Pflanzenfarbstoffe: Thomas Niedenthal - chids.de · Pflanzenfarbstoffe: Thomas Niedenthal Hinweis Bei dieser Datei handelt es sich um eine Wissenschaftliche Hausarbeit (1. Staatsexamensarbeit),

Pflanzenfarbstoffe: Thomas Niedenthal

Hinweis Bei dieser Datei handelt es sich um eine Wissenschaftliche Hausarbeit (1. Staatsexamensarbeit), die am Fachbereich Chemie der Philipps-Universität Marburg angefertigt wurde. Weitere Wissenschaftliche Hausarbeiten können auf der Seite http://www.chids.de/veranstaltungen/wiss_hausarbeit.html eingesehen und heruntergeladen werden. Zudem stehen auf der Seite www.chids.de weitere Versuche, Lernzirkel und Experimentalvortäge bereit.

Dr. Ph. Reiß, im Juli 2007

Erste Staatsprüfung für das Lehramt an Gymnasien

Wissenschaftliche Hausarbeit im Fach Chemie

„Pflanzenfarbstoffe“

vorgelegt von

Thomas Niedenthal

Hersfelder Str. 18

36151 Burghaun

Gutachter: Dr. Philipp Reiß

Mai 2007

Inhaltsverzeichnis

1. Einleitung 1

2. Fachwissenschaftliche Aspekte 3 2.1. Farbigkeit - was ist das? 3

2.2. Die Lichtreaktion der Photosynthese 9

2.3. Chlorophyll 15 2.3.1. Varianten - Molekülstruktur 15

2.3.2. Extraktion von Blattgrün 19

Versuch 1: Kaltextraktion von Blattgrün 19

Versuch 2: Heißextraktion von Blattrün 21

Vergleich der Extraktionsmethoden 22

2.3.3. Versuche zum Nachweis charakteristischer

Strukturelemente

23

Versuch 3: Darstellung der Phaeophytine 23

Versuch 4: Nachweis des Magnesium-Ions 25

Versuch 5: Verseifung der Chlorophylle 27

2.3.4. Versuch zum Nachweis der Sauerstoffproduktion 30

Versuch 6: Sauerstoffnachweis mit Indigo 30

2.4. Carotinoide 34 2.4.1. Varianten - Molekülstruktur 34

2.4.2. Extraktion des bekanntesten Carotinoids: β-Carotin 38

Versuch 7: Extraktion von β-Carotin aus klein-

geschnittenen Möhren mit Aceton

39

Versuch 8: Extraktion von β-Carotin aus klein-

geschnittenen Möhren mit n-Heptan

40

Versuch 9: Extraktion von β-Carotin aus

geraspelten Möhren mit Aceton

41

Versuch 10: Extraktion von β-Carotin aus

getrockneten Möhren mit Soxhlet-

Apparatur

42

Vergleich der verschiedenen Methoden 44

2.4.3. Nachweis des Strukturelementes Doppelbindung 45

Versuch 11: Elektrophile Addition von Brom an

β-Carotin

45

2.4.4. Schutzfunktion des β-Carotins für das Chlorophyll 49

Versuch 12: β-Carotin als Radikalfänger 49

Versuch 13: Desaktivierung von Singulett-

Sauerstoff

54

2.5. Chromatographie von Blattfarbstoffen 60 2.5.1. Erläuterung der unterschiedlichen Methoden 60

2.5.2. Praktische Umsetzung 64

Versuch 14: Chromatographie nach Tswett 64

Versuch 15: Chromatographie mit Tafelkreide 66

Versuch 16: Herstellung von DC-Karten 68

Versuch 17: Dünnschichtchromatographie 69

Versuch 18: Präparative Dünnschichtchromato-

graphie und photometrische

Untersuchung

71

3. Methodisch-didaktische Umsetzung 87

3.1. Ziele des Chemieunterrichtes 87

3.2. Didaktische Vorüberlegungen zur Behandlung

des Themas „Pflanzenfarbstoffe“ im Unterricht

88

3.3. Grobplanung der Unterrichtseinheit 90

4. Schlusswort 94

5. Literatur 95

6. Abbildungsverzeichnis 97

7. Anlagen 101 Anlage 1: R- und S-Sätze 102

Anlage 2: Versuchsvorschrift „Kaltextraktion von

Blattfarbstoff“

105

Anlage 3: Versuchsvorschrift „Heißextraktion von

Blattfarbstoff“

106

Anlage 4: Versuchsvorschrift „Darstellung der Phaeophytine“ 107

Anlage 5: Versuchsvorschrift „Nachweis des Magnesium-

Ions“

108

Anlage 6: Versuchsvorschrift „Verseifung der Chlorophylle“ 109

Anlage 7: Versuchsvorschrift „Nachweis der Sauerstoff-

produktion“

110

Anlage 8: Versuchsvorschrift „Extraktion von β-Carotin aus

kleingeschnittenen Möhren mit Aceton“

111


kleingeschnittenen Möhren mit n-Heptan“

112


geraspelten Möhren mit Aceton“

113


getrockneten Möhren mit Soxhlet-Apparatur“

114

Anlage 12: Versuchsvorschrift „Elektrophile Addition von

Brom an β-Carotin“

115

Anlage 13: Versuchsvorschrift „β-Carotin als Radikalfänger“ 116

Anlage 14: Versuchsvorschrift „Desaktivierung von

Singulett-Sauerstoff“

117

Anlage 15: Versuchsvorschrift „Chromatographie nach

Tswett“

119

Anlage 16: Versuchsvorschrift „Chromatographie mit

Tafelkreide“

121

Anlage 17: Versuchsvorschrift „Herstellung von DC-Karten“ 122

Anlage 18: Versuchsvorschrift „Dünnschichtchromato-

graphie“

123

Anlage 19: Versuchsvorschrift „Präparative Dünnschicht-

chromatographie und photometrische

Untersuchung“

124

1. Einleitung

Das subjektive Empfinden eines Menschen wird ganz entscheidend

mitbestimmt durch die unterschiedlichsten Farbeindrücke. Eine besondere

Rolle spielt hier die Farbenvielfalt in der Natur. Pflanzen synthetisieren

viele unterschiedliche Farbstoffe.

Ich möchte einige Beispiele anführen: Tomate – Lycopin (rot), Curcuma-

Wurzel – Curcumin (gelb), Kornblume – Cyanidin (blau), Karotte – Carotin

(orange), alle grünen Pflanzenteile – Chlorophyll.

Im Rahmen einer wissenschaftlichen Hausarbeit ist es nicht möglich,

Pflanzenfarbstoffe umfassend zu behandeln. Deshalb beschränke ich mich

in meiner Arbeit auf Pflanzenfarbstoffe, die in grünen Blättern enthalten

sind: die Chlorophylle und die Carotinoide.

Zunächst werde ich darstellen, warum ein Stoff farbig ist und in welcher

Beziehung Stoff, Licht und resultierende Farbe stehen. Dies werde ich in

Kapitel 2.1. erläutern.

In den Kapiteln 2.3., 2.4. und 2.5. gehe ich auf Chlorophylle, Carotinoide

und Chromatographie ein. Zu Beginn eines jeden Kapitels stelle ich die

wesentlichen wissenschaftlichen Erkenntnisse dar. Im Anschluss daran

folgen die entsprechenden Versuche. Bei der Auswahl der Versuche habe

ich darauf geachtet, dass diese von Schülern – überwiegend selbständig –

durchgeführt werden können. Dies impliziert die schnelle und einfache

Durchführbarkeit der Versuche sowie die Verwendung von möglichst

gefahrstoffunbedenklichen Chemikalien.

Ich habe mich auf schulrelevante Versuche beschränkt, weil ich im

folgenden Kapitel 3. die Behandlung des Themas „Pflanzenfarbstoffe“ in

der Schule darstellen möchte.

Zunächst müssen didaktische Vorüberlegungen bzgl. Lehrplan,

Lerngruppengröße und Lernvoraussetzungen der Schüler angestellt werden.

Es müssen eindeutige Lernziele formuliert werden. Sie müssen dem

Leistungsvermögen der Schüler angepasst sein. Dies hat die didaktische

Reduktion des komplexen Themengebietes zu Folge.

1

Im letzten Teil des Kapitels geht es um die methodisch-didaktische

Umsetzung. Ich werde Mittel und Wege aufzeigen, wie dieses doch recht

komplexe Stoffgebiet Schülern nahe gebracht werden kann.

2

2. Fachwissenschaftliche Aspekte

2.1. Farbigkeit – was ist das?

Der Farbeindruck eines Stoffes entsteht dadurch, dass dieser Licht aus dem

sichtbaren Bereich des Spektrums (λ=380-780 nm) selektiv zu absorbiert,

den der Rest reflektiert oder durchlässt.

Der sichtbare Bereich zwischen 380 und 780 nm ist jedoch nur ein kleiner

Teil der elektromagnetischen Strahlung, wie folgende Abbildung zeigt:

Wellenlänge in cm

10-10 10-8 10-6 10-4 10-2 1 100

Gamma-

strahlen

Röntgen-

strahlen

Infrarot-

strahlen

UV

Mikrowellen

Radio-

wellen

400 500 600 700 800 Wellenlänge in nm (sichtbarer Bereich)

Abb. 1: Spektrum elektromagnetischer Wellen

Trifft Licht aus dem Bereich des sichtbaren Spektrums auf einen

Gegenstand, so kann das komplette Licht absorbiert, reflektiert bzw.

durchgelassen werden. Wird das komplette Licht absorbiert, so erscheint

der Gegenstand schwarz. Wird das komplette Licht reflektiert bzw.

durchgelassen, so erscheint der Gegenstand farblos. Wird Licht nur zum

Teil absorbiert, so ergibt die Summe der Spektralfarben, abzüglich der

3

absorbierten Spektralfarben, den Farbeindruck. Man spricht auch von der

Komplementärfarbe.[23]

Spektralfarben

violett indigo blau blau-grün

grün gelb-grün

gelb orange rot

gelb-grün

gelb orange rot purpur violett indigo blau blau-grün

nach Absorption einer Spektralfarbe wahrgenommene Komplementärfarbe

Abb. 2: Übersicht über Spektralfarben und ihre zugehörige Komplementärfarbe

Farbstofftheorie

Schon im 19. Jahrhundert vermuteten Wissenschaftler, dass die

unterschiedlichen Farbeindrücke durch verschiedenartige Moleküle bewirkt

werden. Es muss Moleküle geben, die kurzwelliges, energiereiches Licht

aufnehmen können und wieder andere, die langwelliges, energiearmes Licht

absorbieren können. Man sah einen Zusammenhang zwischen der Farbigkeit

eines Stoffes und der Struktur seiner Moleküle.

Bereits im Jahre 1868 gelang den deutschen Chemikern Carl Gräbe und

Carl Liebermann die Entfärbung bekannter Farbstoffe durch Reduktion. Sie

formulierten die folgenden Annahme, konnten sie aber noch nicht beweisen.

„Diejenigen Farbstoffe, zu welchen sich Wasserstoff hinzuaddirt, müssen

entweder Elemente mit unvollständig gesättigten Valenzen besitzen, oder es

sind in ihnen irgend welche Atome in einer innigeren Lagerung, als zu

ihrem Zusammenhange im Molecül nothwendig ist, enthalten.“[18]

Heute würde man diesen Sachverhalt mit dem Begriff

„Mehrfachbindungen“ beschreiben.

Bereits acht Jahre später, also 1876, veröffentlichte der deutsche Chemiker

Otto Nikolaus Witt die „Chromophortheorie“. Er ging davon aus, dass die

Farbstoffnatur bedingt ist durch die gleichzeitige Anwesenheit einer

4

farbstoffgebenden und einer salzbildenden Gruppe in einem Molekül. Die

farbstoffgebende Gruppe bezeichnete er als „Chromophor“. Ein Molekül,

das ein Chromophor besitzt, dem aber noch die salzbildende Gruppe fehlt,

nannte er „Chromogen“. Als Beispiel führte er Stickstoffdioxid, das

Chromophor des Nitroanilins und des Nitrophenols, an, während

Nitrobenzol das Chromogen für diese Moleküle darstellt. Erst im Jahre 1888

– also 12 Jahre später – nannte er die salzbildenden Gruppen

„Auxochrome“. Diese Bezeichnung ist heute noch gebräuchlich.[23]

Weil sich die praktischen Möglichkeiten zur Strukturaufklärung von

Farbstoffen ständig verbesserten, führte die Chromophortheorie in ihrer

Anwendung zu Schwierigkeiten. So ließen sich z.B. die Farbigkeit der

Triphenylmethanfarbstoffe oder auch die der Xanthenfarbstoffe nicht

ausreichend mit der Chromophortheorie deuten. Rudolf Nietzki

veröffentlichte deshalb um 1890 seine „Chinonhypothese“. Er hatte erkannt,

dass sowohl die von Witt betrachteten Farbstoffe, als auch die

Triphenylmethan- und Xanthenfarbstoffe mit mindestens einer chinoiden

Teilstruktur formulierbar sind.

Zu Beginn des 20. Jahrhunderts war es schließlich möglich, die Masse eines

Teilchens, das die Energie sichtbaren Lichtes in Form von

Eigenschwingungen aufgenommen hatte, zu berechnen. Man schloss

daraus, dass Elektronen am Farbeindruck eines Stoffes beteiligt sein

müssen. Im Jahr 1908 teilte J. Stark die Valenzelektronen in gesättigte,

ungesättigte und gelockerte Valenzelektronen ein. Die Anwendung des

klassischen Valenzbegriffes bei den Farbstoffen gelang jedoch nicht. Mit

der zuvor von Friedrich Karl Johannes Thiele entwickelten

„Partialvalenzhypothese“ versuchte H. Kaufmann das Problem zu lösen. Er

formulierte hierzu einen Valenzausgleich außerhalb des Systems, bzw. um

das System herum:

„Die benzoiden und chinoiden Formeln der auxochromhaltigen Nitrokörper

stellen zwei Gegensätze dar, zwischen welchen alle möglichen Uebergänge

bestehen. Die dazwischen liegenden Zustände lassen sich mit Hülfe von

Partialvalenzen ausdrücken. Die Nitrophenolsalze z.B. erhalten demnach

etwa die Formel:

5

NO2

NaO

Abb. 3: Partialvalenz eines Nitrophenolsalzes

wobei die punktirte Linie einen Ausgleich freier Valenz zwischen

Auxochrom und Chromophor darstellt.“[18]

Was jedoch zur damaligen Zeit niemand erkannte oder wagte zu

formulieren, war der Valenzausgleich innerhalb des Systems. Hinzu kam

großer Widerstand gegen die Vermutung, auch organische Moleküle

könnten ionisch sein. Diese Annahme verstärkte sich erst nach dem Ersten

Weltkrieg.

Weiter geht H. Kaufmann auf den Begriff „Auxochrom“ zurück. Aufgrund

einiger gegenläufiger Effekte der Chromophore nannte er diese

„Antiauxochrome“.

Auch K. Gebhard ging im Jahr 1911 davon aus, dass sich Farbstoffe durch

weiträumig verbrückte Partialvalenzen auszeichnen. Er formulierte die

Partialvalenzen innerhalb des Moleküls. An diese Theorie knüpfte auch das

Polymethinkonzept von W. König an. Auch er war der Auffassung, dass

nicht eine Partialvalenzbrücke um das System herum sondern ein

Valenzausgleich innerhalb des Systems die Farbigkeit eines organischen

Moleküls verursacht.

Etwa zur gleichen Zeit wie W. König arbeiteten R. Witzinger und

W. Dilthey an einer Theorie, welche direkt an die Chromophortherie von

O. Witt und R. Nietzky anknüpfte. Die beiden Wissenschaftler betrachteten

die koordinative Sättigung an jedem einzelnen Atom innerhalb des

Moleküls. Atome, in denen sie den eigentlichen Chromophor des Systems

sahen, markierten sie mit einem Punkt („Bonner Punkt“). Hieraus leitet sich

auch der Begriff „Bonner Farbstofftheorie“ ab. Beispielsweise sollte das

zentrale Carbeniumion der Triphenylmethanfarbstoffe deren eigentlicher

6

Chromophor sein. Bei dieser Theorie wurde aber immer noch verkannt, dass

das komplette Elektronensystem eines Moleküls für die Farbe maßgeblich

ist.

Etwa um 1930 wurde die „Mesomerielehre“ herangezogen, um die

Abhängigkeit von Struktur und Farbe zu klären. Sie war zuvor von

deutschen, englischen und amerikanischen Wissenschaftlern aufgestellt

worden. Mit Hilfe der Mesomerielehre konnte bewiesen werden, dass nicht

einzelne Atome oder Atomgruppen der Chromophor eines Farbstoffes sind

sondern das komplette π-Elektronensystem. Der Farbeindruck ist abhängig

von der Anzahl der Elektronen und deren Verschiebbarkeit. Hat ein System

z.B. eine große Anzahl von π-Elektronen, die leicht beweglich sind – es sind

also in der Theorie viele mesomere Grenzstrukturen formulierbar – so ist die

zur Anregung benötigte Energie gering und die erscheinende Farbe ist

dunkel. Umgekehrt ist die Farbe hell, wenn viel Energie benötigt wird, um

wenige, schwer bewegliche π-Elektronen anzuregen. Die freien

Elektronenpaare eventuell vorhandener Heteroatome spielen beim

Farbeindruck nur eine untergeordnete Rolle.[18]

Grundsätzlich benötigt ein organischer Farbstoff ein Kohlenstoffgerüst mit

konjugierten Doppelbindungen, an welchem sich geeignete Substituenten

befinden. Diese Substituenten werden nach ihren mesomeren Eigenschaften

unterschieden. In diesem Zusammenhang wurden auch die bereits geprägten

Begriffe Auxochrom, Chromophor und Chromogen (O. Witt) sowie der

Begriff Antiauxochrom (H. Kaufmann) neu definiert. Als Auxochrome

werden seither Substituenten bezeichnet, welche Elektronendonatoren sind,

also einen +M-Effekt ausüben. Analog sind Antiauxochrome als

Elektronenakzeptoren definiert. Sie üben einen –M-Effekt aus. Der

Chromophor ist der Teil des Moleküls, der die leicht anregbaren

π-Elektronen enthält. Die Gesamtheit aus Chromophor, Auxochrom und

Antiauxochrom wird als Chromogen bezeichnet.

Heute zieht man die MO-Theorie zur Deutung der Farbigkeit heran.

Licht ist in der Lage, Elektronen anzuregen. Diese gehen dabei vom highest

occupied molecul orbital (HOMO) in das lowest unoccupied molecul orbital

(LUMO), den ersten angeregten Zustand, über. Beim Zurückfallen in den

Grundzustand wird die aufgenommene Energie meist als Wärme frei.[11]

7

HOMO

LUMO

∆ E

Grundzustand 1. angeregterZustand

Abb. 4: Übergang von HOMO nach LUMO am Beispiel des Butadiens

Die Energiedifferenz zwischen HOMO und LUMO, ∆E, entspricht dabei

genau der Wellenlänge λ des absorbierten Lichtes. Dabei gilt:

∆E = h • ν = λhc λ =

Ehc∆

mit: ∆E: Energiedifferenz zwischen HOMO und LUMO in kJ/mol

h: Plancksche Konstante, h = 6,626 • 10-34 J • s

ν: Frequenz in s-1

c: Lichtgeschwindigkeit, c = 2,998 • 108 m • s-1

λ: Wellenlänge in nm

Man erkennt, dass nach obiger Gleichung die Absorptionswellenlänge

umgekehrt proportional zum Abstand zwischen Grundzustand und

angeregtem Zustand ist. Somit wird die Absorption um so langwelliger, je

kleiner ∆E ist.[23]

8

2.2. Die Lichtreaktion der Photosynthese

Unter Photosynthese versteht man die Fähigkeit grüner Pflanzen und

Bakterien, mit Hilfe von Lichtenergie und anorganischen Vorstufen

organische Verbindungen zu synthetisieren. Man denkt dabei sofort an die

Kohlenstoffassimilation, bei der aus dem in der Luft vorkommenden

Kohlenstoffdioxid Kohlenhydrate gebildet werden. Die Lichtenergie wird

genutzt, um Ammoniumstickstoff aus aufgenommenem Nitrat

(Nitratassimilation) zu bilden sowie Sulfat zu Sulfid zu reduzieren

(Sulfatassimilation). Auch der Kohlenstoff im Kohlenstoffdioxid und der

Stickstoff im Nitrat werden bei der Photosynthese reduziert. Die zur

Reduktion benötigten Elektronen entstammen bei grünen Pflanzen dem

Wasser. Bei der Lichtreaktion (Teilreaktion der Photosynthese) werden aus

dem Photosynthesepigment Chlorophyll nach der Absorption von Licht

Elektronen freigesetzt und über Elektronentransportketten auf Ferredoxin

übertragen. Das dadurch reduzierte Ferredoxin dient nun als

Elektronendonator bei der Schwefel- und Stickstoffassimilation. Es ist auch

in der Lage, oxidierte Purinnucleotide (NADP+) unter Bildung der

Reduktionsmittel NADPH + H+ zu reduzieren. Die Lichtreaktion läuft an

den Thylakoidmembranen, welche sich im Stroma der Chloroplasten

befinden, ab. Außerdem wird bei der Lichtreaktion auch ATP gebildet.

Dieses und das Reduktionsmittel NADPH werden zur

Kohlenstoffassimilation genutzt. Die Synthese von Kohlenhydraten aus

Kohlenstoffdioxid wird auch als „Dunkelreaktion“ bezeichnet. Der Name

Dunkelreaktion rührt daher, dass diese Reaktion nicht direkt lichtabhängig

ist. Sie würde auch bei entsprechender Verfügbarkeit von ATP und NADPH

im Dunkeln ablaufen. Jährlich werden etwa 275 Milliarden Tonnen

Kohlenstoffdioxid durch Pflanzen gebunden. Die dazu benötige Menge an

Lichtenergie liegt bei 1025 J pro Jahr.[20][21]

Photosynthesepigmente – Chlorophylle und Carotinoide

Der Prozess der Photosynthese beginnt mit der Absorption von Photonen.

Diese Absorption erfolgt durch Photosynthesepigmente, die dabei in einen

angeregten Zustand übergehen. Hierbei sind die Chlorophylle von zentraler

9

Bedeutung. Das wichtigste Chlorophyll ist dabei das Chlorophyll a. Neben

diesem kommt bei höheren Pflanzen zusätzlich noch das Chlorophyll b vor.

Das Verhältnis von Chlorophyll a : Chlorophyll b beträgt 3:1.[20]

N

N N

N

O

H3C

HC

CH2

R

CH2

CH3

CH3

C

O

O

CH3

CH2

H2C

C

O

CH3

CH3 CH3

CH3

CH3

O

H3C

Mg R: CH3 Chlorophyll a

R: CHO Chlorophyll b

Abb. 5: Molekülstruktur Chlorophyll a bzw. Chlorophyll b

Wie wichtig die Chlorophylle sind, zeigt sich darin, dass diese an den Orten

der photosynthetischen Primärprozesse, den Reaktionszentren, vorkommen.

Chlorophylle sind auch Bestandteile der Lichtsammelkomplexe (light

harvesting complex, LHC), welche die Reaktionszentren als „Antennen“

umgeben. Sie sorgen für eine viel effektivere Lichtabsorption. Als weitere

Antennenpigmente sind die Carotinoide zu nennen. Die Antennenpigmente

(Chlorophylle und Carotinoide) bezeichnet man auch als akzessorische

Photosynthesepigmente.[21]

10

Chlorophylle absorbieren Licht im Bereich von 400 – 480 nm (blau) und

550 – 700 nm (gelb bis rot). Im Bereich zwischen 480 nm und 550 nm ist

nur eine sehr geringe Lichtabsorption durch Chlorophyll feststellbar. Da

dies der Bereich des grünen Lichtes ist, erscheinen chlorophyllhaltige

Pflanzenteile grün. Man spricht man auch von der „Grünlücke“. Diese

Lücke wird teilweise durch das Photosynthesepigment β-Carotin, ein

Carotinoid geschlossen, das genau in diesem Bereich ein lokales

Absorptionsmaximum besitzt.[5]

Wichtig für die Lichtabsorption der Photosynthesepigmente ist das

Vorhandensein von delokalisierten π-Elektronen. Im Falle der Chlorophylle

liegen diese Elektronen in einem Ringsystem (Porphyrinring) vor. Dieses

ermöglicht es ihnen nicht nur zu oszillieren sondern zusätzlich noch im

Ringsystem zu zirkulieren. Durch geringe Energien ist es möglich, die π-

Elektronen aus dem Grundzustand (S0) auf höhere Energieniveaus

anzuheben. Hierbei geht das Molekül in einen angeregten Zustand über.

Von zentraler Bedeutung sind der erste Singulettzustand (S1), welcher einer

Rotabsorption entspricht, und der zweite Singulettzustand (S2), der einer

Blauabsorption entspricht. Beiden Zuständen ist gemeinsam, dass zwei

ungepaarte Elektronen mit antiparallelem Spin vorliegen. Beim Prozess der

Anregung hat also keine Spinumkehr stattgefunden. Ein weiterer wichtiger

angeregter Zustand ist der erste Triplettzustand (T1). Dieser kann nur aus

dem ersten Singulettzustand heraus erreicht werden, da dessen Lebensdauer

mit etwa 15 • 10-6 s lang genug für eine Spinumkehr ist. Im Triplettzustand

liegen folglich zwei ungepaarte Elektronen mit parallelem Spin vor. Der

zweite Singulettzustand ist mit 10-12 s zu kurzlebig für eine Spinumkehr.

Der Triplettzustand des Chlorophylls ist für die Photosynthese nicht

bedeutsam. Beim Übergang in den Grundzustand kann die Energie nur in

Form von Wärme und Phosphoreszenz abgegeben werden. Allerdings ist ein

Chlorophyllmolekül im Triplettzustand in der Lage, Sauerstoff zu einem

Singulett-Sauerstoff anzuregen. Dieser ist chemisch sehr reaktiv und wirkt

gewebeschädigend. Das β-Carotin ist in der Lage, die Energie vom

Singulett-Sauerstoff zu übernehmen, ohne dabei selbst zerstört zu werden.

Man spricht auch von „quenchen“. Dadurch wird eine Schädigung des

Gewebes vermieden. [20][21]

11

Abb. 6: Jablonski-Diagramm

Wie obige Abbildung zeigt, geschieht die Abgabe der Energie auf

verschiedene Arten. Nur ein Teil dieser Prozesse kann zur Leistung

chemischer Arbeit genutzt werden. Sie sind mit dem Übergang vom ersten

Singulettzustand in den Grundzustand verknüpft. Hierbei kann es zu einem

Excitonentransfer (strahlungsloser Energietransfer) zwischen benachbarten

Chlorophyllmolekülen kommen. Dies ist jedoch nur möglich, wenn der

Abstand zwischen den beiden Chlorophyllmolekülen kleiner als 10 nm ist

und wenn die Absorptionsfähigkeit des energieaufnehmenden

Chlorophyllmoleküls niederenergetischer als die Absorption des

energieabgebenden Chlorophyllmoleküls ist. Dieser Mechanismus ist die

Grundlage für den Energietransport vom Lichtsammelkomplex zum

Reaktionszentrum. Das im Reaktionszentrum befindliche Chlorophyll a hat

bedingt durch eine besondere Proteinumgebung die niedrigste

Energieabsorption. Daher erfolgt der Excitonentransfer immer von den

Chlorophyllmolekülen der „Antennen“ zum Chlorophyllmolekül im

Reaktionszentrum. [20]

12

Antenne Reaktions- Antenne zentrum

Licht Licht

Abb. 7: Schematische Darstellung des Excitonentransfers von den Antennen zum

Reaktionszentrum

Nur in seltenen Fällen wird das Chlorophyllmolekül im Reaktionszentrum

direkt durch ein Photon angeregt. Da das Chlorophyllmolekül die

aufgenommene Energie an kein Molekül mit niedrigerer Energieabsorption

weiterleiten kann, gibt es unter Bildung eines positiv geladenen Radikals ein

Elektron ab. Unter Aufnahme eines Elektrons aus der Wasserspaltung (s.u.)

geht das Chlorophyllmolekül wieder in den Grundzustand zurück. Bei

optimalen Bedingungen läuft dieser Prozess etwa 100 – 200 mal pro

Sekunde ab.

Chl a Chl a→∆E +• + e-

Der Prozess der Ladungstrennung ist der entscheidende Schritt bei der

Photosynthese. Die kurzlebige Anregungsenergie der Photonen ist in ein

elektrisches Potential umgesetzt worden, welches wesentlich langlebiger ist.

Dieses Potential kann nun in chemische Arbeit umgewandelt werden. [20]

Beschreibung des Elektronentransportes

Bereits 1937 stellte R. Hill bei Untersuchungen von belichteten

Blattextrakten fest, dass diese in Gegenwart von künstlichen

Elektronenakzeptoren (A), wie z.B. Fe3+, Disauerstoff entwickeln. Bei

dieser nach ihm benannten „Hill-Reaktion“ wird als Elektronendonator

13

ausschließlich Wasser benötigt. Kohlenstoffdioxid ist an dieser Reaktion

nicht beteiligt.

2 H2O + 4 A 4 A →Licht - + 4 H+ + O2

Daraus folgt, dass der bei der Photosynthese entwickelte Sauerstoff aus dem

Wasser stammt und nicht aus dem Kohlenstoffdioxid. Die Reduktion von

Kohlenstoffdioxid zu Kohlenhydraten ist also ein Prozess, den man von der

Lichtreaktion trennen muss, die Dunkelreaktion (s.o.).

Untersuchungen haben gezeigt, dass der natürliche Elektronenakzeptor der

„Hill-Reaktion“ NADP+ ist. [20]

N

H

C

H

H

H

NH2

O

2 H2O + 2

N

C

H

H

H

NH2

O

+ 2 H+ + O2

H H

2

NADP+ NADPH

Es werden zwei in Serie geschaltete Lichtreaktionen benötigt, um NADP+

mit den Elektronen des Wassers zu reduzieren. Diese Reaktionen laufen in

den Photosystemen I und II ab, welche nach der Reihenfolge ihrer

Entdeckung nummeriert wurden. Tatsächlich beginnt die Photosynthese mit

der Anregung eines Chlorophyll-Moleküls im Photosystem II. Die

aufgenommene Energie wird von dort über Elektronentransportketten auf

den Cytochrom-b6/f-Komplex übertragen. Über andere

Elektronentransportketten gelangen die Elektronen schließlich zum

Chlorophyllmolekül im Reaktionszentrum vom Photosystem I. [21]

Die Chlorophyllmoleküle der Reaktionszentren der jeweiligen

Photosysteme unterscheiden sich in ihrem Absorptionsverhalten. Das

Chlorophyllmolekül im Reaktionszentrum des Photosystems II absorbiert

maximal bei 680 nm. Man bezeichnet es deshalb auch als P680. Da das

14

Chlorophyllmolekül im Reaktionszentrum des Photosystems I bei 700 nm

maximal absorbiert, wird es analog P700 genannt. [21]

2.3. Chlorophyll

2.3.1. Varianten - Molekülstruktur

Der Begriff „Chlorophyll“ leitet sich aus dem griechischen ab und bedeutet

„grünes Blatt“.

Erst zu Beginn des 20. Jahrhunderts begannen die Forschungen zur

Strukturaufklärung des Chlorophylls. Der deutsche Chemiker Richard

Willstätter stellte zu dieser Zeit erste Forschungen zu Photosynthese und

Chlorophyll sowie dem strukturell ähnlichen Häm an. [8]

Im Jahr 1940 konnte der Chemiker Hans Fischer schließlich die Struktur des

Chlorophylls aufklären. Hierzu zerlegte er ein Chlorophyllmolekül in

kleinere definierte Bruchstücke. Deren Struktur bewies er durch ihre

Synthese. [8]

Zwanzig Jahre später konnten die US-amerikanischen Chemiker

Woodward, Strell und Treibs die von Fischer entwickelte Chlorophyllformel

durch zwei Totalsynthesen beweisen. [8]

Einteilung

Grundbaustein der Chlorophylle ist das Pyrrol.

N

H

Abb. 8: Molekülstruktur Pyrrol

Sind diese Pyrrole über Methinbrücken zu einem Ring geschlossen, so

spricht man von einem Porphyrin. [21]

15

N

NH N

HN

Abb. 9: Molekülstruktur Porphyrin

Chlorophyll enthält zusätzlich noch ein Magnesium-Ion als Zentralatom.

Jedes Stickstoffatom der vier Pyrrolringe ist kovalent an das Magnesium

gebunden. Es handelt sich um vier gleichwertige, nicht unterscheidbare

Bindungen. Deshalb bezeichnet man den Porphyrinring als vierzähnigen

Chelatliganden. Außerdem besitzt Chlorophyll noch einen

charakteristischen isozyklischen Fünferring sowie verschiedene

Substituenten an den Pyrrolringen. [7][22]

16

N

N N

N

O

H3C

HC

CH2

R1

CH2

CH3

CH3

CH2

H2C

C

CH3

CH3 CH3

CH3

CH3

O

H3C

Mg

7

A B

CD

17

O

Phytol

E

R2R3

Abb. 10: Molekülstruktur Chlorophyll unter besonderer Berücksichtigung der

Stereoisomerie am isozyklischen Fünferring „E“

Pigment R1 R2 R3

Chlorophyll a CH3 H COOCH3

Chlorophyll a’ CH3 COOCH3 H

Chlorophyll b CHO H COOCH3

Chlorophyll b’ CHO COOCH3 H

Der Unterschied zwischen Chlorophyll a und Chlorophyll b ist der

Substituent am C7-Atom. Während Chlorophyll a an dieser Stelle eine

Methylgruppe besitzt, befindet sich dort beim Chlorophyll b eine

Aldehydgruppe. Bei den Chlorophyllen a’ bzw. b’ handelt es sich um

17

Stereoisomere der Chlorophylle a bzw. b. Die jeweiligen Isomere

unterscheiden sich funktionell nicht, jedoch besitzen sie unterschiedliche

polare Eigenschaften und kommen nur in geringer Konzentration in

Pflanzenzellen vor. (vgl. Versuch: Präparative Dünnschicht-

chromatographie). [7]

Allen Chlorophyllen gemeinsam ist der Propionylrest am C17-Atom. Mit

diesem ist im Fall der Chlorophylle a und b der langkettige Alkohol Phytol

verestert. Dieser lipophile Alkohol dient der Verankerung der

Chlorophyllmoleküle im lipophilen Innenbereich der Chlorophyll-

bindeproteine. Diese sitzen in den Antennen oder in den Reaktionszentren.

Strukturell handelt es sich bei Phytol um einen C20-Körper, ein Diterpen

(vgl. Carotinoide). [20] [5]

Ein Chlorophyllmolekül ohne Phytolrest wird als Chlorophyllid bezeichnet

(vgl. Versuch: Verseifung der Chlorophylle). [24]

Wird aus den Chlorophyllmolekülen das Zentralatom entfernt, so erhält man

die Stoffgruppe der Phaeophytine (vgl. Versuch: Darstellung der

Phaeophytine). Die Phaephytine sind auch Bestandteil der

Elektronentransportkette im Photosystem II. Dort übernehmen sie

Elektronen von angeregten P680 Molekülen und leiten diese über

Plastochinon zum Cytochrom-b6/f-Komplex. [21]

Vorkommen und Funktion der Chlorophylle

Wie schon im Kapitel „Lichtreaktion der Photosynthese“ beschrieben

handelt es sich bei den Chlorophyllen um Photosynthesepigmente der

grünen Pflanzen. Sie absorbieren Photonen und gehen dabei in einen

angeregten Zustand über, den Beginn des Photosyntheseprozesses.[21]

Neben grünen Pflanzen betreiben aber auch andere Organismen

Photosynthese. So verfügen z.B. Cyanobakterien über Chlorophyll a.

Rotalgen (Rhodophyta) enthalten zusätzlich noch Chlorophyll c, welches

sich strukturell nur durch einen anderen Rest am C17-Atom vom

Chlorophyll a unterscheidet. Grünalgen (Chlorophyta) enthalten

Chlorophyll a und b. Auch einzellige Flagellaten (Geißeltierchen) der

Gattung Euglena besitzen Chlorophyll a und b. Kommen diese in Pfützen

18

und Gräben in großen Mengen vor, so verfärbt sich das Wasser grün.

[20][25]

2.3.2. Extraktion von Blattgrün

Um Blattgrün untersuchen zu können, muss dieses zuerst aus dem

pflanzlichen Gewebe extrahiert werden.

Verschiedene Methoden der Extraktion werde ich in diesem Abschnitt

beschreiben.

Versuch 1: Kaltextraktion von Blattgrün [5][24]

Chemikalien:

Substanz Gefahrensymbol R-Sätze S-Sätze

Aceton F, Xi 11-36-66-67 9-16-26

Methanol T, F 23/24/25-

39/23/24/25

7-16-36/37-45

Calciumcarbonat - - -

Seesand - - -

Geräte:

Mörser mit Pistill, Trichter, Faltenfilter, Becherglas, Messpipette 20 mL,

Pipettierhilfe

Durchführung:

Im Abzug werden etwa 10 g frische grüne Blätter in einem Mörser mit einer

Spatelspitze Calciumcarbonat, etwas feinem Seesand sowie 1 mL Aceton

versetzt. Alternativ kann man auch tiefgekühlten Spinat („ohne Sahne“)

verwenden. Dieser sollte jedoch vor seiner Verwendung mittels Faltenfilter

oder Toilettenpapier ausgepresst werden.

Das Gemenge im Mörser wird nun mit einem Pistill zu einem feinen Brei

zerrieben, mit 20 mL Aceton versetzt und 20 Minuten stehen gelassen.

Danach wird durch einen Faltenfilter abfiltriert und zweimal mit 5 mL

19

Aceton nachgespült. Das Filtrat wird zur weiteren Verwendung

lichtgeschützt in einem verschließbaren Gefäß aufbewahrt.

Analog kann man auch mit Methanol extrahieren. Die Art der

Folgeversuche entscheidet über das zu verwendende Extraktionsmittel (vgl.

2.5.2. Versuch: Präparative Dünnschichtchromatographie)

Beobachtung:

Bereits beim Abfiltrieren kann man nebenbei einen chromatographischen

Effekt beobachten. Der Blattextrakt wandert aufgrund kapillarer Kräfte am

Filterpapier nach oben. Mehrere gelbe und grünen Banden sind zu erkennen.

In der Vorlage sammelt sich eine intensiv grüne Lösung.

Abb. 11: Chromatographischer Effekt auf Filterpapier

Auswertung:

Beim Mörsern werden die Pflanzenzellen zerstört. Blatteigene Säuren

können nun Chlorophyll verseifen (vgl. Versuch: Verseifung der

Chlorophylle). Um dies zu verhindern, wird beim Mörsern eine Spatelspitze

Calciumcarbonat zugesetzt, das die blatteigenen Säuren neutralisiert.

CaCO3(s) + H2O(l) Ca2+(aq) + HCO3

-(aq) + OH-

(aq)

H3O+(aq) + OH-

(aq) 2 H2O(l)

Die Blattfarbstoffe lösen sich im polaren Lösungsmittel Aceton bzw.

Methanol.

20

Entsorgung:

Der Faltenfilter wird getrocknet und in der Feststofftonne entsorgt.

Versuch 2: Heißextraktion von Blattgrün [5]

Chemikalien:


Aceton F, Xi 11-36-66-67 9-16-26


39/23/24/25

7-16-36/37-45

Geräte:

Reagenzglas, Reagenzglasklammer, Wasserbad, Siedesteinchen, Becherglas

Durchführung:

In ein Reagenzglas werden 2-3 Siedesteinchen und 2 gerollte Blätter (z.B.

Ficus benjamina, Hedera helix, Tilia chordata) gegeben. Anschließend wird

im Abzug mit Aceton überschichtet und im Wasserbad mehrmals kurz

aufgekocht. Wenn das Lösungsmittel eine intensiv grüne Farbe

angenommen hat, überführt man dieses in ein Becherglas. Die Blätter im

Reagenzglas werden ein weiteres Mal mit Aceton überschichtet und erneut

mehrmals kurz aufgekocht. Die Lösung wird in das Becherglas

dazugegossen. Zum Aufkonzentrieren wird bis zur Trockne eingedampft

und in wenig Aceton wieder aufgenommen.

Entsprechend lässt sich statt Aceton auch Methanol verwenden.

Beobachtung:

Bereits nach kurzer Zeit färbt sich das Lösungsmittel grün. Bei den Blättern

kann nach Beendigung des Versuches eine Entfärbung festgestellt werden.

21

Auswertung:

Blattfarbstoffe lösen sich im polaren Lösungsmittel Aceton bzw. Methanol.

Bedingt durch die Tatsache, dass ganze Blätter verwendet wurden -

Pflanzenzellen wurden nicht zerstört – kann keine Verseifung stattfinden.

Deshalb kann auf Calciumcarbonat verzichtet werden.

Entsorgung:

Die Blätter werden in der Feststofftonne entsorgt.

Vergleich: Extraktionsmethoden - Lösungsmittel

Sowohl Aceton als auch Methanol sind in der Lage, Blattfarbstoffe aus

pflanzlichem Gewebe zu extrahieren. Untersucht man jedoch die

verschiedenen Extrakte chromatographisch, dann zeigen sich Unterschiede.

Bei der Verwendung von Aceton macht es keinen Unterschied, ob kalt oder

heiß extrahiert wurde. Im Chromatogramm können maximal zwei

Xanthophylle, β-Carotin sowie Chlorophyll a und b aufgetrennt werden.

Setzt man bei der Chromatographie jedoch einen Heißextrakt mit Methanol

ein, dann werden zusätzlich sichtbar Chlorophyll a’ und b’ sowie ein drittes

Xanthophyll (vgl. Versuche zur Chromatographie).

Für die meisten Versuche mit Blattgrün ist ein Acetonextrakt völlig

ausreichend.

22

2.3.3. Versuche zum Nachweis von charakteristischen Strukturelementen

Versuch 3: Darstellung der Phaeophytine [24]

Chemikalien:


Blattextrakt in

Aceton

F, Xi 11-36-66-67 9-16-26

Salzsäure

2 mol/L

- - -

Geräte:

Reagenzglas, Stopfen, Pasteurpipette

Durchführung:

Ein Reagenzglas wird etwa 2 cm hoch mit der Blattextraktlösung befüllt.

Anschließend werden einige Tropfen Salzsäure, 2 mol/L, zugesetzt, das

Reagenzglas mit einem Stopfen verschlossen und geschüttelt.

Beobachtung:

Die Lösung im Reagenzglas verfärbt sich braun.

Abb. 12: linkes Reagenzglas: reiner Blattextrakt, rechtes Reagenzglas Blattextrakt mit

Salzsäure (Phaeophytin)

23

Auswertung:

Wie bereits im Kapitel 2.3.1. beschrieben, befindet sich im Zentrum eines

jeden Chlorophyllmoleküls ein Magnesium-Ion als Zentralatom. Der

Porphyrinring ist der zugehörige Ligand des Komplexes. Jedes der vier

Stickstoffatome im Porphyrinring trägt mit einem Elektronenpaar zur

Komplexbildung bei. Durch milde Säurebehandlung wird der Komplex

zerstört. Zwei Protonen ersetzen das zentrale Magnesium-Ion. Ein

Chlorophyllmolekül ohne Magnesium-Ion als Zentralatom wird als

Phaeophytin bezeichnet.

Chlorophyll(solv) + 2 H3O+(aq) Phaeophytin(solv) + 2 H2O(l) + Mg2+

(aq)

Durch das Herauslösen des Magnesium-Ions verliert das Chlorophyll seine

typischen Absorptionseigenschaften. Die Lösung färbt sich braun.

Entsorgung:

Die Lösung kann neutral im Behälter für organische Lösungsmittel entsorgt

werden.

24

Versuch 4: Nachweis des Magnesium-Ions [22]

Chemikalien:


Salzsäure

4 mol/L

Xi 36/37/38 26

Titangelb-Lösung

(gesättigt)

- - -

Natronlauge

2 mol/L

C 35 26-36/37/39-45

Magnesiumchlorid - - -

Spinat - - -

Geräte:

Erlenmeyerkolben 100 mL, Spatel, Glasstab, Bunsenbrenner, Dreifuß mit

Drahtnetz, Messpipette 10 mL, Pipettierhilfe, Faltenfilter, Trichter

Durchführung:

Etwa 10 g Spinat werden mit 10 mL Salzsäure, 4 mol/L, im Abzug

aufgekocht. Anschließend wird die farblose Lösung abgefiltert. Das Filtrat

wird mit Natronlauge, 2 mol/L, neutralisiert und mit entionisiertem Wasser

auf 100 mL aufgefüllt.

In einem zweiten Erlenmeyerkolben wird eine Spatelspitze

Magnesiumchlorid in etwa 100 mL entionisiertem Wasser gelöst. Diese

Magnesiumchloridlösung dient als Vergleichslösung.

Beide Lösungen werden mit Natronlauge, 2 mol/L, alkalisch gemacht und

mit drei Tropfen Titangelb-Lösung versetzt.

Beobachtung:

Durch Zusatz von Natronlauge kommt es in beiden Fällen zu einer leichten

Trübung der Lösung.

In beiden Lösungen fällt nach Zusatz der Titangelb-Lösung ein roter

Feststoff aus.

25

Abb. 13 und 14: Magnesiumchlorid-Lösung und Extrakt aus Spinat vor und nach Zugabe

von Titangelb-Lösung. Im jeweils linken Erlenmeyerkolben befindet sich die

Magnesiumchlorid-Lösung, im jeweils rechten Erlenmeyerkolben der Extrakt aus Spinat.

Auswertung:

Die beobachtete Trübung wird durch entstehendes Magnesiumhydroxid

hervorgerufen. Dieses ist weiß und schwerlöslich.

Mg2+(aq) + 2 OH-

(aq) Mg(OH)2(s)

Die Magnesium-Ionen werden bei Zusatz einer Titangelb-Lösung im

alkalischen Milieu als roter Komplex gefällt. Es handelt sich um eine

charakteristische Nachweisreaktion für Magnesium-Ionen. Allerdings ist die

genaue Struktur des entstehenden Komplexes nicht bekannt.

Da man in beiden Fällen zur gleichen Beobachtung kommt, ist gezeigt, dass

durch Säureeinwirkung Magnesium-Ionen aus dem Chlorophyll gelöst

werden.

Entsorgung:

Die Lösungen können neutral im Behälter für organische Lösungsmittel

entsorgt werden.

26

Versuch 5: Verseifung der Chlorophylle [24]

Chemikalien:


Blattextrakt in

Aceton

F, Xi 11-36-66-67 9-16-26

Kalilauge

w=0,6

C 22-35 26-36/37/39-45

Geräte:

Reagenzglas, Messpipette 10 mL, Pipettierhilfe, Stopfen

Durchführung:

Ein Reagenzglas wird etwa 3 cm hoch mit Blattextrakt-Lösung befüllt. Die

Lösung versetzt man mit 2 mL Kaliumhydroxid-Lösung, w=0,6.

Anschließend wird das Reagenzglas mit einem Stopfen verschlossen und

kräftig geschüttelt.

Beobachtung:

Nach dem Schütteln kann man eine Schaumentwicklung erkennen.

Abb. 15: Verseifter Blattextrakt

27

Auswertung:

Der Phytolrest des Chlorophylls ist über eine Esterbindung mit dem

Propionylrest am C17-Atom des Porphyrinringes verbunden. Durch Zusatz

von Säuren oder Laugen, kann die Esterbindung gespalten werden. Im

vorliegenden Versuch handelt es sich um eine basische Esterspaltung. Man

spricht auch von einer Verseifung.

Mechanistisch lässt sich die Verseifung folgendermaßen darstellen: [11]

Zu besseren Übersicht ist der Phytolrest mit C20H39 abgekürzt, das

Ringgerüst mit R.

Im ersten Schritt greift ein Hydroxid-Ion nucleophil am positiv polarisierten

Carbonylkohlenstoff der Esterbindung an. Dabei wird das bindende

π-Elektronenpaar der Carbonylgruppe zum Carbonylsauerstoff verschoben.

RC

O

OC20H39

HO

RC

O

OC20H39

OH

Im zweiten Schritt greift ein Elektronenpaar des formal negativ geladenen

Sauerstoffatoms nucleophil an einem Wasserstoffatom eines

Wassermoleküls an. Dabei entsteht ein Diol und ein Hydroxid-Ion.

RC

O

OC20H39

OH

O

H

H

RC

OH

OC20H39

OH

HO+

Unter Abspaltung eines Protons kommt es schließlich zur Spaltung der

Estergruppe. Dabei entstehen als Produkte eine Carbonsäure und ein

Alkoholat-Ion.

28

RC

OH

OC20H39

O

H

- H+

RC

O

OH

+ O C20H39

In einem letzen irreversiblen Schritt greift das Alkoholat nucleophil am

Proton der Carbonsäuregruppe an. Es entstehen dabei Alkohol und

Carboxylat-Ion (Verseifung). Das Carboxylat-Ion ist gut

mesomeriestabilisiert und besitzt als Gegenion ein Kaliumion aus der

Kaliumhydroxid-Lösung.

RC

O

OH

+ O C20H39

RC

O

O

+ HO C20H39

+ K+

K+

Bezogen auf ein Chlophyllmolekül handelt es sich beim Carboxylat-Ion um

das so genannte Chlorophyllid und beim Alkohol um Phytol.[24]

Durch Schaumbildung kann die Seifenentstehung gezeigt werden.

Entsorgung:


werden.

29

2.3.4. Versuch zum Nachweis der Sauerstoffproduktion mit Indigo

Vorbemerkung: Gewinnung des Farbstoffes Indigo [14]

Bei „Indigo“ handelt es sich um einen aus der in Indien beheimateten

Pflanze Indigofera tinctoria gewonnenen Farbstoff. In dieser Pflanze liegt

das farblose Glucosid Indican vor. Es wird gewonnen und zu Indigo

verarbeitet. Durch enzymatische Hydrolyse wird das Glucosid zunächst in

Glycose und Indoxyl gespalten. Durch Luftsauerstoff werden dann zwei

Indoxyl-Moleküle zu einem Indigo-Molekül oxidiert. Dieses Indigo-

Molekül ist blau und wasserunlöslich. Um es in eine wasserlösliche Form zu

bringen, wird es mit Natriumdithionit in alkalischer Lösung reduziert.

Heute wird Indigo nach dem von Adolf von Baeyer entwickeltem Verfahren

aus ortho-Nitrobenzaldehyd und Aceton hergestellt.

Verwendung findet der Farbstoff in der Textilindustrie (Küpenfärbung mit

Indigo).

Versuch 6: Nachweis der Sauerstoffproduktion [3]

Chemikalien:


Indigopulver - - -

Natriumdithionit Xn 7-22-31 7/8-26-28-43

Natronlauge

w=0,1

C 35 26-37/39-45

Ethanol F 11 7-16

Wasserpest - - -

Geräte:

Mörser mit Pistill, Bunsenbrenner, Dreifuß mit Drahtnetz, Thermometer

Schraubdeckelgläser 100 mL,

30

Durchführung:

In einem Mörser werden 0,9 g Indigo mit etwas Ethanol und 10 mL

Natronlauge, w=0,1, verrieben. Anschließend überführt man die Suspension

in 300 mL Wasser, das auf 70 °C vorgewärmt wurde. Danach rührt man so

viel Natriumdithionit hinzu, bis die Lösung gerade gelb-grün wird.

In die Schraubdeckelgläser gibt man je einen Spross Wasserpest.

Anschließend befüllt man die beiden Gläser bis zum oberen Rand mit der

Lösung. Eventuell auftretende Blaufärbung wird unter Einrühren von

Natriumdithionit beseitigt. Danach werden die Gläser verschlossen

Das erste Schraubdeckelglas wird vor eine Lichtquelle gestellt, das andere

lichtgeschützt aufbewahrt.

Beobachtung:

Nach etwa 90 Minuten hat die hell stehende Lösung eine blaue Farbe

angenommen. Die Farbe der dunkel gelagerten Lösung ist unverändert.

Abb. 16 und 17: Dunkel gelagerte und belichtete Wasserpestpflanzen

Auswertung:

Indigo ist ein Redox-Indikator. In der oxidierten Form handelt es sich um

den Farbstoff selbst. Dieser ist blau und wasserunlöslich. Die reduzierte

Form wird Leukoindigo genannt. Sie ist wasserlöslich und gelb-grün.

31

Versetzt man Indigo in alkalischer Lösung mit dem Reduktionsmittel

Natriumdithionit, so wird Indigo zur Leukoform reduziert.

NH

O

HN

O

NH

OH

HN

OH

+ S2O42-

(aq) + 2 OH-(aq)

+ 2 SO32-

(aq)

Indigo

Leukoindigo

Im Verlauf der Reduktion verliert Indigo seine typische blaue Farbe. Durch

Sauerstoff wird Leukoindigo wieder zu Indigo oxidiert (Blaufärbung).

NH

OH

HN

OH

+ O2

Leukoindigo

NH

O

HN

O

Indigo

2

2 + 2 H2O

32

Im belichteten Gefäß färbt sich Leukoindigo blau. Da das Gefäß

geschlossen war, kann das Oxidationsmittel Sauerstoff nicht aus der Luft

stammen. Es muss also von der Pflanze selbst produziert worden sein.

Im unbelichteten Gefäß bleibt die Blaufärbung aus. Folglich wurde kein

Sauerstoff produziert.

Durch diesen Versuch kann gezeigt werden, dass im Verlauf der

Photosynthese Sauerstoff gebildet wird und die Photosynthese lichtabhängig

ist.

Entsorgung:

Die Lösungen werden neutral im Behälter für organische Lösungsmittel

entsorgt.

33

2.4. Carotinoide

2.4.1. Varianten - Molekülstruktur

Carotinoide sind Pflanzenfarbstoffe, die im gesamten Pflanzenreich

vorkommen.

Bereits im Jahr 1837 bezeichnete Berzelius die gelben, alkohollöslichen

Pigmente des Herbstlaubes als „Xanthophylle“.[2]

Fremy und Stokes konnten 1860 und 1884 als erste nachweisen, dass diese

Farbstoffe auch in grünen Blättern vorkommen.[2]

Erst im Jahr 1911 gelang es dem russischen Botaniker und Biochemiker

Mikail Tswett die gelben Pigmente chromatographisch aufzutrennen.

Aufgrund ihrer unterschiedlichen Löslichkeit in organischen Lösungsmitteln

unterteilte er die Pigmente in die Gruppe der „Xanthophylle“ und in die

Gruppe der „Carotine“. Als Überbegriff für beide Gruppen wählte er den

Begriff „Carotinoide“.[2]

In den zwanziger Jahren des letzten Jahrhunderts gelang es schließlich

verschiedenen Wissenschaftlern (u.a. Karrer, Kuhn, Heilbron und

Zechmeister), die Strukturen verschiedener Carotinoide aufzuklären.

Bis zum heutigen Tag wird die Einteilung der Carotinoide in Carotine und

Xanthophylle nach Tswett beibehalten. Heute versteht man unter Carotinen

reine Kohlenwasserstoffe, unter Xanthophyllen mit Sauerstoff oxidierte

Kohlenwasserstoffe. [5]

Einteilung

Die Carotinoide gehören zur Stoffklasse der Isoprenoiden. Dieser

Oberbegriff leitet sich vom Grundbaustein aller Isoprenoide, dem Isopren,

ab.

Abb. 18: Molekülstruktur Isopren

34

Während der Biosynthese der Carotinoide werden zwei Isopreneinheiten zu

einem Monoterpen (C10) zusammengelagert. Vier dieser Monoterpene

ergeben schließlich das Grundgerüst der Carotinoide, ein Tetraterpen

(8 Isoprene, C40).[21]

Dabei handelt es sich um langgestreckte Moleküle mit

40 Kohlenstoffatomen in einer Reihe mit konjugierten Doppelbindungen.

Die Carotinoide sind gelb bis rot gefärbt. Die Farbe rührt von den

chromophoren Eigenschaften der linear konjugierten Doppelbindungen her.

An diesen Doppelbindungen sind cis-trans-Isomere denkbar. Zumeist liegen

die Carotinoide in der all-trans-Form vor.[5]

Man unterscheidet bei Carotinoiden zwischen Primär- und

Sekundärcarotinoiden.

Primärcarotinoide sind die Carotinoide, die direkt an den

Photosyntheseprozessen beteiligt sind. Sie zeichnen sich durch je einen

Iononring an den Enden der Kohlenstoffkette aus und sie haben drei lokale

Maxima im sichtbaren Spektrum. Alle diese Maxima liegen unter 480 nm.

Häufig vorkommende Primärcarotinoide sind β-Carotin, ein Vertreter der

Carotine, sowie Lutein, Violaxanthin und Neoxanthin als Vertreter der

Xanthophylle.[5]

35

LuteinHO

OH

ViolaxanthinHO

OH

O

O

NeoxanthinHO

O

HO

OH

β−Carotin

Abb. 19 – 22: Häufig vorkommende Primärcarotinoide

Sekundärcarotinoide sind nicht direkt an der Photosynthe beteiligt. Sie

werden nur von Pflanzen gebildet, die unter Stress stehen, z.B. Dauerlicht

oder Sickstoffmangel. [5]

Strukturell unterscheiden sich die Sekundär- von den Primärcarotinoiden

durch das Fehlen eines oder auch beider Iononringe. Diese können durch

einen substituierten Pentanring ersetzt sein. Im sichtbaren Bereich des

Spektrums haben die Sekundärcarotinoide nur ein lokales Maximum. [5]

Vorkommen und Funktion der Carotinoide

Vorkommen und Funktion von Farbstoffen sind in der Natur eng

miteinander verknüpft.

In Blättern dienen Carotinoide als akzessorische Photosynthesepigmente.

Außerdem sind sie am Aufbau des Photosystems II beteiligt und schützen

vor Photooxidation. [5]

Als Lockstoff für Insekten kommen Carotinoide in Blüten vor,

z.B. Violaxanthin in Veilchen (Viola). Auch in Früchten können

36

Carotinoide als Lockstoff vorkommen, z.B. Lycopin in Tomaten (Solanum

lycopersicum). [5]

Aber auch in anderen Organen von Pflanzen können Carotinoide

vorkommen. So lagert beispielsweise die Möhre (Daucus carota) β-Carotin

in der rübenförmigen Wurzel ein. [20]

Alle diese plasmochromen (membrangebundenen) Farbstoffe werden in

Plastiden (Chromoplasten, Chloroplasten) angehäuft. [17]

Außerdem kommen Carotinoide in Schalen von Crustaceaen, im Fleisch

von Fischen und in Federn oder im Eigelb von Vögeln vor. Da aber nur

Pflanzen und einige Bakterien und Pilze in der Lage sind, Carotinoide zu

synthetisieren, müssen diese Tiere die Carotinoide mit der Nahrung

aufgenommen haben.

37

2.4.2. Extraktion des bekanntesten Carotinoides: β-Carotin

Die Gewinnung der Primärcarotinoide β-Carotin, Lutein, Neoxanthin und

Violaxanthin aus Blattgrün erfolgt mittels einer präparativen

Dünnschichtchromatographie von grünem Blattextrakt. Die Banden werden

von der DC-Alufolie abgekratzt und in Aceton gelöst. Nachdem das

Kieselgel abzentrifugiert ist, erhält man hochreine Lösungen o.g.

Primärcarotinoide in Aceton. Das Verfahren wird in Abschnitt 2.5.2.

beschrieben.

Behandelt man in der Schule Primärcarotinoide, so wird man sich

insbesondere bei Versuchen hauptsächlich auf β-Carotin beschränken, da es

entweder bereits in der Sammlung vorhanden ist, oder sich relativ einfach

und schnell in großen Mengen extrahieren lässt. Typische Eigenschaften

oben genannter Carotinoide, wie z.B. Farbe, Existenz von Doppelbindungen

und die Funktionen in der Pflanze lassen sich am Beispiel des β-Carotins als

Stellvertreter der Carotinoide gut veranschaulichen.

38

Versuch 7: Extraktion von β-Carotin mit Aceton aus kleingeschnittenen

Möhren [9]

Chemikalien:


Aceton F, Xi 11-36-66-67 9-16-26

Möhre - - -

Geräte:

Messer, 2 Erlenmeyerkolben 250 mL

Durchführung:

Eine frische Möhre wird gewaschen und geschält. Etwa die Hälfte der

Möhre wird in kleine Scheiben geschnitten und in den Erlenmeyerkolben

gegeben. Anschließend werden die Möhrenscheiben im Abzug mit Aceton

überschichtet. Der Erlenmeyerkolben wird nun etwa 2 Minuten geschwenkt.

Danach wird die Lösung in den zweiten Erlenmeyerkolben dekantiert.

Beobachtung:

Bereits nach etwa 20 Sekunden hat sich das Aceton gelb gefärbt. Nach dem

Dekantieren kann man beobachten, dass die Möhrenscheiben ausgebleicht

sind.

Auswertung:

Aceton ist in der Lage, β-Carotin aus dem Stroma der Chromoplasten

herauszulösen. [17]

Entsorgung:

Die Möhrenscheiben können getrocknet als Feststoffabfall entsorgt werden.

Die Lösung von β-Carotin in Aceton kann für weitere Versuche aufbewahrt

werden. Falls diese nicht mehr benötigt wird, entsorgt man sie im Behälter

für organische Lösungsmittel.

39

Versuch 8: Extraktion von β-Carotin mit n-Heptan aus kleingeschnittenen

Möhren [9]

Bei diesem Versuch soll geprüft werden, ob sich n-Heptan besser als Aceton

eignet, β-Carotin zu extrahieren.

Chemikalien:


n-Heptan F, Xn, N 11-38-50/53-65-

67

9-16-29-33-60-

61-62

Möhre - - -

Geräte, Durchführung, Beobachtung, Entsorgung vgl. Versuch: Extraktion

von β-Carotin mit Aceton aus kleingeschnittenen Möhren.

Auswertung:

n-Heptan ist ähnlich wie Aceton gut geeignet, β-Carotin aus dem Stroma der

Chloroplasten herauszulösen. Für weitergehende Versuche mit β-Carotin-

Extrakten kommt es entscheidend auf das Lösungsmittel n-Heptan oder

Aceton an. Genau dies muss bei der Wahl des Extraktionsmittels

berücksichtigt werden. [17]

40

Versuch 9: Extraktion von β-Carotin mit Aceton aus geraspelten Möhren

Es soll geprüft werden, ob die Verwendung geraspelter Möhren zu einer

höheren β-Carotin-Ausbeute führt.

Chemikalien:


Aceton F, Xi 11-36-66-67 9-16-26

Möhre - - -

Geräte:

Messer, Küchenreibe, 2 Erlenmeyerkolben 250 mL

Vorbereitung:


Möhre wird auf einer Küchenreibe kleingeraspelt und in den

Erlenmeyerkolben gegeben.

Durchführung, Beobachtung, Entsorgung vgl. Versuch: Extraktion von

β-Carotin mit Aceton aus kleingeschnittenen Möhren.

Auswertung:

Es lässt sich feststellen, dass die Ausbeute an β-Carotin nicht erhöht ist. Die

Gelbfärbung des Lösungsmittels ist vergleichbar (siehe Versuch: Extraktion

von β-Carotin mit Aceton aus kleingeschnittenen Möhren und Versuch:

Extraktion von β-Carotin mit n-Heptan aus kleingeschnittenen Möhren).

41

Versuch 10: Heißextraktion von β-Carotin mit Petrolether in einer Soxhlet-

Apparatur [24]

Chemikalien:


Petrolether

(60/95)

F, Xn, N 11-38-48/20-

51/53-62-65-67

9-16-33-36/27-

60-62

Möhre - - -

Geräte:

Messer, Petrischale, Trockenschrank, Soxhlet-Apparatur, Rotations-

verdampfer

Abb. 23: Soxhlet-Apparatur

Durchführung:

Eine frische Möhre wird gewaschen, geschält und in kleine Stücke

geschnitten. Diese werden in eine Petrischale gegeben und im

Trockenschrank bei 80 °C getrocknet. Nach etwa einer halben Stunde wird

das β-Carotin in einer Soxhlet-Apparatur im Abzug mit etwa 400 mL

42

Petrolether extrahiert. Der Versuch wird beendet, wenn der in den

Rundkolben zurückfließende Petrolether farblos ist (etwa nach

60 Minuten). Je nach Weiterverwendungszweck kann die Lösung am

Rotationsverdampfer noch eingeengt werden.

Beobachtung:

Mit zunehmender Versuchsdauer kann man eine Intensivierung der

Gelbfärbung des Petrolethers im Rundkolben beobachten.

Nach Versuchsende sind die Möhrenstücke in der Papphülse ausgebleicht.

Auswertung:

Wie die Lösungsmittel Aceton und n-Heptan ist auch Petrolether in der

Lage, β-Carotin aus der Möhre herauszulösen. Nach Einengen am

Rotationsverdampfer erhält man eine sehr konzentrierte Lösung.

Entsorgung:

Die Möhrenstückchen werden getrocknet als Feststoffabfall entsorgt.

Die Lösung von β-Carotin in Petrolether kann für weitere Versuche

aufbewahrt werden. Falls man sie nicht mehr benötigt, wird sie im Behälter

für organische Lösungsmittel entsorgt.

43

Vergleich der verschiedenen Extraktionsmethoden

Alle oben beschriebenen Extraktionsverfahren eignen sich zur Extraktion

von β-Carotin aus Möhren. Die Konzentration der verschiedenen Lösungen

reicht bei allen Versuchen aus, um weitere Experimente mit β-Carotin

durchzuführen.

Abschließend lässt sich feststellen, dass die einfache Extraktionsmethode

Möhrenscheiben mit Lösungsmittel zu überschichten, zu einem guten,

brauchbaren Ergebnis führt. Die Aspekte Zeit und Nutzen harmonieren sehr

gut. Gerade in der Schule ist es wichtig, dass Versuche schnell

durchzuführen sind und mit hoher Wahrscheinlichkeit funktionieren. Dies

ist hier der Fall. Die Extraktion aus Möhrenraspeln und die Heißextraktion

liefern vergleichbare Ergebnisse, der Zeitaufwand ist jedoch viel zu hoch.

Für die Heißextraktion spricht allerdings die Tatsache, dass man bei einer

Durchführung eine relativ große Menge an konzentrierter Lösung erhält.

Diese kann dunkel und kühl über einen längeren Zeitraum gelagert werden,

so dass man bei Bedarf schnell darauf zurückgreifen kann.

44

2.4.3. Nachweis des Strukturelementes Doppelbindung:

Elektrophile Addition

Eine wichtige Eigenschaft der Carotinoide ist deren Polaritiät. Auf diesen

Sachverhalt werde ich im Abschnitt 2.5. Chromatographie von

Blattfarbstoffen näher eingehen.

Bezüglich ihrer Struktur handelt es sich bei den Carotinoiden um mehrfach

ungesättigte Kohlenwasserstoffe. Dies möchte ich mit dem folgenden

Versuch zeigen.

Versuch 11: Elektrophile Addition von Brom an β-Carotin [15]

Chemikalien:


Brom in Phthal-

säurediethylester

Xn - -

β-Carotin in Aceton F, Xi 11-36-66-67 9-16-26

gesättigte

Natriumthiosulfatlösung

- - -

Geräte:

Demo-Reagenzglas mit Septum, Einwegspritze mit Kanüle

Durchführung:

Im Abzug wird ein Demo-Reagenzglas etwa 2 cm hoch mit einer Lösung

von β-Carotin in Aceton befüllt. Dieses Reagenzglas wird mit einem

Septum verschlossen. Mit einer Einwegspitze wird nun 1 mL einer Lösung

von Brom in Phtalsäurediethylester durch das Septum in das Reagenzglas

eingebracht.

Beobachtung:

Die Braunfärbung von Brom verschwindet sofort. Setzt man weiter

Bromlösung zu, wird diese zwar immer noch entfärbt, jedoch verliert dann

auch die β-Carotin-Lösung langsam ihre charakteristische gelbe Farbe.

45

Auswertung:

Bei der vorliegenden Reaktion handelt es sich um eine elektrophile

Addition. Diese ist charakteristisch für ungesättigte Kohlenwasserstoffe. Sie

verläuft unter Aufhebung einer π-Bindung und Neubildung zweier

σ-Bindungen mit einem Carbeniumion als reaktiver Zwischenstufe.

Die Reaktion lässt sich mechanistisch wie folgt darstellen:

Im ersten Schritt greift eine Doppelbindung vom β-Carotin an der

elektrophilen Hälfte eines Brommoleküls an. Es ist durch die Nähe zur

Doppelbindung als induzierter Dipol zu betrachten. Dabei kommt es zur

Ausbildung eines Bromoniumions.

R

R

Br Brδ+ δ−

R

R

Br + Br

mit R:

In einem zweiten Schritt greift das verbliebene Bromidion von unten am

Bromoniumion an. Es handelt sich um eine SN2-Reaktion mit einer

colinearen Brom-Kohlenstoff-Brom-Anordnung. Dabei kommt es zu einem

Transfer von Elektronendichte vom Bromidion in das σ*-Orbital der

Kohlenstoff-Brom-Bindung.

46

Es gibt zwei mögliche Stellen für einen Angriff. In beiden Fällen erhält man

über eine Anti-Addition eine vicinale Dibromverbindung.

R

R

Br + Br

R

R

H

Br

Br

H

R

R

Br

H

H

Br

Als Endprodukte lassen sich folgende Dibromderivate des β-Carotins

formulieren:

Br

H

H

Br

H

Br

Br

H

47

Bedingt durch die Addition von Brom wird der Chromophor des β-Carotins

zerstört. Die Anzahl der verschiebbaren Elektronen im konjugierten

π-Elektronensystem und die Größe des π-Elektronensystems selbst werden

reduziert. Außerdem sind die Elektronen nicht mehr so leicht verschiebbar.

Deshalb ändert sich der Farbeindruck. Damit wird auch erklärbar, warum

das β-Carotin seine charakteristische Farbe verliert.

Entsorgung:

Bromhaltige Lösungen werden mit Natriumthiosulfatlösung versetzt und in

der Tonne für organische Lösungsmittel entsorgt.

2 Na+(aq) + S2O3

2-(aq) + 4 Br2(solv) + 15 H2O 2 Na+

(aq) + 2 SO42-

(aq) + 8 Br-

(aq) + 10 H3O+(aq)

48

2.4.4. Schutzfunktion des β-Carotins für das Chlorophyll

Carotinoide schließen – wie schon beschrieben – die Grünlücke. Sie sind am

Aufbau des Photosystems II beteiligt. Außerdem haben Carotinoide noch

eine weitere wesentliche Aufgabe: sie schützen die Photosysteme vor

Photooxidation durch freie Radikale und Singulett-Sauerstoff.

Diese Schutzfunktion möchte ich in den folgenden Versuchen

veranschaulichen.

Versuch 12: β-Carotin als Radikalfänger [9]

Chemikalien:


Tetraiodethen - - -

n-Heptan F, Xn, N 11-38-50/53-65-

67

9-16-29-33-60-

61-62

β-Carotin in n-

Heptan

F, Xn, N 11-38-50/53-65-

67

9-16-29-33-60-

61-62

Geräte:

Diaprojektor, Hebebühne, kleine Küvetten, Becherglas 50 mL, Messpipette

20 mL, Einwegspritzen mit Kanülen, Analysenwaage, Magnetrührer mit

Rührfisch

Durchführung:

Es werden in 20 mL n-Heptan 0,11 g Tetraiodethen gelöst. Hierzu wird die

Lösung im Wasserbad auf 45 °C erhitzt und mittels Magnetrührer gerührt.

Sobald die Lösung eine blass-violette Farbe hat, wird das Erhitzen beendet.

Mittels Einwegspritze werden zwei Küvetten mit Tetraiodethen-Lösung

befüllt. In eine der Küvetten werden zusätzlich 2-3 Tropfen einer Lösung

von β-Carotin in n-Heptan gegeben.

49

Beide Küvetten werden anschließend auf einer Hebebühne vor die Linse

eines eingeschalteten Diaprojektors gestellt.

Beobachtung:

Schon nach etwa 20 Sekunden kann man in der Küvette ohne β-Carotin eine

tiefviolette Färbung der Lösung erkennen. Bei der anderen Küvette ist keine

Veränderung zu beobachten. Erst nach etwa 8 Minuten färbt sich die

Lösung mit β-Carotin ebenfalls tief violett.

Abb. 24 und 25: Belichtete Küvetten, links nach 20 Sekunden, rechts nach 8 Minuten.

Jeweils in der rechten Küvette die mit β-Carotin versetzte Probe.

Auswertung:[11]

Bei der hier vorliegenden Reaktion handelt es sich um eine

Radikalkettenreaktion. Im ersten Schritt kommt es durch Lichteinwirkung

zu einer homolytischen Bindungsspaltung der Kohlenstoff-Iod-Bindung im

Tetraiodethenmolekül.

Kettenstart – Bildung von Radikalen:

I

I I

I

h ν

I

I

I

+ I

50

Das beim Kettenstart entstandene Iodradikal kann im nun folgenden Schritt

ein Tetraiodethenmolekül angreifen.

Kettenreaktion:

I

I I

I

+ I

I

I

I

+ I2

Bei diesem Schritt kommt es erneut zu einer homolytischen

Bindungsspaltung der Kohlenstoff-Iod-Bindung im Tetraiodethenmolekül.

Bei der Rekombination von zwei Iodradikalen kommt es zur Bildung von

elementarem Iod. Dieses verursacht die violette Farbe der Lösung in der

Küvette ohne β-Carotin.

In der Küvette mit β-Carotin entsteht in einem ersten Schritt ebenfalls ein

Iodradikal. Das besondere ist nun, dass β-Carotin in der Lage ist, das

Iodradikal durch radikalische Addition anzulagern. Dabei greift das

Iodradikal die Doppelbindung in der Mitte des β-Carotins an. Diese weist

die geringste Elektronendichte auf. Alle anderen Doppelbindungen weisen

eine höhere Elektronendichte bedingt durch +I-Effekte benachbarter

Methylgruppen auf.

51

R

R

+ I

R

R

H

I

R

R

H

I

Ausschnitt β-Carotin

mit R:

Das entstehende Radikal lagert ein weiteres Iodradikal an. Diese Reaktion

ist gleichzeitig eine Möglichkeit, durch Rekombination von Radikalen einen

Kettenabbruch herbeizuführen.

52

Kettenabbruch, z.B.:

R

R

H

I + I

R

R

H

II

H

Ausschnitt β-Carotin

Als Endprodukte lassen sich folgende Iodderivate des β-Carotin

formulieren:

H

I

I

H

I

H

H

I

Deren Bildung ist der Grund dafür, dass sich die Lösung zunächst nicht

verfärbt.

Bedingt durch die Tatsache, dass Tetraiodethen im Überschuß vorliegt und

die neu geknüpften Kohlenstoff-Iod-Bindungen im β-Carotin photolytisch

spaltbar sind, färbt sich die Lösung in der Küvette mit β-Carotin nach etwa

8 Minuten ebenfalls tief violett.

Entsorgung:

Alle Lösungen werden im Behälter für organische Lösungsmittel entsorgt.

53

Versuch 13: Desaktivierung von Singulett-Sauerstoff durch β-Carotin,

auch als „Quenchen“ bezeichnet [6][21]

Chemikalien:



Mangandioxid Xn 20/22 25

Salzsäure, konz. C 34-37 26-45

Wasserstoffperoxid-

Lösung, w = 0,3

C 34 3-26-36/37/39-

45

Natronlauge,

2 mol/L

C 35 26-36/37/39-45

gesättigte


- - -

Geräte:

Becherglas, Pasteurpipetten, Reagenzglas mit durchbohrtem Gummistopfen,

Gärröhrchen

Durchführung:

Vorbereitung:

Vor der eigentlichen Versuchsdurchführung muss zunächst eine alkalische

Wasserstoffperoxid-Lösung angesetzt werden. Hierzu mischt man 2 molare

Natronlauge mit 30 %iger Wasserstoffperoxid-Lösung im Verhältnis 5:1.

1. Schritt: Erzeugung von Singulett-Sauerstoff

Hierzu befüllt man ein Reagenzglas 1 cm hoch mit Mangandioxid. Dieses

wird im Abzug mit konzentrierter Salzsäure überschichtet. Das Reagenzglas

wird mit einem durchbohrten Gummistopfen, in dem ein Gärröhrchen

steckt, verschlossen. Das Gärröhrchen wird mit der zuvor angesetzten

alkalischen Wasserstoffperoxid-Lösung befüllt.

54

2. Schritt: Desaktivierung von Singulett-Sauerstoff.

Die sich im Gärröhrchen befindliche alkalische Wasserstoffperoxid-Lösung

wird mit einem Tropfen β-Carotin-Lösung versetzt.

Beobachtung:

Zu 1.: Gasblasen, die durch die alkalische Wasserstoffperoxid-Lösung

strömen, sind von einem hellroten Leuchten umgeben.

Zu 2.: Es ist kein Leuchten mehr zu beobachten.

Auswertung:

Begriffsklärung Singulett-Sauerstoff:

Dem MO-Schema für das Disauerstoff-Molekül im Grundzustand kann man

entnehmen, dass die beiden am schwächsten gebundenen Elektronen je ein

antibindendes π*-Orbital besetzen.[6]

2s 2s

σ

σ

σ

σ2s

*2s

2px

*2px

2px2py 2pz 2pz2px 2py

π π

π π

2py 2pz

*2py*2pz

O-Atom O2-Molekül O-Atom

Energie

Abb. 26: Schematisches Energieniveaudiagramm für Disauerstoff im Grundzustand

55

Diese beiden Elektronen weisen parallele Spins auf. Dieser Triplett-Zustand

wird mit 3Σg- bezeichnet und ist der tiefste elektronische Zustand des

molekularen Sauerstoffs. Durch Energiezufuhr kann der Triplett-Sauerstoff

angeregt werden. Es ergeben sich zwei energiereichere Zustände, die jedoch

nicht den gleichen Betrag an Energie aufweisen. Im energiereicheren der

beiden Zustände (1 Σ +g) verbleibt jedes Elektron in seinem Orbital, jedoch

weisen die Elektronen antiparallelen Spin auf. Die Lebensdauer dieses

Singulett-Sauerstoffs beträgt 10-9 Sekunden. Unter Energieabgabe von 63,1

kJ/mol geht der Singulett-Sauerstoff 1 Σ +g zum Singulett-Sauerstoff 1 ∆

∆

g

(Lebensdauer 10-4 Sekunden) über. Nun besetzen beide Elektronen ein

Orbital (antiparalleler Spin), das zweite Orbital ist elektronenleer. Unter

weiterer Energieabgabe ( 94,5 kJ/mol) geht der Singulett-Sauerstoff 1g

zum Triplett-Sauerstoff (3 Σ -g) über. [6]

π π*2py

*2pzLebensdauer

10-9 s

10-4 s

8

1O2 (1 g+)Σ

1O2 (1 g)

Σ3O2 (3 g-)

∆

Abb. 27: Elektronenanordnungen im Grundzustand und den beiden angeregten Zuständen

eines Disauerstoff-Moleküls

Darstellung Singulett-Sauerstoff [6]

Versetzt man Mangandioxid mit konzentrierter Salzsäure, so entstehen

Chlorgas, Wasser und Manganchlorid.

MnO2(s) + 4 H3O+(aq) + 4 Cl-

(aq) Mn2+(aq) + 2 Cl-

(aq) + Cl2(g) + 6 H2O(l)

Strömt dieses Chlorgas durch eine alkalische Wasserstoffperoxid-Lösung,

so entstehen zuerst Hypochlorit-Ionen. Diese reagieren im weiteren Verlauf

56

mit Hydroperoxid zu Chlorperoxid-Ionen. Die Chlorperoxid-Ionen

wiederum zerfallen in Chlorid-Ionen und Singulett-Sauerstoff.

Cl2(g) Cl2(aq)

Cl2(aq) + 2 Na+(aq) + 2 OH-

(aq) ClO-

(aq) + Cl-(aq) + 2 Na+

(aq) + H2O

H2O2(aq) + OH-(aq) HO2

-(aq) + H2O

HO2-(aq) + ClO-

(aq) ClOO-(aq) + OH-

(aq)

ClOO-(aq) Cl-

(aq) + 1O2(aq)

Der Zerfall der Chlorperoxid-Ionen lässt sich mit folgenden Lewis-Formeln

darstellen:

O O Cl O O Cl+

Man erkennt, dass im Sauerstoffmolekül keine ungepaarten Elektronen

vorliegen.

Da Singulett-Sauerstoff 1O2 (↑↓ ) (1 Σ +g) instabil ist, zerfällt dieser zuerst in

Singulett-Sauerstoff 1O2 (↑↓ ) (1 ∆ g) und schließlich in Triplett-Sauerstoff 3O2 ( ) (↑↑ 3 Σ -

g).

1O2 (1Σg

+) 1O2 (1∆g) 1O2 1O2 (1∆g) 3O2 3O2 (3Σg

-)

Der Zerfall von Singulett-Sauerstoff 1O2 verläuft unter Aussendung von

Licht. Während des ersten Schrittes ist dieses Licht nicht sichtbar, da es im

infraroten Bereich liegt ( λ ≈ 1900 nm). Während des zweiten Schrittes ist

dieses Licht sichtbar (gelb-orange 633 nm und hellrot 703 nm).

Die Aussendung von Licht lässt sich wie folgt erklären:

Zwei angeregte Sauerstoffmoleküle vom Typ 1 ∆ g-O2 stoßen zusammen und

gehen unter Austausch von je einem Elektron in den Grundzustand 3 Σ -g

57

über. Der Elektronenaustausch erfolg so, dass jedes Sauerstoffmolekül

wieder zwei Elektronen mit parallelem Spin besitzt.[19]

1O2 (↑↓ ) + 1O2 ( ) ↑↓ 3O2 ( ) + ↑↑ 3O2 (↓↓ )

Desaktivierung von Singulett-Sauerstoff durch Carotinoide

Carotinoide können Singulett-Sauerstoff nach dem „Dexter-Mechanismus“

desaktivieren. Die Energieübertragung erfolgt über einen doppelten

Elektronenaustausch. Der Elektronendonator (Singulett-Sauerstoff)

überträgt das energetisch angeregte Elektron auf den Elektronenakzeptor

(Carotinoid). Der Elektronenakzeptor wiederum gibt ein nicht angeregtes

Elektron an den Elektronendonator zurück. Beide Schritte erfolgen mehr

oder weniger konzertiert. Notwendigerweise müssen sich bei diesem

Mechanismus die Orbitale von Elektronendonator und Elektronenakzeptor

überlappen. Der Mechanismus wirkt nur im Nahbereich von Molekülen bis

etwa 10 Å. Während der Reaktion gehen sowohl der Sauerstoff als auch das

Carotinoid vom Singulett- in den Triplettzustand über. [10]

1O2 + 1Car 3O2 + 3Car

Dieser Schritt wird auch als „Quenchen“ bezeichnet, d.h. Carotinoide

übernehmen die Energie des Singulett-Sauerstoffs ohne dabei selbst zerstört

zu werden.[21]

In einem letzten Schritt geht das Carotinoid durch ein Intersystem Crossing

in den Singulettzustand zurück. [7]

3Car 1Car

Entstehung und Desaktivierung von Singulett-Sauerstoff in grünen Blättern

Innerhalb der Lebenszeit der angeregten Chlorophyll-Moleküle ist es

möglich, dass vor der photosynthetischen Ladungstrennung ein gewisser

Teil der Anregungszustände durch Intersystem Crossing in Triplettzustände

58

übergeht. Diese liegen energetisch höher als der Triplettzustand des

Sauerstoffs und können deshalb durch Energieübertragung den Sauerstoff

(3O2) in den elektronisch angeregten Singlett-Sauerstoff (1O2) überführen.

Dieser Singulett-Sauerstoff geht mit fast allen organischen Molekülen

Oxidationsreaktionen ein. Dies führt somit zur oxidativen Zerstörung von

Proteinen, Pigmenten insbesondere auch von Chlorophyll. Aus diesem

Grund ist es wichtig, Singulett-Sauerstoff schnellstmöglich unschädlich zu

machen. Dies ist die Aufgabe der Carotinoide im Blattgrün. Ohne

Carotinoide würden alle grünen Pflanzenteile durch Photooxidation

zerstört. [7]

Entsorgung:

Nachdem alle Lösungen mit Natriumthiosulfat-Lösung versetzt wurden,

können diese neutral im Behälter für Schwermetallabfall entsorgt werden.

59

2.5. Chromatographie

2.5.1. Erläuterung der unterschiedlichen Methoden

Der Begriff „Chromatographie“ leitet sich aus dem Griechischem ab und

bedeutet so viel wie „Farbenschreiben“. Die Entwicklung der

Chromatographie geht auf den russischen Botaniker und Biochemiker

Mikail Tswett zurück, der 1906 die Lösung eines grünen Blattextraktes

durch eine mit Calciumcarbonat gefüllte Säule leitete. Dabei fand eine

Auftrennung des Extraktes statt. Er nannte das Präparat „Chromatogramm“

und die Methode „Chromatographie“. [16]

In der heutigen Zeit versteht man unter Chromatographie physikalische

Methoden, bei denen eine Auftrennung eines Stoffes durch Verteilung

zwischen einer ruhenden und einer beweglichen Phase erfolgt. Die ruhende

Phase wird auch als „stationäre Phase“ bezeichnet, die bewegliche Phase als

„mobile Phase“. Während des Verfahrens strömt die mobile Phase an der

stationären vorbei. Beide Phasen dürfen nicht miteinander mischbar sein.

Aus den unterschiedlichen physikalisch-chemischen Vorgängen, welche bei

einer Chromatographie ablaufen, ergibt sich eine Grobeinteilung in zwei

Hauptgruppen.[16]

Bei der Verteilungschromatographie verteilen sich die zu trennenden Stoffe

auf einem polaren Flüssigkeitsfilm eines Festkörpers als stationärer Phase

und einer Flüssigkeit oder einem Gas als mobiler Phase.[16]

Verteilen sich die zu trennenden Stoffe auf einen Festkörper mit

physikalischen Oberflächenkräften (stationäre Phase) und eine Flüssigkeit

oder ein Gas (mobile Phase), so spricht man von

Adsorptionschromatographie. [16]

Eine wesentlich exaktere Einteilung der verschiedenen

Chromatographieverfahren erzielt man, wenn man diese nach der

jeweiligen, angewandten Ausführungstechnik untergliedert. Folgende Arten

der Chromatographie sind heute gebräuchlich: Papierchromatographie (PC),

Dünnschichtchromatographie (DC), Säulenchromatographie (SC),

Gaschromatographie (GC). [6]

60

Papierchromatographie

Die einfachste Art der Chromatographie ist die Papierchromatographie. Als

stationäre Phase dient hier spezielles Chromatographiepapier. Ist dieses

nicht verfügbar, so kann man - insbesondere in der Schule - auch auf

Filterpapier zurückgreifen. Das zu trennende Stoffgemisch löst sich im

polaren Wasserfilm („Cellulose-Wasser-Komplex“) des Papiers. Als mobile

Phase dient ein Fließmittel, meist ein organisches Lösungsmittel oder

Lösungsmittelgemisch. Somit kann man die Papierchromatographie als

Verteilungschromatographie auffassen. Hier ist es besonders wichtig, dass

die mobile Phase nur schwer bzw. nicht mit Wasser mischbar ist.[6]

Zur Durchführung einer Papierchromatographie wird das Gemisch auf die

stationäre Phase aufgetragen. Die darüber strömende mobile Phase löst das

Gemisch – oder auch nur Teile davon – aus der stationären Phase heraus

und transportiert es vom Ort der Auftragung (Start) weg. Dabei gilt, je

besser sich ein Stoff in der mobilen Phase löst, desto weiter wird er von ihr

fortbewegt. Umgekehrt gilt, je schlechter sich ein Stoff in der mobilen Phase

löst, desto näher verbleibt er am Start.

Aus dem Quotienten aus der Entfernung des Stoffes vom Start und der

Entfernung der Fließmittelfront vom Start ergibt sich der Retentionsfaktor

oder auch Rf-Wert genannt.[6]

Entfernung des Stoffes vom Start

Entfernung der Fließmittelfront vom StartRf =

Dünnschichtchromatographie

Eine weit verbreitetes Verfahren der Chromatographie ist die

Dünnschichtchromatographie. Als stationäre Phase dient eine maximal

1 mm dünne Trennschicht, die auf eine Trägerplatte aufgebracht wird.

Mögliche Materialien der Trägerplatte sind Glas, Kunststoff oder

Aluminium. Das Trennschichtmaterial entscheidet über die physikalisch-

chemischen Vorgänge, die eine Trennung bewirken:

61

Trennschichtmaterialien physikalisch-chemische Vorgänge

Aluminiumoxid (Al2O3) Adsorption

Kieselgel (SiO2) Adsorption, daneben auch

Verteilung, Ionenaustausch und

Siebwirkung möglich

Cellulose meist Verteilung, aber auch

Adsorption möglich.

Polyamide strukturbedingte Siebwirkung

Zur Durchführung einer Dünnschichtchromatographie wird das zu

trennende Substanzgemisch meist in Form eines Punktes auf der DC-Karte

aufgetragen. Diese wird nun senkrecht in eine mit Fließmittel befüllte DC-

Kammer getaucht. Durch kapillare Vorgänge steigt das Fließmittel nach

oben und führt die Gemischbestandteile unterschiedlich weit mit.[6]

Säulenchromatographie

Bei der Säulenchromatographie gibt es zwei Arten, die zur Anwendung

kommen: die klassische Säulenchromatographie und die Hochdruck-

Flüssigkeitschromatographie (HPLC, high pressure liquid chromatography).

Bei der klassischen Säulenchromatographie wird eine Glassäule mit einem

Durchmesser von mindestens 1 cm mit der stationären Phase gefüllt.

Meistens verwendet man Aluminiumoxid oder Kieselgel mit einem

Teilchendurchmesser von 100 bis 200 µm. Anschließend gibt man von oben

die zu trennende, gelöste Substanz in die Säule. Nun lässt man so lange die

flüssige mobile Phase durch die Säule fließen, bis die einzelnen Substanzen

des Gemisches die Säule getrennt verlassen haben (Elution). Die Trennung

wird hierbei durch die unterschiedlichen Wechselwirkungen der Substanzen

mit mobiler und stationärer Phase erzielt. Die Verweildauer der einzelnen

Phasen in der Säule wird als Retentionszeit bezeichnet. [6]

Das Prinzip der Hochdruck-Flüssigkeitschromatographie ist analog.

Allerdings besteht hier das Chromatographierohr meist aus Edelstahl mit

einem Durchmesser von 2-6 mm. Der Teilchendurchmesser der stationären

Phase (Aluminiumoxid oder Kieselgel) ist mit maximal 50 µm entsprechend

62

kleiner. Um eine höhere Durchflussgeschwindigkeit der mobilen Phase zu

erzielen, wird diese mit hohem Druck durch die Säule gepresst. [6]

Gaschromatographie

Ebenso wie bei der Säulenchromatographie befindet sich die stationäre

Phase in einer Säule. Hier wird zwischen gepackten Säulen und

Kapillarsäulen unterschieden. Gepackte Säulen haben einen Durchmesser

von 2-6 mm und eine Länge von einem halben bis etwa 20 Metern. Als

Adsorbens werden auch hier Aluminiumoxid oder Kieselgel eingesetzt.

Kapillarsäulen haben einen Durchmesser von 0,2-0,6 mm und eine Länge

von bis zu 3000 m. Als Adsorptionsmittel dient in diesem Fall eine flüssige

stationäre Phase auf der Innenseite der Kapillaren (Dünnfilmkapillare).

Wird die Kapillare mit dem Adsorbens gefüllt, so handelt es sich um eine

Dünnschichtkapillare. In allen Fällen ist die mobile Phase ein Gas

(Wasserstoff, Helium, Argon, usw.). [16]

Zur Trennung wird das Substanzgemisch in einen vorgeheizten Block

eingespritzt. Dies gewährleistet eine unmittelbare Verdampfung des

Gemisches. Zu beachten ist hierbei, dass sich die Bestandteile des

Gemisches beim Verdampfen nicht zersetzen. Das gasförmige Gemisch

wird nun mit dem Trägergas durch die Säule gedrückt. Wie schon bei der

Säulenchromatographie wird auch hier die Trennung durch unterschiedliche

Wechselwirkungen der Substanzen mit der mobilen bzw. stationären Phase

erzielt. Am Ende der Säule befindet sich bei der Gaschromatographie ein

Detektor. Dieser Detektor misst Zeit und Volumen, die charakteristischen

Kenngrößen bei der Gaschromatographie. [16]

63

2.5.2. Prakische Umsetzung

Versuch 14: Nachstellung des Versuches nach Tswett

(Säulenchromatographie von Blattextrakt)

Chemikalien:


Blattextrakt in

Aceton

F, Xi 11-36-66-67 9-16-26

Aceton F, Xi 11-36-66-67 9-16-26


Glaswolle - - -

Geräte:

Erlenmeyerkolben, Chromatographierohr, Schlauchstück, Quetschhahn,

Glasstab, Stativmaterial

Durchführung:

In ein Chromatographierohr (Durchmesser 10 – 15 mm) bringt man einen

Bausch Glaswolle und verschließt den Auslauf mit Schlauchstück und

Quetschhahn. Anschließend befüllt man das Rohr zu einem Drittel mit

Aceton. In dieses gibt man unter Rühren mit einem Glasstab so viel

Calciumcarbonat, bis eine breiige Masse entsteht. Die Konsistenz lässt sich

mit dem Glasstab prüfen. Im Wechsel werden so lange Aceton und

Calciumcarbonat in das Chromatographierohr gegeben, bis das Rohr zu

etwa 80% gefüllt ist. Das Calciumcarbonat-Aceton-Gemisch wird mit

Glaswolle abgedeckt, um eventuelle Aufwirbelungen beim Aufbringen von

Lösungen zu vermeiden.

Dann gibt man etwa 10 mL des Blattextraktes in die Säule und öffnet den

Quetschhahn. Die Tropfgeschwindigkeit sollte etwa 1 Tropfen pro

2 Sekunden betragen. Immer wenn der Füllstand der Flüssigkeit im

Chromatographierohr unmittelbar über der Calciumcarbonatfüllung ist, wird

weiteres Aceton nachgefüllt.

Die Dauer des Versuches beträgt etwa zwei Stunden.

64

Beobachtung:

Im oberen Bereich des Calciumcarbonat-Aceton-Gemisches sind zwei

dünne gelb-braune Banden zu erkennen. An diese schließt sich eine grüne

Bande an, die sich fast bis nach unten erstreckt.

Abb. 28: Ausschnitt aus dem Chromatographierohr

Auswertung:

Bei den beiden gelb-braunen Banden handelt es sich um zwei

unterschiedliche Xanthophylle. Diese polaren Carotinoide werden von

relativ unpolaren Fließmittel Aceton nicht sehr weit mitgeführt. Das im

Vergleich zu den Xantophyllen unpolarere Chlorophyll wird wesentlich

weiter mitgeführt.

Die Chromatographie nach Tswett stellt eine sehr einfache Form der

Chromatographie dar. Es kann gezeigt werden, dass in einem Blattextrakt

außer dem grünen Farbstoff zwei weitere Farbstoffe enthalten sind.

Entsorgung:

Die organischen Lösungen können neutral im Behälter für organische

Lösungsmittel entsorgt werden. Das Füllmaterial des

Chromatographierohres wird getrocknet und in der Feststofftonne entsorgt.

65

Versuch 15: Chromatographie mit Tafelkreide

Mit sehr viel weniger Aufwand kann der Versuch nach Tswett mit

Tafelkreide durchgeführt werden. Die mobile und die stationäre Phase sind

identisch mit denen des vorangegangenen Versuches. Tafelkreide hat bereits

die Form einer Säule. Ein Glasrohr wird nicht benötigt.

Chemikalien:


Blattextrakt in

Aceton

F, Xi 11-36-66-67 9-16-26

Tafelkreide - - -

Geräte:

Weithalserlenmeyerkolben 250 mL

Durchführung:

Ein komplettes Stück Tafelkreide wird im Trockenschrank 15 Minuten bei 110 °C getrockenet. Anschließend wird ein Weithalserlenmeyerkolben etwa 3 mm hoch mit der

Blattextrakt-Lösung befüllt und die Tafelkreide senkrecht freistehend in den

Erlenmeyerkolben gestellt. Nach ca. 5 Minuten kann die Tafelkreide aus

dem Erlenmeyerkolben entnommen werden.

Beobachtung:

Im unteren Bereich der Kreide ist eine dunkelbraune Bande zu erkennen.

Darüber befindet sich eine weitgestreckte und unscharfe hellgrüne Bande.

Daran schließt sich eine scharfe dunkelgrüne Bande an. Über dieser Bande

befindet sich eine dicke gelbe Bande.

Abb. 29: Tafelkreide nach erfolgter Chromatographie

66

Auswertung:

Mit diesem Versuch lässt sich zeigen, dass in einem Blattextrakt mindestens

vier Farbstoffe enthalten ist. Wie auch im vorigen Versuch sind die

Xanthophylle nicht sehr weit vom Fließmittel mitgenommen worden

(braune Bande). Allerdings ist hier nur ein Xanthophyllgemisch zu erkennen

und nicht zwei aufgetrennte Xanthophylle wie im vorangegangenen

Versuch. Es gelingt sogar, zwei verschiedene grüne Blattfarbstoffe

aufzutrennen: Chlorophyll a (dunkelgrün) und b (hellgrün).

Die Chlorophylle a und b sind durch den Phytol-Rest weit weniger polar als

die Xanthophylle. Sie werden deshalb weiter vom Fließmittel transportiert.

Die beiden Chlorophylle unterscheiden sich nur im Rest am C7-Atom

(Chlorophyll a: Methylgruppe, Chlorophyll b: Aldehydgruppe).

Chlorophyll a mit der im Vergleich zu Chlorophyll b unpolareren

Methylgruppe wird noch etwas weiter vom Fließmittel mitgenommen. Bei

der abschließenden dicken gelben Bande handelt es sich um β-Carotin,

welches bei der vorangegangenen Chromatographie nicht zu erkennen war.

Da dieses vollkommen unpolar ist, steigt es am weitesten mit nach oben.

Entsorgung:

Die Tafelkreide kann in der Feststofftonne entsorgt werden.

67

Bei den beiden durchgeführten Methoden konnte gezeigt werden, dass in

grünem Blattextrakt mehrere Farbstoffe enthalten sind. Allerdings ist der

Trenneffekt nicht sehr gut. Eine wesentlich bessere Trennwirkung wird

durch die Dünnschichtchromatographie erzielt.

Versuch 16: Herstellung von DC-Karten [24]

Chemikalien:


Kieselgel - - -

Calciumhydroxid Xi 41 22-24-26-39

Ascorbinsäure

5 • 10-3 mol/L

- - -

Calciumchlorid Xi 36 22-24

Geräte:

Becherglas, Glasplatte 20 x 20 cm, Objektträger, Exsikkator, KPG-Rührer

komplett, Stativmaterial, Glasstab, Auftragegerät für Kieselgel (Degessa,

Heidelberg)

Durchführung:

In einem Becherglas werden 20 g Kieselgel, 12 mg Calciumhydroxid und

44 mL 5 • 10-3 molare Ascorbinsäurelösung eine Stunde lang gerührt. Die

breiige Masse wird anschließend mit einem Streichgerät auf die Glasplatte

aufgebracht. Zusätzlich werden mehrere Objektträger beschichtet. Dies

geschieht durch „Ausrollen“ mit einem Glasstab. Die hergestellten Platten

werden nun eine Stunde im Trockenschrank bei 100 °C getrocknet. Nach

3-5 Tagen Lagerung in einem Exsikkator können die Platten verwendet

werden.

68

Versuch 17: Dünnschichtchromatographie von Blattextrakt [5]

Vorbemerkung:

Die Versuchsergebnisse der Dünnschichtchromatographien mit selbst

hergestellten DC-Karten waren unzureichend. Es erfolgte nur eine äußert

undeutliche Auftrennung. Deshalb werde ich bei den folgenden Versuchen

auf DC-Karten aus industrieller Herstellung zurückgreifen.

Chemikalien:


Blattextrakt in

Aceton

F, Xi 11-36-66-67 9-16-26

Petrolether

(40-60 °C)

F, Xn, N 11-38-48/20-

51/53-62-65-67

9-16-33-36/37-

60-62

Isopropanol F 11 7-16

Geräte:

DC-Kammer, DC-Mikrokarte (5 x 10 cm, Kieselgel auf Aluminiumfolie),

Fön, Glaskapillaren, Messpipette 10 mL, Pipettierthilfe

Durchführung:

Zu Beginn wird die DC-Kammer in einem Abzug mit dem Fließmittel

befüllt und verschlossen. Das Fließmittel besteht aus 10 mL Petrolether,

1 mL Isopropanol und einem Tropfen entionisiertem Wasser.

Der Blattextrakt wird als dünner Strich 1 cm vom unteren Rand und 1 cm

von den seitlichen Rändern der DC-Karte mit einer Glaskapillare

aufgetragen. Anschließend wird die DC-Karte trocken gefönt und erneut

Blattextrakt aufgetragen. Dieser Vorgang wird 8-10 mal wiederholt.

Anschließend wird die Karte in die DC-Kammer gestellt. Wenn sich die

Fließmittelfront etwa 1 cm unterhalb des oberen Randes der DC-Karte

befindet, wird die Chromatographie beendet und die Fließmittelfront

markiert.

69

Beobachtung:

Nach etwa 15 Minuten ist dieses Ziel erreicht. Im unteren Bereich der DC-

Karte ist eine breite gelb-braune Bande zu erkennen. Darauf folgen zwei

dünne, grüne Banden. Unterhalb der Fließmittelfront ist eine scharfe, gelbe

Bande zu erkennen.

Auswertung:

Wie schon im Versuch mit Tafelkreide werden die Xanthophylle nicht sehr

weit vom Fließmittel mitgeführt und auch nicht aufgetrennt. Man erkennt

aber eine deutliche Auftrennung von Chlorophyll b und darüber

Chlorophyll a. Deutlich weiter oben folgt die Bande des β-Carotins.

Messwerte:

Entfernung Start und Fließmittelfront: 8 cm

Stoff Entfernung

Stoff und Start

Rf-Wert

β-Carotin 6,5 cm 0,81

Chlorophyll a 3,4 cm 0,43

Chlorophyll b 3,1 cm 0,39

Xanthophylle 1,7 cm 0,21

Entsorgung:

Das Fließmittel wird im Behälter für organische Lösungsmittel entsorgt. Die

DC-Karte wird in der Feststofftonne entsorgt.

70

Versuch 18: Präparative Dünnschichtchromatographie mit photometrischer

Untersuchung [5]

Will man die einzelnen Banden einer Dünnschichtchromatographie näher

untersuchen, so bietet sich die Durchführung einer präparativen

Dünnschichtchromatographie an.

Chemikalien:


Blattextrakt in

Methanol

T, F 23/24/25-

39/23/24/25

7-16-36/37-45

Petrolether

(40-60 °C)

F, Xn, N 11-38-48/20-

51/53-62-65-67

9-16-33-36/37-

60-62


Aceton F, Xi 11-36-66-67 9-16-26

Dünnschichtchromatographie:

Geräte:

DC-Kammer, DC-Karte (20 x 20 cm, Kieselgel auf Aluminiumfolie), Fön,

Glaskapillaren, Messpipette 10 mL, Pipettierthilfe

Vorbemerkung:

Die Dünnschichtchromatographie von Blattfarbstoffen habe ich mehrmals

durchgeführt. Dabei habe ich festgestellt, dass die Auftrennung in die

Inhaltsstoffe wesentlich besser gelingt, wenn man das Blattgrün mit

Methanol extrahiert hat. Offensichtlich werden die einzelnen Blattfarbstoffe

besser herausgelöst. Die größeren Anteile der einzelnen Stoffe im Extrakt

spiegeln sich dann auch in einem verbesserten Chromatographieergebnis

wieder.

71

Durchführung:


befüllt und verschlossen. Das Fließmittel setzt sich aus 20 mL Petrolether,

2 mL Isopropanol und zwei Tropfen entionisiertem Wasser zusammen.

Das Auftragen des Blattextraktes erfolgt wie bereits beim Versuch

„Dünnschichtchromatographie“ beschrieben.

Beobachtung:

Nach etwa 50 Minuten ist eine ausreichende Auftrennung der einzelnen

Stoffe erreicht. Man erkennt insgesamt acht Banden. Im unteren Bereich der

Karte werden drei gelb-braune Banden sichtbar. Daran schließen sich vier

grüne Banden an. In Nähe der Fließmittelfront befindet sich eine gelbe

Bande.

Abb. 30: Ergebnis der Dünnschichtchromatographie eines Blattextraktes in Methanol

72

Auswertung:

Messwerte:

Entfernung Start und Fließmittelfront: 15 cm

Stoff Entfernung Stoff

und Start

Rf-Wert

β-Carotin 11 cm 0,74

Chlorophyll a’ 7 cm 0,47

Chlorophyll a 6,5 cm 0,44

Chlorophyll b’ 6 cm 0,40

Chlorophyll b 5 cm 0,34

Lutein 4 cm 0,29

Violaxanthin 2,5 cm 0,17

Neoxanthin 1,5 cm 0,10

Auch bei dieser Chromatographie werden die Xanthophylle vom relativ

unpolaren Fließmittel nicht sehr weit mitgeführt. Jedoch können hier drei

Xanthophylle unterschieden werden. Das polarste hier vorkommende

Xanthophyll ist das Neoxanthin mit einer Oxiran- und drei

Hydroxyfunktionen. Etwas weniger polar ist das Violaxanthin. Dieses

zeichnet sich durch zwei Oxiran- und zwei Hydroxyfunktionen aus. Über

Violaxanthin befindet sich die Bande des Luteins. Lutein ist mit nur zwei

Hydroxyfunktionen deutlich unpolarer als die beiden anderen Xanthophylle.

Bei den nächsten beiden Banden handelt es sich um die Stereoisomere

Chlorophyll b und Chlorophyll b’: [7]

73

N N

O

N N

OHC

CH

H H

C CO

O OO

O O

O O

D D

E E

CC

1

Abb. 31 und 32: Ausschnitte aus der Molekülstruktur von Chlorophyll b (links) und

Chlorophyll b’ (rechts) unter Berücksichtigung der Stereoisomerie am isozyklischen

Fünferring „E“

Wie obige Abbildung zeigt, kommt es beim Chlorophyll b’ zu einer

räumlichen Konzentration polarer Estergruppen. Insgesamt gesehen ist

Chlorophyll b’ unpolarer als Chlorophyll b und wird deshalb etwas weiter

vom Fließmittel mitgetragen. Bedingt durch die gegenseitige Abstoßung der

beiden Carbonylsauerstoffe handelt es sich bei Chlorophyll b’ um das

energetisch ungünstigere Isomer.

An diese beiden grünen Banden schließen sich erneut zwei grüne Banden

an. Es handelt sich um Chlorophyll a und Chlorophyll a’, ebenfalls zwei

Stereoisomere. Nur haben diese statt einer Aldehydgruppe eine

Methylgruppe am C7-Atom und sind somit unpolarer als die Chlorophylle

vom Typ b.

N N

H3C

HC

CH2

CH3

H2C

7

A B

N N

H3C

HC

CH2

C

H2C

7

A B

OH

CH3CH3

Abb. 33 und 34: Ausschnitte aus der Molekülstruktur von Chlorophyll a (links) und

Chlorophyll b (rechts)

74

Das vollkommen unpolare β-Carotin wird am weitesten durch das

Fließmittel nach oben geführt.

Aufnahme der Absorptionsspektren[5]:

Geräte:

Spatel, Zentrifugengläser, Photometer (Shimadzu MPS 2000), Küvetten

Durchführung:

Zur Aufnahme der Absorptionsspektren werden die Banden einzeln mit

einem Spatel abgekratzt und in jeweils ein Zentrifugenglas überführt. Das

Kieselgel wird nun mit 3 mL Aceton überschichtet und die Farbstoffe

eluiert. Anschließend wird zentrifugiert, der Überstand kann für die

Spektroskopie verwendet werden.

Alle Absorptionsspektren werden im Bereich von 760-360 nm

aufgenommen. Zusätzlich zu den isolierten Banden wird auch ein Spektrum

des Blattextraktes aufgenommen.

75

Spektren der Xanthophylle:

Abb. 35: Spektrum von Neoxanthin in Aceton von 760-360 nm

76

Abb. 36: Spektrum von Violaxanthin in Aceton von 760-360 nm

77

Abb. 37: Spektrum von Lutein in Aceton von 760-360 nm

Gut zu erkennen sind bei den Xanthophyllen die drei lokalen Maxima, die

alle zwischen 480 und 430 nm liegen. Lediglich bei Violaxanthin sind nur

zwei Banden in diesem Bereich zu erkennen. Allerdings existiert noch ein

lokales Maximum bei 644 nm, möglicherweise ein Phaeophytin. Betrachtet

man die Beträge der Extinktion im Bereich der lokalen Maxima, so fällt auf,

78

dass die Konzentrationen der Xanthophylle in der Reihenfolge Neoxanthin,

Violaxanhin, Lutein zunehmen.

Spektren der Chlorophylle:

Abb. 38: Spektrum von Chlorophyll b in Aceton von 760-360 nm

79

Abb. 39: Spektrum von Chlorophyll b’ in Aceton von 760-360 nm

80

Abb. 40: Spektrum von Chlorophyll a in Aceton von 760-360 nm

81

Abb. 41: Spektrum von Chlorophyll a’ in Aceton von 760-360 nm

Alle Spektren der Chlorophylle weisen die im Kapitel „Lichtreaktion der

Photosynthese“ bereits beschriebenen Charakteristika auf. Zu erkennen sind

die Absorptionen im Bereich von 400 – 480 nm (blau) und 550 – 700 nm

(rot). Eine Absorption im Bereich der „Grünlücke“ ist kaum messbar.

Vergleicht man auch hier die Beträge der Extinktionen, so kann man

erkennen, dass sowohl Chlorophyll b’ als auch Chlorophyll a’ nur in sehr

geringen Konzentrationen im Blattextrakt vorkommen. Die Konzentrationen

82

der Chlorophylle a und b ist um ein Vielfaches höher. Begründen lässt sich

dies dadurch, dass es sich bei diesen Chlorophyllen um die energetisch

günstigeren Isomere (d.h. die mit geringerem Energieinhalt) handelt. Diese

werden in der Natur üblicherweise bevorzugt synthetisiert. Vergleicht man

die maximalen Extinktionen von Chlorophyll a und b miteinander, so

erkennt man, dass Chlorophyll a in höherer Konzentration vorkommt als

Chlorophyll b.

83

Spektrum von β-Carotin

Abb. 42: Spektrum von β-Carotin Aceton von 760-360 nm

Wie die Xanthophylle, so weist auch β-Carotin drei charakteristische lokale

Maxima zwischen 480 und 430 nm. Das lokale Maximum bei etwa 435 nm

ist nur in Form einer „Schulter“ ausgeprägt.

84

Spektrum des gesamten Blattextraktes:

Abb. 43: Spektrum des Blattextraktes Aceton von 760-360 nm

Vergleicht man obiges Spektrum mit dem der isolierten Chlorophylle, so

scheint es auf den ersten Blick identisch. Jedoch ist zu erkennen, dass die

Extinktion im Bereich um 460- 480 nm deutlich geringer abfällt, als bei den

Chlorophyllen. Dies wird durch die Anwesenheit der Carotinoide

85

verursacht. Wie auch in Pflanzen unterstützen sie die Lichtabsorption in

diesem Bereich und helfen die „Grünlücke“ etwas zu schließen.

Entsorgung:

Das Fließmittel sowie die Lösungen der Blattfarbstoffe werden im Behälter

für organische Lösungsmittel entsorgt, die DC-Karte in der Feststofftonne.

86

3. Methodisch-didaktische Umsetzung

3.1. Aufgaben und Ziele des Chemieunterrichtes[12]

Chemieunterricht soll Schüler befähigen, zukünftige Lebenssituationen zu

bewältigen sowie demokratische Entscheidungsprozesse kritisch zu

betrachten. Dazu gehört insbesondere eine zeitgemäße

naturwissenschaftliche Grundausbildung. Nur dadurch wird es möglich,

fortschreitende Technisierung, gesellschaftliche und wirtschaftliche

Situationen und Forderungen zu verstehen und zu beurteilen.

Den Schülern wird im Chemieunterricht das Verständnis im Umgang mit

Stoffen vermittelt. Sie werden befähigt, Vorgänge in der Natur zu verstehen,

ihren Ablauf vorauszusagen und zu beeinflussen.

Ein weiterer Schwerpunkt des Chemieunterrichtes ist die Vermittlung

wissenschaftlicher Arbeitsmethoden. Deshalb haben Experimente im

Chemieunterricht einen hohen Stellenwert. Anregungen zum selbständigen

und forschenden Lernen können durch Schülerexperimente oder

experimentelle Hausaufgaben gegeben werden. Durch selbsttätiges Lernen

wird die immer wieder von der Gesellschaft geforderte Methodenkompetenz

verbessert.

Ein wesentliches Ziel des Chemieunterrichtes muss es auch sein, Schüler zu

befähigen, Erlerntes in Alltagssituationen anzuwenden.

Zusätzlich zu den oben genannten Zielen sollen die Schüler in der Oberstufe

lernen, sachkompetent und verantwortungsbewusst zu entscheiden und zu

handeln.

Schließlich sollen Schüler u.a. auch durch den Chemieunterricht

schrittweise zu Studierfähigkeit und der allgemeinen Hochschulreife

herangeführt werden.

87

3.2. Didaktische Vorüberlegungen zur Unterrichtseinheit

„Pflanzenfarbstoffe“

Bevor man das Thema „Pflanzenfarbstoffe“ im Unterricht behandeln kann,

ist es notwendig, didaktische Vorüberlegungen anzustellen bezüglich des

Lehrplans, der Lerngruppengröße und der Lernvoraussetzungen, welche die

Schüler mitbringen.

Der Hessische Lehrplan Chemie, gymnasialer Bildungsgang G 8, sieht zwei

Zeitpunkte zur Behandlung des Themas „Farbstoffe“ vor und zwar in den

Leistungskursen der Jahrgangstufen 11G.2 und 12G.2. In beiden Fällen

handelt es sich um fakultative Unterrichtseinheiten. Der Lehrplan gibt die

Groblernziele vor. Bei der Durchführung der Unterrichtseinheit Farbstoffe

in der Jahrgangstufe 11G.2 sollen die inhaltlichen Schwerpunkte u.a. sein:

natürliche und synthetische Farbstoffe, Struktur und Lichtabsorption sowie

das Mesomerie-Modell.

In der Jahrgangstufe 12G.2 kann die Unterrichtseinheit Farbstoffe innerhalb

des Wahlbereiches Angewandte Chemie angeboten werden. Allgemein soll

„Angewandte Chemie“ zur Vertiefung und Ergänzung bereits erworbener

Lerninhalte beitragen. Speziell erarbeitet werden sollen in dieser

Unterrichtseinheit u.a.: der Zusammenhang zwischen Licht und Farbe,

Theorien der Farbigkeit, Farbstoffklassen und natürliche Farbstoffe.

Die Lerngruppengröße muss ebenfalls bei der Planung einer

Unterrichtseinheit berücksichtigt werden. Von ihr ist es unter anderem

abhängig, ob Schülerversuche durchgeführt werden können, oder ob alle

Versuche durch den Lehrer vorgeführt werden müssen. Die „Verordnung

über die Aufsicht der Schülerinnen und Schüler vom 20.12.2005“ des

hessischen Kultusministeriums legt folgende Rahmenbedingungen fest:

„In den Sekundarstufen I und II sollen in der Regel nicht mehr als

16 Schülerinnen und Schüler gleichzeitig experimentieren oder nicht mehr

als 8 Arbeitsgruppen gebildet werden. Wie viele Schülerinnen und Schüler

in einer einzelnen Gruppe arbeiten können, hängt ab

• von deren Erfahrungsstand,

• vom Gefährdungsgrad des durchzuführenden Experimentes,

88

• von den eingesetzten Geräten, Werkzeugen und Maschinen,

• von den Gefährlichkeitsmerkmalen der Gefahrstoffe, mit denen

umgegangen wird,

• von der Anlage und Größe des Raumes.

Auch in der Sekundarstufe II kann bei Schülerinnen und Schülern die

erforderliche Umsicht, die Erfahrungen im Experimentieren und die

jeweilige Sachkenntnis nicht ohne weiteres vorausgesetzt werden.“

Neben Lehrplanbezug und Lerngruppengröße sind die Lernvoraussetzungen

der Schüler von elementarer Bedeutung bei der Planung einer

Unterrichtseinheit. Die neu zu vermittelnden Inhalte müssen auf dem

aufbauen, was die Schüler bereits gelernt haben.

Es wird zeitlich nicht möglich sein, das Thema „Farbstoffe“ so umfassend,

wie im Lehrplan vorgesehen, im Unterricht zu behandeln.

Deshalb werden exemplarisch nur die Farbstoffe betrachtet, die in grünen

Blätter und Pflanzenteilen vorhanden sind. Dies reicht völlig aus, um die

geforderten Lernziele zu erreichen. Außerdem liegen diese

Pflanzenfarbstoffe im Erfahrungsbereich der Schüler und könnten deshalb

motivierend wirken.

Wie bereits beschrieben kann das Thema „Pflanzenfarbstoffe“ fakultativ in

den Jahrgangstufen 11G.2 und 12G.2 erarbeitet werden. Zu diesen

Zeitpunkten verfügen die Schüler bereits über fast alle Grundlagen, die zum

Verständnis der in meiner Examensarbeit ausgearbeiteten Versuche

notwendig sind. Bereits in der Jahrgangstufe 7G.1 erlernen Schüler

grundlegende Trennverfahren für Stoffgemische auf Grund

unterschiedlicher Polarität. Es werden auch schon einfache

chromatographische Trennverfahren durchgeführt. Der Großteil der

benötigten Grundlagen wird den Schülern in den Jahrgangstufen 10 und 11

vermittelt. Behandelt werden unter anderem die Mechanismen der

Verseifung, der elektrophilen Addition und der Radikalkettenreaktion.

Völlig neu werden für die Schüler die komplexen Molekülstrukturen der

Farbstoffe sein. Damit eng verbunden ist der Zusammenhang zwischen

Struktur und Farbe.

Da das Thema „Pflanzenfarbstoffe“ einen starken Bezug zur Biologie hat,

sind auch hier Voraussetzungen im Vorfeld zu überprüfen. In der

89

Jahrgangstufe 7G.3 wird in Biologie die Photosynthese erarbeitet. Hier

lernen die Schüler die Bedeutung von Licht für grüne Pflanzen auf

einfachstem Niveau.

3.3. Grobplanung der Unterrichtseinheit

Bei jeder Unterrichtseinheit ist der Einstieg wichtig. Den Schülern muss klar

werden, weshalb gerade dieses Thema für sie wichtig sein könnte.

Außerdem sollte der Einstieg möglichst an den Erfahrungsbereich der

Schüler angelehnt sein.

Ein möglicher Einstieg in die Unterrichtseinheit „Farbstoffe“ kann darin

bestehen, den Schülern verschiedene farbige Pflanzenteile vorzustellen, z.B.

Blätter, Blüten, Früchte. Ausgehend von den unterschiedlichen Farben kann

man dann auf die Fragestellung „Wie entstehen Farben?“ überleiten.

Exemplarisch kann das Problem am Farbstoff β-Carotin angegangen

werden. Seine charakteristische Farbe ist den Schülern von Karotten,

Softdrinks oder auch Schalentieren bekannt. Bei β-Carotin handelt es sich

um einen strukturell relativ einfach aufgebauten Farbstoff (keine

Verzweigungen, keine Heteroatome).

Zur Klärung der Kernfrage müssen zunächst experimentell Eigenschaften

und Strukturmerkmale des β-Carotins erarbeitet werden. Zuerst wird der

Stoff extrahiert. Das Trennverfahren „Extraktion“ ist den Schülern aus der

Jahrgangstufe 7G.1 bekannt. In der Jahrgangstufe 9G.1 haben sie erfahren,

dass es polare und unpolare Lösungsmittel gibt und sich „Gleiches in

Gleichem“ löst. Mit Hilfe der Extraktion lernen die Schüler eine erste

Eigenschaft von β-Carotin kennen: es ist vollkommen unpolar.

Durch polare Eigenschaften eines Moleküls allein lässt sich noch nicht seine

Farbigkeit erklären. Deshalb ist es wichtig, Strukturmerkmale des

β-Carotins aufzuzeigen. Das wichtigste Strukturmerkmal ist das System

konjugierter Doppelbindungen. Die in der Schule gebräuchlichste

Nachweisreaktion für Alkene ist die elektrophile Addition. Der Lehrplan

sieht vor, dass die Schüler diese Reaktion bereits in der Jahrgangstufe 10

zum Nachweis von Doppelbindungen kennen lernen. Im Leistungskurs der

Jahrgangstufe 11G.2 sollen der Reaktionstyp und der Mechanismus der

90

elektrophilen Addition erarbeitet werden, um Eigenschaften von

Kohlenstoff-Wasserstoff-Verbindungen zu deuten. Führt man eine

elektrophile Addition von Halogenen an β-Carotin durch, so können Schüler

erneut auf vorhandenes Wissen zurückgreifen und mit diesem ihre

Beobachtungen deuten. Die Schüler sollen erkennen, dass es sich bei

β-Carotin um einen polaren (langkettigen) und ungesättigten

(Doppelbindungen) Kohlenwasserstoff handelt.

Jetzt kann damit begonnen werden, einen Zusammenhang zwischen Licht,

Farbe und Struktur eines Stoffes herzustellen.

Die Betrachtung der mesomeren Eigenschaften des β-Carotins muss eine

zentrale Rolle spielen. In der Jahrgangstufe 11G.1 wurde der Begriff

Mesomerie bereits erarbeitet. Somit bringen die Schüler Kenntnisse mit

bezüglich konjugierter Doppelbindungen. Sie können bereist mesomere

Grenzstrukturen formulieren und deuten. Es dürfte deshalb den Schülern

nicht schwer fallen, das Mesomerie-Modell auf das β-Carotin zu übertragen.

Hiermit kann nun die Entstehung des Farbeindruckes gedeutet werden, der

entscheidend vom konjugierten π-Elektronensystem abhängig ist. Das

Prinzip lässt sich auch auf andere Pflanzenfarbstoffe übertragen.

Insgesamt lässt sich feststellen, dass mit der Untersuchung von β-Carotin

viele im Lehrplan geforderten Lernziele abgedeckt werden können.

Außerdem können die Schüler auf bereits erlerntes Fachwissen

zurückgreifen. Sie können es anwenden und somit auch gleichzeitig

wiederholen und vertiefen. Zur Vorbereitung auf einzelne

Unterrichtsstunden könnte man die Schüler auffordern, benötigtes

Fachwissen zu Hause aufzuarbeiten. Ständige Wiederholungen und

Vertiefungen von Wissen sind im Hinblick auf das Zentralabitur ein nicht zu

unterschätzender Lerneffekt.

Falls es die Zeit erlaubt, kann man innerhalb der Unterrichtseinheit

„Farbstoffe“ noch den Pflanzenfarbstoff Chlorophyll behandeln.

Zum Einstieg bietet sich die Photosynthese an. Sie ist den Schülern in

einfachster Form aus dem Biologieunterricht der Jahrgangstufe 7G.3

bekannt.

Auch hier ist es zunächst notwendig, diesen Blattfarbstoff aus dem

pflanzlichen Gewebe zu extrahieren, um anschließend Strukturelemente

91

praktisch aufzuzeigen und nachzuweisen. Sicherlich ist es in der Schule

nicht möglich, das Porphyringerüst durch Versuche nachzuweisen. Das

zentrale Magnesium-Ion und der lipophile Phytolrest können einfach und

schnell nachgewiesen werden. Hier können die Schüler erneut den Transfer

von Bekanntem zu (noch) Unbekannten leisten. Der Mechanismus der

alkalischen Esterhydrolyse ist den Schülern aus der Jahrgangstufe 11G.1

bekannt.

Nach Erarbeitung der Chlorophyllstruktur bietet es sich an – entsprechend

wie bei β-Carotin – die Farbe des Chlorophylls mit seiner Struktur in

Zusammenhang zu bringen (Mesomerie, konjugiertes π-Elektronensystem).

Zu diesem Zeitpunkt wird noch kein Schüler einen funktionellen

Zusammenhang zwischen β-Carotin und Chlorophyll vermuten. Um zu

zeigen, dass es einen solchen gibt, bietet sich die Chromatographie von

Blattgrün an. So erfahren Schüler, dass es sich bei Blattgrün keineswegs um

einen Reinstoff handelt, sondern um ein Gemisch von Pflanzenfarbstoffen,

u.a. Chlorophyll und β-Carotin. Jetzt werden sich sicherlich einige Schüler

fragen, weshalb in grünen Blättern β-Carotin enthalten ist und welche

Funktion es hat, obwohl doch Chlorophyll das Photosynthesepigment ist.

Um die Funktion des β-Carotins als Hilfspigment zu zeigen, können

Spektren von Chlorophyll und β-Carotin aufgenommen werden. Ein

Vergleich dieser Spektren zeigt dann, dass β-Carotin die Grünlücke schließt.

Verfügt die Schule nicht über ein Photometer oder ist es zeitlich nicht

möglich eigene Spektren aufzunehmen, so kann auf Spektren aus der

Literatur zurückgegriffen werden.

Schließlich kann noch die Schutzfunktion von β-Carotin für Chlorophyll

erarbeitet werden. Für das Verständnis der Radikalkettenreaktion verfügen

die Schüler bereits seit der Jahrgangstufe 10 über die notwendigen

Grundlagen. Die Erarbeitung der Desaktivierung von Singulett-Sauerstoff

muss allerdings auf einem niedrigeren Niveau - als in meiner Examensarbeit

beschrieben - erfolgen. Die MO-theoretischen Grundlagen können in der

Schule nicht erarbeitet werden. Es reicht völlig aus, den Schülern zu zeigen,

dass β-Carotin in der Lage ist, eine agressive, energiereiche Form des

Luftsauerstoffs unschädlich zu machen.

92

Anhand dieser Versuche können die Schüler den funktionellen

Zusammenhang zwischen Chlorophyll und β-Carotin herstellen.

In meinen Ausführungen zur Behandlung des komplexen Themas Farbstoffe

habe ich aufgezeigt, warum man exemplarisch vorgehen muss. Es ist

möglich, die meisten geforderten Lernziele durch die Behandlung eines

einzelnen Pflanzenfarbstoffs zu erreichen.

93

4. Schlusswort

Ziel dieser wissenschaftlichen Hausarbeit war es, das Thema

„Pflanzenfarbstoffe“ fachwissenschaftlich darzustellen und darüber hinaus

Möglichkeiten aufzuzeigen, wie das Thema im Unterricht umgesetzt werden

kann.

Bei der Erarbeitung von Unterrichtsinhalten im naturwissenschaftlichen

Unterricht sind geeignete Experimente unverzichtbar. Sie dienen der

Veranschaulichung fachwissenschaftlicher Aspekte und der

Erkenntnisgewinnung. Versuche wirken auf Schüler motivierend, bringen

Abwechslung in den Unterricht und fördern dadurch den Lernprozess.

Dabei ist Schülerexperimenten ein noch höherer Stellenwert einzuräumen

als den Lehrerversuchen. Genau dies habe ich bei der Auswahl meiner

Versuche berücksichtigt.

Durch selbsttätiges Experimentieren lernen Schüler grundlegende

wissenschaftliche Arbeitsmethoden kennen. Zum Gelingen eines

Experimentes trägt wesentlich sauberes und genaues Arbeiten bei. Die

Beobachtungsgabe wird geschult. Genaue Beobachtungen sind notwendige

Voraussetzung für eine Versuchsauswertung und die sich daran

anschließende Deutung.

Durch Schülerexperimente erhalten die Schüler Anregungen zum

selbständigen und forschenden Lernen. Durch diese Lernmethode bleiben

Lerninhalte nachhaltig im Gedächtnis der Schüler.

Durch das Zusammenwirken von praktischem und theoretischen Lernen

erlangen die Schüler eine verbesserte Methodenkompetenz. Gefördert

werden insbesondere die Teamkompetenz sowie die

Problemlösekompetenz. Genau dies wird von Politik, Wirtschaft und

Gesellschaft verstärkt gefordert. Durch Schülerexperimente kann auch das

Unterrichtsfach Chemie zur Entwicklung und Verbesserung der

Methodenkompetenz der Schüler beitragen.

94

5. Literatur [1] A. Batschauer, Vorlesung „Pflanzenphysiologie“, Fachbereich Biologie der Philipps-Universität Marburg, WS 2004/05 [2] H. Berger, „Funktion der Carotinoide bei der Photosynthese“, Marburg 1972 [3] F. Bukatsch, O. P. Krätz, G. Probeck und R. J. Schwanker, „So interessant ist Chemie“, Aulis Verlag Deubner & Co KG, 1997 [4] C. Buschmann und K. Grumbach, „Physiologie der Photosynthese“, Springer Verlag Heidelberg, New York, Tokyo 1985 [5] D. Dörnemann, Vorlesung und Arbeitsanleitung zum Kurs: „Sekundäre Pflanzeninhaltsstoffe“, Fachbereich Biologie der Philipps-Universität Marburg, 2003 [6] E. Gerstner, „Skriptum zum anorganisch-chemischen Praktikum für Lehramtskandidaten (Teil I und II)“, Marburg 1993 [7] D.-P. Häder, „Photosynthese“, Georg Thieme Verlag Stuttgart, New York 1999 [8] http://www.ch.tum.de/oc1/History/HansFischer.htm, letzter Zugriff am 11.04.07 [9] http://www.theochem.uni-duisburg.de/DC/material/carotin/carver.html, letzter Zugriff am 17.07.06 [10] C.-P. Jellen, Dissertation „Floureszenzspektroskopische Untersuchungen an Aggregaten von Porphyrinen und Carotinoporphyrinen“, Heinrich-Heine-Universität Düsseldorf, 2002 [11] U. Koert, Vorlesung „Organische Chemie für Studierende der Chemie“, Fachbereich Chemie der Philipps-Universität Marburg, WS 2003/04 [12] Lehrplan Chemie, Hessen, gymnasialer Bildungsgang, Jahrgangstufen 7G bis 12G [13] Lehrplan Biologie, Hessen, gymnasialer Bildungsgang, Jahrgangstufen 5G bis 12G [14] H. Meier, Ausarbeitung zum Experimentalvortrag: „Indigoide Farbstoffe“, Fachbereich Chemie der Philipps-Universität Marburg [15] T. Niedenthal, Ausarbeitung zum Experimentalvortrag: „Kohlenwasserstoffe“, Fachbereich Chemie der Philipps-Universität Marburg, 2006

95

[16] Noll, Ausarbeitung zum Experimentalvortrag: „Chromatographische Verfahren“, Fachbereich Chemie der Philipps-Universität Marburg, 1979 [17] W. Nultsch, „Mikroskopisch-Botanisches Praktikum“, Georg Thieme Verlag Stuttgart, New York 2001 [18] R. Peichert, „Die historische Entwicklung der Farbstofftheorie“, PdN-Ch. 8/38, 1989 [19] Riedel, „Anorganische Chemie“, Walter de Gruyter, Berlin 1999 [20] P. Sitte, E. W. Weiler, J. W. Kadereit, A. Bresinsky und C. Körner, „Strasburger, Lehrbuch der Botanik“, Spektrum Akademischer Verlag GmbH Heidelberg, Berlin, 2002 [21] Skript zum „Pflanzenphysiologischen Kurs“ für Diplomstudierende im Grundstudium und L3-Studierende im Hauptstudium, Fachbereich Biologie der Philipps-Universität Marburg, WS 2004/05 [22] Skript zum „Chemischen Praktikum für Studierende der Biologie und Humanbiologie“, Fachbereich Chemie der Philipps-Universität Marburg, 2004 [23] M. Schmidt, Ausarbeitung zum Experimentalvortrag: „Pflanzenfarbstoffe“, Fachbereich Chemie der Philipps-Universität Marburg, 1993 [24] W. Steuber und M. Schween, „Lehrerfortbildungskurs Farbstoffe und Lebensmittelfarben“, Fachbereich Chemie der Philipps-Universität Marbrug, 1987 [25] V. Storch und U. Welsch, „Kükenthal, Zoologisches Praktikum“, Spektrum Akademischer Verlag GmbH Heidelberg, Berlin, 2002

96

6. Abbildungsverzeichnis

Abb. 1: Spektrum elektromagnetischer Wellen

Abbildung (verändert) aus Riedel, „Anorganische

Chemie“, Walter de Gruyter,

Berlin 1999

3

Abb. 2: Übersicht über Spektralfarben und ihre zugehörige

Komplementärfarbe

Abbildung (verändert) aus Riedel, „Anorganische

Chemie“, Walter de Gruyter,

Berlin 1999

4

Abb. 3: Partialvalenz eines Nitrophenolsalzes

Abbildung aus R. Peichert, „Die historische Entwicklung

der Farbstofftheorie“,

PdN-Ch. 8/38, 1989

6

Abb. 4: Übergang von HOMO nach LUMO am Beispiel des

Butadiens

U. Koert, Vorlesung „Organische Chemie für Studierende

der Chemie“,

Fachbereich Chemie der Philipps-Universität Marburg,

WS 2003/04

8

Abb. 5: Molekülstruktur Chlorophyll a bzw. Chlorophyll b

Abbildung (verändert) aus D.-P. Häder, „Photosynthese“,

Georg Thieme Verlag Stuttgart, New York 1999

10

Abb. 6: Jablonski-Diagramm

Abbildung aus P. Sitte, E. W. Weiler, J. W. Kadereit,

A. Bresinsky und C. Körner, „Strasburger, Lehrbuch der

Botanik“, Spektrum Akademischer Verlag GmbH,

Heidelberg, Berlin, 2002

12

97

Abb. 7: Schematische Darstellung des Excitonentransfers von den

Antennen zum Reaktionszentrum

A. Batschauer, Vorlesung „Pflanzenphysiologie“,

Fachbereich Biologie der

Philipps-Universität Marburg, WS 2004/05

13

Abb. 8: Molekülstruktur Pyrrol

Abbildung aus P. Sitte, E. W. Weiler, J. W. Kadereit, A.

Bresinsky und C. Körner, „Strasburger, Lehrbuch der



15

Abb. 9: Molekülstruktur Porphyrin

Abbildung aus P. Sitte, E. W. Weiler, J. W. Kadereit, A.

Bresinsky und C. Körner, „Strasburger, Lehrbuch der



16

Abb. 10: Molekülstruktur Chlorophyll unter besonderer

Berücksichtigung der Stereoisomerie am isozyklischen

Fünferring „E“



17

Abb. 11: Chromatographischer Effekt auf Filterpapier 20

Abb. 12: links: reiner Blattextrakt, rechts: Blattextrakt mit

Salzsäure (Phaeophytin)

23

Abb. 13

und 14:

Magnesiumchlorid-Lösung und Extrakt aus Spinat vor und

nach Zugabe von Titangelb-Lösung.

26

Abb. 15: Verseifter Blattextrakt 27

Abb. 16

und 17:

Dunkel gelagerte und belichtete Wasserpestpflanzen 31

Abb. 18: Molekülstruktur Isopren 34

Abb. 19 –

22:

Häufig vorkommende Primärcarotinoide

Abbildung aus D. Dörnemann, Arbeitsanleitung zum Kurs:

„Sekundäre Pflanzeninhaltsstoffe“,Fachbereich Biologie

der Philipps-Universität Marburg, 2003

36

98

Abb. 23: Soxhlet-Apparatur 42

Belichtete Küvetten 50

Abb. 26: Schematisches Energieniveaudiagramm für Disauerstoff

im Grundzustand

Abbildung aus E. Gerstner, „Skriptum zum anorganisch-

chemischen Praktikum für Lehramtskandidaten

(Teil I und II)“, Marburg 1993

55

Abb. 27: Elektronenanordnungen im Grundzustand und den beiden

angeregten Zuständen eines Disauerstoff-Moleküls

Abbildung aus E. Gerstner, „Skriptum zum anorganisch-

chemischen Praktikum für Lehramtskandidaten

(Teil I und II)“, Marburg 1993

56

Abb. 28: Ausschnitt aus dem Chromatographierohr 65

Abb. 29: Tafelkreide nach erfolgter Chromatographie 66

Abb. 30: Ergebnis der Dünnschichtchromatographie eines

Blattextraktes in Methanol

72

Abb. 31

und 32:

Ausschnitte aus der Molekülstruktur von Chlorophyll b

und Chlorophyll b’ unter Berücksichtigung der

Stereoisomerie am isozyklischen Fünferring „E“



73

Abb. 33

und 34:

Ausschnitte aus der Molekülstruktur von Chlorophyll a

und Chlorophyll b



74

Abb. 35: Spektrum von Neoxanthin in Aceton von 760-360 nm 76

Abb. 36: Spektrum von Violaxanthin in Aceton von 760-360 nm 77

Abb. 37: Spektrum von Lutein in Aceton von 760-360 nm 78

Abb. 38: Spektrum von Chlorophyll b in Aceton von 760-360 nm 79

Abb. 39: Spektrum von Chlorophyll b’ in Aceton von 760-360 nm 80

Abb. 40: Spektrum von Chlorophyll a in Aceton von 760-360 nm 81

Abb. 41: Spektrum von Chlorophyll a’ in Aceton von 760-360 nm 82

Abb. 24

und 25:

99

Abb. 42: Spektrum von β-Carotin in Aceton von 760-360 nm 84

Abb. 43: Spektrum des Blattextraktes in Aceton von 760-360 nm 85

100

7. Anlagen

101

Anlage 1

Alle in dieser Arbeit angegebenen R- und S-Sätze stammen vom

„Berufsgenossenschaftlichen Institut für Arbeitsschutz“

http://www.hvbg.de/d/bia/gestis/stoffdb/index.html

letzter Zugriff am 29.04.07

Bedeutung der R- und S-Sätze sowie der Gefahrensymbole der verwendeten

Chemikalien

R-Sätze:

R 7 Kann Brand verursachen

R 11 Leichtentzündlich

R 20/22 Gesundheitsschädlich beim Einatmen und Verschlucken

R 22 Giftig bei Berührung mit der Haut

R 23/24/25 Giftig beim Einatmen, Verschlucken und Berührung mit der

Haut

R 31 Entwickelt bei Berührung mit Säure giftige Gase

R 34 Verursacht Verätzungen

R 35 Verursacht schwere Verätzungen

R 36 Reizt die Augen

R 36/37/38 Reizt die Augen, Atmungsorgane und die Haut

R 37 Reizt die Atmungsorgane

R 38 Reizt die Haut

R 39/23/24/25 Giftig: ernste Gefahr irreversiblen Schadens durch

Einatmen, Berührung mit der Haut und durch Verschlucken

R 41 Gefahr ernster Augenschäden

R 48/20 Gesundheitsschädlich: Gefahr ernster Gesundheitsschäden

bei längerer Exposition durch Einatmen

R 50/53 Sehr giftig für Wasserorganismen, kann in Gewässern

längerfristig schädliche Wirkungen haben

R 51/53 Giftig für Wasserorganismen, kann in Gewässern

längerfristig schädliche Wirkungen haben

102

R 62 Kann möglicherweise die Fortpflanzungsfähigkeit

beeinträchtigen

R 65 Gesundheitsschädlich: kann beim Verschlucken

Lungenschäden verursachen.

R 66 Wiederholter Kontakt kann zu spröder oder rissiger Haut

führen

R 67 Dämpfe können Schläfrigkeit oder Benommenheit erzeugen

S-Sätze:

S 7 Behälter dicht geschlossen halten

S 7/8 Behälter trocken und dicht geschlossen halten

S 9 Behälter an einem gut gelüfteten Ort aufbewahren

S 16 Von Zündquellen fernhalten - Nicht rauchen

S 22 Staub nicht einatmen

S 24 Berührung mit der Haut vermeiden

S 25 Berührung mit den Augen vermeiden

S 26 Bei Berührung mit den Augen sofort gründlich mit Wasser

abspülen und Arzt konsultieren

S 28 Bei Berührung mit der Haut sofort abwaschen mit viel

Wasser und Seife abwaschen

S 29 Nicht in die Kanalisation gelangen lassen

S 33 Maßnahmen gegen elektrostatische Aufladungen treffen

S 36/37 Bei der Arbeit geeignete Schutzhandschuhe und

Schutzkleidung tragen

S 36/37/39 Bei der Arbeit geeignete Schutzhandschuhe, Schutzkleidung

und Schutzbrille/Gesichtsschutz tragen

S 37/39 Bei der Arbeit geeignete Schutzhandschuhe und

Schutzbrille/Gesichtsschutz tragen

S 39 Schutzbrille/Gesichtsschutz tragen

S 43 Zum Löschen Wasser oder Pulverlöschmittel verwenden

S 45 Bei Unfall oder Unwohlsein sofort Arzt zuziehen; wenn

möglich dieses Etikett vorzeigen

103

S 60 Dieser Stoff und sein Behälter sind als gefährlicher Abfall zu

entsorgen

S 61 Freisetzung in die Umwelt vermeiden. Besondere

Anweisungen einholen, Sicherheitsdatenblatt zu Rate ziehen

S 62 Bei Verschlucken kein Erbrechen herbeiführen. Sofort

ärztlichen Rat einholen und Verpackung oder dieses Etikett

vorzeigen

Gefahrensymbole:

C Ätzend

F Leichtentzündlich

N Umweltgefährlich

T Giftig

Xi Reizend

Xn Gesundheitsschädlich

104

Anlage 2

Versuchsvorschrift „Kaltextraktion von Blattgrün“

Chemikalien:


Aceton F, Xi 11-36-66-67 9-16-26


39/23/24/25

7-16-36/37-45


Seesand - - -

Geräte:

Mörser mit Pistill, Trichter, Faltenfilter, Becherglas, Messpipette 20 mL,

Pipettierhilfe

Durchführung:

Im Abzug werden etwa 10 g frische grüne Blätter in einem Mörser mit einer

Spatelspitze Calciumcarbonat, etwas feinem Seesand sowie 1 mL Aceton

versetzt. Alternativ kann man auch tiefgekühlten Spinat („ohne Sahne“)

verwenden. Dieser sollte jedoch vor seiner Verwendung mittels Faltenfilter

oder Toilettenpapier ausgepresst werden.

Das Gemenge im Mörser wird nun mit einem Pistill zu einem feinen Brei

zerrieben, mit 20 mL Aceton versetzt und 20 Minuten stehen gelassen.

Danach wird durch einen Faltenfilter abfiltriert und zweimal mit 5 mL

Aceton nachgespült. Das Filtrat wird zur weiteren Verwendung

lichtgeschützt in einem verschließbaren Gefäß aufbewahrt.

Analog kann man auch mit Methanol extrahieren. Die Art der

Folgeversuche entscheidet über das zu verwendende Extraktionsmittel (vgl.

2.5.2. Versuch: Präparative Dünnschichtchromatographie)

Entsorgung:

Der Faltenfilter wird getrocknet und in der Feststofftonne entsorgt.

105

Anlage 3

Versuchsvorschrift „Heißextraktion von Blattgrün“

Chemikalien:


Aceton F, Xi 11-36-66-67 9-16-26


39/23/24/25

7-16-36/37-45

Geräte:

Reagenzglas, Reagenzglasklammer, Wasserbad, Siedesteinchen, Becherglas

Durchführung:

In ein Reagenzglas werden 2-3 Siedesteinchen und 2 gerollte Blätter (z.B.

ficus benjamina, hedera helix, tilia chordata) gegeben. Anschließend wird

im Abzug mit Aceton überschichtet und im Wasserbad mehrmals kurz

aufgekocht. Wenn das Lösungsmittel eine intensiv grüne Farbe

angenommen hat, überführt man dieses in ein Becherglas. Die Blätter im

Reagenzglas werden ein weiteres Mal mit Aceton überschichtet und erneut

mehrmals kurz aufgekocht. Die Lösung wird in das Becherglas

dazugegossen. Zum Aufkonzentrieren wird bis zur Trockne eingedampft

und in wenig Aceton wieder aufgenommen.

Entsprechend lässt sich statt Aceton auch Methanol verwenden.

Entsorgung:

Die Blätter werden in der Feststofftonne entsorgt.

106

Anlage 4

Versuchsvorschrift „Darstellung der Phaeophytine“

Chemikalien:


Blattextrakt in

Aceton

F, Xi 11-36-66-67 9-16-26

Salzsäure

2 mol/L

- - -

Geräte:

Reagenzglas, Stopfen, Pasteurpipette

Durchführung:

Ein Reagenzglas wird etwa 2 cm hoch mit der Blattextraktlösung befüllt.

Anschließend werden einige Tropfen Salzsäure, 2 mol/L, zugesetzt, das

Reagenzglas mit einem Stopfen verschlossen und geschüttelt.

Entsorgung:


werden.

107

Anlage 5

Versuchsvorschrift „Nachweis des Magnesium-Ions“

Chemikalien:


Salzsäure

4 mol/L

Xi 36/37/38 26

Titangelb-Lösung

(gesättigt)

- - -

Natronlauge

2 mol/L

C 35 26-36/37/39-45

Magnesiumchlorid - - -

Spinat - - -

Geräte:

Erlenmeyerkolben 100 mL, Spatel, Glasstab, Bunsenbrenner, Dreifuß mit

Drahtnetz, Messpipette 10 mL, Pipettierhilfe, Faltenfilter, Trichter

Durchführung:

Etwa 10 g Spinat werden mit 10 mL Salzsäure, 4 mol/L, im Abzug

aufgekocht. Anschließend wird die farblose Lösung abgefiltert. Das Filtrat

wird mit Natronlauge, 2 mol/L, neutralisiert und mit entionisiertem Wasser

auf 100 mL aufgefüllt.

In einem zweiten Erlenmeyerkolben wird eine Spatelspitze

Magnesiumchlorid in etwa 100 mL entionisiertem Wasser gelöst. Diese

Magnesiumchloridlösung dient als Vergleichslösung.

Beide Lösungen werden mit Natronlauge, 2 mol/L, alkalisch gemacht und

mit drei Tropfen Titangelb-Lösung versetzt.

Entsorgung:

Die Lösungen können neutral im Behälter für organische Lösungsmittel

entsorgt werden.

108

Anlage 6

Versuchsvorschrift „Verseifung der Chlorophylle“

Chemikalien:


Blattextrakt in

Aceton

F, Xi 11-36-66-67 9-16-26

Kalilauge

w=0,6

C 22-35 26-36/37/39-45

Geräte:

Reagenzglas, Messpipette 10 mL, Pipettierhilfe, Stopfen

Durchführung:

Ein Reagenzglas wird etwa 3 cm hoch mit Blattextrakt-Lösung befüllt. Die

Lösung versetzt man mit 2 mL Kaliumhydroxid-Lösung, w=0,6.

Anschließend wird das Reagenzglas mit einem Stopfen verschlossen und

kräftig geschüttelt.

Entsorgung:


werden.

109

Anlage 7

Versuchsvorschrift „Nachweis der Sauerstoffproduktion“

Chemikalien:


Indigopulver - - -

Natriumdithionit Xn 7-22-31 7/8-26-28-43

Natronlauge

w=0,1

C 35 26-37/39-45

Ethanol F 11 7-16

Wasserpest - - -

Geräte:

Mörser mit Pistill, Bunsenbrenner, Dreifuß mit Drahtnetz, Thermometer

Schraubdeckelgläser 100 mL,

Durchführung:

In einem Mörser werden 0,9 g Indigo mit etwas Ethanol und 10 mL

Natronlauge, w=0,1, verrieben. Anschließend überführt man die Suspension

in 300 mL Wasser, das auf 70 °C vorgewärmt wurde. Danach rührt man so

viel Natriumdithionit hinzu, bis die Lösung gerade gelb-grün wird.

In die Schraubdeckelgläser gibt man je einen Spross Wasserpest.

Anschließend befüllt man die beiden Gläser bis zum oberen Rand mit der

Lösung. Eventuell auftretende Blaufärbung wird unter Einrühren von

Natriumdithionit beseitigt. Danach werden die Gläser verschlossen

Das erste Schraubdeckelglas wird vor eine Lichtquelle gestellt, das andere

lichtgeschützt aufbewahrt.

Entsorgung:

Die Lösungen werden neutral im Behälter für organische Lösungsmittel

entsorgt.

110

Anlage 8

Versuchsvorschrift „Extraktion von β-Carotin aus kleingeschnittenen

Möhren mit Aceton“

Chemikalien:


Aceton F, Xi 11-36-66-67 9-16-26

Möhre - - -

Geräte:


Durchführung:



gegeben. Anschließend werden die Möhrenscheiben im Abzug mit Aceton



Entsorgung:





111

Anlage 9

Versuchsvorschrift „Extraktion von β-Carotin aus kleingeschnittenen

Möhren mit n-Heptan“

Chemikalien:


n-Heptan F, Xn, N 11-38-50/53-65-

67

9-16-29-33-60-

61-62

Möhre - - -

Geräte:


Durchführung:



gegeben. Anschließend werden die Möhrenscheiben im Abzug mit n-Heptan



Entsorgung:


Die Lösung von β-Carotin in n-Heptan kann für weitere Versuche

aufbewahrt werden. Falls diese nicht mehr benötigt wird, entsorgt man sie

im Behälter für organische Lösungsmittel.

112

Anlage 10

Versuchsvorschrift „Extraktion von β-Carotin mit Aceton aus geraspelten

Möhren“

Chemikalien:


Aceton F, Xi 11-36-66-67 9-16-26

Möhre - - -

Geräte:

Messer, Küchenreibe, 2 Erlenmeyerkolben 250 mL

Durchführung:


Möhre wird auf einer Küchenreibe kleingeraspelt und in den

Erlenmeyerkolben gegeben. Anschließend wird mit Aceton im Abzug



Entsorgung:

Die geraspelten Möhren können getrocknet als Feststoffabfall entsorgt

werden.




113

Anlage 11

Versuchsvorschrift „Heißextraktion von β-Carotin mit Petrolether in einer

Soxhlet-Apparatur“

Chemikalien:


Petrolether

(60/95)

F, Xn, N 11-38-48/20-

51/53-62-65-67

9-16-33-36/27-

60-62

Möhre - - -

Geräte:

Messer, Petrischale, Trockenschrank, Soxhlet-Apparatur, Rotations-

verdampfer

Durchführung:

Eine frische Möhre wird gewaschen, geschält und in kleine Stücke

geschnitten. Diese werden in eine Petrischale gegeben und im

Trockenschrank bei 80 °C getrocknet. Nach etwa einer halben Stunde wird

das β-Carotin in einer Soxhlet-Apparatur im Abzug mit etwa 400 mL

Petrolether extrahiert. Der Versuch wird beendet, wenn der in den

Rundkolben zurückfließende Petrolether farblos ist (etwa nach 60 Minuten).

Je nach Weiterverwendungszweck kann die Lösung am

Rotationsverdampfer noch eingeengt werden.

Entsorgung:

Die Möhrenstückchen werden getrocknet als Feststoffabfall entsorgt.

Die Lösung von β-Carotin in Petrolether kann für weitere Versuche

aufbewahrt werden. Falls man sie nicht mehr benötigt, wird sie im Behälter

für organische Lösungsmittel entsorgt.

114

Anlage 12

Versuchsvorschrift „Elektrophile Addition von Brom an β-Carotin“

Chemikalien:


Brom in Phthal-

säurediethylester

Xn - -


gesättigte


- - -

Geräte:

Demo-Reagenzglas mit Septum, Einwegspritze mit Kanüle

Durchführung:

Im Abzug wird ein Demo-Reagenzglas etwa 2 cm hoch mit einer Lösung

von β-Carotin in Aceton befüllt. Dieses Reagenzglas wird mit einem

Septum verschlossen. Mit einer Einwegspitze wird nun 1 mL einer Lösung

von Brom in Phtalsäurediethylester durch das Septum in das Reagenzglas

eingebracht.

Entsorgung:

Bromhaltige Lösungen werden mit Natriumthiosulfatlösung versetzt und in

der Tonne für organische Lösungsmittel entsorgt.

115

Anlage 13

Versuchsvorschrift „β-Carotin als Radikalfänger“

Chemikalien:


Tetraiodethen - - -

n-Heptan F, Xn, N 11-38-50/53-65-

67

9-16-29-33-60-

61-62

β-Carotin in n-

Heptan

F, Xn, N 11-38-50/53-65-

67

9-16-29-33-60-

61-62

Geräte:

Diaprojektor, Hebebühne, kleine Küvetten, Becherglas 50 mL, Messpipette

20 mL, Einwegspritzen mit Kanülen, Analysenwaage, Magnetrührer mit

Rührfisch

Durchführung:

Es werden in 20 mL n-Heptan 0,11 g Tetraiodethen gelöst. Hierzu wird die

Lösung im Wasserbad auf 45 °C erhitzt und mittels Magnetrührer gerührt.

Sobald die Lösung eine blass-violette Farbe hat, wird das Erhitzen beendet.

Mittels Einwegspritze werden zwei Küvetten mit Tetraiodethen-Lösung

befüllt. In eine der Küvetten werden zusätzlich 2-3 Tropfen einer Lösung

von β-Carotin in n-Heptan gegeben.

Beide Küvetten werden anschließend auf einer Hebebühne vor die Linse

eines eingeschalteten Diaprojektors gestellt.

Entsorgung:

Alle Lösungen können im Behälter für organische Lösungsmittel entsorgt

werden.

116

Anlage 14

Versuchsvorschrift „Desaktivierung von Singulett-Sauerstoff durch

β-Carotin“

Chemikalien:



Mangandioxid Xn 20/22 25

Salzsäure, konz. C 34-37 26-45

Wasserstoffperoxid-

Lösung, w = 0,3

C 34 3-26-36/37/39-

45

Natronlauge,

2 mol/L

C 35 26-36/37/39-45

gesättigte


- - -

Geräte:

Becherglas, Pasteurpipetten, Reagenzglas mit durchbohrtem Gummistopfen,

Gärröhrchen

Durchführung:

Vorbereitung:

Vor der eigentlichen Versuchsdurchführung muss zunächst eine alkalische

Wasserstoffperoxid-Lösung angesetzt werden. Hierzu mischt man 2 molare

Natronlauge mit 30 %iger Wasserstoffperoxid-Lösung im Verhältnis 5:1.

1. Schritt: Erzeugung von Singulett-Sauerstoff

Hierzu befüllt man ein Reagenzglas 1 cm hoch mit Mangandioxid. Dieses

wird im Abzug mit konzentrierter Salzsäure überschichtet. Das Reagenzglas

wird mit einem durchbohrten Gummistopfen, in dem ein Gärröhrchen

steckt, verschlossen. Das Gärröhrchen wird mit der zuvor angesetzten

alkalischen Wasserstoffperoxid-Lösung befüllt.

117

2. Schritt: Desaktivierung von Singulett-Sauerstoff.

Die sich im Gärröhrchen befindliche alkalische Wasserstoffperoxid-Lösung

wird mit einem Tropfen β-Carotin-Lösung versetzt.

Entsorgung:

Nachdem alle Lösungen mit Natriumthiosulfat-Lösung versetzt wurden,

können diese neutral im Behälter für Schwermetallabfall entsorgt werden.

118

Anlage 15

Versuchsvorschrift „Nachstellung des Versuches nach Tswett“

(Säulenchromatographie von Blattextrakt)

Chemikalien:


Blattextrakt in

Aceton

F, Xi 11-36-66-67 9-16-26

Aceton F, Xi 11-36-66-67 9-16-26


Glaswolle - - -

Geräte:

Erlenmeyerkolben, Chromatographierohr, Schlauchstück, Quetschhahn,

Glasstab, Stativmaterial

Durchführung:

In ein Chromatographierohr (Durchmesser 10 – 15 mm) bringt man einen

Bausch Glaswolle und verschließt den Auslauf mit Schlauchstück und

Quetschhahn. Anschließend befüllt man das Rohr zu einem Drittel mit

Aceton. In dieses gibt man unter Rühren mit einem Glasstab so viel

Calciumcarbonat, bis eine breiige Masse entsteht. Die Konsistenz lässt sich

mit dem Glasstab prüfen. Im Wechsel werden so lange Aceton und

Calciumcarbonat in das Chromatographierohr gegeben, bis das Rohr zu

etwa 80% gefüllt ist. Das Calciumcarbonat-Aceton-Gemisch wird mit

Glaswolle abgedeckt, um eventuelle Aufwirbelungen beim Aufbringen von

Lösungen zu vermeiden.

Dann gibt man etwa 10 mL des Blattextraktes in die Säule und öffnet den

Quetschhahn. Die Tropfgeschwindigkeit sollte etwa 1 Tropfen pro

2 Sekunden betragen. Immer wenn der Füllstand der Flüssigkeit im

Chromatographierohr unmittelbar über der Calciumcarbonatfüllung ist, wird

weiteres Aceton nachgefüllt.

Die Dauer des Versuches beträgt etwa zwei Stunden.

119

Entsorgung:

Die organischen Lösungen können neutral im Behälter für organische

Lösungsmittel entsorgt werden. Das Füllmaterial des

Chromatographierohres wird getrocknet und in der Feststofftonne entsorgt.

120

Anlage 16

Versuchsvorschrift „Chromatographie mit Tafelkreide“

Chemikalien:


Blattextrakt in

Aceton

F, Xi 11-36-66-67 9-16-26

Tafelkreide - - -

Geräte:

Weithalserlenmeyerkolben 250 mL

Durchführung:

Ein komplettes Stück Tafelkreide wird im Trockenschrank 15 Minuten bei 110 °C getrockenet. Anschließend wird ein Weithalserlenmeyerkolben etwa 3 mm hoch mit der

Blattextrakt-Lösung befüllt und die Tafelkreide senkrecht freistehend in den

Erlenmeyerkolben gestellt. Nach ca. 5 Minuten kann die Tafelkreide aus

dem Erlenmeyerkolben entnommen werden.

Entsorgung:

Die Tafelkreide kann in der Feststofftonne entsorgt werden.

121

Anlage 17

Versuchsvorschrift „Herstellung von DC-Karten“

Chemikalien:


Kieselgel - - -

Calciumhydroxid Xi 41 22-24-26-39

Ascorbinsäure

5 • 10-3 mol/L

- - -

Calciumchlorid Xi 36 22-24

Geräte:

Becherglas, Glasplatte 20 x 20 cm, Objektträger, Exsikkator, KPG-Rührer

komplett, Stativmaterial, Glasstab, Auftragegerät für Kieselgel (Degessa,

Heidelberg)

Durchführung:

In einem Becherglas werden 20 g Kieselgel, 12 mg Calciumhydroxid und

44 mL 5 • 10-3 molare Ascorbinsäurelösung eine Stunde lang gerührt. Die

breiige Masse wird anschließend mit einem Streichgerät auf die Glasplatte

aufgebracht. Zusätzlich werden mehrere Objektträger beschichtet. Dies

geschieht durch „Ausrollen“ mit einem Glasstab. Die hergestellten Platten

werden nun eine Stunde im Trockenschrank bei 100 °C getrocknet. Nach

3-5 Tagen Lagerung in einem Exsikkator können die Platten verwendet

werden.

122

Anlage 18

Versuchsvorschrift „Dünnschichtchromatographie von Blattextrakt“

Chemikalien:


Blattextrakt in

Aceton

F, Xi 11-36-66-67 9-16-26

Petrolether

(40-60 °C)

F, Xn, N 11-38-48/20-

51/53-62-65-67

9-16-33-36/37-

60-62


Geräte:

DC-Kammer, DC-Mikrokarte (5 x 10 cm, Kieselgel auf Aluminiumfolie),

Fön, Glaskapillaren, Messpipette 10 mL, Pipettierthilfe

Durchführung:


befüllt und verschlossen. Das Fließmittel besteht aus 10 mL Petrolether,

1 mL Isopropanol und einem Tropfen entionisiertem Wasser.




Blattextrakt aufgetragen. Dieser Vorgang wird 8-10 mal wiederholt.




markiert.

Entsorgung:

Das Fließmittel wird im Behälter für organische Lösungsmittel entsorgt. Die

DC-Karte wird in der Feststofftonne entsorgt.

123

Anlage 19

Versuchsvorschrift „Präparative Dünnschichtchromatographie mit

photometrischer Untersuchung“

Chemikalien:


Blattextrakt in

Methanol

T, F 23/24/25-

39/23/24/25

7-16-36/37-45

Petrolether

(40-60 °C)

F, Xn, N 11-38-48/20-

51/53-62-65-67

9-16-33-36/37-

60-62


Aceton F, Xi 11-36-66-67 9-16-26

Dünnschichtchromatographie

Geräte:

DC-Kammer, DC-Karte (20 x 20 cm, Kieselgel auf Aluminiumfolie), Fön,

Glaskapillaren, Messpipette 10 mL, Pipettierthilfe

Durchführung:


befüllt und verschlossen. Das Fließmittel setzt sich aus 20 mL Petrolether,

2 mL Isopropanol und zwei Tropfen entionisiertem Wasser zusammen.




Blattextrakt aufgetragen. Diese Vorgänge werden 8-10 mal wiederholt.




markiert.

124

Aufnahme der Absorptionsspektren

Geräte:

Spatel, Zentrifugengläser, Photometer, Küvetten

Durchführung:

Zur Aufnahme der Absorptionsspektren werden die Banden einzeln mit

einem Spatel abgekratzt und in jeweils ein Zentrifugenglas überführt. Das

Kieselgel wird nun mit 3 mL Aceton überschichtet und die Farbstoffe

eluiert. Anschließend wird zentrifugiert, der Überstand kann für die

Spektroskopie verwendet werden.

Alle Absorptionsspektren werden im Bereich von 760-360 nm

aufgenommen. Zusätzlich zu den isolierten Banden wird auch ein Spektrum

des Blattextraktes aufgenommen.

Entsorgung:

Das Fließmittel sowie die Lösungen der Blattfarbstoffe werden im Behälter

für organische Lösungsmittel entsorgt, die DC-Karte in der Feststofftonne.

125

Ich versichere hiermit, dass die vorliegende Arbeit selbständig verfasst,

keine anderen als die angegebenen Hilfsmittel verwendet und sämtliche

Stellen, die den benutzten Werken dem Wortlaut oder dem Sinne nach

entnommen sind, mit Quellenangaben kenntlich gemacht sind. Alle wörtlich

entnommenen Stellen sind als Zitate kenntlich gemacht.

Entsprechend gilt dies auch für alle Abbildungen.

Alle Datenträger, auf denen der Text und die Abbildungen der Arbeit

gespeichert wurden, befinden sich in meinem Besitz.

Burghaun, den 08.05.2007 __________________________

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