Zikaden (A uchenorrhyncha)

in Oberbayern (Kendlmühlfilzn) und

Niederbayern

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Erste Staatsprüfung für das Lehramt an Gymnasien in Bayern

Prüfungstermin: Mihi ah c ¿OM (z.B. Frühjahr 1994) <J

Prüfungsort: München

Prüfungsteilnehmer(in):

Familienname: p r L ? v s i t c m

Vorname: 1/olh r l O / / / A «/rtAÄ / /

Thema: iema: ¿ l U a c k n ( A u r h a r m rrbuns hn V,n Abn kauft r>

Fach: " K o / o c y C S r TrcJ. TV. M/yüs s^hön, (2fr

Einsichtnahme durch Dritte gestattet. *) •) Bitte s t r e i c h e n , falls m i t Einsichtnahme durch D r i t t e nicht e i n v e r s t a n d e n .

Dozent(in)

INHALTSVERZEICHNIS

1. Einleitung 1

2. Einführung zur untersuchten Insektengruppe

2.1. Was sind Zikaden? 2

2.2. Lebensräume 3

2.3. Entwicklung und Lebenszyklus 4

2.4. Ernährung 5

2.5. Ökologische Bedeutung 6

2.6. Gesang 8

2.7. Fortbewegung 8

2.8. Bestimmungsmerkmale 9

3. Kendlmühlfilzn 3.1. Beschreibung des Untersuchungsgebietes

3.1.1. Lage 10

3.1.2. Habitate 11

3.2. Methoden 13

3.2.1. Insektensauggerät 13

3.2.2. Kescher 14

3.2.3. Bestimmung und Konservierung 14

3.3. Ergebnisse

3.3.1. Kommentierte Artenliste 15

3.3.2. Vergleich des Fangerfolgs von D-vac/Kescher 24

3.3.2.1. Vergleich der Individuenzahlen ...25

3.3.2.2. Vergleich der Artenzahlen 27

3.3.3. Verlauf aller Zikaden in den Habitaten... 28

3.3.4. Rote Liste 29

3.4. Diskussion 29

4. Niederbayern 31 4.1. Beschreibung der Untersuchungsgebiete 31

4.2. Methoden 32

4.2.1. Kescher ...32

4.2.2. Exhaustor 32

4.3. Ergebnisse 32

4.4. Diskussion 33

5. Dank 35

6. Zusammenfassung 36

7. Quellenverzeichnis 37

8. Anhang Tabelle 1: CICADELLIDAE 39

Tabelle 2: APHROPHORIDAE 41

Tabelle 3: DELPHACIDAE 42

Tabelle 4: CIXIIDAE 44

Tabelle 5: LARVEN 44

Tabelle 6a: D-vac 45

Tabelle 6b: D-vac 46

Tabelle 7a: Kescher 47

Tabelle 7b: Kescher 47

1. Einleitung

Zikaden sind vor allem durch ihren Gesang allgemein bekannt. Wen erinnert es nicht

an Urlaub am Mittelmeer, wenn man den lauten Gesang der bis zu fünf cm großen

Singzikaden hört? Ihr Zirpen bringt es auf der Richtskala auf bis zu 112 Dezibel. In

unseren Breiten allerdings findet man kaum Interesse an Zikaden, was

wahrscheinlich auf ihre geringe Größe (kaum größer als 1 cm, bzw. überwiegend um

5 mm) und den fehlenden Gesang zurückzuführen ist. Zikaden sind daher eine selbst

Biologen und Naturliebhabern oft weitgehend unbekannte Insektengruppe (Holzinger

et al., 2003), obwohl in Mitteleuropa zwischen 700 und 800 Arten leben und sie fast

in allen von Pflanzen besiedelten Lebensräumen anzutreffen sind. Sie konsumieren

einerseits pflanzliche Assimilate und Biomasse, andererseits sind sie selbst wichtige

Nahrungsgrundlage für Räuber und Parasitoide. Dadurch, dass sie hohe

Abundanzen (bis zu 5000 Individuen pro m2) aufweisen, müssen Zikaden als eine

sehr bedeutsame Komponente terrestrischer Tiergemeinschaften betrachtet werden.

Ein extremes Beispiel sind zum Beispiel die Singzikaden in Amerika. Von den sieben

Arten haben vier einen 13-jährigen, und drei Arten einen 17-jährigen Lebenszyklus.

Milliarden Zikaden schlüpfen dann gleichzeitig und entwickeln sich zu

Zikadenplagen, die jedoch lang nicht so dramatisch verlaufen wie die berüchtigten

Heuschreckenplagen (Universität Michigan 2008).

Ziel dieser Zulassungsarbeit an der Zoologischen Staatssammlung München ist es,

einen Einblick in die Großgruppe der Zikaden am Beispiel der im Rahmen einer

Diplomarbeit gesammelten Zikaden aus der Kendlmühlfilzn zu gewinnen (Christian

Wagner, 1999: Die Wiederbesiedelung renaturierter Hochmoorstandorte durch

Gliedertiere (Arthropoda), unter besonderer Berücksichtigung der Wanzen

(Heteroptera), dargestellt am Beispiel der Kendlmühlfilzn (Oberbayern)). Des

Weiteren wurde das wissenschaftliche Arbeiten, wie z.B. das Sammeln, Präparieren,

Mikroskopieren, Bestimmen, Archivieren und Beschriften erlernt.

Die Ergebnisse dieser Arbeit sollen einen Beitrag zur Kenntnis der Faunistik der

Zikaden in Bayern darstellen.

- 1 -

2. Einführung zur untersuchten Insektengruppe

2.1. Was sind Zikaden?

Zikaden (Auchenorrhyncha) sind hemimetabole Insekten, die erstmals im Perm, der

sechsten und jüngsten geochronologischen Periode vor 299 bis 251 Millionen Jahren

auftraten. Sie gehören zu den Schnabelkerfen (Rhynchota = Hemiptera). Die Zikaden

sind pflanzensaugende Insekten, deren Mundwerkzeuge besonders modifiziert sind:

ihr Maxillar- und Labialpalpus am Stechsaugrüssel sind völlig reduziert. Der

Stechsaugrüssel besteht nur aus vier Stechborsten, die vom Labium umschlossen

sind (Holzinger et al., 2003) (siehe Abb. 1).

Abb 1.: a: Ansatzstelle der Antenne; b: Facettenauge; c: Labrum; d: Rostrum (abgewandeltes Labium); e: mandibulare Stechborste; f: maxillare Stechborste (bei e und f wurden die Stechborsten aus dem Rostrum gebildet) http://images.google.de/imgres?imgurl^ ttp://wwwJnra.fr/interne^ =de&start=3&um=1 &tbnid=kOfJvyrRnVbv3M:&tbnh=124&tbnw=124&prev=/images%3Fq%3Dstylets%26um%3D1 %2 6hl%3Dde%26sa%3DG

Innerhalb der Schnabelkerfe gibt es fünf monophyletische Gruppen, die meist als

Unterordnungen zusammengefasst werden: Pflanzenläuse (Sternorrhyncha),

Spitzkopfzikaden (Fulgoromorpha), Rundkopfzikaden (Cicadomorpha), Wanzen

(Heteroptera) und Coleorrhyncha (Biedermann & Niedringhaus 2004).

Fulgoromorpha und Cicadomorpha werden als Auchenorrhyncha zusammengefasst,

aber die genaueren phylogenetischen Beziehungen sind noch unklar,

möglicherweise sind die Auchenorrhyncha nicht monophyletisch (Biedermann &

Niedringhaus 2004).

b

- 2 -

2.2. Lebensräume

Von den weltweit ca. 26.000 Zikadenarten werden 9.000 zu den Fulgoromorpha und

über 17.000 zu den Cicadomorpha gezählt (Biedermann & Niedringhaus 2004). Sie

leben weltweit in allen terrestrischen, mit Pflanzen besiedelten Lebensräumen, von

Salzwiesen, über Hochgebirge hin bis zu den Subtropen.

In Deutschland wurden bisher 623 Zikadenarten nachgewiesen. Erst im Jahre 2006

wurden in Baden-Württemberg zwei neue Arten entdeckt und beschrieben (Bueckle

& Remane 2006).

Fulgoromorpha

Familie Gattungen Arten

Cixiidae 7 20

Delphacidae 51 108

Achilidae 1 2

Dictyopharidae 1 1

Tettigometridae 1 8

Caliscelidae 1 1

Issidae 2 3

Cicadomorpha

Familie Gattungen Arten

Cicadidae 3 3

Cercopidae 2 4

Aphrophoridae 4 13

Membracidae 3 3

Cicadellidae 147 453

Die Artenzahlen innerhalb der verschiedenen Biotopkomplexe Deutschlands

differieren z.T. stark. Vor allem Offenlandbiotope mit artenreicher Grasvegetation

weisen hohe Artenzahlen auf, wohingegen in Salzwiesen und Röhrichten nur wenige

- 3 -

Arten vorkommen (Biedermann & Niedringhaus 2004). Neben dem Vorkommen der

entsprechenden Wirtspflanzen ist auch das Mikroklima und die Vegetationsstruktur

für die Artenverteilung maßgeblich (Wikipedia 1). Als Mikroklima bezeichnet man die

bodennahen Luftschichten bis etwa 2 m Höhe, die von der Bodenreibung des

Windes, Temperaturunterschieden, Pflanzenbewuchs und tektonischen Gegeben-

heiten beeinflusst werden (Wikipedia 2). Die Abundanz der Zikaden beträgt in der

Kraut- und Kronschicht oft 1000 Individuen pro m2 und mehr, aber auch der Boden

und die Streuschicht wird von bestimmten Arten oder bestimmten

Entwicklungsstadien einiger Arten genutzt (Holzinger et al., 2003).

2.3. Entwicklung und Lebenszyklus

Die Eier der Zikaden werden gewöhnlich im Boden oder im Pflanzengewebe

abgelegt. Eine Ausnahme stellen die Familie der Käferzikaden (Tettigometridae) dar,

die wegen ihres reduzierten Eiablageapparats die Eier frei ablegen. Die Entwicklung

der Eier ist abhängig von Photoperiode, Temperatur oder Feuchtigkeit. Dies führt

meist zu einer temporären Entwicklungshemmung, die Dormanz genannt wird

(Wikipedia 3). Die Dauer der Larvalentwicklung kann sehr stark variieren - nicht nur

zwischen verschiedenen Arten (von 7-8 Tagen bis zu mehreren Jahren), sondern

auch innerhalb einer Art (Remane & Wachmann 1993). Die aus den Eiern

schlüpfenden Larven entwickeln sich über fünf Stadien zur adulten Zikade (siehe

Abb. 2). Wie bei allen hemimetabole Insekten ist die Verwandlung während ihrer

Entwicklung unvollkommen.

Abb. 2: Hemimetabole Entwicklung einer Zikade (Cicadellidae) über 5 Larvenstadien (nach Walter 1975)

Wie viele Generationen pro Jahr entstehen ist artspezifisch und hängt zudem noch

von Witterungsverhältnissen und Höhenlagen ab. In Deutschland beheimatete

Zikaden bilden zu zwei Drittel eine, die restlichen Arten zwei Generationen. Einige

wenige Arten schaffen es bei günstigen Verhältnissen sogar zu drei Generationen.

4

Gemessen an der Gesamtdauer des larvalen Lebens ist die Lebensspanne der

erwachsenen Zikaden bei manchen Arten relativ gering. Außerdem sind die

Differenzen in der Adult-Lebensdauer verschiedener Arten verglichen mit der Dauer

ihrer Larvalstadien deutlich geringer. Die Lebensdauer von adulten Zikaden mit

kurzer Larvalentwicklung ist verglichen mit dieser folglich deutlich länger, als die

Lebensdauer von Zikaden mit langer Larvalentwicklung.

Im Normalfall werden adulte Zikaden, auch die überwinternden Arten, nicht älter als

ein Jahr, sondern eher deutlich weniger alt (Remane & Wachmann 1993). Die

meisten Arten überwintern allerdings nicht im adulten Stadium, sondern artspezifisch

entweder als Larve oder Ei (Biedermann & Niedringhaus 2004).

2.4. Ernährung

Zikaden sind im Bezug auf ihre Nahrungsaufnahme hochgradig spezialisiert: sie

erfolgt durch die stechend-saugenden Mundwerkzeuge. Sie sind damit auf flüssige

Nahrung angewiesen. Fast alle Zikaden sind phytophag. Von ein paar wenigen Arten

wird angenommen, dass sie sich von Pilzhyphen ernähren. Blutsaugende Zikaden

gibt es nicht, allerdings kommt es manchmal zu Probestichen durstiger Zikaden auf

schweißfeuchter Haut (Remane & Wachmann 1993).

Als Pflanzensaftsauger besaugen Zikaden unterschiedliche Pflanzenorgane. Es gibt

Arten, die sich entweder auf die Leitungsbahnen, die Zellverbände der Blätter

zwischen den Epidermisschichten (Mesophyll) oder die Wurzeln spezialisiert haben.

Unter den Zikaden, die an den Leitungsbahnen saugen, gibt es solche, die

(ausschließlich?) den im Xylem aufsteigenden Saft trinken und solche, die den

absteigenden des Phloems nützen. Der Saft der Wurzeln dürfte der chemischen

Zusammensetzung des Xylemsaftes entsprechen.

Die Pflanze transportiert in der Xylemflüssigkeit vorwiegend Wasser und

Mineralsalze (im Frühjahr auch Reservestoffe aus der Wurzel) nach oben, im

Phloemsaft dagegen Proteine, Cytoplasmasaft, Phytohormone, Salze und vor allem

synthetisierte Zucker nach unten. Da die chemische Zusammensetzung der Phloem-

bzw. Xylemflüssigkeit sehr unterschiedlich ist und eine relativ unausgewogen

zusammengesetzte Nahrung darstellt, muss die Zikade, um bestimmte Stoffe in

ausreichender Menge zu erhalten, andere Stoffe im Überschuss aufnehmen. Dies

erfordert spezielle Konstruktionen des Verdauungstrakts, zum Beispiel eine

Filterkammer. Diese befähigt vor allem Phloemsauger, überschüssiges Wasser und

- 5 -

Kohlenhydrate bereits im vorderen Darm abzufangen und in den Enddarm zu

befördern. Um nicht in ihrem eigenen klebrigen Kot zu ersticken, spritzen die Zikaden

ihn meistens möglichst weit weg. Doch dieser zuckrige Saft, den man an manchen

Tagen als feinen Sprühregen unter Bäumen zu spüren bekommt, ist durchaus noch

eine begehrenswerte Masse. Nicht nur Ameisen bedienen sich an diesem

Abfallprodukt der Zikaden, indem sie durch bestimmte Kontaktsignale die Zikaden

dazu bringen, den Kot als Tröpfchen austreten zu lassen und nicht zu verspritzen,

sondern auch manche Fliegen und Hautflügler, oder sogar in manchen Gebieten

auch der Mensch zur Zubereitung von "Manna" (Remane & Wachmann 1993).

Bei den Larven der Schaumzikaden (Aphrophoridae) hat der Kot noch eine andere

Funktion. Er wird mit Mucopolysacchariden versetzt und aufgeschäumt (siehe Abb.

3). Somit dient er den Larven als Schutz vor Austrocknung und Feinden.

Abb. 3. Schaumnest einer Aphrophoriden-Iarve (http://www.paros.de/HTMS/Fauna/lnsekten/auchenorrhyncha.htm)

2.5. Ökologische Bedeutung

Zikaden werden recht häufig als Schädlinge von Kulturpflanzen erwähnt und sind

auch wirtschaftlich von Bedeutung, insbesondere als Vektoren von Pflanzenviren und

Mykoplasmosen, sowie durch direkte Besaugung von Leitungsbahnen und

Geweben.

Zum Beispiel weisen ziehharmonikaartig gestauchte junge Blätter an den Spitzen

von Langtrieben der Johannisbeeren auf einen Schaden durch Zikaden hin (siehe

Abb. 4). Diese stechen die Blattrippen an und verursachen dadurch Veränderungen

im Wachstum. Die Schäden sind unbedeutend und haben keine Folgen für das

nächste Jahr.

- 6 -

Abb. 4.: gestauchte junge Blätter einer Johannisbeere http://www.fug-verlag.de/on1947

Abb. 6: Adulte Rhododendronzikade http://www.garnholz.de/Schaden/2ikade.html

Abb. 5: weiße Punktnekrosen an einer Tabakpflanze http://www.raiffeisenmarkt-lindlar.de/tipps/main.htm

Abb. 7: Abgestorbene, vertrocknete und nicht abgefallene Blütenknospe mit einem bis zu 2 mm hohen dunkelhaarigen Pilzrasen. http://www.garnholz.de/Schaden/Zikade.html

Typische Schadbilder z.B. an Arznei- und Gewürzpflanzen sind weiße Flecken auf

der Blattoberseite (siehe Abb. 5). Durch das Anstechen der Pflanzenzellen und

Aussaugen des Blattgewebes (Mesophyll) bilden sich weiße Punktnekrosen, die bei

starkem Befall bis hin zu einer großflächigen Weißfärbung des ganzen Blattes

zusammenfließen können. Zusätzlich kann es zu Wuchsdepressionen und

Missbildungen der jungen Triebe kommen. Die Nekrosen bleiben auch an den

getrockneten Blättern sichtbar. Stark befallene Blattware verliert oft an Farbe und

wird nach der Trocknung bräunlich.

Der Befall der Rhododendren durch die Rhododendronzikade (siehe Abb. 6) ist

vielen Hobbygärtnern ein Dorn im Auge. Er führt zum Ausbleiben oder zur

Verminderung der Blüten. Die Ursache ist eine Pilzinfektion (siehe Abb. 7), die durch

- 7 -

die Eiablage der Rhododendron-Zikade unter den Knospenschuppen von Juli bis

Ende September hervorgerufen wird.

2.6. Gesang

Zikaden besitzen ein ganz spezielles Stimmorgan. Der Aufbau ist ähnlich wie der

einer Blechdose und es klingt auch so, als würde man einen gewölbten, elastisch

biegsamen Deckel einer Blechdose rasch hintereinander eindrücken und wieder

zurückschnellen lassen. So verursachen die Zikaden eine Art trommelndes

Geräusch. Der Gesang ist unterschiedlich je nach Stärke, Wölbung und Dicke des

Klangkörpers (Weber, 1968). Auf diese Weise locken die Zikadenmännchen der

Cicadidae (Singzikaden) ihre Weibchen an.

Da der Gesang hauptsächlich von den Männchen ausgeht, veranlasste dies den

Dichter Xenarchos zu dem wenig höflichen Ausspruch: „Glücklich leben die Zikaden,

denn sie haben stumme Weiber

In Deutschland sind für die Menschen nur die Gesänge der drei Singzikadenarten

hörbar, da die Vibrationssignale anderer Zikaden nicht über die Luft, sondern über

die Pflanzenteile verbreitet werden (Biedermann & Niedringhaus 2004).

2.7. Fortbewegung

Die häufigste Fortbewegungsweise der Zikaden ist das Laufen. Die Beine der

adulten Tiere weisen den insektenüblichen Bau aus Coxa, Trochanter, Femur, Tibia

und drei Tarsengliedern auf, an denen 1 Paar Klauen sitzt. Im Unterschied dazu

besitzen Larven nur zwei Tarsenglieder.

Die Beinpaare übernehmen oft noch weitere Funktionen, z.B. durch die Umwandlung

der Vorderbeine zu Grabbeinen bei den unterirdisch lebenden Larven der

Singzikaden oder speziell umgewandelte Hinterbeine zum Springen. Das Springen

ist eine sehr markante Fortbewegungsweise der meisten Zikaden (Remane &

Wachmann 1993). Neueste Untersuchungen haben gezeigt, dass Zikaden

"Weltmeister im Springen" sind, d.h. dass sie im Verhältnis zu ihrem Körpergewicht

höher springen als Flöhe (Burrows 2003).

Große Distanzen werden durch Fliegen überwunden. Die Stammart aller Zikaden war

mit beiden Flügelpaaren flugfähig. Allerdings unterscheiden sich Vorder- und

Hinterflügel deutlich. Die in Ruhelage dachartig gestellten Vorderflügel sind stärker

skierotisiert als die Hinterflügel, andersartig gefärbt oder gemustert und verdecken

die letzteren. Geflogen wird zum Aufsuchen neuer Nährpflanzen, zur Ausbreitung,

- 8 -

zur Flucht oder zur Aggregation, was zu einem Genaustausch führen kann. Ein Teil

der Zikaden ist flugunfähig, da die Flügel verkürzt oder reduziert sind. Aber bei keiner

Zikadenart fehlen die Vorderflügel völlig.

2.8. Bestimmungsmerkmale

Um Zikaden bis zur Art bestimmen zu können, untersucht man in der Regel zuerst

die äußeren, dann die inneren Bestimmungsmerkmale, die erst nach einer

Präparation sichtbar werden. Für die inneren Bestimmungsmerkmale nimmt man

meist die Männchen und trennt die Hinterleibsspitze (Genitalkapsel) vom Abdomen.

Die Genitalien werden aus der Genitalkapsel herauspräpariert und die einzelnen

Bestandteile wie der Aedeagus und das Konnektiv dann auf Form und Habitus

untersucht. Anhand der Abbildungen und Bestimmungsschlüssel aus dem

hauptsächlich verwendeten Bestimmungsbuch Biedermann & Niedringhaus (2004)

kann die Art ermittelt werden.

- 9 -

3. Kendlmühlfilzn

3.1. Beschreibung des Untersuchungsgebietes

3.1.1. Lage

Die Kendlmühlfilzn ist ein ca. 900 Hektar großes Hochmoorgebiet, das sich vom

Rand der bayerischen Alpen bis zum Chiemsee erstreckt. Im Süden wird es von

Grassau begrenzt, vom Westerbuchberg im Norden. Die Ost-West-Ausdehnung wird

von Mietenkam im Osten und Rottau im Westen begrenzt (siehe Abb. 8).

Die Nord-Süd-Ausdehnung beträgt ca. drei Kilometer, die Ost-West-Ausdehnung im

Süden 3,5 km, im Norden 1 km. Die Höhe ü. NN wird mit ca. 530 m angegeben (Uni

Augsburg 2007).

Der Name "Filze" kommt aus dem Bayerischen und bedeutet Hochmoor. Es gibt

mehrere Möglichkeiten zur Benennung der Filze, z.B. „das Kendlmühlfilzn" oder „die

Kendlmühlfilzn". Die Moore rund um den Chiemsee entstanden vor 15 000 Jahren

nach der Eiszeit. Damals war der Chiemsee noch deutlich größer als heute, aber er

verlandete durch das mitgebrachte Geröll der zufließenden Flüsse immer mehr. Auf

dem neuen Land bildeten sich zuerst Moose - also Flachmoore - und diese wurden

später (vor etwa 5 000 Jahren) dank vieler Niederschläge und dem sauren,

sauerstoffarmen Boden zu Hochmooren (Uni Augsburg 2007). Durch die

unvollständige Zersetzung von abgestorbenen Pflanzen, vor allem Sphagnum

(Torfmoosen), entstand eine bis zu acht Meter hohe Torfschicht. In den vergangenen

Jahrhunderten wurde dieser Torf in erster Linie von Bauern zur Gewinnung von Streu

Abb. 8: Gebiet der Kendlmühlfilzn

- 10-

Abb. 9: Blick auf die Kendlmühlfilzn http://de.wikipedia.org/wiki/Kendlm%C3%BChlfilzn

und Heizmaterial genutzt. Ab Mitte des 19. Jahrhunderts kam es auch zur

industriellen Gewinnung von Torf für die Produktion von Blumenerde. Die Zerstörung

des Moores wurde von Anwohnern und Umweltverbänden mit der Bürgerinitiative

Rettet die Kendlmühlfilzn bekämpft. Nach jahrzehntelangen Auseinandersetzungen

erfolgte 1988 die Einstellung des Frästorfabbaus und am 1. Februar 1992 die

Ausweisung als Naturschutzgebiet. Die Flächen wurden soweit möglich renaturiert.

Hochmoore sind extreme Lebensräume für Pflanzen und Tiere. Der Untergrund ist

sehr sauer, es fehlt an Nährstoffen, nur Wasser ist im Überfluss vorhanden. Aus

diesen drei Gründen kann beispielsweise auf einem Hochmoor kein Wald wachsen.

Nur einige verkrüppelte Kiefern und Birken finden ihr bescheidenes Auskommen. Wo

die Kendlmühlfilzn unberührt geblieben sind, ist dies noch schön zu beobachten.

Lediglich speziell angepasste Moorpflanzen können gut überleben.

3.1.2. Habitate

Die Kendlmühlfilzn lässt sich auf Grund ihrer unterschiedlichen Vegetation und

mehrerer abiotischer Standortfaktoren in sechs Habitate einteilen (Wagner 1999).

CRO: wechselnasse Fläche mit eudominantem Carex rostrata Bestand

(Schnabelsegge) (siehe Abb. 10)

ERB: wechselnasse Fläche mit Eriophorum vaginatum (scheidiges Wollgras) (siehe

Abb. 11) und Birkenjungwuchs (Betula carpatica) (siehe Abb. 12)

CAM: Trockene Fläche mit Calluna vulgaris (Heidekraut) (siehe Abb. 13) und Molinia

caerulea (blaues Pfeifengras) (siehe Abb. 14)

- 11 -

ERI: Wechselnasse Fläche mit Eriphorum vaginatum (scheidigen Wollgras) (siehe

Abb. 11) und offenem Torf

JCS: Dauerüberschwemmte Fläche mit Juncus effusus (Flatterbinse) (siehe Abb.

15), Carex rostrata (Schnabelsegge) (siehe Abb. 10) und Sphagnum-Rasen

(Torfmoose) (siehe. Abb. 16)

HMO: Hochmoorweite mit Bult-Schlenken-Komplex d.h. Reliefstruktur mit erhöhten

Kuppen aus Torf und Torfmoosen (Bülten) und daneben zum Teil wassergefüllte

Vertiefungen (Schienken) und Schnabelried-Ausbildung (Sauergräser) (siehe

Abb. 17)

Abb. 10: Carex rostrata http://www.ruhr-uni-bochum.de/boga/html/Carex_rostrat a_Foto.html

Abb. 11: Eriophorum vaginatum http://de.wikipedia.org/w/index.php ?title=Bild:Eriophorum_vaginatum _LC0042.jpg&filetimestamp=2007 0521165152

Abb. 12: Betula Carpatica http://www.m-klueber.de/f.php?tags=Betula%2Ccarpatica&p age=1 &photo=1522236276

Abb. 13: Calluna vulgaris http://de.wikipedia.org/w/index.php?title=Bild: Calluna_vulgaris_1.jpg&filetimestamp=20050 211031226

Abb. 14: Molinia caerulea http://de.wikipedia.org/wiki/Bild :Molinia.jpg

Abb 15: Juncus Effusus http://de.wikipedia.org/wiki/Bild:Juncu sEftusus.jpg

- 12-

Abb 16: Sphagnum-Rasen Abb. 17: Bult-Schlenken-Komplex http://de.wikipedia.org/wikiATorfmoose http://de.wikipedia.org/wiki/Bult-Schlenken-Komplex

3.2. Methoden

Die Zikaden, die in dieser Arbeit untersucht wurden, hat Christian Wagner im Jahr

1998 in der Kendlmühlfilzn im Rahmen seiner Diplomarbeit mitgesammelt. Für seine

Insektenfänge lag eine artenschutzrechtliche Ausnahmegenehmigung zum Fangen

von Insekten und eine Ausnahme vom Betretungsverbot, ausgestellt durch die

Regierung von Oberbayern, vor. Es werden hier nur die Fangmethoden erläutert, bei

denen tatsächlich auch Zikaden gefangen wurden.

3.2.1. Insektensauggerät (D-vac)

Ein umgebauter Laubsauger erzeugte einen konstanten Einsaugluftstrom, mit

dessen Hilfe über einen beweglichen Schlauch Arthropoden in einem

auswechselbaren Netzbeutel aufgefangen wurden (siehe Abb. 18). Das Saugrohr

hatte einen Durchmesser von elf Zentimeter und laut Ausrüster eine

Ansauggeschwindigkeit von ca. 27 m/s. Der Fangbeutel hatte eine Maschenweite

von 0,2 mm.

Um einheitliche Messergebnisse zu garantieren, wurde über die zu beprobende

Parzelle ein Biozönometer mit einer Grundfläche von 0,8 x 0,8 Meter und einer Höhe

von insgesamt 1,05 Meter gestülpt. Die Auswahl der Parzellen erfolgte innerhalb der

Probefläche nach dem Zufalls- und Ausschlussprinzip. Es wurden an jedem Fangtag

andere Parzellen beprobt; am 18.8.1998 wurde ein neuer Durchgang gestartet.

Es wurden pro Fangtag und Probefläche sechs Saugvorgänge ausgeführt. Ein Fang

bestand aus dem Fangbeutelinhalt, der bei einer Biozönometerposition auf einer

- 13 -

Abb. 18: Modell eines Insektensauggerätes www.rinconvitova.com/d-vac.htm

Protective

Collecting cone (304) Adopter ho .e (306)

Special sampling cone (302)

Collection onit

Abb. 19: Kescher http://www.ehlert-partner.de/Kescher.htm

Parzelle während eines Saugvorgangs von 150 Sekunden eingesaugt wurden. Der

Fang wurde unmittelbar danach einen Plastikbeutel mit Essigsäureethylester

überführt.

3.2.2. Kescher

Zusätzlich zu den Saugproben wurden an drei Tagen auch Kescherfänge

unternommen, um die Fangergebnisse zwischen Kescher und D-vac vergleichen zu

können. Dazu wurde in unmittelbarer Nähe zu der mit dem D-vac beprobten Fläche

9 x 25 Kescherschläge nach folgenden Kriterien durchgeführt: Es wurde ein Kescher

mit 40 cm Durchmesser und einem Feintüll-Fangnetz verwendet.

Der Kescher war an einem 90 cm langen Holzstiel befestigt. Ein Fang bestand aus

25 Kescherschlägen von einem Meter Länge. Pro Probefläche wurden sieben Fänge

getätigt. Nach 25 Kescherschlägen wurde der Inhalt des Netzes in einen

Plastikbeutel, der mit Essigsäureethylester präpariert war, überführt.

3.2.3. Bestimmung und Konservierung

Der Inhalt der Beutel wurde von Christian Wagner im Labor über einer weißen

Unterlage aussortiert. Die Tiere wurden mit Hilfe eines Binokulars (Schott) mit 6-, 16-

und 40-facher Vergrößerung bis zur Ordnung, Unterordnung oder Familie bestimmt.

Die Zikaden wurden in Alkohol gelegt, bis 2008 in der Zoologischen

- 14-

Staatssammlung aufbewahrt und dann für die vorliegende Zulassungsarbeit

verwendet. Bestimmt wurden die Zikaden auf Artniveau mit Hilfe eines Binokulars

(bis zur siebenfachen Vergrößerung). Wenn notwendig, wurde eine Präparation des

Genitalapparats durchgeführt. Eine Bestimmung der Larven erfolgte nicht.

3.3. Ergebnisse

In der vorliegenden Arbeit wurden 3634 Zikaden bestimmt, die an elf Fangtagen in

der Kendlmühlfilzn gefangen wurden. An acht Tagen wurde mit dem Insektensauger

gearbeitet (D-vac) (siehe Anhang Tabelle 6a und 6b) und an den restlichen drei

Tagen wurden Fänge mit dem Kescher durchgeführt (siehe Anhang Tabelle 7a und

7b). Im Anhang Tabelle 1 bis 5 sind die Listen der gefangenen Arten, nach Familien

sortiert, zu finden.

3.3.1. Kommentierte Artenliste

Die Biologie und Ökologie der festgestellten Arten wurden im Folgenden, wenn nicht

anders angegeben, nach Herbert Nickel (2003) diskutiert. Alle Höhenangaben

beziehen sich auf den Meeresspiegel (m ü.M.)

Aphrodes makarovi Zachvatikin, 1984

(Wiesen-Erdzikade)

Die Wiesen-Erdzikade (siehe Abb. 20) ist weit verbreitet und kommt im Flachland bis

zu einer Höhe von 800 m vor. Man findet sie in nassen bis feuchten, sonnigen bis

schattigen Weiden und Wiesen, ebenso aber auch in hohen Grasständen und in

Wäldern von Flachmooren.

Aphrophora alni (Fallen, 1805)

(Erlen-Schaumzikade)

Die Erlen-Schaumzikade (siehe Abb. 21) ist gewöhnlich in der Nähe von Seen,

Tümpeln oder Flüssen an hölzernen Pflanzen finden. Adulte Tiere leben auf Büschen

und Bäumen wie Salix, Alnus, Betula, Prunus spinosa etc. Es handelt sich um eine

ebenfalls sehr weit verbreitete Zikadenart, die bis in Höhen 1500 m vorkommt.

- 15-

Abb. 20: Aphrodes makarovi http://www.gezieferwelt.de/Bilder/zikaden/aph rodes_makarovi0021 .jpg

Abb.21: Aphrophora alni http://popgen.unimaas.nl/~jlindsey/commanster/ Insects/Bugs/SuBugs/Aphrophora.alni.jpg Abb. 22: Aphrophora

major http://de.wikipedia.org/wiki/Alpensch aumzikade

Aphrophora major Uhler, 1896

(Alpen-Schaumzikade)

Die Alpen-Schaumzikade (siehe Abb. 22) kommt in feuchten bis nassen Gegenden,

in denen vereinzelt Bäume und Büsche stehen oder auch an Waldrändern vor. Oft

trifft man sie auch in Flachmooren oder moorigen Wiesen. Adulte Tiere findet man

meist auf Betula und Salix. In Deutschland wurden bisher nur wenige Exemplare

gefunden, davon die meisten in Bayern und Schwaben am Alpenrand in einer Höhe

von 500 bis 1000 m.

Balclutha calamagrostis Ossiannilsson, 1961

(Reitgras-Winterzirpe)

Die Reitgras-Wanderzirpe lebt an verschiedenen Arten von Reitgräsern

(calamagrostis - Arten) und ist in Deutschland weit verbreitet, aber nur durch wenige

Individuen vertreten und oft falsch identifiziert. In Bayern kommt sie bis in Höhen von

800 m vor.

Cicadella viridis (Linnaeus, 1758)

(Binsenschmuckzikade)

Die Binsenschmuckzikaden (siehe Abb. 23 und 24) sind von Juni bis Oktober in

nassen Wiesen (Sumpfwiesen) an Seggen und Binsen zu finden. Sie gelten als eine

recht häufig vorkommende Art und wurden bis in Höhen von 1200 m in den

bayerischen Alpen gefunden.

- 16-

Abb 23: weibliche Cicadella viridis http://www-biol.paisley.ac.uk/bioref/animalia_inverts/cicadella_viridis.html

Abb 24: männliche Cicadella viridis http://www.aramel.free.fr/INSECTES10-6.shtml

Cicadula frontalis (Herrich-Schäffer, 1835)

(Große Seggenzirpe)

Die große Seggenzirpe ist in sonnigen bis mäßig schattigen Gebieten beheimatet.

Außerdem sollte die Gegend feucht oder zumindest manchmal geflutet sein. Häufig

ist sie in Feucht-/Nasswiesen an Uferzonen an hochwüchsigen Carex-Arten

anzutreffen. Sie ist weitverbreitet, kommt im Gegensatz zu den anderen Cicadula-

arten aber nur bis max. 700 m Höhe vor.

Cicadula quadrinotata (Fabricius, 1794)

(Gemeine Seggenzirpe)

Die gemeine Seggenzirpe (siehe Abb. 25) ist von Mai bis September (Ossiannilsson

1983) in moorigen oder oft überfluteten bis mäßig trockenen Gegenden zu finden.

Verschiedene Carex-Arten werden von ihr als Wirtspflanzen genützt. Sie stellt eine

der dominierenden Arten in feuchten Habitaten dar und ist bis in Höhen von 2400 m

zu finden.

Cixius cunicularius (Linnaeus, 1767)

(Busch-Glasflügelzikade)

Die Busch-Glasflügelzikade (siehe Abb. 26) lebt meist in sonnigen Gegenden auf

Bäumen und Hecken, vor allem auf Birken und Ulmen. Sie ist weit verbreitet, wird

aber aufgrund der geringen Populationsdichte nur sehr selten gefunden.

- 17-

Abb. 25: Cicadula quadrinotata (ttp://www.uni-oldenburg.de/moorzikaden/zirpen.html)

Abb. 26: Cixlus cunicularius http://farm4.static.flickr.com/3145/2672885377_18a03 698d1.jpg?v=0

Abb. 27: Brachyptere (kurzflüglige) Conomelus anceps http://www.uni-oldenburg.de/moorzikaden/conomelus_anceps.html

Abb. 28: Makroptere (langflüglige) Conomelus anceps http://www.uni-oldenburg .de/moorzikaden/conomel us_anceps .html

Conomelus anceps (Germar, 1821)

(Gemeine Binsen-Spornzikade)

Die gemeine Binsen-Spornzikade (siehe Abb. 27 und 28) kommt in zeitweise

überschwemmten, sonnigen und mäßig schattigen Gegenden vor. Sie gehört zu den

geläufigen Zikadenarten, ist weit verbreitet und ist häufig an Juncusar\er\ zu finden.

Es gibt innerhalb einer Art, meist sogar innerhalb einer Population, langflügelige

(makroptere) und kurzflügelige (brachyptere) Formen. Die kurzflügeligen Tiere sind

flugunfähig (Uni Oldenburg).

Delphacodes capnodes (Scott, 1870)

(Weißlippen-Spornzikade)

Die Weißlippen-Spornzikade ist im Moor und in Sümpfen mit einzelnen Birken und

Kiefern an Schilfgras zu finden. Sie lebt in Bodennähe oft in Mooserhebungen und

wurde trotzdem sowohl mit D-vac als auch dem Kescher gefangen. Ihre

Wirtspflanzen sind vor allem die Seggen und Wollgräser. Obwohl sie sehr selten

vorkommt, ist sie weit verbreitet, aber nicht höher als 600 m anzutreffen.

- 18-

Abb. 29: Elymana sulphurella Abb. 30: Jassargus sursumflexus http://popgen.unimaas.nl/~jlindsey/commanster/lnsect http://www.uni-s/Bugs/SuBugs/Elymana.sulphurella.html oldenburg.de/moorzikaden/jassargus.html

Elymana sulphurella (Zetterstedt, 1828)

(Schwefel-Graszirpe)

Die Schwefel-Graszirpe (siehe Abb. 29) ist sowohl in feuchten, als auch trockenen

Gebieten auf Viehweiden, an Waldrändern, Wegrändern und sogar an Meeresküsten

zu finden. Sie lebt an verschiedenen Gräsern, wie zum Beispiel Calamagrostis-Arten,

Ho/ci/s-Arten und an Elymus repens. Sie gehört zu den häufig anzutreffenden und

weit verbreiteten Arten.

Euscelis incisus (Kischbaum, 1858)

(Wiesenkleezikade)

Sie ist in eher sonnigen Gebieten zu finden, hauptsächlich auf Wiesen, Viehweiden,

brachen Feldern, an Wegrändern, an Bächen oder auch in Gärten und Parks. Einige

ihrer wichtigsten Wirtspflanzen sind Trifolium-Arten. Die Wiesenkleezikade ist weit

verbreitet und bis in einer Höhe von 1000 m gefunden worden.

Forcipata citrinella (Zetterstedt, 1828)

(Ried-Blattzikade)

Die Ried-Blattzikade kommt in feuchteren, in geringerer Anzahl auch in trockenen

Gegenden vor. Ihre Wirtspflanzen sind langsam wachsende Carex-Arten.

Jassargus sursumflexus (Then, 1902)

(Ried-Spitzkopfzikade)

Die Ried-Spitzkopfzikade (siehe Abb. 30) ist hauptsächlich in sonnigen bis mäßig

schattigen, moorigen Gegenden, an Viehweiden und weiträumigen Wäldern

aufzufinden. Häufig befindet sie sich an Molinia caerulea (blaues Pfeifengras). Sie ist

- 19-

weit verbreitet, kommt aber eher selten vor, mit den größten Beständen in den Alpen

und am Alpenrand.

Limotettix atricapillus (Boheman, 1854)

(Schnabelriedzirpe)

Die Schnabelriedzirpe wurde bisher hauptsächlich in Moorgebieten Nord-

deutschlands, einige wenige aber auch um den Bodensee sowie im bayerischen

Voralpenland gesichtet. In Nordrhein-Westfalen, Sachsen-Anhalt, Hessen,

Thüringen, Rheinland-Pflalz wurde sie noch nicht nachgewiesen (Biedermann &

Niedringhaus 2004). Die Wirtspflanzen sind weitgehend unbekannt.

Macropsis margínate (Herrich-Schäffer, 1836)

(Bunte Maskenzikade)

Die bunte Maskenzikade lebt an Salix purpurea, immer in der Nähe von fließendem

oder stehendem Gewässer. Die Verbreitung in Deutschland ist nicht klar

dokumentiert, aber sie kommt durchaus häufig vor. Sie ist bis in 1300 m Höhe in den

Alpen zu finden.

Macrosteies ossiannilssoni Lindberg, 1954

(Moor-Wanderzirpe)

Die Moor-Wanderzirpe kommt in feuchten, gewöhnlich auch torfigen Gegenden vor.

Hauptsächlich Carex-Arten und Rhynchospora alba stellen ihre Wirtspflanzen dar,

ebenfalls aber auch Juncuns und Gräser. Vereinzelte Exemplare wurden bisweilen

aber auch weit weg von ihren natürlichen Habitaten gefunden. Bodenständige

Populationen existieren weit verstreut unter anderem in Bayern in Höhen bis 1500 m.

Macustus grisescens (Zetterstedt, 1828)

(Maskengraszirpe)

Die Maskengraszirpe kommt sowohl auf Gräsern in torfigen bis feuchten, sonnigen

bis leicht schattigen Gebieten vor, wie auch in hoch gewachsenen Riedgräsern.

Außerdem trifft man sie in Flachmooren, Sümpfen und moorigen Wäldern, sowie auf

Viehweiden, Feldern und offenen Wäldern an. Sämtliche Seggenarten stellen ihre

Wirtspflanzen dar. Die Maskengraszirpe ist in Deutschland weit verbreitet und in den

Alpen bis 1900 m Höhe zu finden.

- 2 0 -

Megamelus notula (Germar, 1830)

(Gemeine Seggen-Spornzikade)

Die gemeine Seggen-Spornzikade (siehe Abb. 31) lebt in hohen Riedgräsern in

gemäßigten Feucht- sowie gelegentlich überfluteten Gebieten. Ihre Wirtspflanzen

sind verschiedene Carex-Arten. In Deutschland ist sie an den geeigneten Standorten

häufig anzutreffen. In den Mittelgebirgen und Alpen findet man sie in Höhen von bis

zu 1500 m.

Muellerianella extrusa (Scott, 1871)

(Pfeifengras-Spornzikade)

Ihr Vorkommen beschränkt sich auf weitgehend feuchte Gegenden, Viehweiden,

sowie Randgebiete von Wäldern und zurückgebildete Moorflächen. Am meisten

verbreitet ist Muellerianella extrusa in den Alpen, im Voralpenland und auch in

Mittelgebirgen. Im Flachland hat die Art zahlenmäßig stark abgenommen, da ihr

Lebensraum durch Abwasser und Überdüngung negativ beeinflusst wurde.

Neophilaenus lineatus (Linnaeus, 1758)

(Gras-Schaumzikade)

Die Gras-Schaumzikade (siehe Abb. 32) ist in sonnigen bis schattigen und feuchten

bis mäßig trockenen Gebieten anzutreffen. Ihre Lebensräume sind hauptsächlich

verschiedene Arten von Mooren, Viehweiden und Wäldern. Besonders Poacea, aber

auch Cyperacea stellen ihre Wirtspflanzen dar. Sie wurde in den Alpen bis in 1800 m

Höhen gefunden.

Abb. 32: Neophilaenus lineatus http://upload.wikimedia.org/wikipedia/commons/thumb/e/e 7/Neolin1 .jpg/800px-Neolin1 .jpg

Abb. 31: Megamelus notula http://www.discoverlife.org/mp/20p?see=LCRB203&res= 640

- 21 -

Neophilaenus campestris (Fallen, 1805)

(Feld-Schaumzikade)

Die Feldschaumzikade lebt in sonnigen und eher trockenen Wiesen. Ihre

Wirtspflanzen sind Poa compressa, Elymus repens, aber zum Teil auch Pinus und

andere hölzerne Pflanzen. In Deutschland ist sie weitverbreitet, aber eher in

wärmeren Gegenden anzutreffen.

Notus flavipennis (Zetterstedt, 1828)

(Gemeine Seggen-Blattzikade)

Notus flavipennis existiert in moderat feuchten bis teilweise überfluteten, auch

sonnigen Gebieten. Hauptsächlich findet man sie jedoch im Flachmoor mit

hochgewachsenen Seggen, außerdem auf vielen Viehweiden, entlang von Bächen

und an Randgebieten von Sumpflandschaften. Wirtspflanzen stellen diverse Carex-

Arten dar. In Deutschland sind sie weit verbreitet und eine der dominanten Arten

vieler Feuchtgebiete.

Oncopsis appendiculata W. Wagner, 1944

(Haken-Maskenzikade)

Die Haken-Maskenzikade lebt auf Betula pendula, selten auf Betula pubescens und

gewöhnlich auf einzeln stehenden Bäumen oder an Waldrändern. Sie kommt häufig

zusammen mit anderen Oncops/s-Arten vor. In Deutschland ist sie weitverbreitet,

aber selten anzutreffen.

Ophiola russeola (Fallen, 1826)

(Zwerg-Heidenzirpe)

Die Zwerg-Heidenzirpe kommt an kleinen Büschen, hauptsächlich an Calluna

vulgaris, Erica carnea, etc., auch an Weiden, in Wäldern, aber genauso an

Gewässern vor. In Deutschland ist sie weit verbreitet und in den Alpen bis zu einer

Höhe von 1200 m anzutreffen.

Philaenus spumarius (Linnaeus, 1758)

(Wiesen-Schaumzikade)

Die Wiesen-Schaumzikaden (siehe Abb. 33) sind in torfigen bis trockenen, sonnigen

bis leicht schattigen Gebieten anzutreffen; ebenso auf Viehweiden, im Flachmoor, in

Wäldern und am Ufer von fließenden und stehenden Gewässern. Der von den

- 2 2 -

http://www.ne.jp/asahi/rhyncha/index/samE/aprdsam.h tml

Abb. 34; Stroggylocephalus agrestis

Abb. 33: Philaenus spumarius http://photo.net/photodb/photo?photo_id=2431185&siz e=lg

Larven produzierte Schaum ist meistens auf Viehweiden und Feldern mit

überwiegend dikotylen Kräutern, wie Silene flos-cuculi, Cirsium arvense, Urtica

dioica, Ranunculus repens, etc. zu finden. Sie treten in Deutschland häufig und weit

gestreut bis zu einer Höhe von 1800 m auf.

Stenocranus fuscovittatus (Stäl, 1858)

(Bunte Spornzikade)

Die bunte Spornzikade ist in leicht feuchten bis teilweise überfluteten, oligotrophen

bis leicht eutrophen Gegenden anzutreffen. Ihre Wirtspflanzen sind verschiedene

Arten von Seggen (Carex-Arten). Sie ist vor allem in Mittel- und Süddeutschland weit

verbreitet, im Norden Deutschlands gibt es nur wenige, verstreute Exemplare.

Stroggylocephalus agrestis (Fallen, 1806)

(Sumpf-Erdzikade)

Die Sumpf-Erdzikade (siehe Abb. 34) ist in Seggen verschiedener Feuchtgebiete

anzutreffen (zum Beispiel: Feuchtbiotope, Moorwälder, Flachmoore). Zugehörige

Wirtspflanzen sind in der Regel hochgewachsene Carex-Arten, aber auch

Bolboschoenus maritimus. In geeigneten Gegenden Deutschlands ist diese Art

häufig vertreten.

-23 -

Stroggylocephalus livens (Zetterstedt, 1840)

(Moor-Erdzikade)

Die Moor-Erdzikade lebt gewöhnlich in Flachmooren, aber auch Birkenmooren; dort

vermutlich an Carex und Eriophorum. Im Gegensatz zur Sumpf-Erdzikade ist diese

Art in Deutschland sehr selten.

Ulopa reticulata (Fabricius, 1794)

(Heidekraut-Zikade)

Die Heidekraut-Zikade ist in leicht trockenen, sonnigen bis leicht schattigen Gebieten

auf sauren Substraten anzutreffen. Meist ist diese Art im Heideland zu finden,

gewöhnlich aber auch in offenen Kiefer- und Eichenwäldern. Ihre Wirtspflanze ist

Calluna vulgaris. Ihre Verbreitung in Deutschland beschränkt sich größtenteils auf die

nordischen Ebenen und entlang des Alpenvorlandes bis in 1300 m Höhe.

Verdanus abdominalis (Fabricius, 1803)

(Schwarzgrüne Graszirpe)

Die Schwarzgrüne Graszirpe kommt in sonnigen, feuchten, gewöhnlich auch leicht

trockenen Gebieten auf Holcus lanatus und anderen Gräsern vor. Sie ist

deutschlandweit verbreitet und vor allem in den nordischen Ebenen, aber auch im

Mittelgebirge und in den Alpen bis 2050 m Höhe anzutreffen.

ZyginßJktmmigera (Geoffroy, 1785)

^Gemeine Feuerzikade)

Die Gemeine Feuerzikade ist auf verschiedenen Waldpflanzen, im Sommer

hauptsächlich auf Rosaceen anzutreffen. Ihre Wirtspflanzen sind meistens Prunus,

Malus, Crataegus und Sorbus. Die Art ist in den Niederungen Deutschlands häufig

anzutreffen, aber auch im Mittelgebirge und in den Alpen vertreten.

3.3.2. Vergleich des Fangerfolgs von D-vac und Kescher

Der D-vac wurde am 12.5., 22.5., 9.6., 22.6., 20.7., 18.8., 23.9. und 17.10 eingesetzt.

Der Kescher am 6.7., 1.9. und 1.10. Um ähnliche Fangbedingungen für eine

Auswertung zu gewährleisten, wurden drei Termine aus der D-vac-Reihe

- 2 4 -

ausgesucht, die möglichst zeitnah zu den drei Kescherfängen liegen. Die Auswahl

fiel auf den 20.7., den 23.9. und den 17.10..

3.3.2.1. Vergleich der Individuenzahlen

700

600

Z 500 CD

1 400 3 | 300

I 200

100

0

Abb. 35

An den für den Vergleich herangezogenen D-vac-Fangtagen wurden insgesamt 987

Individuen, bei den Kescherfängen 1302 Individuen gefangen. Die Abbildung 35 zeigt

die prozentuale Verteilung der Fangergebnisse für die drei Familien inklusive der

Larven, die nicht nach Familien aufgegliedert werden konnten. Die Familie der

Cixiidae wurde auf Grund der geringen Individuenanzahl dabei nicht berücksichtig.

Der Erfassungsgrad von D-vac und Kescher ist innerhalb einer Familie sehr

unterschiedlich. Auffällig ist, dass die Delphacidae und Larven besser mit dem D-vac

gefangen wurden, während die Aphrophoridae und Cicadellidae häufig mit dem

Kescher gefangen wurden. Besonders auffällig ist der Unterschied der gefangenen

Individuen bei den Aphrophoridae.

Die Abbildungen 36 bis 39 zeigen die genauen Fangerfolge innerhalb einer Familie

im Bezug auf Kescher und D-vac-Fänge.

Delphacidae Aphrophoridae Cicadellidae Larven

Familien incl. Larven

- 2 5 -

> O" CT CO 00

K> Ov

Larven

Juli September Oktober

Abb. 39

3.3.2.2. Vergleich der Artenanzahlen

Gattung Art D-vac 1 Kescher Aphrodes makarovi X

Aphrophora alni X

Aphrophora major X X

Balclutha calamagrostis X

Cicadella viridis X X

Cicadula frontalis X X

Cicadula quadrinotata X X

Cixius cunicularius X

Conomelus anceps X X

Delphacodes capnodes X X

Elymana sulphurella X

Euscelis incisus X

Ford pata citrinella X

Jassargus sursumflexus X X

Limotettix atricapillus X

Macropsis margínate X

Macrosteies ossiannilssoni X

Macustus grisescens X

Megamelus notula X X

Muellerianella extrusa X X

Neophilaenus lineatus X X

Neophilaenus campestris X

Notus flavipennis X

Oncopsis appendiculata X

Ophiola russeola X

Philaenus spumarius X

Stenocranus fuscovittatus X X

Stroggylocephalus livens X

Stroggylocephalus agrestis X

Ulopa reticulata X X

Verdanus abdominalis X

Zygina flammigera X

1 Summe 23 21

Abb. 40 - 2 7 -

In dieser Zulassungsarbeit wurden 32 Zikadenarten bestimmt. Mit dem Kescher

wurden 21 Arten, mit dem D-vac 23 Zikadenarten erfasst. Einige Arten wurden

entweder nur mit dem Kescher oder nur mit dem D-vac-Gerät gesammelt (siehe

Abb. 40). Bemerkenswert sind die Arten Limotettix atricapillus und

Stroggylocephalus livens, die jeweils mit D-vac und mit dem Kescher nachgewiesen

worden sind. Beide Arten sind von Bedeutung, da sie auf der Roten Liste verzeichnet

sind (siehe Abb. 42). Um ein möglichst aussagekräftiges und genaues Ergebnis zu

gewährleisten, muss man daher immer beide Methoden anwenden.

3.3.3. Häufigkeit der Zikaden in den Habitaten

Die Anzahl der Zikaden ändert sich über den Jahresverlauf. Die Abbildung 41 zeigt

die Individuenanzahl aller Zikaden (ohne Larven), die mit dem D-vac in den sechs

verschiedenen Habitaten an den 8 Fangtagen gefangen wurden.

Anzahl der gefangenen Individuen in den verschiedenen Biotopen

— • - - ERI

— m - -CRO

JCS

— * - CAM

— HMO

— -ERB

n> \y ¿V

Abb. 41

Die relativ hohe Anzahl an Individuen am ersten Tag der Messreihe im JCS Habitat

am 12.5. kommt aufgrund der hohen Populationsdichte von Macustus grisescens

zustande, die als eine der wenigen Arten schon im April zu adulten Tieren

heranreifen. Im CRO Habitat kommt am 12.5. bereits in großer Anzahl Delphacodes

capnodes vor, denn diese Art überwintert im adulten Zustand. Das auffällige

Maximum am 18.08. im JCS Habitat kommt durch ein massenhaftes Auftreten der Art -28-

Conomelus anceps zustande. Die Art Ulopa reticulata, die ebenfalls als adultes Tier

oder als Nymphe überwintert ist die Ursache für die relativ hohe Individuenzahl am

17.10.1998 im CAM Habitat. Viele andere Arten überwintern als Ei oder Nymphe und

so ist der Rückgang der Individuen in den anderen Habitaten im Herbst zu

begründen.

3.3.4. Rote Liste

Viele Zikaden sind stark gefährdet, weil sie eng an bestimmte seltene Wirtspflanzen

beziehungsweise an bedrohte Habitate gebunden sind. Unter den gesammelten

Zikaden gab es fünf Arten, die vom Aussterben bedroht (1) oder stark gefährdet (2)

sind. Von allen bestimmten Arten stehen 15% auf der Roten Liste (siehe Abb. 42).

Gattung Art Rote-Liste-Status

Aphrophora alpina* 2

Delphacodes capnodes 2

Limnotettix atricapillus 1

Paradelphacodes paludosa 2

Stroggylocephalus livens 2

Abb. 42

* A. alpina = Synonym für A. major

Für eine Art (Oncopsis appendiculata) ist Gefährdung anzunehmen, aber ihre

Häufigkeit und Gefährdung unbekannt. Von der Vorwarnliste sind noch Muellerianella

extrusa, Stenocranus fuscovitattus und Stroggylocephalus agrestis zu nennen. Unter

Berücksichtigung dieser Arten beträgt der Prozentsatz von Rote-Liste-Arten 28%.

3.4. Diskussion

Beim Vergleich von D-vac und Kescherfängen kann man sehen, dass sich vor allem

die Familie der Aphrophoridae im Gegensatz zum Beispiel zu den Delphacidae viel

besser mit dem Kescher fangen lässt. Eine Erklärung dafür könnte sein, dass adulte

Tiere der Aphrophoridae in die Strauch- bzw. sogar Baumschicht aufsteigen

(Wikipedia 4) und somit für den Kescher leichter zu fangen sind, als am Boden

lebende Arten. Da Exemplare der Aphrophoridae - im Vergleich zu den Delphacidae

- in der Regel relativ groß sind, könnte man sich vorstellen, dass sie kräftiger sind

- 2 9 -

und der Saugkraft eines D-vac-Saugers leichter widerstehen, den mechanischen

Kräften mit den Schlägen eines Keschers aber nicht standhalten können.

Aufgrund der Verteilungsverhältnisse von D-vac und Kescherfängen kann man nicht

sagen, dass der D-vac-Sauger grundsätzlich vorteilhafter als der Kescher wäre.

Vielmehr ist der Fangerfolg der verschiedenen Arten unterschiedlich.

Bei den Kescherfängen wurden auch mehr Zikadenarten erfasst als bei den D-vac-

Fängen. Dies scheint auf den ersten Blick verständlich, da im Durchschnitt mehr

Individuen mit dem Kescher gefangen werden konnten als mit dem D-vac, obwohl

dieselbe Fläche verwendet wurde.

Anhand des Diagramms, das über die Anzahl der Zikaden in den sechs

verschiedenen Habitaten an acht verschiedenen Tagen im Jahr Auskunft gibt, kann

man deutlich dicht besiedelte und nicht so stark besiedelte Habitate erkennen. Das

Habitat JCS ist laut Diagramm das am dichtesten besiedelte Habitat. Als nächstes

wäre das ERB Habitat zu nennen, aber dazu sollte man erwähnen, dass ERB zwar

dicht besiedelt ist, aber, wie aus Tabelle 6a und 6b (im Anhang) zu entnehmen, sehr

artenarm. Am dünnsten besiedelt ist das ERI Habitat. Diese wechselnasse Torffläche

bietet den Zikaden als Nahrung fast ausschließlich Eriphorium vaginatum und daher

ist sie spärlich besiedelt. JCS ist das artenreichste Habitat, aber nur mit mäßiger

Individuendichte. Dies lässt sich durch die größte Auswahl an Pflanzen erklären, die

den Zikaden dort zur Verfügung stehen.

Generell ist ein Anstieg aller Zikaden bis zum Hochsommer zu sehen, danach

beginnen die Zahlen wieder zu sinken. Warum in allen Habitaten ein Einbruch im

Juni zu sehen ist, kann nicht geklärt werden. Eventuell könnten feuchte

Wetterbedingungen die Fangquote erniedrigt haben, da die Tiere sich verkrochen

haben.

- 3 0 -

4. Niederbayern

Im Rahmen der Insektenexkursion im SoSe 08 mit Herrn Dr. Schönitzer nach

Kaikenried (im Bayerischen Wald) wurden für diese Zulassungsarbeit zusätzlich

Zikaden gefangen. Das Ziel lag darin, nicht nur tote, in Alkohol konservierte Tiere zu

bearbeiten, sondern sie auch lebendig und in ihrem natürlichen Lebensraum zu

sehen, die Fangmethoden selbst auszuprobieren und die Artenvielfalt der

Arthropoden kennenzulernen. Alle gefangenen und bestimmten Zikaden wurden

genadelt und etikettiert der Zoologischen Staatssammlung übergeben.

4.1. Beschreibung der Untersuchungsgebiete

a) Umgebung von Plattling, Isardamm bei Kleinweichs am 30.06.2008

Der Isardamm (siehe Abb. 43) ist eine naturbelassene, artenreiche, feuchte Wiese.

In direkter Umgebung befindet sich ein Mischwald.

b) Heugstatt/Schareben 1260 m am 01.07.2008

Der Heugstatt ist ein Berg im Bayerischen Wald oberhalb des Ortes Schareben, in

der Nähe von Bodenmais. Unser Untersuchungsgebiet, eine Bergwiese, lag auf ca.

1260 m. In der Vegetation kam die Blaubeere sehr häufig vor.

c) Zachenberg, Kuckuckshöhe am 01.07.2008

Das Untersuchungsgebiet Kuckuckshöhe liegt mitten im Bayerischen Wald in 750 m

Höhe auf 37°94,81,,0/54°33,05MN.

d) Am Bach bei Achslach am 02.07.2008

In direkter Umgebung von Achslach (im Bayerischen Wald) gibt es einen kleinen

Bach namens Perlmuschelbach. Da die Flußperlmuschel (Margeritifera margeritifera)

vom Aussterben bedroht ist, liegen die umliegenden Felder brach und dürfen nicht

bewirtschaftet werden. Das Untersuchungsgebiet bezog sich auf das Bachufer und

die Wiesen um den Bach.

e) Hollerberg, Kaikenried am 02.07.2008

Anhöhe oberhalb des Ortes Kaikenried (im Bayerischen Wald), lichter Bergmisch-

wald mit relativ vielen Kiefern.

-31 -

Abb. 43: Isardamm bei Kleinweichs Abb. 44: Exhaustor (Google Earth) http://www.hydro-kosmos.de/klforsch/werkzeug.htm

4.2. Methoden

4.2.1. Kescher

Zu den Kescherfängen siehe 3.2.2.

4.2.2. Exhaustor

Der Vorteil bei der Verwendung eines Exhaustors (siehe Abb. 44) liegt darin, dass

man gezielt Tiere fangen kann. Dazu nimmt man das Mundstück in den Mund, führt

das Plastikrohr knapp über das Tier und zieht schnell die Luft ein. Durch den

Unterdruck wird das Tier eingesaugt und das ist gerade bei den schnell springenden

Zikaden sehr praktisch.

Alle Tiere landen in dem verdickten Rohr, können aber nicht weiter eingesaugt

werden, weil ein feines Netz über das Rohr gespannt ist. In diesem Gefäß kann man

über einige Zeit hin Tiere gefangen halten, bis es sich lohnt, die Tiere in einen

Kolben mit Essigsäureethylester („Essigäther") zu überführen.

4.3. Ergebnisse

a) Isardamm

Gattung Art Anzahl Centrotus corrutus 1

Aphrophora alni 1

Philaenus spumarius 1 Aphrodes diminuta 3 Allygidius commutatus 2

- 3 2 -

b) Hengstätt/Schareben 1260m

Gattung Art Anzahl Jassargus spec. 1 Verdanus abdominalis 13 Rholpalopyx vitripennis 4

c) Kuckuckshöhe

Gattung Art Anzahl Aphrophora alni 1

d) Achslach

Gattung Art Anzahl Philaenus spumarius 5 Cicadula quadrinotata 2 Cicadella viridis 2 Verdanus abdominalis 8 Delphacidae spec. 1

e) Kaikenried, Hollerberg

Gattung Art Anzahl Issus coleoptratus 1

4.4. Diskussion

Da im Bayerischen Wald ohne System Zikaden gesammelt wurden, sind die

Individuenzahlen der Arten zu vernachlässigen und nicht aussagekräftig. Dennoch

sind die Fänge interessant, weil dadurch das Artenspektrum der vorliegenden Arbeit

deutlich erweitert werden konnte. Bemerkenswert war, dass Vertreter zweier

Familien nachgewiesen werden konnten, die nicht in den Kendlmühlfilzn gefunden

wurden. Neben den sehr weit verbreiteten und häufigen Arten, die fast überall

anzutreffen waren, gehören zum Beispiel: Verdanus abdominalis und Philaenus

spumarius. Ein ganz besonders hübsches Exemplar dagegen war die Buckelzikade

Centrotus cornutus. Sie ist in dieser Arbeit das einzige Tier aus der Familie der

Membracidae (Buckelzikaden). Diese Art wurde etwas weiter donauabwärts bei

- 3 3 -

Halbmeile (Landkreis Deggendorf) und im Bayerischen Wald Landkreis Regen

nachgewiesen (Schönitzer und Oesterling 1998).

Ebenso bereicherte Issus coleoptratus die vorliegende Arbeit erheblich. Sie ist das

einzige Exemplar aus der Familie der Issidae (Käferzikaden).

Bei dem Versuch Zikaden nachts durch eine Lichtfalle anzulocken, wurde kein

einziges Exemplar gefangen, obwohl dort Zikaden vorhanden waren. Offensichtlich

lassen sich Zikaden durch Licht nicht anziehen.

- 3 4 -

5. Dank

An erster Stelle möchte ich hier Herrn Prof. Dr. Klaus Schönitzer für die Betreuung

meiner Zulassungsarbeit danken. Er zeigte viel Geduld, hatte stets ein offenes Ohr

und nahm sich viel Zeit, um mir bei der Lösung von Fragen und Problemen zu helfen.

Frau Tanja Kothe (ZSM) sei herzlich gedankt für die Bereitstellung jeglichen

Materials zu jeder Zeit und für die vielen Gänge durch die Alkohol- oder

Trockensammlung um Vergleichsmaterialien zu holen, ihre Hilfe beim Etiketten

drucken und bei den Fundortrecherchen.

Ebenso möchte ich mich bei Herrn Dr. Roland Achtziger bedanken, der mich sehr

spontan, unkompliziert und schnell bei der Bestimmung sehr ähnlicher Exemplare

unterstützte und mir alle weiteren Fragen freundlich, äußerst engagiert und rasch

beantwortete.

- 3 5 -

6. Zusammenfassung

Im Rahmen dieser Zulassungsarbeit wurden Zikaden aus zwei verschiedenen

Untersuchungsgebieten bestimmt.

In der Kendlmühlfilzn (Oberbayern) handelte es sich um 3634 Zikaden aus sechs

verschiedenen Habitaten. Sie wurden sowohl mit dem Kescher, als auch mit dem D-

vac-Sauger gefangen. Insgesamt wurden 32 Arten bestimmt, von denen sechs in der

Roten Liste aufgeführt werden. Dies betrifft Aphrophora alpina, Delphacodes

capnodes, Limotettix atricapillus, Paradelphacodes capnodes und Stroggylocephalus

livens. Weitere drei Arten sind in der Vorwarnliste aufgenommen und für eine Art

nimmt man eine Gefährdung an. Somit stehen 28% der bestimmten Arten auf der

Roten Liste. Die Fangerfolge aller Individuen mit Kescher und D-vac wurden

ausgewertet und anschließend diskutiert, ebenso die unterschiedliche

Besiedelungsdichte der Habitate zu verschiedenen Zeitpunkten im Messzeitraum.

Das zweite Untersuchungsgebiet befindet sich Niederbayern. Im Rahmen einer

Exkursion wurden Zikaden an fünf verschiedenen Orten gefangen und anschließend

bestimmt. Es konnten 12 Arten festgestellt werden. Einen besonderen Fang stellte

ein Exemplar aus der Familie der Membracidae (Centrotus cornutus) und ein

Exemplar aus der Familie der Issidae (Issus coleoptratus) dar.

Das Bestimmen von Zikaden ermöglichte einen Einblick in die Biologie der Zikaden

und die Ergebnisse sind ein Beitrag zur Faunistik der Zikaden in Bayern.

- 3 6 -

7. Quellenverzeichnis:

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Wikipedia 4: Aphrophoridae http://de.wikipedia.org/wiki/Aphrophoridae (Abruf: 25.9.2008)

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8. Anhang Tabelle 1: CICADELLIDAE Familie Cicadellidae Gattung Ä i Ü l ä S : Anzahl Fanqweise Biotop Datum Macustus grisescens 36 D-Vac CRO 12.05.1998 Macustus grisescens 66 D-Vac JCS 12.05.1998 Macustus grisescens 25 D-Vac JCS 27.05.1998 Macustus grisescens 13 D-Vac CRO 27.05.1998 Ulopa reticulata 6 D-Vac CAM 27.05.1998 Ulopa reticulata 2 D-Vac HMO 27.05.1998 Oncopsis flavicollis 1 D-vac ERB 27.05.1998 Ophiola russeoia 1 D-vac ERI 27.05.1998 Cicadula quadrinotata 8 D-Vac CRO 09.06.1998 Cicadula quadrinotata 2 D-Vac JCS 09.06.1998 Macustus grisescens 23 D-Vac CRO 09.06.1998 Macustus grisescens 12 D-Vac JCS 09.06.1998 Ulopa reticulata 1 D-Vac HMO 09.06.1998 Ulopa reticulata 15 D-Vac CAM 09.06.1998 Cicadula quadrinotata 4 D-Vac JCS 22.06.1998 Cicadula quadrinotata 2 D-Vac CRO 22.06.1998 Jassargus sursumflexus 2 D-Vac CAM 22.06.1998 Macrosteies spec. 6 D-Vac HMO 22.06.1998 Macustus grisescens 5 D-Vac JCS 22.06.1998 Macustus grisescens 1 D-Vac JCS 22.06.1998 Macustus grisescens 1 D-Vac JCS 22.06.1998 Macustus grisescens 1 D-Vac CRO 22.06.1998 Macustus grisescens 3 D-Vac CRO 22.06.1998 Ulopa reticulata 12 D-Vac CAM 22.06.1998 Ulopa reticulata 2 D-Vac CAM 22.06.1998 Zygina flammigera 1 D-Vac JCS 22.06.1998 Cicadella viridis 1 Kescher CRO 06.07.1998 Cicadella viridis 3 Kescher JCS 06.07.1998 Cicadella viridis 1 Kescher CAM 06.07.1998 Cicadula quadrinotata 47 Kescher CRO 06.07.1998 Cicadula quadrinotata 3 Kescher JCS 06.07.1998 Jassargus sursumflexus 6 Kescher CAM 06.07.1998 Limotettix atricapillus 234 Kescher ERI 06.07.1998 Limotettix atricapillus 2 Kescher CAM 06.07.1998 Macropsis margínate 1 Kescher ERB 06.07.1998 Notus flavipennis 29 Kescher CRO 06.07.1998 Ulopa reticulata 21 Kescher CAM 06.07.1998 Macrosteies spec. 15 Kescher HMO 06.07.1998 Oncopsis appendiculata 2 Kescher ERB 06.07.1998 Ophiola russeoia 1 Kescher HMO 06.07.1998 Cicadella viridis 3 D-Vac CRO 20.07.1998 Cicadella viridis 4 D-Vac JCS 20.07.1998 Cicadula quadrinotata 4 D-Vac CRO 20.07.1998 Cicadula quadrinotata 5 D-Vac JCS 20.07.1998 Euscelis incisus 1 D-Vac JCS 20.07.1998 Jassargus sursumflexus 20 D-Vac CAM 20.07.1998 Macustus grisescens 7 D-Vac CRO 20.07.1998 Macustus grisescens 4 D-Vac JCS 20.07.1998 Ulopa reticulata 36 D-Vac CAM 20.07.1998

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Ulopa reticulata 8 D-Vac HMO 20.07.1998 Limotettix atricapillus 104 D-Vac ERI 20.07.1998 Cicadella viridis 1 Kescher CRO 06.08.1998 Cicadula frontalis 7 Kescher JCS 06.08.1998 Limotettix atricapillus 13 Kescher ERI 06.08.1998 Notus flavipennis 115 Kescher CRO 06.08.1998 Ulopa reticulata 3 Kescher HMO 06.08.1998 Ulopa reticulata 21 Kescher CAM 06.08.1998 Ulopa reticulata 20 Kescher CAM 06.08.1998 Ulopa reticulata 20 Kescher CAM 06.08.1998 Balclutha calamagrostis 1 Kescher CAM 06.08.1998 Forcipata citrinella 3 Kescher JCS 06.08.1998 Cicadella viridis 1 D-Vac CRO 18.08.1998 Cicadula quadrinotata 1 D-Vac JCS 18.08.1998 Cicadula frontalis 8 D-Vac JCS 18.08.1998 Jassargus sursumflexus 1 D-Vac CAM 18.08.1998 Limotettix atricapillus 5 D-Vac ERI 18.08.1998 Ulopa reticulata 10 D-Vac CAM 18.08.1998 Aphrodes makarovi 1 Kescher SBI 01.09.1998 Cicadella viridis 4 Kescher CRO 01.09.1998 Cicadula quadrinotata 1 Kescher HMO 01.09.1998 Cicadula quadrinotata 3 Kescher SBI 01.09.1998 Jassargus sursumflexus 3 Kescher CAM 01.09.1998 Limotettix atricapillus 2 Kescher ERI 01.09.1998 Macrosteies ossiannilssoni 47 Kescher HMO 01.09.1998 Notus flavipennis 89 Kescher CRO 01.09.1998 Ulopa reticulata 1 Kescher HMO 01.09.1998 Macrosteies spec. 37 Kescher HMO 01.09.1998 Macrosteies spec. 2 Kescher CRO 01.09.1998 Verdanus abdominalis 9 Kescher HMO 01.09.1998 Ulopa reticulata 28 D-Vac HMO 23.09.1998 Ulopa reticulata 42 D-Vac CAM 23.09.1998 Ulopa reticulata 23 D-Vac CAM 23.09.1998 Ulopa reticulata 19 D-Vac HMO 23.09.1998 Ulopa reticulata 43 D-Vac HMO 23.09.1998 Elymana sulphurella 3 D-vac JCS 23.09.1998 Cicadella viridis 5 Kescher JCS 01.10.1998 Cicadula quadrinotata 10 Kescher CRO 01.10.1998 Cicadula quadrinotata 31 Kescher JCS 01.10.1998 Cicadula frontalis 12 Kescher JCS 01.10.1998 Jassargus sursumflexus 1 Kescher CAM 01.10.1998 Limotettix atricapillus 2 Kescher ERI 01.10.1998 Ulopa reticulata 4 Kescher CAM 01.10.1998 Cicadella viridis 1 D-Vac CRO 17.10.1998 Cicadula quadrinotata 2 D-Vac CRO 17.10.1998 Ulopa reticulata 89 D-Vac CAM 17.10.1998

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Tabelle 2: APHROPHORIDAE

Gattung Art Anzahl Fangweise Biotop Datum Neophilaenus lineatus 2 D-vac JCS 22.06.1998 Neophilaenus lineatus 2 D-vac ERB 22.06.1998 Neophilaenus lineatus 3 D-vac ERB 22.06.1998 Neophilaenus lineatus 1 D-vac ERB 22.06.1998 Neophilaenus lineatus 1 D-vac ERB 22.06.1998 Neophilaenus lineatus 1 D-vac ERB 22.06.1998 Neophilaenus lineatus 1 D-vac ERI 22.06.1998 Aphrophora alni 1 Kescher CRO 06.07.1998 Aphrophora major 85 Kescher JCS 06.07.1998 Aphrophora major 3 Kescher ERI 06.07.1998 Aphrophora alni 8 Kescher CAM 06.07.1998 Aphrophora major 17 Kescher CAM 06.07.1998 Neophilaenus lineatus 54 Kescher ERI 06.07.1998 Neophilaenus lineatus 34 Kescher ERB 06.07.1998 Neophilaenus lineatus 18 Kescher JCS 06.07.1998 Neophilaenus lineatus 20 Kescher CAM 06.07.1998 Neophilaenus lineatus 6 Kescher HMO 06.07.1998 Philaenus spumarius 4 Kescher ERB 06.07.1998 Aphrophora major 1 D-vac JCS 20.07.1998 Neophilaenus lineatus 8 D-vac ERB 20.07.1998 Neophilaenus lineatus 5 D-vac JCS 20.07.1998 Neophilaenus lineatus 1 D-vac HMO 20.07.1998 Neophilaenus lineatus 28 D-vac ERI 20.07.1998 Aphrophora major 23 Kescher JCS+CAM 06.08.1998 Aphrophora major 10 Kescher JCS 06.08.1998 Aphrophora major 6 Kescher JCS 06.08.1998 Aphrophora major 22 Kescher JCS 06.08.1998 Aphrophora major 24 Kescher JCS+CAM 06.08.1998 Neophilaenus lineatus 5 Kescher HMO 06.08.1998 Neophilaenus lineatus 5 Kescher HMO 06.08.1998 Neophilaenus lineatus 23 Kescher CAM 06.08.1998 Neophilaenus lineatus 5 Kescher ERI 06.08.1998 Neophilaenus lineatus 12 Kescher ERI 06.08.1998 Neophilaenus lineatus 9 Kescher ERB 06.08.1998 Neophilaenus lineatus 102 Kescher ERI 06.08.1998 Neophilaenus lineatus 1 Kescher CRO 06.08.1998 Philaenus spumarius 7 Kescher CRO 06.08.1998 Aphrophora major 8 D-vac JCS 18.08.1998 Neophilaenus lineatus 1 D-vac CRO 18.08.1998 Neophilaenus lineatus 12 D-vac ERB 18.08.1998 Neophilaenus lineatus 7 D-vac ERI 18.08.1998 Neophilaenus lineatus 27 D-vac ERI 18.08.1998 Neophilaenus lineatus 19 Kescher ERI 01.09.1998 Neophilaenus lineatus 32 Kescher HMO 01.09.1998 Neophilaenus lineatus 18 Kescher ERB 01.09.1998 Neophilaenus lineatus 14 Kescher ERI 01.09.1998 Aphrophora major 2 Kescher CAM 01.10.1998 Aphrophora major 48 Kescher SBI 01.10.1998 Aphrophora alni 4 Kescher SBI 01.10.1998 Aphrophora alni 2 Kescher CAM 01.10.1998 Aphrophora major 5 Kescher CAM 01.10.1998 Aphrophora major 14 | Kescher JCS 01.10.1998

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Aphrophora major 1 Kescher ERI 01.10.1998 Neophilaenus lineatus 4 Kescher CAM 01.10.1998 Neophilaenus lineatus 15 Kescher SBI 01.10.1998 Neophilaenus lineatus 7 Kescher CAM 01.10.1998 Neophilaenus lineatus 3 Kescher CRO 01.10.1998 Neophilaenus campestris 1 Kescher CRO 01.10.1998 Neophilaenus lineatus 1 D-vac JCS 17.10.1998

Tabelle 3: DELPHACIDAE

Gattung I Art Anzahl Fangweise Biotop Datum Muellerianella extrusa 18 D-vac JCS 12.05.1998 Stenocranus fuscovittatus 3 D-vac JCS 12.05.1998 Stroggylocephalus livens 1 D-vac CRO 12.05.1998 Stroggylocephalus livens 6 D-vac JCS 12.05.1998 Paradelphacodes paludosa 5 D-vac CRO 12.05.1998 Delphacodes capnodes 14 D-vac CRO 12.05.1998 Muellerianella extrusa 63 D-vac JCS 27.05.1998 Stenocranus fuscovittatus 1 D-vac JCS 27.05.1998 Paradelphacodes paludosa 2 D-vac CRO 27.05.1998 Paradelphacodes paludosa 32 D-vac JCS 09.06.1998 Delphacodes capnodes 2 D-vac CRO 22.06.1998 Megamelus notula 1 D-vac CRO 22.06.1998 Pseudodelphacodes flaviceps 17 D-vac JCS 22.06.1998 Stroggylocephalus livens 1 D-vac JCS 22.06.1998 Delphacodes capnodes 9 D-vac JCS 22.06.1998 Conomelus anceps 1 Kescher CAM 06.07.1998 Conomelus anceps 85 Kescher CAM 06.07.1998 Conomelus anceps 9 Kescher CAM 06.07.1998 Conomelus anceps 1 Kescher ERB 06.07.1998 Conomelus anceps 1 Kescher ERB 06.07.1998 Conomelus anceps 1 D-vac CRO 20.07.1998 Conomelus anceps 94 D-vac ERB 20.07.1998 Conomelus anceps 38 D-vac JCS 20.07.1998 Megamelus notula 8 D-vac CRO 20.07.1998 Megamelus notula 6 D-vac JCS 20.07.1998 Muellerianella extrusa 1 D-vac ERB 20.07.1998 Muellerianella extrusa 33 D-vac JCS 20.07.1998 Stroggylocephalus livens 2 D-vac JCS 20.07.1998 Conomelus anceps 78 D-vac ERB 18.08.1998 Conomelus anceps 335 D-vac JCS 18.08.1998 Delphacodes capnodes 1 D-vac CRO 18.08.1998 Megamelus notula 9 D-vac JCS 18.08.1998 Stenocranus fuscovittatus 4 D-vac CRO 18.08.1998 Stenocranus fuscovittatus 20 D-vac JCS 18.08.1998 Stroggylocephalus agrestis 24 D-vac CRO 18.08.1998 Stroggylocephalus livens 2 D-vac CRO 18.08.1998

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Stroggylocephalus livens 6 D-vac JCS 18.08.1998 Stroggylocephalus agrestis 4 D-vac JCS 18.08.1998 Paradelphacodes paludosa 36 D-vac JCS 18.08.1998 Conomelus anceps 14 Kescher ERB 01.09.1998 Delphacodes capnodes 1 Kescher CRO 01.09.1998 Muellerianella extrusa 1 Kescher SBI 01.09.1998 Stroggylocephalus agrestis 6 Kescher CRO 01.09.1998 Conomelus anceps 17 D-vac ERB 23.09.1998 Conomelus anceps 12 D-vac ERB 23.09.1998 Conomelus anceps 12 D-vac ERB 23.09.1998 Conomelus anceps 5 D-vac ERB 23.09.1998 Conomelus anceps 19 D-vac JCS 23.09.1998 Conomelus anceps 12 D-vac JCS 23.09.1998 Conomelus anceps 11 D-vac JCS 23.09.1998 Conomelus anceps 10 D-vac JCS 23.09.1998 Delphacodes capnodes 15 D-vac JCS 23.09.1998 Delphacodes capnodes 14 D-vac JCS 23.09.1998 Megamelus notula 6 D-vac CRO 23.09.1998 Megamelus notula 7 D-vac JCS 23.09.1998 Megamelus notula 7 D-vac JCS 23.09.1998 Stenocranus fuscovittatus 8 D-vac JCS 23.09.1998 Conomelus anceps 19 Kescher CAM 01.10.1998 Conomelus anceps 42 Kescher CAM 01.10.1998 Conomelus anceps 17 Kescher JCS 01.10.1998 Conomelus anceps 4 Kescher SBI 01.10.1998 Megamelus notula 1 Kescher CAM 01.10.1998 Megamelus notula 6 Kescher CRO 01.10.1998 Megamelus notula 2 Kescher JCS 01.10.1998 Muellerianella extrusa 1 Kescher JCS 01.10.1998 Stenocranus fuscovittatus 1 Kescher CRO 01.10.1998 Stenocranus fuscovittatus 8 Kescher JCS 01.10.1998 Stenocranus fuscovittatus 1 Kescher SBI 01.10.1998 Conomelus anceps 5 D-vac ERB 17.10.1998 Conomelus anceps 1 D-vac JCS 17.10.1998 Megamelus notula 1 D-vac CRO 17.10.1998 Muellerianella extrusa 2 D-vac CRO 17.10.1998 Stenocranus fuscovittatus 2 D-vac JCS 17.10.1998 Stroggylocephalus indet 1 D-vac CRO 17.10.1998 Stroggylocephalus livens 4 D-vac CRO 17.10.1998 Delphacodes capnodes 5 D-vac ERB 17.10.1998

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Tabelle 4: CIXIIDAE

Art Ü Ä h ' t - / " ' Fangweise Btotfoir%;t Datum Cixius cunicularius 1 Kescher CAM 06.08.1998 Cixius cunicularius 1 Kescher ERB 06.08.1998

Tabelle 5: LARVEN

Anzahl Fangweise Biotop Datum 2 D-vac CRO 12.05.1998 2 D-vac JCS 12.05.1998 2 D-vac CRO 27.05.1998 5 D-vac JCS 27.05.1998

13 D-vac CAM 09.06.1998 8 D-vac CRO 09.06.1998 1 D-vac ERB 09.06.1998 1 D-vac HMO 09.06.1998 3 D-vac CAM 22.06.1998 2 D-vac CAM 22.06.1998

41 D-vac CRO 22.06.1998 1 D-vac ERI 22.06.1998 1 D-vac JCS 22.06.1998 1 D-vac JCS 22.06.1998 2 D-vac JCS 22.06.1998 7 D-vac HMO 06.07.1998 2 Kescher CAM 06.07.1998 5 Kescher CAM 06.07.1998 7 Kescher ERI 06.07.1998 3 Kescher JCS 06.07.1998

15 D-vac CAM 20.07.1998 82 D-vac CRO 20.07.1998 38 D-vac ERB 20.07.1998

2 D-vac ERI 20.07.1998 4 D-vac HMO 20.07.1998

14 D-vac JCS 20.07.1998 8 Kescher CAM 06.08.1998 1 Kescher CAM 06.08.1998

47 Kescher CRO 06.08.1998 9 D-vac CRO 18.08.1998 1 D-vac ERI 18.08.1998 3 D-vac JCS 18.08.1998 2 Kescher HMO 01.09.1998

45 D-vac CAM 23.09.1998 61 Kescher CRO 01.10.1998 20 Kescher JCS 01.10.1998

4 D-vac CRO 17.10.1998 3 D-vac JCS 17.10.1998

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Tabelle 6a:

D-vac

D-vac ERI

12.5. Macustus qrisescens 36 Macustus grisescens 66

Stroggylocephalus livens 1 Stroggylocephalus livens 6 Larven 2 Stenocranus fuscovitattus 3

Paradelphacodes paludosa 5 Muellerianella extrusa 18

Delphacodes capnodes 14 Larven 2

27.5. Ophiola russeola 1 Macustus qrisescens 13 Macustus grisescens 25 Larven 2 Muellerianella extrusa 63

Paradelphacodes paludosa 2 Stenocranus fuscovitattus 1

Larven 5

09.06. Cicadula quadrinotata 8 Cicadula quadrinotata 2

Macustus grisescens 23 Macustus grisescens 12

Larven 8 Paradelphacodes paludosa 32

22.06. Neophilaenus lineatus 1 Cicadula quadrinotata 2 Cicadula quadrinotata 4

Larven 1 Macustus grisescens 4 Macustus grisescens 7

Delphacodes capnodes 2 Zygina flammingera 1 Megamelus notula 1 Pseudodelphacodes flaviceps 17

Larven 41 Stroggylocephalus livens 1

Neophilaenus lineatus 2 Delphacodes capnodes 9

Larven 4

20.07. Neophilaenus lineatus 28 Cicadella viridis 3 Cicadella viridis 4 Larven 2 Cicadula quadrinotata 4 Cicadula quadrinotata 5

Macustus grisescens 7 Euscelis incisus 1 Conomelus anceps 1 Macustus grisescens 4

Megamelus notula 8 Conomelus anceps 38

Larven 82 Megamelus notula 6 Muellerianella extrusa 33 Stroggylocephalus livens 2

Aphrophora major 1 Neophilaenus lineatus 5

Larven 14

18.08. Limotettix atricapillus 5 Cicadella viridis 1 Cicadula quadrinotata 1 Neophilaenus lineatus 7 Delphacodes capnodes 1 Cicadula frontalis 8 Larven 1 Stenocranus fuscovitattus 4 Conomelus anceps 335

Stroggylocephalus livens 2 Megamelus notula 9 Stroggylocephalus agrestis 24 Stenocranus fuscovitattus 20

Neophilaenus lineatus 1 Stroggylocephalus livens 6 Larven 9 Stroggylocephalus agrestis 4

Aphrophora major 3

Paradelphacodes paludosa 36

Larven 3

23.9. Megamelus notula 6 Conomelus anceps 52

Delphacodes capnodes 29

Megamelus notula 14

Stenocranus fuscovitattus 8

17.10. Cicadella viridis 1 Conomelus anceps 1

Cicadula quadrinotata 2 Stenocranus fuscovitattus 20 Conomelus anceps 1 Neophileanus lineatus 1 Muellerianella extrusa 2

Stroggylocephalus indet. 1

Stroggylocephalus livens 4 Larven 4

- 4 5 -

Tabelle 6b:

D-vac

D-vac CAM HMO ERB

12*5.

D-vac

27.5. Ulopa reticulata 6 Ulopa reticulata 2 Oncopsis flavicollis 1

09.06. Ulopa reticulata 15 Ulopa reticulata 1 Larven 1 Larven 13 Larven 1

22.06. Larven 5 Macrosteies spec. 9 Neophilaenus lineatus 8

20.07. Jassargus sursumflexus 20 Ulopa reticulata 8 Conomelus anceps 94 Ulopa reticulata 36 Neophilaenus lineatus 1 Muellerianella extrusa 1 Larven 15 Larven 4 Neophilaenus lineatus 8

Larven 38

18.08. Jassargus sursumflexus 1 Conomelus anceps 78 Ulopa reticulata 10 Neophilaenus lineatus 12 Conomelus anceps 9

23.9. Ulopa reticulata 65 Conomelus anceps 46 Larven 45

17.10. Ulopa reticulata 89 Conomelus anceps 5 Delphacodes capnodes 5

- 4 6 -

Tabelle 7a:

Kescher

l i Ö i f c l S I B i l CRO JCS

06.07.1998 Limotettix atricapillus 234 Cicadella viridis 1 Cicadella viridis 3

06.08.1998

Aphrophora major 3 Cicadula quadrinotata 47 Cicadula quadrinotata 3

06.08.1998

Neophilaenus lineatus 54 Notus flavipennis 29 Aphrophora major 85

06.08.1998

Larven 7 Aphrophora alni 1 Neophilaenus lineatus 18

06.08.1998

Larven 3

06.08.1998 06.08.1998 Limotettix atricapillus 13 Cicadella viridis 1 Cicadula frontalis 7

Neophilaenus lineatus 119 Notus flavipennis 115 Forcipata citrinella 3

Neophilaenus lineatus 1 Aphrophora major 38

Philaenus spumarius 7 Larven 47

01.09.1998 Limotettix atricapillus 2 Cicadella viridis 4

Neophilaenus lineatus 33 Notus flavipennis 89 Macrosteies spec. 2 Delphacodes capnodes 1

Stroggylocephalus agrestis 6

Tabelle 7b:

Kescher Kescher CAM HMO ERB

06.07.1998 Cicadella viridis 1 Macrosteies spec. 15 Macropsis marginate 1

Jassargus sursumflexus 6 Ophpiola russeola 1 Oncopsis appendiculata 2

Limotettix atricapillus 2 Neophilaenus lineatus 6 Neophilaenus lineatus 34

Ulopa reticulata 21 Larven 7 Philaenus spumarius 4

Aphrophora major 17 Conomelus anceps 2

Aphrophora alni 8 Neophilaenus lineatus 20 Conomelus anceps 86

Larven 7

06.08.1998 Ulopa reticulata 61 Ulopa reticulata 3 Neophilaenus lineatus 9

Balclutha calamagrostis 1 Neophilaenus lineatus 5 Aphrophora major 47 Larven 2 Neophilaenus lineatus 23

Conomelus anceps 85 Larven 9

01.09.1998 Jassargus sursumflexus 3 Cicadula quadrinotata 1 Neophilaenus lineatus 18

Macrosteies ossiannilssoni 47 Conomelus anceps 14

Ulopa reticulata 1 Macrosteies spec. 37

Verdanus abdominalis 9 Neophilaenus lineatus 32

Larven 2

- 4 7 -