DER MIKROBIOLOGE - Baemi · der mikrobiologe mitteilungen des berufsverbandes der Ärzte fÜr mikrobiologie und infektionsepidemiologie e.v. 17. jahrgang, heft 5 oktober 2007

DER MIKROBIOLOGE

MITTEILUNGEN DES BERUFSVERBANDES

DER ÄRZTE FÜR MIKROBIOLOGIE UND INFEKTIONSEPIDEMIOLOGIE E.V.

17. Jahrgang, Heft 5 Oktober 2007

DIAGNOSTIK

Volkhard A. J. Kempf Bartonella-Infektionen des Menschen: Neue Erkrankungen durch einen alten Erreger ................................................................ 171

Sören Gatermann Erkennung von bakteriellen Resistenzmechanismen in der täglichen Diagnostik ........................ 181

ÜBERSICHT

Béatrice Grabein Mikrobiologischer Befund – quo vadis? ....................................................................... 197

AUS DEM BERUFSVERBAND

Neue Mitglieder .................................................................................................... 201 V o r a n k ü n d i g u n g :

17. Frühjahrstagung des Berufsverbands der Ärzte für Mikrobiologie, Virologie und Infektionsepidemiologie, Donnerstag, 10. April bis Samstag, 12. April 2008 im Hotel Frankenland, Bad Kissingen .......... 201

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INHALTSVERZEICHNIS DIAGNOSTIK Volkhard A. J. Kempf Bartonella-Infektionen des Menschen: Neue Erkrankungen durch einen alten Erreger ........................................................................................... 171 Sören Gatermann Erkennung von bakteriellen Resistenzmechanismen in der täglichen Diagnostik ..................................... 181 ÜBERSICHT Béatrice Grabein Mikrobiologischer Befund – quo vadis? .................................................................................................... 197 BUCHBESPRECHUNGEN................................................................................................................. 180, 196

MITTEILUNGEN ....................................................................................................... ........................... 200 AUS DEM BERUFSVERBAND Neue Mitglieder ......................................................................................................................................... 201

Vorankündigung: 17. Frühjahrstagung des Berufsverbands der Ärzte für Mikrobiologie, Virologie und Infektionsepide-miologie, Donnerstag, 10. April bis Samstag, 12. April 2008 im Hotel Frankenland, Bad Kissingen....... 201 FORTBILDUNGSVERANSTALTUNGEN ........................................................................................................ 202 BEZUGSQUELLEN ......................................................................................................... dritte Umschlagseite

IMPRESSUM .................................................................................................................. dritte Umschlagseite

MIKROBIOLOGE 17.Jg. 2007 171

DIAGNOSTIK

Bartonella-Infektionen des Menschen: Neue Erkrankungen durch einen alten Erreger Volkhard A. J. Kempf, Universitätsklinikum Tübingen, Institut für Medizinische Mikrobiologie und Hygiene, Tübingen

Einleitung

Bartonellen sind Gram-negative, fakultativ intrazelluläre Bakterien, die zur Klasse der α2-Proteobakterien gehören und phylogenetisch eng mit den humanpathogenen Genera Rickettsia und Brucella verwandt sind. Bis 1993 war B. bacilliformis die einzige bekannte Spezies der Gattung Bartonella, dann wurden aufgrund molekulargenetischer Analysen die Gattungen Rochalimaea und Grahamella in die Gattung Bartonella eingegliedert (1;2). Die Spezies B. henselae ist erst seit 1990 bekannt und gewinnt zuneh-mend an medizinischer Bedeutung (3-5). Bislang wurden neun humanpathogene und eine Vielzahl verschiedener Bartonella spp. aus verschiedenen Tieren isoliert (siehe Tab. 1).

Bartonellen-Infektionen des Menschen sind häufige Er-krankungen. Die Seroprävalenz von Bartonella-Antikör-pern liegt -je nach Bewertungsgrenze und geographischer Lage- bei ca. 5-30% (6). 14% der unklaren Halslymph-knotenschwellungen sind durch B. henselae-Infektionen verursacht (7). Die Inzidenz der durch B. henselae hervor-gerufenen KATZENKRATZKRANKHEIT (KKK) liegt in den USA bei 9,3 pro 100.000 Einwohner (8).

Infektionen des Menschen mit Bartonella spp.

Das Spektrum der durch Bartonella spp. verursachten Krankheitsbilder ist in den vergangenen Jahren laufend größer geworden. Dabei hängt der Verlauf einer Infektion in erster Linie vom Immunstatus des Patienten ab. Beim immunkompetenten Patienten führt eine Infektion in der Regel zur KATZENKRATZKRANKHEIT (KKK), während bei immunsupprimierten Patienten (z.B. AIDS) vaskuloproli-ferative Krankheitsbilder (BAZILLÄRE ANGIOMATOSE, PELIOSIS HEPATIS) überwiegen.

• Katzenkratzkrankheit (B. henselae, B. clarridgeiae)

Die KKK ist eine überwiegend einseitige, unilokuläre Lymphadenitis im Abflussgebiet einer durch Katzen ver-ursachten kleinen Hautläsion. Auch Katzenflöhe kommen als Vektoren in Betracht, zudem häufen sich die Hinweise, dass auch Zecken eine Rolle bei der Übertragung spielen könnten (9).

An der Eintrittspforte des Erregers (Biss- oder Kratzwun-de) entwickelt sich innerhalb einer Woche eine kleine, verkrustete, nicht-juckende Papel, die über Monate beste-hen kann. Weniger als die Hälfte der Infizierten entwickelt Fieber, Kopf- und Gliederschmerzen, Appetitlosigkeit, Übelkeit, Arthralgien, Exantheme oder eine Thrombope-nie. Ein Erythema nodosum oder eine Parotisschwellung sind weitere, selten auftretende Symptome.

Nach Tagen bis Wochen bildet sich eine axilläre, supraklavikuläre oder zervikale Lymphadenitis aus, dabei können die betroffenen Lymphknoten Durchmesser von mehr als 5 cm erreichen. Histopathologisch finden sich die Zeichen einer retikulären Abszedierung (siehe Abb. 1), in ca. 10-20% kommt es zur Einschmelzung. In der Regel heilt die Lymphadenitis innerhalb von zwei bis vier Mona-ten folgenlos aus, selten persistiert sie über 1 bis 3 Jahre. Bei wenigen Patienten tritt ein sog. PARINAUD´SCHES OKULOGLANDULÄRES SYNDROM auf, das durch eine nicht-eitrige Konjunktivitis in Kombination mit einer Lympha-denitis gekennzeichnet ist. Sehr selten entwickeln sich neurologische Manifestationen (Enzephalitis, Uveitis, Neuroretinitis, Polyneuritis, Fazialisparese). Eine Endo-karditis, Myokarditis oder Osteomyelitis stellt einen Hin-weis auf eine asymptomatische Bakteriämie dar. Bei im-munsupprimierten Patienten disseminieren Bartonella-Infektionen häufiger und führen zu zahlreichen Hautläsio-nen, Abszessen, Osteolysen sowie zu Leber- und Lun-gengranulomen.

• Bazilläre Angiomatose und Peliosis hepatis (B. henselae und B. quintana)

Die vaskuloproliferativen Krankheitsbilder BAZILLÄRE ANGIOMATOSE (BA; v.a. kutane Manifestation) und PELIOSIS HEPATIS (PH; v.a. hepatische Manifestation) betreffen vorwiegend immunsupprimierte (häufig AIDS-) Patienten und können zum Ausgangspunkt starker Blu-tungen werden (siehe Abb. 2). Histopathologisch sind diese Erkrankungen durch das Auftreten Endothel-ausgekleideter lobulärer Kapillarproliferationen charakte-risiert, die von Neutrophilen und Makrophagen durchsetzt sind (10). Die direkte Anwesenheit von Bartonella spp. in diesen Läsionen gilt als bewiesen, denn die Erreger konn-ten mikroskopisch (z.B. in Warthin-Starry-Silberfär-bungen) in enger Assoziation zum proliferierenden Endo-thel (5) sowie molekular und kulturell aus derartigen Vaskuloproliferationen nachgewiesen werden (3;4); zu-dem resultiert eine antibiotische Therapie in der komplet-ten Rückbildung dieser Vaskuloproliferationen (5;11).

• Bakteriämie, Endokarditis (B. quintana)

Zunehmend wird bei Obdachlosen und Alkoholikern von anhaltenden Bakteriämien mit B. quintana berichtet (12;13). B. quintana ist weltweit epidemisch, der Mensch stellt das einzige Erregerreservoir dar. Die Übertragung von Mensch zu Mensch erfolgt durch Kleiderläuse. Die intraerythrozytäre Bakteriämie (14) ist zumeist Ausdruck einer Endokarditis mit B. quintana. Der Erreger verursacht zudem das heute sehr seltene WOLHYNISCHE FIEBER (FÜNFTAGEFIEBER, TRENCH-FEVER), das durch plötzlich einsetzende Fieberschübe von jeweils etwa fünf Tagen

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Tab. 1: Bartonella spp.: natürliches Vorkommen, Überträger und Erkrankungen des Menschen [modifiziert nach (50)].

Bartonella spp. Reservoir Vektor Humane Erkrankungen

Human-spezifische spp.:

B. bacilliformis Mensch Sandfliege Carrión-Krankheit: Oroyafieber, Verruga peruana

B. quintana Mensch Körperlaus Fünftagefieber, Endokarditis, BA, PH

Zoonotische spp.:

B. clarridgeiae Katze Katzenfloh Katzenkratzkrankheit

B. elizabethae Ratte unbekannt Endokarditis, Neuroretinitis

B. grahamii Maus, Wühlmaus unbekannt Neuroretinitis

B. henselae

Katze

Katzenfloh Zecke?

KKK, BA, PH, Endokarditis, Neuroretinitis, Bakteriämie u.a.

B. koehlerae Katze unbekannt Endokarditis

B. vinsonii subsp. arupensis Maus Zecke Bakteriämie, Fieber, Endokarditis

B. washoensis Erdhörnchen unbekannt Myokarditis, Endokarditis

Tierspezifische spp.:

B. alsatica Hase unbekannt nicht beschrieben

B. birtlesii Maus unbekannt nicht beschrieben

B. bovis (= B. weissii) Rind / Katze unbekannt nicht beschrieben

B. capreoli Reh unbekannt nicht beschrieben

B. chomelii Rind unbekannt nicht beschrieben

B. doshiae Wühlmaus unbekannt nicht beschrieben

B. peromysci Hirsch, Maus unbekannt nicht beschrieben

B. phoceensis Ratte unbekannt nicht beschrieben

B. rattimassiliensis Ratte unbekannt nicht beschrieben

B. schoenbuchensis Rotwild unbekannt nicht beschrieben

B. talpae Maulwurf unbekannt nicht beschrieben

B. taylorii Maus, Wühlmaus unbekannt nicht beschrieben

B. tribocorum Ratte unbekannt nicht beschrieben

B. vinsonii subsp. berkhoffii Hund Zecke nicht beschrieben

B. vinsonii subsp. vinsonii Wühlmaus Milbe nicht beschrieben

Dauer gekennzeichnet ist und von bilateralen prätibialen Schmerzen, Arthralgien und Kopfschmerzen begleitet sein kann. Vom Nachweis infizierter Erythroblasten im Knochenmark wurde berichtet (15).

• Carrión-Krankheit (B. bacilliformis)

B. bacilliformis-Infektionen treten in Peru und Ecuador auf, wo der Erreger von Mensch zu Mensch durch Sand-mücken (Lutzomyia, Phlebotomus) übertragen wird. Die

CARRIÓN-KRANKHEIT verläuft typischerweise biphasisch: im Rahmen des akuten Oroyafiebers treten hohes Fieber, Muskel-, Gelenk-, Kopf- und Knochenschmerzen sowie eine intraerythrozytäre, hämolytische Bakteriämie auf, die in einer schweren makrozytären Anämie mündet. Wird diese erste Krankheitsphase überstanden, kann sich einige Monate später das vaskuloproliferative Krankheitsbild „VERRUGA PERUANA“ (noduläre neovaskuläre Proliferati-onen an Haut, Schleimhäuten und inneren Organen) ent-wickeln, das über Jahre persistieren kann (16).


A B

Abb. 1. Katzenkratzkrankheit mit Parotisschwellung. Die 52-jährige Patientin stellte sich im Krankenhaus mit einer deut-lichen, linksseitigen Parotisschwellung vor. Aufgrund der klinischen Befunde stand zunächst der Anfangsverdacht eines Speicheldrüsenkarzinoms im Raum, der durch histologische Untersuchungen jedoch ausgeschlossen werden konnte. Die positive B. henselae-Serologie (1:512) sowie der direkte Erregernachweis aus den betroffenen Lymph-knoten mittels PCR ließen die Diagnose „Katzenkratzkrankheit“ zu. Eine antibiotische Therapie (Kombination aus Doxycyclin und Rifampicin) führte zur vollkommenen Rückbildung. Die Patientin gab anamnestisch an, einige Wo-chen zuvor von einer jungen Katze gekratzt worden zu sein. (A) Kernspin-Untersuchung des Kopfes der Patientin (transversale Ebene). Zu beachten ist die stark angeschwollene Parotis mit den sich klar demarkierenden Lymphkno-ten (Pfeil). (B) Histologisches Bild eines betroffenen Lymphknoten (granulomatöse Entzündung mit zentraler Nekro-se, Pfeil).

Abb. 2. Bazilläre Angiomatose. Der 37-jährige AIDS-Patient litt unter den typischen Hautmanifestationen (Gefäß-proliferationen), die sich in diesem Fall an der Brustwand manifestierten.


Diagnostik und Therapie von Bartonella-Infektionen

Der serologische Nachweis spezifischer IgG-Antikörper mittels kommerziell erhältlicher Immunfluoreszenztests (IFT) stellt zur Zeit das am besten geeignete Verfahren zur Diagnose von B. henselae- oder B. quintana-Infektionen dar. Hierbei wird Antigen eingesetzt, das durch Kokulti-vierung der Bakterien mit z. B. Affennierenepithelzellen (Vero-Zellen) hergestellt wurde (6;17) (siehe Abb. 3). Die Sensitivität der Serologie beträgt ~ 90% bei hoher Spezifi-tät (6). Zur Zeit ist lediglich die serologische Befundung der IgG-Titer (jedoch nicht der IgM-Titer) etabliert: Ein IgG-Titer von ≥ 1:200 (1:256) im IFT ist als „positiv“ zu bewerten; IgG-Titer zwischen 1:50 (1:64) und 1:200 (1:256) können auf eine beginnende oder eine gerade abgelaufene KKK hinweisen, aber auch durch kreuzreak-tive Antikörper z.B. gegen B. quintana, Coxiella burnetii (18), Chlamydia pneumoniae (19), Ehrlichia chaffeensis, Mycoplasma pneumoniae, Escherichia coli, Rickettsia spp., Treponema pallidum (20), Bordetella pertussis und Borrelia spp. (21) bedingt sein. Titer kleiner als 1:50 (1:64) sind als negativ zu bewerten. Andere serologische Nachweisverfahren (z. B. ELISA) sind nicht zu empfeh-len, da hierzu keine validierten Daten bezüglich Sensitivi-tät und Spezifität vorliegen.

Ein direkter Erregernachweis sollte immer dann angestrebt werden, wenn die Serologie nicht zu einer eindeutigen Diagnose führt oder die Antikörper-Bestimmung z. B. wegen Immunsuppression des Patienten unzuverlässig

erscheint. Klassischerweise wird hierzu ein Schnittpräpa-rat des Biopsates (Haut oder Gewebe bei BA, BP, Lymph-knoten bei KKK) nach Warthin-Starry gefärbt, jedoch ist diese Färbung keineswegs spezifisch. Die Amplifikation Bartonella-spezifischer DNA mittels PCR ist die zuverläs-sigste Methode des Erregernachweises. Es existieren ver-schiedene PCR-Protokolle für spezifische Genabschnitte der 16S-rDNA, des Citratsynthase (gltA)-Gens, der Ri-boflavin-Synthese (rib)-Gene sowie der „16S-23S rRNA gene intergenic transcribed spacer“ (ITS) Region mit unterschiedlicher Spezifität und Sensitivität.

Zum Nachweis der intraerythrozytären Bakteriämie mit B. quintana (Fünftagefieber) und B. bacilliformis (Oroy-afieber) sind frisch angefertigte Giemsa-gefärbte Blutaus-striche geeignet. Es ist zu beachten, dass sich Bartonella spp. mittels Gram-Färbung nur ungenügend darstellen lassen.

Die meisten Bartonella spp. benötigen mehr als sieben (bis zu 120!) Tage (22) bis zum Wachstum sichtbarer Kolonien, deshalb wird die Anzucht von Bartonellen unter Routinebedingungen nur selten gelingen. Bartonellen sind mikroaerophil und haben mit Ausnahme von B. bacilli-formis (25-30°C) ein Wachstumsoptimum bei 35-37°C. Die Anzucht von Bartonella spp. aus Lymphknotenbi-opsaten bei KKK gelingt fast nie, bei BA, PH und bakteri-ämischen Krankheitsbildern besteht eine bessere Chance zur Erregeranzucht. Die Biopsate (nach Homogenisierung) oder Blutproben sollten auf Columbiablut- und Kochblut

Abb. 3. Immunfluoreszenztest zum Nachweis von Bartonella-spezifischen Antikörpern aus dem Serum von Patienten. Endothelzellen (hier mit Phalloidin gefärbt) wurden gemäß eines CDC-Protokolles mit B. henselae infiziert und auf Objektträger aufgebracht (6). Spezifische Antikörper lassen eine deutliche Reaktion (meist >1:200 oder >1:256) erken-nen. Die Sensitivität verschiedener kommerzieller IFT-Testsysteme ist sehr unterschiedlich. Zu beachten ist die Wirtszell-assoziierte Lagerung der Bakterien. Skalierung: 20 µm.


agarplatten direkt ausgestrichen werden. Danach sollte das Homogenisat bei –80°C tiefgefroren und nach dem Wie-derauftauen nochmals auf den o.g. Nährmedien ausgestri-chen werden. Das alles sollte unter äußerst sterilen Bedin-gungen durchgeführt werden, da die Kulturen wegen der langen Inkubationszeiten besonders kontaminationsanfäl-lig sind. Die Anzucht von Bartonella spp. in Zellkulturen („shell-vials“) dürfte nur besonderen Speziallaboratorien vorbehalten bleiben. Die Kultivierung von B. quintana in Blutkultur-Flaschen wurde beschrieben (13), auch hier ist das Verfahren wegen der langen Inkubationszeiten jedoch nur spezialisierten Laboratorien zu empfehlen.

Eine Identifizierung der Erreger anhand ihrer Kulturmor-phologie, Wachstumseigenschaften und biochemischen Charakteristika ist wegen des langsamen Wachstums nicht sinnvoll. Am besten können die Erreger über molekulare Methoden differenziert werden. Verlässliche Verfahren zur Speziesidentifizierung scheinen dabei die Unterschei-dung mittels Größenunterschieden der 16S-23S rRNA ITS Regionen (23) darzustellen, auch die Differenzierung anhand des ribC-Gens ist sinnvoll (24).

In vitro sind alle Bartonella spp. hochgradig empfindlich gegenüber den meisten Beta-Lactam-Antibiotika, Ami-noglykosiden, Makroliden sowie Tetrazyklin und Rifam-picin. Oxacillin und Cephalothin sind weniger aktiv, Van-comycin und Fosfomycin zeigen keine Wirksamkeit (25). Die zum Teil gravierenden Unterschiede zwischen den beschriebenen in vitro Empfindlichkeiten und dem klini-schen Erfolg einer Antibiotikatherapie sind zur Zeit nicht gut erklärbar. Insbesondere das schlechte Ansprechen bei KKK sowie die immer wieder auftretenden Rückfälle der BA oder BP bei immunsupprimierten Patienten deuten auf eine intrazelluläre Persistenz der Erreger (z. B. in Endo-thelzellen) hin. Deswegen sollte der Einsatz zellwandper-meabler Antibiotika über ausreichend lange Therapiezeit-räume favorisiert werden (z. B. Makrolide, eventuell in Kombination mit Rifampicin). Wegen des prognostisch günstigen Verlaufs der KKK ist in der Regel keine anti-biotische Therapie notwendig. Bei prolongierter oder disseminierter Infektion (z. B. BA oder BP) wird eine Therapie mit Azithromycin (alternativ: Roxithromycin oder Doxycyclin), eventuell in Kombination mit Rifampi-cin, für 5 Tage bis Monate empfohlen. Rückfälle bei im-munsupprimierten Patienten sind häufig.

Bakteriell induzierte Angiogenese - eine einzigartige Eigenschaft von Bartonella spp.

Obwohl die Krankheitsbilder BA und PH erst Anfang der 90er Jahre als bakteriell ausgelöste vaskuloproliferative Tumorformationen identifiziert wurden (3), ist das angio-genetische Potential von Bartonella spp. schon lange be-kannt: kutane Manifestationen der durch B. bacilliformis ausgelösten Bartonellose (Verruga peruana) wurden in Ecuador bereits mehr als 1000 Jahre vor Ankunft der Europäer beschrieben (26).

Mechanismen der B. henselae-induzierten Angiogenese

Als Angiogenese (Gefäßneubildung) bezeichnet man einen mehrstufigen Prozess, bei dem durch Sprossung von Kapillaren neue Blutgefäße entstehen. Krankhaftes Ge-fäßwachstum ist charakteristisch für bösartige Tumore, kommt jedoch auch bei entzündlichen Erkrankungen vor (27). Die Regulation der Angiogenese ist Gegenstand

intensiver Forschung. Das Zytokin „vascular endothelial growth factor“ (VEGF) ist das stärkste Hypoxie-induzierbare Mitogen für Endothelzellen (28). Die Ex-pression von VEGF und vielen anderen Komponenten der Angiogenesekaskade wird durch den „hypoxia-inducible factor-1“ (HIF-1) reguliert, der damit den Schlüs-seltranskriptionsfaktor der Angiogenese darstellt (29).

Obwohl BA und PH keine malignen Tumorerkrankungen darstellen, sind sie durch das ausgeprägte Wachstum von Blutkapillaren gekennzeichnet (Abb. 2) und das Resultat einer chronischen B. henselae- oder B. quintana-Infektion, eine antibiotische Therapie führt zur kompletten Rückbil-dung der Läsionen. Gegenwärtig geht man davon aus, dass sich mindestens die folgenden drei Mechanismen in der Induktion von Gefäßwachstums-Phänomenen durch B. henselae überlagern (Abb. 4):

1. Zytokin-vermittelte Endothelzellproliferation

Eine B. henselae-Infektion resultiert in infizierten Wirts-zellen zunächst in zellulärer Hypoxie und nachfolgend in einer Aktivierung von HIF-1 (30). HIF-1 reguliert unter anderem die Sekretion von VEGF, dem wichtigsten mito-genen Zytokin für Endothelzellen, und von weiteren, proangiogenetisch wirksamen Zytokinen (z.B. Adrenome-dullin, Interleukin-8 u.a.), die wahrscheinlich in der Aus-lösung der BA und PH eine wesentliche Rolle spielen (31).

2. Hemmung der Wirtszellapoptose

Die Verhinderung der Endothelzell-Apoptose scheint ein weiterer Mechanismus in der Entstehung Bartonella-induzierter Vaskuloproliferationen zu sein. Die Apopto-seinhibition wird durch eine Hemmung der Caspase-3 vermittelt, einem entscheidenden Enzym in der Apoptose-kaskade (32). Kürzlich wurde nachgewiesen, dass ein Substrat des VirB-Typ 4 Sekretionssystems (Bartonella effector protein A, BepA) für die Inhibition der Apoptose in Endothelzellen verantwortlich ist (33;34). Zudem ver-hindert B. henselae die Apoptose in Monozyten (35). Hierbei könnte die Aktivierung von NF-κB durch B. hen-selae eine entscheidende Rolle spielen, da dieser Transkriptionsfaktor anti-apoptotische Wirksamkeit be-sitzt.

3. Direkte Stimulation der Endothelzellproliferation durch B. henselae

B. henselae stimuliert direkt oder über sekretierte Produk-te die Proliferation von Endothelzellen (36). Als auslösen-der Faktor werden Proteine vermutet; es ist jedoch bislang nicht gelungen, diese(s) Protein(e) zu identifizieren.

Pathogenitätsfaktoren von B. henselae

Seit dem Jahr 2004 liegen die Genomsequenzen für B. henselae und B. quintana vor (37) - ein günstiger Um-stand, der die Erforschung der Pathogenität von Bartonel-la spp. weiter stimulieren sollte. Jedoch sind bislang ledig-lich zwei Pathogenitätsfaktoren von B. henselae näher charakterisiert worden: das Bartonella-Adhäsin A (BadA; 38) und das VirB/VirD4-TypIV-Sekretionssystem (TIVSS; 39). Weitere potentielle Pathogenitätsfaktoren sind dagegen weniger ausführlich charakterisiert (siehe Tab. 2).


HIF-1

Angiogenese

Caspasen

Apoptose

sekretierteProteine

(Beps)

?

BadA-abhängige Wirtszelladhärenz

NF-kB

O2-Verbrauch

intrazelluläre Replikation

Glykolyse

Sauerstoffzufuhr

Energiegewinnung

T4SS-Aktivierung

Endothelzell-proliferation

IL-8 VEGF

Abb. 4. Hypothetisches Modell der Infektionsbiologie von B. henselae (schematisch). Zunächst adhäriert B. henselae via BadA (über β1-Integrine) an die Wirtszelle. Nach initialem Wirtszellkontakt invadiert das Bakterium in die Wirtszelle und liegt danach intrazellulär in einer Vakuole vor, die keine endosomalen oder phagolysosomalen Charakteristika aufweist (56). Durch die Infektion mit B. henselae kommt es in der Wirtszelle in der Folge zum Abfall des Sauerstoff-Spiegels, zur Aktivierung von HIF-1 und zum Anschalten des Angiogenese-Programms (z.B. Sekretion von VEGF). Die Aktivierung von NF-κB und die Sekretion von Interleukin-8 (IL-8) trägt ebenfalls zur Induktion der Angiogenese bei. Zudem induziert HIF-1 Gene, die den Glukosemetabolismus und damit die zelluläre Energiegewinnung erhöhen. Die kurzfristig durch gesteigerte Glykolyse und langfristig durch gesteigerte Angiogenese verbesserte Energieversor-gung der Wirtszelle ermöglicht das intrazelluläre Überleben von B. henselae. Die über das VirB T4SS von B. hense-lae translozierten Effektorproteine (Beps) führen zur Inhibition der Wirtszell-Apoptose. Die Induktion der endothelia-len Proliferation begründet sich nach dem hier vorliegenden Modell somit auf (i) der Induktion einer angiogeneti-schen Programmierung sowie (ii) der gleichzeitigen Apoptose-Inhibition der infizierten Wirtszelle.


Tab. 2: Bekannte und vermutete Pathogenitätsfaktoren von B. henselae

Bezeichnung Charakterisierung Funktion in der Infektion von Wirtszellen Quelle

VirB/D4 T4SS a) virB Operon (virB2-10), virD4 Modulation der Wirtszellantwort (39;44)

BepA-G b) VirB T4SS Effektorproteine in Endothelzellen translozierte Effektorproteine BepA mit antiapoptotischer Funktion

(33;34)

Trw T4SS homolog zum Trw-Konjugations-system von E. coli Plasmid R388

ermöglicht die Infektion von Erythrozyten im B. tribocorum-Ratteninfektionsmodell über bislang ungeklärte Mechanismen

(51)

OMPs c) Außenmembranproteine (23-92 kDa)

NF-κB-abhängige proinflammatorische Wirtszellantwort (52)

OMP43 43 kDa Außenmembranprotein Adhärenz an Endothelzellen (53)

Fur eisenabhängiger Genregulator unbekannt, Einfluss auf transkriptionelle Regulation von Pathogenitätsfaktoren?

(54)

Pap31 d) Hämin-Bindeprotein unbekannt, bakterielle Replikation in Wirtszellen? (55)

BadA e) trimeres Autotransporter Adhäsin

Adhärenz an Endothelzellen und extrazelluläre Matrixpro-teine, Aktivierung von HIF-1, Auslösung der VEGF-Sekretion

(31;38)

a) T4SS: Typ4 Sekretionssystem b) Bep: Bartonella Effector Protein c) OMP: outer membrane protein d) Pap: Phagen-assoziiertes Protein e) BadA: Bartonella Adhäsin A

• Bartonella-Adhäsin A (BadA)

BadA ist ein mit 340 kDa außerordentlich großes, multi-funktionelles Außenmembranprotein von B. henselae (Abb. 5). Es gehört zur Familie der „Trimeren Autotrans-porter Adhäsine (TAAs)“, deren Prototyp das Yersinia-Adhäsin A (YadA) von Yersinia enterocolitica darstellt (40). BadA bindet an extrazelluläre Matrixkomponenten (z. B. Fibronektin) und vermittelt die Bindung der Bakte-rien an Endothelzellen. Zudem kommt BadA eine ent-scheidende Bedeutung in der angiogenetischen Umpro-grammierung infizierter Zellen zu. Nur BadA-exprimierende B. henselae sind in der Lage, den Transkriptionsfaktor HIF-1, den „Hauptschalter“ des An-giogenese-Programms, zu aktivieren und eine nachfolgen-de, HIF-1-abhängige Wirtszellantwort auszulösen. Ob BadA selbst proangiogenetische Eigenschaften besitzt oder ob es in einem ersten Schritt der Adhäsion der Bakte-rien an Wirtszellen dient und so die molekulare Basis für weitere Interaktionen zwischen dem Bakterium und der Zelle darstellt, wird zur Zeit untersucht. Darüberhinaus ist BadA ein aussichtsreicher Kandidat für die Entwicklung neuer serologischer Tests in der Diagnostik von Bartonel-la-Infektionen beim Menschen: ca. 80% der Seren von KKK-Patienten besitzen spezifische BadA-Antikörper (Wagner&Kempf, Manuskript eingerreicht zur Publikati-on). Die als variably expressed outer-membrane proteins (Vomps) von B. quintana (41) und die als Bartonella repeat proteins (Brp)A-C bezeichneten Strukturen von B. vinsonii (42) stellen BadA-homologe Proteine dar (40).

• VirB/VirD4-Typ4-Sekretionssystem

Verschiedene pathogene Bakterien nutzen Typ4-Sekretionssysteme (T4SS), um bakterielle Effektormole-küle (Proteine, Transfer-DNA) in Wirtszellen zu injizie-ren. Das VirB/VirD4-T4SS von B. henselae ist ein Mehr-

komponentensystem, das aus einem nadelartigen Pilus besteht, der den Kontakt zur Wirtszelle vermittelt, sowie einem Proteinkomplex, der eine Pore durch die bakterielle Zellhülle bildet (43). Das VirB/VirD4 Sekretionssystem besteht genetisch aus einem Operon mit den Genen virB2-10 und dem stromabwärts liegenden virD4 (44). Da dieses virB Operon während der Infektion von Endothelzellen aktiviert wird (33;45), wurde es schon länger als ein wich-tiger Pathogenitätsfaktor von B. henselae angesehen. Die-ses T4SS ist für wichtige Phänomene in der Infektion von Endothelzellen verantwortlich, z.B. für die Inhibition der Apoptose (39). Kürzlich konnte das translozierte Effek-torprotein Bartonella-translocated effector protein A (BepA) als antiapoptotisches T4SS-Protein von B. hense-lae indentifiziert werden (34).

Das „paracrine-loop“-Modell - eine neuartige bakteriel-le Pathogenitätsstrategie?

Die Beobachtung, dass B. henselae in Endothelzellen repliziert (46), legt den Schluss nahe, dass die durch B. henselae ausgelöste Endothelzellproliferation in den Krankheitsbildern BA oder PH darauf abzielt, B. henselae bestmögliche Wachstumsbedingungen zu bieten. Die Induktion der Endothelzellproliferation kann deswegen als neuartige „Zwei-Schritt“-Pathogenitätsstrategie human-pathogener Bakterien verstanden werden: Dabei verur-sacht der Erreger (Bartonella spp.) über die Sekretion von Wachstumsfaktoren (VEGF u.a.) aus infizierten Zellen (Epithelzellen, Makrophagen) nachfolgend die Proliferati-on der Zielzellen (Endothelzellen) einer B. henselae-Infektion. Somit induziert B. henselae über diesen sog. „paracrine-loop“-Mechanismus sein eigenes Habitat. Eine Tumorinduktion durch Bartonella spp. wäre demzufolge eine für das Bakterium ökologisch sehr effiziente Patho-genitätsstrategie. Eine ähnliche Strategie ist bislang nur für das Pflanzenpathogen Agrobacterium tumefaciens, den


Abb. 5: Elektronenmikroskopie von BadA-exprimierenden B. henselae. Bar-tonella Adhäsin A (BadA) ist als lange, „haarige“, saumartig angeordnete Oberflächenstruktur zu erkennen (Pfeile). Bemerkenswert ist die Länge des Adhäsins, die ca. 300 nm betragen dürfte (Bild: Dr. Heinz Schwarz, Max Planck-Institut für Entwicklungsbiologie, Tübingen).

Auslöser der sog. „Wurzelhalsgalle“, bekannt: nach T4SS-abhängiger Translokation einer bakteriellen Transfer (T)-DNA inseriert diese stabil ins Pflanzengenom und kodiert hier für Faktoren (Auxine, Zytokinine), die das Wachstum der Pflanzenzellen anregen und den Erreger seinerseits mit Nährstoffen (Opinen) versorgen (47). Die Ähnlichkeiten dieser Pathogenitätsstrategie von A. tumefaciens zu der hypothetischen von B. henselae sind offensichtlich, zudem sind beide Bakterien phylogenetisch eng miteinander verwandt und verfügen über ein ähnliches virB-T4SS (48;49). Im Gegensatz zu A. tumefaciens, das über das virB-T4SS bakterielle T-DNA in Pflanzenzellen ein-schleust, ist die Translokation bakterieller DNA und deren Integration ins Humangenom in B. henselae-Infektionen bislang niemals nachgewiesen worden. Auch die Tatsache, dass die B. henselae-induzierten vaskuloproliferativen Krankheitsbilder unter antimikrobieller Therapie vollstän-dig rückbildungsfähig sind (11), spricht gegen eine dauer-hafte Transformation der Wirtszellen, und vielmehr für eine chronische Infektion mit lang andauernder Aktivie-rung der angiogenetischen Vorgänge.

Erkenntnisse über bakteriell verursachte Gefäßproliferati-onen werden wesentlich zum tieferen Verständnis von Infektions-, Entzündungs- und Angiogeneseprozessen beitragen. Sollte sich in Zukunft herausstellen, dass ein-zelne bakterielle Bestandteile angiogenetische Wirksam-keit besitzen, könnte der Einsatz dieser Substanzen neue Aspekte zur Therapie, unter anderem bei chronisch ischämischen Erkrankungen (Durchblutungsstörungen), liefern.

Danksagung

Der Autor bedankt sich für die kontinuierliche Unterstüt-zung bei Prof. Dr. Ingo B. Autenrieth (Tübingen). Die Arbeiten von V. Kempf werden durch die Deutsche For-schungsgemeinschaft sowie durch das Interdisziplinäre Zentrum für klinische Forschung der Medizinischen Fa-kultät der Eberhard-Karls-Universität Tübingen unter-stützt.

Referenzen

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Korrespondenz:

Privatdozent Dr. med. Volkhard A. J. Kempf Institut für Medizinische Mikrobiologie und Hygiene Konsiliarlaboratorium für Bartonella-Erkrankungen (PD Dr. Kempf & Prof. Dr. Autenrieth) Elfriede-Aulhorn-Str. 6 72076 Tübingen Tel.: 07071-2982352 Fax: 07071-295440 E-mail: [email protected]

BUCHBESPRECHUNG

Streptokokken-Infektionen – Aktuelle Aspekte zur Diagnos-tik, Prophylaxe und Therapie

Herausgegeben von Prof. Dr. R. R. Reinert. Uni-Med Verlag AG. ISBN 978-3-89599-997-0. Euro 39,80.

Die klassischen Streptokokken sind nach neuester taxonomischer Einordnung in 4 Familien mit mindestens 31 Gattungen unter-teilt, wovon allerdings nur wenige von besonderer klinischer Relevanz sind: Streptococcus pyogenes, S. pneumoniae, S. aga-lactiae und die Enterokokken. Von diesen 4 Erregergruppen handelt das vorliegende, gut 50 Seiten umfassende Büchlein. Drei weitere Kapitel umfassen die grundlegende mikrobiologi-sche Diagnostik der Streptokokken, die Pathogenese und die selteneren Streptokokkenerkrankungen. Man liest das Buch - mit übrigens ausgezeichnetem Bildmaterial - in einer guten Stunde durch und fragt sich mehr oder weniger enttäuscht „so what?“ Die im Titel genannten aktuellen Aspekte habe ich völlig ver-misst, und so hinterlässt das Werk mehr Fragen als es Antworten gibt.

Die Aussagen zur Pathogenese sind äußerst dürftig: dass M-Proteine Pathogenitätsfaktoren bei A-Streptokokken sind, ist eine banale Aussage, ebenso dass dies bei den Pneumokokken die Polysaccharidkapsel ist. Ich hätte mir schon eine tiefer ge-hende Information gewünscht. Gerade bei den Pneumokokken-

Infektionen sind in den letzten Jahren zahlreiche Untersuchun-gen zur Invasion der Wirtszellen erschienen, die zum grundle-genden Verständnis der Pathogenese beigetragen haben. Warum wird nicht die Rolle der Opazitätsfaktors bei der Schleimhautbe-siedelung beschrieben. Wo ist die vor 2 Jahren neu beschriebene Art S. pseudopneumoniae und ihre mögliche Rolle bei der exa-zerbierten COPD. Es fehlt die kritische Bewertung des Pneumo-kokken-Antigennachweises: die Aussage, dass dieser Test eine Sensitivität von mehr als 85% besitzt, ist einfach undifferenziert. Diese hohe Sensitivität wird nur bei bakteriämischen Verläufen erzielt, ansonsten liegt die Testempfindlichkeit deutlich geringer. Gut ist – natürlich – die Darstellung des Pneumokokken-Impfstoffes, aber auch hier fehlt die kritische Wertung: so z.B. die Erwähnung, dass es durch den heptavalenten Konjuga-timpfstoff zu einer Verschiebung der Serotyp-Verteilung inner-halb der Bevölkerung kommt und dass eine Folge hiervon noch nicht abzusehen ist. Wenn eine zunehmend klinisch bedeutsame Erregergruppe wie die Enterokokken mit einer Seite Text abge-handelt werden, so ist dies in einem Buch über Streptokokken-Infektionen eindeutig zu wenig. Angesichts des – trotz der aus-gezeichneten Aufmachung – sehr üppigen Preises von € 39,80 und der zahlreichen Kritikpunkte kann ich persönlich niemanden mit gutem Gewissen die Anschaffung dieses Werkes empfehlen.

H. K. Geiss, Karlsruhe


DIAGNOSTIK

Erkennung von bakteriellen Resistenzmechanismen in der täglichen Diagnostik Sören Gatermann Institut für Hygiene und Mikrobiologie, Abteilung für Medizinische Mikrobiologie, Ruhr-Universität Bochum Allgemeiner Teil

Bedeutung von Resistenz

Schon bald nach Einführung des Penicillins in die Anti-biotikatherapie konnten resistente Stämme von S. aureus gefunden werden. Damals definierte man Resistenz als ein Versagen der Therapie unter Umständen, unter denen ein Antibiotikum normalerweise wirkte. Im Jahre 1945 gab es einige, 1950 bereits viele Versager. Später (1970) traten Meningitiden auf, bei denen die Ampicillintherapie gegen die damals noch deutlich häufigeren H. influenzae nicht wirksam war (1). Resistenz kann man also als die klini-sche Unwirksamkeit der Antibiotikatherapie definieren. Eine so operationalisierte Definition von Resistenz findet man heute noch bei der Beurteilung von resistenten Mala-riaplasmodien. Diese Definition von Resistenz ist ein-leuchtend, jedoch in jedem Einzelfall auf das Therapiever-sagen für seine Erkennung angewiesen.

Andere Definitionen wurden entwickelt, die versuchten, nicht mehr erst nach der Therapie eine Aussage zur Wirk-samkeit eines Antibiotikums machen zu können. Erwäh-nenswert sind hier insbesondere der Ansatz bei dem die Empfindlichkeit des Mikroorganismus in vitro gemessen und in Beziehung gesetzt wird zu den in vivo erreichbaren Konzentrationen. Streng genommen müssen für die kor-rekte Interpretation also die Empfindlichkeit des Erregers am Infektionsort und die dort erreichbare Konzentration des Antibiotikums bekannt sein. Tatsächlich aber wird die in vitro gemessene Empfindlichkeit in einem Nährmedium (meist Mueller-Hinton) in Beziehung gesetzt zur im Se-rum durch Infusion erreichbaren Konzentration. Die Kon-zentrationen am Infektionsort können aber erheblich diffe-rieren, wie Tabelle 1 darstellt.

Tabelle 1 Antibiotikakonzentrationen in verschiedenen Kompartimenten

Serum [mg/L] Urin [mg/L] Liquor [mg/L]

Cefazolin 30 2000 0

Cefotaxim 17 1500 8,7

Piperacillin 79 13000 10

Gentamicin 1,4 450 0,03 Daten aus Lorian 1996 (1)

Ziele der Resistenztestung

Idealerweise sollte das Laboratorium eine Methode zur Verfügung haben, mit der sich die Wirksamkeit eines Antibiotikums in einer gegebenen Situation vorher sagen

lässt. Die oben genannten in vitro Methoden ergeben, richtig angewendet, reproduzierbare Ergebnisse und kön-nen als Orientierung auf das Ziel dienen. Dass die Biolo-gie der Infektionen deutlich komplexer ist, als sie sich mit einer schematisierten In-Vitro-Resistenzbestimmung ab-bilden lässt, erkennt man an Situationen, in denen man klinischen Erfolg hat, obwohl die Antibiotika in vitro unwirksam erscheinen, und in denen die Therapie versagt, obwohl die Antibiotika in vitro wirksam waren. Insbeson-dere die letzte Situation ist möglichst zu vermeiden.

Eines der ersten Beispiele für eine In-vitro-Resistenz-testung, die zu sensible Ergebnisse liefert, mag die Unter-suchung er Oxazillinempfindlichkeit bei Staphylococcus aureus dienen. Als in Deutschland diese Empfindlichkeit noch mit einem 5µg Oxacillin oder Flucloxacillin-Test-blättchen untersucht wurde, gab es kaum Oxacillin (=Methicillin) resistente Staphylococcus aureus (3) ob-gleich die schon damals bekannte Untersuchung mittels eines Oxacillin enthaltenden Agars eine deutliche Präva-lenz aufzuzeigen in der Lage war (3). Das Untersuchungs-verfahren verwendet 4% NaCl im Agar, eine gänzlich unphysiologische Situation, wenn man die Verhältnisse im Blut betrachtet, dennoch sagt das Testergebnis die klini-sche Wirksamkeit voraus.

Bestimmte Testergebnisse und Konstellationen von Testergebnissen weisen auf klinische Wirksamkeit hin

Wenn man akzeptiert, dass mindestens bei S. aureus eine Situation existiert, in der das Ergebnis eines speziellen Untersuchungsverfahrens einen Prädiktor für die klinische Wirksamkeit darstellt, gibt es keinen Grund, ähnliche Zusammenhänge bei anderen Mikroorganismen grund-sätzlich abzulehnen. Bei E. coli kommt es vor, dass ge-genüber Ampicillin eine Resistenz besteht, die üblicher-weise in vitro auch relativ leicht zu detektieren ist. In vielen Fällen erscheint Mezlocillin oder Piperacillin bei diesen Stämmen in vitro noch wirksam zu sein, so dass man verleitet sein könnte, diese Medikamente therapeu-tisch zu verwenden. Es ist allerdings bekannt, dass die Behandlungsergebnisse in diesen Fällen schlechter sind als z.B. mit Cephalosporinen der II. oder III. Generation (4, 5, 6). In diesem Fall kann also das Testergebnis eines Antibiotikums nicht nur seine sondern auch die Wirksam-keit verwandter Antibiotika vorhersagen.

Bevor man sich mit der Identifizierung von Resistenzme-chanismen beschäftigt, sollte man sicherstellen, dass die Identifizierung mit der natürlichen Resistenz bzw. der typischen Empfindlichkeit übereinstimmt (Tab. 2).


Tabelle 2 Typische Sensibilitäten/Resistenzen bei wichtigen Spezies und ihre Bedeutung für die Diagnostik

Spezies Phänotyp Bedeutung

grampositive Bakterien

ß-hämolysierende Streptokokken Penicillin ns Vancomycin ns Linezolid ns

Identifizierung korrekt?

Staphylokokken Linezolid ns Vancomycin ns

Identifizierunf korrekt? Nachtest erforderlich

Enterokokken Linezolid ns Nachtest erforderlich

E. faecalis Ampicillin ns Vancomycin ns

Identifizierung korrekt? Nachtest erforderlich

Enterobakterien

Imipenem resistent Identifizierung korrekt? evtl. Hyperexprimierte AmpC plus Porinmutation

jede

Tigecyclin ns (außer Proteus sp.)

Identifizierung korrekt? spezielle Untersuchungen notwendig

Cefoxitin resistent Identifizierung korrekt? AmpC-ß-Laktamase

E. coli

Cefotaxim resistent Ceftazidim resistent

ESBL, seltener: dereprimierte chromosomale AmpC oder plasmidkod. AmpC

Ampicillin sensibel Identifizierung korrekt?

Cefotaxim resistent Ceftazidim resistent

ESBL seltener: plasmidkodierte AmpC

Klebsiella spp.

Cefoxitin resistent Identifizierung korrekt? AmpC-ß-Laktamase

Tetracyclin sensibel Tigecyclin sensibel

Identifizierung korrekt? Proteus mirabilis Proteus vulgaris

Nitrofurantoin sensibel Identifizierung korrekt?

Proteus vulgaris Citrobacter kooseri

Ampicillin sensibel Cefuroxim sensibel


Enterobacter sp.

Ampicillin sensibel Cefazolin sensibel Cefoxitin sensibel


Serratia, Morganella, Providencia Ampicillin sensibel Cefazolin sensibel


ns: nicht sensibel nach Livermore (7) und Couvalin (8)

Spezieller Teil

Grampositive Kokken

Grampositive Bakterien zeichnen sich im Allgemeinen durch eine Zellwand mit mehrschichtigem Murein aus. Sie können über zusätzliche Polymere wie Teichonsäuren, Lipoteichonsäuren und über assoziierte und kovalent ver-bundene Proteine verfügen. Die Abwesenheit einer äußeren Membran bedingt, dass die Zellwand und die Zytoplasma-membran für im Medium gelöste Substanzen relativ leicht zugänglich sind. Staphylokokken und Streptokokken sind seit jeher als Erreger von Wundinfektionen und Haut- Weichteilinfektionen gefürchtet. Im Falle von S. aureus haben wir auch ein Beispiel eines Erregers, der sich bisher noch fast jeder antibiotisch wirksamen Substanz durch Ent-

wicklung von Resistenz entziehen konnte. Bei diesem Bak-terium ist also die richtige Erkennung von Resistenz und Sensibilität von erheblicher therapeutischer Bedeutung. Streptokokken, insbesondere S. pyogenes, gelten demge-genüber eher als Vertreter bakterieller Spezies mit geringer Resistenzentwicklung; umso wichtiger ist es, typische Emp-findlichkeiten und Resistenzen zu kennen, um Entwicklun-gen zu erkennen und Differentialdiagnosen zu erwägen, wenn ungewöhnliche Resistenzen gefunden werden. Schließlich sind in den vergangenen Jahren Enterokokken vermehrt als Infektionserreger aufgetreten, wobei im We-sentlichen Patienten mit Vorerkrankungen betroffen sind. Enterokokken verfügen über eine ausgeprägte intrinsische Antibiotikaresistenz, die manche Antibiotika wertlos ma-chen und bei anderen nur Kombinationstherapien zulassen.


Staphylokokken

ß-Laktame

Bald nach der Einführung des Penizillins in die Therapie wurden Resistenzen gegen das Antibiotikum bekannt (9). Im Folgenden entwickelten sich Resistenzen gegen alle Nachfolgeantibiotika und schon kurz nach Einführung des ersten penizillinasefesten Penizillins (Methicillin) wurden die ersten resistenten Stämme beschrieben, von diesen Stämmen leitet sich auch die Bezeichnung MRSA ab.

Die Resistenz gegenüber penicillinasesensiblen Penicilli-nen wird im Wesentlichen durch ß-Laktamasen hervorge-rufen, von denen bei S. aureus vier unterschiedliche be-schrieben (A-C) sind, wobei aber die klinische Bedeutung einer Identifizierung nicht sicher ist. Allerdings weist die ß-Laktamase vom Typ C eine geringere Inhibierbarkeit durch den ß-Laktamase-Inhibitor Tazobactam auf, so dass Therapieversager durch die fixe Kombination Piperacil-lin/Tazobactam bei Infektionen mit solchen Stämmen möglich erscheinen. Ebenso zeigt die ß-Laktamase vom Typ A eine gegenüber den anderen Enzymen stärker aus-geprägte Aktivität gegen Cefazolin. Berichte über Thera-pieversagen unter Cefazolin bei einem S. aureus mit ß-Laktamase vom Typ A liegen vor (10).

Die meisten penicillinasebildenden Staphylokokken lassen sich durch die üblichen Resistenzbestimmungen leicht detektieren. Zu beachten ist allerdings, dass die Hemm-hofdurchmesser, die als Grenzwerte verwendet werden, für Staphylokokken üblicherweise kleiner sind als für andere Mikroorganismen (DIN). Dies weist bereits auf die Existenz von Stämmen mit nur gering ausgeprägter basa-ler ß-Laktamase-Expression hin. Verdacht auf ß-Laktamase-Bildung muss man deshalb schon bei Penicil-lin-MHKs > 0,03 mg/l haben. Eine eigene Studie hat ge-zeigt, dass die Detektion der Betalaktamase bei solchen Stämmen phänotypisch am sensitivsten mit der Charakte-risierung des Penicillin-Hemmhofrandes (11) oder dem Clover-Leaf-Test gelingt. Die Sensitivität des Nitro-cephin-Testes ist selbst nach Induktion durch ein ß-Laktam ungenügend.

Die Bedeutung der ß-Laktamase-Detektion bei S. aureus liegt insbesondere in der sicheren Erkennung von Penicil-lin-sensiblen Stämmen, bei diesen ist eine Therapie mit diesem Antibiotikum angezeigt, da ß-Laktamase-feste ß-Laktame üblicherweise eine geringere Wirksamkeit auf-weisen.

Für das Vorgehen im Routinelabor sollten die meisten ß-Laktamase-bildenden Stämme kein Problem darstellen; sie sind mit den verwendeten Methoden erkennbar. Für Zwei-felsfälle sollte es möglich sein, einen ß-Laktamase-Test, sei es über die Charakterisierung des Penicillin-Hemm-hofrandes oder den Clover-Leaf-Test durchzuführen. Dieser Test sollte auf alle Fälle bei Stämmen mit Penicil-lin-MHKs zwischen 0,03 und 0,12 Anwendung finden.

Konsequenz aus dem Ergebnis der Penicillinresistenz bzw. dem ß-Laktamasetest ist eine Vorhersage der klinischen Wirksamkeit von penicillinasesensiblen Penicillinen und gilt daher für Penicillin-G und seine Derivate sowie für Ampicillin, Mezlocillin und Piperacillin. Liegt eine Resis-tenz gegen Penicillin vor, müssen diese Antibiotika also ebenfalls als unwirksam angesehen werden. ß-Laktam/ß-Laktamase-Inhibitor-Kombinationen können wirksam sein, sofern keine Oxacillin-Resistenz (s.u.) vorliegt.

Der nächste Parameter, der beachtet werden muss, ist die Empfindlichkeit gegenüber Oxacillin. Das Ergebnis sagt die Wirksamkeit von ß-laktamasefesten ß-Laktamen und von ß-Laktam/ß-Laktamaseinhibitor-Kombinationen vor-her. Eine Resistenz gegen Oxacillin beruht in den meisten Fällen auf der Bildung eines zusätzlichen Penicillin-bindenden Proteins (PBP2a), d.h. eines zusätzlichen zell-wandaufbauenden Enzyms. Dieses PBP zeichnet sich durch eine verringerte Affinität für ß-Laktam-Antibiotika bei weitgehend erhaltener Transpeptidaseaktivität aus. Gegenüber diesen Stämmen weisen die derzeit verfügba-ren ß-Laktamantibiotika keine verwertbare Wirksamkeit auf. Konsequenz ist also, dass alle ß-Laktamantibiotika als unwirksam angesehen werden müssen.

Klassisch wird die Resistenz gegen Oxacillin mit einem Agardilutionstest detektiert, bei dem eine Oxacillinkon-zentration (6 mg/l) in der Gegenwart von 4% NaCl ver-wendet wird (sog. Oxacillin-Screen-Test). Bei entspre-chender Anpassung kann er auch für koagulase-negative Staphylokokken verwendet werden (12). Andere zum Screening geeignete Methoden verwenden ein Cefoxitin-Plättchen (13, 14, 15, 16, 17) oder in den Agar einge-brachtes Cefoxitin (18). Zum Nachweis des zusätzlichen PBP2a liegt ein Latexagglutinationstest vor, mit dem die Anwesenheit dieses Proteins in der Zellwand leicht, spezi-fisch und schnell nachgewiesen werden kann (19). Gold Standard ist aber die PCR zum Nachweis des mecA-Genes, welches für das zusätzliche PBP kodiert. Dieser Test liegt in verschiedenen Varianten und für verschiede-ne Plattformen vor und erlaubt ebenfalls eine schnelle und sichere Detektion dieser Resistenz.

Die Oxacillinresistenz ist ein Beispiel für einen Resis-tenzmechanismus, dessen Detektion besonderer Aufmerk-samkeit bedarf. Früher verwendete Verfahren haben die Resistenz häufig übersehen, weil sie das besondere Ex-pressionsverhalten des Genes nicht berücksichtigten. Un-ter den MRSA-Stämmen gibt es solche, bei denen nur ein kleiner Anteil der Population das mecA-Gen so expri-miert, dass eine eindeutige Resistenz resultiert (sog. Hete-roresistenz). Diese Stämmen erscheinen in den üblichen Testverfahren sensibel. Erst der Zusatz von NaCl und eine dichtere Einsaat erlaubt es, diese Resistenz zu detektieren.

Im Prinzip gelten die Ausführungen für alle Staphylokok-kenspezies, bei koagulase-negativen Staphylokokken sind jedoch einige Besonderheiten bei der Untersuchung der Oxacillinresistenz zu beachten. Die für S. aureus gültigen Grenzwerte sind nicht auf koagulase-negative Staphylo-kokken zu übertragen, und es gelten deutlich niedrigere Grenzwerte von nur 0,25 mg/l (20). Mit diesem Grenzwert wird bei einigen Spezies (insbes. S. warneri, S. saprophy-ticus) deutlich zu häufig Resistenz detektiert. Es ist vorge-schlagen worden, die Grenzwerte für diese Spezies höher anzusetzen (21) oder Zusatztests wie z.B. die PBP2a-Detektion durchzuführen.

Für S. lugdunensis als wichtigem Erreger von Endokardi-tis liegen wenige Daten zur Resistenzsituation und zu Resistenzmechanismen vor. In einer eigenen Studie konn-ten wir bei keinem von 12 Stämmen Penicillin, Oxacillin oder Erythromycinresistenz nachweisen, so dass Resistenz bei dieser Spezies zur Überprüfung der Identifizierung führen muss.


Erythromycin-Lincosamide-Streptogramine

Resistenz gegen diese Antibiotika wird bei Staphylokok-ken hauptsächlich durch RNA-Methylasen verursacht, die das Adenin 2058 der 23-S-rRNA methylieren und so zu Unzugänglichkeit der Bindungsstelle für alle drei Antibio-tika führen. Eine Methylierung bedeutet also Resistenz gegenüber allen drei Antibiotikaklassen. Bei diesem Re-sistenzmechanismus gibt es das Problem, dass sie in zwei verschiedenen Erscheinungsformen auftritt, der induzier-baren und der konstitutiven Form. Bei der induzierbaren Form, der Wildform, induziert die Anwesenheit kleiner Mengen von Erythromycin die Expression der Methylase, andere Antibiotika wie Lincosamide und Streptogramine sowie andere Makrolide sind keine Induktoren. Bei sol-chen Stämmen erscheint das Isolat als resistent gegen Erythromycin aber sensibel gegen Clindamycin, Strep-togramin B und andere Makrolide. Der Einsatz dieser Antibiotika verbietet sich jedoch, weil es unter Therapie zur Entwicklung von Resistenzen auch gegen diese Sub-stanzen kommen kann (22, 23). Zurückzuführen ist dieses Verhalten auf Mutationen in der für die induzierbare Ex-pression notwendigen Regulatorregion vor dem Gen (24, 25). Stämme mit einer solchen Mutation bilden die Me-thylase konstitutiv und sind damit gegen alle genannten Antibiotika resistent (26).

Abzugrenzen ist die durch eine Methylase bedingte E-rythromycinresistenz von der durch eine Exporterpumpe vermittelte Unempfindlichkeit (27). Stämme mit diesem

Resistenzmechanismus bleiben einer Therapie mit Clin-damycin zugänglich.

Differenziert werden können die beiden Mechanismen durch einen Disk-Approximationstest, bei dem Erythro-mycin und Clindamycin in einem Abstand von etwa 20 mm nebeneinander gelegt werden (28). Entsteht nach Inkubation der Phänotyp bei dem Erythromycin sicher als resistent zu werten ist und Clindamycin einen Hof auf-weist, der aber auf der Seite zum Erythromycin verkleinert ist, handelt es sich um eine induzierbare Expression einer rRNA-Methylase und die Entstehung von resistenten Mut-anten muss befürchtet werden. Fehlt diese Abflachung des Hemmhofes, handelt es sich sehr wahrscheinlich um eine nicht induzierbare Resistenz und damit um die Exporter-pumpe (Abb. 1). Da bei S. aureus eine Erythromycinre-sistenz fast immer durch eine Methylase bedingt ist, wird der Test nur in wenigen Fällen die Anwendbarkeit von Clindamycin ergeben; bei koagulasenegativen Staphylo-kokken hingegen findet sich der Export als einziger Me-chanismus in 20-30% aller erythromycinresistenten Stämme. Da etwa 50% aller Stämme koagulasenegativer Staphylokokken mit Methylase diese induzierbar expri-mieren, findet man bei Anwendung des Testes in etwa 50% eine therapeutische Möglichkeit für Clindamycin.

Nicht verschwiegen werden soll ein weiterer, allerdings sehr seltener Mechanismus (<1%), bei dem ein inaktivie-rendes Enzym (LinA bzw. LnuA) Lincosamide inaktiviert. Clindamycin ist ebenfalls Substrat für dieses Enzym, wird

Abb. 1 Phänotypen der MLSB-Resistenz. E: Erythromycin, C: Clindamycin, L: Lincomycin, T: Telithromycin, B: Strep-togramin B. a. Induzierbare Methylase ErmA. Erythromycin induziert Resistenz gegen alle hier verwendeten Antibio-tika. b. Konstitutiv exprimierte ErmA-Methylase. c. Exporterpumpe MsrA. Erythromycin induziert Resistenz ge-gen Telithromycin und Streptogramin B nicht gegen Clindamycin und Lincomycin. d. Induzierbare Methylase ErmC. e. Konstitutiv exprimierte Methylase ErmC. Etwas homogeneres Erscheinungsbild in der Nähe der Testblätt-chen als bei b. f. Lincomycin inaktivierendes Enzym LinA (LnuA). Nur Wirkung gegen Lincomycin und Clinda-mycin.


aber nicht vollständig inaktiviert. Dieser ist am besten durch Untersuchung von Lincomycin zu erkennen und manifestiert sich durch Resistenz gegenüber diesem Anti-biotikum bei erhaltener Sensibilität gegen Erythromycin. Konsequenz des Resistenzmechanismus ist Inaktivität von Clindamycin.

Gelegentlich Probleme bereitet die Untersuchung von Aminoglycosiden. Zurückzuführen ist dies bei dieser Antibiotikaklasse auf die Vielzahl von Enzymen, die Mo-difikation bewirken und die nur mit speziellen, nicht kommerziell erhältlichen Substraten zu erkennen sind. Die besondere Epidemiologie der Aminoglycosidresistenz bei Staphylokokken lässt aber therapeutisch relevante Schlüsse zu, da bei S. aureus ein bifunktionelles Enzym, Aac(6)-Aph(3), vorherrscht und häufiger auch mit einem weiteren Enzym, Ant(4'), kombiniert vorkommt (29). Da bereits das bifunktionale Enzym Gentamicin und Tobramycin inaktiviert, ist Tobramycin bei nachgewiesener Gentami-cinresistenz ebenfalls unwirksam, die Antibiotika Netilmi-cin und Amikacin werden teilweise inaktiviert, was zur Aufhebung des Synergismus zwischen ß-Laktamen und diesen Aminoglycosiden führt (30). Die Anwendung die-ser Kombinationen ist deshalb bei solchen Bakterien-stämmen sinnlos.

Eine besondere Gefahr würde eine Ausbreitung von Resis-tenzen gegen Glycopeptidantibiotika darstellen, wenn-gleich diese Stämme derzeit noch insgesamt selten sind. Vancomycin bzw. Glycopeptid weniger empfindliche Stämme (VISA/GISA) erreichen ihre Resistenz durch eine verstärkte Produktion von Bausteinen des Peptidoglykans, die dadurch Antibiotikum binden, ohne die Zellwandsyn-these zu blockieren. Die Erkennung dieses Resistenzme-chanismus ist nicht trivial, da es wenig Hinweise aus dem Phänotyp gibt, dass eine solcher Mechanismus vorliegen könnte. Nur aus der MHK-Bestimmung lässt sich eine verminderte Empfindlichkeit vermuten, wenn die MHK über 2 mg/l liegt. In einem solche Fall kann die vermin-derten Empfindlichkeit z.B. durch einen E-Test mit einem hohen (McFarland 2) Inokulum verifiziert werden. Wirk-lich sichere und praktikable Screeningverfahren für diese Resistenz existieren praktisch nicht, die angewendeten Verfahren zeigen häufig eine nicht ausreichende Spezifität und Sensitivität. Am besten scheint ein Brain-Heart-Infusion-Agar mit 5 mg/l Teicoplanin abzuschneiden (31). Wenigstens in Fällen, bei denen eine Infektion mit S. aureus vorliegt und eine längerdauernde Therapie (Wo-chen) mit Vancomycin durchgeführt wurde, soll versucht werden, eine verminderte Empfindlichkeit z.B. durch einen E-Test nachzuweisen.

Wegen der ausgesprochenen Seltenheit der Vancomycin vollständig resistenten MRSA, die es bisher nur vereinzelt gegeben hat, sind genaue Verfahren für ihre Detektion nicht beschrieben, es scheint aber so zu sein, dass der Agardiffusionstest machmal schwierig abzulesen ist, weil das Wachstum in der Nähe des Vancomycinplättchens nur schwach ausgeprägt ist (20). Deswegen ist das Agardiluti-onsverfahren zu bevorzugen.

Neben den genannten Antibiotika sollte Rifampicin zu-mindest auf Anforderung zu testen sein; besondere Inter-pretationsrichtlinien braucht man für diese Substanz aber nicht. Die nur lokal angewendete Substanz Mupirocin kann einfach, im Plättchentest, untersucht werden (32). Allerdings bedeutet eine in diesem Verfahren nachgewie-sene Resistenz noch nicht die Unwirksamkeit der Substanz

in der lokalen Sanierung, unwirksam wird die Therapie nur, wenn die MHK über 256 mg/l liegt; diese MHK wird durch eine plasmidkodierte, gegen das Antibiotikum nicht mehr empfindliche Isoleucin-tRNA-Synthetase verursacht. Man wird daher mit dem Plättchentest screenen und bei verminderter Empfindlichkeit einen E-Test anschließen.

Bei Staphylokokken sollten die Antibiotika Penicillin, Oxacillin (oder Vertreter), Erythromycin mit Induktions-test gegen Clindamycin, Gentamicin , Cotrimoxazol, ggf. Mupirocin, Rifampicin, Fosfomycin, Tigecyclin, Linezo-lid und Daptomycin getestet werden, wobei die genannten Besonderheiten gelten. Die Verhältnisse bei Staphylokok-ken fasst Tabelle 3 zusammen.

Streptokokken

Hier sollen Resistenzen bei S. pneumoniae, bei hämolysie-renden Streptokokken und bei Endokoarditis verursachen-den Streptokokken betrachtet werden.

Bereits 1967 wurden gegen Penicillin resistente Pneumo-kokken in Papua-Neuguinea beschrieben. Diese spielten für eine lange Zeit eine eher untergeordnete Rolle, stellen aber seit einigen Jahren in einigen Regionen ein wichtiges Problem dar. So werden in Spanien, einigen osteuropäi-schen Ländern, England, den USA und Südafrika in einem hohen Prozentsatz penicillinresistente Pneumokok-kenstämme beobachtet. Da zudem auch bei Pneumokok-ken Multiresistenz beobachtet wurde, bei diesen Stämmen sind auch ß-Laktame neben Penicillin, MLSB Antibiotika, Chinolone und Chloramphenicol betroffen, gibt es bereits Infektionen mit deutlich eingeschränkten Therapieoptio-nen. In Deutschland sind penicillinresistente und multire-sistente Pneumokokken selten, Stämme mit eingeschränk-ter Empfindlichkeit gegenüber Penicillin und erythromy-cinresistente Stämme treten aber auf.

Klassisch wird herabgesetzte Empfindlichkeit gegenüber Penicillin durch einen Plättchentest mit einem 1µg Oxacil-linplättchen untersucht. Wenn hier ein Hemmhof kleiner als 19 mm (20) gefunden wird, muss die MHK des Isola-tes gegen Penicillin mit dem E-Test oder einem äquivalen-ten Verfahren untersucht werden. Liegt dann eine 0,12 < MHK < 2,0mg/l vor, kann von einem intermediär emp-findlichen Stamm ausgegangen werden, dessen Therapier-barkeit mit Penicillin vom Infektionsort abhängt (Tab. 4). So sollte eine Meningitis mit Cefotaxim (oder Ceftriaxon) therapiert werden, während die Therapie einer Pneumonie durchaus mit Penicillin möglich ist (33). Zurückzuführen ist diese Situation auf die deutlich höheren Konzentratio-nen, die Penicillin in der Lunge im Gegensatz zu den Meningen und Liquor erzielt. Bei hochresistenten Stäm-men sollte eine Cefotaxim-MHK z.B. mit dem E-Test bestimmt werden, um therapeutische Verwendbarkeit sicherzustellen.

Bei Pneumokokken sind unterschiedliche MHK gegen-über verschiedenen ß-Laktamantibiotika möglich, weil die Resistenz auf Veränderung penicillinbindender Proteine durch Mutation beruht. Da unterschiedlich ß-Laktame unterschiedliche Affinitäten für die penicillinbindenden Proteine aufweisen, kann Mutation eines Proteins auch nur ein ß-Laktam betreffen. Die Situation unterscheidet sich von den MRSA dadurch, dass bei jenen eben ein zusätzli-ches penicillinbindendes Protein vorliegt, das gegen alle ß-Laktame unempfindlich ist.


Tabelle 3 Bedeutung der Ergebnisse der Resistenztestung bei Staphylokokken

Testsubstanz Besonderheit Bedeutung

Penicillin ß-Laktamasetest vorsehen für MHK > 0,03

Resistenz gegen alle penicillinassensiblen Penicillin; schwächere Wirksamkeit von Cefazolin und Piperacillin/Tazobactam möglich

Oxacillin Testung von Oxacillin durch Agardilution erfordert erhöhte Salzkonzentration und Bebrütung < 37°C

Resistenz gegen alle derzeit verfügbaren ß-Laktamantibiotika

Cefoxitin (30µg) Resistenz gegen alle derzeit verfügbaren ß-Laktamantibiotika

Erythromycin Ergebnis gilt bei S. aureus in den meisten Fällen auch für Clindamycin; zur Festlegung Disk-Approximationstest durchführen

Induzierbare Resistenz weist auf Erm bedingte Resistenz hin, die auch Clindamycin und Streptogramin-B-Antibiotika unwirksam werden lässt; fehlende Induktion bedeutet mögliche Anwendbarkeit von Clindamycin

Gentamicin Ergebnis gilt für Tobramycin, Netilmicin und Amikacin

Mupirocin Plättchentest zum Screening auf Resistenz geeignet, Untersuchung auf Hochresistez entdeckt durch Mupirocin nicht lokal therapierbare Isolate

Fusidinsäure Resistenz bei ansonsten relativ sensiblem Stamm soll an cMRSA denken lassen

Tabelle 4 Grenzwerte bei S. pneumoniae. abhängig vom Infektionsort

Antibiotikum S I R Bemerkung

Penicillin ≤ 0,06 0,12 – 1 ≥ 1 Therapie intermediär sensibler Isolate erfordert bei Pneumonie hohe Dosen (≥ 12 MioIE/Tag)

Cefotaxim (nicht Meningitis) ≤ 1 2 ≥ 4

Cefotaxim (Meningitis) ≤ 0,5 ≥ 2

Angaben in mg/L (CLSI 2006 [20])

Erythromycinresistenz tritt mit einer Häufigkeit von etwa 20% auf (34). Die Resistenz wird in etwa der Hälfte der Fälle durch eine Methylase, in diesem Fall erm(B) hervor-gerufen, welche konstitutiv exprimiert wird, also offen-sichtliche Clindamycinresistenz hervorruft. In der anderen Hälfte der Fälle ist die bei Streptokokken anzutreffende Exporterpumpe mef(A) verantwortlich (35).

Bei Gruppe-A-Streptokokken muss mit etwa 10-15% Resistenz gegen Erythromycin gerechnet werden, wobei Exportmechanismus und erm(A) in wechselnder Häufig-keit vorkommen (34, 35, eigene Daten). Bei Gruppe-B-Streptokokken sind etwa 15% aufgrund einer Methylase gegen Erythromycin resistent (eigene Daten).

Enterokokken

„“[The] enterococcus ... is an exceptionally hardy micro-organism“ schrieb McCarthy 1980 im Davis. In der Tat widerstehen diese Bakterien einer Vielzahl von Umwelt-bedingungen, darunter hohen Salzkonzentrationen, Gal-lensäuren, hohen Temperaturen und eben auch der Anwe-senheit von Antibiotika. Da kein Antibiotikum gegen Enterokokken schnell bakterizid wirkt, war von der CLSI (damals noch NCCLS) einmal vorgeschlagen worden, die Kategorie „sensibel“ für diese Bakterien gar nicht zu ver-wenden. Schwierigkeiten ergeben sich bei Enterokokken auch aus der häufig berichteten Diskrepanz zwischen In-Vitro-Ergebnis und klinischer Wirksamkeit. Allgemein gilt jedoch, dass für Enterokokken Ampicillin das Penicil-lin der ersten Wahl darstellt. Allerdings kommen bei Ente-


rococcus faecium sehr häufig Resistenzen vor (89% PEG 2004), die durch Veränderungen des PBP5 bedingt sind (36, 37). Das Testergebnis für Ampicillin ist bei beiden wichtigen Spezies üblicherweise auf Mezlocillin und Imi-penem übertragbar (38), obgleich es Berichte über Penicil-lin und Imipenem resistente aber Ampicillin empfindliche Enterokokkenstämme gibt (39). Piperacillin und Merope-nem weisen insbesondere gegen E. faecium eine geringere Wirksamkeit auf (40). Ampicillinresistenz bei E. faecalis ist eine Ausnahme (3% nach PEG-Studie) und nur äußerst selten auf eine ß-Laktamase zurückzuführen. Ein ampicil-linresistenter Stamm von E. faecalis sollte also zunächst an der Identifizierung zweifeln lassen. Auch bei Chinolo-nen ist bei Enterokokken eine Resistenzzunahme zu ver-zeichen, die auch die modernen Substanzen betrifft, so dass diese Substanzklasse noch immer keine Alternative zur Therapie darstellt.

Bei E. faecium ist mit einer hohen Frequenz von Vanco-mycinresistenz zu rechnen (14% PEG), die wegen der Kopplung mit verändertem PBP5, das für die Ampicillin-resistenz verantwortlich ist (36), mit diesem vergesell-schaftet ist. Beide Resistenzen sind bei E. faecalis selten (<1%). Entsprechend wird es bei E. faecium eher erforder-lich sein, Linezolid oder z.B. Tigecyclin zu untersuchen.

Die gelegentlich geforderte Unterscheidung zwischen den Genen, die Vancomycinresistenz vermitteln, erscheint akademisch, da auch das induzierbare vanB-Gen durchaus unter Therapie genügend Aktivität entwickeln kann, Tei-coplaninresistenz zu vermitteln (41, 42).

Für die Untersuchung von Vancomycin kann der Plätt-chentest insbesondere bei E. faecalis nicht verwendet werden, weil die Hemmhofdurchmesser zwischen „resis-tent“ und „sensibel“ praktisch nicht unterscheidbar sind. Für das Screening verwendet man eine BHI-Agarplatte, der 6µg/ml Vancomycin zugesetzt sind (43). Die Bestäti-gung erfolgt mit dem E-Test.

Eine gute Alternative zur Detektion dieses Resistenzme-chanismus stellt die Verwendung automatisierter Systeme dar, deren Hersteller diese Herausforderung erfolgreich angenommen haben.

Zu Kontroversen führt auch immer wieder die in vitro messbare Empfindlichkeit von Enterokokken gegen Sul-fonamid/Folatreduktase-Inhibitor-Kombinationen. Diese Kombinationen führen zu erniedrigten Konzentrationen von Folsäure im Bakterium. Wesentlich wird der Weg zur Synthese von Thymidin und damit die DNA-Synthese inhibiert. Da Enterokokken Thymidin bzw. Folsäure auch dem Medium entnehmen können, sind sie auf die Synthe-se von Folsäure nicht angewiesen, wenn eine der Substan-zen im Medium ausreichend vorliegt (44, 45, 46, 47). Da die Testmedien nur geringe Konzentrationen von Thymidin und Folsäure enthalten, müssen Enterokokken dort Folsäure synthetisieren, und der Weg kann durch Sulfonamide/ Folat-reduktaseinhibtoren gehemmt werden. Da im infizierten Gewebe diese Substanzen aber dem Bakterium zur Verfü-gung stehen, ist es in vivo resistent. Das Testergebnis für diese Kombination sollte also nicht mitgeteilt werden.

Enterokokken sind bei Zugrundelegung der üblichen Grenzwerte gegen Aminoglycoside natürlich resistent. Dennoch wirkt die Kombination aus einem ß-Laktam-Antibiotikum (meist Ampicillin) und Gentamicin syner-gistisch. Dieser Effekt wird besonders bei Endokarditis ausgenutzt. Nicht mehr mit Synergismus ist allerdings in

Stämmen zu rechnen, die aminoglycosid-modifizierende Enzyme akquiriert haben. Bei diesen Enzymen handelt es sich um die gleichen wie sie auch bei Staphylokokken auftreten, sie sind also auch gegen Netilmicin und Amika-cin aktiv. Zur Detektion dieser Hochresistenz verwendet man einen Agardilutionstest, bei dem 500 mg/L Gentami-cin in BHI-Agar eingebracht werden (20). Wachstum zeigt an, dass die Hochresistenz vorliegt und mit einem Syner-gismus in der Therapie nicht mehr gerechnet werden kann; dementsprechend muss auf die genannten Ami-noglycoside verzichtet werden. Man testet dann noch mit dem gleichen Verfahren Streptomycin (allerdings mit 2000 mg/L) um festzustellen, ob auch gegen Streptomycin Hochresistenz besteht (20).

Enterobakterien

Die Vielzahl von Spezies der Enterobakterien, ihre ver-schiedenen Habitate und ihre Fähigkeit zum Genaustausch mögen die Gründe für eine relativ schnelle Resistenzent-wicklung bei diesen Bakterien sein. Entwickelt haben sich insbesondere eine Vielzahl von ß-Laktamasen mit unter-schiedlichen Substratprofilen und verbleibenden therapeu-tischen Optionen. Dabei sind viele der neuen ß-Laktama-sen von existierenden Enzymen durch Mutationen abge-leitet. Entsprechend sind gelegentlich zu bekannten Verhaltensweisen neue hinzu gekommen.

Für die Einteilung von ß-Laktamasen werden ihr Substrat-profil, die Möglichkeit, sie durch ß-Laktamase-Inhibitoren zu inhibieren, ihr Kodierungsort und molekularbiologi-sche Kriterien herangezogen (48).

Penicillinasen sind die klassischen ß-Laktamasen, die durch Vermittlung von Resistenz gegenüber Penicillinen (insbes. Ampicillin) auffallen. Sie sind häufig auf Plasmi-den kodiert und durch ß-Laktamase-Inhibitoren hemmbar. Die Probleme der Identifizierung dieser Enzyme resultie-ren u.a. aus den erheblich differierenden Mengen produ-zierter ß-Laktamase, die unterschiedliches Substratverhal-ten suggerieren können.

Klassisch ist eine Penicillinase bei ampicillinresistenten E. coli oder bei Klebsiella pneumoniae. Der typische Phäno-typ manifestiert sich in eindeutiger Resistenz gegen Am-picillin bei Sensibilität gegen Ampicillin/Amoxicillin plus ß-Laktamase-Inhibitor (Tab.5). Es kommen dabei Stämme vor, die in vitro noch sensibel gegen Piperacillin oder Mezlocillin erscheinen, aber mit den genannten Antibioti-ka nicht sicher therapierbar sind. Das beschriebene Ver-halten ist typisch für Stämme, die in vitro nur relativ we-nig ß-Laktamase produzieren, bei solchen mit hoher En-zymproduktion kommt sichtbar verminderte Empfindlichkeit gegen Inhibitorkombinationen und die älteren Cephalosporine ebenfalls vor (5, 6) und belegen, dass die ß-Laktamase in der Lage ist , andere Penicilline, wie Piperacillin, und Cefalosporine der ersten Generation ebenfalls zu inaktivieren (49). Gemeinsam ist den bespro-chenen Antibiotika ein Inokulumeffekt, der sich dadurch manifestiert, dass erhöhte Bakterienkonzentrationen in der Resistenzbestimmung zu einem deutlichen Ansteigen der MHK führen, dieses Phänomen ist mit schlechterem The-rapieerfolg vergesellschaftet (50, 51).

Ähnlich wie E. coli ist P. mirabilis zu bewerten. Klebsiella pneumoniae zeigt Phänotypen mit der gleichen Bedeutung wie bei E. coli, die ß-Laktamase ist allerdings hier chromo-somal kodiert und stellt damit eine Spezieseigenschaft dar.


Tabelle 5 Erkennung von ß-Laktamasen bei einigen Enterobakterien

Spezies AMP SAM PIP TAZ CXM CFX CTX CAZ AZT IMI Interpretation Konsequenzen

S S S S S S S S S S Wildtyp

S S S S I/R S S S S S Porinmutante

R S S S S S S S S S Penicillinase, niedrige Expression

Piperacillin nicht sicher wirksam

R I R S S S S S S S Penicillinase, hohe Expression

R R I S/I R R R R R S AmpC-ß-Laktamase (plasmidkodiert)

auf Piperacillin und Pip/Taz verzichten

E. coli, P. mirabilis

R R I/R S/I R S R R R S ESBL auf Penicilline und Cephalosporine verzichten

R S S S S S S S S S Wildtyp, basal exprimierte chromosomale Penicillinase

auf Piperacillin verzichten

R I R * S S S S S S high-level Penicillinase

auf ß-Laktam/Inhibitor-Kombinationen verzichten

K. pneumoniae

R * R * R S NS NS NS S ESBL, vom Typ hängt Ausfall der Ergebnisse bei CTX, CAZ, ATM ab.

auf ß-Laktame außer Carbapeneme verzichten

R S S S S S S S S S Wildtyp auf Piperacillin verzichten K. oxytoca

R R R R R S I/R S R S K1 Hyperexpression CTX vermeiden, Anwendbarkeit von CAZ unsicher

R S S S R S S S S S Wildtyp

R S R S R S S S S S erworbene Penicillinase

P. vulgaris, C. kooseri

R S R S R S R S S S dereprimierte chromosomale ß-Laktamase

R R S S * R S S S S Wildtyp, induzierbare AmpC ß-Laktamase

Verwendung von ß-Laktamen außer Carbapenemen ist nicht angezeigt.

R R R R R R R R R S dereprimierte AmpC ß-Laktamase

R R R S * R S S S S basale AmpC und erworbene Penicillinase

Enterobacter Citrobacter freundii

R R R S R R NS NS NS S basale AmpC und ESBL

R R S S * R S S S S Wildtyp, induzierbare AmpC ß-Laktamase

Verwendung von ß-Laktamen außer Carbapenemen ist nicht angezeigt.

Hafnia alvei Yersinia enterocolitica

R R R R R R R R R S dereprimierte AmpC ß-Laktamase

R R S S R r S S S S Wildtyp

R R R S/R R r S S S S erworbene Penicillinase

Serratia

R R R R R r R S R S dereprimierte AmpC

r: eingeschränkte Empfindlichkeit, die formal nicht unbedingt zu der Interpretation „resistent“ führen muss NS: nicht sensibel *: es ist im Prinzip jedes Ergebnis möglich, dies hat jedoch keinen Einfluss auf die Interpretation (nach 7, 52)


Besonderheiten weist K. oxytoca auf. Die chromosomal kodierte ß-Laktamase kommt in einer basal exprimierten Form vor, in der sich das Verhalten dieser Spezies nicht wesentlich von dem der K. pneumoniae unterscheidet. Es existiert weiterhin eine überexprimierte Form der chromo-somalen ß-Laktamase, die neben den Penicillinen auch Cephalosporine der zweiten und dritten Generation spal-tet. Typisch ist, dass Ceftazidim sensibel und Cefotaxim resistent erscheinen kann, auch gegen Aztreonam ist das Enzym aktiv (52; Tab. 5).

Bei Proteus vulgaris und Citrobacter koseri gibt es eine natürliche Cephalosporinase, die besonders gegen Cefuro-xim aktiv ist. Obwohl diese auch in dereprimierter Form vorkommt, ist eine Resistenzentwickling unter Therapie selten. Der typische Phänotyp dieses Enzyms manifestiert sich durch eine Resistenz gegen Ampicillin und Cefuro-xim (53).

Citrobacter freundii und andere Spezies der Citrobacter-freundii-Gruppe sowie Enterobacter spp. zeigen typi-scherweise eine induzierbare chromosomale Cephalospo-rinase, deren Expression insbesondere durch Ampicillin und Cefoxitin induziert wird. Induzierend wirkt dabei nicht das Antibiotikum selbst, sondern die durch seine Wirkung entstehenden Zellwandabbauprodukte, die wäh-rend ihres Recyclings hohen intrazelluläre Konzentratio-nen erreichen. Das diese Substanzen abbauende Enzym, AmpD, kann bereits durch eine Punktmutation unwirksam werden, wodurch die Konzentration der induzierenden Substanz ständig hoch bleibt (54). Die ß-Laktamase ist auch gegen nicht induzierende ß-Laktame wirksam, d.h. sie spaltet auch Piperacillin, Cefotaxim und andere Dritt-generationscephalosporine sowie Aztreonam. Deutlich sichtbar wird die Aktivität des Enzyms, wenn man einen Induktor (Cefoxitin oder Imipenem) in etwa 2 cm Abstand von einem nicht-induzierenden Antibiotikum in einen Agardiffusionstest auflegt. Der Hemmhof des nichtindu-zierenden Antibiotikums wird auf der dem Induktor zu-gewandten Seite abgeflacht. Da eine Punktmutation in AmpD ausreicht, um die ß-Laktamase dauerhaft zu expri-mieren, entwickeln sich auch unter Therapie Mutanten, die gegen alle ß-Laktamantibiotika außer den Carbapene-men resistent sind (55). Enterobacter spp. und Citrobacter freundii sollten deshalb nicht als sensibel gegenüber Dritt-generationscephalosporinen und Penicillinen bezeichnet werden.

In den vergangenen Jahren sind zunehmend so genannte extended-spectrum ß-Laktamasen (ESBL) aufgetreten, die die Diagnostik vor Herausforderungen gestellt und die Therapie weiter erschwert haben. ESBL spalten neben ihren eigentlichen Substraten, meist Penicillinen, auch Drittgenerationscephalosporine und Aztreonam. Patienten, die mit einem ESBL-produzierenden Stamm infiziert sind und trotzdem ein Cephalosporin erhalten, zeigen eine höhere Letalität als solche Patienten, die mit Carbapene-men therapiert werden (56, 57, 58, 59, 60). Bedeutsam ist diese Beobachtung weil ESBL-tragende Stämme z.T. MHKs bei den Cephalosporinen aufweisen können, die noch im sensiblen Bereich liegen. ESBL sind von Penicil-linasen abgeleitete Enzyme, bei denen durch Punktmutati-onen nur wenige Aminosäuren in der Sequenz geändert wurden, entsprechend sind sie durch ß-Laktamase-Inhibitoren inhibierbar. Folgerichtig manifestiert sich der typische Phänotyp durch eine niedrigere MHK gegenüber der Kombination aus Drittgenerationscephalosporin und ß-Laktamase-Inhibitor als gegen das Cephalosporin allei-

ne. Laut CLSI ist dabei eine Differenz in den Hemmhof-durchmessern von mindestens 5 mm wegweisend. Augen-fällig wird die Inhibition auch durch Platzierung eines Plättchens mit Amoxicillin/Clavulansäure in der Nähe des Cephalosporins. Findet sich eine Erweiterung des Hemm-hofes oder sogar „Geisterzonen“, so weist dies ebenfalls auf eine ESBL hin (61, Abb. 2). Ein weiteres Verfahren, ESBL zu detektieren, bietet der E-Test, bei dem die eine Hälfte des Streifens mit einem Cephalosporin und die andere mit einer Kombination des gleichen Antibiotikums und einem ß-Laktamase-Inhibitor beschickt ist. Eine MHK-Reduktion auf mindestens 1/8 oder die Entstehung von „Geisterzonen“ wird ebenfalls als Hinweis auf eine ESBL gewertet. Kommerzielle automatisierte Systeme verwenden unterschiedliche Verfahren, ESBL zu detektie-ren. Bei den üblicherweise betroffenen Spezies, E. coli und Klebsiella spp., funktionieren diese recht zuverlässig, Probleme entstehen insbesondere bei selteneren Spezies und bei Kombinationen von Resistenzmechanismen (62, 63, 64, 65, 66, 67, 68). Wichtig für die Detektion in der Routine ist es, Kriterien zu definieren, anhand derer man die Indikation zu einem Bestätigungstest für ESBL stellt. Bei den kommerziellen Systemen ist dies einfach, der Verdacht wird mitgeteilt und darf bei E. coli und Klebsiel-la spp. übernommen werden (62, 65). Bei dem häufig angewandten Agar-Diffusionstest kann es im Einzelfall allerdings schwierig sein, den Verdacht zu schöpfen; auf-merksam machen sollten Hemmhöfe bei Cefotaxim oder Ceftazidim, die kleiner als üblich sind oder eindeutig im resistenten Bereich liegen, insbesondere wenn Cefoxitin noch sensibel ist und sich bei Piperacillin/Tazobactam eine Differenz zu Piperacillin findet (Tab. 6). Da die ver-schiedenen Cephalosporine unterschiedlich gute Substrate der ESBL darstellen, können sich die Testergebnisse der Substanzen unterscheiden, weswegen man in den konven-tionellen Tests mehrere ß-Laktame testen sollte (z.B. Cef-tazidim und Cefotaxim, zur Abgrenzung von AmpC-ß-Laktamasen auch Cefoxitin).

Tab 6 Screening auf ESBL mit Agardiffusionstest nach CLSI (20)

Hemmhofgrenzen [mm]

Beschickung[µg]

E. coli, K. pneumoniae, K. oxytoca

P. mirabilis

Cefpodoxim 10 ≤ 17 ≤ 22

Ceftazidim 30 ≤ 22 ≤ 22

Cefotaxim 30 ≤ 27 ≤ 27

Ceftriaxon 30 ≤ 25

Aztreonam 30 ≤ 27


Abb. 2 Modified Double-Disk Test (MDDT, 61). Erk-ennung von ESBL mit verschiedenen Cepha-losporinen (Caz, Ceftazidim; Fep, Cefepime, Cpo, Cefpodoxim und Ctx, Cefotaxim, Aztreonam und Amoxicillin/clavulansäure). In Abhängigkeit vom Substratrpofil der ESBL ergeben sich Hemmhof-erweiterungen oder „Geisterzonen“, welche auf eine ESBL, hier eine CTX-M-ß-Laktamase hin-weisen.

Die Bedeutung der ESBL liegt, wie oben genannt, in der klinischen Unwirksamkeit von Cephalosporinen bei der Therapie schwerer Infektionen (59, 69). Da die Enzyme meist in großer Menge gebildet werden, sind Kombinatio-nen aus ß-Laktamen und ß-Laktamaseinhibitoren ebenfalls nicht sicher wirksam (70). Entsprechend wird empfohlen, sie nicht zu verwenden (51, 71). Es gibt dennoch Berichte über die erfolgreiche Anwendung von Piperacil-lin/Tazobactam bei Infektionen mit ESBL (60). Bevor nicht eindeutige Belege für eine Wirksamkeit auch bei Sepsis und Pneumonie vorliegen, bleiben Carbapeneme die Mittel der Wahl.

Sehr selten sind im Moment noch Enzyme, die auch Car-bapeneme spalten. Diese Eigenschaft weisen Metallo-ß-Laktamasen auf, Enzyme wie sie bei Stenotrophomonas maltophilia bekannt sind. Die daneben beschriebenen KPC-ß-Laktamasen sind bisher hauptsächlich in New York aufgetreten (72). Dieses Enzym ist mit dem Plätt-chentest durchaus zu detektieren (73). Eine Untersuchung ist nur sinnvoll, wenn auch Resistenz gegen Cephalospo-rine vorliegt, gegen die das Enzym ebenfalls aktiv ist. Wenn bei einem Enterobakterium eine verminderte Sensi-bilität gegenüber Carbapenemen gefunden wird, ist dies meist auf einen Porinverlust, gelegentlich in Kombination mit einer überexprimierten AmpC-ß-Laktamase zurückzu-führen. Liegt keine überexprimierte AmpC-ß-Laktamase, also ein Porinverlust vor, bedeutet dies, dass andere, als sensibel getestete ß-Laktam-Antibiotika durchaus thera-peutisch wirksam sein können. Die Bewertung von Resis-tenztestung fasst Tab. 5 zusammen.

Die Bewertung von Chinolonresistenz bei Enterobakterien ist demgegenüber einfacher. Da verminderte Empfind-lichkeit fast immer auf Mutationen der Gyrase zurückzu-führen ist und diese verminderte Bindung aller verfügba-ren Chinolone bedeuten, bedeutet Resistenz gegenüber einem Chinolon vorhersagbar Resistenz gegen die anderen

Substanzen dieser Klasse (74). Gelegentliche Differenzen um eine Bewertungsstufe mögen auf substanzspezifische Unterschiede oder unterschiedliche Penetration in Verbin-dung mit der entscheidenden Mutation zurück zu führen sein, die Bewertung ändert dies nicht. Noch selten sind Plasmide, die für ein Protein kodieren, das sich an die Gyrase bindet und so den Zugang für Chinolone blockiert (target protection, 75, 76). Die durch diesen Mechanismus verursachte Änderung der Empfindlichkeit führt allein nicht zu ausgeprägter Resistenz, es wird aber vermutet, dass sie in Kombination mit weiteren Faktoren die Resis-tenzentwicklung beschleunigen kann (77)

Wichtig ist es, darauf hinzuweisen, dass bei schweren Infektionen offenbar auch die ersten Mutationen schon therapeutisch wichtig sind. So bedeutet bei Salmonella Typhi eine Resistenz gegen Nalidixinsäure therapeutische Unwirksamkeit von Ciprofloxacin, selbst wenn gegenüber Ciprofloxacin in vitro Empfindlichkeit besteht (78, 79). Konsequenz ist, dass bei S. Typhi Nalidixinsäure getestet und das Ergebnis auf Ciprofloxacin übertragen werden muss. Alternativ wurde vorgeschlagen, niedrigere Grenz-werte (0,12 mg/L für Ciprofloxacin und 0,25 mg/L für Levofloxacin) anzusetzen (80).

Pseudomonas

Bei P. aeruginosa ist die Erkennung von Resistenzmecha-nismen aus der Resistenzbestimmung schwierig, da häufig mehrere Mechanismen kombiniert sind. Grundsätzlich produziert P. aeruginosa eine chromosomale AmpC-ß-Laktamase, deren Derepression jedoch nicht so leicht und vorhersehbar erfolgt wie bei Enterobacter, was auf die Existenz von drei unterschiedlichen Regulatorgenen zu-rückgeführt wird, die alle drei Mutationen aufweisen müs-sen, um zu voll dereprimierter Expression zu gelangen (81). Das Substratprofil entspricht in etwa dem der AmpC-ß-Laktamasen bei Enterobakterien. Daneben kommen plasmidkodierte Penicillinasen, einschließlich Inhibitorresistenter ß-Laktamasen, ESBL und Metallo-ß-Laktamasen vor. Kombiniert mit diesen ß-Laktamasen treten Porinmutanten auf, die das Bild komplizierter ges-talten. Da jedoch in Deutschland ESBL und Metallobeta-laktamasen sowie plasmidkodierte Penicillinasen bei P. aeruginosa selten sind, lassen sich gewisse Ableitungen treffen. So ist es momentan wenig sinnvoll, bei dieser Spezies ß-Laktamase-Inhibitoren zu testen, da der wich-tigste Mechanismus eben die AmpC-ß-Laktamase ist, welche – wie bei Enterobakterien - nicht auf ß-Laktamaseinhibitoren empfindlich ist (82). Wenn dennoch ein ß-Laktam, sinnvollerweise Piperacillin, und eine ß-Laktam/ß-Laktamaseinhibitor-Kombination, sinnvoller-weise Piperacillin/Tazobactam, getestet wird, sollte nicht davon ausgegangen werden, dass es tatsächlich einen Vorteil der Kombination gegenüber der Einzelsubstanz gibt; wo dies dennoch auftritt, muss nach einer plasmid-kodierten ESBL gesucht werden. Wenn man dann das therapeutische Vorgehen bei Enterobakterien auf Pseudo-monas überträgt, ergeben sich jedoch keine therapeuti-schen Konsequenzen.

Für Resistenz gegen Carbapeneme existieren neben den Metallobetalaktamasen die Mutation des oprD, die zu geringerer Penetration von Imipenem und Meropenem führt, die Hyperexpression von AmpC, die zur Imipenem-resistenz beiträgt und die verstärkte Expression von Ex-porterpumpen, insbesondere MexAB-OprM, die insbeson-


dere zur Resistenz gegen Meropenem, Ertapenem und Aztreonam beiträgt (82, 83, 84).

Nachdem die Evidenzen klarer werden, dass auch bei P. aeruginosa die Zugabe eines Aminoglycosides die Thera-pie nicht verbessert (85), nimmt der klinische Wert der Bestimmung von Resistenzmechanismen ab. Da es zudem eine Vielzahl von aminoglycosidmodifizierenden Enzy-men gibt (86), die häufig nicht mit den allgemein erhältli-chen Substanzen zu detektieren sind, Penetrationsbarrieren häufig sind und Export des Antibiotikums vorkommt, gibt es kaum Möglichkeiten, Regeln für die phänotypische Erkennung abzuleiten. Europäische epidemiologische Daten legen nahe, dass Unterschiede zwischen Gentamicin und Tobramycin relativ selten sind (87).

Die Resistenzmechanismen und ihre Interpretation gegen Chinolone entsprechen denen bei Enterobakterien (88).

Andere Nonfermenter

Über Nonfermenter außer P. aeruginosa liegen weniger Daten vor. Zu Acinetobacter baumannii gibt es einige Berichte über ß-Laktamase-Empfindlichkeit und zu ande-ren Antibiotika. So verfügt auch diese Spezies über eine chromosomale AmpC-ß-Laktamase, die eine ähnliche Substratspezifität wie die anderen chromosomalen Enzy-me hat. Man kann für die ß-Laktame also Verhältnisse erwarten, wie für Enterobacter und Citrobacter freundii, mit dem Unterschied, dass die Entwicklung resistenter Mutanten nicht auf Mutation regulatorischer Gene zurück-zuführen ist, sondern auf Insertion eines Elementes, das einen starken Promoter trägt, vor dem Strukturgen (89, 90, 91). Bemerkenswert an Acinetobacter ist, dass Sulbactam offenbar eine intrinsische Wirksamkeit gegenüber dieser Spezies entfaltet (92, 93). Allerdings trifft dies nicht für alle Isolate zu, so dass man sich auf das Ergebnis der Tes-tung verlassen muss. In einigen Fällen wurde die Kombi-nation Ampicillin/Sulbactam oder Cefoperazone/Sulbac-tam offenbar klinisch mit Erfolg angewendet (94).

Die bei A. baumanii angetroffene Imipenemresistenz ist meist auf eine ß-Laktamasen der Klasse D (OXA Enzyme) zurückzuführen. In diesen Fällen sollte Aztreonam sensi-bel getestet sein. Erschwert wird die Situation dadurch, dass neben dieser häufig auch eine überexprimierte AmpC-ß-sowie weitere, plasmidkodierte Laktamasen vorliegen. In diesem Fall sind dann alle verfügbaren ß-Laktamantibiotika als resistent anzusehen.

Des weiteren ist A. baumannii bekannt dafür, Resistenzen gegen praktisch alle verfügbaren Antibiotika zu entwi-ckeln (82, 95).

Einen Sonderfall stellt weiterhin Stenotrophomonas mal-tophilia dar. Dieses Bakterium ist häufig gegen (fast) alle ß-Laktame resistent. Manipulierbar ist das Resistenzver-halten u.a. durch die Verwendung unterschiedlicher Inku-bationstemperaturen (96). Damit einher geht die nur als unzureichend einzustufende klinische Wirksamkeit von ß-Laktamantibiotika bei Infektionen mit S. maltophilia. Das Bakterium verfügt üblicherweise über zwei ß-Laktamasen, L1 und L2. L1 ist eine typische Metallo-ß-Laktamase, die gegenüber Imipenem aktiv und gegen Aztreonam inaktiv ist. Dieses Enzym wird von ß-Laktamase-Inhibitoren nicht gehemmt. L2, eine chromosomale Cephalosporinase, spaltet Aztreonam, jedoch nicht Imipenem und wird durch ß-Laktamase-Inhibitioren gehemmt (82, 97). Dadurch

ergeben sich gelegentlich kuriose Situationen, in denen manche ß-Laktame außer Imipenem sensibel erscheinen und eine Wirkungsverstärkung durch ß-Laktamaseinhibitoren gegenüber Aztreonam beobachtet wird (Abb. 3). Dies darf nicht zu der Annahme führen, es läge eine ESBL vor (98). Vielmehr ist hier eine nur gering exprimierte L2 ß-Laktamase sowie eine L1 ß-Laktamase zu vermuten.

Abb. 3 Nicht immer eine ESBL. Stenotrophomonas maltophilia besitzt eine Metallo-ß-Laktamase (L1), die gegen Imipenem (Ipm) aber nicht gegen Aztreonam (Atm) aktiv ist. Dieser Stamm besitzt eine nur gering exprimierte L2 Cephalosporinase, ein Enzym, das durch Clavulansäure inhibiert wird, so dass keine vollständige, sondern eine in-hibierbare Resistenz gegen Aztreonam in vitro re-sultiert. Dies darf nicht zur Annahme einer ESBL führen.

Bei Stenotrophomonas maltophilia wird die Chinolonre-sistenz im Gegensatz zu Staphylokokken, Enterobakterien und Pseudomonas nicht wesentlich durch Mutationen in der Topoisomerase/Gyrase bedingt, sondern ist auf übe-rexprimierte Exporterpumpen zurück zu führen. Im Er-gebnis bedeutet dies, dass bei S. maltophilia unterschiedli-che Resistenzen gegenüber verschiedenen Chinolonen vorliegen können. Diese sollten also alle untersucht wer-den. Ob sie für die Therapie einer Infektion wirklich ge-eignet sind, ist nicht eindeutig belegt. Erschwerend kommt hinzu, dass Chinolone resistente Mutanten häufig selektie-ren; diese Mutanten sind dann meist gegen alle Chinolone resistent (99). Die Selektion resistenter Mutanten unter Therapie mit ß-Laktamen, Chinolonen oder Aminoglyco-siden ist eine häufiges Ereignis (100).

Typische Resistenzen bzw. Empfindlichkeiten einiger anderer Non-Fermenter sind in Tab. 7 dargestellt.


Tabelle 7 Resistenzen bei Nonfermentern.

Species Resistent Sensibel Referenz

Alcaligenes faecalis Chinolone Co-Trim

Ampicillin/Sulbactam Piperacillin Ceftazidim Ceftriaxon Imipenem Tobramycin

101

Chryseobacterium (Flavobacterium) meningosepticum

Ampicillin, Cephalosporine, Aminoglycoside, Carbapeneme, Aztreonam Tetracyclin Ciprofloxacin Vancomycin

Chinolone Piperacillin amikacin TMP/SMZ Levofloxacin

102, 103

Flavobacterium indologenes Ampicillin, Cefuroxim Ceftriaxon Aztreonam Amikacin Carbapeneme

Piperacillin, Ceftazidime Ofloxacin Co-Trim

102

Chromobacterium violaceum Cephalosporine, Rifampicin Amikacin Tobramycin

Piperacillin, Imipenem, Ciprofloxacin, Gentamicin, Co-Trim

104, 105

Burkholderia mallei Burkholderia pseudomallei

Chinolone Aminoglycoside

Piperacillin Imipenem Ceftazidim Doxycyclin

106

Burkholderia cepacia Carbapeneme Piperacillin Ceftazidim Ceftriaxon Aztreonam Aminoglycoside Tigecyclin

Co-Trim 101, 107

Pseudomonas fluorescens Ampicillin/Sulbactam Ceftriaxon Aztreonam SXT

Ciprofloxacin Piperacillin Ceftazidim Imipenem Tobramycin

101, 107

Pseudomonas stutzeri sehr sensibel 101, 107

Alcaligenes xylosoxidans ssp. xylosoxydans

Aminoglycoside Ciprofloxacin Ampicillin/Sulbactam Ceftriaxon Aztreonam

Piperacillin Ceftazidim Imipenem Co-Trim

101, 107

Myroides odoratum Carbapeneme Minocyclin 102, 108

Aeromonas spp. Piperacillin Ceftazidim Cefotaxim Imipenem Levofloxacin Co-Trim

107


Zusammenfassung

In Abhängigkeit von den bakteriellen Resistenzmecha-nismen muss mit der Unwirksamkeit verschiedener Anti-biotika gerechnet werden. Dabei ist es durchaus häufig, dass die in vitro erhaltenen Testergebnisse nicht den bio-chemischen Substratprofilen des zugrunde liegenden Me-chanismus entsprechen. In vielen Fällen hängt aber die klinische Wirksamkeit von dem Resistenzmechanismus und nicht unbedingt von dem Testergebnis ab. Um diese potenziell irreführenden Ergebnisse zu vermeiden, bedarf es einer auf den zu detektierenden Resistenzmechanismus abgestimmten Kombination von Untersuchungsverfahren. Die Interpretation der dabei erhaltenen Ergebnisse stellt Herausforderungen an das Wissen des Mikrobiologen, der Identifizierung und Phänotyp der Resistenzbestimmung zu einer klinisch relevanten Diagnose verarbeiten muss. Hel-fen können dabei die hier dargestellten Tabellen und viel-leicht folgender Link http://memiserf.medmikro.ruhr-uni-bochum.de/ResId.

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Korrespondenzadresse:

Prof. Dr. med. Sören Gatermann Institut für Hygiene und Mikrobiologie Abt. für Medizinische Mikrobiologie 44780 Bochum Tel.: 0234/32-26467 / -27467 Fax: 0234/3214197 E-Mail: [email protected]


BUCHBESPRECHUNG Lebensmittelinfektionen und - vergiftungen Klinik, Therapie und gesetzliche Grundlagen zur Verhütung Hans E. Müller. 227 Seiten, zahlreiche Tabellen, Softcover. B. Behr´s Verlag, Hamburg, 2002. ISBN 3-89947-026-5, Euro 54,50. „Tatsächlich erkranken und sterben aber mehr Menschen durch Infektionserreger als durch alle möglichen Gifte zusammenge-nommen, die jemals künstlich hergestellt wurden oder die es in der Natur schon immer gegeben hat. Und Infektionserreger in Lebensmitteln sind zweifelsohne die größte Gefahr. Davon ist BSE die allergeringste.“

H.E. Müller

Wohl nichts gehört so zum menschlichen Leben wie das Grund-bedürfnis nach Nahrung. Außerdem: Lebensmittelinfektionen und –vergiftungen sind neben Erkältungskrankheiten die häu-figsten Erkrankungen. Auf Reisen sind sie sogar die absolut häufigste Krankheitsursache. Und dabei sind sie relativ leicht zu vermeiden, wenn das ausreichende Wissen vorhanden und auch entsprechend eingesetzt wird. Nicht umsonst hat der Gesetzge-ber, jetzt via Infektionsschutzgesetz (IfSG) verordnet, dass Per-sonen, die Lebensmittel i) erzeugen, ii) verarbeiten oder iii) in den Verkehr bringen über ein ausreichendes Wissen bezüglich Infektionen, Toxiinfektionen und Vergiftungen auf diesem Gebiet verfügen müssen. Das vorliegende Buch zitiert und kommentiert die gesetzlichen Bestimmungen. Es beschreibt ferner die Grundlage der Infektio-logie, Immunologie, Epidemiologie und Lebensmittelhygiene und geht danach detailliert auf die einzelnen Erreger lebensmit-telbedingter Gesundheitsschädigungen ein. Dabei werden nicht nur allgemein bekannte und häufige, sondern auch seltene und exotische Erreger beschrieben. Und trotzdem hätte es der Rezen-sent begrüßt, wenn die reise- und tropenmedizinisch relevanten Aspekte noch einmal separat stärker ausgearbeitet worden wä-ren. Denn im Urlaub lautet das Zauberwort oft nur noch „Präven-tion“. Herr Müller stellt zu Recht fest, dass einerseits die „Experimen-tierfreudigkeit“ in der privaten Küche wächst, wie andererseits auch die Reiselust, zum Teil auch in „exotische“ Gegenden. Beides bedeutet im Hinblick auf Lebensmittelinfektionen und –vergiftungen sicherlich nicht nur Gutes. Kurz zum Autor: Prof. Dr. rer. nat. Dr. med. Hans E. Müller war nach dem Studium der Chemie und Medizin in der Medizini-schen Mikrobiologie tätig und ab 1975 Leiter des Staatlichen Medizinaluntersuchungsamtes (MUA) Braunschweig. Seit den 80er Jahren ist er als Referent recht bekannt und Autor von über 400 wissenschaftlichen Publikationen und zahlreichen Büchern. Was der Rezensent an Herrn Kollegen Müller besonders schätzt ist seine hohe Fachkompetenz sowie die Tatsache, dass er selten „die Hand vor den Mund nimmt“ und fast immer „das Kind beim richtigen Namen nennt“. Zur besseren Übersicht des potentiellen neuen Leserkreises finden sich im Folgenden die 22 Kapitel des Buches aufgelistet: Falsche Vorstellungen behindern richtiges Verhalten; Gesetzli-che Grundlagen zur Verhütung von Lebensmittel-Vergiftungen, -Infektionen und -Toxiinfektionen; Allgemeine Krankheitslehre; Die Infektionserreger; Bakterien; Parasiten im engeren Sinne; Leblose, molekulare Erreger; Sterilisation, Desinfektion, Kon-servierung und Entwesung; Brechdurchfall, Cholera, Durchfall, Diarrhoe, Enteritis, Gastroenteritis, Ruhr; Die Erreger von infek-tiöser Gastroenteritis; Systeminfektionen, die nach § 42 IfSG ein Tätigkeitsverbot bedingen; Hautkrankheiten und Wundinfektio-nen, die nach § 42 IfSG ein Tätigkeits- und Beschäftigungsver-bot bedingen; Die spezifischen Erreger von Infektionskrankhei-ten der Haut; Durch Lebensmittel übertragbare, nach § 6 IfSG meldepflichtige Infektionskrankheiten und ihre Erreger; Durch Lebensmittel übertragbare, nach § 7 IfSG meldepflichtige Erre-ger von Infektionskrankheiten; Durch Lebensmittel übertragbare, nicht meldepflichtige Wurmerkrankungen; Lebensmittel-bedingte nicht meldepflichtige Pilzerkrankungen; Infektionen und Intoxika-tionen durch Weichtiere und Fische; Infektionen und Toxiinfek-tionen durch Milch, Eier, Fleisch und Fleischwaren; Infektionen und Intoxikationen durch Trinkwasser; Das Risiko terroristischer

Anschläge auf die Lebensmittelversorgung; Literatur. Eben: Der Fisch stinkt vom Maule her, und sei er noch so edel. Nun zum kurzen, aber heftigen Kapitel 1 dieses Buches: „Falsche Vorstellungen behindern richtiges Verhalten“. Viel „Pfui“ wird hier berichtet. Soviel geballte und glücklicher-weise frei heraus berichtete Information hat der Rezensent selten erlebt, so dass dessen Inhalt an dieser Stelle kurz umrissen wird. Herr Müller enttarnt, wie schlecht das allgemeine Wissen bezüg-lich Gesundheitsgefahren überhaupt ist. Die Allgemeinheit nannte Umweltverschmutzung, Zusatzstoffe von Lebensmitteln, falsches Ernährungsverhalten, AIDS und BSE als Hauptgefah-ren. An Lebensmittelinfektionen dachte keiner. Ein verzerrtes Bild in unserer verzerrten Medienwelt! Dazu Herr Müllers Kommentar: „Tatsächlich erkranken und sterben aber mehr Menschen durch Infektionserreger als durch alle möglichen Gifte zusammengenommen, die jemals künstlich hergestellt wurden oder die es in der Natur schon immer gegeben hat. Und Infekti-onserreger in Lebensmitteln sind zweifelsohne die größte Ge-fahr. Davon ist BSE die allergeringste.“ Es wird darauf hinge-wiesen, wie „blitzsauber und keimfrei“ private Toiletten und Bäder seien. Vice versa: In verkeimten Wasserhähnen, Küchen-schwämmen, Spültüchern und Wischlappen tanzen die Keime und Krankheitserreger Ballett, aber darüber spricht niemand! Das Trinkwasser aus der Leitung ist zumindest aus bakteriologi-scher Sicht im Allgemeinen von höherer Qualität als Tafel- und Mineralwasser in Flaschen. Menschen glauben aber dennoch, irregeführt durch Presse und Werbung, Trinkwasser aus der Lei-tung würde ihrer Gesundheit schaden. Es wird auch valide Epide-miologie offeriert: Wir müssen allein für Deutschland von zirka 20 Millionen lebensmittelverursachter Erkrankungen jährlich ausge-hen. Begrüßenswerterweise ist die Zahl der dadurch bedingten Todesfälle mit etwa 2000 pro Jahr gering. 50 bis 60% aller Le-bensmitteltoxiinfektionen entstehen zu Hause. Aber dennoch: Das Risiko einer Lebensmittelvergiftung durch Auswärts-Essen ist zwei- bis dreifach höher als zu Hause. Der Rezensent durfte auch schon ein paar Mal hinter die Kulissen blicken: Naja, jeder weitere Kommentar erübrigt sich; desto internationaler oder nobeler, oft desto übler. Ein weiteres, „markiges“ Zitat von Herrn Müller: „Selbst im Bundesgesundheitsministerium und in den das Ministerium beratenden Bundesbehörden ist das Wissen um Infektionserreger so dünn, dass das Infektionsschutzgesetz (IfSG) als es zum 01.01.2001 in Kraft trat, fast so viele Fehler wie Paragraphen enthielt bzw. enthält. Speziell § 7 IfSG führt zahlreiche melde-pflichtige Krankheitserreger teils unvollständig, teils mit unrich-tigen Namen auf. Der Wissensstand der Autoren des Gesetzes und ihrer beratenden Gremien hinkt gelegentlich mehrere Jahr-zehnte hinter der taxonomisch korrekten Nomenklatur hinterher. Soweit erforderlich sind diese Fehler in den folgenden Ausfüh-rungen berücksichtigt“. So ist die Welt: Der Behördensachvers-tand. Der Rezensent hätte das sich zwar nie so expressis verbis auszusprechen getraut, aber … . Übrigens: Wussten Sie von der Umfrage an 388 Teilnehmern in den USA über die drei am häufigsten geschätzten Erreger von Lebensmittelinfektionen? Es kam heraus (kumulative Daten): Salmonella spec.: 90%, Escherichia coli: 56%, Staphylococcus spec.: 36%. Die richtige Aussage wäre gewesen: Caliciviren: 88,7%, Campylobacter spec. 14,2%, Salmonella spec.: 9,7%. Aber das wäre bei uns in Deutschland bestimmt besser ausgefal-len; oder etwa nicht in „Good Old Germany“? Zusammengefasst ein absolut exzellentes Buch zu einem ange-messenen Preis, wenngleich man es der Ansicht des Rezensenten nach noch auf etwas „internationalere Füße“ hätte stellen kön-nen. Es spricht letztendlich jeden Arzt an und richtet sich über den Mikrobiologen, weiter über den Personenkreis der mit der Herstellung und dem Vertrieb von Nahrungsmitteln betraut ist, wie auch an Behörden, und nahezu an jeden, der einen gesunden und damit glücklichen Urlaub auch in etwas „exotischeren“ Ge-genden verbringen möchte, oder sogar nur einmal den Flair eines exotisches Essens beim Spezialitätenrestaurant „um die Ecke“ ohne abdominelle „Nachwehen“ erleben und genießen möchte. Sicherlich auch eine aufschlussreiche Lektüre für die Klientel, die sich durch die effekthascherische öffentliche Presse nicht irreführen und „verar…“ lassen möchte.

A. Schmidt, Witten/Herdecke


ÜBERSICHT

Mikrobiologischer Befund – quo vadis? Béatrice Grabein Max von Pettenkofer-Institut für Hygiene und Medizinische Mikrobiologie der Ludwig Maximilians – Universität, München, Lehrstuhl Bakteriologie Mikrobiologische Laboratorien gehören im Zeitalter von DRGs nicht zu den „Lesitungserbringern“ sondern sie sind ein „Kostenfaktor“ und sind daher mit der Frage konfron-tiert, welchen Nutzen sie im Zusammenhang mit dem „Fall“ unter ökonomischen Bedingungen haben.

Da die lange Zeit zwischen Anforderung der Diagnostik und Erhalt des Befundes einer der wesentlichen „Kritik-punkte“ ist, haben viele mikrobiologische Laboratorien intensive Anstrengungen unternommen, ihren Einsendern bakteriologische Befunde schneller zur Verfügung zu stellen, damit früher darauf reagiert werden kann, um sowohl in medizinischer Hinsicht als auch unter ökonomi-schen Bedingungen einen Vorteil zu erreichen. Hierzu wurden sowohl neue diagnostische Methoden wie automa-tisierte Systeme für Identifizierung und Empfindlichkeits-prüfung oder molekulare Methoden als auch die Optimie-rung von Probentransport und Befundübermittlung einge-setzt.

Ein Grundproblem der bakteriologischen Diagnostik liegt in ihrer Komplexität.

Schon die Präanalytik ist einer der wesentlichen Einfluss-faktoren auf die Qualität des Ergebnisses, die Probenent-nahme liegt aber in der Regel nicht in der Hand des La-bors. Eine korrekte Probengewinnung setzt Kenntnisse über Art und Lokalisation der Infektion, das erwartete Erregerspektrum, die Nachweismöglichkeiten und schließ-lich über die Technik der Entnahme voraus. Im Allgemei-nen fehlt dem Labor die Kontrollmöglichkeit, ob das Ma-terial korrekt entnommen wurde oder ob überhaupt für die Fragestellung geeignetes Material gewonnen wurde, da Angaben über die klinische Symptomatik oder die Ver-dachtsdiagnosen oft nicht in ausreichendem Maß vorhan-den sind. Auch die Lagerzeiten und –bedingungen vor dem Transport sind in der Regel nicht zu erfassen – aber wiederum wesentlich für die Qualität des Ergebnisses.

Zudem ist die Fragestellung komplex. In der Bakteriologie wird nicht ein (Zahlen)Wert bestimmt, sondern nach in dieser Situation und in diesem Untersuchungsmaterial pathogenen Mikroorganismen gefahndet. Das Spektrum, das hier in Frage kommen kann, ist breit, eine Untersu-chung auf alles Erdenkliche ist aber sicher unökonomisch und unmöglich.

Das Problem für die klinischen Kollegen besteht darin, dass zum Zeitpunkt des Therapiebeginns das Ergebnis der Diagnostik in der Regel nicht vorliegt. Andererseits ist gerade beim schwer kranken Patienten eine Zeitverzöge-rung von ein bis zwei Tagen von klinischer Diagnosestel-lung bis zum Beginn der Antibiotika-Therapie nicht ver-tretbar, so dass zunächst eine kalkulierte Therapie in Un-kenntnis des Erregers und seiner Empfindlichkeit begonnen

werden muss. Wenn diese Therapie erfolgreich ist, ist die Bereitschaft zur Modifikation der Therapie bei Vorliegen des bakteriologischen Befundes bei uns häufig gering.

Eine weitere Hürde ist die Befundinterpretation. In der klinischen Chemie werden in der Regel Zahlenwerte ge-messen, die Einschätzung, ob dieser Wert pathologisch ist oder nicht erfolgt üblicherweise anhand definierter Refe-renzbereiche. In der Bakteriologie stehen in einigen Fällen quantitative, üblicherweise semiquantitative Angaben, dazu Erregernamen und Ergebnisse der Empfindlichkeits-prüfung auf dem Befund. Das bedeutet viel Information, die ineinander greift und die dementsprechend schwieriger zu erfassen und zu interpretieren ist. Dazu kommt, dass bakteriologische Befunde nicht immer eindeutig sind. Dies ist der Fall, wenn es um die Einschätzung fakultativ pathogener Erreger geht, um die Frage Kolonisation oder gar Kontamination versus Infektion oder um den Nach-weis von für die akute Situation nicht plausiblen Erregern, um nur einige Beispiele zu nennen.

Die Interpretation eines bakteriologischen Befundes erfor-dert also erhebliche Fachkenntnisse auf der Seite des Be-fundempfängers. Der Mikrobiologe versucht natürlich, eine Interpretationshilfe aus mikrobiologischer Sicht zu geben, was allerdings ohne Kenntnisse über die klinische Situation des Patienten oft schwierig ist.

Es gibt nur wenige Studiendaten über die Reaktionen der klinischen KollegInnen auf unsere Befunde.

Eine solche Studie wurde an vier spanischen Universitäts-kliniken durchgeführt und 2003 publiziert (1)

Hier wurde untersucht, ob, und wenn nein, warum, Klini-ker eine Antibiotika-Therapie nicht optimieren, obwohl ein mikrobiologischer Befund vorliegt, der dies ermögli-chen würde.

Es wurden nur klar definierte Infektionen mit bekannten, empfindlichen Erregern mit einbezogen, nämlich Bakteri-ämien durch S. aureus (MSSA), S. pneumoniae (Penicillin sensibel) oder S. pyogenes und Harnwegsinfektionen durch E. faecalis, S. agalactiae oder E. coli (Ampicillin sensibel). Patienten mit unklaren Befunden, Patienten mit intraabdominalen Infektionen, Patienten mit multiplen möglichen Infektionsquellen oder Patienten mit schwer interpretierbaren Befunden, Patienten mit Penicillin-Allergie oder Endokarditisverdacht sowie in Neutropenie oder mit weiteren Infektionen wurden ausgeschlossen.

Ausgewertet wurde die Therapieumstellung innerhalb von 48 Stunden nach Erhalt des mikrobiologischen Befundes. Von geplanten 120 Patienten waren 100 auswertbar, da-von 52 mit Bakteriämie und 48 mit Harnwegsinfektionen. Bei 47 Patienten erfolgte einen telefonische Mitteilung des


Befundes vor dem Vorliegen des schriftlichen Befundes.

Die Patienten wurden 4 Gruppen zugeordnet. Patienten der Gruppe 1 erhielten bereits als kalkulierte Therapie die vorher definierte optimale Therapie, so dass hier keine Änderung erforderlich war. In diese Gruppe fielen 6 Pati-enten. In Gruppe 2 wurde die Therapie von der empiri-schen Therapie auf die optimale Therapie umgestellt, diese Gruppe umfasste 9 Patienten. In Gruppe 3 wurde das Spektrum der empirischen Initialtherapie zwar eingeengt, aber nicht auf die optimale Therapie umgestellt. In dieser Gruppe finden sich 15 Patienten. Die Majorität von 70 Patienten oder 70% der Patienten findet sich jedoch in Gruppe 4, definiert als die Gruppe, in der keine Änderung der breit wirksamen empirischen Therapie erfolgte.

Die Reaktion auf den Befund war nicht abhängig von der Universitätsklinik, von der Abteilung, von der Art der Antibiogramme – quantitativ oder qualitativ – oder von der Zahl der befundeten Antibiotika.

Als Gründe für die Nicht-Anpassung der Therapie disku-tieren die Autoren einerseits psychologische Aspekte – da die empirische Therapie häufig erfolgreich war, erfolgt eine positive Verstärkung für diese Wahl, zudem haben viele Klinker einen stärkeren „Glauben“ in den klinischen Response als an den mikrobiologischen Befund – und andererseits das mangelnde Wissen über die Medizinische Mikrobiologie und Antibiotika. Hier werden Probleme bei der Interpretation von Minimalen Hemmkonzentrationen, beim Wissen über das Wirkspektrum verschiedener Anti-biotika, über die Einschätzung eines optimalen Antibioti-kums für einen bestimmten Erreger und über das man-gelnde Bewusstsein für das Problem Selektionsdruck und Resistenzentwicklung postuliert.

Dass die Therapiemodifikation nicht nur medizinisch, sondern auch ökonomisch sinnvoll sein kann, möchte ich an zwei Beispielen von „matched pairs“ aus der eigenen Praxis illustrieren:

Zwei Patienten mit einer nosokomialen S. aureus-Pneu-monie (MSSA) erhalten als kalkulierte Initialtherapie vor Befund zunächst Piperacillin/Tazobactam (3x4,5 g) und Ciprofloxacin (2x0,4g). Bei einem Patienten erfolgt keine Therapieumstellung, die kalkulierte Therapie wird für insgesamt 12 Tage fortgeführt, beim zweiten Patienten erfolgt nach 2 Tagen die Umstellung auf Cefuroxim (3x1,5 g) und Clindamycin (3x0,6 g). Die Antibiotikathe-rapiekosten liegen bei Patient 2 bei etwa 20% von Patient 1, die mikrobiologische Diagnostik schlägt nach DKGNT mit etwa 60€ zu Buche. Neben der adäquaten infektiologi-schen Versorgung hätte also hier eine Einsparung von über 1000.--€ erzielt werden können, wenn der mikrobio-logische Befund die Therapie-Entscheidung beeinflusst hätte.

Das zweite Beispiel betrifft ebenfalls ein „Patientenpaar“ mit nosokomialer Pneumonie. Hier wurde zunächst Cefo-taxim (3x2 g) und Gentamicin (4mg/kg KG als Einmalga-be) als kalkulierte Therapie verabreicht. Der mikrobiolo-gische Befund erbrachte jeweils P. aeruginosa als Erreger, die Befunde lagen 48 Stunden nach Anforderung vor. Patient 1 erhielt die kalkulierte Initialtherapie zunächst für 4 Tage. Wegen fehlender klinischer Besserung bzw. Ver-schlechterung erfolgte eine Umstellung auf Meropenem (3x1 g), Ciprofloxacin (3x0,4 g), Vancomycin (2x1 g) und Fluconazol (2x0,4 g), diese Therapie wurde für insgesamt 12 Tage fortgeführt. Der zweite Patient wurde nach 2

Tagen umgestellt auf eine Therapie mit Ceftazidim (3x2 g) und Ciprofloxacin (3x0,4 g), diese Therapie wurde ebenfalls für 12 Tage fortgeführt. Beide Patienten wurden klinisch erfolgreich behandelt, allerdings waren die Anti-biotika-Kosten für Patient 1 fast 1000€ höher als für Pati-ent 2, die Kosten für die mikrobiologische Diagnostik nach DKGNT beliefen sich auf etwa 55€.

Ein weiteres Beispiel für den Einfluss mikrobiologischer Befunde auf Therapieentscheidungen möchte ich im Fol-genden geben: Auf einer nicht regelmäßig klinisch-mikrobiologisch betreuten internistischen Intensivstation wurden tagesaktuelle Befunde präsentiert und das weitere Vorgehen erfragt.

Im ersten Fall wurde der Nachweis von mäßig viel C. albicans im Trachealsekret eines seit zwei Wochen beat-meten Patienten erbracht. Der Patient war wegen eines akuten Koronarsyndroms mit Reanimation auf der Inten-sivstation, seit zwei Tagen hatte er einen leichten CRP-Anstieg und diskrete „Veränderungen“ im Röntgenbild des Thorax. Der Gasaustausch hatte sich nicht verschlech-tert, der Patient hatte kein Fieber und war klinisch stabil. Es erfolgte umgehend die Entscheidung, Fluconazol zu geben.

Im zweiten Fall wurde bei einem seit 8 Tagen beatmeten 76-jährigen Patienten reichlich Enterobacter cloacae im Trachealsekret nachgewiesen. Der Patient war nach einer Wohnungsöffnung reanimiert worden und vom Notarzt auf die Intensivstation eingewiesen worden, seit zwei Tagen wurde er – nach Entnahme des Trachealsekrets für die mikrobiologische Diagnostik – wegen einer klinisch und radiologisch im CT aufgetretenen Pneumonie mit Meropenem, Ciprofloxacin und Vancomycin behandelt. Eine Therapiemodifikation wurde nicht erwogen, da sich der Patient klinisch bereits gebessert hatte.

Natürlich sind dies nur Schlaglichter und keine Daten aus kontrollierten Studien, aber jeder klinische Mikrobiologe kennt solche oder ähnliche Beispiele aus seiner Praxis.

Was können wir tun, um zu erreichen, dass unsere Befun-de zur Verbesserung der medizinischen Versorgung, aber durchaus auch zur Verbesserung der ökonomischen Situa-tion beitragen?

Bisher haben wir uns darauf konzentriert, unsere internen Abläufe umzuorganisieren und unsere Diagnostik zu be-schleunigen, in der Hoffnung dadurch zu erreichen, dass unsere Befunde in die Therapie-Entscheidungen wesent-lich mit einbezogen werden. Bestärkt wurden wir darin durch die Arbeiten von Doern 1994 (2) und Barenfanger 1999 (3), die eine Assoziation von verkürzter Zeit für die Diagnostik und verbessertem klinischen Ergebnis sowie reduzierten Kosten zeigten. Allerdings waren in diesen Studien nur eindeutige Situationen einbezogen und zwei-tens erfolgte die Therapie-Änderung in beiden Gruppen, der mit der beschleunigten Befundübermittlung und der anderen, im gleichen Prozentsatz und die Art der Ände-rung war ebenfalls nicht unterschiedlich. Zudem konnte eine Arbeitsgruppe aus den Niederlanden, die 2005 ver-suchte, diese Ergebnisse zu reproduzieren, diesen positi-ven Effekt nicht bestätigen, weder im Hinblick auf die Letalität noch die Liegedauer noch die Kosten. Allerdings war in dieser Studie in der Phase, in der die Befunde per-sönlich per Telefon übermittelt wurden, die „Reaktions-zeit“ bis zur ersten Therapiemodifikation signifikant kür-zer (4).


Ich denke, dies zeigt uns den Weg, den wir weiter gehen müssen. Wir müssen uns aus dem Labor heraus begeben und auf unsere Einsender zugehen. Wir müssen versu-chen, die Dinge zu verbessern, auf die wir sonst nur wenig Einfluss haben, die aber die Qualität unserer Arbeit we-sentlich mitbestimmen, das heißt regelmäßige Schulung über korrekte Materialgewinnung und Probentransport, persönliche Kommunikation wichtiger Befunde und vor allem eine kompetente klinisch-mikrobiologische Bera-tung „vor Ort“. Diese hat ja nicht nur Konsequenzen für den einzelnen Patienten, sondern stellt aus meiner Sicht sozusagen eine Serie kleiner Fortbildungsveranstaltungen dar, deren Themen sich an den jeweiligen Fällen orientie-ren. Auch die regelmäßige Information über die Epide-miologie und die Resistenzsituation mit dem Ziel der Anpassung der klinikeigenen Therapieleitlinien ist hier ein weiterer wesentlicher Punkt.

Es wäre sicher aufwändig, im Rahmen einer Studie zu beweisen, dass durch diesen Ansatz sowohl eine Verbes-serung der infektiologischen Versorgung unserer Patienten erfolgt als auch der ökonomische Nutzen eine qualitativ hochwertigen mikrobiologischen Diagnostik klar wird, aber es wäre sicher sinnvoll und hilfreich.

Literaturverzeichnis

1. Cobo J, Oliva J, Sanz J, Aguado JM, del Pozo J, Moreno S. Influ-ence of Microbiological Reports on Physician’s Choice of Antim-icrobial Treatment for Susceptible Pathogens Eur J Clin Microbiol Inf Dis 2003; 22: 569-72

2. Doern G, Vautour R, Gaudet M, Levy B. Clinical Impact of Rapid In Vitro Susceptibility Testing and Bacterial Identification J Clin Mi-crobiol 1994; 32: 1757-62

3. Barenfanger J, Drake C, Kacich G. Clinical and Financial Benefits of Rapid Bacterial Identification and Antimicrobial Susceptibility Testing J Clin Microbiol 1999; 37: 1415-18

4. Bruins M, Oord H, Bloembergen P, Wolfhagen M, Casparie A, Degener J, Ruijs G. Lack of effect of shorter turnaround time of microbiological procedures on clinical outcomes: a randomised con-trolled trial among hospitalised patients in the Netherlands Eur J Clin Microbiol Infect Dis 2005; 24: 305-13

Korrespondenzadresse:

Dr. med. Béatrice Grabein Max von Pettenkofer-Institut für Hygiene und Medizini-sche Mikrobiologie der LMU München Lehrstuhl Bakteriologie Außenstelle Großhadern Marchioninistraße 17 81377 München Tel 089 2180 78208 Mail: [email protected]

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MITTEILUNGEN

PRESSEMITTEILUNG der DDG

Deutsche Diagnostika-Gruppe besteht 25 Jahre

Frankfurt - Die Deutsche Diagnostika-Gruppe (DDG) feiert in diesem Jahr ihr 25-jähriges Bestehen. Der Ver-bund von 18 Behörden, wissenschaftlichen Berufs- und Fachverbänden sowie von Herstellerorganisationen hat sich seit seiner Gründung im Jahr 1982 Reputation als neutrales Beratungsgremium von Bundes- und Landesmi-nisterien sowie der Selbstverwaltungsorgane von Kran-kenkassen und Ärzteschaft erworben.

Die Kompetenz der in Frankfurt ansässigen DDG, zu der beispielsweise das Bundesinstitut für Arzneimittel und Medizinprodukte (BfArM), aber auch das Deutsche Insti-tut für Normung (DIN) gehören, ist immer dann gefragt, wenn im Bereich der Labordiagnostik Gesetze oder Ver-ordnungen geplant oder verändert werden sollen. So hat die DDG am Medizinproduktegesetz mitgewirkt, aber auch warnend ihre Stimme erhoben, als sich Krankenkas-sen und Ärzteschaft 1999 auf die Budgetierung laborärzt-licher Leistungen verständigten.

Richtschnur ihrer Arbeit und ihrer öffentlichen Äußerun-gen ist das Satzungsziel der DDG, die Weiterentwicklung der Qualität in der Laboratoriumsmedizin zum Nutzen der Patienten zu fördern. Dieses Ziel verfolgt die Deutsche Diagnostika-Gruppe nicht nur auf politischem Feld. Die DDG arbeitet international an der Standardisierung von Diagnoseverfahren sowie der Normung mit. Sie ist deut-scher Ansprechpartner entsprechender ausländischer Or-ganisationen. Sie entwickelt Richtlinien, beispielsweise die „Grundsätze zur guten analytischen Praxis in medizi-nischen Laboratorien“ oder arbeitet an ihnen mit, wie etwa an den Richtlinien der Bundesärztekammer zu Ringversu-chen in der Infektionsserologie.

DDG-Vorsitzender Dr. Jürgen Knoop, Marburg, zieht eine positive Bilanz der bisherigen Arbeit. Sie habe zur fachli-chen wie politischen Diskussion beigetragen und den Stellenwert der Labordiagnostik im Gesundheitswesen gestärkt.

Eine ausführliche Darstellung zur DDG kann in Deutsch und Englisch unter http://www.deutsche-diagnostika-gruppe.de abgefragt werden.

Für Rückfragen: DDG Deutsche Diagnostika Gruppe Telefon: 06421/3 27 66 Telefax: 06421/3 27 67 Lindenweg 1, 35041 Marburg

Die Deutsche Diagnostika Gruppe e. V. ist ein Zusam-menschluss von 18 Behörden, wissenschaftlichen Berufs- und Fachverbänden sowie von Herstellerorganisationen. Laut Satzung hat sich die DDG zur Aufgabe gestellt, die Qualität der Laboratoriumsmedizin zum Nutzen der Pati-enten weiter zu entwickeln. Seit ihrer Gründung im Jahr 1982 arbeitet sie als neutrales Beratergremium für Bun-des- und Landesministerien sowie für Selbstverwaltungs-organe von Krankenkassen und Ärzteschaft.

Forschungspreis Klinische Infektiologie 2008

Der Förderverein der Deutschen Gesellschaft für Infektio-logie e.V. schreibt den

Forschungspreis Klinische Infektiologie 2008 aus.

Der mit € 5.000,- (fünftausend Euro) dotierte Preis wird von Bayer Vital gestiftet.

Teilnahmebedingungen:

Bewertet werden Arbeiten aus dem deutschsprachigen Raum, die

• klinische Aspekte und klinikbezogene Grundlagenfor-schung bakterieller, viraler und mykotischer Infektio-nen betreffen,

• neue Aspekte in "infection control" und "infection management" insbesondere bei Risikopatienten unter-suchen,

• Pharmakokinetik und Pharmakodynamik von Antiin-fektiva unter klinischen Aspekten bewerten,

• innerhalb der letzten 18 Monate erschienen oder zur Publikation angenommen worden sind,

• auf eigenen wissenschaftlichen Leistungen beruhen und neue wissenschaftliche Erkenntnisse vermitteln.

Neben Einzelschriften können mehrere thematisch zu-sammenhängende Arbeiten sowie Dissertationen in drei-facher Ausfertigung mit einer kurzen inhaltlichen Zu-sammenfassung eingereicht werden.

Die Bewertung der Arbeiten sowie die Preisverleihung obliegt einer vom Förderverein der DGI berufenen Jury. Die eingereichten Anträge verbleiben bei den Juroren.

Ihre Arbeiten reichen Sie bitte ein an den

Förderverein der Deutschen Gesellschaft für Infektiologie e.V. Herr Prof. Dr. med. H. Koch Oder-Spree-Krankenhaus GmbH Schützenstr. 28 15848 Beeskow

Einsendeschluss: 30.11.2007

Stipendium der Walter-Marget-Vereingung zur Förderung der Infektiologie

Die Walter-Marget-Vereinigung zur Förderung der Infek-tiologie schreibt ein Stipendium Klinische Infektiologie aus. Bewerben können sich junge Kollegen aus dem In- und Ausland, die an einem anerkannten deutschen Zent-rum für Klinische Infektiologie in einem klinisch-infektiologischen Forschungsprojekt mitarbeiten möchten. Eine Bestätigung der aufnehmenden Institution mit Anga-ben zum Projekt ist notwendig. Die Fördersumme ist auf 20.000 € pro Stipendium beschränkt. Bewebungen in dreifacher Ausfertigung werden bis zum 31.12.2007 erbe-ten an die Walter-Marget-Vereinigung zur Förderung der Infektiologie, c/o Prof. Dr. W.V. Kern, Medizinische Universitätsklinik, Hugstetter Strasse 55, D-79106 Frei-burg.


Forschungszuwendungen /Stipendien aus der Meta-Alexander-Stiftung

Die Deutsche Gesellschaft für Infektiologie e.V. lobt für das Jahr 2007 Forschungsbeihilfen /Stipendien aus der Meta-Alexander-Stiftung aus.

Teilnahmebedingungen:

Bewertet werden Arbeiten aus dem deutschsprachigen Raum bzw. Vorhaben junger auf infektiologischem Gebiet tätiger Ärztinnen und Ärzte, die

• klinische Aspekte und klinikbezogene Grundlagenfor-schung bakterieller, viraler und mykotischer Infektio-nen betreffen,

• neue Aspekte in "infection control" und "infection management" insbesondere bei Risikopatienten unter-suchen,

• Pharmakokinetik und Pharmakodynamik von Antiin-fektiva unter klinischen Aspekten bewerten,

• der speziellen Fort- und Weiterbildung auf infektiolo-gischem Gebiet dienen oder zur Unterstützung von Studienaufenthalten notwendig sind.

Neben Einzelbeiträgen können auch Institute oder andere wissenschaftliche/ klinische Einrichtungen Bewerbungen einreichen.

Den Bewerbungen ist eine kurze inhaltliche Zusammen-fassung beizufügen.

Die Bewertung der Anträge sowie die Zuerkennung der Zuwendungen obliegt einer von der DGI berufenen Jury. Die eingereichten Anträge verbleiben bei den Juroren.

Ihre Anträge reichen Sie bitte in dreifacher Ausfertigung ein an den

1.Vorsitzenden der Deutschen Gesellschaft für Infektiologie Herrn Prof. Dr. Winfried V. Kern Medizinische Universitätsklinik Freiburg Innere Medizin /Infektiologie Hugstetterstr. 55 79106 Freiburg

Einsendeschluss: 31.12.2007

AUS DEM BERUFSVERBAND Als neue Mitglieder begrüßen wir:

Dr. med. Thomas Dörting, Labor Centrum Nordhorn, Am Eichenhain 1, 49531 Nordhorn, Tel.: 05921 - 855 103, Fax: 05921 - 855 122

Dr. med. Martin Enders, Labor Enders & Partner, Rosen-bergstr. 85, 70193 Stuttgart, Tel.: 0711 - 6357-0, Fax: 0711 - 6357-200

Dr. med. Wolfgang Hell, LADR GmbH, MVZ Dr. Kramer und Kollegen, Lauenburger Str. 67, 21502 Geesthacht, Tel.: 04152 - 80 31 60, Fax: 04152 - 8033 69

Dr. med. Bernd-Michael Klapper, Admedia MVZ GmbH, Medizinisches Diagnostisches Labor Waldenburg, Hein-rich-Heine-Str. 6, 08396 Waldenburg, Tel.: 037608 - 210 43, Fax: 037608 - 212 61

Arno Köster, hospital Dienstleistung und + Beratung GmbH, Geschäftsbereich Laborverbund, Ladeburger Str. 17, 16321 Bernau, Tel.: 03338 – 694865, Fax: 03338 – 694843

Dr. med. Uwe Lang, Institut für Labormedizin, Klinikum Darmstadt, Grafenstr. 9, 64283 Darmstadt

Dr. med. Holger Rohde, Institut für Medizinische Mikro-biologie, Virologie und Hygiene, UK Hamburg-Eppendorf , Martinistr. 52, 20246 Hamburg, Tel.: 040 - 42 80 321 43, Fax: 040 - 42 80 332 50

Dr. med. Dipl. biol. Matthias Scholz, Zentrallabor, Klini-kum Kassel, Mönchebergstr. 41-43, 34125 Kassel, Tel.: 0561 - 980 – 2780, Fax: 0561 - 980 – 6974

Dr. med. Hans Martin Spielmann, Ulmenweg 4, 82194 Gröbenzell, Tel.: 081 - 42 70 82

Vorankündigung

17. Frühjahrstagung

des Berufsverbands der Ärzte für Mikrobiologie, Virologie und Infektionsepidemiologie

Donnerstag, 10. April bis Samstag, 12. April 2008

im Hotel Frankenland in Bad Kissingen

Das Programm und weitere Informationen zu dieser Veranstaltung und dem Tagungshotel finden Sie in der nächsten Ausgabe des MIKROBIOLOGEN.


FORTBILDUNGSVERANSTALTUNGEN

DGHM-Fachgruppe Krankenhaushygiene 12. Berliner Workshop

Kontinuierliche Fortbildung in der Infektionsprävention „Prävention von nosokomialen Diarrhoen“

Während sich die Krankenhaushygieniker in den letzten Jahren vor allem mit den multiresistenten Erregern beschäftigt haben, haben die nosokomialen Gastoenteritiden – fast unbemerkt – wieder große Bedeutung erlangt. Kaum ein Krankenhaus ist in den letzten Jahren von Norovirus-Ausbrüchen verschont geblieben und in einigen Krankenhäusern übersteigt die jährliche Zahl der CDAD-Fälle inzwischen die Menge der MRSA-Fälle. Deshalb hat der Workshop das Ziel, die Ist-Situation zu analysieren und differenzierte Präventionsmaßnahmen zu erörtern. Der Sonnabend wird - wie in den letzten Jahren - vor allem dazu dienen, aktuelle Surveillance-Daten und Ergeb-nisse von Ausbruchsuntersuchungen vorzustellen, darunter natürlich auch viele Studien zu multiresistenten Er-regern.

Termin: Freitag, 01.02.2008 und Sonnabend, 02.02.2008

wissenschaftliche Leitung: Institut für Hygiene und Umweltmedizin, Charité – Universitätsmedizin Berlin und Nationales Referenzzentrum für die Surveillance von nosokomialen Infektionen Heubnerweg 6, 14059 Berlin

Arbeitsbereich Krankenhaushygiene Institut für Medizinische Mikrobiologie und Krankenhaushygiene Medizinische Hochschule Hannover Carl-Neuberg-Str. 1, 30625 Hannover

Veranstaltungsort: Institut für Hygiene und Umweltmedizin, Charité – Universitätsmedizin Berlin Hörsaal und Seminarraum E24 Hindenburgdamm 27 (Eingang Krahmerstraße) 12203 Berlin (Steglitz/Lichterfelde)

Teilnehmergebühr: 80,00 Euro (einschl. warme und kalte Getränke und Imbiss)

Zertifizierung: Die Zertifizierung dieser ärztlichen Fortbildungsveranstaltung wird bei der Ärzte-kammer Berlin beantragt

Anmeldung Kurzvorträge: Letzter Termin für die Anmeldung von Kurzvorträgen ist der 15.12.2007.

Ansprechpartner: Ursula Gebhardt Institut für Hygiene und Umweltmedizin Charité – Universitätsmedizin Berlin Campus Virchow-Klinikum Heubnerweg 6, Haus II, 14059 Berlin Tel.: (030) 450 570 022 Fax: (030) 450 570 904 [email protected]

Nähere Informationen, Programm und Möglichkeit der Online-Anmeldung siehe www.nrz-hygiene.de unter VERANSTALTUNGEN.


12. Einführungskurs in das Krankenhaus-Infektions-Surveillance-System (KISS)

Termin: Montag, 11.02.2008 und Dienstag, 12.02.2008

Veranstalter: Nationales Referenzzentrum für Surveillance von nosokomialen Infektionen / Institut für Hygiene und Umweltmedizin, Charité – Universitätsmedizin Berlin, Gemeinsame Einrichtung von Freier Universität Berlin und Humboldt-Universität zu Berlin (Prof. Dr. Henning Rüden) mit den Kooperationspartnern: Prof. Dr. Markus Dettenkofer, Institut für Umweltmedizin und Krankenhaushygiene des Universitätsklinikums Freiburg, Prof. Dr. Petra Gastmeier, Institut für Medizinische Mikrobiologie und Krankenhaus-hygiene der Medizinischen Hochschule Hannover


Ansprechpartner: Ursula Gebhardt, Institut für Hygiene und Umweltmedizin Charité – Universitätsmedizin Berlin Campus Virchow-Klinikum Heubnerweg 6, Haus II, 14059 Berlin Tel.: (030) 450 570 022 Fax: (030) 450 570 904 [email protected]


Der Einführungskurs ist kostenfrei.

Vorherige Anmeldungen (jede Anmeldung wird bestätigt) sind erforderlich.

Nähere Informationen, Programm und Anmeldeformular

siehe www.nrz-hygiene.de unter VERANSTALTUNGEN.


Intensivkurs Krankenhaushygiene mit praktischen Übungen

(Fortbildung zur Hygienebeauftragten Ärztin/zum Hygienebeauftragten Arzt nach RKI-Richtlinie / für Fachärztinnen und Fachärzte zur Weiterbildung (Mikrobiologie, Infektionsepidemiologie, Hygiene und

Umweltmedizin))

Nationales Referenzzentrum für Surveillance von nosokomialen Infektionen

Am Ende dieses Kurses haben Sie

• geeignete Surveillance-Methoden für nosokomiale Infektionen kennen gelernt, ihre Diagnostik trainiert, die Analyse von Surveillance-Daten und ihre Umsetzung erörtert

• Methoden der Ausbruchuntersuchung kennen gelernt und trainiert

• Erfahrungen bei der Beurteilung von Studien über neue Präventionsmaßnahmen gesammelt

• die wesentlichen Leitlinien zur Infektionsprävention kennen gelernt

• Sicherheit bei der Umsetzung von Empfehlungen bei multiresistenten und anderen besonders infektions-relevanten Erregern erworben

• Methodik und Umfang krankenhaushygienischer Untersuchungen kennen gelernt.

Termin: 25.02. - 29.02.2008 (Mo-Fr)


Dozenten: Prof. Dr. Henning Rüden und Mitarbeiter, Prof. Dr. Petra Gastmeier und Mitarbeiter und weitere nationale Experten in der Krankenhaushygiene

Teilnehmerzahl: Der Kurs kommt nur bei einer Mindestanzahl von 30 Teilnehmern zustande

Teilnehmergebühr: 600,00 Euro (einschl. Skript und Pausengetränken)


Ansprechpartner: Ursula Gebhardt, Institut für Hygiene und Umweltmedizin Charité – Universitätsmedizin Berlin Campus Virchow-Klinikum Heubnerweg 6, Haus II, 14059 Berlin Tel.: (030) 450 570 022 Fax: (030) 450 570 904 [email protected]

Nähere Informationen, Programm und Anmeldeformular siehe www.nrz-hygiene.de unter VERANSTALTUNGEN.

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BEZUGSQUELLEN

BERUFSVERBAND DER ÄRZTE FÜR MIKROBIOLOGIE, VIROLOGIE UND INFEKTIONSEPIDEMIOLOGIE E.V. Bundesvorsitzender: Prof. Dr. med. H. K. Geiss, e-mail [email protected] Postanschrift: BÄMI e.V., c/o Büro-, Verlags- und Tagungsservice Strebel, Belfortstraße 10, 76133

Karlsruhe Stellv. Vorsitzende: Dr. med. Waltraud Römmler, Synlab München, Medizinisches Versorgungszentrum für Laborato-

riumsmedizin und Mikrobiologie, Postfach 20 12 27, 80012 München, Tel.: 08131 - 33223-0, Fax: 08131 - 33223-802, e-mail: [email protected]

Prof. Dr. med. Dieter Neumann-Haefelin, Institut für Med. Mikrobiologie und Hygiene, Abteilung Virologie, Hermann-Herder-Str. 11, 79008 Freiburg, Tel.: 0761 - 203-6600,-6601, Fax: 0761 - 203-6626, email: [email protected]

Schriftführer: Dr. med. Th. Regnath, Rosenbergstr. 85, 70193 Stuttgart, Tel.: 0711 - 6357-150, Fax: 0711 - 6357 201, Email: [email protected]

Schatzmeister: Dr. med. Dr. rer. nat. Anton Hartinger, Institut für Med. Mikrobiologie, Klinikum Schwabing, Kölner Platz 1, 80804 München, Tel.: 089 - 3068 2495, Fax: 089 - 3068 3914, e-mail: [email protected]

Impressum: DER MIKROBIOLOGE Herausgeber: Berufsverband der Ärzte für Mikrobiologie, Virologie und Infektionsepidemiologie e.V. Bundesvorsitzender: Prof. Dr. med. H. K. Geiss, e-mail: [email protected] Postanschrift: BÄMI e.V., c/o Büro-, Verlags- und Tagungsservice Strebel, Belfortstraße 10, 76133

Karlsruhe Schriftleiter: Prof. Dr. F.- B. Spencker, Scheffelstraße 31a, 04277 Leipzig, Tel.: 0341 - 3012523, Fax: 0341 -

3081640, e-mail: [email protected] Redaktionsmitglieder: Dr. med. Frank Berthold, Frankfurt/Oder; Prof. Dr. med. Holger Blenk, Fürth; Prof. Dr. med. Hel-

mut Fickenscher, Kiel; Prof. Dr. med. vet. Roswitha Füssle, Gießen; Dr. Anton Hartinger, Mün-chen; Prof. Dr. med. Manfred Kist, Freiburg; Dr. med. Eberhard Kniehl, Karlsruhe; Dr. med. Paul C. Lück, Dresden; Prof. Dr. med. A. Schmidt, Witten/Herdecke

Verlagsservice: Büro-, Verlags- und Tagungsservice Dagmar Strebel, Belfortstraße 10, 76133 Karlsruhe Tel.: 0721 - 920 3436, Fax: 0721 - 920 3437, e-mail: [email protected]

Die namentlich gekennzeichneten Beiträge, geben nicht unbedingt die Meinung des Berufsverbandes wieder. Die Zeitschrift und alle in ihr veröffentlichten Beiträge sind urheberrechtlich geschützt. Nachdruck, auch auszugsweise, nur mit Genehmigung der Redaktion und mit Quellenangabe gestattet. Erscheinungsweise: Zweimonatlich (6 Hefte jährlich) Bezugsbedingungen: Bezugspreis ab 01.01.2002 jährlich 30,- Euro, Einzelpreis 6,50 Euro einschl. Versandkosten und

MWSt. Für Mitglieder des Berufsverbandes ist der Bezugspreis im Mitgliedsbeitrag enthalten. Bestellungen: Büro-, Verlags- und Tagungsservice Dagmar Strebel, Belfortstraße 10, 76133 Karlsruhe

Fax: 0721 - 920 3437, e-mail: [email protected] Das Abonnement verlängert sich jeweils um ein Jahr, sofern nicht eine Abbestellung bis zum 30. September des laufenden Jahres erfolgt.

ISSN 0943-674X

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DER MIKROBIOLOGE - Baemi · der mikrobiologe mitteilungen des berufsverbandes der Ärzte fÜr mikrobiologie und infektionsepidemiologie e.v. 17. jahrgang, heft 5 oktober 2007