Der Einfluss einer sporttherapeutischen ...esport.dshs-koeln.de/213/1/Dissertation_Thorsten_Kreutz_2010.pdf · Hierdurch erkläre ich, dass ich dieLeitlinien guter wissenschaftlicher

Aus dem Institut für Kreislaufforschung und Sportmedizin

Abteilung für Molekulare und Zelluläre Sportmedizin

Deutsche Sporthochschule Köln

Geschäftsführender Leiter: Univ.-Prof. Dr. med. Wilhelm Bloch

Der Einfluss einer sporttherapeutischen Trainingsintervention

auf die Dichte der Monocarboxylattransporter in Skelettmuskulatur und

Erythrozyten bei nicht-insulinpflichtigen

Typ 2 Diabetikern

von der Deutschen Sporthochschule Köln

zur Erlangung des akademischen Grades

Doktor der Sportwissenschaft

genehmigte Dissertation

vorgelegt von

Thorsten Kreutz

aus

Hagen

Köln 2010

Erster Referent: Univ.-Prof. Dr. med. Wilhelm Bloch

Zweiter Referent: Prof. Dr. rer. nat. Klara Brixius

Vorsitzende des Promotionsausschusses: Univ.-Prof. Dr. I. Hartmann-Tews

Tag der Disputation: 29.11.2010

Erklärung „Hierdurch versichere ich: Ich habe diese Arbeit selbständig und nur unter Benutzung der

angegebenen Quellen und technischen Hilfen angefertigt; sie hat noch keiner anderen Stelle

zur Prüfung vorgelegen. Wörtlich übernommene Textstellen, auch Einzelsätze oder Teile

davon, sind als Zitate kenntlich gemacht worden.

Hierdurch erkläre ich, dass ich die Leitlinien guter wissenschaftlicher Praxis’ der Deutschen

Sporthochschule Köln in der aktuellen Fassung eingehalten habe.“

Köln, den 28. Juli 2010 ___________________ Thorsten Kreutz

Für meine Frau und meinen Sohn Berke

und in Gedenken an meinen Vater

Inhaltsverzeichnis

Inhaltsverzeichnis

1 Einleitung 1

1.1 Laktat: Energiereiches Stoffwechselprodukt und Signalmolekül 1

1.2 Laktattransport 4

1.2.1 Monocarboxylattransporter 5

1.3 Physiologie des Laktattransports in Muskulatur und Erythrozyten 6

1.4 Veränderungen des Laktatstoffwechsels bei Typ 2 Diabetikern 11

1.5 Diabetes mellitus und körperliche Aktivität 12

1.6 Fragestellungen 15

2 Material und Methoden 17

2.1 Studiendesign 17

2.1.1 Probandenbeschreibung 17

2.1.2 Untersuchungsablauf 18

2.2 Untersuchungsverfahren 19

2.2.1 Erhebung der anthropometrischen Parameter 19

2.2.2 Laborparameter 20

2.2.3 Muskelbiopsie 25

2.3 Immunhistochemie 25

2.3.1 Immunhistochemischer Nachweis des MCT1 und MCT4 im Muskelgewebe 26

2.3.2 Immunhistochemischer Nachweis des MCT1 im Erythrozyten 33

2.3.3 Durchflusszytometrische Analyse des CD147 im Erythrozyten 38

2.3.4 Immunfluoreszenz-Nachweis des MCT1 und CD147 im Erythrozyten 39

2.4 Muskelfasertypisierung 41

2.5 Leistungsphysiologische Parameter 43

2.5.1 Fahrradergometrische Belastungsuntersuchung 43

2.5.2 Kraftmessungen 44

Inhaltsverzeichnis

2.6 Bewegungsinterventionen 45

2.6.1 Sporttherapeutisches Krafttraining 45

2.6.2 Sporttherapeutisches Ausdauertraining 48

2.7 Statistische Auswertung 49

3 Ergebnisse 50

3.1 Basischarakterisierung des Probandenkollektivs 50

3.2 Leistungsphysiologische Parameter 51

3.3 Stoffwechselparameter 52

3.4 Muskelfasertypisierung 54

3.5 Immunhistochemischer Nachweis des MCT1 und MCT4 im Muskelgewebe 56

3.6 Immunhistochemischer Nachweis des MCT1 im Erythrozyten 59

3.7 Durchflusszytometrische Analyse des CD 147 im Erythrozyten 62

3.8 Fluoreszenzmikroskopischer Nachweis des MCT1 und CD147 im Erythrozyten 65

4 Diskussion 67

4.1 Langfristig trainingsbedingte Veränderungen der MCT1-Dichte im Muskelgewebe 67

4.2 Langfristig trainingsbedingte Veränderungen der MCT4-Dichte im Muskelgewebe 71

4.3 Langfristig trainingsbedingte Veränderungen der MCT1- und CD147- Dichte im Erythrozyten 75

4.4 Kurzfristig trainingsbedingte Veränderungen der MCT1- und CD147- Dichte im Erythrozyten nach einer Maximalbelastung 79

4.5 Der Einfluss des sporttherapeutischen Ausdauer- und Krafttrainings auf den Stoffwechsel und die Leistungsfähigkeit bei nicht-insulinpflichtigen Typ 2 Diabetikern 83

5 Zusammenfassung 89

Inhaltsverzeichnis

6 Literaturverzeichnis 92

7 Anhang 112

7.1 Abbildungsverzeichnis 112

7.2 Tabellenverzeichnis 115

7.3 Abstract 116

7.4 Lebenslauf 119

Abkürzungsverzeichnis


Abb. Abbildung

AG Ausdauergruppe

ATP Adenosintriphosphat

BEKG Belastungselektrokardiogramm

BMI Body Mass Index

BSA Bovine Serum Albumin

DAB Diaminobenzidin

dest. destilliert

DU Density Unit

EKG Elektrokardiogramm

et al. und andere

FACS Fluorescence Activated Cell Scanning

FSC Vorwärtsstreulicht

G Zentifugalbeschleunigung

g Gramm

g/l Gramm pro Liter

GLUT 4 Glukosetransporter Typ 4

H+ Hydrogen-Ion

HCL Chlorwasserstoffsäure (Salzsäure)

HDL High Density Lipoprotein

H2O Wasser

H2O2 Wasserstoffperoxid

HRP Horseradish Peroxidase

Hz Hertz

IHC Immunhistochemische Kontrollfärbung

J Jahre

KG Kraftgruppe

Kg Kilogramm

Km Michaelis-Menten-Konstante

l Liter

La Laktat


LDH Laktatdehydrogenase

LDL Low Density Lipoprotein

M Molarität

m Meter

m2 Meter zum Quadrat

max. Maximum

MCT Monocarboxylattransporter

mg Milligramm

mg/dl Milligramm pro Deziliter

ml/kg/min Milliliter pro Kilogramm pro Minute

ml/min Milliliter pro Minute

mm Millimeter

mmHg Millimeter Quecksilbersäule

mM Milli-Molarität

mmol/l Millimol pro Liter

n.s. nicht signifikant

min. Minimum

N Newton

NAD Nicotinamid-Adenin-Dinukleotid

n Anzahl

μ Micro (10-6)

μl Mikroliter (10-6)

μU/ml Mikrounit pro Milliliter

p Signifikanzniveau

PBS Phosphate buffered saline solution

PFA Paraformaldehyd

pH-Wert Negativer dekadischer Logarithmus der H+ -Ionenkonzentration

pK-Wert Negativer Logarithmus der Dissoziationskonstante eines Elektrolyten

pmol/l Pikomol pro Liter

RM Repitition Maximum

RPE Received Perception of Exertion

SD Standard Deviation

Sek. Sekunden

Std. Stunde


SSC Seitwärtsstreulicht

t Zeit

t0 Zeitpunkt vor der Belastungsuntersuchung

t1 Zeitpunkt nach der Belastungsuntersuchung

Tab. Tabelle

TBS Tris-Buffered Saline

TM Transmembrane domain

U1 Eingangsuntersuchung

U2 Ausgangsuntersuchung

U/min. Umdrehungen pro Minute

VO2max maximale Sauerstoffaufnahme

WHO World Health Organisation

°C Grad Celsius

Einleitung

1

1 Einleitung

1.1 Laktat: Energiereiches Stoffwechselprodukt und Signalmolekül

Über viele Jahre hinweg galt das Molekül Laktat als ein Abfallprodukt des

glykolytischen Stoffwechsels und wurde darüber hinaus für die zelluläre Azidose

verantwortlich gemacht. Diese älteren Ansichten wurden in den letzten Jahren

revidiert und die Bedeutung des energiereichen Moleküls Laktat hat für den

Stoffwechsel und die Diagnostik eine Wandlung erfahren.

Das Molekül Laktat ist ein Salz der Milchsäure, das in zwei verschiedenen

stöchiometrischen Konfigurationen je nach Ausrichtung als L-Laktat und D-Laktat

vorkommt (vgl. Abb. 1).

Abb. 1: Strukturformel L-Laktat

Laktat entsteht im Zytoplasma bei der anaeroben Glykolyse durch den Abbau von

einem Glukosemolekül mit einer Nettoenergieausbeute von zwei Molekülen ATP pro

Glukosemolekül. Durch die Laktatbildung unter anaeroben Bedingungen wird ein

Mangel des Elektronencarriers NAD+ im Zytoplasma kompensiert, der sonst die

Glykolyse zum Erliegen bringen würde (Horn et al. 2005).

Bei der Verstoffwechslung von einem Glukosemolekül entstehen nach zehn

katalysierten Reaktionsschritten zwei Pyruvatmoleküle, die in einer nachfolgenden

Laktatdehydrogenase-Reaktion zu zwei Laktatmolekülen reduziert werden. Aufgrund

des niedrigen pK-Wertes der Milchsäure (pK=3.86) kommt es zu einer sofortigen

Dissoziation und zur Anlagerung eines Natriumions, sodass im physiologischen

System überwiegend das Natriumlaktat vorliegt (vgl. Abb. 2).

Einleitung

2

𝑃𝑃𝑃𝑃𝑃𝑃𝑃𝑃𝑃𝑃𝑃𝑃𝑃𝑃 + 𝑁𝑁𝑁𝑁𝑁𝑁𝑁𝑁 + 𝑁𝑁+ 𝐿𝐿𝑁𝑁𝑁𝑁�� 𝑀𝑀𝑀𝑀𝑀𝑀𝑀𝑀ℎ𝑠𝑠ä𝑃𝑃𝑃𝑃𝑢𝑢 + 𝑁𝑁𝑁𝑁𝑁𝑁+

𝐿𝐿𝑁𝑁𝑁𝑁�⎯� [𝐿𝐿𝑃𝑃𝐿𝐿𝑃𝑃𝑃𝑃𝑃𝑃−𝑁𝑁𝑃𝑃+]

+ 𝑁𝑁𝑁𝑁𝑁𝑁+ + 𝑁𝑁+

Abb. 2: Reaktionsgleichung für die Bildung von Natriumlaktat

Bei der Milchsäurebildung lagert sich sowohl ein H+-Ion vom NADH als auch ein

H+-Ion aus dem Zytoplasma an das Pyruvatmolekül an, wodurch die Gesamt-

protonenkonzentration im Zytoplasma reduziert wird (vgl. Abb. 3). Für die verstärkte

Protonenfreisetzung unter körperlicher Belastung wird hauptsächlich die verstärkte

ATP-Hydrolyse sowie eine erhöhte glykolytische Flussrate verantwortlich gemacht

und nicht die Laktatdehydrogenase-Reaktion (Robergs et al. 2003).

Abb. 3: Laktatdehydrogenase-Reaktion (Robergs et al. 2003)

Das energiereiche Stoffwechselzwischenprodukt Laktat wird sowohl im Ruhe-

zustand, als auch unter Belastung ständig produziert und abgebaut. Der Normbereich

des Ruhelaktatwertes liegt bei < 1.8 mmol/l (Biedler et al. 1995). Zu Beginn der

körperlichen Belastung kommt es zu einem akut erhöhten ATP-Bedarf innerhalb der

Muskelzelle, der nur kurzfristig durch Steigerung der glykolytischen Energie-

bereitstellung und einer damit verbundenen erhöhten Laktatproduktion bereitgestellt

werden kann. Ebenso zeigt sich auch bei längeren Belastungen mit höherer Intensität

eine verstärkte Anhäufung von Laktat in den Skelettmuskelzellen. Dies führt

langfristig zu einer Überforderung der oxidativen Kapazität, weshalb das benötigte

ATP nach Ausschöpfung des oxidativen Stoffwechsels über die glykolytische

Energiegewinnung zur Verfügung gestellt wird (Juel, 2004c).

Einleitung

3

Einerseits dient das entstandene Laktat als Energiequelle im Rahmen der aeroben

Energiegewinnung für Herz, Gehirn und Skelettmuskulatur (Chatham et al.1999;

Galdden, 2000; Halestrap et al. 2004; Waniewski et al. 2004), anderseits kann es in

der Leber, Nieren und Muskulatur über die Glukoneogenese als Glykogen

gespeichert werden (Donovan et al. 1990; McDermott et al. 1992; Bonen et al. 1994).

Das Monocarboxylat Laktat dient nicht nur als Energiequelle, sondern nimmt bei

zellulären Gewebeanpassungen die Rolle eines Signalmoleküls ein (Gladden et al.

2001; Philp et al. 2005; Brooks et al. 2008).

Nachgewiesen werden konnte dies u.a. bei der Wundheilung (Trabold et al. 2003),

bei der Kollagenbildung (Green et al. 1964) und bei Regulationsprozessen von

VEGF (Constant et al. 2000). Ebenso konnte erstmalig an Ratten gezeigt werden,

dass Laktat potentielle Bindungsstellen für ROS-reaktive Transkriptionsfaktoren

besitzt und somit vermutlich bei körperlicher Belastung an der mitochondrialen Bio-

genese im Muskel und der MCT1 Genexpression auf Transkriptionsebene beteiligt

ist (Hashimoto et al. 2007). Zudem fördert der belastungsbedingte Laktatanstieg die

Vasodilatation der Gefäße und die Katecholaminfreisetzung (Fattor et al. 2005).

Innerhalb der Schmerzregulation konnte der Einfluss des Laktats auf die säure-

empfindlichen Rezeptoren (ASIC) der Neuronen nachgewiesen werden (Immke et al.

2001). Bei der Umwandlung von Pyruvat zu Laktat ließ sich zellulär eine nachhaltige

Beeinflussung des Redoxstatus der Zelle beobachten (Brooks, 2002) und bei Ratten

bewirkten erhöhte Ruhelaktatwerte eine Verschlechterung des Glukosetransportes

innerhalb der Muskelzellen (Lombardi et al. 1999).

Einleitung

4

1.2 Laktattransport

Der Transport von Laktat durch die Membranen der unterschiedlichen Zellen und

Geweben ist essentiell für den Energiestoffwechsel und der intrazellulären

pH-Wertregulation aller Organismen (Juel et al. 1999). Der Transport und die

schnellere Verteilung von Laktat in die Körperzellen werden durch die Familie der

Monocarboxylattransporter (MCT) katalysiert.

Bei körperlicher Belastung kommt es im kontrahierenden Muskel zu einer

Akkumulation von Laktat und H+-Ionen. Das entstandene Laktat wird zusammen mit

einem H+-Ion durch die MCT aus der Muskelzelle und durch die Endothelschicht ins

Blutplasma transportiert. In Abhängigkeit von den metabolischen Bedingungen kann

das Laktat einerseits mittels der MCT-Proteine in die Erythrozyten transportiert

werden oder im Blutplasma verbleiben. Anderseits kann das Laktat im Rahmen der

Glukoneogenese als Glykogen gespeichert werden bzw. als Energiequelle für den

oxidativen Energiestoffwechsel der Zielzellen dienen (vgl. Abb. 4).

Erythrozyt

Laktat/H+Laktat/H+Laktat/H+

Laktat/H+

Laktat/H+

Laktat/H+

Oxidative Energiegewinnung

Laktatproduktion

Laktatverwertung

Glukoneogenese

Laktat/H+

MCT1

MCT1/4

Kontrahierender Skelettmuskel

Blutgefäß

MCT1/4

Laktat/H+ Laktat/H+

Laktat/H+

MCT1Intrazellularraum

MCT1

Abb. 4: Vereinfachtes Schema zum Laktattransport bei körperlicher Belastung

Einleitung

5

1.2.1 Monocarboxylattransporter

Über viele Jahre hinweg wurde die Auffassung vertreten, dass der Laktattransport

über die biologischen Membranen zwischen den Geweben und Zellen durch

vereinfachte Diffusion erfolgte. Erst im Jahre 1994 konnte das erste Laktat-

transportprotein aus Zellen eines chinesischen Hamster (Garcia et al. 1994a) und

nachfolgend von Menschen (Garcia et al. 1994b) kloniert werden. Da diese

Transporterproteine überwiegend Monocarboxylate wie Laktat, Pyruvat und Keton-

körper transportieren, wurden sie von ihren Entdecker als Monocarboxylattransporter

(MCT) bezeichnet.

Die MCT gehören zu der SCL16 Genfamilie (Hediger et al. 2004). Bisher konnten

insgesamt 14 Isoformen der MCT mit einem charakteristischen Gewebeverteilungs-

muster und unterschiedlicher Substratspezifität detektiert werden.

Die Monocarboxylattransporter bestehen aus zwölf transmembranären α -helikalen

Domänen (TM) und weisen einen charakteristischen Aufbau aus einer großen

Schleife zwischen TM 6 und TM 7 und einem intrazellulären N- und C-Terminus auf

(vgl. Abb. 5). Es wird angenommen, dass der N-Terminus für die energetischen

Kopplungsvorgänge (Na+- oder H+-Kotransport), den Membraneinbau und für die

Strukturerhaltung verantwortlich ist. Der C-Terminus hingegen für die spezifische

Substratbindung (Saier, 1994). Die 14 Isoformen unterscheiden sich strukturell vor

allem in der Aminosäurensequenz des intrazellulären N- bzw. C-Terminus und der

Schleifengröße voneinander (Halestrap et al. 1999).

Abb. 5: Aufbau des MCT1-Proteins (modifiziert nach Halestrap et al. 2004)

Einleitung

6

Die ersten vier Isomere (MCT1-MCT4) wurden bisher funktionell am intensivsten

untersucht. Hier konnte ein protonengekoppelter Transport durch die Membranen der

Gewebe von Laktat, Pyruvat und Ketonkörper nachgewiesen werden (Halestrap et al.

2004). Der zugrunde liegende Transportmechanismus ist ein gekoppelter Protonen-

/Monocarboxylat-Symport im Sinne der erleichterten Diffusion (Enerson et al. 2003).

Der Transport erfolgt im Verhältnis 1:1, elektroneutral (Roth et al. 1990; Juel et al.

2004c) und verläuft ohne Energieverbrauch stets in Richtung des negativen

Konzentrationsgradienten (Merezhinskaya et al. 2009). Der Transport erfolgt nach

dem Konzentrationsgefälle und unterliegt den Gesetzmäßigkeiten des folgenden

Gleichgewichts: [lactate]in/[lactate]out=[H+]out/[H+]in. Die kinetischen Parameter

sind allerdings gemäß dem Gleichgewicht nach Haldane (Vmax/Km)influx=

(Vmax/Km)efflux thermodynamisch beschränkt (Halestrap et al. 1999). Somit besitzt

der MCT die Fähigkeit auf die vorliegenden metabolischen Zustände in der Zelle zu

reagieren und in beide Richtungen, d.h. entweder in oder aus der Zelle heraus zu

transportieren.

1.3 Physiologie des Laktattransports in Muskulatur und Erythrozyten

Hauptverantwortlich für den stereoselektiven Transport von L-Laktat (Poole et al.

1993; Juel et al. 1997; Broer et al. 1998; Halestrap et al. 2004) in der Muskulatur

sind die beiden Transporterproteine MCT1 und MCT4, die coexprimiert werden und

eine muskelfasertypische Verteilung aufweisen (Pilegaard et al. 1999a).

Es zeigt sich eine erhöhte Expressionsrate des MCT1-Proteins in den langsamen,

oxidativen Typ 1 Muskelfasern (McCullagh et al. 1996; Bonen et al. 2001), wohin-

gegen sich in den schnellen, glykolytischen Typ 2 Muskelfasern eine geringere

MCT1-Dichte und erhöhte Expression des MCT4-Proteins beobachten lässt

(Mc Cullagh et al. 1997; Bonen et al. 2000a). Da sich diese Verteilung des MCT1

und MCT4 auch in anderen Zellen, wie u.a. in den oxidativen Herzmuskelzellen

(Halestrap et al. 1997) oder in glykolytischen weißen Blutzellen (Wilson et al. 1998)

feststellen lässt, wird angenommen, dass der MCT1 vermehrt für die Laktataufnahme

in die Zelle und der MCT4 überwiegend für den Laktatabfluss aus Zellen mit hoher

glykolytischer Kapazität verantwortlich ist (McCullagh et al. 1996; Bonen et al.

2000b; Manning et al. 2000). Hinzu kommt, dass der MCT1 eine größere Affinität zu

Einleitung

7

L-Laktat (Km=5 mM) besitzt als der MCT4 (Km=20-30 mM), so dass der MCT1

schon früher als der MCT4 bei niedrigeren Laktatkonzentrationen zu transportieren

beginnt (Juel et al. 1999; Dimmer et al. 2000).

In Ruhe und bei geringen körperlichen Belastungen sind für Aufrechterhaltung des

konstanten pH-Wertes hauptsächlich der Na/H+-Austauscher und der

Na/Bicarbonat-Austauscher verantwortlich (Juel, 1998a). Unter körperlicher

Belastung führt die erhöhte Laktatproduktion zu intrazellulären Ionenverschiebungen

mit einer Zunahme der H+-Ionenkonzentration und einer daraus resultierenden

Abnahme des pH-Wertes. Für den schnellen Transport von Laktat und H+-Ionen

unter Belastung sind der MCT1 und MCT4 zuständig. Die beiden MCT-Proteine

übernehmen somit bei intensiven körperlichen Belastungen eine wichtige Funktion

bei der intrazellulären pH-Wertregulation der Muskelzelle (Juel et al. 2004a). Es

konnte gezeigt werden, dass eine Korrelation zwischen der Zeitspanne bei der

pH-Wertnormalisierung und des Laktatwertes in der Regenerationszeit vorlag

(Juel, 1998b). Die Transportrichtung ist dabei von dem Laktatgradienten und somit

vom intrazellulären pH-Wert der Zelle abhängig (Roth et al. 1990; Halestrape et al.

1999).

In der Muskulatur ist die Expressionsrate des MCT-Proteins abhängig von der

Muskelaktivität, also von den metabolischen und energetischen Anforderungen der

Muskulatur. Zahlreiche Studien an Menschen und Tieren belegen, dass sowohl

Ausdauer- (Dubouchaud et al. 2000; Bonen et al. 2000c, Yoshida et al. 2004) und

Krafttraining (Juel et al. 2004b) als auch die elektrische Stimulation (McCullagh

et al. 1997; Bonen et al. 2000b) der Muskulatur langfristig den MCT1- und MCT4-

Gehalt erhöhen.

Die Laktatbeseitigung aus der Zelle nach körperlicher Belastung korreliert positiv

mit dem MCT-Gehalt (Donovan et al. 1983; McCullagh et al. 1996; Bonen et al.

1998; Dubouchaud et al. 2000) und dem Trainingszustand (Pilegaard et al. 1994).

Hierbei ist aber anzumerken, dass nicht nur alleine die Zunahme des MCT-

Gehaltes, sondern auch andere Ursachen wie u.a. ein verbesserter Blutfluss und eine

Vermehrung der Kapillarendichte für die erhöhte Laktattransportkapazität mit-

verantwortlich sind (Juel et al. 2004a).

Es ist davon auszugehen, dass sich in der Muskulatur die Proteinexpression des

MCT1 und MCT4 unterschiedlich an körperliche Belastung adaptiert. Verschiedene

Trainingsstudien zeigten, dass ein körperliches Training zu unterschiedlichen

Einleitung

8

Expressionsraten des MCT1 und MCT4 in der Muskulatur führte (Pilegaard et al.

1999a; Bonen et al. 2000b; Tonouchi et al. 2002; Juel et al. 2004b; Mohr et al. 2007).

Dabei kam es schon bei moderaten Trainingsbelastungen zu einer erhöhten MCT1-

Proteinexpression, wohingegen der MCT4 erst bei höheren Belastungen vermehrt

zusammen mit dem MCT1 exprimiert wurde (Juel et al. 2006). Körperliche

Inaktivität bewirkt dagegen eine Reduzierung der MCT-Dichte sowohl im humanen

(Pilegaard et al. 1998) als auch tierischen Skelettmuskel (McCullagh et al. 1995;

Dubouchaud et al. 1996; Wilson et al. 1998). Es wird kontrovers diskutiert, ob die

trainingsinduzierte Genexpression der MCT-Proteine in der Muskulatur nach

transkriptionellen, posttranskriptionellen oder translationellen Mechanismen erfolgt

(Jackson et al. 1997; Sachs et al. 1997; Bonen et al. 2000a; Coles et al. 2004;

Halestrape et al. 2004).

Eine erhöhte, aktivitätsbedingte „Up-Regulation“ der MCT-Proteine zeigt sich dabei

nicht nur nach langfristig angelegten Trainingsprogrammen, sondern auch kurzfristig

unmittelbar nach einer einzelnen Trainingseinheit (Zhou et al. 2000; Green et al.

2002; Coles et al. 2004). Dies könnte auf eine aktivitätsbedingte Translokation der

MCT, ähnlich wie bei den Glut4-Transportern in der Muskelzelle, zurückzuführen

sein (Hirshman et al. 1988; Phillips et al. 1996; Richter et al. 1998).

Die mögliche Translokation der MCT1- und MCT4-Proteine in die Zellmembran ist

dabei von dem Glykoprotein CD147 (Emmprin, Basigin) abhängig (Philp et al.

2003b; Wilson et al. 2005; Jiang et al. 2007). Eine Kolokalisation des CD147- und

MCT1-Proteins konnte bereits für eine Vielzahl von Geweben, wie u.a. Herz- und

Skelettmuskel, Leber, Niere, Darm und Hoden nachgewiesen werden (Nackai et al.

2006).

Das CD147-Protein ist ein ubiquitär exprimiertes Membranglykoprotein, das an

vielen physiologischen und pathologischen Prozessen (Zhou et al. 2005; Gallagher

et al. 2007) beteiligt ist und der Immunglobin-Superfamilie angehört. Das

Glykoprotein (vgl. Abb. 6) gliedert sich in zwei extrazelluläre Immun-

globulindomainen, einer Transmembranregion und einem kurzen zytoplasmatischen

Domän (Fossum et al. 1991). Es wird angenommen, dass der zytoplasmatische und/ -

oder transmembranäre Anteil des CD147 für die Verbindung mit zwei MCT-

Proteinen verantwortlich ist (Wilson et al. 2002).

Einleitung

9

SS

SS

C

CN

N

MCT1

CD147

Abb. 6: MCT1-Protein und sein Chaperon CD147 (modifiziert nach Halestrap et al. 2004)

Das CD147-Protein ist ein essentielles Chaperon für den Transport des MCT1 und

MCT4 in die Zellmembran und ist für die korrekte Lokalisation (Kirk et al. 2000),

Expression und Funktionalität der beiden MCT-Proteine in der Muskulatur

verantwortlich (Wilson et al. 2002; Halestrap et al. 2004).

Für den Laktattransport in den Erythrozyten sind das Bande 3-Protein, die nicht-

ionische Diffusion und der MCT1 verantwortlich (Deuticke et al. 1982a; De Bruijne

et al. 1983; Poole et al. 1993). Im humanen Erythrozyten konnte bisher nur die

Isoform MCT1 nachgewiesen werden (Deuticke et al. 1982b; Poole et al. 1996;

Halestrap et al. 1999; Juel et al. 2003). Der erythroide MCT1 transportiert

stereoselektiv L-Laktat zusammen mit einem Hydrogen-Ion im Verhältnis 1:1, wobei

die Transportrichtung von dem Konzentrationsgradienten der Plasmalaktat-

konzentration abhängig ist.

Die reifen Erythrozyten besitzen keine Zellorganellen und können deshalb ihren

Energiebedarf nur über die anaerobe Energiebereitstellung decken. Die Glukose ist

der Hauptenergieträger des Erythrozyten, welches mit einer Nettoenergieausbeute

von zwei Molekülen ATP zu Laktat abgebaut wird. Im Ruhezustand erfolgt über-

wiegend ein Ausstrom von Laktat aus dem Erythrozyten in das Blutplasma, während

es unter körperlicher Belastung, aufgrund des Konzentrationsgefälles, zu einem

Einleitung

10

Einstrom von Laktat in den Erythrozyten kommt (Väihkönen et al. 2001). Bei

aktivitätsbedingten hohen Laktatkonzentrationen erfolgt der Laktattransport vom

Blutplasma in die humanen Erythrozyten überwiegend durch den MCT1 (90%),

während die Bande 3-Proteine (6%) und die nicht ionische Diffusion (4%) eher eine

untergeordnete Rolle einnehmen (Deuticke et al. 1989; Skelton et al. 1998). Im

Vergleich verschiedener Tierspezies ließen sich Unterschiede in der Laktat-

transportkapazität und Michaelis-Menten-Konstanten der MCT1-Proteine feststellen

(Väihkönen et al. 2001). Dabei besitzen Menschen, Pferde und Hunde artspezifisch

eine höhere Lakattransportkapazität als Rentiere, Ziegen oder Schafe. Bei der

geringeren Laktattransportkapazität erfolgt der Laktattransport überwiegend durch

die nicht-ionische Diffusion und das Band 3-Protein (Skelton et al. 1995). Bei

Pferden ließen sich auch interindividuelle Unterschiede hinsichtlich der Laktat-

transportaktivität in den Erythrozyten feststellen, wofür genetische Faktoren

verantwortlich gemacht werden (Väihkönen et al. 2002).

Der Trainingszustand scheint dabei positiv mit der erythroiden Laktataufnahme zu

korrelieren, da sich bei trainierten Pferden nach einem Rennen höhere Laktatwerte in

den Erythrozyten zeigten als bei untrainierten Pferden (Räsänen et al. 1995;

Väihkönen et al. 1999). Ebenso konnte bereits in Trainingsstudien gezeigt werden,

dass die Laktattransportkapazität vom Plasma in die Erythrozyten bei trainierten

Tieren (Skelton et al. 1995; Koho et al. 2002) sowie Menschen (Connes et al. 2004b)

erhöht und bei körperlicher Inaktivität reduziert ist (Skelton et al. 1998). Jedoch ist

diese Laktataufnahme durch die Ionenverteilung im intra- und extraerythrozytärem

Raum eingeschränkt, da ein konstantes Laktat-Erythrozyten-Plasma-Verhältnis

im Erythrozyten von 0,6 bis 0,4 vorliegt (Harris et al. 1989; Smith et al.1997;

Hildebrand et al. 2000).

Unter Hypoxie-Bedingungen konnte eine erhebliche Steigerung der Expressionsrate

des MCT1 und einer Verbesserung der Laktattransportkapazität im humanen

Erythrozyten beobachtet werden (Juel et al. 2003). Eine Verbesserung der Kapazität

des Laktatransportes und ein geringeres Ansteigen der Laktatwerte bei körperlicher

Belastung ließen sich auch durch die Injektion des Medikamentes Erythropoetin bei

humanen Erythrozyten erreichen. (Connes et al. 2004a). Langfristig ließ sich nach

einem dreiwöchiges Schwimmtraining eine Steigerung der MCT1-Proteinexpression

in den Erythrozyten bei Ratten beobachten (Aoi et al. 2004), wobei körperliche

Inaktivität (Skelton et al. 1998) und Mutationen in der DNA des MCT1

Einleitung

11

(Merezhinskaya et al. 2000) zu einer Verschlechterung des Laktattransportes in den

Erythrozyten führt. Das CD147-Protein scheint wie in der Muskulatur eine wichtige

Funktion für den erythroiden Lakatttransport einzunehmen. Die Untersuchungs-

ergebnisse weniger Studien deuten darauf hin, dass das CD147-Protein als Chaperon

des MCT1 in den Erythrozyten fungiert. Langfristig konnte bei Pferden eine positive

Korrelation zwischen der Lakattransportaktivität und der erythroiden CD147-Dichte

sowie dem Trainingszustand nachgewiesen werden (Koho et al. 2002; Koho et al.

2006). Die zugrundeliegenden aktivitätsbedingten Regulationsmechanismen wurden

bisher noch nicht an den Erythrozyten untersucht.

1.4 Veränderungen des Laktatstoffwechsels bei Typ 2 Diabetikern

Bei Typ 2 Diabetikern ist die Aufnahme der Energieträger Laktat und Glukose in die

Zielzellen gestört. Der Glukosetransport durch die Zellmembran in die verschiedenen

Körperzellen wird durch die Familie der Glukosetransporter (GLUT) reguliert. Die

Glukoseaufnahme in die Muskelzelle kann einerseits durch die insulinabhängige und

andererseits durch die insulinunabhängige Translokation der GLUT4-Transporter aus

intrazellulären Speichervesikel an die Zellmembran erfolgen (Marette et al. 1992;

Hayashi et al. 1997; Zierath et al. 2002; Jessen et al. 2005). Bei Typ 2 Diabetikern

konnte festgestellt werden, dass eine Insulinresistenz u.a. durch Defekte innerhalb

der einzelnen Signalwege der Insulin stimulierten GLUT4-Translokation verursacht

werden (Eriksson et al. 1992; Czech et al. 1995; Kennedy et al. 1999; Krook et al.

2000).

Zudem konnte beobachtet werden, dass Typ 2 Diabetiker nicht nur erhöhte Glukose-,

sondern auch erhöhte Ruhelaktatwerte aufweisen (Reaven et al. 1988; Lovejoy et al.

1992). Dabei wiesen Patienten mit Typ 2 Diabetes in Ruhe höhere Laktatwerte als

fettleibige Personen auf (Reaven et al. 1988) und es ließ sich eine Korrelation

zwischen erhöhten HBA1c-Werten und erhöhten Ruhelaktatwerten feststellen (Chen

et al. 1999). Die Ursachen für die erhöhten Ruhelaktatwerte werden kontrovers

diskutiert. Es wird vermutet, dass das Fettgewebe für die verstärkte Laktatproduktion

mitverantwortlich ist (Hagström et al. 1990; DiGirolamo et al. 1992). Sowohl durch

die vermehrte Anzahl als auch den vergrößerten Durchmesser der Adipozyten wird

die Laktatproduktion in Ruhe entscheidend erhöht (Crandall et al. 1983). Ebenso

konnte ein signifikanter Einfluss der Skelettmuskulatur auf die Gesamtlaktat-

Einleitung

12

produktion aufgrund des verschlechterten oxidativen Glukosestoffwechsels bei

Typ 2 Diabetikern nachgewiesen werden (Consoli et al. 1990; Avogaro et al. 1996).

Möglicherweise führen die erhöhten Fettwerte zu einer Verminderung der

Pyruvatdehydrogenase-Aktivität (Randle et al. 1963), welches eine Verschiebung des

Pyruvat-/Laktat-Gleichgewichtes in Richtung des Laktats bedingt (Mondon et al.

1992).

Erhöhte Ruhelaktatwerte gelten als unabhängiger Risikofaktor für die Entstehung

von Typ 2 Diabetes (Ohlson et al. 1988), da gezeigt werden konnte, dass erhöhte

Laktatkonzentrationen den Insulin stimulierten GLUT-4 Transport am tierischen

Skelett- und Herzmuskel verschlechtern (Vettor et al. 1997; Lombardi et al. 1999;

Choi et al. 2002).

1.5 Diabetes mellitus und körperliche Aktivität

Die Erkrankung Diabetes mellitus wird infolge körperlicher Inaktivität,

Fehlernährung und Überalterung der Bevölkerung zu einem der führenden

Gesundheitsprobleme des 21. Jahrhunderts werden. In Europa leiden derzeit über 50

Millionen Betroffene an der Erkrankung, weltweit insgesamt schätzungsweise 285

Millionen Menschen (International Diabetes Federation, 2010). Es wird davon

ausgegangen, dass sich die Zahl der Erkrankungen bis ins Jahr 2030 weltweit auf 366

Millionen erhöht (Wild et al. 2004). Weltweit sterben jährlich etwa 3,2 Millionen

Menschen an den diabetischen Folgeerkrankungen. In Deutschland sind 7,1

Millionen Menschen von der Erkrankung betroffen (Hauner et al. 2007), wobei

zusätzlich noch von einer Dunkelziffer mit einem nicht-diagnostizierten Diabetes

von zwei bis drei Millionen Personen innerhalb der Bevölkerung ausgegangen wird

(Rathmann et al. 2003).

Der Typ 2 Diabetes ist mit etwa 90 % die häufigste Diabetesform und stellt eine

chronisch, progrediente Erkrankung dar, die sich aus einer vererbten und erworbenen

Insulinresistenz mit relativen Insulinmangel entwickelt und im Krankheitsverlauf zu

einem sekretorischen Defekt mit Insulinresistenz führt (Kerner et al. 2004; Matthaei

et al. 2008). Der Typ 2 Diabetes wird zusammen mit den Erkrankungen von

abdominaler Adipositas, Dyslipidämie und arterieller Hypertonie dem Symptomen-

komplex des Metabolischen Syndroms zugeordnet (Grundy et al. 2004). Treten

mehrere Komponenten des metabolischen Syndroms gemeinsam auf liegt für den

Einleitung

13

Patienten ein erhöhtes Risiko für kardiovaskuläre Erkrankungen vor, welches durch

große Bevölkerungsstudien wie u.a. der Framingham-Studie und PROCAM-Studie

(Hense et al. 2003; D'Agostino et al. 2002) belegt wurde.

Kardiovaskuläre Erkrankungen stellen mit 75% der Gesamtmortalität die häufigste

Todesursache bei Typ 2 Diabetikern dar, da die Erkrankten ein zwei bis vierfach

erhöhtes kardiovaskuläres Risiko gegenüber Nichtdiabetikern aufweisen (Wilson et

al. 1992; Geiss et al. 1995). Die chronische Hyperglykämie gilt als ein eigenständiger

Risikofaktor für die Entstehung von pathologischen Gefäßveränderungen (Hanefeld

et al. 1997). Langzeitstudien (ADVANCE, UKPDS) bei Typ 2 Diabetikern belegen,

dass ein langfristig gut eingestellter Blutzuckerspiegel das kardiovaskuläre Risiko bei

den Betroffenen nachhaltig reduzieren kann (Advance et al. 2008; Holman et al.

2008).

Die körperliche Aktivität hat innerhalb des Therapiekonzeptes des Typ 2 Diabetes

einen hohen therapeutischen Nutzen, weil durch die zusätzliche Muskelarbeit eine

Verbesserung der peripheren Insulinresistenz und eine Reduzierung der im Rahmen

des Metabolischen Syndroms auftretenden kardiovaskulären Risikofaktoren erreicht

werden kann.

Im Rahmen der Primärprävention untermauern große randomisierte Inter-

ventionsstudien, dass sich in der Krankheitsphase der beginnenden Insulinresistenz

der Blutzuckerspiegel durch eine Lebensstilveränderung, im Sinne einer

Ernährungsumstellung sowie regelmäßiger körperlicher Bewegung, normalisieren

lässt und somit eine Manifestation des Diabetes Typ 2 verzögert bzw. verhindert

werden kann (Eriksson et al. 1991; Manson et al. 1991; Tuomilehto et al. 2001; Hu et

al. 2002; Knowler et al. 2002; Krook et al. 2003; Petrella et al. 2005; Lindstrom et al.

2006; Ramachandran et al. 2006).

In der Sekundärprävention sieht die Deutsche Diabetes Gesellschaft die körperliche

Aktivität neben einer Ernährungsmodifikation als die erste Therapiemaßnahme bei

der Behandlung eines neu manifesten Typ-2-Diabetes an (Halle et al. 2008). In

zahlreichen randomisierten Studien wurde der sekundärtherapeutische Nutzen von

körperlicher Aktivität innerhalb der Therapie bei manifesten Typ-2-Diabetes

nachgewiesen (Castaneda et al. 2002; Knowler et al. 2002; Boule et al. 2003; Cauza

et al. 2005; Snowling et al. 2006). Auf der Basis kontrollierter Studien hat die

amerikanische Diabetes Gesellschaft sowohl dem Ausdauer- als auch dem

Einleitung

14

Krafttraining den „Evidenzgrad A“ für die Verbesserung der glykämischen Stoff-

wechsellage verliehen (Sigal et al. 2004; König et al.2006).

In der Grundlagenforschung gibt es auf molekularer und zellulärer Ebene

gegenwärtig nur vereinzelte Studien zum diabetischen Laktatstoffwechsel, welche

die langfristigen und kurzfristigen Dichteveränderungen und Regulations-

mechanismen der Monocarboxylattransporter im Muskel und Erythrozyten bei Typ 2

Diabetikern untersucht haben.

Im Tiermodell konnte ein verringerter MCT1-Gehalt und ein verschlechterter

Lakattransport in die Adipozyten von diabetischen (Hajduch et al. 2000) sowie von

übergewichtigen Ratten (Py et al. 2001) im Skelettmuskel festgestellt werden. In

einer weiteren Studie zeigte sich auch eine Verschlechterung des Laktattransportes in

der Skelettmuskulatur bei diabetischen Ratten, jedoch blieb der MCT1-Gehalt

unverändert (Py et al. 2002).

In einer Trainingsstudie mit diabetischen Ratten konnte nachgewiesen werden, dass

durch ein Ausdauertraining eine Erhöhung des krankheitsbedingten reduzierten

MCT1- und MCT4-Gehalts im Herz- und Skelettmuskel sowie eine Verbesserung

des Laktattransports erreicht werden kann (Enoki et al. 2003). Diese Beobachtungen

wurden durch die Ergebnisse einer weiteren Trainingsstudie bekräftigt, bei der die

Laktattransportkapazität und MCT1-Expression nach einem Ausdauertraining erhöht

werden konnte (Metz et al. 2005).

In der bisher einzigen mit Typ 2 Diabetikern durchgeführten Trainingsstudie konnte

eine um 35% reduzierte MCT1-Dichte im Vergleich zu der gesunden Kontroll-

gruppe festgestellt werden. Mittels eines sechswöchigen Krafttrainings konnte der

MCT1-Gehalt wieder normalisiert werden (Juel et al. 2004b). Die Auswirkungen

eines Ausdauertrainings auf die MCT-Dichte sowohl im Skelettmuskel und als auch

in den Erythrozyten sowie die zugrundeliegenden aktivitätsbedingten Regulations-

mechanismen wurden bisher bei Typ 2 Diabetikern noch nicht untersucht.

Einleitung

15

1.6 Fragestellungen

Der Schwerpunkt der zahlreichen Trainingsstudien zum Laktatstoffwechsel befasste

sich überwiegend mit den kinetischen Parametern zum Laktattransport. Bisher gibt es

nur wenige Trainingsstudien, die den langfristigen Einfluss von körperlicher

Aktivität auf die MCT-Transporter in der Muskulatur und Erythrozyten bei Typ 2

Diabetikern und die zugrundeliegenden kurzfristigen zellulären Regulations-

mechanismen untersucht haben. Analog zu der aktivitätsbedingten GLUT4-

Translokation in der Muskelzelle kann aus den gegenwärtigen Studienergebnissen

vermutet werden, dass möglicherweise körperliche Aktivität zu einer kurzfristigen

Translokation der MCT-Proteine und des Chaperons CD147 in die Muskelmembran

führt. Untersuchungen zu den kurzfristigen aktivitätsbedingten Regulations-

mechanismen der MCT1- und CD147-Proteine im Erythrozyten liegen nach gegen-

wärtigem Wissensstand nicht vor.

Vor diesem Hintergrund ergaben sich für die DiabetesAktiv-Studie folgende

Fragestellungen:

1. Kommt es durch ein sporttherapeutisches Ausdauer- und Krafttraining bei nicht-

insulinpflichtigen Typ 2 Diabetikern zu langfristigen Veränderungen der MCT1- und

MCT4-Dichte in der Muskulatur?

Für die Bestimmung dieser trainingsinduzierten Veränderungen der MCT1- und

MCT4-Dichten wurden immunhistochemische Färbungen an den Muskelschnitten

aus der Eingangs- und Ausgangsuntersuchung durchgeführt.

2. Zeigen sich im Erythrozyten neben den langfristigen auch kurzfristige

Veränderungen der MCT1- und CD147-Dichte unmittelbar nach dem Belastungs-

test?

Die Bestimmung der trainingsinduzierten Veränderungen der MCT1-Dichte erfolgte

anhand von immunhistochemischen Färbungen der Erythrozyten aus den venösen

Blutproben vor und unmittelbar nach dem Belastungstest der Eingangs- und

Ausgangsuntersuchung. Die CD147-Dichteveränderungen an den Erythrozyten

wurden durchflusszytometrisch aus den venösen Blutproben vor und unmittelbar

nach dem Belastungstest aus der Eingangs- und Ausgangsuntersuchung analysiert.

Einleitung

16

3. Zeigt sich unter körperlicher Belastung kurzfristig eine trainingsinduzierte

verstärkte Translokation der MCT1- und CD147-Proteine analog zur Glut4-

Translokation in der Erythrozytenmembran nach einem dreimonatigen Ausdauer-

und Krafttraining?

Der Nachweis einer möglichen aktivitätsbedingten Translokation der MCT1- und

CD147-Proteine im Erythrozyten erfolgte anhand von Immunfluoreszenz-Färbungen

aus den venösen Blutproben vor und unmittelbar nach dem Belastungstest aus der

Eingangs- und Ausgangsuntersuchung

4. Welchen Einfluss haben die beiden Trainingsformen auf den diabetischen

Stoffwechsel und die körperliche Leistungsfähigkeit der Patienten?

Die Auswirkungen des Ausdauer- und Krafttrainings wurden durch eine

Gegenüberstellung von ausgewählten metabolischen und leistungsphysiologischen

Parametern aus der Eingangs- und der Ausgangsuntersuchung aufgezeigt.

Material und Methoden

17

2 Material und Methoden

2.1 Studiendesign 2.1.1 Probandenbeschreibung

Eingeschlossen in die Studie wurden Männer über 30 Jahre, die einen nicht-

insulinpflichtigen Typ 2 Diabetes aufwiesen und zuvor nicht regelmäßig körperlich

aktiv waren. Ausgeschlossen waren insulinpflichtige Typ 1- und Typ 2 Diabetiker

und ebenso Patienten mit einem akuten Koronarsyndrom, limitierende orthopädische

Begleiterkrankungen, schweren mikro- und makrovaskuläre Folgeerkrankungen des

Diabetes mellitus, schwerer COPD, Alkohol- und Drogenmissbrauch oder weiteren

bösartigen Grunderkrankungen.

Insgesamt wurden 32 männliche Patienten mit einem nicht-insulinpflichtigen Typ 2

Diabetes in die Studie eingeschlossen. Davon haben insgesamt 27 Patienten an der

Eingangs- und Ausgangsuntersuchung teilgenommen und mindestens 90% der

gesamten Trainingseinheiten absolviert. Vier Studienteilnehmer sind aus gesund-

heitlichen Gründen und ein Patient wegen unregelmäßiger Teilnahme aus der Studie

ausgeschlossen worden. Dadurch reduzierte sich die Anzahl der Teilnehmer bei der

Ausdauergruppe auf dreizehn Probanden und bei der Kraftgruppe auf vierzehn

Probanden. Die Manifestation der Erkrankung lag bei den Patienten im Durchschnitt

sieben Jahre zurück. In der nachfolgenden Tabelle sind die anthropometrischen

Daten der 27 Probanden unmittelbar vor der Trainingsintervention aufgeführt (vgl.

Tab. 1)

Tab. 1: Darstellung der anthropometrischen Daten des Probandenkollektivs zum Zeitpunkt vor der Trainingsintervention

Kraftgruppe Ausdauergruppe Gesamtkollektiv Anzahl (n ) 14 13 27

Alter (J) 61±8 61±9 61±9

Größe (cm ) 178±10 179±6 178±8

Gewicht (kg) 89.5±12.1 100.1±12.3 94.6±13.1

BMI (kg/m²) 28.5±3.4 31.3±3.8 29.8±3.8


18

2.1.2 Untersuchungsablauf

Die Rekrutierung erfolgte mittels zweier Zeitungsanzeigen und eines Informations-

briefes an die ortsansässigen Diabetologen. Im Rahmen eines Informationsabends

wurden die interessierten Diabetiker ausführlich über die Studienablauf und dessen

Inhalte sowie die möglichen Risiken bei den Untersuchungen aufgeklärt.

Die Eingangs- als auch Ausgangsuntersuchung wurde im Institut für Kreislauf-

forschung und Sportmedizin der Sporthochschule Köln durchgeführt. Zu den Unter-

suchungszeitpunkten fanden jeweils eine ausführliche Anamnese und eine Nüchtern-

Blutabnahme sowie eine klinische Untersuchung der Patienten statt. Nach der

Eingangsuntersuchung (U1) wurden die Teilnehmer in die Studie ein- bzw.

ausgeschlossen und anschließend in eine Kraftgruppe und Ausdauergruppe

randomisiert unterteilt. Vor Interventionsbeginn wurde bei achtzehn Patienten im

Institut für Motorik und Bewegungstechnik eine Muskelbiopsie durchgeführt.

Danach begann die dreimonatige sporttherapeutische Intervention, in dem beide

Trainingsgruppen jeweils zweimal pro Woche ihr Trainingsprogramm an der

Sporthochschule Köln und noch zusätzlich eigenverantwortlich einmal pro Woche

ein Heimtrainingsprogramm absolvierten. Zudem wurden bei beiden Trainings-

gruppen in der ersten und letzten Trainingswoche isometrische Kraftmessungen

durchgeführt. Nach der letzten Trainingseinheit erfolgten zeitnah die zweite Muskel-

biopsie und anschließend die Abschlussuntersuchung (U2) der Studienteilnehmer

(vgl. Abb. 7).

Der Ethikantrag wurde vor Studienbeginn von der Ethikkommission der Deutschen

Sporthochschule genehmigt und entsprach den Richtlinien der Deklaration von

Helsinki. Die Studienteilnehmer wurden ausführlich über die Studieninhalte und

mögliche Risiken bei den Untersuchungen aufgeklärt und haben vor der Eingangs-

untersuchung ihre schriftliche Einverständniserklärung zu den Untersuchungen und

Studienbedingungen abgegeben.


19

ScreeningVorauswahl der Patienten (n=32)

Studienablauf der DiabetesAktiv-Studie

Randomisierung / Gruppeneinteilung

Nov./Dez.2006

U1 / EingangsuntersuchungRuhe EKG, Labor, Ärztl. Untersuchung,

Echokardiographie, Bel. EKG, Muskelbiopsien, Isometrische Kraftmessungen

Ausdauergruppe 3 Monate

+ Heimtrainingsprogramm

Kraftgruppe 3 Monate

+ Heimtrainingsprogramm

19. März-13. Juni

2007

U2 / Abschlussuntersuchung Ruhe EKG, Labor, Ärztl. Untersuchung,

Echokardiographie, Bel. EKG, Muskelbiopsien, Isometrische Kraftmessungen

14-17.Juni2007

ZEITLAUF

8-11. März 2007

Abb. 7: Studienablaufschema der DiabetesAktiv-Studie

2.2 Untersuchungsverfahren

2.2.1 Erhebung der anthropometrischen Daten

Alter und Gewicht

Das Alter der Probanden wurde aus dem Geburtsdatum und dem Zeitpunkt der

Eingangsuntersuchung berechnet. Die Messung des Körpergewichtes erfolgte gemäß

den standardisierten Messvorgaben der IDIS (Laaser et al. 1989) auf einer Stand-

waage Typ Seca761 (Vogel & Halke, Hamburg, D) ohne Schuhe und in leichter

Kleidung.

Die Körpergröße wurde mittels eines geeichten Messbandes Typ Seca 225 (Vogel &

Halke, Hamburg, D) an einer senkrechten Wand, ohne Schuhe in aufrechter Position

erfasst.

Body-Mass-Index

Die Bestimmung des Body-Mass-Index (BMI) wurde aus den ermittelten Daten

anhand folgender Formel errechnet:

BMI (kg/m²) = Körpergewicht (kg) / Körpergröße zum Quadrat (m²)


20

Die Klassifikation des BMI-Wertes erfolgte entsprechend den Richtlinien der

Deutschen Adipositas-Gesellschaft (Hauner et al. 2007). Übergewicht ist definiert als

BMI ≥ 25 kg/m2, Adipositas als BMI ≥ 30 kg/m2.

Blutdruckmessung

Die arterielle Ruheblutdruckmessung erfolgte mit der indirekten Methode nach Riva

Rocci mittels eines vollautomatischen Messverfahrens (ELAG BE 227,

Schwarzhaupt, D) am Oberarm der Probanden gemäß den Richtlinien der Deutschen

Hochdruckliga (Deutsche Hochdruckliga et al. 1997).

Ruhe-EKG und Echokardiographie

Vor der Belastungsuntersuchung wurde das Ruhe-EKG der Brustwand nach

WILSON sowie der Extremitäten nach EINTHOVEN und GOLDBERGER

abgeleitet und mit dem MAC 1200 (Medical Systems, Freiburg, D) durchgeführt. Bei

der Echokardiographie wurden die Probanden in linker Halbseitenlage mit dem

VIVD TM 3 (Medical Systems, Solingen, D) untersucht.

2.2.2 Laborparameter

Cholesterin

Zur quantitativen Bestimmung des Cholesterins wurde das ABX Pentra Cholesterol

CP Reagenzsystem (ABX Diagnostics, Montpellier, F) verwendet. Der Nachweis des

Cholesterins im Serum erfolgte mittels eines enzymatischen, photometrischen Tests.

Bei dieser CHOD-PAP-Methode dient der rote Farbstoff Chinonimin als

kolorimetrischer Indikator. Die photometrischen Messungen wurden am Zentrifugal-

analyser Corbas Mira Plus System (Hoffmann-La Rouche, Basel, Schweiz)

durchgeführt.

HDL-Cholesterin

Die quantitative Bestimmung der Cholesterin-Lipoproteine von hoher Dichte im

Serum erfolgte mit Hilfe des ABX Pentra HDL Direct CP Reagenzsystems (ABX

Diagnostics, Montpellier, F) mittels Kolorimetrie. Bei dieser „ Accelerator Selective

Detergent-Methode“ wird das HDL über zwei Reagenzien einer Enzymreaktion

ausgesetzt. Mit Hilfe dieser homogenen Methode kann die HDL-Cholesterin-


21

konzentration direkt über eine Farbentwicklung mit Hilfe des Corbas Mira Plus

System bestimmt werden.

LDL-Cholesterin

Die Bestimmung der LDL-Cholesterinkonzentration wurde mittels der

FRIEDEWALD-Formel berechnet:

LDL-Cholesterin = Gesamtcholesterin - Triglyzeride/5 – HDL Cholesterin

Triglyzeride

Für die quantitative Messung der Triglyzeridkonzentration wurde das ABX Pentra

Triglycerides CP Reagenzsystem (ABX Diagnostics, Montpellier, F) eingesetzt. Bei

dieser enzymatischen, kolorimetrischen Methode wurde die Triglyzeridkonzentration

mittels des roten Farbstoffs Chinonimin durch das Zentrifugalanalysegerät Corbas

Mira Plus System bestimmt.

Insulin

Zur quantitativen Bestimmung der Insulinkonzentration im Serum wurde das

Elektrochemilumineszenz Immunoassay Elecsys 1010/2010 und Modular Analytics

E170 (Roche, Mannheim, Deutschland) verwendet. Das Grundprinzip dieser Mess-

methode beruht auf einem Sandwichprinzip, bei dem zwei monoklonale Insulin-

spezifische Antikörper nach der ersten Inkubation mit dem Insulin ein Sandwich-

Komplex bilden. Nach der zweiten Inkubation wird nach Zugabe von Streptavidin

beschichteten Mikropartikeln der Komplex über Biotin-Streptavidin-

Wechselwirkung an die Festphase gebunden. Anschließend wird das Reaktions-

gemisch in eine Messzelle gegeben, bei denen die Mikropartikel mittels der

magnetischen Wirkung auf der Oberfläche der Elektrode fixiert werden.

Ungebundene Substanzen wurden danach mit ProCell entfernt. Die durch Spannung

induzierte Chemilumineszenzemission wurde mit einem Photomultiplier gemessen.

Abschließend wurden anhand von Kalibrationskurven die Ergebnisse ermittelt.

Proinsulin

Die Messung der Proinsulinkonzentration im Humanserum erfolgte mit dem

Radioimmunoassay HPI-15K (Linco Research, Charles, USA). Diese radio-

immunologische Hormonbestimmung wurde erstmalig 1959 von Berson und Yalow


22

zur Insulinbestimmung durchgeführt. Nach einer viertägigen Inkubationszeit bei

Raumtemperatur wurde die Radioaktivität der gebildeten Antigen-Antikörper-

komplexe bestimmt, woraus sich die gesuchte Proinsulinkonzentration berechnen

ließ. Als Tracer wurde ein 125 J markiertes Humanproinsulin verwendet.

Glukose

Die quantitative Bestimmung von Glukose im Serum erfolgte mit Hilfe des ABX

Pentra Glukose HK CP Reagenzsystem (ABX Diagnostics, Montpellier, F) mittels

Kolorimetrie. Bei dieser enzymatischen Methode wurde die Glukosekonzentration

durch den Zentrifugalanalyser Corbas Mira Plus System bestimmt.

Homa-Index

Die Insulinresistenz der Probanden wurde über den Homa-Index berechnet. Dieser

Index ist ein mathematisches Modell, der den Grad der Insulinresistenz aus dem

Nüchterninsulin- und blutzuckerwert nach folgender Orginalformel (Matthews et al.

1985) berechnet:

Homa-Index = Insulin (nüchtern, μU/ml) x Glukose (nüchtern, mg/dl) : 405

Normwertbereich : ≤ 1 normal

> 2 Hinweis auf eine Insulinresistenz

> 2.5 Insulinresistenz sehr wahrscheinlich

> 5 Werte bei Typ 2 Diabetikern

Laktat

Bei den fahrradergometrischen Belastungsuntersuchungen wurden den Probanden

nach dem Einstich mit einer sterilen Einmallanzette (ASID Bonz, Herrenberg, D)

vor, in den letzten 10 Sekunden jeder Belastungsstufe, bei Testabbruch sowie fünf

und zehn Minuten in der Erholungsphase 20 μl arterialisiertes Kapillarblut aus dem

hyperämisierten Ohrläppchen mit Hilfe einer End-to-End-Kapillare (EKF-

Diagnostik, Barleben, D) entnommen. Nach der Entnahme wurde die Kapillare in ein

Eppendorfcup (Eppendorf, Hamburg, D) mit 1ml Systemlösung gegeben und zehn

Sekunden geschüttelt und vermischt und anschließend bis zur Analyse bei 4° C im

Kühlschrank gelagert.

Die Bestimmung der Laktatkonzentration erfolgte mit dem Laktatmeßgerät Ebio-plus

(Eppendorf, Hamburg, D). Vor den einzelnen Analysen erfolgte eine Nullpunkt-


23

bestimmung und Gerätekalibrierung mit anschließenden vier weiteren Kontroll-

messungen. Danach wurde der Eppendorfcup in den Probenteller gesteckt und 200 μl

Probenlösung wurden mittels automatisch gesteuerter Hohlnadel in die Messzelle

gesaugt und nach dem enzymatischen-amperometrischen Messprinzip analysiert.

Blutentnahme und Blutverarbeitung

Bei den zwei Untersuchungsterminen wurden den Studienteilnehmern zwei venöse

Blutproben aus einer Armvene mittels einer Butterfly-Nadel in eine EDTA-Vakuette

abgenommen (Becton Dichinson Vacutainer Systems, Heidelberg, D). Die erste

venöse Blutentnahme (to) wurde im nüchternen Zustand vor dem BEKG durch-

geführt, da aus dieser Blutprobe u.a. die Laborparameter mitbestimmt wurden. Die

zweite Blutabnahme erfolgte unmittelbar nach dem BEKG (t1).

Anschließend wurde das gewonnene Blut mit einer Zentrifuge des Typs Rotixa 1200

(Hettich Zentrifugen, Tuttlingen, D) bei einer Temperatur von 20 ° C bei

3400 U/Min. zehn Minuten lang zentrifugiert, um das benötigte Serum für die Unter-

suchungen der Laborparameter zu gewinnen.

Konservierung der Blutproben für die MCT1-Bestimmung der Erythrozyten

Zur Fixierung der Erythrozyten wurden aus jeder Probe 200 μl EDTA-Vollblut in ein

Eppendorfcup (Eppendorf, Hamburg, D) abpipettiert und dazu 200 μl vierprozentige

Paraformaldehydlösung mit einem pH-Wert von 7,4 gegeben. Nach einer

Inkubationszeit von zwanzig Minuten erfolgte eine dreiminütige Zentrifugation

(Hettich Zentrifugen, Tuttlingen, D) bei 800 U/Min. Nach der Abpipettierung des

Überstandes wurden 200 μl Phosphatpuffer (0.1 M) hinzugegeben, um die im

Sediment befindlichen Erythrozyten zu waschen. Nach einer dreiminütigen

Inkubationszeit erfolgte eine erneute dreiminütige Zentrifugation bei 800 U/Min. und

abschließend wurden die Proben nach dem Entfernen des Überstandes mit 800 μl

PBS-Puffer (0.1 M) gemischt. Die Proben wurden anschließend im Kühlschrank bei

4° C bis zu den immunhistochemischen Untersuchungen aufbewahrt.


24

Verwendete Lösungen und Puffer

Phosphatpuffer (PBS) 0.2 M [pH 7.4]:

28.8 g/l Dinatrium-Hydrogenphosphat-Dihydrat (Merck-Schuchardt,

Hohenbrunn, D) in 250 ml Aqua dest. lösen

5.2 g/l Natrium-Dihydrogenphosphat.Monohydrat (Merck, Darmstadt, D)

dazugeben

17.532 g/l Natriumchlorid (Merck, Darmstadt, D) hinzufügen

mit dem pH-mV-Meter (Mettler Toledo, Schwerzenbach, CH) mit HCL

(Merck, Darmstadt, D) auf pH 7.4 einstellen

mit Aqua dest. auf 1000 ml auffüllen

4% Paraformaldehydlösung:

• 4 g Paraformaldehyd (Merck, Darmstadt, D) in 40 ml Aqua dest. (60° C)

lösen

• mit 1n NaOH (Merck, Darmstadt, D) klären und filtrieren

mit 50 ml 0.2 M mischen und mit dem pH-mV-Meter (Mettler Toledo,

Schwerzenbach, CH) mit HCL (Merck, Darmstadt, D) auf pH 7.4 einstellen


Phosphatpuffer (PB) 0.1 M:

14.4 g/l Dinatrium-Hydrogenphosphat-Dihydrat in 250 ml Aqua dest. lösen

(Merck-Schuchardt, Hohenbrunn, D)


dazugeben

mit dem pH-mV-Meter (Mettler Toledo, Schwerzenbach, CH) mit HCL auf

pH 7.4 einstellen



25

2.2.3 Muskelbiopsie

Den Studienteilnehmern wurden vor und unmittelbar nach der Trainingsintervention

mit einer modifizierten Biopsienadel nach Evans et al. (1982) 50-100 mg an Muskel-

gewebe aus dem M. vastus lateralis entnommen.

Abb. 8 : Modifizierte Biopsienadel (Evans et al. 1982)

Über die Risiken und möglichen Komplikationen dieses freiwilligen Eingriffes

wurden die Probanden mündlich und schriftlich aufgeklärt. Die Technik der

Nadelbiopsie nach Bergstöm ist mit einer geringen Komplikationsrate behaftet

(Bergström, 1975), da der Muskel selbst keine Schmerzrezeptoren und große Gefäße

besitzt. Nach der Desinfektion und Lokalanästhesie durch eine 2 ml Lösung aus 2%

Xylocain 1:200000 mit Adrenalin wurde die Haut und Muskelfascie mit Hilfe eines

Skalpells etwa um 1 cm geöffnet. Anschließend wurde die Hohlnadel in den Muskel-

bauch eingeführt. Das durch den Unterdruck in die Biopsienadel gesaugte Muskel-

gewebe wurde mittels eines Stanzzylinders abgetrennt. Im Anschluss wurde die

Wunde mit einem Klammerpflaster versorgt sowie ein Kompressionsverband für 24

Stunden angelegt. Die entnommenen Muskelproben wurden unmittelbar danach in

Tissue Tek (Sakura, Zoeterwoude, NL) eingebettet. Anschließend wurden die Proben

in flüssigem Stickstoff tiefgefroren und bis zur Auswertung im Gefrierschrank bei

-80° C im Labor aufbewahrt.

2.3 Immunhistochemie In der Immunhistologie können zelluläre Antigene mit Hilfe von hochspezifischen

Antigen-Antikörper-Reaktionen nachgewiesen werden. Es wird zwischen zwei

Detektionssystemen unterschieden. Bei der direkten Methode wird der Primär-

antikörper direkt oder mit einem Enzym Fluorchrom markiert und mittels einer

Farbreaktion nachgewiesen. Dagegen bei der indirekten Methode bindet zuerst ein


26

unkonjugierter Primärantikörper an das zu untersuchende Antigen, welches mittels

von einem gegen den Primärantikörper gerichteten Sekundärantikörper indirekt über

eine Farbreaktion nachgewiesen werden kann (Luttman et al. 2004).

In der vorliegenden Arbeit wurde für die immunhistochemischen Untersuchungen

die indirekte StreptABC-Methode verwendet. Bei dieser Methode wurde die hohe

Bindungsaffinität von Avidin und Streptavidin zu Biotin ausgenutzt. Avidin ist ein

aus dem Hühnereiweiß stammendes basisches Glykoprotein, das an der Oberfläche

vier spezifische Biotin-Bindungsstellen aufweist. Streptavidin stammt aus dem

Bakterium Streptomyces und besitzt vier Bindungsstellen für das Biotin. Das wasser-

lösliche Vitamin Biotin besitzt gegenüber dem Avidin eine hohe Affinitätskonstante

und geht deshalb sehr schnell eine nicht kovalente Bindung mit dem Avidin ein. Zu

Beginn wurde ein unkonjugierter Primärantikörper auf die Proben gegeben, der an

die vorhandenen Zielantigene bindet. Im zweiten Schritt erfolgte die Inkubation mit

einem gegen die Tierspezies des Primärantikörpers gerichteten biotinylierten

Sekundärantikörper. Im Anschluss gehen die Moleküle des zugegebenen Enzym-

Konjugates aus Streptavidin und Meerretich-Peroxidase (HRP) mit dem Biotin des

Sekundärantikörpers eine Bindung ein. Abschließend erfolgt durch die Zugabe des

Substrates DAB (3,3 Diamino-Benzidin) eine Enzym-Substrat-Reaktion, bei der

mittels einer Farbreaktion das Zielantigen visualisiert und nachgewiesen werden

konnte (Hsu et al. 1981).

2.3.1 Immunhistochemischer Nachweis des MCT1 und MCT4 im

Muskelgewebe

Herstellung der Kryostatschnitte

Die Kryostatschnitte wurden mit dem Kryostat-Schneidegerät Leica CM 1900

(Reichert-Jung, Nussloch, D) angefertigt. Dazu wurden die mit Tissue-Tek (Sakura,

Zoeterwoude, NL) eingebetteten Muskelbiopsieproben auf dem Schneideteller fest-

gefroren und anschließend in das Mikrotom eingespannt. Die Gefrierkammer wurde

vor dem Schneiden auf -25° C herunter gekühlt. Die Dünnschnitte hatten eine Dicke

von 7μm und wurden anschließend auf einen Objektträger (Menzel, Braunschweig,

D) aufgezogen. Nach der lichtmikroskopischen Kontrolle (Optech, München, D)

wurden die Schnitte bis zu den immunhistochemischen Untersuchungen bei -80° C

im Gefrierschrank (Heraeus Instruments, Osterode, D) wieder eingefroren.


27

Verwendete Puffer und Lösungen

Trispuffer (TBS) 0.05 M:

6.057 g Tris(hydroxymethyl)-aminomethan (Merck, Darmstadt, D) in 250 ml

Aqua dest. lösen

8.766 g NaCl (=150 mmol) dazugeben (Merck, Darmstadt, D)




Phosphatpuffer (PB) 0.1 M [pH 7.4]:

14.4 g/l Dinatrium-Hydrogenphosphat-Dihydrat (Merck, Darmstadt, D) in

250 ml Aqua dest. lösen


dazugeben




Wasserstoffperoxidlösung:

20 ml Methanol (Merck, Darmstadt, D)

4.5 ml Aqua dest.

0.5 ml 30% H2O2 (Merck, Darmstadt, D)

5% Bovine Serum Albumin (BSA)- Lösung:

5g /100 ml BSA (PAA, Cölbe, D) in 0.05 M TBS

Ammoniumchlorid-/ TritonX-Lösung:

0.59 g 0,5 M Ammoniumchlorid (Merck, Darmstadt, D)

50 µl 0.25% Triton X-100 (Serva, Heidelberg, D)

in 20 ml 0.05 M TBS lösen

Diaminobenzidin (DAB)-Lösung:

15 ml 0.1M PB [pH 7,4]:

150 µl Ammoniumchlorid = 6.0 mg (Sigma-Aldrich, Steinheim, D)

300 µl Nickel-II-Sulfat = 0.05 mol (Merck, Darmstadt, D)

300 µl 10% β-D-Glucose (Sigma-Aldrich, Steinheim, D)


28

50 µl Glucoseoxidase (Sigma-Aldrich, Steinheim, D)

150 µl Diaminobenzidin (DAB) = 7.5 mg (Merck, Darmstadt, D)

Filtrieren!

Entwässerung in einer aufsteigenden Alkoholreihe:

2 Min. in 70% Ethanol (Hoffmann, Düsseldorf, D)

2 Min. in 96% Ethanol


2 Min. in Xylol (Quadflieg, Gelsenkirchen, D)

Immunhistochemisches Färbeprotokoll Die immunhistochemischen Untersuchungen am Muskelgewebe wurden gemäß eines

modifizierten Färbeprotokolls aus der Abteilung für molekulare und zelluläre

Sportmedizin des Institutes für Kreislaufforschung und Sportmedizin durchgeführt.

Zu Beginn wurden zwei Areale mit Muskelgewebe auf den Objektträgern (Menzel,

Braunschweig, D) mit einem hydrophoben PAP-Pen Markerstift (Dako, Hamburg,

D) umkreist. Auf dem oberen Areal erfolgte der Nachweis des MCT1 und auf dem

unteren Areal der des MCT4. Zudem dienten zwei Objektträger als immun-

histochemische Kontrolle (IHC), die keinen Kontakt mit dem Primärantikörper

erfuhren.

Danach wurden die Gewebeschnitte dreimal jeweils für fünf Minuten mit 0.05 M

TBS gewaschen. Auch die weiteren zwischen den einzelnen Arbeitsschritten

durchgeführten Waschvorgänge hatten jeweils eine Dauer von fünf Minuten. Im

nachfolgenden Arbeitsschritt wurde die endogene Peroxidaseaktivität durch eine

zwanzigminütige Inkubation der Gewebeschnitte mit einer frisch aufgesetzten

Wasserstoffperoxidlösung in TBS blockiert. Anschließend erfolgten zwei Wasch-

vorgänge bevor die Membranen für zehn Minuten mittels einer Ammoniumchlorid-

/TritonX-Lösung permeabilisiert wurden. Das Ammoniumchlorid bewirkt eine

Auflösung der Aldehydvernetzungen und Demaskierung des Gewebes, wohingegen

das Detergenz Triton X die Membran auflöst, so dass der Antikörper leichter zu dem

Antigen gelangen kann. Nach zwei weiteren Waschvorgängen erfolgte eine

Blockierung der unspezifischen Antikörperbindungsstellen durch 5%-ige BSA-

Lösung für eine Dauer von 60 Minuten. Direkt im Anschluss ohne weiteren Spül-


29

schritt wurde ein in 0.8%-iger BSA-Lösung verdünnter Primärantikörper des MCT1

(Rabbit Anti- Monocarboxylate Transporter 1, Chemicon, California, U.S.A.,

Verdünnung 1:1000) und MCT4 (Rabbit Anti- Monocarboxylate Transporter 4,

Santa Cruz Biotechnology, U.S.A., Verdünnung 1:500) auf die Gewebeschnitte

gegeben und über Nacht bei 4° C im Kühlschrank inkubiert. Hierbei erfolgt die

spezifische Bindung des Primärantikörpers an das Antigen. Bei der immunhisto-

chemischen Kontrollfärbung (IHC) wurde anstatt des Primärantikörpers lediglich die

0.8%-ige BSA-Lösung auf die Proben aufgetragen. Nach der Inkubation mit dem

Primärantikörper wurde die Gewebeschnitte dreimal mit TBS gespült bevor im

nachfolgenden Arbeitsschritt der in TBS verdünnte Biotin konjugierte Sekundär-

antikörper (Goat-Anti Rabbit, Dako, Hamburg, D, Verdünnung 1:400) auf die beiden

Areale des MCT1 und MCT4 appliziert wurde. Dieser Sekundärantikörper war gegen

die Tierspezies des Primärantikörpers gerichtet und wurde auf den Gewebeschnitten

für 60 Minuten inkubiert.

Nach drei weiteren Waschvorgängen wurde der Sekundärantikörper durch ein im

Verhältnis von 1:150 in TBS angesetzter Streptavidin-Hoseradish-Peroxidase-

Komplex (Healthcare, Chalfont St. Giles, Bucks Großbritannien) für die nach-

folgende Farbreaktion markiert. Die Inkubationszeit betrug 60 Minuten. Für die

anschließende Farbreaktion wurden die Schnitte mit einer frisch angesetzten 3.3´

Diaminobenzidin (DAB)-Lösung in Phosphatpuffer versetzt. Die Färbung wurde bei

wiederholter Sichtkontrolle bis zum Einsetzen einer bräunlichen Färbung unter dem

Mikroskop kontrolliert. Danach wurde die Reaktion direkt durch Abklopfen der

Substratlösung und drei weiteren Waschvorgängen abgestoppt. Im Anschluss

erfolgte eine Dehydrierung der Gewebeschnitte durch eine aufsteigende Alkohol-

reihe aus 70-, 96- und 100-prozentigem Ethanol und Xylol. Abschließend wurden die

Gewebeschnitte mit Entellan (Merck, Darmstadt, D) eingedeckt und mit einem

Deckgläschen (VWR, Langenfeld, D) versiegelt.


30

Abb. 9: MCT4-Färbung der Muskelzellen bei 200-facher Vergrößerung

Abb. 10: IHC-Kontrolle der Muskelzellen bei 200-facher Vergrößerung

Auswertung

Bildliche Darstellung der Gewebeschnitte

Für die bildliche Dokumentation der Gewebeschnitte wurde das Mikroskop KS 300

Axiophot (Carl Zeiss Vision GmbH, Hallbergmoos, D) verwendet und bei 200-

facher Vergrößerung ausgewertet. Die digitalen Bilder wurden mit der digitalen CCD

Kamera (Axio Cam, Jena, Deutschland) aufgenommen und mittels des Software-

programms „ KS 300 3.0“ auf den PC übertragen und als JPG- Datei abgespeichert.

Für den MCT1 und MCT4 wurden jeweils acht Bilder mit einer einheitlichen

Hintergrundgraustufenwert von 215±3 Density Unit (DU) mittels des Bildanalyse-

programmes ImageJ 137v (National Institute of Health, USA) angefertigt. Die

einzelnen Bilder wurden unter standardisierten Bedingungen bei identischer

Vergrößerung, Belichtung und Bildeinstellungen aufgenommen.


31

Bestimmung der zellulären MCT1- und MCT4-Dichte

Die quantitative Auswertung der digitalen Bilder erfolgte mit dem Bildanalyse-

programm ImageJ 137v. Bei dieser Auswertemethode lässt sich die Expression der

gesuchten Proteine über die Intensität der Färbung im Zytoplasma der einzelnen

Muskelzellen berechnen. Für die Bestimmung der trainingsinduzierten Veränder-

ungen der MCT1- und MCT4-Dichte im Zytoplasma wurden jeweils für jeden

Probanden sowohl vor und nach der Intervention acht Bilder mit je fünf Muskel-

zellen ausgewertet. Dazu wurde für jedes Bild ein mittlerer Hintergrundwert und aus

den fünf zytoplasmatischen Messpunkten ein Mittelwert für die Färbungsintensität

berechnet. Anschließend wurde für jedes Bild der Wert für die mittlere

Färbungsintensität von dem mittleren Hintergrundwert abgezogen, um so die

bildspezifischen geringen Abweichungen der Hintergrundwerte bei der Auswertung

zu berücksichtigen. Abschließend wurde die zelluläre MCT1- und MCT4-Dichte

mittels einer Mittelwertbildung aus diesen berechneten Werten der acht Bilder

ermittelt.

Bestimmung der absoluten und der relativen membranösen MCT1- und MCT4-

Dichte

Zu Beginn der Auswertung wurden zunächst die Gefäße und Artefakte aus dem

Orginalbild (vgl. Abb. 11, Bild A) unter Verwendung des Bildbearbeitungs-

programms (Adobe Photoshop CS3 Extended, Version10.0) weiß überblendet, so

dass ausschließlich nur die Membran und das Muskelgewebe ausgewertet wurde

(vgl. Abb. 11, Bild B).

Abb. 11: Orginalbild (Bild A) Bearbeitetes Bild (Bild B)


32

Anschließend wurde das zu analysierende digitale Farbbild mit dem ImageJ Bild-

analyseprogram in ein Graubild 8 Bit konvertiert. Für die weitere Auswertung wurde

eine Schwelle mit einer Farbintensität zwischen 0 und 175 DU festgelegt, um die

nachzuweisenden MCT-Proteine ausschließlich in der Muskelmembran zu erfassen

(vgl. Abb. 12). Höhere Schwellenwerte würden zu falschen Ergebnissen hinsichtlich

der Proteindichte in der Muskelmembran führen, da sonst auch die Muskelzellen-

innenfläche mit in die Auswertung einginge. Abschließend wurde der Gesamt-

mittelwert der Färbungsintensität der acht ausgewerteten Bilder vom Gesamt-

hintergrundwert abgezogen, so dass die bildspezifischen geringen Unterschiede der

Hintergrundwerte bei der Bestimmung der membranösen MCT1-und MCT4-Dichte

mitberücksichtigt wurden.

Abb. 12: Markierung des MCT1-Proteins in der Zellmembran der Muskelzellen bei einer

festgelegten Schwelle von 0-175 DU

Im anschließenden Schritt muss die absolute MCT-Dichte und die Messfläche in

Relation zu der Gesamtmuskelfläche gesetzt werden, um vergleichbare Aussagen zu

den MCT-Proteinveränderungen treffen zu können. Dazu wurden für die

Bestimmung der mittleren Gesamtmuskelfläche die acht Bilder erneut mittels des

Adobe Photoshop Programmes bearbeitet (vgl. Abb. 13). Alles außer der Muskel-

fläche wurde hell überblendet und nachfolgend mit einem festgelegten Schwellen-

wert von 250 DU mit dem Bildbearbeitungsprogramm Image J ausgewertet

(vgl. Abb. 14).


33

Abb. 13: Hintergrundflächenmarkierung mit dem Adobe Photoshop Programmes

Abb. 14: Gesamtmuskelflächenberechnung bei einer festgelegten Schwelle von 0-250 DU

Für die Berechnung der relativen MCT-Dichte wurde die Messfläche der MCT-

Proteine durch die mittlere Gesamtmuskelfläche geteilt und anschließend das

Ergebnis mit der zuvor berechneten absoluten MCT-Dichte multipliziert. Danach

wurden die Messdaten in eine Microsoft Excel-Tabelle übertragen und die absoluten

und die relativen membranösen MCT1- und MCT4-Dichten statistisch ausgewertet

und visualisiert.

2.3.2 Immunhistochemischer Nachweis des MCT1 im Erythrozyten

Verwendete Puffer und Lösungen

Trispuffer (TBS) 0.05 M:

6.057 g Tris(hydroxymethyl)-aminomethan (Merck, Darmstadt, D) in 250 ml

Aqua dest. lösen

8.766 g NaCl (=150 mmol) dazugeben (Merck, Darmstadt, D)




Phosphatpuffer (PB) 0.1 M:

14.4 g/l Dinatrium-Hydrogenphosphat-Dihydrat in 250 ml Aqua dest. lösen

(Merck-Schuchardt, Hohenbrunn, D)


dazugeben


34




Wasserstoffperoxidlösung:

20 ml Methanol (Merck, Darmstadt, D)

4.5 ml Aqua dest.

0.5 ml 30% H2O2 (Merck, Darmstadt, D)

0.03 % Tween 20-Lösung

0.03g Tween 20 (Sigma, Taufkirchen, D)/100ml in TBS lösen

Diaminobenzidin (DAB)-Lösung:

15 ml 0.1M PB [pH 7.4]:

150 µl Ammoniumchlorid = 6.0 mg (Sigma-Aldrich, Steinheim, D)

300 µl Nickel-II-Sulfat = 0.05 mol (Merck, Darmstadt, D)

300 µl 10% β-D-Glucose (Sigma-Aldrich, Steinheim, D)

50 µl Glucoseoxidase (Sigma-Aldrich, Steinheim, D)

150 µl Diaminobenzidin (DAB) = 7.5 mg (Merck, Darmstadt, D)

Filtrieren!

Entwässerung in einer aufsteigenden Alkoholreihe:

2 Min. in 70% Ethanol (Hoffmann, Düsseldorf, D)



2 Min. in Xylol (Quadflieg, Gelsenkirchen, D)

Immunhistochemisches Färbeprotokoll

Die immunhistochemischen Untersuchungen am Erythrozyten wurden gemäß eines

modifizierten Färbeprotokolls aus der Abteilung für molekulare und zelluläre

Sportmedizin des Institutes für Kreislaufforschung und Sportmedizin durchgeführt.

Zu Beginn wurden 20 μl Blut aus den in PFA fixierten Erythrozyten der Probanden

auf einen beschrifteten Objektträger (Menzel, Braunschweig, D) gleichmäßig

ausgestrichen und über dem Bunsenbrenner durch mehrmaliges Schwenken hitze-

fixiert. Anschließend wurde die Zelldichte und die Unversehrtheit der Erythrozyten

unter dem Mikroskop (Optech, München, D) kontrolliert. Mittels eines Fettstiftes


35

(Dako, Hamburg, D) wurden zwei Areale auf dem Objektträger umrandet. Dabei

stellt das erste Areal die immunhistochemisch zu behandelnde Fläche dar und das

zweite Areal die immunhistochemische Kontrollfärbung (IHC), die keinen Kontakt

mit dem primären Antikörper erfährt. Zeigt die IHC-Kontrolle bei der Auswertung

keine charakteristische Farbreaktion können somit unspezifische Reaktionen

während der immunhistochemischen Färbung ausgeschlossen werden.

Die zu behandelnden Areale auf den Objektträgern werden zu Beginn mit einer

0.05 M Tris-Pufferlösung (TBS) für fünf Minuten gewaschen, um mögliche Verun-

reinigungen zu beseitigen. Die Dauer für die folgenden Waschvorgänge zwischen

den einzelnen Arbeitsschritten wurde auf fünf Minuten festgelegt. Im Anschluss

erfolgt eine bis 45-minütige Inkubation bei 37° C mit dem Enzym Trypsin (Sigma-

Aldrich, Steinheim, D), um eine Permeabilisierung der Zellmembranen und somit ein

leichteres Eindringen der Antikörper in den Erythrozyten zu erreichen. Anschließend

wurde die Reaktion durch einen Waschvorgang mit Leitungswasser abgestoppt. Im

nachfolgenden Arbeitsschritt wurde die endogene Peroxidaseaktivität durch

Wasserstoffperoxid blockiert. Dazu wurde zweimal eine neu aufgesetzte

Wasserstoffperoxidlösung für jeweils 20 Minuten auf die Areale der Objektträger

pipettiert. Nach einem weiteren Waschvorgang erfolgte eine Inkubation mit einer

dreiprozentigen in TBS gelösten Milchpulverlösung für 60 Minuten, um un-

spezifische Antikörperbindungsstellen zu blockieren. Anschließend, ohne weiteren

Spülgang, wurde der primäre Antikörper (Rabbit Anti- Monocarboxylate

Transporter1, Chemicon, California, U.S.A., Verdünnung 1:1000) in einer Lösung

bestehend aus 0.3%-igen Milchpulver und 0.03%-igen Tween 20 gelöst und für 60

Minuten auf das erste Areal des Objektträgers gegeben. Das für die IHC-Kontrolle

vorgesehene zweite Areal wurde nur mit der 0,3%-igen Milchpulverlösung ohne den

primären Antikörper inkubiert. Anschließend erfolgte ein Waschvorgang bevor für

30 Minuten ein 3%-iges Normal-Goat-Serum (Dako, Hamburg, D) für die Block-

ierung der unspezifischen Antikörperbindungsstellen auf die Proben aufgetragen

wurde. Unmittelbar nach dem Absaugen kam es ohne weiteren Waschvorgang zur

Inkubation mit dem sekundären Antikörper (Goat- Anti Rabbit, Dako, Hamburg, D,

Verdünnung 1:400). Dieser biotinylierte Antikörper war gegen die Tierspezies des

primären Antikörpers gerichtet. Nach 30 Minuten wurde die Inkubation durch einen

weiteren Waschvorgang abgestoppt.


36

Für die Vorbereitung für die enzymatische Färbereaktion wurde ein im Verhältnis

von 1:150 in TBS angesetzter Streptavidin-Hoseradish- Peroxidase- Komplex

(Healthcare, Chalfont St. Giles, Bucks Großbritannien) auf die Proben aufgetragen,

um den sekundären Antikörper für den nachfolgenden Arbeitsschritt zu markieren.

Nach einem weiteren Spülvorgang erfolgte anschließend durch die Zugabe einer

frisch angesetzten 3,3´ Diaminobenzidin (DAB)-Lösung in Phosphatpuffer die

enzymatische Färbereaktion.

Die Dauer der Färbung ist abhängig vom Färbeergebnis, welches ständig unter dem

Mikroskop beobachtet wurde. Die Färbereaktion wurde unmittelbar beim Einsetzen

einer bräunlichen Anfärbung der Proben durch ein Abklopfen der Substratlösung und

dreimaliges Waschen mit TBS abgestoppt. Anschließend erfolgte ein Equilibrieren

der Proben in einer aufsteigenden Alkoholreihe aus 70-, 96- und 100-prozentigem

Ethanol und Xylol. Abschließend wurden die Proben mit Entellan eingedeckt und

mit einem Deckgläschen versiegelt.

Abb. 15: Immunhistochemische MCT1-Färbung bei 400-facher Vergrößerung

Abb. 16: Immunhistochemische IHC-Kontrolle bei 400-facher Vergrößerung


37

Auswertung

Bildliche Darstellung der Erythrozyten

Die bildliche Darstellung der Präparate erfolgte am Mikroskop KS 300 Axiophot

(Carl Zeiss Vision GmbH, Hallbergmoos, D) bei 400-facher Vergrößerung. Die

Bilder von den Erythrozyten wurden mittels der digitalen CCD Kamera (Axio Cam,

Jena, Deutschland) abfotografiert und unter Verwendung des Softwareprogramms

„KS 300 3.0“ standardisiert als JPG- Datei abgespeichert. Dabei wiesen die Hinter-

gründe der aufgenommenen Bilder eine einheitliche Farbintensität von 215 ± 5 DU

auf, um eine Vergleichbarkeit der Proben zu erreichen. Die Bestimmung der Farb-

intensität jedes Bildes erfolgte mit dem Bildanalyseprogramm ImageJ 137v. Die

Aufnahmen der einzelnen Bilder wurden unter standardisierten Bedingungen bei

identischer Vergrößerung, Belichtung und Bildeinstellungen durchgeführt.

Quantitative Auswertung der immunhistochemischen Färbung am Erythrozyten

Für die quantitative Auswertung der digitalen Bilder wurde die Intensität der

Färbung von den Erythrozyten mittels des Bildanalyseprogramms densitometrisch

gemessen. Bei dieser Auswertemethode korreliert die Färbungsintensität mit der

untersuchten MCT1-Dichte der Erythrozyten. Desto dunkler die Erythrozyten

angefärbt waren, umso höher war die Proteinexpression des MCT1 im Erythrozyten.

Dazu wurden von jedem Ausstrich 40 Erythrozyten der Färbung sowie zehn Zellen

der IHC-Kontrolle zum Zeitpunkt U1 und U2 vor und unmittelbar nach der

Belastungsuntersuchung mittels des Bildanalyseprogramms bestimmt. Anschließend

wurden die Messdaten in eine Microsoft Excel-Tabelle übertragen und statistisch

ausgewertet und graphisch dargestellt.

Die Gesamtfärbung der 40 ausgewerteten Erythrozyten ergab sich aus der Differenz

des arithmetischen Mittelwertes der gemessenen Färbung der einzelnen Erythrozyten

und dessen Hintergrundwertes:

Gesamtfärbung des Erythrozyten = Erythrozytenfärbung - Hintergrundwert

Von diesem errechneten Wert der Gesamtfärbung der Erythrozyten wurde

anschließend der arithmetrische Mittelwert der Gesamtfärbungen der IHC-Kontrolle

abgezogen, so dass man als Ergebnis den Wert für die spezielle Antigen-Antikörper-


38

färbung erhält. Dieser ermittelte Wert steht für den gesuchten Antigengehalt der

immunhistochemischen Färbung.

Antigengehalt = Gesamtfärbung des Erythrozyten – Gesamtfärbung der IHC-Kontrolle

2.3.3 Durchflusszytometrische Analyse des CD147 im Erythrozyten

Bei der Durchflusszytometrie (FACS: Fluorescence-activated-cell-sorter) handelt es

sich um ein optisch-elektronisches Mess- und Analyseverfahren, das eine Einzelzell-

typisierung nach Fluoreszenz- und Streulichteigenschaften von den zuvor mit

fluoreszenzgekoppelten Antikörpern markierten Zellpopulationen ermöglicht. Bei

dieser quantitativen Messmethode werden die zu untersuchenden Zellen in

Suspension an einen Laserstrahl vorbeigeleitet und die aus spezifischen Zell-

eigenschaften resultierende individuelle Streuung des Laserlichtes von Photo-

detektoren und Photomultipliern detektiert und digitalisiert. Die Auswertung des

Vorwärtsstreulichtes (FSC, forward scatter) gilt als Maß für die Größe und die des

Seitwärtsstreulichtes (SSC, side scatter) als Indikator für die Granularität der

Einzelzelle. Bei der Fluoreszenzwertung werden die durch das Laserlicht hervor-

gerufenen verschiedenen Wellenlängen des emittierenden Lichtes der Zellen mit den

fluoreszenzmarkierten Antikörper analysiert (Sack et al. 2007).

Probenvorbereitung für die FACS-Analyse des CD147

Insgesamt wurden drei beschriftete Röhrchen-Tubes (Sarstedt, Stadt, D) für die Blut-

aufbereitung vorbereitet. Im ersten Schritt wurden 200 µl von den zuvor in PFA

fixierten und bei 4° C gelagerten Erythrozyten in ein Röhrchen gegeben und danach

zweimal zum Lösen der Erythrozyten mit 1.5 ml Cellwash (Becton Dickinson,

Heidelberg, Deutschland) gewaschen. Dazwischen erfolgte ein kurzes Mischen mit

dem Vortex-Mischer (Scientific Industries, Bohemia, USA). Anschließend wurde die

Probe für zwei Minuten bei 2500 G in der Rotixa-Zentrifuge (Hettich Zentrifugen,

Tuttlingen, Deutschland) zentrifugiert und der Überstand abgekippt. Im zweiten

Schritt wurde das Pellet mit 1,5 ml Cellwash versetzt. Nach kurzem Durchmischen

wurde die Erythrozytenkonzentration mit Hilfe des Blutbildanalyser (Sysmex,

Norderstedt, Deutschland) bestimmt. Bei der nachfolgenden Verdünnungsreihe

wurden die einzelnen Proben in ein neues zweites beschriftetes Röhrchen auf


39

insgesamt 10.000.000 Erythrozyten/ml mit Cellwash auf 1.0 ml verdünnt und wieder

mit dem Vortex-Mixer vermischt. Anschließend wurden aus der Probe 100 µl in das

dritte vorbereitete Röhrchen abpipettiert und 20 µl von dem monoklonalen

Antikörper CD147 (Phycoerythrin (PE) anti-human CD147 (EMMPRIN, Basigin),

eBioscience, Inc., San Diego, USA) dazugegeben und für 60 Minuten bei Raum-

temperatur im Dunkeln inkubiert. Nach zwei weiteren Wasch- und Mischvorgängen

mit 1,5 ml Cellwash erfolgte eine zweiminütige Zentrifugation bei 1000 G. Die übrig

gebliebenen Zellen wurden daraufhin mit 220 µl Cellwash angelöst, gemischt und

anschließend für drei Sekunden bei 15 G kurz an zentrifugiert. Im letzten Arbeits-

schritt wurden die Proben auf eine 96-Wellplate übertragen.

Die Messungen erfolgten mit dem Durchflusszytometer (ArrayPlate, 96 Well, U-

Bottom, Becton Dickinson, Heidelberg) und die statistische Auswertung und

Digitalisierung wurde mit Hilfe dem Tabellenkalkulationsprogramms Excel vor-

genommen.

2.3.4 Immunfluoreszenz-Nachweis des MCT1 und CD147 im Erythrozyten

Das Verfahren der Immunfluoreszenz ermöglicht die Lokalisation und den Nachweis

von Gewebestrukturen mit Hilfe von fluoreszenzmarkierten Antikörpern. Bei der

hier angewendeten indirekten Methode wird zunächst ein unkonjugierter Primär-

antikörper auf die Proben gegeben und anschließend der mit einem Fluoreszfarbstoff

gekoppelte Sekundärantikörper. Unter dem Fluoreszenzmikroskop kommt es zur

Anregung der Fluorezenzfarbstoffe und somit zu einer fluorometrischen Detektion

des gesuchten Antigens (Luttmann et al. 2004).

Die Vorbereitung der Objektträger und die Zusammensetzung der verwendeten

Puffer und Lösungen sind analog zum immunhistochemischen Färbeprotokoll des

MCT1 im Erythrozyten. Zu Beginn wurden die zu behandelnden Areale auf den

Objektträgern für eine Dauer von fünf Minuten mit 0.05 M TBS gewaschen.

Anschließend erfolgte eine bis zu 45-minütige Permeabilisierung der Zellmembranen

bei 37° C durch Zugabe des Enzyms Trypsin. Anschließend erfolgte ein Wasch-

vorgang mit Leitungswasser, bevor die unspezifischen Antikörperbindungssstellen

durch eine dreiprozentige in TBS gelöste Milchpulverlösung für 45 Minuten

blockiert wurden. Direkt im Anschluss ohne erneutes Waschen wurde ein in 0.3%-

iger Milchpulverlösung mit 0.03% Tween 20 verdünnter Primärantikörper des MCT1


40

(Rabbit Anti- Monocarboxylate Transporter1, Chemicon, California, U.S.A.,

Verdünnung 1:1000) für 60 Minuten auf die Areale des Objektträgers aufgetragen.

Nach dem Entfernen der ungebundenen Antikörper durch einen weiteren Wasch-

vorgang wurde für 30 Minuten ein 3%-iges Normal-Goat-Serum (Dako, Hamburg, D)

für die Neutralisation der unspezifischen Antikörperbindungsstellen auf die Proben

appliziert. Ohne weiteren Waschvorgang erfolgte anschließend die Inkubation mit

einem fluorochrommarkierten Sekundärantikörper Cy3 (FluoroLinkTM CyTM 3

labelled streptavidin, Amersham Biosciences, UK, Verhältnis 1:1000). Die

Inkubation erfolgte im Dunkeln und dauerte 60 Minuten.

Anschließend wurde die Reaktion mit drei fünfminütigen Waschvorgängen

abgestoppt. Im nächsten Arbeitsschritt erfolgte wiederum eine 45-minütige Block-

ierung der unspezifischen Antikörperbindungssstellen durch eine dreiprozentige in

TBS gelöste Milchpulverlösung. Danach erfolgte unmittelbar die Inkubation mit dem

Primärantikörper des CD147 (Purified anti-human CD147, Biozol, Eching, D, 1:400),

der in einer 0,3%igen Milchpulverlösung mit Tween 20 verdünnt wurde. Nach

60-miütiger Inkubationszeit wurden die Proben gewaschen und anschließend die

unspezifischen Antikörperbindungsstellen für 30 Minuten mit einem 3%-igen

Normal-Goat-Serum blockiert. Anschließend wurde für 60 Minuten der Sekundär-

antikörper des CD147 (CyTM2-conjugated*AffiniPure Goat Anti-Rabbit lgG, Jackson

Immuno Research, USA, Verhältnis 1:500) auf die Proben im Dunkeln appliziert.

Das Abstoppen der Reaktion erfolgte durch drei weitere Spülvorgänge. Im Anschluss

erfolgten das Equilibrieren der Proben in einer aufsteigenden Alkoholreihe und das

Eindecken mit Entellan.

Auswertung

Die Visualisierung der immunfluoreszenzischen Färbung erfolgte mit Hilfe des

Mikroskop LSM 510 Meta (Carl Zeiss Vision GmbH, Hallbergmoos, D). Die Bilder

wurden mit einer an das Fluoreszenzmikroskop angeschlossene Digitalkamera

aufgenommen.


41

2.4 Muskelfasertypisierung Basierend auf der Heterogenität der verschiedenen Myosin-Schwerketten und den

damit verbundenen biochemischen Eigenschaften kann histochemisch über die unter-

schiedliche pH-Wertstabilität der ATPasen, nach der Methode von Brooke und

Kaiser, eine Muskelfasertypisierung vorgenommen werden (Brooke et al. 1970).

Herstellung der Kryostatschnitte

Die Muskelbiopsieproben wurden mit dem Kryostat-Schneidegerät Leica CM 1900

(Reichert-Jung Nussloch, Deutschland) bei einer Temperatur -25° C geschnitten.

Dazu wurden die Proben mit einem Fixierkleber Tissue Tek (Sakura, Zoeterwoude,

NL) auf dem Schneideteller festgefroren und anschließend in die Haltevorrichtung

des Mikrotoms eingespannt. Die Schnitte wurden mit einer Dicke von 7 μm an-

gefertigt und anschließend auf einen Objektträger (Menzel, Braunschweig, D)

aufgezogen. Anschließend wurden die Gewebeschnitte unter dem Lichtmikroskop

(Optech, München, D) kontrolliert und bis zur Myosin-ATPase-Färbung bei -80° C

im Gefrierschrank (Heraeus Instruments, Osterode, D) wieder eingefroren.

Verwendete Lösungen

Inkubationslösung I:

6 mM Natriumacetat (1.3g) (Merck, Darmstadt, D)


(Merck, Darmstadt, D) auf pH-Wert von 4.55 kalibrieren

das Volumen auf 160 ml mit Aqua dest. auffüllen

Inkubationslösung II:

60 mM Glycin, (0.8g) (Merck, Darmstadt, D)

25 mM Calciumchlorid-2-hydrat krist., (0.66g) (Merck, Darmstadt, D)

55 mM Natriumchlorid, (0.58g) (Merck, Darmstadt, D)

ATP, (0.306g) (Sigma-Aldrich, Steinheim, D)

mit dem pH-mV-Meter (Mettler Toledo, Schwerzenbach, CH) den pH-Wert

mit HCL (Merck, Darmstadt, D) auf 9.4 kalibrieren

das Volumen auf 180 ml mit Aqua dest. auffüllen


42

2% Cobaltchloridlösung:

4g Cobaltchloridlösung- Hexahydrat (Merck, Darmstadt, D) in 200 ml Aqua dest. lösen

1% Ammoniumsulfidlösung:

2g Ammoniumsulfid (Merck, Darmstadt, D) in 200 ml Aqua dest. Lösen

Myosin-ATPase-Färbeprotokoll

Zu Beginn der Myosin-ATPase-Färbung wurden die beschrifteten Objektträger

(Menzel, Braunschweig, D) mit den konsequtiv geschnitten Querschnittpräparaten in

ein Schiffchen (VWR, Langenfeld, D) einsortiert. Die einzelnen Inkubationslösungen

wurden jeweils frisch angesetzt. Zunächst erfolgt die Inkubation in Lösung I bei

einem pH-Wert von 4,55 über eine Dauer von zehn Minuten. Bei diesem Schritt

erfolgt die Perforation und Vorbereitung für die nachfolgende ATP-Lösung. Im

Anschluss wurde die Inkubation durch einen dreißig Sekunden dauernden

Waschvorgang in destilliertem Wasser gestoppt. Im nachfolgenden Arbeitsschritt

werden die Proben fünfundzwanzig Minuten einer basischen ATP-Lösung ausgesetzt.

Nach einem weiteren Waschvorgang von dreißig Sekunden mit destilliertem Wasser

erfolgt die Inkubation in Kobaltchlorid über ein Zeitraum von drei Minuten.

Anschließend wird auch diese durch sechs aufeinanderfolgenden, jeweils dreißig

Sekunden dauernde, Waschschritte abgestoppt. Die nachfolgende Inkubation in

Ammoniumsulfid erfolgt bis zu einem makroskopisch erkennbaren Farbumschlag,

welcher durch die Umsetzung des ATP mit dem hieran gebunden Kobaltchlorid

entsteht. Im Anschluss wurde die Reaktion mit einem fünfminütigen Waschschritt

mit Leitungswasser abgestoppt. Abschließend wurden die Proben mit Glycerin-

Gelatin (Merck, Darmstadt, D) eingedeckt und mit einem Deckgläschen versiegelt.

Auswertung

Für die bildliche Darstellung der Muskelschnitte wurde ein Mikroskop KS 300

Axiophot (Carl Zeiss Vision GmbH, Hallbergmoos, D) bei 200-facher Vergrößerung

mit einem zehnfach vergrößerten Okular benutzt. Mit Hilfe der digitalen CCD

Kamera (Axio Cam, Jena, Deutschland) wurden die Bilder aufgenommen und für die

Übertragung auf den PC das Softwareprogramm „KS 300 3.0“ verwendet. Im

Anschluss wurden die Bilder als JPG-Datei auf den PC abgespeichert. Bei der

mikroskopischen Auswertung ließen sich durch den Farbumschlag drei voneinander


43

unterscheidbare Farbnuancen erkennen. Die Typ I-Fasern zeigten eine dunkle

Färbung, die Typ IIX-Fasern eine intermediäre und die Typ IIA-Fasern eine helle

Farbe. Für jedes Präparat wurden unter dem Mikroskop 100 Zellen optisch aus-

gezählt und die Werte in eine Excel-Tabelle übertragen. Anschließend wurde der

mittlere prozentuale Anteil des jeweiligen Muskelfasertyps berechnet und visualisiert.

2.5 Leistungsphysiologische Parameter 2.5.1 Fahrradergometrische Belastungsuntersuchung

Die Bestimmung der Ausdauerleistungsfähigkeit der Probanden erfolgte anhand

eines Stufentests auf dem Ergometer nach dem WHO-Schema. Auswertungsrelevant

war die letzte Wattstufe, die der Proband vollständig durchfahren konnte. Die

Anfangsbelastung von 25 Watt wurde alle zwei Minuten stufenweise um 25 Watt bis

zur subjektiven Ausbelastung unter Berücksichtigung der allgemeinen Abbruch-

kriterien (Rost et al. 1995; Steinacker et al. 2002) gesteigert. Die Durchführung

orientierte sich an den Leitlinien der Deutschen Gesellschaft für Kardiologie (Trappe

et al. 2000). Die Untersuchung fand auf einem drehzahlunabhängigen Ergometer

ERGO-METRICS 900 (Ergoline, Bitz, D) statt. Der Blutdruck der Probanden wurde

über ein angeschlossenes Blutdruckmessgerät, basierend auf der Riva Rocci

Methode, gemessen. Die Aufzeichnung der Herzströme erfolgte mit dem

ERGOSCRIPT EK3012 (Ergoline, Bitz, D). Dabei wurden die Brustwand-

ableitungen nach WILSON und die Extremitätenableitungen nach EINTHOVEN und

GOLDBERGER angelegt. Am Ende jeder Belastungsstufe wurden Blutdruck,

Herzfrequenz und das EKG mittels Computer aufgezeichnet. Vor der Belastung, in

den letzten zehn Sekunden jeder Belastungsstufe, bei Testabbruch sowie nach fünf

und zehn Minuten in der Erholungsphase wurde den Probanden 20 μl arterialisiertes

Kapillarblut aus dem Ohrläppchen entnommen. Das subjektive Belastungsempfinden

der Probanden wurde nach jeder Belastungsstufe über die Borg-Skala erfragt und

dokumentiert (Borg, 1998; Fletcher et al. 2001; Löllgen, 2004).


44

2.5.2 Kraftmessungen

Isometrische Maximalkraftmessungen

Vor der isometrischen Maximalkraftmessung erfolgte eine Voraktivierung der

Muskulatur auf dem Vibrationskrafttrainingsgerät „Power-Plate Classic“ (Power-

Plate, Frankfurt/Main, D) bei einer Frequenz von 30 Hz und einer Amplitude von

2 mm. Dies erfolgte 30 Sekunden im schulterbreiten Stand bei einem Kniegelenks-

winkel von 130°.

Anschließend wurde die isometrischen Maximalkraft an der desmodromischen

Beinpresse „Desmotronic“ (Schnell, Peutenhausen, D) gemessen. Bei der Eingangs-

und Ausgangsuntersuchung wurde die Testung in normierter Position durchgeführt,

um eine Reliabilität der Testergebnisse zu ermöglichen:

- aufrechte Sitzposition, Gesäß und Rücken liegen am Polster auf

- Füße und Knie in schulterbreiter Position

- Zehenspitzen zeigen nach vorne-oben

- 130° Kniegelenkswinkel

- Position der Fußplattform bei Loch 4

- Schiene des Rückenpolsters steht bei 8 cm

Die Studienteilnehmer beider Trainingsgruppen mussten auf ein akustisches Signal

hin aus einer vorgespannter Position mit der höchst möglichen Kraft aus beiden

Beinen zwei Sekunden gegen die Kraftmessplatte drücken. Es wurden drei Durch-

gänge durchgeführt, wobei jeweils nur der höchst gemessene Wert in die Aus-

wertung einging. Die Pausenzeit zwischen den Versuchen betrug 30 Sekunden.

Bestimmung des Einer-Wiederholungs-Maximums

Bei den Teilnehmern der Krafttrainingsgruppe wurde zur Ermittlung der maximalen

Kraftveränderungen unmittelbar vor und nach der Trainingsintervention an den

beiden Krafttrainingsgeräten (Gym 80, Gelsenkirchen, D) Brustpresse und dem

Beinstrecker eine konzentrische Maximalkraftmessung (engl.1RM) gemäß dem

Protokoll von Kraemer (Kraemer et al. 1991) durchgeführt. Vor der Krafttestung

erfolgte ein Eingewöhnungssatz mit einer Gewichtsbelastung von 15% des Körper-

gewichts an beiden Testgeräten, um die neuromuskuläre Leistungsbereitschaft zu

erhöhen und das Verletzungsrisiko zu mindern (Schlumberger et al. 2004). Zudem

wurden die individuellen Geräteeinstellungen protokolliert und auf die richtige

Bewegungsausführung der Teilnehmer geachtet. In maximal fünf Versuchen erfolgte


45

eine ständige Gewichtsannäherung zur maximalen Last, welche die Teilnehmer

gerade einmal über die volle Bewegungsamplitude bei einer gleichmäßigen

Geschwindikeit von vier Sekunden bewegen konnten. Die Pausenzeit zwischen den

einzelnen Sätzen betrug dabei zwei Minuten.

2.6 Bewegungsinterventionen

Die dreimonatige Bewegungsintervention beinhaltete ein zweimal wöchentlich von

Diplom-Sportlehrern betreutes Kraft- und Ausdauertraining an der Sporthochschule

Köln. Zudem wurde zusätzlich einmal pro Woche selbständig und eigen-

verantwortlich ein Heimtrainingsprogramm durchgeführt, um eine langfristige

Verhaltensänderung zu einem aktiveren Lebensstil bei den Teilnehmern zu bewirken.

Die Teilnehmer erhielten während der Studie keine begleitenden Ernährungs-

empfehlungen und wurden angewiesen nicht noch zusätzlich mit anderen sportlichen

Aktivitäten im Interventionszeitraum zu beginnen, damit eine kausale Zuordnung der

Trainingseffekte zu der Trainingsform und den erhobenen Parametern erfolgen

konnte.

2.6.1 Sporttherapeutisches Krafttraining

Das dreimonatige dynamische Muskelaufbautraining fand zweimal wöchentlich mit

einem Trainingsumfang von 60 Minuten im Krafttraum der Leichtathletikhalle der

Sporthochschule Köln statt.

Gestaltung und Durchführung des Trainings orientierten sich an den Empfehlungen

der Deutschen Gesellschaft für Prävention und Rehabilitation von Herz-

Kreislauferkrankungen sowie nach den Richtlinien des gesundheitsorientierten

Krafttrainings (Boeckh-Behrens et al. 2002; Bjarnason-Wehrens et al. 2004).

Bei dieser Studie wurde auf ein allgemeines Aufwärmen, Cool down und Dehnungs-

übungen verzichtet, um weitere Einflüsse auf die Untersuchungsergebnisse aus-

zuschließen. Zur Verletzungsprophylaxe führten die Teilnehmer vor jedem Gerät

einen muskelspezifischen Aufwärmsatz mit fünfzehn Wiederholungen und 30% des

Trainingsgewichtes durch, um die Muskulatur auf die nachfolgende Trainings-

belastung vorzubereiten.

Das Trainingsgewicht wurde zu Beginn der Intervention über das 1RM und im

weiteren Verlauf über das subjektive Belastungsempfinden der Teilnehmer


46

festgelegt. Die subjektive Belastungseinschätzung wurde über eine modifizierte

zehnstufige Borg-Skala für das Krafttraining operationalisiert (vgl. Abb. 17).

1

2 sehr leicht

3

4 Leicht

5

6 mittelschwer

7

8 schwer

9

10 sehr schwer

Abb. 17: Modifizierte Borg-Skala für die Beurteilung des subjektiven Belastungsempfindens während des Krafttrainings

Zur Vermeidung von zu hohen Blutdruckanstiegen trainierten die Teilnehmer nie bis

zur maximalen Ausbelastung, sondern nur im mittleren bis maximal schweren

Bereich ihres subjektiven Belastungsempfindens. Die Pausenzeiten zwischen den

einzelnen Trainingssätzen dauerten zwischen ein und zwei Minuten. Bei der Durch-

führung des Krafttrainings wurde das Trainingsprinzip der progressiven Belastungs-

steigerung angewendet, damit sich die Trainingsbelastung kontinuierlich dem neuen

Kraftniveau des Teilnehmers anpasst.

Der methodische Aufbau des Trainings unterteilt sich in drei Phasen:

1. Vortraining:

In der ersten bis zweiten Woche absolvierten die Teilnehmer ein Gewöhnungs- und

Anpassungstraining, um die richtige Bewegungsausführung an den Trainingsgeräten

kennen zu lernen. Die Ziele dieser Phase lagen in der Verbesserung der inter-

muskuläre Koordination und Körperwahrnehmung sowie Vorbereitung des

Bewegungsapparates auf das nachfolgende Muskelaufbautraining. Die Teilnehmer

wurden angehalten auf die richtige Atemtechnik und auf ein gleichmäßiges

Bewegungstempo von vier Sekunden pro Wiederholung zu achten.

Das Training wurde nach dem Aufwärmsatz bei einer geringen Belastungsintensität

(<30% 1RM) mit 2 Sätzen a` 20 Wiederholungen durchgeführt. Das subjektive

Belastungsempfinden der Teilnehmer lag in dieser Phase noch im leichten Bereich.


47

2. Kraftausdauertraining

Ab der dritten bis sechsten Woche erfolgte das Kraftausdauertraining mit dem Ziel

der Verbesserung der lokalen aeroben Ausdauer der Muskulatur. Nach dem Auf-

wärmsatz wurden in der dritten und vierten Woche 3 Sätze mit 20 Wiederholungen

durchgeführt und ab der fünften bis sechsten Woche die Wiederholungszahl auf

15 Wiederholungen reduziert. Das Gewicht wurde auf 30-60% des 1RM gesteigert.

Die Teilnehmer trainierten im mittelschweren Bereich ihres subjektiven Belastungs-

empfindens.

3. Muskelaufbautraining

Von der siebten bis zur zwölften Woche wurde das Muskelaufbautraining mit dem

Ziel der Muskelquerschnittsvergrößerung durchgeführt. Dabei wurde die Wieder-

holungszahl nach einem Aufwärmsatz in der siebten bis neunten Woche auf 3 Sätze

mit 12 Wiederholungen reduziert und in der zehnten bis zwölften Woche nochmals

auf 10 Wiederholungen pro Satz. Die Teilnehmer trainierten in dieser Phase bei einer

Belastungsintensität von 60-80% des 1RM und sollten ihr Training nach ihrem

subjektiven Belastungsempfinden im schweren Bereich absolvieren.

Zu Beginn der Studie erfolgte für jeden Teilnehmer eine ausführliche Einweisung an

den Krafttrainingsgeräten (Gym 80, Gelsenkirchen, D). Die individuellen Ein-

stellungen und das Trainingsgewicht wurden in einem Trainingsplan nach jeder

Trainingseinheit protokolliert. Folgende Übungen wurden von den Probanden durch-

geführt:

Brustpresse (M. pectoralis major); Latissimuszug (M. latissimus dorsi, M. bizeps

brachii); Beinpresse (M. quadrizeps femoris, M. glutaeus maximus); Beinstrecker

(M. quadrizeps femoris); Beinbeuger (M. bizeps femoris) ; Hyperextensionsbank (M.

erector spinae); Crunches (M. rectus abdominis).

Die Übungen für die Bauchmuskulatur und Rückenmuskulatur wurden mit dem

eigenen Körpergewicht bis zur muskulären Erschöpfung durchgeführt.

Nach sechs Wochen wurden die folgenden beiden Trainingsgeräte noch zusätzlich in

den Trainingsplan der Probanden aufgenommen, um das Training noch vielseitiger

und abwechslungsreicher für die Teilnehmer zu gestalten:

Ruderzug (M. latissimus dorsi, M. bizeps brachii, Mm. rhomboidei); Schulterpresse

(M. deltoideus, M.trapezius).

Des Weiteren führten die Teilnehmer zusätzlich einmal pro Woche ein aus acht


48

Übungen bestehenden Heimtrainingsplan durch. Jeder Teilnehmer bekam eine aus-

führliche Einführung für die einzelnen Übungen und einen Dokumentationsplan zur

Protokollierung der einzelnen Trainingseinheiten ausgehändigt. In Abhängigkeit von

den individuellen Voraussetzungen der Teilnehmer wurden 3 Sätze mit

10-15 Wiederholungen pro Übung absolviert.

Das Heimtraining setzte sich aus den folgenden acht Kräftigungsübungen zusammen:

Theraband: oberer Rücken; Theraband: unterer Rücken; Bauchmuskulatur;

Rückenstrecker; Schultergürtelmuskulatur; Liegestütze auf den Knien/Wand; Knie-

beugen; Wadenmuskulatur.

2.6.2 Sporttherapeutisches Ausdauertraining

Das sporttherapeutische Ausdauertraining fand an zwei Tagen in der Woche im

Ergometerraum der Sporthochschule Köln statt und wurde von Diplom-Sportlehrern

überwacht und betreut. Vor und kurz nach Ende der Trainingseinheit erfolgten bei

jedem Teilnehmer eine Blutdruckmessung und die Einschätzung des subjektiven

Belastungsempfindens. Das Ziel des Ausdauertrainings lag in der Verbesserung der

Grundlagenausdauer und deshalb wurde die Trainingsbelastung basierend auf dem

Untersuchungsprotokoll des BEKG`s bei einer Intensität von 2 mmol/l Laktat fest-

gelegt. Bei dem monitorkontrollierten Ergometertraining erfolgte eine ständige

Herzfrequenz- und EKG-Überwachung der Teilnehmer.

Die einzelne Trainingseinheit lässt sich in vier Phasen unterteilen:

1. Aufwärmphase I

In dieser Aufwärmphase I trainierten die Teilnehmer bei <50% der empfohlenen

Trainingswattbelastung und einer Belastungsdauer von zwei Minuten.

2. Aufwärmphase II

In der anschließenden Phase II erfolgte eine allmähliche Belastungssteigerung bis zur

vorgegebenen Trainingswattbelastung. Dabei wurde die Belastung innerhalb von

fünf Minuten kontinuierlich gesteigert.

3. Trainingsphase

In dieser Trainingsphase erreichten die Teilnehmer ihre individuelle

Trainingswattbelastung- und -herzfrequenz. Die Dauer dieser Phase wurde bei den


49

Teilnehmern ausgehend von fünfzehn Minuten progressiv auf 40 Minuten bis zum

Interventionsende gesteigert. Das subjektive Belastungsempfinden sollte zu Beginn

als leicht und später bis maximal anstrengend (Orginal-Borg-Skala, RPE Werte

11-15) empfunden werden.

4.Erholungsphase

In der Erholungsphase wurde die Belastung allmählich auf null Watt

heruntergefahren und die Trainingsdaten im Trainingsprotokoll festgehalten.

Zudem absolvierten die Teilnehmer ebenfalls ein Heimtrainingsprogramm, bei dem

sie die Art der körperlichen Belastung frei auswählen und nach ihrem individuellen

Trainingspuls trainierten sollten. Die Dauer der zusätzlichen Trainingseinheit betrug

45 Minuten und die Trainingsdaten (Dauer, Herzfrequenz, Borg-Wert) wurden in

einem Trainingsprotokoll eigenständig aufgeschrieben. Im Laufe der Studie wurden

die Grundtechniken der Ausdauersportarten Walken und Nordic Walking vermittelt,

damit sie ihren Heimtrainingsplan abwechslungsreicher gestalten konnten.

2.7 Statistische Auswertung

Die deskriptive Darstellung erfolgte anhand der Berechnung von Mittelwerten und

Standardabweichungen mittels des Tabellenkalkulationsprogramms Excel 2007

(Microsoft Corporation, Redmond, USA). Der statistische Mittelwertvergleich für

die einzelnen Parameter innerhalb der Trainingsgruppen wurde mit dem Statistik-

programm SPSS 18.0 (SPSS Inc., Chicago, USA) durchgeführt. Die graphische

Darstellung der Ergebnisse erfolgte wiederum mit Excel 2007.

Voraussetzung für einen Mittelwertvergleich ist die Normalverteilung der

Untersuchungsergebnisse. Die Überprüfung erfolgte durch den Kolmogorov-

Smirnov-Test mit Lilliefors-Korrektur. Die Signifikanzüberprüfung der einzelnen

Untersuchungsparameter innerhalb der einzelnen Trainingsgruppen wurde per t-Test

mit einem festgelegten Signifikanzniveau von p<0.05 durchgeführt (Bühl, 2006;

Sachs, 2009).

Ergebnisse

50

3 Ergebnisse

3.1 Basischarakterisierung des Probandenkollektivs

Zur detaillierten Analyse des Probandenkollektivs erfolgte eine Gegenüberstellung

ausgewählter Daten aus der Eingangs- und Ausgangsuntersuchung. Dazu wurden die

anthropometrischen Daten, Blutdruck- und Ruhelaktatwerte, leistungsphysiologische

Parameter sowie Stoffwechselparameter von den Studienteilnehmern erhoben.

Anthropometrische Daten

Entsprechend den Richtlinien der Deutschen Adipositas Gesellschaft ließ sich die

Ausdauergruppe als leicht adipös und die Kraftgruppe als stark übergewichtig vor

der Trainingsintervention klassifizieren. Nach der sporttherapeutischen Intervention

zeigte sich in beiden Trainingsgruppen eine geringe Reduktion des Körpergewichtes

und des BMI-Wertes, wobei die Abnahme bei der Ausdauergruppe signifikant war

(vgl. Tab. 1).

Blutdruck

Bei Diabetikern gelten erhöhte Ruheblutdruckwerte als Risikofaktor für das

Auftreten von diabetischen Folgeerkrankungen. Nach dem Trainingsprogramm kam

es sowohl in der Ausdauergruppe als auch Kraftgruppe zu einer Reduktion des

systolischen und diastolischen Blutdruckes in den optimalen Blutdruckbereich von

unter 140/85 mmHg (Bretzel et al. 2008). Der systolische Blutdruck wurde in beiden

Gruppen signifikant gesenkt, wohingegen der diastolische Blutdruck nur in der

Ausdauergruppe signifikant verringert werden konnte (vgl. Tab. 1).

Ruhelaktatwerte

Es gibt Hinweise, dass bei Diabetikern die Ruhelaktatkonzentration im Plasma

erhöht ist (Lovejoy et al. 1992). Der Normbereich des Ruhelaktatwertes liegt

bei < 1.8 mmol/l (Biedler et al. 1995). Beide Gruppen befanden sich vor der

Intervention im Normbereich des Ruhelaktatwertes. Nach dem Trainingsprogramm

konnten in beiden Gruppen keine trainingsinduzierten Veränderungen der

Ruhelaktatkonzentration im Plasma festgestellt werden (vgl. Tab.1)

Ergebnisse

51

3.2 Leistungsphysiologische Parameter

BEKG

Die Bestimmung der Ausdauerleistungsfähigkeit erfolgte anhand eines standard-

isierten Stufentests nach dem WHO-Schema auf dem drehzahlunabhängigen

Ergometer. Beide Trainingsgruppen konnten ihre maximale Wattleistung durch die

Trainingsintervention steigern. Diese Verbesserungen der Ausdauerleistungs-

fähigkeit zeigten sowohl in der Ausdauergruppe als auch in der Kraftgruppe ein

signifikantes Ergebnis (vgl. Tab. 1).

Isometrische Maximalkrafttestung

Die Kraftleistungsfähigkeit der Probanden wurde anhand einer standardisierten

isometrischen Maximalkraftmessung an der desmodromischen Beinpresse bestimmt.

Durch das Ausdauertraining kam es zu einem Zuwachs der beidbeinigen und

rechtsbeinigen isometrischen Maximalkraft. Die linksbeinige isometrische Maximal-

kraft blieb nach dem Ausdauerprogramm unverändert. Diese Ergebnisse der

Ausdauergruppe verfehlten jedoch die statistische Signifikanz. Bei der Kraftgruppe

ließ sich eine beidbeinige, rechtsbeinige und linksbeinige Zunahme der iso-

metrischen Maximalkraft feststellen. Ein signifikantes Ergebnis konnte dabei nur für

die beidbeinige und rechtsbeinige Zunahme der Maximalkraft ermittelt werden

(vgl. Tab. 1).

1 RM

Für die Darstellung der maximalen Kraftveränderungen der Probanden wurde eine

konzentrische Maximalkraftmessung vor und unmittelbar nach dem Krafttrainings-

programm an den beiden Krafttrainingsgeräten Beinstrecker und Brustpresse

durchgeführt. Das Krafttrainingsprogramm bewirkte sowohl am Beinstrecker (U1:

65±22 kg; U2: 84±25 kg) als auch an der Brustpresse (U1: 46±11 kg; U2: 59±12 kg)

eine Verbesserung des 1 RM. Für diese Kraftzuwächse an beiden Krafttrainings-

geräten konnte ein signifikanter Einfluss durch das Training nachgewiesen werden.

Ergebnisse

52

Ausdauergruppe Kraftgruppe

vor nach p-Wert vor nach p-Wert

Gewicht (kg) 100.1 ± 12.3 99.1 ± 12.0 0.03 89.5 ± 12.1 89.0 ± 13.4 n.s.

BMI (kg/m²) 31.3 ± 3.8 31.0 ± 3.7 0.03 28.4 ± 3.4 28.2 ± 3.1 n.s.

RR syst. (mmHg) 138 ± 14 124 ±9 <0,001 135±24 118±11 0.01

RR diast. (mmHg) 85 ± 11 79 ±10 0.02 80±8 78±10 n.s.

Ruhelaktat (mmol/l) 1.4±0.4 1.5±0.6 n.s. 1.4±0.7 1.3±0.5 n.s.

BEKG (Watt) 154±27 177±40 0.01 159±55 168±50 0.05

Iso. Kraft bb. (N) 4207±1201 4352±1063 n.s. 4277±1221 4553±1228 0.01

Iso. Kraft re. (N) 2164±658 2285±549 n.s. 2280±670 2439±736 0.01

Iso.Kraft li. (N) 2083±608 2083±546 n.s. 2055±563 2124±532 n.s.

Glukose (mg/dl) 157±34 144±17 n.s. 140±28 132±22 n.s.

Insulin (pmol/l) 132±87 119±68 n.s. 81±64 65±35 0.08

Proinsulin (pmol/l) 41±26 33±20 0.06 28±16 25±16 n.s.

Homa-Index 7±5 6±3 0.04 4±4 3±2 n.s.

Cholesterin (mg/dl) 199±31 179±32 <0.001 198±29 192±27 n.s.

Triglyzeride (mg/dl) 153±89 117±55 0.04 166±98 167±102 n.s.

HDL (mg/dl) 43±6 43±8 n.s. 45±9 43±9 0.08

LDL (mg/dl) 125±24 113±26 0.01 119±27 116±25 n.s.

Tab. 2: Darstellung der Mittelwerte und Standardabweichungen ausgewählter Parameter der Ausdauergruppe und Kraftgruppe vor und nach der Trainingsintervention, (*p<0.05 versus vor)

3.3 Stoffwechselparameter

Glukose

Vor der Intervention lagen sowohl die Teilnehmer der Ausdauergruppe als auch der

Kraftgruppe oberhalb des diagnostischen Grenzwertes für einen Diabetes mellitus

von > 126 mg/dl Nüchternglukose (Kerner et al. 2004). Nach dem Trainings-

Ergebnisse

53

programm ließ sich in beiden Gruppen eine Reduktion des mittleren Blutzucker-

wertes feststellen, jedoch verfehlten diese Abnahmen die statistische Signifikanz

(vgl. Tab. 1).

Insulin

Die erhobenen Insulinwerte liegen vor dem Interventionsbeginn bei beiden

Trainingsgruppen im Zielwertbereich zwischen 17,8 und 174 pmol/l. Im Rahmen der

Trainingsintervention kam es sowohl in der Ausdauergruppe als auch in der

Kraftgruppe zu einer Verringerung der Insulinplasmakonzentration. Bei der

Kraftgruppe konnte dabei eine tendenzielle Abnahme beobachtet werden

(vgl. Tab. 1).

Proinsulin

Der Proinsulinspiegel beider Trainingsgruppen lag vor Trainingsbeginn außerhalb

des Normwertbereiches von 6,4-9,4 pmol/l. Durch das Trainingsprogramm kam es in

beiden Trainingsgruppen zu einer Abnahme des mittleren Proinsulinwertes, wobei

lediglich in der Ausdauergruppe eine tendenzielle Verringerung festgestellt werden

konnte (vgl. Tab. 1).

Homa-Index

Der Grad der Insulinresistenz wurde anhand des Homa-Indexes berechnet. Nach den

Beurteilungskriterien des Homa-Indexes wies die Ausdauergruppe vor Trainings-

beginn eine Insulinresistenz auf, wohingegen für die Kraftgruppe eine Insulin-

resistenz als sehr wahrscheinlich anzunehmen war. Beide Gruppen konnten ihren

mittleren Homa-Index durch das Trainingsprogramm reduzieren. Bei der Ausdauer-

gruppe war dabei ein signifikanter Einfluss des Trainings auf die Insulinresistenz

nachgewiesen worden (vgl. Tab. 1).

Cholesterin

Die diabetische Dyslipoproteinämie geht mit einem höheren kardiovaskulären Risiko

einher und daher gelten für Typ 2-Diabetiker insgesamt engere Normwerte

(American Diabetes Association 2009). Die Gesamt-Cholesterinkonzentration lag bei

beiden Interventionsgruppen am oberen Grenzwert des Normwertbereiches von

200 mg/dl. Bei der Ausdauergruppe ließ sich ein signifikantes Sinken der

Ergebnisse

54

Cholesterinwerte beobachten, wohingegen für die Abnahme in der Kraftgruppe kein

signifikantes Ergebnis ermittelt werden konnte (vgl. Tab. 1).

HDL

Die mittlere HDL-Konzentration beider Trainingsgruppen befand sich vor

Interventionsbeginn innerhalb des Normwertbereiches von > 40 mg/dl für männliche

Typ 2-Diabetiker (American Diabetes Association 2009). Die HDL-Werte der

Ausdauergruppe änderten sich durch das Trainingsprogramm nicht, wohingegen sich

bei der Kraftgruppe eine tendenzielle Abnahme des HDL-Wertes beobachten ließ

(vgl. Tab. 1).

LDL

Beide Interventionsgruppen zeigten vor Trainingsbeginn eine erhöhte atherogene

LDL-Konzentration außerhalb des Zielwertbereiches von < 100 mg/dl (American

Diabetes Association 2009). Nach dem Trainingsprogramm konnten beide Trainings-

gruppen die LDL-Werte reduzieren, wobei nur für die Ausdauergruppe ein

signifikantes Ergebnis festgestellt werden konnte (vgl. Tab. 1).

Triglyzeride

Der Zielwert für die Triglyzeride liegt für Typ 2 Diabetiker bei <150 mg/dl

(American Diabetes Association 2009). Vor Trainingsbeginn lagen sowohl die

Ausdauergruppe als auch die Kraftgruppe außerhalb des Normwertbereiches. Das

Ausdauertraining erbrachte eine signifikante Verringerung der Triglyzerid-

konzentration in den Zielwertbereich. Bei der Kraftgruppe blieben die Werte eher

unverändert (vgl. Tab. 1).

3.4 Muskelfasertypisierung

Zur Charakterisierung der trainingsinduzierten Veränderungen des Muskelfaser-

typenprofils wurde eine Myosin-ATPase-Färbung mit den Muskelbiopsieproben der

Eingangs- und Ausgangsuntersuchung durchgeführt. Die Auszählung der einzelnen

Muskelzellen zeigte, dass das Ausdauertraining keinen signifikanten Einfluss auf die

prozentuale Muskelfasertypenzusammensetzung hatte (vgl. Abb. 18).

Ergebnisse

55

Abb. 18: Darstellung der Mittelwerte und Standardabweichungen der prozentualen Muskelfasertypenverteilung am M. vastus lateralis der Ausdauergruppe vor und nach der Trainingsintervention, (*p<0.05 versus vor)

Bei der Kraftgruppe ließ sich dagegen eine signifikante Zunahme der Typ IIA-Fasern

beobachten. Für die trainingsinduzierten Veränderungen der Typ I und Typ IIX-

Fasern konnte keine Signifikanz nachgewiesen werden (vgl. Abb. 19).

Abb. 19: Darstellung der Mittelwerte und Standardabweichungen der prozentualen Muskelfasertypenverteilung am M. vastus lateralis der Kraftgruppe vor und nach der Trainingsintervention, (*p<0.05 versus vor)

0

25

50

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Ante

il d

es F

aser

typs

(%)

Typ IIaTyp I Typ IIxvor nach vor nach vor nach

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Ante

il d

es F

aser

typs

(%)

vor nach Typ IIa

vor nachTyp I

vor nach Typ IIx

*

Ergebnisse

56

3.5 Immunhistochemischer Nachweis des MCT1 und MCT4 im Muskelgewebe

Die trainingsinduzierten Veränderungen der zellulären und membranösen MCT1-

und MCT4-Dichte bei nicht insulinpflichtigen Typ 2-Diabetikern wurden aus den

Proben der Muskelbiopsie aus dem M. vastus lateralis unmittelbar vor und direkt im

Anschluss nach der dreimonatigen Trainingsintervention mittels einer immunhisto-

chemischen Färbung bestimmt.

Nachweis der zellulären MCT1- und MCT4-Dichte im Muskelgewebe

In der Ausdauergruppe zeigte sich nach dem Trainingsprogramm eine signifikante

Zunahme (p=0.01) der zellulären MCT1-Dichte von 12.13±3.20 auf 17.28±3.84.

Ebenso konnte auch in der Kraftgruppe eine signifikante Erhöhung (p=0.02) der

zellulären MCT1-Dichte von 13.33±3.36 auf 16.34±4.59 festgestellt werden

(vgl. Abb. 20).

Abb. 20: Darstellung der Mittelwerte und Standardabweichungen der zellulären MCT1-Dichte der Ausdauergruppe (AG) und Kraftgruppe (KG) vor und nach der Trainingsintervention, (*p<0.05 versus vor)

Die zelluläre MCT4-Dichte blieb in beiden Interventionsgruppen nach dem

Trainingsprogramm eher unverändert. Bei der Ausdauergruppe erhöhte sich die

MCT4-Dichte von 14.31±4.13 auf 15.13±3.70 und bei der Kraftgruppe nahm die

MCT4-Dichte von 20.47±7.01 auf 19.59±7.81 ab. Für diese geringfügigen trainings-

induzierten Veränderungen bei beiden Trainingsgruppen konnte kein signifikantes

Ergebnis ermittelt werden (vgl. Abb. 21).

0

10

20

30

Dens

itom

etris

che

Einh

eite

n

vor nachvor nach AG KG

** *

Ergebnisse

57


Nachweis der absoluten membranösen MCT1- und MCT4-Dichte im Muskelgewebe

Die absolute membranöse MCT1-Dichte blieb in beiden Interventionsgruppen

unverändert. Bei der Ausdauergruppe zeigte sich eine geringfügige Verringerung der

absoluten MCT1-Dichte von 43.43±1.13 auf 42.80±1.12 und in der Kraftgruppe eine

fast gleichbleibende absolute MCT1-Dichte von 43.68±1.35 auf 43.70±0.57

(vgl. Abb. 22).

Abb. 22: Darstellung der Mittelwerte und Standardabweichungen der absoluten membranösen MCT1-Dichte der Ausdauergruppe (AG) und Kraftgruppe (KG) vor und nach der Trainingsintervention, (*p<0.05 versus vor)

0

10

20

30

Dens

itom

etris

che

Einh

eite

n


0

50

Dens

itom

etris

che

Einh

eite

n


Ergebnisse

58

Nach der Trainingsintervention konnten sowohl in der Ausdauergruppe

(U1:43.90±1.48; U2:44.33±0.92) als auch in der Kraftgruppe (U1:42.93±1.89;

U2:43.61±1.42) keine signifikanten trainingsinduzierten Veränderungen der

absoluten membranösen MCT4-Dichte beobachtet werden (vgl. Abb. 23).

Abb. 23: Darstellung der Mittelwerte und Standardabweichungen der absoluten membranösen MCT4-Dichte der Ausdauergruppe (AG) und Kraftgruppe (KG) vor und nach der Trainingsintervention, (*p<0.05 versus vor)

Nachweis der relativen membranösen MCT1- und MCT4-Dichte im Muskelgewebe

In beiden Trainingsgruppen blieben die relativen membranösen MCT1-Dichten in

der Skelettmuskulatur durch die Trainingsinterventionen eher unverändert.

Abb. 24: Darstellung der Mittelwerte und Standardabweichungen der relativen membranösen MCT1-Dichte der Ausdauergruppe (AG) und Kraftgruppe (KG) vor und nach der Trainingsintervention, (*p<0.05 versus vor)

0

50

Dens

itom

etris

che

Einh

eite

n


0,000

0,003

0,005

Dens

itom

etris

che

Einh

eite

n


Ergebnisse

59

Die geringen Abnahmen der relativen MCT1-Dichten waren sowohl bei der

Ausdauergruppe (U1: 0.0022±0.0013; U2: 0.0019±0.0011) als auch Kraftgruppe

(U1: 0.0021±0.0017; U2: 0.0019±0.0008) nicht signifikant (vgl. Abb. 24).

Bei den trainingsinduzierten Veränderungen der relativen membranösen

MCT4-Dichte zeigten sich für die beiden Trainingsformen gegensätzliche Ergebnisse

(vgl. Abb. 25). Das Ausdauertraining bewirkte eine signifikante Abnahme (p=0.03)

der relativen MCT4-Dichte (U1: 0.0198±0.0141; U2: 0.0116±0.0065), wohingegen

bei der Kraftgruppe trotz geringer Zunahme kein signifikantes Ergebnis ermittelt

werden konnte (U1: 0.0078±0.0053; U2: 0.0150±0.0135).


3.6 Immunhistochemischer Nachweis der MCT1 im Erythrozyten

Für die Bestimmung der langfristigen und kurzfristigen aktivitätsbedingten

Veränderungen der MCT1-Dichte im Erythrozyten bei nicht-insulinpflichtigen

Typ 2 Diabetikern wurden die venösen Blutproben vor und unmittelbar nach dem

Belastungstest aus der Eingangs- als auch Ausgangsuntersuchung analysiert.

Langfristige trainingsbedingte Veränderungen der MCT1-Dichte im Erythrozyten

Die Ausdauergruppe konnte die mittlere MCT1-Dichte im Basalzustand aus der

Eingangsuntersuchung von 8.29±1.86 auf 11.44±5.63 in der Abschlussuntersuchung

erhöhen (vgl. Abb. 26). Jedoch zeigte sich im Vergleich der Absolutzahlen der

0,00

0,03

0,05

Dens

itom

etris

che

Einh

eite

n


*

Ergebnisse

60

einzelnen Probanden zwischen den beiden Untersuchungszeitpunkten ein sehr

heterogenes Bild mit Abweichungen zwischen -4 bis +15 bei den traininings-

induzierten MCT1-Dichteveränderungen. Deshalb konnte kein signifikanter Einfluss

(p=0.1) durch das Ausdauertraining auf die MCT1-Dichte im Erythrozyten fest-

gestellt werden.

Abb. 26: Darstellung der Mittelwerte und Standardabweichungen der MCT1-Dichte im Erythrozyten der Ausdauergruppe im Basalzustand vor und nach der Trainingsintervention, (*p<0.05 versus vor)

Bei der Kraftgruppe ließ sich auch eine Zunahme der MCT1-Dichte von 2.48±3.51

auf 4.12±2.88 im Basalzustand durch das Krafttraining beobachten (vgl. Abb. 27).

Abb. 27: Darstellung der Mittelwerte und Standardabweichungen der MCT1-Dichte im Erythrozyten der Kraftgruppe im Basalzustand vor und nach der Trainingsintervention, (*p<0.05 versus vor)

0

10

20

Dens

itom

etris

che

Einh

eite

n

vor nach

0

5

10

Dens

itom

etris

che

Einh

eite

n

vor nach

*

Ergebnisse

61

Hier ließen sich im Vergleich der Absolutzahlen der einzelnen Probanden aus der U1

zu der U2-Untersuchung fast einheitliche Erhöhungen für die MCT1-Dichte mit

geringeren Abweichungen von -2 bis +3 feststellen, woraus eine signifikante

Erhöhung (p=0.02) durch das Krafttraining auf die MCT1-Dichte im Erythrozyten

resultiert.

In der nachfolgenden Abbildung ist die verstärkte Graufärbung der Erythrozyten

nach der Trainingsintervention exemplarisch bei einem Probanden aus der

Kraftgruppe dargestellt. Die intensivere Graustufenintensität deutet dabei auf eine

verstärkte MCT1-Dichte in den Erythrozyten nach der Trainingsintervention hin

(vgl. Abb. 28).

vor der Trainingsintervention nach der Trainingsintervention

Abb. 28: Immunhistochemischer Nachweis einer verstärkten MCT1-Färbung an den Erythrozyten eines Probanden der Kraftgruppe im Basalzustand vor und nach Trainingsintervention bei 400-facher Vergrößerung

Kurzfristige trainingsbedingte Veränderungen der MCT1-Dichte nach körperlicher Belastung im Erythrozyten

Im untrainierten Zustand blieb in beiden Trainingsgruppen unmittelbar nach dem

Belastungstest die MCT1-Dichte eher unverändert, welches sich optisch in einer

gleich bleibenden Graustufenfärbung der Erythrozyten zeigte (vgl. Abb. 29; Bild A).

Bei der Ausdauergruppe nahm die mittlere MCT1-Dichte geringfügig von 8.29±1.86

nach Belastungsende auf 8.59±2.55 zu. Bei der Kraftgruppe ließ sich eine minimale

Reduktion der MCT1-Dichte nach dem Belastungstest von 2.48±3.51 auf 2.28±3.10

beobachten.

Ergebnisse

62

vor nach dem BEKG

vor

-5

-4

-3

-2

-11

01

23

∆( D

ensi

tom

etris

che

Einh

eite

n)-8

-7

-6

-5

-4

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-10

∆(D

ensi

tom

etris

che

Einh

eite

n)nach dem BEKG *

A. Untrainierter Zustand

B. Trainierter Zustand

KG AG

p = 0.065

Abb. 29: Abnahme der MCT1-Dichte im Erythrozyten nach körperlicher Belastung bei der Kraftgruppe (KG) und Ausdauergruppe (AG) vor und nach der Trainingsintervention (*p<0.05 versus vor) Nach der dreimonatigen Trainingsintervention zeigte sich in den Erythrozyten der

Ausdauergruppe als auch Kraftgruppe eine intensivere Abnahme der Graufärbung,

dass auf eine stärkere Reduktion der der mittleren MCT1-Dichte hinweist

(vgl. Abb. 29; Bild B). Im trainierten Zustand wies die Ausdauergruppe vor dem

Belastungstest eine MCT1-Dichte von 11.44±5.63 auf, die sich tendenziell nach

Belastungsende auf 8.14±1.84 (p=0.065) reduzierte. Bei der Kraftgruppe zeigte sich

im trainierten Zustand eine mittlere MCT1-Dichte von 4.12±2.88, die unmittelbar

nach der Belastung im Mittel auf 1.28±3.84 sank. Diese Abnahme der MCT1-Dichte

zeigte ein signifikantes Ergebnis (p=0.03).

3.7 Durchflusszytometrische Analyse des CD147 im Erythrozyten

Das Glykoprotein CD147 ist ein essentielles Chaperon für die Lokalisation und

Aktivität des MCT1 im Erythrozyten. Zur Bestimmung der trainingsbedingt lang-

fristigen und kurzfristigen Veränderungen auf die CD147-Dichte im Erythrozyten bei

nicht-insulinpflichtigen Typ 2-Diabetikern wurde eine Durchflusszytometrie mit den

Ergebnisse

63

venösen Blutproben vor und unmittelbar nach dem Belastungstest aus der Eingangs-

und Ausgangsuntersuchung durchgeführt.

Langfristige trainingsbedingte Veränderungen der CD147-Dichte im Erythrozyten

Die durchflusszytometrische Analyse zeigte bei der Ausdauergruppe eine

signifikante Verringerung (p=0.03) der CD147-Dichte im Basalzustand von 967±152

auf 887±71. Bei der Kraftgruppe hingegen konnte eine nicht signifikante Abnahme

der basalen CD147-Dichte von 876±128 bei der Eingangsuntersuchung auf 821±73

nach der Trainingsintervention festgestellt werden (vgl. Abb. 30).

Abb. 30: Darstellung der Mittelwerte und Standardabweichungen der CD147-Dichte im Erythrozyten der Ausdauergruppe (AG) und Kraftgruppe (KG) im Basalzustand vor und nach der Trainingsintervention, (*p<0.05 versus vor)

Kurzfristige trainingsbedingte Veränderungen der CD147-Dichte im Erythrozyten

Bei der Ausdauergruppe ließ sich im untrainierten Zustand eine tendenzielle

Abnahme (p=0.055) der CD147-Dichte von 967±152 auf 877±123 unmittelbar nach

dem Belastungstest beobachten. Nach Abschluss der dreimonatigen Trainings-

intervention zeigte sich dagegen nur noch eine geringfügige belastungsbedingte

Abnahme der CD147-Dichte von 887±71 auf 865±84 nach der Belastungs-

untersuchung. Ebenso konnte auch bei der Kraftgruppe eine Abnahme der CD147-

Dichte im untrainierten Zustand von 876±128 auf 816±76 nach dem BEKG

festgestellt werden. Dagegen stieg im trainierten Zustand die CD147-Dichte im

Erythrozyten nach dem BEKG von 821±73 auf 893±112 an. Dabei konnte ein

0

500

1.000

1.500

Anza

hl


*

Ergebnisse

64

signifikanter Einfluss (p=0.04) des Krafttrainings auf die CD147-Dichte nach-

gewiesen werden (vgl. Abb. 31).

Abb. 31: Darstellung der Mittelwerte und Standardabweichungen der Veränderungen der CD147-Dichten im Erythrozyten der Ausdauergruppe (AG) und Kraftgruppe (KG) vor und nach der Trainingsintervention unmittelbar nach dem Belastungstest, (*p<0.05 versus vor)

Exemplarische graphische Darstellung der FACS-Analyse

Abb. 32: Streulicht-Dot-Plot: Darstellung der gesamten Zellpopulation. Die Zellen werden nach dem Vorwärtsstreulicht (FSC) und Seitswärtsstreulicht (SSC) im Diagramm dargestellt

-300

-200

-100

0

100

200

300Δ

-Anz

ahl

vor nach vor nach AG KG

*

p=0.055

Ergebnisse

65

Abb. 33: Histogrammdarstellung der Zellen aus Gate 2. Auf der X-Achse ist die Fluoreszenzintensität und auf der Y-Achse die Events (Zellzahl) aufgetragen. Das Histogramm zeigt die Häufigkeit von den Signalen in den einzelnen Fluoreszenzkanälen an. 3.8 Fluoreszenzmikroskopischer Nachweis des MCT1 und CD147 im Erythrozyten Zur Überprüfung einer möglichen Translokation der MCT1-Proteins und seines

Chaperons CD147 in die Erythrozytenmembran wurde eine Immunfluoreszenz-

färbung durchgeführt.

vor nach dem BEKG

vor nach dem BEKG

nach

der

Tra

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Abb. 34: Fluoreszenzmikroskopische Aufnahmen des immunhistochemischen Nachweises der aktivitätsbedingten MCT1- (rot) und CD147- (grün) Translokation in die Erythrozytenmembran vor und nach der Trainingsintervention.

Ergebnisse

66

Im untrainierten Zustand konnten keine Veränderungen der hier rot markierten

MCT1-Transporter und der grün markierten CD147-Proteine in die Erythrozyten-

membran beobachtet werden. Dagegen nach dem dreimonatigen Trainingsprogramm

ließ sich eine Verlagerung der MCT1- und CD147-Proteine unmittelbar nach dem

Belastungstest von innen nach außen in die Erythrozytenmembran nachweisen

(vgl. Abb. 34).

Diskussion

67

4 Diskussion

4.1 Langfristig trainingsbedingte Veränderungen der MCT1-Dichte im Muskelgewebe

Die immunhistochemischen Auswertungen am Muskel zeigten eine signifikante

Erhöhung der zellulären MCT1-Dichte in beiden Trainingsgruppen, wohingegen

keine trainingsinduzierten Veränderungen der absoluten und relativen membranösen

MCT1-Dichte in der Ausdauergruppe und Kraftgruppe beobachtet werden konnten.

Einfluss des Ausdauertrainings auf die MCT1-Dichte

In zahlreichen Studien konnte bisher nachgewiesen werden, dass ein langfristiges

Ausdauertraining sowohl die Proteinexpression des MCT1-Proteins im menschlichen

(Bonen et al. 1998; Dubouchaud et al. 2000) als auch im tierischen Skelettmuskel

(McDermott et al. 1993a; Baker et al. 1998; Yoshida et al. 2004) erhöht. Dabei

wurde eine enge Korrelation zwischen der Proteinmenge des MCT1 und der

oxidativen Kapazität (Mc Cullagh et al. 1996; Baker et al. 1998; Pilegaard

et al. 1999a; Bonen et al. 2001) sowie einer verbesserten Laktattransportkapazität

in der Muskulatur festgestellt (Pilegaard et al. 1993; Mc Cullagh et al. 1997;

Baker et al. 1998; Bonen et al. 2000c). Die Auswirkungen eines Ausdauertrainings

auf den MCT1-Gehalt bei Typ 2 Diabetikern wurden bisher noch nicht untersucht.

Lediglich in zwei Trainingsstudien mit Tieren konnte bisher gezeigt werden, dass ein

tägliches dreiwöchiges Laufbandtraining zu einer Erhöhung der Proteinexpression

des reduzierten MCT1-Gehaltes im Skelett- und Herzmuskel bei diabetischen Ratten

führte (Enoki et al. 2003). Dieser reduzierte MCT1-Gehalt geht mit einem

verschlechterten Laktattransport einher (McCullagh et al. 1997; Baker et al. 1998;

Hajduch et al. 2000). In der zweiten Trainingsstudie mit übergewichtigen Ratten

konnte auch eine Zunahme des MCT1-Gehaltes nach einem zehnwöchigen

Laufbandtraining mit fünf Trainingseinheiten in der Woche im Skelettmuskel

beobachtet werden (Metz et al. 2005).

Diskussion

68

In den bisher durchgeführten Studien wurde methodisch zur Detektion des MCT1-

Proteins ein aus Muskelzellen, Endothelzellen und Satellitenzellen bestehendes

Zellgemisch mittels eines Western Blot-Verfahren quantitativ analysiert. Nur in

wenigen Studien wurde gezielt versucht die Muskelmembran zu isolieren

(Dubouchaud et al. 2000; Juel et al. 2004b), um so eine detailliertere Aussage über

die lokale Proteinexpression des MCT-Proteins zu erlangen. Aus diesem Grund

wurde in der DiabetesAktiv-Studie für die Auswertung der Muskelschnitte das

immunhistochemische Analyseverfahren angewendet, welches eine qualitative

Unterscheidung zwischen zellulärer und membranöser MCT-Dichteveränderung

ermöglicht. Durch die unterschiedlichen Auswertungsverfahren ist deshalb ein

direkter Vergleich zwischen den Untersuchungsergebnissen der Trainingsstudien nur

bedingt möglich, da in der DiabetesAktiv-Studie eine Unterscheidung zwischen

zellulärer und membranöser MCT-Dichte erfolgte und nicht die Gesamtprotein-

menge des MCT-Proteins quantitativ aus einem Homogenat bestimmt wurde. Im

weiteren Methodenvergleich der Studien zeigten sich auch Differenzen zwischen den

Trainingsformen und der Belastungsteuerung der einzelnen Trainingsprogramme.

Aus der Analyse der Untersuchungsergebnisse der verschiedenen Studien kann

vermutet werden, dass die Belastungsintensität und die Trainingshäufigkeit sowie

Trainingsdauer der Belastung eine bedeutsame Rolle bei der Expression des MCT1-

Proteins spielt. In der DiabetesAktiv-Studie lag die Belastungsintensität des

Ausdauertrainings bei einer Trainingsherzfrequenz an der 2 mmol/l Lakatschwelle

und muss deshalb als moderat eingestuft werden.

Im Tiermodell zeigte sich nach einem moderaten Lauftraining mit gesunden Ratten

keine Veränderung der Proteingesamtmenge des MCT1 im Skelettmuskel (Baker et

al. 1998). Dies konnte auch in der DiabetesAktiv-Studie beobachtet werden, in der

die absolute und membranöse MCT1-Dichte nach dem moderaten Ergometertraining

unverändert blieb. Erst bei einer höheren Trainingsintensität ließ sich eine

signifikante Erhöhung der Proteinexpression des MCT1 ausschließlich in den

oxidativen Muskelfasern der Ratten feststellen (Baker et al. 1998). Dieser intensitäts-

bedingte Anstieg der MCT1- Proteinexpression zeigte sich auch im M. soleus nach

einem intensiven fünfwöchigen intervallartigen Laufradtraining bei Ratten (Thomas

et al. 2007). Hier muss jedoch kritisch hinterfragt werden, ob sich die Belastungs-

intensitäten bei menschlichen Probanden mit denen des Tiermodells problemlos

vergleichen lassen. Da ein Vergleich der Trainingsherzfrequenzen und der Laktat-

Diskussion

69

werte von Mensch und Tier nur bedingt möglich sind, bleiben Vergleiche und

Aussagen zur Belastungsintensität und den daraus resultierenden Veränderungen

schwierig.

Bei trainierten Skiläufern zeigte sich auch eine trainingsintensitätsabhängige

Zunahme (80 - 90 % der VO2max) der Expression des MCT1-Proteins nach einem

fünfmonatigen Laufbandtraining, wohingegen sich bei moderater Belastungs-

intensität (60 - 70 % der VO2max) eine Abnahme des MCT1-Gehaltes beobachten ließ

(Evertsen et al. 2001). Aus diesen Beobachtungen kann vermutet werden, dass der

Trainingszustand der Probanden auch einen Einfluss auf eine erhöhte Expressions-

rate des MCT1-Proteins hat. Bei untrainierten Probanden führen schon geringere

Belastungsintensitäten zu einer Zunahme der MCT1-Dichte (Bonen et al. 1998;

Dubouchaud et al. 2000), während sich bei hohen Trainingsintensitäten die MCT1-

Dichte bei trainierten Sportlern nicht weiter steigern ließ (Evertsen et al. 2001). In

zwei weiteren hochintensiven Trainingsstudien auf einem Ergometer in liegender

Position ließen sich bei gesunden Probanden bei einer Belastungsintensität von

150 % der VO2max eine signifikante Erhöhung der MCT1-Dichte um 15% (Juel et al.

2004a) und um 76% nach einem achtwöchigen Training mit fünf Trainingstagen in

der Woche beobachten (Pilegaard et al. 1999b). Die hochintensiven Intervalle lagen

bei 2 x 30 Sekunden und 3 x 1 Minute und wurden in diesen Untersuchungen bis zur

muskulären Erschöpfung durchgeführt. In der DiabetesAktiv-Studie zeigte sich bei

den Probanden ein signifikanter Anstieg der zellulären MCT1-Dichte, wohingegen

die absolute und relative membranöse MCT1-Dichte unverändert blieb. Als

möglicher Erklärungsansatz für diesen Anstieg der zellulären MCT1-Dichte könnte

ein trainingsinduzierter Anstieg der Mitochondriendichte sein. Es konnte bereits

nachgewiesen werden, dass MCT1-Proteine in der Mitochondrienmembran bei

Ratten lokalisiert sind, welche möglicherweise Laktat in das Mitochondrium

transportieren, wo es anschließend im Citratzyklus verstoffwechselt wird (Brooks et

al. 1999; Benton et al. 2004; Butz et al. 2004). In Anlehnung an diese Hypothese

würde mit einem trainingsinduzierten Anstieg der Mitochondriendichte auch die

zelluläre MCT1-Dichte ansteigen, wie es in der DiabetesAktiv-Studie nach dem

Ausdauertraining beobachtet wurde.

Nicht nur die Trainingsintensität, sondern auch die Trainingshäufigkeit und

Trainingsdauer scheinen für eine erhöhte Expression des MCT1-Proteins bei einem

Diskussion

70

Ausdauertraining verantwortlich zu sein. Bei untrainierten, männlichen Probanden

konnte eine trainingsbedingte Erhöhung der MCT1-Dichte (+18%) nach einem

täglichen Ergometertraining mit einer moderaten Belastungsintensität von 65% der

Vo2max in der Skelettmuskulatur festgestellt werden (Bonen et al. 1998). In einer

weiteren Trainingsstudie mit untrainierten Männern zeigte sich nach einem

sechstägigen einstündigem Ergometertraining über einen Zeitraum von neun Wochen

bei 75% der Vo2max eine Erhöhung des Proteingesamtgehaltes des MCT1 im

M. vastus lateralis (+90%), im Sarkolemm (+60%) und in der Mitochondrien-

membran (+78%). Zudem bewirkte das Ausdauertraining eine signifikante Erhöhung

der Typ I-Fasern und eine tendenzielle Abnahme der Typ IIa- und Typ IIx-Fasern

(Dubouchaud et al. 2000). Diese Korrelation zwischen den Veränderungen der

MCT1-Dichte und dem Muskelfasertyp konnte auch in anderen Untersuchungen

bisher nachgewiesen werden (Mc Cullagh et al. 1996; Baker et al. 1998; Bonen et al.

2000b; Kobayashi et al. 2004). Im Vergleich dazu kam es in der DiabetesAktiv-

Studie bei der Auswertung der Myosin-ATPase-Färbung zu keiner signifikant

trainingsinduzierten Verschiebung des prozentualen Typ I-Muskelfasertyps, welches

als weitere mögliche Ursache für die unveränderte absolute und relative MCT1-

Dichte angeführt werden kann. Ebenso konnte im Tiermodell nach einem täglichen

moderaten Laufradtraining nach sechs Wochen eine erhöhte Proteinexpression des

MCT1-Proteins bei Mäusen beobachtet werden (Yoshida et al. 2004). Diese

trainingsdauerbedingte erhöhte Expressionsrate zeigte sich auch nach elektrischer

Dauerstimulation bei geringer Intensität (Mc Cullagh et al. 1997; Bonen et al.

2000b). In der DiabetesAktiv-Studie muss die Trainingshäufigkeit mit zwei betreuten

einstündigen Trainingseinheiten und einer freiwilligen Ausdauereinheit in der Woche

als zu gering eingestuft werden, um eine erhöhte Expressionsrate der membranösen

und relativen MCT1-Dichte über die Trainingshäufigkeit zu erreichen. Zudem

scheint auch die Dauer der einzelnen Trainingseinheiten in der DiabetesAktiv-Studie

zu kurz gewesen zu sein, die ausgehend von 25 Minuten progressiv auf 50 Minuten

zum Interventionsende gesteigert wurde.

Einfluss des Krafttrainings auf die MCT1-Dichte

Gegenwärtig gibt es nur eine vergleichbare Krafttrainingsstudie mit Typ 2

Diabetikern, die den Einfluss eines Krafttrainings auf die MCT1-Proteinexpression

untersucht hat. Vor Trainingsbeginn wiesen die Typ 2 Diabetiker einen 35%igen

Diskussion

71

reduzierten membranösen MCT1-Gehalt gegenüber der gesunden Kontrollgruppe

auf. Durch ein dreimal in der Woche stattfindendes Muskelaufbautraining mit

progressiver Trainingsgewichtsanpassung konnte der reduzierte membranöse MCT1-

Gehalt wieder nach sechs Wochen normalisiert werden (Juel et al. 2004b). In der

DiabetesAktiv-Studie konnte dagegen eine Erhöhung der absoluten und relativen

membranösen MCT1-Dichte nicht erreicht werden. Hier lag die Trainingshäufigkeit

für das progressive Muskelaufbautraining bei zweimal pro Woche mit vergleichbarer

Belastungsintensität. Zum Interventionsende wurde das Training nach dem

subjektiven Belastungsempfinden im schweren Bereich mit drei Sätzen mit jeweils

zehn Wiederholungen an den Kraftgeräten durchgeführt. Offensichtlich muss die

Trainingshäufigkeit mit zwei Trainingseinheiten in der Woche im Vergleich zur

Studie von Juel et al. (2004b) als zu gering angesehen werden, um eine signifikante

Zunahme der absoluten und relativen membranösen MCT1-Dichte zu erreichen.

4.2 Langfristig trainingsbedingte Veränderungen der MCT4-Dichte im Muskelgewebe

In der Ausdauergruppe ließ sich eine Abnahme der relativen membranösen MCT4-

Dichte feststellen, wobei die relative membranöse MCT4-Dichte der Kraftgruppe

unverändert blieb. Für die zelluläre und absolute membranöse MCT4-Dichte zeigten

sich in beiden Interventionsgruppen keine Veränderungen nach dem dreimonatigen

Trainingsprogramm.

Einfluss des Ausdauertrainings auf die MCT4-Dichte

Das MCT4-Protein wurde bisher überwiegend in Muskelzellen mit einer hohen

glykolytischen Aktivität nachgewiesen (Mc Cullagh et al.1997; Wilson et al. 1998;

Pilegaard et al. 1999a). Dabei konnte eine hohe Korrelation zwischen dem MCT4-

Gehalt und den Typ II-Fasern beobachtet werden (Pilegaard et al. 1999a; Bonen et al.

2000a, Kobayashi et al. 2004). In verschiedenen Trainingsstudien konnte bisher

beobachtet werden, dass ein moderates Ausdauertraining zu unterschiedlichen

Expressionsraten des MCT4- und MCT1-Proteins in der Muskulatur führte. Beim

Menschen zeigte sich nach einem neunwöchigen Ergometertraining bei 75% der

Vo2max eine Zunahme des MCT1-Gehaltes in der Muskelmembran, wohingegen der

MCT4-Gehalt unverändert blieb (Dubouchaud et al. 2000). Ebenso ließ sich im Tier-

Diskussion

72

modell nach einer dreiwöchigen Dauerstimulation eine Erhöhung der MCT1-

Proteinexpression in den roten und weißen Muskelzellen des M. tibialis anterior bei

Ratten feststellen, wobei es zu keinen trainingsinduzierten Veränderungen des

MCT4-Gehaltes kam (Bonen et al. 2000b). Die gleichen intensitätsbedingten

Veränderungen des MCT1- und MCT4-Gehaltes konnten auch nach einem sieben-

tägigen moderaten Laufradtraining mit Mäusen (Yoshida et al. 2004) und nach

elektrischer Dauerstimulation bei Ratten beobachtet werden (Wilson et al. 1998). In

der DiabetesAktiv-Studie zeigte sich in der Ausdauergruppe in Übereinstimmung zu

den vorher beschriebenen Untersuchungsergebnissen eine erhöhte zelluläre MCT1-

Dichte, wohingegen die zelluläre MCT4-Dichte unverändert blieb. Aufgrund der

unterschiedlichen intensitätsbedingten Proteinexpression des MCT1 und MCT4 wird

angenommen, dass beide Proteine unterschiedlich reguliert werden. Es wird in der

gegenwärtigen Literatur kontrovers diskutiert, ob die aktivitätsbedingte

Genexpression der MCT-Proteine nach transkriptionellen, posttranskriptionellen oder

posttranslationellen Mechanismen erfolgt (Jackson et al. 1997; Sachs et al. 1997;

Bonen et al. 2000b; Wang et al. 2003; Coles et al. 2004; Halestrape et al. 2004).

Zudem konnten weitere Studien den Einfluss verschiedener Transkriptionsfaktoren

auf das MCT-Protein in unterschiedlichen Geweben nachweisen. Im Skelettmuskel

bei Ratten zeigte sich ein Einfluss des Transkriptionsfaktors HIF1α auf das MCT4-

Protein (Ullah et al. 2006) wie auch in den Endothelzellen und Astrozyten des

Gehirns auf das MCT1-Protein (Zhang et al. 2005). Im Darm konnte eine durch den

Transkriptionsfaktor AP2 und PKC induzierte MCT1-Genexpression beobachtet

werden (Saksena et al. 2008). Zudem scheint ein belastungsbedingter Laktatanstieg

den wichtigen Transkriptionsfaktor PGC1α für die mitochondriale Biogenese zu

aktivieren, der an der trainingsinduzierten erhöhten MCT1-Proteinexpression

beteiligt ist (Hashimoto et al. 2007; Benton et al. 2008).

Entscheidend für eine erhöhte Expressionsrate des MCT4 scheint die Belastungs-

intensität des Trainings zu sein, da der MCT4 erst bei höherer Trainingsintensität

zusammen mit dem MCT1 exprimiert wird (Juel, 2006). Dies ließ sich nach einem

sechstägigen einstündigem Ergometertraining mit untrainierten Männern über einen

Zeitraum von neun Wochen bei 75% der Vo2max beobachten, wonach sich der

Gesamtproteingehalt des MCT4 (+47%) und MCT1 (+90%) erhöhte (Dubouchaud

et al. 2000). Eine gleichzeitige Proteinexpression des MCT1- und MCT4-Proteins

zeigte sich auch nach einem progressiv gesteigerten Knie-Extensoren-Training auf

Diskussion

73

einem Ergometer in liegender Position bei 150 % der VO2max, bei dem sich der

MCT4-Gehalt um 34% und der MCT1-Gehalt um 76% im trainierten Bein der männ-

lichen Probanden erhöhte (Pilegaard et al. 1999b). Bei einer vergleichbaren Studie

mit ähnlicher Trainingsdurchführung bei gleicher Trainingsdauer ließ sich dagegen

keine signifikante Zunahme des MCT4-Gehaltes (11 %) nach acht Wochen im

trainierten Bein der männlichen Probanden feststellen (Juel et al. 2004a). Diese

beiden unterschiedlichen Ergebnisse können einerseits in der großen inter-

individuellen Variation des Muskelfasertyps innerhalb der Stichprobe (Pilegaard et

al. 1999a) und anderseits in der geringen Stichprobengröße (Juel n=6; Pilegaard n=7)

begründet sein. Eine gleichzeitige erhöhte Expressionsrate des MCT1- und MCT4-

Proteins konnte nicht nur nach langfristigen Trainingsprogrammen, sondern auch

kurzfristig nach einer einzelnen Trainingseinheit im Skelettmuskel bei Menschen

(Green et al. 2002) und Raten (Coles et al. 2004) beobachtet werden. Die

kurzfristigen Regulationsmechanismen der MCT-Proteine in der Skelettmuskulatur

wurden in der DiabetesAktiv-Studie nicht untersucht.

In der DiabetesAktiv-Studie zeigte sich eine signifikante Abnahme der relativen

membranösen MCT4-Dichte bei der Ausdauergruppe. In Übereinstimmung mit den

zuvor beschriebenen Untersuchungsergebnissen war offensichtlich die Belastungs-

intensität des moderaten Ausdauertrainings in der DiabetesAktiv-Studie zu gering,

um über die Trainingsintensität eine erhöhte relative membranöse Proteinexpression

des MCT4 zu erreichen. Ebenso kann auch die unveränderte absolute membranöse

und zelluläre MCT4-Dichte auf die geringe Intensität des Ausdauertrainings für die

intensitätsbedingte Proteinexpression des MCT4-Proteins zurückgeführt werden.

Zudem ließ sich in der Ausdauergruppe eine nicht signifikante geringe Abnahme der

Typ II-Muskelfasern beobachten, dass als weiterer Erklärungsansatz für die

Abnahme des überwiegend in den Typ II-Muskelfasern vorkommenden MCT4-

Proteins angeführt werden kann (Bonen et al. 2000a; Dimmer et al. 2000). Aber auch

im trainierten Zustand scheint eine Steigerung der Expressionsrate des MCT4 durch

hochintensive Trainingsprogramme limitiert zu sein. Sowohl nach einem hoch-

intensiv sechswöchigen Sprinttraining mit ausdauertrainierten Läufern (Bickham et

al. 2006) als auch nach einem intensiv fünfwöchigen Intervalltraining auf einem

Ergometer mit Sportstudentinnen zeigten sich keine weiteren signifikanten

Erhöhungen des MCT4-Gehaltes im trainierten Muskel (Bishop et al. 2008). Dies

konnte auch nach einem fünfmonatigen intensiven Laufbandtraining mit trainierten

Diskussion

74

Skiläufern beobachtet werden, wo es in der Vergleichsgruppe nach einer Reduktion

der Belastungsintensität sogar zu einer Abnahme des MCT4-Gehaltes bei den

trainierten Skiläufern kam (Evertsen et al. 2001).

Im untrainierten Zustand führt die fehlende Muskelaktivität zu einer Verringerung

des MCT4-Gehaltes in der Skelettmuskulatur (Wilson et al. 1998). Der Einfluss eines

Ausdauertrainings auf den MCT4-Gehalt wurde bisher noch nicht bei Typ 2

Diabetikern untersucht. Bisher konnte nur im Tiermodell eine reduzierte Laktat-

transportkapazität (Py et al. 2002) und geringerer MCT4-Gehalt nachgewiesen

werden, der sich nach einem täglichen Laufbandtraining nach drei Wochen bei

diabetischen Ratten wieder erhöhen ließ (Enoki et al. 2003). Beim Typ 2 Diabetiker

konnte eine weitere diabetesinduzierte Abnahme des MCT4-Gehaltes im Vergleich

zu der gesunden Kontrollgruppe nicht festgestellt werden (Juel et al. 2004b).

Einfluss des Krafttrainings auf die MCT4-Dichte

In der einzigen mit Typ 2 Diabetikern durchgeführten Krafttrainingsstudie zeigten

sich vor Studienbeginn keine Unterschiede hinsichtlich des MCT4-Gehaltes

zwischen den Typ 2 Diabetikern und der gesunden Kontrollgruppe im M. vastus

lateralis. Nach einem dreimal in der Woche stattfindenden progressiven Muskel-

aufbautraining konnte die Kontrollgruppe ihren MCT4-Gehalt signifikant erhöhen

(+32%), wohingegen bei den Typ 2 Diabetikern der MCT4-Gehalt nach

sechswöchigem Training eher unverändert (+6%) blieb (Juel et al. 2004b). Als

mögliche Ursache für die verschlechterte Proteinexpression des MCT4 bei den

Typ 2 Diabetikern kann deshalb nicht die Belastungsintensität angeführt werden, da

beide Trainingsgruppen ein vergleichbares Trainingsprogramm absolviert haben.

Vielmehr werden die Ursachen für die verschlechterte Proteinexpression des MCT4

in den diabetesbedingten Störungen des intrazellulären Laktatstoffwechsels gesehen

(Avogaro et al. 1996). Dieser pathologische Laktatstoffwechsel könnte auch für den

unverändert zellulären und membranösen MCT4-Gehalt in der DiabetesAktiv-Studie

verantwortlich gewesen sein. Für die Überprüfung dieser allgemeinen Annahme

bedarf es jedoch weiterer Trainingsstudien, die die Zusammenhänge zwischen einem

pathologischen Laktattransport bei Typ 2 Diabetikern und dessen Trainierbarkeit

detaillierter untersuchen.

Diskussion

75

Als weiteren möglichen Erklärungsansatz für den gleich bleibenden zellulären und

membranösen MCT4-Gehalt in der DiabetesAktiv Studie darf die geringe

Belastungsintensität trotz der obigen Studienergebnisse nicht ausgeschlossen werden,

wodurch möglicherweise die geringe Zunahme des Typ II-Muskelfaseranteil in der

DiabetesAktiv-Studie erklärt werden kann. Es ist anzunehmen, dass ein intensiveres

Krafttraining zu weiteren Veränderungen des Muskelfasertyps geführt hätte,

wodurch sich vermutlich auch der MCT4-Gehalt in Übereinstimmung zu vorherigen

Studienergebnissen erhöht hätte (Bonen et al. 2000a; Wilson et al. 1998). Zur

Analyse des Einflusses der Belastungsintensität beim Kraft- als auch Ausdauer-

training auf den MCT-Gehalt bedarf es jedoch weiterer Trainingsstudien sowohl mit

gesunden Kontrollgruppen als auch Typ 2 Diabetikern, um die Effizienz der

unterschiedlichen Belastungsintensitäten hinsichtlich der zellulären Anpassungen zu

überprüfen. Möglicherweise führen höhere Belastungsintensitäten mit längeren

Regenerationszeiten zu positiveren zellulären Anpassungserscheinungen als

geringere Belastungsintensitäten, woraus sich in Zukunft neue effizientere Trainings-

konzepte für das Kraft- und Ausdauertraining entwickeln ließen.

4.3 Langfristig trainingsbedingte Veränderungen der MCT1- und CD147-Dichte im Erythrozyten

Es konnte eine langfristig trainingsbedingte Zunahme der basalen MCT1-Dichte in

beiden Trainingsgruppen beobachtet werden, wobei nur für die Kraftgruppe ein

signifikantes Ergebnis ermittelt werden konnte. Parallel dazu nahm die basale

CD147-Dichte in der Erythrozytenmembran in beiden Trainingsgruppen ab, wobei

sich nur für die Ausdauergruppe ein trainingsbedingter signifikanter Einfluss zeigte.

Unter körperlicher Belastung ist hauptsächlich der MCT1 für den schnellen

Laktattransport vom Blutplasma in die Erythrozyten verantwortlich. Der prozentuale

Anteil des Laktattransports bei körperlicher Aktivität liegt für den MCT1 bei

ungefähr 90%, für die Bande-3-Proteine bei 6% und die nicht ionische Diffusion bei

4% (Skelton et al. 1998; Deuticke et al. 1989). Die zahlreichen Trainingsstudien

befassten sich bisher jedoch überwiegend mit den kinetischen Parametern zum

Laktattransport im Erythrozyten (Väihkönen et al. 1998; Connes et al. 2004b; Patillo

et al. 2005; Pösö, 2002; Sara et al. 2006). In der DiabetesAktiv-Studie wurden

dagegen die trainingsbedingt langfristigen und kurzfristigen MCT1- und CD147-

Diskussion

76

Dichteveränderungen und die zugrundeliegenden aktivitätsbedingten Regulations-

mechanismen im Erythrozyten untersucht. Zunahmen der MCT1-Proteinexpression

infolge von längerfristigen Trainingsinterventionen sind bereits in der Herz- und

Skelettmuskulatur bei Menschen und Tieren nachgewiesen worden. Dies zeigte sich

auch bei Typ 2 Diabetikern, bei denen der 35%ige geringere MCT1-Gehalt durch ein

Krafttraining wieder normalisiert werden konnte (Juel et al. 2004b). In den

Erythrozyten konnte bisher nur in einer einzigen vergleichbaren Trainingsstudie eine

Erhöhung der MCT1-Proteinexpression nach einem dreiwöchigen Schwimmtraining

mit fünf einstündigen Trainingseinheiten in der Woche bei männlichen Ratten

beobachtet werden. Zudem konnte dabei festgestellt werden, dass jüngere

Erythrozyten eine höhere MCT1-Dichte aufwiesen als ältere Erythrozyten. Basierend

auf den Beobachtungen wird angenommen, dass die MCT1-Proteinexpression

während der Erythropoese im Knochenmark abläuft (Aoi et al. 2004).

In Übereinstimmung mit den Ergebnissen von Aoi et al. (2004) ließ sich auch in der

DiabetesAktiv-Studie erstmalig beim Menschen eine trainingsbedingte Zunahme der

basalen MCT1-Dichte im Erythrozyten in beiden Trainingsgruppen beobachtet

werden. Dabei konnte nur für die Kraftgruppe ein signifikantes Ergebnis ermittelt

werden, weil sich in der Ausdauergruppe im Vergleich der Absolutzahlen der

einzelnen Probanden ein sehr heterogenes Bild mit großen Abweichungen zeigte.

Dies beeinflusst gerade bei kleinen Stichprobenumfängen die Aussagekraft des

ermittelten Ergebnisses. Als weiterer Erklärungsansatz für die nicht signifikanten

Veränderungen der MCT1-Dichte im Erythrozyten könnte die geringe Trainings-

intensität des Ausdauertrainings angeführt werden. Die Belastungsintensität des

Ausdauertrainings wurde bei der 2 mmol/l Laktatschwelle festgelegt. Es kann

vermutet werden, dass die Intensität des moderaten Ausdauertrainings nicht

ausreichend war, um eine stärkere Erythropoetinausschüttung und somit eine

Erhöhung der Erythrozytenanzahl zu bewirken. Nach der Annahme von Aoi et al.

(2004) würde der Anstieg der Erythrozytenanzahl mit einer Erhöhung der MCT1-

Dichte in den Erythrozyten einhergehen, welches in der DiabetesAktiv-Studie nicht

festgestellt werden konnte.

Die signifikante Zunahme der MCT1-Dichte in den Erythrozyten der Kraftgruppe

kann möglicherweise mit den höheren belastungsbedingten Blutlakatkonzentrationen

während des Krafttrainings gegenüber dem Ausdauertraining erklärt werden. Am

Diskussion

77

Ende des progressiv aufgebauten Krafttrainingsprogrammes trainierten die Pro-

banden in der Muskelaufbauphase sechs Wochen nach ihrem subjektiven

Belastungsempfinden im schweren Bereich. Aufgrund der höheren Intensität ist

davon auszugehen, dass die Probanden höhere Laktatwerte als 2 mmol/l wie beim

Ausdauertraining erreicht haben. Untersuchungen von vier verschiedenen Kraft-

trainingsmethoden bei männlichen Probanden haben nachgewiesen, dass in

Abhängigkeit von der jeweiligen Trainingsmethode ein mittlerer Laktatwert von

3.4 - 4.4 mmol/l während des Trainings erreicht werden kann (Gentil et al. 2006). Da

in der DiabetesAktiv-Studie die Laktatwerte während der einzelnen Trainings-

einheiten in beiden Interventionsgruppen nicht explizit untersucht worden sind,

können keine Aussagen über eine mögliche Korrelation zwischen trainingsbedingt

niedrigen und hohen Laktatwerten und der MCT1-Proteinexpression in den

Erythrozyten getroffen werden. In der Muskulatur konnte bereits der Einfluss des

Moleküls Laktat auf die MCT1-Proteinexpression in gezüchteten L6 Muskelzellen

von Ratten gezeigt werden, wo der belastungsbedingte Lakatanstieg intrazelluläre

Signalwege im Muskel aktiviert, welche für eine erhöhte MCT1-Expression und die

mitochondriale Biogenese verantwortlich sind (Hashimoto et al. 2007).

Aber nicht nur eine aktivitätsbedingte Hypoxie, sondern auch langfristig unter

Hypoxiebedingungen auf 4100 m Höhe konnte eine „Up-Regulation“ des MCT1-

Proteins (+330%) nach zwei Wochen in den Erythrozyten bei acht dänischen

Probanden beobachtet werden, wohingegen in der Muskulatur die MCT1- und

MCT4-Proteinexpression unverändert blieb (Juel et al. 2003). Connes et al. (2004b)

vermuten, dass für die trainingsinduzierte Regulation des MCT1-Proteins in den

Erythrozyten das Hormon Erythropoetin verantwortlich ist. Diese Vermutung konnte

in einer weiteren Studie bestätigt werden, wo sich nach Injektion von Erythropoetin

in humane Erythrozyten eine signifikante Verbesserung des Laktatflusses in die

Erythrozyten zeigte (Connes et al 2004a). Da die Erythrozyten keinen Zellkern und

keine Zellorganellen besitzen, wird momentan kontrovers diskutiert, wie die

trainingsbedingte Proteinexpression des MCT1 im Erythrozyten reguliert wird. Ob

die MCT1-Proteinexpression schon frühzeitig während der Erythropoese im

Knochenmark erfolgt (Aoi et al. 2004) oder möglicherweise aufgrund einer stabilen

mRNA nach posttranskriptionellen Mechanismen, muss in zukünftigen Studien

intensiver untersucht werden. Zudem bedarf es zur Überprüfung des Einflusses des

pathologischen Stoffwechsels der nicht-insulinpflichtigen Typ 2 Diabetiker auf die

Diskussion

78

trainingsbedingte Proteinexpression des MCT1-Proteins im Erythrozyten weiterer

Trainingsstudien mit gesunden Kontrollgruppen, um gezielt diabetes- und

belastungsbedingte Unterschiede aufzudecken.

Essentiell für die Aktivität und Lokalisation des MCT1-Proteins scheint das trans-

membranäre Glykoprotein CD147 zu sein (Halestrap et al. 1999; Kirk et al. 2000;

Wilson et al. 2005). Bei trainierten Pferden mit einer hohen Laktattransportaktivität

konnte eine hohe Dichte des CD147- wie auch des MCT1-Proteins in den

Erythrozyten beobachtet werden (Koho et al. 2006). Das Schlüsselprotein für die

Regulation eines verbesserten erythroiden Lakatttransports scheint dabei nicht das

MCT1-Protein, sondern vielmehr das CD147-Protein zu sein. Im interindividuellen

Vergleich von Pferden konnte gezeigt werden, dass die CD147-Dichte positiv mit

der erhöhten Laktattransportaktivität korreliert (Koho et al. 2002). In der

DiabetesAktiv-Studie ließ sich in der Ausdauergruppe eine signifikante Abnahme der

basalen CD147-Dichte nach dem dreimonatigem Trainingsprogramm beobachten,

wohingegen die basale CD147-Dichte in der Kraftgruppe nur geringfügig abnahm.

Für die trainingsbedingte Abnahme der basalen CD147-Dichte in beiden

Trainingsgruppen können möglicherweise Veränderungen der Membran-

Permeabilität durch die belastungsbedingte erhöhte Radikalenbildung mit einer damit

verursachten Peroxidation von ungesättigten Fettsäuren in der Erythrozytenmembran

verantwortlich sein (Davies et al. 1982). Als weiteren denkbaren Erklärungsansatz

könnten pathologische Störungen des Laktatstoffwechsels die aktivitätsbedingte

Proteinexpression des CD147-Proteins negativ beeinflusst haben. Bei dem

Probandenkollektiv handelte es sich um nicht-insulinpflichtige Typ 2 Diabetiker, die

wohl noch keine diabetischen Folgeerkrankungen aufwiesen, aber vermutlich schon

Störungen des intrazellulären Laktatstoffwechsels zeigten (Avogaro et al. 1996). Hier

besteht weiterer Forschungsbedarf, um die Auswirkungen des diabetischen Stoff-

wechsels und die der körperlichen Aktivität auf das CD147-Protein in Zukunft

detaillierter zu untersuchen.

Diskussion

79

4.4 Kurzfristig trainingsbedingte Veränderungen der MCT1- und CD147-Dichte im Erythrozyten nach einer Maximalbelastung

In der DiabetesAktiv-Studie wurden erstmalig die kurzfristig aktivitätsbedingten

Regulationsmechanismen der MCT1- und CD147-Proteine in humanen Erythrozyten

nach einer Maximalbelastung untersucht. Die Ergebnisse der Immunfluoreszenz

deuten darauf hin, dass es im trainierten Zustand kurzfristig zu einer möglichen

aktivitätsbedingten Translokation des MCT1-Proteins und seines Chaperons CD147

in die Erythrozytenmembran kommt, welches im untrainierten Zustand nicht

beobachtet werden konnte.

In der Skelettmuskulatur wurden die kurzfristig aktivitätsbedingten Regulations-

mechanismen für das GLUT4-Protein bereits nachgewiesen, wobei körperliche

Aktivität die Aufnahme von Glukose durch eine erhöhte Genexpression und insulin-

unabhängige Translokation der GLUT4-Transporter in die Skelettmuskelzellen

steigert (Kristiansen et al. 1996; Phillips et al. 1996; Chibalin et al. 2000; O'Gorman

et al. 2006). Zahlreiche Studien konnten zeigen, dass sowohl ein langfristiges

Ausdauertraining (Ren et al. 1994; Goodyear et al. 1998; Yu et al. 2001) und

Krafttraining (Tabata et al. 1999; Holten et al. 2004; Yaspelkis et al. 2006) sowie

eine einzelne Trainingseinheit (Lund et al. 1995; Oakes et al. 1997; Chibalin et al.

2000) den verschlechterten Glukosetransport in die Muskelzellen verbessern. Diese

aktivitätsbedingte erhöhte Proteinexpression des GLUT4-Proteins konnte auch nach

einer einzelnen Trainingseinheit für das MCT1-Protein in der Skelettmuskulatur

festgestellt werden. Beim Menschen ließ sich nach einer sechsstündigen Trainings-

einheit bei 60% der Vo2max nach zwei Tagen eine Zunahme des MCT1-Gehaltes

feststellen (Green et al. 2002). Diese erhöhte MCT1-Proteinexpression im

Skelettmuskel zeigte sich auch unmittelbar nach einem zweistündigen moderaten

Laufbandtraining bei Ratten (Coles et al. 2004). Keine Veränderungen des MCT1-

Gehaltes ließen sich nach einer einzelnen submaximalen Belastung nach einer

dreißigminütigen Laufbandbelastung in Typ I- und Typ II-Muskelfasern bei Ratten

beobachten (Eydoux et al. 2000). Bei sehr hohen Trainingsintensitäten zeigten sich

dagegen Abnahmen des MCT1- und MCT4-Gehaltes. Nach einer einzelnen hoch-

intensiven Trainingseinheit mit einer Dauer von 45 Sekunden bei 200% der Vo2max

konnte eine Abnahme des MCT1 (-24%) und MCT4-Gehaltes (-26%) in humanen

Skelettmuskelzellen beobachtet werden (Bishop et al. 2007). Dies konnte auch im

Tiermodell gezeigt werden, wo der MCT1 (-10%) und MCT4-Gehalt (-25%) nach

Diskussion

80

zehnminütiger hoch intensiver elektrischer Stimulation im Skelettmuskel bei Ratten

abnahm (Tonouchi et al. 2002). Diese gegensätzlichen Untersuchungsergebnisse sind

auf die teils unterschiedlichen methodischen Studiendesigns der Trainingsstudien

zurückzuführen. Insgesamt lässt sich aus den Beobachtungen eindeutig erkennen,

dass intensitätsabhängige Muskelkontraktionen kurzfristig eine „Up“ bzw. “Down“-

Regulation der MCT1- und MCT4-Proteine im Skelettmuskel nach einer einzelnen

Trainingseinheit bewirken.

In der DiabetesAktiv-Studie zeigte sich nach der dreimonatigen Trainings-

intervention in der Kraftgruppe eine signifikante und in der Ausdauergruppe eine

tendenzielle Abnahme der MCT1-Dichte unmittelbar nach dem Belastungstest,

wohingegen im untrainierten Zustand die MCT1-Dichte in beiden Trainingsgruppen

eher unverändert blieb. Die Ursache für die belastungsbedingte Abnahme der MCT1-

Dichten beider Trainingsgruppen nach Belastungsende könnte mit einer verstärkten

Translokation des MCT1-Proteins aus dem Zytoplasma in die Erythrozytenmembran

zusammenhängen. Dadurch ließe sich die optische Abnahme der Färbungsintensität

in den Erythrozyten erklären. Die gleichzeitige translokationsbedingte Dichte-

zunahme des MCT1-Proteins in der Membran kann bei einer immunhisto-

chemischen Auswertung nicht adäquat gemessen werden, sodass daraus insgesamt

die optisch festgestellte Dichteabnahme resultiert. Einen weiteren Nachweis für eine

mögliche aktivitätsbedingte Translokation des MCT1-Proteins liefern die

fluoreszenzmikroskopischen Aufnahmen der Erythrozyten vor und nach der

Trainingsintervention. Hier lässt sich gut erkennen, dass sich im trainierten Zustand

die MCT1- und CD147-Proteine unmittelbar nach dem Belastungstest von innen

nach außen in die Erythrozytenmembran verlagern. Diese optische Verlagerung der

CD147-Proteine und somit Zunahme der CD147-Dichte an der Erythrozyten-

membran werden durch die Ergebnisse der durchflusszytometrischen Analyse der

CD147-Dichte unterstützt. Bei der Kraftgruppe zeigte sich unmittelbar nach dem

Belastungstest ein signifikantes Ansteigen der CD147-Dichte, während die CD147-

Dichte im untrainierten Zustand noch abgenommen hatte. Bei der Ausdauergruppe

ließ sich vor dem Interventionsbeginn eine tendenzielle Verringerung der CD147-

Dichte nach dem Belastungstest feststellen, wohingegen sich nach der

Trainingsintervention nur noch eine geringe Abnahme der CD147-Dichte in der

Erythrozytenmembran zeigte. Im Vergleich der beiden Trainingsgruppen zeigen die

Veränderungen der CD147-Dichten die gleiche trainingsbedingte Tendenz, jedoch

Diskussion

81

lassen sich für die Kraftgruppe die eindeutigeren Reaktionen nachweisen. Es kann

vermutet werden, das das Chaperon CD147 auch im Erythrozyten eine Schlüssel-

funktion in der Proteinlokation des MCT1 einnimmt, da es mit dem aktivitäts-

bedingten Anstieg der CD147-Dichte in beiden Trainingsgruppen auch zu einer

verstärkten möglichen Translokation des MCT1-Proteins in die Erythrozyten-

membran im trainierten Zustand kam. Die essentielle Bedeutung des Zellober-

flächenproteins CD147 für die Lokalisation und eine mögliche Translokation des

MCT1 und MCT4 an die Zelloberfläche wurde bereits in-vitro-Studien herausgestellt

(Kirk et al. 2000; Wilson et al. 2005). Unter in-vivo-Bedingungen konnte an CD147-

Knockout-Mäusen gezeigt werden, dass das CD147-Protein für die Lokalisation des

MCT1 in Herz- und Skelettmuskelzellen verantwortlich ist (Nakai et al. 2006).

Ebenso konnte bei CD147-Knockout-Mäusen beobachtet werden, dass ein Fehlen

des CD147-Proteins zu einer reduzierten Proteinexpression des MCT1 und MCT4

am Pigmentepithelium der neuronalen Netzhaut führt (Philp et al. 2003a).

In der Skelettmuskelzelle konnte für das MCT4-Protein ein intrazellulärer Pool im

Zytoplasma entdeckt werden. Es wird vermutet, dass der MCT4 während

körperlicher Aktivität zur Muskelmembran transloziert und somit vermehrt Laktat

und H+-Ionen aus der Muskulatur heraus transportiert (Bonen et al. 2000a). Diese

intrazellulären Depots und die Translokation zur Muskelmembran wurden bereits für

das GLUT4-Protein nachgewiesen (Pessin et al. 1999). Sollte die Translokation der

MCT-Proteine analog zur GLUT4-Translokation ablaufen, könnte die Muskelzelle so

kurzfristig auf aktivitätsbedingte intrazelluläre pH-Wertveränderungen reagieren und

entscheidend in den Laktatmetabolismus eingreifen. Bei Typ 2 Diabetikern bewirkt

eine aktivitätsbedingte Translokation der GLUT4-Transporter langfristig eine

Reduktion der erhöhten Nüchternglukosewerte. Analog dazu könnte eine mögliche

aktivitätsbedingte Translokation der MCT1- und MCT4-Proteine in die Muskel-

membran die erhöhten Ruhelaktatwerte bei Typ 2 Diabetikern, durch einen

verbesserten Laktattransport sowie einer erhöhten Laktataufnahme in die

Körperzellen bei regelmäßiger körperlicher Aktivität, langfristig senken. Im

nachfolgenden hypothetischen Modell wird die mögliche aktivitätsbedingte

Translokation der MCT1- und CD147-Proteine bei körperlicher Belastung im

Erythrozyten dargestellt (vgl. Abb. 35). Die körperliche Belastung aktiviert über

bisher unbekannte Signalwege eine Translokation der MCT1- und CD147-Proteine

aus intrazellulären Speichervesikeln zur Erythrozytenmembran. Durch diese

Diskussion

82

mögliche aktivitätsbedingte Translokation der MCT1- und CD147-Proteine könnte

die ansteigende Plasmalaktatkonzentration während körperlicher Belastung durch die

vermehrte translokationsbedingte Laktataufnahme der MCT1-Transporter in die

Erythrozyten schneller reduziert werden. Dabei würden der Erythrozyten eine

Pufferfunktion einnehmen, weil durch die erythroide Laktataufnahme der intra-

zelluläre pH-Wert in der Muskulatur als auch das Laktatkonzentrationsgefälle

zwischen Muskel und Blutplasma bei körperlicher Belastung länger aufrechterhalten

werden kann.

MCT1- Vesikel

Körperliche Belastung

CD14

7CD

147

CD147

CD147

Erythrozytenmembran

Signalwege?

Abb. 35: Hypothetisches Modell einer möglichen aktivitätsbedingten Translokation im Erythrozyten des MCT1-und CD147-Proteins bei körperlicher Belastung

Zur Aufklärung der möglichen intrazellulären Signalwege und der zugrunde-

liegenden Regulationsmechanismen einer möglichen aktivitätsbedingten Trans-

lokation des MCT1- und CD147-Proteins im Erythrozyten bedarf es weiterer

Trainingsstudien im Bereich der Grundlagenforschung.

Diskussion

83

4.5 Der Einfluss des sporttherapeutischen Ausdauer- und Krafttrainings auf den Stoffwechsel und die Leistungsfähigkeit bei nicht-insulinpflichtigen Typ 2 Diabetikern Der körperlichen Bewegung wird innerhalb der diabetischen Therapie ein hoher

Stellenwert zugeschrieben (Boule et al. 2001; Sigal et al. 2006). Es konnte bisher in

zahlreichen Studien gezeigt werden, dass sowohl ein Ausdauer- (Boule et al. 2003;

Neil et al. 2006) als auch Krafttraining (Castaneda et al. 2002; Cauza et al. 2005) die

diabetische Stoffwechsellage verbessern und die Risikofaktoren bei der Entstehung

eines manifesten Typ 2 Diabetes reduzieren (Tuomilehto et al. 2001, Hu et al. 2002).

Dieses belegen auch die Ergebnisse der DiabetesAktiv-Studie, da beide Trainings-

formen die diabetische Stoffwechsellage und körperliche Leistungsfähigkeit der

Probanden verbessert haben. Aufgrund der eindeutigen Studienlage erfolgt im

Folgenden deshalb kein Vergleich zwischen den beiden Trainingsformen hinsichtlich

eines bereits bewiesenen gesundheitlichen Nutzen für den Typ 2 Diabetiker, sondern

eine erklärende Gegenüberstellung der Ergebnisse.

In der DiabetesAktiv-Studie bewirkte das Ausdauertraining eine geringe signifikante

Reduktion des Körpergewichtes und BMI-Wertes, wohingegen bei der Kraftgruppe

das Körpergewicht und der BMI-Wert unverändert blieb, welches durch die

krafttrainingsbedingte Zunahme an Muskelmasse erklärt werden kann. Ähnliche

Ergebnisse zeigten sich auch in anderen Trainingsstudien, wobei eine geringe

ausdauerbedingte Gewichtsabnahme (Boule et al. 2001; Dunstan et al. 1997; Cuff et

al. 2003) und ein unverändertes Körpergewicht nach einem Krafttraining (Ishii et al.

1998; Castaneda et al. 2002; Ibanez et al. 2005) beobachtet werden konnte. Es war zu

erwarten, dass in der dreimonatigen DiabetesAktiv-Studie ein zweimal in der Woche

stattfindendes Training zu gering war, um das Körpergewicht ohne eine ergänzende

Ernährungsumstellung effektiv zu reduzieren. Aus diesem Grund zählt innerhalb der

Diabetes-Therapie die Ernährungsumstellung neben der körperlichen Aktivität und

der medikamentösen Behandlung zu den drei Behandlungsschwerpunkten (Halle et

al. 2008).

Die Ruhelaktatwerte befanden sich vor Studienbeginn im Normbereich bei

1.4 mmol/l in beiden Trainingsgruppen und blieben nach der Bewegungsintervention

erwartungsgemäß eher unverändert. Inwieweit diabetesbedingt erhöhte Ruhe-

Diskussion

84

laktatwerte durch körperliche Aktivität reduziert werden können, muss in weiteren

Studien bei Typ 2 Diabetikern untersucht werden.

Eine signifikante Verbesserung des systolischen Ruheblutdrucks ließ sich in beiden

Trainingsgruppen beobachten, wohingegen für den diastolischen Ruheblutdruck nur

für die Ausdauergruppe ein signifikantes Ergebnis ermittelt werden konnte. Diese

ausdauerbedingten Ruheblutdruckveränderungen ließen sich auch in anderen

Trainingsstudien mit Typ 2 Diabetikern feststellen (Boule et al. 2001; Sigal et al.

2004). In einer Metaanalyse konnte eine signifikante Verbesserung des Ruhe-

blutdruckes bei Hypertonikern nach einem progressiv aufgebauten Krafttraining

nachgewiesen werden (Kelly et al. 2000). Bei Typ 2 Diabetikern ließen sich dagegen

nach kurzen Krafttrainingsprogrammen (< 8 Wochen) keine signifikanten

Verbesserungen des Ruheblutdrucks feststellen (Erikson et al. 1997; Dunstan et al.

1998). Bei länger angelegten Trainingsstudien mit Typ 2 Diabetikern zeigten sich in

Übereinstimmung zu den Ergebnissen mit der DiabetesAktiv-Studie signifikante

Verbesserungen sowohl des systolischen Blutdrucks (Castenada et al. 2002) als auch

des systolischen und diastolischen Ruheblutdrucks nach einem Krafttraining

(Dunstan et al. 2002; Cauza et al. 2005). Die signifikanten Veränderungen des Ruhe-

blutdrucks durch ein Krafttraining können vermutlich auf die längere Trainings-

dauer der Studien zurückgeführt werden.

Die amerikanische Diabetes Gesellschaft hat aufgrund der bisherigen Studien-

ergebnisse beiden Trainingsformen innerhalb der diabetischen Sporttherapie den

Evidenzgrad A für die Verbesserung der glykämischen Stoffwechsellage verliehen

(Sigal et al. 2004). Als Indikatoren für den Kohlenhydratstoffwechsel der Probanden

dienten in der DiabetesAktiv-Studie der Homa-Index, die Nüchternglukosewerte

sowie die Proinsulin- und Insulinwerte. In beiden Trainingsgruppen konnten der

Homa-Index und Nüchternblutzuckerwerte reduziert werden, wobei nur für die

ausdauertrainingsbedingte Abnahme der Insulinresistenz ein signifikantes Ergebnis

ermittelt werden konnte. Die Ursachen für die nicht signifikante Abnahme der Blut-

zuckerwerte können in der Trainingshäufigkeit und Trainingsintensität der

Interventionsprogramme der DiabetesAktiv-Studie liegen. Nach den Richtlinien der

amerikanischen Diabetes Gesellschaft sollte ein Ausdauertraining mindestens an drei

Tagen mit einem Trainingsumfang von 150 Minuten bei 40-60% der VO2max in der

Woche oder bei einer höheren Trainingsintensität >60% der VO2max mit einem

Diskussion

85

Wochenumfang von 90 Minuten erfolgen. Analog dazu werden für das Krafttraining

drei Sätze mit acht bis zehn Wiederholungen der großen Muskelgruppen auch

dreimal wöchentlich mit submaximaler Belastungsintensität empfohlen (Sigal et al.

2006). Durch die geringe Trainingshäufigkeit mit zwei betreuten Trainingseinheiten

pro Woche konnte möglicherweise der kontraktionsbedingte Effekt einer bis zu

48-stündigen erhöhten Insulinsensitivität an den Muskelzellen über die Woche in

beiden Trainingsgruppen nicht aufrechterhalten werden (König et al. 2006).

Eine signifikante Abnahme des Blutzuckerwertes konnte in der Metaanalyse von

Boule et al. (2001) beobachtet werden, wobei ein im Durchschnitt dreimal fünfzig-

minütiges Ausdauertraining bei 50-70% der VO2max. über achtzehn Wochen den

HBA1c unabhängig vom Körpergewicht um 0,66% reduzieren konnte. Diese

positiven Auswirkungen des Ausdauertrainings auf den HBA1c konnte in einer

weiteren Metaanalyse von Snowling et al. (2006) bestätigt werden. Darüber hinaus

führten höhere Belastungsintensitäten zu einer weiteren Verbesserung der Insulin-

sensitivität bei Typ 2 Diabetikern (O`Donovan et al. 2005; Coker et al. 2006;

Dipietro et al. 2006). Die Trainingsintensität für das Ausdauertraining wurde in der

DiabetesAktiv-Studie an der 2 mmol/l Laktatschwelle festgelegt. Diese moderate

Trainingsintensität war möglicherweise zu gering, um eine signifikante Abnahme der

Nüchternblutzuckerwerte zu bewirken. Diese Annahme wird von den Ergebnissen

zweier Metaanalysen bekräftigt, wo eine Korrelation zwischen Trainingsintensität

und der Abnahme des HBA1c-Wertes bei einem Ausdauertraining nachgewiesen

werden konnte (Boule et al. 2003; Zanuso et al. 2009).

In der Kraftgruppe zeigten sich keine signifikanten Veränderungen des Homa-

Indexes und der Nüchternblutzuckerwerte, welches auch in vereinzelten

Publikationen nach einem Krafttraining beobachtet werden konnte (Eriksson et al.

1997; Dunstan et al. 1998). In dem überwiegenden Anteil der mit Typ 2 Diabetikern

durchgeführten Krafttrainingsstudien ließen sich jedoch signifikante Verbesserungen

der Nüchternblutzuckerwerte und des HBA1c-Wertes feststellen (Castaneda et al.

2002; Baldi et al. 2003; Cauza et al. 2005; Dunstan et al. 2005). Für die richtige

Trainingsintensität beim Krafttraining muss eine Differenzierung hinsichtlich des

individuellen Trainingszieles des Patienten erfolgen. Einerseits führt ein Muskel-

aufbautraining mit einer geringen Wiederholungszahl bis zur muskulären

Erschöpfung zu einer Zunahme der Muskelmasse und andererseits bewirkt ein

Diskussion

86

Kraftausdauertraining durch die höhere Anzahl von Muskelkontraktionen für eine

höhere metabolische Umsatzrate von Glukose. Es konnte bisher gezeigt werden, das

sowohl ein intensives (Castaneda et al. 2002; Dunstan et al. 2002) als auch moderates

(Ishii et al. 1998; Maiorana et al. 2001; Baldi et al. 2003) Krafttraining für die

Verbesserung der glykämischen Stoffwechsellage in den diabetischen Sporttherapie

seine Berechtigung hat. Die nicht signifikanten Abnahmen des Homa-Indexes und

der Nüchternblutzuckerwerte in der DiabetesAktiv-Studie können deshalb aus

trainingswissenschaftlicher Sicht nur mit der kurzen Phasendauer des progressiv

aufgebauten Krafttrainingsprogrammes oder in der geringen Trainingshäufigkeit mit

zwei Krafttrainingseinheiten in der Woche begründet werden. Als weiteren

möglichen Erklärungsansatz für die nicht signifikanten Veränderungen der Nüchtern-

blutzuckerwerte in beiden Trainingsgruppen könnte das Ernährungsverhalten der

Teilnehmer angeführt werden. In der DiabetesAktiv-Studie erhielten die Probanden

keine weiteren Ernährungsempfehlungen, damit eine kausale Zuordnung der

Trainingseffekte zu der Trainingsform erfolgen kann. Trotzdem kann nicht

ausgeschlossen werden, dass eine einseitige kohlenhydratreiche Ernährung seitens

der Probanden die Ergebnisse der Nüchternblutzuckerwerte nachhaltig negativ

beeinflusst und somit die positiven Effekte der körperlichen Aktivität abschwächt.

Eine trainingsbedingte Verbesserung der Insulinresistenz an den Muskel- und

Fettzellen geht langfristig mit einer Abnahme des Insulin- und Proinsulinwertes

einher. In der DiabetesAktiv-Studie ließen sich in beiden Trainingsgruppen

Abnahmen des Insulinwertes feststellen, wohingegen nur für die Kraftgruppe ein

tendenzielles Ergebnis ermittelt werden konnte. Diese trainingsbedingte Abnahme

der Insulinwerte konnte zuvor bereits in anderen Ausdauer- (Wing et al. 1988;

Lehmann et al. 1995) und Krafttrainingsstudien (Dunstan et al. 1998; Baldi et al.

2003; Cauza et al. 2005) bei Typ 2 Diabetikern beobachtet werden. Zudem wurden in

der DiabetesAktiv-Studie erstmalig Proinsulinwerte erhoben, wodurch ein Vergleich

der Proinsulinwerte mit anderen Trainingsstudien nicht möglich ist. Es kann jedoch

angenommen werden, dass der Proinsulinwert durch ein körperliches Training

langfristig abnimmt, da sich mit einer langfristigen Senkung des HBA1c-Wertes

auch die Insulinproduktion in der Bauchspeicheldrüse anpasst. Diese Vermutung

wird durch die Ergebnisse der DiabetesAktiv-Studie teilweise unterstützt, da in der

Ausdauergruppe der Proinsulinwert tendenziell abnahm. In der Kraftgruppe nahm

Diskussion

87

dagegen der Proinsulinwert nur geringfügig ab, obwohl der Insulinwert eine

tendenzielle Abnahme zeigte.

Während es bei der Ausdauergruppe zu signifikanten Verbesserungen der

Cholesterin-, Triglyzerid-, und LDL-Konzentration kam, zeigte sich in der Kraft-

gruppe ein unverändertes Lipidprofil. In der Kraftgruppe konnte lediglich eine

tendenzielle Abnahme der HDL-Konzentration beobachtet werden. In der Meta-

analyse von Kelley et al. (2007) ließ sich durch ein Ausdauertraining eine

signifikante Abnahme des LDL-Cholesterins bei Typ 2 Diabetikern feststellen,

wobei sich bei den Verbesserungen des Gesamt- und HDL-Cholesterins und der

Triglyzeride keine signifikanten Veränderungen zeigten. Weitere Ausdauertrainings-

studien unterstützen die Ergebnisse der DiabetesAktiv-Studie, wo sich einheitliche

Verbesserungen des Lipidprofils zeigten, aber aufgrund kleiner Stichproben und

kurzer Interventionsdauer teilweise kein signifikantes Ergebnis ermittelt werden

konnte (Vanninen et al. 1992; Ligtenberg et al. 1997; Dunstan et al. 2002; Thomas et

al. 2006; Kadoglou et al. 2007). In Übereinstimmung mit den Ergebnissen der

DiabetesAktiv-Studie zeigten sich auch in anderen Studien keine Verbesserungen des

Lipidprofils durch ein Krafttraining (Erikson et al. 1997; Dunstan et al. 2002).

Obwohl einige Trainingsstudien krafttrainingsbedingte signifikante Verbesserungen

des Lipidprofils feststellten konnten (Honkola et al. 1997; Cauza et al. 2005; Misra et

al. 2008) scheint ein Ausdauertraining das Lipidprofil bei Typ 2 Diabetikers positiver

zu beeinflussen. Es konnte gezeigt werden, dass ein Ausdauertraining die

mitochondriale oxidative Enzymkapazität und die intrazellulären Fettsäure-

transportproteine erhöht und dadurch den Fettstoffwechsel und das Lipidprofil lang-

fristig verbessert (Bruce et al. 2004).

Die Effizienz der beiden Trainingsprogramme spiegelt sich in den trainings-

formspezifischen Verbesserungen der körperlichen Leistungsfähigkeit beider

Trainingsgruppen wieder. Sowohl bei der Ausdauergruppe als auch Kraftgruppe ließ

sich eine signifikante Verbesserung der Ausdauerleistungsfähigkeit feststellen,

welches sich auch in anderen Ausdauertrainingsstudien mit Typ 2 Diabetikern zeigte

(Boule et al. 2001; Cuff et al. 2003; Sigal et al. 2004; Cauza et al. 2005; Kadoglou et

al. 2007). Da in der DiabetesAktiv-Studie die Ausdauerleistungsfähigkeit über die

maximale Wattleistung bestimmt wurde, kann vermutet werden, dass für die

signifikante Verbesserung der Ausdauerleistungsfähigkeit der Kraftgruppe die

Diskussion

88

Zunahme der Muskelkraft im M. quadrizeps femoris mitverantwortlich ist. Cauza

et al. (2005) konnte ebenso nach einem progressiv aufgebauten Krafttraining eine

Verbesserung der Ausdauerleistungsfähigkeit in der Kraftgruppe feststellen. Zudem

konnten die Probanden der Kraftgruppe sowohl ihre konzentrische als auch

isometrische beidbeinige und rechtsbeinige Maximalkraft signifikant verbessern.

Diese Ergebnisse stehen im Einklang mit den Ergebnissen zahlreicher

Krafttrainingsstudien, bei denen sich signifikante Verbesserungen der Muskelkraft

bei Typ 2 Diabetikern zeigten (Smutok et al. 1994; Maiorana et al. 2002; Baldi et al.

2003; Fenicchia et al. 2004; Dunstan et al. 2005; Ibanez et al. 2005).

Zusammenfassung

89

5 Zusammenfassung

Der Forschungsschwerpunkt der gegenwärtigen Literatur befasste sich bisher

überwiegend mit den kinetischen Parametern zum Laktattransport im Erythrozyten

und in der Skelettmuskulatur. Die zugrundeliegenden aktivitätsbedingten

Regulationsmechanismen des MCT1- und CD147-Protein im Erythrozyten wurden

zuvor noch nicht an humanen Erythrozyten untersucht. Eine Zielsetzung dieser

Arbeit lag in der Aufdeckung dieser kurzfristigen aktivitätsbedingten Regulations-

mechanismen des MCT1- und CD147-Proteins in den Erythrozyten nach einer

Maximalbelastung. Neben diesen kurzfristigen Anpassungserscheinungen wurden

auch die langfristig trainingsbedingten Veränderungen der MCT1- und CD147-

Dichte im Erythrozyten und der MCT1- und MCT4-Dichte in der Skelettmuskulatur

bei nicht-insulinpflichtigen Typ 2 Diabetikern nach einem dreimonatigen sport-

therapeutischen Ausdauer- und Krafttraining immunhistochemisch untersucht.

Im Vergleich der beiden Trainingsformen zeigten sich hinsichtlich der langfristig als

auch kurzfristig trainingsbedingten MCT1- und CD147-Dichteveränderungen

ähnliche Ergebnisse, wobei das Krafttraining eindeutigere zelluläre Reaktionen im

Erythrozyten auslöste. Die Ergebnisse der fluoreszenzmikroskopischen Aufnahmen

an den Erythrozyten deuten darauf hin, dass es kurzfristig bei trainierten nicht-

insulinpflichtigen Typ 2 Diabetikern zu einer verstärkten aktivitätsbedingten

Translokation des MCT1-Proteins und des Chaperons CD147 in die Erythrozyten-

membran kommt. Langfristig konnte nur eine Erhöhung der MCT1-Dichte in den

Erythrozyten der Kraftgruppe beobachtet werden. Die Untersuchungen am

Skelettmuskel zeigten in beiden Trainingsgruppen eine signifikante Zunahme der

zellulären MCT1-Dichte, wohingegen die zelluläre MCT4-Dichte nach dem drei-

monatigem Trainingsprogramm eher unverändert blieb. Die absolute membranöse

MCT4-Dichte blieb in beiden Trainingsgruppen unverändert, wohingegen nur in der

Ausdauergruppe eine signifikante Abnahme der relativen membranösen MCT4-

Dichte beobachtet werden konnte.

Das nachfolgende hypothetische Regulationsmodell zum Laktattransport während

körperlicher Belastung veranschaulicht die funktionelle Bedeutung der MCT-

Proteine in Abhängigkeit vom Trainingszustand (vgl. Abb. 36). Im trainierten

Zusammenfassung

90

Zustand kommt es aufgrund einer intensitätsabhängigen Zunahme der MCT1- und

MCT4-Dichte und einer möglichen aktivitätsbedingten Translokation der MCT-

Proteine zu einer schnelleren Laktat/H+-Ionenbeseitigung aus dem kontrahierenden

Muskel in das Blutplasma. Durch eine trainingsbedingte Zunahme der MCT1-Dichte

und einer erhöhten translokationsbedingten Laktataufnahme der MCT1-Proteine in

den Erythrozyten kann die ansteigende Plasmalaktatkonzentration während der

körperlichen Belastung schneller reduziert werden. Hierbei fungieren die

Erythrozyten durch die schnellere Laktataufnahme als Puffer, da sie dadurch den

intrazellulären pH-Wert im Skelettmuskel und den konzentrationsabhängigen Laktat-

fluss vom Skelettmuskel ins Blutplasma aufrechterhalten. Diese erhöhte Laktat-

transportrate führt im Körper zu einer gleichmäßigeren Laktatverteilung und somit

kann das Laktat neben Glukose als Brennstoff für die aerobe Energiegewinnung in

den verschiedenen Zielzellen als Energieträger verwertet oder als Glykogen

gespeichert werden.

La/H+

La/H+

La/H+

La/H+

La/H+

La/H+

La/H+

La/H+

La/H+

Untrainierter Trainierter

La/H+La/H+La/H+

Muskel Herz Leber

Endothel

Muskel Herz Leber

Laktatproduktion

Laktatverwertung

Skelettmuskel

La/H+

La/H+La/H+

La/H+ La/H+

TranslokationLa/H+ Translokation

MCT1/4

MCT1Erythrozyt

La/H+La/H+

La/H+

La/H+

La/H+ La/H+ La/H+La/H+ La/H+ La/H+

La/H+

La/H+

La/H+La/H+ La/H+

MCT1/4

Abb. 36: Hypothetisches Regulationsmodell zum Laktattransport und der funktionellen

Bedeutung der MCT-Proteine im Muskel und Erythrozyten während körperlicher Belastung im trainierten und untrainierten Zustand

Zusammenfassung

91

In der diabetischen Sporttherapie nimmt die körperliche Aktivität einen hohen

Stellenwert ein. Epidemiologische Studien haben eindeutig gezeigt, dass körperliche

Aktivität in der Primär- und Sekundärprävention den diabetischen Stoffwechsel

positiv beeinflusst. Sowohl das Ausdauer- als auch das Krafttraining haben aufgrund

ihrer Trainingsauswirkungen ihre alleinige Berechtigung in der diabetischen

Sporttherapie. Dies konnte auch in der DiabetesAktiv-Studie bestätigt werden, da

beide Trainingsformen die diabetische Stoffwechsellage und die körperliche

Leistungsfähigkeit der Studienteilnehmer positiv beeinflusst haben. Dies wird durch

weitere Studienergebnisse bestätigt, da ein Kombinationstraining aus Ausdauer- und

Krafttrainingsanteilen für den Typ 2 Diabetiker am effizientesten zu sein scheint

(Maiorana et al. 2002; Balducci et al. 2004; Sigal et al. 2007).

Für die Zukunft besteht ein großer Forschungsbedarf hinsichtlich der zellulären

Auswirkungen von sporttherapeutischen Trainingsinterventionen auf den

diabetischen Stoffwechsel. Ein besseres Verständnis der aktivitätsbedingten

zellulären Anpassungserscheinungen stellt die Grundlage für die Arbeit des

qualifizierten Sportwissenschaftlers dar, um individuell dosiert die körperliche

Aktivität wie ein Medikament innerhalb der diabetischen Sporttherapie in Zukunft

einsetzen zu können und somit langfristig das Gesundheitssystem durch diese

kostengünstige und effiziente Therapieform nachhaltig zu entlasten.

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92

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111

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http://www.deutsche-diabetes-gesellschaft.de/%20leitlinien/EBL%20_Klassifikation_Update%202004.%20pdf�

http://www.deutsche-diabetes-gesellschaft.de/%20leitlinien/EBL%20_Klassifikation_Update%202004.%20pdf�

112

7 Anhang

7.1 Abbildungsverzeichnis Abb. 1: Strukturformel L- Laktat

1

Abb. 2: Reaktionsgleichung für die Bildung von Natriumlaktat

2

Abb. 3: Laktatdehydrogenase-Reaktion (Robergs et al. 2003)

3

Abb. 4: Vereinfachtes Schema zum Laktattransport bei körperlicher Belastung

4

Abb. 5: Aufbau des MCT1-Proteins (modifiziert nach Halestrap et al. 2004)

5

Abb. 6: MCT1-Protein und sein Chaperon CD147

9

Abb. 7: Studienablaufschema der DiabetesAktiv-Studie

19

Abb. 8: Modifizierte Biopsiennadel (Evans et al. 1982)

25

Abb. 9: MCT4-Färbung der Muskelzellen bei 200-facher Vergrößerung

30

Abb. 10: IHC-Kontrolle der Muskelzellen bei 200-facher Vergrößerung

30

Abb. 11: Bildbearbeitung bei der Bestimmung der absoluten und der relativen membranösen MCT1- und MCT4-Dichte

31

Abb. 12: Markierung des MCT1-Proteins in der Zellmembran der Muskelzellen bei einer festgelegten Schwelle von 0-175 DU

32

Abb. 13: Hintergrundflächenmarkierung mit dem Adobe Photoshop Programmes

33

Abb. 14: Gesamtmuskelflächenberechnung bei einer festgelegten Schwelle von 0- 250 DU

33

Abb. 15: Immunhistochemische MCT1-Färbung bei 400-facher Vergrößerung

36

113

Abb. 16: Immunhistochemische IHC-Kontrolle bei 400-facher

Vergrößerung

36

Abb. 17: Modifizierte Borg-Skala für die Beurteilung des subjektiven Belastungsempfindens während des Krafttrainings

46

Abb. 18: Darstellung der Mittelwerte und Standardabweichungen der prozentualen Muskelfasertypenverteilung am M. vastus lateralis der Ausdauergruppe vor und nach der Trainingsintervention, (*p<0.05 versus vor)

55

Abb. 19: Darstellung der Mittelwerte und Standardabweichungen der prozentualen Muskelfasertypenverteilung am M. vastus lateralis der Kraftgruppe vor und nach der Trainingsintervention, (*p<0.05 versus vor)

55


57

Abb. 22: Darstellung der Mittelwerte und Standardabweichungen der membranösen MCT1-Dichte der Ausdauergruppe (AG) und Kraftgruppe (KG) vor und nach der Trainingsintervention, (*p<0.05 versus vor)

57

Abb. 23: Darstellung der Mittelwerte und Standardabweichungen der membranösen MCT4-Dichte der Ausdauergruppe (AG) und Kraftgruppe (KG) vor und nach der Trainingsintervention, (*p<0.05 versus vor)

58


58


59

Abb. 26: Darstellung der Mittelwerte und Standardabweichungen der MCT1-Dichte im Erythrozyten der Ausdauergruppe im Basalzustand vor und nach der Trainingsintervention, (*p<0.05 versus vor)

60

Abb. 27: Darstellung der Mittelwerte und Standardabweichungen der MCT1-Dichte im Erythrozyten der Kraftgruppe im Basalzustand vor und nach der Trainingsintervention, (*p<0.05 versus vor)

60

114

Abb. 28: Immunhistochemischer Nachweis einer verstärkten MCT1-Färbung an den Erythrozyten eines Probanden der Kraftgruppe im Basalzustand vor und nach Trainingsintervention bei 400-facher Vergrößerung

61

Abb. 29: Abnahme der MCT1-Dichte im Erythrozyten nach körperlicher Belastung bei der Kraftgruppe (KG) und Ausdauergruppe (AG) vor und nach der Trainingsintervention (*p<0.05 versus vor)

62

Abb. 30: Darstellung der Mittelwerte und Standardabweichungen der CD 147-Dichte im Erythrozyten der Ausdauergruppe (AG) und Kraftgruppe (KG) im Basalzustand vor und nach der Trainingsintervention, (*p<0.05 versus vor)

63

Abb. 31: Darstellung der Mittelwerte und Standardabweichungen der aktivitätsbedingten Veränderungen der CD147-Dichte im Erythrozyten der Ausdauergruppe (AG) und Kraftgruppe (KG) vor und nach der Trainingsintervention unmittelbar nach dem Belastungstest, (*p<0.05 versus vor)

64

Abb. 32: Streulicht-Dot-Plot: Darstellung der gesamten Zellpopulation. Die Zellen werden nach dem Vorwärtsstreulicht (FSC) und Seitswärtsstreulicht (SSC) im Diagramm dargestellt

64

Abb. 33: Histogrammdarstellung der Zellen aus Gate 2. Auf der X-Achse ist die Fluoreszenzintensität und auf der Y-Achse die Events (Zellzahl) aufgetragen. Das Histogramm zeigt die Häufigkeit von den Signalen in den einzelnen Fluoreszenzkanälen an

65

Abb. 34: Fluoreszenzmikroskopische Aufnahmen des immunhisto-chemischen Nachweises der aktivitätsbedingten MCT1- und CD147-Translokation in die Erythrozytenmembran vor und nach der Trainingsintervention

65

Abb. 35: Hypothetisches Modell einer möglichen aktivitätsbedingten Translokation im Erythrozyten des MCT1-und CD147-Proteins bei körperlicher Belastung

82

Abb. 36: Hypothetisches Regulationsmodell zum Laktattransport und der funktionellen Bedeutung der MCT-Proteine im Muskel und Erythrozyten während körperlicher Belastung im trainierten und untrainierten Zustand

90

Abb. 37: Hypothetical regulatory model of lactate transport and the function of the MCT proteins in the muscle and the erythrocytes during physical activity in trained and untrained condition

116

115

7.2 Tabellenverzeichnis Tab. 1: Darstellung der anthropometrischen Daten des Probanden-

kollektivs zum Zeitpunkt vor der Trainingsintervention

17

Tab. 2: Darstellung der Mittelwerte und Standardabweichungen ausgewählter Parameter der Ausdauergruppe und Kraftgruppe vor und nach der Trainingsintervention, (*p<0.05 versus vor)

52

116

7.3 Abstract

The focus of research in contemporary literature is mostly on the kinetic parameters

of lactate transport in erythrocytes and the skeletal muscles. The underlying activity-

induced regulatory mechanisms of the MCT1 and CD147 proteins in the erythrocytes

have never before been analyzed in human erythrocytes. One aim of this study was

the exposure of the short-term activity-induced regulatory mechanisms of the MCT1

and CD147 proteins in the erythrocytes after maximal physical exercise. Besides

these short-term adaption phenomena the long-term training-induced changes of the

MCT1 and CD147 density in the erythrocytes and the MCT1 and CD147 density in

the skeletal muscle of non insulin-dependent type 2 diabetics after a three month

sport-therapeutic endurance and strength training were analyzed by

immunohistochemistry.

In comparison, the two forms of training showed similar results regarding the long-

term and the short-term training-induced changes of the MCT1 and CD147 density,

whereas the strength training caused clearer cellular reactions in the erythrocytes.

The results of the fluorescence microscopy of the erythrocytes indicate that trained

non insulin-dependent type 2 diabetics show a short-term translocation of the MCT1

protein and the CD147 chaperone into the erythrocyte membrane. In long-term, only

an increase of the MCT1 density in the erythrocytes of the strength training group

was observed. Tests on the skeletal muscles in both training groups showed a

significant increase of the cellular MCT1 density, whereas the cellular MCT4 density

remained nearly unchanged. The absolute membranous MCT4 density remained

unchanged in both training groups, while a significant decrease of the relative

membranous MCT4 density was observed in the endurance group only.

The following hypothetical regulatory model of the lactate transport during physical

activity visualizes the function of the MCT proteins depending on the physical

condition (Figure 36). In trained individuals, a faster lactate/H+-ion removal from the

contracting muscle to the blood plasma occurs due to the intensity-dependent

increase of the MCT1 and MCT4 density and a possible activity-induced

translocation of the MCT proteins. Because of a training-induced increase of the

MCT1 density and an increased translocation-induced lactate reception of the MCT1

proteins in the erythrocytes, the rising plasma lactate concentration during physical

exercise can be reduced faster. Here, the erythrocytes with their faster lactate uptake

117

function as a buffer, keeping up the intra-cellular pH level in the skeletal muscle and

the concentration-dependent lactate flow from the skeletal muscle to the blood

plasma. This increased rate of lactate transport leads to a more steady dispersion of

lactate in the body and therefore the lactate, together with glucose, can be used as an

energy source for the aerobic energy generation in the different target cells or be

stored as glycogen.

La/H+

La/H+

La/H+

La/H+

La/H+

La/H+

La/H+

La/H+

La/H+

untrained trained

La/H+La/H+La/H+

muscle heart liver

endothelium

muscle heart liver

lactate production

lactate utilization

skeletal muscle

La/H+

La/H+La/H+

La/H+ La/H+

translocationLa/H+ translocation

MCT1/4

MCT1erythrocyte

La/H+La/H+

La/H+

La/H+

La/H+ La/H+ La/H+La/H+ La/H+ La/H+

La/H+

La/H+

La/H+La/H+ La/H+

MCT1/4

Abb. 37: Hypothetical regulatory model of lactate transport and the function of the MCT proteins in the muscle and the erythrocytes during physical activity in trained

and untrained condition

Physical activity plays an important role in diabetic sport therapy. Epidemiological

studies have clearly shown that physical activity in primary and secondary

prevention influence the diabetic metabolism positively. Endurance and strength

training are both qualified for diabetic sport therapy because of their effects. This

was also confirmed by the DiabetesAktiv study, since both forms of training have

positively influenced the diabetic metabolism and the physical working capacity of

the study participants. These findings are confirmed by other studies, where a

combination of endurance and strength training seem to be most efficient for type 2

diabetics (Maiorana et al. 2002; Balducci et al. 2004; Sigal et al. 2007).

For the future, a vast need for research exists regarding the cellular effects of sport-

therapeutic training on the diabetic metabolism. A better understanding of activity-

118

induced cellular adaption phenomena is a basic key for the professional work of a

qualified sport therapist in order to be able to implement individual doses of physical

activity just like a medication within diabetic sport therapy in the future and thereby

relieving the healthcare system in the long run with this low-cost and efficient form

of therapy in a sustainable way.

119

Lebenslauf Persönliche Daten:

Nachname: Kreutz

Vorname: Thorsten

Geburtsdatum: 28.03.1969

Geburtsort: Hagen

Familienstand: verheiratet

Schulbildung:

1975 – 1979 Grundschule Hestert in Hagen

1980 – 1985 Ernst-Eversbusch-Schule in Hagen

1985 – 1989 Ernst-Meister-Gymnasium in Hagen, Abitur

Hochschulausbildung

SS 1993 Immatrikulation an der Ruhr-Universität-

Bochum, Studiengang: Sportwissenschaften

und Pädagogik (Lehramt Sek. II)

SS 1995 Immatrikulation an der Deutschen

Sporthochschule Köln, Studiengang:

Sportwissenschaften (Diplom)

WS 1999/00 Abschluss: Diplom-Sportlehrer

seit SS 2004 Promotionsstudium an der Deutschen

Sporthochschule Köln

Weiterbildung

April 2000 – April 2001 Ausbildung zum Sporttherapeuten für

Innere Erkrankungen und Orthopädie (DVGS)

24.02.2006 1. Kolloquium „Laktatdiagnostik“ in Köln

27.- 29.09.2007 40. Deutscher Sportärztekongress in Köln

20.- 23.05.2009 44. Jahrestagung Deutschen Diabetes-

Gesellschaft in Leipzig (Posterpräsentation)

03.- 04.12.2009 High-Intensity-Training (HIT): Chancen und

Risiken in einem modernen Training in Köln

120

Berufserfahrungen

Oktober 1990 - Juli 2000 Trainertätigkeiten in verschiedenen

Gesundheitszentren

Dezember 2000 - Februar 2001 Praktikum im Rehabilitationszentrum

Orthomed von Borussia Dortmund

September 2001 - Februar 2002 Sporttherapeut in der Medizinischen

Trainingstherapie in einem Gesundheits-

zentrum in Goslar

März 2002 - April 2004 Freiberufliche Tätigkeiten in den Bereichen:

- Medizinische Trainingstherapie

- Präventions- und Koordinationsstrainer bei

Bayer 04 Leverkusen im Fußball Jugend-

bereich

- Personal Training

- Betrieblichen Gesundheitsförderung

- Halbjahrespraktikum als Sporttherapeut in der

Eifelhöhenklinik in Marmagen

- Mitarbeit und Entwicklung des M.O.B.I.L.I.S-

Bewegungsprogrammes der BEK des

Institutes für Kreislaufforschung und

Sportmedizin der Sporthochschule Köln

Mai 2004 - Februar 2010 Sporttherapeut in einem Therapiezentrum in

Solingen

- Referent in der ärztlichen Weiterbildung des

Sportärztebundes zu den Themenkomplexen:

Sport mit Diabetikern und über die Methodik

des Krafttraining

seit März 2010 Leitung eines Therapiezentrums in einem

medizinischen Versorgungszentrum in Hilden

Documents

Der Einfluss einer sporttherapeutischen ...esport.dshs-koeln.de/213/1/Dissertation_Thorsten_Kreutz_2010.pdf · Hierdurch erkläre ich, dass ich dieLeitlinien guter wissenschaftlicher