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Ablaufplan

Biologisch Meereskundliches Großpraktikum für Hauptfächler SS 2005

Benthosbiologie

Datum Gruppe 1 Gruppe 2 Gruppe 3 Gruppe 4

09.05.05 7:30 Vorbesprechung, Raum 39

anschließend Exkursion und Probennahme

Versorgung der Sedimentkerne im Labor

10.05.05 Lebendbeobachtung der Makro- u. Meiofauna,

Kontrolle der Sedimentkerne

11.05.05 Lebendbeobachtungen/Qualitative u. quantitat. Analyse der Zoobenthosproben,

Kontrolle der Sedimentkerne, Bestimmung Korngrößen, Wassergehalt u. org. Substanz

12.05.05 Qualitative u. quantitat. Analyse der Zoobenthosproben,

Kontrolle der Sedimentkerne, Bestimmung Korngrößen, Wassergehalt u. org. Substanz

13.05.05 Qualitative u. quantitat. Analyse der Zoobenthosproben,

Kontrolle der Sedimentkerne, Bestimmung Korngrößen, Wassergehalt u. org. Substanz

17.05.05 - O2-Mikroprofil

Bioturbation- Chl a- C/N (Vorbereitung)- Redoxpotential

- Kalorimetrie

- O2-Mikroprofil

Bioturbation- Chl a- C/N (Vorbereitung)- Redoxpotential

- Chlorophyll Modell

Strömungskanal komplett- Einführung- Strömungsmessung- Experiment

18.05.05- Kalorimetrie

- Chlorophyll Modell

Strömungskanal komplett- Einführung- Strömungsmessung- Experiment

- Ammonium imPorenwasser

- Kalorimetrie

Bioturbation- Chl a- C/N (Vorbereitung)- Redoxpotential

- O2-Mikroprofil

19.05.05- Ammonium imPorenwasser

- C/N (messen)

Bioturbation- Chl a- C/N (Vorbereitung)- Redoxpotential

- Chlorophyll Modell

Strömungskanal komplett- Einführung- Strömungsmessung- Experiment

- C/N (messen)

- Ammonium imPorenwasser

20.05.05 Strömungskanal komplett- Einführung- Strömungsmessung- Experiment

- C/N (messen)

- Ammonium imPorenwasser

- O2-Mikroprofil

- C/N (messen)

- Kalorimetrie

- Chlorophyll Modell

23.05.05 statistische Auswertung der faunistischen Daten (Gemeinschaftsanalyse)

24.05.05 Auswertung/Fragen, Vorbereitung der Ergebnispräsentation

25.05.05 Vorbereitung der Ergebnispräsentation und Abschlussbesprechung

12.07. Klausur (8:15-9:00)

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Praktikumskript

Biologisch Meereskundliches Großpraktikum für Hauptfächler SS 2005

Benthosbiologie

#NNIGOGKPGU��#DNCWHDas vorliegende Skript enthält einen Ablaufplan für die 4 Gruppen und einen Überblick überdie durchzuführenden Analysen und Experimente. Es enthält ebenfalls eine Anleitung zurErstellung des Protokolls.Am ersten Tag des Praktikums wird eine Exkursion zur Probennahme durchgeführt (Ziel:Langenwerder). Dort werden Proben für die Lebendbeobachtungen der Makrofauna undMeiofauna sowie für die Sedimentuntersuchungen genommen.

Für den Teil Lebendbeobachtungen/Faunenanalyse nutzen Sie bitte den Anhang 1 – 4 des imWS verteilten Praktikumsskripts sowie die zur Verfügung gestellte Bestimmungsliteratur.Am Dienstag Nachmittag (01.06.04) sollte die Fauna aller Proben bestimmt und ausgezähltsein, weil diese Daten bei der folgenden Auswertung am Mi. (02.06.04) für die Berechnungenvon Diversität, Abundanz und Eveness sowie für weitere statistische Verfahren unbedingtbenötigt werden.

Der Praktikumsteil Sedimentbiologie besteht aus mehreren Versuchen und Messungen u.a. zuden Themen Bioturbation (Chl.-Verteilung), O2-Mikroprofile, Kalorimetrie, NH4

+-Verteilung,Strömungskanal, die sich z.T. ergänzen.

Jede der Gruppen ist während des Praktikums für die Versorgung der Kerne verantwortli ch.Das bedeutet, es muss geprüft werden, ob die Kerne ausreichend mit Sauerstoff versorgtwerden und sich eine ausreichende Menge Wasser über der Sedimentoberfläche befindet.Falls Wasser nachgefüllt werden muss, stehen hierfür Kanister mit Originalwasser bereit.

'ZMWTUKQPAm 9. Mai fahren wir nach Poel zum Langenwerder.

Treffpunkt ist 7:30 Uhr in der Albert-Einstein-Str . 3., Raum 039

Diese Exkursion soll einen Überblick über typische Lebensräume an unserer Küste geben undzur Beschaffung frischer Proben dienen. Hierzu werden 4 verschiedene Lebensräume imGebiet Langenwerder aufgesucht und bezüglich der vorkommenden Arten, der Sedimenttypenund der generellen abiotischen Faktoren wie z.B. Salzgehalt und Temperatur verglichen.

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Probennahme für faunistisch-ökologische Untersuchungen

a) LebendprobenMakrofauna und Meiofauna

- angereicherte Lebendproben in großen Behältern von vier Standorten:lotischlenitischextrem lenitischHartboden mit Phytal

- Zur Demonstration der horizontalen Verteilung der Meiofauna werden von derKursleitung auf einer quadratischen Fläche von 20 x 20 cm mit einemStechrohr (1 cm², 1 cm tief) 16 Proben gezogen, so dass jeder Kursteilnehmer1 cm³ Sediment auszuwerten hat.

b) Fixierte ProbenMakrofauna

- pro Gruppe je eine Stechrohrprobe (78,5 cm², 15-20 cm tief) vom lotischen,lenitischen und extrem lenitischen Bereich (0,5 mm Sieb, Formolfixierung) zurquantitativen Analyse. Diese Proben werden vor Ort gesiebt und derSiebrückstand fixiert.

Meiofauna- je Gruppe eine Stechrohrprobe (5 cm², 10 cm tief) vom lotischen, lenitischen

und extrem lenitischen Bereich vertikal unterteilt i n 4 Unterproben (je 2,5 cm)zum Studium der vertikalen Verteilung der Meiofauna

c) Hydrographische Parameter

Für jeden Standort werden abiotische Faktoren wie Wassertemperatur,Wassertiefe, Salzgehalt, Wind, Strömung, Bedeckungsgrad (Phytal) undWetterverhältnisse und Expositionsgrad notiert (siehe Tabelle).

Wassertiefe Temperatur Salinität Wind/Wetter Exposition/Lage

Bemerkungen

LotischerStandort

LenitischerStandort

ExtremlenitischerStandortPhytal/Har tboden

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2TQDGPPCJOG�H×T�5GFKOGPVWPVGTUWEJWPIGPJede Gruppe entnimmt die Proben an der ihr zugewiesenen Station. Pro Gruppe sind 8Sedimentkerne zu nehmen, die mit einem Deckel und einem Boden versehen zur Hälterungins Institut mitgenommen werden:

Bioturbation (Chlorophyll/C/N) (1 Kern),Messung des Sauerstoffmikroprofiles (1 Kern),Korngrößenanalyse (1 Kern),Wassergehalt/organ. Substanz (1 Kern),NH4

+-Verteilung (2 Kerne),Kalorimetrie (1 Kern).1 Ersatzkern

Außerdem soll ausreichend Seewasser in die dafür vorgesehenen 20 L Kanister gefüllt undebenfalls mit ins Institut genommen werden. Es muss sehr darauf geachtet werden, dass jedeGruppe am Ende des Tages „ ihre“ 8 Kerne mit zurück nach Rostock nimmt. Diese Kernewerden in Rostock in die vorbereitete Hälterungsanlage bzw. in einen Kühlraum überführtund belüftet.

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Bearbeitung der Proben

Zoologischer Teil:

Technische AuswertungLebende Tiere

- Hälterung in ausreichend großen Gefäßen (wenn nötig, gekühlt)- Extraktion mittels Sieb oder anderer geeigneter Methoden- Artbestimmung (soweit am lebenden Objekt möglich)- Makroskopisches und mikroskopisches Studium funktioneller und

morphologischer Anpassungen (Bewegung, Ernährung, Reproduktion,Wohnbauten etc.)

Fixierte Proben- Extraktion der Fauna (Sieben, Dekantieren, Auslesen, Zählen)

(Makrofauna: 0,5 mm-Sieb; Meiofauna: 0,1 mm-Sieb bzw. ungesiebt)- Artanalyse- Bestimmung der absoluten und relativen Abundanz

(Datenaustausch zwischen den einzelnen Bearbeitern)

Wissenschaftli che Auswertung(anhand von eigenen Beobachtungen, Untersuchungsergebnissen und Literaturstudien)

- Faunistische und ökologische Analyse der untersuchten Standorte undvergleichende Diskussion.

- Autökologische und morphologische Studien an den für die untersuchtenLebensräume typischen Arten.

- Untersuchung der vertikalen und kleinräumig horizontalen Verteilung derFauna und ihrer Beziehung zu abiotischen Umweltfaktoren.

Die Diversität und Eveness einer Artengemeinschaft errechnet sich nach der Formel vonShannon und Wiener:

* = − RKK =�

U∑ NQI� RK

RK =0K0

Ni = Individuenzahl der i-ten ArtN = Gesamtindividuenzahls = Artenzahl

Die Äquität oder Eveness errechnet sich nach:

, = **OCZ

*OCZ = NQI� U

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Die Abundanzen (Ind./m² ± SD), Diversitäten und Eveness der drei Standorte sollen errechnetund verglichen werden.Anschließend wird die Fauna der verschiedenen Standorte mittels multivariater statistischerVerfahren (Klassifikation, Ordination) miteinander verglichen.

Abb. Stat: Schematische Darstellung der Vorgehensweise bei der multivariaten Analyse. (1) Rohdaten inDatenmatrix von n Proben mal s Arten (2) Datenmatrix nach ¥¥-Transformation (3) Vergleich derProben (n) in einer triangulären Datenmatrix mittels BRAY-CURTIS-Koeffizient (4) Klassifikation derProben mittels Clusteranalyse (5) Ordination durch multidimensionale Skalierung (MDS); nach FIELDet al. (1982)

Aus den Makrofauna-Rohdaten (Ind./m²) wird zunächst eine Datenmatrix aus n Stationenbzw. Probennahmestellen und den s Arten erstellt (Abb. Stat/1).Danach erfolgt eine Reduktion der Rohdaten, um Einzelfunde von Arten, welche sich störendauf die weitere Analyse auswirken können, aus der Analyse auszuschließen. Anschließendwird eine Transformation der Daten (Abb. Stat/2) durchgeführt, wobei aus den Abundanzendie vierte Wurzel (¥¥) gezogen wird, um eine ähnliche Gewichtung abundanter und seltenererTaxa zu gewährleisten. Für die weitere Analyse wird eine trianguläre Ähnlichkeitsmatrix dern Probennahmestellen zueinander benötigt (Abb. Stat/3). Ihr zugrunde liegt der BRAY-CURTIS-Koeff izient, der eine prozentuale Ähnlichkeit zwischen jeweils 2 Proben oderStationen angibt.

Rohdaten Transformierte Daten

Ähnlichkeitsmatrix

n

s s

n n

n

ClusteranalyseMDS-Plot

4.Wurzel Bray Curtis

1 2

5 4

3

�

$4#;�%746+5�-QGHHK\KGPV�

( )

+

−−=

∑

∑

=

=s

iikij

s

iikij

jk

yy

yy

1

11*100δ

=yij

Anzahl oder Biomasse der i-ten Art in Probe j

=yik

Anzahl oder Biomasse der i-ten Art in Probe k

Bei n Stationen erhielte man eine trianguläre Matrix aus n(n-1)/2 Vergleichen, wobei derKoeff izient Werte von 0 – 100 Prozent annehmen kann. Bei einem Wert von 0 % haben diebeiden verglichenen Proben keine gemeinsamen Arten, wohingegen ein Wert von 100 % zweiidentische Proben kennzeichnen würde.Aus der triangulären Matrix kann nun eine Klassifikation mittels Clusteranalyse erfolgen(Abb. Stat/4). Mit der triangulären Datenmatrix als Grundlage werden die Proben aufgrundihrer Ähnlichkeit zueinander sukzessive zu Gruppen (Cluster) zusammengefasst, wobei dieseGruppen wiederum mit weiteren Clustern oder Proben größere Gruppen bilden. Das Resultatdieser Gruppenbildung kann in einem Dendrogramm dargestellt werden (Abb. Stat/4), in demdie Stationen auf der einen Achse gegen die BRAY-CURTIS-Ähnlichkeit, mit der 2 Probenoder Gruppen zusammengefasst werden, auf der anderen Achse aufgetragen sind.

'KPG�YGKVGTG�WPF�QHVOCNU�CPUEJCWNKEJGTG�/GVJQFG���JPNKEJMGKVGP�\YKUEJGP�2TQDGP�QFGT�#TVGPFCT\WUVGNNGP�� KUV� FKG� 1TFKPCVKQP� OKVVGNU� PKEJV� OGVTKUEJGT� OWNVKFKOGPUKQPCNGT� 5MCNKGTWPI/&5��� #NU� )TWPFNCIG� MCPP� CWEJ� JKGT� YKGFGT� GKPG� VTKCPIWN¼TG� �JPNKEJMGKVUOCVTKZ� FKGPGP�YQDGK�LGFQEJ�FGP��JPNKEJMGKVGP�4¼PIG�\WIGQTFPGV�YGTFGP�WPF�FGT�CDUQNWVG��JPNKEJMGKVUYGTVMGKPG�8GTYGPFWPI�OGJT�HKPFGV�FGUJCND�PKEJV�OGVTKUEJ���#WHITWPF�FKGUGT�4CPI��JPNKEJMGKVU�/CVTKZ�MÑPPGP�FKG�2TQDGP�KP�OGJTGTGP�&KOGPUKQPGP�CPIGQTFPGV�YGTFGP��YQDGK�FKG�#DUV¼PFG\WGKPCPFGT� FWTEJ� FKG� 4CPI��JPNKEJMGKVGP� HGUVIGNGIV� YGTFGP�� &GT� #PUEJCWNKEJMGKV� JCNDGTYGTFGP� /&5�2NQVU� #DD�� 5VCV���� OGKUV� \YGKFKOGPUKQPCN� FCTIGUVGNNV�� YQDGK� CWHITWPF� FGTYKNNM×TNKEJGP��PKEJV�OGVTKUEJGP�5MCNKGTWPI�FGP�#EJUGP�MGKPG�'KPJGKVGP�\WITWPFG�NKGIGP�Die Güte der Anordnung von Proben im Raum kann durch den Stress-Level beurteilt werden,welcher mit einer Reduktion der zur Verfügung stehenden Dimensionen ansteigt:

Stress < 0,05 Exzellente Darstellung der DatenStress < 0,1 Sehr gute Darstellung ohne Gefahr einer Fehlinterpretation5VTGUU������ PQEJ�IWVG�&CTUVGNNWPI�OKV�IGYKUUGT�)GHCJT�GKPGT�(GJNKPVGTRTGVCVKQPStress > 0,3 ungenaue Darstellung mit wahrscheinlicher Fehlinterpretation

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Benthosbiologischer Teil:

Versuche am Strömungskanal

Das Wasser im Ozean ist kein statisches Gebilde sondern permanent in Bewegung.Verschiedene Mechanismen wie Wind, Wellen, Gezeiten, thermische Konvektion, Dichte-unterschiede oder die Corioliskraft treiben diese Bewegung an.Im bodennahen Bereich verläuft sie als Strömung zwangsläufig parallel zum Grund. Sie über-triff t dort im Normalfall die Sinkgeschwindigkeiten von „marine snow“ Partikeln und Aggre-gaten um ein Vielfaches. Daher werden für filt rierende Benthosarten die Nahrungspartikel,unabhängig von deren eigentlicher Herkunft (d.h. herabsinkende Partikel oder resuspendiertesBodenmaterial gleichermaßen) stets über diesen Transportweg vorbeigeströmt, der als„ laterale Advektion“ bezeichnet wird. Auch die Versorgung mit Sauerstoff und derAbtransport bei Exkretion und Reproduktion verlaufen auf diesem Weg, der somit für die aufdem Boden siedelnden Organismen eine feste Größe darstellt .

Für Untersuchungen der Wechselwirkungen zwischen der Strömung und den Epibenthosartenbieten sich Strömungskanäle als Werkzeug an. Ein Strömungskanal erzeugt vereinfachte,kontrolli erbare und reproduzierbare Standardbedingungen. Manche komplexere Zusammen-hänge können überhaupt erst unter diesen Bedingungen verstanden werden. So ist eine Studieder Wirbelbildung hinter biogenen Strukturen nur unter strenger Einhaltung einereinheitli chen Strömungsrichtung und Stärke denkbar.'U�IKDV�\CJNTGKEJG�6[RGP�XQP�5VTÑOWPIUMCP¼NGP��FKG�LGYGKNU�H×T�GKPGP�URG\KGNNGP�#WHICDGPDG�TGKEJ�MQP\KRKGTV�UKPF��5KG�WPVGTUEJGKFGP�UKEJ�JCWRVU¼EJNKEJ�KP�KJTGT�)GQOGVTKG��KO�#PVTKGD�WPFKO�9CUUGTJCWUJCNV��$GK�TG\KTMWNKGTGPFGP�5[UVGOGP�UVTÑOV�FCUUGNDG�9CUUGT�GPVYGFGT�XGTVKMCNQFGT� JQTK\QPVCN� KO� -TGKU�� YQIGIGP� KP� QHHGPGP� 5[UVGOGP� UV¼PFKI� PGWGU�9CUUGT� CWU� GKPGO8QTTCVUIGH¼²� FKG� -CPCNTKPPG� FWTEJHNKG²V�� 9KT� XGTYGPFGP� GKPGP� CWHTGEJV� UVGJGPFGP�TG\KTMWNKGTGPFGP� 5VTÑOWPIUMCPCN� OKV� TGIGNDCTGO� 2TQRGNNGTCPVTKGD� WPF� 6GORGTCVWTMQPVTQNNGUQYKG�OKV�GKPGO���FKOGPUKQPCNGO�5GPUQTRQUKVKQPKGTWPIU�5EJKGPGPU[UVGO�#DD��-C����

Abb. Ka 1 Strömungskanalskizze. An: Antrieb; Gl: Gleichrichter; Im: Isoliermaterial; Ka: Kühlaggregat; Ks:Kühlspirale; Pe: Probeneinsatz; Pp: Propeller; Se: Strömungssensor; Sst: Schienensystem zurSensorpositionierung; Ts: Testsektion. Die Pfeile zeigen die Strömungsrichtung des Wassers.

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Theor ie der bodennahen Strömung:

Der Übergangsbereich zwischen der freien, ungestörten Strömung und dem Meeresbodenwird als die bodennahe Grenzschicht bezeichnet (engl.: Benthic boundary layer, BBL). Sieerstreckt sich im Flachwasser zwischen 10-60 cm und 5 m, in der Tiefsee bis zu 60 m undwird, anders als z.B. die BNL, über ihre Strömungseigenschaften definiert:Die Adhäsion des Wassers am Sediment bewirkt, dass die Flüssigkeit nicht reibungsfreidarüber hinweggleiten kann („no-slip condition“). Aufgrund dieser Bodenhaftung ist dieunterste, direkt auf dem Sediment aufliegende Wasserschicht unbeweglich. Zwischen dieserSchicht und dem darüber liegenden, frei strömendem Wasser, besteht ein Geschwindigkeits-gefälle (äußert sich auch als Schubspannung). Innerhalb dieses Gefälles erfolgt dieGeschwindigkeitszunahme nicht abrupt sondern graduell , weil die innere Reibung desWassers (Viskosität) die Verschiebung zwei aneinadergrenzender Schichten abdämpft. DerÜbergang erfolg auch nicht linear, sondern wird durch zunehmende Trägheitseffektebeeinflusst. Deshalb steigt die Strömungsgeschwindigkeit exponentiell mit Abstand vomBoden (Abb. Ka 2) an und endet in der von den Effekten der Bodenreibung unabhängigenFreistromgeschwindigkeit. Das obere Ende der BBL wird als die Höhe definiert, in der 99 %der Freistromgeschwindigkeit erreicht sind.Durch eine hochauflösende Strömungsmessung entlang eines vertikalen Profils kann mangraphisch Informationen über die Freistromgeschwindigkeit (u∝), die Schichtdicke derGrenzschicht (δ), die Bodenschubspannung (τ0) und die mittlere Größe derBodenrauhigkeiten (z0) ermitteln, da der Profilverlauf einem Gesetz folgt, der „von Karman-Prandtl“ Gleichung: uz = (u*/0,4) ln(z/z0)

wobei u(z) = Strömungsgeschwindigkeit „u“ in der Höhe „z“ über Grund

Da die Schubspannung eine schwer messbare Größe ist, wird sie aus der leicht zu bestim-menden fiktiven „Schubspannungsgeschwindigkeit“ (u* mit τ0 = u*

2 ρ) abgeleitet:

u* = 0,4∆u / ∆ln(z) bzw. mit log10 statt ln: u* = ∆u / 5,75∆log(z)

0

1

2

3

4

5

6

7

8

0.0 0.2 0.4 0.6 0.8 1.0 1.2

S trö m u n g U (z ) [c m /s ]

Hö

he

üb

er

Gru

nd

[c

m]

0.01

0.10

1.00

10.00

0.0 0.2 0.4 0.6 0.8 1.0 1.2

S trö m u n g U (z ) [c m /s ]

H.u

.G.

[cm

]

Schichtdicke δ = 3 cm

z0 = 0.07 cm

u° ° = 0.9 cm/s

∆ u / 5.75 ∆ log(z )

= (0.74-0.25) / 5.75 * ( log1.6 - log 0.2)

u* = 0.09 cm/s

τ 0 = 8.8 10-7

N/m2

Abb. Ka 2 Vertikales Strömungsprofil, links übliche Darstellung, rechts halblogarithmisch zur Auswertung.

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Die Steuerung des Sensors ist in einProgrammpaket integriert, mit dem vomComputer aus die genaue Positionierung undMessung durchgeführt wird. Dies System istkomplex und birgt zahlreiche Fehlerquellen, sodass wir ausdrücklich darum bitten, die Anlageniemals selbstständig in Betr ieb zu nehmen!!!

Messpr inzip:

Es gibt zahlreiche Vorgehensweisen bei der Strömungsmessung. Einige dieser Methodenfunktionieren durch direkte Wechselwirkungen mit der Strömung, z.B. das einfache Laufrad(wandelt Strömung in U/min), Druckmessungen (Staudruck) und Thermistoren (messen dieaus der Strömung resultierende Abkühlung), andere Methoden sind nahezu eingriffsfrei undlassen daher die Strömung ungestört, wie z.B. die meisten optischen Verfahren (Auswertungvon Partikelbewegungen), Induktionsgeräte (nutzen die Leitfähigkeit des Wassers) sowieGeräte, die den Doppler-Effekt (Frequenzverschiebung) nutzen.Unser Gerät funktioniert nach dem Akustik-Doppler-Prinzip. Es strahlt einen hochfrequentenSchall aus, der auf vorbeitreibenden Partikeln im Wasser reflektiert und am Gerät empfangenwird. Aus der strömungsabhängigen Verschiebung der ausgesandten Frequenz kann in allen 3räumlichen Komponenten die Strömungsrichtung und -Stärke ermittelt werden (Abb. Ka 3).

Abb. Ka 3 Skizze zur Erläuterung der Funktionsweise des Akustik-Doppler Strömungssensors.

Ablauf des Praktikumsteils „ Strömungskanal“ :

Im Praktikum wird das Kanalsystem zunächst erklärt und in Betrieb genommen, danacherfolgen Bestimmungen der Strömungsgeschwindigkeit und die Messung eines vertikalenStrömungsprofils. Anschließend wird die Filt rationsaktivität von Seepocken in Abhängigkeitvon der Strömungsstärke untersucht.

1. Vorbesprechung2. Einführung in das Strömungskanal-System im Labor3. Kalibrierung des Zusammenhangs Motorstellung / Strömungsgeschwindigkeit4. Messung und Auswertung eines Strömungsprofils: u∝ , δ , z0 , u*

5. Untersuchung von Ausrichtung und Schlagfrequenz der Balaniden-Cirren inAbhängigkeit von der Strömung (hierbei sind eigene Gedanken zur Umsetzungerwünscht)

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Bioturbation

'KPNGKVWPI�Ein mariner Lebensraum wird durch verschiedene abiotische und biotische Faktorencharakterisiert. Die Eigenschaften der Sedimente und die Zusammensetzung und Lebensweiseder sedimentbewohnenden Fauna sind nur zwei davon.Mit „Bioturbation“ bezeichnet man allgemein die durch Organismen bedingte Durchmischungdes Sedimentes. In diesem Praktikumsteil sollen die Lebensäußerungen derSedimentbewohner und die daraus resultierenden Auswirkung auf die Durchmischung desSedimentes und der darin enthaltenen partikulären Inhaltsstoffe untersucht werden. AlsMarkersubstanz dient das natürlich vorkommende Chlorophyll a im Sediment, das sich dortablagert und verschiedensten Abbaureaktionen ausgesetzt ist. Anhand von Chlorophyll -Tiefenprofilen soll die Bioturbation, die u.a. zum Transport von Material ins Sedimentbeiträgt, mittels eines Diffusionsmodells quantifiziert werden.

#TDGKVUCDNCWH�1. Vor der Chlorophyll -Messung wird der entsprechende Sedimentkern aus derHälterungsanlage genommen und zunächst beschrieben (Sedimentfarbe, Schichtungen,Bewuchs, Besonderheiten usw.). Anschließend wird ein Redoxprofil aufgenommen, indemdie Redox-Elektrode am Kernrand ins Sediment eingestochen wird (dieser Sedimentbereichwird beim Zerschneiden verworfen).

2. Dann wird der Kern in 1 cm dicke Scheiben (mit Hil fe des „Schlachtstempels“)zerschnitten und die einzelnen Scheiben in Petrischalen (vorher beschriften!) gegeben. JedeSedimentschicht wird dann mit Hil fe eines Spatels gerührt (vorher den Bereich der Störungdurch die Redoxmessung verwerfen !).

3. Aus dieser Sedimentmasse werden dann, wie im weiteren Methodenteil des Skriptesbeschrieben, die Unterproben für Chlorophyll , C/N und Corg entnommen. Es werden maximal2 Sedimentschichten für C/N und Corg genommen: Sedimentoberfläche und der anoxischeBereich. Diese Horizonte werden also entsprechend der vorher durchgeführtenRedoxbestimmung festgelegt (bitte darauf achten, dass für C/N und Corg die gleichenHorizonte genommen werden).

4. Chlorophyll a wird in den obersten 10 cm mit der fluorometrischen Methode amFluorometer bestimmt (siehe Seite 14).

5. Die Ergebnisse der so ermittelten Chlorophyll -Tiefenprofile werden anschließend miteinem Diffusionsmodell simuliert. Die daraus resultierenden Diffusionskoeff izienten (DB)stellen ein Maß für die Bioturbationsintensität in dem entsprechenden Sediment dar.Abschließend sollen die Ergebnisse der verschiedenen Gruppen verglichen und zusammenmit den faunistischen Daten diskutiert werden.

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Es folgen Hinweise zu einzelnen Rechenschritten, die bei der Modelli erung der Chlorophyll -Verteilung zu beachten sind:

$GTGEJPWPI�FGT�*CNDYGTV\GKV�XQP�%JNQTQRJ[NN�Bei einer Reaktion 1. Ordnung hängt die Reaktionsgeschwindigkeit nur von der Ausgangs-konzentration ab:

% → 2TQFWMV

Kd Cdt

dC =− ∫∫ −=tC

CCdC dtk

A 0

kd = Zerfallskonstante

Diese Integralgleichung lässt sich bei folgenden Randbedingungen lösen:

1. Bei t = 0 sei die Anfangskonzentration = CA

2. die Konzentration zur Zeit t = C

tkdC

C

A

⋅−=ln (1)tkd

A eCC ⋅−⋅= (Gleichung 1)

Die Zerfallskonstante kd kann experimentell bestimmt werden (im Praktikum wird allerdingsaus Zeitgründen ein Wert vorgegeben). Dazu addiert man die gesamte Chlorophyllmengeeines Kernes (aller Schichten) und vergleicht dann zwei Zeitpunkte. Die Differenz ist dieMenge abgebauten Chlorophylls in dem Zeitintervall . Gleichung (1) wird nach k aufgelöst,und die bestimmten Parameter eingesetzt. So erhält man einen Wert für die Zerfallskonstante.Diese liegt in unseren Küstengewässern oft in einem Bereich von 0,14 – 0,033 d-1, dasentspricht einer Halbwertszeit von ca. 5 - 21 Tagen.

Nach einer Halbwertzeit von Chlorophyll t 1/2 gilt: C = 1/2 CA und sie errechnet sich aus:

tkdC

C

A

A ⋅−=2

ln tkd ⋅−=− 2ln V�� � = NP�MF

(×T�FKG�8GTVGKNWPI�RCTVKMGNIGDWPFGPGT�5VQHHG�KO�5GFKOGPV�IKNV�PCEJ�$GTPGT�������

∑+−= Rx

CS

x

CDB

t

C

δδ

δδ

δδ

2

2

(Gleichung 2)

C = Chlorophyll a Konzentrationt = Zeitx = Tiefe im Sediment

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DB = Partikel-Mischungs-Koeff izientS = SedimentationsrateΣR = Reaktionsterm

Der mittlere Term dieser Gleichung bezieht sich auf die Sedimentationsrate S (relevant beider Betrachtung geologischer Zeitskalen). In unserem Fall i st dieser Term zu vernachlässigen(Versuchsdauer wenige Tage). Dadurch und durch Ersetzen des Reaktionstermes durch dieZerfallskonstante (kd) von Chlorophyll wird Gleichung (2) zu:

δ%δV

= &$δ �%δZ�

− MF% (Gleichung 3)

kd ist die Zerfallskonstante für Chlorophyll a

Unter folgenden Randbedingungen:

1. bei x = 0, C = C0

2. x = ∞, C = C∞

lässt sich Gleichung (3) folgendermaßen lösen:

( ) ∞−

∞ +•−= CeCCC DBkdx )/(0

C = Konzentration in Sedimenttiefe x

Der Term C∞ lässt sich graphisch aus den Tiefenprofilen des Chlorophylls berechnen. Es istder Abstand der Konzentrationskurve zur Y-Achse in großer Tiefe (ca. 10 cm):

Um einen Ausgangswert für DB zu erhalten, werden für eine Tiefe (z.B. 3 cm ) die ermitteltenWerte (C, C∞, und kd) eingesetzt und ein DB errechnet. In der sich anschließendenKurvenanpassung („ fitting“) wird dieses DB variiert. Zur Optimierung der Anpassung wirddie Summe der Abweichungsquadrate der Modellkurve und der analytischen Kurve ermittelt.Die beste Kurvenanpassung ist bei dem niedrigsten Wert erreicht. (Formeln liegen imEXCEL-Format vor).

Konzentration

Tie

fe

Dieser Abstand wird als C∞ angenommen.In der Tiefsee ist dieser Term meistens 0.

��

Methoden zur Sedimentcharakterisierung

1 . Bestimmung von Chlorophylläquivalenten (fluorometr isch)

Pro 1 cm Schicht werden 3 Zentrifugenröhrchen (PP) mit je 1 ml Sediment gefüllt . Aus denjeweils 3 Werten einer Schicht werden die Mittelwerte und Standardabweichungen in denHorizonten eines Kern (0-10 cm Sedimenttiefe entsprechen 10 Schichten) errechnet und alsTiefenprofil graphisch dargestellt .

Arbeitsabfolge:1. Erstellen einer Eichgeraden (Kalibrierung des Fluorometers, s.u.)

2. Pro 1 cm Tiefenhorizont 1 cm3 Sediment in ein Zentrifugenröhrchen abfüllen (3Parallelen)

3. Jeweils mit 9 ml 90% Aceton überschichten4. Zentrifugenröhrchen in die Zellmühle stellen und 5 min. homogenisieren.5. Die Röhrchen bei 4000 U/min 10 min zentrifugieren6. Diese anschließend im Fluorometer messen. Bei Überschreiten der Höchstmenge an

CPE (Chlorophylläquivalente) werden die Proben verdünnt (1 ml Probe werden mit9 ml 90% Aceton versetzt)

7. Zugabe von 250µl 1n HCl (um den Anteil von Phäopigmenten am Gesamtchlorophyllzu bestimmen)

8. Alle Proben erneut messen9. Die Daten werden direkt auf den Rechner ausgegeben (notieren ab welcher Nummer

die Zugabe von HCl erfolgte)10. Tiefenprofil der Chlorophylläquiv. (µg/ml) und Phäopigmente (in µg/ml) mit

Standardabweichungen.

Errechnen der Chl. äquiv. (µg/ml) und Phäopigmentmenge (µg/ml) nach den Formeln:

[ ]( )( ) ( )

lumenSedimentvo

103.1

Äquiv. . 1

olumenAufschlußvEFSF

SFFnFv

gmlChl

⋅⋅

−

⋅⋅−=−µ

[ ]( )( ) ( )

lumenSedimentvo

103.1

. 1

olumenAufschlußvEFSF

SFFvSFFn

gmlPhäop

⋅⋅

−

⋅−⋅⋅=−µ

Konz. (µg/ml): Einheit entspricht immer der Angabe in der Eichreihe

Fv: Fluoreszenz vor dem Ansäuern

Fn: Fluoreszenz nach dem Ansäuern

1.03: Probenverdünnung durch Zugabe von 250µl 1N HCl (Fn * 1.03)

��

SF: Säurefaktor (Fv/Fn). Quotient des Standard vor und nach dem

Ansäuern. Geräte- und Eichreihenabhängig (z.B. 2,004).

aktueller Wert wird im Praktikum bestimmt

EF: Eichfaktor (1/a). Reziproker Wert der Eichreihensteigung.

aktueller Wert wird im Praktikum bestimmt

Aufschlussvolumen: 9 ml Aceton

Sedimentvolumen in ml (in unserem Fall 1 ml)

Achtung! Diese Methode misst nach neueren Erkenntnissen nicht ausschließlich Chlorophyll-a, sondern gerade im Sediment auch einige Abbauprodukte. Man gibt deshalb heute dieErgebnisse in Chlorophylläquivalenten an. Für genauere Pigmentanalysen benötigt man dieHigh Pressure Liquid Chromatography (HPLC) Methode.

Kalibr ierung des Fluorometers mittels eines PhotometersFür eine exakte Messung mit dem Fluorometer muss dieses zuvor kalibriert werden. Für dieKalibrierung muss eine Chlorophyll a-Standardlösung angesetzt werden. Diese wird mittels1 mg reinem Chlorophyll a (aus Spinat extrahiert) und 100 ml 90% Aceton hergestellt .Nachdem das Chlorophyll gänzlich im Aceton gelöst ist, wird die genaue Chlorophyll a-Konzentration mit einem Photometer (Spectronic Genesys 5) bestimmt (JEFFREY &HUMPHREY 1975). Hierbei wird die Extinktion der Standard-Lösung bei 4 verschiedenenWellenlängen gemessen. Die Wellenlängen 647 nm und 663 nm, sind die Absorptionsmaximavon Chlorophyll a, und -b. Die Wellenlänge 630 nm ist das Absorptionsmaximum vonChlorophyll c1 und -c2. Die Wellenlänge von 750 nm wird verwendet, um Spuren vonTrübstoffen zu messen und diese durch Subtraktion von den übrigen Messwerten zueliminieren. Der Chlorophyll a Gehalt errechnet sich dann wie folgt:

( ) ( ) ( )( ) [ ][ ] [ ]cmngeKüvettenlämlProbenvol

mlAcetonvol75063008,075064754,175066385,11 )ml(µg a Chl 1-

⋅⋅−⋅−−⋅−−⋅=⋅ EEEEEE

Nachdem die Konzentration des Chlorophyll -Standards ermittelt wurde, kann nun eineEichreihe angelegt werden. Hierbei müssen die Konzentrationen denen der zu messendenProben angepasst werden. Als Beispiel wird in diesem Fall von einer maximalenSedimentchlorophyll -Konzentration von 10 µg/ml ausgegangen. Die zu erstellende Eichreihesoll 4 Konzentrationen (8, 6, 4 und 2 µg/ml) enthalten. Die genauen Konzentrationen derangesetzten Standards werden anschließend noch einmal photometrisch bestimmt.Die gewonnenen Werte werden bei der Kalibrierung des Fluorometers in dasKalibrierungsprogramm eingegeben. Das Fluorometer speichert die eingegebeneKonzentration und die gemessene Fluoreszenz der Probe. Nach dem Messen eines Aceton-Blindwertes errechnet das Fluorometer eine Eichgerade, deren reziproke Steigung in dieBerechnungsformel eingeht (s.o.).

��

���9CUUGTIGJCNV��2QTQUKV¼V��)N×JXGTNWUV�Aus den 1cm Schichten eines Sedimentkernes werden jeweils 3 mal 5 ml Sediment mit einerabgeschnittenen Plastikspritze abgefüllt und in vorher beschriftete und gewogene Alu-Schälchen gegeben. Die Schälchen werden erneut gewogen und das Feuchtgewicht (FG)berechnet. Anschließend werden die Proben über Nacht in einen Trockenschrank bei 60 °Cgestellt . Am nächsten Tag lässt man die Schälchen abkühlen und ermittelt dasTrockengewicht (TG).Aus Feucht- und Trockengewicht lässt sich der Wassergehalt auf zwei Arten berechnen:

a) Der Wassergehalt des Sedimentes wird als Gewichts % des Feuchtgewichtes angegeben:

Gewichts % = [(FG – TG) * 100] / FG

b) Häufig wird allerdings die Porosität Phi φ berechnet, die man zum Beispiel für dieBerechnung von Stoffflüssen im Sediment (siehe Versuch O2-Mikroprofil ) benötigt.Hierzu berechnet man den Wassergehalt als Volumen % des Sedimentes:

Vol % =

65,2011,1

100*011,1

TGTGFG

TGFG

+−

−

φ = Vol % / 100

&KG�-QPUVCPVGP� KP� FGT�)NGKEJWPI� IGDGP� FKG�&KEJVGP� FGU� 5GGYCUUGTU� VGOR��� WPF� UCNKPKV¼VU�CDJ¼PIKI��JKGT�9GTVG�H×T����257�WPF����u%�FCTIGUVGNNV��WPF�FGT�(GUVRJCUG�3WCT\��YKGFGT�Anschließend werden die Schälchen in einen Muffelofen gestellt und bei 500 °C über Nachtverascht. Die Gewichtsdifferenz entspricht dem Glühverlust (organischer Gehalt) desSedimentes (häufig auch als % TG angegeben). Etwa 50 % dieses Wertes entspricht demorganischen Kohlenstoffgehalt. Diese an sich sehr alte Methode erzielt in den kalkarmenOstseesedimenten gute Ergebnisse. In karbonathaltigen Sedimenten und bei Tiefseetonen istein C/N Analysator notwendig, da beim Veraschen starke Fehler auftreten.

�� $GUVKOOWPI�FGU�RCTVKMWN¼TGP�QTICPKUEJGP� �CPQTI���-QJNGPUVQHHGU�21%��WPF5VKEMUVQHHGU�20��UQYKG�FGU�%�0�8GTJ¼NVPKUUGU�

Über den Glühverlust können wir den organischen Anteil im Sediment bzw. auf den Gehalt anorganischem Kohlenstoff schließen. Dieser wird in einem C/N Analysator genau bestimmt.Das Gerät besteht aus 3 Modulen: Erstens die Reaktionseinheit mit den Ofen für dieOxidation (Oxidationsreaktor) und die Reduktion (Reduktionsreaktor) sowie mit denelektrischen Komponenten für den Heizprozess und die Thermoregulation. Das Analysen-und Pneumatic Modul (Zentralmodul) beinhaltet die Gasfallen, die gaschromatopraphischenSäulen und die Gasversorgung des automatischen Probentellers. Des Weiteren beinhaltetdieses Modul alle Regler für den Gasdruck und die Kontrolleinheit für den Heliumfluss. Dasdritte Modul beinhaltet alle elektrischen Bausteine, um das Gerät zu bedienen.Das Prinzip der Messung basiert auf verschiedenen Schritten. Nach einer kontrolli ertenVerbrennung wird die Probe durch ein System geführt, das als erstes die komplette Oxidation

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der Probe und danach die Reduktion der über-oxidierten Produkte garantiert. Danach trifft dasGasgemisch auf eine Adsorptionsfalle, in welcher das Wasser aus dem Gasgemisch entferntwird (Wasserfalle). Schließlich wird das Gasgemisch in eine Chromatographiesäule überführt,von der aus das reine Verbrennungsgas durch einen Thermoleitfähigkeitsdetektor geleitetwird, der ein elektrisches Signal produziert, das der Menge ausgeschwemmten Gasesproportional ist.Das Wichtigste an diesem Prozess ist die Verbrennung der Probe. Sie muss quantitativ undunverzüglich geschehen, so dass das Verbrennungsgas eff izient durch die Chromatographie-säulen geleitet und ein der Gasmenge proportionales Signal erzeugt werden kann. DieserProzess wird Dynamic Flash Combustion (DFC) genannt. Eine eingewogene Probe in einerZinnkapsel wird über den Autosampler in die Verbrennungskammer überführt, wo die Probeentlüftet wird (um allen atmosphärischen Stickstoff zu entfernen). Ein paar Sekunden, bevordie Probe in das Verbrennungsrohr gelangt, wird der Heliumstrom mit einer festgelegtenMenge hochreinen Sauerstoffs versetzt, um ein starkes Oxidationsfeld zu schaffen, das diekomplette Verbrennung/Oxidation auch bei Anwesenheit thermisch resistenter Substanzengewährt. Um eine quantitative Oxidation des Verbrennungsgasgemisches zu erreichen, wirddieses Gemisch durch einen Oxidationskatalysator (Cr2O3) geführt und danach durch eineKupfersäule, welche die Stickoxide zu elementarem Stickstoff reduziert, die eventuell bei derVerbrennung oder katalytischen Oxidation entstanden sind. Am Ausgang desReaktionsgefäßes triff t das Gasgemisch (N2, CO2, H2O) eine Falle mit Anhydron, das dasWasser adsorbiert. Die Einzelkomponenten des Verbrennungsgasgemisches werdenangereichert und durch einen Detektor separiert.

Durchführung der Analyse: Pro zu untersuchender Schicht (siehe Bestimmung des Corg-Gehaltes) wird eine kleine Menge Sediment (ca. ein Teelöffel) im Trockenschrank über Nachtgetrocknet. Das Sediment wird nachfolgend sehr fein gemörsert. Von diesem zerkleinertenSediment werden, je nach Sedimentbeschaffenheit zwischen 20 und 90 mg in vorbereiteteZinnschiffchen auf der Mikrowaage eingewogen. Bei sandigen Sedimenten wird mehr, beischlickigen Sedimenten weniger Probe benötigt. Die Zinnschiffchen werden dann zu einerkleinen Kugel geformt. Vor den Messungen muss eine Eichgerade, wie im folgendenbeschrieben, erstellt werden:

Standardbestimmung: Dazu werden 5-6 Standards eingewogen. Hierzu wird die SubstanzAcetanili d benutzt, die eine bekannte Menge Stickstoff (10,36%) und Kohlenstoff (71,09%)beinhaltet. Die eingewogenen Mengen sollten sich zwischen 0.1 und 0.9 mg bewegen. Mitdiesen Standards werden Regressionsgeraden errechnet. Dazu wird die in den Standardsbekannte Menge C und N im Acetanili d gegen die gezählten counts aufgetragen (derKorrelationskoeff izient r sollte auf jeden Fall größer als 0,99 sein). Bei den weiterenMessungen können damit die erhaltenen counts in elementaren Stickstoff und Kohlenstoffumgerechnet werden.

Blindwerte: Da alle Probenschiffchen und Filter etc. mit Kohlenstoff verunreinigt sind, mussein Blindwert für den Kohlenstoff erstellt werden. Dazu werden während der Messung inregelmäßigen Abständen leere Zinnhütchen mitgemessen. Am Ende der Probensequenzwerden diese Blindwerte gemittelt und sowohl von den counts der Standards(Kohlenstoffpeaks) als auch von denen der Proben (Probenkohlenstoffpeaks) abgezogen.

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Proben: Nach Erstellen der Eichgeraden werden die Proben gemessen. Nach 10 Proben wirdimmer ein Standard und ein Blindwert gemessen, um die Güte der Verbrennung zuüberprüfen. Diese Standards gehen später auch in die Eichgerade ein. Die gemessenen Wertewerden auf einem Rechner ausgegeben und über die Regressionsgeraden in Stickstoff undKohlenstoff umgerechnet.

Die Gehalte an POC werden dann mit den Werten, die durch den Glühverlust erzielt wurdenverglichen. Wie gut ist die Abschätzung des organischen Kohlenstoffgehaltes nach derVerbrennungsmethode?

�� 4GFQZ�/GUUWPI�KO�5GFKOGPV�Es wird eine Einstabmesskette benutzt, die aus einer Platindraht-Einstechsonde und einerAg/AgCl-Referenzelektrode besteht. Das Redoxpotential wird von einem Milli voltmeterangezeigt. Die eingesetzte Elektrode ist bereits kalibriert. Zu dem im Sedimentkerngemessenen Wert muss per Definition noch die Differenz der Referenzelektrode zurNormalwasserstoffelektrode addiert werden.Zur Messung wird die Elektrode in 1 cm Schritten vorsichtig ins Sediment eingesenkt. Sobaldsich das angezeigte Potential stabili siert hat (max. 5 Minuten) wird der Wert protokolli ert undin ein Diagramm eingetragen. Nach jedem Profil muss die Elektrode mit Aqua dest. gereinigtwerden. In einer 3 N KCl -Lösung wird von Zeit zu Zeit überprüft, ob wieder positive Werteangezeigt werden. Andernfalls muss eine Reinigung mit HNO3 erfolgen.

5CWGTUVQHHOKMTQRTQHKN�Sauerstoffelektroden verbrauchen an ihrer Kathode Sauerstoff gemäß der Gleichung

O2 + 2 H2O + 4e - ------> 4 OH -

An der Anode werden die benötigten Elektronen freigesetzt:

4 Ag + 4 Cl - -----> 4 AgCl + 4 e -

Aus diesem Grund müssen große Elektroden angeströmt werden, damit kein Gradient in derNähe der Membran entsteht. Der Vorteil der Mikroelektroden ist, dass bei ihrem Durchmesserder Diffusionsfluss zur Versorgung der Kathode mit O2 ausreicht und somit Rühren nichterforderlich ist. Erst diese Technik hat es ermöglicht, Sauerstoff in den Porenwasserräumenzu messen.

Die Kalibrierung der Sauerstoffmikroelektroden erfolgt über eine Zweipunktkalibrierung. DerNullpunkt wird in sauerstoff freien Sediment bestimmt und der Sättigungswert in belüftetemSeewasser der jeweili gen Station (Winkler-Titration).

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Nehmen Sie mindestens ein Mikroprofil (in 100 µm Schritten) an einem Kern ihrer Stationauf. Die Berechnung des Sauerstofff lusses F erfolgt nach dem 1. Fick’schen Gesetz, das fürden Gleichgewichtsfall (steady state) gilt:

J = ϕ Ds dC/dz

Wobei J den Fluss, ϕ die Porosität, C die Konzentration und z die Tiefe bezeichnen.

Der Diffusionskoeff izient Ds für Sediment wird mit Korrekturen für Porosität und Tortuositätaus dem Diffusionskoeffizienten D für Seewasser bestimmt.

Dabei ist Ds = D/θ2; θ2 (theta) ≈ 1-ln(ϕ2)

Eine Sammlung von D für viele Gase und Ionen findet sich in 'Diagenetic Models and theirimplementation' von B. P. Boudreau (Springer 1996, 414 Seiten).

Beispiele:

Sauerstoff (0 bar, Salzgehalt 15, 10 °C); D =1.4798 . 10-5 cm2 s-1

Ammonium (0 bar, Salzgehalt 15, 10 °C); D = 9.5 + 0.413 . T) . 10-6 = 1.36 . 10-5 cm2 s-1

Im Praktikum soll aus der graphischen Darstellung der Messwerte der diffusive Fluss vonSauerstoff ins Sediment errechnet werden (Millim eterpapier, Taschenrechner).

�� -QTPITѲGPCPCN[UG�Charakterisieren Sie die Korngrößenverteilung, indem Sie eine Nasssiebung von ca. 100 gFeuchtsediment aus den obersten 2 cm des Sedimentes durchführen. Um den Wassergehaltdieser Sedimentprobe für spätere Umrechnungen zu bestimmen, werden 3 Unterprobengesondert eingewogen und getrocknet. Für die Korngrößenanalyse sollen die Siebgrößen63 µm, 125 µm, 250 µm, 500 µm und 1000 µm verwendet werden. Zunächst wird dasGewicht der Siebe bestimmt. Danach werden die Siebe mit Inhalt im Trockenschrank bei 60°C über Nacht getrocknet (Alu-Folie unterlegen) und am nächsten Tag erneut gewogen. BeimTrocknen können sich Partikel zersetzen und durchs Sieb auf die Alufolie fallen. DieseAnteile müssen mitgewogen werden. Der Anteil < 63 µm muss per Differenz zumursprünglichen Gewicht berechnet werden.

Erstellen Sie ein Säulendiagramm der Korngrößenverteilung, sowie eine kumulativeGewichtsprozentkurve. Korngrößen werden oft in der Phi-Skala angegeben. Phi ist dernegative Logarithmus zur Basis 2 der Siebgröße. Bestimmen Sie den Median der Verteilung.Klassifizieren Sie das Sediment an Hand eines Dreieckdiagramms. Die Grenze zwischen Sandund Silt li egt bei 63 µm, die zwischen Kies und Sand bei 2 mm. Eine Abtrennung derTonfraktion ist im Rahmen dieses Praktikums nicht möglich.

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6. NH4+-Messung:

Die Verteilung der Ammoniumionen mit der Tiefe erfolgt nach der Extraktion desPorenwassers. Hierzu wird der Sedimentkern zunächst von der Oberfläche aus in 0.5 cmIntervalle (0-3 cm Tiefe) und Zentimeterintervalle (ab 3 cm Tiefe) zerschnitten. Aus jederScheibe wird das Porenwasser mittels Zentrifugation als Überstand über dem Sedimentgewonnen und über einen Spritzenvorfilter partikelfrei gefiltert. Ggf. wird das Porenwassernach dem Prinzip der Zentrifugation durch eine Fritte gewonnen, die die Festbestandteilezurückhält, während das Wasser unter der Fritte aufgefangen wird (Saager et al. 1990). DasPorewasser jedes Sedimenthorizontes wird in geeigneten Gefäßen aufbewahrt und sofortanalysiert.In einem Aufbau, der als Durchflussinjektionsanalyse (Flow Injection Analyses – FIA)funktioniert, wird die Probe mittels einer Insulinspritze in ein Reodyne-Injektionsventileingespritzt. Wir machen uns die Tatsache zu Nutzen, dass je nach pH-Wert der LösungAmmonium als Ammoniak oder als Ammoniumion vorliegt.

NH3 (g) ; [OH-] :��NH4+

(s) ; [H+]

Im Injektionsventil füllt die Probe eine Probenschleife (Abb.1; www.rheodyne.com), die nachUmlegen des Hebels von einem kontinuierlich fließenden NaOH-Trägerstrom durchspültwird. Gasförmiges NH3 tritt an der gasdurchlässigen Teflonmembran in einen parallelfließenden Trägerstrom mit saurem pH über. Dort liegt es als Ion vor und verändert dieLeitfähigkeit der Flüssigkeit entsprechend seiner Konzentration.

Zunächst wird mit 5 Standardkonzentrationen eine Eichung des Signals vorgenommen(Leitfähigkeitsänderung ~ Signalhöhe als Funktion der Konzentration). Dann werden dieKonzentrationen der Proben bestimmt (Dreifachinjektionen).Aus der tiefenabhängigen Konzentrationsverteilung sollten Diffusionsflüsse berechnet werdenund Quellen und Senken von Ammonium im Sediment diskutiert werden.

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7. Wärmeproduktion (Kalor imetr ie):

+P� GKPGT� 'FGNUVCJNMCOOGT� GKPGU� FKTGMVGP� /KMTQMCNQTKOGVGTU� YKTF� XQP� GKPGT� DKQNQIKUEJGP2TQDG� \�$�� 5GFKOGPV�� 9¼TOG� RTQFW\KGTV�� FKG� KP� GKPG� 9¼TOGHCNNG� #NWOKPKWODNQEM�CDIGNGKVGV� YKTF�� #WH� FKGUGO� 9GIG� RCUUKGTV� FGT� 9¼TOGHNWUU� UQI�� 2GNVKGTGNGOGPVG�� FKGRTQRQTVKQPCN� \WO�9¼TOGHNWUU� GNGMVTKUEJGP� 5VTQO� GT\GWIGP�� FGUUGP� 5RCPPWPI� XGTUV¼TMV� WPFCWHIG\GKEJPGV�YKTF��&CU�ICP\G�5[UVGO�YKTF� KP�GKPGO�9CUUGTDCF�DGK�MQPUVCPVGT�6GORGTCVWTIGJCNVGP��'U�JCPFGNV�UKEJ�FGOPCEJ�WO�GKP�KUQVJGTOGU�9¼TOGHNWUUMCNQTKOGVGT�

-CNKDTKGTWPI&KG� 2GNVKGTGNGOGPVG� UGV\VGP� FGP� 9¼TOGHNWUU� PKEJV� XQNNUV¼PFKI� KP� GNGMVTKUEJGP� 5VTQO� WO�&CT×DGT�JKPCWU�YKTF�GKP�IGTKPIGT�6GKN�FGT�9¼TOG�CWEJ�CP�FKG�.WHV�\�$��CO�-COOGTFGEMGN�CDIGIGDGP��'U�IKNV�CNUQ��GKPG�$G\KGJWPI�\YKUEJGP�FGO�VCVU¼EJNKEJGP�9¼TOGHNWUU�WPF�FGT�XQPFGP�2GNVKGTGNGOGPVGP�GT\GWIVGP�5RCPPWPI�\W�HKPFGP�&KGU�GTHQNIV�×DGT�GKPG�-CNKDTKGTWPI�FGU�)GT¼VGU�OKV�GKPGT�DGMCPPVGP�9¼TOGOGPIG�#WHITWPF�FGT�$G\KGJWPI

û3���7�·�+�·�V7��� 5RCPPWPI+��� 5VTQOUV¼TMGV��� <GKV

N¼UUV� UKEJ� FKG� XQP� GKPGO� *GK\YKFGTUVCPF� CDIGIGDGPG� 9¼TOGOGPIG� DGTGEJPGP�� 0CEJ#PYGPFWPI�FGU�1JOyUEJGP�)GUGV\GU�7���4�·�+��GTIKDV�UKEJ�

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#DD�����PFGTWPI� FGT� 5RCPPWPI� FGT� 2GNVKGT�GNGOGPVG� KP� #DJ¼PIKIMGKV� XQP� FGT5VTQOXGTUQTIWPI� FGU� *GK\YKFGT�UVCPFGU

0

1000

2000

3000

4000

5000

0 2000 4000 6000 8000 10000

Zeit

Span

nung

1 mA

��

#WU� FGO� 3WQVKGPVGP� FGU� DGTGEJPGVGP� 9¼TOGHNWUUGU� WPF� FGT� IGOGUUGPGP� 5RCPPWPI� FGT2GNVKGTGNGOGPVG� &KHHGTGP\� FGU�9GTVGU� QJPG� WPF�OKV�*GK\UVTQO��YKTF� FGT� 2TQRQTVKQPCNKV¼VU�HCMVQT� DGTGEJPGV�� OKV� FGO� FKG� UR¼VGT� IGOGUUGPGP� 5RCPPWPIUYGTVG� OWNVKRNK\KGTV� YGTFGPO×UUGP��WO�FGP�XQP�FGT�2TQDG�CWUIGJGPFGP�9¼TOGHNWUU�\W�GTJCNVGP�

gemessen

berechnet

U

QE =

/GUUWPI�FGT�9¼TOGCDICDG�GKPGT�5GFKOGPVRTQDGAus einem Sedimentstechrohr wird eine Sedimentprobe (ca. 4 ml) entnommen, in eineEdelstahlkammer überführt und luftdicht verschlossen. Die Kammer wird in das Kalorimetergebracht und muss ca. 40 min. äquili brieren, die Gesamtmesszeit beträgt ca. 2 bis 2,5 h. DieFläche unter der Spannungs-Zeit Kurve (Thermogramm) ist der im Versuchszeitraumproduzierten Wärme direkt proportional.Die im Mittel pro Zeiteinheit produzierte Wärme lässt sich durch Multiplikation dergemessenen (und gemittelten) Spannungsdifferenz zu einer Referenzmessung (z.B. mit „ totemSediment“ ) mit dem Proportionalitätsfaktor (E) berechnen:

[ ]�9U �9W

E [s]t

[J] Q ∆⋅

=

��

'ORHQJNGPG�CPIGDQVGPG�.KVGTCVWT�BRONNS: Klassen u. Ordnungen des Tierreichs (div. Bände)CARTER (1991): Coastal environments.DAHL: Tierwelt Deutschlands (div. Bände).GIERE (1993): Meiobenthology.GÖTTING / KILIAN / SCHNETTER (1982): Einführung in die Meeresbiologie 1 u. 2.GRIMPE / WAGLER: Tierwelt der Nord- und Ostsee (Bd. 1 u. diverse andere Bände).GRUNER: Lehrbuch der speziellen Zoologie (div. Bände).HIGGINS / THIEL (1988): Introduction to the study of meiofauna.HOLME / McINTYRE (1971): Methods of the study of marine benthos.JONES & WOLFF (1981): Feeding and survival strategies of estuarine organisms.KÄSTNER: Lehrbuch der speziellen Zoologie (div. Bände).LINCOLN (1979): British marine amphipoda: Gammaridea.McLUSKY (1990): The estuarine ecosystem.NEWELL (1972): Biology of intertidal animals.OTT (1988): Meereskunde.REMANE / STORCH / WELSCH (1988): Systematische Zoologie.RHEINHEIMER (1996): Meereskunde der Ostsee.SIEWING (1985): Lehrbuch der Zoologie I u. II.STRESEMANN: Exkursionsfauna Bd. 1.SYNOPSES OF THE BRITISH FAUNA (N.S.) (div. Bände)TARDENT (1993): Meeresbiologie.URANIA-Tierreich (div. Bände)VALIELA (1984): Marine ecological processes.WESTHEIDE / RIEGER (1996): Spezielle Zoologie I.WOLFF (1983): Ecology of the Wadden Sea 1-3.

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Billerbeck (liegen im Institut aus)

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Hinweise zur Anfertigung des Protokolls:

Ein Protokoll dient im Wesentlichen dazu, die durchgeführten Experimente und Analysen sozu dokumentieren, dass sie auch zu einem späteren Zeitpunkt rekonstruiert werden können(zum Beispiel bei der Vorbereitung auf die Diplomprüfung). Es soll zu jedemPraktikumsteil/Versuch ein Protokoll angefertigt werden, das ein möglichst einheitli chesSchema haben sollte. Das unten vorgeschlagene generelle Schema soll eine Hil fe bei derErstellung der Protokolle sein (aber nicht alle Einzelversuche müssen derart ausführlichbeschrieben werden).

5EJGOC�Einleitung: Hier sollte kurz (nur ein paar Sätze) auf die Fragestellung des Versucheseingegangen werden. Dabei soll nicht das Skript abgeschrieben werden! Vielmehr sollen nachMöglichkeit die Arbeitshypothesen unter Zuhil fenahme von Hintergrundwissen undbisherigen Ergebnissen in den Kontext gebracht werden. Es wird also in der Einleitunggeklärt, warum diese Untersuchung nötig erschien und welche Fragen dabei beantwortetwerden sollten.

Methoden: Im Methodenteil sollen die verwendeten Methoden ausreichend dargestelltwerden. Das bedeutet, dass hier weder allgemein bekannte und gängige Methoden, noch z.B.Seriennummern der eingesetzten Thermometer gefragt sind, jedoch müssen Abweichungenvom Üblichen, d.h. ungewöhnliche oder neue Verfahren nachvollziehbar erklärt werden. Zielder Methodenbeschreibung ist es, die durchgeführte Arbeit - für einen selbst und für Kollegen- nachvollziehbar zu gestalten. Hier soll daher ebenfalls nicht das Skript übernommenwerden, sondern auf abweichende Details eingegangen werden (zum Beispiel Zeitpunkt derProbennahme, Anzahl der Parallelen, besondere Ereignisse etc.).

Ergebnisse: Im Ergebnisteil werden die gewonnenen Daten neutral und ohne Wertungvorgestellt . In der Regel erfolgt dies graphisch und in Tabellenform (können auchhandgezeichnete Graphiken sein). Jedoch darf weder eine Abbildung noch eine Tabellealleine stehen. Wichtig ist eine selbständige Bildunterschrift (Tabellenüberschrift), mit der dasBild (Tabelle) verständlich wird, und ein begleitender Text mit ausdrücklichem Hinweis aufdie Darstellung bzw. Tabelle, in dem die Ergebnisse noch einmal zusammengefasst sind.Dabei sollte auf die Grenzen und Fehlerquellen der Methoden geachtet werden (keinKüchenthermometer gibt Temperaturen mit 5 Stellen an!). Auf besonders interessante oderbedeutende Daten kann im Text schon hingewiesen werden. Übrigens sind auch „negative“Ergebnisse wie z.B. das Fehlen einer Abhängigkeit zwischen zwei Faktoren nicht nur nicht zuunterschlagen, sondern sie können auch ebenso bedeutsam sein, wie ein „Trend um jedenPreis“ nichtssagend sein kann.

Diskussion: In der Diskussion werden die erzielten Daten nun mit Hil fe des eigenen Wissensbzw. in Gegenüberstellung mit Literaturdaten besprochen. Besonders unerwartete Ergebnissemüssen interpretiert werden. Hier muss daher auch überdacht werden, welche Fehler dieverwendeten Methoden bzw. Vorgehensweisen bergen können. Mit der Diskussion soll amEnde auch die in der Einleitung gestellte Frage beantwortet werden.

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Für den faunistischen Teil des Praktikumsprotokolls bieten sich in der Diskussion z.B.folgende Gedanken an:

1. Wie unterscheiden sich die untersuchten Standorte hinsichtlich:SedimenteigenschaftenArtenspektrum, Artenzahl, Diversitätabsoluter u. relativer Abundanz ?

2. Welche Zusammenhänge bestehen zwischen abiotischen/biotischen Umweltfaktoren undden beobachteten Artenspektren und Abundanzen? (Autökologie, Synökologie, Morphologie,Verhalten)

3. Welche spezifischen Anpassungen (morphologisch, physiologisch, Verhalten) zeigen diefür die untersuchten Lebensräume typischen Arten ?

4. Wie gestaltet sich die vertikale Verteilung der Fauna an den untersuchten Standorten inihrer Beziehung zu den gemessenen und beobachteten abiotischen Faktoren?

Jede Gruppe des Großpraktikums fertigt ein eigenes Protokoll an, wobei jeweils mindestensein Praktikumsteil von jeweils einer/einem Verantwortli chen ausgearbeitet werden soll (bitteunbedingt namentlich kennzeichnen!!!) .

spätester Abgabetermin für die Protokolle ist der 01.10.2005

Vorstellung der Ergebnisse in einem Minisymposium am Mittwoch, 02.11.2005

��

Allgemeine Umrechnungsfaktoren

�� +XNGXMQGHHK\KGPV�1 ml O2 - Verbrauch = 20,1 J Wärmeproduktion (gilt nur für aeroben Stoffwechsel)

�� �I�% einer Mischnahrung erzeugt im Verbrennungskalorimeter 40 KJ WärmeDefinition: 1 W = 1 J s-1

3. 1 mg O2 = 0,70 ml O2 = 31,25 µMol O2

1 ml O2 = 1,43 mg O2 = 44,64 µMol O2

4. Respirator ischer Quotient für Sedimentlebensgemeinschaften:

RQ = 0,85 - 1,0

�� 7OTGEJPWPI�XQP�5CWGTUVQHHXGTDTCWEJ�KP�-QJNGPUVQHH¼SWKXCNGPVG�12

X mg O2 h-1 (Verbrauch) * -------- * RQ = X mg C h-1 (remineralisiert)

32

6. Umrechnung ATP in Kohlenstoff :

ATP : C = 1: 250 (Bakterien, einzelli ge Algen)ATP : C = 1: 100 (Meiofauna)ATP : C = 1: 200 (Sedimente, Protozoen)