Klinische Diagnostik - Niedersachsen

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Klinische Diagnostik

Inhalt:

I. Klinische Diagnostik

II. Sektionsbefunde

III. Differentialdiagnostik

I. Klinische Diagnostik:

Empfängliche Arten:

Für Geflügelpest (s. Anlage 1) sind die meisten, wenn nicht alle Vogelspezies, natürlich

empfänglich. Bei Wildvögeln kommt es nur selten zur klinisch manifesten Erkrankung.

Sie, und hier besonders wildes Wassergeflügel, bilden das natürliche Reservoir und

gleichzeitig einen Genpool für das Influenzavirus. Alle 15 Hämagglutinin- und alle 9

Neuraminidase-Subtypen wurden in unterschiedlicher Kombination von aviären

Spezies isoliert.

Auch die einzelnen Hausgeflügelarten erkranken nicht gleich schwer. Hochempfänglich

sind Hühner und Puten. Seltener und weniger schwer erkranken Enten und Gänse

(häufig inapparenter Verlauf).

Inkubationszeit

abhängig von Feldstamm, Infektionsdosis, Spezies und Alter des Vogels

wenige Stunden bis 2-3, maximal 7 Tage.

Virusausscheidung (Nasen-, Rachensekrete, Kot)

beginnt bereits vor dem Auftreten erster klinischer Erscheinungen.

Hauptsymptome:

Apathie, Atemnot, Ödeme im Bereich des Kopfes, Zyanose und Ödeme an den

Kopfanhängen, Durchfall, hohe Mortalität und Abfall der Legeleistung..

- Der perakute Verlauf ist durch eine Mortalität von bis zu 100% gekennzeichnet, wobei

die Tiere nach kurzer Krankheit unter den Zeichen des akuten Kreislaufversagens

verenden, ohne dass es zuvor zu deutlichen klinischen Symptomen gekommen ist.

2

II. Sektionsbefunde

- Läsionen können bei plötzlichen Todesfällen fehlen.

- Vorherrschende Befunde sind:

o Schwere Kongestionen der Muskulatur,

o Dehydratation,

o subkutane Ödeme im Kopf- und Nackenbereich,

o nasaler und oraler Ausfluss sowie

o schwere Kongestion der Konjunktiven, z.T. mit Petechien.

- Im Trachealumen findet man exzessive Schleimbildung oder eine schwere

hämorrhagische Tracheitis.

- Petechien findet man auch an der Innenseite des Sternums, den Serosen und im

Abdominalfett.

- Weiterhin sind schwere Nierenkongestion , z.T. mit Uratablagerungen in den Tubuli ,

festzustellen.

- Bei Legehennen treten Hämorrhagien, Entzündungen u und Degenerationen am Ovar

auf (Dotterperitonitis).

- Hämorrhagien finden sich weiterhin auf der Magenschleimhaut (hpts. am Übergang

vom Drüsen- zum Muskelmagen) und im Muskelmagen selbst sowie in den

lymphatischen Geweben der Intestinalmucosa.

- Bei Hühnern und Puten wird oft eine Pankreatitis beschrieben.

- Die Läsionen bei Puten sind im Allgemeinen weniger stark ausgeprägt als bei

Hühnern.

- Bei Enten können klinische Erscheinungen und/oder Läsionen völlig fehlen.

Beschrieben werden eine ein- oder beidseitige Sinusitis und Schwellung der

infraorbitalen Höhlen infolge eines Exsudatstaus, weder klinisches Bild noch

Sektionsbefund sind hinreichend pathognomonisch.

III. Differentialdiagnostik

Differentialdiagnostisch sind Krankheiten mit Beteiligung des Respirationstraktes

und/oder des Nervensystems abzugrenzen. Vorrangig kommt Newcastle Disease in

Betracht. Besonders naheliegend ist daher der Verdacht auf Geflügelpest im Falle einer

schweren Allgemeinerkrankung mit hoher Morbidität und Mortalität in gegen Newcastle

Disease geimpften Beständen.

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Folgende Tabelle dient der differentialdiagnostischen Abgrenzung der Newcastle Disease

zur Geflügelpest (HPAI):

HPAI Newcastle Disease

Inkubationszeit Wenige Stunden bis 2-3

Tage

4-6 (maximal 25) Tage

Krankheitsdauer der Herde Ca. 1 Woche u.U. mehrere Wochen

Symptome Kopfödeme

Blutig seröse Flüssigkeit

auf den Kopfschleimhäuten

Wäßrig-schleimiger,

grünlicher Durchfall

Drastischer Abfall der

Legeleistung

Häufig nervale Störungen

(abnorme Kopfhaltung)

Zyanose der Kopfanhänge

Seröser Nasen- und

Schnabelausfluß

Ausgeprägte Dyspnoe;

grün-lich-gelblicher

Durchfall

Drastischer Abfall der

Legeleistung

Zentralnervöse Störungen

bei protrahiertem Verlauf

(Torticollis, Opistothonis,

Bein-/Flügellähmungen

Ferner sind zu beachten:

- Infektiöse Bronchitis (IB),

- Infektiöse Laryngotracheitis (ILT),

- Mareksche Krankheit (MK),

- Aviäre Enzephalomyelitis (AE),

- Rhinotracheitis der Pute (TRT),

- Swollen head Syndrome des Huhnes (SHS),

- Geflügelcholera.

Bei MK und AE fehlen respiratorische Symptome. Bei IB, ILT, TRT und SHS werden keine

zentralnervösen Störungen beobachtet, Durchfall tritt in der Regel nicht auf.

Pictures and videos courtesy of Ilaria Capua and Franco Mutinelli, "A color atlas and text on Avian Influenza"

Convalescent broiler breeder, HPAI, allgemeine Kondition

Caption:Chicken - Broiler breeder, HPAI, haemorrhages on the epicardium.

Caption:Chicken - Broiler breeder, HPAI, congestion and haemorrhages of the ovarian follicles.

Caption:Chicken - Broiler breeder, HPAI, pinpoint neucrotic foci on the spleen.

Caption:Chicken - Broiler breeder, HPAI, pinpoint neucrotic foci on the spleen.

Caption:Chicken - Broiler breeder, HPAI, pancreatitis.

Caption:Chicken - Broiler breeders, HPAI, congestion and cyanosis of the comb and wattles.

Caption:Chicken - Broiler breeders, HPAI, haemorrhages on the hock.

Caption:Chicken - Broiler breeder flock, HPAI, beginning of clinical signs, depression associated with cyanosis and

congestion of comb and wattles.

Caption:Chicken - Broiler breeder flock, HPAI, beginning of clinical signs, depression associated with cyanosis and

congestion of comb and wattles.

Caption:Chicken - Broiler, HPAI, incoordination.

Caption:Chicken - Broiler, HPAI, periorbital oedema.

Caption:Chicken - Caged layers, HPAI, severe depression in acute phase, note congested and flaccid comb.

Caption:Chicken - caged layers, HPAI, severe depression in acute phase, note pale and flaccid comb.

Caption:Chicken - caged layers, HPAI, severe depression in acute phase, note pale and flaccid combs.

Caption:Chicken - caged layers, HPAI, prostration and reluctance to move in preagoinc phase.

Caption:Chicken - caged layers, HPAI, splenomegaly and haemorrhagic ovarian follicles.

Caption:Chicken - caged layers, HPAI, haemorrhagic ovarian follicles.

Caption:Chicken - caged layers, HPAI, catarrhal tracheitis.

Caption:Chicken - caged layers, HPAI, catarrhal tracheitis.

Caption:Chicken - caged layers, HPAI, congestion of pectoral muscle.

Caption:Chicken - caged layers, HPAI, haemorrhages on abdominal fat.

Caption:Domestic goose, HPAI, pancreatitis and duodenitis.

Caption:Domestic goose, HPAI, showing detection of type A influenza nucleoprotein antigen in the granular layer of

cerebellum by IHC staining.

Krisenzentrum - Tierseuchenbekämpfung

KKLLIINNIISSCCHHEE UUNNTTEERRSSUUCCHHUUNNGG IINN GGEEFFLLÜÜGGEELLBBEESSTTÄÄNNDDEENN IIMM RRAAHHMMEENN DDEERR BBEEKKÄÄMMPPFFUUNNGG

GGEEFFLLÜÜGGEELLPPEESSTT ((GGPP)) NNEEWWCCAASSTTLLEE KKRRAANNKKHHEEIITT ((NNDD))

Untersuchung am: um: Beauftragte(r) Tierarzt(in) Praxisstempel

Tierhalter/in (Standort) Tierbesitzer/in (Eigentümer/in) Registrier-Nr.

Registrier-Nr.

Name

Name

Straße

Straße

Ortsteil

Ortsteil

PLZ, Ort

PLZ, Ort

Telefon

Telefon

Sperrbezirk Beobachtungsgebiet Kontrollzone außerhalb gesperrter Gebiete Kontaktbetrieb

Anzahl gehaltener Tiere:

Haltungsform/Anzahl Hühner Puten Gänse Enten Sonstige

Zuchtbetrieb:

Mastbetrieb:

Eierproduktion:

Auslaufhaltung:

Freilandhaltung:

Hobbyhaltung:

Summe:

Z u k ä u f e: Nein

Ja, aus Brüterei:

Jungtieraufzucht:

Datum: Anzahl

Zukäufe in den letzten 21 Tagen:

Verkäufe/Abgänge in den letzten 21 Tagen:

Verluste in den letzen 21 Tagen:

Abholung durch TKBA am:

Klinischer Eindruck:

alle Tiere ohne besonderen Befund

einzelne Tiere mit besonderem Befund

> 10 % der Tiere mit besonderem Befund

Einzelangaben:

Tierart Stall / Abteil Anzahl AB HKS ZNS RES GI FWA LL %V21 SO

AB = Allgemeinbefinden ZNS = Zentrales Nervensystem FWA = Futter-/Wasseraufnahme HKS = Herz-Kreislauf-System RES = Respirationssystem LL = Legeleistung + = geringgradige Störung GI = Gastro-Intestinaltrakt %V21 = Prozent-Verluste in den letzten 21 Tagen ++ = mittelgradige Störung SO = Sonstiges +++ = hochgradige Störung

Tierärztliche Verrichtungen:

1. Eingeleitete Maßnahmen/Laboruntersuchungen: keine

Art der Probe Zahl Untersuchung auf Untersuchungsanstalt

1. Sektion(en)

2. Blutprobe(n) (Serologie)

3. Tupfer (Virologie)

a) Nase, Luftröhre

b) Kloake

c) Kotprobe

2. Behandlungen

Tiergruppe Anzahl Arzneimittel Menge Behandlungsdauer/Wartezeit

EE rr kk ll ää rr uu nn gg

Aufgrund der klinischen Untersuchung ist der Bestand

GP ND – unverdächtig. Bei Kontaktbetrieben siehe Anlage Epidemiologie kurz

Die Genehmigung zum Verbringen des o. a. Aufzuchtsgeflügels kann erteilt werden.

GP ND – verdächtig. Sofortige Benachrichtigung des Veterinäramtes. Das Veterinäramt wurde am _________________ um _____________ Uhr

fernmündlich per Fax von dem verdächtigen Befund unterrichtet. Auf Anordnung des Veterinäramtes wurden zur differentialdiagnostischen Abklärung von __________ Tieren

Tupfer Organe Tierkörper zur virologischen Untersuchung und ___________ Blutproben zur

serolog. Untersuchung entnommen und dem Krisenzentrum am _________ um________ Uhr ausgehändigt.

Unterschrift Tierarzt/Tierärztin

Unterschrift Tierhalter(in)/Tierbesitzer(in)

Aufgenommen von: (Mitarbeiter/in der Veterinärabteilung)

Betrieb:

Datum:

Epidemiologische Erhebung – kurz (diesen gekürzten Bogen nur bei klinisch unverdächtigen Kontaktbeständen verwenden)

Für den Zeitraum: von (Datum): _______________ bis (Datum): _______________ (Zeitraum: Datum des Kontaktes bis Datum der klinischen Untersuchung)

1. Gekaufte Tiere : Brüterei/Händler/Herkunftsbetrieb Anschrift: Datum: Uhrzeit: 2. Verkaufte Tiere: Händler/Empfänger/Zielbetrieb Anschrift: Datum: Uhrzeit: 3. Tierkontakte (Wirtschaftsgeflügel, auch Zugvögel/Brieftauben) Nachbarbetriebe/Anschrift: Datum: Uhrzeit:: 4. Sonstige direkte Tier- und Betriebskontakte : Märkte/Ausstellungen Anschrift: Datum: Uhrzeit: 5. Direkte Tier/Personenkontakte: Fängerkolonne/Reinigungspersonal/Handwerker/Schädlingsbekämpfer Anschrift: Datum: Uhrzeit: Händler/Berater/Tierärzte/Amtl.Tierärzte Anschrift: Datum: Uhrzeit: Landwirte anderer Betriebe, auch aufgesuchter Betriebe Anschrift: Datum: Uhrzeit: Fahrer von TKBA-/Futtermittel-/Schlachttier-Fahrzeugen Anschrift: Datum: Uhrzeit: 6. Direkte Tier-/Fahrzeugkontakte/Gerätschaften: Fangmaschinen/Transportkisten Datum: Uhrzeit:

K:\Task Force\Tierseuchenbekämpfung\Personalressourcen_Tierseuchenbekämpfung\AG_Tierärztliches_Fachpersonal\Leitfadenpdf\6Geflügelpest\4Probenahme_GP.doc 1

Probennahme Geflügelpest

Die Probenahme Labordiagnostik der Geflügelpest erfolgt nach:

- Richtlinie 92/40 EWG des Rates vom 19.05.1992 „Gemeinschaftsmaßnahmen zur Be-

kämpfung der Geflügelpest“, Anhang III -Verfahren für die Bestätigung und Differential-

diagnose

- Geflügelpestverordnung in der Bekanntmachung vom 16.05.2001

- Arbeitsanleitungen zur Labordiagnostik von anzeigepflichtigen Tierseuchen (Stand Mai

2002)

- O.I.E.-Manual of Standards for Diagnostic Tests and Vaccines, 4th Editition, 2000

- Aktuelle Arbeitsanweisungen des Nationalen Referenzlabors (BFAV Insel Riems).

1. Die Virusisolierung ist aus Organen frisch verendeter oder moribunder Tiere sowie

aus Kloakenabstrichen bzw. Fäzes und Luftröhrenabstrichen möglich. Geeignete

Proben sind Hirngewebe, Luftröhre, Lunge, Niere, Milz, Leber und sonstige grob-

sinnlich veränderte Organe verendeter oder getöteter Tiere. Fäkalmaterial ist von

sonstigen Proben getrennt zu halten.

In die Untersuchungen ist nach Möglichkeit in der Umgebung von Verdachtsbestän-

den befindliches Wildgeflügel (Wildenten!) einzubeziehen.

- Die Entnahme von Kloakenabstrichen erfolgt mittels eines sterilen trockenen

Tupfers, der so weit in die Kloake eingeführt werden muss, dass Kot daran haf-

ten bleibt und anschließend in 2 ml steriles antibiotikumhaltiges Transportmedi-

um versenkt wird.

- Rachenabstriche werden vorgenommen, indem der Tupfer bis in die Trachea

eingeführt wird und Kehldeckel und Choanenspalte mit abgestrichen werden.

Die Bereitstellung der Tupfer und des Mediums erfolgt durch die zuständige Unter-

suchungseinrichtung.

Transportmedium: Steriles Zellkulturmedium mit

o 10.000 IE/ml Penicillin,

o 10mg/ml Streptomycin,

o 0,25 mg/ml Gentamycin,

o ggf. 50 mg/ml Qxytetracyclin (gegen Chlamydien)

o Einstellung des pH-Wertes nach Antibiotikazusatz auf 7,0-7,4


- Luftrröhrentupfer werden in Medium mit 1/5 der o.a. Antibiotikakonzentration

aufgenommen.

Alle zur Untersuchung vorgesehenen Materialien sollten während des Transportes

gekühlt werden.

Tupferproben sind bis zur Virusanzüchtung maximal 48 Stunden bei 4° C lagerfä-

hig. Eine längere Aufbewahrung ohne Aktivitätsverluste ist nur bei -70°C (Trocke-

neis) möglich.

2. Der Antikörpernachweis erfolgt vorzugsweise aus Blutserum (Hühner, Puten). Bei

Legetieren kann der Nachweis auch aus Eidotter geführt werden.

Wassergeflügel reagiert nicht immer mit der Bildung nachweisbarer Antikörper auf

eine Infektion. Hier ist grundsätzlich die Untersuchung von Kloakentupferproben auf

infektionstüchtiges Virus aussagefähiger.


Mit folgenden Bearbeitungszeiten bis zur Diagnosestellung ist zu rechnen:

Untersuchungsschritt Untersuchungsmaterial Untersuchungsmethode Nachweis von früheste positive Aussage (nach experimenteller Infektion)

Dauer des eigentli-chen Tests (Minimum)

Feststellung klinischer Symptome und pa-thologisch-anato-mische Untersuchung

Hühner, Puten bei Wasservögeln sel-ten Klinik

klinische Untersu-chung

klinischen Symptomen

in Abhängigkeit von Inkubati-onszeit (wenige Stunden bis max. 18 Tage), Infektionsdo-sis, Pathogenität, Spezies

bis zur Verdachtsdi-agnose Minuten (Kli-nik) bzw. wenige Stunden (Sektion)

Virusisolierung aus dem verdächtigen Tier

Kloakentupfer Rachentupfer Organe

Virusisolierung im embryonierten Hühnerei (bei negativer 1. Passa-ge erfolgt 2 Passage) und Hämagglutinationstest und Hämagglutinations- hemmungstest

embryopathogenem Agens und hämagglutinierendem Agens

36 h: „embryopathogen“ 40 h „hämagglutinierend“ Bei Ausschluss von ND: Weiterleitung an BFAV *

ab 36 h nach Ansatz bei hochvirulentem Isolat aber Negativbe-fund nach frühestens 14 Tagen (Abschluss der 2. Ei-Passage) 2 h nach Ernte der Allantoisflüssigkeit 2 h nach Hämaggluti-nationstest

Nachweis von AIV-RNA

Allantoisflüssigkeit von inokulierten (Tup-fer, Organanreibun-gen) embryonierten Eier

PCR Influenza A-Matrix-Protein

8 h nach Ernte der Allan-toisflüssigkeit und Ansatz der PCR

8 Stunden

Nachweis spezifischer Antikörper

Blutserum Eidotter

ELISA ** Hämagglutinations- hemmungstest

Antikörper gegen AIV frühestens 7 d p.i. frühestens 14 d p.i.

8 Stunden 2 Stunden

* Durchführung von Untersuchungen zur Feststellung der Pathogenität mittels PCR (Dauer 5-6 Tage) und Tierversuch (Dauer 14 Tage) sowie zum

endgültigen Ausschluss/Nachweis von Geflügelpest und ggf. Charakterisierung von AIV geringer Pathogenität (Dauer 21 Tag

Spezieller Teil

Probenentnahme: Blutprobenentnahme beim Geflügel Allgemein:

• Serologische Untersuchungen sind im Falle von Infektionen mit hochpathogenem Influenzavirus wenig sinnvoll, da die Tiere vor dem Auftreten von Antikörpern verenden

• Als Mittel der Wahl bei hochpathogenem Influenzavirus ist die Anzüchtung in bebrüteten Hühnereiern

Benötigtes Equipment:

• Einmalspritzen mit 5 ml Volumen

• 12x Kanülen (schwarzer Konus)

• Blutprobenröhrchen ohne Stabilisator

• Kanülenbox für gebrauchte Kanülen

• Alkohol und Watte

• Für warme Tage eine Kühlbox Zur Blutentnahme geeignete Venen:

• Vena cutanea (oberflächliche Flügelvene)

• Vena jugularis (rechte Jugularisvene -> Erfahrung bei der Blutentnahme ist notwendig)

• Vena saphena (Unterschenkelvene -> bevorzugt bei Tauben) Fixierung des Flügels:

• Der Flügelbug wird mit sanftem Druck zum Körper gehalten, andernfalls können bei Abwehrbewegungen des Tieres zu Humerusfrakturen führen

• Das Tier wird mit dem Rücken auf einen festen Untergrund gelegt Blutentnahme (in-vivo):

• Scheiteln des Gefieders und Anfeuchten der Haut mit Hilfe eines in Alkohol getränkten Wattebausches

• Stau der Vene mit dem Daumen

• Die Subcutis des Vogel ist als eine dünne, lockere Bindegewebsschicht ausgebildet, durch die das gestaute Gefäß leicht zu lokalisieren ist

• Punktierung der Vene und Gewinnung von Blut

• War die Blutentnahme nicht erfolgreich, kann ein weiterer Versuch auf der anderen Seite unternommen werden

• Nach erfolgreicher Blutentnahme sollte das Tier schnellst möglich in den Käfig zurückgesetzt werden, da in stressfreier, physiologischer Körperhaltung sich an der Punktionsstelle am Flügel ein relativ niedriger hydrostatischer Druck befindet

Blutentnahme (in-vitro):

• Für Schlachtgeflügel empfiehlt sich die Blutentnahme nach der Tötung vorzunehmen

• Beim Vorgang des Entblutens kann die erforderliche Menge Blut in Probengläschen abgefüllt werden

Komplikationen:

• Hämatombildung bei der Blutentnahme, diese wird jedoch innerhalb weniger Tage vollständig resorbiert, kein Blut sollte aus den Hämatomen gewonnen werden!

• Versetzte Positionen der Haut- und Gefäßpunktionsstellen fördert eine schnelle Blutstillung

• Wird Blut aus der Vena saphena gewonnen, sollte wegen der Nachblutungsgefahr immer ein Kompressionsverband angelegt werden

Probenmaterial:

• Zum Virusnachweis (HAH-Test) werden mind. 0,5 ml, besser wären 1-2 ml nicht stabilisiertes Blut benötigt

• Die Aufbewahrung des Blutes sollte bei 4°C erfolgen und zügig dem Referenzlabor zugeführt werden

Refernzlabor:

• Nationales Referenzlabor in Deutschland: Bundesforschungsanstalt für Viruskrankheiten der Tiere Boddenblick 5a 17498 Insel Riems Tel.: 038351 - 70 Fax: 038351 – 7219

• Veterinärinstitut Oldenburg Philosophenweg 38 26121 Oldenburg Tel.: 0441- 9713-0 Fax.:0441-9713-814

K:\Task Force\Tierseuchenbekämpfung\Personalressourcen_Tierseuchenbekämpfung\AG_Tierärztliches_Fachpersonal\Leitfadenpdf\6Geflügelpest\6Labordiagnostik_GP.doc 1

Labordiagnostik Geflügelpest

Untersuchungen im VI Oldenburg

a) Virusisolierung im embryonierten Hühnerei

- Je Probe werden wenigstens 4 embryonierte, 8-10 Tage bebrütete SPF-Hühnereier mit

0,1 ml Inokkulum (10-20%ige Organ- bzw. Faecessuspension oder Tupferpuffer) in die

Allantoishöhle beimpft.

- Die beimpften Eier werden bei 37-37,8°C weiterbebrütet und täglich durchleuchtet. Eier

mit toten oder absterbenden Embryonen werden auf 4°C abgekühlt. Am 5. Tag p.I.

werden alle verbliebenen Eier in gleicher Weise behandelt.

- Die Allantois-/ Amnionflüssigkeiten werden auf Vorhandensein eines hämagglutinie-

renden Agens untersucht..

- Erfolgte keine Hämagglutination, wird die unverdünnte Allantoisflüssigkeit auf eine wei-

tere Serie von 4 Eiern weiter passagiert (2. Eikulturpassage).

- Wird Hämagglutination festgstellt, so ist mittels Hämagglutinationshemmungstest aus-

zuschließen, dass diese durch Newcastle-Disease-Virus bedingt ist.

- Ist das hämagglutinierende Isolat auf diese Weise nicht als NDV zu identifizieren, so

erfolgt zur weiteren Charakterisieung die umgehende Weiterleitung an das Nationale

Referenzlabor für aviäre Influenza.

b) Typspezifische RT-PCR zum Nachweis aller Influenza-A-Viren

- Unter Einsatz eines Primerpaares, mit dem eine konservierte Region des Matrix-

Protein-Gens amplifiziert wird, wurde eine typspezifische RT-PCR etabliert. Sie erlaubt

den raschen Nachweis aller Influenza-A-Viren unabhängig vom H-Subtyp und von der

Wirtsspezies (Untersuchungsdauer ca. 24 Stunden).

c) Antikörpernachweis

- Kommerzieller ELISA-Kit zum Nachweis von Antikörpern gegen Virus der aviären In-

fluenza, z.B. FlockCheck (IDEXX), zugelassen für Antikörperuntersuchungen bei Hüh-

nern und Puten

- Hämagglutinationshemmungstest (HAHT)

durchgeführt mit Virus-bzw. Antigensuspension, die zuvor anhand des Häm-

agglutinationstests auf 4 hämagglutinierende Einheiten (HAE) eingestellt wurde.


Seren oder Eidotter (1:4 verdünnt) werden in 2er-Schritten verdünnt und nach Zugabe

von 4 HAE Antigen und 45-minütiger Inkubation bei Zimmertemperatur wird eine 1%ige

Hühnererythrozytensuspension zugesetzt. Die Ablesung erfolgt nach weiteren 30-40

Minuten bei Zimmertemperatur.

Als HAH-Titer gilt die höchste Serumverdünnung, durch die die Hämagglutina-tion

noch komplett gehemmt wird. Titer von > 16 sind als positiv zu bewerten.

Untersuchungen im Nationalen Referenzlabor

- Endgültige Differenzierung des Erregers und Bestimmung des H-Subtyps mittels HAHT

mit spezifischen polyklonalen Seren gegen die aviären Influenza-subtypen H1 bis H15

und die aviären Paramyxovirus-Serotypen 1 bis 9

- Bestimmung der Pathogenität des Isolates durch Ermittlung des intravenösen Patho-

genitätsindex (IVPI) an 6 Wochen alten Hühnern, Index > 1,2 = Diagnose Geflügel-

pest

- Nukleotid-Sequenzanalyse der Spaltstelle des Hämagglutinin-Gens

- RT-PCR mit Zielsequenz im Hämagglutinin-Gen, RT-PCR zum subtypenspezifischen

Nachweis der potenziell hochpathogenen AIV-Subtypen H5 und H7

- Nachweis von Genomteilen, die multiple basische Aminosäuren kodieren

- Neuraminidase-Hemmtest zur Bestimmung des N-Subtyps

Anlage 1

Geflügelpest

Definition

In der Regel mit schweren klinischen Symptomen verbundene Verlaufsform der AI, die

durch hochpathogene Stämme des AIV mit einem intravenösen Pathogenitätsindex (IVPI)

von 1,2 oder mehr bei 6 Wochen alten Hühnern durch AIV-Stämme der Sybtypen H5 bzw.

H7, bei denen mittels Nukleotid-Sequenzanalyse das Vorhandensein multipler basischer

Aminosäuren im Spaltbereich des Hämagglutinins nachgewiesen wurde, verursacht wird.

Familie Orthomyxoviridae, Genus Influenzavirus, Typ A


Grundlage der Beschreibung der serologischen Identität sind die 2 Oberflächenantigene

an der Virushülle (Hämagglutinin) und Neuraminidase. Zur Zeit sind 15 Hämagglutinin-

und 9 Neuraminidase-Antigene beschrieben. Die Typbestimmung (A, B, C) beruht auf dem

Antigenen Charakter des Matrix-Proteins in der Virushülle und dem darin liegenden Nucle-

oprotein. Alle Influenzaviren, die für Haustiere relevant sind, gehören zum Typ A, der auch

ernste Epidemien beim Menschen verursacht. Die Typen B und C kommen bei Haustieren

nicht vor.

Andere AI-Stämme verursachen einen milderen Krankheitsverlauf (LPAI-Stämme), mit

milderer Klinik (leichte respiratorisch Erscheinungen, geringer Rückgang der Legeleistung)

und viel geringerer Mortalität. Mitunter treten jedoch durch Sekundärinfektionen oder un-

günstige Haltungsbedingungen bedingte Komplikationen auf. Nachgewiesenermaßen

können bestimmte niedrigpathogene Stämme zu HPAI-Stämmen mutieren, wenn sie eini-

ge Zeit in der Population zirkuliert sind. Bis heute sind nur H7- und H5- Stämme als hoch-

pathogen befunden worden, es gibt jedoch auch gering pathogene H7- und H5-Stämme.

Tenazität

- Im Allgemeinen gering (behülltes Virus)

- Inaktivierung bei 56°C/3 h; 60°C/30‘; saurer pH-Wert;

- Inaktivierung durch Oxidantien, Natriumdodecylsulfat, Lipidlösungsmittel,

ß-Propiolacton, Formalin, Jodverbindungen

- Erreger bleibt in Geweben, Fäzes und Wasser lange lebensfähig; Überleben in der

Außenwelt ist von Temperatur und Feuchtigkeit abhängig (Flüssigmist: 105d; Kot: 30-

35 d (4°C) bzw. 7 d (20°C)).


Mit folgenden Bearbeitungszeiten bis zur Diagnosestellung ist zu rechnen:

Untersuchungsschritt Untersuchungsmaterial Untersuchungsmethode Nachweis von früheste positive Aussage (nach experimenteller Infektion)

Dauer des eigentli-chen Tests (Minimum)

Feststellung klinischer Symptome und pa-thologisch-anato-mische Untersuchung

Hühner, Puten bei Wasservögeln sel-ten Klinik

klinische Untersu-chung

klinischen Symptomen

in Abhängigkeit von Inkubati-onszeit (wenige Stunden bis max. 18 Tage), Infektionsdo-sis, Pathogenität, Spezies

bis zur Verdachtsdi-agnose Minuten (Kli-nik) bzw. wenige Stunden (Sektion)

Virusisolierung aus dem verdächtigen Tier

Kloakentupfer Rachentupfer Organe

Virusisolierung im embryonierten Hühnerei (bei negativer 1. Passa-ge erfolgt 2 Passage) und Hämagglutinationstest und Hämagglutinations- hemmungstest

embryopathogenem Agens und hämagglutinierendem Agens

36 h: „embryopathogen“ 40 h „hämagglutinierend“ Bei Ausschluss von ND: Weiterleitung an BFAV *

ab 36 h nach Ansatz bei hochvirulentem Isolat aber Negativbe-fund nach frühestens 14 Tagen (Abschluss der 2. Ei-Passage) 2 h nach Ernte der Allantoisflüssigkeit 2 h nach Hämaggluti-nationstest

Nachweis von AIV-RNA

Allantoisflüssigkeit von inokulierten (Tup-fer, Organanreibun-gen) embryonierten Eier

PCR Influenza A-Matrix-Protein

8 h nach Ernte der Allan-toisflüssigkeit und Ansatz der PCR

8 Stunden

Nachweis spezifischer Antikörper

Blutserum Eidotter

ELISA ** Hämagglutinations- hemmungstest

Antikörper gegen AIV frühestens 7 d p.i. frühestens 14 d p.i.

8 Stunden 2 Stunden

* Durchführung von Untersuchungen zur Feststellung der Pathogenität mittels PCR (Dauer 5-6 Tage) und Tierversuch (Dauer 14 Tage) sowie zum endgültigen Ausschluss/Nachweis von Geflügelpest und ggf. Charakterisierung von AIV geringer Pathogenität (Dauer 21 Tage)

** nur Hühner und Puten

Arbeitsgruppe Epidemiologie Kurzübersicht über Beschreibung der Aufgaben – Hauptaufgaben / Ziele: Schnellstmögliche Erkennung aller infizierten Bestände Schätzung des weiteren Seuchenverlaufs

A: Sofortermittlungen im Verdachtsfall

- Zügige Datenerhebung vor Ort durch 2 Personen mittels Epidemiologischem Ermittlungsbogen

(ggf. zunächst nur die wesentlichen Daten hinsichtlich der Kontaktbestände)

- Erstellung Betriebsskizze (Übersichtszeichnung, Detailskizze der Ställe incl. Käfigstruktur,

Standorte anderer Tierarten)

- Vorbereitung des Detailed Reports, Teil Epidemiologie, für die EU-Kommission

- Weiterleitung der erhobenen Daten an den Leiter des Krisenzentrums

- Vervollständigung der Daten mittels Epidemiologischem Ermittlungsbogen (komplette Fassung)

B: Ermittlungen von Kontaktbeständen (tracing on / tracing back)

Woher wurde das Virus eingeschleppt ? Wohin wurde es weiterverschleppt?

- Tracing back: 30 Tage vor der Feststellung der Influenzavirus A-Infektion bzw. Zeitraum 14

Tagen vor Auftreten der ersten Symptome bis zur Erkrankung

- Tracing on: Zeitraum seit vermutetem Einschleppungsdatum

- Ggf. Schweine in die Erhebungen einbeziehen

- Kartographische Darstellung der Geflügel- / Schweinebestände in 1000 / 3000 m Radius

- Tierkontakte: Zu- und Verkäufe

- Direkter Tierkontakt zu (v.a. Personen, Fahrzeuge, Gerätschaften)

- Kontaminiertes Material:

- Abgleich der erhobenen Daten, weitergehende Ermittlungen

- Information des Leiters des Krisenzentrums

C: Einschleppungszeitpunkt und -ursache

- Auftreten und Verlauf der klinischen Erscheinungen und der Todesfälle im Bestand und Inkubationszeit berücksichtigen. Achtung: bei Käfighaltung kann die Verbreitung im Bestand deutlich länger dauern! Dokumentation: Seite 7 und 8 im Ermittlungsbogen. Ergänzende Eintragungen in der Betriebsskizze

- Auswertung von (Labor-)diagnostischen Befunden und meteorologischen Daten

- Erneute Risikobewertung und Gruppierung der ermittelten Kontakte nach Eingrenzung des Einschleppungszeitpunktes

- Ggf. nochmalige gezielte Nachfrage/Ermittlung von Kontakten, durch die der Erreger eingeschleppt worden sein kann, für den eingegrenzten Zeitraum.

- Information des Leiters des Krisenzentrums

D. Planung von Untersuchungen in Kontaktbeständen

- Zunächst Kontrolle der Kontaktbestände mit dem höchsten Risiko einer Geflügelpestvirusinfektion (Verwendung des klinischen Untersuchungsbogens mit Anlage Epidemiologiebogen Kontaktbestand)

- Erstellung einer Prioritätsliste hinsichtlich des Aufsuchens von Kontaktbetrieben,

- Erstellen von Routen zu den zu untersuchenden Kontaktbetrieben,

- Aussenden (briefing) der amtlichen Tierärzte und Empfang der amtlichen Tierärzte (debriefing) mit Austausch von Informationen

E. Fortlaufende Kontrolle und Auswertung der Befunde

- EDV-Erfassung der Daten der epidemiologischen Ermittlungsbögen und weiterer Befunddaten (Laborbefunde, Befunde klinischer Untersuchungen, u.a.).

- Anlegen einer Betriebsakte für jeden infizierten Betrieb

- Organisation regelmäßiger Arbeitsbesprechungen innerhalb der Gruppe Epidemiologie, in denen eine Risikobewertung vorgenommen wird

- Kontrolle der eingehenden Daten auf Vollständigkeit und Plausibilität

- Tägliche Dokumentation des Standes der Ermittlungen in dem Tagesprotokoll Epidemiologie Stand der Ermittlungen und Maßnahmen

F. Pflege der hinterlegten Dokumente / Checklisten

Seite 1 Betrieb: ###

Epidemiologischer Ermittlungsbogen Datum: ###

Klassische Geflügelpest

Erhebung am: ________ um:________ durch: ____________________

lfd. Nr. des Ausbruchs (Kfz.-Kennz. + Jahr + Nr. des Ausbruchs) :

I: IDENTITÄT DES BESTANDES: Reg.Nr.:

TSK-Nr.:

1. Standort: 2. Tierbesitzer:

Name. Vorname: Name, Vorname:

Straße: Straße:

Ortsteil: Ortsteil:

PLZ, Ort: PLZ, Ort:

Tel.-Nr.: Tel.-Nr.:

Fax: Fax:

Kreis: Kreis:

Gauß-Krüger Koordinaten: Geschäftsführer bei einer GmbH:

Farmleiter: Gesellschafter bei einer GbR:

Tel.-Nr.: Gesellschafter bei einer GbR:

Fax:

Vertreter: weitere Reg.Nr. die zum Gehöft gehört:

Tel.-Nr.: Standort:

Fax:

weitere Reg.Nr. die zum Gehöft gehört:

Standort:

seuchenhygienische Einheiten:

(genaue Anschrift mit Reg.-Nr.)

Betreuende Tierärzte:

(Anschrift mit Tel. und Fax)

3. Nachbarschaftsbestände mit Geflügel (auch Hobby !!!):(Lageplan auf Rückseite erstellen !!!)

Name und Anschrift des Bestandes Entfernung in m Himmelsrichtung


II. BESTANDSDATEN: Datum: ###

I. 1. Angaben zum Geflügelbestand:

(Anzahl der Tiere zum Zeitpunkt der amtlichen Feststellung des Seuchenverdachts bzw. der Tötung)

Stall-Nr.

Hühner Anzahl Alter Anzahl Alter Anzahl Alter Anzahl Alter

Elterntieraufzucht (Mast)

Elterntiere (Mast)

Jungmasthühner (Broiler/Roaster)

Elterntieraufzucht (Konsumei)

Elterntiere (Konsumei)

Junghennenaufzucht (Konsumei)

Legehuhn (Konsumei)

Andere:

Hobbyhaltung

gesamt:

Truthühner

Elterntierhaltung

Masthennen

Masthähne

Andere:

Hobbyhaltung

gesamt:

Gänse

Elterntiere

Masttiere

Hobbyhaltung

gesamt:

Enten

Elterntiere

Masttiere

Hobbyhaltung

gesamt:

Sonstiges Geflügel [Rasse/Art]

gesamt:

Anzahl Geflügel insgesamt:

Brüterei

Tierart: Hühner Truthühner Gänse Enten

Anzahl der Eier Küken Eier Küken Eier Küken Eier Küken

Eierannahme

Vorbrüter

Schlupfbrüter

Schlupftermine

Schlupfrate in %


III. BETRIEBSMANAGEMENT: Datum: ###

III. 1. Stallgestaltung

Anzahl der Stallgebäude insgesamt:

Stall- geschlossener Soffener Anzahl baulicher Tierart Anzahl Auslaufhaltung=A

nummer Stall Stall Abteile Zustand * Bodenhaltung=B

Käfighaltung=K

* : +++ sehr gut, ++ gut, + zufriedenstellend, - schlecht

III. 2. Bestandsdokumentation

ja nein Mängel

Führen von Nachweisen (§§ 2,4-8 u. 16 GFlHV)

Bestandsbuch (Arzneimittelanwendung) geführt

Brütereiregister vorhanden

Aufzeichnungen nach § 9 Geflügelpest-VO

Stallkarte eingesehen

Lageplan erstellen (Skizze, ggf. Rückseite verwenden):


III. 2. Hygienesituation Datum: ###

a) Haltung mit anderen Tieren __ Ja (s. Tabelle) __ Nein

Tierart: Schafe Ziegen Rinder Pferde Schweine Hunde Katzen Andere:

Anzahl:

b) Schadnagerbefall (Ratten und Mäuse) auf dem Gehöft

__ hochgradig __ mittelgradig __ geringgradig

Wurde regelmäßig bekämpft?

Externer Schädlingsbekämpfer ?

(Name, Anschrift und Tel.)

Alle Besuche der letzten 30 Tage in "Alle Kontakte" III.5 (S. 6) eintragen !

c) Art der Reinigung und Desinfektion des Betriebes / Stalles:

fast ausschließlich Trockenreinigung

Trockenreinigung und Naßreinigung ohne Hochdruckreinigung

Hochdruckreinigung mit Kalt- bzw. Warmwasser ohne Desinfektionsmittel

Hochdruckreinigung mit Desinfekionsmittel

Wann wird die Reinigung und Desinfektion jeweils durchgeführt?

Rein-Raus-Prinzip

bei der Ausstallung einzelner Stallabteile (Teilausstallung)

externe Reinigungsfirma ?

(Name, Anschrift und Tel.)

Alle Besuche der letzten 30 Tage in "Alle Kontakte" III.5 (S. 6) eintragen !

d) Tierkörperbeseitigung:

Wie werden die Tierkörper gelagert ?

Zuständige TKBA ?

Alle Abholungen der letzten 30 Tage in "Alle Kontakte" III.5 (S. 6) eintragen !

e) Fütterung (zurückliegende 30 Tage)

Lagerung der Futtermittel (Standort der Silos ggf. in Lageplan der Ställe einzeichnen)

Futtermittel Herkunft / Lieferant

Alle Lieferungen der letzten 30 Tage in "Alle Kontakte" III.5 (S.6) eintragen !

Fütterung durch Betriebsfremde Personen (z.B. Verwandte, Betriebshelfer ...)

Name, Anschrift und Tel.:

Alle Fütterungen durch betriebsfremde Personen in den letzten 30 Tagen

in "Alle Kontakte" III.5 (S. 6) mit Datum und Uhrzeit eintragen !


weiter III. Betriebsmanagement Datum: ###

III. 3. Impfungen

Welche Impfungen werden regelmäßig vorgenommen?

Krankheit Iimpfstoffbezeichnung Herkunft Durchführende Person *

ND

* ggf. Name, Anschrift und Tel.

der "Impfkolonne" angeben:

Alle Impfungen der letzten 30 Tagen in "Alle Kontakte" III.5 mit Datum und Uhrzeit eintragen !

Liegt eine Ausnahemegenehmigung nach § 34 Tierimpfstoffverordnung vor?

__ Nein __ Ja, Ausstellungsdatum: ________ , noch gültig ? __ Ja, __ Nein

III. 4. Zu- und Abgänge in den letzten 30 Tagen vor dem Verdacht bzw. Ausbruch

(Kopien der Stallkarten)

a) Zukauf: Daten in "Alle Kontakte" III.5 (S.6) mit Datum und Uhrzeit eintragen !

b) Wege des Tierverkehrs beim Tierzukauf:

__ direkt aus dem Herkunfstbestand / Brüterei mit dem eigenen Fahrzeug

__ direkt aus dem Herkunfstbestand / Brüterei mit Händlerfahrzeug

__ direkter Transport mit Aufteilung auf andere Bestände

__ anderer Weg: ____________________________________________

c) Tierverkauf bzw. Eierabgabe (Hofverkauf beachten !!!)

Daten in "Alle Kontakte" III.5 (s.6) mit Datum und Uhrzeit eintragen !

d) Wege der Eierabgabe bzw. des Tierverkehrs beim Tierverkauf:

__ direkt zum Empfänger mit dem eigenen Fahrzeug

__ direkt zum Empfänger mit Händlerfahrzeug (Fremdfahrzeug)

__ direkter Transport mit Aufteilung auf andere Bestände

__ anderer Weg: ____________________________________________

Zu III.5. "Alle Kontakte" auf Seite 6:

Eingetragen werden müssen alle Tier-, Personen-, Fahrzeug- und sonstige Kontakte !!!

Genauere Angaben zu Anschriften etc. sollen soweit nicht bereits geschehen hier erfolgen.

Personen, soweit noch nicht bereits erwähnt:

Amtstierarzt:

Geflügelgesundheitsdienst:

Produktionsleiter:

Fangkolonnen:

Händler:

Futtermittelberater:

Jäger:

Sonstige (z.B.Handwerker, IKB):

Hofkunden:

Fahrzeuge, soweit noch nicht bereits erwähnt:

Tiertransporter:

Fahrzeuge "Flüssig-/Trockenkot"

gemeinsam genutzte Fahrzeuge:

Molkerei:

Lebensmittellieferanten:

Post:

Privatfahrzeuge:

Andere Kontakte:

gemeinsam genutzte Geräte:


Datum: ###

III. 5. Alle Kontakte (Tiere, Personen, Fahrzeuge, Gegenstände, sonstige) der letzten 30 Tage in chronologischer Reihenfolge

*1: für jeden Kontakt muß ggf. ein eigener Verfolgsbogen Sekundärkontakte (s.Seite 10) ausgefüllt werden.

lfd. Kontaktart Kontaktperson Wertung Verfolgs-

Nr. Datum Uhrzeit Tier (Tiergruppe) Personen Fahrzeug sonst. (z.B. Tierarzt, TBA, Händler, FM ..) (K1, K2, ...) bogen-Nr.: *1

Es sind auch direkte Kontakte zu anderen Geflügelbeständen zu berücksichtigen, die von dem Betriebsleiter, dem Personal

oder der Familienangehörigen aufgesucht worden sind

IV. ANGABEN ZUM AUSBRUCH Seite 7 Betrieb: ###

Datum: ###

1. Beobachtungen zur Klinik

a) Beschreibung des Verlaufes und der klinischen Symptome der Seuche einschl. der Verluste

Datum und Zeit des Auftretens erster klinischer Erscheinungen bzw. Verluste

Tierart

Gruppe

Stall / Abteil

Klinik

Futter- und

Wasseraufnahme

Abfall der

Legeleistung

Apathie

Somnolenz

Durchfall

Schnupfen

respir. Symptome

Augenausfluß

Zyanose

Arthritiden

ZNS-Störungen

Sonstiges

Tote

Probenahme am

Probennr.:

Ergebnis

b) Beschreibung des klinischen Verlaufes (ggf. Rückseite verwenden):

c) Erkrankungen und/oder Verluste bei neu eingestallten Tieren? __ Nein __ Ja

Wenn ja: (Angaben des Tierhalters)

Haltungsstufe Anzahl Einstallung Erkrankung Datum Symptome

d) Verdachtsmeldung an Veterinäramt am ............. , um ......... .. durch ........................

Anzahl klinischer Erkrankungen / Tote vom Beginn des klin. Geschehens bis Verdachtsmeldung:

Tierart / Gruppe:

erkrankte Tiere:

tote Tiere:

Anzahl klinischer Erkrankungen / Tote vom Beginn des klin. Geschehens bis amtl. Feststellung:

Tierart / Gruppe:

erkrankte Tiere:

tote Tiere:


weiter IV. ZUM AUSBRUCH: Datum: ###

2. Sonstige Erkrankungen im Gesamtbestand innerhalb der letzten 2 Monate: __ Nein

(Angaben des Besitzers, ggf. auf Rückseite oder Anlage Nr.......) __ Ja

Wenn Ja, kurze Beschreibung:

Datum, Gruppe: Erkrankung:

IV. 3. Versicherung des Tierhalters / Tierbesitzers / der Gesellschafter / des Geschäftsführers

Vorstehende Auskünfte wurden von mir, soweit ich sie beantworten konnte, nach bestem

Wissen gemacht. Ich wurde darüber aufgeklärt, dass ein Verstoß gegen die Auskunftspflicht

nach § 73 (2) des Tierseuchengesetzes ein Ordnungswidrigkeitentatbestand ist und zum

Entfallen des Entschädigungsanspruches nach § 69 des Tierseuchengesetzes führen kann.

__________, __________, _____________________________________________________________

Ort Datum Unterschrift/en Tierhalter / -besitzer / Gesellschafter / Geschäftsführer

IV. 4. Retrospektive Geflügelpest-Angaben (Reinfektion?)

a) Geflügelpest-Feststellung im Bestand vor diesem Ausbruch:

__ Nein

__ Ja, Wenn "Ja", Datum der Feststellung: ______________

b) Geflügelpest-Verdachtsmeldung vor diesem Ausbruch:

__ Nein

__ Ja, Wenn "Ja", Datum der Verdachtsmeldung: ______________

V. ANGABEN ZU DIAGNOSTISCHEN UNTERSUCHUNGEN

V.1. Angaben zu Geflügelpest-Untersuchungen:

a) Angaben zu Geflügelpest-Untersuchungen vor dem Ausbruch (s. Anlage Nr. .....)

Proben- Stall / Probenart (Serum, Untersuch- Untersuchungs- Ergebnis

datum anlaß Abteil Tupfer/Abstrich, Tier ungsamt methode pos. verd. neg. Datum

b) Angaben zu Geflügelpest-Untersuchungen im Zusammenhang mit dem Ausbruch:

Proben- Stall / Probenart (Serum, Untersuch- Untersuchungs- Ergebnis

datum anlaß Abteil Tupfer/Abstrich, Tier ungsamt methode pos. verd. neg. Datum


Datum: ###

VI. ANTIEPIZOOTISCHE MASSNAHMEN

0. Datum / Uhrzeit der Meldung des Verdachts

1. Datum / Uhrzeit der amtlichen Feststellung des Verdachts:

2. Datum / Uhrzeit der amtlichen Feststellung des Ausbruchs:

3. Datum / Uhrzeit der Tötung und unschädlichen Beseitigung:

4. Tötungsmethode:

5. Datum / Uhrzeit der vorläufigen Reinigung und Desinfektion:

6. Sperrbezirk:

Datum /Uhrzeit der Errichtung des Sperrbezirkes:

Anzahl der Geflügelbestände im Sperrbezirk:

7. Beobachtungsgebiet:

Anzahl der Geflügelbestände im Beobachtungsgebiet:

8. Kontaktbestände, Anzahl:

Anzahl der getöteten Tiere

VII. Zusammenfassung:

1. Einschleppungsursache

(1 = nachgewiesen, 2 = vermutet) Datum Uhrzeit Sonstiges

__ unbekannt - Ermittlungen werden fortgesetzt

__ unbekannt - nach Ermittlungen weiter unklar

__ Verfütterung von Speise- / Schlachtabfällen

__ durch Marktbesuch

__ durch Nachbarschaft in _____ m Entfernung

__ Zukauf von Tieren / Eiern

__ durch Transportfahrzeuge

__ durch Personenverkehr mit direktem Tierkonkakt

__ durch Personenverkehr ohne direktem Tierkonkakt

__ durch andere Ansteckungsträger

__ durch andere Fahrzeuge

__ Wildvögel

2. Zeitlicher Ablauf des Infektionsgesschehens:

Datum, Zeit der vermuteten Zeitpunkt (Datum,Zeit) der Inkubations-

Erregereinschleppung ersten Klinik ersten Toten zeit

3. Ermittlung der Verbreitungswege / Sekundärkontakte

Angelegte neue Epibögen / Kontaktbetriebe aufgrund von Sekundärkontakten (s.Seite 10)

lfd. Nr. Name, Anschrift, Tel.


Datum: ###

Verfolgsbogen Sekundärkontakte

Weitere relevante Kontakte in chronologischer Reihenfolge (ggf. bis zur Reinigung und Desinfektion)

Kontaktperson:___________________________________________________________

Datum und Uhrzeit des Primärkontaktes:_______________________________

*1: für jeden relevanten Kontakt muß ggf. ein neuer Epibogen ausgefüllt werden.

lfd. Kontaktart Sekundärkontakt Geflügelhaltung ? Wertung Nr. neuer

Nr. Datum Uhrzeit Tier Fahrzeug sonst. Name, Anschrift des Betriebes (ggf. Art und Zahl) (K1, K2, ...) Epibogen *1

Merkblatt zum Schutz von Personen, die bei der Tötung / Räumung von Geflügelbestän-den im Rahmen der Geflügelpestbekämpfung eingesetzt werden

Zum persönlichen Schutz von Personen, die bei der Tötung und / oder Räumung von Geflügel-

pest-verdächtigen oder Geflügelpest-positiven Geflügelbeständen im Seuchenfall eingesetzt

werden, wird für Niedersachsen folgendes Vorgehen vorgeschlagen:

I. Tragen persönlicher Schutzausrüstung

Zur Verringerung der Aufnahme möglicher infektiöser Virusdosen sind beim Arbeiten in Geflü-

gelpest-verdächtigen oder Geflügelpest-positiven Geflügelbeständen zusätzlich zur Einmal-

Schutzbekleidung unbedingt eine Staubmaske (möglichst der Schutzklasse P 3) sowie eine

handelsübliche Schutzbrille (auf seitlichen Augenschutz achten) zu tragen.

II. Einnahme von Neuraminidase-Inhibitoren

Personen, die in Geflügelpest-verdächtigen oder Geflügelpest-positiven Geflügelbeständen ein-

gesetzt werden, sollen für die Dauer des Kontaktes Neuraminidase-Inhibitoren einnehmen. Die-

se Mittel wirken sofort ab der ersten Einnahme. Präparat sind „Tamiflu“, das oral eingenom-

men wird, und „Relenza“, das inhaliert wird. Die Kosten für eine Tagesdosis „Tamiflu“ betra-

gen ca. 5 €; diese Kosten werden nicht von den Krankenkassen übernommen. Weitere Informa-

tionen zu „Tamiflu“ befinden sich auf der Internetseite

www.medknowledge.de/neu/2002/II-2002-14-oseltamivir.htm .

III. Influenzaimpfung zur Verhinderung einer möglichen Virus-Rekombination und damit

einer möglichen Grippe-Epidemie

Personen, die bei der Untersuchung/Tötung/Räumung/Desinfektion von Geflügelpest-positiven

Geflügelbetrieben eingesetzt werden, müssen sich beim Hausarzt gegen Influenza impfen las-

sen. Die Impfung bietet keinen Impfschutz gegen den in den Niederlanden aufgetretenen Sub-

typ, kann aber die Rekombination unterschiedlicher Influenzaviren zu einem neuen und mögli-

cherweise pathogenen Subtyp der Influenzaviren verhindern. Bis zum Einsetzen einer Immun-

antwort vergehen ca. 14 Tage.

- 2 -

IV. Weitere Informationen zur AI und Grippeimpfung

Der in den Niederlanden verstorbene Tierarzt hat nach Informationen von dort neben einer

H7N7-Influenzavirusinfektion auch eine Herpesvirusinfektion gehabt. Es wird angenommen,

dass letztere eine Suppression des Immunsystems zur Folge hatte und dadurch die normaler-

weise klinisch inapparente oder mild verlaufende Influenzavirusinfektion tödlich endete.

Es wird auf die Stellungnahme des Bundesinstituts für Risikobewertung zur Aviären Influenza

(AI) und Grippeimpfung vom 17.03.2003 verwiesen.

Allgemeine Informationen zur Influenzaimpfung befinden sich auf der Internetseite

www.medizinimdialog.com/mid3_02/influenzaviren.html .

. . .

17. März 2003

Stellungnahme des Bundesinstituts für Risikobewertung zur Aviären Influenza (AI) und Grippeimpfung

Die Stellungnahme ist mit dem Robert-Koch-Institut und der Bundesforschungsanstalt

für Viruskrankheiten der Tiere abgestimmt.

Die Influenza ist eine klassische virale Zoonose. Das kausale Orthomyxovirus tritt in

einer großen Zahl von Subtypen auf, die auf der Basis ihrer Oberflächenglykoproteine

Hämagglutinin (HA) und Neuraminidase (NA) nicht miteinander serologisch

kreuzreagieren. Bisher wurden15 (ev. 16) verschiedene HA-Subtypen und 9

verschiedene NA-Subtypen isoliert und charakterisiert. Diese kommen alle in

Vogelpopulationen vor und sind für diese mehr oder weniger pathogen, eine extreme

Pathogenität für Geflügel unterschiedlicher Spezies hat der Erreger der klassischen

Geflügelpest (H7(N7). Auch ein Subtyp H5 kann hoch pathogen für Geflügel sein.

Aus den Vogelpopulationen können einzelne Erregersubtypen, meist via Schwein als

„mixing vessel“ in weitere Säugerpopulationen einwandern. So kommen beim Schwein

gegenwärtig

3 verschiedene Influenzavirussubtypen A vor (H3N2, H1N1 und H1N2). Der Mensch

wurde bisher von H1, H2 und H3 Subtypen attackiert (mit N1 und N2 kombiniert)

daneben noch durch den Typ B.

Da Influenzaviren ein segmentiertes RNA-Genom besitzen, können einzelne Gene, so

auch für HA und NA, frei miteinander rekombinieren. Auf dieser Basis entstehen völlig

neue Viren (Subtypen), selbst „Dreielterkreuzungen“ sind möglich (antigene Shift). So

können Viren, die z.B. vom Vogel stammen, sich mit Viren kreuzen, die in

Schweinen oder Menschen vorkommen. Das Ergebnis können dann Viren sein,

welche an humane Zellen adaptiert simd, jedoch Oberflächenprojektionen tragen, die

vom Vogelvirus stammen und wogegen in der humanen Population keinerlei Immunität

vorhanden besteht. Diese können Ausgangspunkt der gefürchteten globalen

Geschehen sein (Pandemie). Ein konkretes Beispiel für eine solche Rekombination ist

das neu aufgetretene H1N2 Virus des Schweines, welches unsere Arbeitsgruppe

kürzlich publiziert hat. H1N2 Viren konnten in der letzten Influenzasaison auch aus dem

(erkrankten) Menschen isoliert werden.

Daneben muss noch angemerkt werden, dass die HA´s der einzelnen Subtypen

innerhalb des gegebenen Subtyps noch die Möglichkeit haben, sich zu verändern

(antigene Drift).

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. . .

Ein direkter Übergang dieser vom Vogel stammenden Influenzaviren auf den

Menschen ohne die Zwischenstation Schwein (Adaptation für die Säugerzelle) ist

ein außerordentlich seltenes aber mögliches Ereignis und bisher, wenn es

eingetreten ist, lokal begrenzt geblieben. Ein solches Ereignis trat 1997 in Hong Kong

auf, als 18 Personen mit einem A(H5N1) infiziert wurden, der bisher ausschließlich in

Vögeln auftrat. 6 Patienten verstarben. Dadurch, dass dieser Stamm offensichtlich

nicht von Mensch zu Mensch übertragen werden konnte und von den Behörden in sehr

kurzer Zeit die gesamte Geflügelpopulation geschlachtet und vernichtet wurde, traten

keine weiteren humanen Fälle auf. 2003 verstarben erneut zwei Patienten an dieser

Virusvariante.

Das H7 Virus, welches jetzt in Holland die klassische Geflügelpest auslöste, hat

bisher noch niemals nachgewiesene Influenzaerkrankungen beim Menschen

induziert, wohl aber Konjunktivitiden. 1981 wurden zwei Fälle einer Konjunktivitis

des Menschen beschrieben, wobei der Erreger ein H7N7 Virus war, ein Stamm, der

dem jetzt in den holländischen Geflügelbeständen grassierenden Stamm sehr ähnlich

ist. Ebenso hatte eine Frau in England nach Kontakt mit Enten 1997 eine Konjunktivitis

durch ein H7 Virus.

Zunächst wurde auch bei dem aktuellen Geschehen von einem Tierarzt berichtet,

der eine Konjunktivitis entwickelte. Das Virus wurde isoliert und charakterisiert,

stellte sich als das Hühnerpestvirus H7N7 heraus, welches durch Sequenzierung

von HA-, NA- und M-Genbereichen endgültig zugeschrieben werden konnte.

Inzwischen wurde aber bekannt, dass weitere 19 solcher Konjunktivitiden beim

Menschen ausgelöst wurden, 18 Personen waren in entsprechenden

Geflügelvernichtungstrupps tätig. Etwas bedenklicher ist die Tatsache, dass

Patient 19 ein Angehöriger eines solchen Beschäftigten war ! Das Virus wurde

also von Mensch zu Mensch übertragen. Dabei handelt es sich um die (junge)

Tochter eines Beschäftigten, die keinen Kontakt mit Hühnern hatte. Man kann in

diesem Fall also von engen Familienkontakten ausgehen, d.h. postulieren, dass

die Tochter in Kontakt mit der Tränenflüssigkeit des Vaters gekommen ist.

Es traten zwei Fälle von schwerer Keratokonjuktivitis auf. Alle

Keratokonjunktivitiden sind aber blande ausgeheilt.

Insgesamt hatten 75 Personen der insgesamt 1100 Beschäftigten Augenprobleme

(Infektionsrate 7 %!).

Gegen H7-Stämme gibt es keinen für die Anwendung am Menschen zugelassenen

Impfstoff. Der für die Anwendung am Menschen zugelassene Impfstoff enthält Viren

der Typen A (Subtypen H3N2 und H1N1) und B. Zwischen diesen 3

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. . .

Impfstoffkomponenten und dem H7N7 besteht keine Kreuzimmunität. Somit induziert

der beim Menschen eingesetzte Impfstoff gegen H7N7 keinerlei Schutz.

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Wir halten eine Schutzimpfung für die mit Geflügel in engem Kontakt stehenden

Beschäftigten und ihre im gleichen Haushalt lebenden Angehörigen aber für

sinnvoll und empfehlenswert, um, wie oben ausgeführt, die potentielle Gefahr von

durch Doppel- oder Dreifachinfektionen entstehende

Rekombinationsmöglichkeiten der Viren zu reduzieren. Das würde zur

Reduzierung der Möglichkeit des Auftretens neuer Virusvarianten beitragen.

Diese Empfehlung einer Influenzaschutzimpfung für die Beschäftigten der

Geflügelindustrie in Deutschland kann sowohl in Vorbereitung auf eine eventuelle

Einschleppung des H7N7 Erregers als auch generell gegeben werden.

Ein Impfschutz besteht nach 2 Wochen, es kann auch in der Influenzasaison geimpft

werden (Totimpfstoff !). Die bereits laufende Influenzaepidemie stellt keine

Gegenindikation für die Schutzimpfung dar.

Personen mit einer klinischen Influenzasymptomatik sollten keinen Kontakt mit

infizierten Geflügelbeständen haben.

Das Tragen von Mundschutz und vor allem Schutzbrille (s.o.) sind zu empfehlen.

Peinlich genau sollten die Maßnahmen der persönlichen Hygiene beachtet und

eingehalten werden.

Die in Holland seit Samstag durchgeführte Verabreichung von Virostatika an die

Beschäftigten mit einer frischen Konjunktivitis (Oseltamir) halten wir für sinnvoll. Diese

modernen Medikamente (Neuraminidase-Inhibitoren) sind sehr effektiv und reduzieren

ebenfalls die Replikation von Influenzaviren. Ihr Einsatz ist auch bei Ungeimpften

möglich und sinnvoll. Der breite prophylaktische Einsatz dieses Medikamentes bei den

Beschäftigten von (infizierten) Geflügelbeständen sowie bei ihren unmittelbar im

Haushalt lebenden Familienmitgliedern sollte sorgfältig abgewogen werden. Wenn

genügend Zeit vorhanden ist, sollte die Schutzimpfung favorisiert werden.

Documents

Klinische Diagnostik - Niedersachsen