Vorlesung SoSe 2016 “Zellbiologie und Physiologie der … · aus der Membran und enthalten kein Chlorophyll, sondernPhycoerytrin und Phycocyanin. Nur die Core Antennen enhalten

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Vorlesung SoSe 2016

“Zellbiologie und Physiologie der Pflanzen”

Prof. Dr. I. Finkemeier

Prof. Dr. A. von Schaewen

Prof. Dr. J. Kudla

02.05.2016

Licht-Perzeption: „Wie nehmen Pflanzen Licht wahr?“

Pflanzenwachstum

Pflanzen zeigen bei Anzucht im Dunkeln eine andere Morphologie als bei Wachstum im Licht (Beispiel: auskeimende Kartoffelknolle, Spargel)

Frage:

Wie nehmen Pflanzen Licht wahr, wenn sie noch keineChloroplasten haben?

ErdeKnolle Knolle

bleicher,

lang-

gestreckter

Spross und

nicht

entwickelte

Blätter

gestauchte

Sprossachse

und grüne,

voll

entwickelte

Blätter

Skotomorphogenese(Entwicklung im Dunkeln)

Photomorphogenese(Entwicklung im Licht)

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Lichtrezeptoren regulieren die Photomorphogenese

Phytochrom und Cryptochrom

Rezeptoren:Phytochromabsorbiert im roten Spektral-bereich und Cryptochromim blauenSpektralbereich

Die Antworten beider Wege ergänzen sich und überlappenin ihrer Wirkung.

Vorlesung 2016

Abb aus: Buchanan u.a. „Biochemistry & Molecular Biology of Plants“ (Amer. Society of Plant Physiologists, 2000).

Blaulicht Rotlicht

Phyto-chromPhyto-chrom

Crypto-chromCrypto-chrom

EtioplastEtioplast

ChloroplastChloroplast

DET/COPProteine

detde-etiolated

copconstitutive photo-

morphogenesis

Signalkette

Photo-morphogenese

ArabidopsisWildtyp-Pflanzen

ArabidopsisMutanten

PhytochromePhytochrome

Vorlesung 2016


Phytochrom-Aktivität

Entwicklungs-antworten

Samen-keimung

Ergrünung

= Chromoproteine, die im blauen, hell-roten und dunkelroten Spektralbereichcharakt. Absorptionsmaxima zeigen

Phytochrome können in 2 Formen existieren, Pr (red) und Pfr (far red), von denen nur die Pfr-Form physiologische Reaktionen auslösen kann (absorbiert Licht dunkelroter Wellenlänge, 730 nm)

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Phytochrom-Wirkung

Beispiel für einen intrazellulären Rezeptor

Die Koordination von Entwicklungs-antworten erfolgt durch Phytochrom (Licht-Rezeptor im Cytosol) und nachgeschaltete sowie untereinanderverschaltete Signalwege

⇒ der Ca2+/ Calmodulin-Weg interagiert mit dem cGMP-vermittelten Signalweg

Chloroplasten-entwicklung

konvergierende Signalwege

aktivieren Klasse II-

Gene

cGMP

Anthocyan-Biosynthese

aktiviert Klasse I-

Gene

CaM

Ca2+

G-Proteine

Pfr-Form

Pfr730

langsame

Konversion

im Dunkeln

Abbau

dunkelrotes Licht

Pr660

weissesoderhellrotesLicht

Cytosol

Reaktionen, Entwicklungs-programme

Nukleus

Phytochrom

reversibler Photorezeptorim Cytosol

Pr (red)Pfr (far red)

AvS 2003

schematisch

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Phytochrom ist ein Chromoprotein

Struktur

Vorlesung 2016


Chromophor - kovalent an Apoprotein gebunden

TKD = Transmitter-Kinase-Domänen Signal-Weiterleitung

offenkettigesTetrapyrrol Signal-Perzeption

Proteinsequenz (Apoprotein)

Phytochrom ist ein Dimer aus 2 Poly-peptidketten (je ca. 125 kDa).

Jedes Polypeptid trägt ein Chromophor

(kovalent über eine Thioether-Brücke an Cystein-Reste gebunden) = offenkettiges

Tetrapyrrol.

Hellrotes Licht führt zu einer Konfigurationsänderung im Chromophor

(Umklappen einer Doppelbindung zwischen Ring C und D) cis � trans-

Isomerisierung.

Dadurch resultiert eine Konformations-

änderung im Protein-Rückgrat (Pr � Pfr), die multiple Reaktionen auslösen kann.

Phytochrome sind im Cytosol lokalisiert,

wandern aber nach Belichtung in den Zellkern

ein (wurde durch GFP-Fusion gezeigt).

Phytochrom

Licht-vermittelte cis-/trans-Isomerisierung im Chromophor

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PhycobilisomenstrukturDie peripheren Antennen der Cyanobakterien (Phycobilisomen) ragen

aus der Membran und enthalten kein Chlorophyll, sondern Phycoerytrin

und Phycocyanin. Nur die Core Antennen enhalten Chlorophyll a.

Abstammung Die Phytochrom-Chromophore haben Ähnlichkeit mit den Phycobilinen der Phycobilisomen (den Antennen-Komplexen der Cyanobakterien ⇒ s. Photosynthese).

Als offenkettige Tetrapyrrole sind diese ebenfalls durch Thioether-Brücken an Cystein-Reste ihrer Träger-Proteine gebunden.

Bakt. Chromophore: Phycocyanin (PC), Phycoerythrin (PE)

Phytochrome = „Lichtsensoren“

Die starke Homologie zu Phycobilinen (Chromophore in den Lichtsammelkomplexen der Cyanobakterien) verweist auf eine gemeinsame Abstammung der Proteine (Evolution).

Unterschied: Phycobiline dienen nur der Lichtsammlung nicht der Lichtwahrnehmung. Sie zeigen auch keine cis-/trans-Isomerisierung!

Phytochrome bilden eine Gen- bzw. Protein-Familie

Es gibt zwei Unterfamilien (PHY A und PHY B - E), deren Mitglieder unterschiedliche physiologische Funktionen vermitteln, z.B.:

PHY A – Samenkeimung, Ergrünung

PHY B – Schattenvermeidung (z.B. im Laubdach)

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Vorlesung 2016, Abb. aus Taiz/Zeiger „Physiologie der Pflanzen“, Spektrum-Verlag

Biosynthese von Phytochromen

Beteiligung von sowohl Kern- wie Plastiden-Genom

Biosynthese des Tetrapyrrol-

Ringsystems

kovalente Bindung

Reversible Photo-

konversion

Die Phytochrom-Typen unterscheiden sich hinsichtlich ihrer Stabilität und Regulation ihrer aktuellen Proteingehalte („steady state“ = Fließgleichgewicht)

PHY A: Gleichgewicht von Synthese und Abbau erfolgt auf Protein- UND Transkript-Ebene.

PHY B-E: nur geringe Mengen, aber hohe Stabilität von mRNA und Protein. Die Transkription wird durch die eigene Pfr-Form nicht inhibiert.

⇒ Die physiologische Reaktion hängt vom photo-reversiblen Gleichgewicht ab!

PHY A: Gleichgewicht von Synthese und Abbau erfolgt auf Protein- UND Transkript-Ebene.

PHY B-E: nur geringe Mengen, aber hohe Stabilität von mRNA und Protein. Die Transkription wird durch die eigene Pfr-Form nicht inhibiert.

⇒ Die physiologische Reaktion hängt vom photo-reversiblen Gleichgewicht ab!

Vorlesung 2016, Abb. aus Taiz/Zeiger „Physiologie der Pflanzen“, Spektrum-Verlag

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Vorlesung 2016


Phytochrom wird in 26S-Proteasomen abgebaut (nach aktiver Ubiquitinierung im Cytosol)

Zusammenfassung

Phytochrom ist ein Chromoprotein, das Licht-abhängig zwischen zwei isomeren Formen wechseln kann (Pr bzw. Pfr, hell- bzw. dunkelrot absorbierend).

Es besteht aus 2 Polypeptidketten (2 x 125 kDa) mit je einem Chromophor(offenkettiges Tetrapyrrol) in kovalenter Bindung (an je einem Cystein-Rest).

Bei cis-/trans-Isomerisierung (Konfigurationsänderung der Chromophore) ändern die Polypeptidketten ihre Konformation (Proteinphosphorylierung: inaktiv ⇒ aktiv).

Nur die Pfr-Form ist aktiv und kann zelluläre Reaktionen auslösen, d.h. in den Zellkern einwandern und dort genetische Entwicklungsprogramme umsteuern.

Im Licht stellt sich eine best. Pfr-Konzentration aus Neusynthese, Umwandlung und Abbau ein ⇒ Fließgleichgewicht (steady state).

blau rot/dr

Absorptions-spektren

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Phytochromverteilung in einem etiolierten

(dunkel angezogenen) Erbsenkeimling

In Keimlingen findet

man die höchsten

Phytochrom-Mengen in

Geweben mit

ausgeprägten

Entwicklungszunahmen

(also Meristemen).

Wo wirkt Phytochrom hauptsächlich?

Gewebespezifische Expression und Phytochrom-Verteilungsmuster

Ökologisch wichtige Licht-Parameter, die von Phytochrom perzipiert werden:

Neonlicht (z.B. im Labor) 10-15 dämmrig!

-2

DR >> HR

HR > DR

DR > HR

DR > HR

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„very low fluence response“ (VLFR): < 1 µE (0,001 - 1 µmol Quanten m-2 s-1) 300 - 780 nm

(Shinomura et al., 1996)

„low fluence response“ (LFR): 1-100 µE (1 - 100 µmol Quanten m-2 s-1) Red

„high intensity response“ (FR-HIR): > 100 µE (100 - 2000 µmol Quanten m-2 s-1) Far Red

(abhängig von Dauer und Intensität, keine Photoreversion möglich)

Phytochrom-induzierte Reaktionen unterscheiden sich in den Lichtflüssen (Quanten) die sie auslösen (in microEinstein, µE):

Phytochrom - wie wirkt es?

De-Etiolierung

FR-HIR VLFR

FR-HIR VLFR

PhyA PhyB

LFRLFR

FRc RVLF

See Nagy & Davis (2014) Commentary in Plant, Cell & Environment, 37: 2649-2651

Beispiele für Phytochrom gesteuerte Entwicklungsprozesse

• Photoreversibilität (Samenkeimung)

• Messen der Lichtstärke (Lichthemmung des Streckungswachstums)

• Messen der Licht/Dunkel-Periode (Blühinduktion)

• Messen der Beschattung durch höher liegende Blätter(Schattenvermeidung)






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Bei manchen Pflanzen wird die Samenkeimung bereits durch sehr schwaches Licht ausgelöst (VLFR).

Der Effekt ist beliebig oft reversibel (im Minuten-Bereich).

Dabei ist die Qualität des zuletzt

eingestrahlten Lichts entscheidend, d.h. hell- oder dunkelrot (HR = R, DR = FR).

Das gilt in auch für andere photo-morphogenetische Prozesse.

„Aktionsspektren“

(der Phytochrom-Wirkung auf die Samenkeimung)

Samenkeimung:Reversibilität der Photomorphogenese

Vorlesung 2016

Taiz/Zeiger „Physiologie der Pflanzen“, Spektrum-Verlag

Bestrahlung endet jeweils mit hell-rot (HR)

Bestrahlung endet jeweils mit dunkel-rot (FR)

+ -

Reziprozität und „escape time“

MERKE: Photo-reversible Effekte werden bereits von sehr schwachem (VLFR) oder schwachem (LFR) Licht ausgelöst.

Je nach Intensität ist die notwendige Bestrahlungsdauer entsprechend kürzer oder länger.

Diese reziproke Beziehung zwischen Quanten-Flussrate und Dauer der Bestrahlung bezeichnet man als:

„Reziprozitätsgesetz der Photomorphogenese“

Jenseits eines kritischen Zeitpunktes sind diese Prozesse irreversibel.

Man sagt sie „entkommen“ der Photo-Reversion ⇒ „Escape time“

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Licht bedingt Unterschiede in der MORPHOLOGIE (Gestaltbildung)

Arabidopsis-Keimling (im Dunkeln)

Arabidopsis-Keimling (im Licht)

Hypokotyl-

Streckung

Hypokotyl-

Stauchung

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Im Schwachlicht angezogene Keimlinge wachsen stark in die Länge.

MERKE: Licht hemmt das Streckungswachstum

Diese Lichthemmung ist ein FR-HIR-Effekt und damit nicht photo-reversibel.

Neben Phytochromen sind dabei auch Cryptochrome involviert (Blaulicht- und UV-A-Rezeptoren).

Phytochrome

Cryptochrome

3-gipfelig

(380-500 nm)

2-gipfelig

(570-700 nm)1-gipfelig

(340-380 nm)

UV-A Blau

HR DR

Pr = 660 nm

Pfr = 730 nm

PS2 = 680 nm

PS1 = 700 nm











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Photoperiodische Blühkontrolle

Vorlesung 2016, Abb. aus Campbell, Biologie, Spektrum-Verlag

Eine Kurztagpflanze blüht, sobald eine kritische Dunkelperiode überschritten wird.

Eine Langtagpflanze blüht, wenn die Nacht kürzer als die krit. Dunkelperiode ist.

Störlichtversuche haben gezeigt: Pflanzen „messen“ die Länge der Dunkelperiode!

Herbst Frühling

Photo-reversibler Effekt von Bestrahlung mit Hell-Rot (HR) bzw. Dunkel-Rot (DR):

Die Qualität des letzten Lichtpulses ist für die physiologische Antwort entscheidend!

Nachweis der Beteiligung von Phytochrom

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Phytochrom Lichtstärke und Schattenvermeidung

Beschattung stimuliert

Streckungswachtum!

Bei Beschattung durch andere Pflanzen oder darüber liegenden Blätter (z.B. in Baumkronen) kommt fast nur noch dunkelrotes Licht auf der Blattoberfläche an.

PHY B-Antwort ⇒ Streckung von Zellen in Wachstumszonen (involviert Auxine!)

Wieviel Phy liegt in aktiver (Pfr) Form vor?

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CryptochromeBlaulicht-Rezeptoren in Pflanzen (und Tieren!)

Erster Hinweis:„Ausfiltern“ des Blaulicht-Anteils verhindert heliotrope Bewegung von Sonnenblumen (Charles Darwins Kalium-Dichromat Versuch)

Sonnenblume = franz. „Tournesol“

Die Natur des Rezeptors war lange Zeit unbekannt ⇒ Cryptochrom Aktionsspektrum analog zu Flavinen (orange Flavoproteine als Kandidaten)

Bsp. für charakteristische 400 - 500 nm-Antworten:• Phototropismus• Anthocyan- und Carotinoid-Biosynthese• Biologische Uhr ⇒ circadiane Rhythmik („ungefähr ein Tag“), auch in Tieren!

morgens abends

Blaulicht-

Filter

K2Cr2O7

Cryptochrome (CRY)Zeigen Ähnlichkeit zu Photolyasen (DNA-Reparaturenzyme in Bakterien), die Licht-abhängig Thymin-Dimere (Cyclobutan-Ringe) in UV-geschädigter

DNA spalten (Bsp. für eine Redox-Reaktion als Licht-Antwort).

Vorlesung 2016


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Effektor-

Domäne?!

Bakterielle Photolyasen

Chlamydomonas CRY

Arabidopsis CRY

Drosophila CRY

Humanes CRY

keine Photolyase-Aktivität,

wahrscheinlich Interaktion

mit Redoxpartner!

Vorlesung 2016

Abb: Cashmore et al. (1999). Cryptochromes: Blue Light Receptors for Animals and Plants. Science 284: 760-765.

Cryptochrome (CRY) und Photolyasen

Gemeinsame Struktur:

Proteinrückgrat mit zwei Chromophoren:

Pterin FADMTHF

FAD

Redox-

Partnere-

ET

ET = Elektronentransport MTHF = 5,10-methenyltetrahydrofolsäure (Pterin)

Cryptochrome (CRY)Pterine (Flavine) wirken als Lichtsammler VOR dem Elektronentransport zum FAD.

Funktion analog zu den Chlorophyll-Molekülen in den Antennenkomplexen der Photo-systeme (leiten die Anregungsenergie über Resonanzschwingung zum Reaktionszentrum weiter (Photosynthese).

Die C-terminalen Erweiterungen (Unterschied zu bakteriellen Photolyasen) dienen wahrscheinlich der Interaktion mit Redox-Partner(n) bei der Signalweiterleitung.

CRY-Proteine wandern nach Lichtaktivierung (analog zu PHY) in den Zellkern ein.

Mutanten-Analysen zeigen:

Durch Fehlen eines nuklerären Repressors wachsen Arabidopsis hy-Mutanten (für: long

hypocotyl) im Blaulicht genauso wie im Dunkeln (z.B. cry1 oder cry2).

Nach Überexpression von CRY1- oder CRY2-Isoformen reagierten die transgenen Pflanzen daher hypersensitiv auf Blaulicht. Im Fall von CRY1 wurde beobachtet, dass auch die lokalePathogenresistanz verbessert war: Wu & Yang (2010), Mol Plant 3, 539-548.

Unterschied: Cry2 ist wesentlich instabiler als Cry1. Diese Photolabilität >5 µE deutet auf eine spezielle Funktion im Schwachlicht hin!

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Cryptochrome (Cry) und Phytochrome (Phy) haben überlappende Wirkspektren

Folgende „Blaulichtantworten“werden gemeinsam von:5 Phytochromen (PhyA, B-E) und2 Cryptochromen (Cry1 & Cry2) vermittelt:• Hemmung der Hypokotylstreckung (im Licht)• Stimulierung der Anthocyan-Biosynthese• Blühinduktion (Messen der Photoperiode) • Circadiane Rhythmik („free running“ = 23-25 h)

Phy könnten als Ser/Thr-Kinase möglicherweise Cry phosphorylieren.

Speziell: PhototropismusAnalysen mit cry1 cry2-Doppelmutanten deuteten an, dass noch andere Rezeptoren Blaulicht-Antworten vermitteln.

Dies führte zur Entdeckung des ersten Membran-assoziierten Blaulicht-Rezeptors Nph1 (non-

phototropic hypocotyl) und der Phototropine (Phot1, Phot2), welche Flavin als prosthetischeGruppe enthalten.

N C

Phot1(Nph1)(<1 µmol m-2 s-1)

Phototropine sind keine integralen Membranproteine,

aber Membran-assoziiert, d.h. sie werden (post-

translational) mittels Fettsäuren N-terminal verankert!

(⇒ Sekretorisches System, PM, Chloroplast)

FMN FMN Kinase

Phototropine - Struktur, Interaktion und Funktion

Signal output:Autophosphorylierung (bis zu 8x) ATP

Ser-PCys-S

Phot2 (Npl1)(>1 µmol m-2 s-1)

Rpt2Nph3Interaktionspartner wirken unterstützend:Phot1 mit Nph3 (bei niedriger) bzw. Phot2 mit Rpt2 (bei hoher) Licht-Intensität

Phot3 (= Nph3)

N C

LOV = Light, Oxygen, VoltageFMN = Flavin-Mono-Nukleotid

FMN FMN

LOV1 LOV2

Kinase

Kong et al. (2013) A Carboxy-Terminal Membrane Association Domain of Phototropin 2 Is Necessary for Chloroplast Movement. Plant Cell Physiol. 54(1): 57-68.

Kong et al. (2013) Both phototropin 1 and 2 localise on the chloroplast outer membrane with distinct localisation activity. Plant Cell Physiol. 54(1): 80-92.

Phot dependent E3 UQ-Ligase

Phot response signal transducer

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BLUE-LIGHT SENSING BY THE LOV DOMAIN (Light, Oxygen, Voltage)

LOV domains were first identified in a small family of plant blue-light receptor kinases known as phototropins (Huala et al., 1997; Christie et al., 1998; 1999). Phototropins (Phot1 and Phot2) regulate a variety of processes in plants that collectively serve to optimize photosynthetic efficiency and promote plant growth under weak light conditions (Takemiya et al., 2005; de Carbonnel et al., 2010). These include phototropism (Sakai et al., 2001), stomatal opening (Kinoshita et al., 2001), light-induced chloroplast movements (Kagawa et al., 2001), as well as leaf expansion and movement (Kagawa et al., 2001; Sakamoto and Briggs, 2002; Inoue et al., 2008). The primary amino acid structure of phototropins can be separated into two parts: an N-terminal photo-sensory input region coupled to a C-terminal effector domain containing a canonical serine/threonine kinase motif (Figure 2). The N-terminal region comprises two LOV domains (LOV1 and LOV2), each of which binds one molecule of flavin mononucleotide (FMN) as a blue-light-absorbing chromophore. LOV domains are a subset of the Per-ARNT-Sim (PAS) superfamily (Taylor and Zhulin, 1999) and exhibit sequence homology to motifs found in eukaryotic and prokaryotic proteins involved in sensing Light, Oxygen, or Voltage, hence the acronym LOV (Huala et al., 1997; Crosson et al., 2003).

From: Christie et al. (2012), Molecular Plant, 3: 533–544

Phytochrom kann die phototrope Reaktionsfähigkeit erhöhen, ohne selbst phototrop wirksam zu sein.

Der wachsende Spross reagiert i. d. R. positiv, die Wurzel (wenn überhaupt) negativ phototrop.

Daneben gibt es den Dia-Phototropismus, d.h. Blätter orientieren sich quer zum Licht (bei starker Strahlung u. U. sogar senkrechte Orientierung - mit dem Licht).

Wirkungsspektrum für die phototrope Reaktion des Lucerne-Hypokotyls (im UV- und Blaulicht)

UV-A340-420 nm

Blau420-480 nm

PhototropismusBlaulicht-vermittelte Änderung des Wachstums von Organflanken (in Streckungszonen von Spross und Wurzel).

UV-B280-340 nm

UV-C100-280 nm

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UV-B RezeptorenNeben Blaulicht- und UV-A-Rezeptoren (absorbieren bei 340 bis 380 nm) gibt es noch UV-B Rezeptoren, die den Bereich von 280-320 nm wahrnehmen können (d.h. sehr kurze Wellenlängen). Lange vermutetes Chromophor: Carotinoide

NEIN - Trp-vermittelter Dimer-Monomer-Übergang (UV-B sensitive Salzbrücke!)

Sie induzieren z.B. die Biosynthese von Schutz-Pigmenten (Anthocyane) mit rot-violetter Färbung. Diese wasserlöslichen Phenylpropan-Derivate (Flavonoide - werden im pflanzlichen Sekundärmetabolismus gebildet), akkumulieren in den Vakuolen von Epidermis-Zellen und schirmen das darunter liegende Mesophyll-Gewebe gegen schädliche UV-B Strahlen ab.

Lichtstress führt auch zu einer rot-violetten Färbung von Blättern und Stängeln (vgl. Keimlinge vor Ergrünung).

Plant UVR8 photoreceptor senses UV-B by Tryptophan-mediated disruption of cross-dimer salt bridges

John M. Christie,1,2 Andrew S. Arvai,2 Katherine J. Baxter,1* Monika Heilmann,1* Ashley J. Pratt,2

Andrew O’Hara,1 Sharon M. Kelly,1 Michael Hothorn,3† Brian O. Smith,1 Kenichi Hitomi,2,4,5

Gareth I. Jenkins,1‡ Elizabeth D. Getzoff2‡

The recently identified plant photoreceptor UVR8 (UV RESISTANCE LOCUS 8) triggers regulatory changes in gene expression in response to ultraviolet-B (UV-B) light through an unknown mechanism. Here, crystallographic and solution structures of the UVR8 homodimer, together with mutagenesis and far-UV circular dichroism spectroscopy, reveal its mechanisms for UV-B perception and signal transduction. β-propeller subunits form a remarkable, tryptophan-dominated dimer interface, stitched together by a complex salt-bridge network. Salt-bridging arginines flank the excitonically coupled cross-dimer tryptophan “pyramid” responsible forUV-B sensing. Photoreception reversibly disrupts salt bridges, triggering dimer dissociation and signal initiation. Mutation of a single tryptophan to phenylalanine re-tunes the photoreceptor to detect UV-C wavelengths. Our analyses establish how UVR8 functions as a photoreceptor without

a prosthetic chromophore to promote plant development and survival in sunlight.

Tryptophan, Trp = W

Homo-dimer

Alle Abbildungen aus: Christie et al. (2012) Science, March 23, Vol. 335, 1492-1496

Dimer

(inactive)

Monomer

(active)

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COP- und DET-Proteine wirken als Repressoren photomorphogener Reaktionen

Blaulicht Rotlicht

Etioplast

Chloroplast

DET/COPProteineSignalkette

Photo-morphogeneseLicht

Dunkel

Vorlesung 2016

Abb aus: Buchanan et al. „Biochemistry & MolecularBiology ofPlants“ (ASPP)

detde-etiolated

copconstitutive photo-

morphogenesis

ArabidopsisWildtyp-Pflanzen

ArabidopsisMutanten

Phyto-chromPhyto-chrom

Crypto-chromCrypto-chrom

COP1COP1COP1COP1 Licht-regulierte GeneLicht-regulierte Gene

Dunkel

Licht

ZellkernCytosol

Modell der COP1-Wirkung (invers zu PHY und CRY)

COP1 inhibiert die Gen-Expression

UVR8UVR8

Cry2Cry2 P

PP

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Figure 3.A Molecular Model of the Arabidopsis thaliana Circadian Oscillator.

Genes are indicated by solid boxes with the gene names indicated at the left. Proteins are indicated by oval and oblong shapes, with the protein name indicated within the shape. Transcription and translation are indicated by dashed lines. Protein activity is indicated with solid lines, with lines ending in arrowheads indicating positive action and lines ending in perpen-dicular dashes indicating negative action. The core CCA1/LHY/TOC1 feedback loop is highlighted in green with thick lines and closed shapes.

Phosphorylation of LHY and CCA1 by CK2 is indicated with circled Ps. Shaded area indicates activities peaking in the subjective night, and white area indicates activities peaking during the subjective day.

From: McClung (2006). Plant circadian rhythms. Plant Cell 18: 792–803.

Circadiane Rhythmen & biologische Uhr

Light-regulated degradation of key factors in the regulation of the circadian clock and photoperiodic flowering by ZTL/FKF1/LKP2

From: Noriyuki Suetsugu, and Masamitsu Wada Plant Cell Physiol 2013;54:8-23

Figures are constructed based on previous studies (Yu et al.

2008, Ito et al. 2012, Song et al. 2012). For clarity, the adaptor

function of ELF3 in the GI–COP1 interaction (Yu et al. 2008), the

role of HSP90 in ZTL stabilization (Kim et al. 2011) and minor

functions of FKF1/LKP2 or ZTL/LKP2 in the regulation of the

circadian clock or photoperiodic flowering, respectively

(Fornara et al. 2009, Baudry et al. 2010), are omitted.

A) Blue light regulation of TOC1 and PRR5 degradation by ZTL.

In darkness, cryptochromes (crys) cannot inhibit COP1-

mediated ubiquitin ligation (white ovals) and the sub-

sequent degradation by the 26S proteasome (not shown)

of GI, resulting in low levels of GI. Furthermore, the ZTL

LOV–GI interaction is weak in darkness. Consequently,

TOC1 and PRR5 strongly interact with the ZTL LOV domain

and are subsequently degraded through ZTL-mediated

ubiquitin ligation. Under blue light, crys inhibit COP1-

mediated GI degradation, resulting in the accumulation of

GI. Blue light enhances ZTL–GI interaction via the ZTL LOV

domain, and thus the interaction of TOC1 or PRR5 with the

ZTL LOV domain is suppressed. Consequently, TOC1 and

PRR5 accumulate in the light.

B) Multistep regulation by blue light in FKF1-mediated

regulation of photoperiodic flowering. (1) cry increases GI

abundance by suppressing COP1 (circle number 1 in Fig.

4B). (2) Blue light enhances FKF1–GI interaction via the

FKF1 LOV domain (circle number 2 in Fig. 4B). FKF1 also

interacts with CDFs, the negative regulators of CO and FT

transcription, via the Kelch repeats (green) and promote

the ubiquitin-mediated degradation of CDFs. (3) Blue light

enhances the interaction of CO with the FKF1 LOV domain

and stabilizes CO proteins (circle number 3 in Fig. 4B),

resulting in the activation of FT transcription.

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From: Current Topics in Developmental Biology - Plant Development

Chapter Two – Light-Regulated Plant Growth and Development

Kami C, Lorrain S, Hornitschek P, and Fankhauser C (2010) 91, 29–66

Figure 2.2. Primary light reactions in the different classes of plant photoreceptors. Arabidopsis has five phytochrome-encoding genes (PHYA–E), three cryptochrome

genes (CRY1-3), two phototropin genes (PHOT1 and PHOT2), and three Zeitlupe family genes (ZTL, FKF1, LKP2). The protein domain organization of the different photo-

receptors is schematized with the position of chromophore attachment marked with an arrowhead. Phytochromes have an N-terminal extension of unknown fold (NT)

followed by a PAS (Per, ARNT, Sim) domain, a GAF (cGMP phosphodiesterase/adenyl cyclase/FhlA) domain that binds the chromophore, a PHY domain (related to PAS

domains), and a C-terminus that is composed of two PAS domains and a histidine-kinase-related domain (HKRD). Cryptochromes have a photolyase homology region

(PHR) and a C-terminus of unknown structure (CT). Phototropins are composed of two LOV (light, oxygen, voltage) domains in their N-terminus (LOV1 and LOV2) and a

Ser/Thr protein kinase domain (KD). Members of the ZTL family have an N-terminal LOV domain, an F-box, and KELCH repeats. Phytochromes have phytochromobilin

(PΦB) as a chromophore that is covalently bound to an invariant Cys residue in a GAF domain and photoreversibly switches between the Pr and the Pfr conformers upon

isomerization of a double bond between the (A) and (B) rings of the tetrapyrrol. Cryptochromes have two chromophores; flavin adenine nucleotide (FAD) and a pterin

acting as an antenna pigment. The light reactions from FAD to flavin adenine dinucleotide (FADH-) or neutral radical form of FADH (FADH*) are depicted on the figure

(adapted from Bouly et al. (2007)). Phototropins use flavin mononucleotide (FMN) as a chromophore. In darkness, each of the LOV domains noncovalently binds to

FMN. After absorbing UV-A/blue light, an invariant Cys in the LOV domain covalently binds to FMN. This activated state rapidly returns to the dark state. Zeitlupe family

light sensors also have a LOV photosensory domain. In contrast to the phototropins, these LOV domains remain in the light-activated state for a long time (hours).

Fig. 5. The clock-controlled variation in CO mRNA levels is depicted with black curves, and CO protein is represented by red spheres (intact protein), or red split spheres (degraded protein). In short days CO mRNA is mainly expressed in darkness, and the resulting protein is degraded partly through the action of SPA1, 3, and 4. The protein produced in the morning is also degraded, a process that is dependent of active PhyB. In long days, the repression of CO mRNA by CDF1 is released through the action of FKF1 and GI, resulting in an elevated CO expression in the afternoon. The translated CO protein is stabilized in light through the action of PhyA and Cry2. It has been hypothesized that the stable CO protein forms a complex with HAP (haem activator protein) that binds to the FT promoter. The FT protein is transported through the phloem to the SAM (shoot apical meristem) to induce flowering. Genes controlled by the circadian clock are indicated by a clock symbol.

FROM: Lagercrantz (2009). „At the end of the day: A common molecular mechanism for photoperiod responses in plants?“ J. Exp. Botany, 60: 2501–2515.

CONSTANS wird auf mRNA- und Protein-Ebene reguliert (eine molekulare Erklärung für das external coincidence Modell in Arabidopsis)

Constans (CO) als Schlüsselfaktor der photoperiodischen Wahrnehmung.

CO-Expression wird durch die circadiane Uhr gesteuert und zeigt im Kurztag diurnale Spitzen während der Nacht. Aber: Im Dunkeln wird das CO-Protein per-manent degradiert! Seine Funktion bleibt nur erhalten, wenn CO-mRNA vor Anbruch

der Dunkelheit vorliegt (Fig. 5).

Dies ist im Langtag der Fall, wenn die Lichtperiode mit dem Maximum der CO-mRNA-Expression zusammenfällt.(unterstützend wirkt, dass CO-mRNA im Langtag breitere Maxima aufweist). Das wiederum resultiert aus der Aktivität von FLAVIN-BINDING, KELCH REPEAT, F-BOX Protein (FKF1), das nachmittags (via PhyA, Cry2) hilft die Degradation von CO zu hemmen.

Als Resultat akkumuliert das CO-Protein nur im Langtag und kann (zusammen mit HAP?) die Transkription von FLOWERING LOCUS T (FT) aktivieren ⇒ Blüh-induktion. Das FT-Protein wird aus den Blättern zum „shoot apikal meristem“ (SAM) transportiert, wo es Blütenbildung auslöst.

CO protein

degraded

CO protein

stabilized

23

Beispiel: Starke Vernetzung von Licht- und Hormon-Antworten

From:

ANNUAL REVIEWS - Genetics

Figure 2 Schematic summary of brassinosteroid (BR) regulation of the light-signaling

network. The diagram shows signal transduction pathways linking photoreceptors to

transcription factors and developmental responses. Arrows and bar-ended lines

represent activation and inhibition, respectively. Light-signaling components encoded

by BRBTs are in bold. The BR-activated and BR-repressed genes are in red and blue,

respectively. PIF1, PIF4, and HY5 share common target genes with BZR1 and are

marked by a yellow background. BR promotion of seed germination is likely mediated

by repression of SPATULA (SPT ), which encodes a bHLH factor that represses seed

germination and cotyledon expansion (57, 99), and by coregulation of common target

genes with PIL5/PIF1 (95, 113). BR inhibition of seedling photomorphogenesis is

correlated with BZR1 repression of the B-box factor BZS1 (24), two subfamilies of

GATA factors (GATA2/GATA4, and GNC/GNL) (86, 105), two HLH factors (HFR1 and

PAR1) (23, 41), and GLK1 and GLK2 (26), as well as BR activation of MYC2 (29), GBF2,

and GBF3 (56), the PACLOBUTRAZOL RESISTANT (PRE) family of HLH factors (150),

and OBP3 (56, 136). Abbreviation: TF, transcription factor.

Zusammenfassung

Licht wird von Pflanzen durch verschiedene Rezeptoren wahrgenommen(sogenannte Photorezeptoren):

Phytochrome (Phy A, Phy B-E)Cryptochrome (Cry, Nph, Phot)UV-A, UV-B

• Signalkaskaden (die untereinander vernetzt sein können) leiten die Licht-induzierten Signale in den Zellkern weiter.

• Dort kommt es zu einer Umsteuerung des genetischen Programms (Transkription + Translation ⇒ Expressionsänderungen).

• Diese können wiederum mit Mechanismen auf anderen Regulations-ebenen verschaltet sein, via circadiane Regelkreise, Protein-Degradation (z.B. von Constans, clock Proteinen oder andere Repressoren).

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Vorlesung SoSe 2016 “Zellbiologie und Physiologie der … · aus der Membran und enthalten kein Chlorophyll, sondernPhycoerytrin und Phycocyanin. Nur die Core Antennen enhalten