156 Bericht: Spezielle analytische Methoden

Urin. 50--100 ml Urin werden mit konz. Salzsaure versetzt, bis die Gesamtkonzen- tration der Fl/issigkeit an Salzs/~ure 10% betragt und30 min bei 15 pounds druek- erhitzt. ])ann wird das abgekfihlte Material in einem Zentrifugenbeeher mit Natron- lauge auf p H l l alkalisiert (Indicatorpapier!), mit dem gleichen Volumen Chloro- form 5 min geschiittelt und zentrifugiert. Die organische Phase wird filtriert und zur Trockne verdampft (Rfiekstand A). Die w/~Brige LSsung wird mit 3 n Salzsaure auf pu 8- -9 gebraeht und 2real mit je dem gleiehen Volumen 10% ~thanol ent- haltendem Chloroform ausgeschfittelt. Die Auszfige werden filtriert und zur Trockne gebracht (Rfickstand B). Stark verunreinigte Rfiekstande A und ]3 werden vor der Chromatographie durch LSsen in CHC1 s und Schfitteln mit 0,05 n Salzsaure gerei- nigt. Aus der salzsauren LSsung werden die Alkaloide nach dem Alkalischmaehen mit NH S- bzw. NaOH-LSsung wieder in Chloroform fibergeffihrt. Die nun erhaltenen l~fickstande der CHC13-Ausziige werden nach LSsen in wenig J~thanol chromato- graphiert. Die mit Kaliumjodoplatinat sichtbar gemaehten Flecke werden aus- geschnitten und mit Chloroform unter Zusatz yon Ammoniak extrahiert, der Ein- dampfrfickstand der CHC1s-Phase gibt die bekannten Alkaloid-Farbreaktionen. Gewebe. 200 g Gewebe werden in 100 ml Wasser und 400 ml ~thanol homogenisiert, dann wird 20%ige Weins/~urelSsung bis zur lackmussauren Reaktion zugegeben. Nach 6stfindigem Erhitzen am RfickfluB wird das Filtrat auf 50--75 ml eingeengt und wie Urin weiterbehandelt. K. STLLNE~

Trennung und Analyse yon Serumenzymen dutch Papierelektrophorese. R. W. R. BAKER und C. PELLEGRINO 1 haben eine Methode mitgeteilt, um Enzyme des mensch- lichen Serums elektrophoretisch zu trennen und auch zu erkennen. Auf Whatman 3 MM-Papierstreifen, die mit Barbituratpufferl5sung (PH 8,6, Ionenst/~rke 0,03 m) getrankt sind, wird horizontal in fiblicher Weise mit 2 mA je 6 cm Streifenbreite (100--150 V fiber 26 cm Streifenlange) 16 Std elektrolysiert. Auf dem ganzen Strei- fen oder einem Langstei] wird nach Trocknen bei 130 ~ C mit an Sublimat gesattigter l%iger BromphenolblaulSsung in ~thanol gefarbt und dann in Methanol mit 0,5% Eisessig gewaschen, so dab die Lage der Proteine identifizierbar ist. Um Ali-Esterase kenntlich zu machen, wird der Streifen mit Tributyrin besprfiht und 1 Std bei 37 ~ C gehalten. Die entwickelte Saure kann mit Universalindicator in 75%igem Alkohol oder mit w/iBriger Kresolrotl5sung sichtbar gemacht werden. Ebenso kann Pseudo- cholinesterase mit Butyrylcholinperchlorat identifiziert werden. Zum Nachweis yon Alkaliphosphatase wird mit 0,2%igem Natrium-~-naphtholphosphat in 0,1 m Hydro- genearbonatpufferl5sung (pH 9,2) und nach 1--2 Std mit diazotiertem o-Dianisidin besprfiht (34 mg o-Dianisidinsulfat in 20 ml Wasser gel5st, mit 20 mg Natrium- nitrit in 10 ml Wasser und 0,2 ml 2 n Schwefe!s/~ure versetzt und auf 50 ml anf- gefiillt). Zur Identifizierung yon Amylase wird der feuchte Streifen 15--20 Std bei 20 ~ C im gesehlossenen Gef/~B auf eine Gelschicht gelegt, die aus 2 g Agar und 1 g 15slicher Starke in 100 ml Wasser und 30 ml 0,1 m PhosphatpufferlSsung (pE 7,2) hergestellt ist. Anschliel]end wird der Streifen kurz durch w/~Brige JodlSsung ge- zogen. - - Ali-Esterase (gelber Fleck) ist deutlich yon den Proteinen getrennt zwischen ~2" und ]3-Globulln erkennbar. Fast an glelcher Stelle liegt die ebcnfalls gelbe Zone der Pseudocholinesterase. Alkaliphosphatase wandert wenig schneller als %-Globulin, Amylase langsamer als ~-Globu]in. - - Durch analoge Behandlung der proteinfreien und ausgeschnittenen Zonen lassen sich auch quantitative An- haltspunkte gewinnen und die Identifizierungen erharten, wenn z. B. die Esterase- aktivi tat nach WARBURG oder Alkaliphosphatase bzw. Amylase colorimetrisch be- st immt werden. K. C~vSF.

1 Scand. J . Clin. Laborat. Invest. 6, 94--101 (1954). Guy's Hospital Medical School, London (England).