 212 g rAM pro Testmahlzeit: (K-Tiere: 592 ± 327 g uS/8h; PL-Tiere 697 ± 291g uS/8h) in beiden Gruppen keine signifikanten Unterschiede zu den Ergebnissen bei Einsatz von 150 g rAM Unterschiedliche Symbole kennzeichnen signifikante Effekte der thermischen Behandlung innerhalb einer Tiergruppe (p < 0,05) Unterschiedliche Buchstaben kennzeichnen signifikante Effekte der Stärkeart innerhalb einer Tiergruppe (p < 0,05)
3.2.1.1.2 TS-Gehalt (%) im Chymus am terminalen Ileum
Effekte der Pankreasgangligatur auf den TS-Gehalt (%) im Chymus Der TS-Gehalt (%) im Ileumchymus war bei den K-Tieren im Vergleich zu den PL-Tieren
sowohl bei Einsatz von thermisch unbehandelten als auch thermisch behandelten Stärken
geringer (siehe Abbildung 18 und Abbildung 19). Signifikante Unterschiede im TS-Gehalt
des Ileumchymus beider Gruppen ergaben sich bei Verwendung von rRS, rKS, rES, MS und
gKS.
Ergebnisse
68
Einsatz der thermisch unbehandelten Stärken
Abbildung 18: Trockensubstanz-Gehalt (%) im Ileumchymus von K- und PL-Tieren nach Einsatz verschiedener Stärkearten ohne thermische Behandlung Unterschiedliche Buchstaben kennzeichnen signifikante Unterschiede zwischen den Tiergruppen bei Einsatz identischer Diäten, (p < 0,05)
Einsatz der thermisch behandelten Stärken
Abbildung 19: Trockensubstanz-Gehalt (%) im Ileumchymus von K- und PL-Tieren nach Einsatz verschiedener Stärkearten mit thermischer Behandlung Unterschiedliche Buchstaben kennzeichnen signifikante Unterschiede zwischen den Tiergruppen bei Einsatz identischer Diäten, ( p < 0,05)
Effekt der thermischen Behandlung und der Stärkeart auf den TS-Gehalt (%) im Chymus In keiner der beiden Gruppen (K- und PL-Tiere) konnte ein signifikanter Effekt der
thermischen Bearbeitung der Stärken auf den TS-Gehalt ermittelt werden (siehe Tabelle 16).
RS AM KS ES MS
K-Tiere 14,4 10,8 17,9 11,8 14,3
PL-Tiere 22,0 14,2 24,2 19,2 20,7
0
5
10
15
20
25
30
(%)
RS AM KS ES
K-Tiere 12,6 13,9 14,9 13,5
PL-Tiere 19,0 16,8 18,8 16,1
0
5
10
15
20
25
30
(%)
K
K
PL
PL
a
a
a a
b
a
b
b
a
b
a
a
a a
a
b
a a
Ergebnisse
69
Während die Stärkeart (thermisch unbehandelt) einen signifikanten Effekt auf die TS-Gehalte
im Chymus von K-Tieren hatte, wurden bei Verwendung der thermisch behandelten
Stärkearten keine signifikanten Unterschiede festgestellt. Nach Einsatz von rAM waren die
TS-Gehalte im Ileumchymus der K-Tiere im Vergleich zum Ileumchymus nach Einsatz der
übrigen Testmahlzeiten (Ausnahme rES) signifikant geringer.
Enthielt die Diät gekochten Amaranth, so konnte im Vergleich mit der Variante gKS ein
signifikant geringerer TS-Gehalt des Ileumchymus der PL-Tiere gefunden werden (siehe
Tabelle 18).
Tabelle 18: Trockensubstanz-Gehalt (%) des Ileumchymus von K- und PL-Tieren nach Einsatz verschiedener Stärkearten mit und ohne thermische Behandlung
K-Tiere PL-Tiere1
Thermisch unbehandelt
Thermisch behandelt
Thermisch unbehandelt
Thermisch behandelt
Reisstärke 14,4 ± 1,95*ac 12,6 ± 3,98*a 20,5 ± 5,22*a 17,9 ± 1,37*ab
Amaranth2;3 10,8 ± 1,63*b 13,9 ± 2,82*a 14,8 ± 4,69*a 16,4 ± 2,21*a
Kartoffelstärke 17,9 ± 0,245*c 14,9 ± 1,00*a 24,8 ± 1,29*a 18,8 ± 2,06*b
Erbsenstärke 11,8 ± 0,787*ab 13,5 ± 2,51*a 19,8 ± 5,12*a 14,8 ± 0,611*ab
Maisschrot 15,3 ± 0,558ac nicht geprüft 21,5 ± 1,70a nicht geprüft
1 n= 3 (identische Tiere mit Ausnahme von rAM - Austausch von Tier 144 gegen 132) 2 Vollkornmehl 3 Ergebnisse bei Einsatz von 212 g rAM pro Testmahlzeit: (K-Tiere: 7,57 ± 0,778 %; PL-Tiere 11,5 ± 2,00 %) in beiden Gruppen keine signifikanten Unterschiede der Ergebnisse bei Einsatz von 150 g rAM Unterschiedliche Symbole kennzeichnen signifikante Effekte der thermischen Behandlung innerhalb einer Tiergruppe und Stärkeart (p < 0,05) Unterschiedliche Buchstaben kennzeichnen signifikante Effekte der Stärkeart innerhalb einer Tiergruppe und der Stärkebehandlung (p < 0,05)
3.2.1.2 Anflutung von Trockensubstanz, Stärke und Chromoxid
3.2.1.2.1 Trockensubstanz-Anflutung am terminalen Ileum (g TS/8h) Effekte der Pankreasgangligatur auf die Trockensubstanz-Anflutung (g TS/8h) Bei den PL-Tieren war die am Ileumende angeflutete TS-Menge (g TS/8h) im Vergleich zu
den K-Tieren stets (Ausnahme rAM) signifikant höher (2-3-fach) als die bei den K-Tieren im
Kollektionszeitraum angeflutete Chymusmenge (siehe Abbildung 20 und Abbildung 21).
Ergebnisse
70
Einsatz der thermisch unbehandelten Stärken
Abbildung 20: Trockensubstanz-Anflutung (g TS/8h) am terminalen Ileum von K- und PL-Tieren nach Einsatz verschiedener Stärkearten ohne thermische Behandlung Unterschiedliche Buchstaben kennzeichnen signifikante Unterschiede zwischen den Tiergruppen bei Einsatz identischer Diäten (p < 0,05)
Einsatz der thermisch behandelten Stärken
Abbildung 21: Trockensubstanz-Anflutung (g TS/8h) am terminalen Ileum von K- und PL-Tieren nach Einsatz verschiedener Stärkearten mit thermischer Behandlung Unterschiedliche Buchstaben kennzeichnen signifikante Unterschiede zwischen den Tiergruppen bei Einsatz identischer Diäten (p < 0,05)
Effekte der thermischen Behandlung und der Stärkeart auf die TS-Anflutung (g TS/8h) In beiden Gruppen hatte die thermische Bearbeitung keinen signifikanten Einfluss auf die
angeflutete TS-Masse (g/8h).
Thermisch unbehandelte RS führte bei den K-Tieren zu signifikant geringeren
Chymusmassen (g TS/8h) als rAM und MS. Bei Einsatz gekochter Reisstärke ergaben sich
RS AM KS ES MS
K-Tiere 29,6 38,1 43,2 34,9 39,5
PL-Tiere 93,6 55,0 91,1 75,2 87,6
0
50
100
150
g T
S/8
h
RS AM KS ES
K-Tiere 28,9 47,1 37,1 39,6
PL-Tiere 70,5 79,2 79,5 69,6
0
50
100
150
g T
S/8
h
K
K
PL
PL
a
b
a
a a
b
a
b
a
b
a
a
b b
a
b
a
b
Ergebnisse
71
die geringsten TS-Massen am terminalen Ileum der K-Tiere (signifikant unterschiedlich zu
gKS und gES).
Bei den PL-Tieren wurde bei Einsatz von rAM sowohl im Vergleich zu rKS als auch zu MS
eine signifikant geringere TS-Anflutung am terminalen Ileum ermittelt (siehe Tabelle 19).
Tabelle 19: Trockensubstanz-Anflutung (g TS/8h) am Ileum bei K- und PL-Tieren nach Einsatz verschiedener Stärkearten mit und ohne thermischer Behandlung
K-Tiere PL-Tiere1
Thermisch unbehandelt
Thermisch behandelt
Thermisch unbehandelt
Thermisch behandelt
Reisstärke 29,6 ± 6,14*a 28,9 ± 10,2*a 85,9 ± 28,2*ab 64,0 ± 16,5*a
Amaranth2;3 38,1 ± 7,29*b 47,1 ± 4,37*ab 54,7 ± 0,604*a 73,3 ± 17,0*a
Kartoffelstärke 43,2 ± 6,19*ab 37,1 ± 8,96*b 93,5 ± 9,25*b 70,7 ± 5,02*a
Erbsenstärke 34,9 ± 13,1*ab 39,6 ± 8,34*b 75,5 ± 21,5*ab 78,0 ± 10,6*a
Maisschrot 39,5 ± 8,05b nicht geprüft 84,8 ± 7,32b nicht geprüft
1 n= 3 (identische Tiere mit Ausnahme von rAM - Austausch von Tier 144 gegen 132) 2 Vollkornmehl 3 Ergebnisse bei Einsatz von 212 g rAM pro Testmahlzeit: (K-Tiere: 43,6 ± 25,6 g TS/8h; PL-Tiere 81,9 ± 36,1) in beiden Gruppen keine signifikanten Unterschiede der Ergebnisse bei Einsatz von 150 g rAM Unterschiedliche Symbole kennzeichnen signifikante Effekte der thermischen Behandlung innerhalb einer Tiergruppe und Stärkeart (p < 0,05) Unterschiedliche Buchstaben kennzeichnen signifikante Effekte der Stärkeart innerhalb einer Tiergruppe und Stärkebehandlung (p < 0,05)
3.2.1.2.2 Stärke-Anflutung am terminalen Ileum (g uS/8h)
Effekte der Pankreasgangligatur auf die Stärke-Anflutung (g uS/8h)
Im Vergleich zu den K-Tieren erreichte bei den PL-Tieren nach Einsatz verschiedener
thermisch unbehandelter Stärke eine signifikant höhere Stärkemenge das terminale Ileum
(Ausnahme: rAM). Der Einsatz von rAM ergab eine bemerkenswert niedrige Stärke-
Anflutung am terminalen Ileum, die sich auch statistisch nicht von den Werten der K-Tiere
abgrenzen ließ (siehe Abbildung 22). Nach Aufnahme der gekochten Stärken bestand nur bei
gRS ein signifikanter Unterschied in der Höhe der Stärke-Anflutung im terminalen Ileum
zwischen den beiden Gruppen (siehe Abbildung 23). Allerdings war diese bei PL-Tieren nach
Angebot der verschiedenen Testmahlzeiten generell höher als bei den K-Tieren.
Ergebnisse
72
Einsatz der thermisch unbehandelten Stärken
Abbildung 22: Stärke-Anflutung (g/8h) am terminalen Ileum von K- und PL-Tieren nach Aufnahme verschiedener Stärkearten ohne thermische Behandlung Unterschiedliche Buchstaben kennzeichnen signifikante Unterschiede zwischen den Tiergruppen bei Einsatz identischer Diäten, (p < 0,05)
Einsatz der thermisch behandelten Stärken
Abbildung 23: Stärke-Anflutung (g/8h) am terminalen Ileum von K- und PL-Tieren nach Einsatz verschiedener Stärkearten mit thermischer Behandlung Unterschiedliche Buchstaben kennzeichnen signifikante Unterschiede zwischen den Tiergruppen bei Einsatz identischer Diäten, (p < 0,05)
Effekte der thermischen Behandlung und der Stärkeart auf die Stärke-Anflutung (g uS/8h)
Weder bei den K-Tieren noch bei den PL-Tieren hatte die thermische Behandlung einen
Effekt auf die Stärke-Anflutung am terminalen Ileum (eine Ausnahme: KS!). Nur nach
RS AM KS ES MS
K-Tiere 0,393 0,818 13,9 2,35 1,20
PL-Tiere 31,9 2,83 36,2 24,3 12,6
0
20
40
60
g/8h
RS AM KS ES
K-Tiere 0,406 1,45 1,78 4,89
PL-Tiere 9,27 8,96 13,2 9,22
0
20
40
60
g/8h
K
K PL
PL
a
b
a a
a
b
a
b
a
b
a b
a
a
a
a
a
a
Ergebnisse
73
Aufnahme gekochter Kartoffelstärke war die Stärke-Anflutung am terminalen Ileum
signifikant reduziert, bei den anderen Stärkearten war ein Einfluss des Kochens statistisch
nicht abzusichern.
Bei den K-Tieren führte der Einsatz von rKS und gKS zu einer signifikant höheren Stärke-
Anflutung als bei rRS bzw. gRS. Bei PL-Tiere die mit rAM gefüttert wurden, konnte im
Vergleich zu Tieren die MS erhielten signifikant geringere Stärke-Anflutung ermittelt
werden. Nach Angebot von gAM bei den PL-Tieren war diese signifikant geringer als bei
Einsatz von gKS (siehe Tabelle 20).
Tabelle 20: Stärke-Anflutung (g/8h) am terminalen Ileum von K- und PL-Tieren nach Einsatz verschiedener Stärkearten mit und ohne thermischer Behandlung
K-Tiere PL-Tiere1
Thermisch unbehandelt
Thermisch behandelt
Thermisch unbehandelt
Thermisch behandelt
Reisstärke 0,393 ± 0,273*a 0,406 ± 0,352*a 26,7 ± 25,0*ab 8,43 ± 7,67*ab
Amaranth2;3 0,818 ± 0,711*ab 1,45 ± 0,095*ab 3,40 ± 0,600*b 6,00 ± 2,43#a
Kartoffelstärke 13,9 ± 5,28*b 1,78 ± 0,332#b 40,3 ± 16,5*ab 8,26 ± 3,11#b
Erbsenstärke 2,35 ± 2,52*ab 4,89 ± 3,24*ab 24,3 ± 15,2*ab 7,45 ± 2,57*ab
Maisschrot 1,25 ± 1,24ab nicht geprüft 12,8 ± 3,00a nicht geprüft
1 n = 3 (identische Tiere, mit Ausnahme von rAM - Austausch von Tier 144 gegen 132) 2 Vollkornmehl 3 Ergebnisse bei Einsatz von 212 g rAM pro Testmahlzeit: (K-Tiere: 1,06 ± 0,502 g uS/8h; PL-Tiere 8,91 ± 4,19) in beiden Gruppen keine signifikanten Unterschiede der Ergebnisse bei Einsatz von 150 g rAM Unterschiedliche Symbole kennzeichnen signifikante Effekte der thermischen Behandlung innerhalb einer Tiergruppe (p < 0,05) Unterschiedliche Buchstaben kennzeichnen signifikante Effekte der Stärkeart innerhalb einer Tiergruppe (p < 0,05) 3.2.1.2.3 Chromoxid-Wiederfindung (%/8h) Effekte der Pankreasgangligatur auf die Chromoxid-Wiederfindung (%/8h) Im Rahmen der Screening-Tests wurden sowohl nach Einsatz roher als auch gekochter
Stärken numerisch höhere Chromoxid-Wiederfindungsraten im Chymus der PL-Tiere
ermittelt. Die höheren Werte der Chromoxid-Wiederfindung ließen sich zum Teil statistisch
absichern (siehe Abbildung 24 und Abbildung 25).
Ergebnisse
74
Einsatz der thermisch unbehandelten Stärken
Abbildung 24: Chromoxid-Wiederfindung (%/8h) im Ileumchymus von K- und PL-Tieren nach Einsatz verschiedener Stärkearten ohne thermische Behandlung Unterschiedliche Buchstaben kennzeichnen signifikante Unterschiede zwischen den Tiergruppen bei Einsatz identischer Diäten, (p < 0,05)
Einsatz der thermisch behandelten Stärken
Abbildung 25: Chromoxid-Wiederfindung (%/8h) im Ileumchymus von K- und PL-Tieren nach Einsatz verschiedener Stärkearten mit thermischer Behandlung Unterschiedliche Buchstaben kennzeichnen signifikante Unterschiede zwischen den Tiergruppen bei Einsatz identischer Diäten, (p < 0,05)
RS AM KS ES MS
K-Tiere 47,2 24,9 24,2 45,8 34,5
PL-Tiere 69,4 36,0 56,7 56,5 67,1
0
20
40
60
80
100
(%)
RS AM KS ES
K-Tiere 46,4 45,0 52,5 47,1
PL-Tiere 67,0 53,8 66,5 63,8
0
20
40
60
80
100
(%)
K
K PL
PL
a
b
a
a
a
b
a
a a
b
a
b a a a
a
a
a
Ergebnisse
75
Effekte der thermischen Behandlung und der Stärkeart auf die Chromoxid-Wiederfindung (%/8h) Eine thermische Behandlung der Stärken hatte in keiner Tiergruppe (K- und PL-Tier) einen
Effekt auf die Chromoxid-Wiederfindung. Die numerisch niedrigsten Wiederfindungsraten
des Markers ergaben sich bei beiden Gruppen nach Einsatz von rAM (25-36 %).
Statistisch gesicherte geringere Chromoxid-Wiederfindungsraten zeigten sich bei den K-
Tieren lediglich nach Verwendung des MS im Vergleich zu rRS. In der PL-Gruppe waren die
Wiederfindungsraten bei Einsatz von rAM signifikant geringer als nach Einsatz der übrigen
Varianten rRS, rES und MS (siehe Tabelle 21).
Tabelle 21: Chromoxid-Wiederfindung (%/8h) im Ileumchymus von K- und PL-Tieren nach Einsatz verschiedener Stärkearten mit und ohne thermische Behandlung K-Tiere PL-Tiere1
Thermisch unbehandelt
Thermisch behandelt
Thermisch unbehandelt
Thermisch behandelt
Reisstärke 47,2 ± 12,7*a 46,4 ± 5,80*a 65,9 ± 12,9*ac 73,3 ± 7,34*a
Amaranth2;3 24,9 ± 2,66*ab 45,0 ± 22,5*a 34,4 ± 8,46*b 49,3 ± 12,4*a
Kartoffelstärke 34,2 ± 12,7*ab 52,5 ± 12,3*a 56,9 ± 6,84*abc 74,9 ± 16,1*a
Erbsenstärke 45,8 ± 11,5*ab 47,1 ± 11,3*a 52,4 ± 5,09*a 67,8 ± 5,38*a
Maisschrot 34,5 ± 8,73b nicht geprüft 59,7 ± 4,19a nicht geprüft
1 n = 3 (identische Tiere mit Ausnahme von rAM - Austausch von Tier 144 gegen 132) 2 Vollkornmehl 3 Ergebnisse bei Einsatz von 212 g rAM pro Testmahlzeit: (K-Tiere: 43,4 ± 18,9 %/8h; PL-Tiere 46,8 ± 19,1%/8h) in beiden Gruppen keine signifikanten Unterschiede der Ergebnisse bei Einsatz von 150 g rAM Unterschiedliche Symbole kennzeichnen signifikante Effekte der thermischen Behandlung innerhalb einer Tiergruppe (p < 0,05) Unterschiedliche Buchstaben kennzeichnen signifikante Effekte der Stärkeart innerhalb einer Tiergruppe (p < 0,05)
3.2.1.3 Verschwindensraten
3.2.1.3.1 Praecaecale TS-Verschwindensrate (%) Effekte der Pankreasgangligatur auf die prc. TS-Verschwindensrate (%) Unabhängig von der Stärkeart und der thermischen Bearbeitung waren die TS-
Verschwindensraten (TS-VR) im Ileumchymus der PL-Tiere generell niedriger als bei den K-
Tieren (siehe Abbildung 26 undAbbildung 27). Signifikante Effekte der Pankreasgangligatur
Ergebnisse
76
auf die TS-VR traten bei Angebot von rRS, rES, gKS, gES auf. Hervorzuheben ist der geringe
Unterschied der TS-VR nach Aufnahmen von rAM, hier erreichten die PL-Tiere sogar ein mit
den K-Tieren vergleichbares Niveau (20 bzw. 23 %).
Einsatz der thermisch unbehandelten Stärken
Abbildung 26: Prc. Trockensubstanz-VR ( %) bei K- und PL-Tieren nach Einsatz verschiedener Stärkearten ohne thermische Behandlung Unterschiedliche Buchstaben kennzeichnen signifikante Unterschiede zwischen den Tiergruppen bei Einsatz identischer Diäten, (p < 0,05)
Einsatz der thermisch behandelten Stärken
Abbildung 27: Prc. Trockensubstanz-Verschwindensraten ( %) bei K- und PL-Tieren nach Einsatz verschiedener Stärkearten mit thermischer Behandlung Unterschiedliche Buchstaben kennzeichnen signifikante Unterschiede zwischen den Tiergruppen bei Einsatz identischer Diäten (p < 0,05)
RS AM KS ES MS
K-Tiere 65,1 23,0 22,8 56,1 28,7
PL-Tiere 27,6 20,0 7,39 20,9 18,8
0
20
40
60
80
100
(%)
RS AM KS ES
K-Tiere 67,1 43,2 59,2 61,5
PL-Tiere 44,1 26,0 34,5 44,9
0
20
40
60
80
100
(%)
K
K PL
PL
a
a a
a
a
b
a
b
a
b a
a a
a
a
b a
a
Ergebnisse
77
Effekt der thermischen Behandlung und der Stärkeart auf die TS-Verschwindensrate (%) Während die thermische Bearbeitung der Stärken bei den K-Tieren keinen Effekt auf die TS-
VR hatte, führte diese bei den PL-Tieren nach Einsatz von RS und KS zu einer signifikant
höheren TS-VR.
Die TS-VR war nach Aufnahme von rAM, rKS und MS an die K-Tiere am geringsten.
Auffällig (und unerwartet) waren die niedrigen TS-VR nach Einsatz von gAM bei den PL-
Tieren, die sich statistisch aber lediglich von gRS unterschieden (siehe Tabelle 22).
Tabelle 22: Trockensubstanz-VR (%) von K- und PL-Tieren nach Einsatz verschiedener Stärkearten mit und ohne thermische Behandlung
K-Tiere PL-Tiere1
Thermisch unbehandelt
Thermisch behandelt
Thermisch unbehandelt
Thermisch behandelt
Reisstärke 65,1 ± 3,13*b 67,1 ± 14,0*a 29,7 ± 12,2*a 55,2 ± 7,40#a
Amaranth2,3 23,0 ± 8,48*cd 43,2 ± 14,6*a 16,5 ± 19,1*a 25,4 ± 8,04*b
Kartoffelstärke 22,8 ± 19,4*bcd 59,2 ± 6,30*a 4,93 ± 3,76*a 49,0 ± 6,91#ab
Erbsenstärke 56,1 ± 5,62*bc 34,5 ± 7,87*a 16,7 ± 16,3*a 42,4 ± 4,25*ab
Maisschrot 28,7 ± 8,09ad nicht geprüft 12,5 ± 9,77a nicht geprüft 1 n = 3 (identische Tiere mit Ausnahme von rAM - Austausch von Tier 144 gegen 132) 2 Vollkornmehl 3 Einsatz von 212g rAM (K-Tiere: 53,1 ± 6,93%; PL-Tiere 16,1 ± 4,25%); signifikant höhere TS-VR bei den K-Tieren nach Einsatz der 212 g rAM; keine signifikanten Unterschiede in der TS-VR bei Einsatz unterschiedlicher Mengen von Amaranthstärke bei den PL-Tieren Unterschiedliche Symbole kennzeichnen signifikante Effekte der thermischen Behandlung innerhalb einer Tiergruppe (p < 0,05) Unterschiedliche Buchstaben kennzeichnen signifikante Effekte der Stärkeart innerhalb einer Tiergruppe (p < 0,05) 3.2.1.3.2 Praecaecale Stärke-Verschwindensrate (%) Effekte der Pankreasgangligatur auf die prc. Stärke-Verschwindensrate (%) Die im Rahmen des Screening-Tests erhobenen prc. Stärke-VR waren bei den K-Tieren
(Ausnahme rKS) stets höher als 90 % und zeigten lediglich geringe Standardabweichungen
(siehe Abbildung 28 und Abbildung 29). Bei den PL-Tieren variierten diese hingegen
zwischen 47,8 (rKS) und 90,1 % (rAM). Bemerkenswert war die hohe Stärke-VR der PL-
Tiere nach Aufnahme des rAM (90,1 %), in diesem Fall war im Unterschied zu den übrigen
Diäten, eine statistische Absicherung zu den K-Tieren nicht möglich. Erhielten die PL-Tiere
die rRS, so ergaben sich auffällig hohe Variationen der VR, die Werte der verschiedenen
Tiere reichten von 41,5 bis 88,5 %. Nach einer thermischen Bearbeitung der eingesetzten
Ergebnisse
78
Stärkearten war kein signifikanter Effekt der Pankreasgangligatur auf die prc. Stärke-VR
vorhanden. Lediglich die RS war auch nach einer thermischen Bearbeitung für die PL-Tiere
schlechter verdaulich als für die K-Tieren, wobei hier Werte nahe 90 % erreicht wurden.
Einsatz der thermisch unbehandelten Stärken
Abbildung 28: Prc. Stärke-Verschwindensraten (%) von K- und PL-Tieren nach Einsatz verschiedener Stärkearten ohne thermische Behandlung Unterschiedliche Buchstaben kennzeichnen signifikante Unterschiede zwischen den Tiergruppen bei Einsatz identischer Diäten, ( p < 0,05)
Einsatz der thermisch behandelten Stärken
Abbildung 29: Prc. Stärke-Verschwindensraten (%) bei K- und PL-Tieren nach Einsatz verschiedener Stärkearten mit thermischer Behandlung Unterschiedliche Buchstaben kennzeichnen signifikante Unterschiede zwischen den Tiergruppen bei Einsatz identischer Diäten, (p < 0,05)
RS AM KS ES MS
K-Tiere 99,4 96,3 61,5 96,1 97,8
PL-Tiere 64,7 90,1 47,8 63,1 76,9
0
20
40
60
80
100
(%)
RS AM KS ES
K-Tiere 99,4 96 90,9 92,3
PL-Tiere 89,5 82,2 81,0 87,8
0
20
40
60
80
100
(%)
K
K PL
PL
a b a a a a a a
a
b
a a
a b
a
b
a
b
Ergebnisse
79
Effekte der thermischen Behandlung und der Stärkeart auf die Stärke-Verschwindensrate (%) Mit Ausnahme von KS (signifikanter Anstieg der Stärke-VR) hatte die thermische
Bearbeitung keinen Effekt auf die prc. Stärke-VR bei den K-Tieren. Im Gegensatz dazu führte
die thermische Bearbeitung der Stärken zu einer signifikant höheren prc. Stärke-VR
(Ausnahme: AM) bei den PL-Tieren.
Bei den K-Tieren lagen die Stärke-VR bei Einsatz roher und gekochter KS unter dem Niveau
der anderen Testmahlzeiten, signifikant war dies aber nur im Falle der rKS. Signifikante
Unterschiede in der Stärke-VR der PL-Tiere konnten zwischen rKS und MS sowie zwischen
rAM gefunden werden, während sich bei den gekochten Stärken nur gAM und gES
signifikant unterschieden (siehe Tabelle 23).
Tabelle 23: Prc. Stärke-Verschwindensraten (%) von K- und PL-Tieren nach Einsatz verschiedener Stärkearten mit und ohne thermische Behandlung
K-Tiere PL-Tiere1
Thermisch unbehandelt
Thermisch behandelt
Thermisch unbehandelt
Thermisch behandelt
Reisstärke 99,4 ± 0,372*a 99,4 ± 0,559a* 69,6 ± 23,7*ab 91,7 ± 7,01#ab
Amaranth2,3 96,3 ± 3,07*a 96,0 ± 2,19*a 87,9 ± 3,50*a 87,5 ± 3,08*a
Kartoffelstärke 61,5 ± 1,90*b 90,9 ± 9,61#a 43,9 ± 2,71*b 90,2 ± 4,82#ab
Erbsenstärke 96,1 ± 3,30*a 92,3 ± 4,65*a 61,6 ± 20,6*ab 91,0 ± 2,37#b
Maisschrot 97,8 ± 1,13a nicht geprüft 74,1 ± 7,18a nicht geprüft
1 n= 3 (identische Tiere mit Ausnahme von rAM - Austausch von Tier 144 gegen 132) 2 Vollkornmehl 3 Einsatz von 212 g rAM (K-Tiere: 97,5 ± 0,855 %; PL-Tiere 81,3 ± 5,12 %) in beiden Gruppen keine signifikanten Unterschiede zu den Ergebnissen bei Einsatz von 150 g rAM Unterschiedliche Symbole kennzeichnen signifikante Effekte der thermischen Behandlung innerhalb einer Tiergruppe und der Stärkeart (p < 0,05) Unterschiedliche Buchstaben kennzeichnen signifikante Effekte der Stärkeart innerhalb einer Tiergruppe und der Stärkebehandlung (p < 0,05)
3.2.1.3.3 Laktat-Konzentration (mmol/kg uS) im Ileumchymus
Effekte der Pankreasgangligatur auf die Laktat-Konzentration (mmol/kg uS) Im Vergleich zur Kontrollgruppe wies die PL-Gruppe tendenziell höhere Laktat-Werte auf
(Abbildung 30), was jedoch nur bei Angebot von rRS auch statistisch abzusichern war.
Ergebnisse
80
Einsatz der thermisch unbehandelten Stärken
Abbildung 30: Laktat-Konzentration (mmol/kg uS) im Ileumchymus von K- und PL-Tieren nach Einsatz verschiedener Stärkearten ohne thermische Behandlung Unterschiedliche Buchstaben kennzeichnen signifikante Unterschiede zwischen den Tiergruppen bei Einsatz identischer Diäten, (p < 0,05)
Einsatz der thermisch behandelten Stärken
Abbildung 31: Laktat-Konzentration (mmol/kg uS) im Ileumchymus von K- und PL-Tieren nach Einsatz verschiedener Stärkearten mit thermischer Behandlung Unterschiedliche Buchstaben kennzeichnen signifikante Unterschiede zwischen den Tiergruppen bei Einsatz identischer Diäten (p < 0,05)
Effekt der Stärkeart und der thermischen Behandlung auf die Laktat-Konzentration (mmol/kg uS) Bei den K-Tieren konnte weder ein Effekt der Stärkeart noch der thermischen Bearbeitung
RS AM KS ES MS
K-Tiere 0,947 0,573 4,04 2,24 0,753
PL-Tiere 8,52 1,42 3,71 2,84 2,09
0
3
6
9
12
15
mm
ol /
kg u
S
RS AM KS ES
K-Tiere 3,17 1,17 1,34 0,887
PL-Tiere 2,77 4,74 5,05 5,30
0
3
6
9
12
15
mm
ol/k
g uS
K
K
PL
PL
a
b
a a
a
a a
a
a
a
a
a
a
a a
a
a
a
Ergebnisse
81
auf die Laktat-Gehalte im Ileumchymus festgestellt werden. Im Ileumchymus der PL-Tiere
war der Laktat-Gehalt bei Einsatz von rAM niedriger als bei der Verfütterung von rRS, rKS
und rES (siehe Tabelle 24). Ein Effekt der thermischen Bearbeitung auf die Laktat-
Konzentration im Ileumchymus konnte bei den PL-Tieren nicht verzeichnet werden.
Tabelle 24: Laktat-Konzentration (mmol/kg uS) im Ileumchymus von K- und PL-Tieren nach Einsatz verschiedener Stärkearten mit und ohne thermische Behandlung
K-Tiere PL-Tiere1
Thermisch unbehandelt
Thermisch behandelt
Thermisch unbehandelt
Thermisch behandelt
Reisstärke 0,947 ± 0,851*a 3,17 ± 3,36*a 11,3 ± 4,02*ac 4,44 ± 3,91*a
Amaranth2 0,573 ± 0,632*a 1,17 ± 0,993*a 1,42 ± 0,731*ab 5,51 ± 6,77*a
Kartoffelstärke 4,04 ± 3,49*a 1,34 ± 1,80*a 3,71 ± 0,956*ac 5,33 ± 6,66*a
Erbsenstärke 2,24 ± 3,09*a 0,887 ± 0,773*a 3,29 ± 0,239*cd 4,63 ± 4,81*a
Maisschrot 0,753 ± 0,337a nicht geprüft 1,31 ± 1,15bd nicht geprüft
1 n= 3 (identische Tiere mit Ausnahme von rAM - Austausch von Tier 144 gegen 132) 2 Vollkornmehl Unterschiedliche Symbole kennzeichnen signifikante Effekte der thermischen Behandlung innerhalb einer Tiergruppe (p < 0,05) Unterschiedliche Buchstaben kennzeichnen signifikante Effekte der Stärkeart innerhalb einer Tiergruppe (p < 0,05)
3.2.1.3.4 FFS-Konzentration im Ileumchymus am terminalen Ileum (mmol/kg uS) Effekte der Pankreasgangligatur auf die Konzentration der flüchtigen Fettsäuren (mmol/kg uS) In Abhängigkeit von den eingesetzten Testmahlzeiten variierten die FFS-Konzentrationen
sowohl im Ileumchymus der K-Tiere als auch der PL-Tiere ganz erheblich.
Die FFS-Konzentrationen im Ileumchymus der K-Tiere waren nach Verfütterung von rRS
und gRS signifikant geringer im Vergleich zu den Werten der PL-Tiere. Nach Einsatz von
rES und gAM wurden im Ileumchymus der K-Tiere höhere FFS-Konzentration als bei den
PL-Tieren ermittelt (siehe Abbildung 32 und Abbildung 33).
Ergebnisse
82
Einsatz der thermisch unbehandelten Stärken
Abbildung 32: FFS-Konzentration (mmol/kg uS) im Ileumchymus von K- und PL-Tieren nach Einsatz verschiedener Stärkearten ohne thermische Behandlung Unterschiedliche Buchstaben kennzeichnen signifikante Unterschiede zwischen den Tiergruppen bei Einsatz identischer Diäten, (p < 0,05)
Einsatz der thermisch behandelten Stärken
Abbildung 33: FFS-Konzentration (mmol/kg uS) im Ileumchymus von K- und PL-Tieren nach Einsatz verschiedener Stärkearten mit thermischer Behandlung Unterschiedliche Buchstaben kennzeichnen signifikante Unterschiede zwischen den Tiergruppen bei Einsatz identischer Diäten, (p < 0,05)
Effekte der thermischen Bearbeitung und der Stärkeart auf die Konzentration der flüchtigen Fettsäuren (mmol/kg uS) Die thermische Bearbeitung hatte weder bei den K-Tieren noch bei den PL-Tieren einen
signifikanten Effekt auf die FFS-Gehalte im Ileumchymus (siehe Tabelle 24). Nur bei Einsatz
RS AM KS ES MS
K-Tiere 2,81 2,92 4,01 9,79 1,46
PL-Tiere 5,30 4,44 7,78 4,58 2,19
0
5
10
15
20
25
mm
ol/l
uS
RS AM KS ES
K-Tiere 2,35 12,4 2,89 3,26
PL-Tiere 5,19 5,15 4,19 2,76
0
5
10
15
20
25
mm
ol/l
uS
K
K
PL
PL
a b
a a
a
a
a
a
a a
a b
a
a
a a
a
a
Ergebnisse
83
von MS bei den PL-Tieren wurde ein signifikanter Unterschied zum FFS-Gehalt des
Ileumchymus bei mit verschiedenen Stärken gefütterten K- und PL-Tieren festgestellt. Dieser
war niedriger als bei Angebot von rRS und rAM.
Tabelle 25: FFS-Konzentration (mmol/kg uS) im Ileumchymus von K- und PL-Tieren nach Einsatz verschiedener Stärkearten mit und ohne thermische Behandlung
K-Tiere PL-Tiere1
Thermisch unbehandelt
Thermisch behandelt
Thermisch unbehandelt
Thermisch behandelt
Reisstärke 2,81 ± 1,13*a 2,35 ± 0,788*a 6,73 ± 2,06*a 5,38 ± 0,706*a
Amaranth2 2,92 ± 0,539*ab 12,4 ± 10,9*a 4,44 ± 0,965*a 2,93 ± 1,52*a
Kartoffelstärke 4,01 ± 2,96*ab 2,89 ± 1,16*a 7,78 ± 2,96*ab 5,31 ± 3,66*a
Erbsenstärke 9,79 ± 11,0*ab 3,26 ± 2,52*a 6,06 ± 3,21*ab 3,25 ± 2,39*a
Maisschrot 1,46 ± 0,967b nicht geprüft 1,85 ± 0,279b nicht geprüft
1 n= 3 (identische Tiere mit Ausnahme von rAM - Austausch von Tier 144 gegen 132) 2 Vollkornmehl Unterschiedliche Symbole kennzeichnen signifikante Effekte der thermischen Behandlung innerhalb einer Tiergruppe (p < 0,05) Unterschiedliche Buchstaben kennzeichnen signifikante Effekte der Stärkeart innerhalb einer Tiergruppe (p < 0,05)
3.2.2 Ergebnisse der in-vitro-Versuche
Allgemeine Hinweise zur Darstellung
Im Folgenden werden die Ergebnisse der in-vitro-Versuche dargestellt. Der Fokus lag auf
folgenden drei Aspekten.
- Vergleich der Fermentation im Ileumchymus von K- und PL-Tieren
(mit Enzymsubstitution) bei Einsatz verschiedener Stärken (thermisch unbehandelt
und thermisch behandelt) als Substrat (Kapitel 3.2.2.1)
- Charakterisierung der Fermentation im Ileumchymus von PL-Tieren nach
Unterbrechung der täglichen Enzymsubstitution für 10 Tage (Kapitel 3.2.2.3)
- Quantifizierung der möglichen Effekte einer Adaptation der Spendertiere (Kapitel
3.2.2.3)
Die Darstellung der in-vitro-Gasproduktion (kumulativ) erfolgt in Liniendiagrammen. Hierbei
repräsentieren durchgehende Linien die Ergebnisse der K-Tiere, unterbrochene Linien die
Ergebnisse der PL-Tiere. Von diesem Vorgehen wurde in Kapitel 3.2.2.3 abgewichen, hier
Ergebnisse
84
symbolisieren die durchgängigen Linien die Ergebnisse von Tag 1 und die gepunkteten Linien
den Tag 10 der Anfütterungsphase.
In der Auswertung der kumulativen Gasbildung nach Substratzulage wird stets nur die
Nettogasbildung dargestellt. Hierzu wurde für jeden Versuchsansatz Ileumchymus ohne
Substrat inkubiert und die hierbei beobachtete Gasbildung – nachfolgend Nullwert genannt -
von der Gasbildung mit Substratzulage abgezogen („um den Nullwert korrigiert“).
Das gebildete Gasvolumen im Ileumchymus ohne Substratzulage war deutlich geringer als
das der Ansätze mit Substrat. Zur Verdeutlichung der Unterschiede in der Gasproduktion der
Ansätze ohne Substratzulage zwischen den Gruppen wurde eine andere Diagramm-Skalierung
(y-Achse) im Vergleich zur Darstellung der Ergebnisse nach Zusatz von Substrat gewählt.
Die Werte des produzierten Gasvolumens nach 24-stündiger Inkubation wurden für die
bessere Vergleichbarkeit der Ergebnisse direkt neben den entsprechenden Grafen aufgeführt.
3.2.2.1 In-vitro-Gasbildung im Ileumchymus nach Zulage von Stärke als Substrat (thermisch unbehandelt und behandelt )
Der Versuch, in dem die mikrobielle Fermentation anhand der gebildeten Gasmenge (ml/24h)
quantifiziert wurde, bestand aus zwei Teilen die im Folgenden nacheinander dargestellt
werden: Im ersten Versuchsansatz wurde die Fermentation nach Zusatz thermisch
unbehandelter Stärken als Substrat überprüft und im zweiten erfolgte der Einsatz thermisch
behandelter Stärken als Substrat.
3.2.2.1.1 Gasproduktion (ml) nach Zulage roher Stärken Effekte der Pankreasgangligatur auf die kumulative in-vitro-Gasproduktion 1. Substratlose Ansätze (Nullwerte) von K- und PL-Tieren
Wurde Ileumchymus von K- und PL-Tieren ohne jede Stärke-Zulage inkubiert, so unterschied
sich die Gasbildung massivst, d.h. die Gasbildung im Ileumchymus der PL-Tiere war ca.
30-fach höher (siehe Abbildung 34) als bei den K-Tieren.
Ergebnisse
85
Abbildung 34: Mittlere kumulative Gasbildung (ml) bei Inkubation von Ileumchymus der K- und PL-Tiere ohne Zusatz von Substrat
2. Kumulative Gasproduktion (ml) nach Zulage von thermisch unbehandelten Stärken als Substrat Bei der Inkubation des Ileumchymus von K- und PL-Tieren mit unterschiedlichen
Stärkequellen als Substrat war die Gasbildung bei den PL-Tieren stets (d.h. unabhängig von
der eingesetzten Stärkequelle) höher als in der Kontrollgruppe (siehe Abbildung 35). Die
größten Unterschiede bezüglich der Gasproduktion im Ileumchymus zwischen K- und PL-
Tieren bestanden bei Zulage von rES (K-Tiere: 63,8 ml; PL-Tiere: 124 ml).
0,258
9,74
0
3
6
9
12
0 4 8 12 16 20 24
ml
Stunden
K-Tiere
PL-Tiere
Ergebnisse
86
Abbildung 35: Mittlere kumulative Gasproduktion (ml) bei Inkubation von Ileumchymus der K- und PL-Tiere nach Zusatz von thermisch unbehandelten Stärkequellen als Substrat (RS: Reisstärke; AM: Amaranth-Vollkornmehl; KS: Kartoffelstärke; ES: Erbsenstärke)
Effekte der Stärkeart
Die produzierten Gasvolumina bei Inkubation von Ileumchymus der K-Tiere mit Zusatz von
thermisch unbehandelten Stärken als Substrat variierten zwischen 54,4 ml und 79,1 ml.
70,3
116
0
50
100
150
0 4 8 12 16 20 24
ml
Stunden
79,1
94,2
0
50
100
150
0 4 8 12 16 20 24m
lStunden
54,4
88,7
0
50
100
150
0 4 8 12 16 20 24
ml
Stunden
63,8
124
0
50
100
150
0 4 8 12 16 20 24
ml
Stunden
K-Tiere PL-Tiere
ES KS
AM RS
Ergebnisse
87
Die niedrigsten Werte ergaben sich hierbei beim Zusatz von rKS als Substrat, die höchsten
Werte hingegen bei Zusatz von rAM (siehe Tabelle 26).
Aus der Inkubation von Ileumchymus pankreasinsuffizienter Tiere resultierte, nach Einsatz
von rES als Substrat, die höchste Gasbildung (124 ml), während die niedrigsten
Gasproduktionsraten bei Zugabe von rKS (88,7 ml) gemessen wurden. In beiden Gruppen
wurde rKS in geringerem Umfang fermentiert, als die übrigen 3 Substrate. Signifikante
Unterschiede in den produzierten Gasmengen bestanden lediglich zwischen den Ansätzen mit
rKS (54,4 ml) und rRS (70,3 ml) der K-Tiere. Die produzierten Gasvolumina unterschieden
sich bei gleichem Substrat zwischen den Gruppen mit Zusatz von rES nach 20- und 24-
stündiger Inkubation signifikant (siehe Tabelle 26).
Tabelle 26: Kumulative Gasproduktion (ml) nach Inkubation von Ileumchymus der K- und PL-Tiere mit Zusatz verschiedener Stärken zu unterschiedlichen Zeitpunkten
Reisstärke Amaranth1 Kartoffelstärke Erbsenstärke
Stunde K-Tier PL-Tier K-Tier PL-Tier K-Tier PL-Tier K-Tier PL-Tier
4 3,61 ± 3,40a
10,3 ± 13,9a
18,2 ± 8,95a
15,1 ± 18,1a
5,19 ± 3,82a
4,79 ± 5,06a
8,37 ± 3,42a
4,10 ± 3,33a
8 31,1 ± 11,5a
34,9 ± 35,1a
56,6 ± 18,9a
54,4 ± 25,3a
20,7 ± 6,1a
22,8 ± 23,6a
32,8 ± 3,90a
27,1 ± 16,3a
12 52,2 ± 20,4a
77,3 ± 41,3a
69,4 ± 24,6a
78,4 ± 22,3a
34,3 ± 11,4a
55,3 ± 36,7a
54,6 ± 11,8a
72,7 ± 17,6a
16 64,7 ± 17,5a
94,6 ± 38,3a
74,2 ± 29,3a
87,9 ± 20,3a
43,2 ± 14,1a
72,3 ± 38,0a
63,0 ± 18,9a
97,4 ± 24,6a
20 70,2 ± 18,4a
109 ± 33,0a
79,8 ± 35,7a
92,1 ± 18,0a
50,5 ± 15,4a
82,0 ± 33,3a
63,6 ± 20,1a
116 ± 25,5b
24 70,3 ± 18,9a
116 ± 38,4a
79,1 ± 37,2a
94,2 ± 17,0a
54,4 ± 18,8a
88,7 ± 29,1a
63,8 ± 21,0a
124 ± 43,4b
1 Amaranth-Vollkornmehl Unterschiedliche Buchstaben kennzeichnen signifikante Unterschiede zwischen K- und PL-Tieren zum selben Zeitpunkt und bei Einsatz identischer Substrate (p < 0,05)
Weder bei den K- noch bei den PL-Tieren hatte die Stärkeart einen signifikanten Effekt auf
t¼, t½ und t¾. In den Ansätzen der K-Tiere wurden im Mittel unabhängig von der Stärkeart t¼
und t¾ früher erreicht als bei den PL-Tieren (siehe Tabelle 27). Die Zulage von rES als
Substrat in den Ansätzen der K-Tiere bedingte - im Vergleich zu den PL-Tieren - eine
signifikant geringere Zeitdauer bis zum Erreichen von t¼. Bei Einsatz von rAM als Substrat in
den Ansätzen der K- und PL-Tier-Gruppe wurde t¼, t½ und t¾ früher erreicht als bei Zusatz der
übrigen Substraten.
Ergebnisse
88
Tabelle 27: Mittlere Zeitspanne in der 25 (t¼), 50 (t½), 75 % (t¾), des nach 24-stündiger Inkubation von Ileumchymus (K- und PL-Tiere) mit Zusatz von rohen Stärken als Substrat produzierten Gasvolumens gebildet wurde
Zeitpunkt t¼ t½ t¾
K-Tiere PL-Tiere K-Tiere PL-Tiere K-Tiere PL-Tiere
Reisstärke 353 ± 72,2a*
414 ± 136a*
540 ± 210a*
552 ± 140a*
630 ± 210a*
708 ± 192a*
Amaranth1 235 ± 55,9a*
321 ± 100a*
309 ± 75,9a*
410 ± 99,0a*
450 ± 187a*
534 ± 90,0a*
Kartoffelstärke 303 ± 74,4a*
445 ± 113a*
452 ± 127a*
581 ± 82,9a*
618 ± 226a*
723 ± 90,9a*
Erbsenstärke 298 ± 36,5a*
454 ± 75,9a#
458 ± 81,1a*
571 ± 98,9a*
570 ± 120a*
764 ± 132a*
1 Amaranth-Vollkornmehl Unterschiedliche Buchstaben kennzeichnen signifikante Effekte der Stärkeart innerhalb einer Tiergruppe (p < 0,05) Unterschiedliche Symbole kennzeichnen signifikante Effekte der Pankreasgangligatur (p < 0,05)
3.2.2.1.2 Gasproduktion (ml) nach Zulage roher Stärken Substratlose Ansätze (Nullwerte) von K- und PL-Tieren
1. „Nullwerte“ (Chymus ohne Substrat) der K- und PL-Tiere
Das produzierte Gasvolumen im Ileumchymus ohne Zusatz von Substrat war bei den
PL-Tieren (7,25 ml) im Vergleich zu den K-Tieren (-0,371 ml) signifikant höher
(siehe Abbildung 36).
Abbildung 36: Mittlere kumulative Gasbildung (ml) bei Inkubation von Ileumchymus der K- und PL-Tiere ohne Zusatz von Substrat
7,25
-0,371
-2
0
2
4
6
8
10
12
0 4 8 12 16 20 24
ml
Stunden
K-Tiere
PL-Tiere
Ergebnisse
89
2. Kumulative Gasproduktion (ml) nach Zulage von thermisch behandelten Stärken als Substrat Bei Verwendung thermisch behandelter Stärken als Substrat wurden keine signifikanten
Unterschiede in der Nettogasbildung der Ansätze von K- und PL-Tieren ermittelt. Die größten
Unterschiede zwischen den beiden Versuchsgruppen in der Gasproduktion konnten bei
Zulage von gES als Substrat beobachtet werden (siehe Abbildung 37).
Abbildung 37: Mittlere kumulative Gasproduktion (ml) bei Inkubation von Ileumchymus der K- und PL-Tiere nach Zusatz von thermisch behandelten Stärkequellen als Substrat (RS: Reisstärke; AM: Amaranth-Vollkornmehl; KS: Kartoffelstärke; ES: Erbsenstärke)
127
133
0
50
100
150
0 4 8 12 16 20 24
ml
Stunden
125
143
0
50
100
150
0 4 8 12 16 20 24
ml
Stunden
144
131
0
50
100
150
0 4 8 12 16 20 24
ml
Stunden
116
160
0
50
100
150
0 4 8 12 16 20 24
ml
Stunden
ES KS
AM RS
K-Tiere PL-Tiere
Ergebnisse
90
Effekte der Stärkeart Alle zugesetzten thermisch bearbeiteten Stärkearten beeinflussten die Nettogasbildung im
Ileumchymus der K- und PL-Tieren auf vergleichbare Weise (siehe Tabelle 28). Die Kinetik
der Gasbildung unterschied sich nicht signifikant zwischen beiden Tiergruppen bei Zulage
identischer Substratzulagen (siehe Tabelle 29).
Tabelle 28: Kumulative Gasproduktion (ml/24h) nach Inkubation von Ileumchymus von PL-Tieren mit unterschiedlichen thermisch behandelten Stärken zu unterschiedlichen Zeitpunkten
Reisstärke Amaranth1 Kartoffelstärke Erbsenstärke
Stunde K-Tier PL-Tier K-Tier PL-Tier K-Tier PL-Tier K-Tier PL-Tier
4 5,75 ± 2,26a
1,81 ± 1,78a
20,0 ± 9,39a
8,19 ± 3,48a
6,06 ± 2,11a
4,41 ± 3,23a
6,11 ± 2,65a
5,72 ± 2,51a
8 36,9 ±
18,2a 39,4 ±a
18,6 67,4 ± 29,8a
61,6 ± 14,9a
31,1 ±
20,2a 45,9 ± 19,2a
29,1 ± 16,7a
46,3 ± 11,6a
12 73,5 ±
25,1a 68,4 ± 17,2a
93,8 ± 52,9a
95,8 ± 26,8a
61,6 ±
23,1a 86,3 ± 35,2a
60,7 ± 12,8a
80,5± 25,4a
16 107 ± 41,3a
93,5 ± 21,2a
98,5 ± 54,2a
124 ± 22,0a
107 ±
46,9a 116 ± 40,7a
97,3 ±
30,9a 104 ±
29,0a
20 120 ±
46,2a 115 ± 32,3a
102 ± 51,9a
140 ± 28,1a
124 ± 51,6a
129 ± 44,7a
110 ±
36,5a 148 ± 32,0a
24 127 ±
51,3a* 133 ±
30,6a* 125 ± 32,8a*
143 ± 32,7a*
131 ± 54,9a*
144 ± 41,1a*
116 ± 40,7a*
160 ± 28,6a*
1 Amaranth-Vollkornmehl Unterschiedliche Buchstaben kennzeichnen signifikante Unterschiede zwischen K- und PL-Tieren zum selben Zeitpunkt und bei Einsatz identischer Substrate (p < 0,05) Unterschiedlich Symbole kennzeichnen signifikante Effekte der Stärkeart, innerhalb einer Tiergruppe (p < 0,05)
Die Pankreasgangligatur hatte keinen Effekt auf die Zeitpunkte zu denen t¼, t½ oder t¾ erreicht
wurden (siehe Tabelle 29). Bei Zusatz von gAM wurden t¼, t½ und t¾ sowohl im Ileumchymus
von K- als auch von PL-Tieren signifikant früher erreicht als bei den übrigen Substraten.
Ergebnisse
91
Tabelle 29: Mittlere Dauer (min) bis 25 (t¼), 50 (t½) und 75 % (t¾) der maximalen Gasproduktion (bei 24-stündiger Inkubation) im Ileumchymus von K-Tieren und PL-Tieren, nach Zusatz unterschiedlicher thermisch behandelter Stärken als Substrat, erreicht wurden
Zeitpunkt t¼ t½ t¾
K-Tiere PL-Tiere K-Tiere PL-Tiere K-Tiere PL-Tiere
Reisstärke 427 ± 106a*
510 ± 129a#
609 ± 123ab*
623 ± 115a*
801 ± 128a*
881 ± 159a*
Amaranth1 282 ± 56,3b*
350 ± 64,4a*
483 ± 144b*
497 ± 150a*
880 ± 434a*
706 ± 153a*
Kartoffelstärke 484 ± 145a*
416 ± 64,2a*
679 ± 153a*
593 ± 79,6a*
907 ± 120a*
785 ± 143a*
Erbsenstärke 448 ± 119a*
424 ± 93,5a*
663 ± 166ab*
717 ± 261a*
873 ± 180a*
855 ± 296a*
1 Amaranth-Vollkornmehl Unterschiedliche Buchstaben kennzeichnen signifikante Effekte der Stärkeart innerhalb einer Tiergruppe (p < 0,05) Unterschiedliche Symbole kennzeichnen signifikante Effekte der Pankreasgangligatur (p < 0,05)
Effekte der thermischen Bearbeitung 1. Kumulative Gasproduktion Das produzierte Gasvolumen der inkubierten Ansätze von K-Tieren stieg nach Zusatz
thermisch bearbeiteter Stärken im Vergleich zur Verwendung roher Stärken signifikant an
(Ausnahme: RS). Bei den PL-Tieren war dieser Anstieg weniger ausgeprägt als bei den K-
Tieren und nur bei Zusatz von AM signifikant (siehe Tabelle 30).
Tabelle 30: Kumulative Gasproduktion (ml) bei Zusatz verschiedener Stärkearten (thermisch unbehandelter/thermisch behandelt) zum Ileumchymus von K- und PL-Tieren
Substrat K-Tiere PL-Tiere
Thermisch unbehandelt
Thermisch behandelt
Thermisch unbehandelt
Thermisch behandelt
Reisstärke 70,3 ± 18,9a* 127 ± 51,3a* 116 ± 38,4a* 133 ± 26,8a*
Amaranth1 79,1 ± 37,1a# 125 ± 32,8a* 94,2 ± 19,8a* 143 ± 41,3a#
Kartoffelstärke 54,4 ± 18,8a# 131 ± 54,9a* 88,7 ± 29,1a* 144 ± 46,0a*
Erbsenstärke 63,8 ± 21,0a# 116 ± 40,7a* 124 ± 43,1a* 160 ± 50,4a* 1 Amaranth-Vollkornmehl Unterschiedliche Buchstaben kennzeichnen signifikante Effekte der Stärkeart innerhalb einer Tiergruppe und thermischer Behandlung, (p < 0,05) Unterschiedliche Symbole kennzeichnen signifikante Effekte der thermischen Bearbeitung innerhalb einer Tiergruppe und der Stärkeart (p < 0,05)
Ergebnisse
92
2. pH-Werte der Ileumchymus-Suspension nach 24-stündiger Inkubation
Nach 24-stündiger Inkubation waren die pH-Werte in den Ileumchymus-Suspensionen (ohne
Substratzulage) der K- und PL-Tiere stets signifikant höher als nach Inkubation mit den
unterschiedlichen Stärkequellen. Weder bei den K- noch bei den PL-Tieren konnte ein
signifikanter Einfluss der thermischen Behandlung der Stärke auf den pH-Wert der
Ileumchymus-Suspensionen ermittelt werden. In beiden Tiergruppen hatte die Stärkeart
keinen Einfluss auf die pH-Werte der Ileumchymus-Suspensionen. Lediglich die Verwendung
von rAM und gAM hatte statistisch abzusichernde höhere pH-Werte der Chymussuspension
im Vergleich zum Zusatz anderer Substrate zur Folge (siehe Tabelle 31).
Tabelle 31: Mittlere pH-Werte im inkubierten Ileumchymus von K- und PL-Tieren (enzymsupplementiert) nach 24-stündiger Inkubation bei Zusatz unterschiedlicher Stärken (thermisch unbehandelt und thermisch behandelt) als Substrat
Substrat K-Tiere PL-Tiere
Thermisch unbehandelt
Thermisch behandelt
Thermisch unbehandelt
Thermisch behandelt
Ohne Substratzusatz
6,88 ± 0,084c* 6,91 ± 0,097c* 6,62 ± 0,162c* 6,71 ± 0,194c
Reisstärke 4,77 ± 0,243a* 4,87 ± 0,306a* 4,90 ± 0,165a* 5,10 ± 0,220a
Amaranth1 5,59 ± 0,183b* 5,57 ± 0,072b* 5,34 ± 0,234b* 5,65 ± 0,147b*
Kartoffelstärke 4,98 ± 0,078a* 4,94 ± 0,350a* 4,99 ± 0,162a* 5,16 ± 0,183a*
Erbsenstärke 4,74 ± 0,308a* 5,06 ± 0,327a* 4,93 ± 0,232a* 5,24 ± 0,162a* 1 Amaranth-Vollkornmehl Unterschiedliche Buchstaben kennzeichnen signifikante Effekte der Stärkeart innerhalb einer Tiergruppe (p < 0,05) Unterschiedliche Symbole kennzeichnen signifikante Effekte der thermischen Bearbeitung innerhalb einer Tiergruppe, (p < 0,05)
3. Summe der flüchtigen Fettsäuren in den Ileumchymus-Suspensionen nach 24- stündiger Inkubation Sowohl bei den K- als auch bei den PL-Tieren wurden stets signifikant niedrigere FFS-
Gehalte des substratfreien Ansatzes im Vergleich zu den Versuchsansätzen mit Substrat (roh
und gekocht) ermittelt (siehe Tabelle 32). Weder die Stärkeart noch deren thermische
Bearbeitung hatte innerhalb beider Tiergruppen einen Effekt auf die Summe der gebildeten
FFS nach 24-stündiger Inkubation.
Ergebnisse
93
Tabelle 32: Mittlere Summe der flüchtigen Fettsäuren (mmol/l uS) in der Ileumchymus-Suspension von K- und PL-Tieren nach 24 stündiger Inkubation bei Zusatz unterschiedlicher Stärken als Substrat (thermisch unbehandelt und thermisch behandelt)
Substrat K-Tiere PL-Tiere
Thermisch unbehandelt
Thermisch behandelt
Thermisch unbehandelt
Thermisch behandelt
Nullwert 12,4 ± 4,24b* 8,49 ± 3,10b* 21,8 ± 7,57b* 12,1 ± 4,98b*
Reisstärke 39,2 ± 13,6a* 41,7 ± 11,8a* 44,4 ± 11,9a* 44,1 ± 2,95a*
Amaranth1 44,9 ± 5,64a* 45,2 ± 3,99a* 42,3 ± 12,0a* 45,6 ± 3,41a*
Kartoffelstärke 37,8 ± 14,8a* 39,6 ± 13,0a* 43,2 ± 10,4a* 43,9 ± 5,02a*
Erbsenstärke 40,8 ± 14,4a* 38,3 ± 13,6a* 49,8 ± 4,96a* 47,2 ± 2,58a* 1 Amaranth-Vollkornmehl Unterschiedliche Buchstaben kennzeichnen signifikante Effekte der Stärkeart innerhalb einer Tiergruppe (p < 0,05) Unterschiedliche Symbole kennzeichnen signifikante Effekte der thermischen Bearbeitung innerhalb einer Tiergruppe (p < 0,05)
3.2.2.2 Effekte einer Enzymsubstitution bei Spender-Tieren auf die Gasbildung im inkubierten Ileumchymus
1. Umfang der kumulativen Gasproduktion (ml) nach 24 Stunden
Kumulative Gasproduktion am Tag 1 und Tag 10 ohne Enzymsubstitution von PL-Tieren
(substratlose Ansätze)
Am ersten Tag nach Absetzen der Enzymsubstitution wurde nur eine sehr geringe
Nettogasproduktion (4,15 ml) erreicht, die sich von der Gasbildung am Tag 10 (7,37 ml)
deutlich unterschied (siehe Abbildung 38).
Ergebnisse
94
Abbildung 38: Kumulative Gasproduktion bei Inkubation von Ileumchymus ohne Substratzulage (Tag 1 und Tag 10 nach Absetzen einer Enzymsubstitution bei PL-Tieren).
Im Mittel ergab sich zehn Tage nach Beendigung der Enzymsubstitution bei Zulage von
Substrat eine niedrigere Nettogasproduktion (unabhängig vom eingesetzten Substrat). Die
Zulage von rKS zog die deutlichste Reduktion der Gasproduktion (um 35 %) nach sich und
zwar von 145 auf 97,7 ml.
4,15
7,37
0
3
6
9
12
0 4 8 12 16 20 24
ml
Stunden
1. Tag
10. Tag
Ergebnisse
95
Abbildung 39: Mittlere kumulative Gasproduktion (ml) bei Einsatz von Ileumchymus von PL-Tieren jeweils an Tag 1 und Tag 10 nach Beendigung der Enzymsubstitution bei Zugabe von thermisch unbehandelten Stärkearten als Substrat (RS: Reisstärke; AM: Amaranth-Vollkornmehl; KS: Kartoffelstärke; ES: Erbsenstärke)
Der Abstand zur letzten Enyzmsubstitution hatte keinen signifikanten Effekt auf die Kinetik
der Gasbildung nach Einsatz identischer Substrate. Tendenziell wurde am Tag 10 in den
ersten zwölf Stunden der Inkubation, unabhängig von der Art des Substrates, eine höhere
Gasproduktion im Vergleich zum Tag 1 gemessen. Nach 12-stündiger Inkubation näherten
sich die Messwerte der Nettogasbildung an, und nach 24-stündiger Inkubation wurden am
Tag 1 (Ausnahme: rAM) höhere Gasvolumen als am 10. Tag nach Beendigung der
115
83,6
0
60
120
180
0 4 8 12 16 20 24
ml
Stunden
94,4
0
60
120
180
0 4 8 12 16 20 24
ml
Stunden
94,0
145
97,7
0
60
120
180
0 4 8 12 16 20 24
ml
Stunden
121
108
0
60
120
180
0 4 8 12 16 20 24
ml
Stunden
RS AM
KS ES
1.Tag 10. Tag
Ergebnisse
96
Enzymsubstitution ermittelt. Lediglich bei Zusatz von rRS als Substrat konnte ein
signifikanter Effekt der fehlenden Enzymsubstitution auf die Gasproduktion beobachtet
werden (siehe Tabelle 33).
Tabelle 33: Kumulative Gasproduktion (ml) nach 24-stündiger Inkubation bei Zusatz verschiedener Stärkearten als Substrat (thermisch unbehandelt) zum Ileumchymus von PL-Tieren am Tag 1 und Tag 10 nach Beendigung der Enzymsubstitution
Reisstärke Amaranth1 Kartoffelstärke Erbsenstärke
Stunde 1. Tag 10. Tag 1. Tag 10. Tag 1. Tag 10. Tag 1. Tag 10. Tag
4 2,97 ± 4,03a
3,03 ± 3,10a
4,16 ± 4,37a
7,79 ± 4,84a
0,666 ± 1,92a
0,003 ± 1,72a
0,272 ± 2,16a
1,87 ± 1,79a
8 17,8 ± 23,8a
32,5 ± 23,2a
31,0 ± 21,1a
46,7 ± 17,1a
4,41 ± 3,61a
17,3 ± 17,6a
12,9 ± 19,8a
31,4 ± 22,4a
12 50,3 ± 41,7a
56,5 ±
30,1a 62,7 ± 15,7a
73,5 ± 7,76a
31,5 ± 22,6a
54,5 ± 34,8a
48,8 ± 35,4a
68,7 ± 28,1a
16 82,1 ± 35,6a
67,7 ± 28,5a
80,1 ± 13,6a
83,9 ± 16,6a
99,2 ± 46,1a
76,2 ± 35,8a
89,5 ± 34,7a
88,9 ± 21,5a
20 101 ± 31,3a
77,9 ± 14,5a
89,9 ± 17,1a
89,1 ± 21,0a
131 ± 51,5a
90,2 ± 29,9a
110 ± 30,8a
98,2 ± 18,3a
24 115 ± 27,3a
83,6 ± 9,55b
94,4 ± 20,4a
94,0 ± 21,6a
145 ± 48,6a
97,7 ± 26,3a
121 ± 31,1a
108± 17,9 a
1 Amaranth-Vollkornmehl Unterschiedliche Buchstaben kennzeichnen signifikante Unterschiede zwischen Tag 1 und Tag 10 zum selben Zeitpunkt und bei Einsatz identischer Substrate (p < 0,05)
Bei Inkubation von rAM am Tag 1 nach Unterbrechung der Enzymsubstitutionstherapie
wurde t¼ signifikant früher erreicht als nach Inkubation von rRS. Am Tag 1 nach Verzicht auf
die Enzymergänzung (nur bei Spendertieren) war eine signifikant frühere Gasbildung zu
beobachten als nach Tag 10 ohne diese Enzymsubstitution (siehe Tabelle 34).
Ergebnisse
97
Tabelle 34: Mittlere Dauer (min) bis ein Viertel (t¼), die Hälfte (t½) Dreiviertel (t¾) der maximalen Gasproduktion im Ileumchymus von PL-Tieren (jeweils am 1. und 10. Tag nach Beendigung der Enzymsubstitution) mit Zusatz von unterschiedlichen thermisch unbehandelten Stärken als Substrat
Zeitpunkt t¼ t½ t¾
1. Tag 10. Tag 1. Tag 10. Tag 1. Tag 10. Tag
Reisstärke 561 ± 151a*
400 ± 171a*
715 ± 144a*
530 ± 245a*
869 ± 163ac*
638 ± 252ac#
Amaranth1 412 ± 116b*
298 ± 135b*
514 ± 111a*
401 ± 140b*
691 ± 88,5c*
497 ± 139c#
Kartoffelstärke 676 ± 131a*
470 ± 39,6a#
807 ± 87,9a*
595 ± 57,6a#
957 ± 92,4a*
745 ± 98,4a#
Erbsenstärke 571 ± 141a*
420 ± 103a*
700 ± 141a*
528 ± 144a#
895 ± 164a*
640 ± 144a#
1 Amaranth-Vollkornmehl Unterschiedliche Buchstaben kennzeichnen signifikante Effekte der Stärkeart jeweils am gleichen Tag (p < 0,05) Unterschiedliche Symbole kennzeichnen signifikante Unterschiede zwischen Tag 1 und Tag 10 bei Zulage des identischen Substrates (p < 0,05)
2. pH-Werte und Summe der FFS (mmol/l uS) in der Ileumchymus-Suspension nach 24-stündiger Inkubation
Hatten die Spendertiere über zehn Tage keinerlei Enzymergänzung erhalten, so waren die pH-
Werte im inkubierten Ileumchymus bei Einsatz von rKS und rES signifikant höher (siehe
Tabelle 35).
Tabelle 35: Mittlere pH-Werte und Summe flüchtiger Fettsäuren (mmol/l uS) in der Ileumchymus-Suspension von PL-Tieren nach 24 stündiger Inkubation am 1. und 10. Tag nach Beendigung der Enzymsubstitution bei Zusatz unterschiedlicher thermisch unbehandelter Stärken als Substrat
Substrat pH-Wert Summe der flüchtigen Fettsäuren
Tag 1 Tag 10 Tag 1 Tag 10
Nullwert 6,68 ± 0,363c* 6,43 ± 0,727c* 24,1 ± 8,46a* 20,5 ± 5,79a*
Reisstärke 4,96 ± 0,231a* 4,85 ± 0,214ab# 49,9 ± 7,03b* 48,0 ± 2,84b*
Amaranth1 5,42 ± 0,242b* 5,28 ± 0,351a* 44,6 ± 5,50b* 47,5 ± 1,02b*
Kartoffelstärke 5,27 ± 0,297b* 4,99 ± 0,320b* 48,0 ± 5,60b* 49,8 ± 2,62*b
Erbsenstärke 5,07 ± 0,317b* 4,83 ± 0,286b* 41,2 ± 9,85b* 51,0 ± 3,00*b 1 Amaranth-Vollkornmehl Unterschiedliche Buchstaben kennzeichnen signifikante Effekte der Stärkeart am jeweils gleichen Tag (p < 0,05) Unterschiedliche Symbole kennzeichnen signifikante Unterschiede zwischen Tag 1 und Tag 10 bei Zulage des identischen Substrates (p < 0,05)
Ergebnisse
98
3.2.2.3 Effekte einer Adaptation der Spender-Tiere an die in den in-vitro-Versuchen als Substrat eingesetzten Stärkeart (rKS)
Umfang der kumulativen Gasproduktion (ml) nach 24 Stunden
Bereits nach 1-tägiger Anfütterung mit der kartoffelstärkereichen Diät konnten in-vitro hohe
Gasproduktionen (K-Tiere 17,6 ml; PL-Tiere 48,0 ml) bei Inkubation des Ileumchymus ohne
Substratzulage gemessen werden. Nach 10-tägiger Anfütterung stieg die in-vitro-Gasbildung
in den Suspensionen beider Gruppen weiter an.
Hierbei nahm die gebildete Gasmenge im Ansatz der K-Tiere um das 2,5-fache zu, während
die Werte der Suspensionen von PL-Tieren lediglich um den Faktor 1,3 stiegen (siehe
Abbildung 40).
Abbildung 40: Mittlere kumulative Gasproduktion (ml) bei Inkubation von Ileumchymus der K- und PL-Tieren jeweils an Tag 1 und Tag 10 der Adaptationsphase ohne Zugabe von Substrat (Nullwerte)
Kumulative Gasbildung in Ileumchymus-Suspensionen von K-Tieren nach 10-tägiger Anfütterung, d.h. Gewöhnung an die in den in-vitro-Versuchen als Substrat eingesetzte Stärke Während die mikrobielle Gasproduktion im Ileumchymus der K-Tiere nach Zulage von rRS
am Tag 1 der Anfütterung 112 ml betrug, wurden am Tag 10 signifikant geringere Werte von
17,6
44,6
0
20
40
60
80
0 4 8 12 16 20 24
ml
Stunden
48,0
59,9
0
20
40
60
80
0 4 8 12 16 20 24
ml
Stunden
K-Tiere PL-Tiere
1. Tag 10. Tag
Ergebnisse
99
74,5 ml gemessen. Im Gegensatz dazu verdoppelte sich nach 10-tägiger Adaptation die
Gasproduktion nach Inkubation der Ileumchymus-Suspension der K-Tiere mit rKS; dieser
Anstieg konnte aufgrund der hohen Standardabweichungen jedoch statistisch nicht
abgesichert werden.
Abbildung 41: Mittlere Gasproduktion (ml) bei Einsatz von Ileumchymus der K-Tiere jeweils an Tag 1 und Tag 10 der Adaptation bei Zugabe von thermisch unbehandelter Reisstärke (RS) oder Kartoffelstärke (KS) als Substrat
Kumulative Gasbildung in Ileumchymus-Suspensionen von PL-Tieren nach 10-tägiger Anfütterung mit dem verwendetem Substrat (rKS)
Nach einer 10-tägigen Anfütterung mit rKS wurde weniger Gas gebildet, wenn der
Ileumchymus-Suspension von PL-Tieren rRS zugelegt wurde. Bei Zusatz von rKS als
Substrat war die produzierte Gasmenge bei Verwendung von Chymus zehn Tage adaptierter
PL-Tiere ebenfalls geringer als bei 1-tägig adaptierten „Chymusspendern“. Jedoch war dieser
Unterschied geringer (77,0 ml vs. 71,4 ml) verglichen mit den Ergebnisse bei Zusatz von rRS.
In beiden Fällen waren die Unterschiede zwischen den Tagen 1 und 10 (siehe Abbildung 42)
jedoch nicht signifikant.
112
74,5
0
50
100
150
0 4 8 12 16 20 24
ml
Dauer der Inkubation (Std.)
47,3
84,0
0
50
100
150
0 4 8 12 16 20 24
ml
Dauer der Inkubation (Std.)
RS KS
K-Tiere 1. Tag der Anfütterung 10. Tag der Anfütterung
Ergebnisse
100
Abbildung 42: Mittlere Gasproduktion (ml) bei Einsatz von Ileumchymus von PL-Tieren jeweils an Tag 1 und Tag 10 der Adaptation bei Zugabe von thermisch unbehandelter Reisstärke (RS) oder Kartoffelstärke (KS) als Substrat
Tabelle 36: Kumulative Gasproduktion (ml) nach 24-stündiger Inkubation bei Zusatz thermisch unbehandelter Stärken als Substrat zum Ileumchymus von K- und PL-Tieren am Tag 1 und Tag 10 der Anfütterung mit einer kartoffelstärke-reichen Diät
Reisstärke Kartoffelstärke Reisstärke Kartoffelstärke
Stunde 1. Tag 10. Tag 1. Tag 10. Tag 1. Tag 10. Tag 1. Tag 10. Tag
4 5,56 ±
8,23 a 13,8 ±
4,20 a 4,63 ± 4,84 a
4,38 ± 2,33 a
0,600 ± 2,13 a
7,57 ± 9,23 a
-0,390 ± 0,421 a
0,792 ± 1,11 a
8 32,9 ± 21,7 a
46,4 ± 16,3 a
17,0 ± 13,0 a
24,5 ± 19,1 a
21,0 ± 3,38 a
36,7 ± 25,2 a
8,21 ± 0,650 a
14,1 ± 11,3 a
12 57,2 ± 17,4 a
61,7 ± 21,7 a
20,5 ± 6,80 a
50,7 ± 29,4 a
39,9 ± 4,12 a
52,2 ± 12,1 a
17,1 ± 11,2 a
42,0 ± 12,6 a
16 82,6 ± 24,6 a
69,2 ± 21,8 a
25,8 ± 11,3 a
66,9 ± 40,8 a
64,6 ± 12,8 a
66,4 ± 4,23 a
43,9 ± 11,6 a
52,5 ± 19,4 a
20 102 ± 27,4 a
73,7 ± 22,8 b
36,0 ± 14,0 a
79,8 ± 44,1 a
91,5 ± 10,3 a
77,0± 2,11 a
58,4 ± 23,9 a
62,5 ± 17,8 a
24 112 ± 34,2 a
74,5 ± 22,2 b
47,3 ± 12,9 a
84,0 ± 42,8 a
116 ± 18,0 a
82,2 ± 3,76 a
77,0 ± 24,5 a
71,7 ± 10,2 a
1 Amaranth-Vollkornmehl Unterschiedliche Buchstaben kennzeichnen signifikante Unterschiede zwischen Tag 1 und Tag 10 zum selben Zeitpunkt bei Einsatz identischer Substrate innerhalb einer Tiergruppe (p < 0,05)
116
82,2
0
50
100
150
0 4 8 12 16 20 24
ml
Dauer der Inkubation (Std.)
77,0
71,7
0
50
100
150
0 4 8 12 16 20 24m
lDauer der Inkubation (Std.)
RS KS
PL-Tiere: 1. Tag der Anfütterung 10. Tag der Anfütterung
Ergebnisse
101
Bei der Inkubation von Ileumchymus von K- und PL-Tieren mit rRS und rKS hatte weder die
Stärkeart noch die Dauer der Anfütterung einen Effekt auf die Zeitdauer bis zum Erreichen
von t¼, t½ und t¾. (siehe Tabelle 37 und 38), d.h. auf die Kinetik der Gasbildung.
Tabelle 37: Mittlere Dauer (min) bis ein Viertel (t¼), die Hälfte (t½) und Dreiviertel (t¾) der maximalen Gasproduktion (bei 24-stündiger Inkubation) im Ileumchymus von K-Tieren am Tag 1 und Tag 10 einer Anfütterungsphase mit Kartoffelstärke nach Zusatz von thermisch unbehandelter Reis- und
Kartoffelstärke als Substrat erreicht wurden
Zeitpunkt t¼ t½ t¾
1. Tag 10. Tag 1. Tag 10. Tag 1. Tag 10. Tag
Reisstärke 444 ± 115a*
257 ± 88,1a*
602 ± 130a*
485 ± 343a* 800 ± 131a*
671 ± 512a*
Kartoffelstärke 362 ± 199a*
341 ± 142a*
561 ± 249a*
505 ± 146a*
808 ± 434a*
731 ± 289a*
Unterschiedliche Symbole kennzeichnen signifikante Unterschiede zwischen Tag 1 und Tag 10 der Anfütterung innerhalb eines Parameters (p < 0,05) Unterschiedliche Buchstaben kennzeichnen signifikante Effekte der Stärkeart innerhalb eines Tages (p < 0,05)
Die Zeit bis zum Erreichen von t¼, t½ und t¾ bei Zusatz von rRS verkürzte sich sowohl bei
K- als auch bei PL-Tieren (jedoch nicht signifikant) bei Einsatz von Chymus 10-tägig
adaptierter im Vergleich zu 1-tägig adaptierten Schweinen. Bei Zulage der rKS konnte
hingegen kein Einfluss der Adaptation festgestellt werden (siehe Tabelle 38).
Tabelle 38: Mittlere Dauer (min) bis ein Viertel (t¼), die Hälfte (t½) und Dreiviertel (t¾) der maximalen Gasproduktion (bei 24-stündiger Inkubation) im Ileumchymus von PL-Tieren am Tag 1 und Tag 10 einer Anfütterungsphase mit Kartoffelstärke nach Zusatz von thermisch unbehandelter Reis- und
Kartoffelstärke als Substrat, erreicht wurden
Zeitpunkt t¼ t½ t¾
1. Tag 10. Tag 1. Tag 10. Tag 1. Tag 10. Tag
Reisstärke 572 ± 266a*
344 ± 129a*
718 ± 272a*
437 ± 130a*
929 ± 309a*
514 ± 144a*
Kartoffelstärke 414 ± 225a*
471 ± 214a*
584 ± 281a*
571 ± 214a*
659 ± 311a*
642 ± 240a*
Unterschiedliche Symbole kennzeichnen signifikante Unterschiede zwischen Tag 1 und Tag 10 der Anfütterung innerhalb einer Stärkeart (p < 0,05) Unterschiedliche Buchstaben kennzeichnen signifikante Effekte der Stärkeart innerhalb eines Tages (p < 0,05)
3.2.2.3.1.1 pH-Werte im Ileumchymus nach 24-stündiger Inkubation
Der pH-Wert der Ileumchymus-Suspension ohne Substratzulage war innerhalb der Gruppen
stets (unabhängig von der Dauer der Anfütterung) signifikant höher als nach Inkubation mit
Ergebnisse
102
rRS oder rKS. Nach Zulage von rRS und rKS konnte sowohl in der Ileumchymus-Suspension
der K-Tiere als auch der PL-Tiere kein Unterschied der pH-Werte festgestellt werden. Die
Ergebnisse sind dem Tabellenanhang zu entnehmen.
3.2.2.3.1.2 Summe flüchtiger Fettsäuren im Ileumchymus nach 24-stündiger Inkubation
In der Ileumchymus-Suspension der K-Tiere wurden nach 10-tägiger Adaptation der Spender-
tiere bei allen getesteten Substratvarianten (ohne Substratzulage, rRS, rKS) signifikant höhere
FFS-Konzentrationen im Vergleich zu den Werten der nur 1-tägig adaptierten K-Tiere
ermittelt. Bei den PL-Tieren kam es zu keinem nennenswerten Anstieg der FFS-Bildung bei
Verlängerung der Anfütterung (siehe Tabelle 39). Nach 10-tägiger Adaptation konnte in
beiden Gruppen ein Effekt der Substratzulage auf die Summe der gebildeten FFS ermittelt
werden, während nach der lediglich 1-tägigen Anfütterung kein signifikanter Unterschied zu
den „Nullwerten“ bestand.
Tabelle 39: FFS-Gehalt (mmol/kg uS) in der Ileumchymus-Suspension von K- und PL-Tieren nach 24-stündiger Inkubation der Leeransätze und nach Einsatz von thermisch unbehandelten Stärken als Substrat
Substrat K-Tiere PL-Tiere
Tag 1 Tag 10 Tag 1 Tag 10
Nullwert 23,2 ± 12,1a* 43,1 ± 9,64a# 34,6 ± 9,84a* 40,2 ± 4,47a*
Reisstärke 35,8 ± 15,2a* 59,7 ± 7,28b# 47,1 ± 5,36a* 59,8 ± 9,50b*
Kartoffelstärke 30,0 ± 14,3a* 59,4 ± 7,98b# 44,8 ± 7,70a* 65,5 ± 15,8b*
Unterschiedliche Buchstaben kennzeichnen signifikante Effekte der Stärkeart innerhalb eines Tages (p < 0,05) Unterschiedliche Symbole kennzeichnen signifikante Unterschiede zwischen Tag 1 und Tag 10 der Anfütterung innerhalb einer Tiergruppe (p < 0,05)
Das Muster der einzelnen FFS nach 24-stündiger Inkubation der Ileumchymus-Suspension
ließ in Abhängigkeit von der Adaptation der Spendertiere beider Gruppen Verschiebungen
erkennen: Im Inokulum 10-tägig adaptierter K-Tiere konnte in allen Versuchsansätzen
(Nullwert, rRS, rKS) ein signifikanter Anstieg der n-Buttersäure im Vergleich zum Inokulum,
welches Chymus der lediglich 1-tägig angefütterter K-Tiere enthielt, ermittelt werden. Dieser
Anstieg war mit einer Reduktion der C2- (exklusiv substratloser Ansatz) und C3-Anteile
verbunden. Tendenziell waren auch die C3-Gehalte im inkubierten Ileumchymus zehn Tage
adaptierter K-Tiere niedriger, statistisch ließ sich dies jedoch nur bei Inkubation von KS
Ergebnisse
103
absichern. Ebenfalls signifikant höher waren die Gehalte von n-C5 am Tag 10, dies ließ sich
bei Zusatz von RS jedoch nicht statistisch absichern (p < 0,076).
Auch in der Ileumchymus-Suspension der PL-Tiere gingen sowohl die C2- als auch die
C3-Anteile zu Gunsten von C4 und C5 zurück. Hierbei ist zu erwähnen, dass die C3-
Konzentration im Vergleich zu den C2-Konzentrationen deutlicher sanken. Nach Zusatz von
RS konnten an Tag 10 stets signifikant höhere C4-Anteile beobachtet werden. Nach Zulage
von KS sanken hingegen die C3-Anteile um ein Viertel im Vergleich zu Tag 1, wofür ein
signifikanter Anstieg der C4 um fast das Dreifache beobachtet wurde. Die Anteile der
Valeriansäure an der Gesamtkonzentration ließen jedoch keine gerichteten Verschiebungen an
Tag 1 und Tag 10 erkennen.
Im Vergleich des Effektes der Futtermittel am jeweils gleichen Tag und innerhalb einer
Versuchsgruppe konnte kein signifikanter Unterschied im FFS-Muster ermittelt werden.
Abbildung 43: Verteilungsmuster der einzelnen flüchtigen Fettsäuren (% ∑) nach Inkubation von Ileumchymus der K-Tiere und PL-Tiere jeweils am Tag 1 und Tag 10 nach Anfütterung mit KS Unterschiedliche Buchstaben kennzeichnen signifikante Unterschiede zwischen Tag 1 und Tag 10 der Anfütterung innerhalb einer Tiergruppe (p < 0,05)
a b a b a b a a a a a a
aa a
a
a
ba a
aa
a
b
a
b a
b
a
b
a b
ab
a b
a a a a a b a a
aa
a a
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
100
1. Tag
10. Tag
1. Tag
10. Tag
1. Tag
10. Tag
1. Tag
10. Tag
1. Tag
10. Tag
1. Tag
10. Tag
NW RS KS NW RS KS
n-Valeriansäure
i-Valeriansäure
n-Buttersäure
i-Buttersäure
Propionsäure
Essigsäure
KS
Kontroll-Tiere PL-Tiere
Ergebnisse
104
Analyse der während der Fermentation gebildeten Gase
Um mögliche Effekte der Pankreasgangligatur, der thermischen Bearbeitung und der
Stärkeart auf die Fermentation hinsichtlich der gebildeten Gase zu überprüfen, erfolgte ein
exemplarischer Versuchsansatz, in dem Ileumchymus von jeweils zwei K- und PL-Tieren
verwendet wurde. Hierbei konnte jedoch kein gerichteter Effekt der Pankreasgangligatur, der
thermischen Bearbeitung oder der Stärkeart festgestellt werden. Im Allgemeinen wurde stets
CO2, O2 und N2 (70 %, 10 %, 20 %) nachgewiesen. Methan konnte, mit Ausnahme eines
K-Tieres in geringen Konzentrationen gemessen werden, jedoch nur nach Zusatz von rKS als
Substrat. Die Werte können dem Tabellenanhang entnommen werden.
Diskussion
105
4 Diskussion
4.1 Kritik der Methode
Nach Darstellung der Untersuchungsresultate sollen hier, d.h. im Vorfeld der Interpretation
der Ergebnisse einige kritisch-reflektierende Anmerkungen hinsichtlich der angewandten
Versuchsmethodik gemacht werden. Dies soll u.a. auf implizierte Einschränkungen und
mögliche Fehlerquellen aufmerksam machen und somit eine Grundlage für eine sachgerechte
Interpretation schaffen.
Um Aussagen bezüglich der Evidenz der Schlussfolgerungen treffen zu können, sollte
zunächst einmal eine gewisse Standardisierung im Studiendesign gegeben sein, die unter
anderem die Anzahl der Tiere für die Stichproben (n), den Einsatz von Kontrollgruppen und
die Auswahl und Randomisierung der Tiere betreffen (HESBACH 2007). Leider ist die
gleichzeitige Berücksichtigung aller Vorgaben zur Optimierung nicht immer möglich, da die
Durchführbarkeit aus praktischen Gründen eingeschränkt ist oder finanzielle Mittel limitiert
sein können. Aus diesem Grund soll auf einige grundlegende Faktoren eingegangen werden.
4.1.1 Zahl der verwendeten Tiere und ihre Auswirkung auf die statistische Auswertung
Die geringe und variierende Anzahl (n = 3 bis 9) der eingesetzten Tiere hat unterschiedliche
Gründe. Zum einen umfasste die Gesamtzahl der zur Verfügung stehenden ileo-caecal-
fistulierten Miniaturschweine aufgrund der räumlichen Gegebenheiten, der intensiven
Betreuung sowie der aufwendigen OP-Methode lediglich 16 Tiere (4 K-Tiere, 12 PL-Tiere).
Zum anderen war die Akzeptanz der verschiedenen Versuchsdiäten teilweise nur mäßig,
insbesondere bei Einsatz des Amaranth-Vollkornmehls. Dies führte u.a. dazu, dass trotz
wiederholten Angebots der Testmahlzeit einige Tiere die Aufnahme des Futters verweigerten
(siehe Tabelle 40). Des Weiteren war es neben der mangelnden Akzeptanz der Futtermittel
nicht möglich, alle Tiere in jede Versuchsvariante mit einzubeziehen, da einige Tiere (Tier 86;
Diskussion
106
Tier 92; Tier 134) im Laufe der Versuchsperiode aus verschiedenen Gründen ausfielen.
Gründe für eine Euthanasie waren u.a. Prozesse außerhalb des Gastrointestinaltraktes
(tumoröse Veränderung des Uterus (Tier 86) bzw. Arthritis (Tier 92)), so dass davon
ausgegangen werden kann, dass diese Prozesse die Versuchsergebnisse nicht beeinflussten.
Daher erfolgte die statistische Auswertung der Ergebnisse des Screening-Tests mit zwei
unterschiedlichen Testverfahren. Der Effekt der Pankreasgangligatur wurde durch einen
unabhängigen t-Test abgesichert (Vergleich K-Tiere vs. PL-Tiere), so dass alle Tiere, welche
die entsprechende Testmahlzeit in gewünschter Menge und Zeit aufgenommen hatten in die
Berechnung einbezogen werden konnten (maximale Tierzahl). Demgegenüber erfolgte die
Überprüfung des Effektes der Stärkeart bzw. der thermischen Bearbeitung (Vergleich
innerhalb einer Versuchsgruppe) mit einem abhängigen t-Test. In diesem Fall wurden nur
Tiere in die Auswertung einbezogen, die alle Behandlungen erfahren hatten.
Tabelle 40: In den Screening-Tests eingesetzte Tiere (Stärke-VR)
Tier-Nr. Statuts rRS rAM rKS rES MS gRS gAm gKS gES
4 K-Tier X X X X X - - - -
114 K-Tier X X# X X X X X X X
147 K-Tier X X# X X X X X X X
151 K-Tier X X# X X X X X X X
1 PL-Tier X - - - X - - - -
2 PL-Tier X - X X X - - - -
3 PL-Tier X - - X X - - - -
86* PL-Tier X - - - - X - - X
88 PL-Tier X - - - - X X X X
92* PL-Tier - X - - - - - - -
96 PL-Tier X X# X X X X X X X
132 PL-Tier X - X X X X X X X
134* PL-Tier X - - - - - - X X
144 PL-Tier - X# - - - X X X X
149 PL-Tier X X# X X X X X XX X * Tier euthanasiert; # Tiere erhielten in einem zusätzlichem Versuchsansatz 212 g Amaranth-Vollkornmehl X: Versuch erfolgreich durchgeführt; -: Versuch nicht durchgeführt
Diskussion
107
Durch dieses Vorgehen wurde sichergestellt, dass einerseits eine möglichst hohe Anzahl an
Tieren für die statistische Auswertung zur Verfügung stand und andererseits die Ergebnisse
zum Vergleich der verschiedenen Stärkearten bzw. der thermischen Behandlung nicht durch
individuelle Effekte beeinflusst wurden. Dies ist vor allen Dingen vor dem Hintergrund der
bekannten, unterschiedlichen mikrobiellen Besiedlung des Dünndarms von PL-Tiere von
besonderer Bedeutung.
Bei Einsatz der Testdiät rAM musste ein PL-Tier ersetzt werden (Austausch von Tier 132
gegen Tier 144), da es die Futteraufnahme verweigerte. Sowohl Tier 144 als auch 132 standen
für alle Varianten der gekochten Stärken zur Verfügung, so dass es möglich war, die
Ergebnisse, die an diesen Tieren bei Einsatz identischer Diäten ermittelt wurden, zu
vergleichen (siehe Tabelle 41). Dieser Vergleich zeigt, dass die bei dem Tier 132 ermittelten
Stärke-VR stets höher waren (Ausnahme: RS, dort moderat geringere Stärke-VR) als die von
Tier 144. Daher ist zu vermuten, dass dies auch bei Einsatz der Testmahlzeit rAM der Fall
wäre. Es ist zu betonen, dass die Variante rAM dennoch (trotz Einsatz eines Tieres mit
individuell allgemein geringeren Werten für die Stärke-VR) im Mittel zu einer signifikant
höheren Stärke-VR führte als die übrigen Stärke-Varianten.
Tabelle 41: Vergleich der prc. Stärke-VR (%) bei Einsatz unterschiedlicher thermisch behandelter Stärkequellen als Testmahlzeit bei den PL-Tieren 132 und 144
Testmahlzeit
Prc. Stärke-VR (%)
Tier 132
Prc. Stärke-VR (%)
Tier 144
Reisstärke 84,2 86,9
Amaranth-Vollkornmehl 92,4 84,2
Kartoffelstärke 86,7 59,5
Erbsenstärke 88,4 74,9
Diskussion
108
4.1.2 Mögliche Effekte der geringeren Stärkemenge in der Testmahlzeit rAM
Der Stärkegehalt der Versuchsdiäten (thermisch unbehandelt) zur Bestimmung der prc.
Stärke-VR war nicht gleich, so dass die Stärkemenge zwischen 105 bis 120 g pro
Testmahlzeit differierte. Beim Einsatz von Amaranth-Vollkornmehl als Stärkequelle war die
Stärkemenge aufgrund der geringeren Stärkekonzentration hingegen deutlich geringer
(85,1 g Stärke pro Testmahlzeit). Um zu prüfen, ob allein schon die niedrigere Stärkemenge
pro Mahlzeit für die hohe prc. VR (K-Tieren 96,3 % ± 3,07; PL-Tieren 87,5 % ± 3,50)
verantwortlich sein könnte, wurde die Menge des Amaranth-Vollkornmehls in einer
ergänzenden Untersuchung so angepasst, dass die Stärkemenge der Testmahlzeit hier
ebenfalls 120 g betrug. Nach Anhebung der Stärkemenge betrugen die prc. Stärke-VR-Werte
97,8 % ± 0,935 (K-Tiere) und 82,1 % ± 4,44 (PL-Tiere). Nach Einsatz der 120 g Stärke pro
Mahlzeit bei den PL-Tieren ergaben sich also ebenfalls signifikant höhere Stärke-VR als bei
Verwendung von rRS, rKS, rES und MS. Wesentliche Effekte der geringeren Stärkemenge
auf die prc. Stärke-VR können demnach bezüglich der unterschiedlichen Stärkemengen
(120 g versus 85,1 g) ausgeschlossen werden, da sich zeigte, dass die Stärke aus Amaranth
unabhängig von den zwei unterschiedlichen Mengen pro Mahlzeit deutlich besser verdaut
wurde, als die Stärken anderen botanischen Ursprungs.
4.1.3 Einfluss des Alters bzw. der EPI-Dauer auf die Ergebnisse der Inkubationsversuche
Für die in-vitro-Versuche mit dem Gas-Production-System wurde Ileumchymus von
Schweinen unterschiedlichen Alters verwendet. Da die Operation der Tiere bei
vergleichbarem Alter erfolgte, resultierte daraus auch eine unterschiedliche Dauer der
exokrinen Pankreasinsuffizienz bei den Spendertieren. Bei den jüngsten Tieren lag die Ligatur
des Pankreasganges lediglich 3,5 Monate zurück, während die EPI bei anderen
Miniaturschweinen bereits seit 8 Jahren bestand. Der Zeitraum, nachdem beim Schwein nach
experimentell ausgelöster EPI mittels Wasserstoffexhalationstest eine gesteigerte bakterielle
Fermentation festgestellt werden kann, beträgt lediglich 2 Wochen (MÖßELER et al. 2012).
In der Abbildung 44 ist die Höhe der Gasbildung (ml/24h) in Abhängigkeit von der Dauer der
Diskussion
109
EPI dargestellt. Daraus geht hervor, dass die mikrobielle Gasproduktion (ml/24h) im
Ileumchymus von Tieren, bei denen die Pankreasgangligatur nur 3,5 Monate zurück lag,
vergleichbar war mit jener von Tieren, die bereits seit 96 Monaten eine EPI aufwiesen.
Demnach hat die Dauer der EPI keinen prägnanten Effekt auf die in-vitro-Gasproduktion. Der
eingesetzte Pool an Tieren unterschiedlichen Alters mit Vorliegen der Erkrankung über
variierende Zeiträume ist zudem repräsentativ für die Situation in der Humanmedizin, da die
EPI als Krankheitsbild sowohl bei jüngeren als auch älteren Menschen auftritt und demnach
auch unterschiedlich lang besteht.
Abbildung 44: Gasproduktion (ml/24h) bei einer Inkubation von Ileumchymus der PL-Tiere (Zulage von 1 g rRS) in Abhängigkeit von der Dauer des Bestehens der EPI
4.1.4 Effekt des Puffers auf die in-vitro Gasproduktion
Für die Durchführung der in-vitro-Versuche mit dem Gas-Production-System wurde der
Kansas State Puffer (pH 6,8) für die Herstellung der Ileumchymus-Suspension verwendet.
Dieser Puffer wird auch für die Aufbereitung von Pansenflüssigkeit zur Inkubation in einem
in-vitro-System genutzt (ROBINSON et al. 1999; LENTZ u. BUXTON 1992). Ebenso erwies
sich dieser Puffer als geeignet, den pH-Wert in einer Kot- bzw. Exkremente-Suspension
Diskussion
110
(Pferd, Schwein, Pute) über eine Inkubationsdauer von 48 Stunden konstant zu halten
(PLUMMHOFF 2004; KAMPHUES u. YOUSSEF 2011).
Wenngleich der pH-Wert in einem Vorversuch mit einer Ileumchymus-Suspension von
wachsenden Schweinen (ansonsten gleiche Bedingungen wie im Rahmen der vorliegenden
Versuche) nach Inkubation zwar zurückging (K-Tiere 6,10 und PL-Tiere 5,88), war dennoch
ein kontinuierlicher Anstieg der Gasproduktion zu verzeichnen. Die gleiche Beobachtung
ergab sich auch in einem Vorversuch mit Ileumchymus von Miniaturschweinen, die in
späteren Versuchen als Spendertiere eingesetzt wurden. In diesem Versuch wurde der
pH-Wert in einer Ileumchymus-Suspension von K- und PL-Tieren stündlich ermittelt.
Obwohl nach 8 Stunden der pH-Wert in der Ileumchymus-Suspension bereits auf Werte von
5,44 (K-Tiere) bzw. 5,57 (PL-Tiere) abgesunken war, wurde zu diesem Zeitpunkt in beiden
Gruppen (Einsatz thermisch unbehandelter Stärken) eine intensive Gasbildung beobachtet.
Wenngleich der pH-Wert im Inkubationsmedium einen wesentlichen Einflussfaktor auf die
mikrobielle Aktivität darstellt und die in den in-vitro-Versuchen ermittelten pH-Werte
vermutlich nicht immer exakt die in-vivo-Bedingungen abbilden, wurde dieses Vorgehen
(geschlossenes System, Zeitdauer von 24 h) gewählt, da insbesondere konkrete Aussagen zu
der Kinetik des fermentativen Stärke-Abbaus von Interesse waren.
In dieser Studie sollte mit Hilfe des Gas-Production-Systems mögliche Unterschiede in der
Fermentationskapazität von Ileumchymus der K- und PL-Tiere geprüft werden. Hierzu
erfolgte die Inkubation des Ileumchymus stets unter standardisierten, vergleichbaren
Bedingungen für die K- und PL-Tiere. Daher lagen für beide Versuchsgruppen stets
identische Bedingungen während der in-vitro-Inkubation vor, so dass die Ergebnisse
vergleichbar sind.
4.1.5 Bedeutung des Puffer–Inokulum-Verdünnungsverhältnisses und des pH-Wertes
Nach Aufbereitung des Ileumchymus entstand eine Chymus-Puffer-Suspension im Verhältnis
von 1:25. RYMER (1999) untersuchte den Effekt unterschiedlicher Konzentrationen von
Inokulummaterial (Panseninhalt) auf die gebildete Gasmenge. Hierzu mischte er Panseninhalt
und Puffer in unterschiedlichen Verhältnissen, so dass Inokula mit unterschiedlichen
Konzentrationen von Panseninhalt (5 %; 10 %; 15 %) entstanden. Im Anschluss erfolgte eine
Inkubation für 48 Stunden. Mit steigendem Anteil des Panseninhaltes stieg auch die
Diskussion
111
Gasproduktion an. Schließlich wurde das Verdünnungsverhältnis von 1:25 gewählt, um die
Pufferkapazität nicht zu überschreiten, andererseits aber auch ausreichende Mengen an
Ileumchymus in das System einzubringen, um eine Fermentation zu ermöglichen.
Ferner muss der pH-Wert berücksichtigt werden, da dieser in vielfältiger Weise das Milieu,
d.h. die Lebensbedingungen der Bakterien bestimmt. In den von RYMER (1999)
durchgeführten Versuchen wurde eine Reduktion der pH-Werte mit steigenden Anteilen von
Panseninhalt beobachtet. Allerdings konnten am Ende der Inkubation keine Unterschiede bei
einer Verwendung unterschiedlicher Konzentrationen in der Kinetik und der produzierten
Gasmenge festgestellt werden. In der vorliegenden Studie sollte der Effekt einer EPI auf die
in-vitro-Gasproduktion ermittelt werden. Durch die vergleichbaren Bedingungen, die während
der Herstellung der Ileumchymus-Suspension vorlagen, können die Ergebnisse zwischen
beiden Versuchsgruppen verglichen werden.
4.1.6 Bedeutung des TS-Gehaltes im Ileumchymus für die in-vitro-Gasproduktion
Die Pankreasgangligatur führt bekanntermaßen zu höheren TS-Gehalten im Ileumchymus der
PL-Tiere im Vergleich zu den K-Tieren (fehlende Pankreassekretion, erhöhte Menge
unverdauter Nährstoffe). Ileumchymus, der während der Screening-Tests gesammelt wurde,
wies bei den K-Tieren im Mittel einen TS-Gehalt von 10,8 bis 17,9 % auf, während dieser bei
den PL-Tieren auf deutlich höherem Niveau zwischen 14,2 bis 24,2 % variierte. Die
unterschiedlichen TS-Gehalte im Ileumchymus beider Tiergruppen decken sich mit früher
ermittelten Werten, in denen die TS-Gehalte im Ileumchymus bei den K-Tieren von 11,6 bis
14,8 % und bei den PL-Tieren von 19,0 bis 24,9 % variierten (TABELING 1998; HELDT
2001; FASSMANN 2001; MANDISCHER 2002; FUENTE-DEGE 2003; KAMMLOTT
2003).
Der unterschiedliche TS-Gehalt im Ileumchymus führt zu unterschiedlichen TS-Mengen an
Ileumchymus in der Suspension der K- und der PL-Tiere. Bei Einsatz identischer Diäten
(rRS) betrug der TS-Gehalt im Ileumchymus der K-Tiere 10,8 %, während dieser im
Ileumchymus der PL-Tiere 22,0 % betrug. Demzufolge ergab sich ein TS-Gehalt/100 ml
Chymussuspension von 0,84 g bei den K-Tieren und von 1,32 g bei den PL-Tieren (was
einem relativen Wert von 167 % der K-Tiere entspricht).
Diskussion
112
In ähnlicher Weise tritt das Problem variierender TS-Gehalte auch bei der Verwendung von
Panseninhalt als Inokulum auf. Die Entnahme von Panseninhalt stellt sich in dem Maße als
schwierig dar, als das hier das Verhältnis zwischen festen Partikeln und der Pansenflüssigkeit
stark schwankt. In Versuchen konnten BUENO et al. (2005) keinen Effekt des Verhältnisses
von festen Partikeln zu flüssiger Phase auf den Umfang der Gasbildung ermitteln.
Die unterschiedlichen TS-Mengen je Versuchsansatz sind theoretisch sowohl bezüglich der
Nährstoff- als auch in der bakteriellen Dichte mit Unterschieden verbunden. Der Einfluss der
unterschiedlichen TS-Gehalte wird allerdings vermutlich abgeschwächt, da im Zuge der
Chymusaufbereitung alle größeren Futterpartikel herausgefiltert wurden und eine Verdünnung
der löslichen Bestandteile erfolgte, so dass die Suspensionen der K- und PL-Tiere durchaus
vergleichbare TS-Gehalte aufwiesen.
Eventuelle Abweichungen im Nährstoffgehalt der Ileumchymus-Suspension wurden durch
den Abzug der jeweiligen Nullwerte (Inkubation von Ileumchymus ohne Substratzulage)
korrigiert, d.h. berücksichtigt.
4.1.7 Bedeutung der Substratmenge
In der Literatur werden teils sehr unterschiedliche Substratmengen für die Inkubation in
einem in-vitro-System angegeben. TERRY (1969) verwendete 0,5 g/50 ml, JHA et al. (2010)
setzten 0,2g/30 ml Inokulum und SUNVOLD (1995) 0,31 g/31 ml ein. RYMER (1999) weist
daraufhin, dass der Fehler aufgrund einer möglichen heterogenen Zusammensetzung des
Materials umso größer ist, je kleiner die Substratmenge ist.
Amaranth-Vollkornmehl wurde im Verhältnis zur RS, KS und ES mengenäquivalent
eingewogen, so dass aus dem geringeren Stärkegehalt des rAM eine geringere Stärkemenge
pro Versuchsansatz resultierte. Der Einsatz reiner Amaranthstärke war leider nicht möglich,
da diese nicht in isolierter Form erhältlich ist. Trotz des niedrigeren Stärkegehaltes war die
Gasbildung bei Einsatz von rAM und gAM nach Inkubation mit Ileumchymus von K- und
PL-Tieren stets am höchsten. Dies könnte v.a. damit zusammenhängen, dass Amaranth-
Vollkornmehl im Gegensatz zu den isolierten Stärken auch eine gewisse Menge an anderen
Nährstoffen (N-Verbindungen) enthält. Nach WOLIN (1960) ist die Gasproduktion bei einer
Fermentation von Eiweiß im Vergleich zu Stärke eher gering und die Gasbildung durch
mikrobielle Abbauprozesse, die aus Fett resultiert, ist sogar zu vernachlässigen. Es kann
Diskussion
113
jedoch spekuliert werden, ob die in dem Amaranth vorhandenen N-Verbindungen das
bakterielle Wachstum dahingehend förderten, als dass mehr N für die Mikroflora zur
Verfügung stand. Ein weiterer Aspekt der diesbezüglich relevant ist, ist der Zuckergehalt des
eingesetzten Amaranth-Vollkornmehls, der deutlich höher war (11,7 g/kg TS) als die Werte
der übrigen eingesetzten Stärkearten (<1 g / kg TS). THEODOROU (1994) beschreibt, dass
die Gasproduktion bei höheren Substrateinwaagen steigt, die Kinetik jedoch keine
Veränderungen aufzeigt (siehe Abbildung 45). Demnach ist zu erwarten, dass auch bei einer
höheren Amaranthmenge (Einsatz von 1 g Amaranthstärke pro Versuchsansatz) die
produzierte Gasmenge zunimmt, der Verlauf der Gasbildung hingegen nicht wesentlich
beeinflusst wird. In diesem Fall wäre jedoch die eingewogene Substratmenge nicht identisch,
was wiederum Veränderungen in der Höhe der Gasbildung nach sich ziehen dürfte. Die
Vergleichbarkeit der Ergebnisse der Gasproduktion bei Einwaage unterschiedlicher Stärken
war hier insgesamt jedoch gegeben, da stets 1 g fermentierbares Substrat eingewogen wurde,
auch wenn dies zwingend mit 1g Stärke gleichzusetzen ist.
Abbildung 45: Entwicklung der Gasbildung (ml) im Verlauf einer 120-stündigen Inkubation von getrocknetem Weidelgras als Substrat in Abhängigkeit von der Substratmenge (nach THEODOROU (1994))
Diskussion
114
4.1.8 Bedeutung der Fütterung der Spendertiere
Das Fütterungsmanagement (Zeitpunkt sowie Frequenz der Fütterung, Größe der Mahlzeit)
und insbesondere die unterschiedliche Zusammensetzung des Futters stellen wesentliche
Einflussfaktoren für die Etablierung einer Darmflora dar (HARVEST et al. 2005). Faktoren
wie die Menge der täglich aufgenommenen Nährstoffe und der Anteil unverdaulicher
Komponenten haben einen Einfluss auf das Substratangebot im Darm, den pH-Wert im
Chymus und die Transitzeit. Auch die mikrobiell anfallenden Stoffwechselprodukte (FFS,
Laktat, CH4), die während der Fermentation der im Chymus vorhandenen Nährstoffe
entstehen, beeinflussen das Darmmilieu (LOUIS et al. 2007). Daraus geht hervor, dass die
Rationsgestaltung (Futtermittel und Fütterung umfassend) den Haupteinflussfaktor auf die
Aktivität und Zusammensetzung der Mikroflora darstellt. Aufgrund der unterschiedlichen
Nahrungsbestandteile und Zusammensetzung der Ration kommt es zu unterschiedlichen
bakteriellen Abbauprodukten, wodurch vor allem die Milieubedingungen bestimmt werden
und somit eine Etablierung verschiedener Bakterien ermöglicht wird. Daher ist es unbedingt
notwendig, die Spendertiere auch identisch und standardisiert zu füttern und zu versorgen, um
eine Vergleichbarkeit der Ergebnisse zu gewährleisten (MOULD et al. 2005). Um
vergleichbare Ausgangssituationen von K- und PL-Tieren für die Kollektion des
Ileumchymus zu erreichen, erfolgte eine mindestens 10-tägige Fütterung ausschließlich mit
Erhaltungsfutter (Alleinfutter). Die PL-Tiere erhielten innerhalb dieser Zeit eine
Enzymsupplementation (zweimal täglich 2,49 g Kreon; dies entspricht 49.860 IE Amylase/g;
45.907 IE Lipase/g; 3.158 IE Protease/g), bevor die Tiere als Chymusspendertiere dienten.
Allerdings unterschied sich die Nährstoffzusammensetzung des Ileumchymus zwischen K-
und PL-Tieren, weil die prc. Verdaulichkeit der Nährstoffe bei den PL-Tieren durch die
fehlenden pankreatischen Enzyme beeinträchtigt ist. Eine Enzymsubstitution bewirkt zwar
eine Förderung der Nährstoffverdaulichkeit, doch wird das Niveau der K-Tiere meist nicht
erreicht (MANDISCHER 2002; FUENTE-DEGE 2003, CLASSEN 2008). Daher ist bei einer
EPI (auch einer therapierten EPI) im Vergleich zu K-Tieren stets eine höhere Nährstoffdichte
im Darmlumen vorhanden. Da jedoch der Effekt der EPI auf die mikrobielle Fermentation im
Ileumchymus im Fokus stand, spiegelt die unterschiedliche Nährstoffsituation auch die
in-vivo-Bedingungen wieder. Durch die Einhaltung des Zeitpunktes, an dem die
Diskussion
115
Chymuskollektion nach der morgendlichen Fütterung begann, wurden die
Rahmenbedingungen standardisiert.
4.1.9 Bedeutung des Entnahmezeitpunktes von Ileumchymus für die Gasbildung
Der Zeitraum zwischen der Fütterung und der Entnahme von Ileumchymus für die Inkubation
hat möglicherweise auch einen Einfluss auf die Zusammensetzung und Aktivität der
Mikroflora im Ileumchymus. Bei größerem zeitlichen Abstand zwischen Fütterung und
Sammlung des Inokulums kommt es zu einem Anstieg der anschließend ermittelten
kumulativen Gasproduktion (CONE 1998). Dieses Phänomen ist ebenfalls von WARNER
(1966) beschrieben. Im Übersichtsreferat von MOULD et al. (2005) zu in-vitro-Versuchen
und Methoden wird dieser Aspekt ebenfalls als Einflussfaktor diskutiert. CONE (1998)
empfiehlt Inokulummaterial (Panseninhalt) für in-vitro-Versuche stets zwei Stunden nach der
morgendlichen Fütterung zu entnehmen, um etwaige Einflüsse auf die Gasproduktion zu
minimieren bzw. um vergleichbare Ergebnisse zu erhalten. Dieser zeitliche Abstand zwischen
morgendlicher Fütterung und Beginn der Ileumchymus-Kollektion wurde für alle
in-vitro-Versuche, die im Rahmen dieser Studie durchgeführt wurden, übernommen. Dennoch
dauerte es unterschiedlich lange bis eine ausreichende Chymusmenge für die Inkubation
vorhanden war, nicht zuletzt gab es Unterschiede von Tier zu Tier (siehe Tabelle 42).
4.1.10 Bedeutung einer „Zwischenlagerung“ des Ileumchymus vor der Inkubation
Die für die Chymuskollektion benötigte Zeit variierte, da die Chymusflussrate individuell
verschieden war (siehe Tabelle 42). Der Chymus flutete oftmals nur in kleinen Portionen am
terminalen Ileum an und wurde daher in einem luftdicht verschlossenen Sammelbehältnis in
einem Wasserbad (39°C) aufbewahrt, bis die insgesamt benötigte Menge vorlag. Um
mögliche negative Effekte der Umgebungstemperatur und der Lagerung auf die mikrobielle
Besiedlung bzw. Aktivität zu vermeiden, wurde im Anschluss an die Sammlung eine zügige
Aufbereitung des Probenmaterials vorgenommen. Den Einfluss einer längeren Lagerung bei
niedrigen Temperaturen auf das Inokulummaterial untersuchten PRATES et al. (2010).
Hierzu verglichen die Autoren die Gasproduktion, die Kinetik, das Fettsäurenmuster und die
Summe von FFS nach einer 24-stündigen Inkubation von Panseninhalt. Dieser wurde
Diskussion
116
entweder sofort oder nach einer 4-stündigen Zwischenlagerung bei 6°C verarbeitet. Bezüglich
der untersuchten Parameter wurde kein Unterschied festgestellt und damit das Ergebnis von
HARVEST et al. (2005) bestätigt. CONE et al. (2002) führten ähnliche Untersuchungen
durch und lagerten Panseninhalt bei 39 °C für bis zu 24 Stunden. Hierbei zeigte sich, dass die
final erreichten Gasvolumina nach Inkubation von Panseninhalt, der 4 Stunden gelagert
wurde, vergleichbar mit den Gasproduktionsraten von frisch entnommenen inkubierten
Panseninhalt waren.
Weder bei den K- noch bei den PL-Tieren überschritt die Lagerung des Ileumchymus drei
Stunden, so dass, den Ergebnissen von CONE et al. (2002) zu Folge keine Unterschiede
hinsichtlich der Gasproduktion zu erwarten waren. Bei den PL-Tieren bestand der größte
zeitliche Unterschied der Lagerungsdauer des Chymus zwischen dem Tier 7 und Tier 132. Es
zeigte sich jedoch auch unter diesen Bedingungen kein Unterschied in der Gasbildung (siehe
Tabelle 42). Ähnlich war es auch bei den K-Tieren, bei denen ein Unterschied in der
Zwischenlagerung von über zwei Stunden bestand; aber auch hier ergab sich lediglich ein
moderater Unterschied bezüglich der Gasproduktion (4 ml). Daher ist zu vermuten, dass die
Lagerung des Ileumchymus in einem warmen Wasserbad vor der Nutzung als Inokulum
keinen wesentlichen Einfluss auf die mikrobielle Aktivität hatte und somit Unterschiede in
der ermittelten Gasproduktion nicht auf diesen möglichen Einflussfaktor zurückzuführen sind.
Tabelle 42: Dauer (Minuten) der Ileumchymuskollektion bis zum Erhalt der benötigten Menge und die Gasproduktion (ml/24h) im Ileumchymus von K- und PL-Tieren nach Zulage von 1 g thermisch unbehandelter Reisstärke als Substrat
Tier Status Zeitdauer (Minuten) Gasproduktion (ml/24h)
4 K-Tier 60 79,0
114 K-Tier 145 42,3
147 K-Tier 205 83,3
151 K-Tier 90 76,7
2 PL-Tier 110 82,1
7 PL-Tier 60 148
96 PL-Tier 85 148
132 PL-Tier 140 149
144 PL-Tier 100 92,6
Diskussion
117
4.2 Erörterung der Ergebnisse
4.2.1 Effekte der EPI auf die Stärkeverdauung
Im Allgemeinen wird sowohl beim Menschen als auch beim Schwein davon ausgegangen,
dass in gesunden Individuen der Abbau der Stärke im Dünndarm im Wesentlichen (wenn
auch nicht ausschließlich) durch körpereigene Enzyme erfolgt (KAMPHUES 2013). Bei
beiden genannten Spezies wird prc. unverdaute Stärke im Dickdarm ausschließlich mikrobiell
abgebaut. Die Kapazität des Dickdarms für den Abbau von Stärke ist bei Schweinen sehr
hoch (MÖSSELER 2007).
Im Falle einer exokrinen Pankreasinsuffizienz kann der Ausfall der pankreatischen Amylase
nur zum Teil durch körpereigene Enzyme kompensiert werden. Die im Modelltier
(pankreasgangligiertes, ileo-caecal-fistuliertes Miniaturschwein) ermittelte prc. Stärke-
Verdaulichkeit ist mit Werten von 61,9 bis 92,2 % zum Teil sehr hoch (TABELING 1998;
HELDT 2001; FASSMANN 2001; KAMMLOTT 2003; FUENTE-DEGE 2003;
CLASSEN 2008). Im Ileumchymus von PL-Tieren ermittelte indirekte Parameter für die
mikrobielle Aktivität (Laktat, FFS, LPS) sind im Vergleich zu den Werten der K-Tiere
deutlich höher (Laktat bis 20-fach, LPS-Gehalt 5 bis 20-fach) und sprechen für einen
forcierten fermentativen Abbau der Stärke auch im praecaecalen Abschnitten (TABELING
1998; HELDT 2001; FASSMANN 2001; KAMMLOTT 2003; FUENTE-DEGE 2003;
CLASSEN 2008). Auch der fermentative Abbau von Stärke in praecaecalen Bereich
ermöglicht eine energetische Nutzung (die Effizienz ist mit ca. 85 % im Vergleich zum
enzymatischen Abbau (=100 %) deutlich geringer; GfE 2006). Daneben sind aber auch
unerwünschte Auswirkungen (insbesondere die mit dem fermentativen Abbau verbundene
intestinale Gasbildung) erwähnenswert. Da bei Patienten mit einer EPI durch viele
begünstigende Faktoren ein SIBO entsteht (BURES et al. 2010; RANA 2008), sind
vermutlich auch die fermentativen Prozesse wesentlich intensiviert. Der aus der gesteigerten
Gasproduktion resultierende Meteorismus beeinflusst das Wohlbefinden negativ, kann
Schmerzen verursachen und zudem durch Völlegefühl auch zu einer verminderten
Nahrungsaufnahme führen (RANA 2008). Neben Gasen entstehen auch FFS und Laktat als
Spaltprodukte, die durch fermentative Prozesse entstehen. Die FFS sind primär als
Diskussion
118
Energiequelle anzusehen, da diese über die Darmzotten resorbiert werden und mit dem
Blutstrom in die Leber gelangen, wo sie u.a. der Gluconeogenese zugeführt werden (VOGT et
al. 2004). Zusätzlich decken die Enterozyten ca. 70 % ihres Energiebedarfes über FFS,
wodurch die Proliferation der Enterozyten gefördert wird und die zur Verfügung stehende
Resorptionsfläche zunimmt (ROEDINGER 2003). Dennoch muss erwähnt werden, dass sehr
hohe Konzentrationen von FFS und Laktat, z.B. bei Überschreiten der Resorptionskapazität,
zu Maldigestion und -absorption (CASPARY 2009) und eventuell auch zu einer Schädigung
der Darmmukosa führen können, wodurch die Aktivität der Bürstensaumenzyme
beeinträchtigt wird (BURES et al. 2010).
Da auch bei einer Nutzung von Daten zur praecaecalen Verdaulichkeit von Nährstoffen keine
Einschätzung des Umfanges ihres fermentativen Abbaus möglich ist, wurden in der
vorliegenden Studie neben der prc. Stärke-VR zusätzlich indirekte Parameter für die
mikrobielle Aktivität (FFS; Laktat) im Ileumchymus bestimmt. Darüber hinaus wurden
in-vitro-Versuche durchgeführt, um Umfang und Kinetik der Fermentation verschiedener
Stärken bei Inkubation mit dem Ileumchymus von K-und PL-Tieren zu überprüfen.
In der vorliegenden Studie erfolgte die Verdauung der Stärke bei den Kontrolltieren im
praecaecalen Bereich fast vollständig (prc. Stärke-VR bei Einsatz verschiedener Stärkequellen
ohne thermische Behandlung stets > 96 %; Ausnahme rKS: 61,5 %). Bei den PL-Tieren
variierten die prc. Stärke-VR hingegen in Abhängigkeit von der botanischen Herkunft auf
deutlich niedrigerem Niveau (zwischen 47,8 bis 90,1 %), so dass bei diesen Tieren insgesamt
deutlich mehr Stärke den Dickdarm erreichte (Ausnahme: rAM) Die ermittelten Ergebnisse
deckten sich mit den prc. VR, die KRAMER (2010) bei Verfütterung roher Stärken ermittelte
(mit Ausnahme der rRS; diese Werte waren in der vorliegenden Studie höher) sowie mit
Verdaulichkeiten, die im Rahmen des Projektes am PL-Tiere festgestellt wurden. Die von
LAYER u. KELLER (2003) angenommene prc. Kohlenhydrat-Verdaulichkeit (keine explizite
Angabe zur Art der Kohlenhydratquelle) von 20-30 % wurde jedoch deutlich übertroffen.
Dabei ist jedoch nicht davon auszugehen, dass bei den PL-Tieren der Stärkeabbau im
praecaecalen Bereich des Magendarmtraktes vorrangig durch körpereigene Enzyme im
Dünndarm erfolgte. Ernährungsphysiologisch macht es einen entscheidenden Unterschied, in
welchem Darmabschnitt die Stärkeverdauung stattfindet (KAMPHUES 2013). Die zur
Einschätzung des Umfanges der mikrobiellen Umsetzungen im praecaecalen Bereich
Diskussion
119
genutzten Parameter wiesen zum Teil eine deutliche Streuung, teils auch individuelle
Variationen auf, so dass sich K- und PL-Tiere beispielsweise bezüglich der
Laktatkonzentration im Ileumchymus nach Aufnahme verschiedener Stärken nicht signifikant
unterschieden. Dennoch ist zu betonen, dass die Laktatkonzentration im Ileumchymus der PL-
Tiere im Mittel, zumindest numerisch, höher (teils 12-fach höher) war als bei den
Kontrolltieren (Ausnahmen: rKS und RS). Auch die Summe der FFS war – bis auf wenige
Ausnahmen (rES, AM, ES) in den Chymusproben der PL-Tiere höher, wobei zu
berücksichtigen ist, dass die luminale Konzentration an FFS nicht nur durch die Produktion,
sondern auch durch die Absorption beeinflusst wird.
Die vermutete höhere Fermentationskapazität des Ileumchymus der PL-Tiere konnte zudem
in den in-vitro-Untersuchungen bestätigt werden – sowohl bei Inkubation des Chymus ohne
Substrat, als auch bei Zugabe der verschiedenen Stärken war die absolute Gasbildung nach
24 Stunden bei den PL-Tieren stets deutlich höher als jene, die bei den Kontrolltieren
beobachtet worden war. Die höhere Gasbildung in den in-vitro-Versuchen lässt demnach
darauf schließen, dass die Mikroflora des Ileumchymus zwischen den Tiergruppen quantitativ
und qualitativ unterschiedlich war. Dies deckt sich mit den Ergebnissen früherer Studien von
HELDT (2001), FASSMANN (2001) und MANDISCHER (2002).
Tabelle 43: Mittlere Gasbildung (ml/24 h) nach Inkubation von Ileumchymus ohne bzw. mit Substrat (verschiedene Stärkearten); Darstellung als Relativwerte; Kontrolltiere = 100
Kontroll-Tiere PL-Tiere
absolut relativ absolut relativ
Nullwert 0,258 100 9,74 3775
rRS 70,3 100 116 165
rAM 79,1 100 94,2 119
rKS 54,4 100 88,7 163
rES 63,8 100 124 194
Bemerkenswerterweise hatte die experimentell induzierte exokrine Pankreasinsuffizienz
keinen Effekt auf die prc. Stärke-VR, wenn thermisch behandelte Stärken aufgenommen
wurden (Ausnahme: RS). Die gekochten Stärken konnten demnach auch ohne jegliche
Enzymsubstitution zu 82,1 bis 96 % im praecaecalen Bereich des GIT der PL-Tiere verdaut
Diskussion
120
werden. Dieser Befund verdeutlicht einmal mehr die Notwendigkeit der genauen
Charakterisierung von Stärkeart und Stärkebearbeitung für den Einsatz in der Diätetik
(MÖSSELER et al. 2012).
Die (numerisch) höheren Laktat-Konzentrationen im Ileumchymus (Ausnahme RS) sprechen
dafür, dass auch die Stärke, zu mindestens partiell, einem bakteriellen Abbau unterlag.
Der Effekt einer Enzymsubstitution auf die prc. Stärke-VR wurde in der vorliegenden Arbeit
nicht geprüft. Es ist jedoch davon auszugehen, dass bei einer Enzymergänzung (Situation bei
therapierten EPI-Patienten) eine fast vollständige prc. Stärke-Verdauung erreicht wird. In
Studien an pankreasgangligierten Schweinen, die zur Bestimmung der prc. Stärke-
Verdaulichkeit unter einer Enzymzugabe durchgeführt wurden, zeigten sich Werte von
87,7 bis 98,1 % (MANDISCHER 2002; FUENTE-DEGE 2003; CLASSEN 2008;
KOCH 2011).
4.2.2 Erklärungen für eine hohe prc. Verdaulichkeit von Stärke (trotz einer EPI)
Im Vergleich zu den reduzierten Verdaulichkeitswerten für Fett und Protein konnten sowohl
in dieser Arbeit als auch in anderen Studien an pankreasgangligierten Schweinen prc.
Stärkeverdaulichkeiten von bis zu 92,5 ± 2,22 % (FASSMANN 2001) festgestellt werden.
Die extrapankreatischen Kompensationsmechanismen sind demnach bezüglich der
Stärkeverdauung sehr effektiv, was zu der Fragestellung überleitet, welchen Anteil das
amylasereiche Pankreassekret an der Verdauung der Stärke überhaupt hat (bei gesunden wie
auch bei von einer EPI betroffenen Individuen).
Bedeutung der pankreatischen Amylase für die Stärkeverdauung
Die Bedeutung der pankreatischen Amylase für die Stärkeverdauung ist besonders in
Modellen zu quantifizieren, in denen die Verdauung ohne pankreatische Amylase erfolgt
(z.B. PL-Schwein). Bei Vergleich der prc. Stärkeverdaulichkeit von Tieren mit experimentell
induzierter EPI ist auffallend, dass im Unterschied zu Fett und Protein die prc.
Verdaulichkeiten von Stärke unerwartet hoch sind (61,1 bis 92,5 % (TABELING (1998);
FASSMANN (2001); MANDISCHER 2002; KAMMLOTT (2003); KARTHOFF (2004);
HELDT (2001); FUENTE-DEGE (2003); CLASSEN (2008)). Die praecaecalen
Diskussion
121
Kompensationsmechanismen (u.a. Speichelamylase, Enzyme der Bürstensaummembran,
bakterielle Enzyme) ermöglichen folglich noch eine ganz erhebliche Verdauung von Stärke
im Dünndarmbereich.
Extrapankreatische Enzyme:
Als mögliche kompensatorisch wirkende Enzyme sind körpereigene und mikrobielle
Amylasen zu nennen. In den Speicheldrüsen des Menschen und von Schweinen wird eine α-
Amylase sezerniert (BREVES u. LEONHARD MAREK 2009). Die Speichelamylase ist
teilweise noch im Magen (ROSENBLUM et al. 1988) und auch im Dünndarm aktiv
(KERZNER et al. 1981). Im Magen wird die beginnende Hydrolyse der Stärke zusätzlich
durch mikrobielle Enzyme unterstützt, die im Unterschied zu der Speichelamylase auch
Verzweigungsstellen (α-1,6-glykosidische Bindungen) der Granula aufspalten können
(GALLANT 1997). Diese Spaltprodukte können trotz des Fehlens der pankreatischen
Amylase unverzüglich von den bürstensaumständigen Enzymen des Dünndarmes weiter zu
Monosacchariden hydrolysiert und im Anschluss resorbiert werden. Zu den Enzymen der
Bürstensaummembran zählt auch die Maltase-Glucoamylase (MGA). Bisher wurde
angenommen, dass die membranständigen Enzyme lediglich in der Lage sind,
Oligosaccharide aufzuspalten. Einzelne Versuche belegen jedoch, dass die MGA auch native
Stärkegranula zu Glucose hydrolysieren kann. Diese Fähigkeit wird um das Zehnfache
verstärkt, wenn eine Vorbehandlung mit α-Amylase (Speichelamylase) vorgenommen wurde
(AO et al. 2007).
Längere Chymus-Verweildauer im Magen-Dünndarm-Bereich
Ein weiterer Faktor, der indirekt die Stärkeverdauung bei Vorliegen einer EPI beeinflussen
könnte, ist die verlängerte Aufenthaltsdauer des Chymus im Magendarmtrakt, wodurch die
Einwirkungszeit von Enzymen (körpereigen und mikrobiell) länger ist.
Verringerte Magenentleerungsrate und Darmpassagerate bei Vorliegen einer EPI
Wiederholt wurde bei den PL-Tieren in den Screening-Tests eine verzögerte Chymuspassage
durch den Magen-Dünndarm beobachtet. Auffällig wurde dies insbesondere an dem
Diskussion
122
verzögerten „Farbumschlag“ (Zeitpunkt, zu dem der marker-haltige Chymus das Ileum
erreichte). Bei den K-Tieren wurde der Farbumschlag stets früher beobachtet, als bei den PL-
Tieren. Beispielsweise erreichte der marker-haltige Ileumchymus das terminale Ileum der K-
Tiere 285 ± 62 Minuten nach der morgendlichen Fütterung von rRS, während diese
Zeitspanne bei den PL-Tieren 419 ± 68 Minuten betrug.
Dieses Phänomen der verlängerten Passagedauer war auch bei Einsatz anderer
Versuchsmahlzeiten zu beobachten. Es ist zu vermuten, dass die Magenentleerung der
entscheidende Faktor ist, da im Dünndarm selbst in geringerem Umfang Modulationen der
Passagerate zu erwarten ist. Die Hemmung der Magenentleerung beruht vermutlich auf der,
durch die reduzierte Verdauung der Nährstoffe bedingten, erhöhten luminalen
Nährstoffkonzentration, dem niedrigeren pH-Wert (fehlende Bicarbonat-Sekretion) sowie der
Osmolalität des Dünndarmchymus (BREVES u. LEONHARD MAREK 2009).
Chemosensorische Enterozyten in der Dünndarmmukosa registrieren den Gehalt an
unverdauten Nährstoffen, den pH-Wert sowie die Osmolalität und vermitteln die
Ausschüttung von Cholecystokinin, wodurch die Magenentleerung gehemmt wird
(SILBERNAGL u. DESPOPOULOS 2007). Diesem Prozess liegen zwei reflektorisch
gesteuerte Mechanismen, die als „jejunal brake" und „ileal brake“ bezeichnet werden, zu
Grunde. Sofern im Chymus des Jejunums oder des Ileums höhere Fettgehalte vorliegen, wird
die Magenentleerung und der Weitertransport des Chymus reflektorisch verlangsamt (WANG
et al. 1996; CITTERS u. LIN 2006). Beide Reflexe verlängern die Darmpassage, wodurch
eine effizientere Digestion eine Spaltung der Nährstoffe und Absorption im Dünndarm
erreicht werden soll. Durch die verlängerte Aufenthaltszeit des Nahrungsbreis im Magen
erfolgt eine intensivere Einwirkung der Salzsäure auf die Granula und eine damit verbundene
Veränderung der physiko-chemischen Eigenschaften (JENKINS u. DONALD 1995) sowie
eine beginnende Hydrolyse der Amylopektinmoleküle (KERR u. CLEVELAND 1952).
Reduzierte Fließgeschwindigkeit des Chymus
Eine höhere Viskosität des Dünndarmchymus bei Vorliegen einer EPI ist u.a die Folge einer
fehlenden bzw. verminderten Pankreassekretion und einer reduzierten Nährstoffabsorption.
Hierdurch ergeben sich höhere TS-Gehalte im Chymus verbunden mit einer gesteigerten
Diskussion
123
Viskosität des Dünndarmchymus (TABELING 1998; HELDT 2001; FUENTE-DEGE 2003).
Die höhere Viskosität führt wiederum zu einer reduzierten Fließgeschwindigkeit des
Dünndarmchymus, aus der sich eine längere Kontaktzeit mit der Bürstensaummembran
ergibt, wodurch eine weitere Hydrolyse der unverdauten Stärke durch Oligosaccharidasen
erfolgen kann. Allerdings ist zu berücksichtigen, dass es durch die verringerte Viskosität und
die erhöhte Nährstoffkonzentration auch zu sog. „Käfigeffekten“ kommen kann (insgesamt
liegen in wässrigem Milieu allgemein günstigere Bedingungen für die Enzymwirkung vor).
Verlängerung des Dünndarmes
Unter Berücksichtigung der Beobachtungen von signifikant längeren Dünndärmen bei PL-
Tieren im Vergleich zu gesunden Kontrolltieren (SCHWARZMAIER 2012; MÖSSELER
2013) scheint der Mechanismus - Bürstensaummembran-ständige Oligosaccharidasen spalten
auch Stärke-, noch mehr Bedeutung zu erlangen. Bei pankreasinsuffizienten Tieren ist
demnach die Kontaktfläche des Dünndarms größer und die Kontaktzeit der
oligosaccharidtragenden Dünndarmmukosa mit dem Chymus verlängert im Vergleich zu
gesunden Individuen. Es ist zu vermuten, dass die morphologischen Veränderungen als
weitere Art der Kompensation der reduzierten enzymatischen Verdaulichkeit anzusehen sind,
genaue Kenntnisse zum mode of action liegen jedoch noch nicht vor.
Forcierte mikrobielle Fermentation im Magen und Dünndarm
Die bakterielle Besiedlung des Inhalts im Magen wurde sowohl bei gesunden Schweinen
(SCHARRER und WOLFRAM 2005; WINTERMANN 2011; BULLERMAN 2012;
KOOP 2013) als auch bei Menschen wiederholt untersucht (ATHERTON u. WHITE 1978).
Hierbei konnten verschiedene Bakterienarten wie Klebsiella pneumoniae, Staphylococcus
aureus, Escherichia coli, Pseudomonas aeruginosa, Pasteurella mirabillis, Streptococcus
faecalis und Clostridium albicans im Magen des Menschen nachgewiesen werden
(ATHERTON u. WHITE 1978).
Alle bisher genannten Faktoren (Speichelamylase, HCl, bakterielle Enzyme/Fermentation)
ermöglichen bereits im Magen eine gewisse Aufspaltung der Amylopektin- und
Amylosemoleküle in kleinere Bruchstücke. Somit werden aus dem Magen Maltotriose,
Diskussion
124
α-Dextrine, Maltose und partiell aufgeschlossene Stärkegranula in den Dünndarm abgegeben
(GALLANT 1997).
Ein weiterer Mechanismus, der eventuell die vergleichsweise hohen prc. Stärke-VR erklärt,
ist die höhere Keimdichte- und aktivität der PL-Tiere im Dünndarm. Indirekte Parameter im
Ileumchymus, wie Laktat-, FFS- und LPS-Gehalte sowie niedrigere pH-Werte der PL-Tiere
sprechen für eine forcierte mikrobielle Aktivität. Die mittleren l-Laktat-Gehalte waren bei PL-
Tieren im Vergleich zu K-Tieren in der Studie von MANDISCHER (2002) um den Faktor 20
höher, während die LPS-Gehalte im Ileuminhalt der PL-Tiere um den Faktor 5-20 höher
waren als bei den K-Tieren (TABELING 1998; MANDISCHER 2002; KARTHOFF 2004).
Gestützt wird diese Vermutung einer intensiveren mikrobiellen Besiedlung des Dünndarms
durch höhere H2-Exhalationswerte im Exspirat von PL-Tieren (MÖSSELER et al. 2013).
Diese Fermentation bedeutet, im Vergleich zur enzymatischen Verdauung, Energieverluste
von rund 15 % (KAMPHUES 2013) .
Auch im Rahmen dieser Arbeit konnte in den in-vitro-Versuchen anhand der gemessenen
Gasbildung im Ileumchymus von K- und PL-Tieren gezeigt werden, dass der Chymus von
PL-Tieren als Inokulum in Inkubationsstudien zu ganz erheblich höheren Gasbildung führt als
Chymus von K-Tieren. Diese Beobachtung erklärt sich nicht zuletzt mit einer höheren
Nährstoffkonzentration und einer höheren Keimzahl (TABELING 1998; KAMMLOTT 2003)
im Ileumchymus der PL-Tiere.
4.2.3 Bedeutung der Stärkeherkunft und -art
Sowohl bei den K- als auch bei den PL-Tieren hatte die Herkunft der Stärke (roh, d.h.
thermisch unbehandelt) einen Effekt auf die prc. Stärke-VR (in-vivo) als auch die
Gasproduktion in den Inkubationsversuchen. Eine Sonderstellung nahmen hierbei die
Kartoffelstärke und das Amaranth-Vollkornmehl ein.
Die im Amaranth enthaltene Stärke wurde von den PL-Tieren mit Abstand am besten verdaut
(90,1 %) – bei Einsatz dieser Stärke bestand nicht einmal ein signifikanter Unterschied
zwischen den beiden Gruppen. Die PL-Tiere konnten diese Art der Stärke trotz exokriner
Pankreasinsuffizienz und ohne jede Enzymsubstitution so gut verdauen, dass das Niveau der
Diskussion
125
Kontrolltiere erreicht wurde, während bei Einsatz der übrigen Stärken die Stärke-VR
signifikant geringer war als bei den Kontrolltieren.
Die geringsten prc. Stärke-VR wurden in beiden Tiergruppen (K- und PL-Tiere) bei Einsatz
von rKS ermittelt. Auch in der Überprüfung des Effektes der botanischen Herkunft mittels
Inkubation von Ileumchymus gesunder und pankreasgangligierter Miniaturschweine mit roher
Stärke zeigten sich Unterschiede in der Gasbildung. In beiden Gruppen führte die in-vivo prc.
am schlechtesten verdauliche Stärke (rKS) bei Einsatz als Substrat in der Inkubation zu
geringsten Gasbildung, d.h., die Stärke, die sich in den in-vivo-Versuchen gegenüber dem
enzymatischen Abbau (bei den Kontrolltieren) am stärksten „resistent“ erwiesen hatte,
bedingte in-vivo ebenfalls die geringste Gasproduktion. Allerdings ist anzumerken, dass die
Summe der FFS am Ende der Inkubation nicht geringer war als nach Inkubation der übrigen
getesteten Stärkearten. Die geringste Gasbildung war bei Inkubation von Chymus der K-Tiere
nach Einsatz von rAM als Substrat zu verzeichnen. Interessanterweise war die Gasbildung bei
dieser Variante aber in beiden Tiergruppen vergleichbar, während bei den übrigen Stärkearten
die Gasbildung in der Gruppe der PL-Tiere deutlich höher war. Diese Ergebnisse aus beiden
Versuchen legen nahe, dass die Herkunft der Stärke auch Unterschiede im Umfang des
enzymatischen wie auch des fermentativen Abbaus erklärt. Es ist bekannt, dass die Herkunft
der Stärke durch den unterschiedlichen Aufbau der Stärkegranula wesentlichen Einfluss auf
die „Resistenz“ der Stärke gegenüber körpereigenen und/oder mikrobiellen Enzymen hat.
Insbesondere bei den K-Tieren, aber auch bei den PL-Tieren, zeigte sich ein sehr enger
Zusammenhang zwischen prc. Stärke-VR und der Granulagröße der eingesetzten Stärke-Art:
mit zunehmender Granulagröße sank die VR (siehe Abbildung 46).
Diskussion
126
Abbildung 46: Praecaecale Stärke-Verschwindensraten (%) bei von K- und PL-Tieren in Abhängigkeit von der Granulagröße* (µm) der verschiedenen Stärken *Werte laut Literatur (JANE et al. 1994)
Diese Beobachtung stimmt mit den Ergebnissen von LANGWORTHY u. DEUEL (1922) und
KIENZLE et al. (1997) überein. Mit zunehmender Größe der Granula verschiebt sich das
Oberflächen-Volumenverhältnis der Granula (LANGWORTHY u. DEUEL 1922; KIENZLE
et al. 1998). Somit steht bei kleineren Granula (Amaranth) eine größere Oberfläche für den
enzymatischen wie für den mikrobiellen Abbau zur Verfügung.
Die Nettogasproduktion (ml/24h) war bei Inkubation von Ileumchymus der K-Tiere enger mit
der Granulagröße korreliert als bei Inkubation von Ileumchymus der PL-Tiere (siehe
Abbildung 47). Bei Verwendung des Ileumchymus der PL-Tiere als Inokulum war ebenfalls
bei Einsatz der KS als Substrat (größte Granulagröße) die geringste Gasbildung messbar; es
scheint jedoch, als ob bei weiterer Verringerung der Granulagrößen (< 20 µm) bei dieser
Gruppe keine weitere Steigerung der Gasbildung erfolgt. Daher ist bei dieser Gruppe der
Zusammenhang zwischen Granulagröße und Gasbildung nicht so eng.
y = 101,56e-0,007x
R² = 0,9698
0
20
40
60
80
100
0 20 40 60 80
prc.
Stä
rke-
VR
(%
)
Granulagröße (µm)
K-Tiere
y = -9,14ln(x) + 85,488
R² = 0,8979
0
20
40
60
80
100
0 20 40 60 80
prc.
Stä
rke-
VR
(%
)
Granulagröße (µm)
PL-Tiere
Diskussion
127
Abbildung 47: Gasbildungsraten (ml/24h) im Ileumchymus von K- und PL-Tieren in Abhängigkeit der Granulagröße* (µm) der verschiedenen rohen Stärken *Werte laut Literatur (JANE et al. 1994)
Ein weiterer wesentlicher Faktor, der die Abbaubarkeit der Stärkegranula bestimmt, ist die
Beschaffenheit der Granulaoberfläche. Im Unterschied zu RS, AM und ES (JANE et al.
1994) weisen die Granula der KS bis auf wenige, schmale Fissuren keine besonderen
Oberflächenstrukturen auf. Dadurch erhalten stärkespaltende Enzyme nur sehr schwer oder
gar keinen Zugang in das Granulainnere. Bereits bestehende „Löcher“ werden hingegen durch
Hydrolyse vergrößert und ermöglichen den Hydrolasen einen Abbau der Granula „von innen
heraus“ – dieser Vorgang wird als Endokorrosion bezeichnet (KIENZLE et al. 1998).
Stärkearten mit einer hohen Anzahl von „Löchern“ (RS, AM, ES) zeigen eine hohe prc.
Verdaulichkeit (KIENZLE et al. 1997) wie es auch in den Screening-Tests ermittelt werden
konnte. Neben den fehlenden Löchern zeigt KS im Vergleich zu den anderen eingesetzten
Stärken eine sehr glatte Oberfläche, wodurch ein Anhaften der Amylasen bzw. Bakterien
erschwert wird (KIENZLE et al. 1997), was sich auch in der niedrigeren prc. Stärke-VR und
den niedrigen Gasbildungsraten widerspiegelt.
Neben den äußeren Granulaeigenschaften beeinflusst auch der innere Aufbau die
enzymatische Abbaubarkeit maßgeblich. In diesem Zusammenhang spielt besonders der
Grundbaustein Amylose eine entscheidende Rolle. Amylose wird enzymatisch langsamer
abgebaut als Amylopektin (ROWE et al. 1999). Dies resultiert aus der hohen Bereitschaft, mit
y = -5,778ln(x) + 78,775
R² = 0,9989
0
20
40
60
80
100
120
0 20 40 60 80
Gas
volu
men
(m
l/24
h)
Granulagröße (µm)
K-Tiere
y = 104,92e-0,003x
R² = 0,7822
0
20
40
60
80
100
120
0 20 40 60 80
Gas
volu
men
(m
l/24
h)
Granulagröße (µm)
PL-Tiere
Diskussion
128
anderen Stoffen Komplexbindungen (besonders mit Fett und Phosphor) einzugehen und
Wasserstoffbrücken zu Amylopektinmolekülen auszubilden (ROONEY u. PFLUGFELDER
1986). Ein hoher Amylosegehalt ist zudem am Aufbau von Granula mit höherer
Enzymresistenz beteiligt. Da das Molekül die einzelnen Blocklets (Bausteine innerhalb eines
Granulums) miteinander verbindet, wird damit die Stabilität der Granula beträchtlich verstärkt
(RIDOUT et al. 2003). In-vivo zeigt sich bei den K- und PL-Tieren ein enger Zusammenhang
zwischen der prc. Stärke-VR und dem Amylosegehalt der jeweiligen Stärke. In den in-vitro-
Untersuchungen war hingegen lediglich bei den K-Tieren eine sehr enge Korrelation von
Gasbildung und Amylosegehalt zu erkennen, während dies bei PL-Tieren nicht nachweisbar
war (siehe Abbildung 48).
Diskussion
129
Abbildung 48: Praecaecale Stärke-Verschwindensraten (%) und die Gasbildungsraten (ml/24h) im Ileumchymus von K- und PL-Tieren in Abhängigkeit vom Amylosegehalt (%) der verschiedenen Stärkearten
Im Falle der rohen Kartoffelstärke sind vermutlich zwei Faktoren für die niedrige prc. VR und
in-vitro-Gasproduktion verantwortlich: der hohe Amylosegehalt, der für eine hohe Stabilität
und hohe Enzymresistenz sorgt und zum anderen die fehlenden Zutrittspforten (Löcher) für
Enzyme. Im Gegensatz dazu weist die Stärke in Amaranth kleine Granula, eine sehr porige
Oberfläche und einen niedrigen Amylosegehalt auf und erfüllt damit alle Bedingungen, die
eine hohe enzymatische und mikrobielle Abbaubarkeit fördern (FANNON et al. 1992;
GALLANT et al. 1997; KIENZLE et al. 1997).
y = 110,6e-0,026x
R² = 0,8523
0
20
40
60
80
100
0 5 10 15 20 25
prc.
Stä
rke-
VR
(%
)
Amylosegehalt (%)
K-Tiere
y = 85,865e-0,03x
R² = 0,8995
0
20
40
60
80
100
0 5 10 15 20 25
prc.
Stä
rke-
VR
(%
)
Amylosegehalt (%)
PL-Tiere
y = -1,243x + 78,229
R² = 0,9122
0
20
40
60
80
100
0 5 10 15 20 25
Gas
volu
men
(m
l/24
h)
Amylosegehalt (%)
K-Tiere
y = -0,9808x + 107,35
R² = 0,5468
0
20
40
60
80
100
120
0 5 10 15 20 25
Gas
volu
men
(m
l/24
h)
Amylosegehalt (%)
PL-Tiere
in-vivo
in-vitro
Diskussion
130
Die in-vitro-Gasproduktion spiegelt ebenfalls die Effekte der Granulaarchitektur auf die
besseren Fermentationseigenschaften wieder: während Kartoffelstärke (ohne jegliche
prädisponierende Anheftungsstellen für Enzyme bei einem ungünstigen Oberflächen-
Volumen-Verhältnis) die geringste Gasproduktion zeigt, variierte die Gasbildung der anderen
Stärken kaum, war aber deutlich höher als die Werte, die nach Inkubation der rKS als Substrat
erzielt wurden. Tendenziell wurde bei Einsatz von rAM t¼ früher erreicht. Dies wird
vermutlich durch die kleine Granula-Oberfläche, den geringen Amylosegehalt und die Poren
bedingt.
4.2.4 Bedeutung der thermischen Behandlung für die prc. Stärke-VR und die Gasbildung (in-vitro)
Die thermische Behandlung (das Kochen) hatte sowohl einen Effekt auf die prc. Stärke-VR
als auch auf die Gasbildung bei Inkubation von Ileumchymus. Die bei den K-Tieren geringere
prc. Stärke-VR der rohen Kartoffelstärke wurde durch die thermische Behandlung deutlich
gesteigert (von 61,5 auf 90,9 %). Die anderen Stärkearten (schon im rohem Zustand eine prc.
Stärke-VR > 96 %) erfuhren durch die thermische Behandlung keine Veränderung der prc.
Stärke-VR. Die thermische Bearbeitung hatte aber insgesamt die markantesten Effekte, die
prc. VR dieser Stärke erreichte hierdurch praktisch das Niveau der K-Tiere. Bei den K-Tieren
kam es nach Zulage der gekochten Stärken als Substrat in den in-vitro-Versuchen zu einer
y = 34,134e0,0028x
R² = 0,0294
0
20
40
60
80
100
120
140
160
0 50 100 150
Gas
volu
men
(m
l/24
h)
Summe FFS (mmol/kg uS)
K-Tiere
y = 81,286e-0,006x
R² = 0,1486
0
20
40
60
80
100
120
140
160
0 50 100 150
Gas
volu
men
(m
l/24
h)
Summe FFS (mmol/ kg uS)
PL-Tiere
Diskussion
131
deutlich höheren Gasproduktion. Hingegen war im Ileumchymus der PL-Tiere eher ein
geringer Effekt der thermischen Bearbeitung des Substrates auf die Gasproduktion
feststellbar.
Sowohl die höheren prc. Stärke-VR als auch die höhere Gasproduktion bei Einsatz gekochter
Stärken lassen sich durch Veränderungen der physiko-chemischen Eigenschaften und der
Granulastruktur in Folge einer thermischen Bearbeitung erklären. Sofern die Stärkegranula in
nativer (unbehandelter) Form vorliegen, ist die Zugänglichkeit für stärkespaltende Enzyme
gering. Daher ist es notwendig, die Granula so zu bearbeiten, dass ihre Oberfläche
„aufgelockert“ wird und ein Verlust des streng organisierten semi-kristallinen Aufbaus erfolgt
(„Aufschluss“ der Stärke), um ein Eindringen von Enzymen in die Granula zum Zweck einer
Hydrolyse von Amylopektin- und Amylosemoleküle zu gewährleisten (BORNET 1993). Eine
Möglichkeit der thermischen Behandlung ist das Kochen. Neben dem Backen ist dies in der
Humanernährung die gebräuchlichste Methode, um Stärke in eine schmackhafte und
verdauliche Form zu überführen (SINGH u. SMITH 1997). Unter Zufuhr von ausreichend
Wasser und Hitze kommt es zur Gelatinisierung. Während der Gelatinisierung binden sich
Wassermoleküle an die Hydroxylgruppen der Amylopektin- und Amylosemoleküle, wodurch
ein Schwellen der Granula und ein Austritt von Amylosefäden induziert wird (SASAKI et al.
2000). Der Verlust der Ordnung innerhalb der Granula entsteht durch eine Entwindung und
Aufspaltung der Helixstrukturen der Amylopektin- und Amylosemoleküle (HOOVER 2001).
Dieser Strukturverlust und der damit verbundene Stabilitätsverlust ermöglichen dann einen
erleichterten enzymatischen Abbau der Granula (BORNET 1993). Nach der Gelatinisierung
kann es aber auch zu einer Retrogradation kommen. Hierbei kühlt die zuvor entstandene
Stärkepaste ab, und es erfolgt die erneute Ausbildung von Wasserstoffbrücken zwischen den
Molekülen. Entscheidend aber ist die Tatsache, dass nicht der gleiche Grad der Kristallinität
erreicht wird, wie er vor der thermischen Bearbeitung vorgelegen hat (SASAKI et al. 2000).
Die erhöhte Abbaubarkeit der thermisch behandelten Stärken durch Enzyme sowohl
körpereigener als auch mikrobieller Herkunft, insbesondere bei der Kartoffelstärke, ist auch
von anderen Autoren beschrieben worden (WÜNSCHE et al. 1987; RENSING;
DROCHNER) und konnte im Rahmen dieser Studie sowohl in den Screening-Tests als auch
in den in-vitro-Versuchen beobachtet werden. Obwohl ein vollständiger Verlust der
pankreatischen Enzyme vorlag, waren die prc. Stärke-VR der PL-Tiere nach Einsatz
Diskussion
132
gekochter Stärken mit denen der K-Tiere vergleichbar. Eine effizientere mikrobielle
Fermentation konnte ebenfalls in den in-vitro-Versuchen ermittelt werden: in beiden
Tiergruppen ergab sich mit Einsatz gekochter Stärken als Substrat eine erhöhte
Gasproduktion. Bemerkenswert dabei ist jedoch der deutlichere Anstieg der Gasproduktion in
der Gruppe der K-Tiere (siehe Tabelle 44).
Auch die Unterschiede in der Kinetik (gekochte Stärken bedingen einen früheren Anstieg der
Gasproduktion im Vergleich zu ungekochten Stärken) sind durch Veränderungen in der
Struktur der Stärke zu erklären. Die thermische Bearbeitung führt zu einer Auflösung der
helikalen Strukturen und der komplexen Verbindungen zwischen Amylose und Lipiden,
wodurch ein enzymatischer Abbau der Glucoseketten erleichtert wird (TESTER et al. 2004a).
Tabelle 44: Gasproduktion (ml/24h) nach Inkubation von Ileumchymus von Kontroll- und PL-Tieren mit verschiedenen (thermisch unbehandelten und thermisch behandelten) Stärken als Substrat K-Tiere PL-Tiere
Substrat Thermisch unbehandelt
Thermisch behandelt
Thermisch unbehandelt
Thermisch behandelt
Reisstärke 70,3 (100) 127 (180) 116 (100) 133 (114)
Amaranth 79,1 (100) 125 (158) 94,2 (100) 143 (151)
Kartoffelstärke 54,4 (100) 131 (240) 88,7 (100) 144 (162)
Erbsenstärke 63,8 (100) 116 (182) 124 (100) 160 (129)
Werte in Klammern stellen die Relativwerte dar
4.2.5 Effekt einer Unterbrechung der Enzymsubstitution bei den Spendertieren Grundsätzlich erhielten alle PL-Tiere, die als Spendertiere für die Gewinnung des
Ileumchymus genutzt wurden, zweimal täglich eine Enzymsubstitution (2,49 g Kreon®).
Demnach wurden in den in-vitro-Versuchen die Bedingungen einer therapierten EPI
(Situation in der Humanmedizin) nachgestellt. Um die Frage zu klären, ob und in welchem
Maße sich die Enzymsubstitution auf die intestinale Mikroflora bzw. Fermentationskapazität
von Ileumchymus der PL-Tiere auswirkt, wurde ein weiterer Versuchsansatz durchgeführt, in
dem über einen Zeitraum von zehn Tagen keine Enzymsubstitution erfolgte. Dieses Vorgehen
wurde gewählt, da bekannt ist, dass der bei EPI oftmals bestehende SIBO durch eine
Enzymsubstitution reduziert wird (WESTERMARCK 1993; BURES et al. 2008). Auch in
Diskussion
133
vorangegangenen Arbeiten dieses Projektes wurden im Ileumchymus von PL-Tieren ohne
Enzymsubstitution im Vergleich zu PL-Tieren mit Enzymsubstitution 7 bis 36-fach höhere
LPS-Gehalte (Indikator für den Besatz mit gramnegativen Bakterien) ermittelt (TABELING
1998; HELDT 2001; MANDISCHER 2002; KAMMLOTT 2003).
Jeweils am ersten und am zehnten Tag der Phase ohne Enzymsubstitution wurde
Ileumchymus von PL-Tieren entnommen und die Fermentationskapazität anhand der
in-vitro-Gasbildung überprüft. Die Hypothese, dass die Gasproduktion (Parameter für die
mikrobielle Aktivität) am zehnten Tag durch den verstärkten SIBO höher ist als am ersten
Tag, bestätigte sich jedoch nicht bei Zusatz von Stärken als Substrat, sondern konnte lediglich
bei Inkubation von Ileumchymus ohne Zusatz von Substrat beobachtet werden (siehe
Abbildung 49). Entgegen den Erwartungen war die Gasproduktion im Vergleich von Tag 1 zu
Tag 10 sogar geringer, sofern die verschiedenen Stärken als Substrat zugesetzt wurde, wobei
diese Reduktion in Abhängigkeit vom inkubierten Substrat unterschiedlich stark ausgeprägt
war.
In-vitro-Gasproduktion bei Inkubation von Ileumchymus ohne Substratzulage
Bezüglich der Unterschiede in der Gasbildung zwischen Tag 1 und Tag 10 (siehe
Abbildung 49) ist erwähnenswert, dass im Ileumchymus eines einzelnen Versuchstieres (Tier
144) am ersten Tag eine ungewöhnlich hohe Gasproduktion von 17,8 ml festgestellt wurde.
Diese vergleichsweise hohe Gasbildung (die gebildeten Gasvolumina der übrigen 3
Versuchstiere variierten zwischen -1,26 ml und 2,26 ml) hatte einen deutlichen Effekt auf den
Mittelwert. In anderen Versuchsansätzen (Inkubation von thermisch unbehandelten und
thermisch behandelten Stärken als Substrat) war die Gasbildung („Nullwert“) bei diesem Tier
deutlich geringer (6,36 ml bzw. 6,30 ml). Sofern man den Wert von 17,8 ml für eine
Beispielkalkulation gegen 6,36 ml austauscht, würde der mittlere Nullwert am ersten Tag des
Enzymabsatzes im Mittel lediglich 1,77 ml betragen. Somit würde sich im Vergleich zu
Tag 10 nach Enzymabsatz eine noch niedrigere Gasproduktion nach 24-stündiger Inkubation
ergeben. Die Ursache für die hohe Gasproduktion bei Inkubation des Ileumchymus dieses
Tieres kann abschließend nicht geklärt werden. Da jedoch die Nettogasproduktion (Abzug der
Nullwerte) für die Berechnung der Mittelwerte herangezogen wird, beeinflusst eine initial
höhere Gasproduktion im Ileumchymus die weiteren Ergebnisse nicht.
Diskussion
134
Abbildung 49: Gasproduktion (ml/24h) im Ileumchymus von PL-Tieren (n=4) bei Unterbrechung einer Enzymsubstitution (jeweils am Tag 1 und Tag 10 ohne Zulage von Substrat)
In-vitro-Gasproduktion bei Inkubation von Ileumchymus mit Stärkezulage
Nach Zusatz verschiedener Stärken (RS, AM, KS, ES) zum Inkubationsmedium war die
Nettogasproduktion am Tag 10 stets geringer (Ausnahme rAM) als am Tag 1 (siehe
Abbildung 50).
Abbildung 50: Relative Gasproduktion (Tag 1 = 100) im Ileumchymus der PL-Tiere am Tag 1 und Tag 10 nach Inkubation mit verschiedenen thermisch unbehandelten Stärken
4,62
7,37
0
3
6
9
12
0 4 8 12 16 20 24
Gas
prod
ukti
on (
ml)
Stunden
1. Tag 10. Tag
100 100 100 100
70,5
109
59,7
83,1
0
20
40
60
80
100
120
rRS rAM rKS rES
%
1. Tag ohne Enzymsubstitution
10. Tag ohne Enzymsubstitution
Diskussion
135
Die fehlende Enzymsubstitution bedingt eine geringere Verdaulichkeit der aufgenommenen
Nährstoffe im Dünndarm der PL-Tiere. Hieraus ergibt sich, aufgrund des gesteigerten
Substratangebots, eine forcierte Fermentation. Dabei hat eine höhere Nährstoffdichte im
Chymus sowohl qualitative als auch quantitative Veränderungen in der Mikroflora zur Folge.
Die intestinale Mikroflora stellt ein sehr empfindliches Ökosystem dar, welches bereits auf
kleine Veränderungen reagiert. Veränderung der Milieubedingungen führen dazu, dass
Bakterien, welche nicht mehr optimal angepasst sind, zurückgedrängt werden, während die
Keimzahlen anderer Spezies mengenmäßig ansteigen (LEITCH et al. 2007; LOUIS et al.
2007). Die unerwartet geringere Gasbildung am zehnten Tag nach der Unterbrechung der
Enzymtherapie ist daher vermutlich durch eine Veränderung der intestinalen Mikroflora
bedingt; es stellt sich die Frage, ob der Schluss erlaubt ist, dass am zehnten Tag die
bakteriellen Umsetzungen wirklich geringer waren (wie die geringere Gasbildung vermuten
lässt). Interessanterweise wird die Kinetik der Gasbildung durch die Dauer der Unterbrechung
der Enzymtherapie beeinflusst: die Zeitdauer, die notwendig war, bis 25%, 50 % bzw. 75 %
der maximalen Gasbildung erreicht wurden, war am zehnten Tag deutlich (teils signifikant)
geringer. Auch der Kurvenverlauf insgesamt variierte (Ausnahme: AM); der Anstieg erfolgte
zwar früher, die Steigung war im späteren Verlauf aber geringer und die Gasbildungsrate in
den letzten Stunden relativ moderat. Grundsätzlich finden in der Ileumchymus-Suspension
mikrobielle metabolische Interaktionen („metabolic cross feeding“) statt (FLINT 2007).
Hierbei unterliegen Stoffwechselprodukte (FFS, Gase, Laktat) weiteren mikrobiellen
Umsetzungen (WOLIN et al. 1997; BARCENILLA et al. 2000; LOUIS et al. 2007). In
Abhängigkeit von der Art vorhandener Bakterien unterscheiden sich die Enzymausstattung
und damit auch die Stoffwechselwege, auf denen Substrate umgebaut werden können
(MACFARLANE et al. 1988; GIBSON u. BARRETT 2010). Auch CO2 und H2 werden
mikrobiell genutzt (BREVES u. LEONHARDT MAREK 2009): zum einen auf dem Weg der
Acetogenese (4H2 + 2CO2 → CH3COOH + 2H2O) und zum anderen für die Methanogenese
(4H2 + CO2 → CH4 + 2H2O).
Die exemplarische Analyse der im Kopfraum des Gas-Production-Sytems enthaltenen Gase
nach 24-stündiger Inkubation einer Ileumchymus-Suspension (2 K-Tiere; 2 PL-Tiere) hat
gezeigt, dass bei 3 von 4 Tieren auch Methan gebildet wurde, woraus geschlussfolgert werden
kann, dass (zumindest bei der Mehrzahl der Tieren) eine methanogene Flora vorhanden ist.
Diskussion
136
Eine mögliche Erklärung für die reduzierte Gasbildung (trotz vergleichbarer oder sogar
gesteigerter mikrobieller Aktivität) am zehnten Tag ist die Förderung von acetogenen
Bakterien zu Ungunsten von methanogenen Bakterien (Methanococcus, Methanobacterium);
(FUCHS 2007). Zum momentanen Zeitpunkt kann über die Veränderungen der intestinalen
Mikroflora innerhalb von zehn Tagen ohne Enzymsubstitution lediglich spekuliert werden;
der Verdacht liegt aber aufgrund der veränderten pH-Werte und FFS-Muster (s.u.) nahe. Um
diese Vermutung zu prüfen, wären kulturelle oder genomische Untersuchungen notwendig.
Flüchtige Fettsäuren und pH-Wert
Die Dauer der Unterbrechung der Enzymsubstitutionstherapie hatte – unabhängig von der als
Substrat genutzten Stärke – keinen Einfluss auf die Konzentration (Summe) der FFS. Auch
der pH-Wert der Inkubationssuspension wurde hierdurch nicht beeinflusst (Ausnahme: RS;
signifikant geringerer pH-Wert an Tag 10). Einen gewissen Hinweis auf eine Verschiebung
innerhalb der Keimflora während der 10-tägigen Phase ohne Enzymtherapie gibt das moderat
veränderte FFS-Muster (siehe Tabelle 45). Im Vergleich zum ersten Tag ergab sich ein
höherer Butyrat-Anteil und niedrigerer Acetat-Anteil nach 10-tägiger Unterbrechung der
Enzymsubstitution (Ausnahme: rKS).
Tabelle 45: Prozentuale Anteile der Acetat (C2), Propionat (C3) und Butyrat (C4)-Gehalte in der Ileumchymus-Suspension von PL-Tieren nach 24-stündiger Inkubation; jeweils am Tag 1 und Tag 10 nach Unterbrechung der Enzymsubstitutionstherapie
1. Tag 10. Tag
C2 C3 C4 C2 C3 C4
Nullwert 67,8 25,8 3,60 66,5 25,4 4,34
Reisstärke 65,6 28,5 4,04 62,0 27,1 7,17
Amaranth-Vollkornmehl 64,7 28,9 4,61 61,0 28,1 7,07
Kartoffelstärke 61,1 24,7 12,3 61,4 25,8 9,83
Erbsenstärke 63,3 27,0 7,38 61,8 26,3 8,45
Diskussion
137
4.2.6 Effekte einer Adaptation der Spendertiere an das zu testende Substrat auf die in-vitro-Gasproduktion
In diesem Versuchsansatz wurde überprüft, ob Veränderungen der intestinalen Mikroflora
auftreten, wenn K- und PL-Tiere mit dem zu inkubierenden Substrat (rKS) über die Dauer
von 10 Tagen angefüttert werden. Hierzu wurde die mikrobielle Fermentation mittels der
Parameter Gasproduktion sowie FFS und pH im Inkubationsansatz überprüft und zwar
sowohl nach Zugabe der Stärkeart, die den Spendertieren gefüttert wurde (rKS) als auch einer
weiteren Stärkeart (rRS), an die zuvor keine Adaptation erfolgte. Dieses Vorgehen wurde
gewählt, da die Fütterung einen entscheidenden Einfluss auf die Zusammensetzung und
Gesamtzahl der Mikroorganismen des Dünn- und Dickdarmes hat (MAKI u. FOSTER 1957;
WALKER et al. 2011; BLAUT et al. 2014).
Gasproduktion und FFS
Die vergleichsweise hohe Gasbildung im Ileumchymus beider Tiergruppen (ohne
Substratzulage) ist vermutlich durch eine erhöhte Menge prc. unverdauter Stärke (KS) im
Ileumchyums zu erklären. Es ist zu erwarten, dass im Chymus des terminalen Ileums bei den
PL-Tieren eine größere Masse an unverdauten Nährstoffen enthalten ist, wodurch insgesamt
mehr fermentierbares Substrat zur Verfügung steht und demzufolge auch die Gasproduktion
nach Inkubation (u.a. ohne Substratzulage) insgesamt höher ist (siehe Tabelle 8). Unter
Berücksichtigung der geringen prc. Stärke-VR für rKS von 54 % bei K-Tieren und 47,8 % bei
PL-Tieren, erreichen pro Mahlzeit kalkulatorisch 69 g (Kontrolltiere) bzw. 78 g rKS (PL-
Tiere) das terminale Ileum.
Die unterschiedliche Steigerung der mikrobiell produzierten Gasmengen im Ileumchymus
(ohne Substratzulage) der K- und PL-Tiere kann in verschiedenen Ursachen begründet sein,
die nur schwer voneinander abzugrenzen sind. Zum einen ist die Keimdichte im Ileumchymus
als Einflussfaktor zu nennen. Da bereits am ersten Tag nach Verfütterung der rKS die
Gasproduktion im Ileumchymus der PL-Tiere (ohne Substratzulage) 3-fach höher war als jene
der K-Tiere, kann angenommen werden, dass die bakterielle Dichte bei den PL-Tieren
generell höher war. Dafür spricht auch, dass die in-vitro-Gasbildung im Ileumchymus von
PL-Tieren nach Zulage von verschiedenen Stärkearten (roh und gekocht) stets höher war.
Eine erhöhte Keimdichte wurde in anderen Studien mit PL-Tieren durch indirekte Parameter
Diskussion
138
im Ileumchymus nachgewiesen (TABELING 1998; HELDT 2001; MANDISCHER 2002;
KAMMLOTT 2003).
Die intestinale Mikroflora der Kontrolltiere zeigte eine deutliche Adaptation an die verfütterte
Stärke (an Tag 10 Steigerung der Gasbildung um ca. 78 % im Vergleich zu Tag 1). Bei den
PL-Tieren war hingegen kein deutlicher Unterschied erkennbar bzw. die Gasbildung sank
sogar moderat ab (siehe Tabelle 46). Nach der 10-tägigen Fütterung mir rKS konnte sowohl
im Ileumchymus der K- als auch der PL-Tiere eine um 30-35 % geringere Gasproduktion
nach Zulage von rRS ermittelt werden (siehe Tabelle 46).
Tabelle 46: Gasproduktion (ml/24h) im Ileumchymus von K- und PL-Tieren ohne Zulage von Substrat (Nullwert) oder nach Zulage von thermisch unbehandelter Reis- oder Kartoffelstärke als Substrat jeweils am ersten und zehnten Tag einer Anfütterung mit roher Kartoffelstärke
K-Tiere PL-Tiere
Substrat 1. Tag 10. Tag 1. Tag 10. Tag
ohne (Nullwert) 17,6 (100) 44,1 (251) 48,1 (100) 62,5 (120)
Reisstärke 112 (100) 74,5 (66,5) 117 (100) 82,2 (70,3)
Kartoffelstärke 47,3 (100) 84,0 (178) 77,0 (100) 71,7 (93,1)
Werte in Klammern stellen Relativwerte dar (Tag 1 = 100)
Des Weiteren gibt es Hinweise darauf, dass sich die Zusammensetzung der Darmflora
zwischen beiden Versuchsgruppen bereits vor der Anfütterungsphase unterschied. Diese
Vermutung wird durch die unterschiedlichen FFS-Muster nach 24-stündiger Inkubation von
Ileumchymus der K- und PL-Tiere während einer Fütterung mit Erhaltungsfutter bekräftigt.
Während im Ileumchymus der K-Tiere nach 24-stündiger Inkubation von Ileumchymus ohne
Substratzulage ein Essig-Propionsäure-Quotient von 0,26 ermittelt wurde, betrug dieser bei
PL-Tieren 0,46. Daraus lässt sich ableiten, dass die Intestinalflora von K- und PL-Tieren
unterschiedlich zusammengesetzt ist. Da die einzelnen Bakteriengattungen unterschiedliche
Enzymausstattungen besitzen (LOUIS et al. 2007), erfolgt der Abbau von Stärke unter
Bildung unterschiedlicher Spaltprodukte, wodurch die unterschiedlichen FFS-Muster im
Ileumchymus der Versuchsgruppen zu erklären sind.
Sowohl bei den K- als auch bei den PL
(siehe Tabelle 46), die Summe sowie das Muster der FFS in der Ileumchymus
nach Zulage von Substrat (rRS und rKS)
Bezüglich der in der Ileumchymus
signifikanter Anstieg bei den Kontrolltieren erwähn
PL-Tiere diesbezüglich keine Veränderung aufwies. Am zehnten Tag der Anfütterung war die
Konzentration der FFS demnach zwischen beiden Gruppen vergleichbar. Der deutlich
Anstieg der Buttersäure (sowohl ohne, aber insbes
24-stündiger Inkubation von Ileumchymus war
den K- als auch bei den PL-Tieren, zu erkennen. In der Ileumchymus
stieg der Anteil an Butyrat um 11 Prozentpunkte bei gleichzeitiger Reduktion des C2
um 15 Prozentpunkte (siehe Abbildung
Abbildung 51: FFS-Muster im inkubierten IleumchAdaptation der Spendertiere an rKS nach 24(rRS bzw. rKS)
Im Ileumchymus der PL-Tiere stiegen die C4
Zulage von rKS um 13 Prozentpunkte zu Ungunsten der Acetat
Erwähnenswert ist in dieser Tiergruppe, dass die Unterschiede im Fettsäurenmuster zwischen
den verschiedenen Substratzulagen weniger variabel erscheinen (konstanter Butyratanteil von
0% 20%
NW 1
NW 10
rRS 1
rRS 10
rKS 1
rKS 10
Essigsäure Propionsäure
Diskussion
139
als auch bei den PL-Tieren veränderten sich die Gasproduktionsraten
), die Summe sowie das Muster der FFS in der Ileumchymus
nach Zulage von Substrat (rRS und rKS), wenn die Tiere über 10 Tage angefüttert wurden.
Bezüglich der in der Ileumchymus-Suspension ermittelten FFS-Konzentration ist
signifikanter Anstieg bei den Kontrolltieren erwähnenswert, während die Gruppe der
Tiere diesbezüglich keine Veränderung aufwies. Am zehnten Tag der Anfütterung war die
Konzentration der FFS demnach zwischen beiden Gruppen vergleichbar. Der deutlich
Anstieg der Buttersäure (sowohl ohne, aber insbesondere mit Zulage von rKS) nach
stündiger Inkubation von Ileumchymus war am zehnten Tag der Anfütterung
Tieren, zu erkennen. In der Ileumchymus-Suspension der K
stieg der Anteil an Butyrat um 11 Prozentpunkte bei gleichzeitiger Reduktion des C2
Abbildung 51).
Muster im inkubierten Ileumchymus von K-Tieren am 1. bzw. 10. Tag der Adaptation der Spendertiere an rKS nach 24-stündiger Inkubation ohne bzw. mit Substratzulage
Tiere stiegen die C4-Anteile nach zehn Tagen der Anfütterung mit
13 Prozentpunkte zu Ungunsten der Acetat- und Propionat
Erwähnenswert ist in dieser Tiergruppe, dass die Unterschiede im Fettsäurenmuster zwischen
den verschiedenen Substratzulagen weniger variabel erscheinen (konstanter Butyratanteil von
20% 40% 60% 80%
61,9
61,7
54,4
51,3
58,3
52,4
29,0
24,7
27,3
23,0
28,8
21,4
10,4
14,8
20,1
I-Buttersäure n-Buttersäure i-Valeriansäure
Tieren veränderten sich die Gasproduktionsraten
), die Summe sowie das Muster der FFS in der Ileumchymus-Suspension
wenn die Tiere über 10 Tage angefüttert wurden.
Konzentration ist ein
enswert, während die Gruppe der
Tiere diesbezüglich keine Veränderung aufwies. Am zehnten Tag der Anfütterung war die
Konzentration der FFS demnach zwischen beiden Gruppen vergleichbar. Der deutliche
ondere mit Zulage von rKS) nach
am zehnten Tag der Anfütterung sowohl bei
Suspension der K-Tiere
stieg der Anteil an Butyrat um 11 Prozentpunkte bei gleichzeitiger Reduktion des C2-Anteils
Tieren am 1. bzw. 10. Tag der stündiger Inkubation ohne bzw. mit Substratzulage
Anteile nach zehn Tagen der Anfütterung mit
und Propionat-Anteile.
Erwähnenswert ist in dieser Tiergruppe, dass die Unterschiede im Fettsäurenmuster zwischen
den verschiedenen Substratzulagen weniger variabel erscheinen (konstanter Butyratanteil von
100%
6,7
10,3
10,4
7,2
20,1
2,19
3,27
7,80
10,68
5,57
5,83
n-Valeriansäure
ca. 16 % am 10. Tag der Anfütterungsphase
während bei den Kontrolltieren der Anteil 14,8 % (rRS) bzw. 20,1 % (rKS) betrug. Dies
könnte ein Hinweis darauf sein, dass die Mikroflora der Kontrolltiere durch die Fütterung der
in erheblichem Maße gegenüber der enzymatischen Abbaus resistenten Stärke deutlichen
Veränderungen unterlag, während der Mikroflora der PL
enzymatischen Verdauung auch bei Verwendung „üblicher Stärkequellen“ bereits erhebliche
Mengen an Stärke als Substrat zur Verfügung stand.
Abbildung 52: FFS-Muster im inkubierten Ileumchymus von PLAdaptation der Spendertiere an rKS nach 24(rRS bzw. rKS)
Abhängig von der Enzymausstattung der verschiedenen Bakterienarten unterscheidet sich die
Art und Weise des bakteriellen Abbaus von Stärke
folgt ein variierendes FFS-Muster, je nachdem
Die Ergebnisse deuten darauf hin, dass nach zehn Tagen der Fütterung einer Kartoffelstärke
betonten Diät die Zahl bzw. Aktivität der But
CLAUS 2003). Zu den Butyrat
Arten wie Cl. acetobutyricum, Cl. perfringens, Cl. tetani
und Faecalibacterium prausnitzii
nutzen neben Glucose auch Acetat und Laktat als Substrat für di
al. 2006). Dies könnte den reduzierten C2
zehnten Tag der Anfütterung mit rKS erklären. Die Förderun
0%
NW 1
NW 10
rRS 1
rRS 10
rKS 1
rKS 10
Essigsäure Propionsäure
Diskussion
140
am 10. Tag der Anfütterungsphase – unabhängig vom zugesetzten Substrat
während bei den Kontrolltieren der Anteil 14,8 % (rRS) bzw. 20,1 % (rKS) betrug. Dies
könnte ein Hinweis darauf sein, dass die Mikroflora der Kontrolltiere durch die Fütterung der
erheblichem Maße gegenüber der enzymatischen Abbaus resistenten Stärke deutlichen
Veränderungen unterlag, während der Mikroflora der PL-Tiere aufgrund der reduzierten
enzymatischen Verdauung auch bei Verwendung „üblicher Stärkequellen“ bereits erhebliche
Mengen an Stärke als Substrat zur Verfügung stand.
Muster im inkubierten Ileumchymus von PL-Tieren am 1. bzw. 10. Tag der Adaptation der Spendertiere an rKS nach 24-stündiger Inkubation ohne bzw. mit Substrat
Abhängig von der Enzymausstattung der verschiedenen Bakterienarten unterscheidet sich die
Art und Weise des bakteriellen Abbaus von Stärke (MACFARLANE et al. 1988
Muster, je nachdem welche Bakterienarten im Chymus vorliegen.
Die Ergebnisse deuten darauf hin, dass nach zehn Tagen der Fütterung einer Kartoffelstärke
betonten Diät die Zahl bzw. Aktivität der Butyratbildner stark zunimmt (MENTSCHEL u.
CLAUS 2003). Zu den Butyrat-Bildnern zählen unter anderem verschiedene Clostridien
Arten wie Cl. acetobutyricum, Cl. perfringens, Cl. tetani (ZHU et al. 2005
und Faecalibacterium prausnitzii (BARCENILLA et al. 2000). Butyrat-
nutzen neben Glucose auch Acetat und Laktat als Substrat für die C4-Bildung
. Dies könnte den reduzierten C2-Gehalt im Ileumchymus beider Gruppen am
zehnten Tag der Anfütterung mit rKS erklären. Die Förderung einer butyrogenen Mikroflora
20% 40% 60% 80% 100%
72,6
65,5
68,0
54,5
73,5
58,0
22,3
19,8
22,4
20,3
18,5
17,9
4,5
10,3
6,3
16,4
5,5
16,3
8,07
6,95
I-Buttersäure n-Buttersäure i-Valeriansäure
unabhängig vom zugesetzten Substrat –
während bei den Kontrolltieren der Anteil 14,8 % (rRS) bzw. 20,1 % (rKS) betrug. Dies
könnte ein Hinweis darauf sein, dass die Mikroflora der Kontrolltiere durch die Fütterung der
erheblichem Maße gegenüber der enzymatischen Abbaus resistenten Stärke deutlichen
Tiere aufgrund der reduzierten
enzymatischen Verdauung auch bei Verwendung „üblicher Stärkequellen“ bereits erhebliche
Tieren am 1. bzw. 10. Tag der on ohne bzw. mit Substratzulage
Abhängig von der Enzymausstattung der verschiedenen Bakterienarten unterscheidet sich die
FARLANE et al. 1988). Daraus
welche Bakterienarten im Chymus vorliegen.
Die Ergebnisse deuten darauf hin, dass nach zehn Tagen der Fütterung einer Kartoffelstärke
yratbildner stark zunimmt (MENTSCHEL u.
Bildnern zählen unter anderem verschiedene Clostridien-
ZHU et al. 2005) sowie Roseburia
-bildende Bakterien
Bildung (DUNCAN et
Gehalt im Ileumchymus beider Gruppen am
g einer butyrogenen Mikroflora
100%
4,5
5,5
0,56
4,15
3,27
8,07
2,29
6,95
n-Valeriansäure
Diskussion
141
bei einem hohen Gehalt an resistenter Stärke (rKS) in der Diät ist bekannt. In Ratten mit einer
human-assoziierten Darmflora führte eine Fütterung von rKS zu erhöhten Gehalten von C4 im
Chymus dieser Tiere (SILVI et al. 1999).
Interessanterweise hatte die Dauer der Anfütterung in beiden Gruppen keinen Effekt auf die
pH-Werte in dem Ileumchymus-Inkubat nach 24-stündiger Inkubation, obwohl am 10. Tag
die FFS-Konzentrationen deutlich angestiegen waren. Diese Veränderung war bei den
Kontrolltieren stets signifikant (Zunahme um 70 bzw. 100 %), während der Anstieg bei den
PL-Tieren geringer ausfiel (Zunahme um 30 bis 50 %) und nicht abzusichern war. Es scheint
möglich, dass die Laktatkonzentration (die in diesem Versuch nicht ermittelt wurde)
ursächlich für diesen Befund ist. Es wäre möglich, dass am ersten Tag der Anfütterung Laktat
in der Suspension vorhanden war, welches zu einer höheren Gesamtsäure-Konzentration im
Inkubationsmedium führte. Da viele Butyratbildner Laktat als Substrat nutzen (LOUIS et al.
2007), kann bei den vorliegenden Ergebnissen nur spekuliert werden, ob die Butyratbildner
tatsächlich Laktat verstoffwechselten.
Daher sollte in einem erneuten Versuchsansatz auch die Laktatkonzentration bestimmt
werden, um diese Vermutung abzusichern. Hilfreich wäre außerdem die Bestimmung der
Keimarten im Ileumchymus vor und nach der 24-stündigen Inkubation. Somit kann überprüft
werden, ob am Tag 1 und Tag 10 der Anfütterung verschiedene Bakterienarten im
Ileumchymus vorliegen und zum anderen, wie sehr sich die Zusammensetzung der Mikroflora
während der 24-stündigen Inkubation verändert.
Gleichzeitig geht aus diesen Ergebnissen hervor, dass die Fermentation verschiedener
Stärkearten nicht zu den gleichen Metaboliten führen müssen und die vermehrte Zufuhr von
„resistenter“ Stärke nicht zwingend in einem verbesserten mikrobiellen Abbau von Stärke
resultiert bzw. zum gleichen Ergebnis führt („Stärke ist nicht gleich Stärke“). Eine
Futterumstellung zieht jedoch eine Adaptation der Intestinalflora an ein bestimmtes Substrat
nach sich (WALKER et al. 2011). Es spielen verschiedene Faktoren eine Rolle, ob und wie
effektiv Bakterien ein bestimmtes Substrat abbauen können. Erstens müssen Bakterien die
Fähigkeit besitzen, an ein bestimmtes Substrat zu „binden“, zweitens müssen diese Bakterien
eine amylolytische Aktivität für dieses Substrat aufweisen und drittes müssen die
Mikroorganismen in der Lage sein, die entstehenden Abbauprodukte zu verstoffwechseln
(LEITCH et al. 2007; FLINT et al. 2008).
Diskussion
142
In beiden Tiergruppen veränderten sich die Fermentationseigenschaften der im Ileumchymus
vorhandenen Keimarten, so dass nach 10-tägiger Adaptation an rKS ein geringerer
fermentativer Abbau von rRS (30-35 %) erfolgte. Hier kann spekuliert werden, ob bei den
PL-Tieren die Auswirkungen der Anfütterung mit der rKS geringer war, da bei diesen Tieren
auch nach Einsatz üblicher Futtermittel vermehrt Stärke der enzymatischen Verdauung
entgeht und daher der Mikroflora als Substrat zur Verfügung steht.
4.2.7 Stärke in der Diätetik von EPI Patienten
Die durchgeführten Untersuchungen dienten der Klärung von Effekten einer exokrinen
Pankreasinsuffizienz auf die Verdauung von Stärke im praecaecalen Bereich. Während die
in-vivo-Versuche dazu dienten, die Verdaulichkeit der Stärke im praecaecalen Bereich (beim
gesunden Individuum vor allem enzymatischer Abbau) im Modelltier mit experimentell
induzierter EPI zu bestimmen, um Ergebnisse m.o.w. direkt auf den Menschen zu übertragen,
dienten die in-vitro Versuche der Überprüfung des möglicherweise forcierten fermentativen
Stärkeabbaus im Dünndarm.
Sowohl die Ergebnisse aus dem Screening-Test als auch die Ergebnisse der in vitro-
Untersuchungen zeigen Auswirkungen der exokrinen Pankreasinsuffizienz auf die Verdauung
bzw. den mikrobiellen Abbau von Stärke. Verschiedene indirekte Parameter des mikrobiellen
Stoffwechsels lassen erkennen, dass bei den PL-Tieren ein Teil der aufgenommenen Stärke
bereits praecaecal (und nicht erst im Dickdarm) fermentiert wird. Aus den in-vitro-Versuchen
geht deutlich hervor, dass die Fermentationskapazität im Ileumchymus von PL-Tieren
generell - auch ohne Substratzulage - höher ist (K-Tiere: 0,234 ml/24h; PL-Tiere:
7,36 ml/24h).
Im Screening-Test wurde bei Verfütterung roher Stärken an die K-Tiere (mit Ausnahme von
rKS) stets prc. Stärke-VR von > 96 % ermittelt. Dies macht deutlich, dass die pankreatische
α-Amylase selbst thermisch nicht aufgeschlossene Stärken sehr effektiv hydrolysiert. Bei den
PL-Tieren (Ausnahme rAM) wurden hingegen niedrigere Werte (47,8 bis 69,3 %) festgestellt.
Im Hinblick auf die niedrigeren prc. Stärke-VR der PL-Tiere sind extrapankreatische Enzyme
(Speichelamylase, Enzyme der Bürstensaummembran) letztlich nicht ausreichend für eine
vollständige prc. Aufspaltung roher Stärken. Eine geringere prc. Stärke-Verdaulichkeit geht
mit einem vermehrten Substratangebot für die intestinale Mikroflora einher. Bei Betrachtung
Diskussion
143
des Umfangs der Gasproduktionen während einer Inkubation mit Ileumchymus nach Zulage
roher Stärken ist ersichtlich wie effektiv Bakterien thermisch unbehandelte Stärken umsetzen,
wobei zu berücksichtigen ist, dass die Verweildauer des Chymus im Dünndarm (in-vivo)
deutlich geringer ist als die in-vitro Fermentationsdauer. Unter Berücksichtigung einer prc.
VR von 47,8 % für rKS bei PL-Tieren bedeutet dies, dass bei einem Stärkegehalt von ca.
120 g pro Testmahlzeit, 62,6 g rKS das Ileum erreichen. Der unverdaute Anteil der rKS
(62,6 g) gelangt in den Dickdarm, in dem die mikrobielle Fermentation fortgesetzt wird,
wobei ein nahezu vollständiger Abbau unterstellt werden kann (TABELING, 1998;
MÖßELER et al. 2012). Hierbei ist noch einmal zu betonen, dass die Intensität der
Fermentation im Dickdarm der K-Tiere im Vergleich zu dem der PL-Tiere geringer ausfällt,
da zum einen der prc. nahezu vollständige enzymatische Abbau kaum fermentierbares
Substrat anfallen lässt, und zum anderen eine geringere Keimbesiedlung im Darm der K-Tiere
im Vergleich zu PL-Tieren vorliegt. Die Fermentationsprozesse (sowohl im Dünn- als auch
im Dickdarm) führen zu den typischen Symptomen eines bacterial-overgrowth (Durchfall,
Meteorismus, Abdominalschmerzen), woraus eine Beeinträchtigung des Allgemeinbefindens
der EPI-Patienten resultiert (BURES et al., 2011; RANA 2008). Die Ergebnisse aus den in-
vitro Versuchen zeigen hier deutlich, dass bei der Fermentation von Stärke nicht unerhebliche
Gasmengen entstehen können. Bereits der Zusatz von 1 g rES zum Ileumchymus von PL-
Tieren führt zu einer Gasbildung von 114 ml. Dies bedeutet, dass bei einer prc. VR von
53,1 % für rES, bei einer Aufnahme von 120 g Stärke pro Testmahlzeit bis zu 6,42 Liter Gas
gebildet werden können. Diese enormen Mengen von Gas führen zu einer Dehnung des
Darmes die Abdominalschmerzen und Völlegefühl verursachen und die Nahrungsaufnahme
(Appetit) der Patienten reduziert.
Gerade bei EPI-Patienten stellt die optimale Versorgung mit Nährstoffen einen zentralen
Therapiepunkt dar (KOLETZKO u. KOLETZKO 2001). Nur durch eine ausreichende
Nahrungsaufnahme ist es möglich, den täglichen Bedarf zu decken. Jeder Faktor, der eine
Einschränkung der Nahrungsaufnahme bzw. eine geringere Resorption aufgenommener
Nährstoffe bedingt, sollte demnach vermieden werden. Hierzu zählen auch Maßnahmen zur
Verhinderung von osmotisch bedingten Durchfällen. Diese können beispielsweise entstehen,
wenn die Resorptionskapazität von FFS und Laktat in Folge erhöhter bakterieller
Fermentationsprozesse überschritten wird. Besonders bei Kindern mit EPI ist dies von
Diskussion
144
enormer Bedeutung, da hier nicht selten „Gedeihstörungen“ als Folge von unzureichender
Nährstoffversorgung auftreten (KOLETZKO und KOLETZKO 2004).
Insgesamt sollten demnach Lebensmittel mit nicht aufgeschlossener Stärke (z.B. lediglich
gewalztes Getreide; „Müsli-Produkte“) möglichst gemieden werden, um eine vermehrte
Gasbildung zu verhindern. Insbesondere sollte der Einsatz stärkereicher Lebensmittel kritisch
beurteilt werden, bei denen zwar eine Erhitzung, aber keine ausreichende Wasserzufuhr
(Backen, Toasten, Walzen) stattfand. Erst die gleichzeitige Einwirkung von Hitze und Wasser
ermöglicht eine Gelatinisierung der Stärkegranula, wodurch der enzymatische Abbau
erleichtert und gefördert wird. Doch gerade für Lebensmittel, die oft als Zwischenmahlzeit
eingesetzt werden (Kekse, Kuchen, Müsliriegel), ist nur ein geringer Aufschluss der Stärke
beschrieben (WONGSRIKASEM 1980).
Durch eine thermische Bearbeitung der Stärken (Kochen) kam es zu einer deutlichen
Steigerung der prc. Stärke-VR der PL-Tiere (ohne Enzymsubstitution) auf > 81 %, wodurch
die in den Dickdarm einströmende Menge unverdauter Stärke reduziert wird. Im Falle der
rKS erreichen 73,9 g (prc. VR 47,8 %) den Dickdarm, während es bei der gKS lediglich
15,6 g sind (prc. VR 81,0 %). Da in der Humandiätetik hauptsächlich gekochte Stärken (Reis,
Nudeln, Kartoffeln) zum Einsatz kommen, ist Stärke daher generell als relativ
„unproblematischer“ Nährstoff in der EPI-Diätetik einzustufen. Die PL-Tiere, die in den
Screening-Tests eingesetzt wurden, erhielten für mindesten 3 Tage vor den Versuchen keine
Enzymergänzung, da die Untersuchungen darauf zielten, die Stärkeverdauung bei nicht-
substituierten Tieren zu untersuchen. Dennoch ist zu betonen, dass aus der teilweise relativ
hohen praecaecalen Verdauung von Stärke bei PL- Tieren (auch ohne Enzymergänzung) nicht
abgeleitet werden sollte, dass die Zufuhr von Verdauungsenzymen nicht notwendig oder
sinnvoll sei. Unter Berücksichtigung der nicht unerheblichen Menge an Gas, die aus der
Fermentation eines jeden Gramms der enzymatisch nicht aufgeschlossenen Stärke resultieren
kann und den Hinweisen, dass bei den PL-Tieren auch praecaecal bereits erhebliche
bakterielle Umsetzungen der Stärke erfolgten, sollte die „unerwartet“ hohe Stärke-VR nicht
zu dem Schluss führen, auf eine Enzymsubstitution zu verzichten, da die
Enzymsubstitutionstherapie nicht nur die praecaecale Verdaulichkeit fördert, sondern auch
eine Verschiebung von der mikrobiellen Verdauung hin zur enzymatischen Umsetzung
bewirkt. Die Enzymsubstitution hat demnach nicht nur eine Steigerung der enzymatischen
Diskussion
145
Stärkeverdauung zur Folge sondern reduziert dadurch auch den Umfang des fermentativen
Abbaus, so dass die oben beschriebenen Nebenwirkungen (Gasbildung, Meteorismus)
reduziert werden. Auch wenn die Stärke-Verdaulichkeit bei Patienten mit einer EPI nicht im
gleichen Maß wie die Fett- und Proteinverdaulichkeit beeinträchtigt ist, sollten die oben
genannten Zusammenhänge in der Diätetik nicht vernachlässigt werden. In Abhängigkeit von
der Stärkeart wurden Unterschiede hinsichtlich der prc. Stärke-VR festgestellt, eine
thermische Bearbeitung führte zudem auch zu einer generellen Steigerung der prc. Stärke-VR.
Daher sollte bei der Auswahl von stärkereichen Lebensmitteln darauf geachtet werden, eine
möglichst leicht verdauliche und gut aufgeschlossene Stärke zu verwenden. Hierdurch ist es
möglich, Symptome eines forcierten fermentativen Abbaus zu minimieren und das
Wohlbefinden der Patienten zu steigern.
Zusammenfassung
146
5 Zusammenfassung
Sandra Vagt:
In-vivo - und in-vitro - Untersuchungen zur praecaecalen Stärkeverdaulichkeit in
Abhängigkeit von der Stärkeart und -behandlung bei Miniaturschweinen mit
induzierter Pankreasinsuffizienz
Bei Patienten mit exokriner Pankreasinsuffizienz (EPI) ist es ein vorrangiges Ziel der
Diätetik, die Energie- und Nährstoffversorgung zu optimieren. Stärke spielt hierbei als
Energiequelle eine besondere Rolle, da sie auch bei völligem Fehlen der exokrinen
Pankreasfunktion - über den gesamten Verdauungstrakt betrachtet - zu fast 100 % verdaut
worden. Dabei ist jedoch zu berücksichtigen, dass die hohe Stärkeverdaulichkeit nicht
ausschließlich durch körpereigene Enzyme erreicht wird. Praecaecal (prc.) unverdaute Stärke
gelangt in den Dickdarm und unterliegt hier einem mikrobiellen Abbau. Daher erlaubt erst die
Bestimmung der prc. Verdaulichkeit eine Differenzierung zwischen dem primär
enzymatischen Nährstoffabbau im Dünndarm und dem fermentativen Abbau im Dickdarm.
Dies ist insoweit relevant, da anfallende Fermentationsprodukte (insbesondere diverse Gase)
zu einer Beeinträchtigung des Wohlbefindens der EPI-Patienten führen. Umso bedeutender
wird dieser Umstand, da es aufgrund des fehlenden antimikrobiellen Pankreassekretes und
höherer Nährstoffdichten häufig zu einer bakteriellen Überbesiedelung des Dünndarms
kommt, die u.a. Beschwerden wie Meteorismus, Diarrhoe und Abdominalschmerzen zur
Folge hat, was wiederum zu einer verringerten Nahrungsaufnahme führen kann.
Daher war das Ziel der vorliegenden Studie die nähere Charakterisierung der Stärkeverdauung
im prc. Bereich bei Vorliegen einer EPI. Insbesondere sollten dabei die Effekte der Stärkeart
und ihrer thermischen Behandlung (Kochen) auf die prc. Stärke-Verdaulichkeit quantifiziert
werden. Zur Klärung dieser Fragen wurden sowohl in-vivo - (Screening-Tests mit
pankreasgangligierten Miniaturschweinen; PL) als auch in-vitro - Untersuchungen
(Gasbildung im inkubierten Dünndarmchymus in Inkubationsversuchen) durchgeführt.
Hierdurch sollte das „Schicksal“ der Stärke im Dünndarm von EPI-Patienten näher
charakterisiert werden.
Zusammenfassung
147
Zu diesem Zweck standen 16 weibliche ileo-caecal fistulierte Miniaturschweine zur
Verfügung. Bei 12 dieser Tiere wurde durch eine Pankreasgangligatur eine EPI ausgelöst,
während die Pankreasfunktion von 4 Tieren unbeeinflusst blieb (Kontroll-(K)-Tiere).
Die Bestimmung der prc. Stärkeverdaulichkeit erfolgte für Reis-, Kartoffel- und Erbsenstärke
sowie für Amaranth-Vollkornmehl und Maisschrot. Alle Stärken (Ausnahme: Maisschrot nur
roh geprüft) wurden sowohl roh als auch gekocht (20 Minuten in Wasser bei 100 °C)
verwendet. Die eingesetzte Testmahlzeit bestand aus 150 g der zu testenden Stärke, 25 ml
Olivenöl, 30 g Methocel und 0,625 g Chromoxid.
In den in-vitro-Versuchen wurde Ileumchymus von K- und PL-Tieren mit einem Puffer
versetzt und nach entsprechender Aufbereitung mit je 1 g der oben genannten Stärken
(Ausnahme: Maisschrot) für 24 Stunden inkubiert (39 °C). Während dieser 24-stündigen
Inkubation erfolgte die kontinuierliche Erfassung der Gasbildung im ANKOM® Gas-
Production-System.
Im Screening-Test wurde bei Einsatz von rohen Stärken stets eine prc. Stärke-
Verschwindensrate von > 96 % bei den K-Tieren ermittelt, während der Einsatz der rohen
Kartoffelstärke zu einem geringeren Wert (61,5 %) führte. Die PL-Tiere zeigten hingegen
erheblich niedrigere Werte (47,8 bis 69,3 %). Bei Einsatz von Amaranth-Vollkornmehl
ergaben sich allerdings auffallend günstige Werte von über 90 %.
Nach thermischer Behandlung stieg die Stärke-VR bei den PL-Tieren sehr deutlich an und
variierte zwischen 81,0 und 89,5 %. Bei den K-Tieren führte die thermische Behandlung
lediglich bei der Kartoffelstärke zu einer höheren prc. Stärke-VR (> 90 %).
In den Inkubationsversuchen (K- und PL-Tiere als Chymus-Spender) verursachte der Zusatz
gekochter Stärken eine höhere Gasbildung in beiden Gruppen. Erhielten PL-Tiere keinerlei
Enzymergänzung, so zeigte die Chymussuspension eine um den Faktor 28 höhere
Gasproduktion im Vergleich zu den K-Tieren. Innerhalb der ersten 6-8 Stunden einer
Inkubation wurden aus 1 g Stärke bei K- und PL-Tieren bis zu 50 ml Gas gebildet. Ein
Kochen der verschiedenen Stärken hatte nicht nur einen Einfluss auf die insgesamt in 24
Stunden erreichte Gasbildung, sondern auch auf die Kinetik des Stärkeumsatzes (besonders
früh wurde eine Gasbildung bei Einsatz von Reisstärke und Amaranth beobachtet).
Schließlich wurde die Frage der Adaptation der Chymus-Spendertiere näher bearbeitet. Nach
Einsatz einer kartoffelstärke-betonten Diät über einen Zeitraum von zehn Tagen, ergab sich
Zusammenfassung
148
sowohl bei K- als auch bei PL-Tieren eine deutlich geringere Gasproduktion (< 30 %) bei
Zulage von roher Reisstärke. Hingegen wurde am Ende der Anfütterung bei den K-Tieren
eine um 44 % höhere Gasbildung nach Zulage von Kartoffelstärke ermittelt, während diese
bei den PL-Tieren auch nach zehn Tagen der Anfütterung konstant blieb.
Wann immer eine Stärke von Natur aus oder durch eine Behandlung effizienter durch
körpereigene Enzyme abbaubar ist, ist diese auch für den mikrobiellen Abbau leichter
zugänglich. Das hier erstmalig genutzte Gas-Production-System dürfte sich auch zur Klärung
anderer Fragen aus der Diätetik einer Pankreasinsuffizienz bei Menschen eignen: mit der
Nutzung des Chymus von PL-Tieren in Kombination mit Inkubationsversuchen ließen sich
u.a. diverse Lebens- und Genussmittel hinsichtlich einer möglichen Förderung der intestinalen
Gasbildung oder auch Additive und Pharmaka bezüglich ihrer therapeutischen Wirksamkeit
prüfen.
Summary
149
6 Summary
Sandra Vagt:
In-vivo and in-vitro investigations on prececal starch digestion (related to source of
starch and thermal treatment) in pancreatic duct ligated minipigs – used as a model for
human exocrine pancreatic insufficiency
In patients with exocrine pancreatic insufficiency (EPI) the main focus of dietetic measures is
an optimization of energy and nutrient supply. Starch is a nutrient of special interest as its
digestibility over the entire gastrointestinal tract (GIT) reaches nearly 100 %, although
exocrine pancreatic function is completely lost. Such a high digestibility rate is not
exclusively caused by the action of the body`s own enzymes. Starch not being digested in
prececal parts of the GIT enters the hindgut and is fermented. As a result the only way to
differentiate between enzymatic digestion in small intestine and fermentative digestion in the
hindgut is the determination of prececal digestibility rates. Since products of fermentation
(especially gas) may impair the welfare of patients such differentiation is crucial. This is of
special interest as the lack of pancreatic secretion with its antibacterial properties as well as
the higher nutrient density in the small intestine often lead to excessive bacterial growth in the
small bowel, causing symptoms like meteorism, diarrhea and abdominal pain that may result
in an appetiteless.
Therefore, the aim of this study was a characterization of processes involved in starch
digestion in prececal parts of the GIT in case of EPI. Effects of origin and thermal treatment
(cooking) on prececal digestibility were of special interest. To prove this and to further
characterize the digestion processes of starch, in-vivo (using Screening-tests in pancreatic
duct ligated minipigs; PL) as well as in-vitro tests were performed (gas production in
incubated ileal chyme). Altogether 16 male ileo-caecal fistulated minipigs were used in this
study. In 12 of these pigs an exocrine pancreatic insufficiency was induced by pancreatic duct
ligation, while the others were used as controls (C).
Prececal digestibility rate of starch was determined using starch of different origin (rice,
potato and pea) as well as amaranth-whole corn meal and crushed corn. All starch sources
were fed raw and cooked (20 min.) except for the crushed corn which was only fed raw. The
Summary
150
test meal consisted of 150 g of the starch to be tested, 25 ml of olive oil, 30 g of
methylcellulose and 0.625 g of chromium oxide.
During the in-vitro-trials, ileal chyme of C- and PL-pigs was mixed with a buffer and
incubated after addition of 1 g of starch to 100 ml of chyme-buffer-mixture for 24 hours at
39°C. Gas production was measured continuously using the Gas-Production-System of
ANKOM ®.
On the basis of the screening test prececal disappearance rates (DR) for raw starch always
exceeded 96 % in healthy C-pigs (exception: raw potato starch: 61.5 %), whereas in PL-pigs
values were distinctly lower (47.8 up to 69.3 %) except for amaranth (90.1 %). Thermal
treatment of starch resulted in a marked increase of starch DR in PL-pigs (except for
amaranth) with values varying between 81.0 and 89.5 %, while in C-pigs only DR of potato
starch was improved (> 90 %).
In the in-vitro-tests a higher gas production rate was found when cooked starch was used.
When PL-pigs did not receive any enzyme replacement therapy, gas production in ileal chyme
was 28-fold higher than in ileal chyme taken from C-pigs. During the first 6-8 hours up to
50 ml of gas were produced (addition of 1 g starch). Cooking of starch had an impact on the
absolute volume of gas production as well as on the kinetics of starch digestion (fast gas
production was observed when rice starch and amaranth were incubated). Another trial was
conducted to test the effect of adaptation of the pigs (used as chyme donators) to one source
of starch which was used for incubation trials. After the pigs were fed a diet rich in raw potato
starch for 10 days, gas production was reduced by at least 30 % when chyme was incubated
with a source of starch (raw rice starch) the animals were not adapted to. When raw potato
starch – the starch the donator pigs were adapted to – was used as substrate for
in-vitro-studies, gas production was distinctly higher (+ 44 %) in C-pigs, while it did not
differ in PL-pigs compared to values observed on the first day of adaptation.
To conclude, starch that is easily digestible in-vivo (due to origin or processing) is also fast
degradable due to microbial activity. The Gas-Production-System which was used here might
be useful to study further aspects regarding dietetic measures for patients suffering from EPI.
By use of chyme from PL-pigs in incubation trials the effect of diverse provisions on
intestinal gas production as well as the effect of additives or pharmaceuticals can be
examined.
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Anhang
168
8 Tabellenanhang
Anhang 1: FFS-Konzentration (mmol/kg uS) in der Ileumchymus-Suspension nach Zulage von verschiedenen rohen Stärken als Substrat von Ileumchymus der K- und PL-Tiere nach 24-stündiger Inkubation K-Tiere PL-Tiere Tier 4 114 147 151 96 132 144 149
Nullwert
Essigsäure 7,29 6,97 6,97 6,97 19,8 11,1 15,7 13,6 Propionsäure 2,08 2,02 2,02 2,02 8,79 5,31 7,55 5,07 I-Buttersäure 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 n-Buttersäure 0,296 0,268 0,268 0,268 0,916 0,782 1,36 0,763 i-Valeriansäure 0,027 0,054 0,054 0,054 0,069 0,265 0,170 0,063 n-Valeriansäure 0,043 0,538 0,538 0,538 0,361 0,597 1,19 0,207 Summe 9,74 9,85 9,85 9,85 29,9 18,1 26,0 13,2
Reisstärke
Essigsäure 23,6 19,5 29,4 31,7 26,8 25,9 25,4 27,5 Propionsäure 9,65 6,30 12,2 10,1 15,1 8,85 0,00 12,10 I-Buttersäure 0,00 0,500 0,00 0,300 0,00 0,060 0,00 0,00 n-Buttersäure 0,105 0,534 6,63 6,99 6,06 7,76 5,94 0,575 i-Valeriansäure 0,00 0,060 0,056 0,00 0,506 0,110 0,483 0,00 n-Valeriansäure 0,00 0,470 2,65 2,02 3,28 5,33 6,97 0,069 Summe 33,4 27,3 50,9 51,0 51,7 48,0 51,2 26,8
Amaranth
Essigsäure 25,9 24,9 27,1 32,0 25,4 30,4 24,4 26,0 Propionsäure 14,1 9,20 12,1 11,4 13,0 12,6 11,9 11,3 I-Buttersäure 0,00 0,307 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 n-Buttersäure 1,42 4,80 4,09 6,07 3,60 7,07 3,48 0,975 i-Valeriansäure 0,164 0,139 0,207 0,166 0,478 0,137 0,388 0,086 n-Valeriansäure 1,41 1,10 2,91 2,60 2,66 3,91 4,26 0,06 Summe 43,0 40,5 46,4 52,3 45,1 54,1 44,4 25,6
Kartoffelstärke
Essigsäure 26,3 24,9 31,7 33,3 25,9 26,3 27,4 29,2 Propionsäure 11,4 9,35 10,4 8,4 14,0 11,3 12,3 11,0 I-Buttersäure 0,00 0,081 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 n-Buttersäure 0,298 2,11 6,77 6,17 4,51 7,36 4,06 1,40 i-Valeriansäure 0,00 0,03 0,280 0,05 0,620 0,00 0,760 0,00 n-Valeriansäure 0,110 1,13 3,01 1,02 2,33 4,43 3,86 0,030 Summe 38,1 25,1 52,1 49,0 47,4 49,4 48,4 27,7
Erbsenstärke
Essigsäure 19,2 21,6 29,1 34,8 27,8 28,0 27,5 29,7 Propionsäure 6,50 5,30 12,5 9,90 15,2 11,9 12,5 12,2 I-Buttersäure 0,00 0,697 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 n-Buttersäure 0,102 0,720 6,86 8,02 5,97 8,05 5,45 0,560 i-Valeriansäure 0,00 0,00 0,025 0,00 0,643 0,094 0,622 0,00 n-Valeriansäure 0,00 0,026 3,56 1,62 2,54 5,45 5,00 0,010 Summe 25,9 28,4 52,1 54,3 52,1 53,5 51,1 42,5
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Anhang 2: Kumulative Gasproduktion (ml) nach Inkubation von Ileumchymus der PL-Tiere nach Zulage verschiedener Stärken Tier Stunde Reisstärke roh Amaranth roh Kartoffelstärke roh Erbsenstärke roh
96
0 0,00 0,00 0,00 0,00 1 1,31 0,528 -0,578 -0,880 2 5,76 6,44 2,16 1,53 3 17,9 24,2 7,10 4,80 4 30,9 41,9 12,3 8,20 5 41,7 56,1 18,8 12,3 6 52,7 67,1 28,5 19,4 7 68,0 79,5 42,8 32,6 8 86,2 90,2 58,1 49,3 9 101 97,7 74,0 61,9 10 115 103 87,6 73,7 11 127 107 98,3 85,2 12 136 110 107 95,7 13 141 112 113 105 14 145 114 117 113 15 147 114 120 119 16 149 114 123 124 17 150 114 124 127 18 149 113 125 129 19 149 113 126 131 20 149 113 126 133 21 149 113 127 133 22 148 113 127 134 23 148 113 128 135 24 148 113 128 135
170
Anhang 3: Kumulative Gasproduktion (ml) nach Inkubation von Ileumchymus der PL-Tiere nach Zulage verschiedener Stärken Tier Stunde Reisstärke roh Amaranth roh Kartoffelstärke roh Erbsenstärke roh
132
0 0,00 0,00 0,00 0,00 1 0,377 1,17 1,09 1,32 2 0,453 1,43 1,06 1,17 3 0,523 1,70 1,00 1,01 4 0,717 2,68 1,32 1,09 5 0,905 4,90 1,70 1,28 6 1,70 10,0 2,90 1,70 7 2,90 22,5 5,00 4,00 8 6,94 38,3 9,10 11,7 9 16,5 50,4 12,4 28,9 10 27,9 59,8 14,4 45,7 11 37,8 66,0 16,8 58,3 12 46,7 73,5 20,0 69,6 13 55,1 83,0 24,1 79,5 14 62,9 91,1 26,6 88,5 15 69,5 91,4 28,1 96,8 16 76,5 91,7 30,9 106 17 84,3 93,6 36,9 118 18 93,1 95,5 41,5 133 19 104 97,4 44,5 150 20 121 99,3 47,9 157 21 133 101 51,4 163 22 139 102 55,2 170 23 144 102 58,9 176 24 149 103 62,1 180
171
Anhang 4: Kumulative Gasproduktion (ml) nach Inkubation von Ileumchymus der PL-Tiere nach Zulage verschiedener Stärke Tier Stunde Reisstärke roh Amaranth roh Kartoffelstärke roh Erbsenstärke roh
144
0 0,00 0,00 0,00 0,00 1 1,82 1,26 1,66 -0,251 2 3,08 1,87 2,29 0,666 3 4,31 3,51 2,90 1,40 4 6,33 6,24 3,27 1,71 5 8,72 10,6 3,80 2,72 6 11,6 14,4 4,62 5,01 7 15,7 21,5 6,81 9,90 8 23,0 35,1 11,1 19,1 9 35,6 45,2 17,0 32,0 10 50,8 51,2 24,7 46,1 11 66,0 55,5 34,1 60,8 12 77,3 58,5 43,9 72,7 13 84,2 60,8 52,2 81,8 14 87,2 63,1 59,6 87,6 15 89,1 64,4 65,8 91,6 16 90,6 66,1 70,9 94,8 17 91,7 68,1 75,2 96,2 18 92,7 69,2 79,3 98,5 19 93,0 70,5 82,5 99,7 20 93,0 71,5 85,3 101 21 93,0 72,1 87,7 101 22 92,9 72,9 89,9 102 23 92,8 73,2 90,5 102 24 92,6 74,2 92,4 102
172
Anhang 5: Kumulative Gasproduktion (ml) nach Inkubation von Ileumchymus der PL-Tiere nach Zulage verschiedener Stärken Tier Stunde Reisstärke roh Amaranth roh Kartoffelstärke roh Erbsenstärke roh
149
0 0,00 0,00 0,00 0,00 1 0,591 3,61 1,35 3,76 2 1,27 4,59 1,72 4,06 3 2,00 6,60 2,00 4,41 4 3,41 9,56 2,35 5,29 5 5,38 15,7 3,46 6,70 6 8,94 24,7 5,09 10,1 7 14,6 42,6 8,10 16,5 8 23,3 54,1 13,1 28,2 9 34,3 60,5 21,0 40,5 10 42,0 65,2 30,6 46,8 11 46,7 68,7 41,2 50,1 12 49,6 71,1 50,4 52,9 13 52,8 73,8 56,4 55,8 14 55,8 76,1 60,6 59,2 15 58,6 77,9 63,0 62,3 16 62,0 79,7 64,8 65,1 17 65,4 80,9 65,4 67,9 18 69,0 82,3 67,0 70,5 19 72,0 83,4 67,6 73,4 20 73,4 84,5 68,5 75,6 21 74,4 85,4 69,6 77,3 22 74,4 86,0 70,9 79,4 23 74,3 86,7 71,4 80,5 24 74,2 87,0 72,3 80,5
173
Anhang 6: Kumulative Gasproduktion (ml) nach Inkubation von Ileumchymus der K-Tiere nach Zulage verschiedener Stärken Tier Stunde Reisstärke roh Amaranth roh Kartoffelstärke roh Erbsenstärke roh
4
0 0,00 0,00 0,000 0,00 1 -0,666 0,93 1,56 4,69 2 -0,805 1,01 1,04 4,89 3 -0,629 1,79 0,99 5,26 4 -0,038 6,39 1,28 6,26 5 1,51 19,9 2,57 7,77 6 5,06 43,6 5,81 11,5 7 12,5 58,1 12,4 18,4 8 24,2 67,8 19,8 28,3 9 38,1 75,7 27,9 37,2 10 49,3 81,2 34,4 43,4 11 57,5 85,5 40,1 48,2 12 63,8 89,6 44,9 51,2 13 68,3 93,3 48,8 52,4 14 71,7 97,0 51,8 53,7 15 74,4 101 54,1 54,8 16 77,3 106 55,7 55,2 17 79,4 113 57,9 55,5 18 79,8 123 59,1 55,7 19 79,9 125 59,8 55,7 20 79,7 125 61,5 55,6 21 79,6 126 61,9 55,5 22 79,4 126 62,8 55,4 23 79,2 126 63,3 55,2 24 79,0 126 64,2 55,2
174
Anhang 7: Kumulative Gasproduktion (ml) nach Inkubation von Ileumchymus der K-Tiere nach Zulage verschiedener Stärken Tier Stunde Reisstärke roh Amaranth roh Kartoffelstärke roh Erbsenstärke roh
114
0 0,00 0,00 0,00 0,00 1 0,038 0,961 0,530 1,89 2 -0,038 1,61 0,571 2,23 3 1,20 4,94 1,4 3,3 4 3,68 16,2 3,42 6,10 5 9,02 25,3 6,83 11,7 6 18,4 31,2 11,7 20,3 7 28,1 31,1 15,6 27,9 8 34,7 31,2 17,2 32,0 9 38,9 32,0 18,3 34,5 10 41,5 33,0 19,3 36,4 11 42,6 33,5 20,2 38,1 12 43,3 34,2 20,9 39,5 13 43,8 35,0 21,7 40,5 14 43,9 35,6 22,4 41,0 15 43,8 35,7 23,2 40,8 16 43,6 35,8 23,9 40,7 17 43,4 36,1 24,8 40,6 18 43,2 36,9 25,9 40,2 19 43,4 38,4 27,0 39,8 20 43,0 38,9 28,1 39,3 21 43,4 38,4 29,0 39,2 22 43,0 37,9 28,9 39,0 23 42,9 36,9 26,8 38,9 24 42,8 36,7 26,4 38,7
175
Anhang 8: Kumulative Gasproduktion (ml) nach Inkubation von Ileumchymus der K-Tiere nach Zulage verschiedener Stärken Tier Stunde Reisstärke roh Amaranth roh Kartoffelstärke roh Erbsenstärke roh
147
0 0,00 0,00 0,00 0,00 1 -0,990 0,061 0,031 0,025 2 -0,28 2,02 0,86 0,553 3 1,90 9,91 2,71 2,10 4 8,13 25,5 5,92 7,70 5 20,0 41,2 9,61 18,6 6 30,0 64,6 11,8 25,1 7 38,0 70,1 13,8 29,6 8 45,6 73,6 16,2 33,2 9 59,2 76,2 19,0 40,2 10 66,9 78,3 22,1 54,3 11 70,2 80,2 25,2 62,8 12 73,5 82,0 28,7 65,8 13 77,5 82,7 32,1 68,5 14 80,3 83,0 35,4 71,2 15 80,6 83,2 38,6 72,5 16 80,8 83,2 41,7 73,5 17 81,6 83,2 44,7 74,3 18 81,8 83,2 47,3 75,1 19 82,0 83,1 50,2 76,0 20 82,2 83,0 52,9 76 21 83,0 82,9 55,1 77 22 83,2 82,8 57,0 78 23 83,3 82,7 59,2 79 24 83,3 82,6 60,6 79
176
Anhang 9: Kumulative Gasproduktion (ml) nach Inkubation von Ileumchymus der K-Tiere nach Zulage verschiedener Stärken Tier Stunde Reisstärke roh Amaranth roh Kartoffelstärke roh Erbsenstärke roh
151
0 0,00 0,00 0,00 0,00 1 0,00 1,17 1,09 1,70 2 0,550 3,68 2,70 2,93 3 1,07 10,5 5,71 6,50 4 2,67 24,8 10,2 13,4 5 5,52 35,2 16,5 23,0 6 10,7 39,9 21,8 30,8 7 17,2 44,3 25,5 34,7 8 19,9 53,7 29,7 37,8 9 20,9 69,5 35,5 41,9 10 22,9 70,8 37,9 46,5 11 24,7 71,6 40,4 52,6 12 28,1 71,8 42,7 61,9 13 31,9 71,8 44,6 74,8 14 37,5 71,8 47,0 81,4 15 45,7 71,8 49,4 82,3 16 57,2 71,8 51,3 82,7 17 60,9 71,8 53,4 82,9 18 64,2 71,8 55,8 83,1 19 68,8 71,9 57,4 83,1 20 76,3 71,9 59,7 83,2 21 76,8 71,9 61,7 83,3 22 76,7 72,0 63,1 83,2 23 76,7 72,0 63,1 83,2 24 76,7 72,0 66,5 82,9
Anhang
177
Anhang 10: pH-Werte in der Ileumchymus-Suspension nach Zulage roher Stärken als Substrat Tier Status Nullwert Reisstärke Amaranth* Kartoffelstärke Erbsenstärke
4 K-Tier 6,91 4,41 5,70 4,92 4,32 114 K-Tier 6,76 4,83 5,77 4,92 4,71 147 K-Tier 6,96 4,95 5,53 5,07 5,04 151 K-Tier 6,89 4,88 5,37 5,01 4,86 96 PL-Tier 6,75 5,13 5,61 5,07 5,09
132 PL-Tier 6,41 4,85 5,04 5,15 5,08 144 PL-Tier 6,56 4,90 5,40 4,96 4,93 149 PL-Tier 6,74 4,74 5,30 4,78 4,60
Anhang 11: FFS-Konzentration (mmol/kg uS) in der Ileumchymus-Suspension nach Zulage von verschiedenen rohen Stärken als Substrat von Ileumchymus der K- und PL-Tiere nach 24-stündiger Inkubation K-Tiere PL-Tiere Tier 4 114 147 151 96 132 144 149
Nullwert
Essigsäure 9,23 9,45 10,6 7,84 18,5 11,6 14,0 12,1 Propionsäure 2,71 1,75 4,40 1,91 7,82 3,99 7,23 2,94 I-Buttersäure 0,00 0,00 0,00 0,07 0,00 0,00 0,051 0,00 n-Buttersäure 0,393 0,491 0,667 0,28 1,25 0,72 0,793 1,37 i-Valeriansäure 0,00 0,080 0,032 0,08 0,120 0,211 0,156 0,098 n-Valeriansäure 0,082 0,041 0,303 0,140 0,492 0,210 0,335 0,189 Summe 12,4 11,8 16,0 10,3 28,2 16,7 22,6 16,7
Reisstärke
Essigsäure 15,4 23,6 27,6 31,3 23,3 24,5 26,0 22,1 Propionsäure 6,92 10,3 11,6 12,3 10,4 11,5 13,5 8,98 I-Buttersäure 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 n-Buttersäure 0,173 4,15 6,55 7,41 5,69 3,82 3,73 7,01 i-Valeriansäure 0,00 0,00 0,044 0,00 0,041 0,00 0,00 0,021 n-Valeriansäure 0,00 1,07 3,93 3,12 5,18 2,36 0,780 3,05 Summe 22,5 39,1 49,7 54,1 44,6 42,1 44,0 41,1
Amaranth
Essigsäure 23,5 22,5 23,7 28,5 23,0 28,0 24,8 24,4 Propionsäure 13,7 10,4 11,1 13,0 9,98 14,0 13,7 11,1 I-Buttersäure 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 n-Buttersäure 4,42 5,23 5,37 5,64 3,60 3,38 5,48 6,03 i-Valeriansäure 0,029 0,050 0,671 0,127 0,040 0,00 0,096 0,119 n-Valeriansäure 3,75 3,25 3,48 3,05 3,35 2,01 3,43 3,05 Summe 45,4 41,5 44,4 50,3 40,0 47,3 47,5 44,7
Kartoffelstärke
Essigsäure 19,0 24,4 23,4 34,7 16,6 26,1 25,6 25,2 Propionsäure 3,56 9,81 9,58 13,4 10,8 13,3 13,4 10,2 I-Buttersäure 0,00 0,00 0,238 0,378 0,00 0,00 0,00 0,00 n-Buttersäure 0,367 2,81 6,79 7,69 4,81 5,32 3,34 6,77 i-Valeriansäure 0,00 0,00 0,00 0,00 0,14 0,00 0,00 0,103 n-Valeriansäure 0,214 0,610 4,08 2,68 3,64 3,65 0,809 1,85 Summe 23,2 37,6 44,1 58,8 35,9 48,4 43,2 44,2
Erbsenstärke
Essigsäure 14,3 25,1 23,9 31,8 24,4 24,8 26,0 25,1 Propionsäure 1,92 10,1 11,2 11,7 11,2 12,2 13,7 9,64 I-Buttersäure 0,00 0,0 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 n-Buttersäure 0,302 2,50 6,79 7,13 5,43 4,96 7,05 6,25 i-Valeriansäure 0,00 0,00 0,00 0,00 0,337 0,00 0,00 0,071 n-Valeriansäure 0,00 0,70 4,01 2,57 4,54 3,06 3,11 1,84 Summe 16,5 38,4 45,9 53,2 45,9 45,0 49,8 42,9
178
Anhang 12: Kumulative Gasproduktion (ml) nach Inkubation von Ileumchymus der PL-Tiere mit Zulage von gekochten Stärken Tier Stunde Nullwert Reisstärke roh Amaranth roh Kartoffelstärke roh Erbsenstärke roh
96
0 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 1 1,09 0,830 2,48 1,17 2,07 2 1,43 1,55 4,00 1,43 2,19 3 1,58 2,53 5,89 3,43 4,83 4 1,70 3,73 9,32 4,79 7,88 5 2,04 5,96 16,0 7,09 13,1 6 2,41 10,7 32,4 11,7 23,3 7 3,32 19,7 59,5 21,0 35,2 8 4,87 34,8 71,8 38,1 50,6 9 7,24 49,7 80,2 54,1 64,3 10 10,1 58,0 89,9 60,1 78,0 11 12,7 63,5 105 67,1 83,9 12 14,8 67,2 127 76,6 89,7 13 16,8 72,2 138 92,4 95,4 14 18,4 81,6 143 113 102 15 19,2 96,1 148 121 109 16 19,4 116 154 125 119 17 19,2 140 161 131 131 18 19,1 147 167 136 140 19 19,0 150 173 143 143 20 18,9 153 177 150 147 21 18,8 156 181 156 150 22 18,8 160 184 163 152 23 18,7 164 186 168 155 24 18,9 168 187 173 157
179
Anhang 13: Kumulative Gasproduktion (ml) nach Inkubation von Ileumchymus der PL-Tiere mit Zulage von gekochten Stärken Tier Stunde Nullwert Reisstärke roh Amaranth roh Kartoffelstärke roh Erbsenstärke roh
132
0 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 1 0,792 3,09 3,40 2,78 1,92 2 0,792 5,32 9,36 4,72 3,40 3 0,679 10,6 22,6 9,48 7,13 4 0,528 28,4 48,5 24,5 16,1 5 0,490 53,6 63,2 47,1 28,9 6 0,264 68,4 68,4 58,4 36,4 7 0,00 81,7 71,5 67,8 43,0 8 -0,075 93,1 74,8 74,8 48,8 9 -0,113 99,2 77,5 79,3 52,6 10 -0,189 104 79,8 83,2 56,6 11 -0,226 107 80,7 86,3 59,8 12 -0,302 110 81,8 88,8 62,2 13 -0,377 112 82,2 90,8 64,2 14 -0,453 112 83,0 92,3 66,5 15 -0,641 113 84,1 93,8 68,4 16 -0,754 113 85,0 94,9 70,7 17 -0,943 113 85,4 96,3 72,3 18 -0,981 113 85,6 96,9 73,6 19 -0,905 113 86,8 97,4 75,5 20 -0,830 113 86,9 98,3 76,5 21 -0,754 113 86,9 98,4 77,3 22 -0,679 113 86,8 98,4 77,9 23 -0,641 112 86,8 98,4 78,5 24 -0,604 112 86,8 98,3 78,9
180
Anhang 14: Kumulative Gasproduktion (ml) nach Inkubation von Ileumchymus der PL-Tiere mit Zulage von gekochten Stärken Tier Stunde Nullwert Reisstärke roh Amaranth roh Kartoffelstärke roh Erbsenstärke roh
144
0 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 1 3,32 0,679 2,15 1,02 2,60 2 4,11 0,340 2,15 0,68 2,19 3 3,96 0,264 2,38 0,57 1,96 4 4,07 0,264 3,09 0,57 2,11 5 4,60 1,28 6,30 1,55 3,32 6 4,75 5,21 15,8 5,13 7,54 7 5,06 13,7 29,3 12,6 17,5 8 5,21 26,3 40,3 23,2 31,3 9 5,28 36,6 46,7 31,6 43,0 10 5,32 45,7 51,6 38,5 51,8 11 5,43 53,8 56,4 44,9 60,2 12 5,51 59,7 61,8 49,7 68,1 13 5,70 63,6 68,3 53,1 76,4 14 5,89 66,2 77,1 54,8 84,9 15 6,41 68,0 89,4 55,6 94,5 16 6,90 69,7 108 56,1 106 17 6,83 71,9 131 57,2 122 18 6,68 74,3 135 58,8 144 19 6,64 76,9 138 60,3 173 20 6,60 80,4 140 62,3 188 21 6,56 84,5 142 65,2 192 22 6,49 90,6 143 69,1 196 23 6,38 99,8 144 74,7 198 24 6,30 114 145 84,0 201
181
Anhang 15: Kumulative Gasproduktion (ml) nach Inkubation von Ileumchymus der PL-Tiere mit Zulage von gekochten Stärken Tier Stunde Nullwert Reisstärke roh Amaranth roh Kartoffelstärke roh Erbsenstärke roh
149
0 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 1 2,72 0,00 1,81 1,94 3,81 2 3,24 0,075 3,17 2,31 4,11 3 3,55 0,905 5,70 2,97 5,32 4 4,53 1,17 9,39 3,87 6,15 5 4,83 3,73 16,8 6,46 9,66 6 5,28 11,4 39,6 13,5 16,0 7 5,51 34,4 47,6 32,8 32,8 8 5,66 66,4 71,9 66,8 58,9 9 5,43 84,4 78,6 95,6 80,5 10 5,36 90,3 84,0 114,3 95,3 11 5,21 92,3 90,1 126 105 12 4,98 93,0 98,0 134 111 13 4,68 94,1 110 139 116 14 4,38 94,9 120 143 120 15 4,38 95,7 122 145 124 16 4,38 96,8 125 148 127 17 4,38 99,1 126 150 131 18 4,45 103 128 153 135 19 4,45 109 129 155 141 20 4,45 119 130 158 145 21 4,53 133 131 160 146 22 4,53 144 131 162 147 23 4,53 144 132 165 147 24 4,53 144 132 167 147
182
Anhang 16: Kumulative Gasproduktion (ml) nach Inkubation von Ileumchymus der K-Tiere mit Zulage von gekochten Stärken Tier Stunde Nullwert Reisstärke roh Amaranth roh Kartoffelstärke roh Erbsenstärke roh
4
0 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 1 0,075 3,09 3,21 3,02 3,04 2 0,629 3,56 4,09 3,60 3,55 3 0,629 4,39 7,22 3,97 4,10 4 0,327 5,52 19,6 4,77 5,00 5 0,126 7,72 34,0 5,95 6,79 6 -0,201 11,1 43,5 7,71 8,60 7 -0,377 16,6 48,3 9,66 11,1 8 -0,453 24,4 50,5 12,4 14,6 9 -0,377 33,2 51,3 16,1 19,6 10 -0,478 41,3 52,9 21,9 27,1 11 -0,780 48,5 53,7 30,0 35,8 12 -1,11 54,2 54,2 39,9 44,6 13 -1,41 57,9 54,6 49,1 51,9 14 -1,41 61,2 54,9 57,0 58,7 15 -1,51 63,7 55,6 64,3 63,7 16 -1,48 65,8 55,9 70,5 67,6 17 -1,71 67,0 56,4 75,7 70,1 18 -1,71 68,9 57,7 79,3 72,5 19 -1,81 69,8 59,9 82,1 74,5 20 -1,76 70,4 62,7 84,6 75,7 21 -1,76 70,6 68,1 86,7 76,6 22 -1,76 70,7 80,5 88,5 77,2 23 -1,69 70,6 104 89,2 77,6 24 -1,66 70,5 108 89,4 78,0
183
Anhang 17: Kumulative Gasproduktion (ml) nach Inkubation von Ileumchymus der K-Tiere mit Zulage von gekochten Stärken Tier Stunde Nullwert Reisstärke roh Amaranth roh Kartoffelstärke roh Erbsenstärke roh
114
0 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 1 1,33 1,65 1,57 2,70 2,06 2 1,79 2,14 2,25 3,12 2,26 3 1,84 2,43 3,37 3,37 2,51 4 1,53 2,99 6,88 3,79 2,94 5 1,21 4,00 14,1 4,56 3,80 6 0,905 6,34 28,1 6,34 5,53 7 0,629 10,7 40,0 10,3 9,41 8 0,352 19,5 47,1 18,0 16,5 9 0,201 30,4 50,7 28,5 26,6 10 0,075 43,0 53,8 40,5 38,1 11 -0,226 55,8 57,2 53,4 50,5 12 -0,428 68,5 60,0 66,0 62,8 13 -0,604 81,5 61,9 79,3 75,1 14 -0,830 93,9 63,5 92,3 87,3 15 -1,06 106 64,4 104 99 16 -1,13 117 65,3 116 110 17 -1,33 127 66,2 127 120 18 -1,53 136 66,8 138 130 19 -1,53 144 67,2 147 138 20 -1,58 149 67,8 153 143 21 -1,53 152 71,0 158 147 22 -1,51 156 78,0 161 149 23 -1,53 160 92,5 164 152 24 -1,48 167 117 169 158
184
Anhang 18: Kumulative Gasproduktion (ml) nach Inkubation von Ileumchymus der K-Tiere mit Zulage von gekochten Stärken Tier Stunde Nullwert Reisstärke roh Amaranth roh Kartoffelstärke roh Erbsenstärke roh
147
0 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 1 0,578 0,591 1,50 1,65 2,48 2 1,01 0,805 2,73 2,50 3,11 3 1,28 2,38 7,09 3,77 4,34 4 1,66 6,00 27,1 8,1 8,9 5 1,76 16,0 56,1 16,9 16,7 6 1,84 31,8 74,5 31,1 28,8 7 1,61 46,7 91,5 46,9 40,2 8 1,71 58,6 111 56,7 47,6 9 1,94 69,6 140 64,3 53,5 10 1,91 80,7 161 72,1 59,7 11 1,81 93,4 166 81,0 66,8 12 1,81 110 169 92,1 75,9 13 1,84 133 172 106 86,8 14 1,76 155 174 123 101 15 1,71 158 174 146 122 16 1,58 161 175 169 135 17 1,51 163 175 175 136 18 1,41 165 175 177 138 19 1,31 167 175 179 139 20 1,21 168 175 181 140 21 1,18 170 175 183 142 22 1,18 172 175 185 143 23 1,23 173 174 187 144 24 1,28 175 174 188 144
185
Anhang 19: Kumulative Gasproduktion (ml) nach Inkubation von Ileumchymus der K-Tiere mit Zulage von gekochten Stärken Tier Stunde Nullwert Reisstärke roh Amaranth roh Kartoffelstärke roh Erbsenstärke roh
151
0 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 1 1,33 -0,503 -0,578 0,704 0,214 2 1,63 1,86 0,956 1,38 0,97 3 1,61 3,97 7,62 3,26 2,99 4 1,58 8,50 26,5 7,54 7,62 5 1,53 17,0 41,7 15,3 15,7 6 1,41 29,8 48,1 25,3 26,6 7 1,31 39,4 53,5 32,9 35,0 8 1,23 45,1 60,5 37,4 39,8 9 1,18 49,0 71,8 40,3 43,2 10 1,16 52,1 86,4 42,7 46,2 11 1,08 55,1 89,7 44,9 50,8 12 1,08 61,1 91,9 48,3 59,3 13 1,13 72,1 93,7 54,4 71,3 14 1,18 82,9 95,2 63,9 74,1 15 1,23 84,2 96,2 69,0 75,4 16 1,16 86,3 97,3 70,4 76,7 17 1,08 87,9 98,6 71,8 78,0 18 0,981 89,4 99,5 73,2 79,2 19 0,830 91,6 100 74,5 79,9 20 0,729 92,8 101 75,7 81,6 21 0,604 94,5 102 76,9 82,3 22 0,528 95,4 102 77,5 83,1 23 0,503 96,9 102 78,6 84,5 24 0,553 97,6 103 79,6 85,0
Anhang
186
Anhang 20: pH-Werte der Ileumchymus-Suspension von K- und PL-Tieren an Tag 1 und 10 der Anfütterung mit Erhaltungsfutter, ohne Enzymsubstitution
Tier Tag Nullwert Reisstärke Amaranth* Kartoffelstärke Erbsenstärke 1 1 6,86 4,97 5,59 5,30 5,17 2 1 6,93 5,11 5,72 5,22 4,93 3 1 6,81 4,65 5,09 5,08 4,88
149 1 6,78 4,83 5,36 5,00 4,80 1 10 7,08 5,02 5,62 5,50 5,18 2 10 6,61 4,63 5,21 4,78 4,62 3 10 5,19 4,74 4,77 4,76 4,52
149 10 6,56 4,74 5,20 4,79 4,77
Anhang 21: FFS-Konzentration (mmol/kg uS) in der Ileumchymus-Suspension nach Zulage von verschiedenen rohen Stärken als Substrat von Ileumchymus der PL-Tiere am Tag 1 und 10 nach Enzymabsatz nach 24-stündiger Inkubation 1. Tag 10.Tag Tier 1 2 3 149 1 2 3 149
Nullwert
Essigsäure 17,9 9,44 20,8 9,51 8,91 15,3 12,5 17,9 Propionsäure 6,29 4,32 6,14 4,91 3,06 7,52 3,00 8,90 I-Buttersäure 0,00 0,155 0,00 0,00 0,126 0,00 0,080 0,00 n-Buttersäure 2,08 0,287 0,915 0,410 0,756 0,597 0,851 1,01 i-Valeriansäure 0,182 0,073 0,000 0,049 0,228 0,000 0,116 0,091 n-Valeriansäure 1,30 0,430 0,399 0,033 0,208 0,275 0,184 0,210 Summe 27,8 14,7 28,3 14,9 13,3 23,6 16,7 28,1
Reisstärke
Essigsäure 29,7 24,0 34,6 29,9 27,0 36,1 30,7 29,7 Propionsäure 11,2 12,8 11,3 15,2 8,96 14,9 11,8 15,4 I-Buttersäure 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 n-Buttersäure 4,65 0,590 1,03 1,32 6,59 0,551 6,38 0,909 i-Valeriansäure 0,173 0,072 0,033 0,040 0,466 0,00 0,043 0,081 n-Valeriansäure 2,72 0,251 0,333 0,027 2,45 0,154 1,46 0,139 Summe 48,4 37,7 47,3 46,4 45,5 51,7 50,4 46,2
Amaranth
Essigsäure 27,3 22,9 32,3 28,3 28,4 31,9 30,1 29,4 Propionsäure 10,5 12,0 10,7 16,0 11,6 15,2 12,2 14,8 I-Buttersäure 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 n-Buttersäure 5,06 0,877 0,853 1,40 6,31 1,009 2,94 2,729 i-Valeriansäure 0,245 0,176 0,064 0,00 0,456 0,152 0,214 0,313 n-Valeriansäure 2,13 0,262 0,220 0,00 1,45 0,361 0,833 0,600 Summe 45,3 36,3 44,1 45,7 48,2 48,7 46,3 47,9
Kartoffelstärke
Essigsäure 27,4 23,2 32,0 32,0 26,9 36,5 30,7 32,2 Propionsäure 11,2 10,8 10,8 13,7 7,59 14,7 12,3 15,4 I-Buttersäure 0,00 0,00 0,00 0,00 0,272 0,00 0,00 0,00 n-Buttersäure 6,69 6,82 0,837 9,12 9,89 0,465 7,56 3,25 i-Valeriansäure 0,397 0,107 0,00 0,00 0,529 0,00 0,267 0,143 n-Valeriansäure 2,79 0,116 0,220 0,00 0,627 0,068 0,805 0,420 Summe 48,5 41,0 43,9 54,8 45,8 51,7 51,6 51,4
Erbsenstärke
Essigsäure 27,6 26,0 33,6 30,2 27,4 39,6 31,0 32,6 Propionsäure 10,8 12,7 11,6 14,9 9,92 15,5 12,2 16,2 I-Buttersäure 0,00 0,00 0,00 0,00 0,309 0,00 0,00 0,00 n-Buttersäure 6,11 1,67 0,824 5,59 9,04 0,585 6,07 2,75 i-Valeriansäure 0,191 0,025 0,00 0,00 0,699 0,00 0,036 0,123 n-Valeriansäure 3,80 0,199 0,222 0,00 1,33 0,107 1,12 0,143 Summe 32,3 40,6 30,8 50,7 48,7 55,8 50,4 51,8
187
Anhang 22: Kumulative Gasproduktion (ml) nach Inkubation von Ileumchymus der PL-Tiere nach Absatz der Enzymsubstitution (Tag 1) Tier Stunde Nullwert Reisstärke roh Amaranth roh Kartoffelstärke roh Erbsenstärke roh
1
0 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 1 1,32 1,58 1,28 0,490 0,72 2 1,96 3,13 2,79 0,754 1,02 3 2,34 5,36 5,55 0,868 1,66 4 2,23 9,85 11,1 1,43 3,09 5 2,23 16,4 21,8 2,00 7,24 6 2,19 26,4 38,0 3,13 15,4 7 2,07 41,4 49,9 5,28 29,3 8 1,92 59,5 59,4 9,02 47,6 9 1,77 78,1 67,8 16,3 66,1 10 1,62 94,5 74,8 29,0 81,5 11 1,47 108 81,4 48,0 94,3 12 1,32 118 86,7 70,3 106 13 1,36 123 91,8 93,7 115 14 1,32 126 95,3 114 124 15 1,24 128 97,7 133 132 16 1,21 129 98,8 148 138 17 1,13 130 99,8 159 143 18 1,24 131 99,7 169 147 19 1,21 132 99,5 177 151 20 1,09 132 99,1 184 154 21 1,17 133 98,6 190 157 22 1,13 134 98,1 196 159 23 1,09 134 97,7 200 161 24 1,06 134 97,3 204 162
188
Anhang 23: Kumulative Gasproduktion (ml) nach Inkubation von Ileumchymus der PL-Tiere nach Absatz der Enzymsubstitution (Tag 1) Tier Stunde Nullwert Reisstärke roh Amaranth roh Kartoffelstärke roh Erbsenstärke roh
2
0 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 1 0,791 0,640 0,983 1,43 0,981 2 1,17 1,45 1,58 1,77 1,13 3 1,24 2,28 2,87 1,96 1,24 4 1,09 2,88 3,66 2,04 1,43 5 0,681 4,07 4,68 2,41 2,04 6 0,642 5,39 6,38 2,49 2,83 7 0,450 7,87 9,85 2,72 4,49 8 0,343 11,6 16,6 3,09 6,98 9 0,232 17,1 28,0 3,96 10,9 10 0,112 23,6 41,5 5,47 16,7 11 -0,040 31,3 49,8 11,1 27,2 12 -0,191 39,9 56,3 25,4 42,2 13 -0,230 48,1 61,9 52,8 56,6 14 -0,302 57,0 66,6 85,2 64,5 15 -0,381 65,7 70,8 113 72,1 16 -0,532 73,8 74,1 134 80,9 17 -0,722 81,1 76,9 147 89,9 18 -0,940 88,0 79,3 155 97,8 19 -1,24 94,7 81,6 162 104 20 -1,36 100 83,0 167 111 21 -1,32 105 83,3 170 118 22 -1,36 109 83,9 173 123 23 -1,40 112 84,2 176 127 24 -1,36 113 84,2 179 131
189
Anhang 24: Kumulative Gasproduktion (ml) nach Inkubation von Ileumchymus der PL-Tiere nach Absatz der Enzymsubstitution (Tag 1) Tier Stunde Nullwert Reisstärke roh Amaranth roh Kartoffelstärke roh Erbsenstärke roh
3
0 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 1 0,113 0,113 1,02 1,21 -1,55 2 0,377 0,340 1,77 1,17 -1,40 3 0,604 0,641 2,98 1,13 -1,02 4 0,754 1,81 5,09 1,74 -0,233 5 0,792 2,94 9,70 2,26 0,680 6 1,02 4,94 18,7 3,21 1,89 7 1,17 7,92 33,1 4,94 4,41 8 1,28 12,9 46,5 7,43 8,53 9 1,40 20,1 53,2 11,6 14,9 10 1,24 30,4 57,7 16,6 25,0 11 1,21 44,4 61,8 22,8 39,8 12 1,06 59,0 65,4 29,7 55,9 13 1,06 72,8 68,5 37,5 69,8 14 0,981 86,4 71,5 45,7 81,3 15 0,943 98,1 74,0 53,8 90,2 16 0,905 108 76,3 61,7 96,9 17 0,868 116 78,5 69,0 102 18 0,830 122 80,2 75,8 108 19 0,943 127 81,9 82,0 113 20 0,905 133 83,9 87,7 117 21 0,981 137 85,3 93,1 121 22 0,943 142 86,8 98,2 125 23 1,02 145 88,5 103 128 24 1,02 148 89,9 107 132
190
Anhang 25: Kumulative Gasproduktion (ml) nach Inkubation von Ileumchymus der PL-Tiere nach Absatz der Enzymsubstitution (Tag 1) Tier Stunde Nullwert Reisstärke roh Amaranth roh Kartoffelstärke roh Erbsenstärke roh
149
0 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 1 0,868 -1,169 -0,87 -0,97 -2,57 2 1,09 -1,207 -0,34 -1,04 0,081 3 0,980 -1,132 0,411 -1,08 -0,112 4 1,81 0,641 0,412 0,800 -0,230 5 2,11 0,792 1,96 0,91 -0,111 6 2,19 0,981 3,36 1,06 -0,153 7 1,96 1,51 5,70 1,13 -0,082 8 2,07 1,89 9,51 1,37 0,261 9 2,04 2,72 14,4 1,66 0,910 10 1,92 4,15 21,2 2,55 2,04 11 2,11 6,90 31,8 5,23 5,28 12 2,07 11,5 43,8 14,5 16,6 13 2,04 19,1 52,0 33,7 42,4 14 2,00 30,4 57,6 59,0 67,5 15 2,30 42,6 61,0 88,8 83,0 16 2,30 53,3 63,5 112 90,5 17 2,19 59,6 64,8 126 93,0 18 2,34 64,3 66,8 137 94,2 19 2,34 68,5 68,3 146 95,0 20 2,19 71,3 69,5 152 95,2 21 2,38 74,2 70,8 156 95,3 22 2,26 75,7 71,2 160 95,3 23 2,38 77,4 72,9 163 95,4 24 2,26 78,5 73,3 165 95,3
191
Anhang 26: Kumulative Gasproduktion (ml) nach Inkubation von Ileumchymus der PL-Tiere nach Absatz der Enzymsubstitution (Tag 10) Tier Stunde Nullwert Reisstärke roh Amaranth roh Kartoffelstärke roh Erbsenstärke roh
1
0 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 1 1,86 -1,157 1,08 1,19 0,503 2 1,76 0,428 3,97 1,63 1,61 3 1,46 3,80 9,48 2,01 2,14 4 1,28 8,30 16,0 2,45 3,85 5 1,08 16,0 26,0 3,45 6,99 6 0,911 29,4 40,4 5,17 12,7 7 0,729 48,2 48,9 8,32 22,3 8 0,629 59,6 54,2 13,4 37,9 9 0,528 66,6 58,5 20,3 55,2 10 0,428 70,6 61,3 28,3 65,0 11 0,327 73,1 63,5 37,3 72,4 12 0,251 75,0 64,9 45,9 78,0 13 0,151 76,4 66,4 53,5 82,2 14 0,050 77,8 67,5 59,5 86,1 15 -0,050 79,0 68,6 64,8 89,3 16 -0,101 79,9 68,9 69,7 92,3 17 -0,151 80,9 69,2 74,2 94,8 18 -0,226 81,4 69,5 78,5 97,1 19 -0,352 81,6 70,2 82,4 98,8 20 -0,428 81,7 70,5 86,2 101 21 -0,428 81,6 70,6 89,3 101 22 -0,352 81,6 70,6 92,5 103 23 -0,352 81,6 70,9 95,6 103 24 -0,377 81,6 71,5 98,2 104
192
Anhang 27: Kumulative Gasproduktion (ml) nach Inkubation von Ileumchymus der PL-Tiere nach Absatz der Enzymsubstitution (Tag 10) Tier Stunde Nullwert Reisstärke roh Amaranth roh Kartoffelstärke roh Erbsenstärke roh
2
0 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 1 1,96 0,981 0,679 0,025 1,74 2 3,02 0,830 0,604 -0,126 1,47 3 4,23 1,02 1,51 0,151 1,81 4 5,24 1,55 3,51 0,063 1,74 5 6,22 2,23 5,92 0,490 2,45 6 7,32 2,83 8,22 0,629 3,21 7 8,22 3,70 11,0 0,905 4,11 8 8,56 4,68 17,5 1,92 6,22 9 9,09 5,17 28,7 3,53 10,1 10 10,5 4,72 45,0 5,31 14,3 11 11,8 5,32 65,3 7,97 20,0 12 13,2 6,11 81,3 11,0 27,1 13 14,7 7,36 90,8 14,1 35,3 14 15,8 10,1 98,3 17,8 45,6 15 16,7 14,1 104 21,6 55,5 16 16,9 20,6 110 26,8 62,4 17 17,1 29,6 114 32,9 67,6 18 16,9 40,7 118 39,6 72,7 19 16,6 50,2 121 46,4 77,0 20 16,5 57,2 122 52,0 81,0 21 16,3 62,4 123 56,7 84,2 22 16,1 66,3 124 60,3 86,5 23 16,0 69,6 124 63,0 88,7 24 16,0 71,7 124 65,3 90,3
193
Anhang 28: Kumulative Gasproduktion (ml) nach Inkubation von Ileumchymus der PL-Tiere nach Absatz der Enzymsubstitution (Tag 10) Tier Stunde Nullwert Reisstärke roh Amaranth roh Kartoffelstärke roh Erbsenstärke roh
3
0 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 1 2,68 -0,415 -1,66 -0,830 -2,00 2 3,70 -0,151 -0,905 -1,40 -2,57 3 3,89 1,13 0,717 -0,604 -2,26 4 3,96 3,21 4,98 0,415 0,415 5 4,15 8,71 17,2 3,62 5,28 6 4,41 20,9 38,6 10,3 16,2 7 4,72 39,7 53,4 24,3 39,9 8 4,75 53,0 62,4 47,8 65,9 9 4,79 59,9 69,3 72,2 80,7 10 4,64 64,1 74,4 87,1 89,4 11 4,64 66,1 78,3 98,2 95,6 12 4,49 67,9 82,1 107 100 13 4,41 69,0 84,5 114 104 14 4,34 69,9 86,9 119 107 15 4,23 70,6 89,0 123 110 16 4,19 71,4 91,1 127 112 17 4,04 72,2 92,4 130 114 18 3,96 73,3 94,4 132 116 19 3,77 75,0 95,2 134 117 20 3,58 76,6 97,2 136 119 21 3,47 78,4 97,7 137 120 22 3,51 80,7 99,0 138 122 23 3,47 82,6 99,7 138 124 24 3,55 83,3 100 138 124
194
Anhang 29: Kumulative Gasproduktion (ml) nach Inkubation von Ileumchymus der PL-Tiere nach Absatz der Enzymsubstitution (Tag 10) Tier Stunde Nullwert Reisstärke roh Amaranth roh Kartoffelstärke roh Erbsenstärke roh
149
0 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 1 2,57 -1,06 -0,377 -1,06 -0,830 2 3,62 -1,36 0,151 -1,28 -1,09 3 6,19 -1,66 2,98 -1,24 -1,02 4 8,71 0,566 7,47 -0,641 -0,151 5 9,66 3,28 11,4 0,377 1,17 6 10,0 6,04 18,1 1,62 3,32 7 10,6 10,6 32,7 5,13 10,2 8 10,6 18,9 50,1 12,4 22,2 9 11,2 30,0 60,6 23,2 34,3 10 11,2 39,9 64,7 36,6 45,2 11 11,3 46,3 66,6 49,6 51,6 12 11,1 52,5 68,5 61,2 56,1 13 11,2 58,3 69,8 69,5 60,7 14 11,1 62,7 71,3 75,5 65,3 15 10,8 66,5 72,2 79,9 68,6 16 10,5 69,7 73,2 84,0 71,6 17 10,4 72,2 74,2 87,4 74,3 18 10,4 73,8 75,0 89,8 76,4 19 10,3 74,9 75,2 91,4 76,9 20 10,3 76,2 75,6 93,0 78,0 21 10,4 76,5 76,0 94,1 79,1 22 10,4 77,3 76,3 95,1 79,3 23 10,5 78,2 76,5 96,1 79,4 24 10,3 78,2 76,7 96,2 79,4
195
Anhang 30: Kumulative Gasproduktion (ml) nach Inkubation von Ileumchymus der K-Tiere nach Anfütterung mit Kartoffelstärke
Tier Stunde 1. Tag 10. Tag
NW rRS rKS NW rRS rKS
114
0 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 1 0,226 -0,025 0,905 3,17 -0,490 -0,251 2 0,604 0,226 0,943 3,66 -0,302 0,088 3 1,09 0,390 1,13 4,04 1,02 1,40 4 2,07 0,993 1,51 4,83 5,66 5,58 5 3,47 3,52 3,43 5,36 15,5 12,8 6 4,64 9,32 8,30 6,72 24,3 20,5 7 5,09 18,9 15,8 7,66 30,5 27,7 8 5,51 26,7 20,8 8,75 35,3 35,5 9 6,56 30,2 22,3 9,88 39,2 44,6 10 6,98 32,4 23,1 11,7 42,7 53,6 11 7,32 34,7 24,6 14,7 45,2 63,2 12 7,62 37,1 26,1 18,2 48,7 72,5 13 7,88 39,9 27,4 21,4 55,1 78,0 14 8,41 42,6 28,9 22,6 65,0 84,5 15 9,47 45,7 29,9 23,2 73,6 89,9 16 10,7 48,8 30,9 23,2 79,3 94,2 17 11,7 51,8 31,9 23,1 82,8 98,1 18 11,8 55,7 34,0 22,9 83,3 100 19 11,9 59,3 36,0 22,9 84,0 103 20 12,4 62,8 37,6 22,9 85,3 105 21 12,5 65,4 38,8 22,7 85,7 106 22 12,5 67,0 39,3 22,7 86,1 107 23 12,6 67,5 39,8 22,7 86,9 108 24 12,6 67,5 40,0 22,7 88,2 108
196
Anhang 31: Kumulative Gasproduktion (ml) nach Inkubation von Ileumchymus der K-Tiere nach Anfütterung mit Kartoffelstärke
Tier Stunde 1. Tag 10. Tag
NW rRS rKS NW rRS rKS
147
0 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 1 0,041 0,082 0,754 -1,02 0,340 1,19 2 0,110 0,152 1,02 -0,340 1,06 2,02 3 0,00 0,571 1,51 0,830 2,53 3,70 4 -0,301 1,81 2,60 3,36 5,89 6,58 5 -0,571 4,98 3,21 6,11 14,4 12,2 6 -0,873 11,4 3,96 10,0 28,9 22,5 7 -1,24 19,5 5,24 15,1 42,3 34,9 8 -1,51 26,4 7,17 21,0 52,4 44,2 9 -1,74 32,1 9,43 27,2 59,6 49,2 10 -2,00 38,4 12,6 33,6 64,6 51,7 11 -2,34 47,6 16,5 39,6 68,2 52,8 12 -2,72 61,7 21,4 44,3 68,7 54,6 13 -2,94 82,0 27,5 48,3 66,3 56,7 14 -3,06 97,3 32,9 51,4 63,7 58,2 15 -3,02 101 36,0 54,1 62,1 59,4 16 -2,94 105 38,6 56,5 59,8 60,3 17 -2,94 109 41,5 58,7 58,5 60,8 18 -2,90 111 44,4 60,7 56,7 61,3 19 -2,87 112 47,3 62,7 54,9 61,6 20 -2,83 113 50,4 64,7 54,2 61,5 21 -2,83 114 52,9 65,5 54,1 62,8 22 -2,79 114 55,4 67,4 52,6 62,6 23 -2,75 114 57,7 67,9 53,0 63,8 24 -2,72 114 60,3 69,0 52,9 64,6
197
Anhang 32: Kumulative Gasproduktion (ml) nach Inkubation von Ileumchymus der K-Tiere nach Anfütterung mit Kartoffelstärke
Tier Stunde 1. Tag 10. Tag
NW rRS rKS NW rRS rKS
151
0 0 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 1 -2,64 4,05 5,58 1,81 2,31 1,51 2 -1,77 5,55 6,49 2,15 4,49 2,19 3 -0,679 9,86 8,34 2,41 7,49 2,75 4 0,868 17,9 11,8 3,06 12,3 3,66 5 2,64 28,9 16,7 3,55 23,5 5,66 6 4,79 41,8 22,9 4,56 42,6 8,26 7 6,87 53,6 28,9 5,77 56,4 11,8 8 9,66 64,4 33,7 6,72 66,6 16,4 9 13,1 73,4 36,4 7,88 73,1 22,5 10 19,8 78,7 35,3 8,64 77,1 31,9 11 30,0 79,8 30,4 9,8 82,0 45,3 12 41,8 78,6 23,8 10,9 85,3 63,8 13 51,7 78,5 18,6 12,1 88,2 77,9 14 58,0 81,6 16,8 13,1 90,0 87,6 15 61,9 87,0 17,6 14,8 92,3 94,8 16 62,8 94,8 21,1 16,4 93,7 101 17 63,6 103 24,9 19,1 95,0 107 18 63,2 111 29,7 20,8 95,6 111 19 62,7 119 34,3 22,3 96,1 115 20 62,3 126 39,1 23,9 96,7 119 21 61,6 133 43,6 25,4 97,5 122 22 61,2 140 47,9 26,4 97,8 124 23 60,9 145 51,9 27,3 98,3 127 24 60,3 151 55,9 28,1 98,2 129
198
Anhang 33: Kumulative Gasproduktion (ml) nach Inkubation von Ileumchymus der K-Tiere nach Anfütterung mit Kartoffelstärke
Tier Stunde 1. Tag 10. Tag
NW rRS rKS NW rRS rKS
5
0 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 1 3,09 -0,428 0,679 0,453 0,528 -1,40 2 4,07 -0,428 1,17 6,22 -1,19 0,792 3 4,30 0,226 1,74 9,17 5,12 1,51 4 4,23 1,53 2,57 13,4 13,6 1,28 5 4,00 3,55 3,70 18,0 18,5 0,943 6 3,77 6,01 4,56 23,1 21,3 0,754 7 3,43 9,54 5,70 28,0 25,6 1,24 8 3,17 14,3 6,30 32,7 31,3 1,70 9 2,98 21,3 6,94 36,8 34,4 2,90 10 2,75 30,3 8,34 40,3 34,5 4,38 11 2,60 41,0 10,2 43,6 34,7 5,55 12 2,38 51,5 10,7 45,9 36,2 6,75 13 2,23 60,5 11,1 48,5 37,4 7,54 14 2,00 68,2 11,5 50,4 39,6 8,90 15 1,81 75,1 12,3 52,2 42,1 10,2 16 1,66 81,5 12,6 53,8 44,0 11,9 17 1,40 87,1 13,1 55,0 45,7 13,5 18 1,24 92,8 13,7 55,8 47,4 16,0 19 1,02 99,4 15,3 56,9 48,7 18,4 20 0,868 104 16,9 57,2 50,7 21,5 21 0,679 108 19,8 57,9 52,6 24,2 22 0,490 112 23,4 58,2 54,2 27,2 23 0,453 115 28,1 58,4 56,0 30,8 24 0,377 117 33,0 58,5 58,5 34,1
199
Anhang 34: Kumulative Gasproduktion (ml) nach Inkubation von Ileumchymus der PL-Tiere nach Anfütterung mit Kartoffelstärke
Tier Stunde 1. Tag 10. Tag
NW rRS rKS NW rRS rKS
7
0 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 1 3,62 -0,528 -0,792 1,094 -0,943 -0,453 2 2,87 -0,717 -0,604 2,603 -0,415 -0,075 3 3,36 -0,868 -0,679 2,980 -0,440 -0,302 4 4,19 -0,340 -0,189 3,244 -0,201 -0,490 5 5,70 3,85 2,45 3,47 0,654 -0,415 6 8,71 11,2 4,26 4,38 1,84 0,151 7 13,3 15,4 5,73 5,51 3,97 1,21 8 18,4 19,1 8,00 7,28 7,53 3,32 9 23,5 23,9 11,1 9,66 13,4 7,58 10 27,5 29,7 15,1 12,56 21,8 15,5 11 30,9 36,7 21,1 16,7 30,3 23,8 12 34,9 43,9 28,9 20,6 38,6 31,8 13 39,5 50,4 36,2 24,6 45,8 37,6 14 45,3 57,5 43,2 28,7 51,8 42,8 15 50,6 63,9 49,9 33,0 56,9 47,6 16 56,9 70,5 57,1 36,9 61,6 52,4 17 64,1 77,1 63,9 40,5 66,1 56,4 18 68,7 83,9 70,2 44,0 70,5 59,9 19 71,8 90,8 75,6 47,8 73,7 62,3 20 74,6 99,6 81,1 52,6 75,2 63,6 21 77,1 110 85,6 56,4 77,2 65,2 22 80,1 120 89,7 59,0 79,7 67,3 23 83,6 125 93,8 61,3 82,2 69,5 24 88,2 128 97,8 63,5 84,2 71,6
200
Anhang 35: Kumulative Gasproduktion (ml) nach Inkubation von Ileumchymus der PL-Tiere nach Anfütterung mit Kartoffelstärke
Tier Stunde 1. Tag 10. Tag
NW rRS rKS NW rRS rKS
96
0 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 1 0,905 0,151 0,038 2,53 0,377 1,70 2 1,81 -0,415 -1,283 3,62 1,62 1,74 3 1,66 1,47 -0,830 4,45 6,72 1,55 4 2,41 2,98 -0,566 5,73 17,8 1,36 5 3,73 7,17 0,981 7,92 26,9 1,66 6 7,47 12,9 -1,06 11,7 36,6 3,8 7 11,8 20,2 1,89 17,0 45,2 11,0 8 15,1 24,9 7,70 24,0 51,9 25,8 9 17,5 27,5 15,0 30,6 52,7 39,5 10 18,8 30,4 22,0 35,7 53,1 46,7 11 19,4 32,9 27,3 38,4 53,5 51,6 12 20,4 35,7 30,2 39,5 56,3 56,1 13 21,4 38,1 32,0 39,7 59,5 60,2 14 22,5 40,8 34,0 39,3 62,7 64,6 15 23,7 44,4 35,0 38,7 65,8 68,2 16 24,4 49,9 35,9 38,3 68,8 72,0 17 25,5 58,0 36,7 37,7 71,9 74,8 18 26,7 69,0 36,1 37,2 73,8 76,7 19 28,0 77,5 36,7 36,9 74,6 78,0 20 28,8 84,6 37,2 36,5 76,5 79,6 21 29,2 89,4 38,9 36,3 77,0 80,2 22 30,0 90,4 40,7 36,1 77,4 81,3 23 30,2 92,7 44,3 36,0 77,6 81,7 24 30,3 95,7 50,0 35,8 77,9 81,9
201
Anhang 36: Kumulative Gasproduktion (ml) nach Inkubation von Ileumchymus der PL-Tiere nach Anfütterung mit Kartoffelstärke
Tier Stunde 1. Tag 10. Tag
NW rRS rKS NW rRS rKS
134
0 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 1 4,60 -2,79 -1,21 3,51 -0,528 1,51 2 4,87 -1,81 -1,40 3,96 -0,113 1,62 3 4,64 -1,06 -1,17 4,38 1,40 1,24 4 4,72 -0,981 -1,02 4,79 5,13 1,51 5 4,79 1,47 -0,189 5,24 11,2 2,04 6 5,73 4,90 1,40 6,68 18,2 3,02 7 6,87 12,26 5,58 9,88 31,5 4,94 8 8,83 18,94 8,94 15,2 50,6 13,1 9 11,2 22,7 9,39 23,8 61,9 29,2 10 13,3 26,7 9,39 34,9 62,7 41,9 11 15,4 32,1 9,51 46,7 62,9 42,8 12 17,7 40,9 10,1 57,6 61,7 38,0 13 19,7 50,1 12,3 66,2 61,2 33,0 14 21,9 59,1 16,3 72,9 62,2 31,9 15 22,4 68,8 25,7 76,0 65,5 32,3 16 23,2 73,3 38,5 78,5 69,0 33,2 17 24,0 79,8 54,9 79,4 73,1 34,2 18 24,9 87,3 64,8 80,2 75,8 36,4 19 25,9 95,8 69,9 80,2 77,5 39,3 20 26,0 104 75,6 80,3 79,3 44,1 21 25,7 111 79,3 80,8 80,7 48,5 22 25,5 116 80,9 80,7 82,1 55,2 23 25,8 120 82,1 80,7 82,9 59,8 24 25,7 124 83,1 80,4 84,5 61,5
Anhang
202
Anhang 37: pH-Werte in der Ileumchymus-Suspension nach 24-stündiger Inkubation von Ileumchymus der K-Tiere und PL-Tiere nach Anfütterung mit Kartoffelstärke
1. Tag 10. Tag Tier Status Nullwert Reisstärke Kartoffelstärke Nullwert Reisstärke Kartoffelstärke
5 K-Tier 7,03 5,42 5,47 5,19 4,77 4,73 114 K-Tier 6,53 4,66 4,45 6,39 4,76 4,81 147 K-Tier 7,08 5,12 5,70 5,66 4,81 4,78 151 K-Tier 5,50 4,65 4,67 6,36 4,82 4,88
7 PL-Tier 4,98 4,72 4,76 5,30 4,56 4,65 96 PL-Tier 6,40 5,35 4,81 6,35 4,75 4,80
134 PL-Tier 5,85 4,95 4,93 5,59 4,74 4,57
Anhang 38 FFS-Konzentration (mmol/kg uS) in der Ileumchymus-Suspension nach Zulage von verschiedenen rohen Stärken als Substrat im Ileumchymus der K- und PL-Tiere nach Anfütterung mit Kartoffelstärke nach 24-stündiger Inkubation 1. Tag 10. Tag Tier 7 96 134 7 96 134
Nullwert
Essigsäure 27,8 13,8 19,3 27,6 22,0 24,5 Propionsäure 12,5 5,10 10,3 11,4 8,76 9,83 I-Buttersäure 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 n-Buttersäure 0,985 1,10 3,62 4,34 3,80 4,41 i-Valeriansäure 0,046 0,100 0,000 0,029 0,116 0,000 n-Valeriansäure 0,318 0,413 2,06 1,50 1,35 1,12 Summe 41,7 20,5 35,3 44,9 36,0 39,8
Reisstärke
Essigsäure 30,2 19,2 24,5 38,5 25,5 28,5 Propionsäure 13,2 10,4 11,6 16,4 13,2 11,8 I-Buttersäure 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 n-Buttersäure 3,64 6,22 8,21 10,5 7,67 8,24 i-Valeriansäure 0,00 0,00 0,164 0,00 0,294 0,00 n-Valeriansäure 1,81 4,17 8,31 5,29 8,25 5,16 Summe 48,8 40,0 52,8 70,7 54,8 53,7
Kartoffelstärke
Essigsäure 28,7 22,0 23,5 38,0 27,5 29,4 Propionsäure 13,2 10,6 11,6 15,7 13,2 10,5 I-Buttersäure 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 n-Buttersäure 1,48 2,11 9,35 8,28 34,5 8,08 i-Valeriansäure 0,00 0,00 0,085 0,074 0,317 0,00 n-Valeriansäure 0,837 0,656 9,70 2,87 6,14 2,13 Summe 44,2 35,4 54,2 64,9 81,6 50,1
Anhang
203
Anhang 39: Masse (g uS und gTS), TS-Gehalt (%), Chromoxid-Wiederfindung (%) sowie Chromoxid-und Stärkeanflutung (g/kg) nach Einsatz der Testmahlzeit gRS bei den PL-Tieren
Tier Intervall Chymusmenge
TS-Gehalt
Cr2O3 Chymus
Cr2O3-Wdf.
Stärke im Chymus
g uS g TS % g/kg % g g/kg TS
86 0_2 94,7 20,4 21,7 9,25 30,2 0,796 39,0
86 2_4 171 32,0 19,2 5,69 29,1 6,41 200
86 4_6 52,8 8,27 16,0 5,69 7,53 1,66 200
86 6_8 11,7 1,82 16,0 5,69 1,65 0,365 200
88 0_2 231 43,8 19,2 5,96 41,8 7,66 175
88 2_4 123 28,0 23,1 2,13 9,55 2,31 82,5
88 4_6 72,8 15,5 21,5 2,13 5,27 1,28 82,5
88 6_8 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00
96 0_2 184 39,3 21,4 8,63 54,2 1,63 175
96 2_4 54,8 9,67 17,9 5,48 8,48 0,00 82,5
96 4_6 23,6 3,57 15,3 5,48 3,13 0,00 82,5
96 6_8 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00
132 0_2 281 61,9 22,3 6,89 68,2 15,9 257
132 2_4 71,9 10,9 15,4 3,67 6,40 0,423 38,8
132 4_6 0,00 0,00 0,00 3,67 0,00 0,00 0,00
132 6_8 89,6 10,1 11,4 3,67 5,90 0,390 38,8
144 0_2 126 26,1 20,8 4,63 19,3 1,55 59,6
144 2_4 185 42,2 22,9 4,63 31,2 2,51 59,6
144 4_6 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00
144 6_8 65,9 12,9 19,7 2,97 6,14 5,75 446
149 0_2 212 39,2 18,7 8,56 53,6 5,98 153
149 2_4 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00
149 4_6 91,4 17,4 19,3 7,17 20,0 0,946 54,3
149 6_8 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00
Anhang
204
Anhang 40: Masse (g uS und g TS), TS-Gehalt (%), Chromoxid-Wiederfindung (%) sowie Chromoxid-und Stärkeanflutung (g/kg) nach Einsatz der Testmahlzeit gRS bei den K-Tieren
Tier
Intervall
Chymusmenge TS-
Gehalt Cr2O3
Chymus Cr2O3-Wdf.
Stärke im Chymus
g uS g TS % g/kg % g g/kg TS
114 0_2 51,2 6,71 13,7 7,86 8,44 0,487 72,5
114 2_4 77,4 10,7 14,4 7,86 13,45 0,775 72,5
114 4_6 36,5 3,31 9,44 7,86 4,16 0,240 72,5
114 6_8 20,7 1,92 9,68 7,86 2,41 0,139 72,5
147 0_2 35,9 4,55 13,2 12,2 8,85 0,103 22,6
147 2_4 98,6 13,7 14,5 12,2 26,7 0,309 22,6
147 4_6 52,5 7,90 15,6 12,2 15,4 0,178 22,6
147 6_8 8,38 1,08 13,4 12,2 2,10 0,024 22,6
151 0_2 99,1 10,4 11,1 14,2 23,6 0,334 32,2
151 2_4 27,9 0,00 0,00 13,9 0,00 0,00 29,2
151 4_6 71,8 9,21 13,3 13,9 20,5 0,269 29,2
151 6_8 0,00 0,00 0,00 13,9 0,00 0,00 0,00
Anhang
205
Anhang 41: Masse (g uS und g TS), TS-Gehalt (%), Chromoxid-Wiederfindung (%) sowie Chromoxid-und Stärkeanflutung (g/kg) nach Einsatz der Testmahlzeit gAM bei den PL-Tieren
Tier Intervall Chymusmenge
TS- Gehalt
Cr2O3 Chymus
Cr2O3 Wdf.
Stärke im Chymus
g uS g TS % g/kg % g g/kg TS
88 0_2 223 42,9 19,6 4,58 31,4 19,0 443
88 2_4 110 24,0 22,1 3,25 12,5 1,67 69,5
88 4_6 53,6 8,83 16,7 3,25 4,59 0,614 69,5
88 6_8 55,6 6,90 12,6 3,25 3,58 0,480 69,5
96 0_2 199 32,9 16,8 4,26 22,4 1,92 58,3
96 2_4 130 20,6 16,0 4,26 14,0 1,20 58,3
96 4_6 142 24,1 17,2 5,63 21,8 3,44 143
96 6_8 18,2 1,54 8,59 5,63 1,39 0,220 143
132 0_2 363 70,3 20,0 4,97 55,9 4,61 65,6
132 2_4 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00
132 4_6 88,3 16,0 19,0 3,62 9,27 0,291 18,2
132 6_8 62,9 6,97 11,6 3,62 4,03 0,127 18,2
144 0_2 240 49,1 20,5 4,22 33,2 3,77 76,7
144 2_4 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00
144 4_6 130 23,7 18,4 3,22 12,2 2,604 110
144 6_8 81,9 14,5 17,8 3,22 7,44 1,58 110
149 0_2 140 21,0 15,3 4,51 15,2 0,604 28,7
149 2_4 39,0 7,04 18,4 4,51 5,08 0,202 28,7
149 4_6 141 23,1 16,6 3,76 13,9 2,248 97,5
149 6_8 19,0 2,31 12,4 3,76 1,39 0,225 97,5 Anhang 42: Masse (g uS und g TS), TS-Gehalt (%), Chromoxid-Wiederfindung (%) sowie Chromoxid-und Stärkeanflutung (g/kg) nach Einsatz der Testmahlzeit gAM bei den K-Tieren
Tier Intervall Chymusmenge
TS- Gehalt
Cr2O3 Chymus
Cr2O3- Wdf.
Stärke im Chymus
g uS g TS % g/kg % g g/kg TS 114 0_2 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 114 2_4 96,7 14,8 15,5 2,63 6,23 0,00 0,00 114 4_6 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 114 6_8 108 19,0 17,9 6,30 19,2 1,56 81,6 147 0_2 122 14,6 12,1 7,07 16,5 0,418 28,7 147 2_4 129 18,2 14,2 7,35 21,4 0,399 21,9 147 4_6 102 15,3 15,0 8,55 21,0 0,300 19,6 147 6_8 56,8 7,72 13,9 8,66 10,7 0,274 35,4 151 0_2 124 13,0 10,7 4,51 9,36 0,283 21,9 151 2_4 189 23,6 12,7 3,27 12,4 0,415 17,6 151 4_6 81,5 8,44 10,6 7,00 9,45 0,374 44,3 151 6_8 65,2 6,47 10,2 8,64 8,94 0,319 49,4
Anhang
206
Anhang 43: Masse (g uS und g TS), TS-Gehalt (%), Chromoxid-Wiederfindung (%) sowie Chromoxid-und Stärkeanflutung (g/kg) nach Einsatz der Testmahlzeit gKS bei den PL-Tieren
Tier Intervall Chymusmenge TS-
Gehalt Cr2O3
Chymus Cr2O3- Wdf.
Stärke im Chymus
g uS g TS % g/kg % g g/kg TS 88 0_2 19,2 2,46 12,9 4,88 1,9 0,278 113 88 2_4 262 56,5 21,7 4,88 44,1 6,37 113 88 4_6 26,5 5,79 22,2 4,46 4,1 0,346 59,7 88 6_8 41,3 8,19 20,1 4,46 5,8 0,489 59,7 96 0_2 96,7 16,8 17,5 6,05 16,2 2,35 140 96 2_4 113 18,9 16,9 6,05 18,3 2,65 140 96 4_6 102 17,3 17,1 5,53 15,3 2,12 123 96 6_8 89,5 15,2 17,1 5,53 13,4 1,86 123
132 0_2 178 42,9 24,2 6,54 44,9 5,51 128 132 2_4 101 19,8 19,9 5,89 18,7 4,38 222 132 4_6 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 132 6_8 25,2 4,77 19,3 5,89 4,5 1,06 222 134 0_2 194 32,7 17,2 4,00 20,9 4,72 144 134 2_4 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 134 4_6 225 30,3 13,7 3,87 18,7 4,07 134 134 6_8 23,7 2,67 11,5 3,87 1,65 0,359 134 144 0_2 182 42,8 23,8 4,74 32,5 8,59 201 144 2_4 82,8 18,6 22,7 4,74 14,1 3,73 201 144 4_6 149 35,1 23,9 2,93 16,5 13,7 390 144 6_8 150 29,5 20,0 2,93 13,9 11,5 390 149 0_2 219 51,9 24,0 7,58 63,0 2,85 54,9 149 2_4 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 149 4_6 76,1 13,1 17,6 7,68 16,2 1,07 81,5 149 6_8 90,0 11,4 12,9 7,68 14,0 0,931 81,5
Anhang
207
Anhang 44: Masse (g uS und g TS), TS-Gehalt (%), Chromoxid-Wiederfindung (%) sowie Chromoxid-und Stärkeanflutung (g/kg) nach Einsatz der Testmahlzeit gKS bei den K-Tieren
Tier Intervall Chymusmenge
TS- Gehalt
Cr2O3 Chymus
Cr2O3- Wdf.
Stärke im Chymus
g uS g TS % g/kg % g g/kg TS
147 0_2 115 19,2 17,0 8,41 25,9 0,00 0,00
147 2_4 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,000 0,00
147 4_6 115 15,8 14,0 9,96 25,1 1,94 123
147 6_8 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00
151 0_2 77,1 9,67 12,8 7,30 11,3 0,366 37,9
151 2_4 51,3 8,28 16,5 7,30 9,67 0,314 37,9
151 4_6 46,0 5,69 12,8 10,9 9,94 0,650 114
151 6_8 46,9 5,79 12,7 10,9 10,1 0,662 114
114 0_2 196 34,0 13,8 6,97 18,5 0,00 0,00
114 2_4 96,0 15,7 15,6 6,95 16,7 0,00 0,00
114 4_6 67,5 9,62 16,2 7,48 11,4 0,862 90,5
114 6_8 0,00 0,00 15,9 7,48 7,01 0,531 90,5
Anhang
208
Anhang 45: Masse (g uS und g TS), TS-Gehalt (%), Chromoxid-Wiederfindung (%) sowie Chromoxid-und Stärkeanflutung (g/kg) nach Einsatz der Testmahlzeit gES bei den PL-Tieren
Tier Intervall Chymusmenge TS-
Gehalt Cr2O3
Chymus Cr2O3- Wdf.
Stärke im Chymus
g uS g TS % g/kg % g g/kg TS 86 0_2 250 49,5 20,0 8,78 69,5 6,39 129 86 2_4 25,7 4,93 19,5 4,97 3,92 0,577 117 86 4_6 49,0 8,63 17,9 4,97 6,86 1,01 117 86 6_8 50,3 8,07 16,3 4,97 6,42 0,945 117 88 0_2 153 26,2 17,2 5,23 21,9 1,38 52,9 88 2_4 105 19,2 18,5 5,23 16,1 1,02 52,9 88 4_6 87,2 16,4 18,9 3,45 9,07 0,933 56,8 88 6_8 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 96 0_2 253 50,0 20,0 6,22 49,7 4,13 82,6 96 2_4 95,0 13,2 14,0 6,22 13,1 1,09 82,6 96 4_6 54,6 8,16 15,3 3,06 4,0 1,44 177 96 6_8 78,6 9,70 12,6 0,00 0,00 0,00 0,00
132 0_2 228 39,0 17,3 6,28 39,2 3,13 80,4 132 2_4 122 17,4 14,5 6,28 17,5 1,40 80,4 132 4_6 136 20,6 15,5 3,50 11,5 3,95 192 132 6_8 85,0 9,66 11,6 3,50 5,42 1,85 192 144 0_2 211 39,5 19,1 4,87 30,8 11,1 282 144 2_4 125 27,3 22,4 4,87 21,3 7,71 282 144 4_6 103 18,9 18,9 5,86 17,8 2,30 121 144 6_8 15,7 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00
Anhang 46: Masse (g uS und g TS), TS-Gehalt (%), Chromoxid-Wiederfindung (%) sowie Chromoxid-und Stärkeanflutung (g/kg) nach Einsatz der Testmahlzeit gES bei den PL-Tieren
Tier Intervall Chymusmenge
TS- Gehalt
Cr2O3 Chymus
Cr2O3- Wdf.
Stärke im Chymus
g uS g TS % g/kg % g g/kg TS
134 0_2 119 19,8 17,1 7,49 23,7 7,20 364
134 2_4 24,4 2,9 12,3 6,64 3,11 0,320 109
134 4_6 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00
134 6_8 63,2 11,9 19,3 6,64 12,7 1,30 109
149 0_2 121 18,3 15,4 5,28 15,5 1,29 71,0
149 2_4 191 25,9 13,7 5,28 21,8 1,83 71,0
149 4_6 150 22,1 14,8 7,28 25,7 2,25 102
149 6_8 14,9 1,93 13,1 7,28 2,25 0,197 102
Anhang
209
Anhang 47: Masse (g uS und g TS), TS-Gehalt (%), Chromoxid-Wiederfindung (%) sowie Chromoxid-und Stärkeanflutung (g/kg) nach Einsatz der Testmahlzeit gES bei den K-Tieren
Tier Intervall Chymusmenge
TS- Gehalt
Cr2O3 Chymus
Cr2O3- Wdf.
Stärke im Chymus
g uS g TS % g/kg % g g/kg TS
114 0_2 155 20,5 13,7 5,46 17,9 4,53 221
114 2_4 151 19,8 13,6 72,5 229 2,99 151
114 4_6 25,8 3,1 12,7 72,5 36,5 0,476 151
114 6_8 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00
151 0_2 77,4 7,98 10,9 8,55 10,9 0,693 86,9
151 2_4 24,4 2,62 11,4 8,55 3,61 0,227 86,9
151 4_6 142 14,1 10,6 11,8 26,6 1,93 137
151 6_8 63,2 5,9 10,0 11,8 11,2 0,811 137
147 0_2 99,7 13,8 14,2 6,04 13,4 0,323 23,3
147 2_4 77,8 12,9 17,0 6,04 12,5 0,302 23,3
147 4_6 110 14,4 13,5 9,60 22,2 1,82 126
147 6_8 66,1 7,6 11,9 9,60 11,7 0,960 126
Anhang
210
Anhang 48: Masse (g uS und g TS), TS-Gehalt (%), Chromoxid-Wiederfindung (%) sowie Chromoxid-und Stärkeanflutung (g/kg) nach Einsatz der Testmahlzeit rRS bei den PL-Tieren
Tier Intervall Chymusmenge
TS- Gehalt
Cr2O3 Chymus
Cr2O3- Wdf.
Stärke im Chymus
g uS g TS % g/kg % g g/kg TS
1 0_2 99,9 27,4 27,7 6,54 28,7 8,16 298
1 2_4 140 25,9 18,7 6,54 27,1 7,72 298
1 4_6 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00
1 6_8 74,1 21,2 29,0 4,53 15,4 1,18 55,6
2 0_2 198 64,1 32,4 3,28 33,7 31,3 488
2 2_4 146 35,2 24,2 5,31 29,9 9,25 263
2 4_6 37,1 7,81 21,1 5,31 6,64 2,05 263
2 6_8 10,6 1,51 14,3 5,31 1,28 0,400 263
3 0_2 143 41,7 29,2 6,10 40,7 13,3 320
3 2_4 162 30,6 18,9 6,10 29,8 9,78 320
3 4_6 50,6 7,42 14,7 2,30 2,73 0,586 79,0
3 6_8 32,0 4,39 13,8 2,30 1,62 0,347 79,0
86 0_2 252 81,9 32,8 3,92 51,4 34,1 416
86 2_4 41,7 12,8 31,3 4,37 8,99 4,98 387
86 4_6 75,6 19,9 26,8 4,37 14,0 7,73 387
86 6_8 11,5 1,69 14,9 4,37 1,18 0,653 387
88 0_2 52,7 15,5 29,5 3,34 8,30 7,14 460
88 2_4 297 98,9 33,3 3,34 52,9 45,5 460
88 4_6 135 30,4 22,7 2,36 11,5 10,4 342
88 6_8 0,0 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00
96 0_2 259 58,2 22,5 4,97 46,3 15,8 271
96 2_4 153 26,8 17,6 3,33 14,3 1,48 55,1
96 4_6 45,7 5,96 13,1 3,33 3,18 0,328 55,1
96 6_8 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00
132 0_2 222 54,3 25,2 6,09 52,9 7,40 136
132 2_4 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00
132 4_6 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00
132 6_8 4,6 1,24 27,8 6,09 1,21 0,169 136
134 0_2 221 44,8 21,7 6,62 47,5 12,2 273
134 2_4 45,5 5,67 13,2 2,75 2,49 0,010 1,84
134 4_6 49,6 5,84 12,6 1,17 1,09 0,054 9,21
134 6_8 3,1 0,280 9,71 1,17 0,052 0,00 9,21
149 0_2 273 76,1 28,1 4,64 56,5 40,8 536
149 2_4 145 30,8 21,5 4,14 20,4 12,5 404
149 4_6 30,6 3,61 11,9 4,14 2,39 1,46 404
149 6_8 9,04 0,644 7,19 4,14 0,426 0,260 404
Anhang
211
Anhang 49: Masse (g uS und g TS), TS-Gehalt (%), Chromoxid-Wiederfindung (%) sowie Chromoxid-und Stärkeanflutung (g/kg) nach Einsatz der Testmahlzeit rRS bei den K-Tieren
Tier Intervall Chymusmenge
TS- Gehalt
Cr2O3 Chymus
Cr2O3- Wdf.
Stärke im Chymus
g uS g TS % g/kg % g g/kg TS
4 0_2 120 18,1 15,4 14,1 40,6 0,556 30,8
4 2_4 31,3 5,19 16,9 14,1 11,7 0,160 30,8
4 4_6 37,2 5,74 15,7 14,1 12,9 0,177 30,8
4 6_8 11,8 1,36 11,8 14,1 3,07 0,042 30,8
151 0_2 80,3 9,04 11,7 9,04 13,1 0,041 4,52
151 2_4 46,0 6,02 13,6 9,04 8,70 0,027 4,52
151 4_6 57,0 7,25 13,2 9,04 10,5 0,033 4,52
151 6_8 2,7 0,298 11,3 9,04 0,431 0,001 4,52
147 0_2 102 17,9 18,1 10,8 31,0 0,240 13,4
147 2_4 50,9 7,98 16,2 10,8 13,8 0,107 13,4
147 4_6 0,0 0,00 0,00 10,8 0,00 0,00 0,00
147 6_8 44,7 6,40 14,8 10,8 11,1 0,086 13,4
114 0_2 69,4 7,80 11,7 9,07 11,3 0,070 8,97
114 2_4 90,5 13,8 15,8 9,06 19,9 0,123 8,96
114 4_6 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00
114 6_8 84,5 12,4 15,4 11,0 21,8 0,451 36,3
Anhang
212
Anhang 50: Masse (g uS und g TS), TS-Gehalt (%), Chromoxid-Wiederfindung (%) sowie Chromoxid-und Stärkeanflutung (g/kg) nach Einsatz der Testmahlzeit rAM bei den K-Tieren
Tier Intervall Chymusmenge
TS- Gehalt
Cr2O3 Chymus
Cr2O3- Wdf.
Stärke im Chymus
g uS g TS % g/kg % g g/kg TS
151 0_2 199 20,9 10,8 3,20 10,7 0,070 3,36
151 2_4 30,9 2,85 9,53 3,20 1,46 0,010 3,36
151 4_6 93,3 7,25 8,15 8,39 9,73 0,083 11,4
151 6_8 76,6 0,00 7,20 0,00 0,00 0,00 0,00
147 0_2 136 14,8 11,1 2,14 5,07 0,229 15,5
147 2_4 89,3 11,0 12,7 4,65 8,20 0,172 15,6
147 4_6 61,5 6,31 10,5 2,72 2,75 0,112 17,7
147 6_8 52,8 5,73 11,2 11,3 10,4 0,204 35,7
4 0_2 74,1 6,83 9,46 4,48 4,89 0,274 40,1
4 2_4 54,4 4,70 8,88 4,48 3,37 0,189 40,1
4 4_6 61,8 5,12 8,54 9,71 7,96 0,172 33,6
4 6_8 23,2 2,04 9,06 9,71 3,17 0,068 33,6
114 0_2 68,6 7,06 10,6 1,52 1,71 0,158 22,4
114 2_4 27,6 3,68 13,8 4,50 2,65 0,107 29,1
114 4_6 114 13,7 12,3 3,36 7,36 0,670 48,9
114 6_8 15,8 1,71 11,4 3,19 0,873 0,074 43,5
Anhang
213
Anhang 51: Masse (g uS und g TS), TS-Gehalt (%), Chromoxid-Wiederfindung (%) sowie Chromoxid-und Stärkeanflutung (g/kg) nach Einsatz der Testmahlzeit rAM bei den PL-Tieren
Tier Intervall Chymusmenge
TS- Gehalt
Cr2O3 Chymus
Cr2O3- Wdf.
Stärke im Chymus
g uS g TS % g/kg % g g/kg TS
149 0_2 305 43,0 14,4 5,83 40,1 2,947 68,6
149 2_4 135 9,04 7,00 2,22 3,21 0,164 18,1
149 4_6 29,4 1,98 7,02 2,22 0,702 0,036 18,1
149 6_8 0,0 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00
144 0_2 221 42,6 19,4 3,63 24,7 1,636 38,4
144 2_4 0,0 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00
144 4_6 88,9 12,6 14,3 3,22 6,48 2,449 195
144 6_8 63,7 13,3 21,0 3,22 6,78 2,58 195
132 0_2 101 18,9 19,7 4,07 12,3 0,824 43,6
132 2_4 53,5 7,70 15,2 4,07 5,01 0,335 43,6
132 4_6 34,7 5,48 17,2 0,870 0,763 0,091 16,5
132 6_8 56,6 9,02 17,3 0,870 1,25 0,149 16,5
96 0_2 225 37,5 16,9 3,96 23,7 1,949 52,0
96 2_4 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00
96 4_6 73,7 13,9 19,3 1,54 3,43 0,817 58,8
96 6_8 25,1 3,42 13,9 1,54 0,843 0,201 58,8
92 0_2 143 19,6 13,9 4,57 14,3 0,898 45,9
92 2_4 61,6 8,88 14,7 0,730 1,04 0,00 0,00
92 4_6 152 17,1 11,6 6,07 16,6 0,00 0,00
92 6_8 112 10,3 9,47 5,27 8,68 0,230 22,3
Anhang
214
Anhang 52: Masse (g uS und g TS), TS-Gehalt (%), Chromoxid-Wiederfindung (%) sowie Chromoxid-und Stärkeanflutung (g/kg) nach Einsatz der Testmahlzeit rKS bei den PL-Tieren
Tier Intervall Chymusmenge
TS- Gehalt
Cr2O3 Chymus
Cr2O3- Wdf.
Stärke im Chymus
g uS g TS % g/kg % g g/kg TS
2 0_2 187 53,2 28,4 3,95 33,6 14,8 278
2 2_4 95,1 20,5 21,5 3,95 13,0 5,7 278
2 4_6 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00
2 6_8 59,2 10,3 17,6 5,88 9,67 3,4 335
96 0_2 225 66,1 29,5 3,21 34,0 21,6 326
96 2_4 26,5 5,33 20,2 3,21 2,74 1,74 326
96 4_6 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00
96 6_8 105 21,0 20,2 4,95 16,6 6,46 308
132 0_2 256 79,9 31,5 3,91 49,9 27,7 347
132 2_4 29,9 7,18 24,4 3,96 4,55 3,57 497
132 4_6 27,5 6,06 22,4 3,96 3,84 3,01 497
132 6_8 42,7 10,1 24,1 3,96 6,43 5,05 497
149 0_2 152 48,7 32,0 4,45 34,7 18,5 379
149 2_4 144 34,9 24,4 3,08 17,2 13,0 371
149 4_6 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00
149 6_8 6,53 1,29 19,9 3,08 0,639 0,481 371
Anhang
215
Anhang 53: Masse (g uS und g TS), TS-Gehalt (%), Chromoxid-Wiederfindung (%) sowie Chromoxid-und Stärkeanflutung (g/kg) nach Einsatz der Testmahlzeit rKS bei den K-Tieren
Tier Intervall Chymusmenge
TS- Gehalt
Cr2O3 Chymus
Cr2O3- Wdf.
Stärke im Chymus
g uS g TS % g/kg % g g/kg TS
151 0_2 139 17,1 12,6 4,11 11,2 2,26 133
151 2_4 33,8 6,11 18,4 7,71 7,54 3,51 574
151 4_6 49,2 9,53 19,7 7,71 11,8 5,47 574
151 6_8 70,3 13,6 19,6 7,71 16,8 7,80 574
114 0_2 159 27,9 17,7 3,19 14,2 6,31 226
114 2_4 48,0 9,63 20,3 6,19 9,54 3,95 410
114 4_6 47,4 8,95 19,1 6,19 8,86 3,67 410
114 6_8 4,98 0,709 14,5 6,19 0,703 0,291 410
147 0_2 130 23,5 18,2 2,27 8,52 2,47 105
147 2_4 42,2 6,12 14,7 6,67 6,53 2,93 479
147 4_6 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00
147 6_8 30,5 6,44 21,3 6,67 6,87 3,09 479
4 0_2 89,3 16,8 19,1 2,13 5,73 2,32 138
4 2_4 51,2 8,71 17,3 2,13 2,97 1,20 138
4 4_6 45,9 13,2 29,2 7,37 15,6 9,31 704
4 6_8 28,5 8,58 30,5 7,37 10,1 6,04 704
Anhang
216
Anhang 54: Masse (g uS und g TS), TS-Gehalt (%), Chromoxid-Wiederfindung (%) sowie Chromoxid-und Stärkeanflutung (g/kg) nach Einsatz der Testmahlzeit rES bei den PL-Tieren
Tier Intervall Chymusmenge
TS- Gehalt
Cr2O3 Chymus
Cr2O3- Wdf.
Stärke im Chymus
g uS g TS % g/kg % g g/kg TS
2 0_2 272 52,1 19,2 5,21 43,4 19,5 374
2 2_4 37,7 5,15 13,8 3,52 2,90 0,828 161
2 4_6 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00
2 6_8 27,2 5,55 20,7 3,52 3,12 0,892 161
3 0_2 201 51,6 25,7 5,67 46,8 17,1 332
3 2_4 105 19,3 18,4 5,67 17,5 6,39 332
3 4_6 129 18,7 14,8 3,79 11,4 4,57 244
3 6_8 16,5 2,55 15,7 3,79 1,55 0,622 244
96 0_2 204 44,6 22,1 5,95 42,5 10,2 228
96 2_4 33,6 5,29 16,1 3,71 3,1 0,856 162
96 4_6 30,8 3,32 11,0 3,71 1,97 0,537 162
96 6_8 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00
132 0_2 200 56,1 28,1 4,23 38,0 14,4 257
132 2_4 64,6 17,3 27,2 5,06 14,0 5,80 334
132 4_6 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00
132 6_8 17,9 3,83 21,7 5,06 0,800 1,28 334
149 0_2 315 88,2 28,1 3,81 53,8 40,0 453
149 2_4 18,6 4,22 22,9 3,14 2,12 0,662 157
149 4_6 20,5 3,68 18,2 3,14 1,85 0,577 157
149 6_8 27,3 4,48 16,6 3,14 2,25 0,702 157
Anhang
217
Anhang 55: Masse (g uS und g TS), TS-Gehalt (%), Chromoxid-Wiederfindung (%) sowie Chromoxid-und Stärkeanflutung (g/kg) nach Einsatz der Testmahlzeit rES bei den K-Tieren
Tier Intervall Chymusmenge
TS- Gehalt
Cr2O3 Chymus
Cr2O3- Wdf.
Stärke im Chymus
g uS g TS % g/kg % g g/kg TS
4 0_2 98,3 17,5 17,9 5,24 14,6 0,326 18,7
4 2_4 47,7 8,08 17,1 9,70 12,5 0,764 94,5
4 4_6 45,4 6,23 13,9 9,70 9,67 0,589 94,5
4 6_8 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00
114 0_2 140 16,4 11,9 6,59 17,2 0,757 46,3
114 2_4 156 21,8 14,0 7,67 26,7 2,368 109
114 4_6 54,7 6,66 12,5 8,83 9,42 1,296 194
114 6_8 42,0 5,12 12,5 6,84 5,61 0,833 163
151 0_2 135 16,9 13,1 4,87 13,2 0,365 21,6
151 2_4 27,0 3,24 12,6 18,4 9,52 0,122 37,7
151 4_6 26,4 2,59 10,3 18,4 7,62 0,098 37,7
151 6_8 36,1 3,15 9,16 18,4 9,27 0,119 37,7
147 0_2 146 22,4 15,5 4,48 16,1 0,543 24,2
147 2_4 0,00 0,00 0,00 21,5 0,00 0,00 0,00
147 4_6 44,5 4,94 11,8 21,5 17,0 0,415 84,0
147 6_8 25,1 1,65 6,97 21,5 5,68 0,139 84,0
Anhang
218
Anhang 56: Masse (g uS und g TS), TS-Gehalt (%), Chromoxid-Wiederfindung (%) sowie Chromoxid-und Stärkeanflutung (g/kg) nach Einsatz der Testmahlzeit MS bei den K-Tieren
Tier Intervall Chymusmenge
TS- Gehalt
Cr2O3 Chymus
Cr2O3- Wdf.
Stärke im Chymus
g uS g TS % g/kg % g g/kg TS
4 0_2 95,3 14,57 15,6 4,92 11,5 0,242 16,6
4 2_4 78,6 11,18 14,5 4,92 8,81 0,186 16,6
4 4_6 53,4 7,47 14,2 18,4 22,0 0,684 91,5
4 6_8 21,2 2,96 14,2 18,4 8,74 0,271 91,5
147 0_2 149 24,91 17,2 2,50 10,0 0,00 0,00
147 2_4 0,00 0,00 0,00 12,1 0,00 0,00 0,00
147 4_6 51,4 8,11 16,3 12,1 15,7 0,174 21,4
147 6_8 55,4 7,08 13,2 12,1 13,7 0,152 21,4
151 0_2 141 15,23 11,2 3,26 7,95 0,120 7,91
151 2_4 55,1 7,36 13,9 3,26 3,84 0,058 7,91
151 4_6 52,7 6,66 13,2 9,24 9,85 0,234 35,1
151 6_8 21,5 1,86 9,02 9,24 2,75 0,065 35,1
114 0_2 114 15,30 13,6 2,38 5,82 0,764 49,9
114 2_4 97,5 15,74 16,4 2,38 5,98 0,786 49,9
114 4_6 57,5 8,87 15,7 10,8 15,3 0,692 78,0
114 6_8 44,7 7,27 16,5 10,8 12,6 0,568 78,0
Anhang
219
Anhang 57: Masse (g uS und g TS), TS-Gehalt (%), Chromoxid-Wiederfindung (%) sowie Chromoxid-und Stärkeanflutung (g/kg) nach Einsatz der Testmahlzeit MS bei den PL-Tieren
Tier Intervall Chymusmenge
TS- Gehalt
Cr2O3 Chymus
Cr2O3- Wdf.
Stärke im Chymus
g uS g TS % g/kg % g g/kg TS
1 0_2 203 47,2 23,2 4,88 36,8 7,12 151
1 2_4 69,6 16,3 23,5 4,88 12,8 2,47 151
1 4_6 46,7 10,0 21,5 5,44 8,73 0,763 76,1
1 6_8 33,7 7,39 21,9 5,44 6,43 0,562 76,1
2 0_2 347 74,9 21,9 5,07 60,7 11,9 159
2 2_4 40,5 6,76 17,0 5,07 5,49 1,08 159
2 4_6 0,00 0,00 0,00 3,47 0,00 0,00 0,00
2 6_8 96,6 14,6 15,6 3,47 8,11 3,30 226
3 0_2 284 61,1 21,9 5,66 55,3 6,33 104
3 2_4 93,7 19,4 21,0 5,66 17,6 2,01 104
3 4_6 35,5 5,14 14,9 5,31 4,37 0,644 125
3 6_8 49,6 8,44 17,5 5,31 7,17 1,06 125
88 0_2 148 32,28 22,3 3,71 19,1 6,15 190
88 2_4 145 31,13 21,9 3,71 18,5 5,93 190
88 4_6 122 26,10 21,7 4,38 18,3 3,74 143
88 6_8 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00
132 0_2 200 54,82 27,5 4,80 42,1 5,66 103
132 2_4 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00
132 4_6 30,2 5,87 19,7 4,90 4,60 1,134 193
132 6_8 73,5 15,66 21,7 4,90 12,3 3,02 193
147 0_2 149 24,91 17,2 2,50 10,0 0,00 0,00
147 2_4 0,00 0,00 0,0 12,1 0,00 0,00 0,00
149 0_2 200 40,25 20,5 4,27 27,5 6,06 151
149 2_4 138 31,41 23,1 4,27 21,5 4,73 151
149 4_6 29,9 4,62 15,9 5,65 4,17 0,556 120
149 6_8 65,5 12,20 19,2 5,65 11,0 1,47 120
Anhang
220
Anhang 58: Masse (g uS und g TS), TS-Gehalt (%), Chromoxid-Wiederfindung (%) sowie Chromoxid-und Stärkeanflutung (g/kg) nach Einsatz der Testmahlzeit rAM (212 g) bei den PL-Tieren
Tier Intervall Chymusmenge
TS- Gehalt
Cr2O3 Chymus
Cr2O3- Wdf.
Stärke im Chymus
g uS g TS % g/kg % g g/kg TS
96 0_2 199 21,65 11,3 3,75 13,0 1,37 63,1
96 2_4 50,5 4,44 9,05 3,92 2,79 0,585 132
96 4_6 78,4 8,54 11,2 3,92 5,36 1,13 132
96 6_8 58,3 5,69 10,0 3,92 3,57 0,750 132
144 0_2 414 62,3 15,5 3,91 39,0 8,19 131
144 2_4 83,4 7,99 9,83 3,91 5,00 1,05 131
144 4_6 149 20,0 13,8 2,57 8,21 2,80 139
144 6_8 93,9 15,0 16,3 2,57 6,14 2,07 139
149 0_2 403 42,6 10,9 3,62 24,7 2,30 54,0
149 2_4 372 40,3 11,1 3,55 22,9 4,57 113
149 4_6 126 10,3 8,34 3,55 5,86 1,17 113
149 6_8 62,6 6,86 11,2 3,55 3,90 0,778 113
Anhang 59: Masse (g uS und gTS), TS-Gehalt (%); Chromoxid-Wiederfindung (%), sowie Chromoxid-und Stärkeanflutung (g/kg) nach Einsatz der Testmahlzeit rAM (212 g) bei den K-Tieren
Tier Intervall Chymusmenge
TS- Gehalt
Cr2O3 Chymus
Cr2O3- Wdf.
Stärke im Chymus
g uS g TS % g/kg % g g/kg TS
114 0_2 109 8,94 8,54 7,40 10,6 0,355 39,8
114 2_4 39,6 2,66 7,03 7,40 3,15 0,106 39,8
114 4_6 144 11,1 8,01 7,40 13,1 0,440 39,8
114 6_8 51,5 3,62 7,34 7,40 4,29 0,144 39,8
147 0_2 152 11,8 8,16 7,78 14,7 0,323 27,3
147 2_4 68,2 3,83 5,88 7,78 4,77 0,105 27,3
147 4_6 177 11,1 6,55 5,71 10,2 0,101 9,06
147 6_8 74,5 4,53 6,32 5,71 4,14 0,041 9,06
151 0_2 361 22,0 6,39 7,46 26,3 0,501 22,8
151 2_4 180 12,7 7,42 7,46 15,2 0,290 22,8
151 4_6 231 17,4 7,80 3,86 10,8 0,353 20,3
151 6_8 191 21,1 11,4 3,86 13,0 0,427 20,3
Danksagung
221
Danksagung
Professor Dr. Kamphues gilt mein Dank für die Überlassung des vielseitigen Themas, seine
Ratschläge die aus scheinbaren Sackgassen neue Wege werden ließen und besonders für das
Wecken meines Interesses für die Tierernährung über das Studium hinaus.
Ich danke Frau Dr. Mößeler für die fachliche Betreuung und Unterstützung bei der
Anfertigung der Dissertation auch außerhalb ihrer Arbeitszeit.
Besonderer Dank gilt Petra für die geduldige, umfangreiche und gewissenhafte Einarbeitung
und dafür, dass sie mir immer mit vollem persönlichem Einsatz unter die Arme gegriffen hat.
Auch wenn wir nur die halbe Strecke zusammen durchgestanden haben, habe ich das Gefühl,
dass deine Leistung und Unterstützung auch für mehr als die gesamte Strecke ausgereicht
hätte. Dafür liebe Christine, vielen herzlichen Dank.
Aus tiefstem Herzen danke ich meiner Wegbegleiterin Mareike dafür, dass sie mir jederzeit
sowohl Kollegin als auch Freundin war und immer fest an meiner Seite stand, wenn ich sie
brauchte. Neben seiner ausgeprägten Kollegialität danke ich Robert für seine lieben und
aufbauenden Worte zur richtigen Zeit.
Für die uneingeschränkte, geduldige Unterstützung während der gesamten Zeit der
Doktorarbeit und den vielen aufbauenden, motivierenden Gesprächen zu jeder Tages- und
Nachtzeit, bin ich Patrick unendlich dankbar.
Sowohl inner- als auch außerhalb der TiHo war Mirja für mich stets ein Fels in der Brandung,
ob für die Ablenkung im richtigen Moment oder die fachliche Beratung- sie war stets für
mich da, dafür gilt ihr mein ganzer Dank.
Da meine Doktorarbeit aus vielen Zeichen und Zeilen besteht, bin ich dankbar dass Martina,
Patrick und Diana diese mehrfach begutachtet haben, um die kleinen Fehler in Bezug auf die
deutsche Sprache auszumerzen.
Ich danke Bianca, dass sie mich mit ihrem künstlerischem Talent unterstützt hat und für das
gewissenhafte Hüten der Minipigs.
Dem Laborteam des Instituts für Tierernährung danke ich für die Unterstützung in allen
Bereichen.
Herrn Beyerbach danke ich dafür, dass er mich bei der statistischen Auswertung unterstützt
hat.
Danksagung
222
Ohne meine Mitdoktoranden und Freunde hätten in den zwei Jahren meiner Doktorarbeit
viele lustige und auch aufbauende Momente gefehlt, die es mir erst ermöglicht haben diese
Dissertation zu beenden.
