Primäre Hämostase bei Hunden mit malignem Lymphom und ... · beschriebene Messverfahren der kapillären Blutungszeit mit der Methode nach IVY modifiziert nach MIELKE et al. (1969)

Aus der Klinik für kleine Haustiere der

Tierärztlichen Hochschule Hannover

Primäre Hämostase bei Hunden mit malignem

Lymphom und Leukämie-

Einfluss der Induktionsbehandlung mit Zytostatika

INAUGURAL-DISSERTATION

zur Erlangung des Grades einer

DOKTORIN DER VETERINÄRMEDIZIN

(Dr. med. vet.)

durch die Tierärztliche Hochschule Hannover

Vorgelegt von

Nina Eberle

aus Mainz-Mombach

Hannover 2005

Wissenschaftliche Betreuung: Prof. Dr. R. Mischke

1. Gutachter: Prof. Dr. R. Mischke

2. Gutachter: PD. Dr. M. Gernert

Tag der mündlichen Prüfung: 27. Mai 2005

Meinen Eltern und Großeltern

ohne die alles nicht möglich gewesen wäre

Inhaltsverzeichnis

1 Einleitung .....................................................................................................................................9

2 Literaturübersicht .......................................................................................................................11

2.1 Physiologie der primären Hämostase.................................................................................11

2.2 Labormethoden zur Überprüfung der Thrombozytenfunktion ..........................................12

2.2.1 Kapilläre Blutungszeit................................................................................................13

2.2.2 Thrombozytenaggregation .........................................................................................14

2.2.3 Plättchenfunktionsanalysengerät PFA-100 ................................................................16

2.3 Störung der primären Hämostase bei hämatopoetischen Tumoren ...................................17

2.3.1 Thrombozytopenie und -pathie bei malignem Lymphom..........................................17

2.3.2 Thrombozytopenie und -pathie bei Leukämie ...........................................................20

2.3.3 Einfluss von Zytostatika auf die Thrombozytenzahl .................................................22

2.3.4 Einfluss von Zytostatika auf die Thrombozytenfunktion ..........................................26

3 Untersuchungsgut, Material und Methodik ...............................................................................29

3.1 Material ..............................................................................................................................29

3.1.1 Geräte und Bezugsquellen .........................................................................................29

3.1.2 Reagenzien, Abkürzungen und Bezugsquellen..........................................................30

3.1.3 Verbrauchsmaterial und Bezugsquellen.....................................................................31

3.2 Versuchsaufbau..................................................................................................................33

3.3 Patienten.............................................................................................................................35

3.3.1 Patientengruppen........................................................................................................35

3.3.1.1 Malignes multizentrisches Lymphom....................................................................35

3.3.1.2 Andere maligne Lymphome...................................................................................37

3.3.1.3 Akute lymphatische Leukämie...............................................................................37

3.3.1.4 Chronische lymphatische Leukämie ......................................................................38

3.3.2 Klinisch gesunde Hunde ............................................................................................38

3.4 Probengewinnung und -bearbeitung ..................................................................................40

3.4.1 Blutentnahme .............................................................................................................40

3.4.2 Probenverarbeitung und Gewinnung von plättchenreichem und plättchenfreiem

Zitratplasma ...............................................................................................................................41

3.5 Methoden ...........................................................................................................................42

3.5.1 Kapilläre In-vivo-Blutungszeit ..................................................................................42

3.5.2 Plättchenfunktionsanalysengerät PFA-100 ................................................................42

3.5.3 Thrombozytenzahl und andere Messgrößen des Blutbildes ......................................42

3.5.4 Thrombozytenaggregation nach der BORN-Methode...............................................43

3.6 Statistische Auswertung.....................................................................................................44

4 Ergebnisse ..................................................................................................................................45

4.1 Untersuchung der Hämostase.............................................................................................45

4.1.1 Kapilläre Blutungszeit................................................................................................45

4.1.2 Plättchenfunktionsanalyse..........................................................................................48

4.1.2.1 Verschlusszeit der Kollagen/ADP-Messzelle ........................................................48

4.1.2.2 Gesamtvolumen der Kollagen/ADP-Messzelle .....................................................52

4.1.2.3 Verschlusszeit der Kollagen/Epinephrin-Messzelle ..............................................56

4.1.2.4 Gesamtvolumen der Kollagen/Epinephrin-Messzellen .........................................58

4.1.3 Thrombozytenzahl .....................................................................................................63

4.1.4 Thrombozytenaggregation nach der BORN-Methode...............................................65

4.2 Untersuchung des Blutbildes .............................................................................................71

4.2.1 Hämatokrit .................................................................................................................71

4.2.2 Hämoglobingehalt ......................................................................................................74

4.2.3 Erythrozytenzahl ........................................................................................................77

4.2.4 Leukozytenzahl ..........................................................................................................80

5 Diskussion..................................................................................................................................84

6 Zusammenfassung......................................................................................................................92

7 Summary ....................................................................................................................................95

8 Literaturverzeichnis ...................................................................................................................97

9 Tabellarischer Anhang .............................................................................................................125

Abkürzungsverzeichnis

°C = Grad Celsius

Abb. = Abbildung

Abk. = Abkürzung

ADP = Adenosindiphosphat

ALL = akute lymphatische Leukämie

bzw. = beziehungsweise

CLL = chronische lymphatische Leukämie

cm = Zentimeter

dl = Deziliter

EDTA = Ethylendiamintetraessigsäure

et al. = et alii

g = gravitas, Erdbeschleunigung

HE = Hämatoxilin-Eosin

I.E. = Internationale Einheiten

i.v. = intravenös

kg = Kilogramm

KM = Körpermasse

KOF = Körperoberfläche

l = Liter

ml = Mililiter

mol = Mol

mg = Milligramm

mm = Millimeter

mmol = Millimol

n = Anzahl

p = p-Wert

PAP = plättchenarmes Plasma

PRP = plättchenreiches Plasma

p.o. = per os

s.c. = subkutan

sec = Sekunden

Tab. = Tabelle

U/min = Umdrehung/Minute

µg = Mikrogramm

µl = Mikroliter

µmol/l = Mikromolar

µmol = Mikromol

z. B. = zum Beispiel

1 Einleitung 9

1 Einleitung

Hämatopoetische Tumoren gehören zu den häufigsten Neoplasien beim Hund. Zu den wichtigsten

zählen das maligne Lymphom und die lymphatische Leukämie. Das maligne Lymphom umfasst

83 % aller hämatopoetischer Tumoren (VAIL et al. 2001). Akute und chronische lymphatische

Leukämien umfassen insgesamt weniger als 10 % der lymphoproliferativen Erkrankungen beim

Hund (THRALL 1981). Die besondere klinische Bedeutung, die v. a. das maligne Lymphom und

die chronische lymphatische Leukämie beim Hund besitzen, ergibt sich auch aus der Tatsache, dass

sich beide Neoplasien durch Zytostatika zufrieden stellend behandeln lassen (LEIFER et al. 1986,

GARRETT et. al 2002).

Eine häufige Komplikation bei Menschen und Tieren mit malignen Lymphomen und Leukämien

wie auch anderen Tumoren sind Hämostasestörungen (MADEWELL et al. 1980, NAGY u.

LOSONCZY 1987). Während für den Hund hierzu keine Daten vorliegen, sehen Literaturzitate

vom Menschen Thrombosen und Blutungen hinter Infektionen an zweiter Stelle in der Häufigkeit

der Todesursachen bei Tumorpatienten (BERGER u. FREUDENBERG 1983, ZURBORN u.

BRUHN 1990). Zum Beispiel liegt die Inzidenz von Blutungen bei erwachsenen Menschen mit

akuter lymphatischer Leukämie bei 33 % (HOELZER u. GÖKBUGET 2003).

Als wesentlicher Faktor für die gestörte Hämostase beim malignen Lymphom und anderen

hämatopoetischen Tumoren werden u. a. Veränderungen der Thrombozytenfunktion angeführt

(YAHARA et al. 1983, NAGY u. LOSONCZY 1987). Verschiedene Untersuchungen zeigen bei

Menschen mit verschiedenen Leukämien basierend auf der Plättchenaggregation und -

freisetzungsreaktion eine verminderte Plättchenfunktion an (GRALNICK et al. 1972, FRENCH u.

LILLEYMAN 1979, SPEISER et al. 1990, TALLMANN et al. 1993). Für den Hund können hierzu

der zugänglichen Literatur keine Angaben entnommen werden.

Im Hinblick auf das maligne Lymphom differenzieren größere, systematische Studien vom

Menschen in der Regel nicht zwischen verschiedenen Arten von hämatopoetischen Tumoren

(DAVIS et al. 1969, SCHAFER 1984) bzw. beziehen sich auf das Hodgkin-Lymphom (KAPTAN

et al. 2002), das beim Hund nur sehr selten auftritt (MAEDA et al. 1993). Für den Hund liegt eine

größere Studie zur Plättchenaggregation beim malignen Lymphom vor, die bei 15 untersuchten

Tieren eine gesteigerte Aggregationsbereitschaft nachweist (THOMAS u. ROGERS 1999). Hierbei

wurde allerdings die störanfällige Vollblutaggregometrie verwandt. Ein Fall mit einem Menschen

10 1 Einleitung

mit Non-Hodgkin-Lymphom zeigt hingegen eine verminderte Aggregabilität auf (BERTOLINO et

al. 1991).

Insgesamt finden sich in der zugänglichen Literatur keine systematischen Untersuchungsergebnisse

zu Veränderungen von globalen Funktionstests der primären Hämostase bei Hunden aber auch

Menschen mit lymphatischen Neoplasien. Diese sind wesentlich zur Beurteilung der klinischen

Relevanz, da die In-vitro-Testung von Teilreaktionen wie der Thrombozytenaggregation nur

eingeschränkt im Hinblick auf die klinische Relevanz interpretiert werden kann.

Untersuchungen zum Einfluss von Zytostatika auf die Thrombozytenfunktion bei Hund und

Mensch zeigen überwiegend einen zusätzlichen negativen Einfluss (SARRIS et al. 1996, MACKIN

et al. 1995, GRAU-BASSAS et al. 2000). Diese Studien beschränken sich jedoch auf einzelne

Zytostatika ggf. in Kombination mit Prednisolon, während moderne Therapieprotokolle für das

maligne Lymphom beim Hund verschiedenen Wirkstoffe einbeziehen (GARRETT et al. 2002).

Arbeitshypothese und Zielsetzung

Der vorliegenden Studie lag die Arbeitshypothese zugrunde, dass bei Hunden mit malignem

Lymphom und besonders Leukämie gehäuft Thrombozytenfunktionsstörungen auftreten und diese

durch Behandlung mit einem Kombinationschemotherapieprotokoll noch verstärkt werden.

Hierzu sollten bei Hunden mit malignem Lymphom sowie mit akuter und chronischer

lymphatischer Leukämie mögliche Veränderungen der kapillären Blutungszeit als wesentlichem In-

vivo-Test untersucht werden. Weiterhin sollten Untersuchungen mit dem

Plättchenfunktionsanalysengerät durchgeführt werden, das in einem standardisierten Verfahren eine

Aussage über die globale Funktion der primären Hämostase zulässt. Das Verfahren wurde für den

Hund evaluiert (KEIDEL 2001). Im Hinblick auf den zweiten Teil der Arbeitshypothese wurden

diese Messungen auch wiederholt bei Hunden mit malignem Lymphom durchgeführt,die mit einem

gebräuchlichen Kombinationschemotherapieprotokoll behandelt wurden.

2 Literaturübersicht 11

2 Literaturübersicht

2.1 Physiologie der primären Hämostase

Der Begriff Hämostase subsumiert alle Reaktionen, die zu einer effektiven Blutstillung beitragen.

Dies umfasst ein Dreikomponentensystem, welches sich aus den zellulären und humoralen

Bestandteilen des zirkulierenden Blutes, den Komponenten der Gefäßwand und der Vasomotorik

zusammensetzt (MÜLLER-BERGHAUS 1997). Thrombozyten erfüllen als bedeutender Bestandteil

des Hämostasesystems wichtige Funktionen. Sie tragen zur Aufrechterhaltung der

Gefäßwandintegrität bei, führen bei einer Verletzung zur Bildung eines hämostatisch wirksamen

Pfropfes für die primäre Blutstillung und unterstützen die Aktivierung des Gerinnungssystems

(SCHARF 1997).

Die primäre Hämostase kommt vornehmlich durch Vasokonstriktion und den mechanischen

Verschluss kleiner Gefäße durch einen Thrombozytenpfropf zustande. Die Vasokonstriktion setzt

direkt nach der Verletzung ein und damit sinkt der Blutdruck im verletzten Bereich (MÜLLER-

BERGHAUS 1997). Die Adhäsion und Aggregation der Thrombozyten werden über

membranständige Rezeptoren der Thrombozyten vermittelt (DE GROOT u. SIXMA 1990, WHITE

1996). Zuerst kommt es zur Adhäsion der ruhenden Thrombozyten an die verletzte Gefäßwand. Bei

hohen Scherraten wird der initiale Kontakt durch den Glykoprotein-Ib-V-IX-Rezeptor der

Plättchenoberfläche und den an die Gefäßwandmatrix gebundenen von Willebrandfaktor vermittelt

(DE GROOT u. SIXA 1990, RUGGERI 1994, SCHARF 1996, WHITE 1996). Durch Bindung

eines Agonisten am jeweiligen Rezeptor, welcher mit intrazellulären Messengersystemen gekoppelt

ist, kommt es zu einem Anstieg der intrazellulären Botenstoffe und dadurch zu einer Stimulation

der Thrombozyten, die sich in Formwandlung, Sekretion oder Aggregation ausdrückt (SCHARF

1996, ROSENFELD u. GRALNICK 1997). Die aktivierten intravasalen Botenstoffe sind

Phospholipase A2 sowie Phospholipase C, die zur Bildung und Freisetzung der intrazellulären

Botenstoffen Arachidonsäure, Inositol-1,4,5-Triphosphat und Diazylglyzerol aus

Membranphospholipiden führen. Über den Zyklooxygenaseweg entsteht aus Arachidonsäure

Prostaglandinendoperoxid und Thromboxan A2, welche wiederum an ihre Rezeptoren binden und

darüber die Plättchensekretion anregen. Diazylglyzerol aktiviert die Proteinkinase C, welche zur

Phosphorylierung eines „47kD-Proteins“ und damit zur Induzierung der Plättchensekretion und

-aggregation führt. Des Weiteren kommt es durch transmembranösen Einstrom von Kalzium und

12 2 Literaturübersicht

durch Inositol-Triphosphat-induzierte Freisetzung von Kalzium aus intrazellulären Speichern zu

einer Erhöhung der zytosolischen Kalziumkonzentration. Dies führt unter anderem zu einer

Aktivierung der Myosin-light-chain-Kinase, welche durch Phosphorylierung der leichten Ketten des

Myosins neben einer Verstärkung der Thrombozytensekretion vor allem den Formwandel der

Thrombozyten beschleunigt (SCHRÖR 1991). Bei Aktivierung der Thrombozyten erfolgt eine

Konformationsänderung des Glykoprotein-IIb-IIIa-Rezeptors, wodurch die Bindungsstellen von

Fibrinogen und anderer adhäsiver Plasmaproteine, wie Willebrandfaktor und Fibronektin, freigelegt

werden (DE GROOT u. SIXMA 1990, RUGGERI 1994, SCHARF 1996). Bei der Aggregation der

Thrombozyten unterscheidet man zwei Phasen: die primäre und die sekundäre Aggregation.

Während der primären reversiblen Phase werden die Thrombozyten über Fibrinogenbrücken

miteinander verbunden. Im weiteren Verlauf kommt es zu einer Degranulation der Plättchen und

einer Verfestigung der Fibrinogenbindung an der Thrombozytenoberfläche (sekundäre, irreversible

Aggregation) (GAWAZ 1999). Zu einer gesteigerten Thrombinbildung in der Umgebung des

Thrombozytenaggregates kommt es durch eine zusätzliche Änderung der Phospholipidorientierung

im Bereich der Plasmamembran und einer damit verbundenen Anlagerung von Gerinnungsfaktoren

und Bildung eines katalytischen Prothrombinase-komplexes an der aktivierten Oberfläche

(Plättchenfaktor 3). Dies führt durch Fibrinvernetzung zur Konsolidierung des hämostatischen

Pfropfes (GAWAZ 1999).

2.2 Labormethoden zur Überprüfung der Thrombozytenfunktion

In der Diagnostik der Hämostase ist die Beurteilung der thrombozytären und plasmatischen

Komponenten von großer Bedeutung. Zur Analyse der Thrombozytenfunktion stehen verschiedene

Methoden zur Verfügung, die beim Menschen etabliert sind und in verschiedenen Studien beim

Hund eingesetzt wurden. Es werden Testverfahren zur Untersuchung der gesamten Hämostase (sog.

Globaltests) von den spezifischen, die Thrombozytenfunktion überprüfenden Tests unterschieden

(STEPANIAN-BIRON-ANDREANI 2001). Die Globaltests wie Vollblutgerinnungszeit,

Rekalzifizierungszeit, Thrombelasto- und Resonanzthrombographie (HARTERT 1981) sind

Untersuchungsverfahren, die eine Aussage über das Wechselspiel der thrombozytären und

plasmatischen Komponenten der Hämostase zulassen (WUILLEMIN u. HEIZMANN 2003).

Zur Untersuchung spezifischer Thrombozytenfunktionsstörungen stehen sowohl In-vivo- als auch

In-vitro-Untersuchungsmethoden zur Verfügung. Als In-vivo-Test besitzt die kapilläre Blutungszeit


eine umfassende aber unspezifische Aussagekraft in der Beurteilung von Thrombozytopathien.

Daneben stehen mit den In-vitro-Testverfahren, wie Thrombozytenaggregation, Messung der

Adhäsion (WILLIAMS et al. 1985), Ausbreitungstest, Messung der thrombozytären Faktoren und

Funktionsprüfung mittels Plättchenfunktionsanalysgerät PFA-100 (MÜLLER et al. 1997, KEIDEL

u. MISCHKE 1998), weitere Methoden zur Überprüfung spezifischer Teilfunktionen der

Thrombozyten zur Verfügung (PATSCHKE u. RUF 1998). Auch die Durchflusszytometrie kann

für Funktionsprüfungen eingesetzt werden (MATZDORFF et al. 1998, MORITZ et al. 2003). Im

Folgenden werden die wesentlichen Verfahren kapilläre Blutungszeit, Thrombozytenaggregation

und die Messung mit dem Plättchenfunktionsanalaysengerätes PFA-100 für die Anwendung beim

Hund näher besprochen.

2.2.1 Kapilläre Blutungszeit

Mit der kapillären (In vivo) Blutungszeit besteht die Möglichkeit, sowohl einen

Thrombozytenmangel als auch eine bei normaler Thrombozytenzahl vorliegende

Thrombozytenfunktionsstörung zu diagnostizieren (NOLTE et al. 1994, DAVENPORT et al.

1982b). Die kapilläre Blutungszeit wird als wichtige Funktionsprüfung der Thrombozyten

angesehen (BORCHGREVNIK 1971, KOCIBA 1976). Für den Hund ist das für den Menschen

beschriebene Messverfahren der kapillären Blutungszeit mit der Methode nach IVY modifiziert

nach MIELKE et al. (1969) ungeeignet (NOLTE et al. 1997). Die für den Hund dokumentierten

Techniken unterscheiden sich in der Tiefe und Lokalisation der Inzision (BROOKS u.

CATALFAMO 1993). Die am meisten verwandte Methode basiert auf der Bestimmung der

Blutungszeit an der Mundhöhlenschleimhaut (JERGENS et al. 1987, BROOKS u. CATALFAMO

1993, SCHERMERHORN et al. 1994). Im Bereich der Oberlippenschleimhaut wird eine

Stichinzision gesetzt und die Blutungszeit bis zum vollständigen Stoppen der Blutung gemessen.

Dabei wird die Oberlippe des Hundes mittels einer Gaze nach außen gebunden, was zu

Abwehrmaßnahmen des Hundes führen kann. Daher ist die Bestimmung der Blutungszeit im

Bereich Mundhöhlenschleimhaut meist nur in Narkose durchzuführen. Vorteil dieser Messmethode

ist, dass eine Stichinzision von 1 mm Tiefe in der Regel ausreicht und die Stichtiefe nicht wie bei

anderen Methoden von der Dicke der Haut abhängig ist. Im Median dauert die Blutung beim

gesunden Hund 2,2 Minuten (JERGENS et al. 1987). Die Aussagefähigkeit der bukkalen

Blutungszeit wurde anhand von Untersuchungen an Hunden mit unterschiedlichen


Vorraussetzungen (von Willebrand Erkrankung, Thrombozytopenie, Urämie) überprüft (JERGENS

et al. 1987).

Eine weitere Methode ist die von NOLTE et al. (1994, 1997) beschriebene. Hierbei wird der

unsedierte Hund in Seitenlage verbracht. Nach der Rasur des Punktionsgebietes, am Übergange von

behaarter Haut zu Ballhorn der seitlichen Zehe an der Vordergliedmaße, wird eine

Blutdruckmanschette über Radius und Ulna dieser Gliedmaße angelegt. Auf das geschorene

Hautareal wird anschließend eine hyperämisierende Salbe aufgetragen und eine Stoppuhr gestartet.

Nach Ablauf von einer Minute wird die Salbe mit einem Mulltupfer entfernt und die

Blutdruckmanschette mit einem Druck von 70 mmHg aufgeblasen. Nach Ablauf von einer weiteren

Minute erfolgt 1 – 3 mm oberhalb der Ballengrenze zweimalig im Abstand von 0,5 cm eine

Punktion mit einer automatischen Blutlanzette. Bei Aufrechterhaltung der Druckverhältnisse

werden die frei fließenden Blutperlen alle 15 Sekunden vorsichtig mit einem Mulltupfer abgesaugt.

Die Zeit von der Punktion bis zum vollständigen Stoppen der Blutung wird als kapilläre In-vivo-

Blutungszeit gemessen und aus den beiden sich ergebenden Zeitwerten der Mittelwert gebildet. Der

Referenzbereich liegt nach ADAMIK und MISCHKE (1998) zwischen 0,75 und 2,25 Minuten.

Dieses Verfahren ist im Vergleich zum zuvorgenannten Verfahren besser zu standardisieren, somit

besser zu reproduzieren, und unterliegt einer geringen Abhängigkeit von der Fügsamkeit des

Hundes. Dieses Verfahren kann ohne Probleme ohne Sedation des Hundes durchgeführt werden

(NOLTE et al. 1997). Die ungleiche Hautdicke im Bereich des Ballens unterschiedlicher

Hunderassen und die unterschiedliche Blutperfusion werden durch ein standardisiertes Vorgehen

(hyperämisierende Salbe und Blutdruck von 70 mm Hg) ausgeglichen (NOLTE et al. 1997). Die

Sensitivität dieses Verfahrens der kapillären Blutungszeit wurde in einer experimentellen Studie

beim Hund mit einer Acetylsalicylsäure-induzierten Thrombozytenfunktionsstörung überprüft

(NOLTE et al. 1997).

2.2.2 Thrombozytenaggregation

Die Thrombozytenaggregation beschreibt die Zusammenballung der Thrombozyten im Rahmen der

primären Hämostase. Die wesentlichen Messprinzipien zur Untersuchung der

Thrombozytenaggregation in vitro sind der Aggregationstest nach der BORN (1962) und die

Vollblutaggregometrie (CARDINAL u. FLOWER 1980, GAWAZ 1999). Das erstgenannte

Verfahren beruht auf der photometrischen Erfassung der Trübungsabnahme im plättchenreichen


Plasma nach dem Zusatz von aggregationsauslösenden Substanzen wie ADP, Kollagen, Thrombin

und Arachidonsäure. Die Änderung der optischen Dichte wird als Kurve aufgezeichnet (BORN

1962). Das aggregometrische Verfahren der Thrombozytenaggregation nach BORN (1962) hat die

größere klinische Relevanz und ist besser zu standardisieren, insbesondere im Hinblick auf die

Thrombozytenzahl im plättchenreichen Plasma (FORSYTHE et al. 1989). Die Methode kam beim

Hund in klinischen (NOLTE et al. 1994b, SCHULZE 1998) und experimentellen Studien (NOLTE

u. MISCHKE 1995, KEIDEL u. MISCHKE 1998, KLEIN et al. 1999, MISCHKE u.

NIMMERFALL 2000, KEIDEL 2001) zum Einsatz.

Das Prinzip der Untersuchung der Thrombozytenaggregation mittels der Vollblut- oder

Impedanzmethode beruht auf der Messung von Änderungen des elektrischen Widerstandes

zwischen zwei Platinelektroden infolge der Anlagerung von Thrombozyten bei Stromfluss. Wenn

eine aggregationsauslösenden Substanz zugesetzt wird, kommt es zur Thrombozytenaggregation an

den Elektroden und damit zu einer Widerstandsänderung, die registriert werden kann (CARDINAL

u. FLOWER 1980, GAWAZ 1999). Ein Vorteil der Vollblutaggregometrie liegt in der schnelleren

Verfügbarkeit der Ergebnisse (JUTTNER et al. 2000). CARDINAL u. FLOWER (1980) sehen

einen weiteren Vorteil darin, dass die Thrombozyten in ihrem physiologischen Milieu bleiben. Des

Weiteren ist ein geringeres Probenvolumen erforderlich und das zeitintensive Herstellen des

plättchenreichen Plasmas entfällt. Die Vollblutaggregometrie wurde ebenfalls in verschiedenen

Studien beim Hund eingesetzt (FORSYTHE et al. 1989, BARR et al. 1992, GRAUER et al. 1992,

SCHERMERHORN et al. 1994). Die Gefahr der spontanen Thrombozytenaggregation ist bei der

Bestimmung mit Vollblut deutlicher stärker ausgeprägt als bei der Messung mit plättchenreichem

Plasma (SANIABADI et al. 1984, BALDUINI et al. 1991).

Als potente Agonisten der Thrombozytenaggregation zeigen sich beim Hund ADP, Kollagen und

Thrombin (FEINGOLD et al. 1986, SCHULZE 1998). In der Methode nach BORN (1962) werden

als Endkonzentration für ADP 25 µmol/L, für Kollagen 10 µg/ml und für Thrombin 1 IE/ml

empfohlen (MISCHKE u. SCHULZE 2004). Hiermit lassen sich bei der überwiegenden Mehrzahl

der gesunden Hunde Aggregationsmaxima >80 % erzielen. Weniger potente

Aggregationsinduktoren sind beim Hund Arachidonsäure, Ristocetin und Epinephrin

(CLEMMONS u. MEYERS 1984, MISCHKE u. SCHULZE 2004).

In einer weiteren Studie zeigten SOLOVIEV et al. (1999), dass Hundethrombozyten bei der

Vollblutaggregometrie auf eine Vielzahl von Agonisten ansprechen (Kollagen, Epinephrin,


Arachidonsäure, Thrombin, ADP und Ristocetin), wobei die konstantesten Ergebnisse mit ADP (10

µmol) und Kollagen (1 µg/ml) erzielt wurden. Des Weiteren kam in experimentellen und klinischen

Studien der plättchenaktivierende Faktor (PAF) als Agonist der Thrombozytenaggregation zum

Einsatz (MACKIN et al. 1995, THOMAS u. ROGERS 1999)

2.2.3 Plättchenfunktionsanalysengerät PFA-100

Das Plättchenfunktionsanalysengerät (PFA-100) wurde zur globalen Überprüfung der primären

Hämostase in Zitratblutproben entwickelt (KUNDU et al. 1994, MAMMEN et al. 1995). Die

Messzelle des Plättchenfunktionsanalysengerätes (PFA-100) besteht aus einem Probenreservoir und

einer Kapillare, an deren Ende sich eine biologisch aktive Membran mit einer zentralen Öffnung

befindet (KUNDU et al. 1994, 1995, COMP et al. 1997, KEIDEL u. MISCHKE 1998,

CATTANEO et al. 1999). Durch die Kapillare wird das Vollblut unter einem konstanten Vakuum

aus dem Probenreservoir zur Membran gesaugt. Die Kapillare stellt dabei die

Durchflussbedingungen im Blutgefäß nach. Die Membran ist mit Kollagen und ADP bzw. mit

Kollagen und Epinephrin beschichtet (KUNDU et al 1994, 1995; CARCAO et al. 1997,

HEILMANN et al. 1997). Wie in einem verletzten Blutgefäß werden die Thrombozyten durch den

Kontakt mit dem Kollagen aktiviert und beginnen, sich am Rand der Öffnung anzulagern und

aggregieren auf der Kollagenoberfläche ( KUNDU et al. 1994, 1995, 1996). Durch das in der

Membranbeschichtung zusätzlich enthaltene ADP bzw. Epinephrin werden die Thrombozyten zur

Expression von Rezeptoren und zur Aggregatbildung angeregt (KEIDEL u. MISCHKE 1998,

KEIDEL 2001). Der entstehende Plättchenthrombus verengt die Öffnung immer mehr, bis sie

vollständig verschlossen ist (HEILMANN et al. 1997, WILMER et al.1997, KEIDEL u. MISCHKE

1998). Das Analysengerät überwacht den Blutfluss kontinuierlich. Sobald dieser zum Stillstand

kommt, ist der Test beendet. Das Testergebnis gibt in Form der Verschlusszeit die Zeit vom ersten

Membrankontakt der Probe bis zum vollständigen Membranverschluss an (KUNDU et al. 1994,

1995, HEILMANN et al. 1997, WILMER et al. 1997, KEIDEL u, MISCHKE 1998). Neben dieser

Messgröße wird noch das Gesamtvolumen des Blutes, das während der Messung durch die

Kapillare fließt, gemessen (KUNDU et al. 1995, DE HAAN u. KOLDE 1996, KEIDEL u.

MISCHKE 1998, KEIDEL 2001).

Für den Menschen wurde ein Referenzbereich der Verschlusszeit mit der Kollagen/ADP-Messzelle

von 62–100 sec und für die Kollagen/Epinephrin-Messzelle von 82–150 sec ermittelt (KARGER et


al. 1997). Eine Studie mit 136 klinisch gesunden Hunden von KEIDEL (2001) ergab für den Hund

einen Referenzbereich von 53–98 sec mit der Kollagen/ADP-Messzelle für die Verschlusszeit und

von 227–318 µl für das Gesamtvolumen. Mit der Kollagen/Epinephrin-Messzelle wurden deutlich

längere Referenzwerte für die Verschlusszeiten ermittelt (92 bis >300 sec) und 196–720 µl für das

Gesamtvolumen (KEIDEL 2001). Die Blutproben sollten, bei der Verwendung der Kollagen/ADP-

Messzelle nach der Probenentnahme innerhalb eines Zeitraumes von 0,5 bis 2 Stunden gemessen

werden, da Untersuchungen, sowohl beim Menschen als auch beim Hund, jeweils eine

Verlängerung der Verschlusszeit und des Gesamtvolumens bei längeren Lagerungszeiten gezeigt

haben (KRETSCHMER et al. 1990, MISCHKE u. KEIDEL 2002). Bei der Bestimmung der

Verschlusszeit und des Gesamtvolumens mittels Kollagen/Epinephrin-Messzelle steht die

Empfehlung die Messung innerhalb von dreißig Minuten nach Probenentnahme vorzunehmen

(KEIDEL 2001). Der Einsatz des Plättchenfunktionsanalysengerätes PFA-100 zur Bestimmung der

In-vitro-Blutungszeit wurde in klinischen Studien beim Hund überprüft. Es zeigte sich, dass die

klinische Anwendung der Kollagen/Epinephrin-Messzelle durch die große Streuung der

Referenzwerte und somit geringe Sensitivität eingeschränkt wird (MISCHKE u. KEIDEL 2003).

Weitere Untersuchungen bestätigten für den Hund die Screeningmöglichkeiten hinsichtlich des

Vorliegend der von Willebrand Erkrankung SCHWARZ et al. 1997, MISCHKE u. KEIDEL 2003).

Sowohl beim Menschen als auch beim Hund zeigte sich eine negative Beeinflussung der

Verschlusszeit durch einen niedrigen Hämatokrit (KUNDU et al. 1996, KEIDEL u. MISCHKE

1998). Bei einem Hämatokrit von <25 % traten beim Hund deutlich längere Verschlusszeiten auf,

was die klinische Verwendbarkeit bzw. Aussagekraft des Plättchenfunktionsanalysengerätes

deutlich einschränkt, da Patienten bei denen die Überprüfung der Hämostase angezeigt ist, oft eine

Anämie aufweisen (KEIDEL u. MISCHKE 1998) .

2.3 Störung der primären Hämostase bei hämatopoetischen Tumoren

2.3.1 Thrombozytopenie und -pathie bei malignem Lymphom

In verschiedenen Studien beim malignen Lymphom sind neben der Abweichung der

Thrombozytenzahl (Mensch: UESUGI et al. 1997; Hund: HELFAND 1988; GRINDEM et al. 1994)

auch Störungen der Plättchenfunktion beschrieben worden (Mensch: BERTOLINO et al. 1991;

MALIK et al. 1998; Hund: MCNIEL et al. 1997; THOMAS u. ROGERS 1999).


Thrombozytopenien kommen bei bis zu der Hälfte der Hunde mit malignem Lymphom vor

(MADEWELL 1986: 49 %, GRINDEM et al. 1994: 36 %). Überwiegend liegt eine leichte bis

moderate Thrombozytenzahlverminderung vor. Im arithmetischen Mittel liegt bei diesen Hunden

die Thrombozytenzahl bei 120.000/µl (GRINDEM et al. 1994). Eine epidemiologische Studie über

987 thrombozytopenische Hunde zeigte, dass bei 13 % der Patienten eine Tumor-Assoziierte

Thrombozytopenie vorlag. Unter den 13 % der Tumoren waren 60 % Sarkome, 27 % Karzinome

und 6 % Leukämien vertreten. Die andere Patienten mit Thrombozytopenie verteilten sich auf 5 %

mit immunbedingter, 23 % mit inflammatorischer oder infektiös bedingter Thrombozytopenie und

59 % der untersuchten Hunde zeigten eine Mischform (GRINDEM et al 1991).

Zu einer Tumor-Assoziierten Thrombozytopenie können verschiedene Mechanismen, wie

gesteigerte Thrombozytenzerstörung, gesteigerter Thrombozytenverbrauch und -sequestrierung

sowie eine reduzierte Thrombozytenproduktion führen (HELFAND 1988). Die beim Menschen

beschriebene verkürzte Lebensspanne der Thrombozyten bei Tumorpatienten (SLICHTER et al.

1974) ist auch beim Hund in ähnlicher Weise festgestellt worden. In der Studie von O`DONNELL

et al. (1981) hatten Hunde mit malignem Lymphom mit durchschnittlich 1,2 Tagen deutlich kürzere

Lebenszeiten der Thrombozyten als Zeichen einer deutlichen Umsatzsteigerung. Der häufigste

Grund eines gesteigerten Thrombozytenverbrauchs beim Tumorpatienten stellt die disseminierte

intravasale Gerinnung dar (SUN et al. 1979, MADEWELL et al. 1980). Des Weiteren kann eine

immunvermittelte Thrombozytopenie (gesteigerte Thrombozytenzerstörung) vorliegen, welche man

zu den paraneoplastischen Syndromen bei hämatopoetischen Tumoren wie dem malignen

Lymphom rechnen kann (FINK et al. 1976, JAIN et al. 1981, HELFAND et al. 1985). Schließlich

kann beim malignen Lymphom eine verstärkte Thrombozytensequestration im Rahmen der

Splenomegalie vorliegen. Etwa 30 % der Thrombozyten sind normalerweise in der Milz gespeichert

(SCHALM et al. 1975) und eine Vergrößerung der Milz kann eine vermehrte Speicherung zur

Folge haben. Die Vergrößerung der parenchymatösen Organe wie Milz und Leber und eine

Infiltration mit Tumorzellen treten beim malignen Lymphom häufig auf und sind oft mit einer

Thrombozytopenie vergesellschaftet (O`DONNELL et al. 1981, DAVENPORT et al. 1982a,

HELFAND 1988).

Eine Ursache für eine reduzierte Thrombozytenproduktion ist die Myelophtises. Beim malignen

Lymphom kann eine begrenzte Verdrängung der normalen hämatopoetischen Funktion durch

Tumorzellen im Knochenmark zum Krankheitsbild gehören (SEARCY 1980; MADEWELL 1986).


Zur Thrombozytenfunktion bei Hunden mit malignem Lymphom liegt eine Studie mit 15 Hunden

mit unbehandeltem multizentrischem Lymphom vor, in der die Thrombozytenaggregation mittels

Vollblutaggregometrie gemessen wurde (THOMAS u. ROGERS 1999). Die Patienten wiesen

weder Veränderungen der Thrombozytenzahl noch klinische Anzeichen einer Blutstillungsstörung

auf. In dieser Studie zeigten sich unter Verwendung verschiedener Agonisten

(plättchenaktivierender Faktor, ADP, Kollagen) deutlich höhere Aggregationsmaxima der Hunde

mit Lymphom (15,9 Ohm) im Vergleich zu einer gesunden Kontrollgruppe (12,7 Ohm). Zu einem

analogen Ergebnis kamen MCNIEL et al. (1997) an einem unselektierten Patientengut von 59

Hunden mit verschiedenen Neoplasien, unter denen sich auch 17 maligne Lymphome befanden.

Auch in dieser Studie war die maximale Thrombozytenaggregation der Hunde mit Tumoren (105,5

Ohm) im Vergleich zu einer gesunden Kontrollgruppe (87,7 Ohm) erhöht.

Beim Menschen liegen unterschiedliche Ergebnisse zur Untersuchung der Plättchenfunktion bei

Patienten mit Lymphomen vor (YAHARA et al. 1983, BERTOLINO et al. 1991, ELBERN 1996,

KAPTAN et al. 2002). Bei einer Untersuchung von 75 Patienten mit unterschiedlichen

Tumorerkrankungen, worunter sich auch Patienten mit Lymphom befanden, zeigte sich mit der

Vollblutaggregometrie analog zum Hund eine gesteigerte Aggregationsbereitschaft (YAHARA et

al. 1983). In einer Studie von ELBERN (1996) wurde bei 11 Menschen mit Hodgkin-Lymphom,

und 12 mit Non-Hodgkin-Lymphom, das dem malignen Lymphom des Hundes entspricht, neben

den Parametern der plasmatischen Gerinnung auch die Thrombozytenfunktion mittels

Thrombozytenaggregation untersucht. Es zeigten sich auch hier, wenn auch nur geringfügig

gesteigerte Maximalamplituden der ADP-induzierten Aggregationen bei den Patienten mit Non-

Hodgkin-Lymphom (Mittelwert: 8,7 cm) im Vergleich zu den Kontrollwerten (3,8–7,2 cm

Maximalamplitude). Die Aggregation der Patienten mit Hodgkin-Lymphom wies mit einer

mittleren Maximalamplitude von 5,6 cm keine Abweichungen auf.

KAPTAN et al. (2002) untersuchten in einer größeren Studie an 31 Menschen mit dem beim Hund

seltenen Hodgkin-Lymphom die Plättchenfunktion mit Hilfe der Aggregometrie. Sie stellten im

Vergleich zur gesunden Kontrollgruppe keine Veränderung der Thrombozytenaggregation mit der

Born-Methode unter Verwendung der Agonisten ADP, Kollagen, Epinephrin und Ristocetin fest.

In der zugänglichen Literatur ist eine deutlich gestörte Plättchenfunktion bei einem Menschen mit

Non-Hodgkin-Lymphom ausschließlich in einer Falldarstellung von BERTOLINO et al. (1991)


dokumentiert. Bei diesem Patienten mit Blutungssymptomatik bestand neben einer milden

Thrombozytopenie eine stark beeinträchtigte Plättchenaggregation und Freisetzungsreaktionen.

Beim Mensch stellt eine mögliche Ursache für eine Plättchenfunktionsstörung beim Non-Hodgkin-

Lymphom das Vorliegen einer erworbenen Willebrand-Erkrankung dar, welche bei 10 % der

Patienten mit Non-Hodgkin-Lymphom auftreten soll (RINDER et al. 1997). FABRIS et al. (1986)

beschrieben einen erworbenen von Willebrand-Defekt, welcher neben Menschen mit malignem

Lymphom auch beim multiplem Myelom und myeloproliferativen Erkrankungen vorkommt. Dieser

Defekt der Thrombozytenaggregation steht im Zusammenhang mit der Abnahme des Faktors VIII.

Für ein vergleichbares Auftreten dieses Effektes beim Hund gibt es in der Literatur bislang keine

Hinweise.

Der Mechanismus für die in verschiedenen Studien nachgewiesene gesteigerte

Aggregationsneigung der Thrombozyten bei Tumorpatienten ist unbekannt. Studien haben eine

gegenseitige Beziehung zwischen Thrombozyten und Tumorzellen belegt. Der In-vitro-Zusatz von

Tumorzellen zum plättchenreichem Plasma geht mit einer gesteigerten Aggregation einher.

Tumorzellen können in vitro zu einer gesteigerten Thrombozytenaggregation führen, indem es zu

einem Anstieg der Konzentration von Agonisten der Thrombozytenaggregation (z. B. Thrombin

und ADP) kommt oder auch durch direkte Interaktion zwischen den Thrombozyten und der

Oberflächenstruktur der Tumorzelle (HONN et al. 1992, HEINMOLLER et al. 1996).

2.3.2 Thrombozytopenie und -pathie bei Leukämie

Es liegen zahlreiche Publikationen, sowohl beim Menschen als auch beim Hund, zur

Thrombozytopenie bei Leukämie vor (Mensch: GRALNICK et al. 1972, FRENCH u.

LILLEYMAN 1979; Hund: MADEWELL et al. 1980, MATUS et al. 1983, COUTO 1985, CAIN et

al. 1986, LEIFER u. MATUS 1986, HENRY et al. 1996, VERNAU u. MOORE 1999,

WORKMAN u. VERNAU 2003).

Beim Hund bestehen Unterschiede in der Ausprägung der Thrombozytopenien zwischen den

Patienten mit akuter und chronischer lymphatischer Leukämie. Bei den Hunden mit akuter

lymphatischer Leukämie ist die Thrombozytopenie mit einer Thrombozytenzahl von im Median

50.000/µl deutlicher ausgeprägt. MISCHKE et al. (1998) wies in seiner Untersuchung an 12

Hunden mit akuter Lymphoblastenleukämie bei allen untersuchten Patienten eine verminderte

Thrombozytenzahl nach. Auch beim Menschen mit akuter lymphatischer Leukämie ist die Inzidenz


der Thrombozytopenie hoch. In einer Übersichtsarbeit zeigt sich, dass nur bei 15 % die

Thrombozytenzahlen über 150.000/µl, bei 55% zwischen 25.000–150.000/µl und bei 30 % der

Patienten unter 25.000/µl liegen (HOELZER u. GÖKBUGET 2003).

Dagegen zeigten sich in zwei Studien bei Hunden mit chronischer lymphatischer Leukämie nur

moderate Veränderungen der Thrombozytenzahlen. In der Studie von VERNAU u. MOORE (1999)

lag eine Thrombozytopenie bei 27 % der Hunde mit chronischer lymphatischer Leukämie vor,

wovon der größte Teil der Patienten (72 %) nur leichte Veränderungen (> 100.000/µl) aufzeigte. In

einer weiteren Untersuchung an 22 Hunden zeigte sich bei 45 % eine Thrombozytopenie, wobei der

niedrigste Wert bei 110.000/µl lag (LEIFER u. MATUS 1986). Die Reduktion der

Thrombozytenzahl wird unter anderem durch die Verdrängung der Megakaryozyten im

Knochenmark und die Splenomegalie verursacht (Mensch: ROSENTHAL et al. 1963, SPEISER et

al. 1990; Hund: MISCHKE et al. 1998).

Beim Hund liegen bislang keine ausführlichen Untersuchungen zur Thrombozytopathie bei

Leukämien vor. Thrombozytenfunktionsstörungen wurden in einer Falldarstellung bei einem Hund

mit einer experimentell, durch Bestrahlung induzierten Megakaryoblastenleukämie (CAIN et al.

1986) beschrieben. In der Arbeit von KEIDEL (2001) deutete sich anhand der

Untersuchungsergebnisse des Plättchenfunktionsanalysegerätes PFA-100 eine Thrombozyten-

funktionsstörung bei Hunden mit Leukämie an. Bei den untersuchten Hunden mit akuter und

chronischer lymphatischer Leukämie wurden deutlich höhere Verschlusszeiten und

Gesamtvolumina, sowohl mit der Kollagen/ADP-Messzelle als auch mit der Kollagen/Epinephrin-

Messzelle, als in der gesunden Kontrollgruppe gemessen. Die gleichzeitig parallel vorliegende

Thrombozytopenie und/oder Anämie schränkt diese Untersuchungsergebnisse jedoch ein. Die bei

KEIDEL (2001) ebenfalls bestimmte kapilläre Blutungszeit war bei den untersuchten vier Hunden

mit chronischer lymphatischer Leukämie deutlich verlängert. Auch die Patienten mit akuter

lymphatischer Leukämie wiesen deutliche Abweichungen zur gesunden Kontrollgruppe

(60–150 sec) auf. Vier der sieben Hunde hatten kapilläre Blutungszeiten von über 240 sec.

Studien belegen beim Menschen mit akuter bzw. chronischer myeloischer Leukämie sowie akuter

lymphoblastischer Leukämie eine reduzierte Thrombozytenaggregation und Plättchen-

freisetzungsreaktion bzw. eine verlängerte In-vivo-Blutungszeit (PUI et al. 1982, WOODCOCK et

al. 1984, MOHRI 1986, NARESH et al. 1993). In einer klinischen Studie an 66 Kindern mit akuter

lymphoblastischer Leukämie zeigte sich eine Verlängerung der kapillären Blutungszeit in 89 % der


Fälle und Veränderungen der plasmatischen Gerinnungsfaktoren (SUTOR et al. 1984). Eine

aktuelle Studie weist bei 50 Menschen mit akuter myeloischen Leukämie beeinträchtigte Mikro-

Aggregatbildung der Thrombozyten mittels Durchflusszytometrie auf. (LEINOE et al. 2004). Dies

steht in Übereinstimmung mit vorhergehenden Studien mit eingeschränkter

Thrombozytenaggregation bei Patienten mit akuter myeloischer Leukämie (VAN DER WEYDEN

et al. 1972, WOODCOCK et al. 1984).

Auch bei Patienten mit chronischen lymphatischen Leukämien ließen sich verlängerte

Blutungszeiten und eine verminderte Thrombozytenaggregation nachweisen (NARESH et al. 1992).

Von den untersuchten zwölf Patienten mit chronisch lymphatischer Leukämie wiesen alle eine

herabgesetzte Thrombozytenaggregation auf. Zwei zeigten zusätzlich eine verlängerte Blutungszeit.

Der häufigste Befund bei In-vitro-Thrombozytenfunktionstests bei Patienten mit chronischer

lymphatischer Leukämie ist die fehlende Aggregation mit Epinephrin in etwa 60 % der Fälle, mit

Kollagen bei um die 25 % und mit ADP bei 40 % der Patienten (ZURBORN et al. 1990). Eine

verminderte ADP-induzierte Thrombozytenaggregation zeigte sich bei 10 Patienten mit chronischer

lymphatischer Leukämie. Hier lag der Mittelwert der Maximalamplitude der Thrombozyten-

aggregation mit 2,1 cm deutlich unterhalb des Normbereiches (3,8 – 7,2 cm). Neben der

erniedrigten Thrombozytenaggregation lag eine Erniedrigung der Thrombozytenzahl vor

(Mittelwert: 146.000/µl) (ELBERN 1996). Der kausale Hintergrund der Plättchenfunktionsstörung

ist noch nicht ausreichend geklärt. Anscheinend liegen hier verschiedene Ursachen zugrunde. In

einer Untersuchung von COWAN et al. (1975) bei Menschen mit akuter bzw. chronischer

myeloischer Leukämie zeigte sich neben verschiedenen ultrastrukturellen Thrombozyten-

veränderungen eine verminderte intrazelluläre Adeninnukleotid-Konzentration sowie eine

Beeinträchtigung der Kollagen-Induzierten Freisetzungsreaktion von Adeninnukleotiden. Auch

ZURBORN et al. (1990) beschrieben bei myeloproliferativen Erkrankungen spezifische

thrombozytäre Störungen mit abnormer Morphologie, erhöhtem mittleren Volumen und Zunahme

der Thrombozytenverteilungsbreite, erworbener „storage pool disease“, Membranabnormalitäten

und einem abnormen Arachidonsäuremetabolismus.

2.3.3 Einfluss von Zytostatika auf die Thrombozytenzahl

Die zytostatikainduzierte Thrombozytopenie ist beim Menschen die mit Abstand häufigste

Abweichung der primären Hämostase bei Tumorpatienten. Nach der Studie von BELT et al. (1978)


ist sie verantwortlich für 49 % der Blutungskomplikationen beim Menschen. Die

zytostatikainduzierte Thrombozytopenie beruht auf der antiproliferativen Wirkung der Zytostatika

auf normales Gewebe mit hoher Proliferationsrate wie den blutbildenden Zellen des Knochenmarks

(BRÜNING et al. 1983; FELLIN et al. 1988). Da die Wirkung der Knochenmarksuppression

dosisabhängig ist, sind bei einer Applikation von hohen Dosen fast alle Zytostatika

knochenmarktoxisch. Durch die ungleiche Kinetik der verschiedenen Knochenmarkzell-

populationen zeigen sich die toxischen Effekte zu unterschiedlichen Zeitpunkten. Aufgrund der

kurzen Halbwertszeit der Thrombozyten beim Menschen von sieben Tagen manifestiert sich die

Thrombozytopenie sehr früh, während die Anämie erst verzögert auftritt (Halbwertszeit der

menschlichen Erythrozyten von 120 Tagen) (FELLIN et al. 1988). Der Wirkmechanismus der

Zytostatika spielt ebenfalls eine bedeutende Rolle für den Beginn und die Dauer der Zytopenie.

Zytostatika, die phasenspezifische Effekte im Zellzyklus sich aktiv teilender Zellen besitzen, haben

eine sehr rasche, aber kurz andauernde Wirkung. Substanzen, die nicht phasenspezifisch ihren

Effekt auf die Knochenmarkzellen ausüben (z. B. Cyclophosphamid, Doxorubicin), zeigen einen

späteren Beginn dieser Effekte (FELLIN et al. 1988). Beim Menschen sind die Zytostatika mit der

größten toxischen Wirkung auf die Megakaryozyten Cytosin-Arabinosid, gefolgt von

Cyclophosphamid und Methrotrexat (KARNOFSKY 1969, FELLIN et al. 1988). Sie scheinen eine

direkte Toxizität für die Megakaryoblasten oder die megakaryozytären Stammzellen zu besitzen,

haben aber keine direkte Wirkung auf die reifen Megakaryozyten (PETURSSON et al. 1982). Im

Tierversuch konnte gezeigt werden, dass mit Cyclophosphamid behandelte Mäuse einen späteren

Beginn der Thrombozytopenie zeigten, als es der normalen Lebenszeit der Thrombozyten entspricht

(FELLIN et al. 1988). Die Kombination unterschiedlicher Zytostatika in Form eines

Kombinationsprotokolls führt beim Menschen nicht zu einer weiteren Reduktion der Thrombozyten

als es durch Monotherapie der Fall ist (LEVIN 1978). Dies zeigte sich auch in

Verlaufsuntersuchungen bei Hunden mit malignem Lymphom im Rahmen einer

Kombinationschemotherapie (MORRISON-COLLISTER et al. 2003). Im Anschluss an eine

Thrombozytopenie kann eine Rebound-Thrombozytose auftreten (OGSTON u. DAWSON 1969),

welche wahrscheinlich durch einen Feedback-Mechanismus der Thrombozytenproduktion mittels

Thrombopoetin gesteuert wird (LICHTMANN u. BRENNAN 1987).


Als besonders relevant im Hinblick auf die zytostatikainduzierte Thrombozytopenie stellt sich beim

Hund zum einen die Langzeitbehandlung der chronischen lymphatischen Leukämie mit dem

Alkylanz Chlorambucil dar (HELFAND 1988). Das besonders in der Behandlung des malignen

Lymphoms eingesetzte Lomustin hat ein hohes myeolotoxisches Potential. Neben der Neutropenie

stellt die Thrombozytopenie ein erhebliches Risiko dar. Der Nadir der Thrombozytopenie ist

zwischen dem siebten und 14. Tag nach der oralen Gabe. In der Regel steigen die Thrombozyten im

weiteren Verlauf wieder an. Bei Fortführung der Behandlung mit Lomustin bei erniedrigter

Thrombozytenzahl kann die Thrombozytopenie noch Monate nach Beendigung der Therapie

bestehen bleiben. Dies beruht auf der kumulativen Neigung von Lomustin (MOORE u. KITCHELL

2003, FRIMBERGER 2000).

In der Regel zeigt sich beim Hund die Thrombozytopenie neun bis zehn Tage nach der Applikation

von Chemotherapeutika, der Überlebenszeit der Thrombozyten beim Hund entsprechend

(SCHALM et al. 1975). Die zytostatikainduzierte Thrombozytopenie beim Hund ist in der Regel

transient und sieben bis zehn Tage nach dem Erreichen des niedrigsten Wertes befinden sich die

Thrombozyten wieder im Referenzbereich bzw. es kommt zu einer Thrombozytose (HELFAND

1988). Dies zeigt sich in einer Verlaufsuntersuchung im Anschluss an die Kombination von

Doxorubicin (30 mg/m² Körperoberfläche am Tag 0) und Cyclophosphamid (200 mg/m²

Körperoberfläche an den Tagen 0) (KISSEBERTH u. MCEWEN 2001). Die Thrombozytenzahl

sank vom Ausgangswert (270.000/µl) im Mittel auf 100.000/µl am achten Tag nach der

Chemotherapie. 14 Tage nach der Chemotherapie befanden sich die Thrombozyten wieder bei

Werten über 300.000/µl. Ungeachtet der reduzierten Thrombozytenzahl zeigten sich in der zitierten

Studie keine klinischen Symptome einer Blutung. Durch eine zweite Cyclophosphamidgabe am 14.

Tag zeigte sich am 24. Untersuchungstag eine erneut reduzierte Zahl von Thrombozyten

(50.000/µl), wobei keine weiteren Nachuntersuchungen erfolgten (KISSEBERTH u. MCEWEN

2001).

Zytostatika, die nur selten zu einer Thrombozytopenie führen, sind Vincristin (HOAGLAND 1984,

MACKIN et al. 1995) und L-Asparaginase (WHITECAR et al. 1970, ROGERS et al. 1992). Zu

dem Vinca-Alkaloid Vincristin und der L-Asparaginase, die bei der Behandlung des malignem

Lymphoms des Hundes (LINK u. HIRSCHBERGER 1999) von großer Bedeutung sind, liegen

Originalarbeiten für den Hund vor. Die größte Untersuchung von MACKIN et al. (1995) an 16

gesunden Hunden zeigte einen deutlichen Anstieg der Thrombozytenzahl im Anschluss an die


Applikation von Vincristin in einer Dosis von 0,02 mg/kg. Nach der Applikation von Vincristin

sank die mittlere Thrombozytenzahl zunächst leicht innerhalb des Referenzbereiches ab (zweiter

Tag nach Vincristin), um dann allmählich über den Ausgangswert anzusteigen. Am achten

Untersuchungstag lagen die Thrombozytenzahlen der mit Vincristin behandelten Hunde 40 % über

den Werten der Kontrollgruppe, die physiologische Kochsalzlösung injiziert bekamen. Zum 10. Tag

sanken die Werte auf das Niveau zu Beginn der Studie. In einer weiteren Studie zur Wirkung von

Vincristin auf die Thrombozytenzahl zeigte sich bei 12 Hunden mit Immunvermittelter

Thrombozytopenie ein positiver Effekt von Vincristin. Die Patienten die neben Prednisolon auch

Vincristin (0,02 mg/kg) injiziert bekamen, wiesen einen signifikant schnelleren Anstieg der

Thrombozyten auf (ROZANSKI et al. 2002).

Im Hinblick auf den Mechanismus für den Thrombozytenanstieg in Folge von Vincristin wurde

zum einen eine direkte Thrombopoeseaktivierung nachgewiesen (Mensch: LICHTMANN u.

BRENNAN 1987; Ratte: ROBERTSON et al. 1970; Hund: GOLDEN et al. 1988, MACKIN et al.

1995), zum anderen die Hemmung der Freisetzung eines Plättchenfaktors, der die Thrombopoese

supprimiert (JACKSON u. EDWARDS 1977). Experimentelle Studien haben gezeigt, dass die

Stimulation der Thrombozytenproduktion durch Vincristin direkt nach der Applikation einsetzt

(ROBERTSON et al. 1970, KLENER et al. 1972, ROBERTSON et al. 1972, CHOI et al.1974). Es

kommt zu einer Steigerung der Megakaryozytenvorläuferzellen im Knochenmark und einer

verkürzten Reifungszeit. Als weiteren Gesichtspunkt schreiben RATZAN et al. (1972) Vincristin

zu, dass es zu einer vermehrten Anzahl von Thrombozyten pro Megakaryozyten kommt. Die durch

Vincristin verursachte Thrombozytose bildet sich in der Regel ohne vorausgegangene

Thrombozytopenie aus (ROBERTSON et al. 1970, KLENER et al. 1972, CHOI et al. 1974).

Die Wirkung von L-Asparaginase auf die Thrombozytenzahl wurde von ROGERS et al. (1992) bei

jeweils zehn gesunden als auch an malignem Lymphom erkrankten Hunden untersucht. Die

Thrombozytenzahl wurde sowohl vor der Applikation von L-Asparaginase als auch im weiteren

Verlauf über sieben Tage verfolgt. Es zeigte sich sowohl im Untersuchungszeitraum als auch

zwischen den untersuchten Gruppen kein statistisch signifikanter Unterschied. Die

Thrombozytenzahl lag im Mittel zu jedem Untersuchungszeitpunkt über 300.000/µl. Die Ergebnisse

der Studie von ROGERS et al. (1992) bestätigt damit Untersuchungsergebnisse beim Menschen.

Eine Studie an 1547 Kindern mit akuter lymphoblasten Leukämie zeigte keine Reduktion der

Thrombozytenzahl im Verlauf der Therapie mit L-Asparaginase, Vincristin und Prednisolon. Die


Anzahl der Thrombozyten war zu Beginn der Therapie geringfügig erniedrigt und stieg innerhalb

von vier Wochen langsam an (PRIEST et al. 1982).

In den Behandlungsprotokollen für das maligne Lymphom und die chronische lymphatische

Leukämie beim Hund spielt Prednisolon eine bedeutende Rolle (TESKE 1994). Verschiedene

Untersuchungen der Wirkung von Glukokortikoiden auf die Thrombozytenzahl beziehen sich auf

immunbedingte Thrombozytopenien. Wie und ob es überhaupt zu einer direkten Beeinflussung der

Thrombozyten durch Prednisolon kommt, ist umstritten. In einigen Studien konnte bei gesunden

Menschen bzw. Hunden kein Einfluss von Glukokortikoiden auf die Thrombozytenzahl

nachgewiesen werden (Mensch: LICHTENFELD u. SCHIFFER 1979, Hund: MACKIN et al.

1995). Eine andere Studie mit klinisch gesunden Hunden konnte einen moderaten Anstieg der

Thrombozytenzahl nachweisen (MOORE et al. 1992). In einer Untersuchung von AMMELOUNX

u. NOLTE (1987) bei Hunden mit thrombozytopenischen Krankheitsbildern zeigte sich ein Anstieg

der Thrombozytenzahl nach der Applikation von Glukokortikoiden bei 66 % der Patienten.

Innerhalb der Patientengruppe erhöhte sich die Thrombozytenzahl bei 39 % der Hunde über 100 %,

bei 21 % zwischen 20 bis 99 %, bei sieben Patienten blieb die Thrombozytenzahl konstant. Bei 18

% fiel die Thrombozytenzahl unter den Ausgangswert. Generell werden dem Prednisolon im

Hinblick auf die Beeinflussung der Thrombozytenzahl folgende Eigenschaften beigemessen:

Reduktion von Antikörpern und Unterdrückung des Thrombozytenabbaus durch das mononukleäre

Phagozyten-System (KARPATKIN 1980).

2.3.4 Einfluss von Zytostatika auf die Thrombozytenfunktion

Der Einfluss von Zytostatika auf die Thrombozytenfunktion ist in zahlreichen Studien sowohl beim

Menschen (WHITE 1969, LEMANCZYK et al. 1976, HICSONMEZ et al. 1977, STEINHERZ et

al. 1976, KLENER et al. 1977, SHAPIRO et al. 1980, PUI et al. 1983, FELLIN et al. 1988,

MATERA et al. 1994) als auch beim Hund (TAKANO 1981, MACKIN et al. 1995, GRAU-

BASSAS et al. 2000) untersucht worden. Verschiedene der chemotherapeutisch eingesetzten

Substanzen wie z. B. Vincristin führen zu Veränderungen der Thrombozytenstruktur und damit zu

einer funktionellen Thrombozytenschädigung (FELLIN et al. 1988). Die Vinca-Alkaloide

Vincristin und Vinblastin können schon in geringen Konzentrationen sowohl in vivo als auch in

vitro zu einer Beeinträchtigung der Thrombozytenfunktion führen (WHITE 1969, STEINHERZ et

al. 1976, HICSONMEZ et al. 1977, GRAU-BASSAS et al. 2000). Dies geschieht durch Zerlegung


und durch eine unzureichende Formation der Mikrotubuli (WHITE 1969, STEINHERZ et al. 1976).

Der Haupteffekt von Vincristin auf die Thrombozytenfunktion ist die Löschung der normalen

zweiten Phase der Thrombozytenaggregation. Dies wurde beim Menschen nicht nur in vitro bei

Thrombozyten, die Vincristin ausgesetzt waren beobachtet, sondern auch bei Thrombozyten von

mit Vincristin behandelten humanen Tumorpatienten (HICSONMEZ et al. 1977). Des Weiteren

zeigte sich, dass Agonisten der Thrombozytenaggregation, mit Ausnahme des Kollagens, im

Auslösen der Aggregation von Thrombozyten von mit Vincristin behandelten Menschen

fehlschlagen (WHITE 1969, STEINHERZ et al. 1976, HICSONMEZ et al. 1977). Die klinische

Relevanz der beeinträchtigten Thrombozytenaggregation scheint bei den Patienten nicht von großer

Bedeutung zu sein, da die kapillären Blutungszeiten der entsprechenden Patienten keine

Auffälligkeiten zeigten (HICSONMEZ et al. 1977, STEINHERZ et al. 1976).

Beim Hund liegen drei systematische Arbeiten über die Wirkung von Vincristin auf die

Thrombozytenfunktion sowohl bei gesunden als auch bei Hunden mit malignem Lymphom vor

(TAKANO 1981, MACKIN et al. 1995, GRAU-BASSAS et al. 2000). Untersuchungen zum Effekt

anderer Zytostatika auf die Thrombozytenfunktion können der zugänglichen Literatur für den Hund

nicht entnommen werden. In der größten Untersuchung von MACKIN et al. (1995) wurden 16

klinisch gesunde Hunde mit Vincristin in einer Dosis von 0,02 mg/kg behandelt und die Wirkung

auf die Thrombozytenfunktion mittels der bukkalen Blutungszeit und Thrombozytenaggregometrie

ermittelt. Als Agonisten kamen ADP, Kollagen und plättchenaktivierender Faktor zum Einsatz. Die

Hunde wurden über einen Zeitraum von 10 Tagen untersucht. Es zeigte sich innerhalb des

Untersuchungszeitraumes und zwischen der Vincristin behandelten Gruppe und der

Vergleichsgruppe, welche physiologische Kochsalzlösung injiziert bekam, kein Unterschied. Einzig

die Thrombozytenaggregation mit einer niedrigen Konzentration von ADP (10 ng) war am siebten

Tag deutlich vermindert (15 % unterhalb des Ausgangswertes) im Vergleich zur Kontrollgruppe

(21 % oberhalb des Ausgangswertes). Zu einem vergleichbaren Ergebnis kam TAKANO (1981)

ebenfalls bei gesunden Hunden. Es zeigte sich, dass nur Vinblastin, aber nicht Vincristin die

Thrombozytenaggregation negativ beeinflusst. Beide Substanzen verändern die Thrombozyten

morphologisch merklich.

In einer weiteren Studie untersuchten GRAU-BASSAS et al. (2000) den Effekt von Vincristin auf

die Funktion der Thrombozyten bei sieben Hunden mit malignem Lymphom in kompletter

Remission. Es wurde vor der Injektion und eine Stunde danach eine Thrombozytenaggregation mit


den Agonisten ADP, Kollagen und Arachidonsäure durchgeführt. Sowohl bei der Bestimmung des

Aggregationsgradienten als auch bei der maximalen Aggregation zeigten sich Unterschiede

zwischen den Zeitpunkten. Nach der Vincristininjektion reduzierte sich der Mittelwert der

maximalen Aggregation im Mittel auf 32 % im Vergleich zum Ausgangswert von 60 %.

In einer Studie von MATERA et al. (1994) wurde durch In-vitro-Zusatz zum Blut gesunder

Menschen der Einfluss der Zytostatika Vincristin, Doxorubicin und Epirubicin untersucht. Es

zeigte sich bei allen Substanzen eine deutliche negative Beeinflussung der

Thrombozytenaggregation sowohl mit ADP als auch mit Kollagen als Aggregationsstimulans. Die

Hemmung der Aggregation durch Vincristin war deutlicher als durch Doxorubicin und Epirubicin.

In einer weiteren Untersuchung von SHAPIRO et al. (1980) zeigte sich bei zehn Kindern mit akuter

Lymphoblastenleukämie unter L-Asparaginase-Therapie eine unzureichende Kollagen-induzierte

Aggregation. Die mit den Agonisten ADP, Arachidonsäure und Epinephrin durchgeführte

Aggregation wies keine Abweichungen von der Norm auf. Die reduzierte Aggregation mit Kollagen

als Stimulans normalisierte sich nach Beendigung der Therapie mit L-Asparaginase. Die Patienten

erhielten weiterhin Vincristin und Prednisolon, so dass ein negativer Einfluss der L-Asparaginase

vermutet werden kann. Hiervon abweichend zeigte PUI et al. (1983) in einer weiteren

Untersuchung beim Menschen, dass bei Patienten unter L-Asparaginase-Therapie eine gesteigerte

In-vitro-Reaktion der Thrombozyten auf ADP vorlag. Die gesteigerte Aggregation normalisierte

sich nach Beendigung der Therapie. Die gesteigerte Stimulation der Thrombozyten auf ADP war

noch nachweisbar, wenn die Thrombozyten in Normalplasma resuspendiert wurden. So erscheinen

die Thrombozyten für die abnorme Thrombozytenenreaktion verantwortlich zu sein und nicht eine

Veränderung plasmatischer Faktoren. PUI et al. (1985) stellten in einer weiteren Arbeit die

Hypothese auf, dass unter Asparaginase-Therapie möglicherweise eine abnorme Form eines von

Willebrand Faktors synthetisiert wird und dieser Faktor die Ausbildung einer Thrombose

begünstigen kann. Veränderungen der von Willebrand-Multimere zeigten sich in Studien bei

Patienten mit Zytostatika-induzierter Thrombose (PUI et al. 1987, CHARBA et al. 1993).

3 Untersuchungsgut, Material und Methodik 29

3 Untersuchungsgut, Material und Methodik

3.1 Material

3.1.1 Geräte und Bezugsquellen

Beckmann Instruments GmbH, München

• GPKR Zentrifuge, Kühlzentrifuge

Dade Behring Vertriebs-GmbH, Schwalbach

• PFA-100, Analysengerät für Thrombozytenfunktionstests

Erka GmbH, Bad Tölz

• Erkameter, Blutdruckmessgerät (Nr. 218087) mit Kindermanschette

Andreas Hettich GmbH, Tuttlingen

• HETTICH Zentrifuge EBA 12

Labor, Laborgeräte + Analysesysteme Vertriebsgesellschaft mbH, Ahrensburg

• Automated Platelet Aggregation and Coagulation Tracer APACT mit Printer Plotter,

Plättchenaggregationsmessgerät

Laboratoy Centrifuges GmbH, Osterode

• Sigma 113, Laborzentrifuge

Roche Diagnostics GmbH, Mannheim

• SoftclixII, Semiautomatischer Blutlanzettenschnapper

Bayer Diagnostics, Fernwald

• Advia®120, Blutzellzähl- und -differenzierungsautomat, automatisches Hämatologiesystem

30 3 Untersuchungsgut, Material und Methodik

Brand PlastibrandGmbH & Co, Wertheim

• Transferpipette 5–50 µl, Kolbenhubpipette

• Transferpipette 100–1000 µl, Kolbenhubpipette

3.1.2 Reagenzien, Abkürzungen und Bezugsquellen


• Dade PFA Messzellen Kollagen/ADP, B-4170-21

• Dade PFA Messzellen Kollagen/Epinephrin, B-4170-20

• Dade PFA Startlösung, B-4170-50

Fresenius AG, Bad Homburg

• Ampuwa, destilliertes Wasser


• Natriumzitratlösung 0,11 mol/l

Bayer Diagnostics, Fernwald

• Diff Timepac mit Perox Sheat

• ADVIA®120 PEROX 1 Reagenz, Lyse der Erythrozyten und Fixierung der Leukozyten

• ADVIA®120 PEROX 2 Reagenz, Färbung der Leukozyten

• ADVIA®120 PEROX 3 Reagenz, Färbung der Leukozyten

• Perox Sheat (zur Ergänzung des Diff Timepac), Mantelstromflüssigkeit

• 3 in 1 TEST point ™ Hämatologie-Kontrolle, hämatologisches Referenzmaterial zur

Überwachung der Präzision und Genauigkeit

• CBC Timepac mit Defoamer, Reagenz zu Messung der Thrombozyten und des

Hämoglobingehaltes

• Sheat Rinse, Mantelstromflüssigkeit

• EZ Kleen, Reinigungsflüssigkeit

• Sodium Hydrochlorid 5 %, Reinigungsflüssigkeit


Sigma Diagnostics GmbH, Deisenhofen

• ADP-Reagenz (Katalog Nr. 885-3), Plättchenaggregationsstimulator

3.1.3 Verbrauchsmaterial und Bezugsquellen

Brand PlastibrandGmbH & Co, Wertheim

• Pipettenspitze, variabel

Braun Melsungen AG, Melsungen

• Einmal-Injektions-Kanülen; 1,1 x 30 mm

• VasofixBraunüle, 18G/1 ¼ `` 1,3 x 33 mm, Venenverweilkanüle


Zubehör für das Plättchenfunktionsanalysengerät PFA-100:

• Dade PFA Druckerpapier, B-4170-71

• Dade PFA Farbband, B-4170-72

• Dade PFA O-Ring-Reinigungspads, B-4170-73

• Dade PFA Initialisierungszelle, B-4170-74

• Dade PFA Vakuum-Messzelleinsatz, B-4170-75

Eppendorf-Netheler-Hinz-GmbH, Hamburg

• Eppendorf-Reaktionsgefäße 3810, Kunstoff-Reaktionsgefäß 1,3ml

Labor, Laborgeräte + Analysensysteme Vertriebsgesellschaft mbH, Ahrensburg

• Mikroküvette und Mikromixer für APACT-Aggregometer

• Thermopapier für APACT-Printer Plotter


• SoftclixII lancet 21 G, 0,8 mm, 200 sterile Lanzetten Art. Nr. 1623460, Lanzetten zur

Kapillarblutgewinnung als Zubehör zum semiautomatischen Blutlanzettenschnapper


Sarstedt AG + Co, Nümbrecht

• 1,3 ml Mikroprobengefäße mit Kalium-EDTA, Blutprobengefäß zur Bestimmung des

Blutbildes

• S-Monovette, 2,9 ml, Probengefäße mit Zitronensäure-Natriumzitrat-Puffer (pH 5,5; 0,129

mol/l Zitrat) für die automatische Plättchenfunktionsanalyse

• Graduierte Polyethylenzentrifugenröhrchen 10 ml

• Plastikstopfen, farblos

Thomae GmbH, Biberach an der Riss

Finalgon, extra stark, Reg.Nr. F 772, hyperämisierende Salbe


3.2 Versuchsaufbau

In der vorliegenden Studie wurden Hunde mit malignem Lymphom (multizentrisches Lymphom:

n=35, intestinales Lymphom: n=2, nasales Lymphom: n=1), akuter lymphatischer Leukämie (n=9)

und chronischer lymphatischer Leukämie (n=6) zum Zeitpunkt der Diagnosestellung sowohl

hinsichtlich ihres Status der primären Hämostase (kapilläre In-vivo Blutungszeit,

Plättchenfunktionsanalyse mittels PFA-100, Thrombozytenzahl und Thrombozytenaggregation) als

auch ergänzend bezüglich verschiedener Parameter des Blutbildes (Hämatokrit, Erythrozytenzahl,

Hämoglobingehalt und Leukozytenzahl) untersucht. Die untersuchten Hunde erhielten in den 10

Tagen vor Beginn der Zytostatikatherapie keine Medikamente, welche die Thrombozytenfunktion

beeinträchtigen könnten und waren zum Zeitpunkt der Blutentnahme 24 Stunden nüchtern.

Bei einer Auswahl dieser Patienten, die eine Zytostatikabehandlung erhielten, wurden zudem die

Veränderungen der o. a. Messgrößen der primären Hämostase und des Blutbildes zu verschiedenen

Zeitpunkten der Zytostatikatherapie untersucht. Bei den Hunden mit malignem Lymphom erfolgte

die Zytostatikabehandlung mit dem Standardprotokoll der Fachgruppe Onkologie der Deutschen

Veterinärmedizinischen Gesellschaft (Therapiemodell 3 malignes Lymphom, Tabelle 1). Die

Induktionsbehandlung erfolgte mit Vincristin, Asparaginase, Cyclophosphamid, Doxorubicin und

Prednisolon (Tab. 2). Blutentnahmen und Messungen der kapillären Blutungszeit erfolgten beim 1.

und 3. Behandlungszyklus jeweils vor sowie 15 Minuten, eine und vier Stunden nach der

Applikation von Vincristin und Asparaginase in der ersten Behandlungswoche und der

Doxorubicinapplikation in der dritten Behandlungswoche. In den Wochen 2 und 4 wurde jeweils

vor der Chemotherapie Blut abgenommen (Tab. 1).

Bei einem Patienten mit chronisch lymphatischer Leukämie wurden Verlaufsuntersuchungen

während der Zytostatikatherapie durchgeführt (siehe Tab. A1, tabell. Anhang). Letztere erfolgte

mittels Vincristin (0,025mg/kg i.v. einmal wöchentlich in den ersten drei Behandlungswochen) und

oraler Gabe von Chlorambucil (0,2 mg/kg Körpermasse [KM] per os täglich in den ersten drei

Behandlungswochen; Leukeran 2 mg Filmtabletten, Glaxo-Wellcome GmbH & Co, Bad Oldesloe)

und Prednisolon (30mg/m² Körperoberfläche [KOF]) per os in der ersten Behandlungswoche und

10 mg/m² KOF per os in der zweiten und dritten Behandlungswoche). Die drei Blutentnahmen und

Messungen der kapillären Blutungszeit erfolgten jeweils eine Stunde vor der intravenösen

Verabreichung von Vincristin. Als Referenz diente eine Kontrollgruppe von 40 gesunden Hunden,

bei denen die oben angegebenen Tests einschließlich der kapillären Blutungszeit gemessen wurden.


Tabelle 1: Kombinationschemotherapieprotokoll „Therapiemodell 3 malignes Lymphom“ der Deutschen

Veterinärmedizinischen Gesellschaft Fachgruppe Onkologie zur Behandlung des malignen Lymphoms beim

Hund und die in der vorliegenden Arbeit verwendeten Blutentnahmezeitpunkte

Woche Medikamente Dosierung Zeitpunkte der Messungen

Dexamethason 1 mg/kg i.v. W1.0 (vor der Applikation)

1 Asparaginase 400 IE/kg s.c. W1.1 (15 Minuten nach der Applikation)

Vincristin 0,7 mg/m² i.v. W1.2 (1 Stunde nach der Applikation)

Prednisolon 50 mg/m² p.o., 3 Tage lang W1.3 (4 Stunden nach der Applikation)

2 Cyclophosphamid 200 mg/m² i.v. W2.0 (vor der Applikation)

Prednisolon 50 mg/m² p.o., 3 Tage lang

Dexamethason 1 mg/kg i.v. W3.0 (vor der Applikation)

3 Doxorubicin 30 mg/m² i.v. W3.1 (15 Minuten nach der Applikation)

Prednisolon 50 mg/m² i.v.,3 Tage lang W3.2 (1 Stunde nach der Applikation)

W3.3 (4 Stunden nach der Applikation)

4 Vincristin 0,7 mg/m² i.v. W4.0 (vor der Applikation)


5 Cyclophosphamid 200 mg/m² i.v.


Dexamethason 1 mg/kg i.v.

6 Doxorubicin 30 mg/m² i.v.


7 Vincristin 0,7 mg/m² i.v.





9 Doxorubicin 30 mg/m² i.v.


10 Vincristin 0,7 mg/m² i.v.





12 Doxorubicin 30 mg/m² i.v


Abkürzungen: mg–Miligramm, kg–Kilogramm (Körpermasse), IE–Internationale Einheiten, m²–Quadratmeter (Körperoberfläche),

i.v.–intravenöse Applikation, s.c.–subkutane Applikation, p.o.–per orale Applikation, W–Woche


Tab. 2: Zytostatika, die im Rahmen des Therapiemodells 3 der Fachgruppe Onkologie der Deutschen

Veterinärmedizinischen Gesellschaft zur Behandlung des malignen Lymphoms beim Hund verwendet

werden

Handelsname Inhaltsstoff Hersteller

Adrimedac Injektionslösung Doxorubicinhydrochlorid Medac Gesellschaft für klinische

Spezialpräparate mbH, Hamburg

Vincristin 1 mg/ml Injektionslösung Vincristinsulfat Medac Gesellschaft für klinische

Spezialpräparate mbH, Hamburg

Endoxan 500 mg Injektionsflasche Cyclophosphamid Asta Medica AG,

Frankfurt

Asparaginase 5000 medac Asparaginase Medac Schering Onkologie GmbH,

Durchstechflasche a München

Asparaginase 10000 medac

Durchstechflasche b

Prednisolon ratiopharm 5 mg Prednisolon Ratiopharm GmbH, Ulm

Prednisolon ratiopharm 50 mg

Abk.: a = bis zu 25 kg Körpermasse, b = über 25 kg Körpermasse

3.3 Patienten

3.3.1 Patientengruppen

3.3.1.1 Malignes multizentrisches Lymphom

Die 35 Patienten mit malignem multizentrischen Lymphom umfassten Hunde beiderlei Geschlechts

und verschiedener Rassen (Tab. 3). Das mediane Alter lag bei 8 Jahren (4–14 Jahren, Minimum-

Maximum), die mediane Körpermasse (KM) bei 32 kg (11–44 kg). Die 17 Patienten der Gruppe mit

multizentrischem Lymphom, die im Verlauf einer Zytostatikatherapie mehrfach untersucht wurden,

wiesen ein medianes Alter von 8 Jahren (4–12 Jahre, Minimum–Maximum) und medianes Gewicht

von 35 kg (12–43kg) auf. Die Rasseverteilung dieser Hunde kann Tabelle 3 entnommen werden.

Alle untersuchten Hunde zeigten eine generalisierte Lymphknotenschwellung. Die

Diagnosestellung basierte überwiegend auf der zytologischen Untersuchung der vergrößerten

Lymphknoten. Es zeigte sich ein hoher Anteil blastärer, lymphoider Zellen. Bei den Patienten die

eine Zytostatikatherapie erhielten, wurde zum Staging gemäß WHO-Klassifikation eine

sonographische Untersuchung des Abdomens und bei vergrößerter Milz und/oder Leber eine


zytologische Untersuchung derselben durchgeführt. Weiterhin erfolgte eine zytologische

Knochenmarkuntersuchung. Alle untersuchten Patienten befanden sich im Stadium IV oder V.

Darüber hinaus wurde bei allen diesen Fällen eine Immunphänotypisierung mittels

durchflusszytometrischer Untersuchung zur Differenzierung des T- bzw. B-Zell-Ursprungs

durchgeführt (Tab. 3), die abgesehen von einer Ausnahme B-Zell-Lymphome ergab. Sowohl die

zytologische Untersuchung als auch die Immunphänotypisierung wurden durch das Labor der

Klinik für kleine Haustiere der Tierärztlichen Hochschule Hannover durchgeführt. Die Diagnose

wurde bei den Patienten, die eine Zytostatikatherapie erhielten, wie auch bei den Tieren mit anderen

malignen Lymphomen, durch eine pathologisch-histologische Untersuchung im Institut für

Pathologie der Tierärztlichen Hochschule Hannover gesichert.

Tab. 3: Charakterisierung von 35 Hunden mit malignem multizentrischem Lymphom, von denen in dieser

Arbeit die primäre Hämostase untersucht wurde. Die Gruppe der Tiere über dem Trennstrich umfasste 17

Hunde, die zu verschiedenen Zeitpunkten der Zytostatikatherapie untersucht wurden und nach WHO-

Stadium und immunphänotypisch charakterisiert wurden.

Nr. Klinik- Rasse Geburts- Geschlecht Alter bei Gewicht Stadium Immun-

Nr. jahr Diagnose Kg phänot.

1 58271 Boxer 1995 w 6 28 IV a B-Zell

2 101732 Berner Sennhund 1996 wk 5 38 IV a B-Zell

18 104806 Berner Sennhund 1997 m 5 39 V b B-Zell

20 106150 Mischling 1994 w 8 38 IV b B-Zell

26 106632 Rottweiler 1993 wk 9 43 IV a B-Zell

27 102203 Schäferhund 1994 m 8 35 IV a B-Zell

29 106947 Boxer 1996 m 6 32 IV a T-Zell

39 110873 Border Collie 1993 mk 10 26 IV b B-Zell

41 111314 Fox Terrier 1995 mk 8 12 IV b B-Zell

42 111408 Mischling 1991 m 12 35 IV b B-Zell

45 113254 Golden Retriever 1995 w 8 31 IV a B-Zell

47 112478 Berner Sennhund 1995 w 8 38 IV b B-Zell

48 71007 Rhod. Ridgeback 1999 m 4 38 IV a B-Zell

49 115023 kl. Münsterländer 1995 m 8 27 IV a B-Zell

50 115271 Mischling 1996 mk 7 34 V b B-Zell

55 117948 Mischling 2000 wk 4 36 V b B-Zell

56 111408 Dobermann 1994 m 10 35 IV a B-Zell


Fortsetzung Tab. 3:

5 102326 WHW- T. 1991 m 10 12

7 74391 Berner Sennhund 1994 wk 7 33

9 103668 Rottweiler 1998 w 4 33

13 101060 Berner Sennhund 1997 w 4 31

15 102176 Mischling 1992 wk 9 24

19 106142 Golden Retriever 1993 m 9 38

21 74368 Bulldogge 1997 m 5 44

23 106509 Kan. Schäferhund 1993 m 9 24 n. u.

24 106405 Mischling 1993 m 9 26

57 106581 Mischling 1995 wk 8 27

28 107189 Yorkshire Terrier 1989 m 14 12

34 109268 Border Collie 1991 wk 11 24

37 110128 Mischling 1998 w 5 19

38 76103 Rhod. Ridgeback 1997 m 6 31

43 80294 WHW-T. 1992 m 11 11

51 115429 Golden Retriever 1995 m 8 36

53 116238 Boxer 1997 mk 6 28

30 107582 Hovawart 1995 w 7 34

Abk.: Geschlecht: w–weiblich, wk–weiblich-kastriert, m–männlich, mk–männlich-kastriert, Stadium: IV–Milz und/oder

Leberbeteiligung, V–Knochenmarkbeteiligung, a–ungestörtes Allgemeinbefinden, b–gestörtes Allgemeinbefinden, Immunphänot.–

Immunphänotypisierung, n. u.–nicht untersucht, kl.–kleiner, Kan.–Kanadischer, WHW–West Highland White Terrier

3.3.1.2 Andere maligne Lymphome

Die Patienten mit malignem intestinalen Lymphom, die beide auch im Verlauf der

Zytostatikatherapie untersucht wurden, umfassten einen männlichen, sechsjährigen Dobermann (31

kg KM) und einen männlichen, fünfjährigen Gebirgsschweißhund (24 kg KM). Der in die Studie

eingegangene Hund mit Nasenlymphom unter Zytostatikatherapie war ein weiblicher Rhodesian

Ridgeback (5 Jahre, 32 kg KM).

3.3.1.3 Akute lymphatische Leukämie

Die neun Patienten mit akuter lymphatischer Leukämie setzten sich zusammen aus zwei

Dobermännern und jeweils einem Labrador, Kaukasischen Hirtenhund, Deutsch Drahthaar, Golden

Retriever, Akita Inu, Schweißhund und Bernhardiner. Das mediane Alter betrug 6 Jahre (3–9 Jahre,

Minimum–Maximum), das mediane Gewicht 33 kg (24–54kg). Die Diagnosestellung erfolgte


anhand von zytologischen Knochenmarkaspirationspräparaten beziehungsweise Blutausstrichen

nach zytomorphologischen, zytochemischen und immunzytologischen Kriterien (JAIN et al. 1989).

Die Leukozytenzahl im Blut lag bei diesen Patienten zwischen 1.760/µl und 595.300/ µl

(Minimum–Maximum) mit einem Median von 55.220/µl, bei zunehmenden Blastengehalt mit

steigender Gesamtleukozytenzahl.

3.3.1.4 Chronische lymphatische Leukämie

Die sechs Patienten mit chronischer lymphatischer Leukämie umfassten einen Golden Retriever,

einen Irish Setter, einen Mischling, einen Tibet Terrier, einen Berner Sennenhund und einen Briard.

Das mediane Alter betrug 8,5 Jahre (6–10 Jahre, Minimum–Maximum), das mittlere Gewicht 28,5

kg (9–32kg). Die Diagnosestellung erfolgte anhand der Blutbildveränderung mit einer hochgradigen

absolut erhöhten Zahl der Lymphozyten bei recht uniformem Bild des Differentialblutbildes. Die

mediane Gesamtleukozytenzahl betrug 95.210/µl (39.200/µl–241.500/µl), die mediane

Lymphozytenzahl lag bei 77.000/µl (33.500/µl–205.300/µl). Bei den untersuchten Hunden zeigte

sich eine deutliche Tumorzellinfiltration von mindestens 50 % kleiner Lymphozyten von den

kernhaltigen Zellen im Knochenmark.

Bei dem Hund mit chronischer lymphatischer Leukämie, der wiederholt im Rahmen der

Zytostatikabehandlung untersucht wurde, handelt es sich um eine sieben Jahre alte Berner

Sennenhündin. Bei dem Patienten lag eine deutliche Leukozytose vor (241.500/µl), die zu 85 %

ausschließlich auf Lymphozyten beruhte. (Lymphozytenzahl: 205.300/µl). Bei dem untersuchten

Hund zeigte sich eine Tumorzellinfiltration im Knochenmark von 60 %. Zusätzlich bestand eine

Leber- und Milzinfiltration.

3.3.2 Klinisch gesunde Hunde

Für die Erstellung einer gesunden Kontrollgruppe wurde Blut von klinisch gesunden Hunden

verschiedener Rassen und Geschlechter entnommen, die ein ungestörtes Allgemeinbefinden

zeigten. Die untersuchten Patienten waren zum Zeitpunkt der Blutentnahme 24 Stunden nüchtern.

Das mediane Alter betrug 3 Jahre (1–7 Jahre, Minimum–Maximum), die mediane Körpermasse 27

kg (17–45kg). Da in der Kontrollgruppe Beagles stark überrepräsentiert waren, wurde zunächst

geprüft, ob zwischen den Beagles und den übrigen Tieren ein deutlicher Unterschied bestand.

Zwischen der Gruppe der Beagles und den übrigen Hunden der gesunden Kontrollgruppe war für


keine der untersuchten Messgrößen ein statistisch auffälliger Unterschied festzustellen (Einzelwerte

siehe Tab. A2 u. A3 tabell. Anhang; statistische Auswertung siehe Tab. A4 u A5, tabell. Anhang).

Im statistischen Vergleich des Alters der untersuchten Gruppen zeigten sich global deutliche

Unterschiede (Kruskal-Wallis-Test p<0,0001). Die Hunde mit malignem Lymphom, akuter

lymphatischen Leukämie und chronisch lymphatischer Leukämie wiesen ein signifikant höheres

Alter auf als die gesunde Kontrollgruppe (siehe Tab. A6, tabell. Anhang). Zwischen den erkrankten

Gruppen zeigten sich keine signifikanten Unterschiede in der Altersverteilung.

Tab. 4: Charakterisierung der gesunde Kontrollhunde gemäß Rasse, Geburtsjahr, Geschlecht, Alter und

Gewicht

Nr. Chip-Nr. */ Rasse Geburts- Geschlecht Alter Gewicht

Klinik-Nr. / Name jahr (Jahre) (kg)

1 1357604 * Beagle 2001 m 3 20

2 1048798 * Beagle 2001 w 3 18

3 1042014 * Beagle 2001 m 3 21

4 1251451 * Beagle 2001 mk 3 25

5 1042155 * Beagle 2001 mk 3 18

6 1462350 * Beagle 2001 m 3 18

7 1459122 * Beagle 2001 m 3 19

8 1459622 * Beagle 2001 w 3 17

9 1048626 * Beagle 2001 m 3 23

10 1458253 * Beagle 2001 m 3 21

11 1456190 * Beagle 2001 m 3 22

12 1253540 * Beagle 2001 w 3 19

13 1356821 * Beagle 2000 m 4 20

14 1366124 * Beagle 2000 w 4 18

15 1326956 * Beagle 2000 w 4 25

16 1360624 * Beagle 2000 m 4 23

17 109881 Dt Wachtel 2000 m 4 32

18 Jaques Mischling 1997 mk 7 30

19 Lotta Mischling 1998 wk 5 28

20 Borka Flat coated Retriever 2000 m 4 27

21 Muffin Rottweiler 1996 mk 7 33

22 110224 Boxer 1998 m 5 32

23 108755 Mischling 2000 m 2 20

24 108012 Labrador 2001 m 2 31


Fortsetzung Tab. 4:

25 116712 Labrador 2002 m 1 34

26 Flynn Mischling 1997 mk 7 31

27 Kira Labrador 1997 wk 6 27

28 Anton Labrador 2002 mk 3 29

29 108073 Mischling 1999 mk 5 32

30 110509 DSH 2001 W 2 27

31 119134 Labrador 1996 w 8 24

32 119217 Hovawart 1998 w 6 38

33 119618 Labrador 2003 m 1 36

34 83633 Rottweiler 1998 w 6 45

35 103815 Mischling 1997 w 7 38

36 47752 DSH 2001 m 2 35

37 115457 Australian Shepherd 2001 w 2 20

38 119613 Bulldogge 2000 m 3 24

39 119624 Boxer 1999 wk 4 31

40 119781 Briard 1999 wk 4 37

Abk.: w–weiblich, wk–weiblich-kastriert, m–männlich, mk–männlich-kastriert, Chip-Nr.–Identifizierungschip im Bereich der linken

Halsseite

3.4 Probengewinnung und -bearbeitung

3.4.1 Blutentnahme

Die Blutentnahme erfolgte aus der Vena cephalica oder der Vena saphena mit sterilen Einmal-

Injektions-Kanülen (1,1x30mm) am stehenden Hund. Dabei wurden die betreffenden Gefäße nicht

oder nur kurzzeitig leicht gestaut. Nach Verwerfung der ersten Blutstropfen wurde das frei

nachfließende Blut in mit Antikoagulanz beschichteten Probengefäßen aufgefangen. Dies umfasste

für die Untersuchung der Plättchenaggregation ein mit 1 ml 0,11 mol/l Natriumzitrat-Lösung

(1 Teil) befülltes Polyethylen-Zentrifugenröhrchen, welches bis zur 10 ml Markierung mit Blut

(9 Teile) gefüllt wurde. Für die Untersuchung der Verschlusszeit und des Gesamtvolumens des

Plättchenfunktionsanalysengerätes wurde ebenfalls Blut in eine Zitronensäure-Natriumzitrat-Puffer

(1 Teil 0,129 mol/l Zitrat für 9 Teile Blut) enthaltende 2,9 ml Monovette entnommen. Nach

Verschluss der Röhrchen wurden diese vorsichtig geschwenkt, um eine vollständige

Durchmischung des Blutes mit dem Antikoagulanz zu gewährleisten. Für die hämatologische

Untersuchung wurden 1,3 ml Blut in Kalium-EDTA-Mikroprobengefäße (1,6 mg EDTA/ml Blut)


aufgefangen. Innerhalb der nachfolgenden Minuten schloss sich die Aufbereitung der Blutproben

an.

3.4.2 Probenverarbeitung und Gewinnung von plättchenreichem und plättchenfreiem

Zitratplasma

Die Gewinnung von plättchenreichem Plasma (PRP) zur Messung der Thrombozytenaggregation

erfolgte aus dem im 10 ml Polyethylenzentrifugenröhrchen aufgefangenen Zitratblut durch 30-

minütige Zentrifugation in der Kühlzentrifuge bei 20°C und 150 x g. Der plättchenreiche Überstand

wurde in ein Polyethylenzentrifugenröhrchen abpipettiert. Um plättchenfreies Plasma (PFP) zu

erhalten, wurde ein Teil des PRP nochmals 10 Minuten bei 10.000 x g zentrifugiert, der Überstand

ebenfalls abpipettiert und in Kunstoffreaktionsgefäßen aufbewahrt. Das zur Aggregationsmessung

verwendete plättchenreiche Plasma wurde nach der Kontrolle der Thrombozytenzahl innerhalb von

4 Stunden verwendet und währenddessen bei Raumtemperatur aufbewahrt.

Bei plättchenreichem Plasma mit einer Thrombozytenzahl von über 300.000/µl erfolgte durch

Zugabe von plättchenfreien Plasma die Einstellung der Thrombozytenzahl auf 300.000/µl. Lag die

Thrombozytenzahl im plättchenreichem Plasma unterhalb von 100.000/µl, so wurden die

Ergebnisse der Thrombozytenaggregation nur bei der Einzelwertdarstellung im tabellarischen

Anhang festgehalten (siehe Tab. A8 u. A9, tabell. Anhang). Bei dem statistischen Gruppenvergleich

der maximalen Thrombozytenaggregation wurden diese Ergebnisse hingegen nicht berücksichtigt,

um artifizielle methodenbedingte Veränderungen weitestgehend auszuschließen. Der statistische

Vergleich der Gruppen für die Thrombozytenaggregation bezieht sich damit auf eine reduzierte

Gruppengröße von n=27 (malignes Lymphom), n=5 (akute lymphatische Leukämie) und n=5

(chronische lymphatische Leukämie). Abweichend hiervon wurde bei der Untersuchung des

Einflusses der Zytostatikatherapie Patient 27 mit berücksichtigt, dessen Thrombozytenzahl im

plättchenreichem Plasma während der ersten Behandlungswoche um 100.000/µl schwankte, d. h.

teilweise diesen Wert leicht unterschritt.


3.5 Methoden

3.5.1 Kapilläre In-vivo-Blutungszeit

Zur Messung der kapillären In-vivo-Blutungszeit entsprechend der von NOLTE et al. (1997)

beschriebenen Methode wurde der Hund in Seitenlage verbracht. Nach Rasur des Punktionsgebietes

im Übergang von behaarter Haut zum Ballenhorn der seitlichen Zehe der Vordergliedmaße wurde

eine Blutdruckmanschette über Radius und Ulna dieser Gliedmaße angelegt, auf das geschorene

Hautareal eine hyperämisierende Salbe aufgetragen und eine Stoppuhr gestartet. Nach Ablauf von

einer Minute wurde die Salbe mit einem Mulltupfer entfernt und die Blutdruckmanschette mit

einem Druck von 70 mm Hg aufgeblasen. Nach Ablauf einer weiteren Minute erfolgte 1–3 cm

oberhalb der Ballengrenze zweimalig im Abstand von einem halben Zentimeter eine Punktion mit

einer automatischen Blutlanzette. Bei Aufrechterhaltung der Blutdruckverhältnisse wurden die frei

fließenden Blutperlen alle 15 Sekunden vorsichtig mit einem Mulltupfer abgesaugt. Die Zeit von

der Punktion bis zum vollständigen Versiegen der Blutung wurde als kapilläre In-vivo-Blutungszeit

gemessen und aus den beiden sich ergebenden Werten der Mittelwert gebildet.

3.5.2 Plättchenfunktionsanalysengerät PFA-100

Die Untersuchung mit dem Plättchenfunktionsanalysegerät PFA-100 erfolgte in einem Zeitraum

von 30–60 Minuten nach der Blutentnahme. Die Messzellen, welche bei 4°C gelagert wurden,

wurden vor Beginn der Messung für 15 Minuten bei Raumtemperatur aufbewahrt. Danach wurde

zunächst die Kollagen/Epinephrin-Messzelle in die Position A der Kassette des

Plättchenfunktionsanalysengerätes eingesetzt. Nach vorherigem vier- bis fünfmaligen, vorsichtigen

Schwenken der Blutprobe wurden 1000 µl aus der gepufferten Zitratblutprobe in das

Probenreservoir der in der Kassette befindlichen Messzellen pipettiert und über die integrierte

Tastatur des Gerätes der Testlauf gestartet. Nach Ausgabe der Ergebnisse erfolgte die Entsorgung

dieser Messzelle und der Test wurde mit der zweiten Messzelle (Kollagen/ADP- Messzelle) in

analoger Weise durchgeführt.

3.5.3 Thrombozytenzahl und andere Messgrößen des Blutbildes

Die Thrombozytenzahl sowie der Hämatokrit, der Hämoglobingehalt, die Erythrozyten- und die

Leukozytenzahl wurden mit dem automatischen Hämatologiesystem ADVIA® 120 gemessen. Die

Messung der Thrombozyten und Erythrozyten erfolgt hiermit durchflusszytometrisch nach


isovolumetrischer Aufkugelung über ein Doppelwinkel-Laser-Streulicht-Verfahren. Dieses führt zur

direkten Messung der Anzahl der Zellen und des individuellen Thrombozyten- und

Erythrozytenvolumens. Die Messung und Differenzierung der Leukozytenfraktion im EDTA-Blut

erfolgt durch Bestimmung der Anzahl, des Volumens und der Zellstruktur durch Ermittlung der

Peroxidaseaktivität der Einzelleukozyten. Der Hämoglobingehalt im Blut wird mit dem

Hämatologiesystem nach Lyse der Erythrozyten unter Freisetzung von Hämoglobin und

anschließender Oxidation des im Hämoglobin enthaltenden Hämeisens von Fe2+ zu Fe3+ und der

anschließenden Bindung an das im ADVIA® 120 HGB Reagenz enthaltende Cyanid photometrisch

bestimmt. Qualitätskontrollen erfolgten in regelmäßigen Abständen mit kommerziellem humanen

Kontrollblut.

3.5.4 Thrombozytenaggregation nach der BORN-Methode

Die Messung der Thrombozytenaggregation basierte auf der Methode von BORN (1962),

modifiziert für den Einsatz beim Hund (NOLTE et al. 1997), an einem 2-Kanal-Aggregometer mit

rechnergestützter Kurvenanalyse. Für die vorliegende Studie wurde als Agonist zur Induktion der

Thrombozytenaggregation ADP in einer Endkonzentrationen von 0,025 mol/l verwendet. Das in

Trockensubstanz vorliegende ADP (0,2 µmol) wurde zur Herstellung einer Lösung mit einer

Konzentration von 0,525 mol/l ADP mit 381 µl Aqua bidest in Lösung gebracht. Die ADP-Lösung

war bei Kühlschranktemperatur 5 Tage lagerbar, vor der Verwendung wurde sie zur Erwärmung 10

Minuten bei Zimmertemperatur aufbewahrt.

Zu Beginn jeder Messung erfolgte die Eichung des Aggregometers mit zwei Standards auf 100 %

Aggregation (PFP) und 0 % Aggregation (PRP). Der Ansatz für die Eichung auf 100 % enthielt 200

µl PFP + 10 µl einer isotonen NaCl-Lösung. Der Ansatz für die Eichung auf 0% Aggregation setzte

sich aus 200 µl PRP + 10 µl isotoner NaCl-Lösung zusammen.

Für die Messung der Thrombozytenaggregation wurden jeweils 200 µl PRP in die Küvette der

beiden Messkanäle pipettiert und die Registrierung gestartet. Nach zweiminütiger Inkubationszeit

bei 37°C wurde die Aggregation mit jeweils 10 µl der aggregationsauslösenden Substanz (ADP)

induziert. Während der Messung über 12 Minuten erfolgte ein ständiges Rühren der Testansätze mit

einem Magnetrührer bei 1000 U/min. Aggregationseintritt und -ablauf wurden bei einer

Papiergeschwindigkeit von 7,5 mm/min aufgezeichnet. Die Ermittlung des Aggregationsmaximums

(%) erfolgte automatisch durch das Gerät.


3.6 Statistische Auswertung

Die Berechung der statistischen Messgrößen wurde mittels des Programms SPSS-Version 11.0 für

Windows durchgeführt (Statistical packages for the social sciences, Firma SPSS Inc.). Bei den

Messungen mittels des Plättchenfunktionsanalysengerätes wurde anstelle der teilweise zensierten

Daten (Werte größer als der Messbereich) zur statistischen Auswertung näherungsweise mit der

Grenze des Messbereiches gerechnet (z. B. Verschlusszeit > 300 sec als 300 sec). Die

verschiedenen Parameter der Gruppen wurden zunächst mittels Kolmogorov-Smirnov-Test auf

Normalverteilung überprüft. Da bei keiner der Messgrößen eine Normalverteilung der Messwerte

vorlag, wurden die Messwerte anhand von modifizierten Box- und Whisker-Plots (mit gesonderter

Darstellung von Extremwerten) und Minimum, Median und Maximum dargestellt. Der statistische

Vergleich von Gruppen und Zeitpunkten erfolgte anhand nichtparametrischer Tests.

Für alle Parameter erfolgte der Vergleich aller Gruppen durch einen Test für mehrere unabhängige

Stichproben (Kruskal-Wallis-Test). Außerdem wurde im Anschluss ein Vergleich zwischen

verschiedenen einzelnen Erkrankungsgruppen mittels eines Tests für zwei unabhängige Stichproben

(Mann-Whitney-Test) durchgeführt. Ein Vergleich mehrerer Zeitpunkte der Tiere mit malignem

Lymphom, die eine Zytostatikatherapie erhalten hatten, wurde global mit einem Test für mehrere

verbundene Stichproben (Friedman-Test) vorgenommen. Zum Vergleich einzelner Zeitpunkte

diente ein Test für zwei verbundene Stichproben (Wilcoxon-Test). In der vorliegenden Arbeit

erfolgten orientierend auch dann ergänzende lokale statistische Vergleiche, wenn der Globaltest

keine signifikanten Unterschiede anzeigte. Die Ergebnisse dieser Analysen sind entsprechend

vorsichtig zu interpretieren. Das für alle Vergleiche zugrunde gelegte Signifikanzniveau wurde

unterhalb einer Irrtumswahrscheinlichkeit von 5 % festgelegt (p<0,05). Aus den ermittelten Werten

der gesunden Kontrollgruppe wurde mittels 2,5 % und 97,5 %- Quantil der Normalbereich definiert.

4 Ergebnisse 45

4 Ergebnisse

4.1 Untersuchung der Hämostase

4.1.1 Kapilläre Blutungszeit

Bei der kapillären Blutungszeit zeigte sich im globalen statistischen Vergleich (Kruskal-Wallis-

Test) ein deutlicher Unterschied zwischen den untersuchten Gruppen (p=0,0107). Im lokalen

Vergleich mittels Mann-Whitney-Tests zeigten sich als einzige signifikante Unterschiede eine

verlängerte Blutungszeit der Gruppe mit multizentrischem Lymphom (105 sec, p=0,0170) und

akuter lymphatischer Leukämie (115 sec, p=0,0100) im Vergleich zu den gesunden Kontrollhunden

(90 sec)(Abb. 1).

Abb. 1: Kapilläre Blutungszeit bei Hunden mit multizentrischem Lymphom (Lymphom), akuter

lymphatischer Leukämie (ALL) und chronischer lymphatischer Leukämie (CLL) im Vergleich zur gesunden

Kontrollgruppe (Gesund).

46 4 Ergebnisse

In der Gruppe mit multizentrischem Lymphom ergab sich bei vier Hunden eine über dem

Referenzbereich der gesunden Kontrollgruppe (50–140 sec, siehe Tab. A7, tabell. Anhang) liegende

kapilläre Blutungszeit. Von diesen vier Hunden hatten drei Tiere nur leicht verlängerte Werte von

145–160 sec und zwei dieser Hunde wiesen gleichzeitig eine Thrombozytopenie von unter

100.000/µl (64.000/µl, 93.000/µl) auf. Besonders auffällig war hingegen der verbleibende Patient

mit einer kapillären Blutungszeit von 220 sec (Pat. 21), der eine physiologische Thrombozytenzahl

(187.000/µl) aufwies und bei dem auch die übrigen Messgrößen (Plättchenfunktionsanalyse,

maximale Plättchenaggregation) im Referenzbereich lagen. Von den insgesamt 5 Patienten mit

einer Thrombozytenzahl <100.000/µl wiesen nur zwei eine verlängerte kapilläre Blutungszeit auf,

wobei der Hund mit dem niedrigsten Wert der Thrombozytenzahl (29.000/µl) eine grenzwertige

kapilläre Blutungszeit (140 sec) besaß. Von den 3 Hunden mit sonstigen Lymphomen zeigte sich

nur bei einem Hund mit intestinalem Lymphom eine Verlängerung der kapillären Blutungszeit

(150 sec; Thrombozytenzahl 182.000/µl).

Von den neun untersuchten Hunden mit akuter lymphatischer Leukämie wiesen drei eine

verlängerte kapilläre Blutungszeit auf. Diese Blutungszeitverlängerung nahm bei zwei Hunden mit

210 bzw. 245 sec ein erhebliches Ausmaß an (siehe Tab. A9, tabell. Anhang). Beide Patienten

wiesen allerdings auch eine deutlich verminderte Thrombozytenzahl von 25.000 bzw. 38.000/µl

auf. Bei dem letzten Patienten mit in diesem Fall nur leicht verlängerter kapillärer Blutungszeit (150

sec) lag die Thrombozytenzahl im Referenzbereich (248.000/µl). Von den insgesamt 3 Patienten

mit akuter lymphatischen Leukämie mit einer Thrombozytenzahl <50.000/µl hatten 2 eine

verlängerte kapilläre Blutungszeit. Bei dem einzigen Patienten mit akuter lymphatischer Leukämie,

der eine Thrombozytenzahl zwischen 50.000/µl und 100.000/µl besaß (98.000/µl), lag eine normale

kapilläre Blutungszeit vor.

Nur einer der sechs Patienten mit chronischer lymphatischer Leukämie zeigte mit 155 sec eine

geringfügige Verlängerung der kapillären Blutungszeit, während sie sich bei den übrigen Patienten

im Referenzbereich befand. Bei dem Patienten mit verlängerter kapillärer Blutungszeit lag die

Thrombozytenzahl bei 126.000/µl. Zwei weitere Patienten mit leicht verminderter

Thrombozytenzahl (111.000/µl, 75.000/µl) besaßen mit 90 sec bzw. 140 sec eine kapilläre

Blutungszeit im Referenzbereich.

4 Ergebnisse 47

Bei den Hunden mit multizentrischem Lymphom, die mit einer Kombinationschemotherapie

behandelt wurden, waren im untersuchten Zeitintervall global keine Unterschiede zwischen den

verschiedenen Untersuchungszeitpunkten nachweisbar (Friedmann-Test: p=0,8900). Trotz

negativen Globaltestergebnisses orientierend durchgeführte lokale Vergleiche (Wilcoxon-Test)

einzelner Zeitpunkte mit dem Ausgangswert (Median 100 sec) ergaben ausschließlich für den

Zeitpunkt 15 Minuten nach der ersten Therapie (W1.1) einen Unterschied, wo die Werte mit einem

Median von 90 sec kürzer waren (p=0,0230) (Abb. 2). Während der Chemotherapie wurden

insgesamt nur bei 3 der 17 untersuchten Hunde mit malignem Lymphom im Vergleich zum

Referenzbereich verlängerte kapilläre Blutungszeiten festgestellt (Pat. 29, 30, 56; Tab. A10, tabell.

Anhang). Die Verlängerung war mit Werten zwischen 145 bzw. 150 sec jeweils nur geringgradig

ausgeprägt. Bei 2 dieser Hunde lag bereits ein verlängertes Ausgangsniveau vor und beim dritten

Patienten (Pat. 29) befand sich die kapilläre Blutungszeit vor Beginn der Chemotherapie nahe der

oberen Grenze des Referenzbereichs.

Die kapillären Blutungszeiten bei den Patienten mit intestinalem und nasalem Lymphom wiesen

während des untersuchten Zeitraumes unter Zytostatikatherapie nur geringfügige Abweichungen

vom Ausgangszeitpunkt auf (siehe Tab. A27 und A28, tabell. Anhang). Bei dem o. a. Hund mit

intestinalem Lymphom, bei dem initial eine verlängerte kapilläre Blutungszeit vorlag, normalisierte

sich die Blutungszeit nach der ersten Induktionsbehandlung. Bei dem behandelten Patienten mit

chronischer lymphatischer Leukämie schwankte die kapilläre Blutungszeit während der drei

Behandlungswochen innerhalb eines sehr engen Bereiches von 10 sec (siehe Tab. A29, tabell.

Anhang).

48 4 Ergebnisse

Abb. 2: Kapilläre Blutungszeit während der ersten Wochen der Zytostatikabehandlung bei 17 Hunden mit

multizentrischem Lymphom (Minimum der untersuchten Tiere/Zeitpunkt: n=13; Zeitpunkte siehe Tab. 1).

4.1.2 Plättchenfunktionsanalyse

4.1.2.1 Verschlusszeit der Kollagen/ADP-Messzelle

Bei der Messung der Verschlusszeit mit der Kollagen/ADP-Messzelle im

Plättchenfunktionsanalysengerät zeigte sich im globalen statistischen Test nach Kruskal-Wallis ein

signifikanter Unterschied zwischen den untersuchten Gruppen (p=0,0131). Im lokalen Vergleich

unter Verwendung des Mann-Whitney-Tests zeigten sich als einzige signifikante Unterschiede

deutlich längere Verschlusszeiten der Gruppe mit akuter lymphatischer Leukämie (Median: 125,5

sec) im Vergleich zur gesunden Kontrollgruppe (Median: 67 sec, p<0,0001) und der Gruppe mit

multizentrischem Lymphom (Median: 74 sec, p=0,0030).

4 Ergebnisse 49

Abb. 3: Verschlusszeit der automatischen Plättchenfunktionsanalyse mit der Kollagen/ADP-Messzelle bei

Hunden mit multizentrischem Lymphom (Lymphom), akuter lymphatischer Leukämie (ALL) und

chronischer lymphatischer Leukämie (CLL) im Vergleich zur gesunden Kontrollgruppe (Gesund).

Von den 35 untersuchten Hunden mit multizentrischem Lymphom ergab sich bei vier Hunden eine

über dem Referenzbereich der gesunden Kontrollgruppe (51–114 sec) liegende Verschlusszeit mit

der Kollagen/ADP-Messzelle (Einzelwerte siehe Tab. A8, tabell. Anhang). Bei zwei der vier Hunde

lag neben einer deutlich verlängerten Verschlusszeit von 184 bzw. 254 sec auch eine deutlich

verminderte Thrombozytenzahl <100.000/µl vor. Bei den übrigen zwei Hunden, mit einer

Thrombozytenzahl ≥100.000/µl und einem Hämatokritwert ≥30 %, war die Verschlusszeit nur

minimal verlängert (122, 128 sec) (Tab. 5). Umgekehrt zeigten nur 2 von 5 Hunden mit einer

Thrombozytenzahl <100.000/µl eine verlängerte Verschlusszeit. Von den drei Hunden mit

sonstigen Lymphomen zeigte keiner eine Abweichung der Verschlusszeit der Kollagen/ADP-

Messzelle vom Referenzbereich.

50 4 Ergebnisse

Tab. 5: Spezifizierung von Hunden mit multizentrischem Lymphom (Lymphom), akuter lymphatischer

Leukämie (ALL) und chronischer lymphatischer Leukämie (CLL), die bei der automatischen

Plättchenfunktionsanalyse mittels Kollagen/ADP-Messzelle eine verlängerte Verschlusszeit aufwiesen,

gemäß Thrombozytenzahl und Hämatokrit.

Thrombozytenzahl ≥≥≥≥ 100.000/µl < 100.000/µl

Hämatokrit ≥≥≥≥ 30 % < 30 % ≥≥≥≥ 30 % < 30 %

Lymphom (n=4) 2 0 2 0

ALL (n=4) 0 1 2 1

CLL (n=3) 1 1 0 1

Abkürzungen: n – Anzahl der Patienten

Von den neun untersuchten Hunden mit akuter lymphatischer Leukämie konnten bei einem

Patienten keine Ergebnisse mit der Kollagen/ADP-Messzelle ermittelt werden Auch ein

wiederholter Versuch führte zum Messabbruch und der Anzeige „Durchflussfehler“. Bei vier der

acht Hunde, bei denen eine Messung durchgeführt werden konnte, zeigte sich eine Verlängerung

der Verschlusszeit. Diese war bei einem Hund nur gering ausgeprägt (148 sec) und zudem mit

deutlich verminderten Werten von Thrombozytenzahl und Hämatokrit assoziiert. Zwei der drei

deutlich verlängerten Werte zwischen 254 und 300 sec stammten von Hunden mit sehr niedrigen

Thrombozytenzahlen (25.000/µl bzw. 32.000/µl). Auffällig war ein Hund mit einer Verschlusszeit

von 300 sec, der nur einen verminderten Hämatokrit (21,6 %), aber eine Thrombozytenzahl von

248.000/µl aufwies (siehe Tab. A9, tabell. Anhang).

Bei drei der sechs Hunde mit chronischer lymphatischer Leukämie zeigten sich mit der

Kollagen/ADP-Messzelle für die Verschlusszeit deutlich erhöhte Werte. Bei zwei dieser Hunde war

die Verlängerung der Verschlusszeit nur moderat (138 sec und 153 sec) und es bestand parallel eine

Thrombozytenzahlverminderung auf Werte <100.000/µl und/oder ein Hämatokrit <30 % (Tab. 5).

Interessant war der verbleibende Patient (Nr. 52), der eine deutlich verlängerte Verschlusszeit

(252 sec) aufwies und nur moderat verminderte Werte von Thrombozytenzahl (111.000/µl) und

Hämatokrit (31 %). Bei diesem Patienten lag auch eine hochgradig verminderte maximale

Thrombozytenaggregation (2,3 %) vor (siehe Tab. A9, tabell. Anhang).

In der Gruppe der Patienten mit multizentrischem Lymphom, die mit Zytostatika behandelt wurden,

waren im untersuchten Zeitraum beim globalen statistischen Vergleich keine deutlichen

4 Ergebnisse 51

Unterschiede für die mit der Kollagen/ADP-Messzelle gemessene Verschlusszeit zwischen den

verschiedenen Untersuchungszeitpunkten ersichtlich (Friedman-Test: p=0,0910) (Abb. 4). Auch bei

den trotz negativen Friedman-Test-Ergebnisses zusätzlich durchgeführten lokalen Vergleichen

(Wilcoxon-Test) einzelner Zeitpunkte zeigten sich keine Unterschiede zwischen dem Ausgangswert

und den verschiedenen Messzeitpunkten. Zwischen den übrigen Untersuchungszeitpunkten zeigten

sich nur vereinzelte Unterschiede. Dies betraf deutlich längere Verschlusszeiten vier Stunden nach

der ersten Behandlung (Zeitpunkt W1.3, Median 82 sec) im Vergleich zum Zeitpunkt 15 Minuten

nach der ersten Behandlung (W1.1, Median 70 sec, p=0,0110). Des Weiteren war die

Verschlusszeit in der Woche 4 (W4.0, Median 71 sec) deutlich verkürzt im Vergleich zur dritten

Behandlungswoche (W3.0, Median 77 sec; p=0,0440).

Während der Chemotherapie wurden insgesamt bei nur vier der 17 Hunde mit malignem Lymphom

verlängerte Verschlusszeiten der Kollagen/ADP-Messzelle festgestellt. Bei zwei Tieren kam es im

Verlauf des Untersuchungsintervalls einmalig zu einer verlängerten Verschlusszeit (Pat. 2: W3.1

[189 sec]; Pat. 18: W4.0 [460 sec]). Bei den beiden anderen Patienten (Pat. 55, 56), bei denen sich

die Messwerte wiederholt über dem Referenzbereich befanden, lag bereits ein verlängertes

Ausgangsniveau vor (Tab. A11, tabell. Anhang). Die Verschlusszeit der Kollagen/ADP-Messzelle

bei den Patienten mit intestinalem und nasalem Lymphom wies unter Zytostatikatherapie während

des untersuchten Zeitraumes nur bei einem Hund geringfügige Abweichungen auf. Bei diesem

Hund mit intestinalem Lymphom lag die Verschlusszeit initial bei 81 sec und wies zum Zeitpunkt

W1.3 einen mit 122 sec geringfügig über dem Referenzbereich liegenden Wert auf. Bei dem

behandelten Tier mit chronischer lymphatischer Leukämie bewegte sich die Verschlusszeit während

der drei Behandlungswochen auf konstantem Niveau innerhalb des Referenzbereiches (siehe Tab.

A29, tabell. Anhang).

52 4 Ergebnisse

Abb. 4: Verschlusszeit der automatischen Plättchenfunktionsanalyse mit der Kollagen/ADP-Messzelle

während der ersten Wochen der Zytostatikabehandlung bei 17 Hunden mit multizentrischem Lymphom

(Minimum der untersuchten Tiere/Zeitpunkt: n=10; Zeitpunkte siehe Tab. 1).

4.1.2.2 Gesamtvolumen der Kollagen/ADP-Messzelle

Der globale Gruppenvergleich des Gesamtvolumens der Kollagen/ADP-Messzelle ergab ebenfalls

einen signifikanten Unterschied zwischen den untersuchten Gruppen (p=0,0137). Dieser

Unterschied zeigt sich beim lokalen statistischen Vergleich mittels des Mann-Whitney-Tests in

einem höheren Gesamtvolumen der Gruppen mit lymphatischen Neoplasien im Vergleich zur

gesunden Kontrollgruppe (p<0,05, siehe Tab A26, tabell. Anhang). Weitere signifikante

Unterschiede beschränkten sich darauf, dass das Gesamtvolumen der Gruppe mit akuter

lymphatischer Leukämie (Median: 362 µl) höher war als in der Gruppe mit multizentrischem

Lymphom (Median: 279 µl, (p=0,0060) (Abb. 5).

4 Ergebnisse 53

Abb. 5: Gesamtvolumen der automatischen Plättchenfunktionsanalyse mit der Kollagen/ADP-Messzelle bei

Hunden mit multizentrischem Lymphom (Lymphom), akuter lymphatischer Leukämie (ALL) und


Sieben der 35 untersuchten Hunde mit malignem Lymphom zeigten über dem oberen

Referenzbereich (321 µl) liegende Gesamtvolumina bei der Messung mit der Kollagen/ADP-

Messzelle. Drei dieser sieben Hunde hatten eine Thrombozytenzahl von <100.000/µl und davon

einer gleichzeitig einen Hämatokrit <30 % (Tab. 6). Ein weiterer Hund hatte nur einen niedrigen

Hämatokrit <30 %. Die drei übrigen Hunde mit einer Thrombozytenzahl ≥100.000/µl und einem

Hämatokrit ≥30 % hatten jeweils nur eine moderate Erhöhung des Gesamtvolumens mit Werten

zwischen 331 und 361 µl. Von den drei Hunden mit sonstigen Lymphomen lag nur bei dem Hund

mit nasalem Lymphom ein geringfügig erhöhtes Gesamtvolumen von 324 µl vor. Dieser Patient

hatte einen geringgradig reduzierten Hämatokrit von 32,9 % bei normaler Thrombozytenzahl

(189.000/µl).

54 4 Ergebnisse



Plättchenfunktionsanalyse mittels Kollagen/ADP-Messzelle ein erhöhtes Gesamtvolumen aufwiesen, gemäß

Thrombozytenzahl und Hämatokrit.

Thrombozytenzahl ≥≥≥≥100.000/µl <100.000/µl

Hämatokrit ≥≥≥≥30 % <30 % ≥≥≥≥30 % <30 %

Lymphom (n=7) 3 1 2 1

ALL (n=5) 1 0 3 1

CLL (n=3) 1 1 0 1


Bei der Messung des Gesamtvolumens konnte bei zwei der neun untersuchten Hunde mit akuter

lymphatischer Leukämie auch trotz wiederholter Messung (Gerätanzeige „Durchflussfehler“) kein

Ergebnis ermittelt werden. Von den sieben Hunden, bei denen ein Messergebnis vorlag, hatten fünf

ein erhöhtes Gesamtvolumen. Nur bei einem dieser fünf Hunde, mit nur geringfügig erhöhtem

Gesamtvolumen (362 µl) lag eine Thrombozytenzahl >100.000/µl und ein Hämatokrit ≥30 % vor.

Bei zwei Hunden mit deutlichem Anstieg des Gesamtvolumens auf Werte >800 µl lag eine

ausgeprägte Thrombozytopenie (25.000 bzw. 32.000/µl) vor. Lediglich zwei Hunde wiesen

Gesamtvolumina innerhalb des Referenzbereiches auf. Bei drei der sechs Hunde mit chronischer

lymphatischer Leukämie zeigten sich beim Gesamtvolumen der Kollagen/ADP-Messzelle, wie bei

der mit dieser Messzelle gemessenen Verschlusszeit, höhere Werte. Darunter befand sich der Hund,

der trotz einer Thrombozytenzahl von ≥100.000/µl und einem Hämatokrit von ≥30 % eine erheblich

verlängerte Verschlusszeit aufwies.

Für das mittels Kollagen/ADP-Messzelle gemessene Gesamtvolumen zeigten sich bei den

untersuchten Hunden mit malignem Lymphom, die mit einer Kombinationschemotherapie

behandelt wurden, im globalen Test (Friedman-Test) keine Unterschiede zwischen den

Untersuchungszeitpunkten (p=0,1990). Auch die trotz negativen Globaltests zusätzlich

durchgeführten statistischen Vergleiche einzelner Untersuchungszeitpunkte mittels Wilcoxon-Test

zeigten keine Unterschiede zum Ausgangszeitpunkt. Lediglich in der ersten Behandlungswoche

zwischen der dritten (W1.2, Zeitpunkte siehe Tab. 1) und vierten Messung (W1.3, p=0,0200) ließ

4 Ergebnisse 55

sich ein Anstieg des Gesamtvolumens feststellen (Abb. 6). In der dritten Behandlungswoche zeigte

sich des Weiteren zwischen dem ersten (W3.0) und dem dritten Messzeitpunkt (W3.1) ein

signifikanter Anstieg (siehe Tab. A12 u. A18, tabell. Anhang). Das Gesamtvolumen bei den

Patienten mit intestinalem Lymphom wies während des untersuchten Zeitraumes unter

Zytostatikatherapie keine wesentliche Abweichung vom Ausgangszeitpunkt auf (siehe Tab. A28,

tabell. Anhang). Bei dem Patienten mit nasalem Lymphom lag sowohl der Ausgangswert (W1.0,

324 µl) als auch das Gesamtvolumen in der zweiten Behandlungswoche mit 335 µl geringfügig

oberhalb des Referenzbereiches. Bei den anderen Untersuchungszeitpunkten zeigten sich keine

Abweichungen zur Referenz. Auch der Hund mit chronischer lymphatischer Leukämie, der mit

Zytostatika behandelt wurde, zeigte während der drei Behandlungswochen keine deutlichen

Veränderungen des Gesamtvolumens (siehe Tab. A29, tabell. Anhang).

Abb. 6: Gesamtvolumen der automatischen Plättchenfunktionsanalyse mit der Kollagen/ADP-Messzelle



56 4 Ergebnisse

4.1.2.3 Verschlusszeit der Kollagen/Epinephrin-Messzelle

Bei der Verschlusszeit der Kollagen/Epinephrin-Messzelle zeigte sich im globalen statistischen

Vergleich mit dem Kruskal-Wallis-Test ein Unterschied zwischen den untersuchten Gruppen

(p=0,0015). Beim lokalen Vergleich (Mann-Whitney-Test) fielen deutlich längere Verschlusszeiten

der Patienten mit akuter lymphatischer Leukämie (287 sec, p=0,0001), chronischer lymphatischen

Leukämie (235 sec, p=0,0210) und multizentrischem Lymphom (236,5 sec, p=0,0001) im Vergleich

zur gesunden Kontrollgruppe (126 sec) auf (Abb. 7).

Abb. 7: Verschlusszeit der automatischen Plättchenfunktionsanalyse mit der Kollagen/Epinephrin-Messzelle

bei Hunden mit multizentrischem Lymphom (Lymphom), akuter lymphatischer Leukämie (ALL) und


4 Ergebnisse 57

In der Gruppe der 35 untersuchten Hunde mit multizentrischem Lymphom ergab sich bei 12

Hunden eine Verschlusszeit oberhalb des Messbereiches (Geräteanzeige: >300 sec). Zehn dieser

Hunde hatten eine Thrombozytenzahl ≥100.000/µl und einen Hämatokrit ≥30 %. Lediglich fünf

dieser Hunde hatten Thrombozytenzahlen <150.000/µl und bei zwei dieser Hunde lag die

Thrombozytenzahl <100.000/µl. Bei den drei Hunden mit sonstigen Lymphomen lagen die

Verschlusszeiten der Kollagen/Epinephrin-Messzelle jeweils <300 sec.



Plättchenfunktionsanalyse mittels Kollagen/Epinephrin-Messzelle eine verlängerte Verschlusszeit aufwiesen,



Hämatokrit ≥≥≥≥ 30 % < 30 % ≥≥≥≥ 30 % < 30 %

Lymphom (n=12) 10 0 2 0

ALL (n=3) 0 2 1 0

CLL (n=1) 0 0 0 1


Drei der neun untersuchten Hunde mit akuter lymphatischer Leukämie zeigten Gesamtvolumina

von >300 sec. Bei einem Hund bestand eine deutliche Thrombozytopenie von 32.000/µl. Die

anderen beiden hatten Thrombozytenzahlen ≥100.000/µl bei einem Hämatokrit <30 %. Nur ein

Patient mit chronisch lymphatischer Leukämie hatte eine Verschlusszeit von >300 sec. Bei diesem

Hunde lag sowohl eine herabgesetzte Thrombozytenzahl von 75.000/µl als auch ein Hämatokrit von

24 % vor. Die anderen fünf Hunde zeigten keine Abweichungen der Verschlusszeit.

Der übergeordnete statistische Vergleich (Friedman-Test) der Untersuchungszeitpunkte der Gruppe

mit multizentrischem Lymphom unter Chemotherapie zeigte keinen Unterschied für die

Verschlusszeit mit der Kollagen/Epinephrin-Messzelle auf (p>0,05). Auch bei den trotz negativen

Globaltests ergänzend durchgeführten lokalen Vergleichen (Wilcoxon-Test) zeigte sich kein

signifikanter Unterschied der Verschlusszeit zwischen den Untersuchungszeitpunkten (Abb. 8). Die

zwei in der Studie untersuchten Hunde mit intestinalem Lymphom wiesen zu jedem

58 4 Ergebnisse

Untersuchungszeitpunkt Verschlusszeiten <300 sec ohne erkennbare Tendenz auf. Bei dem

Patienten mit nasalem Lymphom befanden sich die Verschlusszeiten zu allen Zeitpunkten im

oberen Bereich der Referenz. Bei dem behandelten Patienten mit chronischer lymphatischer

Leukämie schwankte die Verschlusszeit während der drei Behandlungswochen innerhalb eines sehr

engen Bereiches (280–300 sec) (siehe Tab. A29, tabell. Anhang).

Abb. 8: Verschlusszeit der automatischen Plättchenfunktionsanalyse mit der Kollagen/Epinephrin-Messzelle



4.1.2.4 Gesamtvolumen der Kollagen/Epinephrin-Messzellen

Bei dem mit der Kollagen/Epinephrin-Messzelle gemessenen Gesamtvolumen zeigte sich im

globalen statistischen Vergleich mit dem Kruskal-Wallis-Test ein signifikanter Unterschied

zwischen den untersuchten Gruppen (p=0,0001). Auch im lokalen Vergleich mittels Mann-

4 Ergebnisse 59

Whitney-Test zeigte sich ein erhöhtes Gesamtvolumen der untersuchten Gruppen mit malignem

Lymphom (Median: 872 µl, p=0,0001), akuter lymphatischer Leukämie (Median: 870 µl,

p=0,0001) und chronisch lymphatischer Leukämie (Median: 746 µl, p=0,0040) im Vergleich zur

gesunden Kontrollgruppe (Median: 355,5 µl) (Abb. 9). Des Weiteren zeigte sich ein signifikant

erhöhtes Gesamtvolumen der Gruppe mit akuter lymphatischer Leukämie im Vergleich zu den

Hunden mit chronischer lymphatischer Leukämie (p=0,0280).

Abb. 9: Gesamtvolumen der automatischen Plättchenfunktionsanalyse mit der Kollagen/Epinephrin-

Messzelle bei Hunden mit multizentrischem Lymphom (Lymphom), akuter lymphatischer Leukämie (ALL)

und chronischer lymphatischer Leukämie (CLL) im Vergleich zur gesunden Kontrollgruppe (Gesund).

In der Gruppe der multizentrischen Lymphome konnte bei drei Hunden, obwohl wiederholte

Messungen durchgeführt wurden, kein Gesamtvolumen mittels der Kollagen/Epinephrin-Messzelle

ermittelt werden (Anzeige: „Durchflussfehler“). Bei acht der 32 gemessenen Hunde wurde ein über

dem oberen Referenzbereich (822 µl) gelegenes Gesamtvolumen festgestellt (siehe Tab. A8, tabell.

60 4 Ergebnisse

Anhang). Von diesen acht Patienten hatten vier Thrombozytenzahlen von <100.000/µl und zwei

davon zusätzlich einen Hämatokrit <30 %. Bei einem weiteren Hund war nur der Hämatokrit <30 %

(Tab. 8). Die beiden Hunde mit intestinalem Lymphom wiesen keine Abweichungen zum

Referenzbereich auf. Der Patient mit nasalem Lymphom hatte ein leicht erhöhtes Gesamtvolumen

von 872 µl.



Plättchenfunktionsanalyse mittels Kollagen/Epinephrin-Messzelle ein erhöhtes Gesamtvolumen aufwiesen,



Hämatokrit ≥≥≥≥ 30 % < 30 % ≥≥≥≥ 30 % < 30 %

Lymphom (n=10) 5 1 2 2

ALL (n=7) 2 1 3 1

CLL (n=2) 1 1 0 0


In der Gruppe mit akuter lymphatischer Leukämie konnte bei einem Hund kein Gesamtvolumen

ermittelt werden, da es auch bei wiederholten Messungen zu einer Fehlermeldung kam. Von den

verbliebenen acht Hunden hatte lediglich ein Patient ein innerhalb des Referenzbereiches gelegenes

Gesamtvolumen (563 µl). Die übrigen sieben Hunde wiesen deutlich höhere Gesamtvolumina auf,

wobei vier Hunde eine Thrombozytenzahl von <100.000/µl und davon drei Hunde eine

Thrombozytenzahl von unter 50.000/µl aufwiesen. Auch in der Gruppe mit chronischer

lymphatischer Leukämie konnte bei einem Hund wegen eines „Durchflussfehlers“ kein

Gesamtvolumen bestimmt werden. Zwei der fünf untersuchten Hunde zeigten ein erhöhtes

Gesamtvolumen (840 bzw. 868 µl). Bei beiden Patienten befand sich die Thrombozytenzahl über

100.000/µl, wobei einer einen verminderten Hämatokrit aufwies.

In der Gruppe der Patienten mit multizentrischem Lymphom, die mit Zytostatika behandelt wurden,

waren im untersuchten Zeitraum global keine signifikante Unterschiede für das Gesamtvolumen der

Kollagen/Epinephrin-Messzelle zwischen den verschiedenen Untersuchungszeitpunkten ersichtlich

4 Ergebnisse 61

(Friedman-Test: p=0,1890) (Abb.10). Bei den trotz negativen Friedman-Tests ergänzend

durchgeführten lokalen Vergleichen (Wilcoxon-Test) einzelner Zeitpunkte zeigte sich ein

signifikanter Anstieg des Gesamtvolumens vom Ausgangszeitpunkt (W1.0, Median 736 µl) zur

Untersuchung vier Stunden nach der Behandlung (W1.3, Median 749 µl, p=0,0360) und zur dritten

Behandlungswoche (W3.3, Median 829 µl, p=0,0190). Das Gesamtvolumen der Hunde mit

intestinalem Lymphom, die wie o. a. nur während des ersten Behandlungstages untersucht wurden,

lag hier zu jedem Zeitpunkt innerhalb des Referenzbereiches (siehe Tab. A28, tabell. Anhang). Bei

dem Patienten mit nasalem Lymphom zeigte sich das Gesamtvolumen während des

Untersuchungszeitraumes des ersten Tages und der zweiten Woche (W2.0) immer geringfügig über

den Referenzbereich erhöht (870 bis 872 µl) (siehe Tab. A26, tabell. Anhang). In der dritten

Behandlungswoche (W3.0) war das Gesamtvolumen der Kollagen/Epinephrin-Messzelle auf 602 µl

in den Referenzbereich gesunken. Der Patient mit chronischer lymphatischer Leukämie zeigte im

Verlauf der Zytostatikatherapie einen moderater Anstieg des Gesamtvolumens von 840 µl auf 870

µl in der dritten Behandlungswoche (W3.0).

62 4 Ergebnisse

Abb. 10: Gesamtvolumen der automatischen Plättchenfunktionsanalyse mit der Kollagen/Epinephrin-

Messzelle während der ersten Wochen der Zytostatikabehandlung bei 17 Hunden mit multizentrischem

Lymphom (Minimum der untersuchten Tiere/Zeitpunkt: n=11; Zeitpunkte siehe Tab. 1).

4 Ergebnisse 63

4.1.3 Thrombozytenzahl

Ein Gruppenvergleich der Thrombozytenzahl mit dem Kruskal-Wallis-Test ergab einen deutlichen

Unterschied zwischen den untersuchten Gruppen (p<0,0001). Bei lokalen Vergleichen der Gruppen

untereinander fielen erniedrigte Thrombozytenwerte bei allen drei Patientengruppen

(multizentrisches Lymphom, akute lymphatische Leukämie, chronische lymphatische Leukämie) im

Vergleich zur gesunden Kontrolle auf (jeweils p<0,0001), während zwischen diesen

Patientengruppen kein deutlicher Unterschied bestand (p>0,05) (Abb. 11).

Abb. 11: Thrombozytenzahl bei Hunden mit multizentrischem Lymphom (Lymphom), akuter lymphatischer

Leukämie (ALL) und chronischer lymphatischer Leukämie (CLL) im Vergleich zur gesunden


64 4 Ergebnisse

Von den Hunden mit multizentrischem Lymphom hatten 16 Patienten eine Thrombozytenzahl unter

dem Referenzbereich (185.000–484.000/µl), davon 12 Patienten unter 150.000/µl, fünf Patienten

unter 100.000/µl und ein Patient eine Thrombozytenzahl von unter 50.000/µl (siehe Tab. A8, tabell.

Anhang). Alle drei Patienten mit sonstigen Lymphomen wiesen eine normale Thrombozytenzahl

auf.

Nur drei Hunde mit akuter lymphatischer Leukämie hatten Thrombozytenzahlen innerhalb des

Referenzbereiches. Die übrigen sechs Hunde wiesen eine im Vergleich zum Referenzbereich

reduzierte Thrombozytenzahl auf. Bei vier Tieren lag die Thrombozytenzahl unter 100.000/µl und

davon hatten drei Hunde eine deutliche Thrombozytopenie von unter 50.000/µl. Vier von sechs

überprüften Hunden mit chronischer lymphatischer Leukämie wiesen eine verminderte

Thrombozytenzahl auf und bei zwei Tieren lag die Thrombozytenzahl im Referenzbereich. Bei den

Patienten mit verminderter Thrombozytenzahl wiesen drei Tiere nur eine leichte Verminderung auf

Werte zwischen 111.000/µl und 169.000/µl auf. Der weitere Hund hatte eine Thrombozytenzahl

von 75.000/µl (siehe Tab. A9, tabell. Anhang).

Bei den Hunden mit multizentrischem Lymphom, die mit Zytostatika behandelt wurden, traten bei

der Thrombozytenzahl im untersuchten Zeitintervall deutliche Unterschiede zwischen den

verschiedenen Untersuchungszeitpunkten auf (Friedman-Test: p<0,0001) (Abb. 12). Ab der zweiten

Behandlungswoche (W2.0, Zeitpunkte siehe Tabelle 1) lag die mediane Thrombozytenzahl mit

349.000/µl signifikant (p=0,0010) über dem entsprechenden Wert vor der Behandlung (233.000/µl).

Im Verlauf der zweiten und dritten Behandlungswoche hielt sich die Thrombozytenzahl relativ

konstant auf Werten über dem Ausgangsniveau (p=0,0010). Zur vierten Behandlungswoche hin

sank der mediane Thrombozytenwert im Vergleich zur dritten Woche signifikant (p=0,0010) ab und

unterschied sich dann nicht mehr deutlich vom Ausgangswert (p>0,05) (siehe Tab. A15 u. A18,

tabell. Anhang). Die Thrombozytenzahl der Hunde mit intestinalem Lymphom, die wie o. a. nur

während des ersten Behandlungstages untersucht wurden, lag hier zu jedem Zeitpunkt im Bereich

der gesunden Kontrollgruppe ohne erkennbaren systematischen Effekt (siehe Tab. A27, tabell.

Anhang). Bei dem Patienten mit nasalem Lymphom zeigte sich ein deutlicher Anstieg der

Thrombozytenzahl vom Ausgangswert mit 189.000/µl auf 480.000/µl in der vierten

Behandlungswoche. Auch bei dem Patienten mit chronischer lymphatischer Leukämie zeigte sich

4 Ergebnisse 65

im Verlauf der Zytostatikatherapie ein moderater Anstieg der Thrombozytenzahl von 169.000/µl

auf 241.000/µl in der 3. Behandlungswoche.

Abb. 12: Thrombozytenzahl während der ersten Wochen der Zytostatikabehandlung bei 17 Hunden mit


4.1.4 Thrombozytenaggregation nach der BORN-Methode

Bei der ADP-induzierten Thrombozytenaggregation zeigte sich im globalen statistischen Vergleich

mit dem Kruskal-Wallis-Test ein signifikanter Unterschied zwischen den untersuchten Gruppen

(p>0,0001). Im lokalen Vergleich mittels Mann-Whitney-Test, zeigten sich keine Unterschiede

zwischen den Gruppen (Abb. 13).

66 4 Ergebnisse

Abb. 13: Aggregationsmaxima der Thrombozytenaggregation mit der Born-Methode bei Hunden mit

multizentrischem Lymphom (Lymphom), akuter lymphatischer Leukämie (ALL) und chronischer

lymphatischer Leukämie (CLL) im Vergleich zur gesunden Kontrollgruppe (Gesund).

In der Gruppe der multizentrischen Lymphome wurden acht der untersuchten Hunde, aufgrund

einer sehr niedrigen Thrombozytenzahl (<100.000/µl) im plättchenreichem Plasma, bei der

statistischen Auswertung der Thrombozytenaggregation nicht berücksichtigt. Einer der übrigen 27

Hunde zeigte eine maximale Aggregation, die unterhalb des basierend auf der Kontrollgruppe

errechneten Referenzbereiches (44,3–108,5 %) lag. Dieser Hund zeigte eine deutlich reduzierte

maximale Aggregation von nur 13,2 %, obwohl die Thrombozytenzahl im plättchenreichen Plasma

(209.000/µl) innerhalb des Bereichs der Kontrollgruppe lag (siehe Tab. A9, tabell. Anhang). Bei

den drei Hunden mit sonstigen Lymphomen zeigten sich maximale Aggregationswerte, die im

mittleren bis oberen Referenzbereich lagen (siehe Tab. A27 und A28, tabell. Anhang).

4 Ergebnisse 67

Bei zwei der neun untersuchten Patienten mit akuter lymphatischer Leukämie war keine Messung

der Aggregation aufgrund einer zu geringen Anzahl von Thrombozyten im plättchenreichen Plasma

möglich. Zwei weitere Patienten mit einer Thrombozytenzahl <100.000/µl wurden in der

statistischen Auswertung nicht berücksichtigt. Von den fünf übrigen Hunden wies einer eine

reduzierte maximale Aggregation auf. Der Wert lag mit 20 % deutlich unterhalb des unteren

Referenzbereiches. Dieser Hund wies im Vergleich zur Kontrollgruppe erniedrigte

Thrombozytenzahlen im plättchenreichen Plasma (101.000/µl) auf. Bei den anderen vier Hunden

lag die maximale Aggregation mit 78–90 % im mittleren bis oberen Referenzbereich, wobei eines

dieser Tiere ebenfalls eine verminderte Thrombozytenzahl im plättchenreichen Plasma aufwies

(114.000/µl).

Einer der sechs Patienten mit chronischer lymphatischer Leukämie wurde in die statistische

Beurteilung aufgrund einer Thrombozytenzahl von <100.000/µl im plättchenreichen Plasma nicht

einbezogen. Von den verbliebenen 5 Hunden zeigte einer eine Verminderung der maximalen

Aggregation, die hier aber mit 2,3 % ein erhebliches Ausmaß annahm. Die Thrombozytenzahl im

plättchenreichen Plasma war bei diesem Hund erniedrigt (129.000/µl) und wie oben angeführt

zeigten sich erhebliche Veränderungen bei der automatischen Plättchenfunktionsanalyse (siehe Tab.

A9, tabell. Anhang). Auch bei zwei der fünf Hunde mit normaler maximaler Aggregation lagen

reduzierte Thrombozytenzahlen im plättchenreichen Plasma vor (123.000 bzw.129.000/µl).


behandelt wurden, waren im untersuchten Zeitraum global keine Unterschiede zwischen den

verschiedenen Untersuchungszeitpunkten nachweisbar (Friedman-Test: p=0,5380) (Abb. 14). Trotz

negativen Globaltests zusätzlich berechnete lokale Vergleiche (Wilcoxon-Test) einzelner

Zeitpunkte mit dem Ausgangswert (Median 66 %) ergaben deutlich höhere maximale

Aggregationswerte für die folgenden Zeitpunkte: 4 Stunden (Zeitpunkt W1.3) nach der Applikation

der Chemotherapie (Median 73 %; p=0,0310), 4 Stunden nach der 3. Chemotherapie (Zeitpunkt

W3.3; 78 %; p=0,0280) und 3 Wochen nach Beginn der Zytostatikatherapie (Zeitpunkt 4.0; 82 %,

p=0,0470). Während der Zytostatikatherapie lag die maximale Aggregation bei allen Hunden mit

multizentrischem Lymphom im Referenzbereich der Kontrolle, abgesehen von zwei Ausnahmen.

Bei Pat. 48, der einzige Hund, der vor Therapie eine verminderte Aggregation aufwies (13 %),

schwankten die Aggregationswerte im weiteren Verlauf um den unteren Grenzwert des

68 4 Ergebnisse

Referenzbereichs (siehe Tab. A16, tabell. Anhang). Und bei Pat. 27 zeigten sich in der zweiten und

dritten Behandlungswoche deutlich niedrigere maximale Aggregationen (37 %) im Vergleich zum

Ausgangswert (82 %). Im weiteren Verlauf des dritten Behandlungstages stieg das

Aggregationsmaximum ab dem Zeitpunkt 15 Minuten nach der Doxorubicingabe deutlich an (92

%). Die maximale Aggregation bei den Patienten mit intestinalem Lymphom wies während des

untersuchten Zeitraumes unter Zytostatikatherapie keine wesentliche Abweichung vom

Ausgangszeitpunkt auf (siehe Tab. A28, tabell. Anhang). Bei dem Patienten mit nasalem Lymphom

wurde ausschließlich in der zweiten Behandlungswoche eine auffällig niedrigere Aggregation

(51 %) im Vergleich zum Ausgangswert (85 %) gemessen. Bei dem behandelten Patienten mit

chronischer lymphatischer Leukämie zeigten sich während der drei Behandlungswochen nur

geringe Veränderungen der maximalen Aggregation von maximal +/- 5 % vom Ausgangswert

(siehe Tab. A29, tabell. Anhang).

4 Ergebnisse 69

Abb. 14: Aggregationsmaximum der Thrombozytenaggregation mit der Born-Methode während der ersten

Wochen der Zytostatikabehandlung bei 17 Hunden mit multizentrischem Lymphom (Minimum der

untersuchten Tiere/Zeitpunkt: n=10; Zeitpunkte siehe Tab. 1).

Ein statistischer Vergleich der Thrombozytenzahl im plättchenreichen Plasma, das zur Messung der

Thrombozytenaggregation hergestellt wurde, zeigte global einen deutlichen Unterschied (p=0,0214)

zwischen den verschiedenen Gruppen. Vergleiche zwischen den Gruppen zeigten für die Patienten

mit chronischer lymphatischer Leukämie deutlich niedrigere Werte im Vergleich zur gesunden

Kontrolle (p=0,0012) (siehe Tab. A26, tabell. Anhang) (Abb. 15).

70 4 Ergebnisse

Abb. 15: Thrombozytenzahl im plättchenreichen Plasma zur Messung der Thrombozytenaggregation mit der

Born-Methode bei Hunden mit multizentrischem Lymphom (Lymphom), akuter lymphatischer Leukämie

(ALL) und chronischer lymphatischer Leukämie (CLL) im Vergleich zur gesunden Kontrollgruppe

(Gesund).

Im Beobachtungszeitraum der Zytostatikatherapie ergaben sich für die Thrombozytenzahl im

plättchenreichen Plasma ebenfalls deutliche Unterschiede zwischen verschiedenen

Untersuchungszeitpunkten (Friedman-Test: p=0,0001). Lokale Vergleiche mittels Wilcoxon-Test

einzelner Zeitpunkte mit dem Ausgangswert (Median: 157.000/µl) ergaben für alle

Untersuchungszeitpunkte ab der zweiten Woche (W2.0–W4.0, Zeitpunkte siehe Tab. 1) signifikant

höhere Thrombozytenzahlen im plättchenreichen Plasma (siehe Tab. A17 u. A18, tabell. Anhang)

(Abb. 16).

4 Ergebnisse 71

Abb. 16: Thrombozytenzahl im plättchenreichen Plasma zum Zeitpunkt der Thrombozytenaggregation mit

der Born-Methode während der ersten Wochen der Zytostatikabehandlung bei 17 Hunden mit


4.2 Untersuchung des Blutbildes

4.2.1 Hämatokrit

Beim Hämatokrit zeigte sich im globalen statistischen Vergleich mit dem Kruskal-Wallis-Test ein

signifikanter Unterschied zwischen den untersuchten Gruppen (p=0,0001). Im lokalen Vergleich

brachte das Ergebnis des Mann-Whitney-Tests einen niedrigeren Hämatokrit der Gruppen mit

multizentrischem Lymphom (Median: 40 %, p<0,0001), akuter lymphatischer Leukämie (Median:

30 %, p<0,0001) und chronischer lymphatischer Leukämie (Median: 26 %, p<0,0001) im Vergleich

zur gesunden Kontrollgruppe (Median: 49 %) zum Ausdruck (Abb. 17). Zwischen den drei

Patientengruppen untereinander zeigten sich auch signifikante Unterschiede (p<0,05). Einzig die

72 4 Ergebnisse

Gruppen mit akuter und lymphatischer Leukämie unterschieden sich nicht signifikant voneinander

(siehe Tab. A26, tabell. Anhang).

Abb. 17: Hämatokrit bei Hunden mit multizentrischem Lymphom (Lymphom), akuter lymphatischer



In der Gruppe mit multizentrischem Lymphom ergab sich bei 17 Hunden ein erniedrigter

Hämatokrit, während die anderen einen Hämatokrit innerhalb des Referenzbereiches (39–53 %)

hatten. Von diesen 17 Hunden wiesen nur drei einen Hämatokrit von unter 30 % auf. Bei den drei

Hunden mit sonstigen Lymphomen zeigten einer der Hunde mit intestinalem Lymphom und der

Hund mit nasalem Lymphom einen herabgesetzten Hämatokritwert (36 % und 33 %).

Von den neun Hunden mit akuter lymphatischer Leukämie hatten bis auf einen alle eine Anämie.

Vier wiesen einen Hämatokrit zwischen 30 % und 34 % auf, während die anderen vier Werte unter

30 % aufzeigten (21–27 %). In der Gruppe mit chronischer lymphatischer Leukämie befand sich bei

4 Ergebnisse 73

allen Patienten der Hämatokrit unterhalb des Referenzbereiches und davon besaßen vier einen

Hämatokrit < 30 %.

Bei den Patienten mit multizentrischem Lymphom, die mit Zytostatika behandelt wurden, waren im

untersuchten Zeitraum global deutliche Unterschiede zwischen den Untersuchungszeitpunkten

belegbar (Friedman-Test: p=0,0001) (Abb. 18). Mittels Wilcoxon-Test zeigte sich zu allen

einzelnen Zeitpunkten des Untersuchungsintervalls ein deutlicher Abfall des Hämatokrits

gegenüber dem Ausgangswert (Median: 41 %, p<0,0010)(siehe Tab. A21 u. A25, tabell. Anhang).

Am Ende des Beobachtungszeitraumes (W4.0) lag der mediane Hämatokrit bei 35 %.

Bei den o. a. Hunden mit nasalem und intestinalem Lymphom, bei denen der Hämatokrit initial

erniedrigt war, blieb das Niveau der Messwerte während des untersuchten Zeitraumes unter

Zytostatikatherapie annähernd gleich. Der zweite Hund mit intestinalem Lymphom zeigte während

des untersuchten Zeitraumes keine großen Schwankungen. Bei dem Hund mit chronischer

lymphatischer Leukämie unter Chemotherapie zeigte sich ein langsamer Anstieg des Hämatokrits.

74 4 Ergebnisse

Abb. 18: Hämatokrit während der ersten Wochen der Zytostatikabehandlung bei 17 Hunden mit

multizentrischem Lymphom (Minimum der untersuchten Tiere/Zeitpunkt: n=12; Zeitpunkte siehe Tabe. 1).

4.2.2 Hämoglobingehalt

Ein Gruppenvergleich des Hämoglobingehaltes im Blut mit dem Kruskal-Wallis-Test ergab einen

deutlichen Unterschied zwischen den untersuchten Gruppen (p<0,0001). Bei lokalen Vergleichen

der Gruppen untereinander fielen niedrigere Hämoglobinkonzentrationen der Gruppen mit

multizentrischem Lymphom (13,6 g/dl, p<0,0001), akuter (9,4 g/dl, p<0,0001) und chronischer

lymphatischer Leukämie (7,4 g/dl, p<0,0001) im Vergleich zur gesunden Kontrollgruppe (17,3 g/dl)

auf (siehe Tab. A26, tabell. Anhang). Auch zwischen den Gruppen mit hämatopoetischen Tumoren

zeigten sich deutliche Unterschiede (p<0,05).

4 Ergebnisse 75

Abb. 19: Hämoglobingehalt bei Hunden mit multizentrischem Lymphom (Lymphom), akuter lymphatischer



In der Gruppe der multizentrischen Lymphome hatten von den 35 untersuchten Hunden 17 einen

Hämoglobinwert unterhalb des Referenzbereiches der gesunden Kontrollgruppe (13,6–19,2 g/dl).

Nur bei drei dieser 17 Hunde lag der Hämoglobingehalt unter 10,0 g/dl. Bei einem der Hunde mit

intestinalem Lymphom und dem Hund mit nasalem Lymphom lag der Hämoglobingehalt mit 12,8

g/dl bzw. 10,6 g/dl geringfügig unterhalb des Referenzbereichs. Bis auf einen Hund wiesen alle

Hunde mit akuter lymphatischer Leukämie einen Hämoglobingehalt unterhalb des

Referenzbereiches auf. In der Gruppe mit chronischer lymphatischer Leukämie hatten alle Patienten

erniedrigte Hämoglobinwerte.

76 4 Ergebnisse

Im untersuchten Zeitraum der Zytostatikabehandlung der Hunde mit malignem Lymphom waren

deutliche Unterschiede zwischen den verschiedenen Untersuchungszeitpunkten im globalen

statistischen Vergleich (Friedman-Test: p=0,0001) nachweisbar. Lokale Vergleiche einzelner

Zeitpunkte mittels Wilcoxon-Test mit dem Ausgangswert (Median 14,5 g/dl) ergaben einen

signifikanten Abfall des Hämoglobins zu den Zeitpunkten eine (W2.0), zwei (W3.0) und drei

Wochen (W4.0) nach der ersten Therapie (siehe Tab. A22, tabell. Anhang) (Abb. 20). Auch im

Verlauf der dritten Untersuchungswoche (W3) zeigte sich ein statistisch gesicherter Abfall der

Hämoglobinkonzentration. Der Hämoglobingehalt nahm auch bei den beiden Patienten mit

intestinalem Lymphom während des Untersuchungszeitraumes kontinuierlich ab. Bei Patient 6 fiel

der Hämoglobingehalt deutlich vom Ausgangswert mit 17,7 g/dl auf 12,9 g/dl zum Zeitpunkt vier

Stunden nach der Chemotherapie ab. Der Hämoglobingehalt bei dem Tier mit nasalem Lymphom

stieg im Verlauf des untersuchten Zeitintervalls geringfügig an (siehe Tab. A27, tabell. Anhang).

Bei dem Hund mit chronischer lymphatischer Leukämie unter Chemotherapie zeigte sich ebenfalls

ein konstanter Anstieg des Hämoglobins von 6,9 g/dl (W1.0) auf 9,6 g/dl (W3.0).

4 Ergebnisse 77

Abb. 20: Hämoglobinkonzentration während der ersten Wochen der Zytostatikabehandlung bei 17 Hunden

mit multizentrischem Lymphom (Minimum der untersuchten Tiere/Zeitpunkt: n=12; Zeitpunkte siehe

Tab. 1).

4.2.3 Erythrozytenzahl

Bei der Erythrozytenzahl zeigte sich im globalen statistischen Vergleich mit dem Kruskal-Wallis-

Test ein signifikanter Unterschied zwischen den untersuchten Gruppen (p=0,0010). Im lokalen

Vergleich brachte der Mann-Whitney-Test eine niedrigere Erythrozytenzahl der Gruppen mit

multizentrischem Lymphom (Median: 5,95 x 106/µl, p=0,0001), akuter lymphatischer Leukämie

(Median: 4,14 x 106/µl, p=0,0001) und chronischer lymphatischer Leukämie (Median: 3,81 x

106/µl, p=0,0001) im Vergleich zur gesunden Kontrollgruppe (Median: 7,52 x 106/µl) zum

Ausdruck (Abb. 21). Die Gruppen mit Leukämie hatten signifikant niedrigere Erythrozytenzahlen

als die Hunde mit multizentrischem Lymphom (siehe Tab. A19, 20 u. 26, tabell. Anhang).

78 4 Ergebnisse

Abb. 21: Erythrozytenzahl bei Hunden mit multizentrischem Lymphom (Lymphom), akuter lymphatischer



Bei den 35 Hunden mit multizentrischem Lymphom hatten 17 unterhalb des Referenzbereiches

(5,74–8,4 x 106/µl) gelegene Erythrozytenzahlwerte. Zwei der untersuchten Hunde wiesen deutlich

erniedrigte Erythrozytenzahlen auf (2,65 bzw. 3,84 x 106/µl). Bei den drei Hunden mit sonstigen

Lymphomen zeigten der Hund mit nasalem Lymphom und einer der beiden Hunde mit intestinalem

Lymphom reduzierte Erythrozytenzahlen (4,11 bzw. 5,34 x 106/µl)(Tab. A27 und A28, tabell.

Anhang).

4 Ergebnisse 79

Die Patienten mit akuter und chronischer lymphatischer Leukämie wiesen deutlich reduzierte

Erythrozytenzahlen auf. In beiden Gruppen wies jeweils nur ein untersuchter Hund einen innerhalb

des Referenzbereiches liegenden Wert auf, während die anderen Patienten zum Teil deutlich

herabgesetzte Werte besaßen (siehe Tab. A20, tabell. Anhang).


behandelt wurden, waren im untersuchten Zeitraum global deutliche Unterschiede zwischen den

verschiedenen Untersuchungszeitpunkten nachweisbar (Friedman-Test: p=0,0001). Lokale

Vergleiche (Wilcoxon-Test) einzelner Zeitpunkte mit dem Ausgangswert (Median: 6,04 x 106/µl)

ergaben reduzierte Erythrozytenzahlen für die folgenden Zeitpunkte: 1 Woche (Zeitpunkt W2.0,

Median 5,29 x 106/µl, p=0,0010), 3 Wochen (Zeitpunkt W3.0, 5,03 x 106/µl, p=0,0020) und 4

Wochen nach Beginn der Zytostatikatherapie (Zeitpunkt W4.0, 4,91 x 106/µl, p=0,0010) (Abb. 22).

Die Erythrozytenzahl zeigte sowohl bei dem Patienten mit sonstigen Lymphomen, als auch bei dem

Hund mit chronischer lymphatischer Leukämie unter Chemotherapie nur geringfügige

Schwankungen.

80 4 Ergebnisse

Abb. 22: Erythrozytenzahl während der ersten Wochen der Zytostatikabehandlung bei 17 Hunden mit


4.2.4 Leukozytenzahl

Bei der Messung der Leukozytenzahl zeigten sich im globalen statistischen Vergleich (Kruskal-

Wallis-Test) deutliche Unterschiede zwischen den untersuchten Gruppen (p<0,0001) (Abb. 23). Im

lokalen Vergleich erbrachte der Mann-Whitney-Test für alle Gruppen, mit Ausnahme zwischen den

beiden Gruppen mit Leukämie, statistische Unterschiede zwischen den untersuchten Gruppen

(p<0,050, Abb. 23; siehe Tabelle A26, tabell. Anhang).

4 Ergebnisse 81

Abb. 23: Leukozytenzahl bei Hunden mit multizentrischem Lymphom (Lymphom), akuter lymphatischer



Von den 35 untersuchten Hunden mit multizentrischem Lymphom wiesen 14 eine über dem

Referenzbereich der gesunden Kontrollgruppe (5.600–13.400/µl) liegende Leukozytenzahl auf. Von

diesen 14 Hunden hatten sechs Hunde eine Leukozytose von über 20.000/µl. Kein Hund zeigte eine

erniedrigte Leukozytenzahl. Jeder der drei Patienten mit sonstigen Lymphomen wies eine

geringgradig erhöhte Leukozytenzahl im Bereich von 14.460 bis 15.970/µl auf.

In der Gruppe mit akuter lymphatischer Leukämie war eine große Streuung der Leukozytenwerte

(1.760/µl–595.300/µl) auffallend. Zwei der neun Patienten wiesen eine unterhalb des

Referenzbereiches gelegene Leukozytenzahl auf. Bei zwei weiteren Patienten bestand eine

82 4 Ergebnisse

Leukozytose von über 450.000/µl. Alle Patienten mit chronisch lymphatischer Leukämie wiesen

eine deutlich erhöhte Leukozytenzahl (39.200/µl–241.500/µl) auf.


behandelt wurden, waren im untersuchten Zeitintervall global deutliche Unterschiede zwischen den

verschiedenen Untersuchungszeitpunkten nachweisbar (Friedman-Test: p<0,0001). Auch der lokale

statistische Vergleich (Wilcoxon-Test) ergab für die einzelnen Zeitpunkte untereinander deutliche

Unterschiede. Im Verlauf des ersten Behandlungstages stieg die Leukozytenzahl im Median vom

Ausgangszeitpunkt (10.860/µl) bis zum Zeitpunkt der vierten Untersuchung des ersten

Behandlungstages (22.180/µl) deutlich an (p=0,0001, Abb. 24). In der zweiten Behandlungswoche

lag die Leukozytenzahl signifikant (Median: 4.680/µl, p=0,0050) unter dem Ausgangswert W1.0,

wobei neun Patienten eine unterhalb des Referenzbereichs (5.600–13.400/µl) liegende

Leukozytenzahl aufwiesen. Im Vergleich hierzu stieg die Leukozytenzahl bis zur 3. Woche wieder

signifikant an (Median: 7.850/µl, p=0,0200). Im Anschluss an die Durchführung der Chemotherapie

in der dritten Behandlungswoche zeigte sich erneut ein signifikanter Anstieg der Leukozytenzahl

auf einen Medianwert von 15.62 /µl (p=0,0050, siehe Tab. A23 und A24, tabell. Anhang). Hierbei

bestand jedoch kein signifikanter Unterschied vom Ausgangswert (p>0,05). Zur vierten

Behandlungswoche sank die Leukozytenzahl wieder deutlich ab (Median: 6.6600/µl; p=0,0700) und

lag dann auch deutlich niedriger als zum Ausgangszeitpunkt (p=0,0270). Vier der 16 zu diesem

Zeitpunkt untersuchten Patienten wiesen eine Leukopenie (Werte unterhalb des Referenzbereichs)

mit Leukozytenzahlen zwischen 1.610 und 4.820/µl auf.

Auch die Leukozytenzahl bei den Patienten mit intestinalem und nasalem Lymphom stieg während

des ersten Behandlungstages deutlich vom Ausgangszeitpunkt an (siehe Tab. A27 und A28, tabell.

Anhang). Bei dem behandelten Hund mit chronischer lymphatischer Leukämie lag zum Zeitpunkt

der Diagnosestellung eine Leukozytose von 241.500/µl vor. Innerhalb des dreiwöchigen

Untersuchungszeitraumes sank die Leukozytenzahl deutlich ab. Die vor der zweiten Behandlung

durchgeführte Bestimmung der Leukozytenzahl zeigte eine Reduktion auf 137.900/µl und in der

dritten Woche auf 34.400/µl (siehe Tab. A29, tabell. Anhang).

4 Ergebnisse 83

Abb. 24: Leukozytenzahl während der ersten Wochen der Zytostatikabehandlung bei 17 Hunden mit


84 5 Diskussion

5 Diskussion

Das Ziel der vorliegenden Arbeit war, die Beeinflussung der primären Hämostase bei Hunden mit

malignem Lymphom und Leukämie zu untersuchen. Um diese Frage zu klären, wurde zuerst die

kapilläre Blutungszeit gemessen, die als globaler In-vivo-Test das Potenzial der primären

Hämostase nahe den tatsächlichen klinischen Verhältnissen überprüft (NOLTE et al.1997).

Obgleich der Test damit allgemein als sehr aussagekräftig akzeptiert ist, liegen u. a. auch bei

hämatopoetischen Tumoren bei Mensch und Tier keine systematischen Untersuchungen vor.

Die in der vorliegenden Arbeit erzielten Ergebnisse der kapillären Blutungszeit bei den Hunden mit

malignem Lymphom und lymphatischen Leukämien zeigen insgesamt auf, dass erhebliche

Störungen der Gesamtfunktion der primären Hämostase auf einzelne Fälle limitiert sind. Dies fand

auch in der Tatsache ihren Niederschlag, dass in dem selbst untersuchten Patientengut bei der

klinischen Untersuchung in keinem Fall eine ausgeprägte Blutungsneigung beobachtet wurde.

Erwartungsgemäß fanden sich deutliche Veränderungen gehäuft in der Gruppe der akuten

lymphatischen Leukämie, wo auch die höchste Inzidenz von hochgradigen Thrombozytopenien

anzutreffen war. So ist auch die bei zwei Patienten mit akuter lymphatischer Leukämie vorliegende

deutliche Veränderung der kapillären Blutungszeit vor allem durch die bei diesen Hunden

bestehende ausgeprägte Thrombozytopenie zu erklären. Anhand der kapillären Blutungszeit fand

sich ein Hinweis auf eine deutliche Thrombozytenfunktionsstörung ausschließlich bei einem Hund

mit malignem Lymphom, bei dem die kapilläre Blutungszeit auf im Mittel 220 sec verlängert war,

obgleich die Thrombozytenzahl im Referenzbereich lag. Mögliche Ursache dafür könnte ein, beim

Menschen mit Non-Hodgkin-Lymphom beschriebener, erworbener Defekt des von

Willebrandfaktors sein. Durch die unveränderten Ergebnisse der automatisierten

Plättchenfunktionsanalyse ist das aber unwahrscheinlich. Beim Screening nach der von Willebrand

Erkrankung zeichnet sich das Plättchenfunktionsanalysegerät PFA-100 beim Menschen durch eine

hohe Sensitivität aus (FRESSINAUD et al 1996). Auch beim Hund mit von Willebrand Erkrankung

kommt das Plättchenfunktionsanalysengerät zum Einsatz und es zeigen sich verlängerte

Verschlusszeiten und erhöhte Gesamtvolumina (KEIDEL 2001), welches bei dem in der

vorliegenden Studie dargestellten Patienten nicht der Fall ist. Diese Diskrepanz passt zu der

Tatsache, dass allgemein nur eine mäßige Abhängigkeit zwischen beiden Screeningtests der

primären Hämostase beim Hund und Menschen besteht (KEIDEL u. MISCHKE 1998).

5 Diskussion 85

Als großer Vorteil der automatisierten Plättchenfunktionsanalyse mit dem

Thrombozytenfunktionsanalysengerät ist allgemein die bessere Standardisierbarkeit im Vergleich

zur kapillären Blutungszeit akzeptiert (DOMSCH et al. 1999). Sie hat sich daher beim Menschen

als Routinetest zum Screening von Störungen der primären Hämostase entwickelt (KRETSCHMER

u. WEIPPERT-KRETSCHMER 1999). Die Tatsache, dass mit diesem Test wesentlich mehr

pathologische Ergebnisse erzielt wurden als mit der kapillären Blutungszeit, bestätigt die

Ergebnisse verschiedener Studien, dass die automatisierte Plättchenfunktionsanalyse beim Hund

recht sensitiv auf pathologische Prozesse reagiert (WUILLEMIN et al. 2002, KEIDEL u.

MISCHKE 1998).Wie bereits bei MISCHKE und KEIDEL (2003) beschrieben, zeigte sich hierbei

auch in der vorliegenden Studie eine höhere Zahl von pathologischen Ergebnissen für die

Messgröße Gesamtvolumen im Vergleich zur Verschlusszeit, sofern mit der Kollagen/ADP-

Messzelle gemessen wurde. Die Kollagen/Epinephrin-Messzelle ist beim Hund generell nur bedingt

geeignet, da hiermit auch bei gesunden Tieren teilweise Verschlusszeiten erzielt werden, die

oberhalb des Messbereiches liegen (MISCHKE u. KEIDEL 2003). Dies wurde durch die in der

Kontrollgruppe erzielten Ergebnisse bestätigt. Generell machte sich als gravierender Nachteil der

automatischen Thrombozytenfunktionsanlyse bemerkbar, dass das Analysenergebnis nicht nur

durch Thrombozytenzahl und -funktion, sondern auch durch den Hämatokrit beeinflusst wird

(KUNDU et al. 1996, KEIDEL u. MISCHKE 1998). Insbesondere Letzteres stellt sich als

erhebliches Problem für die klinische Anwendung heraus, da Patienten, bei denen die Messung der

Funktion der globalen primären Hämostase induziert ist, nicht selten auch Veränderungen des roten

Blutbildes aufweisen, wie dies auch in der vorliegenden Studie der Fall war.

Durch einen niedrigen Hämatokrit kommt es zu einer niedrigen Viskosität und damit zu einem

Anstieg des Blutflusses. Des Weiteren verändert sich die Verteilung der Blutzellen im Gefäßsystem

bzw. in der In-vitro-Kapillare, indem sie weiter von der Wand entfernt sind (DIETRICH et al.

1995). Dieser Einfluss zeigt sich auch in der klinischen Anwendung des

Plättchenfunktionsanalysegerät beim Hund (KEIDEL u. MISCHKE 1998). Die Untersuchung von

KEIDEL (2001) zeigte für den Hund eine Beeinflussung der Verschlusszeiten und des

Gesamtvolumens durch eine Verminderung des Hämatokrits. Schon ein Abfall des Hämatokrites

von 40 % auf 30 % ergab eine eindeutige Verlängerung der Verschlusszeit und eine Erhöhung des

Gesamtvolumens. Da in der vorliegenden Arbeit die Mehrzahl der Patienten mit deutlich

veränderten Werten der Thromboyztenfunktionsanalyse auch eine deutlich verminderte

86 5 Diskussion

Thrombozytenzahl und/oder Hämatokritwerte <30 % aufwies, war die Beurteilung der

Testergebnisse im Hinblick auf das Vorliegen einer Thrombozytenfunktionsstörung vielfach nicht

eindeutig möglich.

Auffallend war ein Hund mit akuter lymphatischer Leukämie, der eine deutliche Verlängerung der

Verschlusszeit mit der Kollagen/ADP-Messzelle aufwies (252 sec), obschon eine ausreichende Zahl

von Thrombozyten vorlag. Der bei diesem Patienten vorliegende niedrige Hämatokrit von 21 % hat

sicherlich einen negativen Einfluss auf die Verschlusszeit, aber nach der Untersuchung von

KEIDEL u. MISCHKE (1998), zur Beeinflussung der Verschlusszeit durch eine stufenweise

Verminderung des Hämatokrits bei gesunden Hunden, wäre bei Hämatokritwerten um 20 % und

ausreichender Thrombozytenzahl nur eine Verlängerung auf etwa 130 sec zu erwarten. Neben der

Abweichung der In-vitro-Blutungszeit wies dieser Patient weiterhin eine geringfügig verlängerte

kapilläre Blutungszeit (150 sec) und eine deutlich herabgesetzte maximale

Thrombozytenaggregation auf. Somit lassen die festgestellten Abweichungen der Parameter auf

eine Thrombozytenfunktionsstörung schließen. Bei den untersuchten Hunden mit chronischer

lymphatischer Leukämie zeigte sich ein ähnlicher Fall. Ein Patient hatte eine deutlich verlängerte

Verschlusszeit und ein erhöhtes Gesamtvolumen mit der Kollagen/ADP-Messzelle. Die

Thrombozytenzahl (111.000/µl) und der Hämatokrit (31 %) waren nur gering herabgesetzt. Ferner

lag bei diesem Patienten eine hochgradig reduzierte Thrombozytenaggregation mit einer maximalen

Thrombozytenaggregation von nur 2,3 % vor. KEIDEL u. MISCHKE (1998) wiesen eine negative,

statistisch signifikante Korrelation zwischen Verschlusszeit bzw. Gesamtvolumen und der

Thrombozytenzahl nach. Es zeigte sich, dass die Verschlusszeit sehr sensitiv auf eine herabgesetzte

Thrombozytenzahl reagiert. Die Thrombozytenzahl von 111.000/µl im vorgestellten Fall kann zu

einer Verlängerung der Verschlusszeit führen, das Ausmaß mit 252 sec ist allerdings, auch bei

zusätzlicher Berücksichtigung der Veränderung des Hämatokrits, deutlich länger als es bei der

Verminderung funktionstüchtiger Thrombozyten zu erwarten wäre. Der kausale Hintergrund der

hier angedeuteten Thrombozytenfunktionsstörung ist mit den selbst angewandten

Untersuchungsverfahren nicht genau zu definieren. Beim Menschen werden in diesem

Zusammenhang als mögliche Ursachen neben der bereits ausgeführten erworbenen von Willebrand

Erkrankung, ultrastrukturelle Veränderungen der Thrombozyten und eine Fehlfunktion der

Megakaryozytopoese berichtet (COWAN et al. 1975, LEINOE et al. 2004).

5 Diskussion 87

Die in der eigenen Studie vorgestellten Ergebnisse der Thrombozytenaggregation bei Hunden mit

malignem Lymphom stimmen nicht mit der in der Literatur überwiegend beschriebenen

gesteigerten Thrombozytenaggregation überein. Dies gilt umso mehr als in der vorliegenden Studie

die Tiere mit malignem Lymphom älter als die Kontrolltiere waren und vom Menschen her bekannt

ist, dass Individuen mit zunehmendem Alter eine steigende Aggregationsbereitschaft besitzen

(VERICEL et al. 1988). Sowohl in der Studie von THOMAS u. ROGERS (1999) als auch bei

MCNIEL et al. (1997) zeigte sich eine gesteigerte maximale Thrombozytenaggregation bei Hunden

mit Neoplasien. Die Untersuchung bei 15 Hunden mit multizentrischem Lymphom von THOMAS

u. ROGERS (1999) wies mit 15,9 Ohm eine signifikant gesteigerte ADP-induzierte Aggregation im

Vergleich zur gesunden Kontrollgruppe (12,7 Ohm) nach. In der zweiten unselektierten Studie, an

Hunden mit unterschiedlichen Tumoren, zeigte sich ein vergleichbarer Effekt (MCNIEL et al.

1997). Die 59 Hunde, davon 17 mit malignem Lymphom, wiesen deutlich höhere

Aggregationsmaxima (105,5 Ohm) gegenüber den Kontrollhunden (87,7 Ohm) auf. Auffallend in

der Studie von MCNIEL et al. (1997) ist, dass die mittlere Thrombozytenzahl der Tumorpatienten

höher war als bei den gesunden Patienten. In den eigenen Untersuchungen ist dies genau

entgegengesetzt. Die Gruppen mit hämatopoetischen Tumoren haben signifikant niedrigere

Thrombozytenzahlen als die gesunde Kontrollgruppe. Die höhere Thrombozytenzahl bei MCNIEL

et al. (1997) könnte eine Erklärung für die Diskrepanz zu den Ergebnissen der vorliegenden Studie

sein. Dies gilt umso mehr als in den Literaturzitaten die Vollblutaggregometrie angewandt wurde.

Der wesentlichste Nachteil der Vollblutaggregometrie ist, dass die Thrombozytenzahlen nicht

standardisiert werden können (FORSYTHE et al. 1989).

Bei den Hunden mit akuter und chronischer lymphatischer Leukämie konnte, wie bei den Patienten

mit malignem Lymphom, keine herabgesetzte Thrombozytenaggregation festgestellt werden. Die in

der Literatur beim Menschen beschriebene negative Beeinflussung der Thrombozytenaggregation

sowohl bei akuter bzw. chronischer myeloischer Leukämie sowie akuter Lymphoblastenleukämie

(PUI et al. 1982, WOODCOCK et al. 1984, MOHRI et al. 1986, ZUBORN et al. 1990, NARESH

1993) lässt sich mit den Ergebnissen der vorliegenden Untersuchung für den Hund nicht

nachvollziehen. Allerdings könnte das höhere Alter der Hunde mit chronischer lymphatischer

Leukämie im Vergleich zur Kontrollgruppe vor dem Hintergrund des möglichen Alterseinflusses

auf die Thrombozytenaggregation (s.o.) ggfs. eine leicht verminderte Aggregationsfunktion in

dieser Patientengruppe maskieren.

88 5 Diskussion

Hinsichtlich der Aussagefähigkeit von Aggregationstests ist ferner anzumerken, dass sie wie oben

angeführt deutlich von der Thrombozytenzahl abhängig sind. In der vorgelegten Untersuchung ist

eine große Streuung der Thrombozytenzahlen zu vermerken, was die eindeutige Vergleichbarkeit

deutlich einschränkt. Um diesen Effekt zu minimieren wurden Proben mit einer Thrombozytenzahl

im plättchenreichem Plasma von <100.000/µl von der statistischen Auswertung ausgeschlossen. Bei

der Interpretation der Thrombozytenaggregationergebnisse muss weiterhin einschränkend bedacht

werden, dass sich ein reduzierter Hämatokrit neben der Bestimmung der Parameter des

Plättchenfunktionsanalysengerätes auch auf die Thombozytenaggregation auswirken kann. Da der

Zitratanteil im Zitratblut sich stets auf das Gesamtvolumen der Blutprobe bezieht, liegt bei

niedrigem Hämatokrit ein verminderter Zitratanteil im plättchenreichem Plasma vor. Dadurch sinkt

die Konzentration von ionisiertem Calcium, welches wiederum zu einer verstärkten

Thrombozytenaggregation führen kann (CLEMMONS u. MEYER 1984, PACKHAM et al. 1989).

Dies bedeutet, dass ggf. leichte Aggregationsstörungen durch den „Hämatokriteffekt“ maskiert sind.

Als ein wesentliches Ergebnis der Veränderungen der primären Hämostase während der

Induktionsphase der Kombinationschemotherapie zeigte sich ein erheblicher Anstieg der

Thrombozytenzahl. Ein deutlicher Anstieg der Thrombozytenzahl wird auch nach Einzelinjektion

von Vincristin bei gesunden (MACKIN et al. 1995) und an Lymphom erkrankten Hunden gesehen

(GRAU-BASSAS et al. 2000). Im Hinblick auf das Ausmaß des Anstiegs zeigte sich in der

Literatur ein geringerer Effekt als in der eigenen Arbeit. Während in der vorliegenden Arbeit die

Thrombozytenzahl im Mittel um 50 % anstieg, betrug der Anstieg der Thrombozyten bei MACKIN

et al (1995) 40% und bei GRAU-BASSAS et al. (2000) 14 %. Anders als in den angeführten

experimentellen Studien beim Hund (MACKIN et al. 1995) hielt die Erhöhung der

Thrombozytenzahl in der vorliegenden Studie mindestens 2 Wochen an, was damit erklärt werden

kann, dass die Tiere im Rahmen der Kombinationschemotherapie weitere chemotherapeutische

Behandlungen wenn auch kein Vincristin mehr erhielten. Insbesondere erhielten die Tiere

wiederholt Prednisolon. In klinischen Studien (AMMELOUX u. NOLTE 1987, MOORE et al.

1992) beim Hund ist auch für Prednisolon eine Effektivität zur Steigerung der Thrombozytenzahl

belegt. Diese kann auch als Erklärung dafür dienen, dass die Erhöhung der Thrombozytenzahl in

der eigenen Studie, mit dem bereits oben angeführten Anstieg von 50 %, deutlicher ausfiel.

Dagegen sprechen die Ergebnisse von MACKIN et al. (1995), die keinen Unterschied in der Höhe

5 Diskussion 89

des Anstiegs der Thrombozytenzahl zwischen einer Gruppe mit alleiniger Vincristininjektion und

der Gruppe, die eine Kombination von Vincristin mit Prednisolon erhielt, nachweisen konnten. Die

zusätzliche Injektion von L-Asparaginase am ersten Behandlungstag sollte keinen Einfluss auf die

Thrombozytenzahl haben, da eine Untersuchung an 10 Hunden mit malignem Lymphom zeigte,

dass es zumindest bei L-Asparaginase-Monotherapie zu keinem maßgeblichen

Thrombozytenanstieg innerhalb eines Beobachtungszeitraumes von 7 Tagen nach der Applikation

kommt (ROGERS et al. 1992).

Bei der Bestimmung der kapillären Blutungszeit zeigten sich in den eigenen Untersuchungen unter

Zytostatikatherapie keine Unterschiede zwischen den verschiedenen Untersuchungszeitpunkten.

Dieses deckt sich mit den Beobachtungen von MACKIN et al. (1995), die keinen negativen Einfluss

von Vincristin auf die kapilläre Blutungszeit feststellten. Auch bei der Untersuchung der

Verschlusszeit und des Gesamtvolumens mittels des Plättchenfunktionsanalysegerätes zeigte sich

während des Untersuchungszeitraumes der Zytostatikatherapie keine Abweichung vom

Ausgangswert. Die deutliche Veränderung von Thrombozytenzahl und Hämatokrit unter

Zytostatikatherapie limitieren auch hier die Aussage im Hinblick auf mögliche

Thrombozytenfunktionsstörungen. Die gegenläufigen Entwicklungen dieser Messgrößen und

entgegengesetzten Effekte auf die automatisierte Plättchenfunktionsanalyse sind in ihrer Gesamtheit

schwer einzuordnen.

Im Verlauf der chemotherapeutischen Behandlung zeigte sich, dass das Aggregationsmaximum im

Median signifikant anstieg. In der Literatur liegen bislang unterschiedliche Ergebnisse vor. Wie

Resultate der vorliegenden Arbeit zeigen MACKIN et al. (1995) in ihrer Studie bei gesunden

Hunden keinen negativen Effekt der Zytostatika Vincristin und Prednisolon auf die

Thrombozytenaggregation. Dagegen zeigten GRAU-BASSAS et al. (2000) eine signifikante

Beeinträchtigung der Thrombozytenaggregation bei Hunden mit malignem Lymphom eine Stunde

nach der Injektion von Vincristin. Das steht im Einklang mit Beobachtungen beim Menschen, die

eine funktionelle Thrombozytenschädigung durch Vincristin finden (FELLIN et al. 1988). Eine

mögliche Erklärung für die eigenen Ergebnisse kann die von PUI et al. (1983) beim Menschen

gezeigte, vermehrte In-vitro-Reaktion der Thrombozyten auf ADP durch L-Asparaginase sein. Dies

könnte zur Folge haben, dass sich die Effekte von Vincristin und L-Asparaginase im Rahmen eines

Kombinationsprotokolls aufheben und mit diagnostischen Verfahren nicht erkennen lassen. Auch

die Beurteilung von Thrombozytenfunktionsstörungen im Verlauf der Zytostatikatherapie mittels

90 5 Diskussion

Aggregometrie wird durch den auffallenden Anstieg der Thrombozytenzahl erschwert. Dadurch

können geringgradige Funktionsstörungen maskiert werden.

In der vorliegenden Studie war auffallend, dass sowohl im Anschluss an die Applikation der

Kombination Vincristin und L-Asparaginase, als auch nach der intravenösen Gabe von Doxorubicin

innerhalb des Untersuchungstages ein deutlicher Anstieg der Leukozytenzahl zu vermerken war.

Die Ursache für eine derartige Leukozytose ist in der Literatur nicht detailliert beschrieben. Ein

Faktor, der zu dem in der vorliegenden Studie beschriebenen Anstieg der Leukozytenzahl führen

kann, ist die Tumorlyse. Insbesondere zu Beginn der aggressiven Therapie von Patienten mit

Lymphom und Leukämie kann es zu einer schnellen Tumorzellzerstörung und Apoptose kommen,

was zu einer raschen, massiven Freisetzung von intrazellulärem Material führen kann. Durch eine

Freisetzung von Tumornekrosefaktoren kann es zu einem Anstieg der Leukozytenzahl kommen.

Eine weitere mögliche Ursache kann eine Reaktion auf Glukokortikoide sein, die vor der Injektion

von L-Asparaginase und Doxorubicin appliziert wurden, um eine anaphylaktische Reaktion

abzuwenden. Durch Glukokortikoide kommt es u. a. zu einer Verschiebung der intravasalen

Leukozytenverteilung von der marginalen zur zirkulierenden Leukozytenfraktion (STOCHHAM et

al. 2003). Ein Anstieg der Leukozytenzahl im Zusammenhang mit Aufregung, Stress oder als

Reaktion auf Angst im Rahmen der Behandlung kann ebenso zu einer Leukozytose führen und ist

daher nicht auszuschließen. Die Leukozytose ist in diesem Zusammenhang eine Reaktion auf

Katecholamine, die ebenfalls dazu führen, dass Leukozyten von der marginalen Fraktion zur

zirkulierenden Leukozytenpopluation hin verschoben werden (STOCKHAM et al. 2003). Der

genaue Mechanismus der Leukozytose im Anschluss an die Applikation der Chemotherapie ist in

der vorliegenden Studie nicht zu klären. Zur weiteren Abklärung wären u. a. Untersuchungen mit

einer Placebogruppe notwendig.

Zusammenfassend zeigen u. a. die ermittelten Veränderungen der globalen Parameter der primären

Hämostase (kapilläre Blutungszeit, Plättchenfunktionsanalyse) die hohe Inzidenz von Störungen der

primären Hämostase bei Hunden mit lymphatischen Neoplasien. Die Ergebnisse dieser Arbeit

sprechen jedoch dafür, dass klinisch relevante Thrombozytenfunktionsstörungen bei diesen Hunden

nur eine geringe Inzidenz haben. Allerdings schränkt die oft vorliegende Thrombozytopenie deren

diagnostische Erfassung deutlich ein. Im Verlauf der chemotherapeutischen Behandlung ergab sich

5 Diskussion 91

auf die beim Mensch unter Zytostatikatherapie festgestellte Thrombozytenfunktionsstörung für das

geprüfte Protokoll beim Hund mit den selbst gewählten Verfahren kein Hinweis. Im Hinblick auf

den Anstieg der Thrombozytenzahl unter der Kombinationschemotherapie wurden Ergebnisse

anderer Autoren sowohl bei gesunden Hunden als auch bei Hunden mit malignem Lymphom

bestätigt.

Die in der vorliegenden Arbeit deutlich gewordenen methodischen Probleme zur präzisen

Überprüfung der Thrombozytenfunktion verdeutlichen, dass in weiteren Untersuchungen

besonderer Wert auf die Standardisierung der Testsysteme, besonders der

Thrombozytenaggregation (z. B. Einstellung der Thrombozytenzahl im plättchenreichen Plasma

generell auf 100.000/µl, Korrektur des verminderten Zitratanteils), gelegt werden muss. Interessant

wäre darüber hinaus auch die genauere ätiologische Abklärung der bei einzelnen Patienten

offensichtlich bestehenden Thrombozytenfunktionsstörungen (z.B. durch ultrastrukturelle

Untersuchungen oder Bestimmung des von-Willebrand-Faktors).

92 6 Zusammenfassung

6 Zusammenfassung

Nina Eberle

Primäre Hämostase bei Hunden mit malignem Lymphom und Leukämie – Einfluss der

Induktionsbehandlung mit Zytostatika

Ziel der vorliegenden Studie war es, Veränderungen der primären Hämostase bei Hunden mit

malignem Lymphom und Leukämie und die Beeinflussung im Rahmen einer Zytostatikabehandlung

zu untersuchen. Es wurden 35 Hunde mit multizentrischem Lymphom, 9 Hunde mit akuter

lymphatischer Leukämie und 6 Tiere mit chronischer lymphatischer Leukämie untersucht. Als

Referenz diente eine Kontrollgruppe von 40 gesunden Hunden. Bei 17 Patienten mit

multizentrischem Lymphom, die eine Zytostatikabehandlung erhielten (Therapiemodell 3 der

Fachgruppe Onkologie der Deutschen Veterinärmedizinischen Gesellschaft), erfolgten

Untersuchungen zu verschiedenen Zeitpunkten während der ersten 4 Wochen der Induktion.

Überprüft wurden jeweils die kapilläre Blutungszeit, eine Plättchenfunktionsanalyse mittels

Plättchenfunktionsanalysengerät PFA®-100, die Thrombozytenzahl und die

Thrombozytenaggregation nach der Born-Methode. Mittels des Plättchenfunktionsanalysengerätes

wurde einerseits die Verschlusszeit (d.h. die Zeit bis zum kompletten Verschluss der

Membranöffnung) und das bis dahin durch die Kapillare geflossene Zitratblut (Gesamtvolumen)

gemessen. Die Messungen erfolgten sowohl mittels Kollagen/ADP- als auch Kollagen/Epinephrin-

Messzelle.

Der statistische Vergleich der Gruppen erfolgte mittels Kruskal-Wallis-Test und Mann-Whitney-

Test. Ein Vergleich mehrerer Zeitpunkte der Tiere mit malignem Lymphom, die eine

Zytostatikatherapie erhalten hatten, wurde mit dem Friedman-Test (global) und Wilcoxon-Test

durchgeführt.

Die Hunde mit multizentrischem Lymphom (105 sec, Mann-Whitney-Test: p=0,0170) und akuter

lymphatischer Leukämie (115 sec, Mann-Whitney-Test: p=0,0100) wiesen im Vergleich zu den

gesunden Kontrollhunden verlängerte kapilläre Blutungszeiten auf (90 sec, Kruskal-Wallis-Test:

p=0,0107). Für mediane Verschlusszeit der Kollagen/ADP-Messzelle zeigten sich für Hunde mit

6 Zusammenfassung 93

akuter lymphatischer Leukämie (126 sec) deutlich längere Werte im Vergleich zur gesunden

Kontrollgruppe (67 sec; Mann-Whitney-Test: p<0,0001) und der Gruppe mit multizentrischem

Lymphom (74 sec; Mann-Whitney-Test: p=0,0030) (Kruskal-Wallis-Test: p=0,0131). Das mit der

Kollagen/ADP-Messzelle gemessene Gesamtvolumen war bei Hunden mit malignem Lymphom

und akuter und chronischer lymphatischer Leukämie deutlich höher als bei der gesunden

Vergleichsgruppe (p<0,05; Kruskal-Wallis-Test: p=0,0137). Analoge Ergebnisse wurden bei der

Messung mit der Kollagen/Epinephrin-Messzelle gefunden. Einzelbetrachtungen der Patienten

zeigten auf, dass Fälle mit veränderten Werten dieser Screeningtests in der Mehrzahl auch eine

deutlich verminderte Thrombozytenzahl (< 100.000/µl) und oder verminderten Hämatokrit (< 30

%) besaßen. Letzterer beeinflusst die Messungen mit dem Plättchenfunktionsanalysengerät. Alle

drei Patientengruppen hatten eine deutlich niedrige Thrombozytenzahl als die gesunde

Kontrollgruppe (p<0,0001). Für die ADP-induzierte Thrombozytenaggregation ergab sich für die

Gruppen mit multizentrischem Lymphom (Median: 72,5 %), akuter lymphatischer Leukämie

(Median 84,9 %) und chronischer lymphatischer Leukämie (Median 81,0 %) kein signifikanter

Unterschied von der gesunden Kontrollgruppe (Median: 89,5 %, p>0,05). Besonders auffällig war

ein Hund mit malignem Lymphom, der eine verlängerte kapilläre Blutungszeit von 220 sec aufwies,

aber die anderen Messgrößen im Referenzbereich lagen. Ein Hund mit chronischer lymphatischer

Leukämie hatte deutliche Veränderungen bei der Thrombozytenfunktionsanalyse mittels

ADP/Kollagen-Messzelle und eine hochgradig verminderte maximale Thrombozytenaggregation.

Bei den Patienten mit malignem Lymphom unter Zytostatikatherapie verkürzte sich die kapilläre

Blutungszeit 15 Minuten nach der Induktionsbehandlung (Median: 90 sec) deutlich gegenüber dem

Ausgangswert (102,5 sec; p=0,0230). Bei der Untersuchung der Verschlusszeit und des

Gesamtvolumens des Plättchenfunktionsanalysegerätes zeigten sich unter Chemotherapie im

Median zu keinem der Zeitpunkte eine deutliche Abweichung vom Ausgangswert (p>0,05),

unabhängig vom verwendeten Messzelltyp. Die auffälligsten Veränderungen betrafen die

Thrombozytenzahl, deren Median von 210.000/µl (vor der Induktion) in der zweiten

Behandlungswoche auf 349.000/µl signifikant (p=0,0010) anstieg, um zur vierten

Behandlungswoche wieder abzusinken (p<0,0001, Friedman-Test).

Die ermittelten Veränderungen der globalen Parameter der primären Hämostase (kapilläre In vivo

Blutungszeit, Plättchenfunktionsanalyse) zeigen die klinische Relevanz von Störungen der primären

Hämostase bei Hunden mit lymphatischen Neoplasien. Die Ergebnisse dieser Arbeit sprechen

94 6 Zusammenfassung

jedoch dafür, dass klinisch relevante Thrombozytenfunktionsstörungen bei diesen Hunden nur eine

geringe Inzidenz haben. Allerdings schränkt die oft vorliegende Thrombozytopenie deren

diagnostische Erfassung deutlich ein. Auf die in der Literatur teilweise beschriebenen

Thrombozytenfunktionsstörungen bei Hunden und Menschen unter Zytostatikatherapie ergab sich

für das selbst untersuchte Protokoll mit den gewählten Verfahren ebenfalls kein Hinweis.

7 Summary 95

7 Summary

Nina Eberle

Primary haemostasis in dogs with malignant lymphoma and leukaemia – Influence of the

cytostatic drugs during induction therapy

The purpose of this study was to examine the changes of the primary haemostasis and the influence

of cytostatic chemotherapy within a group of dogs with malignant lymphoma or with leukaemia. 35

dogs with multicentric lymphoma, 9 dogs with acute lymphoblastic leukaemia and 6 dogs with

chronic lymphatic leukaemia were examined. A control group of 40 healthy dogs served as a

reference. 17 patients that received a cyclic combination chemotherapy protocol (therapy protocol 3

of the specialist group oncology of the German Veterinary Medical Society [DVG]) were examined

in at different time points during the first 4 weeks of induction.

Each examination included a measurement of capillary bleeding time, a analysis of the platelet

function using the platelet-function-analyzer PFA®-100, the determination of platelet count and

platelet aggregation by the Born-method. Both the closure time (the time up to the complete

occlusion of the membrane’s aperture by plug formation) and the total volume of citrate blood flow

in the capillary were measured by means of the platelet-function-analyzer. All the measurements

were performed with a collagen/ADP-cartridge as well as a collagen/epinephrine-cartridge.

A statistical comparison of the groups was carried out using the Kruskal-Wallis-test and the Mann-

Whitney-test. The comparison between the different examination times within the group of animals

with malignant lymphoma who received a cytostatic chemotherapy was made using the Friedman-

test (global) and the Wilcoxon-test.

The dogs with multicentric lymphoma (105 sec, Mann-Whitney-Test: p=0,0170) and with acute

lymphoblastic leukaemia (115 sec, Mann-Whitney-Test: p=0,0100) showed an prolonged capillary

bleeding time compared to the healthy control group (90 sec, Kruskal-Wallis-test: p=0,0107). The

median closure time using the collagen/ADP-cartridge was significantly longer in dogs with acute

lymphoblastic leukaemia (126 sec) than in healthy dogs (67 sec, Mann-Whitney-Test: p<0,0001)

and dogs with multicentric lymphoma (74 sec, Mann-Whitney-Test: p=0,0030) (Kruskal-Wallis-

96 7 Summary

test: p=0,0131). The total volume of blood flow measured using the collagen/ADP-cartridge was

remarkably higher in dogs with malignant lymphoma and acute and chronic lymphatic leukaemia

than in the healthy reference group (p<0,05; Kruskal-Wallis-test: p=0,0137). Comperable results

were found in the measurements using the collagen/epinephrine-cartridge. Individual case studies of

the patients indicated that the majority of the cases with abnormal values in the screening tests also

showed a clearly decreased platelet count (<100.000/µl) and / or a reduced haematocrit (<30 %).

The latter influences the measurements of the platelet-function-analyzer. All three groups of

patients had a significantly lower platelet count than the healthy control group (p<0,0001). In case

of the ADP-induced platelet aggregation there was no significant difference between the groups

with multicentric lymphoma (median 72,5 %), acute lymphoblastic leukaemia (median 84,9 %),

chronic lymphatic leukaemia (median 81,0 %) and the healthy reference group (median 89,5 %,

p>0,05). One dog with a malignant lymphoma represented an extreme prolonged capillary bleeding

time of 220 sec whereas other parameters were normal. One dog with chronic lymphatic leukaemia

showed clearly abnormal values in the platelet function analysis by means of the collagen/ADP-

cartridge and an extremely reduced maximum platelet aggregation.

15 minutes after the first treatment patients with malignant lymphoma under cytostatic

chemotherapy showed a clearly reduced capillary bleeding time (median 90 sec) compared to the

initial value (102,5 sec; p=0,0230). At no time during the examination under chemotherapy a

clearly recognizable divergence from the initial values (p>0,05) was found for the closure time and

the total volume of blood flow, independent of the cartridge type used. The most obvious changes

were seen in the platelet count in which the median value of 210.000/µl (before induction)

significantly increased during the second week of induction up to 349.000/µl (p=0,0010) and

decreased again by the fourth week of treatment (Friedman-test: p<0,0001).

The detected changes of the global parameters of the primary haemostasis (capillary bleeding time,

platelet function analysis) indicate a certain clinical relevance of disorders of the primary

haemostasis in dogs with lymphatic neoplasia. The results of this study, however, indicate that

clinically relevant defects in platelet function only have a low incidence in these dogs. The

frequently occuring thrombocytopenia limits the detection of platelet dysfunctions. There was no

indication for a platelet dysfunction induced by the chemotherapeutic protocol used in our study

which is sometimes described in the literature for dogs and humans.

8 Literaturverzeichnis 97

8 Literaturverzeichnis

ADAMIK, A. u. R. MISCHKE (1998):

Einfluss des Auswertungsverfahrens auf die Sensitivität der Resonanzthrombographie bei der

Thrombozytopenie des Hundes.

Dtsch. Tierärztl. Wochenschr. 105, 405–407

AMMELOUNX, U. u. I. NOLTE (1987):

Untersuchung zur Wirksamkeit von Kortison bei gesunden Hunden mit physiologischer

Thrombozytenzahl, aspirininduzierter Blutungsverlängerung und bei Hunden mit

thrombozytopenischen Krankheitsbildern.

Berl. Münch. Tierärztl. Wschr. 100, 124–129

BALDUINI, C.L., G. BERTOLINO, P. NORIS u. G.C. PILETTA (1991):

Platelet aggregation in platelet-rich plasma and whole blood in 120 patients with myeloproliferative

disorders.

Am. J. Clin. Pathol. 95, 82–86

BARR, S.C., J.W. LUDDERS, A.L. LOONEY, R.D. GLEED u. H.N. ERB (1992):

Platelet aggregation in dogs after sedation with acepromazine and atropine and during subsequent

general anesthesia and surgery.

Am. J. Vet. Res. 53, 2067–2070

BERGER, H. u. N- FREUDENBERG (1983):

Todesursachen bei Malignom-Patienten.

Med. Welt. 34, 112–118

98 8 Literaturverzeichnis

BERTOLINO, G., P. NORIS u. C.L. BALDUINI (1991):

Qualitative and quantitative platelet defect with bleeding symptoms as presenting feature of non

Hodgkin lymphomas.

Haematologica 76, 243–244

BELT, R.J., C. LEITE, C.D. HAAS u. L. STEPHENS (1978):

Incidence of hemorrhagic complications in patients with cancer.

J. Am. Med. Assoc. 239, 2571–2574

BORCHGREVINK, C.F. (1971):

Bleeding time techniques.

In: BANG, N.U., F.K. BELLER, E. DEUTSCH u. E.F. MAMMEN (Hrsg.):

Thrombosis and bleeding disorders.

Verlag Thieme, Stuttgart; Academic Press, New York, London, 56–78

BORN, G.V.R. (1962):

Aggregation of blood platelets by adenosin diphosphate and its reversal.

Nature 194, 927–929

BROOKS, M., u. J. CATALFAMO (1993):

Buccal mucosa bleeding time is prolonged in canine models of primary hemostatic disorders.

Thromb. Haemost. 70, 777–780

BRÜNING H., H.E. WANDER, J. BORGHART u. H. KÖSTRING (1983):

Beeinflussung der Hämostase durch Adriamycin.

In: H. KÖSTRING (Hrsg.):

Onkologie und Blutgerinnung.

Editions<Roche>, Basel, 149–161


CAIN, G.R., B.F. FELDMANN, T.G. KAWAKAMI u. N.C. JAIN (1986):

Patelet dysplasia associated with megakaryoplastic leukemia in a dog.

J. Am. Vet. Med. Assoc. 188, 529–530

CARCAO, M.D., J. DEAN, L. HE, A.M. STAIN, C.R. SPARLING, H. CHRISTENSEN, J.

FREEDMAN, V.S. BLANCHETTE u. M.L. RAND (1997):

Evaluation of platelet function in a pediatric setting using the platelet function analyzer (PFA-100).

Thromb. Haemost. 78 (Suppl.), PS–300

CARDINAL, D.C., u. R.J. FLOWER (1980):

The electronic aggregometer: a novel device for assessing platelet behaviour in blood.

J. Pharmacol. Meth. 3, 135–158

CATTANEO, M., A. LECCHI, B.AGATI, R. LOMBARDI u. M. L. ZIGHETTI (1999):

Evaluation of platelet function with the PFA-100 system in patients with congenital defects of

platelet secretion.

Throm. Res. 96, 213–217

CHARBA, D., J.L.MOAKE, M.A. HARRIS u. J.P. HESTER (1993):

Abnormalities of von Willebrand factor multimers in drug-associated thrombotic

microangiopathies.

Am. J. Hematol. 42, 268–277

CHOI, S. (1974):

Vincristine induced thrombocytosis.

In: BALDINI, M.G. u. S. EBBE (Hrsg.):

Platelets: Production, Function, Transfusion, and Storage.

Verlag Grune u. Stratton, New York, 57–71


CLEMMONS, R.M. u. K.M. MEYERS (1984):

Acquisition and aggregation of canine blood platelets: basic mechanisms of function and

differences because of breed orgin.

Am. J. Vet. Res. 45, 137–144

COMP, P., E. LARKIN, R. GOSSELIN, C. GREENBERG, K. HOOTS, C. KESSLER, D. LILES,

E. MAMMEN u. D. NUGENT (1997):

PFA-100 system: A new method for assessment of platelet dysfunction.

Thromb. Haemost. 78 (Suppl), PS–298

COUTO, C.G. (1985):

Clinicopatholologic aspects of acute leukemias in the dog.

J. Am. Vet. Med. Assoc. 186, 681–685

COWAN, D.H., R.C. GRAHAM u. D. BAUNACH (1975):

The platelet defect in leukemia.

J. Clin. Invest. 56, 188–200

DAVENPORT, D.J., E.B. BREITSCHWERDT und M.C. CARAKOSTAS (1982a):

Platelet disorders in the dog and cat .

Part I. Physiologogy and pathogenesis.

Comp. Contin. Ed. Pract. Vet. 4, 762–772

DAVENPORT, D.J., E.B. BREITSCHWERDT und M.C. CARAKOSTAS (1982b):

Platelet disorders in the dog and cat .

Part II. Physiologogy and pathogenesis.

Comp. Contin. Ed. Pract. Vet. 4, 788–792


DAVIS, R.B., A. THEOLOGIDES u. B.J. KENNEDY (1969) :

Comparative studies of blood coagulation and platelet aggregation in patients with cancer and

nonmalignant diseases.

Ann. Int. Med 71, 67–80

DE GROOT, P. u. J.J. SIXMA (1990) :

Platelet adhesion.

Br. J. Haematol. 75, 308–312

DE HAAN, J. u. H.-J. KOLDE (1996) :

Determination of the primary hemostasis potential of whole blood with PFA-100.

Ann. Hematol. 72 (Suppl I), A69

DIETRICH, G.V., V. KRETSCHMER, D. WEBER, W. HAUPT, B. LANGEN u. B. HUSS (1995):

Variables influencing the Thrombostat 4000. Recommended standardization.

Semin. Thromb. Hemost. 21, (Suppl.II), 11–19

DOMSCH, C., H. MÜLLER-BEIßENHITZ u. M. SPANNAGL (1999):

Einsatz des PFA 100 bei angeborenen und erworbenen hämorrhagischen Diathesen.

Hämostaseologie 19, 176–181

ELBERN, E. (1996):

Zu Veränderungen der Hämostase bei verschiedenen Tumorarten.

Aachen, Techn. Hochsch., Diss.

FABRIS, F., A. CASONATO u. M. DEL BEN GRAZIA (1986):

Abnormalities of von Willebrand factor in myeolproliferative disease: A relationship with bleeding

diathesis.

Br. J. Haematol. 63, 75–83


FELLIN, F.M., C. BARSIGIAN, J. MARTINEZ u. W. BASE (1988):

Einfluß von Zytostatika auf das Gerinnungssystem.


FEINGOLD, H.M., L.E. PIVACEK, A.J. MELARAGNO u. C.R. VALERI (1986):

Coagulation assays and platelet aggregation patterns in human, baboon, and canine blood.

Am. J. Vet. Res. 10, 2197–2199

FINK, K. u. H. AL-MONDHIRY (1976):

Idiopathic thrombocytopenic purpura in lymphoma.

Cancer 37, 1999–2004

FORSYTHE, L.T., M.L. JACKSON u. S.M. MERIC (1989):

Whole blood platelet aggregation in uremic dogs.

Am. J. Vet. Res. 50, 1754–1757

FRENCH, A.J. u. J.S. LILLEYMAN (1979):

Bleeding tendency of T-cell lymphoblastic leukemia.

Lancet 2 (8140), 469–470

FRESSINAUD, E., A. VEYRADIER, M. TROSSAERT, F. TRUCHAUD, M. WOLF

u. D. MEYER (1997) :

Screening and control of therapy of patients with von Willebrand disease using a new analyzer of

platelet function under high shear stress.

Thromb. Haemost. 78 (Suppl), PS–2828

FRIMBERGER, A.E. (2000):

Anticancer drugs: new drugs or apllications for veterinary medicine.

In: KIRK, R.W. (Hrsg.):

Current veterinary therapy XIII. Small Animal Practice.

Verlag W.B. Saunders, Philadelphia, 474–478


GARRETT, L.D., D.H. THAMM, R. CHUN, R. DUDLEY u. D.M. VAIL (2002):

Evaluation of a 6-month chemotherapy protocol with no maintenance therapy for dogs with

lymphoma.

J. Vet. Intern. Med. 16, 704–709

GAWAZ, M.P. (1999):

2. Thrombozyten und primäre Hämostase. 5. Funktionsdiagnostik.

In: GAWAZ, M. ( Hrsg.):

Das Blutplättchen

Verlag Thieme, Stuttgart, New York, 4–24, 42–53

GOLDEN, D.L. u. V.C. LAMGSTON (1988):

The use of vincristine and vinblastin in dogs and cats.

J. Am. Vet. Med. Assoc. 93, 1114–1117

GRALNICK, H.R., S. MARCHESI u. H. GIVELBER (1972):

Intravascular coagulation in acute leukemia: clinical and subclinical abnormalities.

Blood 40, 709–718

GRAU-BASSAS, E.R., G.J. KOCIBA u. C.G. COUTO (2000):

Vincristin impairs platelet aggregation in dogs with lymphoma.


GRAUER, G.F., B.J. ROSE, L. TOOLAN, M.A. HULL THRALL u. S.P. COLGAN (1992):

Effects of low-dose aspirin and specific thromboxane synthetase inhibition on whole blood platelet

aggregation and adenosine triphosphate secretion in healthy dogs.

Am. J. Vet. Res. 53, 1631–1635

GRINDEM, C.B., E.B. BREITSCHWERDT, W.T. CORBETT, H.E. JANS (1991):

Epidemiologic survey of thrombocytopenia in dogs: a report on 987 cases.

Vet. Clin. Pathol. 20, 38–43


GRINDEM, C.B., E.B. BREITSCHWERDT; W.T. CORBETT, R.L. PAGE u. H.E. JANS (1994):

Thrombocytopneia associated with neoplasia in dogs.

J. Vet. Int. Med. 8, 400–405

HANDAGAMA, P. u. B.F. FELDMAN (1988):

Thrombocytopenia and drugs.

Vet. Clin. North Am. Small Anim. Pract. 18, 51–65

HARTER, H. (1981):

Resonance-thrombographie, theoretical and practical elements.

Biorheology 18, 693–701

HEILMANN, E.J., S.K. KUNDU, R. SIO, C. GARCIA, R. GOMEZ u. D.J. CHRISTIE (1997):

Comparison of four commercial citrate blood collection systems for platelet function analysis by the

PFA-100 system.

Thromb. Res. 87, 159–164

HEINMOLLER, E., R.J. WEINEL, H.H. HEIDTMANN (1996):

Studies on tumor-cell-induced platelet aggregation in human lung cancer cell lines.

J. Cancer Res. Clin. Oncol. 122, 735–744

HELFAND. S.C., C.G. COUTO u. B.R. MADWELL (1985):

Immune-mediated thrombocytopenia associated with solid tumors in dogs.

J. Am. Anim. Hosp. Assoc. 21, 787–794

HELFAND, S.C. (1988):

Platelets and neoplasia.



HENRY, C.J., A. LANEVSCHI, S.L. MARKS, J.C. BEYER, S.H. NITSCHELM u. S. BARNES

(1996):

Acute lymphoblastic leukemia, hypercalcemia, and pseudohyperkalemia in a dog.

J. Am. Vet. Med. Assoc. 208, 237–239

HICSONMEZ, G. u. M. BUYUKPAMUKCU (1977):

Effect of cancer chemotherapy drugs on platelet aggregation in children.

Acta Haematol. 58, 312–317

HOAGLAND, H.C. (1984):

Hematologic complications of cancer chemotherapy.

In: PERRY, M.C. u. J.W. YARBRO (Hrsg.)

Toxicity of chemotheraphy.

Verlag Grune und Stratton, Orlando, 443–448

HOELZER, D. u. N. GÖKBUGET (2003):

Akute lymphatische Leukämie.

In: SEEBER, S. u. J. SCHÜTTE (Hrsg.):

Therapiekonzepte Onkologie.

Verlag Springer, Berlin, 284–312

HONN, K.V., D.G. TANG u. Y.Q. CHEN (1992):

Platelets and cancer metastasis: more than an epiphenomenon.

Semin. Thromb. Hemost 18, 392–415

JACKSON, C.W. u. C.C. EDWARDS (1977):

Evidence that stimulation of megakaryocytopoiesis low dose vincristine results from effect an

platelets.



JAIN, N.C. (1989):

Cytochemistry of canine and feline leukocytes and leukemias.


Current veterinary therapy X. Small Animal Practice.


JAIN, N.V. and J.W. SWITZER (1981):

Autoimmune thrombocytopenia in dogs and cats.


JERGENS, A.E., M.A. TURRENTINE, K.H. KRAUS u. G.S. JOHNSON (1987):

Buccal mucosa bleeding times of healthy dogs and dogs in various pathologic states, including

thrombocytopenia, uremia, and von Willebrand´s disease.

Am. J. Vet. Res. 48, 1337–1342

JUTTNER, C., M. RODRIGUEZ u. C. FRAGIO (2000):

Optimal conditions for simultaneous measurement of platelet aggregation and ATP secretion in

canine whole blood.

Res. Vet. Sci. 68, 27–32

KAPTAN, K, C. BEYAN, B. OZTURK, T. CETIN, A. U. URAL, F. AVCU, C. USTUN u. A.

YALCIN (2002):

Lack of platelet aggregation abnormality in Hodgkin´s disease.

Haematologia (Budapest) 31, 357–363

KARGER, R., K. GUTENSOHN, M. BÖCK, K.-H. BECK, K.-H. HERTFELDER u. V.

KRETSCHMER (1997):

PFA-100 closure time. Reference range for blood in 3,2% buffered citrat.

Infusionsther. Transfusionsmed. 24, (Suppl.II), 11–19


KARNOFSKY, D.A. (1969):

Cancer chemotherapeutic agents.

Cancer 18, 80

(zitiert nach HANDAGAMA 1988)

KARPATKIN, S. (1980):

Autoimmune thrombocytopenic purpura.

Blood 56, 329–343

KEIDEL, A.H. (2001):

Methodische und klinische Untersuchung mit dem Plättchenfunktionsanalysengerät PFA-100 beim

Hund.

Hannover, Tierärztl. Hochsch., Diss.

KEIDEL, A. u. R. MISCHKE (1998):

Untersuchung zur klinischen Anwendung des Plättchenfunktionsanalysengerätes PFA-100 beim

Hund.

Berl. Münch. Tierärztl. Wschr. 111, 452–456

KISSBERTH, W.C. u. E.G. MACEWEN (2001).

Complications of cancer and ist treatment.

In: WITHROW, S.J. u. E.G. MACEWEN (Hrsg.):

Small Animal Clinical Oncology. Third Edition

Verlag W.B. Saunders, Philadelphia 203–219

KLEIN, A., A. ADAMIK u. R. MISCHKE (1999):

Lagerungsbedingte Veränderung im Thrombozytenkonzentrat des Hundes.

Teil I: Zahl und In-vitro-Funktionsfähigkeit der Thrombozyten.

Berl. Münch.Tierärztl. Wochenschr. 112, 243–253


KLENER, P., L. DONNER und J. HOUSKOVA(1972):

Thrombocytosis in rats induced by vinblastin.

Haemostasis 1, 73–78

KLENER, P., P. KUBISZ u. J. SURANOVA (1977):

Influence of cytotoxic drugs on platelet functions and coagulation in vitro. IV. Melphalan.


KOCIBA, G. J. (1976):

The diagnosis of hemostatic disorders.

Vet. Clin. North. Am. Small Anim. Pract. 6, 609–623

KRETSCHMER, V., D. WEBER, u. G. DIETRICH (1990):

Methodical evaluation of the in vitro bleeding test.

Blut 60, 132

KRETSCHMER, V, u. M. WEIPPERT-KRETSCHMER (1999):

Determination and treatment of disorders of primary haemostasis.


KUNDU, S., R. SIO, A.MITU u. R. OSTERGAARD (1994) :

Evaluation of platelet function by PFA-100.

Clin. Chem. 40, 1827–1828

KUNDU, S.K., E.J. HEILMANN, R. SIO, C. GARCIA, R.M. DAVIDSON u. R.S. OSTGAARD

(1995):

Description of an in vitro platelet function analyzer-PFA-100.

Semin. Thromb. Hemost. 21, (Suppl. II), 106–112


KUNDU, S.K., E.J. HEILMANN, R. SIO, C. GARCIA u. R.A. OSTERGAARD (1996):

Characterization of an in vitro platelet function analyzer, PFA-100.

Clin. Appl. Thromb. Hemost. 2, 241–249

LEIFER, C.E., u. R.E. MATUS (1986):

Chronic lymphocytic leukaemia in the dog: 22 cases (1974-1984).

J. Am. Vet. Med. Assoc. 189, 214–217

LEINOE, E.B., M.H. HOFFMANN, E. KJAERSGAARD u. H.E. JOHNSEN (2004):

Multiple platelet defects identified by flow cytometry at diagnosis in acute myeloid leukaemia.


LEMANCZYK S., B. PODOLSAK u. W. BOHNDORF (1976):

Veränderung der Thrombozytenadhäsion, -aggregation und -ausbreitung durch Zytostatika und

Hartstrahlenbehandlung.

In: GASTPAR, H. (Hrsg.):

Onkohämostaseologie.

Verlag Schattauer, Stuttgart, New York, 51–56

LEVIN J. (1978):

Chemotherapy and thrombopoiesis.

In: Brodsky I.(Hrsg.):

Cancer Chemotherapy III: Forty-Sixth Hahnemann symposium.

Verlag Grune & Stratton, New York, 313–325

LICHTENFELD, K.M. u. C.A. SCHIFFER (1979):

The effect of dexamathason on platelet function.

Transfusion 19, 169–172


LICHTMANN, M.A. u. J.K. BRENNAN (1987):

Platelet production and destruction.

In: Hemostatsis and Thrombosis.

COLMAN, R.W., J. HIRSCH, V.J. MARDER u. E.W.SALZMAN (Hrsg.)

Lippincott, Philafelphia, 395–417

LINK, M. u. J. HIRSCHBERGER (1999):

Maligne Lymphome und lymphatische Leukämien. Eine Literaturübersicht.

Tierärztl. Prax. 27, 29–38

MACKIN, A.J., D.G. ALLEN u. I.B. JOHNSTONE (1995):

Effects of vincristine and prednisone on platelet numbers and function in clinically normal dogs.

Am. J. Vet. Res. 56, 100–108

MADEWELL, B.R. (1986):

Hematological and bone marrow cytological abnormalities in 75 dogs with malignant lymphomas.

J. Am. Anim. Hosp. Assoc. 22, 235–240

MADEWELL, B.R., B.F. FELDMANN u. S.O`NEILL (1980):

Coagulation abnormalities in dogs with neoplastic disease.


MAEDA, H., K. OZAKI, S. HONAGA u. I. NARAMA (1993):

Hodgkin´s like lymphoma in a dog.

Zentralbl. Veterinarmed. A. 40, 200–204

MALIK, U., J.P. DUTCHER u. U.L. OLEKSOWICZ (1998):

Acquired Glanzmann´s thrombozytopenia associated with Hodgkin´s lymphoma.

Cancer 82, 1764–1768


MAMMEN, E. R.S. ALSHAMEERI u. P.C. COMP (1995):

Preliminary data from a field trial of the PFA-100 system.

Semin. Thromb. Hemost. 21, (Suppl. II), 107–113

MATERA, C., C. FALZARANO, C. VACCA, M. FALCIANI u. F. ROSSI (1994):

Effects of some antineoplastic drugs (vincristine, doxorubicin and epirubicin) on human platelet

aggregation.

J. Med. 25, 2–16

MATUS, R.E., C.E. LEIFER u. E.G. MACEWEN (1983):

Acute lymphblastic leukemia in the dog: a review of 30 cases.

J. Am. Vet. Med. Assoc. 183, 859–862

MATZDORFF, A.C., G. KUHNEL, B. KEMKES-MATTHES u. H. PRALLE (1998):

Quantitative assessment of platelets, platelet micropaticles, and platelet aggregates with flow

cytometry.

J. Lab. Clin. Med. 131, 507–517

MCNIEL, E.A., G.K.OGILVIE, M.J. FETTMAN u. M.D. SALMAN (1997):

Platelet hyperfunction in dogs with malignancies.


MIELKE, C.H., M.M. KANESHIRO, I.A. MAHER, J.M. WEINER u. S.I. RAPAPORT (1969):

The standardized normal Ivy bleeding time and ist prolongation by aspirin.

Blood 34, 204–215

MISCHKE, R., u. K. NIMMERFALL (2000):

Wirkung einer einmaligen hohen subkutanen Dosis unfraktionierten Heparins auf die

Thrombozytenfunktion beim Hund.

Berl. Münch. Tierärztl. Wochenschr. 113, 60–64


MISCHKE, R. u. A. KEIDEL (2002):

Präklinische Untersuchung zur Anwendung des Plättchenfunktionsanalysegerätes PFA-100 mit der

Kollagen/ADP-Messzelle beim Hund.

Dtsch. tierärztl. Wschr. 109, 235–238

MISCHKE, R. u. A. KEIDEL (2003):

Influence of platelet count, acetylsalicylic acid, von Willebrand´s disease,

coagulopathies and hematocrit on results obtaining using a platelet analyser in dogs.

Vet. J. 165, 43–52

MISCHKE, R. u. U. SCHULZE (2004):

Studies on platelet aggregation using the Born method in normal and uraemic dogs.

Vet. J. 168, 270–275

MISCHKE, R., M. FREUND, T. LEINEMANN-FINK, B. EISENBERGER, J. CASPER u. I.

NOLTE (1998):

Veränderung der Hämostase bei Hunden mit akuter Lymphoblastenleukämie.

Berl. Münch. Tierärztl. Wochenschr. 105, 53–59

MOHRI, H. (1986):

Acquired von Wilebrand disease and storage pool disease in chronic myelocytic leukemia.

Am. J. Hematol. 22, 391–401

MOORE, G.E., E.A. MAHAFFEY u. M. HOENIG (1992):

Hematologic and serum biochemical effects of long-term administration of anti-inflammatory doses

of prednisone in dogs.

Am. J. Vet. Res. 53, 1033–1037

MOORE, A.S. u. B.E. KITCHELL (2003):

New chemotherapy agents in veterinary medicine.



MORITZ, A., B.K. WALCHECK u. D.J. WEISS (2003):

Flow cytometric detection of activated platelets in the dog.

Vet. Clin. Pathol. 32, 6–12

MORRISON-COLLISTER, K.E., K.M. RASSNICK, N.C. NORTHRUP, O. KRISTAL, J.D.

CHRETIN, L.E. WILIAMS, S.M. COTTER u. A.S. MOORE (2003):

A combination chemotherapy protocol with MOPP and CCNU consolidation (Tufts VELCAP-SC)

for the treatment of canine lymphoma.

Vet. Comp. Oncol. 1, 180–190

MÜLLER-BERGHAUS (1997):

Hämostatische Funktion der Endothelzelle.


MÜLLER, M., K. BECKER-HAGENDORF, D. WESTRUP, E. SEIFRIED u. C.M.

KIRCHMAIER (1997):

PFA-100 system: A sensitive screening test for platelet-related hemostasis defects.

Ann. Hematol. 74 (Suppl. II), A78

NAGY, I. u. H. LOSONCZY (1987):

Haemostatic alterations in lymphomas and tumors.

Acta. Med. Hung. 44, 71–82

NARESH, K.N., P. SIVASANKARAN u. A.J. VELIATH (1992):

Platelet function in chronic leukemias.

Indian J. Cancer 92, 49–55

NARESH, K.N., P. SIVASANKARAN u. A.J. VELIATH (1993):

Platelet function in acute leukemias.

J. Assoc. Physicians India 41, 377–378


NOLTE, I. u. R. MISCHKE (1995):

Investigation of platelet aggregation and platelet counts from stored canine whole blood.

Res. Vet. Sci. 58, 190–192

NOLTE, I., R. MISCHKE, U. AMMELOUNX, C. NIEMAND u. P.M. HEYDE (1994):

Diagnostische und therapeutische Aspekte thrombozytenabhängiger Hämostasestörung beim Hund.

Kleintierpraxis 39, 709–726

NOLTE, I., C. NIEMANN, S. K. BOWRY, F. FAILING u. G. MÜLLER-BERGHAUS (1997):

A method for measuring capillary bleeding time in nonanaesthetized dogs and their prolongation by

acetylsalicyclic acid.

J. Vet. Med. A 44, 625–628

O`DONNELL, M.R., S.J. SLICHTER u. P.L. WEIDEN(1981):

Platelet and fibrinogen kinetics in canine tumors.

Cancer Res. 41, 1379–1383

OGSTON, D. u. A.A. DAWSON (1969):

Thrombocytosis following thrombocytopenia in man.

Postgrad. Med. J. 45, 754–756

PACKHAM, M.A., N.L. BRYANT, M.A. GUCCIONE, R.L. KINLOUGH-RATHBONE u. J.F.

MUSTARD (1989):

Effect of the concentration of Ca2+ in the suspending medium on the responses of human and rabbit

platelets to aggregating agents.

Thromb. Hemostatis. 62, 968–976


PATSCHKE, H. u. A. RUF (1998):

Thrombozyten-Funktionstests.

In: L. THOMAS (Hrsg.):

Labor und Diagnose. 5. Auflage

TH-Books-Verlag, Frankfurt/Main, 610–612

PETURSSON, S.R.u P.A. CHERVNICK (1982):

Megakaryocytopoiesis and granulopoiesis following cyclophosphamide.

J. Clin. Lab. Invest. 100, 682–694

PRIEST, J.R. u. N.K.C. RAMSEY (1982):

A syndrome of thrombosis and hemorrhage complicating L-asparaginase therapy for childhood

acute lymphoblastic leukemia.

J. Pediatr. 100, 984–989

PUI, C-H., D.L. WILLIAMS, V. SCARBOROUGH, C.W. JACKSON, R. PRICE u. S. MURPHY

(1982):

Acute megakaryoplastic leukemia associated with intrinsic platelet dysfunction and constitutional

ring 21 chromosone in a young boy.

Br. J. Haematol. 50, 191–200

PUI, C.H., C.W. JACKSON, C. CHESNEY, S.A. LYLES, W.P. BOWMAN, M.

ABROMOWITCH u. J.V. SIMONE (1983):

Sequential changes in platelet function and coagulation in leukemic children treated with L-

asparaginase, prednisone, and vincristine.

J. Clin. Oncol. 1, 380–386

PUI, C.H., C.M. CHESNEY, J. WEED u. C.W. JACKSON (1985):

Altered von Willebrand factor molecule in children with thrombosis following asparaginase-

prednisone-vincristine therapy for leukemia.

J. Clin. Oncol. 3, 1266–1276


PUI, C.H., C.W. JACKSON, C.M. CHESNEY u. C.F. ABILDGAARD (1987):

Involvement of von Willenrand factor in thrombosis following asparaginase-prednisone-vincristine

therapy for leukaemia.

Am. J. Hematol. 25, 291–298

RAMOS, O.F., E.C. MORON u. R. DE CASTRO ARENAS (1981) :

Platelet function abnormalities in acute leukaemia.

Haemotologia (Budapapest) 14, 383–391

RATZAN, R.J., S. ZUCKER u. L.R. WEINTRAUB (1972):

The mechanism responsible for vincristine-induced thrombocythemia.

Blood 40, 965

RINDER, M.R., R.E. RICHARD u. H.M. RINDER (1997):

Acquired von Willebrand´s disease: a concise review.

Am. J. Hematol. 54, 139–145

ROBERTSON, J.H. , E.H. CROZIER u. B.E. WOODEND(1970):

The effect of vincristine on the platelet count in rats.

Br. J. Haematol. 19, 331–337

ROBERTSON, J.H., E-H- CROZIER u. B.E. WOODEND(1972):

Vincristin-induced thrombocytosis studied with 75Se selenomethionin.


ROGERS, K.S. (1992):

Coagulation disorders associated with neoplasia in the dog.

Vet. Med. Small Animal Clin. 12, 55–61


ROGERS, K.S., C.L. BARTON, P.A. BENSON u. R.A. GREEN (1992):

Effects of single-dose L-asparaginase on coagulation values in healthy dogs and dogs with

lymphoma.

Am. J. Vet. Res. 53, 580–584

ROSENFELD, S.J. u. H.R. GRALNICK (1997):

Adhesive interactions in hemostasis.


ROSENTHAL, M.C., J. NIEMITZ u. N. WISCH (1963):

Hemorrhage and thromboses associated with neoplastic disorders.

J. Chron. Dis. 16, 667–675

ROZANSKI, E.A., M.B. CALLAN, D. HUGHES, N. SANDERS u. U. GIGER (2002):

Comparison of platelet count recovery with use of vincristine and prednisone or prednisone alone

for treatment for severe immune-mediated thrombocytopenia in dogs.

J. Am. Vet. Med. Assoc. 4, 477–481

RUGGERI, Z.M. (1994):

New insights into the mechanisms of platelet adhesion and aggregation.

Semin. Hematol. 31, 229–239

SANIABADI, A.R., G.D. LOWE, J.C. BARBENEL u. C.D. FORBES (1984):

A comparison of spontaneous platelet aggregation in whole blood with platelet rich plasma:

additional evidence for thr role of ADP.



SARRIS, A., L. CORTES, H. KANTARJIN, S. PIERCE, T. SMITH, M. KEATING, C. KOLLER,

S. KORNBLAU, S.O´BRIEN u. M. ANDREEFF (1996):

Disseminated intravascular coagulation in adult acute lymphoblastic leukaemia: frequent

complications with fibrinogen levels less than 100 mg/dl.

Leuk. Lymphoma 21, 85–92

SCHAFER, A.I. (1984):

Bleeding and thrombosis in the myeloproliferative disorders.

Blood 64, 1–12

SCHALM, O.W., N.C. JAIN u. E.J. CARROLL (1975):

The blood platelets.

In: O.W. SCHALM, N. JAIN u. E.J. Carroll (Hrsg.):

Veterinary Hematology. 3.Aufl.

Verlag Lea & Febiger, Philadelphia, 336–355

SCHARF, R.E. (1996):

Molecular basis and clinical aspects of hereditary megakaryocyte and platelet membrane

glycoprotein disorders.


SCHARF, R.E. (1997):

I. Normales hämatopoetisches System. 6. Thrombozytäres System.

In: OSTENDORF, P.C. u. S. SEEBER (Hrsg.):

Hämatologie, Onkologie.

Verlag Urban & Schwarzenberg, München, 49–64


SCHERMERHORN, T., S.C. BARR, D.A. STOFFREGEN, Y. KOREN-ROTH u. H.N. ERB

(1994):

Whole-blood platelet aggreagation, buccal mucosa bleeding time, and serum cephalithin

concentration in dogs receiving a presurgical antibiotic protocol.

Am. J. Vet. Res. 55, 1602–1607

SCHRÖR, K. (1991):

Plättchenfunktionshemmer – neue pharmakologische Ansätze.


SCHULZE, U. (1998):

Untersuchung zur Thrombozytenaggregation beim Hund.

Hannover, Tierärztl. Hochsch., Diss.

SCHWARZ, H.P., P.L. TURECER, L. PICHLER, A. MITTERER, W. MUNDT, F. DORNER, J.

ROUSSI u. L. DROUET (1997):

Recombinant von Willebrand factor.


SEARCY G.P. (1980):

Bone marrow failure in the dog and cat.


Current Vetereinary Therapy VII. Small Animal Practice.

Verlag W.B. Saunders Co. Philadelphia, 413–416

SHAPIRO, R.S., J.M. GERRARD, N.K. RAMSAY, M.E. NESBIT, P.F. COCCIA, S.F.

STODDARD, E.F. PLOW, J.G. WHITE u. W. KRIVIT (1980):

Selective deficiency in collagen-induced platelet aggregation during L-asparaginase therapy.

Am. J. Pediatr. Hematol. Oncol. 2, 207–212


SLICHTER, S.J. u. L.A. HARKER (1974):

Hemostasis in malignancy.

Ann. NY Acad. Sci. 230, 252–261 (Abstract)

SOLOVIEV, M.V., Y. OKAZAKI u. H. HARASAKI (1999):

Whole blood platelet aggregation in humans and animals: a comparative study.

J. Surg. Res. 82, 180–187

SPEISER, W., I. PABINGER-FASCHING, P.A. KYRLE, S. KAPIOTIS, A. KOTTAS-

HELDENBERG, P. BETTELHEIM u. K. LECHNER (1990):

Hemostatic and fibrinolytic parameters in patients with acute myeloid leukemia: Activation of

blood coagualtion, fibrinolysis and unspecific proteolysis.

Blut 61, 298–302

STEINHERZ, P.G., D.R. MILLER, M.W. HILGARTNER u. E.A.SCHMALZER (1976):

Platelet dysfunction in vincristin treated patients.

Br. J. Haematol. 32, 439–450

STEPANIAN, A. u. C. BIRON-ANDREANI (2001):

Primary hemostasis exploration.

Ann. Biol Clin (Paris) 6, 725–735

STOCKHAM, S.L., K.S. KEETON u. B. SZLADOVITS (2003):

Clinical assessment of leukocytosis: distinguishing leukocyctoses caused by inflammatory,

glucocorticoid, physiologic, and leukemic disorders or conditions.


SUN, N.C.J., W .M. MCAFEE, G.J. HUM u. J.M. WEINER (1979) :

Hemostatic abnormalities in malignancy, a prospective study of one hundred eight patients. Part I.

Coagulation studies.

Am. J. Clin. Pathol. 71, 10–16


SUTOR, A.H., J. WULFF, J. RITTER, J. POLLMANN u. G. SCHELLONG (1984):

Hemostasis and fibrinolysis in acute lymphoblastic leukemia (ALL) in childhood – analysis of life-

threatening bleeding.

Klin. Padiatr. 196, 166–173

TAKANO, S. (1981):

Difference in effects of vinblastine and vincristine on the dog platelet aggregation.

Tohoku. J. Exp. Med. 135, 79–85

(Abstract)

TALLMANN, M.S., D. HAKIMIAN, H.C. KWAAN u. F.R. RICKLES (1993):

New insights into the pathogenesis of coagulation dysfunction in acute promyelotic leukemia.

Leuk. Lymphoma 11, 27–36

TESKE, E. (1994):

Canine malignant lymphoma: a review and comparison with human non- Hodgkin´s lymphoma.

Vet Quart 16, 209–219

THOMAS, J.S. u. K.S. ROGERS (1999):

Platelet aggregation and adenosine trisphosphate secretion in dogs with untreated multicentric

lymphoma.

J. Vet. Intern. Med 13, 319–322

THRALL, M.A. (1981):

Lymphoproliferative disorders: Lymphocytic leukemia and plasma cell myeloma.


UESUGI, Y., I. FUSE, K. TOBA, T. KOIKE u. A. SHIBATA (1997):

Aquired immune thrombocytopenia caused by IgG antiglycoprotein Ib antibody in a patient with

Hodgkin´s disease.



VAIL, D.M., E.G. MACEWEN u. K.M. YOUNG (2001):

Canine lymphoma and lymphoid leukemias.

In: WITHROW, S.J. u. E.G. MACEWEN (Hrsg.):

Small Animal Clinical Oncology. Dritte Auflage.


VAN DER WEYDEN, M.B., R.L. CLANCY, M.A: HOWARD u. B.G. FIRKIN (1972):

Qualitative platelet defects with reduced life-span in acute leukaemia.

Australien and new Zealand Journal of Medicine 2, 339–345

VERICEL, E., M. CROSET, P. SEDIVY, P. COURPRON, M. DECHAVANNE u. M. LAGARDE

(1988):

Platelets and aging. I—Aggregation, arachidonate metabolism and antioxidant status.

Thromb. Res. 49, 331–342

VERNAU, W. u. P.F. MOORE (1999):

An immunophenotypic study of canine leukemias and preliminary assessment of clonality by

polymerase chain reaction.

Vet. Immunol. Immunpathol. 69, 145–164

WHITE, J.G. (1969):

Effects of colchicines and vinca alkaloids on human platelets. III. Influence on primary internal

concentration and secondary aggregation.

Am. J. Pathol. 54, 467–478

WHITE, J.G. (1996):

Morphological and functional aspects of cellular hemostatic mechanisms.



WHITECAR, J.P.Jr., G.P. BODEY, J.E. HARRIS u. E.J. FREIREICH (1970):

L-asparaginase.

N. Engl. J. Med. 13, 732–734

WILLIAMS, C.E., M.B.P. ENTWISTLE u. P.E. SHORT (1985):

Platelet function tests: a critical review of methods.

Med. Lab. Sci. 42, 262–274

WILMER, M., R. SIO, H.-J. KOLDE u. J. DE HAAN (1997):

Characterization of preanalytical and technical variables when using the PFA-100 test system.

Ann. Hematol. 74, (Suppl II), A117 (Abstr.)

WOODCOCK, B.E., P.C. COOPER, P.R. BROWN, C. PICKERING, D.A. WINFIELD u.

F.E.PRESTON (1984):

The platelet defect in acute myeloid leukemia.

J. Clin. Pathol. 37, 1339–1342

WORKMAN, H.C. u. W. VERNAU (2003):

Chronic lymphocytic leukaemia in dogs and cats: the veterinary perspective.


WUILLEMIN, W.A., K.M. GASSER, S.S. ZEERLEDER u. B. LAMMLE (2002):

Evaluation of a platelet function analyzer (PFA-100) in patients with a bleeding tendency.

Swiss. Med. Wkly. 132, 443–448

WUILLEMIN, W.A. u. M. HEIZMANN (2003):

Interpretation of screening tests of hemostasis.

Schweiz. Rundsch. Med. Prax. 92, 57–64


YAHARA, Y., S. OKAWA u. Y. ONOZAWA (1983) :

Activation of platelets in cancer, especially with reference to genesis of disseminated intravascular

coagulation.

Thromb. Res. 29, 27–35

ZURBORN, K.H., H. DUSCHA, J. GRAM u. H.D. BRUHN (1990):

Investigation of coagulation system and fibrinolysis in patients with disseminated adenocarcinomas

and Non-Hodgkin´s lymphoma.

Oncology 47, 376–380

ZUBORN, K.H. u. H.D. BRUHN (1990):

Paraneoplastische Hämostasestörungen.

Internist (Berlin) 31, 526–531

9 Tabellarischer Anhang 125

9 Tabellarischer Anhang

Tabelle A1: Therapieprotokoll und Messzeitpunkte für den Patienten mit chronischer lymphatischer

Leukämie

Zeitpunkte Medikamente Dosierung

1.Woche Chlorambucil 0,2 mg/kg p.o. tägl

(W1.0) Vincristin 0,025 mg/kg p.o. tägl

Prednisolon 30 mg/m² p.o. tägl

2. Woche Chlorambucil 0,2 mg/kg p.o. tägl

(W2.0) Vincristin. 0,025 mg/kg p.o. tägl


3. Woche Chlorambucil 0,2 mg/kg p.o. tägl

(W3.0) Vincristin 0,025 mg/kg p.o. tägl


4. Woche Leukeran 0,1 mg/kg p.o. tägl

Tab. A2: Ergebnisse verschiedener Messgrößen der primären Hämostase (Median [Med], Minimum [Min],

Maximum [Max]) bei 40 Hunden der gesunden Kontrollgruppe

Hämostase

KBZ PFA ADP PFA ADP PFA EPI PFA EPI Thrz. Aggr. PRP

Nr. Sec VZ GV VZ GV (103/l) max % (103/l)

1 75 59 251 121 353 322 60,9 146

2 90 64 263 132 361 386 92,6 289

3 75 60 242 300 793 260 77,1 189

4 100 65 246 105 315 430 113,4 321

5 70 92 315 300 822 371 88,2 277

6 45 54 256 141 427 274 91,6 245

7 95 67 255 110 325 268 73,4 160

8 118 97 288 111 324 362 92,5 288

9 125 85 288 144 373 377 89,5 279

10 105 66 266 103 324 398 78,8 333

11 120 77 258 134 359 407 77,9 180

12 92 66 245 118 339 520 95,2 284

13 115 72 266 123 350 292 88,9 231

14 85 97 299 112 337 311 65,1 155

126 9 Tabellarischer Anhang

Fortsetzung Tab. A2:


Nr. Sec VZ GV VZ GV (103/l) max % (103/l)

15 110 72 251 118 331 365 88,5 189

16 105 87 294 100 313 358 91,5 280

17 145 70 262 70 262 300 97,4 263

18 90 49 237 89 287 292 82,6 257

19 100 49 248 148 460 287 90,2 200

20 130 55 246 101 318 177 94,6 161

21 135 70 262 130 347 449 27,7 180

22 85 56 229 133 364 300 83,9 254

23 90 65 260 85 277 442 75,2 303

24 110 78 288 91 323 267 103,4 234

25 90 68 256 127 358 307 92,3 339

26 75 67 285 160 498 193 73,9 120

27 60 59 244 125 373 309 88,4 236

28 55 83 298 267 871 364 101,3 284

29 100 57 238 81 276 363 81,4 234

30 65 64 268 224 595 383 96,2 291

31 90 56 239 300 737 209 91,1 212

32 70 64 251 110 319 392 103,6 233

33 95 59 256 300 763 241 100,2 245

34 75 87 308 238 590 333 94,7 199

35 60 94 319 250 667 375 91,4 276

36 105 71 267 160 404 290 87,9 247

37 100 101 309 295 642 363 93,4 202

38 85 53 215 124 309 343 81,8 268

39 65 56 242 87 292 314 87,7 267

40 90 127 324 300 562 276 83,3 197

Med 90 67 259 126 355,5 327 90 245

Min 45 49 215 70 262 177 28 120

Max 145 127 324 300 595 520 113 339

Abk: KBZ–kapilläre Blutungszeit, PFA–Messung mit dem Plättchenfunktionsanalysegerätes, ADP–Kollagen/ADP-Messzelle, EPI–

Kollagen/Epinephrin-Messzelle, VZ–Verschlusszeit (sec), GV–Gesamtvolumen (µl), Thrz–Thrombozytenzahl, Aggr.max %–

Thrombozytenaggregationsmaximum mit ADP, PRP–Thrombozytenzahl im plättchenreichen Plasma


Tab. A3: Ergebnisse verschiedener Messgrößen des Blutbildes (Median [Med], Minimum [Min], Maximum

[Max]) bei 40 Hunden der gesunden Kontrollgruppe

Hämatologie

Pat. Leukozyten Hämatokrit Erythrozyten Hämoglobin

Nr. (103/µl) (%) (106/µl) (g/dl)

1 8,12 41 5,96 14,6

2 6,58 49,5 8,04 18

3 6,37 53,5 8,37 18,8

4 7,61 51,8 8,07 18,8

5 12,98 43,6 6,84 15

6 8,84 44,7 7,16 15,6

7 10,2 51,6 8,24 18

8 9,11 53 8,12 18,3

9 8 51,4 8,05 18,3

10 11,3 42,6 6,3 15,3

11 9,35 49 7,77 17,1

12 9,32 51,8 8,2 18,2

13 6,83 50,6 8,1 17,9

14 8,5 52,5 8,29 18,3

15 7,86 52 6,73 15,8

16 8,08 42 6,29 14,5

17 12,2 49,8 7,68 17,6

18 9,66 49 7,44 17,6

19 9,21 42,3 6,43 15,3

20 6,02 43,6 6,58 15,4

21 9,35 46,3 7,5 16,5

22 9,1 48 7,14 16,4

23 5,9 42 6,41 14,5

24 9,98 37 5,52 12,7

25 10,09 47 7,4 17,2

26 5,79 40,5 6,19 14,6

27 9,65 48,5 7,38 17,8

28 7,47 47,4 7,28 17,1

29 7,39 49,2 8,26 18,3

30 7,3 46 6,43 15,5

31 5,5 45 8,34 18,7




Nr. (103/µl) (%) (106/µl) (g/dl)

32 7,77 49 7,69 17,3

33 8,4 47 7,23 17,3

34 7,95 44 7,02 15,9

35 6,4 52 7,68 18,7

36 13,75 50 7,97 18,5

37 6 48,6 7,64 14,6

38 8,25 52,9 8,23 19,7

39 6,78 50 7,54 18

40 6,16 48 7,72 16,8

Med 8,1 48,55 7,52 17,3

Min 5,5 37 5,52 12,7

Max 13,75 53,5 8,37 18,8

Tab. A4: Ergebnisse der primären Hämostase der gesunden Beagles (n=16) und den gesunden sonstigen

Rassen (n=24) unter Angabe von Median (Med), Minimum (Min), Maximum (Max) und dem p-Wert des

statistischen Vergleiches mit Mann-Whitney-Test

Hämostase

Beagles sonstige Beagles Sonstige

KBZ (sec) PFA ADP VZ (sec)

Med 97,5 90 Med 69,5 64,5

Min 45 55 Min 54 49

Max 125 145 Max 97 127

Mann-Whitney-Test 0,267 Mann-Whitney-Test 0,149

Thrombozyten(103/µµµµl) PFA ADP GV (µµµµl)

Med 363,5 308 Med 260,5 258

Min 260 177 Min 242 215

Max 520 449 Max 315 324

Mann-Whitney-Test 0,107 0 Mann-Whitney-Test 0,539


Forsetzung Tab. A 4:


Aggr.max. (%) PFA EPI VZ (sec)

Med 89 91 Med 119,5 131,5

Min 61 28 Min 100 70

Max 113 104 Max >300 >300

Mann-Whitney-Test 0,318 Mann-Whitney-Test 0,576

PRP (103/µµµµl) PFA EPI GV (µµµµl)

Med 261 240,5 Med 344,5 368,5

Min 146 120 Min 313 262

Max 333 339 Max 822 871

Mann-Whitney-Test 0,817 Mann-Whitney-Test 0,754 Abkürzungen: KBZ–kapilläre Blutungszeit, PFA–Messung mit dem Plättchenfunktionsanalysegerätes, ADP–Kollagen/ADP-

Messzelle, EPI–Kollagen/Epinephrin-Messzelle, VZ–Verschlusszeit, GV–Gesamtvolumen, Aggr.max.–Thrombozytenaggregations-

maximum, PRP–Thrombozytenzahl im plättchenreichen Plasma

Tab. A5: Ergebnisse des Blutbildes der gesunden Beagles (n=16) und den gesunden sonstigen Rassen (n=24)

unter Angabe von Median (Med), Minimum (Min), Maximum (Max) und dem p-Wert des statistischen

Vergleiches mit Mann-Whitney-Test

Blutbild


Leukozyten (103/µµµµl) Erythrozyten(106/µµµµl)

Med 8,31 7,86 Med 8,045 7,42

Min 6,37 5,5 Min 5,96 5,52

Max 12,98 13,75 Max 8,37 8,34

Mann-Whitney-Test 0,29 20 Mann-Whitney-Test 0,19 20

Hämatokrit (%) Hämoglobin (g/dl)

Med 51 47,7 Med 17,95 17,15

Min 41 37 Min 14,5 12,7

Max 53,5 52,9 Max 18,8 147,6

Mann-Whitney-Test 0,06 60 Mann-Whitney-Test 0,59 40


Tab. A6: Angaben zum Alter (Jahre) der gesunden Kontrollgruppe (Gesund) (n=40) und der Gruppen mit

multizentrischen Lymphom (Lymphom) (n=36), akuter lymphatischer Leukämie (ALL) (n=9) und

chronischer lymphatischer Leukämie (CLL) (n=6) unter Angabe von Median (Med), Minimum (Min),

Maximum (Max) und der p-Wert des statistischen Vergleiches der gesunden Gruppe mit den Gruppen mit

multizentrischen Lymphom, akuter lymphatischer Leukämie und chronisch lymphatischer Leukämie mit

Mann-Whitney-Test: Sternchen (*) kennzeichnen einen signifikanten Unterschied

Gesund Lymphom ALL CLL

Med 3 8 6 8,5

Min 1 4 3 6

Max 8 14 8 10

Mann-Whitney-Test <0,0001* 0,0067* 0,0013*


Tab. A7: Referenzbereiche ermittelt aus der gesunden Kontrollgruppe (n=40 Hunde) mittels 2,5%- bis

97,5%-Quantil

Referenzbereich KBZ PFA ADP PFA ADP PFA EPI PFA EPI Thrz.

sec VZ (sec) GV (µµµµl) VZ (sec) GV (µµµµl) 103/µµµµl

2,5 % - Quantil 50 51 222 75 269 185

97,5 % - Quantil 140 114 321 >300 847 485

Aggr. PRP HTK Ery Hb Leuko

maximum% 103/µµµµl % 106/µµµµl g/dl 103/µµµµl

2,5 % - Quantil 44 133 39 5,74 13,6 5,6

97,5 % - Quantil 109 336 53 8,4 19,2 13,4

Abk.: KBZ–kapilläre Blutungszeit, sec–Sekunden, PFA–Messung mit dem Plättchenfunktionsanalysengerätes, ADP–Kollagen/ADP-

Messzelle, EPI–Kollagen/Epinephrin-Messzelle, VZ–Verschlusszeit, GV–Gesamtvolumen, Thrz.–Thrombozytenzahl,

Aggr.maximum–Thrombozytenaggregationsmaximum mit ADP, PRP–Thrombozytenzahl im plättchenreichen Plasma, HTK–

Hämatokrit, Ery–Erythrozytenzahl, Hb–Hämoglobingehalt, Leuko–Leukozytenzahl


Maximum [Max]) bei 35 Hunden mit multizentrischem Lymphom (* = p<0,05 im Vergleich zur gesunden

Kontrollgruppe)

Hämostase

Pat. KBZ PFA ADP PFA ADP PFA EPI PFA EPI Thrz. Aggr. PRP

Nr. sec VZ GV VZ GV (103/µµµµl) maximum % (103/µµµµl)

1 90 82 237 87 261 246 44 169

2 95 74 292 214 655 342 57 213

18 90 70 263 63 276 166 90,7 149

20 85 65 272 287 869 143 62,4 100

26 100 68 289 228 601 233 72,8 157

27 90 76 278 287 737 128 81,6 96

29 130 66 233 105 305 233 81,5 140

30 160 81 313 234 872 64 67,9 43

39 120 47 331 91 331 249 48,2 169

41 60 72 288 >300 825 69 82,1 111

42 110 74 281 >300 736 439 77,4 269

45 90 76 275 >300 821 279 66 248



Pat. KBZ PFA ADP PFA ADP PFA EPI PFA EPI Thrz. Aggr. PRP

Nr. sec VZ GV VZ GV (103/µµµµl) maximum % (103/µµµµl)

47 90 59 265 >300 833 501 59,2 288

48 110 69 243 190 428 283 13,2 209

49 120 100 281 >300 637 187 85,5 324

50 105 61 252 >300 857 171 72,6 102

55 120 122 361 293 872 160 44,8 118

56 145 184 432 >300 780 93 56,1 120

5 90 54 273 # # 189 71,2 148

7 80 67 278 276 872 438 72,9 289

9 100 72 279 214 613 436 81,9 279

13 60 94 270 >300 817 131 13,2 89

15 125 254 868 228 872 70 36,5 22

19 85 100 364 239 868 183 41,6 116

21 220 64 227 176 454 187 89,2 284

23 140 87 356 223 871 29 1,6 11

24 160 81 264 # # 145 73,3 176

28 125 128 360 130 454 361 55,6 271

34 110 54 249 201 498 132 60,1 170

37 95 75 297 >300 725 102 41,8 33

38 140 52 243 >300 627 190 10 58

43 75 63 244 218 800 459 72,5 346

51 125 85 286 >300 # 437 80 222

53 120 90 319 >300 551 123 46,1 79

57 80 57 268 103 469 238 88,3 198

Med 105* 74 279* 236,5* 730,5* 187 * 72,5� 176*�

Min 60 47 227 63 276 29 13,2� 100�

Max 220 254 868 >300 872 501 90,7� 346�

Abk.: KBZ–kapilläre Blutungszeit, PFA–Messung mit dem Plättchenfunktionsanalysegerätes, ADP–Kollagen/ADP-Messzelle, EPI–

Kollagen/Epinephrin-Messzelle, VZ–Verschlusszeit (sec), GV–Gesamtvolumen (µl), Thrz–Thrombozytenzahl, Aggr.maximum–

Thrombozytenaggregationsmaximum mit ADP, PRP–Thrombozytenzahl im plättchenreichen Plasma, #–nicht gemessen, �–nur

Patienten mit Thrombozyten > 100.000/µl im PRP berücksichtigt



Maximum [Max]) der Hunde mit akuter lymphatischer Leukämie (ALL) (n=9) und chronischer

lymphatischen Leukämie (CLL) (n=6) (* = p<0,05 im Vergleich zur gesunden Kontrollgruppe)

Hämostase

Pat KBZ PFA ADP PFA ADP PFA EPI PFA EPI Thrz. Aggr. PRP

Nr. sec VZ GV VZ GV (103/µµµµL) maximum (103/µµµµL)

ALL

8 110 300 842 >300 843 32 77,4 89

11 150 300 # >300 # 248 19,9 101

12 75 71 309 239 871 163 84,9 189

14 245 254 868 254 872 25 # 3

31 115 # # >300 563 180 3,3 44

32 125 103 362 273 870 314 90,1 276

36 90 148 351 287 870 98 90,3 114

40 105 80 274 296 869 238 78,6 319

46 210 103 488 216 877 38 # 11

Med 115* 125,5* 362* 287* 870* 163* 84,9� 189�

Min 75 71 274 216 563 25 19,9� 101�

Max 245 300 868 >300 877 314 90,3� 319�

CLL

4 125 138 455 224 701 252 85,2 211

22 110 55 251 294 840 169 78,7 123

54 75 71 264 235 547 236 81 167

33 155 62 272 # # 126 89,7 180

44 140 153 367 >300 746 75 65,5 93

52 90 252 594 229 868 111 2,3 129

Med 117,5 104,5 319,5* 235* 746* 147,5* 81� 167*�

Min 75 55 251 229 547 75 2,3� 123�

Max 155 252 367 >300 868 252 89,7� 211�


Kollagen/Epinephrin-Messzelle, VZ–Verschlusszeit (sec), GV–Gesamtvolumen (µl), Thrz.–Thrombozytenzahl, Aggr.maximum–

Thrombozytenaggregationsmaximum mit ADP, PRP–Thrombozytenzahl im plättchenreichen Plasma, #–nicht gemessen, �–nur



Tab. A10: Kapilläre Blutungszeit (sec) (Median [Med], Minimum [Min], Maximum [Max]) bei 17 Hunden

mit multizentrischem Lymphom im Verlauf der Zytostatikatherapie (Minimum der untersuchten

Tiere/Zeitpunkt: n=13; Zeitpunkte siehe Tab. 1)

Zeitpunkte

Pat. W1.0 W1.1 W1.2 W1.3 W2.0 W3.0 W3.1 W3.2 W3.3 W4.0

1 90 95 80 75 80 90 # # 75 80

2 95 80 95 85 100 75 90 90 80 75

18 90 100 95 95 110 120 105 115 80 105

20 85 70 75 90 95 100 85 85 100 80

26 100 85 95 120 130 # # # # #

27 90 75 85 80 75 90 70 100 95 100

29 130 145 125 130 120 135 140 130 145 115

39 120 100 105 110 90 75 90 85 90 100

41 60 75 65 70 80 90 85 85 95 75

42 110 90 75 85 65 # # # # #

45 90 80 85 75 65 90 110 105 120 130

47 90 85 100 85 120 110 115 130 125 145

48 110 105 120 110 130 145 125 125 120 140

49 120 90 90 100 95 75 80 80 90 85

50 105 100 95 110 100 85 85 100 90 100

55 120 105 90 110 85 95 75 75 80 100

56 145 130 150 135 # # # # # #

Med 100 90 95 95 95 90 90 100 92,5 100

Min 60 75 65 70 65 75 75 75 75 75

Max 145 145 150 135 150 145 140 130 145 145

Abk.: #–nicht gemessen


Tab. A11: Verschlusszeit (sec) mittels Kollagen/ADP-Messzelle (PFA) (Median [Med], Minimum [Min],

Maximum [Max]) bei 17 Hunden mit multizentrischem Lymphom im Verlauf der Zytostatikatherapie

(Minimum der untersuchten Tiere/Zeitpunkt: n=12; Zeitpunkte siehe Tab. 1)

Zeitpunkte

Pat. W1.0 W1.1 W1.2 W1.3 W2.0 W3.0 W3.1 W3.2 W3.3 W4.0

1 82 90 78 91 62 67 # # 63 57

2 74 70 84 26 55 82 189 69 67 #

18 70 53 61 56 49 # # # # 460

20 65 61 61 63 67 83 89 81 100 82

26 68 97 64 # 75 # # # # #

27 76 77 72 75 105 75 74 77 85 #

29 66 66 62 94 # 61 64 69 67 #

39 47 48 42 49 55 54 48 51 41 47

41 72 65 77 94 67 77 110 72 69 73

42 74 80 73 82 88 # # # # #

45 76 71 70 87 83 78 91 97 107 70

47 59 51 47 49 63 52 61 58 57 55

48 69 68 69 73 57 57 61 62 63 #

49 100 68 72 82 85 114 99 113 106 101

50 61 73 89 108 82 79 94 79 96 83

55 122 122 105 179 68 84 94 93 86 64

56 184 196 191 300 # # # # # #

Med 72 70 72 82 67 77 90 74,5 59 71,5

Min 47 48 47 26 49 52 48 51 41 47

Max 184 196 191 300 105 114 189 113 107 460



Tab. A12: Gesamtvolumen (µl) mittels Kollagen/ADP-Messzelle (PFA) (Median [Med], Minimum [Min],



Zeitpunkte

Pat. W1.0 W1.1 W1.2 W1.3 W2.0 W3.0 W3.1 W3.2 W3.3 W4.0

1 237 267 256 260 246 271 # # 288 273

2 292 267 284 207 260 281 289 283 281 #

18 263 239 258 248 260 # # # # #

20 272 271 279 288 277 322 251 325 358 325

26 289 327 276 # 283 # # # # 244

27 278 277 257 273 325 274 274 285 297 #

29 233 234 223 252 # 240 252 254 256 #

39 331 233 231 235 251 261 254 251 243 241

41 288 275 307 347 296 298 375 288 226 300

42 281 288 275 285 328 # # # # #

45 275 291 293 287 319 356 351 369 374 #

47 265 249 245 248 294 258 274 277 276 261

48 243 259 254 267 232 241 254 272 257 #

49 281 238 251 251 297 338 322 344 343 337

50 252 282 249 346 306 305 375 321 334 335

55 361 365 366 449 298 341 349 365 365 294

56 432 479 465 783 # # # # # #

Med 278 271 258 270 294 281 281,5 286,5 288 294

Min 233 233 223 207 232 240 251 251 226 244

Max 432 479 465 783 328 356 375 369 365 337



Tab. A13: Verschlusszeit (sec) mittels Kollagen/Epinephrin-Messzelle (PFA) (Median [Med], Minimum

[Min], Maximum [Max]) bei 17 Hunden mit multizentrischem Lymphom im Verlauf der Zytostatikatherapie


Zeitpunkte

Pat. W1.0 W1.1 W1.2 W1.3 W2.0 W3.0 W3.1 W3.2 W3.3 W4.0

1 87 >300 >300 130 291 236 # # 280 255

2 214 290 226 >300 167 282 189 278 282 #

18 63 97 168 121 178 # # # # 97

20 287 287 295 275 183 # # # # 257

26 228 >300 >300 # >300 # # # # #

27 287 139 182 295 163 227 272 162 >300 #

29 105 122 185 146 210 201 >300 >300 >300 #

39 91 114 107 170 167 250 222 298 155 202

41 >300 >300 >300 >300 209 215 208 186 226 259

42 >300 >300 292 >300 284 215 # # # #

45 >300 296 296 249 284 283 243 240 237 259

47 >300 294 295 279 250 282 263 268 271 276

48 190 >300 >300 >300 224 264 218 >300 192 #

49 >300 >300 >300 >300 287 >300 291 >300 >300 283

50 >300 >300 >300 >300 294 265 224 298 248 249

55 293 >300 235 286 200 192 >300 245 255 250

56 >300 >300 >300 >300 # # # # # #

Med 287 300 295 290,5 217 250 243 278 263 256

Min 63 97 107 121 167 185 189 162 155 97

Max >300 >300 >300 >300 >300 >300 >300 >300 >300 283



Tab. A14: Gesamtvolumen (µl) mittels Kollagen/Epinephrin-Messzelle (PFA) (Median [Med], Minimum

[Min], Maximum [Max]) bei 17 Hunden mit multizentrischem Lymphom im Verlauf der Zytostatikatherapie


Zeitpunkte

Pat. W1.0 W1.1 W1.2 W1.3 W2.0 W3.0 W3.1 W3.2 W3.3 W4.0

1 261 821 846 386 871 667 # # 874 871

2 655 869 663 788 578 868 640 869 871 #

18 276 336 473 381 573 # # # # 379

20 869 847 870 870 563 # # # # 785

26 601 792 698 # 830 # # # # #

27 737 395 495 672 441 570 688 439 769 #

29 305 355 464 397 504 536 811 834 790 216

39 331 382 356 510 646 743 618 818 509 551

41 825 732 862 868 595 615 587 561 709 870

42 736 718 733 727 874 # # # # #

45 821 870 868 771 869 868 869 870 876 870

47 833 869 868 873 869 869 870 868 868 869

48 428 749 708 692 517 644 597 807 528 #

49 637 644 628 700 660 755 869 804 738 873

50 857 866 335 850 868 870 868 813 878 868

55 872 839 729 872 578 546 859 626 870 869

56 780 790 838 784 # # # # # #

Med 736 790 708 749 620 705 811 813 829 869

Min 261 336 335 381 441 486 587 439 509 216

Max 872 869 868 873 874 870 870 870 876 873



Tab. A15: Thrombozytenzahlen (103/µl) (Median [Med], Minimum [Min], Maximum [Max]) bei 17 Hunden



Zeitpunkte

Pat. W1.0 W1.1 W1.2 W1.3 W2.0 W3.0 W3.1 W3.2 W3.3 W4.0

1 246 256 252 167 348 399 # # 307 193

2 342 365 296 # 474 487 453 472 520 499

18 166 176 191 191 314 495 # # # 223

20 143 146 149 147 517 401 397 384 382 232

26 233 157 153 162 349 329 # # # 119

27 128 126 135 144 230 251 235 232 227 245

29 233 211 219 248 203 285 276 269 325 286

39 249 251 239 252 190 245 229 223 227 138

41 69 105 106 90 368 304 267 302 183 155

42 439 389 427 469 654 # # # # #

45 279 278 267 254 1057 879 958 970 938 279

47 501 468 465 462 699 616 601 614 538 293

48 283 237 256 227 249 282 290 266 305 112

49 187 177 175 157 643 541 547 558 563 211

50 171 141 155 149 138 309 287 298 299 284

55 160 147 127 139 349 475 491 462 472 363

56 93 69 94 90 527 435 # # # 210

Med 233 177 191 164,5 349 400 343 343 325 227

Min 64 69 94 90 109 234 229 223 183 112

Max 501 468 465 469 1057 879 958 970 938 499



Tab. A16: Maximale Thrombozytenaggregation mit ADP (%) (Median [Med], Minimum [Min], Maximum

[Max]) bei 17 Hunden mit multizentrischem Lymphom im Verlauf der Zytostatikatherapie (Minimum der

untersuchten Tiere/Zeitpunkt: n=10; Zeitpunkte siehe Tab. 1)

Zeitpunkte

Pat. W1.0 W1.1 W1.2 W1.3 W2.0 W3.0 W3.1 W3.2 W3.3 W4.0

1 44 55,3 49,8 56,3 76,5 88,1 # # 89,6 76,5

2 57 46,6 66,3 64,7 80,9 68,7 62,1 33,6 62,5 #

18 90,7 80,6 63 88 86,1 79,3 # # # #

20 62,4 68,3 67 60,9 73,7 90 89,6 86,8 88,2 82,7

26 72,8 67,1 62,8 66 # # # # # #

27 81,6 87 94 80,8 36,9 37,3 91,8 92,5 84,8 #

29 81,5 81,3 75,5 73,2 69,6 70,7 83,3 72,1 69,4 89,9

39 48,2 56,5 70 63,6 48,5 42,7 37,5 48,8 50 37,7

41 82,1 91,2 106,1 91,7 88,6 69,8 80,1 88,9 87,1 85,8

42 77,4 62,6 57,3 73,4 91,8 # # # # #

45 66 70 77,9 78,7 88,3 91,9 66,9 72,8 65,8 68,6

47 59,2 69,3 71,4 66,9 79,8 66,8 69,9 70,3 75,2 73,5

48 13,2 43,8 50,2 32,8 43 45,8 27,5 34,9 38,6 #

49 85,5 86,7 92,9 97,2 74,7 72,5 62,6 73,9 77,7 80,5

50 72,6 74,4 72,9 73 88,9 78,9 81,8 86,4 92,7 92,2

55 44,8 45,1 49,1 50,4 86,3 84,7 90,8 84,6 85,9 83,5

56 56,1 66,9 73,3 75,9 # # # # # #

Med 66 68 70 73 80 72 75 73 78 82

Min 13 45 49 50 37 37 28 34 39 38

Max 91 87 94 97 92 92 92 93 93 92



Tab. A17: Thrombozytenzahl (103/µl) im plättchenreichen Plasma (Median [Med], Minimum [Min],


(Minimum der untersuchten Tiere/Zeitpunkt: n=10; Zeitpunkte siehe Tab. 1 )

Zeitpunkte

Pat. W 1.0 W 1.1 W 1.2 W 1.3 W 2.0 W 3.0 W 3.1 W 3.2 W 3.3 W 4.0

1 169 151 160 120 220 229 # # 204 161

2 213 226 211 220 267 247 297 224 297 #

18 149 151 158 139 249 302 # # # #

20 100 99 81 95 289 236 264 241 261 192

26 157 100 96 118 # # # # # #

27 96 92 100 110 169 229 146 161 158 #

29 140 131 146 181 113 247 183 179 224 189

39 169 157 162 181 147 302 147 167 181 120

41 111 120 99 76 181 236 155 206 91 273

42 269 218 242 218 266 # # # # #

45 248 224 239 229 276 285 291 267 284 279

47 288 245 345 243 310 302 315 299 321 318

48 209 189 221 156 202 189 200 198 234 #

49 324 302 298 318 254 327 308 339 328 341

50 102 99 115 109 174 186 179 181 176 192

55 118 124 145 157 269 251 263 270 259 278

56 120 162 159 177 # # # # # #

Med 157 151 159 157 249 247 231,5 215 234 232,5

Min 43 92 81 76 76 149 146 161 91 120

Max 324 302 345 318 310 327 315 339 328 318



Tab. A18: Irrtumswahrscheinlichkeiten (p-Werte) für den statistischen Vergleich von Messgrößen der

primären Hämostase zwischen einzelnen Zeitpunkten während der Induktionsbehandlung mit Zytostatika bei

17 Hunden mit multizentrischem Lymphom mittels Friedman-Test (F-Test) und lokal mittels Mann-

Whitney-Test: Sternchen (*) kennzeichnen einen signifikanten Unterschied

Hämostase


Zeitpunkt sec VZ GV VZ GV (103/µµµµl) max % (103/µµµµl)

W1.0–1.1 0,0230* 0,8870 0,7940 0,0750 0,1130 0,1070 0,1850 0,0580

W1.0–1.2 0,0590 0,2330 0,5700 0,1330 0,1630 0,5500 0,1020 0,9060

W1.0–1.3 0,0710 0,2050 0,3260 0,1100 0,0360* 0,1620 0,0310* 0,4210

W1.0–2.0 0,5170 0,6700 0,4950 0,8770 0,4080 0,0020* 0,0610 0,0270*

W1.0–3.0 0,8580 0,7530 0,3280 0,7540 0,1580 0,0010* 0,3970 0,0020*

W1.0–3.1 0,5820 0,2540 0,2720 0,5940 0,2480 0,0040* 0,1470 0,0100*

W1.0–3.2 0,8940 0,3980 0,0750 0,7990 0,3740 0,0050* 0,1580 0,0060*

W1.0–3.3 0,8940 0,9160 0,1160 0,5940 0,0190* 0,0020* 0,0280* 0,0039*

W1.0–4.0 0,6370 0,9530 0,8590 0,6460 0,0910 0,3650 0,0470* 0,0320*

W1.1–1.2 0,7940 0,9430 0,4070 0,8130 0,9430 0,6360 0,1360 0,0880

W1.2–1.3 0,4980 0,0110* 0,0200* 0,8780 0,5140 0,6910 0,7950 0,6530

W2.0–3.0 0,7510 0,1200 0,1360 0,4220 0,3270 0,6530 0,3310 0,7300

W3.0–3.1 0,5250 0,7220 0,0190* 0,6570 0,7220 0,2390 1,0000 0,6380

W3.0–3.2 0,6990 0,3060 0,3730 0,5080 0,3060 0,1460 0,6660 0,5830

W3.0–3.3 0,6980 0,2090 0,4210 0,8380 0,2090 0,600 0,3110 0,2490

W3.0–4.0 0,9160 0,0440* 0,0440* 1,0000 0,4410 0,0010* 0,6460 0,8380

W3.1–3.2 0,2020 0,5560 0,4100 0,4450 0,6570 0,7240 0,4800 0,9690

W3.2–3.3 0,5480 0,8140 0,9650 0,9060 0,7990 0,8440 0,4800 0,1820

F-Test 0,8900 0,0910 0,1990 0,0530 0,1890 0,0001* 0,5380 0,0001*


Kollagen/Epinephrin-Messzelle, VZ–Verschlusszeit (sec), GV–Gesamtvolumen (µl), Thrz.–Thrombozytenkonzentration, Aggr.max

%–Thrombozytenaggregationsmaximum mit ADP, PRP–Thrombozytenzahl im plättchenreichen Plasma


Tab. A19: Parameter des Blutbildes (Median [Med], Minimum [Min], Maximum [Max]) bei 35 Hunden mit

multizentrischem Lymphom (* = p<0,05 im Vergleich zur gesunden Kontrollgruppe)

Blutbild

Leukozyten Hämatokrit Erythrozyten Hämoglobin

Pat. (103/µl) (%) (106/µl) (g/dl)

1 9,22 53 7,14 17,7

2 8,09 38,8 5,29 12,6

18 15,31 44,4 6,73 15,8

20 25,43 41,1 6,06 12,8

26 6,97 41,5 5,79 14,5

27 10,95 40,3 6,02 13,9

29 10,86 52,5 8,02 19,3

30 5,77 21 2,65 6,3

39 8,69 45 6,04 15,8

41 9,1 37 5,76 11,7

42 12,32 37,9 5,95 12,3

45 25,81 35,1 4,94 11,3

47 17 35,1 4,94 11,7

48 9,73 57,7 8,11 19,1

49 4,92 45 7,34 15,5

50 11,47 43 6,25 14,6

55 19,12 36,6 5,23 12,5

56 7,08 45 7,05 15,6

5 20,6 34,4 4,83 11,4

7 13,71 30,3 4,29 10,2

9 22,59 41,5 6,56 15,8

13 14,3 39 5,3 13,6

15 13,88 32 4,63 11

19 15,75 28,6 4,26 9,9

21 22,55 42,8 6,35 15,9

23 14,3 25 3,84 9,1

24 11,28 49 7,82 18,2

28 11 32 4,53 10,5

34 11,75 35 4,94 11,4

37 37,7 45,7 6,84 15,6

38 15,01 48 7,15 16,5

43 10,33 42 6,25 14,5




Nr. (103/µl) (%) (106/µl) (g/dl)

51 8,44 36,9 5,21 12,3

53 17,56 42 6,23 14,4

57 8,51 37,1 5,4 13

Med 11,75* 40,3* 5,95* 13,6*

Min 4,92 21 2,65 6,3

Max 37,7 57,7 8,11 19,3


Tab. A20: Parameter des Blutbildes (Median [Med], Minimum [Min], Maximum [Max]) der Gruppen mit

akuter lymphatischer Leukämie (ALL) und chronischer lymphatischen Leukämie (CLL) (* = p < 0,05 im

Vergleich zur gesunden Kontrollgruppe)

Blutbild

Leukozyten Hämatokrit Erythrozyten Hämoglobin

Pat. (103/µl) (%) (106/µl) (g/dl)

ALL

8 3,47 30 4,13 10,1

11 595,3 21,6 3,08 4,6

12 53,81 23,5 3,21 7,5

14 55,22 34,5 5,34 12,8

31 457,8 27 4,16 4,3

32 73,7 32 4,1 10,4

36 1,76 22 2,92 7,1

40 85,1 32 4,18 9,4

46 20,3 43 6,16 14,4

Med 55,22* 30* 4,14* 9,4*

Min 1,76 21,6 2,92 4,3

Max 457,8 43 6,16 14,4

CLL

4 90,4 24,4 4,09 7,4

22 241,5 27 3,53 6,9

54 98,6 38 5,84 13,1

33 39,2 21,5 2,62 7,3

44 91,82 24,8 3,23 7,4

52 104,6 31 4,65 10,4

Med 95,21* 25,9* 3,81* 7,4*

Min 39,2 21,5 2,62 6,9

Max 241,5 38 5,84 13,1


Tab. A21: Hämatokrit (%) (Median [Med], Minimum [Min], Maximum [Max]) bei 17 Hunden mit

multizentrischem Lymphom im Verlauf der Zytostatikatherapie (Minimum der untersuchten Tiere/Zeitpunkt:

n=12; Zeitpunkte siehe Tab. 1)

Zeitpunkte

Pat. W 1.0 W 1.1 W 1.2 W 1.3 W 2.0 W 3.0 W 3.1 W 3.2 W 3.3 W 4.0

1 53 47,9 49,3 58,7 45,4 43,3 # # 35,1 38,3

2 38,8 36 35,9 # 34,4 40 38,5 37,3 39,4 33

18 44,4 43,1 44 42,5 37,9 37 # # # 34,2

20 41,1 38,4 38,7 37,6 35,4 31,5 28,8 28,8 27 32,2

26 41,5 43,8 41,4 42,2 37 37 # # # 36

27 40,3 38,5 41 41,5 45 40,3 39,6 39,8 38,2 36

29 52,5 52,2 51,5 54 48,6 46,3 44,8 41,6 44,4 42

39 45 41,7 43,4 42,5 36 37 31,5 33,4 32,6 36,2

41 37 35,5 34 30 29,1 31,2 29,8 29,3 27,9 23,8

42 37,9 38,6 38,4 39,8 36 # # # # #

45 35,1 33,7 32,5 30,4 29 28 27,6 27,2 27,2 28

47 35,1 34,4 33,9 32,1 31 36 35,6 35,1 32,8 36

48 57,7 51,3 50,8 52,5 55 50 44,7 43,6 47 43

49 45 41,7 42,5 43,3 38 31 28,3 29,9 29,3 28

50 43 42,4 43,1 41,9 29 30 28,9 28,4 28,6 28

55 36,6 36,6 35,3 34,2 29 34 32,8 31,1 31,1 31

56 45 43,3 42,5 42,6 42 44 # # # 42

Med 41,5 41,7 41,4 42,5 36,0 37,0 32,15 32,25 32,6 35,1

Min 21,0 33,7 32,5 30,0 25,9 28,0 27,6 27,2 27,0 23,8

Max 57,7 52,2 51,5 58,7 55,0 50,0 44,8 43,6 47,0 43,0



Tab. A22: Hämoglobingehalt (g/dl) (Median [Med], Minimum [Min], Maximum [Max]) bei 17 Hunden mit

multizentrischem Lymphom im Verlauf der Zytostatikatherapie (Minimum der untersuchten Tiere/Zeitpunkt:

n=12; Zeitpunkte siehe Tab. 1)

Zeitpunkte

Pat. W 1.0 W 1.1 W 1.2 W 1.3 W 2.0 W 3.0 W 3.1 W 3.2 W 3.3 W 4.0

1 17,7 16,1 15,6 21,7 14,6 13,9 # # 12,4 12,1

2 12,6 12,4 12,1 # 12,3 13,4 13 12,8 12,8 13,1

18 15,8 15,1 15,2 15 12,5 13,2 # # # 12,3

20 12,8 13,2 13,2 13,8 11,9 10,9 9,5 10,2 9,5 10,2

26 14,5 14,2 13,5 14,6 12,3 11,3 # # # 12,1

27 13,9 13,8 14,2 15 15,7 13,9 13,3 13,4 13,5 13

29 19,3 18,7 18,4 17,7 17,6 16,5 15,9 15,1 14,7 14,72

39 15,8 14,5 15 14,6 12,7 13 11,1 11,3 11,5 12,4

41 11,7 11 10,3 9 8,6 10,1 9 8,8 8,1 7,6

42 12,3 12,2 12,2 13,5 11 # # # # #

45 11,3 10,8 10,7 9,9 9,2 9,1 8,9 8,4 8,4 9,1

47 11,7 11,2 11,2 10,4 10,2 12 11,3 11,3 10,8 11,6

48 19,1 17,4 17,2 17,7 18,3 17 15,6 15,8 16,1 12,3

49 15,5 14,5 14,5 15 13,6 10,7 10 10,5 10,3 9,9

50 14,6 14,4 14,8 14,1 9,7 10,4 9,8 9,8 9,6 11,5

55 12,5 12,9 12,5 12,1 9,7 11,5 11 10,3 10,5 10,1

56 15,6 14,7 15,1 14,8 14,8 15 # # # 14,8

Med 14,5 14,2 14,2 14,6 12,3 12,5 11,05 10,9 10,8 12,1

Min 11,7 10,8 10,7 9,0 7,7 9,1 8,9 8,4 8,1 7,6

Max 19,3 18,7 18,4 21,7 18,3 17 15,9 15,8 16,1 14,8



Tab. A23: Erythrozytenzahlen (106/µl) (Median [Med], Minimum [Min], Maximum [Max]) bei 17 Hunden



Zeitpunkte

Pat. W 1.0 W 1.1 W 1.2 W 1.3 W 2.0 W 3.0 W 3.1 W 3.2 W 3.3 W 4.0

1 7,14 6,48 6,67 8,87 6,2 5,84 # # 4,86 5,14

2 5,29 5,12 5,09 # 4,83 5,41 5,29 5,19 5,4 4,76

18 6,73 6,16 6,52 6,36 5,46 5,47 # # # 5,12

20 6,06 5,79 5,73 5,54 5,29 4,74 4,31 4,35 4,11 4,46

26 5,79 6,09 5,85 5,95 5,18 5,03 # # # 5,08

27 6,02 5,86 6,21 6,24 6,77 6,05 5,82 5,88 5,66 5,57

29 8,02 7,84 7,71 7,81 7,34 6,96 6,81 6,27 6,45 6,26

39 6,04 5,66 5,9 5,77 4,94 5 4,26 4,46 4,51 4,78

41 5,76 5,35 5,06 4,44 4,19 4,42 4,18 4,04 3,82 3,34

42 5,95 6,02 5,92 6,11 5,38 # # # # #

45 4,94 4,74 4,59 4,4 4,01 4,02 3,78 3,68 3,73 4,02

47 4,94 4,81 4,78 4,46 4,35 5,02 4,93 4,9 4,6 5,05

48 8,11 7,49 7,39 7,66 7,95 7,5 6,83 6,52 7,04 6,64

49 7,34 6,89 6,99 7,12 6,28 5,03 4,65 4,97 4,85 4,69

50 6,25 6,3 6,42 6,81 4,2 4,36 4,19 4,22 4,17 4,11

55 5,23 5,13 5,02 4,91 4,08 4,73 4,54 4,32 4,3 4,31

56 7,05 6,95 6,86 6,83 6,77 7 # # # 6,77

Med 6,04 6,02 5,92 6,17 5,29 5,03 4,59 4,68 4,6 4,91

Min 2,65 4,81 4,59 4,4 3,25 4,02 3,78 3,68 3,73 3,34

Max 8,11 7,49 7,71 8,87 7,95 7,5 6,83 6,52 7,04 6,64



Tab. A24: Leukozytenzahlen (106/µl) (Median [Med], Minimum [Min], Maximum [Max]) bei 17 Hunden



Zeitpunkte

Pat. W1.0 W1.1 W1.2 W1.3 W2.0 W3.0 W3.1 W3.2 W3.3 W4.0

1 9,22 9,91 12,74 17,3 3,81 7,53 # # 15,62 9,22

2 8,09 21,03 21,87 # 4,68 12,13 17,62 24,12 36,2 11,97

18 15,31 18,99 24,85 25,35 8,63 12,4 # # # 12

20 25,43 30,42 33,73 38,56 5,74 12,13 12,4 13,93 13,65 4,38

26 6,97 9,52 14,84 16,96 4,5 6,7 # # # 6,8

27 10,95 12,85 16,04 21,7 5,5 14,27 13,9 13,37 13,47 3,18

29 10,86 11,73 14,87 22,47 3,24 4,15 4,43 4,87 4,27 1,61

39 8,69 9,5 12,67 15,42 4,1 5,6 4 4,36 4,89 2,77

41 9,1 18,76 19,38 21,88 17,08 18,65 21,07 28,8 38,15 17,32

42 12,32 13,07 17,01 19,64 3,6 # # # # #

45 25,81 30,4 32,22 35,51 7,5 4,82 8,13 12,31 22,09 4,82

47 17 17,62 20,56 22,56 3,74 7,6 11,19 15,89 25,11 7,58

48 9,73 15,71 18,26 22,63 3,3 8,17 10,25 13,82 17,65 6,37

49 4,92 4,39 5,51 8,26 4,6 4,68 5,33 7,45 8,25 4,39

50 11,47 13,31 17,89 23,85 12,54 10,25 14,22 17,63 21,71 6,53

55 19,12 23,33 22,77 24,92 8,48 7,2 11,56 11,87 12,65 15,4

56 7,08 6,81 8,67 8,92 8,59 8,1 # # # 9,6

Med 10,86 12,31 17,9 22,18 4,68 7,85 11,38 13,6 15,62 6,66

Min 4,92 4,39 5,51 8,26 1,79 4,12 4,43 4,36 4,27 1,61

Max 25,81 30,42 33,73 38,56 17,08 18,65 21,07 24,12 38,15 17,32



Tab. A25: Irrtumswahrscheinlichkeiten (p-Werte) für den statistischen Vergleich von Messgrößen des

Blutbildes zwischen einzelnen Zeitpunkten während der Indukationsbehandlung mit Zytostatika bei 17

Hunden mit multizentrischem Lymphom mittels Friedman-Test (F-Test) und lokal mittels Mann-Whitney-

Test: Sternchen (*) kennzeichnen einen signifikanten Unterschied

Blutbild

Zeitpunkt Leukozyten Hämatokrit Erythrozyten Hämoglobin

(103/µl) (%) (106/µl) (g/dl)

W1.0–1.1 0,0010* 0,0050* 0,0030* 0,0030*

W1.0–1.2 0,0001* 0,0020* 0,0030* 0,0020*

W1.0–1.3 0,0001* 0,0460* 0,1210 0,1700

W1.0–2.0 0,0050* 0,0010* 0,0010* 0,0010*

W1.0–3.0 0,0680 0,0020* 0,0020* 0,0010*

W1.0–3.1 0,4330 0,0040* 0,0030* 0,0030*

W1.0–3.2 1,0000 0,0030* 0,0020* 0,0030*

W1.0–3.3 0,3110 0,0020* 0,0020* 0,0020*

W1.0–4.0 0,0270* 0,0010* 0,0010* 0,0010*

W1.1–1.2 0,0001* 0,8680 0,8870 0,4400

W1.1–1.3 0,0001* 0,8770 0,9590 0,8160

W2.0–3.0 0,0200* 0,9750 0,7960 0,8560

W3.0–3.1 0,0150* 0,0020* 0,0020* 0,0020*

W3.0–3.2 0,0080* 0,0020* 0,0020* 0,0020*

W3.0–3.3 0,0050* 0,0020* 0,0010* 0,0010*

W3.0–4.0 0,0700 0,0020* 0,0010* 0,0130*

W3.1–3.2 0,0060* 0,2120 0,4680 0,6440

W3.2–3.3 0,0100* 0,9590 0,5290 0,1660

F-Test 0,0001* 0,0001* 0,0001* 0,0001*


Tab. A26: Irrtumswahrscheinlichkeiten (p-Werte) für den statistischen Vergleich von Messgrößen der

primären Hämostase und des Blutbildes zwischen den Patientengruppen mit multizentrischem Lymphom,

akuter lymphatischer Leukämie und chronischer lymphatischer Leukämie global mittels Kruskal-Wallis (K-

W-Test) und lokal mittels Mann-Whitney-Test (M-W-Test) (* = p < 0,05)

Parameter Einheit K-W-Test M-W- Test

1+- 2+ 1+- 3+ 1+- 4+ 2+- 3+ 2+- 4+ 3+- 4+

KBZ sec 0,0107* 0,2370 0,5660 0,0170* 0,7230 0,0100* 0,0700

PFA ADP VZ sec 0,0131* 0,0030* 0,4380 0,1160 0,2280 0,0001* 0,1600

PFA ADP GV µl 0,0137* 0,0060* 0,0337 0,0130* 1,0000 0,0001* 0,0330*

PFA EPI VZ sec 0,0015* 0,2340 0,6030 0,0010* 0,3450 0,0010* 0,0210*

PFA EPI GV µl 0,0001* 0,0090 0,6200 0,0001* 0,0280* 0,0001* 0,0040*

Thrz. 103/µl 0,0001* 0,1970 0,2650 0,0001* 0,9060 0,0001* 0,0001*

Aggr.max. �� % 0,0001* 0,5399 0,8653 1,0000 0,6229 0,9802 0,9585

PRP �� 103/µl 0,0214* 0,4279 0,2105 0,0103* 0,3770 0,0012* 0,1602

HTK % 0,0001* 0,0010* 0,0030* 0,0000* 0,5950 0,0000* 0,0000*

Erythrozyten 106/µl 0,0010* 0,0010* 0,0040* 0,0001* 0,7240 0,0001* 0,0001*

Hämoglobin g/dl 0,0001* 0,0010* 0,0030* 0,0001* 0,8590 0,0001* 0,0001*

Leukozyten 103/µl 0,0001* 0,0170* 0,0001* 0,0000* 0,1950 0,0100* 0,0001*

Abk.: 1+–multizentrisches Lymphom, 2+–akute lymphatische Leukämie, 3+–chronische lymphatische Leukämie, 4+–gesunde

Kontrollgruppe, KBZ–kapilläre Blutungszeit, PFA–Messung mit dem Plättchenfunktionsanalysengerätes, ADP–Kollagen/ADP-

Messzelle, EPI–Kollagen/Epinephrin-Messzelle, VZ–Verschlusszeit, GV–Gesamtvolumen, Thrz.–Thrombozyten, Aggr.max.–

Thrombozytenaggregationsmaximum mit ADP, PRP–Thrombozytenzahl im plättchenreichen Plasma, HTK–Hämatokrit, �–nur



Tab. A27: Ergebnisse der Untersuchung eines Hundes mit nasalem Lymphom im Verlauf der

Zytostatikatherapie (Zeitpunkte siehe Tab. 1)

Zeitpunkte

Parameter Einheit W 1.0 W 1.1 W 1.2 W 1.3 W 2.0 W 3.0

KBZ sec 95 90 120 115 115 100

PFA ADP VZ sec 81 75 62 63 71 59

PFA ADP GV µl 324 309 236 312 335 289

PFA EPI VZ sec 238 237 257 236 214 165

PFA EPI GV µl 872 870 871 836 868 602

Thrz. 103µl 189 176 185 117 191 480

Agg.max. % 85,3 86,3 80 88 51 88,4

PRP 103/µl 124 120 133 120 121 284

Hämatokrit % 32,9 28,8 30 21,5 23,4 33

Erythrozyten 106µl 4,11 3,62 3,86 3,09 2,99 4,28

Hämoglobin g/dl 10,6 9,9 10,4 8,3 8,2 11,2

Leukozyten 103µl 15,56 17,15 23,26 24,7 17,95 6,14

Abk.: KBZ–kapilläre Blutungszeit, PFA–Messung mit dem Plättchenfunktionsanalysengerätes, ADP–Kollagen/ADP-Messzelle,

EPI–Kollagen/Epinephrin-Messzelle, VZ–Verschlusszeit, GV–Gesamtvolumen, Thrz.–Thrombozyten, Aggr.max.–

Thrombozytenaggregationsmaximum mit ADP, PRP–Thrombozytenzahl im plättchenreichen Plasma, HTK–Hämatokrit


Tab. A28: Ergebnisse der Untersuchung von zwei Hundem mit intestinalem Lymphom im Verlauf der

Zytostatikatherapie (Zeitpunkte siehe Tab. 1)

Zeitpunkte

Parameter Einheit Pat. W1.0 W 1.1 W 1.2 W 1.3

KBZ sec 6 150 140 125 130

10 100 115 105 110

PFA ADP VZ sec 6 81 112 60 122

10 75 69 67 57

PFA ADP GV µl 6 251 281 256 261

10 280 283 283 256

PFA EPI VZ sec 6 101 133 116 103

10 142 221 134 198

PFA EPI GV µl 6 383 491 430 409

10 456 718 492 690

Thrz. 103/µl 6 182 252 308 278

10 402 367 361 352

Agg.max % 6 106,1 107,7 98,8 109,7

10 76,1 66,4 77,8 86,2

PRP 10 3/µl 6 163 189 241 261

10 250 237 251 249

HTK % 6 41 41 40,8 41

10 35,5 35,7 32,3 33,2

Erythrozyten 106/µl 6 7,11 5,76 5,67 5,57

10 5,34 5,44 4,91 5,03

Hämoglobin g/dl 6 17,7 14,3 13,5 12,9

10 12,8 12,9 11,2 11,9

Leukozyten 103/µl 6 15,97 21,25 23,18 25,6

10 14,46 13,02 15,05 18,26





Tab. A29: Ergebnisse der Untersuchung eines Hundes mit chronischer lymphatischer Leukämie im Verlauf

der Zytostatikatherapie (Behandlungswoche 1 bis 3, Zeitpunkte siehe Tab. A1 )

Zeitpunkte

Parameter Einheit W 1.0 W 2.0 W 3.0

KBZ sec 110 100 105

PFA ADP VZ sec 55 55 70

PFA ADP GV µl 251 240 286

PFA EPI VZ sec 294 >300 280

PFA EPI GV µl 840 832 870

Thrz. 103/µl 169 208 241

Agg.max. % 78,7 84,3 68,1

PRP 103/µl 123 164 187

HTK % 27 29,5 31,7

Erythrozyten 106/µl 3,53 3,82 4,25

Hämoglobin g/dl 6,9 8,6 9,6

Leukozyten 103/µl 241,5 137,9 34,4




Danksagung

Mein besonderer Dank gilt Herrn Prof. Dr. Reinhard Mischke für die Überlassung des interessanten

Themas und die freundliche und engagierte Beratung und Betreuung bei der Anfertigung dieser

Arbeit.

Bei Herrn Prof. Dr. Ingo Nolte bedanke ich mich für die Möglichkeit der Durchführung meiner

Versuche in der Klinik für kleine Haustiere der Stiftung Tierärztliche Hochschule Hannover.

Allen Mitarbeitern des Labors der Klinik für kleine Haustiere der Tierärztlichen Hochschule

Hannover, insbesondere Frau Brigitte Schäffner und Herrn Dirk Menzel, danke ich für die wertvolle

Hilfestellung bei der Durchführung der Laborarbeit und ihre jederzeit gewährten Auskünfte.

Weiterhin allen weiteren Mitarbeitern der Klinik für kleine Haustiere der Stiftung Tierärztliche

Hochschule Hannover, die mir bei der Entnahme der Blutproben behilflich waren.

Dank gebührt Frau Dr. Daniela Simon für ihre Hilfe und Unterstützung.

Für Ihre Hilfe bei der Probenentnahme und insbesondere für ihren moralischen, immer wieder

aufmunternden Zuspruch danke ich besonders Ilka Buitenduif.

Mein Dank geht an meine Freunde, insbesondere Konstanze Göhler, Katja Wacker, Simone

Schuller, Elisabeth Albers und Stefan Hungerbühler, für Ihre stets aufmunternde und motivierende

Unterstützung und den Ansporn in Momenten des Zweifels.

Mein ganz besonderer Dank gilt meinen Eltern, Isolde und Oliver Will, und meinen Großeltern,

Friedel und Alfred Hafner, für ihren fortwährenden liebevollen Beistand und ihr

entgegengebrachtes Vertrauen, welche diese Arbeit erst ermöglicht haben. Meinen Brüdern, Kim

und Jonas, danke ich für ihre immergewährte Hilfe bei Computerfragen und meiner Schwester Ok

Ja für Ihren großen Einsatz bei der Literatursuche.

Documents

Primäre Hämostase bei Hunden mit malignem Lymphom und ... · beschriebene Messverfahren der kapillären Blutungszeit mit der Methode nach IVY modifiziert nach MIELKE et al. (1969)