DER LABLOEFFLER - NEWS für das LABOR, Ausgabe 14/2017...Steckbrief zu Usutu-Virus-Infektionen auf der FLI-Website. Die Literatur zu diesem Artikel ist bei der Autorin erhältlich

DER LABLOEFFLERNEWS für das LABORDER LABLOEFFLERNEWS für das LABOR

Heft 1 2017, Nr. 14

LABLoeffLer 14.2017, Heft 1 Seite 2 LABLoeffLer 14.2017, Heft 1 Seite 3

I n h a l t

Seite 2Vorwort

Seite 3Inhaltsverzeichnis

Seiten 4-5Vermehrtes Auftreten des Usutu-Virus in Deutschland

Seiten 6-7ASP: Vereinfachtes Probennahmeverfahren

Seiten 8-9Molekulare Diagnostik bei Capripocken

Seiten 10-12Gibt es aktuell bei der MV/CAE - Diagnostik ein Problem?

Seiten 12-13DiaMETA-net — Metagenom-Diagnostik national vernetzt

Seiten 14-15Konzept zur Bekämpfung des Kleinen Beutenkäfers

Seiten 16-17Krim-Kongo-Hämorrhagisches-Fieber-Virus

VORGESTELLTSeiten 18-19Interview mit Dr. Stefanie Barth, neue Leiterin NRL bTB

KURZNACHRICHTENSeiten 20-21Status BHV-1-frei in Sicht Erfolgreiche erste Epi-Days Gemeinsame Tagung der NRLS Chlamydiose,Q-Fieber, Paratuberkulose und bTBAnkündigung 8. Riemser Diagnostiktage

Seiten 22-23Zulassungsstelle Redaktionsteam Impressum

Seiten 24-27Nationale Referenzlaboratorien

Prof. Dr. Dr. h. c. Thomas C. Mettenleiter Prof. Dr. Martin Beer

Liebe Kolleginnen und Kollegen,

eine gute Zusammenarbeit von Landesuntersuchungsämtern und Nationalen Referenzlaboratorien bildet die Grundlage für einen reibungslosen Ablauf in der Tierseuchendiagnostik in Ausbruchszeiten. Dies zeigte die letzte Geflügelpestwelle wieder einmal sehr eindrucksvoll. Zur weiteren Vertiefung dieser Zusammenarbeit gehört der Wissens- und Erfahrungsaustausch über verschiedene Wege. Der direkte Austausch ist uns hierbei besonders wichtig - daher möchten wir Sie zur Mitte des Jahres bereits auf die 8. Riemser Diagnostiktage Ende November in Greifswald hinweisen. Wir werden diese sicher wie gewohnt schnell mit anregenden Beiträgen füllen und die Zeit zum Erfahrungsaustausch in fast schon „familiärer“ Atmosphäre nutzen.

Bis dahin hoffen wir, Ihnen mit dem LAB-Loeffler Nr. 14 aufschlussreiche Beiträge zu präsentieren und freuen uns auf Ihre Rückmeldungen sowie hoffentlich zahlreiche Anmeldungen zu den Riemser Diagnostiktagen!

Mit kollegialen Grüßen


Ute Ziegler, Martin Eiden, Markus Kellerund Martin H. Groschup

Friedrich-Loeffler-Institut (FLI),Institut für neue und neuartige Tierseuchenerreger,Greifswald-Insel Riems

Die durch Insekten übertragbaren Viruskrankheiten bei Mensch und Tier (sog. Arboviren; Abkürzung für „arthropod borne viruses“) kamen ursprünglich nur in Afrika, Südostasien und Südamerika vor, werden aber zunehmend auch in Europa nachgewiesen. Mögliche Auswirkungen des Klimawandels und des globalen Handels und Reiseverkehrs, aber vor allem auch das Einschleppen durch Zugvögel werden als Ursachen diskutiert. So gelang es einer Reihe von Viren neue Verbreitungsgebiete zu erschließen und in Europa heimisch zu werden. Zu diesen bis vor Kurzem noch exotischen Viren zählt auch das Usutu-Virus (USUV).

USUV hat seinen Ursprung in Afrika (benannt nach einem Fluss in Swaziland) und wird von Stechmücken übertragen. Hauptwirte für das Virus sind Wildvögel, die in der Regel nicht erkranken. Es sind daneben aber auch sehr empfängliche Vogelspezies bekannt, z.B. Amseln (Turdus merula), die sich sehr leicht infizieren. Klinisch zeigen diese infizierten Vögel häufig Apathien und Störungen des zentralen Nervensystems wie Taumeln oder Kopf verdrehen (siehe Abb. 1), gefolgt von vielen Todesfällen. Als Hauptvektor für das Virus in Europa gilt die ornithophile Culex-Mücke, das Virus zirkuliert in einem Vogel-Stechmücken-Vogel-Kreislauf und hat sich seit über 20 Jahren in Europa etabliert.

Vermehrtes Auftreten des Usutu-Virus bei Vögeln im Jahr 2016 in Deutschland und in den westlichen Nachbarländern

Abb. 1: Befallene Amsel apathisch am Wegesrand. (Foto © Sylvia Urbaniak & Frank Seifert, Pflegestation für Greifvögel und Eulen, Nordrhein-Westfalen, www.greifvogelhilfe.de)

Abb. 3: Verbreitung der derzeit vorkommenden USUV-Linien in Deutschland und in den westlichen Nachbarländern. (nach Cadar et al. 2017 und modifiziert nach Sieg et al. 2017)

Abb. 2: Fundorte von USUV-positiven Vögeln in Deutschland im Jahr 2016

Retrospektive Studien haben ergeben, dass USUV außerhalb Afrikas bereits 1996 in Italien vorkam (Weissenböck et al., 2013). Markant bleibt der Eintrag des Virus 2001 nach Österreich, wo es in den nachfolgenden Jahren im Osten des Landes zu einem massiven Vogelsterben, vorrangig bei Amseln, führte.

USUV wird derzeit nur ein marginales zoonotisches Potenzial zugeschrieben, denn bisher traten lediglich ein humaner Erkrankungsfall 1982 in Afrika, zwei Fälle bei Patienten mit geschwächtem Immunsystem 2009 in Italien sowie 2013 drei Fälle in Kroatien auf.

Nach dem Nachweis von USUV in Deutschland in einem Mückenpool in Weinheim im Jahr 2010 kam es im darauffolgenden Jahr zu einem massiven Vogelsterben im Bereich der nördlichen Oberrheinebene und in den benachbarten Gebieten der Pfalz und des Neckartales (Becker et al., 2012).

USUV breitete sich in den Folgejahren 2011-2013 besonders in Südwestdeutschland unter Wildvögeln, vorrangig Amseln, aus. Auch zahlreiche Zoovögel, vorrangig Eulenvögel in Volierenhaltung, waren betroffen. In enger Zusammenarbeit mit den veterinärmedizinischen Landesuntersuchungsämtern, den Vogelkliniken der veterinärmedizinischen Fakultäten, dem Bernhard-Nocht-Institut für Tropenmedizin (BNITM), der Aktionsgemeinschaft zur Bekämpfung der Stechmückenplage (KABS), dem Naturschutzbund (NABU), etlichen Vogelkliniken, Vogelpraxen und Wildvogelauffangstationen sowie vielen ehrenamtlichen Ornithologen wurde das Virus in den Jahren 2011 bis 2015 bei 230 Wild- und Zoovögeln in Südwestdeutschland festgestellt. Hierbei lag das Hauptepidemiegebiet in den Bundesländern Baden-Württemberg, Rheinland-Pfalz und im südlichen Hessen. Einzelnachweise gab es zudem weiter nördlich bis in den Kölner Raum (Nordrhein-Westfalen). Zusätzlich wurden im Jahr 2015 erstmals zwei positive USUV-Nachweise in Berlin bei zwei Bartkauz-Jungtieren in Volierenhaltung nachgewiesen (Ziegler et al., 2016), welche auf einen vollständig separaten Eintrag einer dritten USUV-Linie nach Deutschland zurückzuführen waren (USUV Afrika-2-Linie).

Im Jahr 2016 zeigte das USUV eine sehr starke Aktivität unter den Wild- und Zoovögeln in weiten Teilen Deutschlands, gefolgt von teilweise massenhaftem Verenden in einzelnen Gebieten. Betroffen war vor allem Nordrhein-Westfalen, wo gehäufte Fallzahlen insbesondere vom Niederrhein und aus dem Raum Aachen zu verzeichnen waren. Ein weiteres vermehrtes separates Auftreten einer Vielzahl von USUV infizierten Vögeln wurde im Raum Leipzig in enger Kooperation mit dem Institut für Virologie der veterinärmedizinischen Fakultät der Universität Leipzig und dem sächsischen Landeslabor nachgewiesen. Dieses Geschehen stellte erstmals ein massenhaftes Auftreten von USUV in Ost-Deutschland dar, mit nachweislich drei gleichzeitig zirkulierenden USUV-Linien in einem Gebiet

(USUV Europa-3-Linie, USUV Afrika-2-Linie, USUV Afrika 3-„like“-Linie) (Sieg et al., 2017).

Weiterhin gab es im Jahr 2016 mehrere Einzelfunde von USUV positiven Vögeln im bekannten Epidemiegebiet in Südwestdeutschland entlang des Rheins von Freiburg bis Köln, aber auch weitere Einzelfälle wurden im Raum Halle, Dresden, Erfurt, Berlin sowie in Saarbrücken nachgewiesen. Detailliert sind die 72 Fundorte der USUV-positiven Vögel (Wild- und Zoovögel) für Deutschland im Jahr 2016 auf der Abbildung 2 dargestellt.

Die starke Verbreitung des USUV in 2016 hat natürlich an der deutschen Landesgrenze nicht Halt gemacht, so dass USUV-bedingte Todesfälle unter den Wild- und Zoovögeln auch in den westlichen Nachbarländern, vorrangig in den Niederlanden, Belgien und im Norden Frankreichs nachgewiesen wurden (Cadar et al., 2017).

Die phylogenetischen Untersuchungen der verschiedenen USUV-Ausbrüche seit 2011 zeigen, dass derzeit in Deutschland vier verschiedene USUV-Linien kursieren. Zu der seit 2011 vorherrschenden USUV Europa-3-Linie in Südwestdeutschland kam mit dem Fund einer Amsel aus dem Raum Bonn in 2014 die USUV Afrika-3-Linie hinzu sowie

seit 2015 in Berlin die USUV Afrika-2-Linie. Die Verbreitung dieser 3 Linien im Jahr 2016 sowie der Fund einer neuen USUV-Linie (USUV Europa-5-Linie) im Ausbruchsgeschehen in Nordrhein-Westfalen sind schematisch in der Abbildung 3 dargestellt. Die gleichzeitige Zirkulation verschiedener USUV-Linien in einer Region birgt die Gefahr einer Beschleunigung der Veränderungen innerhalb der Usutu-Viren. Deshalb kann der weitere Verlauf und das USUV-Geschehen unter den Vögeln nicht vorhergesagt werden.

Gemeinsam mit den o.g. Kooperationspartnern führt das FLI weiterführende Überwachungsstudien an Wildvögeln sowie an Stechmücken durch, um die Ausbreitung bekannter Arboviren (wie USUV) und ein erstmaliges Auftreten anderer Arboviren (wie West-Nil- und Sindbis-Viren) rechtzeitig aufzudecken.

Im Falle neurologischer Symptome bei Menschen in Gebieten mit hoher Wildvogelmortalität sollte auch eine mögliche USUV-Infektion differentialdiagnostisch abgeklärt werden. Weitere Informationen zum klinischen Bild, zur Verbreitung, Übertragung und Bekämpfung finden Sie auch unter dem Steckbrief zu Usutu-Virus-Infektionen auf der FLI-Website.

Die Literatur zu diesem Artikel ist bei der Autorin erhältlich (Kontakt: [email protected]).


Abb. 1: Aufbereitung der Proben (links) in Blut getauchtes Genotube nach Lagerung (Mitte) weiter Bearbeitung (rechts) abgeschnittene GenoTube-Fragmente

Abb. 2: Korrelation der real-time PCR-Ergebnisse

Vereinfachtes Probennahmeverfahren für die passive Surveillance der Afrikanischen Schweinepest

Theresa Schwaiger, Laura Zani und Sandra Blome

Friedrich-Loeffler-Institut (FLI), Institut für Virusdiagnostik, Nationales Referenzlabor für Afrikanische Schweinepest

Seit 2014 verbreitet sich die anzeigepflichtige Tierseuche Afrikanische Schweinepest (ASP) im Baltikum und Polen, wobei insbesondere Wildschweine betroffen sind. Ausbrüche in Schwarzwildbeständen gehen üblicherweise mit einer hohen Mortalität einher, weshalb Fallwild Hauptziel der passiven Surveillance in seuchenfreien aber auch gefährdeten Gebieten ist. In Regionen, in denen die Krankheit auftritt, muss außerdem erlegtes Schwarzwild beprobt und virologisch und serologisch untersucht werden. In beiden Fällen ist man auf die Mitarbeit von Jägern und Förstern angewiesen, welche die Beprobung durchführen. Die bisherige Probennahme ist relativ aufwändig und zudem anfällig für Kontamination zwischen den Proben. Um den Vorgang zu vereinfachen, können auch schnelltrocknende Tupfer (z.B. GenoTubes, Prionics/Thermofisher) eingesetzt werden. Der Genomnachweis aus diesen Tupfern wurde bereits im Jahre 2014 umfassend validiert und der Tupfer als Alternativmatrix für Fallwild aus freien Gebieten in die Amtliche Methodensammlung für ASP und Klassische Schweinepest aufgenommen. Bereits in den initialen Studien zeigte sich, dass die Tupfer ebenfalls für den Nachweis von ASP-Antikörpern geeignet wären. Vor dem Hintergrund, dass die Schweinepestverordnung sowohl den virologischen als auch den serologischen Nachweis der ASP in betroffenen Gebieten vorsieht, wurde der Antikörpernachweis an

Abb. 3: Korrelation der ELISA-Ergebnisse und farbig dargestellt die Ergebnisse der LFDs

experimentell gewonnen Tupferproben validiert. Der Genomnachweis wurde erneut in die Studie einbezogen, um die Erfahrungen zu erweitern.

Aufbereitung der ProbenDie mittels Tupfer gewonnen Proben wurden mit den Originalproben (EDTA-Blut aus verschiedenen Tierexperimenten) in akkreditierten diagnostischen Verfahren untersucht und die Ergebnisse miteinander verglichen. Es wurden insgesamt 147 EDTA-Blut- und korrespondierende Serumproben von unterschiedlicher Qualität für die Studie ausgewählt. Die GenoTubes wurden hierfür in das Probenmaterial getaucht und anschließend für mindestens 72 Stunden bei Raumtemperatur gelagert, um den Transport zu simulieren. Danach wurde für die vorgesehenen Tests jeweils ein kleines Fragment vom Tupfer abgeschnitten. Für den Genomnachweis wurde ein etwa stecknadelkopfgroßes Stück abgeschnitten, für den Antikörpernachweis ein rundlich-ovales Stück mit einem Durchmesser von ca. 6-8 mm.

VirusdetektionDas GenoTube-Fragment wurde zunächst in 250 µl phosphatgepufferte Kochsalzlösung überführt und in einem Gewebehomogenisator (TissueLyzer, Qiagen) aufbereitet. Die so gewonnene Probe und die korrespondierende Originalprobe wurden für die automatisierte Extraktion der Nukleinsäuren nach standardisiertem Protokoll eingesetzt. Die Detektion des ASP-Virusgenoms erfolgte für alle Proben mittels Real-Time PCR (ASF-System 1 nach King et al., 2003). Die Ergebnisse zeigten eine enge Korrelation zwischen den ct-Werten der Originalprobe und der Tupferprobe. Lediglich ein Verdünnungseffekt durch die Kochsalzlösung kann in den GenoTube-Proben beobachtet werden, der sich in höheren ct-Werten niederschlug.Die Sensitivität lag bei 98,7 Prozent mit nur einem falsch negativen Ergebnis, welches jedoch nicht auf die Qualität der Tupferprobe an sich zurückzuführen war, da unabhängige Wiederholungen mit demselben Tupfer deutlich positive Ergebnisse aufwiesen (inadäquate Probenaufbereitung im ersten Ansatz). Ein falsch positives Ergebnis führt zu einer Spezifität von 98,1 Prozent. Mit einem ct-Wert von >40

wurde die Probe aber als fraglich positiv eingestuft und hätte weiterer Abklärung bedurft.

AntikörperdetektionFür den Nachweis von ASPV-spezifischen Antikörpern wurde ein weiteres Fragment des GenoTubes zunächst in 200 µl des ELISA-Verdünnungspuffers (ID Screen® African Swine Fever Indirect ELISA, ID Vet, Grabels, Frankreich) überführt und dann über Nacht inkubiert. Alle weiteren Schritte sowie die Verdünnung der originalen Serumproben erfolgten nach Angaben des Herstellers (Protokoll für Filterpapierstanzen). Die Ergebnisse wiesen auch hier eine enge Korrelation zwischen den Antikörperleveln der Tupfer- und der korrespondierenden Serumprobe auf. Ein Verdünnungseffekt der GenoTube Proben tritt in diesem Fall nicht in Erscheinung, da die Serumproben ebenfalls verdünnt werden. Die Sensitivität betrug 93,1 Prozent, mit vier falsch negativen Ergebnissen, während die Spezifität bei 100 Prozent lag.

Lateral Flow Device (LFD)Um die Eignung einer komplett dezentralen Diagnostik zu prüfen, wurden die kürzlich kommerzialisierten Antikörper Lateral-Flow-Devices der Firma Ingenasa (INGEZIM PPA CROM) erprobt. Im Detail wurde ein weiteres GenoTube

Fragment in 200 µl Verdünnungspuffer inkubiert. Im Anschluss wurden 50 µl der so verdünnten Probe im LFD auf ASPV-spezifische Antikörper getestet. Diese Ergebnisse wurden mit den Resultaten des GenoTube ELISA verglichen: Die Sensitivität der LFDs lag bei 96,2 Prozent und die Spezifität bei 93,8 Prozent.

SchlussfolgerungenAuf Basis der erhobenen Daten stellen die GenoTubes eine geeignete Alternative zu den bisherigen Probennahmeverfahren dar. Gegenüber den bisher eingesetzten Blutröhrchen ist die Probennahme mittels GenoTube deutlich einfacher und kontaminationsärmer. Ein weiterer Vorteil dieser Tupfer ist die nicht notwendige Kühlung bei Transport und Lagerung. Außerdem ist es möglich, mit einer Probenmatrix verschiedene diagnostische Tests durchzuführen. Nur in einem Fall konnte im ersten Versuch kein Virusgenom mittels PCR in der GenoTube Probe detektiert werden, obwohl die Ausgangsprobe ein positives PCR-Ergebnis lieferte. Vier GenoTube Proben lieferten zwar falsch negative Ergebnisse im Antikörper-ELISA, wiesen jedoch alle ein positives Real-Time PCR-Ergebnis auf. Somit wäre in keinem Fall ein infiziertes Tier der Routinediagnostik bei Verwendung der GenoTubes entgangen.


Molekulare Diagnostik von Capripockenviren

Karin Pinger, Christian Korthase und Bernd Hoffmann

Friedrich-Loeffler-Institut (FLI), Institut für Virusdiagnostik, Nationales Referenzlabor für die Pockenseuche der Schafe und Ziegen und Nationales Referenzlabor für Lumpy-skin-Krankheit (Capripox)

Im Jahre 2016 breitete sich in vielen Ländern des Balkans die Lumpy Skin Disease (LSD) aus. Um in Deutschland für eventuell anstehende diagnostische Anforderungen gewappnet zu sein, wurde beschlossen, an die regionalen Untersuchungsämter die Real-Time PCR zum Nachweis von Capripocken zu transferieren und deren Etablierung im Rahmen eines Ringtests zu evaluieren. Der Methodentransfer und der Ringtest wurden inzwischen erfolgreich abgeschlossen. Der nachfolgende Bericht fasst die Ergebnisse des Ringtestes zusammen und liefert darüber hinaus Resultate des NRL-LSD hinsichtlich der Extraktion von Capripockenvirus-DNA aus verschiedenen biologischen Matrices.

qPCR Ringtest zur Detektion von Capripockenvirus-GenomIm September 2016 erfolgte die Übermittlung des Real-Time PCR Protokolls zum Nachweis von Capripockenvirus-Genom an die regionalen Untersuchungseinrichtungen sowie die Ankündigung eines entsprechenden Ringtestes. Am 10. Oktober 2016 wurden zwei Panel an DNA-Proben an die interessierten Labore übersendet. Das Panel 1 bestand aus einer Verdünnungsreihe von LSDV-DNA zur Etablierung des übermittelten qPCR-Protokolls. Panel 2 umfasste das eigentliche Ringtest-Panel mit insgesamt 12 DNA-Blind-Proben (siehe Tabelle 1). In diesem Panel waren verschiedene Genom-Lasten von Capripoxviren sowie auch zwei negative Proben enthalten. Die teilnehmenden Labore hatten bis Anfang Januar 2017 Zeit, den empfohlenen oder einen alternativen PCR Assay zu etablieren und die Ringtestdaten in einem vorbereiteten Auswerteformular zurück zu senden. Insgesamt nahmen 25 regionale Ämter der Länder, das Bundeswehrinstitut in Kronshagen, das Institut für Virologie und Immunologie in Mittelhäusern (IVI; Schweiz), die Österreichische Agentur für Gesundheit und Ernährungssicherheit GmbH in Mödling (AGES; Österreich) und ein regionales Untersuchungslabor in Serbien an dem Ringtest teil.

Aufgrund der zurück gemeldeten Erfahrungen und der Ringtest-Resultate der Labore kann festgestellt werden, dass die Etablierung der Capripox-qPCR in den Laboren ohne Probleme erfolgte. Alle 29 teilnehmenden Labore übermittelten komplett richtig positive und negative Ergebnisse für alle übersandten Proben, inklusive der grenzwertigen Proben der Verdünnungsreihe.

Vergleich von Standard-Extraktionsverfahren zur Isolierung von LSDV-DNAAufgrund der Tatsache, dass Capripockenviren aktuell in Deutschland nur unter höheren Sicherheitsbedingungen bearbeitet werden können, wurde auf die Versendung von virushaltigem Originalmaterial im Ringtest verzichtet. Um den regionalen Untersuchungseinrichtungen dennoch Hinweise für die zur molekularen Diagnostik von Capripocken notwendige DNA-Extraktion zu geben, wurde am NRL-LSD eine Vergleichsstudie zur LSDV-DNA-Extraktion durchgeführt. Dazu wurden die Proben von 16 LSDV-positiven und zwei negativen Proben mit acht verschiedenen Verfahren extrahiert. Neben automatisierten Magnetic Beads Verfahren wurden auch manuelle und automatisierte Verfahren basierend auf der Silica-Membrane-Technologie getestet (siehe Tabelle 2). Alle Extraktionen wurden doppelt durchgeführt und in der vom NRL-LSD empfohlenen qPCR vergleichend getestet. Die analysierten Proben stammten alle aus einer kürzlich am NRL-LSD durchgeführten tierexperimentellen Studie, in der Rinder mit LSDV infiziert wurden. Sie repräsentieren die häufigsten Probenmatrices zur LSD-Diagnostik.Die Ergebnisse des Vergleiches der Extraktions-Methoden sind in Tabelle 2 zusammengestellt und zeigen, dass grundsätzlich alle getesteten Kits geeignet sind, um sensitiv Capripocken-DNA aus unterschiedlichen Matrices zu isolieren.

FazitBasierend auf den Ergebnissen des Extraktionskit-Vergleiches und den sehr guten Resultaten im Capripocken-qPCR-Ringtest kann davon ausgegangen werden, dass bei Verwendung von Standard-Extraktionskits und den empfohlenen qPCR-Methoden die Genom-Detektion von Capripockenviren sensitiv und spezifisch realisiert werden kann.

Tab.1:

Tab.2:

Abb.: Gemeldete Ausbrüche von Lumpy Skin Disease auf dem Balkan sowie weiter östlich gelegenen Staaten von 1.1.2015 bis 9.5.2017


Tab. 1: Einsendung an das NRL zur Diagnostik der Small Rumi-nant Lentivirus (SRLV)- Infektionen

Tab. 2: Im Ringtest verwendete Testkits und deren Häufigkeit in der Anwendung (in Deutschland zugelassene Kits sind gelb markiert)

Tab. 3: Diagnostikkits mit ähnlichen Ergebnissen für die Schafseren

Abb. 1: Vergleich der Summen übereinstimmender Befunde für die Ziegenseren

Abb. 2: Vergleich der Summen übereinstimmender Befunde für die Schafseren

Abb. 3: Vergleich der Schafseren an Hand der Häufigkeit von Befunden, die mit den Diagnostikkits von IDEXX, Immunoblot und den beiden Eradikits ermittelt wurden (Gruppe 1)

Abb. 4: Vergleich der Schafseren an Hand der Häufigkeit von Be-funden, die mit den Diagnostikkits von IDScreen; LSIVet; VMRD, IDScreen und ELI-Test ermittelt wurden (Gruppe 2)

Gibt es aktuell bei der MV/CAE - Diagnostik ein Problem?

Günter Kotterba

Friedrich-Loeffler-Institut (FLI), Institut für Infektionsmedizin, Nationales Referenzlabor für Maedi Visna (MV) und Caprine Arthritis-Enzephalitis (CAE)

Auf Grund der tierseuchenrechtlichen Einordnung der Enzootischen Rinderleukose als anzeigepflichtige Tierkrankheit ist das Nationale Referenzlabor für Enzootische Rinderleukose (ERL), Maedi Visna (MV) und Caprine Arthritis und Enzephalitis (CAE) - folgend als NRL bezeichnet - schwerpunktmäßig auf die Diagnostik der ERL ausgerichtet. Durch die Einordnung der MV als meldepflichtige Tierkrankheit und einer geringen Zahl von Einsendungen hatte die Diagnostik der MV- und CAE bis 2014 keinen hohen Stellenwert. Von diesem Zeitpunkt an erhöhte sich die Anzahl der an das NRL eingesandten Schaf- und Ziegenseren stetig (siehe Tab. 1).

Jahr MV (Anzahl) CAE (Anzahl)

Einsendungen Proben Einsendungen Proben

2013 0 0 1 1

2014 2 2 7 19

2015 6 11 14 93

2016* 6 58 19 50

Auf Anfrage durch das NRL berichteten die Landesuntersuchungsämter übereinstimmend, dass bei der serologischen Untersuchung freier Bestände immer häufiger einzelne Tiere auffallen, die serologisch positiv reagieren. Weiterhin wurde eine verstärkte Wahrnehmung der Arbeit des NRL angegeben.

Als Reaktion auf diese Entwicklung beschloss das NRL im Juni 2016 einen nationalen MV/CAE-Ringtest zu organisieren. Aufgrund des regen Interesses von Seiten entsprechender Diagnostika-Hersteller und ausländischer Laboratorien entwickelte sich aus dem geplanten nationalen Ringtest ein internationaler MV/CAE-Ringtest mit insgesamt 30 Teilnehmern aus sieben Ländern. Deutschland war am Ringtest mit 19, Österreich mit drei, die Schweiz, Italien und Frankreich waren jeweils mit zwei und die USA und Israel mit jeweils einem Labor vertreten.

Material und MethodenEs wurden fünf Ziegen- und sechs Schafseren eingesetzt, die freundlicherweise durch den Kollegen Prof. Dr. Ganter

von der TiHo Hannover zur Verfügung gestellt wurden. Die Seren stammten von getöteten Tieren und waren durch klinische und pathologische Untersuchungsbefunde sehr gut charakterisiert. Unter Beachtung dieser Befunde und des Herdenstatus wurden die Seren durch das NRL als SRLV-Antikörper positive oder negative Seren klassifiziert.Für Deutschland sind zur serologischen Diagnostik der SRLV-Infektionen nur drei ELISA-Tests zugelassen. Auf Grund der internationalen Beteiligung wurden die Seren mit insgesamt zwölf Testkits untersucht (siehe Tab. 2).

Wegen der für Deutschland geltenden Zulassungsbeschrän-kung kann man aus der Häufigkeit der Anwendung keine Bevorzugung einzelner Tests ableiten.

Ergebnisse der UntersuchungenWie in Abb. 1 ersichtlich, wurden die Ziegenseren bis auf sehr

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Häufigkeit 8 15 14 2 3 1 2 4 3 2 2 1

Kategorie 1 Kategorie 2IDEXX CAE/MVV Total Ab IDScreen MVV/CAEV Indirect

IDEXX MVV/CAEV P28 Ab Verification LSIVet Ruminant MV/CAEV-Serum

IDEXX MVV/CAEV P28 Ab Screening VMRD Small Ruminat Lentivirus AB Kit

Eradikit starter, (F-genotyping) (in3diagnostik) IDScreen MVV/CAEV Indirect Confirmation Eradikit Screening SRLV

Immunoblot ELI – Test

wenige Ausnahmen von allen Teilnehmern richtig erkannt.Die Mehrzahl der Teilnehmer hat die Ziegenseren korrekt bewertet. Das war bei den Schafseren leider nicht der Fall (siehe Abb. 2).Wie in Abb. 2 ersichtlich, wurden nur das negativ klassifizierte

Serum 7 und das positiv klassifizierte Serum 8 von allen richtig erkannt. Die positiv klassifizierten Seren 6, 8, 9, 10 und 11 wurden dagegen teilweise nicht korrekt bewertet, wobei ein Zusammenhang zwischen dem Ergebnis und dem verwendeten Test auffiel. Anhand der Ergebnisse kann man die Tests in zwei Kategorien einteilen (siehe Tab. 3).Um diese Eingruppierung anschaulich zu machen, werden die Ergebnisse der beiden Kategorien getrennt in den folgenden Diagrammen gegenübergestellt (Abb. 3 und 4).

Wie bereits festgestellt, wurden nur die beiden Seren 7 und 8 einheitlich bewertet. Die positiv klassifizierten Seren 6, 9,10 und 11 wurden dagegen mit den Testkits der Kategorie 1 überwiegend negativ und mit den Testkits der Kategorie 2 positiv bewertet.

Der Grund für die unterschiedlichen Ergebnisse ist noch nicht geklärt. Somit lässt dieser Vergleich keine Bewertung der diagnostischen Relevanz einzelner Tests für Schafseren zu. Es sind weitere Untersuchungen notwendig. Dabei ist stets zu beachten, dass die Diagnostik von Lentivirusinfektionen wegen der hohen Variabilität des Erregers dynamisch und deshalb oft schwierig ist.


DiaMETA-net — Metagenom-Diagnostik national vernetzt

Claudia Wylezich, Dirk Höper, Anne Pohlmann und Martin Beer

Friedrich-Loeffler-Institut (FLI), Institut für Virusdiagnostik, Greifswald - Insel Riems

Genom-Untersuchungen sind im Zeitalter neuer Sequenzierungsmethoden (Next-Generation Sequencing [NGS]) schnell realisierbar und werden zudem immer kostengünstiger. Mittels NGS ist außerdem eine Hochdurchsatz-Bearbeitung mehrerer Proben gleichzeitig möglich. Von Metagenom-Untersuchungen oder „Metagenomics“ spricht man, wenn die Genome aller in der Probe enthaltenen Organismen einschließlich Pathogene simultan untersucht werden. Dafür werden während der Probenaufbereitung keine Taxon-spezifischen Primer oder Vervielfältigungstechniken (PCR, Klonierung) verwendet, weshalb die Analyse weitgehend unverfälscht ist. Die Umweltwissenschaften machen sich diesen Ansatz zunutze, um beispielsweise das Arteninventar und das genetische Repertoire von Lebensräumen zu erfassen sowie die Arten anhand von Gensequenzen taxonomisch und teilweise funktionell einzuordnen.

Im Diagnostik-Bereich sind für die meisten Krankheitserre-ger hochspezifische und zuverlässige Diagnostikwerkzeuge verfügbar. Im Gegensatz dazu ist die Diagnose unbekannter Pathogene — neuartiger oder mit Standardverfahren kaum nachzuweisender Krankheiterreger oder Erregerkombi-nationen — oft sehr schwierig. Solche unbekannten oder veränderten Pathogene können aber teils schwere Erkrankun-gen bei Mensch und Tier hervorrufen, und deren verzögerte Diagnose kann fatale Folgen für betroffene Patienten oder Tierbestände haben.

Für derartige Krankheitsgeschehen ist bisher keine fundierte Standarddiagnostik verfügbar und gezielte Diagnostik-verfahren führen oft nicht zur Identifizierung des Erregers. Hier kann die Metagenomdiagnostik mittels NGS-Techniken weiterhelfen, da sie eine sehr breite Detektion und Charak-terisierung von Pathogenen erlaubt. Dieser Sequenz-basierte ungezielte Ansatz beruht darauf, dass nahezu alle Pathogene — Viren, Bakterien, Parasiten — ihre Erbinformation mittels Nukleinsäuren (DNA oder RNA) gespeichert haben und somit gleichermaßen in Form von Gensequenzen detektiert werden können. So kann man auch (neuen) Pathogenen auf die Spur kommen, deren Erbinformation nur moderate Ähnlichkeit zu bekannten Erregern zeigt.

Während gezielte Diagnostikverfahren anhand von bekann-ten Erreger-Sequenzen entwickelt und mit entsprechen-dem Probenmaterial validiert werden können, ist die Vali-dierung ungezielter Metagenomdiagnosetechniken kaum möglich. Das im Ausbruchsfall zur Verfügung stehende

SchlussfolgerungenWie die Ergebnisse des Ringtests zeigen, gibt es einen Klärungsbedarf hinsichtlich der serologischen MV- und CAE-Diagnostik. Um die Ursachen der angesprochenen Probleme zu klären, wurden die folgenden ersten Schritte unternommen:

1. Einladung aller Teilnehmer zu einer Diskussion der Ergebnisse des Ringtests. Dazu fand am 19.09.2016 ein erstes Treffen auf der Insel Riems mit folgenden Teilnehmern statt: Prof. Dr. Sergio Rosati (Universität Turin), Prof. Dr. Martin Ganter (TiHo Hannover), Prof. Dr. Martin Beer (FLI, Institut für Virusdiagnostik), Dr. Babett Ahrens (Landwirtschaftliche Untersuchungs- und Forschungsanstalt (LUFA) Nord-West, Oldenburg), Antje Hamann-Thölken (Schaf- und Ziegengesundheitsdienst Niedersachsen), Dr. Patricia König (FLI, Institut für Virusdiagnostik), DVM Günter Kotterba (FLI, Institut für Infektionsmedizin). Diese Diskussion wird aktuell online und per Telefonat weitergeführt.

2. Da vermutet wird, dass die im Kit verwendeten Antigenkomponenten für die unterschiedliche Reaktivität der ELISA-Tests verantwortlich sind, wurde eine Umfrage gestartet, die zurzeit noch nicht abgeschlossen ist. Eine öffentliche Auswertung dieser Umfrage ist jedoch nur möglich, wenn die Hersteller die verwendeten AG-Komponenten offenlegen.

3. Unter Leitung des NRL wurde mit dem Aufbau einer Sammlung von Schaf- und Ziegenseren begonnen, die als zukünftige Referenzseren für die Diagnostik von SRLV-Infektionen, wie z.B. für Vergleichsuntersuchungen, Chargenprüfung u.a. genutzt werden können. Das große Ziel ist es, einen Referenzstandard für die Diagnostik von SRLV-Infektionen zu etablieren. Nach entsprechender Charakterisierung stehen diese Referenzseren interessierten Laboren zur Verfügung. In Zusammenarbeit mit Dr. Jens Böttcher vom Tiergesundheitsdienst Bayern wurden bereits erste Ziegenseren gewonnen. Die Vorbereitungen zur Gewinnung geeigneter Schafseren laufen.

4. Im Ergebnis des Ringtests wurde von der Firma In3diagnostik ein Antrag auf Zulassung des ERADIKIT Screening- und des ERADIKIT Starter- Kits für Deutschland gestellt. Mit dem Starter-Kit können dann auch die deutschen Schaf- und Ziegenbestände auf SRLV-Subklassen untersucht werden.

5. Um sich nachhaltig für eine Verbesserung der Diagnostik der SRLV-Infektionen einzusetzen, nutzt das NRL die mit dem Ringtest entstandenen Kontakte für den Aufbau eines Netzwerkes mit universitären Einrichtungen, Untersuchungslaboren und Herstellern von Diagnostikkits als Beratungs- und Diskussionsplattform.

Das NRL bedankt sich bei allen Ringtestteilnehmern, die an der Diskussion der Ergebnisse teilgenommen haben und die das NRL beim Aufbau der Serumbank unterstützen. Ein besonderer Dank gilt Frau Kerstin Wink-Kruschke für ihre exzellente Laborassistenz im NRL.

Probenmaterial kann sehr unterschiedlich sein und die zum Abgleich neuer Gensequenzen vorhandenen Referenzdaten-banken sind nach wie vor sehr unvollständig. Daher erfordert die Metagenomdiagnostik bestimmte Bedingungen. Dies ist zum einen ein umfassender Zellaufschluss zu Beginn, um alle Nukleinsäuren verfügbar zu machen. Zum anderen sollte die Probenaufbereitung bis hin zur Sequenzierung besonders schonend sein, um möglichst wenig Erbinformation während dieses Prozesses zu verlieren. Um RNA-Viren nicht von vorn-herein aus dem Datensatz auszuschließen, empfiehlt es sich die RNA zu extrahieren und diese dann erst in cDNA umzu-schreiben, anstatt gleich — wie üblich — DNA als Ausgangs-material zu nutzen.

Zukünftig sind weitere Optimierungen und Standardisierungen notwendig, um die NGS-basierte Diagnostik ausreichend sicher und reproduzierbar zu machen.

Unter dem Kürzel DiaMETA-net hat sich daher nun das Deutsche Netzwerk für Metagenomdiagnostik in der Infektionsmedizin organisiert. In diesem Netzwerk haben sich Arbeitsgruppen zusammengefunden, die in der Infektionsmedizin tätig sind und im Rahmen der Diagnostik NGS einsetzen. Das Netzwerk ist fachübergreifend

organisiert und die Forschungsgebiete umfassen sowohl Human- und Veterinärmedizin, Lebensmittelsicherheit als auch Parasitologie, Mikrobiologie und Virologie.

Als Auftakt fand im Herbst 2016 am Robert-Koch-Institut (RKI) in Berlin ein erster Workshop statt. Die Wissenschaftlerinnen und Wissenschaftler haben in konstruktiver Atmosphäre gemeinsame Probleme und Hürden der noch relativ jungen Methode der Metagenomdiagnostik in der Infektionsmedizin ausgelotet und Lücken festgestellt, die sie zukünftig gemeinsam schließen wollen. Der nächste Workshop wird voraussichtlich im Juni dieses Jahres stattfinden.

Kontakt

Prof. Dr. Martin BeerLeiter Institut für Virusdiagnostik (IVD) Telefon: +49 38351 7-1200E-Mail:[email protected] Website: diameta-net.fli.de

Abb.: Eine noch kleine, aber hochinteressierte Gemeinschaft - DiaMETA-net Workshop am 11.11. 2016 am RKI in Berlin (v.l.n.r.: A. Rado-nic, RKI; M. Ulrich, RKI; A. Düx, RKI; B. Renard, RKI; A. Brinkmann, RKI; T. Semmler, RKI; V. Corman, Universität Bonn; A. Pohlmann, FLI; A. Grundhoff, HPI Universität Hamburg; M. Marz, Universität Jena; N. Fischer, UKE; C. Wylezich, FLI; C. Deneke, RKI/BfR; M. Beer, FLI; D. Höper, FLI; A. Hiergeist, Universität Regensburg; A. Andrusch, RKI; M. Fischer, RKI; Fotograf: Hans-Günter Bredow, RKI)


Konzept zur Bekämpfung des Kleinen Beutenkäfers in Deutschland

Marc Oliver Schäfer

Friedrich-Loeffler-Institut (FLI), Institut für Infektionsmedizin, Nationales Referenzlabor für Bienen-krankheiten

Der Kleine Beutenkäfer (Aethina tumida) ist ein Schädling der Honigbienen (Apis mellifera). Im Larvenstadium ernährt sich der Kleine Beutenkäfer von Brut, Pollen und Honig und kann so das Bienenvolk schädigen. Ursprünglich ist der Kleine Beutenkäfer in Afrika südlich der Sahara beheimatet. Der dunkelbraun bis schwarz gefärbte Kleine Beutenkäfer gehört zur Familie der Glanzkäfer (Nitidulidae). Die befruchteten Weibchen legen ihre Eier in engen Spalten im Inneren der Bienenbeute ab um diese vor den Bienen zu schützen. Kann das Bienenvolk nicht alle Brutwaben schützen, beißen sie auch Löcher in Brutzellen und legen Eier direkt zur Bienenbrut. Die weißliche Junglarve schlüpft nach ca. drei Tagen und verlässt nach weiteren 10 bis 16 Tagen als sogenannte Wanderlarve (ca. einen Zentimeter lang) den Bienenstock. Zur Verpuppung bohren diese sich meist in unmittelbarer Nähe des Fluglochs in den Boden. Etwa drei bis vier Wochen später (temperaturabhängig sehr variabel: 8 – 84 Tage) schlüpft die neue Generation.

Während ihrer Entwicklung fressen die Larven Honig, Pollen und Brut und zerstören dabei nicht nur die Waben, sondern verderben auch den Honig, welcher bei starkem Befall vergoren und faulig riechend aus den Waben auf den Beutenboden und schließlich aus dem Flugloch oder durchs Bodengitter läuft.

Verbreitung – Situation in EuropaDurch den weltweiten Handel mit Bienen wurde der Käfer um die Jahrtausendwende nach Amerika und Australien eingeschleppt und breitete sich dort in kürzester Zeit über weite Gebiete aus. Trotz EU-weiten Einfuhrbeschrän-kungen wurde Aethina tumida im September 2014 in Süditalien (Kalabrien und Sizilien) nachgewiesen. Während die Schutzmaßnahmen für Sizilien aufgehoben werden konnten (DURCHFÜHRUNGSBESCHLUSS (EU) 2017/370 DER KOMMISSION vom 1. März 2017), ist die Situation in Kalabrien unverändert besorgniserregend. Bienen, Hummeln, unverarbeitete Imkereinebenprodukte, gebrauchtes Imkerei-material oder für den menschlichen Verzehr bestimmter Wabenhonig aus Kalabrien dürfen weiterhin nicht in die EU verbracht werden (DURCHFÜHRUNGSBESCHLUSS 014/909/EU DER KOMMISSION vom 12. Dezember 2014).

Das Auftreten des Kleinen Beutekäfers ist anzeigepflichtig. Als Rechtsgrundlage für die Bekämpfung gilt die Bienen-seuchenverordnung (BienSeuchV). Oberstes Ziel ist es, die

Einschleppung und Verbreitung zu verhindern. Das Nationale Referenzlabor für Bienenkrankheiten (NRL) erstellte daher ein Konzept zur Bekämpfung des Kleinen Beutenkäfers.

Verdacht auf Befall Der Verdacht eines Befalls liegt vor, sobald Eier, Larven oder adulte Käfer, die den morphologischen Bestimmungs-merkmalen von Kleinen Beutenkäfern nahe oder gleich-kommen, im Bienenstock, am Bienenstand oder im imker-lichen Betrieb (z.B. Lagerraum, Schleuderraum) aufgefunden werden, oder eine Gemüll-Untersuchung zum positiven Ergebnis kommt.

Bei Erhärtung des Verdachtes sind verdächtige Eier, Larven und/oder Käfer zur Abklärung unverzüglich an das NRL zu senden. Für den Versand eignen sich bruchfeste, gut verschließbare Gefäße. Vor dem Versand müssen alle verdächtigen Tiere (z.B. durch Einfrieren der Probengefäße über Nacht) abgetötet werden. Lebende Tiere dürfen auf keinen Fall versendet werden!

Bis zur endgültigen Bewertung unterliegen die Bienenstände, aus denen verdächtige Individuen entnommen und zur Untersuchung eingesandt wurden, der von der zuständigen Behörde anzuordnenden Sperre. Bienenvölker und Bienen dürfen nicht vom Standort entfernt und es dürfen keine Bienenvölker und Bienen an den Standort verbracht werden; dies gilt u.a. auch für Waben, Wachs, nicht besetzte Beutenteile und sonstige Gerätschaften. Der Stand darf nur noch vom Besitzer oder besonders beauftragten Personen betreten werden (§ 17 BienSeuchV).

Eine Ausrottung erscheint nur möglich, wenn der Befall mit Aethina tumida sehr früh erkannt und der zuständigen Behörde unmittelbar angezeigt wird. Die zuständige Behörde sollte zum Zeitpunkt der Einschleppung bereits über ein Konzept zur Bekämpfung verfügen und eine vertrauensvolle Zusammenarbeit sollte das gemeinsame Ziel aller betei-ligten Akteure sein. Untersuchungen in Australien haben gezeigt, dass sich nicht alle adulten Kleinen Beutenkäfer innerhalb der Bienenvölker befinden, sondern sich vor allem in den Sommermonaten auch außerhalb des Bienenstocks aufhalten. Deshalb müssen bei Vernichtung der Bienenvölker eines befallenen Bienenstandes unmittelbar Sentinel-Völker aufgestellt werden, um einer weiteren Verbreitung von A. tumida entgegenzuwirken.

DiagnoseDie sicherste Methode zur Diagnose des Befalls mit Kleinen Beutenkäfern ist die Durchsicht der Völker nach adulten Käfern und/oder Larven. Zusätzlich sollten nach einer Durchsicht Fallen zum Nachweis von Aethina tumida eingesetzt werden. Im Labor können neben der morpho-logischen Charakterisierung auch Gemüll-Proben mittels molekularbiologischen Methoden untersucht werden.

BekämpfungsmaßnahmenWerden adulte Käfer gefunden und ist in der zuständigen

Behörde eine eindeutige Identifikation des Kleinen Beuten-käfers anhand charakteristischer Merkmale möglich, kann die zuständige Behörde bereits vor der amtlichen Abklärung durch das NRL Schutzmaßnahmen zur Bekämpfung bzw. Ausrottung anordnen. Bei Bestätigung werden zudem epide-miologische Untersuchungen angeordnet, um die Ursache der Einschleppung zu klären.

Am befallenen Bienenstand werden alle Bienenvölker ausge-nommen der Sentinel-Völker getötet sowie alle Bienenwoh-nungen, Mittelwände, Waben, Wabenteile, Wabenabfälle, das Wachs, die Futtervorräte und alle ähnlichen Gegenstände, die mit dem Kleinen Beutenkäfer in Berührung gekommen sein könnten, unschädlich beseitigt (z.B. durch Verbrennen) und alle Gerätschaften gereinigt. Die Sentinel-Völker sind mit effektiven Kleiner Beutenkäfer-Fallen auszustatten und unterliegen der Aufsicht durch die zuständige Behörde. Ebenso müssen sämtliche Völker im Sperrbezirk einer Durchsicht unterzogen und mit Fallen ausgestattet werden.

In Deutschland ist kein für die Behandlung im Bienenvolk geeignetes Tierarzneimittel zugelassen. Im Rahmen der Umwidmung nach § 56a Arzneimittelgesetz (AMG) ist allerdings unter bestimmten Voraussetzungen die Behandlung mit in anderen Mitgliedstaaten zugelassenen Tierarzneimitteln möglich. Hierbei sind die Bestimmungen von § 73 Absatz 3a AMG (u.a. Anzeige bei der zuständigen Behörde von Bezug und Verschreibung durch Tierärzte) zu beachten.

Auch der Boden in direkter Umgebung befallener Bienen-stöcke birgt die Gefahr einer Reinfektion aufgrund der sich darin evtl. verpuppenden Larven des Kleinen Beutenkäfers. Je nach epidemiologischer Situation muss auch dieser behandelt werden. Der etwaige Einsatz von Pyrethroiden zu Behandlung des Bodens sollte auf die Phase der Ausrottung beschränkt bleiben um die Umwelt nicht unnötig zu belasten. Alternativen hierzu könnten beispielsweise eine oberflächige Abtragung des Bodens am Bienenstand mit anschließender Tiefkühlung oder Hitzebehandlung darstellen.

Das ausführliche Bekämpfungskonzept steht auf der Inter-netseite des NRL für Bienenkrankheiten sowie unter den Informationen zu Tierseuchen und Tierkrankheiten in der Rubrik Publikationen auf www.fli.de zur Verfügung.

Abb. 1: Adulter Kleiner Beutenkäfer in einem BienenstockAbb. 2: Junglarven auf einer WabeAbb. 3: Wanderlarvenstadium des Kleinen BeutenkäfersAbb. 4: Eier des Kleinen Beutenkäfers auf geöffneten Zellen einer BrutwabeAbb. 5: Puppe des Kleinen BeutenkäfersAbb. 6: Stark befallene Wabe mit Larven

Abbildungen auf der rechten Seite:Reihenfolge von oben nach unten, oben Abb.1, unten Abb. 6


Martin H. Groschup und Miriam A. Sas

Friedrich-Loeffler-Institut (FLI), Institut für neue und neuartige Tierseuchenerreger, Nationales Referenzlabor für Krim-Kongo-Hämorrhagisches-Fieber-Virus

Krim-Kongo-Hämorrhagisches-Fieber-Virus – ein tödliches zoonotisches Arbovirus – Bericht aus dem Nationalen Referenzlabor am FLI

Das Krim-Kongo-Hämorrhagische-Fieber-Virus (CCHFV) ist ein Orthonairovirus aus der Ordnung Bunyavirales und darin aus der Familie der Nairoviridae. CCHFV wird durch Zecken (ins. Gattung Hyalomma) bei der Blutmahlzeit auf eine Vielzahl von Wirbeltierarten (einschl. Mensch) übertragen. Damit zählt es zu den so genannten „Arboviren“ (arthropod borne viruses), also durch Arthropoden/Gliederfüßer übertragene Viren. Im Gegensatz zu den Tieren, bei denen die Infektion kurzzeitig virämisch aber ansonsten klinisch symptomlos verläuft, verursacht CCHFV beim Menschen schwerwiegende klinische Symptome bis hin zu tödlichen hämorrhagischen Fiebern (Abb. 1). Humane Erkrankungen werden regelmäßig in verschiedenen Ländern Afrikas, Asiens und Südosteuropas (Türkei, Bulgarien, Mazedonien, Albanien, Kosovo) beobachtet. In der Türkei (vorwiegend Zentralanatolien) erkranken jährlich ca. 1.000 Personen an CCHF, davon ca. 50 Fälle mit tödlichem Ausgang. Im

Abb.1: Klinische Symptomatik des Krim-Kongo-Hämorrhagischen-Fiebers: Fieber, Übelkeit, Durchfall, Erbrechen, Muskelschmerzen, hämorrhagische Diathese (Bild) und Tod, Foto v Prof. Dr. Hurrem Bodur, Ankara Numune Education and Research Hospital, Turkey

Abb. 2: Jährlich bei der WHO gemeldete humane CCHF-Fälle. Aktualisierte CCHF-Verbreitungskarte basierend auf einer von der WHO erstellten Vorlage, http://www.who.int/csr/disease/crimean_congoHF/Global_CCHFRisk_20080918.png?ua=1.

Abb. 3: Hyalomma Zecken sind Hauptvektor von CCHFVA. Verbreitung der Hyalomma marginatum-Zecken in Europa, B. Dorsale Ansicht einer Hyalomma-ZeckeQuelle: ECDC/EFSA

Abb. 4: Infektionszyklus des Krim-Kongo-Hämorrhagischen-Fieber-Virus.Der Lebenszyklus der Zecke ist mit grauen Pfeilen dargestellt. Rote Pfeile und rote Umrandungen symbolisieren die möglichen Übertragungszeitpunkte des Virus. Innerhalb der Zeckenpopulation findet venerale, transovarielle und transstadiale Übertragung statt. Auf kleine Säugetiere wird CCHFV vornehmlich von Larven und Nymphen übertragen, auf große Säugetiere vor allem von adulten Zecken. Menschen können sich mit CCHFV durch Zeckenstiche und Kontakt zu Gewebe, Blut und anderen Körperflüssigkeiten virämischer Tiere und infizierter Menschen (nosokomiale Infektion) anstecken; auch das Zerdrücken von Zecken kann zur Infektion führen.

Abb. 5: Vorbereitungen zur Durchführung von CCHF-Infektionsversuchen bei Rindern unter BSL4-Bedingungen

Sommer 2016 trat erstmals ein tödlicher autochtoner CCHF-Fall in Spanien auf sowie eine Erkrankung bei einer Krankenschwester, die diesen Patienten betreute (Abb. 2).

ÜbertragungZecken (primär Hyalomma spp.) stellen für CCHFV nicht nur den Vektor, sondern auch das Reservoir dar (Abb. 3). Das CCHFV-Vorkommen ist deshalb sehr eng an das des Vektors geknüpft. Hyalomma spp. bevorzugen ein trockenes und warmes Klima mit weniger dichter Vegetation und kommen natürlicherweise nur bis zum 46. Grad nördlicher Breite vor. Aufgrund der Übertragbarkeit durch Zecken sowie virämischer Tiere und Menschen tritt CCHF in endemischen Ländern einerseits häufig bei Bauern und Schäfern, Tierärzten und Schlachthofmitarbeitern und andererseits bei medizinischem Personal auf (Abb. 4).

InfektionsverlaufCCHFV infiziert eine Vielzahl von Säugetieren (z.B. Mäuse, Kaninchen, Schafe, Ziegen und Rinder) sowie Straußenvögel. Andere Vogelspezies scheinen nicht empfänglich zu sein; auch im Tierversuch konnten bei Vögeln weder Virusmaterial noch CCHFV-spezifische Antikörper nachgewiesen werden. Dennoch spielen zeckenbefallene Vögel bei der Ausbreitung des CCHFV über weite Distanzen eine Rolle.Bei Humaninfektionen hängt die Inkubationszeit vom Übertragungsweg ab und beträgt nach Zeckenstichen 1-3 Tage, bei Blut- oder Gewebekontakt 5-6 Tage. Erste Anzeichen für eine CCHFV-Infektion beim Menschen sind unspezifisch und beginnen mit hohem Fieber, Schwindel, Magen-Darm-Symptomen, Kopf-, Glieder- und Muskelschmerzen. Die hämorrhagische Phase mit Blutungen in verschiedenen Organen (v.a. Haut, Magen-Darm-Takt, Urogenital-Trakt)

dauert meist nur 2-3 Tage. Im Verlauf der Erkrankung können Hepatitis, Pneumonie und kardiovaskuläre Störungen auftreten, die zum Tod durch Multiorganversagen führen können. Patienten können die hämorrhagische Phase überleben und das Virus eliminieren, jedoch schließt sich eine lange Rekonvaleszenz an.

Prophylaxe und TherapieDerzeit gibt es für CCHFV keinen für Mensch und Tier zugelassenen Impfstoff, eine kurative Therapie ist ebenfalls nicht möglich. Die Letalität beim Menschen liegt zwischen 5 – 50% und hängt vom jeweiligen Erregerstamm sowie der verfügbaren medizinischen Versorgung ab. Aus diesem Grund ist dieser Erreger der höchsten Risikoklasse 4 (hochpathogene Erreger) zugeordnet und Arbeiten damit dürfen ausschließlich in Labors und Tierräumen der biologischen Sicherheitsstufe (BSL) 4 durchgeführt werden (Abb. 5).

Aufbau einer funktionellen Labor-Diagnostik für CCHFV-Infektionen am FLIAngesichts fehlender Erkrankungen bei Tieren existierten bis dato keine validierten diagnostischen Untersuchungsmethoden für CCHFV-Infektionen. Am deutschen NRL wurden deshalb serologische, molekulare, virologische und antigenetische Nachweisverfahren für CCHFV bei Tieren (ELISA, SNT, qPCR, IHC) entwickelt und an umfangreichen Serum-Panels aus Balkanstaaten, Vorderasien und Sub-Sahara-Afrika validiert. Hierzu gehören verschiedene indirekte ELISAs, ein kompetitiver ELISA (basierend auf monoklonalen Antikörpern gegen das N-Protein des CCHFV) und der Immunfluoreszenznachweis für CCHFV-spezifische Antikörper bei Rind, Schaf, Ziege und Kameliden sowie verschiedene teils neuentwickelte RT-qPCRs für den Virusgenomnachweis. Der Nachweis spezifischer Antikörper ist ab dem 7.-9. Krankheitstag möglich. CCHFV-spezifische IgM-Antikörper sind lediglich

bis zu 5 Monaten nach der Infektion nachweisbar; dagegen können CCHFV-spezifische IgG-Antikörper noch viele Jahre nach einer Infektion detektiert werden. Die Durchführung des homologen Serum-Neutralisationstests (SNT) mit hochpathogenem CCHFV wird mit der Inbetriebnahme des neuen BSL4-Labors am FLI möglich sein. Bis dato werden neutralisierende Antikörper unter Verwendung von Hazara-Virus (gleiche Serogruppe, aber BSL2-Erreger) und/oder durch die Verwendung von nicht-replikationsfähigen Virus-ähnlichen Partikeln festgestellt.

Zur Entwicklung und Validierung der serologischen und molekularen Diagnostik und zur phylogenetischen Charakterisierung natürlich zirkulierender CCHF-Erreger führt das NRL Studien in Endemie-Gebieten (Mali, Mauretanien, Kamerun, Demokratischen Republik Kongo, Ukraine, Pakistan, Türkei, Albanien, Kosovo, Bulgarien, Griechenland, Mazedonien und Spanien) durch. In diesen Ländern war das endemische CCHFV-Vorkommen bis dato teilweise unbekannt. So konnten in Kamerun erstmals bei einer landesweiten sero-epidemiologischen Studie CCHFV-Infektionen bei Rindern, Schafen und Ziegen nachgewiesen werden, woraus ein nicht unbeträchtliches Infektionsrisiko auch für den Menschen zu folgern ist. Erschreckenderweise konnten diese BSL4-Erreger auch in 7 von 109 bei 9 Rindern abgesammelten Hyalomma-Zecken nachgewiesen werden, so dass von einem hohen Expositionsrisiko für die Bevölkerung auszugehen ist. Diese Untersuchungen zeigen, dass im NRL inzwischen neuentwickelte hochsensitive und spezifische diagnostische Verfahren zur Verfügung stehen, mit deren Hilfe die essenziellen Daten erhoben werden können, die im Falle eines Erregereintrages auch nach Deutschland zur Risikobewertung, zur Folgenabschätzung sowie zur Seuchen-Eindämmung/Bekämpfung erforderlich sind.


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Dr. Stefanie Barth

Leiterin des Nationalen Referenzlabors für Tuberkulose der Rinder

Ein Interview geführt von Kristin Schalkowski

Seit Februar 2017 leitet Dr. Stefanie Barth das Nationale Referenzlabor für Tuberkulose der Rinder (NRL bTB) am Institut für molekulare Pathogenese (IMP) in Jena. Die bTB ist eine bakterielle Infektionskrankheit, die auf den Menschen übertragbar ist und deren für sie typische Veränderungen an Knochen bereits an amerikanischen Mastodon-Skeletten gefunden wurden. Durch gezielte Bekämpfungsmaßnahmen in den 1950er Jahren gelten viele europäische Länder als tuberkulosefrei.

Kristin Schalkowski: Frau Barth, Sie sind Doktorin der Veterinärmedizin und Fachtierärztin für Mikrobiologie. Sie waren bis 2012 am Institut für Hygiene und Infektionskrankheiten der Tiere der Justus-Liebig-Universität Giessen angestellt und haben sich dort mit Shigatoxin-produzierenden Escherichia coli (STEC/VTEC) bei Schweinen, probiotischen E. coli, Salmonellen und Brachyspiren beschäftigt. Im Jahr 2012 wechselten Sie nach Jena in das IMP/NRL VTEC. Seit Februar 2017 haben Sie nun die Leitung des NRL bTB inne und zu Ihren Arbeitsschwerpunkten zählt der Nachweis und die Charakterisierung von Mitgliedern des Mycobacterium tuberculosis-Komplexes (MTC) und die Weiterentwicklung von diagnostischen Methoden.

KS: Welche besonderen Eigenschaften haben Mykobakterien?

SB: Die Zellwand von Mykobakterien ist sicherlich das auffälligste Merkmal. Durch die Einlagerung von Lipiden und Mykolsäuren grenzen sie sich von anderen Bakteriengattungen ab und besitzen eine charakteristische Säurefestigkeit, die wir uns in der Diagnostik zu Nutze machen. Allerdings bewirkt dieser Aufbau auch eine erhöhte Tenazität, wodurch sie gut überdauern können. Ihr Genom besitzt einen auffallend hohen GC-Gehalt von bis zu 70 %. Leider vermehren sie sich im Vergleich zu anderen Bakterien recht langsam (bis wir Kolonien sehen, können 3 Monate vergehen) und testen so täglich meine Geduld aufs Neue!

KS: Viele Länder Europas gelten offiziell als tuberkulosefrei. BTB ist eine anzeigepflichtige Tierseuche, die Bekämpfung ist staatlich geregelt, Heil- und Impfversuche beim Rind sind nicht erlaubt. In welchen Regionen der Welt stellt die bTB ein Problem dar? Was kann dagegen getan werden?

SB: Die bTB kommt weltweit in Ländern mit Rinderhaltungen vor. Auch hier in Europa gibt es Länder, die aufgrund der Verbreitung der Erreger in natürlichen Reservoirtieren große Probleme bei der Bekämpfung haben. Hierzu zählen England mit dem Reservoirwirt Dachs, die Alpenregion mit infizierten Rotwildpopulationen oder Spanien mit der Verbreitung in Wildschweinen. Aber auch in Afrika, Asien, Australien, Neuseeland, Nord- und Südamerika sind Rinderhaltungen von bTB betroffen. So ist die Surveillance bei Importen von Rindern und anderen empfänglichen Tierarten sehr wichtig.Aktuell zielen Forschungsansätze in der Tiermedizin vor allem auf eine Optimierung der Diagnostik ab. Optimierung meint in diesem Kontext einfach- in der Handhabung-, einzeln -nur ein Kontakt zum Tier nötig-, schnell -Ergebnis in kurzer Zeit- und kostengünstig, so dass ein Einsatz direkt im Feld am Tier ermöglicht wird.

KS: Wie hat sich Ihre Arbeit durch die Tätigkeit als Referenzlaborleiterin verändert?

SB: Ich habe auch schon in Gießen Mitarbeiter angeleitet, so dass sich durch die Laborleitungsfunktion nicht viel geändert hat. Ich habe aber nun viel mehr Kontakt zu niedergelassenen Tierärzten und auch Tierbesitzern, die sich mit ihren Problemen direkt an mich wenden. Hierbei spielen Probleme mit der „echten“ Rindertuberkulose seltener eine Rolle, sondern es sind besonders die Klein- und Heimtiere, die dabei im Zentrum dieser Fragen stehen.

Auch hatte ich es bisher noch nicht mit Anfragen zu spezifischen tierseuchenrelevanten Themen aus den übergeordneten Behörden oder der Zulassung und Chargenfreigabe von Diagnostika zu tun. Das sind neue Aspekte, deren Bearbeitung ich spannend finde und die die Arbeit sehr abwechslungsreich machen.

KS: Bis heute werden jedes Jahr in einigen Betrieben tuberkuloseinfizierte Rinder entdeckt. Wie viele Proben erhalten Sie im Schnitt?

SB: Das eigentliche Monitoring verdächtiger Proben aus den Schlachthöfen wird sehr gut über die Landesuntersuchungsämter abgedeckt. Wir bekommen fragliche Proben von Rindern in der Regel nur, wenn eine Bestätigung eines positiven oder eines fraglichen Real Time-PCR-Ergebnisses gefordert wird. So variiert die Anzahl der Proben von Rindern in unserer Diagnostik auch sehr stark

und betrug in den letzten 5 Jahren zwischen 25 und 500 Proben. Daneben bekommen wir aber auch Proben von potentiellen bTB-Reservoirtieren (Rotwild, Wildschwein, Dachs) oder Haus- und Zootieren mit Verdacht auf Infektionen mit Erregern des MTC. Das Proben-Repertoire geht dabei von Elefanten über Ziervögel bis hin zu Aquariumsfischen und schließt auch Umweltproben, wie z.B. Wasser, ein. Insgesamt wurden so bis zu 750 Proben pro Jahr untersucht, zumeist parallel mit molekularbiologischen Methoden und kultureller Anzucht.

KS: Die bTB ist für viele Tierarten pathogen und eine Zoonose, galt aber seit Jahrzehnten als in Deutschland getilgt. Neben immer wieder auftretenden vereinzelten Ausbrüchen kam es Ende 2012 zu einem lokalen Ausbruchsgeschehen im Allgäu. Frankreich berichtet zunehmend von Ausbrüchen. Kann man von einer neuen Sorglosigkeit in Bezug auf die Seuche sprechen? Wie groß ist das Risiko einer Ansteckung für Menschen?

SB: Ich weiß nicht, ob der Begriff „Sorglosigkeit“ es richtig trifft. Die Rindertuberkulose ist dank der äußerst effizient durchgeführten Bekämpfung seit den 50iger/60iger Jahren heute nicht mehr im Bewusstsein vieler Landwirte, da sie die Erkrankung einfach nicht kennen. Früher war die Plakette „staatlich anerkannter tuberkulosefreier Rinderbestand“ eine Auszeichnung, die an den Ställen in den Dörfern prangte. Heute kennen viele Tuberkulose nicht mehr als Erkrankung der Rinder, sondern wenn dann nur als Problem des Menschen, das im Zuge der Flüchtlingsproblematik der letzten Jahre wieder öfters in den Zeitungen auftaucht.

Früher wurde die bTB vor allem durch unbehandelte Rohmilch auf den Menschen übertragen. Durch die dann eingeführte Pasteurisierung kommt es zu einer effektiven Abtötung von pathogenen Bakterien - und dabei sind nicht nur Mykobakterien sondern auch STEC, Campylobacter, Coxiellen, MRSA oder Listerien gemeint -, ohne dass die Nährstoffe in der Milch beeinträchtigt werden. Dies und die sehr geringe Verbreitung der Tierseuche schützen den Verbraucher wirksam vor Ansteckung.

KS: Sie sprechen das im Jahre 2014 deutschlandweit durchgeführte Screening an – wie sahen die Ergebnisse aus

und wie haben sich diese auf das weitere Vorgehen bei bTB ausgewirkt?

SB: Deutschland ist 1996 von der EU als offiziell Tuberkulose frei (OTF) anerkannt worden. Dennoch treten im Süden und Nord-Westen Deutschlands immer wieder vereinzelt Fälle von Rindertuberkulose auf. Um nun zu überprüfen, ob mit dem aktuell an den Schlachthöfen durchgeführten Monitoring im Rahmen der Fleischbeschau der OTF-Status noch gerechtfertigt ist, wurde ein landesweites Screening initiiert. Dabei wurden 51.999 Rinder (das entspricht 0,4 % aller deutschen Rinder) mit dem Tuberkulin-Simultantest getestet. Insgesamt wurden dabei 4 positive und 152 fragliche Ergebnisse erzielt, wobei keines der Tiere in nachfolgenden Untersuchungen als bTB-positiv bestätigt wurde. Allerdings wurde im Rahmen dieser Studie ein Betrieb mit fraglichen Ergebnissen für 2 Rinder identifiziert. Weiterführende Untersuchungen bestätigten immunologisch das Vorliegen einer Tuberkulose, allerdings konnten bei keinem der 55 zu diagnostischen Zwecken getöteten Rinder Erreger des MTC nachgewiesen werden, was zur Feststellung eines Ausbruchs gemäß der gültigen Fassung der Tuberku-lose-Verordnung (RindTbV) notwendig gewesen wäre. Bei einem ebenfalls in dem Betrieb gehaltenen Hausschwein wurde im Rahmen der Schlachttieruntersuchung in den Mandibular-Lymphknoten eine entzündliche Verkäsung und mittels molekularbiologischer Methoden M. tuberculosis, also der klassische Erreger der Humantuberkulose, gefunden. Auch Mitarbeiter des Betriebes erwiesen sich im Weiteren immunologisch als Reagenten. Dies führte zu der Erkenntnis, dass eine Anpassung der RindTbV notwendig ist. Hier werden nun zukünftig neben M. bovis und M. caprae auch M. tuberculosis, M. africanum und M. microti berücksichtigt und auch der Nachweis bei anderen Tieren als Rindern in einem Rinder-haltenden Betrieb wird erfasst. Neben dem Anstoß zur Aktualisierung der RindTbV konnte mit diesem Screening der OTF-Status bestätigt werden. Eine aufwendige, jährliche Testung aller Rinder mit Hilfe eines Tuberkulin-Simultantests wie zu Zeiten der Tuberkulose-Eradikation muss derzeit nicht wiederaufgenommen werden. Ein positiver Nebeneffekt war, dass Veterinäre und Landesuntersuchungsämter durch die Durchführung eines solchen Screenings in den relevanten diagnostischen Verfahren geübt wurden und dass - last but not least – dazu beigetragen wurde, dass die bTB nicht in Vergessenheit gerät.

Dr. Stefanie BarthKristin Schalkowski


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Status BHV-1-frei in Sicht

Anfang April wurden die Regierungsbezirke Köln und Düsseldorf in Nordrhein-Westfalen in die Liste der Artikel 10-Regionen der Entscheidung 2004/558/EG bezüglich BHV-1 aufgenommen. Damit erreichten alle Bundesländer diesen Status (>99,8% BHV-1 freie Betriebe gemäß der Richtlinie 64/432/EWG), sodass der Ständige Ausschuss für Pflanzen, Tiere sowie Lebens- und Futtermittel (SCoPAFF) der EU der Anerkennung von Deutschland als frei von BHV-1 zustimmte. Sobald der Durchführungsbeschluss im Amtsblatt der EU veröffentlicht ist, erfolgt seine Bekanntmachung im Bundesanzeiger und wird damit rechtswirksam. Dänemark, Österreich, Finnland, Schweden, Norwegen, die Region Bozen und Aostatal in Italien sowie die Schweiz sind bereits anerkannt frei von BHV-1.

Zur Aufrechterhaltung des Status müssen Bestimmungen wie das Impfverbot, Transport- und Verbringungsvorgaben sowie die Untersuchungsintervalle für Blut- und Milchproben weiterhin konsequent eingehalten werden (BHV-1 Verordnung neugefasst durch Bek. v. 19.5.2015 I 767; geändert durch Art. 1 V v. 3.5.2016 I 1057).

Erfolgreicher Start für die ersten EPI Days

Das Institut für Epidemiologie des Friedrich-Loeffler-Instituts hatte am 23. und 24. März zu den Themen Risikobewertung, Beobachtung und Überwachung, Ausbruchsuntersuchungen sowie Untersuchungen mit Hilfe von Stichproben ins Alfried Krupp Wissenschaftskolleg nach Greifswald eingeladen. Mit 120 Teilnehmern legte die erste Fortbildungsveranstaltung für Mitarbeiterinnen und Mitarbeiter aus den Veterinärbehörden des Bundes, der Länder und Kommunen einen erfolgreichen Start hin.Einen Schwerpunkt bildete die Afrikanische Schweinepest, die sich im Baltikum und Polen seit 2014 festgesetzt hat. In den baltischen Staaten tritt die Tierseuche bei Wildschweinen andauernd auf, ist also endemisch geworden. Da eine Ausbreitung in andere EU-Länder bisher ausgeblieben ist, ist die Aufmerksamkeit für die erforderlichen Maßnahmen zur Vermeidung einer Einschleppung aufrechtzuerhalten.Bis auf weniger als 150 Kilometer ist im Süden und Südwesten die Blauzungenkrankheit wieder an Deutschland herangerückt, die bei Rindern, Schafen und Ziegen zu Leistungseinbrüchen und schmerzhaften Erkrankungen führen kann. Die Lumpy Skin Disease bei Rindern breitete sich im letzten Jahr vor allem auf dem Balkan weiter aus; hier ist die erhöhte Wachsamkeit von Landwirten und Tierärzten gefragt, um einen Eintrag möglichst früh zu erkennen. Neue epidemiologische Analysemethoden, Konzepte zur Bekämpfung des Kleinen Bienenbeutenkäfers und das 2015 erstmals nachgewiesene Bunthörnchen-Borna-Virus 1 standen unter anderem ebenfalls auf dem Programm.Der zweite Tag stand im Zeichen der Geflügelpest. Deutschland bzw. Europa erlebt derzeit das größte Geschehen dieser Tierseuche seit Beginn der Aufzeichnungen. Intensive Analysen des Virus verdeutlichen dessen Weg aus Südostasien nach Europa. Durch Ausbruchsuntersuchungen wurden mögliche Eintragsursachen in Geflügelhaltungen ermittelt und Konsequenzen für den Schutz vor Einschleppung erörtert. Viele Fragen sind allerdings noch offen und müssen weiterhin bearbeitet werden. In der abschließenden Podiumsdiskussion wurden Perspektiven für die Geflügelhaltung und mögliche Anpassungen der Schutzmaßnahmen und Bekämpfungsstrategien diskutiert.Die positive Resonanz der Teilnehmer auf die ersten EPI-Days bestärkt das Institut für Epidemiologie darin, die Fachtagung weiterzuführen.

Abb. : Artikel 10-Regionen bezüglich BHV-1 in Deutschland mit jeweiligem Anerkennungsdatum (Friedrich-Loeffler-Institut, Institut für Epidemiologie)

Gemeinsame Tagung der Nationalen Referenzlabore Chlamydiose, Q-Fieber, Paratuberkulose und Tuberkulose der

Rinder

vom 18. bis 20. Oktober 2017 in Jena

Ort: Konferenzraum des FLI Jena, Naumburger Str. 96 a, 07743 Jena

Die Leiter der Nationalen Referenzlabore Chlamydiose, Q-Fieber, Paratuberkulose und Tuberkulose der Rinder laden in Kooperation mit der Fachgruppe Bakteriologie und Mykologie der Deutschen Veterinärmedizinischen Gesellschaft (DVG e.V.) die Mitarbeiterinnen und Mitarbeiter von veterinär- und humanmedizinischen Untersuchungseinrichtungen, Tierärzte, Ärzte und weitere interessierte Kreise zur Arbeitstagung 2017 ein.

Es ist geplant, über Neuerungen in der Diagnostik zu berichten und aktuelle Daten zum Auftreten und Vorkommen der Erkrankungen darzustellen. Die Tagung soll auch dazu dienen, dass Sie Ihre Erfahrungen weitergeben und sich mit Kolleginnen und Kollegen austauschen. So können Sie die Tagung aktiv mitgestalten, in dem Sie bis 1. Juni 2017 Abstracts für einen Vortrag einreichen.

Die Anmeldung zur Tagung ist ab sofort online möglich:

(https://nrl-qfieber.fli.de/de/arbeitstagung/2017/)

Bitte melden Sie sich frühzeitig an, denn die Anzahl der Plätze ist begrenzt!

Wir freuen uns auf einen regen Austausch in Jena!

Dr. Christiane Schnee - NRL ChlamydioseDr. Klaus Henning - NRL Q-FieberDr. Heike Köhler - NRL ParatuberkuloseDr. Stefanie Barth - NRL Tuberkulose der Rinder

8. Riemser Diagnostiktage 30. November und 1. Dezember 2017

in Greifswald

Liebe Kolleginnen und Kollegen,

wir laden Sie sehr herzlich zu den 8. Riemser Diagnostiktagen ein, die Ende November vom Institut für Virusdiagnostik (IVD) in Zusammenarbeit mit dem Arbeitskreis für veterinärmedizinische Infektionsdiagnostik (AVID) ausgerichtet werden. Mit dieser Tagung wenden wir uns mittlerweile schon „traditionsgemäß“ an Sie als die Praktiker des Laboralltags in staatlichen und privaten Untersuchungseinrichtungen.

Die Anmeldung für die 8. Riemser Diagnostiktage ist ab August online über die Homepage des FLI möglich. Wir werden dieses Mal voraussichtlich eine Teilnehmergebühr von 40 Euro je Teilnehmer erheben.

Für den 29. November ist ein Get-Together geplant, um bereits vor der Tagung Raum für Gespräche und den kollegialen Austausch zu schaffen.

Wir freuen uns auf spannende Themen und einen regen Erfahrungsaustausch mit Ihnen und verbleiben

mit kollegialen GrüßenProf. Dr. Martin BeerInstitutsleiter, Institut für VirusdiagnostikDr. Bernd Hoffmann Vorstand AVID

Datum: 30.11.2017 8:00 Uhr bis 01.12.2017 13:00 UhrOrt: Alfried-Krupp-Kolleg, Martin-Luther-Str. 14, 17489 GreifswaldKontakt: Prof. Dr. Martin Beer ([email protected]), Ines Jakobi ([email protected]) Tel. 038351 7-1381

Vorläufige Themenschwerpunkte:

• Tierseuchengesetzgebung• Berichte aus den Referenzlaboratorien• Aviäre Influenza – Alte Bekannte und neue

Viren• Moderne Methoden in der

Tierseuchendiagnostik• Exotische Tierseuchen• Vektorübertragene Krankheiten• Zoonosen


Impressum

Herausgeber: Friedrich-Loeffler-Institut, Bundesforschungsinstitut für Tiergesundheit

Redaktion: Prof. Dr. Martin Beer, Elke Reinking, Kristin Schalkowski, Wolfram Maginot

Anschrift der Redaktion: Friedrich-Loeffler-Institut, Bundesforschungsinstitut für Tiergesundheit, Südufer 10, 17493 Greifswald – Insel Riems,[email protected]@fli.de

Gestaltung und Layout: Wolfram [email protected]

Fotos: Mandy Jörn, Fotografin am FLI; Wolfram Maginot, Fotograf am FLI;alle anderen FLI, soweit nicht anders vermerkt

Deckblatt und Rückseite: Elektronenmikroskopische AufnahmeOrthopox like VirusFoto von: Prof. Dr. Elisabeth M. Liebler-Tenorio

Druck: Wicher Druck, Gera, www.wicher-druck.de

LABLoeffLer Nr. 14, Ausgabe 2/2017ISSN 2190-7153

Mai 2017

Liebe Leserinnen und Leser,

der vor Ihnen liegende LAB-Loeffler füllte sich erfreulich schnell mit verschiedensten Beiträgen. Nichts desto trotz sind wir offen für Vorschläge und Kritik Ihrerseits. Scheuen Sie sich nicht, uns zu kontaktieren.

Wir wünschen Ihnen eine spannende Lektüre und einen hoffentlich sonnenreichen Sommer!

Ihr Redaktionsteam

Martin Beer, Elke Reinking, Wolfram Maginot, Kristin Schalkowski

Aus der Zulassungsstelle

Alle Informationen der Zulassungsstelle finden Sie auch auf der Internetseite des FLI unter www.fli.de in der Rubrik Service, Zulassungsstelle.

Bei Fragen wenden Sie sich bitte an Dr. Jana Heidrich ([email protected]).

Erteilung einer Zulassung gemäß § 11 Abs. 2 des Tiergesundheitsgesetzes (12.2016 bis 05.2017)

Bezeichnung des MittelsArt der Anwendung Zul.-Nr.

Datum der Zulassung

Pharmazeutischer Unternehmer

Antigen-Testkit für das Aviäre Influenza-Virus Kurzform: AI (ag) ELISA ELISA FLI-B 420 02.03.2017

BioChek, B.V. NL-2811 ER Reeuwijk

INGEZIM BLV COMPAC 2.0 ELISA FLI-C 033 23.03.2017INGENASA ES-28037 Madrid

MegaFLUO TOXOPLASMA g. IIFT FLI-C 032 18.04.2017MegaCor GmbH A-6912 Hörbranz

ID Gene BVD/BD Triplex Kurzform: IDBVD

real time PCR FLI-C 031 09.05.2017

IDvet Genetics F-34790 Grabels

WITNESS PED-TGE-Rota Schnelltest FLI-C 028 12.05.2017Synbiotics Europe F-69007 Lyon

LABLoeffLer 14.2017, Heft 1 Seite 24

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Institut für molekulare PathogeneseInstitut für bakterielle Infektionenund ZoonosenNaumburger Straße 96 a D - 07743 JenaTel.: +49 3641 804 - 0

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DER LABLOEFFLER - NEWS für das LABOR, Ausgabe 14/2017...Steckbrief zu Usutu-Virus-Infektionen auf der FLI-Website. Die Literatur zu diesem Artikel ist bei der Autorin erhältlich