TECHNISCHE Fakultät Mathematik und UNIVERSITÄT ... · Hinweise zur Protokollsammlung - Mikrobiologisches Grundpraktikum (WS 2012/13) - ... Fehlerbetrachtung und Literaturquellen

MGP WS 2012/13 T2

TECHNISCHE UNIVERSITÄT DRESDEN

Fakultät Mathematik und Naturwissenschaften Fachrichtung Biologie

Institut für Mikrobiologie

Studiengänge Biologie und Molekulare Biotechnologie (Bsc)

MIKROBIOLOGISCHES GRUNDPRAKTIKUM WS 2012/13

Protokollsammlung Teil 2 (KURSTAGE 5/6 bis 10)

Gruppe: ______________

Datum: ______________

Namen: ________________________________________________

Studiengang: ____________________________________________

Quelle: “What’s so funny about microbiology?” (Joachim Czichos)

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Hinweise zur Protokollsammlung - Mikrobiologisches Grundpraktikum (WS 2012/13) -

1. Ausfüllen der Protokollsammlung: Die Datei wurde als Protokollvorlage_MGP2012_Teil2.pdf zur Verfügung gestellt.

• Variante 1 (bevorzugt): Sie können die Protokollsammlung als pdf-Datei mit dem Adobe Acrobat Reader/Professional ausfüllen und anschließend ausdrucken. Achtung: nur mit dem Acrobat Professional kann das Dokument zwischendurch abgespeichert werden. Mit dem Acrobat Reader können die ausgefüllten Daten nicht gespeichert werden. Auf mehreren Rechnern des Bio-Pools steht eine Version des Adobe Acrobat Professional zur Verfügung.

Als kostenfreie Alternative kann z. B. PDF-XChange Viewer genutzt werden. Alle Felder der pdf-Datei, die ausgefüllt werden sollen, lassen sich z. B. in Acrobat

Professional mit Hilfe der Funktion „Felder markieren“ erkennen. • Variante 2: Sie drucken sich das Dokument unausgefüllt aus und füllen es per Hand aus. • Formulieren Sie Ihre Angaben kurz und präzise – ggf. in Stichpunkten.

2. Jedes Versuchsprotokoll sollte generell die Abschnitte Aufgabenstellung, Einleitung, Durchführung, Ergebnisse und Diskussion enthalten (vgl. Hinweise zur Anfertigung der Protokolle im Skript Arbeitsanleitungen S. VI-VII).

3. Auf eine Einleitung wird hier aus Platzgründen verzichtet. Die verwendeten Materialien und Organismen (Objekte) werden angegeben. Die genaue Beschreibung der Durchführung ist nicht notwendig, da dies schon in den Arbeitsanleitungen steht. Ein Verweis darauf reicht aus. Alle Abweichungen in der Durchführung sind unbedingt anzugeben (siehe Rubrik Bemerkungen) und in die Fehlerbetrachtung einzuschließen.

4. Der Abschnitt Ergebnisse und Diskussion macht den Hauptteil des Protokolls aus. Die Originaldaten (z. B. ursprüngliche Messwerte) sollen noch erkennbar sein.

5. Mikroskopische Zeichnungen werden mit Bleistift auf weißem Papier direkt im Kurs bei der Mikroskopie im Vergleich mit den vorgelegten typischen Bildern aus den Einführungs-dateien erstellt und machen den Versuchen entsprechend einen Großteil des Protokolls Teil 2 aus. Die entsprechenden typischen Bilder sollten Sie deshalb im Kurs immer ausgedruckt vorliegen haben! Die Zeichnungen mit Größenmaßstab und erläuternden Beschriftungen sind an den dafür vorgesehenen Stellen innerhalb der Protokollsammlung direkt anzufertigen bzw. einzukleben oder bei Bedarf als zusätzliche ganze Seiten mit Originalzeichnungen einzufügen. Bitte keine Zeichnungen als Anhang einfügen!

6. Grafiken und vergleichende Gesamtauswertetabellen der Daten aller Gruppen (werden im Kurs erstellt und zur Verfügung gestellt) sind an die dafür vorgesehene Stelle im Protokoll einzufügen bzw. einzuheften.

7. Der in der Protokollsammlung vorgegebene Platz sollte für Ihre Diskussion (vgl. Arbeitsanleitung S. VII) ausreichen. Bitte heften Sie keine zusätzlichen Blätter dazu!

8. Der erste Teil der Protokollsammlung (Kurstag 1 bis 5) ist spätestens am 10. Kurstag Dr. Axel Wobus im Zimmer E05 abzugeben. Der zweite Teil der Protokollsammlung (Kurstag 5/6 bis 10) ist ca. 14 Tage nach Kursende bei Dr. Stephan Mauersberger im Zimmer 134 abzugeben.

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5. KURSTAG (TEIL 2) 5.9 Mikroorganismen des Bodens – Isolierung von Streptomyceten aus Bodenproben Aufgabenstellung und Durchführung: siehe Arbeitsanleitungen MGP WS 2011/12,

Abweichungen in der Versuchsdurchführung sind unter Bemerkungen aufgeführt. Ergebnisse und Diskussion: Aufgabe 1: Beschreibung der auf GAUZE-Agar gewachsenen Kolonien. Charakteristika der auf GAUZE-Agar gewachsenen Kolonien (makroskopisch und Betrachtung mit dem Stereomikroskop - nach Farbe, Form, Geruch, Oberfläche, Profil etc.):

Aufgabe 2: Ermittlung der Gesamtkoloniezahlen (KbE) auf GAUZE-Agar und des Anteil

der wahrscheinlichen Streptomyceten je g Boden. Tabelle 37. Anzahl der auf GAUZE-Agarplatten gewachsenen Kolonien (Versuche 5.9, 7.2, 8.3.1)

Gesamtkoloniezahl 1) nach 7 d (7.2) 2) nach 10 d (8.3.1)

Wahrscheinliche Streptomyceten 1) nach 7 d (7.2) 2) nach 10 d (8.3.1)

Gruppe

Boden-probe A oder B

Eingesetzte Verdünnung KbE pro

Platte KbE / g Boden

KbE pro Platte

KbE / g Boden

Anteil (%)

unverdünnt 1: 10

Hinweis: Streptomyceten sind an der meist „kreidig-rauen“ Oberfläche (Luftmycel) ihrer oft gefärbten Kolonien (Betrachtung mit dem Stereomikroskop empfohlen!) und am spezifischen Geruch (Geosmin) zu erkennen. Die Primärisolationsplatten mit GAUZE-Agar wurden nach 7 d (Versuch 7.2) und nach 10 d (Versuch 8.3.1) betrachtet (Auswertung Tab. 49).

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Aufgabe 3: Beurteilung der Ergebnisse des Selektionsversuchs für Bodenstreptomyceten.

Ergebnis der Selektion von Bodenstreptomyceten (inklusive der Gesamtauswertetabelle):

Aufgabe 4: Kurze Erläuterung des Selektionsprinzips für Bodenstreptomyceten. Die Selektion von Bodenstreptomyceten erfolgte spezifisch durch folgende Maßnahmen:

Bemerkungen: Abweichungen in der Versuchsdurchführung, Fehlerbetrachtung und Literaturquellen.

Hinweis: Eine Zusammenfassung der Ergebnisse aller Gruppen zur Selektion von Streptomyceten aus Boden (Gesamtauswertetabellen der Versuche 5.9, 7.2 und 8.3.1) und deren erste Charakterisierung ihrer antibiotischen Wirkung gegen Bacillus subtilis (Versuch 8.3.1) wird gemeinsam mit den Ergebnissen des Überschichtungstests unter Versuch 8.3.1 (Tab. 49) gezeigt. Diese Gesamtauswertetabellen wurden während des Kurses erstellt und allen zur Verfügung gestellt.

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6. KURSTAG 6.2 Wirkung von Desinfektionsmitteln auf Mikroorganismen 6.2.1 Prüfung von Desinfektionsmitteln Aufgabenstellung und Durchführung: siehe Arbeitsanleitungen MGP WS 2011/12,

Abweichungen in der Versuchsdurchführung sind unter Bemerkungen aufgeführt. Ergebnisse und Diskussion: Aufgabe 1: Prüfung der mikrobioziden Wirkung der Desinfektionsmittel Peressigsäure

und Ethanol sowie von Knoblauch- oder Zwiebelsaft im Agardiffusionstest durch Bestimmung der Hemmhöfe.

Tabelle 38. Hemmhöfe im Agardiffusionstest (Gruppenergebnis zu Versuch 6.2.1)

Durchmesser (d) des Hemmhofs in mm: 1) nach 1-2 d (Bakterien) bzw. nach 2-3 d (Hefen)

2) evt. nach weiterer Bebrütung

Gruppe

Stamm

Nähr-medium

0,5 % Peressig-

säure

70 % Ethanol

Zwiebelsaft (ungerade Gr.)

Knoblauchsaft (gerade Gr.)

Aufgabe 2: Vergleich der Wirkung der eingesetzten Desinfektionsmittel. Erklärung der unterschiedlichen Wirkung von Peressigsäure und Ethanol in Versuch 6.2.1 im Vergleich mit den Resultaten von Versuch 6.2.2 (Tab. 41):

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Aufgabe 3: Vergleich der Desinfektionswirkung im Agardiffusionstest auf verschiedene Mikroorganismen.

Unterschiedliche Wirkung von Peressigsäure, Ethanol, Knoblauch- und Zwiebelsaft auf alle getesteten Mikroorganismen (Einbeziehung der Gesamtauswertetabellen Tab. 39 und Vergleich mit den Resultaten von Versuch 6.2.2 mit Tab. 41):

Aufgabe 4: Worauf beruht die desinfizierende Wirkung von Knoblauch- und

Zwiebelsaft?

Bemerkungen: Abweichungen in der Versuchsdurchführung, Fehlerbetrachtung und Literaturquellen:

Hinweis: Eine Zusammenfassung der Ergebnisse aller Gruppen zur Wirkung der Desinfektionsmitteln im Agardiffusionstest auf verschiedene Mikroorganismen (Tab. 39: Gesamtauswertetabellen des Versuchs 6.2.1) wurde hier eingefügt. Diese Gesamtauswertetabellen wurden während des Kurses erstellt und allen zur Verfügung gestellt.

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Tabelle 39-1. Prüfung von Desinfektionsmitteln im Agardiffusionstest. Teil 1 Gesamtauswertetabelle der Ergebnisse aller Gruppen zu Versuch 6.2.1

Auswertung unter 7.1: Durchmesser (d) der Hemmhöfe in mm (!) nach Bebrütung über 1-2 d (Keine Wirkung bei Durchmesser von 10 mm = d Stanzloch, d. h. 10 = kein Hemmhof)

Gruppen Nr.

Mikroorganismen Medium

Durchmesser Hemmhof (d in mm) für die Desinfektionsmittel

Gruppe

0,5 % Peressig- säure (Alle Gr.)

70 % Ethanol (Alle Gr.)

Knoblauchsaft (Gerade Gr.)

Zwiebelsaft (Ungerade Gr.)

ungerade

Escherichia coli (Esco) NA

1 13 25 37

- - - -

gerade

Escherichia coli (Esco) NA

2 14 26 38

- - - -

ungerade

Micrococcus luteus (Milu) NA

3 15 27 39

- - - -

gerade

Micrococcus luteus (Milu) NA

4 16 28 40

- - - -

ungerade

Bacillus subtilis (Basu) NA

5 17 29 41

- - - -

gerade

Bacillus subtilis (Basu) NA

6 18 30 42

- - - -

Beispieleintragung Gr.-Nr. 45 11 37 15

dd

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Tabelle 39-2. Prüfung von Desinfektionsmitteln im Agardiffusionstest. Teil 2 Gesamtauswertetabelle der Ergebnisse aller Gruppen zu Versuch 6.2.1

Auswertung unter 7.1: Durchmesser (d) der Hemmhöfe in mm (!) nach Bebrütung über 1-2 d (Bakterien) – 2-3 d (Hefen) (Keine Wirkung bei Durchmesser von 10 mm = d Stanzloch, d. h. 10 = kein Hemmhof)

Gruppen Nr.

Mikroorganismen Medium

Durchmesser Hemmhof (d in mm) für die Desinfektionsmittel

Gruppe

0,5 % Peressig- säure (Alle Gr.)

70 % Ethanol (Alle Gr.)

Knoblauchsaft (Gerade Gr.)

Zwiebelsaft (Ungerade Gr.)

ungerade

Staphylococcus aureus (Stau) NA

7 19 31 43

- - - -

gerade

Staphylococcus aureus (Stau) NA

8 20 32 44

- - - -

ungerade

Saccharomyces cerevisiae (Sace) SA

9 21 33 45

- - - -

gerade

Saccharomyces cerevisiae (Sace) SA

10 22 34 46

- - - -

ungerade

Yarrowia lipolytica (Yali) SA

11 23 35 47

- - - -

gerade

Yarrowia lipolytica (Yali) SA

12 24 36 48

- - - -

Beispieleintragung

45 11 37 15

dd

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6.2.2 Inaktivierung von Mikroorganismen durch Desinfektionsmittel Aufgabenstellung und Durchführung: siehe Arbeitsanleitungen MGP WS 2011/12,

Abweichungen in der Versuchsdurchführung sind unter Bemerkungen aufgeführt. Ergebnisse und Diskussion: Aufgabe 1: Bestimmung des Grades der Inaktivierung von Mikroorganismen (als %

Überlebende) durch die Desinfektionsmittel Peressigsäure (PE) und Ethanol (EtOH).

Tabelle 40. Koloniezahlen (Primärdaten) nach Ausplattieren von Verdünnungsstufen auf

Agarplatten und Berechnung der Zahl lebensfähiger Zellen (KbE/ml Probe) in der Ausgangssuspension (Gruppenergebnis zu Versuch 6.2.2).

Berechnete KbE/ml: für Kontrolle in PBS Angaben als N x 107/ml; für die Ansätze mit Desinfektionsmittel Angaben als N x 100/ml bzw. als N x 103/ml für die Versuche mit Bacillus subtilis, jeweils bezogen auf die Ausgangssuspension (Ansatz uv).

Koloniezahl pro Platte (Primärdaten der Verdünnungen) und Berechung KbE/ml für die Ausgangssuspension (Ansatz uv):

Angaben für Kontrolle in BPS als N x 107/ml, Desinfektionsversuches als N x 100/ml bzw. N x 103/ml (für Basu)

A) nach 1-2 d (Bakterien) bzw. nach 2-3 d (Hefen) B) evt. nach weiterer Bebrütung

Gruppe

Mikro-

organis-mus

Nähr-

medium

Kontrolle in PBS

0,2 % Peressig-säure (PE)

70 % Ethanol (EtOH)

Überlebende (% KbE von Kontrolle)

1) Verd.: Kolonien: KbE/ml: (N x 107/ml) 2) Verd.: Kolonien: KbE/ml: (N x 107/ml) 3) Verd.: Kolonien: KbE/ml: (N x 107/ml)

1) Verd.: Kolonien: KbE/ml: (N x 100/ml) 2) Verd.: Kolonien: KbE/ml: (N x 100/ml) 3) Verd.: Kolonien: KbE/ml: (N x 100/ml)

1) Verd.: Kolonien: KbE/ml: (N x 100/ml) (Basu: N x 103/ml) 2) Verd.: Kolonien: KbE/ml: (N x 100/ml) (Basu: N x 103/ml) 3) Verd.: Kolonien: KbE/ml: (N x 100/ml) (Basu: N x 103/ml)

1) PE: EtOH: 2) PE: EtOH: 3) PE: EtOH:

Repräsen-tativer Wert: KbE/ml: (N x 107/ml)

Repräsen- tativer Wert: KbE/ml: (N x 107/ml)

Repräsen-tativer Wert:

KbE/ml: (N x 100/ml) (Basu: N x 103/ml)

PE: EtOH:

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Aufgabe 2: Vergleich der Wirkung der eingesetzten Desinfektionsmittel. Erklärung der unterschiedlichen Wirkung von Peressigsäure und Ethanol in den Versuchen 6.2.2 (Tab. 40, 41) und 6.2.1 (Einbeziehung der Resultate aus Tab. 39):

Aufgabe 3: Vergleich der Desinfektionswirkung auf verschiedene Mikroorganismen. Unterschiedliche Wirkung von Peressigsäure und Ethanol auf alle getesteten Mikroorganismen (Einbeziehung der Gesamtauswertetabellen Tab. 41 und der Resultate aus Versuch 6.2.1 in Tab. 39):

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Aufgabe 4: Worauf beruht die höhere Überlebensrate von Bacillus subtilis bei der Einwirkung von Ethanol (Tab. 41)?


Hinweis: Eine Zusammenfassung der Ergebnisse aller Gruppen zur Wirkung der Desinfektionsmittel auf Suspensionen verschiedener Mikroorganismen (Tab. 41: Gesamtauswertetabellen des Versuchs 6.2.2) wurde hier eingefügt. Diese Gesamtauswertetabellen wurden während des Kurses erstellt und allen zur Verfügung gestellt.

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Tabelle 41-1. Inaktivierung von Mikroorganismen durch Desinfektionsmittel . Teil 1 Gesamtauswertetabelle zu den Ergebnissen aller Gruppen Versuch 6.2.2

KbE für Kontrolle (PBS) - N x 107/ml; für Ansätze mit Desinfektionsmittel - N/ml oder N x 103 /ml (Bacillus subtilis) jeweils in der Ausgangssuspension (= Ansatz uv)

Gruppe

Mikro- organis-

mus

Kontrolle

(PBS) [KbE x 107/ml der Probe uv]

Desinfektionsmittel 0,2 % Peressigsäure

(PE) [KbE / ml Probe uv]

Desinfektionsmittel 70 % Ethanol

(EtOH) [KbE/ ml Probe uv]

Überlebende (% von

Kontrolle mit PBS)

1 7

13 19 25 31

(37) (43)

Esche-richia coli

(Esco)

Gezählt: ca. 10 x 107 Z/ml Bestimmt: .. - .. x 107 KbE/ml Ergebnisse: N (x 107 KbE/ml) Gr.: 3x Angaben Verd. 10-x: N 1: 7: 13: 19: 25: 31: 37: 43:

[wenn 0 Kol./ 0,1 ml, d. h. <1 / ml]Bestimmt: .. - .. x 100 KbE/ml Ergebnisse: N (x 100 KbE/ml) Gr.: 3x Angaben Verd. 10-x: N 1: 7: 13: 19: 25: 31: 37: 43:

[wenn 0 Kol. / 0,1 ml, d. h. <1 / ml] Bestimmt: .. - .. x 100 KbE/ml Ergebnisse: N (x 100 KbE/ml) Gr.: 3x Angaben Verd. 10-x: N 1: 7: 13: 19: 25: 31: 37: 43:

[bei 0 kBE / 0,1 ml: d. h. ÜR <0,000001 %] Gr.: PE / EtOH 1: 7: 13: 19: 25: 31: 37: 43:

Beispieleintrag Gr.: 10-4: (11) / 10-5: 18 / 10-6: 22 Gr.: uv: <1 / 10-1: <10 / 10-2: <100 Gr.: uv: 20 / 10-1: 100 / 10-2: (<1000) Gr..: <0,000001%/0,00005%

2 8

14 20 26 32

(38) (44)

Bacillussubtilis

(Basu)



[Basu-Daten: N x 103 /ml Probe!] Bestimmt: .. - .. x 103 KbE/ml Ergebnisse: N (x 103 KbE/ml) Gr.: 3x Angaben Verd. 10-x: N 2: 8: 14: 20: 26: 32: 38: 44:


Beispieleintrag Gr.: 10-4: 4,1 / 10-5: 5,6 / 10-6: 5,9 Gr.: uv: <1 / 10-1: <10 / 10-2: <100 Gr.: uv: 56 / 10-1: 66 / 10-2: 60 Gr.: <0,000001 % / 0,6 %

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Tabelle 41-2. Inaktivierung von Mikroorganismen durch Desinfektionsmittel (Versuch 6.2.2) Teil 2

Gruppe

Mikro- organis-

mus

Kontrolle

(PBS) [KbE x 107/ml der Probe uv]

Desinfektionsmittel 0,2 % Peressigsäure


Desinfektionsmittel 70% Ethanol

(EtOH) [KbE / ml Probe uv]

Überlebende (% von

Kontrolle mit PBS)

3 9

15 21 27 33

(39) (45)

Staphy-lococcus aureus

(Stau)



[wenn 0 Kol./ 0,1 ml, d. h. <1 / ml] Bestimmt: .. - .. x 100 KbE/ml Ergebnisse: N (x 100 KbE/ml) Gr.: 3x Angaben Verd. 10-x: N 3: 9: 15: 21: 27: 33: 39: 45:


Beispieleintrag Gr.: 10-4: 4,3 / 10-5: 4,7 / 10-6: 9,0 Gr.: uv: <1 / 10-1: <10 / 10-2: <100 Gr.: uv: 10 / 10-1: (100)/ 10-2: (200) Gr.: <0,000001%/0,00005%

4

10 16 22 28 34

(40) (46)

Bacillussubtilis

(Basu)



[Basu-Daten: N x 103 /ml Probe!] Bestimmt: .. - .. x 103 KbE/ml Ergebnisse: N (x 103 KbE/ml) Gr.: 3x Angaben Verd. 10-x: N 4: 10: 16: 22: 28: 34: 40: 46:


Beispieleintrag Gr.: 10-4: 4,1 / 10-5: 5,6 / 10-6: 5,9 Gr.: uv: <1 / 10-1: <10 / 10-2: <100 Gr.: uv: 56 / 10-1: 66 / 10-2: 60 Gr.: <0,000001 % / 0,6 %


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Tabelle 41-3. Inaktivierung von Mikroorganismen durch Desinfektionsmittel (Versuch 6.2.2) Teil 3

Gruppe

Mikro- organis-

mus

Kontrolle (PBS)

[KbE x 107/ml der Probe uv]

Desinfektionsmittel 0,2% Peressigsäure


Desinfektionsmittel 70% Ethanol

(EtOH) [KbE / ml Probe uv]

Überlebende (% von

Kontrolle mit PBS)

5 11 17 23 29

(35) (41) (47)

Saccha-romyces

cere-visiae

(Sace)





Beispieleintrag Gr.: 10-4: 0,7 / 10-5: 1,0 / 10-6: 1,6 Gr.: uv: <1 / 10-1: <10 / 10-2: <100 Gr.: uv: <1 / 10-1: <10 / 10-2: <100 Gr.: <0,000001% / <0,000001%

6 12 18 24 30

(36) (42) (48)

Yarrowialipo-lytica

(Yali)





Beispieleintrag Gr.: 10-4: (0,9) /10-5: 2,9 / 10-6: 4,1 Gr.: uv: <1 / 10-1: <10 / 10-2: <100 Gr.: uv: <1 / 10-1: <10 / 10-2: <100 Gr.: <0,000001% / <0,000001%


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6.3 Dauer- und Vermehrungsformen von Hefen (Makro- und Mikromorphologie)

6.3.1 Sexuelle Vermehrungsformen bei Hefen (Ascosporen) Aufgabenstellung und Durchführung: siehe Arbeitsanleitungen MGP WS 2011/12,

Abweichungen in der Versuchsdurchführung sind unter Bemerkungen aufgeführt. Objekte: Saccharomyces cerevisiae (diploid) auf Acetat-Agar (Ac) Yarrowia lipolytica (diploid) auf CSM-Agar Schizosaccharomyces pombe (diploid) auf ME-Agar Ergebnisse und Diskussion: Aufgabe 1: Bestimmung der Anzahl von Ascosporen pro Ascus und der Häufigkeit von

Asci im mikroskopischen Bild. Tabelle 42. Anzahl der Ascosporen pro Ascus und Abschätzung des Anteils der Asci unter den vegetativen Zellen durch Mikroskopie. Zusammenfassung der Resultate aus der Mikroskopie - Aufgabe 2

Färbung Charakteristika

Saccharomyces

cerevisiae

(diploid)

Schizo-

saccharomyces pombe (diploid)

Yarrowia lipolytica

(diploid)

SCHAEFFER-FULTON

Form der Asci: Form der Ascoporen: Asci pro Ascus: Anteil (%) der Asci:

ZIEHL- NEELSEN

Form der Asci: Form der Ascoporen: Asci pro Ascus: Anteil (%) der Asci:

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Aufgabe 2: Charakterisierung der Asci mit Ascosporen und der vegetativen Zellen von Hefen durch Mikroskopie - eine typische Zeichnung pro Hefe anfertigen, entweder von SCHAEFFER-FULTON- oder ZIEHL-NEELSEN-Färbung.

Mikroskopische Zeichnungen – Asci mit Ascosporen und vegetative Zellen von Hefen Vergrößerung:

Färbung: SCHAEFFER-FULTON Größenmaßstab und Beschriftungen der Zeichnungen bitte unbedingt angeben!

Saccharomyces cerevisiae (diploid) auf Acetat-Agar (Ac) Schizosaccharomyces pombe (diploid) auf ME-Agar Yarrowia lipolytica (diploid) auf CSM-Agar

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Aufgabe 2: Charakterisierung der Asci mit Ascosporen und der vegetativen Zellen von Hefen durch Mikroskopie - eine typische Zeichnung pro Hefe anfertigen, entweder von SCHAEFFER-FULTON- oder ZIEHL-NEELSEN-Färbung.

Mikroskopische Zeichnungen – Asci mit Ascosporen und vegetative Zellen von Hefen Vergrößerung:

Färbung: ZIEHL-NEELSEN Größenmaßstab und Beschriftungen der Zeichnungen bitte unbedingt angeben!

Saccharomyces cerevisiae (diploid) auf Acetat-Agar (Ac) Schizosaccharomyces pombe (diploid) auf ME-Agar Yarrowia lipolytica (diploid) auf CSM-Agar

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Hinweis zu den mikroskopischen Zeichnungen: Bitte vergleichen Sie Ihre eigenen Bilder immer mit den vorgelegten typischen mikroskopischen Bildern (pdf-Dateien zur Einführung) direkt während der Mikroskopie. Bitte den vorgegebenen Platz direkt für die mikroskopischen Zeichnungen nutzen bzw. die Zeichnungen dort einkleben. Sollte der Platz für Zeichnungen nicht reichen, können noch zusätzliche Blätter mit Originalzeichnungen hier eingeheftet werden. Aufgabe 3: Bedeutung der sexuellen Vermehrung für die Verbreitung von Hefen.


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6.3.2 Asexuelle Dauer- und Vermehrungsformen von Hefen (Makro- und Mikromorphologie)

Aufgabenstellung und Durchführung: siehe Arbeitsanleitungen MGP WS 2011/12,

Abweichungen in der Versuchsdurchführung sind unter Bemerkungen aufgeführt. Objekte: Saccharomyces cerevisiae Stämme jeweils auf Vollmedium SA Schizosaccharomyces pombe und dem Mangelmedium Reis-Agar (R) Geotrichum candidum angezüchtet (Versuch 5.10)

Rhodotorula spec. Trichosporon cutaneum

Yarrowia lipolytica Ergebnisse und Diskussion: Aufgabe 1: Charakterisierung des makroskopischen Erscheinungsbildes (Makro-

morphologie) der Hefeausstriche bzw. der Hefekolonien nach Farbe, Geruch, Morphologie (Form - Umriss, Profil - Erhebung über Nährboden, Randstruktur, Oberflächenstruktur, Konsistenz) und Wachstumsintensität auf dem Vollmedium SABOURAUD-Agar (SA) und dem Mangelmedium Reis-Agar (R).

Die Ergebnisse wurden in Tabelle 43 zusammengefasst Aufgabe 2: Vergleich des Vollmediums SABOURAUD-Agar (SA) und des

Mangelmediums Reis-Agar (R) bezüglich der Wachstumsintensität und der Ausprägung von typischen mikromorphologischen Strukturen (Einbeziehung der mikroskopischen Analysen in Aufgabe 3). Vorteile der Nutzung von Deckglas-Mikrokulturen (aus Versuch 5.10) für die Erkennung der Mikromorphologie.

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Tabelle 43. Makroskopisches Erscheinungsbild (Makromorphologie) verschiedener Hefen auf dem Vollmedium SA und dem Mangelmedium R

Hefe Medium Farbe Geruch Form - Umriss Profil Rand- struktur

Oberflächen-struktur Konsistenz Wachstums-

intensität

SA

Sacc

haro

-m

yces

ce

revi

siae

R

SA

Schi

zosa

c-ch

arom

yces

po

mbe

R

SA

Geo

tric

hum

ca

ndid

um

R

SA

Rho

doto

rula

sp

ec.

R

SA

Tric

hspo

ron

cuta

neum

R

SA

Yarr

owia

lip

olyt

ica

R

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Aufgabe 3: Charakterisierung der Mikromorphologie von 6 Hefearten nach Wachstum auf SA durch Mikroskopie.

Mikroskopische Zeichnungen – Hefen nach Wachstum auf SA

Vergrößerung:

Färbung: Nativ- oder Lebendpräparate (Deckglaspräparate) - keine Färbung, Methylenblaufärbung nur für Saccharomyces cerevisiae

Größenmaßstab und Beschriftungen der Zeichnungen bitte unbedingt angeben!

Saccharomyces cerevisiae Nativpräparat und Methylenblaufärbung Schizosaccharomyces pombe Nativpräparat (Zeichnung kann entfallen, wenn unter Aufgabe 4 eine typische Zeichnung vorhanden) Geotrichum candidum Nativpräparat (Zeichnung kann entfallen, wenn unter Aufgabe 4 eine typische Zeichnung vorhanden)

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Aufgabe 3: Charakterisierung der Mikromorphologie von 6 Hefearten nach Wachstum auf SA durch Mikroskopie.

Mikroskopische Zeichnungen – Hefen nach Wachstum auf SA

Vergrößerung:

Färbung: Nativ- oder Lebendpräparate (Deckglaspräparate) - keine Färbung, Methylenblaufärbung nur für Yarrowia lipolytica


Rhodotorula spec. Nativpräparat (Zeichnung kann entfallen, wenn unter Aufgabe 4 eine typische Zeichnung vorhanden) Trichosporon cutaneum Nativpräparat (Zeichnung kann entfallen, wenn unter Aufgabe 4 eine typische Zeichnung vorhanden) Yarrowia lipolytica Nativpräparat und Methylenblaufärbung

MGP WS 2012/13 T2

- 23 -

Aufgabe 4: Charakterisierung der Mikromorphologie von 6 Hefearten nach Wachstum auf Reis-Agar durch Direktmikroskopie der Deckglas-Mikrokulturen.

Mikroskopische Zeichnungen – Hefen nach Wachstum auf Reis-Agar (Mikrokulturen)

Vergrößerung: maximal 400fach (Mikroskopie hier nur bis 40er Objektiv möglich!) Färbung: Lebendpräparate (Direktmikroskopie) der Mikrokulturen - keine Färbung


Saccharomyces cerevisiae Schizosaccharomyces pombe Geotrichum candidum

MGP WS 2012/13 T2

- 24 -

Aufgabe 4: Charakterisierung der Mikromorphologie von 6 Hefearten nach Wachstum

auf Reis-Agar durch Direktmikroskopie der Deckglas-Mikrokulturen.

Mikroskopische Zeichnungen – Hefen nach Wachstum auf Reis-Agar (Mikrokulturen)

Vergrößerung: maximal 400fach (Mikroskopie hier nur bis 40er Objektiv möglich!)

Färbung: Lebendpräparate (Deckglaspräparate der Mikrokulturen) - keine Färbung


Rhodotorula spec. Trichosporon cutaneum Yarrowia lipolytica

MGP WS 2012/13 T2

- 25 -

Tabelle 44. Zusammenfassung der Mikromorphologie verschiedener Hefen auf dem Vollmedium SA und dem Mangelmedium R

Hefe Medium Hefezellen: Größe in µm

Blastosporen (+ / -)

Pseudomycel (+ / -)

Echtes Mycel (+ / -)

Dychotome Verzweigung (+/-)

Arthrosporen(+ / -)

Ascosporen (+ / -) (aus 6.3.1)

Bemerkungen, Besonderheiten

SA

Sacc

haro

-m

yces

ce

revi

siae

R

SA

Schi

zosa

c-ch

arom

yces

po

mbe

R

SA

Geo

tric

hum

ca

ndid

um

R

SA

Rho

doto

rula

sp

ec.

R

SA

Tric

hspo

ron

cuta

neum

R

SA

Yarr

owia

lip

olyt

ica

R

MGP WS 2012/13 T2

- 26 -

Aufgabe 5: Vergleich der Nativpräparate und Färbepräparate mit Methylenblau für die

Erfassung der Mikromorphologie von Hefen.


Bei Bedarf können hier weitere mikroskopische Zeichnungen eingefügt werden.

MGP WS 2012/13 T2

- 27 -

7. KURSTAG 7.2 Isolierung einer Reinkultur von Boden-Streptomyceten Aufgabenstellung und Durchführung: siehe Arbeitsanleitungen MGP WS 2011/12,

Abweichungen in der Versuchsdurchführung sind unter Bemerkungen aufgeführt. Objekte: Mischkulturen von unbekannten Streptomyceten aus Bodenproben auf

Primärisolationsplatten mit GAUZE-Agar (Versuch 5.9) Ergebnisse und Diskussion: Aufgabe: Gewinnung von vier Streptomyceten-Reinkulturen aus einer aus Boden

isolierten Mischkultur aus Versuch 5.9 durch fraktionierten Ausstrich auf GAUZE-Agar.

Ergebnis der Reinigung von Bodenstreptomyceten (Auftreten von Einzelkolonien mit den typischen Eigenschaften von Streptomyceten (Oberfläche / Farbe / Geruch; vgl. Versuch 5.9); Prüfung der Reinkulturen zur Antibiotikabildung gegenüber Bacillus subtilis, vgl. Versuch 8.3.1 (Tab. 49); Ergebnisse der Mikroskopie, vgl. Versuch 8.4): 1) 2) 3) 4)


MGP WS 2012/13 T2

- 28 -

7.3 Asexuelle Dauer- und Vermehrungsformen ausgewählter Schimmelpilze (Makro- und Mikromorphologie)


Abweichungen in der Versuchsdurchführung sind unter Bemerkungen aufgeführt. Objekte: Aspergillus niger Kulturen auf dem Vollmedium SA Penicillium spec. (vorbereitet) und auf den Alternaria spec. Sporulationsmedien Ac oder Cz Mucor spec. als Fensterkulturen angesetzt (Versuch 6.4.) Rhizopus spec. (Rhizopus wurde nur im Schrägröhrchen

mit Ac-Agar vorbereitet zur Direktmikroskopie mit dem Stereomikroskop – nicht öffnen!)

Ergebnisse und Diskussion: Aufgabe 1: Charakterisierung des makroskopischen Erscheinungsbildes (Makro-

morphologie) der fünf Schimmelpilze nach Farbe, Morphologie (Form - Umriss, Profil - Erhebung über Nährboden, Randstruktur, Oberflächen-struktur, Konsistenz) und Intensität des Wachstums (Koloniegröße) bei Kultivierung auf dem Vollmedium SABOURAUD-Agar (SA) im Vergleich mit den Sporulationsmedien Acetat-Agar (Ac) oder CZAPEK-DOX-Agar (Cz).

Die Ergebnisse wurden in Tabelle 45 zusammengefasst. Aufgabe 2: Vergleich des Vollmediums SABOURAUD-Agar (SA) und der

Sporulationsmedien (Ac oder Cz) bezüglich des Wachstums und der Ausprägung von typischen mikromorphologischen Strukturen (Einbeziehung der mikroskopischen Analysen, vgl. Aufgabe 3). Beurteilung der Vorteile von Fensterkulturen mit Sporulationsmedien (Versuch 6.4) für die leichte Erkennung der Mikromorphologie der Schimmelpilze (Differenzierung der Nebenfruchtformen).

MGP WS 2012/13 T2

- 29 -

Tabelle 45. Makroskopisches Erscheinungsbild (Makromorphologie) von Vertretern fünf verschiedener Schimmelpilzgattungen auf dem Vollmedium SA und den Sporulationmedien Ac oder Cz

Pilz Medium Farbe Form - Umriss Profil Randstruktur Oberflächen-struktur Konsistenz Wachstums-

intensität Sonstige

Bemerkungen

SA

Asp

ergi

llus

nige

r

Ac

SA

Peni

cilli

um

spec

.

Cz

SA

Alte

rnar

ia

spec

.

Ac

SA

Muc

or

spec

.

Cz

Rhi

zopu

s

spec

. Nur auf Ac-Agar

MGP WS 2012/13 T2

- 30 -

Aufgabe 3: Erste Charakterisierung der Mikromorphologie von fünf Schimmelpilzen durch Mikroskopie mit der Stereolupe (Binokular-Mikroskop).

Mikroskopische Zeichnungen – Schimmelpilze nach Wachstum auf SA, Ac oder Cz

Vergrößerung: 16fach bis 40fach, bei Zeichnungen angeben Färbung: Direktmikroskopie der Kulturen - keine Färbung

Beschriftungen der Zeichnungen bitte unbedingt angeben! Größenmaßstab nicht möglich! Eine Zeichnung pro Schimmelpilz bei Betrachtung mit Stereolupe vorlegen.

Aspergillus niger SA-Kultur Penicillium spec. SA-Kultur Alternaria spec. SA-Kultur Mucor spec. SA-Kultur Rhizopus spec. Ac-Kultur (nur im Schrägröhrchen)

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- 31 -

Aufgabe 4: Charakterisierung der Mikromorphologie von vier Schimmelpilzen durch Direktmikroskopie der Fensterkulturen.

Mikroskopische Zeichnungen – Schimmelpilze nach Wachstum auf Ac oder Cz

Vergrößerung: maximal 400fach (Mikroskopie hier nur bis 40er Objektiv möglich!) Färbung: Direktmikroskopie der Fensterkulturen - keine Färbung

Größenmaßstab und Beschriftungen der Zeichnungen bitte unbedingt angeben! Eine Zeichnung pro Schimmelpilz bei Betrachtung der Fensterkulturen vorlegen.

Aspergillus niger Fensterkultur Penicillium spec. Fensterkultur Alternaria spec. Fensterkultur Mucor spec. Fensterkultur

MGP WS 2012/13 T2

- 32 -

Aufgabe 5: Charakterisierung der Mikromorphologie von vier Schimmelpilzen durch Mikroskopie von Nativpräparaten und nach Lactophenolblaufärbung.

Mikroskopische Zeichnungen – Schimmelpilze nach Wachstum auf SA

Vergrößerung: maximal 1000fach (Mikroskopie bis 100er Objektiv möglich) Färbung: Ein Nativpräparat (keine Färbung) und 4x Färbungen mit Lactophenolblau

Größenmaßstab und Beschriftungen der Zeichnungen bitte unbedingt angeben! Mindestens eine typische Zeichnung pro Schimmelpilz mit höchster Vergrößerung zu Aufgabe 5 oder 6 (Alternativmethoden) vorlegen (außer A. niger und Penicillium spec: hier zwei Zeich.).

Aspergillus niger Nativpräparat Lactophenolblaufärbung Penicillium spec. Nativpräparat Lactophenolblaufärbung Alternaria spec. Lactophenolblaufärbung Mucor spec. Lactophenolblaufärbung

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- 33 -

Aufgabe 6: Charakterisierung der Mikromorphologie von vier Schimmelpilzen durch Mikroskopie von Deckgläschen der Fensterkultur nach Lactophenolblau-färbung oder nach Abnahme von Material mit Tesafilm (alternative Methoden).

Mikroskopische Zeichnungen – Schimmelpilze nach Wachstum auf SA, Ac oder Cz

Vergrößerung: maximal 1000fach (Mikroskopie bis 100er Objektiv möglich) Färbung: Färbung mit Lactophenolblau oder Nativpräparate (keine Färbung)

Größenmaßstab und Beschriftungen der Zeichnungen bitte unbedingt angeben! Mindestens eine typische Zeichnung pro Schimmelpilz mit höchster Vergrößerung zu Aufgabe 5 oder 6 (Alternativmethoden) vorlegen.

Aspergillus niger Deckglas der Fensterkultur oder Tesafilmabklatsch (Lactophenolblaufärbung) Penicillium spec. Deckglas der Fensterkultur oder Tesafilmabklatsch (Lactophenolblaufärbung) Alternaria spec. Deckglas der Fensterkultur oder Tesafilmabklatsch (Lactophenolblaufärbung) Mucor spec. Deckglas der Fensterkultur oder Tesafilmabklatsch (Lactophenolblaufärbung)

MGP WS 2012/13 T2

- 34 -

Tabelle 46. Zusammenfassung der Mikromorphologie verschiedener Schimmelpilze auf dem Vollmedium SA und den Sporulationmedien Ac oder Cz

Pilz Medium Mycel-

durchmesser (µm)

Dychotome Verzweigung

(+ / -)

Bildung von Rhizoiden

(+ / -)

Konidien- und Konidiosporen-

größe (µm)

Sporangien- und Sporangiosporen-

größe (µm)

Makro-konidien

(+ / -) Besonderheiten (z. B. Rhizoide)

Sonstige Bemerkungen

SA

Asp

ergi

llus

nige

r

Ac

SA

Peni

cilli

um

spec

.

Cz

SA

Alte

rnar

ia

spec

.

Ac

SA

Muc

or

spec

.

Cz Ac

Rhi

zopu

s

spec

. Nur auf Ac-Agar

Nicht

bestimmbar

Nicht

bestimmbar

MGP WS 2012/13 T2

- 35 -

Aufgabe 7: Vergleich der Nativpräparate und Färbepräparate mit Lactophenolblau für

die Erfassung der Mikromorphologie von Schimmelpilzen (vgl. Aufgabe 5).


Bei Bedarf können hier weitere mikroskopische Zeichnungen eingefügt werden.

MGP WS 2012/13 T2

- 36 -

7.4 Physiologie von Hefen Aufgabenstellung und Durchführung: siehe Arbeitsanleitungen MGP WS 2011/12,

Abweichungen in der Versuchsdurchführung sind unter Bemerkungen aufgeführt. Objekte: Candida maltosa Candida tropicalis Cryptococcus albidus Saccharomyces cerevisiae Trichosporon cutaneum Yarrowia lipolytica Ergebnisse und Diskussion: 7.4.1 Alkanverwertung

7.4.2 Lipidwerwertung - Bildung extrazellulärer Lipasen

7.4.3 Proteasebildung und Eiweißabbau durch Hefen Die Ergebnisse aller drei Versuche 7.4.1 bis 7.4.3 sowie des Gärtestes (Versuch 9.5) sind als Originaldaten der Gruppe in der Tabelle 47 dargestellt (zwei Auswertungen nach 4 d (8.1) bis maximal 7 d (9.1) Inkubation bei 28 °C). Aus den Originaldaten (Tab. 47) aller Gruppen wurden die Gesamtauswertetabellen (Tab. 48-A und 48-B) zu den Versuchen 7.4 und 9.5 als Zusammenfassung der physiologischen Merkmale von Hefen erstellt und hier eingefügt. Aufgabe 1: Vergleich der Fähigkeiten der sechs Hefen zur Verwertung von Glucose (als

Kontrolle) und n-Alkan (Dodecan) als einziger C-Quelle.

Kurze Darstellung der Stoffwechselwege, die eine gute Verwertung von Alkanen durch Hefen gewährleisten:

MGP WS 2012/13 T2

- 37 -

Tabelle 47. Physiologische Merkmale von Hefen (Versuche 7.4 und 9.5). Einzeldaten der Gruppe nach 4 d und 7 d, bzw. nach 1 d für Gärtest Bewertung: Wachstum (Verwertung) / Gärung: 0 = -, 1, 2 bis 3 = +++ dazu (Vergleich mit jeweiliger Kontrolle: M oder MT) Hofbildung (nur für 7.4.2 u. 7.4.3): [0= -, 1, 2 bis 3 = +++] dazu (Vergleich mit jeweiliger Kontrolle: M oder MT)

Hefestamm

Auswertung

Beispiele

Glucose- verwertung (7.4.1 - 7.4.3) Wachstum

auf MG (Kontrolle M)

Gärung (Gasbildung aus Glucose)

(Auswertung

nach 1 d, vgl. 9.5)

Alkanverwertung

(7.4.1) Wachstum auf MD (Dodecan) (Kontrolle M)

Lipidverwertung (Bildung extrazellulärer Lipase / Esterase)

(7.4.2) Wachstum [Hofbildung] auf MTTB MTOO

(Kontrolle MT)

Proteinverwertung (Extrazelluläre Protease)

(7.4.3) Wachstum [Hofbildung]

auf YSM (Kontrolle M)

Beispiel: Test 3 2 3 1 [1] 1 [1] 1 [1] und (Kontrolle) (0) (0) (0 [0]) (0 [0]) (0 [0]) 1. Auswertung nach 4 d (8.1) 2. Auswertung

Candida maltosa

nach 7 d (9.1)

1. Auswertung nach 4 d (8.1) n. b. 2. Auswertung

Candida tropicalis

nach 7 d (9.1)

Beispiel: Test 3 0 3 3 [3] 2 [2] 3 [3] und (Kontrolle) (0) (0) (0-1 [0]) (0 [0]) (0 [0]) 1. Auswertung nach 4 d (8.1) 2. Auswertung

Yarrowia lipolytica

nach 7 d (9.1) 1. Auswertung nach 4 d (8.1) n. b. 2. Auswertung

Cryptococcus

albidus nach 7 d (9.1)

1. Auswertung nach 4 d (8.1) 2. Auswertung

Saccharomyces

cerevisiae nach 7 d (9.1)

1. Auswertung nach 4 d (8.1) n. b. 2. Auswertung nach 7 d (9.1)

Trichosporon

cutaneum

MGP WS 2012/13 T2

- 38 -

Tabelle 48-A. Zusammenfassung der physiologischen Merkmale von Hefen (Versuche 7.4 und 9.5). Alle Originaldaten der Gruppen aus den Eintragungen in die Zusammenfassung Teil 1-4 verallgemeinert und Mittelwert gebildet (wird von uns erstellt) Bewertung: Wachstum (Verwertung) / Gärung: 0 = -, 1, 2 bis 3 = +++ (im Vergleich zur Kontrolle) Hofbildung (nur für 7.4.2 und 7.4.3): [0 = -, 1, 2 bis 3 = +++] (im Vergleich zur Kontrolle)Angaben zum Durchschnitt aller Versuche

(schwarz) und daraus abgeleitete Verallgemeinerung zu +, +/- oder - (rotbraun/[blau]), vgl. Tab. 48-B

Hefestamm

Gruppen

Glucose- verwertung

(7.4.1-3) Wachstum

auf MG (Kontrolle M)

Gärung (Gasbildung

aus Glucose)

(9.5)

Alkanverwertung

(7.4.1) Wachstum auf MD (Dodecan) (Kontrolle M)

Lipidverwertung (Bildung extrazellulärer Lipase / Esterase)

(7.4.2) Wachstum [Hofbildung] auf

MTTB MTOO (Kontrolle MT)

Proteinverwertung (Extrazelluläre Protease)

(7.4.3) Wachstum [Hofbildung]

auf YSM (Kontrolle M)

Candida maltosa

1 7/13 19/25 31/37 43 2 8/14 20/26 32/38 44 3 9/15 21/27 33/39 45 4 10/16 22/28 34/40 46 5 11/17 23/29 35/41 47 6 12/18 24/30 36/42 48

2-3 3 3 2,9 +++ 3 => + 3 3

2 2-3 2 2,2 ++ 2-3 => + 2 2-3

2-3 2-3 2-3 2,6 ++(+) 2-3 => + 2-3 3

1-2 [1-2] 2 [1-2] 2,0 +++ 2 [1-2] => + 1-2 [1] [1,6 +(+)] 2-3 [2] => [+/-] 2-3 [2]

1-2 [0-1] 0-1 [0] 1,1 (+) 1 [0-1] => +/- 1 [0] [0,2 -] 1-2 [0] => [-] 1 [0]

1-2 [0-1] 1 [0] 1,5 +(+) 1 [0-1] => +/- 1-2 [0] [0,2 -] 2 [0] => [-] 1-2 [0]

Candida tropicalis

1 7/13 19/25 31/37 43 2 8/14 20/26 32/38 44 3 9/15 21/27 33/39 45 4 10/16 22/28 34/40 46 5 11/17 23/29 35/41 47 6 12/18 24/30 36/42 48

n. b.

Yarrowia lipolytica

1 7/13 19/25 31/37 43 2 8/14 20/26 32/38 44 3 9/15 21/27 33/39 45 4 10/16 22/28 34/40 46 5 11/17 23/29 35/41 47 6 12/18 24/30 36/42 48

Cryptococcus

albidus

1 7/13 19/25 31/37 43 2 8/14 20/26 32/38 44 3 9/15 21/27 33/39 45 4 10/16 22/28 34/40 46 5 11/17 23/29 35/41 47 6 12/18 24/30 36/42 48

n. b.

Saccharomyces

cerevisiae

1 7/13 19/25 31/37 43 2 8/14 20/26 32/38 44 3 9/15 21/27 33/39 45 4 10/16 22/28 34/40 46 5 11/17 23/29 35/41 47 6 12/18 24/30 36/42 48

Trichosporon

cutaneum

1 7/13 19/25 31/37 43 2 8/14 20/26 32/38 44 3 9/15 21/27 33/39 45 4 10/16 22/28 34/40 46 5 11/17 23/29 35/41 47 6 12/18 24/30 36/42 48

n. b.

MGP WS 2012/13 T2

- 39 -

Tabelle 48-B. Zusammenfassung der physiologischen Merkmale von Hefen (Versuche 7.4 und 9.5). Alle Daten aus Tab. 48-A zusammengefasst und verallgemeinert (Tab. 38 A und 48 B wird von uns erstellt und allen zur Verfügung gestellt). Bewertung: Wachstum (Verwertung) / Gärung: 0-0,6 = - / 0,7-1,6= +/- / 1,7-3 = + (Durchschnitt aller Versuche)

Hofbildung (nur für 7.4.2 und 7.4.3): [0-0,6 = - / 0,7-1,6 = +/- / 1,7-3 = +] [Durchschnitt aller Versuche]

Hefesta mm

G luc ose-verw ertung (7.4.1 - 7.4.3)

W achstum auf M G

(Kont rolle M)

G ärung (Gasbild un g

au s Gluc ose)

(9.5)

Alkanverw ertung

(7.4.1) Wachstum auf M D (Dodecan) (Kon trolle M)

Lipidverw ertung (Bild un g extraz ellulärer L ip ase / Esterase)

(7.4.2 ) W achstum [Hofb ildung ] auf

MTTB M TOO (Kontro lle M T)

Proteinverw ertung (Extrazelluläre Pro tease)

(7.4.3) Wachstu m [Hofbildung]

auf YSM (Kont rolle M )

Candida m altosa

+

+

+

+ [+ /-]

+/- [-] bis

+ [+/-]

+/- [-]

Candida

t ropica lis

n. b .

Yarrowia lip oly tica

Cryptococcus

a lbidus

n. b .

Saccharom yces

cerevis iae

T richospo ro n

cu tan eum

n. b .

MGP WS 2012/13 T2

- 40 -

Aufgabe 2: Vergleich der Fähigkeiten der sechs Hefen zur Verwertung von Glucose (als Kontrolle) und Triglyceriden (Tributyrin oder Olivenöl) als einziger C-Quelle.

Was zeigen die Klärungshöfe bei der Triglyceridverwertung an? Besteht eine Korrelation zwischen Klärungshöfen und Substratverwertung (Wachstum)? Unterschiede und Gemeinsamkeiten der Stoffwechselwege, die eine Verwertung von Triglyceriden und Alkanen durch Hefen gewährleisten:

Aufgabe 3: Vergleich der Fähigkeiten der sechs Hefen zur Verwertung von Glucose (als

Kontrolle) und Protein (Magermilch) als einziger C-Quelle.

MGP WS 2012/13 T2

- 41 -

Was zeigen die Klärungshöfe bei der Proteinverwertung an? Wie ist die fehlende Korrelation zwischen dem Auftreten von Klärungshöfen und dem Wachstum auf Protein bei einigen Hefen zu erklären? Wesentliche Unterschiede und Gemeinsamkeiten der Stoffwechselwege, die eine Verwertung von Alkanen und Triglyceriden oder Protein durch Hefen gewährleisten:


MGP WS 2012/13 T2

- 42 -

8. KURSTAG 8.3 Bildung und Wirkung von Antibiotika 8.3.1 Nachweis der Bildung von Antibiotika - Überschichtungstest Aufgabenstellung und Durchführung: siehe Arbeitsanleitungen MGP WS 2011/12,

Abweichungen in der Versuchsdurchführung sind unter Bemerkungen aufgeführt. Objekte: Mischkulturen von unbekannten Streptomyceten aus Bodenproben auf

Primärisolationsplatten mit GAUZE-Agar (Versuch 5.9), von fraktionierten Ausstrichen wahrscheinlicher Streptomycetenkolonien (Versuch 7.2)

Ergebnisse und Diskussion: Aufgabe: Prüfung der aus Boden isolierten Streptomyceten (auf Primär-

isolationsplatten mit GAUZE-Agar) sowie von ausgewählten Streptomyceten-Kulturen aus Boden nach fraktioniertem Ausstrich auf GAUZE-Agar (GAU) auf die Fähigkeit, gegen Bacillus subtilis antibiotische Wirkung auszubilden.

Bemerkungen: Abweichungen in der Versuchsdurchführung, Fehlerbetrachtung und Literaturquellen. Eine Zusammenfassung der Ergebnisse aller Gruppen (Gesamtauswertetabellen) zur Isolierung von Streptomyceten aus Boden (Versuche 5.9, 7.2, 8.3.1) und deren erste Testung ihrer antibiotischen Wirkung gegen Bacillus subtilis im Überschichtungstest (Versuche 8.3.1) wurde hier eingefügt (Tab. 49). Diese Gesamtauswertetabellen wurden während des Kurses erstellt und allen Gruppen zur Verfügung gestellt.

MGP WS 2012/13 T2

- 43 -

Tabelle 49-1. Isolierung von Streptomyceten aus Boden und Test auf Antibiotikabildung (Überschichtungstest). Teil 1 Gesamtauswertetabelle zu den Ergebnissen aller Gruppen zu Versuch 5.9, 7.2 und 8.3.1.

Probe A – Kompost (Institut für Botanik); Probe B – Waldboden (unter Eichen)

Versuche 5.9-7.2-8.3.1: Originaldaten der Primärisolationsplatten

und Berechnung der Keimzahl (KbE / g Boden)

V 8.3.1: Antibiotikabildung gegen B. subtilis. Anzahl der + ( = Hemmhof vorhanden) / Anzahl der getesteten Streptomyceten

Gruppe

Getestete Erdprobe (A oder B)

Gesamtkoloniezahl pro Platte

Geschätzter Anteil der Streptomyceten (%)

Getestete Kolonien auf Primärisolationsplatten (5.9) und Reinkulturen (frakt. Ausstriche - 7.2)

Verdünnung Probe uv 1:10 verd.

Keimzahl (N x 105 KbE / g

Boden) unverdünnt 1:10 verd. unverdünnt 1:10 verdünnt Reinkulturen Beispieleintrag 100 20 1-2 10-20 20 4+ / 25 1+ / 4 1+ / 2

1 B 2 A 3 B 4 A 5 B 6 A 7 B 8 A 9 B 10 A 11 B 12 A 13 B 14 A 15 B 16 A 17 B 18 A 19 B 20 A 21 B 22 A 23 B 24 A

MGP WS 2012/13 T2

- 44 -

Tabelle 49-2. Isolierung von Streptomyceten aus Boden und Test auf Antibiotikabildung (Überschichtungstest). Teil 2 Gesamtauswertetabelle zu den Ergebnissen aller Gruppen zu Versuch 5.9, 7.2 und 8.3.1.

Probe A – Kompost (Institut für Botanik); Probe B – Waldboden (unter Eichen)

Versuche 5.9-7.2-8.3.1: Originaldaten der Primärisolationsplatten

und Berechnung der Keimzahl (KbE / g Boden)

V 8.3.1: Antibiotikabildung gegen B. subtilis. Anzahl der + ( = Hemmhof vorhanden) / Anzahl der getesteten Streptomyceten

Gruppe

Getestete Erdprobe (A oder B)

Gesamtkoloniezahl pro Platte

Geschätzter Anteil der Streptomyceten (%)

Getestete Kolonien auf Primärisolationsplatten (5.9) und Reinkulturen (frakt. Ausstriche - 7.2)

Verdünnung Probe uv 1:10 verd.

Keimzahl (N x 105 KbE / g

Boden) unverdünnt 1:10 verd. unverdünnt 1:10 verdünnt Reinkulturen Beispieleintrag 100 20 1-2 10-20 20 4+ / 25 1+ / 4 1+ / 2

25 B 26 A 27 B 28 A 29 B 30 A 31 B 32 A 33 B 34 A 35 B 36 A 37 B 38 A 39 B 40 A

41 42 43 44 45 46 47 48

MGP WS 2012/13 T2

- 45 -

8.3.2 Wirkungsspektrum von Antibiotika-Bildnern - Strichtest Aufgabenstellung und Durchführung: siehe Arbeitsanleitungen MGP WS 2011/12,

Abweichungen in der Versuchsdurchführung sind unter Bemerkungen aufgeführt. Objekte: Ausgewählte Streptomyceten als Antibiotikabildner:

Streptomyces aureofaciens, Streptomyces griseus, Streptomyces hygroscopicus, Streptomyces noursei, Streptomyces rimosus, Streptomyces venezuelae, Streptomyces chrysomallus (drei Stämme: K, 1 (Wildtypen), Mutante X2, Reinkulturen der Neuisolate von Streptomyceten aus Versuch 5.9-7.2 Bakterien als Testorganismen: Staphylococcus aureus, Escherichia coli, Bacillus subtilis Ergebnisse und Diskussion: Aufgabe: Bestimmung des Grades der Wachstumshemmung der drei Testorganismen

durch die Ausscheidung von Antibiotika durch die eingesetzten bekannten Streptomyces-Arten bzw. durch unbekannte Neuisolate von Streptomyceten aus Boden.

Tabelle 50. Wirkungsspektrum von Antibiotika-Bildnern - Strichtest. Resultate der Gruppe für Versuch 8.3.2, Fortsetzung 9.3.2, Auswertung unter 10.1

Testorganismen Escherichia coli

Staphylococcus aureus

Bacillus subtilis

Streptomyceten (1) (2) (3) (4) Neuisolat – Reinkultur (aus Versuch 5.9-7.2)

Bewertung: + = Wachstum der Bakterien bis zum Streptomyceten; keine Hemmung - = Vermindertes Wachstum der Bakterien; schwache Hemmwirkung - - = Stark vermindertes Wachstum der Bakterien; gute Hemmwirkung k.W. = kein oder schlechtes Wachstum des Streptomyceten-Stammes.

MGP WS 2012/13 T2

- 46 -

Einzelergebnisse der Gruppe (Tab. 50):

Diskussion der unterschiedlichen Hemmung des Wachstums der Testorganismen durch alle eingesetzten Streptomyceten (Gesamtauswertetabellen Tab. 51 Teil 1 und 2):


Eine Zusammenfassung der Ergebnisse aller Gruppen (Gesamtauswertetabellen Tab. 51 - Teil 1 und 2) zum Wirkungsspektrum von bekannten und neu isolierten (unbekannten) Streptomyceten (Versuche 8.3.2, 9.3.2, 10.1) gegen E. coli, S. aureus und B. subtilis wurde hier eingefügt. Diese Gesamtauswertetabellen wurden während des Kurses erstellt und allen Gruppen zur Verfügung gestellt.

MGP WS 2012/13 T2

- 47 -

Tabelle 51-1. Wirkungsspektrum von Antibiotika-Bildnern im Strichtest. Teil 1 Gesamtauswertetabelle zu den Ergebnissen aller Gruppen Versuch 8.3.2, Fortsetzung unter 9.3.2, Auswertung unter 10.1

Streptomyceten(Antibiotikum)

Streptomyces aureofaciens (Chlortetracyclin)

Streptomyces noursei (Nourseothricin)

Streptomyces rimosus (Oxytetracyclin)

Neuisolat - Reinkultur (fraktionierter Ausstrich - 7.2)

Testorganismen Testorganismen Testorganismen Testorganismen Gruppe E. coli S. aureus B. subtilis E. coli S. aureus B. subtilis E. coli S. aureus B. subtilis E. coli S. aureus B. subtilis 1 2 3 4 5 6 7 8


Streptomyces aureofaciens (Chlortetracyclin)

Streptomyces noursei (Nourseothricin)

Streptomyces rimosus (Oxytetracyclin)




Streptomyces hygroscopicus (Turimycin)

Streptomyces venezuelae (Chloramphenicol)

Streptomyces griseus (Streptomycin)



+ = Wachstum der Bakterien bis zum Streptomyceten: keine Hemmung - = Vermindertes Wachstum der Bakterien: schwache Hemmwirkung - - = Stark vermindertes Wachstum der Bakterien: gute Hemmwirkung k.W. = kein oder schlechtes Wachstum des Streptomyceten-Stammes

MGP WS 2012/13 T2

- 48 -

Tabelle 51-2. Wirkungsspektrum von Antibiotika-Bildnern im Strichtest. Teil 2 Gesamtauswertetabelle zu den Ergebnissen aller Gruppen Versuch 8.3.2, Fortsetzung unter 9.3.2, Auswertung unter 10.1


Streptomyces chrysomallus K (Wildtyp, Actinomycin D)

Streptomyces chrysomallus X2 (Mutante, Actinomycin D)

Streptomyces chrysomallus 1 (Wildtyp, Actinomycin D)




Streptomyces chrysomallus K (Wildtyp, Actinomycin D)

Streptomyces chrysomallus X2 (Mutante, Actinomycin D)

Streptomyces chrysomallus 1 (Wildtyp, Actinomycin D)




Streptomyces hygroscopicus (Turimycin)

Streptomyces venezuelae (Chloramphenicol)

Streptomyces griseus (Streptomycin)



+ = Wachstum der Bakterien bis zum Streptomyceten; keine Hemmung - = Vermindertes Wachstum der Bakterien; schwache Hemmwirkung - - = Stark vermindertes Wachstum der Bakterien; gute Hemmwirkung k.W. = kein oder schlechtes Wachstum des Streptomyceten-Stammes

MGP WS 2012/13 T2

- 49 -

8.4 Mikroskopie von Streptomyceten Aufgabenstellung und Durchführung: siehe Arbeitsanleitungen MGP WS 2011/12,

Abweichungen in der Versuchsdurchführung sind unter Bemerkungen aufgeführt. Objekte: Streptomyceten-Isolate aus dem Boden als Reinkulturen (Versuche 5.9 und

7.2) auf GAUZE-Agar und vorgelegte bekannte Streptomyces-Stämme (aus Versuch 8.3.2).

Ergebnisse und Diskussion: Aufgabe 1: Charakterisierung des makroskopischen Erscheinungsbildes (Makro-

morphologie) mindestens vier Streptomyceten-Stämmen nach Farbe, Geruch und Morphologie (Form - Umriss, Profil – Erhebung über Nährboden, Randstruktur, Oberflächenstruktur, Konsistenz, Koloniegröße – Intensität des Wachstums) auf GAUZE-Agar (GAU) und gegebenenfalls anderen Medien. Einbeziehung der Stereolupen zur Betrachtung der Kolonieoberflächen.

Die Ergebnisse wurden in Tabelle 52 zusammengefasst. Auswahl der Streptomyces-Stämme: Mindestens vier Streptomyces-Stämme auswählen, davon mindestens zwei neu isolierte unbekannte Stämme aus Boden (Versuche 5.9 und 7.2) und mindestens zwei bekannte Streptomyces-Stämme (Vorlagen für Versuch 8.3.2).


MGP WS 2012/13 T2

- 50 -

Tabelle 52. Makroskopisches Erscheinungsbild (Makromorphologie) verschiedener Streptomyceten auf GAUZE-Agar (GAU) und ggf. anderen Medien

Streptomyces- Stamm Medium Farbe Geruch Form -

Umriss Profil Rand-struktur

Oberflächen-struktur Konsistenz Wachstums-

intensität 1: Neuisolat

GAU

2: Neuisolat

GAU

3: Stamm

4: Stamm

MGP WS 2012/13 T2

- 51 -

Tabelle 53. Zusammenfassung der Mikromorphologie verschiedener verschiedener Streptomyceten auf GAUZE-Agar (GAU) und ggf. anderen Medien

Streptomyces- Stamm Medium Myceldurch-

messer (µm) Verzeigungen

des Mycels Form der

Lufthyphen Sporengröße

(µm) Besonderheiten Bemerkungen

1: Neuisolat

GAU

2: Neuisolat

GAU

3: Stamm

4: Stamm

MGP WS 2012/13 T2

- 52 -

Aufgabe 2: Charakterisierung der Mikromorphologie von vier Streptomyces-Stämmen durch Mikroskopie von Nativpräparaten oder nach Tesafilmabklatsch sowie nach Färbung mit Methylenblau oder Kristallviolett.

Mikroskopische Zeichnungen – Streptomyces-Stämme nach Wachstum auf GAU oder anderen Medien Vergrößerung: maximal 1000fach (Mikroskopie mit 100er Objektiv notwendig!)

Färbung: Nativpräparate bzw. Tesafilmabklatsch (keine Färbung) und Färbung mit Methylenblau oder Kristallviolett.


1: Nativpräparat Färbung oder Tesafilmabklatsch 2: Nativpräparat Färbung oder Tesafilmabklatsch

MGP WS 2012/13 T2

- 53 -

Aufgabe 2: Charakterisierung der Mikromorphologie von vier Streptomyces-Stämmen durch Mikroskopie von Nativpräparaten oder nach Tesafilmabklatsch sowie nach Färbung mit Methylenblau oder Kristallviolett.

Mikroskopische Zeichnungen – Streptomyces-Stämme nach Wachstum auf GAU oder anderen Medien Vergrößerung: maximal 1000fach (Mikroskopie mit 100er Objektiv notwendig!)

Färbung: Nativpräparate bzw. Tesafilmabklatsch (keine Färbung) und Färbung mit Methylenblau oder Kristallviolett.


3: Nativpräparat Färbung oder Tesafilmabklatsch 4: Nativpräparat Färbung oder Tesafilmabklatsch

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- 54 -

8.5 Nachweis von Bakteriophagen am Beispiel somatischer Coliphagen


Abweichungen in der Versuchsdurchführung sind unter Bemerkungen aufgeführt. Objekte: Wirtsstamm Escherichia coli C (ATCC 13706) – Arbeitskultur Wasserprobe (Abwasser) Ergebnisse und Diskussion: Aufgabe: Nachweis von Phagenkolonien somatischer Coliphagen als Loch („Plaque“)

im Bakterienrasen auf der Agarplatte. Auszählung der Plaques pro Platte und Berechnung der Plaque bildenden Einheiten (pfu - plaque forming units) je ml Originalprobe Abwasser.

Auf der Agarplatte mit dem Bakterienrasen wird eine Phagenkolonie als Loch („Plaque“) sichtbar (Primärdaten: Anzahl Plaque pro Platte). Berechnung der Plaque bildenden Einheiten (pfu - plaque forming units) je ml Originalprobe:


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- 55 -

8.6 Mikrobiologische Untersuchung von Kefir und Joghurt Aufgabenstellung und Durchführung: siehe Arbeitsanleitungen MGP WS 2011/12,

Abweichungen in der Versuchsdurchführung sind unter Bemerkungen aufgeführt. Objekte: Joghurt (industriell hergestellt), Kefir-Milch und Kefirknöllchen (aus eigener

Herstellung) Ergebnisse und Diskussion: Aufgabe 1: Mikroskopische Untersuchung von Joghurt, Kefirmilch und Kefirknöllchen

(Originalproben) zur Darstellung des Gesamtbildes der in den Milchprodukten vorkommenden Mikroorganismen.

Aufgabe 2: Kultivierung von Mikroorganismen nach fraktionierten Ausstrichen aus

Joghurt, Kefir-Milch und Kefirknöllchen auf den Agarmedien MRS und YGC zur Gewinnung von Einzelkolonien von Milchsäurebakterien (auf MRS) und Hefen (auf YGC) in den Milchprodukten. Auswahl von jeweils zwei unterschiedlichen Einzelkolonien für die Beschreibung der Makromorphologie und anschließender Mikroskopie. Schlussfolgerungen zur Zusammensetzung der mikrobiellen Besiedlung der Milchprodukte Joghurt und Kefir (aus Aufgabe 1 und 2; Zusammenfassung in Tabelle 55). Beachtung des Vorkommens verschiedener Milchsäure-bakterien und verschiedener Hefen.


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- 56 -

Mikroskopische Zeichnungen (Versuch 8.6 A): Originalproben der Milchprodukte Joghurt, Kefirmilch und Kefirknöllchen Vergrößerung: maximal 1000fach (Mikroskopie mit 100er Objektiv notwendig!) Färbung: Färbung mit Methylenblau bzw. GRAM-Färbung.


Gesamtbild Joghurt (Methylenblaufärbung) Gesamtbild Kefir-Milch (Methylenblaufärbung) Gesamtbild Kefirknöllchen (Methylenblaufärbung)

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- 57 -

Mikroskopische Zeichnungen (Versuch 8.6 B – Mikroskopie unter 9.4.1): Einzelkolonien der Plattenkulturen aus Joghurt auf MRS-Agar Vergrößerung: maximal 1000fach (Mikroskopie mit 100er Objektiv notwendig!) Färbung: Färbung mit Methylenblau


Joghurt Einzelkolonien auf MRS Beschreibung Kolonieform 1

und mikroskopische Zeichnung:

Beschreibung Kolonieform 2


Kefir-Milch Einzelkolonien auf MRS Beschreibung Kolonieform 1


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Mikroskopische Zeichnungen (Versuch 8.6 B – Mikroskopie unter 9.4.1): Einzelkolonien der Plattenkulturen der Milchprodukte Kefirmilch und Kefirknöllchen auf MRS- oder YGC-Agar Vergrößerung: maximal 1000fach (Mikroskopie mit 100er Objektiv notwendig!) Färbung: Färbung mit Methylenblau


Kefir-Milch Einzelkolonien auf MRS Beschreibung Kolonieform 2


Kefirknöllchen Einzelkolonien auf YGC (aerob, 3 d, 25 °C) Art und Charakteristik der Hefekolonien (einheitlich oder unterschiedlich): Beschreibung Kolonieform 1


Beschreibung Kolonieform 2


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- 59 -

Tabelle 54. Zusammenfassung der in den Milchprodukten durch Mikroskopie nachgewiesenen Mikroorganismen.

Teil A – Resultate der Mikroskopie der Originalproben angeben (aus S. 57, 8.6A); Teil B – Resultate der Mikroskopie ausgewählter unterschiedlicher Kolonien nach

Anzucht auf MRS- und YGC-Agar angeben (aus S. 58/59, 8.6B). Mikroskopische Zeichnungen der Originalproben, bzw. jeweils zweier ausgewählter Kolonien nach Plattenkultur (im Vergleich mit den typischen Bildern) siehe vorherige Seiten; Beachtung des Vorkommens verschiedener Milchsäurebakterien und Hefen.

Milchprodukt

Teil A – Beschreibung der Resultate der Mikroskopie der Originalprobe (Zeichnungen s. Seite 57)

Teil B – Mikroskopie nach Plattenkultur auf MRS- oder YGC-Agar (s. S. 58/59): Kolonieform und Resultate der Mikroskopie (Zeichnungen s. Seite 58 und 59)

Joghurt Kefir: - Kefir-Milch - Kefir- knöllchen

Herkunft der Joghurtprobe:

MRS MRS YGC

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- 60 -

9. KURSTAG 9.3 Bildung und Wirkung von Antibiotika 9.3.3 Empfindlichkeitsbestimmung von Bakterien gegenüber Antibiotika

mit Hilfe des Agardiffusionstests (Antibiogramm) Aufgabenstellung und Durchführung: siehe Arbeitsanleitungen MGP WS 2011/12,

Abweichungen in der Versuchsdurchführung sind unter Bemerkungen aufgeführt. Objekte: Testorganismen:

Staphylococcus aureus Escherichia coli (ungerade Gruppen-Nr.) Enterococcus facalis Pseudomonas aeruginosa (gerade Gruppen-Nr.)

Ergebnisse und Diskussion: Aufgabe 1: Bestimmung der auf der Agarplatte entstandenen Hemmhöfe, die sich um

die Antibiotika-Testplättchen gebildet haben für alle Testorganismen, d.h. der von der Protokoll-Gruppe und der Nachbargruppe untersuchten Bakterienstämme.

Tabelle 55. Angaben zur Interpretation der Hemmhofdurchmesser (nach DIN 58940-3) im

Blättchentest nach KIRBY und BAUER (Antibiogramm)

Antibiotikum Beladung (µg)

resistent (≤ mm)

intermediär sensibel (≥ mm)

Ampicillin 10 14 15-21 22

Ciprofloxazin 5 18 19-22 23

Erythromycin 15 16 17-20 21

Gentamicin 10 14 15-20 21

Penicillin G 6 (10 I.U.) 12 13-23 24

bei Staphylococcus ssp. 28 29

Tetracyclin 30 16 17-21 22

MGP WS 2012/13 T2

- 61 -

Tabelle 56. Durchmesser der um die Antibiotika-Testplättchen gebildeten Hemmhöfe in mm. Daten der Protokoll-Gruppe und der Nachbargruppe.

Antibiotikum (µg Beladung)

Testorganismus (Gruppen-Nr.)

Hemmhof- durchmesser [mm]

Bewertung der Antibiotika-Empfindlichkeit

Ampicillin (10 µg)

S. aureus (Nr. ) E. coli (Nr. ) E. faecalis (Nr. ) P. aeruginosa (Nr. )

Ciprofloxazin (5 µg)


Erythromycin (15 µg)


Gentamicin (10 µg)


Penicillin G (6 µg)


Tetracyclin (30 µg)


Aufgabe 2: Bewertung der Antibiotika-Empfindlichkeit der von der Protokoll-Gruppe und

der Nachbargruppe untersuchten Bakterienstämme unter Zuhilfenahme der Tabelle 55.

Bewertung der Antibiotika-Empfindlichkeit aller untersuchten Bakterienstämme:

MGP WS 2012/13 T2

- 62 -

Schlussfolgerungen, wie Infektionen mit den untersuchten Bakterien am effektivsten therapiert werden könnten:


9.4 Mikrobiologische Untersuchung von Lebensmitteln 9.4.2 Untersuchung von Sauergemüse Aufgabenstellung und Durchführung: siehe Arbeitsanleitungen MGP WS 2011/12,

Abweichungen in der Versuchsdurchführung sind unter Bemerkungen aufgeführt. Objekte: Lake von Sauerkraut (alle Gruppen), Salz- oder Sauergurken (Probe A: frisch vom Fass - gerade Gruppen-Nr. und Probe B - ungerade Gruppen-Nr.) Ergebnisse und Diskussion: Aufgabe 1: Mikroskopie von Nativpräparaten und Methylenblau-Färbepräparaten von

Sauerkraut- und Sauergurkenlake zur Charakterisierung der in Sauergemüse vorkommenden Mikroorganismen.

Aufgabe 2: Kultivierung der Mikroorganismen aus Sauergemüse nach fraktionierten Ausstrichen von Sauerkraut- und Sauergurkenlake auf NA, MRS (Darstellung thermophiler Milchsäurebakterien) und SA (Darstellung von Hefen und Schimmelpilzen) und Mikroskopie von Präparaten aus einzelnen Kolonien (Nativpräparate oder Methylenblaufärbung) zur Beschreibung der in Sauergemüse vorkommenden Mikroorganismen.

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- 63 -

Aufgabe 1 zu Versuch 9.4.2: Mikroskopische Zeichnungen von Sauerkraut- und Sauergurkenlake (Originalproben) Vergrößerung: maximal 1000fach (Mikroskopie mit 40er bis 100er Objektiv möglich) Färbung: Nativpräparate (ohne Färbung) und Methylenblau-Färbung

Größenmaßstab und Beschriftungen der Zeichnungen bitte unbedingt angeben! a) Gesamtbild Sauerkrautlake – Nativpräparat (Lebendpräparat ohne Färbung) b) Gesamtbild Sauerkrautlake – Methylenblaufärbung c) Gesamtbild Sauergurkenlake – Nativpräparat (Lebendpräparat ohne Färbung) Probe: d) Gesamtbild Sauergurkenlake – Methylenblaufärbung Probe:

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- 64 -

Aufgabe 2 zu Versuch 9.4.2 (Mikroskopie unter 10.2.1): Mikroskopische Zeichnungen von jeweils zwei unterschiedlichen Einzelkolonien der Plattenkulturen aus Sauerkraut- und Sauergurkenlake auf MRS (anaerob, 37 °C) und NA (aerob, 37 °C) Vergrößerung: maximal 1000fach (Mikroskopie mit 40er bis 100er Objektiv möglich) Färbung: Färbung mit Methylenblau


Sauerkrautlake MRS NA Beschreibung Kolonieform 1 Kolonieform 1 der Kolonieform und mikroskopische Zeichnungen: Kolonieform 2 Kolonieform 2 Sauergurkenlake - Probe MRS NA Beschreibung der Kolonieform 1 Kolonieform 1 Kolonieform und mikroskopische Zeichnungen: Kolonieform 2 Kolonieform 2

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Aufgabe 2 zu Versuch 9.4.2 (Mikroskopie unter 10.2.1): Mikroskopische Zeichnungen von jeweils zwei verschiedenen Einzelkolonien der Plattenkulturen aus Sauerkraut- und Sauergurkenlake auf SA (aerob, 28 °C) Vergrößerung: maximal 1000fach (Mikroskopie mit 40er bis 100er Objektiv möglich) Färbung: Nativpräparate oder Färbung mit Methylenblau


Sauerkrautlake SA Beschreibung Kolonieform 1 und mikroskopische Zeichnung: Beschreibung Kolonieform 2 und mikroskopische Zeichnung: Sauergurkenlake - Probe SA Beschreibung Kolonieform 1 und mikroskopische Zeichnung: Beschreibung Kolonieform 2 und mikroskopische Zeichnung.

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Tabelle 57. Zusammenfassung der im Sauergemüse (Sauerkraut- und Sauergurkenlake) durch Mikroskopie nachgewiesenen Mikroorganismen. Aufgabe 1 – Resultate der Mikroskopie der Originalproben; Aufgabe 2 - Resultate der Mikroskopie ausgewählter unterschiedlicher Kolonien nach Anzucht auf MRS, NA und SA. Mikroskopische Zeichnungen der Originalproben bzw. der Kolonien nach Plattenkultur (im Vergleich mit den typischen Bildern) siehe Seiten 69 bzw. 70-71; Beachtung des Vorkommens verschiedener Milchsäurebakterien und unterschiedlicher Hefen.

Sauergemüse

Aufgabe 1 – Mikroskopie der Originalproben – gefundene Mikroorganismen

Aufgabe 2 – Mikroskopie von Einzelkolonien nach Plattenkultur auf MRS-, NA oder SA: Kolonieform und Resultate der Mikroskopie

Sauerkraut-lake Sauergurken- lake Probe

MRS (anaerob, 37 °C) NA (aerob, 37 °C) SA (aerob, 28 °C) MRS (anaerob, 37 °C) NA (aerob, 37 °C) SA (aerob, 28 °C)

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Aufgabe 3: Analyse des Auftretens von Hefekolonien unterschiedlicher Form und Oberflächenstruktur auf SA und deren mikroskopische Bilder im Sauergemüse.

Charakterisierung der Hefekolonien auf SA aus Sauerkraut- und Sauergurkenlake (A/B):

Anwesenheit und Funktion von Kahmhefen im Sauergemüse:


MGP WS 2012/13 T2

- 68 -

9.5 Gärtest mit Hefen Aufgabenstellung und Durchführung: siehe Arbeitsanleitungen MGP WS 2011/12,

Abweichungen in der Versuchsdurchführung sind unter Bemerkungen aufgeführt. Objekte: Bäckerhefe (Saccharomyces cerevisiae) als frische Presshefe,

Yarrowia lipolytica und Candida maltosa (beide auf SA-Agar) Ergebnisse und Diskussion: Aufgabe 1: Vergleich der Gärfähigkeit der Bäckerhefe Saccharomyces cerevisiae mit

den Hefen Yarrowia lipolytica und Candida maltosa. Tabelle 58. Gärfähigkeit von Hefen mit Glucose als Substrat. Resultate zu Versuch 9.5 der Protokollgruppe zu Sace und eine der beiden anderen

Hefen Yali oder Cama. Bewertung nach Intensität der CO2-Bildung als Gasblasen im DURHAM-Röhrchen

von -, (+), + bis +++ (vgl. Arbeitsanleitungen S. 66).

Testorganismus CO2-Bildung nach 2 h

CO2-Bildung nach 4 h

CO2-Bildung nach 20-24 h

Beispieleintragung (+) ++ +++ (1) Saccharomyces cerevisiae (Sace) (2) Yarrowia lipolytica (Yali) oder (3) Candida maltosa (Cama)

Vergleich der Gärfähigkeit der drei Hefen unter Einbeziehung der Gesamtauswertetabelle (Tab. 59). Begründung der Unterschiede:

MGP WS 2012/13 T2

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Aufgabe 2: Erläuterung des physiologischen Vorgangs der Gärung von Zuckern durch Hefen – Alkoholische Gärung.


MGP WS 2012/13 T2

- 70 -

Tabelle 59. Gärtest mit Hefen. Zusammenfassung aller Ergebnisse zu Versuch 9.5. Einsatz der Hefen Sace - Saccharomyces cerevisiae, Yali - Yarrowia lipolytica, Cama - Candida maltosa

Gruppen-Nr.



CO2-Bildung nach 20-24 h Gärung (+ / -)

Hefe Sace Yali Sace Yali Sace Yali Sace Yali Beispieleintrag (+) - ++ - +++ - + -

1 / 25 / / / / / / / / 3 / 27 / / / / / / / / 5 / 29 / / / / / / / / 7 / 31 / / / / / / / / 9 / 33 / / / / / / / / 11 / 35 / / / / / / / / 13 / 37 / / / / / / / / 15 / 39 / / / / / / / / 17 / 41 / / / / / / / / 19 / 43 / / / / / / / / 21 / 45 / / / / / / / / 23 / 47 / / / / / / / /

Hefe Sace Cama Sace Cama Sace Cama Sace Cama 2 / 26 / / / / / / / / 4 / 28 / / / / / / / / 6 / 30 / / / / / / / / 8 / 32 / / / / / / / / 10 / 34 / / / / / / / / 12 / 36 / / / / / / / / 14 / 38 / / / / / / / / 16 / 40 / / / / / / / / 18 / 42 / / / / / / / / 20 / 44 / / / / / / / / 22 / 46 / / / / / / / / 24 / 48 / / / / / / / /

MGP WS 2012/13 T2

- 71 -

10. KURSTAG 10.2 Mikrobiologische Untersuchung von Lebensmitteln 10.2.2 Mikrobiologische Untersuchung von Milch – Abschätzung des

Keimgehalts mittels Reduktionstest Aufgabenstellung und Durchführung: siehe Arbeitsanleitungen MGP WS 2011/12,

Abweichungen in der Versuchsdurchführung sind unter Bemerkungen aufgeführt. Objekte: Sauermilch - Trinkmilch länger gelagert (alle Gruppen) Kefirmilch - Frische Kefirmilch (alle Gruppen) Trinkmilch - TM (gerade Gruppen-Nr.) oder H-Milch - HM (ungerade Gruppen-Nr.)

TM und HM jeweils 1. Frisch, kühl gelagert (TM1 / HM1) 2. 1 d bei Raumtemperatur gelagert (TM2 / HM2)

3. 1 d bei 37 °C gelagert (TM3 / HM3) Ergebnisse und Diskussion: Aufgabe 1: Überprüfung des Keimgehalts von Milchproben mit dem Reduktionstest mit

2,3,5-Triphenyltetrazoliumchlorid (TTC).

Vergleich der Ergebnisse zur Trinkmilch und zur H-Milch mit den Nachbargruppen (vgl. Gesamtauswertetabelle – Tab. 60). Bewertung der Qualität der Milchproben. Bei Abgabe der Milch aus der Molkerei soll die Rötung erst nach 108 Minuten eintreten (vgl. Tab. 61):

MGP WS 2012/13 T2

- 72 -

Tabelle 60. Abschätzung des Keimgehalts von Milchproben mit dem Reduktionstest mit TTC. Zusammenfassung aller Ergebnisse zu Versuch 10.2.3. Testung von Trinkmilch (TM) und H-Milch (HM), jeweils frisch, 1 d bei 22 °C oder bei 37 °C gelagert, sowie Sauermilch (SM) und Kefir-Milch (KM) als Positivkontrollen.

Gruppen-Nr. Färbezeit in min - Beobachtung bis 240-290 min (danach Proben ü.°N. weiter inkubiert)

Gerade TM1 - frisch, 4 °C TM2 - 1 d, 22 °C TM3 - 1 d, 37 °C Sauermilch (SM) Kefir-Milch (KM)

Beispiel >180 min >180 min 60 min 12 min 30 min 2 / 4 / / / / / 6 / 8 / / / / /

10 / 12 / / / / / 14 / 16 / / / / / 18 / 20 / / / / / 22 / 24 / / / / / 26 / 28 / / / / / 30 / 32 / / / / / 34 / 36 / / / / / 38 / 40 / / / / / 42 / 44 / / / / / 46 / 48 / / / / /

Ungerade HM1 - frisch, 4 °C HM2 - 1 d, 22 °C HM3 - 1 d, 37 °C Sauermilch (SM) Kefir-Milch (KM) 1 / 3 / / / / / 5 / 7 / / / / /

9 / 11 / / / / / 13 / 15 / / / / / 17 / 19 / / / / / 21 / 23 / / / / / 25 / 27 / / / / / 29 / 31 / / / / / 33 / 35 / / / / / 37 / 39 / / / / / 41 / 43 / / / / / 45 / 47 / / / / /

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Tabelle 61. Korrelation des Auftretens einer sichtbaren Rotfärbung im TTC-Test mit dem Keimgehalt der Milch

Rötung nach Minuten

Keimzahl/ml Milch

10 20 30 60 90 120 150

20 000 000 6 000 000 2 000 000 370 000 150 000 80 000 50 000


10.3 Hefen zur Lebensmittelherstellung 10.3.2 Vitaltest mit Bäckerhefe Aufgabenstellung und Durchführung: siehe Arbeitsanleitungen MGP WS 2011/12,

Abweichungen in der Versuchsdurchführung sind unter Bemerkungen aufgeführt. Objekte: Saccharomyces cerevisiae (Presshefe frisch und gealtert durch thermische

Behandlung: 1 h bei 60 °C) Ergebnisse und Diskussion: Aufgabe 1: Untersuchung von frischer und thermisch behandelter Bäckerhefe

(Presshefe) zur Feststellung des Anteils von lebenden und toten Zellen (Vitaltest durch Färbung mit gepufferter Methylenblau-Lösung - MBP).

Aufgabe 2: Erläuterung des Nachweisprinzips. In welchen Zweigen der

Lebensmittelindustrie spielt das Verhältnis von lebenden und inaktiven (toten) Hefezellen eine wichtige Rolle?

MGP WS 2011/12 T2

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Aufgabe 1 zu Versuch 10.3.2 Vitaltest mit Bäckerhefe: Mikroskopische Zeichnungen und Abschätzung des prozentualen Anteils an lebenden (blassblau - farblos) und toten (blau) Zellen in der frischen und in der gealterten Presshefe

Vergrößerung: maximal 1000fach (Mikroskopie mit 40er bis 100er Objektiv möglich) Färbung: Nativpräparate und Färbetest mit gepufferter Methylenblau-Lösung (MBP)


Prozentualer Anteil an toten (blauen) Zellen a) Frische Bäckerhefe (Presshefe) b) Gealterte Bäckerhefe (Thermisch behandelte Presshefe, 1 h bei 60 °C)

Erläuterung des Nachweisprinzips:

MGP WS 2011/12 T2

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In welchen Zweigen der Lebensmittelindustrie spielt das Verhältnis von lebenden und inaktiven (toten) Hefezellen eine wichtige Rolle?


10.3.3 Ausstrichpräparat von Sauerteig Aufgabenstellung und Durchführung: siehe Arbeitsanleitungen MGP WS 2011/12,

Abweichungen in der Versuchsdurchführung sind unter Bemerkungen aufgeführt. Objekt: Sauerteig (käufliches Präparat) mit Zusatz von Hefe Ergebnisse und Diskussion: Aufgabe: Ausstrichpräparate von Sauerteig mit GRAM-Färbung.

Abschätzung des Mengenverhältnisses der Mikroorganismen: Hefezellen und Lactobacillen. Kriterien zur Unterscheidung von Hefen und Stärkekörnern im Präparat aus Sauerteig

MGP WS 2011/12 T2

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Mikroskopische Zeichnungen Versuch 10.3.3 Ausstrichpräparat von Sauerteig mit GRAM-Färbung

Vergrößerung: maximal 1000fach (Mikroskopie mit 40er bis 100er Objektiv möglich) Färbung: GRAM-Färbung


Anteil an Hefen / Lactobazillen / Stärkekörnern


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- 77 -

10.4 Mikroskopischer Nachweis von Mikroorganismen in Milchprodukten


Abweichungen in der Versuchsdurchführung sind unter Bemerkungen aufgeführt. Objekte: Sauermilch Verschiedene Käsesorten: Sauermilchkäse (Rinde), Camembert, Roquefort Ergebnisse und Diskussion: Aufgabe: Nachweis von Mikroorganismen in Milchprodukten durch Mikroskopie.

Mikroskopische Zeichnungen zu Versuch 10.4 – Sauermilch und Sauermilchkäse

Vergrößerung: maximal 1000fach (Mikroskopie mit 40er bis 100er Objektiv möglich) Färbung: Methylenblaufärbung


Sauermilch Sauermilchkäse

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Mikroskopische Zeichnungen zu Versuch 10.4 – Weiß und Blauschimmelkäse

Vergrößerung: 16fach bis 40fach (mit Stereolupe) und bis 1000fach (bei Mikroskopie mit 100er Objektiv)

Färbung: Methylenblaufärbung, Direktmikroskopie nach Tesafilmabklatsch bzw. Mikroskopie mit dem Stereomikroskop

Größenmaßstab und Beschriftungen der Zeichnungen bitte unbedingt angeben! Camembert Roquefort Bemerkungen: Abweichungen in der Versuchsdurchführung, Fehlerbetrachtung und Literaturquellen.

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TECHNISCHE Fakultät Mathematik und UNIVERSITÄT ... · Hinweise zur Protokollsammlung - Mikrobiologisches Grundpraktikum (WS 2012/13) - ... Fehlerbetrachtung und Literaturquellen