Mikrobiologe 2006-2 INTERNET mit Unterschrift GEISSbaemi.de/fileadmin/baemi/der_mikrobiologe_komplett/... · 2011-04-07 · es Spaß macht zuzuhören und dabei zu bleiben. Vom ersten

DER MIKROBIOLOGE

MITTEILUNGEN DES BERUFSVERBANDES

DER ÄRZTE FÜR MIKROBIOLOGIE UND INFEKTIONSEPIDEMIOLOGIE E.V.

16. Jahrgang, Heft 2 April 2006

Seite EDITORIAL ............................................................................................................................................... 42 DIAGNOSTIK

Manfred Kist und Erik Glocker Die Helicobacter pylori Infektion – Indikationen und Methoden der Mikrobiologischen Diagnostik .......................................................... 43 P. Ch. Lück und J. H. Helbig Sinnvolle Diagnostik von Legionella-Infektionen ................................................................................ 49 K. Schulz, K. Fahr-Nock, B. Schorlemmer, W. Handrick Vaginitis durch Saccharomyces spp...................................................................................................... 61

AUS DEM BERUFSVERBAND

Carola Mehler Bericht über die Teilnahme am Projekt “Tropenmedizinische Infektiologie für Mikrobiologen” in Tansania ................................................... 78 BÄMI Landesgruppe Sachsen – jährliches Treffen .............................................................................. 80 Als neue Mitglieder begrüßen wir ................................................................................ 3. Umschlagseite

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MIKROBIOLOGE 16.Jg. 2006 41

INHALTSVERZEICHNIS EDITORIAL ............................................................................................................................................ 42 DIAGNOSTIK Manfred Kist und Erik Glocker Die Helicobacter pylori Infektion – Indikationen und Methoden der Mikrobiologischen Diagnostik........ 43 P. Ch. Lück und J. H. Helbig Sinnvolle Diagnostik von Legionella-Infektionen ....................................................................................... 49 K. Schulz, K. Fahr-Nock, B. Schorlemmer, W. Handrick Vaginitis durch Saccharomyces spp. ........................................................................................................... 61 ÜBERSICHT Ralf Mütterlein, Bezirkskrankenhaus Parsberg Die Behandlung der polyresistenten Tuberkulose ....................................................................................... 63 EMPFEHLUNGEN Irene Seegmüller, Ursula Eschenbach Klaus Kamereck, Thomas Miethke Empfehlungen zur Vorinkubationstemperatur und –dauer von Blutkulturflaschen ................................... 67 BUCHBESPRECHUNGEN................................................................................................................. 48, 60 ZEITSCHRIFTENREFERAT Verlängerte Inkubationszeiten bei Endokarditis-verdacht ohne diagnostischen Nutzen bei Verwendung von automatischen Blutkultursystemen................................................................................. 71 FORTBILDUNGSVERANSTALTUNGEN ....................................................................................................72 AUS DEM BERUFSVERBAND Carola Mehler Bericht über die Teilnahme am Projekt “Tropenmedizinische Infektiologie für Mikrobiologen” in Tansania....................................................... 78 BÄMI Landesgruppe Sachsen – jährliches Treffen .................................................................................. 80 Als neue Mitglieder begrüßen wir ............................................................................... dritte Umschlagseite PERSONALIEN........................................................................................................................................80 STELLENANZEIGE............................................................................................................................... 80 BEZUGSQUELLEN .................................................................................................................................... 80 IMPRESSUM .................................................................................................................. dritte Umschlagseite

42 MIKROBIOLOGE 16.Jg. 2006

EDITORIAL

Liebe Kolleginnen, liebe Kollegen,

die Organisation und Durchführung eines Kongress ist jedes Mal eine aufregende Angelegenheit, und die Spannung lässt erst gegen Ende der Veranstaltung wirklich nach:

kommen alle Referenten, ist an alles gedacht, funktioniert die Technik, sind die Teilnehmer mit Unter-kunft und Verpflegung zufrieden, und, und, und…. Egal wie groß der Kongress, die Freude über das Gelingen ist immer wieder aufs Neue Anlass zufrieden zurückzuschauen und gleichzeitig mit dem Gedanken nach vorne zu blicken, was kann das nächste Mal – noch – besser gemacht werden.

Der Rückblick auf die gerade zu Ende gegangene Frühjahrstagung in Potsdam gibt mir als allererstes Anlass, allen Beteiligten ganz herzlich für Mithilfe zu danken. Der Dank geht natürlich an die Referen-ten, die es ohne Einschränkung verstanden haben, aktuelles Wissen auf eine Art zu vermitteln, bei der es Spaß macht zuzuhören und dabei zu bleiben. Vom ersten Referat über Mikrosporidien bis zum letz-ten Beitrag über die aktuellen bakteriologischen Ringversuche ist nie Langeweile aufgekommen, selbst, oder gerade so trocken erscheinende Themen wie „Wasser im Krankenhaus“, zeigten die Spannbreite der Klinischen Mikrobiologie und Hygiene. Perfekt wie immer war die Organisation von Frau Strebel, ohne die eine BÄMI-Frühjahrstagung gar nicht mehr vorstellbar ist.

Einen Blick über den rein mikrobiologischen Tellerrand bot der Kollege Bobrowski vom Berufsver-band Deutscher Laborärzte, der Entwicklungstendenzen in der Labormedizin aufzeigte und dafür warb, die unseren beiden Berufsverbänden gemeinsamen Interessen zu definieren und nach außen zu vertre-ten. Angesichts der anstehenden Reformen im Gesundheitssystem und des Abrechnungswesens ist es wichtig, dass wir nicht generell Partikularinteressen vertreten, sondern – auch aufgrund der insgesamt geringen Zahl an Mikrobiologen und Laborärzten – nur gemeinsam Gehör finden können. Fortgesetzt wurde diese Diskussion letzte Woche beim Bundeskongress der Pathologen in Berlin, wo bei einer Podiumsdiskussion unter dem Titel „Zuschnitt der diagnostischen Fächer in der Zukunft. Sinnvolle Kooperationen – notwendige Abgrenzungen – neue Betätigungsfelder“ die vier Bundesvorsitzenden der Berufsverbände der Pathologen (Prof. Schlake), Humangenetiker (Dr. Schulz), Laborärzte (Dr. Bobrowski) und Mikrobiologen in meiner Person sowie Prof. Kleesiek als Präsident der DGKL die jeweiligen Positionen darstellten und diskutierten. Dabei zeigte sich zum einen, dass das Wissen über die jeweils anderen Fächer doch sehr gering ist und zum anderen in der Diskussion mit dem (Patholo-gen-)Publikum Erstaunen über den erheblichen klinischen Bezug der Humangenetik, aber auch der Mikrobiologie herrschte. Herr Kleesiek stellte wiederum sein Konzept des Truncus communis der kli-nisch-theoretischen Fächer als „zukunftweisendes“ Fortbildungskonzept vor. Er erntete aber weder von den Pathologen, noch von den Humangenetikern Zustimmung, sondern ganz in meinem mikrobio-logischen Sinn erheblichen Widerspruch. Es waren sich aber alle Beteiligten einig, diese einmal ange-stoßene Diskussion fortzuführen, um eben tatsächlich sinnvolle Kooperationen abzusprechen und die notwendigen Abgrenzungen festzulegen. Diese Diskussion will ich aber keinesfalls alleine führen, sondern bin auf die Beteiligung aller BÄMI-Mitglieder angewiesen. In diesem Sinne würde ich mich freuen, wenn sich möglichst viele von Ihnen in diese Diskussion über die Positionierung unseres Fachgebietes mit einbringen würden.

Mit besten Grüssen, Ihr

H. K. Geiss


DIAGNOSTIK

Die Helicobacter pylori Infektion - Indikationen und Methoden der Mikrobiologischen Diagnostik Manfred Kist und Erik Glocker Nationales Referenzzentrum für Helicobacter pylori, Abteilung Mikrobiologie und Hygiene, Universitätsklinikum Freiburg Zusammenfassung

Zur Erstdiagnose einer H. pylori-Infektion bei nicht vor-behandelten Patienten, die zur Endoskopie kommen, ge-nügt der Urease-Schnelltest (HUT) und/oder die Bakteri-oskopie bei der histopathologischen Untersuchung. Falls keine Indikation für eine endoskopische Untersuchung besteht, kann die Erstdiagnose auch nicht invasiv mit dem 13C-Harnstoff Atemtest oder dem H. pylori-Stuhl-Antigen-ELISA gestellt werden. Die Serologie ist ebenfalls ein geeignetes Verfahren. Nicht vorbehandelte Patienten be-herbergen in der Regel sensible Erreger, sodass eine empi-rische Therapie ohne weitere mikrobiologische Abklärung gute Erfolgsaussichten hat.

Patienten, die erfolglos antibiotisch vorbehandelt wurden, tragen bereits nach dem ersten Therapieversagen signifi-kant häufiger resistente Erreger. Die Diagnostik bei sol-chen Patienten erfordert die Anzucht und die Sensibilitäts-testung der Isolate, um eine gezielte Therapie zu ermögli-chen und ist somit eine Domäne der Mikrobiologie. Bei Versagen der klassischen mikrobiologischen Methoden sollten moderne Laboratorien die Möglichkeit vorhalten, mit molekulargenetischen Methoden zumindest die Anwe-senheit des Erregers in der Biopsie und seine Empfind-lichkeit gegen Makrolide zu bestimmen.

Einleitung

Die Helicobacter pylori-Infektion gilt als die zweithäu-figste bakterielle Infektionskrankheit des Menschen (1). Die Infektion wird in der Regel im Kleinkindesalter er-worben, persistiert dann unbehandelt lebenslang und führt zu einer chronischen Gastritis mit progressiver Atrophie der Magenschleimhaut. Weitere Komplikationen sind die peptische Ulkuskrankheit, das Adenokarzinom des Ma-gens mit weltweit etwa 500.000 Todesfällen (2) und das sehr seltene MALT-Lymphom.

Bei H. pylori handelt es sich um gramnegative, spiralför-mige, lophotrich begeißelte, relativ anspruchsvolle Stäb-chen aus der Familie der Campylobacteriaceae, die in mikroaerober Atmosphäre auf bluthaltigen Spezialmedien angezüchtet werden können. Die Erreger sind Oxidase-positiv, Katalase-positiv und zeigen eine hohe Ureaseakti-vität. H. pylori ist primär sensibel gegen Metronidazol, Makrolide, Tetracyclin, Ampicillin, Fluorchinolone und Rifabutin, allesamt Antiinfektiva, die prinzipiell zur Era-dikation des Erregers von der Magenschleimhaut einge-setzt werden können. Unter antimikrobiellem Selektions-druck kommt es beim individuellen Patienten relativ schnell zur Manifestation von resistenten Erregern. Zum Verständnis dieses Phänomens ist allerdings unbedingt zu

berücksichtigen, dass sich die Epidemiologie der Resis-tenzentwicklung bei H. pylori grundsätzlich von der der meisten pathogenen Bakterien unterscheidet: Bei vielen pathogenen Bakterien, so auch bei den verwandten Cam-pylobacterarten besteht ein Erregeraustausch zwischen Patienten, Umwelt und ggf. diversen Wirtstieren. Die Resistenzentstehung kann hier z. B. durch die Anwendung von Antiinfektiva sowohl beim Menschen als auch bei Wirtstieren gefördert werden. Da resistente lebensfähige Erreger immer in die Umwelt gelangen, erfolgt so eine zusätzliche Verbreitung antimikrobieller Resistenzen. Eine solche multifaktorielle Art der Resistenzentstehung führt in der Regel zu langsam ansteigenden Resistenzquoten in der betroffenen Erregerpopulation, auf die das individuelle klinische Management des einzelnen Patienten kaum ei-nen Einfluss hat.

Im Gegensatz dazu erfolgt bei H. pylori ein solcher Aus-tausch zwischen verschiedenen Wirten und der Umwelt nicht. Nach der Primärinfektion im Kindesalter persistiert der Erreger lebenslang im Magen; ein nennenswerter Austausch mit der Umwelt oder mit anderen Menschen besteht, wenn man von einer möglichen Übertragung von der Mutter auf das Kind absieht, nicht. Dies bedeutet, dass die Resistenzentwicklung bei H. pylori als individueller Prozess angesehen werden kann, der nahezu ausschließ-lich von der individuellen antimikrobiellen Behandlung des jeweiligen Patienten gesteuert wird. Somit kommt der mikrobiologischen Diagnostik als Voraussetzung einer gezielten, individuell abgestimmten antimikrobiellen The-rapie, eine essentielle Bedeutung zu.

Diagnostik der Helicobacter pylori-Infektion

Der Nachweis einer H. pylori-Infektion kann „invasiv“ oder „nicht invasiv“ erfolgen. Invasive Methoden sind mit einer Endoskopie des oberen Gastrointestinaltrakts ver-bunden. Dabei werden Gewebeproben entnommen, die entweder enzymatisch (Urease-Schnelltest), mikrosko-pisch (Bakterioskopie), kulturell (Bakteriologie) oder mit molekulargenetischen Methoden (PCR, Sonden, Realtime-PCR) auf H. pylori untersucht werden können.

Nicht invasive Methoden benötigen keine Endoskopie. Sie basieren entweder auf einer im Magen lokalisierten Urea-sereaktion, deren Reaktionsprodukt 13CO2 in der Atemluft nachgewiesen wird (13C-Harnstoff-Atemtest), oder auf dem enzymimmunologischen Nachweis von H. pylori-Antigenen im Stuhl (H. pylori-Stuhlantigen-ELISA). Bei-de Testverfahren sind geeignet, das Vorhandensein von H. pylori im Magen nachzuweisen, wobei der 13C-Atemtest im Gegensatz zum Stuhlantigen-ELISA nur stoffwechsel-aktive Erreger erkennen kann. Mit serologischen Metho-


den schließlich (enzymimmunologische Methoden, Im-munoblot) können Antikörper gegen H. pylori vor allem im Serum, aber auch im Urin oder im Speichel detektiert werden. Im Unterschied zum 13C- Atemtest, der bei posi-tivem Ausfall eine aktuelle Kolonisation anzeigt, kann aus einer positiven Serologie nicht in jedem Fall auf eine aktuelle Kolonisation geschlossen werden, da die spezifi-sche Immunantwort nach einer durchgemachten Infektion bis zu einem Jahr positiv bleiben kann (3). Das Ergebnis einer serologischen Untersuchung kann somit nur im Zu-sammenhang mit der Anamnese des Patienten bewertet werden.

Der Nachweis einer H. pylori-Infektion mit dem Urease-Schnelltest (HUT) sollte heute bei der Endoskopie des oberen Gastrointestinaltrakts zur diagnostischen Routine gehören, falls ein Endoskopiebefund oder eine Symptoma-tik vorliegt, die auf eine H. pylori Infektion verdächtig ist (4). Weitere Indikationen zur Diagnostik einer H. pylori Infektion sind Kontrolluntersuchungen nach Eradikati-onstherapie sowie Untersuchungen zur Abklärung unspe-zifischer Oberbauchbeschwerden, die den Patienten zum Hausarzt führen und bei denen bei Patienten unter 45 Jahren ohne „Alarmsymptome“ (z. B. Gewichtsabnahme, Verdacht auf Blutung) primär auf die Endoskopie verzich-tet werden kann. Schließlich ergibt sich eine Notwendig-keit zur Diagnostik der H. pylori-Infektion auch im Rah-men epidemiologischer Prävalenz- und Fall-Kontroll-Studien, die in den vergangenen Jahren häufig durchge-führt wurden und die überwiegend die Grundlage für unser heutiges Wissen zur Epidemiologie, zur Assoziation mit bestimmten Krankheitsbildern und zu Risikofaktoren bilden, die mit dem Erwerb der Infektion verknüpft sind. Für groß angelegte epidemiologische Studien, insbesonde-re wenn sie als retrospektive Kohortenstudien durchge-führt werden, hat sich die Serologie in der Vergangenheit vielfach bewährt, in den letzten Jahren wurde vor allem bei Inzidenzstudien auch der 13C-Atemtest erfolgreich eingesetzt.

In dieser Übersicht soll in erster Linie die mikrobiologi-sche Diagnostik dargestellt werden: Die Diagnostik im Vorfeld einer möglichen antimikrobiellen Therapie sollte neben dem H. pylori-Nachweis geeignet sein, das klini-sche Krankheitsbild soweit zu spezifizieren, dass daraus die Indikation für therapeutische Maßnahmen ableitbar ist (4). Dieser Anspruch wird in der Regel durch die Gastro-duodenoskopie und die histologische Untersuchung von

Magenbiopsaten erfüllt. Damit können sämtliche absolu-ten Indikationen für eine H. pylori-Eradikationstherapie gestellt werden, nämlich peptische Ulkuskrankheit, MALT-Lymphom im Frühstadium, Riesenfaltengastritis, atrophische Corpusgastritis sowie operiertes Magenkarzi-nom.

Hinsichtlich der Methodik der H. pylori-Diagnostik sollte streng unterschieden werden zwischen der Erstdiagnose bei antimikrobiell nicht vorbehandelten Patienten und dem H. pylori-Nachweis bei Patienten, bei denen eine H. pylo-ri-Infektion bekannt und eine antimikrobielle Vorbehand-lung bereits erfolgt ist.

Diagnostik bei nicht vorbehandelten Patienten

Invasive Verfahren

Bei antimikrobiell nicht vorbehandelten Patienten, bei denen eine H. pylori-Infektion zum Zeitpunkt der Unter-suchung noch nicht bekannt ist, genügt es in der Regel, den Erreger-Nachweis im Rahmen der Endoskopie über den Urease-Schnelltest (HUT) und/oder die Bakteriosko-pie bei der histopathologischen Untersuchung zu führen. Eine Erreger-Anzucht mit Antibiogramm ist in diesem Fall zurzeit nicht erforderlich, da H. pylori in dieser Pati-entengruppe nur geringe Resistenzquoten aufweist (Tabel-le1, aktuelle Studienergebnisse „ResiNet“ siehe www.nrz-helicobacter.de „ResiNet“) und somit eine empirische antimikrobielle Therapie mit sehr guten Erfolgsaussichten durchgeführt werden kann, insbesondere wenn die Erstli-nientherapie kein Metronidazol enthält. Die Kontrolle des Erfolgs der antimikrobiellen Eradikationstherapie kann dann mit nicht invasiven Methoden (Stuhlantigen-ELISA, ggf. Atemtest) durchgeführt werden mit der Einschrän-kung, dass hierbei die serologische Untersuchung wegen der bekannten Antikörperpersistenz ungeeignet ist. Weite-re Ausnahmen sind die Behandlung eines Ulcus duodeni, bei dem bei eindeutiger Besserung der typischen Sym-ptomatik auf eine Laborkontrolle verzichtet werden kann (4) sowie das behandelte Ulcus ventriculi, bei dem wegen des erhöhten Malignitätsrisikos endoskopische Kontrollen empfohlen werden (4). Im letzteren Fall wäre bei einem positiven Urease-Schnelltest auch eine mikrobiologische Untersuchung mit Kultur und Antibiogramm angezeigt, da zu diesem Zeitpunkt bereits eine Vorbehandlung erfolglos war.

Tabelle 1: Resistenzquoten (%) bei H. pylori-Isolaten von Patienten ohne Vorbehandlung und nach einmaliger bzw. mehrmaliger erfolgloser Vorbehandlung (ResiNet-Studie (5), Stand April 2005)

Resistenz (%) gegen Breakpoint mg/Liter

Patienten ohne Vorbehandlung

Patienten 1x vorbehandelt

Patienten mehrfach vorbehandelt

Metronidazol (MTZ)a) 8 26,8 53,1 84,2

Clarithromycin (CLA) a) 1 5,5 50,0 81,6

MTZ und CLA a) entfällt 2,5 34,4 73,7

Ciprofloxacin a) 1 14,5 21,9 18,4

Rifabutin b) 4 5,8 12,9 7,5

a) Etest; b) Agardiffusionstest


Nicht invasive Verfahren

Falls die klinische Symptomatik einerseits mit einer H. pylori-Infektion vereinbar ist, andererseits aber keine Indikation für eine endoskopische Untersuchung besteht oder diese vom Patienten abgelehnt wird, kann der Nach-weis einer aktuellen H. pylori-Kolonisation über den 13C-Harnstoff Atemtest oder den H. pylori-Stuhl-Antigen-ELISA geführt werden. Die Serologie als besonders preis-günstiges Verfahren ist hier ebenfalls ohne Einschränkung geeignet, da diese Patientengruppe laut Definition nicht antimikrobiell vorbehandelt ist. Auch diese Patienten können wegen der günstigen Resistenzlage mit guten Erfolgsaussichten empirisch behandelt werden.

Die erfolgreiche Erregereradikation sollte bei dieser Pati-entengruppe möglichst immer kontrolliert werden, da auch nach erfolgreicher Therapie das klinische Beschwerdebild unverändert weiter bestehen kann und somit keinen Rück-schluss auf den Erfolg der antimikrobiellen Behandlung zulässt.

Diagnostik bei vorbehandelten Patienten

Patienten, die bereits erfolglos antibiotisch behandelt wurden, beherbergen im Vergleich zu unbehandelten Patienten bereits nach dem ersten Therapieversuch H. pylori-Bakterien, die signifikant häufiger resistent gegen Metronidazol und Clarithromycin sind (Tabelle1, aktuelle Studienergebnisse „ResiNet“ siehe www.nrz-helicobacter.de „ResiNet“) Nach mehrfacher Vorbehand-lung sind etwa 70% der Erreger sowohl gegen Metronida-zol als auch gegen Clarithromycin resistent (5). Da die Infektion in diesen Fällen bereits bekannt ist, muss das Hauptziel der Diagnostik deshalb nicht der Erregernach-weis, sondern die Untersuchung der Antibiotikaempfind-lichkeit im Hinblick auf weitere Therapieversuche sein.

Deshalb ist, wenn immer möglich, die Kultivierung der Erreger aus Magenbiopsien mit dem Ziel der Empfind-lichkeitstestung anzustreben. Falls dies aufgrund fehlender Laborkapazitäten nicht möglich ist, muss auf die Thera-pieschemata der kalkulierten Zweitlinientherapie (Rescue-Schemata) zurückgegriffen werden.

Die wichtigsten diagnostischen Testverfahren

Serologie

Praktisch alle Individuen mit einer chronischen H. pylori-Infektion entwickeln spezifische Antikörper gegen H. pylori-Antigene (6,7,8). Während Antikörper der IgG-Klasse nahezu regelmäßig vorkommen, bildet ein geringe-rer Teil IgA; spezifisches IgM wird selten nachgewiesen. Verschiedene Oberflächen- bzw. zytosolische Proteine repräsentieren immundominante Antigene (9). Als beson-ders wichtiges Antigen gilt CagA, erstmals als immundo-minantes 120 kDa Protein beschrieben (8), das zusammen mit dem 97 kDa großen VacA-Protein die sog. Typ I-Stämme charakterisiert (10). Der Nachweis von IgG im ELISA erreicht Sensitivitäts- und Spezifitätswerte von über 90% (11) sowie positive (95-100%) und negative Vorhersagewerte (84-89%), die mit denen von Histologie, Harnstoff-Atemtest und Urease-Schnelltest vergleichbar sind (12). Die Spezifität und Sensitivität des Nachweises von anti-H. pylori-IgA im ELISA ist mit 39-82% deutlich geringer (13), vereinzelt (< 10%) kommen isolierte IgA-

Antikörper ohne IgG-Antwort vor. Mit dem Immunoblot können Antikörper gegen einzelne Antigene, vor allem gegen CagA, aber auch, wenn auch nicht regelmäßig, gegen VacA nachgewiesen werden. Somit ist die Unter-scheidung von Infektionen durch CagA-positive und –negative H. pylori Stämme möglich. Der Immunoblot wird heute in der Regel als Bestätigungsreaktion bei un-klaren ELISA-Ergebnissen eingesetzt. Als Screening-Test kann der IgG-ELISA empfohlen werden. Zu alternativen serologischen Untersuchungen von Speichel und Urin liegen bisher noch keine ausreichenden Erfahrungen aus der Routinediagnostik vor. Einschränkungen der Serodi-agnostik sind bedingt durch die Antikörperpersistenz nach Eradikationstherapie (3) sowie durch die unsichere Sero-reaktion bei AIDS-Patienten (14). Die Serologie hat Vor-teile in Fällen mit fortgeschrittener Atrophie der Magen-schleimhaut sowie unter Protonenpumpeninhibitoren, Konditionen, bei denen sowohl der Atemtest als auch der Stuhlantigentest falsch negativ verlaufen kann (15,16).

Harnstoff-Atemtest

Der Harnstoff-Atemtest basiert auf der besonders starken Produktion des Enzyms Urease durch H. pylori. Bei der enzymatischen Spaltung von 50 – 100 mg oral verabreich-tem 13C-markiertem Harnstoff entsteht im H. pylori-kolonisierten Magen dabei neben Ammoniak auch 13CO2 als weiteres Reaktionsprodukt. Das markierte CO2 kann in der Atemluft gemessen werden. Die Messgenauigkeit des Verfahrens wird durch eine Testmahlzeit oder häufiger durch die Verabreichung des Harnstoffs in Citronensäure verbessert. Durch die Verwendung von Harnstoff in Tab-lettenform soll zudem die Interferenz mit Urease-produ-zierenden Bakterien der Mundhöhle vermindert werden.

Der Harnstoff-Atemtest weist bei Erwachsenen eine Spe-zifität und Sensitivität von etwa 95% auf (17). Bei Kin-dern wurden nach der Verabreichung von 50 mg 13C in Orangensaft Sensitivitäten von 88 – 93% und Spezifitäten von 96 – 100% gemessen (18,19).

Der Harnstoff-Atemtest kann ausschließlich stoffwechsel-aktive Bakterien nachweisen, die in ausreichender Zahl vorhanden sein müssen und zudem eine möglichst optima-le Ureaseaktivität zeigen. Die Erregerdichte und deren Stoffwechselaktivität sind häufig auch nach erfolgloser Therapie vorübergehend reduziert. Deshalb kann ein Harnstoff-Atemtest bis mehrere Wochen nach einer er-folglosen Eradikationstherapie falsch negative Ergebnisse erbringen. Weiterhin versagt der Harnstoff-Atemtest bei akuter Ulkusblutung (20), und Protonenpumpeninhibito-ren scheinen eine hemmende Wirkung auf die Ureaseakti-vität auszuüben, die mit einer Reduktion der Sensitivität auf 60 bis 30% einhergehen kann (21,15). Es wird deshalb empfohlen, den Harnstoff-Atemtest frühestens vier, besser sechs Wochen nach Eradikationstherapie durchzuführen und Protonenpumpeninhibitoren mindestens 1 Woche, besser 2 Wochen vor dem Test abzusetzen.

H. pylori-Antigen-Nachweis aus Stuhlproben

Hierzu wird H. pylori-Antigen aus Stuhlproben an po-lyklonale oder monoklonale anti-H. pylori-Antikörper gebunden, die an Plastikoberflächen (meist Mikrotiterplat-ten) adsorbiert sind. Anschließend erfolgt der Nachweis des gebundenen Antigens mit dem ELISA-Verfahren. Der Stuhl sollte dazu möglichst frisch getestet oder bis zum Untersuchungszeitpunkt bei – 20°C aufbewahrt werden.


Die erste Testkitgeneration (HpSA) basierte auf der Ver-wendung polyklonaler Antikörper.

Bei 10.858 nicht vorbehandelten Patienten aus 89 Studien wurden eine mittlere Sensitivität, Spezifität sowie ein positiver bzw. negativer Vorhersagewert von 91%, 93%, 92% and 87% erreicht (22). Inzwischen wurden Testver-fahren auf der Grundlage monoklonaler Antikörper entwi-ckelt. Damit wurden in bisher 8 Studien mit insgesamt 1399 Patienten signifikant bessere Ergebnisse erzielt (Sen-sitivität, Spezifität, PPV, NPV von 96, 97, 96 bzw. 97%). In 39 Studien wurden insgesamt 3147 Patienten 4 – 8 Wochen nach Eradikationstherapie untersucht. Dabei wurden Werte von 86%, 92%, 76% and 93% für die mitt-lere Sensitivität, Spezifität sowie PPV und NPV gefunden. Testverfahren mit monoklonalen Antikörper waren dabei denen mit polyklonalen Antikörpern signifikant überle-gen. Die Ergebnisse waren uneinheitlich, wenn die Unter-suchung vor Ablauf der vierten Woche nach Therapieende durchgeführt wurde. Weiterhin können die Testergebnisse wie beim Harnstoff-Atemtest unter der Einnahme von Protonenpumpen-Inhibitoren sowie bei gastrointestinalen Blutungen falsch negativ werden. Eine deutsche Kohor-tenstudie mit 302 Kindern konnte kürzlich zeigen, dass der Test auch für die Untersuchung von Kindern hervor-ragend geeignet ist (Sensitivität: 98%, Spezifität: 99%) (23).

Urease-Schnelltest aus Magenbiopsien

Mit dem Urease-Schnelltest (HUT) und anderen ver-gleichbaren Testsystemen wird Urease-Aktivität aus Ma-genschleimhautbiopsien nachgewiesen. Das Testprinzip basiert wie beim Harnstoff-Atemtest auf der enzymati-schen Umsetzung von Harnstoff in CO2 und Ammoniak, wobei in ein harnstoffhaltiges halbfestes oder flüssiges Medium verwendet wird, dem ein pH-Indikator, z. B. Phenolrot, zugesetzt ist. Ist Ureaseaktivität, in der Regel ausgehend von H. pylori, in der Biopsie vorhanden, führt das Reaktionsprodukt Ammoniak zu einer Alkalisierung des Testmediums und somit innerhalb von 1 bis 3 Stunden zu einem Farbumschlag des Indikators. Wärmezufuhr und größere Biopsievolumina beschleunigen die Reaktion. Das Testverfahren ist hochspezifisch (93 – 100%), die Sensiti-vität liegt zwischen 89 und 98% und ist stark von der Kolonisierungsdichte der Biopsie sowie von der Stoff-wechselaktivität der Erreger abhängig (24,12,25). Dies führt, ähnlich wie beim Harnstoff-Atemtest, zu falsch negativen Ausfällen unter PPI, bei Magenblutungen sowie in den ersten 4 bis 6 Wochen nach Eradikationstherapie.

Anzucht und antimikrobielle Empfindlichkeit von H. pylori

Zur Anzucht von H. pylori werden möglichst frische Ma-genbiopsien (Transportzeit in Transportmedium < 24 Std.) in einem sterilen Eppendorf-Gefäß (1,5 ml) mit einem sterilen Kunststoff-Pistill (Lieferadresse siehe Anhang) (Arbeitsanleitung siehe www.nrz-helicobacter.de „Dia-gnostik“) entnommen und homogenisiert. Vom Homoge-nat werden Spezialnährböden mit bzw. ohne Antibiotika-zusätze (Rezepte siehe www.nrz-helicobacter.de „Dia-gnostik“) direkt mit dem Pistill beimpft sowie ein kleines Ausstrichpräparat (∅ 5 mm) nach Gram gefärbt und beur-teilt. Der Rest der Biopsie wird mit 1 ml Harnstoff-Bouillon überschichtet, bei Raumtemperatur inkubiert und parallel zur Kultur auf Farbumschlag nach rot kontrolliert.

Nach 48 Stunden Inkubation bei 36° C in mikroaerophi-ler, feuchter Atmosphäre werden die Nährböden zum ersten Mal abgelesen und verdächtige Kolonien subkulti-viert. Nährböden, die kein Wachstum zeigen, werden nach 3, 5 und ggf. 10 Tagen nochmals kontrolliert. In der Regel sind nach 48 Stunden feine Kolonien sichtbar, selten be-nötigen die Erreger 5 Tage. Wachstum nach 10 Tagen ist eine Rarität, aber nicht auszuschließen. Empfindlichkeits-testungen werden mit dem E-Test von der Primärkultur oder ggf. nach Subkultur gegen Metronidazol, Clarithro-mycin, Amoxicillin, Tetracyclin und Ciprofloxacin durch-geführt, gegen Rifampicin kann mit dem Agardiffusions-verfahren, besser mit dem Etest getestet werden (Break-points siehe Tabelle 2). Zeigt die Harnstoffbouillon mit dem Biopsierest einen Farbumschlag und bleibt die Kultur negativ, kann daraus mit molekulargenetischen Methoden eine „Rescuediagnostik“ erfolgen (s. unten).

Die Einsendung einer Antrum- und einer Corpusbiopsie an das mikrobiologische Labor sollte im Transportmedium (z. B. Portagerm Pylori, BioMerieux) erfolgen, das vom Untersuchungslabor auf Anforderung zur Verfügung ge-stellt wird. Biopsien zur mikrobiologischen Untersuchung werden als erste entnommen und ca. 1 mm in das Trans-portmedium eingesenkt. Die Transportzeit sollte unge-kühlt 24 Stunden keinesfalls überschreiten. Falls der Urea-se-Schnelltest (z. B. HUT) abgewartet wird, können die Biopsien bis max. 3 Stunden in sterilem NaCl im Kühl-schrank zwischengelagert werden.

Mindestens 1 Woche bzw. 4 Wochen vor einer geplanten mikrobiologischen Untersuchung sollten Protonenpumpe-ninhibitoren bzw. Antibiotika abgesetzt werden. Die Gast-roskopie ist, wenn möglich, ohne bakterizide Entschäumer durchzuführen.

Die Spezifität der Kultur beträgt 100%, außerdem können bisher nur über die Kultur sämtliche relevanten Antibioti-ka auf Wirksamkeit getestet werden. Die Sensitivität des Verfahrens wird allerdings durch eine Reihe von Faktoren beeinflusst (Transportzeit, Erregerdichte und –vitalität, Qualität der Nährböden, sekundäre Kontamination der Probe, Erfahrung des Laborpersonals) und kann deshalb von 50 bis 90% schwanken. Unter optimalen Bedingun-gen wird eine Sensitivität über 90% erreicht.

Erfahrungsgemäß reißen Isolate oft bei dem Versuch einer Subkultur ab. Mit drei Maßnahmen kann der Erfolg der Subkultur entscheidend verbessert werden:

1. H. pylori nie länger als 30 Minuten der Umgebungsluft aussetzen

2. bei geringem Wachstum auf H. pylori verdächtige Kolonien nicht direkt auf einer ganzen Platte fraktio-nieren, sondern primär relativ dicht auf einer 5 Cent großen Fläche ausstreichen und erst nach ca. 20 Stun-den mikroaerober Inkubation bei 37° C auf der glei-chen Platte weiter fraktionieren

3. stets möglichst frische Platten für die Subkultur ver-wenden

Molekulargenetische Diagnostik (Erregernachweis und Resistenzbestimmung)

Die molekulare Diagnostik der H. pylori-Infektion hat in den letzten Jahren vor allem durch den Einsatz der Real-Time PCR-Technologie an Bedeutung gewonnen. Mit dieser Methode ist nicht nur der Nachweis von H. pylori


aus klinischem Untersuchungsmaterial möglich, sondern auch eine genotypische Empfindlichkeitsprüfung gegen-über in der H. pylori-Therapie eingesetzten Antibiotika.

Insbesondere in den Fällen, in denen eine konventionelle Sensibilitätstestung des Keims nicht mehr möglich ist, wie beispielsweise nach zu langen Transportzeiten der zu untersuchenden Biopsie oder bei Kontaminationen, helfen solche molekularbiologische Methoden dem mikrobiolo-gischen Labor, dem behandelnden Gastroenterologen bezüglich einer Therapie wichtige Hinweise zu liefern.

Real-Time PCR-Verfahren zeichnen sich einerseits durch ein hohes Maß an Zuverlässigkeit und Geschwindigkeit, andererseits durch eine hohe Spezifität und Sensitivität (> 95%) aus. Mit einem kommerziell erhältlichen DNA-Extraktionskit kann aus den Biopsieresten, welche zuvor dem Urease-Test zugeführt worden waren (s. oben), eine DNA-Präparation hergestellt und auf das Vorhandensein von H. pylori-DNA untersucht werden. In der Regel ist hierbei der Nachweis eines H. pylori-eigenen Gens, wie z. B. ureC, zu favorisieren (26). Auch der Nachweis von H. pylori auf Ebene der 16S rRNA-Gene mit Hilfe einer sog. TaqMan-Sonde wird beschrieben (27).

Eine der hervorstechendsten Eigenschaften der Real-Time PCR ist jedoch zweifellos die Möglichkeit ein Mutations-Screening mit Hilfe von Schmelzkurvenanalysen durch-zuführen. Diese Technik erlaubt es dem Anwender bei-spielsweise, Punktmutationen in den 23S rRNA Genen von H. pylori, welche für eine Resistenz gegenüber Cla-rithromycin und anderen Makroliden determinieren, zu detektieren (28,29). Auch eine genotypische Resistenztes-tung von H. pylori gegenüber Gyrasehemmern durch Detektion von Mutationen im gyrA-Gen ist möglich (30).

Die Sensitivität dieser Real-Time PCR-Verfahren über-trifft sowohl die der Kultur als auch der Histopathologie, und in ca. 98% der Fälle stimmt die genotypische Resis-tenzbestimmung mit der phänotypischen Resistenzbe-stimmung durch den E-Test überein (31).

Trotz dieser enormen Fortschritte in der molekularen Diagnostik sollte aber nach wie vor die Kultur des Bakte-riums mit anschließender phänotypischer Sensibilitätstes-tung als Goldstandard angestrebt werden, um eine indivi-duelle Therapie-Strategie bei bereits erfolglos therapierten Patienten zu erarbeiten. Real-Time PCR basierte Metho-den sind allerdings in solchen Fällen, in denen eine kon-ventionelle Resistenztestung nicht mehr möglich ist, eine hervorragende und aussagekräftige Alternative.

Literatur 1. Suerbaum S, Michetti P (2002) Helicobacter pylori infection. N

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Anhang:

Pellet pestel oder Einmalplastikstempel Bestell-Nr. 7495211500

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Korrespondenzadresse:

Professor Dr. med. Manfred Kist Nationales Referenzzentrum für Helicobacter pylori Abteilung Mikrobiologie und Hygiene Universitätsklinikum Freiburg Hermann-Herder-Str. 11 79104 Freiburg Tel 0761-2036590 Fax 0761-2036562 [email protected]

BUCHBESPRECHUNG

Management of Multiple Drug-Resistant Infections herausgegeben von Stephen H. Gillespie. 403 Seiten, zahlreiche Abbildungen und Tabellen, geb.. Verlag Humana Press, Toto-wa/USA, 2004. ISBN 1-58829-230-4. US$ 125,00. Das von Stephen H. Gillespie herausgegebene Buch beschäftigt sich mit dem Umgang mit multi-resistenten Krankheitserregern. Es werden gram-positive und gram-negative Bakterien, Myko-bakterien, Pilze, Parasiten sowie Viren besprochen. Die einzel-nen Kapitel beschreiben prominente Vertreter des jeweiligen Bereichs. Die Auswahl erscheint zum Teil jedoch etwas willkür-lich. Bei den gram-positiven Bakterien wird der Schwerpunkt auf Streptococcus pneumoniae und Staphylococcus aureus gelegt. Dabei werden auch bislang wenig relevante Probleme wie die Vancomycin-Resistenz von Pneumokokken behandelt, während die Therapieoptionen bei MRSA nicht in einem eigenen Kapitel diskutiert werden. Zur Problematik bei Infektionen mit multi-resistenten Staphylokokken finden sich ein Kapitel, das sich mit der Glykopeptid-Resistenz beschäftigt, und ein sehr interessantes Kapitel, das Studien zur Evidenz von Isolationsmaßnahmen bei MRSA-Patienten vorstellt. Bei den gram-negativen Erregern werden Acinteobacter sp., Helicobacter pylori, Neisseria gonorrhoeae, Salmonella sp. und Burkholderia pseudomallei besprochen. Ein eigenes Kapitel zum Umgang und zur Therapie mit resistenten Pseudomonaden fehlt, die Problematik wird lediglich im Kapitel zu Harnwegsinfektio-nen mit multi-resistenten Erregern angesprochen. Dies verwun-dert insofern, als der in Europa sehr seltenen Meliodose ein eigenes Kapitel gewidmet ist. Die Epidemiologie von Infektionen mit multi-resistenten Myco-bacterium tuberculosis und die Therapieoptionen werden im Teil Mykobakterien behandelt, wobei konkretere Angaben zu den einzelnen Therapieregimen wünschenswert gewesen wären. Hilfreich ist das Kapitel, das sich mit der Therapie von MOTT

Infektionen beschäftigt. Die Schwierigkeiten bei der Testung und die Studienlage zur Kombinationstherapie bei den einzelnen Erregern werden diskutiert. Der Pilzteil enthält zwei Kapitel, eines zum Management resis-tenter Candida Infektionen und eines zur Therapie bei natürli-cherweise Amphotericin-resistenten Pilzen. Die Kombination von Amphotericin B mit Flucytosin bzw. mit Azolen wird disku-tiert. Interessant wären hier Angaben zu Kombinationsmöglich-keit mit den neu eingeführten Therapeutika gewesen. Bei den Parasitosen werden die multi-resistente Malaria und die Praziquantel-Resistenz von Schistosomen besprochen. Das Malaria-Kapitel stellt ausführlich die Therapieoptionen bei Infektion mit resistentem Plasmodium falciparum und bei Mischinfektionen vor. Auch das Vorgehen bei verschiedenen Patientengruppen wie Schwangeren, sehr kleinen Kindern und bei kongenitaler Malaria wird behandelt. Der virologische Teil beschäftigt sich mit dem Management von Resistenzen bei HIV und CMV. Es lässt sich zusammenfassen, dass die einzelnen Kapitel in unterschiedlichem Ausmaß die Epidemiologie, die Resistenzme-chanismen, die klinische Bedeutung, Hygienemaßnahmen, die Schwierigkeiten bei der Testung und Empfehlungen zur Thera-pie vorstellen. Zum Teil wird auf Empfehlungen von Fachgesell-schaften verwiesen, die Literaturangaben zu jedem Kapitel sind ausführlich und die Tabellen durchweg übersichtlich. Eine ein-heitlichere Gliederung der Kapitel hätte vielleicht dazu geführt, dass tatsächlich alle Punkte gleichermaßen behandelt worden wären. So fehlen beispielsweise im Kapitel zu Helicobacter pylori die Angaben zu den Therapieoptionen bei Vorliegen einer Resistenz völlig. Insgesamt bietet das Buch sicher einen guten Überblick. Eine straffere Gliederung und eine übersichtlichere Präsentation würden allerdings das schnelle Nachschlagen erleichtern.

Friederike v. Loewenich, Freiburg


DIAGNOSTIK

Sinnvolle Diagnostik von Legionella-Infektionen

P. Ch. Lück und J. H. Helbig Legionellen kommen weit verbreitet im Wasser von Haus-installationen und anderen technischen Systemen vor. Nach aerogener Übertragung können Legionella-Pneumonien (Legionärskrankheit) oder Influenza-ähnliche respiratorische Infekte (Pontiac-Fieber) entstehen. Da das klinische Bild keine Differenzierung von Pneumonien durch andere Erreger gestattet, muss die mikrobiologische Diagnostik die Ätiologie beweisen. Hierfür sind Anzucht der Legionellen, Nachweis Legionella-spezifischer Anti-gene bzw. Nukleinsäuren und der Antikörpernachweis im Patientenserum geeignet. Keines der aufgeführten mikro-biologischen Verfahren besitzt allein eine ausreichende Sensitivität, so dass nach Möglichkeit der Einsatz mehre-rer Methoden anzustreben ist. Vor- und Nachteile der einzelnen Verfahren werden beschrieben.

Ökologie

Als typische Umweltkeime sind Legionellen in natürli-chen und artifiziellen aquatischen Standorten weit verbrei-tet. Ihre natürlichen Wirte sind Amöben und andere im Wasser lebende Einzeller (Abb. 1). In der Umwelt und im kalten Wasser kommen sie nur in geringen Mengen vor und stellen keine hygienische Gefahr dar. Werden sie jedoch in Warmwassersysteme eingetragen, so finden sie und ihre Wirte bei 25 bis 45°C optimale Vermehrungs-temperaturen (AbuKwaik et al. 1998). Legionellen können dann häufig aus Wasserleitungen, Schwimmbädern und Rückkühlwerken, selten auch aus Beatmungs- und Inhala-tionsapparaten, Eismaschinen und Dentaleinheiten isoliert werden. Bei der Untersuchung von Legionella- Epide-mien, z. B. in Philadelphia (Fraser et al 1978), in Murcia (Garcia-Fulgueiras et al. 2003) oder auf der Blumenschau in den Niederlanden (Den Boer et al. 2002) zeigte sich, dass nur ein relativ geringer Teil der exponierten Personen erkrankt. In der Regel sind dies ca. 1%. Diese niedrige Manifestation ist für aerogen übertragbare Infektionen (wie z. B. Masern, Tuberkulose) eigentlich untypisch und für Legionellosen nur damit zu erklären, dass infizierte Amöebenpartikel, die nicht homogen im Aerosol verteilt sind, übertragen werden.

Epidemiologie

Als Krankheitserreger wurden Legionellen erstmals nach der denkwürdigen Epidemie von Philadelphia aus dem Jahr 1976 beschrieben. Erkrankungen durch Legionellen traten jedoch schon früher auf. Aufgrund ihrer ungewöhn-lichen Ansprüche an künstliche Nährmedien und damit fehlender Diagnostikverfahren blieben sie jedoch lange Zeit unentdeckt.

Abb. 1. Intrazelluläre Vermehrung von Legionella pneumophi-

la (angefärbt mit monoklonalem Antikörper gegen ein Outer Membrane Protein in artifiziell infizierten A-möben (A) und Makrophagen aus einer BAL eines Pa-tienten (B)


Seit dem Inkrafttreten des neuen Infektionsschutzgesetzes ist die Legionellose deutschlandweit eine meldepflichtige Erkrankung. Das Robert-Koch-Institut hat Falldefinitionen formuliert, die im gewissen Sinn auch die Spezifität der diagnostischen Verfahren widerspiegeln (Tab.1). So wur-den im Jahr 2001 328, im Jahr 2002 413, im Jahr 2003 395 und im Jahr 2004 475 Legionellosen an das RKI ge-meldet (Abb. 2). Dies entspricht einer Inzidenz von ca. 5 Fällen je 1 Million Einwohner. In anderen europäischen

Ländern liegt die gemeldete Inzidenz deutlich höher. So wurden im Jahr 2002 in Spanien 34,1, in Dänemark 19,2, in den Niederlanden 17,9 und in Frankreich 16,9 Fälle je 1 Millionen Einwohner registriert (C. Joseph, 2004). Da nicht anzunehmen ist, dass die Inzidenz in diesen Ländern wirklich von der in Deutschland abweicht, kann nur ge-schlussfolgert werden, dass die Legionella-spezifische Diagnostik bei uns seltener durchgeführt wird.

327413 395 475

15

386

1843

265 276

0200400600800

100012001400160018002000

Legi

onel

la 2

001

Legi

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la 2

002

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004

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2004

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004

Abb. 2 Infektionen durch Legionellen und andere ausgewählte Infektionen, Meldezahlen des Robert Koch Instituts

Tab.1 Falldefinitionen des RKI für Legionella-Infektionen 2004

────────────────────────────────────────────────────────────── Klinisches Bild einer akuten Legionellose, definiert als • Lungenentzündung (Legionärskrankheit) oder • Pontiac Fieber (mind. zwei der drei folgenden Symptome: Fieber, Muskelschmerzen, Husten. und Labordiagnostische Bestätigung (meldepflichtiger Befund) • Erregerisolierung aus Sekreten des Respirationstraktes (BAL, Trachealsekret, Sputum), Lungengewebe, Pleuraflüssigkeit, • L.-pneumophila-Antigen-Nachweis mittels validierter Verfahren im Urin, • Nukleinsäurenachweis (z.B. PCR) • Legionella-Antikörpernachweis gegen monovalente (Serogruppen oder Spezies-spezifische Antigene mittels validiertem indirektem Immunofluoreszenztest 1. signifikanter Titeranstieg 2. einmaliger signifikant hoher Wert Labordiagnostischer Verdacht (nicht meldepflichtig) • Antigennachweis aus respiratorischem Material, und • IgM- und IgG-Antikörpernachweise mittels ELISA (auch in Kombination) ───────────────────────────────────────────────────────────────────


Aufgrund von Daten bisheriger, weltweiter Prävalenzstu-dien ging man in Deutschland von 8.000 bis 12.000 Er-krankungen pro Jahr aus. Nach den neusten eigenen Un-tersuchungen, die im Rahmen des Kompetenznetzwerkes ambulante Pneumonien (CAPNETZ) erhoben wurden, waren 3,7% von 1798 ambulant erworbenen Pneumonien durch Legionellen bedingt. Rechnet man diese Daten hoch, so liegt die Zahl der ambulant erworbenen Legionel-lenpneumonien bei 10-15.000. Als Sonderform der ambu-lant erworbenen Legionellose werden Reise-assoziierte Infektionen im Rahmen eines Europäischen Netzwerkes (EWGLINET) überwacht. Besonderes Ziel ist hierbei, Gruppenerkrankungen zu finden, die mit Hotels assoziiert sind um weiter Infektionen zu vermeiden.

Nach Erhebungen der European Working Group for Legi-onella Infections und US-amerikanischen Untersuchungen sind 1/5 bis 1/3 aller Legionellosen nosokomial erworben (Joseph, 2004; Benin et al. 2002). Somit ist in Deutsch-land mit weiteren 3 -5.000 Fällen zu rechnen.

Die Familie der Legionellaceae umfasst heute 51 Spezies mit insgesamt 73 Serogruppen (Enzéby www.cict.fr) (Tab. 2). Diese Aufstellung wird ständig erweitert, da weitere Spezies und Serogruppen entdeckt werden. Sowohl bei den Umwelt- als auch bei den klinischen Isolaten stellt Legionella pneumophila, und hierbei besonders Serogrup-pe 1, den größten Anteil. Die Verteilung der im Konsiliar-labor Seit 1986 serotypisierten klinischen Isolate ist in Abb. 3 dargestellt. Hieraus wird ersichtlich, dass der Großteil der ambulanten und Reise-assoziierten Legionel-losen durch L. pneumophila Serogruppe 1 und hierbei von den MAb 3-1 positiven Stämmen verursacht wird. Es wird postuliert, dass MAb 3-1 positive Stämme ein höheres Virulenzpotenzial besitzen, ohne dass es hierfür bisher molekularbiologische Belege gibt. Bei den nosokomialen Isolaten entspricht die Verteilung der Serotypen hingegen annähernd der bei Wasserisolaten gefundenen, was wie-derum ein Indiz dafür ist, dass bei vorgeschädigten Patien-ten jede Art von Legionellen Erkrankungen verursachen kann.

Klinik

Legionellosen entstehen als Legionella-Pneumonie (Legi-onärskrankheit) oder respiratorischer Infekt (Pontiac-Fieber) nach Übertragung von Legionella-haltigen Aero-solen auf den Menschen (Fields et al. 2002). Auch inappa-rente Serokonversionen wurden beschrieben (Tab.3). Das breite Spektrum der klinischen Manifestationen hängt von der Stamm-spezifischen Virulenz, der aktuellen Infekti-onsdosis und der Stärke der Infektabwehr ab. Ob eine alimentäre Infektion über Legionellen-haltiges Trinkwas-ser bei stark abwehrgeschwächten Personen möglich ist, gilt nicht als sicher, einige Daten sprechen jedoch dafür. Eine Übertragung der Legionellen von infizierten Patien-ten auf andere Personen wurde bisher nicht beschrieben.

Legionellosen lassen sich aufgrund der Einrichtung, in der die Infektion entstand, in ambulant erworbene und noso-komiale unterscheiden. Definitionsgemäß gilt bei einer Inkubationszeit von 2-10 Tagen jede Legionella-Pneumonie, die nach Ablauf dieser Zeit in einer Klinik oder nach Entlassung erworben wurde, als nosokomial. Je nach Anzahl der Exponierten, der Virulenz und anderer Faktoren kann es zu sporadischen Einzelerkrankungen, zu kleinen Häufungen oder zu Epidemien kommen.

Tab. 2: Legionella-Spezies (Serogruppen)

Legionella-Spezies Serogruppen L.adelaidensis (1) L.anisa (L,P) (1) L.beliardensis (1) L.birminghamensis (L) (1) L.bozemanii (L) (2) L.brunensis (1) L.busanensis (1) L.cherrii (1) L.cincinnatiensis (L) (1) L.drozanski (1) L.dumoffii (L) (1) L.erythra (2) L.fairfieldensis (1) L.fallonii (1) L.feeleii (L,P) (2) L.geestiana (1) L.gormanis (L) (1) L.gratiana (1) L.gratiana (1) L.gresilensis (1) L.haeckeliae (L) (2) L.israelensis (L) (1) L.jamestownsiensis (1) L.jordanis (L) (1) L.lansingensis (1) L.londiniensis (2) L.longbeachae (L) (2) L.lytica (L) (1) L.maceachernii (L) (1) L.micdadei (L,P) (1) L.moravica (1) L.nautarum (1) L.oakridgensis (1) L.parisiensis (1) L.pneumophila (L,P) (15) L.quateriensis (1) L.quinlivanii (1) L.jeonii (1) L.drancourtii (1) L.rowbothamii (1) L.rubrilucens (1) L.sainthelensi (L) (2) L.santicrucis (1) L.shakespearei (1) L.spiritensis (2) L.steigerwaltii (1) L.tauriniensis (1) L.tucsoniensis (L) (1) L.wadsworthii (L) (1) L.walthersii (1) L.worsliensis (1) (L) Pneumonieerreger (P) verursacht Pontiac-Fieber


Abb. 3 Verteilung der Serotypen von Legionella Isolaten, die von 1986 bis 2005 am Konsiliarlabor typisiert worden sind

Tab. 3: Klinische Verlaufsformen der Legionellose

Legionellapneumonie Pontiac-Fieber Extrarespiratorische Manifestation

Inapparente Serokonversion

Häufigkeit 1-5% (bis 30%) aller Pneumonien

geschätzt 10 mal häufiger als Pneu-monie

? geschätzt 100 mal häufiger als Pneumonie

Manifestation-rate

1-5% 90-98% ? ?

Inkubationszeit 4-10 (-20) Tage 1-2 Tage ? ? Krankheitsdauer 2-3 Wochen und län-

ger 2-5 Tage 2-3 Wochen

Klinik Allgemeininfektion mit Pneumonie, Pleuritis, ZNS- und andere extrapulmonaler Symptomatik

Influenza-ähnlich Wundinfektionen nach Baden in Legionella-haltigem Wasser, Proktitis, Herzklappen-endokarditis

keine

Letalität 2-10% (bis 80%) 0 wie Pneumonie Chemotherapie Makrolide Fluorchino-

lone Rifampicin nicht erforderlich Chirurgische Sanie-

rung, Chemotherapie wie bei Pneumonie

2641

32105

95

1

9

24

39

178

513

4575

334

1 4 6 12 87

0%

20%

40%

60%

80%

100%

L.non-pneumophila

L.pneumophila 2-15

L.pneumophila Sg 1(Mab 3/1 neg)

L.pneumophila Sg 1(MAb3/1 pos)


Diese können zeitlich begrenzt sein, aber auch über Jahre andauern. Letztgenannte Ereignisse sind immer sehr spek-takulär und dienen oft zur Aufklärung epidemiologischer Zusammenhänge.

Die klinischen und röntgenologischen Befunde bei Legio-nella-Pneumonien sind nicht typisch für Legionellosen. Bestimmte Verdachtsmomente, z. B. Reisen und damit verbundener Aufenthalt in Hotels (Mittelmeerländer), Nichtansprechen auf Betalaktam- oder Aminoglykosid-Antibiotika oder Auftreten in Krankenhäusern mit be-kannter Legionella-Kontamination des Warmwassersys-tems, sollten jedoch immer an eine Legionellose denken lassen. Die exakte Diagnose wird mikrobiologisch gestellt.

Therapie der Legionellose

Da Legionellen intrazelluläre Erreger sind, kommen nur intrazellulär wirksame Antibiotika zur Therapie in Frage. Aufgrund der noch nicht optimalen Sensitivität und Schnelligkeit der zur Verfügung stehenden mikrobiologi-schen Testverfahren sowie der relativ niedrigen Prävalenz von 1-5% sind prospektive Studien bisher nicht durchge-führt wurden und auch in Zukunft schwierig. Die Bewer-tung der antimikrobiellen Aktivität verschiedener Antibio-tika bzw. Kombinationen beruht deshalb neben tierexpe-rimentellen Untersuchungen auf retrospektiven Analysen und klinischen Einzelbeobachtungen. Die Beurteilung eines klinischen Erfolges der Chemotherapie wird zusätz-lich dadurch erschwert, dass die Mortalität respektive deren Senkung durch Antibiotika entscheidend von Grundleiden bzw. Abwehrlage abhängt (Ewig et al. 2002).

Seit dem Ausbruch in Philadelphia 1976 ist Erythromycin das Mittel der Wahl zur Therapie der Legionellose. Da es nur bakteriostatisch wirkt, muss 2 bis 3 Wochen therapiert werden. Rifampicin soll bei komplizierten Verläufen zu-sätzlich gegeben werden. Beide Antibiotika bewirken jedoch nur eine reversible Hemmung der intrazellulären Legionellen, was auf die Bedeutung der Abwehrlage des Patienten hinweist. Neuere Makrolid-Antibiotika, wie Roxithromycin, Azithromycin oder Chlarithromycin mit verbesserter Pharmakokinetik, weniger Nebenwirkungen und einer irreversiblen Hemmung der Legionellen werden in Zukunft das klassische Erythromycin verdrängen. Ins-besondere Azithromycin ist eine sehr wirksame Substanz gegen Legionellen (Ewig et al. 2002).

In Zellkultur- und Tierversuchen zeigten auch die neueren Chinolone, wie Ciprofloxacin, Levofloxacin, und Moxi-floxacin eine sehr gute Wirksamkeit gegen Legionellen. Berichte von Patienten unterstreichen diese positiven Erfahrungen, so dass hiermit Alternativen, besonders für immunsupprimierte Patienten, da es keine Interaktionen mit Cyclosporin gibt, zur Verfügung stehen (Ewig et al. 2002,).

Bisher gibt es wenige Vergleichsstudien mit Makroliden und Chinolonen. Während des Ausbruchs in Murcia wur-de Levofloxacin und Chlarithromycin/Azithromycin ver-glichen. In der Levofloxacin- Gruppe waren seltener Komplikationen und eine kürzere Hospitalisierungsdauer zu verzeichnen (Garrido et al. 2005). Insgesamt war die Letalität in den beiden Gruppen jedoch nicht unterschied-lich. Die Therapiedauer sollte für immunkompetente Per-sonen 10-14 Tage, für Abwehrgeschwächte 3 Wochen betragen.

Bisher gibt es unter natürlichen Bedingungen keine Resis-tenzentwicklung gegen Erythromycin, Rifampicin und Chinolone, so dass eine routinemäßige Empfindlichkeits-bestimmung der Legionella-Isolate nicht notwendig ist.

Mikrobiologische Diagnostik

Kultur und Erregertypisierung

Als Gold-Standard der Diagnostik gilt nach wie vor die Anzucht der Legionellen auf Spezial-Agar (Aktivkohle-Hefeextrakt-Agar, BCYE-Agar). Hefeextrakt ist die Quel-le für Aminosäuren, die von Legionellen auch für den Energiestoffwechsel benötigt werden. Die Aktivkohle absorbiert toxische Produkte, die bei der Herstellung des Mediums bzw. während des Wachstums der Legionellen entstehen. Weitere Bestandteile sind ACES-Puffer, der den pH-Wert konstant bei 6,9 hält, und Eisensalze. Bisher sind Legionellen noch nie aus dem Nasen-Rachen-Raum gesunder Personen isoliert worden, so dass der kulturelle Nachweis immer für eine Legionella-Infektion spricht und demzufolge als bestätigte Infektion nach den Falldefiniti-onen des RKI gilt. Sie ist z. Z die einzigste Methode, die es gestattet in nachfolgenden epidemiologischen Untersu-chungen eine Infektionsquelle zweifelsfrei nachzuweisen bzw. auszuschließen. Selbst in prospektiven Studien ge-lingt die Kultur nur in 20 - 70 % (Winn 1999). Die An-zuchtsrate ist am niedrigsten aus Sputum, besser aus bron-cho-alveolärer Lavage (BAL) und bioptisch oder autop-tisch gewonnenem Lungengewebe. L. pneumophila, der häufigste Erreger von Legionellosen lässt sich etwas leich-ter kultivieren. Die Anzuchtrate von non-pneumophila Spezies ist hingegen noch niedriger. Mögliche Ursachen für das Versagen der Kultur sind der oft fehlende An-schluss des Pneumonieherdes an das Bronchialsystem (unproduktiver Husten und damit kein Sputum in der akuten Krankheitsphase). Weitere Gründe für das relativ schlechte Anwachsen von Legionella aus klinischem Ma-terial liegen in der möglichen Hemmung der langsam wachsenden Legionellen durch Keime der Normalflora des Nasen- und Rachenraums und in der notwendigen Umstellung der Legionellen vom intrazellulären Milieu auf künstliche Nährböden. Eine Rolle spielt auch, dass Antibiotika, die intrazellulär nicht wirksam sind (z. B. Penizilline, Aminoglykoside) und dort die Legionellen nicht angreifen können, auf extrazelluläre Bakterien auf künstlichen Nährböden hemmend wirken. Auch hydroly-sierende Enzyme aus den Makrophagen werden auf Nähr-böden freigesetzt und können so die Legionellen abtöten.

Alle diese Gründe sollten jedoch niemals davon abhalten, Anzuchtversuche, auch unter Therapie zu unternehmen. BAL und Lungengewebe sollten zumindest bei Risikopati-enten routinemäßig auf Legionella-Agar kultiviert werden.

Den Einfluss o. g. Störfaktoren kann man reduzieren, indem das Patientenmaterial verdünnt (1:10, 1:100 und 1:1000) angesetzt wird. Zur Hemmung der störenden Begleitflora haben sich Antibiotikazusätze, Hitzebehand-lung (3min 60°C) und Säurewaschung der Untersu-chungsprobe bewährt. Bei Untersuchungsmaterial, das viel Begleitflora enthält, kann durch Kombination mehre-rer Selektivverfahren eine bessere Unterdrückung der Begleitflora erreicht werden. Wir kultivieren Sputumpro-ben mit und ohne Hitzebehandlung auf BMPA-Agar. BAL wird ohne Vorbehandlung auf selektivem und nichtselek-tivem BCYE-Agar angesetzt.


Es ist beschrieben worden, dass die Kontamination von Lungengewebe mit Leitungswasser während der Autopsie zum „Nachweis“ von Legionellen führte. Bei der Proben-nahme und der Verarbeitung im Labor muss daher die Möglichkeit einer Beimengung von Leitungswasser strikt ausgeschlossen werden. Da Legionellen sehr empfindlich gegen NaCl sind, dürfen Untersuchungsmaterialien nur mit NaCl-freien Flüssigkeiten, z. B. A. dest oder Hirn-Herz-Bouillon verdünnt werden. Beimpfte Nährböden werden bei 35 - 37°C mit 2,5-5 % CO2 für 10 - 14 Tage bebrütet. Legionellen sind als Wasserbakterien sehr emp-findlich gegen Austrocknung. Deshalb muss während der Bebrütung eine Luftfeuchte von 80-90 % gegeben sein. Ist kein befeuchteter Brutschrank vorhanden, so hilft Ein-schweißen der Nährbodenplatten oder Bebrütung in einem Kerzenflammentopf ebenfalls gegen Austrocknung.

In der Regel wachsen Legionella-Kolonien nach 3 bis 5 Tagen. Es ist aber auch beschrieben worden, dass erst am 10. bis 14. Tag Wachstum auftrat. Legionella-Kolonien besitzen eine relativ typische Koloniemorphologie, die als „grind glas“-Phänomen beschrieben wird (Abb. 4). Mit Hilfe eines Plattenmikroskops oder einer Lupe können verdächtige Kolonien entdeckt und auf BCYE-Agar und zysteinfreien BCYE-Agar bzw. Blutagar subkultiviert werden. Wachsen die verdächtigen Kolonien auf ersterem und nicht auf letzterem, so hat man mit sehr großer Wahr-scheinlichkeit Legionellen isoliert. Manchmal zeigen Pseudomonaden und andere Bakterien eine ähnliche Ko-loniemorphologie (Abb. 4) Diese Keime wachsen jedoch auf Blut-Agar und können so leicht abgegrenzt werden. Andere anspruchsvolle Keime wie Tularämie-Bakterien, Bordetellen oder Nocardia-Spezies können ebenfalls zysteinabhängig auf BCYE-Agar kultiviert werden.

Abb. 4. Koloniemorphologie von typischen (A), atypischen

(B) Legionellen und Pseudomonaden auf BCYE-Agar


Ringversuche zum kulturellen Nachweis von Legionellen gibt es bisher nur für die Anzucht aus Wasserproben (Kontakt Dr. Ernst-August Heinemeyer, Lüchtenburger Weg 24, 26603 Aurich, Tel. 04941-9171-17, Fax. 04941-9171-10). Es kann nur dringend empfohlen werden an diesen Ringversuchen teilzunehmen, um die Qualität der Nährmedien und Anzuchtsverfahren zu überprüfen und ggf. zu optimieren.

Die biochemische Differenzierung von Legionellen ist nicht hilfreich, da Legionellen keine Kohlehydrate ver-werten und auch andere Tests wie z.B. Katalase-, Oxida se-, Gelatinase-Reaktion, Beweglichkeit, Pigmentbildung, Fluoreszenz unter UV-Licht keine eindeutige Speziesbe-stimmung ermöglichen. Legionellen werden deshalb rou-tinemäßig serologisch typisiert. Hierzu stehen polyklonale Seren und monoklonale Antikörper zur Verfügung, die z. T. käuflich erworben werden können. Zur Bestätigung der Spezies L. pneumophila ist ein monoklonaler Antikörper gegen das Hauptprotein der äußeren Membran, (vertrieben von der Fa. BioRad) sehr gut geeignet. Für die schnelle Einteilung von L. pneumophila Stämmen in die Serogrup-pe 1 bzw. Serogruppe 2-15 haben sich Latex-Agglutina-tionteste (z. B. von OXOID und Bio-Rad) bewährt. Diese Einteilung ist für ein Routinelabor ausreichend. Soll der exakte Serotyp bzw. für Serogruppe 1 der monoklonale Subtyp bestimmt werden, was in der Regel nur für epide-miologische Fragenstellungen wichtig ist, können käufli-che polyklonale Kaninchenseren genutzt werden. Wegen möglicher Kreuzreaktionen ist jedoch eine eindeutigen Zuordnung nicht immer möglich. Im Konsiliarlabor typi-sieren wir klinische Isolate kostenfrei mittels monoklona-ler Antikörper (Helbig et al. 1997). Nur so ist eine exakte Serotypisierung möglich. Stämme, die nicht zur Spezies L. pneumophila gehören, können teilweise mit dem Latex-Reagenz der Firma Oxoid als non-pneumophila Spezies identifiziert werden. Dieses Reagenz enthält Antikörper gegen einige, klinisch relevante Spezies, wie L. micdadei, L. bozemanii, L. longbeachae. Eine große Anzahl von Spezies, die aber vor allem aus Wasserproben isoliert werden, lassen sich mit käuflichen Antikörpern nicht iden-tifizieren. Für das Routinelabor bietet bisher nur die Fluo-reszenz-in-Situ-Hybridisierung (FISH) (z. B. von Vermi-con, München) die Möglichkeit, Legionella-Spezies sicher von anderen Bakterien abzugrenzen. Die früher zur Spe-ziesbestimmung genutzte Bestimmung des Fettsäuregehal-tes und von Ubiquinonen der äußeren Membran ist heute durch die Sequenzanalyse des mip-Gens oder des 16S rRNA-Genes verdrängt worden (Ratcliff et al 1998). Diese aufwendigen Verfahren sind jedoch nicht in jedem Labor möglich und können ggf. im Konsiliarlabor angefordert werden.

In Wassersystemen können mehrere Legionella-Spezies, Serogruppen und Genotypen vorkommen. Besitzen diese ähnliche Virulenzeigenschaften, so können Doppel- und Mehrfachinfektionen die Folge sein (Lück et al. 1998). Nach unseren Erfahrungen ist dies jedoch selten der Fall. Bei epidemiologischen Untersuchungen sollten nach Mög-lichkeit mehrere Kolonien typisiert werden. Mit Hilfe molekularbiologischer Typisierungsverfahren lassen sich Identität bzw. Nichtidentität von Patienten- und Umwelti-solaten und damit eine Übertragung aus dem Wassersys-tem auf Patienten nachweisen bzw. ausschließen (Fry et al. 1999; Gaia et al. 2005).

Antigennachweis im Urin

1.1 Antigennachweis im Urin

Der Urin-Antigen-Nachweis ist wegen der einfachen Ma-terialgewinnung und schnellen Durchführbarkeit ein sehr praxisnaher Test, der bereits ein bis drei Tage nach Auf-treten erster klinischer Symptome positive Befunde brin-gen kann. Sein Einsatz ist damit in jedem Fall die ent-scheidende Primärdiagnostik.

Die antigene Hauptkomponente des im Urin ausgeschie-denen Antigens ist Lipopolysaccharid (LPS). Die O-spezifische Seitenkette des LPS von L. pneumophila be-steht aus einem bisher nur bei dieser Spezies gefundenem Homopolymer mit sehr hoher serologischer Spezifität. So verwundert es nicht, dass alle auf der Basis von Enzy-mimmunoassays angebotenen Kits Spezifitäten größer 99 % aufweisen. Zugleich ergibt sich daraus aber auch ein entscheidender Nachteil hinsichtlich der Sensitivität, da das im Urin ausgeschiedene Antigen eine der Serogrup-pen-Einteilung ähnliche serologische Vielfalt aufweist. Die in kommerziellen Assays eingesetzte Antikörperspezi-fität deckt aber in der Regel nur die Serogruppe 1 mit ausreichender Sensitivität ab. Vier der sechs nach unseren Erkenntnissen auf dem deutschen Mark erhältlichen Teste firmieren nur mit Antigennachweisen für L. pneumophila Serogruppe 1: Barthels ELISA (Trinitry Biotech), Binax EIA (Genzyme Virotech), BinaxNow (Viva Diagnostika) und Ridascreen Legionella (r-biopharm). Bei dem von Viramed Biotech vertrieben Legionellen Urin Antigen-EIA findet man den Vermerk auf Serogruppe 1 bei Be-schreibung des Fangantikörpers. Lediglich der Biotest-Assay benutzt auch Antikörper gegen weitere Serogrup-pen, und Studien belegten, dass die Positivitätsrate bei Infektionen durch Serogruppen 2 – 14 gegenüber dem Binax-Assay zwar höher liegt (Horn 2002; Benson et al. 2000) , aber dennoch nicht die Sensitivität ereicht, die man für Infektionen durch Serogruppe 1 findet. Die Wahr-scheinlichkeit, mit Testkits für Serogruppe 1 einen positi-ver Befund zu erheben, steigt mit der Höhe der Antigen-konzentration, da Kreuzreaktionen zwischen den Se-rogruppen bestehen.

Aufgrund der variierenden Anteile der in den einzelnen klinisch-diagnostischen Studien aufgenommenen Fälle mit unterschiedlicher Serogruppen-Zugehörigkeit, werden Sensitivitäten im Bereich von 56 bis 99 % gefunden (Hel-big und Lück, 2002). Eine Korrelation zum eingesetzten Test gibt es jedoch kaum. Die mit über 97 % höchste Sensitivität wird mit allen Testen für Infektionen durch MAb 3/1-positive Erreger gefunden. Einschränkend bleibt festzustellen, dass bei leichtem klinischem Verlauf eine niedrigere Empfindlichkeit des Urin-Antigen-Nachweis gefunden wurde (Blazquez et al. 2005; Yzerman et al. 2002) MAb 3/1-negative Fälle der Serogruppe 1 werden signifikant geringer diagnostiziert (Helbig und Lück 2002; Helbig et al. 2003). Da nosokomiale Infektionen nur zur Hälfte durch Serogruppe 1 hervorgerufen werden (Helbig et al. 2002), kann der Test nur sinnvoll sein, wenn das Krankenhaus mit Serogruppe 1 Stämmen kontaminiert ist. Ohne die Kenntnis muss speziell hier der alleinige Einsatz des Urin-Antigen-Nachweises zur Diagnose abgelehnt werden. So betrug die Positivitätsrate bei kulturell bestä-tigten, nosokomialen Legionellosen nur ca. 45 %, bei Reise-assoziierten hingegen ca. 80 % (Helbig et al. 2003).


Mit Hinblick auf die z.T. geringe Sensitivität der angebo-tenen Testkits entsteht die Frage der Zweckmäßigkeit der Vorschaltung eines Konzentrierungsschrittes für Urinpro-ben. Dabei muss beachtet werden, dass es sich um ein niedermolekulares Antigen handelt. Zur Konzentrierung per Zentrifugation eignen sich z. B. Vivaspin 6, 5000MWCO PES (Fa Sartorius) oder Centricon YM-3 (Fa. Millipore), deren Ausschlussgrenzen kleiner als 10 kDa liegen. In der Literatur werden bei Konzentrierung um Faktor 25 Sensitivitätserhöhungen bis zu 15 % ange-führt (Dominguez et al. 1998; Kazandjian 1997). Eigene Erfahrungen decken sich damit nur bedingt. Infektionen durch MAb 3/1-positive Stämme ergeben in allen einge-setzten Assays auch ohne Konzentrierungsschritt in der Regel stark positive Signale. Extinktionen im „Cut-off-Bereich“ bzw. größer als die Negativkontrolle aber unter-halb des Cut-off, sprechen unter Umständen für eine In-fektion durch MAb 3/1-negative Stämme bzw. andere Serogruppen. In diesen Fällen empfehlen wir zur Abklä-rung des Befundes eine Konzentrierung um Faktor 10-20. Unspezifische Reaktionen treten nach diesem Schritt nicht auf.

Die Ausscheidung von Legionella-Antigen mit dem Urin beginnt ein bis drei Tage nach Auftreten der klinischen Symptome und endet oftmals erst zwei Wochen oder noch später nach deren Abklingen. Somit kann aus dem Anti-gennachweis keine Therapiekontrolle abgeleitet werden. Da die Ausscheidung diskontinuierlich erfolgen kann, wird bei klinischem Verdacht bzw. entsprechender Anam-nese empfohlen, bei negativem Erstbefund, an weiteren zwei aufeinander folgen Tagen zu testen.

Der Urinantigentest kann nicht nur bei pneumonischen Verläufen sondern auch bei Fällen von Pontiac-Fieber positiv ausfallen. Ein positiver Antigentest bei nicht-pneu-monischen Verläufen spricht also eher für eine leichte Infektion denn für unspezifische Testergebnisse. Aus diesem Grund ist ein positiver Urin-Antigen-Test bewei-send für eine Legionellose und demzufolge meldepflich-tig.

Antigennachweis im respiratorischen Material.

In Proben aus dem Respirationstrakt ist der Urin-Antigen-ELISA nicht ausreichend sensitiv. Exakte Studien liegen jedoch nicht vor. Bei schweren Fällen kann der Urintest im Pleurapunktat erfolgreich sein. Exakte Studien zur Empfindlichkeit sind jedoch auch hier nicht vorhanden.

Im Unterschied zum Antigentest im Urin, der LPS Kom-ponenten nachweist, wird für den Antigennachweis im respiratorischen Materialien ein fluoreszenzmarkierter, L. pneumophila (speziesspezifischer) monoklonalen Anti-körpers gegen ein Membranprotein eingesetzt. Somit ist der Nachweis aller Serogruppen von L. pneumophila mög-lich. Der Test zeigt im Unterschied zu LPS-Antikörpern keine Kreuzreaktionen zu anderen gramnegativen Bakteri-en. Insgesamt kann die Sensitivität des fluoreszenzserolo-gischen Antigennachweises von 30 bis 60 % nicht befrie-digen. Bei sehr schweren Verläufen sind in der Regel größere Keimzahlen in respiratorischem Untersuchungs-material zu erwarten, so dass der Test häufiger positiv anzeigt. Da das Membranprotein nach Fixierung mit For-malin und anschließender Paraffineinbettung nicht denatu-riert wird, ist mit diesem Test ein Nachweis einer Legio-nella-Pneumonie auch dann noch möglich, wenn die ande-ren Nachweisverfahren versagen.

Für die seltenen non-pneumophila Spezies gibt es noch keinen entsprechenden Test.

Nachweis von Nukleinsäuren

Wegen der schlechten Anzüchtbarkeit von Legionella-Spezies wurde schon sehr zeitig versucht, Legionella mit-tels Polymerase-Kettenreaktion nachzuweisen. So be-schrieben Jaulhac et al. bereits 1992 die Anwendbarkeit und Nützlichkeit diese Verfahrens zum Nachweis von Legionellen in respiratorischen Proben.

Bisher veröffentliche Ergebnisse zeigen, dass dieses Ver-fahren die Diagnostik von Legionellosen in Zukunft verbessern wird. Die Sensitivität ist mindestens so gut wie die Anzucht, in den meisten publizierten Studien jedoch sogar besser (Cloud et al. 2000; Hayden et al. 2001; Her-pers et al. 2003; Rantakokko-Jalava und Jalava 2001; Reischl et .2002; Templeton et al. 2003; Wilson et al. 2003).

Da Legionellen nicht Teil der Normalflora des Menschen sind, ist ein positiver DNA Nachweis diagnostisch bewei-send für eine Legionellose und damit meldepflichtig. Es ist jedoch darauf zu achten, dass keine falsch-positiven Ergebnisse entstehen, die durch Kontamination der Proben mit Legionella-haltigem Wasser oder der eingesetzten Aufreinigungskits oder anderer Reagenzien bedingt sein können (Van der Zee et al. 2002).

Von Instand e.V. werden Ringversuche zum Nachweis von L. pneumophila DNA angeboten, die von jedem La-bor, das solche Untersuchungen durchführt, angenommen werden sollten. Erste Auswertungen zeigten, dass die Rate der falsch-positiven und falsch-negativen Ergebnisse er-freulich niedrig liegt (Reischl et al. 2004, Reischl et al. 2005),

Legionella-DNA kann auch im Urin nachgewiesen wer-den (Murdoch et al. 1996; Helbig et al. 1999). Der Vorteil besteht in der breiteren Reaktivität des Testes, d. h. Spe-zies-spezifisch, nicht nur Serogruppe 1 erfassend, z. B. für L. pneumophila oder gattungsspezifisch für alle Legionel-la Spezies. Die Empfindlichkeit war für Serogruppe 1 Infektionen jedoch nicht besser als der Urinantigentest. Kommerzielle Testkits stehen hierfür bisher nicht zur Verfügung.

Der Nachweis von Legionella-DNA im Serum ist eben-falls beschrieben. In einer unlängst veröffentlichen Studie war in 80% der Seren aus der akuten Phase der Nachweis möglich (Lindsay et al. 2004). In eigenen Untersuchungen waren 44 von 53 (83%) Serumproben von bestätigten Fällen positiv.

Antikörpernachweis

Als Standardmethode zum Antikörpernachweis gilt der indirekte Immunofluoreszenztest. Mikroagglutination und ELISA-Verfahren stellen weitere Möglichkeiten zum Antikörpernachweis dar. Probleme ergeben sich neben der meist retrospektiven Aussage dieser Verfahren durch die serologische Vielfalt der Legionellen und mögliche Kreuzreaktionen mit anderen gramnegativen Keimen. Es ist praktisch nicht möglich, gegen alle Serovarianten der Legionellen zu testen. Dennoch sollte nicht nur L. pneu-mophila Serogruppe 1 als Testantigen eingesetzt werden.


Tab. 4: Wertigkeit Diagnostischer Verfahren zum Nachweis von Legionella-Infektionen

Methode Untersuchungsmaterial Sensitivität Spezifität

Anzucht auf BCYE-Agar Sputum TTA, BAL, Lungengewebe Blut (spezielle Blutkultursysteme)

5 - 70 30 - 90 20 - 30

100 100 100

Antigennachweis (DFA) (L.pneumophila alle Sg)

Sputum Lunge

30 - 70 35 - 75

96 – 99 96 - 99

Antigennachweis (ELISA) (L.pneumophila Sg1)

Urin 60 - 80 98 - 99

DNA Nachweis (PCR) Sputum, BAL, Lunge Urin

90-100 70-90

99 - 100 99 - 100

Antikörpernachweis (IFAT) Serumpaar (Titeranstieg) 70 - 90 95 - 99

Zur Vereinfachung der Diagnostik können Pool-Antigene, die 4-6 Einzelantigene enthalten, eingesetzt werden. Posi-tiv reagierende Seren sollten dann jedoch gegen die ein-zelnen Serogruppen bzw. Spezies getestet werden. Als diagnostisch bedeutsam gilt ein Titeranstieg auf ≥ 128 im Serumpaar (erstes Serum aus der Akutphase, zweites Se-rum 14 - 21 Tage später). Nicht selten kann man eine verzögerte Immunantwort beobachten, so dass auch Seren vom 20. - 30. Tag nach Erkrankung untersucht werden sollten (Taylor and Harrison 1979; Monforte et al., 1988). Wegen der Prävalenz von diagnostisch relevanten Anti-körpertitern (≥ 256 im IFAT) in der gesunden Bevölke-rung, die mit regionalen Unterschieden in Deutschland bei 1 - 3 % liegt, bedürfen hohe Einzeltiter ohne Titerdynamik grundsätzlich einer zurückhaltenden Beurteilung. Ansons-ten können „Pseudoepidemien“ auftreten, die erhebliche personelle und materielle Konsequenzen nach sich ziehen. (RKI 2002.) Bei etwa 30 % aller Patienten bleibt die Anti-körperbildung ganz aus. Somit gilt, dass fehlende Anti-körper eine Legionellose niemals ausschließen. Tite-ranstieg und signifikant hohe Einzeltiter sind meldpflich-tig.

Fazit für die Praxis

Generell ist festzustellen, dass z. Z. noch keines der aufge-führten mikrobiologischen Verfahren allein eine ausrei-chende Sensitivität besitzt, so dass immer der Einsatz mehrerer Methoden anzustreben ist. Wegen der einfachen Durchführbarkeit sollte der Urin-Antigen-Test zum Stan-dard bei hospitalisierten Pneumonien gehören. Daneben darf aber die Kultur nicht vernachlässigt werden, sondern sollte sogar breiter als bisher eingesetzt werden. Die PCR ist zwar noch nicht sehr intensiv eingesetzt worden, ver-spricht jedoch in Zukunft, die Diagnostik entscheidend zu verbessern. Der Antikörpertest besitzt in der akuten Krankheitsphase keinen diagnostischen Wert, ist jedoch bei zurückliegenden Erkrankungen die einzigste Methode, mit der eine Ätiologie abgeklärt werden kann.

Danksagung:

Eigene Arbeiten wurden vom Kompetenznetzwerk CAPNETZ (Ambulante Pneumonien) des Bundesministe-riums für Bildung und Forschung unterstützt.

Für Ihre exzellente Laborarbeit bedanken wir uns bei den MTA Carolin Dix, Sigrid Gäbler, Jutta Paasche, Kerstin Seeliger und Ines Wolf, und für die fototechnischen Ar-beiten bei Volker Bellmann.

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52. Vergis EN, Yu VL. New directions for future studies on commu-nity-acquired pneumonia: Optimizing impact on patients care. Eur J Clin Microbiol Infect Dis 1999; 18: 847-51.

53. Visca P, Goldoni P, Lück PC, Helbig JH, Cattani L, Giltri G et al. Multiple types of Legionella pneumophila serogroup 6 in a hospital heated-water system associated with sporadic infections. J Clin Mi-crobiol 1999;37:2189-96.

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55. Yzerman EP, Den B, Lettinga KD, Schellekens J, Dankert J, Peeters M. Sensitivity of three urinary antigen tests associated with clinical severity in a large outbreak of Legionnaires' disease in The Nether-lands. J Clin Microbiol 2002;40:3232-6.

56. Winn WC. Legionella, in: Murray PR, Baron EJ, Pfaller MA, Tenover FC, Yolken RY Editors., Manual of Clinical Microbiology, 7th ed., American Society for Microbiology, Washington, DC, 1999, pp. 572-85.

Korrespondenzadressen:

Dr. med. Paul Christian Lück Dr. rer. nat. Jürgen Herbert Helbig Institut für Medizinische Mikrobiologie und Hygiene TU Dresden, Konsiliarlabor für Legionellen Fiedlerstrasse 42 01307 Dresden Tel.: 0351 – 458 65 80, Fax.: 0351 – 458 63 10 Email: [email protected]


BUCHBESPRECHUNGEN Rationelle Infektionstherapie in der Klinik Optimierung der Therapie unter Berücksichtung der Wirksam-keit, Resistenzen, Therapiedauer, Nebenwirkungen, Kontraindi-kationen und Kosten Herausgegeben von Dr. med. Gerhard Dobler. Software auf CD-ROM. Spitta Verlag, Balingen. ISBN 3-934211-77-1. Euro 118,00. Der Autor legt hier ein umfangreiches Werk ausschließlich in elektronischer Form vor, das dazu beitragen möchte, dass Anti-biotika gezielter, wirksamer und ökonomischer eingesetzt wer-den. Im Vorwort wird die derzeitige Situation auf diesem Gebiet kurz zusammengefasst und die zahlreichen Probleme beim Ein-satz von Antibiotika angerissen. Dabei wird ein Schwerpunkt des vorliegenden Werkes, das es nach Meinung des Autors von anderen unterscheidet, herausgestellt: es soll neben den grundle-genden Daten dem behandelnden Arzt die anderweitig nur müh-sam zugänglichen Informationen zu Pharmakokinetik, Einflüs-sen der Grundkrankheiten und Wechselwirkungen mit anderen Arzneimitteln übersichtlich zur Verfügung stellen, um damit u. a. die immer noch zu hohe Zahl von unerwünschten Arzneimit-telwirkungen durch Antibiotika deutlich zu verringern. Neben klinisch tätigen Ärzten werden auch Mitglieder von Arzneimit-telkommissionen und Krankenhausverwaltungen angesprochen, da dezidiert auch ökonomische Aspekte (Kosten der Therapie mit einzelnen Antibiotika bzw. Antibiotikakombinationen) dargestellt werden. Im Einzelnen gliedert sich das Werk wie folgt: Einführung (Inhaltliche Benutzerhinweise, Bedeutung der Anti-biotikaresistenz in der Klinik, Über den Autor, Impressum); Antibiotikaklassen und ihre Bedeutung in der Klinik (geordnet nach den üblichen Kategorien); Erregerspezifische Therapie (eine Auswahl von häufigen Erregern, alphabetisch geordnet); Spezifische Infektionskrankheiten (eine Auswahl von Campylo-bacter-Enteritis bis Yersinien-Sepsis); Rationelle Therapie der Infektionen (Organinfektionen, eine Auswahl von Arthritis bis zu Zentralen Venenkatheter-Infektionen). Aus dieser Gliederung geht hervor, dass der Nutzer jeweils drei Möglichkeiten hat, die von ihm benötigten Informationen anzu-steuern: über einen bestimmten Erreger, über eine bestimmte Infektionskrankheit oder über die Infektion eines oder mehrer Organsysteme. Die einzelnen Kapitel sind ähnlich aufgebaut, um das Arbeiten zu erleichtern. Bei der orientierenden Durchsicht am Bildschirm sind einige Punkte aufgefallen, die als Hinweise zur Weiterentwicklung des Werkes zu verstehen sind. Bei den Penicillin-Präparaten wird das Procain-Penicillin G (Bipensaaro) nicht erwähnt, entsprechend auch nicht unter Syphilis (obwohl diese Zubereitungsform im RKI-Ratgeber Syphilis [2003] aus-drücklich genannt ist). Bei den Cephalosporinen werden nicht alle verfügbaren Präparate genannt. Problematisch erscheint der Verzicht auf die Cephalosporine zur oralen Anwendung, die auch in der Klinik eingesetzt werden (Sequenztherapie!). Ketoli-de werden nicht erwähnt. Bei den Angaben zu den verschiede-nen Antibiotika finden sich keine Angaben zum Vorkommen von gegen diese resistenten Erreger (im Teil Antibiotikaklassen und ihre Bedeutung in der Klinik), die den Wert ggf. mehr oder weniger beeinträchtigen können. Im Teil Erregerspezifische Therapie werden die Erreger nach den Punkten Subspezies, Subtypen, klinische Bedeutung, Anti-biotikaresistenzen (ausgedrückt durch Empfindlichkeitsraten in Prozent), empfohlene Therapie bei vorliegenden Grundsituatio-nen, Medikamenten-Interaktionen, Erwachsenendosierung, Therapiedauer und Therapiekosten, Kinderdosierung, Therapie-dauer und Therapiekosten, Dosierung bei Niereninsuffizienz, Therapiedauer und Therapiekosten, ohne dass eine dezidierte Empfehlung (1. Wahl, Alternativen o. ä.) gegeben würde. Bei Enterococcus faecalis wird die Empfindlichkeitsrate gegenüber Sulfonamid-Kombinationen (Cotrimoxazol) mit 90, 3 und bei Enterococcus faecium mit 62,7 % angegeben. Das ist falsch und ggf. irreführend, da Infektionen durch Enterokken generell nicht mit diesen Kombinationen wirksam behandelt werden können, auch wenn die in vitro Prüfung scheinbar entsprechende Ergeb-nisse anzeigen würde. Bei Enterokokken sollten diese Kombina-tionen nicht getestet werden bzw. etwaige Ergebnisse nicht auf

dem Befund erscheinen. Der Teil Rationelle Therapie der Infektionen (Organinfektionen) behandelt die ausgewählten Krankheitsbilder nach folgenden Punkten: Definition, Erregerspektrum, empfohlene kalkulierte antibiotische Therapie, Pharmakokinetik, spezifische Kontrain-dikationen, Wechselwirkungen, Erwachsenendosierung, Thera-piedauer und Therapiekosten, Kinderdosierung, Therapiedauer und Therapiekosten, Dosierung bei Niereninsuffizienz, Thera-piedauer und Therapiekosten. Insbesondere bei den Angaben zur empfohlenen kalkulierten Therapie kann man vielfach anderer Ansicht sein. Auch hier werden keine dezidierten Vorschläge im Sinne einer Wertung (1- Wahl, Alternativen) gemacht. Vermisst hat der Rezensent Abschnitte zu Sepsis, Meningitis bzw. ZNS-Infektionen und zu Infektionen in der Schwangerschaft. Das Werk enthält eine Fülle von interessanten und wichtigen Informationen, vor allem hinsichtlich der ökonomischen Aspek-te. Nach Meinung des Rezensenten erfordert das Arbeiten damit eine gewisse Einarbeitung, und es kann als alleinige Unterlage bei der Therapie von Infektionen die bekannten Standardbücher auf den Gebieten der Infektiologie und der Therapie mit anti-mikrobiellen Substanzen nicht ersetzen. Es betont vielleicht zu sehr die Kosten der Antibiotika, wo doch die Gesamttherapie-kosten (Dauer der Behandlung auf der ITS, Gesamtdauer im Krankenhaus, Therapieergebnisse usw.) der eigentliche Grad-messer sein sollten. Insgesamt kann es unter den erwähnten Einschränkungen für den angesprochenen Nutzerkreis empfoh-len werden. Das Navigieren am Schirm ist problemlos, der Preis erscheint relativ hoch.

F.- B. Spencker, Leipzig Handbuch der Infektionskrankheiten Epidemiologie - Diagnostik- Therapie - Prophylaxe - Gesetz-liche Regelungen 2. Auflage. (Ehemals Infektiologie: Diagnostik - Therapie - Prophylaxe, Handbuch und Atlas für Klinik und Praxis). Herausgegeben von Friedrich Hofmann. Loseblattwerk in einem Ordner. Landsberg/Lech: ecomed. 12. Ergänzungslieferung, August 2005, Bestell-Nr. 60910460012, Euro 39,04. 13. Ergänzungslieferung, November 2005, Bestell-Nr. 60910460013, Euro 43,52. 14. Ergänzungslieferung, Februar 2006, Bestell-Nr. 60910460014/206155, Euro 49,97 Grundwerk komplett: ISBN 3-609-10460-0. Preis Euro 98,00. In den letzten 3 Ergänzungslieferungen zum Handbuch der Infektionskrankheiten wurde das Spektrum der Erregerbeschrei-bungen wieder um einige erweitert. Neu aufgenommen wurden beispielsweise die Porträts von Shigellen, Enterobakterien, Cox-sackie-Viren, Lymphozytäres Choriomeningitis-Virus, Humanes Herpesvirus 8. Ferner wurden Kapitel zu Flöhen und Milben hinzugefügt. Die Kapitel folgen dem üblichen Aufbau: Be-schreibung des Erregers, Einstufung nach Biostoffverordnung, Vektoren, Epidemiologie, Übertragungsmodus, Inkubationszeit und Ansteckungsfähigkeit, Krankheitsbilder, Differentialdiagno-sen, Labordiagnostik, Behandlung, Gesetzliche Regelungen, Bedeutung als Berufserkrankung, Schutzimpfung, Impfempfeh-lungen und Prophylaxemaßnahmen. Am Kapitelende werden die wichtigsten Informationen in einem „Überblick“ zusammenge-fasst. Ein weiterer Schwerpunkt der Ergänzungslieferungen sind Impf-empfehlungen der STIKO (Stand Juli 2005), die besonderen Empfehlungen für Patienten mit Immundefizienzen, aber auch die Impfempfehlungen aus Österreich und der Schweiz sind abgedruckt. Die jeweiligen Ergänzungslieferungen sind auch als Einzelliefe-rungen erhältlich. Wegen des überproportional hohen Preises ist jedoch eher der Erwerb des Gesamtwerkes zu empfehlen.

Roswitha Füssle, Giessen


DIAGNOSTIK

Vaginitis durch Saccharomyces spp. K. Schulz ¹, K. Fahr-Nock ², B. Schorlemmer ¹, W. Handrick ³ ¹ Institut für Medizinische Diagnostik, Greifswald ² Praxis für Gynäkologie und Geburtshilfe, Strasburg ³ Institut für Medizinische Diagnostik Oderland, Frankfurt (Oder) Zusammenfassung

Es wird über 3 Patientinnen mit Vaginitis berichtet, bei denen aus dem Vaginalsekret Saccharomyces spp. nach-gewiesen wurde.

Die Behandlung erfolgte mit lokalen Antimykotika. Bei dem ohne Zweifel sehr seltenen Nachweis von Sac-charomyces aus Vaginalsekret kann es sich um eine Be-siedlung, aber auch um eine Infektion handeln. Solche Isolate sollten nicht ohne weiteres als Kontaminanten betrachtet werden. Die Therapie einer Saccharomyces-Vaginitis kann sich im Einzelfall schwierig gestalten. Auf einige wichtige neuere Publikationen zu dieser Sym-ptomatik wird hingewiesen.

Schlüsselwörter: Saccharomyces spp., Vaginitis, topi-sche Antimykotika

In den letzten Jahren wurde in zunehmendem Maße über systemische Infektionen durch Saccharomyces spp. bei Patienten mit beeinträchtigter Immunabwehr berichtet (z. B. Sepsis, Endokarditis, Pneumonie, Harnwegsinfektionen u. a.) (1 - 10, 12, 13, 15).

Über Vaginitis durch diese Erreger gibt es nur wenige Mitteilungen (11, 14, 16-18). Im Folgenden berichten wir über 3 Patientinnen mit Vagi-nitis und Nachweis von Saccharomyces spp. im Vaginal-sekret.

Fallberichte

1. Die 54-jährige Patientin stellte sich vor, weil seit etwa einer Woche Brennen und Juckreiz im Bereich der Vulva und der Vagina bestanden.

Untersuchungsbefunde: Vulva leicht gerötet, reichlich Vaginalfluor, pH-Wert des Scheidensekrets: 4,4.

Nach Entnahme eines Vaginalabstrichs wurde in An-betracht der Verdachtsdiagnose „Genitalmykose“ eine Therapie mit Clotrimazol begonnen.

Im Vaginalabstrich wurden massenhaft Saccharomy-ces spp. sowie mäßig viel Gardnerella vaginalis nach-gewiesen. Da bei Wiedervorstellung nach 2 Wochen weiterhin Brennen, Juckreiz und Fluor bestanden, er-folgte eine Umstellung der Therapie auf Nystatin (O-vula, Salbe).

Im Vaginalabstrich ließen sich jetzt vereinzelt Candida glabrata und Enterokokken nachweisen.

Im weiteren Verlauf kam es zu einer allergischen Re-aktion (juckende urtikarielle Effloreszenzen am gan-zen Körper), die Behandlung erfolgte mit Dimetinden.

Der Lokalbefund und die Beschwerden im Genitalbe-reich besserten sich im weiteren Verlauf deutlich.

2. Die 31-jährige Patientin arbeitet als Verkäuferin in einer Bäckerei. Neben Backwaren verkauft sie gele-gentlich auch Hefe.

Sie stellte sich vor wegen Brennens und Juckreiz in der Vagina. Die Vulva war leicht gerötet, die Vaginal-schleimhaut gerötet und geschwollen. Es fand sich vermehrt Fluor. Der pH-Wert des Scheidensekrets be-trug 4, 7.

Im Vaginalabstrich fand sich eine Mischflora aus B-Streptokokken, Enterokokken, Staphylokokken, E. co-li und massenhaft Saccharomyces spp.

Die Behandlung erfolgte mit Fenticonazol, Milchsäu-re-Vaginalzäpfchen und Clotrimazol-Creme (für den Vulvabereich). Die Beschwerden besserten sich, bisher kam es zu keinem Rezidiv.

3. Die 33-jährige Patientin leidet seit 1993 an rezidivie-renden genitalen Entzündungen.

In den Scheidenabstrichen wurden mehrfach Spross-pilze (meist C. albicans) und verschiedene bakterielle Spezies nachgewiesen (B-Streptokokken, Enterokok-ken, E. coli).

Die therapeutischen Bemühungen waren vielfältig, aber nicht von dauerhaftem Erfolg (verschiedene loka-le Antimykotika bzw. Antibiotika, Antiseptika, Lakto-bazillen, Gynatren°–Immunisierung).

Im Oktober 2004 wurde im Vaginalabstrich neben B-Streptokokken und C. albicans erstmals mäßig viel Saccharomyces spp. nachgewiesen.

Nach entsprechender Therapie erfolgte bisher keine Wiedervorstellung wegen erneuter Beschwerden.

Diskussion

Saccharomyces spp. gelten als apathogen. Diese Pilze werden in der Lebensmittelherstellung (S. cerevisiae) sowie zur Therapie der Clostridium-difficile-Enteritits bzw. zur Prophylaxe einer Antibiotika-assoziierten Di-arrhoe eingesetzt (S. boulardii).

Bei Immunkompetenten kommt es sehr selten zu Infektio-nen durch Saccharomyces spp. Bei beeinträchtigter Im-munabwehr wurden, wie bereits erwähnt, verschiedene systemische Infektionen durch diese Pilze beobachtet.

Saccharomyces spp. können den weiblichen Genitaltrakt besiedeln, in bestimmten Fällen dort aber offensichtlich auch eine Entzündung verursachen. Vaginitiden durch Saccharomyces spp. sind aber sehr seltene Ereignisse (< 1 % aller Vaginitis-Fälle).


Da Saccharomyces spp. in Vaginalabstrichen selten als Monokultur, sondern oft zusammen mit verschiedenen bakteriellen Spezies nachgewiesen werden, ist es im Ein-zelfall schwierig, etwas über ihre Rolle bei der Auslösung der Vaginitis zu sagen.

In der Fallserie von Sobel et al. (17) fiel auf, dass alle Frauen mit vaginalen Saccharomyces-Nachweisen zuvor bereits mehrere Behandlungszyklen mit lokal oder syste-misch applizierbaren Azolderivaten erhalten hatten (Se-lektionseffekt?). Die meisten Patientinnen hatten auch mehrere antibakterielle Antibiotika erhalten (z. B. wegen Harnwegsinfektionen). Hinzu kommt, dass zwei Patien-tinnen mit Immunsuppressiva behandelt wurden und zwei weitere Veränderungen im Genitalbereich aufwiesen, die die Besiedlung mit Saccharomyces evtl. erleichterten (Vulva-Vestibulitis, Dystrophie).

Die Autoren schlussfolgern daraus, dass die Saccharomy-ces-Vaginitis in der Mehrzahl der Fälle Teil eines chroni-schen Vaginitis-Syndroms und als Resultat multipler loka-ler und systemischer Dispositionsfaktoren anzusehen ist.

Die klinische Symptomatik der durch Saccharomyces spp. ausgelösten Vaginitis unterscheidet sich nicht von derjeni-gen, die durch Candida spp. hervorgerufen wird (17).

Es gibt noch keine optimale Therapie der Saccharomyces-Vaginitis.

Sobel et al. (17) empfehlen aus den Erfahrungen ihrer kleinen Fallserie eine hochdosierte lokale Clotrimazol-Therapie (1 Supp. à 100 mg tgl. für 7 – 10 Tage), Borsäu-re (600 mg tgl. für 7 – 10 Tage) oder Ketoconazol (400 mg tgl. für 14 Tage).

Im Falle eines Rezidivs sollte die Behandlung wiederholt werden (evtl. unter Berücksichtigung der Empfindlich-keitstestung gegen Antimykotika).

Im Fall von Wilson et al. (18) wurde nach Gabe von Flu-conazol p. o. und Clotrimazol bzw. Miconazol lokal erst durch eine hochdosierte topische Nystatin-Gabe über 2 Wochen (kombiniert mit oraler Nystatin-Gabe und Part-ner-Mitbehandlung) eine Ausheilung erreicht.

Bemerkenswert ist, dass Sobel et al. bei 3 ihrer 9 Patien-tinnen im Vaginalsekret C. glabrata nachwiesen, einmal vor der Saccharomyces-Vaginitis und in 2 Fällen danach (jeweils im Zusammenhang mit entsprechenden klinischen Symptomen und Befunden).

Auch bei einer unserer Patientinnen (Pat. 1) kam es erst nach Nystatin-Gabe zur Besserung der Symptomatik und nach Verschwinden von Saccharomyces zum Nachweis von C. glabrata.

Interessant ist, dass unsere 2. Patientin in einer Bäckerei arbeitet und dort auch Kontakt mit Hefe hatte. Patientin 3 benutzt gelegentlich Hefe zum Backen von Kuchen.

Hefe gilt als eine „Keimquelle“ für die Saccharomyces-Vaginitis (14, 18).

Literatur: 1. Bassetti, S., Frei, R., Zimmerli, W.: Fungemia with Saccharomyces

cerevisiae after treatment with Saccharomyces boulardii. Am. J. Med. 105 (1998) 71-72

2. Bonnay, S., Darchis, J. P., Veyssier, P.: Septicémie à Saccharomy-ces cerevisiae chez un cancéreux. Med. Malad.Infect. 21 (1991) 32-

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3. Cassone, M., et al.: Outbreak of Saccharomyces cerevisiae subtype boulardii fungemia in patients neighboring those treated with a pro-biotic preparation of the organism. J. Clin. Microbiol. 41 (2003) 5340-5343

4. Cesaro, S., Chinello, P., Rossi, L., Zanesco, L.: Saccharomyces cerevisiae fungemia in a neutropenic patient with Saccharomyces boulardii. Supp. Care Cancer 8 (2000) 504-505

5. Doyle, M. G., et al. : Saccharomyces cerevisiae infection in a patient with acquired immunodeficiency syndrome. Pediatr. Infect. Dis. J. 9 (1990) 850-851

6. Eng, R. H. K., Drehmel, R., Smith, S. M., Goldstein, E. J. C.: Saccharomyces cerevisiae infections in man. Sabouraudia 22 (1994) 403-407

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9. Lestin, F., Pertschy, A., Rimek, D.: Fungämie nach oraler Gabe von Saccharomyces boulardii bei einem multimorbiden Patienten. Dtsch. Med. Wochenschr. 128 (2003) 2531-2533

10. Lherm, T., et al.: Seven cases of fungemia with Saccharomyces boulardii in critically ill patients. Intens. Care Med. 28 (2002) 797-801

11. Mc Cullough, M. J., Clemons, K. V., Farina, C., Mc Cusker, J. H., Stevens, D. A.: Epidemiological investigation of vaginal Saccharo-myces cerevisiae isolates by a genotypic method. J. Clin. Microbiol. 36 (1998) 557-562

12. Niault, M., et al. : Fungemia due to Saccharomyces species in a patient treated with enteral Saccharomyces boulardii. Clin. Infect. Dis. 28 (1999) 930

13. Nielsen, H., Stenderup, J., Bruun, B.: Fungemia with saccharomyce-taceae. Scand J. Infect. Dis. 22 (1990) 581-584

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15. Pletincx, M., Legein, J., Vandenplas, Y.: Fungemia with Saccharo-myces boulardii in a 1-year-old girl with protracted diarrhea. J. Pe-diatr. Gastroenterol. Nutr. 21 (1995) 113-115

16. Posteraro, B., et al.: Molecular and epidemiological characterization of vaginal Saccharomyces cerevisiae isolates. J. Clin. Microbiol. 37 (1999) 2230-2235

17. Sobel, J. D., Vazquez, J., Lynch, M., Meriwether, C., Zervos, M. J.: Vaginitis due to Saccharomyces cerevisiae: epidemiology, clinical aspects, and therapy. Clin. Infect. Dis. 16 (1993) 93-99

18. Wilson, J. D., Jones, B. M., Kinghorn, G. R.: Bread-making as a source of vaginal infection with Saccharomyces cerevisiae. Report of a case in a woman and apparent transmission to her partner. Sex. Transm. Dis. (1988) 35-36


Prof. Dr. W. Handrick Institut für Medizinische Diagnostik Oderland Am Kleistpark 1 15230 Frankfurt (Oder) Tel.: 0335 – 55 81-100 oder -101 Fax: 0335 – 55 81 178 E-Mail: [email protected]


ÜBERSICHT

Die Behandlung der polyresistenten Tuberkulose Ralf Mütterlein, Bezirkskrankenhaus Parsberg Einleitung

Über das Vorkommen der Multi Drug Resistant – Tuber-kulose (MDR) liegen in der Literatur relativ gute Daten vor, die Resistenzen sind dabei wie auch die Therapie klar definiert. Anders sieht die Situation jedoch bei der polyre-sistenten Tuberkulose aus: ihr Vorkommen wird prozentu-al in einem Bereich zwischen 5% und 35 % angegeben bzw. vermutet, die Zahlen schwanken je nach Herkunfts-land der Erkrankten. Gesichert ist aber, dass für den euro-päischen Raum besonders die ehemaligen GUS-Staaten durch ihre unmittelbare Nachbarschaft eine Infektionsge-fahr darstellen. Aber auch andere Länder, in denen das TB-Überwachungssystem marode und eine geordnete Therapie aus finanziellen Gründen kaum vollziehbar ist, produzieren Resistenzen, die möglicherweise im Rahmen der Reisefreiheit zu uns herüberschwappen. In Deutsch-land sammelt sich ein Teil davon betroffener Patienten im Bezirkskrankenhaus Parsberg, aus welchem in diesem Artikel über die damit verbundenen Schwierigkeiten be-richtet wird.

Das Krankenhaus

Das Bezirkskrankenhaus (BKH) in Parsberg ist eine ge-schlossene Fachklinik für Pneumologie und liegt in Bay-ern zwischen Nürnberg und Regensburg. Es verfügt über 30 Planbetten, die bei Bedarf erweitert werden können.

Es werden ausschließlich männliche an Tuberkulose er-krankte Patienten aufgenommen, die in Freiheit die Aufla-gen der Ordnungsbehörden hinsichtlich ihrer Erkrankung nicht befolgen wollten oder konnten. Somit ist die Grund-voraussetzung der stationären Aufnahme ein Gerichtsbe-schluss nach § 30 des Infektionsschutzgesetzes.

Sämtliche für eine umfassende Diagnostik erforderlichen medizinischen Geräte befinden sich im BKH und machen es somit ziemlich autark, die ärztliche bzw. pflegerische Besetzung entspricht den Besonderheiten des Hauses.

Das Patientengut

Da es sich bei dem BKH Parsberg um eine m.W. einmali-ge Einrichtung in der Bundesrepublik handelt, werden auch Kranke aus dem gesamten Bundesgebiet hierher eingewiesen, pro Jahr etwa 80 Patienten zwischen 16 und über 85 Jahren. Dadurch entsteht ein hochinteressantes Sammelsurium von Nationen und Schicksalen, jeder ein-zelne hat seine ganz eigene und meist traurige Geschichte. Im Berichtszeitraum 2004 waren insgesamt 15 Nationen vertreten, etwa 40 % allein aus den ehemaligen GUS-Staaten. Die Mehrheit der Patienten litt nicht nur an einer Tuberkulose, vielmehr bestand eine Multimorbidität, die von Alkoholismus und Drogensucht, Malaria und Parasi-tosen bis hin zu HIV und Herzinsuffizienz reichte und somit hohe ärztliche und pflegerische Ansprüche stellte.

Herkunftsländer der Patienten des BKH Parsberg im Jahre 2004


Auf Grund der unterschiedlichen Herkunft der Patienten entstehen häufig Sprachprobleme, die in etlichen Fällen überhaupt zur Einweisung in das BKH geführt haben. Dieser Problematik wurde in unserm Haus durch Einstel-lung osteuropäischer Ärzte begegnet, welche zum einen der entsprechenden Sprachen mächtig sind, aber auch die Problematik und Mentalität der einzelnen Länder sehr gut kennen.

Ein nicht unerheblicher Teil unserer Patienten leidet an einer behandlungsbedürftigen psychiatrischen Erkrankung wie z.B. Schizophrenie oder Demenzen. Auch diese Pati-enten werden durch Fachpsychiater unseres Hauses be-treut, sie sind aber hinsichtlich ihres Aufenthaltes und der Therapie als äußerst problematisch anzusehen und bleiben normalerweise länger bei uns.

Die Diagnostik

Bei jedem neu aufgenommenen Patienten wird eine Rönt-genuntersuchung des Thorax durchgeführt, auch wenn er relativ aktuelle Bilder mit sich führt. Es kommt nämlich vor, dass zur Vermeidung einer Einweisung Bekannte oder Familienmitglieder außerhalb zur Röntgenuntersu-chung erschienen sind, dann lässt sich nur mit einer neuen Aufnahme der tatsächlich Kranke ermitteln. Neben dem

üblichen klinischen Labor erfolgen dann die Krankheits-spezifischen Untersuchungen, wobei die Sputumabgabe unter Aufsicht erfolgt. Dieses Vorgehen hat sich bewährt, da ohne diese Maßnahme durchaus Sputen von inzwi-schen konvertierten Patienten getauscht und gehandelt werden. Auch Stuhl und Urin werden u.a. auf TBB unter-sucht, ebenso wird der Infektionsstatus bzgl. HIV und Hepatitis überprüft. Diese speziellen Untersuchungen werden im mikrobiologischen Labor der Universität Re-gensburg, dem Bayrischen Landesamt für Gesundheit und Lebensmittelsicherheit in Oberschleißheim und bei Bedarf auch im Referenzlabor in Borstel durchgeführt. Selbstver-ständlich ist bei positivem Ausfall der TB-Kultur die Anlage eines ausführlichen Resistogrammes mit Ein-schluss der Medikamente der zweiten und dritten Linie. Bei negativem Ausfall der TB-Kultur erfolgt in jedem Fall die Bronchoskopie, ebenso wie meist nach der ersten kulturellen Konversion.

Neben der spezifischen Diagnostik wird jeder Patient einer ausgedehnten internistischen Untersuchung unterzogen. Dazu gehören routinemäßig ein EKG (evtl. unter Belas-tung), Blutgasanalyse, Seh- und Hörtest sowie nötigenfalls Spezialuntersuchungen wie z.B. CT, EEG etc.

02 2006 Dr.Ralf Mütterlein BKH

Thema 2Uni Regensburg 03.09.04

nte und Beispiele.Warum ist das Thema für Ihr Publikum von Bedeutung?

Resistogramm eines Patienten mit polyresistenter Lungentuberkulose


Die Therapie

Seit mehr als 35 Jahren werden in Parsberg Medikamente unter Aufsicht eingenommen, schon viele Jahre früher, bevor andere dieses Therapieprinzip für sich als Entdecker beanspruchten (DOT-Regime). Eine Verweigerung dieser Maßnahme führt zum sofortigen Entzug aller spezifischen Medikamente, damit nicht im eigenen Hause noch Resis-tenzen gezüchtet werden, aber auch als disziplinarisches Werkzeug.

Bei bekannter dokumentierter Resistenzlage wird gemäss Resistogramm behandelt, mindestens jedoch in 4er-Kombination. Ebenso wird verfahren bei Patienten aus low-risk-Ländern, in denen eine geordnete Tuberkulose-Strategie vorhanden ist.

Bei dem hohen Anteil von Patienten aber aus Ländern der ehemaligen GUS-Staaten liegt meist auch kein Ergebnis einer Resistenzprüfung vor. Hier wird der Betroffene genau befragt nach Vorbehandlungen und Medikamenten, die er schon in seinem Heimatland erhalten hat. Hierbei offenbart sich recht oft schon das Dilemma, in welchem diese Länder beim Management der Tuberkulose stecken: Ungenügendes Vorhandensein von Medikamenten und wenn ja, dann nur gegen Bargeld, Monotherapien, Kurz-zeit-Therapien unter vier Monaten und häufiger Medika-mentenwechsel. Hinzu kommen die sattsam bekannten Gefängnistuberkulosen mit ihren raschen Erreger- und Resistenzwechsel. Bei diesen Patienten setzen wir von vorneherein eine Polyresistenz voraus, und der hohe An-teil von über 60% polyresistenter Keime im nachfolgen-den Resistogramm bestätigt meist unsere Vermutung. Bei diesen Patienten setzen wir mindestens eine 5er-Kombination von Medikamenten ein, die in deren Heimat-land nicht oder nur sehr schwer zu bekommen sind. Dabei handelt es sich um Substanzen wie z.B. Capreomycin, Cycloserin, Terizidon, PAS, Linezolid, Rifabutin, Prothi-onamid und Moxifloxacin u.a.. Bei einem sehr ausgepräg-ten Krankheitsbild und schwerer Phtisis kommt eine 7er-Kombination zum Einsatz, allerdings, wie bei allen ande-ren spezifischen Medikamenten auch, unter einschlei-chender Dosierung. Bedingt durch die hohe Toxizität antituberkulös wirksamer Medikamente und insbesonders die der Medikamente der second- und third-line ist eine permanente und sorgfältige Beobachtung der Patienten zwingend erforderlich. Diese erfolgt durch engmaschige Kontrollen der klinischen Laborparameter sowie der Funktion der Sinnesorgane, die durch diese Therapieform besonders gefährdet sind. Im Abstand von vier Wochen wird eine Röntgenkontrolle des Thorax zur Beurteilung der Dynamik durchgeführt und dementsprechend auch die Medikation angepasst.

Erstaunlicherweise kommt es unter der Einnahme dieser Medikamente nur in seltenen Fällen zu schwerwiegenden Nebenwirkungen, sieht man einmal von einer moderaten Erhöhung der Leberparameter und gastrointestinalen Problemen ab. In diesen Fällen wird eine Therapie-Pause von ca. einer Woche gemacht, danach mit einer Intervall-Therapie jeden 2. Tag weiter behandelt.

Medikament TD TTK

Zyvoxid (Linezolid) 2 x 600mg 176,40 € Avalox 1 x 400mg 5,93 € Terizidon 4 x 250mg 16,16 € Capreomycin 1 x 1g 54,12 € PAS 1 x 1g 59,36 €

311,97 €

Tägliche Medikamentenkosten des o.g. Patienten

Die Ergebnisse

Die durchschnittliche stationäre Verweildauer unserer Patienten liegt bei ca. 130 Tagen. Darin eingeschlossen sind Patienten, die schon nach 6 Wochen als nicht mehr infektiös anzusehen sind, aber auch solche, die erst nach bis zu 14 Monaten sicher nicht mehr ansteckend sind. Besonderer Wert bei der Beurteilung der Infektiosität wird dabei dem Ergebnis der Bonchial-Lavage beigemessen, denn erst durch sie ist das Ergebnis auch als relevant an-zusehen.

Verständlicherweise sind die meisten Langzeitpatienten solche mit polyresistenter Tuberkulose. Hier kommt aller-dings unser Prinzip, erst nach Vorliegen zweier negativer Kulturen im Abstand von vier Wochen die Nicht-Infektiosität anzunehmen, nicht mehr zur Geltung. Viel-mehr gehen wir davon aus, dass in diesen Fällen mindes-tens drei negative Kulturen innerhalb dreier Monate vor-liegen müssen, davon mindestens eine bronchoskopisch gesichert, um eine Gefahr für die Umwelt mit größter Sicherheit ausschließen zu können. Die Erfahrung der vergangenen Jahre hat dieses Vorgehen bestätigt, auch wenn es auf Grund der damit verbundenen langen Ver-weildauer immer wieder zu unangenehmen Diskussionen mit den Kostenträgern kommt.

Bei den unkomplizierten bzw. MDR-Tuberkulosen konn-ten wir in 100% der Fälle eine kulturelle Sputumkonversi-on erreichen und die Patienten in die ambulante Nach-betreuung entlassen. Auch bei allen Patienten mit polyre-sistenter Tuberkulose konnten wir eine lang anhaltende Kultur- Konversion verzeichnen, allerdings kommt es hier zu durchschnittlich einem Todesfall pro Jahr. Sie kamen einfach zu spät.

Wegen des hohen Anteils von Patienten ohne festen Wohnsitz oder Asylbewerbern ist die Sicherung des thera-peutischen Erfolges eng mit der Betreuung nach der Ent-lassung verknüpft. Ein hauseigener Sozialdienst bemüht sich hierbei um das Vorhandensein einer Anlaufstelle für die Patienten, eine Wohnung und die ärztliche Weiterver-sorgung. Für nicht wenige Patienten wurde wegen einer psychiatrischen Grunderkrankung während des stationären Aufenthaltes eine Betreuung eingerichtet, hier wird der Betreuer zur Nachsorge in die Pflicht genommen.

Die Rezidivquote, die zur Wiedereinweisung in unser Haus führt, ist sehr gering und statistisch kaum relevant. Wenn es dennoch vorkommt, ist der Grund dafür in fast allen Fällen das Wiedereintauchen der Patienten in ihr vormaliges Milieu mit Drogen und Alkohol, verbunden damit der Verzicht auf die weitere Einnahme von Medi-kamenten, welche bei Polyresistenzen bis zu 18 Monaten und länger erfolgen muss.


Mycobakteriologischer Verlauf des o.g. Patienten nach insgesamt 7 Monaten stationärer Behandlung. Therapiekosten ca. 80.000,00 Euro.

Zusammenfassung

Bei der polyresistenten Tuberkulose handelt es sich um ein sehr komplexes Krankheitsbild, welches ein hohes Maß an ärztlichem Wissen und pflegerische Kompetenz voraussetzt. Nicht nur die Einnahme hoch toxischer Medi-kamente, sondern auch die multiplen Begleiterkrankungen der Patienten und ihre lange Verweildauer machen jeden Erkrankten zu einem Individualfall, welcher auch einer ganz speziell auf diese Person ausgerichteten Therapie bedarf. Der therapeutische Erfolg, welcher sich nach an-nähernd jeder Behandlung einstellt, ist aber neben der genauen Kenntnis um die Probleme dieser Krankheit eng verknüpft mit „therapeutischer Phantasie“ und der Be-rücksichtigung der persönlichen Verhältnisse der Betrof-fenen. So sind wir im BKH Parsberg ständig bemüht, nicht nur als „Mediziner“ zu handeln, sondern vielmehr unter Beachtung der persönlichen Situation unserer Pati-enten diese in ein ganzheitliches Therapie-Konzept einzu-binden, welches besonders die Zukunftsperspektiven der Betroffenen berücksichtigt. Hierbei sind wir auf die Zu-

sammenarbeit mit den Ordnungsbehörden, Gesundheits-ämtern, Sozialdiensten und Krankenkassen angewiesen, was sich nicht zuletzt aus finanziellen Gründen immer öfter als schwierig erweist. Betrachtet man aber unsere Ziele unter dem Gesichtspunkt der Vermeidung neuer Erkrankungen und somit dem Schutz der Öffentlichkeit vor Ansteckung können wir davon ausgehen, dass wir letztendlich gerade durch die konsequente Quarantäne unserer Patienten dem Steuerzahler viel Geld ersparen. Auch in Zukunft wollen wir unseren therapeutischen Grundsätzen treu bleiben und somit unseren sicher wichti-gen Beitrag zur Bekämpfung der Tuberkulose leisten.


Dr. med. Ralf Mütterlein Bezirkskrankenhaus Parsberg Robert Koch-Str. 2 92331 Parsberg E-mail: [email protected]


EMPFEHLUNGEN

Empfehlungen zur Vorinkubationstemperatur und –dauer von Blutkulturflaschen Irene Seegmüller a, b, Ursula Eschenbach a, Klaus Kamereck a, Thomas Miethke a a Institut für Medizinische Mikrobiologie, Immunologie und Hygiene der TU München, Trogerstr. 9, 81675 München b derzeit: Institut für Medizinische Mikrobiologie der RWTH Aachen, Pauwelsstr. 30, 52074 Aachen

Schlüsselwörter: Blutkulturflaschen, BacT/FA, Vorin-kubation, Raumtemperatur, Transportzeit

Einleitung

Im Falle einer Sepsis ist die schnelle und sichere Anzucht, Identifizierung und Resistenztestung des jeweiligen Erre-gers die Grundvoraussetzung für eine gezielte antibioti-sche Therapie. Zu diesem Zweck wurden Blutkulturauto-maten entwickelt, die eine kontinuierliche Überwachung der Blutkulturflaschen ermöglichen. Im Falle des hier untersuchten BacT/ALERT-Systems (Organon Teknika, jetzt bioMérieux) geschieht dies durch einen CO2-sensitiven Indikator. Im Idealfall zeigt der Automat den Umschlag des Indikators an bei allen Flaschen, in denen Bakterienwachstum stattfindet und meldet die übrigen Flaschen negativ. Die Grenzen dieses Verfahrens sind bekannt. Überschreitet das Zeitintervall von der Abnahme der Blutkulturen bis zur Einlesung der Flaschen in den Automaten einen gewissen Wert, kann es in Abhängigkeit vom Erreger zu falsch negativen Ergebnissen kommen. (Klaerner et al.) Seit der Beschreibung dieses Phänomens für die BacT/FAN Flaschen (einem Blutkulturmedium für aerob wachsende Keime mit Kohlezusatz) wurde die Zu-

sammensetzung dieses Mediums verändert und die neue Rezeptur als BacT/FA-Flasche auf den Markt gebracht. Ziel dieses Artikels ist es zu beschreiben, wie sich die BacT/FA Flasche in Belastungstests, im klinischen Alltag und bei verschiedenen Vorinkubationstemperaturen und –zeiten verhält.

Ergebnisse

Die Hauptschwäche der BacT/FAN-Flaschen lag im Be-reich der Nonfermenter und der Hefen. Zur Überprüfung des neuen Mediums wurden BacT/FA-Flaschen mit einem hohen Inokulum des jeweiligen Erregers beimpft (1ml, McFarland 0,5) und für unterschiedliche Zeiten bei 37°C vorinkubiert, bevor sie in den Blutkulturautomaten einge-lesen wurden (Tabelle 1, oberer Teil). Dieses Experiment ergab, dass es nach einer Vorinkubation von mindestens 8 Stunden zu falsch negativen Flaschenmeldungen kommen kann. Dies traf zu für eines von zwei P. aeruginosa Isola-ten sowie für A. baumanii. Das zweite P. aeruginosa Iso-lat wurde erst nach 12h Vorinkubation als negativ gemel-det, Stenotrophomonas maltophilia sogar erst nach 24h Vorinkubation. Bei Candida glabrata kam es zu keiner falsch-negativen Meldung in diesem Belastungstest. .

Tabelle 1: Zeit bis zur Detektion von Nonfermentern und Candida in BacT/FA-Flaschen nach Vorinkubation bei 36°C und Raumtemperatur

Vorinkubationszeit

0 Std. 4 Std. 8 Std. 12 Std. 16 Std. 24 Std.

Flasche

1 2 Flasche

1 2 Flasche

1 2 Flasche

1 2 Flasche

1 2 Flasche

1 2

Pseudomonas aeruginosa a

(Patientenisolat), 36°C 6,7 Std. 7,0 Std. 4,2 Std. 4,2 Std. >5Tage b >5 Tage >5 Tage >5 Tage >5 Tage >5 Tage >5 Tage >5 Tage

Pseudomonas aeruginosa (ATCC 27853), 36°C 7,5 Std. 7,5 Std. 4,2 Std. 4,0 Std. 4,3 Std. 4,3 Std. >5 Tage >5 Tage >5 Tage >5 Tage >5 Tage >5 Tage

Acinetobacter baumanii (Patientenisolat), 36°C 7,3 Std. 7,5 Std. 4,2 Std. 4,2 Std. >5 Tage >5 Tage n.b.c n.b. >5 Tage >5 Tage >5 Tage >5 Tage

Stenotrophomonas maltophi-lia (Patientenisolat), 36°C 8,3 Std. 8,8 Std. 4,7 Std. 5,0 Std. 4,2 Std. 4,3 Std. n.b. n.b. 4,0 Std. 3,8 Std. >5 Tage >5 Tage

Candida glabrata (NCYC 350), 36°C 8,3 Std. 7,7 Std. 9,0 Std. 7,0 Std. 6,2 Std. 6,5 Std. 4,3 Std. 4,3 Std. 2,2 Std. 4,0 Std. 2,0 Std. 2,0 Std.

Pseudomonas aeruginosa (Patientenisolat), RTd 7,5 Std. 7,2 Std. 6,0 Std. 5,2 Std. 4,5 Std. 4,5 Std. n.b. n.b. 4,3 Std. 4,7 Std. 4,0 Std. 4,0 Std.

Pseudomonas aeruginosa, (ATCC 27853), RT 7,5 Std. 7,8 Std. 4,8 Std. 4,8 Std. 4,3 Std. 4,3 Std. n.b. n.b. 3,8 Std. 3,8 Std. 4,8 Std. 4,7 Std.

a alle Isolate wurden auf 0,5 McFarland eingestellt und unverdünnt eingesetzt (1ml pro Flasche) b nicht detektiert innerhalb von 5 Tagen, alle nicht detektierten Flaschen wurden nach dem Ablauf von 5 Tagen abgeimpft und enthielten alle vitale Keime; c n.b.: nicht bestimmt; d RT: Raumtemperatur


Tabelle 2: Zeit bis zur Detektion von 1:100000 verdünnten Proben P. aeruginosa durch BacT/FA-Flaschen nach Vorinkubation bei 36°C und bei Raumtemperatur

Vorinkubation

0 Std. 16 Std. 24 Std.

Flasche 1 2

Flasche 1 2

Flasche 1 2

Pseudomonas aeruginosa #1 1:100000 a, 36°C 16,3 Std. 16,3 Std. 4,2 Std. 4,0 Std. > 5 Tageb > 5 Tage

Pseudomonas aeruginosa #2 1:100000, 36°C 16,8 Std. 17,0 Std. 4,0 Std. 4,2 Std. > 5 Tage > 5 Tage

Pseudomonas aeruginosa #3 1:100000, 36°C 20,0 Std. 19,8 Std. 5,0 Std. 5,0 Std. 4,3 Std. 4,2 Std.

Pseudomonas aeruginosa #4 1:100000, 36°C 16,5 Std. 16,5 Std. 4,0 Std. 3,8 Std. 4,2 Std. > 5 Tage

Pseudomonas aeruginosa #1 1:100000, RTc 18,8 Std. 19,7 Std. 12,5 Std. 12,2 Std. 7,8 Std. 8,7 Std.

Pseudomonas aeruginosa #2 1:100000, RT 16,8 Std. 16,7 Std. 10,0 Std. 10,3 Std. 4,8 Std. 4,7 Std.

a alle bakteriellen Isolate wurden auf McFarland 0,5 eingestellt und 1:100000 verdünnt eingesetzt (1ml pro Flasche); jede Fla-sche enthielt bei sofortiger Abimpfung < 7 KBE/ml (KBE: Kolonie bildende Einheit) b nicht detektiert innerhalb von 5 Tagen, c RT: Raumtemperatur

Im klinischen Alltag werden Blutkulturflaschen aber nicht mit solch hohen Inokula beimpft. Um den realen Fall einer Sepsis nachzustellen, wurden BacT/FA-Flaschen mit einer Suspension von P. aeruginosa beimpft, die in etwa der Menge an Keimen entspricht, die bei einer Sepsis auftre-ten (1ml, McFarland 0,5, 1:100000 vorverdünnt, ent-spricht 100 KBE/ml Blut bei 10ml Blut pro Flasche, Whimbey et al). Von den vier getesteten Isolaten konnten zwei nach 24 h Vorinkubation nicht detektiert werden, Isolat Nummer drei wurde immer detektiert, unabhängig von der Länge der Vorinkubation und Isolat Nummer vier wurde nach 24h Vorbebrütung bei 36°C nur in einer von zwei Flaschen durch den Automaten entdeckt. (Tabelle 2, oberer Teil)

Zu klären blieb in diesem Augenblick, ob sich die experi-mentell noch festgestellte Schwäche im klinischen Alltag manifestiert oder nicht. Zur Überprüfung dieses Umstands wurden im Rahmen einer klinischen Studie im Zeitraum von September 2001 bis November 2002 insgesamt 5360 Flaschenpaare auf diesen Umstand hin überprüft. Im Kli-nikum Rechts der Isar (TU München) ist es üblich, Blut-kulturflaschen zwischen Abnahme und Transport ins La-bor auf Station bei 36°C zu lagern. Im genannten Zeit-raum wurden alle im Labor eintreffenden Flaschen vor dem Einlesen in den Blutkulturautomaten auf Kochblut-platten abgeimpft (Bebrütung 37°C, 5% CO2). Die Ergeb-nisse sind in Tabelle 3 dargestellt.

In 964 von 5360 Paaren konnten Keime nachgewiesen werden (18%). Davon erkannte der Automat 958 als posi-tiv und nur 6 Paare wurden allein durch die Abimpfung entdeckt (0,6%). Drei von 33 P. aeruginosa Stämmen wurden nicht entdeckt (9,1%), einer von drei S. maltophi-lia Stämmen (33,3%), eine von 41 Candida spp. (2,4%) sowie einer von 310 Koagulase-negativen Staphylokokken (0,3%) blieben vom Automaten unerkannt.

Eine beim anfangs geschilderten Belastungstest mitgeführ-te Kontrolle bestand aus BacT/FA-Flaschen, die mit dem

selben Inokulum beimpft worden waren, aber bei Raum-temperatur vorbebrütet wurden. Das Ergebnis war, dass beide P. aeruginosa Stämme auch nach 24stündiger Vor-bebrütung durch den Blutkulturautomaten entdeckt wer-den konnten. (Tabelle 1, unterer Teil). Ein analoger Ver-suchsansatz mit den 1:100000 vorverdünnten Inokula erbrachte dasselbe Ergebnis. Vorbebrütung bei Raumtem-peratur führte bei keinem der beiden getesteten Stämme zu falsch-negativen Ergebnissen (Tabelle 2, unterer Teil).

Zur Beurteilung, ob eine generelle Vorbebrütung von Blutkulturflaschen bei Raumtemperatur anstatt bei 36°C eine Lösung für das dargestellte Problem sein könnte, wurden BacT/FA Flaschen mit Erregern beimpft, von denen man annehmen kann, dass sie empfindlich auf die „kühlere“ Temperatur reagieren, Haemophilus influenzae und Streptococcus pneumoniae (Tabelle 4). Für H. in-fluenzae erbrachte der Versuch mit 1:100000 verdünnten Inokula keinen prinzipiellen Unterschied in puncto Vor-bebrütungstemperatur. Bei Vorbebrütung bis zu 24h wur-de das Isolat unabhängig von der Temperatur der Vorbe-brütung immer durch den Automaten entdeckt. Allerdings verlängerte sich die Detektionszeit von im Mittel 4,25 Stunden (Vorbebrütung bei 36°C) auf im Mittel 20,1 Stunden (Vorbebrütung bei RT). Für S. pneumoniae ergab sich sogar die Situation, dass die Vorbebrütung bei RT sich als besser erwies als die Vorbebrütung bei 36°C. Nach Vorbebrütung von 24h bei 36°C konnte der Automat das Isolat nicht entdecken, wohingegen die Detektion des Isolats nach 24h Vorbebrütung bei RT kein Problem dar-stellte.

Abschließend wurde untersucht wie sich der Unterschied in der Vorbebrütungstemperatur auf klassische Sepsiser-reger auswirkt (Tabelle 5). Geprüft wurde nach einer Vor-bebrütungszeit von 24h entweder bei RT oder 36°C. Kurz zusammengefasst konnte der Automat alle Isolate entde-cken, allerdings ergaben sich Unterschiede in der Detekti-onszeit. Bei E. coli und K. pneumoniae ergab sich eine verdoppelte Detektionszeit bei Vorbebrütung bei Raum-


Tabelle 3: Detektion von Mikroorganismen in Blutkulturpaaren (klinische Proben)

Summe detektiert nicht detektiert

Mikroorganismen Fälle % Fälle % Fälle %

Gram-positive Bakterien - Staphylococcus aureus - koagulase negative Staphylokokken - Streptococcus viridans Gruppe - Streptococcus pneumoniae - Beta-hämolysierende Streptokokken - Enterococcus spp. - Clostridium spp.

531

85 310 53 11 4

64 4

55.1

8.8 32.2 5.5 1.1 0.4 6.6 0.4

530

85 309 53 11 4

64 4

99.8

100.0 99.7

100.0 100.0 100.0 100.0 100.0

1

0 1 0 0 0 0 0

0.2

0.0 0.3 0.0 0.0 0.0 0.0 0.0

Gram-negative Bakterien Enterobacteriaceae - Escherichia coli - Klebsiella spp. - Proteus/Morganella spp. - Enterobacter/Citrobacter - Serratia/Hafnia spp. Bacteroides spp.

333

274 103 83 9

72 7

3

34.5

28.4 10.7 8.6 0.9 7.5 0.7

0.3

329

274 103 83 9

72 7

3

98.8

100.0 100.0 100.0 100.0 100.0 100.0

100.0

4

0 0 0 0 0 0

0

1.2

0.0 0.0 0.0 0.0 0.0 0.0

0.0

Nonfermenter - Pseudomonas aeruginosa - Acinetobacter spp. - Stenotrophomonas maltophila - Burkholderia cepacia

56 33 7 3

13

5.8 3.4 0.7 0.3 1.3

52 30 7 2

13

92.9 90.9

100.0 66.7

100.0

4 3 0 1 0

7.1 9.1 0.0

33.3 0.0

Andere 59 6.1 59 100.0 0 0.0 Candida spp. 41 4.3 40 97.6 1 2.4 Alle Mikroorganismen 964 100 958 99.4 6 0.6

Tabelle 4: Zeit bis zur Detektion von 1:100000 verdünnten Proben von H. influenzae and S. pneu-moniae durch BacT/FA-Flaschen nach Vorinkubation bei 36°C und Raumtemperatur

Vorinkubation

0 Std. 8 Std. 24 Std

Flasche 1 2

Flasche 1 2

Flasche 1 2

Haemophilus influenzaea, (Patientenisolat)

36°C RT

19,5 Std. 21,0 Std.

9,2 Std. 16,8 Std.

9,8 Std. 16,7 Std.

4,5 Std. 22,5 Std.

4,0 Std. 17,7 Std.

Streptococcus pneumoniae, (Patientenisolat)

36°C RT

15,2 Std. 15,0 Std.

10,8 Std.16,0 Std.

10,3 Std.14,5 Std.

>5Tageb 13,8 Std.

>5Tage 17,7 Std.

a alle bakteriellen Isolate wurden auf einen McFarland von 0,5 eingestellt und 1:100000 verdünnt eingesetzt (1ml); jede Flasche enthielt bei sofortiger Abimpfung <1KBE/ml b nicht detektiert innerhalb von 5 Tagen


Tabelle 5: Zeit bis zur Detektion von verschiedenen Sepsiserregern durch BacT/FA-Flaschen nach Vorinku-bation bei 36°C oder RT

Vorinkubation

0 Std. 24 Std.

Flasche 1 2

Flasche 1 2

Escherichia coli (Patientenisolat) a

36°C RT

11,3 Std. 11,3 Std. 2,0 Std. 3,7 Std.

2,0 Std. 3,7 Std.

Klebsiella pneumoniae (Patientenisolat) 36°C RT

10,8 Std. 10,8 Std. 2,2 Std 3,8 Std.

2,2 Std. 2,2 Std.

Enterobacter cloacae (Patientenisolat) 36°C RT

11,5 Std. 11,7 Std. 2,0 Std. 2,0 Std.

2,0 Std. 2,0 Std.

Staphylococcus aureus (Patientenisolat) 36°C RT

14,0 Std. 14,3 Std. 2,0 Std. 5,8 Std.

2,0 Std. 5,5 Std.

Enterococcus faecalis (Patientenisolat) 36°C RT

14,0 Std. 13,7 Std. 2,0 Std. 5,5 Std.

2,0 Std. 5,7 Std.

Candida glabrata (Patientenisolat) 36°C RT

26,3 Std. 26,2 Std. 7,2 Std. 16,0 Std.

6,8 Std. 15,2 Std.

a alle bakteriellen Isolate wurden auf einen McFarland von 0,5 eingestellt und 1:100000 verdünnt; jede Flasche enthielt bei sofortiger Abimp-fung <5KBE/ml

temperatur, bei S. aureus und E. faecalis verdreifachte sich die Detektionszeit sogar.

Für E. cloacae blieb die Detektionszeit unverändert bei 2 Stunden.

Bei C. glabrata verlängerte sich die Detektionszeit von im Mittel 7 Stunden auf im Mittel 15,6 Stunden.

Diskussion

Die Rezeptur des BacT/FA-Mediums erweist sich als deutlich besser als die der Vorgängerflasche (BacT/FAN). Die Rate der insgesamt nicht detektierten Keime aus klini-schen Proben sank von 3,0% auf 0,6 %. Bei P. aeruginosa allein genommen war die Verbesserung am deutlichsten zu bemerken (Absinken der falsch-negativen Meldungen von 46,9% auf 9,1%). Auch im Belastungstest bei der Beimpfung mit einem sehr hohen Inokulum von P. aeru-ginosa ist eine deutliche Verbesserung des Mediums zu bemerken. Kam es bei den BacT/FAN Flaschen schon nach 4 Stunden Vorbebrütung bei 36°C zu Ausfällen so können die BacT/FA Flaschen je nach Isolat sogar nach 8 Stunden Vorbebrütung noch vom Automaten als positiv erkannt werden. Das bedeutet, dass das Problem der falsch-negativen Flaschen bei der Vorbebrütung der BK-Flaschen bei 36°C nach wie vor existiert, wenn auch in abgeschwächter Form.

Der Grund für dieses Versagen ist bis heute unklar geblie-ben. In allen nicht detektierten Flaschen fanden sich bei Abimpfung nach 5 Tagen vitale Keime wieder. Wir gehen davon aus, dass einer der Wachstumsfaktoren im Medium durch die Vorbebrütung bei 36°C vorzeitig aufgebraucht wird und damit nach Einlesung in den Automaten nicht mehr ausreichend Wachstum (und damit Produktion von CO2) stattfinden kann. Damit wird ein hinreichender

Farbwechsel des Indikators unmöglich. Der Automat kann die Flasche nicht positiv melden.

Alle eingehenden Blutkultur-Flaschen vor dem Einlesen in den Automaten abzuimpfen, ist ein ernstzunehmender finanzieller und auch logistischer Aufwand, und jedes Labor muss selbst entscheiden, ob es für zusätzlich 0,6% positive Proben dieses Verfahren etablieren möchte. An-dererseits steht mit der Möglichkeit, Blutkultur-Flaschen anstatt bei 36°C bis zur Einlesung aufzubewahren, mit der Lagerung bei Raumtemperatur ein einfaches, kostengüns-tiges Vorgehen zur Verfügung, das augenscheinlich in der Lage ist, das Problem zu eliminieren.

Die Idee Blutkultur-Flaschen bis zum Transport ins Labor bei 36°C zu lagern, stammt aus der MiQ Blutkulturdia-gnostik von 1997. Der Hersteller der Blutkultur-Flaschen empfiehlt eine Lagerung bei Raumtemperatur, die Richtli-nien der American Society for Microbiology (Cumitech) ebenfalls. Da es keine Hinweise darauf gibt, dass Lage-rung bei Raumtemperatur bei empfindlichen Keimen wie H. influenzae und S. pneumoniae zu Ausfällen führt, exis-tiert im Augenblick kein Gegenargument für die Lagerung bei Raumtemperatur. Der einzige, allerdings eher als ge-ringfügig einzuschätzende Nachteil ist die teilweise Ver-längerung der Detektionszeit.

Insgesamt lassen sich aus dem geschilderten Sachverhalt mehrere Schlussfolgerungen ziehen. Erstens: die Lagerung von Blutkulturflaschen bis zum Transport ins Labor sollte bei Raumtemperatur erfolgen.

Zweitens: in Krankenhäusern, in denen Blutkulturflaschen bis zum Transport in der Regel bei 36ºC gelagert werden, sind Flaschen, die von der Abnahme bis zum Transport ins Labor nicht den Weg in den Brutschrank gefunden haben, nicht "wertlos", im Gegenteil.


Drittens: für Krankenhäuser, in denen nur die vom Auto-maten positiv gemeldeten Blutkultur-Flaschen zur weite-ren Diagnostik in das zuständige mikrobiologische Labor geschickt werden, haben die geschilderten Ergebnisse zwei mögliche Konsequenzen. A) bei Überschreitung einer Transportdauer von vier Stunden (und zwischenzeit-licher Lagerung bei 36°C) muss das Einsenden aller BK-Flaschen zur Diagnostik empfohlen werden. B) werden die Blutkultur-Flaschen bis zum Einlesen in den Automa-ten bei Raumtemperatur gelagert entfällt diese Maßnahme ersatzlos.

Literatur Klaerner, HG, Eschenbach U, Kamereck K., Lehn N, Wagner H, Miethke

T. Failure of an automated blood culture system to detect nonfer-mentative gram-negative bacteria. J Clin Microbiol 2000; 38: 1036-1041

Seifert H, Shah P, Ullmann U, et al. Sepsis Blutkulturdiagnostik, MiQ, Qualitätsstandards in der mikrobiologisch-infektiologischen Diag-nostik 1997

Duune WM Jr, Nolte FS, Wilson ML. Cumitech 1B-Blood Cultures III, Edited by JA Hindler, Washington DC, American Society fo Micro-biology 1997

Whimbey E, Wong B, Kiehn, TE, Armstrong D. Clinical correlations of serial quantitative blood cultures determined by lysis-centrifugation in patients with persistent septicemia, J Clin Microbiol 1984; 19: 766-771


Dr. Irene Seegmüller Institut für Medizinische Mikrobiologie Universitätsklinikum der RWTH Aachen Pauwelsstr. 30 52074 Aachen Tel: 0241 – 8089512 email: [email protected]

ZEITSCHRIFTENREFERAT Verlängerte Inkubationszeiten bei Endokarditis-verdacht ohne diagnostischen Nutzen bei Verwen-dung von automatischen Blutkultursystemen

In einer retrospektiven Studie (1) sowie in einem beglei-tenden Editorial (2) wird der Frage nachgegangen, wie sinnvoll es sei, bei Endokarditis-Verdacht die übliche Inkubationszeit von Blutkulturflaschen von fünf bis sieben Tagen auf 21 Tage zu verlängern. Diese Vorgehensweise wird vielfach praktiziert und empfohlen unter der Vorstel-lung, hierdurch die Ausbeute für Bakterien aus der HACEK – Gruppe und andere schwer anzüchtbare Erreger zu erhöhen. In der Klinik der Autoren Baron et al. an der Universität Stanford in Kalifornien wurde in den Jahren 1995 – 97 bei insgesamt 215 Endokarditis-Patienten ein aufwändiges Endokarditis-Protokoll durchgeführt, das von jeweils drei Blutkulturpärchen neben einer 21–tägigen Bebrütungszeit im Bactec-System Akridinorange-Präpa-rate sowie blinde Subkulturen auf zahlreichen Medien (BCYE-Agar 14 Tage aerob, Schokoladenagar 5%-7% CO2 21 Tage, Kaninchenblutagar 5%-7% CO2 21 Tage, Sabouraudagar vier Wochen, Löwenstein-Jensen Schräga-gar 1. Woche 5%-7% CO2 und anschließend aerob fünf Wochen, bei anaeroben Flaschen zusätzlich Subkulturen auf supplementiertem Brucella-Agar anaerob für sechs Tage) an den Tagen 3 und 10 einschloss. Darüber hinaus verlangte das Endokarditis-Protokoll die Abnahme von vier Röhrchen für das Lysis-Zentrifugationsverfahren mit nachfolgender Abimpfung der gewonnenen Sedimente auf die oben beschriebenen Nährmedien mit den genannten Inkubationszeiten und –bedingungen. Bei allen anderen

Patienten wurden jeweils zwei Blutkulturpärchen im Bac-tec 9240 – Instrument fünf Tage bebrütet.

Bei den 215 Patienten mit dem speziellen Endokarditis-Protokoll wurden in keinem Fall Erreger während der ersten fünf Tage isoliert. Acht koagulasenegative Staphy-lokokken, zwei diphtheroide Stäbchen sowie zwei aerobe Sporenbildner, die allesamt als Hautkontaminanten einge-stuft wurden, wurden erst nach mehr als fünf Tagen iso-liert. Darüber hinaus fanden sich zwei Mycobacterium avium - Komplex-Isolate über das Lysis-Zentrifugations-verfahren bei einem AIDS-Patienten sowie 16 Isolate einer Legionellen-Spezies (zehn aus dem Lysis-Zentri-fugationsverfahren und sechs aus Blutkulturflaschen) von einem anderen Patienten. Dieser mageren Ausbeute von klinisch relevanten Isolaten standen Kosten von 33,550 $ gegenüber. Dagegen fanden sich aus ca. 42,000 Blutkultu-ren, bei denen das fünftägige Standardprotokoll befolgt wurde, insgesamt 24 schwer anzüchtbare Erreger (über-wiegend aus der HACEK-Gruppe) und zwar zehnmal Haemophilus influenzae, dreimal Haemophilus pa-rainfluenzae, einmal Haemophilus parahaemolyticus, viermal Capnocytophaga, zweimal Actinobacillus actino-mycetemcomitans, einmal Eikenella corrodens und zwei-mal Bartonella. 98% aller positiven Blutkulturen wurden bis zum vierten Tag detektiert.

Die Autoren führten außerdem noch eine Befragung bei 11 weiteren Laboratorien durch, von denen neun verlän-gerte Bebrütungszeiten von 21 Tagen befolgen und sechs zudem blinde Subkulturen durchführen. In der Summe


stehen diese Laboratorien für Hunderttausende von Blut-kulturen und berichten doch nur über insgesamt vier kli-nisch relevante Isolate und zwar je einmal Histoplasma spp., Propionibacterium acnes, Streptococcus viridans und Cardiobacterium hominis. Die Universitätsklinik Stanford hat das oben beschriebene Endokarditis-Protokoll daher abgeschafft. Im Einzelfall können nach erfolgtem infektiologischen Konsil Spezialuntersuchungen auf Legionellen, Bartonellen, Malassezia furfur und ande-re schwer anzüchtbare Erreger, die in den üblichen Blut-kulturflaschen nicht anwachsen, angefordert werden. Hierzu passend liefern die Autoren eine hilfreiche Tabelle mit Sonderuntersuchungen.

In dem begleitenden Editorial (2) unterfüttert Weinstein die Daten dieser Arbeit mit einer Reihe von veröffentlich-ten Studien aus anderen Zentren, die zu analogen Ergeb-nissen kommen. Er kommt zu dem eindeutigen Schluss, dass verlängerte Bebrütungszeiten von Blutkulturen bei Patienten mit Endokarditisverdacht ohne klinischen Nut-zen sind und unterbleiben sollten.

Werfe ich einen Blick auf die eigenen Daten in unserem Labor aus dem Jahr 2005, die mit dem BactAlert-System der Firma Biomérieux erzielt wurden, so fanden sich bei insgesamt 32,297 Blutkulturen 4,863 Isolate. Davon wur-den 71,4% innerhalb der ersten 24 Stunden detektiert, 98,8% innerhalb von fünf bzw. 99,9% innerhalb von sechs Tagen. Bei etwa 2% der Blutkulturflaschen, also ungefähr 640 Flaschen, wurde die Bebrütungsdauer wegen Endo-karditisverdacht oder aus anderen Gründen, z.B. Brucello-se-Verdacht, von sechs auf 21 Tage erhöht. Lediglich vier Isolate fanden sich nach mehr als sechs Tagen Bebrü-tungsdauer und zwar je einmal Brucella melitensis (Tag 7), Corynebacterium spp. (Tag 7), Staphylococcus aureus (Tag 8) und Propionibacterium spp. (Tag 9). Der Patient mit dem S. aureus hatte eine Endokarditis mit einem wei-teren S. aureus-Isolat nach fünf Tagen Bebrütungsdauer. Der Patient mit der Brucellose hatte eine Spondylodiscitis, und von den Klinikern war primär ein Verdacht auf Bru-cellose geäußert worden (es handelt sich übrigens um die einzige 2005 gemeldete Brucellose in Hamburg), weswe-gen auch eine verlängerte Bebrütungsdauer vorgenommen wurde. Bei den beiden anderen Erregern handelte es sich um Einzelisolate, die als Hautkontaminanten eingestuft wurden. Nach sechs Tagen Bebrütungsdauer fanden sich zwar immerhin noch 52 Isolate (1,1%), darunter an rele-vanten Keimen 2 x Candida glabrata, 1 x Klebsiella pneumoniae, 1 x Sphingomonas paucimobilis (klinische Bedeutung fraglich) und 2 x S. aureus (jeweilige Partner-flaschen nach ein bzw. fünf Tagen positiv), daneben aber 37 x Propionibacterium spp., 6 x koagulasenegative Staphylokokken und 3 x Corynebacterium spp., also ganz überwiegend Hautkontaminanten, so dass auch dieser sechste Bebrütungstag mir bereits entbehrlich erscheint.

In den von der DGHM in den MiQ hinterlegten Qualitäts-standards für die Blutkulturdiagnostik (3) wird bei Endo-karditisverdacht ebenfalls eine Bebrütungsdauer von 21 –28 Tagen empfohlen. Vor dem Hintergrund der referierten Arbeiten und des allgemeinen Bestrebens nach evidenzba-sierter Medizin sollte vielleicht auch diese Empfehlung bei Gelegenheit revidiert werden.

1. Baron EJ, Scott JD, Tompkins LS. Prolonged incubation and exten-sive subculturing do not increase recovery of clinically significant microorganisms from standard automated blood culture bottles. Clin Infect Dis 2005;41:1677-80.

2. Weinstein MP. Emerging data indicating that extended incubation of blood cultures has little clinical value. Clin Infect Dis 2005;41:1681-2.

3. Seifert H, Shah P, Ullmann U et al. Sepsis-Blutkulturdiagnostik. In: MiQ 3 – Qualitätsstandards in der mikrobiologisch-infektiologischen Diagnostik. Hrsg.: H Mauch, R. Lütticken und S. Gatermann. Gus-tav Fischer Verlag, Stuttgart 1997.


Prof. Dr. med. Hinrik von Wulffen Medilys Institut für Labormedizin, Mikrobiologie und Krankenhaushygiene c/o Asklepiosklinik Altona Paul-Ehrlich-Str. 1, D-22763 Hamburg Tel. 040-181881-5951 FAX: 040-181881-4937 e-mail: [email protected] FORTBILDUNGSVERANSTALTUNGEN

HYGIENEAKADEMIE BAD KISSINGEN

Grundkurs „Hygienebeauftragte/r in Krankenhaus/ Rehaklinik“ gem. RKI-Richtlinie, Ziffer 5.3.5 Termine: 6. bis 10. November 2006 Gebühr: Euro 415,00

Aufbaukurs „Hygienebeauftragte/r in Krankenhaus/ Rehaklinik“ Termine: 02. bis 03. Juni 2006 Gebühr: Euro 215,00

Termine: 29. bis 30. Juni 2006 Gebühr: Euro 215,00

Hygiene in Praxen der Radiologie und Herzkatheter-labor, Grundkurs Termine: 19. bis 23. Juni 2006 (Fürth) Gebühr: Euro 415,00

Hygiene in der Zahnarztpraxis, Grundkurs Termine: 9. bis 10. Juni 2006 (Bad Kissingen) Gebühr: Euro 170,00

„Hygiene in der Arztpraxis“ – mit Zertifikat - Termin: 22. bis 23. September 2006 Grundkurs Ort: Bad Kissingen

Termin: 19. bis 20. Mai 2006 Aufbaukurs Ort: Bad Kissingen

Gebühr: jeweils Euro 170,00

Hygienebeauftragte/r in der Dialyse für Dialyseeinrichtungen und Hygienefachkräfte Termin: Grundkurs 12.bis 13. Juli 2006 Termin: Grundkurs 04.bis 05. Oktober 2006 Termin: Aufbaukurs 13.bis 14. Dezember 2006 Gebühr: jeweils Euro 215,00

Auskunft: Förderverein Gesundheitszentrum Bad Kiss-ingen e.V., Sparkassenpassage 4, 97688 Bad Kissingen, Tel.: 0971 – 785 07 66 und 785 29 84, Fax: 0971 - 785 07 64, e-mail: [email protected] Internet: http://www.hygieneakademie.de



Programm der 1. Oberschleißheimer Fortbildung – aktueller Stand der Diagnostik, Klinik und Therapie von bakteriellen Infektionen

1. – 2. Juni 2006 im Bay. LGL, Bau A, Saal 101-102,Veterinärstr. 2, 85764 Oberschleißheim Veranstalter: Berufsverband der Ärzte für Mikrobiologie und Infektionsepidemiologie (BÄMI)

mit Bay. LGL. Anmeldung: Dr. Ludmila Naumann, Bay. LGL, E-Mail: [email protected] Bitte beachten Sie: Teilnehmerzahl begrenzt, Anmeldeschluss 15.5.06

1. Juni 2006

13.00 Festliche Begrüßung: Herren Präsident des Bay. LGL Prof. Dr. V. Hingst und Dr. A. Hartinger, Schatzmeister BÄMI

Vorsitz: Dr. Hartinger, Dr. Pecoraro 13.45 PD Dr. Udo Reischl, RIMMH: PCR gestützte Verfahren zur Schnelldiagnostik bakteriellen

Infektionen 14.15 Prof. Dr. Thomas Miethke, Institut für Med. Mikrobiologie der TU München: Rascher Nach-

weis von MRSA mittels Real Time PCR 14.45 PD Dr. Hans-Jörg Linde, RIMMH: Diagnostik von Community-Acquired MRSA Vorsitz: Vizepräsident des Bay. LGL Dr. Zapf, Prof. Dr. Ch. Höller 15.15 PD Dr. Hans-Jörg Linde, RIMMH: MRSA – Therapie und Hygienemaßnahmen 15.45 Dr. Matthias Lapatschek, Krankenhaus München Schwabing/Harlaching: Ergebnisse der

SARI Studie 16.15 Dr. Irene Seegmüller, Institut für Med. Mikrobiologie – NRZ für Streptokokken, Uniklinik der

RWTH Aachen: S. pneumoniae – Resistenzlage, Serotypisierung, Impfung, Stand 2006

16.45 – 17.15 Pause

Vorsitz: Präsident des VSF D. Hagelstein, Dr. S. Hörmansdorfer, Dr. L. Naumann 17.15 Präsident des VSF Dieter Hagelstein, VIF Bad Schwartau, H. Schmalzried, Inter Versiche-

rung: Workshop Netzwerk und Spezialisierung – intelligente Antworten auf den Strukturwan-del/die Umbrüche im Gesundheitswesen – Hebung organisatorischer- finanzieller - kommuni-kativer Ressourcen

18.00 Dr. Ludmila Naumann, Bay. LGL Oberschleißheim: Tuberkulose und Mykobakteriosen 18.30 Dr. Michael Weizenegger, Labor Limbach, Heidelberg: Methoden zur schnellen mykobakte-

riellen Diagnostik 19.00 Dr. Thomas Bodmer, Institut für med. Mikrobiologie der Universität Bern: Stellenwert der

T-Zell Reaktivität bei der TBC Diagnostik (vorläufig)

19.30 Gemeinsames Abendessen

2. Juni 2006

Vorsitz:, Dr. Barth, PD Dr. Dr. H. Rinder 9.00 PD Dr. W. Schneider, RIMMH: Diagnostik von Helicobacter pylori 9.30 Dr. Boris Ehrenstein, Uniklinik Regensburg: Klinik und Behandlung von Helicobacter pylori

- Infektionen 10.00 Dr. Rudolf Kugler, Bay. LGL Oberschleißheim: Neuere Entwicklungen in der molekularbio-

logischen Diagnostik von Salmonellen 10.20 Dr. Stefan Hörmansdorfer, Bay. LGL Oberschleißheim: Salmonellen Prävalenzstudie

10.40 – 11.05 Pause

Vorsitz: Dr. Busch, Dr. Geerdes-Fenge 11.05 Dr. Ulrich Busch, Bay. LGL Oberschleißheim: EHEC Diagnostik 11.30 Dr. Stephan Schranner, LRA Landshut: Ausscheidung von EHEC durch Haustiere 12.00 Dr. Mag. Alexander Indra, AGES Institut für Med. Mikrobiologie und Hygiene, Wien:

Ungewöhnliche Infektionen mit Gramnegativen Erregern in Österreich 12.30 Bundesvorsitzender BÄMI Prof. Dr. H.K. Geiss, Hygieneinstitut der Universität, MUA,

Heidelberg: Neuester Stand der Antibiotikaentwicklung


58. Jahrestagung der Deutschen Gesellschaft für Hygiene und Mikrobiologie e.V.

100Jahre DGHM

Vorläufiges Programm weitere Informationen siehe www.DGHM.org 1. – 4. Oktober 2006, Congress Centrum Würzburg

Montag, 2. 10. 2006 Uhrzeit Titel der Veranstaltung

8:30 – 10:00 8:30 8:50 9:10 9:30 8:30-10:00 8:30 9:00 9:20 9:40

Nationales Genomforschungsnetzwerk (NGFN) Stefan Schreiber, Kiel, D Human Inflammatory Barrier Disease - Interplay between deficient innate immunity and mi-crobial triggers? Rolf Horstmann, Hamburg, D Human genetics of malaria Stefan Ehlers, Borstel, D Functional genomics in tuberculosis research Trinad Chakraborty, Giessen, D Integrative Genomics in Sepsis: Molecular Signatures and Susceptibility Symposium: Food Microbiology and Hygiene Lebensmittelmikrobiologie und – hygiene (zusammen mit der VAAM) T. J. Humphrey, Bristol, UK Salmonella, stress response and food safety C. Hertel, Hohenheim, D Lactobacilli in Food: Friend or Foe ? P. Radstrom, Lund, S Modulation of Expression of Clostridium botulinum toxins in food E. Märtlbauer, München, D Bacillus cereus and its toxins

8:30-10:00 8:30 9:00 9:30

Symposium: “Neue Antibiotika” (zusammen mit PEG) Vorsitzende: P. Heisig (PEG), N.N. (DGHM) H. Labischinski, Berlin, D Neue Zielstrukturen von Antibiotika R. Müller, Saarbrücken, D Neue Wege zur Findung neuer Antibiotika P. Heisig, Hamburg, D Neue Resistenzmechanismen gegen neue Antibiotika

10:00-10:30 Kaffeepause

10:30-11:15 Vortrag des DGHM-Preisträgers

11:15-13:00 Plenarsession: Host-Pathogen-Interaction (zusammen mit DGP)

11:15 11:50 12:25

M. Swanson, Ann Arbor, USA Legionella pneumophila, a pathogen in search of its next meal M. So, Portland, USA Neisseria type IV pili: Mechanotransduction and consequences for the infected cell M. Yazdanbakhsh, Leiden, NL Molecular pathways in celluar immune responses modulated by chronic helminth infections

11:15-12:45 Symposium Resistenzentwicklung als therapeutische Herausforderung (Firma Wyeth)


13:00-14:00 Mittagspause 14:00-15:30

Symposium Impfstoffe (zusammen mit DGPI)

14:00 14:25 14:50 15:15

H.J. Schmitt, Mainz, D Umgang mit und Erfolg von Impfempfehlungen R. v. Kries, München, D Methoden zum Nachweis der Wirksamkeit von Impfungen in Populationen J. Rüggeberg, Düsseldorf, D Konjugatimpfstoffe Erfolge und Herausforderungen R. Berner, Freiburg, D Risiko- und Nutzenbewertung neuer Impfstoffe am Beispiel Rotavirus

14:00-15:30

Arbeitsgruppen und Fachgruppen Workshops: Lebensmittelmikrobiologie & EHEC (FG GI/MP) Molekulare Pathogenität von Eukaryonten und intrazellulären Erregern (FG MP/EK) Systematik und Identifizierung von Krankheitserregern (FG MS)


16:00 -17:30 16:00 -17:30

Symposium: Gram-positive Erreger - Antibiotika und Resistenzen (Firma Novartis) Ständige Arbeitsgemeinschaft Allgemeine und Krankenhaushygiene (St. AG Hyg I)

16:00 -17:30 18:00

Posterbegehung Mitgliederversammlung

Dienstag, 3. 10.2006 8:30 - 10:00 Immune Responses at Interfaces (zusammen mit DGFI)

8:30 9:00 9:30

M. Rescigno, Mailand, IT Different routes of bacterial entry at mucosal surfaces dictate the type of induced immune response M. Hornef, Freiburg, D Postnatal acquisition of endotoxin tolerance in intestinal epithelial cells B. Schittek, Tübingen The role and clinical relevance of antimicrobial peptides in human skin

8:30 – 10:00

Symposium: Molecular Épidemiology and Modeling:

8:30 9:00 9:30

M.J.M. Bonten, Utrecht, NL The changing epidemiology of Enterococcus faecium in Europe C. Trotter, London, UK Meningococcal serogroup C vaccination in Europe D. van Soolingen, Bilthoven, NL The epidemiology of tuberculosis in the light of molecular typing

8:30 – 10:00

Symposium: Therapie invasiver Pilzinfektionen (zusammen mit PEG, DMykG) Vorsitzende: H. Hof, Mannheim (DGHM), A. Groll, Münster (PEG)

8:30 9:00 9:30

E. Müller, Bochum, D Kontroversen im Management invasiver Candida-Infektionen in der Intensivmedizin H. Hof, Mannheim, D Therapiemöglichkeiten bei invasiven Aspergillus-Infektionen haematologisch/onkolo-gischer Patienten A. Groll, Münster, D Optionen zur Behandlung seltener Pilzinfektionen


10:30-11:15 DGHM-Lecture M. Maiden, Oxford, UK Title pending


11:15-13:00

Plenarsession: Genomics (zusammen mit VAAM)

11:15

J. Parkhill, Cambridge, UK Genome Dynamics in Bacterial Pathogens

11:50 Steffen Rupp, Hohenheim, D Host pathogen interaction and cell wall dynamics in C. albicans

12:25

Andrew Camilli, Boston, USA Vibrio cholerae Behavior and Virulence Gene Regulation During Infection

12:00- 13:30 Symposium (Pfizer): Pilzinfektionen

13:00-14:00

Mittagspause

14:00-15:30 Arbeitsgruppen und Fachgruppen Workshops: Immunantworten auf Infektionen durch Bakterien, Pilze und Parasiten (FG EK/II) Helicobacter & Campylobacter (FG GI/LM) Multiresistente Erreger (St. AG Hyg II)


16:00- 17:30 16:00- 17:30

Symposium (BD) Arbeitsgruppen und Fachgruppen Workshops: Kosten von Infektionen mit multiresistenten Erregern (St. AG Hyg. III) Kulturunabhängige Verfahren (AG DV)

Mittwoch, 4. 10. 2006

8:30-10:00 Symposium „Händedesinfektion und Hautantiseptik“

8:30 8:40 8:50 9:00 9:10 9:20 9:30 9:40 9:50

C. Wendt, Heidelberg, D Compliance für die hygienische Händedesinfektion A. Sorger Forschritte auf dem Gebiet der hygienischen Händedesinfektion J. Steinmann Fortschritte auf dem Gebiet der viruswirksamen Händedesinfektion G. Kampf, Hamburg/Greifswald, D Experimentelle Grundlagen zur veränderten Durchführung der chirurgischen Händedes-infektion A. Kramer, Greifswald, D Risk assessment der Resorption von Alkoholen bei der hygienischen und der chirurgi-schen Händedesinfektion M. Exner, Bonn, D Gemeinsame europäisch-japanische Empfehlung zur chirurgischen Händedesinfektion S. Grohmann, Greifswald, D Untersuchungen zur Optimierung der Hautantiseptik vor Lumbalpunktion (10 min) C. Jäkel, Berlin, D Rechtliche Einordnung von Händedesinfektionsmitteln und Hautantiseptika: Arzneimittel oder Medizinprodukt? (10 min) Diskussion

8:30-10:00 Klinische Falldemonstrationen

8:30-10:00 8:30-10:00

Arbeits- und Fachgruppen Workshops Symposium:„Novel Antibiotics by Analysing and Directing Antibiotic Biosynthe-sis“ (gem. mit der VAAM)



10:30-13:00

Plenarsession: Emerging Infectious Diseases (zusammen mit GfV und GHU)

10:30 H. Feldmann, Winnipeg, CAN Ebola (exact title pending)

11:05 Y. Kawakao, Tokyo, J Enigmas of Emerging Viruses

11:40 P. Courvalin, Paris, F VanA-type vancomycin resistance in Staphylococcus aureus: Lost in translation?

12:15

E. J. Kuijper, Leiden, NL Emergence of Clostridium difficicle PCR ribotype 027 in The Netherlands

13:00-14:00 Mittagspause 14:00-15:30 Arbeits- und Fachgruppen Workshops:

14:00-15:30 Nationale Referenzzentren


16:00-17:30 Arbeits- und Fachgruppen Workshops

*Vortragssprache ist grundsätzlich englisch, Ausnahme: alle Fort – und Weiterbildungsveranstal-tungen werden auf Deutsch abgehalten.

AUS DEM BERUFSVERBAND

Bericht über die Teilnahme am Projekt “Tropenmedizinische Infektiologie für Mikrobiologen” in Tansania Carola Mehler Institut für Medizinische Mikrobiologie, Immunologie und Kran-kenhaushygiene, Städtisches Klinikum München GmbH, Klini-kum Bogenhausen

Von Ende August bis Ende November 2005 habe ich am Projekt „Tropenmedizinische Infektiologie für Mikrobio-logen“ in Tansania, das vom Berufsverband initiiert wur-de, teilgenommen.

Im Regionalkrankenhaus der Provinzhauptstadt Mbeya, dem „Mbeya Consultant Hospital“, unterhält Prof. Dr. Löscher von der tropenmedizinischen Abteilung der Lud-wig-Maximilian-Universität (LMU) München eine For-schungsstelle, die sich mit verschiedensten Fragestellun-gen hinsichtlich Epidemiologie, Molekularbiologie, Dia-gnostik und Begleiterkrankungen der HIV-Infektionen in Tansania beschäftigt.

Das Mbeya Consultant Hospital ist eine tertiäre Gesund-heitseinrichtung, die eine Bevölkerung von ca. 6 Millio-nen Menschen in 4 Regionen des südlichen Hochlands (d.h. Mbeya, Ruvuma, Rukwa und Iringa) versorgt. Es handelt sich um eine gebietsbezogene Einrichtung mit 477 Betten und ca. 600 Mitarbeitern. Es werden ambulante und stationäre Dienste in den folgenden Abteilungen an-geboten: Innere Medizin, Geburtshilfe/Gynäkologie, All-gemeine Chirurgie, Urologie, Orthopädie, Augenheil-kunde, Kinderheilkunde und Psychiatrie. Im südlichen Hochland von Tansania treten Malaria, Typhus, Schisto-

somiasis, afrikanische Trypanosomiasis, Leishmaniose, Tuberkulose, Erkrankungen durch Filarien, Amöbiasis sowie Haut- und systemische Mykosen und sonstige für die Tropen typische Krankheiten auf.

Ziel meiner Arbeit war es, eine funktionierende bakteriolo-gische und parasitologische Stuhldiagnostik unter Berück-sichtigung der dortigen finanziellen Ressourcen zu installie-ren sowie mich an einem Projekt der Forschungsstelle der tropenmedizinischen Abteilung der LMU zu beteiligen. Hierfür hatte ich mich schon in Deutschland ausreichend vorbereitet und vorab bereits Arbeitsanleitungen auf Eng-lisch für die Herstellung von Nährmedien und Differenzie-rungsmedien, Durchführung der Diagnostik und Wieder-aufbereitung von Labormaterial verfasst. Die eingeführten Verfahren sollten anschließend von den afrikanischen Kol-legen selbständig weitergeführt werden können, ohne dass dazu große zusätzliche Geldmittel erforderlich sind.

Die Flugkosten wurden vom Berufsverband übernommen, der von mir aufgelistete erforderliche Laborbedarf vom Tropeninstitut der LMU.

Vom Zielflughafen in Daressalaam wurde ich am 21.08.05 um 6.00 Uhr morgens von einem Fahrer abgeholt. Die 900 km lange Fahrt nach Mbeya ging durch zahlreiche kleine Ortschaften aus Lehmhütten mit Stroh- oder Wellblechdä-chern. Entlang der Straße trugen Frauen große mit Wasser gefüllte Behältnisse auf ihrem Kopf. In Schuluniform gekleidete Kinder machten sich in Scharen auf den Weg zur Schule. Bananenstauden und Palmen kennzeichneten die Landschaft. Bei der Durchfahrt durch den Mikumi Nati-onalpark waren zahlreiche Zebras, Affen, Giraffen, Büffel, Gazellen, Wildschweine und interessante Vogelarten zu sehen. Ich hatte sogar das große Glück, zwei Löwen mit ihrer Beute zu erblicken. Auch außerhalb des Nationalparks trieben sich immer wieder Affen auf der Straße herum.


Je mehr wir uns der auf 1.600 km über dem Meeresspiegel gelegenen Stadt Mbeya (ca. 300.000 Einwohner) näher-ten, desto angenehmer und trockener wurde das Klima. Die Landschaft in der Region Mbeya ist bergig, sehr grün, mit tropischem Pflanzenwuchs.

Tansania ist nach unseren Maßstäben ein armes Land, die Menschen sind dennoch sehr freundlich und hilfsbereit. Die Landessprache ist Kisuaheli, die mittleren und oberen Schichten verstehen aber nahezu alle gut Englisch.

Am ersten Arbeitstag stellte mich der dortige Leiter des Forschungsprojekts dem Krankenhausdirektor, dem La-borleiter sowie den Laborangestellten vor, die mich alle sehr herzlich mit dem kisuahelischen Gruss „karibu sana“, das heißt „herzlich willkommen“ empfingen und mir er-zählten, wie froh sie seien, die Gelegenheit zu bekommen, mehr über diagnostische Methoden lernen zu dürfen.

Bei der morgendlichen Besprechung aller Krankenhaus-ärzte durfte ich am nächsten Tag mein Vorhaben vorstel-len, was ich gleich mit der Bitte um Einsendung von Pati-entenmaterial verband. Der Krankenhausdirektor betonte anschließend nochmals die Bedeutung der Etablierung neuer diagnostischer Verfahren. Nachdem wir alle Kisten ausgepackt und die erforderlichen Medien hergestellt hatten, verteilte ich zusammen mit einem Labormitarbeiter Proben-gefäße sowie von mir erstellte Antragsformulare auf der Männer- und Frauenabteilung sowie in der Pädiatrie.

Stuhlproben wurden bisher lediglich im Nativpräparat auf Parasiten untersucht. Die Proben wurden in Streichholz-schachteln ins Labor gebracht. War der Stuhl flüssig oder weich kam die Streichholzschachtel durchnässt ins Labor.

Zum Nachweis von Salmonellen, Shigellen und Campylo-bacter etablierte ich die Stuhlkultur auf XLD-, DCLS- und Campylobacter-Selektiv-Agar sowie die Anreicherung in Selenitbouillon mit anschließender Subkultur. Zur Identi-fizierung von Shigellen und Salmonellen verwendete ich Kligler-Eisen-Agar, Antisera, Harnstoff-Bouillon sowie, bei Bedarf, kurze biochemische Reihen. Die Antibiotika-Testung erfolgte für Salmonellen und Shigellen auf MH-Agar bzw. auf Kochblut-Agar für Campylobacter.

Zur Anreicherung von Parasiten führte ich die SAF-Methode ein, zum Nachweis von Cryptosporidien, Cyc-lospora und Isospora die Kinyoun-Färbung.

Von jeder Stuhlprobe überführte ich Material in CryoTu-bes, um sie für weitere Untersuchungen wie z.B. EHEC, EIEC, EAEC, Rotaviren, Mikrosporidien in Deutschland einzufrieren.

Als mit Abstand häufigster nachzuweisender Erreger er-wies sich Shigella sp., insbesondere Shigella flexneri und sonnei. Salmonella sp. und Campylobacter sp. waren hingegen wesentlich seltener nachweisbar.

Shigella sp. und Salmonella Typhimurium zeigten ein breites Spektrum an Antibiotikaresistenzen, wobei meist lediglich Ciprofloxacin sensibel war.

Einige Patienten wiesen Doppelinfektionen auf, so z.B. Salmonella Typhimurium mit Shigella sonnei, Salmonella Typhimurium mit Shigella flexneri, Giardia lamblia mit Cryptosporidium sp., Giardia lamblia mit Shigella flexne-ri, Shigella boydii mit Campylobacter sp., Shigella flexne-ri mit Campylobacter sp., Entamoeba histolytica mit Shi-gella sonnei, Giardia lamblia mit Ancylostoma sp. sowie Strongyloides stercoralis mit Hymenolepsis nana.

Ein Patient war sogar dreifach infiziert, und zwar mit Shi-gella flexneri, Salmonella Enteritidis und Giardia lamblia.

Bei drei Patienten mit reiswasserartigem Durchfall ließ sich auf TCBS-Agar Vibrio cholerae O1 isolieren.

Folgende Parasiten konnten durch die Anreicherungsme-thode erfasst werden, wobei Giardia lamblia bei weitem überwog: Giardia lamblia, Entamoeba histolytica, Ancy-lostoma sp., Hymenolepsis nana, Strongyloides stercora-lis, Schistosoma mansoni, Taenia Eier und Ascaris Eier. Mit Hilfe der Kinyoun-Färbung gelang mir der Nachweis von Cryptosporidium parvum, Cyclospora cayetanensis sowie Isospora belli.

Während der Regenzeit (November-Februar) werden in Mbeya gehäuft Cholerainfektionen und Malaria diagnosti-ziert. Für die Diagnose der Malaria erfolgt lediglich die Untersuchung eines Dicken Tropfens.

Von Sputum wird bisher keine Kultur angelegt sondern lediglich eine Ziehl-Neelsen Färbung durchgeführt.

Urinkulturen erfolgen auf CLED- oder Mac Conkey-Agar. Aus Kostengründen wird der Urin von 4-5 Patienten auf einer Platte ausgeöst.

Blut- und Kochblut-Agar wird wegen fehlender Schafher-den aus Menschenblut hergestellt, das auf HIV, HBV und Syphilis getestet wird. Der Kit für die HBV-Testung war allerdings ausgegangen und aus finanziellen Gründen nicht verfügbar. Auf HCV wird nicht getestet.

Häufig durchgeführte Untersuchungen sind der Widal auf Salmonella Typhi sowie der VDRL auf Syphilis.

Da das Krankenhaus nur über begrenzte Mittel verfügt, wird ein Großteil des Laborbedarfs im Krankenhauslabor wiederaufbereitet. So werden z.B. benutzte Objektträger und Pipettenspitzen in Desinfektionsmittellösung einge-legt, über Nacht im Heißluftofen auf 55-60°C erhitzt und anschließend mit Wasser und Seife gewaschen, um wie-derverwendet zu werden.

Die Verhältnisse eines tansanischen Krankenhauses sind mit denen in Deutschland nicht zu vergleichen. So warten z.B. die ambulanten Patienten, auf dem Boden vor dem Labor sitzend oder stehend, auf ihre Ergebnisse. Viele der Kinder sind AIDS-Waisen und kommen daher mit ihren Tanten oder Großmüttern in die Klinik. Auf den Kranken-stationen befinden sich ca. 35 Betten in einem Raum, teilweise durch Trennwände voneinander getrennt. Die HIV-Durchseuchung beträgt dort ca. 70% bei Erwachse-nen und 40% bei Kindern. Die häufigsten Diagnosen sind Infektionen durch Mykobakterien, Kryptokokken-Menin-gitis, Toxoplasmose-Encephalitis, Pneumocystis jiroveci-Pneumonie, Candida Ösophagitis und Malaria. Einige Patienten liegen nur auf einer Matratze auf dem Boden, weil alle Betten belegt sind. Patienten, deren Angehörige im Ort wohnen, werden von diesen mit Lebensmitteln versorgt und erhalten kein Essen vom Krankenhaus. In der kleinen Krankenhauskantine, in der es nur eine minimale Auswahl an Gerichten gibt, wird auf Holzkohle gekocht.

Der Aufenthalt in Tansania stellte eine sehr interessante Erfahrung für mich dar. Ich war sehr beeindruckt von der Wissbegierigkeit der meisten tansanischen Kollegen und ihrer hohen Motivation, einen besseren Standard zu errei-chen.

Somit kann ich die Teilnahme am Projekt „Tropenmedizi-nische Infektiologie für Mikrobiologen“ aus vollster Über-


zeugung weiterempfehlen. Die Mikrobiologen in Tansania würden sich sehr über einen weiteren Austausch mit deut-schen Kollegen freuen.

Korrespondenzadresse: Dr. med. Carola Mehler Institut für Medizinische Mikrobiologie, Immunologie und Krankenhaushygiene Städtisches Klinikum München GmbH, Klinikum Bogenhausen Englschalkinger Str. 77, 81925 München Tel. (dienstlich): 089 – 9270-2338 E-Mail: : [email protected]

BÄMI Landesgruppe Sachsen – jährliches Treffen Am 08.02.2006 fand in Dresden die jährliche Veranstal-tung der sächsischen Mikrobiologen statt. Die von den Landesobleuten gemeinsam mit Prof. Jacobs organisierte und von der Fa. Virotech unterstützte Veranstaltung stieß mit 35 Teilnehmern erneut auf sehr reges Interesse. Es wurden Vorträge zu folgenden Themen gehalten:

• „Diagnostische Probleme der EBV-Infektion“ (Gärtner, Homburg)

• „Problemfälle der Hepatitisdiagnostik“ (Bandt, Dresden)

• „Influenza“ (Liebert, Leipzig)

• „cMRSA“ (Monecke, Dresden)

• „Sächsische EPEC-Studie“ (Hauswaldt, Leipzig)

Die Veranstaltung wurde mit 3 Punkten für das Fortbil-dungszertifikat bewertet.

Auf positive Resonanz stieß die große Breite der angebo-tenen Themen, allerdings war der Zeitplan sehr eng ge-fasst. Auch in Zukunft soll diese Veranstaltung einmal jährlich stattfinden und der Charakter als praxisnahe Dis-kussionsveranstaltung ausgebaut werden. Es wurde sogar

über eine Ausweitung der Veranstaltung auf 4-5 Stunden diskutiert. Dies zeigt deutlich den hohen Fortbildungs- und Gesprächsbedarf.

Roger Hillert, Görlitz

PERSONALIEN Herr Dr. med. Volkhard A. J. Kempf, tätig am Institut für Medizinische Mikrobiologie, Abteilung Bakteriologie, der Eberhard-Karls-Universität Tübingen, erhielt den Robert-Koch-Postdoktorandenpreis 2005 der Robert-Koch-Stiftung sowie den Förderpreis der DGHM 2005. Letz-terer wurde auf der 57. Jahrestagung der DGHM und der Jahrestagung der Vereinigung für Allgemeine und ange-wandte Mikrobiologie (VAAM) in Göttingen verliehen.

Damit wurden seine herausragenden Arbeiten über Barto-nella henselae gewürdigt. Diese befassen sich vor allem mit der Wirkweise der Faktoren, die für die Induktion des Wachstums von Blutgefäßen verantwortlich sind. Dieses für B. henselae einzigartige Phänomen tritt bei AIDS-Kranken auf und spielt eine maßgebliche Rolle bei der Pathogenese der so genannten bazillären Angiomatose.

STELLENANZEIGE

BEZUGSQUELLEN

Facharzt für Mikrobiologie Erfahrungen in Krankenhaushygiene erwünscht, nicht Bedingung oder Facharzt für Hygiene mit Kenntnissen in mikrobiologischer Diagnostik für niedergelassenen Bereich gesucht. Teilzeit, Vollzeit oder spätere Assoziation möglich. Tel. 0170 2977612

Als neue Mitglieder begrüßen wir: Dr. med. Elizabeth Becker-Boost, Klinikum Krefeld, Insti-tut für Hygiene und Laboratoriumsmedizin, Lutherplatz 40, 47805 Krefeld, Tel: 02151 – 324985; Fax: 02151 – 322012, E-Mail: [email protected]

Dr. med. Grete Berns, Institut für Medizinische Mikrobio-logie, Universitätsklinikum Düsseldorf, Postfach 101007, 40001 Düsseldorf, Tel: 0211 – 8114765; Fax: 0211 – 8117733, E-Mail: [email protected]

Dr. med. Michael Lefmann, Haema Inst. für Medizinische Mikrobiologie, am Helios-Klinikum Berlin-Buch, Wilt-bergstr. 50 Haus 10, 13125 Berlin, Tel: 030 – 94012401, Fax: 030 – 94014323, E-Mail: [email protected]

Dr. med. Lorenz Leitritz, Bioscientia, MVZ Ingelheim, Konrad-Adenauer-Str. 17, 55218 Ingelheim, Tel: 06132 – 781156; Fax: 06132/781382, E-Mail: [email protected]

Anke Oltmann, Uniklinik Leipzig, Institut für Laboratori-umsmedizin, Bereich Mikrobiologie, Paul-List-Str. 13-15, 04103 Leipzig, Tel: 0341– 9722200; Fax: 0341– 9722377, E-Mail: [email protected]

PD Dr. med. Andreas Roggenkamp, Dr. Schubach und Kollegen, Wörth 15, 94034 Passau, Tel: 0851 – 9593238, Fax: 0851 – 9593263, E-Mail: andreas.roggenkamp@ labor-schubach.de.

BERUFSVERBAND DER ÄRZTE FÜR MIKROBIOLOGIE UND INFEKTIONSEPIDEMIOLOGIE E.V. Bundesvorsitzender: Prof. Dr. med. H. K. Geiss, Hygieneinstitut der Universität, MUA, Im Neuenheimer Feld 324,

69120 Heidelberg, Tel.: 06221 - 568317, Fax: 06221 - 563688, e-mail: [email protected]

Stellv. Vorsitzende: Prof. Dr. med. Gottfried Mauff, LADR GmbH, Medizinisches Versorgungszentrum, Labor Dr. Kramer und Kollegen, Lauenburger Strasse 67, 21502 Geesthacht, Tel. 04152 - 803 147, Fax: 04152 - 803 347, e-mail: [email protected]

Prof. Dr. med. Dieter Neumann-Haefelin, Institut für Med. Mikrobiologie und Hygiene, Abteilung Virologie, Hermann-Herder-Str. 11, 79008 Freiburg, Tel.: 0761 - 203-6600,-6601, Fax: 0761 - 203-6626, email: [email protected]

Schriftführerin: Dr. med. Waltraud Römmler, Gemeinschaftspraxis Dr. I. Kragenings, Dr. W. Römmler und Koll., Sonnenstraße 19, 80331 München, Tel.: 089 - 55 143-0, Fax: 089 - 55 143-240

e-mail: [email protected] Schatzmeister: Dr. med. Dr. rer. nat. Anton Hartinger, Institut für Med. Mikrobiologie und Immunologie, Kran-

kenhaus München-Harlaching, Sanatoriumsplatz 2, 81545 München, Tel.: 089 - 6210 2480, Fax: 089 - 6210 3024, e-mail: [email protected]

Impressum: DER MIKROBIOLOGE Herausgeber: Berufsverband der Ärzte für Mikrobiologie und Infektionsepidemiologie e.V.

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ISSN 0943-674X

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Mikrobiologe 2006-2 INTERNET mit Unterschrift GEISSbaemi.de/fileadmin/baemi/der_mikrobiologe_komplett/... · 2011-04-07 · es Spaß macht zuzuhören und dabei zu bleiben. Vom ersten